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Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 1
MANUAL DE PRÁCTICAS DE PATOLOGIA CLÍNICA
2013
Elaborador: Verónica Carvajal de la Fuente MVZ MSc.
D-RS-05-18-03
Manual de Prácticas de Patología Clínica
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Directorio Institucional
Rector
M.E.S. JOSE Ma. LEAL GUTIERREZ
Secretaria General
DRA. OLGA HERNANDEZ LIMON
Subsecretario Académico
ING. JOSE ANDRES SUAREZ FERNANDEZ
Subsecretario Administrativo
ING. MARCO ANTONIO DELGADO BARRIO
Directorio FMVZ
Director
DR. RIGOBERTO LOPEZ ZAVALA
Secretario Académico
MVZ SAID HERNANDEZ CONTRERAS
Secretario Administrativo
MVZ MIGUEL A. GUEVARA GUERRERO
D-RS-05-18-03
Manual de Prácticas de Patología Clínica
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INDICE
DIRECTORIO INSTITUCIONAL ............................................................................. 2
I N D I C E ............................................................................................................... 3
PRÁCTICAS DE PATOLOGÍA CLÍNICA. PRESENTACIÓN ................................. 4
COMPETENCIAS PROFESIONALES .................................................................... 5
NIVELES DE DESEMPEÑO ................................................................................... 6
PROGRAMA DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS ...................................................... 7
PRÁCTICAS GENERALES DE SEGURIDAD. REGLAMENTOS Y
PROCEDIMIENTOS GENERALES ........................................................................ 8
BIOSEGURIDAD .................................................................................................... 8
NORMAS BASICAS PARA PREVENIR ACCIDENTES EN EL LABORATORIO ... 8
REGLAMENTO DEL LABORATORIO DE PATOLOGÍA CLÍNICA . ................... 10
NORMAS OFICIALES MEXICANAS ESPECÍFICAS PARA LAS PRÁCTICAS. . 12
CRITERIOS DE DESEMPEÑO COMUNES A TODAS LAS PRÁCTICAS ........... 12
EVIDENCIAS PARA CADA CRITERIO DE DESEMPEÑO .................................. 13
BIBLIOGRAFÍA COMÚN A TODAS LAS PRÁCTICAS ....................................... 14
PRACTICA NO. 1 TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN DE SANGRE ..................... 15
PRACTICA NO. 2 EVALUACIÓN DE LOS GLÓBULOS ROJOS ..................... 22
PRACTICA NO. 3 EVALUACIÓN DE LOS GLÓBULOS BLÁNCOS ................ 33
PRÁCTICA NO. 4 TÉCNICAS DE OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA ...40
PRÁCTICA NO. 5 ESTUDIO GENERAL DE ORINA….. .................................... 46
PPRÁCTICA NO. 6 CITOLOGÍA DIAGNÓSTICA. PRIMERA PARTE. ............. 55
PRÁCTICA NO. 7 CITOLOGÍA DIAGNÓSTICA. SEGUNDA PARTE ............... 64
SISTEMA DE EVALUACIÓN. ............................................................................... 72
INSTRUCCIONES PARA LLENAR EL FORMATODE REPORTES DE PRACTICAS
.............................................................................................................................. 74
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Prácticas de Patología Clínica
Presentación
En la medicina veterinaria moderna, la disponibilidad de pruebas de laboratorio es tan importante como la historia y la exanimación física del animal. Los resultados normales y anormales del laboratorio proveen información objetiva ya que pueden proporcionar evidencias acerca de alteraciones fisiológicas que son productos de una enfermedad y además, poder realizar diagnósticos diferenciales, monitoreo del tratamiento y formular un pronóstico.
El Médico Veterinario Zootecnista en la práctica profesional de la clínica de los animales domésticos, necesita conocer las ventajas en el uso de la patología clínica, como herramienta en la que se requiere de métodos para precisar el diagnóstico y criterios necesarios para seleccionar e interpretar las pruebas más idóneas utilizadas en el laboratorio clínico y así emitir diagnósticos correctos y oportunos.
El siguiente manual te servirá de guía a ti, alumno de licenciatura de la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia, que cursas la materia de Patología Clínica, la cual forma parte del plan estudios de la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la UAT, para que puedas realizar experimentos prácticos necesarios para comprobar los conocimientos teóricos que se has visto en clase.
Las prácticas incluidas en este Manual te permitirá familiarizarte con los diferentes procedimientos utilizados en el laboratorio de análisis clínicos, así como la discusión clínica que te permitirá la solución de casos simulados propuestos para explicar la fisiopatología y la orientación diagnóstica con el fin de establecer pronósticos, y evaluación de enfermedades y de esta manera contribuirás al mejoramiento de la calidad de vida y una mejor producción animal.
En cada práctica se te presentan los objetivos y una breve introducción para facilitarte la comprensión de los mismos, después se te indican los materiales necesarios y procedimientos que realizarás en forma de instrucciones numeradas que se complementan con figuras y esquemas. También se incluyen preguntas en forma de cuestionarios que deberás resolver consultando los materiales bibliográficos sugeridos al final de este manual.
Competencias Profesionales
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Este manual de prácticas te familiarizará con las diferentes pruebas de laboratorio que se utilizan en el diagnóstico de enfermedades; te permitirá comprender los cambios fisiopatológicos de líquidos y células del organismo; obtener, preservar y enviar apropiadamente las muestras para análisis de laboratorio así como aprenderás a interpretar los resultados de laboratorio con el fin de realizar un diagnóstico más acertado.
Competencias Profesionales a las que contribuye, y su ubicación dentro del mapa curricular vigente.
Encontrarás la materia de Patología Clínica en el núcleo de formación disciplinaria en el quinto semestre de la carrera de Médico Veterinario Zootecnista como se describen el en siguiente mapa curricular.
PRIMER PERIODO SEGUNDO PERIODO TERCER PERIODO CUARTO PERIODO QUINTO PERIODO
BIOQUÍMICA I M.CA12.020.06-06
FISIOLOGÍA CELULAR M.CA12.037.05-05
EMBRIOLOGÍA E HISTOLOGÍA VETERINARIA I M.CA12.018.07-07
ANATOMÍA DESCRIPTIVA I M.CA12.016.07-07
MATEMÁTICAS BÁSICAS M.EN07-080.04-04
INGLÉS INICIAL MEDIO M.EH47.033.04-04
INTRO. A LAS TECNOLOGÍAS DE LA INFORMACIÓN M.IT18.259.02-02MEDIO AMBIENTE Y DESARROLLO SUSTENTABLE M.EN02.083.03-03
BIOQUÍMICA II M.CA12.021.06-06
FISIOLOGÍA VETERINARIA M.CA12.011.06-06
EMBRIOLOGÍA E HISTOLOGÍA VETERINARIA II M.CA12.019.06-06
ANATOMÍA DESCRIPTIVA II M.CA12.017.06-06
DESARROLLO DE HABILIDADES PARA APRENDER M.EH43.008.04-04
INGLÉS INICIAL AVANZADO M.EH47.034.04-04
INFORMÁTICA M.SA41.254.04-04
REDACCIÓN AVANZADA M.EH43.044.04-04
PATOLOGÍA I M.CS32.153.09-09
BACTERIOLOGÍA I M.CS32.191.09-09
PARASITOLOGÍA I M.EN02.101.09-09
INMUNOLOGÍA M.CA12.027.07-07
INTRO AL PENSAMIENTO CIENT. M.EH44.014.03-03
TAMAULIPAS Y LOS RETOS DEL DESARROLLO M.SA50.051.03-03
CULTURA Y GLOBALIZACIÓN M.EH43.106.02-02
PATOLOGÍA II M.CS32.080.08-08
BACTERIOLOGÍA II M.CS32.136.08-08
PARASITOLOGÍA II M.EN02.102.08-08
VIROLOGÍA M.CS32.110.06-06
DIAGNÓSTICO CLÍNICO EN MEDICINA VETERINARIA I M.CA12.008.09-09
MEDICINA PREVENTIVA I M.CS32.063.06-06
BIOESTADÍSTICA M.EN07.008.04-04
NORMATIVIDAD Y REGULACIÓN SANITARIA M.CS30.026.05-05
MEDICINA PREVENTIVA II M.CS32.064.06-06
PATOLOGÍA CLÍNICA M.CA12.035.09-09
FARMACOLOGÍA M.CS31.010.09-09
DIAGNÓSTICO CLÍNICO EN MEDICINA VETERINARIA II M.CA12.009.07-07
NUTRICIÓN I M.CA14.048.08-08
OPTATIVA I OP1.5190.05-05
SEXTO PERIODO SEPTIMO PERIODO OCTAVO PERIODO NOVENO PERIODO DECIMO PERIODO
INOCUIDAD Y CALIDAD DE LOS ALIMENTOS M.CA11.123.05-05
GENÉTICA M.EN02.059.04-04
FARMACOLOGÍA Y TOXICOLOGÍA M.CS31.012.09-09
CLÍNICA DE BOVINOS M.CA12.004.07-07
OPTATIVA II OP2.5190.04-04
TÉCNICA QUIRÚRGICA I M.CA12.032.08-08
NUTRICIÓN II M.CA14.049.08-08MANEJO DE RECURSOSNATURALES
METODOLOGIA DE LA INVESTIGACION M.EH51.026.04-04
REPRODUCCIÓN I M.CA14.039.09-09
CLÍNICA Y ZOOTECNIA DE PEQUEÑAS ESPECIES M.CA12.007.07-07
ZOOTECNIA DE AVES M.CA14.044.07-07
ZOOTECNIA DE CERDOS M.CA14.045.07-07
OPTATIVA III OP3.5190.04-04
PRODUCCIÓN DE FORRAJES M.CA14.036.06-06
REPRODUCCIÓN II M.CA14.040.09-09
TERAPÉUTICA QUIRÚRGICA M.CA12.034.07-07
CLINICA DE AVES M.CA12.003.08-08
CLINICA DE CERDOS M.CA12.005.08-08
MUESTREO Y DISEÑO EXPERIMENTAL M.EN07.103.04-04
SERVICIO SOCIAL M.SS.004.482-10
OPTATIVA IV OP4.5190.08-08
FUND. Y APLICACIÓN DE LA ADMIN. AGROPECUARIA M.SA35.364.06-06
BOVINOS PRODUCTORES DE CARNE M.CA14.020.09-09
BOVINOS PRODUCTORES DE LECHE M.CA14.021.09-09
CLÍNICA Y ZOOTECNIA DE EQUINOS M.CA14.022.07-07
CLÍ Y ZOOTA DE OVI Y CAPRi M.CA12.006.07-07
PROFESIÓN Y VALORES M.EH44.023.02-02
ADMINISTRACION Y ECONOMIA AGROPECUARIA M.SA35.367.06-06
INDUSTRIALIZACIÓN DE LA CARNE Y LECHE M.SA35.570.07-07
OPTATIVA VI OP6.5190.06-06
INTERNADO (PRÁCTICAS PREPROFESIONALES) M.CA12.013.15-15
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M.CA14.050.05-05 TÉCNICA QUIRÚRGICA II M.CA12.033.08-08
ACUACULTURA DE PECES Y CRUSTACEOS M.CA14.016.06-06SEMINARIO DE TESISM.EH51.098.04-04OPTATIVA VOP5.5190.04-04
Niveles de Desempeño
Al concluir el semestre, éste manual de prácticas te permitirá obtener un nivel de desempeño 3, ya que serás capaz de tomar decisiones en cuanto a elegir el estudio más idóneo o tipo de muestras que necesita un paciente, así como interpretarlas con el fin de llegar a un diagnóstico y proporcionar un tratamiento adecuado.
Nivel 1.- Se realizan funciones rutinarias de baja complejidad. Se reciben
instrucciones. Se requiere baja autonomía.
Nivel 2.- Se realizan un conjunto significativo de actividades de trabajo, variadas y
aplicadas en diversos contextos. Algunas actividades son complejas y no
rutinarias. Presenta un bajo grado de responsabilidad y autonomía en las
decisiones. A menudo requiere colaboración con otros y trabajo en equipo.
Nivel 3.- Se requiere un importante nivel de toma de decisiones. Tiene bajo su
responsabilidad recurso materiales con los que opera su área. Así como
control de recursos financieros para adquisición de insumos, ó
responsabilidades comparables.
Nivel 4.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que
se tiene que mostrar creatividad y recursos para conciliar intereses. Se debe
tener habilidad para motivar y dirigir grupos de trabajo.
Nivel 5.- Se desarrollan un conjunto de actividades de naturaleza diversa, en las que
se tiene que mostrar un alto nivel de creatividad, así como buscar y lograr la
cooperación entre grupos e individuos que participan en la implantación de la
solución a un problema de magnitud institucional.
PROGRAMA DEL SISTEMA DE PRÁCTICAS
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Pat
olo
gía
Clín
ica
Vet
erin
aria
Sesión Nombre de la práctica Objetivo
de la práctica
Ámbito de desarrollo
Programación Nivel de desempe
ño Sem Duración
1 Técnicas de Extracción de Sangre Laboratorio de
Análisis Clínicos 1 3 h 2
2 Evaluación de los Glóbulos Rojos
Laboratorio de Análisis Clínicos
2 3 h 3
3 Evaluación de la Glóbulos Blancos Laboratorio de Análisis Clínicos
4 3h 3
4 Técnicas de obtención de Muestras de Orina
Laboratorio de Análisis Clínicos
6 3h 2
5 Estudio General de Orina
Laboratorio de Análisis Clínicos
8 3h 3
Técnicas de obtención de Muestras citológicas
Laboratorio de Análisis Clínicos
9 3h 2
6 Evaluación de las muestras citológicas Laboratorio de Análisis Clínicos
10 3h 3
PRÁCTICAS GENERALES DE SEGURIDAD. REGLAMENTOS Y PROCEDIMIENTOS GENERALES
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BIOSEGURIDAD
El trabajo que se realiza en los laboratorios siempre implica riesgos especiales de contagio de enfermedades infecciosas para el personal que labora en ellos. Es por ello que cada laboratorio debe implementar medidas de bioseguridad correspondientes a la peligrosidad de los agentes que maneja, y tener un control estricto para que estas medidas se lleven a cabo. La observancia de sus lineamientos repercute en la calidad de los resultados del laboratorio.
NORMAS BASICAS PARA PREVENIR ACCIDENTES EN EL LABORATORIO
a) No debes comer, beber, almacenar alimentos, correr, fumar, o manipular lentesde contacto en el laboratorio.
b) El área de trabajo debes limpiarla y ordenarla. No debes colocarse libros,abrigos o bolsas sobre las mesadas de trabajo.
c) Todos los reactivos deberán estar debidamente etiquetados y almacenados enforma segura.
d) Deberás usar vestimenta adecuada: manga larga que cubra la ropa de calle,preferentemente de algodón, así como guantes apropiados acorde a losriesgos y los reactivos que se manipulen.
e) No debes pipetear con la boca. Para tal fin podrás utilizar pipetas de vidrio oplástico con propipetas o pipetas automáticas.
f) Deberás familiarizado con los elementos de seguridad disponibles, salidas,extintores, duchas, lavaojos.
g) Toda herida, aún los pequeños cortes, que se produzca durante un trabajopráctico deberás informar obligatoriamente al docente.
h) Los docentes involucrados en los Trabajos Prácticos de materias que utilicenproductos químicos deben conocer sus posibles efectos sobre la salud y laforma de disminuir su incidencia nociva.
i) Cuando el trabajo práctico involucre gases, vapores, humos o partículas sólopodrá realizarse en laboratorios que dispongan de campanas.
j) El personal docente debe conocer el nivel de riesgo que implica la
manipulación de microorganismos, cultivos celulares, animales, muestras de
fluidos o tejidos, etc. y sus protocolos de trabajo
k) Deberás lavarte las manos después de manipular agentes infecciosos y noinfecciosos, animales, material contaminado, y cuando abandones ellaboratorio.
l) e).-Mantendrás la superficie de trabajo descontaminada, para lo cual usarás unpapel absorbente esponja o gasa humedecida con un desinfectante al iniciar yfinalizar cada práctica.
m) Todo residuo contaminado líquido y sólido deberás desinfectarlo medianteesterilización (autoclave) antes de ser desechado.
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n) Antes de utilizar un compuesto deberás fijarte en la etiqueta para asegurarte deque es el que se necesitas y de los posibles riesgos de su manipulación.
o) Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deberás mantenerlosalejados de las llamas de los mecheros. Si hay que calentar tubos de ensayocon estos productos, lo harás al baño María, nunca directamente a la llama.
p) Si manejas mecheros de gas se debes tener mucho cuidado de cerrar las llavesde paso al apagar la llama.
q) Cuando manejes productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.) deberás hacerlocon cuidado para evitar te salpique el cuerpo o la vestimenta.
EN CASO DE EMERGENCIA DEBERÁS RECURRIR AL RESPONSABLE DEL AREA.
REGLAMENTO DEL LABORATORIO DE PATOLOGIA CLÍNICA
La asistencia a las prácticas es obligatoria y se exige puntualidad. El estudiante
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que por causa injustificada llegue tarde, perderá el derecho a realizar la práctica correspondiente.
Para la entrada al laboratorio es obligatorio el uso de una bata que cubra hastalas rodillas y de mangas largas, la cual debe estar en buenas condiciones depreservación y permanecer debidamente abotonada.
Para poder ser admitido en el laboratorio es indispensable que el alumno traigael manual del laboratorio.
Está prohibido fumar, comer o beber dentro del laboratorio.
No realice experimentos que no hayan sido autorizados.No está permitido introducir ningún tipo de objeto en los recipientes de losreactivos de uso común del laboratorio.
Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como lupas ymicroscopios, deben manejarse con cuidado evitando los golpes o el forzar susmecanismos.
Los cubreobjetos y portaobjetos deben cogerse por los bordes para evitar que
se engrasen.
Las porciones de reactivos a utilizar deben verterse en un recipiente adecuado,
debidamente rotulado y tomar de allí la cantidad requerida. Los sobrantes
nunca deben retornarse al frasco original.
Los estudiantes trabajarán independientemente en el laboratorio salvo que elprofesor indique lo contrario.
A cada estudiante se le asignará material de trabajo sobre el cual es el únicoresponsable.
Una vez recibido su material, revisarán que esté en buenas condiciones, encaso contrario, avisarán a su profesor(a) de inmediato para que les seareemplazado. De no hacerlo, el alumno o el equipo de trabajo será responsablede dicho material y deberá reponerlo en un plazo de una semana, de locontrario no se le permitirá el acceso al laboratorio y/o taller.
El estudiante debe mantener su puesto ordenado y dejarlo limpio al concluir eltrabajo.
Las conversaciones dentro del laboratorio deben mantenerse en un tono de vozadecuado. No distraiga su atención del trabajo que está realizando.
No están permitidas las visitas dentro del laboratorio. Todo estudiante querequiera ausentarse del laboratorio debe notificarlo al profesor.
El comportamiento del alumno dentro del laboratorio debe ajustarse a su
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condición universitaria. El trato y las relaciones entre Profesores, Técnicos, y el estudiantado, deben mantenerse en el más alto grado de respeto a fin de garantizar un clima de armonía y colaboración necesario para lograr los objetivos del curso.
Cualquier infracción al reglamento será sancionada en la calificación de lapráctica.
NORMAS OFICIALES MEXICANAS ESPECÍFICAS PARA LASPRÁCTICAS.
Norma Oficial
Nombre Justificación Cita
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NOM-087-ECOL-1995
Establece los requisitos para la clasificación, separación, embasado, almacenamiento, selección, transporte, tratamiento y disposición final de los residuos peligrosos, biológicos infecciosos que se generan en establecimientos que presentan atención médica tanto en laboratorios de producción, clínicas de enseñanza e investigación en humanos como veterinarias.
En el Centro de trabajo y práctica se identifican, envasan, recolectan, almacenan, dan tratamiento y hay transporte interno y externo vigilado de este tipo de Residuos.
http://www.economia-noms.gob.mx/
NOM-01
0-STPS-1999
Condiciones de seguridad e higiene en los centros de trabajo donde se manejen, transporten, procesen o almacenen sustancias químicas capaces de generar contaminación en el medio ambiente laboral.
Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos biológicos al medio ambiente
http://www.economia-noms.gob.mx/
NOM-01
2-ZOO-
1993
Especificaciones para la regulación de productos químicos, farmacéuticos, biológicos y alimenticios para uso en animales o consumo por éstos.
Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos químicos como formaldehido diferentes ácidos y álcalis
http://www.economia-noms.gob.mx/
NOM-002-SEMAR-NAT-
1996
Que establece los límites máximos permisibles de contaminantes en las descargas de aguas residuales a los sistemas de alcantarillado.
Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos químicos como formaldehido diferentes ácidos y álcalis
http://www.economia-noms.gob.mx/
NOM-063-
ZOO-1999
Especificaciones que deben cumplir los biológicos empleados en la prevención y control de enfermedades que afectan a los animales domésticos.
Durante la realización de la práctica puede haber emisión de residuos biológicos al medio ambiente
http://www.economia-noms.gob.mx/
CRITERIOS DE DESEMPEÑO COMUNES A TODAS LAS PRÁCTICAS
Cuando: (criterios de desempeño)
Antes
Antes de realizar una práctica, debes leer detenidamente para adquirir una idea clara de su objetivo, fundamento y técnica.
Deberás llegar puntual al laboratorio de lo contrario no tendrás derecho a realizar la práctica.
Te presentarás con el material adecuado y tu bata en perfectas condiciones para la realización de la práctica.
Se te facilitará, por el técnico auxiliar, el material necesario para la práctica.
Durante
Durante la prácticas se te checará que cumplas con los procedimientos de cada práctica, la participación del equipo, el comportamiento y respeto hacia los animales así como el respeto a tus compañeros y maestros
Después Al terminar cada práctica procederás a limpiar cuidadosamente el
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material que se ha utilizado.
Realizarás y entregarás un reporte individual sobre las observaciones que surgieron durante la práctica, así como contestarás correctamente la serie de preguntas que aparecen al final de cada práctica
Entregarás las prácticas revisadas uno a dos días después de haber realizado la práctica
Ítem Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica donde incluyas las observaciones y las respuestas del cuestionario.
1 día después de haber realizado la práctica.
EVIDENCIAS PARA CADA CRITERIO DE DESEMPEÑO Criterio de desempeño Evidencia propuesta (descripción)
Te informarás de las instrucciones y los procedimientos a realizar durante la práctica.
Estarás familiarizado con los procedimientos de la práctica.
Serás puntual al iniciar la práctica al laboratorio.
Estarás en tu lugar de trabajo cuando el facilitador inicie la práctica.
Levarás la vestimenta y el material requerido por la realización de la práctica.
Vestirás tu bata de laboratorio y tendrás tu material de trabajo sobre la mesa.
Limpiarás tu mesa de trabajo al finalizar tu práctica
Tu área de trabajo estará limpia al terminar la práctica (el técnico checará que todo quede en orden)
Dispondrás de los desechos en los lugares indicados por el instructor
Se les proporcionará recipientes de basura para los desechos que se generen durante la práctica. En caso de manejar muestras peligrosas se le indicará que hacer en esa práctica.
Entregarás un reporte con las observaciones y las respuestas de los cuestionarios de cada práctica.
Reporte por escrito de la práctica.
Presentarás todas tus prácticas calificadas al finalizar el curso
Entregarás el portafolio de evidencias con todas tus prácticas calificadas.
BIBLIOGRAFÍA COMÚN A TODAS LAS PRÁCTICAS
Benjamin, M: Manual de Patología Clínica en Veterinaria. Limusa. México, 1991.
Bush BM. Interpretation of Laboratory Results for Small Animal Clinicians. Blackwell Scientific, Philadelphia. 2000.
Manual de Prácticas de Patología Clínica 10 de Febrero de 2009
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 14
Coles, E. H: Diagnóstico y Patología en Veterinaria. Interamericana McGraw-Hill. 4a edición. México, 1989.
Duncan JR et al. Veterinary Laboratory Medicine. Clinical pathology. Iowa State University Press, Ames. 2003.
Jain NC. Essentials of Veterinary Hematology. Lea & Febiger. Philadelphia, 2000.
Feldman BV et al. Schalm’s Veterinary Hematology. 5th ed. Lippincott, Williams and Wilkins. Philadelphia. 2000.
Todd, S.: Clinical Diagnosis and Management by Laboratory Methods. W. B. Saunders. 18th ed. Philadelphia, 1991.
Wintrobe, M.; Lee, G.R.; Boggs, D.R. and Birtholl, T.C.: Clinical Hematology. Lea and Febinger. 11th ed. Philadelphia, 1993
Kaneko, J.J. : Clinical Biochemistry of Domestic Animals. Academic Press, 3rd ed. London, 1989. Harvey JW. Atlas of Veterinary Hematology. WB Saunders. Philadelphia, 2001.
Kerry MG. Veterinary Laboratory Medicine. 2nd ed. Blackwell Science. Boston. 2002.
Meyer DJ, Harvey JW. Veterinary Laboratory Medicine. Interpretation & Diagnosis. 2nd ed. WB Saunders, Philadelphia, 2001.
PRACTICA No.1
TÉCNICAS DE EXTRACCIÓN DE SANGRE
Manual de Prácticas de Patología Clínica
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Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
VZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente.
Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción:
La práctica clínica del médico vetrinario incluye la obtención de muestras de
sangre y su adecuado manejo y envío al laboratorio. Este debe ser capaz de aplicar
técnicas muy precisas para que el material que remita al laboratorio esté en perfectas
condiciones para ser procesado, y a partir de ello, obtener resultados confiables que
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sirvan para estblecer un diagnóstico. En la práctica veterinaria los exámenes
hematológicos se realizan generalmente en sangre venosa. La punción venosa,
mediante aguja y jeringa, se lleva a cabo en cualquiera de las venas superficiales
prominentes. En esta práctica se puncionará los sitios más comúnmente utilizados
para obtener muestras de sangre en las diferentes especies domésticas.
Objetivos:
Ubicarás los sitios de donde se puede extraer sangre en animales domésticos pararealizar la toma de una muestra, utilizando el equipo y material adecuado, deacuerdo al sitio de extracción.
Te Familiarizarás con las condiciones necesarias para su envio al laboratorio.
Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado al animal, así como, se tomarán las medidas adecuadas para tener el más mínimo riesgo de dañarse o dañar a los animales cuando se extraiga la muestra de sangre.
Discutirás con cuales son las condiciones más adecuadas para enviar muestras de sangre al laboratorio
Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica. Un día después de la práctica.
Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Golpe o mordedura del animal
Usando bozal Informar al Profesor. Lavar con agua y jabón el área afectada
Pincharse con aguja o tener contacto con fluidos corporales (sangre) contaminados.
uso de bata, guantes (su uso se recomienda cuando se trate de sangre, materiales o animales que puedan tener algún agentes infecciosos.
se deben usar desinfectantes;; si se existe riesgo de microorganismos peligrosos se debe utilizar de bioseguridad.
Contaminar a otros animales o personas después de extraer sangre procedente de animales con problemas infecciosos
no se debe salir con ropa de trabajo
Ser evaluado por un médico veterinario en caso de un animal o Doctor en caso de una persona.
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Cuadro de disposición de desechos
Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor
Biológicos (Sangre, jeringas etc.)
Debe haber contenedores para
material bio-peligroso, e incineradores para
desechos contaminados
Bolsas para desechos biológicos. Incineradores
Material:
Guantes desechables Adaptador para extracción por vacío tipo Vacutainer® Jeringas (22x32) Tubos de vacío con anticoagulante EDTA(tapón morado) y sin anticoagulante(tapón
rojo) Torundas de algodón /Gasas estériles Alcohol de 70º Rasuradora Laminillas Etiquetas identificativas Gradilla Torniquete bozal
Procedimiento:
A) Vena Cefálica: el sitio que se usa con mayor frecuencia para la extracción de pequeñas
cantidades de sangre en el perro.
a) Se sujeta al animal en posición cómoda con el brazo libre al rededor del cuello (Fig1).
b) El brazo aydante sostiene el miembro anterior arriba del codo y sujeta la vena con eldedo pulgar (Fig 2)
c) El miembro se sostiene profundamente y la mano gira hacia afuera hasta que lavena se halla en línea recta a lo largo de la parte superior del miembro (Fig 3)
d) La presona que extraerá la muestra coge el antebrazo del animal y lo estira, su tirónes resistido por el ayudante que lo atrae en dirección audal. Esta tracción ycontracción es una parte importante de la sujeción y ayuda a inmoovilizar la vena.
e) El dedo pulgar de la persona a extraer la sangre descansa sobre el lado externo dela vena y ayuda a inmovilizarla. Después de limpiar el área con alcohol y partir elpelo sobre la vena, se hace la incerción en el centro del antebrazo utilizando unaaguja calibre 20 de una pulgada, con el bisel hacia arriba y con la jeringa y la agujadescansando paralelas a la vena. (Fig 4).
f) Una vez que se observa sangre en el cubo de la aguja se procede a extraer lasangre.
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B) Vena Yugular: El sitio que se usa más frecuentemente en el caballo, bovino, ovinos,cabras
y grandes mamíferos salvajes, en ocaciones se usa en perros, gatos, conejos, ratas,hámsters,
conejillos de indias.
a) Se recomienda para perros muy pequeños o cuando se necesitan grandescantidades de sangre. Con el perro sentado, un ayudante detiene la mandíbulainferior con una mano y le voltea la cabeza hacia arriba y ligeramente de lado. Eloperador coloca el pulgar de la mano izquierda en el surco yugular para ocluir yanclar la vena yugular, mientras manipula la jeringa y la aguja con la mano derecha.
b) En el caso de cachorritos puede ser más conveniente sostener al animal debajo delbrazo derecho del ayudante sujetando los miembros anteriores con la manoderecha.
c) Se recomienda limpiar el sitio donde se va a tomar la muestra, sobre todo enanimales de pelo largo. Las venas se localizan más fácilmente cuando se fricciona elsitio de la punción con alcohol.
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C) Vena Safena:
a) Se sujeta el animal en posición cómoda en decúbito ventral con el miembro extendido,o de cuúbito lateral con todos los miembros extendidos.
b) Agarre el tarso y metatarso con la mano izquierda e inmovilice la vena colocando elpulgar a lo largo de ella. Haga la inserción en el punto alto donde la vena cruza la tibiae itroduzca la aguja tan adentro de la vena como las circunsatancias lo permitan.
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CONSIDERACIONES GENERALES PARA ENVIAR MUESTRAS
Nunca olvidar que las muestras que se envían a un laboratorio de diagnóstico sonpotencialmente patógenas.
Las muestras deben ser lo más frescas posible.
Deben estar identificadas y rotuladas.
Información acerca del remitente, historia clínica, diagnóstico presuntivo.
Indicar con claridad la determinación exacta que requiere.
Si se utiliza el servicio de paquetería las muestras deben tener protecciones dobles comobolsas de plástico, cajas de cartón, unicel, o recipientes de vidrio, amortiguados con papelo aserrín que resistan y sellar las tapas y cajas con cinta adhesiva para aislarlas. Se debenevitar empaques defectuosos y tapas flojas.
Es necesario la refrigeración para evitar la descomposición de las muestras y conservar laviabilidad de organismos. Los materiales para aislamiento de virus de preferencia debenestar congelados.
Los paquetes deberán especificar las condiciones de transporte como “materialperecedero”, “material congelado”, “entrega inmediata”, “material biológico” o cualquierexplicación adecuada
Si se sospecha que la muestra es infecciosa para el hombre, deberá etiquetarseapropiadamente por fuera del paquete, ya sellado, y colocar correctamente a la vista, elnombre del remitente y del destinatario y además la leyenda
PELIGRO, MATERIAL INFECCIOSO DE FACIL DESCOMPOSICION
No es recomendable enviar las muestras en horas y días inhábiles.
Identificación de las muestras:
Los especímenes deberán traer consigo una historia clínica con el mayor número de
datos disponibles sobre el caso y el animal tales como:
a) fecha y hora en que se tomo la muestra y fecha de envío al laboratoriob) tipo de conservación usada para las muestrasc) nombre del propietariod) domicilio, delegación o municipioe) especief) razag) edadh) sexoi) vacunas previasj) duración del problemak) número de animales afectadosl) lista de todos los signos cínicos observados (decaimiento, anorexia, diarrea,
vómito, parálisis etc.)m) hallazgos en la necropsian) tratamientos recibidos
Medidas de bioseguridad.
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En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitosimpermeables antes de empezar a trabajar.
Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen
Se recomienda lavado de manos después de cada práctica
No comer, beber o fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el
cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se te evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:
1. Investigue cuales son los tipos de anticoagulante más utilizados y el tipo deanálisis que se realiza con cada uno de estos
2. Qué es una muestra hemolizada y cuáles son sus principales causas3. De qué manera se afectan la lectura de hemoglobina cuando la muestra de
sangre está ictérica o lipémica.4. Cuál es la diferencia entre plasma y suero. Explica cómo se obtiene cada uno.
*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final de
este manual de prácticas.
PRACTICA No. 2
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EVALUACIÓN DE LOS GLOBULOS ROJOS
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
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Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción:
La evaluación de los glóbulos rojos o eritrocitos se lleva a cabo a través de
una biometría hemática o hemograma. Este es un examen que analiza las variaciones
cuantitativas y morfológicas de los elementos constituyentes de la sangre, y aporta
datos clínicos para auxiliar al médico en la formulación de un posible diagnóstico. Con
una pequeña muestra de sangre obtenida por punción venosa o arterial, y colocada en
anticoagulante específico (EDTA), se pueden obtener los siguientes parámetros con
el hemograma: La serie roja o eritrocitaria, constituida por los glóbulos rojos o
hematíes. Dentro de esta serie, son evaluados la cantidad de hematíes (y su forma)
y la concentración de hemoglobina. El hematocrito, es el porcentaje de la masa del
eritrocito con relación al volumen sanguíneo. Con esos datos, se calculan los índices
hematimétricos.
Objetivos:
Realizarás la técnica manual para el conteo de globulos rojos, y microhematocrito Identificarás la morfologia eritrocítica normal en los animales domésticos yprincipales alteraciones en su morfología.
Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado y de acuerdo a las instrucciones del profesor todas las muestras de sangre.
Aprenderás a confeccionar y teñir frotis sanguíneos y evaluarás cualquier cambio morfológico observado microscópicamente.
Registrarás cualquier alteración observada en el plasma del microhematocrito
Discutirás en equipo y en grupo las observaciones obtenidas.
Ítem Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica. 2 días después de la práctica.
Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Contaminación con muestras de sangre
Uso de guantes y bata, cubrir cualquier herida que se tenga
Informar al facilitador. Lavar con agua y jabón el área afectada
Ingerir sangre o Seguir las instrucciones Enjuagarse perfectamente con
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diluyente para el conteo de glóbulos rojos durante el pipeteo
correctamente, usar la manguera adecuado cuando se pipetee.
agua e informar al facilitador
Cortadura por laminillas rotas o tubos capilares.
Manejar con cuidado todo el material de vidrio
Lavar herida con agua y jabón. Informar al facilitador. Aplicar desinfectante y cubrir herida.
Cuadro de disposición de desechos
Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor
Biológicos (Sangre, jeringas etc.)
Debe haber contenedores para
material bio-peligroso, e incineradores para
desechos contaminados
Bolsas para desechos biológicos. Incineradores
Materiales:
5 ml de sangre fresca con anticoagulante con EDTA
Portaobjetos
Tinción de Wright
Gasas
Algodón
Tubos para microhematocrito
Critoseal
Microcentrifuga
Lector de Microhematocrito
Microscópio
Aceite de inmersión
Alcohol de 96º
Agua destilada
Solución para glóbulos rojos (Solo. De Gower)
Pipetas de Thoma
Cámara de Newbauer
Calculadora
I. Determinación del Hematocrito
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A. Método del microhematocritoa. Se utilizan tubos capilares lisos y se llenan aproximadamente a
un centímetro del borde.b. Se seca la sangre que queda fuera del tubo cuando todavía está
húmedo. Se sella el extremo con un plástico especial.c. Colocar los tubos en una microcentrífuga y centrifugarlos por 5
minutos a 10,000 rpm.d. Se retiran los tubos y se lee el porcentaje del hematocrito en
cualquiera de los diferentes lectores para tubo de hematocrito.e. Cuando se usa un cuadro lineal o lectura gráfica, se necesita
colocar el tubo del hematocrito en la escala con el menisco delplasma en la línea superior.
f. Se desliza el tubo hasta el fondo de la capa de eritrocitos quecorresponda con la línea cero.
g. La línea que intercepta la parte superior de la capa de eritrocitosse sigue hasta el punto donde puede leerse en la escala al final dela línea.
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II. Cuenta eritrocítica
A. Llenado de la pipeta.1. Se usa sangre con anticoagulante
a. La sangre deberá mezclarse con cuidado, invirtiendo el tubo por lomenos 20 veces. No agitar vigorosamente.
b. Se coloca una pieza de caucho a una pipeta para dilución de eritrocitosde Thoma, que se identifica por la marca 101 por encima del bulbo, seextrae la sangre exacta hasta llagar a la marca de 0.5, usando succiónsuave en la pieza de boca. (Fig 1)
Pipetas utilizadas para conteo de glóbulos rojos y blancos.
c. Cando se extrae sangre de más que sobrepasa ligeramente la línea, sedebe expeler el exceso por medio de pequeños golpes sobre la punta dela pipeta con el dedo.
d. La sangre que queda en la punta de la pipeta deberá secarsee. Insertar la pipeta en la solución de Gower y llenar la pipeta con esta
solución hasta llegar a la marca de 101 por encima del bulbo.f. La sangre de diluye al 1:200g. Se pone la pipeta en posición horizontal y se tapa la punta con un dedo
antes de retirar la pieza de caucho. La pipeta debe agitarse por lo menos2-3 minutos en un agitador mecánico
B. Llenado de la cámara.a. Para esto se necesita una cámara graduada o hemocitómetro y un
cubreobjetos especial que deberán limpiase cuidadosamente, quitando lapelusa y la grasa.
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b. Se coloca el cubreobjetos especial con los extremos más largos paraleloslos a los bordes de la cámara contadora.
c. Se descarta por lo menos una tercera parte. Con esto se elimina el líquidode la porción capilar de la pipeta que no se ha mezclado con la sangre.
d. Con el índice sobre el extremo superior de la pipeta, se toca con la punta elespacio que se encuentra entre la cámara contadora y el cubreobjetos. Ellíquido llenará el espacio por capilaridad, cuando el líquido ha fluido las trescuartas partes de la pipeta, se saca ésta pues ya habrá quedado suficientelíquido para llenar el espacio.
e. Se esperan 3 minutos para que las células sedimenten, deberá evitarse laevaporación para no introducir un grave error.
f. Con el objetivo de poco aumento (10X) cerca del foso central, se localiza elcuadro central de los nueve cuadros grandes. Con el objetivo de gran poder(45X) se cuentan todos los eritrocitos en 5 de los 25 cuadros pequeños delárea central. Cada uno de los 5 cuadros pequeños se divide en 16 cuadrosmás pequeños. Se cuenta en un total de 80 cuadros pequeños.
g. Se cuentan las células empezando las células empezando a la izquierda dela fila superior de los cuatro cuadros pequeños, luego de derecha aizquierda en la siguiente fila y así sucesivamente.
h. Hay que evitar la duplicación al contar las células que tocan las líneas
C. Cálculo de eritrocitos La suma de las células en los 5 cuadros pequeños se multiplican X 10,000 =
ertirocitos totales /microlitro
III. Determinación de Hemoglobina (Hb). La concentración de hemoglobina
sirve para medir la capacidad de trasporte de oxigeno por los eritrocitos. La
mayoría de los métodos usados para entre 3 para obtener la hemoglobina (o
sea 15 gr/dl de Hb)
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Volumen Globular Medio (VGM). El VGM es una expresión, en términos absolutos,
del volumen promedio de los eritrocitos. Se obtiene de la siguiente manera:
VGM = HCT (10) / No. eritrocitos.
La unidad para reportar VGM = femtolitros (10-15L)
Ejemplo:
Hct = 14.4 Globulos rojos = 1.87 x 1012
VGM = 14.4 (10) / 1.87 x 1012 = 77.0 Fl
Interpretación:
VGM - implica macrocitosis
VGM - implica microcitosis
Concentración de hemoglobina globular media (CHGM) Es la concentracion de
hemoglobina del eritrocito; este parámetro es exacto ya que no requiere de la cuenta
de GR para calcularse:
Hemoglobina (g/dl) X 100
CHGM =
Hematocrito
Ejemplo:
Hb = 14.4
Hct = 42
14.4 g/dl X 100
CHGM = = 34.2 gr/dl
42
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EVALUACIÓN CUALITATIVA DE LOS ERITROCITOS
PREPARACION OBSERVACION DEL FROTIS SANGUINEO
A.- Método de extensión.
a. Se colocar una pequeña gota en uno de los extremos delportaobjetos, el cual debe estar en una superficie plana y sólida.
b. Se coloca el extremo de un segundo portaobjetos para extendercontra la superficie del primero, sosteniéndolo a un ángulo de 45grados aproximadamente.
c. El portaobjetos se desliza suavemente para extender la gota desangre, cuando este se haya extendido sobre aproximadamente dostercios del ancho del portaobjetos, se mueve hacia adelante conmovimiento firme y uniforme. La sangre correrá formando unapelícula uniforme.
d. La preparación se seca rápidamente ondeándola en el aire. Ladesecación se facilita con movimiento en forma de abanico, nuncasoplando o por calor. La rápida desecación evita la deformación delos glóbulos sanguíneos.
e. La tinción debe hacerse antes de una hora. Si la laminilla no puedeteñirse en ese lapso deberá preservarse por medio de la fijación enalcohol metílico absoluto.
TINCIÓN DEL FROTIS SANGUINEO
A.- Método de tinción.
a. El frotis de sangre seca se cubre completamente con el colorante de Wright(2ml) y se deja reposar por 1 a 3 minutos.
b. Se agrega igual cantidad de agua destilada amortiguada la cual sedistribuye sobre todo el frotis, teniendo cuidado de que la solución no secorra sobre los bordes.
c. Se deja reposar la mezcla 8 minutos después de este tiempo debe apareceruna espuma metálica color verde.
d. Enjuagar con agua destilada.e. Se coloca la laminilla en posición vertical y se deja secar.f. Observar al microscopio con aceite de inmersión a 100x.
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B. EXAMEN DEL FROTIS
a. El frotis sanguíneo se observa de pocoaumento para ver la distribución de lascélulas y seleccionar la porción delfrotis que este cerca del extremo másdelgado donde los eritrocitos no sesobreponen. Se cambia al objetivo deinmersión en aceite para el resto delexamen.
b. A los eritrocitos se les estudia.
Tamaño. Variación (anisocitosis), normociticos, macrociticos omicrociticos.
Forma variación (Poiquilocitosis) células blanco, esferocitos,acantocitos.
Color: normocrómicos, hipercrómicos, hipocrómicos.
Estados anormales: Policromacia, reticulocitos, eritrocitos nucleados,cuerpos de Howell-Jolly, punteado basófilo, parásitos etc.
Formas anormales comúnmente encontradas en los eritrocitos
a.microcíto b. macrocíto Eritrocitos nucleados Células crenadas
Células en diana o blanco
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Esquistocitos o fragmentos Hipocromasia
Ovalocito
Pila de monedas o rouleaux Policromasia
Puntilleo Basofílico Aglutinación
Medidas de bioseguridad.
En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitosimpermeables antes de empezar a trabajar.
• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen
Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el
cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
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Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se te evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de
evaluación:
Menciona 2 causas de anisocitosis
1. Especie doméstica donde los eritrocitos son de tamaño más pequeño2. A que se refiere el término Rolouxe o formación de pilas de monedas y en que
especie es comúnmente observado.3. Menciona dos tipos de hemoparásitos4. Con que enfermedades se asocia la presencia de cuerpos de Heinz5. En las anemias hemolíticas es común observar aglutinación marcada y
presencia de esferocitos explica detalladamente porque suceden estosfenómenos.
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PRACTICA No. 3
EVALUACIÓN DE LOS GLÓBULOS BLANCOS
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Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción:
La evaluación de los glóbulos blancos se lleva a cabo a través de una biometría
hemática o hemograma. Este es un examen que analiza las variaciones cuantitativas
y morfológicas de los elementos constituyentes de la sangre, y aporta datos clínicos
para auxiliar al médico en la formulación de un posible diagnóstico. La llamada serie
blanca o leucocitaria está constituida por los glóbulos blancos o leucocitos. Dentro de
esa serie se evalúa el número de leucocitos, además de eso, se hace la diferenciación
celular.
Objetivo:
Aprenderás la técnica manual para realizar el conteo de globulos blancos, así
como, a evaluar su morfología normal y anormal en diferentes animales domésticos.
Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado y de acuerdo a las instrucciones del profesor todas las muestras de sangre.
Aprenderá a confeccionar y teñir frotis sanguíneos y evaluarás cualquier cambio morfológico observado microscópicamente en los glóbulos blancos.
Discutirás en equipo y en grupo las observaciones obtenidas.
Ítem Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica. 2 días después de la práctica.
Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Contaminación con muestras de sangre
Uso de guantes y bata, cubrir cualquier herida que se tenga
Informar al facilitador. Lavar con agua y jabón el área afectada
Ingerir sangre o diluyente para el conteo de glóbulos blancos durante el pipeteo
Seguir las instrucciones correctamente, usar la manguera adecuado cuando se pipetee.
Enjuagarse perfectamente con agua e informar al facilitador
Cortadura por laminillas rotas.
Manejar con cuidado todo el material de vidrio
Lavar herida con agua y jabón. Informar al facilitador. Aplicar desinfectante y cubrir herida.
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Cuadro de disposición de desechos
Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor
Biológicos (Sangre, jeringas etc.)
Debe haber contenedores para material bio-peligroso, e incineradores para desechos contaminados
Bolsas para desechos biológicos. Incineradores
Materiales:
5 ml de sangre fresca con anticoagulante con EDTA
Portaobjetos
Tinción de Wright
Gasas
Algodón
Alcohol de 96º
Agua destilada
Solución para glóbulos blancos (Sol. de Turk)
Pipetas de Thoma
Cámara de Newbauer
Aceite de inmersión
Calculadora
IV. Cuenta Leucocitos
a) Llenado de la pipeta.b) Se usa sangre con anticoagulante EDTA
c) La sangre deberá mezclarse con cuidado, invirtiendo el tubo por lo menos20 veces. No agitar vigorosamente.
d) Se coloca una pieza de caucho a una pipeta para dilución de eritrocitos deThoma, que se identifica por la marca 11 por encima del bulbo, se extrae lasangre exacta hasta llagar a la marca de 0.5, usando succión suave en lapieza de boca.
e) Cando se extrae sangre de más que sobrepasa ligeramente la línea, sedebe expeler el exceso por medio de pequeños golpes sobre la punta de lapipeta con el dedo.
f) La sangre que queda en la punta de la pipeta deberá secarseg) Insertar la pipeta en la solución de ácido acético y llenar la pipeta con esta
solución hasta llegar a la marca de 11 por encima del bulbo.h) La sangre de diluye al 1:20i) Se pone la pipeta en posición horizontal y se tapa la punta con un dedo
antes de retirar la pieza de caucho. La pipeta debe agitarse por lo menos2-3 minutos en un agitador mecánico
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Pipetas utilizadas para conteo de glóbulos rojos y
blancos.
Llenado de la cámara.
a. Para esto se necesita una cámara graduada o hemocitómetro y uncubreobjetos especial que deberán limpiase cuidadosamente, quitandola pelusa y la grasa.
b. Se coloca el cubreobjetos especial con los extremos más largosparalelos a los bordes de la cámara contadora.
c. Se descarta por lo menos una tercera parte. Con esto se elimina ellíquido de la porción capilar de la pipeta que no se ha mezclado con lasangre.
d. Con el índice sobre el extremo superior de la pipeta, se toca con la puntael espacio que se encuentra entre la cámara contadora y el cubreobjetos.El líquido llenará el espacio por capilaridad, cuando el líquido ha fluido lastres cuartas partes de la pipeta, se saca ésta pues ya habrá quedadosuficiente líquido para llenar el espacio.
e. Se esperan 3 minutos para que las células sedimenten, deberá evitarsela evaporación para no introducir una grave error.
f. Con el objetivo de poco aumento (10 X) se cuentan las células de cadauno de los 4 cuadros grandes de las esquinas.
g. Se cuentan las células empezando las células empezando a la izquierdade la fila superior de los cuatro cuadros pequeños, luego de derecha aizquierda en la siguiente fila y así sucesivamente.
h. Hay que evitar la duplicación al contar las células que tocan las líneasi. Para que puedan detectarse los leucocitos como objetos uniformes
obscuros, es necesario reducir la iluminación lo más que se pueda.j. Hay que excluir a los leucocitos que toquen las líneas
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D. Cálculo.
Células encontradas en los 4 cuadros X 50 = leucocitos totales /microlitro.
V. PREPARACION DEL FROTIS SANGUINEOA.- Método de extensión.
a) Lo ideal es hacer los frotis con sangre fresca, recién extraída. La sangre debemezclarse bien, agitando suavemente antes de llenar el tubo capilar paracolocar una pequeña gota en uno de los extremos del portaobjetos, el cualdebe estar en una superficie plana y sólida.
b) Se coloca el extremo de un segundo portaobjetos para extender contra lasuperficie del primero, sosteniéndolo a un ángulo de 30 gradosaproximadamente.
c) El portaobjetos se desliza suavemente para extender la gota de sangre,cuando este se haya extendido sobre aproximadamente dos tercios del anchodel portaobjetos, se mueve hacia adelante con movimiento firme y uniforme.La sangre correrá formando una película uniforme.
d) La preparación se seca rápidamente ondeándola en el aire.e) La tinción debe hacerse antes de una hora. Si la laminilla no puede teñirse en
ese lapso deberá preservarse por medio de la fijación en alcohol metílicoabsoluto.
TINCIÓN DE FROTIS SANGUINEO
A.- Método de tinción.
a) El frotis de sangre seca se cubre completamente con el colorante de Wrighty se deja reposar por 1 a 3 minutos.
b) Se agrega igual cantidad de agua destilada amortiguada la cual sedistribuye sobre todo el frotis, teniendo cuidado de que la solución no secorra sobre los bordes.
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c) Se deja reposar la mezcla 8 minutos debe aparecer una espuma metálicacolor verde.
d) Enjuagar con agua destilada.e) Se coloca la laminilla en posición vertical y se deja secar.f) Observar al microscopio con aceite de inmersión a 100x.
C. EVALUACIÓN DEL FROTIS SANGUÍNEO.
1. Consideraciones GeneralesEvaluar la calidad del frotis como la distribución de las células, color del fondo del frotis (si es excesivamente azul, podría sugerir un aumento de la concentración de proteínas).
El frotis sanguíneo se observa de poco aumento
para ver la distribución de las células y
seleccionar la porción del frotis que este cerca
del extremo más delgado donde los eritrocitos no
se sobreponen. Se cambia al objetivo de
inmersión en aceite para el resto del examen.
2. Diferencial leucocitario.- Primero se debe de identificar el tipo de leucocito utilizando el microscopio de
1000X. (aquí se observa mejor la morfología)- Cuenta y clasifica 100 células nucleadas. Se empieza con el examen a lo largo
del margen externo del frotis por aproximadamente tres campos, se mueve unpoco hacia dentro (1 mm o 3 campos y posteriormente hacia atrás, a la orilladel frotis.
- Se repite el procedimiento cuantas veces sea necesario para identificar elnúmero de células requerido
- La cuenta diferencial de los leucocitos se expresa en porcentaje, el númerorelativo de los diferentes tipos de leucocitos que se encuentran el la sangre.
- Próximo paso: toma el porcentaje de cada célula y multiplícala por el total deglóbulos blancos para obtener la cuenta absoluta para cada tipo de leucocito.
3. Evaluación de su morfología
Aquí se observa:
Tamaño
Citoplasma: color, cantidad relativa y gránulos
Núcleo: forma, color, estructura de la cromatina y nucléolo, cambiostóxicos
desviación a la izquierda (presencia de células inmadura
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MORFOLOGIA DE LOS DIFERENTES TIPOS DE LEUCOCITOS
Medidas de bioseguridad.
En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitosimpermeables antes de empezar a trabajar.
• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen
Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el
cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:
1. ¿A qué se refiere el término desviación a la izquierda?
2. ¿Que son los cuerpos de Barr y en qué tipo de animales se pueden observar?
3. ¿En qué especies es más comúnmente observar una reacción Leucemoide?
4. Menciona que medicamentos te podrían provoca Linfopenia
5. Enlista 5 causas de Eosinofilia
*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de prácticas.
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PRÁCTICA No. 4
TÉCNICAS DE OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA
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Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción: El urianálisis o análisis urinario es un método diagnostico básico para
todos los animales enfermos, pues no solamente sirve para verificar anomalías en las
vías urinarias, sino también es útil para evaluar:
Endocrinopatías como la diabetes mellitus o el hiperadrenocorticismo
Problemas hemolíticos como la hemólisis intravascular por leptospirosis aguda,
babesiosis o anemia hemolítica inmunimediada por IgM.
Problemas electrolíticos
Cáncer como el plasmosarcoma (mieloma múltiple)
Estado de hidratación
Hepatopatías a través de la detección de bilirrubinuria, de cristales de biurato de
amonio etc.
Coagulopatías reflejadas por hematuria
Problemas del equilibrio ácido- base por la presencia de aciduria o alcaliuria
Intoxicaciones como el etilenglicol
Miopatías como la rabdomiolisis
Problemas genitales como la piómetra y prostatitis
Objetivos:
Relizarás la colección de muestras de orina através del chorro directo, sondeo ypunción de vejiga (cistocentésis).
Aprenderás a transportar las muestras para su envío al labortorio
Criterios de desempeño durante la práctica
Manejarás con cuidado al animal, así como, se tomarán las medidas adecuadas para tener el más mínimo riesgo de dañarse o dañar a los animales cuando se extraiga la muestra de orina
Aprenderás a sondear y a puncionar la vejiga urinaria para colectar muestras estériles de orina
Manual de Prácticas de Patología Clínica
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Discutirás con cuales son las condiciones más adecuadas para enviar muestras de orina al laboratorio
Discutirás en equipo y en grupo las observaciones obtenidas.
Ítem Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica. 2 días después de la práctica.
Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Contaminación con muestras de orina
Uso de guantes y bata, cubrir informar al facilitador cualquier herida que se tenga
Informar al facilitador. Lavar con agua y jabón el área afectada
Golpe o mordedura del animal
Usando bozal Informar al Profesor. Lavar con agua y jabón el área afectada
Pincharse con aguja o tener contacto con fluidos corporales (orina) contaminados.
uso de bata, guantes (su uso se recomienda cuando se trate de sangre, orina, materiales o animales que puedantener algún agentesinfecciosos.
se deben usar desinfectantes;; si se existe riesgo de microorganismos peligrosos se debe utilizar de bioseguridad.
Cuadro de disposición de desechos
Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor
Biológicos (Sangre, orina jeringas etc.)
Debe haber contenedores para
material bio-peligroso, e incineradores para
desechos contaminados
Bolsas para desechos biológicos. Incineradores
Desarrollo de la práctica
Materiales:
Perro o Gato
Recipientes de Vidrio Estériles para colectar la orina (puede ser vasitos de
Gerber)
Jeringas de varios calibres
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Yodo o cualquier otro desinfectante
Máquina de rasurar
2 Sondas para obtención de orina (el tamaño depende de la talla del paciente)
MÉTODOS DE OBTENCIÓN DE LA ORINA
Es importante emplear el método adecuado de obtención de orina. Los principales
son:
1) Por micción espontánea2) Por compresión de la vejiga3) Por cateterización4) Por cistocentésis
1) La orina obtenida por micción espontánea, puede encontrarse contaminadacon la flora bacteriana del último tercio de la uretra, con infecciones del útero, de la vagina, del prepucio, etc., lo cual invalida los resultados. Este método no es adecuado para realizar un cultivo
2) La orina colectada a través de lacompresión vesical, también puede estar contaminada por las mismas causas antes mencionadas. Con este método se puede provocar una cistorrexis (ruptura de vejiga) en caso de obstrucciones o de bloqueos totales del tracto urinario, resultando en un uroperitoneo. Este método no es adecuado para realizar un cultivo urinario.
Toma de muestra por compresión vesical
3) A través de la cateterización se obtienenmuestras de mejor calidad que las anteriores, aunque frecuentemente con gran cantidad de células epiteliales por el uso de catéteres de diámetro inadecuado.
Existe contaminación de la muestra con el lubricante, observándose una gran cantidad de glóbulos de grasa. La muestra puede estar contaminada con bacterias del último tercio de la uretra o con pequeñas cantidades de sangre, cuando se tiene dificultad para cateterizar. Tambien existe el peligro de perforar la vejiga si no se tiene la precaución de medir la distancia que hay del glande o del orificio uretral a la vejiga.
Toma de muestra por cateterización
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4) La cistocentesis es el método masapropiado y con mayor aceptación para tomar una muestra de orina
Es un método poco invasivo, las muestras para bacteriología no se contaminan, ni se “arrastran” células epiteliales de todo el tracto urinario que dificultan la interpretación de la muestra.
CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE LA MUESTRA
Después de su colección se recomienda evaluar la orina tan rápido como sea posible, pues mientras más tiempo pase para su examen, menos confiables serán los resultados. Se consideran que las muestras de orina deben analizarse dentro de los siguientes 30 minutos después de su colección. En caso de no ser posible, debe refrigerase a 4 oC.
Si el análisis se realizará hasta el día siguiente se sugiere dividir la muestra en dos tubos. Uno se congela para el estudio físico – químico y el otro se refrigera para el examen microscópico. Si la evaluación se realizará después de 10 horas, se debe adicionar una gota de formol al 40% por cada 20 ml de orina.
Es muy importante no exponer la muestra a la luz o a los rayos solares, pues algún metabolito como la bilirrubina puede volverse indetectables.
Medidas de bioseguridad.
En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitosimpermeables antes de empezar a trabajar.
• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen
Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el
cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la
Toma de muestra por
cistocentésis
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bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:
1. ¿Qué desventajas podríamos tener al tomar muestras por chorro directo?
2. ¿Cuánto tiempo después de haber tomado la muestra se considera viable?
para obtener unos resultados confiables?
3. ¿Cuáles son los requisitos para transportar una muestra de orina?
*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de
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PRACTICA No. 5
ESTUDIO GENERAL DE ORINA
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente.
Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción:
Un análisis de orina o Estudio General de Orina (EGO) es una examinación de la orina por medios físicos o químicos y comprende una serie de exámenes químicos y microscópicos que ayudan al tamizaje de infecciones del tracto urinario, enfermedad renal y enfermedades de otros órganos que hacen que aparezcan metabolitos anormales (productos de descomposición) en la sangre. Este se divide en tres partes que son: el examen físico, el examen químico y el examen microscópico de la orina.
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Objetivo:
Realizarás un estudio generla de orina completo e interpretarás los resultados
indicando posible alteraciones o enfermedades asociadas con dichos resultados.
Criterios de desempeño durante la práctica
Manejarás con cuidado y de acuerdo a las instrucciones del profesor todas las muestras de orina.
Aprenderá a evaluar la orina macro y microscópicamente
Discutirás en equipo y en grupo las observaciones obtenidas.
Ítem Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica. 2 días después de la práctica.
Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Contaminación con muestras de orina
Uso de guantes y bata, cubrir cualquier herida que se tenga
Informar al facilitador. Lavar con agua y jabón el área afectada
Cortadura por tubos de vidrio o laminillas rotas.
Manejar con cuidado todo el material de vidrio
Lavar herida con agua y jabón. Informar al facilitador. Aplicar desinfectante y cubrir herida.
Cuadro de disposición de desechos
Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor
Biológicos (orina,Sangre, jeringas
etc.)
Debe haber contenedores para
material bio-peligroso, e incineradores para
desechos contaminados
Bolsas para desechos biológicos. Incineradores
Materiales:
1. 20 ml de orina fresca (cualquier especie)
2. Refractómetro
3. Tiras reactivas
4. Probeta
5. Tubos de Ensaye
6. Centrífuga
7. Microscópio
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8. Laminillas
9. Cubreobjetos
Evaluación Física:
Color
El color amarillo claro de la orina normal es conferido por los urocromos
y por la urobilina. Si la orina es mas densa el color amarillo es mas
obscuro, y si la orina esta muy diluida el color es mas claro.
El color de una muestra de orina es evaluada subjetivamente y se
reporta como: color rojo, café, amarillo, etc. o combinación de éstas.
También se pueden hacer modificaciones en la intensidad del color
como ligeramente amarillo o fuertemente rojo o café etc. Algunas
coloraciones amorales y sus causas se enlistan abajo:
Transparencia
La Turbidez o transparencia se reporta como: clara, ligeramente turbia, turbia u opaca
La orina normal debe ser muy clara a ligeramente turbia. Exceso de turbidez resulta de la
presencia de partículas suspendidas en la orina. La causa puede ser determinada
evaluando el sedimento urinario por medio del microscopio.
Causas comunes de orina turbia incluyen: Aumento de células (eritrocitos, leucocitos etc),
numerosos cristales, bacterias, lipiduria, moco (especialmente en caballo), semen o
contaminación fecal
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C) Densidad
La densidad o gravedad específica (peso de laorina/peso del agua) es una estimación porrefractometría de la osmolaridad de la orina. Dependedel numero y tamaño de las partículas y sirve paraevaluar la capacidad que tienen los túbulos renalespara concentrar o para diluir la orina, según sea elestado de hidratación del paciente.
Refractómetro
Evaluación química de la orina
Para realizar este examen se necesitan tiras reactivas de orina las cuales consisten
en unas pequeñas cintas de plástico rígido, de unos pocos centímetros de longitud y
alrededor de medio centímetro de anchura, a las que van pegados unos reactivos, que son
diferentes dependiendo de lo que se quiera analizar. Por ejemplo, si es un reactivo para
azúcar en orina, pues al contacto con esta glucosa reaccionan cambiando el color. Los
reactivos son unos pequeños cuadraditos de un material poroso, de colores suaves. Según
las tiras, puede haber diferente número de ellos a lo largo de la misma.
El análisis químico incluye generalmente la evaluación de de:
- pH- Glucosa- Cuerpos cetónicos- Bilirrubina
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- Urobilinógeno- Presencia de sangre, de hemoglobina o de mioglobina- Proteínas
Procedimiento:
Se necesitan por lo menos 10 -15 ml de orina fresca en un tubo de ensaye
- Se introducen las tiras a la orina- Después de haber mojado las tiras, se sacan y se da tiempo para que hagan
reacción. Según lo que se pretenda medir el tiempo es mayor o menor, peronormalmente esta información está incluída en el envase.
- Cuando ha transcurrido lo suficiente, se procede a su lectura. Hay diversosmétodos:
- Las tiras cualitativas, que sólo dicen si hay o no una sustancia en la orina: sicambian de color, son positivas. Si no cambian, negativas. Por ejemplo, los test deembarazo comercializados habitualmente.
- Las tiras cuantitativas, que cambian más o menos de color según cuánta sustanciahaya en la orina: traen una escala de colores en el envase; se coloca la tira al ladode dicha escala, y se decide a cuál de los colores correspondientes se parece más.El número que trae debajo dicho color nos dirá la concentración aproximada enorina. Por ejemplo, las de medir la glucosa. En este grupo, hay también tiras quemiden varias cosas a la vez, como sangre, leucocitos, glucosa, proteínas... En estoscasos, la escala de colores del envase lleva las referencias del color en el mismoorden que la tira.
- Se coloca la tira a lo largo de la escala, de forma que el primer cuadro de la tiracoincida con el primero de la escala, el segundo con el segundo... y se procede a lamisma comparación explicada.
Evaluación Microscópica del Sedimento Urinario Procedimiento
Se colocan 20 ml de orina fresca en un tubo limpio, seco yetiquetado.
El tubo se centrifuga a 5,000 rpm por 3 minutos, removerde la centrifuga tendiendo cuidado de no alterar elsedimento
El tubo es inmediatamente invertido descargando todo elsobrenadante visible y después colocarlo en su posiciónoriginal.
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Se agita el tubo vigorosamente para asegurar la resuspensión de todo el sedimento observado.
El sedimento resuspendido se coloca en un portaobjetosy se cubre con cubre objetos de 22 mm .
Observar al microscopio con el objetivo de 10 y 40 x.
En una evaluación microscópica se puede observar:
Células
Células tubulares Células de transición Células escamosas
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Eritrocitos y leucocitos:
Los eritrocitos se observan como cuerpos refráctales
incoloros. Los leucocitos se observan como células redondas
granulares incoloras
Cristales
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Cilindros Se forman en la ausencia de células en el lumen tubular. Existen diferentes tipos de
cilindros y su nombre depende de la sustancia o células con lo compone
Cilindro Hialino
Cilindro Granular
Cilindro Seroso Cilindro de grasa Cilindro celular
Agentes infecciosos
Bacterias Las bacterias pueden ser observadas en sedimentos sin teñir cuando se presentan
en cantidades suficientes Hongos as hifas de hongos pueden indicar un sobrecrecimiento
Parásitos como Capillaria plica o stephanurus dentatus etc.,.
El análisis urinario se divide en tres partes que son: el examen físico, el examen químico y el examen microscópico de la orina.
Medidas de bioseguridad.
En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitosimpermeables antes de empezar a trabajar.
• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda noexponerse hasta que curen
Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el
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cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:
1. En una tabla enliste los colores anormales que se pueden encontrar en unamuestra de orina y cuales serian sus posible causas
2. ¿Qué me indica una gravedad específica baja (menos de 1.010) en un animalcon alto grado de deshidratación?
3. ¿Qué tipo de cristales son comúnmente observados en la orina de equinos?4. Menciona 2 causas de glucosuria5. Menciona 2 tipos de proteinuria prerenal.
*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de prácticas.
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PRACTICA No. 6
CITOLOGIA DIAGNOSTICA. Parte 1.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente
Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción:
La examinación citológica ha empezado a reconocerse como una herramienta útil para la
práctica de los médicos veterinarios. En la mayoría de los casos las muestras citológicas se
pueden recolectar rápida y fácilmente, a un bajo costo y con poco o ningún riesgo para el
paciente. Frecuentemente, las muestras pueden ser preparadas, teñidas e interpretadas
mientras el dueño del animal espera.
Objetivos:
Aprenderás a tomar muestras citológicas a través de las técnicas de aspiración
con aguja delgada, Improntas, Hisopos y raspados, así como, conservarlas para
poder ser transportadas adecuadamente al laboratorio.
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Criterios de desempeño durante la práctica Manejarás con cuidado al animal, así como, tomarás las medidas adecuadas para tener el más mínimo riesgo de dañarse o dañar a los animales cuando se extraiga la muestra de sangre.
Discutirás con cuales son las condiciones más adecuadas para tomar muestras citológicas y cómo enviarlas al laboratorio.
ítem Resultados Esperados Tiempo de término
Entregarás un reporte de la práctica. Un día después de la práctica.
Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Golpe o mordedura del animal
Usando bozal Informar al Profesor. Lavar con agua y jabón el área afectada
Pincharse con aguja o tener contacto con fluidos corporales (sangre) o tejidos contaminados.
uso de bata, guantes (su uso se recomienda cuando se trate de sangre, materiales o animales que puedan tener algún agentes infecciosos.
se deben usar desinfectantes;; si se existe riesgo de microorganismos peligrosos se debe utilizar de bioseguridad.
Contaminar a otros animales o personas después de extraer sangre procedente de animales con problemas infecciosos
no se debe salir con ropa de trabajo
Ser evaluado por un médico veterinario en caso de un animal o Doctor en caso de una persona.
Cortadura por tubos de vidrio o laminillas rotas.
Manejar con cuidado todo el material de vidrio
Lavar herida con agua y jabón. Informar al facilitador. Aplicar desinfectante y cubrir herida.
Cuadro de disposición de desechos
Tipo de desechos Como descartarlos Tipo de contenedor
Biológicos (Sangre, tejidos, jeringas etc.)
Debe haber contenedores para
Bolsas para desechos biológicos. Incineradores
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material bio-peligroso, e incineradores para
desechos contaminados
Material:
1. Jeringas y agujas
2. Gasas y algodón
3. Alcohol de 70º
4. Rasuradora o rastrillo
5. Laminillas
6. Colorante de Wright
7. Alcohol de 96º
8. Microscópio
9. Aceite de inmmersión
10. Hoja de Bisturí
11. Hisopos12. Vaso de Coplin con alcohol de 96 (fijador)13. Espátula de Ayre14. Espejo vaginal15. Lápiz diamante16. Frasco tipo Gerber
Procedimiento:
Masas firmes: masa cutáneas, masas subcutáneas palpables, masas internas palpables (o localizadas por radiología), o masas que se obtienen por medio de cirugías.
Aspiración con aguja fina: consiste en la aspiración de células por medio de una guja de pequeño calibre (generalmente aguja 22). El calibre de la aguja debe ser lo suficientemente pequeño para aspirar células individuales o pequeños grupos celulares y lo suficientemente larga para prevenir daño (lisis) de las células. Una aspiración con aguja fina tambien se puede realizar en masas obtenidas de cirugías. Ejemplo de tejidos que se exfolian fácilmente con esta técnica son los nódulos linfáticos.
Procedimiento: - Inserta la aguja en la masa (unida a una jeringa de 10 o 12 cc) (figura a)- Una vez adentro la aguja retira el embolo (figura b)- Mueve ligeramente la aguja dentro de la masa- Podemos ver que aparezca material en la base de la aguja- Libera suavemente la presión de la jeringa soltando el embolo (figura c)- Retira la aguja de la masa (figura d)- Retira la aguja del barril de la jeringa- Llena la jeringa con aire
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- Inserta nuevamente la aguja a la jeringa y deposita el material colectado en lalaminilla
- Confecciona un frotis (semejante a los frotis sanguíneos o desliza suavementeotra laminilla encima de la laminilla donde se depositó el materia. Esto se hace conel fin de separar adecuadamente las células.)
- Etiqueta la laminilla- Sécala al aire (o se fija en alcohol según la técnica de tinción que se vaya a
realizar)- Tiñe la laminilla y examina
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Improntas: Esta es una excelente técnica cuando tenemos tejidos frescos disponibles. Si se manda algún tejido para histopatología se recomienda hacer laminillas para examinación citológica, incluso puedes guardar las laminilla después de que hayas obtenido el diagnóstico histopatológico.
Procedimiento:
- Utilizar una pequeña pieza de tejido ( de 0.5 cm de diámetro)- Usar la parte fresca cortada de una masa (de preferencia por debajo de cualquier
superficie inflamada)- Secar la sangre y humedad excesiva del tejido con una gasa- Suavemente toque la superficie de la muestra con la laminilla. Se recomienda
hacer 2 líneas rectas de impresiones sobre la laminilla. Las 2 líneas serán fácil deidentificar bajo el microscopio.
- Etiquetar las laminillas- Secar las improntas al aire- Tiñe y examina
Raspados: Se recomienda hacer raspados junto con improntas de tejido fresco. Los raspados son la mejor manera de obtener células en tejidos compuestos de células mesenquimales (músculo, hueso, etc,) ya que las células de tejido conectivo se encuentran adheridas a una matriz extracelular y generalmente no se exfolian tan fácilmente.
Procedimiento: - Se recomienda que la superficie de la muestra sea fresca (como en las improntas)- Raspe la superficie con una navaja de bisturí para colectar un pequeña cantidad
de tejido- El material obtenido extiéndelo sobre la laminilla. Asegúrate de que quede lo
suficientemente delgado para observar adecuadamente las células.- Etiquetar las laminillas- Secar al aire y teñir para examinar bajo el microscópico
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Frotis Vaginal:
Procedimiento: - Se separan los labios y se introduce en la vagina la espátula o el hisopo
humedecidos con agua destilada.- Para obtener el material citológico se deberá hacer movimientos rotatorios con el
hisopo o la espátula sobre las paredes de la mucosa.- Con el material obtenido se realiza el frotis deslizando la espátula o el hisopo
sobre la superficie del portaobjeto, tratando de que el material quede distribuido enuna monocapa.
- Hecho el frotis se introduce de inmediato en el vaso de Coplin o en el frasco tipogerber, que contiene alcohol de 96° para que el material se fije en formaadecuada.
Como enviar muestras citológicas al laboratorio de diagnóstico.
Se recomienda que las nuestras que van a ser examinadas se envíen a un laboratorio de diagnóstico veterinario ya que pueden existir grandes diferencias sobre todo en especímenes citológicos. Por ejemplo, en los humanos no existe equivalencia para el Sarcoide Equino, Tumor Venéreo Transmisible, Histiocitoma Canino y Adenoma Perianal Canino. Estos tipos de tumores probablemente serán mal interpretados si son enviados a laboratorios donde patólogos de medicina humana trabajan. Probablemente
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estos se diagnostiquen como tumores malignos cuando en realidad son benignos. Por lo tanto, se recomienda que patólogos veterinarios examinen muestras de animales.
Siempre incluyen junto con la muestra una historia clínica completa del animal: - Especie, raza, edad, sexo.- Localización de la lesión (piel, tejido subcutáneo, tejidos blandos, si está unida al
hueso etc.)- Descripción de la lesión (tamaño en centímetros, color, textura, movilidad, si está
ulcerada o no, si es dolorosa etc)- Cuanto tiempo lleva con la lesión y que tan rápido ha crecido últimamente.- Si existen lesiones previas o algún otro diagnóstico.- Evidencia de metástasis (checar otros órganos especialmente los nódulos
linfáticos.
Si se va a enviar muestras líquidas (líquido ascítico, pericárdico, torácico etc.), se recomienda hacer un frotis directo y un frotis después de haber concentrado la muestra y mandar tanto el frotis secado al aire y el líquido en un tubo. En el frotis se podrán examinar células poco degeneradas y en el líquido se realizarán otras pruebas tales como conteo celular y determinación de proteínas.
No refrigeres las muestras o congeles las laminillas ya que en estas condiciones las células se pueden destruir o formar precipitaciones alterando su morfología. Si tienes alguna duda de cómo mandar este tipo de muestras es mejor llamar al laboratorio para preguntar.
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FORMATO PARA EL ENVÍO DE MUESTRAS CITOLÓGICAS
Fecha de envío:
Exp. No:
Nombre del Paciente: Especie: Raza:
Sexo: Edad: Nombre del propietario:
médico que remite el caso:
Indique en el esquema la localización de la lesión:
La lesión descrita se encuentra en:
Piel ( ) Tejido subcutáneo ( ) Músculo ( ) Hueso ( ) Otro órgano ( )
Tamaño (cm)_______ Color:__________ Consistencia: suave ( ) firme ( ) dura ( )
Existen más masas además de la descrita? ___ ¿cuántas y su localización? ____________
¿Hace cuanto apareció?
¿Ha ido creciendo de tamaño durante las últimas semanas? ____
¿Es móvil o está fuertemente adherida a tejido subcutáneo o músculo? ______
¿Está ulcerada? _____
¿Sangra? ____
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Medidas de bioseguridad. • En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitos
impermeables antes de empezar a trabajar.• Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda no
exponerse hasta que curen• Se recomienda lavado de manos después de cada práctica• No comer, beber o fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño: Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el
cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
Reportarás por escrito los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales (y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:
1. Menciona cuales son las técnicas de tinción más utilizada en citolpatología2. Realiz un esquema donde muestres las diferencias citológicas observadas en
las diferentes etapas del celo en una perra
*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de prácticas.
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PRACTICA No. 7
CITOLOGIA DIAGNOSTICA Segunda Parte
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia.
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Número de profesionales en formación por unidad de práctica: 5/equipo
Introducción
El principal uso de la citología es la diferenciación de reacciones inflamatorias,
neoplásicas o hiperplásicas. La evaluación citológica de los procesos neoplásicos, en casi
todos los casos puede determinar si un proceso es benigno o maligno y en múltiples
oportunidades identifica correctamente el tipo específico de neoplasia en cuestión. La
interpretación de la citología es de gran ayuda al momento de establecer un diagnóstico,
identificar el proceso de una enfermedad, formular un pronóstico y/o indicar que otros
procedimientos diagnósticos se realizarán después.
Objetivo:
Identificarád el tipo de proceso patológico (inflamación vs neoplasia) en
diferentes muestras citológicas.
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Normas de seguridad específicas de la práctica.
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de un accidente…
Cortadura por tubos de vidrio o laminillas rotas.
Manejar con cuidado todo el material de vidrio
Lavar herida con agua y jabón. Informar al facilitador. Aplicar desinfectante y cubrir herida.
Cuadro de disposición de desechos
Todas las laminillas ya se encuentran teñidas y montadas, por lo que no representan
riesgo biológico para los alumnos.
Material:
Laminillas con diferentes tipos de tumores teñidas con Wright
Microscopio
Aceite de inmersión
Gasa o algodón
Evaluación de las preparaciones citológicas (masas sólidas y muestras líquidas)
Examinación macroscópica.
Procedimiento:
El frotis debe ser examinado antes de ser tenido. Evalúa la textura del frotis (grasos vs seco). Después de teñir el frotis busca agrupamientos de células los cuales verás en el microscopio.
Evaluando bajo el microscopio con el objetivo de 10x: Identifica áreas con agrupamientos de células o elementos no celulares. Nota la celularidad en general, por ejemplo: si es escasa, moderada o altamente celular. Empieza a identificar el tipo de célula o células que se encuentran presentes. Evaluando con el objetivo de 100x (se necesita aceite de inmersión): Evalúa las poblaciones celulares y clasifícalas como de origen INFLAMATORIO vs NO INFLAMATORIO. Identifica la población celular inflamatoria y caracteriza la reacción inflamatoria presente. Piensa en algunos agentes infecciosos que pudieran estar asociados con el tipo de reacción inflamatoria presente. Busca e identifica la presencia de algún agente patógeno. Identifica cualquier tipo de material que no sea de origen celular (por ejemplo,
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cristales, grasa, proteínas o cuerpos extraños).
Evalúa y caracteriza cada población de células que no sean de origen inflamatorio. Por ejemplo: clasifica de acuerdo al tipo general de células ya sean de origen epitelial, mesenquimal, o células redondas. Identifica cuando te sea posible. Evalúa cada población de origen no inflamatorio identificando si son de origen maligno o benigno.
A Clasificación de hallazgos citológicos
Solo células inflamatorias presentes:
Inflamación Neutrofílica (inflamación activa) Se caracteriza por la graninfiltración de neutrófilos (PMN > 70% de células inflamatorias ). PMNsignifica células polimorfo nucleares. Técnicamente, los eosinófilos ybasófilos se encuentran en esta categoría pero casi siempre se usa comouna abreviación para los neutrófilos. Es importante clasificarposteriormente a los neutrófilos como neutrófilos degenerados y nodegenerados. Alteraciones degenerativas sugieren la presencia de toxinasbacterianas en el sitio de la inflamación por lo tanto, es importante buscaragentes infecciosos.
Cambios degenerativos en los Neutrófilos – El núcleo de los neutrófilosnormales debe ser bien lobulados o segmentados con agrupamientos decromatina bien marcados. Los neutrófilos no viven mucho fuera del torrentesanguíneo y su destino normal es morir después de haber sido fagocitadospor los macrófagos. La muerte celular normal se refleja por picnosis del
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núcleo o algunas veces cariorrexis. Los cambios degenerativos se reportan cuando se observa hinchazón del núcleo y pérdida de la definición de los segmentos o lóbulos. Esto puede seguir con cambios más severos como pérdida de la textura de la cromatina y perdida de la membrana nuclear. La etapa final es la ruptura de la célula.
Inflamación subaguda o Inflamación activa crónica (reaccióninflamatoria mixta) Caracterizada por la infiltración de neutrófilos y célulasmononucleares tales como macrófagos linfocitos y células plasmáticas.Este tipo de inflamación se compone de un 50-70% de PMN, 30-50% demononucleares. es importante evaluar cambios degenerativos en losneutrófilos. Reacciones inflamatorias subagudas pueden asociarse conagentes infecciosos que son menos irritantes que aquellos que causan uninflamación Neutrofílica. Este tipo de reacciones también pueden ser deorigen no infeccioso. El tipo de célula mononuclear provee informaciónsobre el agente causal, como por ejemplo, la presencia de célulasplasmáticas se asocian con una estimulación antigénica que resulta en laproducción de anticuerpos.
Inflamación Crónica. Se dice que hay una inflamación crónica cuando>50% de las células inflamatorias son células mononucleares.
Otros términos que se utilizan:
Inflamación purulenta Se utiliza cuando >85% de las células inflamatoriascorresponden a neutrófilos y presentan cambios degenerativos.
Inflamación granulomatosa. Se usa cuando hay infiltración de célulasgigantes, macrófagos y otro tipo de célula mononuclear (linfocitos yo célulasplasmáticas).
Inflamación Piogranulomatosa. Infiltración de células gigantesmultinucleadas, macrófagos epiteliales y PMN. Generalmente se asocia conmicosis sistémicas o bacterias como Nocardia o Actimonyces uocasionalmente a reacciones de cuerpos extraños.
Inflamación Eosinofílica. Se presenta cuando >20% está compuesta poreosinófilos. Puede ser un componente de cualquiera de inflamación descritaanteriormente (por ejemplo, inflamación subaguda con inflamacióneosinofílica). Generalmente se asocias con reacciones de hipersensibilidadtipo I (alergias, asma etc).
Identificación de tipos celulares en neoplasias Si los componentes celulares de la muestra indican un proceso neoplásico, se debe diferenciar entre una neoplasia epitelial, mesenquimal o de células discretas o redondas y si la neoplasia es benigna o maligna.
Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 68
Apariencia General de las tres Categorías Básicas de Tumores (Modificado de Cowell and Tyler 1993)
Células epiteliales. Las muestras presentan una alta celularidad. Engeneral la mayoría de las células se encuentran en grupos o racimos ypocas se encuentran de manera individual con bordes citoplasmáticos pocodefinidos. Las células presentan forma oval a redonda, grandes, demoderado a abundante citoplasma basofílico y núcleo redondo conintensidad de tinción suave y un patrón de cromatina fino. Presencia de unoo más nucléolos prominentes. Dependiendo del origen pueden presentarcitoplasma vacuolado.
Células mesenquimales. Células que se originan a partir de tejidoconectivo. Muestran poca celularidad ya que se exfolian en menorproporción que las células epiteliales y se encuentran incrustadas en unamatriz extracelular. Las células individuales (no tienden a agruparse) ypresentan forma fusiforme (prolongaciones citoplasmáticas) o formapoligonal, de tamaño mediano a pequeño con citoplasma claro, puedenpresentar bordes citoplasmáticos indefinidos. Núcleo redondo a oval, deintensidad media y patrón de cromatina fino. El nucléolo poco o no visible.
Células discretas o redondas. Celularidad alta. Células pequeñas amedianas, redondas e individuales. Bordes citoplasmáticos bien definidos,núcleo redondo. Las células que se incluyen en este grupo tenemos a los
Neoplasias de origen
Mesenquimal
Neoplasias de Células Redondas
Tumor Venéreo
Transmisible
Histiocitoma
Tumor de Células Cebadas Linfosarcoma
Neoplasia de
Origen Epitelial
Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 69
linfocitos, células cebadas, histiocitos y células del tumor venéreo transmisible.
CRITERIOS CITOLÓGICOS DE MALIGNIDAD
Para estimar el potencial de malignidad, es más confiable tomar en cuenta el criterio de malignidad en el núcleo más que el del citoplasma, debido a que en general, el núcleo sufre menos modificaciones en procesos inflamatorios, hiperplásicos o displásicos que el citoplasma. El reconocimiento de más de tres criterios de malignidad en el núcleo en un alto porcentaje de las células es una evidencia fuerte de malignidad.
Criterios Generales
Celularidad. En general las muestras con alta celularidad sin uncomponente inflamatorio significante, son malignas. Este criterio esapropiado únicamente en tejidos epiteliales y mesenquimales.
Pleomorfismo. La mayoría de los tejidos normales presentan unapoblación celular uniforme tanto en forma como en tamaño. En neoplasiasmalignas, esta uniformidad de forma y tamaño (anisocitosis) se pierde, algrado en que en algunos casos llega a ser muy difícil la distinción del tipotisular.
Localización. Un criterio simple y obvio es la localización anormal de unapoblación celular en particular o sea, encontrar cualquier tipo celularneoplásico en tejidos que normalmente no presentan ese tipo celular. Porejemplo encontrar células epiteliales neoplásicas en ganglios linfáticosindica la presencia de una metástasis.
Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 71
Medidas de bioseguridad. En caso de sufrir alguna lesión o herida se recomienda cubrirla con apósitos
impermeables antes de empezar a trabajar. Si las lesiones no pueden cubrirse adecuadamente se recomienda no exponerse
hasta que curen. Se recomienda lavado de manos después de cada práctica, No comer, beber o
fumar en áreas de trabajo
Evidencias de desempeño:
Durante la realización de la práctica, se te evaluará, la puntualidad, el cumplimiento, la participación de los alumnos, el trabajo en equipo, el respeto hacia los animales, las instalaciones, los compañeros y conocimiento del tema.
Reportarás por escrito* los resultados obtenidos en la práctica 2 días después de la misma. Del reporte, se evaluará, mediante una escala de valores: La presentación (limpieza, orden, claridad), el contenido (resultado obtenidos), la bibliografía consulta, comentarios finales (y el cuestionario de evaluación. Además analizarás cómo los resultados de esta práctica impactan en tu formación.
Al final de tu reporte por escrito, contestarás el siguiente cuestionario de evaluación:
1. En una tabla enliste las neoplasias más comúnmente encontradas en la piel.2. Describe el Tumor Venéreo Transmisible (perros).3. Menciona 4 neoplasias de origen mesenquimal y 5 de origen epitelial4. ¿Cómo se vería en un esquema y qué tipo de células participan en una
inflamación piogranulomatosa?5. ¿Qué pronóstico esperarías tener en un animal con un hemangiosarcoma en
bazo y porqué?
*Ver instrucciones para el formato general de los reportes por escrito al final deeste manual de prácticas.
Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 72
SISTEMA DE EVALUACIÓN.
Al final de cada práctica, se revisará tu desempeño mediante la revisión de los
Siguientes puntos:
a) Evidencia de desempeño: Las descritas de manera general para el
manual de prácticas y de manera particular para cada práctica.
b) Evaluaciones intermedias: Habrá una evaluación acerca de las
técnicas y eventos cubiertos por las diferentes prácticas.
c) Método de asignación de calificaciones:
1. Asistencia: 10%
2. Criterios de desempeño: 25%
3. Reporte por escrito : 65%
Actividad
Evaluación
profesional
en
formación
Evaluación
instructor Final Observaciones
¿Fuiste puntual en cada
práctica?
¿Leíste previamente el
contenido de tu práctica?
¿Utilizaste la bata de
laboratorio de manera
adecuada?
¿Cumpliste con el Material
que se te solicitó?
¿Utilizaste los guantes,
cuando se requería, durante
la práctica?
Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 73
¿Realizaste la práctica
conforme a las
instrucciones?
¿Al final de la práctica
limpiaste tu área de trabajo?
¿Dispusiste de los desechos
de cómo indica el manual?
¿Te comportaste con la
profesionalidad requerida?
Manual de Prácticas de Patología Clínica
MVZ MSc. Verónica Carvajal de la Fuente Página 74
INSTRUCCIONES PARA LLENAR EL FORMATO DE REPORTES DE PRÁCTICAS
El reporte debe ser un escrito sencillo donde con tus propias palabras describirás lo realizado y observaciones encontradas durante cada práctica.
El contenido del reporte, debe incluir por lo menos los siguientes apartados:
Títulos de la práctica: como encabezado de la primera página, ésta debe tener el titulo del experimento o nombre de la práctica, estar centrado en tamaño de letra más grande que el resto del texto y de preferencia en estilo “negrita”.
Introducción. Aquí debes documentar teóricamente todo sobre las variables de objeto de estudio tal como su uso, importancia etc. La información recopilada no debe ser un acto de copiar y pegar bajada de internet o extraída de algún libro o artículo, esta debes redactarla con tu propio lenguaje. La información recopilada debe ser organizada en forma coherente, sin frases sueltas o que no tenga relación con el tema que se está tratando.
Objetivo. Es el propósito, la razón o motivo del por qué realizaste la práctica.
Metodología. Es la descripción sobre lo que hiciste durante la práctica.
Resultados. Es la parte medular de tu reporte. Aquí agrega los cuadros comparativos que realizaste junto con tus compañeros. Señala lo que te llamó la atención. Es conveniente que anexes tablas, dibujos, fotografías o esquemas de lo que observaste durante la práctica. Las tablas deben estar enumeradas y tener una leyenda indicando brevemente a que corresponde.
Conclusiones. Aquí resume los puntos más importantes y relevantes sobre el trabajo de laboratorio que realizaste. Los comentarios deben centrarse en los conceptos aprendidos con la realización de la práctica y cómo estos se relacionan con los objetivos generales del curso. Puedes utilizar cuadros comparativos u otra herramienta que te sea útil para presentar la información.
Bibliografía. Para todo trabajo que se documente deberá citarse las fuentes consultadas.
Nota:
El profesor debe publicar con suficiente anticipación cada práctica por realizar
Todo reporte deberá tener buena presentación
La redacción deberá hacerse sin falta de ortografía
Las páginas del reporte deberán estar enumeradas
El reporte debe entregarse en un folder indicando en el costado el número de equipo o nombre del alumno
Manual de Prácticas de Virología
1 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Virología
Manual de prácticas
Autor: Andrew Ch. Snydelaar Hardwicke, PhD
Ciudad Victoria, Tamaulipas. 2013
D-RS-05-18-03
Manual de Prácticas de Virología
2 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Directorio Institucional
Rector
M.E.S. JOSE Ma. LEAL GUTIERREZ
Secretaria General
DRA. OLGA HERNANDEZ LIMON
Subsecretario Académico
ING. JOSE ANDRES SUAREZ FERNANDEZ
Subsecretario Administrativo
ING. MARCO ANTONIO DELGADO BARRIO
Directorio FMVZ
Director
DR. RIGOBERTO LOPEZ ZAVALA
Secretario Académico
MVZ SAID HERNANDEZ CONTRERAS
Secretario Administrativo
MVZ MIGUEL A. GUEVARA GUERRERO
D-RS-05-18-03
Manual de Prácticas de Virología Enero 2009
3 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
I N D I C E
P Página
I. Propósito del Sistema de Prácticas. 1
I.I. Introducción. 2
I.II. Competencias Profesionales 3
I.III. Niveles de desempeño 4
II. Programa del Sistema de Prácticas 5-6
III. Reglamento del Laboratorio de Virología 7
Práctica No. 1 Descripción y manejo del equipo y cristalería del laboratorio y proceso de esterilización de materiales.
8-14
Sesión No 1.1 Equipo 12
Sesión No. I.II Selección y esterilización 12
Sesión No. I.III Material de cristalería 13
Práctica No. 2. Preparación de diluciones y cálculo de concentraciones.
15-20
Práctica No. 3. Procedimientos para la recolección de muestras de laboratorio.
21-25
Práctica No. 4. Vías de inoculación y sangrado en animales de laboratorio.
26-30
Práctica No. 5. Inoculación en embrión de pollo 31-35
Práctica no. 6. Técnicas serológicas 36-47
Manual de Prácticas de Virología
4 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Sesión No 6.I Técnica de Inmunodifusión 39-41
Sesión No 6.II Técnica de Inmunofluorescencia 42--43
Sesión No 6.III Técnica ELISA 44-45
I N D I C E
Página
Sesión No 7.IV Virus y suero neutralización 46-47
Práctica No. 8. Integradora (serología) 48-50
Bibliografía 51
Manual de Prácticas de Virología
5 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
I. Propósito del Sistema de Prácticas.
Las prácticas son las actividades de formación del conocimiento que permiten al alumno
desarrollar habilidades psicomotrices y expresar actitudes que vinculan al objeto de estudio
con el ejercicio profesional del Médico Veterinario Zootecnista.
Manual de Prácticas de Virología
6 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
I.I Introducción
La virología reviste una particular importancia tanto por el gran número de enfermedades
virales que afectan a la ganadería produciendo mermas severas en la producción pecuaria
como por la relevancia de éstas en la salud pública.
Difícilmente se pueden establecer diagnósticos virales precisos sin una confirmación
mediante estudios de laboratorio debido a la gran diversidad y similitud de los signos clínicos
que estas producen y a los factores climático-ambientales, infecciones secundarias,
virulencia del biotipo y del estado general del animal.
Por su pequeño tamaño, los virus solo pueden observarse mediante el microscopio
electrónico o de barrido lo que implica una gran inversión para este fin. Por ello las técnicas
diagnósticas en el laboratorio más usuales incluyen procedimientos serológicos para la
detección de anticuerpos específicos al agente viral del que se sospecha o bien para la
detección del agente viral mediante anticuerpos específicos previamente obtenidos,
identificados o titulados. El aislamiento del virus es un recurso diagnóstico de mayor
confiabilidad y certidumbre, sin embargo, por su alto costo y tiempo requerido solo es
utilizado en casos que así específicos.
Las técnicas serológicas requieren de la evaluación de sueros sanguíneos pareados, uno
obtenido al inicio de la enfermedad y el segundo, obtenido cuando se encuentra ya avanzada
la enfermedad. Los aislamientos virales y la propagación del virus en cultivos celulares y la
posterior reproducción de la enfermedad en especies susceptibles es el procedimiento más
confiable para el diagnóstico de una enfermedad viral.
Este manual proporciona las herramientas necesarias a futuros médicos veterinarios para
que conozcan algunos de los procedimientos más utilizados en el diagnóstico viral y puedan
interpretar los resultados de los análisis.
Manual de Prácticas de Virología
7 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
I. II Competencias Profesionales.
Las prácticas de Virología que realizarás durante el semestre te permitirán desarrollar las
habilidades y destrezas necesarias para las materias clínicas subsecuentes contribuyendo a
que obtengas las competencias necesarias para tu ejercicio profesional al concluir la carrera
de Médico Veterinario Zootecnista.
Estas prácticas corresponden al contenido temático de la asignatura de Virología cuya clave
en el documento curricular corresponde al M.CS32.110 que se imparte en el cuarto semestre
de nuestro programa de estudios.
Manual de Prácticas de Virología
8 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
I. III Niveles de desempeño.
El nivel de desempeño que lograrás será del nivel III debido a que tendrás un importante
nivel en la toma de decisiones y tendrás bajo tu responsabilidad recursos materiales con los
que opera el laboratorio de Virología.
Manual de Prácticas de Virología
9 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
II. Programa del Sistema de Prácticas.
Las prácticas que desarrollarás están orientadas a la aplicación de los conocimientos que
habrás de adquirir durante la impartición de la asignatura de Virología.
Las prácticas son secuenciales y van de lo más simple a lo más complejo y serán
desarrolladas en unisesiones y multisesiones.
Tema Prácticas programadas Ámbito de desarrollo Duración
Equipo, materiales 1- Descripción y manejo Laboratorio 1
y esterilización de equipo
I.I- Selección y esterilización Laboratorio 1
I.II- Material de cristalería Laboratorio 1
Diluciones 2- preparación de diluciones Laboratorio 1
Concentraciones y calculo de concentraciones
Obtención de 3- Recolección de muestras Laboratorio 1
Muestras para laboratorio
Inoculaciones 4- Inoculaciones Laboratorio 1
y sangrado sangrado de animales
de laboratorio
Inoculaciones 5- Inoculaciones en embrión Laboratorio 1
En embrión de pollo
Vacunas 6- Preparación de una vacuna Laboratorio 1
autógena
Serología 7- Técnica serológicas Laboratorio 1
7.1- Técnica de Laboratorio 1
inmunofluorescencia
7.2- Técnica ELISA Laboratorio 1
7.3- Virus y suero neutralización Laboratorio 1
Manual de Prácticas de Virología
10 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Tema Prácticas programadas Ámbito de desarrollo Duración
Integración 8- Sesión integradora Aula 1
del uso e interpretación de
resultados de las técnicas
serológicas
Manual de Prácticas de Virología
11 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Reglamento del Laboratorio de Virología.
1. Los usuarios deberán entrar al laboratorio utilizando una bata blanca limpia y
debidamente abrochada.
2. No se permite introducir o ingerir bebidas y alimentos en el laboratorio.
3. Los alumnos deberán presentarse a sus prácticas con su manual del laboratorio
correspondiente y materiales que se les haya solicitado previamente.
4. Los alumnos no podrán entrar al laboratorio después de 5 minutos de haberse iniciado
la práctica.
5. Una vez en el laboratorio, los alumnos no podrán salir del mismo hasta que finalice la
práctica salvo por indicación expresa del instructor.
6. Durante la realización de la práctica los alumnos deberán respetar el área de trabajo
de los diferentes equipos y guardar un buen comportamiento.
7. Al concluir la práctica, los alumnos deberán limpiar debidamente su área de trabajo y
dejar los instrumentos y reactivos ordenados.
8. La basura orgánica, inorgánica o contaminada resultante de la práctica deberá ser
depositada en el recipiente correspondiente.
9. El alumno que sea sorprendido manchando o rayando las mesas de trabajo o las
paredes del laboratorio se hará acreedor al pago correspondiente para su reparación.
10. Cuando la práctica involucre la utilización de algún animal vivo, los alumnos deberán
tratarlos humanísticamente y evitar el maltrato de los mismos.
11. Solamente el coordinador del edificio y el jefe del laboratorio podrán autorizar el uso
del laboratorio.
Cualquier sanción por el incumplimiento del reglamento será aplicado por el jefe del
laboratorio, el coordinador del edificio o la administración de la Facultad según sea requerida.
Dr. Andrew Charles Snydelaar H. M.C. Jaime Luis Rábago Castro.Jefe del laboratorio de Virología Coordinador del Edificio Multidisciplinario II
y de Inmunología.
Manual de Prácticas de Virología
12 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Práctica No. 1
Descripción y manejo del equipo y cristalería del laboratorio y proceso de
esterilización de materiales.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. U.A.T.
Responsable de la elaboración:
Dr. Andrew Charles Snydelaar Hardwicke
Manual de Prácticas de Virología
13 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Descripción y manejo del equipo del laboratorio y la cristalería del
laboratorio y del proceso de esterilización de materiales.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción.
La eficacia del trabajo de laboratorio exige utilizar adecuadamente el equipo en cantidad y
calidad, tenerlo en buenas condiciones, preparado e identificado para poderlo utilizarlo
inmediatamente en cualquier momento que este sea requerido.
Toda técnica debe ser cuidadosamente planeada, preparando todo el equipo que se necesite
para su desarrollo.
Propósito específico de la práctica:
Esta práctica tiene como propósito prepararte para que consigas el objetivo de describir,
utilizar y definir las aplicaciones del equipo y la cristalería de laboratorio de virología así como
el proceso de esterilización de materiales.
Criterios de desempeño:
Serás competente para describir y utilizar los equipos del laboratorio de Virología así
como definir sus aplicaciones cuando concluya la práctica.
Serás competente para describir, identificar y detallar el uso de las diferentes piezas
de cristalería cuando concluyas la práctica.
Serás competente para realizar correctamente la esterilización de materiales y
cristalería cuando concluyas la práctica.
Manual de Prácticas de Virología
14 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Normas de seguridad de la práctica:
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso de accidente
Descargas Evita tocar los puntos Avisa inmediatamente a tu
eléctricas de conexión de los equipos instructor
Cortaduras Maneja con cuidado la Lava concienzudamente
cristalería la herida, utiliza el equipo
de primeros auxilios y avisa
inmediatamente al instructor
Quemaduras utiliza guantes de asbesto Utiliza el equipo de primeros
al utilizar el autoclave auxilios y avisa inmediatamente
al instructor
Disposición de desechos:
No se generarán desechos en esta práctica.
Desarrollo de la práctica:
Se te dará una explicación y se realizará una demostración física del manejo y uso de los
diferentes equipos del laboratorio de Virología, de la cristalería y del proceso de esterilización
y se te explicarán los usos de cada uno de ellos.
Manual de Prácticas de Virología
15 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
La práctica 1 se realizará en tres sesiones:
En la sesión I.I se te mostrarán los equipos de laboratorio, su funcionamiento y los usos de
los mismos.
En la sesión I.II se te mostrará la cristalería y se te darán los nombres de las diferentes
piezas así como el uso adecuado de cada pieza.
En la sesión I.III Se te explicará el uso y funcionamiento del autoclave y los materiales que
deben y pueden esterilizarse.
Manual de Prácticas de Virología
16 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Sesión I.I
Equipo:
a).-Balanza analítica
b).-Baño maría
c).-Agitador de pipetas de toma
d).-Autoclave
e).-Horno caliente
f).-Potenciómetro
g).-Espectrofotómetro
h).-Microscopio
i).-Centrifuga
Sesión I.II
Materiales:
1.- Matraz Herlenmeyer
2.- Matraz de fondo plano
3.- Matraz de aforación
4.- Tubos de ensaye con tapón de rosca
5.- Vaso de precipitado
6.- Probeta
7.- Pipeta serológica
8.- Pipeta volumétrica
9.- Gradilla para tubo de ensaye
10.- Caja de petri
11.- Jeringas
13.- Frascos de reactivo
14.- Mortero de porcelana
15.- Laminillas (portaobjetos)
Manual de Prácticas de Virología
17 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Sesión I.III
Selección y esterilización.
Todo material debe esterilizarse inmediatamente después de su empleo para que pueda ser
manipulado sin peligro de infección cuando se vaya a lavar.
El alumno no solamente tiene que saber manejar todos los instrumentos de su equipo, sino
que además debe reconocer las razones para elegir el mismo con una finalidad determinada.
En el laboratorio de Virología debe emplearse material de vidrio duro de buena calidad como
Kimax y Pirex
Es esencial que el material de vidrio este perfectamente limpio, el lavado y enjuagado
escrupuloso del material de vidrio con agua corriente y agua destilada, estas dos prácticas
constituyen las dos prácticas más críticas en un laboratorio de virología.
El material de plástico se usa una vez y se tira, no todos los plásticos son adecuados para el
laboratorio de virología, debido a la composición de este material. Esto adquiere especial
importancia en cultivo de tejidos ya que las células no crecen en todos los plásticos.
Materiales:
Autoclave
Cristalería y materiales diversos.
Manual de Prácticas de Virología
18 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Sistema de evaluación:
Evaluación intermedia no calificativa:
Se te realizará un Interrogatorio oral sobre el manejo y uso de los equipos, la
cristalería y el uso correcto del autoclave.
Evaluación calificativa:
Participarás en el manejo de los equipos, la cristalería y el autoclave.
Escribirás un reporte detallando cada uno de los equipos, piezas de cristalería y el
autoclave incluyendo sus descripciones y usos de los mismos.
Anotaciones del profesional en formación.
Manual de Prácticas de Virología
19 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Práctica No. 2
Preparación de diluciones y cálculo de concentraciones
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. U.A.T.
Responsable de la elaboración:
Dr. Andrew Charles Snydelaar Hardwicke
Manual de Prácticas de Virología
20 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Preparación de diluciones y cálculo de concentraciones.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción.
Para la realización de cualquier prueba serológica con fines diagnósticos se requiere realizar
una serie de diluciones y calcular las concentraciones de los reactivos necesarias para
obtener resultados satisfactorios y confiables según los protocolos establecidos para dichas
técnicas.
Por estos motivos es necesario aprender a realizar correctamente los cálculos para este fin.
Propósito específico de la práctica:
Esta práctica tiene como propósito que alcances el objetivo de realizar diferentes tipos de
diluciones y que puedas calcular las concentraciones que sean requeridas para cada una de
las técnicas serológicas con fines diagnósticos.
Criterios de desempeño:
Serás competente para realizar diferentes diluciones y calcular las concentraciones de
manera correcta cuando concluyas esta práctica.
Manual de Prácticas de Virología
21 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Normas de seguridad:
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso
de un accidente
Cortaduras Manejar cuidadosamente Utilizar el botiquín de
la cristalería primeros auxilios y avisar al
instructor
Disposición de desechos:
Los materiales utilizados deberán ser desechados en los recipientes indicados.
Desarrollo de la práctica:
Materiales:
Colorantes
Agua destilada
Tubos de ensaye
Pipetas
Cloruro de sodio
Balanza granataria
Espátula
Suero de Bovino
Manual de Prácticas de Virología
22 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Procedimiento:
Preparación de diluciones:
Diluciones de fracciones:
• Una dilución de 1/10 se prepara añadiendo una parte de la solución de provisión a 9
partes del diluyente para hacer 10 partes en total.
• Una dilución de 1/10 significa 1 parte en 10 partes en total.
• Una dilución de 1/5 significa 1 parte en 5 partes en total.
Para hacer otras diluciones los denominadores de las fracciones son multiplicadas para
determinar la nueva dilución. Ejemplo
• Una dilución de 1/5 diluido ¼ nos dará una dilución de 1/20
• Una dilución de 1/7 diluido 1/3 nos dará una dilución de 1/21
Diluciones seriadas
Se utilizan en serología para preparar en forma práctica volúmenes pequeños de
soluciones diluidas comúnmente usadas.
Ejemplo.
Se ponen una serie de tubos con 1 ml del diluyente. En cada tubo se agrega 1 ml de la
muestra dando un resultado de 1/2 una vez mezclado.
1ml de la dilución del diluyente de ½ en el tubo No 1 se añade al tubo No 2 resultando
en una dilución del diluyente de ¼ (una dilución de ½ de la dilución de ½)
Al continuar con esta dilución en serie el tercer tubo tendría una dilución de 1/8 el cuarto de
1/16 y así sucesivamente.
Manual de Prácticas de Virología
23 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Cuestionario de evaluación:
Ejercicios:
1. Utilizando una solución salina fisiológica como diluyente prepare las siguientes
diluciones:
a) Una dilución 1/12 de suero bovino
b) Una dilución de 1/12 de suero bovino de una solución de 1/6 de suero bovino.
c) Una dilución de ½ de suero bovino
d) 5 ml de una dilución de ½ de suero bovino
e) 5ml de una dilución de 1/10 de suero de bovino de una dilución de suero de bovino
f) 10ml de una dilución de 1/50 de suero bovino partiendo de 10% de suero bovino
g) 1.5ml de ½ de suero bovino.
2. Prepare una dilución seriada de 5 tubos en suero bovino.
a) Dilución seriada en múltiples de dos con un volumen final de 0.5ml en cada tubo indique la
dilución de suero en cada tubo de la serie.
b) Dilución seriada en múltiples de cuatro de suero bovino usando 1ml de diluente por tubo.
Indique la dilución de suero
1. Prepare 50ml de una solución de 3% de cloruro de sodio partiendo de una solución de
provisión de 15%
Sistema de evaluación:
Evaluación intermedia no calificativa:
-Realizarás correctamente diferentes tipos de diluciones en el laboratorio.
-Realizarás de manera correcta los cálculos necesarios para determinar diferentes
concentraciones.
Manual de Prácticas de Virología
24 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Evaluación calificativa:
Resolverás de manera escrita los problemas de diluciones y concentraciones planteados al
final de esta práctica y los entregarás un día hábil posterior a la misma.
Conclusiones del profesional en formación:
Manual de Prácticas de Virología
25 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Práctica No. 3
Procedimiento para la recolección de muestras sanguíneas e
inoculaciones en animales de laboratorio.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. U.A.T.
Responsable de la elaboración:
Dr. Andrew Charles Snydelaar Hardwicke
Manual de Prácticas de Virología
26 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Procedimiento para la recolección de muestras sanguíneas e
inoculaciones en animales de laboratorio.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción:
El sangrado y la recolección de muestras sanguíneas de animales de laboratorio son de
importancia toda vez que los procesos experimentales de proyectos de investigación con
frecuencia requieren la utilización de estos animales.
Los procedimientos realizados en forma correcta son de especial relevancia para obtener los
mejores resultados posibles y evitar además el sufrimiento innecesario de estos animales.
Objetivo:
Realizarás la recolección de las muestras adecuadas para su envío al laboratorio de
Virología.
Propósito específico de la práctica.
La práctica tiene como propósito que puedas cumplir el objetivo de que puedas obtener
muestras sanguíneas y realizar inoculaciones en animales de laboratorio con fines
experimentales evitando el sufrimiento innecesario de los animales de laboratorio.
Criterios de desempeño:
Serás competente para tomar muestras sanguíneas y para la realización de inoculaciones
cuando concluyas esta práctica.
Manual de Prácticas de Virología
27 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Normas de seguridad:
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso
de un accidente
Precauciones para evitar Utilizar cuidadosamente Avisar al instructor
Pinchazos las agujas
Desechar adecuadamente Utilizar los recipientes Avisar al instructor
las agujas utilizadas. Adecuados para este fin
Evitar el contacto directo Manejar cuidadosamente Avisar al instructor
con sangre. A los animales
Manual de Prácticas de Virología
28 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Desarrollo de la práctica:
El instructor dará una explicación previa a la práctica y una demostración de las técnicas
correctas para la obtención de muestras sanguíneas y técnicas de inoculación.
Los alumnos practicarán estos procedimientos.
Materiales.
• Jeringas y agujas
• Algodón
• Xileno y alcohol
• Animales de laboratorio
• Material para torniquetes
• Tubos de ensayo
• Agua bidestilada.
Sistema de evaluación:
Evaluación intermedia no calificativa:
Procedimiento y destreza en la colección de muestras sanguíneas y en el proceso de
inoculación.
Evaluación calificativa:
Entrega de un reporte escrito sobre la metodología correcta para el sangrado y la inoculación
así como los posibles motivos para inocular animales de laboratorio.
La entrega del trabajo deberá hacerse dos días hábiles después de haber concluido la
práctica.
Manual de Prácticas de Virología
29 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Conclusiones del profesional en formación:
Manual de Prácticas de Virología
30 Dr. Andrew Ch. Snydelaar H.
Práctica No. 4
Procedimiento para las Inoculaciones en Embriones de Pollo.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia. U.A.T.
Responsable de la elaboración:
Dr. Andrew Charles Snydelaar Hardwicke
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Procedimiento para las inoculaciones en embriones de pollo.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción.
El cultivo de virus gripal en huevo embrionado, fue empleado por primera vez por Burnet en
1935, demostrando que el embrión de pollo es un medio muy sensible para el aislamiento de
estos virus, siendo además un medio estéril y poco costoso.
Los virus solo pueden reproducirse en determinadas partes del embrión; por consiguiente se
deben inyectar en la región apropiada. El método exacto de inoculación y la edad del
embrión que se emplea, dependen del virus problema. Por ejemplo, para aislar en forma
primaria el virus de la influenza a partir de material obtenido de la garganta, suele inocularse
este en la cavidad amniótica de embriones de 7 a 8 días; pero el virus se duplica fácilmente
en la membrana alantoidea de embriones de 12 a 13 días, después de varias resiembras en
el amnios. Los lugares más utilizados para la inoculación, además de las cavidades
amniótica y alantoidea, son la membrana corioalantoidea y el saco vitelino.
Propósito de la práctica:
El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de realizar correctamente
los diferentes tipos de inoculación en huevos embrionados.
Criterios de desempeño:
Serás competente para realizar inoculaciones en huevos embrionados cuando concluyas la
práctica.
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Normas de seguridad:
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso
de un accidente
Precauciones para evitar Utilizar cuidadosamente Avisar al instructor
pinchazos las agujas
Desechar adecuadamente Utilizar los recipientes Avisar al instructor
las agujas utilizadas. Adecuados para este fin
Desarrollo de la práctica:
Material:
• Embrión de pollo
• Agujas
• Mechero
• Lápiz
• Alcohol.
• Manguera de látex
• Jeringa
• Punzón
• Vibrador con punta de metal
• Parafina
• Ovoscopio
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Existen varias vías de inoculación en el embrión de pollo y depende del virus o la vía de
inoculación así como la edad del embrión del pollo.
Vías de inoculación:
Vía Edad
Cavidad alantoidea 9 - 11 días
Cavidad amniotica 9 - 11 días
Saco vitelino 3 - 5 días
Membrana corion alantoidea 9 - 11 días
Intracerebral 13 -15 días
Endovenosa 14 - 15 días
Cavidad alantoidea:
1. Se toma un huevo embrión de 9 a 14 días de edad
2. Se ovoscopea
3. Se marca con lápiz la cámara de aire
4. Se desinfecta el cascarón con yodo, alcohol o mertiolate.
5. Se pica el cascarón 3mm arriba de la membrana corioalantoidea en la cámara de aire
sin dañar la fárfara y del lado contrario al embrión.
6. Posteriormente y con una aguja calibre 22 de 1 a 1 ½ pulgada de largo se introduce
en forma vertical, se deposita el inoculo y se retira la aguja.
7. El siguiente paso es sellar el orificio del cascarón con silicón, barniz de uñas, parafina
o resistol y se incuba.
Sistema de evaluación:
Evaluación intermedia no calificativa:
Procedimiento y destreza para las inoculaciones por las diferentes vías.
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Evaluación calificativa:
Entrega de un reporte escrito explicando la diferentes vías de inoculación utilizadas para los
diferentes virus.
El trabajo deberá entregarse tres días hábiles después de concluida la práctica.
Conclusiones del profesional en formación:
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Práctica No. 5
Preparación de una vacuna autógena.
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Preparación de una Vacuna Autógena.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción:
La vacuna (del latín vaccinus-a-um, 'vacuno'; de vacca-ae, 'vaca') es un preparado de
antígenos que una vez dentro del organismo provoca una respuesta de ataque, denominada
anticuerpo. Esta respuesta genera memoria inmunológica produciendo, en la mayoría de los
casos, inmunidad permanente frente a la enfermedad. La primera vacuna descubierta fue la
usada para combatir la viruela por Edward Jenner en 1796.
Las vacunas se clasifican en dos grandes grupos
• Vacunas vivas o atenuadas
• Vacunas muertas o inactivadas
Existen varios métodos de obtención:
• Vacunas avirulentas preparadas a partir de formas no peligrosas del microorganismo
patógeno.
• Vacunas a partir de organismos muertos o inactivos.
• Antígenos purificados.
• Vacunas genéticas.
Las vacunas se administran por medio de una inyección, o por vía oral (tanto con líquidos
como con pastillas).
Propósito de la práctica:
El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de producir una vacuna
autógena utilizando tejido papilomatoso bovino.
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Criterios de desempeño:
Serás competente para preparar una vacuna autógena contra el papiloma bovino cuando
hayas concluido esta práctica.
Normas de seguridad:
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso
de un accidente
Desechar adecuadamente Utilizar los recipientes Avisar al instructor
el material utilizado. adecuados para este fin
Evitar el contacto directo Manejar cuidadosamente Avisar al instructor
con el tejido. el tejido.
Desarrollo de la práctica:
Explicación de del instructor sobre los principios bajo el cual actúan las vacunas.
Materiales:
• Tejido papilomatoso
• Mortero de porcelana estéril
• Formol al 10%
• Antibiótico (penicilina G procaína)
• Agua destilada
• Embudo de vidrio
• Papel filtro
• Jeringa de 3ml
• Papel filtro
• Cristalería estéril
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Procedimiento:
1. Se maceran aproximadamente 2g de tejido papilomatoso
2. Una vez macerados se agregan 5 ml de formol al 10% y se sigue macerando. El
formol es utilizado para inactivar los virus.
3. Después se le agregan 80,000UI de penicilina G procaína, (0.2ml de pemprocilina) con
el fin de no permitir la contaminación por bacterias.
4. Luego se le agregan 4.3 ml de agua destilada para hacer la solución.
5. Después de esto se pasa por un embudo con un filtro.
6. La solución es nuevamente filtrada utilizando un filtro con diámetro de poro de .22
micrómetros.
7. Una vez filtrado se divide la solución en condiciones estériles en dos frascos.
8. Estos son sometidas a congelación una vez realizada la vacuna
• La vacuna autógena será aplicada al animal en dos dosis, la primera por vía
subcutánea.
• La segunda dosis se aplicara ocho días después por vía intramuscular.
Sistema de evaluación:
Evaluación no calificativa:
-Participación activa en la práctica.
Destreza en la preparación de la vacuna.
Evaluación calificativa:
-Reporte escrito detallando la metodología utilizada que deberá entregarse antes de dos días
hábiles de haber concluido la práctica.
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Conclusiones del profesional en formación:
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Práctica No. 6
Técnicas Serológicas.
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Técnicas serológicas.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción.
La serología es el estudio del suero sanguíneo para la detección de anticuerpos contra un
agente infeccioso específico.
Las técnicas serológicas actualmente conocidas y desarrolladas constituyen una
herramienta de gran utilidad diagnóstica, tanto por su relativa sencillez procedimental como
por su bajo costo y relativa rapidez en la obtención de los resultados.
La sensibilidad y especificidad varía según la técnica serológica utilizada, por ende, es
necesario precisar el fin que se persigue al seleccionar una u otra técnica.
Para que una prueba serológica sea de utilidad diagnóstica, se requieren utilizar sueros
pareados (sueros obtenidos del mismo animal al inicio del cuadro clínico y durante la
convalecencia del mismo) para demostrar el incremento o la ausencia del mismo en los
títulos de anticuerpos contra el agente infeccioso causante de una enfermedad que se
pretende diagnosticar.
Propósito específico de la práctica:
El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de identificar la técnica serológica mas
conveniente para el diagnóstico de una enfermedad viral en particular o bien para otro fin
específico, tal como la determinación de incidencias o prevalencias de enfermedades.
Asimismo, podrás entender y describir los principios de acción de las técnicas serológicas.
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Criterios de desempeño:
• Serás competente para expresar los principios y procedimientos de cada técnica
serológica así como para interpretar los resultados obtenidos en las mismas.
Normas de seguridad:
Tipo de peligro Como evitarlo Como proceder en caso
de un accidente
Sangre contaminada Evitar el contacto con Dar aviso al instructor
con un agente sangre y suero
infeccioso.
Exposición oral con Seguir el reglamento Dar aviso al instructor
reactivos del laboratorio
Desecho de materiales Desechar en depósitos Dar aviso al instructor
adecuados
Desarrollo de la práctica:
Se te dará una explicación y se realizará una demostración física y se te explicarán los
principios y usos de las distintas pruebas serológicas.
La práctica 6 se realizará en cuatro sesiones:
En la sesión 6.I Se te dará una explicación y se realizará una demostración física de los
principios y usos de la prueba de inmunodifusión en gel de agar.
En la sesión 6.2 Se te dará una explicación y se realizará una demostración física de los
principios y usos de la prueba de inmunofluorescencia.
En la sesión 6.3 Se te dará una explicación y se realizará una demostración física de los
principios y usos de la prueba ELISA.
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En la sesión 6.4 Se te dará una explicación y se realizará una demostración física de los
principios y usos de la prueba de neutralización viral.
Sistema de evaluación: Las cuatro sesiones de la práctica serán evaluadas de la manera que
a continuación se describe:
Evaluación intermedia no calificativa:
Interrogatorio oral sobre procedimientos y principios y aplicaciones de las técnicas
serológicas.
Evaluación calificativa:
Reporte escrito detallando los usos, bondades y limitaciones de cada técnica serológica, así
como la forma de interpretar los resultados de las mismas.
Sesión 6.I Técnica de Inmunodifusión.
Materiales:
• Agarosa o noble agar con 1.5% de solución fosfato bufferada y 0.2% en agua
desionizada.
• Laminillas de microscopio
• Molde acrílico
• Cinta de aislar plástica
• Pipetas Pasteur
• Suero bovino, suero de conejo, gammaglobulina de bovino, albúmina de suero bovino,
suero de ovino, suero de equino.
• Suero de conejo anti-bovino
• Thiazine red (1.0% en 1.0% ácido acético).
• 2.0% de acido acético.
• Rejillas para tinción y lavados.
• Placas de petri para el control de humedad.
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Procedimiento:
1. Lava las laminillas de microscopio con jabón, enjuague y seque. Ponga las laminillas
en cajas de petri sucesivas para el lavado con etanol; permítales secar.
2. Aplica 2 capas de cinta plástica de cada lado de las laminillas dejando un espacio
aproximado de 1 pulgada cuadrada entre las orillas de la cinta.
3. Corta el exceso de la cinta sobre el filo de la laminilla con una hoja de afeitar.
4. Aplica una precubierta en el área de una pulgada cuadrada entre las cintas mediante
la inmersión de un recipiente con 0.2% de agarosa o noble agar (templado) en agua
desionizada. Déjese en posición transversal para secar.
5. El 1.5% de agarosa o noble agar en solución fosfato bufferada derretido será puesto
sobre la laminilla con una pipeta Pasteur en cantidades suficientes para cubrir el área
entre las cintas y ponga encima otra laminilla no lavada sobre las cintas.
6. Permite a las laminillas reposar hasta que se solidifique el agar. Corte el agar que se
halla derramado y póngalo en el refrigerador para que se gelifique completamente
7. Limpia los moldes plásticos que serán utilizados.
8. Saca las laminillas del refrigerador y con mucha suavidad deslice la laminilla superior
ponga el molde plástico encima de la superficie de agar.
9. Aplica los reactivos en los orificios según lo indicado: En los orificios periféricos
(exteriores) ponga la fracción de globulinas obtenidas mediante precipitación con
sulfato de amonio (el instructor los proporcionará) de suero normal bovino,
gammaglobulinas bovina, albúmina de suero bovino suero normal de conejo, solución
salina fosfato bufferada y en el orificio central ponga el suero anti bovino de conejo.
10. Permite que se realice la difusión durante 48 horas a 5 o 6·C.
11. Después de las 48 horas lava las laminillas (tras de haber removido lateralmente el
molde con suavidad) en 2 o 3 cambios de solución fosfato amortiguada durante 48
horas o más (esto elimina la proteína que no participó en la reacción).
12. Tiñe las laminillas en una solución de 0.1% de thiazina en 1% de ácido acético (el
ácido acético evita que el agar también sea teñido y además fija las proteínas en el
gel) durante 3 a 6 horas
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13. Destiñe las laminillas con 2 o 3 cambios de ácido acético al 2%
14. Coloca un pedazo de papel filtro humedecido en el fondo de un plato de petri, meta las
laminillas en el plato de petri y cúbralo. (esto evita que el agar se seque durante el
proceso de la difusión).
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Sesión 6.2 Técnica de Inmunofluorescencia:
Materiales:
1. Auramina
2. Rodamina
3. Isotioscinato de fluoresceína
4. Naranja de acridina
5. Laminillas
6. Conjugado
7. Microscopio de epifluorescencia
8. Controles positivos y negativos
9. Soluciones de lavado
Estos son algunos de los fluorocromos más utilizados en esta técnica.
La técnica directa es la más utilizada para diagnóstico.
Procedimiento:
• Técnica directa.
1. Fija el antígeno a una laminilla por el método de impronta (puede ser al aire o con
algún fijador como la acetona)
2. Aplica unas gotas de conjugado al anfígeno.
3. Incuba a 37C por un periodo variable que va de 10 minutos a una hora en cámara
húmeda.
4. Sumerge las laminillas en solución lavadora que generalmente es una solución
tampón (durante 10 minutos)
5. Saca las laminillas y sumérgelas en agua destilada 10 minutos más.
6. Sácalas y móntalas con portaobjetos mediante glicerina tamponada.
Si es positiva la muestra, aparecerán con fluorescencia bajo la luz del microscopio.
El color dependerá del fluorocromo utilizado.
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Sesión 6.3 Técnica ELISA
Materiales:
• Microplacas.
• Soluciones de lavado (Buffers).
• Micropipetas dosificadoras.
• Antígeno.
• Conjugado.
• Solución de parado.
• Sustrato.
• Espectrofotómetro.
Procedimiento:
- Agrega el antígeno a los pocillos de la microplaca.
- Después de la incubación y lavados, agrega el suero problema.
- Lava los pocillos y agrega el conjugado y después de la incubación lava los pocillos.
- Agrega el sustrato y después de la incubación agrega la solución de parado.
- Lee la microplaca en el espectrofotómetro y registra los resultados.
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Conclusiones del profesional en formación:
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Sesión 6.4 Técnica de Neutralización Viral.
La Neutralización Viral se define como la perdida de la capacidad infectante de un virus por
la reacción del mismo con un anticuerpo específico.
La prueba de suero neutralización es una técnica muy sensible y específica para la
caracterización viral por métodos serológicos.
La prueba de neutralización puede ser usada para:
a) Identificación de virus o anticuerpo
b) Cuantificación de virus y anticuerpos
c) Determinación de la relación antigénica entre dos o más virus en caso de
antigenicidad cruzada.
d) Diagnóstico de infección viral demostrando aumento del título de anticuerpos
específicos.
e) Determinar niveles de protección ya que los anticuerpos neutralizantes persisten
durante tiempos más prolongados.
Materiales:
1. Suero problema
2. Gradilla
3. Pipetas de 1ml 1/10
4. Virus problema
5. Marcador
6. Cultivos celulares
7. Microscopios
8. Tubos de ensaye
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Procedimiento:
1. Coloca una serie de tubos en la gradilla
2. En tubos de ensaye diluye suero en diluciones quíntuples empezando con 1/10
utilizando una pipeta por dilución.
3. Mezcla 0.5 ml de virus con 0.5ml de cada dilución de suero.
4. Incuba a temperatura ambiente durante 45 minutos 22·C
5. Posteriormente a esto, inocula el sistema en un cultivo celular y después de incubar,
realiza la lectura.
Lectura:
La lectura se realiza por dilución y efecto viral del grupo control contra la dilución del suero e
inhibición del efecto viral por el suero en cuestión.
Conclusiones del profesional en formación:
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Práctica No. 7
Práctica Integradora de las Pruebas Serológicas.
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Práctica Integradora de las Técnicas Serológicas.
Podrán ser atendidos 15 profesionales en formación por unidad de práctica.
Introducción.
Las técnicas serológicas proporcionan una gran herramienta diagnóstica siempre y cuando el
clínico veterinario sepa solicitar la prueba de laboratorio indicada en función a su diagnóstico
presuntivo. Además deberá conocer los principios de acción de las pruebas con el fin de
interpretar correctamente los resultados emitidos por el laboratorio y así poder llegar a
establecer el diagnóstico definitivo.
Propósito específico de la práctica.
El propósito de esta práctica es que logres el objetivo de integrar los conocimientos que
adquiriste en las prácticas de serología (6.I, 6.2, 6.3 y 6.4).
Criterios de desempeño.
Serás competente para expresar los principios de cada técnica serológica, solicitar las
pruebas indicadas según el caso clínico que se te presente así como para interpretar
debidamente los resultados obtenidos en el laboratorio.
Normas de seguridad:
Ninguna.
Disposición de desechos:
Ninguna.
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Desarrollo de la práctica.
• Exposición por el instructor, discusión en subgrupos y presentación de las
conclusiones subgrupales.
• Sumatoria de las relatorías por el docente.
Sistema de evaluación:
Evaluación intermedia no calificativa:
Participación en discusiones dirigidas y conclusiones emitidas.
Evaluación calificatoria:
Entrega de un reporte integral sobre los usos, aplicaciones, bondades y debilidades de cada
una de las técnicas serológicas y la manera de interpretar los resultados de cada una de
ellas.
Esta práctica será realizada en el aula.
Conclusiones del profesional en formación
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Bibliografía:
Cunningham,C.H. Virología práctica. Editorial Acribia, S.A.
Fechner, J. Vacunas y vacunación de los animales domésticos. Editorial Acribia, S.A.
Krupp M.A., Tierney, E., Jawetz E., Roe R.I., Camargo C.A. Manual de diagnóstico clínico y
de laboratorio. 8 Edición. Editorial El Manual Moderno.
Merchant, I.A. y Packer, R.A. Bacteriología y virología veterinarias. Editorial Acribia, S.A.
Morgan, S.J., Darling D.C. Cultivo de células animales. Editorial Acribia, S.A.
McKenrie S.B., Woodlife H.J. Hematología Clínica. 2ª. Edición. Editorial El Manual Moderno.