manual de procedimiento de pediatria 2010

Hospital Universitario Virgen Macarena y Área Manual de Procedimientos en Pediatría

Aprobado por la Comisión de Procesos, Protocolos y Normalización Versión 01. Febrero 2010

Página 1

Aprobado por la Comisión de Procesos, Protocolos y Normalización

Versión 01. Febrero 2010



Página 2

Manual de Procedimientos en Pediatría

HOSPITAL UNIVERSITARIO VIRGEN MACARENA Y ÁREA



Página 3

ÍNDICE GENERAL

Página

• Introducción 4

• Aislamiento de contacto 5

• Aislamiento de contacto en neonatos 7

• Aislamiento de gotitas 9

• Aislamiento protector 10

• Aislamiento respiratorio 11

• Arteria umbilical: canalización 12

• Catéter corto venoso periférico en pediatría: inserción y mantenimiento 15

• Catéter venoso periférico en pediatría: técnica de retirada 19

• Desinfección de manos con solución alcohólica 21

• Exanguinotransfusión en neonatos 22

• Fisioterapia respiratoria en pediatría: percusión 25

• Fondo de ojo: examen en pediatría 27

• Fototerapia neonatal 29

• Hemocultivos: extracción en pacientes pediátricos 32

• Lavado rutinario de manos 36

• Punción lumbar en paciente pediátrico 37

• Recogida de orina con bolsa perineal 42

• Reservorio venoso: punción para perfusión continua en pacientes pediátricos 44

• Reservorio venoso subcutáneo en Pediatría: extracción de muestra sanguínea 49

• Reservorio venoso subcutáneo en Pediatría: retirada de aguja y sellado 53

• Uso correcto de guantes higiénicos 56

• Vena umbilical: canalización 57



Página 4

INTRODUCCIÓN

En La Carta Europea de los Derechos del Niño Hospitalizado (13 de mayo de 1986) podemos leer

“Derecho a recibir, durante su permanencia en el hospital, los cuidados prodigados por un personal

cualificado”. Para garantizar este derecho, los profesionales que nos dedicamos a cuidarlos y tratarlos

cuando están hospitalizados, debemos buscar instrumentos de apoyo que nos ayuden a proporcionar unos

cuidados de calidad, acordes con las particularidades propias de la infancia y como no podría ser de otra

forma, centrados en el usuario, en los niños y niñas.

Son estos motivos suficientes para dedicarles a ellos unos protocolos específicos de actuación

que sirvan de refuerzo a la calidad científico técnica de los profesionales y así contribuir a la calidad

asistencial que prestamos a los niños y niñas.

El Manual de Procedimientos en Pediatría, elaborado por un equipo multidisciplinar del Servicio

de Pediatría del Hospital Universitario Virgen Macarena, recoge procedimientos y protocolos contrastados

con la evidencia científica disponible, con el objetivo de unificar criterios y por tanto disminuir la

variabilidad en la práctica clínica diaria.

Se muestra como un instrumento de consulta a disposición de todos los profesionales implicados

en la atención del niño, siendo también una herramienta útil como parte del plan de acogida a los nuevos

profesionales.

Los autores y colaboradores de este Manual hemos pretendido que el contenido sea

eminentemente práctico, reuniendo de forma breve y concisa una descripción de distintos procedimientos,

para que rápida y fácilmente se pueda recordar aspectos prácticos de las distintas actuaciones cuando la

ocasión lo requiera. De esta forma se les facilita a los profesionales ofrecer una atención sanitaria segura,

efectiva, eficiente, adecuada, equitativa, continua y, por supuesto, satisfactoria.

Por último, añadir que el presente Manual es un documento dinámico, abierto a nuevas

actualizaciones (basadas en la evidencia científica) de los procedimientos ya incluidos, a la incorporación

de nuevos procedimientos relacionados con las prácticas sanitarias más prevalentes en nuestro servicio y

a la colaboración de todos los profesionales que así lo deseen.



Página 5

AISLAMIENTO DE CONTACTO

DESCRIPCIÓN

Precauciones para evitar la transmisión de microorganismos por contacto directo. Ejemplo: MRSA,

Acinetobacter baumannii, Klebsiella Pneumoniae productora de BLEE escabiosis, pediculosis, diarrea por

Clostridium difficile.

RECURSOS HUMANOS

• Debe realizar esta técnica el personal sanitario y no sanitario.

RECURSOS MATERIALES

• Batas de un solo uso.

• Guantes.

• Mascarilla (en caso de aspiración de secreciones o curas).

• Solución alcohólica.

EJECUCIÓN

• La enfermera y facultativo responsables del paciente serán informados por la enfermera de Control de

Infecciones.

• Igualmente la enfermera de Control de Infecciones informará al paciente y familiares del resultado del

cultivo microbiológico, la necesidad de aislamiento así como de las medidas que se deben llevar a

cabo tanto por los familiares como por el personal sanitario.

• El paciente debe estar en una habitación individual. Bajo indicación del Equipo de Control de

Infecciones, puede compartirla con otro paciente colonizado por el mismo microorganismo.

• Si es necesario cambiar al paciente de habitación, se realizará limpieza terminal de la habitación

donde estaba previamente.

• La habitación destinada al aislamiento debe contar con dos contenedores situados en el interior de la

misma (uno para tirar en el contenedor de material contaminado y para la ropa).Una vez retirada la

ropa se le pondrá una doble bolsa y seguirá el circuito habitual.

• Se intentará que dicha habitación cuente con el material propio que sea posible (esfingomanómetro,

fonendoscopio, kit de curas, etc).

• Se colocará un cartel en la puerta donde indique “A. de Contacto”

• El personal sanitario debe cumplir las siguientes medidas para entrar en estas habitaciones:

1. Antes de entrar debe realizarse la higiene de manos y colocación de guantes.

2. Retirar y tirar los guantes en el contenedor destinado a material contaminado dentro de la

habitación. Realizar a continuación higiene de manos.

3. Para contacto directo con el paciente, u objetos de la habitación, debe usarse una bata limpia no

estéril. Antes de salir de la habitación, se retirará la bata. Si la bata es desechable, se tirará en el



Página 6

contenedor indicado anteriormente; en caso de ser de tela, se echará en el contenedor destinado a

la ropa.

4. Para curar heridas o aspirar secreciones se debe usar mascarilla.

• El aparataje que deba compartir con otros pacientes debe someterse a limpieza terminal

inmediatamente después de salir de la habitación y antes de ser utilizado por ningún otro paciente.

• La carpeta de Historia Clínica no debe entrar en la habitación.

• Cuando el paciente deba ser trasladado a otras áreas, se advertirá que está en aislamiento de

contacto mediante tarjeta de traslado diseñada al efecto. Si el traslado se realiza en cama se le pondrá

una sábana limpia. El celador no tiene que tomar ninguna precaución, salvo la higiene de manos.

• Si su situación clínica lo permite, el paciente puede salir de la habitación vistiendo una bata limpia. No

debe entrar en otras habitaciones ni permanecer en el control ni pasillo de la planta, pudiendo hacerlo

en el hall.

• Se levantará el aislamiento de contacto al paciente sólo por indicación del Equipo de Control de

Infecciones.

• El hecho de que un paciente esté colonizado por este microorganismo no debe afectar de ninguna

manera a su manejo clínico ni a la decisión del alta del mismo. Es más, desde el punto de vista

epidemiológico lo deseable es que estos pacientes están hospitalizados el menor número de días

posible.

• El paciente debe lavarse a diario con clorhexidina diluida. Los pacientes que compartieran habitación

previamente con él deben ser aseados de igual manera el día en que se produce el aislamiento.

• Cuando se produce el traslado, alta o exitus del paciente debe realizarse limpieza terminal de la

habitación así como de todo el aparataje y mobiliario en contacto con el paciente.



Página 7

AISLAMIENTO DE CONTACTO EN NEONATOS

1. Para facilitar el cumplimiento de las normas de los aislamientos de contacto siempre que sea posible

los niños colonizados ó infectados serán agrupados en un box ó, en su defecto y por no ser viable la

opción anterior, en una zona determinada del mismo; en este caso, esa zona debe estar muy bien

delimitada para superar el inconveniente de no tener barreras arquitectónicas.

2. Si es necesario cambiar al niño de localización se hará limpieza terminal del hueco que ha ocupado

así como de todo el material circundante. En el caso del alta se incluirá en la limpieza la carpeta que

contenía su Historia Clínica

3. El box donde se encuentren los niños en aislamiento debe contar con dos contenedores situados en el

interior del mismo, uno para el material contaminado y otro para la ropa, debiendo usar doble bolsa

antes de unirlo al resto de las bolsas de la Unidad

4. Es recomendable que dicho box cuente con el material propio que sea posible, (esfingomanometro,

fonendoscopios, kit de curas, glucómetros, termómetros etc.) individualizando todo aquello que sea

factible.

5. El personal sanitario debe cumplir las siguientes normas para entrar en el box ó en la zona de

aislamiento:

� Antes de entrar ó salir debe realizar la higiene de manos (además de antes y después de

entrar en contacto con cada uno de los niños, esto debe hacerse siempre aunque no estén en

aislamiento).

� Si es necesario usar guantes se retirarán antes de salir del box ó la zona de aislamiento y se

tirarán en contenedor destinado al material contaminado.

� Para el contacto directo con los niños, u objetos del box ó de la zona de aislamiento debe

usarse bata limpia no estéril. Antes de salir, se retirará y si es desechable, se tirará en el

contenedor indicado anteriormente, en caso de ser de tela, se echará en el contenedor

destinado a la ropa.

� Si consideramos que la bata ha tenido poco contacto con los objetos potencialmente

contaminados podemos reutilizarla siempre que nos aseguremos de que la parte interna de la

misma no entre en contacto con los mismos.

� Para curar heridas ó aspirar secreciones se debe usar mascarillas.

6. Aquellos instrumentos y aparatos de los que se pueda disponer razonablemente para uso exclusivo de

los niños no deben salir del box ó zona de aislamiento. Si deben salir, deben ser previamente

desinfectados de manera cuidadosa.

7. La carpeta de la Historia Clínica al igual que los instrumentos y aparatos antes citados, tampoco debe

salir del box ó de la zona de aislamiento.

8. Cuando un niño deba ser trasladado a otras áreas, se advertirá que está en aislamiento de contacto.

El celador no tiene que tomar ninguna precaución, salvo la higiene de manos.



Página 8

9. Para las exploraciones radiográficas, endoscopias, cirugía etc. de carácter reglado debe programarse

en último lugar siempre que sea posible, y seguir el protocolo correspondiente en dichas áreas. El

aislamiento no debe en ningún caso demorar la realización de procedimientos diagnósticos o

terapéuticos urgentes.

10. Puesto que la duración de la colonización por estos microorganismos puede ser muy prolongada,

como norma general se mantendrá el aislamiento durante todo el ingreso.

11. El hecho de que un niño esté colonizado por este microorganismo no debe afectar de ninguna manera

a su manejo clínico ni a la decisión del alta del mismo, Es más desde el punto de vista epidemiológico

lo deseable es que estos pacientes estén hospitalizados el menor número de días posible.



Página 9

AISLAMIENTO DE GOTITAS

DESCRIPCIÓN

Precauciones para evitar la transmisión a través de secreciones respiratorias. Ejemplos: meningitis,

difteria, gripe, parotiditis.

RECURSOS HUMANOS


RECURSOS MATERIALES

• Mascarillas de papel.

EJECUCIÓN

• Habitación individual. Podría compartirla con otro paciente si ambos tienen el mismo microorganismo.

• El personal, para entrar en la habitación, debe utilizar mascarilla de papel, además de lo recomendado

en las precauciones estándar, cuando se entre en la habitación o se esté trabajando en la proximidad

del paciente.

• Deben limitarse las salidas de la habitación del paciente a las necesarias. En estos casos debe

colocarse siempre una mascarilla de papel al paciente. Las personas que transporten a estos

pacientes no precisan usar mascarilla.

• Una vez dado de alta el paciente o trasladado a otra habitación, debe realizarse una limpieza terminal,

pudiéndose ocupar de nuevo la habitación una vez terminada esta.



Página 10

AISLAMIENTO PROTECTOR

DESCRIPCIÓN

Medidas encaminadas a evitar la transmisión de microorganismos a pacientes neutropénicos o

inmunodeprimidos.

RECURSOS HUMANOS

• Personal sanitario y no sanitario.

RECURSOS MATERIALES

• Batas de un solo uso.

• Guantes.

• Mascarilla.

• Solución alcohólica.

EJECUCIÓN

• Durante los días en que el riesgo de infección es más alto permanecerá en una habitación de

Aislamiento Protector. La habitación dispone de una serie de dispositivos especiales. Para ello es

imprescindible que la puerta y las ventanas están cerradas, y que el número de familiares en la

habitación durante el horario de visitas sea el mínimo (preferiblemente uno, y nunca más de dos).

• Los familiares que entren en la habitación deberán cumplir las normas de higiene personal básicas (en

caso contrario podrá prohibírseles su entrada). Al entrar en la habitación deben realizar la higiene de

manos y ponerse una bata y mascarilla. No entrará ningún familiar que padezca alguna enfermedad

contagiosa, ó en cualquier caso, que presente resfriado, tos, fiebre, etc.

• Los sanitarios que entren en la habitación también cumplirán una serie de medidas específicas, como

la desinfección de manos, uso de mascarilla, etc.

• En la habitación no debe haber flores ni plantas ornamentales.

• Su dieta debe contener sólo alimentos cocinados recientemente. Por eso, sólo podemos autorizar

comida del hospital. No debe usar pimienta para condimentar los alimentos. Puede beber agua del

grifo de la habitación.

• Cuando deba salir de la habitación, debe llevar una mascarilla quirúrgica que le facilitará el personal

sanitario. Es importante que lleve bien ajustada esa mascarilla todo el tiempo que permanezca fuera

de la habitación



Página 11

AISLAMIENTO RESPIRATORIO

DESCRIPCIÓN

Medidas a realizar para pacientes con sospecha o confirmación de enfermedad infecciosa transmisible por

núcleos de gotitas respiratorias que quedan en suspensión en el aire. Los 3 ejemplos más claros son

tuberculosis, varicela y sarampión.

RECURSOS HUMANOS


RECURSOS MATERIALES

• Mascarillas con filtro de alta eficacia HEPA.

EJECUCIÓN

• Habitación individual. Podría compartirla con otro paciente si el patrón de sensibilidad del

microorganismo es idéntico. Dos pacientes muy bacilíferos no deben compartir habitación ya que este

hecho aumenta el riesgo de contagio a personal.

• La puerta de la habitación debe permanecer cerrada, y siempre que sea posible por la temperatura,

la ventana abierta. Cuando existan habitaciones con presión negativa, la ventana podrá estar cerrada.

• Al entrar y salir de la habitación del paciente, cerrar la puerta.

• El personal debe utilizar mascarilla de alta eficacia (HEPA) para entrar en la habitación, aunque

transitoriamente el paciente no se encuentre en ella. En cualquier caso, el personal debe permanecer

en el interior de la habitación el tiempo necesario, pero no más.

• Deben limitarse las salidas de la habitación del paciente del paciente a las necesarias. En estos

casos debe colocarse una mascarilla quirúrgica al paciente.

• Una vez dado de alta o trasladado el paciente a otra habitación, esa habitación debe permanecer

cerrada y con la ventana abierta durante 12 horas, a menos que hubiera dejado de ser bacilifero

previamente. Debe realizarse limpieza terminal una vez transcurrido este periodo. No será necesario

esperar este tiempo cuando se disponga de habitaciones con un número adecuado de intercambios de

aire.



Página 12

ARTERIA UMBILICAL: CANALIZACIÓN

DESCRIPCIÓN

Consiste en la cateterización de la arteria umbilical, con un catéter especial, con las siguientes

indicaciones:

• Cardiopatías congénitas.

• Insuficiencia respiratoria: enfermedad de membrana hialina, síndrome de aspiración de meconial,

hipertensión pulmonar persistente y hernia diafragmática.

• Monitorización de TA invasiva.

• Grandes prematuros para monitorización analítica y gasométrica frecuentes.

LOCALIZACIÓN DEL EXTREMO DISTAL DEL CATÉTER

• Para control de PVC: vena cava inferior supradiafrragmática (D7-D8).

• Para exanguinotransfusión: en seno portal, allí donde refluya bien el catéter (habitualmente a 5 cm de

la base del cordón).

RECURSOS HUMANOS

• Enfermero/a.

• Auxiliar de Enfermería.

• Pediatra.

RECURSOS MATERIALES

• Mesa preparatoria de campo.

• Campos estériles fenestrados y sin fenestrar.

• Guantes estériles.

• Gasas estériles.

• Bata estéril.

• Mascarilla.

• Antiséptico: clorhexidina 2% solución acuosa.

• Jeringas de 5ml y de 2ml.

• Fibrilín (Heparina Sódica 20 UI/ml)

• Suero glucosado 5% y SSF.

• Equipo de canalización de vasos umbilicales.con los siguientes materiales: una pinza con dientes y

otra sin dientes; una pinza de iris recta y otra curva; unas tijeras; un porta bisturí y un portaagujas; un

mosquito recto y otro curvo; un kocher con torunda de gasa y 2 cangrejos.

• Bisturí.

• Seda con aguja circular de 2-0 o 3-0.



Página 13

• Catéter radiopaco (silástico o PVC) de canalización de vena umbilical de 3,5 Fr.

• Incubadora o cuna de calor radiante.

• Foco de luz o flexo.

• Esparadrapo y puntos de aproximación.

• Sistema de infusión (según modelo de bomba) con llave de tres pasos con alargadera.

• Metro.

• Bomba de perfusión volumétrica.

• Monitor para medir la temperatura, la frecuencia cardiaca, la frecuencia respiratoria y la saturación de

oxígeno con pulsioxímetro.

EJECUCIÓN

1. Identificar al paciente utilizando la pulsera de identificación.

2. Informar a los padres del procedimiento a realizar.

3. Realizar higiene de manos.

4. Se coloca al recién nacido en decúbito supino aplicando sujeción suave de las cuatro extremidades

según el procedimiento.

5. Monitorización del recién nacido: temperatura, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria, tensión

arterial y saturación transcutánea de oxígeno.

6. Preparar la mesa de campo con el material necesario.

7. Determinar la longitud del catéter a introducir mediante tablas según peso o calculando la distancia

1/3 de la talla para la localización D6-D10 (radiologicamente corresponde a la altura del

diafragma).También es aceptable la localización entre L3-L5 y se deben evitar renales, mesentéricas y

tronco celíaco (L3-D11).

8. Nos colocamos la mascarilla y el gorro, realizamos higiene de manos y nos colocamos la bata y los

guantes estériles.

9. Preparar catéteres para inserción previamente purgados con suero salino heparinizado. Mantener

circuito de inserción (catéter y jeringa) cerrados para evitar la posibilidad de embolia grasa.

10. Se desinfecta la zona umbilical con clorhexidina 2% solución acuosa, se coloca campo estéril

fenestrado.

11. Con seda de 2-0 anudar la base del cordón umbilical con cordonete sin coger la piel para evitar

excesivo sangrado.

12. Corte limpio, horizontal, a 0,5 cm de la base cutánea del cordón con bisturí.

13. Localizar vasos. Identificar los 3 vasos umbilicales. Las arterias tienen un calibre menor y sus paredes

son más gruesas, son 2 y suelen situarse opuestas a la vena umbilical. Dilatar la arteria más accesible

con las pinzas de iris. Introducir el catéter con presión suave y constante hasta la longitud previamente

determinada. Pueden existir resistencias a 4-5 cm (anillo umbilical), y a nivel de la bifurcación iliaca, si

esto ocurre, intentar cambiar la dirección del cordón.

14. Una vez introducido el catéter a la distancia calculada, aspirar con jeringa, comprobando que la

sangre refluye. Lavar la vía con SSF heparinizado (1UI/ml).



Página 14

15. Conectar el catéter a llave de tres pasos y jeringa de 5cc con SSF heparinizado.

16. Realizar nudo quirúrgico en los extremos del muñón umbilical que deben incluir la otra arteria umbilical

y la vena para evitar su sangrado. Dejar extremos largos a ambos lados para anudar la seda

alrededor del catéter umbilical. Realizar sujeción del catéter con puntos de aproximación rodeando

catéter y seda.

17. Realizar Rx de tórax-abdomen para ver localización del catéter introducido.

18. Cubrir con apósito y vigilancia adecuada del sangrado del ombligo.

19. Retirar la sujeción y colocar al paciente en posición cómoda.

20. Depositar el material sobrante en el contenedor correspondiente y proceder a la limpieza y

esterilización del equipo de canalización de vasos umbilicales.

21. Retirarse los guantes, mascarilla y bata estéril.


OBSERVACIONES

• Contraindicaciones: onfalocele.

• Se realizará cura umbilical cada 24 horas (o con más frecuencia si es necesario).

• Vigilar posibles complicaciones: infecciones, obstrucción del catéter, trombosis, embolia, espasmo,

perforación del vaso.

• Realizar lavado de catéter tres veces al día con 0.5 ml de Fibrilín (10 UI de heparina sódica).

• El vaso se mantendrá canalizado el mínimo tiempo posible, habitualmente hasta un máximo de 2-3

días.

• Cambiar sistemas de goteo de nutrición parenteral (con filtro) cada 4 días, de perfusiones continuas

cada 24 horas y de resto de medicaciones en Y cuando termine la infusión.

• Evitar manipulaciones innecesarias.

• Para la retirada realizar hemostasia por compresión 1-2 minutos. Limpieza con clorhexidina al 2%

solución acuosa y dejar al descubierto para vigilar sangrado.

BIBLIOGRAFÍA

• Neonatología. Gomella; Cunnigham; Eyal; Zenk. 5ª edición. Editorial Médica Panamericana.

• De guardia en Neonatología. Máximo Vento; Manuel Moro. 2ª edición.



Página 15

CATÉTER CORTO VENOSO PERIFÉRICO EN PEDIATRÍA: INSERCIÓN Y MANTENIMIENTO

DEFINICIÓN

Canalización de una vena superficial con cánula corta o palomita cuya finalidad es administrar tratamiento

endovenoso poco agresivo y de corta duración.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o.

• Auxiliar/es de Enfermería.

RECURSOS MATERIALES

• Catéter corto de calibre 22G o 24G (Imagen 1) o palomita (Imagen 2).



• Suero a perfundir.

• Jeringa de 5ml con solución salina fisiológica.

• Compresor de vena.

• Soporte de suero.

• Apósito quirúrgico estéril hipoalergénico o apósito transparente.

• Solución antiséptica: clorhexidina 2% en solución alcohólica o alcohol 70%.


• Férula algodonada para inmovilización de miembro cateterizado.

• Torundas de algodón y gasas.

• Tiras de esparadrapo hipoalergénico de tela, no estéril, de 5-10 cm. de largo por 1cm de ancho.

• Esponja jabonosa y toalla.

• Batea y/o mesa auxiliar.

• Contenedor adecuado según criterios de segregación de residuos.

• Crema anestésica EMLA (Imagen 3).

Imagen 1: Catéter corto Imagen 2: Palomita Imagen 3: crema EMLA



Página 16

EJECUCIÓN

1. Identificar al paciente a través de sus cuidadores y del propio niño, si su edad y estado lo permiten,

así como utilizando la pulsera de identificación (si existiera).

2. Informar a los padres y al niño/a del procedimiento a realizar según su nivel de comprensión y

solicitar su colaboración, si procede.

3. Aplicar crema anestésica siempre que la urgencia de la situación lo permita.

4. Valorar la necesidad o conveniencia de que al niño lo acompañe un familiar.

5. Valorar cuantos profesionales se necesitarán para garantizar el procedimiento.


7. Preparar el material necesario.

8. Colocar al niño en la posición adecuada en la mesa de exploración.

9. Elegir vena, buscando de zona más distal a más proximal de la extremidad (recomendamos manos y

brazos respetando flexuras).

10. Elegir calibre de catéter a emplear en relación con tamaño de vena y edad del niño.

11. Realizar nueva higiene de manos y colocar guantes.

12. Lavar con agua y jabón el lugar de inserción y secar.

13. Inmovilizar el miembro donde se realizará canalización.

14. Desinfectar lugar de punción de forma circular desde dentro hacia fuera con torunda impregnada en

antiséptico y dejar secar.

15. Colocar compresor entre 5 y 10 cm por encima del punto de punción excepto en venas de cabeza y

cuello que se presionarán manualmente para conseguir ingurgitación.

16. Retirar funda de catéter con mano no dominante.

17. Palpar y fijar vena con ligera tracción dedo índice y medio de mano no dominante.

18. Puncionar piel con bisel de aguja hacia arriba en ángulo de 10-30º para evitar que se desplaze.

19. Comprobar reflujo de sangre por el mandril de catéter o por tubuladura de palomita.

20. Retirar compresor venoso.

21. Retirar fiador del catéter lentamente e introducir al mismo tiempo el catéter de plástico hasta dejarlo

en posición adecuada. En la palomita introducir al máximo la cánula metálica.

22. Desechar fiador en contenedor de material punzante a la vez que presionamos por encima de punto

de punción para evitar derramamiento sanguíneo.

23. Conectar sistema de infusión y ajustar ritmo de perfusión en bomba.

24. Fijar a la piel el catéter con esparadrapo colocando corbata en la base del cono del catéter o en las

alas de la palomita.

25. Cubrir con apósito estéril zona de punción.

26. Apoyar miembro canalizado sobre férula algodonada para limitar movilidad y evitar en lo posible la

salida del catéter.

27. Proteger la piel del niño con gasas y fijar sobre ellas los esparadrapos que a su vez se fijaran a la

férula inmovilizadora para evitar lesiones por presión.

28. Depositar el material sobrante en contenedor adecuado.



Página 17

29. Retirar los guantes y desecharlos.


31. Acompañar al paciente a su habitación y conectar a la red eléctrica la bomba de perfusión.

32. Anotar en hoja de registro de canalizaciones.

OBSERVACIONES

• En la información ofrecida a los niños es importante no engañarles sobre la punción, e intentar

hacerles comprender la importancia de evitar el movimiento.

• Siempre que sea posible habrá que evitar puncionar las prominencias óseas, las áreas de flexión y las

venas de los MMII.

• Utilizar un catéter en cada intento de inserción.

• Identificar las soluciones a perfundir con datos del paciente, fecha y ritmo de infusión.

• Cambiar los sistemas de infusión de líquidos c/48h y los de hemoderivados cuando finalice la infusión.

• Revisar por turnos la zona de punción y la piel para detección precoz de flebitis y extravasaciones.

• Ajustar parámetro de presión de infusión de bomba al límite bajo para detección precoz de

extravasación y garantizar la seguridad del niño durante la infusión de líquidos y medicamentos.

• Indicar a los padres que deben avisar al personal de enfermería cuando accidentalmente se manche el

apósito o si observan enrojecimiento, inflamación o cualquier cambio en la piel del niño así como

cuando el paciente refiera dolor en la zona de punción.

• Si es posible (siempre que la urgencia de la situación lo permita y esto no haga que el niño se ponga

más nervioso), se puede utilizar EMLA en el sitio de punción para que no le duela.

BIBLIOGRAFÍA

• Guía de los cuidados de enfermería de los accesos venosos. Hospital General Universitario de

Alicante.2007.

• Carrero Caballero MC. Accesos Vasculares. Implantación y cuidados enfermeros. Ed. Difusión

avances de enfermería.2002.

• Bellido Vallejo JC, Carrascosa García MI, García Fernández FP, Tortosa Ruiz MP, Mateos Salido MJ,

Del Moral Jiménez J, Portellano Moreno A, Martínez Martos RM, Castillo Dorado B, Cabrera Castro

MC, Ojeda García M, Colmenero Gutiérrez MD, Jesús Uceda T. Guía de cuidados en accesos venosos

periféricos y centrales de inserción periférica. Evidentia 2006; 3(9) [ISSN: 1697-638X].

http://www.index-f.com/evidentia/n9/guia-avp.pdf.

• Garitazo B., Barberena C., Alonso M., Gistau C. Revisión sistemática: efectividad de los cuidados en el

mantenimiento de catéteres de inserción periférica. Enferm Clin 2002; 12 (4): 164-72.

• Guía de cuidados de Enfermería de los accesos venosos. Hospital General Universitario de

Alicante.2007-2009.

• Manual de protocolos y procedimientos generales de enfermería. Hospital Universitario Reina

Sofía.2001.



Página 18

• Inserción de catéter corto [en línea]. Técnicas de Enfermería en neonatología. Sep. 2004.

http://www.aibarra.org/Tecnica/C_Corto/default.htm.

• Infección relacionada con la inserción, cuidados y mantenimiento del catéter venoso periférico.CHU

Albacete. http://www.chospab.es/enfermeria/protocolos/index.htm Ag.2005.



Página 19

CATÉTER VENOSO PERIFÉRICO EN PEDIATRÍA: TÉCNICA DE RETIRADA

DEFINICIÓN

Conjunto de maniobras que realiza el profesional de enfermería para extraer en el niño, un catéter corto

venoso periférico después de concluido el tratamiento o cuando exista extravasación, obstrucción o

sospecha de infección.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o.

• Auxiliar/es de Enfermería.

RECURSOS MATERIALES

• Solución antiséptica: clorhexidina 2% en solución alcohólica o alcohol 70%.

• Esparadrapo de papel.

• Clorhexidina acuosa 0.5% o alcohol 70%, para retirar los esparadrapos fijados a la piel del paciente.

• Guantes no estériles.


• Tijeras.

• Batea.

• Agua templada.


EJECUCIÓN


2. Preparar material y trasladarlo al lado del paciente.

3. Valorar si se necesita la presencia de otros profesionales para garantizar el procedimiento.

4. Identificar al paciente a través de sus cuidadores y del propio niño, si su edad y estado lo permiten,

así como utilizando la pulsera de identificación (si existiera).

5. Informar a los padres y al niño/a del procedimiento a realizar según su nivel de comprensión y solicitar

su colaboración, si procede.

6. Colocar al paciente en posición cómoda y adecuada.

7. Cerrar equipo de perfusión.

8. Apagar bomba de perfusión.


10. Colocar guantes no estériles.

11. Humedecer con solución de clorhexidina acuosa 0.5% o alcohol 70%, todos los esparadrapos fijados a

la piel del paciente.



Página 20

12. Esperar unos minutos hasta retirar los esparadrapos para favorecer su despegamiento de la piel.

13. Cortar tiras de fijación de esparadrapo de férula inmovilizadora del miembro canalizado.

14. Retirar con suavidad apósito que cubre zona de punción y los esparadrapos de fijación de catéter a

piel.

15. Valorar la zona de punción por si hubiera signos de infección, extravasación o flebitis.

16. Limpiar con solución antiséptica el punto de punción.

17. Extraer catéter lentamente.

18. Aplicar presión firme sobre el punto de punción con gasa estéril durante un minuto aproximadamente.

19. Cubrir con apósito estéril o vendaje compresivo suave. Si se coloca vendaje compresivo, no rodear el

miembro con el esparadrapo de papel para evitar comprometer el retorno venoso y linfático.


21. Retirarse guantes y desecharlos.

22. Dejar al paciente en una posición cómoda.


24. Anotar en la Historia Clínica del paciente el procedimiento realizado con: motivo de la retirada, fecha,

hora de retirada y si necesita cuidados locales posteriores de la zona de punción.

BIBLIOGRAFÍA

• Guía de los cuidados de enfermería de los accesos venosos. Hospital General Universitario de

Alicante. 2007.

• Carrero Caballero MC. Accesos Vasculares. Implantación y cuidados enfermeros. Ed. Difusión

avances de enfermería. 2002.

• Bellido Vallejo JC, Carrascosa García MI, García Fernández FP, Tortosa Ruiz MP, Mateos Salido MJ,

Del Moral Jiménez J, Portellano Moreno A, Martínez Martos RM, Castillo Dorado B, Cabrera Castro

MC, Ojeda García M, Colmenero Gutiérrez MD, Jesús Uceda T. Guía de cuidados en accesos

venosos periféricos y centrales de inserción periférica. Evidentia 2006; 3(9) [ISSN: 1697-638X].

http://www.index-f.com/evidentia/n9/guia-avp.pdf.

• Garitazo B., Barberena C., Alonso M., Gistau C. Revisión sistemática: efectividad de los cuidados en el

mantenimiento de catéteres de inserción periférica. Enferm. Clin. 2002; 12(4):164-72.

• Guía de cuidados de Enfermería de los accesos venosos. Hospital General Universitario de Alicante.

2007-2009.

• Manual de protocolos y procedimientos generales de enfermería. Hospital Universitario Reina Sofía.

2001.

• Inserción de catéter corto. [en línea]. Técnicas de Enfermería en neonatología. Sep 2004.

http://www.aibarra.org/Tecnica/C_Corto/default.htm.

• Infección relacionada con la inserción, cuidados y mantenimiento del catéter venoso periférico.CHU

Albacete. http://www.chospab.es/enfermeria/protocolos/index.htm Ag.2005.



Página 21

DESINFECCIÓN DE MANOS CON SOLUCIÓN ALCOHÓLICA

DESCRIPCIÓN

Técnica cuyo objetivo es eliminar todos los microorganismos que colonizan transitoriamente las manos.

RECURSOS HUMANOS


RECURSOS MATERIALES

Solución alcohólica para desinfección de manos.

EJECUCIÓN

1. Las manos deben estar limpias y secas.

2. Aplicar el producto (4 ml. de la solución: una pulsación del dispensador) en la palma de la mano y

frotar ambas manos, cubriendo toda la superficie de las manos y dedos.

3. Esperar a que se sequen. No ponerse guantes, beber, fumar ni usar aparatos eléctricos hasta que las

manos estén secas.

4. No debe usarse papel de secado ni toalla.

OBSERVACIONES

• Es de cumplimiento obligatorio:

- Antes y después de contactar con cada paciente.

- Entre manipulaciones de distintas zonas, sondas, catéteres o heridas del mismo paciente.

- Tras retirada de guantes.

- Tras contacto con cualquier objeto o sustancia potencialmente contaminada.

- Siempre que no se hayan manchado visiblemente las manos.

• Es fundamental comprobar que los dispensadores que están colocados en cada habitación no estén

vacíos.

• Puede disponerse de un dispensador en los carros de curas.



Página 22

EXANGUINOTRANSFUSIÓN EN NEONATOS

DESCRIPCIÓN

La exanguinotransfusión es una técnica de recambio sanguíneo usada generalmente en recién nacidos

con hiperbilirrubinemia para mantener la bilirrubina sérica por debajo de los niveles de neurotoxicidad. La

cantidad de sangre extraída del recién nacido se repone con sangre, a través de la vena umbilical. Es una

técnica segura puesto que se evita la manipulación constante de los catéteres, con lo que disminuye el

riesgo de infección. También es útil para retirar anticuerpos circulantes, hematíes sensibilizados, sustancias

tóxicas, así como controlar el volumen de sangre evitando la deficiencia cardiaca potencial, corregir la

anemia o policitemia y aportar factores.

RECURSOS HUMANOS

• Médico.

• Enfermera/o.

• Auxiliar de enfermería.

RECURSOS MATERIALES



• Lámpara fototerapia.

• Gafas de protección ocular.

• Equipo para sostén y reanimación respiratoria (oxígeno, dispositivos de aspiración…). Tanto el equipo

como las medicaciones especiales para la reanimación deben estar al alcance inmediato.



• Equipo para la canalización de vasos umbilicales o de vías centrales.

• Equipo de exanguinotransfusión (sistema de sangre, llave de 3 pasos, jeringas, vías umbilicales, bolsa

de plástico para la sangre desechada, línea de conexión a la bolsa de plástico).

• Sangre y/o derivados hemáticos.

• Gluconato cálcico al 10%.

• Guantes desechables.


• Batas estériles.

• Mascarillas.

• Gorros.

• Campos estériles fenestrados.


• Antisépticos: clorhexidina al 2%.(Evitar productos con yodo sin diluir).



Página 23

• Jeringas de 2cc. y 5cc.

• Solución heparinizada.

• Suero fisiológico.

• Esparadrapo.

• Sonda nasogástrica.

PROCEDIMIENTO


2. Informar a los padres del procedimiento a realizar según su nivel de comprensión.

3. Comprobar que la sangre a transfundir corresponde con el recién nacido a transfundir.




6. Preparación del material junto al recién nacido.

7. Monitorización del niño: temperatura, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria, tensión arterial y

saturación transcutánea de oxígeno.

8. Se introduce sonda nasogástrica para evacuar el estómago.

9. Medir diuresis mediante colectores o sondaje vesical.

10. Máxima asepsia.


guantes estériles.

12. Se desinfecta la zona umbilical, se coloca campo estéril fenestrado y posteriormente se lleva a cabo la

canalización de la vía venosa según el protocolo de canalización de vena umbilical.

13. Conectamos la bolsa de sangre al sistema de sangre y éste a su vez lo conectamos a la llave de tres

vías, seguidamente conectamos a esta misma llave las líneas de conexión de la bolsa de plástico y

finalmente conectamos a llave la vía umbilical (o vía central).

14. Se inicia el intercambio sanguíneo. Como orientación, en la extracción seguida de inyección, los

recambios se hacen en función del peso: 5 ml. en < de 1,500 grs.; 10 ml. para pesos entre 1,500 y

2,500 grs.; 15 ml. en los de 2,500-3,500 grs. y 20 ml para los > de 3,500 grs. La duración se

recomienda sea de una a dos horas, no menos. Al inicio se extraerá sangre para analítica

(hemograma, bioquímica, equilibrio ácido-base, bilirrubina y hemocultivo).La misma analítica se hará al

terminar. La sangre desechada queda depositada en la bolsa de plástico que para tal fin trae el equipo

de exanguinotransfusión. Esta sangre se pondrá en el recipiente de residuos orgánicos.

15. Por prescripción facultativa, cada 100 cc. de sangre intercambiada se administrará lentamente 1 cc. de

Gluconato cálcico al 10%, comprobando en todo momento la frecuencia cardiaca, frecuencia

respiratoria y la TA.

16. Cuando finalice el intercambio sanguíneo se procederá a:

- Retirar la sujeción, dejando al recién nacido en posición cómoda.

- Recoger el material.



Página 24

- Retirarse los guantes, mascarilla y bata estéril.

- Realizar higiene de manos de manos.

OBSERVACIONES

• Se deben llevar con la sangre los mismos controles y preparativos que una transfusión sanguínea. Es

recomendable agitar la sangre con regularidad para mantener un hematocrito constante.

• La sangre debe de estar a la temperatura del neonato (36ºC-37ºC). Hay peligro de hemólisis si se

calienta la bolsa de plástico, incluso se recomienda alejar la bolsa del flexo de luz cuando esté

encendido.

• Se debe extraer sangre para estudios de laboratorio antes y después de la exanguinotransfusión.

• La fototerapia se inicia o reanuda después de la exanguinotransfusión.

• Por prescripción facultativa se procederá, según indicación, a profilaxis antibiótica y se mantendrá la vía

con suero glucosado al 5% ó 10% según el descenso de bilirrubina en controles posteriores.

• Vigilar miembros inferiores y zona sacra (cianosis, manchas, isquemia, etc.), durante la

exanguinotransfusión y después de la misma.

REGISTROS

• Se anotará la hora de comienzo y finalización de la exanguinotransfusión.

• Cada una de las extracciones e introducciones se irán anotando por el personal de enfermería en el

documento destinado a este fin, a la vez, se va diciendo en voz alta la cantidad que se introduce sangre

y la cantidad que se extrae. La persona que esté anotando dichas cantidades, avisará cuando se

lleguen a los 100 cc para administrar el gluconato cálcico al 10%, en ese momento se anotará la

frecuencia cardiaca, la frecuencia respiratoria, la tensión arterial, así como la cantidad de gluconato

cálcico administrada y la hora de administración.

• Cumplimentar el Registro de Infusión de Hemoderivados de la sección Banco de Sangre, dejando

documento original en Hª Clínica y enviando la copia a Banco de Sangre.

BIBLIOGRAFÍA

• Instituto Nacional de Pediatría. Exanguinotransfusión.

• Neonatología. Gomella, Cunningham, Eyal, Zenk.

• Lackner TE. Drug Replacement Following exchange transfusion. J. Pediatric. 1982; 100: 811.

• Manual: De guardia en Neonatología. Máximo Vento. Manuel Moro. 2ª edición. 2008.



Página 25

FISIOTERAPIA RESPIRATORIA EN PEDIATRÍA: PERCUSIÓN

DESCRIPCIÓN

Realización de técnica de fisioterapia respiratoria cuyo fin es desprender y desplazar mecánicamente las

secreciones adheridas a las paredes bronquiales del niño/a, para que puedan ser movilizadas facilitando la

expectoración y/o aspiración de vías aéreas bajas.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o.


RECURSOS MATERIALES


• Percutor (Imagen 1).

• Camilla articulada.

• Entremetidas y/o pijama.

• Equipo y medicación para aerosolterapia (Imagen 2).

Imagen 1: Percutor Imagen 2: Equipo aerosolterapia

EJECUCIÓN


2. Identificar al paciente, a través de la pulsera de identificación (si existiera), de sus cuidadores y del

niño, si su edad y estado lo permiten.

3. Informar a los padres sobre el procedimiento a realizar. También podemos hablar con el niño/a,

adaptando nuestras explicaciones a su nivel de comprensión.

4. Aplicar previamente aerosolterapia, si procede. (Si se administra, realizar higiene de manos antes y

después del procedimiento).

5. Preservar la intimidad del paciente.



Página 26


7. Colocar al paciente en decúbito lateral con el segmento pulmonar que ha de drenarse en la posición

más alta.

8. Con las manos en forma de cuenco y los dedos unidos, hacer percusión mediante flexión y extensión de

la muñeca, con el codo y el hombro relajados, progresando, desde las bases pulmonares hacia las

zonas apicales. Realizarlo directamente sobre la piel del paciente.

9. Realizar la percusión de modo lento y rítmico, durante 3 ó 4 minutos y tantas veces como sea

necesario.

10. En caso de utilizar percutor, realizar la vibración torácica con la misma técnica que la fisioterapia manual

(salvo el punto 7). Aplicar el percutor sobre el pijama del niño/a o sobre tejido no grueso.

11. Acomodar al paciente.


13. Anotar la técnica aplicada, efectividad de la misma y la cantidad y tipo de expectoración en los Registros

de Enfermería.

OBSERVACIONES

• En niños menores de un año, realizar la percusión solo con la yema de los dedos.

• En niños menores de 6 meses no es aconsejable la utilización de percutor mecánico.

• Evitar la percusión sobre la columna vertebral, esternón, área renal, hígado y lesión cutánea o fractura.

• En la aerosolterapia se utilizará aire medicinal, excepto cuando esté indicado oxígeno por el facultativo.



Página 27

FONDO DE OJO: EXAMEN EN PEDIATRÍA

DESCRIPCIÓN

El examen de fondo de ojo es una práctica oftalmológica frecuente en las unidades de Pediatría. Es una

técnica exploratoria para observación directa del polo posterior con finalidad diagnóstica y/o terapéutica y

que requiere midriasis previa.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o.


• Oftalmólogo/a.

RECURSOS MATERIALES

• Colirios utilizados:

� Previo a la exploración:

o Ciclopéjico: viene preparado al 1%.

o Fenilefrina: viene preparada al 10%. Para conseguir una proporción al 2,5% se diluye 2.5 ml.

de colirio en 7.5 ml. de lágrimas artificiales. Una vez preparada se debe cubrir el bote con

papel de plata para protegerlo de la luz. La preparación dura 4 semanas.

o Colirio anestésico al 0.5%: justo antes de iniciar la exploración y durante la exploración.

� Durante la exploración:

o Lágrimas artificiales sin conservantes o suero salino fisiológico.

� Después de la exploración:

o Colirio antibiótico de gentamicina.

• Monodosis de suero salino fisiológico y lágrimas artificiales.



• Oftalmoscopio indirecto binocular con lente convergente esférica normalmente de 28-30 y 2.2

dioptrías.

• Blefarostato neonatal o pediátrico.

• Indentador de Fernández Fiscer – Espejo Arjona (para indentación escleral).

• Fuente de luz (que se colocará en la cabeza del médico explorador).



Página 28

EJECUCIÓN

1. Identificar al paciente a través de sus cuidadores y del propio niño, si su edad y estado lo permiten, así

como utilizando la pulsera de identificación (si existiera).



3. Preparación del material.

4. Realizar higiene de manos y siempre previa a la administración de las gotas.

5. Realizar proceso de dilatación de pupilas administrando colirio de ciclopéjico 1%, 2 gotas en cada ojo

separadas por 15 minutos, posteriormente, pasados otros 15 minutos, aplicar una gota de fenilefrina

2.5%. Para evitar su absorción sistémica se apretará de forma mantenida durante unos minutos

cuando se aplique este colirio de fenilefrina 2.5%, en el saco conjuntival. Si lo que se quiere explorar

es polo posterior y no hace falta llegar a la periferia de la retina no es necesario administrar la gota de

fenilefrina 2.5% sino que se aplica una 3ª gota de ciclopéjico en cada ojo.

6. La exploración oftalmológica se hará pasados 30-60 minutos de la administración de los colirios.

7. Una vez pasado ese tiempo se realizará higiene de manos.

8. Se procederá a la visualización del fondo de ojo con el oftalmoscopio binocular. Se instilarán dos gotas

de anestésico al 0.5% y se separaran los párpados con el blefarostato. Para una correcta visualización

de la retina, se realiza indentación escleral mediante indentador Fernández Fiscer – Espejo Arjona.

Durante la exploración si es necesario se aplicarán otras gotas de colirio anestésico.

9. Al terminar, se instilarán unas gotas de colirio antibiótico con carácter profiláctico pero no de forma

rutinaria sino cuando se producen erosiones conjuntivales o se realiza intervención quirúrgica.


OBSERVACIONES

• Control y vigilancia de posibles efectos secundarios debidos a la absorción sistémica de los colirios

midriáticos, tales como bradicardia, hipotensión o apneas.

• Para realizar esta técnica se requiere un ambiente con poca luz.

BIBLIOGRAFÍA

• De guardia en Neonatología. Máximo Vento-Manuel Moro. 2ª edición.

• Manual de cuidados neonatales. John P. Cloherty; Eric C. Eichenwald; Ann R. Stark. 5ª edición.



Página 29

FOTOTERAPIA NEONATAL DESCRIPCIÓN

Medida terapéutica empleada en el tratamiento de la hiperbilirrubinemia neonatal. Tiene como objetivo la

disminución de la bilirrubina, por fotooxidación de ésta a nivel de la piel (a una profundidad de 2 mm.

desde la epidermis), convirtiéndola en isómeros solubles al agua.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o.


RECURSOS MATERIALES

• Fuente de luz (Imagen 1): en la actualidad se utilizan tres tipos de unidades de fototerapia: a) las que

utilizan tubos fluorescentes con luz fría, blanca, azul o azul especial; b) otras que utilizan lámparas de

halógeno-tugsteno y c) de más reciente aparición, las unidades de fibra óptica, que proporcionan luz

halógena dentro de un colchón de gel radiante. La fototerapia que utiliza lámparas fluorescentes o

halógenas recibe el nombre de convencional, diferenciándose así de la fototerapia de fibra óptica. Las

lámparas consideradas más eficaces para fototerapia son las lámparas fluorescentes azul especial.

• Las unidades de fibra óptica (manta de fototerapia) hace más eficaz la fototerapia al aumentar la

superficie corporal expuesta a la luz.

• Protección ocular para fototerapia mediante un antifaz. Vigilar que sea del tamaño adecuado

(Imagen 2).

• Pañal para cubrir la zona perineal.

Imagen 1: Fuente de luz Imagen 2: Protección ocular



Página 30

EJECUCIÓN

1. Identificar al paciente a través de sus cuidadores así como utilizando la pulsera de identificación (si

existiera).




4. Colocar al RN desnudo, con protección ocular para evitar lesiones en la retina.

5. Tanto en niños como en niñas se protegerá la zona genital con un pañal que tape la menor superficie

corporal posible para que no interfiera en el tratamiento, para evitar la pérdida de micciones y

deposiciones.

6. En aquellas situaciones en las que el valor de la bilirrubina se encuentra próximo a valores de

exanguinotransfusión se indica fototerapia intensiva pasando a colocarle aparte de la lampara un

panel o manta de fototerapia.

7. Realizar cambios posturales (supino-prono) para aumentar la exposición corporal a la luz. Se

aprovechará el momento de las tomas para llevar a cabo dichos cambios.

8. Generalmente cada 12- 24 horas se extrae sangre para determinar los niveles de bilirrubina. Para

llevar a cabo este procedimiento procederemos a apagar la fototerapia (con objeto de no interferir con

el resultado) momento que aprovecharemos también para evaluar la coloración de la piel: cianosis,

palidez…La evaluación clínica de la ictericia pierde valor una vez que se ha comenzado con la

fototerapia.

9. Pesar al niño diariamente.

10. Documentar con precisión la ingesta oral. En niños lactados al pecho no se debe suprimir la lactancia

materna, a menos que las cifras de bilirrubina estén próximas al rango de exanguinotransfusión.

11. Es importante no interrumpir el tratamiento de fototerapia, para la lactancia, la madre coge al RN y se

coloca debajo de la fuente de luz.

OBSERVACIONES

• Verificar el correcto funcionamiento del equipo de fototerapia previo a su uso. Se debe vigilar que el

número de horas de uso de las unidades de luz no exceda el límite establecido por el fabricante (2000

horas por término medio).

• Vigilar cambios neurológicos o conductuales tomando los signos vitales cada dos horas y comunicar

los cambios.

• Vigilar los patrones diarios del neonato para detectar cambios en la ingestión de alimentos, micción y

defecación, sueño y vigilia, irritabilidad.

• Vigilar, registrar y comunicar al facultativo, si procede, la aparición de complicaciones ocasionales

como:

- Deshidratación: por incremento de la pérdida insensible de agua.

- Deposiciones acuosas y frecuentes.



Página 31

- Bronceado de la piel.

- Erupciones cutáneas (eritrodermia).

- Lesión retiniana.

• Mantener una distancia mínima adecuada entre el RN y la fuente de luz: 10-15 cm. Si se utilizan tubos

de luz azul especial; 30-50 cm. en el resto. Si se utiliza fibra óptica se colocará inmediatamente sobre

la piel al no proporcionar calor. Si el RN está en incubadora, debe existir un espacio de 5-8 cm. entre

ésta y la lámpara, y disminuir la temperatura de la incubadora 1 ºC. por debajo de la recomendada.

• Se debe aumentar entre un 10-20 % el aporte hídrico sobre las necesidades habituales para

compensar el aumento de pérdida de agua insensible provocado por la fototerapia.

• Asegurarse que los ojos estén bien cerrados antes de colocar los parches. Asegurarse de que no se

deslicen por la nariz.

• Inspeccionar los ojos cada 8 horas en busca de conjuntivitis, secreción y abrasiones cornéales por

irritación debido a los parches.

• Vigilar la temperatura del lactante con frecuencia hasta que se estabilice.

• Regular la temperatura de la incubadora según sea necesario.

• Se debe evitar la aplicación de cualquier crema y/o aceite en la piel expuesta durante el tratamiento.

• Anotar las incidencias detectadas, si las hubiera.

BIBLIOGRAFÍA

• De guardia en Neonatología. Máximo Vento-Manuel Moro. 2ª edición.

• Manual de cuidados neonatales. John P. Cloherty; Eric C. Eichenwald; Ann R. Stark. 5ª edición.



Página 32

HEMOCULTIVOS: EXTRACCIÓN EN PACIENTES PEDIÁTRICOS

DESCRIPCIÓN

Extracción de muestras sanguíneas mediante punción de vena periférica, para aislar el microorganismo

causal de un proceso infeccioso, estudiar su sensibilidad a los antimicrobianos y elegir el tratamiento más

eficaz.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera.

• Auxiliar/es de enfermería.

RECURSOS MATERIALES


• Método de vacío: Palomitas con sistema de vacío y campana adaptada tipo Vacutainer® de los

números 21, 23, 25 G.

• Método de jeringa: Palomitas con alargaderas de los números 21, 23, 25G.

• Botes de vacío de hemocultivo pediátrico (Imagen 1) o de hemocultivo aerobio (Imagen 2).

Imagen 1: bote pediátrico Imagen 2: bote de aerobios


• Alcohol de 70º / Clorhexidina Acuosa 2%.

• Compresor.

• Apósito.

• Jeringas de 5-10cc.

• Agujas (IV).

• Códigos de Laboratorio para identificación de muestras.



Página 33

• Impreso de petición de hemocultivo.

• Registros de enfermería.


EJECUCIÒN PARA EXTRACCIÓN POR PUNCIÓN DE VENA PERIFÉRICA





3. Colocar cómodamente e inmovilizar al niño.


5. Preparar el material y acercarlo al paciente.

6. Inspeccionar las venas para seleccionar la más adecuada.

7. Colocar compresor por encima del lugar de punción elegido para ingurgitación de la vena.

8. Colocarse guantes estériles

9. Desinfectar zona de punción con gasas estériles en círculos concéntricos hacia fuera del sitio elegido

en un diámetro de 2-4cm.

10. Dejar secar antiséptico aplicado.

11. Realizar punción de la vena con la palomita elegida.

12. Comprobar que refluye sangre.

13. Conectar el sistema de trasvase al bote de hemocultivo en el caso de usar palomita con Vacutainer®

o conectar jeringa a la alargadera de la palomita sin Vacutainer® y extraer cantidad de sangre según

peso y edad del niño (Ver TABLA I ).

14. Soltar el compresor.

15. Sacar la aguja y aplicar presión suave hasta lograr hemostasia.

16. Colocar apósito en el sitio de punción.

17. Introducir la sangre en frasco de hemocultivo pinchando el tapón, cuando la extracción se haya

realizado con método jeringa.


19. Etiquetar el bote para su envío al laboratorio, con la petición correctamente identificada y con los

códigos de barras de cada frasco adheridos al dorso.

20. Retirar el material usado y depositar en contenedor apropiado.

21. Retirarse guantes.


23. Registrar en la documentación de enfermería: procedimiento , motivo , fecha y hora, temperatura del

paciente en el momento de extracción del hemocultivo, e incidencias.



Página 34

EJECUCIÒN PARA EXTRACCIÓN DE RESERVORIO VENOSO SUBCUTÁNEO





3. Colocar cómodamente e inmovilizar al niño.


5. Seguir el procedimiento detallado en protocolo: ”Extracción de muestra sanguínea de reservorio

venoso subcutáneo.”

6. Introducir la sangre en bote de hemocultivo pinchando el tapón.

7. Etiquetar el bote para su envío al laboratorio, con la petición correspondiente.

8. Retirar el material usado y depositar en contenedor apropiado, según criterios de segregación de

residuos.

9. Retirarse guantes.



12. Registrar en la documentación de enfermería: procedimiento, motivo, fecha y hora, temperatura del

paciente en el momento de extracción del hemocultivo, e incidencias.

OBSERVACIONES

• Utilizar anestésico tópico (crema EMLA®) en cura oclusiva 30-60 minutos antes de la punción de

vena periférica, para disminuir el dolor.

• Realizar la técnica de forma estéril.

• Cambiar de aguja en caso de fallo en la punción.

• Realizar 2 ó más extracciones en el mismo pico febril con intervalo mínimo de 10-30 minutos y al ser

posible de zonas de punción diferentes.

• Marcar en cada bote y en la petición, el orden de la extracción (1ª,2ªó 3ª) así como la vía de

extracción.

• No aplicar ninguna solución antiséptica sobre el tapón del hemocultivo salvo que éste haya estado

mucho tiempo al aire tras retirar su cubierta protectora.

• No tapar los frascos de hemocultivo con algodón o esparadrapo.

• En niños portadores de vía central (reservorio venoso) la extracción de muestras sanguíneas se

realizará simultáneamente de reservorio venoso subcutáneo y de punción venosa periférica para

descartar infección asociada a catéter venoso central.

• Evitar hablar o toser mientras se realiza la extracción. En niños con sospecha de inmunosupresión se

deben usar mascarillas.

• Los frascos se inocularán rápidamente, para evitar la coagulación de la sangre en la jeringa,

atravesándolos con la aguja en posición vertical.



Página 35

• El volumen de sangre extraído debe ser proporcional al peso y a la edad. Se recomienda cultivar un

volumen de sangre aproximadamente del 4- 4,5% del volumen total de sangre del paciente divididos

en 2 extracciones. A mayor volumen de sangre menos posibilidad de obtener resultados falsos

negativos.

• TABLA 1. VOLUMENES MINIMOS DE SANGRE PARA HEMOCULTIVO SEGÚN PESO DEL

PACIENTE.

Peso en Kg Volumen de sangre en

1ªEXTRACCIÓN

Volumen de sangre en 2ª

EXTRACCIÓN

Volumen de sangre total

repartido en dos extracciones

< 4 Kg 0,5 ml 0.5ml 1ml

4 – 9 Kg 1ml 1ml 2ml

10-14 Kg 2ml 2ml 4ml

15-20 Kg 3ml 3ml 6ml

21-40 Kg 5ml 5ml 10ml

> 40 Kg 10ml 10ml 20ml

• Es correcta la utilización del sistema Vacutainer® para la extracción de los hemocultivos, teniendo la

precaución de extraer los frascos de hemocultivos antes que cualquier tubo para otros fines, ya que se

puede contaminar la aguja del sistema Vacutainer® y por consiguiente los hemocultivos extraídos con

posterioridad.

BIBLIOGRAFÍA

• Desde el laboratorio a la clínica El hemocultivo pediátrico: indicaciones y técnica. Marina de Cueto y

Alvaro Pascual.Hospital Universitario Virgen Macarena de Sevilla.

• José Romero Vivas Emilio Bouza Santiago,Elena Boza Fernández de Bobadilla,Ana Planes

Rey,Adelaido Rodriguez Cobo. Procedimientos en Microbiología Clínica Recomendaciones de la

Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica .Hemocultivos 2003.

• Manual de Cuidados de enfermería.Hospital de León.

• Dres. Connell T, Rele M, Cowley D, Buttery J, Curtis NComentario y resumen objetivo: Dr. Adrián M.

Cutri ¿Es confiable un hemocultivo con resultado negativo? Pediatrics 2007; 119: 891-896.

• Medición del impacto de una intervención educativa dirigida a incrementar la tasa de hemocultivos con

un volumen de sangre adecuado. 16 MAR 09. Hemocultivos en pediatría.



Página 36

LAVADO RUTINARIO DE MANOS

DESCRIPCIÓN

Técnica encaminada a eliminar la suciedad de las manos.

RECURSOS HUMANOS


RECURSOS MATERIALES

• Agua • Jabón o gel • Toallas de papel desechables

EJECUCIÓN

• Abrir el grifo y mojar primero las manos con agua (evitar el uso de agua muy caliente). • Aplicar el jabón o gel. • Frotar las manos entre sí durante al menos 30 segundos, asegurándose de que se frotan todas las

superficies de las manos y dedos, incluido los espacios interdigitales. • Enjuagar con abundante agua corriente, evitando que queden restos de jabón. • Si es necesario cerrar el grifo con la mano, hacerlo con un trozo de papel. • Secar las manos con papel.

OBSERVACIONES

Es de cumplimiento obligatorio:

• Al comienzo y finalización de la jornada laboral. • Siempre que las manos se hayan manchado visiblemente o hayan entrado en contacto con fluidos

corporales.



Página 37

PUNCIÓN LUMBAR EN PACIENTE PEDIÁTRICO

DESCRIPCIÓN

La punción lumbar es el procedimiento invasivo que consiste en la extracción de una muestra de líquido

céfalorraquídeo (LCR) mediante punción con una aguja a nivel de columna lumbar.

RECURSOS HUMANOS

• Pediatra.

• Enfermero/a.


RECURSOS MATERIALES

1. Material para mantener la asepsia:

• Gorro.

• Mascarilla.

• Bata estéril.

• Guantes estériles y no estériles.


• Antiséptico tópico de clorhexidina al 2% solución acuosa.

• Apósitos estériles.

• Paños estériles.

• Mesa preparatoria con el material.

2. Material para la aplicación de anestesia local:

• Pomada anestésica EMLA. (aplicar el tiempo necesario siguiendo instrucciones del producto)

con apósito oclusivo impermeable.

3. Agujas de punción lumbar:

• Existen 2 tipos:

ο Trócar convencional, con borde afilado en bisel y fiador interno.

ο Trócar en punta de lápiz: Con borde sin bisel y fiador interno. Ésta aguja dispone de un

trócar biselado para puncionar hasta nivel de ligamento amarillo. Provoca menos

incidencia de síndrome postpunción.



Página 38

Figura superior: Aguja espinal con bisel (convencional). Figura inferior: Aguja espinal en punta de lápiz.

• Calibre de aguja, siempre debe ser de calibre igual o inferior a 25 G.

ο Neonatos y lactantes preferiblemente de 27G.

4. Tubos estériles transparentes (mínimo 2).

5. Batea donde depositar los elementos utilizados y contenedores específicos para el material de

desecho.

6. Etiquetas para l as muestras y volantes para las peticiones.

7. Apósito +/-Novecutan ®.

EJECUCIÓN

1. Identificar al paciente a través de sus cuidadores, y/o mediante pulsera de identificación.

2. Realizar consentimiento informado.

3. Explicar procedimiento a los padres, y al paciente (si es posible), informándole que puede sentir cierto

dolor durante la punción e incluso calambres pero que deberá de tratar de estar lo más quieto posible.

4. Preparar el material y acercarlo al paciente.

5. Anestesiar la zona con la crema anestésica EMLA, con apósito oclusivo impermeable (el tiempo

indicado en las instrucciones del producto). Según el caso se procederá a sedoanalgesia adicional del

paciente.

6. Colocar al paciente en la posición adecuada: Flexión ventral del tronco:

• Posición decúbito lateral: rodillas flexionadas hacia los hombros, manteniendo el eje de la columna

paralelo al plano horizontal (Fig. a).

• Sentado: con la inmovilización que precise (Fig. b).

Puntualizaremos que en el recién nacido y el lactante pequeño, (Fig. b) se recomienda siempre la

posición sentado frente a decúbito lateral, debido a que existe riesgo de hipoxemia por alteración en la

relación ventilación/perfusión al forzar la posición fetal, y de obstrucción de vía aérea por hiperflexión

del cuello. El cuello debe por tanto, permanece en posición neutra para el procedimiento en este grupo

de edad para evitar riesgo de obstrucción de la vía aérea.



Página 39

Fig. a Fig. b

7. Higiene de manos.

8. Mascarilla y guantes estériles desechables.

9. Limpieza zona lumbar: Previo lavado con agua y jabón, desinfectar la zona de punción con

clorhexidina al 2% solución acuosa con movimientos concéntricos de dentro hacia fuera.

10. Tras palpación del espacio intervertebral por parte del pediatra que se localiza uniendo mediante una

línea imaginaria ambas crestas ilíacas (línea de Tuffier), asegurar posición y proceder a punción (nivel

aproximado L4-L5 ó L5-S1).

11. Utilizar los tubos para recoger L.C.R. gota a gota. El volumen de L.C.R. a extraer depende de las

determinaciones que se pidan, en general de 2 a 4 ml (10–20 gotas).

12. Identificar y enumerar por orden de salida las muestras del L.C.R: 1º Micro; 2º Anatomía Patológica;

3º: laboratorio general.

13. Antes de retirar la aguja, reintroducir de nuevo el fiador para evitar la aspiración de la aracnoides o

raíces nerviosas y presionar la zona con una gasa estéril durante 3-5 minutos, aplicar un apósito

estéril.

14. Colocar la paciente en posición decúbito.

15. Colocar etiquetas en volantes de peticiones y tubos y enviarlas. En caso de retraso en el envío

conservarlas a temperatura de 2ºC-5ºC o mayores temperaturas en estufa para cultivo.

16. Higiene de manos.

Punción lumbar con aguja Withacre ® (punta de lápiz) 25 G. Obtención de LCR y posterior administración de quimioterapia intratecal. Sección de Oncohematología Pediátrica, Hospital Virgen Macarena. Sevilla



Página 40

OBSERVACIONES

• Punción lumbar en niños con Válvulas de derivación ventrículo peritoneal (VDVP):

o Los pacientes pediátricos con hidrocefalia requieren con frecuencia la implantación de una válvula

o shunt ventrículo peritoneal. En éstos pacientes no existe comunicación entre los ventrículos y el

saco dural. Este hecho es de vital importancia a la hora de interpretar la celularidad del LCR

obtenido mediante Punción lumbar, ya que puede tener un número considerablemente menor de

células que el LCR ventricular con lo que se corre el riesgo de infradiagnosticar cualquier afección

del sistema nervioso central, ya sea tumoral o infecciosa.

o En este grupo de pacientes se deberían llevar a cabo preferentemente punciones valvulares o

extraídas de un reservorio tipo Ommaya intraventricular.

o Otros riesgos descritos de la realización de Punción lumbar en pacientes con VDVP son la

malfunción valvular tras la realización de la técnica, que podría atribuirse a que el goteo de LCR a

través de la aracnoides provoca un descenso de presión intracraneal (PIC) por debajo de los

valores de presión de apertura de la válvula. Además, una interrupción en la integridad de la dura,

como ocurre durante la punción, puede precipitar una malfunción valvular aguda en pacientes

portadores de VDVP con malfunción subclínica y TC previos normales.

o El médico encargado de realizar la Punción lumbar en estos pacientes debe estar alerta de estas

posibles complicaciones y someter al paciente a un período de observación tras la realización de

la técnica.

• Consideraciones pre y post punción lumbar:

o No se precisa dieta absoluta previa a realizar la punción lumbar.

o Vigilar zona de punción por si aparece sangrado. Vigilar constantes del paciente; así como la

aparición de palidez, cefalea, nauseas, vómitos, disminución del nivel de conciencia, calambres...

Anotar realización de la técnica, las incidencias observadas, constantes del paciente, signos

neurológicos y especificar número de tubos enviados y laboratorio de destino. Si no hay

incidencias, puede iniciarse realimentación inmediata.

• Complicaciones generales de la técnica:

o Síndrome post-punción: Cefalea, vómitos, hipotensión. Se previene en parte usando agujas de

pequeño diámetro y con punta de lápiz

o Radiculalgia/lumbalgia: dolor por rozar una raíz, es habitualmente transitorio.

o Hemorragia (epidural, subdural y subaracnoidea): es rara si no hay trastornos de la coagulación,

puede ser grave.

BIBLIOGRAFÍA

• Lumbar Puncture: Anatomical Review of a Clinical Skill:J.M. BOON,1* P.H. ABRAHAMS,2 J.H.

MEIRING,1 AND T. WELCH3, Clinical Anatomy 17:544–553 (2004).

• Postdural puncture headache is not an age related symptom in children: a prospective, open

randomized, parallel group study comparing a 22-gauge Quincke with a 22-gauge Whitacre



Página 41

needle.HANNU KOKKI MD*, MARJUT SALONVAARA MD†, EILA HERRGA° RD MD† AND

PEKKARIIKONEN MD.Paediatric Anaesthesia 1999 9: 429–434.

• Post-dural puncture headaches in children. A literature review. Elke Janssens Æ Peter Aerssens Æ

Phillipe Allie¨ t. Phillipe Gillis Æ Marc Raes. Eur J Pediatr (2003) 162: 117–121.

• Addendum to assessment: prevention of post-lumbar puncture headaches: report of the TTAS of the

AAN. Carmel Armon, MD, MHS and Randolph W.Evans, MD. Neurology, 2005; 65:510-512.

• Pharmacokinetics of intrathecal chemotherapy and clinical problems. Gan To Kagaku Ryoho. Cancer

and Chemotheapy, 1984 Aug; 11(8):1536-42.

• Low-pressure shunt 'malfunction' following lumbar puncture in children with shunted obstructive

hydrocephalus. Dias MS, Li V, Pollina J. Pediatr Neurosurg. 1999 Mar;30(3):146-50.

• Acute ventriculoperitoneal shunt malfunction following opening of the spinal subarachnoid space: a

case series.Childs Nerv Syst. 2009 May;25(5):599-600; discussion 601-5. Epub 2009 Jan 29.

LinksTubbs RS, Pugh J, Acakpo-Satchivi L, Wellons JC 3rd, Blount JP, Oakes WJ.



Página 42

RECOGIDA DE ORINA CON BOLSA PERINEAL

DESCRIPCIÓN

Recogida de muestra de orina en condiciones de asepsia, con fines analíticos, en niños sin control

voluntario de esfínteres, mediante la colocación de una bolsa de plástico adhesiva en el periné.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o.


RECURSOS MATERIALES


• Agua, jabón de pH neutro y gasas estériles.

• Bolsa perineal estéril para niña (Imagen 1) o para niño (Imagen 2).

• Aguja y jeringa estéril para extraer la orina de la bolsa.

• Contenedor estéril para recogida de muestra.

• Código de barras para identificación de muestras.

Imagen1: Bolsa perineal niña Imagen 2: Bolsa perineal niño

EJECUCIÓN


2. Identificar al paciente, a través de la pulsera de identificación (si existiera) y de sus cuidadores.

3. Informar a los padres sobre el procedimiento a realizar. También podemos hablar con el niño/a

adaptando nuestras explicaciones a su nivel de comprensión.

4. Preservar la intimidad del paciente.


6. Colocarse guantes.



Página 43

7. Comprobar que no se ha producido micción recientemente (pañal seco).

8. Colocar al niño/a en decúbito supino. Si es niña en posición ginecológica.

9. Realizar con agua y jabón un buen lavado de arrastre: en el niño retirando bien el prepucio hacia atrás

y en la niña separando los labios. Realizar siempre la limpieza desde la zona genital hacia el periné.

10. Aclarar con agua y secar con gasas estériles.

11. Retirar la parte inferior del papel protector de la bolsa.

12. Separar las piernas del niño/a con el fin de alisar los pliegues de la piel.

13. Colocar la abertura de la bolsa alrededor del meato.

14. Retirar el resto de papel protector y ajustar la bolsa presionando sobre la piel.

15. Colocar al niño/a semiincorporado o en brazos de sus padres, si es posible, con el fin de facilitar el

flujo de orina a la bolsa.

16. Una vez obtenida la orina necesaria, si la bolsa es cerrada, retirar la bolsa evitando manipulaciones y extraer el

contenido con una jeringa y aguja. Si se trata de una bolsa abierta, se vaciará el contenido con una jeringa por el

orificio situado en su base retirando posteriormente la bolsa.

17. Acomodar al paciente.

18. Depositar la orina en el contenedor estéril. Si se realizan varias peticiones, por ej. Urocultivo y sedimento o

bioquímica, es necesario distribuir el volumen de orina en dos contenedores y enviar cada uno de ellos con la

petición al laboratorio correspondiente

19. Cerrar el recipiente herméticamente evitando contaminaciones accidentales.

20. Retirarse los guantes.

21. Etiquetado de la muestra con código de barras.

22. Enviar la muestra al laboratorio con la petición correspondiente.

23. Recogida del material utilizado.


25. Registrar del procedimiento en las Observaciones de Enfermería (incluyendo código de barras).

OBSERVACIONES

• Tiene una alta fiabilidad cuando se realiza en condiciones higiénicas estrictas.

• Cuando se coloque la bolsa, hay que asegurarse que ésta no cubre el ano para evitar que la muestra

se contamine con heces.

• Siempre que sea posible, utilizar bolsas que permitan vaciar el contenido.

• La técnica y los resultados mejoran si no se coloca el pañal y se coge al niño/a en brazos.

• En el caso de los urocultivos, si a los 30 minutos no se ha conseguido la muestra, se retirará la bolsa

adhesiva con suavidad, repitiendo de nuevo todo el proceso.

• Si la técnica fracasa varias veces o bien se observan afectaciones cutaneas en el área de adhesión de

la bolsa, la enfermara se lo comunicará al facultativo y éste valorará la utilización de otra técnica

alternativa de recogida de orina.

• La orina debe enviarse al laboratorio lo antes posible y procesarse inmediatamente. Si no es posible, la

muestra se puede conservar refrigerada a 4ºC, no más de 24 horas.



Página 44

RESERVORIO VENOSO: PUNCIÓN PARA PERFUSIÓN CONTINUA EN PACIENTES PEDIÁTRICOS

DESCRIPCIÓN

Introducción de una aguja de bisel especial (Hubber) con alargadera y clamps de seguridad (Imagen 1), a

través de la membrana de silicona del reservorio venoso subcutáneo (Imagen 2) para la administración de

quimioterapia, fluidoterapia, antibioterapia, soporte nutricional o hemoderivados.

Imagen 1: Aguja de punción. Imagen 2: Reservorio venoso subcutáneo

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera/o y Auxiliares de Enfermería.

RECURSOS MATERIALES


• Crema anestésica Emla®.

• Paños estériles.


• Bata estéril.

• Mascarilla. .

• Gasas estériles. .

• Bata estéril.

• Antiséptico: Clorhexidina al 2% en solución alcohólica.

• Jeringas de10c.c.

• Aguja bisel especial con calibre nº 20 (uso rutinario) o nº 22 (hemoderivados y nutrición) y de longitud

16 ,19 ó 25mm según constitución del niño o lugar de implantación de cámara reservorio.

• Suero Fisiológico.

• Fibrilín (Heparina Sódica 20ui/ml).

• Aguja intravenosa.



Página 45

• Llave de 3 pasos con alargadera.

• Apósito hipoalergénico estéril.

• Equipo de goteo purgado y en bomba de perfusión.


EJECUCIÓN






4. Valorar el aspecto de la piel que cubre la cámara subcutánea (asegurarse de que no existe

enrojecimiento, edema, infiltración subcutánea, ulceración o supuración).

5. Aplicar capa gruesa de crema anestésica en la zona donde se va a realizar la punción y cubrir con

apósito oclusivo. Dejar actuar un tiempo mínimo de 1 hora y máximo de 5 horas.

6. Retirar apósito y crema anestésica.


8. Colocarse guantes , bata estériles y mascarilla.

9. Preparar el campo estéril con todo el material necesario para la punción.

10. Cargar 2 jeringas de 10c.c con 5-7c.c de SSF y una jeringa con 3cc de Fibrilín.

11. Purgar el sistema de aguja y alargadera con suero fisiológico.

12. Clampar alargadera de aguja.

13. Colocar al niño/a en posición de decúbito supino con la cabeza girada hacia el lado opuesto donde

tiene implantado el reservorio.

14. Desinfectar la zona de punción con antiséptico desde el centro a periferia en forma circular y dejar

secar.

15. Colocar paño estéril fenestrado en zona de punción.

16. Fijar e inmovilizar el portal con dedo índice y pulgar de nuestra mano no dominante para que no se

mueva debajo de la piel (Imagen 3).

Imagen 3: palpar e inmovilizar



Página 46

17. Tomar la aguja conectada a la jeringa con la mano dominante, retirando en el último momento el

protector de la aguja.

18. Si se trata de un niño grande, pedirle que inspire (el portal se acercará más a la superficie y quedará

más fijo).

19. Insertar la aguja perpendicularmente en la membrana del reservorio, buscando el centro de la cámara

hasta notar impacto con el fondo de ésta. Evitar puntos de punción anteriores (Imagen 4).

Imagen 4: puncionar

20. Desclampar alargadera de aguja.

21. Inyectar 3-4 c.c de suero fisiológico y aspirar para comprobar que refluye sangre (Imagen 5).

Imagen 5: comprobar permeabilidad


23. Coger nueva jeringa y lavar sistema con 10cc de solución salina.


25. Coger nueva jeringa con 3cc de Fibrilin y lavar catéter cuando éste no posea válvula antirreflujo.


27. Enroscar equipo de perfusión.

28. Cubrir zona de punción con apósito estéril bien fijado, para evitar salidas accidentales de aguja por

movimientos no controlados del niño.


30. Desechar material en contenedor destinado para ello.

31. Retirarse guantes y bata.




Página 47

33. Registrar en documentación de enfermería: incidencias durante la punción (nº de intentos de punción,

si existió reflujo sanguíneo tras punción…).

34. Cumplimentar “Hoja de seguimiento del cateter reservorio venoso (port-a-cath)”.

OBSERVACIONES

• Acceder siempre al sistema guardando estrictas medidas de asepsia.

• Inspeccionar el lugar de punción regularmente realizar cura estéril c/48h y cambiar apósito cuando lo

precise.

• Cubrir las conexiones con gasas estériles.

• Usar siempre bomba de perfusión. Evitar la infusión por gravedad.

• Usar jeringas de 10c.c o volumen superior para no producir presión excesiva sobre el catéter y

provocar su separación de la cámara.

• Cerrar siempre los clamps de seguridad cuando manipulemos la línea, para evitar embolismos aéreos.

• Elegir la aguja del grosor y longitud adecuada para evitar deterioro innecesario de la membrana del

portal.

• Cambiar aguja cada 7 días. Evitar puncionar en el mismo lugar.

• Utilizar el menor número de conexiones en los sistemas de infusión. Evitar manipulaciones

innecesarias.

• Cambiar equipo de venoclisis cada 48 horas, excepto: si se usan para nutrición parenteral c/ 24h,

soluciones lipídicas c/12h, productos sanguíneos c/ 4 h.

• Mantener permeabilidad de catéter, realizando lavado con solución salina siempre que se administre

medicación, nutrición parenteral o hemoderivados. Los catéteres que no posean válvula antirreflujo

precisan lavado también con heparina (Fibrilín).

BIBLIOGRAFÍA

• Recomendaciones para la prevención, diagnóstico y tratamiento de las infecciones relacionadas con

catéter. Grupo de trabajo de las infecciones relacionadas con catéter del Comité de Infecciones,

Profilaxis y Política de Antibióticos. Complejo Hospitalario Universitario Santiago de Compostela. 2003.

• Revista Enfermería Global. Protocolo de uso y mantenimiento del reservorio venoso subcutáneo.

Cotilla Franco, JM., Prieto Tinoco, J., Frigolet Maceras, P. Junio 2008.

• Recomendaciones para la manipulación y el cuidado del reservorio subcutáneo en Atención Primaria.

Gerencia de Atención Primaria del Área 5 de Madrid. Dirección de Enfermería. Febrero de 2006

• Mª Carmen Carrero Caballero :Accesos vasculares, implantación y cuidados enfermeros.2002

• Reservorios venosos subcutáneos J. Gelonch, A. Alastrué y J.M. Ribera. Servicios de Cirugía General

y Hematología. Hospital Universitario Germans Trias i Pujol. Badalona. Barcelona. Universidad

Autónoma de Barcelona.

• Calvo R, Ruiz-Giménez JF, Rubio V, Belmonte M, Ruz A, Lluch M. Permanent subcutaneous

reservoirs.Complications. Rev Soc Esp Dolor 2004; 11: 150-155.



Página 48

• Guía de actuación de Terapia Intravenosa: Port-a-cath. Hospital la Plana de Villarreal.Unidad de

Hospitalización a Domicilio.

• Reservorio Venosos Subcutáneo y demás catéteres venosos de larga duración .Cristina Quesada

Ramos. UCIP y Unidad Neonatal del Hospital de Cruces. Baracaldo. Bizkaia. España.

• Juárez Ruíz, Jl ;García Bayona,JJ ;Guzman Rentero,J ;Lopez Galiano MC;Martínez Samblás, ;Molina

Navarrete,E ;Morillo Alejo,Y.Servicio de Cirugía Hospital San Juan de La cruz (Ubeda).

• Totally implantable central venous devices (Port-A-Cath) in oncological patients: Review of

complications. Rev. Soc. Esp. Dolor v.15 n.7 Narón (La Coruña) oct. 2008.

• Sistema de acceso subcutáneo vascular central permanente con reservorio en pacientes oncológicos:

complicaciones quirúrgicas. Dr. Juan Carlos Collado Otero,1 Dr. Dagmar Paredes López,2 Dr.

Leopoldo Quesada Suarez,3 Dr. José M Vázquez González4 y Dr. José L. Guerra Mesa5 Instituto

Nacional de Oncología y Radiobiología (INOR). Rev Cubana Cir 2007; 46 (3).

• Taller teórico práctico sobre el manejo del reservorio venoso subcutáneo. Arantza Gorritxo Gil, Leire

Reglero García ,Inma Valdivia Chacón. Unidad de Oncología Hospital de Basurto.



Página 49

RESERVORIO VENOSO SUBCUTÁNEO EN PEDIATRÍA: EXTRACCIÓN DE MUESTRA SANGUÍNEA

DESCRIPCIÓN

Acceder al reservorio subcutáneo para la extracción de muestras sanguíneas y posterior análisis en

servicio de Laboratorio.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera y Auxiliar/es de Enfermería.

RECURSOS MATERIALES

• Mesa.

• Campo estéril.


• Bata estéril.

• Mascarilla.

• Jeringas de 10cc.

• Agujas intravenosas.


• Botes de muestras analíticas.

• Fibrilín 3ml (Heparina Na 20ui/ml).

• Antiséptico: Clorhexidina al 2% en solución alcohólica.

• Solución salina fisiológica (SSF).

• Bata estéril.

• Mascarilla.

• Tubos de recogida de sangre correspondiente al tipo de determinación analítica a realizar.

• Códigos de Laboratorio para identificación de muestras.


EJECUCION SI SE ESTÁ PERFUNDIENDO RESERVORIO






4. Colocarse guantes, bata y mascarilla.

5. Preparar campo estéril con: 2 ó 3 jeringas de 10cc cargadas de SSF, 1 jeringa de 10cc cargada con

3cc de Fibrilín ,agujas (iv) ,gasas estériles.



Página 50

6. Detener infusión.

7. Cerrar clamps de seguridad de línea de extensión de Gripper.

8. Desinfectar conexión del sistema de infusión por la que vamos a realizar la extracción.

9. Desconectar alargadera de Gripper de sistema de infusión y conectar jeringa cargada de SSF.

10. Abrir clamps de seguridad.

11. Introducir unos 2-3cc de SSF para abrir válvula de catéter.y aspirar suavemente unos 5-8 cc de sangre

que desecharemos.

12. Cerrar clamps de seguridad.

13. Conectar jeringa y extraer la cantidad de sangre que se precise.

14. Cerrar clamps y desconectar jeringa.

15. Depositar la sangre en la mesa.

16. Introducir la sangre en los tubos y etiquetarlos para su envío a laboratorio, con la petición

correspondiente.

17. Lavar catéter con 20cc de SSF y posteriormente con 3cc de Fibrilín si tuviera válvula antirreflujo.

18. Clampar línea y conectar de nuevo infusión.


20. Retirar guantes.

21. Cubrir las conexiones del sistema con gasas estériles fijadas con esparadrapo.



24. Registrar en documentación de enfermería el procedimiento realizado.

EJECUCIÓN SI NO SE ESTÁ PERFUNDIENDO RESERVORIO

1. Identificar al niño a través de su pulsera identificativa y a través de los padres.

2. Informar a los padres y al niño/a del procedimiento a realizar, adaptando nuestras explicaciones a su

nivel de comprensión.


4. Colocar guantes estériles.

5. Preparar campo estéril con material de punción de reservorio y material de extracción de muestras

sanguíneas indicados en procedimientos ya descritos.

6. Puncionar reservorio según protocolo establecido dejando cerrado clamps de seguridad.

7. Conectar jeringa con SSF y abrir clamps de seguridad.

8. Introducir unos 2-3cc de SSF para abrir válvula de catéter y aspirar suavemente unos 5-8 cc de sangre

para desechar.


10. Conectar jeringa y extraer la cantidad de sangre que se precise.


12. Depositar la sangre en la mesa e introducir en los botes debidamente identificados.

13. Lavar catéter con 20cc de SSF.



Página 51

14. Sellar reservorio según protocolo.

15. Retirar aguja de punción de reservorio (Gripper)

16. Aplicar antiséptico en la zona y cubrir con apósito estéril.

17. Depositar material sobrante en contenedor adecuado.




21. Registrar en documentación de enfermería el procedimiento realizado.

OBSERVACIONES

• Acceder al reservorio siempre bajo estrictas medidas de asepsia.

• Evitar que queden restos de sangre en la alargadera de la aguja pues favorece crecimiento de

gérmenes.

• Muy importante es usar los clamps de seguridad y no dejar alargadera de aguja al aire ya que se

producen embolismos aéreos.

• El desechar o reintroducir la primera muestra de sangre, depende del criterio del profesional que

realiza la técnica.

• El cubrir todas las conexiones con gasas estériles se realiza porque el niño no tiene conocimiento de

las normas de cuidados que estos dispositivos precisan. Así el niño se tira al suelo a jugar, manipula el

sistema e intenta desconectar las conexiones etc…

• Solo se heparinizará (Fibrilín) el catéter, cuando así lo refleje la tarjeta identificativa del reservorio

implantado la cual se entrega a los padres cuando se coloca el reservorio.

• Preventivamente heparinizaremos siempre cuando: desconozcamos el tipo de catáter implantado o

cuando exista indicación médica para ello.

BIBLIOGRAFÍA




• Revista Enfermería Global. PROTOCOLO DE USO Y MANTENIMIENTO DEL RESERVORIO

VENOSO SUBCUTÁNEO.Cotilla Franco, JM., Prieto Tinoco, J., Frigolet Maceras, P. Junio 2008.


Gerencia de Atención Primaria del Área 5 de Madrid. Dirección de Enfermería. Febrero de 2006

• Mª Carmen Carrero Caballero :Accesos vasculares, implantación y cuidados enfermeros.2002.


y *Hematología. Hospital Universitario Germans Trias i Pujol. Badalona. Barcelona. Universidad






Página 52

















Página 53

RESERVORIO VENOSO SUBCUTÁNEO EN PEDIATRÍA: RETIRADA DE AGUJA Y SELLADO

DESCRIPCIÓN

Acceder al reservorio subcutáneo para retirar aguja de canalización, por finalización de tratamiento o por

recambio de ésta.

RECURSOS HUMANOS

• Enfermera y Auxiliar/es de Enfermería.

RECURSOS MATERIALES

• Mesa.

• Campo estéril.


• Bata estéril.

• Mascarilla.

• Jeringas de 10cc.

• Agujas intravenosas.


• Fibrilín 3ml (Heparina Na 20ui/ml).

• Antiséptico : Clorhexidina al 2% en solución alcohólica.

• Solución salina fisiológica (SSF).

• Apósito estéril.


EJECUCIÓN






4. Retirar apósito que cubre la zona de punción.

5. Colocar guantes estériles.

6. Preparar campo estéril con todo el material necesario: 2 jeringas cargadas con SSF; 1 jeringa cargada

con 3cc de Fibrilín, gasas estériles y apósito estéril.

7. Acceder a la alargadera de la aguja y cerrar clamps de seguridad.

8. Introducir 20cc de SSF para lavar el catéter y clampar alargadera haciendo presión positiva mientras

inyectamos los últimos 0.5cc.



Página 54

9. Si el catéter precisa heparinización, tras lavado con SSF, introducir 3cc de Fibrilín aplicando presión

positiva cuando inyectemos los últimos 0.5cc.

10. Sujetar la cámara para evitar su movilización con el dedo índice y pulgar de la mano no dominante

junto con una gasa estéril.

11. Coger la aguja con la mano dominante y, dar un tirón seco hacia fuera perpendicular a la piel para

extraer la aguja.

12. Presionar ligeramente con la gasa la zona de punción.

13. Colocar apósito en la zona de punción. Puede ser retirado a los 20 min.


15. Depositar los materiales sobrantes en contenedor adecuado.



18. Registrar en documentación de enfermería el procedimiento realizado y las posibles incidencias.

OBSERVACIONES

• Acceder al reservorio siempre bajo estrictas medidas de asepsia.

• El recambio de aguja (Gripper), se hará cada 7 días para prevenir infecciones.

• Anotar en Hoja de seguimiento de Catéter Reservorio Venoso: motivo de retirada de la aguja, fecha de

próximo recambio de la aguja y fecha de próxima permeabilización de reservorio si éste se dejara en

reposo durante más de un mes.

• Solo se heparinizará (Fibrilín) el catéter, cuando así lo refleje la tarjeta identificativa del reservorio

implantado la cual se entrega a los padres cuando se coloca el reservorio.

• Preventivamente heparinizaremos siempre cuando: desconozcamos el tipo de catéter implantado o

cuando exista indicación médica para ello.

• Los reservorios en reposo deben de permeabilizarse mensualmente para evitar complicaciones.

BIBLIOGRAFÍA




• Revista Enfermería Global. PROTOCOLO DE USO Y MANTENIMIENTO DEL RESERVORIO

VENOSO SUBCUTÁNEO.Cotilla Franco, JM., Prieto Tinoco, J., Frigolet Maceras, P. Junio 2008.


Gerencia de Atención Primaria del Área 5 de Madrid. Dirección de Enfermería. Febrero de 2006.

• Mª Carmen Carrero Caballero :Accesos vasculares, implantación y cuidados enfermeros.2002.


y *Hematología. Hospital Universitario Germans Trias i Pujol. Badalona. Barcelona. Universidad




Página 55



















Página 56

USO CORRECTO DE GUANTES HIGIÉNICOS

DESCRIPCIÓN

Medida de precaución estándar para la protección del trabajador sanitario en aquellas circunstancias en

que exista o se prevea que va a existir contacto con sangre, fluidos corporales (excepto sudor),

secreciones, excreciones, piel no intacta, mucosas y material contaminado.

RECURSOS HUMANOS

• Debe realizar esta técnica el personal sanitario.

RECURSOS MATERIALES

• Guantes.

• Solución alcohólica para desinfección de manos.

EJECUCIÓN

• Antes de la colocación de los guantes debe procederse a la desinfección de manos con solución

alcohólica.

• Colocación de los guantes.

• Realización de la actividad programada.

• Retirada de los guantes y desecharlos.

OBSERVACIONES

• Se evitará la utilización de guantes para aquellas actividades o contactos con pacientes que no estén

incluidas en las indicaciones especificadas en las precauciones estándar, salvo en los aislamientos de

contacto (ver protocolo).

• Se deben utilizar guantes estrictamente en las situaciones descritas en el cuadro de precauciones

estándar (cuando pueda existir contacto con sangre, fluidos corporales, membranas mucosas,

secreciones, excreciones, piel no intacta, piel intacta potencialmente contaminada y material

contaminado…)

• Se evitará circular con guantes por el control, pasillos, salas de curas, lencería, etc.

• Cuando deban usarse, es imperativo cambiarse de guantes entre pacientes, así como para manipular

distintas heridas, sondas o catéteres del mismo paciente.

• Tras la retirada de los guantes debe procederse a la desinfección de manos con solución alcohólica.



Página 57

VENA UMBILICAL: CANALIZACIÓN

DESCRIPCIÓN

Consiste en la cateterización de la vena umbilical con un catéter especial para las siguientes indicaciones:

• Control de PVC.

• Exanguinotransfusión.

• Mínima manipulación en el gran prematuro.

LOCALIZACIÓN DEL EXTREMO DISTAL DEL CATÉTER

• Para control de PVC: vena cava inferior supradiafrragmática (D7-D8).

• Para exanguinotransfusión :en seno portal, allí donde refluya bien el catéter (habitualmente a 5 cm de

la base del cordón).

RECURSOS HUMANOS

• Enfermero/a.


• Pediatra.

RECURSOS MATERIALES


• Campos estériles fenestrados y sin fenestrar.



• Bata estéril.

• Mascarilla.

• Antiséptico: clorhexidina 2% solución acuosa.

• Jeringas de 5ml y de 2ml.

• Fibrilín (Heparina Sódica 20ui/ml).

• Suero glucosado 5% y SSF.

• Equipo de canalización de vasos umbilicales.con los siguientes materiales: una pinza con dientes y

otra sin dientes; una pinza de iris recta y otra curva; unas tijeras; un porta bisturí y un portaagujas; un

mosquito recto y otro curvo; un kocher con torunda de gasa y 2 cangrejos.

• Bisturí.

• Seda con aguja circular de 2-0 o 3-0.

• Catéter radiopaco (silástico o PVC) de canalización de vena umbilical de 5 FG,





Página 58

• Esparadrapo y puntos de aproximación.


• Metro.




EJECUCIÓN


2. Informar a los padres del procedimiento a realizar.




5. Monitorización del recién nacido: temperatura, frecuencia cardiaca, frecuencia respiratoria, tensión

arterial y saturación transcutánea de oxígeno.

6. Preparar la mesa de campo con el material necesario.

7. Determinar la longitud del catéter a introducir mediante tablas según peso o calculando la distancia

entre el apéndice xifoides y el ombligo y dividirlo entre 2. La posición adecuada es dejando el extremo

del catéter 0,5-1 cm por encima del diafragma en vena cava inferior.


guantes estériles.

9. Preparar catéteres para inserción previamente purgados con suero salino heparinizado. Mantener

circuito de inserción (catéter y jeringa) cerrados para evitar la posibilidad de embolia grasa.

10. Se desinfecta la zona umbilical con clorhexidina 2% solución acuosa, se coloca campo estéril

fenestrado.

11. Con seda de 2-0 anudar la base del cordón umbilical con cordonete sin coger la piel para evitar

excesivo sangrado.

12. Corte limpio, horizontal, a 0,5 cm de la base cutánea del cordón con bisturí.

13. Localizar vasos. Identificar los 3 vasos umbilicales. La vena es más grande, y con paredes más

gruesas. Introducir lentamente y al llegar a la distancia correcta comprobar que el catéter no es

rechazado y que refluye bien. Si no es rechazado pero no refluye, movilizar unos mms y reintentar. Si

es rechazado (está en hígado), retirar el catéter hasta el seno portal (3-4 cm del cordón) y volver a

intentarlo cambiando de orientación.

14. Una vez introducido el catéter a la distancia calculada, aspirar con jeringa, comprobando que la

sangre refluye. Lavar la vía con SSF heparinizado (1UI/ml).

15. Conectar el catéter a llave de tres pasos y jeringa de 5cc con SSF heparinizado.

16. Realizar nudo quirúrgico en los extremos del muñón umbilical que deben incluir las dos arterias para

evitar su sangrado. Dejar extremos largos a ambos lados para anudar la seda alrededor del catéter

umbilical. Realizar sujeción del catéter con puntos de aproximación rodeando catéter y seda.



Página 59

17. Realizar Rx de tórax-abdomen para ver localización del catéter introducido.

18. Cubrir con apósito y vigilancia adecuada del sangrado del ombligo.

19. Retirar la sujeción y colocar al paciente en posición cómoda.

20. Depositar el material sobrante en el contenedor correspondiente y proceder a la limpieza y

esterilización del equipo de canalización de vasos umbilicales.

21. Retirarse los guantes, mascarilla y bata estéril.


OBSERVACIONES

• Se realizará cura umbilical cada 24 horas ( o con más frecuencia si es necesario).

• Vigilar posibles complicaciones: infecciones, obstrucción del catéter, trombosis.

• Realizar lavado de catéter tres veces al día con 0.5 ml de Fibrilín (10 UI de heparina sódica).

• El vaso se mantendrá canalizado el mínimo tiempo posible, habitualmente hasta un máximo de 2-3

días. En grandes prematuros se mantendrá hasta 7-14 días para facilitar la mínima manipulación.

• Para la exanguinotransfusión, se retira el catéter una vez finalizado el procedimiento.

• Para la retirada realizar hemostasia por compresión 1-2 minutos .Limpieza con clorhexidina al 2%

solución acuosa y dejar al descubierto para vigilar sangrado.

BIBLIOGRAFÍA

• Neonatología. Gomella; Cunnigham; Eyal; Zenk. 5ª edición. Editorial Médica Panamericana.

• De guardia en Neonatología. Máximo Vento; Manuel Moro. 2ª edición.



Página 60

Título del Documento:

MANUAL DE PROCEDIMIENTOS EN PEDIATRÍA

Responsable de su elaboración • Grupo de trabajo identificado

Responsable de su aprobación* • Comisión de Procesos, Protocolos y

Normalización

Fecha de la aprobación • Septiembre 2009

Fecha de la Implantación • Febrero 2010

Fecha prevista para su revisión y actualización • Año 2012

manual de procedimiento de pediatria 2010

Documents