1. proyectos dirigidos/coordinados

1. PROYECTOS DIRIGIDOS/COORDINADOS Clave Institución/Clave Monto Vigencia Productos

(1) SG/I Intl.

UniKa/RFA / Clave 02-WS146

US $228,600 (Para la UNAM:

DM148,000)

1981-1987 Libro en inglés/español sobre la producción de proteína microbiana para ser diseminado en el mundo

(2) SG/I Intl.

UNEP (Kenya) / Clave FP/2104-82-01

US$69,800 (Para la UNAM:

US$22,700)

1981-1987 Construcción de un bioterio para la UNAM/FQ, realización de un

seminario internacional y publicación de sus memorias en inglés/español

(3) SG/I Nal.

CONACyT / Clave PCCBBNA-020395

$3,100,000 aumentados a $5,370,000.00

1983-1986 Contraparte mexicana de los dos anteriores con UNEP y UniKa

(4) SG/I Nal.

LANFI US$10,000 1985-1986 Secado y acondicionamiento de biomasa microbiana (Contraparte

mexicana de los dos primeros, UNEP y UniKa

(5) SP

Nal.

CONASUPO (Miconsa Guadalajara)

$37,000,000 1984-1986 Pruebas con una planta piloto de 3000 litros (Contraparte mexicana de los dos

primeros, UNEP y UniKa

(6) SG/I Intl.

OEA US$60,000 1986-1987, 1988-1989

Libro sobre la producción de harinas precocidas (extrudidas) de maíz y otros

granos para consumo humano a ser diseminado en el mundo

(7) SE Intl.

Instituciones argentinas

US$ 20,000 1984-1994 Contraparte argentina del proyecto de la OEA

(8) SG/I Nal.

CONACyT / Clave PCALBNA-022816

$9,650,000 1985-1988 Contraparte mexicana del proyecto de la OEA

(9) SE

Nal. E Intl.

IPN/MÉXICO E IIIA/CUBA

US$5,000.00 1985-1987 Contrapartes mexicana y cubana del proyecto de la OEA

(10) SE

Nal.

CIDESI US$3,000.00 1986-1987 Elaboración de planos del extrusor (Contraparte mexicana del proyecto de

la OEA) (11) SP

Nal.

AZÚCAR, S.A.-UNAM-UASLP-CINVESTAV

$700,000,000 1986-1990, 1990-1992

Informes y publicaciones técnicos sobre el diseño, la construcción,

instalación y operación de una planta piloto de tratamiento biológico de

aguas residuales de ingenios azucareros (ejemplo: vinazas)

(12) SE

Nal.

DGAPA-UNAM / Clave IN-302289

N$227,000 (Becas

$12,000)

1989-1990, 1990-1992

Informes y publicaciones técnicos sobre el tratamiento biológico de vinazas por métodos aerobios y

anaerobios (En cooperación con el Instituto de Ingeniería)

Clave Institución/Clave Monto Vigencia Productos (13) SE

Nal.


N$117,510 (Becas $9,600)

1992-1993 Contrapartes de la UNAM del proyecto anterior

(14) SG/I Nal.

IPN-CONACYT / Clave PVT-AI-NAL-87-3782

$62,200,000 1987-1990 Informes técnicos sobre propuestas de tratamiento de aguas residuales de la industria papelera que emplea papel

reciclado como materia prima (15) SG/I Nal.

CONACyT / Clave P122CCOT-894272

$40,000,000 1989-1991 Informes técnicos sobre ecología microbiana de sistemas de tratamiento de aguas residuales de la industria de

proceso (16) SG/I Nal.

ANDSA N$65,000.00 1990-1992 Informe técnico sobre propuestas analíticas para detectar aflatoxinas en

granos (17) SE

Nal.


N$14,733.00 1990-1991 Evaluación y control de riesgos tóxicos en alimentos de origen vegetal

(Contraparte de la UNAM del anterior)(18) SP

Nal.

AHMSA/Sur N$65,000.00 1990-1992 Informe técnico sobre el tratamiento y utilización para fines agrícolas del

ácido residual de la industria metal-mecánica

(19) SE

Nal.


N$27,436.00 1990-1991 Contraparte de la UNAM del proyecto anterior sobre el tratamiento y

utilización para fines agrícolas del ácido residual de la industria metal-

mecánica (20) SP

Nal.

Ingenio San José de Abajo

N$438,360 1993-1994 Informe de auditoría ambiental para la Profepa / Semarnap

(21) SE Intl.

Universidad BOKU (Viena, Austria)

N$300,000 1994-1997, 1997-2000

Formación de estudiantes de maestría austríacos y especialistas mexicanos en

proyectos ambientales (22) SE

Nal.


N$200,408 y $70,445 (Becas:

$26,200)

1994-1996 Degradación de contaminantes disueltos en aguas residuales

industriales usando matrices sólido-líquido-gas

(23) SP

Intl.

Du Pont US$12,000 1995 Informe técnico sobre la optimación del uso del agua en su planta

Tlalnepantla (24) SE

Nal.

PAPIME, UNAM / Clave RE201997, RE201998, 172019, 96/213

43,000.00 85,000.00 $21,906.00 $134,419.00 $212,000.00

1995-1996 1996-1997 1997-1998 1998-1999 1999-2000

Apoyo a la enseñanza experimental mediante el acondicionamiento de un

laboratorio de desarrollo y optimización de tecnologías más

limpias para la industria alimentaria

(25) SG/I Intl.

GTZ-RFA DM 750,000 (Becas: DM

200,000)

1995-1998 1998-2001 2001-2002

Formación de estudiantes de licenciatura, maestría, doctorado y

especialistas mexicanos en proyectos

Clave Institución/Clave Monto Vigencia Productos ambientales

(26) SG/I Nal.


N$90,100.00 (Becas:

$26,100.00)

1995-1996 Informe técnico y formación de estudiantes en el proyecto sobre síntesis y estructura (espectro y

actividades redox) del modelo de compuestos para bacterias

metanogénicas (27) SG/I Nal.

CONACYT / Clave 2406PB

$170,000.00 (Becas:

$27,000)

1996-1998 Informe técnico y formación de estudiantes del proyecto anterior sobre

síntesis y estructura (espectro y actividades redox) del modelo de

compuestos para bacterias metanogénicas

(28) SP

Intl.

Du Pont US$12,000 1996-1997 Informe técnico sobre la optimación de los sistemas de combustión en su

planta Tlalnepantla (29) SP y SG/I Nal.

IMP-FIES 95-94-II $610,000.00 (Becas hasta

octubre 1997: $81,500.00)

1996-1999 Informe técnico y formación de estudiantes en el proyecto sobre las

opciones de tratamiento, minimización de volumen, estabilización y

disposición de los lodos de desecho de la planta de tratamiento biológico de la

ciudad de Salamanca, Gto., operada por la Refinería Ing. Antonio M. Amor

(RIAMA) de Petróleos Mexicanos (30) SG/I Intl.

GEPLACEA-ONUDI / Clave US/INT/91/217 Contrato 95-249 P

US$ 8,000.00 1995-1996 Informe técnico sobre la utilización y optimación del agua en ingenios

azucareros mexicanos en Veracruz y Jalisco, México

(31) SG/I Nal.

IMP $450,000.00 1996 Informe técnico sobre el control de calidad y el aseguramiento de la

calidad en pruebas de quemado de substancias tóxicas en dos incineradores del complejo

petroquímico Pajaritos II de PEMEX-PETROQUÍMICA, Veracruz, México

(32) SG/I Nal.

INE $150,000 1997 Informe técnico sobre la estimación de la generación de óxidos de nitrógeno y azufre en zonas críticas de México en

equipos de 43,000 MJ/h o más (33) SP y SG/I Nal.

IMP, UAM-I, U de G y UANL / Clave IMP-FIES 96-48-VI

$439,800.00 (Becas

adicionales: $1,080,000)

1997-2000 Informe técnico y formación de estudiantes del proyecto sobre

opciones de tratamiento, estabilización y restauración de suelos contaminados

con hidrocarburos (especialmente mediante el empleo de la

fitorremediación) (34) SE

DGAPA-UNAM Clave IN-101397

$228,136 (Becas:

1997-1998 Formación de estudiantes del proyecto sobre desarrollo de nuevas tecnologías

Clave Institución/Clave Monto Vigencia Productos Nal. $8,136.00) para la preconcentración y el análisis

en línea de plaguicidas en muestras acuosas: aplicación al monitoreo

ambiental (35) SG/I Nal.

CONACyT / Clave3038P

$508,235 (Becas:

$11,520.00)

1997-1999 Formación de recursos humanos especializados en la determinación de

trazas de plaguicidas polares por medio de la tecnología de precolumnas

(36) SG/I Nal.

CONACyT / Clave 3302P-B

$259,000.00 (Becas:

$165,000.00)

1997-1999 Formación de recursos humanos especializados en el tratamiento de

aguas residuales usando un sistema de raíces en humedales

(37) SG/I Nal.

Pemex Gas y Petroquímica Básica

$27,000,000 1998-1999 Uso eficiente del agua en cuatro centros procesadores de gas del Estado

de Tabasco

(38) SP

Nal.

Industrias Peñoles $57,500 2000-2001 Utilización del óxido e hidróxido de magnesio en plantas de tratamiento de

aguas residuales (39) SE

Nal.

DGAPA-UNAM Clave IN-109100

$193,000 (Becas:

$26,355.00)

2000-2002 Formación de estudiantes del proyecto sobre depuración de aguas residuales

por medio de la combinación del método de Fenton y de una adsorción-

degradación sobre carbón activado (40) SG/I Nal.

CONACYT SIGOLFO / Clave 00-06-016-V

$352,664 (Becas:

$36,355.00)

2000-2002 Formación de estudiantes del proyecto sobre depuración de aguas residuales

domésticas usando humedales artificiales en cooperación con la Universidad Juárez Autónoma de

Tabasco (41) SP

Nal.

Industrias Peñoles $536,000 (anuales)

2000-2020 Tratamiento y estabilización de aguas residuales y sólidos mineros (jales) en las regiones de Guanajuato y Edo. de

México (42) SG/I Intl.

Proyecto 2+2 (CEAL+H, U Nord, PIQAyQA, Incam) (UAdY y UJAT) CONACYT apoyó con pasajes aéreos

$4,000,000 2000-2003 Eliminación de organismos patógenos en sistemas de tratamiento de aguas residuales domésticas y mixtas en

humedales artificiales

(43) SE

Nal.

DGAPA-UNAM PAPIIT Clave IN-103403

$246,136.00 (Becas:

$43,578.00)

2003-2005 Formación de estudiantes del proyecto sobre desarrollo de nuevas tecnologías para la restauración ambiental de zonas

con impactos mineros (44) SE

Nal.

PAPIME, UNAM Clave EN103704

$90,000.00 2004-2005 Apoyo a la enseñanza experimental mediante el uso de un laboratorio

interdisciplinario para las asignaturas integradoras de las cinco carreras que

se imparten en la FQ-UNAM

Clave Institución/Clave Monto Vigencia Productos (45) SE

Nal.

PAPIME, UNAM Clave EN103704

$115,000.00 2006-2007 Apoyo a la enseñanza experimental mediante el uso de un laboratorio

interdisciplinario para las asignaturas integradoras de las cinco carreras que

se imparten en la FQ-UNAM Uno de los proyectos hecho en

cooperación con colegas de la FMVyZ, el bioterio del Conjunto E de la FQ y el INNCM”SZ” involucra la

realización de pruebas biológicas para corroborar el efecto del azúcar y

edulcorantes sintéticos (fructosa de almidones, “aspartame”, “sucralosa”) que dañan potencialmente la salud de

los consumidores (46) SE

Nal.

DGAPA-UNAM PAPIIT Clave IN-105407-1

$200,000 (Becas:

$35,000)

2006-2007 Formación de estudiantes del proyecto sobre desarrollo de nuevas tecnologías para la restauración ambiental de zonas

con impactos mineros (47) SE

Nal.


$125,000.00 2008-2009 Formación de estudiantes del proyecto sobre desarrollo de nuevas tecnologías para la restauración ambiental de zonas

con impactos mineros (48) SG/I Nal.

CONACYT CIENCIA BÁSICA / Clave 082788

$778,000.00 (Becas:

$100,000.00)

2008-2012 Formación de estudiantes e investigación básica a través del

proyecto sobre la evaluación del efecto del azúcar y edulcorantes sintéticos

(fructosa de almidones, “aspartame”, “sucralosa” y otros edulcorantes) que dañan potencialmente la salud de los consumidores en ratas de laboratorio en cooperación con el INCMyNSZ

(49) SG/I Nal.

CONACYT Redes Temáticas

$100,000.00 (Gastos de

intercambio)

2010-2012 Intercambio académico para la formación de redes que enriquezcan la cooperación en investigación básica y

aplicada a través de proyectos interinstitucionales y posgrados

interinstitucionales en el marco de la Red de Medio Ambiente y Sustentabilidad, ReMAS

(50) SE

Nal.


$155,000.00 2011-2013 Formación de estudiantes e investigación básica y aplicada a través

del proyecto sobre la identificación de bacterias metanogénicas y sulfato-

reductoras en tres reactores de lecho de lodos de flujo ascendente (RALLFA)

operando a 45, 55 y 65°C (51) SG/I

CONACYT CIENCIA BÁSICA /

$1,025,050

2012-2015 Formación de estudiantes e investigación básica a través del proyecto sobre la evaluación del efecto del azúcar y

Clave Institución/Clave Monto Vigencia Productos Nal. Clave 178656 edulcorantes sintéticos (fructosa de

almidones, “aspartame”, “sucralosa” y otros edulcorantes) sobre la liberación de

las incretinas GLP-1 y GIP y su efecto sobre la lipogénesis y glucogénesis a corto y largo plazos usando ratas de laboratorio

en cooperación con el INCMyNSZ (52) SE

Nal.

PAPIME, UNAM Clave PE100514

$165,000.00 2014-2016 Desarrollo de material didáctico para las asignaturas Ingeniería Ambiental y Estancia Académica de la carrera de

Ingeniería Química con base en estudios de caso

(53) SE

Nal.


$235,000.00 2013-2016 Formación de estudiantes e investigación básica y aplicada a través del proyecto sobre la determinación del efecto de un

plaguicida el ditiocarbamato de sodio para eliminar bacterias en los jugos de caña

(54) SE

Nal.


$235,000.00 2019-2021 Formación de estudiantes e investigación básica a través del proyecto sobre la

evaluación del efecto de edulcorantes sintéticos (fructosa de almidones, “aspartame”, “sucralosa” y otros

edulcorantes) y naturales (glucosa, fructosa, sacarosa) sobre la lipogénesis y

glucogénesis a corto y largo plazos usando ratas de laboratorio

1. CONTRATO DE COOPERACIÓN UNIVERSIDAD DE KARLSRUHE (INSTITUTO DE

BIOINGENIERÍA Y BIOTECNOLOGÍA DE LAS AGUAS RESIDUALES) Y LA UNAM (DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS, DIVISIÓN DE INGENIERÍA, FACULTAD DE QUÍMICA). Estudios sobre la producción de proteína microbiana a través del tratamiento aerobio de desagües ricos en carbohidratos (estudio específico sobre nejayote, aguas residuales de los molinos de nixtamal) Proyecto Clave 02-WS146. 1981-1987. FINANCIAMIENTO TOTAL POR PARTE DEL MINISTERIO FEDERAL DE INVESTIGACIÓN Y TECNOLOGÍA DE LA RFA (US $228,600, de los cuales se dieron para la UNAM 148,000 MARCOS ALEMANES)

2. CONVENIO UNITED NATIONS ENVIRONMENT PROGRAMME (UNEP)-BUNDESMINISTERIUM FUER FORSCHUNG UND TECHNOLOGIE (BMFT)-INSTITUT FUER INGENIEURBIOLOGIE UND BIOTECHNOLOGIE DES ABWASSERS (IIBB)-DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS (DA)-FQ-UNAM. Programación y realización de una reunión de expertos en diciembre de 1985 para formular estrategias de aplicación inmediata y a mediano plazo, así como el diseño e impresión del informe final de proyecto para la diseminación mundial de la tecnología obtenida en inglés y español. 1981-1987. Proyecto Clave FP/2104-82-01. Apoyo financiero para el desarrollo de una planta prototipo de tratamiento de efluentes de la industria alimentaria ($22,700 US DÓLARES para la UNAM, DE UN MONTO TOTAL APROBADO DE US$69,800)

3. CONVENIO UNAM-CONACYT para co-financiar el proyecto de tratamiento de aguas residuales de la industria del maíz en méxico. DIRECCION ADJUNTA DE DESARROLLO CIENTÍFICO. Proyecto Clave PCCBBNA-020395. 1983-1986 ($3,100,000 que se incrementaron a $5,370,000.00 para substancias y materiales).

4. CONVENIO DE COLABORACION UNAM-LANFI. PROGRAMA DE TRABAJO FACULTAD DE QUÍMICA-LANFI. Acondicionamiento de la biomasa microbiana generada en sistemas biológicos de tratamiento. 1985-1986. TOTALMENTE FINANCIADO POR LOS LANFI (US$10,000.00)

5. CONVENIO UNAM-CONASUPO. PROGRAMA ESPECÍFICO DE TRABAJO FACULTAD DE QUÍMICA-MICONSA para instalar una planta piloto de tratamiento aerobio de nejayote en la planta Miconsa de Guadalajara, Jal., MÉXICO. 1984-1986. $37,000,000.00

6. CONVENIO UNAM-OEA. Proyecto presentado a la OEA en 1985 para la extrusión alcalina de maíz, sorgo y sus mezclas para producción de harinas de tortillas. Bienios 1986-1987 y 1988-1989. Financiamiento para ambos bienios por parte de la OEA ($60,000 US DLS)

7. DOCUMENTO DE INTENCIÓN DE COLABORACIÓN REPÚBLICA ARGENTINA-MÉXICO 1984 con base en el proyecto presentado a la OEA en 1985 para la extrusión alcalina de maíz, sorgo y sus mezclas para producción de harinas de tortillas, participando las UNIVERSIDADES DE BUENOS AIRES Y SALTA, EL ISETA Y EL INTA-PERGAMINO por parte de la REPÚBLICA ARGENTINA y la UNAM, EL IPN, EL INIFAP Y EL CIATECH por parte de MÉXICO para los bienios 1986-1987 Y 1988-1989. FINANCIAMIENTO POR PARTE DE LAS INSTITUCIONES ARGENTINAS ($20,000 US DLS)

8. CONVENIO UNAM-CONACYT para co-financiar el proyecto de extrusión de granos, particularmente maíz y sorgo, para la producción de harinas precocidas para tortillas. DIRECCION ADJUNTA DE DESARROLLO CIENTÍFICO. Proyecto Clave PCALBNA-022816. 1985-1988. $9,650,000.00

9. CONVENIO DE COLABORACIÓN REPÚBLICA DE CUBA-MÉXICO. Proyecto 2.1.7 sobre producción de alimentos proteínicos de bajo costo (soya extrudida), dentro del marco institucional de la ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS, I.P.N.; DEL DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS DE LA FACULTAD DE QUÍMICA, UNAM Y EL INSTITUTO DE INVESTIGACIONES PARA LA INDUSTRIA ALIMENTICIA DEL MINISTERIO DE LA INDUSTRIA ALIMENTICIA DE LA REPÚBLICA DE CUBA. 1985-1987. TOTALMENTE FINANCIADO POR LA ENCB-IPN/MÉXICO Y EL IIIA/CUBA (US$5,000.00)

10. CONVENIO DE COLABORACIÓN UNAM-CIDESI para procesamiento de granos. El CENTRO DE INGENIERÍA Y DESARROLLO INDUSTRIAL, organismo descentralizado de la SECRETARÍA DE EDUCACIÓN PÚBLICA, y el DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS DE LA DIVISIÓN DE INGENIERÍA DE LA FACULTAD DE QUÍMICA iniciaron trabajos de desarrollo tecnológico en el marco del convenio para procesar granos para consumo humano directo. 1986-1987. TOTALMENTE FINANCIADO POR CIDESI (US$3,000.00)

11. CONVENIO DE COLABORACION AZÚCAR, S.A.-UNAM-UASLP-CINVESTAV. Este convenio se firmó para instalar y operar una planta piloto de tratamiento biológico de aguas residuales en el ingenio "ALIANZA POPULAR", ubicado en Ciudad Valles, S.L.P. Las instituciones participantes tuvieron la responsabilidad de los diferentes procesos que se estudiaron: tratamiento anaerobio con reactores de manto o lecho de lodos y de lecho empacado (INSTITUTO DE INGENIERÍA, UNAM), de lecho fluidificado (CINVESTAV-IPN) y tratamiento aerobio con un reactor de discos rotatorios (FACULTAD DE QUÍMICA, UNAM), evaluación del uso energético del biogás generado en el tratamiento anaerobio (INSTITUTO DE INVESTIGACIONES ELÉCTRICAS) y supervisión analítica del comportamiento de los equipos (UASLP). El financiamiento fue obtenido de AZÚCAR, S.A., el ingenio involucrado y las instituciones participantes. 1986-1990, 1990-1992. INVERSIÓN APROXIMADA DURANTE EL PERÍODO COMPLETO DE $ 700,000,000.00

12. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM, EL INSTITUTO DE INGENIERÍA (CON EL DR. ADALBERTO NOYOLA) Y LA FQ-UNAM (CON LA DRA. CARMEN DURÁN-DE-BAZÚA) para realizar el proyecto "Tratamiento de vinazas por metodos aerobios y anaerobios". Proyectos Clave IN-302289 y . 1989-1990, 1990-92. N$227,000 (Becas $12,000)

13. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM, EL INSTITUTO DE INGENIERÍA (CON EL DR. ILANGOVAN KUPPUSSAMY) Y LA FQ-UNAM (CON LA DRA. CARMEN DURÁN-DE-BAZÚA) para realizar el proyecto "Tratamiento de vinazas por métodos aerobios y anaerobios". Proyecto Clave IN-302692. 1992-93. N$117,510.00 (Becas $9,600)

14. CONVENIO UNAM-IPN-CONACYT para co-financiar el proyecto de tratamiento de aguas residuales de la industria papelera que emplea papel reciclado como materia prima. dirección adjunta de desarrollo tecnológico. Proyecto Clave PVT-AI-NAL-87-3782. 1987-1990. $62,200,000.00

15. CONVENIO UNAM-CONACYT para co-financiar el proyecto de evaluación de la calidad depurativa de procesos biológicos de tratamiento de aguas residuales industriales usando microorganismos indicadores. Direccion Adjunta de Desarrollo Tecnológico. Proyecto Clave P122CCOT-894272. 1989-1991. $40,000,000.00

16. CONVENIO DE COOPERACIÓN UNAM-ANDSA (FACULTAD DE QUÍMICA-CENTRO NACIONAL DE INVESTIGACIÓN, CAPACITACIÓN Y CERTIFICACIÓN DE LOS ALMACENES NACIONALES DE DEPÓSITO) para estandarizar las metodologías analíticas para determinar la concentración de aflatoxinas presentes en granos contaminados, tomando como ejemplo el efecto del tratamiento térmico alcalino del maíz sobre las aflatoxinas presentes en granos contaminados. 1990-1992. N$65,000.00

17. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM con las Dras. Carmen Durán-de-Bazúa y Silvia Peña Betancourt para realizar el proyecto "Evaluación y control de riesgos tóxicos en alimentos de origen vegetal". Proyecto Clave IN-207389. 1990-1991. N$14,733.00

18. CONVENIO DE COLABORACIÓN CON AHMSA/SUR QUE CELEBRAN LA UNAM, LA FQ-UNAM (CON LA DRA. CARMEN DURÁN-DE-BAZÚA) Y EL INSTITUTO DE GEOGRAFÍA (CON LA MAESTRA MARGARITA E. GUTIÉRREZ) para realizar el proyecto "Tratamiento y utilización para fines agrícolas del ácido residual de la industria metal-mecánica". 1990-1992. N$65,000.00

19. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM, LA FQ-UNAM (CON LA DRA. CARMEN DURÁN-DE-BAZÚA) Y EL INSTITUTO DE GEOGRAFÍA (CON LA MAESTRA MARGARITA E. GUTIÉRREZ) para realizar el proyecto "Tratamiento y utilización para fines agrícolas del ácido residual de la industria metal-mecánica". Proyecto Clave IN-205289. 1990-1991. N$27,436.00

20. CONVENIO DE COLABORACIÓN 3570-075-23-II-94 QUE CELEBRAN LA UNAM Y EL INGENIO SAN JOSÉ DE ABAJO para realizar estudios tendientes a implantar tecnologías más limpias (mediante una auditoría ambiental). 1993-1994. N$438,360.00

21. ACUERDO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA 3631-136-23-III-94 ENTRE LA UNAM Y LA UNIVERSIDAD DE AGRICULTURA, RECURSOS FORESTALES Y RECURSOS NATURALES RENOVABLES DE VIENA (BOKU) para fomentar la cooperación en los campos de la docencia, la investigación y la formación de personal altamente calificado en las diferentes áreas de investigación relacionadas con la protección ambiental. 1994-1997, 1997-2000. Becas para estudiantes e intercambio de profesores (viáticos de mexicanos en Austria y pasajes aéreos de mexicanos a Austria), SOPORTE FINANCIERO A LOS PROYECTOS DE INVESTIGACIÓN (MONTO APROXIMADO DE N$300,000.00)

22. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (CON LA DRA. CARMEN DURÁN-DE-BAZÚA, RESPONSABLE Y EL DR. VÍCTOR MANUEL LUNA-PABELLO Y LA DRA. RANJANI KRISHNAN, CORRESPONSABLES) para realizar el proyecto "Degradación de contaminantes disueltos en aguas residuales industriales usando matrices sólido-líquido-gas". Proyecto Clave IN-505594. 1994-96. (N$200,408.00 y $70,445.00)

23. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA UNAM Y DU-PONT DE MÉXICO S. A. DE C. V., para optimizar el uso del agua en su planta Tlalnepantla. 1995. US$12,000 (Becas: US$12,000)

24. PROGRAMA PAPIME (Primera, Segunda, Tercera, Cuarta, Quinta Convocatorias) (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, como Responsable) para realizar tareas académicas de apoyo a la enseñanza experimental mediante el acondicionamiento de un laboratorio de desarrollo y optimización de tecnologías más limpias para las industrias alimentaria, biotecnológica y de proceso. UNAM, Secretaría General, Coordinación de Programas Académicos, Dirección de Programas de Apoyo a la Docencia. Proyecto Claves RE201997, RE201998, 172019. 1995-2000 (Apoyos anuales de $43,000.00, $85,000.00, $21,906.00, $134,419.00, $212,000.00)

25. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA UNAM-GTZ (SOCIEDAD DE LA COOPERACIÓN TÉCNICA, DE LA RFA) para la “Instalación de un laboratorio de residuos peligrosos”. (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, como Responsable). 1995-1998 y 1998-2001. Financiamiento de equipamiento y adiestramiento a través de expertos internacionales en estancias de corto plazo (750,000 marcos alemanes y, adicionalmente, pago de becas de formación de recursos humanos y contratación de expertos para apoyar esta formación)

26. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (CON EL DR. THANGARASU PANDIYAN, RESPONSABLE Y LA DRA. CARMEN DURÁN-DE-BAZÚA, CORRESPONSABLE) para realizar el proyecto "Síntesis y estructura (espectro y actividades redox del modelo de compuestos para bacterias metanogénicas)". Proyecto Clave IN-203395. 1995-96. N$90,100.00 (Becas: $26,100.00)

27. CONVENIO UNAM-CONACYT para co-financiar el proyecto “Estructura de modelos de compuestos para bacterias metanogénicas”. DIRECCION ADJUNTA DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA. Proyecto Clave 2406PB. 1996-1998. $170,000.00 (Becas: $27,000)

28. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA UNAM Y DU-PONT DE MÉXICO S. A. DE C. V. para minimizar las emisiones contaminantes de las calderas en su planta Tlalnepantla. 1996. US$ 12,000.00 (Becas: $9,000)

29. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA FACULTAD DE QUÍMICA DE LA UNAM Y EL IMP para estudiar las opciones de tratamiento, minimización de volumen, estabilización y disposición de los lodos de desecho de la planta de tratamiento biológico de la ciudad de Salamanca, Gto., operada por la Refinería Ing. Antonio M. Amor (RIAMA) de Petróleos Mexicanos, en el marco del FONDO

PARA LAS INSTITUCIONES DE EDUCACIÓN SUPERIOR (FIES). Proyecto IMP-FIES 95-94-II. 1996-1999. $610,000.00 (Becas hasta octubre 1997: $81,500.00)

30. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA FACULTAD DE QUÍMICA DE LA UNAM, EL GRUPO DE PAÍSES LATINOAMERICANOS Y DEL CARIBE EXPORTADORES DE AZÚCAR Y LA ORGANIZACIÓN DE LAS NACIONES UNIDAS PARA EL DESARROLLO INDUSTRIAL para estudiar el uso del agua en ingenios azucareros mexicanos en Veracruz y Jalisco, MÉXICO. Proyecto DEMOSTRACIÓN DE PRODUCCIÓN CON TECNOLOGÍAS MÁS LIMPIAS EN LA INDUSTRIA AZUCARERA US/INT/91/217 CONTRATO 95-249 P. 1995-1996. US$ 8,000.00

31. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA FACULTAD DE QUÍMICA DE LA UNAM Y EL IMP para estudiar el control de calidad y el aseguramiento de la calidad en pruebas de quemado de substancias tóxicas en dos incineradores del complejo petroquímico PAJARITOS II de PEMEX-PETROQUÍMICA. VERACRUZ, MÉXICO. 1996. $450,000.00

32. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA FACULTAD DE QUÍMICA DE LA UNAM Y EL INSTITUTO NACIONAL DE ECOLOGÍA para estudiar el control de la contaminación atmosférica de las zonas críticas de méxico a través de la realización de un inventario de emisiones de equipos de combustión mayores de 43,000 MJ/h que consumen gasóleo, combustóleo y gas, MÉXICO. ABRIL-DICIEMBRE 1997. $150,000.00

33. CONVENIO DE COOPERACIÓN ACADÉMICA ENTRE LA FACULTAD DE QUÍMICA DE LA UNAM, LA UAM-I, LA UANL Y EL IMP para estudiar las opciones de tratamiento, estabilización y restauración de suelos contaminados con hidrocarburos, en el marco del fondo para las instituciones de educación superior (FIES). Proyecto IMP-FIES 96-48-VI. 1997-2000. $439,800.00 (Becas, adicionales a substancias y materiales: $1,080,000)

34. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la Dra. Martha Patricia García Camacho, Corresponsable) para realizar el proyecto "Desarrollo de nuevas tecnologías para la preconcentración y el análisis en línea de plaguicidas en muestras acuosas: aplicación al monitoreo ambiental". Proyecto Clave IN-101397. 1997-98. $246,136.00 (Becas: $10,848.00)

35. CONVENIO UNAM-CONACYT (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la Dra. Martha Patricia García Camacho, Corresponsable) para co-financiar el proyecto “Determinación de trazas de plaguicidas polares por medio de la tecnología de precolumnas”. DIRECCIÓN ADJUNTA DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA. Proyecto Clave 3038P. 1997-1999. $508,235.00 (Becas: $11,520.00)

36. CONVENIO UNAM-CONACYT (Con la Dra. Ranjani Krishnan Padma, Responsable y la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Corresponsable) para co-financiar el proyecto “Tratamiento de aguas residuales usando un sistema de raíces en humedales”. DIRECCION ADJUNTA DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA. Proyecto Clave 3302P-B. 1997-1999. $259,000.00 (Becas: $165,000.00)

37. CONVENIO DE COOPERACIÓN UNAM-PGPB (Con el Fis. Miguel Ángel Valdovinos Terán del PUMA, Coordinador Global y la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Coordinadora Técnica) para realizar el proyecto “Estudios y anteproyecto para el sistema integral de manejo, tratamiento, usos y reciclaje de agua” de los Centros Procesadores de Gas en Tabasco. Dic. 16, 1998 a Septiembre 15, 1999. $27,000,000

38. CONVENIO DE COOPERACIÓN UNAM-Industrias Peñoles (Con el Ing. Alberto Ross de la División Químicos Industriales y los Dres. Carmen Durán Domínguez y Alfonso Durán Moreno) para realizar el proyecto “Utilización del óxido e hidróxido de magnesio en plantas de tratamiento de aguas residuales”. Octubre 2000-Junio 2001. $23,000

39. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y el Dr. Alfonso Durán Moreno, Corresponsable) para realizar el proyecto "Depuración de aguas residuales por medio de la combinación del método de Fenton y de una adsorción-degradación sobre carbón activado". Proyecto Clave IN-109100 2000-2002. $193,000 (Becas: $26,355.00)

40. CONVENIO UNAM-CONACYT (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la Biol. Rosa Martha Padrón López, Corresponsable, de la Universidad Juárez Autónoma de Tabasco, UJAT-DACB) para co-financiar el proyecto “Depuración de aguas residuales domésticas usando humedales artificiales”. DIRECCIÓN ADJUNTA DE DESARROLLO REGIONAL, SISTEMA DE INVESTIGACIÓN GOLFO DE MÉXICO, SIGOLFO. Proyecto Clave 00-06-016-V. 2000-2002. $352,664 (Becas: $36,355.00)

41. CONVENIO DE COOPERACIÓN UNAM-Industrias Peñoles (Con el Ing. Ricardo Benavides del Centro de Investigación y la Dra. Carmen Durán Domínguez y la M. en C. Irma Delfín Alcalá(+)) para realizar el proyecto “Rehabilitación integral de sitios mineros en fase final de utilización”. Septiembre 2000-Junio 2020.

$536,000 (que incluye pagos en especie a través de la realización de estudios mineralógicos en los laboratorios de Industrias Peñoles)

42. PROYECTO DE COOPERACIÓN UNAM-Centro de Estudios Ambientales Leipzig-Halle (RFA) (Con los Dres. Roland Müller y Peter Kuschk y la Dra. Carmen Durán Domínguez) para realizar el proyecto “Eliminación de organismos patógenos en sistemas de tratamiento de aguas residuales domésticas y mixtas en humedales artificiales”. Mayo 2001-Diciembre 2003. $4,000,000 (que incluye pagos en especie a través de la realización de estudios microbiológicos en los laboratorios del Centro, de la Universidad Martín Lutero de Halle y de otras universidades cooperantes de la RFA). La Dirección Adjunta de Asuntos Internacionales del CONACYT apoyó con los pasajes aéreos de los pares mexicanos a Alemania. Las dos empresas cooperantes fueron Umweltschutz Nord enterprise e INCAM, empresa mexicana.

43. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la M. en C. Irma Delfín Alcalá, Corresponsable) para realizar el proyecto "Utilización de consorcios microbianos adaptados como protosistemas de formación de suelos en áreas que contienen residuos mineros para su estabilización". Proyecto para coadyuvar a la resolución de la problemática de una de las minas con contenidos de pirita más altos de México. Proyecto Clave IN-103403. 2003-2005. $246,136.00 (Becas: $43,578.00)

44. PROGRAMA PAPIME (Convocatoria 2004) (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, como Responsable) para realizar tareas académicas de apoyo a la enseñanza experimental mediante el uso de un laboratorio interdisciplinario para las asignaturas integradoras de las cinco carreras que se imparten en la FQ-UNAM. UNAM, DGAPA, Coordinación de Programas Académicos, Dirección de Programas de Apoyo a la Docencia. 2004-2005 (Apoyo anual de $90,000.00)

45. PROGRAMA PAPIME (Convocatoria 2006) (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, como Responsable) para realizar tareas académicas de apoyo a la enseñanza experimental mediante el uso de un laboratorio interdisciplinario para las asignaturas integradoras de las cinco carreras que se imparten en la FQ-UNAM. UNAM, DGAPA, Coordinación de Programas Académicos, Dirección de Programas de Apoyo a la Docencia. Se incorporaron en uno de los proyectos a investigadores del Instituto Nacional de la Nutrición y Ciencias Médicas “Salvador Zubirán”, de la FMVyZ y del Bioterio del Conjunto “E” de la FQ de la UNAM para corroborar el efecto del azúcar y algunos edulcorantes sintéticos (fructosa, aspartame y sucralosa). 2006-2007 (Apoyo anual de $115,000.00)

46. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la M. en C. Irma Delfín Alcalá, Corresponsable) para realizar el proyecto "ESTUDIO DE LOS PROCESOS DE OXIDACIÓN DE SULFUROS EN RESIDUOS MINEROS RICOS EN PIRITA". Proyecto para coadyuvar a la resolución de la problemática de una de las minas con contenidos de pirita más altos de México. PAPIIT Proyecto Clave IN-105407-1. 2006-2007. $200,000.00 (Becas: $35,000.00)

47. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la M. en C. Irma Delfín Alcalá, Corresponsable) para realizar el proyecto "ESTUDIO DE LOS PROCESOS DE OXIDACIÓN DE SULFUROS EN RESIDUOS MINEROS RICOS EN PIRITA". Proyecto para coadyuvar a la resolución de la problemática de una de las minas con contenidos de pirita más altos de México. PAPIIT Proyecto Clave IN-105407-2. 2008-2009. $125,000.00 (Aprobado en febrero de 2008)

48. CONVENIO UNAM-CONACYT (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la Dra. Claudia Teresa Tovar Palacio, Corresponsable) para co-financiar el proyecto “IMPACTO DE LOS EDULCORANTES NATURALES Y ARTIFICIALES EN UN MODELO ANIMAL EN EL DESARROLLO DE LA OBESIDAD Y SUS IMPLICACIONES METABÓLICAS”. Proyecto para coadyuvar a la comprensión del problema de la obesidad que actualmente enfrenta la sociedad mexicana. DIRECCION ADJUNTA DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA. Proyecto Clave 082788. 2008-2012. $778,000.00 (Becas: $100,000.00)

49. CONVENIO UNAM-CONACYT Redes Temáticas (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la M. en C. Beatriz Espinosa Aquino, Corresponsable) para realizar intercambio académico para la formación de redes que enriquezcan la cooperación en investigación básica y aplicada a través de proyectos interinstitucionales y posgrados interinstitucionales en el marco de la Red de Medio Ambiente y Sustentabilidad, ReMAS. 2010-2011. $100,000.00

50. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la M. en C. Irma Delfín Alcalá, Corresponsable) para realizar el proyecto "IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS METANOGÉNICAS Y SULFATO-REDUCTORAS EN TRES REACTORES DE LECHO DE LODOS DE FLUJO ASCENDENTE (RALLFA) OPERANDO A 45, 55

Y 65°C". Proyecto para coadyuvar a la resolución de la problemática de las plantas destiladoras de alcohol etílico de México. PAPIIT Proyecto Clave IN-118111-2. 2011-2013. $155,000.00 (Aprobado en febrero de 2011)

51. CONVENIO UNAM-CONACYT (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y los Dres. Nimbe Torres-y-Torres y Armando Tovar-Palacio, Co-Responsables) para co-financiar el proyecto “EFECTO DE DIFERENTES EDULCORANTES SOBRE LA LIBERACIÓN DE LAS INCRETINAS GLP-1 Y GIP Y SU EFECTO SOBRE LA LIPOGÉNESIS A CORTO Y LARGO PLAZOS”. Proyecto para coadyuvar a la comprensión del problema de la obesidad que actualmente enfrenta la sociedad mexicana. DIRECCION ADJUNTA DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA. Proyecto Clave 178656. 2012-2015. $1,025,050.00 (Aprobado en junio de 2012 y fondos liberados en 2013 entregando informe final en diciembre de 2016)

52. PROGRAMA PAPIME (Convocatoria 2013) (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, como Responsable) para realizar tareas académicas de apoyo a la enseñanza teórico-experimental mediante el uso de un laboratorio interdisciplinario para las asignaturas Ingeniería Ambiental y Estancia Académica que se imparten en la carrera de Ingeniería Química de la FQ-UNAM con el proyecto “DESARROLLO DE MATERIAL DIDÁCTICO PARA LAS ASIGNATURAS INGENIERÍA AMBIENTAL Y ESTANCIA ACADÉMICA DE LA CARRERA DE INGENIERÍA QUÍMICA CON BASE EN ESTUDIOS DE CASO”. UNAM, DGAPA, Coordinación de Programas Académicos, Dirección de Programas de Apoyo a la Docencia. Proyecto Clave PE100514. 2014-2016 (Apoyo anual de $165,000.00)

53. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y la Dra. Marisela Bernal González, Corresponsable) para realizar el proyecto "DEGRADACIÓN DEL DITIOCARBAMATO DE SODIO UTILIZADO COMO AGENTE BIOCIDA CONTRA Leuconostoc mesenteroides EN LOS INGENIOS AZUCAREROS". Proyecto para coadyuvar a la resolución de la problemática de las plantas productoras de azúcar y alcohol etílico de México a partir de la caña de azúcar (Saccharum officinarum). PAPIIT Proyecto Clave IN-102214. 2013-2016 (Aprobado en diciembre de 2013)

54. CONVENIO DE COLABORACIÓN QUE CELEBRAN LA DGAPA-UNAM Y LA FQ-UNAM (Con la Dra. Carmen Durán-de-Bazúa, Responsable y el M. en C. Rolando Salvador García Gómez, Corresponsable) para realizar el proyecto "EFECTO DEL CONSUMO DE EDULCORANTES SOBRE LA ACTIVIDAD DE LAS ENZIMAS REGULADORAS DE LA GLUCÓLISIS Y LIPOGÉNESIS EN EXTRACTOS DE HEPATOCITOS Y SUS IMPLICACIONES METABÓLICAS SOBRE EL EXCESO DE MASA CORPORAL Y LA OBESIDAD". Proyecto para coadyuvar a la resolución de la problemática de la obesidad y el exceso de masa corporal mediante el empleo de modelos animales (ratas Wistar). PAPIIT Proyecto Clave IN-217619. 2019-2021 (Aprobado en diciembre de 2018)

2. PROYECTOS COMO PARTICIPANTE / COORDINADOS POR PARES Con SP, Sector productivo; SG/I, Sector gubernamental y/o institucional; SS, Sector de servicios; SE, Sector educativo) Clave Institución/Clave Responsable Vigencia Título/Productos

(1) SG/I Nal.

CONACYT Proyecto 214352 DADC Problemas Nacionales

Dr. Antonio Esteban Jiménez

González, IER-UNAM

2013-2016 Estudio de procesos de remediación de efluentes industriales / Formación de

recursos humanos y difusión del conocimiento generado en foros nacionales

e internacionales (2)

SG/I Nal.

UNAM / PAPIIT Clave IT100615


González, IER-UNAM

2014-2017 Estudio de procesos de remediación a nivel prototipo de efluentes industriales /

Formación de recursos humanos y difusión del conocimiento generado en foros

nacionales e internacionales (3)

SG/I Nal.

UNAM / PAPIIT Clave IT101118


González, IER-

2017-2020 Tecnología solar para el tratamiento de aguas residuales procedentes de la

industria / Formación de recursos humanos y difusión del conocimiento generado en

Clave Institución/Clave Responsable Vigencia Título/Productos UNAM foros nacionales e internacionales

(4) SE

Nal.


Dr. Enrique Rodolfo Bazúa

Rueda / Dr. Ángel Enrique

Chávez Castellanos, FQ-UNAM

2018-2020 Formación de estudiantes e investigación básica y aplicada a través del proyecto

sobre la reutilización de agua del proceso de flotación de una empresa minera

cooperante

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO

FACULTAD DE QUÍMICA

METODOLOGÍAS PARA LA IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS MESÓFILAS AEROBIAS, DE METAM SODIO (C2H4NS2-Na), METILAMINA

(CH3NH2) E ISOTIOCIANATO DE METILO (C2H3NS, MITC en inglés) EN INGENIOS

AZUCAREROS

Héctor Eduardo Zarco-Mercado

Norma Angélica Sampedro-Márquez

Silvia Alejo-Munguía

Tania Sofía del-Río-Nava

Marisela Bernal-González

María del Carmen Durán-Domínguez-de-Bazúa

MÉXICO, D.F. 2019

I

METODOLOGÍAS PARA LA IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS MESÓFILAS AEROBIAS, DE METAM SODIO (C2H4NS2-Na), METILAMINA (CH3NH2) E ISOTIOCIANATO DE METILO (C2H3NS, MITC en inglés) EN INGENIOS AZUCAREROS © 2019 Universidad Nacional Autónoma de México

Red para Análisis de la Calidad Ambiental en México

ISBN Obra Independiente: 978-607-96506-1-2

Autores:

Héctor Eduardo Zarco-Mercado Norma Angélica Sampedro-Márquez Silvia Alejo-Munguía Tania Sofía del-Río-Nava Marisela Bernal-González María del Carmen Durán-Domínguez-de-Bazúa (autora responsable de la coordinación de la publicación)

Este libro electrónico es una publicación editada por la Red para Análisis de la Calidad Ambiental en México Asociación Civil,

RACAM, calle Río Churubusco 480, Col. El Retoño, Delegación Iztapalapa. 09400 México D.F., Tel. (55)27087074,

http://www.ambiental.unam.mx. Autor responsable: María del Carmen Durán Domínguez. ISBN Obra Independiente: 978‐607‐

96506‐1‐2, otorgado por el Instituto Nacional del Derecho de Autor. México D.F., fecha de última modificación, 30 de abril de

2019.

II

"Nuestra recompensa se encuentra en el

esfuerzo y no en el resultado

Un esfuerzo total es una victoria completa”

Mahatma Gandhi

Reconocimientos

III

A la Dirección General de Asuntos del Personal Académico (DGAPA) de la UNAM por

el decidido apoyo para que los académicos podamos realizar nuestras funciones

sustantivas: docencia, investigación y difusión del conocimiento y la cultura

Los reactivos, consumibles y materiales empleados en esta investigación fueron

adquiridos con el apoyo financiero parcial del Programa de Apoyo a Proyectos de

Investigación e Innovación Tecnológica (PAPIIT) dentro del proyecto con clave

IN102214 con título “Degradación del ditiocarbamato de sodio utilizado como agente

biocida contra Leuconostoc mesenteroides en los ingenios azucareros” y de los

proyectos del Programa de Apoyo a Proyectos para la Innovación y Mejoramiento de la

Enseñanza (PAPIME), “Apoyo a la enseñanza experimental de los laboratorios

terminales de las carreras que se imparten en la Facultad de Química de la UNAM”,

“Apoyo a la enseñanza experimental de las asignaturas terminales de las carreras que

se imparten en la Facultad de Química de la UNAM” y “Desarrollo de material didáctico

para las asignaturas ingeniería ambiental y estancia académica de la carrera de

ingeniería química con base en estudios de caso” Claves EN103704, PE101709 y PE-

100514, respectivamente, de la Dirección General de Asuntos del Personal Académico

de la UNAM, DGAPA, y del Programa de Apoyo a la Investigación y el Posgrado de la

Facultad de Química de la UNAM, PAIP, Clave 50009067.

A los LIQAyQA ya que este trabajo no se hubiera podido realizar sin la ayuda del

personal académico y administrativo y de los estudiantes de todos los niveles.

Al Departamento de Biología de la Facultad de Química por su apoyo para la

caracterización de las bacterias de estudio, mediante el sistema automatizado con el

que se cuenta VITEK.

Reconocimientos

IV

A los y las colegas de la Cámara Nacional de las Industrias Azucarera y Alcoholera de

México, CNIIAA, así como a los y las colegas de la Comité Técnico de Normalización

Nacional de las Industrias Azucarera y Alcoholera, COTENNIAA, ya que su apoyo ha

sido fundamental para entender la problemática de esta noble agroindustria que

aprovecha un recurso natural tan valioso y tan incomprendido en los últimos años

debido a los intereses creados de las industrias transnacionales de las sustancias

químicas sintéticas usadas como aditivos para conservar, dar sabor, colorear o espesar

los alimentos y las bebidas no alcohólicas

En especial, los autores quieren reconocer la altruista y valiosa labor del Ing. Manuel

Enríquez Poy, Director General de los ingenios del Grupo Machado: Ingenio Central

Motzorongo, S.A. de C.V. e Ingenio El Refugio, S.A. de C.V., quien nos relacionó con

esta agroindustria a través del Ing. Luis Eduardo Zedillo Ponce de León (qepd) desde

1983 en la entonces industria paraestatal Azúcar, S.A. y el Comité Técnico de

Agroindustrias, Agroquímicos y Alimentos del Instituto Mexicano de Ingenieros

Químicos, A.C.

Presentación

V

Este libro electrónico es el resultado de un fructífero esfuerzo que la UNAM ha

emprendido para apoyar a uno de los sectores fundamentales de la economía pero,

sobre todo, del desarrollo armónico de la sociedad en su conjunto para proveer a los

sectores más desprotegidos y que puedan tener una fuente de energía de bajo costo

que es extraordinariamente eficiente desde el punto de vista bioquímico, ya que por

cada molécula de azúcar el organismo recibe una molécula de glucosa, elemento vital

para que el organismo humano realice todas sus funciones.

Por ello, en el marco del compromiso de la Universidad Nacional Autónoma de México, de brindar a la sociedad mexicana y del mundo entero su apoyo incondicional, a continuación me permito tomar un extracto que escribí como Resumen Ejecutivo del

libro INSTALACIÓN DE UN LABORATORIO PARA RESIDUOS PELIGROSOS

(Identificación de Residuos Industriales Peligrosos), PROYECTO BILATERAL DE

COOPERACIÓN GOBIERNOS DE LA REPÚBLICA FEDERAL DE ALEMANIA Y DE LOS

ESTADOS UNIDOS MEXICANOS (ISBN 968‐36‐9000‐9) editado por el Programa de

Ingeniería Química Ambiental y de Química Ambiental de la Facultad de Química

de la Universidad Nacional Autónoma de México en julio de 2002 (a los 13 años de

haber sido fundado por el Dr. José Sarukhán Kermez, rector de la UNAM y entregado al Dr. Juan Ramón de la Fuente Ramírez, rector de la UNAM):

“La Universidad Nacional Autónoma de México es una de las más grandes

de Latinoamérica. Cuenta con numerosos programas académicos y entre

ellos se encuentra el Programa de Ingeniería Química Ambiental y de

Química Ambiental, cuyas siglas son PIQAyQA, de la Facultad de Química,

que conjunta el quehacer eminentemente aplicado de la ingeniería y el

científico de la química en la búsqueda de soluciones a la problemática

ambiental planteada por el crecimiento de las zonas urbanas y la

industrialización de las zonas rurales y especialmente entre otras áreas, en

la de la minimización, tratamiento y disposición controlada de residuos de

origen industrial, con énfasis en aquéllos que presentan características de

peligrosidad. Este Programa fue creado con el objetivo de promover en la

Presentación

VI

UNAM la formación de personal altamente calificado en todos los niveles de

la educación superior (licenciatura, diplomado, especialización, maestría y

doctorado) que pudieran incidir en los sectores social, de servicios y

productivo, además de retroalimentar a las instituciones de educación

superior e investigación. Los promotores de la creación de este Programa

fueron, por un lado, las autoridades de la UNAM, encabezadas por su

Rector, el Dr. José Sarukhán Kermez y el Director de la Facultad de

Química, el Dr. Francisco Barnés de Castro y, por el otro, el entonces

Secretario de Desarrollo Urbano y Ecología, el Arq. Patricio Chirinos y el

Subsecretario de Ecología, el Fis. Sergio Reyes Luján, quienes contemplaron

con gran visión, la necesidad de contar con una entidad que pudiera apoyar

a la Secretaría en sus tareas sustantivas de protección del ambiente,

especialmente en el rubro de la problemática planteada por la generación

de residuos industriales peligrosos. Para ello, era necesario contar con

instalaciones que pudieran apoyar a la Secretaría a dirimir conflictos, a

estudiar problemas específicos relacionados con los residuos peligrosos, a

coadyuvar en la formación de personal altamente calificado en esta área, no

solamente para la propia Secretaría sino para todos los sectores del país,

con énfasis en el sector productivo, en el sector social y de servicios y en el

sector gubernamental. La ceremonia oficial de creación del Programa se dio

el 18 de julio de 1989 (hace 13 años) y contó con la presencia del Secretario

Chirinos, del Rector Sarukhán, del Subsecretario Reyes Luján y del Director

Barnés, además de numerosos invitados de los tres sectores. Para promover

la creación y expansión de los laboratorios que apoyaran logísticamente al

Programa, la Facultad de Química dio las instalaciones del Laboratorio 108

del Edificio D de la Facultad de Química, la Secretaría instituyó un fondo

mensual para los gastos rutinarios, ofreciendo su apoyo para lograr un apoyo

sustantivo de alguna fundación internacional para equipar este laboratorio y

la UNAM, en su conjunto, se comprometió a promover la formación de

programas de posgrado que soportaran la formación de personal altamente

calificado.

Presentación

VII

Es, en esta tesitura, que la entonces Sedue y la Dirección de la Facultad

promovieron en el marco de las reuniones anuales del Gobierno de México y

el Gobierno de la República Federal de Alemania un posible apoyo para este

Programa, el cual cristalizó en una “Carta de Intención”, firmada el 31 de

octubre de 1991, entre la Sociedad Alemana para la Cooperación Técnica

(Deutsche Gesellschaft für Technische Zusammenarbeit GmbH, GTZ) y la

Facultad de Química de la UNAM, para mejorar las condiciones tecnológicas

en la minimización, tratamiento y disposición de los residuos peligrosos de

origen industrial. Las personas que la suscribieron fueron el Dr. Jürgen

Bischoff quien era el Jefe del Grupo de la GTZ, con el apoyo de los Dres.

Peter Henschel y Hilmar Zeissig y la Lic. Ruth Erlbeck, Jefa de la Sección

División para America Latina del Norte y el Caribe y el Dr. Francisco Barnés

como Director de la Facultad de Química de la UNAM. Los objetivos

plasmados en esta Carta de Intención fueron:

El mejoramiento de la formación y entrenamiento del personal del

Programa de Ingeniería Química Ambiental y de Química Ambiental,

El mejoramiento de la formación y entrenamiento continuo de expertos

para el gobierno e instituciones privadas y compañías,

El apoyo a proyectos de investigación existentes y nuevos dentro del

contexto de los dos puntos anteriores,

El fortalecimiento de la cooperación con las entidades gubernamentales

mexicanas, especialmente la Sedue y el DDF,

El fortalecimiento de la cooperación con la industria,

El establecimiento y expansión de la cooperación formal con otras

universidades y centros de investigación para la formación de recursos

humanos para la investigación, consultoría y otros servicios,

La obtención de espacios físicos, laboratorios y equipamiento,

materiales y el apoyo logístico necesario para desarrollar el proyecto y

Presentación

VIII

La concientización y promoción de la información concerniente a la

protección ambiental y a los objetivos del proyecto plasmados en los

puntos anteriores

marcando como punto final que se trabajaría en estas intenciones y se

tendría un proyecto avalado por los gobiernos alemán y mexicano y la

UNAM. En ese contexto, la Facultad de Química construyó un piso especial

en el conjunto de edificios conocido como “E” para este Programa para, con

ese espacio, brindar el apoyo requerido a la parte mexicana para el proyecto

planteado en la Carta de Intención firmada. Este piso tiene 500 metros

cuadrados de laboratorios, cubículos para técnicos académicos y profesores

visitantes, minibiblioteca y otras facilidades. También acondicionó un antiguo

laboratorio de docencia en el ahora Edificio B de la Facultad (anteriormente

de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia) para el desarrollo de

Tecnologías más Limpias para las industrias de alimentos y biotecnológicas

(160 metros cuadrados). En diciembre de 1994, finalmente se formalizaron

las conversaciones entre funcionarios de la Cancillería de México, de la

Embajada de la RFA, del Ministerio Federal de Cooperación Económica y

Desarrollo de Alemania y de la Agencia Alemana de Cooperación Técnica y

de la UNAM para acordar sobre el proyecto originalmente denominado

“Identificación de Residuos Industriales Peligrosos”. El Acuerdo

destacaba lo siguiente:

1. El Gobierno de los Estados Unidos Mexicanos y el Gobierno de la

República Federal de Alemania fomentarán conjuntamente el Proyecto

“Identificación de Residuos Industriales Peligrosos”, con objeto de

mejorar las condiciones para la eliminación y evitación (prevención de

generación) de residuos industriales especiales.

. . . ”

Presentación

IX

“Con base en este acuerdo, cada parte se dio a la tarea de cumplir con sus

obligaciones para que el proyecto tuviera éxito. Se planteó la contratación de

un experto por parte de la GTZ para que se hiciera cargo en México del

Proyecto. El Dr. Bertram Nagel, de Leipzig, fue este experto y llegó a México

en mayo de 1995. La Facultad de Química, a nombre de la UNAM, le brindó

desde entonces para realizar sus labores un espacio académico con todas

las facilidades y nombró a su contraparte académica, la Coordinadora Global

del PIQAyQA.”

“Asimismo, la UNAM, a través de su Facultad de Química, puso a disposición

del Proyecto los laboratorios ya mencionados con toda su infraestructura. En

octubre de ese mismo año de 1995 se hizo oficial el Acuerdo sobre este

Proyecto “Identificación de Residuos Industriales Peligrosos” y se fijó

conjuntamente un plan operativo, de julio de 1995 a julio de 1998. Este

proyecto que, por su éxito, se extendió por otros tres años, de julio de 1998 a

julio de 2001, tuvo un año adicional (de julio de 2001 a julio de 2002), para

hacer entrega formal del proyecto a la contraparte mexicana (UNAM) y, en

particular, al PIQAyQA de la Facultad de Química, coordinado por la Doctora

en Ingeniería María del Carmen Durán Domínguez de Bazúa, profesora

titular de esta dependencia y Catedrática de la UNAM.”

“Como se esperaba, el PIQAyQA de la UNAM es un firme apoyo para los

sectores productivo, social, de servicios y gubernamental, además del

educativo y de investigación, que coadyuva en la resolución de problemas

ambientales que enfrentan la industria química y de proceso, tanto de México

como de otros países del mundo, a través de la formación de profesionales

comprometidos con el desarrollo sustentable. Se ha dado a la tarea de

participar en programas de licenciatura y de posgrado que permiten enlazar

proyectos de investigación básica, de desarrollo tecnológico y de asesorías

puntuales a los sectores productivo, social y de servicios, con estudiantes de

estos niveles que, al colaborar en ellos, se forman en las áreas de interés

Presentación

X

personales, coadyuvan en su formación académica y profesional y permiten

alcanzar los fines buscados.”

Es en este marco que ahora, nuevamente con el soporte de la UNAM, a través de su

Dirección General de Asuntos del Personal Académico (DGAPA) con el Programa de

Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica (PAPIIT) dentro del

proyecto con clave IN102214 con título “Degradación del ditiocarbamato de sodio

utilizado como agente biocida contra Leuconostoc mesenteroides en los ingenios

azucareros” y de los proyectos del Programa de Apoyo a Proyectos para la Innovación

y Mejoramiento de la Enseñanza (PAPIME), “Apoyo a la enseñanza experimental de los

laboratorios terminales de las carreras que se imparten en la Facultad de Química de la

UNAM”, “Apoyo a la enseñanza experimental de las asignaturas terminales de las

carreras que se imparten en la Facultad de Química de la UNAM” y “Desarrollo de

material didáctico para las asignaturas ingeniería ambiental y estancia académica de la

carrera de ingeniería química con base en estudios de caso” Claves EN103704,

PE101709 y PE-100514, respectivamente, decidimos abocarnos a estudiar las

sustancias químicas que son estrictamente necesarias para mantener la eficiencia del

proceso de producción del azúcar de la caña Saccharum officinarum corroborando si su

empleo es seguro para los consumidores de este alimento tan importante,

especialmente para los sectores de menores recursos como mencioné al inicio.

Los resultados alcanzados son importantes ya que hasta lo que hemos avanzado con

este proyecto, los compuestos químicos especialmente el conocido como metam de

sodio o metam sodio (MS) adicionado en las primeras etapas de la producción del

azúcar logra descomponerse y los subproductos formados que se lograron estudiar en

esta etapa de 2014 a 2016 también se descomponen en el lapso de proceso, lo que

permite confirmar que, al menos los compuestos químicos estudiados en este proyecto,

se descomponen antes de llegar a la miel final y a los cristales de azúcar.

Faltaría hacer el seguimiento completo de los subproductos metilamina y sulfuro de

carbono para completar lo realizado y llevar a cabo un seguimiento puntual en un

Presentación

XI

ingenio cooperante a lo largo de una zafra para corroborar el destino del biocida

adicionado al inicio del tren de procesamiento de la caña hasta sus productos finales:

Miel y cristales de azúcar.

Esperamos seguir continuando con el decidido apoyo de todos los participantes de los

Laboratorios 301, 302 y 303 de Ingeniería Química Ambiental y de Química Ambiental,

quienes formábamos parte del Programa de Ingeniería Química Ambiental y de

Química Ambiental, ahora a cargo del Departamento de Ingeniería Química de la

Facultad de Química de la UNAM, para realizar este tipo de proyectos en beneficio de

la sociedad.

Deseamos que la lectura de este libro electrónico les brinde apoyo a los sectores de la

industria azucarera para la que fue originalmente realizado el proyecto aunque como

estos biocidas se emplean en otros sectores productivos podrá ser útil también para

ellos.

María del Carmen Durán Domínguez de Bazúa

Responsable del Proyecto IN102214

Profesora Titular “C” de la Facultad de Química de la UNAM

Coordinadora Global del PIQAyQA (programa vigente de 1989 a 2007)

Presidenta de la RACAM

Glosario

XII

A Absorbancia

Abs Absorbancia

ADN Ácido desoxirribonucleico

Adrenal Del latín ad- 'junto a' y el latín tardío renālis 'renal'. Adj. Biol. Situado

cerca del riñón. También glándula suprarrenal, glándula adrenal:

Anat. Cada uno de los dos órganos situados en contacto con el

riñón, compuesto de dos partes diferenciadas, la corteza, que

segrega corticoides, y la médula, que produce adrenalina

(http://dle.rae.es/?id=0pxhl6s) (http://dle.rae.es/?id=JEWdmLw)

Agua de

imbibición

Definición del diccionario de la lengua española de la Real Academia

Española: Sustantivo proveniente de Cuba. En la fabricación de

azúcar, agua que se utiliza en el último molino para extraerle más

cantidad de jugo al bagazo (http://dle.rae.es/?id=1BKpQj3)

ANOVA Análisis de varianza en inglés (analysis of variance)

APT Agar All Purpose Tween

b Ordenada al origen

B1 Tiamina

B2 Rivoflavina

B3 Niacina

B5 Ácido pantoténico

B ALO Alosa (glúcido): monosacárido de seis carbonos con un grupo

aldehído por lo que pertenece al grupo de las aldosas y dentro de

este al de las aldohexosas

BCF Factor de bioconcentración en inglés (bioconcentration factor)

B GAL Galactosa (glúcido): monosacárido formado por seis átomos de

carbono o hexosa, que se convierte en glucosa en el hígado como

aporte energético

C Concentración

Co Concentración inicial

Ca Calcio

Glosario

XIII

CB Cloruro de benzalconio

CDS Calibration dichotomous susceptibility

CG Cromatografía de gases

CG / EM Cromatografía de gases / espectrometría de masas

CENICAÑA Centro de Investigación de la Caña de Azúcar de Colombia

CFR Code of Federal Regulations (EE.UU.)

C9H13ClNR Cloruro de benzalconio

CH3NH2 Metilamina (MA)

C2H6N2S Metiltiourea (MTU)

C3H8N2S Dimetiltiourea (DMTU)

C4H8N2S4Na2 Etilen bis-ditiocarbamato de sodio

C2H3NS Metilisotiocianato (MITC)

C2H4NS2Na N-metil ditiocarbamato de sodio, metam de sodio o metam sodio

(MS)

CH2O Formaldehído

CICOPLAFEST Comisión Intersecretarial para el Control del Proceso y Uso de

Plaguicidas Fertilizantes y Sustancias Tóxicas

CL50 Concentración letal media en pruebas de toxicidad aguda

CLAR Cromatografía de líquidos de alta resolución

ClO2 Dióxido de cloro

cm Centímetros

cm3 Centímetros cúbicos

CNIAA Cámara Nacional de la Industria Azucarera y Alcoholera

(anteriormente Cámara Nacional de las Industrias Azucarera y

Alcoholera, CNIIAA)

CO2 Dióxido de carbono

CONABIO Comisión Nacional para el Conocimiento y uso de la Biodiversidad

CONADESUCA Comité Nacional para el Desarrollo Sustentable de la Caña de

Azúcar

COOH Grupo carboxilo

CS2 Disulfuro de carbono

Glosario

XIV

D MAL Maltosa (glúcido): disacárido compuesto por dos moléculas de

glucosa, que se encuentra en el almidón y el glucógeno

Dextrana Goma cuyo monómero es la glucosa o dextrosa. La regla química

para nombrar las gomas es adicionando el sufijo -ana al monómero

que la origina (igual que el sufijo -osa para los glúcidos)

Difusión Término usado en la industria azucarera para definir la extracción

por solubilización del azúcar remanente en el bagazo mediante el

uso de agua caliente proveniente de los evaporadores (conocida

como “agua verde” por ser el agua evaporada del jugo de la caña y

que se conoce también como agua de imbibición)

DL50 Dosis letal media en pruebas de toxicidad aguda

DOF Diario Oficial de la Federación

EC Comisión Europea (siglas en inglés)

EDTA Ácido etilen-diamin-tetra-acético (siglas en inglés)

EM Espectrometría de masas

Estructura

anfipática

Se trata de una molécula que posee dos propiedades una hidrofílica

y otra hidrofóbica

ETU Etilen-tiourea (subproducto de los ditiocarbamatos)

FAO Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la

Alimentación por sus siglas en inglés

Fe Hierro

Ferbam Dimetil ditiocarbamato de hierro

Fermentación Según Louis Pasteur, quien creó este término, la fermentación es un

fenómeno que ocurre cuando se ponen en contacto la levadura

Saccharomyces cerevisiae y la glucosa en condiciones anaerobias y

se produce alcohol etílico y dióxido de carbono. Por ello, cualquier

otra reacción bioquímica NO es una fermentación es una

BIORREACCIÓN. En esta investigación se usará fermentación

justamente para esta reacción bioquímica y a las demás se les

denominará biorreacciones

g Gramos

Glosario

XV

GL Grados de libertad

H, h Hora(s)

ha Hectárea

HCl Ácido clorhídrico

H2O Agua

H2O2 Peróxido de hidrógeno

hPa Hectopascales

H3PO4 Ácido fosfórico

Hz Hertzios

HPLC Cromatografía liquida de alta presión (siglas en inglés)

I.A. Ingrediente activo

IARC Siglas en inglés de la International Agency of Research on Cancer

INAZUCAR Instituto Azucarero Dominicano

Inversión Término dado para definir el fenómeno de ruptura de la molécula de

sacarosa o azúcar en sus dos componentes: glucosa o dextrosa y

fructosa o levulosa. Es el cambio del poder rotatorio que se observa

durante esta hidrólisis, la sacarosa (+66°), al dividirse en glucosa

(+52°) y fructosa (-92°), desarrolla dicho poder rotatorio sobre la luz

polarizada por la fuerte influencia de la fructosa, lo que conlleva a

dificultades para la cristalización del azúcar, característica

indeseable en los ingenios azucareros ya que reduce el rendimiento

de cristales de azúcar (Baduí-Dergal,1999)

K Potasio

K Kelvin

k Constante de degradación

kcal Kilocaloría

kg Kilogramos

Koc Coeficiente de adsorción

ko Rapidez de degradación de orden cero

Ko/w Coeficiente de partición octanol-agua

kPa Kilopascales

Glosario

XVI

L Litros

lb Libras

LD50 Dosis letal media por sus siglas en inglés

LLE-LC-MS-MS Extracción líquido-líquido-cromatografía líquida-espectrometría de

masas/tandem espectrometría de masas

LMPE-PPT Límite máximo permisible de exposición promedio ponderado en el

tiempo. Es la concentración promedio ponderada en tiempo de un

contaminante en el ambiente laboral para una jornada de ocho horas

diarias y una semana laboral de cuarenta horas a la cual se pueden

exponer la mayoría de los trabajadores sin sufrir daños a la salud

LMR Límite máximo residual

LOEL Nivel mínimo de efecto observable (siglas en inglés)

M Molar

M Pendiente de una recta

M17 Agar según Terzaghi

m3 Metro cúbico

MAK Sensibilización cutánea por sus siglas en inglés

Maneb Etilen bis-ditiocarbamato de manganeso

Metam N-metil ditiocarbamato de sodio

MetOH Metanol

mg Miligramos

min Minutos

MITC Isotiocianato de metilo (siglas en inglés)

mL Mililitro

MM Masa molecular

mm Milímetros

mmHg Milímetros de mercurio

MRS Agar De Man, Rogosa y Sharpe, siglas para este medio de cultivo

MS Metam sodio o metam-sodio, siglas para este biocida

MS Espectrometría de masas (siglas en inglés)

n.d. No determinado

Glosario

XVII

NH3 Amoniaco

NH4+ Ion amonio

NH4OH Hidróxido de amonio

nm Nanómetros

NTP National Toxicology Program

O2 Oxígeno molecular

OMS Organización Mundial de la Salud

PIB Producto interno bruto (México)

ppm Partes por millón, mg/kg

pka Constante de disociación ácida

Precipitación Meteor. Agua procedente de la atmósfera, y que en forma sólida o

líquida se deposita sobre la superficie de la tierra

psi Unidad inglesa de presión: Pounds-force per square inch, (libra-

fuerza por pulgada cuadrada)

QACs Sales cuaternarias de amonio

QZ Nombre comercial de la mezcla de etilen-bis-ditiocarbamato de sodio

con N-metil ditiocarbamato de potasio

R2 Coeficiente de correlación

RP-LC Cromatografía líquida en fase reversa

rpm Revoluciones por minuto

s Segundos

SAGARPA Secretaria de Agricultura Ganadería Desarrollo Rural Pesca y

Alimentación de los Estados Unidos Mexicanos

SIAP Servicio de Información Agroalimentaria y Pesca de los Estados

Unidos Mexicanos

SiO2 Sílice

SSI Solución salina isotónica

T Transmitancia

T, t Tiempo

t1/2 Tiempo de vida media

tr, R Tiempo de retención (cromatografía)

Glosario

XVIII

Thiram Etilen-bis-ditiocarbamato disulfuro de tetrametil tiuran

TLCAN Tratado de Libre Comercio de América del Norte

TLV Concentración máxima permisible (valor techo) con respecto al aire,

siglas en inglés para este término

Ton, ton Toneladas

Turbidez

McFarland

Se trata de una escala de turbidez que indica el número de bacterias

(UFC) por mililitro, la escala va de 0.5 (106UFC/mL) a 10

(30x108UFC/mL)

UFC Unidades formadoras de colonias

US-FDA Siglas en inglés para United States Food and Drug Administration

UV Luz ultravioleta

v/v Volumen a volumen

VITEK 2 Nombre comercial del sistema de identificación microbiana

Biomerieux

W Watts

WHO Siglas en inglés para World Health Organization

Zineb Etilen-bis-ditiocarbamato de zinc

Ziram Dimetil-ditiocarbamato de zinc

Letras griegas, fórmulas y otros símbolos

є Absortividad molar

λ Longitud de onda

Frecuencia ע

µg Microgramos

µL Microlitros

$ Pesos mexicanos

% Porcentajes

°Brix Grados Brix

°F Grados Fahrenheit

ºC Grados Celsius

Glosario

XIX

% m/m Porcentaje masa/masa

% m/v Porcentaje masa/volumen

% v/m Porcentaje volumen/masa

% v/v Porcentaje volumen/ volumen

Nota: Este libro usa el punto decimal (DOF, 2009)

En este libro se usa la palabra masa y no peso:

La masa y el peso son diferentes propiedades que se definen en el ámbito de la física.

La masa es una medida de la cantidad de materia que posee un cuerpo (kg) mientras

que el peso es una medida de la fuerza que es causada sobre el cuerpo por el campo

gravitatorio (N)

Diferencias entre masa y peso (http://cienciasprimeroeso.blogspot.mx/2015/04/masa‐versus‐peso.html):

Características de masa Características de peso

1. Es la cantidad de materia que tiene un cuerpo. 2. Es una magnitud escalar. 3. Se mide con la balanza. 4. Su valor es constante, es decir, independiente

de la altitud y latitud. 5. Sus unidades de medida son el gramo (g) y el

kilogramo (kg). 6. Sufre aceleraciones

1. Es la fuerza que ocasiona la caída de los cuerpos. 2. Es una magnitud vectorial. 3. Se mide con el dinamómetro. 4. Varía según su posición, es decir, depende de la

altitud y latitud. 5. Sus unidades de medida en el Sistema Internacional

son la dina y el Newton. 6. Produce aceleraciones.

Índice general

XX

Pág. Reconocimientos III Presentación V Glosario XII

PRIMERA PARTE 1 I-1

METODOLOGÍAS PARA LA IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS MESÓFILAS AEROBIAS PREDOMINANTES EN EL JUGO DE CAÑA DE UN INGENIO Y SU

SUSCEPTIBILIDAD A TRES BIOCIDAS

Índices 2 Resumen 8 1. Problemática 9 1.1. Planteamiento 9 1.2. Objetivos 9 1.3. Hipótesis 10 1.4. Justificación 10

2. Fundamento teórico y antecedentes 11 2.1. La caña azucarera 11 2.1.1. Características de la caña de azucarera 11 2.1.2. Composición de la caña de azúcar 12 2.1.3. Composición nutricional del juego de caña de azúcar 12 2.1.4. La industria azucarera en México 13 2.2. Microorganismos en la caña azucarera 14 2.2.1. El género Leuconostoc 15 2.3. Formación de dextranas 16 2.3.1. Azúcar invertido 17 2.4. Los biocidas 17 2.4.1. Mecanismo de acción de los biocidas 17 2.4.2. Condiciones de un buen biocida (European Commission, 2014) 18 3. Biocidas utilizados 19 3.1. Los ditiocarbamatos como biocidas 19 3.2. Etilen bis-ditiocartbamato de sodio (Nabam) C4H8N2S4Na2 20 3.2.1. Función tecnológica 20 3.2.2. Estudios de toxicidad del etilen bis-ditiocarbamato de sodio

(Nabam) 21

3.2.3. Los métodos analíticos de identificación (Nabam) 23 3.2.4. Aplicación del Nabam en la industria azucarera 23

Índice general

XXI

Pág.

3.3. N-metil ditiocabamato de sodio, metam de sodio (MS) C2H8NS2Na 24 3.3.1. Función tecnológica 25 3.3.2. Estudios toxicológicos 25 3.3.3. Aplicación en la industria azucarera 27 3.4. Cloruro de benzalconio (CB) C9H13ClNR 27 3.4.1. Función tecnológica 27 3.4.2. Estudios toxicológicos 30 3.4.3. Aplicación del cloruro de benzalconio en la industria azucarera 32 3.5. Formaldehído, formol o metanal CH2O 34 3.5.1. Mecanismos de acción del formaldehído 34 3.5.2. Toxicidad del formaldehído 34

4. Metodología 37 4.1. Diagrama de flujo 37 4.2. Material y reactivos 38 4.3. Desarrollo experimental 39 4.3.1. Diseño experimental 39 4.3.2. Toma de muestra 40 4.3.3. Inoculación 41 4.3.4. Lectura 41 4.3.5. Selección y aislamiento de colonias bacterianas para

identificación 41

4.3.6. Pruebas preliminares (características morfológicas y bioquímicas) para identificación del género Leuconostoc

41

4.3.7. Confirmación de la identificación 42 4.3.8. Selección de medio de cultivo 42 4.3.9. Diseño experimental 2 43 4.3.10. Prueba de eficiencia de los biocidas 43 4.3.11. Cálculo del porcentaje de efecto inhibitorio 44 4.3.12. Análisis estadístico final 44

5. Resultados y discusión 45 5.1. Pruebas presuntivas (características morfológicas y bioquímicas)

para identificación del genero Leuconostoc 45

5.2. Confirmación de la identificación 46 5.3. Análisis estadístico del experimento 1 47 5.3.1. Selección del medio de cultivo 49 5.3.2. Selección la temperatura de trabajo 49 5.3.3. Selección del tiempo de trabajo 50 5.4. Diseño experimental 2 (optimización de las dosis) 51 5.4.1. Análisis del biocida metam (MS) 51 5.4.2. Análisis de la mezcla de etilen bis-ditiocarbamato de sodio y N-

metil ditiocarbamato de potasio (QZ) 53

5.4.3. Análisis del formaldehído (FA) 54

Índice general

XXII

Pág.

5.5. Efecto inhibitorio del experimento 2 54 5.6 Diseño experimental 3 (metam versus mezcla de ditiocarbamatos

versus cloruro de benzalconio) 58

5.6.1. Análisis estadístico del metam en el diseño experimental 3 59 5.6.2. Análisis estadístico de la mezcla de ditiocarbamatos etilen bis-

ditiocarbamato de sodio y N-metil ditiocarbamato de potasio en el diseño experimental 3

61

5.6.3. Análisis estadístico del cloruro de benzalconio en el diseño experimental 3

62

5.7. Efecto inhibitorio en el diseño experimental 3 (Discusión final) 65 6. Conclusiones y recomendaciones 68 6.1. Conclusiones 68 6.2. Perspectivas 69 Anexos 70 Anexo I. Datos experimentales 70 Anexo II. Análisis estadísticos 71 Anexo III. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación 83

Bibliografía 85

PRIMERA PARTE I-2

METODOLOGÍAS PARA EL AISLAMIENTO DE LAS BACTERIAS Weissella confusa Y Leuconostoc mesenteroides EN JUGOS DE CAÑA

96

Resumen 105

1. Problemática 107 1.1. Introducción 107 1.2. Justificación 108 1.3. Objetivos 108 1.3.1. Objetivo general 108 1.3.2. Objetivo particular 108 1.4. Hipótesis 109

2. Antecedentes 110 2.1. Caña de azúcar 110 2.2. Industria azucarera en México 110 2.3. Proceso de obtención de azúcar 111 2.3.1. Cultivo de la caña de azúcar 111 2.3.2. Quema 112

Índice general

XXIII

Pág.

2.3.3. Corte de la caña 113 2.3.4. Transporte a la fábrica 113 2.3.5. Picado de la caña 113 2.3.6. Molienda 113 2.3.7. Clarificación 114 2.3.8. Evaporación 114 2.3.9. Cristalización y centrifugación 115 2.3.10. Secado y enfriado 115 2.4. Microorganismos en la industria azucarera 116 2.4.1. Leuconostoc mesenteroides 117 2.4.2. Weissella confusa 118 2.5. Pruebas bioquímicas 119 2.5.1. Catalasa 119 2.5.2. Descarboxilación de arginina 120 2.5.3. Biodegradación de arabinosa 121 2.6. Biocidas en la industria azucarera 122 2.6.1. Cloruro de benzalconio (CB) 122 2.6.2. Metam-sodio (MS) 123 2.6.3. Formaldehído 124

3. Metodologías para para el aislamiento de las bacterias Weissella

confusa y Leuconostoc mesenteroides en jugos de caña 128

3.1. Equipo y reactivos 128 3.2. Diseño experimental 129 3.3. Procedimiento 129 3.3.1. Preparación del medio de cultivo agar MRS 129 3.3.2. Preparación de agua peptonada 129 3.3.3. Lavado y pelado de caña 129 3.3.4. Toma de la muestra 130 3.3.5. Inoculación y lectura 130 3.3.6. Pruebas primarias 130 3.3.6.1. Tinción de Gram (Ramírez et al., 2008) 130 3.3.6.2. Tinción de cápsula (Ramírez et al., 2008) 131 3.3.7. Pruebas bioquímicas 131 3.3.7.1. Catalasa 131 3.3.7.2. Descarboxilación de arginina 131 3.3.7.3. Biodegradación de arabinosa 132 3.3.8. Prueba automatizada en el equipo VITEK 2 133 3.3.9. Preparación de los biocidas de estudio 133 3.3.9.1. Cloruro de benzalconio (CB) 133 3.3.9.2. Metam-sodio (MS) 133 3.3.9.3. Formaldehído 134 3.3.10. Pruebas de resistencia a biocidas 134 3.4. Análisis estadístico 135

Índice general

XXIV

Pág.

4. Resultados y discusión 136 4.1. Inoculación y lectura 136 4.2. Pruebas primarias 137 4.3. Pruebas bioquímicas 139 4.3.1. Catalasa 139 4.3.2. Descarboxilación de arginina 139 4.3.3. Biodegradación de arabinosa 140 4.4. Prueba automatizada en el equipo VITEK 2 140 4.5. Pruebas de resistencia a biocidas 140 4.6. Cloruro de benzalconio (CB) 140 4.7. Metam-sodio (MS) 141 4.8. Formaldehído 142 4.9. Pruebas de antagonismo 143 4.10. Análisis estadístico 144 4.10.1. Tiempo de incubación 144 4.10.2. Prueba de resistencia a biocidas 145 4.10.2.1. Análisis estadístico para cloruro de benzalconio 145 4.10.2.2. Análisis estadístico para metam sodio 148 4.10.2.3. Análisis estadístico para formaldehído 150 4.11. Efecto inhibitorio del segundo experimento 152 5. Conclusiones y perspectivas 156 5.1. Conclusiones 156 5.2. Perspectivas 157 Bibliografía 159 Anexos 163 Anexo I. Aislamiento de bacterias 163 Anexo II. Prueba de VITEK 165 Anexo III. Análisis estadístico de los resultados 168 Anexo IV. Disposición controlada de los residuos producidos 176

SEGUNDA PARTE 179 II-1

METODOLOGÍAS PARA LA DETERMINACIÓN DE METAM SODIO POR CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS

Resumen 182 1. Problemática 184 1.1. Planteamiento 184

Índice general

XXV

Pág.

1.2. Objetivos 185 1.3. Objetivos particulares 185 1.4. Hipótesis 185

2. Marco teórico 186 2.1. Importancia del tema 186 2.2. Justificación 186 2.3. Microorganismos importantes en la caña de azúcar 187 2.4. Plaguicidas 187 24.1 Carbamatos 188 2.4.1.1. Ditiocarbamatos 189 2.4.1.2. Ditiocarbamato de sodio 189 3. Metodología 191 3.1. Diagrama de bloques 191 3.2. Procedimiento 192 3.2.1. Lavado y preparación del material 192 3.2.2. Preparación de la solución madre y fase móvi 192 3.2.3. Establecimiento de las condiciones para determinar el Metam

Sodio (MS) 192

3.2.4. Determinación del tiempo de retención (tr) 193 3.2.5. Elaboración del diseño experimental 193 3.2.6. Elaboración de curvas de calibración en agua y jugo de caña 193 3.2.7. Cuantificación metam-sodio 194 3.2.8. Determinación del tiempo de vida media del metam-sodio en

agua y jugo de caña 195

3.3. Análisis estadístico 195 4. Resultados y discusión 196 4.1. Identificación y cuantificación del plaguicida 196 4.2. Curvas de calibración 197 4.2.1. Precisión 197 4.3. Determinación de la velocidad de degradación del MS 199 4.4. Análisis estadístico 204 5. Conclusiones y perspectivas 206 5.1. Conclusiones 206 5.2. Perspectivas 207 Anexos 208 Anexo I. Curvas de calibración en agua y jugo de caña 208 Anexo II. Datos de las curvas de calibración 210 Anexo III. Curvas de cinética de degradación del diseño experimental 211

Índice general

XXVI

Pág.

Anexo IV. Datos cinéticos 213 Anexo V. Disposición controlada de los residuos producidos 215

Bibliografía 217


METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN DEL METAM DE SODIO USANDO EXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA

Resumen 223 1. Problemática 224 1.1. Planteamiento 224 1.3. Hipótesis 225 1.4. Objetivos 225 2. Fundamento teórico y antecedentes 226 2.1. Justificación e importancia del tema 226 2.2. Antecedentes 226 2.2.1. Quitina 226 2.2.2. Quitosana 227 2.3. Extracción en fase sólida 228 2.4. Adsorbentes 228 3. Metodología 229 3.1. Desarrollo experimental 229 3.2. Obtención de la harina de camarón 229 3.3. Caracterización de la harina del camarón 230 3.4. Cartuchos de extracción en fase sólida 230 3.5. Preparación de los estándares 231 3.6. Extracción del jugo de caña 231 3.7. Extracción en fase sólida (EFS) 231 3.8. Cuantificación por cromatografía de líquidos de alta resolución

(CLAR, HPLC) 232

3.8.1. Límite máximo de detección del ditiocarbamato en el equipo 233 3.8.2. Curva de calibración de ditiocarbamato 234 3.9. Análisis estadísticos 234 4. Resultados y discusión 235 4.1. Obtención de la harina de camarón 235 4.2. Desmineralización de la harina de camarón 235 4.3. Caracterización de la harina 236

Índice general

XXVII

Pág.

4.4. Extracción del jugo de caña 237 4.5. Cuantificación de MS por CLAR (HPLC) 237 4.5.1. Límite máximo de detección del ditiocarbamato en el equipo 237 4.5.2. Curva de calibración de ditiocarbamato 238 4.5.3. Porcentaje de recobro de ditiocarbamato 238 5. Conclusiones y recomendaciones 242 5.1. Conclusiones 242 5.2. Recomendaciones 243 Anexos 244 Anexo I. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación 244

Bibliografía 246


METODOLOGÍAS PARA ESTUDIAR LOS PRODUCTOS DE FOTODESCOMPOSICIÓN DE BIOCIDAS UTILIZADOS EN LA INDUSTRIA

AZUCARERA – CASO: METAM SODIO A SUS SUBPRODUCTOS METILAMINA (CH3NH2) E ISOTIOCIANATO DE METILO (MITC) Y

DETERMINACIÓN DE LA DIMETILTIOUREA (C3H8N2S) Y METILTIOUREA (C2H6N2S) DERIVADOS DEL MITC EN INGENIOS AZUCAREROS

Resumen 260 1. Problemática 261 1.1. Planteamiento 261 1.2. Justificación 262 1.3. Objetivos 262 1.3.1. Objetivo general 262 1.3.2. Objetivos particulares 263 1.4. Hipótesis 263 2. Antecedentes 264 2.1. Antecedentes históricos de la producción de azúcar en México 264 2.1.1. Historia y evolución 264 2.1.2. Época colonial de la caña en México 265 2.1.3. La industria de la caña en el México independiente 266 2.1.4. La industria azucarera antes y después de la Revolución

Mexicana 267

2.1.5. Tiempos de recuperación de la industria azucarera 268

Índice general

XXVIII

Pág.

2.2. Producción de azúcar en México 269 2.2.1. Participación de la industria azucarera mexicana en el mundo 272 2.2.2. Visión y expectativa futura de la producción de azúcar nacional y

mundial 274

2.3. Proceso de elaboración de la caña de azúcar 276 2.3.1. Operaciones unitarias de la extracción de azúcar de caña 276 2.3.2. Microorganismos presentes en la caña de azúcar 282 2.3.3. Biocidas utilizados en la industria azucarera 284 2.3.4. Metam sodio (MS) y sus productos de descomposición 286 2.3.4.1. Metilamina (MA) 288 2.3.4.2. Metilisotiocianato (MITC) 290 2.3.4.2.1. Dimetiltiourea (DMTU) y metiltiourea (MTU) 291 2.4. Normatividad 294 2.4.1. Normatividad en México 294 2.4.2. FAO-OMS 295 2.4.3. Normatividad de la Unión Europea 297 3. Fundamentos analíticos 298 3.1. Cinética química 298 3.2. Velocidad de reacción 298 3.3. Orden de reacción 300 3.3.1. Métodos gráficos para determinar el orden de reacción 300 3.4. Tiempo de vida media 302 3.5. Fundamentos de espectrofotometría 302 3.5.1. Propiedades de la luz 303 3.5.2. Absorción de la luz 303 3.6. El espectrofotómetro 306 3.6.1. Lámparas 307 3.6.2. Monocromadores 308 3.6.3. Celdas y cubetas 308 3.6.4. Detectores 309 3.7. Errores en la espectrofotometría 310 4. Metodología 311 4.1. Parámetros de operación 311 4.2. Diseño experimental 311 4.3. Material y equipo 312 4.4. Reactivos 312 4.4.1. Preparación de reactivos 314 4.4.2. Tratamiento de caña de azúcar 315 4.5. Curvas de calibración de MS, MA, MITC, DMTU y MTU 315 4.6. Fotodescomposición de MS, MA, MITC, DMTU y MTU 316 4.7. Análisis estadísticos 317

Índice general

XXIX

Pág.

5. Resultados y discusión 318 5.1. Identificación y cuantificación del plaguicida 318 5.2. Curvas de calibración 318 5.3. Fotodescomposición 321 5.3.1. Fotodescomposición en agua 322 5.3.2. Fotodescomposición en jugo de caña 327 5.4. Análisis estadístico 330 6. Conclusiones y recomendaciones 337 6.1. Conclusiones 337 6.2. Recomendaciones 340 Anexos 341 Anexo I. Lavado de material de vidrio 341 Anexo II. Espectros de absorción UV-Visible 342 Anexo III. Curvas de calibración 347 Anexo IV. Curvas de fotodegradación 352 Anexo V. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación 359

Bibliografía 361


METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN DEL SUBPRODUCTO DEL METAM SODIO: DISULFURO DE CARBONO (CS2) EN INGENIOS

AZUCAREROS

Resumen 374 1. Problemática 375 1.1. Planteamiento 375 1.2. Objetivos 376 1.3. Hipótesis 376 2. Marco teórico 377 2.1. La caña 377 2.2. Glúcidos (“Azúcares”) y no glúcidos (“No azúcares”)1 377

1 El uso de la palabra azúcares ha llevado a múltiples confusiones entre la población no experta en química ya

que asocian esta palabra con el azúcar. Hay incluso libros que la emplean por glúcidos o hidratos de carbono.

Por ello, es importante emplear el término glúcidos que involucra a cualquier compuesto formado por

carbono, hidrógeno y oxígeno, incluída el azúcar, pero también monoglúcidos y di‐ y poliglúcidos (en vez de

Índice general

XXX

Pág.

2.3. Proceso de la elaboración del azúcar: Microflora inicial 378 2.4. Biocidas utilizados en la industria azucarera 379 2.5. Justificación 380 3. Metodología 381 3.1. Esquema de bloques 381 3.2. Materiales 381 3.2.1. Equipo 381 3.2.2. Reactivos utilizados 382 3.3. Procedimiento 383 3.4. Análisis estadístico 386 4. Resultados y discusión 387 4.1. Identificación y cuantificación del CS2 por CG-EM 387 4.2. Tiempo de retención del CS2 387 4.3. Límites de detección 388 4.4. Curvas de calibración 389 4.5. Precisión 390 5. Conclusiones y recomendaciones 392 5.1. Conclusiones 392 5.2. Recomendaciones 393 Anexos 394 Anexo I. Disulfuro o bisulfuro de carbono 394 Anexo II. Proceso de elaboración del azúcar 398 Anexo III. Estructura del metam-sodio 405 Anexo IV. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación

Bibliografía 409

sacáridos, también derivada del nombre científico del azúcar, sacarosa), como la glucosa (o dextrosa), la

fructosa (o levulosa), la maltosa, la lactosa, la galactosa, etc., etc.

1

Primera Parte

I-1

METODOLOGÍAS PARA LA IDENTIFICACIÓN

DE BACTERIAS MESÓFILAS AEROBIAS

PREDOMINANTES EN EL JUGO DE CAÑA DE

UN INGENIO Y SU SUSCEPTIBILIDAD A TRES

BIOCIDAS

Primera Parte I-1: Índice

2

Pág. PRIMERA PARTE

I-1 METODOLOGÍAS PARA LA IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS MESÓFILAS

AEROBIAS PREDOMINANTES EN EL JUGO DE CAÑA DE UN INGENIO Y SU SUSCEPTIBILIDAD A TRES BIOCIDAS

Resumen 8 1. Problemática 9 1.1. Planteamiento 9 1.2. Objetivos 9 1.3. Hipótesis 10 1.4. Justificación 10

2. Fundamento teórico y antecedentes 11 2.1. La caña azucarera 11 2.1.1. Características de la caña de azucarera 11 2.1.2. Composición de la caña de azúcar 12 2.1.3. Composición nutricional del juego de caña de azúcar 12 2.1.4. La industria azucarera en México 13 2.2. Microorganismos en la caña azucarera 14 2.2.1. El género Leuconostoc 15 2.3. Formación de dextranas 16 2.3.1. Azúcar invertido 17 2.4. Los biocidas 17 2.4.1. Mecanismo de acción de los biocidas 17 2.4.2. Condiciones de un buen biocida (European Commission, 2014) 18 3. Biocidas utilizados 19 3.1. Los ditiocarbamatos como biocidas 19 3.2. Etilen bis-ditiocartbamato de sodio (Nabam) C4H8N2S4Na2 20 3.2.1. Función tecnológica 20 3.2.2. Estudios de toxicidad del etilen bis-ditiocarbamato de sodio

(Nabam) 21

3.2.3. Los métodos analíticos de identificación (Nabam) 23 3.2.4. Aplicación del Nabam en la industria azucarera 23 3.3. N-metil ditiocabamato de sodio, metam de sodio (MS) C2H8NS2Na 24 3.3.1. Función tecnológica 25 3.3.2. Estudios toxicológicos 25 3.3.3. Aplicación en la industria azucarera 27 3.4. Cloruro de benzalconio (CB) C9H13ClNR 27 3.4.1. Función tecnológica 27 3.4.2. Estudios toxicológicos 30


3

Pág.

3.4.3. Aplicación del cloruro de benzalconio en la industria azucarera 32 3.5. Formaldehído, formol o metanal CH2O 34 3.5.1. Mecanismos de acción del formaldehído 34 3.5.2. Toxicidad del formaldehído 34

4. Metodología 37 4.1. Diagrama de flujo 37 4.2. Material y reactivos 38 4.3. Desarrollo experimental 39 4.3.1. Diseño experimental 39 4.3.2. Toma de muestra 40 4.3.3. Inoculación 41 4.3.4. Lectura 41 4.3.5. Selección y aislamiento de colonias bacterianas para

identificación 41


41

4.3.7. Confirmación de la identificación 42 4.3.8. Selección de medio de cultivo 42 4.3.9. Diseño experimental 2 43 4.3.10. Prueba de eficiencia de los biocidas 43 4.3.11. Cálculo del porcentaje de efecto inhibitorio 44 4.3.12. Análisis estadístico final 44

5. Resultados y discusión 45 5.1. Pruebas presuntivas (características morfológicas y bioquímicas)

para identificación del genero Leuconostoc 45

5.2. Confirmación de la identificación 46 5.3. Análisis estadístico del experimento 1 47 5.3.1. Selección del medio de cultivo 49 5.3.2. Selección la temperatura de trabajo 49 5.3.3. Selección del tiempo de trabajo 50 5.4. Diseño experimental 2 (optimización de las dosis) 51 5.4.1. Análisis del biocida metam (MS) 51 5.4.2. Análisis de la mezcla de etilen bis-ditiocarbamato de sodio y N-

metil ditiocarbamato de potasio (QZ) 53

5.4.3. Análisis del formaldehído (FA) 54 5.5. Efecto inhibitorio del experimento 2 54 5.6 Diseño experimental 3 (metam versus mezcla de ditiocarbamatos

versus cloruro de benzalconio) 58

5.6.1. Análisis estadístico del metam en el diseño experimental 3 59 5.6.2. Análisis estadístico de la mezcla de ditiocarbamatos etilen bis-

ditiocarbamato de sodio y N-metil ditiocarbamato de potasio en el diseño experimental 3

61


4

Pág.

5.6.3. Análisis estadístico del cloruro de benzalconio en el diseño

experimental 3 62

5.7. Efecto inhibitorio en el diseño experimental 3 (Discusión final) 65 6. Conclusiones y recomendaciones 68 6.1. Conclusiones 68 6.2. Perspectivas 69 Anexos 70 Anexo I. Datos experimentales 70 Anexo II. Análisis estadísticos 71 Anexo III. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación 83

Bibliografía 85

Primera Parte I-1: Índice de tablas

5

Pág. Tabla 1. Composición del jugo de caña de azúcar por cada 100 g (Correa

et al , 2004) 13

Tabla 2. Estados productores e ingenios azucareros (SIAP, 2013) 13 Tabla 3. Principales microorganismos presentes en la caña de azúcar

(Serrano, 2006) 15

Tabla 4. Efectos del etilen bis-ditiocarbamato de sodio en el ser humano (International Programme Chemical Safety, 1988)

21

Tabla 5. Bioacomulación de ditiocarbamatos 22 Tabla 6. Métodos de determinación empleados en el análisis de

ditiocarbamatos 23

Tabla 7. Uso y dosificación del “Nabam” (International Programme Chemical Safety, 1988)

24

Tabla 8. Toxicidad (DL50 y CL50) del metam en animales de experimentación

25

Tabla 9. Uso y cantidades del metam (International Programme Chemical Safety, 1988)

27

Tabla 10. Funciones tecnológicas del cloruro de benzalconio 30 Tabla 11. Estudios toxicológicos del cloruro de benzalconio (CB) 31 Tabla 12. Resumen de métodos analíticos para determinar cloruro de

benzalconio 32

Tabla 13. Aplicación del cloruro de banzalconio en la industria azucarera (CFR, 2012)

33

Tabla 14. Resumen de biocidas en estudio 35 Tabla 15. Reactivos y materiales utilizados 38 Tabla 16. Diseño experimental 1: Selección del medio de cultivo 39 Tabla 17. Diseño experimental 2: Selección de dosis óptima 39 Tabla 18. Biocidas utilizados comúnmente en la industria azucarera 40 Tabla 19. Selección del medio de cultivo para el aislamiento de

Leuconostoc mesenteroides 42

Tabla 20. Observaciones para identificación presuntiva de Leuconostoc mesenteroides

45

Tabla 21. Resultados del análisis automatizado de identificación microbiológica VITEK-2

47

Tabla 22. Análisis de varianza (ANOVA) para el número de colonias 48 Tabla 23. Efecto del medio de cultivo 49 Tabla 24. Efecto de la temperatura 49 Tabla 25. Efecto del tiempo 50 Tabla 26. Efecto inhibitorio del metam y mezcla de ditiocarbamatos (QZ) en

porcentaje 56

Tabla 27. Diseño experimental 3: Metam vs. mezcla de ditiocarbamatos vs. cloruro de benzalconio

58

Tabla 28. Dosis de los biocidas para el diseño experimental 3 59 Tabla 29. Efecto inhibitorio en el diseño experimental 3 del metam mezcla

QZ y cloruro de benzalconio en porcentajes 65

Primera Parte I-1: Índice de figuras

6

Pág. Fig. 1. Desarrollo experimental 37 Fig. 2. Ingenio azucarero 40 Fig. 3. Caña lavada 40 Fig. 4. Molienda de la caña 40 Fig. 5a,b. Técnica de estriado en cuadrante radial 41 Fig. 6. Tinción de Gram y agrupación 46 Fig. 7. Tinción de cápsula 46 Fig. 8. Prueba de catalasa 46 Fig. 9. Equipo VITEK 2 47 Fig. 10. Tarjetas de reactivos colorimétricos 47 Fig. 11. Diagrama de Pareto estandarizada: efecto de los parámetros en

estudio 49

Fig. 12. Gráfica de cajas y bigotes número de colonias vs. medio 50 Fig. 13. Gráfica de cajas y bigotes número de colonias vs. temperatura 50 Fig. 14. Gráfica de cajas y bigotes número de colonias vs. tiempo 50 Fig. 15. Resultados de los parámetros de diseño 51 Fig. 16. Promedio de los resultados de la inhibición a diferentes dosis de

metam 52

Fig. 17. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. dosis del metam 52 Fig. 18. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. tiempo del

metam 52

Fig. 19. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. temperatura del metam

52

Fig. 20. Promedio de los resultados de la inhibición a diferentes dosis de la mezcla de ditiocarbamato

53

Fig. 21. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. dosis de la mezcla de ditiocarbamatos

54

Fig. 22. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. tiempo de la mezcla de ditiocarbamatos

54

Fig. 23. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. temperatura de la mezcla de ditiocarbamatos

54

Fig. 24. Promedio de la inhibición a diferentes dosis de formaldehído 55 Fig. 25. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. dosis

formaldehído 55

Fig. 26. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. tiempo formaldehído

55

Fig. 27. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición vs. temperatura formaldehído

55

Fig. 28. Porcentaje del efecto inhibitorio de metam y mezcla de ditiocarbamatos

57

Fig. 29. Gráfica de cajas y bigotes % efecto inhibitorio vs. biocidas (metam vs. mezcla de ditiocarbamatos)

57

Fig. 30. Promedio de la inhibición a diferentes dosis de metam 60


7

Pág.

Fig. 31. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición versus dosis del

metam para el experimento 3 60

Fig. 32. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición versus temperatura del metam para el experimento 3

60

Fig. 33. Halo de inhibición del metam 61 Fig. 34. Promedio de la inhibición a diferentes dosis de la mezcla de

ditiocarbamatos 61

Fig. 35. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición versus dosis de la mezcla de ditiocarbamatos para el experimento 3

62

Fig. 36. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición versus temperatura de la mezcla de ditiocarbamatos para el diseño experimental 3

62

Fig. 37. Halo de inhibición de la mezcla de ditiocabamatos (QZ) 63 Fig. 38. Promedio de la inhibición a diferentes dosis del cloruro de

benzalconio 63

Fig. 39. Gráfica de cajas y bigotes halo de inhibición versus dosis del CB en el diseño experimental 3

64

Fig. 40. Grafica de cajas y bigotes halo de inhibición versus dosis del metam en el diseño experimental 3

64

Fig. 41. Halo de inhibición del cloruro de benzalconio 64 Fig. 42. Porcentaje del efecto inhibitorio del metam, mezcla de

ditiocarbamatos y cloruro de benzalconio 66

Fig. 43. Gráfica de cajas y bigotes del porcentaje del efecto inhibitorio versus biocidas metam versus mezcla de ditiocarbamatos versus cloruro de benzalconio

67

Fig. III.1. Disposición controlada de los residuos producidos en esta

investigación

83

Primera Parte I-1: R e s u m e n

8

El jugo de la caña debe recibir un tratamiento desinfectante ya que entra en contacto

directo con grandes cantidades de microorganismos que consumen la sacarosa

provocando su inversión y transformación química. Se reportan a las bacterias del

género Leuconostoc como principal consumidor de sacarosa. Por tanto, existen

productos para la desinfección y/o sanitización de la caña de azúcar como son:

ditiocarbamatos, sales cuaternarias de amonio y formaldehído entre otros. Por lo cual

el objetivo de esta investigación es aislar a la bacteria mesófila aerobia o facultativa

(Leuconostoc mesenteroides), y comprobar su susceptibilidad a los tres biocidas más

usados en la industria azucarera. Esto se realizó mediante la toma de muestra,

inoculación y lectura de las bacterias presentes en el jugo de caña. Se seleccionaron

y aislaron colonias para su identificación. Dicha selección se sometió a la prueba de

difusión de agar para determinar su susceptibilidad. Cada placa se incubó a 25, 35 y

45°C por 72 h y luego se midieron los diámetros de los halos de inhibición. Se realizó

un análisis estadístico para determinar si hubo diferencia significativa entre el efecto

inhibidor de cada biocida. Con ayuda de los resultados y de sus características

toxicológicas se determinó la mejor opción según esta investigación. Los resultados

demostraron que el medio MRS adicionado con vancomicina es el ideal para el

aislamiento de Leuconostoc mesenteroides. Se confirmó la obtención de la bacteria

Leuconostoc mesenteroides mediante la prueba automatizada de identificación

VITEK 2 con un 95% de confiabilidad. El halo de inhibición promedio del

formaldehído es de 10.85 mm, siendo utilizado como referencia por su conocido

poder biocida. El porcentaje del efecto inhibitorio respecto del formaldehído del

metam fue de 85, 107 y 172%, utilizando dosis de 30, 40 y 50 mg L-1

respectivamente. Para la mezcla de ditiocabamatos fue de 97, 112 y 179% utilizando

dosis de 30, 40 y 50 mg L-1, respectivamente. Finalmente, con el cloruro de

benzalconio se obtuvieron porcentajes de 192, 266 y 329% utilizando dosis de 10,

15, 20 mg L-1, respectivamente, siendo este último biocida el de mayor eficiencia.

Palabras clave: Aislamiento, Leuconostoc mesenteroides, biocida, halo de

inhibición

Primera Parte I-1: Capítulo 1

9

1. Problemática

1.1. Planteamiento

La caña de azúcar es uno de los cultivos más eficientes desde el punto de vista

fotosintético. Una hectárea de caña de azúcar puede producir hasta 100 toneladas

de caña por año, la cual es más del doble de la producción agrícola de otros cultivos

(Arvizu-Bernal y Ramos Medina, 2010; Bonilla-Vidal, 2013).

Uno de los inconvenientes en la industria azucarera en general es la inversión de la

sacarosa en el jugo de caña que va desde el momento de su extracción en los

molinos hasta que llega a la sala de cocimiento. El jugo de la caña no tratado

químicamente, al pasar por las canaletas y cañerías, entra en contacto directo con

una gran cantidad de microorganismos que están adheridos a las superficies del

metal, provocando pérdidas que pueden alcanzar hasta el 1.0% de la sacarosa.

Algunos autores reportan a las bacterias del género Leuconostoc y al grupo de

coliformes como los principales microorganismos consumidores de sacarosa (Egan y

Rehbein, 1963; Hernández et al., 1978). Estas bacterias pueden causar pérdidas del

3-5% en masa, debido a la multiplicación continua a pesar de que se realice una

limpieza frecuente en molinos. Además, los lodos o fangos que se acumulan en los

molinos constituyen la fuente más importante de contaminación microbiana y con ello

la producción de invertasa, ocasionando el desdoblamiento de la sacarosa y la

formación de las gomas dextranas. Por tanto, el efecto perjudicial de las dextranas

comienza desde el momento en que estas se forman, consumiendo 0.2 kg ton-1 de

azúcar o 0.02 kg ton-1 de caña procesada (Flores-Santillán y Pérez-Cordero, 2013).

1.2. Objetivos

Aislamiento e identificación de una de las bacterias mesófilas aerobias o facultativas

predominantes en el jugo de caña de un ingenio, Leuconostoc mesenteroides, y su

susceptibilidad a tres biocidas (cloruro de benzalconio, N-metil-ditiocarbamato de


10

sodio y una mezcla comercial de etilen bis-ditiocarbamato de sodio y N-metil

ditiocarbamato de potasio).

1.3. Hipótesis

Hipótesis Nula Ho = La aplicación de biocidas no produce efectos inhibitorios a las

bacterias del género Leuconostoc.

Hipótesis Alternativa Ha = La aplicación del biocidas produce efectos inhibitorios a

las bacterias del género Leuconostoc.

1.4. Justificación

Los productos que se han utilizado para la desinfección y/o sanitización de la caña

de azúcar son: ditiocarbamatos, cloruro de benzalconio y otras sales cuaternarias de

amonio como bifluoruro de amonio y formaldehído (Kochergin, 2002). Sin embargo,

el uso de reactivos químicos para el control de microorganismos en la industria

alimentaria se ve confrontado con el hecho de que pueden ser tóxicos al humano o

dañar al ambiente (Cuervo et al., 2010).


11

2. Fundamentos teóricos y antecedentes

2.1. La caña azucarera

La caña de azúcar es una gramínea gigante perenne del género Saccharum que

crece en los climas tropicales y subtropicales, con temperaturas promedio de 20 a

30°C (Carmona, 1997). Durante la temporada del año en que prevalecen

temperaturas altas y es máxima la actividad pluvial, la caña de azúcar alcanza un

gran crecimiento. Bajo estas condiciones la fotosíntesis se desplaza hacia la

producción de carbohidratos de alta masa molecular como la celulosa y otros

compuestos que constituyen el follaje y el soporte fibroso del tallo que es donde se

acumula sacarosa en el periodo de maduración (GEPLACEA, 1988). La caña florece

luego de estar completamente madura por lo que el corte para su uso industrial se

produce antes de la floración.

2.1.1. Características de la caña azucarera

La caña de azúcar tiene el tallo macizo, que puede llegar a medir hasta 6 metros de

altura y de 2 a 8 centímetros de diámetro. Este tallo está lleno por dos partes

diferenciadas: un tejido esponjoso y dulce en la parte central (médula o meollo), del

que se extrae un jugo rico en sacarosa; y una parte periférica, rica en fibra, que en el

proceso de extracción del azúcar constituirá el “bagazo”.

El número de tallos de la planta, el color y el hábito de crecimiento dependen de la

variedad de la planta. En general, puede tener de uno hasta tres tallos. Típicamente

se conoce que el tallo de las cañas es liso con “anillos” fibrosos, que se denominan

nudos. Las partes que se encuentran entre nudo y nudo del tallo se denominan

entrenudos. Sus hojas se originan de los nudos del tallo, son largas y linguadas.

La flor es una inflorescencia en forma de panícula de pequeñas espigas: sedosas,

largas y vellosas. Cada inflorescencia suele tener un tallo principal o raquis que


12

contiene una flor hermafrodita con tres anteras y un ovario con dos estigmas. Florece

según los países donde crezca.

Su raíz es un sistema radicular, es decir, pueden diferenciarse dos tipos de raíces:

las primordiales, delgadas y muy ramificadas, que pueden vivir hasta 3 meses y las

raíces permanentes que brotan de los nuevos tallos de la caña. Estas segundas son

más numerosas, gruesas y de rápido crecimiento (CONABIO, 2009).

La caña de azúcar puede multiplicarse mediante acodos, plantando un tallo que

tenga un nudo y una yema incipiente. Existen alrededor de 25 especies en el mundo

reconocidas como cañas de azúcar (CONABIO, 2009).

2.1.2. Composición de la caña de azúcar

El tallo de la caña contiene agua entre 73 a 76%, sacarosa de un 8 a un15% y fibra

entre 11 a 16%. Estas proporciones pueden variar según el tipo de cultivo y variedad

de la planta (Davidse et al., 1994).

La importancia de la composición nutricional de la planta recae en el jugo de su tallo,

del que se extrae el azúcar. El jugo de la caña equivale al 70 a 80% de la masa del

tallo y el 15 al 30% restante constituye el bagazo (Davidse et al., 1994).

2.1.3. Composición nutricional del jugo de caña de azúcar

En la Tabla 1 se muestra la información nutrimental del jugo de caña de azúcar

mostrando que los carbohidratos simples como la sacarosa constituyen entre un 40-

60%, la glucosa 6-9% y la fructosa de un 5-10%.

En variedades silvestres (salvajes) el porcentaje de sacarosa puede ser solamente

del 12% y aún menor para los demás glúcidos. En cuanto a las vitaminas contiene

tiamina (B1), rivoflavina (B2), niacina (B3) y ácido pantoténico (B5). Los minerales

presentes en el jugo son potasio (K), calcio (Ca) y hierro (Fe) y, finalmente, los

ácidos que contiene son el aconítico, málico y cítrico (Correa et al., 2004).


13

Tabla 1. Composición del jugo de caña de azúcar por cada 100 g

(Correa et al., 2004) Calorías 62 kcal Glúcidos 16.5 g Proteínas 0.6 g Grasas 0.1 g Fibra 3.1 g Calcio 8.0 mg Hierro 1.4 mg

Tiamina 0.02 mg Rivoflavina 0.01 mg

Niacina 0.10 mg Vitamina C 3 mg kcal, kilocalorías; g, gramos; mg, miligramos

2.1.4. La industria azucarera en México

De acuerdo con la Cámara Nacional de la Industria Azucarera y Alcoholera (CNIAA),

la producción de caña de azúcar se registra en 15 estados del país y 57 ingenios

azucareros. Veracruz es el estado con mayor número de ingenios azucareros con 22,

seguido por Jalisco con 6 y San Luis Potosí con 4. En la Tabla 2 se presentan los

nombres de los ingenios azucareros de todos los estados productores de caña de

azúcar del país (SIAP, 2013).

Tabla 2. Estados productores e ingenios azucareros (SIAP, 2013) Estado Ingenio azucarero Número

Campeche La Joya 1 Colima Quesería 1 Chiapas Huixtla

Pujiltic (Cía. La Fe) 2

Jalisco Bellavista, José María Martínez (Tala), José María Morelos, Melchor Ocampo, San Francisco Ameca, Tamazula

6

Michoacán Lázaro Cárdenas, Pedernales, Santa Clara 3 Morelos Casasano (La Abeja), Emiliano Zapata 2 Nayarit El Molino, Puga 2 Oaxaca Adolfo López Mateos, El Refugio, Pablo Machado (La Margarita) 3 Puebla Atencingo, Calipam 2 Quintana Roo San Rafael de Pucté 1 San Luis Potosí Alianza Popular, Plan de Ayala, Plan de San Luis, San Miguel del Naranjo 4 Sinaloa El Dorado, La Primavera, Los Mochis 3 Tabasco Azsuremex-Tenosique, Presidente Benito Juárez, Santa Rosalía 3 Tamaulipas Aarón Sáenz Garza, El Mante 2 Veracruz Central Motzorongo, Central Progreso, Constancia, Cuatotolapam, El

Carmen, El Higo, El Modelo, El Potrero, Independencia, La Concepción, La Gloria, La Providencia, Mahuixtlán, Nueva San Francisco (Naranjal), San Cristóbal, San Gabriel, San José de Abajo, San Miguelito, San Nicolás, San Pedro, Tres Valles, Zapoapita-Pánuco

22

Total 57


14

En el país, se benefician 227 municipios de la caña de azúcar. La agroindustria de la

caña de azúcar tiene un efecto socioeconómico en 12 millones de personas

(SAGARPA, 2009-2013).

Como se señaló arriba, en México operan 57 ingenios azucareros. La Unión Nacional

de Cañeros participa con el 43% de la producción total de caña. El cultivo de la caña

se obtiene en una superficie de 680,000 hectáreas a nivel nacional. La superficie

cosechada en el ciclo 2003-2004 fue de 610,000 hectáreas, lo cual representó en un

0.6% en el producto interno bruto, PIB nacional, ocupando el cuarto lugar en la

relación producción de caña de azúcar por hectárea a nivel mundial (CNIAA, 2010).

México también es reconocido en el contexto mundial de azúcar con los siguientes

lugares: séptimo lugar en producción y consumo de azúcar, cuarto lugar en

producción de azúcar por hectárea y quinto lugar en la producción de campo de caña

de azúcar. Esta industria de producción de caña de azúcar genera 440,000 empleos

directos y millones de empleos indirectos. El consumo per cápita oscila alrededor de

44 kg anualmente (CNIAA, 2010).

2.2. Microorganismos en la industria azucarera

Los microorganismos presentes en la caña de azúcar proceden del suelo y de las

estructuras vegetales en putrefacción. La rizosfera (suelo en interacción con la raíz)

contiene una amplia gama de microorganismos, aunque no se sabe si la rizosfera de

la caña de azúcar, está asociada de manera constante con microorganismos

específicos. En un estudio (Mayeux y Colmer, 1960) se encontró un elevado número

de Enterobacter (105 UFC g-1) en el suelo próximo a la caña y en menor cuantía a

medida que aumenta la distancia desde el tallo. Aunque no de forma constante, la

bacteria Leuconostoc mesenteroides también puede encontrarse en la rizosfera en

un número superior a 5x103 UFC g-1. Con el clima húmedo y caluroso el jugo que

exuda de la caña, contiene un elevado número de microorganismos,

aproximadamente 109 UFC de bacterias y 106 UFC de levaduras y mohos por gramo,

los cuales pueden contaminar la caña al ser cortada (Mayeux y Colmer, 1960; Silliker


15

et al., 1980). La infección de la caña por el insecto Diatraea saccharalis, conocido

como “borer” y el ataque de roedores favorecen la contaminación microbiana de la

gramínea en el campo. Durante la investigación bibliográfica se encontró información

acerca de la microbiota acompañante de la caña de azúcar (Tabla 3), en donde cabe

destacar que se encontró que la bacteria Leuconostoc mesenteroides es la que más

problemas da a la industria azucarera debido a su producción de la enzima invertasa,

la cual es utilizada para consumir la sacarosa presente en la caña.

Tabla 3. Principales microorganismos presentes en la caña de azúcar (Rodríguez-

Berthely, 2014; Serrano, 2006)

Tipo microorganismo

Especies

Bacterias Bacillus subtilis, Bacillus licheniformis. Bacillus cereus, Bacillus megaterium, Bacillus pumilus, Leuconostoc mesenteroides, Leuconostoc destranicum, Escherichia coli, Enterobacter aerógenes, Citrobacter freudii, Pseudomonas sp, Klebsiella sp, Corynebacteirum sp, Micrococcus luteus, Staphilococcus fragilis y Clostridium sp.

Levaduras Saccharomyces cerevisiae, S. rouxii, Saccharomyces pombe, Candida tropicalis, Candida micoderma, Candida intermedia, Pichia farinosa, P. membranofaciens y Hansenula anómala

Mohos Penicillum citrovorus, Penicillum funiculosum, Aspergillus variatum, Aspergillus niger, Trichoderma viride y Monilia sitiophila

Este gran número de especies demuestra la diversidad de la microbiota presente en

los jugos de caña; sin embargo, hay algunas especies que se desarrollan en el jugo

con más frecuencia que otras y que, por lo tanto, adquieren una gran importancia

económica al consumir la sacarosa y formar polisacáridos como en el caso particular

del género Leuconostoc (Cuddihi et al., 1998; Serrano, 2006).

2.2.1. El género Leuconostoc

Leuconostoc es un género de bacterias del ácido láctico Gram positivas de la familia

Leuconostocaceae. Las especies de Leuconostoc tienen generalmente forma de

cocoide ovoide y a menudo forman cadenas. Son resistentes intrínsecamente a la

vancomicina y catalasa negativos (lo cual los distingue de Staphylococcus). Son

heterodegradativas, capaces de producir dextrana a partir de la sacarosa (Anónimo,

2014a; Björkroth y Holzapfel, 2006).


16

Aunque inicialmente se consideraban comensales no patógenos en humanos, desde

la descripción en 1985 del primer caso de bacteremia por Leuconostoc spp., algunas

especies son también capaces de producir infecciones a los seres humanos (Cuervo-

M. et al., 2008). Se consideran patógenas oportunistas, aunque en muy baja

frecuencia, que se pueden encontrar en pacientes críticamente enfermos,

inmunocomprometidos y con infecciones intrahospitalarias. Generalmente, se

asocian a bacteremia por dispositivos intra-vasculares y al uso de nutrición parenteral

total. Sin embargo, también se han descrito otras infecciones asociadas, dentro de

las que se encuentran meningitis, osteomielitis, infección del torrente sanguíneo, de

vías urinarias y peritonitis (Vagiakou-Voudris et al., 2002). Debido a que estas

enfermedades son raras, los kits de identificación comerciales estándar a menudo no

identifican estos organismos (Kulwichit, 2007).

2.3. Formación de dextranas

Las dextranas no son compuestos propios de la caña, el contenido de estos

polisacáridos en la caña es mínimo o nulo. Su formación ocurre por la acción de la

enzima dextranasacarasa de microorganismos contaminantes que la atacan

posteriormente al ser dañada su corteza. La bacteria Leuconostoc mesenteroides es

el principal microorganismo productor de dextranas. Esta bacteria da origen a las

dextranas utilizando la sacarosa contribuyendo así a la pérdida del disacárido

glucosa-fructosa (sacarosa o azúcar). Las dextranas son polisacáridos constituidos

por unidades de glucosa unidas en forma de cadena recta mediante enlaces α 1-6. Al

menos entre 50 y 60% de las uniones deben ser α 1-6 para que el polímero se defina

como dextrana, existiendo un amplio intervalo de masas moleculares entre ellos, ya

que oscilan desde unos miles hasta millones de unidades de masa molecular

(Rodríguez, 2005).

Bajo condiciones favorables de temperatura y humedad la dextranasacarasa

hidroliza la sacarosa y forma dextranas. Además de las pérdidas de sacarosa a

consecuencia de la formación de dextranas, estos polímeros incrementan la


17

viscosidad de los jugos, creando problemas en los evaporadores y tachos

(Larrahondo, 1995; Rodríguez, 2005; Villa, 2008).

2.3.1. Azúcar invertido

Se conoce con este nombre a la mezcla de glúcidos producida cuando la sacarosa

se hidroliza, química o enzimáticamente. El nombre de inversión se refiere al cambio

del poder rotatorio que se observa durante dicha hidrólisis, la sacarosa (+66°), al

dividirse en glucosa (+52°) y fructosa (-92°), desarrolla dicho poder rotatorio sobre la

luz polarizada por la fuerte influencia de la fructosa, lo que conlleva a dificultades

para la cristalización del azúcar, característica indeseable en algunos casos (Badui-

Dergal,1999).

2.4. Los biocidas

Los biocidas pueden ser sustancias químicas sintéticas o de origen natural o

microorganismos que están destinados a destruir, contrarrestar, neutralizar, impedir

la acción o ejercer un control de otro tipo sobre cualquier organismo considerado

nocivo para el hombre (European Commission, 2014).

2.4.1. Mecanismos de acción de los biocidas

Las sustancias biocidas por lo general actúan a nivel de la membrana celular del

microorganismo, penetrándola y destruyendo los sistemas que permiten vivir al

microorganismo. El biocida provoca la lisis de la pared proteica o lipoproteíca del

organismo y penetra en su interior interrumpiendo las reacciones bioquímicas que

sustentan la vida en el organismo.

Existen diferentes tipos de biocidas que se pueden presentar de tres formas: (1)

Físico: Fuentes de radiación de alta energía (luz UV) que oxidan la pared proteica y

prácticamente queman el microorganismo. (2) Biológicos: Sustancias creadas por

organismos superiores para autodefensa, generalmente son de tipo proteico y se

denominan enzimas, por ejemplo lisozimas y (3) Químicos: Pueden ser a su vez,

inorgánicos o de síntesis orgánica, por ejemplo el dióxido de cloro (ClO2),


18

isotiazolinas, cloraminas, bromuros de alquilo, cloruros de alquilo o arilo, etc.

(Eurepean Commission, 2014).

2.4.2. Condiciones de un buen biocida (European Commission, 2014)

Debe tener un amplio espectro de actividad, es decir, debe cubrir una amplia

gama de microorganismos (bacterias, virus y hongos)

Debe ser efectivo a baja concentración: Mientras más baja es la dosis, más

económico resulta el tratamiento

Debe ser efectivo en un amplio rango de pH

Debe ser soluble en agua

Debe ser compatible con otras especies químicas en el medio

Debe tener alta persistencia: Debe ser efectivo a través del tiempo

Debe ser fácil de neutralizar: Debe poseer mecanismos desactivadores para

su posterior neutralización

Debe tener baja toxicidad humana: No debe ser perjudicial en su manipulación

segura por parte del operador.


19

3. Biocidas utilizados

El método de control empleado habitualmente en la industria contra los

microorganismos y en especial contra las bacterias acido lácticas como Leuconostoc

sp., es el uso de productos químicos; sin embargo, la industria alimentaria o aquella

industria que elabora productos de consumo humano se ve en dificultad para el

control de microorganismos por compuestos químicos, dado que estos generalmente

pueden ser tóxicos al humano o acarrear graves consecuencias al ambiente. Existen

productos que se han utilizados para su uso en desinfección y/o sanitización de la

caña de azúcar y los más comunes son: ditiocarbamatos y otros carbamatos, cloruro

de benzalconio y otras sales cuaternarias de amonio como bifluoruro de amonio y

formaldehído. El ditiocarbamato de sodio es ampliamente utilizado en la industria

azucarera durante la extracción del jugo de caña debido a su acción inhibitoria de

Leuconostoc mesenteroides, principal responsable de la formación de dextranas

(Hernández et al., 1978).

3.1. Los ditiocarbamatos como biocidas

Los ditiocarbamatos son compuestos derivados del ácido carbámico que poseen una

ligera actividad anticolinesterásica y presentan una gran capacidad para la captación

de metales e interacción con radicales sulfhidrilo. Existen diferentes tipos de biocidas

a base de ditiocarbamatos como los que se presentan a continuación, con sus

nombres comerciales en paréntesis (International Programme Chemical Safety,

1988):

Bis-ditiocarbamatos (Thiram) (Disulfuro de tetrametiltiuran)

Etilen-bis-ditiocarbamatos (Maneb, Zineb y Nabam) (Etilen-bis-ditiocarbamato

de manganeso, zinc y sodio). Su biodegradación provoca que se degraden a

etilen-tiourea (ETU) que tiene efecto bociógeno y cancerígeno

Dimetil-ditiocarbamatos (Ziram y Ferbam) (zinc y hierro). Su biodegradación se

convierten en disulfuro de carbono que tiene efectos neurotóxicos


20

Metil-ditiocarbamatos (sodio y potasio) comúnmente conocidos como Metam de

sodio o Metam-Sodio (MS) y Metam de potasio

El mecanismo de acción y efectos generales de los ditiocarbamatos son:

Altamente sensibilizantes

No inhiben las colinesterasas

El thiram daña los microsomas y el citocromo P-450

Inhibe la deshidrogenasa alcohólica y produce reacciones similares al

medicamento denominado antabus o disulfiram, fármaco usado para ayudar

en el tratamiento del alcoholismo crónico, produciendo una reacción aguda al

consumo de etanol (Anónimo, 2014b)

Se absorben a través del sistema digestivo y respiratorio y, además, irritan piel

y mucosas, su vía de eliminación es la orina.

3.2. Etilen-bis-ditiocarbamato de sodio (Nabam) C4H8N2S4Na2

Entre los biocidas utilizados en la industria alimentaria se encuentra el Nabam, que

es un sólido incoloro soluble en agua. Se descompone en agua a 50°C para dar el

sulfuro de hidrógeno y disulfuro de carbono venenoso inflamable (International

Programme Chemical Safety, 1988).

3.2.1. Función tecnológica

Tiene una amplia gama biocida entre los microorganismos (bacterias, algas y

hongos) encontrados normalmente en molinos y torres de enfriamiento (International

Programme Chemical Safety, 1988).

Durante el proceso de la caña de azúcar se utilizan en los molinos (mill grinding),

estrujadores (crushers) y en los sistemas de difusión en las cantidades indicadas.

Las cantidades de cada aditivo individual están expresadas en términos de caña


21

cruda o de remolacha cruda. Las concentraciones utilizadas en molinos que

procesan caña de azúcar son de N-metil ditiocarbamato de potasio: 3.5 mg L-1,

dimetil ditiocarbamato de sodio: 3.0 mg L-1 y de etilen-bis-ditiocarbamato de sodio:

3.0 mg L-1 (CFR, 2012).

3.2.2. Estudios de toxicidad del etilen-bis-ditiocarbamato de sodio (Nabam)

En la Tabla 4 se dan resultados sobre pruebas de toxicidad aguda (DL50 y CL50) de

ditiocarbamatos en animales de experimentación. Además de la toxicidad aguda es

importante considerar otros efectos que se pueden presentar como resultado de la

exposición laboral al etilen-bis-ditiocarbamato de sodio los cuales se describen en la

Tabla 4.

Tabla 4. Efectos del etilen bis-diotiocarbamato de sodio en el ser humano (International Programme Chemical Safety, 1988)

Efectos Descripción Reversibilidad Cambios funcionales

El contacto regular con ditiocarbamatos puede ocasionar cambios funcionales en los sistemas nervioso y hepatobiliar

SD

Sensibilización e irritación

El contacto con la piel puede inducir dermatitis y algunos ditiocarbamatos inducen sensibilización

SD

Aberraciones cromosomales

La incidencia media de aberraciones cromosomales en linfositos se incrementa en los trabajadores expuestos profesionalmente a ciertos ditiocarbamatos

SD

Tumores y carcinogenicidad

Trabajadores profesionalmente expuestos a ditiocarbamatos no mostraron incremento en la incidencia de tumores en la tiroides

SD

SD: sin dato

En la Tabla 5 se mencionan los resultados de algunos estudios de bioacumulación

de ditiocarbamatos en animales de laboratorio, los cuales muestran que las

sustancias de este grupo son metabolizadas y/o excretadas con rapidez por los

mamíferos, lo cual disminuye el riesgo de daño a la salud cuando sucede la

exposición a pequeñas dosis de la sustancia.


22

Tabla 5. Bioacumulación de ditiocarbamatos

Órganos afectados

Descripción Reversibilidad Referencias

Sangre, hígado, riñones, intestinos

Ziram: concentración máxima en el hígado (26.6 mg kg-1 de tejido). Al final del primer día, la concentración en los intestinos alcanza un máximo y decrece abruptamente, detectándose 5% del compuesto inalterado en las heces. Glándulas adrenales: 2.4 mg kg-1

Sangre: 2 días Glándulas adrenales: 3 días Bazo: 6 días

International Programme Chemical Safety, 1988; Vekshtein y Khitsenko,1971

El etilen-bis-ditiocarbamato no es inhibidor de la colinesterasa y de la acetaldehído-

deshidrogenasa (Morgan, 1989). La principal vía de exposición del etilen-bis-

ditiocarbamato de sodio es la exposición ocupacional por contacto dérmico en los

lugares donde se utiliza o fabrica la sustancia. Durante el proceso de fabricación se

puede presentar la liberación del compuesto al ambiente. También se puede liberar

esta sustancia en las labores de aplicación cuando se utiliza como fungicida. En un

estudio sobre irritación y sensibilización en humanos se utilizó la prueba

convencional de parche o cojincillo. La prueba consistió en humedecer un cuadro de

algodón con una solución de NABAM (etilen-bis-ditiocarbamato de sodio), colocarlos

a una población de 25 personas sobre la piel del antebrazo para exponerlos a la

solución, 14 días después se repitió el procedimiento en el antebrazo opuesto. En

una segunda prueba el cojincillo permaneció en contacto con la piel durante 48 h. De

los 25 sujetos que recibieron el tratamiento 13 mostraron irritación (eritema leve y

prurito). Cuando se aplicó por segunda ocasión, 18 de los 25 reaccionaron con

eritemas leve a severo, edema y vesiculación, lo cual se interpreta como

sensibilización (WHO, 2012).

El etilen-bis-ditiocabamato se degrada por la luz ya que absorbe luz en la región

ultravioleta del espectro y, por lo tanto, es susceptible a la fotólisis directa de los

rayos del sol (Toxicology Data Network, 2012). También se puede degradar por

humedad y el calor y su principal producto de degradación es el etilen-tiourea (ETU).

Cuando alcanza la atmosfera o atmósfera se presenta en fase particulada pudiendo

ser removido de ella por procesos de depósito o precipitación húmeda o seca


23

(Sanborn, 1977; Tomlin, 2004; WHO, 2012). Por su factor de bioconcentración

(BCF=3) y su valor de partición octanol-agua, que es de log Kow= 4.24, se sugiere

que tiene un bajo potencial de bioacumulación en organismos acuáticos (Meylan y

Howard, 1995).

En un reactor de lodos activados a escala del laboratorio se observó que su

degradación ocurre a una velocidad de 96% por día, lo cual indica que la

biodegradación es un proceso importante de su movimiento en el ambiente

(Toxicology Data Network, 2012).

3.2.3. Los métodos analíticos para su identificación (Nabam)

Se dispone de varios métodos de determinación que permiten la cuantificación de

etilen-bis-ditiocarbamato de sodio en muestras de alimentos y en muestras de agua

(Tabla 6). Algunos de ellos son generales (para el grupo de ditiocarbamatos),

mientras que otros son específicos para algunos de ellos.

Tabla 6. Métodos empleados en el análisis de ditiocarbamatos Técnica Límite de detección / %

de recuperación. Cantidad de muestra

Referencia bibliográfica

Espectrofotométrico 0.1 mg kg-1 /74 a 100% 500 g Crnogorac y Schwack, 2007, 2009

Cromatografía de gases 0.001 mg kg-1 / SD 20 g Crnogorac y Schwack, 2007, 2009

Cromatografía liquida con fotometría para ditiocarbamatos intactos

49 µg L-1 / 90 a 99% SD Crnogorac y Schwack, 2007, 2009

Cromatografía liquida con espectrometría de masas LC- MS2

0.01 mg kg-1 / 79 a 100%

SD Brewin et al., 2008

Método polarográfico 0.02 mg kg-1 / SD SD Brewin et al., 2008 Cromatografía líquida de alta presión (HPLC)

0.01 mg kg-1 / SD SD Gustafsson y Thompson, 1981

SD – sin dato 3.2.4. Aplicación de Nabam en la industria azucarera

En la Tabla 7 se describe la dosificación y la función tecnológica del nabam. La dosis

máxima permisible es 3.0 mg L-1 como sustancia pura, registrada por la FDA en

FDA21CFR173.320(b)2. Si se utilizan en molinos (mil grinding), estrujadores

(crushers) y en los sistemas de difusión en las cantidades indicadas (CFR, 2012).


24

Las cantidades de cada aditivo individual están expresadas en términos de masa de

caña cruda.

Tabla 7. Uso y dosificación del nabam (International Programme Chemical Safety, 1988) Ingrediente activo Función

tecnológica Objetivo de la

aplicación Dosis recomendada

Etilén-bis-ditiocarbamato de

sodio

Plaguicida en alimentos

procesados

Eliminar o reducir la carga microbiana

contaminante

10 a 15 g ton-1 caña molida (10-15 mg L-1)

El producto comercial aplicado en la dosis recomendada en la ficha técnica del

producto, 10 a 15 g ton-1 caña molida (10-15 mg L-1). De acuerdo con el límite

establecido por la US-FDA, 3.0 mg L-1 de nabam con base en caña molida, la

recomendación técnica excede dicho límite. La regulación correspondiente de la US-

FDA (CFR, 2012) indica que el límite se establece para la aplicación de un aditivo

individual. De esta manera, la concentración recomendada por la ficha técnica

rebasaría en cualquier caso (intervalos alto y bajo) para dicho límite. La Comisión

Europea establece límites máximos permisibles para diferentes productos de origen

agrícola; sin embargo, no se contempla el azúcar entre ellos. En la regulación de la

Comunidad Europea (European Commission Regulation No 839, 2008) se

encuentran estos límites pero, específicamente, para caña de azúcar y para miel de

abeja no hay un límite marcado.

3.3. N–metilditiocarbamato de sodio C2H6NS2Na o metam sodio (MS)

Es otro biocida de la familia de los ditiocarbamatos es una sal de sodio de metil-

ditiocarbamato, también conocida como metam sodio (MS). El metam sodio es un

producto químico en estado líquido para la fumigación preventiva de suelos, que se

convierte en el gas isotiocianato de metilo (MITC, por sus siglas en inglés). Este

compuesto en el suelo tiene una movilidad muy alta y es degradado por acción de los

microorganismos (vida media estimada de 0.5 a 50 días). En el agua es eliminado

por hidrólisis, mostrando una vida media de 65 a 178 días a un pH = 7, de 7 a 10


25

días a pH = 10 y de 15 a 67 días a pH = 5. Su potencial de bioconcentración en

organismos acuáticos es bajo (Van Leeuwen et al., 1985).


Tiene una amplia gama biocida entre los microorganismos (bacterias, algas, hongos)

encontrados normalmente en molinos y torres de enfriamiento en la industria

azucarera. Por ello es que funciona como sanitizante y controlador de la inversión del

azúcar. Se dosifica en los molinos dependiendo del sistema de imbibición (agua

caliente adicionada al bagazo para disolver el azúcar residual), buscando que el jugo

ya tratado circule por todas las partes de la batería de molinos y sistemas coladores,

si se utiliza en los molinos (mill grinding) y estrujadores (crushers) y en los sistemas

de difusión en concentraciones de 3.5 mg L-1, expresada en términos de masa de

caña cruda o de remolacha cruda (CFR, 2012). Otro de los usos del metam es como

desinfectante, inhibidor de la corrosión, coagulante, agente vulcanizante y fungicida.

Es utilizado en el tratamiento de agua, para la industria del caucho o hule y está

registrado como biocida para aceites de cortes y sistemas acuosos en industrias

como la curtiduría y la fabricación de papel. También se utiliza como microbicida en

pinturas y recubrimientos (Toxicology Data Network, 2012). En todas estas

aplicaciones existe el riesgo de liberación de la sustancia hacia el ambiente a través

de distintas corrientes de desechos.

3.3.2. Estudios toxicológicos

La Tabla 8 muestra los diferentes estudios realizados al metam para determinar su

grado de toxicidad en mamíferos y ambientes acuáticos.

Tabla. 8. Toxicidad (DL50 y CL50) de metam en animales de experimentación Compuesto Especie Dosis Referencia

Rata de experimentación

DL50= 1000 mg kg-1 Lewis (1996)

Ratón de experimentación

DL50= 1500 mg kg-1 Lewis (1996)

Poesilia reticulata CL50= 2.6 mg L-1/ 96 h Verschueren (2001)

Metam

Salmo gairdneri CL50= 6.4 mg L-1/ 60 días Verschueren (2001)


26

En el trabajo de Moriya et al. (1983), se reporta que el metam resultó positivo en los

estudios de mutagenicidad realizados utilizando el ensayo de reversión en sistemas

bacterianos (Bacterial reversion-assay systems) con 5 cepas de Salmonella

typhimurium y una de Escherichia coli.

Cuando ocurre su liberación hacia la atmosfera o atmósfera permanece en fase

particulada en su forma salina y no es volátil. En su fase particulada puede ser

removido de la atmosfera por deposición húmeda o seca. Cuando el metam se libera

en el suelo tiene una gran movilidad debido a que su coeficiente de partición es Koc=

2.2. Su pKa= estimado es de 5.4, lo que indica que este compuesto permanece

principalmente en su forma disociada a los valores de pH normales en los

componentes del ambiente. Su volatilización en los suelos húmedos o secos no es

un destino importante (Toxicology Data Network, 2012).

En un ensayo de biodegradación anaerobia del metam se formaron como producto

de descomposición disulfuro-tetrametil-thiuram y monosulfuro-tetrametil-thiuram

(Toxicology Data Network, 2012).

Bajo los valores normales de pH en el ambiente, el metam permanece en su forma

disociada y, por lo tanto, su movilidad no es un proceso importante por su

volatilización desde el ambiente acuático. La bioconcentración tampoco es un

proceso importante ya que se hidroliza rápidamente bajo condiciones de pH ácido y

también como resultado de su carácter iónico. La vida media del metam por hidrólisis

a pH de 5.0, 7.0 y 9.0 fue de 18 min, 25.9 h y 433.3 h, respectivamente (Toxicology

Data Network, 2012).

Se ha demostrado que la fotólisis en soluciones acuosas y en el suelo es un proceso

de degradación importante para el compuesto relacionado. La exposición

ocupacional a esta sustancia puede ocurrir por inhalación y por contacto dérmico en

los puestos de trabajo donde se fabrica o se manipula. Su manejo es extenso para el


27

tratamiento de agua a escala industrial, para lo cual existen equipos de manejo

mecanizados que minimizan la exposición de los trabajadores a esta sustancia.

3.3.3. Aplicación del metam en la industria azucarera

En la Tabla 9 se detallan la función tecnológica y las cantidades recomendadas.

Tabla 9. Uso y cantidades del metam (International Programme Chemical Safety, 1988) Ingrediente activo Función tecnológica Objetivo de la aplicación Dosis

recomendada Metam Biocida en molinos y

estrujadores Eliminar o reducir la

carga microbiana contaminante

8 a 12 g/L ton de caña molida

3.4. Cloruro de benzalconio (CB) C9H13ClNR

El cloruro de benzalconio es un surfactante catiónico cuya acción biocida se da por la

modificación en la tensión superficial en las superficies que contacta. Este producto

posee un excelente poder tensoactivo, es decir, que al disolverlo en agua se

acumulan en las interfaces superficiales, dando lugar a la característica orientación

del grupo polar. Derivada de esta propiedad hay que resaltar su capacidad para

adherirse a materias sólidas, como el cabello; características que tendrá su

aplicación en la elaboración de productos para el cuidado capilar (Koyama y

Shimazu, 2005).


El cloruro de benzalconio y la mayoría de las sustancias cuaternarias son solubles en

agua sin importar su dureza (contenido de sales disueltas). Es incompatible con

jabones y humectantes aniónicos y perfectamente compatible con anfóteros,

detergentes no iónicos y otros tensoactivos catiónicos.

Los componentes de las sales cuaternarias de amonio (QAC, por sus siglas en

inglés) son usados como biocidas, con un amplio espectro antimicrobiano. Son

usados ampliamente en la industria alimentaria, en la textil y en hospitales. Se han

realizado numerosos estudios sobre la síntesis y características antimicrobianas de


28

varias de estas sales cuaternarias y se ha revelado que su acción antimicrobiana en

la pared celular tiene un efecto letal directo o indirecto sobre las células microbianas.

Por lo tanto, se utiliza el CB para la síntesis de nuevos biocidas con características

similares mejoradas, con dobles sales de amonio (bis-QAC) (Maeda et al., 1999).

Dentro de los desinfectantes químicos se encuentran los compuestos de amonio

cuaternario (cloruro de benzalconio, cloruro de alquildimetilbenzilamonio y cloruro de

dodecildimetilamonio), los cuales son ampliamente utilizados como desinfectantes.

Son compuestos que no manchan, son inodoros, no corrosivos y relativamente no

tóxicos. Su acción se atribuye a la inactivación de las enzimas productoras de

energía, desnaturalización de las proteínas celulares esenciales y principalmente por

la ruptura de la membrana celular (Villa, 2008).

El mecanismo de acción germicida se basa en sus propiedades tensoactivas. La

molécula se va uniendo a la pared celular hasta cubrirla por completo, impidiendo el

tránsito de nutrientes entre el microorganismo y el medio hasta el punto de

provocarle la muerte. El sitio principal de acción de estos compuestos parece ser la

membrana celular, donde se absorben y causan cambios en la permeabilidad. Es un

antiséptico eficaz que destruye en pocos minutos a muchas bacterias, hongos

(incluso levaduras) y protozoarios pero no actúa contra virus y esporas (Villa, 2008).

También es usado en investigaciones farmacéuticas donde este surfactante catiónico

se emplea como potenciador o mejorador de permeación para la administración de

fármacos por vía oral, contribuyendo al transporte a través de la membrana con un

comportamiento transcelular (Whitehead y Mitragotri, 2008).

Es utilizado en estudios microbiológicos como agente bactericida catiónico contra

biopelículas bacterianas (Pseudomonas aureoginosas y Staphylococcus aureus) que

son patógenos oportunistas en los seres humanos, especialmente de aquellas

correlacionadas con el uso de dispositivos médicos como catéteres (Campanac et

al., 2002).


29

El efecto de inhibición del cloruro de benzalconio en la proliferación y desarrollo de

especies de hongos contaminantes en alimentos, Aspergillus spp., Penicillum spp.,

Alternaria alternate, también ha sido estudiado in vitro, ya que los microorganismos

pueden formar una biopelícula invisible sobre la superficie de alimentos duros. Por

ello se requiere de un agente desinfectante y esterilizante efectivo, persistente y

durable en la industria alimentaria para todos los productos que están en contacto

con la superficie de los alimentos, incluyendo equipo, utensilios, unidades de

refrigeración, aparatos para empaquetado y distribución de alimentos entre otros

(Basaran, 2011). El cloruro de benzalconio es un desinfectante incoloro e inodoro

comúnmente usado por la industria alimentaria para desinfectar superficies contra un

gran número de microorganismos. El CB es activo a bajas concentraciones,

considerado rápido y de ligera toxicidad en mamíferos (Basaran, 2011). Los

componentes de sales cuaternarias de amonio mostraron la mayor eficacia contra la

infección de Fusarium sp de plantas de plátano que estuvieron expuestas durante 30

segundos. Con una concentración de 0.005 mg mL-1 inhibe in vitro significativamente

el crecimiento de los micelios de A. parasiticus, causante de la contaminación por

aflatoxinas (compuestos cancerígenos probados). Las combinaciones CB+EDTA y

CB+Na2EDTA son más efectivas que el CB (Bazaran, 2011), aunque no es

conveniente usar el EDTA porque se desconoce todavía su posible efecto en los

seres humanos.

Es usado en el aseguramiento de la calidad microbiológica de los vegetales frescos

empleando soluciones del lavado que contienen 0.1 mg mL-1 del cloruro de

benzalconio. Se evaluó para Escherichia coli, Yersinia enterocolitica, en lechugas y

jitomates contaminados. De la misma forma, se hizo para ácido láctico al 0.2% y para

soluciones acuosas de cloro a 200 mg L-1. Las alteraciones de la apariencia de los

productos fueron evidentes después de 7 días de almacenamiento. Las hojas de

lechuga y los jitomates almacenados a 4°C mostraron características organolépticas

aceptables, excepto para el CB y grupos tratados con acido láctico, que presentan

pequeñas manchas amarillentas en la superficie. Aún así, el CB es uno de los


30

desinfectantes con 4.21 log UFC (unidades formadoras de colonias). Para Yersinia

enterocolitica (Velázquez et al., 2009), su capacidad surfactante le permite penetrar y

adherirse a superficies porosas lo que lo hace eficaz contra organismos Gram

positivo y negativos.

El CB es el preservativo más comúnmente usado para fórmulas oftálmicas en varias

formas y dosificaciones. El nivel de CB utilizado en las preparaciones farmacéuticas

está generalmente en un intervalo de 0.002-0.02%, pero podría ser mayor de 0.2%

en algunos casos, dependiendo de los variados atributos de la formulación oftálmica

(Liu et al., 2009). Como se observa en la Tabla 10 existen varios usos para las

soluciones de cloruros de benzalconio, como desinfectante tópico preoperatorio,

como esterilizante de guantes e instrumentos quirúrgicos, para antisépticos usados

de lentes de contacto y para conservadores de fármacos (Xue et al., 2004).

Tabla 10. Funciones tecnológicas del cloruro de benzalconio (CB) Función tecnológica Cantidad Referencia

Desinfección de la caña de azúcar

Concentración minima inhibitoria = 40 mg L-1

Villa (2008)

Surfactante catiónico para administración de fármacos vía

oral

No aplica

Whitehead y Mitragotri (2008)

Agente bactericida contra biopelículas bacterianas

0.1-5.0/10 mL L-1 Campanac et al. (2002)

Para síntesis de nuevos biocidas

Varias

Maeda et al. (1999)

Desinfectante de alimentos y equipo para su manejo

0.005 mg mL-1 Bazaran (2011) Kröckel et al. (2003)

Velázquez et al. (2009)

3.4.2. Estudios toxicológicos

Se realizó un estudio en ratas macho tipo Wistar para evaluar el efecto irritante del

CB, específicamente posibles lesiones como dermatitis y conjuntivitis como resultado

de la irritación inducida por el cloruro de benzalconio. Se detectó que, a

concentraciones de 0.05-0.10% m/v, induce lesiones en la mucosa de la cavidad

nasal de las ratas. Los resultados se muestran en la Tabla 11 (Kuboyama et al.,

1997).


31

Tabla 11. Estudios toxicológicos del cloruro de benzalconio (CB) Especie Vía de administración Dosis Referencia

Oral DL50: 234 mg kg-1 Xue et al. (2004) Ratas Intravenosa DL50: 14 mg kg-1 Xue et al. (2004)

Citotoxicidad aguda en células

DL50: 6.5x10-5 mg kg-1 Maeda et al. (1999)

Oral Fatal: 100-400 mg kg-1 Xue et al. (2004)

Humano

Intravenosa Fatal: 5-15 mg kg-1 Xue et al. (2004)

Estudios in vitro de genotoxicidad y citotoxicidad de CB en células respiratorias

epiteliales indicaron que causa cambios relevantes en las células respiratorias en las

concentraciones comúnmente empleadas en preparaciones nasales comercialmente

disponibles. El momento de la muerte microbiana cambió dependiendo de la dosis,

con el valor máximo de 0.02% y disminuyó a concentraciones más altas (Deutschle

et al., 2006).

El CB a bajas concentraciones, que son las normalmente utilizadas en productos

conservantes o estabilizantes en la medicina (0.007-0.01%), no se han reportado

casos de intoxicación o envenenamiento. Se han presentado algunas respuestas

alérgicas en soluciones tópicas y locales de la mucosa, causadas por gotas oculares

o aerosoles nasales. La mayoría de los casos de las intoxicaciones ha sido resultado

de la ingesta accidental de productos como detergentes o desinfectantes que

contienen cantidades significativas de CB menores al 10% (Xue et al., 2004). Se han

reportado casos fatales de envenenamiento por cloruro de benzalconio en los cuales

la solución ingerida tenía una concentración de 10%. Como síntomas de intoxicación

pueden mencionarse una sensación punzante o de picor de las membranas mucosas

orales, dolor de garganta, cianosis, convulsiones y, en caso más graves, el coma

(Koyama y Shimazu, 2005).

Existe un caso de envenenamiento reportado, de un hombre de 22 años que tomó

20-100 mL de una solución al 10% de CB mezclado con café. Los síntomas

presentados fueron: presión sanguínea 120/60 mm Hg, 94 pulsaciones por minuto,

temperatura corporal de 36.4°C, 16 respiraciones/minuto, consciente, reacción a la


32

luz. Las concentraciones en suero sanguíneo eran de 52 mg mL-1 en total,

concentraciones en los jugos gástricos de 54.4 µg mL-1 (Koyama y Shimazu, 2005).

Los métodos analíticos para determinar su identidad, pureza y contaminantes se

muestran en la Tabla 12. Una de las razones por las que los datos analíticos del CB

son limitados es su dificultad de ser analizado en material biológico. Existen varios

métodos reportados para determinar CB, por ejemplo: extracción de CB formando

complejos con tintes, pirólisis y subsecuente cromatografía de gases, valoración de

componentes de sales cuaternarias de amonio, espectrometría de masas con

entrada directa y varias técnicas de cromatografía de líquidos de alta resolución

(HPLC, en inglés) para soluciones acuosas no biológicas (Xue et al., 2004).

Tabla 12. Resumen de métodos analíticos para determinar cloruro de benzalconio Técnica Limite de detección Cantidad

de muestra

Referencia

Análisis CG/EM

Para método de exploración: 1-2 ng mL-1

Obtenido por cuantificación de cromatografía de masas: 10ng mL-1

10 µL Koyama y Shimazu (2005)

HPLC La detección fue a longitud de onda de 209 nm

50 µL Liu et al. (2009) Kröckel et al. (2003)

RP-LC 50-150 µg mL-1, longitud de onda 215 nm 50 µL Trivedi y Patel (2010)

LLE-LC-MS/MS

0.6 ng mL-1 para valoración, 4/19 ng L-1 para muestra de agua

10 µL Martinez-Carballo et al. (2007)

Celda de difusión

Longitud de onda, 214 nm Detecta concentraciones entre 1-400 mg L-1

0.1 mL Smith et al. (2002)

Cromatografía de gases (CG)/espectrometría de masas(EM), cromatografía de líquidos de alta resolución (HPLC), cromatografía líquida en fase reversa (RP-LC), extracción líquido-líquido (LLE)-cromatografía líquida(LC)-espectrometría de masas(MS)/tandem espectrometría de masas(MS)

3.4.3. Aplicación del cloruro de benzalconio en la industria azucarera

El cloruro de benzalconio es regulado por la Food and Drug Administration, FDA, de

los EEUU y formulado para la industria azucarera en el registro de la FDA y es el 21

CFR Ch Sec. 172.165 (USFDA, 2011). De acuerdo con esta formulación, el aditivo

puede ser agregado en el jugo de caña de azúcar, antes de la clarificación y el

tratamiento del zumo de caña de azúcar debe tratarse como se detalla en la Tabla 13

(CRF, 2012).


33

Tabla 13. Aplicación de cloruro de benzalconio en la industria azucarera (CRF, 2012) Ingrediente

activo Función

tecnológica Operación unitaria en

que se aplica

Objetivo de la aplicación

Dosis recomendada

Cloruro de

benzalconio

Sanitizante y controlador de

la inversión

Molinos

Evitar la formación de residuos gelatinosos

10 a 20 kg por cada 1000 ton de

caña molida

Los productos químicos más comúnmente usados aprobados por la Food and Drug

Administration (FDA) para uso como desinfectante en contacto con la superficie de la

comida, es el cloro, el peróxido de hidrógeno y los componentes de sales

cuaternarias de amonio (Bazaran, 2011).

Utilizado en los molinos (70% dosificación y 30% inicial) se aplica en el proceso de

extracción del jugo, en una dosis de 10-20 mg L-1 / ton de caña molida como

sanitizante y controlador de la inversión límite permitido por la FDA (CFR, 2012)

Es utilizado en la industria azucarera en el área de trituración de la materia prima y

obtención del extracto debido a las ventajas que presenta:

Evita la formación de residuos gelatinosos, que dan lugar a la proliferación de

bacterias en puntos localizados.

Por sus propiedades humectantes y dispersantes, penetra rápidamente

evitando la adherencia de microorganismos al sistema, reduciendo el tiempo

de limpieza en los molinos.

Por su carácter catiónico tiene un poder bactericida mayor que otros productos

similares, dando por resultado una dosificación menor manteniendo más

tiempo su actividad.

De acuerdo con los proveedores, el cloruro de benzalconio puede agregarse al jugo

de forma continua o por choque, en una proporción de 10 a 20 mg L-1 con relación a

la masa de la caña (10-20 kg por cada 1000 ton de caña molida), concentraciones

dentro de lo permitido por la FDA.


34

3.5. Formaldehído, formol o metanal (CH2O)

El formaldehído, por su parte, se utiliza ampliamente como bactericida o

conservador, en la fabricación de ropa, plásticos, papel y tableros. La industria

azucarera lo utiliza para el control de microorganismos contaminantes.

3.5.1. Mecanismo de acción del formaldehído

Su capacidad bactericida se da por su efecto alquilante de los grupos sulfhidrilo,

hidroxilo, carboxilo o amina. Produce hidroximetilaciones o condensaciones

(entrecruzamientos) en las proteínas y en los nitrógenos de los anillos de las bases

púricas, por lo que su espectro es muy amplio (OMS, 1982).

3.5.2. Toxicidad del formaldehído

Es importante destacar que la Agencia Internacional para la Investigación sobre el

Cáncer en sus últimos reportes lo ha clasificado en el grupo 1, carcinógeno

confirmado para humanos. Aún que todavía se utiliza como conservador en la

formulación de algunos cosméticos y productos de higiene personal como champúes,

cremas para baño y sales de yodo para la higiene íntima femenina.

Se está utilizando también en los alisados permanentes del cabello, pero su uso en

estos productos se ha prohibido ya en algunos países debido al alto riesgo para la

salud de quien trabaja con ellos habitualmente (OMS, 1982).

En la Tabla 14 se muestra el resumen de los biocidas en estudio con algunos de sus estudios de toxicidad, fórmula condensada, estructura y No. CAS.


35

Tabla 14. Resumen de los biocidas en estudio

N-metil ditiocarbamato de sodio QZ-881 Mezcla de Etilén-bis-ditiocarbamato de sodio y N-metil ditiocarbamato de potasio

Fórmula condensada: C2H6NS2Na Número CAS: 137-42-8

Fórmula condensada: C4H8N2S4Na2 y C2H6NS2K Número CAS: 142-59-6 y 128-03-0

Nombre del estudio

Animal del estudio

Dosis Referencia Nombre del estudio Animal del estu-dio

Dosis Referencia

Examen patológico

Conejo 0.5-1.5 g/kg

Sheftel (2000) DL50 rata (Etilén bis-ditiocarbamato de sodio)

Rata 210 mg/kg WHO (2012)

Exposición subcrónica o precrónica

Conejo 100 mg/kg

Sheftel (2000) CL50 (Etilén bis-ditiocarbamato de sodio)

Trucha 11ppm EPA-RED (2010)

Efectos tóxicos in vivo

Ratas 2.5 m l/ kg

Dailey (1969) NOEL (N-metil ditiocarbamato de potasio)

Rata 12.5 mg/kg Rodwell (1988)

Neurotoxi- cidad

Conejo 100mg/kg

Stack y Rodricks (1971)

LOEL (N-metil ditiocarbamato de potasio)

Ánade real

12.5 mg/kg Rodwell (1988)

DL50 rata Rata DL50=1000mg/ kg

Lewis (1996)


36

Tabla 14. Resumen de biocidas en estudio (cont.)

Cloruro de benzalconio (CB) Formaldehído ó formina (FA) Fórmula condensada: [C6H5 - CH2N(CH3)2R]+Cl-

Número CAS: 8001-54-5

Fórmula condensada: CH2O Número CAS: 50-00-0

Nombre del estudio

Animal del estudio

Dosis Referencia Nombre del estudio

Animal del estudio

Dosis Referencia

Toxicidad en especies acuáticas

Carpa y pez cebra

500 mg/L Rieger et al. (1980) Exposición aguda

Ratas wistar macho

30 mg/L /6h

Castleman y Ziem (1994)

Toxicidad oral exposición aguda

Ratas 7 mL (al 0.1%) /kg

Walker (2003) Exposición subcrónica

Ratón 40 mg/L /5h

Zhang et al. (2013)

Toxicidad oral exposición aguda

Ratas 5 mL (al 0.13%) /kg

Ferk et al. (2006) Carcinogenicidad ó exposición crónica

Ratón Sol. 10% en agua

IARC (2004)

DL50 oral en ratas

Ratas 400 mg/kg Walker, 2003 Carcinogenicidad ó exposición crónica

Ratas Wistar hem-bra

15 o 82 mg/kg

Til et al., 1989

Toxicidad ocular exposición aguda

Conejos albinos

0.1 mL(al 0.65%) / c/ojo

Walker, 2003 Carcinogenicidad ó exposición

Embriones de ratas

1500 o 1000 mg/L

Soffritti et al., 2002


37

4. Metodología

4.1. Diagrama de flujo

En la Fig. 1 se presenta la estrategia experimental que se siguió para el desarrollo de

esta investigación.

Fig. 1. Desarrollo experimental

Investigación

(Antecedentes) Principales biocidas

en la industria azucarera

Microorganismos en la caña de azúcar

a. Desarrollo del diseño experimental

1

Experimento 1

b. Toma de muestra

c. Inoculación

d. Lectura

e. Selección de colonias y aislamiento

Experimento 2

f. Pruebas preliminares para la identificación

g. Confirmación de

la identificación

i. Pruebas de

eficiencia de los

biocidas

j. Cálculo del % de efecto inhibitorio

k. Análisis estadístico (Statgraphics)

h. Desarrollo del diseño

experimental 2


38

4.2. Material y reactivos

El material y reactivos empleados se presentan en la Tabla 15.

Tabla 15. Reactivos y materiales utilizados

Reactivos y equipo Marca - proveedor-modelo

Agar MRS (De Man, Rogosa y Sharpe) Dibico

Agar M17 (Seg. Terzaghi) Dibico

Agar APT (All Purpose Tween) Dibico

Agua estéril al 0.9% de NaCl PiSA S.A. de C.V.

Cajas Petri de 100 x 15 mm SyM Laboratorios

Asa bacteriológica Veravitrum

Formaldehído (FA) (biocida) J.T. Baker

N-metilditiocarbamato de sodio (MS)

(biocida)

Chem Service S.A. de C.V.

Mezcla QZ-881 (biocida) Zuker S.A. de C.V.

Incubadora a 35°C SEV-BIGM48S

Incubadora a 45°C LUZEREN mod: DHP-9052

Campana de flujo laminar SEV-CFL102

Autoclave AESA mod: CV-250

Equipo de análisis automatizado MS-bioMérieux VITEK 2.0 systems

06.01

Hisopos estériles Industrias Ruisánchez S.A de C.V.

Extractor casero Oster mod. 333-08

Colorante cristal violeta HYCEL de México S.A de C.V.

Safranina HYCEL de México S.A de C.V.

Solución alcohol-cetona al 20% J.T. Baker

Lugol HYCEL de México S.A de C.V.

Tinta china Pelikan


39

4.3. Desarrollo experimental

4.3.1. Diseño experimental

Se inició planteando el diseño experimental, es de tipo factorial considerando tres

factores (a) medio; (b) temperatura y (c) tiempo y tres niveles dando como resultado 33

es decir 27 pruebas las cuales se realizaran por triplicado con un total de

81experimentos

El diseño experimental para determinar el medio de cultivo óptimo para el aislamiento

de Leuconostoc se presenta en la Tabla 16. Los tres factores (a) medio; (b)

temperatura y (c) tiempo y tres niveles dando como resultado un diseño de 33 igual a 27

experimentos que serán repetidos tres veces dando un total de 81 experimentos.

Tabla 16. Diseño experimental 1. Selección del medio de cultivo Niveles

Factores 1 2 3 (a) Medio MRS M17 APT (b)Temperatura (˚C) Ambiente 35 45 (c) Tiempo (horas) 24 48 72

MRS (De Man, Rogosa y Sharpe), M17 (Seg. Terzaghi), APT (All Purpose Tween)

Una vez seleccionado el medio de cultivo se procede a seleccionar la dosis óptima de

inhibición mediante el diseño experimental presentado en la Tabla 17 con 4 factores (a)

biocida, (b) dosis, (c) temperatura y (d) tiempo y tres niveles en cada uno de los

factores dando como resultado un diseño de 34 igual a 81 experimentos con 3

repeticiones dando un total de 243 experimentos.

Tabla 17. Diseño experimental 2. Selección de la dosis óptima

Niveles Factores 1 2 3 (a) Biocida MS QZ FA (b) Dosis A B C (c)Temperatura(˚C) Ambiente 35 45 (d) Tiempo (horas) 24 48 72

MS: ditiocarbamato de sodio; QZ: mezcla QZ-881; FA: Formaldehído; A, B y C son dosis descritas en la Tabla 18


40

Teniendo como base la información bibliografía presentada en la Tabla 18, con los

biocidas más usados en la industria azucarera, así como los intervalos de las dosis

empleadas de cada uno de ellos, se pudieron establecer las dosis de trabajo (A,B,C).

Tabla 18. Biocidas utilizados comúnmente en la industria azucarera

Nombre del biocida Dosis empleada DL50 Referencias Metam (ditiocarbamato de sodio) (MS)

(A) 15-20 mg kg-1 1000 mg kg-1 oral en ratas

Bonilla-Vidal (2013)

Mezcla QZ o QZ-881 (Etilénbisditiocarbamato de sodio y N-metil ditiocarbamato de potasio)

(B) 15-20 mg kg-1 210 mg/kg oral en ratas

Villa (2008)

Formaldehído (FA) (C) 2-5mg kg-1 100 mg kg-1, oral en ratas

OMS (1982)

4.3.2. Toma de muestra

Para la obtención de la muestra se molió caña de azúcar proveniente de un ingenio

azucarero cooperante del Estado de Veracruz, México (Fig. 2). La caña se lavó y secó

envolviéndola en papel periódico para su conservación en un cuarto frío a 4°C hasta su

uso (Fig. 3). Posteriormente, se llevó a cabo la molienda (Fig. 4), para la extracción del

jugo de la caña con ayuda de un extractor casero (Oster mod. 333-08). El jugo fue

colectado en un recipiente estéril de 250 cm3 obteniendo aproximadamente 300 mL de

jugo de caña a partir de 1 kg de caña de azúcar.

Fig. 2. Ingenio azucarero Fig. 3. Caña lavada Fig. 4. Molienda de la caña


41

4.3.3. Inoculación

La inoculación se hizo mediante el método de siembra en superficie en placas Petri,

para lo cual cada muestra de jugo fue diluida en agua peptonada al 0.1% (Merck) hasta

una dilución de10-4. Se inocularon 0.1 cm³ en tres diferentes medios: el MRS (De Man,

Rogosa y Sharpe), el M17 (Seg. Terzaghi) y el APT (All Purpose Tween). Se optó por

usar la técnica de estriado en cuadrante radial (Figs. 5a y b) debido a que dicha técnica

ayuda a generar colonias aisladas y así poder facilitar el estudio de las características

morfológicas para la identificación una posterior (Ramírez-Gama et al., 2008).

a b Figs. 5 a y b. Técnica de estriado en cuadrante radial

4.3.4. Lectura

Posterior a la incubación, se realizaron las observaciones de cada placa a las 24, 48 y

72 horas. Las incubadoras utilizadas fueron la SEV-BIGM48S a temperatura de 35°C y

la LUZEREN mod: DHP-9052 a una temperatura de 45°C.

4.3.5. Selección y aislamiento de colonias bacterianas para la identificación

Se llevó a cabo una selección preliminar de patrones de colonias según sus

características morfológicas, eligiéndose el medio en el cual la bacteria se encuentre en

mayor abundancia.


Dicha preselección se sometió a una serie de pruebas afines a la identificación del

género Leuconostoc como son: Tinción de Gram, tinción de cápsula, características

macroscópicas de colonia agrupación y prueba de catalasa.


42

4.3.7. Confirmación de la identificación

A partir de las colonias que coincidan con el perfil bioquímico se analizaron las

muestras de colonias para su identificación mediante el sistema de microbiología

automatizada VITEK 2.

4.3.8. Selección del medio de cultivo

Fue realizada una revisión de la bibliografía en la cual se obtuvo información para el

aislamiento de Leuconostoc mesenteroides, las técnicas que se emplean y los múltiples

medios utilizados para su crecimiento (Cuervo-Mulet et al., 2010; Erten, 1998; Hemme

y Foucaud-Scheunemann, 2004). En la Tabla 19 se muestran los medios de cultivo

seleccionados para la realización de las pruebas.

Tabla 19. Selección de medios de cultivos para el aislamiento de

Leuconostoc mesenteroides Medio de

cultivo Características Imagen

MRS*

El polisorbato 80, el magnesio y manganeso actúan favoreciendo el crecimiento óptimo de los lactobacilos y biodegradadores de lactosa. La dextrosa es la fuente de energía. El fosfato de sodio ayuda a controlar el pH. El acetato de sodio junto con el valor del pH del medio de cultivo inhibe considerablemente la flora acompañante

APT*

Para cultivo, aislamiento y cuenta de organismos lactobacilos “heterofermentativos”2 y otros microorganismos exigentes que requieren de un alto contenido de tiamina, a partir de diversas muestras

M17*

El glicerofosfato de sodio aumenta la capacidad de mantener el equilibrio de los iones hidrógeno, favoreciendo el crecimiento de organismos “heterofermentativos” lácticos. La lactosa es la fuente de energía

* Medios adicionados con vancomicina para una mayor selectividad del género Leuconostoc mesenteroides

2 La fermentación fue estudiada por Pasteur, quien le dio este nombre a la bioconversión anaerobia de glucosa a

alcohol etílico y dióxido de carbono por Saccharomyces cerevisiae. Por ello, cualquier otra bioconversión NO es una fermentación sino una biorreacción


43

4.3.9. Diseño experimental 2

Como se mencionó antes (Tablas 17,18), este diseño es de tipo factorial considerando

cuatro factores (a) biocida; (b) temperatura, (c) tiempo y (d) dosis, con tres niveles

dando como resultado 34 es decir 81 pruebas las cuales se realizaron por triplicado con

un total de 243 experimentos.

4.3.10. Prueba de eficiencia de los biocidas

Para determinar la susceptibilidad de cada cepa a los biocidas seleccionados (Tabla

14), se utiliza como guía el “Método estandarizado de prueba de susceptibilidad por

disco, versión 8” de la Sociedad Británica de Quimioterapia Antimicrobiana (Bell et al.,

2009) con algunas modificaciones y variando la dosis según la revisión bibliográfica. El

método se denominaba originalmente CDS por sus siglas en inglés (Calibration

Dichotomous Susceptibility). El método propuesto consiste en lo siguiente:

(1). Distribuir 20 mL de agar en placas de Petri de 90 mm de diámetro

(2). Almacenar placas de agar a una temperatura de 2 a 8°C durante un máximo de 4

semanas en recipientes sellados, bolsas de plástico o celofán. Las placas deben

estar completamente secas y, en caso contrario, esperar que se sequen antes de

ser usadas

(3). Utilizando un espectrofotómetro preparar una suspensión en solución salina 0.9%

para alcanzar una turbidez cuyos valores de absorbancia se encuentren entre una

longitud de onda de 0.15 a 640 nm, correspondiente a una curva estándar de 0.5

McFarland, para ello fue necesario seguir el procedimiento propuesto por Bell et al.

(2009):

(a). Diluir la suspensión 1:5 (1 parte de suspensión y 4 partes de solución salina)

en solución salina normal para obtener la suspensión de CDS

(b). Con un asa recta tomar una colonia cuyo diámetro se encuentre entre 1 y

2mm, la masa bacteriano debe ser visible en la punta del alambre recto

(c). Inocular el material bacteriano en 15 mL de solución salina contenida en un

tubo de cultivo, haciendo girar el alambre recto al menos 10 veces con la punta en

contacto con la parte inferior del tubo


44

(d). Mezclar la solución salina mediante agitación al menos 10 veces

(e). Una vez que se tenga la suspensión de bacterias al 0.5 McFarland con ayuda

de una pipeta Pasteur distribuir la suspensión en la placa Petri y retirar el exceso

con la misma pipeta Pasteur

(4). Esterilizar las pinzas de punta roma con alcohol y a la flama del mechero y en

condiciones de asepsia (cámara de flujo laminar), tomar un disco de papel filtro e

impregnarlo con el agente químico a probar: Metam sodio, MS, mezcla de etilén

bis-ditiocarbamato de sodio con N-metil ditiocarbamato de potasio, QZ,

formaldehído, FA, cloruro de benzalconio, CB, a diferentes dosis, eliminando el

exceso por escurrimiento. Depositar el disco sobre el agar presionando ligeramente

sobre la superficie. Repetir este paso para cada uno de los agentes químicos a

evaluar.

4.3.11. Cálculo del porcentaje de efecto inhibitorio

El porcentaje de efecto inhibitorio es el resultado de un halo de inhibición de un agente

químico de prueba comparado con otro agente químico o control, cuyo poder biocida es

conocido. La ecuación (1) que se utiliza para calcular el % de efecto inhibitorio fue

propuesta por Gamazo et al. (2010):

(1)

4.3.12. Análisis estadístico final

Con los resultados del primero, segundo y tercer diseño experimental se utilizará un

programa estadístico llamado STATGRAPHICS CENTURION XV.II para facilitar el

tratamiento de los datos y determinar si existe diferencia entre los factores utilizados en

los diseños experimentales.


45

5. Resultados y discusión

5.1. Pruebas presuntivas (características morfológicas y bioquímicas) para la identificación del organismo Leuconostoc mesenteroides

En la Tabla 20 se muestran las características de las colonias que se desarrollaron en

los medios seleccionados.

Tabla 20. Observaciones para la identificación presuntiva de Leuconostoc mesenteroides

Medio de

cultivo

No. colonia

Características macroscópicas de colonia

Gram

Cápsula

Agrupación

Catalasa

MRS

1

Forma circular, superficie lisa, traslucida, color crema, consistencia viscosa, elevación convexa y borde entero

+

+

Cocobacilos agrupadas en

pares

-

MRS

2

Forma puntiforme, superficie lisa, color blanco, consistencia viscosa, elevación convexa y borde entero

+

-

Bacilos agrupadas en

cadenas cortas

-

M17

3

Forma circular, superficie lisa, traslucida, color gris, consistencia viscosa, elevación convexa y borde entero

+

+


cadenas cortas

-

M17

4

Forma irregular, superficie lisa, traslúcida, color amarilla, consistencia viscosa, elevación convexa y borde ondulado

+

-

Cocos agrupadas

+

APT

5

Forma circular, superficie lisa, traslúcida, color crema, consistencia viscosa, elevación convexa y borde entero

+

+


pares y cadena corta

-

Las pruebas se realizaron a temperatura ambiente y destacan las colonias número 1, 3

y 5 mostrando características típicas de Leuconostoc mesenteroides sp como la

agrupación en cocobacilos en cadenas cortas, gram (+), formación de cápsula y la

prueba de catalasa (-) debido a que no puede degradar el peróxido de hidrógeno por la

falta de la enzima catalasa (Erten, 1998; Hemme y Foucaud-Scheunemann, 2004). Las

imágenes de las pruebas presuntivas se observan en la Figs. 6 a 8.

Estas pruebas son presuntivas debido a la complejidad del microorganismo, por lo cual

se necesitaron más pruebas bioquímicas para tener una mayor certeza. Para ello se


46

realizaron pruebas con el sistema de identificación de microbiología automatizado

VITEK 2.

Fig. 6. Tinción de Gram y agrupación

Fig. 7. Tinción de cápsula Fig. 8. Prueba de catalasa

5.2. Confirmación de la identificación

El sistema VITEK 2 es un sistema de microbiología automatizada utilizando la

tecnología basada en los requerimientos para el desarrollo que tiene cada

microorganismo.

Dicho sistema se ayuda acomodando y depositando simultáneamente un inóculo en

tarjetas de reactivo colorimétrico que se incuban y se leen de forma automática.

Esto provoca una serie de resultados que son comparados con la base de datos del

sistema VITEK 2 (Figs. 9, 10) para arrojar un dictamen de identificación y probabilidad

de un microorganismo (Pincus, 1998).

En la Tabla 21 se muestran los resultados de las pruebas.

Puede verse que son bastante concluyentes por el alto porcentaje de confiabilidad que

muestra el estudio con la confirmación de la obtención del aislamiento de Leuconostoc

mesenteroides ssp.


47

Fig. 9. Equipo VITEK 2 Fig. 10. Tarjetas de reactivo colorimétrico

Tabla 21. Resultados del análisis automatizado de identificación microbiológica VITEK 2

Información de

identificación

Tipo de tarjeta:

GP

Fecha de análisis:

04-Abr-2014

Tiempo de

análisis:

6 horas

Organismo

seleccionado

Leuconostoc

mesenteroides ssp

cremoris

Nivel de confianza:

Identificación muy

buena

Probabilidad:

95%

Perfil típico

contraindicante

B GAL(76) D MAL(20) B ALO(76)

Donde: B GAL = galactosa, D MAL = maltosa y B ALO = alosa

5.3. Análisis estadístico del diseño experimental 1

Una vez realizados todas las pruebas del diseño experimental 1 con las características

mostradas en la Tabla 16. Los resultados obtenidos fueron tratados mediante el

programa estadístico Statgraphics Centurion XV.II. En primer término el factor de

mayor influencia en el experimento es el medio de cultivo>el tiempo>combinación

tiempo-medio y finalmente la temperatura como se muestra en la Fig.11. En la Tabla 22

el análisis de varianza, ANDEVA (ANDEVA, en inglés) reparte la variabilidad de

número de colonias en piezas separadas para cada uno de los efectos. Se prueba la

significancia estadística de cada efecto comparando su cuadrado medio contra un


48

estimado del error experimental. En este caso, tres efectos el medio, el tiempo y el

medio-tiempo (variables) tienen una valor-P menor que 0.05, indicando que son

significativamente diferentes de cero con un nivel de confianza del 95.0% y por lo tanto

afectan significativamente la respuesta (número de colonias).

0 2 4 6 8 10

Efecto estandarizado

BC

AB

B:Temperatura

AC

C:Tiempo

A:Medio +-

Fig.11. Diagrama de Pareto estandarizado: Efecto de los parámetros en estudio

Tabla 22. Análisis de varianza, ANDEVA, para el número de colonias

Fuente Suma de cuadrados

Gl Cuadrado medio

Razón-F

Valor-P

A:Medio 3634.24 1 3634.24 283.59 0.00 B:Temperatura 48.1667 1 48.17 3.76 0.06

C:Tiempo 1688.96 1 1688.96 131.79 0.00

AB: Medio-Temperatura 36.0 1 36.0 2.81 0.10

AC: Medio-Tiempo 312.11 1 312.11 24.35 0.00

BC: Temperatura-Tiempo

2.78 1 2.78 0.22 0.64

Error total 909.88 71 12.82

Total (corr.) 10449.80 80 Gl: Grados de libertad


49

5.3.1. Selección del medio de cultivo

Se llevó a cabo el análisis de los datos para la obtención del medio óptimo para el

crecimiento de Leuconostoc mesenteroides bajo las condiciones establecidas. Los

resultados muestran que el medio de cultivo sí tiene un efecto significativo en el

número de colonias (Tabla 23, Fig. 12), los resultados muestran que estadísticamente

el agar M17 es menos efectivo para el aislamiento de Leuconostoc mesenteroides por

lo cual los medios MRS (Man Rogosa y Sharpe) y APT son las opciones adecuadas ya

que no existe diferencia significativa entre ellos.

Tabla 23. Efecto del medio de cultivo

Medio Recuento Prome-dio

Desviaciónestándar

Coeficien-te de

variación %

Mínimo Máximo Rango Sesgo estándar

1(MRS) 27 26.30 10.45 39.73 11.0 44.0 33.0 0.69 2 (APT) 27 23.96 9.88 41.19 11.0 43.0 32.0 1.51 3 (M17) 27 9.89 5.63 56.95 2.0 22.0 20.0 1.49 Total 81 20.05 11.43 57.01 2.0 44.0 42.0 2.08

5.3.2. Selección la temperatura de trabajo

Según el análisis estadístico no existe diferencia significativa en las temperaturas

propuestas de ambiente (20±5°C), 35°C y 45°C (Tabla 24, Fig. 13,) por lo cual se

puede trabajar en cualquiera de ellas sin afectar el desarrollo de las colonias.

Tabla 24. Efecto de la temperatura

Temperatu-ra

Recuen-to

Prome-dio

Desvia-ción

estándar

Coeficien-te de

variación


20±5°C 27 16.59 9.27 55.92% 4.0 35.0 31.0 0.97 35°C 27 28.85 11.72 40.63% 10.0 44.0 34.0 -0.16 45°C 27 14.70 7.47 50.81% 2.0 27.0 25.0 -0.15 Total 81 20.04 11.42 57.44% 2.0 44.0 42.0 2.08


50

5.3.3. Selección del tiempo de análisis

Los resultados muestras que el tiempo sí tiene un efecto significativo en el número de

colonias (Tabla 25 y Fig. 14).

Tabla 25. Efecto del tiempo

Tiempo Recuento Promedio Desviación estándar

Coeficien-te de

variación %


24 h 27 13.85 6.98 50.40 3.0 30.0 27.0 1.55 48 h 27 21.25 12.10 56.95 2.0 42.0 40.0 0.47 72 h 27 25.03 11.80 47.14 7.0 44.0 37.0 0.49 Total 81 20.04 11.42 57.00 2.0 44.0 42.0 2.08

1

2

3

0 10 20 30 40 50

Número de Colonias

Med

io

25

35

45

0 10 20 30 40 50

Número de Colonias

Tem

pera

tura

24

48

72

0 10 20 30 40 50

Número de Colonias

Tie

mp

o

Fig. 12. Gráfica de cajas y bigotes para el número de

colonias versus medio


colonias versus temperatura


colonias versus tiempo

Como se observa en la Fig. 15, para el factor del medio de cultivo, el medio MRS (1) es

el que da mejores resultados debido a un mayor desarrollo de colonias, seguido muy

de cerca del medio APT (2), pero no existe diferencia significativa entre ellos (p<0.05),

es decir, que se puede emplear cualquiera de los dos medios.

Para el factor temperatura es claramente favorecedora la opción de los 35°C lo cual es

adecuado ya que al ser un microorganismo mesófilo, esta temperatura está muy

cercana a la óptima de proliferación (Cuervo-Mulet et al., 2010). El factor tiempo tiene

un comportamiento exponencial por lo que la mayor respuesta se da en un tiempo de


51

72 horas, existiendo diferencia significativa con respecto al de 24 horas (p<0.05). El

caso contrario ocurre con el tiempo a 48 horas ya que no hay diferencia significativa.

Donde: 1=MRS; 2=APT; 3=M17

Fig. 15. Resultados de los parámetros de diseño

5.4. Diseño experimental 2 (optimización de las dosis)

Los resultados obtenidos de dicho experimento se basaron en las características ya

establecidas en la Tabla 17 que contiene el diseño experimental 2 para selección de la

dosis óptima de biocida.

5.4.1. Análisis del biocida metam sodio (MS)

En la Fig. 16 se muestran los promedios de los resultados de cada una de las dosis

para el metam sodio (MS). Los halos de inhibición que manifestaron con el metam

fueron similares en sus 3 dosis. Se debe tomar en cuenta que la dosis más baja

presenta un halo de inhibición mínimo ya que el promedio de sus resultados fueron de

6 mm de inhibición, misma longitud que el diámetro de los discos utilizados para el

experimento.


52

Fig. 16. Promedio de los resultados de la inhibición a diferentes dosis de metam sodio (MS)

En el análisis estadístico con la gráficas de cajas y bigotes en la Fig. 17 se observó que

la dosis a 20 mg L-1 da la mayor respuesta a diferencia de las de 10 y 15 mg L-1 que no

tienen diferencia significativa entre ellas (p<0.05).

En el factor del tiempo, en la Fig. 18 se mostró que, a 24 horas, tiene un efecto mayor

ya que a 48 y 72 horas no existe diferencia significativa. Para el factor temperatura, se

manifestó un mayor efecto a 25°C mientras que a las temperaturas de 35 y 45°C no se

observaron diferencias significativas (Fig. 19).

10

15

20

6 6.4 6.8 7.2 7.6 8

Halo inhibición

dosi

s

24

48

72

6 6.4 6.8 7.2 7.6 8

Halo inhibición

Tie

mpo

25

35

45

6 6.4 6.8 7.2 7.6 8

Halo inhibición

Tem

pera

tura

Fig. 17. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus dosis del metam sodio

Fig. 18. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus tiempo del metam sodio

Fig. 19. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la temperatura del metam sodio


53

5.4.2. Análisis de la mezcla de etilén bis-ditiocarbamato de sodio y de N-metil

ditiocarbamato de potasio (QZ)

Para el QZ, que es una mezcla de ditiocarbamatos, los resultados se muestran en la

Fig. 20. Se utilizaron las dosis recomendadas por el fabricante del producto.

Respecto del análisis estadístico, las dosis de 20 y 15 mg L-1 (Fig. 21) no muestran

diferencia significativa. Sin embargo, la dosis de 10 mg L-1 sí muestra diferencia

estadística (p<0.05), ya que efecto es mucho menor con respecto a las otras dosis

manejadas.

En la Fig. 22 se observa el factor del tiempo sobre el QZ y se observó un

comportamiento similar al del metam sodio (Fig. 18) ya que el tiempo con mayor efecto

fue de 24 horas mostrando diferencia significativa con 48 y 72 horas que no son

distintos estadísticamente. En la temperatura, el último factor sobre la mezcla QZ, se

observó que a 45°C tiene un efecto menor y que a temperatura ambiente (20±5°C) y

35°C no existe diferencia significativa (p<0.05) por lo que es indistinto usarlo a esas

temperaturas (Fig. 23).

Fig. 20. Promedio de los resultados de la inhibición a diferentes dosis de la

mezcla QZ


54

10

15

20

6 7 8 9 10

Halo inhibición

dosi

s

24

48

72

6 7 8 9 10

Halo inhibición

Tie

mpo

25

35

45

6 7 8 9 10

Halo inhibición

Tem

pera

tura

Fig. 21. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la dosis de la mezcla QZ

Fig. 22. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus tiempo de la mezcla QZ

Fig. 23. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la temperatura de la mezcla QZ

5.4.3. Análisis del formaldehído (FA)

El formaldehído (FA) mostró un comportamiento diferente debido a que sus resultados

fueron más eficientes, como puede observarse en la Fig. 24. En las tres dosis supera

por mucho el poder inhibitorio de los 2 anteriores (metam sodio y la mezcla de

ditiocarbamatos). A pesar de utilizar una dosis menor, su potencia y eficiencia como

biocida es muy evidente, mostrando el más alto efecto inhibitorio la dosis de 5 mg L-1

que resultó con un promedio de 10.85 mm de halo de inhibición. Respecto del análisis

estadístico para el factor de la dosis sobre el formaldehído sí existe diferencia

significativa entre las dosis empleadas por lo que no son indistintas las dosis para la

inhibición de Leuconostoc mesenteroides (Fig. 25). El tiempo es un factor que según el

análisis estadístico (Fig. 26) no muestra diferencia significativa en sus 3 niveles (24, 48

y 72 horas). El factor de la temperatura sobre el formaldehído se observó en la Fig. 27

que no existe diferencia significativa, por lo que su uso como biocida es similar a

temperatura ambiente (20±5°C), 35° y 45°C.

5.5. Efecto inhibitorio del diseño experimental 2

Se tomó en cuenta como referencia o biocida control al formaldehído, ya que es el más

eficiente de los tres biocidas probados hasta el momento además de que su efecto

inhibitorio está demostrado, pero debido a sus efectos adversos al ambiente y su


55

toxicidad hacia los humanos no puede ser utilizado como biocida en alimentos para

humanos, (OMS, 1982).

Fig. 24. Promedio de la inhibición a diferentes dosis de formaldehído

2

3

5

6 7 8 9 10 11

Halo inhibición

Dos

is

24

48

72

6 7 8 9 10 11

Halo inhibición

Tie

mpo

25

35

45

6 7 8 9 10 11

Halo inhibición

Tem

pera

tura

Fig. 25. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la dosis para el formaldehído

Fig. 26. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus el tiempo para el formaldehído

Fig.27. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de

inhibición versus la temperatura para el

formaldehido

La exposición frecuente a este compuesto puede provocar una verdadera reacción

alérgica cutánea e incluso en exposiciones crónicas provoca sensibilización inmuno-

mediada y efectos cancerígenos (Castleman y Ziem, 1994; IARC, 2004; Soffritti et al.,

2002; Til et al., 1989; Zhang et al., 2013).


56

La dosis de 5 mg L-1 del formaldehído manifestó el mejor promedio inhibitorio por lo que

se optó para que fuera utilizada como la dosis control de biocida para el cálculo del

porcentaje de efecto inhibitorio de los biocidas en estudio (Tabla 26 y Fig. 28). Un

ejemplo de cálculo se muestra a continuación:

= 55.30% respecto del formaldehído (5 ppm)

Los porcentajes entre las dosis del metam sodio y la mezcla de ditiocarbamatos (QZ)

son muy similares, con una leve tendencia de superioridad por parte de la mezcla de

diotiocarbamatos (Fig. 28), aunque al hacer el análisis estadístico como se muestra en

la Fig. 29 no se observa una diferencia estadísticamente significativa (p<0.05) entre la

mezcla y el metam sodio para inhibir a Leuconostoc mesenteroides.

Los resultados en la Tabla 26 indican que la mezcla de ditiocarbamatos y el metam

sodio a estas dosis no son efectivos como biocidas si se les compara con el

formaldehído debido a que no superan o igualan el 100% del efecto inhibitorio. Sus

valores son menores a dicha cantidad por lo que es necesario aumentar las dosis para

obtener una inhibición efectiva similar a la del mejor parámetro (formaldehído).

Tabla 26. Efecto inhibitorio del metam sodio y la mezcla de ditiocarbamatos (QZ) en porcentaje

Biocida/ dosis

Diámetro promedio del halo de inhibición (mm)

Efecto inhibitorio (%)

METAM 10 ppm 6 55.30 METAM 15 ppm 6.18 56.96 METAM 20 ppm 6.47 59.63

QZ 10 ppm 6.25 57.60 QZ 15 ppm 6.37 58.71 QZ 20 ppm 7.25 66.82


57

Fig. 28. Efecto inhibitorio del metam sodio y la mezcla de ditiocarbamatos en %

Fig. 29. Gráfica de cajas y bigotes para el % del efecto inhibitorio versus biocidas (metam sodio versus mezcla de ditiocarbamatos)

METAM

Mezcla QZ

Gráfico de Caja y Bigotes

55 65 75 85 95 % efecto inhibitorio

Biocida


58

5.6. Último diseño experimental (metam sodio versus mezcla de

ditiocarbamatos versus cloruro de benzalconio)

En un último diseño de experimentos similar a los anteriores (Tablas 16, 17), como se

muestra en la Tabla 27, se utilizaron nuevas variables, adicionando al cloruro de

benzalconio como biocida control, ya que según lo encontrado en la literatura ha

mostrado un excelente efecto biocida y su baja toxicidad en humanos está

comprobada. Esto podría hacer de él una opción a tomar en cuenta para esta

investigación.

Se demostró en los apartados anteriores que el factor de la temperatura de

experimentación sí afecta significativamente por lo que se optó por aumentar las

temperaturas de trabajo para simular un ambiente real de trabajo en un ingenio

azucarero del estado de Veracruz que maneja alrededor de 50°a 60°C al interior del

ingenio en las etapas de proceso mencionadas.

Finalmente, el tiempo según los análisis estadisticos realizados no es un factor que

afecte significativamente debido a la rápida degradación de los biocidas, por lo que se

optó por utilizar 24 h para este último experimento.

Tabla 27. Último diseño experimental con metam sodio versus la mezcla de ditiocarbamatos versus el cloruro de benzalcanio

Niveles

Factores 1 2 3

(a) Biocida MS QZ CB

(b) Dosis A B C

(c)Temperatura(˚C) 35 45 55

MS: metil-ditiocarbamato de sodio o metam sodio; QZ: Q-881(Mezcla); CB: cloruro de benzalconio; A, B y C representan las dosis descritas en la Tabla 28

Las dosis del metam sodio y de la mezcla de ditiocarbamatos que se muestran en la

Tabla 28 son dosis mayores que las del experimento 1 (Tabla 18) debido a que los

resultados reportados en la Tabla 26, no fueron satisfactorios para la obtención del

100% de efecto inhibitorio. Se destaca que las dosis empleadas en este tercer y último

experimento son superiores a los limites reportados por la US-FDA (CFR, 2012) para el


59

caso del metam sodio, de 3.5 mg kg-1, y de la mezcla de etilén bis-ditiocarbamato de

sodio y N-metil ditiocarbamato de potasio, de 3.0 mg kg-1 y 3.5 mg kg-1,

respectivamente.

Las dosis del cloruro de benzalconio están dentro de los límites permitidos por la Food

and Drug Administration de los EEUU (USFDA, 2011) que, para su uso en jugo de caña

azucarera, son de 10-20 mg kg-1.

Tabla 28. Dosis de los biocidas para el último diseño experimental

Nombre del biocida Dosis a emplear

DL50 Referencias

Metam (ditiocarbamato de sodio) (MS)

(A) 30-50 mg/kg 1000 mg kg-1 oral en ratas

Bonilla-Vidal (2013)

Mezcla QZ-881 (etilénbisditiocarbamato de sodio y N-metil ditiocarbamato de potasio)

(B) 30-50 mg/kg 210 mg kg-1 oral en ratas

Villa (2008)

Cloruro de benzalconio (CB)

(C) 10-20 mg/kg 234 mg kg-1 oral en ratas

Xue et al. (2004)

5.6.1. Análisis estadístico del metam sodio para el último diseño experimental

En la Fig. 30 se muestra el promedio de la inhibición de las 3 dosis de metam sodio

utilizadas en el último experimento (Tabla 28). La imagen de los halos producidos por el

efecto inhibitorio se observan en la Fig. 33.

Los halos que se encontraron como respuesta inhibitoria (Fig. 31) demuestran que las

dosis de 30 y 40 mg L-1 no muestran diferencia significativa comparadas con la dosis

más alta (50 mg L-1) que sí indica una diferencia estadisticamente significativa.

En cuanto a la variable de la temperatura, el metam sodio se vio afectado

significativamente ya que mostró un mayor efecto biocida a la temperatura de 35°C

seguida de los 45°C para dejar en último lugar con un menor efecto a la temperatura de

55°C, lo que demuestra que a temperaturas altas se degrada el metam sodio y tiene

menor efecto sobre los microorganismos (Fig. 32).


60

Fig. 30. Promedio de la inhibición a diferentes dosis de metam sodio

30

40

50

0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Met

am

35

45

55

0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Tem

pera

tura

Fig 31. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la dosis del metam sodio en el último experimento

Fig. 32. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la temperatura del metam sodio en el último experimento


61

Fig. 33. Halo de inhibición del metam sodio

5.6.2. Análisis estadístico de la mezcla del etilén bis-ditiocarbamato de sodio y del N-metil ditiocarbamato de potasio en el último diseño experimental

Para el caso de la mezcla de ditiocarbamatos (QZ) la Fig. 34 muestra los promedios

que resultaron de las 3 diferentes dosis que se emplearon en el último diseño

experimental.

Fig. 34. Promedio de la inhibición a diferentes dosis de la mezcla de ditiocarbamatos


62

El análisis estadistico de la dosis se representa con la gráfica de cajas y bigotes (Fig.

35) en la que se muestra un comportamiento similar a los resultados del análisis del

metam sodio ya que las dos primeras dosis (30 y 40 mg L-1) no presentan diferencia

significativa (p0.05) y la dosis de 50 mg L-1 es la que tiene un mayor efecto biocida y

muestra diferencia significativa.

El QZ, al ser una mezcla de ditiocarbamatos, tiene un comportamiento similar al metam

sodio, incluso frente a altas temperaturas, ya que según la Fig. 36, la gráfica de cajas y

bigotes del halo de inhibición contra la temperatura, la mezcla de ditiocarbamatos

también se degrada y tiene un menor efecto a la temperatura de 55°C, dando una

mejor respuesta inhibitoria a las temperaturas de 35°C y 45°C. La imagen de los halos

producidos por el efecto inhibitorio se observan en la Fig. 37.

30

40

50

0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Zuk

er

35

45

55

0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Tem

pera

tura

Fig. 35. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la dosis de la mezcla QZ para el último experimento

Fig. 36. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la temperatura de la mezcla QZ para el último experimento

5.6.3. Análisis estadistico del cloruro de benzalconio en el último diseño

experimental

Por último, para el cloruro de benzalconio se manejaron 3 concentraciones para las

dosis (Tabla 28), diferentes a las de los otros biocidas (metam sodio y mezcla QZ). La

Fig. 38 muestra los promedios del halo de inhibición de las 3 dosis empleadas en las


63

que se puede observar un resultado superior a lo obtenido con el metam sodio (Fig. 30)

y la mezcla de ditiocarbamatos (Fig. 34).

Fig 37. Halo de inhibición de la mezcla QZ

Fig. 38. Promedio de la inhibición a diferentes dosis del cloruro de benzalconio

En el análisis estadistico (Fig. 39) de las dosis muestra que las 3 dosis de cloruro de

benzalconio son estadisticamente diferentes entre si, por lo tanto la dosis sí afecta el

resultado de inhibición al emplear el CB como biocida. En cuanto a la temperatura


64

según la Fig. 40 no representa problema alguno para su utilización ya que las 3

temperaturas (35°, 45° y 55°C) no muetran diferencia significativa alguna son

estadisticamente iguales, dicho resultado manifiesta un importante punto a favor del CB

ya que la temperatura es un factor que limita la efectividad del metam y de la mezcla de

ditiocarbamatos. La Fig. 41 muestra el efecto biocida manifestado con un halo de

inhibición al utilizar el cloruro de benzalconio.

10

15

20

19 23 27 31 35 39

Halo de inhibición

CB

35

45

55

19 23 27 31 35 39

Halo de inhibición

Tem

pera

tura

Fig. 39. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la dosis del CB en el último experimento

Fig. 40. Gráfica de cajas y bigotes para el halo de inhibición versus la temperatura del CB en el último experimento

Fig. 41. Halo de inhibición del cloruro de benzalconio


65

5.7. Efecto inhibitorio para el último diseño experimental (discusión

final)

Para el cálculo del porcentaje del efecto inhibitorio a partir de los resultados del último

experimento se usó la ecuación (1) previamente utilizada para el segundo experimento

(Tabla 26) y el patrón de referencia del formaldehído a 5 ppm, con un promedio de

10.85 mm de halo de inhibición.

La Tabla 29 y la Fig. 42 muestran las tres dosis de los tres diferentes biocidas utilizados

en el último experimento donde cabe destacar que solamente las dosis de 30 mg L-1

del metam sodio y de la mezcla de ditiocarbamatos no son superiores al 100% de

efecto inhibitorio, por lo que no son tan eficaces para inhibir a Leuconostoc

mesenteroides a diferencia de las tres dosis del CB que superaron por mucho a sus

similares metam sodio y la mezcla de ditiocarbamatos e, incluso, las dosis más altas de

los biocidas con ditiocarbamatos no son tan efectivos como la dosis más baja del

cloruro de benzalconio.

Tabla 29. Efecto inhibitorio del metam sodio, la mezcla QZ y el cloruro de benzalconio para el último diseño experimental, en porcentaje

Biocida-dosis (mg L-1)

Promedio de halo de inhibición (mm) Efecto Inhibitorio (%)

Metam 30 9.22 85.00 Metam 40 11.67 107.53 Metam 50 18.67 172.04

Mezcla QZ 30 10.56 97.29 Mezcla QZ 40 12.22 112.65 Mezcla QZ 50 19.44 179.21

CB 10 20.89 192.52 CB 15 28.89 266.26 CB 20 35.78 329.75

Nota: se subrayan las dosis que superan el 100% de efecto inhibitorio respecto al formaldehído

En la Fig. 43 se ve la gráfica de cajas y bigotes en la que se muestra que entre el

metam sodio y la mezcla de ditiocarbamatos no existe una diferencia significativa en

sus dosis de 30, 40 y 50 mg L-1 a diferencia de las dosis del cloruro de benzalconio que


66

muestra una diferencia estadisticamente significativa desde su dosis mas baja (10 mg

L-1) por lo que su superioridad es clara.

Fig. 42. Efecto inhibitorio de metam, mezcla de ditiocarbamatos y cloruro de benzalconio, %

La opción de usar al cloruro de benzalconio como biocida desde esta óptica es buena

ya que su efectividad es comparable con el resultado obtenido en el estudio del efecto

inhibitorio de algunos antibióticos sobre Leuconostoc mesenteroides como la

amoxiciclina a una concentración de 10 µg mL-1 provocando un halo de inhibición de 15

mm o la clindamicina a una concentración de 100 µg/mL que dio un halo de inhibición

de 13.5 mm (Mora-Peñaflor y García-Guerrero, 2007). Estos resultados son menores a

la mitad del halo inhibitorio promedio del cloruro de benzalconio para 10 mg L-1, que es

de 20.89 mm, por lo que el alcance de este estudio puede ser aún mayor, ya que si el

cloruro de benzalconio es un biocida efectivo, puede ser mejor que algunos antibióticos

ya que este biocida no genera resistencia y según esta investigación es superior a

otros biocidas con base en ditiocarbamatos y el formaldehído.


67

Fig. 43. Gráfica de cajas y bigotes para el % del efecto inhibitorio versus los biocidas metam

sodio versus la mezcla de ditiocarbamatos versus el cloruro de benzalconio

Se debe tomar en cuenta que a pesar de no ser aparentemente tóxico para el humano

y esté avalado por la US-FDA como sustancia que puede ser utilizada por industrias de

alimentos no sobrepasando los límites establecidos, el CB es ecotóxico sobre todo para

los ecosistemas acuáticos (Rieger et al., 1980). Por tanto, su uso tampoco es del todo

viable y amerita ser investigado.

El metam sodio y la mezcla de ditiocarbamatos (QZ) superaron el 100% de efecto

inhibitorio en sus dosis de 40 y 50 mg L-1, aunque desafortunadamente sobrepasan

ampliamente los límites establecidos por la USFDA (2011).


68

6. Conclusiones y perspectivas

6.1. Conclusiones

De acuerdo con el objetivo de esta investigación que era el de identificar una de las

bacterias mesófilas aerobias o facultativas predominantes en el jugo de caña de un

ingenio, Leuconostoc mesenteroides sp, y su susceptibilidad a tres biocidas (mezcla de

ditiocarbamatos, cloruro de benzalconio y ditiocarbamato de sodio) y a las hipótesis

consideradas: Nula Ho = La aplicación de biocidas no produce efectos inhibitorios a las

bacterias del género Leuconostoc y alternativa Ha = La aplicación del biocidas produce

efectos inhibitorios a las bacterias del género Leuconostoc, puede concluirse lo

siguiente:

Se logró la proliferación de las bacterias presentes en el jugo de caña,

destacando la presencia y aislamiento de Leuconostoc mesenteroides en los

medios seleccionados comprobando que los medios de cultivo MRS y el M17

son los más adecuados para su aislamiento

Se identificó a Leuconostoc mesenteroides mediante una prueba confirmativa

utilizando el sistema VITEK 2 que permite obtener datos concluyentes en

microbiología con un alto porcentaje de confiabilidad que, para este caso, fue del

95%

Mediante la experimentación se llegó a la conclusión de que los factor de mayor

influencia en el experimento en orden decreciente fueron el medio de cultivo>el

tiempo>combinación tiempo-medio y que la temperatura no tiene un efecto

estadísticamente significativo

Se dio la confirmación de la hipótesis de que Leuconostoc mesenteroides sp es

susceptible a los tres agentes biocidas más utilizados en la industria azucarera,

la mezcla de ditiocarbamatos (QZ), metam (MS) y cloruro de benzalconio (CB)

El cloruro de benzalconio resultó ser el más eficiente de los biocidas en la

inhibición del Leuconostoc mesenteroides sp, pero se debe tomar en cuenta que


69

dicho biocida es tóxico para ecosistemas acuáticos por lo cual no es

recomendable su uso hasta no ser investigado y certificado.

6.2. Perspectivas

Con base en los resultados obtenidos, en las siguientes etapas de la investigación será

importante investigar, dado que se observa que para una eficiente inhibición en el caso

de los ditiocarbamatos se debe de rebasar los límites establecidos por la FDA y debido

a la falta de normativas respecto a los límites máximos permisibles de ditiocarbamatos

en el jugo de caña en México, los compuestos en los que se degradan esta clase de

biocidas para determinar si existe algún riesgo para la salud al corto, mediano y largo

plazo por la ingesta de los residuos de degradación que pudieran estar presentes en

los productos intermedios antes de obtener el azúcar de caña.

Es necesario implementar una normativa en México aplicada al uso y manejo de estos

biocidas en productos de consumo humano, con la finalidad de controlar y reducir los

posibles riesgos que pudieran presentarse por un mal manejo de estos productos o de

alguno de sus productos de degradación.

Con respecto a la falta de normativas aplicables, cabría investigar el manejo de

residuos que tiene implementado la industria azucarera ya que algunos biocidas

usados como el formaldehído y el cloruro de benzalconio son ecotóxicos y podrían

llegar a causar daños a los ecosistemas del país.

Primera Parte I-1: Anexos

70

ANEXOS

Anexo I

Datos experimentales

Archivos tipo Excel:

Resultados selección de medio

Resultados biocidas

Se encuentran adjuntos en el disco compacto.


71

Anexo II

Análisis estadísticos

Tablas y gráficos de análisis estadístico

Análisis del metam halo de inhibición versus dosis en subgrupos

Resumen Estadístico Datos/Variable: Halo de inhibición Desviación Coeficiente Sesgo Curtosis Metam Recuento Promedio Estándar de Variación Mínimo Máximo Rango Estandarizado Estandarizada 30 9 9.22222 2.10819 22.8598% 6.0 12.0 6.0 -0.458015 -0.832854 40 9 11.6667 3.90512 33.4725% 7.0 18.0 11.0 -0.0220345 -0.56735 50 9 18.6667 9.97497 53.4373% 8.0 32.0 24.0 0.459572 -1.04234 Total 27 13.1852 7.30141 55.3758% 6.0 32.0 26.0 3.46152 2.19501 El StatAdvisor Esta tabla presenta las estadísticas muestrales para los 3 niveles de Metam.

30

40

50


0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Met

am


72

Análisis del metam halo de inhibición versus dosis ANDEVA multifactorial

Análisis de Varianza para Halo de inhibición - Suma de Cuadrados Tipo III Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P EFECTOS PRINCIPALES A:Metam 432.519 2 216.259 5.44 0.0112 RESIDUOS 953.556 24 39.7315 TOTAL (CORREGIDO) 1386.07 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual El StatAdvisor La tabla ANDEVA descompone la variabilidad de Halo de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que un valor-P es menor que 0.05, este factor tiene un efecto estadísticamente significativo sobre Halo de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza. Pruebas de Múltiple Rangos para Halo de inhibición por Metam Método: 95.0 porcentaje LSD Metam Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos 30 9 9.22222 2.1011 X 40 9 11.6667 2.1011 X 50 9 18.6667 2.1011 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 30 – 40 -2.44444 6.13268 30 – 50 * -9.44444 6.13268 40 – 50 * -7.0 6.13268 * indica una diferencia significativa. El StatAdvisor Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado de los 2 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se han identificado 2 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD, en inglés) de Fisher. Con este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.

30 40 50

Medias y 95.0% de Fisher LSD

Metam

6

10

14

18

22

Hal

o de

inhi

bici

ón


73

Análisis del metam halo de inhibición versus temperatura en subgrupos.

Datos/Variable: Halo de inhibición

Desviación Coeficiente Sesgo Temperatura Recuento Promedio Estándar de Variación Mínimo Máximo Rango Estandarizado 35 9 19.2222 9.10738 47.3795% 11.0 32.0 21.0 0.824832 45 9 13.0 3.16228 24.3252% 9.0 18.0 9.0 0.485506 55 9 7.33333 0.866025 11.8094% 6.0 9.0 3.0 0.808122 Total 27 13.1852 7.30141 55.3758% 6.0 32.0 26.0 3.46152 Curtosis Temperatura Estandarizada 35 -1.05719 45 -0.640804 55 0.50545 Total 2.19501 El StatAdvisor Esta tabla presenta las estadísticas muestrales para los 3 niveles de Temperatura.

35

45

55


0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Tem

pera

tura


74

Análisis del metam halo de inhibición versus temperatura ANDEVA multifactorial.

Análisis de Varianza para Halo de inhibición - Suma de Cuadrados Tipo III Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P EFECTOS PRINCIPALES A:Temperatura 636.519 2 318.259 10.19 0.0006 RESIDUOS 749.556 24 31.2315 TOTAL (CORREGIDO) 1386.07 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual El StatAdvisor La tabla ANDEVA descompone la variabilidad de Halo de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que un valor-P es menor que 0.05, este factor tiene un efecto estadísticamente significativo sobre Halo de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza.

Pruebas de Múltiple Rangos para Halo de inhibición por Temperatura Método: 95.0 porcentaje LSD Temperatura Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos 55 9 7.33333 1.86284 X 45 9 13.0 1.86284 X 35 9 19.2222 1.86284 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 35 - 45 * 6.22222 5.43725 35 - 55 * 11.8889 5.43725 45 - 55 * 5.66667 5.43725 * indica una diferencia significativa. El StatAdvisor Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado de los 3 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se han identificado 3 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD, en inglés) de Fisher. Con este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.

35 45 55


Temperatura

0

4

8

12

16

20

24

Hal

o de

inhi

bici

ón


75

Análisis del QZ halo de inhibición versus dosis en subgrupos.

Resumen Estadístico Datos/Variable: Halo de inhibición Desviación Coeficiente Sesgo Curtosis QZ Recuento Promedio Estándar de Variación Mínimo Máximo Rango Estandarizado Estandarizada 30 9 10.5556 2.29734 21.7643% 7.0 13.0 6.0 -0.696656 -0.883736 40 9 12.2222 3.59784 29.4369% 7.0 17.0 10.0 -0.258387 -0.877151 50 9 19.4444 8.44262 43.4192% 9.0 31.0 22.0 0.148798 -0.976207 Total 27 14.0741 6.557 46.5892% 7.0 31.0 24.0 2.95736 1.48977 El StatAdvisor Esta tabla presenta las estadísticas muestrales para los 3 niveles de QZ.

30

40

50


0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Zuk

er


76

Análisis del QZ halo de inhibición versus dosis ANDEVA multifactorial.

Análisis de Varianza para Halo de inhibición - Suma de Cuadrados Tipo III Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P EFECTOS PRINCIPALES A:QZ 401.852 2 200.926 6.73 0.0048 RESIDUOS 716.0 24 29.8333 TOTAL (CORREGIDO) 1117.85 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual El StatAdvisor La tabla ANDEVA descompone la variabilidad de Halo de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que un valor-P es menor que 0.05, este factor tiene un efecto estadísticamente significativo sobre Halo de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza.

Pruebas de Múltiple Rangos para Halo de inhibición por QZ Método: 95.0 porcentaje LSD QZ Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos 30 9 10.5556 1.82066 X 40 9 12.2222 1.82066 X 50 9 19.4444 1.82066 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 30 - 40 -1.66667 5.31415 30 - 50 * -8.88889 5.31415 40 - 50 * -7.22222 5.31415 * indica una diferencia significativa. El StatAdvisor Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado de los 2 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se han identificado 2 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD, en inglés) de Fisher. Con este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.

30 40 50


Zuker

7

11

15

19

23

Hal

o de

inhi

bici

ón


77

Análisis del QZ halo de inhibición versus temperatura subgrupos Resumen Estadístico Datos/Variable: Halo de inhibición Desviación Coeficiente Sesgo Temperatura Recuento Promedio Estándar de Variación Mínimo Máximo Rango Estandarizado 35 9 19.2222 7.80669 40.6129% 12.0 31.0 19.0 0.881566 45 9 14.4444 3.5746 24.7472% 11.0 20.0 9.0 0.84858 55 9 8.55556 1.33333 15.5844% 7.0 11.0 4.0 0.80989 Total 27 14.0741 6.557 46.5892% 7.0 31.0 24.0 2.95736 Curtosis Temperatura Estandarizada 35 -0.957438 45 -0.890181 55 -0.0938037 Total 1.48977 El StatAdvisor Esta tabla presenta las estadísticas muestrales para los 3 niveles de Temperatura.

35

45

55


0 10 20 30 40

Halo de inhibición

Tem

pera

tura


78

Análisis del QZ halo de inhibición versus temperatura ANDEVA multifactorial

Análisis de Varianza para Halo de inhibición - Suma de Cuadrados Tipo III Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P EFECTOS PRINCIPALES A:Temperatura 513.852 2 256.926 10.21 0.0006 RESIDUOS 604.0 24 25.1667 TOTAL (CORREGIDO) 1117.85 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual El StatAdvisor La tabla ANDEVA descompone la variabilidad de Halo de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que un valor-P es menor que 0.05, este factor tiene un efecto estadísticamente significativo sobre Halo de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza. Pruebas de Múltiple Rangos para Halo de inhibición por Temperatura Método: 95.0 porcentaje LSD Temperatura Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos 55 9 8.55556 1.67221 X 45 9 14.4444 1.67221 X 35 9 19.2222 1.67221 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 35 - 45 4.77778 4.88085 35 - 55 * 10.6667 4.88085 45 - 55 * 5.88889 4.88085 * indica una diferencia significativa. El StatAdvisor Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado de los 2 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se han identificado 2 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD, en inglés) de Fisher. Con este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.

35 45 55


Temperatura

6

10

14

18

22

Hal

o de

inhi

bici

ón


79

Análisis del CB halo de inhibición versus dosis subgrupos

Resumen Estadístico Datos/Variable: Halo de inhibición Desviación Coeficiente Sesgo Curtosis CB Recuento Promedio Estándar de Variación Mínimo Máximo Rango Estandarizado Estandarizada 10 9 20.8889 1.16667 5.58511% 19.0 23.0 4.0 0.327483 0.331855 15 9 28.8889 1.16667 4.03846% 27.0 30.0 3.0 -0.41624 -0.966708 20 9 35.7778 1.56347 4.36995% 34.0 38.0 4.0 0.573524 -0.820684 Total 27 28.5185 6.32681 22.1849% 19.0 38.0 19.0 -0.123412 -1.47253 El StatAdvisor Esta tabla presenta las estadísticas muestrales para los 3 niveles de CB.

10

15

20


19 23 27 31 35 39

Halo de inhibición

CB


80

Análisis del CB halo de inhibición versus dosis ANDEVA multifactorial

Análisis de Varianza para Halo de inhibición - Suma de Cuadrados Tipo III Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P EFECTOS PRINCIPALES A:CB 999.407 2 499.704 290.15 0.0000 RESIDUOS 41.3333 24 1.72222 TOTAL (CORREGIDO) 1040.74 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual El StatAdvisor La tabla ANDEVA descompone la variabilidad de Halo de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que un valor-P es menor que 0.05, este factor tiene un efecto estadísticamente significativo sobre Halo de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza.

Pruebas de Múltiple Rangos para Halo de inhibición por CB Método: 95.0 porcentaje LSD CB Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos 10 9 20.8889 0.437445 X 15 9 28.8889 0.437445 X 20 9 35.7778 0.437445 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 10 - 15 * -8.0 1.27681 10 - 20 * -14.8889 1.27681 15 - 20 * -6.88889 1.27681 * indica una diferencia significativa. El StatAdvisor Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado de los 3 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se han identificado 3 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD, en inglés) de Fisher. Con este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.

10 15 20


CB

20

23

26

29

32

35

38

Hal

o de

inhi

bici

ón


81

Análisis del CB halo de inhibición versus temperatura Subgrupos

Resumen Estadístico Datos/Variable: Halo de inhibición Desviación Coeficiente Sesgo Temperatura Recuento Promedio Estándar de Variación Mínimo Máximo Rango Estandarizado 35 9 27.7778 6.28048 22.6097% 20.0 35.0 15.0 -0.196676 45 9 29.7778 6.81502 22.8862% 21.0 38.0 17.0 0.0185333 55 9 28.0 6.44205 23.0073% 19.0 36.0 17.0 -0.247382 Total 27 28.5185 6.32681 22.1849% 19.0 38.0 19.0 -0.123412 Curtosis Temperatura Estandarizada 35 -1.07102 45 -1.00724 55 -0.973462 Total -1.47253 El StatAdvisor Esta tabla presenta las estadísticas muestrales para los 3 niveles de Temperatura.

35

45

55


19 23 27 31 35 39

Halo de inhibición

Tem

pera

tura


82

Análisis del CB halo de inhibición versus temperatura ANDEVA multifactorial

Análisis de Varianza para Halo de inhibición - Suma de Cuadrados Tipo III Fuente Suma de Cuadrados Gl Cuadrado Medio Razón-F Valor-P EFECTOS PRINCIPALES A:Temperatura 21.6296 2 10.8148 0.25 0.7772 RESIDUOS 1019.11 24 42.463 TOTAL (CORREGIDO) 1040.74 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual El StatAdvisor La tabla ANDEVA descompone la variabilidad de Halo de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que ningún valor-P es menor que 0.05, ninguno de los factores tiene un efecto estadísticamente significativo sobre Halo de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza. Pruebas de Múltiple Rangos para Halo de inhibición por Temperatura Método: 95.0 porcentaje LSD Temperatura Casos Media LS Sigma LS Grupos Homogéneos 35 9 27.7778 2.17212 X 55 9 28.0 2.17212 X 45 9 29.7778 2.17212 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 35 - 45 -2.0 6.33998 35 - 55 -0.222222 6.33998 45 - 55 1.77778 6.33998 * indica una diferencia significativa El StatAdvisor Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al lado de los 3 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se han identificado 3 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD, en inglés) de Fisher. Con este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a 0.


83

Anexo III

Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación

Residuo Corresponde a Tratamiento

R1 Desechos orgánicos de la extracción

del jugo (cáscara, bagazo)

Se desecha con los residuos orgánicos

R2 Cajas de Petri, medio de cultivo

contaminado

Se recolectan en un contenedor especial

para su futura incineración. Se entregan a

la UGA

Fig. III.1. Disposición controlada de los residuos producidos en esta investigación

Obtención de cañas

Aislamiento de bacterias

Preparación de medios de cultivo

Inoculación

Efecto de inhibición

Obtención de biocidas

Pruebas de inhibición

Dosificación de biocidas

Extracción del jugo de caña

R1

R2

R3


84

R3 Restantes de biocida (metam, mezcla

de ditiocarbamatos, cloruro de

benzalconio

Se recolectan individualmente y pueden ser

eliminados por temperatura, fotólisis, ácidos

o bases fuertes. Se entregan a la UGA

Fig. III.1. Disposición controlada de los residuos producidos en esta investigación

Primera Parte I-1: Bibliografía

85

Anónimo. (2014b). https://es.wikipedia.org/wiki/Disulfiram

Arvizu-Bernal, D. I., Ramos-Medina, J. C. (2010). Degradación del ditiocarbamato de

sodio usado como plaguicida en el proceso de elaboración de azúcar en

México mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR). Tesis

profesional de Químicos de Alimentos. Facultad de Química, UNAM.

México D.F., México.

Baduí-Dergal, S. (1999). Química de los alimentos. Editorial Pearson. México D.F.

México.

Bazaran, P. (2011). Inhibition effect of benzalkonium chloride treatment on growth of

common food contaminating fungal species. Food Science Technology.

48(4):515-519.

Bell, S. M., Pham, J. N., Fisher, G. T. (2009). Antibiotic susceptibility testing by the CDS

method. En A Manual for Medical and Veterinary Laboratories. 5a

edición. Randwick, Australia: South Eastern Area Laboratory Services.

Bonilla-Vidal, F. (2013). Efecto de algunos factores de proceso sobre la degradación de

la metilamina, uno de los subproductos del ditiocarbamato de sodio utilizado

como agente biocida contra Leuconostoc mesenteroides en los ingenios

azucareros mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR).

Tesis profesional de Química de Alimentos. Facultad de Química, UNAM.


Björkroth, J., Holzapfel W. (2006). 1.2.9. Genera Leuconostoc, Oenococcus and

Weissella. In The prokaryotes. Bacteria: Firmicutes, Cyanobacteria. M.

Dworkin, S. Falkow, E. Rosenberg, K.-H. Schleifer, E. Stackenbrandt (ed.).

Vol. 4. 3a. ed. ISBN: 978-0-387-25494-4 (Print) 978-0-387-30744-2 (Online).

Springer-Verlag, Pp. 267-319. Nueva York, NY. EE.UU.

Brewin, S., Miller, C., Khoshab, A. (2008). The analysis of clomazone and two of its

metabolites (CHDMPA and CBMPA) in drinking water using LC-MS/MS and

UPLC-MS/MS. En Book of Abstracts. 7th European Pesticide Residues

Workshop (EPRW). P. 142. Berlín, Alemania.


86

Campanac, S., Pineau, L., Payard, A., Baziard-Mouysset, G., Roques, C. (2002).

Interactions between biocide cationic agents and bacterial biofilms.

Antimicrobial agents and chemotherapy. 46(5):1469-1474.

Carmona, H. (1997). Estudio de la calidad de materias primas, productos intermedios y

producto final en un ingenio azucarero azucarero. Tesis profesional de

Química de Alimentos. UNAM, Facultad de Química. México D.F. México.

Castleman, B.I., Ziem, G.E. (1994). American conference of governmental industrial

hygienists: low threshold of credibility. American Journal of Industrial

Medicine. 26(1):133-143.

CFR. (2012). Chemicals for controlling microorganisms in cane-sugar and beet-

sugar mills. Code of Federal Regulations. Title 21; Chapter 1; Subchapter B;

part 173; Subchapter D; Section 173.320. Dirección electrónica (consultada

el 22 de julio de 2014). https://www.gpo.gov/fdsys/granule/CFR-2012-title21-

vol3/CFR-2012-title21-vol3-sec173-320

CNIAA. (2010). Producción de azúcar de caña de México. Cámara Nacional de las

Industrias Azucareras y Alcoholeras. Dirección electrónica (consultada el 18

de julio de 2014). http://www.camaraazucarera.org.mx/

CONABIO. (2009). Catálogo taxonómico de especies de México. 1. En Capital Nat.

México. CONABIO, México, D.F., México.

Correa, A., Galdames, C., Stapf, M. (2004). Regional and global conservation

assessments for 200 vascular plant species from Costa Rica and

Panama (Cat. Pl. Vasc. Panamá). Pp. 1-599. Smithsonian Tropical Institute,

Panamá.

http://www.stri.si.edu/english/scientific_staff/staff_scientist/scientist.php?id=8

Crnogorac, G., Schwack, W. (2007). Determination of dithiocarbamate fungicide

residues by liquid chromatography/mass spectrometry and stable isotope

dilution assay. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21(24):4009-4016. DOI:

10.1002/rcm.3312

Crnogorac, G., Schwack, W. 2009. Residue analysis of dithicarbamate fungicides.

Trends in analytical Chemistry. 28(1):40-50.

http://www.law.cornell.edu/cfr/text/21/173.320.


87

Cuddihy, J.A., Porro, M.E., Rauh, J.S. (1998). The presence of total polysaccharides in

sugar production and methods for reducing their negative effects. Midland

Research Laboratories, Inc. Disponible en:

http:// www.midlandresearchlabsinc.com/doclib/ polysach.pdf.

Cuervo-M., S.I., Cortés-L., J., Rodríguez-R., E., Hormaza-A., N., Vargas-S., E. 2008.

Leuconostoc sp en pacientes con cáncer: Estudio descriptivo / Leuconostoc

sp in cancer patients: A descriptive study. Rev. Chil. Infect. 25(3):184-

188.http://www.scielo.cl/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0716‐

10182008000300007&lng=es. http://dx.doi.org/10.4067/S0716‐10182008000300007.

Cuervo-Mulet, R. A., Ángel-Ledesma, J., Durán-Vanegas, J. A., Argote-Vega, F. E.

(2010). Isolation and microbiological control of Leuconostoc mesenteroides,

into sugar refinery to optimize the performance of sugar and ethanol.

Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial. 8(2):31-40.

Dailey, J. E., Marcuse, P. M. (1969). Gonadotropin secreting giant cell carcinoma of the

lung. Cancer. 24(2):388-396.

Davidse, G., Sousa M., Chater A. (1994). Alismataceae and Cyperaceae. 6: i–xvi, 1–

543. In G. Davidse, G., Sousa M. y Chater A. (eds.) Fl. Mesoamerica

Universidad Nacional Autónoma de México, México, D. F., México.

Deutschle, T., Porkert, U., Reiter, R., Keck, T., Riechelmann, H. 2006. In vitro

genotoxicity and cytotoxicity of benzalkonium chloride. Toxicology in vitro.

20:1472-1477.

DOF. (2009). Jueves 24 de septiembre de 2009. DIARIO OFICIAL (Primera Sección).

Modificación del inciso 0, el encabezado de la Tabla 13, el último párrafo del

Anexo B y el apartado Signo decimal de la Tabla 21 de la Norma Oficial

Mexicana NOM-008-SCFI-2002, Sistema general de unidades de medida.

CUARTO.- Se modifica el encabezado de la tabla 13 para quedar como

sigue: Tabla 21 - Reglas para la escritura de los números y su signo decimal.

Signo decimal El signo decimal debe ser una coma sobre la línea (,) o un

punto sobre la línea (.). Si la magnitud de un número es menor que la

unidad, el signo decimal debe ser precedido por un cero. Diario Oficial de la

Federación: Jueves 24 de septiembre de 2009. Poder Ejecutivo Federal.



88

Egan, B. T., Rehbein, C. A. (1963). Bacterial deterioration of mechanically

harvested cut-up sugar cane daring storage over weekends. En

Proceedings of the 30th Congress Queensland Society of Sugarcane

Technologists. Queensland Society of Sugarcane Technologists. Pp. 11-25.

Queensland, Australia.

EPA-RED, (2010). Nabam EPA 738-R95-035 January 1996 USEPA/Office of

Prevention Pesticides and Toxic Subtances; Regidtration Eligibility Decision

Document-Nabam EPA 738-R95-035. Washington, DC. EE.UU.

Erten, H. (1998). Metabolism of fructose as an electron acceptor by Leuconostoc

mesenteroides. Process Biochemistry. 33(7):735-739.

European Commission. (2014a). Medio ambiente: El nuevo Reglamento sobre los

biocidas favorece la salud humana y la protección del medio ambiente.

Comisión Europea. Dirección electrónica (consultada el 15 de junio de 2014).

http://europa.eu/rapid/press-release_IP-13-796_es.htm

European Commission. (2014b). La Comisión Europea legislación de la UE.

Dirección electrónica (consultada el 15 de junio de 2014).

http://ec.europa.eu/atoz_en.htm.

European Commission Regulation No 839. (2008). Amending Regulation (EC) No.

396/2005 of the European Parliament and of the Council as regards

Annexes II, III and IV on maximum residue levels of pesticides in or on

certain products. Bruselas, Bélgica.

Ferk, F.M., Misík, M., Hoelzl, C., Uhl, M., Fuerhacker, M., Grillitsch, B., Parzefall, W.,

Nersesyan, A., Micieta, K., Grummt, T., Ehrlich, V., Kansmüller, S. (2007).

Benzalkonium chloride (BAC) and dimethyldioctadecyl-ammonium bromide

(DDAB), two common quaternary ammonium compounds, cause genotoxic

effects in mammalian and plant cells at environmentally relevant

concentrations. Mutagenesis. 22(6):363-370.

Flores-Santillán, B.A. y Pérez-Cordero, V.A. (2013). Determinación y cuantificación del

isotiocianato de metilo (MITC) bajo diferentes parámetros de operación

mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR). Tesis


89

profesional de Química de Alimentos. Facultad de Química, UNAM.


Gamazo, C., Sánchez, S., Camacho, A. (2010). Microbiología basada en la

experimentación. 1ª edición. Editorial Elsevier. Pp. 91-93. Madrid, España.

GEPLACEA. (1988). Manual de los derivados de la caña de azúcar. Instituto Cubano

de Investigaciones de los Derivados de la Caña de Azucar, ICIDCA.

Colección GEPLACEA. Grupo de Países de Latinoamérica y el Caribe

Exportadores de Azúcar. México D.F. México.

Gustafsson, K.H., Thompson, R. A. (1981). High-pressure liquid chromatographic

determination of fungicidal dithiocarbamates. J. Agric. Food Chem. 29:729-

732.

Hemme, D., Foucaud-Scheunemann, C. (2004). Leuconostoc, characteristics, use in

dairy technology and prospects in functional foods. International Dairy

Journal. 14:467-494.

Hernández, M. T., Dauval, C., Pérez, M. E. (1978). Acción del Leuconostoc

mesenteroides y otros microorganismos sobre los componentes del jugo de

caña [Saccharum officinarum]. Centro Azúcar (Cuba). 5(1):69-87.

IARC. (2004). Tobacco smoke and involuntary smoking. IARC monographs on the

evaluation of carcinogenic risks to humans. Vol. 83. International Agency for

Research on Cancer. Lyon, Francia.

International Programme Chemical Safety. (1988). Dithiocarbamate pesticides,

ethylenethiourea and propylenethiourea: A general introduction. World

Health Organization. Ginebra, Suiza. Dirección electronica:

http://apps.who.int/iris/handle/10665/39117. A general introduction.

http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc78.htm

Kochergin, V. (2002). Processing opportunities for the future. Int. Sugar J.

104(1243):290-300.

Koyama, K., Shimazu, Y. (2005). Belzalkonium chloride. En Drugs and passions in

humans. Handbook of practical analysis. Suzuki, O., Watanabe, K. Eds.

Cap. 5.2. Springer-Verlag. Pp. 407-414. Berlín, Heidelberg, Nueva York.

Alemania, EEUU.


90

Kröckel, L., Jira, W., Wild, D. (2003). Identification of benzalkonium chloride in food

additives and its inefficacy against bacterial in minced meat and raw sausage

batters. European Food Research and Technology. 216(5):402-406.

Kuboyama, Y., Suzuki, K., Hara, T. (1997). Nasal lesions induced by intranasal

administration of benzalkonium chlorides in rats. The Journal of

Toxicological Sciences. 22(2):153-160.

Kulwichit, W., Nilgate, S., Chatsuwan, T., Krajiw, S. Unhasuta, C., Chongthaleong, A.

(2007). Accuracies of Leuconostoc phenotypic identification: A comparison of

API systems and conventional phenotypic assays. BMC Infectious Diseases

7:69. DOI: 10.1186/1471-2334-7-69 (8 pp.).

http://www.biomedcentral.com/1471-2334/7/69

Larrahondo, J. (1995). La calidad de la caña de azúcar. En CENICAÑA, El cultivo de

la caña en la zona azucarera de Colombia. Pp. 337-354. CENICAÑA. Cali,

Colombia.

Lewis, M.N. (1996). Plan de Manejo Integrado de la Zona Costera Patagónica. El

elefante marino del sur: Biología de la especie, descripción general de

la agrupación de la Península Valdés y protocolos de trabajo. Informes

técnicos del Plan de Manejo Integrado de la Zona Costera Patagónica

(Puerto Madryn, Argentina). Fundación Patagonia Natural. P. 16. Chubut,

Argentina.

Liu, J., Lu, G. W., Sandoval, M., Ciring, Y., Xue, G., Jaeger, D., Kompanik, K., Jiao, J.,

Gelotte, K. M. (2009). Determination of benzalkonuim chloride partition in

micelle solutions using ultrafiltration method. AAPS Pharm SciTech.

10(4):1216-1223.

Maeda, T., Manabe, Y., Yamamoto, M., Yoshida, M., Okazaki, K., Nagamune, H.,

Kourai, H. (1999). Synthesis and antimicrobial characteristics of novel

biocides, 4,4-(1,6-Hexamethylenedioxydicarbonyl) bis(1-alkylpyridinium

iodides). Chem. Pharm. Bulletin. 47(7):1020-1023.

Martinez-Carballo, E., González-Barreiro, C., Sitka, A., Kreuzinger, N., Scharf, S.,

Gans, O. (2007). Determination of selected quaternary ammonium

compounds by liquid chromatography with mass spectrometry. Part II


91

Application to sediment and sludge samples in Austria. Environmental

Pollution. 146(2):543-547.

Mayeux, P.A., Colmer, A.R. (1960). Studies on microflora associated with Saccharum

officinarum. Sugar Journal. 23(7):28-32.

Meylan, W. M., Howard, P. H. (2012). Sodium N-dimethyldithiocarbamate. J. Pharm.

Sci. 84:83-92. En: Toxicology Data Network, 2012. Dirección electrónica

(consultada 31 de marzo de 2014). http://toxnet.nlm.nih.gov/cgi-

bin/sis/search/a?dbs+hsdb:@term+@DOCNO+6811

Mora-Peñaflor, N., García-Guerrero, A. (2007). Susceptibilidad de las bacterias ácido-

lácticas (BAL) frente a diversos antibióticos. Tesis profesional de Química

de Alimentos. Centro de Investigaciones Químicas, Instituto de Ciencias

Básicas e Ingeniería, UAEH. Pachuca de Soto Hidalgo, México.

Morgan, D.P. (1989). Recognition and management of pesticide poisonings. 4th ed.

P. 101. EPA 540/9-88-001. U. S. Government Printing Office, March.

Washington, DC. EE.UU.

Moriya, M., Ohta, T., Watanabe, K., Miyazawa, T., Shirasu, Y. (1983). Further

mutagenicity studies on pesticides in bacterial reversion assay systems.

Mutation Res. 116(3):185-216.

OMS. (1982). Food and Agriculture Organization of the United Nations/Organización

Mundial de la Salud. FAO/OMS. Residuos de plaguicidas en los

alimentos. Estudio FAO: Producción y Protección Vegetal Nº 37. Informe de

la Reunión Conjunta 1981 del Cuadro de Expertos de la FAO en Residuos

de Plaguicidas y el Medio Ambiente y el grupo de Expertos de la OMS en

Residuos de Plaguicidas. Roma, Italia.

Pincus, D, H. (1998). Microbial identification using the bioMérieux VITEK® 2

System. Encyclopedia of Rapid Microbiological Methods. bioMérieux, Inc.

Hazelwood, MO. EE.UU.

Ramírez-Gama, R.M., Luna-Millán, B., Velázquez-Madrazo, O., Vierna-García, L.,

Mejía-Chávez, A., Tsuzuki-Reyes, G., Hernández-Gómez, L., Müggenburg,

I., Camacho-Cruz, A. Urzúa-Hernández, M. del C. (2008). Manual de

práctices de microbiología general. Facultad de Química, UNAM. México

D.F. México.


92

Rieger, F., Shelanski, M. L., Greene, L. A. (1980). The effects of nerve growth factor on

acetylcholinesterase and its multiple forms in cultures of rat PC12

pheochromocytoma cells: Increased total specific activity and appearance of

the 16 S molecular form. Developmental Biology. 76(1):238-243.

Rodríguez, E. (2005). La dextrana a lo largo de la industria azucarera. Biotecnología

Aplicada. 22(1): 11-19.

Rodríguez-Berthely, C.A. (2014). Cuantificación de dextranas (falsa sacarosa) en caña

de azúcar cronológicamente rezagada. Tesis profesional de Ingeniería

Química. UNAM, Facultad de Química. México D.F. México.

Rodwell, D.E. (1988). Teratology study in rats with Busan85. SLS Study No 3138.17

Springborn Life Sciences, Inc., Wareham, MA. Pp. 1-20. En: Proposition 65

Maximum Allowable Dose Level (MADL) for Reproductive Toxicity for

Potassium Dimethyldithiocarbamate. OEHHA, 2007. Office of

Enviromental Health Hazard Assessment (OEHHA). EE.UU.

SAGARPA. (2009-2013). Programa Nacional de la Agroindustria de la Caña de

Azúcar. Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y

Alimentación. Dirección electrónica (consultada el 14 de junio de 2014).

http://www.sagarpa.gob.mx/agricultura/Documents/PRONAC.pdf.

Sanborn, J. R. (1977). The degradation of selected pesticides in soil. USEPA-600/9-77-

022. En: Toxicology Data Network, 2012. Sodium N-

dimethyldithiocarbamate. Direccion electrónica (consultada 31 de marzo de

2014).

http://toxnet.nlm.nih.gov/cgi‐bin/sis/search/a?dbs+hsdb:@term+@DOCNO+6811.

Serrano, L. (2006). Determinaciones de las poblaciones microbiológicas en el proceso

de extracción de jugo de caña de azúcar en el ingenio Manuelita S.A.

Trabajo de grado. Pontificia Universidad Javeriana. Bogotá, D.C., Colombia.

Sheftel, V.O. (2000). Indirect food additives and polymers: migration and

toxicology. CRC Press. Boca Raton, FL, EE.UU.

SIAP. (2013). Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera, México.

Dirección electrónica (consultada el 5 julio de 2014).

http://www.campomexicano.gob.mx/azcf/reportes/reportes.php?tipo=CIERRE


93

Silliker, J. H., Chairman, R. P. A. Bryan, J. H. B. Christian, D. S., Clark, J. C., Olson, Jr.

T.A. (1980). Ecología Microbiana de los Alimentos. 2. Productos

Alimenticios. Elliott Editorial Coordinator. Zaragoza, España.

Smith, M.J., Flowers, T. H., Cowling, M. J., Duncan, H. J. (2002). Method for the

measurement of the diffusion coefficient of benzalkonium chloride. Water

Research. 36(6):1423-1428.

Soffritti, M., Belpoggi, F., Lambertin, L., Lauriola, M., Padovani, M., Maltoni, C. (2002).

Results of long‐term experimental studies on the carcinogenicity of

formaldehyde and acetaldehyde in rats. Annals of the New York Academy

of Sciences. 982(1):87-105.

Stack, M., Rodricks, J.V. (1971). Method for analysis and chemical confirmation of

sterigmatocystin. Journal-Association of Official Analytical Chemists.

54(1):86-90.

Til, H.P., Woutersen, R.A., Feron, V.J., Hollanders, V.H.M., Falke, H.E., Clary, J.J.

(1989). Two-year drinking-water study of formaldehyde in rats. Food and

Chemical Toxicology. 27(2):77-87.

Tomlin, C.D.S. (Ed.). (1994). The pesticide manual – World Compendium. 10th ed.

Surrey, UK: The British Crop Protection Council., p. 714. En: Toxicology Data

Network, 2012. Sodium N-dimethyldithiocarbamate. Dirección electrónica

(consultada el 31 de marzo de 2014):

http://toxnet.nlm.nih.gov/cgi-

bin/sis/search/a?dbs+hsdb:@term+@DOCNO+6811

Toxicology Data Network. (2012). Sodium N-dimethyldithiocarbamate. Dirección

electrónica (consultada el 03 de mayo de 2014):

http://toxnet.nlm.nih.gov/cgi-

bin/sis/search/a?dbs+hsdb:@term+@DOCNO+6811.

Trivedi, H.K., Patel, M.C. (2010). Development and validation of a precise and stability

indicating LC method for the determination of benzalkonium chloride in

pharmaceutical formulation using and experimental design. E-Journal of

Chemistry. 7(4):1514-1522.


94

USFDA. (2011). Codigo Federal de Regulación. Título 21(3):21CFR172.165 Dirección

electrónica (consultada el 13 de mayo de 2014):

http://www.accessdata.fda.gov/scripts/CFR

Vagiakou-Voudris, E., Mylona-Petropoulou, D., Kalogeropoulou, E., Chantzis. A., Chini,

S., Tsiodra, P., Malamou-Lada, E. (2002). Scandinavian Journal of

Infectious Diseases. 34(10):766-767.

Van Leewen, C.J., Maas-Diepeveen, J.L., Niebeek, G., Vergouw. W.H.A., Griffioen,

P.S., Luijken, M.W. (1985). Aquatic toxicological aspects of

dithiocarbamates and related compounds. I. Short-term toxicity tests.

Laboratory for Ecotoxicology, Government Institute for Sewage and Waste

Water Treatment, Pp. 145-164. P.O. AA Lelystad, The Netherlands.

Vekshtein, M.S., Khitsenko, I.L. (1971). Ziram metabolism in warm-blooded animals.

Hyg. Sanit., 36:28-33. En: International Programme on Chemical Safety,

1988. Dithiocarbamate pesticides, ethylenethiourea and propylenethiourea: A

general introduction. http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc78.htm

Velázquez, L. C., Barbini, N. B., Escudero, M. E., Estrada, C. L., De Guzman, A. M. S.

(2009). Evaluation of chlorine, benzalkonium chloride, lactic acid as

sanitizers for reducing Escherichia coli O157:H7 and Yersenia enterocolitica

on fresh vegetables. Food Control. 20:262-268.

Verschueren, K. (2001). Handbook of Environmental Data on Organic Chemical.

Volumes 1-2. 4th ed. John Wiley y Sons. New York, N.Y. p 913. En:

Toxicology Data Network, (2012). Sodium N-dimethyldithiocarbamate.

Direccion electronica (consultada el 20 de marzo de 2014).

http://toxnet.nlm.nih.gov/cgi‐bin/sis/search/a?dbs+hsdb:@term+@DOCNO+6811

Villa, M.D. (2008). Efectos de microbiocidas y antagonistas microbianos sobre

microorganismos causales del deterioro poscosecha de caña y su impacto

en las pérdidas de sacarosa en el ingenio. Tesis de Maestría en

Tecnología Avanzada. Instituto Politécnico Nacional. Tlaxcala, Tlax.,

México.

Walker, E.B. (2003). Quaternary ammonium compounds. En Handbook of topical

antimicrobials: industrial applications in consumer products and


95

pharmaceuticals. Pp. 99-116. Paulson, D.S., ed. CRC Press. 464 pags.

ISBN 9780824707880. Boca Raton, FL, EE.UU.

Whitehead, K., Mitragotri, S. (2008). Mechanistic analysis of chemical permeation

enhancers for oral drug delivery. Pharmaceutical Research. 25(6):1412-

1419.

WHO. (2012). Dithiocarbamate Pesticides, Ethylenethiourea and Propylenethiourea

(1988). Environ. Health Criteria 78. Ginebra, Suiza.

http://apps.who.int/iris/handle/10665/39117

Xue, Y., Hieda, Y., Kimura, K., Takayama, K., Fujihara, J., Tsujino, Y. (2004). Kinetic

characteristics and toxic effects of benzalkonium chloride following

intravascular and oral administration in rats. Journal of Chromatography B.

811(1):53-58.

Zhang, J., Nazarenko, Y., Zhang, L., Calderon, L., Lee, K. B., Garfunkel, E., Mainelis,

G. (2013). Impacts of a nanosized ceria additive on diesel engine emissions

of particulate and gaseous pollutants. Environmental Science &

Technology, 47(22):13077-13085.

96

Primera Parte

I-2

METODOLOGÍAS PARA EL AISLAMIENTO DE

LAS BACTERIAS Weissella confusa Y

Leuconostoc mesenteroides EN JUGOS DE

CAÑA


97

Pág.

PRIMERA PARTE

I-2 METODOLOGÍAS PARA EL AISLAMIENTO DE LAS BACTERIAS

WEISSELLA CONFUSA Y LEUCONOSTOC MESENTEROIDES EN JUGOS DE CAÑA

96

Resumen 105

1. Problemática 107 1.1. Introducción 107 1.2. Justificación 108 1.3. Objetivos 108 1.3.1. Objetivo general 108 1.3.2. Objetivo particular 108 1.4. Hipótesis 109

2. Antecedentes 110 2.1. Caña de azúcar 110 2.2. Industria azucarera en México 110 2.3. Proceso de obtención de azúcar 111 2.3.1. Cultivo de la caña de azúcar 111 2.3.2. Quema 112 2.3.3. Corte de la caña 113 2.3.4. Transporte a la fábrica 113 2.3.5. Picado de la caña 113 2.3.6. Molienda 113 2.3.7. Clarificación 114 2.3.8. Evaporación 114 2.3.9. Cristalización y centrifugación 115 2.3.10. Secado y enfriado 115 2.4. Microorganismos en la industria azucarera 116 2.4.1. Leuconostoc mesenteroides 117 2.4.2. Weissella confusa 118 2.5. Pruebas bioquímicas 119 2.5.1. Catalasa 119 2.5.2. Descarboxilación de arginina 120 2.5.3. Biodegradación de arabinosa 121 2.6. Biocidas en la industria azucarera 122 2.6.1. Cloruro de benzalconio (CB) 122 2.6.2. Metam-sodio (MS) 123 2.6.3. Formaldehído 124


98

Pág.

3. Metodologías para para el aislamiento de las bacterias Weissella

confusa y Leuconostoc mesenteroides en jugos de caña 128

3.1. Equipo y reactivos 128 3.2. Diseño experimental 129 3.3. Procedimiento 129 3.3.1. Preparación del medio de cultivo agar MRS 129 3.3.2. Preparación de agua peptonada 129 3.3.3. Lavado y pelado de caña 129 3.3.4. Toma de la muestra 130 3.3.5. Inoculación y lectura 130 3.3.6. Pruebas primarias 130 3.3.6.1. Tinción de Gram (Ramírez et al., 2008) 130 3.3.6.2. Tinción de cápsula (Ramírez et al., 2008) 131 3.3.7. Pruebas bioquímicas 131 3.3.7.1. Catalasa 131 3.3.7.2. Descarboxilación de arginina 131 3.3.7.3. Biodegradación de arabinosa 132 3.3.8. Prueba automatizada en el equipo VITEK 2 133 3.3.9. Preparación de los biocidas de estudio 133 3.3.9.1. Cloruro de benzalconio (CB) 133 3.3.9.2. Metam-sodio (MS) 133 3.3.9.3. Formaldehído 134 3.3.10. Pruebas de resistencia a biocidas 134 3.4. Análisis estadístico 135

4. Resultados y discusión 136 4.1. Inoculación y lectura 136 4.2. Pruebas primarias 137 4.3. Pruebas bioquímicas 139 4.3.1. Catalasa 139 4.3.2. Descarboxilación de arginina 139 4.3.3. Biodegradación de arabinosa 140 4.4. Prueba automatizada en el equipo VITEK 2 140 4.5. Pruebas de resistencia a biocidas 140 4.6. Cloruro de benzalconio (CB) 140 4.7. Metam-sodio (MS) 141 4.8. Formaldehído 142 4.9. Pruebas de antagonismo 143 4.10. Análisis estadístico 144 4.10.1. Tiempo de incubación 144 4.10.2. Prueba de resistencia a biocidas 145 4.10.2.1. Análisis estadístico para cloruro de benzalconio 145 4.10.2.2. Análisis estadístico para metam sodio 148 4.10.2.3. Análisis estadístico para formaldehído 150


99

Pág.

4.11. Efecto inhibitorio del segundo experimento 152 5. Conclusiones y perspectivas 156 5.1. Conclusiones 156 5.2. Perspectivas 157 Bibliografía 159 Anexos 163 Anexo I. Aislamiento de bactérias 163 Anexo II. Prueba de VITEK 165 Anexo III. Análisis estadístico de los resultados 168 Anexo IV. Disposición controlada de los residuos producidos 176


100

Pág.Tabla 1. Biocidas utilizados en la industria azucarera y sus características 122 Tabla 2. Ficha técnica del cloruro de benzalconio (MAPFRE, 2015, con

algunas modificaciones) 125

Tabla 3. Ficha técnica del metam-sodio (Arvizu-Ramos 2010, con modificaciones)

126

Tabla 4. Ficha técnica del formaldehído (MAPFRE, 2015) 127 Tabla 5. Reactivos y equipo con distribuidor y especificaciones 128 Tabla 6. Diseño experimental para seleccionar de la dosis óptima 135 Tabla 7. Unidades formadoras de colonias, UFC, a diferentes temperaturas

para Weissella confusa 136

Tabla 8. Unidades formadoras de colonias, UFC, a diferentes temperaturas para Leuconostoc mesenteroides

136

Tabla 9. Halos de inhibición de Weissella confusa, utilizando CB 141 Tabla 10. Halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides, utilizando CB 141 Tabla 11. Halos de inhibición de Weissella confusa, utilizando MS 142 Tabla 12. Halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides, utilizando MS 142 Tabla 13. Halos de inhibición de Weissella confusa, utilizando formaldehído 143 Tabla 14. Halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides, utilizando

formaldehído 143

Tabla 15. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para Weissella confusa 144 Tabla 16. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para Leuconostoc

mesenteroides 145

Tabla 17. Efecto inhibitorio del cloruro de benzalconio (CB) y metam sodio (MS) en porcentaje para la bacteria Weissella confusa

153

Tabla 18. Efecto inhibitorio del cloruro de benzalconio (CB) y metam sodio (MS) en porcentaje para la bacteria Leuconostoc mesenteroides

154

Tabla 19. Comparación del % de efecto inhibitorio para las bacterias de estudio ante los biocidas de estudio (cloruro de benzalconio y metam sodio)

155

Anexos Tabla A1. Comparación de los resultados teóricos presentados por Serna et al.

(2010) con los obtenidos en la prueba de VITEK 167

Tabla A2. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Weissella confusa ante CB

168

Tabla A3. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Weissella confusa ante las dosis de CB

168

Tabla A4. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Weissella confusa ante MS

169

Tabla A5. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Weissella confusa ante las dosis de MS

170

Tabla A6. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Weissella confusa ante formaldehído

170

Tabla A7. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Weissella confusa ante las dosis de formaldehído

171


101

Pág.

Tabla A8. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante CB

172

Tabla A9. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante las dosis de CB

172

Tabla A10. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante MS

173

Tabla A11. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante las dosis de MS

174

Tabla A12. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante formaldehído

174


175


102

Pág.Figura 1. Participación estatal de caña de azúcar molida 2012/2013

(CONADESUCA, 2015) 111

Figura 2. Proceso de obtención de azúcar (CENICAÑA, 2010) 112 Figura 3. Etapa de cristalización y centrifugación (CENICAÑA, 2010) 116 Figura 4. Síntesis de dextrana a partir de Sacarosa (Larrahondo, 1995) 118 Figura 5. Reacción del peróxido de hidrogeno y la enzima catalasa,

(MacFaddin, 2003) 119

Figura 6. Sistema de arginina dihidrolasa, (MacFaddin, 2003) 120 Figura 7. Descarboxilación de la arginina, (MacFaddin, 2003) 121 Figura 8. Estructura del cloruro de benzalconio (Shandong IRO, 2016) 123 Figura 9. Estructura del metam-sodio (Bonilla-Vidal, 2013) 123 Figura 10. Estructura del formaldehído (McMurry, 2008) 124 Figura 11. Colonias en agar MRS de Weissella confusa 137 Figura 12. Tinción de Gram y agrupación para Weissella confusa 137 Figura 13. Tinción de cápsula para Weissella confusa 137 Figura 14. Colonias en agar MRS de Leuconostoc mesenteroides 138 Figura 15. Tinción de Gram y agrupación para Leuconostoc mesenteroides 138 Figura 16. Tinción de cápsula para Leuconostoc mesenteroides 138 Figura 17. Prueba negativa de catalasa para Weissella confusa 139 Figura 18. Prueba negativa de catalasa para Leuconostoc mesenteroides 139 Figura 19. Tubo de referencia de la prueba descarboxilación de arginina 139 Figura 20. Prueba (+) de descarboxilación de arginina para Weissella confusa 139 Figura 21. Prueba (-) de descarboxilación de arginina para Leuconostoc

mesenteroides 139

Figura 22. Tubo de referencia de la prueba biodegradación de arabinosa 140 Figura 23. Prueba (-) de biodegradación de arabinosa para Weissella confusa 140 Figura 24. Prueba (+) de biodegradación de arabinosa para Leuconostoc

mesenteroides 140

Figura 25. Prueba de antagonismo para Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides

144

Figura 26. Prueba de antagonismo para Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides

144

Figura 27. Promedio de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de CB

146

Figura 28. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de CB

146

Figura 29. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes tiempos

146

Figura 30. Promedio de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de CB

147

Figura 31. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de CB

147


103

Pág.Figura 32. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc

mesenteroides a diferentes tiempos 147

Figura 33. Promedio de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de MS

148

Figura 34. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de MS

148


148

Figura 36. Promedio de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de MS

149

Figura 37. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de MS

149

Figura 38. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes tiempos

149

Figura 39. Promedio de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de formaldehído

150

Figura 40. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de formaldehído

151


151

Figura 42. Promedio de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de formaldehído

151

Figura 43. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de formaldehído

152

Figura 44. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes tiempos

152

Figura 45. Gráfico de cajas y bigotes para el % de efecto inhibitorio para Weissella confusa vs biocida (cloruro de benzalconio y metam sodio)

153

Figura 46. Gráfico de cajas y bigotes para el % de efecto inhibitorio para Leuconostoc mesenteroides vs biocida (cloruro de benzalconio y metam sodio)

154

Figura 47. Gráfico de la comparación del % de efecto inhibitorio de Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides vs biocida (cloruro de benzalconio y metam sodio

155

Figura 48. Gráfico de cajas y bigotes para el % de efecto inhibitorio vs bacteria de estudio (Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides)

155

ANEXOS Figura A1. Aislamiento masivo de Leuconostoc mesenteroides a las 24 horas 163 Figura A2. Aislamiento masivo de Weissella confusa a las 24 horas 163 Figura A3. Aislamiento de Leuconostoc mesenteroides a las 72horas 163 Figura A4. Aislamiento de Weissella confusa a las 72 horas 163 Figura A5. Aislamiento por agotamiento de Leuconostoc mesenteroides 163 Figura A6. Aislamiento por agotamiento de Weissella confusa 163 Figura A7. Cocos Gram negativos y cocobacilos Gram positivos obtenidos del

aislamiento 163


104

Pág.Figura A8. Cocos Gram negativos obtenidos del aislamiento 163 Figura A9. Cocobacilos Gram positivos con ausencia de cápsula obtenidos del

aislamiento 164

Figura A10. Micrococos Gram positivos agrupados en cadenas cortas o pares 164 Figura A11. Cocos Gram positivos agrupados en tétradas 164 Figura A12. Cocobacilos Gram positivos agrupados en cadenas cortas 164 Figura A13. Formato de Registro de la prueba de VITEK para Leuconostoc

mesenteroides 165

Figura A14. Formato de Registro de la prueba de VITEK para Weissella confusa 166

Primera Parte I-2: Resumen

105

La industria azucarera es de gran relevancia económica y social en México y en

prácticamente todos los países ubicados entre el Trópico de Cáncer y el de Capricornio

cuando el azúcar proviene de la caña (Saccharum officinarum). Uno de los mayores

problemas durante el procesamiento está representado por la obtención del jugo. En

este punto del proceso existen pérdidas de sacarosa del 3-5% debido a la presencia de

microorganismos que la consumen como fuente de carbono. Leuconostoc

mesenteroides, una bacteria ácido láctica que, a partir de sacarosa, produce dextranas,

es la más importante. Por ello, se utilizan productos para la desinfección y/o

sanitización de la caña de azúcar durante esta primera operación unitaria de

separación. Destacan los ditiocarbamatos, el cloruro de benzalconio y otras sales

cuaternarias de amonio como bicloruro de amonio y el formaldehído. El uso de

reactivos químicos para el control de microorganismos en la industria alimentaria se ve

confrontado con el hecho de que pueden ser tóxicos al humano y/o dañar al ambiente.

Por ello, se plantea como una opción la aplicación de la biotecnología: utilizar a la

especie Weissella confusa, la cual es una bacteria ácido láctica heterofermentativa,

utilizada por su actividad bactericida, que podría reducir la cantidad de biocida sintético

utilizado actualmente en la industria de extracción del jugo de caña. Es esta última una

de las razones por las que se realizó esta fase de la investigación. Los objetivos fueron

aislar e identificar las bacterias predominantes en el jugo de caña, particularmente

Weissella confusa, comprobar su susceptibilidad a dos biocidas, cloruro de benzalconio

y metam-sodio, comparando las dosis empleadas para inhibir a Leuconostoc

mesenteroides y determinar si Weissella confusa puede actuar de forma antagónica o

como bacteriocida ante Leuconostoc mesenteroides. Para ello se realizó una toma de

muestra, inoculación y lectura para determinar a las bacterias presentes en el jugo de

caña. Las colonias características fueron seleccionadas y aisladas para su posterior

identificación. Una vez identificadas las bacterias de estudio fueron sometidas a una

prueba de difusión en disco para evaluar su susceptibilidad. En esta etapa se usó un

tercer biocida como control, el formaldehído. Esta prueba fue realizada para ambas

bacterias utilizando las mismas concentraciones de los biocidas de prueba e incubando

las placas a 35°C por 24, 48 y 72 horas. Se midió el diámetro del halo de inhibición y,

Primera Parte I-2: Resumen

106

por último, se realizó un análisis estadístico para conocer si existía diferencia

significativa entre el efecto inhibidor de cada biocida para las bacterias de estudio. Los

resultados obtenidos muestran que se aisló del jugo de caña a Weissella confusa y

Leuconostoc mesenteroides. El halo de inhibición promedio para el formaldehído es de

11.78 mm para Weissella confusa mientras que para Leuconostoc mesenteroides es de

10.3 mm, los cuales fueron tomados como referencia debido a que se conoce su poder

biocida. Los porcentajes de efecto inhibitorio tomando como referencia al formaldehído

fueron, para el cloruro de benzalconio, una inhibición de 93.80, 102.21 y 117.15% con

Weissella confusa, mientras que para Leuconostoc mesenteroides fueron de 103.88,

113.59 y 122.33% utilizando concentraciones de 10, 15 y 20 mg L-1, respectivamente,

el metam sodio presentó para Weissella confusa 0, 67.32 y 87.69% y Leuconostoc

mesenteroides 0, 74.76 y 80.58% utilizando concentraciones de 30, 40 y 45 mg L-1. El

porcentaje de eficiencia de cada uno de los biocidas es mayor para inhibir el desarrollo

de Leuconostoc mesenteroides que para el de Weissella confusa. Finalmente, esta

última no presentó un efecto antagónico hacia Leuconostoc mesenteroides por lo que

no puede actuar como un biocida natural.

Palabras clave: Weissella confusa, Leuconostoc mesenteroides, biocidas, cloruro de

benzalconio, metan sodio, formaldehído


107

1. Problemática

1.1. Planteamiento

En México la industria azucarera es una de las actividades con mayor tradición y

trascendencia en el desarrollo histórico (Crespo, 1988), teniendo también una gran

relevancia económica y social en el campo; genera más de dos millones de empleos,

tanto en forma directa como indirecta y generando un valor de producción primaria

alrededor de 30 mil millones de pesos (SAGARPA, 2012). Durante la producción de

azúcar uno de los compuestos indeseables son las dextranas, las cuales son

sintetizadas a partir de sacarosa por microorganismos contaminantes, que provocan

pérdidas significativamente al incrementar la viscosidad en los fluidos y reducir el

recobrado industrial (Jiménez, 2005). Uno de los principales microorganismos

contaminantes y productora de dextrana3 es la bacteria Leuconostoc mesenteroides, la

cual puede causar pérdidas del 3-5 % en masa debido a su multiplicación continua.

Uno de los puntos críticos del proceso de la caña es la extracción del jugo, pues

representa pérdidas de azúcar de un 13% por inversión química; un 25% por efecto

enzimático y un 62% por inversión microbiológica, debido a que se presentan

condiciones favorables para el desarrollo de microorganismos, como es el caso de

Leuconostoc mesenteroides, que a partir de la sacarosa produce cantidades

apreciables de dextrana (Arvizu-Bernal y Ramos-Medina, 2010). Es esta la razón por la

que se lleva un control de dichos microorganismos contaminantes mediante el uso de

biocidas tales como: ditiocarbanatos, cloruro de benzalconio, y otras sales cuaternarias

de amonio como bifluoruro de amonio y formaldehído (Kochergin, 2002). Sin embargo,

de acuerdo con Cuervo-Mulet et al. (2010), el uso de reactivos químicos para el control

de microorganismos en la industria alimentaria pueden ser tóxicos al humano o dañar

al ambiente. Existen reportes científicos de la producción de bacteriocidas por el

género Weissella.

3 Las gomas tienen la terminación -ana después del nombre abreviado del glúcido de origen. Por tanto,

debe decirse dextrana (proveniente de la dextrosa o glucosa) (Nota de la asesora)


108

1.2. Justificación

Los productos que se han utilizado para la desinfección y/o sanitización de la caña de

azúcar son: ditiocarbamatos, cloruro de benzalconio y otras sales cuaternarias de

amonio como bifluoruro de amonio y formaldehído (Kochergin, 2002). Sin embargo, el

uso de reactivos químicos para el control de microorganismos en la industria

alimentaria se ve confrontado con el hecho de que pueden ser tóxicos al humano o

dañar al ambiente (Cuervo-Mulet et al., 2010). Por ello, una alternativa es utilizar la

especie Weissella confusa, la cual es una bacteria ácido láctica heterofermentativa,

utilizada por su actividad bactericida que puede reducir la cantidad de biocida sintético

utilizado actualmente en la industria de extracción del jugo de caña, ya que se ha

estudiado el efecto antagónico de Weissella confusa contra Streptecoccus dysgalactiae

ATCC27957 y Escherichia coli (Espeche et al., 2009) y contra especies de

Staphylococcus aureus y Streptococcus agalactiae, principales patógenos causales de

mastitis bovina (Serna-Cock et al., 2010).

1.3. Objetivos

1.3.1. Objetivo general

Identificar dos bacterias predominantes en jugo de caña de azúcar, Weissella confusa y

Leuconostoc mesenteroides) evaluando la susceptibilidad a dos biocidas comerciales

(cloruro de benzalconio y metam de sodio) y comparando las dosis empleadas para

cada una de ellas.

1.3.2. Objetivos particulares

Revisar las características que presenta la bacteria Weissella confusa, así como

las aplicaciones que éstas tienen en los diferentes campos de la ciencia

Aislar a Leuconostoc mesenteroides y Weissella confusa en el jugo de caña de

un ingenio azucarero


109

Identificar a Leuconostoc mesenteroides y Weissella confusa en el jugo de caña

de un ingenio azucarero

Evaluar la susceptibilidad de Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides en

presencia de dos biocidas comercial y comparar la dosis empleada

Usar al formaldehído como biocida de referencia en la comparación de los dos

biocidas en esta investigación

Determinar si Weissella confusa puede actuar de forma antagónica o como

bacteriocida ante Leuconostoc mesenteroides

1.4. Hipótesis

Hipótesis Nula Ho = La dosis aplicada de biocidas no produce efectos inhibitorios a las

bacterias del género Weissella

Hipótesis Alternativa Ha = La aplicación de los biocidas produce efectos inhibitorios a

las bacterias del género Weissella


110

2. Antecedentes

2.1. Caña de azúcar

La caña de azúcar (Saccharum officinarum) es originaria de Nueva Guinea, se trata de

una gramínea tropical. Es un pasto gigantesco que posee un tallo macizo que puede

tener de dos a cinco metros de altura. Su diámetro puede ser de cinco a seis

centímetros. En su tallo se forma y acumula jugo, el cual es rico en sacarosa,

compuesto que al ser extraído y cristalizado industrialmente forma el azúcar. Su cultivo

se desarrolla en zonas tropicales, durante la siembra se requiere una gran cantidad de

agua para permitir la absorción, transporte y asimilación de nutrientes. Su periodo de

crecimiento varía entre 11 y 17 meses dependiendo de la zona donde es cultivada

(SIAP, 2015). En el mundo existen alrededor de 25 especies reconocidas como caña

de azúcar (Zarco-Mercado, 2014).

Su composición depende de la variedad, edad, madurez, clima, suelo y forma de ser

cultivada, el tronco de la caña se encuentra compuesto por fibra en un 11 a 16%, de

agua en un 73 a 76%, y de sacarosa de un 8 a 15%, siendo esta ultima la más

importante ya que al ser cristalizada se forma azúcar el cual es uno de los productos

básicos (Zarco-Mercado, 2014).

2.2. Industria azucarera en México

En México el cultivo de caña de azúcar dio origen a un sistema agroindustrial después

de ser introducida por Cortés a Veracruz durante la conquista española. Por ello, esta

actividad económica tuvo sus orígenes desde la conquista y hoy en día es una de las

actividades con mayor tradición y trascendencia en el desarrollo histórico (Crespo,

1988). En México es considerada una de las actividades más importantes teniendo un

área cultivada de 708.3 mil hectáreas (ha), generando más de 440 mil empleos directos

y beneficios indirectos a más de 2.2 millones de personas (DOF, 2015), se cuenta con

62 ingenios, pero solamente 58 de ellos se encuentran activos. Esta actividad ha

representado el 4.7% del Producto Interno Bruto (PIB) del sector primario y el 2.3% del

PIB manufacturero.


111

En México los mayores estados con números de hectáreas cultivadas son Veracruz

que representa un 36.7% del total nacional, Jalisco un 11.4%, San Luis Potosí un

10.3% y el resto lo representan doce estados más.

Fig. 1. Participación estatal de caña de azúcar molida 2012/2013 (CONADESUCA, 2015)

2.3. Proceso de obtención de azúcar

El azúcar es un producto básico para la sociedad ya que es esencial y necesario para

la dieta alimenticia. Esta característica no es la única que le da la importancia que

representa, puesto que también es de una materia prima esencial para diversas

industrias, confitería, panificación, bebidas, productos químicos de sus subproductos

como la celulosa, el etanol, etc., etc. Son estas algunas de las razones por las que el

cultivo y proceso de obtención de la azúcar se ha vuelto un tema de estudio para

muchos investigadores (Fig. 2).

2.3.1. Cultivo de la caña de azúcar

Se prepara el terreno para su cultivo, posteriormente se selecciona una buena semilla,

la cual debe de estar libre de plagas y enfermedades, para ser sembrada, se trata de

un cultivo poco exigente pues no suele soportar temperaturas inferiores a los 0°C y su


112

temperatura optima de crecimiento suele ser de 30°C, requiere de abundante agua

(Zepeda-Guardado, 2012).

Fig. 2. Proceso de obtención de azúcar (CENICAÑA, 2010)

2.3.2. Quema

Esta operación en campo, que actualmente se considera muy contaminante por la

producción de hollín, se debe hacer cuando no es posible técnicamente la cosecha con

las plantas verdes. En la quema se eliminan las hojas y se logra la pérdida de turgencia

de las hojas que son muy filosas y dañan la piel de los cortadores de caña, ayudando

además a ahuyentar a los animales dañinos como las víboras de cascabel.

Desafortunadamente, la quema aumenta la temperatura del tallo de 55°C hasta 85°C y

no destruye a microorganismos termófilos, ya que se han encontrado posteriormente a

esta operación. Además, se ha observado el incremento de dextranas a casi diez veces

desde las 12 a las 48 horas (h) de la quema (Bonilla-Vidal, 2013).


113

2.3.3. Corte de la caña

El corte de la caña puede ser manual o mecánico: para el corte manual se utilizan

machetes y los cortadores se agrupan en parejas, cada pareja corta seis surcos que

forman una manga. Ésta es ubicada en el centro de los surcos para después ser

levantada por las llenadoras y colocada en los camiones.

Por otro lado, el corte mecánico se realiza con máquinas (cosechadoras), las cuales

cortan, pican y limpian y envían la caña directamente en el camión. Durante esta

operación Leuconostoc mesenteroides puede agredir a la caña debido a que hay una

exposición del tejido interno de la caña (Zepeda-Guardado, 2012).

2.3.4. Transporte a la fábrica

Una vez cortada la caña, es transportada hacia los ingenios, esperando que el tiempo

de traslado no sea mayor a 36 h. Ahí es llevada a las básculas para pesarla.

Posteriormente se distribuye en los tándem de molinos. Cada tándem de molido, posee

dos vibradoras de caña, una vez que son viradas las cargas de caña, se lavan para

quitar la tierra y suciedad que traen del campo (ZAFRANET, 2015).

2.3.5. Picado de la caña

Las picadoras son unos ejes colocados sobre conductores, provistas de dos cuchillas

giratorias las cuales cortan los tallos para darles un tamaño uniforme y desmenuzar la

caña (CENICAÑA, 2010).

2.3.6. Molienda

La caña preparada por las picadoras es llevada hasta los molinos, los cuales por

medio de una compresión extrae el jugo, durante esta etapa se agrega un poco de

agua caliente con la finalidad de extraer la mayor cantidad de sacarosa. Esta agua es

conocida como de imbibición. El jugo que se extrae en esta etapa se conoce como jugo

mixto, el cual tiene un pH de 5.0 a 5.6. Es abundante en sales orgánicas e inorgánicas,

y tiene una cantidad de sólidos totales de 10 a 18°Bx. Se considera un medio ideal para

la proliferación de microorganismos. La cantidad de microorganismos presentes en

jugos obtenidos puede variar dependiendo de la caña, pues para cañas normales el


114

recuento es de 105 a 107 UFC/mL, mientras que para cañas ácidas es de 108 UFC/mL

(Bonilla-Vidal, 2013). Esta operación es un punto crítico en la obtención de azúcar

puesto que las condiciones de operación de los molinos y la calidad de la caña,

contribuyen a la pérdida de sacarosa de un 13% por inversión química; un 25% por

efecto enzimático y un 62% por inversión microbiológica, debido a que se presentan

condiciones favorables para el desarrollo de microorganismos, como es el caso de

Leuconostoc mesenteroides, que a partir de la sacarosa produce cantidades

apreciables de dextranas (Arvizu-Bernal y Ramos-Medina, 2010).

2.3.7. Clarificación

En esta operación el jugo que es obtenido de la molienda, que es ácido ya que posee

un pH aproximado de 5.0 a 5.6, es opaco y turbio, por lo que es tratado con una

lechada de cal mediante un tratamiento térmico a 105°C aproximadamente. Este

procedimiento se realiza con la finalidad de elevar el pH para disminuir las pérdidas de

sacarosa. También se logra la precipitación de las impurezas orgánicas e inorgánicas

formándose un lodo llamado cachaza los cuales son sólidos que no son considerados

glúcidos. Por el fondo del clarificador sale la cachaza y por la parte superior el jugo

clarificado. La cachaza es filtrada y lavada para recuperar la mayor cantidad posible de

jugo y de sacarosa. Posteriormente, es enviada al campo donde se usa como

mejorador de los suelos. De esta manera el jugo clarificado se manda a los tanques

evaporadores (Bonilla-Vidal, 2013).

2.3.8. Evaporación

Este proceso es llevado a cabo en evaporadores al vacío de efecto múltiple, conocidos

coloquialmente como “tachos” en la industria azucarera. En esta operación unitaria se

elimina la mayor cantidad de agua posible en el jugo, con la finalidad de obtener la

meladura (jarabe). En esta etapa es importante la ausencia de dextranas, ya que estas

pueden provocar un mayor gasto energético por el aumento de la viscosidad, además

de aumentar el tiempo de cocción de las masas, provocando el agotamiento de las

mismas (INAZUCAR, 2015).


115

2.3.9. Cristalización y centrifugación

Una vez concentradas las meladuras se lleva a cabo la cristalización del azúcar en

“tachos” al vacío de simple efecto, donde el jarabe se sigue evaporando para formar

soluciones saturadas de sacarosa denominadas templas. Por lo general, en la industria

se utilizan tres tachos (Fig. 3), de los cuales se obtienen tres tipos de "masas cocidas".

La masa A obtenida del tacho A es una mezcla de cristales de sacarosa y miel, la cual

al pasar por una de las centrifugas da como resultado el azúcar que se comercializa.

La miel A, la cual alimenta al segundo tacho, da la masa B de cristales, que al ser

centrifugados producen el magma B, utilizado como semilla en la cristalización del

tacho A. La miel B que se obtiene de esta segunda separación se alimenta al “tacho” C,

en el cual se pasa por un equipo de cristalización en frío llevando a cabo un

agotamiento de la masa C por disminución de la solubilidad ante una caída de la

temperatura. Estos pequeños cristales también son usados como semilla de

cristalización.

Las llamadas mieles finales o melazas de la salida del “tacho” C ya tienen muy poca

sacarosa por lo que son enviadas a tanques de almacenamiento para su uso, sobre

todo, como fuente de carbono para la industria biotecnológica (producción de

antibióticos, vacunas, aminoácidos esenciales, etanol, etc.) (CENICAÑA, 2010).

2.3.10. Secado y enfriado

El azúcar húmeda es transportada por elevadores y bandas para alimentar las

secadoras que son elevadores rotatorios en los cuales el azúcar se coloca en contacto

con el aire caliente que circula en contracorriente, se debe de tener una humedad

aproximada de 0.05% con la finalidad de evitar la formación de terrones. El proceso de

enfriado se lleva a cabo a 60°C empleando enfriadores rotatorios inclinados en los que

fluye aire frío en contracorriente que disminuye su temperatura hasta un 40-45°C, el

azúcar enfriado se empaca en sacos de diferente peso (INAZUCAR, 2015).


116

Fig. 3. Etapa de cristalización y centrifugación (CENICAÑA, 2010)

2.4. Microorganismos en la industria azucarera

La presencia de microorganismos en la industria azucarera comienza desde el campo,

ya que estos pueden provenir del suelo o de estructuras vegetales en putrefacción, los

tres principales grupos de microorganismos que causan deterioro son: mohos,

levaduras y bacterias, los cuales en la etapa de extracción del jugo (molienda),

representan pérdidas de azúcar en un 62%, debido a la inversión del azúcar por los

microorganismos que proliferan en condiciones favorables (Arvizu-Bernal y Ramos-

Medina, 2010).

Los principales géneros de mohos que se pueden encontrar presentes son, Penicillum,

Asperguillus, Asoperguillus, Trichoderma, Monilia, de levaduras Saccharomyces,

Candida, Kloeckera, Pichia, Kluyvoromyces, Hansenula y de bacterias Bacillus,

Leuconostoc, Escherichia, Enterobacter, Citrobacter, Pseudomonas, Klebsiella,

Cytobacterium, Micrococcus, Staphilicoccus y Clostridium. Algunos estudios recientes

muestran que Leuconostoc mesenteroides, en las primeras 6 horas de su crecimiento a

30°C, puede consumir hasta 8.6 g L-1/h (Bonilla-Vidal, 2013), provocando la producción


117

de dextranas y causando grandes pérdidas en los rendimientos de obtención de

azúcar.

2.4.1. Leuconostoc mesenteroides

El género Leuconostoc pertenece a la familia Leuconostocacea, se trata de una

bacteria ácido láctica heterofermentativas, con morfología de cocoide ovoide Gram

positivo, agrupados en pares o cadenas cortas, son anaerobias facultativas, con

ausencia de esporas pero presencia de cápsula, son catalasa negativa, productores de

ácido láctico y CO2, además de ser resistentes a la vancomicina, en agar MRS

presenta colonias de forma circular con superficie lisa, traslucidas, color crema, con

consistencia viscosa, elevación convexa y borde entero, son responsables de la

biosíntesis de dextranas y levano extracelular en presencia de sacarosa (Mendoza-

Hernández, 2010).

La bacteria Leuconostoc mesenteroides, tiene diversas subespecies tales como:

Leuconostoc mesenteroides subespecies mesenteroides, Leuconostoc mesenteroides

subespecies dextranicum, y Leuconostoc mesenteroides subespecies cremoris. El

género Leuconostoc no crece a 45°C, son arginina descarboxilasa negativa y algunas

de las subespecies no biodegradan la arabinosa.

Durante la obtención de azúcar una de las operaciones criticas del proceso es la

extracción del jugo (molienda), ya que el jugo extraído posee una cantidad de sólidos

totales de 10 a 18°Bx, un pH de 5.0 a 5.6, abundantes sales orgánicas e inorgánicas y

una temperatura de 25 a 30°C (Bonilla-Vidal, 2013), lo que lo hace un medio ideal para

la proliferación de ciertos microorganismos. El género Leuconostoc juega un importante

papel en la producción de azúcar, ya que su presencia durante el proceso puede

ocasionar grandes pérdidas, cercanas al 20% del total, debido a que utiliza a la

sacarosa para la producción de dextranas (Fig. 4). Estas dextranas no solamente

reducen el contenido de azúcar en los jugos sino que aumentan su viscosidad haciendo

su manejo mucho más difícil desde el punto de vista tecnológico.

Las dextranas son polisacáridos constituidos por unidades de glucosa en forma de

cadena recta mediante enlaces α 1-6. Pueden presentar diferentes ramificaciones en

su estructura molecular, dependiendo de la clase de bacteria que las produzca, lo cual


118

causa diferencia estructural en el polímero (Flores-Santillán y Pérez-Cordero, 2013),

para que se considere una dextrana por lo menos entre en 50-60% de la uniones

deben ser α 1-6. En la industria azucarera estos compuestos son indeseables debido a

que aumentan la viscosidad de los jugos extraídos, obstruye tuberías, y bombas, crean

problemas en los elevadores y tachos, además de que prolongan la formación de

cristales debido a que se forman cristales en forma de aguja. El agotamiento de las

masas es menor y dificulta la eliminación de las mieles en las centrifugas por lo que

requiere de un mayor lavado y una mayor circulación de las mieles

Fig. 4. Síntesis de dextrana a partir de sacarosa (Larrahondo, 1995)

2.4.2. Weissella confusa

El género Weissella incluye a las especies previamente asignadas a Lactobacillus y

Leuconostoc (Collins et al., 1993). Es una bacteria ácido láctica heterofermentativa,

aerobia facultativa, cuya morfología pueden ser cocobacilos cortos, Gram positivos,

agrupados en pares o cadenas cortas. Forman colonias pequeñas con elevación

convexa, con borde entero, viscosas suaves y, en ocasiones, pueden ser traslúcidas u

opacas, color crema y, en algunos casos, amarillas muy parecidas a Leuconostoc

mesenteroides e incluso pueden llegar a confundirse, ya que también son catalasa

negativa. Algunas especies del género Weissella pueden descarboxilar la arginina y

biodegradar la arabinosa.


119

Hoy en día es una bacteria muy estudiada y esto se debe a su actividad bacteriocida.

Existen diversos estudios científicos que muestran la producción de bacteriocinas del

género Weissella. Espeche et al. (2009) aislaron de muestras de leche de bovinos

sanos especies de Weissella paramesenteroides con efecto antagónico contra

Streptecoccus dysgalactiae ATCC27957 y Escherichia coli, Serna-Cock et al. (2010)

reportaron la actividad antimicrobiana de Weissella confusa aislada de líquido rumial

bovino contra especies de Staphylococcus aureus y Streptococcus agalactiae

principales patógenos causales de mastitis bovina, Cock et al. (2012) evaluaron la

actividad antimicrobiana de Weissella confusa contra Escherichia coli ATCC 25922 y

Klebsiella pneumoniae los cuales son patógenos causales de enfermedades

producidas por alimentos. Por otro lado, Nam et al. (2002) encontraron que Weissella

confusa puede actuar como probiótico que puede reducir la capacidad de infección por

Helicobacter pylori.

2.5. Pruebas bioquímicas (MacFaddin, 2003)

Las pruebas bioquímicas permiten determinar características metabólicas. Algunas de

estas pruebas son rápidas y su lectura puede ser en cuestión de segundos hasta pocas

horas, debido a que se evalúa una enzima preformada. Sin embargo, la mayoría de las

pruebas detectan componentes metabólicos o la sensibilidad de los microorganismos

ante algunas sustancias, por lo que en este caso se requiere el crecimiento del

microorganismo con una incubación previa de 18 a 48 h.

2.5.1. Catalasa

Es una prueba para determinar la presencia de la enzima catalasa. Dicha enzima

descompone el peróxido de hidrógeno, el cual es el producto final oxidativo de la

degradación aerobia de los glúcidos. La catalasa elimina en forma catalítica los

intermediarios de la reducción del oxígeno (Fig. 5).

Fig. 5. Reacción del peróxido de hidrógeno y la enzima catalasa (MacFaddin, 2003)


120

Dicha prueba es llevada a cabo utilizando como reactivo peróxido de hidrógeno al 30%

y un cultivo puro de 24 h. El burbujeo inmediato indica la liberación de O2, por lo que la

prueba se considera positiva; es decir, que existiendo la presencia de la enzima

catalasa, la prueba se considera negativa al no existir burbujeo.

2.5.2. Descarboxilación de arginina

La descarboxilación es el proceso por el cual las bacterias que poseen enzimas

descarboxilasas específicas atacan los aminoácidos en su carboxilo terminal (-COOH)

para formar una amina o una diamina y dióxido de carbono. La descarboxilación está

restringida a aminoácidos que poseen por lo menos un grupo químicamente activo

distinto de una amina (-NH2) o un grupo -COOH y la degradación de los aminoácidos

ocurre en anaerobiosis.

La L-arginina es catabolizado por medio de dos sistemas que pueden ocurrir de

manera simultánea o separada. Estas dos vías metabólicas son el sistema de la

arginina hidrolasa y arginina descarboxilasa. La primera se realiza en dos pasos, la

degradación de L-arginina a L-citrulina, seguida por un sistema que fracciona la

citrulina en L-ornitina hasta llegar a putrescina (Fig. 6).

Fig. 6. Sistema de arginina dihidrolasa (MacFaddin, 2003)

En la descarboxilación, antes de llegar al producto final, se produce agmatina la cual es

una molécula más grande que la putrescina. Esta última no es considerada como


121

producto final en el catabolismo, por lo que es degradada mediante dos vías, por la

acción de las enzimas agmatinasa y agmatina dihidrolasa, hasta llegar a su producto

final (Fig. 7).

Fig. 7. Descarboxilación de la arginina (MacFaddin, 2003)

2.5.3. Biodegradación de arabinosa

Esta biorreacción (mal llamada “fermentación”4) es una prueba en donde se observa la

capacidad de un microorganismo para fermentar un hidrato de carbono específico. Las

bacterias que biodegradan un hidrato de carbono por lo común son aerobios

facultativos. Un hidrato de carbono se degrada y fracciona en dos triosas que

posteriormente se degradan a una cantidad de compuestos de 1, 2, 3 y 4 carbonos.

4 El término fermentación fue acuñado por Louis Pasteur para nombrar la reacción anaerobia realizada

por Saccharomyces cerevisiae sobre la glucosa para producir alcohol etílico y bióxido de carbono. Por tanto, cualquier otra biorreacción NO es una fermentación. En este libro se les denomina biorreacciones (Nota de la asesora)


122

2.6. Biocidas en la industria azucarera

En la industria azucarera se usan los biocidas habitualmente para el control de

microorganismos tales como Leuconostoc spp. Estos métodos químicos generan

ciertas dificultades, especialmente para la industria alimentaria, puesto que pueden ser

tóxicos al humano o acarrear graves consecuencias al ambiente. Es por esta razón que

la industria ha buscado el uso de microorganismos antagonistas, inocuos y que no

tengan repercusión en el proceso. Los biocidas más utilizados para la desinfección y/o

sanitización de la caña de azúcar son: ditiocarbamatos y otros carbamatos, cloruro de

benzalconio y otras sales cuaternarias de amonio como bifluoruro de amonio y

formaldehído (Tabla 1).

Tabla 1. Biocidas utilizados en la industria azucarera y sus características Nombre del biocida Dosis empleada DL50 Referencias

Dimetil ditiocarbamato de sodio 15-20 mg kg-1 1000 mg kg-1 oral en

ratas Bonilla-Vidal (2013)

Cloruro de benzalconio 50-100 mg kg-1 400 mg kg-1 oral en ratas

Villa (2008)

Formaldehído 0.2-0.5mg kg-1 100 mg kg-1, oral en ratas

OMS (1982)

2.6.1. Cloruro de benzalconio (CB)

Es una sal de amonio (Fig. 8), ya que es una mezcla sinérgica de constituyentes

cuaternarios de tetra-alquil y tri-alquil amonio. En la industria azucarera es utilizado en

los molinos debido a sus propiedades bactericidas, bacteriostáticas y fungicidas

derivadas de su superficie catiónica activa. Su aplicación asegura una rápida

eliminación de todo tipo de microorganismos, cubriendo un amplio espectro de las

bacterias Gram positivas, Gram negativas y levaduras (Villa, 2008).

También es empleado como antiséptico y desinfectante de la piel, de materiales de

industrias alimentarias y en algunos compuestos cosméticos, incluso para lentes de

contacto.


123

Fig. 8. Estructura del cloruro de benzalconio (Shandong IRO, 2016)

Su mecanismo de acción bactericida es a través de tres niveles, alteración de la

membrana celular, desnaturalización de proteínas e inactivación enzimática. Estos

mecanismos se deben a su estructura anfipática, debido a las cadenas carbonatadas

(hidrófobas) las cuales penetra en las membranas, mientras que el nitrógeno catiónico

(hidrófilo) interacciona con los fosfatos de los fosfolípidos, lo que provoca que haya una

salida del material citoplasmático hacia el exterior y la alteración celular. Esta familia de

biocidas son considerados desinfectantes de bajo nivel. La ficha técnica que describe al

compuesto se muestra en la Tabla 2.

2.6.2. Metam-sodio (MS)

Es un derivado del ácido carbámico (Fig. 9), el cual se ha empleado como

desinfectante de suelo, reduciendo sustancialmente las poblaciones de nemátodos y

hongos. La mayoría de los ditiocarbamatos son usados como herbicidas y su

clasificación depende de la característica de la sustitución de uno o ambos hidrógenos

en cada nitrógeno. Es conocido también como metilditiocarbamato de sodio,

ditiocarbamato (Flores-Santillán y Pérez-Cordero, 2013).

Fig. 9. Estructura del metam-sodio (Bonilla-Vidal, 2013)


124

Permite controlar las malezas y sus semillas en proceso de germinación. Es

ampliamente utilizado en la industria de alimentos pero, principalmente, en la

extracción de jugo de caña de azúcar. Su acción radica en la inhibición de Leuconostoc

mesenteroides ya que posee una ligera actividad anticolinesterásica y presenta una

gran capacidad para la captación de metales en su interacción con radicales sulfhidrilo.

La ficha técnica que describe al compuesto se muestra en la Tabla 3.

2.6.3. Formaldehído

El formaldehído, también conocido como metanal, es un compuesto de carbono,

hidrógeno y oxígeno (Fig. 10). Es un gas incoloro y de olor sofocante, considerado

como un eficaz biocida y utilizado también como conservador en la fabricación de ropa,

plásticos, papel y tableros. En la industria azucarera se le utiliza para el control de

microorganismos contaminantes debido a que su capacidad bactericida radica en su

efecto alquilante de los grupos sulfhidrilo, hidroxilo, carboxilo o amina. Produce

hidroximetilaciones o condensaciones (entrecruzamientos) en las proteínas y en los

nitrógenos de los anillos de las bases púricas, por lo que su espectro es muy amplio

(OMS, 1982).

Se comercializa principalmente en forma de solución acuosa del 37-50% v/v y son

conocidas como formol, formalina, aldehído fórmico o metanal. Por lo general estas

soluciones son utilizadas como conservadores. Es soluble en agua y en disolventes

orgánicos; pero insoluble en éter de petróleo. La ficha técnica que describe al

compuesto se muestra en la Tabla 4.

Fig. 10. Estructura del formaldehído (McMurry, 2008)


125

Tabla 2. Ficha técnica del cloruro de benzalconio (MAPFRE, 2015, con algunas modificaciones)

Cloruro de benzalconio CAS: 63449-41-2

ICSC: 1584

Propiedades físicas Punto de sublimación: 350°C Punto de fusión: 29-34°C Densidad relativa(agua=1):1.5

Solubilidad en agua, g/100mL a 25°C: 28 Presión de vapor, kPa a 160°C: 0.13

Datos importantes Estado físico; aspecto: Polvo higroscópico blanco a amarillo, de olor característico. Peligros químicos: La sustancia se descompone al calentarla intensamente, produciendo humos tóxicos y corrosivos incluyendo vapores amoniacales, vapores de cloro y óxidos de nitrógeno. Límites de exposición: TLV (valor techo) no establecido. MAK (sensibilización cutánea) no establecido.

Vías de exposición: La sustancia se puede absorber por inhalación. Riesgos de inhalación: Al producirse una pérdida de gas, se alcanza muy rápidamente una concentración nociva de éste en el aire. Efectos de exposición de corta duración: La sustancia irrita gravemente los ojos e irrita el tracto respiratorio. La inhalación puede originar edema pulmonar Efectos de exposición prolongada o repetida:Esta sustancia es carcinógena para los seres humanos.

Datos ambientales Sustancia muy tóxica para los organismos acuáticos. Evítese de forma efectiva que el producto químico se incorpore al ambiente. Toxicidad Animal Dosis

En especies acuáticas Carpa y pez zebra 500 mg/L

Oral exposición aguda Ratas 7 mL (al 0.1%) /kg

Oral exposición aguda Ratas 5mL (al 0.13%) kg

DL50 oral en ratas Ratas 400 mg/kg

Toxicidad ocular exposición aguda

Conejos albinos 0.1 mL (al 0.65% c/ojo)


126

Tabla 3. Ficha técnica del metam-sodio (Arvizu-Bernal y Ramos-Medina (2010), con modificaciones)

Metam-sodio CAS: 137-42-8

Peso molecular: 129.17

Propiedades físicas Punto de ebullición: 97 a 102 °C Punto de fusión: -5 a 0 °C Densidad relativa(agua=1):1.250 Presión de vapor: 0.0575 Pa a 20 °C Solubilidad en agua: 722 g/L aproximadamente

pH solución al 42 % (a 20 °C): 7.5-10.5 Presión de vapor, kPa a 160 °C: 0.13 Temperatura de autoignición: No determinada Punto de inflamación: 66 °C

Datos importantes Estado físico; aspecto: A 20 °C es líquido, de color amarillo-verde de olor azufrado. Peligros químicos: Se descompone cuando se diluye con agua en metil-isotiocianato (gas lacrimógeno y moderadamente venenoso) y en sulfuro de hidrógeno (gas altamente venenoso). En contacto con ácidos fuertes y se descompone en sulfuro de carbono y monometilamina (gases altamente inflamables).

Degradabilidad: Se degrada rápidamente en el ambiente por contacto con la humedad del suelo. Medio ambiente acuático. De acuerdo con los resultados de los ensayos de biodegradabilidad biodegradable. Estabilidad: El producto es estable si es almacenado y manipulado según las recomendaciones dadas.

Toxicidad Animal Dosis

Toxicidad aguda oral Ratas 820 mg /kg

Toxicidad aguda oral Conejos 825 mg/kg

Toxicidad aguda cutánea Ratas 800 mg/kg

Toxicidad aguda cutánea Conejos 2020 mg/kg

Dosis letal hombre Hombre 600 mg/L 30 min; 800 mg/L inmediatamente/ letalmente


127

Tabla 4. Ficha técnica del formaldehído (MAPFRE, 2015, con modificaciones) Formaldehído CAS: 50-00-0

ICSC: 0275 Masa molecular: 30.0

Propiedades físicas Punto de ebullición: -20 °C Punto de fusión: -92 °C Densidad relativa(agua=1):1.08

Punto de inflamación: gas inflamable Temperatura de autoignición: 430 °C Limites de explosividad, % en volumen en el aire: 7-73

Datos importantes Estado físico; aspecto: Gas, de olor característico. Peligros físicos: Se puede mezclar con el aire, formándose fácilmente mezclas explosivas. Peligros químicos: La sustancia polimeriza debido al calentamiento suave. Reacción con oxidantes. Límites de exposición: TLV: 0,3 ppm (valor techo), A2 (sospechoso de ser cancerígeno humano); SEN (ACGIH 2004). MAK: 0,3 ppm; 0,37 mg/m3; Sh (sensibilización cutánea); Categoría de limitación de pico: I(2); Cancerígeno categoría: 4; Mutágeno categoría: 5; Riesgo para el embarazo: Grupo C ; (DFG 2004).

Vías de exposición: La sustancia se puede absorber por inhalación. Riesgo de inhalación : Al producirse una pérdida de gas, se alcanza muy rápidamente una concentración nociva de éste en el aire. Efectos de exposición de corta duración: La sustancia irrita gravemente los ojos e irrita el tracto respiratorio. La inhalación puede originar edema pulmonar Efectos de exposición prolongada o repetida:Esta sustancia es carcinógena para los seres humanos.

Toxicidad Animal Dosis Exposición aguda Ratas wistar macho 30 ppm/6h

Exposición subcrónica Ratones 40 ppm/5h

Carcinogenicidad o exposición crónica

Ratones Sol. 10 % en agua


Ratas wistar hembra 15 o 82mg/kg


Embriones de ratas 1500 o 100 ppm


128

3. Metodología

3.1. Equipo y reactivos

Los reactivos y equipo que se utilizaron para el desarrollo de esta investigación, se

muestran en la Tabla 5.

Tabla 5. Reactivos y equipo con distribuidor y especificaciones Reactivos y equipo Distribuidor y especificaciones

Agar MRS (De Man, Rogosa y Sharpe) Dibico Caldo rojo de fenol con arabinosa Dibico Caldo base descarboxilasa de moeller Dibico L-Arginina CIVEQ Agua peptonada Marca Solución salina isotónica (SSI) 0.9% NaCL J.T.Baker Formaldehído (biocida) J.T. Baker, al 37% Agar nutritivo Dibico Solución salina Sol. acuosa de NaCl 0.45% a 0.5%, pH

4.5 a 7.0. Dibico N-metilditiocarbamato de sodio (MS) (biocida)

Chem Service S.A. de C.V.

Cloruro de benzalconio (biocida) CIVEQ, al 90% Colorante cristal violeta HYCEL de México S.A de C.V. Safranina HYCEL de México S.A de C.V. Solución alcohol-cetona Preparada en el laboratorio, con acetona

J.T Baker y etanol al 95%. Lugol HYCEL de México S.A de C.V. Tinta china Pelikan Cajas Petri de 100 x 15 mm SyM Laboratorios Tubo de ensaye de poliestireno claro de 12x75 mm

Dilabr

Asa bacteriológica Veravitrum Incubadora a 35°C SEV-BIGM48S Incubadora a 45°C LUZEREN mod: DHP-9052 Campana de flujo laminar SEV-CFL102 Autoclave TUTTNAUER modelo 2340M Equipo de análisis automatizado MS-bioMérieux VITEK 2.0 systems 06.01 Hisopos estériles Industrias Ruisánchez S.A de C.V. Extractor casero Oster mod. 333-08


129

3.2. Diseño experimental

Experimento 1. Es un diseño experimental unifactorial, debido a que se debe aislar y

contabilizar las colonias existentes de los microorganismos de estudio Weissella

confusa y Leuconostoc mesenteroides a diferentes tiempos y a una misma temperatura

de 37°C, el medio de cultivo utilizado es agar MRS realizando tres repeticiones.

Experimento 2. El diseño experimental es tipo factorial considerando dos factores (a)

dosis; (b) tiempo y tres niveles dando como resultado 33, es decir, 27 pruebas

realizadas por triplicado, con un total de 81.

3.3. Procedimiento

3.3.1. Preparación del medio de cultivo agar MRS

Se rehidrataron 67g del medio en un litro de agua destilada durante 15 minutos (min),

se calentó con agitación constante 1 min a ebullición para su disolución completa, se

esterilizo a 121°C, 103.42 kPa (15 lbf/in2) de presión 15 min, una vez estéril se dejo

enfriar a 45°C, se vació en cajas petri estériles, las placas se conservaron en

refrigeración de 2 a 8°C (DIBICO, 2015)

3.3.2. Preparación de agua peptonada

Se disuelve en un litro de agua destilada 10 g de peptona y 5 g de cloruro de sodio, se

deja reposar de 10-15 min, se agita para disolver completamente y se esteriliza a

121°C, 103.42 kPa (15 lbf/in2) de presión 15 min, se deja enfriar y se colocan 90 mL de

agua peptonada en un matraz estéril, y 9 mL en tres tubos de ensayo estéril, se guarda

en refrigeración para su conservación.

3.3.3. Lavado y pelado de caña

Se lleva a cabo un lavado de la caña utilizando agua solamente, con la finalidad de

eliminar el exceso de tierra que posea, una vez que se lava se deja secar, para

después pelar, quitando la corteza que posee.


130

3.3.4. Toma de la muestra

Se pesaron 344 g de caña de azúcar y mediante la utilización de un extractor casero se

obtuvieron en un recipiente estéril, 61 mL del jugo de la caña.

3.3.5. Inoculación y lectura

Con una pipeta estéril se tomaron 10 mL del jugo de caña extraído y se colocaron en el

matraz que contiene 90 mL de agua peptonada, de la solución anterior se toma 1 mL y

se coloca en uno de los tubos que contiene 9 mL de agua peptonada, se realizó el paso

anterior hasta conseguir una disolución de 10 -4, de esta ultima disolución se tomo 0.1

mL con una pipeta estéril, se colocó en una de las placas de agar MRS y con una

varilla de vidrio en L se extendieron sobre la placa. Cada placa inoculada se incuba a

37°C, por 24, 48 y 72 h. Después de la incubación se seleccionaron las colonias típicas

de Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides, las colonias seleccionadas se

resembraron en placas de agar MRS por agotamiento en placa y se incubaron a 37°C

por 24 h.

3.3.6. Pruebas primarias

3.3.6.1. Tinción de Gram (Ramírez et al., 2008)

Para la caracterización morfológica de las colonias resembradas se realizó una tinción

selectiva de Gram.

a) A partir de una colonia pura de 24 h se colocó en los portaobjetos previamente

desengrasados y rotulados, una asa de los microorganismos de estudio

b) Se dejó secar y fijó pasándolo por la flama del mechero

c) Se agregó a la muestra dos gotas de cristal violeta, dejar actuar por 1 min, para

eliminar el exceso de colorante se lavó con agua destilada

d) Se añadieron dos gotas de lugol (mordente), deja actuar por 1 min, para eliminar

el exceso de mordente se lavó con agua


131

e) La muestra se decoloró con alcohol-cetona hasta que el efluente salga incoloro

para retirar el exceso de solvente se lavó con agua

f) Por último se agregaron dos gotas de safranina se dejó actuar 1 min y se lavó

con agua para retirar el exceso de colorante

g) Se dejó secar la muestra a temperatura ambiente y se observó al microscopio

con objetivo de inmersión.

3.3.6.2. Tinción de cápsula (Ramírez et al., 2008)

Para observar la presencia de cápsula se realizó una tinción diferencial (Anexo I)

a) En el extremo del portaobjetos colocar una gota de agua destilada y suspender

una asada del cultivo puro de 24 h de los microorganismos de estudio

b) Agregar una gota de tinta china sobre la muestra y mezclar perfectamente

c) Colocar el borde de otro portaobjetos limpio sobre la gota y deslizar éste sobre el

portaobjetos que contiene la muestra formando una película delgada

d) Dejar secar al aire, cubrir el frote con cristal violeta y dejar actuar 1 min

e) Secar al aire y observar al microscopio con objetivo de inmersión.

3.3.7. Pruebas bioquímicas

Para la realización de dichas pruebas se resembró una de las colonias aisladas por

agotamiento en placa, para obtener un cultivo puro de 24 h.

3.3.7.1 Catalasa

En un portaobjetos desengrasado se colocó una gota de agua, se suspendió una asa

del microorganismo de estudio y se agregó una gota de peróxido de hidrógeno (H2O2)

al 30 %, se observó el burbujeo inmediato.

3.3.7.2. Descarboxilación de arginina

a) Se rehidrató 1.0504 g de caldo descarboxilasa de Moeller en un 100 mL de agua

destilada y se agregó 1% del aminoácido de estudio, se dejó reposar de 10-15 min,

calentando con agitación constante hasta ebullición 1 min, se distribuyó en tubos


132

de ensayo cada uno con 4 mL del medio y se esterilizó a 121°C, 103.42 kPa (15

lbf/in2) de presión 15 min (NO SOBREESTERILIZAR) (DIBICO 2015).

b) Se rotularon dos tubos con SSI para las bacterias en estudio Weissella confusa y

Leuconostoc mesenteroides

c) Se suspendió una asada del cultivo bacteriano en un tubo con 5 mL de SSI hasta

obtener una suspensión ligeramente turbia

d) A partir de la suspensión anterior se inocularon mediante una asada los tubos que

contenían el caldo descarboxilasa de Moeller, por triplicado para cada una de las

bacterias

e) Se dejó un tubo sin inocular para poder tener un control sobre la prueba. A cada

tubo inoculado junto con el control se le agregaron 2 mL de aceite mineral

f) Se incubaron a 35 °C por 4 días, con una revisión constante de la prueba.

3.3.7.3. Biodegradación de arabinosa

a) Se rehidrataron 2.0020 g de caldo rojo de fenol con arabinosa 100 mL de agua

destilada se dejaron reposar de 10-15 min, calentando con agitación constante

hasta completa disolución.

b) Se distribuyeron en tubos de ensayo con campana de Durham cada uno con 4mL

del medio y se esterilizaron a 121°C, 103.42 kPa (15 lbf/in2) de presión por 15 min

(DIBICO, 2015).

c) Se rotularon dos tubos con SSI para las bacterias en estudio Weissella confusa y


d) Se suspendió una asada del cultivo bacteriano en un tubo con 5 mL de SSI hasta

obtener una suspensión ligeramente turbia

e) A partir de la suspensión anterior se inocularon mediante una asada los tubos que

contenían el caldo rojo de fenol con arabinosa, por triplicado para cada una de las

bacterias

f) Se dejó un tubo sin inocular para poder tener un control sobre la prueba y se

incubaron todos los tubos con las tapas ligeramente abiertas a 35°C por 24 h.


133

3.3.8. Prueba automatizada en el equipo VITEK 2

a) Se resembraron cada una de bacterias Weissella confusa y Leuconostoc

mesenteroides por agotamiento en placa en agar nutritivo y se incubaron a 37°C,

24 h

b) A partir del cultivo anterior se inoculó un tubo de ensayo con 3 mL de SSI (con

NaCl 0.45-0.5 %), ajustando una turbidez de 0.5 McFarland

c) Se colocaron, primero el tubo de ensayo en el cassette junto con la tarjeta de

identificación, y después insertando el tubo de trasferencia dentro del tubo con la

suspensión

d) Se instaló el cassette con las muestras en el sistema VITEK 2. Una vez dentro, las

tarjetas se sometieron a inoculación, sellado e incubación (Anexo II).

3.3.9. Preparación de los biocidas de estudio

3.3.9.1. Cloruro de benzalconio (CB)

Se prepararon 25 mL de una solución madre de CB a una concentración de 50 mg L-1.

Para ello se pesaron 1.389 mg de CB con una pureza de 90%, los cuales se disolvieron

en 10 mL de metanol grado cromatográfico (HPLC, en inglés), para después llevar a un

aforo de 25 mL. De la solución anterior se realizaron tres disoluciones, tomando

alícuotas de 1,1.5 y 2 mL y aforando a 5 mL con agua desionizada estéril, para obtener

las concentraciones de estudio 10,15 y 20 mg L-1.

3.3.9.2. Metam-sodio (MS)

Se prepararon 25 mL de una solución madre de MS a una concentración de 50 mg L-1.

Para ello se pesaron 1.274 mg de MS con una pureza de 99%, los cuales se

disolvieron en 10 mL de metanol grado cromatográfico, para después llevar a un aforo

de 25 mL. De la solución anterior se realizaron tres disoluciones, tomando alícuotas de

3, 4 y 4.5 mL y aforando a 5 mL con agua desionizada estéril, para obtener las

concentraciones de estudio 30, 40 y 50 mg L-1.


134

3.3.9.3. Formaldehído

Se prepararon 50 mL de una solución madre de formaldehído a una concentración de

300 mg L-1. Se tomaron 45 μL de una solución de formaldehído al 37% y se llevó a un

aforo de 50 mL con metanol grado cromatográfico. De la solución anterior se tomaron

alícuotas de 35, 50 y 85 μL, las cuales se aforaron a 5 mL con agua desionizada estéril,

para obtener concentraciones de 2, 3 y 5 mg L-1.

3.3.10. Pruebas de resistencia a biocidas

Las pruebas con biocida se realizaron tomando como referencia el documento "A

concise laboratory manual. Arthur Productions Pty Ltd, Sydney. NSW: The antibiotic

reference laboratory, South Eastern Area Laboratory Services", de Bell et al. (1999),

con algunas modificaciones.

a) Para determinar la susceptibilidad de cada uno de los biocidas seleccionados, se

distribuyeron 20 mL de agar en placas de Petri, las cuales se pusieron a secar boca

abajo sin tapa en la incubadora a 35°C durante dos horas

b) Se preparó una suspensión de SSI al 0.9% distribuida en tubos de ensaye cada

uno con 4 mL

c) Con una asa recta fue tomada una colonia (cultivo puro de 24 h) cuyo diámetro sea

de entre 1 y 2 milímetros (mm). La masa bacteriana debe ser visible en la punta del

alambre. Una vez que se tomó parte de la colonia, se inoculó la SSI girando el

alambre recto al menos 10 veces con la punta en contacto con la parte inferior,

hasta obtener una turbidez de 0.5 McFarland

d) Con una micro pipeta se colocaron 100 μL de la suspensión bacteriana en cada

una de las placas Petri y mediante un hisopo estéril se distribuyó el inóculo en la

placa dejando secar de 5 a 10 min

e) Esterilizar las pinzas de punta roma con alcohol y a la flama del mechero y en

condiciones de asepsia, tomar un disco de papel filtro e impregnarlo con el agente

químico a probar, eliminando el exceso por escurrimiento

f) Depositar el disco sobre el agar presionando ligeramente sobre la superficie y

repetir este paso para cada uno de los agentes químicos a evaluar


135

g) Se incubaron a 35°C por 24, 48 y 72 h, se revisaron y midieron cada halo de

inhibición después de la incubación.

3.4. Análisis estadístico

Se realizó un análisis de varianza de un factor para determinar el tiempo óptimo de

crecimiento de las bacterias de estudio. Para la prueba de inhibición de los biocidas se

determinó si los factores que pudieran afectar, mostrados en la Tabla 6, teniendo como

base la información bibliográfica presentada en la Tabla 1, fueron analizados con una

prueba de rango múltiple (Anexo III).

Tabla 6. Diseño experimental para seleccionar de la dosis óptima Niveles Factores 1 2 3 (a) Dosis A B C (b) Tiempo (h) 24 48 72 (c) Biocida MS CB FA MS: ditiocarbamato de sodio; CB: cloruro de benzalconio; A, B y C: 10, 15 y 20 mg L-1; FA: Formaldehído, ; A, B y C: 2, 3 y 5 mg L-1


136


4.1. Inoculación y lectura

En la primera parte del experimento se determinó el tiempo óptimo de incubación para

la bacteria de estudio Weissella confusa por lo que se realizaron 5 repeticiones para

cada uno de los tiempos de estudio. Los resultados se presentan en la Tabla 7.

Tabla 7. Unidades formadoras de colonias, UFC, a diferentes temperaturas para Weissella confusa

Tiempo (h) Placas de agar inoculadas

24 48 72

1 20x104 11x105 Incontables 2 0* 17x105 Incontables 3 22x104 13x105 27x105 4 0* 24 x105 Incontables

Unidades formadoras de colonias (UFC)

5 ** ** ** * Las colonias presentes se consideraron como cero ya que el conteo de éstas es menor al intervalo de 30 a

300 **Las colonias presentes en estas placas no se consideraron ya que el agar en el que se inoculó sufrió

fracturas

Para determinar el tiempo óptimo de incubación de Leuconostoc mesenteroides se

presenta la información en la Tabla 8. El factor de estudio es el tiempo de incubación

utilizando 5 repeticiones para cada uno de los tiempos de estudio.

Tabla 8. Unidades formadoras de colonias, UFC, a diferentes temperaturas para Leuconostoc mesenteroides

Tiempo (h) Placas de agar inoculadas 24 48 72

1 0* 14x105 30x105 2 0* 11x105 29x105 3 17x104 14x105 Incontables 4 0* 13x105 Incontables

Unidades formadoras de colonias (UFC)

5 ** ** ** * Las colonias presentes se consideraron como cero ya que el conteo de éstas es menor al intervalo de 30 a

300 **Las colonias presentes en estas placas no se consideraron ya que el agar en el que se inoculó sufrió

fracturas


137

4.2. Pruebas primarias

Las placas de agar MRS fueron incubadas a 37°C durante 24 h, después del tiempo de

incubación se revisaron cada una de las placas encontrando que para Weissella

confusa las colonias características son de color blancas, superficie lisa, opacas,

consistencia viscosa suave de elevación convexa y borde entero (Fig. 11), las pruebas

primarias que se realizaron como tinción de Gram y tinción de cápsula, muestran que

se trata de un cocobacilo Gram positivo, agrupado en cadenas cortas o pares (Fig. 12),

con presencia de cápsula (Fig. 13).

Fig. 11. Colonias en agar MRS de Weissella confusa

Fig. 12. Tinción de Gram y agrupación para

Weissella confusa

Fig. 13. Tinción de cápsula para Weissella

confusa


138

En cuanto a Leuconostoc mesenteroides en el mismo agar presenta colonias de forma

circular, superficie lisa, translúcida, color crema, consistencia viscosa, elevación

convexa y borde entero (Fig. 14).

Las pruebas primarias mostraron que se trata de un cocobacilo Gram positivo,

agrupado en cadenas cortas (Fig. 15), con presencia de cápsula (Fig. 16).

Fig. 14. Colonias en agar MRS de Leuconostoc mesenteroides

Fig. 15. Tinción de Gram y agrupación para


Fig. 16. Tinción de cápsula para Leuconostoc

mesenteroides


139

4.3. Pruebas bioquímicas

4.3.1 Catalasa

En las Figs. 17 y 18 se muestran los resultados de la prueba de catalasa que se

realizaron después de 24 h de incubación de las bacterias. Estas muestran que para

ambas bacterias la prueba es negativa.

Fig. 17. Prueba negativa de catalasa para

Weissella confusa

Fig. 18. Prueba negativa de catalasa para


4.3.2. Descarboxilación de arginina

Los resultados de la prueba fueron revisados después de la incubación diariamente. La

Fig. 19 muestra el tubo que se tomó como referencia de la prueba. En la Fig. 20 se

observó un resultado positivo para Weissella confusa, mientras que para Leuconostoc

mesenteroides el resultado fue negativo (Fig. 21).

Fig. 19. Tubo de referencia de la prueba descarboxilación de arginina

Fig. 20. Prueba (+) de descarboxilación de

arginina para Weissella confusa

Fig. 21. Prueba (-) de descarboxilación de arginina para Leuconostoc mesenteroides


140

4.3.3. Biodegradación de arabinosa

Para la prueba de biodegradación los resultados fueron revisados a las 24 h de su

incubación, tomando como referencia el tubo de la Fig. 22, mostrando que para

Weissella confusa el resultado fue positivo (Fig. 23), mientras que para Leuconostoc

mesenteroides el resultado fue negativo (Fig. 24).

Fig. 22. Tubo de referencia de la prueba biodegradación de arabinosa

Fig. 23. Prueba (+) de biodegradación de

arabinosa para Weissella confusa

Fig. 24. Prueba (-) de biodegradación de

arabinosa para Leuconostoc mesenteroides

4.4. Prueba automatizada en el equipo VITEK 2

Para confirmar la presencia de las bacterias Weissella confusa y Leuconostoc

mesenteroides, se utilizo el equipo VITEK 2, de acuerdo con los resultados se encontró

que se aisló del jugo de caña a la bacteria Leuconostoc mesenteroides ssp

mesenteroides, y a Weissella confusa con un 96% de confianza.

4.5. Pruebas de resistencia a biocidas

4.6. Cloruro de benzalconio (CB)

Para determinar la resistencia de Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides a los

biocidas de estudio se les midieron los halos de inhibición después de su aplicación a


141

diferentes condiciones (dosis del biocida y tiempo de incubación). En las Tablas 9 y 10

se muestran los resultados obtenidos para cloruro de benzalconio frente a cada una de

las bacterias de estudio.

Tabla 9. Halos de inhibición de Weissella confusa, utilizando CB Temperatura 35°C

Tiempo (h) 24 48 72 Dosis (mg/L) Halo (mm) Halo (mm) Halo (mm)

11 10 11 12.5 12 12.2 10 10 9.8 11 12 10.3 11

13.5 13 13.2 15 12.4 11 12 14.4 12.6 13.2 15.7 14 14.5 20 13.5 13 13

Tabla 10. Halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides, utilizando CB Temperatura 35 °C


10.9 10.9 10 10.5 10.3 10 10 11.4 11.4 11 11.1 11 11.2 12 12 11 15 12 11.8 13

12.9 12.5 12 13 12.9 12.3 20

13.5 12.6 12

4.7. Metam-sodio (MS)

Para determinar la susceptibilidad de Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides

en presencia del metam sodio, los resultados obtenidos se muestran en las Tablas 11 y

12 respectivamente.


142

Tabla 11. Halos de inhibición de Weissella confusa, utilizando MS Temperatura 35 °C


0 0 0 0 0 0 30 0 0 0

7.8 7.8 7.8 7.8 7.8 7.8 40 8.2 8.2 8.2 10 10 10 11 11 11 45 10 10 10

Tabla 12. Halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides, utilizando MS Temperatura 35 °C


0 0 0 0 0 0 30 0 0 0

7.5 7.5 7.5 7.6 7.6 7.6 40 8 8 8

8.3 8.3 8.3 8.3 8.3 8.3 45 8.2 8.2 8.2

4.8. Formaldehído

Los resultados de susceptibilidad para Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides

en presencia de formaldehído, los resultados obtenidos se muestran en las Tablas 13 y

14 respectivamente.


143

Tabla 13. Halos de inhibición de Weissella confusa, utilizando formaldehído Temperatura 35 °C

Tiempo (horas) 24 48 72 Dosis (mg/L) Halo (mm) Halo (mm) Halo (mm)

7 6 8 7 6 10 2 5 9 9 7 9 11 5 8 12 3 6 7 10

10 11 14 8 12 16 5 9 9 17

Tabla 14. Halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides, utilizando formaldehído Temperatura 35 °C

Tiempo (horas) 24 48 72 Dosis (mg/L) Halo (mm) Halo (mm) Halo (mm)

6 6 9 7 7 5 2 8 10 9 7 9 9 7 7 11 3 5 8 10 5 9 11 8 13 15 5 6 12 14

4.9. Pruebas de antagonismo

Se realizó una prueba de antagonismo, para ver si Weissella confusa podía actuar

como antagónico de Leuconostoc mesenteroides los resultados obtenidos muestran

que Weissella confusa no puede actuar como antagónico de Leuconostoc

mesenteroides puesto que ambas pueden desarrollarse en la placa de agar MRS sin

ningún inconveniente (Figs. 25 y 26), esto puede deberse a que ambas bacterias

provienen del mismo género.


144

Figura 25. Prueba de antagonismo para Weissella confusa y Leuconostoc

mesenteroides

Figura 26. Prueba de antagonismo para Weissella confusa y Leuconostoc

mesenteroides


4.10.1. Tiempos de incubación

En las Tablas 15 y 16 se muestran los resultados de los análisis de varianza realizados

para cada uno de los experimentos de desarrollo de los microorganismos a diferentes

tiempos. Se consideró un diseño unifactorial, por lo que se plantean las hipótesis:

H0: No hay diferencia significativa entre los tiempos de incubación para el desarrollo de

los microorganismos

H1: Hay diferencia significativa en por lo menos uno de los tiempo de incubación para el

desarrollo de los microorganismos

Tabla 15. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para Weissella confusa Fuente de variación

Suma de cuadrados Grados de libertad

Medias de cuadrados

Estadístico de prueba

Entre tratamientos

4.68x1012 3 1.56x1012

Del error 6.42x1012 8 7.13x1011

Total 1.11x1013 11

2.19

F 0.05, 2, 13Tablas= 4.07


145

Tabla 16. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para Leuconostoc mesenteroides Fuente de variación

Suma de cuadrados

Grados de libertad

Medias de cuadrados

Estadístico de prueba

Entre tratamientos

4.9x1012 3 1.63x1012

Del error 5.7x1012 8 7.12x1011 Total 1.36x1013 11

2.29

F 0.05, 2, 13Tablas= 4.07

De acuerdo con los resultados obtenidos no existe diferencia significativa entre los

tiempos de incubación para el desarrollo de los microorganismos de estudio, mostrando

que las condiciones óptimas para su desarrollo es el medio de cultivo agar MRS a 37°C

por 24 horas.

4.10.2. Prueba de resistencia a biocidas

Los resultados obtenidos para esta prueba fueron analizados mediante el programa

Startgraphics Centurion XVI. El análisis de varianza que se realizó para Weissella

confusa y Leuconostoc mesenteroides sobre los halos de inhibición frente a las

diferentes condiciones muestran que para el cloruro de benzalconio y metam sodio.

Existe una diferencia significativa entre la dosis empleada para poder inhibir el

crecimiento de las bacterias de estudio; sin embargo, no existe diferencia alguna entre

los tiempos que se utilizaron.

En cuanto al formaldehído, el análisis de varianza que se realizó indica que existe

diferencia significativa en cuanto a la dosis y tiempo que se emplee para inhibir el

crecimiento de Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides.

4.10.2.1. Análisis estadístico para cloruro de benzalconio

En la Fig. 27 se muestran los promedios de los halos de inhibición para Weissella

confusa a las diferentes dosis empleadas de CB. Los gráficos de cajas y bigotes

muestran el análisis estadístico de las dosis y tiempos empleados en el experimento.

Este gráfico de cajas y bigotes (Fig. 28) muestra que la dosis a 20 mg L-1 es la que

presenta mayor respuesta para inhibir el crecimiento de dicha bacteria pues el halo de

inhibición que se muestra es de 13.77 mm, a diferencia de las concentraciones de 10 y

15 mg/L las cuales no muestran diferencia significativa entre ellas. En cuanto al tiempo


146

el gráfico indica que no existe diferencia significativa para la inhibición del

microorganismo (Fig. 29).

Fig. 27. Promedio de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de CB

Fig. 28. Gráfico de caja y bigotes de halos de

inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de CB


inhibición para Weissella confusa a diferentes tiempos

Los promedios de los halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides frente a las

dosis empleadas de CB, se muestran en la Fig. 30. Los gráficos de cajas y bigotes

muestran que, para todas las concentraciones empleadas de 10, 15 y 20 mg L-1, existe

una diferencia significativa entre ellas (Fig. 31). El mayor halo de inhibición que se

presenta es de 12.63 mm, el cual corresponde a la dosis empleada de 20 mg L-1, con


147

respecto al tiempo. El gráfico de cajas y bigotes indica que no existe una diferencia

significativa (Fig. 32).

De acuerdo con los resultados que se obtuvieron puede observarse que Weissella

confusa ante las diferentes concentraciones de CB mostró los mayores halos de

inhibición con respecto a los de Leuconostoc mesenteroides frente al mismo biocida de

estudio.

Fig. 30. Promedio de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de CB

Fig. 31. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a

diferentes dosis de CB


diferentes tiempos


148

4.10.2.2. Análisis estadístico para metam sodio

En la Fig. 33 se muestran los promedios de los halos de inhibición para Weissella

confusa ante las diferentes dosis empleadas de MS. Al igual que con el CB, los gráficos

de cajas y bigotes muestran el análisis estadístico de las dosis y tiempos empleados

para el estudio del biocida. De acuerdo con el gráfico de cajas y bigotes existe una

diferencia significativa entre las tres concentraciones de estudio (Fig. 34), mostrando

que a 45 mg L-1 se presenta el mayor halo de inhibición 10.33 mm. Por otro lado, a una

concentración de 30 mg L-1 la bacteria no presenta inhibición alguna.

Fig. 33. Promedio de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de MS

Fig. 34. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de MS


inhibición para Weissella confusa a diferentes tiempos


149

En cuanto a Leuconostoc mesenteroides los promedios de los halos de inhibición ante

las diferentes dosis empleadas de MS se muestran en la Fig. 36. El análisis estadístico

de la dosis (Figura 37) indica que existe una diferencia significativa entre las

concentraciones de estudio mostrando que a una concentración de 30 mg L-1 la

bacteria no presenta inhibición alguna ante el MS, mientras que a 45 mg L-1 se

presenta un halo de 8.3 mm.

Fig. 36. Promedio de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de MS


diferentes dosis de MS


diferentes tiempos


150

En cuanto al tiempo los gráficos de cajas y bigotes para Weissella confusa y

Leuconostoc mesenteroides (Figura 35 y 38), muestran que para ambas bacterias no

existe diferencia significativa para la inhibición de los microorganismos. De los

resultados que se obtuvieron puede observarse que Weissella confusa muestra mayor

resistencia a metam sodio que Leuconostoc mesenteroides de acuerdo con los

promedios de los halos de inhibición que se tienen.

4.10.2.3. Análisis estadístico para formaldehído

Para el caso del formaldehído, la Fig. 39 muestra los promedios de los halos de

inhibición para Weissella confusa. De acuerdo con el análisis estadístico de las dosis

empleadas, los gráficos de cajas y bigotes (Fig. 40) indican que entre las

concentraciones de 2 y 3 mg L-1 no existe diferencia significativa alguna. Sin embargo,

la concentración de 5 mg L-1 muestra una diferencia significativa con respecto a las

otras dos concentraciones. En cuanto al tiempo, el análisis estadístico indica que existe

una diferencia significativa (Fig. 41), mostrando que los mayores halos de inhibición se

presentan a las 72 h de incubación. De acuerdo con el análisis realizado puede decirse

que las condiciones óptimas para obtener una mayor inhibición del microorganismo es

utilizando una concentración de 5 mg L-1 con un tiempo de incubación de 72 h.

Fig. 39. Promedio de inhibición para Weissella confusa a diferentes dosis de formaldehído


151

Fig. 40. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes

dosis de formaldehído

Fig. 41. Gráfico de caja y bigotes de halos de inhibición para Weissella confusa a diferentes

tiempos

En cuanto a los resultados para Leuconostoc mesenteroides, los promedios de los

halos de inhibición a las diferentes dosis empleadas de formaldehído se muestran en la

Fig. 42. El análisis estadístico de las dosis en gráficos de cajas y bigotes (Fig. 43)

indican que existe diferencia significativa entre la dosis empleada, de 5 mg L-1, con

respecto a las dosis de 2 y 3 mg L-1. En cuanto al tiempo, en el gráfico de cajas y

bigotes se observa que existen diferencias significativas entre los tres tiempos de

estudio (Fig.44), mostrando que las condiciones óptimas para inhibir el crecimiento de

la bacteria son utilizando una concentración de 5 mg L-1 incubándola por 72 h.

Fig. 42. Promedio de inhibición para Leuconostoc mesenteroides a diferentes dosis de

formaldehído


152


diferentes dosis de formaldehído


diferentes tiempos

4.11. Efecto inhibitorio del segundo experimento

Para poder conocer el efecto inhibitorio de los biocidas de estudio se tomó como

referencia o biocida control al formaldehído, debido a que su efecto inhibitorio está

demostrado (Zarco-Mercado, 2015). Sin embargo, debido a sus efectos adversos al

ambiente y su toxicidad hacia los humanos no puede ser utilizado como biocida en

alimentos para humanos (OMS, 1982). Para poder obtener el porcentaje de efecto

inhibitorio, se utilizó el mejor promedio de inhibición proveniente de la concentración de

5 mg L-1. De esta manera se calcularon los porcentajes de efecto inhibitorio para los

dos biocidas de estudio probados en Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides

(Tablas 17 y 18). Para el cálculo del porcentaje inhibitorio se tomaron en cuenta las

ecuaciones 1 y 2:

Halo promedio de inhibición de CB 10 mg L-1

% Efecto inhibitorio= Halo de inhibición del formaldehído 5 mg L-1

X100 (1)

11.06 mm % Efecto inhibitorio=

11.78 mm X100 = 93.89% respecto al formaldehído (5 mgL-1) (2)

Los porcentajes que se obtuvieron de cloruro de benzalconio (CB) y metam sodio (MS)

para Weissella confusa muestran que los porcentajes de efecto inhibitorio de CB son


153

mayores que los del MS. Al realizar el análisis estadístico se observa que existe una

diferencia significativa en el uso de los biocidas (Fig. 45), mostrando que el cloruro de

benzalconio tiene una mayor respuesta de inhibición ante el microorganismo de estudio

en este caso sobre Weissella confusa. Además, las dosis utilizadas para inhibir su

crecimiento son menores.

Tabla 17. Efecto inhibitorio del cloruro de benzalconio (CB) y metam sodio (MS) en porcentaje para la bacteria Weissella confusa

Biocida Dosis Promedio del halo de inhibición (mm) % Efecto inhibitorio CB 10 11.06 93.89 CB 15 12.04 102.21 CB 20 13.77 116.89 MS 30 0 0 MS 40 7.93 67.32 MS 45 10.33 87.69

Cloruro de benzalconio CB

Metam sodio MS

Gráfico Caja y Bigotes

0 20 40 60 80 100 120

% Efecto inhibitorio

Bio

cid

a

Fig. 45. Gráfico de cajas y bigotes para el % de efecto inhibitorio para Weissella confusa versus

biocida (cloruro de benzalconio y metam sodio)

En cuanto a los resultados obtenidos para Leuconostoc mesenteroides con respecto de

los porcentajes que se obtuvieron de cloruro de benzalconio y metam sodio se puede

decir que los porcentajes de efecto inhibitorio del CB superan el 100%, por lo que son

eficaces para inhibir el crecimiento de Leuconostoc mesenteroides, mientras que los de

MS son menores que el 100%. De acuerdo con el análisis estadístico existe una


154

diferencia significativa entre los biocidas de estudio para inhibir el crecimiento de

Leuconostoc mesenteroides (Fig. 46), indicando que el cloruro de benzalconio tiene un

mayor porcentaje de efecto inhibitorio utilizando concentraciones más bajas que el

metam sodio.

Tabla 18. Efecto inhibitorio del cloruro de benzalconio (CB) y metam sodio (MS) en porcentaje para la bacteria Leuconostoc mesenteroides

Biocida Dosis Promedio del halo de inhibición (mm) % Efecto inhibitorio CB 10 10.71 103.68 CB 15 11.68 113.07 CB 20 12.63 122.27 MS 30 0 0 MS 40 7.70 74.54 MS 45 8.27 80.06

Cloruro de benzalconio CB

Metam sodio MS


0 30 60 90 120 150


Bio

cida

Fig. 46. Gráfico de cajas y bigotes para el % de efecto inhibitorio para Leuconostoc

mesenteroides versus biocida (cloruro de benzalconio y metam sodio)

La Tabla 19 presenta la comparación de los porcentajes de efecto inhibitorio del

cloruro de benzalconio y metam sodio ante las dos bacterias de estudio, Weissella

confusa y Leuconostoc mesenteroides. Los resultados muestran que los porcentajes de

efecto inhibitorio son muy similares para ambas bacterias; sin embargo, puede verse

una leve superioridad de los porcentajes para Leuconostoc mesenteroides (Fig. 47). De

acuerdo con el análisis estadístico que se realizó no existe diferencia alguna entre los

porcentajes de efecto inhibitorio para las bacterias de estudio (Fig. 48).


155

Tabla 19. Comparación del % de efecto inhibitorio para las bacterias de estudio ante los biocidas de estudio (cloruro de benzalconio y metam sodio)

Weissella confusa Leuconostoc mesenteroides Biocida Dosis % Efecto inhibitorio % Efecto inhibitorio

CB 10 93.89 103.68 CB 15 102.21 113.07 CB 20 116.89 122.27 MS 30 0 0 MS 40 67.32 74.54 MS 45 87.69 80.06

Fig. 47. Gráfico de la comparación del % de efecto inhibitorio de Weissella confusa y Leuconostoc

mesenteroides versus biocida (cloruro de benzalconio y metam sodio)


Weissella confusa


0 30 60 90 120 150


Bacte

ria de e

stu

dio

Fig. 48. Gráfico de cajas y bigotes para el % de efecto inhibitorio versus bacteria de estudio

(Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides)

Primera Parte I-2: Capítulo 5. Conclusiones y perspectivas

156

5.1. Conclusiones

Considerando que el objetivo general era identificar a dos bacterias predominantes del

jugo de caña Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides evaluando su

susceptibilidad a dos biocidas comerciales (cloruro de benzalconio y metam sodio) y

comparando las dosis empleadas para cada una de ellas y que los objetivos

particulares fueron revisar las características que presenta la bacteria Weissella

confusa, así como las aplicaciones que tiene en los diferentes campos de la ciencia, de

aislar e identificar de jugo de caña de un ingenio azucarero a Weissella confusa y

Leuconostoc mesenteroides, de evaluar la susceptibilidad de ambas bacterias ante dos

biocidas comerciales comparando las dosis y determinar si Weissella confusa puede

actuar de forma antagónica o como bacteriocida ante Leuconostoc mesenteroides y,

finalmente, comparar ambos biocidas con el formaldehído, considerándolo como

referencia, a continuación se presentan las conclusiones alcanzadas.

Se alcanzó el objetivo general, ya que se identificaron con un 96% de confianza

a Weissella confusa y a Leuconostoc mesenteroides, aisladas del jugo de caña y

se logró comparar su efecto inhibitorio ante los dos biocidas comerciales

empleados, cloruro de benzalconio y metam sodio, usando 10, 15 y 20 mg L-1 y

40 y 45 mg L-1, respectivamente, para inhibir el crecimiento de ambas bacterias

Se revisaron las características típicas de Weissella confusa, mostrando que se

trata de una bacteria ácido láctica, Gram positiva, que puede actuar como

antagónica de algunas bacterias patógenas

Se logró aislar de jugo de caña de un ingenio azucarero cooperante (acuerdo de

confidencialidad), tanto a Leuconostoc mesenteroides como a Weissella

confusa, identificándolas mediante su caracterización morfológica y pruebas

bioquímicas

Las bacterias en estudio Weissella confusa y Leuconostoc mesenteroides

presentan características morfológicas muy similares, ya que Weissella confusa

proviene de la familia de Leuconostoc, por lo que existen pocas pruebas

bioquímicas que las diferencien


157

El diseño de experimento unifactorial que se efectuó permitió conocer las

condiciones óptimas para el desarrollo de los microorganismos en estudio,

destacando el medio de Agar MRS, a 37°C durante 24 horas

Mediante el segundo experimento se logró determinar la susceptibilidad de

Weissella confusa y de Leuconostoc mesenteroides ante los agentes biocidas en

estudio, cloruro de benzalconio y metam sodio

La bacteria Weissella confusa presentó los mayores halos de inhibición ante los

biocidas como el cloruro de benzalconio y metam sodio; sin embargo, al calcular

el % de efecto inhibitorio usando al formaldehído como control, Leuconostoc

mesenteroides tiene una superioridad de los porcentajes, por lo que Weissella

confusa no puede ser utilizado como bactericida para inhibir el crecimiento de


Se corroboró que el biocida usado como referencia, el formaldehído, es el más

eficaz de la experimentación. Sin embargo, también es un biocida poco

convencional para ser utilizado en la industria alimentaria debido a su toxicidad

(Anexo IV, Anexos 4a, b). En esta investigación con su referencia se calcularon

los % de efecto inhibitorio de los otros dos

Se comprobó que Weissella confusa no actúa como organismo antagónico de

Leuconostoc mesenteroides debido a que ambas pueden proliferar sin ningún

inconveniente en el medio de cultivo empleado

5.2. Perspectivas

Con base en esta experimentación y los resultados y conclusiones alcanzados se

esbozan a continuación las perspectivas para la continuación de estas investigaciones.

Realizar una búsqueda más detallada de por qué Weissella confusa no puede

actuar como bactericida de Leuconostoc mesenteroides, a pesar de que posee

efectos inhibitorios ante algunos patógenos causantes de enfermedades en

alimentos (Serna-Cock et al., 2010)


158

Se debe continuar con la investigación para encontrar una bacteria que actúe

como bactericida ante Leuconostoc mesenteroides y de esta manera poder ser

usada en la industria azucarera para coadyuvar en la resolución de los

problemas que esta última genera en la industria.

Nota: Los residuos producidos en esta investigación experimental fueron estabilizados

antes de disponer de ellos (Anexo IV, Anexo 4b)


159

Arvizu-Bernal, D.I. y Ramos-Medina, J.C. (2010). Degradación del ditiocarbamato de

sodio usado como plaguicida en el proceso de elaboración de azúcar en México

mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR). Tesis de

licenciatura, Facultad de Química, Universidad Nacional Autónoma de México

UNAM, D.F. México

Bell, S. M., Gatus, B. J., Pham, J. N., y Rafferty, D. L. (1999). Antibiotic susceptibility

testing by the CDS method. A concise laboratory manual. Arthur Productions Pty

Ltd, Sydney. NSW: The antibiotic reference laboratory, South Eastern Area

Laboratory Services. Disponible: http://web.med.unsw.edu.au/pathology-

cds/CDS2006/CDSBOOK2.PDF


la metilamina, uno de los subproductos del ditiocarbamato de sodio utilizado como

agente biocida contra Leuconostoc mesenteroides en los ingenios azucareros

mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR). Tesis profesional

de Química de Alimentos. Facultad de Química, UNAM. México DF. México.

CENICAÑA. (2010). Dirección electrónica (Consultada el 12 de Febrero 2015).

http://www.cenicana.org/pop_up/fabrica/diagrama_obtencion.php

Cock, L. S., Duque, L. F. R., Castillo, N. B. L., Valencia, C. E. E. (2012). Weissella

confusa como un agente bioprotector en la inocuidad alimentaria contra patógenos

Gram negativos. Alimentos Hoy, 21(27), 102-114.

Collins, M. D., Samelis, J., Metaxopoulos, J. y Wallbanks, S. (1993). Taxonomic studies

on some Leuconostoc-like organisms from fermented sausages: description of a

new genus Weissella for the Leuconostoc paramesenteroides group of species.

Journal of Applied Bacteriology, 75(6), 595-603.

CONADESUCA. (2015). Dirección electronica (consultada el 31 octubre 2015)

http://www.cndsca.gob.mx/regionesparticipacionestatal.html

Crespo, H. G. (1988). Historia del azúcar en México. Vol. 1. Fondo de Cultura

Económica. Vol. I. ISBN: 9681629884. México DF. México.

Cuervo-Mulet, R. A., Ledesma, A. J., Durán-Vanegas, J. A. y Argote-Vega, F. E. (2010).

Aislamiento y control microbiológico de Leuconostoc mesenteroides, en un ingenio


160

para optimizar el rendimiento de azúcar y etanol. Biotecnología en el Sector

Agropecuario y Agroindustrial, 8(2), 31-40.

DIBICO. (2015). Dirección electrónica (Consultada el 11 de enero 2015).

http://www.dibico.com/productos.php?t=med&m=d&IdCat=1

DOF. (2015). Dirección electrónica (Consultada el 17 de junio 2015).

http://www.dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5393379&fecha=22/05/2015

DOF. (2009). Norma Oficial Mexicana. Modificación del inciso 0, el encabezado de la Tabla

13, el último párrafo del Anexo B y el apartado Signo decimal de la Tabla 21 de la Norma

Oficial Mexicana NOM-008-SCFI-2002, Sistema general de unidades de medida. Jueves

24 de septiembre de 2009. Diario Oficial (Primera Sección). Tabla 21 - Reglas para la

escritura de los números y su signo decimal. Signo decimal. El signo decimal debe ser

una coma sobre la línea (,) o un punto sobre la línea (.). Si la magnitud de un número es

menor que la unidad, el signo decimal debe ser precedido por un cero. Diario Oficial de la

Federación. Poder Ejecutivo Federal. México D.F. México.

Espeche, M. C., Otero, M. C., Sesma, F., y Nader-Macias, M. E. F. (2009). Screening of

surface properties and antagonistic substances production by lactic acid bacteria

isolated from the mammary gland of healthy and mastitic cows. Veterinary

Microbiology, 135(3), 346-357.

Flores-Santillán, B.A., Pérez-Cordero, V.A. (2013). Determinación y cuantificación del

isotiocianato de metilo (MITC) bajo diferentes parámetros de operación mediante

cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR), Tesis de licenciatura. México,

D.F.: UNAM, Facultad de Química.

INAZUCAR. (2015). Dirección electrónica (consultada el 30 de mayo 2015).

http://www.inazucar.gov.do/obtension_azucar.htm

Jiménez, E. R. (2005). La dextranasa a lo largo de la Industria azucarera. Biotecnología

Aplicada, 22(1), 11-19.

Kochergin, V. (2002). Processing opportunities for the future. Int. Sugar J., 104 (1243),

290-300.

Larrahondo, J. E. (1995). Calidad de la caña de azúcar. El cultivo de la caña en la zona

azucarera de Colombia. Eds. Cassalett, C, 337-354.

MacFaddin, J. F. (2003). Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de

importancia clínica. Ed. Médica Panamericana. México D.F. México. (Traducción


161

del libro Biochemical Tests for Identification of Medical Bacteria de Jean F Mac

Faddin, Lippincott Williams and Wilkins, 2000, 912 páginas).

MAPFRE. (2015). Dirección electrónica (consultada el 17 de agosto 2015).

https://www.fundacionmapfre.org/documentacion/publico/i18n/consulta/resultados

_navegacion.cmd?busq_autoridadesbib=MAPA20080634452

McMurry, J. (2008). Química Orgánica. 7a Edición Cengage Learning Editores, SA

Capitulo 26. a, 1050, 1016. México DF, México.

Mendoza-Hernández, H. (2010). Técnicas de análisis de control de calidad aplicadas a

la problemática que representa Leuconostoc mesenteroides en la industria

azucarera. Tesis de licenciatura. UNAM FES Cuautitlán. Estado de México,

México.

Nam, H., Ha, M., Bae, O., y Lee, Y. (2002). Effect of Weissella confusa strain PL9001

on the adherence and growth of Helicobacter pylori. Applied and environmental

microbiology, 68(9), 4642-4645.

OMS. (1982). FAO/OMS. Food and Agriculture Organization of the United

Nations/Organización Mundial de la Salud. Residuos de plaguicidas en los

alimentos. Estudio FAO: Producción y Protección Vegetal Nº 37. Roma: Informe

de la Reunión Conjunta 1981 del Cuadro de Expertos de la FAO en Residuos de

Plaguicidas y el Medio Ambiente y el Grupo de Expertos de la OMS en Residuos

de Plaguicidas. Disponible:

www.codexalimentarius.org/input/download/report/205/al03_24s.pdf

Ramírez-Gama, R.M., Luna-Millán, B., Velázquez-Madrazo, O., Vierna-García, L.,

Mejía-Chávez, A., Tsuzuki-Reyes, G., Hernández-Gómez, L., Müggenburg, I.,

Camacho-Cruz, A. Urzúa-Hernández, M. del C., (2008). Manual de prácticas de

microbiología general. México D.F.: Facultad de Química, UNAM.

SAGARPA. (2012). Secretaría de Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y

Alimentación. Importancia de la agroindustria de la caña de azúcar. Disponible en

http://www.sagarpa.gob.mx/agricultura/Documents/Cultivos%20Agroindustriales/I

mpactos%20Ca%C3%B1a.pdf

Serna-Cock, L., Valencia-Hernández, L. y Campos-Gaona, R. (2010). Kinetic of

fermentation and antimicrobial activity of Weissella confusa against


162

Staphylococcus aureus and Streptococcus agalactiae. Revista Facultad de

Ingeniería Universidad de Antioquia, (55), 55-65.

Shandong IRO. (2016). Dirección electrónica (consultada el 05 febrero 2016)

http://www.irowater.com/span/index.htm

SIAP. (2015). Dirección electrónica (consultada el 26 mayo 2015).

http://www.siap.gob.mx/siaprendes/contenidos/3/03-cana-azucar/contexto-3.html

Villa, M.D. (2008). Efectos de microbiocidas y antagonistas microbianos sobre

microorganismos causales del deterioro poscosecha de caña y su impacto en las

pérdidas de sacarosa en el ingenio. Tesis de Maestría en Tecnología Avanzada,

Instituto Politécnico Nacional. Tlaxcala, México. Disponible en:

web.med.unsw.edu.au/cdstest/GTF_CDS_site/Files/manuals/EarlierVersions/CDS

_Manual_5_Simplex.pdf. 25 de noviembre de 2014.

ZAFRANET. (2015). Dirección electronica (consultada el 5 octubre 2015)

http://www.zafranet.com/productores-caneros/

Zarco-Mercado, E. (2014). Identificación de bacterias mesófilas aerobias

predominantes en el jugo de caña de un ingenio y su susceptibilidad a tres

biocidas. Tesis de Licenciatura, Facultad de Química, Universidad Nacional

Autónoma de México. México D.F. México.

Zepeda-Guardado, E. R. (2012). Propuesta de alternativas para la reducción de

pérdidas de sacarosa en un ingenio azucarero. (Doctoral dissertation, Universidad

de El Salvador). San Salvador, El Salvador. Disponible en:

http://ri.ues.edu.sv/1647/1/TESIS-

PROPUESTA_DE_ALTERNATIVAS_DE_REDUCCI%C3%93N_DE_P%C3%89R

DIDAS_DE_SACAROSA.pdf

Primera Parte I-2: Anexo I. Aislamiento de bacterias

163

Fig. A1. Aislamiento masivo de Leuconostoc

mesenteroides a las 24 horas

Fig. A2. Aislamiento masivo de Weissella

confusa a las 24 horas

Fig. A3. Aislamiento de Leuconostoc

mesenteroides a las 72horas

Fig. A4. Aislamiento de Weissella confusa a las

72 horas

Fig. A5. Aislamiento por agotamiento de


Fig. A6. Aislamiento por agotamiento de

Weissella confusa

Fig. A7. Cocos Gram negativos y cocobacilos

Gram positivos obtenidos del aislamiento

Fig. A8. Cocos Gram negativos obtenidos del

aislamiento

Primera Parte I-2: Anexo I. Aislamiento de bacterias

164

Fig. A9. Cocobacilos Gram positivos con

ausencia de cápsula obtenidos del aislamiento

Fig. A10. Micrococos Gram positivos agrupados en cadenas cortas o pares

Fig. A11. Cocos Gram positivos agrupados en

tétradas

Fig. A12. Cocobacilos Gram positivos

agrupados en cadenas cortas

Primera Parte I-2: Anexo II. Pruebas de VITEK 2

165

Resultado de VITEK. Para Leuconostoc mesenteroides

Fig. A13. Formato de Registro de la prueba de VITEK para Leuconostoc mesenteroides


166

Resultado de VITEK. Para Weissella confusa

Fig. A14. Formato de Registro de la prueba de VITEK para Weissella confusa


167

Debido a que el VITEK, no detecta a Weissella confusa de los resultados que se obtuvieron se compararon con los datos bibliográficos de Serna et al. (2010). La mayoría de los resultados comparados fueron similares Tabla A1.-Comparación de los resultados teóricos presentados por Serna et al., 2010 con

los obtenidos en la prueba de VITEK # Prueba Nombre de la prueba Resultado experimental Resultado teórico

2 AMY D‐AMYGDALINA ‐ +

5 dXYL D‐XILOSA + +

8 ADH1 ARGININA DIHIDROLASA + +

9 BGAL BETA‐ GALACTOSIDASA + +

11 AGLU ALFA‐ GLUCOSIDASA + +

25 AGAL ALFA‐GALACTOSIDASA + +

30 dSOR D‐SORBITOL ‐ ‐

31 URE UREASA ‐ ‐

37 dGAL D‐GALACTOSA + +

38 dRIB D‐RIBOSA ‐ ‐

42 LAC LACTOSA ‐ ‐

44 NAG N‐ACETIL‐ D‐GLUCOSAMINA ‐ +

45 dMAL D‐MALTOSA + +

46 BACI Resistencia BACITRACINA + +

47 NOVO Resistencia NOVOBIOCINA + +

50 NC6.5 Crecimiento en 6.5% NaCl + +

52 dMAN D‐MANITOL + ‐

54 MBdG METHIL‐B‐D‐GLUCOPIRANOSIDASA ‐ ‐

57 dRAF D‐RAFINOSA ‐ ‐

58 O129R O129 RESISTENCIA (com vibrio) + +

59 SAL SALICINA + +

60 SAC SACAROSA + +

62 dTRE D‐TREALOSA ‐ ‐

63 ADH2s ARGININA DIHIDROLASA 2 + +

Primera Parte I-2: Anexo III. Análisis estadístico de los resultados

168

Tabla A2. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Weissella confusa ante CB


Gl Cuadrado medio Razón-F Valor-P

EFECTOS PRINCIPALES A:Dosis 33.8822 2 16.9411 15.67 0.0001 B:tiempo 4.84667 2 2.42333 2.24 0.1351 INTERACCIONES AB 1.17778 4 0.294444 0.27 0.8919 RESIDUOS 19.46 18 1.08111 TOTAL (CORREGIDO) 59.3667 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual

El StatAdvisor

La tabla de análisis de varianza, ANOVA en inglés, descompone la variabilidad de

halos de inhibición en contribuciones debidas a varios factores. Puesto que se ha

escogido la suma de cuadrados Tipo III (por omisión), la contribución de cada factor se

mide eliminando los efectos de los demás factores. Los valores-P prueban la

significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que un valor-P es menor

que 0.05, este factor tiene un efecto estadísticamente significativo sobre halos de

inhibición con un 95.0% de nivel de confianza.

Tabla A3. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Weissella confusa ante las dosis de CB

Método: 95.0 porcentaje LSD

Dosis Casos Media LS Sigma LS Grupos homogéneos 10 9 11.0556 0.346588 X 15 9 12.0444 0.346588 X 20 9 13.7667 0.346588 X

Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 10 - 15 -0.988889 1.02977 10 - 20 * -2.71111 1.02977 15 - 20 * -1.72222 1.02977 * indica una diferencia significativa

El StatAdvisor

Esta tabla aplica un procedimiento de comparación múltiple para determinar cuáles

medias son significativamente diferentes de otras. La mitad inferior de la salida muestra


169

las diferencias estimadas entre cada par de medias. El asterisco que se encuentra al

lado de los 2 pares indica que estos pares muestran diferencias estadísticamente

significativas con un nivel del 95% de confianza. En la parte superior de la página, se

han identificado 2 grupos homogéneos según la alineación de las X en columnas. No

existen diferencias estadísticamente significativas entre aquellos niveles que compartan

una misma columna de X. El método empleado actualmente para discriminar entre las

medias es el procedimiento de diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher. Con

este método hay un riesgo del 5.0% al decir que cada par de medias es

significativamente diferente, cuando la diferencia real es igual a cero.

Tabla A4. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Weissella confusa ante MS


Gl Cuadrado medio

Razón-F Valor-P

EFECTOS PRINCIPALES A:Dosis 526.427 2 263.213 2042.17 0.0000 B:tiempo 0 2 0 0.00 1.0000 INTERACCIONES AB 0 4 0 0.00 1.0000 RESIDUOS 2.32 18 0.128889 TOTAL (CORREGIDO) 528.747 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual

El StatAdvisor









170

Tabla A5. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Weissella confusa

ante las dosis de MS


Dosis Casos Media LS Sigma LS Grupos homogéneos 30 9 0 0.11967 X 40 9 7.93333 0.11967 X 45 9 10.3333 0.11967 X Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 30 - 40 * -7.93333 0.35556 30 - 45 * -10.3333 0.35556 40 - 45 * -2.4 0.35556 * indica una diferencia significativa

El StatAdvisor





significativas con un nivel del 95.0% de confianza. En la parte superior de la página, se







Tabla A6. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Weissella confusa ante formaldehído


Gl Cuadrado medio

Razón-F Valor-P



171

El StatAdvisor





significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que 2 valores-P son

menores que 0.05, estos factores tienen un efecto estadísticamente significativo sobre

halos de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza.

Tabla A7. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Weissella confusa ante las dosis de formaldehído



Contraste Sig. Diferencia +/- Límites2 - 3 -0.888889 1.23523 2 - 5 * -4.33333 1.23523 3 - 5 * -3.44444 1.23523 * indica una diferencia significativa

El StatAdvisor













172

Tabla A8. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante CB


Gl Cuadrado medio

Razón-F Valor-P


El StatAdvisor











Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 10 - 15 * -0.966667 0.550435 10 - 20 * -1.92222 0.550435 15 - 20 * -0.955556 0.550435 * indica una diferencia significativa


173

El StatAdvisor












Tabla A10. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante MS


Gl Cuadrado medio

Razón-F Valor-P

EFECTOS PRINCIPALES A:Dosis 383.847 2 191.923 7851.41 0.0000 B:tiempo 0 2 0 0.00 1.0000 INTERACCIONES AB 0 4 0 0.00 1.0000 RESIDUOS 0.44 18 0.0244444 TOTAL (CORREGIDO) 384.287 26 Todas las razones-F se basan en el cuadrado medio del error residual

El StatAdvisor









174

Tabla A11. Pruebas de rangos múltiples para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante las dosis de MS


Dosis Casos Media LS Sigma LS Grupos homogéneos 30 9 0 0.0521157 X 40 9 7.7 0.0521157 X 45 9 8.26667 0.0521157 X

Contraste Sig. Diferencia +/- Límites30 - 40 * -7.7 0.154844 30 - 45 * -8.26667 0.154844 40 - 45 * -0.566667 0.154844 * indica una diferencia significativa

El StatAdvisor












Tabla A12. Análisis de varianza (ANOVA, en inglés) para halos de inhibición de Leuconostoc mesenteroides ante formaldehído


Gl Cuadrado medio

Razón-F Valor-P



175

El StatAdvisor





significancia estadística de cada uno de los factores. Puesto que 3 valores-P son

menores que 0.05, estos factores tienen un efecto estadísticamente significativo sobre

halos de inhibición con un 95.0% de nivel de confianza.




Contraste Sig. Diferencia +/- Límites 2 - 3 -0.666667 1.65064 2 - 5 * -2.88889 1.65064 3 - 5 * -2.22222 1.65064 * indica una diferencia significativa

El StatAdvisor












Primera Parte I-2: Anexo IV. Disposición controlada de los residuos producidos

176

Anexo 4a. Referencia sobre la toxicidad del formaldehído (Venezuela)

Russo-de-Méndez, T. 2000. Efectos tóxicos crónicos del formaldehído. MedULA. 9(1-4):45-57. Dirección electrónica: http://www.imbiomed.com.mx/1/1/articulos.php?method=showDetail&id_articulo=36667&id_seccion=2437&id_ejemplar=3790&id_revista=147

Resumen

Se describen los efectos tóxicos de la exposición ocupacional crónica al formaldehído. Se estudiaron 66 personas, adultas, hombres y mujeres, expuestos en forma crónica al formaldehído. Se utilizó un cuestionario como instrumento de medición. Los resultados son: 31 Estudiantes (47%), 11 Profesores (17%), 4 Obreros (6%) de la Cátedra de Anatomía Humana de la Facultad de Medicina, de la Universidad de Los Andes; 16 Empleados de los Servicios Funerarios de la ciudad de Mérida (24%) y 4 Empleados (6%) de la morgue del Cuerpo de Policía Científica (Región Mérida). Edad entre 18 y 56 años (media: 37 años). Sexo: predominio del sexo masculino, 44 personas (66.6%). Tiempo de Trabajo: de 1 a 30 años (media: 15 años). Tiempo de Exposición de 8 a 72 h/semana (media: 28 h/sem). Alteraciones respiratorias: representaron un 30% (6) de las patologías observadas: irritación nasal, obstrucción nasal, ardor de garganta, y tos seca, se presentaron en los cinco grupos de estudio con frecuencia de una vez al día; epistaxis y disnea se presentaron en los cinco grupos de estudio, con frecuencia de cada 30 días. Alteraciones neurológicas, representaron un 30% (6) de las patologías observadas: dolor de cabeza, una vez al día en estudiantes; cada 7 días en los obreros, funerarios y empleados CPTJ y cada 15 días en profesores y obreros; mareos, una vez al día en estudiantes y cada 7 días en los grupos restantes; fatiga, se presentó una vez al día en los cinco grupos de estudio; somnolencia, una vez al día en cuatro de los grupos y cada siete días en los profesores; irritabilidad, una vez al día en estudiantes y empleados funerarios, disminución de la memoria reciente, una vez al día en los profesores, obreros y empleados funerarios. Alteraciones dermatológicas, representaron un 25% (5) de las patologías observadas: urticaria, en los cinco grupos con una frecuencia de vez al día; ampollas, en cuatro de los grupos menos los profesores cada 15 días; daños en las uñas, cada 30 días en estudiantes, obreros y empleados funerarios y dermatitis en los estudiantes, obreros y empleados funerarios cada 30 días; prurito, en los estudiantes, empleados funerarios y empleados PTJ, una vez al día. Alteraciones oculares, representaron un 15% (3) de las patologías observadas: lagrimeo, irritación ocular una vez al día en los cinco grupos estudiados; la conjuntivitis, se presentó solamente en los empleados funerarios, cada 30 días. Los resultados revelaron que la toxicidad del formaldehído sobre las personas expuestas o en contacto con él generan como patologías más frecuentes las respiratorias, neurológicas, dermatológicas y oculares; se encontró como coadyuvantes la ausencia de medidas de higiene y seguridad en el medio laboral y el desconocimiento del marco jurídico laboral y de seguridad e higiene por parte de los trabajadores.

Palabras clave: Formaldehído, toxicidad, riesgo laboral, exposición laboral, enfermedad profesional, cáncer


177

4b. Diagrama de flujo de los residuos generados durante la investigación

Experimento 1. Aislamiento bacteriano Siembra de bacterias Tinción de Gram Tinción de cápsula

Experimento 1. Identificación bacteriana Siembra de bacterias Pruebas bioquímicas Prueba en equipo de VITEK

Matraz y tubos de ensayo con agua peptonada Tubos de solución salina isotónica Tubos con caldo rojo de fenol con arabinosa Tubos con caldo base descarboxilada de Moeller

Experimento 2. Pruebas con biocidas Siembra de bacterias Pruebas de resistencia de biocidas

Agar MRS Formaldehído Cloruro de benzalconio Metam sodio

R1

R5

R2

R3

Agar MRS

Colorantes de la tinción de Gram (cristal violeta, safranina, lugol, alcohol-cetona)

Portaobjetos con inóculo

R6

Fase experimental Residuos generados

Agar MRS Agar nutritivo Cassette y tarjeta de identificación

R4


178

R1 y R4. Las cajas de agar (MRS y nutritivo), cassette y la tarjeta de identificación fueron incinerados. Para ello fueron

colocados en bolsas rojas (color asignado a residuos peligrosos) y etiquetados bajo los lineamientos de la Unidad de

Gestión Ambiental de la Facultad de Química de la UNAM, para que dicha dependencia los recolectara.

R2. Generados de la tinción de Gram para observar la morfología de las bacterias de estudio, los cuales fueron una

combinación de los colorantes, por lo que se consideran dañinos para el ambiente, por lo que fueron almacenados y

etiquetados bajo los lineamientos de la Unidad de Gestión Ambiental de la Facultad de Química de la UNAM para su

disposición controlada.

R3. Después de efectuar las observaciones, los portaobjetos se sumergen durante 10 min en una solución sanitizante de

hipoclorito de sodio al 10% a partir de una solución comercial, se lavan con detergente líquido, se enjuagan y sumergen

en alcohol al 95% durante 24h.

R5. Proveniente de las pruebas de identificación bacteriana, todo el material con las soluciones utilizadas fueron

esterilizadas en autoclave a 121°C, 103.42 kPa (15 lbf/in2) de presión 15 min, para su posterior disposición como

residuos orgánicos, mientras que el material fue lavado con detergente líquido se enjuagaron y secaron para su uso

posterior.

R6. Corresponden a desechos generados de las pruebas con biocidas (cloruro de benzalconio, metam sodio y

formaldehído), los cuales son considerados peligrosos y tóxicos para la salud, por lo que fueron almacenados y

etiquetados bajo los lineamientos de la Unidad de Gestión Ambiental de la Facultad de Química de la UNAM para su

disposición controlada.

179

Segunda Parte

II-1

METODOLOGÍAS PARA LA DETERMINACIÓN DE

METAM SODIO POR CROMATOGRAFÍA DE

LÍQUIDOS

Segunda Parte II-1: Índice

180

Pág.


METODOLOGÍAS PARA LA DETERMINACIÓN DE METAM SODIO POR CROMATOGRAFÍA DE LÍQUIDOS

Resumen 182 1. Problemática 184 1.1. Planteamiento 184

Pág.

1.2. Objetivos 185 1.3. Objetivos particulares 185 1.4. Hipótesis 185

2. Marco teórico 186 2.1. Importancia del tema 186 2.2. Justificación 186 2.3. Microorganismos importantes en la caña de azúcar 187 2.4. Plaguicidas 187 24.1 Carbamatos 188 2.4.1.1. Ditiocarbamatos 189 2.4.1.2. Ditiocarbamato de sodio 189 3. Metodología 191 3.1. Diagrama de bloques 191 3.2. Procedimiento 192 3.2.1. Lavado y preparación del material 192 3.2.2. Preparación de la solución madre y fase móvi 192 3.2.3. Establecimiento de las condiciones para determinar el Metam

Sodio (MS) 192

3.2.4. Determinación del tiempo de retención (tr) 193 3.2.5. Elaboración del diseño experimental 193 3.2.6. Elaboración de curvas de calibración en agua y jugo de caña 193 3.2.7. Cuantificación metam-sodio 194 3.2.8. Determinación del tiempo de vida media del metam-sodio en

agua y jugo de caña 195

3.3. Análisis estadístico 195 4. Resultados y discusión 196 4.1. Identificación y cuantificación del plaguicida 196 4.2. Curvas de calibración 197


181

Pág.

4.2.1. Precisión 197 4.3. Determinación de la velocidad de degradación del MS 199 4.4. Análisis estadístico 205 5. Conclusiones y perspectivas 206 5.1. Conclusiones 206 5.2. Perspectivas 207 Anexos 208 Anexo I. Curvas de calibración en agua y jugo de caña 208 Anexo II. Datos de las curvas de calibración 210 Anexo III. Curvas de cinética de degradación del diseño experimental 211 Anexo IV. Datos cinéticos 213 Anexo V. Disposición controlada de los residuos producidos 215

Bibliografía 217

Segunda Parte II-1: Resumen

182

En la actualidad, es frecuente identificar residuos de plaguicidas en los alimentos y que,

en muchos casos, se detectan concentraciones de éstos por encima de los límites

máximos residuales (LMR). Por lo tanto, en los últimos años ha aumentado de manera

significativa en el mundo entero la demanda de los consumidores por productos

saludables e inocuos. Debido a esto, es necesario desarrollar e implementar

metodologías analíticas basadas en procesos de separación específicamente en el

sector azucarero que contribuyan a la detección, cuantificación y evaluación de la

degradación de uno de los compuestos más utilizados, el N-metil ditiocarbamato de

sodio (MS), para la eliminación del microorganismo Leuconostoc mesenteroides que

hidroliza la sacarosa y forma dextranas durante el proceso de extracción de jugo de

caña para la obtención de azúcar. La aplicación del compuesto es una práctica muy

común para aumentar el rendimiento de sacarosa. La eficiencia del bactericida es

fundamental para obtener un balance económico favorable entre el costo del

tratamiento y el beneficio obtenido. Bajo diferentes condiciones de pH, el metam-sodio

(MS) genera subproductos altamente tóxicos. En un medio ácido, el metam-sodio se

hidroliza dando como resultado metilamina (CH3NH2) y disulfuro de carbono (CS2)

(Wales, 2002). En soluciones alcalinas diluidas, el MS produce una reacción de

oxidación caracterizada por la formación de azufre elemental (S) e isotiocianato de

metilo (MITC). El MS es una sustancia química que posee actividad fungicida,

insecticida, nematicida y herbicida. En agua es eliminado por hidrólisis, teniendo un bajo

potencial de bioconcentración en organismos acuáticos. Es posible identificar dicho

compuesto por medio de un análisis por cromatografia de líquidos de alta resolución

(CLAR). Por lo anterior, el interés académico de este estudio radica en primer término

en revisar el estado del arte de uno de los biocidas más utilizados en la industria

azucarera el ditiocarbamato de sodio. En segundo término, se procederá a implementar

la metodología analíticas por CLAR para determinar y cuantificar cómo se ve afectado

el compuesto MS en su actividad bajo ciertos factores como son: pH, temperatura,

humedad y luz, que son los más preponderantes en el proceso de molienda de la caña

de azúcar, todo lo anterior bajo un diseño de experimento factorial. Finalmente, será

cuantificada su velocidad de degradación y vida media bajo los diferentes factores que


183

afectan el proceso. El resultado esperado es conocer la vida media del compuesto de

interés MS y con ello confirmar la existencia o no de este en el producto final "azúcar",

ya que es de suma importancia para el consumidor directo así como para el industrial.

Segunda Parte II-1: Capítulo 1

184

1. Problemática

1.1. Planteamiento

Los productos que se han utilizado para la desinfección y/o sanitización de la caña de

azúcar son: ditiocarbamatos (metam de sodio, MS), cloruro de benzalconio y otras sales

cuaternarias de amonio como bifluoruro de amonio y formaldehído (Kochergin, 2002).

Sin embargo, el uso de reactivos químicos para el control de microorganismos en la

industria alimentaria se ve confrontado con el hecho de que pueden ser tóxicos al

humano o dañar al ambiente (Cuervo et al., 2010).

El metam de sodio (MS) de la familia de los ditiocarbamatos es una sustancia química

que posee actividad fungicida, insecticida, nematicida y herbicida (Pérez-Cordero y

Flores-Santillán, 2013).

Dicho compuesto genera subproductos altamente tóxicos. En un medio ácido, el

metam-sodio se hidroliza dando como resultado metilamina (CH3NH2) y disulfuro de

carbono (CS2).

En soluciones alcalinas diluidas, el MS produce una reacción de oxidación

caracterizada por la formación de azufre elemental (S) e isotiocianato de metilo (MITC)

(Bonilla-Vidal, 2013).

Por lo tanto, es de suma importancia conocer el comportamiento del MS bajo diferentes

parámetros de operación en el proceso de molienda de la caña de azúcar.

Con base en esto, a continuación se presentan los objetivos de esta fase de la

investigación.


185

1.2. Objetivos

Implementar la metodología analítica para determinar y cuantificar el MS empleando la

cromatografía de líquidos de alta resolución, CLAR.

Estudiar el efecto sobre su comportamiento de ciertos factores como: pH, temperatura,

humedad y luz, que son los más preponderantes en el proceso de molienda de la caña

de azúcar, todo lo anterior bajo un diseño de experimentos factorial.

1.3. Objetivos específicos

Determinar las condiciones de operación del CLAR

Realizar curvas de calibración del MS en agua y jugo de caña

Evaluar la degradación del MS, modificando pH, temperatura y tiempo

Calcular la vida media del MS en función de las condiciones establecidas en el

diseño experimental

1.4. Hipótesis

Se plantean esta fase la:

Hipótesis Nula Ho= Los factores como pH, temperatura, y tiempo no produce efectos de

degradación sobre el MS

Hipótesis Alternativa Ha= Los factores como pH, temperatura y tiempo produce efectos

de degradación sobre el MS

En el siguiente capítulo se presenta el marco teórico que sustenta esta investigación.


186

2. Marco teórico

2.1. Importancia del tema

Al encontrarse presente en el jugo de caña Leuconostoc mesenteriodes el rendimiento

de la sacarosa obtenida se reduce notablemente, ya que este microorganismo hidroliza

a la sacarosa del jugo de caña en glucosa y fructosa, formando posteriormente

dextranas a partir de la glucosa.

Por lo tanto es de suma importancia el uso de un biocida de amplio espectro como el

ditiocarbamato de sodio para conseguir un buen control sobre este microorganismoy así

evitar pérdidas.

2.2. Justificación


en muchos casos, se detectan concentraciones de éstos por encima de los límites

máximos residuales (LMR), recomendados por la FAO/OMS (OMS, 1982).

Por lo tanto, en los últimos años ha aumentado de manera significativa en el mundo

entero la demanda de los consumidores por productos saludables e inocuos.

Debido a esto, es necesario desarrollar e implementar metodologías analíticas basadas

en procesos de separación específicamente en el sector azucarero que contribuyan a la

detección, cuantificación y evaluación de la degradación de uno de los compuestos más

utilizados, el N-metil ditiocarbamato de sodio (conocido como metam de sodio, MS).

Este biocida se usa para la eliminación del microorganismo Leuconostoc mesenteroides

que hidroliza la sacarosa y forma dextranas durante el proceso de extracción de jugo de

caña para la obtención de azúcar.


187

2.3. Microorganismos presentes en la caña de azúcar

Durante el proceso de fabricación, la sacarosa de los jugos de la caña de azúcar se van

concentrando paulatinamente hasta que se satura la solución azucarada y el azúcar se

separa en estado cristalino de las melazas residuales donde quedan los compuestos

más solubles como la glucosa, la fructosa, etc.

La sacarosa puede alterarse por inversión, fermentación ácida u oxidación por

bacterias, levaduras y mohos.

Entre los microorganismos presentes en la caña de azúcar se encuentran Leuconostoc,

Enterobacteriaceae, Lactobacillus, Flavobacterium, Xanthomonas, Pseudomonas,

Micrococcus, Bacillus y Corynebacterium. Como ya se mencionó Leuconostoc

mesenteroides es la que crea más problemas y se ha encontrado en cantidades de

5x103/g UFC (Thompson, 2010).

2.4. Plaguicidas

Un plaguicida es la sustancia o mezcla de ellas destinada a prevenir, destruir o controlar

plagas, incluyendo los vectores de enfermedad humana o animal; las especies no

deseadas de plantas o animales que ocasionan un daño duradero u otras que

interfieren con la producción, procesamiento, almacenamiento, transporte y

comercialización de alimentos (OMS, 1982).

Los plaguicidas se clasifican en función de algunas de sus características principales,

como son la toxicidad aguda, la vida media, la estructura química y su uso.

La Organización Mundial de la Salud (OMS) estableció una clasificación basada en su

peligrosidad o grado de toxicidad aguda (Tabla 1), definida ésta como la capacidad del


188

plaguicida de producir un daño agudo a la salud a través de una o múltiples

exposiciones, en un período de tiempo relativamente corto (Ramírez y Lacazaña, 2001).

Tabla 1. Clasificacion de los plaguicidas según la familia química (Ramírez y Lacazaña, 2001)

Familia química Ejemplos con nombres comerciales Organoclorados DDT, aldrín, endosulfán, endrín Organofosforados Bromophos, diclorvos, malation Carbamatos Carbaryl, methomyl, propoxur Tiocarbamatos Ditiocarmato, mancozeb, maneb Piretroides Cypermetrin, fenvalerato, permetrín Derivados bipiridilicos Clormequat, diquat, paraquat Derivados del ácido fenoxiacético Dicloroprop, piclram, silvex Derivados cloronitrofenólicos DNOC, dinoterb, dinocap Derivados de triazinas Atrazina, ametryn, desmetryn, simazine Compuestos orgánicos del estaño Cyhexatin, dowco, plictran Compuestos inorgánicos Arsénico pentóxido, OBPA, fosfito de magnesio,

cloruro de mercurio, arsenato de plomo, bromuro de metilo

Compuestos de origen botánico Rotenona, nicotina, aceite de canola

2.4.1. Carbamatos (OMS, 1982)

Los carbamatos (C) son un grupo de plaguicidas que pueden ser de tres tipos

principales: a) derivados de ésteres carbamatos, comúnmente usados como

insecticidas; b) derivados del ácido tiocarbámico, utilizados como fungicidas y c)

carbamatos propiamente dichos, que se emplean como herbicidas.

Todos ellos son relativamente inestables, se les atribuye un tiempo corto de

persistencia ambiental y cuentan con cierta selectividad.

Su degradación se realiza por oxidación y sus metabolitos finales son hidrosolubles

pudiendo excretarse por la orina y las heces fecales.


189

2.4.1.1. Ditiocarbamatos (OMS, 1982)

Los ditiocarbamatos son compuestos derivados del ácido carbamico donde se

reemplaza el oxígeno por el azufre, la forma general de estos compuestos es

RSCSNR1R2 (Fig. 1).

La clasificación de los ditiocarbamatos está basada en la sustitución de uno o ambos

hidrógenos en cada nitrógeno.

Fig. 1. Fórmula general del ditiocarbamato (Pruett et al., 2001)

2.4.1.2. Ditiocarbamato de sodio

El ditiocarbamato de sodio es muy utilizado en la industria de los alimentos,

principalmente en la extracción del jugo de caña de azúcar ya que inhibe a Leuconostoc

mesenteroides, microorganismo responsable de la formación de las gomas dextranas.

De acuerdo con el CODEX ALIMENTARIUS (2015), la concentración usada de dicho

biocida es de 0.5 mg/kg para la industria azucarera.

En soluciones neutras, el metam sodio se descompone en metilisotiocianato (MIT) e

hidrogenosulfuro de sodio (NaSH) (Figura 2)

Fig. 2. Degradación de metam-sodio en solución neutra (LAINCO, 2010)


190

En soluciones alcalinas diluidas se produce una reacción de oxidación, caracterizada por la formación de azufre elemental (S) y MIT (Figura 3).

Fig. 3. Degradación de metam-sodio en solución alcalina (LAINCO, 2010)

En soluciones ácidas se produce una descomposición no oxidativa que inicialmente

produce la mitad de MIT que el que se forma en la descomposición oxidativa (Figura 4).

Fig. 4. Degradación de metam-sodio en solución ácida (LAINCO, 2010)

Por ello, en esta segunda parte de la investigación se evaluará primero, la

concentración del metam de sodio empleando una metodología basada en la

cromatografía de líquidos.


191

3. Metodología

3.1 Diagrama de bloques

En la Fig. 5. se observa el diagrama de bloques con la metodología empleada para esta

investigación.

Figura 5. Diagrama de bloques de la metodología empleada en esta

etapa de la investigación


192

3.2. Procedimiento

3.2.1. Lavado y preparación de material

El material de vidrio que se utilizó se sometió a un lavado específico con jabón Dextran

al 15%, se enjuagó con agua desionizada y fue sumergido en una solución de HNO3 al

10% durante 24 horas. Posteriormente, se retiró el material de vidrio de la solución

ácida y se procedió a enjuagar con agua desionizada después se cubrió la boca de los

viales y frascos con papel aluminio y fue secado en la estufa a 120°C durante 1 hora, al

finalizar esta operación el material se dejó enfriar y se almacenó en bolsas ziploc para

su posterior uso.

3.2.2. Preparación de la solución madre y fase móvil

La solución madre fue preparada a partir del MS a una concentración de 100 mg L-1 en

una matriz de metanol. La fase móvil es de agua:acetonitrilo grado cromatográfico en

una proporción de (70:30). Todos los solventes (agua, acetonitrilo y metanol fueron

filtrados mediante un equipo de filtración al vacío Millipore, utilizando una membrana de

47mm de Nylon previamente acondicionada. Antes de usar la fase móvil fue

desgasificada en un baño ultrasonico Modelo 3210, 0-60 Hz por 10 minutos.

3.2.3. Establecimiento de las condiciones cromatográficas para determinar MS

La identificación y cuantificación del plaguicida en estudio, se realiza utilizando un

equipo de cromatografía de líquidos de alta resolución Perkin-Elmer, que emplea una

columna cromatográfica Nucleosil C-18 de 10 cm de longitud, 4.5 mm de diámetro

interno y partículas esféricas de 5 µm. La velocidad de flujo es de 1.1 mL min-1. La fase

móvil es de agua:acetonitrilo grado cromatográfico en una proporción de 70:30. Se

emplea un detector UV a una longitud de onda (λ) de 200 nm. El volumen de inyección

de cada muestra es de 20 µL y el tiempo de corrida es de 10 minutos (Arvizu- Ramos,

2010).


193

3.2.4. Determinación del tiempo de retención (tr)

Se procedió a inyectar mediante una jeringa Hamilton de 100 µL un volumen de 20 µL

de una solución de 10 ppm preparada a partir de la solución madre (100 mg L-1). El pico

fue identificado así como su tiempo de retención. Para corroborar esto fue necesario

inyectar la solución a diferentes concentraciones (5, 4, 3, 2, 1 mg L-1).

3.2.5. Diseño experimental

Para desarrollar el experimento, se determinaron los factores que afectan la

degradación del ditiocarbamato, los cuales son: matriz (A), pH (B), temperatura (C) y

tiempo (D). Una vez seleccionados los factores y los niveles para cada uno de ellos se

definió un diseño factorial para cada matriz (Tabla 2), proporcionando 36 muestras para

su análisis, realizando cada inyección por triplicado, dando un total de 108 muestras

para cada matriz (agua y jugo de caña).

Tabla 2. Diseño experimental Factores:Niveles 1 2 3 4 5 A: Matriz Agua Jugo de caña B: pH Sin modificar 4.5 7.0 C: Temperatura (°C) 25 35 45 D: Tiempo (min) 0 60 180 240 300 3.2.6. Elaboración de curvas de calibración en agua y jugo de caña Agua

La curva de calibración en agua sin modificar el pH se elaboró a partir de una solución

madre de MS con una concentración de100 mg L-1, la cual fue utilizada para realizar las

10 diferentes diluciones de 10a 100 mg L -1 de la curva de calibración. Para la curvas de

calibración a pH= 7, fue necesario ajustar con NH4OH 0.01 M. También se emplearon

10 diluciones cuya concentración se encuentra en un intervalo de 10 a 100 mg L-1,

mientras que para la curva de calibración a pH= 4.5, el pH es ajustado con H3PO4 0.01

M. Nuevamente se realizaron 10 diluciones diferentes de 10 a 100 mg L -1 para la curva

de calibración.


194

Jugo de caña

Para precisión, exactitud y confiabilidad, la curva de calibración debe contar con al

menos 10 puntos en un intervalo de concentraciones que vayan de 10 a 100 mg L-1 de

MS en jugo de caña. Primeramente, el jugo se extrajo y filtró con una membrana de

Nylon de 0.45 µm. El filtrado fue almacenado a 4°C. En el momento preciso de la

inyección se ajustaron los valores de pH a 4.5 y se realizaron las extracciones en fase

sólida con un cartucho Envi-carb de 6 mL con 0.5 g de empaque. Con una regresión

lineal se comprobó la linealidad, indicada por el coeficiente de correlación. Del mismo

modo, se obtuvo una ecuación de regresión lineal tipo y=mx+b. Los valores de la

pendiente (m) y de la ordenada al origen (b) que sirvieron para calcular la concentración

del metam de sodio (x) en la matriz de jugo de caña se obtuvieron de estos datos

experimentales.

3.2.7. Cuantificación del MS

En el estudio de la degradación del plaguicida se prepararon 9 combinaciones que

contuvieran el plaguicida en una concentración de 80 mg L-1 empleando agua grado

cromatográfico y 3 combinaciones con jugo de caña, bajo los factores de pH,

temperatura y tiempo. Dichas combinaciones se muestran en la Figura 6.

Con ese arreglo se obtuvieron un total de 12 muestras bajo las condiciones

establecidas en el diseño experimental.

Éstas se inyectaron en 6 tiempos, que corresponde a 0, 60, 120, 180, 240, 300 minutos,

para las muestras en agua y 0, 30, 60, 90, 120 y 150 minutos, en jugo de caña.

La finalidad de este experimento fue el de observar la disminución de la concentración

bajo los diferentes factores seleccionados. Esto se hizo cuantificando el área bajo la

curva correspondiente al pico del plaguicida.


195

Fig. 6. Combinación de factores para el desarrollo experimental

3.2.8 Determinación de la vida media del ( ) del MS en agua y jugo de caña

A partir de la constante cinética de degradación(k), se calcula el tiempo que se necesita

para degradar el 50% del MS agregado en los ingenios azucareros y así obtener lo que

se conoce como tiempo de vida media (t1/2).

3.2.9. Análisis estadístico

De los datos del diseño experimental. Se realizó un análisis de varianza (ANDEVA).

Matriz: Agua

Matriz: Jugo de caña

Muestra con concentración conocida

25°C

45°C

35°C

25°C

45°C

35°C

pH sin modificar

pH =4.5

pH = 4.5

pH = 7.0

pH sin modificar

pH = 4.5

pH = 7.0

pH sin modificar

pH = 4.5

pH = 7


196


4.1. Identificación y cuantificación del plaguicida

Utilizando las condiciones de operación establecidas por Nollet (1996) para un CLAR

(Tabla 3), en esta investigación se logró identificar al plaguicida en estudio.

Tabla 3. Condiciones cromatográficas

Condiciones cromatográficas Columna 100mm x 4mm nucleosil RP-18 (5µm) Fase móvil Agua/Acetonitrilo (70:30) Velocidad de flujo 1.1 mL min-1 Volumen de inyección 20 µL Detector UV; 200 nm

mm: milímetros; µL: microlitros; µm:micrómetros; mL: mililitros; nm:nanómetros; UV:ultravioleta

Los compuestos polares son más reactivos lo que da lugar a problemas durante su

análisis debido a su adsorción y degradación. Éste es el caso del ditiocarbamato de

sodio. Sin embargo, en esta investigación se logró identificar al plaguicida en estudio,

así como también determinar su tiempo de retención (tr) el cual fue de 3.5 minutos en la

matriz de agua (Figura 7).

Fig. 7. Cromatograma del ditiocarbamato de sodio en agua. Columna: 100 mm x

4.6 mmNucleosil RP-18 (5 µm); fase móvil: Agua/Acetonitrilo (70:30); flujo: 1.1 mL min-1; volumen de inyección: 20 µL; detector: UV; λ=200 nm (tiempo de retención,

tr , 8.2 minutos)

3.5


197

4.2. Curvas de calibración

Para realizar la cuantificación se hicieron 4 curvas de calibración del plaguicida en agua

y jugo de caña, con concentraciones que van de 10 a 100 mg L-1, a pH de 4.5, 7 y sin

modificar en el caso de la matriz de agua y a pH de 4.5 para la matriz de jugo de caña,

obteniendo los valores que se presentan en la Tabla 4, tanto para la pendiente (m),

como para la ordenada al origen (b) y para el coeficiente de correlación lineal (r). Las

Figuras 8 a 11 muestran los resultados.

Tabla 4. Coeficientes de las curvas de calibración del ditiocarbamato en agua y

jugo de caña

Pendiente Ordenada al origen Coeficiente de correlacióny=mx+b

(m) (b) (R2)

pH Agua Jugo Agua Jugo Agua Jugo

Sin modificar 1087.2 n.d -1313.7 n.d 0.9811 n.d 7 1053.4 n.d -2062 n.d 0.9448 n.d

4.5 645.6 1284 -1751 11984 0.9857 0.9854

y: área bajo la curva;x: concentración; m: pendiente; b: ordenada al origen; R2: coeficiente de correlación; n.d: no determinada

4.2.1. Precisión

En la Tabla 5 se presentan los valores de la media (x), desviación estándar (s) y

coeficiente de variación (CV), obtenidos de las áreas del pico para la concentración de

50 mg L-1 de cada curva de calibración; el cual correspondió al punto medio de cada

curva. Los coeficientes de variación se encuentran en un rango de 0.314 y 14.17%, los

cuales son aceptables.

La excepción es la de la matriz de agua a pH=7, que presenta un coeficiente de

variación de 22.53% este valor sobrepasa el límite establecido que no debe ser mayor

al 15%.


198

Fig. 8. Curva de calibración en agua pH=4.5

Fig. 9. Curva de calibración en agua pH=7

Fig.10. Curva de calibración en agua sin modificar pH


199

Fig. 11. Curva de calibración en jugo de caña

Tabla 5. Valores de media, desviación estándar y coeficiente de variación del punto medio (50ppm) de cada cueva de calibración

Media Desviación estándar Coeficiente de variación

(x) (s) (CV)

pH Agua Jugo Agua Jugo Agua Jugo

Sin modificar 61313.3 n.d 192.8 n.d 0.314% n.d 7 60872.7 n.d 13698.4 n.d 22.53% n.d

4.5 33162.4 24270.3 4701 2463.8 14.17% 10.15%

X: media, S: Desviación estándar, CV: coeficiente de variación

4.3. Determinación de la velocidad de degradación del MS

Tanto la estabilidad como el comportamiento del MS está condicionada por ciertos

factores, de tal manera que no solamente un parámetro interviene en su degradación.

El área bajo la curva de cada inyección fue cuantificada mediante las curvas de

calibración para agua y para jugo de caña obtenidas en el punto 4.3, obteniendo la

concentración de cada muestra. Al graficar el logaritmo natural de la concentración (C1)

entre la concentración inicial (Co), contra el tiempo que se presenta y aplicando un

análisis de regresión lineal se obtuvieron las pendientes equivalentes a las constantes

de la velocidad de degradación del metam de sodio (k) presente en la matriz a las


200

temperaturas de 25, 35 y 45°C para agua (Figs. 12 a la 20) y para jugo de caña (Figs.

21, 22 y 23).

Fig. 12. Degradación del MS en agua, pH= S/M a 25°C

Fig. 13. Degradación del MS en agua, pH= 4.5 a

25°C

Fig. 14. Degradación del MS en agua, pH=7 a 25°C


201

Fig. 15. Degradación del MS en agua, pH=S/M a

35°C

Fig. 16. Degradación del MS en agua, pH=4.5 a

35°C

Fig. 17 Degradación del MS en agua, pH=7.0 a 35°C


202

Fig. 18. Degradación del MS en agua, pH=S/M a 45°C

Con las constantes cinéticas de degradación, se calcularon los tiempos que se

necesitan para degradar el 50% del MS agregado en los ingenios azucareros y así

obtener lo que se conoce como tiempo de vida media (t1/2).

Fig. 19. Degradación del MS en agua, pH=4.5 a 45°C

Los resultados de velocidad de degradación del ditiocarbamato (k) (Tabla 6), en la

matriz de agua van de 0.0006 a 0.0540 min-1 encontrando el valor más bajo para una

temperatura de 45°C, pH= 4.5, un porcentaje de degradación de 90.6% y un tiempo de

vida media de 12.83 min.


203

El valor más alto presentado es para 25°C, pH =sin modificar, un porcentaje de

degradación de 54.8% y un tiempo de vida media de 1155min.

Fig. 20. Degradación del MS en agua, pH=7 a 45°C

Fig. 21. Degradación del MS en jugo de caña, pH=S/M a 45°C

En cuanto a la matriz de jugo de caña solo se trabajó con un pH = 4.5 y se observa que

a la temperatura de 45°C se tiene se obtiene una velocidad de degradación (k) de 0.118

min-1 lo que da un tiempo de vida media muy corto el cual fue de 5.874 min.

Este comportamiento se debe a que en condiciones ácidas de pH = 4.5 y bajo un

incremento de la temperatura se produce una descomposición que produce

isotiocianato de metilo, metilamina, sulfuro de sodio y sulfuro de carbono según lo

reportado por LAINCO (2010).


204

Fig. 22. Degradación del MS en jugo de caña, pH=4.5 a 45°C

Fig. 23. Degradación del MS en jugo de caña, pH=7 a 45°C


Para analizar cuáles eran los factores que influían en la degradación del plaguicida,

como se mencionó en la metodología, se realizó un diseño factorial multinivel con 4

factores experimentales y un número de bloques de 2. Para el análisis estadístico se

llevó a cabo un análisis de varianza (ANDEVA) y los resultados obtenidos se muestran

en la Tabla 7. En este caso solamente dos factores tienen los valores de significancia

observada menores a 0.05 (tiempo y temperatura) indicando que son significativamente


205

diferentes de cero al 95.0% de nivel de confianza, es decir estos factores tiempo y

temperatura son los que tienen un aporte significativo sobre la degradación del

ditiocarbamato de sodio.

Tabla 6. Degradación del ditiocarbamato de sodio de cada combinación del

diseño experimental

Matriz Agua Jugo de caña

Temperatura pH %D K(min-1) t1/2(min) %D K(min-1) t1/2(min)

S/M 54.8 0.0006 1155.00

4.5 67.2 0.0013 533.13 78.76 0.0036 192.540

25C°

7 60.3 0.0008 866.43

S/M 69.6 0.0070 99.02

4.5 75.7 0.0120 57.76 85.43 0.0376 18.434

35C°

7 70.1 0.0085 81.55

S/M 80.4 0.0069 99.88

4.5 90.6 0.0540 12.83 96.67 0.118 5.874

45C°

7 82.7 0.0077 90.02 %D: porcentaje de degradación, K: velocidad de la degradación, t1/2: tiempo de vida media

Tabla 7.Análisis de varianza para la degradación del ditiocarbamato de sodio

Fuente Suma de Cuadrados

Gl Cuadrado medio

Razón-F Valor-P

COVARIABLES BLOQUE 1.58784 1 1.58784 0.01 0.9097 EFECTOS PRINCIPALES A:Factor_A (pH) 326.083 2 163.041 1.33 0.2702 B:Factor_B (temperatura) 19458.0 2 9728.98 79.16 0 C:Factor_C (tiempo) 5761.03 5 1152.21 9.37 0 RESIDUOS 11921.9 97 122.906 TOTAL (CORREGIDO) 37468.6 107

Los factores que tienen mayor aporte a la degradación del MS son:

temperatura>tiempo>pH, confirmando con ello la hipótesis alternativa Ha= Los factores

como pH, temperatura y tiempo tienen efecto sobre la degradación del MS y, por lo

tanto, la rapidez o velocidad de degradación es diferente para cada factor seleccionado.


206

5. Conclusiones y recomendaciones

5.1. Conclusiones

Con base en uno de los objetivos generales de esta investigación que fue el de

determinar la cinética de degradación del ditiocarbamato de sodio usando como técnica

la cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR) y teniendo como factores de

estudio la matriz en la que se disolvió el plaguicida (agua y jugo de caña), los valores de

pH (4.5, 7 y sin modificar), el tiempo en el que se llevó a cabo el estudio (0 a 300

minutos) y la temperatura (25, 35 y 45°C), se obtuvieron las siguientes conclusiones.

La degradación del ditiocarbamato se determinó mediante un diseño

multifactorial y se observó que existe diferencia significativa entre los factores de

tiempo y temperatura, esto indica que el comportamiento del plaguicida en una

matriz de jugo de caña a una temperatura de 45°C se degrada más rápido.

En la matriz de jugo de caña se observa la mayor velocidad de degradación

(K=0.118min-1), una temperatura de 45°C y un tiempo de vida media de

5.874min.

El porcentaje de degradación del ditiocarbamato de sodio que se obtuvo con el

diseño experimental propuesto fue de hasta un 96.67%, teniendo en cuenta que

en un ingenio azucarero las condiciones de proceso son más drásticas, muy

probablemente se pueda alcanzar el 100% de su degradación y con esto

garantizar al consumidor que el producto final (azúcar de mesa) es inocuo para la

salud.

Es posible decir que el método propuesto (CLAR) presenta una buena alternativa

para la identificación y cuantificación del ditiocarbamato de sodio en el jugo de


207

caña y que también dicha técnica podría ser útil en la identificación de biocidas

en otro tipo de alimentos.

5.2. Recomendaciones

Con base en estos experimentos se recomienda continuar la investigación probando la

extracción en fase sólida calculando los porcentajes de recuperación.

Para la extracción en fase sólida, donde los llamados “cartuchos” son muy costosos se

plantea la utilización de un polímero de bajo costo como pudiera ser el harina obtenida

de los residuos de exoesqueletos y cefalotórax de crustáceos, que son actualmente un

residuo aunque debieran ser una materia prima valiosa.

Segunda Parte II-1: Anexos

208

Anexo I.

Curvas de calibración en agua y jugo de caña

Fig. A.1. Curva de calibración en agua pH=4.5

Fig. A2. Curva de calibración en agua pH=7


209

Fig. A.3. Curva de calibración en agua sin modificar pH

Fig. A4. Curva de calibración en jugo de caña


210

Anexo II

Datos de las curvas de calibración

Matriz Agua

Tabla A1. Datos para la Curva de calibración en agua pH=4.5

Concentración

(mg/L)

20 30 40 50 60 70 80 90 100

Área 17926 26022 27996 29499 33162 38276 54607 63740 72189

Tabla A2. Datos para la Curva de calibración en agua pH=7.5

Concentración

(mg/L)

20 30 40 50 60 70 80 90 100

Área 19930 23569 27376 60872 73110 75177 84317 91153 94964

Tabla A3. Datos para la Curva de calibración en agua pH=S/M

Concentración

(mg/L)

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Área 11458 18421 29644 52622 61313 69626 77244 81581 98923 110148

Tabla A3. Datos para la Curva de calibración en jugo de caña pH=S/M

Concentración

(mg/L)

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100

Área 8409 16068 24146 36794 44878 59274 75856 94878 106428 119606


211

Anexo III.

Curvas de cinética de degradación del diseño experimental

Fig. A1. Degradación del ditiocarbamato de sodio en agua, pH= S/M, 25°C

Fig. A2. Degradación del ditiocarbamato de sodio en agua, pH= 4.5, 25°C

Fig. A3. Degradación del ditiocarbamato de sodio en agua, pH= 7.0, 25°C


212

Fig. A4. Degradación del ditiocarbamato de sodio en agua, pH= S/M, 35°C

Fig. A5. Degradación del ditiocarbamato de sodio en agua, pH= 4.5 35°C

Fig. A6. Degradación del ditiocarbamato de sodio en agua, pH= 7, 35°C


213

Anexo IV

Datos cinéticos

Matriz Agua

Tabla A1. Tabla de resultados para curva de cinética pH=S/M, 25°C

Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 63513.000 55154.000 55013.000 54978.000 52282.000 51269.000Concentración 57.221 49.531 49.401 49.369 46.889 45.957

ln(c1/Co) -0.335 -0.479 -0.482 -0.483 -0.534 -0.554

Tabla A2. Tabla de resultados para curva de cinética pH=4.5, 25°C

Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000

Área 31521.000 31081.000 29689.000 25653.000 22282.000 11269.000Concentración 46.112 27.385 26.104 22.391 19.290 9.159ln(c1/Co) -0.551 -1.072 -1.120 -1.273 -1.422 -2.167

Tabla A3. Tabla de resultados para curva de cinética pH=7, 25°C

Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 57390.000 52060.000 48827.000 44241.000 42282.000 40322.000Concentración 56.438 46.685 43.710 39.492 37.689 35.886ln(c1/Co) -0.349 -0.539 -0.604 -0.706 -0.753 -0.802

Tabla A4. Tabla de resultados para curva de cinética pH=S/M, 35°C

tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 38619.000 3790.000 4823.000 4238.000 2014.000 2424.000Concentración 34.320 2.278 3.228 2.690 0.644 1.021ln(c1/Co) -0.846 -3.559 -3.210 -3.392 -4.822 -4.361

Tabla A5. Tabla de resultados para curva de cinética pH=4.5, 35°C

tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 46121.000 20293.000 4115.000 3960.000 2096.000 1751.000Concentración 68.726 17.460 2.577 2.434 0.720 0.402ln(c1/Co) -0.152 -1.522 -3.435 -3.492 -4.711 -5.293


214

Tabla A6. Tabla de resultados para curva de cinética pH=7, 35°C.

Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 30729.000 23172.000 21045.000 20705.000 10086.000 8701.000Concentración 31.129 20.109 18.152 17.839 8.070 6.796ln(c1/Co) -0.944 -1.381 -1.483 -1.501 -2.294 -2.466

Tabla A7. Tabla de resultados para curva de cinética pH=S/M, 45°C.

tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 37526.000 34526.000 33510.000 30900.000 21378.000 17424.000Concertación 33.314 30.554 29.619 27.218 18.458 14.821ln(c1/Co) -0.876 -0.963 -0.994 -1.078 -1.467 -1.686

Tabla A8. Tabla de resultados para curva de cinética pH=4.5, 45°C.

Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 28982.000 18922.000 13351.000 10544.000 5627.000 3370.000Concertación 42.179 16.199 11.074 8.492 3.968 1.892ln(c1/Co) -0.640 -1.597 -1.977 -2.243 -3.004 -3.745

Tabla A9. Tabla de resultados para curva de cinética pH=7, 45°C.

Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 23972.000 23172.000 20233.000 20705.000 10086.000 3919.000Concertación 24.714 20.109 17.405 17.839 8.070 2.397ln(c1/Co) -1.175 -1.381 -1.525 -1.501 -2.294 -3.508

Matriz jugo de caña


tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000área 84711.000 64748.000 54711.000 48495.000 42894.000 31030.000concentración 76.124 59.760 51.943 47.102 42.740 33.500ln(c1/Co) -0.050 -0.292 -0.432 -0.530 -0.627 -0.870


215


Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 68207.000 52396.000 45787.000 23597.000 18905.000 549.000Concentración 61.293 50.140 44.993 27.711 24.057 9.761ln(c1/Co -0.266 -0.467 -0.576 -1.060 -1.202 -2.104


Tiempo 0.000 60.000 120.000 180.000 240.000 300.000Área 69105.000 64940.000 36909.000 30694.000 2455.000 0.000concentración 62.100 59.910 38.079 33.238 11.245 9.333ln(c1/Co -0.253 -0.289 -0.742 -0.878 -1.962 -2.148

Anexo V

Disposición controlada de los residuos producidos

De la investigación de Bonilla-Vidal (2013), se tomaron las siguientes imágenes:


216

Prácticamente, en esta fase de la investigación se realizó la misma secuencia para la

disposición controlada de los residuos generados. La única diferencia es que en esta

investigación no se utilizaron metanol ni cloruro de dansilo por lo que no estaban

presentes en los residuos dispuestos con la UGA de la Facultad de Química de la

UNAM. Tampoco se tenía metilamina sino MS.


217

Bibliografía

Arvizu-Bernal, D.I., Ramos-Medina, J.C. (2010). Degradación del ditiocarbamato de

sodio usado como plaguicida en el proceso de elaboración de azúcar en

México mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR). Tesis

profesional de Química de Alimentos. Facultad de Química, Universidad

Nacional Autónoma de México. México D.F. México.


la metilamina uno de los subproductos del ditiocarbamato de sodio utilizado


azucareros mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR).

Tesis profesional de Química de Alimentos. Facultad de Química,

Universidad Nacional Autónoma de México. México D.F. México.

CODEX ALIMENTARIUS (2013). Normas Alimentarias FAO/OMS. Dirección electrónica

(consultada 22 de junio de 2013).

http://www.codexalimentarius.net/pestres/data/pesticides/details.html?id=105

Cuervo-Mulet, R. A., Ángel-Ledesma, J., Durán-Vanegas, J. A., Argote-Vega, F. E.

(2010). Isolation and microbiological control of Leuconostoc mesenteroides,

into sugar refinery to optimize the performance of sugar and ethanol.

Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial. 8(2):31-40.

Iglesias-Vázquez, C., Andrés-Ares, J.L. (1996). Ensayos de preregistro oficial del

producto Laika de la firma comercial Lainco, S.A., como antimildiu en la vid:

Galicia, 1995. En Grupo de Trabajo de los Problemas Fitosanitarios de la

Vid. XXI Reunión del Grupo de Trabajo. Comunicaciones. Febrero 6-8. Pp.

189-194. Departamento de Agricultura, Ganadería y Promoción Rural. Olite,

España.

Kochergin, V. (2002). Processing opportunities for the future. Int. Sugar J.

104(1243):290-300.

LAINCO (2010). Dirección electrónica (consultada el 25 de mayo de 2010).

http://www.lainco.es/files/pdf/9132%20LAISOL.pdf LAINCO, S.A.


218

Nollet, L. (1996). Handbook of food analysis. Vol. 2. Residues and other food

component analysis. Pp. 1483-1485. Ed. Marcel Dekker Inc. Nueva York,

N.Y. EE.UU.

OMS. (1982). Residuos de plaguicidas en los alimentos. Estudio FAO: Producción y

Protección Vegetal Nº 37. Food and Agriculture Organization of the United

Nations/Organización Mundial de la Salud. FAO/OMS. Roma: Informe de la

Reunión Conjunta 1981 del Cuadro de Expertos de la FAO en Residuos de

Plaguicidas y el Medio Ambiente y el Grupo de Expertos de la OMS en

Residuos de Plaguicidas. http://www.cdpr.ca.gov/docs/risk/rcd/metam.pdf

[último acceso el 20 de septiembre de 2015)

Pérez-Cordero, V.A., Flores-Santillán, B.A. (2013). Determinación y cuantificación del

isotiocianato de metilo (MITC) bajo diferentes parámetros de operación




Pruett, S. B., Myers, L. P., Keil, D. E. (2001). Toxicology of metam sodium. Journal of

toxicology and environmental health part B: critical reviews, 4(2), 207-222.

Ramírez, J. A., Lacasaña, M. (2001). Plaguicidas: clasificación, uso, toxicología y

medición de la exposición. Arch. Prev. Riesgos Labor. 4(2):67-75.

Thompson, S. (2010). Microbiological spoilage of high-sugar products. En Compendium

of the microbiological spoilage of foods and beverages. Springer Verlag. Pp.

301-324. Nueva York, N.Y. EE.UU.

Wales, P. (2002). Department of Pesticide Regulation of California. Evaluation of methyl

isothiocyanate as a toxic air contaminant, California Environmental Protection

Agency. Sacramento, California, EEUU.


219

Segunda Parte

II-2

METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN

DEL METAM DE SODIO USANDO EXTRACCIÓN

EN FASE SÓLIDA

Segunda Parte II-2: Índices

220

Pág.

SEGUNDA PARTE 219

II-2 METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN DEL metam de sodio usando

extracción en fase sólida

Resumen 223 1. Problemática 224 1.1. Planteamiento 224 1.3. Hipótesis 225 1.4. Objetivos 225 2. Fundamento teórico y antecedentes 226 2.1. Justificación e importancia del tema 226 2.2. Antecedentes 226 2.2.1. Quitina 226 2.2.2. Quitosana 227 2.3. Extracción en fase sólida 228 2.4. Adsorbentes 228 3. Metodología 229 3.1. Desarrollo experimental 229 3.2. Obtención de la harina de camarón 229 3.3. Caracterización de la harina del camarón 230 3.4. Cartuchos de extracción en fase sólida 230 3.5. Preparación de los estándares 231 3.6. Extracción del jugo de caña 231 3.7. Extracción en fase sólida (EFS) 231 3.8. Cuantificación por cromatografía de líquidos de alta resolución

(CLAR, HPLC) 232

3.8.1. Límite máximo de detección del ditiocarbamato en el equipo 233 3.8.2. Curva de calibración de ditiocarbamato 234 3.9. Análisis estadísticos 234 4. Resultados y discusión 235 4.1. Obtención de la harina de camarón 235 4.2. Desmineralización de la harina de camarón 235 4.3. Caracterización de la harina 236

Pág.

4.4. Extracción del jugo de caña 237 4.5. Cuantificación de MS por CLAR (HPLC) 237 4.5.1. Límite máximo de detección del ditiocarbamato en el equipo 237


221

Pág.

4.5.2. Curva de calibración de ditiocarbamato 238 4.5.3. Porcentaje de recobro de ditiocarbamato 238 5. Conclusiones y recomendaciones 242 5.1. Conclusiones 242 5.2. Recomendaciones 243 Anexos 244 Anexo I. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación 244

Bibliografía 246

Índices de Figuras y Tablas Pág. Fig. 1.1. Estructura del metam de sodio (NCBI, 2016) 224 Fig. 2.1. Estructura de la quitina (Flores, 2008) 227 Fig. 2.2. Estructura de la quitosana (Flores, 2008) 227 Fig. 3.1. Esquema de la metodología 229 Fig. 3.2. Cartucho de EFS. Elaborado con adsorbente de harina de

camarón 230

Fig. 3.3. Extracción en fase sólida (EFS) (Pawliszyn, 2002) 232 Fig. 3.4. Equipo de HPLC utilizado para la cuantificación del metam de

sodio 233

Fig. 4.1. Esquema del cuerpo de un camarón (Zavaleta, 2010) 235 Fig. 4.2. Residuos de camarón obtenidos después del descabezado de los

camarones 235

Fig. 4.3. Harina del cefalotórax de camarón 235 Fig. 4.4. Agitación 236 Fig. 4.5. Filtración 236 Fig. 4.6. Harina húmeda 236 Fig. 4.7. Harina desmineralizada 236 Fig. 4.8. Determinación de humedad por termobalanza 237 Fig. 4.9. Determinación de cenizas, se observan los crisoles con las

muestras en la campana 237

Fig. 4.10. Determinación de grasa, se observan dos equipos Soxhlet con la muestra en digestión

237

Fig. 4.11. Determinación de proteínas por método de Kjeldahl 237 Fig. 4.12. Determinación de fibra (kit de enzimas para su determinación) 237 Fig. 4.13. Extracción del jugo de caña en un extractor casero 238 Fig. 4.14. Curva de calibración de la cuantificación de metan de sodio en

HPLC 239

Fig. 4.15. Extracción en fase sólida con los cartuchos de harina de camarón 239


222

Pág.

Tabla 3.1. Condiciones establecidas para la cuantificación de Metam de

sodio por cromatografía de líquidos de alta resolución, CLAR (HPLC, high performance liquid chromatography)

233

Tabla 4.1. Caracterización de las harinas de camarón 236 Tabla 4.2. Porcentaje de recuperación con diferentes mezclas metanol/agua 239 Tabla 4.3. Porcentaje de recuperación con diferentes volúmenes de

disolución pasada por el cartucho 240

Tabla 4.4. Porcentaje de recuperación en las diferentes fracciones de fluido eluído

240

Tabla 4.5. Porcentaje de recuperación con diferentes cartuchos de EFS 241


223

El proceso de extracción del jugo de caña es el punto de mayor contaminación en los

ingenios azucareros por lo que se añade el plaguicida N-metil ditiocarbamato de

sodio o metam de sodio (MS) para inhibir el crecimiento de Leuconostoc

mesenteroides que forma polisacáridos y daña los jugos. El metam de sodio (MS),

perteneciente a la familia de los ditiocarbamatos, es una sustancia química que

posee actividad fungicida, insecticida, nematicida y herbicida. Para su cuantificación

se han desarrollado varios métodos de preparación de la muestra, tales como

extracción tipo Soxhlet, en fase sólida, microextracción líquido-líquido, extracción

sólido-líquido, extracción asistida por ultrasonido, así como por microondas y la

microextracción en fase sólida. Estos métodos deben ser rápidos, fáciles, baratos,

eficaces, resistentes y seguros. Por ello, en esta investigación se aplicó el método de

extracción en fase sólida (EFS) del plaguicida MS presente en el jugo de caña

empleando como adsorbente harina de cefalotórax de camarón, un residuo

actualmente, usando como control una fase comercial octadecil-sílice C18(J.T.

Baker®). Asimismo, se cuantificaron y compararon los resultados del adsorbente en

estudio y el control utilizando cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR) o

HPLC por sus siglas en inglés, bajo diferentes factores de operación. Al observar si

había diferencias significativas al variar los parámetros, con los resultados obtenidos,

se concluye que las mejores condiciones de extracción para este biocida en los

cartuchos son las siguientes: eluyente: metanol/agua (60:40), volumen de eluyente: 1

mL y volumen de muestra: 1 mL. Tras cuantificar el MS extraído, mediante

cromatografía de líquidos de alta resolución, se pudo determinar que sí existen

diferencias significativas debidas al origen del adsorbente en la extracción en fase

sólida (EFS) del MS. Se obtuvo el mejor porcentaje de recuperación con la columna

comercial de octadecil-sílice C18 (J.T. Baker®), seguida de las columnas de harina

de camarón entera y por último con el menor porcentaje de recuperación, las

columnas que tienen como adsorbente la harina de camarón desmineralizada. Esto

indica que las condiciones estudiadas en esta fase de la investigación pueden ser

mejoradas con objeto de que el desempeño del material de bajo costo sea

comparable con el comercial.


224

1. Problemática

1.1. Planteamiento

El proceso de extracción del jugo de caña es el punto de mayor contaminación en los

ingenios azucareros por lo que se añade el plaguicida N-metil ditiocarbamato de

sodio o metam de sodio (MS) para inhibir el crecimiento de Leuconostoc

mesenteroides que forma polisacáridos y daña los jugos. El metam de sodio (MS)

(Fig.1), perteneciente a la familia de los ditiocarbamatos, es una sustancia química

que posee actividad fungicida, insecticida, nematicida y herbicida.

Fig. 1.1. Estructura del metam de sodio

(NCBI, 2016)

Para la cuantificación de residuos de plaguicidas se han desarrollado varios métodos

de preparación de la muestra, tales como extracción tipo Soxhlet, en fase sólida,

microextracción líquido-líquido, extracción sólido-líquido, extracción asistida por

ultrasonido, así como por microondas y la microextracción en fase sólida. Estos

métodos deben ser rápidos, fáciles, baratos, eficaces, resistentes y seguros. Por ello,

en esta investigación se aplicó el método de extracción en fase sólida (EFS) del

plaguicida MS presente en el jugo de caña empleando como adsorbente harina de

cefalotórax de camarón que actualmente es un subproducto subutilizado y una fase

comercial octadecil-sílice C18 (J.T. Baker®) como control. Asimismo, se cuantificaron

y compararon los resultados del adsorbente en estudio y el control utilizando

cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR) o HPLC por sus siglas en inglés,

bajo diferentes factores de operación.


225

1.2. Hipótesis

Para esta investigación se consideró la hipótesis Nula Ho= El origen del

adsorbente en la extracción en fase sólida (EFS) del MS presente en el jugo de caña

no produce efectos sobre la cuantificación por HPLC.

Y la hipótesis Alternativa Ha= El origen del adsorbente en la extracción en fase

sólida (EFS) del MS presente en el jugo de caña produce efectos sobre la

cuantificación por HPLC.

1.3. Objetivos

Cuantificar por cromatografía de líquidos de alta resolución, CLAR (HPLC por sus

siglas en inglés), la extracción en fase sólida (EFS) del MS presente en el jugo de

caña utilizando dos tipos de adsorbentes, las harinas de cefalotórax de camarón

entera y desmineralizada

y

Comparar su desempeño con un control comercial de octadecil-sílice C18 (J.T.

Baker®).


226

2. Fundamento teórico y antecedentes

2.1. Justificación e importancia del tema

La producción anual nacional de camarón en 2013 fue de 127 527 toneladas, de

acuerdo con SAGARPA-CONAPESCA (2014). De este total se generan de 20 a 35%

de su masa total como residuos durante el proceso de limpieza del camarón, debido

a que únicamente la parte abdominal de camarón es aprovechada como alimento.

Estos residuos tienen una composición de 44.7% de proteína, 26.3% de cenizas,

20.7% de fibra cruda, 5.2% de grasa, y 3.1% de otros carbohidratos (Flores, 2004).

De ellos se tiene un alto contenido de quitina, del 14 al 27% (Flores, 2004) el cual es

un polímero estructuralmente parecido a la celulosa, por lo que existe la posibilidad

de utilizar la harina obtenida del cefalotórax del camarón como adsorbente en la

extracción en fase sólida de un plaguicida (MS) obteniendo porcentajes de

recuperación similares a las columnas comerciales más utilizadas de octadecil-sílice

C18 (J.T. Baker®) (de Oliveira-Arias, 2014).

2.2. Antecedentes

2.2.1. Quitina

Es el amino-polisacárido natural más abundante, se encuentra principalmente en el

exoesqueleto de crustáceos, insectos y hongos. Se estima que se produce

anualmente casi tanto como la celulosa. La quitina posee una estructura lineal de

poli-[β-(1-4)-2-acetamido-2-desoxi-D-glucopiranosa (Figura 2.1), de alta masa

molecular. Al igual que la celulosa, funciona naturalmente como un polisacárido

estructural. Es blanca, dura, inelástica, altamente hidrofóbica e insoluble en agua y

es la principal fuente de contaminación superficial en las zonas costeras (Kumar,

2000).


227

Debido a su abundancia, su obtención como una fuente renovable no tóxica y

biodegradable la ha convertido en los últimos años en un nuevo material funcional, el

cual tiene la posibilidad de remplazar a los polímeros derivados del petróleo (Flores,

2008; Ortega-Granados, 2011; Sarabia-Bañuelos, 2011).

Fig. 2.1. Estructura de la quitina (Flores, 2008)

2.2.2. Quitosana

Se trata de un polisacárido de alta masa molecular, obtenido por desacetilación

parcial de la quitina (Figura 2.2). Es decir, se quita parte del grupo acetil de la quitina,

por tratamiento con álcali fuerte. Este nuevo polímero sintético (como es una goma

termina en -ana), cuenta con mejores propiedades de reactividad y solubilidad. Se ha

descrito como un polímero catiónico lineal, biodegradable, de alta masa molecular,

de fácil aplicación y ambientalmente amigable. La presencia de grupos de aminas en

la cadena polimérica ha hecho de la quitosana uno de los materiales más versátiles

que se estudian, ya que le confiere una mayor polaridad que la quitina, lo cual

implicaría una mejor capacidad de absorbencia de compuestos polares (como es el

caso del metam de sodio) (Sarabia-Bañuelos, 2011).

Fig. 2.2. Estructura de la quitosana (Flores, 2008)


228

2.2.3. Extracción en fase sólida

La purificación por extracción en fase sólida se basa en el grado de interacción que

tengan de los analitos de interés de una muestra con su disolvente y con una fase

estacionaria con naturaleza adsorbente.

2.2.4. Adsorbentes

Las fases estacionarias empleadas en la EFS son similares a las utilizadas en

cromatografía de líquidos. De acuerdo con el carácter químico del grupo funcional

unido a la sílice o al copolímero, las fases resultantes se pueden clasificar en: no

polares, polares o de intercambio iónico. La elección de los disolventes utilizados

depende de la naturaleza de la fase estacionaria (Berrueta et al., 1995). Octadecil-

sílice C18. Para formar la fase de extracción sólida de recubre o se liga un

compuesto orgánico hidrofóbico a sílice en polvo. En este caso los grupos

funcionales ligados al empaquetamiento atraen a los compuestos hidrofóbicos de la

muestra por interacciones de van der Waals y los extraen de la disolución acuosa

(Skoog et al., 2005).


229

3. Metodología

3.1. Desarrollo experimental

En la Fig. 3.1 se presenta el esquema de bloques de la estrategia experimental.

Fig. 3.1. Esquema de la metodología

3.2. Obtención de la harina de camarón

A partir de los residuos de camarón adquiridos en la central de abastos, “La Nueva

Viga”, de la Ciudad de México, se obtuvieron los cefalotórax de camarón, los cuales se

lavaron a chorro de agua y enjuagaron con agua destilada. Posteriormente, se secaron

en una estufa convencional a 60°C±5°C por 18 horas. La muestra fue molida en

licuadora durante 5 minutos, por intervalos de 30 segundos y tamizada en tamiz del No.


230

100 (Bárcenas, 2010; Ramírez et al., 2003). Para obtener las harinas desmineralizadas,

se utilizó EDTA 0.5 M, con agitación constante por dos horas, en una relación 1:9

(masa:volumen), se filtró con tela de seda y se enjuagó con agua destilada y des-

ionizada.

3.3. Caracterización de la harina de camarón

Se realizaron las siguientes determinaciones:

-Determinación de humedad mediante una termobalanza (OHAUS MB200) (Kirk et al.,

1996)

-Materia grasa por el método de Soxhlet (James, 1999)

-Determinación de cenizas por el método de calcinación utilizando una mufla

FURNANCE 4800 T (0-1100°C) (Kirk et al., 1996)

-Determinación de proteína por el método de Kjeldahl (Nielsen, 1998).

-Determinación de fibra mediante método gravimétrico y enzimático (Kit de ensayo de

fibra dietética de Sigma-Aldrich®)

3.4. Cartuchos de extracción en fase sólida

Con las harinas obtenidas (entera y desmineralizada) se empacaron 54 cartuchos (Fig.

3.2) de cada una de las harinas, en jeringas de plástico desechables (Sensimedical ®)

de capacidad de 5 mL, con una masa de 0.5 g de harina. Para ello se elaboraron

tapones de fibra de vidrio previamente lavada con metanol grado HPLC, colocándolos

en la base de la jeringa y en la parte superior del adsorbente (harina).

Fig. 3.2. Cartucho de EFS. Elaborado

con adsorbente de harina de camarón


231

3.5. Preparación de los estándares

Se utilizó el MS (analytical standard ≥95% Sigma-Aldrich), realizando pruebas de

estabilidad de la solución analítica (50 mg/L). Terminadas las pruebas se preparó una

curva patrón según Lorenzo et al. (2014). Posteriormente, se realizó la validación de la

curva patrón según lo establecidos en la guía de la Agencia para Alimentos y

Medicamentos de los Estados Unidos, FDA Draft Guidance, en inglés (Revicki, 2007).

3.6. Extracción del jugo de caña

Para la extracción del plaguicida se consultaron diferentes artículos con la finalidad de

encontrar un método que permitiera extraer al plaguicida de la matriz de jugo de caña

(Bossi et al., 2003; Gustaffson y Thompson, 1981; Gustaffson y Fahihrem, 1983;

Hartmann et al., 2000; Mullins y Kirkbright, 1987; Picó et al., 2004; Stout et al., 1998).

Sin embargo; no se encontró en la bibliografía consultada una metodología para la

extracción de este plaguicida por lo que se tuvo que adaptar un método de extracción

de flavonoides presentes en jugo de caña (Colombo et al., 2006) complementándolo

con otro método para la extracción de carbamatos de jugos de manzana, cereza y fresa

(Sagratini et al., 2007). De la caña almacenada en refrigeración se procedió a la

extracción del jugo, con la ayuda de un extractor de tipo casero, para realizar las

pruebas correspondientes de un mismo lote.

3.7. Extracción en fase sólida (EFS)

Los procedimientos de purificación por extracción en fase sólida se basan en el uso de

dispositivos comerciales que contienen entre 50 y 1000 mg de un sólido poroso

particulado, que generalmente es sílice o resinas poliméricas (polipropileno). En esta

investigación se usaron harinas de cefalotórax de camarón, entera y desmineralizada

(Mejía-Galán, 2015) y como control octadecil-sílice C18. El plaguicida MS fue aislado de


232

la matriz, extrayéndolo con un fluido adecuado. La secuencia de la Figura 3.3 indica la

metodología empleada (Pawliszyn, 2002).

1. Activar 2.Pasar 3. Lavar 4. Eluir

1. Activar el adsorbente con un disolvente adecuado; 2. Pasar la disolución que contiene los analitos de interés a través del adsorbente activado; 3. Lavar el adsorbente para permitir eliminar el mayor número de interferencias posibles; 4. Eluir los compuestos de interés mediante el paso del volumen necesario de una disolvente adecuado

Fig. 3.3. Extracción en fase sólida (EFS) (Pawliszyn, 2002)

Se tomaron 10 mL de las matrices de estudio: metanol, agua y muestra de jugo de

caña, adicionadas con 10 mL de una dilución 30 mgL-1 del estándar analítico del

plaguicida de estudio, MS (Sigma-Aldrich®) en metanol grado cromatográfico; se

sometieron al baño sónico por 15 min, posteriormente fueron centrifugadas por 15

minutos y los sobrenadantes se filtraron con una membrana de Nylon de 0.45µm.

Finalmente, 3 mL de esta mezcla se hicieron pasar por los cartuchos de extracción con

los diferentes adsorbentes (harina entera, harina desmineralizada y C18) previamente

acondicionados con 5 mL de agua seguida de 5 mL de metanol. Para llevar a cabo la

elución del compuesto de interés se utilizaron 1 mL, 3 mL y 5 mL de una mezcla de

metanol/agua grado cromatográfico en diferentes proporciones. Las muestras eluídas

se inyectaron en el HPLC por triplicado para su cuantificación.

3.8. Cuantificación por cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR, HPLC)

Se utilizó un cromatógrafo de líquidos de alta resolución PerkinElmer® (Fig. 3.4) y se

realizó la adaptación de las condiciones establecidas por Arvizu-Bernal y Ramos-


233

Medina (2011) para realizar la cuantificación de MS. En la Tabla 3.1 se presentan las

condiciones empleadas.

Fig. 3.4. Equipo de HPLC utilizado para la cuantificación del metam de sodio

Tabla 3.1. Condiciones establecidas para la cuantificación de Metam de sodio por cromatografía de líquidos de alta resolución, CLAR (HPLC, high performance liquid

chromatography)

Condición Arvizu-Bernal y Ramos-Medina

(2011) Adaptación en este

experimento

Columna 100 mm x 4 mm Nucleosil RP-18

(5 µm) 100 mm x 4 mm Hypersil™

ODS C18 (5 µm)

Fase móvil Agua/Acetonitrilo (50:50) Agua/Acetonitrilo (50:50) Velocidad de

flujo 1.4 min-1 1.4 min-1

Volumen de inyección

20 µL 20 µL

Detector UV, 210 nm UV, 210 nm Tiempo de

corrida 10 min 5 min

3.8.1. Límite máximo de detección del ditiocarbamato en el equipo

Para obtener el límite de detección del plaguicida en el equipo, se realizaron diluciones

a partir de una concentración de 50 mgL-1; las cuales se inyectaron en el equipo de

cromatografía de líquidos y como concentración límite se considera aquélla en la que el

pico del compuesto aparece, pero ya no es posible integrarlo adecuadamente (Arvizu-

Bernal y Ramos-Medina, 2011).


234

3.8.2. Curva de calibración de ditiocarbamato

Se realizó una curva de calibración de 10 puntos con concentraciones que fueron de 0

a 50 mgL-1 de MS en metanol. Las disoluciones de cada concentración fueron

preparadas en el momento de la inyección en el HPLC. Cada concentración se inyectó

por triplicado y la concentración media (25 mgL-1) se inyectó 5 veces.

3.9. Análisis estadísticos

Para la comparación de las variables estudiadas se realizó la comprobación de

diferencias significativas mediante un análisis de varianza (anova en inglés)

multifactorial tipo III (P<0.05), con ayuda del software de análisis de datos estadístico

StatGraphics®.


235

Capítulo 4. Resultados y discusión

4.1. Obtención de la harina de camarón

En primera instancia se realizó la obtención de la harina de cefalotórax del camarón

(Fig. 4.1), conseguida a partir de los residuos adquiridos gratuitamente en el local 26 de

la Central de Abastos en la Ciudad de México “La Nueva Viga” (Fig. 4.2). En la Fig. 4.3

se presenta la harina después de la limpieza del cefalotórax del camarón y su secado,

molienda y tamizado.

4.2. Desmineralización

En seguida se procedió a desmineralizar la mitad de la harina obtenida agitando la

harina con EDTA 0.5 M (Fig. 4.4).

Posteriormente, se filtró la mezcla de harina con EDTA en un matraz tipo Kitasato con

tela de seda (Fig. 4.5), obteniendo una harina húmeda después de la filtración (Fig.

4.6). Finalmente, la harina seca desmineralizada (Fig. 4.7) se almacenó en el cuarto frío

a 4±1°C.

Fig. 4.1. Esquema del cuerpo de un camarón (Zavaleta, 2010)

Fig. 4.2. Residuos de camarón obtenidos después del

descabezado de los camarones

Fig. 4.3. Harina del cefalotórax de camarón


236

Fig. 4.4. Agitación Fig. 4.5. Filtración Fig. 4.6. Harina húmeda

Fig. 4.7. Harina desmineralizada

4.3. Caracterización de la harina

En la Tabla 4.1 se presentan los resultados de la determinación del porcentaje de

humedad (Fig. 4.8), porcentaje de cenizas por calcinación (Fig. 4.9), porcentaje de

grasa cruda (Fig. 4.10), contenido de nitrógeno (proteína cruda) (Fig. 4.11), así como el

contenido de fibra (Fig. 4.12).

Tabla 4.1. Caracterización de las harinas de camarón

Determinación

(%) Harina entera Harina desmineralizada

Humedad 6.40 ± 0.000 5.33 ± 0.058

Cenizas 35.64 ± 0.998 22.24 ± 0.628

Grasa cruda 0.31 ± 0.020 0.33 ± 0.012

Proteína 30.26 ± 0.404 43.91 ± 0.089

Fibra 27.44 ± 0.036 28.16 ± 0.047

Se observa que únicamente se pierden el 13.5% de los minerales en la harina

desmineralizada tras el tratamiento con EDTA, con respecto a la harina inicial. Se

puede notar que la humedad es mayor en la harina entera, ya que a pesar de haberse

metido el mismo tiempo al horno los cefalotórax del camarón y la harina

desmineralizada, la harina tiene una mayor superficie de contacto, por lo que su secado

fue mejor que la de los cefalotórax sin moler.


237

Fig. 4.8. Determinación de humedad por Termobalanza

Fig. 4.9. Determinación de cenizas, se observan los crisoles con las muestras

en la campana

Fig. 4.10. Determinación de grasa, se observan dos

equipos Soxhlet con la muestra en digestión

Fig. 4.11. Determinación de proteínas por método de Kjeldahl

Fig. 4.12. Determinación de fibra (kit de enzimas para su determinación)

4.4. Extracción del jugo de caña

Por cada 8 trozos de caña (300 g aproximadamente) se obtuvieron 200 mL de jugo de

caña (Fig. 4.13). El jugo se recolectó en un frasco de vidrio transparente Duran de 500

mL y se conservó en refrigeración.

4.5. Cuantificación de MS por CLAR (HPLC)

4.5.1. Límite máximo de detección del ditiocarbamato en el equipo

La concentración límite para el compuesto MS en metanol fue de 2.5 mgL-1. Además de

integrarse sin problemas el pico del compuesto, fue al menos 10 veces mayor que el

ruido de fondo.


238

Fig. 4.13. Extracción del jugo de caña en un extractor casero

4.5.2. Curva de calibración de ditiocarbamato

Con la regresión lineal se pudo comprobar la linealidad de la recta, indicada por el

coeficiente de correlación. Del mismo modo, se obtuvo la ecuación de la recta, la cual

sirve para calcular la concentración del ditiocarbamato de sodio (x) en la matriz de

metanol (Fig. 4.14). El coeficiente de variación (C.V.) para el punto medio fue de 5.92%

indicando que hay poca variabilidad debida a la inyección de la muestra.

4.5.3. Porcentaje de recobro de ditiocarbamato

Para poder analizar la recuperación del Metam sodio después de realizadas las

extracciones con los cartuchos de harina de camarón entera (tal como se observa en la

Fig. 4.15), el MS se cuantificó tanto en la disolución inicial, como en el producto eluido.

Se realizaron las primeras eluciones con 3mL de eluyente y diferentes mezclas

metanol/agua (Tabla 4.2), en donde al realizar la elución de la muestra con un

porcentaje de agua mayor al 40% y realizar la inyección de ésta.


239

y = 10759x - 47945R² = 0.9886

0

100000

200000

300000

400000

500000

600000

0 10 20 30 40 50 60

Áre

a de

l pic

o

Metam sodio [ppm]

Curva de calibración: [Metam sodio] vs. Area del pico

Fig. 4.14. Curva de calibración de la cuantificación de metan de sodio en HPLC

Fig. 4.15. Extracción en fase sólida con los cartuchos de harina de camarón

Tabla 4.2. Porcentaje de recuperación con diferentes mezclas metanol/agua

Metanol: agua Recuperación MS (%) 100:0 0.752 ± 0.648

90:10 0.954 ± 0.211

80:20 3.520 ± 0.082

70:30 7.569 ± 0.102

60:40 12.864 ± 0.092

Se observó que los picos provenientes tanto del metanol como del Metam de sodio se

ensanchaban demasiado y no se lograba una buena separación entre ellos, por lo que


240

se decidió realizar las eluciones con la mezcla metanol/agua en proporción de 60:40, ya

que con ellas se obtuvo el mayor porcentaje de recuperación.

El siguiente factor a considerar fue el volumen de la disolución que se pasa por el

cartucho. Para esto se probaron 3 volúmenes diferentes: 5, 3 y 1 mL. Se observa en la

Tabla 4.3, que el volumen de ruptura tiene un valor bajo, es decir, que a mayor volumen

se tiene una menor retención del compuesto. Por tanto, el mejor volumen para obtener

la mayor extracción de los tres estudiados es de 1 mL.

Tabla 4.3. Porcentaje de recuperación con diferentes volúmenes de disolución pasada por el cartucho

Disolución (mL) MS no retenido (%) Recuperación de MS

(%) 1 12.144 ± 0.114 36.291 ± 0.055 3 55.432 ± 0.084 12.864 ± 0.092 5 89.002 ± 0.2040 8.089 ± 0.029

Una vez establecida la mejor mezcla para el eluyente y la cantidad de disolución que se

debe pasar por el cartucho de extracción, se procedió a establecer la cantidad de

eluyente necesario para recuperar todo el compuesto. Para ello se recuperaron las

fracciones después de cada mililitro de eluyente, obteniendo los resultados mostrados

en la Tabla 4.4. Tras realizar un análisis estadístico se determinó que no existe

diferencia significativa entre las fracciones a partir de 3 mL, por lo que el volumen de

elución seleccionado fue de 3 mL.

Tabla 4.4. Porcentaje de recuperación en las diferentes fracciones de fluido eluído Fracción (mL) Recuperación en la fracción de MS (%) Recuperación total de MS (%)

1 47.380 ± 0.037 47.380 2 4.103 ± 0.030 51.484 3 2.763 ± 0.060 54.247 4 1.090 ± 0.068 55.337 5 0.162 ± 0.221 55.499

Por último, con las condiciones establecidas se procedió a probar la recuperación en los

tres cartuchos: con harina entera, con harina desmineralizada y usando los cartuchos


241

comerciales C18. Al analizar los resultados de la Tabla 4.5, puede verse que existe

diferencia significativa entre cada uno de ellos.

Tabla 4.5. Porcentaje de recuperación con diferentes cartuchos de EFS

Cartucho Recuperación MS (%)Octadecil-sílice C18 (J.T. Baker®) 47.380 ± 0.037

Harina de camarón desmineralizada 8.145 ± 0.032

Harina de camarón entera 36.291 ± 0.055

Segunda Parte II-2: Anexo

242


5.1. Conclusiones

De acuerdo con los objetivos de esta investigación: Cuantificar por cromatografía de

líquidos de alta resolución, CLAR (HPLC por sus siglas en inglés), la extracción en fase

sólida (EFS) del MS presente en el jugo de caña utilizando dos tipos de adsorbentes,

las harinas de cefalotórax de camarón entera y desmineralizada y comparar su

desempeño con un control comercial de octadecil-sílice C18 (J.T. Baker®) se

obtuvieron las siguientes conclusiones.

Se observó que los resultados obtenidos en las determinaciones de humedad, ceniza,

fibra, proteínas y grasa realizadas fueron similares con respecto a los resultados

consultados en otros estudios (Flores, 2004, 2008).

Se realizó de manera experimental la optimización del método de extracción en fase

sólida. Al observar si había diferencias significativas al variar los parámetros, con los

resultados obtenidos, se concluye que las mejores condiciones de extracción para este

biocida en los cartuchos son las siguientes: eluyente: metanol/agua (60:40), volumen de

eluyente: 1 mL y volumen de muestra: 1 mL.

Tras cuantificar el MS extraído, mediante cromatografía de líquidos de alta resolución,

se pudo determinar que sí existen diferencias significativas debidas al origen del

adsorbente en la extracción en fase sólida (EFS) del MS.

Se obtuvo el mejor porcentaje de recuperación con la columna comercial de octadecil-

sílice C18 (J.T. Baker®), seguida de las columnas de harina de camarón entera y por

último con el menor porcentaje de recuperación, las columnas que tienen como

adsorbente la harina de camarón desmineralizada. Esto indica que las condiciones

estudiadas en esta fase de la investigación pueden ser mejoradas con objeto de que el

desempeño del material de bajo costo sea comparable con el comercial.


243


Para la continuación de este trabajo se probará únicamente la quitina extraída de la

harina de camarón comparando los resultados con los obtenidos hasta el momento sin

realizar ni la desacetilación ni la desmineralización.

Se hará una evaluación económica muy simple (±30%) para determinar el costo de los

cartuchos empacados con harina de residuos de camarón versus los materiales

comerciales.


244

Anexo V

Disposición controlada de los residuos producidos

De la investigación de Bonilla-Vidal (2013), se tomaron las siguientes imágenes:

En esta fase de la investigación se realizó la misma secuencia para la disposición

controlada de los residuos generados. La única diferencia es que en esta investigación

no se utilizaron metanol ni cloruro de dansilo por lo que no estaban presentes en los

residuos dispuestos con la UGA de la Facultad de Química de la UNAM. Tampoco se

tenía metilamina sino MS.

Los cartuchos usados se dispusieron como residuos peligrosos enviándolos a la Unidad

de Gestión Ambiental de la Facultad de Química de la Universidad Nacional Autónoma

de México (UGA-FQ-UNAM).


245

Segunda Parte II-2: Bibliografía

246

Arvizu-Bernal, D.I., Ramos-Medina, J.C. 2010. Degradación del ditiocarbamato de sodio

usado como plaguicida en el proceso de elaboración de azúcar en México




Bárcenas, E. 2010. Biopolímeros del cefalotórax y exoesqueleto del camarón. Uso de

aditivos para modificar sus propiedades mecánicas. Tesis profesional de

Química de Alimentos. Facultad de Química, Universidad Nacional

Autónoma de México. México D.F. México.

Berrueta, L.A., Gallo, B., Vicente, F. (1995). A review of solid phase extraction: basic

principles and new developments. Chromatographia. 40(7-8):474-483.

Bossi, R., Vejrup, K.V., Morgensen, B.B., Asman, W.A. (2002). Analysis of polar

pesticides in rainwater in Denmark by liquid chromatography–tandem mass

spectrometry. Journal of Chromatography A. 957(1): 27-36.

Colombo, R., Lanças, F. M., Yariwake, J. H. (2006). Determination of flavonoids in

cultivated sugarcane leaves, bagasse, juice and in transgenic sugarcane by

liquid chromatography-UV detection. Journal of Chromatography A.

1103:118-124.

de Oliveira-Arias, J.L., Rombaldi, C., Caldas, S.S., Primel, E.G. (2014). Alternative

sorbents for the dispersive solid-phase extraction step in quick, easy, cheap,

effective, rugged and safe method for extraction of pesticides from rice paddy

soils with determination by liquid chromatography tandem mass spectrometry.

Journal of Chromatography A. 1360:66-75.

Flores, R.A. (2004). Bioplástico de quitina: Formación de películas de quitina a partir de

desechos de camarón por métodos ecológicos. Tesis de Maestría en

Ciencias. Programa de Maestría y Doctorado en Ciencias Químicas, UNAM,

Facultad de Química. México, D. F. México.

Flores, R.A. (2008). Obtención y caracterización de esponja de quitina a partir de

cefalotórax de camarón. Tesis de doctorado en ciencias. Tesis de


247

Doctorado en Ciencias. Programa de Maestría y Doctorado en Ciencias

Químicas, UNAM, Facultad de Química. México, D.F. México.

Gustafsson, K.H., Fahlgren, C.H. (1983). Determination of dithiocarbamate fungicides in

vegetable foodstuffs by high-performance liquid chromatography. Journal of

Agricultural and Food Chemistry. 31(2):461-463.

Gustafsson, K.H., Thompson, R.A. (1981). High-pressure liquid chromatographic

determination of fungicidal dithiocarbamates. Journal of Agricultural and

Food Chemistry. 29(4):729-732.

Hartmann, H., Burhenne, J., Müller, K., Frede, H. G., Spiteller, M. (2000). Rapid target

analysis for pesticides in water by online coated capillary microextraction

combined with liquid chromatography and tandem mass spectrometry.

Journal of AOAC International. 83(3):762-770.

James, C.S. 1999. Analytical Chemistry of Foods. ASPEN Publishers. Second

Edition. Nueva York, NY, EE.UU.

Kirk, R.S., Sawyer, R. Egan, H. 1996. Composición y análisis de alimentos. Pearson.

Segunda edición. Editorial CECSA. México D.F. México.

Kumar, M. N. R. (2000). A review of chitin and chitosan applications. Reactive and

functional polymers. 46(1):1-27.

Lorenzo, C., Serrano-Díaz, J., Plaza, M., Quintanilla, C. Alonso, G.L. (2014). Fast

methodology of analysing major steviol glycosides from Stevia rebaudiana

leaves. Food Chemistry. 157:518-523.

Mejía-Galán, I.V. (2015). Aprovechamiento integral de residuos de crustáceos

empleando tecnologías más limpias. Parte 2: desmineralización

empleando diferentes ácidos orgánicos. Informe técnico. En Premio a

“Estancias cortas” intersemestrales. Segundo Lugar. Modalidad Informes

Técnicos. 08 de junio al 03 de julio. Departamento de Orientación Vocacional

e Integración de la FQ y Programa “Jóvenes hacia la investigación” de la

Dirección General de Divulgación de la Ciencia. “Muestra Científica de

Estancias Cortas”. Noviembre 20, 2015. Museo Universum. México, D.F.

México.


248

Mullins, F.G., Kirkbright, G.F. (1987). Determination of sodium N-methyldithiocarbamate

(metham sodium) and methyl isothiocyanate in aqueous samples by high-

performance liquid chromatography using a micellar mobile phase. Analyst.

112(5):701-703.

NCBI. 2016. https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/Metham_sodium#section=Top

Centro Nacional de Información de Biotecnología. Base de datos PubChem

Compuesto; CID = 5366415, [En línea]

https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/5366415 [Último acceso el 27 de

noviembre de 2016].

Nielsen, S. 1998. Food Analysis. Aspen Publication. Second Edition. Pp. 203-233.

Gaithersburg, EE.UU.

Ortega-Granados, J.A. (2011). Efecto del recubrimiento de fresas usando quitina-

quitosana obtenida de cefalotórax y exoesqueleto de camarón en su vida de

anaquel a temperatura ambiente (20±2°C) y refrigeración (4°C). México D.F.

Tesis de Química de Alimentos. Facultad de Química, UNAM.

Pawliszyn, J. (2002). Sampling and sample preparation for field and laboratory:

fundamentals and new directions in sample preparation. Elsevier. Vol. 37.

Pp. 1-1131. Nueva York, NY, EE.UU.

Picó, Y., Blasco, C., Font, G. (2004). Environmental and food applications of LC-tandem

mass spectrometry in pesticide-residue analysis: An overview. Journal of

Chromatography A. 23(1):45-87.

Ramírez, M.A., García, R.S., Flores-Argüello, I., Gálvez-Mariscal, A., Durán-de-Bazúa,

C. (2003). Empleo de una enzima quitinolítica de Serratia marcescens para la

obtención de carotenoproteínas a partir del cefalotórax de camarón.

Tecnología, Ciencia, Educación (IMIQ, Méx.). 18(1):32-39.

Revicki, D.A. (2007). FDA draft guidance and health-outcomes research. The Lancet.

369(9561):540-542.

SAGARPA-CONAPESCA. 2011. Anuario estadístico de pesca 2010. Secretaría de

Agricultura, Ganadería, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación, Comisión

Nacional de Acuacultura y Pesca, México. 305 pp. [En línea].


249

https://www.gob.mx/conapesca/documentos/anuario-estadistico-de-

acuacultura-y-pesca [Último acceso 27 de septiembre de 2016].

Sagratini, G., Manes, J., Giardiná, D., Damiani, P., Picó, Y. (2007). Analysis of

carbamate and phenylurea pesticide residues in fruit juices by solid-phase

microextraction and liquid chromatography–mass spectrometry. Journal of

Chromatography A. 1147(2):135-143.

Sarabia-Bañuelos, P. (2011). Aprovechamiento integral de residuos de crustáceos:

obtención de quitina y quitosana del cefalotórax de camarón por métodos

ecológicos. Tesis de Maestría en Ciencias. Programa de Maestría y

Doctorado en Ciencias Químicas. UNAM. México D.F. México.

Skoog, D., West, D., Holler, J., Crouch, S. (2005). Fundamentos de química analítica.

Editorial Cengage Learning. Octava edición. México, D.F. México.

Stout, S.J., Dacunha, A.R., Picard, G.L., Safarpour, M.M. (1998). Simplification of

analytical methods in pesticide residue analysis by liquid

chromatography/electrospray ionization mass spectrometry and tandem mass

spectrometry. Journal of AOAC International. 81(4):685-690.

Zavaleta, M.E.F. (2010). Extracción de astaxantina a partir de residuos de camarón

ensilados por métodos ácido y bacteriano. Tesis de Doctorado. División de

Ciencias Biológicas y de la Salud, Universidad Autónoma Metropolitana,

Unidad Iztapalapa. México D.F. México.

http://www.plaguicidasdecentroamerica.una.ac.cr/index.php/base-de-datos-

menu/345-isotiocianato-de-metilo-53656403

250

SEGUNDA PARTE

II-3

METODOLOGÍAS PARA ESTUDIAR LOS

PRODUCTOS DE FOTODESCOMPOSICIÓN DE

BIOCIDAS UTILIZADOS EN LA INDUSTRIA

AZUCARERA – CASO: METAM SODIO A SUS

SUBPRODUCTOS METILAMINA (CH3NH2) E

ISOTIOCIANATO DE METILO (MITC) Y

DETERMINACIÓN DE LA DIMETILTIOUREA

(C3H8N2S) Y METILTIOUREA (C2H6N2S)

DERIVADOS DEL MITC EN INGENIOS

AZUCAREROS


251

Pág.

SEGUNDA PARTE 250

II-3 METODOLOGÍAS PARA ESTUDIAR LOS PRODUCTOS DE

FOTODESCOMPOSICIÓN DE BIOCIDAS UTILIZADOS EN LA INDUSTRIA AZUCARERA – CASO: METAM SODIO A SUS SUBPRODUCTOS METILAMINA (CH3NH2) E ISOTIOCIANATO DE METILO (MITC) Y

DETERMINACIÓN DE LA DIMETILTIOUREA (C3H8N2S) Y METILTIOUREA (C2H6N2S) DERIVADOS DEL MITC EN INGENIOS AZUCAREROS

Resumen 260 1. Problemática 261 1.1. Planteamiento 261 1.2. Justificación 262 1.3. Objetivos 262 1.3.1. Objetivo general 262 1.3.2. Objetivos particulares 263 1.4. Hipótesis 263 2. Antecedentes 264 2.1. Antecedentes históricos de la producción de azúcar en México 264 2.1.1. Historia y evolución 264 2.1.2. Época colonial de la caña en México 265 2.1.3. La industria de la caña en el México independiente 266 2.1.4. La industria azucarera antes y después de la Revolución

Mexicana 267

2.1.5. Tiempos de recuperación de la industria azucarera 268 2.2. Producción de azúcar en México 269 2.2.1. Participación de la industria azucarera mexicana en el mundo 272 2.2.2. Visión y expectativa futura de la producción de azúcar nacional y

mundial 274

2.3. Proceso de elaboración de la caña de azúcar 276 2.3.1. Operaciones unitarias de la extracción de azúcar de caña 276 2.3.2. Microorganismos presentes en la caña de azúcar 282 2.3.3. Biocidas utilizados en la industria azucarera 284 2.3.4. Metam sodio (MS) y sus productos de descomposición 286 2.3.4.1. Metilamina (MA) 288 2.3.4.2. Metilisotiocianato (MITC) 290 2.3.4.2.1. Dimetiltiourea (DMTU) y metiltiourea (MTU) 291 2.4. Normatividad 294 2.4.1. Normatividad en México 294 2.4.2. FAO-OMS 295


252

Pág.

2.4.3. Normatividad de la Unión Europea 297 3. Fundamentos analíticos 298 3.1. Cinética química 298 3.2. Velocidad de reacción 298 3.3. Orden de reacción 300 3.3.1. Métodos gráficos para determinar el orden de reacción 300 3.4. Tiempo de vida media 302 3.5. Fundamentos de espectrofotometría 302 3.5.1. Propiedades de la luz 303 3.5.2. Absorción de la luz 303 3.6. El espectrofotómetro 306 3.6.1. Lámparas 307 3.6.2. Monocromadores 308 3.6.3. Celdas y cubetas 308 3.6.4. Detectores 309 3.7. Errores en la espectrofotometría 310 4. Metodología 311 4.1. Parámetros de operación 311 4.2. Diseño experimental 311 4.3. Material y equipo 312 4.4. Reactivos 312 4.4.1. Preparación de reactivos 314 4.4.2. Tratamiento de caña de azúcar 315 4.5. Curvas de calibración de MS, MA, MITC, DMTU y MTU 315 4.6. Fotodescomposición de MS, MA, MITC, DMTU y MTU 316 4.7. Análisis estadísticos 317 5. Resultados y discusión 318 5.1. Identificación y cuantificación del plaguicida 318 5.2. Curvas de calibración 318 5.3. Fotodescomposición 321 5.3.1. Fotodescomposición en agua 322 5.3.2. Fotodescomposición en jugo de caña 327 5.4. Análisis estadístico 330 6. Conclusiones y recomendaciones 337 6.1. Conclusiones 337 6.2. Recomendaciones 340 Anexos 341 Anexo I. Lavado de material de vidrio 341 Anexo II. Espectros de absorción UV-Visible 342


253

Pág.

Anexo III. Curvas de calibración 347 Anexo IV. Curvas de fotodegradación 352 Anexo V. Disposición controlada de los residuos producidos en la

investigación 359

Bibliografía 361

Segunda Parte II-3: Índice de tablas

254

Pág.

Tabla 1. Cierre de producción de caña de azúcar (SIAP, 2014) 271

Tabla 2. Rendimiento de la producción de azúcar hasta el 2014 (SIAP, 2014) 271

Tabla 3. Productos químicos utilizados en la industria azucarera (Herrero, 2014) 272

Tabla 4. Producción mundial de azúcar ciclo 2015-2016 (CONADESUCA, 2016) 273

Tabla 5. Estimaciones de la oferta y demanda de la caña de azúcar hasta 2018

(SAGARPA, 2009)

275

Tabla 6. Propiedades fisicoquímicas del metam de sodio (Sigma-Aldrich, 2016b) 287

Tabla 7. Propiedades fisicoquímicas de la metilamina (Praxair, 2008) 289

Tabla 8. Propiedades fisicoquímicas del metilisotiocianato (Sigma-Aldrich, 2016a) 291

Tabla 9. Propiedades fisicoquímicas de la dimetiltiourea (Sigma-Aldrich, 2014b) 293

Tabla 10. Propiedades fisicoquímicas de la metiltiourea (Sigma-Aldrich, 2014a) 294

Tabla 11. Límite máximo residual (LMR) de plaguicidas en caña de azúcar y maíz

(MINSA, 2009)

296

Tabla 12. Límite máximo residual de ditiocarbamatos en caña de azúcar (Unión

Europea, 2009)

297

Tabla 13. Método gráfico para cada uno de los órdenes de reacción (Laidler y Meiser,

2007)

302

Tabla 14. Ecuaciones de vida media (Harris, 2003) 302

Tabla 15. Diseño experimental en agua 311

Tabla 16. Diseño experimental en jugo de caña 311

Tabla 17. Equipo y material utilizado con sus especificaciones técnicas 312

Tabla 18. Reactivos utilizados 313

Tabla 19. Curvas de calibración de MS bajo las diferentes condiciones experimentales 319

Tabla 20. Curvas de calibración de MA bajo las diferentes condiciones experimentales 320

Tabla 21. Curvas de calibración de MITC bajo las diferentes condiciones

experimentales

320

Tabla 22. Curvas de calibración de DMTU bajo las diferentes condiciones

experimentales

320

Tabla 23. Curvas de calibración de MTU bajo las diferentes condiciones experimentales 321

Tabla 24. Cinética de degradación del MS en agua 323

Segunda Parte II-3: Índice de tablas

255

Pág.

Tabla 25. Cinética de degradación de la MA en agua 323

Tabla 26. Cinética de degradación del MITC en agua 324

Tabla 27. Cinética de degradación de la DMTU en agua 325

Tabla 28. Cinética de degradación de la MTU en agua 326

Tabla 29. Cinética de degradación del MS en jugo de caña 328

Tabla 30. Cinética de degradación de la MA en jugo de caña 328

Tabla 31. Cinética de degradación del MITC en jugo de caña 328

Tabla 32. Cinética de degradación de la DMTU en jugo de caña 329

Tabla 33. Cinética de degradación de la MTU en jugo de caña 330

Tabla 34. Análisis de varianza de la degradación del MS en agua 331

Tabla 35. Análisis de varianza de la degradación del MS en jugo de caña 332

Tabla 36. Análisis de varianza de la degradación de la MA en agua 332

Tabla 37. Análisis de varianza de la degradación de la MA en jugo de caña 333

Tabla 38. Análisis de varianza de la degradación del MITC en agua 333

Tabla 39. Análisis de varianza de la degradación del MITC en jugo de caña 334

Tabla 40. Análisis de varianza de la degradación de la DMTU en agua 334

Tabla 41. Análisis de varianza de la degradación de la DMTU en jugo de caña 335

Tabla 42. Análisis de varianza de la degradación de la MTU en agua 335

Tabla 43. Análisis de varianza de la degradación de la MTU en jugo de caña 336

Segunda Parte II-3: Índice de figuras

256

Pág.

Figura 1. Principales estados productores de caña y azúcar de caña en México

(SAGARPA, 2012)

270

Figura 2. Diagrama del proceso de obtención de azúcar de caña (IMSA, 1991) 277

Figura 3. Síntesis general de dextranas a partir de sacarosa (Larrahondo, 1995) 283

Figura 4. Cristales de sacarosa en forma de aguja (Calahorro, 1995) 284

Figura 5. Plaguicidas más usados en la industria azucarera (Varona-Uribe et al.,

2006)

285

Figura 6. Estructura del metam sodio (Wales, 2002) 287

Figura 7. Degradación del metam sodio en una solución neutra (LAINCO, 2010) 288

Figura 8. Degradación del metam sodio en una solución alcalina diluída

(LAINCO, 2010)

288

Figura 9. Degradación del metam sodio en solución ácida (LAINCO, 2010) 288

Figura 10. Estructura química general de las tioureas (Mertschenk et al., 1995) 292

Figura 11. Síntesis general de tioureas no sustituidas (Koketsu et al., 2003) 292

Figura 12. Reducción de las tiorureas (Kaneko et al., 1974) 292

Figura 13. Información técnica del Metam Sodio (CICOPLAFEST, 2004) 295

Figura 14. Variaciones de concentración con el tiempo para una reacción

H2 + I2 → 2HI (Harris, 2003)

299

Figura 15. Reacción de orden cero (Laidler, 2007) 300

Figura 16. Reacción de primer orden (Laidler, 2007) 301

Figura 17. Reacción de segundo orden (Laidler, 2007) 301

Figura 18. Radiación electromagnética polarizada en el plano de longitud de onda

λ (Kotz et al., 2003)

303

Figura 19. Energía de absorción y emisión de una molécula (Kotz et al., 2003) 304

Figura 20. Diagrama esquemático de una medida espectrofotométrica de haz

simple (Kotz et al., 2003)

304

Figura 21. Lámpara de arco (Vilanova y Sogorb, 2004) 307

Figura 22. Fototubo empleado en la detección de UV-visible (Vilanova y Sogorb,

2004)

309

Figura 23. Principales etapas de la metodología 313

Figura 24. Sistema de fotodescomposición de las muestras 317

Figura 25. Parámetros del diseño experimental 318


257

Pág.

Figura A2.1. Barrido de 200 – 400nm MS 342

Figura A2.2. Barrido de 200 – 300nm MS 342

Figura A2.3. Barrido de 190 – 250nm MA 343

Figura A2.4. Barrido de 190 – 210nm MA 343

Figura A2.5. Barrido 190 – 300nm MITC 344

Figura A2.6. Barrido 190 – 210nm MITC 344

Figura A2.7. Barrido 200 – 300nm DMTU 345

Figura A2.8. Barrido 190 – 210nm DMTU 345

Figura A2.9. Barrido 190 – 300nm MTU 346

Figura A2.10. Barrido 190 – 210nm MTU 346

Figura A3.1. Curva de calibración MS en agua pH 4.5 y luz 347

Figura A3.2. Curva de calibración MS en agua pH 4.5 y oscuridad 347

Figura A3.3. Curva de calibración MA en agua pH 4.5 y luz 347

Figura A3.4. Curva de calibración MA en agua pH 4.5 y oscuridad 347

Figura A3.5. Curva de calibración MITC en agua pH 4.5 y luz 347

Figura A3.6. Curva de calibración MITC en agua pH 4.5 y oscuridad 347

Figura A3.7. Curva de calibración DMTU en agua pH 4.5 y luz 347

Figura A3.8. Curva de calibración DMTU en agua pH 4.5 y oscuridad 347

Figura A3.9. Curva de calibración MTU en agua pH 4.5 y luz 348

Figura A3.10. Curva de calibración MTU en agua pH 4.5 y oscuridad 348

Figura A3.11. Curva de calibración MS en agua pH 7 y luz 348

Figura A3.12. Curva de calibración MS en agua pH 7 y oscuridad 348

Figura A3.13. Curva de calibración MA en agua pH 7 y luz 348

Figura A3.14. Curva de calibración MA en agua pH 7 y oscuridad 348

Figura A3.15. Curva de calibración MITC en agua pH 7 y luz 348

Figura A3.16. Curva de calibración MITC en agua pH 7 y oscuridad 348

Figura A3.17. Curva de calibración DMTU en agua pH 7 y luz 349

Figura A3.18. Curva de calibración DMTU en agua pH 7 y oscuridad 349

Figura A3.19. Curva de calibración MTU en agua pH 7 y luz 349

Figura A3.20. Curva de calibración MTU en agua pH 7 y oscuridad 349

Figura A3.21. Curva de calibración MS en agua pH sin modificar y luz 349

Figura A3.22. Curva de calibración MS en agua pH sin modificar y oscuridad 349


258

Pág.

Figura A3.23. Curva de calibración MA en agua pH sin modificar y luz 349

Figura A3.24. Curva de calibración MA en agua pH sin modificar y oscuridad 349

Figura A3.25. Curva de calibración MITC en agua pH sin modificar y luz 350

Figura A3.26. Curva de calibración MITC en agua pH sin modificar y oscuridad 350

Figura A3.27. Curva de calibración DMTU en agua pH sin modificar y luz 350

Figura A3.28. Curva de calibración DMTU en agua pH sin modificar y oscuridad 350

Figura A3.29. Curva de calibración MTU en agua pH sin modificar y luz 350

Figura A3.30. Curva de calibración MTU en agua pH sin modificar y oscuridad 350

Figura A3.31. Curva de calibración MS en jugo de caña y luz 350

Figura A3.32. Curva de calibración MS en jugo de caña y oscuridad 350

Figura A3.33. Curva de calibración MA en jugo de caña y luz 351

Figura A3.34. Curva de calibración MA en jugo de caña y oscuridad 351

Figura A3.35. Curva de calibración MITC en jugo de caña y luz 351

Figura A3.36. Curva de calibración MITC en jugo de caña y oscuridad 351

Figura A3.37. Curva de calibración DMTU en jugo de caña y luz 351

Figura A3.38. Curva de calibración DMTU en jugo de caña y oscuridad 351

Figura A3.39. Curva de calibración MTU en jugo de caña y luz 351

Figura A3.40. Curva de calibración MTU en jugo de caña y oscuridad 351

Figura A4.1. Curvas de degradación MS pH 4.5 352

Figura A4.2. Curvas de degradación MS pH 7 352

Figura A4.3. Curvas de degradación MS pH sin modificar 352

Figura A4.4. Curvas de degradación MA pH 4.5 353

Figura A4.5. Curvas de degradación MA pH 7 353

Figura A4.6. Curvas de degradación MA pH sin modificar 353

Figura A4.7. Curvas de degradación MITC pH 4.5 354

Figura A4.8. Curvas de degradación MITC pH 7 354

Figura A4.9. Curvas de degradación MITC pH sin modificar 354

Figura A4.10. Curvas de degradación DMTU pH 4.5 355

Figura A4.11. Curvas de degradación DMTU pH 7 355

Figura A4.12. Curvas de degradación DMTU pH sin modificar 355

Figura A4.13. Curvas de degradación MTU pH 4.5 356

Figura A4.14. Curvas de degradación MTU pH 7 356


259

Pág.

Figura A4.15. Curvas de degradación MTU pH sin modificar 356

Figura A4.16. Curvas de degradación MS en jugo de caña 357

Figura A4.17. Curvas de degradación MA en jugo de caña 357

Figura A4.18. Curvas de degradación MITC en jugo de caña 357

Figura A4.19. Curvas de degradación DMTU en jugo de caña 358

Figura A4.20. Curvas de degradación MTU en jugo de caña 358


260

Por más de 30 años el ditiocarbamato de sodio conocido como metam de sodio (C2H4NS2Na)

ha sido empleado con éxito en la industria azucarera como plaguicida, el cual reduce

sustancialmente las poblaciones de bacterias, nemátodos y hongos, siendo el de mayor

importancia Leuconostoc mesenteroides una bacteria Gram positiva que a partir de los glúcidos

presentes en la caña de azúcar es capaz de producir oligosacáridos de alto masa molecular

conocidos como dextranas cuyo aspecto físico se caracteriza por ser “gomas”. Dichas gomas

afectan el proceso de los ingenios azucareros bloqueando las tuberías y equipos por donde

pasa el jugo de caña disminuyendo considerablemente el rendimiento de la obtención de la

sacarosa. El metam de sodio usado para eliminar a éste y otros microorganismos, al diluirse en

agua se descompone principalmente en tres productos que han sido designados como

altamente tóxicos los cuales son: metilamina (CH3NH2), disulfuro de carbono (CS2) y

metilisotiocianato (C2H3NS). La metilamina es un compuesto precursor de la nitrosaminas las

cuales son cancerígenas; el disulfuro de carbono es un compuesto de igual manera tóxico y es

altamente volátil por lo que la exposición prolongada a sus vapores lleva a síntomas de

intoxicación que van desde el enrojecimiento de la cara hasta parálisis de la respiración; el

metilisotiocianato por su parte, es precursor de otros dos productos de descomposición tóxicos

como son la dimetiltiourea (C3H8N2S) y metiltiorurea (C2H6N2S). Debido a lo anterior, en esta

investigación se estudió la degradación del metam de sodio, metilamina, metilisotiocianato,

dimetiltiourea y metiltiourea sometiendo las muestras a diferentes condiciones ambientales que

ocurren durante la producción de azúcar de caña con la finalidad de poder determinar el tiempo

de vida media de cada uno de los compuestos de estudio y concluir qué factores tienen mayor

contribución en la degradación de éstos con el objetivo de garantizar la inocuidad del producto

final. Los compuestos fueron estudiados mediante espectrofotometría en las longitudes de onda

del UV-Visible. Se evaluaron los factores A: matriz (agua y jugo de caña), B: pH (4.5, 7 y sin

modificar), C: fotólisis (luz y oscuridad), y D: tiempo (0-12min). Los datos experimentales

mostraron que los tiempos de vida media de acuerdo con los factores de mayor contribución en

la degradación de cada uno de los compuestos estudiados fueron los siguientes: MS t1/2 2.6h a

pH sin modificar en agua y t1/2 4.77h en jugo de caña, MA t1/2 1.7h a pH 7 en agua y t1/2 1.87h en

jugo de caña, MITC t1/2 4.09min a pH 4.5 en agua y t1/2 8.94min en jugo de caña, DMTU t1/2

0.86h a pH 4.5 en agua y t1/2 0.57h en jugo de caña y MTU t1/2 0.09h a pH 4.5 en agua y t1/2

6.41min en jugo de caña.

Segunda Parte II-3: Capítulo 1. Problemática

261

1.1. Introducción

La industria azucarera se ha desarrollado en México en forma ininterrumpida desde la

década inicial de la conquista española, siendo una de las actividades de mayor

tradición y trascendencia en el desarrollo histórico del país. Por ello la participación de

esta industria dentro de la economía nacional ha tenido gran importancia desde varios

puntos de vista. Uno de éstos es la producción de un bien de consumo popular

generalizado a precio accesible para toda la población del país, así como la creación y

sostenimiento de empleos productivos y remunerados a lo largo de la nación (Crespo,

1988). Para la industria azucarera es indeseable la formación de dextranas durante los

procesos llevados a cabo en planta, el microorganismo Leuconostoc mesenteroides es

una bacteria que produce dichos compuestos y tienen un nivel de multiplicación de

25.7% y representan una gran parte de la microflora contaminante, si se considera que

en este tipo de medio en el que existen grandes concentraciones de sacarosa, se debe

dedicar más atención al desarrollo de esta microbiota, porque no solamente provoca

pérdidas de azúcar, sino también causan daños a los procesos de elaboración del

azúcar (Mora, 1994). Para el control de este microorganismo se ha empleado entre uno

de tantos biocidas, al ditiocarbamato de sodio, comercialmente conocido como metam

sodio, el cual se ha utilizado para la desinfección y/o sanitización en el procesamiento

de la caña de azúcar en un intervalo de aplicación de 40-80mg/L y es agregado de

forma continua durante la extracción de jugo ya que es donde se homogeneiza

fácilmente (Villa, 2008). Dicho compuesto es una sustancia química que posee

actividad fungicida, insecticida, nematicida y herbicida (Bonilla-Vidal, 2013). Los

productos de descomposición del metam sodio son altamente tóxicos. En un medio

ácido el metam sodio se hidroliza dando como resultado metilamina (CH3NH2) y

disulfuro de carbono (CS2). En soluciones alcalinas diluidas, el metam sodio produce

una reacción de oxidación caracterizada por la formación de azufre elemental (S) y

metilisotiocianato (MITC) (Cuervo et al., 2010). Las emisiones a la atmósfera de este

último subproducto del metam sodio, representan un peligro potencial para los

trabajadores agrícolas, así como para la población que vive cerca de los campos

fumigados (Matthiessen y Kirkegaard, 2006).


262

El análisis de los compuestos de interés se realizó mediante espectrofotometría entre

las longitudes de onda del espectro del UV-Visible tomando en cuenta que es una

técnica analítica cuantitativa de alta reproducibilidad por las repetidas señales obtenidas

a partir del compuesto en estudio, alta sensibilidad, fácil de usar y el gran intervalo

lineal de concentraciones y la selectividad (Harris, 2003).

1.2. Justificación


en muchos casos, se detectan en concentraciones por encima de los límites máximos

residuales (LMR), recomendados por la FAO/OMS (OMS, 1982).

Por lo tanto, en los últimos años ha aumentado de manera significativa en el mundo

entero la demanda de los consumidores por productos saludables e inocuos (Nollet,

1996).

Debido a esto, es necesario desarrollar e implementar metodologías analíticas que

contribuyan a la detección, cuantificación y evaluación de la degradación de uno de los

compuestos más utilizados, el metam sodio (MS), para la eliminación del

microorganismo Leuconostoc mesenteroides que hidroliza la sacarosa y forma

dextranas durante el proceso de extracción de jugo de caña para la obtención de

azúcar.

1.3. Objetivo

1.3.1. Objetivo general

Evaluar la velocidad de fotodescomposición del metam sodio (MS) en agua y jugo de

caña a sus productos de degradación como son: la metilamina (MA), el

metilisotiocianato (MITC), metiltiourea (MTU) y dimetiltiourea (DMTU).


263

1.3.2. Objetivos particulares

Conocer a profundidad la técnica analítica de espectrofotometría y sus

aplicaciones para la cuantificación de la concentración de un analito.

Determinar la longitud máxima de absorción del espectro electromagnético en la

región del UV-Vis del MS y sus productos de descomposición MA, MITC, DMTU

y MTU mediante la técnica analítica de espectrofotometría.

Evaluar la degradación del MS, MA, MITC, DMTU y MTU, bajo diferentes

condiciones de pH, fotólisis, tiempo y matriz.

1.4. Hipótesis

Nula Ho= El factor de luz, pH, matriz y tiempo no produce efectos de degradación

sobre el metam sodio (MS) por lo que no se forman los productos metilamina

(MA), metilisotiocianato (MITC), metiltiourea (MTU) y dimetiltiourea (DMTU)

Alternativa Ha= Los factores de luz, pH, matriz y tiempo produce efectos de

degradación sobre el metam sodio (MS) formándose los productos metilamina

(MA), metilisotiocianato (MITC), metiltiourea (MTU) y dimetiltiourea (DMTU).

Segunda Parte II-3: Capítulo 2. Antecedentes

264

2.1. Antecedentes históricos de la producción de azúcar en México

Antes de profundizar en la evolución de la industria azucarera mexicana, se debe saber

que el azúcar es uno de los alimentos básicos más importantes de todo el mundo. Por

ser pura y estar constituida por carbohidratos solamente, es una de las mejores y más

baratas fuentes de energía. El azúcar, sólo o en combinación con otros alimentos

proporciona un promedio de 12% de hidratos de carbono, los elementos productores de

energía en la dieta humana (Maturana, 1970). Alrededor de 1900, además del azúcar

se había sumado ya el pan, la sal y el vino como algunos de los componentes en la

dieta del hombre occidental, asentado en el hecho de que la caña de azúcar produce

mayores cantidades de calorías utilizables. De esto se desprende su presencia como

un producto estratégico en el sector alimentario y en el comercio mundial (Crespo,

1988).

2.1.1. Historia y evolución

El origen y los inicios de la caña de azúcar son un poco cuestionados. Algunas

investigaciones dicen que sus orígenes provienen de China, cuando otras dicen que de

la India y Asia Meridional. Sin embargo, la caña de azúcar llegó a tierra continental

americana con sus bonanzas y sus secuelas sobrias por la doble vía de los

conquistadores y colonizadores ibéricos (Crespo, 1988). Con el intercambio comercial

que se estaba dando entre los países colonizadores y sus colonias existían productos

destinados a enriquecer la flora comercial de sus colonias. Con el descubrimiento de

América, el azúcar viaja de manos de Colón a las islas del Caribe, a Santo Domingo,

donde se cultiva por primera vez a gran escala, llegando más tarde a Cuba y a México,

en este último país con Cortés quien instaló el primer “trapiche” de México siendo la

primera agroindustria de tierra firme en el continente americano. Paralelamente, otros

españoles en sus viajes favorecen su expansión a zonas asiáticas, como las Islas

Filipinas y archipiélagos del Pacífico. De manos de los portugueses la caña de azúcar

llega a Brasil, los franceses la introducen en sus colonias del Océano Índico y los

holandeses en las Antillas (Hernández y Hernández, 2013).


265

2.1.2 Época colonial de la caña en México

En México la industria de fabricación de azúcar fue una de las primeras industrias de

transformación que se funda, en lo que entonces en el siglo XVI, se empezó a llamar la

Nueva España (Sandoval, 1951).

Reafirmando lo que dice Fernando Sandoval en el libro “La industria del azúcar en

Nueva España”, posiblemente fue el aspecto y el clima de la costa veracruzana, tan

parecida a la de Cuba, lo que hizo pensar en establecer ahí la primera industria

azucarera. La caña de azúcar es una planta propia de los climas tropicales y

subtropicales que tengan, cuando menos, una lluvia moderada, combinada con una

estación seca bien definida que permita efectuar la zafra (Maturana, 1970).

A partir de este periodo los ingenios fabricantes de azúcar, fueron aumentando en

número e importancia junto con el cultivo de la caña de azúcar. Se extendieron con

rapidez por toda la región y donde el clima era propicio se establecieron pequeños

molinos, movidos por la tracción animal, que empezaron a fabricar el azúcar morena

(Sandoval, 1951).

Con base en lo anterior y a causa principalmente del incremento de la demanda por

parte de los colonos se puede explicar su rápida expansión por todo el territorio

mexicano y es posible darse cuenta que desde los inicios del siglo XVII, la industria

azucarera comenzó a tomar un lugar muy importante en la economía de esta nación.

Algunos autores han afirmado que, después de la minería, la fabricación del azúcar

constituyó la industria más importante del país (Sandoval, 1951).

Y así, el azúcar continuó como una materia preciosa durante el periodo de la colonia,

haciendo prosperar a las haciendas españolas las cuales acumularon grandes

cantidades de dinero tanto en el Viejo como en el Nuevo Mundo (Reynoso-J., 2006).


266

2.1.3. La industria de la caña en el México independiente

Como consecuencia de la guerra de Independencia en México (1810-1821), la

producción azucarera se vio severamente afectada en algunas de las regiones más

importantes. Los daños en ingenios y cañaverales fueron particularmente duros en la

zona de Córdoba, Veracruz, Cuernavaca, Morelos y Zacualpan de las Amilpas,

Morelos. Desapareció además, el incentivo de las exportaciones. Resulta imposible

cuantificar la dimensión de la disminución de la producción de azúcar, a causa de la

ausencia de datos estadísticos, pero de acuerdo con testimonios existentes en la zona

central de Veracruz, la caída parece haber alcanzado niveles radicales. La recuperación

fue rápida ya que, en 1870, la producción nacional azucarera fue de 25000 toneladas,

lo cual reflejó una duplicación en la producción en comparación con el periodo novo-

hispano de fines del siglo XVIII (Crespo, 1988).

En la historia moderna de México (a partir del siglo XIX), durante el Porfiriato se

presenta una etapa de una gran crecimiento económico sostenido, donde el gran apoyo

a la industria fortaleció la economía del país. “El desarrollo del país estuvo fincado en la

estabilidad política lograda por Porfirio Díaz y una política económica diseñada para

atraer la inversión extranjera y estimular las exportaciones mexicanas (Melville y

Melville, 1979). En el periodo del Porfiriato la industria azucarera en la región de

Morelos fue de gran importancia, ya que tuvo alcances de significación para la

evolución de la industria azucarera mexicana por la singular importancia que esa región

tenía no únicamente como productora, sino por ser el lugar donde con mayor

dinamismo y capacidad de transformación se abordó la cuestión de la modernización

tecnológica y económica. En el sector del campo de la industria azucarera se

contabiliza la introducción de maquinaria moderna y el desarrollo de la infraestructura

hidráulica. En este aspecto las haciendas azucareras estuvieron a la cabeza de lo que

fue la mayor transformación en la agricultura mexicana desde la introducción del arado

con tracción animal más de tres siglos antes, hasta este periodo (Crespo, 1988).


267

Puede decirse que la industria azucarera fue una de las primeras favorecidas con estas

nuevas visiones económicas, lo que permitió que los ingenios comenzaran a

dispersarse por el país. Así, la industria azucarera tomó un lugar muy importante dentro

de las exportaciones que eran apoyadas en este periodo. De 8,820 toneladas

registradas en 1903, se pasó a 42,660 dos años más tarde (Maturana, 1970).

2.1.4 La industria azucarera antes y después de la revolución

Con la Revolución Mexicana en 1910, la situación en la industria azucarera comenzó a

cambiar. La revolución trajo consigo reformas agrarias y la destrucción del sistema de

haciendas, dando a los campesinos el derecho de adueñarse de tierras (Sano, 2010).

De 1910 a 1921 la producción se redujo en forma muy considerable debido al

movimiento armado y la inestabilidad política que el país contemplaba (Maturana,

1970). Todo esto paralizó prácticamente a esta industria, a causa de que fue en el

estado de Morelos donde se dieron la mayoría de los movimientos armamentistas, y en

este mismo estado de Morelos era donde se encontraban la mayoría de los ingenios

azucareros. En Morelos, la expansión del campo cañero comenzó en los inicios de los

años 90 del siglo XIX, con la incorporación de mejoras técnicas que llevaron a ampliar

la escala de operación de los ingenios (Crespo, 1988).

Una de las consecuencias de la destrucción del sistema de haciendas fue la división de

la producción de caña en dos grupos, los que cosechaban la caña de azúcar y que

actualmente se conocen como los “cañeros” y los dueños de los ingenios de caña de

azúcar, quienes a partir de esto comienzan a tener muchos problemas económicos y

financieros. Desde los inicios de la Revolución Mexicana se puede ver cómo se

comienza a transformar la industria azucarera mexicana. Se ve una gran

desintegración, un mal manejo por parte del gobierno a causa de los diferentes

intereses que había por parte de los cultivadores y los dueños de los ingenios. Y es

hasta mediados de la década de 1920, que se comienza a reactivar la producción

donde existía una administración muy inestable. En 1922 se produjeron 126 mil

toneladas, marcándose en inicio de una etapa ascendente que comenzó a presentar


268

graves problemas en 1929, debido a la gran depresión económica mundial (Maturana,

1970).

2.1.5. Tiempos de recuperación de la industria azucarera

En 1969 el país exportó un total de 605,553 toneladas, de las cuales 604,919 fueron

vendidas a los Estados Unidos y el resto del mercado mundial. Estas exportaciones

fueron de mucho beneficio para la economía mexicana. El valor de las exportaciones

fue de 1,180 millones de pesos el mismo año, con lo que el azúcar siguió siendo el

segundo renglón en la balanza comercial del país. Las exportaciones al mercado

estadounidense se vieron beneficiadas, a partir de 1961, con el aumento de las cuotas,

ya que Estados Unidos decidió sustituir la importación de azúcar cubana por la de otros

países, dentro de los cuales estaba México. Es así que para inicios de la década de

1970, la industria azucarera comienza nuevamente a ser considerada de gran

importancia para la economía mexicana, principalmente por su exportación al mercado

norteamericano. Todo este rápido crecimiento se estaba dando sin unas bases

administrativas eficientes. También fue durante esta misma década, cuando los

controles a los precios de azúcar provocaron distorsión en su proceso de

comercialización (Herrera, 2002). Con el tiempo esta industria se fue lentamente

hundiendo hacia una profunda crisis económica: estructuras viejas y obsoletas, sin

dinero para pagar los préstamos que habían beneficiado solamente a individuos

privados y el país cayendo en la peor crisis económica de 1920.

La respuesta del gobierno para impedir esta crisis fue tomar el control de Operadora

Nacional de Ingenios Azucareros (ONISA). En 1971, ONISA estaba formada, y el

gobierno tenía control de 19 ingenios. Para finales de la década de 1970, el gobierno

controlaba 49 de los 66 ingenios azucareros del país. Para entonces el gobierno ya

había formado la Comisión Nacional de la Industria Azucarera (CNIA), con el fin de

coordinar las políticas azucareras del gobierno. Eventualmente CNIA tomó control de

las funciones de ONISA (Cárdenas, 1990).


269

Fue hasta 1982 cuando el gobierno decide nacionalizar los ingenios azucareros con el

propósito de limpiar sus problemas financieros. Y en 1988 (dentro del sexenio de De la

Madrid) el gobierno privatiza estos ingenios y les deja en manos de sectores privados el

trabajo de revivir esta industria. Desde inicios de la producción azucarera en el siglo XVI

hasta el periodo de los años 80 del siglo XX la industria azucarera estuvo marcada por

etapas de crecimiento, inestabilidad, hundimiento y corrupción en su manejo. Según el

autor Horacio Crespo, en la dinámica de la producción de azúcar en México, pasada la

etapa de la lucha armada de la Revolución Mexicana, pueden reconocerse cuatro

periodos, caracterizados por los distintos ritmos de crecimiento presentes en casa uno

de ellos: Recuperación y estabilización (1922-1950), Crecimiento acelerado (1950-

1967), Estancamiento y crisis (1967-1982) y Reordenamiento y autosuficiencia (a partir

de 1982) (Crespo, 1988).

2.2. Producción de azúcar de caña en México

En México la industria azucarera es históricamente una de las más importantes, debido

a su relevancia económica y social en el campo. Genera más de dos millones de

empleos, tanto en forma directa como indirecta. Se desarrolla en 15 entidades

federativas y 227 municipios. Genera un valor de producción primaria de alrededor de

30 mil millones de pesos. La industria azucarera ha requerido en los últimos diez años

una superficie cultivada del orden de 700,000 hectáreas por año, cuya producción

alcanza en promedio los 46 millones de toneladas de caña de azúcar y 5 millones de

toneladas de azúcar. El estado de Veracruz ocupa el primer lugar en cuanto a la

producción de la caña de azúcar (Fig. 1), aportando el 37% de la producción total

nacional y de la superficie total cosechada (SAGARPA, 2012).

Los datos de producción nacional hasta 2014 para la Zafra 2014 se muestran en la

Tabla 1. En ella se puede confirmar que el estado de Veracruz tiene la mayor

participación en cuanto a la producción de caña de azúcar. Esto se debe a que es el

estado con mayor número de ingenios (veintidós ingenios de un total nacional de

cincuenta y siete). Tomando en cuenta que el rendimiento de fábrica entre cada uno de


270

los estados productores de azúcar se puede observar en la Tabla 2 que el estado de

Morelos encabeza la lista, estando muy encima del estado de Veracruz, el cual como

anteriormente se mencionó ocupa el primer lugar en cuanto a la producción de la caña

debido a la superficie sembrada en el periodo del 2014.

Fig. 1. Principales estados productores de caña y azúcar de caña en México (SAGARPA,2012)

Generalmente, los problemas de rendimiento de la obtención de azúcar se deben

principalmente a condiciones físicas o ambientales como son las largas demoras de la

fecha de cosecha, el corte y la molienda. Sin embargo, el proceso no está exento de

sufrir pérdidas de sacarosa como consecuencia del ataque a la materia prima por parte

de microorganismos presentes en el ambiente como en este caso se ha hecho énfasis

de la importancia de Leuconostoc mesenteroides, el cual puede aprovechar los

procesos de molienda y extracción del jugo de caña que dejan más biodisponibles los

glúcidos y así ser convertidos por esta bacteria a oligosacáridos de cadena larga que se

conocen como dextranas (Villa, 2008).

Con el fin de asegurar los mejores rendimientos de fábrica, el productor debe tener

estricto cuidado con los tiempos de cosecha y almacenamiento para evitar el deterioro

de la caña de azúcar y la proliferación de microorganismos. En los ingenios modernos

se utilizan muchos productos químicos además del metam de sodio (Tabla 3).


271

Tabla 1. Cierre de producción de caña de azúcar (SIAP, 2014) Ubicación Sup. cosechada

(ha) Producción

(ton) PMR

($/ton)Valor producción(miles de pesos)

Veracruz 277,567.77 19,143,157.33 445.50 8,528,322.34

Jalisco 78,804.70 7,541,028.88 462.03 3,484,202.88

San Luis Potosí 80,222.12 5,041,239.65 467.61 2,357,326.30

Oaxaca 68,226.05 4,144,837.33 454.31 1,883,033.25

Tamaulipas 51,184.49 3,520,279.44 499.15 1,757,145.09

Chiapas 30,729.01 2,854,599.01 538.70 1,537,771.36

Nayarit 31,071.77 2,375,614.67 486.28 1,155,217.58

Tabasco 31,012.00 2,211,116.82 442.98 979,477.16

Morelos 16,685.42 2,027,620.14 477.58 968,354.26

Michoacán 17,996.25 1,720,352.27 552.99 951,345.80

Puebla 13,947.77 1,573,938.87 441.83 695,411.87

Quintana Roo 25,697.00 1,552,032.75 364.05 565,021.81

Colima 16,261.13 1,456,564.83 449.45 654,658.88

Sinaloa 10,705.78 818,632.59 513.63 420,470.45

Campeche 11,722.25 691,814.33 416.54 288,168.34

Total 761,833.51 56,672,828.91 462.76 26,225,927.38

Tabla 2. Rendimiento de la producción de azúcar hasta el 2014 (SIAP, 2014)

Ubicación Sup. sembrada (ha)

Sup. cosechada(ha)

Rendimiento (ton/ha)

Morelos 20,081.52 16,685.42 121.52

Puebla 16,101.88 13,947.77 112.84

Jalisco 81,715.20 78,804.70 95.69

Michoacán 18,436.25 17,996.25 95.60

Chiapas 30,735.01 30,729.01 92.90

Colima 16,261.13 16,261.13 89.57

Sinaloa 11,491.86 10,705.78 76.47

Nayarit 33,110.20 31,071.77 76.46

Tabasco 36,263.00 31,012.00 71.30

Veracruz 287,054.84 277,567.77 68.97

La calidad se reconoce entonces por la cantidad de azúcar recuperable o rendimiento

que se obtiene por tonelada de caña molida, que depende de características como: alto

contenido de sacarosa, bajo contenido de materiales extraños, bajo contenido de


272

sólidos solubles diferentes de la sacarosa y bajos niveles de fibra (Larrahondo, 1995).

La calidad de la caña y, por ende, el rendimiento de fábrica es de gran importancia ya

que con ello se está originando que la producción nacional de azúcar tenga una mayor

o menor competencia en el mercado mundial.

Tabla 3. Productos químicos utilizados en la industria azucarera (Herrero, 2014) COMPUESTO FUNCIÓN

Alcoholes polioxietilenados Humectante de caña Metam de sodio Etilenbisditiocarbamato disódico Cloruro de dialquildimetilamonio

Bactericida

Triclosán Dióxido de cloro Isotiazolinonas

Biocida

Peróxido de hidrógeno 1,6 – alfa – D – glucano – 6 – glucanohidrolasa Reductor de gomas Polímeros de bajo peso molecular Bentonita Fosfatos Copolímeros catiónicos de masa molecular alta

Clarificador de jugo

Copolímero de acrilamida y acrilato de sodio Floculante Bases orgánicas filmógenas Inhibidor de corrosión Monooleatos de sorbitán Surfactantes aniónicos

Tensoactivo

Azúcar Nucleador de cristalizaciónAlfa – amilasa bacteriana Copolímeros catiónicos de masa molecular baja

Reductor de almidón

Sulfito de sodio Eliminador de oxígeno Agentes antiespumantes Antiespumantes Copolímeros dispersantes Dispersantes

2.2.1. Participación de la industria azucarera mexicana en el mundo

De acuerdo con la Organización Internacional del Azúcar (ISO por sus siglas en inglés),

para el ciclo 2012-2013 el consumo mundial de azúcar fue de 173 millones de

toneladas, y la producción de 184 millones de toneladas, lo que arrojó un superávit de

11 millones de toneladas (SE, 2012).


273

La mayor producción de azúcar respecto a la demanda, contribuye a incrementar los

inventarios de azúcar. Asimismo, la sobreoferta de azúcar en el mercado mundial es un

factor determinante que impacta en la disminución de los precios internacionales del

producto. Para el mismo ciclo, México fue el sexto productor de azúcar con el 4% de la

producción mundial. Por su parte, los EE.UU. fue el quinto productor (4.5%). No

obstante, se presentó un déficit anual de aproximadamente 2.5 millones de toneladas

de azúcar que se cubrió con importaciones de México, así como cuotas preferenciales

que reparte con 38 países del mundo (FIRA, 2009).

Con el Tratado del Libre Comercio de America del Norte (TLCAN), México es el único

país que tiene acceso limitado para la exportación de azúcar a EE.UU. Brasil es el

principal productor y exportador de azúcar en el mundo (Tabla 4). Muestra liderazgo en

toda la cadena desde la investigación y desarrollo de materiales genéticos hasta la

innovación tecnológica en la producción de azúcar y etanol con elevado porcentaje de

participación en la cogeneración de energía eléctrica (CONADESUCA, 2016).

Tabla 4. Producción mundial de azúcar ciclo 2015-2016 (CONADESUCA, 2016) País Producción mundial (tonx106) Participación (%)

Brasil 36 22 India 25.5 15.6

Tailandia 9.7 5.9 China 8.9 5.4 EE.UU. 7.5 4.6 México 6.18 3.8

Pakistán 5.33 3.2 Rusia 5.2 3.2

Australia 4.8 2.9 Francia 4 2.4

Los demás 50.71 31 TOTAL MUNDIAL 163.91 100

En el caso de Norteamérica, la abundancia o escasez de azúcar se incrementó a

consecuencia de los altos precios del azúcar observados en el periodo de 2009-2011,

que incentivaron la siembra de caña en superficies adicionales y las condiciones

climáticas favorables, por lo que las exportaciones de México alcanzaron la cifra


274

histórica de 2.2 millones de toneladas de las que 1.9 millones fueron en el marco del

TLCAN y 151 mil a otros destinos.

La participación del azúcar mexicana en el contexto global se da en un entorno

complejo debido a la alta intervención gubernamental en la mayoría de los países

productores de azúcar, incluyendo EE.UU., socio de México en el TLCAN. El 15 de

noviembre de 2013, el Departamento de Agricultura de dicho país (USDA por sus siglas

en inglés), emitió un reporte en el cual detalla los gastos del gobierno de dicho país

para apoyar el precio del azúcar y el ingreso de sus productores, por un monto que tan

sólo en 2013 ascendió a 278 millones de dólares (USDA, 2013). Apoyos de diversa

índole existen también en la Unión Europea, India, China y Brasil.

2.2.2. Visión y expectativa futura de la producción de azúcar nacional y mundial

Como consecuencia del aumento de la privatización de 27 ingenios azucareros de los

más de 50 que tiene México, con la esperanza de salvarlos de la quiebra se estima que

los próximos años habrá un crecimiento en la rentabilidad del azúcar de caña

(SAGARPA, 2009).

En el periodo de 2008-2009, ocurrió una ligera disminución de la superficie cosechada

de caña de azúcar como resultado del ciclo natural de este cultivo; en ése periodo se

tuvieron 719 mil hectáreas sembradas para 2008 y 687 mil para 2009, pese a esta

disminución se prevé un ligero incremento a lo largo de la proyección hasta 2018 como

se puede observar en la Tabla 5 (SAGARPA, 2009).

Debido al precio de los fertilizantes en 2008, se tuvo una reducción de los rendimientos

para la Zafra del 2009 de 73.6 ton/ha, el cual se incrementará a lo largo de la

proyección base hasta alcanzar en promedio 75.29 ton/ha en 2018. El escenario base

estima un incremento cercano a 1% anual hacia el final del periodo analizado, de esta

manera la producción de azúcar pasará de 5.1 mil toneladas de 2009 a 5.6 en 2018.

Por otra parte, el consumo per cápita se estima en 49.7 kg para 2018. En el mismo


275

contexto, el precio del azúcar nacional responde en cierta medida al precio internacional

(Caribe), el cual en 2007 alcanzó un máximo de US$301/ton para después registrar una

caída a US$287/ton en 2008. Se estima que este precio llegue a los US$329/ton por

saco de 50kg en el largo plazo (SAGARPA, 2009).

Tabla 5. Estimaciones de la oferta y demanda de la caña de azúcar hasta 2018

(SAGARPA, 2009)

2008 2009 2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018 Área plantada (1000 ha)

719 687 683 686 689 694 699 703 706 709 711

Área cosechada (1000 ha)

669 639 635 638 641 646 650 653 657 659 661

Rendimiento (ton/ha) 74.3 73.3 74 74.3 74.4 74.6 74.8 74.9 75 75.1 75.2 (1000 ton)

Producción caña 49,713 46,996 46,866 46,996 47,379 47,743 48,180 48,962 49,326 49,536 49,790 Producción de azúcar

5,394 5,146 5,108 5,146 5,212 5,276 5,348 5,419 5,549 5,598 5,651

Importación de azúcar

230 254 236 254 252 250 249 247 240 240 360

Exportación de azúcar

580 469 577 469 460 478 506 531 571 576 392

Exportación a EE.UU.

565 469 567 459 450 468 496 521 561 566 382

Exportación a otros países

15 10 10 10 10 10 10 10 10 10 10

kg Consumo doméstico 5,054 4,958 4.967 5,001 5,040 5,080 5,122 5,148 5,202 5,250 5,292Consumo per cápita 47.4 46.1 45.8 45.8 45.8 45.8 45.9 45.8 46 46.2 46.2

$/50kg Precio de azúcar

estándar 267.6 285.5 306.7 314.4 322.6 326.9 328.5 331.3 326.9 327.3 329.3

US$/ton EE.UU.

promedio 466 500 482.6 479.6 484 488.2 491.6 491.4 486.6 485.3 484.2

Caribe 286.6 286.9 279.5 286.5 292.3 298.1 305 2310 314.8 322.7 329.4

Se prevé que la producción mundial supere a la demanda en los próximos años,

provocando que las existencias de sitúen en los niveles más altos de la historia, según

los datos de la organización internacional de azúcar, con sede en Londres. Todo ese

azúcar apunta a que los precios mundiales que ya han bajado un 50% en tres años, van

a caer aún más y se estima que la producción global de azúcar superará a la demanda

en 620 mil toneladas, llevando las existencias acumuladas, una cifra que prácticamente

bastaría para abastecer durante un año a los siete principales países consumidores,


276

según datos de la organización intergubernamental del sector. La media en el mundo

del consumo de azúcar de caña es de 23 kg por persona (SAGARPA, 2009).

2.3. Proceso de obtención de azúcar de caña

La caña de azúcar ha sido sin lugar a dudas uno de los productos de mayor importancia

para el desarrollo comercial en el mundo. El azúcar puede obtenerse principalmente a

partir de la caña de azúcar y la remolacha. Para su obtención se requiere de un largo

proceso, desde que la semilla de caña se germina hasta que el azúcar se comercializa

nacional e internacionalmente. El proceso productivo se inicia con la preparación del

terreno, etapa previa de la siembra de la caña. La planta madura entre los 12 y 14

meses. Las personas encargadas del área de cosecha se disponen a cortarla y

recogerla a través de alce mecánico y llevarla hacia los ingenios azucareros

(INAZUCAR, 2004). En México el periodo de la Zafra va de noviembre a julio de cada

año, tiempo en el cual casi todos los ingenios en México se concentran en la producción

de azúcar que servirá para satisfacer la demanda nacional e internacional. De acuerdo

con la Real Academia Española, se entiende como zafra al tiempo que dura el proceso

a través del cual se cosecha la caña y fabrica el azúcar (IMSA, 1991).

2.3.1. Operaciones unitarias de la extracción de azúcar de caña

El proceso productivo se inicia con la adecuación del campo y el estudio del suelo,

teniendo en cuenta la topografía del terreno. La labranza es la manipulación física del

suelo con implementos apropiados para ablandar la superficie del suelo; cuyos

objetivos son preparar la tierra para que haya un flujo apropiado de agua y aire que

permita la proliferación de las raíces, la incorporación de abonos orgánicos y así facilitar

una adecuada actividad química y biológica del suelo. Una vez listo el suelo, la caña se

siembra en un agujero poco profundo o en surcos en la parte superior de varias hileras,

la planta se cubre con la ayuda de un azadón y se añaden herbicidas de preemergencia

poco después de la siembra. El cultivo siempre se debe ubicar de oriente a occidente


277

para facilitar la penetración de la luz solar, con mayor eficiencia. Por otra parte las

semillas deben poseer ciertas características, tales como:

Que provengan de cañas libres de plagas y enfermedades

Tallos con buen estado nutricional

Cañas de entre siete y ocho meses de edad

Semilla de una misma variedad con yemas sanas y funcionales

A medida que se acerca la época de la cosecha en áreas de regadío, es posible

retardar el crecimiento y aumentar el contenido de sacarosa limitando el nitrógeno y el

agua. Este tipo de siembra requiere de bastante agua de forma oportuna para alcanzar

una producción satisfactoria. El riego se aplica hasta dos meses antes de la cosecha,

sin embargo en las áreas de alta precipitación, el crecimiento y madurez son

controlados por el clima. Este proceso, algunas veces lo aceleran con productos

químicos. Entre los 12 y 14 meses, la planta madura y la cosecha se dispone a ser

cortada (Zafranet, 2016). Una vez cosechada la caña, entra a la fábrica en donde se

llevan a cabo las siguientes operaciones unitarias (Fig. 2).

Fig. 2. Diagrama del proceso de obtención de azúcar de caña (IMSA,1991)

A continuación, se detallan estas operaciones unitarias (IMSA, 1991).


278

a) Entrada: Inicia con el registro de la masa5 en básculas de las unidades que

transportan la caña de azúcar en el ingenio y que se encuentran al ingreso del área

industrial. Además, en esta parte se determina la calidad de la materia prima,

tomando muestras que se analizan continuamente en el laboratorio de control de

calidad. La caña que llega a la fábrica se descarga sobre las mesas de alimentación

por medio de viradores de caña con capacidad de hasta 50 ton. Para tener un

proceso más limpio, en las mesas de caña se aplica agua entre 110 y 120°F para

lavado, eliminando así sólidos o materia extraña como la tierra, sales, minerales,

piedras y otros que se adhieren a ella en el campo durante el alce a las jaulas que

la transportan hacia la fábrica. Luego la caña se somete a un proceso de

preparación que consiste en romper y desfibrar las celdas de los tallos por medio de

troceadoras, picadoras oscilantes y desfibradoras, para poder pasar al proceso de

extracción del jugo.

b) Molienda: Este es un proceso continuo que actualmente se realiza en tres

“tándemes” de molinos. Hacia estos tándem6 se alimenta con caña preparada, la

cual es sometida a una serie de extracciones mecánicas utilizando molinos de

rodillo o mazas7 y todos los molinos son de cuatro mazas rayados en forma de “V”.

Para hacer más eficiente el proceso de molienda, los jugos pobres de los molinos

posteriores se aplican nuevamente en el proceso (proceso de maceración) y en el

último molino se aplica agua caliente con temperatura entre 155-179°F para

aumentar la extracción.

El bagazo es un subproducto industrial que se transporta hacia el sistema de

calderas para usarlo en calidad de biomasas como combustible. El sobrante tiene

como destino la hidrolización y reserva para cubrir paros de emergencia. El jugo

mixto es un medio ideal para el crecimiento de microorganismos, además llega a

5 Masa y peso no son sinónimos. La primera tiene unidades de kg y el otro de newtons (Anónimo, 2016)

6 Tándem. Conjunto de dos elementos que se complementan. Del ingl. tandem, y este del lat. tandem 'al fin', 'al cabo', 'a la larga', al interpretar humorísticamente a la larga con valor espacial en vez de temporal (Diccionario de la lengua, www.rae.es)

7 Maza. En Cuba cada uno de los tres cilindros horizontales que componen el trapiche de los ingenios de azúcar (Diccionario de la lengua, www.rae.es)


279

tener una concentración de glúcidos de 10-18ºBrix y un pH entre 5 y 5.6,

abundantes sales inorgánicas y orgánicas, aminoácidos y otros nutrientes y una

temperatura media entre 25-30ºC. El recuento de bacterias del jugo procede del

primer rodillo es de 105 a 107 UFC/mL para la caña normal y aproximadamente de

108 UFC/mL para la caña ácida (Silliker et al., 1980). Las condiciones de operación

de los molinos y la calidad de la caña contribuyen a las pérdidas de sacarosa que

pueden ocurrir por inversión ácida, inversión enzimática e infección microbiana. La

inversión ácida comprende la inversión química de la sacarosa en glucosa y

fructosa; ocurre en condiciones ácidas; la tasa de inversión se incrementa con pH

bajo y altos niveles de temperatura, mientras que la descomposición enzimática

resulta por la acción de proteínas, principalmente la invertasa, que actúa como un

catalizador para promover la inversión de la sacarosa. La invertasa puede estar

presente en la caña de azúcar naturalmente o ser producida por las levaduras

Saccharomyces sp. y se desactiva a temperaturas superiores a 65ºC (Calero, et al.,

2009). Bajo condiciones favorables de temperatura y humedad, la

dextranasacarasa hidroliza la sacarosa y forma dextranas. La elevada viscosidad

de los jugos y la presencia en ellos de dextranas de elevada masa molecular junto

con otros sólidos insolubles, obstruyen las mallas filtrantes y provocan pérdidas de

los jugos por derrames de los molinos a los drenajes.

c) Clarificación: El jugo proveniente de los molinos pasa por calentadores, que llegan

a temperaturas entre 140 y 155°F. Luego pasa por la torre de sulfatación, bajando

el pH para producir azúcar blanco únicamente. En esta etapa se utiliza azufre como

agente decolorante; luego mediante la adición de la lechada de cal entre 6 y

10°Baume se neutraliza el jugo. El calentamiento del jugo se realiza en tres etapas;

la primera por vapor vegetal de 34.5 kPa (5.0 psi) alcanzando temperaturas entre

80 y 85°C (175 y 185°F); la segunda por vapor de 34.5 kPa (5.0 psi) alcanzando

temperaturas entre 96 y 101°C (205 y 215°F) y la última con vapor de 69 kPa (10

psi) para rectificación del jugo en forma automática. Con el proceso anterior se logra

que el jugo, al ser liberado a presión atmosférica, sufra una pequeña evaporación

en el tanque flash evitando que los flóculos floten o decanten con lentitud por la

presencia de burbujas atrapadas en el interior. El siguiente paso es alimentar el


280

jugo a los clarificadores a baja velocidad para permitir la concentración de lodos y

que pueden ser extraídos por gravedad en un clarificador. En la etapa final de este

proceso se utilizan coladores vibratorios con malla para la eliminación de bagazo y

evitar que llegue al producto final. Los filtros de cabeza son parte indispensable del

proceso, pues sin ellos, la pérdida de sacarosa en la cachaza seria significativa.

d) Evaporación: La operación es relativamente sencilla debido a que se fijan las

condiciones de entrada, salida, nivel de cada evaporador y extracción de vapores

vegetales hacia el exterior. La evaporación se realiza en evaporadores en los

cuales el vapor y el jugo se encuentran en cámaras separadas que fluyen en el

mismo sentido. El jugo pasa de un evaporador a otro con bombas denominadas “de

transferencia”. El control global de un evaporador se ejecuta a través de la

estabilización de cinco factores muy importantes:

La concentración del producto final

La presión absoluta en el último cuerpo

La alimentación de vapor y jugo al primer evaporador

Remoción de condensados y gases incondensables

El control de incrustación en cada evaporador.

En este paso, la presencia de las dextranas provoca el aumento de incrustaciones

en las superficies de calentamiento y con ello, un mayor gasto energético. El tiempo

de cocción de las masas se incrementa y el agotamiento de éstas se reduce.

e) Cristalización: La cristalización o crecimiento de la sacarosa que contiene el jarabe

se lleva a cabo en tachos al vacío. Estos cocimientos, según su pureza producirán

azúcar crudo y azúcar blanco. Este es un proceso demorado que industrialmente se

acelera introduciendo al tacho unos granos microscópicos de azúcar, denominados

semillas. La experiencia del operativo debe juzgar el punto exacto del cocimiento,

para la obtención de un buen producto. Si existe la presencia de dextranas

provocará un incremento del tiempo de cristalización del azúcar, la masa cocida en

los cristalizadores se enfría más de los apropiado y aumenta aún más la anormal

viscosidad del fluido, se incrementan los tiempo de lavado en las centrífugas para

alcanzar la calidad requerida del azúcar, así como los tiempos totales de la

centrifugación y de la purga. El azúcar derivado de tales masas cocidas es


281

pegajoso, difícil de manipular, secar y envasar. Algunos estudios han confirmado

que la calidad de la masa cocido afecta significativamente el rendimiento de los

cristales de azúcar, pues se ha llegado a reducir hasta el 86% en el caso de

755ppm de dextranas en las masas cocidas con 84.3% de pureza. La reducción de

la velocidad de cristalización del azúcar se manifiesta específicamente en la

disminución de la velocidad de crecimiento del cristal en los ejes a y b, es decir, los

cristales de azúcar se deforman en el eje c, adquieren una forma alargada con las

dextranas ocluida en ellos. Este cristal es llamado “de aguja”, reduce la eficiencia

de la purga de las masas cocidas durante la centrifugación, lo cual provoca la pobre

separación del cristal de las mieles y decae la calidad de refinación del azúcar

(Cuddihy et al., 1998).

f) Separación: Los cristales del azúcar se separan de la miel restante en las

centrifugas. La miel pasa a través de las telas, los cristales quedan atrapados

dentro de las centrifugas y luego se lavan con agua. Las mieles vuelven a los

tachos o bien se utilizan como materia prima para la producción de alcohol en las

destilerías. El azúcar pasa al proceso de secado y enfriado.

g) Refinación: En el caso de la producción de azúcar blanca refinada, existe un

proceso adicional, que utiliza como materia prima azúcar blanco estándar o azúcar

crudo. En este proceso se disuelve el azúcar a 60ºBrix, luego se le adiciona carbón

activado y tierra diatomácea. Esta solución se hace pasar por primera y segunda

filtración en filtros verticales, hasta obtener un licor claro. El licor es evaporado y

empieza la cristalización de los granos.

h) Secado: En el proceso de centrifugado se utiliza agua de condensado para lavar el

azúcar, lo cual da como resultado humedades entre 0.3% y 0.6%, por lo que es

necesario pasarla por un proceso de secado para alcanzar niveles entre 0.2% para

azúcar crudo y 0.03% para azúcar blanca.

i) Envasado: El azúcar crudo de exportación sale directamente de la secadora a las

bodegas de almacenamiento. En las bodegas se carga a granel en camiones que la

transportan al puerto de embarque. El azúcar blanco estándar y refinada se empaca

en sacos de 50 y 46 kg y jumbos de 1400 kg para ser comercializado local e

internacionalmente.


282

De manera general, las pérdidas generadas por las dextranas oscilan desde 0.35 hasta

8kg por tonelada de caña molida por la presencia de cada 1000mgL-1 de dextranas en

el jugo mezclado. Cualquiera que sea el resultado, es evidente la necesidad de eliminar

las dextranas del proceso de producción de azúcar y el método más utilizado es el uso

de biocidas (IMSA, 1991).

2.3.2. Microorganismos presentes en la caña de azúcar

Durante el proceso de obtención de azúcar de caña, los jugos de la caña de azúcar se

van concentrando paulatinamente hasta que se separa el azúcar en estado cristalino de

las melazas residuales. Cuanto más puro sea el producto, más pobre será como medio

de cultivo. La sacarosa puede alterarse por inversión, fermentación ácida u oxidación

por bacterias, levaduras y mohos. Entre los microorganismos presentes en la caña de

azúcar se encuentran Leuconostoc, Enterobacteriaceae, Lactobacillus, Flavobacterium,

Xanthomonas, Pseudomonas, Micrococcus, Bacillus y Corynebacterium (ICMSF, 1998).

Las levaduras halladas en el azúcar crudo son osmófilas, la más importante es

Zygosaccharomyces rouxii, pero sueles hallarse Pichia, Torulopsis, Candida y otras

(Hocking y Pitt, 1997).

La refinación del azúcar destruye los microorganismos patógenos, si estuvieran

presentes. Sobreviven las endosporas de bacilos aerobios y anaerobios, tales como

Bacillus coagulans, B. stearothermophilus, Clostridium thermosaccharolyticum y C.

nigrificans (Speck, 1992).

Algunas de las bacterias más molestas en la producción de azúcar son Leuconostoc

mesenteroides y L. dextranicum que hidrolizan la sacarosa y sintetizan dextranas, pues

esta sustancia viscosa puede llegar a taponar cañerías (Fig. 3). Las dextranas son

polisacáridos constituidos por unidades de glucosa unidas en forma de cadena recta

mediante enlaces α-1,6. Al menos entre 50% y 60% de las uniones deben ser α-1,6


283

para que el polímero se defina como dextrana, existiendo un amplio rango de masas

moleculares entre ellos, ya que oscilan desde unos miles hasta varios millones de

unidades de masa molecular, dependiendo de la clase de bacteria que las produzca, lo

cual causa diferencias estructurales en el polímero (Larrahondo, 1995).

Fig. 3. Síntesis general de dextranas a partir de sacarosa (Larrahondo, 1995)

La síntesis de las dextranas ocurre a partir de la sacarosa mediante la acción de la

enzima dextransacarasa. De la masa molecular de azúcar que se consume se utiliza

solamente la fracción de glucosa en la síntesis de la dextrana, permaneciendo como

subproducto la fructosa, la cual se descompone en ácidos orgánicos y otros productos

coloreados que inducen un descenso de pH. Lo anterior ocasiona un aumento en la

tasa de inversión de la sacarosa por catálisis ácida y contribuye, en consecuencia, al

incremento de las pérdidas adicionales de azúcar comercial. Los principales

subproductos originados durante la acción microbiológica de Leuconostoc y de otros

microorganismos como las levaduras (Saccharomyces) después del corte de la caña,

son los ácidos acético, láctico y butírico, el manitol y el etanol, los cuales ayudan, aún

más, al descenso del pH de los jugos y a la síntesis de materiales coloridos. Además de

las pérdidas de sacarosa a consecuencia de la formación de dextranas, estos polímeros

incrementan la viscosidad de los jugos, creando problemas en los evaporadores y

tachos. Adicionalmente, las dextranas causan elongación de los cristales de azúcar, lo


284

cual se denomina técnicamente como cristal aguja (Fig. 4), incrementando las pérdidas

de sacarosa en forma de mieles y aguas de lavado (Calahorro, 1995).

Fig. 4. Cristales de sacarosa en forma de aguja (Calahorro, 1995)

2.3.3. Biocidas utilizados en la industria azucarera

La actividad agrícola requiere de herbicidas, fungicidas, bactericidas, insecticidas,

nematicidas, acaricidas, rodenticidas y otros plaguicidas. Los plaguicidas son

sustancias xenobióticas usadas en la producción de cosechas para el control de plagas,

enfermedades y malezas. La aplicación de estas sustancias implica la emisión de

residuos a los diferentes compartimientos del medio ambiente (van der Werf y Zimmer,

1998). Los peligros asociados con estos productos químicos son los siguientes:

La baja biodegradabilidad hace que su toxicidad persista largo tiempo en el

medio ambiente, especialmente los clorados y los fosforados

La posibilidad de que percolen hasta los mantos acuíferos que pueden servir

como agua de consumo humano

La destrucción del control biológico y disminución de la polinización.

El impacto ambiental de la aplicación de los plaguicidas depende de las características

de:

La toxicidad del plaguicida sobre los organismos acuáticos

El ambiente o medio receptor


285

Su aplicación ya sea sobre el suelo o alguna matriz específica.

La presencia en forma continua de ciclos superpuestos de las diferentes plagas y a su

vez, de los enemigos naturales de éstas, ha determinado el uso de plaguicidas a lo

largo del ciclo productivo (Varona et al., 2006). Los ingenios azucareros han estado

utilizando con buenos resultados los plaguicidas tales como el diutrón, (2,4) D,

terbutrina, glifosato, fusilade y ametrina para el control de ellos en la caña de azúcar

(Fig. 5). Sin embargo, debido a las características inherentes a su carácter tóxico y al

manejo inapropiado que en la mayoría de las ocasiones se hace de estas sustancias,

se genera gran variedad de impactos negativos sobre los componentes de los

ecosistemas sometidos a su acción.

Fig. 5. Plaguicidas más usados en la industria azucarera (Varona-Uribe et al., 2006)

El diutrón por ejemplo, es generalmente persistente en suelos, aguas superficiales y

subterráneas; también es altamente tóxico para los mamíferos y pájaros como

moderadamente tóxico para los invertebrados acuáticos. Sin embargo, su principal

producto de biodegradación la 3,4-dicloroanilina exhibe su mayor toxicidad y es también

persistente en el suelo y las aguas (Giacomazzi y Cochet, 2004).

La toxicidad del (2,4) D ha sido verificada mediante varios ensayos de toxicidad (Okay y

Gaines, 1996; Sarikaya y Selvi, 2005). También se reporta que C. nobilii es afectada


286

por concentraciones de glisofato menores a las usualmente encontradas en cuerpos de

aguas naturales. El fusilade presenta características residuales que impiden el

surgimiento y crecimiento de las semillas de diferentes plantas (Rokich et al., 2009). La

ametrina interfiere en el proceso fotosintético produciendo nitritos, tóxicos que

contribuyen a la muerte de la planta (Churchill, K. y Lowell, K. 1979; Franck et al., 1995;

Koohpaei et al., 2009) y encontraron para la terbutrina que el impacto de una dosis

simple sobre el ambiente puede ser mínima.

Otros productos que se han utilizado o que se recomiendan para su uso en

desinfección y/o sanitización de la caña de azúcar son los siguientes (Villa, 2008):

Ditiocarbamatos y otros carbamatos

Cloruro de benzalconio y otras sales cuaternarias de amonio como bifloruro de

amonio

Formaldehído

Formalina

2.3.4. Metam sodio (MS) y sus productos de descomposición

El metam sodio (Fig. 6) es ampliamente utilizado en la industria azucarera durante la

extracción del jugo de caña debido a su acción inhibitoria de Leuconostoc

mesenteroides, principal responsable de la formación de dextranas. Los plaguicidas

diticarbamatos son compuestos derivados del ácido carbámico que poseen una ligera

actividad anticolinesterásica y presentan una gran capacidad para la captación de

metales e interacción con radicales sulfhidrilo. Entre estos plaguicidas se encuentra el

metam sodio, cuyo mecanismo de acción se fundamenta en su carácter quelante de

ciertos metales que son vitales para el microorganismo. En el caso del

metilditiocarbamato de sodio se tiene una inhibición competitiva en el desarrollo celular,

removiendo el ión férrico del citocromo, deteniendo así la cadena transportadora de

energía y causando la muerte del microorganismo (Cremlyn, 1991).


287

El metam sodio se conoce por una variedad de sinónimos incluyendo: ditiocarbamato

de sodio, metam y carbatión (Tabla 6). Su fórmula molecular es C2H4NNaS2, con una

masa molecular de 129.18 g/mol. A temperatura ambiente se forma un gas incoloro,

con un desagradable olor similar al del disulfuro de carbono. Es corrosivo para el

aluminio, cobre, zinc y latón. Es estable en si estado seco y cristalino y en solución

acuosa concentrada (Wales, 2002).

Fig. 6. Estructura del metam sodio (Wales, 2002)

Tabla 6. Propiedades fisicoquímicas del metam de sodio (Sigma-Aldrich, 2016b)

Sinónimos: Sal de sodio del ácido bimetilditio-carbámico; Sal de sodio del ácido bicarbamoditioico; Sal de sodio del ácido N-metilaminoditiofórmico; Sal de sodio del ácido N-metilaminometantionotiólico; Sal de sodio del ácido metilcarbamoditioico; N-metilaminoditioformato de sodio; Monometilditiocarbamato de sodio; Basamid-fluid; Carbam; Karbation; Mapasol; Masposol; Nematin; Sistan; SMDC; Sometam; Trapex; Trimaton; Vapam; VPM

Estado físico Cristales blancos Insoluble Disolventes orgánicos Punto de ebullición 110ºC Volatilidad No es volátil Solubilidad en agua 722 g/L Corrosiva Al latón, cobre y zinc Otros disolventes acetona, xileno y

keroseno Masa molecular 129.17 g/mol

En dilución acuosa se descompone en el compuesto activo y volátil llamado metil

isotiocianato (MITC). El pH de la matriz afecta de manera considerable la

descomposición del metam sodio. Los productos de descomposición varían al variar el

pH de la matriz. En pH neutro o ligeramente alcalino se obtiene MIT como producto

principal.

En soluciones neutras, el metam sodio se descompone en metil isotiocianato (MITC) e

hidrogenosulfuro de sodio (NaSH) como se presenta en la Fig. 7.


288

Fig. 7. Degradación del metam sodio en una solución neutra (LAINCO, 2010)

En soluciones alcalinas diluidas se produce una reacción de oxidación (Fig. 8)

caracterizada por la formación de azufre elemental (S) y MITC.

Fig. 8. Degradación del metam sodio en una solución alcalina diluída (LAINCO, 2010)

En soluciones ácidas se produce una descomposición no oxidativa (Fig. 9), que

inicialmente produce la mitad de MITC del que se forma en la descomposición

oxidativa:

Fig. 9. Degradación del metam sodio en solución ácida (LAINCO, 2010)

2.3.4.1. Metilamina (MA)

La metilamina es una amina alifática. Éstas se forman cuando uno o más átomos de

hidrógeno del amoniaco (NH3) son sustituidos por uno, dos, tres radicales alquil o

alcanol. Las aminas alifáticas inferiores son gases como el amoniaco y perfectamente

solubles en agua, pero lo homólogos superiores son insolubles en agua, todas las

aminas son básicas. Las aminas alifáticas de cadena corta son emitidas a la atmósfera

a partir de fuentes antropogénicas, tales como las operaciones de ganado en engorda,

incineración de residuos, tratamiento de aguas residuales y diversos procesos


289

industriales (Parmeggiani, 1999). Además de su origen por procesos industriales, las

aminas alifáticas pueden generarse como productos de degradación de productos

orgánicos, como las proteínas y los aminoácidos u otros compuestos que contienen

nitrógeno (Lloret et al., 2002; Singh et al., 2011; Verma, 1999). De acuerdo con sus

propiedades fisicoquímicas (Tabla 7) es una base de fuerza intermedia, reacciona

violentamente con mercurio provocando peligro de incendio y explosión; también

reacciona violentamente con oxidantes fuertes como el cloro (Parmeggiani, 1999). En

estado gaseoso se degrada en la atmósfera por dos vías: por reacción con radicales

hidroxilo producidos fotoquímicamente; y la vida media para esta reacción en el aire se

estima en 18 horas; la otra reacción al interaccionar con el ozono y la vida media de

ésta reacción en el aire se estima en 540 días (PubChem, 2004).

Tabla 7. Propiedades fisicoquímicas de la metilamina (Praxair, 2008)

Sinónimos: Aminometano, metanoamina y monometilamina

Estado físico Gas licuado comprimido incoloro, de olor característico

Densidad 0.6628

Punto de ebullición

-6.3ºC Volatilidad Volátil

Solubilidad en agua

108g/100mL a 20ºC Presión de vapor

290 kPa

Punto de fusión -94ºC Masa molecular

31.1 g/mol

Color Incoloro Olor Amoniacal

Una preocupación actual es la posibilidad de que algunas aminas irritantes alifáticas

puedan reaccionar con los nitritos o nitratos in vivo para formar compuestos nitrosos,

muchos de los cuales son cancerígenos potentes en animales (Parmeggiani, 1999). Las

aminas alifáticas y poliaminas son bien conocidas como sustancias con olor parecido al

amoniaco y precursoras de N–nitrosaminas, las cuales son cancerígenas, tóxicas,

sensibilizadoras e irritantes para la piel, ingestión y contacto directo (Kumar et al., 2011;

Lloret et al., 2002; Verma, 1999). Las nitrosaminas son potentes cancerígenos

animales, pruebas bioquímicas, patológicas y experimentales de las nitrosaminas

aportan pocos indicios de que la especie humana sea resistente al potencial


290

cancerígeno de las nitrosaminas. Se ha demostrado que los tejidos humanos

metabolizan las nitrosaminas para formar compuestos que se unen al ADN, un proceso

considerado como el primer paso en el desarrollo de cáncer. El National Toxicology

Program (NTP) de Estados Unidos ha clasificado a cinco nitrosaminas como sustancias

que pueden considerarse razonablemente cancerígenas para humanos (Parmeggiani,

1999).

2.3.4.2. Metilisotiocianato (MITC)

El metilisotiocianato (MITC), es la sustancia activa y principal producto proveniente de

la descomposición del metam sodio y metam potasio, es más tóxico que los anteriores

e interfiere en el metabolismo de los organismos por quelación las enzimas con radical

metálico así, impide la absorción de oxígeno en la respiración celular. Es una sustancia

química muy volátil que se difunde en el suelo en forma de gas y que posee actividad

fungicida, insecticida, nematicida y herbicida (LAINCO, 2010).

Como se mencionó en el párrafo anterior, el metilisotiocianato es más tóxico que el

metam sodio con valores de LD50 intraperitoneales en ratones de 100 y 750 mg/kg,

respectivamente (Lam et al., 1993). Investigaciones anteriores relacionados con el

destino ambiental de metam sodio y MITC se han llevado a cabo en un esfuerzo para

mejorar la eficacia de control de plagas y para evitar daño al cultivo asociado con

residuos de pesticidas persistentes (Wales, 2002; Zheng et al., 2004). La velocidad de

descomposición depende fuertemente de la temperatura, del medio, y la humedad. La

eficiencia de conversión está reportada de ser muy alta, que va desde el 87% al 95%

(Smelt et al., 1989; Turner y Corden, 1963; Wales, 2000).

Comparado con el metam sodio no volátil, MITC entre otras de sus propiedades

fisicoquímicas (Tabla 8) tiene una presión de vapor relativamente alta (16mmHg a

20ºC), que le permite volatilizarse y dispersarse en la fase gaseosa. Por lo tanto, la

preocupación ambiental primaria asociado con aplicaciones agrícolas de metam sodio

es el de las emisiones considerables de MITC a la atmósfera. Se ha informado de que


291

hasta un 10 a 60% del sodio metam aplicado se puede perder a través de MITC

volatilización de campo o suelo del invernadero (Leistra y Crum, 1990; Van den Berg,

1993; Van den Berg et al., 1999).

Tabla 8. Propiedades fisicoquímicas del metilisotiocianato (Sigma-Aldrich, 2016a)

Sinónimos: Isotiocianato de metilo

Estado físico Sólido amorfo, cristalino

Densidad 1.069g/mL a 25ºC

Punto de ebullición

117-118ºC Punto de inflamación

30ºC

Solubilidad en agua

Soluble Presión de vapor 40hPa (30mmHg) a 30ºC

28hPa (21mmHg) a 20ºC

Punto de fusión 30-34ºC Masa molecular 73.12 g/mol

Color Incoloro Olor Sin datos disponibles

La pérdida de emisión de MITC depende de varios factores tales como la técnica de

aplicación, las condiciones climáticas, la temperatura, la humedad y las características

de suelo o alimento en el que se aplique.

Las altas tasas de aplicación y alta toxicidad para los mamíferos de MITC indican que

las grandes emisiones de este fumigante a la atmósfera tienen el potencial de poner en

peligro a los trabajadores agrícolas y otras personas que viven y trabajan cerca de

donde se emiten gases de este compuesto. Por lo tanto, el desarrollo de estrategias

para minimizar las emisiones es imprescindible.

2.3.4.2.1. Dimetiltiourea (DMTU) y metiltiourea (MTU)

La DMTU y la MTU son tioureas (Fig. 10) provenientes de la fotodescomposición del

MITC. En general las tioureas son moléculas planas (así como muchos de sus

derivados).


292

Fig. 10. Estructura química general de las tioureas (Mertschenk et al., 1995)

Muchos derivados de tiourea son útiles en organocatálisis. Las N,N'-tioureas no

sustituidos se pueden preparar generalmente por tratamiento de la cianamida

correspondiente con "LiAlHSH" (Fig. 11) en presencia de HCl 1 N en éter dietílico

anhidro (Koketsu et al., 2003).

Fig. 11. Síntesis general de tioureas no sustituidas (Koketsu et al., 2003)

Las tioureas reducen peróxidos de los dioles correspondientes. El intermediario de la

reacción es un epidióxido inestable que sólo puede ser identificado en -100°C (Fig. 12).

El epidióxido es similar al epóxido excepto que con dos átomos de oxígeno. Este

intermediario se reduce a diol por tiourea (Kaneko et al., 1974).

Fig. 12. Reducción de las tiorureas (Kaneko et al., 1974)

Por su parte la dimetiltiourea es un destructor muy importante de radicales hidroxilo. Se

sabe que la dimetiltiourea actúa como un potente destructor de radicales OH-,


293

peroxinitrito y en menor grado H2O2 y, por tanto, se podría suponer que revierte los

efectos de cualquier OH- o peroxinitrito preformado. La formación de peroxinitrito

procede de la interacción de ON y O2. Se sabe que produce peroxidación de los lípidos

de membranas y se descompone a radicales hidroxilo. Se ha demostrado también que

el peroxinitrito puede producirse a partir de ON, SOD y H2O2. En pacientes que

padecen epilepsia, el efecto nocivo de los radicales libres sobre la neurona se

encuentra claramente establecido. Sin embargo, se ha intentado minimizarlo por medio

de dos mecanismos: inhibición de la producción y ataque directo a través de agentes

antioxidantes, como el caso de la dimetiltiourea usada como antioxidante o removedor

de radicales libres por su capacidad para bloquear la reacción de peroxidación, aunque

con eficacia clínica se ve limitada por la lenta capacidad de captación cerebral, sin

embargo no altera el metabolismo de la glucosa, se han obtenido buenos resultados en

estudios experimentales, aunque no han demostrado eficacia clínica significativa

(Medina, 2004). Otro uso de la dimetiltiouirea como antioxidante es en la industria

alimentaria, esto para aumentar la vida útil de los productos, así como también ha sido

utilizada la vitamina E, estos antioxidantes rompen la cadena de peroxidación ya que

pueden inhibir la fase de propagación (Vasudevan, 2010).

Sin embargo las propiedades peligrosas no pueden ser excluidas, tanto DMTU y MTU

son sustancias tóxicas (MTU LD50=50mg/kg en ratas), pueden causar reacciones

alérgicas en la piel y en caso de combustión de dichos compuestos se pueden generar

vapores peligrosos como óxido de nitrógeno y óxido de azufre (Sigma-Aldrich, 2014).

Sus propiedades fisicoquímicas se muestran en las Tablas 9 y 10.

Tabla 9. Propiedades fisicoquímicas de la dimetiltiourea (Sigma-Aldrich, 2014b)

Sinónimos: N,N’-dimetiltiourea

Estado físico Cristales pH 6.5 a 100g/L 20ºC

Punto de ebullición 155ºC Densidad aparente 600kg/m3

Solubilidad en agua 1g/L Temperatura de descomposición >65ºC

Punto de fusión 60-64ºC Peso molecular 104.16 g/mol

Color Blanco Olor Característico


294

Tabla 10. Propiedades fisicoquímicas de la metiltiourea (Sigma-Aldrich, 2014a)

Sinónimos: N-metiltiourea

Estado físico Cristales pH n.d.

Punto de ebullición n.d. Densidad aparente n.d.

Solubilidad en agua n.d. Temperatura de descomposición n.d.

Punto de fusión 118-121ºC Masa molecular 90.15 g/mol

Color Blanco Olor n.d. n.d.= no determinado

2.4. Normatividad

2.4.1. Normatividad en México

La normatividad nacional, NOM-010-STPS-1999 (STPS, 1999) establece como límite

máximo permisible de exposición promedio ponderado en el tiempo (LMPE-PPT), que

es la concentración promedio ponderada en el tiempo de un contaminante del ambiente

laboral para una jornada de ocho horas diarias y una semana laboral de cuarenta horas

a la cual se pueden exponer la mayoría de los trabajadores sin sufrir daños a la salud

de 10mg L-1 y 10 mg m-3.

En México existe una Comisión Intersecretarial para el Control del Proceso y Uso de

Plaguicidas Fertilizantes y Sustancias Tóxicas (CICOPLAFEST), la cual se enfoca a la

protección de la salud y al manejo adecuado de plaguicidas y fertilizantes en la

agricultura y medidas fitosanitarias. En el catálogo de plaguicidas por la CICOPLAFEST

se encuentra el dimetilditiocarbamato de sodio denominado como Metam Sodio

(nombre común). Este compuesto viene reportado para uso agrícola como fumigante de

suelos en presiembra y en el tratamiento de suelos en viveros, semilleros, tabaco,

maceta y áreas de cultivo. Pero todavía no se ha desarrollado un límite máximo de

residuos (LMR) para uso como bactericida en la caña de azúcar y/o jugo de caña como

se muestra en la Fig. 13 (CICOPLAFEST, 2004).


295

Fig. 13. Información técnica del Metam Sodio (CICOPLAFEST, 2004)

2.4.2 FAO-OMS

Con base en su uso, el ditiocarbamato debe acoplarse a la base legal y técnica de la

norma sanitaria aplicable a los glúcidos y jarabes destinados al consumo humano.

Tiene como base legal el Reglamento sobre Vigilancia y Control Sanitario de Alimentos

y Bebidas aprobado por Decreto Supremo, Transitoria y Final, la expedición de normas

sanitarias aplicables a la fabricación de productos alimenticios y tiene como referencia

técnica la norma internacional del Codex Alimentarius CODEX STAN 212-1999

(Enmienda 1-2001) para glúcidos. Los residuos de plaguicidas en los alimentos y sus

límites máximos permitidos se ajustan a lo establecido por la Autoridad de Salud y por

la Comisión Conjunta FAO-OMS del Codex Alimentarius, los cuales están sujetos a

modificación según los avances en la investigación científica sobre la evaluación de los

riesgos (MINSA, 2009) como se presenta en la Tabla 11.


296

Tabla 11. Límite máximo residual (LMR) de plaguicidas en caña de azúcar y maíz (MINSA,

2009)

LMR en mg/kg Plaguicida

Caña de azúcar Maíz dulce (granos) Maíz dulce (mazorca)

2,4 D 0.05 n.d. 0.05

Aldicarb 0.1 n.d. n.d.

Azinfos-metilo 0.2 n.d. n.d.

Carbofuran 0.1 n.d. n.d.

Etoprofos 0.02 n.d. n.d.

Propiconazol 0.05 n.d. n.d.

Tebufenozida 1 n.d. n.d.

Disulfoton n.d. 0.02 n.d.

Lindano n.d. 0.01 n.d.

Carbarilo n.d. n.d. 0.1

Cipermetrin n.d. n.d. 0.05

Clorotalonilo n.d. n.d. 0.01

Clorpirifos n.d. n.d. 0.01

Deltametrin n.d. n.d. 0.02

Diazinon n.d. n.d. 0.02

Disulfoton n.d. n.d. 0.02

Ditiocarbamato de

sodio

n.d. n.d. 0.1

Fenvalerato n.d. n.d. 0.1

Forato n.d. n.d. 0.05

Glifosato n.d. n.d. 0.1

Imidacloprid n.d. n.d. 0.02

Malation n.d. n.d. 0.02

Metomilo n.d. n.d. 2 basado en el uso de

Tidiocarb

Permetrin n.d. n.d. 0.1

Pirimicarb n.d. n.d. 0.05

Spinosad n.d. n.d. 0.01


297

2.4.3. Normatividad de la Unión Europea

Con la base de datos de plaguicidas de la Unión Europea, que se presenta en la Tabla

12, el nivel máximo de residuos de cualquier tipo de ditiocarbamatos (expresados como

disulfuro de carbono), aplicado para la caña de azúcar, es de 0.05mgkg-1 (Unión

Europea, 2009). Es importante mencionar que en la metodología que se emplea, los

plaguicidas se transforman en CS2, cuantificándose por medio de cromatografía de

gases. Esto impide la cuantificación del ditiocarbamato de sodio solamente.

Tabla 12. Límite máximo residual de ditiocarbamatos en caña de azúcar

(Unión Europea, 2009)

Código Grupos y ejemplos de

productos individuales para

los cuales aplica LMR

Ditiocabamatos (ditiocarbamatos expresados

como CS2, incluyendo maneb, mancozeb,

metiram, propineb, thiram y ziram)

900020 Caña de azúcar 0.05 mg kg-1 (0.125 mg L-1)

Segunda Parte II-3: Capítulo 3. Fundamentos analíticos

298

3.1. Cinética química

La cinética química estudia las velocidades y mecanismos de las reacciones químicas.

El estudio de la cinética química se divide en dos partes: la primera es el nivel

macroscópico que toma en cuenta las velocidades de reacción, lo que significa la

velocidad de reacción, cómo se determina experimentalmente y de qué manera influyen

en la velocidad de reacción los factores como la temperatura y la concentración de los

reactivos. En la segunda parte, se consideran las reacciones químicas a nivel de

partículas; en este caso lo principal es el mecanismo de reacción, la vía detallada que

toman los átomos y moléculas conforme la reacción se desarrolla (Laidler y Meiser,

2007).

La mayoría de las reacciones que ocurren en la naturaleza se pueden clasificar como

reacciones complejas y elementales. Las reacciones elementales se llevan a cabo en

un solo paso, así para una reacción de estequiometría aA + bB → yY + zZ la velocidad

de consumo de A se define como –d[A]/dt, y la velocidad de formación de Y se define

como d[Y]/dt. Estas cantidades en general no son iguales para distintos reactivos y

productos y es conveniente contar con una cantidad que simplemente se denomina

como velocidad de reacción (Harris, 2003).

3.2. Velocidad de reacción

La velocidad de una reacción química se refiere al cambio de concentración de una

sustancia por unidad de tiempo. En el curso de una reacción química, las cantidades de

reactivos disminuyen con el tiempo y las cantidades de productos aumentan (Laidler y

Meiser, 2007).

Es posible describir la velocidad de una reacción basándose en el aumento de

concentración de algún producto o en la disminución de concentración de algún reactivo

por unidad de tiempo como se muestra en la Fig. 14 (Laidler y Meiser, 2007).


299

Fig. 14. Variaciones de concentración con el tiempo para una reacción H2 + I2 → 2HI

(Harris, 2003)

Los átomos y moléculas son móviles en solución o en fase gaseosa, en estas

circunstancias varios factores afectan la velocidad de una reacción:

Las concentraciones de los reactivos

Temperatura, a menudo se calienta para que la reacción ocurra más rápido

Catalizadores, que son sustancias que aceleran las reacciones químicas sin

sufrir ninguna transformación ellos mismos.

La relación entre la concentración de reactivos y la velocidad de la reacción a una

temperatura dada, se expresa mediante una ecuación llamada ecuación de velocidad o

ley de velocidad, donde la constante de proporcionalidad k. La ecuación de velocidad

de reacción es proporcional a la concentración del reactivo, para una reacción del tipo

aA + bB → yY, la ecuación de velocidad a menudo tiene la forma v=k[A]a[B]b, es

importante reconocer que los exponentes a y b no son necesariamente los coeficientes

estequiométricos de la ecuación química balanceada. Estos exponentes deben

determinarse experimentalmente. A menudo son números enteros positivos, pero

también pueden ser negativos, fracciones o cero (Laidler y Meiser, 2007).


300

3.3. Orden de reacción

El exponente “a” de la ecuación v=k[A]a[B]b, se conoce como el orden de reacción con

respecto a A y puede denominarse orden parcial, de manera muy similar el orden

parcial “b” es el orden parcial con respecto de B (Harris, 2003) y el orden total de una

reacción es la suma de los exponentes sobre todos los términos de la concentración

(Laidler y Meiser, 2007).

3.3.1. Métodos gráficos para determinar el orden de reacción

Para una reacción de orden cero del tipo R → P, la ecuación de velocidad es -

d[R]/dt=k[R]0 lo que conduce a la ecuación de velocidad integrada [R]0 - [R]t = kt (Fig.

15), donde las unidades de k son mol L-1 min-1] (Laidler y Meiser, 2007).

Fig. 15. Reacción de orden cero (Laidler y Meiser, 2007)

Para una reacción de primer orden –d[R]/dt=k[R], esto significa que la velocidad de

reacción es directamente proporcional a la concentración de R elevada a la primera

potencia y empleando los métodos de cálculo integral la ecuación se puede manejar

como Ln[R]-Ln[R]0=-kt (Fig.16). Se observa que k es independiente de la concentración

y tiene unidades de tiempo-1(Laidler y Meiser, 2007).


301

Fig. 16. Reacción de primer orden (Laidler y Meiser, 2007)

En una reacción de segundo orden (Fig. 17), la ecuación de velocidad es –

d[R]/dt=k[R]2, esta relación se puede transformar en la ecuación 1/[R]t – 1/[R]0 = kt,

donde k es la constante de velocidad de segundo orden en las unidades de L mol-1 min-

1 (Laidler y Meiser, 2007).

Fig. 17. Reacción de segundo orden (Laidler y Meiser, 2007)

Haciendo un leve ordenamiento, todas estas ecuaciones tienen la forma “y = mx + b”,

ésta es la ecuación de la recta, donde “m” es la pendiente de la línea y “b” es la

intersección con el eje “y” (el valor de “y” cuando “x” es cero). Como se ilustra en la

Tabla 13, x = t en todos los casos.


302

Tabla 13. Método gráfico para cada uno de los órdenes de reacción

(Laidler y Meiser, 2007) Orden cero Primer orden Segundo orden

[R]t = -kt + [R]0 Ln[R] = - kt + Ln[R]0 1/[R]t = kt + 1/[R]0

↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓ ↓

y mx b y mx b y mx b

3.4. Tiempo de vida media

Para una reacción dada, la vida media t1/2 de un reactivo en particular es el tiempo

necesario para que su concentración alcance un valor intermedio entre sus valores

inicial y final (Harris, 2003). Ésta indica la velocidad a la cual se consume un reactivo en

una reacción química; a medida que la vida media es más prolongada, la reacción es

más lenta. (Laidler y Meiser, 2007).

Para los principales órdenes de reacción cero, primer orden y segundo orden, la vida

media siempre es inversamente proporcional a la constante de velocidad; y en general

depende de las concentraciones de los reactivos como se muestra en la Tabla 14.

Tabla 14. Ecuaciones de vida media (Harris, 2003)

Orden de reacción Unidades de constante de velocidad Vida media t1/2

Cero mol L-1min-1 [C]0/2k

Primer orden min-1 Ln2/k

Segundo orden L mol-1min-1 1/(k[C]0)

3.5. Fundamentos de espectrofotometría

La espectrofotometría es el conjunto de procedimientos que utilizan la luz para medir

concentraciones químicas (Kotz et al., 2003).


303

3.5.1. Propiedades de la luz

Es conveniente describirla luz a la vez en términos de partículas y ondas. Las ondas de

la luz constan de campos eléctricos y magnéticos, que oscilan en planos

perpendiculares entre sí. En la Fig. 18 se muestra una onda polarizada en el plano, el

campo eléctrico se encuentra en el plano xy y el campo magnético en el plano xz. La

longitud de onda, es la distancia entre las crestas de dos ondas y se representa con la

letra λ. La frecuencia, ע, es el número de oscilaciones completas de una onda en un

segundo. La unidad de frecuencia es el inverso de los segundos (s-1). Una oscilación

por segundo también se llama hertzio (Hz). La relación entre frecuencia y longitud de

onda es c = ν λ (Kotz et al., 2003).

Fig. 18. Radiación electromagnética polarizada en el plano de longitud de

onda λ (Kotz et al., 2003)

3.5.2. Absorción de la luz

Cuando una molécula absorbe un fotón, su energía aumenta. Se dice que la molécula

ha pasado a un estado excitado (Fig. 19), si una molécula emite un fotón su energía

disminuye, el estado de mínima energía de una molécula se llama estado fundamental.

En el caso de las radiaciones UV y visible hacen que los electrones pasen a orbitales

de mayor energía (Kotz et al., 2003).


304

Fig. 19. Energía de absorción y emisión de una molécula (Kotz et al., 2003)

Cuando una muestra absorbe luz, la potencia radiante del haz de luz disminuye. La

potencia radiante “P”, es la energía por segundo por unidad de área del haz de luz.

Como se muestra en la Fig. 20, la luz se hace pasar a través de un monocromador

(prisma, red de difracción o incluso un filtro) para seleccionar una longitud de onda. La

luz monocromática tiene un solo color (la longitud de onda), aunque es imposible

producir luz monocromática, cuanto mejor es el monocromadormás estrecho es el

intervalo de longitudes de onda del haz emergente. La luz monocromática, con una

potencia Po, incide en una muestra de longitud b, la potencia radiante del haz que

emerge por el lado opuesto de la muestra es P y como la muestra puede haber

absorbido algo de luz, P ≤ Po (Kotz et al., 2003).

Fig. 20. Diagrama esquemático de una medida espectrofotométrica de haz simple

(Kotz et al., 2003)

La transmitancia T, se define como la fracción de la luz incidente que pasa a través de

la muestra y se define como T=P/P0, por tanto T puede valer de 0 a 1. El porcentaje de

transmitancia es simplemente 100T, y puede valer desde 0 a 100%. La absorbancia A,


305

se define como A = log10(P/P0) = -logT, y es importante porque es directamente

proporcional a la concentración c, de la especie que absorbe la luz en la muestra. Esto

obedece la Ley de Beer o Lambert-Beer (A = εbc) que es el fundamento de le

espectrofotometría tal y como se aplica en la química analítica, la absorbancia es

adimensional. La concentración de la muestra c, viene dada en unidades de mol L-1 (M)

y el paso óptico b normalmente se expresa en centímetros (cm). La cantidad ε, se llama

absortividad molar (o coeficiente de extinción molar) y tiene unidades de M-1cm-1, y así

el producto es adimensional. La absortividad molar es la característica de una sustancia

que nos dice cuánta luz absorbe a una longitud de onda determinada; cuanto mayor es

la absortividad molar, mayor es la absorbancia (Kotz et al., 2003).

Un espectro de absorción es un gráfico que muestra como varía la absorbancia al variar

la longitud de onda. La parte de una molécula responsable de la absorción de la luz se

llama cromóforo. Toda sustancia que absorbe luz visible aparece coloreada cuando

transmite o refleja la luz (la luz blanca contiene todos los colores del espectro visible)

(Kotz et al., 2003).

La ley de Beer afirma que la absorbancia es proporcional a la concentración de la

especie absorbente. Esta ley se aplica a la radiación monocromática y es válida

exactamente para disoluciones diluidas (≤0.01M) de la mayoría de las sustancias. En

disoluciones concentradas, las moléculas de soluto interaccionan entre sí debido a su

proximidad. Cuando las moléculas de soluto se acercan unas a otras, sus propiedades

(entre las que se encuentra la absortividad molar) cambian (Kotz et al., 2003).

A concentraciones muy altas, los solutos se convierten prácticamente en disolvente.

Los solutos de una disolución que no absorben también pueden interaccionar con las

especies absorbentes y alterar la absortividad (Kotz et al., 2003).


306

3.6. El espectrofotómetro

Los requisitos mínimos de un espectrofotómetro como ya se mencionó anteriormente

constan de una luz procedente de una fuente continua que pasa a través de un

monocromador, que selecciona una banda estrecha de longitudes de onda del haz

incidente. Esta luz monocromática atraviesa una muestra de paso óptico b, y mide la

potencia radiante de la luz que emerge. En espectrofotometría UV-visible se coloca

normalmente una muestra dentro de una celda, que tiene paredes planas de sílice

fundido (SiO2). El vidrio es adecuado para espectroscopía visible pero no para UV,

porque absorbe radiación UV. Las celdas más utilizadas tienen una longitud de paso de

1,000cm. En el análisis espectrofotométrico normalmente se analiza a qué longitud de

onda la muestra es capaz de presentar la máxima absorción, ésta se conoce como

longitud máxima de absorción o longitud de onda máxima de absorbancia, esto por dos

razones:

La curva es relativamente aplanada alrededor del máximo, de manera que apenas

varía la absorbancia si deriva un poco el monocromador. La ley de Beer se cumple

mejor cuando la absorbancia es casi constante a lo largo de la banda escogida de

longitudes de onda

La sensibilidad del análisis es máxima en el máximo de absorbancia (es decir, se

consigue el máximo de respuesta para una concentración dada de un analito).

En un espectrofotómetro de haz simple generalmente se deben colocar

alternativamente en el haz de luz la muestra y la referencia. Para medidas a diferentes

longitudes de onda, se debe medir la referencia a cada longitud de onda. Un

instrumento de haz simple es poco adecuado para medir la absorbancia en función del

tiempo, como en experimentos cinéticos, porque tanto la intensidad de la fuente como

la respuesta del detector suelen presentar deriva (Kotz et al., 2003).

En un espectrofotómetro de doble haz, la luz pasa alternadamente por la celda de la

muestra y de la referencia, dirigida por un motor que gira un espejo, que de esta

manera entra y sale del paso de la luz. Cuando el cortador no desvía el haz, la luz pasa


307

a través de la muestra, y el detector mide la potencia radiante que llamamos P, cuando

el cortador desvía el haz a través de la cubeta de referencia, el detector mide P0. El haz

se corta varias veces por segundo y el circuito compara automáticamente P y P0, dando

así la absorbancia y transmitancia. Este procedimiento permite hacer una corrección

automática de las variaciones de intensidad de la fuente, y de la respuesta del detector

con el tiempo y la longitud de onda, porque se comparan con mucha frecuencia la

potencia que sale de las dos muestras (Kotz et al., 2003).

Los espectrofotómetros de mayor calidad permiten un barrido automático de longitudes

de onda y un registro continuo de absorbancia. Para un espectrofotómetro UV-visible la

luz blanca procede de una lámpara de halógeno de cuarzo y la fuente ultravioleta es

una lámpara de arco de deuterio que emite en el intervalo de 200-400nm (Kotz et al.,

2003).

3.6.1. Lámparas

La espectroscopia UV normalmente utiliza una lámpara de arco (Fig. 21), son las

fuentes de radiación ultravioleta más utilizadas en espectroscopía. Estas lámparas

están formadas por una ampolla hermética interna que contiene dos electrodos

conectados a una fuente de energía. (Vilanova y Sogorb, 2004).

Fig. 21. Lámpara de

arco (Vilanova y

Sogorb, 2004)


308

La ampolla se rellena con un gas (generalmente de hidrógeno, deuterio, argón, xenón o

un vapor metálico de mercurio o sodio). Los electrodos aplican una descarga eléctrica

que excita las partículas del gas. Cuando las partículas excitadas vuelven al estado

fundamental, lo hacen emitiendo luz ultravioleta con un espectro continuo de 190 a

320nm (Vilanova y Sogorb, 2004).

3.6.2. Monocromadores

La función principal de un monocromador es la de proporcionar un haz de energía

radiante con una longitud de onda dada. La salida de cualquier monocromador usado

con una fuente de radiación continua consiste en una gama de longitud de onda con un

valor medio de longitud que se ajusta orientando el monocromador, éste consta de:

Una rendija de entrada que proporciona una imagen óptica estrecha de la fuente

de radiación

Una lente colimadora que hace paralela la radiación procedente de la rendija de

entrada

Una red de difracción para dispersar la radiación incidente

Otra lente colimadora para reformar las imágenes de la rendija de entrada sobre

la rendija de salida

Una rendija de salida para aislar la banda espectral deseada, bloqueando toda la

radiación dispersada excepto la del intervalo deseado (Vilanova y Sogorb, 2004).

3.6.3. Celdas y cubetas de vidrio

Es el contenedor donde se deposita la muestra a analizar. Es conveniente que este

contenedor esté aislado de la luz exterior. Las cubetas de vidrio (glass cuvettes, en

inglés) donde se depositan las muestras para realizar las medidas han de ser de

plástico, vidrio o cuarzo en el caso de espectroscopía de absorción ultravioleta. La

necesidad del cuarzo en el último caso viene dada por la opacidad del plástico y el


309

vidrio a la radiación ultravioleta. Normalmente las cubetas utilizadas para absorción

ultravioleta y visible son siempre de 1cm de paso de luz. No obstante, si se desean

ganar sensibilidad se puede aumentar la longitud del paso óptico (Vilanova y Sogorb,

2004).

3.6.4. Detectores

Generalmente los detectores también son transductores, es decir, convierten la

radiación electromagnética que atraviesa la muestra en una corriente o voltaje que se

mide después de ser amplificado en el circuito electrónico de lectura. Para el

ultravioleta, visible e infrarrojo cercano se utilizan los fototubos de vacío, que contienen

un cátodo sensible a la radiación. El fototubo basa su funcionamiento en el efecto

fotoeléctrico, es decir, detecta los electrones que emiten determinados materiales

cuando reciben el impacto de fotones de determinadas frecuencias (Fig. 22) (Vilanova y

Sogorb, 2004).

Fig. 22. Fototubo empleado en la detección de UV-visible (Vilanova y Sogorb, 2004)


310

3.7. Errores en la espectrofotometría

El fabricante de un espectrofotómetro suele indicar el error instrumental que se puede

esperar. La incertidumbre de las medidas acumula además otros errores, asociados

con la preparación de muestra y con la posición de las celdas. La ley de Beer, que

afirma que la absorbancia es proporcional a la concentración, se aplica a una radiación

monocromática.

En el pico de absorbancia, la variación de absorbancia con la longitud de onda es

mínima. De éste modo, el efecto de usar luz no perfectamente monocromática será

menor porque la absortividad molar es prácticamente constante en un periodo intervalo

de longitudes de onda (Kotz et al., 2003).

Las medidas espectrofotométricas más fiables de absorbancia son entre 0.4 y 0.9. Si la

absorbancia es menor, la potencia radiante que atraviesa la muestra es parecida a la

que atraviesa la referencia, y la incertidumbre relativa de la diferencia entre estos dos

números sería grande. Si la absorbancia es alta, llega poca luz al detector y disminuye

la relación señal ruido. Para obtener la máxima precisión, las muestras no deben

contener partículas en suspensión y las celdas deben estar exentas de huellas

dactilares, o de cualquier otra suciedad (Kotz et al., 2003).

Segunda Parte II-3: Capítulo 4. Metodología

311

4.1. Parámetros de operación

La identificación y cuantificación del plaguicida y sus subproductos de descomposición

en estudio, se realizó utilizando un espectrofotómetro UV-visible Rayleigh UV1800 que

utiliza un software UV-Software, las pruebas se realizaron en celdas de cuarzo entre las

longitudes de onda (λ) de 190-200nm.

4.2. Diseño experimental

Para desarrollar el experimento se determinaron los factores que afectan la

degradación de los analitos MS, MA, MITC, DMTU y MTU los cuales son: matriz (A), pH

(B), fotólisis (C) y tiempo (D). Una vez seleccionados los factores y los niveles para

cada uno de ellos, se definió un diseño factorial para la matriz agua (Tabla 15) y la

matriz jugo de caña (Tabla 16), se realizó tres veces la lectura de cada uno de los

puntos de las diferentes curvas de calibración y degradación para cada matriz (agua y

jugo de caña).

Tabla 15. Diseño experimental en agua

Factores: Niveles

1 2 3 4 5 6

A: Matriz Agua B: pH Sin

modificar 4.5 7.0

C: Fotólisis Luz Oscuridad D: Tiempo (min) 2 4 6 8 10 12

Tabla 16. Diseño experimental en jugo de caña

Factores: Niveles

1 2 3 4 5 6

A: Matriz Jugo de caña B: pH Sin modificar C: Fotólisis Luz Oscuridad D: Tiempo (min) 2 4 6 8 10 12


312

4.3. Material y equipo

Los equipos y materiales utilizados para la elaboración de la presente investigación se

presentan a continuación (Tabla 17).

Tabla 17. Equipo y material utilizado con sus especificaciones técnicas

EQUIPO Y MATERIAL ESPECIFICACIONES TÉCNICAS

Espectrofotómetro Rayleigh

UV1800

λ= 190-800nm

Software de control en el

espectrofotómetro

UV Software

Celdas para espectrofotómetro De material de cuarzo

Micropipeta Tranferpette de 100-10000μL

Kit de viales Viales de vidrio transparentes y color ámbar con tapa de

silicón de 2.5cm y 10mL de capacidad

Vasos de precipitados Kymax de 50, 100 y 600mL de capacidad

Matraz aforado Kymax de 50 y 100mL de capacidad

Estufa Felisa Digital (5°C-250°C)

Centrífuga Eppendorf Modelo 5810 R

Tubos Falcon 50mL de capacidad

Balanza analítica ATN Comparator

4.4. Reactivos

Los reactivos utilizados para la preparación de soluciones patrón y las muestras

utilizadas para el estudio de fotodescomposición se enlistan en la Tabla 18.

La metodología empleada de acuerdo a lo señalado por Harris D.C. (2003), el análisis

cuantitativo mediante la espectrofotometría consta de tres pasos.


313

Tabla 18. Reactivos utilizados

REACTIVO DESCRIPCIÓN Agua J.T. Baker HPLC; pureza 99.9% Metanol J.T. Baker HPLC; pureza 99.9% Ditiocarbamato de Sodio (MS) Pureza 99% Metialamina (MA) 38-40% Metilisotiocianato (MITC) Pureza 98% Dimetiltiourea (DMTU) Pureza 99% Metiltiourea (MTU) Pureza 99% H3PO4 0.01M NH4OH 0.01M

Estos son: la determinación de longitud de onda máxima de absorción a partir de una

solución patrón del analito de interés; la elaboración de curvas patrón a partir de una

disolución de concentración conocida y la elaboración de las curvas de degradación del

compuesto para poder determinar su tiempo de vida media (Fig. 23). Es importante

resaltar que las curvas de calibración del analito deben estar hechas a partir de un

reactivo de alta pureza con el fin de mejorar la confiabilidad del método.

Fig. 23. Principales etapas de la metodología


314

4.4.1. Preparación de reactivos

Todo el material de vidrio y plástico se le dio un tratamiento de limpieza que se describe

en el Anexo 1.

A continuación, las soluciones madre que se prepararon, se almacenaron en frascos de

vidrio ámbar con tapa de silicón, las diluciones para la elaboración de las curvas patrón

se almacenaron en los viales de color ámbar y los transparentes fueron forrados con

papel aluminio.

Todos los anteriores se guardaron a una temperatura de 4°C para evitar su

descomposición.

a) Solución madre de MS, DMTU y MTU 10mg L-1. En cada caso pesar

aproximadamente 0.5mg de MS, DMTU o MTU 99% pureza en balanza analítica

y transferir la masa a un matraz aforado de 50mL, llevar al aforo disolviendo con

metanol 99.9% de pureza.

b) Solución madre de MA 1.44M. Tomar 5mL con pipeta volumétrica 38-40% y

transferir el volumen a un matraz aforado de 50mL, llevar al aforo disolviendo

con metanol 99.9% de pureza.

c) Solución madre de MITC 2mg L-1. Vaciar una ampolleta de MITC C= 100μg mL-1

en matraz aforado de 50mL, llevar al aforo disolviendo con metanol 99.9% de

pureza.

d) Solución de HPO4 0.01M. Se parte de una solución de ácido fosfórico al 83.5-

85%, de ésta se toman 0.17mL y se llevan al aforo en matraz 250mL con agua

destilada.

e) Solución NH4OH. Se parte de una solución de hidróxido de amonio al 28-30%, de

ésta de toman 0.34mL y se llevan al aforo en matraz de 250mL con agua

destilada.


315

4.4.2. Tratamiento de la caña de azúcar

Para la elaboración de jugo de caña se parten y limpian las cañas, posteriormente se

retira la cáscara gruesa y se vuelven a partir trozos pequeños para su molienda en un

extractor de jugos marca Oster de 300W de potencia. El jugo obtenido se filtra con una

coladera y luego se vacía en tubos falcon de 50mL para centrífuga; la centrifugación se

lleva a cabo por a 3000 rpm por 5min. Una vez separadas las fases se decanta el

líquido obtenido y se transfiere a un vaso de precipitados en donde se mantiene en

agitación con 0.5g de carbón activado por 5 minutos con el fin de eliminar la mayor

cantidad de compuestos coloridos. Debido a que el jugo de caña obtenido después del

tratamiento aún presenta una coloración que no permite que se puedan realizar las

lecturas correspondientes en el espectrofotómetro utilizado, dicho jugo se diluye en

agua destilada grado cromatográfico en proporción 1:1 y se deja tapada para evitar su

rápida oxidación.

4.5. Curvas de calibración de MS, MA, MITC, DMTU y MTU

Metanol. Los estándares de MS, DMTU y MTU se pesaron en una balanza

analítica ATN21 Comparator y se disolvieron en metanol para tener una solución

madre de 10ppm. Para el estándar de MA se tomó un volumen de 5mL con

pipeta volumétrica y se disolvió en metanol para tener una solución madre de

1.44M. En el caso del MITC se tomó una ampolleta de 1mL 100μg mL-1 y se

disolvió en metanol para tener una solución madre de 2mg L-1.

Agua. Las curvas de calibración en agua sin modificar el pH (agua pH=6.8) se

elabora a partir de las soluciones madre de MS, MA, MITC, DMTU y MTU, las

cuales se utilizaron para realizar las 10 diferentes diluciones (MS: 0.056 a

0.52mg L-1, MA: 0.03 a 1.44M, MITC: 0.02 a 2mg L-1, DMTU: 0.02 a 5.4mg L-1 y

MTU: 0.02 a 1.43mg L-1) de las curvas de calibración. Para la curvas de


316

calibración a pH= 7, es necesario ajustar con NH4OH 0.01 M, mientras que para

la curva de calibración a pH= 4.5, el pH es ajustado con H3PO4 0.01 M,

realizando las diluciones en el mismo intervalo que las curvas de pH sin

modificar. Los patrones elaborados para el estudio de los analitos sometidos a

oscuridad se guardaron en frascos ámbar y envueltos en papel aluminio mientras

que los patrones sometidos a luz se guardaron en frascos transparentes.

Jugo de caña. Debido a la interferencia de compuestos coloridos en la lectura

de las diluciones en el espectrofotómetro, el jugo es diluido en una proporción de

1:1 con agua destilada grado cromatográfico, posteriormente se elabora la

solución madre de MS, DMTU y MTU en jugo de caña con una concentración de

10 mg L-1, la solución madre de MA a una concentración de 1.44M y la de MITC

a una concentración de 2 mg L-1. Se realizan 10 diluciones consecutivas (MS:

0.056 a 0.52mg L-1, MA: 0.03 a 1.44M, MITC: 0.02 a 2mg L-1, DMTU: 0.02 a

5.4mg L-1 y MTU: 0.02 a 1.43mg L-1) para la elaboración de las curvas de

calibración. Los patrones elaborados para el estudio de los analitos sometidos a

oscuridad se guardaron en frascos ámbar y envueltos en papel aluminio mientras

que los patrones sometidos a luz se guardaron en frascos transparentes.

4.6. Fotodescomposición de MS, MA, MITC, DMTU y MTU

Los experimentos para la evaluación de la fotodescomposición se realizaron en un

reactor UV Pyrex de 500mL (Fig. 24) equipado con una lámpara de aditivos metálicos

de 400W marca Sylvania 400 Metalarc M59R, que emite luz principalmente en la región

visible y en el ultravioleta del espectro electromagnético. El reactor está equipado con

un ventilador como sistema de enfriamiento, una parrilla de agitación, mientras la

muestra en estudio es agitada magnéticamente durante la iluminación (Menéndez,

2004), se tomaron muestras del reactor para ser leídas en el espectrofotómetro cada 2

minutos durante 12 minutos.


317

Fig. 24. Sistema de fotodescomposición de las muestras

4.7. Análisis estadísticos

El análisis estadístico de los resultados obtenidos se realizó mediante un análisis de

varianza conocido como ANOVA. Para cada uno de los experimentos se hizo un

estudio de ANOVA multifactorial ya que, está diseñado para construir un modelo

estadístico describiendo el impacto de dos o más factores categóricos o numéricos “xj”

de una variable dependiente “y” (Statgraphics, 2011). Se realizaron las pruebas para

determinar si hay o no diferencias significativas entre las medias a diferentes niveles de

los factores y si hay o no interacciones entre los factores mediante el software

MiniTab17.

Segunda Parte II-3: Capítulo 5. Resultados y discusión

318

5.1. Identificación y cuantificación del plaguicida

Utilizando las condiciones de operación establecidas por para espectrofotometría (Pino

y Pérez, 1983), en esta investigación se realizaron diferentes barridos entre 190 y

300nm logrando determinar la longitud de onda de máxima absorción para cada uno de

los compuestos estudiados. Los espectros de absorción se muestran en el Anexo 2, las

longitudes de onda máximas de absorción fueron para el MS de 190nm (Fig. A2.1 y Fig.

A2.2), MA de 200nm (Fig. A2.3 y Fig. A2.4), MITC de 197nm (Fig. A2.5 y Fig. A2.6),

DMTU de 199nm (Fig. A2.7 y Fig. A2.8) y MTU de 200nm (Fig. A2.9 y Fig. A2.10). El

MS por fotodescomposición dará origen a los productos de degradación MA, MITC,

DMTU y MTU.


Las curvas de calibración de MS, MA, MITC, DMTU y MTU fueron elaboradas de

acuerdo con las diferentes condiciones de pH y fotólisis planteadas en el diseño

experimental para las matrices agua y jugo de caña, estas son tomadas en cuenta para

la cuantificación de la cantidad del compuesto de interés durante la degradación bajo

los parámetros establecidos en el punto 4.2 (Fig. 25).

Fig. 25. Parámetros del diseño experimental


319

Inicialmente el experimento no fue reproducible puesto que a partir de las

concentraciones planteadas (0 a 10mgL-1), daban como resultado curvas irregulares en

las que se podían observar algunas mesetas, lo que no permitió analizar un

comportamiento lineal y en consecuencia se realizaron más diluciones en un rango de

concentraciones más corto, lo anterior con el propósito de que las ecuaciones obtenidas

por el método gráfico tuvieran coeficientes de correlación lo más cercano a 1. En el

Anexo 3 se presentan las curvas de calibración a pH 4.5 en las condiciones de fotólisis

respectivas para MS (Fig. A3.1 y Fig. A3.2), MA (Fig. A3.3 y Fig. A3.4), MITC (Fig. A3.5

y Fig. A3.6), DMTU (Fig. A3.7 y Fig. A3.8) y MTU (Fig. A3.9 y Fig. A3.10); también para

el caso de pH 7 MS (Fig. A3.11 y Fig. A3.12), MA (Fig. A3.13 y Fig. A3.14), MITC (Fig.

A3.15 y Fig. A3.16), DMTU (Fig. A3.17 y Fig. A3.18) y MTU (Fig. A3.19 y Fig. A3.20); en

pH sin modificar MS (Fig. A3.21 y Fig. A3.22), MA (Fig. A3.23 y Fig. A3.24), MITC (Fig.

A3.25 y Fig. A3.26), DMTU (Fig. A3.27 y Fig. A3.28) y MTU (Fig. A3.29 y Fig. A3.30);

así como las curvas de calibración elaboradas en la muestra real de jugo de caña MS

(Fig. A3.31 y Fig. A3.32), MA (Fig. A3.33 y Fig. A3.34), MITC (Fig. A3.35y Fig. A3.36),

DMTU (Fig. A3.37 y Fig. A3.38) y MTU (Fig. A3.39 y Fig. A3.40). Los resultados

obtenidos se resumen en las siguientes tablas para cada uno de los analitos en estudio

MS (Tabla 19), MA (Tabla 20), MITC (Tabla 21), DMTU (Tabla 22) y MTU (Tabla 23); en

donde se puede observar que algunos de los coeficientes de correlación muestran ser

menores a 0.99.

Tabla 19. Curvas de calibración de MS bajo las diferentes condiciones experimentales

MATRIZ

AGUA JUGO DE CAÑA FOTÓLISIS pH (m) (b) (R2) (m) (b) (R2)

Sin modificar 3.4476 0.0496 0.9724 0.3808 0.0199 0.9716 4.5 3.5742 0.2594 0.9614

Luz

7 1.1047 0.1559 0.9896 Sin modificar 3.2099 0.0563 0.9768 1.1535 0.124 0.9215

4.5 4.2399 0.1419 0.971

MS

Oscuridad

7 0.72 0.2572 0.9621

m: pendiente; b: ordenada al origen; R2: coeficiente de correlación


320

Tabla 20. Curvas de calibración de MA bajo las diferentes condiciones experimentales

MATRIZ AGUA JUGO DE CAÑA

FOTÓLISIS pH (m) (b) (R2) (m) (b) (R2) Sin modificar 2.0183 0.1907 0.9572 0.2283 0.0181 0.9758

4.5 0.6746 0.0868 0.9722 Luz

7 0.6737 0.1084 0.9551 Sin modificar 2.3991 0.1018 0.9912 0.8473 -0.0042 0.9933

4.5 0.0.8036 0.0355 0.9813

MA

Oscuridad

7 0.7301 0.09 0.9788 m: pendiente; b: ordenada al origen; R2: coeficiente de correlación

Tabla 21. Curvas de calibración de MITC bajo las diferentes condiciones experimentales

MATRIZ


Sin modificar 0.4918 0.0192 0.9967 0.2932 0.0433 0.9739 4.5 0.7363 0.0613 0.9861

Luz

7 0.8796 0.088 0.994 Sin modificar 1.269 -0.0483 0.9896 0.1838 0.0063 0.9988

4.5 1.346 0.0941 0.9927

MITC

Oscuridad


Tabla 22. Curvas de calibración de DMTU bajo las diferentes condiciones experimentales

MATRIZ AGUA JUGO DE CAÑA

FOTÓLISIS pH (m) (b) (R2) (m) (b) (R2) Sin modificar 0.24 0.1433 0.9671 0.0746 0.0128 0.9741

4.5 0.7331 0.2443 0.9678 Luz

7 0.6544 0.1035 0.9958 Sin modificar 0.3982 0.21 0.9552 0.4137 0.0296 0.9926

4.5 0.6814 0.329 0.9741

DMTU

Oscuridad


Sin embargo, tomando en cuenta que para la elaboración de las curvas de calibración

no hubo una buena reproducibilidad cuando se usaban valores de concentración más

distantes por las mesetas e irregularidades. Esto evitó un análisis lineal, decidiendo

que, de esta manera, eran las mejores condiciones conseguidas para proseguir con el

experimento, puesto que los resultados con las segundas concentraciones que se


321

usaron mostraron una mejor linealidad y se continuó con el análisis de cada uno de

ellos.

Tabla 23. Curvas de calibración de MTU bajo las diferentes condiciones experimentales MATRIZ


Sin modificar 1.4802 0.0186 0.9912 0.672 0.0468 0.99 4.5 1.6074 0.1233 0.9854

Luz

7 1.8177 0.404 0.9674 Sin modificar 1.6067 0.0631 0.98 0.8884 0.0271 0.9908

4.5 1.3706 0.2443 0.976

MTU

Oscuridad


Los resultados obtenidos de las curvas de calibración podrán aportar información no

sólo de la presencia de MS en muestras de jugo de caña sino que también, a medida

que se pudiera observar una menor concentración del plaguicida en la muestra de

interés, ayudaría a determinar si se está degradando para dar subproductos como son

MA, MIT, DMTU y MTU.

5.3. Fotodescomposición

En la matriz de agua y de jugo de caña se adiciona el compuesto de interés (MS, MA,

MITC, DMTU o MTU) en una concentración conocida y se somete a los diferentes

valores de pH en el equipo descrito en el punto 4.6.

La solución en estudio se retiraba y analizaba cada 2min durante 12 min en un

espectrofotómetro a la longitud de onda correspondiente a cada analito mencionadas

en el punto 5.1.

La absorbancia medida se cuantificó mediante las curvas de calibración para agua y

jugo de caña obtenidos en el punto 5.2, determinando la concentración de cada

muestra.


322

5.3.1. Fotodescomposición en agua

Las curvas de degradación de los distintos analitos bajo las condiciones de fotólisis, pH,

tiempo y matriz calculados a partir de las curvas de calibración de cada uno de ellos se

muestran en el Anexo 4. El orden de reacción para cada una de las reacciones se

determinó de acuerdo al modelo que mejor se ajustaron (orden cero, uno o dos), con

base al valor del índice de correlación resultante y que fuera lo más cercano a uno.

La cinética de degradación del MS demostró ser de orden cero ([Ci]=[C0]-kt), lo que

indica que su rapidez de degradación fue independiente de la concentración y se vio

afectada principalmente por los factores a los que fue expuesto como fueron fotólisis,

pH, tiempo y matriz. Al graficar la concentración (Ci), contra el tiempo que se presenta y

aplicando un análisis de regresión lineal se obtuvieron las pendientes respectivas a

cada gráfica que son equivalentes a la constante de la velocidad de degradación del

MS (k) presente en la matriz.

Con la constante cinética de degradación, se calculó el tiempo que se necesita para

degradar el 50% de los compuestos de interés y así obtener lo que se conoce como

tiempo de vida media (t1/2).

Las concentraciones de las curvas de degradación se muestran en el Anexo 4 y están

calculadas a partir de los datos obtenidos de las curvas de calibración para MS en

donde se analizó la condición de fotólisis para diferentes valores de pH: 4.5 (Fig. A4.1),

7 (Fig. A4.2), sin modificar (Fig. A4.3); los datos de la cinética de degradación de MS

bajo las combinaciones de los diferentes factores se muestran en la Tabla 24.

Después de los 12 minutos en que se llevaron a cabo cada una de las reacciones de

degradación, el MS tuvo un mayor porcentaje de degradación a partir de una

concentración inicial de 0.04 mgL-1 bajo las condiciones de luz y pH sin modificar de

97.47%, con un tiempo de vida media de 2.6 horas, menos de la mitad de tiempo si se


323

compara por ejemplo con el caso de condiciones de oscuridad y pH 7 donde el tiempo

de vida media fue de 9.1 horas. Lo anterior indica que hay un efecto importante de la

exposición del MS a la luz sin ser una condición fundamental el ascenso o descenso de

pH del agua.

Tabla 24. Cinética de degradación del MS en agua

Condiciones experimentales

Cinética de degradación Experimento

Fotólisis Co

(mg/L)pH %

Degradación k0

(mg/Lmin) t1/2

(min) t1/2

(h) 1 0.052 4.5 94.81 0.0027 426.3 7.1 2 0.051 7 82.65 0.0079 146.3 2.4 3

Luz

0.049 --- 97.47 0.0074 156.2 2.6 4 0.052 4.5 94.68 0.0023 500.4 8.3 5 0.049 7 74.78 0.0021 550.5 9.1 6

Oscuridad

0.051 --- 96.82 0.0079 146.3 2.4 Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; t1/2: Tiempo de vida media;

min: minutos; h: hora

Para la MA la cinética de degradación (Tabla 25), mostró ser de orden cero en las

condiciones de pH 4.5 (Fig. A4.4) y sin modificar (Fig. A4.6).

Tabla 25. Cinética de degradación de la MA en agua


Cinética de degradación Ex perimento

Fotólisis Co

(Molar) pH %

Degradación k0

(mol/Lmin) k2

(L/molmin) t1/2

(min) t1/2

(h)

1 1.55 4.5 4.72 0.0048 161.45 2.69 2 1.55 7 15.35 0.006 107.52 1.79 3

Luz

0.55 --- 12.15 0.0017 161.76 2.7 4 1.55 4.5 15.90 0.004 193.75 3.22 5 1.55 7 20.29 0.0063 102.40 1.70 6

Oscuridad

0.55 --- 19.36 0.0014 196.42 3.3 Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; k2: Rapidez de degradación de orden

dos; t1/2: Tiempo de vida media; min: minutos; h: hora

Sin embargo, las reacciones llevadas a cabo en pH 7 (Fig. A4.5) tuvieron una cinética

de degradación de segundo orden (1/[C]t = kt– 1/[C]0). Esto puede deberse a que la

reacción se lleva a cabo más rápido en comparación con las reacciones anteriores que


324

dependen de la concentración inicial de la MA y que probablemente debido a sus

respectivas condiciones, en el medio de reacción se estén formando otros subproductos

nitrosos de la degradación de la metilamina como es el caso de las nitrosaminas.

De acuerdo con los resultados experimentales obtenidos, la degradación de MA al

transcurrir los 12 minutos de la reacción se determinó que tuvo un mayor porcentaje de

degradación siendo de 20.29% bajo las condiciones de oscuridad y pH 7 con un tiempo

de vida media de 1.7 horas a partir de una reacción de segundo orden.

Lo anterior se debió a que dicha reacción mediante el método gráfico demostró tener el

índice de correlación más cercano a uno. La degradación de MA parece que no está

fuertemente determinada por el factor luz, siendo entonces la variación de pH el factor

de mayor influencia.

Para el caso del MITC la cinética de degradación (Tabla 26), mostró de ser de segundo

orden en las condiciones de pH 4.5 (Fig. A4.7) y de orden cero en las condiciones de

pH 7 (Fig. A4.8) sin modificar (Fig. A4.9).

Tabla 26. Cinética de degradación del MITC en agua

Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; k2: Rapidez de degradación de orden dos; t1/2: Tiempo de vida media; min: minutos; h: hora

El MITC según la ficha técnica consultada por sus características fisicoquímicas, al ser

un compuesto altamente volátil, sensible a cualquier cambio de pH y altamente

susceptible a descomponerse al ser expuesto a la luz, se degradó mucho más



Fotólisis Co

(mg/L) pH %

Degradaciónk0

(mg/Lmin)k2

(L/mgmi) t1/2 (mi)

1 0.4 4.5 47.82 0.232 10.77 2 0.4 7 84.32 0.0037 54.05 3

Luz

0.4 --- 32.5 0.0057 35.08 4 0.4 4.5 77.55 0.6103 4.09 5 0.4 7 99.75 0.0027 74.07 6

Oscuridad

0.4 --- 60.3 0.0022 90.90


325

rápidamente que los compuestos anteriores. La reacción de segundo orden llevada a

cabo a pH 4.5 y oscuridad, produjo un mayor porcentaje de degradación de 77.55%,

teniendo como resultado que el tiempo de vida media para este compuesto es de 4.09

minutos. En este caso particular a medida que la reacción fue llevada a cabo

transcurriendo aproximadamente 8 minutos no se observó un cambio en la

absorbancia.

El MITC pudo haber sido degradado en su totalidad después de los 12 minutos que se

plantean en el diseño experimental. Este subproducto del MS al tener la principal

actividad biológica contra Leuconostoc mesenteroides, se estima que tiene un lapso de

actividad relativamente rápido y que al finalizar el proceso de la obtención de azúcar de

caña, por su sensibilidad a las condiciones ambientales a las que se trabaja, no se

encuentra presente en el producto final.

En las condiciones de pH 4.5 (Fig. A4.10) y sin modificar (Fig. A4.12) las reacciones de

fotodescomposición de la DMTU mostraron ser de orden cero, mientras que la reacción

llevada a cabo en pH 7 fue de orden dos (Fig. A4.11).

Los datos experimentales de la cinética de degradación de la DMTU (Tabla 27) se

obtuvieron a partir de trabajar con la misma concentración inicial del analito.

Tabla 27. Cinética de degradación de la DMTU en agua



Fotólisis Co

(mg/L) pH %

Degradaciónk0 (mg/Lmin)

k2

(L/mgmin) t1/2

(min) t1/2

(h) 1 4.68 4.5 75.03 0.0045 520 8.66 2 4.68 7 63.41 0.0041 52.11 0.86 3

Luz

4.68 --- 20.3 0.0019 1231.57 20.524 4.68 4.5 75.79 0.0048 487.5 8.12 5 4.68 7 64.13 0.0035 61.05 1.01 6

Oscuridad

4.68 --- 42.1 0.0036 650 10.83Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; k2: Rapidez de degradación de orden



326

Como se puede observar únicamente la reacción llevada a cabo en pH 7 es

dependiente de la concentración. Para el caso de la DMTU su degradación muestra

estar más influenciada bajo las condiciones de pH 7 y luz, con un porcentaje de

degradación de 63.41%, un tiempo de vida media de 0.86h como resultado de una

reacción de segundo orden.

De acuerdo con lo mencionado anteriormente, la DMTU es un subproducto de la

descomposición del MITC, el cual como se mostró anteriormente tiene un tiempo de

vida media muy corto, por lo tanto la DMTU podría generarse rápidamente sin embargo

sus características fisicoquímicas no la hacen susceptible a los mismos factores que

influyeron en la degradación que el compuesto del que proviene.

La degradación de la MTU fue de orden cero para el caso de las reacciones a pH 7

(Fig. A4.14) y pH sin modificar (Fig. A4.15), la reacción a pH 4.5 (Fig. A4.13) fue de

segundo orden. La cinética de degradación como se muestra en la Tabla 28 tiene una

diferencia importante entre las reacciones de orden cero comparadas con las

reacciones de segundo orden.

Tabla 28. Cinética de degradación de MTU en agua



Fotólisis Co

(mg/L) pH %

Degradación k0

(mg/Lmin) k2

(L/molmi) t1/2

(min) t1/2 (h)

1 5.16 4.5 93.17 0.0327 5.92 0.09 2 5.16 7 97.85 0.0041 629.2 10.4 3

Luz

5.16 --- 91.36 0.0027 955.5 15.9 4 5.16 4.5 93.82 0.032 6.05 0.1 5 5.16 7 89.62 0.0077 335.0 5.58 6

Oscuridad

5.16 --- 92.58 0.0027 955.5 15.9 Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; k2: Rapidez de degradación de orden


Si se tomaba en cuenta que las reacciones en pH 4.5 obedecían una cinética de orden

cero tenían un resultado más cercano y parecido al resto de las demás reacciones. Sin

embargo, se decidió tomar en cuenta que a pH 4.5 fue de segundo orden porque el


327

índice de correlación mostró ser más cercano a uno en el método gráfico comparado

con el orden cero para las mismas reacciones.

Los resultados muestran que la reacción a pH 4.5 y en exposición a luz provoca una

mayor degradación de la MTU siendo esta descomposición del 93.17%, considerando

como se mencionó anteriormente que dicha reacción es de segundo orden y el tiempo

de vida media de la MTU entonces fue de 0.09h. Esto explica que la degradación del

analito en estudio se puede llevar a cabo con mayor facilidad a valores de pH bajos. Al

igual que la DMTU, aunque ambas son subproductos del MITC, ninguna muestra estar

directamente influenciada por los factores que determinaron la degradación de la

sustancia de la que provienen.

5.3.2. Fotodescomposición en jugo de caña

Las curvas de degradación elaboradas en la matriz jugo de caña se muestran en el

también en el Anexo 4, de acuerdo al diseño experimental planteado, estas reacciones

se trabajaron con el pH propio del jugo de caña que fue de aproximadamente 5.3 y sólo

fueron sometidas a la condición de fotólisis (luz u oscuridad).

Al igual que las reacciones de degradación en agua, la degradación del MS en jugo de

caña también demostró ser de orden cero (Fig. A4.16) en las condiciones de luz y

oscuridad. La cinética de degradación bajo las condiciones antes mencionadas en la

matriz de jugo de caña se muestra en la Tabla 29. En el caso de la degradación del MS

en la muestra de jugo de caña como se puede observar su degradación fue mayor bajo

condiciones de oscuridad, con un tiempo de vida media de 4.77 horas. Para el caso de

la exposición a la luz el tiempo de vida media fue de 1.57 horas, lo que indica que el MS

al igual que en agua da una mayor degradación bajo condiciones de luz. Dado que en

este caso, al jugo de caña no se le modificó el pH, se puede inferir que no

necesariamente juega un papel importante en la degradación del plaguicida. Entonces,

cualquiera que pudiera ser el valor de pH la reacción va a estar favorecida y se

presenta una degradación.


328

Tabla 29. Cinética de degradación del MS en jugo de caña Condiciones

experimentales Cinética de degradación Experimento

Fotólisis Co

(mg/L) %

Degradación k0

(mg/Lmin) t1/2

(min) t1/2

(h) 1 Luz 98.18 0.013 94.79 1.57 2 Oscuridad

11.76 99.85 0.0043 286.59 4.77

Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; t1/2: Tiempo de vida media; min: minutos; h: hora

Para la MA ambas condiciones de luz y oscuridad (Fig. A4.17), las reacciones

resultaron ser de segundo orden como se muestra en la Tabla 30.

Tabla 30. Cinética de degradación de la MA en jugo de caña Condiciones

experimentales Cinética de degradación Experimento

Fotólisis Co

(Molar) %

Degradación k2

(mg/Lmin) t1/2

(min) t1/2

(h) 1 Luz 7.23 0.0057 122.68 2.04 2 Oscuridad

1.43 14.48 0.0062 112.79 1.87

Co: Concentración inicial; k2: Rapidez de degradación de orden dos; t1/2: Tiempo de vida media; min: minutos; h: hora

Para MITC el orden de reacción en luz y oscuridad fue de orden cero (Fig. A4.18) como

se muestra en la Tabla 31.

Tabla 31. Cinética de degradación del MITC en jugo de caña Condiciones experimentales Cinética de degradación Experimento

Fotólisis Co

(mg/L) %

Degradaciónk0

(mg/Lmin) t1/2

(min)1 Luz 71.46 0.0559 8.94 2 Oscuridad

1 34.34 0.0892 5.61

Co: Concentración inicial; k0: Rapidez de degradación de orden cero; t1/2: Tiempo de vida media; min: minutos; h: hora

La degradación de la MA fue mayormente influenciada por la condición de oscuridad

siendo de 14.48% el porcentaje de degradación de la misma, con un tiempo de vida

media de 1.87h siendo un poco mayor que en el caso de la matriz agua. Lo anterior

puede deberse que la MA puede reaccionar con los glucósidos presentes en el jugo de


329

caña y generar compuestos característicos de las reacciones de Maillard siendo

importante la generación de melanoidinas, mientras que en agua no hay algún otro

posible sustrato con el cual pueda reaccionar.

El MITC tuvo un mayor porcentaje de degradación en la condición de luz 71.46%, como

la reacción resultó ser de orden cero, quiere decir que al menos en la matriz jugo de

caña la degradación no depende de la concentración inicial y su tiempo de vida media

resultó ser de 8.94min. Como se puede notar el MITC por sus características

fisicoquímicas vuelve a mostrar que se degrada muy rápido comparado con el resto de

las analitos en estudio. En jugo de caña la DMTU tuvo una reacción de segundo orden

para ambos casos: luz y oscuridad (Fig. A4.19). Como se muestra en la Tabla 32 la

velocidad de degradación de la DMTU depende de la concentración inicial del analito.

Tabla 32. Cinética de degradación de la DMTU en jugo de caña Condiciones experimentales Cinética de degradación Experimento

Fotólisis Co

(mg/L) % Degradación k2

(mg/Lmin) t1/2 (min) t1/2 (h)

1 Luz 60.59 0.0255 34.39 0.57 2 Oscuridad

1.14 10.78 0.0116 72.62 1.21


Se encontró entonces que, bajo el factor luz, el porcentaje de degradación es mayor

para DMTU siendo de 60.59% y un tiempo de vida media. La diferencia, como se puede

notar en todas las reacciones llevadas a cabo en jugo de caña, es que existe una mayor

concentración de reactivos en el medio de reacción, posiblemente k en esta situación

podría variar dependiendo de la superficie de contacto de los analitos con los solutos

que se encuentran en el jugo de caña.

Para la MTU ambas condiciones de luz y oscuridad (Fig. A4.20), las reacciones

resultaron ser de segundo orden como se muestra en la Tabla 33. La degradación de

MTU fue mayor en la condición de oscuridad que fue de 79.47% con una constante de

degradación de segundo orden y a partir de esta se encontró que el tiempo de vida

media bajo estas condiciones para la MTU es de 6.41min.


330

Tabla 33. Cinética de degradación de la MTU en jugo de caña Condiciones experimentales Cinética de degradación Experimento

Fotólisis Co

(mg/L) %

Degradaciónk2

(mg/Lmin) t1/2

(min)1 Luz 14.33 0.0266 65.952 Oscuridad

0.57 79.47 0.2733 6.41


En esta y reacciones anteriores respecto de la diferencia entre la velocidad de

degradación bajo los distintos factores también puede estar determinada por la energía

mínima para que dichas reacciones ocurran. Ésta es conocida como energía de

activación.

Por lo tanto, a pesar de que se trate del mismo reactivo las condiciones de reacción

pueden dar lugar a una reacción exotérmica o endotérmica y, así, dichas reacciones

pueden tener distintas energías de activación que afectarán en el tiempo del transcurso

de la degradación.

Las posibilidades entonces, de que el MS y sus subproductos de degradación se

encuentren presentes en los subproductos del jugo de caña (miel, cachaza, melaza,

etc.) se ven reducidas considerando que a nivel industrial las condiciones de trabajo

son más severas.


Con el propósito de analizar los factores que tuvieron mayor efecto en la degradación

de cada uno de los analitos estudiados (MS, MA, MITC, DMTU Y MTU), se realizó un

análisis de variaza o andeva (ANOVA), se tomaron como principales fuentes de

variación: fotólisis, pH y tiempo. Se indicó que son significativamente diferentes de cero

al 95% de nivel de confianza.


331

En el caso del MS los siguientes factores tienen un aporte significativo sobre la

degradación como se muestra en la Tabla 34.

Tabla 34. Análisis de varianza de la degradación de MS en agua

Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor pModelo 6 1386.63 231.106 36.43 0.000 Lineal 3 1146.68 382.225 60.25 0.000 Fotólisis 1 0.67 0.670 0.11 0.748 pH 1 547.96 547.960 86.38 0.000 Tiempo 1 598.05 598.046 94.27 0.000 Interacción de 2 factores 3 330.27 110.092 17.35 0.000 Fotólisis*pH 1 0.87 0.866 0.14 0.714 Fotólisis*Tiempo 1 0.27 0.273 0.04 0.837 pH*Tiempo 1 329.14 329.136 51.88 0.000 Error 29 183.97 6.344

De acuerdo con el valor “p” fijado se puede observar que pH y tiempo tienen un valor

menor a 0.05 y por lo tanto se rechaza la hipótesis nula de que dichos factores no

tienen efecto en la degradación del MS, así como la interacción entre ellos y por lo tanto

son los que influyen mayormente en la degradación del analito. El efecto del pH tiene

relevancia pues como se mencionó anteriormente para el caso del MS, de esto

depende la formación y proporción de los principales productos de degradación que se

obtendrán, además como se pudo observar en la experimentación, el tiempo de vida

media en condiciones ácidas fue más rápido, lo que indica que en estas condiciones el

MS y su reacción de degradación tiene una energía de activación menor y por lo tanto

rápidamente se formarán productos como el MITC, MA y disulfuro de carbono.

Para el caso de la degradación en jugo de caña (Tabla 35) como se trataba de la

muestra problema, no se le modificó el pH y en este caso los factores evaluados fueron

el efecto de la presencia o ausencia de luz y el tiempo. De acuerdo con esta tabla, el

efecto del factor tiempo (p=0.025) demuestra que la hipótesis nula se rechaza al

obtenerse que dicho factor si influye en la degradación del MS en la matriz de jugo de

caña.

El análisis de varianza para la MA se presenta en la Tabla 36, de acuerdo con el diseño

experimental en la matriz agua aplicado a cada uno de los analitos estudiados.


332

Tabla 35. Análisis de varianza de la degradación de MS en jugo de caña

Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor pModelo 3 4119.17 1373.06 2.62 0.123 Lineal 2 4118.49 2059.25 3.93 0.065 Fotólisis 1 128.88 128.88 0.25 0.633 Tiempo 1 3989.61 3989.61 7.62 0.025 Interacción de 2 factores 1 0.68 0.68 0.00 0.972 Fotólisis*Tiempo 1 0.68 0.68 0.00 0.972 Error 8 4189.15 523.64 Total 11 8308.32

Tabla 36. Análisis de varianza de la degradación de MA en agua

Fuente GL SC Ajust. MC Ajust. Valor F Valor pModelo 6 116.708 19.4513 4.90 0.001 Lineal 3 92.464 30.8213 7.77 0.001 Fotólisis 1 6.093 6.0932 1.54 0.225 pH 1 5.680 5.6804 1.43 0.241 Tiempo 1 80.690 80.6902 20.34 0.000 Interacción de 2 factores 3 17.100 5.7000 1.44 0.252 Fotólisis*pH 1 5.432 5.4322 1.37 0.251 Fotólisis*Tiempo 1 0.025 0.0252 0.01 0.937 pH*Tiempo 1 11.643 11.6427 2.93 0.097 Error 29 115.063 3.9677 Total 35 231.771

Aunque los resultados experimentales para la degradación de MA demuestran una

diferencia en cada una de las reacciones llevadas a cabo, el análisis estadístico

muestra que el factor tiempo es el que principalmente influye en la degradación de la

MA.

Esto puede ser por el estado físico de los reactivos ya que entre más homogéneos se

encuentren el tiempo de la reacción será menor y la concentración del reactivo tendrá

menos efecto porque al aumentar la concentración aumentan los choques entre las

moléculas y, por lo tanto, la velocidad y tiempo en que se lleva a cabo la reacción será

mayor. A continuación se muestra el análisis estadístico para la MA en la matriz jugo de

caña (Tabla 37), de acuerdo con el diseño experimental en la matriz problema los

factores que se evaluaron fueron fotólisis y tiempo. Al igual que la evaluación en la

matriz agua, en el jugo de caña el factor de mayor influencia para la degradación de MA

es el tiempo.


333

Tabla 37. Análisis de varianza de la degradación de MA en jugo de caña


En la Tabla 38 se presenta el análisis de varianza (ANOVA, en inglés) del MITC en la

matriz agua.

Tabla 38. Análisis de varianza de la degradación de MITC en agua


Para el MITC se obtuvo que los tres factores tienen una influencia significativa en la

degradación del mismo, por lo tanto se rechaza la hipótesis nula de que dichos factores

no son importantes en la degradación de MITC, así como la interacción de los factores

fotólisis*pH. Esto da información de que, sin importar el pH al que se encuentre en

disolución el analito, éste se va a degradar a sus subproductos como son la DMTU y

MTU. Aquí se observa la diferencia de los resultados obtenidos para la degradación de

este mismo analito en la matriz de jugo de caña que se muestran en la Tabla 39.

El efecto fotólisis y tiempo de manera individual tienen una influencia significativa en la

degradación de MITC, no así con la interacción de los mismos factores de acuerdo a lo


334

que se muestra en la tabla anterior ya que el valor de “p” es mayor que la probabilidad

de 0.05 establecida.

Tabla 39. Análisis de varianza de la degradación de MITC en jugo de caña


Para la DMTU el análisis estadístico de resultados obtenidos se muestran en la Tabla

40, donde se obtuvo que los factores fotólisis y pH tuvieron una influencia en su

degradación.

Tabla 40. Análisis de varianza de la degradación de DMTU en agua


Aunado a lo anterior, también la interacción de dichos factores fotólisis*pH tuvo

influencia, lo que quiere decir que ya sea bajo exposición o no a la luz de la DMTU, ésta

se puede degradar y el pH puede provocar un cambio de la energía cinética de las

moléculas lo que podría hacer alcanzar más rápidamente o no la energía de activación

que se ve reflejado en los resultados del tiempo de vida media la DMTU en la matriz

agua.


335

A diferencia del mismo analito estudiado en la matriz problema jugo de caña el factor

fotólisis y tiempo, así como su interacción fotólisis*tiempo tienen un efecto importante

en la degradación de la DMTU como se muestra en la Tabla 41.

Tabla 41. Análisis de varianza de la degradación de DMTU en jugo de caña


En análisis de varianza para la MTU se muestra en la Tabla 42.

Tabla 42. Análisis de varianza de la degradación de MTU en agua


De acuerdo con la tabla anterior se aceptaría la hipótesis nula de que los factores

fotólisis, pH y tiempo no influyen en la degradación de la MTU. Sin embargo, como se

obtuvo en la parte de resultados de la degradación de este analito, dichos factores si

provocaron la degradación del mismo, la diferencia es evidente a medida en que se

varía el pH de acuerdo con la Tabla 28. Por el contrario en la matriz jugo de caña los

factores fotólisis y tiempo se demuestra de acuerdo con la Tabla 43 que tienen una

influencia significativa para la degradación de MTU, sin embargo su interacción

Fotólisis*Tiempo no representa un factor de interés para la degradación del mismo.


336

Tabla 43. Análisis de varianza de la degradación de MTU en jugo de caña


Segunda Parte II-3: Capítulo 6.1. Conclusiones

337

Se cumplió con el objetivo general de la presente investigación de evaluar la velocidad

de fotodescomposición del MS y sus subproductos de degradación como fueron MA,

MITC, DMTU y MTU, bajo diferentes condiciones de pH, fotólisis y matriz acuosa (agua

y jugo de caña), considerando que las condiciones establecidas en el laboratorio

asemejan lo que ocurre a nivel industrial en la producción de azúcar.

Se logró obtener resultados de los objetivos particulares sobre conocer a profundidad la

técnica analítica de espectrofotometría y sus aplicaciones para la cuantificación de la

concentración de un analito, determinar la longitud máxima de absorción de MS, MA,

MITC, DMTU y MTU en la región del UV-Visible del espectro electromagnético mediante

la técnica analítica de espectrofotometría e identificar a los factores que contribuyen en

mayor proporción con la degradación de los mismos, determinar los parámetros de la

cinética química de los analitos estudiados en las matrices y condiciones estudiadas.

Para la hipótesis planteada por la que el factor luz, pH, matriz y tiempo no produce

efectos de degradación sobre el metam de sodio (MS) por lo que no se forman los

productos metilamina (MA), metilisotiocianato (MITC), metiltiourea (MTU) y

dimetiltiourea (DMTU), se tienen las siguientes conclusiones:

Se evaluó la degradación del metam de sodio bajo las condiciones de pH (4.5, 7

y sin modificar), fotólisis (luz y oscuridad), tiempo (0-12min) donde los factores de

mayor importancia fueron pH y tiempo en la matriz agua y el factor tiempo para la

matriz jugo de caña.

El factor de mayor importancia en la degradación de MA en la matriz agua y jugo

de caña fue el tiempo.

Para la MA el factor tiempo tiene la mayor influencia en la degradación de MA,

éste factor también tiene la misma consecuencia en la matriz jugo de caña.

En la degradación de MITC los tres factores pH, fotólisis y tiempo, así como la

interacción fotólisis*pH tienen mayor influencia en esta reacción en la matriz

agua, en la matriz jugo de caña los factores fotólisis y tiempo tienen influencia

significativa para la degradación de MITC.


338

En el caso de DMTU los factores fotólisis y pH son los de mayor influencia en la

degradación de ésta tiourea así como la interacción de los mismos factores para

la matriz agua, mientras que en la matriz jugo de caña fueron fotólisis y tiempo y

su interacción fotólisis*tiempo

La MTU no se obtuvo un factor de mayor influencia en su degradación en la

matriz agua, pero en la matriz jugo de caña los factores que tienen influencia

significativa sobre su degradación fueron fotólisis y tiempo

Se alcanzó el objetivo general, ya que la degradación del MS si se lleva a cabo

en las condiciones trabajadas en el laboratorio siendo esta de hasta 99.85% y ya

que las condiciones en los ingenios azucareros son más severas y drásticas, es

casi 100% que se alcance su total degradación así como la de sus subproductos

en condiciones reales

Se utilizó la metodología propuesta por Harris, D., 2003; para realizar la

identificación y cuantificación de MS, MA, MITC, DMTU y MTU en las muestras

de agua y jugo de caña, sin embargo se tuvieron que realizar modificaciones

principalmente en las concentraciones tomadas en cuenta para la elaboración de

las curvas de calibración

Las condiciones en las que menos se degrada el MS en la matriz agua es a pH 7

y condiciones de oscuridad siendo el porcentaje de degradación de 74.78%, para

MA a pH 4.5 y luz, MITC pH 4.5 y luz, DMTU pH 4.5 y luz, pero tomando en

cuenta como se mencionó anteriormente de que las condiciones de producción

en los ingenios azucareros son más severas y aunque la velocidad de

degradación haya sido menor, no se considera que el compuesto pueda persistir

durante todo el proceso de la elaboración de azúcar de caña

La degradación del MS y sus subproductos en el jugo de caña, puede dar lugar a

otras reacciones ya que pueden interaccionar con otros compuestos del jugo de

caña como lo son en su mayoría los carbohidratos, dando como posible

resultado reacciones de Maillard las cuales se ven favorecidas por el efecto del

aumento de la temperatura, para este estudio no se consideró la temperatura

como una de los factores de degradación, sin embargo deberá ser corroborado

en investigaciones posteriores


339

La metodología empleada además de cuantificar la presencia de MS, MA, MITC,

DMTU y MTU, es una herramienta para la determinación de la calidad del jugo

de caña y pudiera ser aplicada para realizar inspecciones que permitan asegurar

la inocuidad de los productos provenientes de los ingenios azucareros.

Con la información obtenida de la presente investigación se rechaza la hipótesis nula

(H0) la cual menciona que los factores de luz, pH, matriz y tiempo no influyen en la

degradación del MS y sus subproductos; bajo todas las posibles condiciones

establecidas en el diseño experimental se demostró que los factores planteados sí

influyen en la degradación del plaguicida.

Segunda Parte II-3: Capítulo 6.2. Recomendaciones

340

De acuerdo con la investigación realizada en este estudio se recomienda continuar con

los siguientes puntos.

Realizar una metodología para llevar a cabo el experimento pero mediante

alguna otra técnica analítica, lo que permita comparar si existe una diferencia en

los resultados de acuerdo al método empleado

Incluir el factor Temperatura en la metodología para poder analizar su

contribución en la degradación del plaguicida metam sodio (MS) y sus

subproductos de degradación (MA, MITC, DMTU y MTU)

Realizar las determinaciones de las propiedades fisicoquímicas de la

dimetitiourea (DMTU) y metiltiourea (MTU) ya que en la bibliografía consultada y

las hojas de seguridad proporcionadas por el proveedor hace falta reportar datos

que podrían ayudar a explicar o predecir mejor la reactividad de estos

compuestos.

Cuantificar la formación de los subproductos de la metilamina (MA) que no

fueron estudiados en este proyecto como nitrosaminas o melanoidinas en

función de la concentración de la MA en jugo de caña, con el fin de ampliar la

información sobre la posible presencia de dichos compuestos cancerígenos en

los subproductos del jugo de caña.

Segunda Parte II-3: Anexo I. Lavado de material de vidrio

341

Segunda Parte II-3: Anexo II. Espectros de absorción UV-Visible

342

Fig. A2.1. Barrido de 200 – 400nm MS

Fig. A2.2. Barrido de 200 – 300nm MS


343

Fig. A2.3. Barrido de 190 – 250nm MA

Fig. A2.4. Barrido de 190 – 210nm MA


344

Fig. A2.5. Barrido 190 – 300nm MITC

Fig. A2.6. Barrido 190 – 210nm MITC


345

Fig. A2.7. Barrido 200 – 300nm DMTU

Fig. A2.8. Barrido 190 – 210nm DMTU


346

Fig. A2.9. Barrido 190 – 300nm MTU

Fig. A2.10. Barrido 190 – 210nm MTU

Segunda Parte II-3. Anexo III. Curvas de calibración

347

Fig. A3.1. Curva de calibración MS en agua pH=4.5 y luz

Fig. A3.2. Curva de calibración MS en agua pH=4.5 y oscuridad

Fig. A3.3. Curva de calibración MA en agua

pH 4.5 y luz Fig. A3.4. Curva de calibración MA en agua

pH 4.5 y luz

Fig. A3.5. Curva de calibración MITC en

agua pH 4.5 y luz Fig. A3.6. Curva de calibración MITC en

agua pH 4.5 y oscuridad

Fig. A3.7. Curva de calibración DMTU en agua pH 4.5 y luz

Fig. A3.8. Curva de calibración DMTU en agua pH 4.5 y oscuridad


348

Fig. A3.9. Curva de calibración MTU en agua

pH 4.5 y luz Fig. A3.10. Curva de calibración MTU en

agua pH 4.5 y oscuridad

Fig. A3.11. Curva de calibración MS en agua pH=7 y luz

Fig. A3.12. Curva de calibración MS en agua pH=7 y oscuridad

Fig. A3.13. Curva de calibración MA en agua

pH 7 y luz Fig. A3.14. Curva de calibración MA en agua

pH 7 y oscuridad

Fig. A3.15. Curva de calibración MITC en agua pH 7 y luz

Fig. A3.16. Curva de calibración MITC en agua pH 7 y oscuridad


349

Fig. A3.17. Curva de calibración DMTU en

agua pH 7 y luz Fig. A3.18. Curva de calibración DMTU en

agua pH 7 y oscuridad

Fig. A3.19. Curva de calibración MTU en

agua pH 7 y luz Fig. A3.20. Curva de calibración MTU en

agua pH 7 y oscuridad

Fig. A3.21. Curva de calibración MS en agua

pH sin modificar y luz Fig. A3.22. Curva de calibración MS en agua

pH sin modificar y oscuridad

Fig. A3.23. Curva de calibración MA en agua pH sin modificar y luz

Fig. A3.24. Curva de calibración MA en agua pH sin modificar y oscuridad


350


agua pH sin modificar y luz Fig. A3.26. Curva de calibración MITC en

agua pH sin modificar y oscuridad


agua pH sin modificar y luz Fig. A3.28. Curva de calibración DMTU en


Fig. A3.29. Curva de calibración MTU en

agua pH sin modificar y luz Fig. A3.30. Curva de calibración MTU en


Fig. A3.31. Curva de calibración MS en jugo

de caña y luz Fig. A3.32. Curva de calibración MS en jugo

de caña y oscuridad


351

Fig. A3.33. Curva de calibración MA en jugo

de caña y luz Fig. A3.34. Curva de calibración MA en jugo

de caña y oscuridad


jugo de caña y luz Fig. A3.36. Curva de calibración MITC en

jugo de caña y oscuridad


jugo de caña y luz Fig. A3.38. Curva de calibración DMTU en

jugo de caña y oscuridad

Fig. A3.39. Curva de calibración MTU en jugo de caña y luz

Fig. A3.40. Curva de calibración MTU en jugo de caña y oscuridad

Segunda Parte II-3. Anexo IV. Curvas de fotodegradación

352

Fig. A4.1. Curvas de degradación MS pH 4.5

Fig. A4.2. Curvas de degradación MS pH 7

Fig. A4.3. Curvas de degradación MS pH sin modificar


353

Fig. A4.4. Curvas de degradación MS en jugo de caña

Fig. A4.5. Curvas de degradación MA pH 4.5

Fig. A4.6. Curvas de degradación MA pH 7


354

Fig. A4.7. Curvas de degradación MA pH sin modificar

Fig. A4.8. Curvas de degradación MA en jugo de caña

Fig. A4.9. Curvas de degradación MITC pH 4.5


355

Fig. A4.10. Curvas de degradación MITC pH 7

Fig. A4.11. Curvas de degradación MITC pH sin modificar

Fig. A4.12. Curvas de degradación MITC en jugo de caña


356

Fig. A4.13. Curvas de degradación DMTU pH 4.5

Fig. A4.14. Curvas de degradación DMTU pH 7

Fig. A4.15. Curvas de degradación DMTU pH sin modificar


357

Fig. A4.16. Curvas de degradación DMTU en jugo de caña

Fig. A4.17. Curvas de degradación MTU pH 4.5

Fig. A4.18. Curvas de degradación MTU pH 7


358

Fig. A4.19. Curvas de degradación MTU pH sin modificar

Fig. A4.20. Curvas de degradación MTU en jugo de caña

Segunda Parte II-3: Anexo V. Disposición controlada de los residuos producidos en la investigación

359

R1: Corresponde a los desechos orgánicos de la extracción de jugo de caña: la cáscara, el bagazo y demás materia orgánica.

R2: Corresponde al bagazo restante que se obtiene mediante el proceso de centrifugación.

R3: Corresponde a la mezcla de los puntos de las curvas de calibración y degradación de MS en jugo de caña y agua, hidróxido de amonio y ácido fosfórico.

R4: Corresponde a la mezcla de los puntos de las curvas de calibración y degradación de MA en jugo de caña y agua, hidróxido de amonio y ácido fosfórico.

R5: Corresponde a la mezcla de los puntos de las curvas de calibración y degradación de MITC en jugo de caña y agua, hidróxido de amonio y ácido fosfórico.

R6: Corresponde a la mezcla de los puntos de las curvas de calibración y degradación de DMTU en jugo de caña y agua, hidróxido de amonio y ácido fosfórico.

Segunda Parte II-3: Anexo V. Disposición controlada de los residuos producidos en la investigación

360

R7: Corresponde a la mezcla de los puntos de las curvas de calibración y degradación de MTU en jugo de caña y agua, hidróxido de amonio y ácido fosfórico.

RESIDUO TRATAMIENTO R1 Se desecha con los residuos orgánicos enviados a la Unidad de Gestión

Ambiental, UGA, de la Facultad de Química R2 Se desecha con los residuos orgánicos enviados a la Unidad de Gestión

Ambiental, UGA, de la Facultad de Química R3 R4 R5 R6 R7

Se coloca en envase de plástico, es etiquetado con la información correspondiente a su concentración, características físicas y químicas de acuerdo. Se entregan a la Unidad de Gestión Ambiental, UGA, de la Facultad de Química.


361

Anónimo. 2016. [Documento en línea]. Masa y peso. Dirección electrónica (última

consulta el 11 de noviembre de 2016):

http://www.profesorenlinea.com.mx/fisica/masaypeso.htm

Bonilla-Vidal, F. 2013. Efecto de algunos factores de proceso sobre la degradación de

la metilamina, uno de los subproductos del ditiocarbamato de sodio utilizado


azucareros mediante cromatografía de líquidos de alta resolución (CLAR). Tesis

profesional de Química de Alimentos. Facultad de Química, UNAM. México D.F.

Calahorro, C. V. 1995. Química general. Introducción a la química teórica. Vol. 55.

Universidad de Salamanca. Pp. 274-276. Salamanca, España.

Calero, L. M., Gil, N., Daza, Z. T., Socarrás, J., Peredo, S., Barrientos, D., Erazo, V.

2009. Factores que inciden en las pérdidas indeterminadas del proceso de

elaboración del azúcar. En Memorias del VIII Congreso Colombiano de la

Asociación de Técnicos de la Caña de Azúcar. Pp. 664-679. Bogotá, Colombia.

Cárdenas, E. 1990. Historia económica de México. Fondo de Cultura Económica. P.

120. Ciudad de México, México.

Churchill, K. y Lowell, K. 1979. Effects of ametryn [2-(ethylamino)-4-(isopropylamino)-6-

(methylthio)-s-triazine] on nitrate reductase activity and nitrite content of wheat

(Triticum aestivum L.). Pesticide Biochemistry and Physiology, 12(2), 156-162.

CICOPLAFEST. 2004. Comisión Intersecretarial para el Control del Proceso y Uso de

los Plaguicidas, Fertilizantes y Sustancias Tóxicas. Catálogo de plaguicidas,

SAGARPA. Ciudad de México, México.

CONADESUCA. 2016. [Documento en línea]. Producción mundial de azúcar de caña.

Dirección electrónica (última consulta el 15 de julio de 2016):

http://www.conadesuca.gob.mx/politica%20comercial/balances/Balances%20mun

diales%202do%20Trimestre%202016.pdf

Cremlyn, R. J. 1991. Agrochemicals, preparation and mode of action. Editorial John

Wiley & Sons, pp. 164-167. N.Y., EEUU.


362

Crespo, H. 1988. Historia del azúcar en México. Centro Fondo de Cultura Económica

S.A. de C.V. Págs. 11-12, 27. Ciudad de México, México.

Cuddihy, J.A., Porro, M.E., Rauh, J.S. 1998. [Documento en línea]. The presence of

total polysaccharides in sugar production and methods of reducing their negative

effects. Midland Research Laboratories, Inc. Dirección electrónica (última

consulta el 28 de julio de 2016):

http://www.midlandresearchlabsinc.com/doclib/polysach.pdf

Cuervo, M. R. A., Ángel, L., Durán, V. J. A., Argote, V.F.E. 2010. Isolation and

microbiological control of Leuconostoc mesenteroides, in sugar refinery to

optimize the performance of sugar and ethanol. Biotecnología en el Sector

Agropecuario y Agroindustrial, 8(2), 31-40.

FIRA. 2009. Competitividad de la Industria del Azúcar en México. Dirección electrónica

(última consulta el 28 de julio de 2016):

http://www.fira.gob.mx/InfEspDtoXML/TemasUsuario.jsp

Franck, M., Kolar, V., Eremin, S. A. 1995. Enzyme immunoassays for s-triazine

herbicides and their application in environmental and food analysis. Analytica

Chimica Acta, 311(3), 349-356.

Giacomazzi, S., Cochet, N. 2004. Environmental impact of diuron transformation: a

review. Chemosphere, 56(11), 1021-1032.

Harris, D.C. 2003. Análisis químico cuantitativo. 6°Edición. Editorial Reverté, S.A. de

C.V. Barcelona. Págs. 407-425, 499-581.

Hernández, H., Hernández, F. J. 2013. La caña de azúcar en su contexto histórico.

Fondo de Cultura Económica. Ciudad de México, México.

Herrera, F. 2002. Portal del futuro. Senado de la República. P. 170. México D.F.

Herrero, R. 2014. [Documento en línea]. Diario electrónico “Triple enlace”. La química

de los ingenios azucareros. Dirección electrónica (última consulta el 28 de julio

de 2016): http://triplenlace.com/2014/03/01/la-quimica-de-un-ingenio-azucarero/

Hocking, A. D., Pitt, J. I. 1997. Fungi and food spoilage. Blackie Academic &

Professional. Pp. 36, 467 y 502. Londres, Reino Unido.

ICMSF. 1998. Microbial ecology of food commodities. Blackie Academic & Professional.

Vol. 6. P. 418. Londres, Reino Unido.


363

IMSA. 1991. [Documento en línea]. Proceso de obtención de azúcar de caña. Dirección

electrónica (última consulta el 21 de julio de 2016):

http://imsa.com.gt/sitio/proceso_azucar.pdf

INAZUCAR. 2004. [Documento en línea]. Obtención de azúcar. Dirección electrónica

(última consulta el 15 de julio de 2016):

http://www.inazucar.gov.do/obtension_azucar.htm

Kaneko, C., Sugimoto, A., Tanaka, S. 1974. A facile one-step synthesis of cis-2-

cyclopentene-and cis-2-cyclohexene-1, 4-diols from the corresponding

cyclodienes. Synthesis, 1974(12), 876-877.

Koketsu, M., Kobayashi, C., Ishihara, H. 2003. Synthesis of N-aryl S-

alkylthiocarbamates. Heteroatom Chemistry, 14(4), 374-378.

Koohpaei, A. R., Shahtaheri, S. J., Ganjali, M. R., Forushani, A. R., Golbabaei, F. 2009.

Optimization of solid-phase extraction using developed modern sorbent for trace

determination of ametryn in environmental matrices. Journal of Hazardous

Materials, 170(2), 1247-1255.

Kotz, J. C., Treichel, P. M., Harman, P. A. 2003. Chemistry and chemical reactivity.

Thomson Learning. Pp. 499-582. California, EE.UU.

Kumar, D., Kum, S., Gowri, S., Chandra, N., Bala, S., 2011. Determination of aliphatic

amines by gas chromatography-mass spectrometry after insyringe derivation with

pentafluorobenzoyl chloride. Journal of Chromatography A. Pp. 5683-5687.

Bophal, India.

Laider, K.J., Meiser, J.H. 2007. Fisicoquímica. Grupo Editorial Patria. Pp. 603-623.

Massachusetts, EE.UU.

LAINCO. 2010. [Documento en línea]. Lainco, S.A. de C.V. Dirección electrónica (última

consulta el 28 de julio de 2016):

http://www.lainco.es/files/pdf/9132%20LAISOL.pdf

Lam, W. W., Kim, J. H., Sparks, S. E., Quistad, G. B., Casida, J. E. 1993. Metabolism in

rats and mice of the soil fumigants metham, methyl isothiocyanate, and dazomet.

Journal of Agricultural and Food Chemistry, 41(9), 1497-1502.

Larrahondo, J. E. 1995. Calidad de la caña de azúcar. El cultivo de la caña en la zona

azucarera de Colombia. Eds. Cassalett, C. Pp. 337-354. Bogotá, Colombia.


364

Leistra, M., Crum, S. J. H. 1990. Emission of methyl isothiocyanate to the air after

application of metham-sodium to greenhouse soil. Water, Air, and Soil Pollution,

50(1-2), 109-121.

Lloret, S. M., Legua, C. M., Falco, P. C. 2002. Preconcentration and dansylation of

aliphatic amines using C 18 solid-phase packings: Application to the screening

analysis in environmental water samples. Journal of Chromatography A, 978(1),

59-69.

Matthiessen, J. N., Kirkegaard, J. A. 2006. Biofumigation and enhanced biodegradation:

opportunity and challenge in soilborne pest and disease management. Critical

Reviews in Plant Sciences, 25(3), 235-265.

Maturana, S. 1970. El azúcar, problema de México. Centro de investigaciones Agrarias.

P. 37. Ciudad de México, México.

Medina, C. 2004. Epilepsia, aspectos clínicos y psicosociales. Editorial Médica

Panamericana. P.131. Ciudad de México, México.

Melville, R., Melville, R. 1979. Crecimiento y rebelión: el desarrollo económico de las

haciendas azucareras en Morelos, 1880-1910. Ed. Nueva Imagen. P. 19. Ciudad

de México, México.

Menéndez, F. V. M. 2004. Estudio de la degradación de p-clorofenol en agua con

reactivo de Fenton empleando un sistema fotocatalítico. Tesis Maestría en

Ingeniería (Ambiental). Facultad de Ingeniería, Universidad Nacional Autónoma

de México. Ciudad de México, México.

Mertschenk, B., Beck, F., Bauer, W. 1995. Thiourea and thiourea derivatives. Ullmann's

Encyclopedia of Industrial Chemistry. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA.

Weinheim, Alemania.

MINSA. 2009. [Documento en línea]. Norma sanitaria aplicable a los “azúcares” y

jarabes destinados al consumo humano (prepublicada mediante rmn 684-

2005/MINSA el 14 de septiembre de 2005); Dirección General de Salud

Ambiental “DIGESA”. Lima, Perú. Dirección electrónica (última consulta el 24 de

agosto de 2016):

http://www.minsa.gob.pe/portal/p2005/documentos/digesa/NormaSanitariaAJDC

H.pdf


365

Mora, A. 1994. Estudio de la microflora contaminante de los jugos de caña durante la

etapa de la molienda. Tesis profesional de Biología. Universidad del Valle. Cali,

Colombia.

Nollet, L. M. L. 1996. Handbook of food analysis. V. 1. Physical characterization and

nutrient analysis. V. 2. Residues and other food component analysis. Food

science and technology Ed. Marcel Dekker Inc. Pp. 1483-1485. Nueva York,

EE.UU.

Okay, O. S., Gaines, A. 1996. Toxicity of 2,4-D acid to phytoplankton. Water Research,

30(3), 688-696.

OMS. 1982. FAO/OMS. Food and Agriculture Organization of the United

Nations/Organización Mundial de la Salud. Residuos de plaguicidas en los

alimentos. Estudio FAO: Producción y Protección Vegetal Nº 37. Informe de la

Reunión Conjunta 1981 del Cuadro de Expertos de la FAO en Residuos de

Plaguicidas y el Medio Ambiente y el Grupo de Expertos de la OMS en Residuos

de Plaguicidas. Roma, Italia.

Parmeggiani, L. 1989. Enciclopedia de salud y seguridad en el trabajo: Volumen 1 AE,

Volumen 2 FO, Volumen 3 PZ. Ministerio de Trabajo y Seguridad Social. P.1078.

Madrid, España.

Pino, F.; Pérez, D. 1983. Aplicaciones de la espectrofotometría UV-visible a los

métodos cinéticos de análisis. En Análisis de elementos traza por

espectofotometría de absorción molecular UV-visible. Pino, F., ed. Publicaciones

de la Universidad de Sevilla y Monte de Piedad y Caja de Ahorros de Córdoba.

Pp. 297-299. Córdoba, España.

Praxair, 2008. [Documento en línea]. Ficha de datos de seguridad. Dirección electrónica

(última consulta el 20 de agosto de 2016):

http://www.praxair.com/eu/es/fseg_vig.nsf/AllContent/C125704B0032C2B2C1257

0CD00610088/%$File/082.pdf

PubChem. 2014. [Documento en línea]. PubChem compound. Dirección electrónica

(última consulta el 20 de agosto de 2016):

http://pubchem.ncbi,.nlm.nih.gov/summary/summary.cgi?cid=6329


366

Reynoso-J., I. 2006. [Documento en línea]. El azúcar en América Latina y el Caribe.

México. Senado de la República. Dirección electrónica (última consulta el 9 de

julio de 2016)

http://www.academia.edu/1123109/Hacienda_y_azucar_en_Morelos_examen_de

_investigaciones_y_debates_Irving_Reynoso_Jaime.com

Rokich, D. P., Harma, J., Turner, S. R., Sadler, R. J., Tan, B. H. 2009. Fluazifop-p-butyl

herbicide: Implications for germination, emergence and growth of Australian plant

species. Biological conservation, 142(4), 850-869.

SAGARPA. 2009. [Documento en línea] Proyecciones para el Sector Agropecuario en

México. Dirección electrónica (última consulta el 28 de julio de 2016):

http://www.sagarpa.gob.mx/agronegocios/Documents/EBespa%F1ol300909.pdf

SAGARPA. 2012. [Documento en línea]. Importancia de la agroindustria de la caña de

azúcar. Dirección electrónica (última consulta el 15 de julio de

2016):http://www.sagarpa.gob.mx/agricultura/Documents/Cultivos%20Agroindustr

iales/Impactos%20Ca%C3%B1a.pdf

Sandoval, F. B. 1951. La industria del azúcar en Nueva España. Fondo de Cultura

Económica. Ciudad de México, México.

Sano, D. 2010. Analysis of US-Mexico sugar trade: Impacts of the North American Free

Trade Agreement (NAFTA) and projections for the future. Universal-Publishers.

Boca Raton, Florida.

Sarikaya, R., Selvi, M. 2005. Investigation of acute toxicity of (2,4-dichlorophenoxy)

acetic acid (2,4-D) herbicide on larvae and adult Nile tilapia (Oreochromis

niloticus L.). Environmental Toxicology and Pharmacology, 20(2), 264-268.

SE. 2012. Análisis de la Situación Económica, Tecnológica y de Política Comercial del

Sector Edulcorantes en México. Secretaría de Economía, Poder Ejecutivo

Federal. México.

SIAP. 2014. [Documento en línea]. Producción de caña de azúcar en 2014. Dirección

electrónica (última consulta el 29 de julio de 2015):

http://www.siap.gob.mx/cierre-de-la-produccion-agricola-por-estado/

Sigma-Aldrich. 2014a. [Documento en línea]. Ficha de datos de seguridad N-

Methylthiourea. Dirección electrónica (última consulta el 22 de agosto de


367

2016):http://www.sigmaaldrich.com/MSDS/MSDS/PleaseWaitMSDSPage.do?lan

guage=&country=MX&brand=ALDRICH&productNumber=M84607&PageToGoTo

URL=http%3A%2F%2Fwww.sigmaaldrich.com%2Fcatalog%2Fsearch%3Fterm%

3DNMethylthiourea%26interface%3DProduct%2520Name%26N%3D0%2B%26m

ode%3Dmode%2520matchpartialmax%26lang%3Des%26region%3DMX%26foc

us%3DproductN%3D0%2520220003048%2520219853286%2520219853196

Sigma-Aldrich. 2014b. [Documento en línea]. Ficha de datos de seguridad N,N’-

Dimethylthiourea. Dirección electrónica (última consulta el 22 de agosto de

2016):http://www.sigmaaldrich.com/MSDS/MSDS/DisplayMSDSPage.do?country

=MX&language=es&productNumber=D188700&brand=ALDRICH&PageToGoTo

URL=http%3A%2F%2Fwww.sigmaaldrich.com%2Fcatalog%2Fsearch%3Fterm%

3Ddimethylthiourea%26interface%3DAll%26N%3D0%26mode%3Dmatch%2520

partialmax%26lang%3Des%26region%3DMX%26focus%3Dproduct

Sigma-Aldrich, 2016a. [Documento en línea]. Ficha de datos de seguridad Metil

isotiocianato. Dirección electrónica (última consulta el 22 de agosto de

2016):http://www.sigmaaldrich.com/MSDS/MSDS/DisplayMSDSPage.do?country

=MX&language=es&productNumber=N12382&brand=SUPELCO&PageToGoToU

RL=http%3A%2F%2Fwww.sigmaaldrich.com%2Fcatalog%2Fsearch%3Fterm%3

Dmetam%2Bsodium%26interface%3DAll%26N%3D0%26mode%3Dmatch%2520

partialmax%26lang%3Des%26region%3DMX%26focus%3Dproduct

Sigma-Aldrich. 2016b. [Documento en línea]. Ficha de datos de seguridad Metam sodio.

Dirección electrónica (última consulta el 4 de noviembre de 2016):

http://www.sigmaaldrich.com/MSDS/MSDS/PleaseWaitMSDSPage.do?language

=&country=MX&brand=SIAL&productNumber=45570&PageToGoToURL=http%3

A%2F%2Fwww.sigmaaldrich.com%2Fcatalog%2Fsearch%3Fterm%3DMetam%2

Bsodium%26interface%3DProduct%2520Name%26N%3D0%2B%26mode%3Dm

ode%2520matchpartialmax%26lang%3Des%26region%3DMX%26focus%3Dpro

ductN%3D0%2520220003048%2520219853286%2520219853196

Silliker, J. H., Chairman, R. P A. Bryan, J.H.B. Christian, D.S., Clark, J. C., Olson, Jr.

T.A. 1980. Ecología microbiana de los alimentos. 2. Productos alimenticios. Elliott

(Editorial Coordinator). Zaragoza, España.


368

Singh, D. K., Sanghi, S. K., Gowri, S., Chandra, N., Sanghi, S. B. 2011. Determination of

aliphatic amines by gas chromatography–mass spectrometry after in-syringe

derivatization with pentafluorobenzoyl chloride. Journal of Chromatography A,

1218(33), 5683-5687.

Smelt, J. H., Crum, S. J. H., Teunissen, W. 1989. Accelerated transformation of the

fumigant methyl isothiocyanate in soil after repeated application of metham-

sodium. Journal of Environmental Science & Health Part B, 24(5), 437-455.

Speck, M. L. 1992. Compendium of methods for the microbiological examination of

foods. APHA Technical Committee on Microbiological Methods for Foods. Pp.

250, 487, 541 y 546. Washington D.C., EE.UU.

Statgraphics, 2011. [Documento en línea]. ANOVA multifactorial. Dirección electrónica

(última consulta el 15 de noviembre de 2016):

http://www.statgraphics.net/wpcontent/uploads/2011/12/tutoriales/ANOVA%20Mu

ltifactorial.pdf

STPS. 1999. NOM-010-STPS-1999. Condiciones de seguridad e higiene en los centros

de trabajo donde se manejen, transporten, procesen o almacenen sustancias

químicas capaces de generar contaminación en el medio ambiente laboral. Diario

Oficial de la Federación. Secretaría del Trabajo y Previsión social. Poder

Ejecutivo Federal. Ciudad de México, México.

Turner, N. J., Corden, M. E. 1963. Decomposition of sodium N-methyldithiocarbamate in

soil. Phytopathology, 53(12), 1388-1394.

Unión Europea. 2009. [Documento en línea]. Base de datos de pesticidas. Dirección

electrónica (última consulta el 24 de agosto de 2016):

http://ec.europa.eu/sanco_pesticides/public/index.cfm?event=substance.resultat&

s=1

USDA. 2013. Sugar and Sweeteners Outlook. Economic Research Service, USDA. Pp.

10 y 11. Washington, D.C., EE.UU.

Van den Berg, F. 1993. Measured and computed concentrations of methyl

isothiocyanate in the air around fumigated fields. Atmospheric Environment. Part

A. General Topics, 27(1), 63-71.


369

Van den Berg, F., Smelt, J. H., Boesten, J., Teunissen, W. 1999. Volatilization of methyl

isothiocyanate from soil after application of metam-sodium with two techniques.

Journal of Environmental Quality, 28(3), 918-928.

van der Werf, H. M., Zimmer, C. 1998. An indicator of pesticide environmental impact

based on a fuzzy expert system. Chemosphere, 36(10), 2225-2249.

Varona-Uribe, M., Groot-de-Restrepo, H., Torres-Rey, C.H., Patiño, R.I. 2006.

Determinación de la exposición al glifosato y otros plaguicidas y evaluación del

daño en el ADN en trabajadores que laboran en cultivos de caña de azúcar en el

Valle del Cauca. Medicina. Revista MEDICINA, 28(1), 72-78.

Vasudevan, D. M., Sreekumari, S., Vaidyanathan, K. 2010. Textbook of biochemistry for

medical students. Jaypee Brothers Publishers. P. 241. Philadelphia, EE.UU.

Verma, K. 1999. Determination of ammonia and aliphatic amines in environmental

aqueous samples utilizing pre-column derivatization to their phenylthioureas and

high performance liquid chromatography. Analyst, 124(7), 1017-1021.

Vilanova, E., Sogorb, M. A. 2004. Técnicas analíticas de contaminantes químicos:

aplicaciones toxicológicas, medioambientales y alimentarias. Ediciones Díaz de

Santos. Pp. 77-79. Ciudad de México, México.

Villa, M. D. 2008. Efectos de microbiocidas y antagonistas microbianos sobre

microorganismos causales del deterioro poscosecha de caña y su impacto en las

pérdidas de sacarosa en el ingenio. Tesis de Maestría en Tecnología Avanzada.

Instituto Politécnico Nacional. P. 93. Tlaxcala, México.

Wales, P. 2002. Department of Pesticide Regulation of California. Evaluation of methyl

isothiocyanate as a toxic air contaminant. California Environmental Protection

Agency. Sacramento, California, EE.UU.

Wales, P.C. 2000. Evaluation of methyl isothiocyanate as a toxic air contaminant.

California Environmental Protection Agency. Sacramento, California, EE.UU.

Zafranet. 2016. [Documento en línea]. Precios del azúcar, análisis de mercados,

energía, etanol, zafra. Dirección electrónica (última consulta el 24 de agosto de

2016): https://www.zafranet.com/


370

Zheng, W., Yates, S. R., Papiernik, S. K., Guo, M. 2004. Effect of combined application

of methyl isothiocyanate and chloropicrin on their transformation. Journal of

Environmental Quality, 33(6), 2157-2164.

371

Segunda Parte

II-IV

METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN DEL

SUBPRODUCTO DEL METAM SODIO:

DISULFURO DE CARBONO (CS2) EN INGENIOS

AZUCAREROS


372

Pág.

SEGUNDA PARTE 371

II-4 METODOLOGÍA PARA LA DETERMINACIÓN DEL SUBPRODUCTO DEL

METAM SODIO: DISULFURO DE CARBONO (CS2) EN INGENIOS AZUCAREROS

Resumen 374

1. Problemática 375

1.1. Planteamiento 375

1.2. Objetivos 376

1.3. Hipótesis 376

2. Marco teórico 377

2.1. La caña 377

2.2. Glúcidos (“Azúcares”) y no glúcidos (“No azúcares”)8

377

2.3. Proceso de la elaboración del azúcar: Microflora inicial 378

2.4. Biocidas utilizados en la industria azucarera 379

2.5. Justificación 380

3. Metodología 381

3.1. Esquema de bloques 381

3.2. Materiales 381

3.2.1. Equipo 381

3.2.2. Reactivos utilizados 382

3.3. Procedimiento 383

3.4. Análisis estadístico 386

8 El uso de la palabra azúcares ha llevado a múltiples confusiones entre la población no experta en química ya que

asocian esta palabra con el azúcar. Hay incluso libros que la emplean por glúcidos o hidratos de carbono. Por

ello, es importante emplear el término glúcidos que involucra a cualquier compuesto formado por carbono,

hidrógeno y oxígeno, incluída el azúcar, pero también monoglúcidos y di‐ y poliglúcidos (en vez de sacáridos,

también derivada del nombre científico del azúcar, sacarosa), como la glucosa (o dextrosa), la fructosa (o

levulosa), la maltosa, la lactosa, la galactosa, etc., etc.


373

4. Resultados y discusión 387

4.1. Identificación y cuantificación del CS2 por CG-EM 387

4.2. Tiempo de retención del CS2 387

4.3. Límites de detección 388

4.4. Curvas de calibración 389

4.5. Precisión 390

5. Conclusiones y recomendaciones 392

5.1. Conclusiones 392

5.2. Recomendaciones 393

Anexos 394

Anexo I. Disulfuro o bisulfuro de carbono 394

Anexo II. Proceso de elaboración del azúcar 398

Anexo III. Estructura del metam-sodio 405

Anexo IV. Disposición controlada de los residuos producidos en la investigación

Bibliografía 409


374

El N-Metil ditiocarbamato de sodio (metam-sodio, MS) es un biocida que se agrega de

forma continua durante la extracción de jugo de caña, para la eliminación del

microorganismo Leuconstoc mesenteriodes. Como el jugo obtenido durante la molienda

tiene un pH ligeramente ácido, el mecanismo de degradación del MS puede dar como

resultado el disulfuro de carbono, compuesto de gran relevancia ambiental y que figura

en la lista de substancias peligrosas de la OMS (Hazardous Substance List) y está

reglamentada por la OSHA estadounidense (Occupational Safety & Health

Administration). También está considerado en la lista de substancias extremadamente

peligrosas para la salud (Special Health Hazard Substance List). Por lo anterior, resulta

de considerable interés su estudio, identificación y cuantificación durante las primeras

operaciones unitarias en un ingenio azucarero para conocer su grado de

descomposición y confirmar que no se encuentra presente en los subproductos del

azúcar (mieles finales). El objetivo de esta fase de la investigación fue la de

implementar una metodología analítica para determinar y cuantificar el CS2 por

cromatografía de gases-espectrometría de masas (CG-EM), mediante un equipo marca

Fissons MD800. La columna empleada fue de 5% fenil-metilsiloxano (DB-5), la

temperatura inicial en el horno fue de 50°C y se aumentó a 160°C a 10°C min-1 y el

tiempo total de la corrida fue de 4 minutos. El tiempo de retención (tr) fue de 1.2 minutos

en las matrices de metanol y de jugo de caña. Para la cuantificación, las curvas de

calibración presentaron coeficientes de correlación de 0.9985 y 0.9359 en metanol y

jugo de caña, respectivamente. Puede concluirse, por tanto, que se podrá cuantificar

este compuesto y tomar las medidas de seguridad adecuadas en los centros de trabajo.

Un ejemplo: Actualmente, el personal que aplica el MS si se convirtiera a CS2 quedaría

directamente expuesto al sulfuro vía dérmica, por inhalación, por ingestión y por vía

ocular pudiendo provocar un riesgo para su salud. El siguiente paso sería hacer un

seguimiento real en planta sobre los productos intermedios después de la aplicación del

N-Metil ditiocarbamato de sodio (MS) y corroborar si hay formación de estos

subproductos intermedios antes de su mineralización.

Palabras clave: Ditiocarbamato de sodio, Leuconostoc mesenteroides, disulfuro de carbono, cromatografía de gases-espectrometría de masas


375

1. Problemática

1.1. Planteamiento

La caña de azúcar es uno de los cultivos más eficientes desde el punto de vista

fotosintético. Este cultivo es capaz de fijar entre el 2-3% de la radiación solar, con una

acumulación promedio de 30% de materia seca, de los cuales 15% corresponde en

promedio a fibra (materia insoluble) y 15% a los sólidos totales solubles. Una hectárea

de caña de azúcar puede producir 100 toneladas de caña por año, la cual es más del

doble de la producción agrícola de otros cultivos. A principios del siglo XX la producción

mundial de azúcar, de todas las fuentes, alcanzaron niveles de 12 millones de

toneladas y un consumo per cápita de 8 kg. Hacia el 2000, la producción se incrementó

diez veces con un consumo per cápita de glúcidos (mal llamados azúcares) tres veces

mayor, debido a la aparición de nuevos edulcorantes en el mercado (Almazan et al.,

2001). Uno de los inconvenientes en la industria azucarera en general, es la inversión

de la sacarosa en el jugo de caña que va desde el momento de su extracción en los

molinos hasta que llega a la sala de cocimiento. El jugo extraído ofrece un medio ideal

para la propagación de microorganismos que causan destrucción de sacarosa. En

estudios realizados sobre estas pérdidas reporta que pueden alcanzar hasta el 1.0% de

la sacarosa en el jugo. El jugo de la caña no tratado químicamente al pasar por las

canaletas y cañerías durante la recirculación, entra en contacto directo con una gran

cantidad de microorganismos que están adheridos a las superficies del metal. Además,

los lodos o fangos que se acumulan en los molinos constituyen la fuente más

importante de contaminación microbiana y con ello la producción de invertasa,

ocasionando el desdoblamiento de la sacarosa. A pesar de que se realice una limpieza

frecuente en molinos, las pérdidas por inversión de sacarosa se mantienen debido a la

multiplicación continua de microorganismos. Por ello, el efecto perjudicial de la

presencia de las dextranas comienza desde el momento en que estas se forman, ya

que la presencia de 0.05% de dextranas en el azúcar crudo para su formación consume

0.2 kg/t de azúcar o 0.02 kg/t de caña procesada. Por tanto, el empleo de biocidas


376

como el metam de sodio para solucionar dicho problema en los ingenios azucareros es

una práctica importante. Debido a estas consideraciones, la presente investigación se

dedica a identificar y cuantificar uno de los principales productos de degradación (CS2)

del biocida más utilizado en la industria azucarera (metam de sodio).

1.2. Objetivo

Evaluar el comportamiento del disulfuro de carbono (CS2), uno de los principales

productos de degradación del biocida metam-sodio que se forma en las primeras

operaciones unitarias en un ingenio azucarero, mediante cromatografía de gases-

espectrometría de masas (CG-EM).

1.3. Hipótesis

1.3.1. Nula Ho= La aplicación del biocidas metam sodio no produce el compuesto de

degradación CS2

1.3.2. Alternativa Ha= La aplicación del biocidas metam sodio produce el compuesto

de degradación CS2


377

2. Marco teórico

2.1. La caña

La caña de azúcar (Saccharum officinarum L.) es una gramínea tropical, un pasto

gigante emparentado con el sorgo y el maíz en cuyo tallo se forma y acumula un jugo

rico en sacarosa, compuesto que al ser extraído y cristalizado en el ingenio forma el

azúcar. La sacarosa es sintetizada por la caña gracias a la energía tomada del sol

durante la fotosíntesis (Perafan, 2009).

2.2. Glúcidos (“Azúcares”) y no glúcidos (“No azúcares”)9

La sacarosa en el jugo y la celulosa en la fibra son los dos principales constituyentes

químicos de la caña de azúcar. Cada uno de ellos está compuesto por glúcidos simples.

Los glúcidos simples, glucosa (dextrosa) y fructosa (levulosa), se encuentran sin formar

cadenas en la caña de azúcar, por lo general, en cantidades menores que la sacarosa.

La producción de sacarosa a partir del jugo de caña de azúcar se basa en la capacidad

que tiene la sacarosa de cristalizar a partir de un jarabe espeso, mientras que la

glucosa y la fructosa permanecen disueltas (Chen, 1991).

La sacarosa se encuentra en muchos vegetales disuelta en la savia; pero no todos en

cantidad suficiente para su obtención industrial. La caña de azúcar es la principal fuente

de producción y, por su orden de importancia, pueden ser como sigue: caña,

remolacha, sorgo y maíz (Herrero y Silva, 1997).

9 El uso de la palabra azúcares ha llevado a múltiples confusiones entre la población no experta en química ya que

asocian esta palabra con el azúcar. Hay incluso libros que la emplean por glúcidos o hidratos de carbono. Por ello,

es importante emplear el término glúcidos que involucra a cualquier compuesto formado por carbono, hidrógeno y

oxígeno, incluída el azúcar, pero también monoglúcidos y di‐ y poliglúcidos (en vez de sacáridos, también derivada

del nombre científico del azúcar, sacarosa), como la glucosa (o dextrosa), la fructosa (o levulosa), la maltosa, la

lactosa, la galactosa, etc., etc.


378

La sacarosa tiene la fórmula empírica C12H22O11 (masa molecular 342.30 g/mol). Se ha

determinado que su estructura y configuración estereoquímica son las de D-

Glucopiranosil - (1→2) - beta-D-Fructofuranósido (Spencer, 1967). La sacarosa es

un disacárido formado por la unión de una molécula del monosacárido glucosa

(dextrosa) con una del monosacárido fructosa (levulosa) a través de los carbonos 1 y 2

y con la pérdida de una molécula de agua (Charley, 1997).

2.3. Proceso de elaboración de azúcar: Microflora inicial

Los organismos presentes en la caña de azúcar proceden del suelo y de las estructuras

vegetales en putrefacción. La rizosfera (suelo en interacción con la raíz) contiene una

amplia gama de organismos, si bien no se sabe si la rizosfera de la caña de azúcar esté

asociada de manera constante con microorganismos específicos. En un estudio

(Mayeux y Colmer, 1960) se encontró un elevado número de Enterobacter (105/g) en el

suelo próximo a la caña y en menor cuantía a medida que aumenta la distancia desde

el tallo.

Aunque no de forma constante, Leuconostoc mesenteroides también puede

encontrarse en la rizosfera en un número superior a 5 x 103 / g. Con el tiempo húmedo y

caluroso el jugo que exuda la caña de azúcar al ser cortada pueden contener un

elevado número de microorganismos, aproximadamente 109 bacterias y 106 levaduras y

mohos por gramo (Mayeux y Colmer, 1960).

La infestación de la caña por el insecto Diatraea saccharalis, conocido como “borer” y el

ataque de roedores favorecen la contaminación microbiana de la gramínea en el campo

(Mayeux y Colmer, 1960; Silliker et al., 1980).

Por otra parte las dextranas no son compuestos propios de la caña y el contenido de

estos poliglúcidos en la caña es muy bajo o casi cero. Su formación ocurre por la acción

de la enzima dextrana“sacarasa” de microorganismos contaminantes que se alojan en

la savia de la planta o la atacan posteriormente al ser dañada su corteza (Mayeux y

Colmer, 1960; Silliker et al., 1980).


379

2.4. Biocidas utilizados en la industria azucarera

El método de control empleado habitualmente en la industria contra los

microorganismos y en especial de las bacterias acidolácticas como Leuconostoc sp es

el uso de agentes químicos. Sin embargo, la industria alimentaria o aquella industria

que elabora productos de consumo humano se ve en dificultad para el control de

microorganismos, dado que estos agentes pueden ser tóxicos al humano o acarrear

graves consecuencias al ambiente (Kochergin, 2002). Existen productos que se han

utilizado o que se recomiendan para su uso en desinfección y/o sanitización de la caña

de azúcar. Uno de los más empleados es el Metil-ditiocarbamato de sodio (metam-

sodio).

El ditiocarbamato de sodio es ampliamente utilizado en la industria azucarera durante la

extracción del jugo de caña debido a su acción inhibitoria de Leuconostoc

mesenteroides, principal responsable de la formación de dextranas. Los plaguicidas

ditiocarbamatos son compuestos derivados del ácido carbámico que poseen una ligera

actividad anticolinesterásica y presentan una gran capacidad para la captación de

metales e interacción con radicales sulfhidrilo. El metam-sodio se conoce por una

variedad de sinónimos incluyendo: metam, metam-sodio y carbation.

En soluciones ácidas (Fig. 1), se produce una descomposición no oxidativa que

inicialmente produce la mitad de MIT que se forma en la descomposición oxidativa, pero

además se produce sulfuro de sodio, metilamina y disulfuro de carbono que es el

compuesto de interés de esta investigación.

Fig. 1. Degradación de metam-sodio en solución ácida (LAINCO, 2010)


380

2.5. Justificación

En un medio ácido (pH <5), el metam-sodio se hidroliza, dando como resultado

metilamina (CH3NH2) y disulfuro de carbono (CS2), como se mencionó arriba (Wales,

2002).

El jugo obtenido durante la molienda tiene un pH ligeramente ácido de 5.2 y ya que el

biocida es agregado de forma continua durante la extracción, el mecanismo de

degradación del ditiocarbamato de sodio dará como resultado el disulfuro de carbono.

Este compuesto es de gran relevancia ya que figura en la lista de substancias

peligrosas (Hazardous Substance List) debido a que está reglamentada por la OSHA

(Occupational Safety & Health Administration) estadounidense y también está

considerada en la lista de substancias extremadamente peligrosas para la salud

(Special Health Hazard Substance List) ya que es inflamable.

Por lo anterior resulta de considerable interés su estudio, identificación y cuantificación

durante las primeras operaciones unitarias en un ingenio azucarero para ver si se

descompone después y ya no queda en los primeros subproductos del azúcar (mieles

finales).

En los Anexos 1 a 3 se complementa el marco teórico.


381

3. Metodología

3.1. Diagrama de bloques

En la Fig. 2 se presenta el esquema de bloques utilizado para el desarrollo experimental

de la investigación.

Fig. 2. Diagrama de boques de la metodología

3.2. Materiales

3.2.1. Equipo

El equipo y condiciones usadas para el estudio, identificación y cuantificación durante

las primeras operaciones unitarias en un ingenio azucarero del disulfuro de carbono son


382

las siguientes: Cromatógrafo de gases-espectrómetro de masas Marca FISSONS

intruments Modelo GC8060MSCB11. Detector de espectrometría de masas Marca

FISSONS intruments. Software de control y procesamiento de datos Finnigan MassLab

1.4 MD Family GC-MS data system. Columna capilar de 5% difenil, 95% dimetil

polisiloxano (15m x 0.25mm x 0.25µm de espesor) ZB-5. Baño maría Marca Büchi 461.

Jeringa Hamilton Capacidad de 0-10 μL Hamilton 81065, 1710RNR SYR (22S/2”/3),

REVD, Lot#449139, 8/10/11. Micropipetas Transferpette de volumen variable de 10-100

μL y de 100-1000 μL. Equipo de filtración Millipore Glass 47 mm Filter Holder

XX1004700, Teflon®-faced Glass 47 mm Filter Holder XX1004720, Stainless Screen

Glass 47 mm Filter Holder XX1004730. Membrana de filtración Titan 47 mm, Material:

Nylon, tamaño de poro de 0.20 μm. Kit de viales de vidrio con tapa de silicón de 8 mm y

capacidad de 2, 5, 10, 20 mL. Frascos de vidrio Duran de 400 mL y 200 mL de

capacidad. Agitador Marca Vortex- Genie 2. Horno Felisa Modelo F-293D Temperatura

(0-250°C).

3.2.2. Reactivos utilizados

Los reactivos utilizados para la preparación de las soluciones empleadas durante la

investigación fueron: Agua de alta pureza grado cromatográfico (J.T Baker: Agua de

alta pureza y estéril) para la preparación de reactivos analíticos, para emplearse en

equipos de alta precisión (HPLC, Absorción atómica, UV), como blanco en análisis de

agua, para calibrar instrumentos de alta precisión, análisis del agua, resistencia

eléctrica 18 MΩ en SiO2 < 3 ppb, TOC < 50 ppb, Na 1 ppb, Cl ppm, longitud de onda

220 nm < 0.001. Metanol (J.T Baker): CH3OH (by GC, Corrected for Water) 99.97%,

Ultraviolet Absorbance (1.00 cm cell vs. water) 400-254 nm (0.003), 225 nm (0.110), UV

“cut-off”, nm 204.5, gradient elution test (a·v) 254 nm (0.001) (Fluorescence trace

impurities, in ppb measured as quinine base: at 450 nm emission 0.05 at emission

maximum of impurities 0.07), acetona 0.001%, residuo después de la evaporación 0.5

ppm, ácido titulable (μeq/g) 0.30, bases titulables (μeq/g) 0.04, agua (por KF “coulomb-

métrico”) 0.02%. Disulfuro de carbono 99.9% Marca Sigma Aldrich CS2 CHROMASOLV

for HPLC ≥99.9% CAS 75-15-0; CS2 76.14; fp -30°C(-22°F), bp 46°C, mp-117-117°C, d

1.26 Water <=0.030% , Evapn residue <0.0005% US Flamable. Toxic. Ácido clorhídrico


383

36.5-38%, pureza 36.6-38%, FW 36.46. Grado reactivo CAS No 7647-01-0; Water

7732-18.5 J.T Baker NEUTRASORB or TEAM. (Recomendados: Neutralizadores de

ácido bajos en Na+ para posibles derrames). Rev 021810. Cloruro estannoso

dihidratado Marca J.T Baker Cristales. Pureza 101.0% PM 225 646. Dietanolamina2,2´-

Iminodiethanol, Bis(2-hidroxyethyl)amine CAS: 111-42-2 , C4H11NO2, 105.14, mp 28°C

(lit), bp 217°C/150mmHg (lit), fp 138°C closed cup, d: 1.097g <0.98atm (100°C) assay

≥98.0% Air sensitive. Safety datasheet is available for R&D use only. Gas helio

cromatográfico Pureza 99.998% Marca Infra S.A. de C.V. Gas aire comprimido

extraseco UN 1002 Marca Infra S.A. de C.V.

3.3. Procedimiento

Para llevar a cabo la determinación y cuantificación se estableció el siguiente

procedimiento:

A. El material de vidrio que se utilizó (Frascos Duran, viales con sus respectivas tapas

y equipo de filtración), se sometió a un lavado específico con jabón Dextran al 15%. Se

enjuagaron con agua desionizada y se sumergieron en una solución de HNO3 al 10%

durante 24 horas. Posteriormente, se retiró el material de vidrio de la solución ácida y

se procedió a enjuagar con agua desionizada. El material fue secado en estufa Felisa a

120°C durante 1 hora, al finalizar esta operación se cubrió la boca de los viales y

frascos con papel aluminio y se almacenó para su posterior uso.

B. Las soluciones de trabajo según Royer et al. (2001): Ácido clorhídrico/cloruro

estannoso: Pesar 36 g de cristales de SnCl2.2H2O y disolver en 640 mL de HCl, para

posteriormente aforar a 1 L con agua grado HPLC. Guardar en una botella de vidrio

color ámbar para evitar la degradación por la luz, además de ser almacenadas a 4ºC y

etiquetadas con fecha de preparación. Dietanolamina al 10%: medir 55 mL de

dietanolamina, adicionar 445 mL de agua HPLC para llegar a un volumen de aforo de

500 mL. Guardar en una botella de vidrio color ámbar para evitar la degradación por la

luz, además de ser almacenadas a 4ºC y etiquetadas con fecha de preparación.

Solución stock de CS2: es preparada a partir del estándar. Se midieron 15.8 μL


384

estándar completando un volumen de 250 mL con metanol HPLC. La concentración

obtenida es de 100 mg L-1, las cuales fueron colocadas en un vial color ámbar para

evitar la degradación por la luz, además de ser almacenadas a 4ºC. Nota: Tanto el

metanol como el agua ultra pura deben ser filtradas antes de usarse mediante un

equipo de filtración al vacío Millipore, utilizando una membrana Titan 47 mm de

Nylon previamente acondicionada, cuyo tamaño de poro es de 0.20 μm.

C. Condiciones de operación del CG-EM. El compuesto se determina por

cromatografía de gases-espectrometría de masas (CG-EM), usando el modo de ion

selectivo (Fig. 3). La temperatura inicial en el horno es de 50°C durante un minuto y se

aumenta a 70°C a una tasa de cambio de 10°C min-1. El tiempo total de la corrida es de

3 minutos. Las condiciones cromatógraficas que se emplearon fueron las propuestas

por Royer et al. (2001), solamente se modificó la rampa de temperatura del horno

(Tabla 1).

Fig. 3. Cromatógrafo de gases acoplado a un espectrófotometro de masas


385

Tabla 1. Condiciones cromatográficas experimentales

mm: Milímetros; μm: Micrómetros; mL: Mililitros; μL: Microlitros

D. Preparación de la muestra para evaluar el CS2: Agregar en un vial de vidrio 1800 µL

de jugo de caña ó solución estándar, 3300 µL de la solución de dietanolamina al 10% y

4900 µL de la solución de HCl/SnCl2. Tapar inmediatamente y agitar en el Vortex

durante 15 segundos. Tener listo el baño maría (temperatura de 85°C), la muestra es

colocada en este durante 60 minutos, transcurrido el tiempo, tomar con la jeringa

Hamilton 1 µL del espacio de cabeza (Head Spice) del vial e inyectar en el

cromatógrafos de gases. El cromatograma y el espectro del CS2 obtenidos serán

analizados.

E. Tiempo de retención (tR ). Al tener las condiciones cromatográficas adecuadas, se

procedió a la determinación del tiempo de retención (tR ) del estándar. Para ello fue

necesario inyectar mediante una jeringa de vidrio Hamilton de capacidad de 10 μL un

volumen de 1 μL tanto el metanol como del jugo de caña para determinar los tiempos

de elusión, así como, posibles interferencias. El pico fue identificado, así como su

tiempo de retención, para confirmar dicho resultado es necesario inyectar la solución a

diferentes concentraciones.

F. Límites de detección Para determinar la concentración mínima detectable del CS2

se inyectó a una concentración inicial de 1 mg L-1 y, paulatinamente, se fue

Especificaciones

Inyector T = 200˚C Columna Columna capilar de 5% difenil, 95%

dimetil polisiloxano (15m x 0.25 mm x 0.25 µm de espesor) ZB-5

T inicial 50˚C aumenta 10˚C/min hasta 70˚CGas acarredor He Velocidad de flujo 4.0 mL/minuto Volumen de inyección 1 μL Detector Espectrometría de masas


386

disminuyendo hasta que el área bajo la curva fuera tres veces más grande que el ruido

de fondo.

Precisión: La evolución de la precisión del sistema se realizó mediante la inyección por

triplicado de una concentración del compuesto de 0.1 mg L-1.

G. Curvas de calibración: Se realizaron dos curvas de calibración, en metanol y en

jugo de caña, donde se inyectaron seis diferentes concentraciones del estándar. Estas

concentraciones fueron consecutivas y hechas a partir de la solución de 100 mg L-1. El

grupo de concentraciones inyectadas para las dos matrices fueron de 0.03, 0.05, 0.1,

0.2, 0.5 y 1 mg L-1. Cada una se inyectó por triplicado y la concentración del punto

medio (0.1 mg L-1), se inyectó cinco veces esto para observar la reproducibilidad de

cada inyección.

H. Cuantificación del CS2: La cuantificación de las muestras reales es mediante las

ecuaciones de la recta obtenidas de cada una de las curvas de calibración del punto G.


Los datos experimentales fueron analizados para corroborar precisión, exactitud y

confiabilidad así como posibles diferencias significativas entre ellos (95%) usando los

procedimientos estandarizados internacionalmente.


387


4.1. Identificación y cuantificación del CS2 por CG-EM

Como se mencionó, existen diferentes metodologías para la identificación y

cuantificación del CS2. Las condiciones cromatográficas que se tomaron como

referencia para este proyecto fueron las propuestas por Royer et al. (2001). Como las

condiciones analíticas existentes en los laboratorios donde se realizó esta investigación

eran diferentes, se modificaron para poder analizar el CS2 con la instrumentación

disponible. En la Tabla 2 se presentan las condiciones bajo las cuales se llevó a cabo

esta investigación, tomando en cuenta las propiedades físico-químicas del CS2 (Anexo

1). Algunas de estas son la masa molecular, polaridad, solubilidad, así como la

densidad y reactividad química.

4.2. Tiempo de retención del CS2

En esta investigación se logró identificar al compuesto en estudio, así como determinar

su tiempo de retención (tr), que fue de 1.2 minutos en metanol y jugo de caña. En las

Figs. 4 y 5 se presentan los cromatogramas del compuesto en metanol y jugo de caña,

respectivamente, así como el espectro del compuesto de interés en la Fig. 6.

Fig. 4. Disulfuro de carbono en metanol tr = 1.282: Columna DB-5 (5% fenil-metilsiloxano) de 30 m x 0.25 mm i.d; 0.25 m. Gas acarreador helio (He 4 mL/min); Gas auxiliar aire; Temperatura del inyector: 200°C; Rampa de temperatura en el horno: 50°C, aumenta a una velocidad de 10°C/min a 70°C. El tiempo total de la corrida es de 3 min


388

Fig. 5. Disulfuro de carbono en jugo de caña tr = 1.277: Columna DB-5 (5% fenil-metilsiloxano) de 30 m x 0.25 mm i.d; 0.25 m. Gas acarreador helio (He 4 mL/min); Gas auxiliar aire; Temperatura del inyector: 200°C; Rampa de temperatura en el horno: 50°C, aumenta a una velocidad de 10°C/min a 70°C. El tiempo total de la corrida es de 3 min

Fig. 6. Espectro de masas del disulfuro de carbono: Columna DB-5 (5% fenil-metilsiloxano) de 30 m x 0.25 mm i.d; 0.25 m. Gas acarreador helio (He 4 mL/min); Gas auxiliar aire; Temperatura del inyector: 200°C; Rampa de temperatura en el horno: 50°C, aumenta a una velocidad de 10°C/min a 70°C. El tiempo total de la corrida es de 3 min

4.3. Límites de detección

El límite de detección obtenido en el CG-EM es de 0.05 mg L-1 en metanol y 0.03 mg L-1

en jugo de caña, por lo cual esta metodología puede mejorarse mediante las


389

modificaciones de la rampa de temperatura, para obtener límites de detección más

bajos.


Como se mencionó en el punto anterior, para realizar la cuantificación se deben realizar

dos curvas de calibración del CS2 en metanol y jugo de caña (Figs. 7 y 8). Los valores

se presentan en la Tabla 2, tanto para la pendiente (m), como para la ordenada al

origen (b) y el coeficiente de correlación lineal (R2). En la continuación del trabajo

(siguiente proyecto), se obtendrán las curvas de calibración en metanol y jugo de caña

a diferentes temperaturas y se probarán jugos del ingenio azucarero reales (Anexo 2).

-4000000

-2000000

0

2000000

4000000

6000000

8000000

10000000

12000000

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Área

baj

o la

cur

va

Concentración mg/L

Fig. 7. Curva de calibración en MeOH

Tabla 2. Coeficientes de las curvas de calibración en metanol y jugo de caña

Pendiente Ordenada al origen Coeficiente de correlacióny=mx+b→ Matriz↓ (m) (b) (R2)

Metanol 6960717±3335389 347967±2161579 0.9985 Jugo de caña 21191474.8±16931526 -2133289.0±9624571 0.9354

y: Área bajo la curva; x: Concentración; m: Pendiente; b: Ordenada al origen; R2: Coeficiente de correlación; nd: no determinada


390

-20000000

-10000000

0

10000000

20000000

30000000

40000000

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2

Áre

a ba

jo la

cur

va

Concentración mg/L

Fig. 8. Curva de calibración en jugo de caña

4.5. Precisión

En la Tabla 3 se presentan los valores de la media (X), desviación estándar (S) y

coeficiente de variación (CV), obtenidos de las áreas del pico correspondientes a la

concentración de cada curva de calibración; el cual corresponde al punto medio de la

curva. Los coeficientes de variación están entre 0.19 y 0.023, los cuales son adecuados

para la identificación de compuestos en concentraciones traza.

Tabla 3. Valores de media, desviación estándar y coeficiente de variación del punto medio de cada curva de calibración

media Desviación estándar Coeficiente de variación

(X) (S) (CV)

Matriz

Metanol 3691927,5

222.0367 0.1967

Jugo de caña 1892283 3.18 0.023

X: Media; S: Desviación estándar; CV: Coeficiente de variación; nd: no determinada


391

Los resultados obtenidos hasta el momento permitirán continuar con el seguimiento del

compuesto bajo condiciones reales de operación en un ingenio azucarero tanto de pH

como de temperatura, ya que son los dos factores que influyen más en el biocida

metam-sodio y formación de sus productos de degradación en este caso en CS2.


392


5.1. Conclusiones

De acuerdo con el objetivo de esta fase de la investigación que era el de evaluar el

comportamiento del disulfuro de carbono (CS2), uno de los principales productos de

degradación del biocida metam-sodio que se forma en las primeras operaciones

unitarias en un ingenio azucarero, mediante cromatografía de gases-espectrometría de

masas (CG-EM) a continuación se presentan las conclusiones.

1) Con base en la revisión bibliográfica realizada, la metodología propuesta por Royer

et al. (2001) pudo emplearse complementándola y, finalmente, adaptándola a las

condiciones del equipo utilizado. Con esto se pudo lograr obtener las mejores

condiciones para trabajar en esta investigación, a pesar de que es necesario

optimizar el método para disminuir los límites de detección del compuesto de

interés

2) Se determinaron los tiempos de retención del compuesto en las dos diferentes

matrices siendo para ambos el mismo, tr = 1.2 minutos

3) En cuanto a las curvas de calibración se obtuvieron los siguientes coeficientes de

correlación y coeficientes de variación, respectivamente: para la curva de

calibración en metanol fueron de 0.9985 y 0.1090, en jugo de caña de 0.9354 y

0.023, respectivamente, los cuales se consideran adecuados para las

concentraciones a las cuales se están trabajando

4) Además del compuesto adicionado como control se identificó en una muestra real

bajo las mismas condiciones del estándar que, por naturaleza, la caña de azúcar

contiene dicho compuesto y será necesaria su cuantificación para que no interfiera

con el CS2 que se genera por la adición de ditiocarbamato.


393

5) El objetivo de esta primera fase de la investigación se logró alcanzar como se

había planteado por lo que, para el desarrollo del proyecto global, que constituye la

determinación y seguimiento del metam-sodio y sus posibles derivados en el jugo

de caña que se extrae en el proceso de elaboración de azúcar se podrá emplear en

los propios ingenios azucareros o en laboratorios autorizados para garantizar la

inocuidad del azúcar y las mieles finales.


Con base a la revisión bibliográfica realizada, es necesario continuar con la

investigación concerniente a este subproducto ya que es muy tóxico y es importante

asegurarse de que se decompone completamente en las primeras etapas del proceso

de producción de azúcar a partir de la caña en condiciones reales.

Segunda Parte II-4: Anexos. Anexo I

394

Disulfuro o bisulfuro de carbono

ICSC: 0022 Octubre 2000

CAS: 75-15-0 Bisulfuro de carbono RTECS: FF6650000 Sulfuro de carbono NU: 1131 CS2 CE Índice Anexo I: 006-003-00-3 Masa molecular: 76.1 CE / EINECS: 200-843-6 TIPO DE PELIGRO / EXPOSICIÓN

PELIGROS AGUDOS / SÍNTOMAS

PREVENCIÓN PRIMEROS AUXILIOS / LUCHA CONTRA INCENDIOS

INCENDIO Altamente inflamable. Muchas reacciones pueden producir incendio o explosión. En caso de incendio se desprenden humos (gases) tóxicos e irritantes

Evitar las llamas, NO producir chispas y NO fumar. NO poner en contacto con superficies calientes

Polvo, agua pulverizada, espuma, dióxido de carbono

EXPLOSIÓN Las mezclas vapor/aire son explosivas

Sistema cerrado, ventilación, equipo eléctrico y de alumbrado a prueba de explosión. Evitar la generación de cargas electrostáticas (por ejemplo, mediante conexión a aire). NO utilizar aire comprimido para llenar, vaciar o manipular. NO exponer a fricción o choque

En caso de incendio: mantener fríos los bidones y demás instalaciones rociando con agua

EXPOSICIÓN ¡HIGIENE ESTRICTA! ¡EVITAR LA EXPOSICION DE MUJERES (EMBARAZADAS)!

¡CONSULTAR AL MEDICO EN TODOS LOS CASOS!


395

TIPO DE PELIGRO / EXPOSICIÓN

PELIGROS AGUDOS / SÍNTOMAS

PREVENCIÓN PRIMEROS AUXILIOS / LUCHA CONTRA INCENDIOS

Inhalación Vértigo, dolor de cabeza, nauseas, jadeo, vómitos, debilidad, irritabilidad y alucinación

Ventilación, extracción localizada o protección respiratoria

Aire limpio, reposo Proporcionar asistencia médica

Piel

¡PUEDE ABSORBERSE! Piel seca, enrojecimiento, (Para mayor información, véase inhalación)

Guantes de protección Traje de protección

Aclarar con agua abundante, después quitar la ropa contaminada y aclarar de nuevo. Proporcionar asistencia médica

Ojos Enrojecimiento, dolor

Gafas ajustadas de seguridad, pantalla facial o protección ocular combinada con la protección respiratoria

Enjuagar con agua abundante durante varios minutos (quitar los lentes de contacto si puede hacerse con facilidad), después proporcionar asistencia médica

Ingestión (Para mayor información, véase inhalación)

No comer, ni beber, ni fumar durante el trabajo

No dar nada a beber. Proporcionar asistencia médica

DERRAMES Y FUGAS ENVASADO Y ETIQUETADO Evacuar la zona de peligro. Consultar a un experto. Eliminar toda fuente de ignición, absorber el líquido residual en arena o absorbente inerte y trasladarlo a un lugar seguro. NO verterlo al alcantarillado. (Protección personal adicional: traje de protección completa incluyendo equipo autónomo de respiración)

Hermético. Envase irrompible; colocar el envase frágil dentro de un recipiente irrompible cerrado. No transportar con alimentos y piensos Clasificación UE Símbolo: F, T R: 11-36/38-48/23-62-63 S: (1/2-)16-33-36/37-45 Clasificación NU Clasificación de Peligros NU: 3 Riesgos Subsidiarios de las NU: 6.1 Grupo de Envasado NU: I

RESPUESTA DE EMERGENCIA ALMACENAMIENTO Ficha de emergencia de transporte (Transport Emergency Card): TEC (R)-30S1131 Código NFPA: H 3; F 4; R 0

A prueba de incendio. Separado de oxidantes, alimentos y piensos Mantener en lugar fresco. Almacenar en un área sin acceso a desagües o alcantarillas


396

DATOS IMPORTANTES ESTADO FÍSICO; ASPECTO Líquido incoloro, de olor característico PELIGROS FÍSICOS El vapor es más denso que el aire y puede extenderse a ras del suelo; posible ignición en punto distante. Como resultado del flujo, agitación, etc., se pueden generar cargas electrostáticas PELIGROS QUÍMICOS Puede descomponerse con explosión por choque, fricción o sacudida. Puede explotar por calentamiento intenso. La sustancia puede incendiarse espontáneamente en contacto con el aire y con superficies calientes, produciendo humos tóxicos de dióxido de azufre (ver FISQ 0074). Reacciona violentamente con oxidantes, originando peligro de incendio y explosión. Ataca algunas formas de plástico, caucho y recubrimientos LÍMITES DE EXPOSICIÓN TLV: 10 ppm; (piel) Cambio en estudio; BEI establecido (ACGIH 2004). MAK: 5 ppm; 16 mg/m³; H (absorción dérmica); Categoría de limitación de pico: II(2); Riesgo para el embarazo: grupo B (DFG, 2007)

VÍAS DE EXPOSICIÓN La sustancia se puede absorber por inhalación a través de la piel y por ingestión RIESGO DE INHALACIÓN Por evaporación de esta sustancia a 20°C se puede alcanzar muy rápidamente una concentración nociva en el aire EFECTOS DE EXPOSICIÓN DE CORTA DURACIÓN La sustancia irrita los ojos la piel y el tracto respiratorio. La ingestión del líquido puede dar lugar a la aspiración del mismo por los pulmones y la consiguiente neumonitis química. La sustancia puede causar efectos en sistema nervioso central. La exposición podría causar disminución del estado de alerta. La exposición entre 200 y 500 ppm podría causar la muerte EFECTOS DE EXPOSICIÓN PROLONGADA O REPETIDA El contacto prolongado o repetido con la piel puede producir dermatitis. La sustancia puede afectar al sistema cardiovascular y al sistema nervioso, dando lugar a enfermedades coronarias y severos efectos neurocomportamentales, polineuritis, psicosis. La experimentación animal muestra que esta sustancia posiblemente cause efectos tóxicos en la reproducción humana

PROPIEDADES FÍSICAS Punto de ebullición: 46°C Punto de fusión: -111°C Densidad relativa (agua = 1): 1.26 Solubilidad en agua, g/100 mL a 20°C: 0.2 Presión de vapor, kPa a 25°C: 48 Densidad relativa de vapor (aire = 1): 2.63

Punto de inflamación: -30°C c.c. Temperatura de autoignición: 90°C Límites de explosividad, % en volumen en el aire: 1-50 Coeficiente de reparto octanol/agua como log Pow: 1.84

DATOS AMBIENTALES La sustancia es tóxica para los organismos acuáticos


397

NOTAS Está indicado examen médico periódico dependiendo del grado de exposición. Esta ficha ha sido parcialmente actualizada en octubre de 2004: ver límites de exposición, respuesta de emergencia

INFORMACIÓN ADICIONAL Límites de exposición profesional (INSHT, 2012): VLA-ED: 5 ppm; 15 mg/m3 Notas: Agente químico que tiene establecido un valor límite indicativo por la UE; vía dérmica; alterador endocrino VLB: 1.5 mg/g creatinina en orina de ácido 2-Tiotiazolidín-4-carboxílico (TTCA) NOTA LEGAL Esta ficha contiene la opinión colectiva del Comité Internacional de Expertos del IPCS y es independiente de requisitos legales. Su posible uso no es responsabilidad de la CE, el IPCS, sus representantes o el INSHT, autor de la versión española

© IPCS, CE 2005 Preparada en el Contexto de Cooperación entre el IPCS y la Comisión Europea © CE, IPCS, 2005 IPCS International Programme on Chemical Safety

Segunda Parte II-4: Anexo II

398

Proceso de elaboración del azúcar

En la Figura A-2.1 se muestra la caña de azúcar “quemada”, producto de la zafra.

Fig. A-2.1. Caña de azúcar

En la Figura A-2.2 se presenta el mecanismo de formación de la sacarosa.

Fig. A.2.2. Formación de la sacarosa (Charley, 1997)10

10 Charley, H. (1997). Tecnología de Alimentos Procesos Químicos y Físicos en la Preparación de

Alimentos. LIMUSA. México D.F. México


399

A continuación se desglosa el proceso completo de obtención de azúcar a partir de

caña de azúcar. Las referencias se encuentran listadas al final de esta sección.

A-2.1. Labores de campo, cosecha y corte

El proceso productivo se inicia con la adecuación del campo (etapa previa de siembra

de la caña). La cosecha empieza cuando los tallos dejan de desarrollarse, las hojas se

marchitan y se caen y la corteza se vuelve quebradiza. Esto ocurre aproximadamente

11 ó 16 meses después de la siembra. Posteriormente se lleva a cabo:

A-2.2. Quema

La operación de quema se realiza para eliminar las hojas que son muy cortantes y

dañan a los cortadores ahuyentando la fauna nociva (víboras de cascabel, entre otros

animales) y aumentar la temperatura del tallo de 55 hasta 85°C. Estas temperaturas no

destruyen aparentemente las bacterias sensibles al calor (microorganismos termófilos),

ya que, estos se pueden encontrar tras la operación de quemado. El microorganismo

Leuconostoc mesenteroides ha sido detectado en las cañas aproximadamente con la

misma frecuencia antes y después del quemado además, observándose el rápido

aumento del nivel de dextranas en casi diez veces desde las 12 a las 48 horas, hasta

alcanzar las 3200 ppm. Cuando el leuconostoc y otras bacterias formadoras de ácido se

desarrollan en la caña de azúcar recolectada, esta se vuelve ácida. Se produce el

llamado “azúcar” invertido (glucosa+fructosa, que reduce la eficiencia de obtención de

sacarosa), ácido láctico, ácido acético y con frecuencia dextranas (Silliker et al., 1980).

A-2.3. Corte

El corte se puede realizar manual o mecánicamente. Durante este paso Leuconostoc

mesenteroides es la bacteria láctica que fundamentalmente agrede a la caña. El nivel

de exposición del tejido interno de la caña se incrementa con el corte mecanizado, el

trozado o por la quema, lo cual provoca la inactivación de las enzimas fenol-oxidasas

de acción protectora o bactericida en la planta. En caña cortada sin trozar, el contenido

de dextranas no excedió las 250 ppm en el jugo, mientras que la caña trozada exhibió

mayor velocidad de formación de dextranas, debido a la mayor área de tallos expuestos


400

y, por lo tanto, mayor grado de infección bacteriana. Por otro lado, se reportó que en la

caña trozada, después de dos horas de acopiada, se observó la infección masiva con

Leuconostoc y otras bacterias, hasta a 15 cm (seis pulgadas) de distancia de los

extremos. Posteriormente las cañas son transportadas al ingenio azucarero Lo ideal es

que este tiempo no sea mayor de 36 horas para evitar pérdidas de sacarosa (Chang et

al., 2012).

A-2.4. Molienda

Al llegar la caña al ingenio azucarero, pasa a los desfibradores, aparatos que se

emplean para completar la preparación y la desintegración de la caña y facilitar así la

extracción del jugo de la caña (Hugot, 1963). El jugo mixto es un medio ideal para el

desarrollo de muchos microorganismos (se llama jugo mixto o mezclado a la suma del

jugo extraído por prensado y el extraido por imbibición con agua caliente proveniente de

los evaporadores donde se concentra el jugo). Además, tiene un grado Brix (porcentaje

de sacarosa P/V o equivalente en sólidos solubles) de 10 a18, un pH de 5.0 a 5.6,

abundante sales orgánicas e inorgánicas, aminoácidos y otros nutrientes y una

temperatura media entre 25 a 30°C. El recuento de bacterias del jugo procedente del

primer rodillo es de 105 a 107 / mL para la caña normal y aproximadamente de 108 / mL

para la caña ácida (Silliker et al., 1980). Las condiciones de operación de los molinos y

la calidad de la caña contribuyen a las pérdidas de sacarosa que pueden ocurrir por

inversión ácida, inversión enzimática e infección microbiana. La inversión ácida

comprende la inversión química de la sacarosa en glucosa y fructosa. Ocurre en

condiciones ácidas; la tasa de inversión se incrementa con pH bajos y altos niveles de

temperatura, mientras que la destrucción enzimática resulta por la acción

principalmente de la invertasa, que actúa como un catalizador para promover la

inversión de la sacarosa. La invertasa puede estar presente en la caña de azúcar

naturalmente o ser producida por las levaduras Saccharomyces sp. que se desactivan a

temperaturas superiores a 65ºC (Calero-Salazar et al., 2009). Bajo condiciones

favorables de temperatura y humedad, la dextranasacarasa hidroliza la sacarosa y

forma dextranas. Junto con el jugo, estas dextranas se extraen en los molinos y

contaminan los flujos del llamado “ingenio” en México o “central” en otros países


401

hispanoparlantes y su nivel en el jugo llega a exceder las 10,000 ppm (1%) en los casos

extremos. La elevada viscosidad de los jugos y la presencia en ellos de dextranas de

elevada masa molecular junto a otros sólidos insolubles, obstruyen las mallas filtrantes

y provocan pérdidas de los jugos por derrames de los molinos a los drenajes.

A-2.5. Clarificación

El jugo obtenido es ácido (pH aproximado 5.0), opaco y turbio. Mediante tratamiento

químico con cal y calentamiento cercano a su punto de ebullición (105°C), se neutraliza

la acidez. La viscosidad de la solución durante la clarificación del azúcar reduce la

velocidad de la precipitación de las impurezas, forma incrustaciones, disminuye la

eficiencia calorífica del flujo y empobrece, de manera general, ese proceso. El jugo que

proviene de las cañas deterioradas con valores de pH más ácidos, consume mayor

cantidad de cal para su neutralización, lo cual le aporta mayor turbiedad y genera mayor

volumen de “cachaza” como se conoce a estos sólidos o “lodos” con características

pegajosas que colmatan los filtros prensa (Geplacea, 1988).

A-2.6. Evaporación

Durante esta etapa el jugo clarificado es sometido al proceso de evaporación en

equipos conocidos como “tachos” que operan al vacío, para eliminar la mayor cantidad

de agua contenida a temperaturas de ebullición bajas que impidan la caramelización del

azúcar y obtener la llamada meladura (jarabe). En este paso, la presencia de las

dextranas provoca el aumento de incrustaciones en las superficies de calentamiento y

con ello un mayor gasto energético. El tiempo de cocción de las masas de jugo mixto o

mezclado también se incrementa y el llamado agotamiento (eliminación de agua para

promover la sobresaturación de las soluciones de sacarosa) de estas se reduce.

A-2.7. Cristalización

Este proceso se lleva a cabo por evaporación, donde al sobre saturase la solición y

agregar pequeños cristales de azúcar provenientes de los sistemas de centrifugación

como “siembra” se cristaliza la sacarosa y se forma la llamada “masa cocida”


402

(“massecuite” o “masacote” o mazacote11, mezcla de cristales de azúcar y meladura). Si

existe la presencia de dextranas provocarán un incremento del tiempo de cristalización

del azúcar, ya que la masa cocida en los cristalizadores se enfría más de lo apropiado y

aumenta aún más la anormal viscosidad del fluido, se incrementan los tiempos de

lavado en las centrífugas para alcanzar la calidad requerida del azúcar, así como los

tiempos totales de la centrifugación y de la purga. El azúcar crudo, derivado de tales

masas cocidas, es pegajoso, difícil de manipular, secar y envasar. Algunos estudios

han confirmado que la calidad de la masa cocida afecta significativamente el

rendimiento de los cristales de azúcar, pues se reduce al 86% en el caso de 755 ppm

de dextranas en las masas cocidas con 84.3% de pureza. La reducción de la velocidad

de cristalización del azúcar se manifiesta específicamente en la disminución de la

velocidad de crecimiento del cristal en los ejes a y b. Es decir, los cristales de azúcar se

deforman en el eje c, y adquieren una forma alargada con las dextranas ocluidas en

ellos. Este cristal, llamado “de aguja” (ver Figura 4 de la p. 284 de este documento),

reduce la eficiencia de la purga de las masas cocidas durante la centrifugación, lo cual

provoca la pobre separación del cristal de las mieles y decae la calidad de refinación del

azúcar (Calahorro, 1995; Cuddihy et al., 1998)

A-2.8. Centrifugación

El proceso de centrifugado separa el grano (azúcar) del líquido (miel). Después de un

giro inicial corto, el azúcar se lava con agua caliente para eliminar residuos de miel que

están sobre la superficie de los cristales. La masa evaporada en un sistema de triple

efecto (tres cuerpos de evaporación idénticos conocidos como “tachos”) del primer

“tacho”, masa A, al pasar por la centrífuga produce el azúcar A y la miel A. La miel A

pasa al segundo “tacho” donde vuelve a cristalizarse formando la masa B que a su vez

se vuelve a separar en las centrífugas. La miel B pasa al tercer “tacho” donde se repite

el proceso. La meladura final, después de separar los granos de la masa C, se llama

11 Diccionario de la Real Academia Española (http://dle.rae.es/?id=OgTyflL): 6. m. Arg., Bol., Par., R. Dom., Ur. y Ven. Masa espesa y pegajosa. 7. m. Arg. Pasta hecha de los residuos del azúcar que, después de refinada, quedan adheridos al fondo y a las paredes de la caldera. Desde el punto de vista técnico estas definiciones no son muy precisas ni correctas


403

miel final (melaza) y se comercializa como alimento animal, como fuente de carbono

para la fermentación con Saccharomyces cerevisiae para producir alcohol etílico en los

ingenios azucareros-alcoholeros o como fuente de carbono para muchos procesos

biotecnológicos (producción de antibióticos, aminoácidos, de ácidos orgánicos, etc.,

etc.) (Asocaña, 2012; Bazúa, 1994; Bazúa y Wilke, 1977; Durán-Domínguez-de-Bazúa,

2012; Durán-Domínguez-de-Bazúa y Bernal-González, 2014; Edye et al., 2005).

A-2.9. Secado, enfriado y envasado

El azúcar húmeda se somete a calentamiento aproximadamente a una temperatura de

60°C, para secarla y reducir su humedad aproximadamente hasta 0.05% para evitar la

formación de terrones, posteriormente, es llevado a enfriadores rotatorios para disminuir

su temperatura aproximadamente a unos 40-45°C, para llevarla finalmente al proceso

de envasado (CRC, 2010).

De manera general, las pérdidas generadas por las dextranas oscilan desde 0.35 kg de

azúcar por tonelada de caña molida por la presencia de cada 1000 ppm de dextranas

en el jugo mezclado, hasta 8 kg. Cualquiera que sea el resultado, es evidente la

necesidad de eliminar las dextranas del proceso de producción de azúcar y el método

más utilizado es el uso de biocidas (Rodríguez-Berthely et al., 2015).

Las Figuras A-2.1(a) a (l) muestran el proceso completo.

a)

b)

c)


404

d)

e)

f)

g)

h)

i)

j)

k)

l)

Fig. A-2.1. Proceso de elaboración de azúcar. a) siembra; b) quema; c) cosecha manual; d) cosecha mecanizada; e) transporte; f) troceado; g) molinos; h) Clarificación; i) Evaporación; j) centrifugación; k) secado; l) envasado

Segunda Parte II-4: Anexo III

405

Estructura del metam-sodio

Metam-sodio tiene la fórmula molecular C2H4NNaS2, y una masa molecular de 129.18 g

mol-1. A temperatura ambiente, se forma un gas incoloro, con un desagradable olor

similar al del disulfuro de carbono (Figura A-3.1). Es corrosivo para el aluminio, cobre,

zinc, y latón. Es estable en su estado seco y cristalino, y en solución acuosa

concentrada (Cremlyn, 1991; Wales, 2002).

Fig. A-3.1. Estructura del ditiocarbamato de sodio (Wales, 2002)

En dilución acuosa se descompone en el compuesto activo y volátil llamado metil

isotiocianato (MIT). El pH de la matriz afecta de manera considerable la

descomposición de metam-sodio. Los productos de descomposición varían al variar el

pH de la matriz. En pH neutro o ligeramente alcalino se obtiene MIT como producto

principal. En soluciones neutras, metam-sodio se descompone en metil isotiocianato

(MIT) e hidrogenosulfuro de sodio (NaSH) (Fig. A-3.2)

Fig. A-3.2. Degradación de metam-sodio en una solución neutra (LAINCO, 2010)

En soluciones alcalinas diluidas se produce una reacción de oxidación, caracterizada

por la formación de azufre elemental (S), MIT e hidróxido de sodio (Fig. A-3.3).


406

Fig. A-3.3. Degradación de metam-sodio en una solución alcalina diluida (LAINCO,

2010)

En soluciones ácidas (Fig. A-3.4), se produce una descomposición no oxidativa que

inicialmente produce la mitad de MIT que se forma en la descomposición oxidativa, pero

además se produce sulfuro de sodio, metilamina y disulfuro de carbono que es el

compuesto de interés de esta investigación (Bernal-González et al., 2014).

Fig. A-3.4. Degradación de metam-sodio en solución ácida (LAINCO, 2010)

Disulfuro de carbono (Anexo 1). Se realizó una búsqueda bibliográfica sobre las

metodologías analíticas que son empleadas para la determinación del compuesto

(Tabla A-3.1).


407

Tabla A-3.1. Metodologías analíticas empleadas para la determinación y cuantificación del disulfuro de carbono

Método Condiciones Reactivos Referencia Espectrofotométrico λ=435 nm

Celdas de cuarzo de 1 cm 400 g SnCl2 , HCl concentrado, 30 mL sol. acetato de plomo II, 35 g dietanolamina y etanol

Royer et al., 2001

HS-CG-DCE (Espacio superior o “de cabeza”-cromatografía de gases-detector de captura de electrones)

No se mencionan Muestra HCl Cloruro de estaño

Mondell y Candela, 1998

CG-EM (Cromatografía de gases-espectrometría de masas)

Columna CP-sil 5 o columna DB-1 Tiempo= 1.5-3 min Intervalo de masas m/z=78 alrededor de 10% de abundancia m/z=76

50 g muestra 150 mL sol. de cloruro de estaño (II)/ HCl 5.6M 25 mL iso-octano

Reynolds, 2006

CG-EM (Cromatografía de gases-Espectrometría de masas)

Columna DB-17 de 30 m x 0.25 mm con un espesor de película de 0.25 µL Temperatura = 240°C Horno 70°C, 2 min aumenta 20°C / min hasta 280°C Voltaje de ionización 70 eV m/z = 88

Muestras: cereales, legumbres, frutos secos, semillas, té, frutas y verduras. Solución EDTA/ cisteína Solución yoduro de metilo Solución TBA (tetrabutilamonio sulfato de hidrógeno) Diclorometano, HCl 6M, Cloruro de sodio

Nakamuri et al., 2010

FV-MEL-IR (Fase vapor-microextracción de fase líquida-espectroscopia infrarroja)

Espectrofotómetro Resolución 2 cm-1 Vel de scaneer de 10 kHz frecuencia de HeNe Región infrarroja media= 4000 a 950cm-1 Celda de flujo estándar con 2 mm de espesor ventanas de CaF2, con un espaciador de 1 mm de Pb Tubo de transferencia de acero inoxidable de diámetro interno 0.12 mm y longitud de 100 mm

2.5-5 g muestra Sol 1: EDTA 0.25M/ NaOH 045M (pH sol 9-10) Sol 2: 1 g cloruro de estaño (II) en 25 mL HCl (35/37%) diluido en 50 mL de agua destilada, tetracloretileno (blanco IR)

Gonzalvez et al., 2011


408

Tabla A-3.1. Metodologías analíticas empleadas para la determinación y cuantificación del disulfuro de carbono (Continua….)

HS-CG-EM (Espacio superior o “de cabeza”-cromatografía de gases-espectrometría de masas)

Temperatura de inyección 120°C Temperatura de horno 60°C durante 10 min, aumentando la velocidad 20°C / min a 180°C, durante 5 min. Columna HP5MS de 30 m x 0.32 mm y 0.25 µm Línea de transferencia T =280°C MS 70 eV Flujo de helio 0.3 mL/min masas de m / z 40 hasta 500 Tdet 250°C.

Muestra HCl/ Cloruro de estaño (II) Iso-octano

Gonzalvez et al., 2011

HS-CG-EM (Espacio superior o “de cabeza”-cromatografía de gases-espectrometría de masas)

Temp inyector: 200°C Temp detector: 300°C T columna inicial: 30°C hasta 220°C Gas portador N2 a 122 kPa (3 psi) Tiempo de retención 2min Columna capilar de sílice fundida (30 m x 0.53 mm) recubierta con una película de poli (etilenoglicol) de 1µm de espesor DB-WAX

36 g SnCl2 en 640 mL HCl concentrado aforado a 1000 mL con agua ultrapura 100 g dietanolamina en 1000 mL de agua ultrapura, 20 g o 20 mL de muestra

Royer et al., 2001


409

Almazan, O., Gonzalez, L., Galvez, L. (2001). The sugarcane, its by-products and co-

products. Maurice Paturau Memorial Lecture Keynote Address. Asociacion de

Tecnicos Azucareros de Cuba. Pp. xiii-xxv. AMAS 1998. Food and Agricultural

Research Council, Réduit, Mauritius. Disponible en:

https://msibsri4313.files.wordpress.com/2013/11/sugar-cane-its-by-products-

and-co-products.pdf

Asocaña. 2010. Sector Azucarero Colombiano. Proceso de elaboración de azúcar.

Servicio de Información Agroalimentaria y Pesquera, SIAP, 2012. Caña de

azúcar. Saccharum officinarum. Disponible en (Actualizado 24 octubre 2012):

http://www.asocana.org/StaticContentView.aspx?Scid=209.

Bazúa, C.D. de. (1974). The effect of alcohol concentration on the kinetics of ethanol

production by Saccharomyces cerevisiae. Final Research Document.

Universidad de California, Berkeley, EE.UU.

Bazúa, C.D., Wilke, C.R. 1977. Ethanol effects of the kinetics of a continuous

fermentation with Saccharomyces cerevisiae. BIOTECHNOLOGY AND

BIOENGINEERING SYMPOSIUM NO. 7:105-118.

Bernal-González, M., Mercado Saldaña, M.F., Durán-Domínguez-de-Bazúa, M.C.

(2014). Uso del ditiocarbamato de sodio como agente biocida contra

Leuconostoc mesenteroides en los ingenios azucareros. Parte 4 Efecto de

algunos factores de proceso sobre la degradación de uno de sus

subproductos, el disulfuro de carbono (CS2): método analítico. ATAM.

27(4):19-25. ISSN 2007-610X.

https://issuu.com/kickflip360/docs/revistaoctnov2014c

Calahorro, C.V. 1995. Química general. Introducción a la química teórica. Vol. 55.

Universidad de Salamanca. Pp. 274-276. Salamanca, España.

Calero-Salazar, L., Gil-Zapata, N., Daza-Merchán, Z., Socarrás-Díaz, J., Pereldo-Vidal,

S., Barrientos-Avendaño, D., Erazo-Mesa, V. (2009). Factores que inciden en

las pérdidas indeterminadas del proceso de elaboración de azúcar. En

TECNICAÑA – VIII. Congreso de la Asociación Colombiana de Técnicos de la


410

Caña de Azúcar. Centro de Investigación de la Caña de Colombia,

CENICAÑA. Colombia. Disponible en:

http://www.cenicana.org/publicaciones/publicaciones.php?&ano=0&publicacion

=0&txt_buscar=determinaci%F3n&id=107541&no=3

Chang, D., Yang, F.Y., Yan, J.J., Wu, Y.Q., Bai, S.Q., Liang, X.Z., Zhang, Y.W. (2012).

SRAP analysis of genetic diversity of nine native populations of wild

sugarcane, Saccharum spontaneum, from Sichuan, China. Genet. Mol. Res.

11(2):1245-1253. ISNN: 1676-5658. Disponible en:

http://www.funpecrp.com.br/gmr/year2012/vol11-2/pdf/gmr1521.pdf

Charley, H. (1997). Tecnología de Alimentos: Procesos Químicos y Físicos en la

Preparación de Alimentos. LIMUSA. México D.F., México.

Chen, J. (1991). Manual de Azúcar de Caña. Para Fabricantes de Azúcar de Caña y

Químicos Especializados. Noriega Editores. Madrid, España.

Cremlyn, R. J. (1991). Agrochemicals, preparation and mode of action. Editorial

John Wiley & Sons, pp. 164-167. Nueva York, N.Y. EE.UU.

CRC. (2010). New Product Development from Sugarcane (Bioproducts). Annual Report.

Cooperative Research Centre for Contamination Assessment & Remediation

of the Environment. Pp. 22-27. University of South Australia. Mawson Lakes,

South Australia

Cuddihy, J.A., Porro, M.E., Rauh, J.S. (1998). The presence of total polysaccharides in

sugar production and methods for reducing their negative effects. Midland

Research Laboratories, Inc. Disponible en:

http:// www.midlandresearchlabsinc.com/doclib/ polysach.pdf.

Durán-Domínguez-de-Bazúa, M.C. (2012). Green engineering: Its use for developing

cleaner technologies. Case study: Holistic use of sugar cane / El uso de la

ingeniería verde como desarrollo de tecnologías más limpias. Estudio de caso:

Aprovechamiento integral de la caña de azúcar. María del Carmen. En

Proceedings of the 2012 SEVENTH INTERNATIONAL MINISYMPOSIUM

ON REMOVAL OF CONTAMINANTS FROM WASTEWATERS,

ATMOSPHERE, AND SOILS. M. Bernal-González, M.C. Durán-de-Bazúa,

R.S. García-Gómez, L.I. Ramírez Burgos, J.A. Solís-Fuentes (Eds.). Disco


411

compacto (versión electrónica). Pp. 228-231. AMCATH-LIQAyQA, Facultad de

Química, UNAM. ISBN 978-607-7807-10-0. Septiembre 12-15. Xalapa de

Enríquez, Veracruz, México. Disponible en:

http://www.ambiental.unam.mx/albunimagenes/MEMORIAS-VIIMSRC-

2012.pdf

Durán-Domínguez-de-Bazúa, M.C., Bernal-González, M. (2014). Uso eficiente del agua

en la industria cañera mexicana / Efficient water use in the Mexican cane

sugar industry. En Proceedings of the 2014 EIGHTH INTERNATIONAL

MINISYMPOSIUM ON REMOVAL OF CONTAMINANTS FROM

WASTEWATERS, ATMOSPHERE, AND SOILS. Prof. Dr.-Ing. María del

Carmen Durán-de-Bazúa, Profa. M.C.A. Rosa Martha Padrón-López, Dra. en

Ing. Marisela Bernal-González, M.en C., Q.A. Rolando Salvador García-

Gómez, M. en A. I. QFB Landy Irene Ramírez-Burgos (Eds.). Libro electrónico

(disco compacto). Pp. 111-122. RACAM-AMCATH-DACB Universidad Juárez

Autónoma de Tabasco-LIQAyQA, FQ, UNAM. ISSN 2448-6116. Junio 25-28.

Villahermosa, Tabasco, México. Disponible en:

http://www.ambiental.unam.mx/albunimagenes/albunimagenes/VIII%20Mini-

S%20Procs-Mems%2025-28Jun2014%20Final.pdf

Edye, L.A., Doherty, W.O.S., Blinco, J.A., Bullock, G.E. 2005. The sugarcane

biorefinery: energy crops and processes for the production of liquid fuels and

renewable commodity chemicals. Proc. Aust. Soc. Sugar Cane Technol. 27:9-

22.

Geplacea. 1988. Grupo de países Latinoamericanos y del Caribe Exportadores de

Azúcar. Secretariado. Manual de los derivados de la caña de azúcar. Pp. 17,

25, 26. México D.F. México.

Gonzalvez, A., Garrigues, S., Armenta, S., De la Guardia, M. (2011). Determination at

low ppm levels of dithicarbamate residues in foodstuff by vapour phase-liquid

phase-microextraction- infrared spectroscopy. Analytica Chimica Acta.

688(2-4):191-196.

Herrero, V., Silva, E. (1991). Manual Práctico de Fabricación de Azúcar de Caña. Ed.

Pueblo y Educación. La Habana, Cuba.


412

Hugot, E. 1963. Manual para ingenieros azucareros. Cia. Editorial Continental. 75 pp.


Kochergin, V (2002). Processing opportunities for the future. Int. Sugar J.

104(1243):290-300.

LAINCO. (2010). LAINCO, S.A. Disponible en:

http://www.lainco.es/files/pdf/9132%20LAISOL.pdf

Mayeux, P. A., Colmer, A.R. (1960). Studies on microflora associated with Saccharum

officinarum. Sugar Journal. 23(7):28-32

Mondell, I., Candela, L. Eds. (1998). Plaguicidas. Aspectos ambientales, analíticos y

toxicológicos. Publicaciones de la Universitat Jaume I. 380 pp. ISBN: 84-

8021-240-3. Castellón, España.

Nakamura, M., Noda, S., Kosugi, M., Ishiduka, N., Mizukoshi, K., Taniguchi, M.,

Nemoto, S. (2010). Determination of dithiocarbamates and milneb residues in

foods by gas chromatography-mass spectrometry. Shokuhin Eiseigaku

Zasshi. 51(5):213-219.

Reynolds, S. (2006). Analysis of dithicarbamate. Head of Analytical Services Food

Science Group Central Science Laboratory, York, UK. En SELAMAT

Workshop. Jul. 5-7. Bangkok, Tailandia.

Rodríguez-Berthely, C.A., Bernal-González, M., Ramírez-Burgos, L.I., Durán-

Domínguez-de-Bazúa, M.C., Solís-Fuentes, J.A. (2015). Cuantificación de

dextranas (falsa sacarosa) en caña de azúcar cronológicamente rezagada /

Quantification of dextrans (false sucrose) in sugar cane lately harvested (T+L-

05). En Proceedings of the 2015 SIXTH INTERNATIONAL SEMINAR OF

EXPERTS ON THE TREATMENT OF INDUSTRIAL EFFLUENTS AND

RESIDUES. Prof. Dr.-Ing. María del Carmen Durán-de-Bazúa, Dra. en Ing.

Marisela Bernal-González, M.en C., Q.A. Rolando Salvador García-Gómez, M.

en A. I. QFB Landy Irene Ramírez-Burgos (Eds.). Libro electrónico (disco

compacto). Pp. 335-336. RACAM-UNAM-LIQAyQA, FQ, UNAM. ISSN En

trámite. Noviembre 11-14. México, D.F., México.


413

Royer, A., Ménand, M., Grimault A., Communal, P.Y. (2001). Development of automated

headspace gas chromatography - Determination of dithiocarbamates in plant

matrixes. J. Agric. Food Chem. 49:2152-2158.

Silliker, J.H., Chairman, R.P.A., Bryan, J.H.B., Christian, D.S., Clark, J.C., Olson, Jr.

T.A. (1980). Ecología Microbiana de los Alimentos. 2 Productos

Alimenticios. Elliott (Editorial Coordinator). Zaragoza, España.

Spencer, M. (1967). Manual de Azúcar de Caña. Para Fabricantes de Azúcar de Caña

y Químicos Especializados. Montaner y Simón S.A. Barcelona, España.

Wales, P. 2002. Evaluation of methyl isothiocyanate as a toxic air contaminant.

Department of Pesticide Regulation of California. California Environmental

Protection Agency. Sacramento, California, EE.UU.

414

ISBN Obra Independiente: 978-607-96506-1-2 Este libro se terminó de editar el martes 30 de abril de 2019 con base en la edición

hecha el lunes 27 de marzo de 2017 en los Laboratorios de Ingeniería Química Ambiental y de Química Ambiental, DIQ-FQ-UNAM con la RACAM

/

Edited April 30, 2019 based on the edition made March 27, 2017 in the Laboratories for Environmental Chemical Engineering and Chemistry, DIQ-FQ-

UNAM with RACAM

Responsables / Responsible persons:

Dra. Marisela Bernal González, M. en C. Rolando Salvador García-Gómez,

M. en A.I. Landy Irene Ramírez-Burgos, Profa. Dr.-Ing. María del Carmen Durán-Domínguez-deBazúa

Revisó y compiló / Reviewed and compiled by:

Profa. Dr.-Ing. María del Carmen Durán-Domínguez-de-Bazúa

Versión electrónica / Electronic version