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JURADO DICTAMINADOR

Segundo Guillermo Ruiz Reyes (Presidente)

Roger Rengifo Penadillos (Miembro)

Marilú Soto Vásquez (Miembro)



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PRESENTACIÓN

Estimados Señores Miembros del Jurado:

En cumplimiento con las disposiciones vigentes emanadas del reglamento de

Grados y Títulos de la Facultad de Farmacia y Bioquímica de la Universidad Nacional

de Trujillo, sometemos a vuestra consideración y elevado criterio, la presente Tesis I

titulada: “Determinación de fitoconstituyentes de la raíz y hojas de Mimosa albida

procedentes de Conache – La Libertad”

Esperando que el jurado se sirva a calificar este trabajo según su criterio

establecido a pesar de la existencia de alguna deficiencia encontrada durante el

desarrollo del presente trabajo de investigación.

Trujillo, Noviembre de 2015

QUEZADA GARCIA, Marco W. RIVERA MARTÌNEZ, María del Pilar

AUTOR AUTOR



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DEDICATORIA

A DIOS…

Quién supo guiarme por el buen camino, darme fuerzas

para seguir adelante y no desmayar en los problemas que

se presentaban, enseñándome a encarar las adversidades

sin perder nunca la dignidad ni desfallecer en el intento

GRACIAS

Mis PADRES…

SANTOS ERASMO QUEZADA VILLARREAL Y EVA ESMERALDA

GARCIA VALDIVIEZO

Por su apoyo, consejos, comprensión, amor, ayuda en los momentos

difíciles, y por ayudarme con los recursos necesarios para estudiar.

Me han dado todo lo que soy como persona, mis valores, mis

principios, mi carácter, mi empeño, mi perseverancia, mi coraje

para conseguir mis objetivos.

GRACIAS



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MARCO WILFREDO QUEZADA GARCIA

A mis HERMANOS

DORIS, VERONICA, DEYBI, HENRY Y YASIRA

Por estar siempre presentes, acompañándome para

poderme realizar. A mi sobrina KEYSI quien ha sido y

es una mi motivación, inspiración y felicidad.

GRACIAS

A la Dra SOTO VÁSQUEZ ROXANA MARILÚ

Por su esfuerzo y dedicación, su paciencia, sus conocimientos, sus

orientaciones, su metodología de trabajar, su persistencia y sobre todo su

paciencia y su motivación han sido fundamentales a lo largo de este

periodo.

GRACIAS



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A DIOS

Por todas las bendiciones que me da cada, a través de

mis padres y profesores. Porque me permite seguir

avanzando en los proyectos trazados.

A MIS PADRES

Con mucho cariño le dedico todo mi

esfuerzo y trabajo puesto para la realización

de esta Tesis, a mis padres, quienes a lo

largo de mi vida han velado por mi bienestar

y educación siendo mi apoyo en todo

momento, por todo el amor, la paciencia y

apoyo que me brindan cada día.



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A MI ASESORA

Por los consejos brindados durante la elaboración y

ejecución del proyecto. Así mismo en la redacción del

presente informe

MARÍA DEL PILAR RIVERA MARTINEZ



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ÍNDICE

RESUMEN ................................................................................................................... i

ABSTRACT ................................................................................................................ ii

I. INTRODUCCIÓN ......................................................................................... 01

II. MATERIAL Y MÉTODO............................................................................. 07

III. RESULTADOS .............................................................................................. 20

IV. DISCUSIÓN................................................................................................... 22

V. CONCLUSIONES ......................................................................................... 34

VI. REFERENCIAS ............................................................................................ 35

VII. ANEXOS ........................................................................................................ 40



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i

RESUMEN

La finalidad del presente trabajo de investigación fue identificar los fitoconstituyentes

presentes de la raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa) procedente de Conache - La

Libertad mediante la marcha fitoquímica preliminar de Martínez y Cuellar; realizando

así la extracción de principios activos a partir de 1 Kg de Mimosa albida seco y

molido tanto en la raíz como en hojas, para luego comenzar a separar los mismos con

solventes de diferente polaridad (diclorometano, etanol y agua), a los cuales se

procedió a realizar la identificación del tipo cualitativo, haciendo uso de reactivos de

coloración y precipitación, identificándose que la raíz y hojas presentan

fitoconstituyentes como triterpenos y esteroides, flavonoides, lactonas, antocianidinas,

taninos, fenoles, catequinas, azúcares reductores, grasas y aminoácidos.

Palabras claves: Mimosa albida, fitoconstituyentes, marcha fitoquímica.



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ii

ABSTRACT

The purpose of this research was to identify present phytoconstituents root and leaves of

Mimosa albida (Tapa tapa) from Conache - La Libertad by running preliminary

phytochemical and Cuellar Martinez; thereby performing the extraction of active

ingredients from 1 kg of dried and ground Mimosa albida both root and leaves, and

then begin to separate them with solvents of different polarity (dichloromethane, ethanol

and water), to which He proceeded to make the identification of the qualitative type,

using staining reagents and precipitation, identifying the root and leaves have

phytoconstituents as triterpenes and steroids, flavonoids, lactones, anthocyanins,

tannins, phenols, catechins, reducing sugars, fats and amino acids.

Keywords: Mimosa albida, phytoconstituents, phytochemical march.



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1

I. INTRODUCCIÒN

Las plantas medicinales son vegetales que producen componentes químicos que se

denominan fitoquimicos o fitoconstituyentes, que tienen un efecto favorable sobre la

salud de los seres humanos a pesar de que no son necesarios como nutrientes especiales.

A pesar de ello son primordiales en aliviar diferentes enfermedades; es decir, tienden a

disminuir o neutralizar el desequilibrio orgánico en el organismo enfermo1,2

.

Las plantas son consideradas un laboratorio biosintético, que elabora metabolitos

primarios: proteínas, ácidos grasos, polisacáridos, carbohidratos, lípidos, triglicéridos,

etc. participando en la actividad celular de todo ser vivo, a partir de estos producen los

fitoconstituyentes a quienes se les atribuye sus propiedades terapéuticas son, sumamente

complejos y en algunos casos aún se desconoce su naturaleza química; otros son

aislados y purificados e incluso sintetizados3, 4,5

.

Los diversos fitoconstituyentes sintetizados en las plantas tenemos esteroides,

poliosidos, flavonoides, cumarinas, taninos, alcaloides, etc. Dichos compuestos difieren

por su carácter químico, estructura, potencia y concentración, lo que producen ciertos

efectos beneficiosos en el organismo para lo cual deben ser extraídos con métodos

adecuados y así conocer su acción fisiológica5.

La obtención de metabolitos secundarios de plantas es uno de los temas de mayor

interés en la actualidad con el fin de buscar y conocer de donde provienen, los diferentes

mecanismos de su producción (biosíntesis) y la utilización de estos en la planta para los

diferentes procesos que permitan su crecimiento (alimentación, mecanismos de defensa,

interacción con el medio, entre otros), la utilización de estos en reemplazo de productos

sintéticos; mostrando siempre un desarrollo del conocimiento y ayudando a entender

mejor otras ramas de la ciencia como la química, la biología y la medicina6.

Para poder determinar los fitoconstituyentes debe asegurarse la presencia de estos a

través de métodos de extracción específicos (secuencia lógica de extracción con

solventes apropiados, aplicación de pruebas de coloración y precipitación). Es así que



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2

una de las técnicas que se emplea para evidenciar la presencia de estos grupos de

fitoconstituyentes es la del Tamizaje Fitoquímico de Martínez y Cuellar, donde cada

muestra fue sometida a la acción extractiva de solventes de polaridad creciente:

diclorometano, etanol y agua7,8

.

El Perú es considerado el tercer país mega diverso del planeta, lo que implica, que en

nuestro territorio existe un gran potencial de estudio de muchas especies vegetales, 50

000 para ser exactos, lo que constituye el 20% de las especies del planeta, de las que, 2

000 han sido utilizadas con fines curativos. Las variadas condiciones climáticas y

geográficas que nuestro país ofrece, han permitido que se desarrolle esta gran diversidad

de flora, existiendo una gran cantidad de especies conocidas, así como por descubrir

(UNIDO, 2006), por lo que, urge la necesidad de estudios preliminares para poder

conocer, las que pueden tener potencial terapéutico, por lo que, es necesario estudiarlas

y conocer preliminarmente su composición fitoquímica para abrir paso a estudios más

profundos que puedan determinar a estas nuevas especies como fuentes potenciales de

nuevos fármacos. Realizar el estudio fitoquímico de la raíz y las hojas de la especie

endémica del Perú de la familia Fabaceae es el principal aporte de este trabajo8.

Las clasificaciones están hechas en cuanto a familias y especies como es el caso de la

familia Fabaceae, la cual presenta alrededor de 145 géneros y 1000 especies siendo una

de ellas la Mimosa albida conocida como “Tapa tapa”.

El género Mimosa tiene alrededor de 600 especies que viven en las regiones tropicales y

subtropicales. Son arbolillos o hierbas con o sin espinas, hojas bipinnadas, legumbres,

plantas membranosas, divididas en artejos que se separan a la madurez 9.

Mimosa albida es un arbusto de 1 m de alto, sus tallos con abundantes espinas

encorvadas, hojas pecioladas sensibles al tacto. Su distribución es desde México a Perú,

siendo encontrado el ejemplar que estudiaremos en el caserío de Conache el cual está

ubicado en el departamento de La Libertad, a una altitud de 89 m.s.n.m. En este lugar la

especie de Mimosa albida es usada tradicionalmente la hoja y la raíz como antidiarreico

y antibacteriano 10

.

La especie en estudio no registra antecedentes. No obstante su género presenta las

siguientes investigaciones:



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3

Un estudio sobre la investigación del Efecto del extracto etanólico de Mimosa púdica

(mimosa), realizado por Jorge Arroyo (2010) en Lima, encontró que esta planta presenta

alcaloides, esteroides y triterpenos, taninos, naftoquinonas, saponinas y flavonoides,

atribuyendo a este último la actividad estrogénica in vitro e in vivo11

.

Camargo (2000) realizó un proyecto sobre la descripción, distribución, anatomía,

composición química y usos de Mimosa tenuiflora (Fabaceae-Mimosoideae) en

México encontrando en la corteza de esta planta metabolitos secundarios como: taninos,

saponinas, alcaloides, lípidos, fitoesteroles, glucósidos y xilosa12

.

J.C. Rejón-Orantes, col (2012) en su trabajo de investigación Actividad antinociceptiva

en extracto acuoso de raíz de Mimosa albida Humb. &Bonpl. Ex Willd en ratones, se

comprobó que el extracto acuoso posee efectos antinociceptivos en diversos tipos de

dolor a través de mecanismos que no implican la vía sistémica opioide13

.

Dnyaneshwar D. Kokane, Rahul Y. More, y col (2009) en su estudio Evaluación de la

actividad cicatrizante de heridas de la raíz de Mimosa púdica, concluyeron que el

extracto etanólico presenta buena actividad cicatrizante probablemente por los

constituyentes fenólicos presentes14

.

Rakotomalala T, Agard C, y col; en la investigación titulada Extracto de Mimosa pigra

atenúa la hipertensión pulmonar experimental crónica. Los resultados mostraron una

acción protectora endotelial en extracto hidrometanólico de la hoja de Mimosa pigra, el

cual es probable que sea debido a su acción antioxidante puesto que contiene

flavonoides15.

Rekha R y Ekambaram K, realizaron un estudio llamado Actividad hipolipemiante de

extracto clorofórmico de hojas de Mimosa púdica. Los resultados obtenidos podrían

confirmar que la presencia de fitoconstituyentes tales como flavonoides, alcaloides y

glucósidos en el extracto de cloroformo, serían los responsables de la actividad

hipolipemiante significativa observada 16

.



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Según lo expuesto anteriormente se planteó el siguiente problema: ¿Cuáles son los

fitoconstituyentes de la raíz y hojas de Mimosa albida (Tapa tapa) procedentes de

Conache - La Libertad?

La presente investigación es de tipo descriptiva, por tanto, su hipótesis se encuentra

implícitamente sostenida en el enunciado del problema científico. Y para responder a

este problema no basamos en el desarrollo de la Marcha Fitoquímica preliminar de

Martínez y Cuellar; donde se planteó los siguientes objetivos:

- Determinar los fitoconstituyentes de la raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa)

procedentes de Conache - La Libertad



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II. MATERIAL Y MÈTODO

2.1 MATERIAL

2.1.1 Material biológico:

Raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa) procedente del caserío de

Conache, departamento de La Libertad.

2.1.2 Material de vidrio

De uso común en el Laboratorio de Farmacognosia de la Facultad de

Farmacia y Bioquímica de la Universidad Nacional de Trujillo.

2.1.3 Equipos e Instrumentos de Laboratorio:

- Balanza analítica OHAUS GA 200

- Refrigeradora Coldex RN30

- Baño María Presisterm S-140

- Estufa de Secado THELCO H.W.

- Balanza triple brazo OHAUS 700/800 series

- Cocina eléctrica Finely

- Set de tamices

- Lámpara manual UV 254 – 365 nm DESAGA

2.1.4 Material Reactivo:

- Ácido 3,5 – dinitrobenzoico

- Ácido acético glacial

- Ácido clorhídrico

- Ácido nítrico

- Ácido pícrico



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- Ácido sulfúrico

- Alcohol amílico

- Anhídrido acético

- Bicloruro de mercurio

- Carbonato de sodio anhidro

- Clorhidrato de hidroxilamina

- Cloruro férrico

- Glicerina

- Hidróxido de potasio

- Hidróxido de sodio

- Magnesio

- Ninhidrina

- Nitrato de plata

- Pentacloruro de antimonio

- Resorcina

- Subnitrato de bismuto

- Sudán III

- Sulfato cúprico pentahidratado

- Tartrato de sodio y potasio

- Tricloruro de antimonio

- Yodo

- Yoduro de potasio

2.1.5 Solventes:

- Acetona



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- Agua destilada

- Benceno

- Cloroformo

- Etanol absoluto

- Diclorometano

- Etanol 96 °GL

- Etanol 70 ° GL

- Éter dietílico

- Metanol

- Tetracloruro de carbono

2.2 MÉTODO

2.2.1. RECOLECCIÓN DE LA ESPECIE

La especie de Mimosa albida (tapa tapa) fue recolectada en el caserío de

Conache ubicado en el distrito de Laredo. Provincia de Trujillo. Región La

Libertad. A una altitud de 89 m.s.n.m. La recolección de la especie se

realizó por el método convencional o clásico de herborización,

seleccionando el material en el campo y verificando que estuviera en

buenas condiciones.

2.2.2. IDENTIFICACIÓN Y DETERMINACIÓN TAXÓMICADE LA

ESPECIE

La identificación botánica del material, estuvo a cargo del Dr. Eric

Rodríguez Rodríguez, curador del Herbarium Truxillense (HUT). El

ejemplar de la especie vegetal fue depositado en el Herbarium Truxillense

(HUT) con el código 58005 (Anexo 1).



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2.2.3. ANÁLISIS FITOQUÍMICO

2.2.3.1. PREPARACIÓN DE LA MUESTRA

2.2.3.1.1. Selección de la muestra: El material recolectado fue

trasportado al laboratorio de Farmacognosia de la

Facultad de Farmacia y Bioquímica de la Universidad

Nacional de Trujillo, en donde se eliminó las sustancias

extrañas presentes en el material vegetal y se

descartaron partes de la muestra que no reunieron las

condiciones necesarias para su utilización;

eliminándose así restos en la raíz y las hojas marchitas,

además de las que estuvieron cubiertas por hongos y

materia extraña.

2.2.3.1.2. Lavado de la droga: Luego de la separación de las

sustancias extrañas, se procedió a lavar el material

vegetal con agua potable a chorro y después con agua

destilada.

2.2.3.1.3. Secado: Una vez lavado las muestras de raíz y hojas

fueron colocados sobre papel Kraft con orificios y se

secó a temperatura 40 °C invirtiéndolas cada día hasta

peso constante.

2.2.3.1.4. Pulverización: Una vez secada las muestras de raíz y

hojas, estas se pulverizarán con ayuda de un molino.

Luego fueron sometidas a un proceso de tamizaje hasta

obtener partículas de tamaño homogéneas de 7 mm.



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2.2.3.1.5. Preparación de los extractos. Se pesaron por separado

50 g de hojas secas y raíces previamente secadas, tamizadas y

pulverizadas las cuales fueron sometidas a maceración por 48

horas, en diclorometano. Terminado el tiempo de maceración

se filtró el extracto de diclorometano y posteriormente se

guardó en frasco de color ámbar para su posterior

identificación.

El macerado de la muestra anterior (diclorometano) se llevó a

secar a la estufa de 40°C para evaporar el solvente y

posteriormente se llevó a pesar. Luego fue sometido a

maceración por 48 horas, en etanol de 70° G.L. Terminado el

tiempo de maceración se filtró el extracto etanólico, el cual se


identificación.

El macerado de la muestra anterior (etanol de 70º G.L.) se

llevó a secar a la estufa de 40°C para evaporar el solvente y

posteriormente se llevó a pesar. Luego fue sometido a

maceración por 48 horas, en agua destilada. Terminado el

tiempo de maceración se filtró el extracto acuoso, el cual se


identificación.



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2.2.3.2. TAMIZAJE FITOQUÍMICO PRELIMINAR

El Tamizaje Fitoquímico preliminar se realizó siguiendo el

método de Martínez yCuellar17

.

2.2.3.2.1. Fundamento: De acuerdo con este método, cada

muestra fue sometida a la acción extractiva de solventes

de polaridad creciente: diclorometano, etanol y agua,

modificando el pH del medio con el fin de obtener los

fitoconstituyentes de acuerdo a su solubilidad. Luego

de separar las fracciones se realizó la identificación de

los fitoconstituyentes haciendo uso de reactivos de

coloración y precipitación.

2.2.3.2.2. Método y Procedimiento: En este caso se empleó un

esquema general, el cual utilizó una extracción sucesiva

con solventes de polaridad creciente (diclorometano,

etanol y agua). De este modo, se realizó la extracción

sucesiva del material vegetal para la aplicación de

técnicas de Tamizaje fitoquímico detallado en el

esquema I (Ver Anexo 3).

Una vez obtenido los extractos, se realizó la

identificación cualitativa de los fitoconstituyentes,

mediante ensayos químicos de coloración y

precipitación. (Esquemas II, III y IV) (Ver Anexo 4, 5 y

6).



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11

En cada caso, para realizar los ensayos se procedió de

la siguiente forma:

- Ensayo de Sudán: Permitió reconocer compuestos

grasos, para ello, a la alícuota de la fracción

diclorometánica, se le añadió 1mL de una solución

diluida en agua del colorante Sudán III. Se calentó

en baño de agua hasta evaporación del solvente. La

presencia de compuestos grasos se considera

positiva cuando aparecen gotas o una película

coloreada de rojo en el seno del líquido o en las

paredes del tubo de ensayo.

- Ensayo de Dragendorff: Permitió reconocer la

presencia de alcaloides, para ello, cuando la alícuota

del extracto estuvo disuelta en el solvente orgánico,

este seevaporó en baño de agua y el residuo se

redisolvió en 1mL de ácido clorhídrico al 1%. Con

el extracto acuoso, a la alícuota se le añadió I gota

de ácido clorhídrico concentrado, (calentando

suavemente y dejando enfriar); con esta solución

acuosa ácida se realizó el ensayo añadiéndosele III

gotas del reactivo de Dragendorff. Se considera un

ensayo positivo de opalescencia (+), turbidez (++) y

precipitado (+++).



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- Ensayo de Mayer: Se realizó según la forma

descrita anteriormente, hasta la obtención de la

solución acuosa ácida. Se añadió luego, una pizca de

cloruro de sodio en polvo, se agitó y filtró. Se añadió

III gotas de la solución reactiva de Mayer. Se

considera un ensayo positivo de opalescencia (+),

turbidez (++) y precipitado (+++).

- Ensayo de Wagner: Se procedió al igual que en los

casos anteriores de la solución acuosa ácida; se

añadió III gotas del reactivo de Wagner. Se

considera un ensayo positivo de opalescencia (+),

turbidez (++) y precipitado (+++).

- Ensayo de Baljet: Permitió reconocer la presencia

de Cumarinas. Para ello, cuando la alícuota del

extracto no se encontró en alcohol, se evaporó el

solvente en baño de agua y se redisolvió en la menor

cantidad de alcohol (1mL). En estas condiciones se

adicionó 1mL del reactivo, considerándose un

ensayo positivo la aparición de coloración (+) o

precipitado rojo (++).

- Ensayo de Borntrager: Permitió reconocer la

presencia de quinonas. Por ello, como la alícuota del

extracto no se encontró en cloroformo, el solvente se

evaporó en baño de agua y el residuo se redisolvió



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en 1mL de cloroformo. Se agregó 1mL de hidróxido

de sodio e hidróxido de potasio Se agitó mezclando

las fases y se dejó en reposo hasta su ulterior

separación. El ensayo se considera positivo cuando

la fase acuosa alcalina (superior) se colorea de

rosado (++) o rojo (+++).

- Ensayo de Lieberman-Burchard: Permitió

reconocer la presencia de triterpenos y/o esteroides.

Para ello, como la alícuota del extracto no se

encontró en cloroformo, el solvente se evaporó en

baño de agua y el residuo se redisolvió en 1mL de

cloroformo. Se adicionó 1mL de anhídrido acético y

se mezcló bien. Por la pared del tubo de ensayo se

dejó resbalar III gotas de ácido sulfúrico

concentrado sin agitar. Un ensayo positivo se ha de

reconocerse por un cambio rápido de coloración. El

ensayo se considera positivo por el cambio rápido de

coloración rosado-azul (muy rápido), verde intenso-

visible (rápido) y verde oscuro-negro (final de

reacción). Importante: Para realizar este ensayo no

puede haber agua en el medio de reacción, pues ésta

con el ácido sulfúrico reacciona de forma violenta y

puede ocurrir un accidente.



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- Ensayo de Catequinas: Para ello se tomó I gota del

extracto alcohólico, y con la ayuda de un capilar se

aplicó sobre papel filtro. Posteriormente sobre la

mancha se aplicó solución de carbonato de sodio. La

reacción se considera positiva cuando apareció una

mancha verde carmelita al exponerla a la luz UV.

- Ensayo de Resinas: Para detectar este tipo de

compuesto, se añadió a 2 mL de la solución

alcohólica, 10mL de agua destilada. La aparición de

un precipitado indica un ensayo positivo.

- Ensayo de Fehling: Permitió reconocer en un

extracto la presencia de azúcares reductores. Para

ello, como la alícuota del extracto no se encontró

solamente en agua, se evaporó el solvente en baño

de agua y el residuo se redisolvió en 2 mL de agua.

Se adicionó 2 mL del reactivo y se calentó en baño

de agua por 8 minutos. El ensayo se consideró

positivo cuando la solución se colorea de rojo o

aparece precipitado rojo.

- Ensayo de la Espuma: Permitió reconocer la

presencia de saponinas. De modo que cuando la

alícuota se encontró en alcohol, se diluyó con cinco

veces su volumen en agua y se agitó dicha mezcla

fuertemente durante 8 minutos. El ensayo se



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considera positivo si apareció espuma en la

superficie del líquido de más de 2 mm de altura y

persistente por más de 2 minutos.

- Ensayo de Cloruro férrico: Permitió reconocer la

presencia de compuestos fenólicos y/o tanino. En el

extracto alcohólico, el ensayo determinó tanto

fenoles como taninos. Para ello, a una alícuota del

extracto alcohólico se le añadió III gotas de una

solución de tricloruro férrico al 5% en solución

salina fisiológica. En el extracto acuoso, el ensayo

determinó fundamentalmente taninos. Para ello, a

una alícuota del extracto se añadió acetato de sodio

para neutralizar y III gotas de una solución de

tricloruro férrico al 5% en solución salina

fisiológica. El ensayo positivo cuando la solución

desarrolla: Coloración rojo-vino: compuestos

fenólicos en general; coloración verde intensa:

taninos del tipo pirocatecólicos; Coloración azul:

taninos del tipo pirogalotánicos.

- Ensayo de la Ninhidrina: Permitió reconocer la

presencia de aminoácidos libres o de aminas alcohol

en general. Se tomó una alícuota del extracto

alcohólico, o el residuo de la concentración en baño

de agua, si el extracto se encuentra en otro solvente



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orgánico, se mezcló con 2mL de solución al 2% de

ninhidrina. La mezcla se calentó 7 minutos en baño

de agua. Este ensayo se considera positivo cuando se

desarrolló un color azul violáceo.

- Ensayo de Shinoda: Permitió reconocer la

presencia de flavonoides. Cuando la alícuota del

extracto se encontró en alcohol, se diluyó con 1mL

de ácido clorhídrico concentrado y un pedacito de

cinta de magnesio metálico. Después de la reacción

se esperó 5minutos, se añadió 1 mL de alcohol

amílico, se mezclaron las fases y se dejó reposar

hasta que se separaron. Cuando la alícuota del

extracto se encontró en agua, se procedió de igual

forma, a partir de la adición del ácido clorhídrico

concentrado. El ensayo se considera positivo cuando

el alcohol amílico se coloreó de amarillo, naranja,

carmelita o rojo; intensos en todos los casos.

- Ensayo de Kedde: Permitió reconocer en un

extracto la presencia de glucósidos cardiotónicos.

Una alícuota del extracto alcohólico se mezcló con 1

mL del reactivo y se dejó reposar durante 7 minutos.

Un ensayo se consideró positivo cuando se

desarrolla una coloración violácea persistente

durante 1 a 2 horas.



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- Ensayo de Antocianidinas: Permitió reconocer la

presencia de flavonoides de estructura C6-C3-C6.

Para ellos, se calentó 2mL del extracto alcohólico

por 10minutos con 1mL de ácido clorhídrico

concentrado. Se dejó enfriar y se añadió 1mL de

agua y 2 mL de alcohol amílico. Se agitó y se dejó

separar las dos fases. La aparición de color rojo a

marrón en la fase amílica se consideró un ensayo

positivo.

- Ensayo de Mucílagos: Permitió reconocer la

presencia de una estructura tipo polisacárido, el cual

forma un coloide hidrófilo de alto índice de masa

que aumenta la densidad del agua donde se extrae.

Para ello una alícuota del extracto se enfrió en agua

de 0 a 5 ºC y cuando la solución tomó una

consistencia gelatinosa el ensayo se considera

positivo.

En el estudio Fitoquímico se buscó los siguientes componentes:

Alcaloides, Aminoácidos, Antocianidinas, Azúcares Reductores,

Catequinas, Compuestos grasos, Cumarinas, Esteroides, Fenoles,

Flavonoides, Glicósidos cardiotónico, Lactonas, Mucílagos,

Quinonas, Resinas, Saponinas, Taninos y Triterpenoides.



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2.2.3.3.1 TRATAMIENTO DE RESULTADOS

Los resultados se reportaron en cuadros utilizados del programa

Microsoft Office ®, donde se indica la ausencia (-) o presencia

(+) de los fitoconstituyentes.



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III. RESULTADOS

TABLA 1: Fitoconstituyentes identificados en raíz de Mimosa albida (Tapa tapa).

Leyenda:

IDENTIFICACIÓN: INTENSIDAD*

Positiva : + Baja : +

Negativa : - Moderada : ++ Alta : +++

RAÍZ DE Mimosa albida

FITOCONSTITUYENTES ENSAYO EXTRACTO

DICLOROMETANO ETANOLICO 70º ACUOSO

ALCALOIDES

Dragendorff - - - Wagner - - - Mayer - - -

TRITERPENOS Y ESTEROIDES

Lieberman-Burchard

+++

+++

FLAVONOIDES Shinoda + + Antocianidinas +

LACTONAS Baljet - +++

COMPUESTOS FENOLICOS FeCl3 +++ +

AMINOÁCIDOS O AMINAS Ninhidrina +

QUINONAS Bortranger -

GLUCÓSIDOS CARDIOTÓNICOS Kedde -

SAPONINAS Espuma - -

RESINAS Resinas -

AZÚCARES REDUCTORES Fehling ++ +

CATEQUINAS Catequinas +

GRASAS Sudán + +

POLISACÁRIDOS Mucilagos -

TANINOS Gelatina +



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TABLA 2: Fitoconstituyentes identificados en las hojas de Mimosa albida (Tapa tapa).

Leyenda:

IDENTIFICACIÓN: INTENSIDAD*

Positiva : + Baja : +

Negativa : - Moderada : ++

Alta : +++

HOJA DE Mimosa albida

FITOCONSTITUYENTES ENSAYO EXTRACTO

DICLOROMETANO ETANOLICO 70º ACUOSO

ALCALOIDES

Dragendorff - - - Wagner - - - Mayer - - -

TRITERPENOS Y ESTEROIDES Lieberman +++ +++

FLAVONOIDES Shinoda + + Antocianidinas +

LACTONAS Baljet - +++

COMPUESTOS FENÓLICOS FeCl3 +++ +

AMINOÁCIDOS Ninhidrina +

QUINONAS Bortranger -

GLUCÓSIDOS CARDIOTÓNICOS Kedde -

SAPONINAS Espuma - -

RESINAS Resinas -

AZÚCARES REDUCTORES Fehling ++ +

CATEQUINAS Catequinas +

GRASAS Sudán + +

POLISACÁRIDOS Mucilagos -

TANINOS Gelatina +



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IV. DISCUSION

El tamizaje fitoquímico o “screening” fitoquímico es una de las etapas iniciales de la

investigación fitoquímica, que permite determinar cualitativamente los principales

grupos de constituyentes químicos presentes en una planta y, a partir de allí, orientar la

extracción y/o fraccionamiento de los extractos para el aislamiento de los grupos de

mayor interés4.

En el presente trabajo se realizó la identificación preliminar de los fitoconstituyentes

presentes en las hojas y raíz de mimosa albida (Tapa tapa); los cuales son identificados

mediante el desarrollo del Tamizaje Fitoquímico de Martínez y Cuellar a partir de los

extractos obtenidos de dicho tamizaje y sus respectivos ensayos cualitativos a los que

fueron sometidos.

El tamizaje Fitoquímicoconsistió en extraer los fitoconstituyentes según orden de

polaridad ascendente (diclorometano, alcohol 70º y agua),debido a que las células de

donde se los ha de extraer, constituyen sistemas hidrofílicos internos, donde se

encuentran los primeros, inmersos dentro de una vesícula, que consta de una membrana

lipofílica. Cuando se pulveriza la droga, se rompen las paredes y membranas celulares,

dejando libres las vesículas que almacenan a los metabolitos. Es así, que se partió con

solventes de polaridad creciente (diclorometano, etanol y agua) puesto que el

diclorometano, al ponerse en contacto con la droga pulverizada, va a difundirse

fácilmente por la membrana vesicular, disolviéndola a su paso y extrayendo los

principios activos de polaridad semejante (lipofílicos); este solvente, no extrae aquellos

metabolitos secundarios unidos no covalentemente a sistemas hidrofílicos (proteínas,

péptidos) en el citoplasma expuesto; sino que se repele con estos últimos18,8

.

La extracción de los fitoconstituyentes se logró realizar al poner en contacto las

muestras de raíz y hojas con los diferentes solventes de diferente polaridad, a

determinadas condiciones, logrando así solubilizar los fitoconstituyentes que estén

presentes, permitiendo su separación y su extracción, para posteriormente detectar

cualitativamente la presencia de determinados grupos de fitoconstituyentes mediante la

formación de precipitados, coloraciones, etc.17

.



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La polaridad, es la habilidad de las moléculas de interactuar de distintas formas

(comportamiento intramolecular de los fitoconstituyentes y solventes) cuantas más

formas de interactuar tenga el solvente, más polar será. Es una propiedad inherente a

cada molécula que más importancia tiene sobre la solubilidad, de ésta forma se cumple

la regla general de que lo semejante disuelve lo semejante, es decir, una sustancia polar

se disolverá en un solvente polar, así mismo una sustancia no polar se disolverá en un

solvente no polar 6,17,19

.

El etanol, como solvente de polaridad intermedia, extrae los metabolitos afines; su labor

se ve facilitada por la secuencia del procedimiento: el diclorometano ya disolvió las

membranas vesiculares, tal es así que solo se remite a romper las interacciones que

mantienen atraídos (no unidos) a los principios activos, hacia los sistemas hidrofílicos.

Finalmente, el agua extrae los principios activos más hidrosolubles, debido a su elevada

polaridad; esta es capaz de extraerlos en sus formas ionizadas, situación que escapa a las

particularidades de los solventes anteriores20

.

La identificación cualitativa de los fitoconstituyentes usa extracciones sucesivas con

solventes de diferente polaridad, en este caso: diclorometano, etanol 70° y agua

respectivamente; estos solventes penetran en la droga vegetal y disuelven las sustancias,

luego se conserva a baja temperatura; y se lleva a polaridad creciente para facilitar la

solubilidad de principios activos que contiene la droga cruda18

.

El inicio de la extracción de los fitoconstituyentes se realiza con el uso del

diclorometano (solvente de baja polaridad) al poner en contacto con las muestras

trituradas de raiz y hojas respectivamente, extrayendo los principios activos de

polaridad semejante (lipofilicos); por ende los fitoconstituyentes como las proteínas y

péptidos no son extraídos en el citoplasma expuesto, sino que solamente se repelen21

.

Posteriormentelas muestras (raíz y hojas) se puso en contacto con el solvente de

polaridad intermedia etanol 70º, quien extrae fitoconstituyentes afines ya que su labor se

ve facilitada por la disolución previa de las vesículas por acción del diclorometano en la

primera extracción, por lo que permite romper solo las interacciones que aún se



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mantienen atraídas (no unidos) a los principios activos hacia los sistemas hidrofilicos.

Por la mayor cantidad de fitoconstituyentes que extrae este solvente y por combinación

de propiedades (ofrece la capacidad de formar enlaces de hidrógeno, ceder pares de

electrones debido al grupo que esté presente, poseen un extremo lipófílo que puede

ayudar a la solvatación de sustratos orgánicos) se puede considerar el mejor22,23

.

Finalmente las muestras (raíz y hojas) se puso en contacto con el solvente de elevada

polaridad que fue el agua, este se encarga de extraer fitoconstituyentes mas

hidrosolubles, por lo que es capaz de extraerlos en forma ionizadas diferencia que tiene

de los otros solventes anteriores, al poseer un numero grande de enlaces hidrogeno;

surgiendo así la interacción dipolo-dipolo22,23

.

En la tabla 1 y 2 se observan los resultados del tamizaje fitoquímico realizado a las

hojas y raíces de la especie Mimosa albida, notándose una gran variedad de

metabolitos, entre ellos los compuestos fenólicos, los cuales se evidenciaron con la

aparición de color verde al reaccionar con tricloruro férrico, identificados con mayor

intensidad en el extracto etanolico en comparación con el extracto acuoso tanto para las

muestras de raíz y hojas.

También se identificaron a los flavonoides, los cuales dieron reacción positiva con el

reactivo de Shinoda dando coloraciones de anaranjado a rojo en la fase amílica.Los

flavonoides son los metabolitos que dan coloraciones a las plantas por eso son

considerados pigmentos naturales, encontrándose generalmente en las flores, frutos y

hojas fundamentalmente en forma de glicósidos, lo que les infiere una alta solubilidad

en agua y disolventes polares, la cual se incrementa por la alta polaridad de sus

estructuras. Los flavonoides protegen a las células de exceso de, radiación ultravioleta,

que se acumulan en las capas epidérmicas de las hojas y tallos, además de ser

moduladores del trasporte polar de auxinas. Los flavonoides, han sido empleados para la

reducción de la fragilidad capilar, protección frente a estados tóxicos agudos, en

terapéutica estrogénica e inflamatoria por su acción similar a la cortisona. Además, son



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usados como antioxidantes, antivirales, antidiarreicos, antihelmínticos y citostáticos.

Asimismo, se evidenció la presencia de antocianidinas, dando una coloración rojo a

marrón en la fase amílica, estos son un tipo de flavonoides responsables de la mayoría

de los colores rosa, rojo, morado y azul en las plantas y se encuentran acumulados en las

vacuolas de la célula. Debido a que colorean flores y frutos, las antocianinas son muy

importantes en la atracción de animales para la polinización y la dispersión de las

semillas. Estos metabolitos, han sido reportados como anticancerígenos, antitumorales,

antiinflamatorios y antidiabéticos 4,7,17,25,26

.

Por otro lado, se encontró catequinas en el extracto etanólico de los órganos de las

especies estudiadas, las cuales dieron una mancha verde carmelita a la luz ultravioleta,

indicándonos un ensayo positivo. Estos metabolitos, también son un tipo de flavonoide

y presentan propiedades antioxidantes, antidiabéticas, antiinflamatorias,

inmunoestimulantes 17

.

Otro compuesto fenólico encontrado tanto en las muestras de hojas y raíces, son los

taninos, los cuales dieron precipitado blanco al reaccionar con gelatina. Estos

metabolitos secundarios son de sabor amargo, astringentes, que precipitan las proteínas

y alcaloides. Los taninos están ampliamente distribuidos en muchas especies de plantas,

donde juegan un papel importante para disuadir a los animales de su consumo y también

en la regulación del crecimiento vegetal y se encuentran en hojas, brotes, semillas,

raíces, tallo y tejidos de diversas plantas. Estos metabolitos son un amplio grupo de

compuestos polifenólicos hidrosolubles, capaces de precipitar las proteínas y de formar

sales con los alcaloides. Como consecuencia, sus principales propiedades son su

capacidad de curtir la piel y su astringencia.Se caracterizan por poseer acciones

antidiarréicas, astringentes, cicatrizantes y hemostáticas. Existen dos tipos de taninos,

los hidrolizables, también denominados gálicos o pirogálicos (ésteres de monosacáridos

con el ácido gálico, que es un ácido fenol simple) y los catéquicos o condensados o

proantocianidinas (polímeros formados por condensación de catequinas y

leucoantocianos)27,28

.

Por otro lado, las lactonas, se evidenciaron en las hojas y raíces de la planta en

estudio,las cuales reaccionaron con Baljet dando coloración roja. Estos metabolitos le



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confieren actividades insecticidas y puede ser utilizada en terapia de reemplazo

hormonal en mujeres posmenopáusicas. Según los resultados, las lactonas de naturaleza

sesquiterpénica se obtuvieron, de acuerdo a su intensidad de coloración, en mayor

proporción en el solvente de más baja polaridad; resultando menor en etanol y nula en el

agua. Esto justifica la presencia de lactonas muy lipofílicas, las cuales están poco

fusionadas, en contraposición con las solubles en agua, que poseen sustituyentes

hidrofílicos. Cabe resaltar, también que las lactonas pueden estar en forma de

glucósidos; pero éstos son muy inestables (Glucósidos lactónicos) y que se pudieron

destruir en el tratamiento previo de la droga, a la marcha fitoquímica. Tal es así que no

aparecieron en el extracto acuoso 18,29,30

.

Respecto a los triterpenos y esteroides, estos se han identificado en las muestras de

hojas y raíces; tanto para los extractos de diclorometano y etanolico, los cuales dieron

reacción positiva con el reactivo de Liebermann-Burchard dando coloraciones de rojo

(triterpenos) y color azul verdoso (esteroides). Los esteroides biogenéticamente están

relacionados a los triterpenos. Los esteroides son compuestos fundamentales en la

estructura vegetal. Los triterpenos son compuestos de 30 átomos de carbono producidos

por ciclación del escualeno, los cuales se consideran liposolubles. La reacción de

Liebermann-Burchard es típica de los triterpenos y esteroides que contienen dos dobles

enlaces conjugados, en un mismo anillo, en dos anillos adyacentes o un doble en un

anillo adyacente con un grupo hidroxilo. Esta reacción es típica de los ciclos fusionados

que contienen dos dobles enlaces conjugados, en un mismo anillo, en dos anillos

adyacentes o un doble en un anillo adyacente con un grupo hidroxilo. La reacción debe

realizarse en medio absolutamente anhidro, ya que, al existir moléculas de agua, estas

reaccionan con el anhídrido acético, anulando de esta manera la formación de un agente

oxidante, muy necesario para la efectividad del ensayo en mención 18,31,32

.

El Cloroformo solubiliza a la muestra, favoreciendo la captación de algunas moléculas

de agua presentes, debido a que es un solvente inmiscible, que absorbe el agua y el

ácido sulfúrico, reacciona con el anhídrido acético, dando lugar a la liberación de

hidrogeniones, los cuales catalizan la dimerización del triterpeno inicial y además, la

generación de Trióxido de azufre, el agente oxidante que promoverá una deslocalización

generalizada y, con ello la generación de un compuesto coloreado 18,31,32

.



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Por otro lado, también se evidencia la presencia de grasas en las hojas y raíces de la

especie en estudio. Estos, se identificaron mediante el ensayo de Sudan III; método

utilizado generalmente para demostrar la presencia de grasas mediante tinción de

triglicéridos, aunque también tiñe otros lípidos. Pertenece al grupo de colorantes

indiferentes, que son aquellos que no tienen afinidad por estructuras ácidas o básicas.

Son insolubles en el agua y tiñen aquellas sustancias que tienen un poder de disolución

superior al del líquido empleado para preparar la solución colorante.Los colorantes para

grasas son más solubles en las propias grasas que en el medio en el que van disueltos.

Así, al bañar la grasa con la solución del colorante, éste tiende a disolverse en la grasa

que se va cargando del colorante. Por regla general estos colorantes siempre van en

solución alcohólica o bien en una mezcla de alcohol/acetona o alcohol/agua 34,35,36

.

El ensayo para azúcares reductores resultó positivo; en los extractos etanólico y acuoso.

Esta situación está más que justificada porque dichos azúcares se caracterizan por ser de

naturaleza altamente polar, debido al marcado número de grupos funcionales hidroxilo

(-OH) que poseen. Éstos, según su estructura de Fisher (forma abierta) poseen un grupo

carbonilo en el primer o segundo carbono o según la cíclica, un Carbono anomérico, el

cual es altamente reactivo. En el ensayo se utilizó reactivos diferentes, el llamado

Fehling A, que es una solución acuosa de sulfato de cobre (II) y el Fehling B, que

contiene hidróxido de sodio y tartrato de sodio y potasio; la función de este último es

formar un quelato con el Cu2+

y evitar que este ion sea precipitado por los iones

hidróxido. Al mezclarlos, se genera el tartrato de cobre (II), éste va a reaccionar con la

forma abierta del azúcar reductor, específicamente con el grupo aldehído (que en las 2-

hidroxicetonas, puede producirse por una tautomería). Como productos se va a llevar a

la oxidación del grupo aldehído, hacia el carboxílico correspondiente y un metal con su

mínimo estado positivo de oxidación (Cu1+

). Esta peculiar forma del metal se

caracteriza por presentar un color rojo-ladrillo, característico de una reacción positiva

para dicho ensayo 37

.

Los aminoácidos y aminas libres, se pudo evidenciar cualitativamente (según su

intensidad de la coloraciónque varía de azul a violeta intenso) en los extractos etanólico

y acuoso. La mayor intensidad se manifestó en el extracto etanolico; hecho que sugiere

una mayor proporción de aminoácidos y/o aminas de naturaleza semejante. Los



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aminoácidos libres constituyen el grupo de los aminoácidos no proteicos, cuya función

no se conoce muy bien, así como la de la mayoría de los metabolitos secundarios. Éstos

se caracterizan por ser de mediana a elevada polaridad; debido a que poseen los grupos -

amino y carboxílico; los cuales le confieren una polaridad relativa; la naturaleza total,

va de la mano con la cadena lateral, que puede resultar hidrofóbica, para nuestro

estudio. La ninhidrina empleada para esta determinación, es un reactivo que, sometido a

la acción de aminoácidos y/o aminas primarias, sufre un proceso de desaminación

oxidativa, facilitado por el calor, seguida de la formación de una base de Schiff,

altamente deslocalizada y muy coloreada 37,38

.

En un estudio realizado en el Departamento de Química Farmacéutica Chilukur Balaji,

India; sobre el aislamiento de componentes químicos delextracto de la hoja de Bauhinia

variegata una especie de planta perteneciente a la familia Fabaceae, donde se expuso a

diferentes extractos como extracto de petróleo etéreo, extracto de cloroformo, extracto

de acetona-agua y extracto acuoso, se concluye que se realizó estudios fitoquímicos

preliminares de plantas seleccionadas se encontró que el extracto metanólico contiene

flavonas, glucósidos flavonoides y taninos con diversos extractos39

.

En un estudio realizado en el departamento de Zoología de la Facultad de Ciencias,

Universidad Annamalai, Annamalainagar, (TN) – India; sobre Estudios fitoquímicos y

HPTLC de extracto metanólico de Tinctoria Indigofera (Fabaceae). Se realizó

Tamizaje fitoquímico preliminar se reveló la presencia de azúcares, taninos, polifenoles,

alcaloides, aminoácidos, triterpenoides, saponinas, flavonoides40

.

En una revisión de estudios fitoquímicos, etnomédicos y farmacológicos sobre género

Sophora, Fabaceae; realizado en el departamento de Farmacognosia, Nalanda Colegio

de Farmacia de la India, departamento de Farmacología de la Facultad de Farmacia de

Nalanda, India. El artículo revisa la etnofarmacología, las actividades biológicas y los



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compuestos químicos correlacionados de género Sophora, Fabaceae. Más de 300

compuestos se ha aislado, entre ellos los principales son alcaloides quinolizidínicos

particularmente matrine y oxymatrine y flavonoides particularmente prenylated e

isoprenylated flavonoides 41

.



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V. CONCLUSIONES

1. La raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa) procedentes de Conache,

región La Libertad presenta los siguientes fitoconstituyentes: triterpenos y

esteroides, flavonoides, lactonas, antocianidinas, taninos, fenoles,

catequinas, azúcares reductores, grasas y aminoácidos.



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34

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http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0102-

695X2012000500029&lng=pt&nrm=iso&tlng=en



http://www.phytojournal.com/vol4Issue1/Issue_may_2015/4-2-12.1.pdf

http://www.phytojournal.com/vol4Issue1/Issue_may_2015/4-2-12.1.pdf

BIBLIO

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BIBLIO

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ANEXO N° 01: Fotografía de ejemplar del Herbarium Truxillensis (HUT) de la

especie mimosa albida (tapa tapa).

}



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ANEXO N° 02

Fotografías de la investigación realizada

Fig. 1:muestras de extractos de las hojas y raices de mimosa albida(tapa tapa)

Fig. 2:Extractos de la raiz y hojas deMimosa albida(Tapa tapa)



BIBLIO

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ANEXO N° 03:

ESQUEMA I

EXTRACCIÓN SUCESIVA DEL MATERIAL VEGETAL PARA LA APLICACIÓN DE

TÉCNICAS DE TAMIZAJE FITOQUÍMICO

Extraer con 150 mL de diclorometano por maceración durante 48 horas a

temperatura ambiente

FILTRAR

EXTRACTO DE DICLOROMETANO

Medir volumen y calcular concentración

RESIDUO SÓLIDO Pesar y secar

EXTRAER CON 3 VECES EL PESO DEL RESIDUO EN

VOLUMEN CON ETANOL DE 70º POR MACERACIÓN DURANTE

48 HORAS

FILTRAR


EXTRAER CON 3 VECES EL PESO DEL RESIDUO EN VOLUMEN CON AGUA

DESTILADA POR MACERACIÓN

FILTRAR

EXTRACTO ALCOHÓLICO DE 70º


EXTRACTO ACUOSO



MATERIAL VEGETAL 50 g



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39

ANEXO N° 03: ESQUEMA II

REACCIONES A REALIZAR EN EL EXTRACTO DE DICLOROMETANO

EXTRACTO DE ÉTER DIETÍLICO

DIVIDIR EN FRACCIONES

5 mL

ENSAYO DE SUDAN

(Compuestos Grasos)

15mL (dividido en 3

porciones)

ENSAYOS DE

DRAGENDORFF

MAYER Y WAGNER

5mL

ENSAYO DE

LIEBERMANN-

BUCHART

(Triterpenos -

Esteroides)

5 mL

ENSAYO DE

LIEBERMANN-

BUCHART

(Triterpenos y/o

Esteroides)

5 mL ENSAYO DE

BALJET

(Lactonas y Cumarinas)

15 mL (dividido en 9porciones)

ENSAYOS DE

DRAGENDORFF, MAYER Y

WAGNER

(Alcaloides)

EXTRACTO DE DICLOROMETANO



BIBLIO

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ANEXO N° 04: ESQUEMA III

REACCIONES A REALIZAR EN EL EXTRACTO ALCOHÓLICO AL 70º

EXTRACTO ALCOHÓLICO


1 mL ENSAYO

DE CATEQUINAS

2 mL

ENSAYO DE

RESINAS

2 mL

ENSAYO DE FELHING (Azúcares

reductores)

2 mL ENSAYO DE

BALJET (Lactonas)

2 mL

ENSAYO DE LIEBERMAN-BOURCHARD (Triterpenos y Esteroides)

2 mL ENSAYO DE

ESPUMA (Saponinas)

2 mL ENSAYO DE

FeCl3 (Fenoles y Taninos)

2 mL ENSAYO DE NINHIDRINA

(Aminoácidos y Aminas)

2 mL ENSAYO DE

BORNTRAGER (Quinonas)

2 mL ENSAYO DE

KEDDE (Glicósidos

Cardiotónicos)

2 mL ENSAYO DE

SHINODA (Flavonoides)

2 mL ENSAYO DE

ANTOCIANIDINA (Flavanoides)

6 mL en 3 porciones

ENSAYOS DE DRAGENDORFF,

MAYER Y WAGNER

(Alcaloides)



BIBLIO

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ANEXO N° 05: ESQUEMA IV

REACCIONES A REALIZAR EN EL EXTRACTO ACUOSO

6mL en 3 porciones

ENSAYO DE DRAGENDORFF, MAYER Y WAGNER

(Alcaloides)

2mL ENSAYO DE CLORURO FÉRRICO

(Taninos)

2 mL

ENSAYO DE SHINODA

(Flavonoides)

2mL ENSAYO DE FEHLING (Azúcares Reductores)

2 mL

ENSAYO DE ESPUMA

(Saponinas)


10mL ENSAYO DE MUCILAGOS

(Polisacáridos)

I ó II gotas ENSAYO DE

PRINCIPIOS AMARGOS Y ASTRINGENTES

EXTRACTO ACUOSO



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ANEXO N° 06

MARCHA FITOQUÍMICA DE LOS EXTRACTOS

A. Fitoconstituyentes identificados en la raíz de Mimosa albida (Tapa tapa)

Fig. 1: Reacciones químicas del extracto de diclorometano de la raíz de Mimosa albida

(Tapa tapa)



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Fig. 2.: Reacciones químicas del extracto etanólico de laraíz de Mimosa albida (Tapa

tapa)



BIBLIO

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44

Fig. 3.: Reacciones químicas del extracto etanólico de la raíz de Mimosa albida (Tapa

tapa)



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Fig. 4.: Presencia de Catequinas del extracto etanólico de la raiz demimosa albida

(Tapa tapa)frente a luz UV (366nm)



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B. Fitoconstituyentes identificados en las hojas de Mimosa albida (Tapa tapa)

Fig. 5: Reacciones químicas del extracto de diclorometano de las hojas de Mimosa

albida (Tapa tapa)



BIBLIO

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Fig. 6: Reacciones químicas del extracto etanólico de las hojasde Mimosa albida (Tapa

tapa)



BIBLIO

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48

Fig. 7: Reacciones químicas del extracto etanólico de las hojas de Mimosa albida (Tapa

tapa)



BIBLIO

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49

Fig. 4.: Presencia de Catequinas del extracto etanólico de las hojas de Mimosa albida

(Tapa tapa) frente a luz UV (366nm)



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ANEXO 7: REACCIONES DE IDENTIFICACIÓN

REACCION DEL TRICLORURO FÉRRICO (para identificar fenoles y taninos)



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BIBLIO

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52

REACCIÓN DE SHINODA (para identificar flavonoides)



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54

REACCIÓN DE LIEBERMAN - BURCHARD (para identificar esteroides)

REACCIÓN DE BORNTRÄGER (para identificar quinonas)



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REACCIÓN DE DRAGENDORFF (para identificar alcaloides)



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REACCIÓN DE MAYER (para identificar alcaloides)

REACCIÓN DE WAGNER (para identificar alcaloides)



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