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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Determinación de Hemoparásitos en aves silvestres de las familias
Trochilidae, Tyrannidae, Furnariidae, Columbidae, en las provincias
de Zamora Chinchipe y Pastaza.
Informe final de investigación presentado como requisito para optar el
Título de Médico Veterinaria Zootecnista
Autora: Karla Elizabeth Mena Martínez
Tutora: Profesora Nivia Cándida Luzuriaga Neira, Ph.D.
II
Quito, septiembre de 2018
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, KARLA ELIZABETH MENA MARTÍNEZ, en calidad del trabajo de
investigación “DETERMINACIÓN DE HEMOPARÁSITOS EN AVES
SILVESTRES DE LAS FAMILIAS TROCHILIDAE, TYRANNIDAE,
FURNARIIDAE, COLUMBIDAE, EN LAS PROVINCIAS DE ZAMORA
CHINCHIPE Y PASTAZA”, por la presente autorizo a la Universidad
Central del Ecuador, hacer uso de todos los contenidos que me
pertenecen o de parte de los que contiene esta obra, con fines
estrictamente académicos o de investigación.
Los derechos que como autora me corresponden, con excepción de la
presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo
establecido en los artículos 5, 6, 8, 19 y demás pertinentes de la Ley de
Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice
la digitalización y publicación de este trabajo de investigación en el
repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto en el art. 144 de la Ley
Orgánica de Educación Superior.
En la ciudad de Quito, a los 01 días del mes de agosto de 2018.
______________________________
Karla Elizabeth Mena Martínez
C.I. 0503078586
III
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo, Nivia Luzuriaga Neira en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,
modalidad proyecto de investigación, elaborado por la señorita: KARLA
ELIZABETH MENA MARTÍNEZ, cuyo título es “DETERMINACIÓN DE
HEMOPARÁSITOS EN AVES SILVESTRES DE LAS FAMILIAS
TROCHILIDAE, TYRANNIDAE, FURNARIIDAE, COLUMBIDAE, EN LAS
PROVINCIAS DE ZAMORA CHINCHIPE Y PASTAZA”. Previo a la
obtención del Título de Médido Veterinario y Zootecnista, considero que el
mismo reúnelos requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico
y epistemol{ogico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal
examinador que se designe, por lo que APRUEBO, a fin de que el trabajo
sea habilitado para continuar con el proceso de titulación determinado por
la Universidad Central del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 24 días de Julio de 2018.
_____________________________
PhD. Nivia Cándida Luzuriaga Neira
DOCENTE- TUTOR
C.I. 1103364517
IV
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El tribunal constituido por: Dr. Washington Benítez, Dr. Richard
Rodríguez, Dr. Richard Salazar.
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la
obtención del título (o grado académico) de Médica Veterinaria y
Zootecnista presentado por la señorita Karla Elizabeth Mena Martínez.
Con el título: “DETERMINACIÓN DE HEMOPARÁSITOS EN AVES
SILVESTRES DE LAS FAMILIAS TROCHILIDAE, TYRANNIDAE,
FURNARIIDAE, COLUMBIDAE, EN LAS PROVINCIAS DE ZAMORA
CHINCHIPE Y PASTAZA”.
Emite el siguiente veredicto:
(aprobado/reprobado)……………………………….
Fecha: ……………………………………………….
Para constancia de lo actuado firman:
Nombre y Apellido Calificación Firma
Presidente ………………………… ………………….. …………………..
Vocal 1 ………………………… ………………….. …………………..
Vocal 2 ………………………… ………………….. …………………..
V
DEDICATORIA
A mis padres, por su apoyado incondicional durante toda mi formación
académica y quienes me enseñaron a superarme,
para conseguir mis metas y anhelos.
Y sobre todo a Dios, quien guía mi camino durante
mis momentos de triunfos y fracasos.
Karla Mena
VI
AGRADECIMIENTO
A mi tutora Nivia Luzuriaga, por toda la dedicación y paciencia durante el
proceso de mi trabajo de investigación, así como a la confianza y apoyo
para ampliar mis horizontes en mi vida profesional.
Un especial reconocimiento, al Biólogo Fabián Cupueran por la
colaboración en el desarrollo de muestreo y el entrenamiento recibido en
la Cordillera del Cóndor. A los doctores Edison Encalada y Michael
Moëns, por la orientación y por la capacitación teórica y práctica para el
reconocimiento microscópico de los hemoparásitos.
Agradecimiento a la comunidad Kiwchua San Palblo del Oglan, por el
apoyo logístico y la orientación en terreno en especial a Moises Lopez. A
la Dirección de la Estación Científica Amazónica Juri Juri Kawsay de la
Universidad Central por los permisos de ingreso. Al ministerio del
Ambiente de Pastaza por el permiso de investigación.
Al equipo de técnicos y voluntarios de la Unidad de Estudios en Manejo y
conservación de la Fauna Silvestre de la FMVZ: Nathaly Reyes; Leonardo
Cedeño y Adolfo Chamba por su aporte y asistencia en el trabajo de
campo.
VII
ÍNDICE DE CONTENIDO
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL II
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN III
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL IV
DEDICATORIA V
AGRADECIMIENTO VI
ÍNDICE DE CONTENIDO VII
INDICE DE TABLAS X
INDICE DE FIGURAS XI
INDICE DE ANEXOS XII
RESUMEN 1
ABSTRACT 2
CAPÍTULO I 3
INTRODUCCION 3
CAPÍTULO II 5
OBTETIVOS 5
Objetivo general 5
Objetivos específicos 5
CAPÍTULO III 6
REVISION BIBLIOGRAFICA 6
1.1. Importancia de las aves 6
1.2. Parasitismo e interacciones con los elementos bióticos y abióticos 6
1.3. Ciclo de vida de los haemosporidios 8
1.4. Clasificación taxonómica de Haemoproteus sp. y Plasmodium sp. 9
1.5. Género Haemoproteus sp. 9
1.5.1. Ciclo de vida de Heamoproteus sp. 10
1.5.2. Morfología Haemoproteus (Parahaemoproteus) hirundinis 12
1.5.3. Morfología Haemoproteus (Parahaemoproteus) parabelopolskyi 13
1.5.4. Morfología Hemoproteus (Parahaemoproteus) pastoris 13
1.5.5. Morfología Haemoproteus (Parahaemoproteus) syrnii 13
1.5.6. Morfología Haemoproteus (Haemoproteus) paramultipigmentatus 13
1.6. Género Plasmodium sp. 16
1.6.1. Ciclo de vida de Plasmodium sp. 16
VIII
1.6.2. Morfología de Plasmodium relictum 19
1.6.3. Morfología de Plasmodium vaughani 20
1.7. Género Leucocytozoon sp. 21
1.7.1. Ciclo de vida de Leucocytozoon sp. 21
1.7.2. Morfología de los gametocitos de Leucocytozoon sp. 22
1.8. Género Trypanosoma sp. 24
1.8.1. Morfología Trypanosoma anguiformis 25
1.8.2. Morfología Trypanosoma polygranularis 25
CAPÍTULO IV 27
MATERIALES Y MÉTODOS 27
1.- Materiales 27
2.- Metodología 28
2.1.- Ubicación de los sitios de estudio 28
2.2.- Muestreo y recolección de muestras 29
2.2.1.- Método de captura 29
2.2.2.- Toma de muestras (Frotis sanguíneos) 29
2.3.- Procedimiento de laboratorio 30
2.3.1.- Tinción de las muestras (Frotis sanguíneo) 30
2.3.2.- Observación microscópica 30
2.3.3.- Identificación Morfológica de los géneros 31
2.3.4.- Determinación de la densidad parasitaria 31
2.3.5.- Determinación de la intensidad de la parasitemia 32
2.3.6. Identificación taxonómica, categoría de hábitat y hábito alimenticio 32
2.3.7. Estimación de la Relación entre la diversidad de hemoparásitos con respecto al
hábito alimenticio y hábitat principal de la especie 33
CAPÍTULO V 34
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 34
1.1. Presencia de parásitos por sitio y por especies estudiadas 34
1.2. Relación entre diversidad de hemoparásitos, la dieta y uso de estrato de
hábitat 37
1.3. Frecuencia de hemoparásitos 38
1.4. Densidad parasitaria e Intensidad de infección 39
CAPÍTULO VI 42
CONCLUSIONES 42
RECOMENDACIONES 42
IX
BIBLIOGRAFIA 43
ANEXOS 47
X
INDICE DE TABLAS
Tabla 1. Estimación de la densidad parasitaria por el método de cruces método
recomendado para realizar cuantificación según la Organización Mundial de la
Salud (OMS) (Alger, 2001). .......................................................................................... 31 Tabla 2. Número y porcentaje de la presencia de Haemoproteus sp.,
Leucocytozoomsp., y Trypanosoma sp. según el hábitat y el hábito
alimenticio, en 226 aves de la, Cordillera del Cóndor y Estación Científica Juri
Juri Kawsay. .................................................................................................................. 35 Tabla 3. Análisis de Varianza ANOVA (GLM), de la relación entre la presencia de
Haemoproteus, el hábitat y la dieta. .......................................................................... 37 Tabla 4. Densidad parasitaria (DP) e intensidad parasitaria de especies infectadas
por hemoparásitos (Haemoproteus sp., Leucocytozoon sp. y Trypanosoma
sp.) en relación al sitio de estudio, especie y familia a la que pertenecen. ....... 41
XI
INDICE DE FIGURAS
Figura 1 . Ciclo de vida de Hemoparásitos aviares. Fuente: (Montoro, 2015) ............. 9 Figura 2. Ciclo de vida de Haemoproteus sp. de aves (Ejemplo Haemoproteus
mansoni). ....................................................................................................................... 11 Figura 3. Gametogénesis, cigoto y ooquinete de Haemoproteus majoris in vitro. .. 12 Figura 4. Plasmodium circumflexum de la sangre de Acrocephaluss cirpaceus. .... 14 Figura 5. Haemoproteus hirundinis de la sangre de Delichon urbicum ..................... 15 Figura 6. Gametocitos de Haemoproteus (Haemoproteus) paramultipigmentatus.
Fuente: (Valkiūnas, Iezhova, Evans, Carlson, Martínes-Gómez, et al., 2013) .... 16 Figura 7. Ciclo de vida de los parásitos de la malaria aviar (Ejemplo Plasmodium
relictum). ........................................................................................................................ 18 Figura 8. Plasmodium relictum de la sangre de Passer hispaniolensis. .................... 19 Figura 9. Plasmodium vaughani de la sangre de Turdus migratorius y T. merula. .. 20 Figura 10. Ciclo de vida de Leucocytozoon sp. (Ejemplo Leucocytozoon simondi) 22 Figura 11. Gametocitos de Leucocytozoon simondi de la sangre de Anas penelope:
......................................................................................................................................... 23 Figura 12. Microgametogénesis de Leucocytozoon simondi: ...................................... 24 Figura 13. Tripomastigotes hematozoicos ....................................................................... 26 Figura 14. Ubicación de los sitios de estudio (Fuente, ArcGis, versión 10.4). .......... 29 Figura 15. Barrido en forma de zig – zag. Fuente: (Montoro, 2015) ............................. 31 Figura 16. Porcentaje de especies infectadas por Haemoproteus sp.,
Leucocytozoon sp. y Trypanosoma sp., en la Cordillera del Cóndor y la
Estación Científica Juri Juri Kawsay (CCONDOR= Cordillera del Cóndor;
JJKawsay= Juri Juri Kawsay) .................................................................................... 35 Figura 17. Colocación de redes de neblina en la Cordillera del Cóndor. ................... 47 Figura 18. Punción de la vena braquial con aguja hipodérmica, extracción con
microcapilar y realización del barrido para el frotis sanguíneos. ....................... 47 Figura 19. Tinción Giemsa de frotis en cajas coplin. ..................................................... 48 Figura 20. Muestra 76. Cordillera del Cóndor. ................................................................. 49 Figura 21. Muestra 71. Juri Juri Kawsay.......................................................................... 50 Figura 22. Muestra 78. Cordillera del cóndor. .................................................................. 51 Figura 23. Muestra 09. Juri Juri Kawsay. .......................................................................... 52 Figura 24. Muestra 41. Juri Juri Kawsay. .......................................................................... 53
XII
INDICE DE ANEXOS
ANEXO 1. Tabla para registro de datos morfométricas e identificación de la
muestra biológica. ........................................................................................................ 47 ANEXO 2. Método de captura de aves con redes de neblina. ...................................... 47 ANEXO 3. Método de manipulación y extracción de la muestra en campo ............... 47 ANEXO 4. Fase de laboratorio. Método de tínción Giemsa y observación de los
frotis sanguíneos. ......................................................................................................... 48 ANEXO 5. ................................................................................................................................ 49 ANEXO 6. ................................................................................................................................ 50 ANEXO 7. ................................................................................................................................ 51 ANEXO 8. ................................................................................................................................ 52 ANEXO 9. ................................................................................................................................ 53 ANEXO 10. PROTOCOLO DE CAMPO PARA EL ESTUDIO DE HEMOPARASITOS .. 54
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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
DETERMINACIÓN DE HEMOPARÁSITOS EN AVES SILVESTRES DE LAS FAMILIAS TROCHILIDAE, TYRANNIDAE, FURNARIIDAE, COLUMBIDAE, EN LAS PROVINCIAS DE ZAMORA CHINCHIPE Y PASTAZA.
AUTORA: Karla Elizabeth Mena Martínez
TUTOR: Nivia Cándida Luzuriaga Neira
RESUMEN
Las aves son consideradas modelos de estudio para comprender la
dinámica de las enfermedades y las relaciones ecológicas, biológicas y
evolutivas implícitas en el parasitismo. El objetivo principal del estudio fue
determinar la presencia de hemoparásitos en aves silvestres, en dos sitios
de la Amazonía ubicados en Pastaza y Zamora Chinchipe. El estudio se
realizó en el periodo de Abril–Agosto 2017. Se capturaron 226 individuos
de 20 familias usando redes de neblina. Por cada ave se realizaron dos
frotis sanguíneos los cuales se fijaron con metanol y se tiñeron con
Giemsa. La identificación en el laboratorio se hizo a través de microscopía
óptica. Se determinaron 12 individuos positivos pertenecientes a 6
familias. De las muestras positivas el 10,8% fueron positivas a
Haemoproteus sp., (1%) a Leucocytozoon sp. y una presentó infección
mixta con Leucpcytozoon sp. (1%) y Trypanosoma sp. (1%). La densidad
parasitaria fue baja (+) para la mayoría de los casos positivos; media (++)
para una especie y alta (+++) para Picoplano Oliváceo (Rhynchocyclus
olivaceos). Las intensidades de infección fueron ≤ a 0,1%, para la mayoría
de muestras positivas a excepción de Picoplano Oliváceo que presentó
una intensidad de 1,51%. Se determinó relación estadística significativa
entre la presencia de Haemoproteus sp., con el hábito alimenticio.
Palabras clave: Densidad parasitaria, Haemosporidios, Heamoproteus
sp, Leucocytozoon sp., Plasmodium sp., Trypanosoma sp.
2
DETERMINATION OF HEMOPARASITES IN WILD BIRDS OF THE TROCHILIDAE, TYRANNIDAE, FURNARIIDAE AND COLUMBIDAE FAMILIES, IN THE PROVINCES OF ZAMORA CHINCHIPE AND PASTAZA.
AUTHOR: Karla Elizabeth Mena Martínez
TUTOR: Nivia Cándida Luzuriaga Neira
ABSTRACT
Birds are considered study models to understand the dynamics of
diseases and the ecological, biological and evolutionary relationships
implicit in parasitism. The main objective of the study was to determine the
presence of hemoparasites in wild birds in two sites of the Amazon,
located in Pastaza and Zamora Chinchipe. The study was conducted
during the period between April and August 2017. Two-hundred twenty-six
individuals from 20 families were captured using mist nets. Two blood
smears were taken for each bird and were fixed with methanol and stained
with Giemsa. Identification in the laboratory was done through optical
microscopy. The study found 12 positive individuals belonging to 6
families. Of the positive samples, 10.8% tested positive for Haemoproteus
sp.; 1% tested positive for Leucocytozoon sp.; and one presented a mixed
infection with Leucpcytozoon sp. (1%) and Trypanosoma sp. (1%). The
parasitic density was low (+) for most positive cases; medium (++) for one
species, and high (+++) for Rhynchocyclus olivaceos. Infection intensities
were ≤ 0.1% for the majority of positive samples, with the exception of
Rhynchocyclus olivaceos, which presented an intensity of 1.51%. A
statistically significant relationship was determined between the presence
of Haemoproteus sp. and feeding habits.
Keywords: Parasitic Density/ Haemosporidians/ Heamoproteus sp./
Leucocytozoon sp./ Plasmodium sp./ Trypanosoma sp.
3
CAPÍTULO I
INTRODUCCION
La alteración constante de los hábitats naturales debido a factores
externos como: la agricultura, la industria y el desarrollo urbano
promueven la degradación de los ecosistemas y; por tanto deterioran las
interacciones biológicas de las especies nativas que entran en contacto
con especies introducidas o domésticas (Valkiūnas et al., 2014); estas
interacciones que incluyen: la depredación, la competencia y el
parasitismo, podrían ser altamente negativas provocando desafíos para
el sistema inmune de cada organismo (Manzoli, Antoniazzi, &
Belcomenico, 2011).
Las alteraciones entre el patógeno y el huésped, se producen cuando el
hospedero intenta resistir a los daños causados por el agente parasitario
o infeccioso, es decir el parásito intenta explotar a su huésped; esta
interacción es dependiente de la genética del huésped, y del parasito; así
como del ambiente, también de la disponibilidad de recursos tróficos, de
los factores estresantes, la interacción social, entre otros elementos
ambientales (Sorci & Cornet, 2010). Estudios realizados en paisajes
insulares y terrestres (África, América y Europa) han determinado, que los
mosquitos de los géneros (Culex, Anopheles y Aedes) son vectores
comunes, tanto para la malaria aviar como para la malaria en los seres
humanos, con la particularidad que son diferentes especies las que se
alimentan de aves y de humanos, entonces de esta manera el mecanismo
de transmisión en los dos organismos se da de manera similar (Martínez,
Soriguer, & Figueroa, 2015).
La evidencia científica demuestra que, entre los hemoparásitos de mayor
incidencia en las aves silvestres se encuentran los géneros:
Haemoproteus sp.; Plasmodium sp.; Leucocytozoon sp.; Trypanosoma sp.
Microfilaria sp. (Matta & Rodríguez, 2001b); así lo ratifica un estudio
realizado en el bosque tropical de Costa Rica en el 2004 donde se
4
determinó la presencia de cuatro hemoparásitos en 44 especies de aves,
con 12% de prevalencia general (Valkiunas, 2004). En este contexto se
observa que las aves silvestres son modelos de estudio biológico que
permiten determinar la presencia y la dinámica de enfermedades
parasitarias transmitidas por vectores, es así que estudios en regiones
tropicales como Venezuela y otros países se ha enfocado a determinar la
presencia de Microfilaria y otros parásitos de las aves silvestres (Silva et
al., 2015) que pueden ser de interés para la salud pública.
Por otro lado, la malaria aviar es una enfermedad causada por
hemoparásitos del género Plasmodium sp., la cual es trasmitida por
mosquitos hembras del género Culex, Anopheles y Aedes (Matta &
Rodríguez, 2001b). Diversos estudios muestran que, muchas especies de
aves silvestres pueden ser refractarias a la infección por malaria como el
O'ahu 'Amakihi (Hemignathus flavus), en contraste para otras especies
como el pájaro mielero iiwi hawaiano (Vestiaria coccinea), donde esta
infección fue la principal causa de mortalidad (Labaude, Rigaud, & Cézilly,
2015).
Previos estudios en la región amazónica del Ecuador (Moens et al., 2016)
evidencian que, los colibríes albergan una gran diversidad de
Haemoproteus, protozoarios que también fueron encontrados en otras
especies de aves de los órdenes de las Apodiformes, Paseriformes,
dentro de los cuales Haemoproteus witti, fueron caracterizados por
técnicas microscópicas tanto como por técnicas moleculares (Moens et
al., 2016).
El interés de éste estudio es identificar la presencia de hemoparásitos en
las aves silvestres de la Amazonía de las familias Trochilidae, Tyrannidae,
Furnariidae, Columbidae, ya que estas familias son de las más
abundantes en la región amazónica Ecuatoriana (Albuja, 2011). El
presente estudio se realizó en la provincia de Zamora Chinchipe en la
Cordillera del Cóndor (C. Cóndor) y en la provincia de Pastaza en la
Estación Científica Juri Juri Kawsay (JJKawsay).
5
CAPÍTULO II
OBTETIVOS
Objetivo general
Determinar la presencia de hemoparásitos (Haemoproteus sp.;
Plasmodium sp.; Leucocytozoon sp.; Trypanosoma sp.), en aves
silvestres de las familias dominantes Apodiformes y Passeriformes en dos
sitios de la Amazonia Ecuatoriana.
Objetivos específicos
Determinar la relación entre la diversidad de hemoparásitos
en aves silvestres, con respecto al hábito alimenticio y hábitat principal
de las especies.
Identificar las morfo especies de hemoparásitos dominantes
y cuantificar la densidad parasitaria de las especies analizadas.
6
CAPÍTULO III
REVISION BIBLIOGRAFICA
1.1. Importancia de las aves
Las aves a nivel global, son las especies más estudiadas desde hace
décadas por científicos, ya que relevan información de importancia en
diversas áreas tales como: transmisión de enfermedades, procesos
evolutivos, adaptativos de especies y vectores, así como la adaptación a
nuevos hábitats (Asghar et al., 2015; Braga, Silveira, Belo, & Valkiũnas,
2011; Drovetski et al., 2014).
Durante años los estudios utilizaron como modelos a las aves para
entender la dinámica de enfermedades parasitarias transmitidas por
vectores en zonas cálidas, un claro ejemplo es el caso de la malaria aviar,
con similar mecanismo de transmisión y contagio que la malaria en
humanos (Martínez, Soriguer, & Figueroa, 2015; Valkiūnas et al., 2014);
razón por la cual siguen siendo una de las especies más importantes para
el desarrollo de investigaciones en diferentes áreas como: ciclos de vida
de diferentes parásitos, cultivos in vitro, quimioterapia, genética,
bioquímica, inmunología y parasitología (Braga et al., 2011).
1.2. Parasitismo e interacciones con los elementos bióticos y
abióticos
El parasitismo se define como una asociación entre parásito y hospedador
y es la forma de vida más exitosa en el planeta (Montoro, 2015), está tan
extendido en la naturaleza, que todo individuo en algún momento de su
ciclo de vida ha tenido contacto o ha sido parasitado por algún organismo
de este tipo. (Martínez de la Puente, 2010). Las poblaciones de animales
silvestres están expuestas continuamente a una alta diversidad de
patógenos; frente a este desafío han logrado adquirir una capacidad para
adaptar su sistema inmunológico constantemente y adquirir mayor
7
resistencia frente a diversas enfermedades (Lachish, Knowles, Alves,
Wood, & Sheldon, 2011; Manzoli, Antoniazzi, & Belcomenico, 2011).
Los cambios en los factores ecológicos, pueden provocar cambios en la
dinámica de las enfermedades (Lewis, 2016; Wilkinson, Loiseau, Sehgal,
Handel, & Hemert, 2016), en las comunidades de aves silvestres. Ya que
las nuevas condiciones podrían comprometer la respuesta del sistema
inmune, reduciendo la capacidad biológica de reproducción, que afectaría
el tamaño de la población y la supervivencia de la especie (Asghar et al.,
2015; Chasar et al., 2009; Drovetski et al., 2014; Manzoli et al., 2011). Las
aves Passeriformes son un modelo ideal para el estudio de la influencia
de los factores ambientales, transmisión, prevención de infecciones, así
como huéspedes y parásitos (Chasar et al., 2009; LaPointe, Atkinson, &
Samuel, 2012; Wilkinson et al., 2016).
Por otro lado, en un momento dado se llegó a pensar que, los mosquitos
hematófagos al ser los principales vectores de parásitos tanto para
animales silvestres como para humanos, podrían ser generalistas
(Martínez et al., 2015), pero no es así, cada especie de mosquito tiene
preferencia por diferentes grupos de especies, como por ejemplo los que
se alimentan de humanos, no se alimentan de aves u otros animales, por
esta razón la importancia del estudio del comportamiento alimenticio y los
patógenos en las diferentes especies de vectores es de relevancia en la
investigación científica (Martínez et al., 2015).
Se estima que existen alrededor de 450 especies de hemoparásitos en
más de 4000 especies de hospedadores, entre los géneros de mayor
frecuencia están Haemoproteus, Leucocytozoon, Trypanosoma y
Plasmodium, siendo el género Plasmodium, uno de los de mayor
importancia para los mareologos (Matta & Rodríguez, 2001a; Montoro,
2015).
Los haemosporidios son protistas heteroxenos que necesitan de dos
hospederos, un vector invertebrado hematófago (Hospedador definitivo) y
un vertebrado (hospedador intermediario), estos han sido reportados en
8
anfibios, reptiles, aves y mamíferos (Montoro, 2015; Praderes, 2016), con
una amplia distribución en la naturaleza y con alta prevalencias de
haemosporidios en zonas con gran abundancia de vectores (Raffo &
Muñoz, 2009).
Los hemoparásitos poseen dos tipos de reproducción, una sexual dentro
del vector y otra asexual dentro de los vertebrados estos se localizan en
la sangre, en el plasma, en los eritrocitos o leucocitos (Martínez de la
Puente, 2010).
En la actualidad la determinación de especies de hemoparásitos por
microscopía óptica continúa siendo un reto para los expertos, ya que
existe información deficiente y limitada sobre la taxonomía, morfología y
ecología de parásitos en aves, debido al gran número de parásitos en sus
diferentes etapas de desarrollo (Outlaw, Harvey, Drovetski, & Voelker,
2017; Valkiūnas et al., 2014).
1.3. Ciclo de vida de los haemosporidios
Inicia con la picadura del vector, inoculando los esporozoitos (etapa
ágama), que ingresan a las células de los tejidos del hospedero, por
división múltiple (merogonia o esquizogonia), se forman los merontes
(merozoitos unicelulares); etapa conocida como esquizontes
exoeritrocíticos o meros, que se formaron por división asexual (Martínez
de la Puente, 2010; Montoro, 2015). Los merozoitos liberados, viajan por
sangre invadiendo los eritrocitos, donde se desarrollan los gametocitos
(gametos), diferenciándose en macrogametocitos (hembra) y
microgametocitos (macho), que son la forma sexual del parásito (Bazán,
2014; Valkiūnas et al., 2014). Una vez que el parásito ingresa al vector,
comienza la gametogénesis en el intestino, por la fecundación del
macrogametocito que produce un macrogameto redondo y el
microgametocito que produce ocho microgametas por exflagelación,
formando el cigoto, que se transforma en ooquinete (móvil, alargado), que
penetra la capa epitelial del intestino medio, desarrollando el oocisto
(esporogonia), donde se forman los esporozoitos, la esporogonia se
9
alojan en las glándulas salivales del vector, hasta volver a alimentarse e
infectar a un nuevo vertebrado (Martínez de la Puente, 2010; Matta &
Rodríguez, 2001b) Figura 1.
Figura 1 . Ciclo de vida de Hemoparásitos aviares. Fuente: (Montoro,
2015)
1.4. Clasificación taxonómica de Haemoproteus sp. y
Plasmodium sp.
Filo: Apicomplexa
Clase: Sporozoea
Subclase: Coccidea
Orden: Haemosporida
Familia: Haemoproteidae; Plasmodiidae
1.5. Género Haemoproteus sp.
Este género ha sido reportado en tortugas, lagartos y aves. Su vector
principal son los mosquitos hematófagos del género Culicoides:
Ceratopogonidae e Hipobóscidos (Hippoboscidae) (Bazán, 2014; Martínez
de la Puente, 2010).
10
1.5.1. Ciclo de vida de Heamoproteus sp.
Los esporozoitos dentro del hospedador ingresan en los pulmones
produciendo esquizontes que se desarrollan en merontes exoeritrocíticos,
también se los puede encontrar en menor frecuencia en el bazo, hígado,
riñones, corazón y musculatura esquelética. Estos merontes pueden viajar
de nuevo a tejidos o ingresar en eritrocitos desarrollando gametocitos
(macrogametoitos, microgametocitos) (Matta & Rodríguez, 2001b). Los
merontes que viajan de nuevo a los tejidos se denominan
megalomerontes que forman los gametocitos en eritrocitos maduros.
(Bazán, 2014). Los gametocitos aparecen entre dos a seis días después
de la infección a las células sanguíneas. Puede verse un eritrocito
infectado por más de un parásito, pero solo uno puede llegar a madurar
(Martínez de la Puente, 2010; Montoro, 2015).
Los gametocitos al microscopio en la sangre periférica presentan un color
azul intenso con forma redondeada en los macrogametocitos y una
coloración rosa en los microgametocitos (Matta & Rodríguez, 2001b),
también se observa gránulos de pigmento malárico la hemozoina
(producto de la degradación de la hemoglobina), de color marrón, negro o
marrón dorado, junto con gránulos de otro pigmento valutina (no se ha
estudiado), que producen la coloración de tonos de violeta o un tinte
azurofílico, estos gránulos se aprecian sencillamente al microscopio por
su menor refracción de luz (Valkiūnas et al., 2014).
11
Figura 2. Ciclo de vida de Haemoproteus sp. de aves (Ejemplo
Haemoproteus mansoni).
Parte superior dentro del vector y parte inferior dentro del ave. Modificado
de (Valkiunas, 2004).
12
Figura 3. Gametogénesis, cigoto y ooquinete de Haemoproteus
majoris in vitro.
Modificado de (Valkiunas, 2004).
1.5.2. Morfología Haemoproteus (Parahaemoproteus)
hirundinis
Macrogametocito rodea al núcleo hasta los polos, desplazando el núcleo
lateralmente, a veces presentan pequeñas vacuolas, el número de
gránulos de pigmento entre 8 a 15, redondos u ovalados, dispersos, con
un tamaño menor a 0,5 um los pequeños, medianos de 0,5 a 1 um,
grandes de 1 a 1,5 um, en núcleo es subterminal, compacto.
Microgametocito con un número de gránulos entre 6 a 15 (Valkiūnas et
al., 2014).
13
1.5.3. Morfología Haemoproteus (Parahaemoproteus)
parabelopolskyi
Macrogametocito se adhiere al núcleo, a la membrana, rodean al núcleo
de los eritrocitos hasta los polos, desplazando el núcleo ligeramente
lateral, puede rodean al núcleo por completo. El núcleo del parasito es
pequeño, subterminal, con un tamaño promedio 2,5 a 0,6 um. Gránulos
de pigmento redondos, ovales, dispersos, en número de 9 a 20 (Valkiūnas
et al., 2014).
1.5.4. Morfología Hemoproteus (Parahaemoproteus) pastoris
Macrogametocito adherido al núcleo y la membrana, pequeñas vacuolas,
núcleo del parásito compacto, forma variable, subterminal, gránulos de
pigmento redondos, ovalados, dispersos, a veces agrupados, en un
número de 8 a 13. Microgametocito con un número de gránulos entre 6 a
15 (Valkiūnas et al., 2014).
1.5.5. Morfología Haemoproteus (Parahaemoproteus) syrnii
Macrogametocito rodea al núcleo, aunque no por completo, gametocitos
jóvenes no tocan el núcleo ni membrana, pocas vacuolas, citoplasma
granular, gránulos de valutina visibles, redondos, núcleo del parásito
redondo, grande, posición submedial o medial, gránulos de pigmento en
número de 16 a 26, dispersos o agrupados (Valkiūnas et al., 2014).
1.5.6. Morfología Haemoproteus (Haemoproteus)
paramultipigmentatus
Gametoctitos adultos envuelven al núcleo del eritrocito hasta los polos,
tiene contacto con el núcleo y membrana, ausencia de gránulos de
valutina, granulos de pigmento pequeños (menos de 0,5 um), redondos,
dispersos y numerosos (Valkiūnas, Iezhova, Evans, Carlson, Martínez-
Gómez, et al., 2013).
14
Figura 4. Plasmodium circumflexum de la sangre de Acrocephaluss
cirpaceus.
Descripción: a-d meros eritrocíticos; e-f macrogametocitos; g-h
microgametocitos. Flechas largas (núcleos de parásitos), cabeza de
flecha (gránulos de pigmento). Tinción Giemsa. Fuente: (Valkiūnas et al.,
2014)
15
Figura 5. Haemoproteus hirundinis de la sangre de Delichon urbicum
Descripción: (a-d) Haemoproteus hirundinis en Delichon urbicum, (e-h)
Haemoproteus parabelopolskyi en Sylvia nisoria, (i-l) Haemoproteus
pastoris en Sturnus vulgaris, y (m-p) Haemoproteus syrnii en Otusscops.
a, b, e, f, i, j, m, y n macrogametocitos, c, d, g, h, k, l, o, y p
microgametocitos. Flechas largas (núcleos de parásitos), triángulo
(vacuola), flechas cortas (espacios entre gametocitos y núcleos de
eritrocitos), cabeza de flecha (gránulos, valutina), Tinción Giemsa. Fuente:
(Valkiūnas et al., 2014)
16
Figura 6. Gametocitos de Haemoproteus (Haemoproteus)
paramultipigmentatus. Fuente: (Valkiūnas, Iezhova, Evans, Carlson,
Martínes-Gómez, et al., 2013)
1.6. Género Plasmodium sp.
Este género produce la malaria aviar. Su distribución es cosmopolita, se
transmite por mosquitos hembras de los géneros Anopheles, Aedes y
Culex (Matta & Rodríguez, 2001b). Este parasito ha sido reportado en
aves, mamíferos, reptiles y anfibios (Raffo & Muñoz, 2009). Los
gametocitos son casi idénticos a los gametocitos de Haemoproteus,
volviéndose difícil la identificación por microscopia, para un ojo inexperto;
el ciclo de vida también es similar al ciclo de vida de Haemoproteus
(Alarcon & Ramirez, 2015; Valkiūnas et al., 2014).
1.6.1. Ciclo de vida de Plasmodium sp.
Los esporozoitos producen una primera generación de meros
exoeritrociticos primarios, en el mesodermo en las células endoteliales
que recubren los capilares, produciendo criptozoitos en el bazo, estos
desarrollan una segunda generación de meros exoeritrociticos primarios
produciendo matacriptozoitos en macrófagos de órganos, una parte de
estos infectan a eritrocitos y la otra parte forma metracriptozoitos y
fanerozoitos. Este proceso dura alrededor de 120 horas en Plasmodium
relicutum (Lewis, 2016).
17
Los metacriptozoitos infectan eritrocitos maduros e inmaduros, una vez
dentro el parasito son llamados trofozoitos, que tienen una gran vacuola y
un núcleo excéntrico, apreciándose en forma de anillo, aunque no es en
todas las especies; durante la división del núcleo toman el nombre de
merontes eritrociticos (Montoro, 2015). Luego aparece el pigmento
hemozoina de color dorado, marrón, negro, que se encuentra concentrado
en los merontes maduros, estos gránulos son fáciles de reconocer al
microscopio por su alta refracción de luz (Valkiunas, 2004). El tiempo de
duración de la merogonia eritrocitica es de 24 a 36 horas y generalmente
se encuentran todas las etapas del parasito en un solo extendido
sanguíneo (Braga et al., 2011; Valkiunas, 2004).
Plasmodium tiene dos subgéneros el Haemamoeba, donde el gametocito
toma una forma redonda, desplazando al núcleo, deformando la célula, y
el subgénero Novyella, donde no hay desplazamiento del núcleo y el
gametocito es alargado (Ricopa & Villa, 2016).
18
Figura 7. Ciclo de vida de los parásitos de la malaria aviar (Ejemplo
Plasmodium relictum).
Descrpción: I - II merogonia exoeritrocítica, III merogonia eritrocítica, IV
merogonia exoeritrocítica. Modificado de (Valkiunas, 2004).
19
1.6.2. Morfología de Plasmodium relictum
Figura 8. Plasmodium relictum de la sangre de Passer hispaniolensis.
Descripción: 1, 2 - trofozoítos; 3-9 - meronts eritrocíticos; 10-14 -
macrogametocitos; 15, 16 - microgametocitos; Modificado de (Valkiunas,
2004).
20
1.6.3. Morfología de Plasmodium vaughani
Figura 9. Plasmodium vaughani de la sangre de Turdus migratorius y T. merula.
Descripción: 1-3 trofozoítos; 4-13 meronts eritrocíticos; 14-17
macrogametocitos; 18-20 microgametocitos. Modificado de (Valkiunas,
2004).
La parasitemia aguda puede durar de una a varias semanas e incluso
meses, con elevada parasitemia en sangre, luego baja cantidad de
parásitos en sangre (fase crónica) y finalmente desaparecen los parásitos
de la sangre, estando en fase latente en otros órganos. Puede
presentarse una fase de recrudescencia con un aumento de parasitemia
en la etapa crónica y una recaída en las etapas de reproducción (Ricopa
& Villa, 2016).
21
Se tiene que considerar la temperatura como un factor determinante para
la supervivencia de los esporozoitos, ya que al momento de
desarrollarse dentro del vector, como en el caso de P. relictum, la
temperatura óptima para los esporozoitos es alrededor a 25o C, otro
ejemplo son los ooquistes dentro del vector que son destruidos a 4o C.
Temperaturas superiores a 25o C disminuye la supervivencia de los
esporozoitos (Valkiunas, 2004).
Algunas especies pueden ser muy patógenas en diversas especies como:
pingüinos, canarios, Anseriformes, Columbiformes, Galliformes y
halcones, presentando una variedad alteraciones como: depresión,
dificultad respiratoria y finalmente la muerte (Raffo & Muñoz, 2009).
1.7. Género Leucocytozoon sp.
Parasito sanguíneo poco estudiado, se transmite por moscas
hematófagas del orden Diptera (Similidos), ejemplo la mosca negra de la
familia Ceratopogonidae. No poseen el pigmento hemozína y se los
encuentra en eritroblastos, eritrocitos o leucocitos mononucleares. La
merogonia exoeritrocítica se produce en células del hígado, macrófagos y
células endoteliales de los capilares, no en células sanguíneas (Fuentes,
2008; Lotta et al., 2016).
1.7.1. Ciclo de vida de Leucocytozoon sp.
Los esporozoitos se encuentran en células del hígado, bazo y ganglios
linfáticos, donde liberan merozoitos en 5 a 9 días, luego vuelven a infectar
tejidos, eritrocitos o leucocitos, desarrollando gametocitos, con formas
variadas dependiendo el órgano y la especie de parásito (Lotta et al.,
2016; Matta et al., 2015).
22
Figura 10. Ciclo de vida de Leucocytozoon sp. (Ejemplo Leucocytozoon simondi)
Descripción: Parte superior en el vector y parte inferior en el ave.
Modificado de (Valkiunas, 2004).
1.7.2. Morfología de los gametocitos de Leucocytozoon sp.
Los gametocitos jóvenes producen hipertrofia, deformación de las células
y los núcleos, adoptando forma de copa. Las células infectadas desplazan
su núcleo a la periferia y se vuelven redondeadas o fusiformes, en las
formas fusiformes. Dentro de los gametocitos encontramos inclusiones
azurófilas de pigmento o pseudopigmento valutina en forma de polvo que
posee una refracción débil de luz (Lotta et al., 2016; Matta et al., 2015).
Leucocytozoon es patógeno para aves jóvenes de las familias
Anseriformes y Galliformes (Fuentes, 2008).
23
Figura 11. Gametocitos de Leucocytozoon simondi de la sangre de Anas penelope:
1-4, 6 macrogametocitos; 5, 7 microgametocitos. Modificado de
(Valkiunas, 2004).
24
Figura 12. Microgametogénesis de Leucocytozoon simondi:
1 microgametocito maduro en la sangre periférica antes del inicio de la
gametogénesis; 2, 3 microgametocito libre; 4-6 exflagelación de
microgametes. Modificado de (Valkiunas, 2004).
1.8. Género Trypanosoma sp.
Este parásito pertenece a la familia Trypanosomatidae. Su distribución
incluye diferentes ecosistemas terrestres, incluyendo en climas fríos, por
su gran resistencia ecológica. Es transmitido por artrópodos de las
familias Culisidae, Simuliidae, Ceratopogonidae, Hippobocidae y
Dermanyssidae (Carlson, Sehgal, Valkiunas, & Iezhova, 2011). El parásito
presenta un fuerte pleomorfismo (Matta & Rodríguez, 2001b).
Se han descrito hasta el momento 100 diferentes especies, según las
características de sus tripomastigotes hematozoicos (formas sanguíneas),
se los encuentra en el plasma sanguíneo. Aunque aún su taxonomía se
encuentra en un proceso lento de desarrollo. (Carlson et al., 2011). El
parásito es lo ha encontrado en aves passerines, galliformes y palomas
(Fuentes, 2008).
25
1.8.1. Morfología Trypanosoma anguiformis
Parásito pequeño, no estriado, difícil de observar en extendidos delgados
por su tinción pálida y órganos atenuados. Tiene forma de serpiente,
pequeño, con estemos puntiagudos, con manchas densas púrpura en el
extremo posterior, su coloración es azul pálido, con áreas más claras
cerca al núcleo, presenta una estructura redondeada o en forma de barra
llamada kinetoplásto, que se encuentra cerca del extremo posterior de
parásito (Carlson et al., 2011).
La característica distintiva de este parásito es su forma de serpiente, su
núcleo grande, alargado o en forma de mancuerna o pesa que es muy
visible, membrana ondulante y flagelo no muy visible (Carlson et al.,
2011).
1.8.2. Morfología Trypanosoma polygranularis
Parásito pequeño en forma de huso, con flagelo bien teñido, distinguible,
kinetoplásto grande, redondeado, a veces ovalado, con manchas púrpura
densas cerca al extremo posterior, extremos puntiagudos, un núcleo
redondeado, descentrado, se lo puede apreciar con facilidad en los
extendidos por su fuerte tinción azul del citoplasma, con gránulos
azurofílicos diminutos (Carlson et al., 2011).
26
Figura 13. Tripomastigotes hematozoicos
(1-3) Trypanosoma anguiformis sp. en Cyanomitra olivácea; (4-6)
Trypanosoma polygranularis sp. en Francolinus lathami; (7-8)
Trypanosoma everetti del ave de la aceituna y (9) Trypanosoma
ontarioensis en Andropadus latirostris. Flechas largas (núcleos de
parásitos). Flechas cortas (flagelo). Puntas de flecha (gránulos azurófilos).
Tinción Giemsa. Fuente: (Carlson, Sehgal, Valkiunas, & Iezhova, 2011)
27
CAPÍTULO IV
MATERIALES Y MÉTODOS
1.- Materiales
Fase de captura:
o Redes de neblina
o Piola
o Machete
o Botas
o Bolsas ornitológicas (trasporte de aves)
Nota: Las fundas para el transporte de las aves debe tener las costuras
escondidas por seguridad de las aves y evitar enredos, lesiones o cortes
de miembros.
Toma de muestras biológicas (Frotis sanguíneos):
o Guantes de protección
o Cinta métrica
o Calibrador ornitológico
o Registro de frotis sanguíneos de aves
o Lápiz
o Borrador
o Marcador permanente (Sharpie)
o Agujas hipodérmicas (0,3 x 12 mm)
o Portaobjetos
o Microcapilares sin heparina
o Algodón
o Alcohol
o Metanol al 99%
o Guantes de látex
o Pesolas
o Anillos de marcación
28
o Cámara fotográfica
o Caja para transporte de portaobjetos
Nota. En climas con alta humedad es necesario un ventilador pequeño
para el secado de los extendidos (Alarcon & Ramirez, 2015; Valkiūnas et
al., 2014).
2.- Metodología
2.1.- Ubicación de los sitios de estudio
La primera fase de toma de muestras se realizó en la Cordillera del
Cóndor, (3°53′42″S 78°46′53″O) en la provincia de Zamora Chinchipe, con
altitudes de 800 m.s.n.m hasta 1800 m.s.n.m; durante los meses de
Marzo, Abril y Mayo del 2017 en contraste se realizó dos muestreos en la
Estación Científica Juri Juri Kawsay (Norte: 1° 16' 40", Sur: 1° 20' 58",
Este: 77° 37' 26", Oeste: 77° 42' 06"), ubicada en la provincia de Pastaza,
cantón Arajuno, Oglán Alto, con una extensión de 3344 hectáreas y con
altitudes de 340 m.s.n.m hasta 1120 m.s.n.m. (SENPLADES, 2011) en los
meses de Julio y Agosto del 2017.
29
Figura 14. Ubicación de los sitios de estudio (Fuente, ArcGis, versión 10.4).
2.2.- Muestreo y recolección de muestras
2.2.1.- Método de captura
Las aves fueron capturadas con redes de neblina de 2,5 x 12m. (N= 10),
en áreas de sotobosque (Moens et al., 2016; Moens & Pérez-Tris, 2016;
Ricopa & Villa, 2016), en horarios de 6 a 10 de la mañana y de 14 a 16
horas con intervalos de revisión 20 minutos (Anexo 2) (Ricopa & Villa,
2016).
2.2.2.- Toma de muestras (Frotis sanguíneos)
Una vez capturadas las aves, se realizó toma registro de medidas
morfométricas (peso, tamaño, total, de ala, pico, tarso, sexo, edad). Cada
individuo fue marcado con un anillo de color numerado, para evitar el
doble muestreo.
Se expuso la vena braquial, puncionando con aguja hipodérmica, previa
desinfección con alcohol, se recolectó un máximo de una gota de sangre
30
con microcapilar y se colocó sobre el portaobjetos, con otro portaobjetos
en un ángulo de 45 grados (difuminador), se realizó el barrido con un
movimiento firme y continuo, obteniendo una película uniforme.
Finalmente, todos los frotis fueron fijados con metanol al 99% por un
lapso 3 a 5 minutos y se dejó secar al ambiente (Anexo 3; Anexo 10)
(Alger, 2001; Ricopa & Villa, 2016).
Una vez finalizada la fase de registro y toma de muestras sanguíneas, se
liberó inmediatamente las aves para minimizar estrés.
2.3.- Procedimiento de laboratorio
2.3.1.- Tinción de las muestras (Frotis sanguíneo)
Las muestras fueron teñidas en la Universidad Central del Ecuador,
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, en el laboratorio de
parasitología, con tinción Giemsa. Todas las placas fueron sumergidas en
solución Giemsa en cajas coplin, de 45 a 60 minutos (Moens et al., 2016;
Valkiūnas et al., 2014), adicionalmente los frotis fueron conservados y
almacenados para su posterior observación e identificación respectiva
(Anexos 4).
2.3.2.- Observación microscópica
Cada frotis fijado y teñido fue observado con lentes de 10x y 40x, con el
fin de identificar formas larvarias adultas como por ejemplo algunas
especies de Trypanosoma (Carlson et al., 2011), seguido se observó con
lente de 100x, en busca de estructuras intraeritrocíticas; para cumplir con
la correcta observación se realizó la técnica de zig – zag, misma que
permite seguir un orden y evita repasar los campos ya observados
(Montoro, 2015).
31
Figura 15. Barrido en forma de zig – zag. Fuente: (Montoro, 2015)
2.3.3.- Identificación Morfológica de los géneros
La identificación de los géneros fue por microscopia óptica, siguiendo las
claves morfo métricas de (Carlson, Sehgal, Valkiunas, & Iezhova, 2011;
Valkiunas, 2004; Valkiūnas et al., 2014; Valkiūnas, Iezhova, Evans,
Carlson, Martínez-Gómez, et al., 2013); se utilizó un microscopio
compuesto, marca Motic, modelo BA 210.
2.3.4.- Determinación de la densidad parasitaria
Para la cuantificación de la densidad parasitaria se utilizó el método de
cruces que recomienda la Organización Mundial de la Salud, donde un
signo (+) representa a una parasitemia Leve, cuando se observa de 1 a
10 parásitos en 100 campos, una parasitemia Media (++) cuando se
observa de 11 a 100 parásitos en 100 campos, una parasitemia alta (+++)
cuando se observa de 2 a 10 parásitos por campo y una muy alta (++++)
con más de 10 parásitos por campo (Tabla 1) (Alarcon & Ramirez, 2015;
Alger, 2001).
Tabla 1. Estimación de la densidad parasitaria por el método de cruces
método recomendado para realizar cuantificación según la Organización
Mundial de la Salud (OMS) (Alger, 2001).
32
Densidad
parasitaria por
Cruces
Parasitemia observada
BAJA
MEDIA
ALTA
MUY ALTA
+
++
+++
++++
1-10 parásitos en 100 campos
11-100 parásitos en 100 campos
2-10 parásitos por campo
>10 parásitos por campo
2.3.5.- Determinación de la intensidad de la parasitemia
Es un parámetro que nos permite estimar la intensidad de la infección en
10.000 células (Moens et al., 2016), por este motivo se observó zonas de
extendido fino donde los eritrocitos se encontraron en proporciones
semejantes, luego se realizó contaje del número de células observadas
en un campo, después el contaje del número de parásitos y el número de
campos, contando un total de 100 campos, el número total de parásitos
encontrados se dividió para el número de células totales en los 100
campos observados, esto x 100. Ejemplo: 3 parásitos ÷ 24600 células en
cien campos x 100= 0,01%.
2.3.6. Identificación taxonómica, categoría de hábitat y hábito
alimenticio
La identificación taxonómica se realizó de acuerdo a las claves en la Guía
de campo de Aves del Ecuador de Robert S. Ridgely y Paul J. Greenfielde
(Moens et al., 2016). Para la categorización de hábitat y hábito alimenticio
se obtuvo de la base de datos de (Wilman et al., 2014).
33
2.3.7. Estimación de la Relación entre la diversidad de
hemoparásitos con respecto al hábito alimenticio y hábitat
principal de la especie
Los datos fueron ingresados en un archivo en el programa Excel y luego
se utilizó en programa “R”, para obtener la relación entre la diversidad de
hemoparásitos en las aves silvestre, con respecto al hábito alimenticio y el
hábitat principal de las especies analizadas.
Para el análisis estadístico se usó un modelo lineal generalizado (GLM)
con distribución binomial donde la variable respuesta fue la presencia o
usencia del género parasitario (presencia o ausencia) y la variable
explicativa fue: el hábitat (tres categorías: sotobosque, generalista y
arbóreo) y el hábito alimenticio en tres categorías (nectarívoro,
invertebrados y omnívoros).
34
CAPÍTULO V
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
1.1. Presencia de parásitos por sitio y por especies estudiadas
Se analizaron 452 frotis sanguíneos, de 226 individuos, de 91 especies
que corresponden a 20 familias. El número de especies capturadas por
sitio fue: N= 57 en la Cordillera del Cóndor y N= 49 en la Estación
Científica Juri Juri Kawsay.
El número de especies parasitadas fue 12/91 que corresponde al 13,19%
del total de especies analizadas. Se identificó diez especies infectadas
con Haemoproteus sp., cinco en la Cordillera del Cóndor (5,4%) y cinco la
Estación Científica Juri Juri Kawsay (5,4%). Además, En J.J. Kawsay se
observó un hospedador de Leucocytozoon sp. (1%) (Anexo 8).
Finalmente, en J.J. Kawsay se encontró en el Hojarasquero Anteado
(Philydor erythrocercus) una infección mixta a Leucocytozoon sp. y
Trypanosoma sp., (Anexo 9) lo que corresponde a 1% y 1%,
respectivamente (Figura 16).
35
Figura 16. Porcentaje de especies infectadas por Haemoproteus sp.,
Leucocytozoon sp. y Trypanosoma sp., en la Cordillera del Cóndor y la
Estación Científica Juri Juri Kawsay (CCONDOR= Cordillera del Cóndor;
JJKawsay= Juri Juri Kawsay)
Tabla 2. Número y porcentaje de la presencia de Haemoproteus sp.,
Leucocytozoomsp., y Trypanosoma sp. según el hábitat y el hábito
alimenticio, en 226 aves de la, Cordillera del Cóndor y Estación Científica
Juri Juri Kawsay.
HABITAT DIETA Haemoproteus
sp. Leucocytozoom
sp. Trypanosoma
sp. Total (%)
Arbóreo Invertebrados 8 8 8 25,0
Sotobosque Nectarívoro 25 8 0 33,3
Invertebrados 25 0 0 25,0
Terrestre Invertebrados 17 0 0 16,7
36
De los 226 individuos capturados, 12 fueron positivos a hemoparásitos de
los géneros Haemoproteus, Leucocytozoon y Trypanosoma. Las especies
pertenecieron a familias: Furnariidae, Thamnophilidae, Thraupidae,
Trochilidae, Tyrannidae y Pipridae. La metodología usada en este estudio
no permitió determinar la especie de estos géneros, ya que se requiere de
la presencia del parásito adulto para la identificación de la especie de
hemosporidios según Valkiunas, et al., 2014 (Valkiūnas et al., 2014) y
Moens, et al., 2016 (Moens et al., 2016) debido a la baja intensidad de
infección según González, et al., (2014) (González et al., 2014).
Similares estudios realizados en otras regiones del Neotrópico han
encontrado porcentajes aproximados a los nuestros, es el caso del
estudio de Fecchio, et al., (2011) realizado en Brasil donde se analizaron
aves de seis familias (incluidas Tyrannidae, Thraupidae y Furnariidae)
encontrando 83 aves parasitadas de 772 analizadas (10,7%); este mismo
estudio muestra que Hameproteus sp. fue el más prevalente en las aves
(7,1%). La diferencia del número de géneros de parásitos en los dos sitios
estudiados podría explicarse por: 1) la estructura del hábitat (temperatura,
humedad y nivel de perturbación) que afectaría directamente a la
diversidad de vectores, ya que en La C. Cóndor los sitos de captura
fueron nexos a hábitats con alto nivel de perturbación (minería) lo que
implica una homogenización del hábitat y por tanto puede favorecer a una
especie de vector en particular aquellos más generalistas (Moens et al.,
2016); mientras que JJKawsay es una reserva natural sin alteración que
beneficia la diversidad tanto de vectores como de hospedadores; 2) los
mecanismos de selección natural que operan sobre la especialización de
los parásitos en función de la abundancia y frecuencia de los
hospedadores (Fecchio, 2011; Graham, 2012) .
De otro lado los resultados de éste estudio difieren con respecto a los
hallazgos de Gonzalez-Quevedo et al (2016) en su estudio realizado en
dos gradientes altitudinales (Colombia) donde se obtuvo un porcentaje de
32,1% en 25 especies analizadas. Así mismo, los resultados difieren con
los porcentajes encontrados por Harrigan et al (2014), realizado a varias
37
gradientes altitudinales de los Andes del Ecuador, donde se estimó un
31% para los géneros de Plasmodium sp., Haemoproteus sp. y
Leucocytozoon sp. Estas diferencias podrían ser explicadas por los
métodos moleculares usados en los dos estudios a diferencia de éste. Así
mismo, difiere con los resultados obtenidos por Gonzalez et al (2014), que
obtuvo valores de: Haemoproteus con 5% (108/2183), una prevalencia
más alta para Leucocytozoon con 5% (101/2183), y una prevalencia igual
para Trypanosoma con 1% (21/2183). (Gonzalez-quevedo, Pabón, &
Rivera-gutierrez, 2016; González et al., 2014; Harrigan et al., 2014)
1.2. Relación entre diversidad de hemoparásitos, la dieta y uso
de estrato de hábitat
El análisis estadístico no mostró relación entre la diversidad de
hemoparásitos con respecto al uso de hábitat principal de las especies.
Por el contrario, el análisis mostró diferencia estadística (P=0.025) entre el
género de hemoparásitos con el hábito alimenticio; observándose que las
especies que se alimentan de invertebrados (dieta) son mayormente
susceptibles a ser parasitadas por Haemoproteus sp., a variación fue de
4.9% más alto con respecto al (Intercepto = -1.49) (Tabla 3; Figura16).
Tabla 3. Análisis de Varianza ANOVA (GLM), de la relación entre la presencia de Haemoproteus, el hábitat y la dieta.
Factores Df Deviance Resid. Df Resid. Dev F Pr
(>0,05)
NULL
18 21.1548
DIETA 4 11.0519 14 10.1029 2.763 0.02599
HABITAT 3 3.3047 11 6.7982 1.1016 0.34698
SITIO 1 0.0098 10 6.7884 0.0098 0.92106
NULL= modelo nulo, Df= grados de libertad, Deviance Resid= Desvición
residual, F= Factor estadístico, Pr= Probabilidad.
En el presente estudio, el uso del estrato arbóreo de la especie no mostró
relación con la presencia de los parásitos estudiados, resultados que
difieren con los publicados por (Laurance et al., 2013) los hábitats
tropicales de Australia donde sí se observó una diferencia entre las
especies de hábitos terrestres con respecto a las que usan el sotobosque
38
y el área de dosel. Así mismo, los resultados encontrados en este estudio
coinciden con los publicados por los mismos autores donde se encontró
una relación positiva entre prevalencia de Haemeproteus y Plasmodium
con la dieta de las aves, siendo ésta ampliamente superior en aquellas
aves que se alimenta de insectos con respecto a aquellas que se
alimentan de granos y las omnívoras (Laurance et al., 2013). El contraste
en los resultados podría estar explicado en primera instancia por la
especificidad de los sitios de estudio y de hábitat donde se realizaron los
estudios en Australia el cual se especifica con mayor certitud el uso de
hábitat, mientras que en este estudio las muestras provienen de dos tipos
de hábitat.
Por lo contrario, el estudio realizado por González, et al., (2014) en
Colombia, donde se relacionó la prevalencia de hemoparásitos con
respecto a varios factores biológicos y ecológicos, donde se encontró una
menor prevalencia de Haemoproteus sp. en aves con dietas insectívoras
(González et al., 2014).
1.3. Frecuencia de hemoparásitos
El género Haemoproteus sp., fue más frecuente en las especies que
habitan en el sotobosque cuyos hábitos alimenticios son mayormente
néctar e invertebrados, la frecuencia fue media (25%) en ambos sitios
respectivamente. De otro lado, se observó que las aves que usan el
estrato arbóreo tiene una menor frecuencia de parasitismo (8%) y son
parasitadas por Leucocytozoon sp., principalmente. Finalmente, el caso
de infección mixta fue observado en una sola especie (8%) la misma que
se alimenta de invertebrados y néctar y usa los hábitats arbóreos (Tabla
2; Figura 16).
De los hemoparásitos encontrados en este estudio, el género
Haemoproteus sp. fue el más abundante con el 10,8% (n=10), este
resultado fue próximo al obtenido (Fecchio, 2011) con una prevalencia de
7,1% (53/772) para Haemoproteus sp. y 3,6% (28/772) para Plasmodium
sp., en Brazil Central (Fecchio, Lima, Silveira, Braga, & Marini, 2011). Así
39
también, hubo una relativa similitud con un estudio realizado en Colombia
por (González et al., 2014) donde se determinó frecuencias semejantes
entre los dos hemoparásitos: Haemoproteus sp. con una prevalencia de
5% (108/2183), Leucocytozoon sp., con 5% (101/2183) y Trypanosoma sp
con una prevalencia de 1% (21/2183). Por el contrario un estudio en Perú
por (Ricopa & Villa, 2016), encontró una frecuencia para Plasmodium sp.
con una prevalencia de 10%, seguida por una prevalencia de 2,9% para
Haemoproteus sp.
Las bajas frecuencias encontradas en este estudio podrían ser explicadas
por la baja densidad de vectores culicoides e hipoboscidos para la
transmisión de este parásito según lo asevera Valkiunas, et al., (2014);
otra explicación podrían ser los diferentes factores ecológicos
(temperatura), que afecta a la diversidad tanto de vectores como la de
viabilidad de parásitos dentro de los vectores (Valkiūnas et al., 2014).
Los resultados son aproximados en los publicados por (Lotta et al., 2016)
en Colombia donde encontró una baja prevalencia de 4,6% en 13
localidades y de 6,4% (110/1727) en altas altitudes, identificando de 2 o 3
morfo especies de Leucocytozoon con intensidades de 0.001 a 0.36%
(altitudes de 2400 y 3200 m.s.n.m), coincidiendo con la baja frecuencia
(8%) e intensidad de 1 parásito en todo el frotis (0,003% a 0,004%), éstos
resultados podrían estar explicados por las condiciones de hábitat (altitud
principalmente) que es el factor condicionante de la diversidad de
Hemosporidios, ya que la mayor prevalencia y diversidad se presenta
sobre altitudes superiores 2145 msnm (Harrigan et al., 2014) y en este
estudio los dos sitios tienen altitudes menores a 2000 msnm (Cordillera
del cóndor: 1267 – 1440 m.s.n.m)(Juri Juri Kawasay: menor a 1000
m.s.n.m).
1.4. Densidad parasitaria e Intensidad de infección
Adicionalmente, la densidad parasitaria (DP) que se cuantificó por el
método de cruces mostró que el Picoplano Oliváceo (Rhynchocyclus
olivaceus) tuvo una DP alta por Haemoproteus sp., con una intensidad de
40
infección del 1,51%, seguido por la Tangara Cabecicastaña (Tangara
gyrola) con una DP media y 0.1% de intensidad; además la DP del
Hojarasquero Anteado (Philydor erythrocercus) fue baja con una
intensidad de infección de 0.004% para Leucocytozoon sp. y 0.01% para
Trypanosoma sp. En adición, para el Saltarín Barbiblanco (Manacus
manacus) la DP fue baja con una intensidad de 0.003% para
Leucocytozoon sp.; la. Finalmente, para las 8 especies restantes
infectadas por Haemoproteus sp., se determinó una DP baja y una
Intensidad < al 0,1% (Tabla 4; Anexos 5, 6, 7, 8, 9).
La intensidad encontrada en el estudio de Moëns et al., (2016) en
Sudamérica en Ecuador, fue media para el género Haemoproteus sp., en
87 individuos positivos entre colibríes y passerines; en el estudio de
(Lotta, 2010) en Colombia en el Parque Nacional Natural (PNN) Chingaza,
mostró parasitemias de 0,0001 a 0,0005 de Leucocytozoon sp., con 1 a 2
parásitos. Estudios desarrollados en Costa Rica muestran que
Trypanosoma sp, presenta bajas intensidad de (<1 parasito por 10,000
células) sobre tres hospederos diferentes, al igual que este estudio éste
parásito fue determinado en un hormiguero (Gymnocichla nudiceps) que
se alimenta de invertebrados (Valkiūnas et al., 2004).
41
Tabla 4. Densidad parasitaria (DP) e intensidad parasitaria de especies infectadas por hemoparásitos (Haemoproteus sp., Leucocytozoon sp. y Trypanosoma sp.) en relación al sitio de estudio, especie y familia a la que pertenecen.
SITIO
FAMILIA
ESPECIE
INTENSIDAD DE INFECCIÓN
DENSIDAD PARASITARIA
Haemoproteus sp. (%)
Leucocytozoom sp. (%)
Trypanosoma sp. (%)
CCóndor
Furnariidae Syndactyla subalaris 0,02 - - +
Thamnophilidae Dysithamnus mentalis 0,02 - - +
Thraupidae Tangara gyrola 0,1 - - ++
Trochilidae Thalurania furcata 0,01 - - +
Tyrannidae Rhynchocyclus olivaceus 1,51 - - +++
JJKawsay
Furnariidae
Hyloctistes subulatus 0,01 - - +
Philydor erythrocercus - 0,004 0,01 +
Sclerurus rufigularis 0,01 - - +
Pipridae
Lepidothrix coronata 0,01 - - +
Manacus manacus - 0,003 - +
Pipra erythrocephala 0,01 - - +
Tyrannidae Knipolegus poecilocercus 0,03 - - +
Densidad parasitaria con el método de cruces según la OMS: signo (+) representa parasitemia leve, cuando se observa 1 parasito
en 100 campos, (++) parasitemia media, de 11 a 100 parásitos en 100 campos, (+++) parasitemia alta, de 2 a 10 parásitos por
campo y (++++) parasitemia muy alta, más de 10 parásitos por campo. Porcentaje de intensidad de infección según el número de
parásitos encontrados para el número de células en 100 campos por 100.
42
CAPÍTULO VI
CONCLUSIONES
1. En la presente investigación se determinó la presencia de Haemproteus
sp., Leucocytozoon sp. y Trypanosoma sp. en 12 especies de aves de
seis familias Furnariidae, Thamnophilidae, Thraupidae, Trochilidae,
Tyrannidae y Pipridae, en los dos sitios estudio ubicados en la Cordillera
del Cóndor y la Estación Científica Juri Juri Kawsay. El género
Haemoproteus sp., fue el que se encontró con mayor frecuencia en 10
de 12 especies positivas.
2. Se determinó una relación estadística significativa entre la presencia de
Hameproteus sp., con el hábito alimenticio, siendo las especies que se
alimentan de invertebrados más susceptibles a ser parasitadas por éste
género. En este estudio no se encontró relación entre la presencia de
éste hemoparásito y el uso de hábitat de las especies.
3. Se identificaron los géneros Haemoproteus sp., Leucocytozoon sp., y
Trypanosoma sp., en 12 de 226 individuos capturadas. Las densidades
fueron bajas (+) en 10 de 12 especies parasitadas, una con una
densidad media (++) y una con una densidad alta (+++) e una intensidad
de infección alta de 1, 51%.
RECOMENDACIONES
1. La metodología de microscopia usada en este estudio no permitió la
identificación de la especie de estos hemoparásitos por lo que se
recomienda el empleo de métodos moleculares para su determinación.
2. Se observó una mayor diversidad de géneros en hábitats poco
perturbados por lo que sería importante incrementar el área de estudio
en hábitats altamente perturbados (agrícola o ganadero) para establecer
un eventual efecto de la estructura del hábitat.
43
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47
ANEXOS
ANEXO 1. Tabla para registro de datos morfométricas e identificación de la muestra biológica.
ANEXO 2. Método de captura de aves con redes de neblina.
Figura 17. Colocación de redes de neblina en la Cordillera del Cóndor.
ANEXO 3. Método de manipulación y extracción de la muestra en campo
Figura 18. Punción de la vena braquial con aguja hipodérmica, extracción con microcapilar y realización del barrido para el frotis sanguíneos.
Fecha Hora Cód. muestra Nombre Especie
CL Medidas Peso Anillo
Observaciones Total Ala Pico Tarso
48
ANEXO 4. Fase de laboratorio. Método de tínción Giemsa y observación de los frotis sanguíneos.
Figura 19. Tinción Giemsa de frotis en cajas coplin.
49
ANEXO 5.
Figura 20. Muestra 76. Cordillera del Cóndor.
Vista microscópica de Haemoproteus sp. (N= 3), determina en Picoplano Oliváceo (Rhynchocyclus olivaceus). Flechas rojas:
gametocitos de color azul claro, casi transparentes, rodeando al núcleo de las células hasta los extremos, con presencia de
gránulos marrón, agrupados en los polos (Número aproximado= 5 a 6 gránulos), ligero desplazamiento del núcleo de las células
lateralmente, no se aprecian los núcleos, mala definición. Fuente: http://www.peruaves.org/tyrannidae/olivaceous-flatbill-
rhynchocyclus-olivaceus/
50
ANEXO 6.
Figura 21. Muestra 71. Juri Juri Kawsay.
Vista microscópica de Haemoproteus sp. (N= 1), determina en Saltarín Coronado (Lepidothrix coronata). Flecha roja: gametocito
de color azul claro, casi transparentes, rodeando al núcleo de la célula hasta los extremos, con presencia de gránulos marrón,
agrupados en los polos (Número aproximado= 5 gránulos), ligero desplazamiento del núcleo de las células lateralmente, no se
aprecian los núcleos, mala definición. Fuente: https://www.flickr.com/photos/jjarango/21495647199
51
ANEXO 7.
Figura 22. Muestra 78. Cordillera del cóndor.
Vista microscópica de Haemoproteus sp. (N= 1), determina en Tangara Cabecicastaña (Tangara gyrola). Flecha roja: gametocito de
color azul claro, rodeando al núcleo de la célula hasta los extremos, con presencia de gránulos marrón, agrupados en los polos
(Número aproximado= 5 gránulos), no se aprecian los núcleos, ni la definición de la membrana celular, mala definición. Fuente:
https://avesdeltolima.com/2017/04/10/tangara-cabecirufa-tangara-gyrola/
52
ANEXO 8.
Figura 23. Muestra 09. Juri Juri Kawsay.
Vista microscópica de Leucocytozoon sp. (N= 1), determina en Saltarín Barbiblanco (Manacus manacus). Flecha roja: gametocito
juvenil. Célula deformada, núcleo azul desplazado hacia la periferia, alargado, citoplasma con inclusiones azurofílicas en forma de
polvo, no se aprecia el núcleo del parásito, mala definición. Fuente: http://www.nejohnston.org/birds/bird_Golden-
collaredManakin.shtml
53
ANEXO 9.
Figura 24. Muestra 41. Juri Juri Kawsay.
Vista microscópica de Trypanosoma sp. (N= 1), determinada en Hojarasquero Anteado (Philydor erythrocercus). La flecha roja
muestra: Tripanomastigote hematozoico de color azul claro, con extremos puntiagugos, no se aprecia flagelo, ni núcleo, ni
gránulos, mala definición.
Fuente: https://www.hbw.com/ibc/species/rufous-rumped-foliage-gleaner-philydor-erythrocercum
54
ANEXO 10. PROTOCOLO DE CAMPO PARA EL ESTUDIO DE HEMOPARASITOS
FECHA: ALTITUD:
SITIO: HABITAT:
MVZ: Responsable científico: Prof. Nivia Luzuriaga Supervisor de campo:
MATERIALES:
Portaobjetos con banda mate. Tubo micro capilar sin heparina Algodón Alcohol antiséptico Guantes de nitrilo Agujas de diferentes tamaños y calibres: 30G x 12mm Metanol (100%) Tinción Giemsa
Contenedores tipo Coplin de vidrio
DIRECTOR DE INVESTIGACIÓN CIENTIFICA
OBJETIVO Determinar la diversidad de hemoparásitos en aves silvestres.
PROCEDIMIENTO
1. Limpiar el área de punción con alcohol y algodón. 2. Extraer sangre y colocar micro tubo capilar. 3. Colocar una gota de sangre en cada porta objeto, realizar la extensión del frotis con ayuda de otro porta objeto
en ángulo de 45 grados. 4. Dejar secar por al menos 2 minutos en clima seco, y con ayuda de un ventilador en climas cálido húmedo. 5. Realizar la fijación del frotis con Metanol al 100%, sumergir los frotis en la solución durante 3 minutos. 6. Guardar los frotis en una caja porta objetos identificados por especie, fecha y sitio de captura la tinción
Giemsa, dejando reposar según la temperatura del ambiente donde en condiciones más calurosas (> 25°C) se recomiendan 50 minutos.
7. La tinción Giemsa se realizará en el laboratorio durante los 30 días próximos 8. Dejar reposar los frotis sumergidos en coloración Giemsa regulada a 7.0- 7.2 pH dentro de los contenedores
Coplin durante 50 minutos. 9. Remover el exceso con agua destilada. 10. La solución debe ser preparada en ese momento y el sobrante deberá ser desechado. 11. Conservar los frotis en un lugar fresco y seco a temperatura 20- 22º C, e cajas contenedoras de portaobjetos. 12. Identificar las estructuras celulares tenidas mediante observación al microscopio con lente de 40x y 100x. 13. Observar las estructuras al menos durante 30 minutos por placa para determinar el grado de infección y si
existe holoparásitos.
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