tratamiento de aguas residuales de empacadora de...
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I
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA
CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA
´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO
CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE
FOTOBIORREACTORES``
AUTORES:
ALEJANDRO GARZON ALEXANDRA DEL CARMEN
LOOR CARVAJAL DALILA ESTEFANIA
TUTOR:
DRA. MIRELLA BERMEO GARAY
GUAYAQUIL, SEPTIEMBRE DEL 2018
II
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA
TESIS PRESENTADA COMO REQUISITO PARA OPTAR POR EL TITULO DE
INGENIERIA QUIMICA
´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO
CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE
FOTOBIORREACTORES``
AUTORES:
ALEJANDRO GARZON ALEXANDRA DEL CARMEN
LOOR CARVAJAL DALILA ESTEFANIA
TUTOR:
DRA. MIRELLA BERMEO GARAY
GUAYAQUIL, SEPTIEMBRE DEL 2018
III
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA UNIDAD DE TITULACION
REPOSITORIO
REPOSITORIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGIA
FICHA DE REGISTRO DE TESIS/TRABAJO DE GRADUACION
TITULO Y SUBTITULO ´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO
CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE FOTOBIORREACTORES``
AUTOR(ES) (apellidos y nombres): Alejandro Garzón Alexandra del Carmen
Loor Carvajal Dalila Estefanía
REVISOR(ES)/TUTOR(ES) (apellidos y nombres):
Dra. Bermeo Garay Mirella
INSTITUCION: Universidad de Guayaquil
UNIDAD/FACULTAD: Facultad de Ingeniería Química
MAESTRIA/ESPECIALIDAD:
GRADO OBTENIDO: Ingeniero Químico.
FECHA DE PUBLICACION: No de
Paginas
94
AREAS TEMATICAS: Ciencias Tecnológicas.
PALABRAS CLAVES/ KEYWORDS: microalga, Chlorella vulgaris, fotobiorreactor, remoción, efectividad.
RESUMEN / ABSTRACT (150-250 palabras): El estudio consistió en la aplicación de la micro-alga Chlorella vulgaris de origen marino en agua residual de una empacadora de pescado, esta posee un elevado valor en DQO 2430 mg/l , DBO 1466 mg/l, tensoactivos 1,2 mg/l , solidos suspendidos 1,2 mg/l , aceite y grasas 180 mg/l , se le realizo un pretratamiento: filtración para su acondicionamiento, luego se la distribuyo en los fotobiorreactores que contendrán varias concentraciones menores al 50% de microalga sobre agua residual en condiciones aerobias, con fluorescentes led de 1540 Lumen(Im) a periodos de 10 horas de luz y 14 oscuridad, agitación constante 4 L/min, durante el tratamiento se caracterizó el agua residual tratada inicial y final obteniendo una disminución del 70,26% de remoción en DQO, 100% en Turbidez, 92,18% de color estos fueron evaluados como parámetros de respuesta y los demás parámetros analizados se obtuvo, en la misma muestra la remoción de 97,74% en DBO, 99% en Solidos suspendidos, 100% en aceites y grasas en la muestra cuya concentración de microalga había sido 10% sobre un 90% de agua residual, presentando elevación del pH mínima dentro de los rangos permisibles para las normas. Dando como resultado que la microalga Chlorella vulgaris tiene alta eficiencia en remoción de parámetros contaminantes en agua residuales de Empacadoras de pescado
ADJUNTO PDF: SI NO
CONTACTO CON AUTOR/ES Teléfono:
0992069859 E-mail:
acarmenalejandrog@ hotmail.com
Contacto con la Institución
Nombre: Universidad de Guayaquil-Facultad de Ingeniería Química
Teléfono: 04-229-2949
E-mail: www.fiq.ug.edu.ec
IV
FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA
CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA
UNIDAD DE TITULACIÓN
CERTIFICADO DE PORCENTAJE DE SIMILITUD Habiendo sido nombrado DRA. MIRELLA BERMEO GARAY, tutor del trabajo de
titulación certifico que el presente trabajo de titulación ha sido elaborado por
ALEXANDRA DEL CARMEN ALEJANDRO GARZÓN, C.C.: 093097446-4, y DALILA
ESTEFANIA LOOR CARVAJAL, C.C: 095058350-0 con mi respectiva supervisión
como requerimiento parcial para la obtención del título de INGENIERO QUIMICO.
Se informa que el trabajo de titulación: ´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE
UNA EMPACADORA DE PESCADO CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS
ORIGEN MARINO MEDIANTE FOTOBIORREACTORES``, ha sido orientado durante todo
el periodo de ejecución en el programa anti-plagio (URKUND) quedando el 2% de
coincidencia.
ANEXO 6
https://secure.urkund.com/view/39977838-619205-
923323#q1bKLVayijbQMdQx1jHVMdMxj9VRKs5Mz8tMy0xOzEtOVbIy0DMwN
LM0MTM0MzU1MTcxNjExMq4FAA==
V
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA
CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA
UNIDAD DE TITULACION
CERTIFICACIÓN DEL TUTOR REVISOR
Habiendo sido nombrado Martha Mirella Bermeo, tutor del trabajo de titulación
´´TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO
CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE
FOTOBIORREACTORES`` certifico que el presente trabajo de titulación, elaborado
por Alexandra del Carmen Alejandro Garzón con C.I. No. 0930974464, Dalila
Estefanía Loor Carvajal con C.I. No. 095058350-0 con mi respectiva supervisión
como requerimiento parcial para la obtención del título de Ingeniero Químico, en la
Carrera de Ingeniería Química, ha sido REVISADO Y APROBADO en todas sus
partes, encontrándose apto para su sustentación.
VI
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA CARRERA DE INGENIERIA QUIMICA
UNIDAD DE TITULACION
LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO EXCLUSIVA PARA EL
USO NO COMERCIAL DE LA OBRA CON FINES NO ACADÉMICOS
Nosotras, ALEXANDRA DEL CARMEN ALEJANDRO GARZON con C.I. No.
093097446-4 y DALILA ESTEFANIA LOOR CARVAJAL con C.I. No 095058350-0
certificamos que los contenidos desarrollados en este trabajo de titulación, cuyo
título es “TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE
PESCADO CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO
MEDIANTE FOTOBIORREACTORES” son de mi absoluta propiedad y
responsabilidad Y SEGÚN EL Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA
ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E
INNOVACIÓN*, autorizo el uso de una licencia gratuita intransferible y no exclusiva
para el uso no comercial de la presente obra con fines no académicos, en favor de
la Universidad de Guayaquil, para que haga uso del mismo, como fuera pertinente.
VII
AGRADECIMIENTO
En primer lugar, a Dios y a la Virgen del Cisne por darme la fortaleza necesaria para
superar cada prueba que se me presentaba en este largo recorrido.
A mi abuelita Hilda Huayamave, mi madre Betsy Garzón y mi papa Juan Alejandro
pilares fundamentales en mi formación académica y personal, siempre guiándome
con sus consejos, creyendo siempre en mí.
A mi familia por apoyarme de manera incondicional por no tener excusas, por sus
palabras de aliento, y estar siempre prestos a ayudarme.
A mis amigos quienes formaron parte de mi vida en la carrera universitaria, cada
uno con su forma de ser aportaron a mi crecimiento personal, gracias por el apoyo,
y por todo lo bueno compartido. ¡Éxitos sus carreras profesionales!
A mi tutora Dra. Mirella Bermeo por la paciencia, y el aporte de su conocimiento para
el desarrollo de este trabajo de investigación, sabiéndome encaminar en la recta
final de alcanzar mi meta propuesta.
¡Fue difícil, pero no imposible!
Alexandra Alejandro Garzón.
VIII
DEDICATORIA
Dedico este trabajo a mi madre que creyó en mí, y en que podía culminar esta meta,
por su apoyo incondicional, a mi abuelita a quien recuerdo impulsando y
acompañándome en mi formación académica desde que tengo uso de razón, a mi
papá y a mi familia y a todos quienes jamás dejaron de creer en mí, valoro cada
uno de sus esfuerzos.
Alexandra Alejandro Garzón.
IX
AGRADECIMIENTO
Quiero agradecer a Dios, porque ha sabido guiarme por el camino del bien,
dándome sabiduría, inteligencia para culminar con éxito una etapa más de mi vida, y
poder servir a la sociedad con mis conocimientos, para el progreso del país, el de mi
familia y el mío en particular.
A mis padres y hermanos, que, con su apoyo incondicional, me han enseñado que
nunca se debe dejar de luchar por lo que se desea alcanzar.
A mis amigos por los consejos, brindados. Y a mi esposo quien me ha ofrecido su
amistad sincera, y amor; a las demás personas que colaboraron para este trabajo.
Loor Carvajal Dalila Estefanía
X
DEDICATORIA
A Dios, a la Virgen María, por iluminar mi camino.
A mis padres, quienes estuvieron siempre apoyándome para alcanzar mis objetivos,
y brindándome cariño sincero e incondicional.
A mis hermanos que con sus consejos oportunos, me permitió demostrarle, que con
esfuerzo y sacrificio se pueden alcanzar las metas.
A mi esposo por el apoyo incondicional y la motivación
Loor Carvajal Dalila Estefanía
XI
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE INGENIERIA QUIMICA “TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES DE EMPACADORA DE PESCADO CON MICRO-ALGA CHLORELLA VULGARIS ORIGEN MARINO MEDIANTE
FOTOBIORREACTORES”
RESUMEN
El estudio consistió en la aplicación de la micro-alga Chlorella vulgaris de origen
marino en agua residual de una empacadora de pescado, la caracterización del
agua residual posee un elevado valor en DQO 2430 mg/l , DBO 1466 mg/l,
tensoactivos 1,2 mg/l , solidos suspendidos 1,2 mg/l , aceite y grasas 180 mg/l , se
le realizo un pretratamiento: filtración para su acondicionamiento, luego se la
distribuyo en los fotobiorreactores que contendrán varias concentraciones menores
al 50% de microalga sobre agua residual en condiciones aerobias, con
fluorescentes led de 1540 Luminex (Im) a periodos de 10 horas de luz y 14
oscuridad, agitación constante 4 L/min, durante el tratamiento se caracterizó el agua
residual tratada inicial y final obteniendo una disminución del 70,26% de remoción
en DQO, 100% en Turbidez, 92,18% de color estos fueron evaluados como
parámetros de respuesta y los demás parámetros analizados se obtuvo, en la misma
muestra la remoción de 97,74% en DBO5, 99% en Solidos suspendidos, 100% en
aceites y grasas en la muestra cuya concentración de microalga había sido 10%
sobre un 90% de agua residual, presentando elevación del pH mínima dentro de los
rangos permisibles para las normas. Dando como resultado que la microalga
Chlorella vulgaris tiene alta eficiencia en remoción de parámetros contaminantes en
agua residuales de Empacadoras de pescado
Palabras clave: microalga, Chlorella vulgaris, fotobiorreactor, remoción, efectividad.
XII
UNIVERSITY OF GUAYAQUIL FACULTY OF CHEMICAL ENGINEERING
"WASTEWATER TREATMENT OF FISH PACKAGING WITH MICRO-ALGA
CHLORELLA VULGARIS MARINE ORIGIN THROUGH PHOTOBIORREACTORS"
SUMMARY
The study consisted of the application of Chlorella vulgaris microalgae of marine
origin in wastewater from a fish packing house, the characterization of the
wastewater has a high value in COD 2430 mg / l, BOD 1466 mg / l, surfactants 1, 2
mg / l, suspended solids 1.2 mg / l, oil and fats 180 mg / l, a pretreatment was carried
out: filtration for its conditioning, then it is distributed in the photobioreactors that
contain several concentrations of less than 50% microalgae on residual water in
aerobic conditions, with 1540 Luminex fluorescent LEDs (Im) at periods of 10 hours
of light and 14 dark, constant agitation 4 L / min, during the treatment the initial and
final treated wastewater was characterized obtaining a decrease of 70.26% of
removal in COD, 100% in Turbidity, 92.18% in color, these were evaluated as
response parameters and the other parameters analyzed were obtained, in the same
sample the removal of 97.74% in BOD5, 99% in Suspended solids, 100% in oils and
fats in the sample, its microalga concentration had been 10% over 90% of residual
water, presenting a minimum pH elevation within the permissible ranges for the
standards. Resulting in the Chlorella vulgaris microalgae having high efficiency in
removal of contaminating parameters in wastewater from Balers of fish
Key words: microalga, Chlorella vulgaris, Photobioreactor, Removal, Effective.
1
Contenido REPOSITORIO ...................................................................................................................... III
CERTIFICADO DE PORCENTAJE DE SIMILITUD ......................................................... IV
CERTIFICACIÓN DEL TUTOR REVISOR ......................................................................... V
LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO EXCLUSIVA PARA EL USO NO
COMERCIAL DE LA OBRA CON FINES NO ACADÉMICOS ....................................... VI
AGRADECIMIENTO ............................................................................................................. VII
DEDICATORIA .................................................................................................................... VIII
AGRADECIMIENTO .............................................................................................................. IX
DEDICATORIA ........................................................................................................................ X
RESUMEN .............................................................................................................................. XI
SUMMARY ............................................................................................................................. XII
1.CAPITULO I ........................................................................................................................... 7
1.1 INTRODUCCION ................................................................................................... 7
1.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ..................................................................... 9
1.3 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA. ........................................................................... 11
1.3.1 JUSTIFICACIÓN TEÓRICA. .............................................................................. 11
1.3.2 JUSTIFICACIÓN METODOLÓGICA. ............................................................... 13
1.3.3 JUSTIFICACIÓN PRÁCTICA. .............................................................................. 15
1.4 OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN ........................................................................ 16
1.4.1 OBJETIVO GENERAL .......................................................................................... 16
1.4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................. 16
1.5 DELIMITACION DE LA INVESTIGACION .................................................................. 16
1.6 HIPOTESIS .................................................................................................................. 18
1.6.1. VARIABLE INDEPENDIENTE: ......................................................................... 18
1.6.2. VARIABLE DEPENDIENTE: ............................................................................. 18
1.6.3. INDICADORES ................................................................................................... 18
2. Capitulo II ............................................................................................................................ 19
2.1. MARCO DE REFERENCIA .......................................................................................... 19
2.1.1. MARCO TEÓRICO .......................................................................................... 19
2.1.1.1. Agua marina ..................................................................................................... 19
2.1.1.3 Contaminantes orgánicos ............................................................................... 20
2.1.1.4. Contaminantes inorgánicos ........................................................................... 21
2.1.1.5. Biología de micro algas .................................................................................. 21
2.1.1.6. Especies de Chlorella ..................................................................................... 22
2.1.1.7. Chlorella vulgaris ............................................................................................. 23
2
2.1.1.8. Producción de micro algas ............................................................................ 24
2.1.1.9. Crecimiento de micro algas ........................................................................... 24
2.1.1.9.1. Fase de latencia o adaptación: .................................................................. 26
2.1.1.9.2. Fase Exponencial: ....................................................................................... 26
2.1.1.9.3. Fase de crecimiento lineal: ......................................................................... 27
2.1.1.9.4. Fase estacionaria: ........................................................................................ 27
2.1.1.9.5. Fase de muerte: ........................................................................................... 27
2.1.1.10. Tasa de crecimiento ..................................................................................... 28
2.1.1.11. Tiempo de duplicación y tasa específica de crecimiento ....................... 28
2.1.1.12. Parámetros que influyen en el crecimiento de las algas ........................ 29
2.1.1.14. Agitación ......................................................................................................... 29
2.1.1.15. Temperatura .................................................................................................. 30
2.1.1.16. Salinidad ......................................................................................................... 31
2.1.1.17. pH .................................................................................................................... 31
2.1.1.18. Cámara de Neubauer: .................................................................................. 32
2.1.1.19 Recuento celular ............................................................................................ 33
2.1.1.20. Medio de cultivo (nutrientes) ....................................................................... 34
2.1.1.21. Comportamiento con el Medio Ambiente ................................................... 34
2.1.1.24. Normativa Ambiental. ................................................................................... 35
2.1.1.25. Depuración ..................................................................................................... 38
2.1.1.26. Separación ..................................................................................................... 38
2.1.3. MARCO CONCEPTUAL ............................................................................................ 39
2.1.3.1 Fase 1.- Diagrama de crecimiento celular a escala.................................... 39
2.1.3.2 Fase 2.- Caracterización del agua residual.................................................. 40
2.1.3.3. Fase 3.- Aplicación de la microalga Chlorella vulgaris en agua residual41
2.1.3. MARCO CONTEXTUAL ............................................................................................ 42
2.1.3.1. MICRO ALGAS CHORELLA VULGARIS .................................................... 42
3. Capitulo III .......................................................................................................................... 44
3.1 METODOLOGIA DE LA INVESTIGACION ................................................................ 44
3.1.1. MATERIALES Y EQUIPOS .............................................................................. 44
3.1.2. PROCEDIMIENTO ............................................................................................. 47
3.1.2.1. Preparación de nutriente ................................................................................ 47
3.1.2.2. Crecimiento celular ........................................................................................ 48
3.1.2.3. Metodología del recuento celular .................................................................. 49
3.1.2.4. Pretratamiento de agua residual. .................................................................. 50
3.1.2.5. Adición de microalga en diferentes porcentajes de concentración ......... 50
3
3.1.2.6. Recolección de muestra ................................................................................. 51
4. Capitulo IV .......................................................................................................................... 52
4.1. Resultados ...................................................................................................................... 52
4.1.1. Evaluación y selección de la velocidad del flujo de aireación más
apropiado para aplicar sobre el cultivo de Chlorella vulgaris ................................. 52
4.1.2. Conteo celular por miligramo de Chlorella vulgaris ...................................... 53
4.1.3. Matriz para la determinación de numero de células por mililitro en un
periodo de 15 días (Medio de cultivo DAP-fosfato de sodio) ................................. 53
4.1.4. Curva de Crecimiento del cultivo periodo de 15 días ................................... 54
4.1.5. Caracterización de agua residual proveniente de una empacadora de
pescado ........................................................................................................................... 54
4.1.6. Turbidez y Color Aparente resultados inicial con el colorímetro Dr/890 ... 55
4.1.7. Valores luego del Pre-tratamiento: parámetros de respuesta..................... 55
4.1.8. Parámetros de operación de microalga Chlorella vulgaris antes de su
aplicación en muestras ................................................................................................. 55
4.1.9. Prueba de la eficacia de micro-alga Chlorella vulgaris para la remediación
de agua residual a diferentes concentraciones ........................................................ 56
4.1.9.1. Composición en Volumen de la experimentación ...................................... 56
4.1.9.2. Perfil de Crecimiento celular x 106 de microalga Chlorella vulgaris al
ser aplicada en agua residual a tratar ........................................................................ 57
4.1.9.3. Perfil de crecimiento de Chlorella vulgaris en agua residual pretratada 57
4.1.10. Remoción gradual del DQO por aplicación de microalgas (Chlorella
vulgaris) en agua residual de empacadora de pescado: ........................................ 58
4.1.11. Resumen de la remoción gradual de Turbidez por aplicación de microalgas
(Chlorella vulgaris) en agua cruda ................................................................................... 59
4.1.12. Resumen de la remoción gradual de Color por aplicación de microalgas
(Chlorella vulgaris) en agua Residual .............................................................................. 60
4.1.13.pH ......................................................................................................................... 62
4.1.13.1. Comparación del pH obtenido en el control de las muestras durante 14
días .................................................................................................................................. 62
4.1.14. Resultados de la caracterización de Agua residual Tratada en la Unidad
de Control de Calidad. .................................................................................................. 63
4.2. ANALISIS DE LOS RESULTADOS .................................................................... 64
4.3. CONCLUSIONES .................................................................................................. 66
4.4 RECOMENDACIONES .................................................................................................. 67
4.5. GLOSARIO ..................................................................................................................... 68
4.6. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................. 70
4.7. ANEXOS .......................................................................................................................... 74
4
INDICE DE FIGURAS
FIGURA 1. UBICACIÓN DE LA UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL-FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA .. 17
FIGURA 2. MAPA DE LA ZONA COSTERA DEL ECUADOR ............................................................. 17
FIGURA 3. EFECTO DE LAS AGUAS RESIDUALES EN EL MEDIO AMBIENTE .................................... 19
FIGURA 4 ESPECIE DE ALGAS ENCONTRADAS EN LAGUNAS ....................................................... 22
FIGURA 5 CÉLULAS DE CHLORELLA VULGARIS ......................................................................... 24
FIGURA 6 CRECIMIENTO CELULAR DE CHLORELLA VULGARIS .................................................... 26
FIGURA 7. CURVA DE CRECIMIENTO DE UN CULTIVO DE MICROALGAS ........................................ 28
FIGURA 8.- FLUORESCENTES LED LUZ BLANCA USADAS EN FOTOBIORREACTORES ..................... 29
FIGURA 9.- SISTEMA DE AGITACIÓN MEDIANTE FLUJO DE AIRE .................................................. 30
FIGURA 10.- TEMPERATURA REGISTRADA EN PH-METRO .......................................................... 31
FIGURA 11.- TOMA DE PH EN LAS MUESTRAS .......................................................................... 32
FIGURA 12.-PH-METRO HQ30D ............................................................................................. 32
FIGURA 13.-CÁMARA NEUBAUER ............................................................................................ 33
FIGURA 14.-CUADRICULA OBSERVADA DESDE EL MICROSCOPIO EN LA CÁMARA NEUBAUER ........ 33
FIGURA 15.- CÉLULAS DE CHLORELLA- OBJETIVO 40X ............................................................ 33
FIGURA 16.- CUADRICULA DE CONTEO CELULAR ...................................................................... 33
FIGURA 17.- MUESTRA DE FOSFATO DE SODIO ....................................................................... 35
FIGURA 18.- FOSFATO DE SODIO ............................................................................................ 35
FIGURA 19.-FASE 1.- DIAGRAMA DE CRECIMIENTO CELULAR A ESCALA ..................................... 39
FIGURA 20.-FASE 2.- CARACTERIZACIÓN DEL AGUA RESIDUAL .................................................. 40
FIGURA 21.-FASE 3.- APLICACIÓN DE LA MICROALGA CHLORELLA VULGARIS EN AGUA RESIDUAL 41
FIGURA 22.-CHLORELLA VULGARIS SUPER ALIMENTO............................................................... 43
23.- FOSFATO DIAMÓNICO ..................................................................................................... 48
FIGURA 24.-FOSFATO DE SODIO ............................................................................................. 48
FIGURA 25.-MEZCLA DE NUTRIENTE ....................................................................................... 48
FIGURA 26.- COMPUESTOS PARA LA PREPARACIÓN DE NUTRIENTE ........................................... 48
FIGURA 27.- COMPORTAMIENTO DEL PH SEGÚN LA VELOCIDAD FLUJO DE AIREACIÓN ................. 52
FIGURA 28.- SITIOS DE CONTEO CELULAR. .............................................................................. 53
FIGURA 29.-CÉLULAS DE MICROALGA EN CELDAS DE CÁMARA NEUBAUER ................................. 53
FIGURA 30.- CURVA DE CRECIMIENTO DEL CULTIVO ................................................................. 54
FIGURA 31.- AGUA RESIDUAL ................................................................................................. 55
FIGURA 32.- AGUA RESIDUAL LUEGO DEL PRE-TRATAMIENTO ................................................... 55
FIGURA 33.-FASE EXPONENCIAL CHLORELLA VULGARIS ........................................................... 55
5
FIGURA 34.- DOSIFICACIÓN DE CHLORELLA VULGARIS EN AGUA RESIDUAL ................................ 56
FIGURA 35.-PERFIL DE CRECIMIENTO DE MICROALGA CHLORELLA VULGARIS EN AGUA CON
PRETRATAMIENTO .......................................................................................................... 57
FIGURA 36.-PORCENTAJE DE REMOCIÓN DQO- TURBIDEZ-PH. ................................................ 61
FIGURA 37.-VARIACIÓN DE PH DURANTE EL TRATAMIENTO ....................................................... 62
FIGURA 38.- CUBREOBJETOS ................................................................................................. 74
FIGURA 39.-REACTOR HACH- DRB 200 ................................................................................ 74
FIGURA 40.- CUBREOBJETOS ................................................................................................. 74
FIGURA 41.- PH-METRO HACH .............................................................................................. 74
FIGURA 42.- BOMBAS DE AIRE DOS SALIDAS. OUTPUT: 2X3L/MIN .............................................. 74
FIGURA 43.- CÁMARA NEUBABUER ......................................................................................... 75
FIGURA 44.- MICROSCOPIO BIFOCAL....................................................................................... 75
FIGURA 45.- ILUMINACIÓN LED 22 W 1540 LUMENES ............................................................... 75
FIGURA 46.- PIPETA PASTEUR ............................................................................................... 75
FIGURA 47.-FOTO BIORREACTOR ABIERTO .............................................................................. 75
FIGURA 48.-AUTOCLAVE ........................................................................................................ 75
FIGURA 49.- VIALES PARA PRUEBAS PARA DQO ...................................................................... 75
FIGURA 50.-COLORÍMETRO DR/890 ....................................................................................... 75
FIGURA 51.- PAPEL FILMS ...................................................................................................... 75
FIGURA 52.-PAPEL FILTRO 125 MM ......................................................................................... 75
FIGURA 53.-TUBOS DE ENSAYO CAPACIDAD 10 ML ................................................................... 75
FIGURA 54.-VASOS DE PRECIPITACIÓN ................................................................................... 75
FIGURA 55.-FOTO BIORREACTOR ABIERTO .............................................................................. 75
FIGURA 56.-CONTEO DIARIO PARA CONSTRUCCIÓN DE CURVA DE CRECIMIENTO ........................ 75
FIGURA 57.-OBSERVACIÓN EN LA CÁMARA NEUBAUER ............................................................. 75
FIGURA 58.-PRE-TRATAMIENTO APLICADO AL AGUA RESIDUAL .................................................. 75
FIGURA 59.-DIA 1 DE APLICACIÓN DE MICRO-ALGAS EN MUESTRAS ........................................... 75
FIGURA 60.-DIA 14 DE APLICACIÓN DE MICRO-ALGAS EN MUESTRAS ......................................... 75
FIGURA 61.- CENTRIFUGA ...................................................................................................... 75
FIGURA 62.-SEPARACIÓN DE FASES POR CENTRIFUGACIÓN ...................................................... 75
FIGURA 63.-REACTOR HACH. ............................................................................................... 75
FIGURA 64.-VIALES 2 HORAS DESPUÉS DEL REACTOR .............................................................. 75
FIGURA 65.- CARACTERIZACIÓN DE AGUA RESIDUAL INICIAL ..................................................... 75
FIGURA 66.- CARACTERIZACIÓN DEL AGUA TRATADA. .............................................................. 75
6
INDICE DE TABLAS.
TABLA 1.-LÍMITES DE DESCARGA A UN CUERPO DE AGUA MARINA ......................................37
TABLA 2.-EVALUACIÓN Y SELECCIÓN DE LA VELOCIDAD DEL FLUJO DE AIREACIÓN ..............52
TABLA 3.-MATRIZ PARA LA DETERMINACIÓN DE NUMERO DE CÉLULAS POR MILILITRO ..........53
TABLA 4.-CARACTERIZACIÓN DE AGUA RESIDUAL INICIAL .................................................54
TABLA 5.-TURBIDEZ Y COLOR APARENTE RESULTADOS INICIAL CON EL COLORÍMETRO
DR/890 ................................................................................................................55
TABLA 6.-. VALORES LUEGO DEL PRE-TRATAMIENTO: PARÁMETROS DE RESPUESTA ..........55
TABLA 7.-. COMPOSICIÓN EN VOLUMEN DE LA EXPERIMENTACIÓN ....................................56
TABLA 8.-PERFIL DE CRECIMIENTO CELULAR X 106 DE MICROALGA CHLORELLA VULGARIS 57
TABLA 9.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 1 DURANTE 14 DÍAS .....................58
TABLA 10.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 2 DURANTE 14 DÍAS ...................58
TABLA 11.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 3 DURANTE 14 DÍAS ...................58
TABLA 12.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 4 DURANTE 14 DÍAS ...................58
TABLA 13.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DQO MUESTRA 5 DURANTE 14 DÍAS ...................58
TABLA 14.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TURBIDEZ MUESTRA 1 DURANTE 14 DÍAS ............59
TABLA 15.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TURBIDEZ MUESTRA 2 DURANTE 14 DÍAS ............59
TABLA 16.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TURBIDEZ MUESTRA 3 DURANTE 14 DÍAS ............59
TABLA 17.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TURBIDEZ MUESTRA 4 DURANTE 14 DÍAS ............59
TABLA 18.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TURBIDEZ MUESTRA 5 DURANTE 14 DÍAS ............59
TABLA 19.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DE COLOR MUESTRA 1 DURANTE 14 DÍAS ............60
TABLA 20.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DE COLOR MUESTRA 2 DURANTE 14 DÍAS ............60
TABLA 21.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DE COLOR MUESTRA 3 DURANTE 14 DÍAS ............60
TABLA 22.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DE COLOR MUESTRA 4 DURANTE 14 DÍAS ............60
TABLA 23.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN DE COLOR MUESTRA 5 DURANTE 14 DÍAS ............60
TABLA 24.-PORCENTAJES DE REMOCIÓN TOTALES DE PARÁMETROS DE RESPUESTA ..........61
TABLA 25.-COMPARACIÓN DEL PH OBTENIDO EN EL CONTROL DE LAS MUESTRAS DURANTE
14 DÍAS ................................................................................................................62
TABLA 26.- CARACTERIZACIÓN DE AGUA RESIDUAL TRATADA ..........................................63
7
1. CAPITULO I
1.1 INTRODUCCION
Trascendentalmente los problemas ambientales en hábitat marinos han sido
ocasionados por gran cantidad de desecho arrojados al mar provenientes de la
diversidad existentes de industrias, entre ellas es por la actividad de la industria
pesquera de sardina y camarón, la industria se convierte en un ecosistema
particular, por la adición de residuos orgánicos y agua de cola, la cual está
compuesta por sólidos, aceite y agua. Es el efluente con mayor contenido de
materia orgánica, y grasas, los cuales forjan la acumulación de lodos negruzcos con
fuertes olores a sulfuro lo que provoca alteraciones en el agua de mar, y a su vez
son causantes de desequilibrios en las propiedades biológicas, físicas y químicas.
Las propiedades propias de los ecosistemas marino se ven afectas por el cambio de
salinidad, alto porcentaje de turbiedad, incremento de los nutrientes, temperatura,
incremento en la Demanda Química de Oxigeno (DQO) y demanda bioquímica de
oxigeno (DBO), la baja de cantidad de oxígeno disuelto, lo cual puede
desencadenar un proceso de enriquecimiento anormal de nutrientes en el agua que
ayuda a la proliferación de algas Fitoplanctónicas evitando la fácil oxigenación del
fondo marino y posteriormente la muerte de organismos vivos que se encuentren en
él (García-Sifuentes, 2009)
En el pasado, el agua de cola se consideraba un desperdicio y simplemente se
descargaba al mar, pero con el pasar del tiempo y en vista del daño causado
algunas industrias comenzaron a implementar ciertos tipos de tratamientos antes de
descargarlas al cuerpo marino, estas prácticas, no eran acogida por todas las
industrias y por ello aun existían descargas de contaminantes hacia las corrientes
marinas
8
En la actualidad este tipo de industrias ya aplican tratamientos de aguas residuales
o también llamada agua de cola debido a las normas y artículos medio ambientales
vigentes
La depuración de aguas residuales toma cada vez mayor importancia debido al
aumento de la población y de la actividad industrial. Además, las normativas de
depuración de aguas residuales son cada vez más estrictas, por lo que son
necesarias nuevas técnicas de depuración y la presente investigación se dirige
hacia la aplicación de las micro algas (Chlorella Vulgaris) en el tratamiento de agua
residual, como un nuevo campo metodológico que es de gran importancia debido a
los altos volúmenes de descarga que se producen una empacadora de pescado.
9
1.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
En el mar se desarrolla millones de especies que forman parte de la vida marina, y
que a su vez son denominado recursos orgánicos del mar, los cuales pueden ser
definido como los recursos del mar vivos que son aptos para ser explotado por el
hombre y usado principalmente para su alimentación o para fines comerciales
(Cortés Huaiquimilla, 2006).
Al pasar de los años los asentamiento en las denominada en la zona costera ha ido
en aumento no solo en población dedicadas a oficios propias de la región sino en
crecimiento industrial las cuales van dejando rastro de una alta degradación, que se
ha ido acentuando durante los últimos siglos (Caddy & Griffiths, 1996) .Debido a la
contaminación de efluente marino con sustancias que resultan altamente nocivas y
que no son habituales en este tipo de ecosistema, en la diversidad de estos tipos de
contaminantes son nombrados las aguas residuales que no tienen un tratamiento
previo a la descarga al mar.
Entre los tratamientos empleados actualmente en las industria de empacadora de
pescado utilizan pretratamientos como el cribado proceso en el cual el agua residual
pasa atreves de mallas que retienen los sólidos usualmente de mayor tamaño dichas
mallas pueden tener diversas medidas luego de esto a trampas de grasas que
separan la gran cantidad de aceites y grasas presentes, es aquí que llegan a
grandes piscinas en donde se aplica tratamiento primario Floculación- Coagulación
para la cual comúnmente se usan coagulantes basados en Aluminio entre los que
se pueden mencionar el Polihidroxicloruro de aluminio, Sulfato de aluminio,
Aluminato sódico, y basados en Fierro Sulfato y Cloruro férrico.
10
Varios de estos coagulantes son agentes de orden químico, usualmente no son
biodegradables, causan daño al ecosistema encontradas en el fondo del mar y a su
vez producen lodos indeseables difíciles de tratar y que implican un valor extra tanto
en su manejo y disposición de los mismo después de proceso (Oropeza García,
2006), es por ello el deseo de dar motivación para que se desarrolle el interés
haciendo uso de la aplicación de una biorremediación en las aguas residuales que
impliquen el uso de micro-algas ya que el desarrollo de tecnologías orientadas al
cuidado del medio ambiente, a la reutilización de los residuos y a la generación de
energías limpias que represente un bajo costo de inversión se ha tornado
indispensable. Entre estas nuevas tecnologías, los cultivos masivos de microalgas
adquieren gran protagonismo, ya que son considerados amigables con el ambiente o
eco- amigables, debido a que reciclan eficientemente contaminantes líquidos y
gaseosos (Hernandez Perez & I. Labbé, 2014) , además que la relación beneficios-
costos es alta, porque estos microorganismos después de estar habituados no
requieren de adición continua, ni tampoco excesiva de nutrientes y ante presencia
de ciertos contaminantes se ven pocos disminuidos. El que sean de origen de
descendencia biológico, les permite tener gran recibimiento en diversidad de
sectores, porque en el resultado de la remediación no habría restos de
contaminantes de origen químico que resulten peligrosos para la comunidad ni para
el ambiente (Montaño.Stefany, 2015).
Chlorella vulgaris se presenta como una buena alternativa para la descontaminación
de aguas residuales (Rodas-Gaitan, 2012), se reproduce asexualmente mediante la
división celular por lo cual existe un crecimiento rápido del cultivo y presentar mayor
resistencia al acoplarse en diferentes tipos de medio es por ello que al tener las
industrias empacadoras de pescado un alto requerimiento de agua para su proceso
11
se analizara la aplicación de micro-algas de la especie Chlorella vulgaris de origen
marino para su fitorremediación evaluándola al aplicarlas en varios porcentaje.
1.3 JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA.
1.3.1 JUSTIFICACIÓN TEÓRICA.
Las micro-algas empleadas en la depuración de aguas residuales es un campo poco
explorado a nivel de américa del sur en comparación con otros países como Japón y
México quienes ya hacen uso de ellas, aunque en mayor auge en el campo
alimenticio como suplementos para los seres humanos, y también como alimento
para especies marinas, debido a que poseen en su composición bioquímica ciertos
porcentajes de Lípidos, Alfa-caroteno, betacaroteno, Fibra cruda, Proteína,
Vitaminas K, C, E, y D lo cual hace que se convierta en un poderoso antioxidante
(Alarcon Recinos, 2018) sin embargo se encuentran referencias de la aplicación de
este tipo de microalga en un pequeña diversidad de aguas proveniente de líneas
residuales debido a la capacidad que estas poseen de adaptarse a grandes números
de ambientes en los cuales pueden formar alianzas con otros microorganismos los
cuales tiene un efecto de asociación degradativa en los diversos ambientes
contaminados (Montaño.Stefany, 2015).
En el país, lugar que tiene una diversidad de industrias, y en el cual la industria
pesquera y las derivadas de estas, se encuentran en constante desarrollo, a la vez
que generan volúmenes altos de residuos contaminantes, específicamente en las
aguas residuales por lo cual es justificable el desarrollo de nuevas tecnologías de
tratamiento y su evaluación enfocadas a reducir impactos ambientales (Marin Leal
& Chinga Panta , 2015) y de esta manera se puede disminuir el grave efecto sobre
los entornos acuáticos además de precautelar la vida marina. En este sentido surge
12
el tratamiento biológico como una alternativa viable, ya que esta utiliza la versatilidad
metabólica de los pequeños organismos para la oxidación de la materia orgánica
que se encuentra presente en los efluentes a la vez que ocurre la reducción del
contenido de nutrientes (Marin Leal & Chinga Panta , 2015)
La finalidad primordial de este estudio es valorar la posibilidad del empleo del micro-
alga Chlorella vulgaris, la cual se estima apareció aproximadamente hace 1.5
millones de años en la tierra, presentando coloración verde de agua dulce y
unicelular, con forma esférica de un tamaño aproximadamente de 10 a 12 micras de
diámetro, conteniendo cloroplasto en forma de ´´U``, su reproducción lo hace a
través de 4 a 8 células hijas de protoplasto provenientes de una célula madre,
ocurriendo una división cada 20 horas en cuatro células (Gomez Castillo &
Rodriguez Manrique, 2012), para el tratamiento y en la remoción de nutrientes como
el nitrógeno, fósforo así como de la carga orgánica presente en este tipo de residuos
líquidos que permita medir las cantidades de remoción para los nutrientes y
parámetros específicos de las aguas residuales por el método del fotobiorreactores
ya que son altamente utilizados para la biorremediación de tratamiento de aguas.
El alcance de la presente investigación es el establecer la eficacia de la aplicación
del micro-alga en agua residual de una industria empacadora de pescado ubicada
en una cierta zona costera cuyo efluente de agua residual es tratada con métodos
tradicionales de depuración para su posterior descarga en el mar
13
1.3.2 JUSTIFICACIÓN METODOLÓGICA.
La alteración y consecuente contaminación de las zonas costeras en cuya
inmensidad se encuentran miles de especies resulta preocupante, es por eso que se
busca determinar que la aplicación de microalgas como tratamiento para los
efluentes de aguas residuales de las industrias de empacadoras de pescado estas
desciendan a valores permisibles establecidas en el registro Oficial Edición especial
Nª387 Acuerdo ministerial No.097-A el cultivo es de la especie Chlorella vulgaris
para lo cual se realizara la siembra en serie suministrándole todos los parámetros:
tiempo de luz(fotoperiodo), aireación, suministrándoles Fosfato Diamónico y fosfato
de Sodio el cual le brindara las condiciones que son esenciales para la reproducción
de las microalgas siendo estas es un producto amigable con el medio ambiente, el
cultivo en su fase exponencial se aplica en el agua residual en diferentes
concentraciones con lo cual se espera determinar el porcentaje adecuado y que
tiempo requiere para que el agua tratada pueda estar en condiciones de ser
descargadas mediante emisarios submarino o en zonas de rompientes, se miden
periódicamente los denominados parámetros de respuesta mientras se realiza la
experimentación como DQO, turbidez, color, pH.
Cuando se trata de determinar la Demanda Química de Oxigeno que es el valor que
nos indica los compuestos oxidables presentes en el agua en que cantidad se
encuentran, estos se vuelven un parámetro de determinación rápida y de
importancia para estudios de desechos industriales, corrientes de origen fluviales y
más aún cuando lo que se requiere es mantener el control de una planta de
tratamiento de desechos. (INEN, 2013)
Color, un resultado significativo de color realizado en el colorímetro constituye
importante deterioro en la fauna de los mares debido a que la disminución de
14
transparencia con esto se dificulta la visibilidad de los peces e inclusive sirve como
una especie de barrera que no permite el ingreso completo de los rayos del sol
motivo por el cual puede ocasionar disminución e impedir procesos fotosintéticos de
cierta flora marina, como el fitoplancton que sirve a su vez de alimento de cierto tipo
de especies marinas.
La turbidez o turbiedad que se presenta en los fluidos son causadas generalmente
por un gran número de micropartículas individuales, usualmente invisibles a simple
vista, una buena comparación es que son en forma similar al humo que se puede
encontrar en el aire. La medición de esta, puede representar una prueba clave de la
calidad de agua, aun así, los fluidos pueden tener en suspensión materia solida
proveniente de que contienen diversos tamaños de partículas(macropartículas)
(Tumbaco Talledo & Acebo Mite , 2017-2018) radicando la importancia de este a
que la presencia de un alto valor de turbidez en el agua imposibilita la actividad de
fotosíntesis que requiere algunas especies acuáticas.
15
1.3.3 JUSTIFICACIÓN PRÁCTICA.
La investigación se realiza para poder evaluar el uso del micro-alga Chlorella
vulgaris una especie usada solo con fines de alimento para especies marinas en el
país, pero viable por la resistencia y la fácil adaptación al medio, para que realice el
tratamiento de aguas residuales proveniente de una industria pesquera.
Luego del desarrollo del cultivo se procederá a realizar experimentaciones
evaluando parámetros de respuesta periódicamente como, Demanda Química de
Oxigeno DQO(mg/l) , turbidez(NTU) y color(Pt/Co), y unas pruebas adicionales al
inicio y final del tratamiento de tensoactivos, aceite y grasas, Nitrógeno, Demanda
Biológica de Oxigeno, Solidos Suspendidos con esto se requiere evidenciar si el
tratamiento aplicado existe una reducción de estos parámetros hasta que ingresen a
las medidas permisibles de los parámetros antes mencionados y brindar un método
alternativo, y factible para la recuperación de aguas usadas en la industria y así
poder precautelar la contaminación y la afectación de la vida marina que puedan
repercutir en afectaciones futuras a los seres humanos.
16
1.4 OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN
1.4.1 OBJETIVO GENERAL
- Realizar el tratamiento de aguas residuales proveniente de empacadoras de
pescado, mediante la aplicación del micro-alga Chlorella vulgaris logrando la
disminución de sus parámetros.
1.4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
- Determinar las condiciones de operación apropiadas para el cultivo de las
micro-algas Chlorella vulgaris.
- Determinar que concentración de microalga Chlorella vulgaris es el más
apropiado para disminución de parámetros de respuesta.
- Determinar los porcentajes de remoción totales de los parámetros
representativos de la muestra de agua residual de empacadora de pescado
en la concentración óptima, que ingresen los valores en los límites
establecidos en la normativa ambiental vigente.
1.5 DELIMITACION DE LA INVESTIGACION
- La investigación y la parte experimental fue desarrollada en el lapso de
aproximadamente 6 meses en el laboratorio de Investigaciones de Aguas
Residuales perteneciente a la Facultad de Ingeniería Química de la
Universidad de Guayaquil.
17
Fuente: (Google Maps, 2018)
- Experimentalmente se determinó el porcentaje de mejor eficacia de la
microalga Chlorella vulgaris en el tratamiento de aguas residuales
procedentes de una Industria pesquera ubicada en la zona Costera del País.
Figura 2. Mapa de la zona costera del Ecuador
Fuente: (Google Maps, 2018)
- Como referencia para la investigación se basó en artículos científicos, para la
siembra, cultivo y cosecha de Chlorella vulgaris origen marina, su aplicación y
demostración de su efectividad para tratar aguas residuales.
Figura 1. Ubicación de la Universidad de Guayaquil-Facultad de Ingeniería Química
18
1.6 HIPOTESIS
Con la aplicación del micro-alga Chlorella vulgaris de origen marino se podrá tratar
agua residual de empacadora de pescado que se ubicada en la zona costera del
Ecuador, obteniendo diferentes porcentajes de remoción de acuerdo a las
concentraciones aplicadas, logrando identificar el porcentaje más óptimo dentro de
los limites permisible establecidas en las normas ambientales vigente.
1.6.1. VARIABLE INDEPENDIENTE:
Agua residual
1.6.2. VARIABLE DEPENDIENTE:
Microalgas.
1.6.3. INDICADORES
- Turbidez
- Color
- pH
- Demanda Química de Oxigeno
19
2. Capitulo II
2.1. MARCO DE REFERENCIA
2.1.1. MARCO TEÓRICO
2.1.1.1. Agua marina
La disolución de minerales provenientes de rocas formadas por sales que se
encuentran disueltas en lagos y la presencia de agua de elevada salinidad, dan
como resultados altos índices de evaporación en zonas de aguas subterráneas,
provocando la salinización de los suelos y presencia de aguas subterráneas
salobres. Estas se exhiben específicamente en cuerpos hídricos limitados en
provincias diferenciadas por antiguas alineaciones sedimentarias, de origen
evaporítico y marino, en la cual la frecuente interacción que tienen el material
geológico con el agua subterránea causa enriquecimiento en sales. (Zamora, 2013)
2.1.1.2. Agua residual marina
Figura 3. Efecto de las aguas residuales en el medio ambiente
(Perú, 2017)
Se puede puntualizar como contaminación marina como la entrada indirecta o
directa de compuestos o sustancias en el medio marino y/o estuarios, la cual
provoca daño a los recursos que habita el medio marino vivo y representa un peligro
20
latente para la salud humana, altera las actividades que el ser humano realiza en el
mar entre ellas la pesca ya que se afecta la calidad del agua de mar y comprime el
valor recreativo.
Es por ello importante que se pueda asegurar el funcionamiento de un sistema de
depuración de aguas residuales debido a que estas tienen impacto en el ecosistema
marino de las zonas en las que son descargadas. (Montoya, 2015) además que
pueden ser reutilizadas para el riego de cocos, caña, yuca, formando así su ciclo
natural restituyendo de esta manera los pozos de las mismas empresas.
Aun cuando los sistemas de tratamiento de aguas residuales actuales funcionen de
la manera adecuada, en ciertas instancias suele perder sus capacidades depurativas
durante los picos de producción, de tal forma que la laguna se eutrofiza y llega a
generar mal olor. El empleo de estos sistemas tiende a tener un elevado precio lo
cual conlleva a querer emplear estrategias que resulten competitivas en una técnica
sencilla de aplicación a bajo costo para la depuración de estos contaminantes de
tipo orgánico. (Ayala, 2015)
2.1.1.3 Contaminantes orgánicos
Cuando se encuentra un cuerpo de agua contaminado en estas existe una mezcla
de componentes inorgánicos y orgánicos, siendo estos últimos los que se encuentra
en ¾ partes es decir los más abundantes. Estos compuestos contienen al menos un
átomo de carbono los cuales pueden oxidarse de forma biológica o químicamente
produciendo dióxido de Carbono. Para el cálculo de estos parámetros existen dos
pruebas la Demanda Bioquímica de Oxigeno (DBO) si es empleado la oxidación
biológica, y la Demanda Química de Oxigeno (DQO) si se emplea la oxidación
química, la importancia de la eliminación como uno de los objetivos principales del
tratamiento de aguas residuales es que el exceso de DBO puede terminar el oxígeno
21
disuelto del agua y provocaría la muerte de peces, y otras especies vivas en el
ecosistema acuático y anaerobiosis. Entre la clasificación que pueden constar como
orgánicos al tener presencia de carbonos están las grasas, proteínas, aminoácidos y
ácidos volátiles (Abdel-Raouf, Al-Homaidan, & Ibraheem, 2012)
2.1.1.4. Contaminantes inorgánicos
Los constituyentes inorgánicos, aunque usualmente se encuentren en menor
proporción en los cuerpos de aguas cuyos efluentes han sido contaminados, valores
altos de estos, provocan alteraciones en el cuerpo hídrico en que se encuentran,
estos contaminantes incluyen altas concentración de Potasio, Magnesio,
Bicarbonato, Fosfato, Calcio, Metales pesados, Amonio y sales. (Abdel-Raouf, Al-
Homaidan, & Ibraheem, 2012)
2.1.1.5. Biología de micro algas
Las microalgas se reproducen de forma espontánea en ambientes húmedos y
acuáticos pese a esto es necesario que se realice su reproducción en cultivo
controladas para que se pueda obtener la biomasa suficiente para el fin que se
requiera (Barraza, y otros, 2009). Estas se encuentran presentes en todos los
entornos, no solo acuáticos sino también terrestres, lo que implica una diversidad de
especies viven en diferentes condiciones ambientales (Sacristán-deAlva, Luna-
Pabello, Cadena-Martínez, & Alva-Martinez, 2014). Representan estas especies una
de las formas de vida más pretérita que se conoce, son plantas prehistóricas que no
poseen hojas, raíces ni tallos (Castillo, y otros, 2017). Por las formas que tienen las
micro-algas pueden ser denominada en heterótrofa o autótrofas, en el caso de la
Chlorella vulgaris encajan en autótrofas, necesitan pequeñas cantidades de
compuestos orgánico, CO2, luz y sales y estas mismas realizan la fotosíntesis para
22
su subsistencia al contrario de las fotosintéticas que necesitan nutrientes y fuentes
de energía incapaces de producirla por sí mismo.
En los sistemas lagunares existen algunos tipos de algas entre los principales
tenemos microalgas que son pigmentadas y con un característico color verde entre
los géneros predominantes están las Chlorella, Euglena, Chlamydomonas. (Cabrera
Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014)
Figura 4 Especie de algas encontradas en lagunas
Fuente (Salvador-UNSA,2011)
2.1.1.6. Especies de Chlorella
- Chlorella minutissima: De origen marina. Sintetiza almidón de manera similar
a las plantas posee clorofila a y b, posee gran cantidad de ácidos grasos
poliinsaturados.
- Chlorella pyrenoidosa: De origen marina, unicelular y no presenta flagelos, su
nombre deriva de que contiene una compartición en su interior micro celular
(pirenoide). Aislada en 1903 por Chick.
- Chlorella variabilis: De agua dulces, reproducción asexual, unicelular, sin
presencia de flagelo. Rica fuente de luteína.
Euglena
Chlorella vulgaris
23
- Chlorella autotrophica: también denominada Chlorella sp. Es una microalga
unicelular que tiene gran capacidad de adaptación a diversas salinidades,
puede ser encontrada en aguas saladas y salobres usada para alimento de
especies marinas como peces y bivalvos. Aislada por Ralph A. Lewin en
1956.
- Chlorella sorokiniana: De color verde, unicelular, reproducción asexual y de
manera rápida, autótrofas, es la más parecida a la especie Chlorella vulgaris,
cuya diferencia radica en que esta especie presenta mayor termorresistencia
en el desarrollo de sus cultivos.
- Chlorella vulgaris: Aislada en el año 1890 por Beijerink, sus múltiples
propiedades entre ellos la habilidad de adaptarse a diferentes medios de
cultivos, rapidez de reproducción, entre otras la han hecho centro de estudios
en el campo de alimentos acuícola, medicinal y en tratamiento de aguas
residuales, es por ello que se empleara esta especie en el presente estudio.
2.1.1.7. Chlorella vulgaris
De genero unicelular y coloración verde perteneciente al reino Protista phylum
Chlorophyta, La denominación Chlorella viene del vocablo griego ‘’Chloros’’ que
significa verde, ‘’ella’’ que es un sufijo diminutivo que significa pequeño. Debido a
que tiene forma de esfera que oscila entre 2 a 10µm de diámetro, no presentan
flagelos, pueden ser de origen marino o de agua dulce. Contiene pigmentos verdes
clorofila en su cloroplasto. Debido a que son organismos fotosintéticos se
reproducen de manera rápida, aumentando su población y requieren solo luz solar o
sintética, agua, dióxido de carbono, pequeñas cantidades de minerales para
reproducirse.
24
Esta microalga contiene entre sus componentes vitamina A, C, D, E, K además de
beta y alfa caroteno lo cual lo convierte en un fuerte antioxidante.
Es por ello que en el campo que mayor está siendo explotada la microalga es como
alimento de peces y algunas otras especies. (Montaño, 2014)
Figura 5 Células de Chlorella vulgaris
(Silveira-Font, Gómez-Luna, Kufundala-Wemba, & Salazar-Hernández, 2017)
2.1.1.8. Producción de micro algas
Como se ha denotado las microalgas se las puede cultivar y según su característica
con condiciones autótrofas o heterótrofas. Según Brennan (2010) hoy en día la
producción foto autótrofa es el único método para el cultivo de forma masiva que
resulta de manera económica técnicamente viable y rentable.
Para su reproducción a gran escala, se usan fotobiorreactores clasificados según su
funcionamiento y su configuración:
- Cultivo abierto son estanques o canales, luz solar.
- Fotobiorreactores pueden ser espacios abiertos o cerrados, circulares o
paneles usualmente de luz artificial (Martinez, 2011)
2.1.1.9. Crecimiento de micro algas
El crecimiento de las microalgas es de suma importancia en la naturaleza ya que
estas viven en agua dulce o saladas, y son capaces gracias a que realizan
25
fotosíntesis realizar la transformación de materia inorgánica a orgánica usando la
energía solar.
En la fotosíntesis, la microalga emplea la energía solar combinándola con el CO2,
como resultado es producido oxigeno que es liberada a la atmosfera en conjunto con
azucares usadas por la microalga para producir ciertas sustancias como celulosa,
y/o aceites (Barraza C. E., 2009).
Bacterias, levaduras y microalgas logran su reproducción por división celular, que
resulta mayormente binaria, presentan un crecimiento celular de manera rápida
cuando tienen las condiciones necesarias y adecuadas
De manera general la edad del cultivo cambia con las condiciones ambientales y a
su vez la velocidad en la cual ocurre la reproducción en el crecimiento celular
también lo hace, es por esto que se hace factible el reconocimiento de las diferentes
fases del cultivo en la cual varían la cantidad de biomasa o concentración celular.
Para conocer la medida de estos parámetros poblaciones se usa la velocidad
específica de crecimiento, también conocida como tasa de crecimiento (µ) y el
tiempo de duplicación o de generación (t g) (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez,
& Cabrera, 2005).
Cada especie de microalga posee diversas características de crecimiento las cuales
hace posible diferenciarlas entre sí, y está ligado a suministrarle los correctos
condiciones de crecimiento y proporcionarle la cantidad necesaria de nutrientes a
pesar que no es en gran cantidad su deficiencia es mortal para el cultivo con lo cual
no se lograría conseguir la producción máxima de biomasa.
26
Figura 6 Crecimiento celular de Chlorella vulgaris
(Muñoz-Peñuela, Ramírez-Merlano, Otero- Paternina, Medina-Robles, & Cruz-Casallas, 2011)
Las Fase de crecimiento que se desarrollan en un cultivo micro algal son:
2.1.1.9.1. Fase de latencia o adaptación:
Es la fase inicial del cultivo el cual depende de las condiciones celular del inóculo de
la cual también dependerá el éxito del desarrollo del cultivo, cuando las células no se
encuentran adaptadas metabólicamente presentan una cierta fase de retraso debido
al ajuste orgánico por la variabilidad de las condiciones a las que se encuentra
expuesto el cultivo (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014) lo cual no será
exitoso el cultivo. Cambios en el pH, medio de cultivo, iluminación y temperatura
puede causar mencionado retraso en la fase inicial (Garcia, Rosas, Hernandez,
Velasquez, & Cabrera, 2005).
2.1.1.9.2. Fase Exponencial:
Esta es la fase en que los componentes estructurales se comienzan
secuencialmente a incrementar iniciando con el ácido ribonucleico (ARN), proteínas
y peso individual (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera, 2005), también
es llamada fase acelerado de crecimiento, en la cual las células ya se encuentran
adaptadas a su entorno nuevo por lo cual comienzan a multiplicarse y a crecer de
manera exponencial. (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014)
27
2.1.1.9.3. Fase de crecimiento lineal:
De acuerdo el cultivo va en crecimiento se produce una disminución de nutrientes, el
pH sufre de cambios, y su biomasa se ve afectado por la falta de distribución de las
condiciones aplicadas al cultivo como consecuencia del incremento de la población.
(Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014). La biomasa se ubica en una tasa
netamente constante, la energía que se produce ya no garantiza la supervivencia de
la célula, por lo cual el crecimiento se visualiza de forma lineal y la velocidad del
crecimiento llega a su máximo valor y permanece constante es por este motivo, que
la biomasa aumenta rápidamente, aunque generalmente no se alcanzan valores
altos. (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera, 2005)
2.1.1.9.4. Fase estacionaria:
Ya no se puede observar división celular neta por lo cual el cultivo entra en un
periodo corto que se mantiene constante por el balance entre células que nacen y
células que mueren en el cultivo (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014).
La natalidad se llega a igual con la mortalidad de las células con lo cual la
concentración celular y la biomasa permanecen constante sin mayores cambios,
estos cambios suelen ser por razones: alto valor del pH, la deficiente concentración
de un nutriente esencial, o en la mayoría de los casos la dificultad de penetrar la luz
en el cultivo a causa de la elevada concentración celular que presenta el cultivo
(Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera, 2005).
2.1.1.9.5. Fase de muerte:
Fase de disminución de biomasa debido a que la tasa de mortalidad supero a la de
la natalidad por lo cual disminuye la concentración celular. Aumenta la proporción
entre la fotosíntesis y respiración sumado a la ausencia de nutrientes conlleva al
28
cultivo a lisis celular o muerte (Garcia, Rosas, Hernandez, Velasquez, & Cabrera,
2005).
Curva de crecimiento de un cultivo de microalgas
1- Fase de latencia; 2- Fase de crecimiento lineal; 3-Fase estacionaria; 4- Fase de
muerte Figura 7. Curva de crecimiento de un cultivo de microalgas
(Merino, s.f)
2.1.1.10. Tasa de crecimiento
El crecimiento de las microalgas es dependiente de los factores que limitan al
crecimiento por ellos es importante conocer las óptimas condiciones y límites de
tolerancia (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014) De manera teórica la tasa
máxima del crecimiento de un cultivo de microalgas será igual a la máxima tasa de
fotosíntesis aun así la producción de microalgas se ve restringida por factores tales
como la concentración de nutrientes, temperatura, intensidad de luz y pH. (Sacristán-
deAlva, Luna-Pabello, Cadena-Martínez, & Alva-Martinez, 2014)
2.1.1.11. Tiempo de duplicación y tasa específica de crecimiento
Cada cultivo varía en su tiempo de reproducción debido a variables como: tamaño
del cultivo, intensidad de luz, Oxigenación, proporción de nutrientes entre otros, la
mayoría de microalgas unicelulares se reproducen de manera asexual (Sacristán-
deAlva, Luna-Pabello, Cadena-Martínez, & Alva-Martinez, 2014)
Nu
mer
o d
e cé
lula
s
29
2.1.1.12. Parámetros que influyen en el crecimiento de las algas
Condiciones físicas: estas tienen gran influencia en el crecimiento del cultivo como lo
son: salinidad, intensidad de luz, dióxido de carbono, oxigeno, temperatura. Estas
varían según cada especie. (Cabrera Cabrera & Pulla Tenemaza, 2014)
2.1.1.13. Luz
De los parámetros la iluminación es el que tiene mayor incidencia en el crecimiento y
la reproducción de las células de las microalgas, ya que son organismos
fotosintéticos, su multiplicación es proporcional a la intensidad de la luz que recibe, si
la iluminación es incrementada sobrepasando los límites, es posible que comience
una disminución de la biomasa, de manera que se ocasionaría una fotoinhibición
que provocaría la muerte celular. Aunque existe diversidad de estudios que
sostienen que a altas intensidades de iluminación la producción de polisacáridos en
las células de microalgas tiende a ir en aumento. (Ruiz Martinez, 2011 )
Figura 8.- Fluorescentes Led luz blanca usadas en fotobiorreactores
Fuente (Alejandro & Loor 2018)
2.1.1.14. Agitación
La agitación en los fotobiorreactores precautela la apropiada distribución de la luz y
de los gases, al mismo tiempo que homogeniza el pH, les proporciona un
30
movimiento uniforme a las células evitando de esta manera que se sedimenten o se
adhieran a las paredes del reactor, aun así los niveles que se le suministra al cultivo
no puede ser estandarizado ya que depende del volumen del cultivo, se debe ser
cauteloso con la intensidad de la agitación ya que la excesiva agitación puede dañar
las membranas celular y provocar muerte celular (Ruiz Martinez, 2011 ).
Figura 9.- Sistema de agitación mediante flujo de aire
Fuente (Alejandro & Loor 2018)
2.1.1.15. Temperatura
La reproducción de las algas se acelera ante una temperatura medianamente alta,
aunque lo que se recomienda es usar las temperaturas establecidas óptimas para
cada especie de microalga, ya que cada una de estas cuentan con un rango de
temperaturas diferente establecidos por su morfología. (Park, Craggs, & Shilton,
2010)
El rango en que las temperaturas de las microalgas llegan a desarrollarse puede ser
muy amplio, pero el de la Chlorella por ejemplo crece en un rango de 5ªC y 42ªC
(Ruiz Martinez, 2011 )
31
Por el contrario, las temperaturas bajas inducen a la acumulación de aminoácidos o
derivados de estos y polioles que contribuyen a las tolerancia o sensibilidad de las
microalgas en refrigeración (Sacristán-deAlva, Luna-Pabello, Cadena-Martínez, &
Alva-Martinez, 2014).
Figura 10.- Temperatura registrada en pH-metro
Fuente (Alejandro & Loor 2018)
2.1.1.16. Salinidad
Cada parámetro tiene importancia en el cultivo, en este caso debido a que existen
de agua dulce y origen marino es necesario conocer su comportamiento ante los
cambios de salinidad los cuales varían según su morfología y especie de cada una.
Las microalgas reaccionan de manera distinta al ser expuestas a cambios de
salinidad, si esto no es controlado se ven afectadas funciones de la productividad, y
el rendimiento (Fuentes Escobar & Olivera Bonilla , 2017)
2.1.1.17. pH
Afecta a algunos procesos bioquímicos que se asocian con el crecimiento o el
desarrollo del metabolismo de las algas, incluso compromete a los iones de
32
Nitrógeno como nutrientes, el rango del pH oscila en 8,2 y 8,8 recomendablemente
para la producción de biomasa (Martinez, 2011).
Fuente (Alejandro & Loor 2018) Fuente (Alejandro & Loor 2018)
2.1.1.18. Cámara de Neubauer:
Placa gruesa que asemeja a un portaobjeto, la cual en su parte central contiene
cuadriculas de 3 mm las cuales al ser observadas en el microscopio sirven para
contar las células de la muestra que se haya colocado, sus unidades son
células/mililitro.
Además de conocer la cantidad de células que existen de determinadas muestras se
puede observar la morfología y el tamaño.
Figura 11.- Toma de pH en las muestras Figura 12.-pH-metro HQ30D
33
Alejandro, Loor (2018) Alejandro, Loor (2018)
2.1.1.19 Recuento celular
Para realizar el recuento celular se utiliza la Cámara de Neubauer, también llamada
hemocitómetro y cubreobjetos, entre estos dos se coloca la muestra de microalgas
antes retirada de cultivo con la pipeta Pasteur, controlando que no exista aire en el
interior y que el cubreobjetos no se deslice sobre la cámara, es decir que no exceda
ni falte muestra líquida. Esto será colocado en el microscopio para realizar el conteo
de las células.
Alejandro, Loor (Julio 2018) Alejandro, Loor (2018)
Como la muestra a observar es la Chlorella Vulgaris y es una micro alga pequeña el
conteo será en el cuadrante central en todas sus divisiones A, B, C, D, E, pero solo
de la cuadricula central a los extremos el lateral izquierdo y superior e internos, no se
Figura 13.-Cámara neubauer Figura 14.-Cuadricula observada
desde el microscopio en la cámara
neubauer
Figura 15.- Células de Chlorella- Objetivo 40X Figura 16.- Cuadricula de conteo celular
34
debe contar los inferiores ni los derechos debido a que el movimiento de ellas
provoca un doble conteo ya que son micro organismos vivos
2.1.1.20. Medio de cultivo (nutrientes)
El objetivo de aportar nutrientes es estimular la producción autotrófica y
heterotrófica, según requiera cada especie de microalga. Al cultivo será suministrado
el medio de cultivo compuesto de fosfato de sodio y fosfato Diamónico (DAP).
El fosforo es suministrado en forma de fosfato que, aunque en las microalgas suelen
ser menor del 1%, la deficiencia de este limita el crecimiento del cultivo, estos suelen
estar ligado a iones importantes para mantener el equilibrio iónico y la presión
osmótica.
El nitrógeno es importante para regular el contenido de los lípidos de las microalgas.
Este compuesto es similar al medio Erd-Sahreiber enriquecido, empleado para
suministrar micronutrientes a microalgas de origen marino.
2.1.1.21. Comportamiento con el Medio Ambiente:
Dado que los compuestos a emplear en el medio de cultivo para las microalgas que
van a estar en contacto con el agua residual y parte de estos quedaran el agua
tratada final se precautelo que estos no tienen toxicidad debido a que son
justamente empleados para la reproducción de microorganismos vivos además que
estos en contacto con el suelo, aguas subterráneas o superficiales pueden ser
absorbidos por plantas y utilizados como nutrientes esenciales (tansmerqui, Agosto
2014. ).
2.1.1.22. Manipulación:
Evitar que se forme nubes de polvo, durante su manipulación no se debe comer,
beber o fumar, después de la manipulación se debe cumplir con todas las normas de
higiene. (tansmerqui, Agosto 2014. )
35
2.1.1.23. Almacenamiento:
Disponer del producto en un lugar fresco y seco. Una excesiva humedad puede dar
lugar a una compactación no requerida en el producto, se debe mantener los
contenedores cerrados herméticamente (tansmerqui, Agosto 2014. )
Fuente (Alejandro & Loor 2018) Fuente (Alejandro & Loor 2018)
2.1.1.24. Normativa Ambiental.
En el registro Oficial Edición especial Nª387 Acuerdo ministerial No.097-A.
noviembre 2015, se encuentran las normas generales para descargas de efluentes
a cuerpos de agua marina las cuales describen las prohibiciones que tienen las
industrias al desechar sus aguas residuales y cuáles deben ser las medidas que se
deben tomar tal como lo describen los puntos a continuación:
5.2.5.1.- Es prohibido la descarga de aguas residuales industriales o domesticas a
cuerpos de agua marina o salobre, estén bajo la influencia de reflujo o flujo de
mareas. Las descargas a estuarios marinos deben tener un tratamiento regido a lo
descrito en la norma, las municipalidades deben incluir un control para la
contaminación de estos cuerpos hídricos.
Figura 18.- Fosfato de Sodio Figura 17.- Muestra de Fosfato de Sodio
36
5.2.5.2.- Para poder descargar en cuerpos de agua marina se debe tener en cuenta
la capacidad de adaptación que tiene el medio que los receptara.
5.2.5.2.1.- Se establece que para las descargas de efluentes a cuerpos de agua de
zona denominado de interés turístico y de recreación con contacto primario, se debe
realizar un previo tratamiento, y la descarga será vía emisario submarino en un
cumplimiento estricto de los límites fijados en esta norma, además que esta consta
de los siguientes literales:
a) Sera empleado de forma obligatoria, un tratamiento primario antes que ocurra la
descarga del emisario submarino.
b) Diseños e Instalaciones de los emisarios submarinos deben ser regulados, y
sometidos a aprobación de la Autoridad Ambiental Nacional y deberán haber
obtenido licenciamiento ambiental.
c) Aquellos que en la actualidad descarguen efluentes en la línea de la Playa,
quienes son llamados a instalar emisarios submarinos según lo establece esta
norma tienes un plazo de 12 meses en los cuales deben presentar los proyectos y
dar inicio al proceso de la obtención de licenciamiento ambiental, Cuanto sea
aprobado el proyecto y la licencia se les adjudicara un plazo de un año para que lo
pongan en marcha.
5.2.5.3 Queda prohibido descargar en zona de playa de agua de desechos y solidos
proveniente de la transformación de mariscos o peces sean estos procesos
artesanales o industriales, todo deberá ser dispuesto según lo dicta esta norma.
5.2.5.4 Es prohibido también descargar residuos no tratados líquidos, que provengan
de buques, embarcaciones fluviales, marítimos y lacustre hacia cuerpos hídricos o
alcantarillados.
37
5.2.5.5 Las industrias y/o puertos deben contar con un sistema de manejo para los
residuos líquidos o solidos que provengan de naves, embarcaciones o algún otro
medio de transporte, los mismo que debe estar registrados por la Dirección Nacional
de los Espacios Acuáticos.
En la misma norma se encuentran los límites de descargas que son permitidos en
un cuerpo de agua marina:
Fuente: registro Oficial Edición especial Nª387 Acuerdo ministerial No.097-A
Tabla 1.-Límites de descarga a un cuerpo de agua marina
Parámetro Expresado como
Unidad Límite máximo permisible (A) Descarga en zona de rompientes
(B) Descargas mediante emisarios submarinos
Aceites y grasas Sust. solubles en hexano
mg/l 30 30
Color Color verdadero
Pt/Co Inapreciable en dilución 1/20
Inapreciable en dilución 1/20
Demanda Bioquímica de Oxigeno
DBO5 mg/l 200 400
Demanda Química de Oxigeno
DQO mg/l 400 600
Materia flotante visibles
ausencia ausencia
Potencial de Hidrogeno
pH 6 - 9 6 - 9
Solidos Suspendidos Totales
SST mg/l 250 250
Temperatura ºC
Tensoactivos Sustancia Activas al azul de metileno
mg/l 0,5 0,5
< 25 < 25
38
2.1.1.25. Depuración
La fitorremediación, en términos generales, es el empleo de plantas para la
eliminación o transformación de contaminantes, incluyendo por ejemplo nutrientes
presentes en el agua o el CO2 presente en gases de escape. La fitorremediación
lleva asociada una producción de biomasa, ya sea ésta plantas superiores (filtros
verdes, etc.), macroalgas o microalgas. Una de las primeras descripciones del
empleo de algas en el tratamiento de aguas residuales se remonta a 1957 y se debe
a Oswald, quien describe un sistema de tratamiento mediante lagunaje. (Martinez,
2011)
2.1.1.26. Separación
El coste de la separación en la fase final del medio del cultivo y la biomasa de la
microalga se presume oscila entre el 21% y 30% del costo total de la producción.
Esto significa que esta etapa es determinante en la economía y en el balance
energético del proceso. Las microalgas son, en general, difíciles de separar por su
pequeño tamaño, si bien es cierto que, por su tamaño, algunas cianobacterias
sedimentan (decantación espontánea) o flotan, y que algunas microalgas forman
agregados (biofloculación), lo que facilita su decantación. La técnica de separación
depende de la microalga en cuestión, la densidad del cultivo, el uso posterior y
factores económicos como el precio del subproducto obtenido. En general, tiene
lugar en dos etapas: en una primera etapa se produce una separación más basta en
la que se alcanza una concentración de microalgas entre el 2 y 7%. Se puede
realizar por floculación, sedimentación por gravedad o flotación. En una segunda
etapa se realiza un secado más fino y de mayor coste energético, mediante
centrifugación, filtración o ultrasonidos. (Martinez, 2011)
39
2.1.3. MARCO CONCEPTUAL
2.1.3.1 Fase 1.- Diagrama de crecimiento celular a escala
Diagrama escalamiento de cultivo de la microalga Chlorella vulgaris
Figura 19.-Fase 1.- Diagrama de crecimiento celular a escala
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
Ilu
min
ació
n
pH
Flu
jo d
e a
ire
ació
n
Adición de medio de
cultivo
CEPA 250 ml Chlorella
vulgaris
Adaptación Adición de medio de
cultivo
Adaptación Adición de medio de
cultivo
INOCULO 1 a 4 litros Chlorella
vulgaris
Cultivo a escala
intermedia
5 a 20 litros
Chlorella vulgaris
Cultivo gran escala a 50 litros Chlorella
vulgaris
Adaptación
Adquirido de: Centro de
Investigación marina y
acuícola CENAIM.
40
2.1.3.2 Fase 2.- Caracterización del agua residual
Figura 20.-Fase 2.- Caracterización del agua residual
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
Aplicación del agua
residual con micro
alga
Caracterización
de agua cruda
(2 litros)
Unidad de Control de
calidad. Laboratorio de
aguas residuales.
Acreditado con la norma
17025.
Pre-tratamiento
Muestra para la
aplicación del
tratamiento
Captación de
muestra de agua
residual
Toma de
muestra
Zona de
captación:
Zona costera
Industria
Empacadora
de Pescado
Filtración
al vacío
41
2.1.3.3. Fase 3.- Aplicación de la microalga Chlorella vulgaris en agua
residual
Figura 21.-Fase 3.- Aplicación de la microalga Chlorella vulgaris en agua residual
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
Muestra con mayor
remoción
Recolección de la
muestra
Caracterización del agua
tratada
Conclusiones y
Recomendaciones
10 % 12 % 15 % 20% 40 %
Prueba de efectividad a diversas
concentraciones de micro alga
con agua residual pretratada
Aplicación en muestras de variadas
concentraciones
Parámetros
de respuesta
pH
Color
Turbidez
DQO
Unidad de Control de
calidad. Laboratorio de
aguas residuales.
Acreditado con la
norma 17025.
Centrifugación
42
2.1.3. MARCO CONTEXTUAL
2.1.3.1. MICRO ALGAS CHORELLA VULGARIS
Microalga que forma parte de la familia Clorophyceae, son organismos no móviles,
de coloración verde. Fueron una de las primeras especies en ser aisladas como
cultivo puro, en el año 1980 por Martinus Beijerinch (Bashan & de-Bashan, 2008)
Desde su descubrimiento las microalgas han sido cultivadas para diversos fines,
pero en la que principalmente se ha visto involucrada es en la acuicultura ya que
gracias a los nutrientes y vitaminas que posee en su estructura son una fuente de
alimentación para fases larvarias de crustáceos, y moluscos (mejillones, ostiones,
ostras) (Yaremi, 2015) Hasta hace poco tiempo las algas vivas eran la única fuente
de alimento de las larvas de peces y ciertas especies de bivalvos, pero esta
situación comienza a cambiar como resultado de recientes investigaciones sobre el
desarrollo de otras dietas artificiales e inertes apropiadas. Aun así, la producción de
algas vivas va a seguir siendo un aspecto fundamental en el éxito en los criaderos
en el futuro, aunque sólo sea como alimento vivo que complemente los nuevos
alimentos (Helm, Bourne, & Lovatelli, 2006)
Estas también tienden a ser aplicadas en tratamiento de aguas, son usadas como
agentes de remoción (detoxificación) y control de ciertos metales pesados, en el
campo de la agricultura a la biomasa se la usado como fertilizante, en el área
médica en tratamiento de heridas e incluso para dietas de adelgazamiento (Yaremi,
2015)
Es así que las microalgas se han abierto paso en un sinnúmero de aplicaciones
desde cosméticos hasta en tratamiento de aguas residuales, lo cual el tratamiento
de las mismas es determinante para que el agua que ha sido usada por los seres
43
humanos regrese al medio de manera admisible y que continúe el ciclo hidrológico.
Uno de los métodos más usados en la actualidad es la remediación biológica
(Candela Orduz, 2016)
Figura 22.-Chlorella vulgaris super alimento
(Toribio, 2017)
De entre las microalgas la Chlorella vulgaris ingresa en los denominados
superalimento al poseer el mayor porcentaje de clorofila fue empleada en este
ámbito por los japoneses a partir del año 1970, para estos usos que es necesario
cantidad de biomasa son cultivadas en criaderos, ventaja de esta especie que es
resistente a pequeños cambios y se reproducen de buena manera al acoplarse de
manera apropiada, requieren pocos nutrientes adicionales, entre estos fósforos
suministrados la mayoría de las veces como fosfato, nitratos, fuentes de carbono y
dióxido de carbono.
44
3. Capitulo III
3.1 METODOLOGIA DE LA INVESTIGACION
Este trabajo se realizó en el Laboratorio de investigaciones de aguas residuales, de
la Universidad de Guayaquil (UG), la experimentación consistió en el crecimiento del
micro-alga Chlorella Vulgaris, la caracterización del agua residual de las
empacadoras de pescado realizado en la Unidad de Control de Calidad Laboratorio
certificado de Aguas Residuales Certificado. Se realizaron múltiples pruebas
experimentales teniendo como finalidad aportar evidencias sobre la efectividad de la
microalga Chlorella Vulgaris en la desintoxicación de aguas residuales de
empacadoras de pescados, se procedió a aplicar la microalga en dosificaciones en
diferentes porcentajes en donde se evaluará realizando el monitoreo de los
parámetros de respuesta como pH, color, turbidez y demanda química de oxigeno
(DQO) , para poder establecer la dosis apropiada y conocer el porcentaje de
microalga con el que se llegue a la mayor reducción de los parámetros analizados y
que estos lleguen a los rangos establecido en las normativas ambientales que se
encuentran en el Acuerdo Ministerial Nª083B, Acuerdo ministerial 097-A
3.1.1. MATERIALES Y EQUIPOS
Materiales
- Vidrio reloj
Lamina de vidrio con forma convexa.
- Matraz Erlenmeyer
Material de vidrio de forma cónica, con cuello alargado de forma cilíndrica con base
plana.
- Lámparas LED
Lámparas fluorescentes, luz blanca, 22 W, 1540 Lúmenes (Im).
45
- Embudos
Fabricados de vidrio para uso en el laboratorio debido a la inercia química que
posee, pueden ser encontrados de diversos tamaños, usados para canalizar los
líquidos o granulados a recipientes de bocas más angostas
- Papel filtro
Separa los sólidos insolubles de manera que estos quedan retenidos en él, y el resto
del líquido pasa por sus poros.
- Mangueras de ½ pulgada
Plásticas, transparentes dirige la aireación de las bombas.
- Papel film
Transparente.
Rollos de 50 metros
- Pipeta Pasteur
Usada para medidas pequeñas, asemeja a un gotero o cuentagotas de vidrio
- Cámara neubauer
Placa gruesa de cristal de aproximadamente 30 x 70 mm, con dos zonas de conteo,
y un grosor de 4,5 mm, en la cual se realizará el conteo celular
- Cubre objetos
Cuadrados hechos de cristal, los cuales se colocarán encima de la cámara de
conteo de la cámara de neubauer.
- Vasos de precipitación
Recipiente de vidrio de forma cilíndrica de diversas unidades de medidas, resistente
a altas temperaturas.
- Pipetas
De vidrio resistentes al calor, instrumento volumétrico.
46
- Probetas
Sirve para medir el volumen de líquidos es de forma cilíndrico alargado, de vidrio
borosilicatado.
- Tubos de ensayo
Pequeños tubos abierto en uno de sus dos extremos y cerrado de forma convexa
del otro el cual permite introducir pequeños volúmenes.
- Soporte Universal
También llamada pie universal el cual con pinzas permite sujetar diversidad de
instrumentos.
- Papel de aluminio
Lamina fina de aluminio, útil para aislar equipo usados en la autoclave y los líquidos
que estos contengan
Equipo
- Balanza analítica
Usada para medir con precisión pequeñas masas.
- Bombas de aireación
De dos salidas
3 L/min cada una
- Microscopio bifocal
De cuerpo metálico robusto, permite observar imágenes de dos dimensiones, suelen
tener objetivos de aumento entre 4x y 100x.
- Autoclave
Aparato que sirve para esterilizar con vapor producido desde su interior.
Es metálico, maneja temperaturas y presiones altas.
47
- Centrifuga
Separa mediante constante rotación a velocidad controlada los componentes que se
encuentre constituidas determinadas sustancias puesta en su interior.
- Viales para prueba DQO
Prueba que resulta útil para el seguimiento de las Plantas de Tratamiento de Aguas
Residuales.
- Biorreactor
Reactor rectangular de acrílico transparente y liso con 50 cm de largo; 30 de ancho
y 35 de fondo con volumen de 50 litros, minimiza el riesgo masivo de
microorganismo como hongos, bacterias y protozoos.
- Espectrofotómetro
Dr/4000U HACH
Maneja longitud de onda 190 a 1100 nm
- Reactor
DRB 200
15 viales x 16 mm
3.1.2. PROCEDIMIENTO
3.1.2.1. Preparación de nutriente
Las micro algas requieren de energía lumínica, pero estas a su vez necesitan de
nutrientes y minerales para su crecimiento, debido a que las microalgas no poseen el
mismo requerimiento nutricional no todos los medios son aptos para cultivar a la
especie en su etapa masiva, los principales medios de cultivos poseen fosforo,
nitrógeno, carbono y otros minerales que estos influyen diferentes proporciones y
fuente de alimento para las microalgas
48
El medio de cultivo utilizado en esta investigación está conformado por:
- Fosfato Diamónico (DAP)
- Fosfato de sodio
- Los compuestos son pesados en balanza analítica 160 g de Fosfato Diamónico y
7,8 g de fosfato de Sodio
- Mezclar en 1 litro agua de mar.
- Agitar constantemente para lograr la dilución de los compuestos
- Pasa por un tamiz para desechar los residuos sólidos presentes en la disolución
- Pasar a envases de vidrios, recubrir con papel de aluminio.
- Colocar en la autoclave 15 minutos a 120ªC.
Fig
3.1.2.2. Crecimiento celular
Para el control del crecimiento celular usaremos la cámara neubauer la microalga
Chlorella vulgaris se cuenta en el cuadrante central por ser una microalga de
pequeño diámetro(3µm). Todos los materiales empleados para estos procedimientos
son previamente lavados con agua destilada y secados en la estufa para precautelar
que no exista proliferación de bacterias en el cultivo.
- Tomar la muestra de 0,1 ml con pipeta Pasteur.
25.- Fosfato
Diamónico Figura 23.-Mezcla
de nutriente
Figura 24.-Fosfato de
Sodio
Figura 26.- Compuestos para la preparación de nutriente
Fuente (Alejandro & Loor 2018)
49
- Colocar entre la cámara neubauer y el cubreobjeto que se ha colocado
encima de la parte central donde se ubican los cuadrantes en donde se
realizaran las lecturas.
- Se ubica en el microscopio bifocal.
- Realizar el conteo de las celdas con un objetivo de 40x.
El proceso será realizado diariamente preferiblemente a la misma hora para construir
la curva de crecimiento.
3.1.2.3. Metodología del recuento celular
La forma de contar la microalga es del cuadrante central este cuadrante también
consta de cuatro extremos A, B, C, D y un central E y esos son los que se deben de
contar en forma de zigzag.
Dia 8 del conteo para la construcción de la curva de crecimiento del cultivo que se va
a emplear en el tratamiento
Cuadrante A` = 20
Cuadrante B` = 15
Cuadrante C` = 17
Cuadrante D` = 18
Cuadrante E` = 24
El número de célula por mililitro (cel./ml) seria:
Forma 1
A+B+C+D+E = 94 * mililitros del cultivo
20+15+17+18+24 = 94* 50000 = 4700000
Forma 2
a.- ∑ 𝐴+𝐵+𝐶+𝐷+𝐸
𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑐𝑢𝑎𝑑𝑟𝑎𝑑𝑜𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑎𝑑𝑜𝑠 * 250000.
50
b.- (∑ 𝐴+𝐵+𝐶+𝐷+𝐸) ∗ 25
𝐶𝑎𝑛𝑡𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑑𝑒 𝑐𝑢𝑎𝑑𝑟𝑎𝑑𝑜𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑎𝑑𝑜𝑠 * 104
94*25 * 104= 4700000
5
Cantidad de células por mililitro → 4,7 x 106
Depende de las observaciones del microscopio se requiere alimentar a la microalga
ya que determina el estado de la célula que se encuentre en reproducción y si
hubiera contaminación
3.1.2.4. Pretratamiento de agua residual.
Se lo realiza con el objetivo de retirar inicialmente la materia orgánica que se
observa a simple vista en el agua residual y de esta manera se espera ofrecer un
mejor habitad para que la microalga al contacto se pueda adaptar y se reproduzca.
- Un galón de agua residual será pre-tratada
- Colocar papel filtro sobre un embudo que estará sobre el matraz Kitasato el
cual estará conectado a una bomba de vacío.
- Colocar el agua residual en el embudo.
- Prender la bomba e ir colocando agua residual en el interior del embudo hasta
haber pasado toda el agua residual.
3.1.2.5. Adición de microalga en diferentes porcentajes de concentración
- Hacer uso de 5 vasos de precipitación para medir las respectivas
concentraciones establecidas.
- Se hace uso de probetas para todas las medidas, luego de medirlas se las
vierte en su respectivo vaso de precipitación.
- Las pruebas correspondieron al 10%,12%, 15%,20%,40% de microalgas
sobre agua residual que se le había hecho el pre-tratamiento.
51
- Se los expone a condiciones iguales a las del cultivo fotoperiodo 10 horas de
luz y 14 de oscuridad a 1540 lumen (Im) y aireación 4L/min por el lapso de 14
días, dentro de los cuales se realizaron pruebas de parámetros de repuesta a
cada concentración como pH, Turbidez, Color, Demanda Bioquímica de
Oxigeno, con los que se pudo establecer cuál fue la concentración con la que
se obtuvo niveles altos de remoción.
3.1.2.6. Recolección de muestra
- De la concentración de mayor remoción se retirará con pipetas y llenar los
tubos de ensayos de 10 ml.
- Cargar la centrifuga la cual contiene capacidad de 8 tubos de ensayos a
intervalos de 15 minutos a 3400 rpm
- Pasado el tiempo retirar de la centrifuga.
- La recolección se realiza en envases de vidrio y con tapa.
- Se envía la muestra para su caracterización a la Unidad de Control de
calidad. Laboratorio de aguas residuales. Acreditado con la norma 17025.
52
4. Capitulo IV
4.1. Resultados
4.1.1. Evaluación y selección de la velocidad del flujo de aireación más
apropiado para aplicar sobre el cultivo de Chlorella vulgaris.
Tabla 2.-Evaluación y selección de la velocidad del flujo de aireación
Velocidad Días
High
Alta
Medium
Media
Low
Baja
0 6,8 6,8 6,8
1 7,51 7,74 8,18
2 7,80 7,88 8,22
3
7,81 7,85 8,21
4 7,79 7,95 8,26
Elaborado por (Alejandro & Loor,2018)
• Evaluados en 20 Litros de cultivos
• Equipo:
bomba Air Pump
unidades usadas: 2
SC-7500
3 velocidades
Salida de la bomba: 2 x 3L/min
Figura 27.- Comportamiento del pH según la velocidad flujo de aireación
Elaborado por Alejandro, Loor (Julio 2018)
6,5
6,7
6,9
7,1
7,3
7,5
7,7
7,9
8,1
8,3
8,5
Dia 0 Dia 1 Dia 2 Dia 3 Dia 4
PH
Dias del estudio
Comportamiento del pH segun la velocidad flujo de aireacion
Alta Media Baja
53
4.1.2. Conteo celular por miligramo de Chlorella vulgaris
4.1.3. Matriz para la determinación de numero de células por mililitro en un
periodo de 15 días (Medio de cultivo DAP-fosfato de sodio)
Tabla 3.-Matriz para la determinación de numero de células por mililitro
Dia Dia de estudio
A B C D E Suma Cel/ml (x106)
(A)
Cel/ml (x106)
(B)
18/06/18 1 4 4 3 3 5 19 0.95 0.95 19/06/18 2 5 5 6 5 3 24 1.2 1.2 20/06/18 3 7 6 5 6 7 31 1.5 1.5 21/06/18 4 7 9 9 8 8 41 2.0 2.0 22/06/18 5 12 9 11 10 15 57 2.8 2.8 23/06/18 6 19 13 9 15 18 74 3.7 3.7 24/06/18 7 19 11 13 25 19 87 4.3 4.3 25/06/18 8 20 15 17 18 24 94 4.7 4.7 26/06/18 9 34 14 13 16 16 93 4.6 4.6 27/06/18 10 28 8 26 10 20 92 4.6 4.6 28/06/18 11 14 28 9 22 15 88 4.4 4.4 29/06/18 12 13 3 15 8 28 67 3.3 3.3
30/06/18 13 10 4 8 9 10 41 2.0 2.0 31/06/18 14 10 4 4 8 9 35 1.7 1.7
Elaborado por (Alejandro & Loor,2018)
Forma 1= 𝐴 + 𝐵 + 𝐶 + 𝐷 + 𝐸 = ∑∗ 𝑚𝑖𝑙𝑖𝑙𝑖𝑡𝑟𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑑𝑖𝑠𝑜𝑙𝑢𝑐𝑖𝑜𝑛
Forma 2= 71*25 * 10^4 = 355 * 10^4 = 3.55 * 10^4= 3550000
5
Figura 29.-Células de microalga en
celdas de cámara neubauer Figura 28.- Sitios de conteo celular.
Fuente (Alejandro & Loor 2018)
(2018)
Fuente (Vallvé, J. de Monserrat,2014)
(Vallvé, Sánchez Pozo, Moreno Cebeira,
& Serrano Olmedo, 2014)
54
4.1.4. Curva de Crecimiento del cultivo periodo de 15 días
Figura 30.- Curva de crecimiento del cultivo
Fuente (Alejandro & Loor, 2018)
Evaluado en 50 litros de cultivos, sin adición de nutriente adicional al del día de la
siembra.
4.1.5. Caracterización de agua residual proveniente de una empacadora de
pescado
Tabla 4.-Caracterización de agua residual inicial
Parámetros Expresado como Resultados Unidad Límites Máximos Permisible *
Potencial de Hidrogeno
pH 6.06 6 - 9
Demanda Química de Oxigeno
D.Q. O 2430 mg/l 400
Demanda Bioquímica de Oxigeno
D.B. O 1466 mg/l 200
Solidos Suspendidos
550 mg/l 250
Solidos Totales 2465 mg/l -
Aceites y Grasas Solubles hexanos 180 mg/l 30
Nitrógeno N 270 mg/l 60
Tensoactivos Sustancias activas al azul de metileno
1.2 mg/l 0.5
Elaborado por (Alejandro & Loor,2018)
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
0 2 4 6 8 10 12 14 16
CO
NC
ENTR
AC
ION
(X
10
⁶)
TIEMPO DEL CULTIVO (DIAS)
Curva de crecimiento del cultivo
55
4.1.6. Turbidez y Color Aparente resultados inicial con el colorímetro Dr/890
Tabla 5.-Turbidez y Color Aparente resultados inicial con el colorímetro Dr/890
Elaborado por (Alejandro & Loor,2018)
F
igura 31.- Agua residual Fuente (Alejandro & Loor 2018)
4.1.7. Valores luego del Pre-tratamiento: parámetros de respuesta.
Tabla 6.-. Valores luego del Pre-tratamiento: parámetros de respuesta
Fuente (Alejandro & Loor 2018)
Figura 32.- Agua residual luego del pre-tratamiento
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
4.1.8. Parámetros de operación de microalga Chlorella vulgaris antes de su
aplicación en muestras
Figura 33.-Fase exponencial Chlorella vulgaris Fuente (Alejandro & Loor,2018)
Parámetro Unidades Resultados
TURBIDEZ NTU 224
COLOR APARENTE
Pt/Co
800
pH 6,5
Unidades Resultados
TURBIDEZ NTU 145
COLOR APARENTE Pt/Co
690
pH 7,10
DQO mg/l 1600
Chlorella Vulgaris:
- Dia 8 a partir de la siembra
- Concentración de biomasa 4.7
x106
- Fase exponencial
- 24.7 º C
- pH: 8.05
- Flujo de aire permanente
- Luz
56
4.1.9. Prueba de la eficacia de micro-alga Chlorella vulgaris para la
remediación de agua residual a diferentes concentraciones
Figura 34.- Dosificación de Chlorella vulgaris en agua residual Fuente (Alejandro & Loor,2018)
- Fotoperiodo: 10:14 luz: oscuridad
- Flujo de aire: constante
- Tiempo de control: 14 días
4.1.9.1. Composición en Volumen de la experimentación
Tabla 7.-. Composición en Volumen de la experimentación
MUESTRA
Volumen de Agua Residual
Volumen de Chlorella Vulgaris
Porcentaje de
microalga
Porcentaje de agua residual
1 450 ml 50 ml 10% 90%
2 460 ml 40 ml 12% 88%
3 425 ml 75 ml 15% 75%
4 400 ml 100 ml 20% 80%
5 300 ml 200 ml 40 % 60%
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
57
4.1.9.2. Perfil de Crecimiento celular x 106 de microalga Chlorella vulgaris
al ser aplicada en agua residual a tratar
Tabla 8.-Perfil de Crecimiento celular x 106 de microalga Chlorella vulgaris
Chlorella
(%)
1 3 5 7 9 11 13 14
10% 0,45 0,6 1 1,45 1,85 2,2 2,5 2,7
12% 0,35 0,45 0,75 1 1,45 1,9 2,3 2,5
15% 0,55 0,6 0,8 0,9 1,2 1,2 1,4 1,7
20% 0,5 0,65 1,3 1,5 1,35 0,9 1 1
40% 0,25 0,35 0,55 0,6 0,6 0,6 0,5 0,45
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
4.1.9.3. Perfil de crecimiento de Chlorella vulgaris en agua residual
pretratada
Figura 35.-Perfil de crecimiento de microalga Chlorella vulgaris en agua con pretratamiento
Fuente (Alejandro & Loor, 2018)
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
1 3 5 7 9 11 13 14
Nª
de C
elu
las x
10
6
Dias de Pruebas
Perfil de Crecimiento de Chlorella en Agua Residual pretratada.
chorella 10% chlorella 12% chlorella 15%
chlorella 20% chorella 40%
58
4.1.10. Remoción gradual del DQO por aplicación de microalgas (Chlorella
vulgaris) en agua residual de empacadora de pescado: Tabla 9.-Porcentajes de remoción DQO muestra 1 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
DQO (mg/l)
780 640 420 242 237 232
Remoción (%)
- 17,95 46,15 68,97 69,62 70,26
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 10.-Porcentajes de remoción DQO muestra 2 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
DQO (mg/l)
802 674 589 462 378 357
Remoción (%)
15,96 26,56 42,39 52,87 55,49
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 11.-Porcentajes de remoción DQO muestra 3 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
DQO (mg/l)
1184 1057 1007 932 798 664
Remoción (%)
10,73 14,95 21,28 32,60 43,92
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 12.-Porcentajes de remoción DQO muestra 4 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
DQO (mg/l)
1584 1268 1131 1130 1119 1115
Remoción (%)
19,95 28,60 28,66 29,36 29,61
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 13.-Porcentajes de remoción DQO muestra 5 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14 DQO (mg/l)
980 979 962 940 960 802
Remoción (%)
0,10 1,84 4,08 2,04 18,16
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
59
4.1.11. Resumen de la remoción gradual de Turbidez por aplicación de microalgas
(Chlorella vulgaris) en agua cruda:
Tabla 14.-Porcentajes de remoción Turbidez muestra 1 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Turbidez (NTU)
87 33 25 6 0 0
Remoción (%)
62,07 71,26 93,10 100,00 100,00
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 15.-Porcentajes de remoción Turbidez muestra 2 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Turbidez (NTU)
105 74 45 15 0 0
Remoción (%)
29,52 57,14 85,71 100,00 100,00
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 16.-Porcentajes de remoción Turbidez muestra 3 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Turbidez (NTU)
37 21 15 1 0 0
Remoción (%)
43,24 59,46 97,30 100,00 100,00
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 17.-Porcentajes de remoción Turbidez muestra 4 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Turbidez (NTU)
50 33 15 0 0 0
Remoción (%)
34,00 70,00 100,00 100,00 100,00
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 18.-Porcentajes de remoción Turbidez muestra 5 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Turbidez (NTU)
79 15 7 0 0 0
Remoción (%)
81,01 91,14 100,00 100,00 100,00
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
60
4.1.12. Resumen de la remoción gradual de Color por aplicación de microalgas
(Chlorella vulgaris) en agua Residual:
Tabla 19.-Porcentajes de remoción de Color muestra 1 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Color (Pt/Co)
550 234 114 96 65 43
Remoción (%)
57,45 79,27 82,55 88,18 92,18
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 20.-Porcentajes de remoción de Color muestra 2 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Color (Pt/Co)
323 161 85 59 28 0
Remoción (%)
50,15 73,68 81,73 91,33 100,00
Elaborado por (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 21.-Porcentajes de remoción de Color muestra 3 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Color (Pt/Co)
353 171 97 68 56 44
Remoción (%)
51,56 72,52 80,74 84,14 87,54
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 22.-Porcentajes de remoción de Color muestra 4 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Color (Pt/Co)
650 167 95 14 20 34
Remoción (%)
74,31 85,38 97,85 96,92 94,77
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Tabla 23.-Porcentajes de remoción de Color muestra 5 durante 14 días
Días 1 3 5 8 11 14
Color (Pt/Co)
570 131 89 57 0 0
Remoción (%)
77,02 84,39 90,00 100,00 100,00
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
61
Tabla 24.-Porcentajes de remoción totales de Parámetros de respuesta
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Figura 36.-Porcentaje de Remoción DQO- Turbidez-pH.
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
70
,26
55
,49
43
,92
19
,51
18
,16
10
0
10
0
10
0
10
0
10
0
92
,18
10
0,0
0
87
,54
94
,77
10
0,0
0
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
100,00
Chlorella 10% Chlorella 12% Chlorella 15% Chlorella 20% Chlorella 40%
PORCENTAJE DE REMOCION
D.Q.O (%) Turbidez (%) Color (%)
REMOCION - Dia 1 REMOCION - Dia 14 PORCENTAJE DE REMOCION
N° de muestra
Concentraciones Dosis en ml/L
D.Q.O Turbidez Color aparente
D.Q.O Turbidez Color D.Q.O (%) Turbidez (%)
Color aparente
(%)
Chlorella mg/l NTU Pt/Co mg/l NTU Pt/Co % % %
1 10% 60 780 87 550 232 0 43 70,26 100 92,18
2 12% 75 802 105 323 357 0 0 55,49 100 100,00
3 15% 50 1184 37 353 664 0 44 43,92 100 87,54
4 20% 100 1584 50 650 1275 0 34 19,51 100 94,77
5 C 40% 200 980 79 570 802 0 0 18,16 100 100,00
62
4.1.13.pH
4.1.13.1. Comparación del pH obtenido en el control de las muestras
durante 14 días
Tabla 25.-Comparación del pH obtenido en el control de las muestras durante 14 días
DIAS
Muestra CHLORELLA 1 3 5 8 11 14
1 10% 7,03 8,51 8,42 8,17 8,35 8,32
2 12% 7,3 8,58 8,54 8,31 8,35 8,27
3 15% 7,32 8,54 8,5 8,29 8,4 8,36
4 20% 7,14 8,46 8,47 8,20 8,16 7,38
5 40% 7,15 8,42 8,3 8,31 8,26 8,26
Elaborado por: (Alejandro & Loor,2018)
Figura 37.-Variación de pH durante el tratamiento
Fuente (Alejandro & Loor,2018)
7,0
3 7,3
7,3
2
7,1
4
7,1
5
8,3
2
8,2
7
8,3
6
7,3
8
8,2
6
6
6,5
7
7,5
8
8,5
10% 12% 15% 20% 40%
Variacion de pH durante el tratamiento
Dia 1-antes del tratamiento Dia 14-Despues de tratamiento
63
4.1.14. Resultados de la caracterización de Agua residual Tratada en la
Unidad de Control de Calidad.
Tabla 26.- Caracterización de Agua residual Tratada
Parámetros Expresado
como Resultados Unidad
Límites Máximos
Permisible
Resultados expresados en porcentaje de remoción (%)
Potencial de Hidrogeno
pH 7.49 6-9. -
Demanda Bioquímica de Oxigeno
D.B. O 33 mg/l 200 97.74
Solidos Suspendidos - 5 mg/l 250 99
Aceites y Grasas Solubles hexanos
No detectable
mg/l 30 100
Nitrógeno N 62 mg/l 60 77.03
Tensoactivos
Sustancias activas al azul de metileno
0.21 mg/l 0.5
81.81
Fuente: Unidad de Control de calidad Laboratorio de Aguas, Petróleo y Medio Ambiente.
64
4.2. ANALISIS DE LOS RESULTADOS
DEMANDA QUIMICA DE OXIGENO
Al agua residual se le realizó análisis iniciales el cual presento un DQO de 2430 mg/l
para obtener una Demanda Química de Oxigeno más bajo se le realizo un
pretratamiento (filtración) y alcanzo una disminución del 6,5% ubicándose en 1600
mg/l, valor con el que se realizó diversas muestras de concentraciones empleando la
micro-alga Chlorella vulgaris, se notó que depende del porcentaje de cada
concentración su remediación y este es inversamente proporcional alcanzando con
la menor concentración el estudio exitoso del 10% (50 ml Chlorella vulgaris, 450ml
Agua residual) que indica la remoción del 70,26% de DQO en el lapso total de14
días.
TURBIDEZ
El agua residual presento una turbidez inicial de 224 NTU debido a la realización de
un pretratamiento (filtración), obtuvo una disminución del 35,26% siendo 145 NTU el
valor con el cual se realizaron las pruebas de distintas concentraciones obteniendo
excelentes resultados debido a que se llegó a una remoción del 100% con todas las
pruebas en el lapso de 14 días, más aún se destaca que en la prueba 1, usando
concentración del 10% a los 8 días presento una remoción del 99% dato significativo
a la garantía del uso del micro alga Chlorella vulgaris.
COLOR APARENTE
De un valor inicial de 800 Pt/Co luego del acondicionamiento, la remoción fue del
13,75% es decir 690 Pt/Co iniciando así las pruebas de concentraciones, se originó
remociones por encima del 85% en cada una de ellas demostrando de esta manera
la viabilidad de microalgas Chlorella vulgaris para la remoción de color en agua
65
residual, destacándose remociones hasta de 100% en la muestra 2 cuya
concentración fue del 12% de microalga.
pH
El rango inicial del tratamiento oscilo entre 7,03 – 7,32 teniendo variaciones durante
el bio-tratamiento y llegando a finalizar la 7,38 - 8,23 siendo estos valores admitidos
dentro de los límites permisibles y ser apropiados para la microalga Chlorella
vulgaris se pueda adaptar y desarrollar.
- La Demanda Bioquímica de Oxigeno debe ser proporcional a la disminución de la
Demanda Química de Oxigeno aun así se alcanzó una remoción de 97,74%, este
valor es superior debido al tiempo que transcurrió para completar el proceso de
centrifugación para obtener la muestra final y su traslado al laboratorio de Unidad
de Control de Calidad, Laboratorio de Aguas residuales para sus posteriores
pruebas.
- Los Solidos suspendidos, aceites y grasas se alcanzaron importantes cantidades
de remoción siendo estos 99%, 100% respectivamente los cuales se encuentran
dentro de los límites permisibles para zonas de rompientes expresados en el
acuerdo ministerial Nª083B, 097-A, estos resultados comprenden a la muestra
que contenía 10% de microalga aplicada en 90% de agua residual.
66
4.3. CONCLUSIONES
- Se realizo el tratamiento de agua residuales de empacadoras de pescado con
micro-alga Chlorella vulgaris, obteniendo disminución de los parámetros de
respuesta evaluados en todas las concentraciones que se plantaron las muestras,
obteniendo como valores mínimos de remoción en los parámetros de respuestas el
18,16% en Demanda de Química Oxigeno, 87,54% de color y 100% turbidez.
- Se determinó que las condiciones de operación optimas en el cultivo de microalga
Chlorella vulgaris fueron: iluminación de luz blanca a 1540 luminex (Im) las cuales
no influyen en la temperatura del cultivo en periodos 10 horas de luz y 14 de
oscuridad, flujo de aire de dos salidas a 4 L/min que se mantiene constante para
favorecer el movimiento de las células de microalgas evitando sedimentaciones de
las mismas y distribución uniforme de la iluminación, a la vez que permitió regular
el pH a 6.8 – 7.00, y el medio de cultivo enriquecido con Fosfato Diamónico y
Fosfato de Sodio al 0,025% v/v (0,25ml) no se vio afectada el crecimiento de la
microalga Chlorella vulgaris, este logro un correcto acoplamiento con la especie
ofreciéndole los nutrientes necesarios para el desarrollo de la misma, se pudo
evidenciar esto en la curva de crecimiento expuesta en la Figura 30.
- Se determino según los porcentajes de remoción obtenido en los parámetros de
respuesta que la aplicación del 10% de Chlorella vulgaris en 90% de agua residual
fue el mas eficiente y el más optimo a usar en tratamiento de Aguas residuales a
mayor escala o nivel industrial de características similares a la usada en la
experimentación.
67
- Se determino los porcentajes de remoción de 70.26% en la Demanda Química de
Oxigeno, 100% en turbidez, 92.18% en color, 97.74% en la Demanda Bioquímica
de Oxigeno, 99% de Solidos Suspendidos, 100% en Aceites y grasas con el cual
nos indican que si se logra cumplir con los límites permisibles que se nombran en
las normas 097-A, Acuerdo ministerial Nª083B.
4.4 RECOMENDACIONES
- Posterior a la bio-remediación se recomienda usar el método de floculación
para la separación de la microalga Chlorella vulgaris del agua residual con el
fin de abreviar el tiempo de la operación y evitar residuos de microalga en la
muestra final.
- Se recomienda realizar las pruebas de eficacia en otros tipos de industrias,
donde ciertos parámetros de agua residual requieran ser disminuidos, usando
un método alternativo como el bio-tratamiento de microalgas Chlorella
vulgaris.
- Es necesario promover más investigaciones haciendo empleo de diferentes
tipos de micro-algas para ir incursionando al sector industrial en una
alternativa menos contaminante con respecto a los métodos usados en la
actualidad.
68
4.5. GLOSARIO
- Biomasa: Expresadas en unidades de volumen y superficie, son sustancias
que han sido obtenidas por fotosíntesis y pueden ser transformadas para la
producción de combustibles.
- DAP: Fosfato Diamónico (sal de fosfato de amonio) que son solubles en agua
provienen de una neutralización de amoniaco y ácido fosfórico.
- Diatomeas: Especie de alga unicelular, es la más común del fitoplancton y
está compuesto por dos valvas.
- Equilibrio iónico: Una solución acuosa en la que hay presencia de especies
químicas.
- Eutrofización: Residuos orgánicos acumulados en una laguna, lago, o litoral
marino en las que ciertas cantidades de algas pueden proliferarse.
- Fitoplanctónicas: especies marinas que son un conjunto autótrofo de
organismos acuáticos, con capacidad fotosintética.
- Fitorremediación: Descontaminación de los suelos o limpieza de aguas
residuales, haciendo uso de plantas, organismos naturales o sintéticos,
microorganismos o el conjunto de estos.
- Fotoautótrofos: Aquellos capaces de captar los fotones de la luz del sol y
usarla como fuente de energía.
- Fotoperiodos: Tiempo diario en la cual se expone a un microorganismo a la
luz sea esta solar o sintética.
- Fotosintéticos: Organismos que pueden usar la energía solar para la
producción de compuestos orgánicos.
69
- Heterótrofos: Dicho de organismo que no son capaces de transformar la
materia inorgánica en orgánica por lo tanto busca nutrirse de sustancias que
han sido elaboradas por otros organismos y/o seres vivos.
- Macroalgas: algas marinas que puede ser observada a simple vista,
pluricelular, estas poseen distintos colores: rojo, café, verde y formas:
ciliadas, filamentosas, acolchadas entre otras.
- Microalgas: organismos unicelulares las cuales realizan fotosíntesis,
producen biomasa usando CO2, periodos de luz.
- Minerales evaporativos: minerales formados por las evaporaciones de roca
caliza y agua de mar.
- Presión osmótica: Es la presión que se ejerce para detener el flujo a través
de una membrana selectivamente permeable de una solución.
- Precámbrico: Periodo más largo de la historia de la tierra desde hace 570
millones de años atrás aproximadamente.
- Rizorremediación: Interacción biológica entre microorganismos y plantas
para en cooperación lograr la descontaminación del medio en que se
encuentran.
- Zooplancton: Conjunto de organismos que forman parte del plancton y del
cual lo conforman exclusivamente animales.
70
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74
4.7. ANEXOS
Imágenes del equipo usado en la experimentación
Figura 38.- Cubreobjetos
Figura 39.-Reactor HACH- DRB 200
Figura 42.- Bombas de aire dos salidas. Output: 2x3L/min
Figura 41.- pH-metro HACH
Figura 40.- Cubreobjetos
75
Figura 43.- Cámara Neubabuer
Figura 44.- Microscopio bifocal
Figura 46.- Pipeta Pasteur
Figura 45.- Iluminación LED 22 W 1540 lumenes
76
Kit de Viales para DQO
Figura 47.-Foto biorreactor abierto Figura 48.-Autoclave
Figura 49.- Viales para pruebas para DQO
Figura 50.-Colorímetro DR/890
77
Figura 51.- Papel films
Figura 52.-Papel filtro 125 mm
Figura 53.-Tubos de ensayo capacidad 10 ml
Figura 54.-Vasos de Precipitación
78
Imágenes del proceso de la experimentación
Figura 56.-Conteo diario para construcción de curva de crecimiento
Figura 57.-Observación en la cámara Neubauer
Figura 58.-Pre-tratamiento aplicado al agua residual
Figura 55.-Foto biorreactor abierto
79
Figura 59.-Dia 1 de aplicación de micro-algas en muestras
Figura 60.-Dia 14 de aplicación de micro-algas en muestras
80
Figura 61.- Centrifuga Figura 62.-Separación de fases por centrifugación
Figura 63.-Reactor HACH. Figura 64.-Viales 2 horas después del reactor
81
INFORME DE ANALISIS FISICO - QUIMICO
INFORME NO : LA / 072 / 18
SOLICITADO POR: ENTRESA: DIRECCIÓN: Fecha de inicio de análisis: Fecha de culminación de
análisis:
ALEXANDRA ALEJANDRO - DALILA LOOR
Francisco Segura y la 16 2018/06 07 Fecha de recepción: 2018/06 / 12 2018 / 06 / 07
IDENTIFICACION DE LOS ANALISIS TABULADOS upo DE MUESTRA: PUNTUAL(I)
A: MUESTRA AGUA RESIDUAL DE UNA EMPACADORA FECHA DE MUESTREO: 2018 / 06 / 070) DE PESCADO.
Parámetros Expresado
como Unidad Resultados incert. Limites
Máximos
Permisibles) Método
Potencial de Hidrogeno. 6.06 0.10 6-9
450041+13 PEE'UCC/LAJ02
**Demanda Química de Oxigeno mg/l
2 430 400
5220D PEE/UCC/1,A/03
Demanda
Bioquímica e Oxigeno (5 días) D.B.O.5
mg/l
1 466
200
52 PEE/UCC/1,N09
Sólidos suspendidos m 550 250 2540 D
PEE/UCC/LM)5
**Sólidos totales n 2 465
2540 B PEE/UCCJ1,N0
7
*Aceites grasas. Solubles
hexanos 180
30 5520 D
*Nitrógeno N mgíl 270 60 HACH 10071
*Tensoactivos
Sustancias activas
al aznl de
metileno m 1.2
0.5 8028 HACH
OBSERVACIONES: *Los ensayos mareados (*) NO están incluidos en el alcance de la Acreditación del SAE.
De Acreditación•, SST•.IOO - 1 000 mg/l•, DBO: 100 - 500 mg/l•, DQO: 100 - 900 mg/l. ( 1) Dato proporcionado por el cliente. (2) zona de rompientes. Legislación Ambiental para descargas a un cuerpo de agua marina. Límites máximos permisible
en
Acuerdos Ministeriales NO 083B, 0.97-A, 140. Noviembre 2015.
DIRECTOR 'lúCNICO
Fecha de emisión: 2018/05 102
Los análisis fueron realizados de acuerdo al STANDARD METHODS FOR THE EXAMINATION OF WATER, SEWAGE AND ml)USTRIAL WASTE. 23 RD EDITION
* Los resultados obtenidos en este informe son exclusivos de la Muestra sometida a ensayo. Nota: • Queda prohibido la reproducción parcial o total de este informe sin previa autorización de esta Unidad
trovvnst0AD DE GVAVAQtrn,
UNIDAD DE CONTROL DE CALIDAD LABORATORIOS
AGUAS PETROLEO Y MEDIO AMBIENTE Facultad de Ingeniería Química
Universidad de Guayaquil Cdla. Universitaria Salvador Allende Teléfono: 2292949 - FAX: 2294772
Guayaquil - Ecuador
LABORATORIO
DE ENSAYO
ACREDITADO
POR EL SAE CON
ACREDITACIÓN
N' OAE LE C 08-
003
Figura 65.- Caracterización de agua residual inicial
82
ltÑtVFÑSUiAO DE GVAVAQtn,
UNIDAD DE CONTROL DE CALIDAD LABORATORIOS
AGUAS PETROLEO Y MEDIO AMBIENTE Facultad de Ingeniería Química
Universidad de Guayaquil Cdla. Universitaria Salvador Allende
Teléfono: 2292949 - FAX: 2294772 Guayaquil - Ecuador
LABORATORIO
DE ENSAYO
ACREDITADO
POR EL SAE CON
ACREDITACIÓN
N' OAE LE C 08-
003
INFORME DE ANALISIS FISICO - QUIMICO
INFORME NO: LA / 101 / 18
SOLICITADO POR: EMPRESA: DIRECCIÓN: Fecha de inicio de análisis: Fecha de culminación de
análisis:
ALEXANDRA ALEJANDRO - DALILA LOOR
Francisco Segura y la 16(1)
2018/07 / 16 Fecha de recepción: 2018/07 / 30 2018107 / 13
IDENTIFICACION DE LOS ANALISIS TABULADOS TPODE MUESTRA: PUNTUAL( I)
A: MUESTRA AGUARESIDUALDE UNA EMPACADORA FECHA DE MUESTREO: 2018 / 07 / 13 0) DE PESCADO
TRATADA. ( I) Parámetros Expresado
como Unidad Resultados incert. Límites Máximos
Permisibles (2) Método
Potencial de Hidrogeno. 7.49
±
0.10 6-9 4500-H+B
PEE/UCC/LA/02
Demanda Química de
Oxigeno mg/l 367 45 400
5220D PEFJUCC/1,A/03
Demanda
Bioquímica de
Oxigeno (5 días) D.B.O.5
mg/l
33
200
5210D PEFJUCC/LX/09
**Sólidos suspendidos m 5 250 2540 D
PEE/UCCJ1,A/05
*Aceites y grasas. Solubles
hexanos m No detectable 30 5520 D
*Nitrógeno N m 62 60 HACH 10071
*Tensoactivos
Sustancias
activas al azul
de metileno m 0.21
0.5 8028 HACH
OBSERVACIONES: *Los ensayos marcados (*) NO están incluidos en el alcance de la Acreditación del SAE.
De Acreditación•, SST:IOO - 1 000 mg/l; DBO: 100 - 500 mg/l•, ST: 200 - 2 000 mg/l. ( l) Dato proporcionado por el cliente. (2) marina. Límites máximos permisible en zona de rompientes.
Legislación Ambiental para descargas a un cuerpo de agua Acuerdos Ministeriales NO 083B, 097-A, 140. Noviembre 2015.
DIRECTOR TECNICO
Fecha de emisión: 2018/08 / 03
Los análisis fueron realizados de acuerdo al STANDARD METHODS FOR THE EXAMINATION OF WATER, SEWAGE AND INDUSTRIAL WASTE. 23 RD EDITION
* Los resultados obtenidos en este informe son exclusivos de la Muestra sometida a ensayo. Nota: Queda prohibido la reproducción parcial o total de este informe sin previa autorización de esta Unidad.
Figura 66.- Caracterización del agua tratada.