relaciÓn entre la concentraciÓn de flavonoides y el...
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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
MODALIDAD: INVESTIGACIÓN
TEMA:
“RELACIÓN ENTRE LA CONCENTRACIÓN DE FLAVONOIDES Y EL EMPLEO DE BIOFERTILIZANTES EN BANANO (Musa paradisiaca L.) PLANTADOS EN
INVERNADERO”
TRABAJO DE TITULACIÓN PRESENTADO COMO REQUISITO PREVIO PARA OPTAR POR EL GRADO DE QUÍMICOS Y FARMACÉUTICOS
AUTORES:
JAIRO JOEL JAIME CARVAJAL
JOHN GUILLERMO CONTRERAS ERAS
TUTOR:
Q.F. MICHAEL RENDÓN MORÁN MSC.
CO-TUTORAS
DRA. Q.F. PATRICIA MANZANO SANTANA MSC.
ING. MARÍA FERNANDA QUIJANO
GUAYAQUIL - ECUADOR
2019
II
III
IV
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VI
VII
VIII
IX
X
XI
XII
XIII
Dedicatoria
Dedico el presente trabajo a mis padres Guillermo y María por haberme apoyado en
todo momento, por sus consejos, sus valores, por la motivación constante que me ha
permitido ser una persona de bien, pero más que nada, por su amor.
A mi hermana María Luisa, por el ser el soporte de una hermana mayor y de la cual
aprendí aciertos y momentos difíciles que me ayudaron a ser el hombre que soy.
A mi sobrina Isabela, para que veas en mí un ejemplo a seguir.
A mis amigos por permitirme aprender de la vida a su lado, en las aulas de clase, en
los momentos de diversión, en las adversidades.
A Evelyn que me ha ayudado en los momentos que más la necesitaba siendo mi
apoyo para lograr mis metas.
Todo esto es posible gracias a ustedes.
Guillermo Contreras.
El presente proyecto investigativo está dedicado a Dios, por llenarme día a día de
bendiciones y porque me ayudo a superar cualquier dificultad que la vida académica
me haya puesto como reto, y permitirme hoy en día ser el profesional en quien me
estoy convirtiendo.
Dedico el presente trabajo a mis padres Ernesto y Mercedes que han sido el pilar
fundamental en todo lo largo de mi vida hasta ahora, y además por haberme inculcado
los valores y las ganas de ser profesional le dedico todo el sacrificio y esfuerzo que
hicieron por mí como resultado la persona en que me eh convertido
A mi hermano Byron, por el ser el soporte de un hermano mayor que me aconsejo a
tomar buenas decisiones a lo largo de mi carrera universitaria.
Jairo Jaime.
XIV
Agradecimiento
Le agradezco a Dios por acompañarme y guiarme a lo largo de mi carrera, por ser la
fortaleza en los momentos de debilidad y llenar mi vida de aprendizajes y experiencia.
Les doy las gracias a mis padres por brindarme la oportunidad de tener una excelente
educación
Les agradezco la confianza, apoyo y dedicación a mis profesores: Dra. Patricia
Manzano, Ing. María Fernanda Quijano, Ing Ana Barragán, Msc Iván Choez, quienes
no dudaron en impartir sus conocimientos y su grata amistad.
A nuestro tutor, Q.F. Michael Rendón, por guiarme en la realización de este trabajo,
como requisito para ser profesional en Química y Farmacia.
A Jairo por haber sido un excelente compañero de tesis y amigo, porque juntos nos
motivamos en los momentos de desesperación y sobre todo por hacerme parte de su
familia.
Guillermo Contreras
Les doy las gracias a mis padres por brindarme la oportunidad de tener una excelente
educación
Les agradezco la confianza, apoyo y dedicación a mis profesores: Dra. Patricia
Manzano, Ing. María Fernanda Quijano, Ing Ana Barragán, Msc Iván Choez, quienes
no dudaron en impartir sus conocimientos y su grata amistad.
Al CIBE por abrirme las puertas de sus instalaciones para poder realizar el siguiente
proyecto de investigación.
A nuestro tutor, Q.F. Michael Rendón, por guiarme en la realización de este trabajo,
como requisito para ser profesional en Química y Farmacia.
Jairo Jaime
XV
ÍNDICE GENERAL.
ÍNDICE GENERAL. ................................................................................................. XV
ÍNDICE DE TABLAS ............................................................................................ XVIII
ÍNDICE DE FIGURAS .......................................................................................... XVIII
ÍNDICE DE GRÁFICOS ......................................................................................... XIX
Abreviaturas............................................................................................................ XX
Resumen ............................................................................................................... XXI
Abstract. ............................................................................................................... XXII
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................... 1
1.1 Descripción del problema ................................................................................ 3
1.1.2 Formulación del problema ......................................................................... 3
1.2 Justificación e importancia. .............................................................................. 4
1.3 Objetivos.......................................................................................................... 6
1.3.1 Objetivo general ........................................................................................ 6
1.3.2 Objetivos específicos ................................................................................. 6
1.4 Hipótesis .......................................................................................................... 6
1.5 Antecedentes. .................................................................................................. 7
2. MARCO TEÓRICO. .............................................................................................. 9
2.1 Generalidades del banano. .............................................................................. 9
2.1.2 Taxonomía del banano. ............................................................................. 9
2.1.3 Descripción botánica del banano ............................................................. 10
XVI
2.1.3 Valor nutricional ....................................................................................... 11
2.1.4 Composición química del banano ............................................................ 11
2.1.5 Flavonoides ............................................................................................. 11
2.1.6 Estructura química de los flavonoides. .................................................... 12
2.1.7 Clasificación de los flavonoides. .............................................................. 12
2.2. Condiciones agroecológicas del banano ................................................... 16
2.2.1. Selección del suelo y condiciones climáticas del banano para un óptimo
desarrollo ......................................................................................................... 16
2.2.2. Profundidad del suelo ............................................................................. 17
2.2.3. pH del suelo ........................................................................................... 17
2.2.4. Salinidad del suelo ................................................................................. 17
2.5 Sustratos empleados ..................................................................................... 17
2.5.1. Turba ...................................................................................................... 17
2.5.2. Arena ...................................................................................................... 18
2.6. Fertilización. ................................................................................................. 18
2.6.1 Tipos de fertilización ................................................................................ 18
2.7. Composición de los biofertilizantes ............................................................... 19
3. MARCO METODOLÓGICO ................................................................................ 20
3.1 Metodología: .................................................................................................. 20
3.1.1 Condiciones de experimentación ............................................................. 20
3.1.2 Material vegetal utilizado ......................................................................... 20
3.1.3 Factores estudiados ................................................................................ 20
XVII
3.1.4 Diseño experimental ................................................................................ 20
3.1.4.2 Tratamientos......................................................................................... 21
3.1.5 Análisis estadístico. ................................................................................. 22
3.1.5.1 Criterio de aceptación del test de turkey ............................................... 22
3.1.6 Variables de la investigación ................................................................... 22
3.1.7 Manejo del experimento. ......................................................................... 23
3.1.8 Análisis realizados a los ensayos ............................................................ 24
3.1.8.3 Ensayo de actividad antioxidante.......................................................... 26
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES ....................................................................... 28
4.1. Resultados de flavonoides totales por el método de colorimétrico cloruro de
aluminio. ........................................................................................................... 28
4.1.2 Resultados de actividad antioxidante mediante el ensayo de FRAP ........ 29
4.2. Resultados de biomasa radicular ............................................................... 30
4.2.1 Resultados de biomasa aérea ................................................................. 31
4.2.2 Resultados de área foliar ......................................................................... 32
4.3. Discusión de los resultados de flavonoides totales, actividad antioxidante y
parámetros agronómicos. ................................................................................. 33
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ...................................................... 35
Apéndice 1. GRAFICAS .......................................................................................... 36
Apéndice 2. MEMORIAS FOTOGRÁFICAS ............................................................ 37
Bibliografía .............................................................................................................. 41
XVIII
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1 Clasificación taxonómica del banano. .......................................................... 9
Tabla 2 Composición de la Turba Rubia ................................................................. 18
Tabla 3 Composición general de los Biofertilizantes ............................................... 19
Tabla 4 Tratamientos de Experimentación. ............................................................. 21
Tabla 5 Tratamientos y número de observaciones. ................................................. 22
Tabla 6 Resultados de tratamiento entre semanas de contenido de Flavonoides
totales ..................................................................................................................... 29
Tabla 7 Resultados de tratamiento entre semanas de contenido de Actividad
Antioxidante ............................................................................................................ 30
Tabla 8. Resultados de Tratamientos Entre Semanas ............................................ 31
Tabla 9. Tabla de Resultados de Tratamientos Entre Semanas Biomasa Aérea .... 32
Tabla 10. Resultados de Tratamientos Entre Semanas Área Foliar ........................ 33
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Flavonoides. ............................................................................................ 12
Figura 2. Flavonas. ................................................................................................. 13
Figura 3. Flavonoles. .............................................................................................. 13
Figura 4. Flavonoles. .............................................................................................. 14
Figura 5. Flavanonas. ............................................................................................. 14
Figura 6. Antocianinas. ........................................................................................... 15
Figura 7. Flavonoles. .............................................................................................. 15
Figura 8. Esquema de trabajo para la extracción de las muestras. ........................ 25
Figura 9. Hojas escaneadas para el análisis de área foliar. .................................... 27
Figura 10. Plantas de banano donara por e CIBE-ESPOL. ..................................... 37
XIX
Figura 11. Sustrato listo para sembrar las plantas de banano. ................................ 37
Figura 12. Siembra de plantas de banano por analista Guillermo Contreras. .......... 38
Figura 13. Siembra de plantas de banano por analista Jairo Jaime. ....................... 38
Figura 14. Aclimatización y enraizamiento de plantas de banano. .......................... 39
Figura 15. Separar los grupos de trabajo de la parte experimental. ........................ 39
Figura 16. Muestras de banano para prueba de biomasa. ...................................... 40
Figura 17. Fertilización en las plantas de banano. .................................................. 40
ÍNDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Resultados de Flavonoides Totales al cabo de los 60 días de
experimentación ..................................................................................................... 28
Gráfico 2. Resultados de poder de reducción antioxidante del ión férrico (FRAP) .. 29
Gráfico 3. Representación gráfica de la determinación de biomasa radicular ......... 30
Gráfico 4. Representación gráfica de la determinación de biomasa aérea .............. 31
Gráfico 5. Representación gráfica de la determinación de área Foliar .................... 32
Gráfico 6. Evaluación flavonoides expresados como equivalente de quercetina y
catequina. ............................................................................................................... 36
Gráfico 7. Curva de Calibración de FRAP de Ácido ascórbico. ............................... 36
XX
Abreviaturas
AEBE Asociación Exportadora de Banano del Ecuador
FAO Food Agriculture Organization
CFT Contenido de Flavonides Totales
CIBE Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador
ESPOL Escuela Superior Politécnica del Litoral
EC Equivalente de catequina
N Número de observaciones
UV-VIS Ultravioleta visible
FRAP Poder de reducción antioxidante del ión férrico.
ImageJ® Software de procesamiento de imagen digital
mg Miligramos
mL Mililitros
mm Milímetros
º C Grados Centígrados
rpm Revoluciones por minutos
μL Micro Litros
μm Micras
XXI
Resumen
Los fertilizantes orgánicos son utilizados para aumentar la actividad biológica de las
plantas y empleados comúnmente para disminuir los riesgos biológicos ocasionados
por las fertilizaciones químicas. El objetivo de este estudio fue evaluar la
concentración de flavonoides en función de la aplicación de biofertilizantes líquidos
en plantas de bananos (Musa paradisiaca L.) de invernadero, mediante el uso de
técnicas espectrofotométricas y parámetros agronómicos durante un periodo de dos
meses. El contenido de flavonoides totales y actividad antioxidante se realizaron por
técnicas espectrofotométricas, mientras que los parámetros agronómicos se
determinaron mediante el software ImageJ y métodos gravimétricos. Todos los
parámetros fueron evaluados semanalmente y se analizaron mediante un análisis de
varianza de dos vías y las diferencias significativas se determinaron por el test de
Tukey (p<0.05). Los resultados de la evaluación demostraron que el contenido de
flavonoides totales presentó un aumento durante los 60 días de experimentación (6,18
± 0,5 – 11,63 ± 0,5 mg EC/g). La actividad antioxidante evidenció un incremento en
rangos de 0,09± 0,1 y 0,23 ± 0,1 mmol Trolox/g en los grupos tratados con fertilización
orgánica y convencional mostrando diferencias significativas con el grupo control. En
los parámetros agronómicos se encontró diferencias significativas entre los grupos
tratados con fertilización orgánica e inorgánica y convencional con respecto al grupo
control mostrando mayor área de las hojas. Estos resultados demuestran que la
aplicación de fertilizantes orgánicos en conjunto con una fertilización convencional
favorece la producción de flavonoides, capacidad antioxidante y los parámetros
agronómicos de las plantas de banano en condiciones de invernadero.
PALABRAS CLAVES: Flavonoides, capacidad antioxidante, fertilización, biomasa,
invernadero.
XXII
Abstract.
Organic fertilizers are used to increase the biological activity of plants and commonly
used to reduce the biological risks caused by chemical fertilization. The objective of
this study was to evaluate the concentration of flavonoids based on the application of
liquid biofertilizers in banana plants (Musa paradisiaca L.) greenhouse, through the
use of spectrophotometric techniques and agronomic parameters over a period of two
months. The total flavonoid content and antioxidant activity were determined by
spectrophotometric techniques, while the agronomic parameters were determined
using ImageJ software and gravimetric methods. All the parameters were evaluated
weekly and analyzed by means of a two-way analysis of variance and the significant
differences were determined by the Tukey test (p <0.05). The results of the evaluation
showed that the total flavonoid content showed an increase during the 60 days of
experimentation (6,18 ± 0,5 – 11,63 ± 0,5 mg EC / g). The antioxidant activity showed
an increase in ranks of 0,09 ± 0,1 and 0,23 ± 0,1 mmol Trolox / g in the groups treated
with organic and conventional fertilization showing significant differences with the
control group. In the agronomic parameters, significant differences were found
between the groups treated with organic and inorganic and conventional fertilization
with respect to the control group showing greater area of the leaves. These results
show that the application of organic fertilizers together with a conventional fertilization
favors the production of flavonoids, antioxidant capacity and the agronomic
parameters of banana plants under greenhouse conditions.
KEY WORDS: Flavonoids, antioxidant capacity, fertilization, biomass, greenhouse.
1
1. INTRODUCCIÓN
Ecuador es el principal exportador de banano a nivel mundial aportando con el 30%
del total de las exportaciones según datos de la Asociación Exportadora de Banano
del Ecuador (AEBE, 2016), convirtiéndolo en el segundo producto de exportación más
importantes luego del petróleo.
El banano se clasifica como un producto alimenticio con alto valor nutricional, además,
en su composición se encuentran compuestos fenólicos, sustancias características
por ejercer actividad antioxidante así como una amplia gama de actividades
biológicas, incluido el efecto antibacteriano, vasodilatador, antiinflamatorio y
anticancerígeno. Los flavonoides son la clase más importante de los fotoquímicos, se
agrupan de acuerdo a su estructura química en tres grupos principales: Ácidos
fenólicos, polifenoles y flavonoides, siendo este último, el grupo con más de 4000
compuestos identificados (Pereira, 2012).
Para mantener la capacidad productiva de los suelos se debe combinar prácticas de
nutrición vegetal como la aplicación de los biofertilizantes líquidos fermentados, estos
aportan compuestos orgánicos, minerales y microorganismos favoreciendo a la
distribución de los nutrientes facilitando su absorción. También favorece a la
expresión biológica de metabolitos secundarios entre ellos los flavonoides (Alvarez,
2010).
Los flavonoides son metabolitos secundarios que no contribuyen con un aporte
energético pero son muy importantes en la alimentación por sus propiedades y
efectos antioxidantes beneficiosos para la salud. Los flavonoides no los produce el
cuerpo y no son producidos sintéticamente, se los obtiene directamente de las plantas
además le dan un color característico a cada una. Últimamente son muy demandados
2
por las industrias cosméticas y farmacéuticas por sus distintas aplicaciones (Pérez,
2003).
Los antioxidantes se encuentran en los alimentos principalmente en los de consumo
cotidiano; se encargan de prevenir efectos adversos ocasionado por especies
reactivas que alteran las funciones fisiológicas del ser humano (Coronado, 2015).
En la actualidad se han encontrado escasos estudios que demuestra que la adición
de biofertilizantes causa variaciones significativas en el rendimiento de polifenoles y
en la actividad antioxidante (Grageda-Cabrera, 2012).
Las propiedades antioxidantes relacionadas con la estructura polifenólica de los
flavonoides ingeridos en la alimentación tienden a proteger el organismo de los
efectos nocivos de la contribución ambiental oxidativa. No se ha establecido que los
flavonoides ingeridos ejerzan directamente efectos antioxidantes in vivo. Por otro
lado, a nivel celular, ciertos flavonoides pueden actuar sobre la transmisión de la señal
por las proteínas quinasas, induciendo la expresión de los genes antioxidantes
(Stoclet, 2011).
3
1.1 Descripción del problema
La gran demanda de la fertilización química ha provocado contaminación no solo del
suelo sino también del agua, esta contaminación ayuda al efecto invernadero de modo
que para disminuir este tipo de contaminación en el suelo y agua se deben usar otras
técnicas agrícolas de fertilización como la biofertilización o conocida como fertilización
orgánica; la combinación de las mezclas orgánicas de un biofertilizante ofrece
condiciones ideales para la mayoría de los cultivos.
La biofertilización no solo ayuda a mejorar la estructura y condiciones del suelo,
también cumplen un rol importante en el desarrollo de la actividad biológica de las
plantas como son la producción de los flavonoides y actividad antioxidante, estos
cumplen funciones muy importantes en la planta brindando protección. Algunos
estudios en flavonoides demuestran otras aplicaciones como antiparasitarios,
antiinflamatorios y para tratar alergias (Tenorio, 2016).
La actividad antioxidante de los compuestos fenólicos contribuye significativamente a
la salud humana. Trabajos de investigación han demostrado que la aplicación de
biofertilizantes en plantas tienden a expresar un notable perfil fenólico que son
aportados por varios ácidos y ésteres orgánicos aromáticos y por las agliconas de
flavonoides (Chang, 2014).
1.1.2 Formulación del problema
¿Cuál es el efecto que produce la adición de biofertilizantes en la concentración de
flavonoides, en plantas de bananos en condiciones de invernadero?
4
1.2 Justificación e importancia.
El banano en Ecuador tiene importancia en el aporte económico, por ser un fruto
apetecido a nivel mundial por sus propiedades nutricionales y por ser un producto de
calidad. Pero mantener esa calidad tiene un precio y esta es la adición de fertilizantes
químicos, que provoca un robustecimiento del banano, pero genera contaminación
ambiental, desgaste del suelo con cambios de pH, disminución de minerales, entre
otros.
La FAO (2015) menciona que el uso de fertilización habría aumentado en 200,5
millones de toneladas en el 2019 con un incremento de un 1,8 % por ciento anual y la
demanda aumenta cada vez más. Por otro lado, el uso excesivo de fertilizantes ha
llevado a la contaminación del suelo por la deposición de nitrógeno y en otros casos
daño en los sistemas hídricos, por lo que conduce a la degradación de la tierra y la
disminución de su rendimiento.
La FAO también ha implementado métodos para mantener o restablecer la salud del
suelo. Promueve la aplicación de métodos de fertilización precisos así, evitando hacer
una fertilización generalizada debido a que se generan desperdicios del nitrógeno.
A nivel nacional la AEBE (2016) también se ha planteado alternativas para disminuir
el uso de fertilizantes químicos entre ellas el uso de biofertilizantes, ya que diferentes
estudios relacionados a la aplicación de biofertilizantes demostraron que no provoca
contaminación ambiental y aumenta la actividad biológica en las plantas (Martinez,
2010).
En los últimos 15 años, ha habido una fuerte actividad investigativa dirigida hacia la
identificación y extracción de flavonoides, pero en la actualidad se han encontrado
escasos estudios que demuestren que la adición de biofertilizantes causa variaciones
5
significativas en el rendimiento de flavonoides. El empleo de biofertilizantes
representa una alternativa económicamente rentable debido a que su uso puede
reducir la aplicación de fertilizantes que ocasionan degradación de las propiedades
biológicas, físicas y químicas del suelo. El uso de biofertilizantes ha tomado cada vez
más fuerza, ya que estos intervienen directamente sobre los ciclos biogeoquímicos
por medio de la fijación biológica de nitrógeno atmosférico y la solubilización de
fósforo inorgánico (Grageda-Cabrera, 2012).
La importancia de cuantificar el contenido de flavonoides en las plantas se debe a que
este metabolito está estrechamente relacionado con el buen funcionamiento de las
especies vegetales. Por otra parte los flavonoides ejercen un efecto protector como
pesticida, también se ha demostrado otros usos y aplicaciones de los flavonoides en
el campo de la medicina para tratar procesos inflamatorios, antifúngicos, antialérgicos,
para prevenir el cáncer y afecciones del sistema circulatorio (Chang, 2014).
El siguiente proyecto de investigación abrirá nuevos caminos para estudios próximos
sobre los beneficios del uso de los biofertilizantes y su relación con el aumento de la
actividad biológica (flavonoides y actividad antioxidante), considerado como
alternativa para disminuir la fertilización química.
6
1.3 Objetivos
1.3.1 Objetivo general
Evaluar la concentración de flavonoides en función de la aplicación de biofertilizantes
líquidos en plantas de bananos (Musa paradisiaca L.) de invernadero, mediante el
uso de técnicas espectrofotométricas y parámetros agronómicos.
1.3.2 Objetivos específicos
Determinar el contenido de flavonoides totales y la actividad antioxidante de
las plantas de bananos aplicando biofertilizante en un periodo de 60 días
utilizando técnicas espectrofotométricas.
Cuantificar el área foliar, biomasa aérea y radicular en las plantas de banano
durante la aplicación de los biofertilizantes líquidos en un periodo de 60 días.
Analizar los resultados obtenidos por la aplicación de biofertilizantes líquidos
sobre la concentración de flavonoides, actividad antioxidante y los parámetros
agronómicos en plantas de bananos (Musa paradisiaca L.).
1.4 Hipótesis
La aplicación de biofertilizantes en el banano causa variaciones significativas en el
rendimiento de flavonoides y su actividad antioxidante.
7
1.5 Antecedentes.
Los fertilizantes aportan nutrientes esenciales en el crecimiento y desarrollo de las
plantas, asegurando la calidad y la producción de los cultivos. Los fertilizantes
químicos son muy utilizados en la agricultura por el efecto rápido, estimulando el
crecimiento y vigor en las plantas (Camelo, 2016).
Por la demanda que tiene la producción y venta de banano la AEBE (2016) se
enfocaron en investigar nuevas formas de dosificar y robustecer los cultivos sin
provocar un efecto negativo en los hombres y el medio ambiente; es aquí en la
búsqueda de nuevas alternativas donde se empieza a probar con nutrientes como
nitrógeno y potasio, estas mezclas tuvieron resultados favorables en las plantas pero
no tuvieron el rendimiento que se requería, entonces se decidió utilizar fósforo,
magnesio, azufre, y otros elementos como el zinc que antes los usaban por separado.
El cambio fue notable, los cultivos se apreciaban de un color verde intenso, lo que se
traduce como una vida vegetativa muy activa. Entre los cambios positivos del uso de
estas nuevas mezclas tenemos el mayor tamaño de las plantas, mayor concentración
de azúcares, mayor crecimiento foliar frente al desarrollo radicular, aumento del
tamaño celular, aumento de síntesis de proteínas, entre otros (Rosales, Tripon, &
Cerna, 1999).
Los residuos de la fertilización química aplicados en el suelo son arrastrados hasta
los ríos, lagos y aguas subterráneas provocando contaminación de estos mantos
acuíferos y por otro lado la contaminación de este tipo de fertilización contribuye con
el efecto de invernadero (González & Riviera, 2013).
Las exigencias actuales de la economía y medioambientales promueven nuevas
técnicas para el manejo de sistemas agrícolas, implementando como opción
8
tecnológica el uso de biofertizantes como una alternativa a la aplicación de
fertilización química y así disminuir la contaminación causada por los mismos
(Espinoza, 2016).
Los biofertilizantes son de carácter orgánico que contienen microorganismos y
nutrientes que promueven el crecimiento y la disponibilidad del alimento para el
desarrollo de las plantas. El uso de los biofertilizantes va en aumento debido a sus
beneficios como bioreguladores y fitoreguladores, también previene enfermedades en
las plantas no ocasionan efectos adversos y es amigable con el ambiente (Terry,
2006).
9
2. MARCO TEÓRICO.
2.1 Generalidades del banano.
El banano es un fruto tropical, actualmente es encontrado en áreas subtropicales
como África del sur, Arabia, Argentina, Brasil, Ecuador, Egipto, Israel, Marruecos,
Turquía, entre otros, donde su producción es alta debido al autoconsumo y
exportación. Es un género de plantas con flores pertenecientes a la familia de las
musáceas, que comprende alrededor de cincuenta especies de megaforbias, es decir
de plantas con grandes hojas y tallos jugosos. En la tabla 1 se puede observar la
clasificación taxonómica del banano (Horry, 2010).
2.1.2 Taxonomía del banano.
Tabla 1 Clasificación taxonómica del banano.
Taxonomía de Mussa paradisiaca L.
Reino Plantae
División Magnoliophyta
Clase Liliopsida
Orden Zingibernales
Familia Musaceae
Género Musa
Especie Paradisiaca L
Fuente: (Horry, 2010)
10
2.1.3 Descripción botánica del banano
2.1.3.1 Sistema radicular.
La planta de banano posee un sistema radicular denso con desarrollo primario,
secundario y adventicio; es decir, las raíces primarias emergen del cilindro central del
rizoma luego desarrollan las raíces secundarias, terciarias y por lo general las
adventicias surgen de la parte superior del rizoma (Vézina & Baena, 2016).
2.1.3.2 Rizoma.
El banano posee un tallo subterráneo denominado por el término botánico como
rizoma o cormo, siendo utilizado para la propagación asexual (Vargas-Calvo, 2015).
2.1.3.3 Pseudotallo.
Se considera a la parte de la planta que se asemeja a un tallo de una planta leñosa,
aunque en realidad se encuentra constituido por un conjunto de hojas sobrepuestas,
característico de las liliopsida. El pseudotallo presenta características físicas de ser
carnoso y poseer una gran cantidad de agua por las estructuras celulares de
parénquimas acuífero que lo componen, en donde, se puede soportar un racimo de
50 kg, e incluso de más peso (Vézina & Baena, 2016).
2.1.3.4 Hojas.
Las hojas tienen su origen desde eje central del pseudotallo, cada que emerge una
hoja se aprecia un cilindro enrollado conocido como hoja cigarro o candela, por lo
general una planta llegará a tener unas 15 a 25 hojas funcionales (Vézina & Baena,
2016). La emisión foliar de la hoja se da entre 7 y 15 días, esto depende de las
condiciones climáticas idóneas para su desarrollo (Vargas, Acuña, & Valle, 2015).
11
2.1.3 Valor nutricional
El banano posee un alto valor nutricional, considerando en su composición potasio,
fósforo y carbohidratos. Estos componentes son ideales para el equilibrio electrolítico
del cuerpo y funciones del mismo, como actividad de los músculos, transferencia del
impulso nervioso y funcionamiento de órganos como: el corazón y los riñones
(Casallas, 2010).
2.1.4 Composición química del banano
Por cada 100 g el banano contiene: 100 kcal, el contenido de proteína es de 1,3 g, los
hidratos de carbono 22,8 g, el agua se encuentra en mayor cantidad 73,8 g, en cuanto
al contenido de fibra 4,9 g, dentro de las vitaminas más abundantes en el banano
esta la vitamina C 10 mg, con respecto a los minerales tenemos calcio, magnesio,
sodio, potasio 9 mg, 39 mg, 1 mg, 350 mg, respectivamente (Kumar, 2012).
2.1.5 Flavonoides
Los flavonoides se encuentran en todas las plantas, siendo considerados como los
fitoquímicos prescindibles derivados del metabolismo secundario vegetal pero están
localizados principalmente en las vacuolas de las células de la piel de frutas y
hortalizas, aportando parte del sabor y del color. La mayoría de los flavonoides son
solubles en agua y no son sintetizados por el cuerpo humano ni producidos
sintéticamente. (Ochoa, 2011).
12
2.1.6 Estructura química de los flavonoides.
Figura 1. Flavonoides.
Los flavonoides tienen una estructura de anillos formada por 15 carbonos (C 6-C3–C6),
están constituidos en dos anillos aromáticos que contienen generalmente grupos
hidroxilos, unidos por una cadena lineal de 3 carbonos como se aprecia en la figura
1. Los flavonoides con mayor poder antioxidante son: catequina, quercetina,
isoxanthohumol, genisteina y la naringenina (Ochoa, 2011).
2.1.7 Clasificación de los flavonoides.
Existen variedades de flavonoides debido a su estructura básica y característica, en
la naturaleza se distinguen seis subcategorías de flavonoides. Habitualmente están
unidas a moléculas de glucosa, la única excepción son los flavonoles que no se
enlazan con azucares conocidas como agliconas (Williamson, 2005).
En la actualidad se encuentran más 5.000 flavonoides agrupados de la siguiente
forma:
En el grupo flavonoides se incluyen todos los compuestos fenólicos cuyo esqueleto está formado por quince carbonos, distribuidos en tres anillos: dos anillos bencénicos de 6 carbonos (A y B), conectados mediante un anillo heterocíclico C que puede ser pirano o pirona, si tiene un doble enlace en la posición 4.
13
Flavonas
Por lo general son glucósidos de luteolina y apigenina están ampliamente distribuidos
en todos los pigmentos amarillos de las plantas esto se debe a la presencia de
carotenoides. Se los encuentra en tomillo, pimiento dulce, manzanilla. En la figura 2
podemos observar la estructura química de las flavonas y se puede comparar las
diferencias con estructura base de los flavonoides (Grotewold, 2005).
Figura 2. Flavonas.
Flavonoles
Son los más comunes en el reino vegetal, su ingesta diaria es baja y se estima entre
20-35 mg. Se encuentran en forma glicolisada y la fuente comestible es la col, brócoli,
arandanos, cebollas, té, bayas, manzanas, uva negra, frutos secos y ajo. En la figura
3 se observa la estructura química de los flavonoles y como poder diferenciarlos de
las flavonas. En la figura 3 observamos la estructura química de flavonoles más
común del reino vegetal.
Figura 3. Flavonoles.
Flavona es el compuesto químico 2-fenil-1-benzopiran-4-ona. Esta es la molécula base de las flavonas, un subgrupo de los flavonoides
Flavonoles son una clase de flavonoides que tienen como columna vertebral a la 3-hidroxiflavona. Su diversidad se deriva de las diferentes posiciones de los grupos fenólico -OH.
14
Isoflavonas
Son conocidas como hormonas vegetales o fitoestrógenos por su similitud con los
estrógenos. No son esteroides, tienen los grupos hidróxilo en la posición 7 y 4 por
esta razón tienen la facilidad de unirse a los receptores del estrógeno y se encuentran
principalmente en la soya. En las figura 4 se observa la estructura química de las
isoflavonas, muy parecidos al estructura base de los flavonoides (Manach, 2005).
Figura 4. Flavonoles.
Flavanonas
Flavonoides relativamente pequeños y se encuentra en concentraciones altas en los
cítricos y también en el tomate en pequeñas concentraciones. En la figura 5 se
observan la estructura de las flavonas (Cheynier, 2002).
Figura 5. Flavanonas.
15
Antocianinas
Responsable de los pigmentos de los frutos, dependiendo de la intensidad del color
está relacionado con la concentración de las antocianinas, y se los encuentra en los
vinos, cereales y hortalizas. En la figura 6 se observa que posee varios OH y se puede
diferencias muy rápido con respecto a la estructura base (Cheynier, 2002).
Figura 6. Antocianinas.
Flavanoles
Otro tipo de flavonoides de sabor amargo no glicosilados que se encuentra
principalmente en el cacao. En la figura 7 se observa una estructura muy similar a la
de los flavonoles figura 3 pero con la ausencia del grupo cetona (Hollman, 2007).
Figura 7. Flavonoles.
16
2.2. Condiciones agroecológicas del banano
Las condiciones óptimas para el desarrollo del banano se rigen bajo los siguientes
parámetros:
2.2.1. Selección del suelo y condiciones climáticas del banano para un
óptimo desarrollo
Para la selección del terreno se debe tener en cuenta las condiciones agroclimáticas
y características del suelo.
2.2.1.1 Temperatura
La temperatura óptima oscila 20 °C a 35 °C, a temperaturas menores retarda el
crecimiento y temperaturas superiores a 40°C no se ha observado efectos negativos
si la provisión de agua es adecuada (Espinosa & Mite, 2002).
2.2.1.2 Humedad relativa
La humedad relativa superior a 80% favorece al desarrollo de enfermedades de tipo
fúngica.
2.2.1.3 Altitud
Las plantas de banano se desarrollan mejor a una altitud de 0 a 300 metros sobre el
nivel del mar (msnm) (Espinosa & Mite, 2002).
2.2.1.4. Textura del suelo
Los suelos aptos para la siembra del cultivo de banano son el franco-arenosa y franco-
arcillosa, con un buen drenaje interno, fertilidad alta y propiedades de retención de
agua. Y lo recomendable es usar suelos arcillosos con un 40% de retención de agua,
ya que valores inferiores no favorecen en el desarrollo del cultivo (Espinosa & Mite,
2002).
17
2.2.2. Profundidad del suelo
Para los cultivos de banano debe tener una profundidad de 1m como mínimo y mayor
a 1,5m son consideradas como óptimas.
2.2.3. pH del suelo
El pH ideal en plantas de banano es de 6,5 pero puede tolerar 5,6 hasta 7,4 es decir
no debe ser ni muy acido ni muy alcalino porque limita el desarrollo del cultivo.
2.2.4. Salinidad del suelo
El banano es sensible a la salinidad, por lo que la conductividad no debe superar 1
ds/m.
2.5 Sustratos empleados
El sustrato es la sustancia que está directamente en contacto con la raíz
proporcionando las condiciones de agua y minerales para el desarrollo de las plantas.
Los sustratos utilizados en el estudio fueron turba y arena.
2.5.1. Turba
La turba rubia es el nombre genérico de diversos materiales procedentes de la
descomposición vegetal; es comúnmente la más utilizada para el cultivo de todo tipo
de plantas por su capacidad de retener nutrientes y su porosidad permite a las raíces
crecer, así las plantas son capaces de tomar todos los elementos que se requieren
para el crecimiento. En la tabla 2 se observa la composición de la turba rubia, una de
las más utilizadas para adecuar suelos en los invernaderos (Acevedo, 2017).
18
Tabla 2 Composición de la Turba Rubia
Nutrientes Contenido
Fosforo (P2O5) 100mg/L
Potasio (K2O) 180 mg/L
Nitrógeno (N) 140 mg/L
Magnesio (Mg) 100mg/L
Azufre (S) 120mg/L
Fuente: (Acevedo, 2017).
2.5.2. Arena
La arena de rio es muy utilizada como sustrato por su estructura, permite rápidamente
el drenaje del agua en exceso tiene minerales y tiene bajo contenido de sales lo cual
crecerá todo tipo de plantas, posee una densidad de 2,62 g/cm3 y una porosidad de
0,0008 milímetros esto permite el desarrollo de las raíces de las plantas y el
crecimiento en las primeras etapas de enraizamiento (Moreno, 2005).
2.6. Fertilización.
Los fertilizantes son compuestos orgánicos e inorgánicos, naturales o sintéticos
utilizados para ayudar al crecimiento y nutrición de las plantas. Las nuevas
tecnologías agrícolas desarrollan nuevos biofertilizantes con el objetivo de favorecer
la fertilidad y productividad de los suelos (Álvarez-Solís, 2010).
2.6.1 Tipos de fertilización
2.6.1.1 Fertilización química
La fertilización química es de producción industrial, estos productos son
manufacturados con los 3 elementos esenciales fosforo (P), nitrógeno (N) y potasio
(K). Estas sustancias son de vital importancia para el crecimiento fuerte de las
19
plantas, son de rápida acción, pero su uso excesivo ocasiona agotamiento del suelo,
cambios climáticos, acidificación del suelo y generan contaminación medioambiental
(Portela, 2014).
2.6.1.2 Fertilización orgánica o biofertilización.
La fertilización orgánica actúa de forma indirecta y progresiva, tiende a mejorar la
estructura del suelo, facilita la absorción de nutrientes y de esta manera ayuda a la
conservación de la biodiversidad y mejora los ciclos biológicos del suelo (Faver
Álvarez, 2015).
2.7. Composición de los biofertilizantes
Los biofertilizantes son abonos líquidos fermentados 100% de origen natural, se
obtienen de la fermentación anaeróbia de residuos orgánicos como el etielcol fresco
de animales y enriquecido con microorganismo, los principales componentes de los
biofertilizantes son; nitrógeno, fosforo y potasio. Como se observa en la tabla 3 los
principales componentes del biofertilizante que se utilizó para el estudio (Cano, 2001).
Tabla 3 Composición general de los Biofertilizantes
Componentes Unidad Valor
N total % 0,3
P205 % 0,02
K2O % 0,64
MO % 0,6
Fuente: biofertilizante de trabajo
20
3. MARCO METODOLÓGICO
3.1 Metodología:
3.1.1 Condiciones de experimentación
El proyecto se realizó en condiciones de invernadero a temperaturas controladas
entre 24°C y 28°C, con una humedad relativa entre el 40% y 60%, en las instalaciones
del Centro de Investigaciones Biotecnológicas del Ecuador de la Escuela Superior
Politécnica del Litoral (CIBE-ESPOL)
3.1.2 Material vegetal utilizado
Las plantas in vitro de banano triploides (AAA) (Musa sp.) fueron facilitadas por el
área de cultivos de tejidos del CIBE. Este material genético es procedentes de plantas
madres seleccionadas por sus cualidades genotípicas o fenotípicas.
3.1.3 Factores estudiados
En esta investigación se estudió las interacciones de dos biofertilizantes (orgánicos e
inorgánico), incluyendo una fertilización convencional (N-P-K) en las plantas de
banano en fase de vivero.
3.1.4 Diseño experimental
Diseño o esquema del experimento.
Se aplicó un diseño experimental de 2 factores (6x4) considerando el tipo de
biofertilizantes (biol orgánico e inorgánicos y fertilización convencional) y el tiempo
que duró toda la experimentación.
21
3.1.4.1 Tratamientos de experimentación
En la tabla 4 se describen los tratamientos y concentraciones que se utilizaron en la experimentación.
Tabla 4 Tratamientos de Experimentación.
Fuente: autores
3.1.4.2 Tratamientos
En la tabla 5 se observa el número total de muestras analizadas que se detallan de la
siguiente manera (4 muestras x 4 extracciones) para los análisis de flavonoides y
poder de reducción antioxidante del ión férrico (Frap) que proporcionan un total de 16
muestras por cada tratamiento y (3 muestras x 4 extracciones) para los parámetros
agronómicos (biomasa radicular, aérea y área foliar) dando un total de 12 muestras
por cada tratamiento.
Tratamientos Concentración
CO: Control Agua
BO: Biol Orgánico 5%
BI: Biol Inorgánico 5%
FC: Fertilización Convencional 5%
FBO: Fertilización convencional +
Biol Orgánico 5%
FBI: Fertilización convencional +
Biol inorgánico 5%
22
Tabla 5 Tratamientos y número de observaciones.
m (Muestra) Flavonoides-
Frap
Biomasa radicular, aérea,
área foliar
CO 16 12
BO 16 12
BI 16 12
FBO 16 12
FBI 16 12
TOTAL 96 72
Fuente: autores
3.1.5 Análisis estadístico.
Los datos fueron analizados con estadísticas descriptivas, análisis de varianza
mediante ANOVA DE 2 VIAS y las diferencias significativas se analizaron por la
prueba de TURKEY (p<0.05) con intervalos y niveles de confianza individuales de
95% utilizando el Sotware Minitab versión 16.
3.1.5.1 Criterio de aceptación del test de turkey
Los niveles que comparten una letra no son significativamente diferentes. Por el
contrario, si no comparten una letra, las medias de nivel son significativamente
diferentes. Si un intervalo no contiene cero, existe una diferencia estadísticamente
significativa entre las medias correspondientes. Si el intervalo no contiene cero, la
diferencia entre las medias no es estadísticamente significativa.
3.1.6 Variables de la investigación
3.1.6.1 Variable independiente:
Tipos de los biofertilizantes líquidos y Tiempo
23
3.1.6.2 Variable dependiente
Flavonoides, Frap, Área Foliar, Biomasa aérea y radicular
3.1.7 Manejo del experimento.
El trabajo de experimentación se desarrolló en dos fases, la primera fue la
aclimatación de las plantas in vitro y la segunda fase son los análisis de flavonoides,
frap y parámetros agronómicos a cada uno de los tratamientos durante 60 días.
3.1.7.1 Fase 1 de aclimatación.
El material vegetal usado en el trabajo de investigación fueron las plantas in vitro de
banano triploides (AAA) (Musa sp.). Se sembraron 200 plantas de las cuales 168
fueron utilizadas para la experimentación, 28 plantas para cada tratamiento
incluyendo el grupo control. En esta fase las plantas estuvieron 2 semanas en gavetas
como se muestra en la figura 8 y luego fueron colocadas en vasos plásticos cuando
poseían 2 cm de altura figura 9 durante 2 semanas; a partir de esta fase dio inicio el
periodo de experimentación en un plazo de 60 días. La aplicación del biol orgánico
e inorgánico y fertilización convencional se realizó una vez por semana y cada
extracción de las muestras se efectuó a los 15 días durante el tiempo que duró la
experimentación.
3.1.7.1.2 Elaboración de sustrato de crecimiento
El sustrato estuvo diseñado por turba y arena de rio en proporciones 1:2 (p/p) para
generar mayor fijación y a climatización de las plantas de banano al momento de
realizar el riego y la aplicación de los biofertilizantes en el sustrato, cada vaso de
plástico contiene un volumen de 150g de sustrato aproximadamente.
24
3.1.7.1.2 Aplicación de la fertilización convencional.
La fertilización convencional estuvo compuesta de 0,9g/L de NH4NO3 (nitrato de
amonio), 1,04g/L NH4H2PO4 (fosfato mono amónico) y 0,85g/L KCl (cloruro de
potasio), se colocaron 5mL a los tratamientos FC, FBO y FBI.
3.1.7.1.3 Aplicación de biofertilizantes
Se utilizaron dos biofertilizantes; el orgánico fue facilitado por el área de técnicas
agrícolas del CIBE y antes de su aplicación a las plantas se realizó una disolución al
5% con agua destilada. El mismo procedimiento se utilizó para el biol inorgánico de
marca PUMAMAQUI, adicionando 5 ml a los tratamientos BO, BI, FBO y FBI.
3.1.8 Análisis realizados a los ensayos
Se realizaron cinco análisis que se dividieron en tres parámetros agronómicos que
comprenden determinación de biomasa área, radicular y área foliar; una cuantificación
de flavonoides totales y por último un análisis de actividad antioxidante (FRAP).
3.1.8.1 Método de extracción para determinar flavonoides totales y
actividad antioxidante
Se realizó la toma de muestras figura 8, se colocaron en tubos FALCON de 50ml,
luego se congelaron a -80°C por 24 horas, se liofilizaron en el liofilizardor Labconco
durante de 72 horas en condiciones de temperatura de -40°C y presión de vacío de
133x-3 mBAR, luego fueron colocadas en un molino triturador Retsch modelo
MM400s con frecuencia de 30/s por 45seg, posteriormente se pesaron 50mg de
muestra en tubos eppendorf y se disolvieron con 1ml del solvente de extracción
metanol al 80% y se sometieron a baño de ultrasonido por 30 min y finalmente se
centrifugo a 12.000 rpm por 10 min (Ryu, 2016).
25
Figura 8. Esquema de trabajo para la extracción de las muestras.
3.1.8.2 Contenido de flavonoides totales
De las 16 plantas que fueron diseñadas para la evaluación del contenido de
flavonoides totales y actividad antioxidante se utilizaron 4 por cada semana de
extracción. Se colocó un volumen de 250 uL de muestra se mezclaron con 1,25 mL
de agua destilada y 75 uL de nitrito de sodio (Merck) al 5%, después se agitó en vortex
(VWR Scientific Products) y se dejó en reposo durante 6 minutos. Luego se agregaron
150 uL de cloruro de aluminio (Merck) al 10%, se agitó y se dejó en reposo por 5
minutos. Finalmente, previo al análisis colorimétrico se añadieron 0,5 mL de hidróxido
de sodio (J.T. Baker) 1M y 275 uL de agua destilada. La absorbancia se midió a 510
ɳm usando un Lector multi-modal Synergy HTX con detector UV-VIS (Biotek). La
medición se comparó con una curva de calibración (grafico 6) preparada con
soluciones de (+)-catequina (Sigma-Aldrich) y el resultado se expresó en mg
equivalentes de catequina (CE) por gramo de extracto seco (Granato D, 2016).
26
3.1.8.3 Ensayo de actividad antioxidante
La actividad antioxidante del extracto alcohólico de las plantas de banano se evaluó
espectrofotométricamente con el ensayo de FRAP (Poder de reducción antioxidante
del ión férrico).
3.1.8.3.1 Ensayo de FRAP
El ensayo FRAP se efectuó tomando como referencia la metodología descrita por
Murray y colaboradores. Se colocó 30 µl de la muestra y se mezcló con 900 µl del
complejo Fe-TPTZ (Fe-2, 4,6-Tris (2-pyridyl)-s-triazine). Luego se mezcló en el vortex
(VWR Scientific Products) y por último se aplicaron 200 µl de la mezcla en las placas
de microposillo y llevo a incubación durante 30 min a 37oC. La absorbancia se midió
a 593 ɳm usando un lector multi-modal Synergy HTX con detector UV-VIS (Biotek).
La medición se comparó con una curva de calibración (grafico 7) preparada con
soluciones de (+)-ácido ascórbico (Sigma-Aldrich). Se utilizaron concentraciones 100
- 1000 µmol/L para expresar la capacidad antioxidante equivalente de Trolox, y el
resultado se expresó en mg equivalentes de Trolox (CE) por gramo de extracto seco.
(Murray, 2004).
3.1.8.4 Determinación de área foliar
De las 12 plantas que fueron diseñadas para la evaluación de parámetros
agronómicos se utilizaron 3 por cada semana de extracción (figura 9), se cortaron sus
tres últimas hojas verdaderas en la unión del pseudopeciolo. Posteriormente estas
hojas fueron escaneadas por el software CamScanner en formato imagen JPG y
luego fueron analizadas a través del software ImageJ® versión 1.50.
27
Figura 9. Hojas escaneadas para el análisis de área foliar.
3.1.8.4.1 Determinación de biomasa área y radicular
El material vegetal una vez sacado del sustrato se dividió en dos partes, la primera
para análisis de biomasa radicular se utilizó las raíces de las plantas y la segunda
biomasa aérea se manipuló el tallo y las hojas se colocaron en una balanza que
permito adquirir el peso inicial o peso húmedo en g/planta, luego fue colocada en una
estufa a 80°C por 1 día hasta obtener un peso constate para obtener el peso seco,
luego por diferencia de peso se determinar la biomasa aérea y radicular.
28
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. Resultados de flavonoides totales por el método de colorimétrico
cloruro de aluminio.
Como se muestra en la gráfica 1 se describe los resultados del contenido de
flavonoides totales, mostrando un porcentaje de error de 5%. Los rangos establecidos
para la cuantificación de flavonoides están desde 1,86 – 15,4 mg EC/G según
Hečimović (2011).
Gráfico 1. Resultados de Flavonoides Totales al cabo de los 60 días de experimentación Fuente: Autores
En la tabla 6, el análisis estadístico demuestra que los resultados que no comparten
las misma letras son significativas diferentes. Durante los primeros 15 días de
experimentación se mostraron diferencias significativas en los tratamientos FBO 6,18
± 0,5A mg EC/g y FBI 4,08 ± 0,4BC mg EC/g, efecto contrario se dio en BO 5,26 ± 0,6AB
mg EC/g y BI 4,51 ± 1,5AB mg EC/g. A los 30 días no se manifestaron diferencias
significativas entre FC, BI y FBI, pero si se presentó un aumento en el contenido de
flavonoides totales en los tratamientos FBO 8,19 ± 1,18A mg EC/g y BO 8,02 ± 1,2A
0
2
4
6
8
10
12
14
BO BI FC FBO FBI CO
(mg
EC/G
)
TRATAMIENTOS
CONTENDIO DE FLAVONOIDES TOTALES
DÍA 15 DÍA 30 DÍA 45 DÍA 60
a
29
mg EC/g. Finalmente al cabo de los 60 días de experimentación se pudo notar que el
tratamiento FBO tuvo el mejor rendimiento con un resultado de 11,63± 0,5A mg EC/g
seguido de FBI 9,87± 1,3AB mg EC/g y FC 9,85± 0,7AB mg EC/g mostrando diferencias
significativas con el grupo control 4,24± 0,7D mg EC/g.
Tabla 6 Resultados de tratamiento entre semanas de contenido de Flavonoides totales
TRATAMIENTO DÍA 15 DÍA 30 DÍA 45 DÍA 60
BO 5,26 ± 0,6AB 8,02 ± 1,2A 9,17± 0,7AB 8,97± 1,0BC
BI 4,51 ± 1,5 AB 6,18 ± 0,9AB 6,87± 1,5C 7,03± 1,5C
FC 3,32 ± 0,8BC 5,20 ± 1,3B 8,07±0,4BC 9,85± 0,7AB
FBO 6,18 ± 0,5A 8,19 ± 1,18A 10,93 ± 1,3A 11,63± 0,5A
FBI 4,08 ± 0,4BC 6,14 ± 1,3AB 8,70 ± 0,4BC 9,87± 1,3AB
CO 2,15 ± 0,7C 2,14 ± 0,7C 3,24± 0,6D 4,24± 0,7D
* Resultados que no compartan las mismas letras demuestran diferencias significativas según el Test de Turkey
4.1.2 Resultados de actividad antioxidante mediante el ensayo de FRAP
Como se muestra en la gráfica 2 se revelan los resultados de actividad antioxidante,
mostrando un porcentaje de error de 5%. Los rangos establecidos para el ensayo de
FRAP propuesto por Mesa-Vanegas (2015) son de 0,01 – 0,32 mg E TROLOX/g.
Gráfico 2. Resultados de poder de reducción antioxidante del ión férrico (FRAP) Fuente: Autores
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
BO BI FC FBO FBI CO
mg
E TR
OLO
X/G
TRATAMIENTO
RESULTADOS DE FRAP
DIA 15 DIA 30 DIA 45 DIA 60
30
La tabla 7 señala que los resultados que no comparten las mismas letras son
significativas diferentes. Al cabo de los 60 días de experimentación se pudo notar que
los mejores tratamientos fueron FBO con de 0,23± 0,1A mg E TROLOX/g, seguido de
FC 0,22±0,2A mg E TROLOX/g y FCI 0,21± 0,2A mg E TROLOX/g mostrando
diferencias significativas con el grupo control 0,13 ± 0,3B mg E TROLOX/g, pero no
hubo diferencias significativas entre las fertilización orgánica e inorgánica.
Tabla 7 Resultados de tratamiento entre semanas de contenido de Actividad Antioxidante
TRATAMIENTO DIA 15 DIA 30 DIA 45 DIA 60
BO 0,06± 0,3B 0,11± 0,1BC 0,13 ± 0.2AB 0,15± 0,1AB
BI 0,05±0,2B 0,13± 0,3ABC 0,15± 0.3AB 0,16 ± 0,2AB
FC 0,10± 0,2A 0,17± 0,1A 0,18± 0.2A 0,22± 0,2A
FBO 0,09± 0,1A 0,18± 0,1A 0,21 ± 0.1A 0,23± 0,1A
FBI 0,09± 0,2A 0,14± 0,1AB 0,20 ± 0.1A 0,21± 0,2A
CO 0,02± 0,2C 0,08± 0,1C 0,10± 0.4B 0,13 ± 0,3B
* Resultados que no compartan las mismas letras demuestran diferencias significativas según el Test de Turkey
4.2. Resultados de biomasa radicular
En la gráfica 3 representa los resultados de la determinación de biomasa radicular,
mostrando un porcentaje de error de 5%.
Gráfico 3. Representación gráfica de la determinación de biomasa radicular Fuente: Autores
31
Como se muestra en la tabla 7 los resultados que no compartan las misma letras son
significativas diferentes. El tratamiento FBO obtuvo el mejor comportamiento 14,7 ±
0,8A seguido del tratamiento FBI 13,2± 0,6A al finalizar los 60 días, mostrando
diferencias significativas con los tratamiento FC 6,06 ± 4,8B, BO 1,54 ± 0,3C, BI 1,25
± 0,1C y el grupo control 1,03 ± 0,3C gramos de muestra seca.
Tabla 8. Resultados de Tratamientos Entre Semanas
TRATAMIENTOS DIA 15 DIA 30 DIA 45 DIA 60
BO 0,33 ± 0,1 A 1,16 ± 0,3 BC 1,40 ± 0,1 B 1,54 ± 0,2 C
BI 0,58 ± 0,4 A 0,54 ± 0,2 CD 1,08 ± 0,2 B 1,25 ± 0,1 C
FC 0,68 ± 0,40 A 1,39 ± 0,35 B 3,29 ± 1,2 A 6,06 ± 4,8 B
FBO 0,93 ± 0,2 A 2,81 ± 0,5 A 4,29 ± 0,2 A 14,7 ± 0,8 A
FBI 0,40 ± 0,1 A 1,78± 0,2 B 4,22 ± 0,7A 13,2 ± 0,6 A
CO 0,33 ± 0,,1 A 0,34 ± 0,1 D 0,82 ± 0,2 B 1,03 ± 0,3 C
Resultados que no compartan las mismas letras demuestran diferencias significativas según el Test de Turkey
4.2.1 Resultados de biomasa aérea
Gráfico 4. Representación gráfica de la determinación de biomasa aérea Fuente: Autores
32
En la gráfica 4 se grafica los resultados con un porcentaje de error de 5 %. Luego de
los 60 días de experimentación se muestra en la tabla 9 que el tratamiento FBO
obtuvo el mejor comportamiento con 13,68 ± 1,4A seguido del tratamiento FBI 11,2±
0,5AB mostrando diferencias significativas con los tratamiento FC 9,29 ± 0,7B, BO 5,56
± 1,0C, BI 3,80 ± 0,7CD y el grupo control 2,33 ± 0,4D gramos de materia seca. Héctor
et al,. (2007) obtuvo resultados similares en la propagación in vitro del plátano macho
clón con resultados de 9,12 ± 5,9 gramo de materia seca.
Tabla 9. Tabla de Resultados de Tratamientos Entre Semanas Biomasa Aérea
TRATAMIENTOS DIA 15 DIA 30 DIA 45 DIA 60
BO 1,39 ± 0,6BC 2,05 ± 3,1 BC 3,86 ± 0,8 BC 5,86 ± 1,0C
BI 1,26 ± 1,7BC 1,87 ± 2,2 C 3,14 ± 0,7 BC 3,80 ± 0,7CD
FC 3,59 ± 1,2 A 7,65 ± 1,5 AB 9,29 ± 4,6 AB 9,29 ± 0,7B
FBO 3,18 ± 0,7A 8,28 ± 2,5 A 9,12 ± 2,8 AB 13,68 ± 1,4 A
FBI 2,80 ± 0,43C 5,25 ± 3,4ABC 10,79 ± 1,5 A 11,22 ± 0,5AB
CO 0,15 ± 0,2D 0,29 ± 2,3C 2,33 ± 0,6C 2,33 ± 0,4D * Resultados que no compartan las mismas letras demuestran diferencias significativas según el Test de Turkey
4.2.2 Resultados de área foliar
Luego del análisis estadístico se estableció niveles de error del 5% que se muestran
en la gráfica 5.
Gráfico 5. Representación gráfica de la determinación de área Foliar Fuente: Autores
33
Como se muestra en la tabla 10 el tratamiento FBO consiguió el mejor
comportamiento con 100,17 ± 10,1A cm2 seguido del tratamiento FBI 86,7± 4,8B cm2
al finalizar los 60 día, mostrando diferencias significativas con los tratamiento FC
52,03 ± 10,32C cm2, BO 42,21 ± 7,8C cm2, BI 25,9 ± 6,1D cm2 y el grupo control 18,04
± 5,3D cm2.
Tabla 10. Resultados de Tratamientos Entre Semanas Área Foliar
TRATAMIENTOS DIA 15 DIA 30 DIA 45 DIA 60
BO 32,78 ± 6,3B 33,829 ±
3,8B
37,45±
11,5BC 42,21± 7,8C
BI 32,71 ± 6,6B 14,712 ±
7,10C
15,98 ± 6,82
D 25,191 ± 6,1D
FC 11,15 ± 5,3C 49,23 ± 9,83
A
49,13 ± 23,3
A 52,03 ± 10,32C
FBO 41,85 ± 5,3A 45,67 ±
12,2A 51,05 ± 8,0A 100,17 ± 10,1A
FBI 11.46 ± 2.5C 35.48 ± 8.2B 43.73 ± 13.8B 86.7 ± 4.8B
CO 7.09 ± 2.2C 8.73 ± 2.1C 13.97 ± 9.3D 18.04 ± 5.3D
* Resultados que no compartan las mismas letras demuestran diferencias significativas según el Test de Turkey (p<0.05)
4.3. Discusión de los resultados de flavonoides totales, actividad
antioxidante y parámetros agronómicos.
Luego de los 60 días de experimentación se pudo determinar que el mayor contenido
de flavonoides totales y actividad antioxidante fueron los tratamientos FBO y FBI
mostrando diferencias significas con respecto al grupo control, Según Juárez (2013).
En la determinación del contenido de flavonoides en pepino con fertilización
orgánica respecto a la fertilización química o inorgánica, indica que en general
los dos tipos de fertilización en pepino fueron estadísticamente similares. De la
misma manera Ramírez (2018) menciona que existe un incremento en la
34
concentración de flavonoides cuando las plantas son cultivadas en condiciones
de invernadero, el efecto de la adición de fertilización y fertilización orgánica en
diferentes plantas tal como el maíz, se ha observado un incremento en la
biomasa total (radicular y aérea), así como el contenido de N, P, K, el contenido
de fenoles, flavonoides y actividad antioxidante Tucuch-Haas et al, (2017).
En la tabla 10 se detallan los resultados de Área foliar siendo similares por los
mencionados en Izquierdo (2012) durante la fase de aclimatización se mostraron
diferencias estadísticas entre los tratamientos en cuanto al área foliar, masa seca y
humedad relativa. En Acosta (2016) aclimataron plantas in vitro a los 45 días
obtuvieron un área foliar de 25,93 cm2 al aplicar brasinoesteroides y fertilización
convencional.
Después del análisis de los datos podemos decir que el tratamiento FBO obtuvo un
mayor contenido de flavonoides y actividad antioxidante, también tuvo un mejor
rendimiento en el área foliar y biomasa aérea, pero no aumento la biomasa radicular
durante los 60 días de trabajo. Estudios realizados por Ormeño (2013) indican que el
fósforo estimula el desarrollo radicular de las plantas y su deficiencia no permite el
desarrollo de las mismas, esto debe ser uno de los factores que no permitieron al
tratamiento FBO tenga un buen crecimiento radicular.
35
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
En base a los resultados conseguidos podemos concluir lo siguiente:
Se pudo determinar que el mayor contenido de flavonoides totales y actividad
antioxidante de las plantas de bananos en condiciones de invernadero los
tuvieron los tratamientos FBO y FBI.
En las mediciones de área foliar la FBO obtuvo un mejor rendimiento a
diferencia del grupo control. La biomasa aérea aumentó en FBO y la aplicación
de los tratamientos FBCB, FER Y FBCO aumentaron la biomasa radicular en
las plantas de banano en los 60 días
Los análisis de los resultados obtenidos demostraron diferencias significativas
sobre la concentración de flavonoides, actividad antioxidante y los parámetros
agronómicos en plantas de bananos indicando que FBO fue el mejor
tratamiento durante los 60 días con respecto al grupo control del estudio.
En base a los resultados conseguidos podemos recomendar lo siguiente:
Identificar los compuestos bioactivos que causan las diferencias significativas
entre tratamiento mediante cromatografía de gases acoplada a
espectrometría de masas (CG-EM).
Complementar con análisis de actividad inhibidora del radical catiónico ABTC
para contrarrestarlos con los resultados de FRAP.
Realizar análisis para determinar el contenido de compuesto fenólicos para
relacionarlos con los datos de flavonoides totales.
36
Apéndice 1. GRAFICAS
.
Gráfico 6. Evaluación flavonoides expresados como equivalente de quercetina y catequina.
Gráfico 7. Curva de Calibración de FRAP de Ácido ascórbico.
37
Apéndice 2. MEMORIAS FOTOGRÁFICAS
Figura 10. Plantas de banano donara por e CIBE-ESPOL. Área: Cultivo de tejido.
Figura 11. Sustrato listo para sembrar las plantas de banano.
38
Figura 12. Siembra de plantas de banano por analista Guillermo Contreras.
Figura 13. Siembra de plantas de banano por analista Jairo Jaime.
39
Figura 14. Aclimatización y enraizamiento de plantas de banano.
Figura 15. Separar los grupos de trabajo de la parte experimental.
40
Figura 16. Muestras de banano para prueba de biomasa.
Figura 17. Fertilización en las plantas de banano.
41
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