PROYECTO DE INVESTIGACIÓN

I DATOS GENERALES

1.1Título:

“FRECUENCIA DE MICROORGANISMOSPRODUCTORES DE

BETALACTAMASAS DE ESPECTRO EXTENDIDO (BLEE) EN LOS

PACIENTES DEL SERVICIO DE UCI DEL HOSPITAL ELEAZAR GUZMÁN

BARRÓN DURANTE LOS MESES DE ABRIL- JUNIO DEL AÑO 2014.”

1.2 Personal Investigador:

1.2.1 Autores:

Baluis Fernandez Josselin

Cueto Mogrobejo Luisa

Cotrina Haro Susan

Silva Colquicocha Aracely

Zelaya Vergaray Jessenia

1.2.2 Asesor:

José Villanueva Carlos.

Centro de Estudios:

Universidad San Pedro – Facultad de Medicina- EAP Farmacia y

Bioquímica.

1.4 Área De Investigación

- Ciencias de la salud.

1.5 Tipo De Investigación

1.5.1 De acuerdo al fin que persigue: Aplicada

1.5.2 De acuerdo a su naturaleza: Descriptiva.

1.6 Localidad Donde Se Desarrolla El Proyecto:

1.6.1 Localidad: Distrito Nuevo Chimbote Provincia del Santa,

Departamento: Ancash.

1.6.2 Comunidad:Nuevo Chimbote

2. MATERIAL Y EQUIPOS DE LABORATORIO

EQUIPOS:

- Autoclave

- Estufa de cultivo

- Mechero

MATERIALES:

- Guantes

- Mascarilla

- Placas Petri

- Asa bacteriológica

- Cinta adhesiva

- Medios de cultivo

- Agar McConkey agar común, medio Mueller Hinton

- Discos de:

- Piperacilina / tazobactam

- Ticarcilina / ácido clavulánico

- Tubos de ensayo estériles

- Tórulas estériles (de madera con algodón hidrófilo)

- Pinzas estériles

- Regla graduada en mm

- Cepas

- NaOH 0.1 N

I. MARCO TEORICO

La resistencia a los antibióticos betalactámicos es atribuible fundamentalmente

a la producción de enzimas betalactamasas. Se conocen múltiples clases de

enzimas pertenecientes a esta familia que pueden transferirse a través del

cromosoma bacteriano o mediante genes codificados en plásmidos o

transposones.

De entre este grupo, las betalactamasas de espectro extendido (blees),

también denominadas betalactamasas de espectro ampliado (bleas),

constituyen un alarmante problema en la actualidad, debido a que presentan un

amplio espectro de inactivación frente a la mayoría de los antibióticos

disponibles. (1)

Las betalactamasas son el principal mecanismo de resistencia a

betalactámicos, estas enzimas catalíticas actúan rompiendo el enlace amídico

del anillo betalactámico, lo que hace que el betalactámico pierda la capacidad

de unirse a las proteínas de unión a la penicilina y por tanto, su acción

bactericida. (2)

Estas enzimas han sido clasificadas de acuerdo a dos esquemas generales: la

clasificación molecular de Ambler basada en la similitud de la secuencia de

aminoácidos y la clasificación funcional de Bush-Jacoby-Medeiros que tiene en

cuenta los perfiles del inhibidor y el sustrato. El esquema de Ambler clasifica a

las betalactamasas en 4 grupos nombrados con las letras A y D. La mayoría de

las BLEE pertenecen a la clase molecular A y son enzimas que contienen

serina en su sitio activo y únicamente inhibidas in vitro por el ácido clavulánico.

Las BLEE poseen un amplio perfil de sustrato y tienen la capacidad de

hidrolizar la gran mayoría de antibióticos betalactámicos incluyendo penicilinas,

cefalosporinas de amplio espectro y monobactámicos. Las primeras enzimas

tipo BLEE detectadas fueron las denominadas SHV y TEM, posteriormente han

sido descritas otras con perfiles similares a las mutantes TEM y SHV que

pertenecen también a la clase molecular A, pero a diferencia de estas, tienen

un linaje evolutivo bastante diferente a las enzimas mencionadas. Dentro de

este grupo encontramos las enzimas de las familias CTX-M, VEB, PER, GES y

TLE. Aunque inicialmente las enzimas BLEE solo se limitaban al ámbito

hospitalario, en la actualidad se ha observado un incremento de los reportes de

bacterias productoras de BLEE como causa de IVU de origen extra

hospitalario. La enzima más frecuentemente detectada es del tipo CTX-M en

aislamientos de E. colide la comunidad. Recientemente han sido descritos

aislamientos productoras de enzimas SHV pero en menor proporción. (2)

Existen diferencias cuantitativas en la actividad hidrolítica de determinadas

BLEE sobre los sustratos. Esto hace que determinadas cepas productoras de

BLEE puedan parecer sensibles a los oximino ß-lactámicos, siendo en realidad

resistentes. No es infrecuente que preliminarmente se informe un aislamiento

de una enterobacteria como sensible a cefalosporinas de tercera generación y

aztreonam y que posteriormente, por pruebas adicionales o ante un fracaso

clínico, se constate que se trata de una cepa BLEE (+).8 Por eso ante el

aislamiento de una cepa de un Gram negativo con unas CMI de cefalosporinas

de tercera generación elevadas con respecto a lo esperado para dicha cepa en

ausencia de BLEE, o ante el hallazgo de multirresistencia en las pruebas de

sensibilidad, es prioritario descartar la presencia de BLEE. En concreto, la

Clinical and Laboratory Standards Institute(CLSI) ex National Commitee for

Clinical Laboratory Standard (NCCLS) recomienda la investigación sistemática

de la producción de BLEE en cualquier aislamiento de klebsiella o escherichia

coli cuyas CMI de aztreonam, ceftazidima, ceftriaxona o cefotaxima sea

superior a 2 microgramos/mL. (3)

Las cepas productoras de BLEE son multirresistentes. Presentan resistencia a

todos los betalactámicos, excepto, a priori, a las 7-α-metoxi-cefalosporinas o

cefamicinas y a los carbapenémicos. Además, los plásmidos que codifican esta

resistencia portan genes de resistencia a otros antibióticos, como cotrimoxazol,

aminoglucósidos y tetraciclinas, y el fenómeno de la resistencia cruzada es

muy frecuente.7 Estas cepas son también resistentes a las fluorquinolonas con

mayor frecuencia que otras cepas no productoras de BLEE. La resistencia a

antibióticos no β-lactámicos es significativamente más frecuente en cepas de

escherichia coli productoras de BLEE que en no productoras lo cual fue

constatado en nuestro resultado con el incremento de la resistencia de estas

bacterias a la amikacina. A diferencia de las ß-lactamasas cromosómicas, la

resistencia de las ß-lactamasas plasmídicas es transferible. El que se

encuentren codificadas en plásmidos conjugativos, posibilita la diseminación de

este mecanismo de resistencia no sólo entre distintas cepas de la misma

especie sino también entre diferentes especies bacterianas. Además, las BLEE

frecuentemente se incluyen en transposones o integrones, lo cual determina su

asociación con otros determinantes genéticos de resistencia transferibles,

como los que conllevan resistencia a los aminoglucósidos o al cotrimoxazol.  

(4)

Las bacterias productores de BLEE también pueden ser resistentes a otros

antibióticos diferentes a los betalactámicos como fluoroquinolonas,

trimetoprim/sulfametoxazol y aminoglucósidos, es decir, se convierten en

microorganismos multiresistentes; esto es debido a que los genes que codifican

para las BLEE pueden localizarse en el mismo plásmido en que se codifican

otros determinantes de resistencia, lo que se traduce en la dificultad a la hora

de escoger un tratamiento eficaz. Para este tipo de infecciones la alternativa de

tratamiento es usualmente el uso de carbapenemes, los cuales son de alto

costo, muy amplio espectro, de aplicación únicamente parenteral y que además

inducen una presión de selección de cepas resistentes a estos antimicrobianos.

(2)

Las blees derivan mayoritariamente de mutaciones en genes de penicilinasas

originarias de las familias temoniera (TEM), variable sulfidril (SHV) y oxacilin

(OXA), aunque en los últimos años han surgido blees pertenecientes a otras

muchas familias.

Un inconveniente asociado a los microorganismos productores de blees radica

en su rápida y amplia diseminación, favorecida por la existencia de reservorios.

Tanto los pacientes ambulatorios como aquellos que residen en centros de

acogida e instituciones para crónicos podrían actuar favoreciendo su difusión.

En una experiencia realizada en España se observó un aumento en la

incidencia de portadores de microorganismos productores de blees en

pacientes ambulatorios, desde el 2,1% en el año 2001 hasta el 7,5% en el año

2002(2).

E. coli tiene como hábitat natural el tubo digestivo y colon humanos, y coloniza

vagina y uretra; desde la uretra asciende y causa infección del tracto urinario

(ITU). E. coli es la causa principal de ITU adquirida comunitariamente y

hospitalaria, septicemia, meningitis neonatal y gastroenteritis. En infección

urinaria los factores que predisponen a ITU en mujeres son la proximidad del

ano a la vagina y uretra así como una pequeña uretra; esto lleva a colonización

de uretra y vagina por flora fecal; anormalidades anatómicas también

predisponen; el uso de sonda urinaria predispone debido a que las cepas

muestran propiedades de adherencia. Las sondas intravenosas predisponen a

septicemia y además una endotoxina en la pared celular es causante del shock

que se produce en estos casos.(3)

E. coli puede producir enzimas betalactamasas cromosómicas o

extracromosómicas (mediadas por plásmidos). Las cepas productoras de BLEE

confieren resistencia a los betalactámicos excepto a las cefamicinas y a los

carbapenémicos; pero además los plásmidos que codifican las BLEE portan

genes de resistencia (transposones) a otros antimicrobianos como

aminoglucósidos, tetraciclinas y cotrimoxazol, es por lo que el fenómeno de

resistencia cruzada es muy frecuente y el tratamiento de las infecciones

producidas por estas cepas tiene una mayor dificultad. Además, las cepas

productoras de BLEE son más resistentes a fluorquinolonas que las que no lo

son.(4)

Se han identificado como factores que aumentan el riesgo de producción de

BLEES una estancia hospitalaria prolongada, ingreso en la unidad de cuidados

intensivos, existencia de ingresos previos, administración de múltiples ciclos de

tratamiento antibiótico, principalmente cefalosporinas de amplio espectro,

inserción de catéteres, drenajes biliares y sondas urinarias, intubación y

ventilación mecánica y ciertas enfermedades de base como neoplasia y fallo

cardiaco.

II. ANTECEDENTES

La prevalencia de microorganismos productores de blees es muy variable

cuando se consideran diferentes regiones geográficas.

El rango en Europa oscila desde un 1-5% en los países del norte hasta un 39-

47% en los del este(5). En un estudio español reciente se ha reportado un

aumento de la incidencia de blees, desde el 1,6% en el año 2001 hasta el 4,1%

en el 2003(6)

En Centro América (Cuba), El 63.5% de los pacientes estudiados en el Instituto

Superior de Medicina Militar en Unidad de Cuidados Intensivos de la ciudad de

La Habana, presentaron en la primera evaluación, bacterias BLEE en algunas

de las muestras estudiadas.(7)

En Sudamérica (Argentina) se reportó alta frecuencia de cepas BLEE (31,1%)

en pacientes hospitalizados del Hospital Escuela “José Francisco de San

Martín” de Corrientes.

Se encontró en los pacientes con ITU por Enterobacterias productoras de

BLEE, como factor de riesgo al sexo masculino (p < 0.022, OR: 2.32, IC al

95% 1.05 – 5.26). De la misma manera, se encontró como comportamiento

clínico característico a la hospitalización prolongada (p < 0.0043, OR: 4.12, IC

al 95% de 1.39 – 14.73).(8)

En Perú, en el Hospital regional de Lambayeque, Chiclayo, se obtuvo como

resultados: 18 (51,4%) de las cepas de E. coli eran productoras de BLEE tipo

CTXM, de éstas, 14 fueron aisladas del sexo femenino y por consulta externa

(en áreas de urología, pediatría, nefrología, endocrinología, gastroenterología,

ginecología) y 04 de pacientes que estuvieron internados en el Hospital. (9)

Con respecto a la ciudad de Lima se reportó, en el Hospital Nacional Guillermo

Almenara Irigoyen durante el período: 1 de Enero 2009 – 30 Junio 2010, la

prevalencia de aislamientos de P. aeruginosa con un 15% (112/764) en los

pacientes, las muestras aisladas provienen principalmente de muestras

respiratorias y en menor proporción de hemocultivo y urocultivo. (10)

Angles et al. (2009) realizó un estudio en el hospital Arzobispo Loayza (Lima),

Se incluyeron cepas de E. coli y Klebsiella Pneumoniae. Aisladas a partir

muestras de pacientes hospitalizados, se realizó el test de susceptibilidad y

confirmación de fenotipo por el método automatizado VITEK® 2 Compact

System demostrando que la prevalencia de aislamientos con fenotipo BLEE fue

del 63 % (51/81) para E. coli y 71,3% (17/23) para K.pneumoniae (11)

Morales J. et al. (2005) Estudió la presencia de enterobacterias productoras de

BLEE en dos hospitales de Lima, se recolectó 137 Cepas de Escherichia coli y

18 cepas de Klebsiella pneumoniae. La mayoría mostro alta resistencia a las

cefalosporinas de tercera generación y aztreonam; 2,9% del total de E. Coli y

un 44,4% del total de K. Pneumoniae aisladas fueron confirmadas como

productoras de BLEE. Todas las Cepas Productoras de BLEE fueron

multirresistentes y la Mayoría presento una coresistencia a sulfametoxazol /

trimetoprim, amikacina, gentamicina y ciprofloxacina. (12)

En Ancash, Chimbote, no se han reportado estudios respecto al tema.

III. JUSTIFICACION

Bajo la premisa de que la producción de betalactamasas de espectro extendido

está íntimamente relacionada con el uso irracional de antimicrobianos, los

fracasos de tratamientos convencionales. Las resistencias, provocan un retraso

en la administración de tratamiento microbiológicamente efectivo con

disminución de la eficacia clínica y tiempo de hospitalización, su comprobación

será usada para mejorar la orientación terapéutica de dichos fármacos, con los

subsecuentes beneficios para los pacientes en términos de salud y para el

Hospital de Eleazar Guzmán Barrón en términos económicos.

2.3 ENUNCIADO DEL PROBLEMA

¿Cuál es la frecuencia de microorganismos productores de betalactamasas de

espectro extendido (BLEE) en los pacientes del servicio de UCI en el Hospital

Eleazar Guzmán Barrón durante los meses de abril- junio del año 2014?

2.4 OBJETIVOS:

a) Objetivo General:

- Determinar la frecuencia de microorganismos productores de

betalactamasas de espectro extendido (BLEE) en pacientes de servicio

de UCI el Hospital Eleazar Guzmán Barrón durante los meses mayo,

junio y julio del año 2014.

b) Objetivos Específicos:

- Cultivar las muestras obtenidas en Agar McConkey

- Aislar microorganismos productores de betalactamasa de espectro

extendido por el método de difusión de discos.

2.5 HIPÓTESIS:

Implícita

2.6 Metodología

DISEÑO DE LA INVESTIGACION

Tipo de Estudio

a. Según el tiempo de ocurrencia de los hechos y registro de la

información científica.

El estudio es de tipo prospectivo (aplicada en un futuro)

b. Según el periodo y secuencia del estudio

Prospectivo y longitudinal.

c. Según el análisis y alcance de los resultados

Descriptivo, cuantitativo

Área de Estudio

Unidad de Cuidados Intensivos del Hospital Regional.

Población

Pacientes de ambos sexos, de cualquier edad, que por motivos médicos o

quirúrgicos fueron admitidos, de Mayo, Junio y Julio de 2014, a la UCI del

Hospital Eleazar Guzmán Barrón.

Muestra

Pacientes hospitalizados en UCI productores de betalactamasas.

Criterios de inclusión

Todo paciente hospitalizado en UCI, independientemente de su diagnóstico

clínico de base, con presencia de microorganismos productores de

betalactamasas presentes en orina, sangre y esputo.

Criterios de exclusión

Pacientes hospitalizado en UCI, independientemente de su diagnóstico clínico

de base, que no presenten microorganismos productores de betalactamasas.

PROCEDIMIENTOS PARA LA RECOLECCION

Se llevará a cabo la recolección de muestras de cultivos (sangre, orina)

procesados del laboratorio clínico delHospital Eleazar Guzmán Barrón

procedentes del servicio de UCI durante los meses de mayo, junio y julio,

tomando en cuenta el fundamento de los registros del laboratorio mencionado.

Posteriormente serán llevadas al laboratorio de Microbiología de la Escuela de

Farmacia y Bioquímica de La Universidad San Pedro de Chimbote, donde se

realizarán los procedimientos de método estandarizado de difusión en disco

descrito por el Laboratorio Internacional de Referencia: National Committee for

Clinical Laboratory Standars (NCCLS).

TECNICAS Y PROCEDIMIENTOS

MEDIO AGAR MUELLER – HINTON

Preparación

1. El agar Mueller - Hinton debe ser preparado a partir del reactivo

comercial deshidratado y de acuerdo a las instrucciones del fabricante.

2. Inmediatamente después de autoclavar dejar enfriar en un baño de agua

a 45 - 50ºC

3. Verter el preparado fresco y tibio a una placa petri de vidrio o plástica, de

fondo plano en un nivel, superficie horizontal para dar un fondo uniforme

de aproximadamente 4 mm. Esto corresponde a 60 - 70 ml de medio por

placa de diámetro de 150 mm y 25- 30 ml para placas de 100 mm de

diámetro.

4. El medio de agar debe dejarse que enfríe a temperatura ambiente, y a

menos que la placa se use el mismo día, debe guardarse en refrigerador

(2 - 8º C).

5. Las placas deberían usarse en un lapso de 7 días después de la

preparación a menos que se hayan tomado adecuadas precauciones, tal

como envolver en plástico, para minimizar el secado del agar y que al

menos hayan mostrado correcto funcionamiento con los organismos de

control de calidad especificados en la sección 10.2.

6. Una muestra representativa de cada lote de placas debería ser

examinada para esterilidad por incubación a 30 - 35ºC por 24 horas o

más.

pH

El pH de cada lote de agar Mueller - Hinton debería ser chequeado cuando

el medio es preparado. El agar debe tener un pH entre 7,2 y 7,4 después de

gelificar a temperatura ambiente.

Humedad

Un exceso de humedad justo antes del uso se presenta en la superficie del

agar, las placas deberían ponerse en un incubador (35ºC) o una cámara de

flujo laminar con las placas entreabiertas hasta que el exceso de humedad se

haya perdido por evaporación (usualmente 10 a 30 minutos). La superficie

debe ser húmeda, pero sin gotas de humedad en la superficie del medio o en la

tapa de la placa antes de ser inoculada.

ESTÁNDAR DE TURBIDEZ PARA PREPARACIÓN DEL INÓCULO

Para estandarizar la densidad del inóculo para una prueba de

susceptibilidad, se utiliza estándar de turbidez de BaSO4, equivalente a un

estándar 0.5 McFarland o su equivalente óptico. Un estándar de 0.5 McFarland

de BaSO4 se prepara como sigue:

1. Una alicuota de 0,5 ml de 0,048 m/L de BaCl2 (1,175% p/v BaCl2 x

2H2O) seagrega a 99,5 ml de H2SO4 de 0,18 mol/L (1% v/v) con

agitación constantepara mantener la suspensión.

2. La densidad correcta del estándar de turbidez debería verificarse

usando unespectrofotómetro con una celda de 1 cm de paso de luz con

una cubeta decalibración para determinar la absorbancia. La

absorbancia a 625 nm debe ser0,08 a 0,10 para el estándar de 0,5

McFarland.

3. La suspensión de Sulfato de Bario debe transferirse en alicuotas de 4 a

6 ml atubos con tapa atornillada del mismo tamaño que aquellos que se

usan para elcrecimiento o dilución del inóculo de bacterias.

4. Estos tubos deben ser bien sellados y almacenados en la obscuridad a

temperatura ambiente.

5. El estándar de turbidez debe ser bien agitado en un vortex mecánico

antes deusar y se debe revisar que haya una apariencia turbia uniforme.

Si aparecenpartículas grandes debe ser reemplazado. Suspensiones de

partículas de latexpueden agregarse para agitar invirtiendo el tubo

suavemente sin usar vortex.

6. El estándar de Sulfato de Bario debe ser reemplazado o verificado su

densidad mensualmente.

PREPARACIÓN DEL INÓCULO

Método de crecimiento

1. Al menos 3 a 5 colonias bien aisladas y de del mismo tipo de morfología

se seleccionan de un agar de cultivo. Se toca la colonia por arriba con

un asa y el crecimiento se transfiere a un tubo con 4 a 5 ml de un medio

de cultivo adecuado, tal como caldo soya tripticasa.

2. El caldo de cultivo es incubado a 35ºC hasta que alcance o exceda la

turbidez del estándar de 0.5 McFarland (usualmente 2 a 6 horas). Esto

resulta en una suspensión que contiene aproximadamente 1 a 2 x 108

UCF/mL.

3. La turbidez del caldo se ajusta con solución salina estéril o con caldo

para obtener una turbidez ópticamente comparable a un estándar de 0,5

McFarland.

INOCULACIÓN DE LAS PLACAS

1. En un lapso de tiempo óptimo de 15 minutos después de ajustar la

turbidez de la suspensión del inóculo, una tórula de algodón se

sumerge en ella. La tórula debe ser rotada varias veces y presionada

firmemente contra la pared interna del tubo sobre el nivel de líquido.

Esto remueve el exceso de inóculo.

2. Se inocula la superficie de una placa de agar Mueller -Hinton por

rayado con la tórula sobre toda la superficie. Este procedimiento es

repetido rayando dos o más veces, rotando la placa

aproximadamente 60º C cada vez para asegurar una distribución

constante del inóculo. Como paso final se pasa sobre los bordes del

agar.

3. La tapas de la placa pueden quedar entreabiertas por 3 a 5 minutos,

pero no más de 15, para permitir que un exceso de humedad de la

superficie se absorba antes de aplicar el disco con la droga

impregnada.

4. Se debe evitar excesos en la densidad del inóculo. Nunca usar

caldos de cultivo de la noche anterior sin diluir u otro inoculo no

estandarizado.

APLICACIÓN DE LOS DISCOS A LAS PLACAS INOCULADAS

1. Los sensidiscos se dispensan sobre la superficie del agar. Cada disco

debeser presionado para asegurar contacto pleno con la superficie del

agar. Yasea que el disco se ponga individualmente o con un dispensador,

deben serdistribuidos en forma constante y no debe quedar a menos de

24 mm dedistancia entre centros. No más de 12 discos se deben poner

por placa de150 mm o no más de 5 en placas de 100 mm. Debido a que

algunas drogasdifunden casi instantáneamente, un disco no debe ser

relocalizado una vezque haya tomado contacto con la superficie del agar.

2. Las placas son invertidas y puestas en un incubador a 35ºC en el lapso

de 15minutos después de aplicados los discos.

BIBLIOGRAFIA

1. Stürenburg E, Mack D. Extended-spectrum ß-lactamases: implications for the clinical microbiology laboratory, therapy, and infection control. J Infect 2003; 47: 273-95.

2. Mirelis B, Navarro F, Miró E, Mesa RJ, Coll P, Prats G. Communitytransmission of extended spectrum ß-lactamase. Emerg Infect Dis

2003; 9: 1024-5

3. Sanchez Artola, B. Betalactamasas de espectro extendido (BLEE). Curso sepsis grave: capítulo 6. Revista Electrónica de Medicina Intensiva, 2004; 4 (8), Artículo no C 6.

4. Martín Clavo S. Martín Cillero M.T. Liso Rubio F. J. Tratamiento de las infecciones producidas por beta-lactamasas de espectro extendido (BLEE). www.fundacionpromedia.org/estudios-universitarios/.../cap 4.pdf.

5. García-Hernández A. M., García Vázquez, E., Hernández-Torres A., Ruiz J., Yagüe G., Herrero J. A. et al. Bacteriemias por Escherichia coli productor de betalactamasas de espectro extendido (BLEE) significación clínica y perspectivas actuales. Revista Española de Quimioterapia 2011; 24(2): 57-66.

6. UNMSM.FACULTAD DE MEDICINA HUMANA“Factores asociados a la infección por Escherichia coli y Klebsiella sp productoras de betalactamasas de espectro extendido en pacientes hospitalizados del Hospital Nacional Daniel Alcides Carrión – Callao: setiembre 2008-diciembre 2009”

7.“Incidencia de enterobacterias productoras de betalactamasas de espectro extendido”. Hospital Escuela “José Francisco de San Martín” de Corrientes –Argentina.

8. Oteo J, Lázaro E, de Abajo FJ, Baquero F, Campos J. Antimicrobial-Resistant invasive Escherichia coli, Spain. Emerg Infect Dis 2005;11: 546-53.

9.Detección del gen CTX-M en cepas de Escherichia coli productoras de Β-lactamasas de espectro extendido procedentes del Hospital Regional de Lambayeque; Chiclayo–Perú: Noviembre 2012-Julio 2013.

10. Dr. Wilfredo Flores Paredes, Dr. Ricardo Illescas Mucha, Dra. Lourdes Rodríguez Piazze, Dr. José Hidalgo Vidal, Dr. Enrique Paz Rojas, Dra. Sabina Mendivil Tuchia. Reprte de Datos Acumulados de Susceptibilidad Antimicrobiana. Lima – Perú: EsSalud – Hospital Nacional Guillermo Almenara Irigoyen; 2010. http://www.slideshare.net/lrillescas/perfil-microbiolgico-del-hospital-g-almenara.

11. Angles E. Matos E. Yuen A. Pinedo I. Benites C. Valencia J. Martínez L. et all. Prevalencia de BLEE E. Coli y Klepsiella pneumonie en el Hospital Nacional Arzobispo Loayza - 2009. Informe Anual de la Red de Monitoreo/Vigilancia de la Resistencia a los Antibióticos. 2009; 33(08): 4-174.

12. Morales J. Reyes K. Monteghirfo M. Roque M. Irey J. Presencia de B lactamasas de espectro extendido en dos hospitales de Lima Perú. Anales de Facultad de Medicina. An Fac Med Lima. 2005; 66(1): 24-32.