almidón de plátano modificado con anhidro octenil
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
Centro de Desarrollo de Productos Bióticos
Almidón de plátano modificado con Anhidro
octenil succínico (OSA) como candidato para
estabilizar emulsiones
Que para obtener el Grado de Maestría en Ciencias en Desarrollo de
Productos Bióticos
PRESENTA:
IBQ. Christopher Adrián Bello Flores
Directores de Tesis:
Dr. Luis Arturo Bello Pérez
Dra. María del Carmen Núñez Santiago
Yautepec de Zaragoza, Morelos a 24 de Noviembre del 2014
El presente trabajo se llevó a cabo en el Laboratorio de Control de Calidad
del Departamento de Desarrollo Tecnológico del Centro de Desarrollo de Productos
Bióticos del Instituto Politécnico Nacional bajo la dirección del Dr. Luis Arturo Bello
Pérez y la Dra. María del Carmen Núñez Santiago.
Se agradece al Consejo Nacional de ciencia y Tecnología (CONACyT), a la
Beca de Estímulo Institucional de Formación de Investigadores (BEIFI) y a la Secretaria
de Investigación y Posgrado (SIP-IPN) por las becas otorgadas para la realización de
estos estudios.
DEDICATORIA
A mis padres, Alicia y Antonio, en quienes sé que puedo contar siempre, y a quienes agradezco profundamente todo su cariño, comprensión y el amor que me han brindado… (y los regaños, esos me han
servido muchísimo, no tienen idea.)
Este trabajo es para ustedes..
A mis tíos Juanita y Baltazar por apoyarme en esta etapa de mi vida, por aguantarme todo este tiempo y por todo los consejos que me han dado…
II
RESUMEN
El almidón es un producto natural ampliamente distribuido y de bajo costo, por lo
que es muy utilizado en un gran número de industrias. Se encuentra en diversas
fuentes vegetales de donde puede ser extraído. El almidón nativo presenta
limitaciones para su uso, por lo que es modificado mediante diferentes métodos,
para ampliar sus aplicaciones y formas de empleo. Dentro de las modificaciones al
almidón, se encuentra la esterificación con anhidro octenil succínico, el cual
introduce grupos OSA (por sus siglas en ingles) en sustitución de los grupos OH.
El almidón esterificado, contiene dentro de su estructura grupos hidrofílicos e
hidrofóbicos, que le permiten adsorber la fase oleosa y acuosa de una emulsión
estabilizandola. El objetivo del presente trabajo fue evaluar el efecto del grado de
sustitución en las propiedades emulsificantes del almidón de plátano macho
modificado con anhidro octenil succínico (OSA), mediante su caracterización y
pruebas de estabilidad en un sistema modelo. En el almidón modificado se
determinó el tamaño de partícula, la temperatura y entalpía de gelatinización,
formación de pastas y difracción de rayos X. Las emulsiones se caracterizaron por
microscopia, retrodispersión de luz, índice de emulsificación y comportamiento
reológico. El almidón de plátano modificado presentó un grado de sustitución (GS)
de 0.016 y 0.034, obtenidos con 3 y 15 % de OSA, respectivamente. Durante la
cocción de los almidones modificados se observó un incremento en la viscosidad
de formación de pastas, con respecto al almidón nativo. Sin embargo, la
temperatura y entalpia de gelatinización disminuyeron con el incremento del GS,
mientras que el porcentaje de cristalinidad del almidón modificado no presento
diferencias estadísticas significativas. El volumen de la región emulsificada
aumentó con el GS de 45.5% (GS=0.016) a 63.9% (GS=0.034). La adición del
almidón modificado con un GS de 0.016 a concentraciones de 150 y 200 mg de
almidón/mL de aceite estabilizó la emulsión hasta por 48 h. El almidón de plátano
modificado con OSA estabilizó emulsiones por tiempos cortos, por lo que sus
posibles aplicaciones como agente emulsificante se limitaría a ciertos productos.
III
ABSTRACT
Starch is a natural product widely distributed, low cost and therefore is widely used
in many industries. It is found in several plant sources and can be extracted. Native
starch has limitations for its use, and for this reason is modified with different
methods to expand its applications. Among the starch modifications, esterification
with octenyl succinic anhydrous (OSA) is used; this esterification introduces OSA
groups in substitution of the OH groups. The esterified starch, contains within its
structure hydrophilic and hydrophobic groups that allow to adsorb the oil and
aqueous phase of an emulsion stabilizing. The aim of this study was to evaluate
the effect of the substitution degree on the emulsifying properties of plantain starch
modified with OSA through characterization and stability testing in a model system.
The particle size, the temperature and enthalpy of gelatinization, pasting and X-ray
diffraction were evaluated in the OSA starches. Emulsions were characterized by
microscopy, light scatter index emulsification and rheology. Plantain modified
starch presented a substitution degree (DS) of 0.016 and 0.034 with 3 and 15%
OSA, respectively. During cooking of modified starch, the viscosity of OSA
starches was higher than its native counterpart; however, the temperature and
enthalpy of gelatinization decreased with increasing of DS, while the percentage of
crystallinity of modified starch did not show significant differences. The volume of
the emulsified region increased with the GS of 45.5% (DS = 0.016) to 63.9% (DS =
0.034). The addition of modified starch with a DS of 0.016 to concentrations of 150
and 200 mg of starch/mL oil emulsion stabilized for up to 48 h. Modified OSA
plantain starch stabilized emulsions for short times, suggesting possible
applications as an emulsifying agent in some products.
IV
ÍNDICE
RESUMEN ......................................................................................................... II
ABSTRACT ....................................................................................................... III
ÍNDICE .............................................................................................................. IV
ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................ II
ÍNDICE DE CUADROS ...................................................................................... V
ABREVIATURAS ............................................................................................... VI
I. INTRODUCCIÓN ........................................................................................... 1
II. ANTECEDENTES .......................................................................................... 3
2.1 Emulsiones ............................................................................................ 3
2.1.1 Estabilidad de las emulsiones ......................................................... 5
2.1.2 Medición de la estabilidad en emulsiones ....................................... 7
2.1.3 Agentes tensoactivos ................................................................ 10
2.2 Emulsiones “Pickering” ........................................................................ 13
2.3 Almidones modificados ........................................................................ 15
2.3.1 Esterificación ................................................................................. 16
2.3.2 Usos y aplicaciones de almidones OSA ........................................ 17
2.4 Almidón de plátano ................................................................................ 21
III. JUSTIFICACIÓN .......................................................................................... 23
IV. HIPÓTESIS ................................................................................................ 23
V. OBJETIVOS ................................................................................................. 24
5.1 General ................................................................................................. 24
5.2 Específicos ............................................................................................. 24
VI. MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................... 25
6.1 Diagrama experimental. ......................................................................... 25
6.2 Materiales y métodos ............................................................................. 26
6.3 Caracterización de almidón ................................................................... 26
6.3.1 Aislamiento del almidón ................................................................ 26
6.3.2 Obtención de almidones OSA ....................................................... 27
V
6.3.3 Determinación del grado de sustitución (GS) y eficiencia de
reacción (ER) ................................................................................ 27
6.3.4 Microscopia de luz transmitida y polarizada ................................. 28
6.3.5 Microscopia electrónica de barrido (MEB) .................................... 29
6.3.6 Distribución de tamaño de granulo ............................................... 29
6.3.7 Cocción de almidones y formación de pastas ............................... 29
6.3.8 Calorimetría diferencial de barrido (CDB) ..................................... 30
6.3.9 Hinchamiento y solubilidad ........................................................... 30
6.3.10 Difracción de rayos X (DRx). ..................................................... 31
6.4 Caracterización de emulsiones .............................................................. 32
6.4.1 Preparación de emulsiones. ......................................................... 32
6.4.2 Microscopia óptica ........................................................................ 32
6.4.3 Estabilidad de emulsiones ............................................................ 33
6.4.4 Índice de emulsificación (IE) ......................................................... 33
6.4.5 Propiedades reológicas ................................................................ 34
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .................................................................. 35
7.1 Caracterización almidón ......................................................................... 35
7.1.1 Grado de sustitución (GS) y eficiencia de la reacción (ER) .......... 35
7.1.2 Microscopia óptica ........................................................................ 35
7.1.3 Microscopia electrónica de barrido (MEB) ................................... 37
7.1.4 Distribución de tamaño de gránulo ............................................... 39
7.1.5 Formación de pastas. ................................................................... 42
7.1.6 Temperatura y entalpia de gelatinización .................................... 44
7.1.7 Hinchamiento y solubilidad ........................................................... 45
7.1.8 Difracción de rayos X (DRx) ......................................................... 47
7.2 Caracterización de las emulsiones ......................................................... 48
7.2.1 Almidón Nativo .............................................................................. 48
7.2.2 Almidón modificado con 3% OSA (GS=0.016).............................. 55
7.2.3 Almidón modificado con 15% OSA (GS= 0.034) ........................... 56
7.3 Estabilidad las emulsiones por retrodispersión de luz ........................... 61
7.3.1 Emulsiones adicionadas con almidón nativo ................................ 61
VI
7.3.2 Emulsiones con almidón modificado con 3% OSA (GS= 0.016) ... 64
7.3.3 Emulsiones con almidón modificado con 15% OSA (GS= 0.034) 66
7.4 Índice de emulsificación (IE) .................................................................. 69
7.5 Reología de las emulsiones .................................................................. 70
VIII. CONCLUSIONES .................................................................................. 74
IX. PERSPECTIVAS ....................................................................................... 75
X. LITERATURA CITADA ................................................................................. 76
XI. APENDICE A. Preparation and characterization of octenylsuccinylated
plantain starch ............................................................................................ 88
II
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Mecanismos físicos de inestabilidad de una emulsión (McClements, 1999). ....... 6
Figura 2. Estabilidad de emulsiones de almidón de maíz, observada con ayuda del
Colorante rojo solvente 26. El cuadro muestra la emulsión vista al microscopio
Barra de escala= 100 m (Timgren et al., 2013). .................................................... 8
Figura 3. Diagrama del funcionamiento del Turbiscan MA1000 (Adaptado de www.
Formulaction.com) ................................................................................................... 9
Figura 4. Efecto de la concentración de anhídrido octenil succínico (OSA por sus siglas
en inglés) (p/p) relativo al almidón sobre (a) grado de sustitución en almidón de
plátano y (b) la eficiencia de la reacción. .............................................................. 36
Figura 5. Microscopía de luz polarizada (lado izquierdo) y transmitida (lado derecho), de
almidón de plátano nativo y modificados con diferentes concentraciones de
OSA sin cocción y cocidos Barra de escala= 100 m. .......................................... 38
Figura 6. Imágenes por MEB de almidón de plátano nativo y modificado con diferentes
concentraciones de OSA ....................................................................................... 38
Figura 7. Porcentaje de tamaño acumulado de almidones de plátano nativo y
modificados con diferentes concentraciones de OSA sometidos a cocción. ......... 41
Figura 8. Perfil de formación de pastas de almidones de plátano nativo y modificados
con diferentes concentraciones de OSA. .............................................................. 43
Figura 9. Estructura del almidón octenil succinato de sodio .............................................. 44
Figura 10. Termogramas de calorimetría diferencial de barrido (CDB) de los almidones
de plátano nativo y modificados con diferentes concentraciones de OSA. ........... 45
Figura 11. Patrón de DRx de los almidones de plátano nativo y modificados con
diferentes concentraciones de OSA. ..................................................................... 47
Figura 12. Efecto de la concentración de almidón nativo en la estabilidad de las
emulsiones aceite/ solución reguladora al tiempo 0. ............................................. 50
III
Figura 13. Efecto de la concentración de almidón de plátano nativo en la formación de
emulsiones aceite/agua. Barra de escala 100 m. ................................................ 52
Figura 14. Efecto de la concentración de almidón de plátano nativo en la estabilidad de
las emulsiones. ...................................................................................................... 53
Figura 15. Microscopia de emulsiones estabilizadas por gránulos de almidón nativo de
plátano a diferentes concentraciones, observadas por un periodo de 48 h, barra
de escala= 100m. ................................................................................................ 54
Figura 16. Efecto de la concentración de almidón de plátano modificado con un 3% de
OSA en la estabilidad de las emulsiones. ............................................................. 57
Figura 17. Microscopia de emulsiones estabilizadas por gránulos de almidón modificado
con un 3% de OSA adicionadas con diferentes concentraciones, observadas
por un periodo de 48 h, Barra de escala= 100m. ................................................ 58
Figura 18. Efecto de la concentración de almidón de plátano modificado con un 15% de
OSA en la estabilidad de las emulsiones. ............................................................ 59
Figura 19. Microscopia de emulsiones estabilizadas por gránulos de almidón
modificados con un 15% de OSA adicionadas con diferentes concentraciones,
.......................... 60
Figura 20. Efecto de la concentración del almidón nativo en la retrodispersión de luz, en
condiciones de reposo para emulsiones aceite/solución reguladora, (a) 100N,
(b) 150N, (c) 200N y (d) 250N. Longitud del vial: 45 mm. Líneas: T0= 0 h (color
morado), T1=0.5 h (color azul marino), T2=2 h (color azul rey), T3=6 h color
verde), T4= 24 h (color amarillo), T5= 48 h (color naranja). .................................. 62
Figura 21. Efecto de la concentración del almidón modificado con un 3% de OSA en la
retrodispersión de luz, en condiciones de reposo para emulsiones
aceite/solución reguladora: (a) 100M-3, (b) 150M-3, (c) 200M-3 y (d) 250M-3.
Longitud de la muestra: 45 mm. Líneas: T0= 0 h (color morado), T1=0.5 h (color
azul marino), T2=2 h (color azul rey), T3=6 h color verde), T4= 24 h (color
amarillo), T5= 48 h (color naranja). ....................................................................... 65
Figura 22. Efecto de la concentración del almidón modificado con un 15% de OSA en la
retrodispersión de luz, en condiciones de reposo para emulsiones
aceite/solución reguladora: (a) 100 mg/ml de aceite, (b) 150 mg/ml de aceite, (c)
200 mg /ml de aceite y (d) 250 mg /ml de aceite. Longitud de la muestra: 45
IV
mm. Líneas: T0= 0 h (color morado), T1= 0.5 h (color azul marino), T2= 2 h
(color azul rey), T3= 6 h (color verde), T4= 24 h (color amarillo), T5= 48 h (color
naranja) ................................................................................................................. 68
Figura 23. Efecto de la concentración de OSA y de almidón sobre el índice de
emulsificación medido a las 0.5 h (IE) en las emulsiones. .................................... 70
Figura 24. Efecto de la concentración de OSA en el comportamiento reológico de las
emulsiones a través del tiempo: 0 h (círculos), 24 h (triángulos), 48 h (triángulos
invertidos). ............................................................................................................. 73
V
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Diámetro mediano de almidón de plátano nativo y modificados con
diferentes concentraciones de OSA. ........................................................ 41
Cuadro 2. Propiedades de formación de pastas de los almidones de plátano
nativo y modificados con diferentes concentraciones de OSA. ................ 44
Cuadro 3. Propiedades de gelatinización de los almidones de plátano nativo y
modificados con diferentes concentraciones de OSA............................... 46
Cuadro 4. Hinchamiento y solubilidad de los almidones de plátano nativo y
modificados con diferentes concentraciones de OSA............................... 46
Cuadro 5. Codificación para la identificación de emulsiones. ............................... 50
Cuadro 6. Efecto de la concentración de OSA sobre la dependencia de G’ con
la frecuencia, de acuerdo con el modelo 𝑮′ ∝ 𝝎𝜶. ................................... 71
VI
ABREVIATURAS
Anotación Significado
%C Porcentaje de cristalinidad
ADL Almidón de digestión lenta
AR Almidón resistente
H Entalpia de gelatinización (J/galmidón)
GS Grado de sustitución
ER Eficiencia de Reacción
G' Módulo de almacenamiento (Pa)
G'' Módulo de perdida (Pa)
IE Índice de emulsificación
o/w Aceite en agua p/p Peso/peso
T0 Tiempo cero (h)
Tini Temperatura inicial (° C)
Tmax Temperatura máxima (° C)
1
I. INTRODUCCIÓN
La problemática que representa el uso de tensoactivos sintéticos, como la
contaminación ocasionada al medio ambiente y la irritación cutánea reportada en
los últimos años, han incrementado el interés por producir nuevos materiales que
no sean perjudiciales para el ambiente o el ser humano. Se han investigado las
diversas macromoléculas biológicas que puedan ser utilizadas como agentes
emulsificantes, tal es el caso de algunas proteínas hidrolizadas o polisacáridos,
como el almidón modificado con anhidro octenil succinico (OSA), el cual puede
adquirir características que favorecen su uso como agente emulsificante.
La modificación con OSA, le confiere características anfifilicas a su estructura,
permitiendole absorberse y reducir la tensión en la interfase aceite/agua. El
almidón OSA migra a la interfase aceite/agua, donde forma una capa que sirve de
límite y debido al tamaño de sus moléculas y al número de grupos OH sustituidos,
el almidón OSA actua como estabilizador estérico (Shogren y Biresaw, 2007;
Marku et al., 2012; Marefati et al., 2013; Timgren et al., 2013).
En forma general un gran número de trabajos presentados se enfocan en la
optimización de las condiciones de reacción, sin considerar la caracterización
estructural de los almidones modificados. Mientras que el GS es la variable más
reportada, existen otros parámetros estructurales, tales como el arreglo cristalino,
la masa molecular promedio, el tamaño y la polidispersidad del tamaño de los
gránulos, que no son considerados. Sin embargo, estos parámetros
probablemente ejercen una influencia significativa en el uso final propiedades
funcionales de los almidones OSA (Sweedman et al., 2013). Debido a esto, se ha
propuesto el uso de un almidón normal (plátano macho) que permita mantener un
mismo tamaño de granulo con diferente GS incluyendo una caracterización
estructural del mismo.
2
El objetivo del presente estudio fue evaluar el efecto del grado de sustitución en
las propiedades emulsificantes del almidón de plátano macho modificado con
anhidro octenil succínico (OSA), mediante su caracterización y pruebas de
estabilidad en un sistema modelo.
3
II. ANTECEDENTES
2.1 Emulsiones
Una emulsión es un tipo de sistema disperso, constituido por la homogeneización
o dispersión de dos o más fluidos no miscibles, en el que una de estas fases se
encuentra distribuida de forma discontinua en el seno de la otra, denominándose
fase dispersa y fase continua, respectivamente. La fase dispersa se encuentra en
forma de pequeñas gotas distribuidas en la fase continua o dispersante; ambas
fases son inestables, ya que la fase dispersa tiende a asociarse para constituir una
capa que puede precipitar o migrar a la superficie, según la diferencia de
densidades entre las dos fases, originando desestabilidad (McClements, 2012).
Las propiedades de las emulsiones, tales como estabilidad y la viscosidad,
dependen de la distribución del tamaño de las gotas, que abarca un intervalo
amplio desde unos 10 nm hasta casi las 1000 μm, aunque lo normal es que las
gotas se encuentren en un intervalo más reducido, entre 1 y 100 μm (Marefati et
al., 2013).
De acuerdo al tamaño de las partículas dispersas en la fase continua, las
emulsiones se clasifican en: a) emulsiones o macroemulsiones, las cuales tienen
un tamaño de gota entre 10 y 100 μm, b) las microemulsiones, éstas presentan un
tamaño de gota inferior a 10 μm y c) las miniemulsiones o nanoemulsiones, con
un tamaño entre 20 y 500 nm (McClements, 2012).
Otra clasificación de emulsiones usada ampliamente, está basada en la polaridad
de la fase continua. En casi todas las aplicaciones el agua es uno de los dos
fluidos, mientras que el otro fluido, que normalmente es un aceite, se caracteriza
por tener una baja constante dieléctrica. Las dispersiones de gotas de agua en
aceite o gotas de aceite en agua se conocen como emulsiones de agua en aceite
y emulsiones de aceite en agua, respectivamente.
4
Una emulsión está constituida por tres regiones, las cuales presentan
propiedades fisicoquímicas diferentes: la fase dispersa, la fase continua y la
interfase. Todas las moléculas o ingredientes de la emulsión se distribuyen según
su concentración y polaridad a lo largo de las tres regiones. Las moléculas polares
tienden a localizarse en la fase acuosa, las moléculas no polares tienen afinidad
por la fase oleosa (aceite), y las moléculas anfifílicas se localizan en la interfase.
Las moléculas en una emulsión tienden a moverse de una región a otra, alterando
de esta forma las condiciones físicas y químicas de la misma. Este movimiento,
así como la concentración e interacciones de sus constituyentes, tienen una
influencia significativa en las propiedades fisicoquímicas, funcionales y de textura
de estos sistemas dispersos (McClements, 1999).
El método más simple para establecer la naturaleza de una emulsión es verificar la
miscibilidad con disolventes acuosos y apolares. Una emulsión constituida por una
dispersión de gotas de aceite en agua puede ser fácilmente diluida con agua, y,
viceversa, una emulsión constituida por gotas de agua en aceite puede ser
fácilmente diluida con aceite, sin separación de fase detectable en un período de
tiempo suficientemente corto; esta prueba puede ser fácilmente realizada con la
ayuda de un microscopio óptico.
Las aplicaciones de las emulsiones en sus distintas formas son extremadamente
variadas en el campo industrial y tecnológico. El estudio de las propiedades de
estos sistemas coloidales data de finales del siglo XIX; las investigaciones, básica
y aplicada, han centrado su atención en las condiciones de estabilidad de las
emulsiones, ya que el estudio de estos sistemas ha mostrado dificultades
particulares.
5
2.1.1 Estabilidad de las emulsiones
Una emulsión estable es aquella que no muestra un cambio en la distribución del
tamaño de las gotas, o en su estado de agregación, o en su arreglo espacial en el
recipiente, en una escala de tiempo de observación.
Los factores que influyen en la estabilidad son:
Distribución y tamaño de las gotas. Determinado por el tipo y tiempo de
homogenización, concentración de emulsificante, tipo de emulsificante, relación
aceite/agua y otros factores (pH, viscosidad, temperatura).
Naturaleza de la capa interfacial adsorbida. Determinada por la
concentración y tipo de emulsificante, interacción y competencia entre las
especies adsorbidas.
Naturaleza de la fase continua. Determinada por sus propiedades
reológicas, tipo de disolvente (polares o no polares), el tipo de polímeros
dispersos (polisacáridos espesantes o tensoactivos) y compuestos anfifílicos
no adsorbidos (proteínas dispersas en la fase continua). Dentro de la
elaboración de emulsiones, en la industria alimentaria es ampliamente utilizada
el agua, mientras que para la industria farmacológica las soluciones
reguladoras cumplen la función de fase continua. Sin embargo, es posible
observar sistemas en los cuales ocurre una inversión de fases, de tal manera
que el aceite o grasa forman la fase continua
Naturaleza de la fase dispersa. Depende de la relación sólido/líquido y la
solubilidad de los sólidos en la fase continua.
La estabilidad de una emulsión es una propiedad de fácil apreciación, que se
puede distinguir por una separación de fases. La estabilidad de una emulsión
puede ir desde unos minutos hasta días, meses y años, dependiendo de la
aplicación (Timgren et al., 2013). La estabilidad es la característica principal de las
emulsiones, que en la mayoría de los casos se relaciona con la calidad de los
productos. Las emulsiones pueden verse afectadas por condiciones (temperatura,
6
esfuerzos de corte) que producen su ruptura, lo cual consiste en la separación de
las fases que conforman la dispersión.
Algunos mecanismos físicos responsables en las propiedades de una emulsión se
esquematizan en la Figura 1.
La sedimentación inversa y la sedimentación son dos formas de
separación gravitacional. La sedimentación inversa o formación de nata describe
la migración de las gotas hacia la parte superior del sistema debido a la diferencia
de densidades en las fases. En la sedimentación ocurre un proceso inverso.
La floculación y coalescencia son dos tipos de agregación de las
gotas. La floculación ocurre cuando dos o más gotas se agregan, debido a las
colisiones provocadas por el movimiento Browniano, conservando su
individualidad. Mientras que en la coalescencia, la colisión de dos o más gotas
forma una sola.
Inversión de fases es el proceso mediante el cual una emulsión agua
en aceite se convierte en una emulsión aceite en agua, o viceversa, debido a la
proporción en volumen de la fase dispersa.
Figura 1. Mecanismos físicos de inestabilidad de una emulsión (McClements,
1999).
7
La estabilidad de las emulsiones es la característica más importante buscada
dentro de la industria para la aplicación de las mismas. Se han planteado
diferentes metodologías que permiten inferir los fenómenos que conducen hacia la
perdida de estabilidad de las emulsiones debido a la sedimentación, la formación
de nata, la floculación y la coalescencia.
2.1.2 Medición de la estabilidad en emulsiones
La técnica más utilizada para detectar la desestabilización física de una emulsión
era simplemente la observación visual, pero esta tiene como inconveniente la
subjetividad de cada observador en la interpretación de los resultados (Mengual et
al.,1999).
Debido a esto, se han buscado mejorar las metodologías que permitan medir la
estabilidad de las emulsiones, como la reportada por Timgren et al. (2013),
quienes con ayuda de un colorante liposoluble pudieron observar la estabilidad,
calculando el índice de emulsificación a partir de los volúmenes mostrados en la
emulsión de manera visual, y además lo relacionaron con microscopia óptica y
análisis de imágenes, para conocer el tamaño de las gotas a través del tiempo
(Figura 2), y así determinar el tiempo de estabilidad de la emulsión. De acuerdo
con esta figura se observó la formación de 3 regiones: la superior (de color rojo)
fue la region emulsificada y comprende el volumen de emulsión formada; la media
formada por la fase continua en exceso; la inferior, formada por el almidón que no
tuvo interacciones con la región emulsificada. Con estas observaciones, se puede
conocer la variación que presentan las emulsiones a nivel microscópico,
haciéndola una técnica ampliamente utilizada en las mediciones de la estabilidad.
Para evaluar la estabilidad de una emulsión, se creía necesario realizar un estudio
de la variación en el número de gotas presentes con relación al tiempo de
almacenamiento; sin embargo, tal información no se podía obtener
8
experimentalmente, sino que ésta depende de la distribución del tamaño de las
gotas de la fase dispersa, de los cambios en el comportamiento reologico a través
del tiempo y de las interacciones entre las partículas de las fases dispersa y
continua (Li et al., 2013); para determinar esto, era necesaria la perturbación o
destrucción de la muestra.
Figura 2. Estabilidad de emulsiones de almidón de maíz, observada con ayuda del
Colorante rojo solvente 26. El cuadro muestra la emulsión vista al
microscopio. Barra de escala= 100 m (Timgren et al., 2013).
Se propuso un método alternativo para medir la estabilidad de una emulsión, el
cual está basado en la dispersión de la luz. Se utilizó el equipo Turbiscan MA
1000 (Formulaction, Francia), el cual permite la medición de la luz transmitida
(intensidad de la luz que pasa a través de la muestra) y la luz de retrodispersión
(intensidad de la luz reflejada por la muestra a 45°), que se obtienen en función de
la altura de la muestra. Los resultados se pueden presentar en forma del
porcentaje de retrodispersión (Mengual et al., 1999; Formulaction SA, 2006).
Para esto, el Turbiscan consta de un cabezal de detección que se mueve hacia
arriba y hacia abajo a lo largo de una celda cilíndrica de fondo plano. Este cabezal
de detección se compone de una fuente de luz de infrarrojo cercano por pulsos
(=880) y dos detectores sincrónicos. El detector de transmisión recibe la luz que
atraviesa la muestra (a 180° del haz incidente), mientras que el detector de
9
retrodispersión recibe la luz dispersada hacia atrás por la muestra (a 45° del haz
incidente) (Figura 3).
El cabezal óptico de lectura escanea la muestra completa (55 mm de altura),
adquiriendo los datos de transmisión y retrodispersión cada 40 m. De esta
manera el análisis es completo, lo que permite la detección de los fenómenos
migratorios que pudieran ocurrir en la muestra.
Las gráficas obtenidas de la dispersión de la luz proporcionan el porcentaje
relativo del flujo de la luz transmitida y de retrodispersión, con relación al valor de
referencia (tiempo cero, T0) como una función a la altura de la muestra en mm.
Los valores de transmisión de la luz se utilizan para analizar dispersiones desde
claras a turbias, mientras que los valores de retrodispersión se utilizan para
dispersiones opacas.
De manera complementaria, la Figura 3 muestra una gráfica resultante a la
medición de estabilidad, en el cual el eje Y representa la intensidad de la
retrodispersión, en porcentaje, en relación con un patrón externo o T0, mientras
que el eje X representa la altura de la muestra en mm.
Figura 3. Diagrama del funcionamiento del Turbiscan MA1000 (Adaptado de
www. Formulaction.com)
10
De esta forma, es posible detectar cambios en el comportamiento de las
emulsiones, así como la altura de la muestra en que se encuentra localizado dicho
cambio. Otra ventaja de la utilización de este equipo es que la muestra no se ve
afectada al realizar la observación (Mengual et al., 1999; García et al., 2014).
En la mayoría de los casos, las emulsiones se mantienen estables debido a la
presencia de uno o varios aditivos como agentes emulsificantes, normalmente
tensoactivos, o en algunos casos partículas sólidas, capaces de disminuir la
energía superficial en la interfase de las gotas producidas (Ahn et al., 2009; Marku
et al., 2012; Chevalier y Bolzinger, 2013).
2.1.3 Agentes tensoactivos
Para producir una emulsión estable es necesario disminuir la tensión interfacial,
agregando sustancias tensoactivas, que permite proteger la fase emulsionada con
una película, lo cual impide el rompimiento de las gotas de grasa (Chevalier y
Bolzinger, 2013).
Todos los agentes tensoactivos tienen la capacidad de acumularse en la interfase
agua/aceite como películas superficiales y pueden actuar como barrera
fisicoquímica, a través del impedimento estérico o electroestérico entre las gotas
de aceite. Los agentes tensoactivos son estabilizadores coloidales que, dentro de
su estructura, contienen secciones hidrofílicas e hidrofóbicas. Los restos hidrófilos
bien pueden ser iónicos como el dodecil sulfato de sodio, no iónicos como el óxido
de etileno, o ambos. Este tipo de estructura les habilita para adsorberse en las
interfases, formar agregados y auto asociarse en soluciones acuosas (Katime et
al., 2003).
Otros agentes tensoactivos, en cambio, no muestran carga iónica. Generalmente,
la parte apolar o hidrófoba de la molécula suele ser una cadena longitudinal de
hidrocarbonos.
11
Desde el punto de vista comercial, los tensoactivos se clasifican según la
aplicación. Sin embargo, muchos tensoactivos son susceptibles de ser utilizados
en diferentes aplicaciones; por lo tanto, se ha preferido realizar una clasificación
de acuerdo a la estructura de la molécula. En una clasificación simple, los agentes
tensoactivos se localizan en cuatro grupos:
Tensoactivos aniónicos: Poseen grupos funcionales que se ionizan en
disolución acuosa, originando iones con carga negativa responsables de la
actividad superficial. A esta clasificación pertenecen los que en su estructura
contienen sulfatos y sulfonatos de sodio como grupos solubles.
Tensoactivos no iónicos: Son aquellos que en disolución acuosa no originan
iones. Poseen grupos funcionales hidrófilos (como alcohol, fenol o éter) con una
elevada afinidad por el agua, lo que los hace solubles en esta. Generalmente, el
grupo hidrófobo es representado como un radical alquilo o alquil benceno, y en
algunos casos como una estructura natural que puede ser un ácido graso, si se
busca una baja toxicidad.
Tensoactivos catiónicos: Tienen grupos funcionales que se ionizan en disolución
acuosa, originando iones con carga positiva, y son responsables de la actividad
superficial. Estos presentan la ventaja de que son compatibles con los
tensoactivos no iónicos y anfotéricos; la desventaja es que son incompatibles, en
la mayoría de los casos, con los tensoactivos aniónicos.
Tensoactivos anfotéricos: Combinan en una misma molécula los caracteres
aniónico y catiónico. Poseen grupos funcionales que pueden ionizarse en solución
acuosa, confiriendo al compuesto el carácter de aniónico o catiónico según las
condiciones del medio.
Debido a la baja solubilidad de las cadenas de los lípidos en el agua, los agentes
tensoactivos tienden a minimizar la interfase o la superficie de contacto agua-lípido
12
en la disolución acuosa. Para ello, existen 2 mecanismos como: 1) A bajas
concentraciones de agente tensoactivo, las moléculas se acumulan en la interfase
agua-aire, de manera que la parte hidrófoba pueda escapar del medio acuoso
mientras que la parte hidrófila se mantiene inmersa en el agua. Sin embargo, por
encima de cierta concentración, conocida como la concentración crítica micelar
(CMC), la interfase se ocupa completamente con moléculas de agentes
tensoactivos y éstas se asocian formando agregados. La interacción entre las
cadenas de lípidos y el agua de la disolución se minimiza gracias a la formación
de estas estructuras tridimensionales, en las que las cadenas apolares se
direccionan hacia el centro del agregado y las cabezas polares hacia la disolución.
Estos agregados, denominados micelas, pueden tomar varias formas y tamaños
en función de la concentración y naturaleza del tensoactivo. Mientras que el 2) es
conocido como el fenómeno de “hidratación hidrofóbica”, el cual consiste en
minimizar la perdida de entropía del entorno acuoso mediante la agregación
máxima de grupos hidrofóbicos. Las moléculas de agua colindantes al lípido se
orientan y se asocian, formando una “jaula” de moléculas de agua alrededor de la
molécula hidrofóbica. En resumen, una molécula que no pueda interaccionar con
el agua, incrementa el orden de la misma a su alrededor, disminuyendo su
entropía (Widom et al., 2003).
A pesar del gran número de aplicaciones y de las numerosas ventajas que
presentan los tensoactivos (funcionalidad y economía), el principal problema que
origina la adición de tensoactivos sintéticos para estabilizar emulsiones, es que
están directa o indirectamente ligados a problemas de toxicidad y daños
ambientales (Welss et al., 2004; Liwarska-Bizukojc et al., 2005). Desde un punto
de vista ambiental, los tensoactivos son considerados como contaminantes del
medio acuático debido a su bajo índice de biodegradabilidad; también en los
últimos años se ha dado a conocer la problemática que ocasiona el uso de estos
compuestos debido a la toxicidad que presentan, al contar dentro de su estructura
con compuestos azufrados (Bouyer et al., 2012).
13
Debido a la problemática que presentan los tensoactivos sintéticos, se busca la
producción de nuevos materiales que no perjudiquen al ambiente o al ser humano.
Diversos investigadores han reportado que macromoléculas biológicas, como las
proteínas hidrolizadas o algunos polisacáridos como el almidón modificado
químicamente, adquieren características que favorecen su uso como tensoactivos
al mejorar la estabilidad de las gotas, reduciendo la tensión interfacial y
aumentando el impedimento estérico y/o la repulsión electroestática entre las
gotas (Magnusson et al., 2011; Bouyer et al., 2012; Marku et al., 2012; Marefati et
al., 2013).
Recientemente, se ha ampliado el uso de partículas sólidas orgánicas e
inorgánicas, que permiten la estabilidad de las emulsiones. Estas emulsiones se
han llamado emulsiones “Pickering”, las cuales otorgan una estabilidad a largo
plazo debido al fuerte anclaje de las partículas, lo cual se produce debido a la
humectación parcial de su superficie por acción del agua y el aceite en la interfase.
Actualmente, se están usando nanopartículas para estabilizar las emulsiones
“Pickering” (Chevalier y Bolzinger, 2013; Li et al., 2013; Lee et al., 2014).
Diversos investigadores mencionan, que al modificar la estructura de los
componentes del almidón, este adopta una naturaleza anfifílica, es decir adopta
características propias de un tensoactivo, ya que un segmento de su cadena
presenta características hidrófilicas, mientras que dentro de su estructura una
sección tiene características lipofílicas (Bhosale y Singhale, 2006; Liu et al., 2008;
Magnusson et al., 2011; Sweedman et al., 2013).
2.2 Emulsiones “Pickering”
Las emulsiones no sólo pueden ser estabilizadas con surfactantes sintéticos,
también pueden estabilizarse mediante la adición de partículas sólidas, a las
cuales se les denomina como “emulsiones Pickering”. Éstas pueden ser de
cualquier tipo: aceite en agua, agua en aceite o múltiples (Aveyard et al., 1990).
14
Estas emulsiones no solo conservan las características usuales de las emulsiones
estabilizadas por tensoactivos, además otorgan otras propiedades como la alta
resistencia a la coalescencia, a la madurez de Ostwald y tienen el potencial para
mejorar la estabilidad oxidativa comparado con las emulsiones adicionadas con
tensoactivos. Por ello es posible sustituir a las emulsiones tradicionales por
emulsiones pickering en muchas de sus aplicaciones (Aveyard et al., 1990; Binks,
2002).
La estabilización con partículas de una emulsión es posible debido a la doble
capacidad de humectación parcial en la interfase aceite-agua que presentan las
partículas (Song et al., 2014). Dentro de las emulsiones pickering, las partículas
estabilizadoras pueden tener propiedades anfífilicas, característica que les permite
adsorberse en la interfase de las gotas de aceite o agua presente en las
emulsiones, según sea el caso. Inclusive, dada su característica hidrofóbica puede
llegar a formar aglomerados en la fase acuosa, en las emulsiones pickering, las
partículas sólidas estabilizan emulsiones al ser esencialmente absorbidas de
manera irreversible en la interfase aceite-agua, creando una barrera física /
mecánica gruesa (Yusoff y Murray, 2011; Marefati et al., 2013). El carácter "libre
de tensoactivos" resulta ampliamente atractivo para muchos campos de
aplicación, tal como el farmacéutico y el cosmetológico debido a que la mayoría de
surfactantes utilizados tienen efectos adversos como son irritación y un
comportamiento hemolítico (Chevalier y Bolzinger, 2013).
La estabilidad de las emulsiones “Pickering” depende en gran medida del tamaño
de la partícula utilizada, la forma y la anisotropía de la superficie. A menores
tamaños de partícula la estabilidad puede mantenerse por periodos de tiempo
largos, dependiendo la homogeneidad de la partícula (Li et al., 2013; Lee et al.,
2014), de tal manera que las partículas mantengan estas propiedades para
estabilizar las gotas obtenidas en las emulsiones. El uso de partículas sólidas
como estabilizadores de emulsiones ha permitido ampliar el diseño de las
formulaciones y ayuda en la reducción y eliminación de tensoactivos de bajo peso
15
molecular. En la mayoría de los casos, la reducción en el uso de los tensoactivos
es especialmente atractiva, debido al amplio control reglamentario en las
formulaciones tópicas, además se ha reportado que el uso de tensoactivos causa
irritación cutánea (Rayner et al., 2014). Diversos autores han reportado estudios
sobre partículas inorgánicas con capacidad emulsificante como son la arcilla
Laponita y sílica parcialmente hidrofóbica (Ashby y Binks, 2000; Binks y Whitby,
2004); sin embargo, estos materiales no son aptos para su aplicación en la
industria alimentaria ni cosmética.
Actualmente, se ha reportado el uso de partículas orgánicas como la celulosa, la
quitina, así como nanopartículas de almidón y almidón modificado
hidrofóbicamente, obteniendo resultados positivos para la estabilización de
emulsiones (Kalashnikova et al., 2011; Tzoumaki et al., 2011; Yusoff y Murray,
2011; Rayner et al., 2012).
En este contexto, se ha favorecido el empleo de almidones modificados
químicamente, siempre considerando el tamaño del gránulo y el grado de
sustitución, con la capacidad de adsorber entre las interfases de la dispersión,
esto como consecuencia de la inclusión de grupos químicos en la superficie de
los gránulos, generando zonas anfífilicas capaces de adsorber gotas de aceite o
agua.
2.3 Almidones modificados
Debido a las características que presentan los almidones nativos durante las
diversas condiciones de procesamiento en la industria, se ha buscado mediante
diferentes modificaciones generar almidón que pueda ser utilizado en aplicaciones
médicas, farmacéuticas y alimenticias.
El almidón y sus derivados modificados químicamente, han tenido un papel
importante en la economía mundial (Bello-Pérez et al., 2000). Los almidones
16
modificados son derivados del almidón, que involucra el cambio de una o más
propiedades funcionales, esto debido a la incorporación de un componente ajeno
a su estructura (CFR, 2001). Los almidones modificados son más utilizados en la
industria que los nativos, debido a que ofrecen mejoras en las propiedades
funcionales como mayor solubilidad, aumento o disminución de viscosidad, el
aumento en la estabilidad a diferentes temperaturas, el aumento de la estabilidad
de congelación-descongelación, la propiedad de estabilizar emulsiones.
Dependiendo del tipo de modificación es la aplicación que se le da al almidón
(Whistler y BeMiller, 1997).
Las modificaciones químicas del almidón para su uso en la industria incluyen la
esterificación, eterificación, modificación ácida, blanqueado y oxidación (Hebeish
et al., 1989; Wolf et al., 1999). La modificación de las características del almidón
por medio de tratamientos químicos, comúnmente va dirigida a modificar las
características de gelatinización del gránulo de almidón, a disminuir
significativamente la retrogradación, a incrementar la capacidad de retención de
agua, y el carácter hidrófilo, a impartir propiedades hidrofóbicas, e introducir
sustituyentes químicos (Hebeish et al., 1989).
2.3.1 Esterificación
La esterificación química es una reacción que pasa por un ataque nucleofílico del
oxígeno de la molécula que contiene el grupo OH- expuesto. El catalizador se
encarga de aumentar la carga parcial positiva sobre el átomo de carbono por
protonación de uno de los oxígenos del agente con el grupo carboxílico, dando
como producto un enlace éster y una molécula de agua (Hart et al., 2007).
Generalmente, los almidones esterificados son llamados almidones estabilizados.
La estabilización del almidón con reactivos monofuncionales reduce las
asociaciones intermoleculares, la gelificación, el desarrollo de la opacidad y la
precipitación. La modificación con grupos hidrófobos da al almidón propiedades
17
anfifílicas. Debido a esto, los almidones esterificados o estabilizados tienen bajas
temperaturas de gelatinización, presentan altas viscosidades y previenen la
retrogradación (Rutenberg y Solarek, 1984).
Entre las modificaciones por estabilización, únicamente los almidones modificados
con anhídrido octenil succínico (OSA por sus siglas en inglés) están permitidos
para uso en alimentos. La modificación del almidón con OSA fue realizada por
primera vez y patentada en 1953 por Caldwell, Hills y Wurzburg (Sweedman et al.,
2013).
Prochaska, (2007), Shogren y Biresay, (2007), mostraron que los almidones
modificados con OSA, los cuales serán denominados como almidones OSA de
ahora en adelante, tienen una excelente capacidad para reducir la tensión
superficial así como la tensión en la interfase aire/agua. En estudios realizados
entre dispersiones con burbujas de aire, mostraron mejores resultados que los
almidones oxidados para estabilizar emulsiones. Cuando se dispersan en agua, el
almidón OSA migra a la interfase aire/agua, lo cual forma una capa que sirve de
límite, mediante la cual los grupos hidrófobos se orientan hacia el aire, mientras
que el almidón se orienta hacia las moléculas de agua (Zhu et al., 2013). Los
almidones OSA pueden funcionar como estabilizadores electrostéricos, aunque
debido al tamaño de sus moléculas con respecto al número de grupos sustituidos,
su función es principalmente estérica (Shogren y Biresaw, 2007).
2.3.2 Usos y aplicaciones de almidones OSA
El anhidro octenil succinico ataca al almidón a través de un enlace éster, lo que
hace que los almidones modificados por OSA formen una película fuerte entre el
aceite y el agua, dando lugar a emulsiones resistentes a la aglomeración (Liu et
al., 2008; BeMiller, 2009), razón por la cual el almidón OSA ha sido utilizado los
últimos 30 años dentro de la industria de los alimentos en los Estados Unidos
(Sweedman et al., 2013). Generalmente, los almidones OSA son utilizados como
18
emulsificantes y estabilizantes en muchos productos alimenticios, cosméticos y
farmacéuticos (Baydoun et al., 2004; Reiner, 2010), en diferentes sistemas modelo
aceite-agua, considerando aceites de varios orígenes botánicos. Las cargas
iónicas en la superficie de los gránulos de almidón por la presencia del grupo
OSA, permiten que éstos adsorban grandes cantidades de gotas de aceite, que
dependiendo del origen botánico, puede alcanzar hasta 370 mg m-2 en el caso de
aceite esencial de lavanda (Varona et al., 2009). Esto sugiere que existe una capa
fina de las macromoléculas del almidón que se adsorben en la interfase aceite-
agua.
Zhu et al. (2013) mencionaron que la capacidad del almidón OSA de adsorberse
entre las interfaces aceite-agua, viene dada por la orientación del polímero,
originado por el acomodo de los grupos OSA, lo cual está relacionado con el grado
de sustitución y la carga superficial presente en el almidón.
Como resultado de sus propiedades de estabilización en emulsiones acuosas, los
almidones OSA se han utilizado para hacer micro encapsulados sólidos que
pueden contener compuestos hidrófobos (Partanen et al., 2005; Baranauskiene et
al., 2007), tales como aceites esenciales (Murúa-Pagola et al., 2009), aceite de
pescado (Haryani-Anwar et al., 2011) y aceite de algas (Wang et al., 2014).
Los almidones OSA proporcionan una fracción importante de almidón de digestión
lenta (ADL) y almidón resistente (AR). En este contexto, Carlos-Amaya et al.
(2010) modificaron almidón de plátano macho y estudiaron sus características de
digestión; encontraron un incremento en la fracción de ADL, como consecuencia
de la alteración del orden estructural en el almidón de plátano, principalmente la
amilosa, con lo cual disminuyó su temperatura y entalpia de gelatinización y
retrogradación.
Las aplicaciones de los almidones OSA dependen del grado de sustitución, así
como del porcentaje de reactivo que se emplea durante la reacción; en este
contexto, se observa que en la industria alimenticia se maneja una concentración
19
≤ 3% de OSA, mientras que en la industria farmacéutica y de cosmetología es
posible emplear cantidades mayores del reactivo. Diversos autores han trabajado
con estas modificaciones analizando su comportamiento como agente
estabilizante en diferentes modelos aceite-agua.
Marku et al. (2012) realizaron la modificación de almidón de Quínoa empleando un
máximo de 1.8 % de OSA y lo usaron en un sistema de emulsión agua/aceite
utilizando como fase continua Parafina, Miglyol y aceite de Karité. Entre los
aspectos relevantes, fue que lograron estabilizar a temperatura ambiente hasta
por 8 semanas una emulsión con un contenido de hasta 56 % de aceite. Por su
parte, Rayner et al. (2012) probaron estabilizar emulsiones con almidones de
quínoa obtenidos con 4.6 % de OSA y observaron que el grado de modificación
produjo una agregación en los gránulos de almidón así como una estabilización en
las gotas de la emulsión; encontraron que una mayor cantidad de almidón permite
una mejor estabilización de emulsiones, debido a la existencia de una mayor área
de superficie (Rayner et al., 2012).
Por su parte, Boshale y Singhal (2006) no encontraron diferencia significativa en la
capacidad emulsificante y la capacidad de absorción de aceite de almidones OSA
de maíz ceroso y amaranto con un mismo grado de sustitución (GS = 0.022) sobre
la estabilización de emulsiones, por lo que sugirieron realizar más estudios para
determinar qué parámetros determinan las propiedades emulsificantes de los
almidones OSA.
Timgren et al. (2011) modificaron el almidón de Quínoa con OSA utilizando una
concentración de 1.8 % de OSA para probar la capacidad emulsificante del
almidón modificado. A partir de este estudio, se concluyó que en el uso de
partículas orgánicas como los almidones y los almidones OSA como agentes
emulsificantes, es importante considerar que a pesar de no obtener tamaños de
gota pequeños, como el mostrado por los surfactantes de bajo peso molecular o
proteínas, existe una estabilidad en las emulsiones, pero es importante de
20
considerar el tamaño de los gránulos de almidón nativo, ya que de esto depende
la estabilidad.
Yusoff y Murray (2011) modificaron el almidón de maíz ceroso con OSA utilizando
concentraciones de 1, 2, 3 y 6 % de OSA y compararon su estabilidad contra un
tensoactivo comercial, N-creamer 46, para probar la capacidad emulsificante del
almidón modificado. Se concluyó que en el uso de almidones OSA como agentes
emulsificantes, es importante considerar que no es posible obtener tamaños de
gota tan pequeños como los producidos por surfactantes de bajo peso molecular o
proteínas; sin embargo, la estabilidad se mantuvo por varios meses.
De acuerdo con lo reportado, el almidón tiene características muy particulares, que
le permiten introducir de manera efectiva dentro de sus cadenas de glucosa,
fragmentos de anhidro octenil succinato, lo que le otorga nuevas características
como viscosidad más elevada durante la formación de pastas, así como disminuir
la temperatura de gelatinización. También, se ha observado que el almidón OSA
adquiere propiedades anfifílicas, lo que le otorga la capacidad para estabilizar
emulsiones. La modificación del almidón, le otorga una mayor estabilidad a
cambios de pH y temperatura, además de una estructura altamente organizada
(Zhang et al., 2005), en el caso del almidón de plátano, posibilita obtener un
almidón modificado con mayor estabilidad y características apropiadas para
determinar su capacidad estabilizante de emulsiones. Sin embargo, la capacidad
de absorción de aceite y de estabilidad de emulsiones de cada almidón,
dependerán de aspectos físicos y químicos de los almidones nativos, tales como
la proporción de amilosa (Wang y Wang, 2002), el área superficial de los gránulos
de almidón y el grado de sustitución (Rayner et al., 2012).
De acuerdo a lo anterior, se puede inferir que el uso de los almidones, en
comparación con otras partículas sólidas, como las arcillas o la sílica, presentan
un mayor intervalo de aplicación en la industria, debido principalmente a las
mejores características aportadas por su origen biológico, como son la carga
21
ionica, el peso molecular, la forma y el tamaño de la partícula. La adición de los
grupos hidrófobos al almidón, le permiten proporcionar una mayor estabilidad a la
coalescencia de emulsiones que aquellos almidones en estado nativo (Li et al.,
2013).
2.4 Almidón de plátano
La funcionalidad del almidón depende de la relación amilosa/amilopectina, el
tamaño molecular, la estructura, las propiedades del gránulo de almidón, así como
su composición química. En general, los gránulos de almidón de plátano macho
(Musa paradisiaca L.) presentan forma oval, elipsoidal o irregular alargada, con un
tamaño promedio de 20 a 50 μm (Carmona-García et al., 2009).
Se han realizado diversos estudios sobre la modificación química del almidón de
plátano, con la finalidad de mejorar su funcionalidad mediante la introducción de
grupos sustituyentes, lo que permitirá desarrollar nuevos productos (Guerra-
DellaValle et al., 2009). A continuación se mencionan algunos estudios sobre las
modificaciones químicas realizadas al almidón de plátano.
Al someter el almidón de plátano a una modificación, adquiere características que
mejoran o cambian su funcionalidad, esto dependiendo del tipo de modificación. El
almidón modificado presenta una menor tendencia a retrogradar así como mayor
estabilidad a altas temperaturas, también se modifican las características de
gelatinización (temperatura y entalpia gelatinización) (Bello-Pérez et al., 2000;
Carmona-García et al., 2009; Guerra-DellaValle et al., 2009).
Dentro de las investigaciones realizadas con modificaciones químicas al almidón
de plátano, existe solamente un trabajo con OSA. Carlos-Amaya et al., (2011)
modificaron almidón de plátano macho y estudiaron sus características de
digestión; encontrando un incremento en la fracción de almidon de digestión lenta
(ADL), a consecuencia de la alteración de la estructura en el almidón de plátano,
22
principalmente la amilosa, con lo cual disminuyó su temperatura y entalpia de
gelatinización y retrogradación.
A partir de lo citado anteriormente, se ha observado que la modificación de los
almidones con OSA favorece la estabilidad de las “emulsiones Pickering”, debido a
la incorporación de los grupos hidrofóbicos y a la disminución del peso molecular
de los almidones sometidos a esta modificación, se propone modificar el almidón
de plátano con OSA para evaluar su capacidad de formar emulsiones estables a
través de un periodo de tiempo corto, lo que permite avanzar en el conocimiento y
uso del almidón de plátano en diferentes aplicaciones.
23
III. JUSTIFICACIÓN
El uso de emulsiones en la vida cotidiana incluye tanto el área alimenticia,
farmacéutica y la cosmetológica; sin embargo, su estabilidad es un problema en el
sector industrial. Para resolverlo, se desarrollaron tensoactivos sintéticos, o
polímeros con superficie activa, que se absorben en la interfase y reducen la
energía interfacial. La alta toxicidad de algunos tensoactivos sintéticos, la
necesidad de su biocompatibilidad, y la relación costo/beneficio, han ocasionado
que los emulsificantes tradicionales hayan sido limitados en sus aplicaciones.
En consecuencia, se ha planteado el uso de polímeros biologicos con
características anfifílicas, que posean la capacidad de estabilizar emulsiones.
Debido a la necesidad de buscar agentes estabilizantes de origen natural, se ha
optado por el empleo de almidones modificados a través de la reacción con
anhidro octenil succínico. En este contexto, los trabajos realizados en los últimos
años no han sido concluyentes sobre que propiedades del gránulo de almidón
favorecen la utilización de éstos como agentes emulsificantes, debido a esto, se
ha propuesto el uso de un almidón normal (plátano macho) que permita mantener
un mismo tamaño de granulo con diferente GS, como alternativa en la búsqueda
de materiales de origen natural, que favorezcan la estabilidad de emulsiones.
IV. HIPÓTESIS
El empleo de almidón de plátano macho (Musa paradisiaca L) esterificado con
OSA en diferentes grados de sustitución, permitirá estabilizar emulsiones.
24
V. OBJETIVOS
5.1 General
Evaluar el efecto del grado de sustitución en las propiedades emulsificantes del
almidón de plátano macho modificado con anhidro octenil succínico (OSA),
mediante su caracterización y pruebas de estabilidad en un sistema modelo.
.
5.2 Específicos
Establecer condiciones de reacción para la obtención de almidón de plátano
macho – OSA con diferentes grados de sustitución, mediante la variación de
la concentración de anhídrido octenil succínico.
Evaluar el efecto del grado de sustitución del almidón de plátano-OSA
mediante su caracterización morfológica, fisicoquímica y estructural para
relacionarlo con su capacidad emulsificante.
Evaluar el efecto del grado de sustitución del almidón de plátano-OSA,
mediante la determinación de la estabilidad de emulsiones en sistemas
modelo.
25
VI. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 Diagrama experimental.
* CDB: Calorimetría diferencial de barrido
* DRx: Difracción de rayos X
Materia prima
Aislamiento de almidón
(Flores-Gorosquera et al., 2004)
Modificación química
(Han & BeMiller 2007)
Microscopia
óptica
Microscopia
electrónica
Tamaño de
gránulo
Formación
de pastas CDB* Hinchamiento
y solubilidad DRx*
Preparación de
emulsiones
(Timgren et al., 2013)
Estabilidad de emulsiones
(Timgren et al., 2013)
Retrodispersión de luz
(Mengual et al., 1999)
Pruebas reológicas
(Torres et al., 2007)
Índice de
emulsificación
(McClements, 2007)
Microscopia óptica
(Timgren et al., 2013)
26
6.2 Materiales y métodos
El almidón fue aislado a partir de plátano macho (Musa paradisiaca L.) en estado
inmaduro de acuerdo con la metodología propuesta por Flores-Gorosquera et al.,
(2004). Los plátanos fueron adquiridos en la central de abastos de Cuautla,
Morelos, México. El anhídrido octenil succinico fue adquirido de SigmAldrich Co.
(St. Louis, MO). El Rojo Solvente 26 (1-((2,5-Dimethyl-4-((2-
methylphenyl)azo)phenyl)azo)-2-naphthol, Rojo lotime 4EC) fue comprado a
SmartAir (D.F., México). En las emulsiones, la fase continua fue solución
reguladora de fosfatos pH 7.0 y la fase dispersa aceite de parafina (Hycel,
México).
6.3 Caracterización de almidón
6.3.1 Aislamiento del almidón
Los plátanos fueron lavados y cortados en trozos de 5 a 6 cm, se eliminó la
cáscara y fueron sumergidos en una solución de ácido cítrico al 0.3% con la
finalidad de evitar el oscurecimiento. El fruto (600 g por litro de solución) se molió
en una licuadora tipo industrial, a velocidad baja durante 2 minutos.
Posteriormente, el fruto molido se cribó sucesivamente en mallas de 40
(0.425mm), 100 (0.15mm) y 200 (0.075mm) U.S. En cada malla el residuo se lavó
con agua hasta que el líquido de salida fue transparente y sin restos de almidón.
La suspensión obtenida se separó mediante la sedimentación del almidón y
posteriormente, se decantó el sobrenadante. El sedimento fue recolectado y
deshidratado en un horno de convección a 40 °C durante 48 h. Posteriormente, el
almidón se molió y tamizó en una malla 100 U.S. El almidón seco fue pesado y
guardado en recipientes sellados a temperatura ambiente (Flores-Gorosquera et
al., 2004).
27
6.3.2 Obtención de almidones OSA
La esterificación del almidón se realizó siguiendo la metodología propuesta por
Han y BeMiller (2007): se colocaron 100 g de almidón de plátano (bs) en un
matraz balón de tres cuellos y se dispersaron en 225 mL de agua destilada con
agitación mecánica constante. El pH se ajustó en un intervalo de 8.5 - 9.0 con
NaOH 1 M, dejando la mezcla a temperatura ambiente (~25°C). El anhídrido
octenil succinico se adicionó en concentraciones que variaron de 3.0 a 15 % (con
relación al almidón en base seca), manteniendo la agitación constante y el pH
entre 8.5 - 9.0. Después de 6 h de reacción, la dispersión del almidón se neutralizó
con HCl 1 M hasta obtener un pH = 7.0. El almidón modificado se recuperó por
centrifugación, posteriormente, se realizaron 3 lavados con agua destilada y uno
con acetona. El almidón obtenido se secó a 45 °C en una estufa durante 24 h. A
pesar de que la regulación limita la aplicación del OSA a una concentración
máxima del 3% para alimentos, en el presente estudio se amplió esta
concentración hasta 15% con la finalidad de tener un intervalo mayor de
observación.
6.3.3 Determinación del grado de sustitución (GS) y eficiencia de reacción
(ER)
El GS se define como el promedio del número de sustituciones por unidad de
anhidroglucosa en el almidón, y se determinó por titulación según el método
propuesto por Song et al., (2006). Se pesaron 5 g de almidón (bs) y se dispersaron
por agitación durante 30 min en 25 mL de una solución al 2.5 M de HCl-alcohol
isopropílico. Posteriormente, se agregaron 100 mL de alcohol isopropílico al 90 %,
y la mezcla se mantuvo en agitación durante 10 min adicionales. La suspensión se
filtró a través de un papel Whatman N° 1 y el residuo se lavó con alcohol
isopropílico al 90 %. El almidón fue re-dispersado en 300 mL de agua destilada y
se sometió a un baño de agua en ebullición por 20 minutos. La dispersión de
28
almidón fue titulada con una solución estándar de NaOH 0.1 N, usando
fenolftaleína como indicador. El almidón nativo fue utilizado como control.
El GS se calculó mediante la siguiente ecuación:
𝐺𝑆 =0.162𝑥(𝐴𝑥𝑀)/𝑊
1 − (0.210𝑥(𝐴𝑥𝑀)/𝑊)
Donde:
A = mL de NaOH gastados
M = molaridad de la solución de NaOH
W = peso de la muestra en g (bs)
Para calcular la eficiencia de la reacción se utilizó la siguiente ecuación:
𝐸𝑅 =𝐺𝑆 𝑎𝑐𝑡𝑢𝑎𝑙
𝐺𝑆 𝑡𝑒𝑜𝑟𝑖𝑐𝑜𝑥 100
La eficiencia de la reacción definida como el radio entre el GS actual y el GS
teórico, el cual se calcula suponiendo que todo el anhidro reacciona con el almidón
formando derivados de éster.
6.3.4 Microscopía de luz transmitida y polarizada
La morfología del almidón nativo y modificados fue evaluada con un microscopio
de luz transmitida (Eclipse 80i, Nikon, Japan) con un objetivo 10x, filtro de luz
polarizada y una cámara digital (Digital Imaging Head, DC330 camera MTI,
Japan). De manera individual, los almidones crudos se dispersaron en seco sobre
el portaobjetos y se cubrieron. Se incorporó una pequeña gota de agua
desionizada en la parte lateral del cubreobjetos para hidratar el almidón y
observarlo bajo la luz polarizada. Las pastas de almidón cocido se diluyeron en
(2)
(1)
29
agua destilada a 60 °C para obtener una concentración final del 0.4 %. Una gota
de la pasta diluida se observó al microscopio de luz transmitida con una pequeña
gota de lugol.
6.3.5 Microscopía electrónica de barrido (MEB)
Los gránulos de almidón fueron esparcidos sobre una cinta conductora de plata, la
cual fue montada sobre un disco de latón. Posteriormente, los gránulos fueron
recubiertos con oro usando el equipo Polaron E5100 (Polaron equipment Ltd.,
Watford, UK). Las imágenes de los gránulos de almidón fueron capturadas a un
aumento de 2000 y 2500X usando un microscopio electrónico de barrido modelo
JSM-5800LV (JEOL, Tokio, Japón).
6.3.6 Distribución de tamaño de gránulo
La distribución del tamaño del gránulo se determinó empleando difracción láser
usando (Cilas1090, Orleans, Francia). El almidón crudo (250 mg) se dispersó en la
celda del equipo con agitación mecánica a través de un rotor Rushton a 250 rpm y
sonicación a 25 W por 2 min, previo a su medición. Las pastas cocidas se
diluyeron en 25 ml de agua destilada a 60°C. Posteriormente, se tomó una
alícuota de 10 ml y se colocó en la celda de dispersión del equipo aplicando
agitación mecánica y sonicación. La distribución del tamaño de granulo se reportó
en porcentaje de volumen acumulado y diámetro mediano D [v, 0.5], cuyo valor
indica que el 50% del volumen de la población es mayor y 50% es menor de dicho
diámetro.
6.3.7 Cocción de almidones y formación de pastas
Los perfiles de formación de pasta se obtuvieron en un reómetro de esfuerzo
controlado AR-1500ex (TA Instruments, USA) empleando una celda de cocción de
pastas (SPC por sus siglas en ingles). La SPC está conformada por una copa
30
(radio = 15 mm) y una geometría tipo Vane (radio = 14 mm). En forma individual,
se elaboraron dispersiones de almidón (30 g) al 4% (bs) con agua destilada en
tubos de ensaye. La mezcla homogeneizada se vertió sobre la SPC y se sometió
al proceso de cocción siguiente: calentamiento de 30 a 92 °C (velocidad de
calentamiento = 2.5 °C/min), cocción a 92 °C por 10 minutos, enfriamiento de 92
°C a 30 °C (velocidad de enfriamiento = 2.5 °C/min). Se empleó una velocidad de
deformación constante durante todo el proceso de 500 s-1.
6.3.8 Calorimetría diferencial de barrido (CDB)
La temperatura y entalpia de gelatinización del almidón se obtuvieron con un
calorímetro Q10 (TA Instruments, USA). El almidón se pesó directamente en una
charola de aluminio (2 mg) y se hidrató con agua desionizada (7L) para
conformar una dispersión al 30 % de almidón. La charola se selló herméticamente
y se dejó en reposo durante 12 horas a temperatura ambiente y se calentó de 20 a
120 °C a una velocidad de 10 °/min. Como referencia, se empleó una charola
vacía. Las temperaturas de inicio (Tini), la temperatura máxima (Tmax) y la entalpía
de gelatinización (∆H) fueron registradas en una tabla.
6.3.9 Hinchamiento y solubilidad
Una alícuota de la pasta a 60 °C fue tomada directamente de la SPC y se diluyó
en agua destilada (60 °C) para obtener una concentración final de 0.5% de
almidón. Las muestras (4 mL) fueron enfriadas rápidamente a 25°C y
centrifugadas a 700xg durante 15 minutos. El sobrenadante resultante de la
centrifugación fue separado cuidadosamente del residuo y se determinó el
contenido de azúcares totales utilizando el método de fenol-sulfúrico (Dubois et al.,
1956) empleando una curva de calibración de 0 a 50 mg/mL de glucosa. Otra
muestra de la dilución al 0.5% fue secada en una estufa a 100°C durante 24 h
para obtener el valor del peso seco del almidón.
31
El porcentaje de solubilidad fue calculado usando la siguiente ecuación:
𝑆𝑜𝑙𝑢𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 (%) = [𝑚𝑠𝑠
𝑚𝑑𝑠] 100
donde mss es la masa de almidón en el sobrenadante (calculado como producto de
la concentración de los carbohidratos totales en el volumen de sobrenadante), y
mds es la masa de almidón seco en la alícuota, (calculada como el producto de la
relación entre la masa seca y la masa húmeda del residuo asumiendo que la
densidad es de 1000 kg/m3).
El hinchamiento se calculó de acuerdo a la ecuación:
𝐻𝑖𝑛𝑐ℎ𝑎𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜 =𝑚𝑟ℎ
𝑚𝑟
donde mrh es la masa del residuo húmedo y mr es la masa del residuo seco.
6.3.10 Difracción de rayos X (DRx).
De manera individual, las muestras de los almidones nativos y modificados (20
mg) fueron pesados y colocados en el porta-muestra del difractometro de Rayos X
de ángulo amplio (Bruker advance D8, USA), equipado con una fuente de cobre
operado a 35 KV, produciendo una radiación CuKα con una longitud de onda de
1.542 Ă. Los datos arrojados fueron colectados en un intervalo de 2-40° cada
0.05°, con una velocidad de barrido de 60 s/°.
El porcentaje de cristalinidad (% C) se determinó a partir del difractograma, y se
calculó el área correspondiente de los picos cristalinos (Ap), entre el área total
bajo la curva (halo amorfo y cristalino) (At), menos el ruido del instrumento (N) de
acuerdo a la siguiente ecuación:
(3)
(4)
32
%𝐶 =𝐴𝑝
𝐴𝑡−𝑁
Dónde:
Ap = Área bajo la curva correspondiente de los picos cristalinos
At = Área total bajo la curva (halo amorfo y cristalino)
N= Ruido del instrumento
6.4 Caracterización de emulsiones
6.4.1 Preparación de emulsiones.
La elaboración de emulsiones se realizó según la metodología propuesta por
Timgren et al., (2013) con algunas modificaciones. Las emulsiones fueron
preparadas en frascos de vidrio con 4 ml de fase continua (solución reguladora de
fosfatos 5mM con pH 7 + 0.2 M de NaCl), 2 mL de fase dispersa (aceite de
parafina) y almidón en concentraciones de 50 – 400 mg/ mL de aceite, por
mezclado con un homogeneizador SilentCrusher M (Heidolph, Alemania) a 22,000
rpm durante 1 min a temperatura ambiente (25 °C).
El colorante liposoluble Rojo solvente 26 (1 mg) fue añadido en la parte superior
de las emulsiones. Posteriormente, los frascos de vidrio se invirtieron 3 veces 1 h
después de la adición del colorante, y agitados en un vórtex durante 5 segundos
con la finalidad de distribuir el colorante en toda la muestra. Los cambios de
coloración en las emulsiones se observaron durante 48 h. El color mostrado por la
emulsión es una medida de la estabilidad ortocinética de las gotas formadas. Las
gotas estables no tienen un intercambio con el tinte lipofílico, por lo tanto la fase
emulsionada se mantiene de color blanco.
6.4.2 Microscopía óptica
La microscopia de las emulsiones se realizó empleando un microscopio de luz
transmitida (Eclipse 80i, Nikon, Japón) con un objetivo de 4x, un filtro de luz
(5)
33
polarizada y una cámara digital (Digital imaging Head, DC330 camera MTI,
Japón). De manera individual, las muestras se colocaron en un portaobjetos, y se
observaron inmediatamente.
6.4.3 Estabilidad de emulsiones
La estabilidad de las emulsiones fue medida por una técnica basada en la
dispersión múltiple de luz, usando una fuente de luz cercana al infrarrojo (=880)
en un periodo de almacenamiento de 48 h a temperatura ambiente (25 °C). La
caracterización óptica de la muestra se evaluó empleando un equipo Turbiscan
Lab Expert (Formulation, Toulouse, Francia). Una alícuota de las emulsiones
preparadas recientemente (20 mL) se vació en un vial de vidrio de fondo plano
(altura= 55 mm, volumen= 35 mL), y se colocó en la celda del equipo. La luz
retrodispersada se presenta como una función de la altura de la muestra. Se
empleó la función modo de referencia la cual sustrae la primera curva (T0) de las
observaciones subsecuentes, transformándola en una línea base. Las muestras se
monitorearon cada 15 min durante las primeras 2 h y posteriormente en intervalos
de 6, 24 y 48 h.
6.4.4 Índice de emulsificación (IE)
El IE de los almidones se expresa como el volumen de la región emulsificada con
respecto al volumen total de la muestra (McClements 2007). Considerando que el
área transversal es constante a lo largo del vial, en el presente trabajo se utilizó
como referencia la altura total del vial y el intervalo de altura de la región
emulsificada:
𝐼𝐸 =𝐴𝑙𝑡𝑢𝑟𝑎 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑟𝑒𝑔𝑖𝑜𝑛 𝑒𝑚𝑢𝑙𝑠𝑖𝑓𝑖𝑐𝑎𝑑𝑎
𝐴𝑙𝑡𝑢𝑟𝑎 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑒𝑚𝑢𝑙𝑠𝑖ó𝑛
(6)
34
6.4.5 Propiedades reológicas
Se realizaron pruebas de cizalla oscilatoria de baja amplitud en un Reómetro de
esfuerzo controlado AR-1500ex (TA Instruments, USA), empleando una geometría
de cono y placa (diámetro= 40 mm y un ángulo de 2°, con un espacio anular de
800mm). Se obtuvieron los espectros mecánicos de las emulsiones a 25 °C
mediante barridos de frecuencia de 0.1 a 100 rad/s en la zona viscoelástica lineal.
35
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1 Caracterización del almidón
7.1.1 Grado de sustitución (GS) y eficiencia de la reacción (ER)
Las Figuras 4a y 4b muestran respectivamente el GS y el efecto de la
concentración de OSA en la ER. Los valores mínimo y máximo del GS fueron de
0.016 y 0.034 para 3 y 15 % OSA, respectivamente (Figura 4a). La reacción con
OSA modifica parcialmente la estructura molecular de los gránulos como
consecuencia de los grupos octenil introducidos, permitiendo una mayor difusión
del reactivo (Shogren et al., 2000). Concentraciones de OSA entre 3-9%
produjeron un incremento casi lineal del GS, pero a concentraciones mayores el
incremento del GS fue marginal. Esto puede interpretarse como una mayor
disponibilidad de las moléculas de OSA en la proximidad de la molécula de
almidón. Se ha reportado que los grupos hidroxilo presentes en el almidón son
inmóviles y su reacción dependerá de la proximidad de las moléculas de OSA con
los grupos hidroxilo (Boshale y Singhal, 2006).
Por otra parte, se alcanzó un pico máximo en la ER a 6 % OSA (Figura 4b), ya que
mayores concentraciones produjeron una disminución. A partir de esta información
se consideró que concentraciones por arriba del 15 % OSA, no producirán un
incremento significativo en los valores de GS ni de ER, por lo que en el presente
estudio se consideró ésta como concentración máxima límite.
7.1.2 Microscopia óptica
La Figura 5 (lado izquierdo) muestra las imágenes de almidón nativo de plátano y
modificado con 3 y 15 % OSA sin cocer bajo luz polarizada. Los tres almidones
mostraron la “cruz de malta” indicando que durante la reacción, se conservó el
orden de los componentes del almidón dentro del gránulo (Zhang et al., 2005).
36
Figura 4. Efecto de la concentración de anhídrido octenil succínico (OSA por sus
siglas en inglés) (p/p) relativo al almidón sobre (a) grado de
sustitución en almidón de plátano y (b) la eficiencia de la reacción.
Por otra parte, al observarse los almidones cocidos bajo luz polarizada no
presentaron la cruz de malta (datos no mostrados), por lo que se empleó luz
Gra
do
de s
usti
tució
n
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
OSA (%)
0 3 6 9 12 15 18
Efi
cie
ncia
de r
eacció
n (
%)
0
10
20
30
40
a
b
37
normal y yodo como medio de contraste Figura 5 (lado derecho) observandose
gránulos hinchados con un crecimiento radial. Un incremento en el GS produjo un
mayor hinchamiento de los gránulos (ver fotografía con 15% OSA), debido a que
la reacción de modificación del almidón produjo una modificación de la estructura
a nivel molecular, que permitió mayor captación de agua durante la cocción del
almidón. Por otra parte, la reacción del almidón con OSA ocurre principalmente en
la región amorfa de los gránulos, por lo que la parte cristalina se mantiene casi
intacta.
Dado que la amilosa se localiza en el dominio amorfo, se ha considerado que es
más accesible a la esterificación que la amilopectina (He et al., 2006). Diversos
investigadores mencionan que los grupos OSA pueden insertarse en las
posiciones 2, 3 y 6 de las unidades de glucosa más accesibles (Shogren et al.,
2000). Además, los grupos OSA introducidos crean un reordenamiento en la
estructura molecular del gránulo, generando una mayor difusión de agua hacia el
interior del mismo, que es provocada por las fuerzas de repulsión que otorga la
introducción del grupo octenil lo que permite tener gránulos cocidos más
hinchados que su contraparte nativa y a temperaturas más bajas (Shih y Daigle,
2003).
7.1.3 Microscopia electrónica de barrido (MEB)
El análisis a través de MEB permitió observar las diferentes morfologías que
presentaron los gránulos de almidón nativo de plátano, así como los cambios
sufridos en su superficie por acción de la modificación química. La superficie del
gránulo está asociada al grado de modificación sufrida y ayuda a elucidar los
posibles cambios tanto en las propiedades físicas como funcionales (Rodriguez-
Marin, 2009).
38
Figura 5. Microscopía de luz polarizada (lado izquierdo) y transmitida (lado
derecho), de almidón de plátano nativo y modificados con diferentes
concentraciones de OSA sin cocción y cocidos Barra de escala= 100
m.
39
Para evaluar el efecto del grado de sustitución en la morfología del gránulo se
analizaron por medio de MEB los gránulos del almidón nativo y su contraparte
modificada con concentraciones de 3% y 15% de OSA (Figura 6).
Los almidones OSA crudos presentaron en general una superficie lisa y similar al
almidón nativo, con formas ovaladas y alargadas. Los estudios mostraron que la
modificación química con OSA no produjo ningún cambio físico en la superficie del
gránulo (Liu et al., 2008; Makmoon et al., 2013; Hadnadev et al., 2013). Sin
embargo, algunos investigadores como Bai y Shi (2011) reportaron variaciones
entre los gránulos nativos y los modificados con OSA después de someterse a una
hidrolisis enzimática con glucoamilasa y α-amilasa para obtener almidón-OSA
microporoso, el cual permitió tener un valor de GS elevado así como una mayor
eficiencia de la reacción. Esto se puede atribuir a la presencia de los microporos,
que permitió que el reactivo se difundiera hacia la parte interna de los gránulos de
almidón.
7.1.4 Distribución de tamaño de gránulo
La Figura 7 muestra la distribución de tamaño de los gránulos de los almidones
cocidos. El diámetro mediano (medida a la cual el 50% de las partículas son más
pequeñas y 50% son más grandes) de los almidones modificados incrementaron
en un 6% y 14.8% con respecto al almidón nativo (3% OSA y 15% OSA,
respectivamente) (Cuadro 1). En general, los almidones OSA y nativo crudos no
presentaron diferencias estadísticas significativas en el tamaño de sus gránulos.
En estudios previos en almidón de plátano modificado por acetilación (Bello-Pérez
et al., 2000) se observó un incremento en el tamaño de las gránulos modificados,
lo que está estrechamente ligado con los sustituyentes químicos introducidos. Así,
en este caso, un mayor grado de sustitución permitió tener un incremento en el
diámetro mediano de los gránulos de almidón cocidos.
40
Figura 6. Imágenes por MEB de almidón de plátano nativo y modificado con
diferentes concentraciones de OSA
41
Figura 7. Porcentaje de tamaño acumulado de almidones de plátano nativo y modificados con diferentes concentraciones de OSA sometidos a cocción.
Cuadro 1. Diámetro mediano de almidón de plátano nativo y modificados con diferentes concentraciones de OSA.
Anhidro octenil succinico (%) D (v, 0.5) (m)
Almidón sin cocción Nativo 31.67 1.77ª
3 32.54 1.75ª 15 33.92 1.63ª
Almidón cocido Nativo 76.54 1.72b
3 81.74 1.76c 15 89.88 1.66d
Promedio de tres repeticiones ± error estándar.
Letras diferentes en la misma columna indican diferencia estadística (= 0.05). D (v, 0.5) = diámetro mediano (tamaño de partícula con 50 % de volumen acumulado).
Diametro ( m)
50 100 150 200 250
% A
cu
mu
lad
o
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
Nativo
3% OSA
15% OSA
42
7.1.5 Formación de pastas.
La Figura 8 muestra el cambio de la viscosidad durante la formación de pastas de
los almidones de plátano y modificados con diferentes concentraciones de OSA.
Los almidones OSA mostraron una viscosidad de pico mayor durante el proceso
de cocción y una disminución en la temperatura de formación de pasta con
relación al almidón nativo (Cuadro 2). Durante el proceso de enfriamiento, se
observó un incremento en la viscosidad de toda la pasta, debido a la
reorganización de las moléculas de amilosa solubilizada durante el calentamiento
y el mantenimiento a 92°C (Espinosa-Solís et al., 2008). Al igual que la viscosidad
pico, un incremento en el GS produjo un aumento en los valores de viscosidad
final y de recuperación de las pastas (Cuadro 2).
Durante la cocción de los almidones, la amilosa lixivia hacia la fase acuosa,
mientras que la amilopectina se hidrata, incrementando su volumen. En general, el
comportamiento reológico durante la formación de pastas, se atribuye a la
presencia de los gránulos de almidón hinchados, así como a su resistencia al
tratamiento térmico – mecánico. Se ha observado que durante la formación de
pasta, los almidones OSA de arroz (Bao et al., 2003; He et al., 2006), maíz normal
y ceroso (Han y BeMiller 2007), tapioca (Han y BeMiller, 2007) y trigo (Bao et al.,
2003), presentan valores de viscosidad mayores que su contraparte nativa, no así
en almidones de papa (Bao et al., 2003).
Se ha reportado que en almidones de arroz y trigo, la modificación con OSA
produce un incremento en el hinchamiento de los gránulos con respecto al almidón
nativo, inclusive llegando a duplicar el valor del hinchamiento (Bao et al., 2003).
Al sustituir los grupos OH- en las cadenas del almidón por los grupos OSA, el
desarreglo originado por los sustituyentes permite el ingreso de agua hacia el
interior del gránulo de almidón a través de canales, originados por las fuerzas de
repulsión que ocurren entre los grupos octenilo (Figura 9) (Shogren et al., 2000),
43
favoreciendo el hinchamiento a bajas temperaturas, esto incrementa los valores de
viscosidad, siempre en relación al grado de sustitución. Lo anterior, puede
atribuirse a la formación de complejos amilosa-OSA (Bhandari et al., 2002; Ortega-
Ojeda et al., 2005).
Figura 8. Perfil de formación de pastas de almidones de plátano nativo y
modificados con diferentes concentraciones de OSA.
El incremento en el hinchamiento de los almidones OSA con respecto a los
nativos, explica valores mayores de viscosidad obtenidos por los almidones de
plátano OSA (Cuadro 2) (Bhandari et al., 2002).
Tiempo (min)
0 10 20 30 40 50 60
Vis
cosi
dad
(m
Pa*s)
0
20
40
60
80
Tem
per
atu
ra (
°C)
30
40
50
60
70
80
90
100
15 % OSA
3% OSA
Nativo
44
Cuadro 2. Propiedades de formación de pastas de los almidones de plátano nativo y modificados con diferentes concentraciones de OSA.
Anhidro octenil succinico (%)
Temperatura de formación
de pastas (°C)
Viscosidad (mPa*s)
Pico Rompimiento Final Recuperación
Nativo 82.3 ± 0.48a
22.29 ± 0.53a
- 32.51 ± 0.6ª 10.22 ± 0.38ª
3 79.6 ± 0.23b
41.75 ± 0.39b
1.52 ± 0.1a 58.55 ± 0.1
b 18.32 ± 0.53
b
15 76.6 ± 0.53c
58.31 ± 0.34c
3.33 ± 0.3b 73.71 ± 0.3
c 18.73 ± 0.41
c
Promedio de tres repeticiones ± error estándar.
Letras diferentes en la misma columna indican diferencia estadística (= 0.05).
Figura 9. Estructura del almidón octenil succinato de sodio.
7.1.6 Temperatura y entalpia de gelatinización
La Figura 10 muestra los termogramas de los almidones obtenidos durante la
modificación, y el Cuadro 3 resume los valores de temperatura y entalpia de
gelatinización. En general, los almidones modificados con OSA presentaron una
disminución en la temperatura de gelatinización. Estos resultados coinciden con lo
reportado para almidones de arroz, trigo y maíz ceroso (Bao et al., 2003; He et al.,
2006; Han y BeMiller, 2007). Shih y Daigle (2003) concluyeron que los grupos
OSA introducidos al almidón perturban la estructura ordenada del almidón,
produciendo un debilitamiento de los enlaces al interior del mismo, lo que se ve
reflejado en una disminución en la temperatura y en la energía necesaria para la
gelatinización. Este fenómeno se incrementa con un aumento en el grado de
sustitución.
O
OOH
HH
H
H
HOHOH
OH
CH3
O
ONa
O
n
45
La ∆H del almidón OSA disminuyó con el incremento del GS, sugiriendo una
mayor desorganización de la estructura del gránulo. Este resultado coincide con lo
reportado por Carlos-Amaya (2010), quien también observó una disminución de
los valores de ∆H para el almidón de plátano modificado con anhidro octenil
succínico, con valores para Tini de 68.81±0.03 °C, Tmax de 74.50±0.18 °C, con valor
de ∆H de 9.68±0.06 J/galmidón.
7.1.7 Hinchamiento y solubilidad
El Cuadro 4 resume los valores de hinchamiento y solubilidad obtenidos durante la
formación de pastas de los almidones de plátano nativo y modificados con 3% y
15% de OSA.
Figura 10. Termogramas de calorimetría diferencial de barrido (CDB) de los
almidones de plátano nativo y modificados con diferentes
concentraciones de OSA.
Temperatura (°C)
20 40 60 80 100
Flu
jo d
e ca
lor
(W/g
)
exo
1 W/g
Nativo
3% OSA
15% OSA
46
Cuadro 3. Propiedades de gelatinización de los almidones de plátano nativo y
modificados con diferentes concentraciones de OSA.
Anhidro octenil
succinico (%) Tini
(°C)
Tmax
(°C) H
(J/galmidón)
Nativo 70.40 0.03a 75.37 0.38a 11.92 1.03a 3 68.84 0.29b 73.70 0.28b 9.53 0.45a 15 66.90 0.01c 70.71 0.13c 9.19 0.20b
Promedio de tres repeticiones ± error estándar.
Letras diferentes en la misma columna indican diferencias estadísticas significativas ( = 0.05). Tini= Temperatura inicial de gelatinización. Tmax= Temperatura máxima de gelatinización.
H= Entalpía de gelatinización.
En el caso de almidón nativo, Nuñez-Santiago et al. (2004) reportaron un valor de
hinchamiento de 22.1 g/g y de 12.5 % de solubilidad en una pasta de almidón al
4%, valores similares a los obtenidos en el presente trabajo. Por otro lado, se
observó que un incremento en la concentración OSA produjo un aumento en el
hinchamiento, lo cual coincide con los resultados de formación de pastas y
distribución de tam|año de partícula. Sin embargo, el incremento en la
concentración de OSA produjo una disminución en la solubilidad debida al
aumento en el carácter hidrofóbico en la amilosa.
Cuadro 4. Hinchamiento y solubilidad de los almidones de plátano nativo y
modificados con diferentes concentraciones de OSA.
Anhidro octenil succinico (%)
Hinchamiento (g de agua / g
almidón)
Solubilidad (%)
Nativo 21.35 1.36a 10.49 0.51a 3 26.34 0.89b 9.61 0.53ab
15 32.03 2.56c 7.31 0.94b Promedio de tres repeticiones ± error estándar.
Letras diferentes en la misma columna indican diferencia estadística ( = 0.05).
47
7.1.8 Difracción de rayos X (DRx)
El almidón nativo y los OSA de plátano presentaron un patrón de DRx de tipo A
(Figura 11). Este se caracteriza por la presencia de picos de intensidad de
difracción mayor en los ángulos 2 = 15° y 23°, lo cual es característico de los
almidones de cereales (Zhang et al., 2005).
Los almidones con 3 y 15% de OSA no presentaron ningún cambio significativo en
el arreglo cristalino del almidón (Shogren et al., 2000), ni en el porcentaje de
cristalinidad, (20.85 ± 0.23% y 20.93 ± 0.6%, respectivamente) en comparación
con el almidón nativo de plátano (21.52 ± 0.9%).
Figura 11. Patrón de DRx de los almidones de plátano nativo y modificados con
diferentes concentraciones de OSA.
Bhosale y Singhale (2007) y Hui et al. (2009), reportaron que el patrón de
difracción y el porcentaje de cristalinidad de los almidones OSA de maíz ceroso,
amaranto y papa, no se modificó significativamente, coincidiendo con los
resultados obtenidos en este estudio. La reacción del almidón con los grupos OSA
Angulo de difracción (2 )4 8 12 16 20 24 28 32 36 40
Inte
ns
ida
d r
ela
tiva
NATIVO
3% OSA
15% OSA
48
ocurre preferentemente en la región amorfa del gránulo y deja los patrones de
cristalinidad sin cambio (Shogren et al., 2000; Song et al., 2006).
Hasta este punto, los resultados observados durante la caracterización del
almidón mostraron que el grado de sustitución obtenido, no modifica el tamaño de
gránulo sin cocción, ni el arreglo estructural o cristalino; sin embargo, la
incorporación del grupo OSA en la estructura del almidón le otorgó un carácter
hidrófobo al mismo, lo que ocasionó interacciones de atracción-repulsión dentro
del gránulo (Shogren et al., 2000; Shih y Daigle, 2003), esto provocó un mayor
ingreso de agua hacia el interior, reflejándose en un mayor hinchamiento, pastas
con mayor viscosidad y una menor temperatura de gelatinización.
Se ha reportado que el grado de sustitución influye directamente en el aumento de
las interacciones en la interfase de las emulsiones (Bhosale y Singhale, 2006;
Timgren et al., 2011). Con base en estas observaciones, se propuso evaluar el
efecto del grado de sustitución de los almidones modificados, en la estabilidad de
emulsiones compuestas por solución reguladora / aceite.
7.2 Caracterización de las emulsiones
Para evaluar el efecto del grado de sustitución del almidón de plátano e identificar
la concentración de almidón necesaria para estabilizar emulsiones, se realizó un
barrido de concentraciones de almidón según lo reportado por Timgren et al.
(2013), comenzando con el almidón nativo. Las mezclas se codificaron como se
muestra en el Cuadro 5.
7.2.1 Almidón Nativo
La primera evaluación se realizó mediante observación directa de las emulsiones
así como al microscopio en presencia del colorante Rojo solvente 26, para analizar
la interacción almidón-aceite-solución reguladora de fostatos (pH 7) (Timgren et
49
al., 2013). Una vez obtenidas las emulsiones se tomó una imagen al tiempo cero
(Figura 12).
De acuerdo con la figura, el colorante Rojo solvente 26 mostró una completa
afinidad con el aceite y ninguna con el regulador de fosfatos, por lo que en las
emulsiones, las gotas de color rojo intenso se atribuyen a las gotas de aceite (fase
dispersa) inmersas en la solución reguladora (fase continua).
Todas las muestras con almidón presentaron la formación de 3 regiones: la región
I, de abajo hacia arriba, se caracterizó por la presencia del almidón que no
intervino en la formación de la región emulsificada; la región II se conformó por la
fase continua que no interaccionó con la fase dispersa, mostrando una ligera
turbidez atribuida a gránulos de almidón en suspensión; y la región III, ubicada en
la parte superior del vial, es la región donde se observaron las interacciones entre
el almidón, el aceite y solución reguladora, que a partir de este momento
denominaremos región emulsificada, según Panaras et al. (2011).
Un incremento en la concentración de almidón produjo un aumento en las
interacciones de esté con el aceite y la solución reguladora, reflejándose en un
mayor volumen de la región emulsificada (región III) de cada muestra.
Adicionalmente, se observó que entre las muestras 300N y 400N hubo una mayor
proporción de almidón que no se incorporó en la región emulsificada, dando la
idea de que existe una sobresaturación de almidón para estabilizar el sistema
aceite-solución reguladora.
Para interpretar el papel del almidón en la región emulsificada, se recurrió a la
microscopia con luz transmitida y luz polarizada (Figura 13), la cual permite
observar el ordenamiento de los gránulos de almidón en cada una de las fases. De
acuerdo con la figura, los gránulos de almidón interactúan tanto con la fase
dispersa como con la fase continua.
50
Cuadro 5. Codificación para la identificación de emulsiones.
Nomenclatura Concentración de almidón
(mg/mL de aceite)
Anhidro octenil succínico (%)
GS
50N 50 0 0 100N 100 0 0 150N 150 0 0 200N 200 0 0 250N 250 0 0 300N 300 0 0 400N 400 0 0
50M-3 50 3 0.016 100M-3 100 3 0.016 150M-3 150 3 0.016 200M-3 200 3 0.016 250M-3 250 3 0.016 300M-3 300 3 0.016 400M-3 400 3 0.016
50M-15 50 15 0.034 100M-15 100 15 0.034 150M-15 150 15 0.034 200M-15 200 15 0.034 250M-15 250 15 0.034 300M-15 300 15 0.034 400M-15 400 15 0.034
Figura 12. Efecto de la concentración de almidón nativo en la estabilidad de las
emulsiones aceite/ solución reguladora al tiempo 0.
51
Durante el proceso de emulsificación, los gránulos de almidón se orientaron hacia
la superficie de las gotas de aceite (gotas rojas) formando una capa en la periferia,
atribuyendose este arreglo a un afecto de impedimento estérico del almidón entre
las gotas de aceite de la fase continua (Timgren et al., 2011). Adicionalmente, se
encontraron gránulos de almidón dispersos de forma aleatoria en la fase continua.
Finalmente, se observó la incorporación de burbujas de aire al interior del sistema
(gotas , así como una capa fina de gránulos de almidón alrededor de las mismas.
Para establecer la ventana de estudio de la estabilidad de las emulsiones a través
del tiempo, se observaron en un periodo de tres días (72 horas), (Figura 14) y
como parte complementaria a la imagen, se realizaron observaciones en el
microscopio de luz transmitida (Figura 15).
De acuerdo con la Figura 14, a partir del primer día de observación, la muestra
50N presentó signos de una desestabilización por floculación y coalescencia, dado
que las gotas de aceite presentaron un halo de color rojo claro, denotando así un
aumento en el tamaño de las gotas, y eventualmente, mostrando una separación
marcada de la fase dispersa hacia la superficie de la región emulsificada
(formación de nata) y una precipitación del almidón excedente que no interactuó
en la emulsión (día tres). Por otro lado, tanto en la muestra 100N como 200N, se
observó coalescencia entre las gotas de aceite a partir del segundo día de
observación.
A partir del tercer día se pudo ver la presencia de una ligera capa color rojo
intenso, indicando la separación de las fases de la emulsión, es decir, una fase
oleosa sobre una fase emulsionada desestabilizada. Este fenómeno se conoce
como formación de nata.
La muestra 300N mostró una mayor proporción de la región emulsificada con
respecto a las otras formulaciones; sin embargo, a partir del segundo día, se
observaron burbujas (Figura 14), siendo éstas más visibles en la muestra 400N.
52
Figura 13. Efecto de la concentración de almidón de plátano nativo en la
formación de emulsiones aceite/agua. Barra de escala 100 m.
53
Figura 14. Efecto de la concentración de almidón de plátano nativo en la
estabilidad de las emulsiones.
54
Figura 15. Microscopia de emulsiones estabilizadas por gránulos de almidón
nativo de plátano a diferentes concentraciones, observadas por un
periodo de 48 h, barra de escala= 100m.
Estas muestras presentaron una mayor cantidad de almidón sedimentado, lo que
sugiere que altas concentraciones de almidón produjeron una sobresaturación del
sistema, acompañada de la fermentación de los componentes solubles en la fase
continua y la incorporación de CO2 que se refleja en la presencia de burbujas en
la región emulsificada.
55
Timgren et al. (2013) reportaron que en sistemas almidón-aceite-solución
reguladora, el diámetro de los gránulos de almidón deben de ser preferentemente
menores a 10m para que tengan un efecto positivo en la estabilidad de
emulsiones. Retomando el hecho de que el almidón de plátano nativo tiene un D
[v,05] = 31.67 m, la desestabilidad de la emulsion apareció en un tiempo
relativamente corto, no mayor a 48 h.
A partir de estos resultados se descartó la concentración de 400 mg almidón / mL
aceite en los estudios subsecuentes y el tiempo de observación se redujo a 48 h,
con la finalidad de poder comparar la estabilidad a tiempos cortos de
almacenamiento.
7.2.2 Almidón modificado con 3% OSA (GS=0.016)
La Figura 16 muestra la estabilidad de las emulsiones empleando almidón
modificado con un 3% de OSA. A partir del día 0, las muestras 50M-3 y 100M-3
mostraron signos de una desestabilización, similar a las emulsiones elaboradas
con almidón nativo. Sin embargo, la muestra 100M-3 presentó una disminución en
la cantidad de almidón sedimentado en comparación con la muestra 50M-3, como
consecuencia de una mayor interacción de las partículas de almidón con la fase
dispersa en la región III; sin embargo, desde el día uno se apreció formación de
nata (Figura 16).
Las muestras 200M-3 y 300M-3 no mostraron un aumento importante en el
tamaño de las gotas de aceite (Figura 16) en comparación con 100M-3, es decir,
aparentemente existió una disminución de la coalescencia entre las gotas de
aceite. McClements (2012) reportó que la estabilidad de las emulsiones ocurre a
tamaños de micela menores a 150 m; sin embargo, para las muestras 200-M3 y
300M-3 fue posible mantener una región emulsificada estable, a pesar de tener
micelas mayores a 150 m (Figura 17). Adicionalmente, ambas concentraciones
56
produjeron una proporción similar de la región emulsificada con una baja
precipitación del almidón (Figura 16).
La incorporación de almidón modificado con un 3% de OSA en la emulsión,
favoreció las interacciones entre la fase continua y la fase dispersa, lo que permitió
mantener la estabilidad en comparación con su almidón nativo. Sin embargo, esta
mejora solo se da en el intervalo de 200 y 300 mg de almidón/mL de aceite.
7.2.3 Almidón modificado con 15% OSA (GS= 0.034)
La Figura 18 muestra el efecto de la concentración de almidón modificado con un
15% de OSA. Similar al almidón nativo y al modificado con un 3%, la
concentración de 50 mg almidón / mL de aceite no fue suficiente para estabilizar la
emulsión, ya que se observó una separación de fases a los pocos minutos de su
elaboración.
En la muestra 100M-15, algunos minutos después de su elaboración, se observó
una fase oleosa en la parte superior de la región emulsificada, siendo está más
evidente en los días uno y dos.
De manera similar que con el almidón modificado con un 3% de OSA, en las
muestras 200M-15 y 300M-15, la presencia del almidón mejoró la estabilidad de la
región emulsificada con respecto al almidón nativo, ya que la fase dispersa se
mantuvo durante los dos días de la observación. Sin embargo, no se evitó la
formación de nata en la parte superior del sistema, ni la aparición de gotas de
aceite con diámetros mayores a 100 m (Figura 19).
Una diferencia relevante, fue que en la muestra 300M-15, la proporción de región
emulsificada al tiempo cero, fue mayor que con respecto a los otros almidones a la
misma concentración (Figura 18).
57
Figura 16. Efecto de la concentración de almidón de plátano modificado con un
3% de OSA en la estabilidad de las emulsiones.
58
Figura 17. Microscopia de emulsiones estabilizadas por gránulos de almidón
modificado con un 3% de OSA adicionadas con diferentes
concentraciones, observadas por un periodo de 48 h, Barra de
escala= 100m.
Es importante comentar, que a partir de un análisis visual, como hasta el momento
se ha hecho, no es posible concluir cuál GS (0.016 o 0.034) permitió una mejora
en la estabilidad de sistemas almidón-aceite-solución reguladora. Sin embargo, a
partir de los resultados obtenidos de la observación visual, se descartaron
concentraciones de almidón superiores a 300 mg/ mL de aceite, reduciendo así la
59
Figura 18. Efecto de la concentración de almidón de plátano modificado con un
15% de OSA en la estabilidad de las emulsiones.
Días de
Observación
Cero
Uno
Dos
0 50M-15 100M-15 200M-15 300M-15
60
ventana de observación, proponiendo concentraciones entre 100 y 250 mg de
almidón/mL de aceite para un análisis cuantitativo de la estabilidad de las
emulsiones, empleando el análisis de la retrodispersión de luz.
Figura 19. Microscopia de emulsiones estabilizadas por gránulos de almidón
modificados con un 15% de OSA adicionadas con diferentes
concentraciones, observadas por un periodo de 2 días, barra de
escala= 100m.
100M-15 200M-15 300M-15 Días de
Observación
Cero
Uno
Dos
61
7.3 Estabilidad las emulsiones por retrodispersión de luz
Entre las ventajas que presenta el uso de equipos de dispersión de luz, se
encuentra la rapidez de detección de los fenómenos de desestabilidad de las
emulsiones, la precisión en la determinación, así como la no destrucción de la
muestra.
7.3.1 Emulsiones adicionadas con almidón nativo
La Figura 20 muestra el efecto de la concentración del almidón nativo de plátano
sobre los perfiles de retrodispersión de luz presentados en las emulsiones a un
tiempo total de 48 h. Estos perfiles corresponden a las imágenes mostradas en la
Figura 14 y están asociados a su apariencia física.
De acuerdo con la figura, se identificaron claramente las 3 regiones que
conforman la emulsión (Panaras et al., 2011): La región I con el almidón
sedimentado, que no intervino en emulsión y que alcanzó una altura aproximada
de 2.5 mm del vial (Figura 14).
La región II formada de la fase continua en exceso, la cual contiene partículas de
almidón suspendidas que abarcan un intervalo de altura aproximada entre los 2.5
a 20 mm del vial. La región III formada de la fase emulsificada (altura aproximada
de 20 a 45 mm del vial).
En todas las figuras se observó la aparición de un pico máximo positivo en el
valor de la retrodispersión para la región I, que se asocia a la cantidad de almidón
sedimentado. Este se considera como un indicador indirecto de la pérdida de
estabilidad en las emulsiones, y representa la cantidad de partículas de almidón
que no intervinieron en la emulsión, y se encontraban dispersas de manera
aleatoria en la fase continua, así como al almidón que dejo de interactuar con la
interfase aceite/solución reguladora sedimentando a través del tiempo.
62
Figura 20. Efecto de la concentración del almidón nativo en la retrodispersión de
luz, en condiciones de reposo para emulsiones aceite/solución
reguladora, (a) 100N, (b) 150N, (c) 200N y (d) 250N. Longitud del
vial: 45 mm. Líneas: T0= 0 h (color morado), T1=0.5 h (color azul
marino), T2=2 h (color azul rey), T3=6 h color verde), T4= 24 h (color
amarillo), T5= 48 h (color naranja).
Por otro lado, las muestras 100N, 150N y 200N, presentaron un incremento en los
valores de retrodispersión al inicio de la región II, esto se asocia con la presencia
de partículas de almidón que se dispersó en la fase continua (desde 2.5 a 15, 7.5
y 5 mm, respectivamente). Las partículas de almidón tienden a sedimentarse a
63
través del tiempo, provocando una caída en los valores de retrodispersión,
fenómeno conocido como clarificado, y está representado por valores negativos en
la zona limitante con la región III (de 15 a 22.5; 7.5 a 20; 5 a 19 mm del vial para
100N, 150N y 200N, respectivamente). Este fenómeno es provocado
principalmente por la ausencia de partículas en la fase continua (Mengual et al.,
1999). El inicio de la región III, o zona de interfase, mostró un aumento de los
valores de retrodispersión en la fase emulsionada (de 22.5, 20 y 19 mm del vial
para 100N, 150N y 200N, respectivamente). La parte central de la región
emulsificada (32.5 mm) mostró variaciones en sus valores de retrodispersión a
través del tiempo, siendo los valores máximos de 1.6, 3.37 y 5.39 % para las
muestras 100N, 150N y 200N, respectivamente. Esto demostró la presencia de
fenómenos de desestabilización dentro de la emulsión como la floculación y
coalescencia (Lemarchand et al., 2003), así como la formación de nata debida a la
migración de las gotas de aceite de la parte inferior a la parte superior de la
región emulsificada (pico negativo localizado entre los 40-45 mm de todas las
muestras).
La muestra 250N presentó un volumen mayor de región emulsificada (región III)
con respecto a las otras concentraciones; sin embargo, también presentó un
desplazamiento hacia la derecha en la zona de interfase a través del tiempo
(Figura 20d), lo que indicó una disminución en el volumen de región emulsificada.
Este comportamiento puede atribuirse a las interacciones entre las partículas de
almidón y la interfase durante la homogeneización, mismas que fueron
disociándose a través del tiempo, disminuyendo el volumen de la región
emulsificada e incrementando el valor del pico máximo en la región I, atribuido al
almidón sedimentado. Además, se observó que el comportamiento en la parte
central de la emulsión (32.5 mm) presentó una mayor variación en sus valor de
retrodispersión, manteniendo un perfil similar durante las 48 h, siendo el valor
máximo de 7.54%, lo que indicó la perdida de estabilidad debido a la presencia de
coalescencia a partir de 0.5 h.
64
Los resultados de retrodispersion de la luz mostraron de forma cuantitativa lo
observado de manera visual en las emulsiones, facilitando detectar la perdida de
la estabilidad a través del tiempo. En este estudio, las concentraciones de almidón
utilizadas (100, 150, 200 y 250 mg/mL de aceite) presentaron periodos cortos de
estabilidad (aproximadamente 2 h). El análisis por retrodispersión de luz permitió
delimitar de manera precisa las regiones de la emulsión, así como la cuantificación
de la estabilidad de las emulsiones.
7.3.2 Emulsiones con almidón modificado con 3% OSA (GS= 0.016)
La Figura 21 muestra el efecto de la concentración de almidón modificado con un
3% de OSA sobre los perfiles de retrodispersión de luz presentados por las
emulsiones a un tiempo de 48 h.
Éstos corresponden a las imágenes mostradas en la Figura 16. A diferencia del
almidón nativo, las emulsiones con almidón modificado con un 3% de OSA
mostraron una disminución de la intensidad en los picos máximos en la región I,
inclusive la muestra 250M-3 (Figura 21d) no lo presentó, indicando una
disminución y en algunos casos la nula presencia de partículas de almidón
sedimentado.
El incremento de la concentración de almidón produjo un aumento de los valores
de retrodispersión para la región II, siendo los valores máximos de 4.45, 4.59, 4.8
y 5.73 % para 100M-3, 150M-3, 200M-3 y 250M-3, respectivamente, lo que se
traduce como un aumento en las partículas de almidón suspendidas en la solución
reguladora a partir de las 24 h; además, se observa un incremento en el pico de
clarificado entre las regiones II y III. Este fenómeno se asocia a la pérdida
paulatina de las interacciones entre el almidón y las fases dispersa y continua de
la región III, lo que originó la precipitación de las partículas de almidón hacia la
región II, provocando una mayor densidad, lo que favoreció las interacciones entre
los gránulos de almidón como consecuencia de las características anfifílicas
otorgadas por la modificación (Li et al., 2013).
65
Figura 21. Efecto de la concentración del almidón modificado con un 3% de OSA
en la retrodispersión de luz, en condiciones de reposo para
emulsiones aceite/solución reguladora: (a) 100M-3, (b) 150M-3, (c)
200M-3 y (d) 250M-3. Longitud de la muestra: 45 mm. Líneas: T0= 0
h (color morado), T1=0.5 h (color azul marino), T2=2 h (color azul
rey), T3=6 h color verde), T4= 24 h (color amarillo), T5= 48 h (color
naranja).
Al igual que en el almidón nativo, un incremento en la concentración de almidón
favoreció la formación de un mayor volumen de la región emulsificada (región III).
Las muestras 150M-3, 200M-3 y 250M-3 permitieron mejorar la estabilidad de la
66
región emulsificada, mostrando valores bajos de variación en el % de
retrodispersión (0.81, 0.79 y 1.36 %, respectivamente) para la zona media de la
región emulsificada, con respecto al almidón nativo. Sin embargo, no se evitó la
formación de nata (entre 40 y 45 mm del vial) por acción de la coalescencia como
fenómeno de desestabilización.
La introducción del grupo hidrofóbico OSA a la estructura del almidón propició las
interacciones entre los grupos hidrofóbicos e hidrofílicos, generando una atracción
entre las partículas, formando conglomerados de gránulos, que recubren la
superficie de las gotas de aceite asemejando una capa, que permitió la
estabilidad a partir del impedimento estérico (Torres et al., 2007). Esto coincide
con las imágenes de la Figura 17, donde se mostró que los gránulos de almidón
se ubicaron de manera ordenada en la periferia de las gotas de aceite.
Los resultados obtenidos por los almidones modificados con un 3% de OSA,
permitieron confirmar de manera cuantitativa que las concentraciones 150 y 200
mg/ mL, mejoraron la estabilidad de la región emulsificada, dado que no hubo
cambios drásticos en los valores de retrodispersion con respecto al tiempo. La
introducción de los grupos OSA en el almidón otorga anfifilicidad a la molécula de
almidón, lo que favoreció las interacciones en la interfase aceite/ solución
reguladora, permitiendo la estabilización del sistema por periodos de hasta 48 h (Li
et al., 2013).
7.3.3 Emulsiones con almidón modificado con 15% OSA (GS= 0.034)
La Figura 22 muestra el efecto de la concentración del almidón modificado con un
15% de OSA sobre los perfiles de retrodispersión de luz, los cuales corresponden
a las imágenes mostradas en la Figura 18. A diferencia de las emulsiones
adicionadas con almidón nativo y modificado con un 3% de OSA, las elaboradas
con almidón modificado con un 15% de OSA no presentaron la formación del pico
de retrodispersión correspondiente a la región I. Un incremento en la
67
concentración de almidón provocó un aumento en los valores de retrodispersión
de luz, indicando la presencia de partículas de almidón en la solución reguladora
(región II) a partir de las 24 h, y la presencia de una mayor proporción de zona de
clarificado (27.5, 24, 18 y 14.5 mm para 100M-15,150M-15, 200M-15 y 250M-15,
respectivamente).
El aumento en la concentración de almidón OSA favoreció la formación de un
mayor volumen de la región emulsificada (región III). Sin embargo, la variación de
los valores de retrodispersión en la parte central de esta región (1.72, 1.93, 3.36, y
3.12% para las muestras 100M-15, 150M-15, 200M-15 y 250M-15,
respectivamente), mostró la presencia de fenómenos de desestabilización dentro
de la emulsión, atribuidos a la floculación y coalescencia, (Lemarchand et al.,
2003), favoreciendo la formación de nata en la parte superior de la muestra (40-45
mm), a excepción de la muestra 200M-15.
Los resultados mostrados en los perfiles de retrodispersión de luz por el almidón
modificado con un 15% de OSA, confirmaron de manera cuantitativa que las
muestras 200M-15 y 250M-15 incrementaron el volumen de la región emulsificada
con respecto al almidón nativo y al modificado con un 3% de OSA.
Esto indicó un incremento en las interacciones entre el almidón y la interfase
aceite/solución reguladora, aumentando la estabilidad en el periodo de
observación; sin embargo, solo la muestra 200M-15 no presentó la formación de
nata, permitiendo mantener la estabilidad de la fase emulsionada por un periodo
de 48 h.
68
Figura 22. Efecto de la concentración del almidón modificado con un 15% de OSA
en la retrodispersión de luz, en condiciones de reposo para
emulsiones aceite/solución reguladora: (a) 100 mg/ml de aceite, (b)
150 mg/ml de aceite, (c) 200 mg /ml de aceite y (d) 250 mg /ml de
aceite. Longitud de la muestra: 45 mm. Líneas: T0= 0 h (color
morado), T1= 0.5 h (color azul marino), T2= 2 h (color azul rey), T3=
6 h (color verde), T4= 24 h (color amarillo), T5= 48 h (color naranja)
69
7.4 Índice de emulsificación (IE)
Con el propósito de comparar el efecto del grado de sustitución presentado por los
almidones modificados y la concentración de almidón en las emulsiones, se
determinó el IE empleando la ecuación 6. Se utilizaron los perfiles de
retrodispersión para determinar la altura de la región III con respecto a la altura
total de la emulsión, para un tiempo de 0.5 h, que es el tiempo mínimo de
observación en los perfiles de retrodispersión (IE). La Figura 23 muestra los
resultados para todos los almidones nativos.
Sin importar el GS, el aumento en la concentración de almidón favoreció la
formación de un mayor IE. La incorporación de concentraciones elevadas de
almidón modificado con un 3% de OSA (250 mg/mL de aceite) permitió un IE0.5h de
0.58, valor similar al mostrado por el almidón nativo (0.60); sin embargo, la
presencia de almidón modificado permitió tiempos mayores de estabilidad para la
región emulsificada (Figura 21). La incorporación del grupo OSA a la estructura del
almidón incrementó el carácter hidrofóbico (Timgren et al., 2013), esto produjo la
formación de una capa compuesta de gránulos aglomerados, localizada en la
periferia de las gotas de aceite, favoreciendo la estabilidad a partir del
impedimento estérico (Torres et al., 2007).
La concentración de 250 mg de almidón modificado con un 15% de OSA/ mL de
aceite, mostró un IE de 0.72, valor mayor en comparación con lo mostrado por el
nativo y modificado con un 3% de OSA. Esto se debió al incremento de grupos
hidrofóbicos incorporados al almidón, que aumentaron la cantidad de interacciones
entre éste y la fase dispersa, provocando la aparición de otros fenómenos como el
atrapamiento de las gotas de aceite (Ruiz-Roso et al., 1999).
70
Figura 23. Efecto de la concentración de OSA y de almidón sobre el índice de
emulsificación medido a las 0.5 h (IE) en las emulsiones.
7.5 Reología de las emulsiones
La figura 24 muestra el efecto del grado de sustitución en el comportamiento
reológico de la región emulsificada presente en las emulsiones. Se observó que
las emulsiones con almidones modificados presentaron valores de G’ mayores que
G’’, con una baja dependencia del módulo G’ con respecto a la frecuencia (Cuadro
6).
71
Cuadro 6. Efecto de la concentración de OSA sobre la dependencia de G’ con la
frecuencia, de acuerdo con el modelo𝑮′ ∝ 𝝎𝜶.
r2
Nativo 0 h 0.2711 0.9454
24 h 0.1340 0.2454 48 h 0.0327 0.0190
3 % OSA 0 h 0.0585 0.3250
24 h 0.0813 0.9219 48 h 0.0695 0.5826
15% OSA 0 h 0.0487 0.5787
24 h 0.0805 0.7676 48 h 0.0300 0.4294
Las muestras adicionadas con almidón nativo presentaron valores de G’’ mayores
que G’, lo que indica que las emulsiones presentaron un comportamiento
predominantemente viscoso. El comportamiento viscoso puede atribuirse a la
perdida de estabilidad en periodos de tiempo cortos (día 0), debida a la pérdida de
las interacciones entre el almidón nativo y la interfase aceite/agua.
Adicionalmente, los valores para el módulo de G’ fueron disminuyendo con
respecto al aumento en la frecuencia.
De acuerdo con las características antes mencionadas, se puede considerar que
las emulsiones elaboradas con almidones modificados presentaron un
comportamiento descrito por algunos autores como de un “gel débil”, debido a la
baja dependencia de la frecuencia (Torres et al., 2007; García et al., 2014); sin
embargo, no existió la formación de una red tridimensional en el sistema.
La presencia de los gránulos de almidón modificado en la periferia de las gotas de
aceite ubicadas en la región III de las emulsiones, favoreció la formación de una
capa de gránulos aglomerados entre las gotas de la fase dispersa, lo que
proporciona un mecanismo de estabilización a través del impedimento estérico de
las partícula (Torres et al., 2007; Chen et al., 2011), permitiendo el aumento del
módulo G’ en las muestras.
72
Esto coincide con los resultados obtenidos durante la caracterización visual de las
emulsiones, debido a que se observó la presencia de una capa de gránulos de
almidón ubicados en la periferia de las gotas; además, pudo comprobarse que los
almidones modificados permitieron mantener su estabilidad durante el periodo de
observación, coincidiendo con los patrónes de retrodispersión de luz.
73
Figura 24. Efecto de la concentración de OSA en el comportamiento reológico de
las emulsiones a través del tiempo: 0 h (círculos), 24 h (triángulos),
48 h (triángulos invertidos).
Frecuencia(Hz)10-1 100 101
G',G
'' (
Pa
)
10-3
10-2
10-1
100
101
Frecuencia (Hz)
10-1 100 101
G', G
'' (
Pa)
10-3
10-2
10-1
100
101
a
Frecuencia (Hz)10-1 100 101
G',G
''(P
a)
10-3
10-2
10-1
100
101
b
c
Nativo
DS=0.016
DS=0.034
Nativo
3% OSA
15% OSA
74
VIII. CONCLUSIONES
- El GS vario directamente con la concentración de OSA. Concentraciones
menores al 9% de OSA, produjeron un incremento lineal en el GS, sin
embargo, por encima de esta concentración el incremento fue marginal. Por
otro lado, la eficiencia en la reacción fue disminuyendo debido a la
sobresaturación de los grupos OH por parte de la molécula de OSA.
- El aumento en el GS de los almidones modificados, no produjo cambios
morfológicos del gránulo de almidón; sin embargo, los cambios presentados
en la temperatura y entalpia de gelatinización, la viscosidad y el hinchamiento
del granulo, son un indicador de que la modificación ocurrió a nivel molecular,
principalmente en la amilosa.
- Las emulsiones elaboradas con almidón nativo presentaron fenómenos de
desestabilización a tiempos muy prematuros. Mientras que el incremento en el
GS de los almidones utilizados, resulto en mayores tiempos de estabilidad y
volúmenes para la fase emulsionada, ya que la modificación favorece las
interacciones en la interfase agua/aceite.
- El almidón modificado con un 3% de OSA (GS= 0.016) utilizado como
estabilizador en estas emulsiones promovió la formación de una capa de
gránulos de almidón aglomerados, que permitió la inmovilización de las gotas
de la fase dispersa, aumentando la estabilidad. Las concentraciones de 150 y
200 mg de almidón/mL de aceite, resulto en una menor variación en los valores
de estabilidad, durante el periodo de observación.
- La modificación con OSA del almidón de plátano mejora la estabilidad con
respecto al almidón nativo.
75
IX. PERSPECTIVAS
Estudios previos acerca de la estabilidad de emulsiones “Pickering” se han
realizado con almidones con tamaños de partícula menor al utilizado en este
trabajo (32.5 m). Con base en esto, se sugiere utilizar métodos de hidrolisis acida
para disminuir el tamaño del almidón de plátano y evaluar como el tamaño influye
en las propiedades emulsificantes de estos hidrolizados.
Debido a las características presentadas por el almidón modificado con OSA a
diferentes concentraciones, se sugiere realizar estudios para evaluar el efecto de
la modificación en la estructura molecular del almidón.
76
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