universidad nacional de trujillo comunicaciÓn

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UNIVERSIDAD NACIONAL DE

TRUJILLO

FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS ESCUELA ACADEMICO PROFESIONAL DE

MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA

“Compatibilidad de Pochonia chlamydosporia con los pesticidas oxamilo

“Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos 48 CE”,

azufre más sulfato de cobre pentahidratado “Sulfocalcio R” en

condiciones de laboratorio y de campo”

TESIS

PARA OPTAR EL TÍTULO DE

BIÓLOGO – MICROBIÓLOGO

AUTOR: Br. JESSICA ELIZABETH BACILIO HERNÁNDEZ

TRUJILLO – PERÚ

2013

Biblioteca Digital - Direccion de Sistemas de Informática y Comunicación - Universidad Nacional de Trujillo

Esta obra ha sido publicada bajo la licencia Creative Commons Reconocimiento-No comercial-Compartir bajo la misma licencia 2.5 Perú. Para ver una copia de dicha licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by-ns-sa/2.5/pe/ . No olvide citar esta tesis.

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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE

TRUJILLO QUE OTORGAN EL TITUO PTOFESIONAL DE

BIOLÓGO – MICROBIÓLOGO

Dr. Orlando Velásquez Benites

RECTOR

Dra. Vilma Julia Méndez Gil

VICE-RECTORA ACADÉMICA

Dra. Flor Marlene Luna Victoria Mori

VICE-RECTORA ADMINISTRATIVA

Dr. Santiago Uceda Duclós

SECRETARIO GENERAL



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AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL DE

TRUJILLO QUE OTORGAN EL TITULO PROFESIONAL DE

BIÓLOGO-MICROBIÓLOGO

Dr. Hermes Mario Escalante Añorga

DECANO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

Dr. César Agusto Jara Campos

SECRETARIO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

Ms.C. Pedro Alvarado Salinas

DIRECTOR DE LA ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE

MICROBIOLOGÍA Y PARASITOLOGÍA



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PRESENTACIÓN

SEÑORES MIEMBROS DEL JURADO:

En cumplimiento con las disposiciones reglamentarias de la escuela

académico profesional de Microbiología y Parasitología de la Facultad de Ciencias

Biológicas de la Universidad Nacional de Trujillo, pongo a vuestra consideración y

claro discernimiento el informe de tesis titulado: “Compatibilidad de Pochonia

chlamydosporia con los pesticidas oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”,

clorpiriphos “Clorfos 48 CE”, azufre más sulfato de cobre pentahidratado

“Sulfocalcio R” en condiciones de laboratorio y de campo”, realizado en el

laboratorio de Fitopatología del Departamento de Microbiología y Parasitología en la

Universidad Nacional de Trujillo (Av. Juan Pablo II s/n) – Trujillo – La Libertad y

en la empresa agroindustrial Camposol de la provincia de Virú – La Libertad.

De este modo cumplo con presentar, uno de los requisitos exigidos para optar el

título de Biólogo- Microbiólogo.

Trujillo, Mayo del 2013

Br. Jessica Elizabeth Bacilio Hernández



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DEL ASESOR

El que suscribe: Ms.C. Juan Héctor Wilson Krugg, asesor de la presente

tesis titulada: “Compatibilidad de Pochonia chlamydosporia con los pesticidas

oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos 48 CE”,

azufre más sulfato de cobre pentahidratado “Sulfocalcio R” en condiciones de

laboratorio y de campo”.

CERTIFICA:

Que esta investigación ha sido ejecutada de conformidad con su

correspondiente proyecto y con las debidas orientaciones brindadas a la tesista.

Respecto al informe, éste ha sido revisado y acoge las observaciones y

sugerencias pertinentes, por lo que autorizo a la Bachiller JESSICA

ELIZABETH BACILIO HERNÁNDEZ, continuar con los procedimientos según

sus fines.

Ms. C. Mlgo. Juan Héctor Wilson Krugg



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MIEMBROS DEL JURADO

____________________________

Ms. C. Gerardo Alayo Espinoza

PRESIDENTE

____________________________

Ms. C. Eduardo José Muñoz Ganoza

SECRETARIO

______________________________

Ms. C. Juan Héctor Wilson Krugg

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APROBACIÓN

Los profesores que suscriben, miembros del jurado dictaminador, declaran

que el presente informe de tesis, ha cumplido con los requisitos formales y

fundamentales, siendo aprobado por unanimidad.

____________________________

Ms. C. Gerardo Alayo Espinoza

PRESIDENTE

____________________________

Dr. Eduardo José Muñoz Ganoza

SECRETARIO

______________________________

Ms. C. Juan Héctor Wilson Krugg

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DEDICATORIA

A Dios por guiarme, y permitirme concluir un objetivo más en mi vida.

A mis padres, Julia y Miguel, por haberme ayudado a crecer como persona,

apoyándome con su cariño y paciencia, enseñándome que con perseverancia y

esfuerzo se pueden alcanzar las metas trazadas. Con mucho amor y cariño les dedico

todo mi dedicación y esfuerzo puesto en la realización de esta tesis.

A mi hermano, que ha sabido comprenderme en los momentos más difíciles y

siempre ha tenido una palabra de aliento para seguir adelante y solucionar mis

problemas.

A mi familia en general y a todas aquellas personas que con sus consejos han logrado

que tenga una mejor actitud ante las dificultades que se me han presentado.



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AGRADECIMIENTOS

Mi profundo agradecimiento a mi asesor Mlgo. Juan Héctor Wilson Krugg por

el tiempo brindado en la elaboración y ejecución de este trabajo,

permitiéndome crecer y desarrollarme como profesional durante el trabajo de

investigación. Por su amistad y consejos que me permitieron superar

dificultades.

A la empresa Camposol de Virú – La Libertad, por el tiempo y apoyo

brindado para la ejecución del presente trabajo de investigación.

A mis profesores, por los conocimientos adquiridos y el apoyo brindado a lo largo de

los años de estudios, los mismos que pondré en práctica en el desempeño de las

labores que tenga que realizar en mi vida profesional.

A mis amigos, con los que he compartido agradables momentos durante mi estancia

en la universidad.



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RESUMEN

Se determinó la compatibilidad entre Pochonia chlamydosporia con oxamilo al 0.5%

y 2.25%, propineb al 0.2% y 0.25%, clorpiriphos al 0.1% y 0.25%, y sulfato de cobre

pentahidratado al 0.5% y 1.5%, en condiciones de laboratorio y de campo. A nivel de

laboratorio se evaluó el porcentaje de germinación y el crecimiento de P. chlamydosporia

frente a cada concentración de pesticida; para la germinación se inoculó 600 conidias/ml en

frascos de penicilina conteniendo cada uno las concentraciones respectivas de pesticidas,

incubándose a 25 °C durante 18 horas, al término del cual se hizo recuento al microscopio de

las conidias germinadas; para determinar el efecto sobre el crecimiento se sembró al hongo

por puntura en la parte central de placas de Petri que contenían Agar Papa Sacarosa más cada

concentración de los químicos a evaluar, midiéndose diariamente el radio de crecimiento

micelial durante doce días. A nivel de campo, se sembraron plantas Gomphocarpus fruticosus

en macetas, teniendo 15 ejemplares para cada tratamiento, cuando la planta alcanzó una

altura aproximada de 6 a 7 cm, se realizaron inoculaciones de los pesticidas y del hongo, en

forma alternada y se evaluó haciendo un recuento inicial de la población de P.

chlamydosporia y dos evaluaciones más cada 15 días. Finamente se realizó una evaluación

cuantitativa del número de nódulos de cada una de las plantas de los tratamientos,

encontrándose que a nivel de campo la población de P. chlamydosporia disminuye por la

presencia de los pesticidas. Se concluye que en condiciones de laboratorio no existe

compatibilidad de los pesticidas con el hongo biocontrolador, sin embargo, en condiciones de

campo, se obtuvo incompatibilidad con oxamilo y azufre más sulfato de cobre pentahidratado

y compatibilidad con propineb y clorpiriphos.

Palabras clave: Pochonia chlamydosporia, compatibilidad, oxamilo, propineb, clorpiriphos,

azufre más sulfato de cobre pentahidratado, control biológico



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ÍNDICE

Pág.

Autoridades de la Universidad Nacional de Trujillo………………….. ii

Presentación………………………………………………………….. iv

Del Asesor …………………………………………………………... v

Miembros Del Jurado ……………………………………………….. vi

Aprobación …………………………………………………………... vii

Dedicatoria …………………………………………………………… viii

Agradecimiento ……………………………………………………… ix

Resumen ……………………………………………………………... x

Índice…………………………………………………………………. xi

I. INTRODUCCCIÓN………………………………………………… 1

II. MATERIAL Y MÉTODOS ……………………………………….. 9

1. Material de estudio…………………………………………….. 9

2. Procedimiento………………………………………………….. 9



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2.1. Evaluación de la compatibilidad de P. chlamydosporia

con Oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más

sulfato de cobre pentahidratado en condiciones de

laboratorio……………………………………………… 9

2.1.1. Reactivación del cultivo de P. chlamydosporia….. 9

2.1.2. Evaluación del efecto de oxamilo, propineb,

clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado sobre la germinación de P.

chlamydosporia…………………………………….… 10

2.1.2.1. Estandarización del inóculo…………………. 10

2.1.2.2. Preparación de las soluciones con pesticidas.. 10

2.1.2.3. Enfrentamiento de las conidias de P.

chlamydosporia con las diferentes

concentraciones de cada pesticida …………… 11

2.1.2.2. Lectura………………………………………….. 11

2.1.3. Evaluación del efecto de oxamilo, propineb,

clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado sobre el crecimiento de P.

chlamydosporia………………………………………….. 12

2.1.3.1. Preparación del medio envenenado con las

diferentes concentraciones de los pesticidas… 12



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2.1.3.2. Siembra e incubación de Pochonia

chlamydosporia…………….…………………… 12

2.1.3.3. Lectura……………………………………….. 13

2.2. Evaluación de la compatibilidad de P. chlamydosporia

con Oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más

sulfato de cobre pentahidratado en condiciones de

campo (vivero experimental)………………………….. 13

2.2.2. Propagación en masa de P. chlamydosporia. en

sustrato de arroz ……………………………… 13

2.2.2.1. Preparación e inoculación del sustrato de

arroz con el medio líquido………………… 14

2.2.3. Preparación de macetas en el vivero experimental.. 14

2.2.4. Primera aplicación de pesticidas químicos………. 16

2.2.5. Primera aplicación de P. chlamydosporia y

evaluación inicial……………………………….. 16

2.2.6. Segunda aplicación de pesticidas químicos ……. 17

2.2.7. Evaluación y segunda aplicación de Pochonia

chlamydosporia …………………………… 17

2.2.8. Evaluación final………………………….…….. 17

2.2.9. Lectura y análisis de datos …………………….. 18

2.2.10. Métodos estadísticos utilizados……………….. 18

III. RESULTADOS………………………………………………….. 19

IV. DISCUSIÓN……………………………………………………….. 28



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V. CONCLUSIÓNES…………………………………………....……… 36

VI. RECOMENDACIÓN…………………………………...…………… 37

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS……………………………… 38

ANEXOS……………………………………………………..………… 44

Anexo 1. Pochonia chlamydosporia a) Cultivo puro y b) Observación

microscópica (40X)…………………………………………… 45

Anexo 02. Programa de aplicaciones de los pesticidas químicos y de Pochonia

chlamydosporia en la evaluación de la compatibilidad en

campo………………………………………………………….. 46

Anexo 2. Tratamientos en campo ensayados con los pesticidas oxamilo,

propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado y con Pochonia chlamydosporia………………. 47

Anexo 3.Tamaño promedio de la raíz de Gomphocarpus fruticosus

“planta globo” parasitado con nematodos frente a P.

chlamydosporia y a las diferentes concentraciones (%) de los

pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato

de cobre pentahidratado a los 30 días de evaluación en campo. 48

Anexo 4. Raíces de Gomphocarpus fruticosus parasitado con nematodos

frente a P. chlamydosporia y a las diferentes concentraciones

(%) de los pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre

más sulfato de cobre pentahidratado a los 30 días de

evaluación en campo………………………………………… 49

Anexo 5. Peso promedio de la raíz de Gomphocarpus fruticosus “planta

globo” parasitado con nematodos frente a P. chlamydosporia y

a las diferentes concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo,



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propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado a los 30 días de evaluación en campo………. 50

Anexo 6. Valores promedio obtenidos en la evaluación del porcentaje de

germinación, crecimiento, número de conidias en campo y

número de nódulos en Gomphocarpus fruticosus “planta

globo” en el ensayo realizado con oxamilo al 0.5% y al 2.25% 51




globo” en el ensayo realizado con propineb al 0.2% y al 0.25% 52




globo” en el ensayo realizado con clorpiriphos al 0.1% y al

0.25%......................................................................... 53




globo” en el ensayo realizado con azufre más sulfato de cobre

pentahidratado al 0.5% y al 1.5%........................................ 54

Anexo 10.Tratamientos de la evaluación de la compatibilidad de

Pochonia chlamydosporia frente s las diferentes

concentraciones de los pesticidas oxamilo “Vydate”, propineb

“Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos 48 CE”, azufre más

sulfato de cobre peentahidratado “Sulfocalcio R” en

condiciones de campo………………………………………… 55

Anexo 11. Estadística del número de nódulos de nematodos en plantas de

Gomphocarpus fruticosus con aplicaciones de Pochonia



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chlamydosporia frente s las diferentes concentraciones de los

pesticidas oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”,

clorpiriphos “Clorfos 48 CE”, azufre más sulfato de cobre

pentahidratado “Sulfocalcio R” en condiciones de campo….. 56

Anexo 12.Estadística del tamaño de la raíz (cm) en plantas de



pesticidas oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”,


pentahidratado “Sulfocalcio R” en condiciones de campo….. 57

Anexo 13.Estadística del peso de la raíz (g) de plantas de Gomphocarpus

fruticosus con aplicaciones de Pochonia chlamydosporia frente

s las diferentes concentraciones de los pesticidas oxamilo

“Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos

48 CE”, azufre más sulfato de cobre pentahidratado

“Sulfocalcio R” en condiciones de campo….. 58



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I. INTRODUCCIÓN

En el Perú, la agricultura es una de las actividades más productivas y

tiene un gran valor social y económico que se viene incrementando a través de

los años. Sin embargo, diferentes plagas se encargan de disminuir la

producción, devastando los cultivos, por lo que el hombre ha venido

desarrollando paulatinamente estrategias de control. Los métodos

tradicionales usados para proteger los cultivos de enfermedades se han

basado mayormente en el control químico, que es la represión de sus

poblaciones o la prevención de su desarrollo mediante el uso de substancias

químicas, recibiendo estos compuestos el nombre genérico de pesticidas o

plaguicidas. [1]

El uso y abuso de pesticidas ha originado profundas modificaciones

biológicas. Esto se ha adjudicado a la toxicidad y/o amplio espectro de estos

productos lo que ha contribuido a una disminución de la biodiversidad y por

tanto a una pobre regulación de las poblaciones macro y microbianas.

Además, el interés creciente sobre la salud humana, ha conllevado a fuertes

restricciones sobre su uso[2]

. Los pesticidas y sus metabolitos pueden ser

encontrados en cualquier lugar: en agua fresca, suelo, agua subterránea y

llegar a los océanos; y, en muchos casos las concentraciones que se aplican

exceden los límites establecidos, acrecentando los efectos que producen. Se ha

encontrado que algunos alteran el sistema endocrino y otros son

carcinogénicos. Muchos de los residuos de los pesticidas se han encontrado

acumulados en humanos y en cadenas alimenticias biológicas. [3]



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Los plaguicidas comúnmente usados por los agricultores pertenecen al

grupo de los organofosforados, sin embargo existen remanentes de plaguicidas

que se comercializan bajo denominaciones que corresponden a los

contaminantes orgánicos persistentes (COP), plaguicidas del grupo de los

organoclorados, prohibidos desde el año 1991 para uso agrícola, que se

caracterizan por su alta persistencia ambiental y graves efectos a la salud. [3]

Actualmente, el control químico de nemátodos en los nódulos de las

raíces está basado principalmente en el uso de fumigantes del suelo, como

nematicidas organofosforados y carbamatos, reportándose como ingredientes

activos de los insecticidas carbámicos al aldicarb, carbarilo, carbofurán,

metomilo, oxamilo, pirimicarb, propoxur y tiodicarb. El oxamilo

(comercialmente llamado Vydate), se presenta como un concentrado líquido

soluble (24% de ingrediente activo). Este compuesto carbámico es insecticida,

acaricida y nematicida que se aplica antes, durante y después de la cosecha

sobre una gran diversidad de cultivos [2]

. Es un derivado carabámico, actúa por

contacto e ingestión atravesando la cutícula del insecto penetrando al interior

del cuerpo hasta alcanzar el sistema nervioso. Sobre los nematodos, la

actividad biológica se manifiesta por acción sistémica y de contacto. Afecta a

insectos como Bucculatrix thurberiella “gusano perforador de la hoja”,

Dysdercus peruvianus “arrebiatado”, Euchistus sp. “chinche escudo”,

Liriomyza huidobrensis “mosquita del brote” y nematodos como Meloidogyne

sp., Globodera sp., Heterodera pallida, Naccobus sp., Ditylenchus dipsaci y

Tylenchulus semipenetrans. [4]



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Los ditiocarbamatos (DTCs), son ampliamente usados como

fungicidas en frutales, hortalizas y plantas ornamentales, debido a que

muestran baja toxicidad a los humanos y cultivos y presentan un amplio

espectro de enfermedades en plantas. Los DTCs también son usados en la

vulcanización de aceleradores y antioxidantes en la industria del cuero[5]

. Los

DTCs se clasifican en los dimetilditiocarbamatos (DMDC) que agrupa al

ziram, thiram y ferbam, los etilenbisditiocarbamatos (EBDC) donde

encontramos al maneb, zineb y mancozeb y, los propilenbisditiocarbamatos

(PBDC) donde se encuentra el propineb [5]

. Entre estos, el maneb, zineb,

ziram, mancozeb y propineb son un grupo de fungicidas ditiocarbamatos

organometálicos., que han sido reportados como carcinogénicos, teratogénicos

y mutagénicos en animales experimentales. [6]

El propineb es un fungicida orgánico de síntesis caracterizado por una

buena actividad inicial y de excelente acción residual en importantes

criptogámicas de los cultivos agrícolas. Es activo contra diversas

enfermedades como Peronospora de la vid, tomate, naranja, papa, zapallo,

melón y otros cultivos hortícolas. Es un fungicida de aspersión contra

Alternaria tenuis, Cercospora capsici, Cercospora fabae, Phytopthora

infestans, Pseudoperonospora cubensis, Alternaria spp., Botrytis cinérea,

Puccinia asparagi, Helminthosporium orizae. [4]

Clorpiriphos es un insecticida organofosforado que actúa por contacto,

ingestión y como fumigante. Posee también acción de profundidad o

translaminar pero no se moviliza por su baja solubilidad, cuya persistencia



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ambiental varía dependiendo del tipo de suelo y de las condiciones

medioambientales. La baja temperatura ambiental y los bajos valores de pH de

los suelos retardan el proceso de transformación y degradación de este

insecticida, favoreciendo su biodisponibilidad. Su vida media, bajo

metabolismo aeróbico en el suelo, está en rango de 11 a 180 días con

promedio de 28.9 días. [7]

Posee una marcada acción de profundidad siendo

activo contra insectos minadores y áfidos, larvas de insectos masticadores,

cochinillas, barrenadores. [4]

[8]

Otro químico utilizado para el control de agentes plaga es el sulfato de

cobre pentahidratado, el cual es un producto químico altamente puro (98%),

de color azul, que cuando es agregado en el suelo escasamente alcanza la ley

mínima requerida en cobre, pero los contaminantes Fe+++

y Cl- son altos, lo

que se agravará conforme se recirculen las soluciones, deteriorando

progresivamente la calidad del producto[7]

. También es muy tóxico para los

organismos acuáticos y puede provocar a largo plazo efectos negativos en el

medio ambiente acuático.

El sulfato de cobre es un fungicida preventivo (no curativo) usado para

controlar las enfermedades fúngicas en frutas, verduras, nueces y cultivos de

campo. Algunas de las enfermedades que son controladas por este fungicida

incluyen el moho, manchas foliares, plagas y la sarna del manzano. Se utiliza

en combinación con cal y agua como un fungicida protector, referido como

mezcla Burdeos, para aplicación foliar y tratamiento de semillas. También se

utiliza como herbicida en el riego y los sistemas municipales de tratamiento de



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aguas, y como molusquicida, un material utilizado para repeler y matar a las

babosas y los caracoles. Sulfato de cobre es una sal inorgánica de origen

natural y el cobre es un elemento traza esencial en la nutrición vegetal y

animal. Está disponible en las siguientes formulaciones: polvos, polvos

humectables, concentrados fluidos. El azufre es un fungicida utilizado en

varias formulaciones, de acción rápida sobre hongos de desarrollo externo.

Actúa frente a Erysiphe malachrae, E. polygoni, E. cichoracearum,

Podosphaera leucotricha, Uncinula necátor. Además tiene acción repelente

contra ciertos insectos como Panonychus citri “arañita roja”. [4]

[9]

Para reducir o eliminar el uso de pesticidas sintéticos en la agricultura,

se han desarrollado nuevas herramientas de control como es el uso de

biocontroladores (BCAs) para el control de una enfermedad o, integrando a

esto biocontroladores con reducidas dosis de químico en el control de

patógenos de vegetales, a fin de lograr un mínimo impacto de los químicos en

el medio ambiente [10] [11]

. Para esto se ha implementado estrategias más

saludables insertados en los sistemas de producción orgánica y sistemas de

Manejo Integrado de Plagas (IMP) donde el uso del control biológico, con los

bioplaguicidas microbianos incluidos, viene a ser una solución viable. [1]

De esta manera, el control biológico se convierte en una alternativa

ambientalmente segura para reducir el uso de nematicidas químicos en el

Manejo Integrado de Plagas, dentro del cual se han evaluado varios agentes de

control biológico como los hongos Paecilomyces lilacinus (Thom) Samson,

Trichoderma spp., Arthrobotrys spp., Pochonia chlamydosporia; las bacterias



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Pasteuria penetrans (Thome) Sayre y Starr, Tsukamurella paurometabola

cepa C-924 y Bacillus thurigiensis Berliner cepa LBT-2 [10]

, entre otros, los

cuales han logrado disminuir las infestaciones de Meloidogyne spp. en

cultivos susceptibles. [11]

La rizósfera es una zona importante para la actividad de los

fitonemátodos, y por tanto para sus antagonistas, entre los que se incluyen a

hongos nematófagos como P. chlamydosporia (Goddard) Zare y Gams, que es

un parásito facultativo de huevos de nematodos formadores de agallas y de

quistes, tiene la capacidad de desarrollarse saprofíticamente en el suelo y

colonizar las raíces de las plantas sin causarle lesiones, ni afectar su

crecimiento [11] [12]

.

Un prerrequisito para el éxito de P. chlamydosporia como agente de

control biológico (ACB) es precisamente su capacidad de colonización de las

raíces de las plantas hospedantes. [13]

El hongo coloniza la superficie e invade

las masas de huevos que sobresalen al exterior. La destrucción de los huevos y

el consiguiente control de las poblaciones de nematodos dependen de dicha

invasión. [14] [15]

Actualmente para el control de plagas se está implementando un

programa de manejo integrado de plagas (MIP), qué plantea el uso racional e

integrado de métodos culturales, biológicos y químicos, para el control de

insectos, ácaros y otras plagas. En el MIP el control biológico es primordial,

pero se puede justificar o “integrar” el uso adecuado de productos químicos



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solo cuando la densidad de la plaga es de tal magnitud que sobrepasa el

umbral de daño económico y a la vez, la presencia de enemigos naturales es

escasa. [16]

La compatibilidad de los agentes controladores biológicos con los

pesticidas es una de las principales preocupaciones de los programas del

manejo integrado de plagas (MIP). Las evaluaciones más comunes de

compatibilidad consiste en simples comparaciones de toxicidad aguda entre

agentes peste y agentes biocontroladores. Un enfoque más sofisticado,

desarrollado por la Organización Internacional de Control Biológico (IOBC),

está basada en la jerarquía de los valores umbrales de mortalidad y efectos

subletales que usaronn usados para determinar la compatibilidad de pesticidas

y controladores biológicos. [17]

Se han realizado trabajos sobre compatibilidad con el hongo

biocontrolador Beauveria bassiana in-vitro, encontrándose que no existe

compatibilidad con los pesticidas flufenoxuron, teflubenzuron + phuzalon,

amitraz y endosulfano y si es compatible con imidaclopride [18]

. Asimismo

Oliveira y Neves, al trabajar con el mismo hongo encontró compatbilidad con

abamectina y acrinatrina [19]

. También se han realizado trabajos de

compatibilidad con Metarhizium anisoplae y Paecelomyces lilacinus,

enfrentándolos con insecticidas [20]

. A pesar de que muchos de los trabajos son

realizados a nivel de laboratorio utilizando a diferentes biocontroladores y

pesticidas que son utilizados para controlar a la misma plaga [21] [22] [23] [24]

,

también hay pocos trabajos realizados a nivel de campo, como el realizado por



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Mochi, Monteiro y Barbosa que trabajaron con M. anisoplae e hicieron

enfrentamientos con mancozeb, tebuconazol, chlorothalonyl, abamectina,

óxido de fenbutatina, glifosato, trifluralina, ametrin, triclorfón encontrándose

compatibilidad, ya que debido a factores propios del suelo, los pesticidas no

afectan al biocontrolador. [25] [26]

Sin embargo son pocos los hongos biocontroladores que vienen siendo

evaluados. Ante ello, nace la necesidad de determinar la compatibilidad de

Pochonia chlamydosporia con los pesticidas Oxamilo “Vydate”, propineb

“Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos 48 CE”, azufre más sulfato de cobre

pentahidratado “Sulfocalcio R” en condiciones de laboratorio y de campo, de

manera que al combinar dos métodos de control distintos, logren erradicar las

plagas o al menos detenerlas, sin interferir en sus mecanismos de acción entre

sí. Para lograrlo es fundamental conocer si los pesticidas no afecten la

germinación y crecimiento de P. chlamydosporia, de manera que se demuestre

que no hay interferencia entre los métodos a utilizar, teniendo en cuenta que

uno es un producto biológico que podría verse afectado por otro de naturaleza

química; aun cuando, el producto químico no ha sido diseñado para afectar al

hongo biocontrolador. Además, que las condiciones de laboratorio y de campo

son diferentes[2]

, de manera que al aplicar el hongo biocontrolador y los

pesticidas al suelo, los resultados pueden ser diferentes a los encontrados en

laboratorio.



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MATERIAL Y MÉTODO

1. Material de estudio

Cultivo puro de Pochonia chlamydosporia proveniente de la

empresa agroindustrial Camposol, Distrito de Virú, La Libertad.

5 Kg de suelo de cultivo agrícola libre de fitopatógenos

proveniente de los campos de cultivo del Fundo Mar Verde de la

Empresa Camposol, Distrito de Virú, La Libertad.

225 Plántulas de Gomphocarpus fruticosus “planta globo” libres de

fitopatógenos, provenientes del Fundo Mar Verde de la Empresa

Camposol, Distrito de Virú, La Libertad.

1 Kg de suelo agrícola infestado con Meloidogyne sp.

Pesticidas: Oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”,


pentahidratado “Sulfocalcio R”

2. Procedimiento

2.1. Evaluación de la compatibilidad de P. chlamydosporia con

Oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado en condiciones de laboratorio

2.1.1. Reactivación del cultivo de P. chlamydosporia

Se realizó sembrando por puntura a partir de un cultivo

puro de P.chlamydosporia en tres frascos planos de vidrio,



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que contenían agar Papa Sacarosa los cuales se incubaron a

25°C durante siete días.

2.1.2. Evaluación del efecto de oxamilo, propineb, clorpiriphos y

azufre más sulfato de cobre pentahidratado sobre la

germinación de P. chlamydosporia

2.1.2.1. Estandarización del inóculo

Se agrego 10 mL de una solución de tween 80 al

0,1% a cada frasco plano con Agar Sabouraud que

contenía a P. chlamydosporia. Luego se agitó

moderadamente con el fin de liberar las conidias del

hongo y la suspensión resultante se colocó en un matraz

estéril, donde se determinó la concentración de esporas

mediante el recuento en Cámara de Neubauer. Luego,

esta suspensión se diluyó hasta obtener una

concentración de 68 x 102 conidias/mL (doble

concentrado), mediante un recuento en cámara de

Neubauer.

2.1.2.2. Preparación de las soluciones con pesticidas

A partir de las muestras originales de cada pesticida, se

realizaron diluciones en agua destilada estéril, hasta

obtener 10 mL de las concentraciones dobles

concentradas de 1 y 4.5 % de oxamilo, 0.4 y 0.5 % de



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propineb, 0.2 y 0.5 % de clorpirifos y, 1 y 3 % de

sulfato de cobre pentahidratado respectivamente.

2.1.2.3. Enfrentamiento de las conidias de P. chlamydosporia

con las diferentes concentraciones de cada pesticida

En frascos estériles de 10 mL de capacidad se

agregó 1 mL del inóculo de 68 x 102 conid/mL y 1 mL

de cada concentración doble concentrada de cada

pesticida, de manera que las concentraciones finales

sean 0.5 y 2.25 % de oxamilo, 0.2 y 0.25 % de

propineb, 0.1 y 0.25 % de clorpirifos y, 0.5 y 1.5 % de

sulfato de cobre pentahidratado respectivamente. Como

control se utilizó 1 mL de agua destilada y 1 mL del

inóculo estandarizado.

Este proceso se realizó por triplicado para cada

concentración y todos los frascos fueron incubados a

temperatura ambiente durante 24 horas

.

2.1.2.2. Lectura

Transcurrido el tiempo de incubación se procedió al

conteo de conidias germinadas en cada concentración de

pesticidas, realizándose dos lecturas por cada frasco

inoculado.



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2.1.3. Evaluación del efecto de oxamilo, propineb, clorpiriphos y

azufre más sulfato de cobre pentahidratado sobre el

crecimiento de P. chlamydosporia

2.1.3.1. Preparación del medio envenenado con las

diferentes concentraciones de los pesticidas

Se preparó agar Sabouraud-Dextrosa al 4%(Merk)

en nueve matraces conteniendo 60 mL de medio cada

uno, los que se esterilizaron en autoclave y luego se

dejaron enfriar hasta una temperatura aproximada de

50ºC. Estando aún fundido el medio, a cada uno de ocho

matraces se les agregó respectivamente, diversas

cantidades de cada pesticida hasta obtener

concentraciones finales de 0.5 y 2.25 % de oxamilo, 0.2

y 0.25 % de propineb, 0.1 y 0.25 % de clorpirifos y, 0.5

y 1.5 % de sulfato de cobre pentahidratado. Al medio

contenido en el matraz restante no se le adicionó

pesticida alguno a fin de utilizarlo como control. Luego,

el medio de cultivo de cada uno de los matraces fue

servido en placas de Petri estériles (cuatro placas por

cada concentración, incluyendo el control).

2.1.3.2. Siembra e incubación de Pochonia chlamydsporia

Se sembró por puntura en la parte central de cada

una las placas que contuvieron agar Sabouraud con las



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concentraciones respectivas de cada pesticida, un

inóculo del cultivo de P. chlamydosporia. Este proceso

se realizó por triplicado y las placas fueron incubadas a

temperatura ambiente; durante doce días.

2.1.3.3. Lectura

Desde el tercer día de siembra y durante los doce

días siguientes se midió diariamente el radio de

crecimiento en las diferentes direcciones de la colonia

que se formó a partir del inóculo sembrado,

obteniéndose un radio promedio de crecimiento por día.

Para calcular el porcentaje de crecimiento se empleo la

siguiente fórmula:

Radio prom. de crecimiento de la colonia prob.

% C = X 100

Radio promedio de la colonia control

2.2. Evaluación de la compatibilidad de P. chlamydosporia con

Oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado en condiciones de campo (vivero experimental)

2.2.2. Propagación en masa de P. chlamydosporia. en sustrato de

arroz.

2.2.2.1. Preparación e inoculación del sustrato de arroz con

el medio líquido.



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Para esto se utilizaron bolsas de polipropileno de

11 x 16 pg x 2 micras, a cada una se le agregó 800 gr

de arroz y 200 mL de agua destilada, se selló y se

agitó para distribuir homogéneamente el agua a todos

los granos de arroz, luego se esterilizó en autoclave a

121°C y 15 lb. de presión por 20 minutos, después del

autoclavado, se agitaron las bolsas con la finalidad de

evitar aglomeraciones, y se dejó enfriar a temperatura

ambiente. Posteriormente las bolsas se llevaron a un

ambiente estéril para desinfectar los bordes con

algodón embebido en alcohol, luego se abrió

cuidadosamente un extremo y se agregó a cada bolsa

de arroz, 30 mL de una suspensión de 106 conid/mL

de P. chlamydosporia. Terminada la inoculación las

bolsas estas fueron selladas y agitadas para distribuir

el inoculo en forma homogénea en todos los granos de

arroz y se incubaron a temperatura ambiente por un

periodo de 2 semanas.

2.2.3. Preparación de macetas en el vivero experimental

Se prepararon 15 tratamientos que fueron previamente

infestados con nematodos, estando constituido cada tratamiento por

15 macetas, colocándose aproximadamente 3 Kg por maceta. El suelo



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control sólo tuvo suelo de dunas. Se instaló el sistema de riego por

goteo para cada planta en las macetas.

A las dos semanas de la infestación del suelo, se sembraron

Gomphocarpus fruticosus “planta Globo” de aproximadamente 7 cm

de altura en cada una de las macetas, siendo los tratamientos los

siguientes:

Tratamiento 01: Planta Globo sin inocular (Control)

Tratamiento 02: Planta Globo + nematodo (Control)

Tratamiento 03: Planta Globo + nematodo + P. chlamydosporia

(Control).

Tratamiento 04: Planta Globo + nematodo + oxamilo al 2,25 %

Tratamiento 05: Planta Globo + nematodo + oxamilo al 2,25% +

P. chlamydosporia.

Tratamiento 06: Planta Globo + nematodo + con azufre más sulfato

de cobre pentahidratado al 0.5%

Tratamiento 07: Planta Globo + nematodo + azufre más sulfato de

cobre pentahidratado al 0.5% + P.

chlamydosporia.


cobre pentahidratado al 1.5%



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cobre pentahidratado al 1.5% + P.

chlamydosporia.

Tratamiento 10: Planta Globo + nematodo + propineb al 0.2 %

Tratamiento 11: Planta Globo + nematodo + propineb al 0.2 % + P.

chlamydosporia.

Tratamiento 12: Planta Globo + nematodo + clorpiriphos al 0.1%

Tratamiento 13: Planta Globo + nematodo + clorpiriphos al 0.1% +

P. chlamydosporia.



+ P. chlamydosporia.

2.2.4. Primera aplicación de pesticidas químicos

Para cada concentración de pesticida se procedió de la siguiente

forma: Transcurrido 7 días después de la siembra de las planta Globo,

se disolvió el pesticida a aplicar, dividiendo la dosis total para el suelo

entre dos dosis parciales. La primera parte de la dosis se aplicó en la

superficie de la maceta.

2.2.5. Primera aplicación de P. chlamydosporia y evaluación inicial

A los 15 días de la siembra de plantas Globo, se obtuvo un

suspensión de P. chlamydosporia a partir de las bolsas con arroz y se

aplicó en la capa superficial de la maceta. Luego se tomó una muestra



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de suelo, se hicieron diluciones decimales sucesivas en agua destilada

estéril y se sembró por incorporación las dos últimas diluciones en

Agar Papa Sacarosa para conocer la cantidad de hongo en el suelo,

para esto la lectura se realizó a los cuatro días de la siembra.

2.2.6. Segunda aplicación de pesticidas químicos

A los 21 días de la siembra de plantas Globo, se aplicó la

segunda dosis de los pesticidas químicos procediéndose de igual

forma que en la primera aplicación

2.2.7. Evaluación y segunda aplicación de Pochonia chlamydosporia

A los 30 días de la siembra de plantas Globo, se aplicó la

segunda dosis del hongo biocontrolador en la superficie de las

macetas según el tratamiento que lo requirió.

2.2.8. Evaluación final

A los 30 días de la primera aplicación de la dosis del hongo

biocontrolador, se tomaron muestras de suelo y de cada muestra se

hicieron diluciones decimales sucesivas para conocer la cantidad de

hongo en el suelo. Se sembraron por incorporación las dos últimas

diluciones en Agar Papa Sacarosa y se realizó la lectura a los cuatro

días de la siembra.



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Asimismo, se retiraron todas las plantas Globo sembradas en

cada uno de los tratamientos para realizar una evaluación cuantitativa

basada en el número de nódulos por planta en cada tratamiento para

evaluar el rendimiento de P. chlamydosporia como controlador de

nematodos.

2.2.9 Lectura y análisis de datos

Se tomaron como datos iniciales la cantidad de conidias de P.

chlamydosporia en el suelo después de la primera aplicación. Los

demás datos se tomaron después de las aplicaciones de los pesticidas

químicos y del hongo en el suelo para conocer la permanencia de las

conidias de P. chlamydosporia.

2.10. Métodos estadísticos utilizados

Se realizó la prueba de Análisis de Varianza Unidireccional

(ANAVA) para la comparación entre las medias de los cantidad de

conidias obtenidas frente a cada una de las concentraciones que se

utilizaron de oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato

de cobre pentahidratado, aplicándose un post-anava cuando fue

necesario



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II. RESULTADOS

En la Fig. 1 se observa que el porcentaje de germinación de Pochonia

chlamydosporia disminuye hasta 0% conforme aumentan las concentraciones de los

pesticidas; mientras que en las figuras 2a y 2b se observan las conidias germinadas

y no germinadas de P. chlamydosporia frente a las diferentes concentraciones de los

pesticidas en condiciones de laboratorio.

En las figuras 3, 4a y 4b se observa que el porcentaje de crecimiento de Pochonia

chlamydosporia disminuye conforme aumenta las concentraciones de los pesticidas,

ocurriendo el mayor crecimiento frente al oxamilo al 0.5% y el menor crecimiento

frente al sulfato de cobre al 1.5 %

En la Fig. 5 se observa que el número de conidias de P. chlamydosporia no

disminuye significativamente frente a las diferentes concentraciones de los

pesticidas en condiciones de campo.

En la Fig. 6 se observa que el mayor número de nódulos radiculares se presenta en

la combinación “planta globo + nematodos + azufre con sulfato de cobre

pentahidratado al 1.5 % (T8) mientras que el menor número se presenta en la

combinación “planta globo + nematodos + azufre con sulfato de cobre

pentahidratado clorpiriphos al 0.5 % (T6).



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Fig. 1. Porcentaje de germinación de P. chlamydosporia frente a diferentes

concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos y

azufre más sulfato de cobre pentahidratado a las 24 horas de incubación

en condiciones de laboratorio.

a: p<0.05, si existe diferencia significativa

b: p>0.05, no existe diferencia significativa



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Fig. 2a. Observación microscópica (40x) de conidias de P. chlamydosporia frente a

diferentes concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo y propineb a

las 24 horas de incubación en condiciones de laboratorio; nótese las

conidias germinadas (g) y no germinadas (ng).

Oxamilo 0% Oxamilo 0.5% Oxamilo 1.5%

Propineb 0% Propineb 0.2% Propineb 0.25%

g

g ng

ng

ng

ng



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Fig. 2b. Observación microscópica (40x) de conidias de P. chlamydosporia frente

a diferentes concentraciones (%) de los pesticidas clorpiriphos y azufre

más sulfato de cobre pentahidratado a las 24 horas de incubación en

condiciones de laboratorio; nótese las conidias germinadas (g) y no

germinadas (ng).

Clorpiriphos 0% Clorpiriphos 0.1% Clorpiriphos 0.25%

Azufre más sulfato

de cobre 0%

Azufre más sulfato

de cobre 0.5%

Azufre más sulfato

de cobre 1.5%

g

g ng

ng

ng

ng



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Fig. 3. Porcentaje de crecimiento de P. chlamydosporia frente a diferentes concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo, propineb,

clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre pentahidratado a los 12 días de incubación en condiciones de laboratorio.

a: p<0.05, si existe diferencia significativa

b: p>0.05, no existe diferencia significativa



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Fig. 4a. Crecimiento de P. chlamydosporia frente a diferentes concentraciones (%) de los

pesticidas oxamilo y propineb a los 12 días de incubación en condiciones de

laboratorio.

a. Oxamilo 0% b. Oxamilo 0.5% c. Oxamilo 2.25%

d. Propineb 0% e. Propineb 0.2% f. Propineb 0.25%



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Fig. 4b. Crecimiento de P. chlamydosporia frente a diferentes concentraciones (%) de los

pesticidas clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre pentahidratado a los 12 días

de incubación en condiciones de laboratorio.

g. Clorpiriphos 0% h. Clorpiriphos 0.1% i. Clorpiriphos 0.25%

j. Azufre más sulfato de cobre 0%

k. Azufre más sulfato de cobre 0.5%

l. Azufre más sulfato de cobre 1.5%



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Fig. 5. Porcentaje de número de conidias (ufc/g) de P. chlamydosporia en muestras de

suelo inoculadas con diferentes concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo,

propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre pentahidratado a los 30

días de evaluación en campo.

T3. Planta + Nematodo + P.

chlamydosporia

T5. Pt + Nt + P. ch + Oxamilo

2.25%

T7. Pt + Nt + P. ch + Azufre más

Sulfato de Cobre 0.5%

T9. Pt + Nt + P. ch + Azufre más

Sulfato de Cobre 1.5%

T11. Pt + Nt + P. ch +´Propineb

0.2%

T13. Pt + Nt + P. ch +

Clorpiriphos 0.1%

T15. Pt + Nt + P. ch + Clorpiriphos

0.25%



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Fig. 6. Número de nódulos radiculares promedio en raíz de Gomphocarpus fruticosus

“planta globo” parasitado con nematodos frente a P. chlamydosporia y a las

diferentes concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos

y azufre más sulfato de cobre pentahidratado a los 30 días de evaluación en

campo.

T1. Planta sin inocular T2. Planta + nematodo (Nt)

T3. Planta + Nt + P. chlamydosporia T4. Pt + Nt + Oxamilo 2.25%

T5. Pt + Nt + P. ch + Oxamilo 2.25% T6. Pt + Nt + Azufre más Sulfato de

Cobre 0.5%

T7. Pt + Nt + P. ch + Azufre más Sulfato de

Cobre 0.5%

T8. Pt + Nt + Azufre más Sulfato de

Cobre 1.5%

T9. Pt + Nt + P. ch + Azufre más Sulfato de

Cobre 1.5%

T10. Pt + Nt + Propineb 0.2%

T11. Pt + Nt + P. ch + Propineb 0.2% T12. Pt + Nt + Clorpiriphos 0.1%

T13. Pt + Nt + P. ch + Clorpiriphos 0.1% T14. Pt + Nt + Clorpiriphos 0.25%

T15. Pt + Nt + P. ch + Clorpiriphos 0.25%



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III. DISCUSIÓN

En relación al efecto de las diferentes concentraciones de los pesticidas

oxamilo, clorpiriphos, propineb y azufre más sulfato de cobre pentahidratado

sobre la germinación de Pochonia chlamydosporia (Fig. 1, 2a y 2b), se observa

que estos químicos poseen un efecto inhibitorio sobre el hongo, a medida que se

aumenta la concentración de los químicos, mayor es el impacto sobre P.

chlamydosporia. El porcentaje de germinación se reduce hasta niveles bajos.

Respecto al porcentaje de germinación de P. chlamydosporia frente a las

concentraciones del pesticida oxamilo, se encontró que el porcentaje de

germinación (Fig. 1, 2a y 2b) disminuye de un 13.2% a 0%, al aumentar la

concentración del químico de 0.5% hasta 2.25% (Fig 1). A pesar de que hay una

ligera diferencia, ésta no es estadísticamente significativa entre ambas

concentraciones de oxamilo evaluadas, ya que ambas afectan la germinación del

hongo con el mismo efecto inhibitorio. De igual manera ocurrió al evaluar el

porcentaje de germinación del azufre más sulfato de cobre pentahidratado, en el

que a la concentración de 0.5% se encontró un porcentaje de 12.9%, el que

disminuye al aumentar las concentración del mismo hasta un 1.5%, disminuyendo

el porcentaje de germinación hasta un 1.3%. Estadísticamente no hay diferencia

significativa entre ambos valores, lo que manifiesta que ambas concentraciones

presentan el mismo efecto inhibitorio sobre la germinación de P. chlamydosporia.



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Al evaluar el efecto de clorpiriphos a la concentraciones de 0.1% y de

0.25% y de propineb a las concentraciones de 0.2% y de 0.25% sobre el porcentaje

de germinación de P. chlamydosporia (Fig. 1, 2a y 2b) se encontró que tanto con

las concentraciones bajas como con las concentraciones altas, el porcentaje de

germinación se mantiene en 0%. Esto nos manifiesta que los químicos presentan

un efecto inhibitorio sobre P. chlamydosporia al evitar que sus conidias germinen.

Los porcentajes de germinación obtenidos en la presente investigación,

muestran que estos químicos son incompatibles en relación a los estándares de

calidad para hongos controladores biológicos utilizados en el Manejo Integrado de

Plagas, el cual establece que el valor óptimo del porcentaje de germinación debe

ser mayor a 90%. [28] [29]

Para que se produzca el proceso de germinación, la conidia tiene que

atravesar por dos fases cruciales: la primera es el hinchamiento hidrostático, donde

la espora absorbe agua y aumenta de tamaño y, la segunda es el hinchamiento

metabólico, donde la conidia incorpora material del medio externo a su interior. [30]

[31] De esta manera, al contrario los agroquímicos disueltos en agua logran

atravesar la pared celular para así afectar el metabolismo de la conidia y así evitar

su germinación. [30] [32]

Sin embargo, algunas conidias lograron germinar (Fig. 1,2a y 2b), esto

podría deberse a las diferencias estructurales entre estas y las conidias que no

germinaron; posiblemente por la variabilidad genética (heterocariosis) que existe

entre ellas, ya sea por el incremento del grosor de la pared de la conidia, evitando



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que ciertas sustancias del medio externo puedan penetrar o en su defecto que

mínimas concentraciones lo hagan; actuando como barrera mecánica. También

podría ser un factor favorable para la conidia, la constitución o estructura de su

membrana citoplásmatica con las propiedades de selectividad y permeabilidad, que

confiere protección frente a sustancias tóxicas o nocivas, actuando como un sensor

de señales externas, que le permite a la célula alterar su comportamiento en

respuesta a estímulos de su entorno. [30] [33]

Por otro lado, la disminución del porcentaje de germinación en la

evaluación con oxamilo y del clorpiriphos se puede deber a que ejercen una

potente acción inhibidora de la actividad de las ATP-asas relacionadas con la

fosforilación oxidativa, bloqueando la respiración celular, disminuyéndose de esta

manera, la producción de energía para que se lleve a cabo el proceso de

germinación. Esto explicaría, los valores bajos en el porcentaje de germinación

que se muestran en la Fig. 1 y 2a. [4]

Asimismo, la disminución del porcentaje de germinación en la evaluación

con propineb tendría como causa la lisis de la membrana celular ya que este

químico puede penetrar la conidia al transportarse vía translaminar, dañando

además la condición heterocarótica del núcleo, de manera que la conidia quede

inactiva. [33]

En relación al porcentaje de germinación con azufre, se conoce que al ser

éste un fungicida de acción multisitio, inhibe la síntesis de tubulinas interfiriendo

con el proceso de mitosis, lo que impide la germinación de la conidia y además, se



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ve afectada la membrana de la conidia. Asimismo, interfiere en la obtención de

energía al ser un inhibidor del metabolismo energético, ya que interfiere en el

proceso de fosforilación para la formación de ATP, disminuyendo la asimilación

de oxígeno, impidiendo que se forme cantidades suficientes de energía almacenada

en forma de carbohidratos, ácidos grasos y otros compuestos energéticos; esto

sumando a la poca disponibilidad de lípidos y ácidos nucleicos afecta a la conidia

llegando a morir. [4]

En cuanto al efecto en condiciones de laboratorio de diferentes

concentraciones de los químicos oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más

sulfato de cobre pentahidratado sobre el crecimiento de P. chlamydosporia (Fig. 3,

4a y 4b) se observa que existe un efecto inhibitorio pero este no es el mismo en

todos los químicos empleados.

Así tenemos que respecto al crecimiento de P. chlamydosporia frente a

las concentraciones del pesticida oxamilo (Fig. 3, 4a y 4b), éste disminuye de un

86% a 66.2% a los 12 días de incubación, al aumentar la concentración del

químico de 0.5% hasta 2.25% (Fig 3). También para el azufre más sulfato de cobre

pentahidratado hay una disminución del porcentaje de crecimiento desde 76.1% a

la concentración de 0.5% hasta 20% a la concentración de 1.5%. En ambos

químicos para la menor concentración, la diferencia no es estadísticamente

significativa presentando por lo tanto el mismo efecto sobre el crecimiento que el

control, siendo compatibles en crecimiento a esas concentraciones; mientras que

para las concentraciones de oxamilo al 2.25% y sulfato de cobre pentahidratado al

1.5%, el crecimiento es menor y estadísticamente significativa, siendo por lo tanto



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icnompatibles con P. chlamydosporia (Fig. 3 y 4b), ya que los pesticidas influyen

en el crecimiento del hongo.

Al evaluar el crecimiento de clorpiriphos a las concentraciones de 0.1% y

de 0.25% y de propineb a las concentraciones de 0.2% y de 0.25% (Fig. 3, 4a y 4b)

se encontró que éstos influyen negativamente sobre el crecimiento de P.

chlamydosporia en comparación con el control, sin embargo, se observa además

que no existe diferencia estadística significativa entre las cuatro concentraciones

evaluadas, es decir que las concentraciones evaluadas de propineb y clorpiriphos

presentan el mismo efecto negativo sobre el crecimiento de P. chlamydosporia,

siendo incompatibles en condiciones de laboratorio.

La disminución del crecimiento en oxamilo y en clorpiriphos se puede

deber a su acción inhibidora de la actividad de las ATP-asas relacionadas con la

fosforilación oxidativa, bloqueando la respiración celular, de esta manera que no

hay energía para que el micelio pueda crecer. [4]

En la evaluación con propineb, la disminución del crecimiento puede

deberse al efecto sobre la membrana celular ya que el químico se transporta vía

translaminar penetrando a la conidia y produce la lisis de ésta, dañando la

condición heterocarótica del núcleo, sin embargo, por su actividad multisitio,

también puede inhibir la síntesis de lípidos, influyendo en la síntesis bioquímica de

la membrana e interviniendo en la respiración de los hongos, inactivando el

sistema de la deshidrogenasa pirúvica. [33]



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En relación al crecimiento del hongo frente al azufre, al ser éste un

fungicida de acción multisitio, altera la membrana celular de los hongos, ya que se

inhibe la síntesis de lípidos y por lo tanto la biosíntesis de la membrana lipídica lo

que impide el crecimiento micelial. Además, inhibe la síntesis de tubulinas que

inteerfiere que se dé el proceso de mitosis, y por consiguiente la germinación de la

conidia y el crecimiento. [33]

En la evaluación en campo, se tiene que tener en cuenta la carga

microbiana del hongo a evaluar según sea el ensayo. Para el ensayo se tuvo en

cuenta que el suelo no contenga conidias de P. chlamydosporia previas a la

evaluación. En la Fig. 5 podemos observar que el mayor porcentaje de conidias de

P. chlamydosporia se obtuvo frente al azufre más sulfato de cobre pentahidratado

al 0.5% con un 97.56% y la menor fue el tratamiento con clorpiriphos al 0.25%

con un 85.34% de conidias presentes en el suelo. La disminución en el suelo de

conidiaa de P. chlamydosporia fue debido a que los pesticidas inhibieron por

diferentes vías que el hongo germine y crezca como los resultados obtenidos a

nivel de laboratorio.

Tanto para el oxamilo al 2.25% y para el azufre más sulfato de cobre

pentahidratado al 0.5%, el número de nódulos se incrementa en relación con su

control. Asimismo, las conidias de P. chlamydosporia disminuyeron más en el

ensayo con oxamilo al 2.25%, mientras que en el ensayo con azufre más sulfato de

cobre pentahidratado al 0.5%, la población de P. chlamydosporia aumenta a

rangos muy similares al control. Estos resultados nos muestran que a pesar que el

hongo biocontrolador estuvo presente, no puediron actuar simultáneamente, los



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pesticidas junto al biocontrolador, para disminuir la cantidad de nódulos presentes

en Gomphocarpus fruticosus “planta globo” de los tratamientos evaluados,

mostrando así su incompatibilidad a nivel de campo debido a que ambos pesticidas

influyen en los procesos para la obtención de energía del hongo. [34]

Sin embargo, para el tratamiento con azufre más sulfato de cobre

pentahidratado al 1.5%, ocurrió que a pesar del incremento del número de conidias

presentes en el suelo, la cantidad de nódulos disminuyó en más de un 40% en

relación del control. Esto pudo haberse debido a la desigualdad de la aplicación del

hongo en campo, de manera que durante la evaluación, el hongo biocontrolador no

tuvo contacto con el pesticida y los resultados obtenidos no muestran la

interacción de ambos controles. [9]

Para la evaluación con propineb al 0.2%, clorpiriphos al 0.1% y

clorpiriphos al 0.25%, la cantidad de nódulos disminuye aproximadamente en un

50%. En el tratamiento con clorpiriphos al 0.1% estadísticamente hay diferencia

significativa en relación con su control, ya que la cantidad de nódulos disminuyó a

un 81.26% con clorpiriphos al 0.1%. El número de conidias de P. chlamydosporia

se mantiene alto por encima del 90% en el tratamiento, lo que muestra que el

hongo biocontrolador ha logrado establecerse y está disminuyendo al número de

nódulos, siendo compatibles en campo.

Al evaluar el número de nódulos de nematodos por planta de

Gomphocarpus fruticosus “planta globo” se obtuvo que en el tratamiento con

propineb al 0.2% y el de clorpiriphos al 0.25% se muestren valores que están por



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debajo de la cantidad de nodulos del control, sin embargo estadísticamente son

iguales, ya que presentan valores de 48.35% con propineb al 0.2% y de 44.83% a

clorpiriphos al 0.25%. La concentración de conidias de P. chlamydosporia para el

ensayo con propineb al 0.2% se mantiene sobre el 90%, lo que nos indica que

tanto el control biológico como el control químico están actuando sobre los

nematodos para disminuir el número de nódulos. Asimismo, en el ensayo con

clorpiriphos al 0.25%, el número de nódulos disminuyó en relación con su control

a un 85.34%. A pesar de la ligera diferencia en relación al control, el tratamiento

disminuyó al ser utilizados ambos tratamientos en campo, tanto el químico como

el biológico. Estos resultados nos muestran que ambos mecanismo de control son

compatibles con P. chlamydosporia y pueden ser utilizados en campo

simultáneamente, sin que estos afecten entre si sus mecanismos de acción.

Debido a la diferencia de los resultados obtenidos tanto a nivel de campo

como de laboratorio, es importante que se realicen un mayor número de

investigaciones para comprobar la compatibilidad de pesticidas químicos como

biocontroladores utilizados en campos para controlar plagas, de maneras que al ser

usados simultáneamente controlen a sus organismos blanco y no interfieran entre

sí.



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IV. CONCLUSIONES

Con respecto a la evaluación de los pesticidas oxamilo “Vydate”, propineb

“Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos 48 CE”, azufre más sulfato de cobre

pentahidratado “Sulfocalcio R” para determinar la compatibilidad con Pochonia

chlamydosporia se concluye lo siguiente:

Pochonia chlamydosporia no es compatible en germinación con los

pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos, azufre más sulfato de cobre

pentahidratado, disminuyendo significativamente los porcentajes, en

condiciones de laboratorio.

P. chlamydosporia es compatible en crecimiento con oxamilo al 0.5% y con

azufre más sulfato de cobre pentahidratado al 0.5% e incompatible con

oxamilo al 2.25%. propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado al 1.5% en condiciones de laboratorio

Los pesticidas propineb y clorpiriphos son compatibles con el crecimiento de

P. chlamydosporia, mientras que el oxamilo y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado no son compatibles en condiciones de campo.

Los pesticidas oxamilo y sulfato de cobre pentahidratado sn completamente

incompatibles a la actividad nematófaga de P. chlamydosporia, mientras que

los pesticidas propineb y clorpiriphos disminuyen significativamente esta

actividad en condiciones de campo.



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V. RECOMENDACIÓN

Debido a los resultados obtenidos, se recomienda repetir la evaluación en

una casa invernadero, donde se puedan controlar más variables y evitar que plagas

puedan influenciar en los resultados.

Se recomienda realizar un trabajo de investigación donde el periodo de

evaluación en campo sea más duradero para observar los resultados en la siguiente

generación de nematodos.



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VI. REFERNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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15. Jacobs H, Gray SN, Crump DH. Las interacciones entre hongos

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nematodo degollador Meloidogyne javanica en Irak. Fao Corporate

Document Repository.



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ANEXOS



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Anexo 1. Pochonia chlamydosporia: a) Cultivo puro y b) Observación microscópica

(40X)

a b



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Siembra de Gomphocarpus fruticosus “planta Globo”

7 días

Primera aplicación de pesticidas químicos

7 días

Primera aplicación de P. chlamydosporia

7 días

Recolección de muestra de suelo (Evaluación)

Segunda aplicación de pesticidas químicos

7 días

Segunda aplicación de P. chlamydosporia

7 días

Recolección de muestra de suelo (Evaluación final)

Anexo 2. Esquema de aplicación de los pesticidas y de Pochonia chlamydosporia en la

evaluación de la compatibilidad en campo.



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Anexo 3. Macetas con plantas de G. fruticosus “planta globo” inoculadas con los

pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre

pentahidratado y con Pochonia chlamydosporia.



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Anexo 4. Tamaño promedio de la raíz de Gomphocarpus fruticosus “planta

globo” parasitado con nematodos frente a P. chlamydosporia y a las

diferentes concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo, propineb,

clorpiriphos y azufre más sulfato de cobre pentahidratado a los 30

días de evaluación en campo.




Cobre 0.5%

T7. Pt + Nt + P. ch + Azufre más Sulfato

de Cobre 0.5%


Cobre 1.5%


de Cobre 1.5%





0.25%



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j

Anexo 5. Raíces de Gomphocarpus fruticosus parasitado con nematodos frente a

P. chlamydosporia y a las diferentes concentraciones (%) de los

pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos y azufre más sulfato de

cobre pentahidratado a los 30 días de evaluación en campo.




Cobre 0.5%


de Cobre 0.5%


Cobre 1.5%


de Cobre 1.5%





0.25%

5

e 4 3 2 1

10 9 7 6 8

15 14 13 12 11



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Anexo 6. Peso promedio de la raíz de Gomphocarpus fruticosus “planta globo”

parasitado con nematodos frente a P. chlamydosporia y a las diferentes

concentraciones (%) de los pesticidas oxamilo, propineb, clorpiriphos y

azufre más sulfato de cobre pentahidratado a los 30 días de evaluación

en campo.




Cobre 0.5%


de Cobre 0.5%


Cobre 1.5%


de Cobre 1.5%





0.25%



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germinación, crecimiento, número de conidias en campo y número

de nódulos en Gomphocarpus fruticosus “planta globo” en el

ensayo realizado con oxamilo al 0.5% y al 2.25%



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ensayo realizado con propineb al 0.2% y al 0.25%



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ensayo realizado con clorpiriphos al 0.1% y al 0.25%



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ensayo realizado con azufre más sulfato de cobre pentahidratado al

0.5% y al 1.5%



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Anexo 11. Tratamientos de la evaluación de la compatibilidad de Pochonia

chlamydosporia frente s las diferentes concentraciones de los pesticidas

oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos

48 CE”, azufre más sulfato de cobre peentahidratado “Sulfocalcio R” en

condiciones de campo.

Tratamiento Componentes

T1 Planta

T2 Planta + Nemátodo

T3 Planta + Nemátodo + Pochonia

T4 Planta + Nemátodo + Oxamilo 2.25%

T5 Planta + Nemátodo + Sulfocalcio R 0.5%

T6 Planta + Nemátodo + Sulfocalcio R 1.5%

T7 Planta + Nemátodo + Propineb 0.2%

T8 Planta + Nemátodo + Clorpiriphos 0.1%

T9 Planta + Nemátodo + Clorpiriphos 0.25%

T10 Planta + Nemátodo + Pochonia + Oxamilo 2.25%

T11 Planta + Nemátodo + Pochonia + Sulfocalcio R 0.5%

T12 Planta + Nemátodo + Pochonia + Sulfocalcio R 1.5%

T13 Planta + Nemátodo + Pochonia + Propineb 0.2%

T14 Planta + Nemátodo + Pochonia + Clorpiriphos 0.1%

T15 Planta + Nemátodo + Pochonia + Clorpiriphos 0.25%



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Anexo 12. Poblaciones estadísticas del número de nódulos de nematodos en

plantas de G. fruticosus con aplicaciones de P. chlamydosporia frente s

las diferentes concentraciones de los pesticidas oxamilo “Vydate”,

propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos 48 CE”, azufre más

sulfato de cobre pentahidratado “Sulfocalcio R” en condiciones de

campo

Número de Nódulos

18 .0018 13.00 13.0018 19.67 19.6718 23.39 23.39 23.3918 25.22 25.22 25.2218 36.00 36.00 36.0018 42.39 42.39 42.3918 49.00 49.00 49.0018 49.00 49.00 49.0018 51.67 51.67 51.6718 52.17 52.17 52.1718 57.39 57.39 57.3918 62.94 62.9418 68.2818 69.28

.112 .439 .189 .094 .123 .156 .20518 .0018 13.00 13.0018 19.67 19.67 19.6718 23.39 23.39 23.39 23.3918 25.22 25.22 25.22 25.22 25.2218 36.00 36.00 36.00 36.00 36.0018 42.39 42.39 42.39 42.39 42.3918 49.00 49.00 49.00 49.0018 49.00 49.00 49.00 49.0018 51.67 51.67 51.6718 52.17 52.17 52.1718 57.39 57.3918 62.94 62.9418 68.2818 69.28

.126 .242 .260 .112 .071 .071 .07218 .0018 13.00 13.0018 19.67 19.67 19.6718 23.39 23.39 23.39 23.3918 25.22 25.22 25.2218 36.00 36.00 36.00 36.0018 42.39 42.39 42.39 42.3918 49.00 49.00 49.00 49.0018 49.00 49.00 49.00 49.0018 51.67 51.67 51.6718 52.17 52.17 52.1718 57.39 57.39 57.3918 62.94 62.9418 68.28 68.2818 69.2818 .0018 13.00 13.0018 19.67 19.6718 23.39 23.3918 25.22 25.2218 36.00 36.0018 42.39 42.3918 49.00 49.00 49.0018 49.00 49.00 49.0018 51.67 51.67 51.67 51.6718 52.17 52.17 52.17 52.1718 57.39 57.39 57.3918 62.94 62.9418 68.2818 69.28

.112 .175 .067 .084 .110 .139 .058

TratamientoT1T5T4T15T13T12T14T3T10T9T2T11T7T8T6Sig.T1T5T4T15T13T12T14T3T10T9T2T11T7T8T6Sig.T1T5T4T15T13T12T14T3T10T9T2T11T7T8T6T1T5T4T15T13T12T14T3T10T9T2T11T7T8T6Sig.

Student-Newman-Keuls a

HSD de Tukeya

Tukey Ba

Duncana

N 1 2 3 4 5 6 7Subconjunto para alf a = .05

Se muestran las medias para los grupos en los subconjuntos homogéneos.Usa el tamaño muestral de la media armónica = 18.000.a.



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Anexo 13. Poblaciones estadísticas del tamaño de la raíz (cm) en plantas de


chlamydosporia frente s las diferentes concentraciones de los pesticidas

oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos “Clorfos

48 CE”, azufre más sulfato de cobre pentahidratado “Sulfocalcio R” en

condiciones de campo.

Tamaño de la raíz (cm)

18 7.833318 8.177818 8.616718 8.9056 8.905618 8.9333 8.933318 9.1389 9.138918 9.2000 9.200018 9.2389 9.238918 9.2500 9.250018 10.1056 10.105618 10.1333 10.133318 10.738918 10.933318 12.277818 12.3000

.075 .167 .304 .96318 7.833318 8.177818 8.6167 8.616718 8.9056 8.905618 8.9333 8.933318 9.1389 9.1389 9.138918 9.2000 9.2000 9.200018 9.2389 9.2389 9.238918 9.2500 9.2500 9.250018 10.1056 10.1056 10.105618 10.1333 10.1333 10.133318 10.7389 10.7389 10.738918 10.9333 10.933318 12.277818 12.3000

.168 .098 .060 .918 .07618 7.833318 8.177818 8.6167 8.616718 8.9056 8.905618 8.9333 8.933318 9.1389 9.138918 9.2000 9.200018 9.2389 9.238918 9.2500 9.250018 10.1056 10.105618 10.1333 10.133318 10.738918 10.9333 10.933318 12.277818 12.3000

TratamientoT13T9T5T7T6T11T2T4T10T12T14T3T15T1T8Sig.T13T9T5T7T6T11T2T4T10T12T14T3T15T1T8Sig.T13T9T5T7T6T11T2T4T10T12T14T3T15T1T8


HSD de Tukeya

Tukey Ba

N 1 2 3 4 5Subconjunto para alf a = .05




DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

58

Anexo 14. Poblaciones estadísticas del peso de la raíz (g) de plantas de



pesticidas oxamilo “Vydate”, propineb “Antracol 70 PM”, clorpiriphos

“Clorfos 48 CE”, azufre más sulfato de cobre pentahidratado

“Sulfocalcio R” en condiciones de campo

Peso de la raíz (g)

18 .128918 .2444 .244418 .2700 .2700 .270018 .3078 .307818 .3444 .3444 .344418 .3511 .3511 .351118 .3578 .3578 .357818 .3644 .3644 .364418 .3767 .3767 .376718 .4139 .4139 .413918 .4156 .4156 .415618 .4578 .4578 .4578 .457818 .4700 .4700 .470018 .5233 .523318 .6233

.083 .051 .090 .172 .06018 .128918 .2444 .244418 .2700 .2700 .270018 .3078 .3078 .3078 .307818 .3444 .3444 .3444 .344418 .3511 .3511 .3511 .351118 .3578 .3578 .357818 .3644 .3644 .364418 .3767 .3767 .376718 .4139 .4139 .4139 .413918 .4156 .4156 .4156 .415618 .4578 .4578 .4578 .457818 .4700 .4700 .470018 .5233 .523318 .6233

.058 .085 .146 .078 .10018 .128918 .2444 .244418 .2700 .2700 .270018 .3078 .3078 .3078 .307818 .3444 .3444 .344418 .3511 .3511 .351118 .3578 .3578 .357818 .3644 .3644 .364418 .3767 .3767 .376718 .4139 .4139 .413918 .4156 .4156 .415618 .4578 .4578 .4578 .457818 .4700 .4700 .470018 .5233 .523318 .6233

TratamientoT1T5T2T4T13T15T9T12T10T3T11T6T14T7T8Sig.T1T5T2T4T13T15T9T12T10T3T11T6T14T7T8Sig.T1T5T2T4T13T15T9T12T10T3T11T6T14T7T8


HSD de Tukeya

Tukey Ba

N 1 2 3 4 5Subconjunto para alf a = .05




DIRECCIO

N DE S

ISTE

MAS DE IN

FORMÁTI

CA Y C

OMUNICACIÓ

N

universidad nacional de trujillo comunicaciÓn

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