fisiologia vegetal

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(FISIOLOGIA VEGETAL)

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GUÍA DEL PROFESOR SECRETARÍA DE EDUCACIÓN PÚBLICA SUBSECRETARÍA DE EDUCACIÓN SUPERIOR E INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA SUBSISTEMA DE UNIVERSIDADES TECNOLÓGICAS COORDINACIÓN GENERAL DE UNIVERSIDADES TECNOLÓGICAS

ELABORÓ:

(GRUPO DE DIRECTORES DE LA CARRERA DE ........................................................)

REVISÓ: (COMISIÓN ACADÉMICA NACIONAL DEL ÁRE ....................)

APROBÓ: COORDINACIÓN GENERAL DE UNIVERSIDADES TECNOLÓGICAS

FECHA DE ENTRADA EN VIGOR:

SEPTIEMBRE 2001

Revisión no. 0.

Fecha de revisión: septiembre, 2001.

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I. DIRECTORIO

(Anotar el nombre del funcionario actual) SECRETARÍO DE EDUCACIÓN PÚBLICA (Anotar el nombre del funcionario actual) SUBSECRETARIO DE EDUCACIÓN SUPERIOR E INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA DR. ARTURO NAVA JAIMES COORDINADOR GENERAL DE UNIVERSIDADES TECNOLÓGICAS RECONOCIMIENTOS (Anotar el Nombre de la Persona participante y después de la UT)

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(FISIOLOGIA VEGETAL) D.R. 20001 ESTA OBRA, SUS CARACTERÍSTICAS Y DERECHOS SON PROPIEDAD DE LA: COORDINACIÓN GENERAL DE UNIVERSIDADES TECNOLÓGICAS (CGUT) FRANCISCO PETRARCA No. 321, COL. CHAPULTEPEC MORALES, MÉXICO D.F. LOS DERECHOS DE PUBLICACIÓN PERTENECEN A LA CGUT. QUEDA PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN PARCIAL O TOTAL POR CUALQUIER MEDIO, SIN AUTORIZACIÓN PREVIA Y POR ESCRITO DEL TITULAR DE LOS DERECHOS. ISBN (EN TRÁMITE) IMPRESO EN MÉXICO.

ÍNDICE

# CONTENIDO PAGINA

I. DIRECTORIO Y RECONOCIMIENTOS 2 II. ÍNDICE 3 III. INTRODUCCIÓN DE LA ASIGNATURA 4 IV. UNIDADES TEMÁTICAS

UNIDAD I.- Introducción a la fisiología vegetal. ------------------------------ UNIDAD II.- La célula vegetal. ------------------------------------------------ UNIDAD III.- Economía del agua. -------------------------------------------- UNIDAD IV.- Fotosíntesis. ----------------------------------------------------- UNIDAD V.- Respiración. ------------------------------------------------------ UNIDAD VI.- Nutrición. -------------------------------------------------------- UNIDAD VII.- Circulación. ----------------------------------------------------- UNIDAD VIII.- Crecimiento y desarrollo. --------------------------------- UNIDAD IX.- Fisiología de la reproducción. ------------------------------ UNIDAD X.- Fisiología de la maduración. --------------------------------- UNIDAD XI.- Reposo y conservación de yemas y semillas. ------------

V. REFERENCIAS VI. GLOSARIO VII. ANEXOS (FIGURAS, TABLAS, ETC.) 1. Evaluación del curso, taller, materiales. 2. Resultados Finales de evaluación del aprendizaje

III. INTRODUCCIÓN DE LA ASIGNATURA Las plantas germinan, crecen, se desarrollan, maduran, se reproducen y mueren. La fisiologìa es el estudio de esos procesos, del como y por que cada planta se ccomporta de una manera propia y peculiar; es el estudiode la organización y operación de los procesos que ordenan su desarrollo y comportamiento. Cada planta es el producto de su información genetica modificada por su ambiente y cada parte u organo vegetal se modifica adicionalmente por el estado fisiologico,o ambiente interno de la planta, del cual forma parte. La fisiologìa vegetal trata sobre la reciprocidad de todos estos factores en la vida de las plantas. La fisiologiase basa en conceptos fìsicos, quìmicos y biologicos, y utiliza los tèrminos y sistemas de medida de estas ciencias. La fisiologia vegetal es Ens. Misma una ciencia exacta y, por tanto, debe de escribirce y presentarce en terminos precisos. Muchos estudiantes estaran familiarizados con los terminos.

UNIDAD 1 Introducción a la fisiología vegetal INTRODUCCIÓN La fisiología vegetal describe y explica las funciones de cada órgano, tejido y organelo celular de plantas, así como la de cada constituyente químico ( ion molecular o macromolécular); además si se considera que los procesos y funciones son dependientes y sufren modificaciones por factores externos como la luz y temperatura. La Fisiología Vegetal permite describir y explicar la forma en que los procesos y funciones responden a esos cambios.

OBJETIVO Y CRITERIOS DE APRENDIZAJE Página

1.- Analizará el concepto de fisiología vegetal y su relación con otras ciencias.

OBJETIVO Y CRITERIOS DE APRENDIZAJE 1.- Analizará el concepto de fisiología vegetal y su relación con otras ciencias. 1.1.1- DEFINIRÁ EL CONCEPTO BÁSICO DE FISIOLOGÍA VEGETAL.

EVALUACION PARCIAL

INVESTIGACION BIBLIOGRÁFICA

1 MATERIAL Material bibliográfico que le indicará el titular del curso. PROCEDIMIENTO. 1. - Consulte la bibliografía indicada por su. Maestro y proceda a resolver las

preguntas del cuestionario , referente a la discusión en este instructivo. 2.- El titular del curso le indicará cuáles preguntas se incluirán como material de examen y la fecha en que se aplicarán en cada caso. INSTRUCCIONES 1. - Conteste en forma clara breve y concisa cada una de las preguntas Indicadas. 2. - En los casos que considere necesarios, incluya las ilustraciones o esquemas

según, con las indicaciones correspondientes señalando por partes, estructuras, etc. según juzgue conveniente.

CUESTIONARIO

1. Mencione las diferencias estructurales entre una célula animal y una vegetal. Célula animal: vesícula con exocitosis microbellosidad, vesícula de golgi, vesícula de pinosistosis, centríolos, tiene más mitocondrias, cretas mitocondriales. Célula vegetal: pared celular, lamina media tiene solo una sola mitocondria, cloroplastos, plasmodesma, membrana vacualar, vacuola, membrana de cloro plasto y tilacooide. 2. ¿que estructuras forman una célula vegetal y cual es su función? Mitocondrias, cloroplastos, citoplasma, núcleo, ribosoma, retículo endoplasmatico, liso y rugosos. Citoplasma: se componen de agua y numerosas sustancias minerales y orgánicas en estado coloidal.

Núcleo: contiene el ADN responsable del almacenamiento y la transmisión de las características hereditarias. Ribosomas: tienden a estar distribuidas uniformemente en el citoplasma. Retículo endoplasmatico rugoso: ofrece soporte a los ribosomas para que lleven a cavo la síntesis de proteínas. Retículo endoplasmatico loso: párese estar al servicio de las síntesis de hormonas espacialmente esteroides. Mitocondria: es realizar reacciones de oxido reducción que suministra la energía necesaria para los procesos que se denominan respiración celular. Cloroplastos: orientan simultáneamente los millares de moléculas de clorofila para que la recepción de energía lumínica sea optima. 3. Explica cuales son las funciones del agua que la hace tan importante para los

seres vivos (al menos 5). � Pueden hacer fotosíntesis (plantas) � Podemos obtener oxigeno del agua � Es indispensable para vivir � Calma la sed � En el crecimiento y desarrollo de los ecosistemas. 4. Explica como es la estructura de la molécula del agua. Dos moléculas de agua y una de oxigeno 5. Explica por que a pesar de que la molécula del agua es eléctricamente neutra

se dice que es bipolar. Por que se puede cargar con las dos cargas por lo mismo que es neutro. 6. Explica que significa calor especifico del agua y cual es su importancia. Es la cantidad de calor que por unidad de masa necesita un cuerpo para elevar su temperatura y su importancia es para poder llegar al punto de ebullición del agua. 7. Explica que significa calor latente de fusión y vaporización del agua y cual es

su importancia. El calor latente de fusión es el calor que se aproxima para poder cumplir con la ebullición del agua, vaporización del agua es cuando hay desprendimiento de las moléculas de hidrogeno y oxigeno. 8. Explica a que temperatura alcanza el agua su máxima densidad y cual es la

importancia de ella. 100°C es para que quede en estado gaseoso.

H

H

O

9. Define tensión superficial y explica cual es la tensión superficial del agua y la

importancia de dicha característica en tal sustancia. Se define como la fuerza de atracción entre moléculas que sugiere la existencia de una película en la superficie de los líquidos. Se mide de dina/cm. El valor de la tensión superficial en el agua pura es de 75 dinas/cm aproximadamente. 10. Define el termino viscosidad y explica cual es la viscosidad del agua y cual es

la importancia de que las moléculas de dicha sustancia tengan valor. Viscosidad es la resistencia que presenta dicho liquido a fluir como resultado de la inatracción o cohesión de sus moléculas. 11. Explica cual es la constante dieléctrica del agua y con que funciones. Este parámetro es una medida de la capacidad de neutralizar la atracción entre cargas eléctricas. A causa de esta propiedad el agua resulta un solvente especialmente fuerte para los electrolitos y las moléculas molares, tales como los azúcares. La parte positiva de la molécula de agua es atraída hacia la superficie negativa, iónica o molecular, de una molécula polar y, de forma similar, la parte negativa es atraída hacia la superficie positiva. 12. ¿Cuántos tipos de células componen el xilema? Dos, el vaso vascular y traqueidas. 13. ¿Qué características tiene cada una de estas células? Vasos vasculares: son células cilíndricas de diámetro ligeramente mayor que las traqueidas. Traqueidas: son células alargadas con extremos puntiagudos y engrosamiento en las paredes. 14. ¿Cuántos tipos de células componen el floema? Tres, el tubo criboso, acompanantes y las fibras de floema. 15. ¿Qué características tiene cada una de estas células? Tubo criboso: su función es el transporte de nutrimentos. Acompanantes y fibras del floema: se mueven dentro de la corriente citoplásmica. 16. ¿Qué diferencia hay entre el sistema conductor de una gramínea (por ejemplo

maíz) y de un frutal (por ejemplo durazno)? La diferencia es el tipo de hoja, una es simple y la otra es compuesta. 17. Compare la pared celular de una célula conductora del xilema con una del

floema. El floema es mas alargado y menos grueso que el xilema. 18. ¿Qué son y donde se sitúan las placas de perforación? Una parte de la litosfera que se puede perforar.

19. ¿Qué son y donde se sitúan las placas cribosas? Sirven para conducir la savia descendiente de los vegetales. 20. ¿Qué son los plasmodesmos? Masa de citoplasma que contiene varios núcleos no separados por membranas. 21. ¿Cómo esta constituido el sistema conductor de las coníferas? Son plantas leñosas muy ramificadas y de grande dimensión cuya madera posee canales resiníferos como los pinos y abetos. 22. ¿Dónde se localizan los meristemos? En la raíz, tallo y ramificaciones. 23. ¿Qué es un meristemo primario? Los primarios proceden directamente de los tejidos embrionarios. 24. ¿Qué es un meristemo secundario? Se derivan de los tejidos adultos cuyas células recobran la capacidad de división. 25. ¿Qué función cumple el cambium vascular? Es una capa delgada de las células divisoras localizadas entre la corteza y la madera. Originalmente se deriva del meristemo apical, pero, en tanto que este participa en la inclinación del crecimiento vertical el cambium vascular origina el lateral. Este no solo produce el floema, ni el xilema, sino en regiones especificas se producen hileras de células de parénquima que radian hacia fuera y cruzan, tanto el xilema como el floema. 26. ¿A que grupo de tejidos pertenece el clorénquima o parénquima clorofílico o

fotosintezador? Al grupo de los tejidos fundamentales o establecidos 27. ¿Qué características tiene la célula clorenquimatica? Son alargadas y presentan paredes primarias engrosadas y no lignificadas, debido a sus flexibles paredes puede estirarse fácilmente ofreciendo poca resistencia al alargamiento. 28. ¿Cuál es el tejido “en empalizada”? entre las capas de epidermis en las hojas esta el tejido fotosintético el mesófilo. Aparte de las células exclusivas, las células de este tejido son las únicas hojas que contiene clorofila suelen haber dos tipos de mesófilo: empalizada y esponjoso. 29. ¿Cuál es el tejido “lagunoso o esponjoso”? el mesófilo esponjoso, por debajo de la capa en empalizada esta formado por células de forma irregular con grandes espacios entre ellas y tienen el aspecto de una esponja al verlo bajo el microscopio. 30. ¿Cuál es la estructura del cloroplasto?

Cloroplasto de una hoja de avena S: estroma SL: tilacoide estromatico G: grana SG: grano de almidon CW: pared celular 31. ¿En que consiste el sindrome o anatomia de Kranz? Consiste en la capa de celulas que rodean los haces vasculares, es muy prominente con gran numero de cloroplastos, la mayor parte de las plantas poseen celulas de la vaina del haz, dificil de distinguir en especie que no tienen anatomia. 32. Define el concepto de carbohidrato y anota su clasificación. Son las principales sustancias , se constituyen de las plantas, son alimento importante para los animales, y sirven como fuentes de energia y proporcionan cadeas carbonadas para los compuestos que son sintetizados por los organismos sinteticos vivientes y se clasifican en: � Monosacaridos o azucares simples (glucosa) � Disacaridos (sacarosa) � Polisacaridos 33. Define el concepto de enzima a anota su clasificación. Son proteinas catalizadoras producidas por las celulas, regulan la rapidez y especificidad de las miles de reacciones quimicas intracelulares. Se clasifican en:

Oxidoreductoras Reductasas Transferasas Oxidosas Desidrogonasas Cinasas Hidrolasas Proteinasas Ribonucleasas Desoxirribonucleasa Lipasas Liosaqs isomerasas Ligasas o sintetasas Polimerasas 34. Haga un esquema con la formula desarrollada del Adenosin Trifosfato (ATP)

indicando con la flecha los enlaces de alta energia. Adenosin trifosfato

Ribos

a

Adenin

La hidrólisis del ATP un grupo fosfato se separa de la molecula del agua al ATP. Los productos de la reacción son el ADP, un grupo fosfato libre y energia alrededor de unas siete kilocalorias de energia se liberan por cada mol de ATP. CUESTIONARIO 1. - Mencione las diferencias estructurales entre una célula animal y una

Vegetal. 2. - Que estructuras forman una célula vegetal y cual es su función. 3. - Explica cuáles son las funciones del agua que la hacen tan importante

Para los seres vivos (al menos 5). 4. - Explica cómo es la estructura de la molécula del agua. 5. - Explica porqué a pesar de que la molécula del agua es eléctricamente

Neutra se dice que es di polar. 6. - Explica que significa calor específico del agua y cual es su importancia. 7. - Explica que significan calor latente de fusión y vaporización del agua y Cual es su importancia. 8. - Explica a que temperatura alcanza el agua su máxima densidad y cual es la importancia de ella. 9. - Define tensión superficial y explica cual es la tensión superficial del agua. Y la importancia de dicha característica en tal substancia. 10. - Define el término viscosidad y explica cual es la viscosidad del agua y cual es la importancia de que las moléculas de dicha substancia tengan

Valor. 11. - Explica cual es la constante dieléctrica del agua y conque funciones. 12. -¿Cuantos tipos de células componen el Xilema? 13. -¿Qué características tienen cada uno de éstos tipos?

14. -¿Cuántos tipos de células componen el Floema? 15. -¿Qué características tienen cada uno de éstos tipos? 16. -¿Qué diferencia hay entre el sistema conductor de una gramínea ( por

Ejemplo maíz) y de un frutal (por ejemplo manzano)? 17. - Compare la pared celular de una célula conductora del xi lema con una

Del Floema. 18. -¿Que son y dónde se sitúan las placas de perforación? 19. -¿Qué son y dónde se sitúan las placas cribosas? 20. -¿Que son los plasmodesmos? 21. - ¿ Que es el simplasto? 22. -¿Que es el apoplasto? 23. -¿Cómo está constituido el conductor de las coníferas? 24. -¿Dónde sé Localizan los meristemos? . 25. -¿Que es un meristemo primario? 26. -¿Que es un meristemo secundario? 27. -¿Que función cumple el cambium vascular? 28. -¿A qué grupo de tejidos pertenece el colénquima o parénquima

Clorofílico ó fotosintetizador? 29. -¿Qué características tiene la célula clorenquimática? 30. -¿Cuál es el tejido en empalizada''? 31. - ¿ Cuál es el tejido lagunoso o esponjoso? 32. -¿Cuál es la estructura del cloroplasto? 33. -¿En que consiste el síndrome o anatomía de kranz? 34. - Defina el concepto de carbohidrato y anote su clasificación 35. - Defina el concepto de enzima y anote su clasificación 36. - Haga un esquema con la fórmula desarrollada del Adenosintrifosfato

ATP, indicando con la flecha los enlaces de alta energía. 37. - Indique en un esquema la conversión de ATP a ADP y viceversa. 38. - Anote 5 diferencias entre DNA y RNA. 39. - Defina el concepto de hormona. 40. - Defina el concepto de fitorregulador y su clasificación. 41. - Defina el concepto de proteína y su clasificación. 42. - Defina el concepto de lípido y su clasificación. CONCLUSIONES

Bibliografía 1. BAENA PAEZ G; 1982. Instrumentos de Investigación. Editores Unidos Mexicanos. 2, BIDWELL, R.G.S; 1983. Fisiología Vegetal. AGT Editores. 1 a Edición en Español. 3. CORDOBA CARLOS V. 1976 Fisiología Vegetal Editorial Científico Técnica. P Edición. La Habana, Cuba. . 4. DE ARMAS URQUIZA, ORTEGA DELGADO, RODES GARCIA, 1988. Fisiología Vegetal. Editorial, Pueblo y Educación. La Habana, Cuba. 5. DEVLlN y WITHAM 1983.Plant Phisiology. Wadsworth Publishing

Company, 4a Edición, Belmont, California. 6. Esau K. 1978. Anatomía Vegetal. Editorial Omega. Barcelona, España. 7. GARZA MERCADO, A. 1972.Manual de Técnicas de Investigaciones, 4a Reimpresión. México, 8, ROJAS GARCIDUEÑAS, M, 1972. Fisiología Vegetal Aplicada. Mc Graw Hill. México.

RESULTADO DE APRENDIZAJE 2.1.2- APRECIARA EL APOYO DE OTRAS CIENCIAS EN LA FISIOLOGÍA VEGETAL

UNIDAD 2 La Célula Vegetal INTRODUCCIÓN La mayoría de los sistemas biológicos están formados por unidades llamadas células. Cada célula es una entidad viva completa; la "biounidad" más pequeña capaz de mantener una existencia independiente. Este concepto (una de las doctrinas básicas unificadoras de la biología) fue elaborado por Schleiden y Schwan en 1839, más de 150 años después del primer reconocimiento evidente de la naturaleza celular de las plantas superiores, por Robert Hooke. La única excepción a este concepto son los virus, que no tienen capacidad de vida independiente, debido en gran parte a su lapso de vida, pues deben asociarse y vivir dentro de células a fin de reproducirse, así que no son, en el sentido más amplio, verdaderos organismos vivos.

Las células de los organismos más simples son capaces de realizar todas las actividades y manifestaciones vitales. En organismos más complejos las células pueden alcanzar un alto grado de especialización, para realizar solamente actividades específicas Necesitan, por lo tanto, de la capacidad para comunicarse unas con otras, de manera que las actividades de grupos de células especializadas puedan coordinarse y los productos de un proceso metabólico de un grupo de ellas puedan transferirse a otro grupo para promover el metabolismo. Cada una de las células de un organismo multicelular porta inicialmente, y quizá por toda su vida, la totalidad de la información del organismo. Obviamente, no es posible extraer o utilizar toda esta información inmediatamente, por lo tanto, la célula debe tener algún sistema de selección y ciertas instrucciones externas que la habiliten para seleccionar la información apropiada.

Es evidente que el organismo influye sobre el patrón de desarrollo de las células individuales o, en otras palabras, el comportamiento de una de ellas es influenciado por las otras. Este es un hecho importante y básico en el estudio y comprensión de la fisiología vegetal. Para comprender el comportamiento de un organismo, deben conocerse íntimamente los detalles del comportamiento y capacidades de las células que lo constituyen. Inversamente, el estudio de las actividades y reacciones de una sola célula o de sus partes es una pretensión estéril, a menos que se la estudie en la perspectiva de todo el organismo del que es una parte y el cual controla y dirige su comportamiento y desarrollo. OBJETIVO Y CRITERIOS DE APRENDIZAJE 1.- Apreciara a los organelos y sus funciones. 2.-Analizará la osmosis y el potencial hídrico en los vegetales 3.-Reconocerá los factores que influyen en el funcionamiento de la célula vegetal 4.- Reconocerá los plastidos y sus funciones

TEMA 1

Objetivo de aprendizaje 1.- Apreciará a los organelos y sus funciones. RESULTADO DE APRENDIZAJE 1.1.1.-Reconocerá a los órganos y sus función de la célula vegetal.

Tema 2 Objetivo de aprendizaje 2.-.Analizará la osmosis y el potencial hídrico en los vegetales RESULTADO DE APRENDIZAJE 2.1.1.-Reconocerá el transporte e importancia del agua en las plantas. MEDICIÓN DEL POTENCIAL HIDRICO DEMOSTRACIÓN Introducción. Un contenido adecuado de agua en las células y tejidos de las plantas es indispensable para que esta lleve a cabo eficientemente sus funciones. De esta manera tenemos que cuando las células no están plenamente turgentes se produce la perturbación de muchos procesos fisiológicos siendo uno de ellos la disminución de la fotosíntesis debido al cierre de los estomas. Esto ocasiona a su vez que la cantidad de fotosintatos enviados a los órganos de reserva o de crecimiento no sean suficientes.

Se dice que los tejidos de las plantas están en déficit hídrico cuando las células y tejidos no están plenamente turgentes. El déficit hídrico puede variar desde un descenso casi insensible en el contenido de agua de las células pasar por un marchitamiento momentáneo en el medio día o llegar a ser un marchitamiento permanente que lleve a la muerte por desecación (Kramer, 197,). La causa del déficit hídrico es un desbalance entre la cantidad de agua absorbida por las raíces y el agua perdida por la transpiración. Siempre que por alguna causa la absorción sea pobre (insuficiencia de las raíces, poca disponibilidad de agua en el suelo, etc.) o la transpiración sea excesiva (por altas temperaturas por apertura de los estomas, etc.) existe seguramente una entrada a déficit hídrico con las consecuencias mencionadas, anteriormente.

Debido a lo anterior es importante conocer el estado hídrico de los tejidos

para evitar en lo que se refiere a este punto el mal funcionamiento de las plantas. ¿Qué métodos existen para medir el estado hídrico de las plantas? Mencionaremos aquí dos criterios: la medición del potencial hídrico mediante un psicrómetro y mediante la bomba de presión. Sin embargo, antes debe abocarse brevemente qué es el potencial hídrico. El potencial hídrico se define formalmente como la cantidad de energía libre que hay en una mol de agua esto es equivalente a decir que es la cantidad de energía que puede utilizar una mol de agua para llevar a cabo un trabajo. Ahora, la capacidad del agua para llevar a cabo un trabajo o potencial hídrico o puede variar de acuerdo a varios factores. Por ejemplo: los solutos agregados a un cuerpo de agua pura disminuyen el potencial hídrico, la presencia de presiones lo aumentan

o si las moléculas de agua se absorben alrededor de un coloide o una superficie de adsorción disminuye el potencial hídrico. Agua pura SOLUTOS

Agregamos Solutos

aumenta el valor del potencial Debemos aclarar en este punto que las paredes celulares de las plantas tienen la capacidad de atraer agua y absorberla, razón por la cual disminuyen el potencial hídrico. Mencionaríamos dos cosas además: 1° por convención Internacional se ha establecido que el agua pura a 1 atmósfera de presión y a la temperatura del medio ambiente valga cero, y 2° el potencial hídrico se mide en unidades de presión (Salisbury y Ross. 1978) Medición del potencial hídrico mediante un Psicrómetro. Para medir el potencial Hídrico en este caso se hace uso de una de las propiedades coligativas del agua que es la presión de vapor. La importancia de las propiedades coligativas es que varían conforme varía el potencial hídrico. Así una solución tendrá cierta presión de vapor de agua que el agua pura o un cuerpo de agua sometido a presiones. Otra ventaja de estas propiedades es que, como en el caso de la célula, la presión de vapor que se presente representará la suma, de los diversos factores que afectan el potencial hídrico. Esto es evidente si se tiene en cuenta que cuando las células están plenamente turgentes hay cierta concentración de solutos (sales minerales, azúcares, etc.) en el citoplasma, cierta concentración de coloides y cierta presión de turgencia dada por la pared celular; por lo que en conjunto, da cierto valor potencial hídrico y cuando falta agua a las células éstas se plasmolizan y por lo tanto aumenta la concentración de sales y coloides y disminuye la presión de turgencia de la pared celular y se altera entonces el potencial hídrico, haciéndose más negativa. El psicrómetro de punto de rocío el tejido se coloca en un pequeño volumen cerrado de aire, permitiendo que el potencial hídrico se equilibre en esta pequeña cámara, midiéndose (hasta que ha ocurrido esto) la densidad de vapor (humedad) a una temperatura conocida. La medición de la humedad dentro de la cámara se hace mediante la instalación de dos termopares, en el Interior de la cámara. Uno

Presiones

tiene una masa relativamente grande, de modo que su temperatura permanece cercana a la del aire presente en la cámara. El otro termopar es muy pequeño. Cuando por un instante se hace pasar una corriente débil por los termopares (y en el sentido correcto), el empalme pequeño se enfría con rapidez por el efecto Peltler. A medida que se enfría, en su superficie se condensa una pequeña cantidad de humedad del aire contenida en la cámara. Al evaporarse esta humedad enfría aun mas termopar, actúa como bulbo húmedo del termopar. La deferencia entre la temperatura de este bulbo y la del termopar seco Indica la HR y, por consiguiente, el potencial hídrico del aire contenido en la cámara. La temperatura uniforme del aire entre los termopares se mantiene sumergiendo la cámara en un baño da agua (Sallsbury y Ross, 1994). Medición del potencial hídrico con una bomba de presión. Dado que es la planta se considera que el agua se encuentra formando una

Figura: La unión del termopar; (la parte esférica, de unos 100 un de diámetro es un psicrómetro que se utiliza para medir la humedad atmosférica y, por consiguiente, el potencial hídrico. Arriba: La unión, seca antes de la prueba. Abajo: la unión, húmeda, poco después de experimentar, enfriamiento por efecto Pelter. Las gotas de agua se condensaron del aire. red tridimensional que se une a las estructuras de la célula Y que ésta tiende a salir hacia el medio ambiente por la diferencia tan grande que hay en el potencial hídrico, generándose una tensión en el xilema y toda la planta. Como consecuencia de esta tensión el diámetro del tallo y resto de la planta tiende, a disminuir de acuerdo a la tensión existente. Con el método de la bomba de presión se mide el grado de tensión a través del corte de la estructura vegetal (lo que provoca la ruptura de la columna de agua y la recuperación del tamaño normal de las estructuras) y la restauración de las columnas de agua al nivel del corte a través de aire a presión introducido en una cámara.

Bibliografía. Kramer, P.J. 1974. Relaciones Hídricas de suelos y Plantas (versión en español de edición de 1969) L Tejada (trad.) Edutex, México, D.F. Pierre, W.H. Kirham, D., Pesell. J. y Shaw, R. (Edo.) 1996. Plant Enviroment and efficient Walw Use. 4a. Reimpresión (1981). Ross, W,C, 1974. Plant Physiology laboralory Manual. Wadsworth. Belmonl. California. Salisbury; F.S. y W.C. Ross. 1978. Plant Physiol. 2a. Ed. Wadsworth California. Iberoamérica. México D.F.

TEMA 3 Objetivo de aprendizaje 3.-Reconocerá los factores que influyen en el funcionamiento de la célula vegetal Objetivo de aprendizaje 3.1.1.- Reconocerá los cambios que sufre la célula provocados por factores externos e internos y el metabolismo celular.

TEMA 4 4.- Reconocerá los plastidos y sus funciones 4.1.1.-Determinar la función de los plastidos

UNIDAD III

Economía del agua

INTRODUCCIÓN Las amplias interrupciones o vacíos pueden causar marchitez severa, debido a que una columna rota ya no puede transmitir a las raíces la tensión necesaria para elevar el agua. Se presupone que estos cordones interrumpidos se reconectan en la noche por la presión de la raíz, cuando disminuye la tensión causada por la evaporación de agua de las hojas.

OBJETIVO Y CRITERIOS DE APRENDIZAJE Página

1. Reconocerá la anatomía y modificaciones de las hojas para la economía del agua

2.- Reconocerá la importancia de la transpiración 3.-Analizara los estados del agua en el suelo y que tipo es aprovechable para las plantas.

Objetivo de aprendizaje: 1.-Reconocerá la anatomía y modificaciones de las hojas para la economía del agua RESULTADO DE APRENDIZAJE 1.1.1. - IDENTIFICARA LAS MODIFICACIONES DE LAS HOJAS PARA LA PERDIDA DEL AGUA. METODOS PARA LA MEDICION DEL AREA FOLIAR. El área total de las hojas se describe mediante el llamado Indice de Area Foliar (IAF). Este valor indica el número de unidades de área por unidad de área de terreno, es decir: IAF = Area de las hojas Area del terreno que ocupan. El IAF sirve como un Indicador de la superficie disponible para la absorción de luz y suministra un denominador común para discutir el potencial fotosintético de un cultivo determinado. El IAF puede variar drásticamente mediante la densidad de población, la distribución de las plantas o por un cambio de variedad. Nichiporovich en 1960 (Citado en Mitchell 1970) hace notar que los siguientes puntos son útiles como una base de discusión cuando se trabaje con el IAF. a) El IAF debe ser suficiente para interceptar tanta radiación como sea posible. b) El IAF debe de tener una magnitud tal que prevenga el parasitismo, esto es, la condición en la cual las hojas inferiores usen los carbohidratos a una velocidad más alta de la que los foto sintetizan. c) El IAF debe reunir las condiciones y propósitos para los cuales el cultivo está destinado. Un IAF máximo no siempre conduce a una máxima producción de grano ni produce siempre los máximos de materia seca. El IAF se registra en un estado específico del crecimiento (por ejemplo a los 30 días del brote de las plántulas, durante la antesis, etc.) y las comparaciones entre variedades se hacen en un mismo estado de desarrollo. El IAF proporciona además la base para obtener otros parámetros útiles en la descripción de la fotosíntesis de un cultivo. Por ejemplo un valor relacionado con el IAF es el de duración del área foliar (DAF) y es utilizado para describir el tiempo durante el cual el área foliar es funcional. Por ejemplo, un campo de maíz puede tener un IAF de

4.5 en el momento de la polinización pero sería útil conocer cuánto tiempo es mantenido este IAF. Puede incluso hacerse una comparación usando la DAF para dos variedades, una de las cuales mantiene un IAF de 4.5 durante 40 días y otra un IAF de 5.3 por 30 días. Estos valores nos proporcionarán información acerca de cómo usar estas variedades para un medio ambiente con determinadas condiciones de radiación, fertilidad o períodos de sequía (Mitchell, 1970). Volviendo al IAF debemos hacer notar que en la medición del área de las hojas se considera solamente un lado de éstas. Ahora bien, en la determinación del IAF el problema básico es la medición del área de las hojas. ¿Qué métodos existen para medir el área de las hojas? Mencionaremos en este caso cuatro de ellos: 1) Método gravímétrico: Consiste en trazar el contorno de la hoja sobre un papel, recortarla y pesarla. El área de la hoja es calculada mediante el pesado de hojas de papel de área conocida, es decir: Donde: A= Area de las hojas n = Número de intersecciones Que tocan las láminas de las hojas, S = Superficie total de la placa N = Número total de Intersecciones de la placa. Se han llevado a cabo algunos trabajos que tratan de determinar cuál es la densidad de interacciones más adecuadas para obtener una medida más confiable de la superficie foliar y Burd y Lomas (1976) ,sugieren que una densidad de 100 intersecciones en 100 cm es la mejor. Otra ventaja de usar una rejilla de estas proporciones es que la relación anterior se convierte en: A = n Es conveniente contar varias veces el número de intersecciones que tocan la lámina de la hoja y sacar un promedio. Así mismo es importante saber qué intersecciones contar y cuáles no, Para lograr formarse un criterio acerca de esto es conveniente practicar un poco midiendo el área de una superficie, conocida. Por otra parte, debe recordarse que el área obtenida hasta ahora, es estimada y que si se desea mayor precisión puede trazarse una gráfica que relacione las áreas obtenidas en la rejilla con áreas verdaderas (medidas en otro método mas exacto, planimetro por ejemplo) y obtener la ecuación que las relacione, De esta manera cualquier otra medida obtenida con la rejilla puede sustituirse en la ecuación y obtener así un valor mas cercano al verdadero

4).-Planimetro Optico, Este es uno de los métodos más prácticos y precisos médir el área de una muestra de hojas.Un planímetro consta esencialmente, de los elementos incluidos

en la Figura 1. * En este dispositivo tenemos que la fotocelda recibe una cantidad de luz constante, produciendo a su vez una corriente constante. Si interferimos el paso de la luz con láminas de superficie conocida se producirán determinadas variaciones de la corriente. De esta manera hacemos una calibración del aparato. Después introducimos las hojas (superficie desconocida) y observamos la variación de corriente. El área de:. Peso del papel con área conocida._________________ Area conocida. Peso de la impresión-------------------------------------- X (Area de la hoja) 2) Relación entre las medidas lineales y el área de la hoja. La forma general de este método de cálculo del área de una hoja es: AF = b x A x L + a Donde: AF = Area de la hoja A = Ancho máximo de la hoja L = Largo máximo de la hoja a y b = Coeficientes (dependen de la hoja) De acuerdo a esto, solo es necesario obtener las medias necesarias y conocer el valor del coeficiente a y b para obtener el área (AF) de la hoja. En el Cuadro 1 se encuentran varios valores de a y b para diferentes cultivos.

Cuadro 1. Ejemplos de coeficientes a y b utilizados para calcular el área foliar de varias especies. ESPECIE ECUACION CACAO AF = 156.188 x L +9.178 TOMATE AF = 0.1551 x L2

PEPINO AF= 0.8663 x L - 6.3985 cv. Marketer.

MAIZ y SORGO AF =0.75 x L x A GIRASOL AF = 0.6798 x L x A ALGODON AF=0.77 x L x A MANZANA AF = 0.708 x L x A

TRIGO AF = 0.836 x L x A (Fernandez y Arias, 1989)

VALOR DE b. a = O CEBADA 0.64 TRIGO 0.65 ARROZ 0.66 MAIZ 0.71 - 0.81 GRAMINEAS EN GENERAL 0.68

GIRASOL 0.61 - 0.76 TABACO 0.61 - 0.76

0.69 ALGODON Tomado de Sestak, et al.

1971) En el apéndice 1 se presenta un resumen de la metodología para que se calculen los modelos de cualquier otra especie. 3) Método del conteo de intersecciones. Este método utiliza una placa de vidrio, plástico u otro material sobre la cual se traza una red con líneas horizontales y verticales de tal manera que aparecen cierto número de intersecciones o cruces entre las líneas. Para estimar la superficie de una o varias hojas necesitamos contar el número total de intersecciones Que tocar las láminas de las hojas y sustituir en la siguiente relación (Hart, 1965); A = n x §. N Las hojas se conoce por la curva de calibración. Los planimetros comerciales hacen directamente la conversión de variaciones de corriente a superficie, por lo

que facilitan mucho el trabajo. Sin embargo, no siempre se dispone de un planímetro, por lo cual es útil conocer otros métodos de medición del área foliar. . Todos los métodos anteriores excepto el segundo son destructivos (hay que arrancar las hojas). Existen otros métodos no destructivos que preservan las hojas en la planta. Para conocer estos métodos consúltese a Sestak, et al. (1971). Material y Métodos. Hojas de papel Tijeras Balanza eléctrica Regla Rejilla Planímetro Hojas de una planta (sorgo, trigo, tabaco, etc.) Medir el área de un grupo de hojas por los cuatro métodos descritos anteriormente. Reporte sus resultados de acuerdo al siguiente cuadro:

M E T O D O AREA Foliar relación Afx/AF4

1) Gravimétrico 2) Medida lineales. 3) Conteo de Intersecciones.

4) Planimetro Compare los valores obtenidos para cada método y con ayuda de la relación AFxJAF4 discuta los resultados en función de la exactitud y el tiempo empleado para lIevarlos a cabo. Bibliografía Burd, D. Y lom... J. 1976. Método. de medición de' area loliol. un e.tudio de precisión y rapidez. WMO Sympo.iulr. de Agromeloo'ologla del Cultivo de Malz. lo"a Slale Uni.er.ily, Ame., lowa. Traducción de E.. Solórzano v. Ferntndez, H. Y E Arí... 1989. Estimación del Area Foliar en Plant.s do Cunivo. Parte l. "grotecnlca d. Cul>.. 15:1-48 Boletin de R.senas. Suelos y "gloqulmica. la Habaoa, Cuba. Harl, PH '96S .. minia'u,. gr'd 101 e...maling CI.. 01 gr... le.v... Agror. J. 57(6):634. Keal.h, Z. Calahy, J. y Ja..¡., P.G 1971 Planl Photo.ynthetlc Productlon Manual o, Melhod.. W. Ju"h N. V the Hagu. MitGhel, R C. 1970. :;rop Growlh and culture. lowa 5tate L;ni.ers;ty P'e.. Am... lowa.

1.1.2- IDENTIFICAR LA SUPERFICIE DISPONIBLE PARA LA ABSORCIÓN DE LUZ Y SUMINISTRO DE EL POTENCIAL FOTOSINTÉTICO ESTRUCTURAS ANATOMICAS QUE INTERVIENEN EN EL TRANSPORTE DEL AGUA Las plantas están constituidas básicamente por cuatro sistemas de tejido: meristemático, epidérmico, fundamental y vascular. Cada una de las células que forman estos tejidos están inmersas en agua y constituidas por ella. Esta agua está distribuida en dos regiones bien definida del cuerpo de las plantas: 1) El apoplasto, que consta de todas las paredes celulares y los espacios intercelulares (considerado un sistema no vivo y. El simplasto, que está formado por todos los protoplastos de las células, los cuales están por plasmodesmos formando un continuo (considerado un sistema vivo). El transporte de agua desde la raíz a todas las partes de las plantas se lleva a cabo a través del tejido vascular. Este tejido está formado por xilema y floema. El xilema considerado en el apoplasto y es el encargado del transporte (en cantidad) de agua; está formado por un sistema de tubos capilares que recorren la planta (traqueidas y elementos del vaso). El floema está considerado dentro del simplasto y está formado también por un sistema de tubos capilares (elementos cribosos) a través de los cuales también se lleva a cabo transporte de agua, pero en menor cantidad. MATERIALES Y EQUIPO 1 . Microscopio compuesto 2. Preparaciones permanentes de raíz, tallo y hoja diferentes especies de

monocotiledóneas y dicotiledóneas.

PROCEDIMIENTO

1. De las preparaciones permanentes que se le proporcionen, observe el microscopio en 10 X Y 40 X/ siguiendo el procedimiento normal para la" colocación, enfoque y observación, con cada una de las laminillas.

2. Auxiliándose de los Esquemas, identifique en cada caso las estructuras observadas. RESULTADOS 1 . Elabore esquemas de cada una e indique, según la etiqueta de identificación de cada laminilla, de que tipo de planta se trata. 2. En cada esquema señale las estructuras que fueron identificadas. VI. DISCUSION 1. ¿Qué diferencias estructurales encontró en las especies observadas a nivel

raíz, tallo y hoja? 2. ¿Cuáles pudieran ser las causas de estas diferencias? Explique.

3. ¿Cómo influye el. tipo de estructura en los distintos procesos fisiológicos de las plantas fanerógamas, Explique y dé ejemplos.

4. Mencione que otros aspectos de las plantas le parecen importantes para relacionar forma-función. 5. Describa sus conclusiones en base a la teoría y a lo observado en su material. VII. CONCLUSIONES VIII. BIBLlOGRAFIA 1.- Bidwell R. 1979 Fisiologla Vegetal ACT. Editores 1 a. Edición. 2.- Grewlach y Adams. 1976 Las plantas. Introducción a la Botánica

Moderna. Editorial Limusa. 3.- Larque Saavedra Trejo Lopez. 1990. El agua en las plantas. Manual de prácticas de Fisiología Vegetal. Colegio de Post-Graduados. Chapingo, México. Editorial Trillas, México. 4.- Stevenson F y Mertens. 1980. Anatomía Vegetal. Editorial Limusa 1 a edición, México.

Tema 2 OBJETIVO Y CRITERIOS DE APRENDIZAJE 2.- Reconocerá la importancia de la transpiración 2.1.1.-Identificará los factores y circunstancias que afectan a la transpiración

FACTORES QUE AFECTAN LA VELOCIDAD DE TRANSPIRACION

La transpiración está controlada por tres factores: a) el gradiente de presión de vapor entre la hoja y la atmósfera. b) la resistencia que ofrezca la hoja . c) la resistencia que ofrezca el aire. El gradiente de presión de vapor que existe entre la hoja y la atmósfera es muy fuerte y depende más que nada de la temperatura del medio, que a su vez controla la humedad relativa. Es por esto que cuando aumenta la temperatura se presenta un incremento de la transpiración. La resistencia de la hoja tiene varios componentes, siendo dos, de los principales la cutícula y los estomas. De estas dos, la resistencia de los estomas es variable, ya que puede ocurrir apertura y cierre de estos (kramer, 1974). El funcionamiento de los estomas esta controlado básicamente por los niveles de hidratación de sus tejidos y por los niveles de CO2. Otros factores que influyen en el comportamiento de los estomas, como la luz, temperatura y el viento lo hacen indirectamente a través de los dos mencionados anteriormente (Salisbury y Ross, 1978). Él ultimo factor es la resistencia que ofrezca el aire, determinada por la denominada capa limítrofe. La capa de limítrofe es una capa de aire que rodea a la hoja y que tiene propiedades diferentes a las que presenta el resto de la atmósfera. Principalmente tiene mayor contenido de humedad y menor concentración de CO2 Así, la presencia de una capa de limítrofe bien definida puede impedir en cierto grado la transpiración. Si ésta desaparece, lo que ocurre cuando hay viento, aumenta la transpiración (Kramer, 1974). La mayor cantidad de agua se pierde a través de los estomas. Como podemos ver, la influencia de factores como la luz, temperatura o el viento sobre la transpiración ocurre a varios niveles. Materiales y Métodos. 4 potómetros 1 ventilador 1 calefactor 1 lámpara 3 termómetros ramas de una planta (trueno, etc.)

Para llevar a cabo la medición de transpiración se utilizara un potometro. Note que en este aparato se mide el agua absorbida a través del tallo pero como sabemos, la cantidad de agua transpirada corresponde al agua absorbida. El potometro que se utilizará aquí es el diseño por Cocklin (1973). Siga los incisos a continuación: a) Monte el dispositivo tantas veces como condiciones del medio que vaya a

probar. b) Verifique en cuánto tiempo la rama consume 0.2, 0.4 y 0.6 ml de agua para

cada condición del medio ambiente. En los casos que se requiera, mida la temperatura (luz, medio ambiente, calefactor). Repita 2 ó 3 veces el ensayo y obtenga un promedio de tiempo requerido para consumir 0.2 ml de agua.

c) Con los datos de volumen de agua, tiempo y área foliar calcule, para cada tratamiento la cantidad de agua perdida por unidad de superficie foliar por unidad de tiempo. Llene con sus datos el siguiente cuadro.

Cuadro 1. Transpiración en varias condiciones del medio

Discuta sus resultados de acuerdo a la influencia que presente cada factor.

Actividad paralela. Como actividad paralela a esta practica puede obtener impresiones de los estomas de la planta que se este trabajando. Estas impresiones pueden lograrse usando barniz transparente de uñas colodión, etc. En este caso se recomienda el método de M.E. Engleman (no publicado) que usa el pegamento denominado kola contra la superficie de la hoja y se deja secar durante 5 minutos. Desprenda el

porta objetos. Observe al microscopio. Pueden hacerse preparaciones del haz y del envés y compararlas. Bibliografía. Cocklin, R.E 1973. An unbreakeable potometer. En C. J. Cleeg (Ed.) Plant Physiology. ASE Lab. Books. London. Kramer. P.J. 1974.Relaciones Hídricas de suelos y plantas. EDUTEX. México. Salisbury, F.B. y C Ross. 1994. Fisiología vegetal Gpo. Edit. Iberoamérica, México.

OBJETIVO Y CRITERIOS DE APRENDIZAJE 3.-Analizara los estados del agua en el suelo y que tipo es aprovechable para las plantas. 3.1.1.- Identificara el agua aprovechable para las plantas que se encuentra en el suelo. a) Densidad aparente. La densidad es un término que expresa la masa por unidad rolumen de una sustancia. Cuando se aplica a los suelos se le omina densidad aparente. porque se incluye el espacio oso. Los cambios en la porosidad reflejan valores de densi- aparente variable. Como regla general. la densidad aparente (Da) tiene un >r máximo en suelos de textura gruesa porque tienden ala 1or porosidad. aun cuando el tamaño de sus poros es grande. ersamente. el espacio poroso total de un suelo con textura , tiende a ser mayor y por tanto. su densidad aparente baja. El de estos valores son los siguientes.

a) Calcula el contenido de humedad volumétrica del suelo. partiendo de los porcentajes de humedad gravimétrica.

9 = 9 Da

b) Calcula la lámina de agua en el suelo. c) Estima la porosidad total del suelo. d) Calcula la masa de la capa arable del suelo. e) Con la porosidad. estima el grado de compactación del suelo.

letivo

Determinar la densidad aparente de varios suelos e inferir su Ldo físico.

35 Materiales

Equipo para muestras inalteradas Frascos con tapadera Etiquetas Espátula o hilo grueso Estufa Balanza granataria Bolsas de polietileno Pala recta

Procedimiento

1. Inserte en el equipo muestreador un anillo de aluminio, e cilindro del mismo material de volumen conocido y final mente otro anillo. 2. Para muestrear la capa superficial coloque el muestreado sobre el suelo. Con el martillo que forma parte del equipo gol pee varias veces a fin de que el cilindro se introduzca en e suelo lo suficiente para llenarlo, procurando no compactar I. muestra.

coloca el equipo muestreador . 4. Con sumo cuidado retire el muestreador del cilindro ayuda- do por los anillos que contienen la muestra de suelo e intro- dúzcala en una bolsa de polietileno para evitar pérdidas de humedad. 5. Antes de colocar la muestra en la estufa, retire los anillos y con la espátula o hilo elimine el exceso de suelo de tal manera que el cilindro quede totalmente lleno. 6. Seque la muestra en la estufa durante 24 horas a 105 °C. Con la relación de peso de suelo seco y el volumen del cilindro, obtenga el valor de la densidad aparente. b) Capacidad de Campo Capacidad de campo ( CC) se define como la cantidad de agua que un suelo retiene contra la gravedad cuando se deja dre- nar libremente (Gaucher, 1971). En un suelo bien drenado, esta condición de humedad se alcanza a los dos o tres días posterio- res a un riego o lluvia intensa, según las características físicas del suelo. En condiciones normales, el gran contenido de humedad que se pierde en el suelo es causado por el consumo de las plantas y la evaporación.

Objetivo

Realizar la determinación de capacidad de campo por el método de campo y ollas de presión.

MÉTODO DE CAMPO

Materiales Pala Porción de plástico de 2 m m Barrena de humedad Recipientes con tapadera Estufa Balanza

Procedimiento

1. Seleccione un sitio de muestreo que sea representativo del área de estudio. 2. Construya un cuadro de 1 X 1 o 2 X 2 m m con bordos de aproximadamente 20 cm de alto. Para representar mejor las condiciones reales de campo, se recomienda que en terrenos surcados se tome la sección de un surco de 1 a 1.5 m de largo y se levanten bordos en los extremos, donde se utilice de preferencia el agua con la cual se riega el predio. 3. Una vez construido el cuadro, añada suficiente agua para saturar el suelo hasta la profundidad deseada. Cubra el área con el plástico para evitar la evaporación y el crecimiento de plantas. 4. Cuando el agua se haya infiltrado, inicie el muestreo de humedad a la profundidad deseada cada 6 a 8 horas para suelos lige- ros, y cada 12 a 24 horas para suelos pesados, con ayuda de la barrena de humedad. 5. Para obtener el porcentaje de humedad las muestras se pesan y colocan en la estufa durante 24 horas.

6. El muestreo se realiza hasta que el porcentaje de humedad tiende a ser constante. Este valor corresponde ala capacidad de campo.

MÉTODO DE OLLAS DE PRESIÓN Materiales

Olla de presión Platos de cerámica Embudo Anillos de hule Piceta Frascos con tapadera Balanza Estufa

Procedimiento "".;! 1. Coloque los platos de cerámica en un recipiente que conten}:;"g' ga agua destilada y déjelos reposar durante 24 horas. 2. Una vez saturados los platos, coloque los anillos de hule de manera que formen un círculo, y con la ayuda de un embudo coloque el suelo procurando que el contenido sea uniforme. 3. Sature la muestra lentamente con agua destilada cuidando que el movimiento del agua sea ascendente. 4. Coloque el plato en la olla de presión, tápela y aplique una presión de 1/3 atm durante 24 horas. 5. Transcurrido ese tiempo, retire la olla de presión, destape y pase rápidamente las muestras a los frascos previamente tara- dos para ser pesados y colocados en la estufa. 6. Determine el valor de cc con base en el peso de suelo secoir?~ .;'

Ejercicios

1. ¿Por qué un suelo arcilloso retiene más agua a capacidad de campo que un suelo arenoso? 2. ¿Por qué se usa la masa de suelo secado al horno como base.¡ para calcular la humedad del suelo? 3. ¿Cuál es la utilidad práctica de conocer el valor de la CC?;;'., \ d) Punto de marchitéz permanente Punto de marchitez permanente (PMP) es el límite más bajo del suelo disponible para el crecimiento de las plantas, y el límite más bajo de absorción de agua (Kramer, 1969). El PMP se alcanza por la mayoría de los cultivos a 15 bares, donde los potenciales osmóticos varían entre 10 y 20 bares.

Objetivo

Determinar el PMP en plantas cultivadas y con la membrana de presión.

MÉTODO DEL GIRASOL

Materiales

Dos botes de lámina de 500 9 con tapadera de hule Semillas de girasol Papel filtro Algodón

Procedimiento

1. Perforar el fondo de los botes y hacer un pequeño orificio en el centro de la tapadera para permitir la salida de la planta. 2. Colocar el papel filtro en el fondo del bote y llenar con suelo secado al aire, tamizado por una malla de 2 m m de diámetro. 3. Agregar la misma cantidad de suelo a todos los botes y dejar libre 5 cm por debajo de la tapadera. r ..' ' ' ' 4. Colocar tres semillas de girasol que con anterioridad se haya

cultivado en el centro de los botes, y regar continuamen1 hasta que las plantas tengan cuatro pares de hojas o 10 cm c altura. 5. Seleccionar la más desarrollada y sacarla por el orificio de ! tapadera, retirando el resto de las plantas. Cubrir con algodó el espacio entre el tallo y el contorno del orificio de la tapad, ra para evitar la evaporación. 6. Esperar que la planta se marchite; el primer síntoma por fa ta de agua es la caída de las hojas inferiores. Ponga la plan1 en una cámara húmeda y oscura y observe su recuperacióJ si esto sucede, sáquela de dicho sitio y deje pasar cierto tien po hasta que presente de nuevo la marchitez. Otra vez co1 que la dentro de la cámara hasta observar que no presenl recuperación. 7, Cuando se marchite permanentemente, determine el pe~ del bote más la planta. Córtela y pese de nuevo, la diferenc corresponde a la parte aérea.

8. Colocar el bote en I.a estufa a 105 °C durante 24 horas has' peso constante.

Obtenga el valor del PMP con la siguiente fórmula:

A -1.4B -C PMP = C -0.1B -D

Donde:

A = Peso del bote con planta al PMP después de sacarlo de cámara húmeda B = Peso en verde de la parte aérea del girasol 0.5B = Peso aproximado de raíces 0.4B = Peso aproximado de agua en raíces 0.1 B = Peso aproximado de raíces secas C = Peso del bote con suelo seco a la estufa D = Peso del bote con tapadera

Cuando sea difícil obtener el valor del PMP se puede recun a la fórmula empírica

CC PMP = -o¡;;;:

Ejercicio

1. ¿A qué puede deberse la marchitez de una planta en el cam¡: cuando el suelo tiene un 50% de humedad aprovechable?

Cuadro 8.1 .Registro de dotos poro obtener el PMP .

Fecha Inicio Fecha Final

Bote número A B C D PA

d) AGUA APROVECHABLE DEL SUELO Introducción

El agua aprovechable por las plantas se define como la diferencia de contenido de humedad entre la capacidad de campo ( CC) y el punto de marchitez permanente (PMP); se considera que a CC el agua aprovechable es de 100 % ya PMP de O %. La lámina de agua disponible (LAD) se define como la cantidad de agua máxima que puede ser aprovechable por un cultivo, se expresa en cm de lámi- na de agua y se define por la siguiente fórmula:

CC- PMP (Dap )(profundidad) LAD= 100

Donde:

LAD = lámina de agua disponible, en cm. CC = capacidad de campo, en porcentaje de humedad gravimétrica. PMP = punto de marchitez permanente, en porcentaje de humedad gra- vimétrica. Dap = densidad aparente, en g/cm-3. profundidad = profundidad radicular, en cm.

La lámina de agua disponible es de gran utilidad, pues con ella se puede programar la frecuencia y la cantidad de lámina de riego que el suelo puede retener para evitar adiciones excesivas de agua. Para cultivos donde se desea cosechar granos, se encontró experimental- mente que el máximo rendimiento se logra cuando se permite un consumo de alrededor de 50% del agua aprovechable ( en cultivos como maíz, sorgo, frijol, etc.). Para hortalizas se recomienda que el consumo del agua aprovechable sea de alrededor de 30% en cultivos como lechuga, repollo, etcétera. Para saber la cantidad de agua que se ha consumido, la lámina de agua con sumida (LAC) se calcula de la siguiente manera:

LAC = CC- CHM (Dap )(profundidad) 100 Donde:

LAC = lámina de agua consumida al momento del muestreo, en cm. CC = capacidad de campo, en porcentaje de humedad gravimétrica. CHM = contenido de humedad al momento del muestreo, en porcentaj de humedad gravimétrica. Dap = densidad aparente del suelo, en g/cm-3. profundidad = profundidad radicular, en cm.

Por otra parte, la lámina de agua puede expresarse como porcentaje de aba timiento si se considera la siguiente fórmula:

...LAC(100) PorcentaJe de abatImIento = LAD

Donde:

LAC = lámina de agua consumida, en cm. LAD = lámina de agua disponible, en cm.

BIBLIOGRAFtA

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UNIDAD IV Fotosíntesis

INTRODUCCIÓN

En J 771, Joseph Priestly, un clérigo y químico inglés, descubrió que las plantas verdes eran capaces de renovar el aire "viciado" por la respiración de los animales y sugirió la participación del O2 (aunque todavía no se sabía que este "aire desflogistado", como él lo llamó, estaba formado por moléculas). Posteriormente un médico holandés, Jan Ingenhous, demostró que la luz resultaba necesaria para la purificación del aire. Descubrió que las plantas también producían "aire viciado" en la 'oscuridad. De manera sorprendente (en la actualidad) esto le llevó a reco-mendar sacar las plantas de las casas durante la noche, ¡para evitar la posibilidad de que los ocupantes se intoxicaran! Gest (1988) revisó este y otros experimentos pioneros que realizó Stephen Hales a principios del siglo XVIII.

En 1782, Jean Senebier demostró que la presencia del gas "nocivo" que producen los animales y las plantas en la oscuridad (CO2) estimulaba la genera-ción de "aire purificado" (Oz) en presencia de luz. Así, ya en aquella época se demostró la participación de dos gases en la fotosíntesis. Los trabajos de Lavoisier y otros investigadores dejaron claro que estos gases eran en realidad CO2 y O2. En 1804, N. T. de Saussure propuso la participación del agua al efectuar las primeras cuantificaciones de la fotosíntesis. Descubrió que las plantas ganaban más peso seco durante la fotosíntesis del que se podía explicar por la diferencia entre el peso del C02 absorbido y el peso del O2 liberado. Atribuyó correctamente la diferencia a la captación de H20. También se dio cuenta de que durante la fotosíntesis se intercambiaban volúmenes más o menos iguales de C02 y O2.

OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.- Identificara los pigmentos que absorben la energía de la luz. 2.- 2.-Identificara las funciones de la fotorrespiración. 2.2.-Analizara los factores morfológicos de las plantas. 3.- Clasificar los aspectos morfológicos de las plantas y su patrón fotosintético. 4.- Identificara la captura de la energía solar y reacciones de la fotosíntesis.

Tema 1 1.- Identificara los pigmentos que absorben la energía de la luz. 1.1.1. IDENTIFICARA LOS PIGMENTOS FOTOSINTÉTICOS MAS

IMPORTANTES.

• Mortero

• Embudo

• Matraz

• Papel de filtro

• Alcohol

• Hojas de espinaca

EXTRAER LOS PIGMENTOS FOTOSINTÉTICOS Y SEPARARLOS MEDIANTE UNA TÉCNICA SENCILLA DE CROMATOGRAFÍA EN PAPEL.

1. Lavar las hojas de espinacas, retirar los nervios y ponerlas en un mortero, junto con el alcohol y una pequeña cantidad de carbonato cálcico (que evita la degradación de los pigmentos fotosintéticos).

Triturar la mezcla hasta que las hojas se decoloren y el disolvente adquiera un color verde intenso.

2.- Filtrar con un embudo y papel de filtro.

3.- Colocar el filtrado en una placa Petri, y sobre ella pon un rectángulo de unos 15 centímetros de ancho por 10 centímetros de alto doblado en V para que se mantenga en pie sobre la placa de Petri

Dejar así el montaje y esperar unas horas. Los pigmentos se irán separando según su adsorción

Al observar el papel donde hemos hecho la cromatografía, vemos cuatro bandas o zonas (figura A), que corresponden a los distintos pigmentos fotosintéticos presentes en las hojas de espinaca. Según su grado de solubilidad con el alcohol se reconocen estas bandas y en este orden:

1. clorofila b

2. clorofila a

3. xantofila

4. carotenos

Este es el aspecto final de la cromatografía obtenida con las hojas de espinacas

Los pigmentos fotosintéticos

450 a 500 nm Clorofila a Clorofila b Violeta, azul y verde Violeta, azul, naranja o roja

Observa atentamente el gráfico que te mostramos sobre absorción de luz y longitud de onda en distintos pigmentos naturales y contesta las siguientes cuestiones:

a.- ¿Qué pigmento fotosintético absorbe longitudes de onda de 700 nm?

b.- ¿Cuál absorbe a 490 nm? c.- ¿A qué longitud de onda absorben más y mejor los carotenoides? De

d.- ¿Qué franja de luz visible absorben mejor las clorofilas?

e.- ¿Y los carotenoides?

1.1.2. DEMOSTRARA EL FENÓMENO DE FLUORESCENCIA EN LA CLOROFILA.

MEDICIÓN DE LA FOTOSlNTESIS MEDIANTE EL ANALlZADOR DE GASES EN INFRARROJO (lRGA). Introducción Existen diversos métodos para medir la fotosíntesis tales como la variación de peso de un órgano la cantidad de 14c que se localiza en los tejidos de las plantas o, más recientemente, mediante la espectroscopia en el infrarrojo. En el análisis de gases mediante la espectros copia en e! infrarrojo (O calor) se basa en que las moléculas gaseosas heteroatómicas (C02, H20, CO),. N20, NH3 entre otros) absorben estas longitudes de onda. Esto condiciona en el aire la retención del calor por el C02 y el H20 provocando 1 primero llamado efecto invernadero en la tierra. Este hecho se aprovecha para construcción de los analizadores de gases. Un IRGA consiste en tres partes básicas que son: la fuente de infrarrojo (S), la celda donde se coloca el gas a medir (C) y un detector (D). El C02 en la celda de gas disminuirá la radiación que llegue al detector y le ocasionará una disminución en su respuesta. La fuente de radiación infrarroja es una espiral de aleación de níquel y cromo, o tungsteno, calentada a unos 600 - 8OO°C. La espiral se recubre con oxido y se incrusta en un material de cerámica transparente. En cuanto a las celdas, la mayoría de los IRGA son instrumentos de doble haz, pasando cantidades iguales de radiación, denominadas la celda de análisis y la celda de referencia (La celda de análisis es de paso continuo esto es, hay un flujo continuo del gas que se muestra a través de la celda * * FiS. l. Disposición generalizada de un analizador simple CO2, en el infrarrojo. La radiación infrarroja proviene de una fuente (S) se pasa a través de una celda de gas. La radiación infrarroja que sale de la celda puede ser filtrada, típicamente con un filtro de paso de bandas de 4.3mm (F) antes de que llegue al detector (D). La señal del detector será rectificada y amplificada (RA) antes de mostrarse. Cualquier incremento en la concentración del gas que absorbe IR en la celda, producirá una caída en la señal del Detector. * Fig. 2 o Ejemplo de la configuración de un IRGA de doble haz con celdas de absorción Luft del detector (d) en paralelo. Lo radiación de ambas fuentes (S1 S2), es escindida

simultáneamente (C), de tal manera que la radiación tanto en la celda de análisis (A) como de la referencia (R) llaga simultáneamente alas celdas detectoras correspondientes. En lo que se refiere al detector, este está dividido en dos cámaras separadas por un delgado diafragma de cobre berilio, aluminio y oro, que forma un electrodo de un diafragma condensador. Las cámaras pueden estar en paralelo (Figura 2) o en serie, En la configuración en paralelo la radiación que pasa a través de la celda de referencia entra en una de las cámaras. y la que pasa a través de la celda de análisis entra a la otra: La radiación causará cambios periódicos de presión en el detector acompañados de vibración simultánea de la membrana. La amplitud de la vibración es determinada por las diferencias de "presión entre las dos cámaras, que a su vez es determinada por la diferencia en concentración de CO2, entre la celda de análisis y la de referencia. . Una vez que se tienen los elementos básicos de lo que hace el analizador de gases el siguiente paso es entender cómo se mide la fotosíntesis. Para esto será fácil entender que si se encierra una hoja en una cámara, se ilumina esta y se hace circular el aire, éste puede ser introducido en el IRGA para medir los cambios de concentración en el tiempo. Como el vapor de agua también absorbe la radiación infrarroja (y como hay transpiración en la cámara) se coloca una substancia que absorbe este vapor en el camino antes del IRGA. Como se ve también, la misma muestra de aire que sale de la hoja es la que se introduce en la cámara. A este sistema de conexiones entre él IRGA y la muestra se le llama sistema cerrado existiendo otros sistemas como el denominado abierto en el que, si se sigue la ruta de movimiento del aire se ve que no hay recirculación de la muestra de aire. Otro sistema es el semiconfinado. * fig 3. Diagrama que ilustra el flujo del aire en un sistema confinado. C= cámara de confinamiento de la hoja. D = válvula derivadora de secado. IRGA = analizador de gases en el infrarrojo Y P = bomba. IRGA .

L' +

HSB S Fig. 4. Diagrama que ilustra el flujo de aire en un, sistema abierto con cámaras múltiples. El aire exterior es forzado al sistema por una bomba (P) y luego un sistema de acondicionamiento de aire (AC) para controlar la humedad y las concentraciones de gases. El flujo una cámara de referencia y a varías, cámaras foliares es controlado por

313

celda

IRGA

P

medidores de flujo de masa y reguladores de flujo (F) El aire de las cámaras foliares (C) entra a un selector de gases ( SS) que en secuencia pasa gas de cada cámara a un higrómetro diferencial (H) y a un IRGA diferencial (lRGA). Los cambio. en concentraciones de agua y CO2, sobre cada hoja se determinan por comparación con una corriente de gas referencia (r) Típicamente, el gran numero de datos colectados por un sistema de este tipo debe ser enviado a un registrador de datos con memoria (D). En la figura 5 se presentan los componentes basjcos del analizador de gases LI-COR LI-6200. Este aparato tiene además aditamentos que miden la radiación (µ mol m-2 S-1), la Temperatura de la hoja. Cuenta además con una consola computarizada donde se introducen datos del experimento y el área foliar de la muestra, para que apartir de los cambios de CO2 y el flujo calcule la tasa de fotosíntesis (µM CO2 M

-2 S-1)

También estima la transpiración y calcula algunas otras variables como temperatura estomaticaca (resistencia) y la concentración de CO2 en el interior de la hoja entre otras variables. BIBLIOGRAFIA Long, S. P y J.E hallgren. 1988. En. J. Coombs, D. O. Hall S. P. Long y JMO Scut lock. Tecnicas en fotosintesisi y bioproductividad programa ambiental de las naciones unidas (UNEP) colegio de postgraduados chapingo Edo. Mexico.

TEMA 2 2.-Identificara las funciones de la fotorrespiración. 2.2.-Analizara los factores morfológicos de las plantas. 2.1.1.-Distinguira los factores mas importantes que afectan la actividad fotosintética. Los efectos ambientales sobre la Fotosíntesis. Que hace el ambiente en relación a la fotosíntesis. La puede incrementar o disminuir, el factor ambiental luz, temperatura, agua, dióxido de carbono, oxigeno, nutrimento. Luz.- El punto de saturación luminica es el de C4 12000pies candela. La luz tiende a incrementar la fotosíntesis asta un cierto punto C3 6000 pies candela. TEMPERATURA.- A medida que se incrementa la temperatura se incrementa la fotosíntesis. C3 temp 15 - 25 C C4 temp 25 - 40 C CAM temp. 35 - 40. AGUA.- Necesaria para prever los electrones no absorción de nutrimentos. DIAXIDO DE CARBONO.- La fotosíntesis se inhibe cuando el CO2 es menor al 30 0 70 ppm. En plantas C3 y las C4 0 - 10 ppm porque en su interior se produce un CO2 en el ciclo. Y en las CAM. 5 ppm. O2.- Por debajo del 25% para que fotosíntesis en las C3 en las C4 no respiran CAM NUTRIMENTOS.- Deficiencia de los nutrimentos reduce la fotosíntesis 2.1.2.- Analizara el proceso de la fotorrespiración.

TEMA 3 3.- Clasificar los aspectos morfológicos de las plantas y su patrón fotosintético. 3.1.1.- Identificara las plantas C3,C4 y CAM. IDENTlFlCACION DE PLANTAS C3. Y C.4 Introducción. Los aspectos morfológicos de las plantas están estrechamente relacionados con los aspectos fisiológicos y estos a su vez dependen del medio ambiente en donde se desarrolla la misma. En el proceso fotosintético de las plantas superiores se ha encontrado que existen variantes en la fijación del CO2 atmosférico. Estas modificaciones se han dividido en los tipos fotosintéticos C3, C4 y MAC xerófitas. Estos tipos de plantas han agregado al ciclo básico de fijación del CO2conocido como Ciclo de Calvin, otros pasos para hacer más eficiente este proceso o para adaptarse mejor a las condiciones del medio ambiente. * En las plantas C3, la, RuDP tiene la desventaja de que solo capta el CO2 cuando hay altas concentraciones de éste no ocurriendo lo mismo en las plantas C4 donde el PEP es muy eficiente a bajas concentraciones de CO2. En las plantas C3 la fijación de CO2 se ve afectada por la temperatura y la fotorespiración. En las plantas C4 no se libera CO2 en la fotorespiración porque el PEP lo retiene para jnvolucrarlo otra vez en el ciclo. En las plantas MAC no se ha detectado tampoco fotorespiración (Salisbury y Ross, 1994). . Una forma de diferenciar las plantas C3 y C4 es a través de su anatomía, ya que las plantas C3 presentan típicamente células de parenquima en empalizada mientras que las plantas C4 tienen células del haz de la vaina y células del mesófilo. Otra manera de identificarlas es a través de la forma en que el almidón se acumula en la lámina. Como sabemos, en las plantas C4 las células que llevan a cabo el Ciclo de Calvin son las del haz de la vaina, por lo que se espera que el almidón se acumule alrededor de los haces vasculares. En cambio en las plantas C3, las células que acumulan almidón son todas las células del parenquima (empalizada y esponjosa), De este modo, si se extrae la clorofila y se tiñe el almidón con lugol, esperaríamos que en las plantas C4 se coloreen preferentemente las nervaduras, por lo que se formaría una especie de red; en cambio en las plantas C3 debe teñirse uniformemente la lámina. Estas diferencias se perciben mas claramente si se observan las láminas foliares teñidas en un microscopio de disección (AIfaro. C., datos no publicados). Objetivo. Identificar plantas C3 y C4, a través de: 1) Cortes anatómicos fijos. 2) El patrón de distribución de almidón en la lámina foliar.

Materiales y Métodos. . Preparaciones fijas de plantas C3 y C4 . Hojas frescas de plantas C3 y C4 (frijol, verdolaga, maíz, etc.). Utensilios para baño María. . Vaso de precipitado de 100 mI. . Alcohol 80%. . Lugol. . Caja de Petri. . Microscopio estereoscópico. Se le proporcionará un juego de preparaciones fijas para observar al microscopio. Observe en aumentos el objetivo X10 y X40. Para retirar la clorofila de las hojas y teñir con lugol procede como sigue: a) Sumerja la hoja en agua hirviendo durante 1 minuto. b) Transfiera la hoja a alcohol 80% en un vaso de precipitado, Ponga todo a Baño María hasta que todo el color desaparezca de ésta. c). Coloque la hoja en una caja de Petri con agua para que adquiera una consistencia flexible. D). Tire el agua y agregue unas gotas de lugol sobre la hoja. Después de 5 minutos lávela. Observe a coloración y su distribución en la lámina foliar utilizando un microscopio estereoscópico. Esquematice sus observaciones al microscopio y los patrones de tinción del almidón para las plantas que se le proporcionaron. Indique cuáles son C3, y cuáles C4. Bibliografía, Salisbury, F.R. Y C.W. Ross. '1994. Fisiología Vegetal. Gpo.EdiL Iberoamericano, México. Medína:'F. 1917,lotroducción' ala Ecofisiología Vegeta", Secretaría General de la OEA, Washington.

Tema IV 4.- Identificara la captura de la energía solar y reacciones de la fotosíntesis. 4.1.1.- Identificaran los factores ambientales que afectan este proceso fotosintético. Factores que afectan la actividad fotosintética D. Factores que afectan al proceso fotosintético La fotosíntesis realizada en una planta se mide indirectamente por el CO2 consumido o por el O2 liberado. La fotosíntesis puede verse afectada por diversos factores, tanto internos como externos o ambientales. 1. Factores internos: Se deben principalmente a la estructura de la hoja, es decir, en las hojas influye el grosor de la cutícula, la epidermis, el número de estomas y los espacios entre las células del mesófilo . Estos factores influyen directamente en la difusión del CO2 y O2 y también en la pérdida de agua. Cuando la actividad fotosintética es alta se produce mucha glucosa, la cual es almacenada como almidón en los cloroplastos ,esto inhibe las reacciones fotosintéticas. 2. Factores externos: Los principales factores externos que afectan a la fotosíntesis son: La luz: puede afectar la fotosíntesis por tres de sus propiedades: calidad, cantidad y duración.La luz blanca contiene todo el espectro visible y la calidad de luz necesaria para estimular los pigmentos fotosintéticos. La cantidad de luz se refiere a la intensidad luminosa. Cuando ésta aumenta la fotosíntesis también lo hace , pero si la intensidad de la luz es excesiva esta frena el proceso fotosintético. La duración de la luz , es decir las horas de exposición a la luz durante el día, son también un factor importante para la fotosíntesis . En invierno, por ejemplo, la menor cantidad de luz reduce la tasa fotosintética, por lo que las plantas consumen sus reservas. La disponibilidad de agua: este factor afecta cuando las células fotosintéticas sufren deficiencias. Corresponde principalmente al agua absorbida por las raíces. La temperatura: es un factor ambiental muy variable; como los anteriores puede variar durante el día o a lo largo de un año.Los diferentes climas hacen variar la temperatura. Existen plantas de zonas frías que pueden realizar fotosíntesis a 0ºC y otras adaptadas a altas temperaturas ( como las plantas del desierto o plantas C4) que producen fotosíntesis entre los 15 y 35º C.

UNIDAD V Respiración INTRODUCCIÓN. Los organismos también tienen masa, la que adquieren en las reacciones de síntesis y pierden en la respiración. Además, las reacciones por las que se transforma y utiliza la energía son químicas. El flujo de materiales en las síntesis y en la respiración es tan importante como el flujo de energía. Estudiar el proceso de la repiración tal como ocurre en las células y órganos en las plantas. OBJETIVOS DE APRENDIZAJE. 1.- Analizar el proceso de la respiración en las plantas. 2.- Identificar los métodos para determinar la respiración 3.- Clasificara el proceso de respiración. 4.- Analizara el ciclo de la pentosa y la relacionara con la respiración.

TEMA 1 1.- Analizar el proceso de la respiración en las plantas. 1.1.1.- RECONOCER LA IMPORTANCIA DE LA RESPIRACIÓN EN LAS PLANTAS.

1.- Características generales de la respiración en vegetales: - Procesos degradativos exergónicos donde parte de la energía liberada en

estas reacciones se utiliza para formar ATP, NADH2 y FADH2, estos dos últimos se transforman en la cadena respiratoria.

- Naturaleza de las oxidaciones biológicas: a) Pérdida de electrones: Fe+2 - e Fe+3 (oxid) (red) b) Pérdida de Hidrógeno: AH2 A + 2H+ c) Ganancia de oxígeno: C + O2 CO2

- Por medio de estudios de fraccionamiento celular se ha demostrado que en las

mitocondrias se encuentran:

Matriz: enzimas del ciclo del ácido tricarboxílico o ciclo de Krebs y de la ß –oxidación en las crestas. Membrana interna de las crestas: cadena respiratoria, succinico-deshidrogenasa y las enzimas de la fosforilación oxidativa acoplada.

TEMA 2 2.- Identificar los métodos para determinar la respiración 2.1.1. Identificar la respiración de las plantas y frutos. Cambios en la respiración durante la maduración de las frutas.

En numerosas frutas, durante el proceso de maduración se han detectado cambios espectaculares en los valores de la respiración en el fruto maduro, que incluyen un descenso seguido de un gran incremento de la respiración durante el tiempo de maduración. Después de producido el pico, la respiración cae nuevamente en la medida que los frutos están en la etapa de senescencia. Este tipo de comportamiento recibe el nombre de respiración climatérica. Esta curva o climaterio puede realizarse en un tiempo variable, según el tipo de fruto.

Cambios que tienen lugar durante la maduración de frutos Tipo de Cambio Consecuencias

Físico

Color Textura Aroma y sabor

- Pérdida de clorofilas - Acumulación de carotenoides - Síntesis de antocianinas. - Alteraciones en paredes celulares - Solubilización celulosa y pectinas - Degradación de almidón - Acumulación de azúcares - Producción de compuestos

volátiles.

Metabolismo - Aumento respiratorio - Síntesis y liberación de etileno. - Metabolismo de almidón y ácidos orgánicos - Alteraciones en la regulación de rutas metabólicas.

Expresión génica - Desaparición de mRNAs y proteinas sintetizadas antes de iniciarse la maduración.

- Aparición de nuevos RNA específicos para la maduración.

- Síntesis de novo de enzimas que catalizan los cambios que se producen durante la maduración.

Puede ocurrir el climaterio sobre el árbol o después de la cosecha. Son frutos climatéricos los mangos, plátanos, aguacates, manzanas, peras melocotones, etc. Los cítricos son frutos no climatéricos. Conociendo las caracteristicas del climaterio es posible desarrollar biotecnologías para la conservación de las frutas en atmósferas controladas de oxígeno, dióxido de carbono, bajas temperaturas, etc.

TEMA 3 3.- Clasificara el proceso de respiración. 3.1.1. Identificara y clasificara las reacciones de la respiración - 3.-Ciclo de Krebs (TCA)

El ciclo de Krebs o de los ácidos tricarbóxilicos tiene algunas características diferenciales en las plantas: 1) En la reacción de la succinil-CoA sintasa se produce directamente ATP,

mientras que en los animales se produce GTP:

Succinil-CoA + ADP + Pi succinato + CoA + ATP

2) Actividad de la enzima málica–NAD que cataliza la decarboxilación del malato:

Malato + NAD+ Piruvato + CO2 + NADH. Esta enzima permite a la mitocondria de plantas operar una vía alternativa para el metabolismo del PEP derivado de la glicolisis.

- El malato puede sintetizarse del PEP en el citosol vía PEP-carboxilasa y malato deshidrogenasa (MDH).

- El malato es transportado a la matriz mitocondrial vía transportador dicarboxilato sobre la membrana interna, que cataliza el intercambio electroneutral de malato y Pi. .

- En la matriz, la EM – NAD oxidasa el malato a piruvato, el cual es oxidado a su vez por el ciclo TCA.

- La presencia de EM – NAD+ permite la oxidación completa de ácidos de 4 carbonos (malato, citrato y - cetoglutarato) en ausencia del piruvato.

Esta vía alternativa para el malato es importante ya que muchas plantas almacenan niveles significativos del malato en su vacuola central.

TEMA 4 4.- Analizara el ciclo de la pentosa y la relacionara con la respiración 4.1.1. Aprenderá a reconocer la fotosíntesis y su relación con la respiración. Acontinuaciòn se te presenta una serie de proposiciones en cuanto a Fotosíntesis y Respiración se refiere, las encontrarás de manera desordenada. Relaciona cada cuadro en la columna correspondientecorrespondiente la respuesta correcta.

RESPIRACION FOTOSINTESIS

VI Nutrición INTRODUCCIÓN Una planta deberá contener una concentración suficiente de cada uno de los elementos nutritivos para mantener un nivel óptimo de crecimiento y tener en consecuencia mayor rendimiento. Debe hacerse notar, que los valores de la concentración del nutrimiento varían de acuerdo al elemento que se trate; o del periodo de desarrollo de la planta, ya que existen determinados momentos en que requieren mayor cantidad y por lo tanto la absorción de los mismos aumenta en esos periodos. Con respecto a un cultivo, es frecuente que estos no dispongan de los nutrimentos necesarios y presenten deficiencias. En muchas ocasiones la deficiencia mineral en las plantas es vidente y fácilmente reconocible, por síntoma específicos. Sin embargo muchas veces los síntomas visibles no son específicos o son muy vagos y es necesario entonces emplear otros métodos de diagnostico; además es buena práctica para obtener una confirmación del estado nutricional que se en un momento determinado. OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.- Identificara las funciones de la raíz. 2.- Clasificara los elementos esenciales y no esenciales y sus funciones. 2.1. Identificara deficiencias de elementos a simple vista. 3.- Identificara estructuras anatómicas que intervienen en el transporte del agua. 3.1. Analizara los elementos y formas disponibles en el suelo. 4.- Analizara la escala del pH y la relacionara con la absorción de nutrientes.

TEMA 1 1.- Identificara las funciones de la raíz. MECANISMOS DE ABSORCION y TRANSPORTE DE AGUA EN LAS PLANTAS Introducción.

Las plantas llevan a cabo la absorción y transporte de agua a través de dos mecanismos, en el primero de ellos la raíz se comporta como un osmometro debido a la acumulación de sales minerales en el estele de la raíz, lo que provoca que haya, cuando los niveles de humedad del suelo lo permiten, un fenómeno de osmosis. Como consecuencia de esta osmosis sube una columna de agua a lo largo del tallo en el fenómeno llamado presión de raíz y que produce la gutación en las hojas. En el segundo mecanismo de absorción de agua se tiene que la transpiración en las hojas provoca una tensión en la columna de agua del xilema, tensión que se transmite a lo largo del tallo y la raíz y que jala el agua del suelo, dándose en forma simultánea una absorción y el transporte del agua (Figura 1).

Figura 1. -Mecanismos de absorción y transporte de agua en las plantas. A, la raíz se comporta como un osmómetro; B, la raíz y el tallo presentan una columna de agua bajo tensión.

En el caso de la absorción y transporte de agua por osmosis ésta debe pasar por membranas celulares, por lo que cualquier factor que afecte la estabilidad de estos afecta el proceso de absorción. Por otro lado en él casó de la absorción y transporte por, tensión, uno de los requisitos es, que haya transpiración (Salisbury y Ross, 1994). Objetivos. 1) Demostrar la presión radical en las raíces de las plantas. 2) Demostrar cómo se lleva a cabo la absorción de agua por la transpiración.

Endodermis

y bandas de

caspary

Flujo del agua

(Osmosis)

Ascenso del

agua

Absorción del

agua del suelo

Tensión en la

columna del agua

Transpiraci

ón.

Sales

minerales

3)Demostrar cuáles son los tejidos responsables del transporte del agua. Materiales y Métodos.

Plantas de girasol jitomate de 2 meses o una especie leñosa. Manguera de látex. trozos de 5 cm, Tubo de vidrio de 60.100 cm, Navaja de afeitar Solución de azul de metileno al 0.1 % Solución de NaCI al 10% Ligas Rosas Navajas de rasurar Vaselina

Frascos de vidrio . Palitos de madera para aplicar vaselina Tintura vegetal

Presión de raíz. Se le proporcionarán tres plantas de jitomate girasol o una leñosa. Riegue abundantemente cada una de la siguiente forma: a) Agua de la llave. b) Solución 10% de NaCI

Corte el tallo a tres cm del suelo y elimínelo. Coloque sobre cada muñón un trozo de manguera de látex del diámetro del tallo y amárrelo. Agregue unas gotas de azul de metileno y conecte después un tubo de vidrio en el otro extremo de la manguera amarrándolo bien. Para mantener el tubo capilar en posición vertical sujételo a un palito de madera enterrado en el suelo de la misma maceta a un soporte universal. Cada 15 minutos mida la distancia recorrida por la solución en el tubo capilar hasta completar 60 min. Vuelva a medir a las 2 y 3 horas después de efectuado el experimento (Fernández y Johnston. 1986). Anote las distancias recorridas por la solución en el tubo capilar en el siguiente cuadro. Cuadro 1. Distancia recorrida por la solución en el tubo capilar

Calcule y anote en la tabla anterior en cada intervalo la presión que se está

desarrollando, tomando en cuenta que a cada 1029.5 cm (aprox.) corresponde una atmósfera. B) Tensión por transpiración y tejidos conductores,

Tome cuatro rosas que siempre se hallan conservado en agua. Córteles un poco del tallo y vuelva a colocarlas en el agua. A dos de las rosas elimine 3 cm de corteza a partir de la zona de la base. Aplique vaselina en exceso en las zonas indicadas:

Sumerja las flores en frasco con agua teñida con tintura vegetal azul o roja (de acuerdo al color de las flores) conforme a los siguientes tratamientos:

a) Flor testigo. sin vaselina. b) Flor cubierta con una bolsa de plástico. Tallo sin vaselina, Tiempo c) Flor con vaselina en la corteza. d) Flor con vaselina en la madera. Bibliografía. . Fernández, G. y M. Johnston. 1986. Fisiología Vegetal Experimental. Inst, interamericano de Cooperación para la Agricultura (LICA), San José, Costa Rica. Maehlis L. Y J.G. Towey 1956 Plants in Action. A Laboratory Manual of Plan Physiology. W.H. Freeman, San Francisco:

TEMA 2 2.- Clasificara los elementos esenciales y no esenciales y sus funciones. 2.1. Identificara deficiencias de elementos a simple vista. 2.1.1. Clasificara los elementos mas esenciales y no esenciales en las plantas. 2.1.2. Identificara y corregirá síntomas de toxicidad y deficiencia en las plantas. Aciontinuacion se te presenta una tabla con los elementos escenciales y no escenciales. Relacionalos según su sintomatología. NITROGENO (A) Yemas terminales muertas; distorsión y necrosidad de

hojas jóvenes. Hojas jóvenes encorvadas, luego mueren a partir de las puntas y los márgenes.

FOSFORO (B) Hojas jóvenes verde claro en la base, mueren desde la base; hojas retorcidas.

MAGNECIO (C) Plantas verde oscuro; comúnmente aparecen colores rojo o púrpura;

hojas inferiores amarillas, verde oscuras conforme se secan; pedúnculos cortos y delgados.

POTASIO (D) Yemas terminales permanecen vivas pero cloróticas o marchitas, sin manchas necrosadas. Hojas jóvenes marchitas, sin clorosis, extremo del tallo débil.

ZINC (E) Hojas maduras afectadas

Efectos generalizados en toda la planta; hojas Inferiores se secan y mueren. Plantas verde claro, hojas inferiores amarillas, tornándose pardas al secarse; pedúnculos cortos y delgados.

CALCIO (F) Hojas jóvenes no marchitas; se presenta clorosis. Pequeñas manchas necróticas, las nervaduras permanecen verdes .

BORO (G) Hojas moteadas y cloróticas; puntos necróticos pequeños y entre las nervaduras o próximos a los ápices y márgenes, pedúnculos delgados

COBRE (H) Nervaduras verdes. MANGANESO (I) nervaduras cloroticas.

HIERRO (J) Manchas necróticas ausentes AZUFRE (K)

Efectos localizados, abigarramiento o clorosis; hojas inferiores no se secan pero

se tornan abigarradas o cloróticas; márgenes foliares plegadas y retraídas. Hojas moteadas o cloróticas, a veces rojizas, puntos necróticos, pedúnculos delgados.

2.1.2. Identificara y corregirá síntomas de toxicidad y deficiencia en las plantas. DETECCION SEMICUANTlTATlVA DE SALES MINERALES POR EL METODO DE MORGAN Introducción.

Los análisis de sales minerales en el suelo y los tejidos vegetales pueden ayudar a determinar si una planta tiene un suministro adecuado para satisfacer sus necesidades y pueden, además, evitar el desperdicio de los materiales fertilizantes (Lunt et al., 1965).

En el caso de los análisis semicuantitativos de Morgan se miden la cantidad

de sales solubles tanto del suelo como de los tejidos vegetales; este último caso es posible debido a que las plantas absorben mayor proporción de nutrientes de los que requieren siempre y cuando éstos existan en cantidades altas. Esto permite una acumulación, (Cook y Miller, 1949). En el método de Morgan el plan general es obtener un extracto del suelo o de los tejidos vegetales, transferir pequeñas cantidades a una placa de vidrio o a tubos de ensaye y agregar reactivos apropiados para desarrollar un color o una turbidez, según la prueba de que se trate (Lunt et al., 1965). Para calcular la cantidad de sales minerales se diseñó una tabla de 4 colores o de 4 líneas de visibilidad (ver mas adelante) que indican otros tantos rangos de concentración en ppm. De este modo el color desarrollado o la turbidez de nuestro extracto puede compararse con las tablas. Es posible diseñar tablas que incluyan más o menos pasos a la escala de acuerdo a la exactitud que se desee (Lunt et al., 1965).

Una de las aplicaciones del método del análisis del suelo seria el cálculo de las dosis de fertilización tal y como lo hizo la SARH en un folleto publicado en 1977 (SARH, 1977). En dicho folleto se utilizan solo tres valores en la escala de concentraciones de los elementos y se les denomina B, M Y A (Bajo, Medio y Alto). De acuerdo a esto si analizar el suelo en los. elementos N, P y K las concentraciones de los mismos pueden tener los valores bajo, medio y alto. Lo importante y que interesa resaltar aquí es que en el folleto se incluye una tabla que indica, para diferentes cultivos, la dosis de kg. de elemento que deben aplicarse por hectárea (Cuadro 1) para cada condición.

CULTIVO ANALISIS

N P K CULTIVO ANALISIS

N P K FRESA FRIJOL GARBANZO

B 7 12 7 M 5 10 5 A 0 4 0 B 4 10 6 M 0 8 4 A 0 4 0 B 4 10 6 M 0 8 4 A 0 4 0

GLADIOLA LINAZA MAIZ

B 7 12 7 M 5 10 5 A 0 0 0 B 10 12 10 M 6 8 6 A 4 4 0 B 12 6 4 M 10 5 0 A 8 4 0

Cuadro.. Dosis de fertilización de acuerdo a las proporciones de N P Y K existentes en el suelo. Cada valor debe multiplicarse por 10 y el resultado indica el número de kg del elemento que deben agregarse por ha (SARH, 1977). Si se habla del muestreo de los tejidos es útil recordar que existen cuadros donde se indican las partes mas convenientes que deben muestrearse en diferentes cultivos. Un ejemplo de esto es el Cuadro 2. CULTIVO NITRA TO FOSFORO POTÁSIO

MAIZ Tallo cerca del suelo

Tallo cerca del suelo Lamina de la hoja

FRIJOL Peciolo de la hoja

Peciolo de la hoja Peciolo de la hoja

FRIJOL SOYA

Peciolo de la hoja

Peciolo de la hoja Peciolo de la hoja

PAPA Peciolo de la hoja o tallo

Peciolo de la hoja o tallo

Peciolo de la hoja o tallo

GERANIO Peciolo de hoja Peciolo de hoja Tallo GRAMINEAS Tallo Tallo Cuadro 2, Partes más apropiadas para muestrear en algunos cultivos (Cooke y Miliar, 1949) En el caso de gramíneas Morgan (Lunt, et al.. 1965) recomienda el uso de las hojas. Objetivo. Verificar los niveles de, nutrientes en el suelo y en tejidos vegetales en cultivos o en plantas de ornato.

Materiales y Métodos. Para obtener el extracto del suelo (a) o de los tejidos (b): a) 1 Embudo de vidrio b) Navaja de rasurar Cuchara de plástico Carbón activado 1 pipela.de10 ml Tubo de ensaye Papel filtro Embudo de vidrio Gotero Pipeta de 10 ml Solución extractora de Gotero Morgan (ver apéndice) Papel filtro Solución extractora de Morgan, (ver apéndice). Para llevar a cabo las determinaciones de los nutrientes se usan los mismos reactivos para los extractos del suelo y de 10 de tejidos. � Placa de porcelana o un vidrio con fondo blanco � 2 Agitadores de vidrio � 1 Vaso de precipitado 250 ml. con agua destilada. � Toalla o trapo para secar � 2 Tubos de ensaye de fondo plano � Tabla de. escala de, concentraciones � Reactivo A para Nitrógeno Nítrico � Reactivo B para Nitrógeno Nítrico � Reactivo de Nessler para Nitrógeno Amoniacal � Reactivo A para Fósforo � Reactivo A para Potasio � Reactivo B para Potasio � Reactivo para Calcio � Reactivo A para Magnesia � Reactivo B para Magnesio (ver apéndice), Obtención del Extracto. Para el suelo: a) Coloque el papel filtro en el embudo. b) Agregue una cucharadita rasa de suelo. De preferencia secado al sol, nunca en la estufa. c) Agregue 10 ml de solución extractora de Morgan. Déjese filtrar todo el líquido. Al retirar el filtro del embudo comprímase suavemente para extraer todo el liquido que sea posible. d) Quite el embudo y ponga el gotero en el recipiente donde se haya recibido el extracto.

Para los tejidos: a) Cortar la muestra finamente con la hoja de rasurar. Mezclar bien el material. b) Tomar con una cucharadita una muestra del material (un volumen aproximado de 2.5 ml) y ponerlo en un tubo de ensaye. c) Agregar 7.5 ml de la solución extractora de Morgan (9 ml para pastos) y la punta de una cucharadita de carbón activado. Se agita durante 1 minuto y se filtra. Esta solución se usa en los ensayos de la misma forma que los extractos del suelo. La única diferencia es al utilizar las tablas ya que en el caso de las mediciones de los extractos de tejidos vegetales los valores obtenidos deben multiplicarse por 3 y para pastos multiplicar 3.6 (lunt et al., 1965). Estimaciones de las sales minerales. Nitrógeno como Nitrato:

Ponga 3 gotas del extracto del suelo en una depresión de la placa. Agregue 2 gotas del Reactivo A para nitratos y 7 gotas del Reactivo B. Mezcle bien. La lectura debe hacerse inmediatamente o unos cuantos segundos después o una vez que hayan transcurrido de 12 a 15 minutos. Compare los colores con la lámina correspondiente.

Nitrógeno Amoniacal: Ponga 4 gotas del extracto en la placa. Agregue 2 gotas del reactivo de Nessler y deje reposar un minuto. Agite y compare el color amarillo y anaranjado resultante con la escala de colores correspondiente. Fósforo. Ponga 10 gotas del extracto en la placa. Agregue 1 gota del reactivo A y 2 gotas del reactivo B. Agítese, deje reposar 1 minuto (no más de esto) y compare la intensidad del color en la escala correspondiente. Potasio Ponga 10 gotas del extracto en el tubo de fondo plano. agregue 1 gota del reactivo A y 12 galas del reactivo B. Déjese reposar 1 minuto, agítese suavemente y manténgase en reposo otros 2 minutos. Estime la cantidad de precipitado amarillo utilizando la escala de comparación de turbidez de la siguiente forma: Coloque" el tubo de fondo plano en posición vertical directamente sobre las líneas de la escala y a una distancia de 6.2 cms de las mismas. Véase por encima del tubo comparando con los diferentes grupos de líneas hasta encontrar el grupo que apenas se perciba. La cantidad de potasio es la que corresponde a este grupo de líneas.

Calcio: Ponga 10 gotas del extracto en el tubo de fondo plano, agregue una gota del reactivo para calcio, agite vigorosamente y deje reposar 5 minutos. Estime la turbidez en la misma forma que el potasio. Magnesio: Ponga 10 gotas del extracto en la placa, agregue 1 gota de reactivo A para Magnesio y 3 gotas del reactivo B. Agite deje reposar 1 minuto y compare la coloración con la escala correspondiente. En este ensayo sólo se miden algunos elementos. Ensayos. Para otros elementos como aluminio, manganeso, fierro, azufre, nitrógeno en forma de nitrito sódico etc., pueden encontrarse en el trabajo de Lunt et al. (1965). Reporte sus resultados apuntando los datos obtenidos en el Cuadro 1 del Apéndice. Bibliografía. Bould, C, 1968.. Leaf analysis as a diagnostic metnod and advisory aid in crop nutritiun.Exp. Agricullureñ. 4:17-27 Cook. R.L. Y e.E. Millar. 1949. Plant Nutrition deficiencies.Agr. Exp. Sta. Special Bul! 355. . Lunl. H.A., H.G. M. Jacobson yC.L.W. Swanson. 1950. El sistema Morgan para análisis de suelos. Bolelin 541, Mayo. Estación Agr. Exp. Connecticut - New Haven, USA. Este folleto fue traducido y adaptado en la UACh con el nombre de Química Agrícola Aplicada por Ojeda. 0.0. y Delgado de G.Z. en el año de 1965. de donde se. tomaron los datos. '" , : SARH, SUb,>ecretaria de Agricultura y Operación, 1977. Fertilización en función del análisis del suelo (por el método de Morgan). Servicio de Orientación Ténica al usuario. hoja de Divulgación. No. 21, México. Wallac, T. 1961.The.diagnosis of mineral deficiencies in plant by visual symptoms, a color atlas;' Her Majesty's Stationary Omce, London:

TEMA 3 3.- Identificara estructuras anatómicas que intervienen en el transporte del agua.

Métodos de estudio de la nutrición mineral

El estudio de la nutrición mineral se realiza normalmente en cultivos hidropónicos

y aeropónicos, que permiten controlar de forma precisa la concentración de los

elementos minerales a estudiar el pH y mantener una alta concentración de

oxígeno, especialmente en los aeropónicos.

Las curvas de crecimiento para cada elemento esencial muestran tres

intervalos:

• Zona de deficiencia: apenas hay crecimiento de la planta y un pequeño

aumento en la concentración del nutriente induce un aumento significativo

del crecimiento de la misma.

• Zona de suficiencia: la planta mantiene un nivel óptimo de crecimiento y un

aumento en la concentración del nutriente no produce ningún aumento en el

crecimiento de la misma.

• Zona de toxicidad: Un aumento en la concentración del nutriente provoca

una disminución del crecimiento de la planta. Muchos micronutrientes son

tóxicos a concentraciones bajas.

FACTORES QUE INTERVIENEN EN SU DISPONIBILIDAD

Los factores que afectan a la disponibilidad y, por tanto, a la absorción de los microelementos por las plantas, siendo los más estudiados los siguientes:

• El pH del suelo. Influye directamente en la absorción ya que al disminuir la acidez disminuye la solubilización y absorción del cobre, hierro, zinc y cobalto, y especialmente la del manganeso, mientras que aumenta la del azufre y molibdeno.

• La textura del suelo. La cantidad de microelementos totales disminuye en suelos con textura gruesas (arenosas).

• La materia orgánica del suelo. El humus retiene los cationes metálicos di y trivalentes con más fuerza que los cationes metálicos alcalinos. El cobre forma complejos bastantes fuertes con compuestos orgánicos y es más apto que el manganeso para ser fijado por el humus.

• Otros factores. La actividad microbiológica de los suelos, su drenaje a las condiciones de oxidación-reducción, las condiciones climáticas y las variaciones estacionales pueden ocasionar diferencias considerables respecto a la disponibilidad de oligoelementos para las plantas.

TEMA 4 4.- Analizara la escala del pH y la relacionara con la absorción de nutrientes. 4.1.1. Identificara y solucionara problemas de disponibilidad y absorción de nutrientes.

Diagnóstico de nutrición

La deficiencia o toxicidad de un elemento esencial provoca una disrupción

en su funcionalidad. Para cada nutriente y especie se puede determinar su

concentración crítica y su intervalo de suficiencia.

Algunas deficiencias causan síntomas visibles asociadas a cada elemento,

pero atribuir estos síntomas a un elemento determinado no es totalmente preciso,

ya que diferentes deficiencias pueden provocar el mismo síntoma, a veces por

interacciones entre distintos elementos. Un método de estudio más preciso y muy

utilizado es el análisis foliar. Además de este, el análisis de savia permite hacer un

diagnóstico precoz de la nutrición.

Problemas medioambientales, fundamentalmente la salinidad y los metales

pesados son los causantes de importantes alteraciones de la nutrición mineral, ya

que muestran problemas de toxicidad por sí mismos e interfieren en el nivel de

otros elementos esenciales.

Además de determinaciones colorimétricas clásicas, se han desarrollado

otros métodos de análisis más finos, como la espectrometría de absorción

atómica, de emisión de llama, plasma inducido, cromatografía líquida (HPLC) y la

electroforesis capilar, que permiten medir variaciones, incluso del orden picomolar,

de concentraciones de los diferentes elementos. El desarrollo de estas técnicas ha

llevado a aumentar la lista de elementos esenciales para las plantas, como el Ni,

ya que se encuentran a concentraciones óptimas tan bajas que no eran

detectables hasta hace poco tiempo, y seguramente en un futuro se incorporarán

otros elementos, sobre todo metales, a la lista de micronutrientes.

Algunas técnicas ayudan al estudio de disfunciones de algunos elementos.

Los estudios de microscopia son útiles para determinar deficiencias

relacionadas con cambios estructurales.

Las técnicas bioquímicas permiten estudiar el estado nutricional de aquellos

elementos esenciales para la síntesis o funcionamiento de ciertos enzimas.

Tratamiento de las deficiencias minerales. Aplicaciones agrícolas La fertilización del suelo a cultivar ha permitido un gran aumento en la producción

agraria.

La fertirrigación ha aumentado la eficiencia de la fertilización y disminuido alguno

de sus problemas medioambientales.

La utilización de quelatos permite la estabilización de algunos elementos, que

tienden a precipitar en disolución, permitiendo así su utilización por la planta.

Algunos nutrientes minerales, no disponibles en el suelo, pueden aplicarse directamente en las hojas.

VII Circulación INTRODUCCIÓN La circulación de iones puede ocurrir como parte de un sistema de transporte activo o en un sistema electrogénico o electroosmotico. Además, muchos elementos sufren circulación metabólica a través e la planta. Ello resulta de su transporte inicial a los tejidos jóvenes en crecimiento activo. Conforme los tejidos maduran, los elementos son removidos de los tejidos donde se localizaban originalmente y movilizados hacia los tejidos jóvenes en desarrollo. OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.- Analizara el sistema de transporte en las plantas. 2.- Reconocer el proceso de transporte e identificar los metabolitos que circulan en la planta. 3.- Identificara los factores que intervienen en la circulación de los compuestos

TEMA 1 1.- Analizara el sistema de transporte en las plantas. 1.1.1. IDENTIFICAR LOS DIFERENTES TIPOS DE CÉLULAS QUE

INTERVIENEN EN LA CIRCULACIÓN El agua es absorbida desde la raíz a través de pelos radicales y transportada a todas la áreas de la planta, este paso de agua es llamado flujo transpiraciona.

TEMA 2 2.- Reconocer el proceso de transporte e identificar los metabolitos que circulan en la planta. 2.1.1. Identificar las sustancias complejas que fabrican las plantas.

En las plantas dichas sustancias se encuentran enclavadas en las membranas internas de numerosos corpúsculos citoplásmicos llamados cloroplastos. Cuando éstos reciben la radiación, la incidencia de la energía lumínica ocasiona que algunos electrones de los átomos de la clorofila sean dislocados de su posición habitual y se desplacen hacia moléculas contiguas de otro tipo, que a su vez los descargan en otras moléculas, y éstas los hacen pasar a otras más, a lo largo de una compleja cadena dentro de la propia membrana de que forman parte. La energía de este flujo de electrones es empleada para acumular iones de hidrógeno en uno de los dos espacios separados por la membrana. Al verse más concentrados en uno de los compartimientos, los iones de hidrógeno tienden naturalmente a difundirse hacia el lado contrario buscando alcanzar el equilibrio. Y sucede que el único camino para el regreso a través de la membrana es una enzima que saca provecho del empuje de los iones de hidrógeno en su retorno para unir un grupo fosfato al ATP. Estas enzimas se denominan ATP- sintetasas. Una fracción de los electrones que la luz desprende de la cloroflia regresa a ésta por una ruta molecular alterna, pero el resto termina por abandonar la membrana, uniéndose a compuestos solubles que los aceptan. Esta segunda parte tiene que reponerse de algún modo, puesto que de no ser así el proceso se interrumpiría rápidamente al agotarse los electrones que pueden ser dislocados de la clorofila. La fuente inagotable de electrones que mantiene en marcha el mecanismo es el agua, que los cede a la clorofila. El resultado total es la descomposición de la molécula de agua en dos protones y un átomo de oxígeno. La inmediata asociación de dos de estos átomos produce oxígeno molecular; que puede difundirse a través de las membranas del cloroplasto hacia otras regiones de la célula e incluso más allá, fuera de la planta, hacia la atmósfera. Por su parte, los electrones que emergen de la membrana, asociándose con aceptores solubles, proveen la energía necesaria para la fabricación de carbohidratos o azúcares a partir de bióxido de carbono, que los vegetales absorben de la atmósfera. A través de estos dos procesos paralelos, que en conjunto reciben el nombre de fotosíntésis, la energía solar queda atrapada en forma de ATP y compuestos orgánicos, con lo que ingresa en el mundo viviente, donde es distribuida por medio de las cadenas alimentarias. La nutrición de unos seres vivos a expensas de otros implica no sólo la obtención de materias primas para crecer y resarcir el desgaste natural de los componentes corporales, sino también —y de manera capital— la apropiación de la energía indispensable para dicho mantenimiento y para la reproducción.

La degradación de los materiales orgánicos ingeridos, en particular de los carbohidratos, constituye el principal recurso energético con que cuentan los animales y otros organismos incapaces de efectuar la fotosíntesis. Dicha degradación se lleva a cabo con la participación de numerosas enzimas que conducen paso a paso el proceso, y puede seguir dos vías principales. La más sencilla y antigua, aunque menos eficiente, consiste en fragmentar moléculas de algunos azúcares como la glucosa, y se denomina por tanto glucólisis (Figura IV.6). La división de una molécula de glucosa libera energía suficiente para la generación de dos moléculas de ATP, a partir de ATP y de fosfato inorgánico. Si bien esta clase de reacción se encuentra representada de manera casi universal en los organismos, su rendimiento energético es bajo en comparación con la cantidad total de energía recuperable que existe en la glucosa. No sorprende, por tanto, que la evolución haya favorecido el desarrollo y la expansión de la segunda vía de degradación de carbohidratos, en general subsecuente a la primera, que permite una explotación más completa de su potencial energético.

En este último proceso la glucosa es descompuesta a través de una completa serie de reacciones enzimáticas hasta revertir a sus ingredientes originales, es decir, el bióxido de carbono y el agua que las células vegetales utilizaron durante la fotosíntesis. Buena parte de la energía solar que hizo posible dicha transformación es retenida mediante la fosforilación de 36 moléculas de ADP por cada molécula de glucosa degradada totalmente. Este método de reconstitución del ATP requiere de oxígeno, cuya combinación con el carbono de la glucosa para dar como resultado terminal el bióxido de carbono constituye una oxidación, por lo que se ha dado el nombre de fosforilación oxidativa. TEMA 3 3.- Identificara los factores que intervienen en la circulación de los compuestos 3.1.1. Reconocerá y manipulara los factores que intervienen en el transporte de solutos

VIII Crecimiento y desarrollo INTRODUCCIÓN El crecimiento y el desarrollo son una combinación maravillosa de muchos efectos a diferentes niveles, desde el nivel biofísico y bioquímico hasta el organismo, que dan como resultado la producción integral de un organismo. Es un tópico muy complejo y existen muchas maneras de conciderarlo. Algunos textos y monografías recientes lo tratan desde el punto de vista de los mecanismos y agentes del desarrollo. A aquí se hará énfasis en la planta y su funcionamiento tratando los mecanismos del desarrollo con forme se vayan presentando. OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.- Identificara las fases de desarrollo y crecimiento de las plantas. 2.- Analizará las etapas de desarrollo del embrión y de los órganos vegetales. 3.- Determinar los factores que intervienen en el desarrollo

TEMA 1 1.- Identificara las fases de desarrollo y crecimiento de las plantas. 1.1.1. RECONOCERÁ LOS DIFERENTES ESTADOS DE DESARROLLO Y . CRECIMIENTO EN LAS PLANTAS.

Se debe considerar que un cultivo puede no desarrollar todas sus fases fenológicas, si crece en condiciones climatológicas diferentes a su región de origen (Ruiz, 1991).

Aparición de nueva hoja Floración

Inicio de desarrollo del fruto

Fin de desarrollo del fruto

Madurez del fruto

TEMA 2 2.- Analizará las etapas de desarrollo del embrión y de los órganos vegetales. 2.1.1.Reconocera las etapas de desarrollo y de los diferentes órganos vegetales.

Otros aspectos que son regularmente observados pueden considerarse como indicadores fenológicos del patrón del crecimiento y desarrollo del cultivo. Para árboles frutales, las fechas de floración y maduración de frutos se aceptan generalmente como indicadores significativos. En el caso de árboles frutales, arbustivos perennes, el período entre la floración y la presencia de un fruto incipiente se ha reconocido durante mucho tiempo como uno de los estados de desarrollo importantes. De manera que el conteo aleatorio de flores (número de flores en pocas ramas seleccionadas), del conteo de frutos (número de frutos de un tamaño específico en las ramas usadas en el conteo de flores) y peso, constituyen indicadores destacados de rendimientos (Villalpando y Ruiz, 1993)

TEMA 3 3.- Determinar los factores que intervienen en el desarrollo 3.1.1. Diferenciar los reguladores según su forma de actuar en las plantas. REGULADORES DEL CRECIMIENTO AUXINAS y GIBERELlNAS Introducción. Uno de los más importantes. sistemas de control del crecimiento en las plantas lo proporcionan los 'llamados reguladores del crecimiento vegetal o fitohormonas Una hormona, vegetal es una sustancia orgánica que es sintetizada en el interior de la planta y que a bajas concentraciones puede activar inhibir o modificar cualitativamente el crecimiento ejerciendo normalmente ésta acción en un lugar distinto al del origen. Dentro de los grupos importantes de las hormonas vegetales están las auxinas y las giberelinas. Auxinas. Un aspecto práctico de estas hormonas vegetales en la estimulación de la iniciación de las raíces. La capacidad de muchas plantas para formar raíces en estaca colocados en condiciones favorables de crecimiento tienen un gran valor en la propagación de las plantas. Otra de las aplicaciones prácticas mas difundida de los compuestos sintéticos de tipo auxínico es el control de las malas hierbas. Las malezas que compiten con los cultivos por la luz, nutrientes yagua principalmente, son eliminados desde hace miles de años en forma manual, las técnicas y las sustancias químicas han desplazado paulatinamente el deshierbe manual. Algunos herbicidas selectivos son moléculas similares a los fitoreguladores naturales, por ejemplo el 2, 4 - D el cual dependiendo de las concentraciones que se usen, puede tener efecto inhibitorio o de promotor del crecimiento. Giberelinas. Las giberelinas son hormonas vegetales cuya estructura básica es el grupo gibano. Una de las giberelinas más conocidas es el ácido giberélico (GA3). Las giberelinas se identifican por un subíndice que indica aproximadamente el orden en que fueron descubiertas en las plantas (Hil!. 1977), En las plantas superiores la ruta de síntesis de las giberelinas incluye como precursores compuestos como el mevalonato primero y posteriormente otros como el (-) kaureno y el estaviol. Dentro de la síntesis de las giberelinas se han sintetizado substancias que pueden bloquear las reacciones que conducen a su producción; a este grupo de substancias se les denomina retardadores del crecimiento. En el Cuadro 1 se

muestra una lista de varios retardadores del crecimiento y como se observa, un mismo retardador tiene diferentes nombres. AMO - 1618 ó CARDA VAN ó ACPC CLOROMEQUAT ó CCC ó CICOCEL DAMINOZIDE ó 80 ó ALAR ó SADH ó 8995 PHOSPHON ó CBBP ,(Luckwill. 1981), Cuadro 1. Retardadores del crecimiento. Tanto las giberelinas como los retardadores del crecimiento tienen muchas aplicaciones en la agricultura. Como es de esperarse, la acción de los retardadores del crecimiento es casi siempre contraria a la de las giberelinas. Algunos ejemplos de uso son: Giberelinas: . Estimulan el crecimiento (alargamiento del tallo y entrenudos). . Estimulan la división celular. . Provocan en ciertas especies y en ciertas condiciones la floración, .Controlan la expresión sexual hacia masculinidad. . Provocan partenocarpia. . Controlan la movilización de nutrientes. . Pueden ayudar a estimular la germinación. Retardadores de crecimiento: . Inhiben el alargamiento del tallo (se pueden usar para evitar el acame). . Inhiben la división celular. . Pueden provocar la floración en frutales. . Controlan la expresión sexual hacia femeneidad. . Permiten llevar a cabo una desviación de los nutrientes, . Aumentan tolerancia a sequía. Objetivos. . Determinar cuál de las concentraciones de ANA acelera la formación de raíces en estacas de fríjol. . Conocer el efecto del 2.4-D (2,4-Diclorofenoxiacétíco) como regulador del crecimiento y como herbicida. . . Demostrar la estimulación del crecimiento y la inhibición del mismo con ácido giberélico y cicocel respectivamente. Materiales y Métodos Enraizamiento de estacas Soluciones diluidas: ANA-5.10,20 30 mg/lt, Estacas de frijol Vasos de precipitado Navaja Actividad de herbicida 6 macetas Plantas de maíz, frijol y varias malezas 50, 500 Y 1000 Aspersores manuales.

Alargamiento y reducción de entrenudos 6 plántulas de frijol de 15 a 20 días de germinadas Acido giberélico 50 ppm Cicocel 5000 ppm 3 aspersores Auxinas. Enraizamiento de estacas a) Se proporcionarán las plántulas de frijol para hacer estacas de 10 cm de longitud. su profesor de práctica le indicará cómo. b) Se usarán 5 estacas por concentración de ANA y "un testigo; , c) Inmediatamente después se ponen en contacto con las diferentes concentraciones en 10 mi de solución. d) El tiempo de inmersión va a depender de la capacidad, de absorción de las estacas, e) Una vez absorbidos los 10 mi de solución se le debe agregar agua suficiente para mantener vivas las estacas por un período ,de 10 a 15 días. f) La observación del número y longitud de las raíces se liará a los 15 días después de iniciada la práctica. Elaborar un cuadro con los datos siguientes para las concentraciones que se aplicaron. Tratamiento ANA Número promedio

de Raices a los___días

Longitud promedio de las rices a los ___días

Observaciones Generales

Testigo 5 mg/lt 10 mg/lyo 20mg/lto 30mg/lto Actividad de herbicidas. a) Rotule cada maceta con el tratamiento correspondiente, equipo, grupo y especialidad. 1) Testigo 3).- 500 ppm 2) 50 ppm 4).-1000 ppm b) Cuando las plantas alcancen de 15 a 30 cm de altura, aplique por aspersión la solución de 2,4-D a cada tratamiento. c) Deberá estar al pendiente de su material y regar según sea necesario

Haga observaciones sobre quemaduras, marchitamiento, deformaciones después de 6, 12, 24 horas y al cabo de 2 y 5 días. Glberelinas. Alargamiento y acortamiento de entrenudos. Asperje cada tercer día, tres veces, lotes de 2 plantas con ácido giberélico, cicocel y agua destilada. Al cabo de 12 días después de los tratamientos mida la longitud de 105 entrenudos y cuente el número de estos para cada tratamiento. Al asperjar procure cubrir con la solución el follaje y que el rocío de un tratamiento no alcance a las plantas de otro. Bibliografía. Hill, T.A. 1977. Hormonas Reguladores del Crecimiento Vegetal. Omega, Barcelona, Espalla. Luckwill, L.C. 1981. Grow1h regulators in crop production. Edward Arnold,Great Britain. Primo, Y.E.y R. Cuña\. 1968. Herbicidas y Fitoreguladores. Edil. Aguilar, Espa~a. Rojas, G. M. 1976. Manual Teórico Práctico de "Herbicidas y Fitoreguladores:' Ed. Limusa. México. Weaver, R.J. 1980. Reguladores del Crecimiento de las Plantas en la Agricultura. Trillas, México. REGULADORES DEL CRECIMIENTO. CITOCININAS. Introducción. Las Citocininas forman el grupo de fitohormonas descubiertas mas recientemente. Se llegó a, conocer, esta, clase, de hormonas por estudios del crecimiento de células vegetales como el tallo del tabaco en condiciones estériles sobre medios nutritivos sintéticos, donde se induce la división celular añadiendo al medio de cultivo extracto de malta o leche de coco. A pesar de que pronto se hallaron muchos extractos vegetales que contenían sustancias con dicha actividad no fue hasta 1964 que por fin se pudo determinar químicamente la primera cítocinina natural denominada zeatina. Actualmente se conocen varios compuestos vegetales naturales pertenecientes a este grupo de hormonas tales como la isópenteniladina y la dihizeatina, aparte de la cinetina y la benciladenina, sintéticas (Salisbury y Ross, 1994). Los efectos de estas sustancias en las plantas son variados, siendo algunos ejemplos los siguientes: Retraso de la senescencia de las hojas. Senescencia o envejecimiento es la fase de crecimiento vegetal que comprende de la plena madurez a la muerte y se caracteriza por la acumulación de productos metabólicos y pérdida de peso sobre todo de hojas y frutos. En las hojas la senescencia se pone de manifiesto por el amarillamiento destrucción de RNA proteínas y clorofila.

La benciladenina es el regulador que más frecuentemente se aplica para retrasar la senescencia vegetal. Su acción consiste en, mantener un alto nivel de síntesis de proteína retrasando la degradación de la" clorofila y las proteínas, reduciendo el ritmo de respiración y en general manteniendo el vigor de las células, Por lo común las hojas separadas de la planta o las que se encuentran en tallos cortados, envejecen con rapidez. Con frecuencia en las nervaduras uno de los resultados comunes de la senescencia es !a podredumbre en almacenamiento debido al desarrollo de bacteria y hongos en aminoácidos y otras sustancias nutritivas que se pierden de las células que están envejeciendo. Ruptura de la dominancia apical. La dominancia apical es la inhibición del crecimiento de las yemas laterales por el ápice de una planta. Si se elimina este ápice las yemas laterales comienzan a crecer ramificándose la planta. Este efecto es bien conocido en la poda de frutales y en la jardinería. Se ha demostrado que la dominancia apical está controlada por las auxinas producidas por el ápice. En el caso de las citocininas se ha demostrado que si se agregan a una yema lateral que no se encuentra en crecimiento y que esté dominado por el ápice del tallo, con frecuencia la yema lateral comienza a crecer (Salisbury y Ross, 1994). Este efecto ha sido utilizado en la horticultura ornamenta para aumentar el número de hijuelos. En el aspecto patológico las citocininas producidas por la bacteria Corynebacterium fascians produce la ramificación excesiva en la enfermedad lIamado escoba de bruja en crisantemo y chícharo (Salisbury y Ross, 1994). Objetivos. 1. Observar el efecto de la benciladenina (BA) sobre el envejecimiento de hojas de apio mediante la cuantificación de clorofilas. 2. Observar el efecto de las aspersiones de BA sobre la ruptura de la dominancia apical. Materiales y Métodos. A) Retraso de la senescencia en hojas de apio. El trabajo se dividirá en dos partes, en la primera se aplicará el regulador (BA) y en la segunda se cuantificará la clorofila. Aplicaciones de BA 2 Vasos de precipitado 250 ml Solución BA 10 mg/lto 2 Bandejas de plástico Plantas de apio de buen aspecto Cuantificación de clorofila 50ml de acetona 80% 1Embudo de vidrio 2 Tubos de ensaye 1 Probeta 50 ml 1 Mortero y Pistilo Espectrofotómetro

Aplicaciones de BA a) De una planta de apio seleccione 4 hojas del mismo tamaño y apariencia, lávelos con agua destilada y escúrralos. b) Sumerja 2 hojas en la solución de BA (10 mg/lto) durante 5 minutos. Sáquelas y sacuda el exceso de solución. Sumerja otras 2 hojas en agua destilada, éstas servirán como testigos. c) Coloque las hojas tratadas con BA en un vaso de precipitado con agua y en otro vaso las hojas testigo. d) Repita este tratamiento 2 veces más cada tercer día, lo que hará un total de 3 aplicaciones. e) Después de 15 días o cuando note diferencias marca<!as realice sus mediciones de clorofila. Cuantificador de clorofilas a, b y total. a) Pese 0.2 g de tejidos (hoja) de ¡¡no de los tratamientos. b) Muela en el mortero adicionando 20 mi de acetona 80%. Procure extraer todo el pigmento de forma que los restos de tejido queden blanquecinos. c) Filtre en el embudo con una gasa. Reciba el extracto en la probeta de 50 mI. d) Complete con el resto de acetona 80% el volumen del extracto a 20 mI. e) Haga lecturas de absorbancia en el espectrofotómetro a 645 y 663 nm. Use acetona 80% como blanco. f) Repita el anterior procedimiento para cada tratamiento. Para calcular la cantidad de clorofilas substituye en las" siguientes fórmulas: . mg clorofila a/g hoja = 12.7 (A613) - 2.69 (A645) X V 1000 XW . mg clorofila b/g=22.9 (A645) 4.68 (A613) X_____V_____ 1000 XW . mg clorofilas totales /g hoja - 20.2 (A645) + 8.02 (A613) X __V__ 1000 XW Donde: . A613= Absorbancia a 663 . A645= Absorbancia a 645. . V = Volumen final del extracto (20 ml) . W = Peso fresco en gramos del tejido (0.2 g)

Con sus resultados llene el siguiente cuadro: TRATAMIENTO

CLOROFILA a

CLOROFILA b

CLOROFILAS TOTALES

Testigo

BA 10 mg/lto

Cuadro 1.- Cantidad de clorofila a, b y total en hojas de apio tratadas con BA, al cabo de ___días. B. Ruptura de la Dominancia Apical. Se realizará a través de las aspersiones de citocininas. Materiales y Métodos. 3 Plántulas de frijol de 2 semanas. Solución de BA 200ppm + GA3 50 ppm+ Tween 0.5% (Agente humectante) . A cada una de las plantas aplique lo siguiente: a) Aspersión con BA 200 ppm + Ga3 50 ppm + Tween 0.5% b) Aspersión con agua + Tween 0.5% c) Planta sin ápice, el cual se corta. Bibliografía. Galston, A.W. y P.J. Davies.. 1970. Control Mechanims in Plant, Devies Opment. Prenatice Hall, Englewood Clif!. New Jersey. . . Leopold,..A.C. y M. Kaw.ase,. 1964. Bensyladenine effects on beao leat .growih and senescence, Amer J,.Bot. 5(3}:294-298. Salisbury, F.B. y C.W. Ross. 1994. Fisiología Vegetal. Gpo. Edit. Iberoam.érica, México, D.F. Withan, F. M., Blaydes. D. E. y Devlin, R. M. 1971. Experiments in Plant Physiology, van Mostrand Rein Hold Co., New York. Toront.o, Melbourne.

IX Fisiología de la reproducción INTRODUCCIÓN El proceso reproductor es una descripción de la formación y desarrollo de las generaciones de los gametofitos masculinos y femeninos. La reproducción difiere mucho en las plantas superiores; ya que se conoce muy poco sobre las causas sobre los mecanismos de tales procesos. OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.- Analizar los cambios que ocurren en el proceso de floración 2.- Analizara la importancia del fotoperiodo en las plantas. 3.- Identificar el proceso de fecundación y los factores que lo afectan. 4.-Reconocera la propagación sexual y asexual. 5.- Analizar el proceso que induce a la suberización.

TEMA 1 1.- Analizar los cambios que ocurren en el proceso de floración 1.1.1. IDENTIFICARA EL PROCESO DE FLORACIÓN Y RESOLVERÁ

PROBLEMAS ADVERSOS. LFY no es el único gen de identidad de meristemo floral. La proteína codificada por APETALA1 (AP1) y otros genes relacionados estructuralmente (CAULIFLOWER y FRUITFULL) también son necesarias para conferir a un primordio la identidad floral (Ferrándiz et al., 2000; Liljegren et al., 1999). Sin embargo, LFY juega el papel más importante en este proceso . Por otra parte, el que las plantas de Arabidopsis continúen formando flores en los flancos del ápice hasta que envejecen, en lugar de consumir el ápice en la formación de una flor terminal -como sucede en otras especies- depende de la actividad de proteínas como TFL1, que impiden que LFY y AP1 extiendan su dominio de expresión al centro del ápice. De qué forma activa LFY el desarrollo inicial de la flor? LFY es un factor de transcripción necesario para la expresión de los genes maestro que dividen el primordio floral en las regiones que van a dar lugar a los órganos de la flor adulta. En los promotores de estos genes se encuentran secuencias reconocidas por LFY y a través de las cuales induce su expresión.

• Arabidopsis es, desde el punto de vista del tiempo de floración, una planta facultativa de días largos. Esto significa que Arabidopsis puede florecer en un régimen de días cortos (unas 8-10 h de luz al día, equivalente al otoño/invierno), pero los días largos (unas 16 h de luz al día, equivalente a primavera/verano) promueven una floración mucho más temprana (tres semanas desde la germinación de las semillas, frente a dos meses en días cortos).

• El estudio de los mutantes de Arabidopsis ha permidtido definir tres vías de señalizacìón.

– Vía facultativa de días largos.- Esta vía de señalización se inicia mediante la percepción de la luz por parte de determinados fotorreceptores de luz (CRY1, CRY2, PHYA). Por mecanismos aún no conocidos en profundidad, estos fotorreceptores "comunican" la presencia de luz a los componentes (TOC1, CCA1, LHY) de un "reloj molecular" que es capaz de determinar cuál es la duración relativa del día respecto a la noche y, en caso de reconocer los días largos, activa la expresión de genes como CONSTANS (CO) y FT. La proteína CO es

un factor de transcripción clave en la floración bajo condiciones de días largos. Así como su eliminación provoca que la floración en días largos ocurra tan tarde como en días cortos, la activación forzada de esta proteína (mediante técnicas de ingeniería genética) en días cortos provoca la floración temprana incluso en condiciones adversas. De una manera análoga, la alteración del nivel de expresión de FT produce una modificación del tiempo de floración en proporción directa.

Via dependiente de giberelinas.- Que las giberelinas participan en la regulación de la floración se pone de manifiesto de dos formas: por una parte, mutantes incapaces de sintetizar giberelinas (por ejemplo ga1) no pueden florecer en días cortos, pero sí en días largos, gracias a la activación por parte de la vía facultativa de días largos. Por otra parte, la aplicación exógena de giberelinas acelera la floración en Arabidopsis (y otrasespecies). Via autónoma.-Representada por los productos de genes como FCA, FVE o FPA, esta vía es necesaria tanto en días cortos como en días largos para potenciar el efecto de las otras dos vías mencionadas. A pesar de su "autonomía" respecto al fotoperíodo, la actividad de esta vía sí responde a otras señales ambientales, como la temperatura de crecimiento y la vernalización.

TEMA 2 2.- Analizara la importancia del fotoperiodo en las plantas. 2.1.1. Diferenciará las plantas de día corto y día largo y su importancia económica de ello.

TABLA: LISTA PARCIAL DE PLANTAS DE DIAS LARGOS, DIAS CORTOS Y

DE DIAS CORTOS DE DIAS LARGOS NEUTRAS MONOCOTILEDONEAS Arroz Oryza sativa Cebada Hordeum vulgare Pasto Poa annua Pasto Agrostis palustris Maiz Zea mayz Pasto Bromo Bromus

inermis

Alpiste Phalaris arundinacea Avena Avena satiba Pata de gallo Dactilys

glomerata

Rye grass Lolium spp Timoty Phleum spp Triguillo Agrospyron smithii Trigo Triticum aestivum DICOTILEDONEAS Briofilum Bryophyllum pinnatum

Col Brassica spp. Bálsamo Impatiens balsamina

Crisantemo Crysanhemum spp.

Trébol Trifolium pratense Frijol Phaseolus spp.

Cadillo o cardo Xanthium strumarium

Coneflower Rudbeckia bicolor

Trigo sarraceno Fagopyrum tataricum

Cosmos Cosmos sulphureus

Eneldo Anethum graveolens Algodón Gossypium hirsutum

Quelite o bledo Chenopodium rubrum

Beleño negro Hioscyamus niger

Pepino Cucumis sativus

Gloria japonesa Pharbitis nil Hibisco Hibiscus syriacus Té paraguayo Ilex aquifolium

Kalanchoe Kalanchoe blossfeldiana

Mostaza Sinapis alba Alcachofa de Jerusalem Helianthus tuberosus

Flor de navidad o poinsettia Euphorbia pulcherrima

Petunia Petunia sp. Papa Solanum tuberosum

Fresa Fragaria chiloensis Rábano Raphanus sativus Rododendro Rhododendron spp.

Tabaco Maryland Mammoth Nicotiana tabacum

Espinaca Spinacea oleracea

Fresa Fragaria chiloensis

Violeta Viola papilionacea Betabel Beta vulgaris Tabaco Nicotiana tabacum Correhuela o manto Ipomoea purpurea

Tomate Lycopersicon esculentum

TEMA 3 3.- Identificar el proceso de fecundación y los factores que lo afectan. |3.1.1. Reconocerá las condiciones en que se lleva acabo y su manipulación de la fecundación.

TEMA 4 4.-Reconocera la propagación sexual y asexual. Relaciona las siguientes columnas:

1.-Se requieren de condiciones de humedad,

tiempo, agentes físicos o Químicos para que

se pueda nacer. ( 2 ) REPRODUCCION

SEXUAL

2.-Es la utilización de semillas. ( 3 ) ESCARIFICACION

3.-Este método consiste en lijar semillas para

Que puede absorber agua ( 1 ) GERMINACION

4.- Es la utilización de capas de arena y turba y

Semillas ( 4 ) ESTRATIFICACION

A) El instructor discutirá

1. Que es la propagación asexual 2. Que tipos de injertos se conocen 3. Como se lleva a cabo un enraizamiento 4. Que es un estolón, tubérculo, cormo.

B) Diferenciar los tipos de propagación sexual y asexual en los diferentes frutales , comentar la importancia_________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________________

B) De acuerdo a los dibujos, escriba si es un cormo, un hijuelo etc.

C) De acuerdo a los dibujos, realizar y llevar a cabo el proceso de enraizamiento de estaca y esqueje, de algunos frutales. D) Llevar acabo el método de propagación de acodo y acodado en frutales que tengan estas características, ver figuras anexas. E) Llevar acabo injertos como el de púa, yema, etc. en frutales.

EVALUACION PARCIAL:

Relaciona las siguientes columnas:

1.-Tallos aéreos horizontales generan raíces

Adventicias ( 6 ) TURIONES

2.-Tallo subterráneo presenta hojas escamosas

En las axilas, sirve como almacén de reservas ( 7 ) CHUPONES

3.-Son estructuras gruesas, suculentas, actúan

Como estructuras de reservas ( 3 ) TUBERCULO

4.-Se desprende del progenitor y se desarrolla

Subterráneamente como tallo corto, erecto

Y sólido con nudos y entrenudos. ( 8 ) INJERTO

5.-Se desarrollan subterráneamente en forma

De tallos carnosos, cubiertas con hojas

Engrosadas a manera de escamas y su función

Es como órgano de reserva. ( 4 ) CORMOS

6.-Se presenta generalmente en especies acuáticas

Como estructuras de resistencia condiciones

Ambientales adversas. ( 5 ) BULBOS

7.-El plátano y el bambú forman estructuras de

Reproducción llamada. ( 1 ) ESTOLONES

8.-Consiste en utilizar como patrón algún frutal

De la misma especie, con la finalidad de

Mejorar la calidad y la producción. ( 9 ) MICROPOPAGACIÒN

9.-Técnica que consiste en tomar segmentos de

Plantas en crecimiento que se estelirizan y se

Cultivan en soluciones nutritivas especiales,

Gelificadas. ( 2 ) RIZOMAS

TEMA 5 5.- Analizar el proceso que induce a la suberización. 5.1.1.Reconocera la importancia de la suberización como un componente.

X Fisiología de la maduración INTRODUCCIÓN OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.-Analizara los cambios internos y externos del estado de madurez de los frutos. 2.-Clacificara los frutos climatéricos y no climatéricos. 3.- Analizara el mecanismo de acción de fructificación y maduración en los cultivos.

TEMA 1 1.-Analizara los cambios internos y externos del estado de madurez de los frutos. 1.1.1.- Desarrollara el proceso de maduración de frutos.

Cuando una fruta madura suceden a la vez varios eventos bioquímicos causados por enzimas que rompen las moléculas complejas a otras más sencillas. La permeabilidad de las paredes y membranas celulares aumenta. Las células incrementan su respiración, consumen más oxígeno y producen más dióxido de carbono. Los contenidos de almidón y ácidos disminuyen mientras aumentan los contenidos azucarados. Ejemplo clásico de esto es la conversión bioquímica que tiene lugar en un plátano que convierte su 25% de almidón y 1% de azúcar en 20% de azúcar y 1% de almidón, perdiéndose un 5% como energía utilizada en las reacciones bioquímicas.

Las enzimas pectínicas ablandan la textura de las frutas y les hacen desarrollar sus aromas característicos. Corrientemente los colores cambian del verde al rojo, amarillo o púrpura; esto tiene lugar al romperse las moléculas de clorofila lo que enmascara a los otros colores. También se sintetizan algunos colores y al madurar el color de la fruta va adquiriendo el aspecto característico de fruto maduro

Hay frutas que no contienen almidón, como el melón, la piña americana y las cítricas. Las hojas de las plantas les proporcionan los ingredientes azucarados necesarios para el proceso madurativo. Si estas frutas se recolectan demasiado pronto, ya no se endulzan más, esto contrasta con las manzanas, peras y plátanos. Muchas de las últimas después de recolectadas continúan cambiando su textura, de dura a blanda en un grado que varía con las distintas frutas. Las peras, por ejemplo, continúan cambiando su textura hasta que se hacen harinosas, marchitas y sosas. Por ello las peras se cosechan mientras están verdes.

Fuente de información

Paine, F., Paine, H., Manual de envasado de alimentos, Madrid, Ediciones A. Madrid Vicente 1994. Varnam, Alan; Sutherland, jane P. Bebidas: Tecnología, química y microbiología. Zaragoza, Acribia 1996 Coenders, A.,Química Culinaria, Zaragoza, Acribia 1996 Rauch, George H.,Fabricación de Mermelada, Zaragoza, Acribia 1986

Maduración del fruto

• El crecimiento del fruto termina, en muchas especies, por, una serie de proceso fisiológicos característicos que se reúnen bajo el concepto de maduración del fruto

• Cambios que tienen lugar durante la maduración del fruto. 1) Cambios físicos

• Color (perdida de clorofilas, acumulación de carotenoides, sintesis de antocianinas)

• Textura (alterciones en paredes celulares, solubilización celulosa y pectinas, degradación de almidón, acumulación de azucares, producción de compuestos volatiles.

2) Cambios metabolicos

Aumento respiratorio

Sintesis y liberación de etileno

Metabolismo de amildón y ácidos orgánicos

Alteraciones en la restauración de rutas metabolicas

3) Expresión génica

Desaparición de mRNAs y proteinas sintetizadas antes de iniciarse la maduración

Aparición de nuevos RNA específicos para la maduración

Sintesis de novo de enzimas que catalizan los cambios que se producen durante la maduración.

TEMA2 2.-Clacificara los frutos climatéricos y no climatéricos. 2.1.1. Identificara y manipulara los para metros de maduración. 1.- ¿Qué es madurez fisiológica de un frutal? Es el momento en donde el fruto esta en “sazón” y puede cosecharse y lograr madurar con los suficientes azucares y poder consumirse. 2.- ¿Para determinar madurez se requiere de algunos métodos, como cuales?

� Índices visuales � Índices fijos � Índices químicos � Índices fisiológicos

3.- ¿Qué es climatérico? Fase de la ontogenia durante la cual ocurren cambios bioquímicos y son iniciados por la producción, síntesis de RNA y proteínas y un rompimiento selectivo de ciertas estructuras celulares, y reorganización de nuevas células 4.- ¿Menciona las 5 fases climatéricas de un frutal?

� Mínimo climatérico � Ascenso climatérico � Máximo climatérico � Senectud o enrojecimiento � Muerte

TEMA 3 3.- Analizara el mecanismo de acción de fructificación y maduración en los cultivos. 3.1.1. Conocer las respuestas de las plantas y frutos controladas con reguladores de crecimiento y maduración. REGULADORES DE CRECIMIENTO ETlLENO. Introducción. Históricamente son tres los caminos que han conducido al establecimiento del etileno como una hormona vegetal: a las antiguas observaciones, de que los frutos maduran más rápidamente si se les encierra en un cuarto con humo, b) el hecho de que en el cultivo de piña y mango se inicien incendios aledaños a los cultivos a fin de que el humo inicie y sincronice la floración y c) la inducción de la caída de las hojas de los árboles a partir, del gas desprendido en las lámparas utilizadas para la iluminación pública a mediados de 1864 (Salisbury y Ross, 1979). No se aceptó al etileno como hormona sino hasta la década de los sesentas en que se aclaró que el etiieno es un metaboito normal producido por células sanas y que ejerce un control regulador sobre fenómenos morfogénicos de las mismas y a pesar de las dudas respecto a su capacidad de transporte (Weaver, 1980), En la actualidad se conocen muchas respuestas de las plantas controladas directamente por etileno aparte de aquellos casos en los que posiblemente otros reguladores del crecimiento, ejercen sus efectos teniendo al etileno como intermediario (tal como ocurre en ciertas condiciones con las auxinas). Algunas de las respuestas de las plantas al etileno son las siguientes: Senescencia de flor cortada. Respecto al envejecimiento de las flores se ha observado que el clavel está controlado principalmente por el etileno producido por la flor misma o por el smog de la contaminación atmosférica y que éste acelera el marchitamiento de los pétalos, lo que a su vez causa pérdidas durante el manejo en el mercado y disminución de su vida en el florero. Dado lo anterior se han investigada centenares de substancias que puedan prolongar la vida de las flores cortadas. Recientemente se ha encontrado que los iones de plata han producido los mejores resultados en la conservación de flores cuando han sido asperjados o absorbidos por el tallo. De esta manera, tenemos que Reíd y Col. (1980) lograron que el tiosulfato de plata. Absorbido por él tallo prolongará hasta 6 ó 6.9 días más la 'vida en el florero de claveles de la variedad Orchird Royalette. Descubrimientos come este han desencadenado estudios que nos indican el tiempo de aplicación, concentración, variedades, temperaturas que produzcan los mejores resultados, así como el mecanismo de acción. En lo que se refiere al mecanismo de acción se piensa que la plata es un agente anti-etileno que impide que éste desencadene el proceso de envejecimiento. Entre las evidencias a favor de este tenemos el trabajo de Halavy y Kofranek (1977) que nos demuestra que la plata contrarresta los efectos del etéfón (una substancia que

libera etileno al ser absorbida por las plantas y que por lo tanto acelera el envejecimiento de las flores. Formación de zona de abscisión. La caída de las hojas y de los frutos ocurre porque se presenta la formación de una(s) capa(s) de células especializadas llamada zona de, abscisión. Dependiendo de la especie esta zona de abscisión puede formarse muy temprano durante el desarrollo o solamente cuando se alcanza la madurez. Antes de que se caiga el órgano se producen cambios en la zona de abscisión tales como: a) divisiones celulares que forman una capa de células pequeñas y apretadas a lo largo de la base del peciolo, b) disolución enzimática de la pared celular o de la lámina media, c) taponamiento de los vasos de xilema y d) formación de corcho en la zona de separación; entre otros. Estos cambios debilitan el punto de unión y provocan después la separación y la caída del órgano (Galston y Oavies, 1970). El etileno puede utilizarse para acelerar la formación de la zona de abscislón y esto ha resultado útil en aquellos países en los que se lleva a cabo cosecha mecánica de frutales como manzana, cerezo, cítricos, olivo, pera, ciruela y nogal. En este caso las cosechadoras agitan el árbol y reciben en lonas extendidas los frutos. SI éstos están débilmente unidos se requerirá menor fuerza para agitar el árbol y se producirá menos daño a éste, además de hacer mas uniforme la cosecha (Weaver, 1976). Sin embargo, el etileno como gas es difícil de manejar en espacios abiertos, por lo que se ha preferido usar substancias que liberen etileno, siendo una de ellas el etefón o ethrel (ácido cloroetilfosfónico). Este compuesto es estable en pH ácido y se descompone liberando etileno en pH básico, produciéndose entonces la acción del etileno, ya que las plantas tienen en sus tejidos un pH más alto que, el del etefón. Objetivos. Control de senescencia de flor cortada. a) Medir el aumento de la vida en el florero de plantas de clavel tratadas con tiosulfato de plata. b) Medir la disminución de la vida en el florero causada por un aumento de la concentración de etileno. c) Inducir la formación de la zona de abscisión en explantas de frijol. Materiales y Métodos. 3enescencia de flor cortada. 12 Claveles cortados 5 Frascos de vidrio Etiquetas Sol. de etefón 50 ppm Sol. de tiosulfto de plata Inducción de la zona de abscición. Plantas de frijol de 20 a 24 días

de germinadas (20) Etefón 0.25'%. en lanolina. Lanolina sola Cajas de petri (1) Agrolita Aplicadores de vidrio (varilla de vidrio) A) Control de la senescencia en flor cortada. Aumento de la vida en el florero. En este caso el tiosulfato de plata debe ser absorbido por el tallo de la planta por determinado tiempo. Solo deben introducirse 3 plantas en la solución por 20 minutos y 3 plantas más por 40 minutos. Después de este tiempo sáquelas de la solución y enjuáguelas con agua corriente y colóquelas en los frascos de vidrio con agua, Ponga.3 plantas sin tiosulfato de plata en otro frasco como testigo. Disminución de la vida en el florero. Coloque un poco de la solución de etefón en un frasco y ponga ahí 3 claveles. Para cuantificar la vida de las flores se tomará como dato para cada tratamiento el número de días necesarios para que se marchite la primera flor. En general verifique la apariencia de sus plantas a partir del tercer día. Describa su apariencia. B) Inducción de la zona de abscisión. Uno de los métodos iniciales en los que se prueban substancias que tengan capacidad de inducir la abscisión es el bioensayo de los explantes de frijol en los que se utilizan las porciones de la planta En este caso se va a utilizar el etefón agregado ala lanolina aun cuando en forma comercial éste se utiliza en forma de soluciones líquidas, asperjándose. Procederemos da la siguiente forma; a) Corte los explantes (20) de las plantas de frijol y divídalos en dos grupos de 10. b) Coloque la vermiculita en las cajas de petri y entierre allí la base de los

explantes, agregue un poco de agua a esta vermiculita. c) Coloque con las varillas de vidrio un poco de lanolina o de lanolina con etefón a

cada lote. Mantenga en la obscuridad. Para verificar si ha habido abscisión después de cierto tiempo presione suavemente con un lápiz los peciolos.

Reporte el porciento de abscisión a les 4., 7,10 Y 12 días de iniciado el ensayo, para cada tratamiento.

Bibliografía. Galston, A.W. y Oavies, P.J. 1970. Control Mechanims in Ptanf development. Prenlice-Hall, Englewaad CUffs, New Yersey. .,Abeles. D;B..1\n:3. .Ethylerre inPlant Bialogy.Atademic Press, New York. London? Halevy, A.H. y Kafranetz, A..M. 1977. Silver tteatment ot carnalion flawers far reducing ethylene. damage and exlending longevity. J. Amer. Saco Hort. Sci. 102(1) :76-17. Salisbury, F,.B. y C.W. Ross. 1979. Plant Physiology. 2a. Ed. Wadswarth, Belmont, Califarnia. Reid, M.S., D.S. Farnham y E.P. McEnrve. 1980. Effecta af silverthiosultate and presel'Vativesalutions on the vase life of miniature carnalians. HartScience 15(6):807-808.' . Waver, R.J. 198.0. Reguladares del crecimienta de las plantas en la agricultura. Trillas, México.." . Apéndice' Solución dlt.Tiosulfato de Plata. Se mezclan. en una proparción de 1:1 una salucióri de A.N03 mM y Na,S,03 mM; esto es: 0.6796 9 A.NOa para 0.5 1. 2.5296g N8,S,03 para 0.5 1.

XI Reposo y conservación de yemas y semillas INTRODUCCIÓN La mayoría de las plantas están expuestas a periodos estacionales de tiempo muy inclementes durante los cuales pueden dañarse o morir si no existe algún mecanismo de protección o defensa. La salvaguardia más común del frío y congelación o del calor seco extremoso. El reposo puede definirse como el estado de crecimiento y metabolismo suspendidos. Puede ser impuesto por las condiciones desfavorables, pero los tejidos en ese estado a menudo siguen sin crecer aunque se los ubique en condiciones ideales. Esto indica que puede ser impuesto desde dentro y controlado por mecanismo del tejido. Muchas semillas inicialmente entran en este estado de modo que no germinan por un periodo de tiempo después que se dispersan o hasta que experimentan un periodo de frío. Los arboles se deshojan y se libran así del peligro de la desecación cuando el aire esta frío y seco y el suelo helado. Además, el ápice del tallo y ramas forman yemas de protección que están a prueba del agua y de los gases. OBJETIVOS DE APRENDIZAJE 1.-Conocera los factores que intervienen en el reposo de semillas y yemas. 2.-Analizara el crecimiento activo del embrión. 3.- Identificara la importancia del reposo de semillas en la agricultura. 4.-Conocerá el periodo de germinación de las semillas mediante métodos para

eliminar el letardo.

TEMA 1 1.-Conocera los factores que intervienen en el reposo de semillas y yemas. 1.1.1.RECONOCER EL REPOSO DE YEMAS Y SEMILLAS ANALIZARLO Y MANIPULARLO PARA OBTENER UN BENEFICIO. En las plantas superiores, distintos órganos pueden entrar en estado durmiente: semillas, yemas, tubérculos, rizomas o bulbos. Esa adaptabilidad ha sido ampliamente estudiada, sobre todo, en yemas y semillas. Por regla general, el estado de latencia suele coincidir con los períodos más desfavorables para el crecimiento y desarrollo de las plantas: bajas o altas temperaturas; períodos de sequía; fotoperíodos no apropiados, etc. Las plantas permanece en ese estado hasta que se vuelvan a dar las condiciones adecuadas para reanudar su desarrollo.

Aplicación exógena de hormonas: Los resultados obtenidos tras la aplicación exógena de hormonas demuestran que las citoquininas y las giberelinas pueden vencer la latencia de las yemas. En algunos casos eliminan la necesidad de un período frío, mientras que en otros, las giberelinas pueden eliminar la necesidad de fotoperíodos largos. Por otra parte, la aplicación de inhibidores naturales induce la latencia, es decir, él ABA produce la formación de yemas durmientes bajo condiciones de día largo.

TEMA 2 2.-Analizara el crecimiento activo del embrión. 2.1.1. Evaluara la viabilidad en las semillas. GERMINACION y VIABILIDAD

Se puede definir como germinación de una semilla al inicio del crecimiento activo del embrión que resulta en la ruptura de la testa y emergencia de la nueva planta. Algunas semillas germinan inmediatamente después de la Fertilización, siempre y cuando las condiciones de humedad, temperatura y oxígeno sean las adecuadas. Mientras que otras semillas requieren de un período de reposo o letargo antes de que pueda presentarse la germinación. Este período de reposo puede deberse a varias causas. Las semillas pueden no haber llegado a la madurez fisiológica, o bien pueden estar presentes algunos compuestos que inhiben el desarrollo del embrión. También se pueden presentar barreras mecánicas cama por ejemplo, la testa lignificada. En todos estos casos se considera que aunque las semillas no germinen son viables.

La viabilidad se puede definir como el grado en el cual una semilla está viva, metabólicamente activas y posee las enzimas capaces de catalizar las reacciones necesarias para la germinación y crecimiento de la plántula. Existen varias pruebas para determinar la viabilidad da las semillas, dentro de éstas la prueba del tetrazolio es ampliamente utilizada y es un medio preciso de estimar la viabilidad de las semillas. Este método se desarrolló en los 1940, por el profesor Aleman Georg. Lakony y actualmente es una prueba de rutina en muchos laboratorios de semillas. Esta es una prueba rápida ya que puede completarse en unas cuantas horas, en comparación con las pruebas regulares de germinación que pueden requerir hasta dos meses para algunas especies. Sin embargo, para asegurar la densidad de población requerida de determinado cultivo es conveniente determinar tanto el porcentaje de viabilidad como el porcentaje de germinación. La prueba del tetrazolio distingue entre tejidos viables y muertos del embrión en base a velocidades relativas de respiración, cuando las semillas están hidratadas. Aun que son varias las enzimas que se activan durante la respiración, la prueba utiliza la actividad de las deshidrogenasas como un índice de la actividad respiratoria y viabilidad de la semilla. Las deshidrogenasas actúan en reacciones de oxidoreducción permitiendo la liberación de iones hidrógeno que pueden reaccionar con la solución oxidada in colora de sal de tetrazolio, la cual cambia a formazan (color rojo)cuando se reduce por los iones de hidrógeno.

La viabilidad de las semillas se interpreta de acuerdo al patrón topográfico de tinción del embrión e intensidad de la coloración.

OBJETIVO. 1. Obtener el porcentaje de viabilidad y germinación de la especie asignada. 2. Conocer las condiciones adecuadas de temperatura para la germinación de la especie asignada. 3. Si la especie asignad2 no germina en un periodo razonable, buscar el tratamiento adecuado. MATERIALES 1 caja de petri Solución de cloruro de tetrazolio al 0.1% Semillas de especies de clima templado y de cálido. 1 frasco qerber con tapa 1 pinza de disección aguja de disección 1 microscopio estereoscópico. clima PROCEDIMIENTO 1.- Utilice 3 grupos de 50 semillas en el caso de semillas grandes utilice solamente 25, por grupo. 2.- Primer grupo de semillas.

2.1. Al primer grupo déjelo en imbibición durante 24 hs después de transcurrido este tiempo, corte longitudinalmente la semilla abarcando el eje del embrión deseche una mitad, y la otra colóquela en una caja de petri que contenga 3 mI de solución de cloruro de tetrazolío el eje del embri6n debe estar en contacto con la solución. 2.2.Después de una hora con una aguja de disección o con una pinza voltee la mitad de la semilla y observe si se ha coloreado, haga un esquema del corte observado y cuente él numero de semillas coloreadas. 2.3. Las semillas que se han coloreado están vivas, obtenga el % de viabilidad de

la siguiente manera: % de viabilidad = NO. de semillas:clareadas XlOO

No. total de Semilllas 3.- Segundo grupo de semillas. 3.1. Desinfecte sus semillas 3.2. En un frasco gerber con una soluci6n de hipo clorito de calcio al 3% deposite sus semillas, cierre el frasco y agite deseche la solución del hipoclorito y afiada agua esterilizada 2 ó 3 veces. 3.3. En una caja de petri esterilizada, la cual tendrá papel filtro esterilizado, añada

5 mI de agua también esterilizada, coloque sus semillas distribuyéndolas adecuadamente.

3.4. Etiquete su caja de petri con su grupo equipo y especialidad. Colóquela en una estufa a 25°C.

3.5. Observe su material diariamente y anote el No. de semillas germinadas por

día, añada agua según sea necesario. Con sus resultados elabore una gráfica (tiempo vs. No. de semillas germinadas/día) . 4.- Tercer grupo de semillas 4.1. Haga las mismas operaciones que con el grupo anterior utilizando una temperatura de 30°C. 5.- Una vez teniendo la suma de las semillas germina das, obtenga el % de

germinación de la siguiente manera: No. de semillas Germinadas X 100

% de germinación= No. total de se.millas Bibliograffa Copeland, L. o. 1976. Principles of seed science and technology. Mínneapolis, Minesota. 369 pp. Hartaman, H. T. Y D. F. Kester. 1971. Propagación de Plantas. Traduce. de

Antoriio Mirano Ambrosio, CECSA, Méx. Hess, D. 1975. Plant Physiology. Sprinjer-Verlag Hachis, L. Y J. G. Torrey. 1956. Plants in Action. Laboratory Manual of Plant Physiology. Montes lft.Emeses, J. 1969. Correlación de la longevidad de las semillas de

maíz y frijol con las pruebas de Tetrazolio y germinaci6n. Tesis, Fitotecnia, UACH.

Weaver, R. 1976. Reguladores del Crecimiento de las Plan tas en la Agricultura. Trillas, México.

A

TEMA 3 3.- Identificara la importancia del reposo de semillas en la agricultura. 3.1.1. Analizar y eliminar el reposo de las semillas y yemas. Las yemas formadas durante el final del verano o principios de otoño permanecen en estado de reposo hasta la primavera siguiente; momento en el que se reanuda de nuevo el crecimiento y se produce un nuevo brote. Los factores que actúan en el cese la latencia son la temperatura y el fotoperíodo. La salida del estado de latencia requiere, en determinados casos, algunos estímulos ambientales, tales como luz o bajas temperaturas. En otros casos, las gruesas cubiertas seminales de las semillas constituyen una barrera impermeable al agua y a los gases o ejercen una resistencia física a la expansión de la radícula, que impide la germinación. La presencia de inhibidores de la germinación es otro de los condicionantes de la misma.

TEMA 4 4.1.1.-Conocerá el periodo de germinación de las semillas mediante métodos para

eliminar el letardo. 4.1.1. Eliminar el reposo de las semillas mediante la aplicación de horas frío.

Muchas especies leñosas necesitan estar expuestas a un período de frío durante el invierno antes de que las yemas despierten del estado de latencia. La latencia disminuye a medida que finaliza el período invernal. Las temperaturas más efectivas para vencer la latencia son entre 0-5ºC y los períodos de frío pueden variar entre 11-42 días, aproximadamente. Las yemas no reanudan el crecimiento inmediatamente, sino que permanecen en estado de post-latencia hasta que la temperatura aumente y se den las condiciones más templadas para el crecimiento y desarrollo de los nuevos brotes.

fisiologia vegetal

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