modificaciÓn y caracterizaciÓn de maltodextrinas …
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
Centro de Desarrollo de Productos Bióticos
Departamento de Desarrollo Tecnológico
MODIFICACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE
MALTODEXTRINAS CON ANHÍDRIDO
OCTENIL SUCCÍNICO (OSA) Y SU
APLICACIÓN EN LA ENCAPSULACIÓN DE
UNA SUSTANCIA LIPÍDICA
T E S I S
Que para obtener el Grado de
Maestría en Ciencias en Desarrollo de Productos Bióticos
PRESENTA
IBQ. Martín Sotelo Bautista
Directores de Tesis
Dr. Luis Arturo Bello Pérez
Dra. Rosalía América González Soto
Yautepec de Zaragoza, Morelos. Enero 2017
´
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´´
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Este trabajo se realizó en Laboratorio de Control de Calidad
del Departamento de Desarrollo Tecnológico del Centro de
Desarrollo de Productos Bióticos del Instituto Politécnico
Nacional bajo la dirección del Dr. Luis Arturo Bello Pérez y la
Dra. Rosalía América González Soto.
Se agradece al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología
(CONACYT), así como a la Secretaría de Investigación y
Posgrado (SIP-IPN) por las becas otorgadas para la
realización de estos estudios.
RESUMEN
Las maltodextrinas (MD), se definen como productos de la hidrolisis del almidón
con un dextrosa equivalente ≤ 20. Por sus propiedades funcionales se utilizan en
las industrias de alimentos y farmacéutica como: enmascaradores de sabores,
acarreadores de compuestos activos, agentes de volumen en emulsiones
alimentarias y coadyuvante durante el secado por aspersión de jugos de fruta. Las
MD tienen baja capacidad de formar emulsiones y retención de compuestos
volátiles. Se ha reportado que la modificación con anhidro octenil succínico (OSA)
mejora la hidrofobicidad del almidón. La modificación de maltodextrinas con OSA
no ha sido muy utilizada. El objetivo de este trabajo fue evaluar la maltodextrina
modificada con OSA (MDOSA) para utilizarla como material pared en la
encapsulación de aceite de aguacate. La MDOSA presentó un grado de
sustitución (GS) de 0.02, un porcentaje de grupos OSA de 2.5 y eficiencia de
reacción (ER) de 83 %. El análisis de FT-IR reveló bandas de estiramiento a 1715
y 1724 cm-1 que corresponde al grupo funcional éster carbonilo del grupo OSA. Se
prepararon emulsiones con la MDOSA y MD, así como las mezclas de MDOSA ó
MD con proteína aislada de suero (PAS) (90:10, p/p) y aceite de aguacate. Se
observó menor separación de fases en la emulsión preparada con 150 mg·ml-1 de
MD y 100 µl·ml-1 de aceite; la estabilidad de la emulsión se debió al tamaño
pequeño de las micelas observado por microscopía de luz. Tres de las emulsiones
fueron secadas por aspersión para obtener encapsulados, obteniéndose una
eficiencia de encapsulación (EE) con la MDOSA de 44.7 %, MD-PAS de 61.7 % y
MDOSA-PAS de 61 %. En los polvos encapsulados se determinó el tamaño de
partícula, morfología y estabilidad oxidativa del aceite encapsulado. El
encapsulado con MDOSA presentó una velocidad de oxidación acelerada hasta la
semana 3 y a partir de la semana 4 la velocidad de oxidación disminuyó en
comparación con las MD-PAS, lo que indica que la MDOSA protegió al aceite a
tiempos largos. La MDOSA es un buen material para la encapsulación de
sustancias lipídicas.
iii
ABSTRACT
Maltodextrin (MD) is a product from starch hydrolysis with equivalent dextrose ≤
20. The MD is used in the pharmaceutical and food industries as mask flavors,
active compounds carrier, increase volume in food emulsions and co-aid in spray-
drying of fruit juices. MD have the function to produce emulsions and hold up
volatile compounds. It has been reported that modification of MD with
octenylsuccinic anhydride (OSA) improves the hydrophobicity of starch.
Modification of MD with OSA is few used. The aim of this study was evaluated the
MD modified with OSA (MDOSA) to use as wall material in the encapsulation of
avocado oil. The MDOSA presented a substitution degree (SD) of 0.02, a OSA
groups percentage of 2.5 and reaction efficiency (RE) of 83 %. The FTIR analysis
showed bands of stretching at 1715 and 1724 cm-1 that correspond to ester
carbonyl group of OSA. Emulsion was prepared with MDOSA, blend MDOSA or
MD with whey protein (WP) (90:10, p/p) and avocado oil. Low phase separation
was observed in the emulsion with 150 mg·ml-1 of MD y 100 µl·ml-1 of avocado oil;
emulsion stability was due to small size of micelles observed by light microscopy.
Emulsions were spray-drying to produce encapsulates, obtaining encapsulation
efficiency (EE) with the MD of 44.7 %, MD-WP of 61.7 % and MDOSA-WP of 61
%. Particle size, morphology and oxidative stability of the oil were determined in
the powders. MDOSA encapsulated presented an oxidation rate (in an accelerated
test) until the week three and thereafter (week four) the oxidation rate decreased
compared with the encapsulated MD-WP, indicating that MDOSA protected the
avocado oil for longest times. The MDOSA is a good wall material to encapsulated
lipid compounds.
ÍNDICE
Página
RESUMEN .............................................................................................................. ii
ABSTRACT ........................................................................................................... iii
ÍNDICE ................................................................................................................... iii
ÍNDICE DE FIGURAS ............................................................................................ vi
ÍNDICE DE TABLAS ............................................................................................ vii
I. INTRODUCCIÓN ................................................................................................ 1
II. ANTECEDENTES .............................................................................................. 3
2.1 Encapsulación .............................................................................................. 3
2.2 Secado por aspersión ................................................................................... 8
2.3 Materiales usados en la encapsulación ....................................................... 10
2.3.1 Características del material pared ........................................................ 10
2.3.2 Propiedad emulsionante en los materiales pared ................................. 11
2.3.3 Materiales pared utilizados en la encapsulación ................................... 13
2.3.3.1 Maltodextrinas ................................................................................... 15
2.3.3.2 Modificación con anhídrido octenil succínico (OSA) ........................... 17
2.3.3.3 Maltodextrinas modificadas con OSA ................................................ 19
2.3.4 Materiales núcleo .................................................................................. 20
2.3.4.1 Aceite de aguacate ............................................................................ 23
2.3.4.2 Oxidación de aceites.......................................................................... 24
III. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................. 27
iv
IV. HIPÓTESIS .................................................................................................... 28
V. OBJETIVOS .................................................................................................... 29
5.1 Objetivo general .......................................................................................... 29
5.2 Objetivos específicos .................................................................................. 29
VI. MATERIALES Y MÈTODOS .......................................................................... 30
6.1 Diagrama general de trabajo ....................................................................... 30
6.3 Modificación química de la maltodextrina con OSA..................................... 31
6.4 Determinación del grado de sustitución ...................................................... 31
6.5 Determinación del grupo OSA en la MD modificada mediante FT-IR .......... 32
6.6 Determinación de la capacidad emulsionante de MD modificada................ 32
6.6.1 Determinación de la morfología de gotas mediante microscopia óptica 33
6.6 Obtención de los encapsulados .................................................................. 33
6.6.1 preparación de las emulsiones ............................................................. 33
6.6.2 Obtención de los encapsulados por secado por aspersión ................... 33
6.7.1 Contenido de aceite libre ...................................................................... 34
6.7.2 Contenido de aceite total ...................................................................... 34
6.8 Estabilidad oxidativa del aceite encapsulado .............................................. 35
6.8.1 Evaluación del IP .................................................................................. 35
6.9 Morfología de los encapsulados de aceite de aguacate .............................. 36
6.9.1 Distribución de tamaño de los encapsulados ........................................ 36
6.9.2 Microscopía de Barrido de Electrones (MEB) ....................................... 36
6.9.3 Microscopía Confocal de Barrido Láser (MCBL) ................................... 36
6.10 Análisis estadístico ................................................................................... 37
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ................................................................... 38
v
7.1 Modificación de maltodextrinas con OSA .................................................... 38
7.2 Determinación del grupo OSA en la MD modificada mediante FT-IR .......... 38
7.3 Capacidad emulsionante de la MD modificada con OSA ............................ 40
7.4 Caracterización de las microcápsulas ......................................................... 43
7.4.1 secado por aspersión ........................................................................... 43
7.4.2 Evaluación de la eficiencia de encapsulación ....................................... 44
7.4.3 Distribución de tamaño de partícula ...................................................... 45
7.4.4 Microscopia de Barrido de Electrones ................................................... 46
7.4.5 Microscopia Confocal de Barrido Laser de los microencapsulados ....... 50
7.4.6 Estabilidad oxidativa del aceite encapsulado ........................................ 52
VIII. CONCLUSIONES ......................................................................................... 55
IX. PERSPECTIVAS ............................................................................................ 56
X. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................... 57
vi
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Estructura de cápsulas únicas ................................................................. 5
Figura 2. Estructura de capsulas múltiples ............................................................ 6
Figura 3. Diagrama del secador por aspersión ...................................................... 9
Figura 4. Estructura del almidón OSA. ................................................................. 18
Figura 5. Desarrollo de la autooxidación de aceites ............................................. 26
Figura 6. Diagrama general de trabajo ................................................................. 30
Figura 7. Comparación de los espectros por FT-IR ............................................. 39
Figura 8. Estabilidad de emulsiones. ........................¡Error! Marcador no definido.
Figura 9. Micrografias de emulsiones observadas a 40X. .................................... 43
Figura 10. Distribución de tamaño de partícula de encapsulados ........................ 46
Figura 11. Morfología de encapsulados de aceite de aguacate ............................ 48
Figura 12. Morfología de encapsulados de aceite de aguacate ........................... 49
Figura 13. Micrografía confocal de los encapsulados ........................................... 51
Figura 14. Valor de peróxido del aceite encapsulado a través del tiempo ............ 52
vii
ÍNDICE DE TABLAS
Cuadro 1. Principales técnicas de encapsulación .................................................. 7
Cuadro 4. Diferentes tipos de materiales pared utilizados en la encapsulación ... 14
Cuadro 2. Principales materiales núcleo que se han encapsulado ....................... 21
Cuadro 3. Reacciones de oxidación en aceites .................................................... 25
Cuadro 5. Eficiencia de encapsulación de aceite de aguacate ............................. 44
1
I. INTRODUCCIÓN
La encapsulación es una tecnología que permite la protección de líquidos, sólidos
o gases dentro de una matriz de uno o más materiales denominados pared. Esta
tecnología es reportada desde la década de los años 30´s. Actualmente existen
numerosas técnicas de encapsulación, entre las que destacan la extrusión y el
secado por aspersión (Arshady, 1993).
El secado por aspersión se define como una operación unitaria en la que una
alimentación (emulsión, solución o dispersión) en estado líquido o semilíquido es
transformada a un estado sólido mediante la aplicación de una corriente de aire
caliente. Esta técnica actualmente tiene diversas aplicaciones para la industria
alimentaria, y una amplia gama de productos son microencapsulados; como por
ejemplo: sabores, vitamina y minerales (Gibbs et al., 1999). Para la elaboración de
microcápsulas es necesario la elección de un material pared apropiado, debido a
que este determinará las características finales de los polvos, así como la
eficiencia de la encapsulación y la estabilidad de las macrocápsulas. Para la
elección de los materiales pared, diversos autores se han basado en las
propiedades fisicoquímicas como: solubilidad, transición vítrea, peso molecular y
sus propiedades emulsionantes (Shahidi y Han 1993; Young et al., 1993; Madene
et al., 2006; Wang et al., 2015). Por lo que se han empleado diversos materiales
pared para la microencapsulación destacando; las gomas (arábiga, alginatos);
proteínas de leche (caseínas o albuminas); ceras (parafina); carbohidratos
(almidones nativos, modificados y maltodextrinas) (Young et al., 1993).
Por sus propiedades, las maltodextrinas (MD) son utilizadas como material pared
para la encapsulación de sustancias de alto valor agregado. Su bajo costo,
inocuidad y versatilidad la han convertido en uno de los materiales más utilizados
en la industria de alimentos. Se definen como el producto de la hidrolisis parcial
del almidón con un dextrosa equivalente (DE) igual o menor a 20. Siendo el DE
una medida del poder reductor del almidón. Poseen propiedades como agente de
recubrimiento, enmascaradores de sabores y acarreadores de compuestos activos
(Raja et al., 1998; Wang y Wang 2000; Nurhadi et al., 2016). Sin embargo, la
2
mayor limitación de las MD como material pared es su baja capacidad de formar
emulsiones y la retención de materiales hidrofílicos, por lo que su uso está
restringido, y solo se utiliza como material pared secundario en mezclas con otros
carbohidratos, proteínas e hidrocoloides (Buffo et al., 2002; Reineccius 2004).
Actualmente, las mezclas de MD y proteínas han sido utilizadas como agentes
emulsificantes en sistemas aceite/agua. Para el caso del almidón que presenta la
misma característica hidrofílica, se ha buscado conferirle una capacidad anfipática
mediante la modificación química: acetilación, esterificación y modificación con n-
octenil succínico (OSA) mejorando sus propiedades emulsificantes (Song et al.,
2006). Durante la reacción con OSA ocurre un ataque nucleofílico por medio de un
enlace éster cuando se incorporan en sitios –OH disponibles dentro de una
molécula de glucosa. La industria de alimentos y cosmética están desarrollando
productos de alto valor agregado debido a las tendencias que tienen los
consumidores hacia alimentos y/o productos funcionales, buscado reemplazar el
uso de aditivos artificiales por biomoléculas que aporten beneficios a la nutrición y
salud humana. En este sentido, han destacado principalmente los aceites
vegetales (oliva, aguacate, almendras), aceites esenciales (canela, romero, clavo)
y aceites de origen animal (aceite de pescado). Debido a sus propiedades
antisépticas, terapéuticas y por su intenso aroma, los aceites han sido utilizados
desde la antigüedad. Recientes estudios han comprobado beneficios para la salud
humana, debido a la presencia de ácidos grasos insaturados y poliinsaturados
(PUFA por sus siglas en inglés), como omega 3, 6 y 9, ayudando a la prevención
de enfermedades cardiovasculares. Sin embargo, por su naturaleza, los aceites
son volátiles, inestables y tienden a sufrir alteraciones en su composición
haciéndolos susceptibles a sufrir reacciones indeseables (Del Toro et al., 2016.)
Por ello, la importancia de desarrollar mejores materiales que proporcionen una
protección adecuada a la sustancias de interés. Por tanto, el presente estudio
tiene como objetivo evaluar las propiedades de una MD de almidón de maíz
modificada químicamente con OSA como material promisorio en la encapsulación
por secado por aspersión de un aceite vegetal de aguacate.
3
II. ANTECEDENTES
2.1 Encapsulación
La encapsulación o microencapsulación se define como el proceso en el que
compuestos líquidos, solidos o gases están rodeados con una fina capa protectora
de material, denominada pared, la cual evita la volatilización y/o deterioro del
compuesto activo o núcleo (McNamee et al., 1998).
Los productos encapsulados tienen sus orígenes en la década de los años 30`s,
con el desarrollo de recubrimientos en la fabricación de papel carbón. De igual
modo se desarrollaron y aceptaron diferentes técnicas de encapsulación dentro de
las industrias farmacéuticas, química, cosmética y alimentaria. En años recientes,
la industria farmacéutica ha utilizado la encapsulación para el desarrollo de
medicamentos de liberación controlada, estabilización de formulaciones y
enmascarar sabores (Arshady 1993: Gibbs et al., 1999, Jafari et al., 2008).
Asimismo, en el área de alimentos, la encapsulación se utiliza con el objetivo de
conseguir una mejora en la conservación de los componentes susceptibles al
deterioro como: grasas, aceites, componentes aromáticos, sabores, oleorresinas,
vitaminas, minerales, colorantes, probióticos y enzimas, entre otros, mejorando el
aporte nutricional de los alimentos, debido a la protección de los compuestos
volátiles; por ejemplo, años atrás los alimentos se enriquecían con vitaminas, las
cuales se añadían directamente durante la formulación del alimento lo que
ocasionaba su deterioro debido a la oxidación durante el procesamiento y
almacenamiento del producto, por lo que dejaban de ser biodisponibles (Zeler y
Salleb, 1996).
Las principales ventajas de la encapsulación son: preservación del ingrediente o
compuesto de interés (sabores, vitaminas, aceites, grasas, ceras); protección a
condiciones ambientales adversas (pH, luz, temperatura, oxígeno y humedad
relativa), prevención de reacciones indeseables con otros componentes del
producto, promueve la liberación controlada (liberación sostenida o liberación en
una etapa dada), enmascaramiento del sabor indeseable, facilidad de manejo
4
(conversión de líquidos en polvos), estética, gusto, color mejorado, y pueden
permanecer estables durante mucho tiempo, al tiempo que mantienen su
funcionalidad (Arshady1993; Sun et al., 2013).
Como se mencionó anteriormente, los encapsulados consisten de dos
componentes importantes: centro activo y material pared. La estructura y tamaños
dependen del tipo de material pared, así como la técnica empleada en la
obtención de los encapsulados, los cuales tienen tamaños de 1-5000 µm y de
acuerdo a su tamaño de partícula pueden ser clasificadas como nanocápsulas (Ø
< 0.2 µm), microcápsulas (0.2 > Ø < 5000 µm) y macrocápsulas (Ø > 5000 µm)
(Ré 1998).
La estructura de las capsulas se pueden presentar de formas diferentes, en la
Figura 1 se ilustran las diversas estructuras que pueden presentar los
encapsulados: recubrimiento de forma esférica tipo matriz o irregular (A), una
estructura de múltiples capas con paredes del mismo material o una mezcla de
materiales (B), o numerosos núcleos dentro de la misma estructura (C). Asimismo,
la estructura interna de los encapsulados se puede presentar de manera distinta
(Figura 2): matrices irregulares, donde el centro activo se encuentra disperso (A),
o se puede encontrar disperso en forma de pequeñas gotas distribuidas dentro del
material pared (B y C) (Balassa et al., 1971; Gibss et al., 1999).
5
Figura 1. Estructura de cápsulas únicas (obtenido y modificado de Balassa et al., 1971).
6
Figura 2. Estructura de capsulas múltiples (Agregados) (obtenido y modificado de Balassa et al., 1971).
7
Los ingredientes utilizados por las industrias, en su mayoría son susceptibles a la
degradación y/o su aplicación por sí misma está restringida. Las estrategias para
aumentar la efectividad así como el rango de aplicación de muchos tipos de
ingredientes, es usar sistemas de aplicación microencapsulados, el cual mejora su
incorporación así como su estabilidad química. Debido a esto, existe una amplia
disponibilidad de ingredientes encapsulados, haciendo posible muchos productos
alimenticios que se pensaban inviables. Dichos ingrediente, son productos
alimenticios o drogas, que al encapsularlos le confieren propiedades útiles o
eliminan propiedades indeseables del material como el sabor original. La
encapsulación se puede realizar mediante diferentes métodos, de acuerdo a las
propiedades fisicoquímicas del material de interés, así como las características
deseadas del encapsulado (Zuidam y Shimoni, 2010).
En el Cuadro 1 se muestran las principales técnicas empleadas para encapsular
ingredientes de interés, estas se emplean de acuerdo a las características finales
del material a obtener. Sin embargo, las técnicas de encapsulación más utilizadas
en la industria alimentaria son el secado por aspersión y la extrusión, las cuales
han sido empleadas desde la década de 1930 en la encapsulación de sabores,
vitaminas, minerales y aceites alimentarios (Jafari et al., 2008). El secado por
aspersión es uno de los métodos más prácticos, en donde una solución de sólidos
en agua puede deshidratarse para producir un producto final seco, permitiendo
que el material núcleo o sustancia a proteger quede embebida dentro de una
matriz (material pared).
Cuadro 1. Principales técnicas de encapsulación
Técnica de encapsulación Morfología Tamaño de
partícula (µm) Referencia
Secado por aspersión Matriz 10 – 400 (1)
Extrusión Matriz 300 – 5000 (1)
Liofilización Matriz 20 – 5000 (2)
Coacervación simple Reservorio 10 – 800 (3)
Coacervación compleja Reservorio 5 – 200 (3)
(1) Gibbs et al., (1999); (2) Desai et al., (2005); (3) Zuidam y Shimoni, (2010).
8
2.2 Secado por aspersión
El secado por aspersión es una operación unitaria que se define como la
transformación de una dispersión líquida en un producto seco mediante su
aspersión en una cámara de secado de aire caliente. La alimentación puede ser
una solución, suspensión, dispersión o pasta. El producto seco se obtiene en
forma de polvos, gránulos o aglomerados. Esto depende de las propiedades
físicas y químicas de la dispersión, del diseño y las condiciones de operación del
secador (Master 1985; Ré 1998; Tan et al., 2005).
La ventaja principal del secado por aspersión es su bajo costo y flexibilidad de
operación. Debido a que se utilizan equipos fácilmente disponibles que producen
partículas de polvo de buena calidad que usualmente están en un rango ≈2 - 200
µm (Gibbs 1999; Porzio 2004; Jafari 2008). En la encapsulación de sabores y
aceites alimentarios, generalmente se aplica una doble corriente de aire caliente a
temperaturas > 150 °C, provocando una rápida evaporación del solvente en las
gotas asperjadas, lo que permite que la superficie de la cápsula se solidifique. Se
ha comprobado que a pesar de las altas temperaturas de proceso, el núcleo de la
cápsula se encuentra en temperaturas por debajo de los 100 °C. Este proceso
mantiene expuestas a las partículas durante intervalos de unos segundos dentro
de la cámara de secado y generalmente los polvos obtenidos tienen un tamaño de
partícula pequeño con estructuras de múltiples núcleos o aglomerados (Jafari et
al., 2008). Durante el secado por aspersión, el contenido de humedad en las
muestras disminuye, en consecuencia, se reduce la actividad de agua,
asegurando la estabilidad microbiológica en productos alimenticios, evitando
riesgos de degradación química y biológica (Gharsallaoui et al., 2007).
La Figura 3 muestra el diagrama de funcionamiento de un secador por aspersión.
De acuerdo con la figura, el proceso está dividido en diferentes etapas:
comenzando con la alimentación de la dispersión o emulsión de trabajo (1), donde
la muestra es succionada mediante el empleo de una bomba peristáltica
encargada de regular el flujo de alimentación hacia la tobera (2), donde será
asperjada con aire frío (3), poniéndose en contacto con el flujo de aire caliente en
9
la cámara de secado (4), a medida que las gotas atomizadas caen a través de la
cámara entran en contacto con el aire caliente, y se produce una rápida
evaporación del disolvente, alcanzando generalmente una forma esférica.
Posteriormente estas partículas llegan hasta el ciclón (6) donde las partículas caen
por gravedad hacia el recipiente colector (5) mismo que la temperatura de salida
del aire disminuye, dirigiéndose hacia el filtro (7) donde las partículas más ligeras
son atrapadas.
Figura 3. Diagrama del secador por aspersión (© 2016 BÜCHI Labortechnik AG).
10
2.3 Materiales usados en la encapsulación
2.3.1 Características del material pared
El paso inicial para encapsular un ingrediente alimentario, es la selección de un
material pared adecuado. Básicamente debe ser un biopolímero formador de
película, ya que en muchos casos la eficiencia de encapsulación (%EE), así como
la estabilidad de las microcápsulas depende del material pared utilizado
(Gharsallaoui et al., 2012).
Diversos autores mencionan que la elección de un material pared ideal, se debe
basar en sus propiedades fisicoquímicas. Para la encapsulación de sabores y
aceites vegetales el material pared ideal debe tener propiedades emulsionantes,
baja viscosidad a altas concentraciones de sólidos, baja higroscopicidad, bajo
costo, material insípido, ser estable en combinación con otros materiales, ser
soluble en disolventes aceptados por la industria alimentaria, así como
proporcionar buena protección a los ingredientes encapsulados. Sin embargo casi
ningún material pared puede cumplir con todas las propiedades antes
mencionadas. Actualmente el desarrollo de nuevos productos se enfoca en la
utilización de mezclas a base de carbohidratos, gomas, proteínas y tensoactivos,
para generar materiales pared adecuados (Shahidi y Han, 1993; Young et al.,
1993; King 1995; Madene et al., 2006; Jafari, 2008; Wang et al., 2015).
En los últimos años, las proteínas comúnmente empleadas como material pared
en la encapsulación de grasas y aceites son proteína de soja, proteínas aisladas
de suero de leche (PAS) y caseinatos, destacando entre sus propiedades
funcionales la formación de película, capacidad de interactuar con el agua y la
estabilización de emulsiones, formando aglomerados esféricos y micelas más
estables. Durante la emulsificación estas proteínas cambian su estructura a través
del despliegue y absorción en la interfaz de agua y aceite; formando una multicapa
resistente alrededor de las gotitas de aceite. Asimismo las fuerzas de repulsión
producen emulsiones significativamente estables para procesos de encapsulación
(Sheu y Rosenberg 1995; Risch y Reineccius 1998; Keogh y O´Kennedy 1999;
11
Moreau y Rosenberg 1999; Jafari et al., 2008). Generalmente, las proteínas se
añaden a mezclas con diferentes carbohidratos, como por ejemplo mezclada con
MD, solidos de jarabe de maíz con lactosa, proteína de soja con maltodextrina y
caseinato de sodio con lactosa, con el objetivo de mejorar las propiedades durante
el secado por aspersión, reduciendo la permeabilidad al oxigeno dentro de la
matriz. Cabe señalar que el principal problema con el uso de proteína como
material pared para aceites alimentarios es que su desempeño depende de
factores como pH, fuerza iónica y la temperatura, por lo que otros biopolímeros
como los almidones modificados son ventajosos en este sentido (Kagami et al.,
1995; Sheu y Rosenberg 1995).
El problema principal de los biopolímeros es su elevada susceptibilidad a adoptar
una forma cristalina, debido a que tienen temperaturas de transición vítrea muy
bajas, provocando la cristalización de los carbohidratos afectando la integridad
estructural de la matriz (microcápsulas) induciendo la aglomeración de los polvos,
aumentando la liberación de los aceites encapsulados, fomentando la oxidación
(Drusch et al., 2006).
2.3.2 Propiedad emulsionante en los materiales pared
Durante el proceso de encapsulación de aceites, el primer paso es la correcta
formación de emulsiones. Se ha reportado que una emulsión estable promueve
una mayor retención de aceite dentro de las microcápsulas. Una emulsión se
define como mezclas coloidales que constan de dos líquidos inmiscibles entre sí,
donde uno de ellos forma una fase continua y el otro se encuentra disperso en
forma de gotas muy finas. Al ser termodinámicamente inestables, las fases tienden
a separarse, fomentado la coalescencia entre gotas de aceite, por lo que requieren
la incorporación de productos anfifílicos (tensoactivos, surfactantes) que
contengan una misma molécula o un mismo ion (funciones hidrofílicas y funciones
hidrófobas). Las proteínas y tensoactivos se usan habitualmente como
emulsionantes en la formación de emulsiones alimentarias. También se han
12
utilizado polisacáridos para estabilizar emulsiones, especialmente goma arábiga,
celulosa y almidones modificados (Dickinson, 2009). Estos agentes emulsificantes
se sitúan en la interfase que separa la fase acuosa de la no acuosa, contribuyendo
de esta manera a reducir la inestabilidad termodinámica del sistema, evitando la
coalescencia entre las gotas. Por tanto, los tensoactivos adsorbidos en la interfase
disminuyen la tensión interfacial aumentando el impedimento estérico o la
repulsión electrostática, promoviendo la estabilidad de la emulsión, dando lugar a
la formación de gotas más pequeñas las cuales son menos propensas al cremado
y/o coalescencia.
En una emulsión se pueden presentar diversos fenómenos físicos; las partículas
coloidales sufren colisiones aleatorias con las moléculas del medio disperso, de
modo que cada partícula sigue una trayectoria zigzagueante irregular y compleja,
provocando un movimiento errático, este comportamiento recibe el nombre de
movimiento browniano. Cuando las gotas de aceite de una emulsión chocan unas
con otras y se fusionan, lo que provoca la formación de gotas más grandes, la
aplicación de emulsificantes disminuye el movimiento browniano y forma
emulsiones estables con tamaños de gota más pequeños (Aulton y Aulton, 2004).
Las emulsiones tienen diversas aplicaciones en la industria alimentaria. Un
sinnúmero de alimentos son emulsiones o han estado emulsionados en alguna
etapa de su producción. En la encapsulación por secado por aspersión de aceites
la estabilidad, propiedades y composición de la emulsión, determinan en gran
medida los atributos de calidad de los microencapsulados tales como: eficiencia
de encapsulación, estabilidad oxidativa y propiedades físicas (densidad aparente y
dispersabilidad). De ahí, la importancia de controlar la formación y estabilidad de
la emulsión durante la fabricación y almacenamiento, para asegurar la calidad de
los aceites microencapsulados (McClements 2015; Bae y Lee, 2008; Quintanilla et
al., 2010; Udomrati et al., 2013; Costa et al., 2017).
13
2.3.3 Materiales pared utilizados en la encapsulación
En el Cuadro 4 se enlistan los principales materiales pared utilizados para la
encapsulación de ingredientes. Existen diversos materiales pared destacando los
polímeros sintéticos o naturales: biopolímeros a base de almidones (nativos y
modificados), gomas, proteínas, grasas y ceras. Éstos se utilizan individualmente
o en combinación dependiendo del tipo de material a recubrir y el método de
encapsulación enlistados (Zhu 2017).
A lo largo de los años los materiales pared a base de almidón se han considerado
como excelentes materiales estándar para la encapsulación de ingredientes
activos. Cuando se utiliza en la encapsulación de aceites, generalmente se
emplean mezclados con proteínas o modificados químicamente. Recientemente
se han utilizado almidones de gránulos pequeños debido al tamaño de partícula
que se forma durante la emulsión (Murray et al., 2011; Timgren et al., 2013). Sin
embargo, el almidón nativo no es hidrófobo, y por tanto, no es adecuado para
absorberse en la interfase de agua-aceite, por lo que se ha buscado mejorar su
hidrofobicidad al modificarlo químicamente con anhídrido octenil succínico (OSA)
para mejorar su capacidad emulsificantes (Timgren et al., 2013).
De igual manera ha sido de gran interés el uso de gomas (arábiga) en la
producción de emulsiones estabilizadas para el secado por aspersión de
compuestos aromáticos y altamente volátiles, ya que éstas producen emulsiones
estables con la mayoría de los aceites, producto de la formación de una capa
entre la interfase aceite-agua, sin embargo, su alto costo han restringido su uso
para fines de encapsulación, por lo cual se ha investigado el uso de mezclas de
maltodextrinas y almidón, como alternativa en la encapsulación de aceites
(Kanakdande et al., 2007).
14
Cuadro 2. Diferentes tipos de materiales pared utilizados en la encapsulación
Categoría Material pared Métodos de uso Referencia
Carbohidratos Almidones nativos Almidones modificados Maltodextrinas Sólidos de jarabe de maíz Quitosano Dextrano Ciclodextrinas
Secado por aspersión, Secado por aspersión en frio Extrusión Coacervación Inclusión molecular,
Godshall, 1988
Celulosa Carboximetilcelulosa Metilcelulosa Etilcelulosa Acetato-ftalato de celulosa Nitrocelulosa
Coacervación Secado por aspersión Formación de películas
Reineccius y Coulter 1989; Reineccius 1989
Gomas Goma arábiga Agar Alginato de sodio Carragenina
Secado por aspersión Emulsión por multicapas
Dziezak, 1991
Lípidos Cera Cera de abeja Parafina Diacilglicerol Aceite Grasas (Lecitina)
Liposomas Formación de gotas por emulsión Secado por aspersión
Kamper y Fennema 1984; Kim, 1991
Proteínas Gluten Caseína Gelatina Albumina Hemoglobina Péptidos
Emulsiones Secado por Aspersión
Ono, 1980
Obtenido y modificado de Desai, 2005.
15
La proteínas aislada de suero de leche (PAS ó WPI por sus siglas en inglés) son
un agente encapsulante para la microencapsulación de aceites/grasas y volátiles
(Reineccius 1988, Sheu y Rosenberg 1995, Keogh y O´kennedy 1999, Bae y Lee,
2008). La proteína WPI consiste principalmente en β-lactoglobulina (β-LG) y α-
lactalbúmina (ALA). Las propiedades de emulsificación de la proteína PAS
dependen en gran medida del valor del pH del disolvente, debido a que el medio
de dispersión determina la carga de la proteína, la solubilidad, la flexibilidad y su
comportamiento de agregación. Dada su naturaleza, las proteínas son moléculas
anfifílicas que previenen la desestabilización de emulsiones de aceite en agua a
través de interacciones electroestáticas y estéricas. Sin embargo la mayoría de los
biopolímeros sólo pueden proporcionar estabilidad a las emulsiones aceite en
agua, cambiando las propiedades reológicas de la fase continua, ya sea por un
aumento de viscosidad o gelificación, inmovilizando así las gotas de aceite
(McClements, 2005). Keppler y Schwarz (2017) mencionan que la proteína (PAS)
tiene buena capacidad emulsificante a valores de pH neutros. Encontraron que en
condiciones acidas, la capacidad emulsificante de la proteína disminuye. Por tal
motivo, en la práctica se utilizan mezcladas con hidrolizados de almidón por su
baja viscosidad, para mejorar las propiedades individuales de cada material, y así
formar una emulsión estable, permitiendo la adecuada encapsulación del material
hidrofóbico (Loksuwan 2007).
2.3.3.1 Maltodextrinas
La administración de alimentos y productos farmacéuticos (FDA por sus siglas en
inglés) define a las MD como aquellos productos obtenidos por la hidrolisis parcial
del almidón mediante reacciones químicas o enzimáticas, con un dextrosa
equivalente (DE) igual o menor a 20. Siendo el DE una medida del poder reductor
del almidón. Cuanto mayor es el valor de DE, mayor es el nivel de hidrólisis y
como resultado, menor es la masa molecular de los componentes de MD (Dockic
et al., 1998; Linden y Lorient 1999).
16
Las MD contienen productos de degradación lineales de amilosa y amilopectina
ramificada, por lo tanto, se consideran como polímero de D-glucosa unidos por
enlaces α-1,4 y α-1,6 (Wang y Wang, 2000; Mao et al., 2015). Las MD se han
utilizado para una amplia gama de aplicaciones en la industria alimentaria,
farmacéutica y cosmética, por lo que han adquirido su estatus, generalmente
reconocidos como seguro 21 CFR 184.1444 (GRAS por sus siglas en inglés). Esta
situación es de gran relevancia, teniendo aplicaciones como agentes de volumen
en emulsiones alimentarias, coadyuvante durante el secado por aspersión de
sabores, jugos de fruta, productos difíciles de secar, condimentos, vitaminas,
vehículos para edulcorantes y compuestos volátiles por mencionar algunos
(Dickinson et al., 1995; Cronakis et al., 1998; Pippel y Rabbani, 1998).
En las últimas décadas, la MD se han estudiado como sustitutos de la goma
arábiga en emulsiones secadas por aspersión para la encapsulación de sustancias
hidrofílicas y volátiles. La mayor ventaja de las MD es su bajo costo, así como su
versatilidad al ser usado en la encapsulación por secado por aspersión. Sin
embargo, la mayor limitación de las MD es su baja capacidad de formar
emulsiones así como la retención de volátiles y sustancias lipídicas, por lo que se
utilizan mezcladas con otros materiales pared (Reineccius 1991; Buffo et al.,
2002). Asimismo se ha reportado que el valor del DE en la MD aumenta la
retención de volátiles (Bangs y Reineccius, 1981). Anandaraman y Reineccius,
1986; sugirieron que la funcionalidad varia con el DE en la MD utilizada como
material pared. Can et al. (2013) estudiaron los efectos en las formulaciones
proteína de lenteja y garbanzo con MD en la estabilidad oxidativa de aceite de
linaza, encontrando que matrices formadas con MD y proteína de lenteja tenían
mayor EE (86.3%), así como la mayor protección del aceite de linaza contra la
oxidación durante 25 días de almacenamiento respecto al aceite libre almacenado
bajo las mismas condiciones.
Campelo et al. (2017) evaluaron la influencia del DE (10 y 20) sobre emulsiones
en la obtención de macropartículas de aceite esencial de lima por ultrasonicación.
Observaron que las maltodextrinas con DE 20 presentaron un 77.6 % de retención
17
de compuestos del aceite de lima y una EE del 83.3%, concluyendo que el DE
determina la funcionalidad así como las propiedades fisicoquímicas de la MD.
Carneiro et al. (2013) evaluaron el potencial en la combinación de MD con
diferentes materiales pared: goma arábiga, PAS y almidón modificado en la
encapsulacion de aceite de linaza mediante secado por aspersión, ellos
encontraron que la mejor protección contra la oxidación del aceite fue la
combinación de MD-PAS obteniendo una eficiencia de encapsulación (60%),
sugiriendo que las mezclas MD-PAS podrían dar como resultado una buena
estabilidad oxidativa y una mejor eficiencia de encapsulación. Asimismo, Bae y
Lee (2008) microencapsularon aceite de aguacate con mezclas de MD (DE 5) y
PAS, observaron tamaños de partícula pequeño (2.27–4.01 µm), y eficiencias de
encapsulación de 45-66%, de igual modo en mezclas de 90:10 MD:PAS se
mejoraba la protección del aceite contra la oxidación en comparación del aceite no
microencapsulado, debido a que las MD de cadena corta interaccionan mejor con
el aceite, reduciendo el tamaño de las gotas y reduciendo la viscosidad del medio.
Por tanto la MD al ser utilizada como material pared secundario coadyuvando en
el secado de las gotas atomizadas lo que mejora la formación de una corteza
alrededor de las gotas secadas, aumentando la estabilidad oxidativa de los aceites
encapsulados al reducir la permeabilidad al oxigeno de la matriz pared (Sheu y
Rosenberg, 1995).
2.3.3.2 Modificación con anhídrido octenil succínico (OSA)
Los almidones modificados son ampliamente utilizados como ingredientes para la
estabilización de emulsiones alimentarias, así como aplicaciones en la industria
farmacéutica entre otros. La reacción con OSA en almidones ha sido estudiada
por décadas, teniendo gran interés en mejorar las propiedades de emulsificación
del almidón. La modificación con n-octenil succínico confiere un carácter
hidrofóbico al almidón (Caldewell y Wurzburg, 1953; Song et al., 2006). La síntesis
ocurre en sistemas de suspensión acuosa en condiciones de reacción específicas
(concentración de sólidos, tiempos de reacción, pH y temperatura). Durante la
18
reacción ocurre un ataque nucleofílico a la molécula de almidón, a través de un
enlace éster, cuando se incorporan en sitios –OH disponibles dentro de la
molécula de glucosa como se muestra en la figura 5.
Figura 4. Estructura del almidón OSA (imagen tomada y modificada de Sweedman
et al., 2013).
En USA, la FDA aprobó el almidón OSA para uso en alimentos con un porcentaje
no mayor a 3% (p/p), alcanzando un máximo GS de 0.020 (Song et al., 2006).
Actualmente, se han enfocado las investigaciones por el uso de almidones de
gránulo pequeño (2 – 10 µm) que incluye arroz, avena, trigo sarraceno y malanga,
debido a su estructura han sido modificados mediante OSA para lograr mejoras en
la funcionalidad del almidón y estos puedan ser utilizados como estabilizadores de
emulsiones tipo pickering (Agama-Acevedo y Bello-Pérez, 2017). Estas
emulsiones son candidatas para la microencapsulación de aceites de alto valor
agregado. La utilización de almidones OSA, para la protección de aceites
vegetales y esenciales mediante la microencapsulación ha tenido gran interés
debido a la presencia del grupo lipofílico OSA, lo que permite una mayor retención
del aceite de interés, los cuales destacan los almidones destacando el aceite de
pescado, frutos (aguacate), semillas (maíz, linaza, almendra) y aceites esenciales
(romero, ruda, canela, lavanda). Sin embargo, debido a que el almidón presenta
alta viscosidad durante la formulación de emulsiones, se ha optado por utilizarlo
en mezclas con otros materiales pared, con la finalidad de aumentar la retención
19
de aceites encapsulados. Por este motivo las investigaciones se enfocan en la
búsqueda de nuevos materiales que incluyan las mejores características de un
material pared ideal, y que permita la mayor retención y protección de los
componentes de interés (Chen et al., 2011; Celia et al., 2013; Liakos et al., 2014;
Del Toro et al., 2016; Wen et al., 2016).
2.3.3.3 Maltodextrinas modificadas con OSA
Las MD presentan ciertas desventajas, debido a que de manera individual no
pueden interaccionar con sustancias hidrofóbicas, por lo cual su uso en aceites y
materiales lipídicos está restringido. El uso de almidones modificados y otros
derivados en las industrias ha sido reportado ampliamente. Entre los almidones
modificados se encuentran: almidón acetilado, esterificado y succinatado. Este
último es modificado mediante una reacción química con OSA para mejorar las
propiedades emulsionantes impartiéndoles propiedades hidrofóbicas, de ahí que la
reacción con OSA se encuentra ampliamente estudiada en almidones (Song et al.,
2006).
Sin embargo, existen pocos estudios sobre la modificación de MD con OSA. En un
estudio realizado por Bai y Shi (2011) en almidón de maíz waxy, almidón
microporoso y MD, ellos investigaron la reacción OSA a diferentes
concentraciones (3, 9, 15 y 50%), para determinar si existía alguna ventaja entre
ellos en la ER y GS, llevando la reacción bajo las mismas condiciones de pH,
contenido de sólidos y tiempo de reacción. Estos autores concluyeron que a
medida que se aumentaba la concentración de OSA, el GS aumentó, pero
disminuyó la ER. Aseverando que la estructura física de los almidones afecta la
reacción de modificación con OSA en comparación con la MD modificada, la cual
presentó el mayor GS (0.024) y ER (99.3%) que los almidones, indicando que la
MD al ser soluble en agua presenta mayor sitios –OH de reacción disponibles en
su molécula de glucosa, ocurriendo la sustitución en los enlaces O–2, O–3 y O–6,
mientras que en los almidones ocurrió en la posición O–2, O–3.
20
En otro estudio realizado por los mismos autores (Bai y Shi, 2013), se modificó
una mezcla de almidón granular waxy, MD soluble, y en sus formas individuales a
diferentes concentraciones de OSA (1.5, 3, 9 y 15%). Del mismo modo, afirmaron
que la MD por sí sola reacciona mejor con el OSA (3-15%), en comparación con el
almidón granular waxy y sus mezclas debido a la disponibilidad de grupos OH de
la molécula de glucosa. Sin embargo, en estos estudios las MD modificadas con
OSA así como las mezclas de MD y almidón granular OSA, no se evaluaron sus
propiedades de emulsificación por lo que estos podrían servir como materiales
prometedores en la encapsulación y emulsificación de materiales lipídicos. Pero se
necesitan más estudios que respalden sus características fisicoquímicas.
2.3.4 Materiales núcleo
Muchos de los materiales activos y/o aditivos que se manejan en la industria,
presentan baja estabilidad y bioaccesibilidad, con lo cual se alteran sus
propiedades. Por tal motivo la encapsulación ofrece una protección, ayudando a
minimizar el daño ocasionado por factores ambientales o por la misma naturaleza
del ingrediente, permitiendo mantener su estabilidad, viabilidad disminuyendo
reacciones adversas como las reacciones de oxidación (Shahidi y Han 1993;
Gharsallaou et al., 2007).
En el Cuadro 2, se enlistan los principales materiales encapsulados, mismos que
son utilizados para diferentes aplicaciones, principalmente en la industria de los
alimentos, cosmética y farmacéutica. En la industria alimentaria la encapsulación
es comúnmente utilizada para enmascarar sabores y olores. Existen muchos tipos
diferentes de microcápsulas que se utilizan como aditivos alimentarios, como
sabores y aceites comestibles. Una gran mayoría de los compuestos de aceites y
sabores utilizados en la industria alimentaria se encuentran principalmente en
forma de líquidos a temperatura ambiente. Cuando existe la necesidad de
incorporar algunos aceites comestibles o vitaminas en productos como cereales
para el desayuno, derivados lácteos, alimentos para bebes o alimentos para
21
mascotas, con el objetivo de aumentar su valor nutricional, la microencapsulación
de estos ingredientes resulta ser una aplicación importante para la industria (Gibbs
et al., 1999; Gharsallaou et al., 2007; Jafari et al., 2008; Rodríguez et al., 2016).
Cuadro 3. Principales materiales núcleo que se han encapsulado
Agentes aromatizantes:
- Especias
- Condimentos
- Edulcorantes
Enzimas o microorganismos
Edulcorantes artificiales
Agentes de levadura
Antioxidantes
Conservantes
Agentes fijadores, Colorantes
Aminoácidos, vitaminas y minerales
Lípidos, Aceites vegetales, Aceites esenciales
Adaptado de Kirby, 1991
Debido a sus propiedades nutricionales, el uso de aceites ha tenido gran interés
para la formulación de nuevos productos, por ejemplo los aromatizantes sintéticos,
aceites esenciales y aceites vegetales naturales son los principales componentes
utilizados por la industria alimentaria, farmacéutica y cosmética. Sin embargo, los
aceites son difíciles de dispersar en los productos alimenticios, además los ácidos
grasos poliinsaturados que contienen son susceptibles a la autooxidación, dando
como resultado sabores desagradables y compuestos tóxicos (Gharsallaoui et al.,
2007; Jafari et al., 2008).
Los aceites se clasifican en tres grupos: (I) aceites de origen animal (AA), los
cuales son extraídos principalmente de tejidos animales como: vísceras de ave,
pescado, porcinos y bovinos; (II) aceites vegetales (AV), se extraen de frutos y
semillas oleaginosas como la oliva, canola, sorgo, lino, ricino, soja, nueces,
almendras, maíz y aguacate, etc; (III) aceites esenciales (AE), los cuales son
22
compuestos volátiles, naturales y complejos, que se caracterizan por un fuerte
aroma, sintetizados por las plantas aromáticas como metabolitos secundarios.
Algunos de ellos son; aceite de tomillo, lavanda, hierbabuena, canela, árbol de té,
romero, eucalipto, hierba de limón, citronela y clavo entre otros (Bauer et al., 1985;
Bakkali et al., 2008; Mishra y Tiwari 2011).
.
Se define a los aceites comestibles como sustancias líquidas de carácter lipofílico
ricos en ácidos grasos insaturados y poliinsaturados (PUFA por sus siglas en
inglés). Algunos de estos pueden ser sintetizados por el cuerpo humano, como es
el caso del omega-3 y omega-6, no obstante otros aceites esenciales para su
nutrición y desarrollo, pueden ser adquiridos sólo mediante la ingesta de alimentos
ricos en aceites de fuentes naturales como; semilla de girasol, almendra, olivo,
aguacate, pescado entre otros. Estudios recientes han asociado el consumo de
aceites comestibles ricos en PUFA a una baja en la incidencia en enfermedades
cardiovasculares, trastornos neurológicos y la reducción en la tasa de cáncer
(Uauy y Valenzuela, 2000; Bakkali et al., 2008; Frankel et al., 2013; García et al.,
2016; Rodríguez, et al., 2016).
La presencia de compuestos activos en los aceites se le han atribuido diversos
beneficios, tales como actividad antiinflamatoria, antioxidante, antibacteriana,
antiviral, anticancerígena, y/o regeneradora de tejidos (Celia et al., 2013). Por
ejemplo la presencia de componentes como polifenoles y tocoferoles, poseen una
importante actividad antioxidante, sin embargo, estas propiedades así como la
cantidad de antioxidante varían con el tipo de aceite y su fuente de obtención
(Chen et al., 2011). No obstante la mayoría de estos aceites alimenticios exhiben
una sensibilidad a condiciones ambientales (oxigeno, luz, irradiación y
temperaturas elevadas) que promueven su degradación (Jafari et al., 2008). Por
esta razón el empleo de la microencapsulación por secado por aspersión es una
técnica prometedora para la conservación y disponibilidad de los compuestos
bioactivos y funcionales que se encuentran en los aceites (Ezhilarasi et al., 2016).
23
2.3.4.1 Aceite de aguacate
En los últimos años los aceites ricos en PUFA han tenido gran interés para la
industria de los alimentos así como por los consumidores que buscan productos
más naturales con alto valor nutritivo. Se han realizado investigaciones a
diferentes grupos de aceites (AA, AV y AE), en los cuales el consumo de ácidos
grasos monoinsaturados y fitoquímicos ha presentado efectos benéficos para la
salud humana. Entre ellos destaca el aceite de aguacate (Requejo et al., 2003). En
México, el aguacate es un producto de gran importancia para la agricultura y la
dieta mexicana. Actualmente, México es el principal productor de aguacate a nivel
mundial, aportando el 40% de la producción de aguacate de la variedad Hass,
destacando el estado de Michoacán como el principal productor, seguido de
Nayarit, Estado de México, Morelos y Puebla, donde el 96.4% de la producción del
país corresponde a la variedad Hass, 2.7% a Criollo, 0.1 a Fuerte y el resto no se
encuentra clasificado (SAGARPA 2017).
El aceite de aguacate se caracteriza por tener un sabor único. Es de color verde
ligeramente amarillo, con una concentración alta de ácido graso monoinsaturado
(omega-3, omega-6 y omega-9), vitaminas, antioxidantes y fitoesteroles como; α-
tocoferol, β-caroteno, luteína y β-sitosterol (Bae y Lee, 2008). Se ha utilizado como
ingrediente de alto valor agregado para la industria de alimentos, dado que es
considerado como uno de los aceites vegetales con mayores beneficios y aporte a
la salud dentro de productos alimenticios, en farmacología, cosmetología, debido a
su alta capacidad de absorción y penetración en la piel, así como de sus
propiedades biológicas, por lo que representa una ventaja en comparación con
otros aceites (Human 1987; Bae y Lee, 2008).
Así como la mayoría de los aceites comestibles, el aceite de aguacate es
químicamente inestable y susceptible al deterioro oxidativo, especialmente cuando
se exponen al oxígeno, luz, humedad y temperatura. Esta inestabilidad
generalmente afecta su calidad nutricional, promoviendo el desarrollo de sabores
desagradables, afectando su vida de anaquel y sus propiedades organolépticas
(Velasco et al., 2003; Tan et al., 2005; Bakkali, 2008; Can et al., 2013; Carneiro et
24
al., 2013; Turasan et al., 2015). Debido a esto se busca protegerlo mediante la
microencapsulación con el objetivo de retardar los cambios fisicoquímicos del
aceite, producto de la autooxidación o lipólisis, preservando su funcionalidad sin
alterar sus propiedades. Los aceites microencapsulados proporcionan la
comodidad de un polvo sólido, con volatilidad reducida y menos oxidación, y
pueden usarse en muchos productos como bebidas, fórmulas, alimentos para
mascotas entre otros (Jafari et al., 2008).
2.3.4.2 Oxidación de aceites
Los aceites pueden sufrir diferentes transformaciones que, además de reducir su
valor nutritivo producen compuestos volátiles que imparten olores y sabores
desagradables. Esto a consecuencia de que el enlace éster de los acilgliceridos es
susceptible a la hidrolisis química y enzimática, que los ácidos grasos insaturados
son sensibles a reacciones de oxidación. El oxígeno es un factor importante para
la oxidación y formación de productos de oxidación primaria a partir de ácidos
grasos inestables (hidroperóxidos) (Partanen et al., 2008).
Existen dos mecanismos de rancidez; lipólisis o rancidez hidrolítica y
autooxidación o rancidez oxidativa. La primera es ocasionada por la actividad de
las lipasas que liberan ácidos grasos de los triacilglicéridos, mientras que la
segunda se refiere a la acción del oxígeno y de las lipoxigenasas sobre las
instauraciones de los ácidos grasos (Badui 1981).
La autooxidación lipídica ha constituido una de las mayores causas en el deterioro
de la calidad de alimentos naturales como en los procesados. La calidad del
alimento se ve afectada por la presencia de rancidez, deteriorando los aromas y
sabores, junto con la perdida de nutrientes como son los ácidos grasos esenciales
y vitaminas. Este proceso catalítico de reacciones en cadena transcurre a través
de la formación de radicales libres, y consta de tres fases: I inducción, en esta
etapa los radicales libres interaccionan con el oxígeno, empieza la formación de
hidroperóxidos; II propagación durante la segunda etapa los productos de la
25
reacción de oxidación mantienen el proceso de forma autónoma e incrementan su
velocidad de reacción en la formación de hidroperóxidos; III terminación, en la
etapa final la concentración de hidroperóxidos disminuye a consecuencia de su
transformación en compuestos más estables como se muestra en el Cuadro 3
(Ullrich y Crosch, 1987). Durante esta reacción se generan compuestos que
mantienen y aceleran la reacción y se sintetizan sustancias de bajo peso
molecular que confieren el olor típico a grasa oxidada.
Cuadro 4. Reacciones de oxidación en aceites
Etapa Reacción
I Inducción
RH → R* + H* Radical libre
II Propagación R* + O2 ROO* + RH
→ →
ROO* R* + ROOH
Radical libre de peróxido Hidroperóxido
III Terminación
R* + R* R* ROO* ROO* + ROO* RO* + R* 2RO* + ROO*
→ → → → →
RR ROOR ROOR + O2 ROR 2ROOR + O2
Compuestos muy estables
RH: Ácido graso insaturado
En la Figura 4 se ilustra el mecanismo de oxidación. Durante la etapa I (inducción),
se presenta una abstracción de átomos de hidrogeno que puede ser un hidrógeno
de un ácido graso o cualquier otro hidrogeno débilmente enlazado cerca de una
instauración, dando lugar a un nuevo radical. En esta etapa el proceso puede ser
revertido mediante la adición de antioxidantes, durante la etapa II propagación, el
radical formado en la iniciación, propaga la reacción de radical libre atrayendo un
átomo de hidrogeno del medio, creando así otro radical libre. Este proceso ocurre
por algún medio catalítico, como el calor, la exposición a la luz o exposición al
oxígeno. La etapa III terminación, los hidroperóxidos son reactivos y producen
nuevos radicales libres que alimentan la reacción interaccionando con otras
moléculas, que al polimerizarse incrementan la viscosidad, se oxidan sintetizando
époxidos, su ruptura genera aldehídos, cetonas, ácidos grasos y otros compuestos
de bajo peso molecular que confieren olores, se deshidratan y sintetizan
cetoglicéridos. Por esta razón, el índice de peróxidos no necesariamente refleja el
26
grado de oxidación de una grasa, depende del momento en que se determina. Al
aumentar el tiempo los compuestos formados durante las etapas anteriores se
polimerizan, provocando un aumento en la viscosidad, así como un aumento en la
percepción de la rancidez (etapa IV y V).
Figura 5. Desarrollo de la autooxidación de aceites (Badui 1981)
27
III. JUSTIFICACIÓN
La encapsulación o microencapsulación es una tecnología que permite la
protección de líquidos, solidos o gases, rodeándolos con una capa protectora
denominada pared, la cual los protege del deterioro fisicoquímico y su exposición
a condiciones adversas como la luz, temperatura y humedad. Actualmente existe
un interés por materiales que permitan la encapsulación de ingredientes lipídicos
así como la estabilización de emulsiones alimentarias. Entre los materiales pared
comúnmente empleados en la encapsulación se encuentran las MD, dada su
capacidad para formar matrices encapsulantes, bajo costo y baja viscosidad en
soluciones, a altas concentraciones de sólidos. Sin embargo, las MD son
altamente hidrofílicas, y su uso por sí misma en la microencapsulación de aceites
está restringido; por ello, es empleada en mezclas con otros biopolímeros como
proteínas y gomas. Una de las modificaciones químicas más usadas para
conferirle carácter anfipático al almidón y sus derivados, es la modificación con
OSA, en la cual los grupos –OH disponibles de la unidad de anhídrido glucosa son
sustituidos por un grupo lipofílico OSA. En el presente estudio, se propone el uso
de MD de almidón de maíz, para modificarla químicamente con OSA y evaluarla
como material pared en la encapsulación mediante secado por aspersión de aceite
de aguacate usado como modelo.
28
IV. HIPÓTESIS
La modificación de la MD con OSA permitirá mejorar su capacidad emulsionante, y
su aplicación como material pared en la encapsulación de un material lipídico,
retardando su oxidación.
29
V. OBJETIVOS
5.1 Objetivo general
Evaluar la MD modificada con OSA para utilizarla como material pared en la
encapsulación de un aceite vegetal de aguacate.
5.2 Objetivos específicos
1. Realizar una modificación química de la maltodextrina con OSA para
conferirle un carácter anfipático.
2. Evaluar la capacidad de la MD modificada con OSA en la estabilización de
emulsiones.
3. Obtener y caracterizar fisicoquímicamente los encapsulados de aceite de
aguacate por secado por aspersión utilizando la MD modificada como
material pared.
4. Evaluar la estabilidad oxidativa del aceite encapsulado.
30
VI. MATERIALES Y MÈTODOS
6.1 Diagrama general de trabajo
Figura 6. Diagrama general de trabajo
Modificación de la MD con OSA
(Bai y Shi, 2011)
Maltodextrina (MD) comercial de maíz con un ED de 20
Caracterización de la MD
modificada con OSA
Determinación del GS, ER
(Timgren, 2013). Análisis
por FT-IR
Capacidad emulsionante
de la MD modificada
(Timgren, 2013).
Microscopia a las
emulsiones, morfología de
gotas
Elaboración y formación de
emulsiones MD/aceite
Encapsulación de aceite de
aguacate con MD modificada por
secado por aspersión
Caracterización de los
encapsulados de aceite de
aguacate
Eficiencia de
encapsulación (Bae y Lee
2008).
Capacidad oxidativa /
índice de peróxidos
Distribución de tamaño de
encapsulados
Morfología de los
encapsulados
31
6.2. Materiales
Maltodextrinas de maíz fueron adquiridas de industrias Amfher Foods, S.A. de
C.V. con un DE 20. Se usó aceite de aguacate prensado en frio de Grupo Oleo
Lab como modelo de estudio. El anhídrido octenil succínico fue adquirido de
Sigma-Aldrich (No. CAS 42482-06-4). Proteína aislada de suero donada por
Amfher Foods, S.A. de C.V. Otros productos químicos de grado analítico fueron
utilizados. Los experimentos se desarrollaron en el laboratorio de control de
calidad, y el laboratorio de análisis estructural de macromoléculas del
departamento de Desarrollo Tecnológico del Centro de Desarrollo de Productos
Bióticos (CEPROBI-IPN).
6.3 Modificación química de la maltodextrina con OSA
La modificación química se realizó siguiendo la metodología propuesta por Bai y
Shi (2011) con algunas modificaciones. Se colocaron 75 g de MD (BS) en 150 mL
de agua con agitación mecánica hasta homogenizarla a temperatura ambiente. Se
ajustó el pH a 7.5 con NaOH al 3% 0.1 M. Se añadió gota a gota el 3% en peso
de OSA respecto al peso de la MD. La reacción se llevó a cabo durante 1.5 horas,
controlando el pH a 7.5, una vez transcurrido el tiempo, la reacción se detuvo
mediante la adición de HCl 1.0 M hasta pH 6. Posteriormente la muestra se
congeló y se liofilizó.
6.4 Determinación del grado de sustitución
El grado de sustitución se determinó por la metodología de Timgren (2013) con
algunas modificaciones: se pesaron 5 gramos de MD modificada con OSA en 50
mL de agua, se homogenizó mediante agitación mecánica. Enseguida se tituló con
NaOH 0.1 M hasta alcanzar un pH 8.3.
32
El GS se calculó mediante la siguiente ecuación:
%OSA =(Vmuestra − Vblanco) x M x 210
W x 100
GS =0.162 x
A x MW
1- [0.210 xAx M
W]
(1)
(2)
Donde; 162 = peso molecular de la unidad de glucósido; 210 = peso molecular del
grupo octenil succínico; A = mL de solución NaOH gastados en la titulación; M =
molaridad de la solución de NaOH; y W = peso en base seca de la MD.
Para calcular la eficiencia de reacción se utilizó la siguiente ecuación;
ER = %OSA
%OSA teórico (3)
La eficiencia de reacción se define como la relación entre el GS actual calculado y
el GS teórico, el cual se calcula suponiendo que todo el anhídrido reacciona con la
MD, formando derivados de éster.
6.5 Determinación del grupo OSA en la MD modificada mediante FT-IR
La determinación de los grupos funcionales en la MD modificada con OSA se
analizó mediante FT-IR VERTEX-70/70v BRUKER, provisto de un accesorio de
Reflectancia Total Atenuada (RTA). El equipo se ajustó en una transmitancia con
un barrido a 100, en una resolución de 1 hasta 4000 cm-1. La muestra se colocó
sobre el lente del RTA hasta quedar cubierto, posteriormente se fijó el brazo para
realizar el análisis.
6.6 Determinación de la capacidad emulsionante de MD modificada
La capacidad emulsionante se determinó mediante la metodología propuesta por
Timgren (2013) con algunas modificaciones; se pesó (0.8 – 2 g) de MD modificada
33
con OSA, esta se diluyó en 7 mL de agua destilada, seguidamente se añadió 1mL
de aceite de aguacate previamente teñido con 0.05 mg de colorante liposoluble
rojo 26, posteriormente se homogenizo a 22,000 rpm a diferentes tiempos (2, 4, 8
y 18) min, inmediatamente se observaron los cambios de coloración dentro de la
emulsión en un tiempo cero, así como una hora después del experimento.
6.6.1 Determinación de la morfología de gotas mediante microscopia óptica
Se prepararon emulsiones como se escribe en el apartado 6.5; se tomó una gota,
de la muestra y se colocó en un portaobjetos, seguidamente se observaron bajo el
Microscopio Óptico Nikon Eclipse 80i (Japón). Las imágenes se tomaron con una
cámara digital Nikon acoplada al equipo.
6.6 Obtención de los encapsulados
6.6.1 preparación de las emulsiones
Para la encapsulación de aceite de aguacate por secado por aspersión o de
cualquier otro aceite, una de las etapas importantes durante el proceso es la
preparación de una emulsión estable. Se elaboraron tres tipos de emulsiones de
acuerdo a la metodología propuesta por Bae y Lee, (2008) con algunas
modificaciones, a partir de MD y PAS; MD-PAS, MDOSA y MDOSA-PAS, las
cuales contenían el 20 % (p/p) de solidos totales en una proporción de 10:90 (PAS
y MD), disueltos en 70 mL de agua estilada. Posteriormente se añadió el aceite de
aguacate, en una proporción de 50% (p/p) de los sólidos pared totales. Las
mezclas fueron homogenizadas a 18,000 rpm durante 8 min usando
homogeneizador mecánico (modelo IKA-T25 Ultra Turrax).
6.6.2 Obtención de los encapsulados por secado por aspersión
Las emulsiones fueron alimentadas a un secador (Mini Spray B-290, BUCHI
Corporation, New Castle), con agitación continua. Las condiciones para el secador
fueron las siguientes: temperatura de entrada de 160 °C, temperatura de salida de
34
90 °C, y un flujo de bomba del 5 mL/min. Una vez obtenido los polvos
microencapsulados se almacenaron en frascos de vidrio cerrados heréticamente a
4 °C para su posterior análisis.
6.7 Determinación de la eficiencia de encapsulación
6.7.1 Contenido de aceite libre
La cantidad de aceite libre (aceite no encapsulado) presente en la superficie de los
polvos se determinó utilizando la metodología propuesta por Can et al. (2013) con
algunas modificaciones. Se dispersaron 2 g de los polvos en 30 mL de hexano y
se agitó ligeramente durante 30 segundos. Posteriormente se filtró en papel filtro
Whatman Gr. No. 1 en un vaso de precipitado. Seguidamente el vaso se calentó a
80 °C hasta eliminar el exceso de disolvente residual. El contenido de aceite libre
se determinó gravimétricamente entre las diferencia de pesos.
6.7.2 Contenido de aceite total
Para el contenido de aceite total, se dispersaron 2 g de polvos en 8 ml de agua
con agitación mecánica a 300 rpm durante 2 minutos. La solución resultante se
mezcló con 40 mL de hexano-alcohol isopropílico (3:1 v/v) con agitación mecánica
a 400 rpm durante 15 min. Posteriormente la mezcla se centrifugó a 1500 g
durante 2 min. El sobrenadante se recogió sobre un vaso de precipitado y la fase
orgánica se volvió a lavar con la mezcla de disolventes. Posteriormente se
juntaron ambos sobrenadantes sobre el vaso, y se llevó a 80 °C durante una hora
para evaporar el disolvente residual. El aceite total se cuantificó
gravimétricamente. La eficiencia de encapsulación (EE%) se calculó de acuerdo a
la siguiente ecuación:
%EE=aceite total aceite superficial
aceite total X100 (4)
35
6.8 Estabilidad oxidativa del aceite encapsulado
Se determinó la estabilidad oxidativa en el aceite encapsulado empleando el
método descrito por Bae y Lee, (2008): se colocaron 30 g de microcápsulas en
frascos de vidrio herméticamente cerrados, los cuales se almacenaron a 60° ± 2
°C durante ocho semanas. La estabilidad oxidativa se evaluó mediante la medición
del índice de peróxido (IP) del aceite encapsulado en los polvos, en intervalos de 2
g de muestra semanalmente. Para la extracción del aceite, se siguió la
metodología mencionada anteriormente en el apartado 6.7.2. En todos los casos
se usó un aceite a granel (es decir aceite no encapsulado), como control, se
almacenó y analizó en bajo las mismas condiciones.
6.8.1 Evaluación del IP
Para la determinación del IP se siguió la metodología propuesta por Can et al.
(2008): se pesaron 0.2 ~ 0.3 g de aceite en un matraz Erlenmeyer, y se añadió 30
mL de solución de ácido acético-cloroformo (3:2 v/v) mezclando vigorosamente,
seguidamente se añadió 0.5 mL de solución saturada de yoduro de potasio. Se
agitó en un vortex durante 1 minuto, inmediatamente después se adicionó 30 mL
de agua destilada y finalmente 0.5 mL del indicador de almidón al 1% p/v. La
solución resultante se tituló con Na2S2O3 0.001 N hasta la desaparición del color.
Por tanto, el IP expresa los miliequivalentes de peróxidos contenidos en un
kilogramo de aceite de acuerdo a la siguiente ecuación:
I P =(A - B) x N x 1000
W (5)
Dónde: A = volumen en mL de Na2S2O3 añadido a la muestra, B = volumen en mL
del blanco titulado con Na2S2O3, N = normalidad del Na2S2O3 y W = peso de la
muestra en g.
36
6.9 Morfología de los encapsulados de aceite de aguacate
6.9.1 Distribución de tamaño de los encapsulados
Para la medición de la distribución de tamaño de partícula en los encapsulados de
aceite de aguacate, se utilizó un equipo de difracción de rayos láser (Malvern
Mastersizer 3000, Malvern, UK). Se añadió una pequeña cantidad de muestra en
un vaso de precipitado con una mezcla de alcohol-isopropílico-agua destilada para
dispersarla. Seguidamente la muestra se colocó poco a poco en el equipo hasta
obtener una lectura del nivel de oscuridad dé un valor de 15%, hasta obtener los
resultados y los datos de la medición.
6.9.2 Microscopía de Barrido de Electrones (MEB)
El análisis morfológico de los polvos encapsulados de aceite de aguacate, se
realizó mediante el empleo de un microscopio electrónico (Quanta 3D, FEG, con
un voltaje de 5 KV). Las muestras fueron colocadas sobre una cinta doble cara
conductora de cobre en el porta muestra del microscopio, seguidamente fueron
congeladas por medio de aire a presión frio para su observación, así como
recubiertas por una fina capa de oro. Una vez cubiertas las muestras con la
película, se colocaron en una charola y realizo la observación de las muestras.
6.9.3 Microscopía Confocal de Barrido Láser (MCBL)
De manera complementaria la técnica de MCBL, permite tener una visión no
destructiva sobre el material pared. El método consiste, para muestras biológicas,
en hacer incidir luz en una longitud superior (microscopía de fluorescencia). Se
utilizó un Microscopio Confocal de Barrido Láser LSM 710 (Carl Zeiss, Alemania).
El equipo está equipado con 7 líneas láser de trabajo (405-633 nm), y un láser
sintonizable (690 a 1080 nm), 5 objetivos (5x, 10x, 20x, 40x/oil y 63x/oil), lámpara
de halógeno y una lámpara de vapor de mercurio para fluorescencia. Lo que
permite tener un mayor contraste, así como la posibilidad de hacer
37
reconstrucciones ópticas 3D, análisis de imágenes multidimensionales e imágenes
lambda.
Las muestras se montaron sobre un portaobjeto y se realizó un barrido láser de
405 a 680 nm con una excitación de láser a 100% para conocer su fluorescencia.
Las tres muestras se trataron a diferentes condiciones para los polvos de aceite
encapsulado con MD nativa y PAS las condiciones fueron (580 nm, modo lambda
405, 488, 561 y 633, con una potencia en los 4 láser de 11, 2, 60 y 35 %, digital
effect 16, digital gate 1%, gain master 849); MDOSA (405 y 658 nm, modo faster
con una potencia en los 4 láser de 3.5, 6.5, 60 y 35 %, digital effect 49, digital
gate 1.2 %, gain master 1132); MDOSA-PAS (405 y 561 nm, modo faster, con una
potencia en los cuatro láser de 4, 2, 60 y 35 %, digital effect 49, digital gate 1.2
%, y gain master 874).
6.10 Análisis estadístico
Se utilizó el software SigmaPlot 11.0 para aplicar un análisis estadístico de
varianza (ANOVA) de una vía, a un nivel de significancia del 5% (α=0.05). Cuando
se encontraron diferencias significativas se aplicó la prueba de comparación
múltiple de Tukey.
38
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
7.1 Modificación de maltodextrinas con OSA
La FDA permite un máximo del 3% de OSA para el uso en alimentos; con este
porcentaje se puede obtener un GS aproximado de 0.020 en almidón (Song et al.,
2006). El GS obtenido en la MD modificada con OSA (MDOSA) fue de 0.020 ±
0.002, con un porcentaje de grupos OS del 2.49 y una ER de 83.07 ± 7.18, estos
resultados son similares a lo reportado por Bai y Shi (2011ª, 2013b) quienes
evaluaron los efectos de la reacción OSA con una concentración del 3% en
diferentes tipos de almidón y una MD con DE = 10, reportando un GS de 0.024
para la MD, este valor es mayor que lo reportado para el almidón nativo por estos
mismos autores, quienes atribuyen éste efecto a que la MD tiene más sitios de
reacción disponibles que el almidón granular; ocurriendo la sustitución en las
posiciones O-2, O-3 y O-6, mientras que en el almidón ocurre en las posiciones O-
2 y O-3. Cuando el OSA reacciona con el almidón granular, la reacción es
heterogénea a nivel molecular y granular, Shogren et al. (2000) reportaron que el
OSA reaccionaba más en la superficie del gránulo, debido a que el almidón
granular es parcialmente cristalino, sólo ciertas zonas, la mayoría de ellas en la
región amorfa, pueden reaccionar con el OSA. Por otro lado, en la MD soluble en
agua, todas las moléculas de glucosa pueden estar disponibles para reaccionar,
sin embargo, la reacción no es totalmente homogénea, y algunas glucosas en el
extremo reductor pueden ser más reactivas (Bai y Shi 2011).
7.2 Determinación del grupo OSA en la MD modificada mediante FT-IR
El análisis de un compuesto por FT-IR proporciona un espectro de la huella
dactilar de los grupos funcionales en una muestra de interés. Los espectros de
infrarrojo (IR) de la MD y MDOSA se muestran en la Figura 6, en la cual se
observan bandas de vibración típicas, que corresponden a la elongación
(estiramiento) de los principales grupos característicos de la molécula de MD a
una longitud de onda de 3300 cm-1, característica del estiramiento de los grupos (
OH), y señales en el intervalo de 900 – 1200 cm-1, que corresponden al
39
estiramiento de los enlaces carbono oxigeno (C = O), así como el estiramiento de
los enlaces carbono carbono (C = C) en la región de 1500 a 2000 (Medina et al.,
2016). Asimismo, en la MD modificada se observó una nueva banda en la longitud
de onda de 1715 cm-1. De acuerdo a la literatura se sugiere que esta banda
corresponde al grupo funcional éster carbonilo del grupo OSA. Sin embargo, en la
literatura existe pocos estudios sobre la reacción OSA en MD, por lo cual no se ha
evaluado su perfil por FT-IR. Song et al. (2006), Zhu et al. (2010) y Zhang et al.
(2011) reportaron que para almidones de diferentes fuentes botánicas,
modificados químicamente con OSA se presenta una banda entre 1723 y 1726
cm-1, s sugiriendo la formación de grupos éster carbonilo del grupo OSA, y que la
intensidad de la banda de absorción aumenta de acuerdo al valor de GS.
Longitud de onda cm-1
5001000150020002500300035004000
% T
ransm
itancia
1715
3300
A
B
OSA
-OH
C-O
C=C
Figura 7. Comparación de los espectros por FT-IR de A) MD sin modificar y B) MDOSA
40
7.3 Capacidad emulsionante de la MD modificada con OSA
Timgren et al. (2013) han definido una emulsión estable, como aquella que no
muestra un cambio en la distribución del tamaño de gotas, su estado de
agregación o su arreglo espacial en el recipiente, en una escala de tiempo
observado. El cambio de color debido a la separación de fases en las emulsiones,
a través del tiempo (0 y 60 min), fue observado como una medida de la estabilidad
de las emulsiones. Se probó el efecto de la concentración de las maltodextrina
modificada y sin modificar (0.08, 0.15 y 0.2 g ∙ mL-1), así como el tiempo de
agitación (4, 8 y 18 min) a 22,000 rpm. Las emulsiones que presentaron una
menor separación de fases fueron las preparadas con 0.15 g ∙ mL-1 y 8 min de
agitación (Figura 8).
Al tiempo cero, se observa una zona de color blanco sobre la superficie de las
emulsiones, (señalado con flechas, Figura 8 A y B), esta franja es mayor en la
emulsión formada con la MDOSA y representa una zona de cremado con mayor
concentración de micelas estables (Song et al., 2014). Después de una hora de
reposo (Figura C y D), se pudo observar la separación de fases por medio de la
formación de una nata de aceite teñido de rojo sobre la superficie de la emulsión
(señalado con flechas, Figura 8 C y D), la emulsión hecha con MDOSA presenta
una menor separación de fase con respecto a la emulsión hecha con MD sin
modificar. Chronakis et al. (1995) mostró que emulsiones preparadas con MD con
DE alto (10, 15, 20) y un porcentaje de aceite del 30 % eran inestables y
mostraron agregaciones entre gotas. La modificación con OSA confiere un
carácter anfipático, permitiendo la estabilidad de las emulsiones (Timgren et al.,
2013).
Por otro lado, se ha reportado que el uso de PAS, al ser mezclada con MD,
promueve la formación de micelas más estables durante la formación de las
emulsiones (Bae y Lee, 2008). Se prepararon emulsiones con las mezclas de MD
y MDOSA con PAS (en una proporción) 90:10 MD ó MDOSA-PAS). En las
emulsiones adicionadas con PAS al tiempo cero, se observaron zonas de cremado
(franja blanca, señalada con flechas, Figura (E y F) mayores que en las
41
emulsiones sin proteína y luego de una hora de reposo, estas emulsiones no
presentaron una separación de fases visible (Figura 8 F y G).
Figura 8. Estabilidad de emulsiones: 1) (A) MD sin modificar y (B) MDOSA, 2) (A) MD sin modificar y PAS, (B) MDOSA y PAS, elaboradas con 1 mL de aceite de aguacate con agitación por 8 min a 22,000 rpm. Observadas al tiempo cero (izquierda, y sesenta minutos de reposo (derecha).
42
Drapala et al. (2016) han reportado que en emulsiones de MD-PAS la estabilidad
se atribuye a la formación de enlaces covalentes entre los polisacárido, así como a
las condiciones de formación de la emulsión como pH, Temperatura y
concentración, afirmando que a valores de pH cercanos al punto isoeléctrico de la
proteína, las emulsiones son menos estables que a pH alcalinos.
Por otra parte, las emulsiones formadas en el presente estudio, se analizaron con
un microscopio óptico de luz transmitida, para observar el tamaño de las micelas.
En la emulsión con MD se observó una gran proporción de micelas de mayor
tamaño (Figura 9 A), esto debido a la baja capacidad emulsionante de la MD sin
modificar, lo que se ve relacionado con una mayor separación de fase en la
emulsión observada después de sesenta minutos reposo (Figura 8 – A). Las
mezclas de MD-PAS (Figura 9 – B) presentó un tamaño de micela más
homogéneo, con gotas de tamaño medio; la PAS es un agente emulsionante que
promueve una mayor estabilidad de gotas de aceite, logrando así una menor
separación entre las fases manteniendo un equilibrio termodinámico. Para la
emulsión MDOSA (Figura 9 – C) se observaron micelas de menor tamaño en
comparación con las muestras anteriores, sin embargo, la distribución de las gotas
no es homogénea, observándose algunas gotas de mayor tamaño, lo cual
evidencia la separación de fase observada en el vial de la emulsión a sesenta
minutos de reposo (Figura 8 – B). La emulsión de MDOSA-PAS (Figura 9 – D)
mostró un tamaño de gota homogéneo, similar a la muestra B, pero mayor que la
muestra de C. En general se observó que el tamaño de las micelas formadas con
MDOSA fueron más pequeños que las MD sin modificar, y que al adicionar PAS
promovió una mayor homogeneidad en la distribución de los tamaños.
43
Figura 9. Observación de las emulsiones a tiempo cero, A) MD sin modificar, B)
MD-PAS, C) MDOSA, D) MDOSA-PAS, con 1 mL de aceite de aguacate y
agitación por 8 min a 22,000 rpm observadas a través de microscopio óptico a
40X.
7.4 Caracterización de las microcápsulas
7.4.1 secado por aspersión
Previo al secado por aspersión se realizaron pruebas para determinar las
condiciones del secado por aspersión, las emulsiones de material pared utilizadas
A B
D C
44
fueron MD-PAS; MDOSA y MDOSA-PAS con aceite de aguacate usado como
modelo, se eligió una temperatura de 160 °C como temperatura de trabajo del
secador.
7.4.2 Evaluación de la eficiencia de encapsulación
La eficiencia de encapsulación (EE%) es la relación que existe entre el aceite
superficial y el aceite total de las microcápsulas. Jafari et al. (2008) mencionaron
que una buena eficiencia de encapsulación es la que tiene una cantidad mínima
de material superficial y una retención máxima del ingrediente activo. La eficiencia
de encapsulación es uno de los parámetros de calidad más importante para la
encapsulación de aceite por secado por aspersión, ya que la presencia de aceite
libre influye negativamente sobre las propiedades físicas de los productos finales,
debido a que favorece de forma acelerada la inducción de la oxidación de lípidos
(Wang et al., 2016).
En el Cuadro 5 se observa que las muestras encapsuladas con MD-PAS y
MDOSA-PAS no muestran diferencia estadística significativa en la EE%, estos
valores son similares a lo reportado por Bae y Lee (2008), quienes en sistemas
microencapsulados con MD y PAS, reportaron una eficiencia de encapsulación de
66.18 ± 3.82%.
Cuadro 5. Eficiencia de encapsulación de aceite de aguacate
Muestra Aceite libre (g) Aceite total (g) EE% Humedad %
MD-PAS 0.2265 ± 0.012a 0.5941 ± 0.011a 61.74 ± .0.74a 1.74 ± 0.07c
MDOSA 0.3340 ± 0.018b 0.6450 ± 0.037b 44.66 ± 1.83b 0.81 ± 0.10a
MDOSA-PAS 0.2379 ± 0.001a 0.6115 ± 0.005a 60.96 ± 0.36a 1.22 ± 0.18b
Promedio de repeticiones ± error estándar. Letras diferentes en la misma columna indican diferencia estadística (α=0.05). EE%: eficiencia de encapsulación y H%: porcentaje de humedad
Diversos estudios en los que se utilizan mezclas de polisacáridos y PAS han
observado una buena eficiencia de encapsulación de aceites, ya que la PAS
promueve una disminución del movimiento browniano entre las gotas durante la
elaboración de las emulsiones y esto provoca un aumento en la retención de
45
aceite y reduce el tiempo para formar una corteza semipermeable entre la interfaz
gota-aire durante el secado por aspersión, dificultando la difusión del aceite hacia
la superficie de la partícula durante el secado, llegando a formar
microencapsulado aglomerados provocado por las interacciones de fuerzas
moleculares (Jafari et al., 2008; Wang et al., 2016).
Por otro lado las microcápsulas elaboradas con MDOSA, mostraron el valor más
bajo de EE (44.66%) en comparación con los otros dos sistemas. De acuerdo con
Barbosa et al. (2005), cuanto más estable es la emulsión, mayor será la eficiencia
de encapsulación, es decir menor será la cantidad de material encapsulado en la
superficie de las partículas. Este resultado se puede relacionar con los resultados
obtenidos en las pruebas de estabilidad de las emulsiones, donde la emulsión
preparada con MDOSA presentó una mayor separación de fases comparada con
la MD-PAS y MDOSA-PAS, indicando que una parte del aceite no se logró
encapsular.
7.4.3 Distribución de tamaño de partícula
Uno de los atributos de los polvos encapsulados es el tamaño de partícula, debido
a que es un factor importante para posibles aplicaciones. En la Figura 10 se
muestra la distribución de tamaño de los encapsulados obtenidos por secado por
aspersión de aceite de aguacate. En general, los encapsulados presentaron tres
poblaciones de partículas, (pequeño ≈ 0.1 µm; mediano ≈ 1 µm; y grande ≈ 10
µm). En el caso de los encapsulados con MD-PAS y MDOSA-PAS se presentó un
mayor volumen de las poblaciones de tamaño de partícula pequeño y mediano,
así como una menor cantidad de partículas grandes; mientras que la MDOSA
presentó una población de mayor volumen de tamaño mediano y menor volumen
de las partículas pequeñas y grandes; estos resultados se pueden relacionar con
las microfotografías obtenidas de las emulsiones elaboradas a partir de MD,
MDOSA y sus mezclas con PAS, donde también se observa que la MDOSA formó
micelas de tamaños pequeños y en mayor cantidad Estos resultados son similares
a lo reportado por Bae y Lee (2008), quienes obtuvieron tamaños de partículas de
46
(0.1 – 7 µm) en encapsulados de aceite de aguacate con MD. Otros estudios
realizados con almidones modificados, MD y otros materiales pared, han obtenido
tamaños de partículas mayores a 10 µm, este efecto lo atribuyen al aumento de la
viscosidad durante la formación de la emulsión, mencionando que cuanto mayor
sea la viscosidad de la emulsión, mayores serán las gotas formadas durante la
atomización, y por tanto se formarán polvos con tamaños de partícula mayores
(Partanen et al., 2008; Carneiro et al., 2013; Drapala et al., 2016).
Tamaño de particula µm0.01 0.1 1 10 100
Volu
men (
%)
0
1
2
3
4
5
6
MDPAS
MDOSA
MDOSA-PAS
Figura 10. Distribución de tamaño de partícula de encapsulados de aceite de
aguacate con MD-OSA y PAS
7.4.4 Microscopia de Barrido de Electrones
En la Figura 11 se muestran las microfotografías obtenidas por MEB de los polvos
encapsulados con MD-PAS, MDOSA y MDOSA-PAS, en la cual se observan
47
microcápsulas esféricas tipo matriz de diferentes tamaños, lo cual es una
característica típica de los encapsulados obtenidos mediante secado por
aspersión (Ré 1998). La MD-PAS y MDOSA-PAS (Figura 11 A y C) presentaron
tamaños más heterogéneos, con partículas (pequeñas medianas y grandes); para
el caso de la MDOSA (Figura 11 B) se observó, principalmente, un tamaño de
partícula pequeño, con algunas microcápsulas de mayor tamaño, lo cual se
relaciona con los resultados de distribución de tamaño de partícula y las
observaciones microscópicas de las emulsiones, dado que la modificación con
OSA mejora las propiedades emulsionantes de la MD, teniendo un efecto en el
tamaño de gota así como en los polvos encapsulados.
Con un aumento de 3500X y 5000X con la MD-PAS (Figura 12 A) se lograron
observar superficies lisas y sin grietas en su estructura, para estas microcápsulas
se observó la formación de una capa fina, probablemente de proteína (señalado
con flechas) que une a varias partículas, provocando la aglomeración entre ellas,
similar a lo reportado por Partanen et al. (2008), que observaron apelmazamiento
en sus encapsulados de aceite de linaza usando como material pared PAS. Para
la MDOSA (Figura 12 B) se observaron cuerpos esféricos de tipo matriz con la
presencia de abolladuras (colapso) y sin grietas, lo cual es un factor importante
para asegurar una baja permeabilidad y la retención del aceite encapsulado;
algunas microcápsulas presentaron fracturas (Figura 12 B con un aumento de
5000X), evidenciando una estructura interna hueca, mostrando una pared con
poros, lo que puede facilitar la salida del material núcleo. En la MDOSA-PAS
(Figura 12 C) se observaron partículas de forma esférica de tipo matriz, algunas
de estas microcápsulas presentaron grietas sobre su superficie (señalado con
flechas), así como la ruptura de algunas partículas (aumento a 5000X).
En general, la diferencia estructural más visible, entre las muestras fue su
morfología superficial debido a la presencia de abolladuras (colapso) y grietas, así
como su tamaño de partícula; estas imperfecciones fueron reportadas por Bae y
Lee (2008), quienes encapsularon aceite de aguacate en con diferentes
concentraciones de MD y proteína (90:10, 50:50, 10:90) encontrando que en
48
todas sus muestras existía un alto grado de aglomeración, atribuyéndolo a la
presencia de aceite libre en la superficie (11-16%), así como el colapso superficial
y la presencia de huecos. De acuerdo a Ré (1998), las imperfecciones se forman
cuando hay un proceso lento durante la formación de la película en el secado por
aspersión, asociándolo al colapso que sufren las gotas durante la etapa inicial del
proceso.
Figura 11. Morfología de microencapsulados de aceite de aguacate obtenidos por secado pos aspersión a 600x y 3500x A) MD-PAS, B) MDOSA, C) MDOSA-PAS
49
Figura 12. Morfología de microencapsulados de aceite de aguacate obtenidos mediante secado pos aspersión a 3500x y 5000x A) MD-PAS, B) MDOSA, C) MDOSA-PAS
50
Otros estudios también han mostrado estas características de superficie
(abolladuras y grietas) obtenidas mediante secado por aspersión que contienen
MD como material pared (Hardas et al., 2000; Carneiro et al., 2013; Da costa et
al., 2013; Silva et al., 2014). Se ha propuesto que la depresión superficial o
colapso estructural y la aglomeración de partículas en polvo, están relacionadas
con la transición vítrea y la cristalización de la matriz del carbohidrato amorfo de
partículas de polvo; además, los mecanismos asociados con la formación de
espacios vacíos dentro de las partículas están relacionados con el movimiento del
material en la última etapa del proceso de secado por aspersión (Roos y Karel,
1991; Bhandari et al.,1997; Meste et al., 2002; Velasco et al., 2003, Drusch et al.,
2006; Carolina et al., 2007; Chiou y Langrish, 2007).
7.4.5 Microscopia Confocal de Barrido Laser de los microencapsulados
La Figura 13 muestra las imágenes obtenidas mediante el análisis de microscopía
confocal de barrido láser (MCBL) de los polvos encapsulados, en las cuales se
observa la distribución del aceite microencapsulado y el material pared de los
polvos. Los materiales pared presentaron una fluorescencia de color verde,
mientras que el aceite presenta una coloración roja. En las tres muestras se
observaron la presencia de espacios vacíos dentro de las microcápsulas
(señalado en flechas), lo cual se relaciona con el proceso de secado por
aspersión. En la muestra MD-PAS (Figura 13 A) se observan algunas
microcápsulas con el aceite sobre la superficie. Para el caso de la MDOSA (Figura
13 B); se observa que el aceite fue recubierto parcialmente, ya que se observaron
microgotas de aceite sobre la superficie de las cápsulas, esto puede relacionarse
con el hecho de que esta muestra obtuvo el valor más bajo de EE (44.66%) y que
las emulsiones mostraron una mayor separación de fases en comparación con las
adicionadas con PAS. En la MDOSA-PAS (Figura 13 C) el material núcleo (aceite)
se aprecia recubierto por el material pared, observando muy poco aceite
superficial. Estos resultados se correlacionan con las eficiencias de encapsulación.
51
Figura 13. Micrografía mediante confocal de barrido laser de los encapsulados obtenidos mediante secado por aspersión A) MD-PAS; B) MDOSA; C) MDOSA-PAS
52
7.4.6 Estabilidad oxidativa del aceite encapsulado
Para comprobar la protección de los materiales pared utilizados (MD sin modificar,
MDOSA y sus mezclas con PAS), se midió el IP en los encapsulados y se utilizó
un aceite sin encapsular como control (Figura 14).
Figura 14. Valor de peróxido del aceite encapsulado a través del tiempo
Todas las muestras se almacenaron a 60 °C ± 2 durante ocho semanas, los
resultados obtenidos se muestran en la figura 14. Al tiempo cero de
almacenamiento, todas las muestras encapsuladas presentaron un valor
aproximado de 40 meq peróxido/Kg de aceite, similar al valor encontrado en el
control, lo que indica que no hubo oxidación del aceite durante la elaboración de
las emulsiones, así como durante el secado por aspersión. Para la muestra de
aceite control (aceite sin encapsular), se observó un comportamiento típico de
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Meq
. per
oxi
do
s/kg
ace
ite
almacenamiento (semanas)
MDPAS
MDOSA
MDOSA-PAS
Control
53
inducción (semana 1 y 2), propagación (semana 3 a la 7) y terminación (a partir de
la semana 7 y 8). Todas las muestras encapsuladas presentaron una menor
oxidación que la muestra control. Para el caso de la MDOSA se observó una
oxidación acelerada del aceite, hasta la semana 3 de almacenamiento,
observándose el valor más alto de índice de peróxidos de las muestras
encapsuladas; a partir de la semana 4, la velocidad de oxidación disminuyó para
esta muestra, siendo al final del estudio la que presentó un valor menor de
oxidación, la rápida degradación durante las tres primeras semanas, puede
atribuirse al aceite no encapsulado evidenciado por microscopía confocal y una
menor EE (44.66%). Sin embargo, el aceite que se encapsuló con la MDOSA,
mostró una mejor protección a largo plazo (8 semanas), que las muestras
encapsuladas con la mezcla de PAS, ya que las muestras que fueron
encapsuladas con maltodextrina mezcladas con proteína mostraron mayor
degradación al final del estudio.
La MDOSA-PAS mostró una oxidación menor del aceite en comparación con la
MD-PAS, las cuales obtuvieron EE mayores, y en el análisis por MCBL se observó
que el aceite fue encapsulado de mejor manera; sin embargo, las microcápsulas
presentaron grietas en su superficie, lo que provoca la difusión del aceite hacia la
superficie con el tiempo, por lo tanto el material protege al aceite de la oxidación a
tiempos cortos, pero a tiempos largos el aceite empieza a oxidarse. Carneiro et al.
(2013) encapsularon aceite de linaza con diferentes materiales pared (proteína
concentrada de suero, MD, goma arábiga y un almidón modificado) y estudiaron la
estabilidad oxidativa de las microcápsulas: encontrando que la mezclas de
proteína y MD daban mejores resultados contra la oxidación, en la protección del
material activo durante el almacenamiento; sin embargo, debido a la característica
de la proteína, al ser sometidas a temperaturas elevadas (45°C) por periodos de
tiempo largo, éstas pueden llegar a perder su estructura, provocando fracturas en
las microcápsulas coadyuvando a la oxidación del aceite. Jiménez et al. (2006)
mencionaron que la oxidación depende de la adecuada formación de la matriz y
de la exclusión de oxígeno, por lo que es posible que las microcápsulas tengan
poros o grietas, permitiendo la penetración del agua y el oxígeno, causando la
54
producción de hidroperóxidos y la degradación de aceite retenido. Diversos
autores (Desobry et al., 1997; Rosenberg et al., 1985; Andersen, 2000) han
demostrado que cuando un aceite es encapsulado en una matriz vítrea, algunas
partículas de aceite podrían oxidarse rápidamente y algunas más lentamente,
debido a la heterogeneidad en el grado de encapsulación. Así mismo, Partanen et
al. (2008), estudiaron el efecto de la PAS en el control de la oxidación de aceite de
linaza a diferentes condiciones de actividad de agua (Aw) y humedad relativa,
demostrando que la oxidación del aceite de linaza se retrasó respecto al aceite
control (aceite sin encapsular) pero siguió el mismo patrón del aceite control con a
través del tiempo. Así también la tasa de oxidación del aceite de linaza en la
matriz se incrementó por la baja y alta humedad ambiental, aseverando que la
humedad tiene efecto sobre la oxidación del aceite debido a la reactividad de la
proteína.
Wagner y Warthesen (1995) quienes encapsularon aceite de naranja mencionan
que las MD con DE mayores (20, 25, 30) forman una matriz más densa y más
permeable al oxígeno, proporcionando una mayor vida útil para el aceite
encapsulado. Sin embargo, debido a la disminución de la temperatura de
transición vítrea, a medida que disminuye el peso molecular, el material tiene una
mayor higroscopicidad y puede formar un apelmazamiento que desestabiliza la
cápsula a medida que la pared colapsa. Por otro lado, Orlien et al. (2006) afirman
que la producción de hidroperóxidos en materiales vítreos está controlada por
diferentes factores que dependen de la temperatura. A bajas temperaturas (5°C),
la velocidad de reacción es lenta y a temperaturas altas (60°C) la velocidad de
reacción se acelera, provocando que la permeabilidad del oxígeno se convierta en
un factor determinante de la velocidad de formación de hidroperóxidos.
55
VIII. CONCLUSIONES
- La maltodextrina fue modificada con anhídrido octenil succínico (OSA) con
un grado de sustitución de 0.02 y porcentaje de grupos OSA de 2.5, valores
superiores a los reportados en almidones.
- La emulsión con la maltodextrina modificada con OSA (MDOSA) presentó
menor separación de fases, lo que indica mayor estabilidad.
- La adición de proteína de suero (PAS) a la MD mejoró la estabilidad de la
emulsión ya que se formaron gotas más pequeñas, pero la MDOSA no
mostró mejoría en la estabilidad de la emulsión al adicionarse con PAS, por
lo que se puede utilizar la MDOSA sin mezclar con la PAS para obtener una
emulsión estable con menor tamaño de las micelas.
- La eficiencia de la encapsulación del aceite de aguacate fue mayor en la
MD-PAS y MDOSA-PAS que solo con MDOSA.
- La estabilidad del aceite fue mejor en los encapsulados con MDOSA a las 8
semanas de almacenamiento que el encapsulado con MD-PAS y MDOSA-
PAS.
56
IX. PERSPECTIVAS
Estudios previos en la estabilidad de emulsiones, así como la encapsulacion de
una sustancia lipídica se han realizado en este trabajo. En base a esto, se sugiere
realizar más estudios de caracterización de emulsiones con las maltodextrinas
modificadas, así como evaluar el comportamiento de los sistemas encapsulados
respecto a la humedad relativa. También se sugiere probar el comportamiento de
la reacción OSA con maltodextrinas de diferentes DE, y evaluarlas en sistemas
encapsulados así como sus propiedades emulsionantes.
57
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