CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA –CONCYT- SECRETARÍA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA –SENACYT-

FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA –FONACYT- FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

INFORME FINAL

ESTUDIO MICOLÓGICO DEL AIRE EN ÁREAS OCUPACIONALES Y EXTERIORES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA

Y OTRAS ÁREAS DE LA UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

PROYECTO FODECYT No. 040-07

Karin Larissa Herrera Aguilar Investigadora Principal

GUATEMALA, 7 DE NOVIEMBRE DE 2008

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AGRADECIMIENTOS

La realización de este trabajo ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología –FONACYT-, otorgado por la Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología –SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y

Tecnología –CONCYT-. (FODECYT No. 040-07).

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OTROS AGRADECIMIENTOS

A la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia por su apoyo para la realización de este proyecto FODECYT 40-2007. Al Lic. Osberth Morales y a la Licda. María del Carmen Bran del departamento de Micología de la Escuela de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala por su asesoría en el proceso de caracterización de las cepas fúngicas aisladas de los muestreos realizados a lo largo de esta investigación. Al Br. Roberto Cáceres por su valiosa colaboración y apoyo en la caracterización microscópica de las cepas fúngicas aislada a lo largo de esta investigación. A la Licda. Julieta Salazar de Ariza del Laboratorio de Alimentos de la Escuela de Nutrición de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala. A la Licda. Carolina Guzmán del Cenntro de Atención e Información Toxicológica de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala. A la Licda Sully Cruz del Laboratorio de Investigación de Productos Naturales, -LIPRONAT-, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala. A las Licda Mercedes de Beck de la Biblioteca Central de la Universidad de San Carlos de Guatemala.

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EQUIPO DE INVESTIGACIÓN MULTIDISCIPLINARIO UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA

Karin Larissa Herrera Aguilar Química Bióloga. MSc. Estudios Ambientales. Universidad del Valle de Guatemala. Guatemala. Profesora Titular VI de los cursos de Control Microbiológico de Alimentos, Cosméticos y Medicamentos y Análisis y Control Microbiológico de Procesos Industriales para estudiantes de Química Biológica. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Investigadora Principal. Oscar Manuel Cóbar Pinto Químico Farmacéutico. Dr. Química Orgánica com especialización em Química de Productos Naturales Marinos. Universidad de Puerto rico, USA. Decano de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Investigador Asociado. Jorge Luis de León Arana Químico Biólogo. Doctorado en Ciencias y Epidemiología. Instituto de Ciencia y Tecnología de Cuba. Cuba. Investigador Asociado. María Luisa García Masaya de López. Química Bióloga. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Investigadora Asociada. Suzette Boburg Juárez Microbióloga. Universidad de La Habana. Cuba. Química Bióloga. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia Investigadora Auxiliar.

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Ingrid Rosibel López Valenzuela Química Bióloga. Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Investigadora Auxiliar. Maria Sandra Armas Bonilla Química Bióloga. Maestría en Medición, Evaluación e Investigación Educativa. Universidad del Valle de Guatemala. Guatemala. Investigadora Asociada. Julio César Maas Mo Bachiller en Ciencias y Letras. Técnico de Laboratorio, Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR-

ÍNDICE

RESUMEN i SUMMARY ii GLOSARIO iii PARTE I I.1 INTRODUCCIÓN 1 1.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA (Antecedentes y

Justificación del trabajo de investigación) 4

I.3 OBJETIVOS E HIPÓTESIS 7 I.3.1. Objetivos I.3.1.1 General I.3.1.2 Específicos I.3.1.3 Hipótesis I.4 METODOLOGÍA (Descripción detallada de la

Metodología) 8

I.4.1 Indicadores 8 I.4.2 Estrategia metodológica 9 I.4.3 El Método 11 I.4.4 La Técnica Estadística 12 PARTE II MARCO TEÓRICO (CONCEPTUAL) 13 PARTE III III.1 RESULTADOS 41 III.1.1. Discusión de Resultados 71 PARTE IV IV.1 CONCLUSIONES 95 IV.2 RECOMENDACIONES 97 IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 99 IV.4 ANEXOS 112 PARTE V V.1 INFORME FINANCIERO 221 VII CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES 223

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ÍNDICE GRÁFICAS

GRÁFICAS Página Gráfica 1 Concentración total de hongos viables en el aire (UFC/m3)

para la selección de la hora de mayor contaminación 41

Gráfica 2 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior del LAMIR

42

Gráfica 3 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior de Decanatura

43

Gráfica 4 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Rectoría

44

Gráfica 5 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Biblioteca Central

45

Gráfica 6 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior de Laboratorio de Alimentos

46

Gráfica 7 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en IIQB en T13

47

48 Gráfica 8 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el LIPRONAT

Gráfica 9 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en CIAT

49

Gráfica 10 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior de LAMIR durante los meses muestreados

52

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Gráfica 11 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en Decanatura durante los meses muestreados

53

Gráfica 12 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior del IIQB durante los meses muestreados

54

Gráfica 13 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior de LIPRONAT durante los meses muestreados

55

Gráfica 14 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior de Laboratorio de Alimentos durante los meses muestreados

57

Gráfica 15 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior de Biblioteca Central durante los meses muestreados

58

Gráfica 16 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior de Rectoria durante los meses muestreados

59

Gráfica 17 Relación entre la carga de hongos microscópicos del aire (UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior de CIAT durante los meses muestreados

60

Gráfica 18 Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3 entre los ocho locales muestreados

66

Gráfica 19 Comparación del ambiente interior y el ambiente exterior de los ocho locales muestreados a lo largo de la investigación.

68

Gráfica 20 Variación de la carga fúngica presente en las ocho áreas muestreadas con respecto a los meses en los que se llevó a cabo los muestreos.

69

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ÍNDICE TABLAS

TABLAS Página Tabla 1 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia

por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior del LAMIR

42

Tabla 2 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior de Decanatura

43

Tabla 3 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Rectoría

44

Tabla 4 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Biblioteca Central

45

Tabla 5 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior de Laboratorio de Alimentos

46

Tabla 6 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB.

47

48 Tabla 7 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT.

Tabla 8 Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el Centro de información y atención toxicológica-CIAT

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Tabla 9 Temperatura en grados Celcius (°C) registrada en el ambiente interior de cada uno de los locales muestreados en el período de febrero-agosto del 2008.

50

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Tabla 10 Temperatura en grados Celcius (°C) registrada en el ambiente exterior de cada uno de los locales muestreados en el período de febrero-agosto del 2008.

50

Tabla 11 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Laboratorio Microbilógico de Referencia-LAMIR.

51

Tabla 12 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior de Decanatura.

52

Tabla 13 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior en el Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas (IIQB).

53

Tabla 14 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior en el Instituto de Investigaciones de Productos Naturales-LIPRONAT.

55

Tabla 15 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Laboratorio de Alimentos.

56

Tabla 16 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior de Biblioteca Central.

57

Tabla 17 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior de Rectoría.

58

Tabla 18 Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Centro de información y atención toxicológica-CIAT.

59

Tabla 19 Géneros fúngicos predominantes durante la época seca y lluviosa expresados en UFC/m3, durante los siete muestreos mensuales periódicos.

60

Tabla 20 Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia en los muestreos mensuales periódicos llevados a cabo en la época seca y lluviosa del año expresado en UFC/m3.

61

Tabla 21 Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (preguntas 1-10, anexo no.2)

62

Tabla 22 Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (preguntas 11-22, anexo no.2).

62

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Tabla 23 Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (preguntas 23-27, anexo no.2).

63

Tabla 24 Cuestionario de calidad aerobiológica de limpieza y desinfección del área ocupacional (preguntas 1-15, anexo no.3).

63

Tabla 25 Cuestionario de calidad aerobiológica de limpieza y desinfección del área ocupacional (preguntas 16-23, anexo no.3).

64

Tabla 26 Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3. 65

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GLOSARIO

1. AEROBIOLOGÍA: es la disciplina que estudia los organismos y partículas biológicas presentes en el aire, tanto de exteriores como de interiores.

2. AEROSOL: gas o aire enriquecido con sustancias sólidas o líquidas y capaces de mantener partículas en suspensión durante un tiempo prolongado. Este concepto se asimila también al Smog, la neblina, los productos en spray, la mezcla aire - residuos de la combustión de residuos, etc.

3. AFLATOXINA: toxina producida por Aspergillus flavus y otros hongos, en granos y alimentos almacenados. Puede ser carcinogénica en animales, incluido el hombre.

4. ALERGENO:  un alérgeno es una sustancia que puede inducir una reacción de hipersensibilidad (alérgica) en personas susceptibles, que han estado en contacto previamente con el alérgeno.

5. BIOAEROSOLES: son partículas transportadas por el aire, constituidas por seres vivos, o moléculas grandes que han sido liberadas por un ser vivo.

6. BIOSEGURIDAD: es el conjunto de normas que están diseñadas para la protección del individuo, la comunidad y el medio ambiente del contacto accidental con agentes que son potencialmente nocivos.

7. CALENTAMIENTO GLOBAL: un cambio en el clima atribuible directa o indirectamente a las actividades humanas que alteran la composición de la atmósfera y que se suman a la variabilidad natural del clima observada durante períodos comparables de tiempo.

8. CEPAS: población de una misma especie, descendiente de un único antepasado o que tiene un mismo origen; conservada por medio de una serie de pasos o cultivos.

9. GOTICAS DE FLUGGE: góticas de saliva que se dispersan por el ambiente.

10. HIDROCARBUROS: son compuestos formados por carbono e hidrógeno que por lo general se liberan de la volatilización de combustibles como la gasolina. Su peligrosidad radica en que son capaces de reaccionar en la atmósfera, generando otras sustancias aun más nocivas. Investigaciones confirman que algunos RH son cancerígenos, es decir, pueden provocar cáncer.

11. HONGOS SAPROFITOS: hongos que vive a expensas de materias orgánicas en descomposición.

12. MICOTOXINA: es una toxina producida por un organismo de la familia fungi, que incluye setas, mohos y levaduras.

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13. ÓXIDOS DE AZUFRE: se producen al quemar azufre o combustibles que lo contienen, como el carbón y el petróleo. El más importante de éstos es el dióxido de azufre (SO2), que luego se oxida en la atmósfera, formando trióxido de azufre (SO3). Los SOx son irritantes que afectan es sistema respiratorio del hombre. También provocan daños en la calidad y rendimiento de las cosechas y participan directamente en la formación de la lluvia ácida.

14. ÓXIDOS DE CARBONO: corresponden al dióxido de carbono (CO2) y monóxido de carbono (CO) compuestos originados en la combustión de los combustibles que contienen carbono. El CO2 se libera de combustiones completas. El CO se forma cuando el combustible se quema en escasa cantidad de oxígeno. Este gas es incoloro, inodoro e insípido, por lo que suele pasar inadvertido; aun así, resulta mortal si se encuentra en concentraciones elevadas.

15. ÓXIDOS DE NITRÓGENO: se forman a partir de los procesos de combustión que ocurren en presencia de aire, especialmente en los motores de los medios de transporte. Debido al calor producido por la fuente de combustión (bencina), el nitrógeno atmosférico reacciona con el oxígeno, formando varios compuestos diferentes. Entre ellos están el monóxido de nitrógeno (NO) y el dióxido de nitrógeno (NO2), un gas de olor agradable y que irrita fuertemente el sistema respiratorio.

16. PATÓGENO: lo que puede producir una enfermedad, especialmente de las bacterias y los virus.

17. PATULINA: es un antibiótico producido por Penicillium expansum. Es una policetona.

18. POLEN: nombre colectivo de las microsporas (granos de polen) de las plantas con semilla (espermatófitos). El grano de polen tiene una cubierta resistente que facilita su viabilidad mientras es transportado de la planta que lo ha originado a otra (proceso de polinización). Se llama Palinología al estudio del polen en todos sus aspectos.

19. PULVERIZACIÓN: transformación en polvo de una cosa. Esparcimiento de un líquido en gotas muy pequeñas.

20. RÁFAGAS DE VIENTO: son vientos fuertes, repentinos y de corta duración. Pueden formar nubes de poco cuerpo o densidad, especialmente cuando hay o va a haber mutación de tiempo

21. TAXONES: es un grupo de organismos emparentados, que en una clasificación dada han sido agrupados, asignándole al grupo un nombre en latín, una descripción, y un "tipo", que si el taxón es una especie es un espécimen o ejemplar concreto.

22. TOXINA: sustancias productoras de efectos tóxicos secretadas por bacterias. Son antigénicas. Existen las exotoxinas que son liberadas al exterior y las endotoxinas, que sólo se liberan al destruirse la bacteria.

23. TRICOLECENOS: toxinas producidas por hongos que provocan aleucia tóxica alimentaria, síndrome emético, diarreas y convulsiones.

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24. TROPOSFERA: región inferior de la atmósfera, hasta una altura de unos 12Km, donde tienen lugar la mayoría de los fenómenos que afectan a la meteorología o al clima.

25. UFC: unidades formadoras de colonia.

26. VIRULENCIA: grado de patogenicidad de un agente infeccioso (en epidemiología se expresa por la tasa de letalidad).

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RESUMEN

La disciplina de la aerobiología es relativamente nueva, por su valiosa aplicación, el tema ha ganado importancia durante los años recientes. Se ha aumentado el interés como indicador en las partículas del aire así como en la calidad del aire en el ambiente en general y en particular en la atmosfera. Investigaciones recientes en aerobiología que incluyen estudios de la calidad del aire en ambientes interiores y exteriores, y con esto entender el rol de los principios y mecanismos en la atmosfera de los aerosoles, partículas y bioaerosoles.

Se muestrearon ocho locales, de los cuales siete se ubicaron dentro del campus de la Universidad de San Carlos de Guatemala, zona 12 (Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-, Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT-, Decanatura, Laboratorio de Alimentos, Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB-, Rectoría, y Biblioteca Central) y uno se ubicó en el Centro de Información y Atención Toxicológica-CIAT en la antigua Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia USAC, zona 1. Se llevó a cabo un muestreo para la selección de hora de mayor carga fúngica en el aire y los siete muestreos periódicos mensuales. Para los muestreos se utilizó un aeroscopio Eco MAS 100 y agar Saboraud + NaCl. El muestreo se llevó a cabo en tres puntos ubicados dentro del local ocupacional y tres puntos ubicados en el área exterior, se obtuvo que un 44% de los puntos muestreados presentaron mayor concentración de colonias emergentes en el aire por la mañana y el 56% restante, presentó la mayor concentración fúngica por la tarde.

Los locales que presentaron mayor carga fúngica en el aire a lo largo de este estudio fueron LIPRONAT, el Laboratorio de Alimentos y el IIQB, con valores en los cuales estos locales ya se encuentran en riesgo para la salud ocupacional como se muestra en las gráficas 13, 14 y 12 respectivamente, y el local que presentó la menor carga fúngica a lo largo de este estudio fue CIAT con valores en los cuales se encuentra en riesgo la salud ocupacional en menor proporción como se muestra en la gráfica 17.

Se aislaron y caracterizaron los géneros fúngicos predominantes en los muestreos según su frecuencia de aparición en cada época (seca y lluviosa), Cladosporium, predominó en época seca; Penicillium, Aspergillus y Monilia, predominaron en época lluviosa; Levaduras (morfoespecies), Trichosporum y Rhodotorula predominaron en época seca. Además, se aislaron con menor frecuencia quince géneros fúngicos que tuvieron frecuencia de aparición algunos de ellos en época seca y lluviosa y otros sólo en alguna de las dos épocas. Debido a la importancia que lleva el estudio en la salud ocupacional, se creó un cepario que contiene los géneros mencionados con anterioridad.

Por la presencia de estos géneros fúngicos en el aire interior de los locales se considera importante la implementación de los manuales de limpieza y desinfección para oficinas y cocinas, así como con un manual de normas de bioseguridad para laboratorios.

SUMMARY

The discipline of aerobiology is relatively new but due to its applied value the subject has gained importance during recent years. The significance of aerobiology in the allergological field should be highlighted as it has enabled the development of national and international initiatives. Further increased interest in the airborne particles as indicators of the quality of the environment in general and of the atmosphere. Research in aerobiology now includes studies on indoor and outdoor air quality to understand the role of principles mechanisms of the atmospheric aerosols, particularly bioaerosols.

Eight places were sampled, seven were located within the San Carlos of Guatemala University Campus, zone 12: Reference Microbiology Laboratory –LAMIR–, Natural Products Research Laboratory –LIPRONAT–, the Faculty´s Deanery, Food Laboratory, Chemical and Biological Research Institute –IIQB–, University´s Direction Building and the Central Library; the one located outside the campus was the Toxicological Information and Attention Centre –CIAT–. One sampling was made in order to determine the hour of higuest fungal load in the air and seven monthly samplings. An Eco MAS 100 aeroscope and Saboraud agar + NaCl were used for sampling. Samplings were carried out in three spots in the interior of the localities and tree spots in the surrounding area. It was drawn as a result that 44 % of the sampling spots showed higher emerging colonies concentration in the air in the morning and the remaining 56 %, showed higher fungal concentration in the afternoon.

The places that showed the highest fungal load were LIPRONAT, Food Laboratory, and the IIQB, with values that indicate that these places are already a hazard to occupational health as seen in graphs 13, 14 and 12, respectively. The place with the lowest fungal load along the study was CIAT, with values that indicate less occupational hazard, as seen in graph 17.

Predominant genera were isolated and characterized according to their frequency of appearing in each season (dry and rainy), Cladosporium, dominated in the dry season; Penicillium, Aspergillus and Monilia dominated in the rainy season. Yeasts (morphospecies) Trichosporum and Rhodotorula dominated in the dry season. Besides, fifteen fungal genera with lesser frequency were isolated, some of them appearing either in the dry season or the rainy season or both. Due the importance of this study to occupational health, a library with the strains found was created.

Because of the presence of fungi in the air inside these places, it was considered important the implementetion of Cleaning and Disinfection handbooks as well as a handbooks as well as a handbook of Biosafety.

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PARTE I

I.1. INTRODUCCIÓN

La aerobiología estudia el origen (fuente), liberación, dispersión, deposición e impacto sobre las superficies, de las partículas biológicas trasportadas por el aire presente en la tropósfera, así como la diversidad, concentración y distribución de las mismas. En las últimas décadas la aerobiología ha ampliado su marco de acción y ha incluido otras disciplinas implicadas no sólo con la medicina, sino también con la agronomía, el patrimonio cultural, el cambio climático, etc., incluyendo ramas como la aeromicología, aerobacterología, biometeorología y biodeterioro (Harrison et al., 1992).

Los estudios aeromicológicos son cada vez mayores, ya que de todos los tipos de microorganismos presentes en el aire, los hongos representan el grupo más numeroso y sus esporas son las responsables del elevado porcentaje de pacientes sensibilizados a estos aeroalergenos y diagnosticados con problemas de alergia por lo que se hace necesario conocer la calidad del aire en el ambiente ocupacional de los trabajadores.

Las concentraciones de esporas fúngicas van a estar influenciadas por parámetros como la temperatura, humedad, corrientes de aire, precipitaciones y factores como la limpieza, edad y condiciones del establecimiento (Medina, et al., 1999); lo cual debe ser considerado al momento de llevar a cabo el monitoreo microbiológico del aire dentro y fuera de los locales.

Diversos estudios realizados por la Agencia de Protección Medio-ambiental de los Estados Unidos (EPA) sobre la exposición de humanos a contaminantes del aire indican que en el aire del interior de recintos cerrados los niveles de contaminación son de entre 2 a 5 y en algunos casos 100 veces más concentrados que los niveles presentes en el aire exterior. El hombre urbano pasa entre el 80 y el 90% de su tiempo en ambientes cerrados, contaminados en mayor o menor grado. Estos efectos son capaces de alterar tanto la salud física como la mental del trabajador, provocando un mayor estrés y con ello una disminución del rendimiento laboral.

Se han realizado estudios fisicoquímicos de calidad del aire realizados en el Laboratorio de Monitoreo de Aire del Departamento de Análisis Inorgánico de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala en diferentes puntos de la ciudad de Guatemala, han mostrado un notable incremento en la contaminación ambiental, lo cual es una alerta en el incremento de la contaminación microbiológica del aire, ya que muchos de los compuestos químicos detectados en el aire son utilizados como transporte de las esporas fúngicas y como sustrato para mantenerse viables largos períodos de tiempo, incluso años.

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Considerando la necesidad de realizar estudios sobre la calidad microbiológica del aire en la Universidad de San Carlos de Guatemala y otros puntos de la ciudad de Guatemala, que complementen los de calidad fisicoquímica en algunos puntos de la ciudad, se consideró indispensable realizar un estudio aerobiológico que permitiera observar la contaminación presente en ambientes interiores y exteriores de ocho locales (Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-, Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT-, Decanatura, Laboratorio de Alimentos, Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB-, Rectoría, Biblioteca Central y Centro de Información y Atención Toxicológica-CIAT), se observó la influencia de un ambiente sobre otro y los niveles de contaminación en cada uno de ellos y su posible incidencia en la salud de quienes desarrollan en esta entidad actividades docentes, de investigación y servicio con el fin de implementar normas de bioseguridad que ayuden a resguardar la salud ocupacional de los trabajadores.

Para la toma de muestras de aire se empleó el método volumétrico por impactación utilizando un biocolector (Aeroscopio MAS 100 ECO). Con una capacidad de aire absorbido de 0-100 L/minuto. Y de medio de cultivo se utilizó Saboraud con NaCl (Cloruro de sodio) en cajas de Petri. Los puntos de muestreo de ambiente exterior y interior, fueron seleccionados con base a la carga fúngica presente en los puntos de muestreo, los cuales dependieron del nivel de contaminación microbiológico y periodicidad de desinfección y limpieza. Se realizó un cuestionario que llenaron los responsables de los locales que fueron muestreados, para evaluar las condiciones de limpieza y desinfección de los locales muestreados.

Se logró la determinación e identificación de la contaminación por hongos microscópicos en estudios aeromicológicos en la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia y otros puntos de referencia de la Universidad de San Carlos de Guatemala y una caracterización e identificación de los géneros de hongos microscópicos predominantes en los muestreos. Además, del análisis de factores ambientales como la humedad, temperatura, clima lluvioso o seco, viento, y actividades en cada punto de muestreo.

Y por último, se creó un cepario de trabajo, por medio de la conservación de las cepas aisladas y caracterizadas en los muestreos realizados, utilizando el método de conservación por transferencia periódica o repique, este cepario se utilizará en trabajos y consulta para futuros proyectos de investigación, uso en docencia y servicio a unidades académicas que lo soliciten.

Entre los géneros predominantes que se obtuvo, según su frecuencia de aparición en cada época (seca y lluviosa), en donde Cladosporium, fue el que se presentó durante toda la época de muestreo (febrero a agosto del año 2008), luego en orden de predominancia le siguió Penicillium, Aspergillus, Moniliales, Levaduras (no identificadas), Trichosporum y Rhodotorula. Además de estos siete géneros fúngicos se aisló con menor frecuencia quince géneros fúngicos que tuvieron frecuencia de aparición algunos de ellos en época seca y lluviosa y otros sólo en alguna de las dos épocas.

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Por lo anterior, es necesario el estudio de la calidad del aire para medir el impacto de este en la salud humana. Ya que de acuerdo al estilo de vida, una persona comúnmente pasa de 75-90% de su tiempo en un ambiente interior y este aire se ve afectado indirectamente con el aire exterior. Esa es una de las razones de porque los efectos de los diferentes factores del ambientes exteriores y interiores, en la salud humana son estudiados muy cuidadosamente. Entre los factores que afectan a las personas en la salud humana se puede mencionar que los hongos pueden causar alergias, infecciones, enfermedades tóxicas o inflamatorias relacionadas al síndrome del edificio enfermo (Kroeling, 1998).

Los resultados obtenidos se usaron como guía para elaborar un Manual de normas de bioseguridad y limpieza, y Manual para desinfección para oficinas y cocinas de áreas de trabajo. Para utilizarlos en el trabajo tanto en el departamento de Microbiología como en otras áreas de la Facultad de Ciencia Químicas y Farmacia y de la Universidad de San Carlos de Guatemala en las cuales se muestreo el aire. El material fue elaborado, para que docentes e investigadores unan esfuerzos en la gestión para la implementación de una infraestructura adecuada para el trabajo de laboratorio con fines de investigación, servicio y docencia.

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I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

I.2.1 ANTECEDENTES En la Universidad de San Carlos de Guatemala, se lleva a cabo trabajos docentes, de investigación y servicio donde hay manipulación directa e indirecta con microorganismos, como es Laboratorio de Análisis Fisicoquímicos y Microbiológicos –LAFYM-, Laboratorio Clínico Popular –LABOCLIP-, Laboratorio de Producción de Medicamentos –LAPROMED- y la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala, entre otras, donde los microorganismos son considerados como una fuente de contaminación por no contar con la infraestructura adecuada así como con todas las normas de bioseguridad ambientales necesarias que se apliquen en forma uniforme en todas las áreas de trabajo que así lo requieran, lo que podría estar provocando la diseminación de los mismos, en el medio ambiente y locales ocupacionales. También se tiene la contaminación ya existente en el aire exterior influenciado por factores ambientales adversos como es la temperatura, la humedad, el calentamiento global, y las ráfagas de viento provocadas por este mismo fenómeno. La contaminación del aire exterior es un factor determinante en la contaminación del aire interior, máximo por la fácil diseminación de las esporas fúngicas, ocasionando daños en diferentes esferas como son la salud, cultura, economía y ambiente.

Además de esta contaminación los locales se ven afectados por las malas condiciones de infraestructura y la falta de áreas suficientes de trabajo, así como la elevada población estudiantil, el incremento en las actividades de investigación que involucran el uso de microorganismos y la realización simultanea de las diferentes actividades en algunas áreas, sin tener la distribución o separación necesaria por falta de espacio físico.

Debido a este problema es necesario realizar estudios aeromicológicos de las áreas exteriores y locales ocupacionales, determinando los niveles de contaminación de los mismos por hongos microscópicos, la influencia que ejercen en la salud ocupacional, el nivel de riesgo que implica y la importancia de hacer un llamado de atención, hacia, la necesidad de contar con un Manual de normas de bioseguridad que se aplique e implementar la infraestructura necesaria.

Por todo lo anterior es indispensable obtener resultados confiables y de calidad por medio de la identificación y caracterización de los hongos microscópicos, pues dentro de este grupo tenemos microorganismos de fácil diseminación, patógenos y biodeteriorantes.

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La caracterización se realizará por medio de pruebas microbiológicas y cepas de referencia que serán compradas a instituciones que posean ceparios de referencia dentro del país y en el exterior, validando así las metodologías utilizadas y formando un cepario de trabajo puesto que no existe uno dentro de las instalaciones de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala como referencia y apoyo en futuras investigaciones.

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I.2.2 JUSTIFICACIÓN DEL TRABAJO DE INVESTIGACIÓN

Considerando que no existen aún estudios publicados sobre la calidad microbiológica del aire en la Universidad de San Carlos de Guatemala, se hace indispensable realizar estudios aerobiológicos que permitan observar la contaminación por hongos microscópicos presente en áreas interiores y exteriores, observando la influencia de un ambiente sobre otro y los niveles de contaminación fúngica en cada uno de ellos, ya que en esta entidad se desarrollan actividades docentes, de investigación y servicio .

El estudio es necesario, puesto que el aire es uno de los recursos más importantes para el ecosistema y la vida en general, siendo evidente que en Guatemala, en general, se esta produciendo un proceso de deterioro en la calidad del mismo debido al incremento de partículas contaminantes y factores ambientales adversos entre los cuales se encuentran las ráfagas de viento del desierto provocadas en gran parte por el calentamiento global. Por lo que el monitoreo de fuentes de contaminación es indispensable para poder controlar y normalizar la bioseguridad con el fin de disminuir la contaminación en general.

Se aislaron e identificaron únicamente hongos microscópicos entre los cuales tenemos géneros de fácil diseminación, alta patogenicidad, reportadas en la literatura como causantes de enfermedad en humanos, animales y plantas, así como causantes de biodeterioro, presentes en las áreas a muestrear. Con este fin se usaron cepas de referencia, provenientes de colecciones nacionales e internacionales para lograr identificar los hongos microscópicos aislados, así como claves taxonómicas. Estas cepas por sus características permiten la validación de las metodologías y la buena calidad de los resultados, proporcionando información para futuras investigaciones y los niveles de riesgo dentro de cada local.

Por la importancia que posee el estudio y el impacto de los microorganismos en los diferentes ámbitos, se consideró importante conservar las cepas caracterizadas de los muestreos con fines, de formar, un cepario de trabajo y consulta, para posteriores investigaciones, docencia y servicio a unidades académicas o de investigación que lo soliciten.

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I.3 OBJETIVOS 1.3.1. General:

Determinación e identificación de la contaminación por hongos microscópicos en estudios aeromicológicos en la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia y otros puntos de referencia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.

1.3.2. Específicos:

a. Determinar los niveles de contaminación por hongos microscópicos en el aire (UFC/m3 de aire) de ambientes interiores y exteriores de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia y otros puntos de referencia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.

b. Caracterizar e identificar los géneros de hongos microscópicos predominantes en los muestreos.

c. Crear un cepario de trabajo, por medio de la conservación de las cepas aisladas y caracterizadas en los muestreos realizados.

d. Determinar la influencia que ejercen los contaminantes de ambiente exterior sobre los contaminantes de ambiente interior.

e. Implementar normas de bioseguridad, limpieza y desinfección en las diferentes áreas en que se trabaja directa o indirectamente con microorganismos.

I.3.3 HIPÓTESIS

No se formuló una hipótesis dentro de este proyecto de investigación, ya que únicamente se llevó a cabo la descripción de los hallazgos encontrados en el ambiente.

I.4 METODOLOGÍA

I.4.1 Indicadores

I.4.1.1 Contaminación fúngica presente en el aire:

Se hizo un muestreo del aire y recuento de las colonias emergentes en la caja de Petri según Manual Operativo (Anexo 4), se incubaron por siete días. El valor que se obtuvo se encuentra en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml), este valor se corrige de acuerdo a la fórmula de Feller para eliminar el sesgo debido a los múltiples orificios que posee el equipo de captación de aire:

Pr = N [1/N + 1/N-1 + 1/N-2 + 1/N – r + 1]

Pr: total estadístico probable.

N: constante.

r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.

Luego se convirtieron estas UFC/ml en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) por estequiometria:

UFC/ml * 1000 ml * 1000 Lt = UFC/m3

100 Lt de aire 1m3 absorbido

El valor que se obtuvo en unidades formadoras de colonia por metro cúbico es el indicador de la contaminación que existe en cada local por hongos microscópicos. Los cuales son patógenos oportunistas en su mayoría.

I.4.1.2 Detección del nivel de unidades formadoras de colonia por metro cúbico establecido para ambientes interiores (Klanova, 2000 y EIHA, 2004):

Los valores de unidades formadoras de colonia por metro cúbico se compararon con los valores establecidos por Klanova en el año 2000 y EIHA en el 2004, determinando si dentro de los locales el aire implica afecciones para la salud.

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I.4.2 Estrategia Metodológica

I.4.2.1 Localización de las áreas o locales de muestreo

Se seleccionaron los locales de muestreo con base a la información física e higiénica que se obtuvo del cuestionario (Anexo 2), realizada al personal de ocho locales de trabajo. La cual contenía información sobre aspectos que indicaron la posible presencia de esporas fúngicas en los mismos como deterioro de paredes, techos, libros y mobiliario, polvo notable sobre superficies de trabajo y equipos.

La ubicación, latitud y elevación en los locales de trabajo muestreados, así como las condiciones meteorológicas presentadas en la ciudad capital aplicables a cada uno de ellos fueron: En la Ciudad Capital según la estadística anual reportada por el Instituto Nacional de Sismología, Vulcanología, Meteorología e Hidrología-INSIVUMEH- hubo una velocidad de viento promedio de 17.7 kms/hr, una precipitación de 1093.7 mm, la temperatura máxima es de 26.3°C, la temperatura mínima reportada es de 16.4°C, la temperatura máxima absoluta es de 33.0°C, la temperatura mínima absoluta es de 8.0°C y el porcentaje de humedad relativa promedio reportado fue de 78%.

1. Laboratorio de Investigación de Productos Naturales –LIPRONAT-, primer nivel, Edificio T-10, primer nivel, Ciudad Universitaria zona 12, Latitud 14 ° 35 ´ y 6.05” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 16.27” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,483 metros, Temperatura promedio: 25°C y Porcentaje de humedad relativa: 52% (Anexo 20.1).

2. Laboratorio Microbiológico de Referencia –LAMIR- ubicado en el segundo nivel, Edificio T-12, Ciudad Universitaria zona 12, Latitud 14 ° 35 ´ y 3.48” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 17.02” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,481 metros, Temperatura promedio: 25°C y Porcentaje de humedad relativa: 43% (Anexo 20.2).

3. Decanatura, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, en el segundo nivel Edificio T-12, Ciudad Universitaria zona 12, Latitud 14 ° 35 ´ y 2.51” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 16.01” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,480 metros, Temperatura promedio: 25°C y Porcentaje de humedad relativa: 58% (Anexo 20.3).

4. Laboratorio de Alimentos, primer nivel Edificio T-11, Ciudad Universitaria zona12, Latitud 14 ° 35 ´ y 4.29” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 12.88” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,482 metros, Temperatura promedio: 25°C y Porcentaje de humedad relativa: 56% (Anexo 20. 4).

5. Biblioteca Central, tercer y quinto nivel, Ciudad Universitaria zona 12, Latitud 14 ° 35 ´ y 12.99” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 6.79” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,488 metros, Temperatura promedio: 25°C y Porcentaje de humedad relativa: 50% (Anexo 20.5).

6. Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas –IIQB- , primer nivel Edificio T-13, Ciudad Universitaria zona 12, Latitud 14 ° 35 ´ y 1.61” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 15.66” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,479 metros, Temperatura promedio: 24°C y Porcentaje de humedad relativa: 52% (Anexo 20.6).

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7. Edificio de Rectoría, primer nivel, Ciudad Universitaria zona 12, Latitud 14 ° 35 ´ y 17.70” n (norte); Longitud 90° 33 ´y 6.12” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,491 metros, Temperatura promedio: 24°C y Porcentaje de humedad relativa: 57% (Anexo 20.7).

8. Centro de Información y Atención Toxicológica-CIAT-, primer nivel, antigua Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, Antigua Facultad de Farmacia zona 1, Ciudad de Guatemala, Latitud 14 ° 38 ´ y 45.20” n (norte); Longitud 90° 30 ´y 44.28” o (oeste). Elevación SNM (sobre el nivel del mar): 1,499 metros, Temperatura promedio: 24°C y Porcentaje de humedad relativa: 59% (Anexo 20.8).

A partir de los resultados que se obtuvieron por las encuestas, se seleccionaron ocho áreas ocupacionales para determinar los niveles de contaminación ambiental por hongos microscópicos, con base a esta ubicación se seleccionaron cinco áreas exteriores en la planta superior con el fin de que los niveles de polvo del suelo (planta baja) no influyeran en los resultados y por último se realizó la caracterización e identificación de los géneros más frecuentes en las 16 áreas seleccionadas.

I.4.2.2 Selección de la hora de muestreo

Se realizó un muestreo mensual durante 7 meses del desarrollo del proyecto, en los locales seleccionados a la hora de mayor índice de contaminación según los resultados que se obtuvieron a lo largo de un muestreo previo de 8 horas, en el horario comprendido de 8:00am a 4:00pm en los locales seleccionados en base a los resultados que se obtuvieron de las encuestas (Anexo 2 y 3).

En estos locales se escogió 3 puntos de muestreo en los cuales se llevó a cabo el análisis aerobiológico del local. Luego se llevó a cabo la determinación de las Unidades Formadoras de Colonias por metro cúbico de aire (UFC/ m3 de aire) según NRP 201 (1987), en cada hora muestreada, lo cual permitió saber la hora de mayor contaminación por hongos microscópicos en cada local, y área exterior, lo que permitió observar la influencia ejercida entre ambas áreas.

I.4.2.3 Muestreo ambiental

Para la toma de muestras de aire se empleó el método volumétrico por impactación en el que se utilizó, un biocolector Eco MAS-100 (Anexo 10) por impactación. Este aeroscopio tiene una capacidad de aire absorbido de 0-100 L/minuto.

Se siguió un diseño diagonal, tomando tres puntos a la altura de un metro en dependencia de las dimensiones del local.

• Se empleó el medio Agar Dextrosa de Saboraud más 7.5 % de NaCl como medio patrón para el crecimiento de hongos microscópicos según recomendaciones para estos fines según Rojas y Martínez (2001) y BioCen (2004).

• Se pesó la cantidad exacta indicada y se calentó los ingredientes hasta lograr su total disolución. Se esterilizó, en autoclave a 121°C por 15 min. Se distribuyó asépticamente el medio en cajas de Petri de 90mm o 57mm, se dejó reposar hasta

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su solidificación, se tapó las cajas y se incubó a temperatura ambiente (28ºC) durante 24 horas en donde se observó la existencia de algún tipo de contaminación en el medio de cultivo. Por último, se realizó el muestreo aeromicológico y se incubaron las cajas de Petri a 28ºC durante 7 días, a los cultivos se les hizo un seguimiento diario del crecimiento de los hongos.

I.4.3 El Método

I.4.3.1 Recuento de colonias fúngicas emergentes en las cajas de Petri muestreadas

Se incubaron las cajas de Petri utilizadas en cada uno de los muestreos por siete días a temperatura ambiente (28°C), se procedió a realizar el conteo de las colonias emergentes utilizando la cámara de Quebec que permitió observar mejor las colonias para su cuantificación (Anexo 11).

El valor que se obtuvo del recuento de colonias emergentes está expresado en unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml), el cual incluye el error estadístico del aeroscopio por lo que se corrigió utilizando la fórmula de Feller con lo cual se eliminó el sesgo provocado por los múltiples orificios que posee el equipo de captación de aire:

Pr = N [1/N + 1/N-1 + 1/N-2 + 1/N – r + 1]

Pr: total estadístico probable. N: constante. r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.

El valor corregido de la carga fúngica presente en el aire en cada una de las áreas se convirtió por regla de tres en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3).

UFC/ml * 1000 ml * 1000 Lt = UFC/m3

100 Lt de aire 1m3

absorbidos

Con este valor que se obtuvo en cada local después de haber realizado el muestreo de selección de hora de mayor contaminación, se determinó la hora en la cual hubo mayor carga fúngica presente en el aire en cada área. Luego se realizaron siete muestreos periódicos mensuales en cada área a la hora seleccionada. En cada muestreo se siguió el mismo procedimiento para el recuento de carga fúngica presente en las áreas donde se llevó a cabo el muestreo (Anexo 11). De estas cajas se realizó el aislamiento de las cepas para su posterior caracterización.

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I.4.3.2 Aislamiento fúngico

De las colonias que crecieron en la cajas de Petri con medio de cultivo utilizadas para llevar a cabo los muestreos aerobiológicos, se realizó el aislamiento de los hongos microscópicos, en el cual se llevó a cabo un pase de las colonias a placas Petri de 90mm o 57mm con medio de cultivo Czapek, con lo cual se verificó la pureza de las colonias, para luego llevar a cabo la caracterización (Anexo 5).

I.4.3.3 Caracterización, identificación y conservación

1. Se realizó un aislamiento de los hongos presentes en los locales de mayor contaminación de ambos ambientes a fin de obtener un cultivo puro. 2. La caracterización de los hongos aislados se realizó observando las características morfológicas de las colonias como es la textura, color, forma de crecimiento, etc (Anexo 12). 3. Posteriormente se realizó preparaciones en fresco con solución de azul de lactofenol de las colonias aisladas y se observó al microscopio óptico (Rico, 1998). 4. Se verificó la estructura morfológica que se observo en la preparación en fresco, con el cultivo en lámina que se hizo de la cepa que se estaba caracterizando. Se observó al microscopio las dos preparaciones que se obtuvo del cultivo en lámina y se confirmo las estructuras microscopicas. 5. Luego se realizó la identificación de los géneros fúngicos empleando los criterios planteados por Barnett y Hunter (1987) (Anexo 13). 6. Por último se llevó a cabo la conservación de las cepas estudiadas para lo cual se uso el método de conservación por transferencia periódica o repique (Anexo 14 y 15):

La cepa microbiana se guarda en forma de cultivo activo en el agar en el que ha crecido. Sin embargo, estas células no pueden permanecer indefinidamente en el mismo tubo, porque al seguir activas excretan productos tóxicos del metabolismo que se acumulan, provocando el envejecimiento y muerte celulares, por lo que es necesario transferirlas a otro tubo con medio de cultivo fresco. Al alcanzar el crecimiento adecuado, se recubre con una capa de aceite mineral estéril. Con esto se consigue evitar en la medida de lo posible la desecación del medio de cultivo, que podría ser tóxico para las células al aumentar su concentración (García, 2006) (Anexo 19).

I.4.4. La Técnica Estadística

Para llevar a cabo el análisis estadístico se elaboró una matriz de datos totales de las dieciséis áreas muestreadas (ocho interiores y ocho exteriores), dicha matriz de datos fue analizada con el programa Stata versión 10, realizando un análisis de varianza de entrada múltiple para establecer si existía diferencias significativa en cuanto a local, ambiente y mes, estableciendo para dichas diferencias el valor de p-value (p-value < 0.05, para diferencia significativa y p-value > 0.05, en caso de no existir diferencia significativa). Para evaluar gráficamente los resultados se procedió a elaborar las gráficas de caja de Tukey. Se utilizaron gráficas de barra, y se calculó la media estadística y la desviación estándar de los niveles de contaminación entre los locales y los diferentes ambientes. También se llevó a cabo un estudio de conveniencia en la selección de los locales.

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PARTE II II.1 MARCO TEÓRICO

II. 1.1 Aerobiología

La contaminación del aire es actualmente uno de los problemas ambientales más severos a nivel mundial, principalmente por las diferentes actividades antropogénicas. Está presente en todas las sociedades, independientemente del nivel de desarrollo socioeconómico, y constituye un fenómeno que tiene particular incidencia sobre la salud del hombre (Romero et. al., 2006).

La aerobiología es una disciplina científica que ha ganado en importancia durante las últimas décadas. En términos generales, enfoca el estudio del transporte pasivo de organismos y partículas de origen biológico presentes en el aire de ambientes interiores y exteriores (Harrison et al., 1992). En términos más específicos estudia el origen (fuente), liberación, dispersión, deposición e impacto sobre las superficies, de las partículas biológicas trasportadas por el aire presente en la tropósfera (Mandrioli y Ariatti, 2001), así como la diversidad, concentración y distribución de la mismas. En las últimas décadas la aerobiología ha ampliado su marco de acción y ha incluido otras disciplinas implicadas no sólo con la medicina, sino también con la agronomía, el patrimonio cultural, el cambio climático, etc., incluyendo ramas como la aeromicología, aerobacteriología, biometeorología y biodeterioro.

La colección de partículas biológicas en el aire es llamada bioaerosol (Stetzenbach, 1997). Generalmente los bioaerosoles están generados por gotas dispersas o partículas en un rango de diferentes tamaños, desde 0.5 hasta 30 µm y es el aire el que sirve como modo de dispersión de un lugar a otro. Estas partículas biológicas incluyen a las bacterias, esporas fúngicas, algas, virus, protozoos, granos de polen, ácaros y algunos fragmentos de plantas. Dentro de todos ellos las esporas fúngicas ocupan gran parte del material biológico suspendido en el aire, representando el grupo más numeroso alcanzando concentraciones muy significativas en determinadas épocas del año (Matthais-Maser et al., 2000).

Aunque el aire no constituye un hábitat para los microorganismos que existen en él, únicamente como contaminantes accidentales, constituye un medio por el que estos son transportados a través de las corrientes de aire, el polvo aéreo y las góticas de Flügge (Piatkin y Krivoshein, 1981).

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De todos los tipos de microorganismos presentes en la atmósfera, las esporas de los hongos (células encargadas de la reproducción) representan el grupo más numeroso. Estas esporas alcanzan concentraciones muy significativas en determinadas épocas y son las responsables del elevado porcentaje de pacientes sensibilizados a estos aeroalérgenos y diagnosticados con problemas de alergia (Rojas y Martínez, 2000).

La inhalación de esporas fúngicas puede desencadenar una variedad de síntomas respiratorios, como rinitis alérgica, asma, bronquitis crónica, etc., que dependen de la especie, de las condiciones, tanto del medio en el que se desarrolla el hongo como climáticas, y de la reactividad inmunológica del sujeto.

II.1.2 Contaminación

Se define como cualquier modificación indeseable del ambiente, causada por la introducción a este de agentes físicos, químicos o biológicos (contaminantes) en cantidades superiores a las naturales, que resulta nociva para la salud humana, daña los recursos naturales o altera el equilibrio ecológico (Romero et. al., 2006).

II.1.2.1 Clasificación de los contaminantes de la atmósfera

a. Por su forma física:

Gases: Los principales contaminantes gaseosos del aire son: óxidos de carbono (COx), óxidos de azufre (SOx), óxidos de nitrógeno (NOx) e hidrocarburos parcialmente quemados (RH) y el ozono (O3).

Aerosoles (líquidos y sólidos): polen, polvo, goticas de flugge.

b. Por su origen:

Primarios: partículas sólidas y líquidas en suspensión, gases y vapores. Secundarios: ácido sulfúrico y sulfatos, ozono, otros contaminantes fotoquímicos.

c. Comportamiento de las partículas y gases descargados a la atmósfera:

Desplazamiento en el sentido de la dirección del viento con difusión progresiva lateral y vertical.

Transformación física y química de los contaminantes primarios dando origen a otros más tóxicos (contaminantes secundarios) por la acción fotoquímica de la fracción ultravioleta de la luz.

Eliminación de la atmósfera por diversos procesos naturales (Romero et. al., 2006).

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II.1.2.3 Factores que contribuyen a la contaminación del aire y principales fuentes de contaminación atmosférica:

a. Fuentes naturales:

Polvo que contiene materias biológicas, esporas, polen y bacterias.

b. Fuentes agrícolas:

Insecticidas y herbicidas empleados en la agricultura.

c. Fuentes tecnológicas

Procesos industriales de todo tipo. Consumo industrial y doméstico de combustibles fósiles. Vehículos de motor.

d. Factores topográficos y meteorológicos:

Topografía del terreno. Edificaciones existentes. Vientos: dirección y velocidad. Lluvia. Presión barométrica.

Espacio de difusión (área sobre la que se mueven los contaminantes y altura máxima a que pueden llegar las corrientes de aire) (Romero et. al., 2006).

II.1.3 El estado ambiental del aire en Guatemala

El incremento de las actividades antropogénicas ha dado como resultado la pérdida del balance de los elementos y compuestos del aire. Para un adecuado mantenimiento del aire es necesario un balance a gran escala de las diversas actividades productivas del hombre, que mitigue la emisión creciente de gases que dañan la salud, que provocan el efecto invernadero, destruyen la capa de ozono e incrementan la carga microbiológica en el aire.

De acuerdo con el estudio realizado por CONAMA (Manejo de la Contaminación. Guatemala, CONAMA, 1995) se pueden señalar como causas principales de la contaminación del aire las siguientes:

• El crecimiento acelerado y desordenado de la ciudad capital y otras ciudades.

• El aumento de la presión sobre los recursos naturales y los ecosistemas.

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• La carencia de un conocimiento exacto de la situación actual los recursos y de la importancia que tienen en el bienestar de cada individuo.

La contaminación atmosférica tiene uno de sus principales orígenes en el aumento desmedido en el uso de las fuentes de energía, principalmente de los combustibles fósiles; aunado a una legislación inadecuada para el uso apropiado y racional de dichos combustibles (CEMAT, 1999).

En el año 1991 se desarrolló un trabajo de tesis en la Escuela de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la USAC por la estudiante Rosita Leytán sobre el aislamiento de Histoplasma capsulatum en la avenida Reforma de la ciudad capital de Guatemala, donde se obtuvieron altos índices de contaminación por este género en el suelo, el cual es causante de Histoplasmosis, infección causada por la inhalación de esporas del hongo, mostrando manifestaciones clínicas que suelen caracterizarse por la afectación inicial del pulmón, ya que la vía de infección es inhalatoria. La mayoría de las veces la infección es asintomática o con manifestaciones clínicas muy leves, como fiebre, tos, malestar general y neumonitis. Cuando se cura la enfermedad pueden observarse masas fibrosas con calcificaciones en el pulmón o en ganglios linfáticos y bazo. La histoplasmosis puede originar reacciones alérgicas en personas sensibilizadas. También existe una forma de histoplasmosis pulmonar crónica.

La Fundación Suiza de Cooperación al Desarrollo Técnico (SwissContact/Proeco), apoyó en 1993, un proyecto, ejecutado a través de la Escuela de Química de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala, en el que se establecieron siete estaciones ubicadas en lugares de alto movimiento vehicular y en zonas residenciales, con el fin de medir la calidad del aire en la ciudad capital. Los resultados revelaron que las partículas totales en suspensión y las partículas menores de 10 micras se mantienen durante todo el año sobre los niveles máximos fijados por la OPS (Organización para la Salud). Los menores valores se dan en marzo y septiembre; los máximos en abril y octubre (CONAMA, 1999).

Con base en el estudio desarrollado en 1997 por ProEco (Programa Ecológico para Centroamérica) se estableció el grado de contaminantes aéreos en el centro de la Ciudad Capital de Guatemala y su zona residencial. Casi en todos los casos, a excepción del ozono, que se encuentra cerca de la norma fijada en el año 1993 por la OMS (promedio anual permisible de 58 mg/m3), y del plomo, los otros contaminantes partículas totales suspendidas (PTS), están por arriba de los índices de la OMS (75 microgramos/m3 en promedio anual). En el caso del plomo, el bajo nivel en las áreas señaladas se debe, en gran parte, a la completa eliminación de la gasolina con plomo, efectiva en Guatemala desde 1991, (ProEco, 1997).

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El diagnóstico de la gestión del recurso aire (Diagnóstico de la Condición Ambiental del Sector Aire en Guatemala, Proyecto SIGA/SICA-CCAD, 1999), expresa que el crecimiento acelerado, en las últimas décadas, del desarrollo urbano y del parque automotor e industrial han causado que la contaminación del aire sea un problema creciente. El incremento de las actividades antropogénicas ha dado como resultado la pérdida del balance de los elementos y compuestos del aire (CONAMA, 1995).

II.1.3.1 Principales factores socioculturales y económicos de mayor relevancia en la problemática de la contaminación del aire en Guatemala.

a) Factores socioculturales y económicos

El ritmo de urbanización, que hace que cada año se agreguen 35,000 vehículos automotores a los 780,000 que ya circulan en el país. Muchas veces esos vehículos no llenan las normas mínimas ambientales.

Falta de una planificación urbana y de circulación de vehículos que cada día se prolonguen más las horas pico del tránsito, con el consecuente calentamiento de motores y la mayor emisión de humo negro.

La ausencia de una reglamentación para la zonificación de áreas industriales hace que más del 70% de las industrias se encuentren situadas en áreas residenciales o comerciales de alta densidad poblacional (CEMAT, 1999).

Según estimaciones realizadas por Toledo (1998), actualmente hay más de 780 000 unidades. De estas el mayor porcentaje se encuentra en la ciudad capital. Por ello, los principales datos disponibles sobre la calidad del aire se refieren únicamente a esta ciudad, información que debe servir para tomar previsiones en otras ciudades que van por el mismo camino.

II.1.3.1 Lineamientos estratégicos formulados para la gestión ambiental del aire en Guatemala

Las instituciones tales como CONAMA, que desde hace algunos años, se ha convertido en el Ministerio de Medio Ambiente y Recursos Naturales, COMACIG (Comisión de Medio Ambiente de la Cámara de Industria Guatemala), Departamento de Tránsito, INSIVUMEH (Instituto Nacional de Sismología, Vulcanología, Meteorología e Hidrología), MAGA (Ministerio de Agricultura, Ganadería y Alimentación), CONRED (Coordinadora Nacional para la Reducción de Desastres), ASOREMA (Asociación de Organizaciones no gubernamentales de los Recursos Naturales y Medio Ambiente), MSPAS, MEM (Ministerio de Energía y Minas), universidades, DCE, MINEDUC (Ministerio de Educación) y Gremiales deben integrar una instancia reguladora encargada de identificar los sectores relacionados con el deterioro del aire y formular, por consenso, el esquema de gestión ambiental de este (CEMAT, 1999).

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II.1.4 Aire como vehículo de enfermedades

Diversos géneros de hongos oportunistas como son Aspergillus, Penicillium, Cladosporium y Alternaria entre otros, se han aislado en muestras de aire no filtrado, sistemas de aire acondicionado, superficies, alimentos, plantas ornamentales, celulosa de muebles, papel de las paredes y en el polvo doméstico. También se puede encontrar rutinariamente en el aire de los hospitales y en el medio ambiente del interior de edificios. Su concentración aumenta durante la realización de obras (Jackson, 2000).

La presencia de estos géneros en el aire puede irritar los ojos, la garganta y los pulmones, además provocar ardor en los ojos, tos y presión en el pecho, siendo los síntomas más comunes ante la exposición a niveles altos de contaminación en el aire.

El aire es vehículo de infinidad de enfermedades microbianas tales como:

Alergias al polen, a los ácaros, a los mohos. Toxinas procedentes de mohos (micotoxinas: aflatoxinas, patulina, tricotecenos). Toxinas procedentes de de bacterias (endotoxinas estafilocóccicas y de clostridios). Enfermedades provocadas por cepas nosocomiales mutadas: (estafilococos, estreptococos, Pseudomonas, Bacillus).

Enfermedades víricas (gripe, sarampión, meningitis, resfriados comunes). Infecciones fúngicas (aspergilosis). Infecciones bacterianas (legionelosis, tuberculosis, tos ferina, difteria, meningitis).

II.1.5 Niveles de esporas fúngicas en el aire

Aún hace falta un criterio oficial para los niveles de bioaerosoles en locales de interiores normales sin embargo, algunas recomendaciones han sido publicadas en países de clima subártico, y en general de clima frío.

A nivel mundial hay un gran interés sobre los efectos ocasionados por la contaminación microbiológica del aire, debido no solo a la contaminación industrial sino al incremento en los fenómenos meteorológicos como es la nube de polvo del Sahara el cual arrastra millones de esporas transportándolas de un país a otro. A causa de esta polémica se han llevado a cabo en diversos países estudios aerobiológicos en áreas exteriores e interiores.

En Alemania, Ohgke et al. (1987) estudiaron las esporas fúngicas del aire en 130 habitaciones de 11 edificios de oficinas con daños de agua. Basado en las medidas de habitaciones con colonización fúngica aparente y en habitaciones sin crecimiento de hongos visibles, sugirieron que concentraciones del aire interior por encima de 100 UFC/m3 de aire, es un indicador de colonización fúngica de materiales de edificio.

Holmberg (1987) en Suecia, al analizar casas en mal estado, planteó que los niveles de contaminación de especies de Aspergillus debían ser más bajo que 50 UFC/m3 de aire para que no constituya un problema para la salud.

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El Comité sobre bioaerosoles celebrado en 1989, realizó las siguientes sugerencias (ACGIH, 1989):

La situación en un ambiente en mal estado puede ser considerado excepcional cuando el nivel de bioaerosoles está en un orden de magnitud más alto que aquellos que comúnmente ocurren en el control, en ambientes libre de síntomas o si los organismos difieren entre el control y el ambiente en mal estado.

Los hongos saprófitos en el aire interior deben presentar niveles más bajos que en el aire exterior, mientras que los taxones deben ser similares en el interior y exterior.

El grado de diferencia de interior/exterior varia con el modo de ventilación:

Interiores ventilados de forma natural, presentan más parecido al aire exterior que aquellos interiores con ventilación mecánica.

Interiores ventilados mecánicamente siempre con un mínimo de filtración, deberán tener un nivel de hongos menor que la mitad del nivel en el exterior.

Reynolds et al. (1990) en Minnesota, Estados Unidos, señalaron que concentraciones de esporas de hongos en el aire que excedan de 500 UFC/m3 de aire indican una condición anormal en el ambiente interior. Reponen et al. (1995) indicaron que esta condición anormal en el ambiente interior puede estar dada por una ventilación insuficiente del local. Los autores realizaron su estudio en ambientes de residencias y oficinas en respuesta a enfermedades del personal.

Reponen et al. (1992) propone un nivel límite de esporas de hongos como normal, de 500 UFC/m3, aplicable para el invierno de un clima subártico, ejemplo de diciembre a marzo en Finlandia. Los mismos autores señalaron que esos niveles podrían ser aplicables en locales con sistemas de ventilación, ya que en invierno no existieron diferencias entre las casas con diferentes sistemas de ventilación. Donde el nivel normal límite se excedió, indicó que fuentes de microbios anormales estuvieron presentes.

Klanova (2000) estableció que la concentración de hongos en ambientes internos por encima de 2000 UFC/m 3 puede ser considerada como un factor de riesgo serio para la salud de los ocupantes. Muchas esporas fúngicas son alergénicas, con capacidad de producir respuestas alérgicas en individuos susceptibles. Por otra parte Eagle Industrial Hygiene Associates (2004) plantea que la concentración debe ser menor de 1000 UFC/m 3 y de especies combinadas para que no ocurran afectaciones a la salud.

Rojas et al. (2002) reportaron en un estudio realizado en locales de La Universidad de La Habana que valores de UFC/m3 de aire superiores a 103 constituye un indicativo de contaminación ambiental en ambientes interiores.

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II.1.6 Géneros fúngicos más frecuentes en ambientes exteriores

Al igual que en el aire de ambientes internos, el número y tipo de esporas fúngicas en el aire exterior varía con la hora del día, estación del año, condiciones climatológicas, localización geográfica y cercanía a grandes fuentes de esporas (Aira et. al., 2002).

Las esporas del aire pueden variar dentro de pequeñas áreas dependiendo de la cantidad y tipo de vegetación, el microambiente local y la actividad humana (La Serna et al., 2002). Las variaciones más marcadas se han encontrado entre sitios rurales y urbanos, detectándose los mayores niveles en zonas rurales debido entre otros factores a la cercanía de áreas cultivables en las cuales abunda materia orgánica en descomposición, sustrato que propicia el crecimiento y desarrollo de hongos saprófitos.

La gran abundancia de hongos en el ambiente combinados con el pequeño tamaño y la fácil dispersión de sus propágulos favorecen la presencia de altas concentraciones de esporas en el aire. (Aira et.al., 2002).

El género Cladosporium es el hongo conidial más abundante en el aire de la mayoría de las regiones del mundo, predominante a tal nivel que su número frecuentemente determina la magnitud del total de esporas en el aire durante el día (Rosas et al., 1997; Fernández et al., 1998; Mediavilla et al., 1998). En la noche, especialmente en regiones climáticas más frías, es reemplazado por ascomicetos y basidiomicetes. Sólo en regiones cálidas u otras zonas durante períodos de calor y estaciones de seca, este género puede ser excedido en cuanto a la concentración de esporas diarias por otros hongos conidiales como Alternaria y ocasionalmente por Curvularia o Helminthosporium (Lacey, 1981). La segunda espora de hongos más abundante en exteriores es usualmente Alternaria, aunque puede haber concentraciones medias diarias de hasta 150 esporas/m3 y comúnmente sólo 50 esporas/m3 (Reponen, 1989).

Además de las esporas, los fragmentos de hongos, mayormente conidióforos, son ampliamente diseminados por el aire. Estos pueden tener de 5 – 100 μm de longitud (20 μm como promedio) y su número no excede de 600 – 1800 fragmentos/m3 de aire con valores aún mayores durante la estación de crecimiento. La mayoría es de dematiaceos, específicamente de Cladosporium y Alternaria (Reponen, 1989).

II.1.7 Factores que contribuyen a la contaminación fúngica ambiental en interiores

Las condiciones climatológicas de países tropicales, especialmente alta humedad y temperatura, son idóneas para el desarrollo de una gran variedad de microorganismos específicamente de hongos (Rojas et. al, 2007). El desarrollo del hongo está influenciado por supuesto por factores físicos tales como temperatura, humedad y luz, pero lo primero que determina si un hongo crece es la cantidad de agua disponible que existe para ese hongo (Miller, 1992).

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II.1.7.1 Actividad del agua

El crecimiento del hongo es probable si la actividad del agua (aw) del material excede 0.76-0.96, dependiendo de la especie fúngica, temperatura, tiempo y composición del material. La actividad el agua, es el término usado para describir la concentración efectiva de agua en un substrato (Miller, 1992). El crecimiento fúngico no es directamente controlado por la humedad del aire, sino que tiene que existir la suficiente humedad sobre el sustrato (aw) para que el crecimiento ocurra (Pasanen et al., 1991).

El crecimiento fúngico en los sistemas de ventilación de aire, sobre la superficie de la pared, alimentos y productos orgánicos entre otros, van a depender de la actividad del agua del sustrato y esto provoca una modificación de las esporas en el aire tanto cuantitativamente como cualitativamente (Pasanen et al., 1991).

II.1.7.2 Humedad relativa y Temperatura

La humedad relativa (H.R.) del aire interior tiene significación en el campo de la contaminación fúngica ambiental, ya que incide en el nivel de esporas, en su diámetro aerodinámico así como en la deposición respiratoria de las mismas. La humedad elevada y la temperatura en rangos de 20 a 26 ᵒC son los factores esenciales para la germinación de las esporas de los hongos siempre presentes en suspensión dentro de la atmósfera.

Nevalainen et al., (1992) demostraron que conteos de esporas en el aire fueron bajos en habitaciones donde el crecimiento fúngico fue claramente visible. Esto se explicó sobre la base de que los hongos no esporulan ni liberan las esporas continuamente, y que se liberen está, en dependencia de la humedad del aire y la temperatura (Jantunen et al., 1987).

II.1.7.3 Ventilación

La aeración es un factor que incide en el estado de conservación de los objetos presentes en ambientes interiores. Cuando un local está bien ventilado se evapora la humedad y se reduce la temperatura superficial, modificándose estos dos factores ambientales de los que depende el crecimiento del hongo (Valentín, 1993).

El aire estancado favorece considerablemente la propagación de las esporas de los hongos, mientras que el aire circulante no sólo contribuye a impedir que las esporas suspendidas en él se depositen y germinen, sino que ayuda a mantener seco el local, de ahí que la ventilación es esencial para lograr una baja actividad biológica en los ambientes internos (Mishalski, 1985). A través de la ventilación se consigue:

a) Significativo descenso de la humedad relativa.

b) Descenso del contenido de humedad en los objetos.

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c) Aumento del movimiento de las esporas, las cuales pueden ser transportadas por las corrientes de aire, evitándose así la germinación y el comienzo de su desarrollo.

d) Diseminación del riesgo de los procesos de condensación producidos en las superficies frías (Mishalski, 1985).

II.1.7.4 Polvo

El polvo, que tiene componentes biológicos, se deposita sobre los materiales por diferentes vías, siendo una vía de infección cuando las condiciones atmosféricas sean tales que favorezcan el desarrollo de microorganismos e insectos.

El polvo contiene huevos de insectos y esporas de microorganismos, son estas últimas a veces patógenas al hombre, sin embargo, presenta un mínimo de requerimiento de sales inorgánicas y trazas de las sustancias volátiles orgánicas que llegan con las evaporaciones acuosas a un substrato adecuado y crean las condiciones favorables, permitiendo el desarrollo de microorganismos. Además, de los elementos que componen la atmósfera en sí, el polvo es igualmente un factor tóxico, ya que está siempre cargado de esporas de hongos y estas constituyen el componente mayoritario (Matthais-Maser et al., 2000).

Como los componentes del polvo, tanto químicos como biológicos, pueden dañar los materiales, éste debe ser retirado periódicamente para prevenir el biodeterioro. Especiales cuidados por tanto, deben ser tomados al hacer esta operación de limpieza, por el personal en cuestión, ya que pueden ser afectados por los microorganismos patógenos. Esta medida es muy importante y aunque parezca simple es difícil de llevar a cabo y comprender por el personal que debe realizarlo.

II.1.8 Principales fuentes de contaminación en ambientes interiores

Hay dos espacios, de inclusión relativamente reciente, que, por sus propias características, quedan fuera de los programas de mantenimiento y de los protocolos de limpieza y que, sin embargo, tienen una incidencia directa en el deterioro de la calidad del aire interior. Estos espacios son el plenum y las conducciones de ventilación y aire acondicionado.

II.1.8.1 El plenum

El plenum acoge y acumula polvo y materia orgánica que dan base nutriente al desarrollo de hongos, bacterias e insectos que acaban contaminando el ambiente interior y pasando al sistema de climatización donde los filtros retienen, una parte importante pero no el todo. Vuelve por tanto una fracción de esa carga contaminante a ser distribuida a través de las conducciones de climatización cerrándose así el ciclo. También la utilización habitual de productos químicos complejos en el interior de los espacios habitados como limpiadores, abrillantadores, desinfectantes, desodorantes, ambientadores, cosméticos, disolventes, adhesivos, detergentes, humos de tabaco, de la combustión de motores, de la condimentación de alimentos, etc. origina un flujo de compuestos orgánicos volátiles que

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se recolectan en los retornos de los sistemas de climatización y se devuelven, en complicada mixtura, a la respiración y al contacto con la piel de los usuarios.

II.1.8.2 Red de conductos de ventilación y climatización

Estos conductos reciben aire filtrado de las máquinas climatizadoras y lo distribuyen por la totalidad del edificio. Configuran un espacio cerrado en el cual la temperatura y la humedad oscilan dentro de márgenes plenamente compatibles con el desarrollo de microorganismos. En este espacio se acumula suciedad procedente tanto de aquella fracción no retenida por los filtros como la que entra, directamente desde el espacio habitado, a través de los difusores y rejillas (Durán, 2003).

II.1.9 Géneros fúngicos más frecuentes en ambientes interiores

Generalmente, la concentración fúngica de los ambientes internos es menor que la presente en los externos. Klanova estableció que la concentración de hongos en ambientes internos por encima de 2.000 UFC/m3 puede ser considerada como un factor de riesgo serio para la salud de los ocupantes. La mayoría de los hongos presentes en los ambientes internos son saprofíticos, porque ellos obtienen lo que necesitan para su metabolismo de materiales muertos, materia orgánica o sustratos como madera, papel, pintura, suelo, polvo, piel y alimentos (Bueno et. al., 2003). Estos dependen del intercambio con el exterior y de la presencia de fuentes de esporas internas (Lacey, 1994).

Sin tales fuentes, las especies presentes en el aire interior son similares a las encontradas en el exterior en la misma proporción pero en número menor. De igual forma se señala que el número y tipo de hongo varía con la hora del día, estación del año, condiciones climatológicas, localización geográfica y cercanía a grandes fuentes de esporas (Abarca, 2001).

Con pocas excepciones, los hongos de interés en el aire interior son considerados deuteromicetos, mayormente hifomicetos; denominados comúnmente “mohos” y son importantes agentes implicados en el biodeterioro (Flannigan y Miller, 1994).

Las especies del género Aspergillus pueden encontrarse en todas las regiones del mundo, diseminándose en el ambiente gracias al importante papel que juega el aire (Pontón y Cabañes, 2000). Debido a su pequeño tamaño y superficie áspera, sus conidios pueden permanecer en suspensión en el ambiente durante largos períodos de tiempo, por lo que el ser humano, al igual que otros hospedantes, se encuentran expuestos constantemente a su inhalación (Abarca, 2001).

Fernández et al. (1998) señaló que el grupo más frecuente tanto en ambientes interiores como exteriores era Aspergillus niger.

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Rojas (1998) aisló Aspergillus niger van Tieghem como especie más frecuente en ambientes interiores. Esta especie de Aspergillus es de suma importancia por las afecciones que puede ocasionar en la salud como es la aspergilosis pulmonar, el biodeterioro de los sustratos como son piezas de arte, libros y textiles, causando cambio de coloración y degradación de los mismo, así como el daño en cultivos.

Pasanen et al precisaron que en invierno predominan en orden decreciente, Penicillium, Cladosporium y Aspergillus, y en el verano Cladosporium, Penicillium, y Aspergillus. Más tarde estos autores concluyen que en residencias húmedas el predominio es del género Cladosporium sobre Penicillium y Aspergillus (Pasanen et al., 1992).

Rosas et al. (1997) determinaron la concentración de hongos en casas de Ciudad México (clima subtropical) y encontraron a Penicillium, seguido de Cladosporium, Aspergillus y Alternaria.

También en clima subtropical en Taiwán, Kuo y Li (1994) hicieron un estudio en ambientes interiores y exteriores, en cuanto al nivel de contaminación y géneros de hongos que prevalecían de acuerdo a las estaciones del año, y encontraron que Penicillium fue el más frecuente con 70 % del total de muestras tanto en el interior como en el exterior, seguido de levaduras (60 %), y con baja aparición en el verano, le siguieron Aspergillus (30 %) y Cladosporium (24 %) como promedio anual. Cuando analizaron el comportamiento acorde con las estaciones, Penicillium, siguió siendo el más frecuente a través del año, con su más baja aparición en otoño. La incidencia más alta de Cladosporium fue observada en verano, estando ausente en invierno. En el caso de Aspergillus su alta frecuencia fue en el verano. Estos tres géneros y las levaduras fueron aislados tanto en el interior como exterior en Taiwán. Estos autores también concluyen que sus resultados están acorde con las observaciones clínicas, las cuales indicaron que más del 70 % de los pacientes asmáticos típicos en inviernos, tuvieron respuestas positivas a estos tres géneros (Aspergillus, Penicillium y Cladosporium).

Sánchez y Martínez (1988) y Fernández et al. (1990) señalaron al género Aspergillus como el de mayor frecuencia, seguido de Penicillium y Cladosporium, al estudiar los niveles de contaminación microbiana en archivos y almacenes soterrados respectivamente. Mientras que García (1997) registra a Cladosporium (34%), Penicillium (15%) y Aspergillus (11%) en la mapoteca del Archivo Nacional. Rojas et al. (2002) reportaron como géneros más comunes Aspergillus, Penicillium y Cladosporium en locales de importancia cultural en la Universidad de la Habana. Estos géneros son de gran importancia por el papel que ejercen en el biodeterioro.

Rivas, Varela y González, en el 2005, realizaron una medición de la calidad microbiológica del aire interior en la facultad de ingeniería. Y determinaron que la predominancia de los hongos en ese establecimiento era de: Cladosporium (34%), Epicoccum (14%), Alternaria (10%) y Penicillium (10%). Estos géneros pertenecen a la biota normal de locales cerrados. No detectaron la presencia de patógenos bacterianos como Enterobacterias o fúngicos del tipo Sporothrix schenckii o Histoplasma capsulatum.

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A causa de los diversos factores que contribuyen en el incremento del número de uno u otro género fúngico en un local determinado, se hace difícil llegar a conclusiones generales en cuanto al predominio de los géneros.

II.1.10 Producción de metabolitos secundarios por hongos microscópicos

II.1.10.1 Pigmentos

La producción de conidios pigmentados por diferentes géneros de hongos depende de la concentración y fuente de carbono y nitrógeno, obteniéndose la máxima producción en medio líquido con 1% de NaCl, aunque para la formación de los mismos se requiere cobre y molibdato. La pigmentación de los conidios se inhibe con grupos sulfóxido, particularmente dimetilsufóxido, siendo los pigmentos difusibles una característica patogénica y un indicador de la capacidad biodeteriorante que poseen estos mohos (Domsch et al., 1993).

II.1.10.2 Enzimas

Los hongos tienen un metabolismo aeróbico obligado por lo que pueden degradar fácilmente las proteínas complejas con enzimas proteolíticas (Child, 1995).

Entre estas proteínas se encuentran el colágeno y la elastina, principales constituyentes del tejido conectivo de animales y humanos (Lehninger, 2001), siendo una de sus características patogénicas tanto en animales como en plantas y biodeteriorante.

Estudios recientes han demostrado que las esporas de algunos hongos como son las de Aspergillus mantienen intacta su capacidad invasiva, e incluso parece aumentar su potencial alergénico incrementando la liberación de enzimas después de miles de años (Hendrickson et al., 1999).

Se han encontrado esporas de A. niger y A. flavus en la comida, ropas, flores y otros objetos de las tumbas de los faraones del antiguo Egipto. También se ha señalado la presencia de ambas especies en los restos del rey Casimiro de Polonia y en la momia y el sarcófago de Ramses II, lo cual muestra el incremento en la producción de colagenasa y elastasa. (O. I. T, 1989). Además de estas dos enzimas algunos hongos producen patulina, citrinina, lovastatina, monacolina J, monacolina L, y mevastatina, obteniéndose estas últimas en mayor proporción con el incremento en la concentración de glutamato e histidina (Kennedy et al., 1999).

II.1.10.3 Producción de ácidos

Los ácidos orgánicos suelen ser más efectivos a pH bajo y a constantes de disociación (pKa) ácidas (Pitt y Samson, 1990). La producción de ácidos orgánicos está bien documentada, en particular, las condiciones para la síntesis óptima de ácido cítrico, por eso ha sido investigado proporción C/N, concentración KNO3, fuente adecuada de N, temperatura, la mejora de mutantes inducidos por luz UV, pH, edad del cultivo, actividad

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mitocondrial y requerimientos de elementos trazas. Es importante destacar, que la principal fuente de obtención comercial de este ácido, el cual se emplea en la elaboración de bebidas, alimentos, fármacos y otros, es a través de la fermentación del azúcar por la acción de una especie del género Aspergillus principalmente (Microsoft Encarta, 2002). La producción de este ácido es de gran importancia no solo a nivel industrial, sino también a nivel de salud puesto que el acumulo del mismo conlleva a la acumulación de oxalato, provocando la producción de ácido oxálico el cual a su vez tiene correlación con la patogenicidad, ya que este ácido se encuentra la mayoría de las veces en forma de sales (oxalato), ocasionando oxalosis aguda en pacientes que presentan diabetes o sistema inmune comprometido (Severo et al., 1997); además de las afecciones en la salud la formación de sales favorece el biodeterioro de piezas ayudando al hongo a degradar el sustrato y cambiar las propiedades físicas del mismo.

Los ácidos orgánicos producidos por hongos disuelven la hidroxiapatita, base del mineral óseo, pero la cantidad de ácido requerida aún no es clara, aunque se conoce que a pH<5 la desmineralización es promovida, por lo tanto el crecimiento fúngico se ve íntimamente asociado al deterioro óseo por la alta producción de ácidos orgánicos como cítrico, láctico, fumárico, málico, acético y oxálico (Vaillant y Valentin, 1996).

La producción de estos ácidos por hongos fitopatógenos, cuando este se encuentra colonizando plantas, árboles y cultivos trae consigo fuertes reacciones adversas, provocando cambios en la morfología vegetal a nivel macroscópico y microscópico según la penetración de las hifas en el hospedero, lo cual provoca serios daños económicos y de salud.

II.1.11 Impacto de los hongos en la salud

Muchas esporas de hongos al ser inhaladas pueden inducir un amplio rango de enfermedades respiratorias y alérgicas como son el asma, bronquitis alérgica y rinitis, dermatitis e infecciones fúngicas como son las aspergilosis de pulmón.

Desde el punto de vista Fitosanitario son importantes debido a que muchas de las esporas detectadas en el aire son fitopatógenas, las cuales al encontrarse en cantidades significativas, causan daños en las plantaciones o sembradíos, así como en plantas medicinales y árboles ocasionando pérdidas considerables en la economía del país. (Lacey y Venetti, 1995).

En las últimas décadas se reportan evidencias sobre la asociación entre los contaminantes atmosféricos y el incremento de las consultas de urgencias por enfermedades respiratorias.

Los estudios epidemiológicos demuestran que la exposición a diferentes contaminantes ambientales, incluso a niveles por debajo de las normas internacionales, se asocian con un incremento en la incidencia de asma, severidad en el deterioro de la función pulmonar, así como mayor gravedad en la presentación de las enfermedades respiratorias de niños y adolescentes (Romero et al., 2006).

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En los últimos años, se ha producido un incremento en la incidencia de las infecciones fúngicas, sobretodo de las micosis sistémicas o profundas, relacionado con el aumento de la población susceptible, especialmente con los pacientes infectados por el virus de la inmunodeficiencia humana (VIH), y los movimientos de población. Las micosis sistémicas constituyen un grupo heterogéneo de procesos producidos por diferentes especies fúngicas, unas cosmopolitas (Aspergillus, Candida, Cryptococcus neoformans, Pneumocystis jiroveci, etc.), otras de distribución regional (Blastomyces dermatitidis, Coccidioides immitis, Histoplasma, etc.), algunas de ellas emergentes (Penicillium marneffei), que inciden de modo peculiar en individuos con alteraciones primarias o secundarias del sistema inmunitario (Serrat et al., 2006).

Las alergias respiratorias provocadas por la inhalación de esporas de hongos del aire inducen efectos adversos a la salud y quizás sean estas las reacciones en humanos más comunes provocadas por los hongos debido a su comportamiento como alérgenos, es decir, sustancias capaces de provocar una respuesta inmune cuando se entra en contacto con ellos provenientes del exterior.

La exposición a los alérgenos fúngicos se produce tanto en espacios abiertos como cerrados. Muchos de los alérgenos de interiores son los mismos que se encuentran en el exterior de los edificios, penetrando por ventanas y puertas, sistemas de ventilación, o por grietas u otras aberturas en las paredes. Además los hongos pueden ser introducidos en los edificios a través de la tierra arrastrada por los zapatos de las personas que acceden a éstos (Nolard y Beguin, 2003).

Dentro de las enfermedades alérgicas respiratorias se destacan el asma bronquial y la rinitis (Nolard, 2001), ambas asociadas a alérgenos que se hallan en el interior de domicilios y lugares de trabajo, en cambio aquellos vinculados con molestias alérgicas estacionales proceden del medio ambiente exterior.

Más de 80 géneros de hongos han sido registrados por estar asociados con alergias del tracto respiratorio (Horner et al., 1995). Entre los más conocidos como alérgenos se destacan Aspergillus, Penicillium, Cladosporium y Alternaria (Latge, 1999). Las respuestas alérgicas son generalmente debidas más bien a la inhalación de esporas que al material derivado del micelio (Sabariego, 2003).

Las respuestas a cada tipo de espora difieren según los individuos; los micoalérgenos presentan una gran variabilidad en la severidad de la reacción alérgica que ellos inducen. Se plantea por ejemplo que aunque la concentración en el aire de Cladosporium es mayor, encontramos más individuos alérgicos a Alternaria que a Cladosporium y que Alternaria a su vez produce reacciones más fuertemente positivas, mientras que Cladosporium produce por lo general solamente una reacción alérgica suave (Consentino et al., 1995).

Las esporas de Alternaria y Fusarium son mucho menos abundantes en los recuentos aerobiológicos, pero tienen interés clínico como patógenos en humanos, al ser productores de asma y presentar reactividad cruzada con otros hongos imperfectos (Dopazo et al., 2001).

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Aspergillus es un género de hongo filamentoso ubicuo, productor de enfermedades de distribución universal que ocasionalmente pueden aparecer en forma de brotes hospitalarios tras obras de remodelación. Este género es un ejemplo de lo que denominamos "patógeno oportunista", es decir, que suele afectar a pacientes con mecanismos de defensa comprometidos (Alcalá et al., 1999). La aspergilosis broncopulmonar alérgica suele deberse a la inhalación de conidios e hifas de Aspergillus. En casos crónicos puede aparecer fibrosis pulmonar. En ocasiones, cuando se entra en contacto con grandes cantidades de alérgenos puede producir una alveolitis alérgica extrínseca por Aspergillus. Los síntomas aparecen varias horas después de la exposición y consisten en tos seca, disnea y en ocasiones fiebre (Lacey y Dutkiewiez, 1994).

El pequeño tamaño de los conidios de algunos hongos permite su aspiración y fácil penetración al tracto respiratorio, causando infección en el pulmón y en los senos paranasales (Stetzenbach, 1997).

La peniciliosis ha sido descrita en pacientes con sida, en otros inmunodeprimidos y en personas inmunocompetentes. Las manifestaciones clínicas no son específicas y en los pacientes infectados por el VIH pueden confundirse con otras infecciones oportunistas. Comúnmente, se presenta como una enfermedad diseminada con fiebre, pérdida de peso y anemia. Los pacientes presentan lesiones cutáneas, localizadas en la cara, en los brazos y en la parte superior del tronco, y en muchos casos se observa una linfadenopatía generalizada y una marcada hepato-esplenomegalia (Serrat, et al., 2006).

Las esporas de Curvularia son comunes en la atmósfera y tienden a ser miembros especialmente importantes de los bioaerosoles de áreas tropicales. Sin embargo, poco se conoce sobre las actuales proteínas alergénicas, de ahí que se asuma su poder alergénico y además se plantea que puede ser una causa de sinusitis por hongos (Nolard y Beguin, 2003).

II.1.12 Patogenicidad de los géneros fúngicos más predominantes en el aire

El género Aspergillus es aislado en el ambiente ya que sus esporas se dispersan fácilmente en el aire. Y pueden causar alergias debido a la inhalación u otros contactos con el hongo, por sujetos alérgicos. Estos pueden manifestarse como asma bronquial, rinitis, conjuntivitis o dermatitis. La gran mayoría de los asmáticos muestran evidencias de sensibilización a especies de A. flavus, A.niger y A. terreus. Además, el A. flavus está asociado con aspergillosis en los pulmones y es identificado ocasionalmente como la causa de infecciones en la córnea, otomicóticas, y en los senos nasales. El A. niger ha sido reportado que causa infecciones en la piel y pulmonares, así como que es causa común de infecciones fúngicas en los ojos y otomicosis El A .terreus está asociado con aspergillosis en los pulmones y/o diseminada, y ha sido encontrado en otomicosis, infecciones en los ojos y onicomicosis (infecciones en las uñas de los dedos). Algunos reportes mencionan al A. versicolor en lesiones nodulares humanas (Labarrere, et al., 2003).

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El género Penicillium abarca un extenso número de especies, las cuales son difíciles de identificar. Se encuentran con frecuencia en muestras aerosoles. Se encuentra comúnmente en suelo, alimentos, celulosa y granos. También se encuentra en pintura y pilas de compostaje. Puede causar pneumonitis por hipersensibilidad y alveolitis alérgica en individuos susceptibles. Se ha reportado como alergénico a nivel de piel. Es común encontrarlos en alfombras, algunas especies pueden producir micotoxinas. Es una causa común de asma extrínseca. Los síntomas agudos incluyen edema y broncoespasmos, los casos crónicos pueden desarrollar enfisema pulmonar (Flanningan, 1992).

El género Cladosporium sp. es uno de los principales géneros de hongos responsable de causar alergias y es el hongo mayormente identificado en ambientes exteriores. Su presencia en ambientes interiores es menor que en los exteriores presentando características diferentes de acuerdo al ambiente donde se aíslen. Las cantidades exteriores de este son usualmente altas durante el verano y se reducen durante el invierno. Es un alérgeno común. Una extensa variedad de plantas sirve como fuente de alimento para este hongo. Se puede encontrar en plantas muertas, plantas madereras, alimentos, paja, suelo, pintura y textiles. Se reporta en alergias respiratorias (asma extrínseca) y los síntomas pueden ser edema, broncoespasmo, así como, en los casos crónicos, enfisema pulmonar (Bartra, 2003).

Especies de Alternaria sp se encuentran frecuentemente en tierra y es conocida de ser patógeno de plantas. En ambientes exteriores se pueden aislar de muestras de suelo, semillas y plantas. Se encuentra comúnmente en alfombras, textiles, en superficies horizontales y en los marcos de las ventanas dentro de los edificios. Mayormente las infecciones son causadas por especies de Alternaria (A. alternata en la mayoría de los casos), en los cuales se incluye queratitis micotica, sinusitis paranasal complicada en algunos casos por osteomielitis, nódulos pulmonares, y peritonitis asociada a diálisis. También las especies de Alternaria se le ha implicado en el desarrollo de casos de asma y pneumonitis hipersensitiva (Anaissie y McGinnis, 2003).

Mucor se encuentra frecuentemente en el suelo, plantas muertas, estiércol de caballo, frutas y jugo de frutas. También puede encontrarse en cuero, carne, productos lácteos, y pelo de animales. Puede causar una infección conocida como mucorosis en individuos inmunocomprometidos. Los sitios afectados por la infección son los pulmones, los senos nasales, cerebro, ojos y la piel (Labarrere, et al., 2003).

Rhizopus es un hongo zygomicete reportado como un agente alérgeno. Puede también causar mucorosis en individuos inmunocomprometidos. Este ocupa un nicho similar al Mucor sp. Usualmente se relaciona con alergias ocupacionales. Al igual que Mucor afecta los pulmones, senos nasales, cerebro, ojos y la piel (Kay, et al., 1991).

Las especies de Fusarium se distribuyen en numerosas plantas y están presentes en diferentes tipos de suelo. Su esporulación es más intensa en periodos cálidos y húmedos. Durante los meses fríos o en estaciones secas, las especies de Fusarium sobreviven en los restos de plantas y el suelo. Diferentes especies de Fusarium son productoras de micotoxinas. Se han asociado con diferentes patologías alérgicas como rinitis perenne,

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asma, enfermedad broncopulmonar alérgica y de carácter profesional en recolectores de fresas y otros agricultores (Moncín y Cisteró, 2000).

Con respecto a Streptomyces sp, se reporta como no patógeno al hombre; no obstante, ha sido involucrado en infecciones de micetomas subcutáneos al igual que Curvularia sp, que aparece en micetomas. El micetoma es una lesión localizada tumefacta, con gránulos que constituyen las colonias compactas del agente causal, que se desarrolla cuando este microorganismo es implantado por trauma en el interior del tejido subcutáneo (Esquivel y Mangiaterra, 2003).

El género Monilia, se ha reportado como alérgeno. Este hongo produce putrefacción blanda en los frutos de los árboles. Otros miembros de este grupo producen asma. Se asocia con frecuencia con infecciones en la córnea (Labarrere et al., 2003).

Candida, incluye una variedad de organismos que han sido aislados del ambiente, así como piel humana y membranas mucosas. Algunas fuentes ambientales de las cuales puede aislarse son hojas, flores, agua y suelo. Los hongos que pertenecen al género Candida, en especial Candida albicans (el cual produce candidiasis), pueden infectar los órganos internos y las membranas mucosas de la boca, garganta y tracto genital. En las personas con inmunidad deteriorada, este organismo puede originar una infección crónica. En general se consideran agentes alérgenos (Rippon, 2005).

Trichoderma se encuentra en el suelo, árboles muertos, papel y cerámica. Con frecuencia pueden creer sobre otros hongos. Puede producir antibióticos que son tóxicos para el ser humano. Se han reportado como agentes alérgenos. Degrada la celulosa fácilmente (Burge et al., 1977).

Paecilomyces se encuentra comúnmente en suelo y polvo y es menos frecuente en aire. La especie P. variotii puede causar paecilomycosis. Está relacionada a la enfermedad de los cortadores de leña y a enfermedades asociadas con humidificadores. Se han reportado como alérgenos. Algunos miembros de este género se han reportado como agentes causales de neumonía (Labarrere et al., 2003).

Sporotrichum puede crecer en clima cálido-templado y zonas tropicales, raramente se encuentra en regiones frescas, crece rápidamente sobre suelos, materia vegetal en descomposición, madera húmeda o en putrefacción, pasto y monte. Sporotrichum se ha reportado como agente alérgeno, se ha observado en secreciones respiratorias de algunos pacientes humanos, lo cual indica que posee una posible habilidad de colonizar las vías broncopulmonares. Este género no causa esporotricosis (Anaissie y McGinnis, 2003).

Scopulariopsis incluye un grupo de especies que comúnmente se encuentran en el suelo, madera en estado de putrefacción, y varios otros productos animales y vegetales. En ambientes interiores se ha encontrado en paredes húmedas, tablas de celulosa y papel tapiz, también en madera, y polvo del piso y colchones. Scopulariopsis también se ha aislado de alfombras, pisos de hospitales, piscinas, cajas de madera para empaquetar alimentos, zapatos y pulpa de madera. Algunas especies pertenecientes a este género se encuentran a veces creciendo en carne en almacenamiento. Puede liberar gas arsénico de

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sustratos conteniendo este elemento, esto puede notarse como un olor parecido al ajo. En el pasado, se han producido algunos incidentes relacionados con envenenamiento serio debido al crecimiento de Scopulariopsis sobre tintes utilizados en la producción de papel tapiz. Algunas especies tienen importancia en el campo médico por estar implicadas con infecciones en las uñas. También es agente causal de infecciones en huesos, tracto respiratorio, boca y piel. Se transmite por el aire (Labarrere, et al., 2003).

Stachybotrys chartarum (también conocido como S. atra). Este moho, aun en dosis pequeñas, está asociado con condiciones neurológicas serias, a menudo irreversibles, enfermedad pulmonar y muerte. Actualmente no existe ninguna información precisa sobre qué tan seguido se encuentra el Stachybotrys chartarum en los hogares y edificios. A pesar de ser menos común que otras especies de moho, no se considera raro (Reynolds, 2004).

El género Syncephalastrum consiste en un hongo filamentoso que frecuentemente se aísla del suelo y heces de animales, particularmente en áreas tropicales y subtropicales. Puede ser persistente como contaminante en los laboratorios. Se puede aislar de superficies y en muestras de aire. No se tiene información sobre su toxicidad. Este organismo es no patógeno para el humano, con solamente un solo caso de infección cutánea reportada (Lacey y Dutkiewicz, 1994).

El género Rhodotorula incluye una levadura anaranjado-rojizo que frecuentemente se encuentra en ambientes húmedos. En algunos países es el género levaduriforme identificado en aire de ambientes interiores. Esta levadura se ha reportado como alergénica. Puede crecer de forma positiva sobre la piel. Ha habido casos se ha encontrado colonizando pacientes con enfermedades terminales (Labarrere, et al., 2003).

Geotrichum sp. es un contaminante común de granos, frutas, productos lácteos, papel, textiles, suelo y agua, y usualmente se presenta como pate de la flora bacteriana norma del humano. Puede causar una infección secundaria (geotricosis) en asociación con tuberculosis. Esta enfermedad es rara y puede causar lesiones en la piel, los bronquios, la boca, pulmones e intestinos (Rippon, 2005).

II.1.13 Impacto de los hongos en el Biodeterioro

El fenómeno del biodeterioro constituye un proceso familiar ampliamente distribuido que afecta principalmente a los materiales orgánicos e inorgánicos por ejemplo la corrosión biológica de los metales, materias primas y materiales manufacturados. Resulta asombroso los lugares insospechados en los que puede ocurrir biodeterioro tales como: en superficies de vidrio en condiciones de humedad, riesgo particular de los instrumentos ópticos, en los tanques de combustible de los aviones, en las piedras, hormigón, ladrillo, cuevas, pinturas y productos de farmacia entre otros (Sánchez, 1989). El biodeterioro realizado por los microorganismos ocurre siempre y cuando las condiciones de crecimiento (nutrientes, temperatura, humedad, pH y aireación) sean contribuyentes.

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El crecimiento de los hongos es probable si la actividad del agua (aw) del material oscila entre los valores de 0.76-0.96 (dependiendo de la especie fúngica), temperatura, tiempo y composición del material. La aw es el término usado para describir la concentración efectiva de agua en un sustrato. El crecimiento fúngico no es directamente controlado por la humedad del aire, sino que tiene que existir la suficiente humedad sobre el sustrato (aw) para que el crecimiento ocurra (Pasanen et al., 1991).

Entre los mohos, el género Aspergillus desempeña un papel importante en el biodeterioro, siendo el género predominante en ambientes exteriores e interiores y es debido a que son capaces de utilizar una amplia gama de sustratos en una variedad de nichos ecológicos y debido también a la naturaleza de su crecimiento que le facilita invadir y degradar el sustrato (Eggins y Allsopp, 1975). El diagnóstico de un problema causado por una especie de este género biodeteriorante requiere de una base amplia de estudios micológicos (Eggins y Allsopp, 1975).

Las condiciones bajo las cuales un substrato biodeteriorado es descubierto, pueden no ser las mismas bajo las cuales el biodeterioro ocurrió. Además no solamente el microclima ambiental juega una función, también lo hace el microclima del sustrato. En ocasiones el biodeteriorante puede no estar en directa asociación con el sustrato, o puede haber cesado de existir sobre el mismo.

En Guatemala el biodeterioro es mucho más agudo ya que la temperatura generalmente oscila en un rango de 25 °C a 35 °C y una humedad relativa (HR) por encima del 70%, por lo que estas condiciones son altamente conducentes para el crecimiento de microorganismos, fundamentalmente los hongos, colocando al patrimonio cultural en alto riego de biodeterioro (Rojas, 1998). Algunos de estos patrimonios como son las ruinas Mayas ya están sufriendo las consecuencias del biodeterioro a causa de especies de Aspergillus, Penicillium y Cladosporium, los cuales son comunidades microbianas que se desarrollan asociadas a los sustratos de roca, siendo en parte responsables del deterioro químico y físico de la misma y alteran a través de diferentes mecanismos la apariencia estética y la integridad física del material (Krumbein, 1998), con la consecuente formación de ensuciamiento y transformación de minerales. La excreción de enzimas y ácidos inorgánicos y orgánicos disuelve los componentes estructurales del sustrato mineral, contribuyendo a los procesos de deterioro (Videla et. al., 2003).El género con mayor frecuencia en el biodeterioro es Aspergillus, el cual ha sido aislado de madera, textil, papel, gomas y plásticos, vidrio, materiales poliméricos, granos en almacén, aire de locales interiores como son las bibliotecas y aire de locales exteriores, por ejemplo en suelo, agricultura y monumentos.

El interés que supone la conservación de los bienes del patrimonio cultural está directamente relacionado con la contaminación microbiana y requiere del desarrollo de estudios biológicos, encaminados tanto a la detección de microorganismos contaminantes como a la aplicación de medidas para la preservación de estos valores culturales (Valentin, 1999).

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De acuerdo con Caneva et al. (1991), la acción química de los hongos sobre materiales monumentales desempeña un papel importante en el deterioro de los monumentos debido a que producen ácidos orgánicos.

Alarcón y de la Torre (1993) plantearon que la mayoría de los procesos bioquímicos llevados a cabo por los mohos son consecuencia del metabolismo microbiano y estos se pueden expresar, entre otros, como:

a) Secreción de ácidos orgánicos: oxálico, glucónico, cítrico y succínico que dan lugar a la solubilización de cationes, a la pérdida de peso del sustrato, y por consiguiente al debilitamiento de las estructuras cristalinas.

b) Formación de quelatos entre los ácidos orgánicos simples y fenoles, y elementos minerales solubilizados.

II.1.14 Muestreo Ambiental

El muestreo requiere colectar una porción de aire de volumen conocido que contenga una fracción representativa de las partículas presentes en el ambiente (Aira et. al., 2002) y se lleva a cabo para cuantificar e identificar los bioaerosoles alergénicos o patogénicos, además del diagnóstico y tratamiento de enfermedades de seres humanos y vegetales (Dopazo et. al., 2001). Esto debe realizarse con un gran rigor científico por el impacto que puedan tener los resultados obtenidos para la sociedad. Ningún método de muestreo por si sólo es conveniente para colectar y analizar todos los tipos de aerosoles y en la actualidad no se disponen de protocolos estandarizados (Reponen, 1995).

Hasta la fecha no se ha encontrado ninguna técnica de identificación perfecta para las esporas fúngicas aerotransportadas, sin embargo, se utilizan medios de cultivo como son Saboraud, Czapek, Extracto de Malta entre otros y la identificación visual tanto microscópica como macroscópica como métodos de identificación.

II.1.14.1 Método volumétrico por impactación

El uso de este método permite la separación de partículas del torrente de aire utilizando la inercia de las mismas para forzarlas a su deposición en una superficie sólida o semisólida. La superficie de colecta es generalmente un medio de cultivo agarizado o un portaobjetos de vidrio cubierto de una sustancia adhesiva, aunque se pueden utilizar medios líquidos (Buttner y Stetzanbach, 1991).

Este método se lleva a cabo a través de equipos llamados biocolectores que absorben un volumen de aire definido. El objetivo de utilizar un biocolector es la remoción y colección de partículas biológicas del aire de manera que no afecte la integridad biológica de los microorganismos colectados. La capacidad de colección de estos equipos depende de su forma física y de las características fisiológicas del microorganismo (Chatigny et al, 1989).

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Existe una gran variedad de muestreadores comerciales de bioaerosol, el funcionamiento de varios de estos muestreadores ha sido comparado en diferentes ensayos en laboratorios y terrenos (Verhoeff et al., 1990; Jensen et al., 1992; Willeke et al., 1992). La selección del muestreador depende de un número de factores tales como la ejecución del muestreador, la concentración de bioaerosoles esperada y el método de análisis. Antes de iniciar una investigación, el investigador debe tener conocimiento de los objetivos específicos del monitoreo aéreo así como de las limitaciones de los métodos de muestreo.

Entre los biocolectores por impacto se incluyen al impactador por hendidura o rendija Aeroscopio y el Burkard (ambos emplean un sólo orificio generalmente rectangular para la entrada de aire), el Surfase Air Sampler (SAS) de tipo criba (emplea varios orificios, usualmente de forma circular) y el Andersen (de 3 y 6 estadios) de tipo cascada (emplea numerosas etapas con sucesivos pequeños orificios) (Buttner et al., 1997).

II.1.14.2 Método no volumétrico

En el método de muestreo no volumétrico, también conocido como método de sedimentación, de gravedad o muestreo por deposición, se utilizan placas de Petri abiertas que contienen un medio de cultivo adecuado para el crecimiento de hongos, los cuales son colectados por gravedad. Este procedimiento es muy utilizado debido a su bajo costo y fácil manejo. En este caso para cuantificar los microorganismos contenidos en el aire se utiliza el método de Omeliansky (Omeliansky, 1959). Rojas y Martínez señalaron en el año 2000 que los niveles de concentración detectados por este método difieren a los obtenidos por el método volumétrico de hendidura, por lo que solo se recomienda para monitoreo.

II.1.14.3 Condiciones de cultivo e incubación

Muchos de los métodos de muestreo de bioaerosoles comúnmente disponibles cuentan con el cultivo de microorganismos para la cuantificación y caracterización de bacterias y hongos que se encuentran en el aire. Los microorganismos que son colectados en una superficie de agar nutriente por impactación pueden ser cultivados directamente, mientras que los que son colectados en líquido o en un filtro son transferidos a un medio de cultivo. Sólo son enumeradas las células que sean capaces de sobrevivir y reproducirse bajos las condiciones de cultivo para formar colonias visibles. Una estrategia común para el muestreo de bioaerosoles es escoger un medio general que promueva el crecimiento de una gran variedad de especies. Esta aproximación es especialmente útil en los esfuerzos dirigidos hacia la caracterización de la microbiota del aire. Debido a las diferencias en temperatura, tiempo de incubación y requerimientos nutricionales, ningún medio de cultivo es satisfactorio para el aislamiento simultáneo de bacterias y hongos del aire.

El desarrollo del hongo está determinado por factores físicos tales como temperatura, humedad y luz; pero lo primero que determina si un hongo crece es la cantidad de agua disponible que existe para ese hongo (Miller, 1992).

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Por ejemplo, en estudios relacionados con el efecto de la humedad y la temperatura sobre el crecimiento de hongos se observó que la velocidad de crecimiento iba aumentando en la medida que aumentaba la temperatura de incubación alcanzándose la máxima velocidad de crecimiento a 30 °C para Aspergillus sp. mientras que para Penicillium sp. este valor se alcanzaba a una temperatura de 19 °C- 22 °C. Varias condiciones, como el pH, temperatura, actividad del agua, antibióticos, nutrientes, luz, y aeración, pueden ser variadas para favorecer el crecimiento de un grupo específico de microorganismos. Una incubación a 55 °C puede ser usada para el crecimiento de actinomicetos termófilos, o marcadores de resistencia a antibióticos pueden ser usados para medios de cultivo selectivos para las especies buscadas (Hunter et al., 1988), tal es el caso de Aspergillus fumigatus que se incuba a 37 °C – 40 °C para favorecer su crecimiento sobre hongos termófilos (Rojas y Martínez, 2000).

Rojas y Martínez (2000) plantearon que en un ambiente interior los medios más adecuados para una eficiente colecta son Agar Extracto de Malta (AEM) y Agar Papa Dextrosa + 75 % NaCl, mientras que para lograr una buena representación de la micobiota contaminante AEM y Agar Sabouraud Dextrosa son los más indicados. Estos autores señalan además que para lograr una buena representación de la microbiota bacteriana y de los niveles de contaminación son recomendables los medios Agar Nutriente, Agar Triptona Soya y Agar para el conteo en placas estándar.

II.1.15 Cepas de referencia

Para llevar a cabo la correcta identificación de los microorganismos recirculantes en el aire, se debe contar con pruebas microbiológicas y cepas de referencia o material de referencia que ostenta valores de una o más propiedades suficientemente homogéneas y bien conocidas que permite su uso en la calibración de aparatos, la evaluación de un método de medición o la atribución de valores a estos materiales.

Las cepas de referencia, cepas de reserva y cepas de trabajo; se utilizan a fin de acreditar o conservar la acreditación de un ensayo, evaluación de la calidad de los medios de cultivo, controles de calidad interno durante la ejecución de los ensayos, controles de calidad de reactivos, pruebas confirmatorias y validación de métodos. El número, la elección del género y su especie son dependientes de los ensayos que se elaboran y de las necesidades de trazabilidad que asumen estos.

Las cepas de referencia son distribuidas y presentadas comercialmente liofilizadas; asimismo, los organismos de acreditación son los encargados de considerar válida la fuente de procedencia de la cepa a fin de que se cumpla con el requisito de prevenir mutaciones, deterioro o alteración de las características típicas de las cepas (Rodríguez, 2001). El número de repiques a partir de la cepa de referencia debe ser limitado, se aceptan hasta cinco repiques como máximo a partir de dicha cepa de referencia (Valentin, 1993). Así mismo, toda cepa adquirida por una vía que no sea la propia colección, no podrá mencionarse utilizando el número que tienen en esa colección, sino únicamente como derivada de la cepa de colección. Las cepas de referencia adquiridas son registradas cumpliendo con los tres pasos que la planilla establece (Alemán, 2005).

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Como primer paso deben ser almacenadas entre 0-5 °C hasta su uso. En el segundo paso se realiza la reconstitución y siembra de las cepas de referencia, utilizando medios de cultivo, las condiciones de incubación y el procedimiento indicado en las disposiciones para cada tipo de microorganismo del organismo proveedor de las cepas. Por último las cepas de referencia serán sometidas a un control de calidad de pureza y viabilidad, así se le dará registro. (Rodríguez, 2001).

II.1.16 Conservación de cepas

La conservación de cepas microbianas no es tarea fácil y debe garantizar la viabilidad, pureza y estabilidad genética de los cultivos, características que coinciden con los objetivos de un buen método de conservación. El conocimiento de las peculiaridades de las diferentes técnicas de preservación existentes para su correcta aplicación, así como el seguimiento continuo de las propiedades de las cepas, propician su empleo como inóculo confiable en la industria, la docencia y la investigación (Mahon y Manuselis, 2000).

Con frecuencia la elección de la técnica más adecuada para conservar cultivos microbianos resulta difícil, pues deben tomarse en consideración los criterios de viabilidad y pureza de las cepas, cambios poblacionales y genéticos, número y valor de los cultivos, costo, suministro y transporte de cepas, así como la frecuencia del uso de los cultivos. (Castro et. al., 2000).

La conservación adecuada de los cultivos de hongos ex situ, debe regirse por ciertas normas o principios básicos: a) todos los cultivos deben conservarse vivos a lo largo del tiempo; b) deben mantenerse en estado de pureza, sin contaminaciones; y c) cada cepa debe mantenerse fiel a su tipo, mantener los cultivos sin cambios en sus características, es decir estables (Fernández, et al., 2005).

Por lo tanto, el método de conservación que se elija debe garantizar la supervivencia de al menos el 70 % de las células por un período considerable de tiempo, de forma tal que la población sobreviviente se asemeje a la original como sea posible, conserve las propiedades de importancia de los cultivos y minimice la ocurrencia de los eventos genéticos. De igual manera debe reducir al mínimo el riesgo de contaminación y permitir que la pureza del cultivo permanezca inalterable (Garrity, 2001).

En relación con el número y valor de los cultivos, debe considerarse el tiempo a emplear por los curadores en la preservación inicial, manipulación y control periódico de las cepas, el espacio de almacenamiento disponible y su importancia, al ser empleadas en su mayoría como materiales de referencia en el aseguramiento de la calidad microbiológica. Es recomendable entonces la selección de al menos dos métodos de conservación que brinden seguridad y reduzcan los riesgos de pérdida durante el almacenamiento (Alemán, 2005).

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En la conservación y modo de mantener los microorganismos vivos, puros y la cepa microbiana auténtica, es primordial tener en cuenta los conocimientos fundamentales microbiológicos, suministrar condiciones ajustadas para cada tipo de microorganismo, así mismo, tener en cuenta que con cada subcultivo, existe un riesgo de mutación de la cepa y para ello debe evitarse el crecimiento (Castro et. al., 2000).

En la actualidad las colecciones de cultivos de hongos deben enfrentar el reto que representan los hongos patógenos emergentes, así como también la incorporación de técnicas moleculares que confirmen la calidad de los métodos de preservación de las cepas. Estas colecciones deben desempeñar un importante papel estratégico en la preservación de la biodiversidad teniendo en cuenta, además, aspectos legales y de bioseguridad.

Para los hongos patógenos también han sido empleados otros métodos como son la conservación en sílica gel, en tierra estéril, en aceite mineral y en nitrógeno líquido. Sin embargo, recién Ferreti de Lima y Borba encontraron que la conservación en tierra y en aceite mineral podía afectar la viabilidad, la capacidad de esporulación y el dimorfismo en Blastomyces dermatitidis, Histoplasma capsulatum var. capsulatum y Sporothrix schenckii (Fernández, et al., 2005).

II.1.16.1 Requisitos básicos para un método de preservación

a. Medio de cultivo o medio de soporte adecuado. b. Temperatura de guardado c. Establecer la frecuencia entre las transferencias. d. Examinar pureza de los cultivos en cada transferencia o realización de

método (Hernández, 2005).

II.1.16.2 Tipos de conservación de cepas

a. Conservación por transferencia periódica o repique (Método a corto plazo)

La cepa microbiana se guarda en forma de cultivo activo en el medio de cultivo en el que ha crecido. Sin embargo, estas células no pueden permanecer indefinidamente en el mismo tubo, porque al seguir activas excretan productos tóxicos del metabolismo que se acumulan, provocando el envejecimiento y muerte celulares, por lo que es necesario transferirlas a otro tubo con medio de cultivo fresco. En este método es aconsejable retardar el envejecimiento y alargar los periodos entre dos resiembras. Esto se puede conseguir de varias maneras como por ejemplo: disminuyendo la cantidad de inóculo; rebajando la proporción de algunos nutrientes en el medio de cultivo; inoculando en picadura los microorganismos que son anaerobios facultativos, ya que el crecimiento en presencia de oxígeno es más rápido y origina productos generalmente tóxicos; y almacenando los cultivos a 4 °C-8 °C. Se suele recubrir el crecimiento con una capa de aceite mineral estéril. Con esto se consigue evitar en la medida de lo posible la desecación del medio de cultivo, que podría ser tóxico para las células al aumentar su concentración (García, 2006).

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• Desventajas

- Posible pérdida de la línea. - Pérdida de las características, morfológicas o fisiológicas y patógenas. - Selección de células atípicas (variantes o mutantes). - Riesgos de contaminación. - Supervisión especializada. - Espacio relativamente grande para su almacenamiento.

• Ventajas

- Bajo costo. - No se requiere equipo especializado. - Manejo simple (Hernández, 2005).

b. Conservación por secado (método a mediano y largo plazo).

Es un método generalmente usado para la preservación de microorganismos esporulados (bacterias y hongos) y algas, es sencillo, realizable en cualquier laboratorio y no requiere de equipo especializado.

• Ventajas

- Buena estabilidad. - Buena sobrevivencia. - Se pueden hacer inóculos sucesivos en un mismo vial. - Baja contaminación por ácaros. - Bajo costo y mano de obra.

• Desventajas

- Método limitado a microorganismos esporulados. - Riesgo de contaminación por empleo excesivo (Hernández, 2005).

c. Conservación por liofilización (método a largo plazo)

La liofilización es un proceso suave, en el cual se quita el agua. Por lo tanto, primero se congela el agua libre de las células y después es eliminada mediante el vacío, sin que haya necesidad de subir la temperatura, lo que acabaría afectando a la viabilidad del microorganismo. Para este proceso se emplean los aparatos denominados liofilizadores, de los que hay muchos modelos en el mercado. Las células microbianas así conservadas se someten a un tratamiento más complejo que en el caso de la congelación, pues la liofilización se hace en dos etapas y se añade la sublimación del agua a la congelación previa. Sin embargo, este es un método muy recomendable por su comodidad para el almacenamiento y para el envío de las cepas, pues una vez conseguidos los liófilos

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pueden almacenarse a temperatura ambiente (18 °C-20 °C), con lo cual su envío es muy cómodo.

Los factores que hay que tener en cuenta para hacer una buena liofilización son los mismos que influyen en la congelación, a los que se añaden otros que surgen como consecuencia de la deshidratación (García 2006).

• Ventajas

- Sellado total de la muestra que la protege de toda contaminación. - Viabilidad muy prolongada. - Muchas especies permanecen con estabilidad elevada. - Producción en gran escala, no requiere de almacenamiento especial.

• Desventajas

- Muchas especies no sobreviven al proceso. - En algunos casos el porcentaje de viabilidad final es baja y por tanto tales

liofilizados no deben ser usados para iniciación directa de cultivos. - Los daños genéticos pueden ocurrir, y cuando la viabilidad es alta es difícil

diferenciar entre este efecto y una selección de mutantes espontáneos por la liofilización.

• Parámetros de liofilización

- Tipo de microorganismo - Condiciones favorables de crecimiento y edad del cultivo. - Concentración celular. - Medio de suspensión (agentes crioprotectores). - Velocidad de enfriamiento (congelamiento). - Método de secado (humedad residual). - Condiciones de almacenamiento. - Método de reconstitución (rehidratación). - Método de análisis.

• Agentes crioprotectores

Para ser un agente crioprotector debe cumplir con los requisitos siguientes: - No debe requerir condiciones especiales de congelamiento y liofilización. - No debe de haber formación de precipitados. - Se deben de rehidratar fácilmente en agua fría. - Debe de proteger al organismo durante el congelamiento y el secado. - Debe de estabilizar al organismo contra los efectos adversos del guardado. - No deben interactuar con las propiedades del cultivo. - No deben estar en concentraciones muy altas (Hernández, 2005).

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d. Conservación por congelación (método a largo plazo)

Se congelan las células en suspensión en un líquido con un agente crioprotector y se guardan a temperaturas inferiores a cero grados centígrados, con lo que el agua se congela. De esta forma, al no disponer las células de agua en forma líquida, no hay crecimiento. Cuando se quiere trabajar con las células así conservadas, se recuperan subiendo la temperatura. Este es el mejor método de conservación desde todos los puntos de vista, pero tiene el inconveniente de requerir aparatos especiales, y además existe el peligro de que algún fallo del sistema produzca una subida no deseada de la temperatura durante el almacenamiento. También resulta ser el método más molesto para realizar el envío de las cepas (García, 2006).

• Ventajas

-Cultivos son mantenidos en condiciones estables por períodos muy largos. -Los límites de viabilidad no han sido registrados. -Los cultivos pueden ser completamente sellados y estar libres de contaminación.

• Desventajas

- Alta dependencia de servicios externos. - Necesidad de infraestructura adecuada. - Posibles contaminaciones (Hernández, 2005).

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PARTE III

III.1. RESULTADOS

III.1.1 Selección de hora de mayor contaminación en locales

En la gráfica No. 1 se puede observar la carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonias por metro cúbico (UFC/m3) durante el muestreo intradiurno de seis horas para seleccionar la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de cada uno de los locales. Como se observa en el gráfico, la hora de mayor contaminación seleccionada está indicada por los picos más altos en cada uno de los locales.

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Tabla 1. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior del LAMIR

Locales y áreas muestreadas

Hora

10:00 11:00 12:00 13:00

14:00

15:00

LAMIR 4740 1020 1310 1380 940 820 AZOTEA 2440 1030 1320 1230 1190 820 Fuente: Datos generados por el proyecto

En la tabla 1 se indica que la mayor cantidad de hongos microscópicos se registró a las 10:00 horas tanto en ambiente interior y exterior del Laboratorio Microbiológico de Referencia (LAMIR), en horas posteriores a esta, las cargas de contaminación registradas fueron menores.

En la gráfica 2 se puede observar que la hora de mayor contaminación en el Laboratorio Microbiológico de Referencia (LAMIR) es a las 10:00 horas, donde se recolectó 4740 UFC/m3 en el interior y 2440 UFC/m3 en el exterior. La menor carga de contaminación se registró a las 15:00 horas con 820 UFC/m3 en interior y exterior.

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Tabla 2. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior de Decanatura.

Locales y áreas muestreadas

Hora 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00

Azotea 2440 1030 1040 1230 1370 820 Fuente: Datos generados por el proyecto

De acuerdo a los datos de la tabla 2, la hora de mayor contaminación en el ambiente interior de la Decanatura de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, fue a las 10:00 horas (2440 UFC/m3). En el exterior, se encontró una mayor concentración de unidades formadoras de colonias fúngicas durante la 13:00 horas (1750 UFC/m3).

En la gráfica 3 se observa en color rojo la carga de contaminación fúngica en el exterior de la Decanatura de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, en donde la hora de mayor contaminación fue a las 10:00 horas con 2440 UFC/m3, mientras que en el interior, la mayor carga fúngica se encontró a las 13:00 horas con 1750 UFC/m3. La menor contaminación en el exterior fue se registró a las 15:00 horas con 820 UFC/m3, y en el interior fue a las 10:00 horas con 780 UFC/m3.

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Tabla 3. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Rectoría

Locales y áreas muestreadas

Hora

10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 Interior 790 490 710 640 570 590 Exterior 800 700 520 630 510 490 Fuente: Datos generados por el proyecto La tabla 3, que hace referencia a los resultados en el interior de la Rectoría, muestra

una mayor contaminación fúngica a las 10:00 horas, al igual que en el exterior. Puede observarse que aún cuando esta fue la hora de máxima contaminación, la variación en la concentración de UFC/m3 fue mínima con respecto a las horas posteriores, tanto en el interior como en el exterior.

En la gráfica 4 se observa que en el interior de la Rectoría de la USAC se obtuvo una concentración de 790 UFC/m3 y en el exterior la mayor concentración fue de 800 UFC/m3, en ambos ambientes la hora de mayor contaminación fue a las 10:00 horas La carga mínima de contaminación por hongos se registró a las 11:00 horas con 490 UFC/m3 en el interior y a las 14:00 horas con 510 UFC/m3 en el exterior.

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Tabla 4. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Biblioteca Central

Locales y áreas muestreadas

Hora 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00

Interior 290 430 400 410 900 1640 Exterior 530 500 480 440 880 2630 Fuente: Datos generados por el proyecto

La tabla 4 presenta la carga microbiana de hongos en la Biblioteca Central, la

concentración de UFC/m3 es más o menos constante en horas de la mañana en el interior como en el exterior, encontrándose un aumento notorio a las 15:00 horas en ambos ambientes, interior (1640 UFC/m3) y exterior (2630 UFC/m3). La menor contaminación del aire se registra a las 10:00 horas en el interior con 290 UFC/m3, y en el exterior a las 13:00 horas con 440 UFC/m3.

En la gráfica 5 se observa que la hora de mayor contaminación en la Biblioteca

Central se presentó a las 15:00 horas en ambos ambientes, interior (1640 UFC/m3) y exterior (2630 UFC/m3), observándose también que en las horas anteriores la concentración de UFC/m3 se mantuvo más o menos constante y se inicia el incremento de la contaminación a partir de las 14:00 horas.

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Tabla 5. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el Laboratorio de Alimentos

Locales y áreas muestreadas

Hora

10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00 Interior 920 850 1830 1990 1720 1640 Exterior 1280 1540 2970 4250 3210 2330 Fuente: Datos generados por el proyecto

Los datos de la tabla 5, corresponden al muestreo en el Laboratorio de Alimentos, y

muestran que la concentración de hongos microscópicos en UFC/m3 aumenta en forma progresiva durante las horas muestreadas, encontrándose una máxima contaminación a las 13:00 horas, registrándose en el interior (4250 UFC/m3) y en el exterior (1990 UFC/m3).

La gráfica 6 presenta los datos del Laboratorio de Alimentos, la concentración de

hongos en UFC/m3 aumenta a medida que transcurren las primeras horas muestreadas, alcanzando la máxima concentración fúngica (4250 UFC/m3) en el aire exterior a las 13:00 horas, y luego la concentración disminuye en las horas posteriores. En el interior, la hora de máxima contaminación también se manifestó a las 13:00 horas, con 1990 UFC/m3, mostrando un aumento leve a cada hora de muestreo, este aumento no tan marcado como en el exterior.

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Tabla 6. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB.

Locales y áreas muestreadas

Hora 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00

Interior 1410 1610 1510 1720 3060 1970 Exterior 2010 1580 1610 1310 2500 3860 Fuente: Datos generados por el proyecto

Los valores de la tabla 6 muestran la carga de hongos microscópicos en UFC/m3

obtenidas en el muestreo del IIQB, se determinó que la hora de mayor contaminación (3060 UFC/m3) en el interior de este local es a las 14:00 horas, y en el exterior, la mayor concentración (3860 UFC/m3) se encontró a las 15:00 horas.

En la gráfica 7 se puede observar que en los muestreos del aire en el IIQB, la hora a la

cual presentó mayor contaminación en el ambiente interior es a las 14:00 horas con 3060 UFC/m3 , mientras que en el exterior, la mayor carga microbiana por hongos es a las 15:00 horas con 3860 UFC/m3. La menor contaminación se registró a las 10:00 horas con 1410 UFC/m3 en el interior, y a las 13:00 horas en el exterior con 1310 UFC/m3.

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Tabla 7. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en el Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT.

Locales y áreas muestreadas

Hora 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00

Interior 3190 2460 1880 3120 3150 3660 Exterior 2160 2260 2970 3040 2180 4970 Fuente: Datos generados por el proyecto

Según los datos de la tabla 7, la hora de mayor contaminación en el interior

seleccionada para el LIPRONAT fue las 15:00 horas, se encontró una concentración de 3660 UFC/m3, a esta misma hora se registró manifestó la mayor carga fúngica en el exterior de este local con 4970 UFC/m3.

La gráfica 8 permite observar que la hora en que se manifestó una mayor

contaminación fúngica en el ambiente interior y exterior del LIPRONAT es a las 15:00 horas, con 3660 UFC/m3 y 4970 UFC/m3 respectivamente. La menor contaminación en el interior se registró a las 12:00 horas con 1880 UFC/m3, y en el exterior a las 10:00 horas con 2160 UFC/m3.

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Tabla 8. Carga fúngica expresada en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) para la selección de la hora de mayor contaminación en ambiente interior y exterior en Centro de información y atención toxicológica-CIAT.

Locales y áreas muestreadas

Hora 08:00 09:00 10:00 11:00 12:00 13:00

Interior 530 520 220 290 310 450 Exterior 380 410 190 260 300 280 Fuente: Datos generados por el proyecto

La tabla 8 presenta los datos que indican que en el CIAT, la hora en que se encontró

mayor contaminación fúngica en el interior fue a las 8:00 horas. En el exterior también fue durante la mañana que se registró una mayor concentración de contaminación en este local, siendo las 9:00 horas.

En la gráfica 9 puede observarse que en el CIAT la hora de mayor contaminación en

el ambiente interior es a las 8:00 horas con 530 UFC/m3, mientras que en el exterior, la mayor concentración (410 UFC/m3) se manifestó a las 9:00 horas. En el interior, la menor carga fúngica se registró a las 10:00 horas en interior y exterior, con 220 UFC/m3 y 190 UFC/m3 respectivamente.

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III.1.2 Resultados de muestreos periódicos III.1.2.1 Temperatura

Comportamiento de la temperatura medida en grados Celcius (°C) en el ambiente

interior y exterior a lo largo de los muestreos periódicos llevados a cabo en cada local en el período de febrero a agosto del 2008 (tablas 9-10).

Tabla 9. Temperatura en grados Celcius (°C) registrada en el ambiente interior de cada uno de los locales muestreados en el período de febrero-agosto del 2008

Local Mes Febrero Marzo Abril Mayo Junio Julio AgostoLAMIR 26 25 26 25 23 24 25 Decanatura 27 26 26 25 24 23 24 IIQB 29 27 27 26 28 26 23 LIPRONAT 25 25 26 24 26 23 24 Laboratorio de alimentos 24 26 26 27 25 23 26 Biblioteca central 24 26 25 26 25 24 28 Rectoría 26 25 25 25 23 23 23 CIAT 24 26 24 24 26 23

Tabla 10. Temperatura en grados Celcius (°C) registrada en el ambiente exterior de cada uno de los locales muestreados en el período de febrero-agosto del 2008.

22 Fuente: Datos generados por el proyecto

Mes

Local Febrero Marzo Abril Mayo Junio Julio Agosto LAMIR 28 24 25 26 25 23 22 Decanatura 28 26 27 26 25 23 24 IIQB 28 28 25 27 31 27 25 LIPRONAT 29 26 26 30 21 24 24 Laboratoriode alimentos 22 25 28 28 22 22 27 Biblioteca central 28 31 32 24 27 26 27 Rectoría 20 24 27 27 28 27 29 CIAT 25 26 24 25 25 22 23 Fuente: Datos generados por el proyecto

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III.1.2.2 Resultados conteos de muestreos periódicos y su relación con el porcentaje de humedad relativa registrados en cada ambiente de los diferentes locales muestreados.

Carga fúngica en UFC/m3 de los muestreos periódicos llevados a cabo mensualmente en el período comprendido del mes de febrero al mes de agosto del 2008 y su relación con el porcentaje de humedad relativa registrado en el ambiente interior y exterior de cada local muestreado.

Tabla 11. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR.

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 3100 62 2460 60 Mar. 610 24 720 43 Abr. 670 26 1640 52 May. 850 32 1510 46 Jun. 1030 38 990 42 Jul. 220 22 440 26

Ago. 660 24 820 32 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

De los muestreos periódicos realizados a lo largo de siete meses en el LAMIR, fue en el del mes de febrero donde se registró la mayor humedad relativa y la mayor carga fúngica contaminante tanto en el ambiente interior como exterior de este local. La menor carga fúngica se registró en el mes de julio, donde la humedad relativa tanto en el interior como en el exterior fue menor que en los otros meses de muestreo, de acuerdo a los datos de la tabla 11.

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En la gráfica 10 se puede observar que en el LAMIR, en febrero se presentó la máxima carga contaminante, tanto en el ambiente interior (2460 UFC/m3) como exterior (3100 UFC/m3). Se puede observar también que el porcentaje de humedad relativa fue más alto en febrero respecto a los otros meses, concordando con la carga fúngica reportada para este mes. En el interior, en el mes de abril se registró un conteo elevado de contaminación, y de mayo a julio los valores fueron disminuyendo, lo cual concuerda con el descenso del porcentaje de humedad relativa en estos meses. En el exterior se observó lo contrario, ya que en abril, se registró una baja carga fúngica, la cual fue aumentando en mayo y junio, a medida que la humedad relativa fue aumentando en este ambiente.

Tabla 12. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior de Decanatura.

Interior UFC/m3 Mes Exterior

UFC/m3 (a) HRe % (b) HRi % (c)

Feb. 1830 38 1660 77 Mar. 610 24 950 51 Abr. 670 26 1520 57 May. 850 32 1410 57 Jun. 1030 34 1030 53 Jul. 220 22 410 50

Ago. 660 24 660 58 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

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El punto de Decanatura presentó el mayor conteo de hongos microscópicos en UFC/m3 en el mes de febrero en ambos ambientes, con 1830 UFC/m3 en el exterior y 1660 UFC/m3 en el interior, en este mes la humedad relativa fue alta con respecto a los otros meses muestreados. Puede observarse que los conteos posteriores variaron poco excepto por junio, cuando los conteos se elevaron nuevamente con 1030 UFC/m3 en los dos ambientes, y de igual manera, la humedad se elevó durante este mes, sin alcanzar el punto registrado durante febrero, de acuerdo con los datos de la tabla 12.

La gráfica 11 presenta los resultados de los muestreos periódicos de Decanatura; se puede ver que en el mes de febrero se encontró la mayor contaminación en el interior, con 1660 UFC/m3, el mayor conteo de hongos microscópicos en el exterior también se registró en febrero con 1830 UFC/m3, en este mes el porcentaje de humedad relativa fue mayor que en los otros meses. Se puede observar que mientras que en el exterior la contaminación fue aumentando de abril a junio, esta disminuyó en el interior en el mismo período, y en julio, la contaminación descendió notablemente en ambos ambientes.

Tabla 13. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas (IIQB).

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 1530 43 1400 51 Mar. 1540 40 1200 42 Abr. 1180 27 1280 42 May. 1140 38 3370 65 Jun. 1880 66 4050 76 Jul. 330 51 330 46

Ago. 580 49 480 42 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

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La tabla 13 presenta que en el mes de junio se registró la mayor concentración de hongos microscópicos en UFC/m3 en el interior y en el exterior del IIQB, también en este mes se registró también el mayor porcentaje de humedad con 66% en el exterior y 76% en interior. El menor porcentaje de humedad en el exterior se registró en abril, con 27% y en el interior fue 42%, registrado en marzo, abril y agosto.

La máxima humedad relativa registrada en el interior del IIQB (gráfica 12) durante los muestreos periódicos realizados, se presentó en de junio, mes en el cual se obtuvo una cantidad de 4050 UFC/m3, la mayor reportada para este ambiente en dicho local. Así mismo, fue en junio cuando se registró el mayor conteo de unidades formadoras de colonias fúngicas (1880 UFC/m3 ) en el exterior de este local, además se determinó un porcentaje de humedad relativa más alto (66% exterior y 76% interior) que los otros registrados en los demás meses. También, se observa que en mayo, en el interior del IIQB se registró el segundo valor más alto de contaminación por hongos microscópicos, mientras que en julio, la carga disminuyó notablemente en ambos ambientes.

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Tabla 14. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT.

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 1580 58 1400 51 Mar. 790 35 1200 42 Abr. 1230 38 1280 42 May. 1450 63 3370 65 Jun. 1710 74 4050 76 Jul. 820 59 330 46

Ago. 1220 58 480 42 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

Los datos de la tabla 14 corresponden a los muestreos periódicos realizados en el LIPRONAT, donde la mayor carga fúngica en el interior y exterior se encontró en el mes de junio, cuando el porcentaje de humedad relativa alcanzó el valor máximo de 74% en el exterior, y 76 % en el interior, registrados en los muestreos realizados en este local. El segundo lugar en carga fúngica se registró en mayo tanto en el interior y el exterior; lo que concuerda con el porcentaje de humedad relativa en este mes, el cual fue levemente menor en comparación con el valor registrado en junio en ambos ambientes del local.

En el LIPRONAT, la mayor contaminación interior (4050 UFC/m3) se encontró durante el muestreo de junio, de la misma manera se registró el máximo conteo (1710 UFC/m3) en el exterior, de acuerdo con la gráfica 13. Puede observarse que el porcentaje de humedad relativa durante los meses muestreados es muy parecido tanto en interior

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como en el exterior. Al inicio de los muestreos, en febrero, el porcentaje de humedad fue levemente alto en interior y exterior (51% y 58%) respectivamente, lo cual favoreció el crecimiento de los hongos microscópicos. En mayo la humedad fue mayor, lo que se manifestó en la elevada carga fúngica microscópica registrada en este mes, pero fue en junio cuando se registró la mayor contaminación, la cual se vio favorecida con el aumento del porcentaje de humedad relativa registrada, con 74% en el exterior y 76% en el interior. Tabla 15. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Laboratorio de Alimentos.

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 1340 33 1230 51 Mar. 970 35 840 53 Abr. 1860 58 1850 53 May. 3580 71 7370 73 Jun. 1300 48 1110 57 Jul. 520 44 560 47

Ago. 1660 60 970 58 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

En la tabla 15 se presenta que en el muestreo de mayo se encontró la máxima contaminación fúngica en interior y exterior del Laboratorio de Alimentos, se observa que en los otros seis meses, los valores de carga fúngica fueron menores, lo que coincide con los porcentajes de humedad relativa.

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La gráfica 14 muestra que en el Laboratorio de Alimentos la máxima contaminación fúngica se encontró durante el mes de mayo, en el interior, la carga fúngica fue de 7370 UFC/m3, y en el exterior fue de 3580 UFC/m3, en este mes el porcentaje de humedad relativa registrado en este local fue mayor con respecto a los otros meses muestreados. Se puede observar también, que la contaminación se incrementó en la medida que el porcentaje de humedad relativa se elevó, y de la misma manera, esta disminuyó cuando la humedad fue menor.

Tabla 16. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior de Biblioteca Central.

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 560 22 500 42 Mar. 1190 24 770 47 Abr. 2120 25 720 38 May. 2570 62 1570 56 Jun. 990 40 800 52 Jul. 160 49 370 51

Ago. 240 41 290 67 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

Los datos de la tabla 16 corresponden a la concentración de hongos microscópicos en UFC/m3 obtenidas en los muestreos periódicos ejecutados en la Biblioteca Central, se puede observar que fue durante el mes de mayo, donde se encontró la mayor contaminación tanto en el exterior como en el interior, lo que corresponde con el mayor porcentaje de humedad relativa registrado en ese mes.

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En la gráfica 15 se observa que la Biblioteca Central registró la mayor carga fúngica en el mes de mayo, donde en el exterior se reportó una carga de 2570 UFC/m3, y en el interior, la carga fue de 1570 UFC/m3. El punto máximo de humedad relativa se presentó en este mes en ambos ambientes (interior y exterior) del local. Se puede observar también que la contaminación interior y exterior fue aumentando cada mes hasta llegar a su punto máximo en mayo, y después esta comenzó a descender los últimos tres meses de muestreo. Tabla 17. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior de Rectoría.

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 1480 48 4000 67 Mar. 1010 50 790 56 Abr. 2040 50 1120 56 May. 1020 49 1070 61 Jun. 770 54 1780 52 Jul. 660 52 1190 51

Ago. 390 61 430 54

Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

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La mayor carga contaminante en el exterior de la Rectoría se presentó durante el muestreo realizado en el mes de abril época en la cual la humedad relativa fue mayor en el ambiente exterior que en el interior. El ambiente interior presentó su máxima carga fúngica contaminante en febrero, cuando la humedad relativa fue mayor con respecto a los meses posteriores, según los datos en la tabla 17.

En la gráfica 16 se observa que la mayor contaminación el interior de la Rectoría se presentó en el mes de febrero (1480 UFC/m3) cuando la humedad relativa fue mayor que en otros meses. Sin embargo, la mayor contaminación exterior se registró en abril (2040 UFC/m3), cuando el porcentaje de humedad fue directamente proporcional a la carga fúngica encontrada. La menor contaminación se reportó en agosto, en ambiente interior con 430 UFC/m3, y 390 UFC/m3 en el ambiente exterior.

Tabla 18. Relación entre la carga fúngica expresada en UFC/m3 con respecto al porcentaje de humedad relativa registrada en los meses de muestreo en ambiente exterior e interior del Centro de información y atención toxicológica-CIAT.

Mes Exterior UFC/m3 (a)

HRe % (b) Interior UFC/m3 HRi % (c)

Feb. 560 56 420 53 Mar. 570 46 770 65 Abr. 510 44 650 58 May. 850 62 1010 65 Jun. 720 60 850 71 Jul. 590 52 280 55

Ago. 160 52 110 46 Fuente: Datos experimentales obtenidos para este muestreo. (a) = Unidades formadoras de colonia por metro cúbico. (b) = Porcentaje de humedad relativa exterior, (c) = Porcentaje de humedad relativa interior.

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Los datos en la tabla 18, correspondientes a los muestreos realizados en el CIAT, indican que en el mes mayo el porcentaje de humedad relativa fue más alto, tanto en el interior como en el exterior de este local, también este mes reportó la máxima carga fúngica contaminante para ambos ambientes.

Se puede observar que en el CIAT la carga fúngica en el aire exterior no registró

variantes mayores en los primeros tres meses muestreados (febrero–abril), en los siguientes tres meses (mayo – julio) se registró mayor humedad relativa, así también la carga fúngica aumentó. La mayor carga por hongos microscópicos registrada corresponde al mes de mayo con 850 UFC/m3. En el interior, la mayor contaminación fue de 1810 UFC/m3 de hongos, también en el mes de mayo (gráfica 17).

Tabla 19. Géneros fúngicos predominantes durante la época seca y lluviosa expresados en UFC/m3, durante los siete muestreos mensuales periódicos. Género Estación seca Estación húmeda Cladosporium 45677 40443 Penicillium 8101 21486 Aspergillus 2084 4376 Moniliales 1115 2010 Levaduras(no identificadas) 345 184 Trichosporum (Levadura) 315 174 Rodotorula (Levadura) 278 59 Fuente: Datos generados por el proyecto.

60 FODECYT 040-07

Como se muestra en la tabla 19, los géneros fúngicos que tuvieron mayor incidencia a lo largo de las dos épocas del año según su predominancia en el aire esta Cladosporium quien tuvo mayor incidencia en la época seca a pesar de ser el género predominante en amabas épocas, seguido por Penicillium quien tuvo mayor predominancia en época lluviosa al igual que Aspergillus, luego están las levaduras no identificadas que tuvieron mayor incidencia en época seca así como Trichosporum y Rodotorula que son los dos géneros de levaduras identificados que tuvieron a su vez predominancia en época seca.

Tabla 20. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia en los muestreos mensuales periódicos llevados a cabo en la época seca y lluviosa del año expresado en UFC/m3

Género Estación seca Estación lluviosa Alternaria 0 79 Bipolarius 0 63 Chalara 0 10 Epidermophyton 5 2 Fusarium 26 50 Paecilomyces 25 6 Pestalotiopsis 0 30 Phialophora 5 0 Rhizomucor 8 3 Rhizopus 10 33 Scopulariopsis 2 43 Syncephalastrum 61 118 Trichophyton 2 1 Trichotecium 0 46 Verticilium 15 6 No identificados (no Esporularon) 1554 1639 Fuente: Datos generados por el proyecto. En la tabla 20 se muestran los géneros fúngicos de menor frecuencia de aparición expresados en UFC/m3, a lo largo de la época seca y época lluviosa. Se puede observar que no todos los géneros fúngicos aislados estuvieron presentes en ambas épocas del año, ya que según los cambios físicos como temperatura, humedad relativa, luz y actividad del agua en cada mes, así va ser la frecuencia de aparición de cada género.

61 FODECYT 040-07

III.1.3 Cuestionarios: A continuación se presentan los resultados de los cuestionarios realizados a los encargados de los diferentes locales, llamado Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (tablas 21,22 y 23 anexo no.2), así como los cuestionarios realizados a los encargados de realizar la limpieza de cada local muestreado, llamado Cuestionario de calidad aerobiológica de limpieza y desinfección del área ocupacional (tablas 24 y 25, anexo no.3), dichos cuestionarios buscan reflejar los hábitos, la manera en que se realiza la limpieza, el transito del personal existente así como la estructura física en cada local. Tabla 21. Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (preguntas 1-10, anexo no.2)

Local p1 p2 p3 p4 p5 p6 p7 p8 p9 p10

Rectoría 2 a 275 Madera nc madera madera no hay equipo si No

IIQB 1 a 6 no hay fórmica fórmica fórmica no hay equipo si Si

LIPRONAT 4 a 100 Metal no hay metal fórmica Si si No

Decanatura a 12 Madera fórmica no hay fórmica no hay equipo si Si

Biblioteca

Central 2 l 144 Metal no hay no hay no hay no hay equipo no No

CIAT 9 m 508 metal/madera madera metal/madera madera Si si Si

LAMIR 6 m 35 Metal fórmica Metal fórmica Si si No

Laboratorio

de alimentos 1 l 88 no hay fórmica Madera madera/fórmica Si no Si

Fuente: Datos generados por el proyecto.

Donde: p= pregunta, a = abundante, m= moderado, l= ligero, nc= no contesto

Tabla 22. Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (preguntas 11-22, anexo no.2)

Local p11 p12 p13 p14 p15 p16 p17 p18 p19 p20 p21 p22

Rectoría no meseta no archivos diario si si nc nc si no no no ventana lisa

IIQB no meseta Metal semanal si no si si no no no no no hay

LIPRONAT fórmica/ ladrillo Metal semanal si si no no no no no no ventana lisa

Decanatura no meseta Metal diario si si si no si no no no ventana paleta

Biblioteca

Central no meseta no archivos semanal si no no no no no no no ventana paleta

CIAT ladrillo Metal diario si no si si no no no si ventanas lisa

LAMIR fórmica/ madera Metal diario si si si si si no no no paleta/ lisas

Laboratorio

de alimentos no meseta Metal diario si no no no no no no no Lisa

Fuente: Datos generados por el proyecto.

Donde: p= pregunta, nc = no contesto

62 FODECYT 040-07

Tabla 23. Cuestionario de calidad aerobiológica del ambiente ocupacional (preguntas 23-27, anexo no.2)

Local p23 p24 p25 p26 p27

Rectoría no madera/metal cemento loza Block

IIQB si Madera granito loza Block

LIPRONAT si Metal granito loza Block

Decanatura no Madera granito loza Block

Biblioteca

Central no Vidrio granito loza Vidrio

CIAT si Madera cemento lamina Ladrillo

LAMIR no Madera granito loza Ladrillo

Laboratorio

de alimentos si Metal granito loza Ladrillo

Fuente: Datos generados por el proyecto.

Donde: p= pregunta

Tabla 24. Cuestionario de calidad aerobiológica de limpieza y desinfección del área ocupacional (preguntas

1-15, anexo no.3)

Local p1 p2 p3 p4 p5 p6 p7 p8 p9 p10 p11 p12 p13 p14 p15

Rectoría N

o no no nc

N

o no Nc nc nc nc no no no si escoba/mopa

IIQB Si no no nc N

o si guantes nc nc si no no no si escoba/mopa

LIPRONAT N

o no no nc no no Nc nc nc nc no no no si escoba/mopa

Decanatura N

o no si no no no Nc nc nc nc no no no si escoba/mopa

Biblioteca

Central no no no nc si si guantes mascarilla nc si no no no si Mopa

CIAT si si no no no no Nc nc nc nc si no si si Mopa

LAMIR s no no nc no si guantes nc nc si si si si si Escoba

Laboratorio

de alimentos no no no nc no no nc nc nc nc no no no si Escoba

Fuente: Datos generados por el proyecto.

Donde: p= pregunta

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Tabla 25. Cuestionario de calidad aerobiológica de limpieza y desinfección del área ocupacional (preguntas

16-23, anexo no.3)

Local p16 p17 p18 p19 p20 p21 p22 p23

Rectoría si desinfectante/

sanolín/cera si desinfectante si

plumero/

aspirador/trapo si

desinfectantes/

sanolín

IIQB si desinfectante/

sanolín/cera si desinfectante si trapo si

desinfectantes/

sanolín

LIPRONAT si desinfectante si desinfectante si trapo si Desinfectantes

Decanatura si desinfectante/

sanolín/cera si desinfectante si trapo si Cloro

Biblioteca

Central si

desinfectante/

sanolín/cloro/

agua/cera

si agua si plumero si desinfectante/

cloro

CIAT si desinfectante/

sanolín si

alcohol/

desinfectante si trapo si Desinfectante

LAMIR si desinfectante/

sanolín/cera si desinfectante si trapo si Desinfectante

Laboratorio

de alimentos si Cera si

desinfectante/

cloro/agua si trapo si Cloro

Fuente: Datos generados por el proyecto.

Donde: p= pregunta

 

64 FODECYT 040-07

III.1.4 Análisis estadístico:

Tabla 26. Análisis de varianza de entrada múltiple de UFC/m3

Total 106978043 111 963766.151 Residual 64846663.4 97 668522.303 mes 27975841.8 6 4662640.31 6.97 0.0000 ambiente 244315.723 1 244315.723 0.37 0.5469 local 13911221.8 7 1987317.41 2.97 0.0072 Model 42131379.4 14 3009384.24 4.50 0.0000 Source Partial SS df MS F Prob > F

Root MSE = 817.632 Adj R-squared = 0.3063 Number of obs = 112 R-squared = 0.3938

anova ufcm3 local ambiente mes

 

Al llevar a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza de entrada múltiple, en donde las covariables fueron: local, ambiente que se refiere a si se muestreó en el interior de la instalación o en el exterior y por último al mes del año en que se muestreo. Los meses comprendieron de febrero a agosto de 2008. Como se puede observar en la tabla 26 hubo diferencia significativa entre los diferentes locales muestreados y entre los meses en los que se llevo a cabo el estudio ya que se obtuvo valores menores de 0.05 en ambos casos, no siendo así entre los ambientes donde se obtuvo un valor mayor de 0.05 con lo cual se muestra que no hubo diferencia significativa.

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Gráfica 18. Comparación de la carga fúngica expresada en UFC/m3 entre los ocho locales muestreados.

02,

000

4,00

06,

000

8,UFC

/m3

000

1 2 3 4 5 6 7 8

Código  Local 1  LAMIR 2  LIPRONAT 3  Decanatura 4  BC 5  CIAT 6  Rec 7  IIQB 8  LA 

Como se observa en la gráfica 18 existe diferencia significativa entre cada local ya que P posee un valor de 0.0072 entre la carga fúngica presente en un área con respecto a la carga fúngica presente en otra área. En el primer local que corresponde al Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-, los valores se encuentran por encima de la media y se tiene un valor que queda fuera de la gráfica con respecto a la media. En esta área por su valor de media nos damos cuenta que la carga fúngica no es tan elevada en comparación con las demás áreas. En caja No. 2 que corresponde al Laboratorio de investigación de Productos Naturales-LIPRONAT-, se observa que la mayoría de los valores se encuentran por encima de la media y por la altura de la caja de Tukey es uno de los locales más contaminados en esta investigación. En la caja No. 3 que corresponde a Decanatura se observa el mismo comportamiento que presentó LAMIR con la diferencia que acá no se tiene valor fuera de rango con respecto a la media y hay un incremento en la carga fúngica presente en esta área con respecto a la caja No.1 y disminuyó con respecto a la caja No 2 como se muestra en la gráfica 18. En la cajita No. 4 que corresponde a Biblioteca Central se observa que los valores son bastante homogéneos con respecto a la media a pesar de tener un valor que se encuentra fuera de la gráfica por

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salirse del rango en comparación con la media, observándose que en esta área hay menor contaminación fúngica que en el ambiente anterior por la posición en que está ubicada la media con respecto a Decanatura. En la caja No. 5 que corresponde al Centro de Información y Atención Toxicológica-CIAT-, los valores se encuentran distribuidos de manera homogénea con respecto a la media como se observa en la caja de Tukey. En esta área la contaminación microbiológica por hongos microscópicos es menor con respecto a las otras áreas teniendo similitud con Biblioteca Central y LAMIR por el valor de sus medias. En la caja No. 6 que corresponde a Rectoría se tienen más valores por arriba de la media y posee un sólo valor fuera de la gráfica con respecto a la media. Como se observa en la gráfica 18 hay una mayor carga fúngica en este ambiente que en el ambiente anterior. En la caja No. 7 que corresponde al Instituto de investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB- se observa que los valores se encuentran en su mayoría por debajo de la media y se tienen dos valores muy elevados con respecto a la media por lo que se encuentran fuera del gráfico, habiendo un incremento en la contaminación por hongos microscópicos en esta área. En la caja No. 8 que corresponde al Laboratorio de Alimentos los valores se encuentran en su mayoría por encima de la media, teniendo dos valores muy elevados que están fuera del rango de la gráfica por lo que quedan fuera de la caja de Tukey. La altura de esta caja nos indica que esta área tiene mucha contaminación por hongos microscópicos en comparación con las demás, siendo está el área más contaminada de las ocho áreas estudiadas.

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Gráfica 19. Comparación del ambiente interior y el ambiente exterior de los ocho locales muestreados a lo largo de la investigación.

02,

000

4,00

06,

000

8,00

0U

FC/m

3

1 2 3 4 5 6 7 81 2 1 2 1 2 1 2 1 2 1 2 1 2 1 2

Código  Ambiente 

1  Interior 2  Exterior 

Como se observa en la gráfica 19 no hay diferencia significativa entre el ambiente exterior y el ambiente interior de cada local ya que P tiene un valor de 0.5469. Únicamente se tiene una variación en la carga fúngica de ambos ambientes en cada uno de los ocho locales estudiados como se muestra en la gráfica 19.

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Gráfica 20. Variación de la carga fúngica presente en las ocho áreas muestreadas con respecto a los meses en los que se llevó a cabo los muestreos

02,

000

4,00

06,

000

8,00

0U

FC/m

3

1 2 3 4 5 6 7

Código  Mes 

1  Febrero 2  Marzo 3  Abril 4  Mayo 5  Junio 6  Julio 7  Agosto 

Como se observa en la gráfica 20 los meses donde hubo mayor carga fúngica fueron febrero que corresponde a la caja No.1 (época seca fría), mayo que corresponde a la caja No. 4 y junio que corresponde a la caja No. 5 (ambos meses época lluviosa). Otro aspecto para considerar es que cuando se muestrea en el tiempo se debe considerar, estacionalidad (entre época seca y lluviosa), temporalidad (si existió un suceso que pudiera afectar por situaciones temporales), debe además tomarse en cuenta desplazamientos (algún factor externo o interno que influye en todos los sitios o ambientes, por ejemplo que dejaran de limpiar, que hubiera un incremento en el personal, etc.). Lo que se manifestó fue la estacionalidad y temporalidad, como puede observarse el mes de mayo y junio hubo un incremento en la carga fúngica presente en el aire, lo cual se debe al cambio de estación, ya que estos meses pertenecen a la época lluviosa, donde se observa la influencia por estacionalidad. En los meses de julio y agosto tienen conteos

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bajos, lo cual se debe, en el mes de julio a la disminución de las lluvias por la presencia de canículas en períodos cortos y en el mes de agosto a la ausencia de lluvia por la presencia de canícula que duró aproximadamente el mes completo donde se puede observar la afección por temporalidad.

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III.2 Discusión de Resultados

III.2.1 Determinación de la hora de máxima contaminación

Con el objetivo de seleccionar la hora más adecuada de muestreo donde se logre una mayor representación de los géneros fúngicos en el aire, se realizó un muestreo intradiurno, que consiste en llevar a cabo el estudio a diferentes horas de la mañana y parte de la tarde sin llegar a horas de la noche en el interior y el exterior de ocho locales diferentes, en época seca (Gráfica 1).

En esta se observó que la concentración total de hongos viables en el aire varía durante las horas muestreadas en los diferentes locales, observándose que el 44% de los puntos muestreados (LAMIR, Azotea, Rectoría interior, Azotea, Rectoría exterior, CIAT interior y CIAT exterior), presentaron mayor concentración de colonias emergentes en horas de la mañana, y el 56% restante, presentó la mayor concentración fúngica en horas de la tarde, por lo cual las principales horas fijadas para los muestreos periódicos en cada una de las diferentes áreas muestreadas fue: LAMIR-10:00am; Azotea-10:00am; Decanatura-1:00pm; Azotea-10:00am; Rectoría interior-10:00am; Rectoría exterior-10:00am; Biblioteca Central interior-3:00pm; Biblioteca Central exterior-3:00; Lab. Alimentos interior-1:00pm; Lab. Alimentos exterior-1:00pm; IIQB interior-2:00pm; IIQB exterior-3:00pm; LIPRONAT interior-3:00pm; LIPRONAT exterior-3:00pm; CIAT interior-8:00am y CIAT exterior-9:00am.

Al comparar los diferentes locales (Gráfica 1) se observa que los locales que presentaron los valores máximos de carga fúngica en el aire en horas de la tarde, estuvieron por encima de la mayoría de los locales que registraron su mayor carga fúngica en horas de la mañana, lo cual corrobora la influencia de los factores ambientales (humedad relativa, velocidad del viento y precipitaciones) para la obtención de determinados niveles tanto en el exterior como el interior, como ha sido señalado por Rojas et al., en el año 2006.

En pequeñas zonas climáticas (como son las áreas de estudio ubicadas en el exterior) la variación de las esporas del aire depende de la cantidad y tipo de vegetación, el microambiente local y la actividad humana (Lacey, 1981). Además, de estos factores las esporas fúngicas ambientales están presentes de una manera amplia y en mayor concentración que los granos de polen. Las esporas fúngicas son componentes normales de ambientes externos. Aunque el aire de muchos ambientes internos también contiene esporas, en donde se introduce generalmente la contaminación proveniente de los ambientes exteriores, ya que actualmente, se conoce que el aire presente en los ambientes exteriores puede ser la fuente de esporas fúngicas contaminantes de los ambientes internos (Bueno et. al., 2003).

Por tal motivo, lo que se puede generalizar en la tendencia de los comportamientos de cada local en cuanto a los niveles de hongos, es que depende tanto de los factores abióticos como son la luz, el calor, la temperatura, atmósfera y agua, así como de los factores bióticos entre los que se encuentran animales, vegetales y microorganismos entre otros, provocando una variación en el patrón de comportamiento, por lo cual se llevó a

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cabo muestreos periódicos durante siete meses en los cuales se incluyeron meses de época seca y época lluviosa a la hora de mayor contaminación seleccionada para cada uno de los locales muestreados.

III.2.2 Niveles de contaminación periódica en las diferentes áreas muestreadas

En muchos países es usual llevar un registro de la presencia de aeroalergenos en la atmósfera en forma continua, con el objeto de conocer la distribución de los más importantes en una localización determinada, e informar al personal de salud y al público sobre la presencia de estas partículas con el fin de tomar medidas preventivas.

Al analizar los datos que para carga fúngica se obtuvieron dentro de los locales ocupacionales y el ambiente exterior se consideran entre las principales fuentes de contaminación atmosférica a:

1. Fuentes naturales: polvo que contiene materias biológicas, esporas, polen y bacterias. 2. Fuentes agrícolas: insecticidas y herbicidas empleados en la agricultura. 3. Fuentes tecnológicas:

• Procesos industriales de todo tipo. • Consumo industrial y doméstico de combustibles fósiles. • Vehículos de motor (Yassi A, et.al., 2002).

En las últimas décadas se reportan evidencias sobre la asociación entre los contaminantes atmosféricos y el incremento de las consultas de urgencias por enfermedades respiratorias, por lo que se hace necesario conocer los niveles de contaminación fúngica del aire presente en locales ocupacionales y ambiente exterior, ya que este último presenta una influencia elevada sobre la contaminación del ambiente interior (Romieu, et,al., 1996; Schwartz, 1999 y Martínez, et, al., 2004).

Adicionalmente se llevaron a cabo siete muestreos periódicos en el período de febrero a agosto del 2008 en ocho locales ocupacionales con sus áreas exteriores, y se determinó la carga fúngica presente en cada ambiente, la humedad relativa y la temperatura presente a la hora seleccionada para llevar a cabo el muestreo en cada una de las áreas muestreadas.

III.2.2.1 Laboratorio Microbiológico de referencia –LAMIR-:

En la gráfica 10 se pueden observar los datos de hongos colectados en UFC/m3 de aire del total de muestreos en el local ocupacional y área exterior de LAMIR ubicado en el Edificio T-12 de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Los niveles se comportan entre 220-3100 UFC/m3 de aire, correspondiendo el valor más bajo al mes de julio con un porcentaje de humedad relativa del 22% y el más alto al mes de febrero con un porcentaje de humedad relativa del 62%, perteneciendo ambos valores al ambiente

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exterior. Lo que coincide con la tendencia reportada en la literatura; ya que a mayor porcentaje de humedad relativa se obtuvo una mayor carga fúngica en el aire.

Además en la literatura se señalan diferentes niveles permisibles de esporas fúngicas que pueden constituir problemas de higiene y salud en un local, en dependencia del género de hongo que se trate, de las condiciones climatológicas y del trabajo que se realice (Holmberg, 1987; Reynolds et al., 1990; Reponen et al., 1992; Klavona, 2000; Eagle Industrial Higiene Associates (EIHA), 2004). Si seguimos los criterios planteados por Reynolds et al., 1990 y Reponen et al., 1992, los cuales en países de clima frío, coinciden en que niveles mayores de 500 UFC/m3 de aire son indicativos de condiciones anormales en el aire de interiores, de los ocho locales estudiados, los ocho exceden los límites establecidos por estos autores. Sin embargo, Rojas et al., 2002; Aira et al., 2002 plantearon que en países con clima tropical valores en el orden de 102 UFC/m3 son comunes en el aire de ambientes interiores. En Guatemala que es un país de clima templado la carga fúngica presente en ambientes interiores coinciden con los valores establecidos para climas tropicales, ya que en ambiente interior se tienen valores a partir de 440 UFC/m3, el cual es menor al límite establecido para países fríos y en el exterior se tiene una carga fúngica presente en el aire a partir de 220 UFC/m3.

Klanova en el 2000, estableció que la concentración de hongos en ambientes internos por encima de 2000 UFC/m3 de aire puede ser considerada como un factor de riesgo serio para la salud de los ocupantes. Por otra parte EIHA en el 2004, plantearon que concentraciones por encima de 1000 UFC/m3 de aire pueden implicar afectaciones a la salud, lo que se registró en el LAMIR en los meses de febrero, abril y mayo, en los que coincidió con los factores atmosféricos favorables para el desarrollo de los hongos microscópicos que contaminan el aire.

Para ampliar la información anterior si se aplican los criterios anteriores en detalle de límites de carga fúngica en UFC/m3 a los resultados se puede decir que se reportaron para este local tres meses (febrero-2,460 UFC/m3; abril-1,640 UFC/m3 y mayo-1,510 UFC/m3), en los cuales los niveles detectados pueden implicar afectaciones a la salud del personal, de este laboratorio.

Como se puede observar en la gráfica 10, en febrero fue cuando se encontró la mayor carga fúngica en el interior y en el exterior de LAMIR con un valor de 2,460 UFC/m3 y 3,100 UFC/m3 respectivamente. Esto puede deberse a que en este mes a pesar de ser seco y frío hubieron algunas lluvias aisladas, los cuales provocaron una precipitación de los aerosoles, su fácil deposición en superficies, un incremento en los valores de humedad relativa siendo un 60% en el ambiente interior y 62% en el ambiente exterior.

Según Lacey (1981), en la mayoría de los hongos anamórficos, los niveles de concentración de esporas en el aire se relacionan con las condiciones necesarias para su liberación (turbulencias, velocidad del viento, difusión del calor por circulación e inversiones de temperaturas). En los resultados se corrobora que al haber un cambio de estación donde hay variación en los factores físicos ambientales hay una variación en la carga fúngica presente en el aire como se puede observar en la gráfica 10, en la época seca de marzo hubo un descenso por el cambio de lluvias aisladas a la ausencia de lluvia

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y en abril como se mantuvo estable el clima hubo un incremento en la carga fúngica. Sin embargo, en el mes de mayo se iniciaron las lluvias tardías y comenzó el descenso de la carga fúngica presente en el aire y en el mes de junio y julio que también forman parte de la época lluviosa continuo este comportamiento en la carga fúngica en el aire interior, lo cual puede deberse a la disminución en la humedad relativa, una mejor ventilación (recirculación del aire) y una mejor limpieza del local por las lluvias.

En el ambiente exterior como se observa en la gráfica 10 en el mes de junio hubo un incremento en la humedad relativa a pesar de formar parte de la época lluviosa al igual que el mes de mayo y julio que tuvieron el mismo comportamiento. La disminución de la carga fúngica pudo deberse al cambio de temperatura como se puede observar en la tabla 10, el viento y las lluvias, entre otros factores físicos que provocan variación en la misma. El clima fue variable en todos los meses de lluvia o época seca, ya que en algunos se evidenció mayor o menor intensidad de lluvia, viento, temperatura y fenómenos climáticos que puedan darse durante estas épocas, como es el caso del mes de agosto, cuando hubo un fenómeno meteorológico que provocó un incremento en la carga fúngica de 440 UFC/m3 que se obtuvo en el mes de julio a 820 UFC/m3 que se obtuvo en el mes de agosto, a pesar de formar parte de la época lluviosa. Esto se debe a la presencia de la canícula en este mes que fue con pocas lluvias y húmedo, lo cual ayuda al incremento en la humedad relativa del ambiente y su fácil diseminación, se tuvo un comportamiento similar al de febrero únicamente con relación a los cambios de clima, ya que la carga fúngica no se incrementó a los mismos niveles.

Los estudios realizados en años recientes han demostrado que la presencia de contaminantes en muchos ambientes interiores es superior a la prevista y además, se han identificado contaminantes diferentes a los presentes en el aire exterior. Lo cual, contradice la suposición de que los interiores carecen hasta cierto punto de contaminantes y que, en el peor de los casos, su composición podría ser equivalente a la del aire libre (Johanning, et,al., 1993), lo cual se corrobora con los resultados obtenidos, ya que en los meses de marzo hasta agosto se determinó una mayor carga fúngica en el ambiente interior que el ambiente exterior. Una de las causas del comportamiento anterior puede ser la liberación constante de contaminantes del personal de trabajo o tránsito de personas, el material de trabajo contaminado, los equipos de trabajo, la metodología de limpieza, así como la periodicidad de la misma y la influencia que ejerce el ambiente exterior sobre el ambiente interior, puesto que entre ellos existe diferencia significativa, lo cual indica que existe una contaminación cruzada entre ambos ambientes.

Un factor importante en la contaminación fúngica presente en el interior de LAMIR es el tipo de ventilación que son dos ventanas con paletas de vidrio con orientación hacia un área verde y se abren pocas veces por semana por el tipo de trabajo microbiológico que se realiza. Motivo por el cual la recirculación de aire no es continua, provocando que el aire que entra del exterior, no salga, por completo y se quede dentro del laboratorio creando un incremento en la contaminación del ambiente interior. Esto corresponde con el estudio realizado por Säteri en el año 2000, en el que determinó la influencia que ejercen las áreas verdes, el suelo y las cuencas naturales sobre la contaminación microbiológica del aire, donde encontró que en ambientes interiores cercanos a áreas verdes y cuencas de agua presentaban un mayor índice de contaminación ambiental.

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III.2.2.2 Decanatura

Como se puede observar en la gráfica 11 la carga fúngica en UFC/m3 de aire del total de hongos colectados a lo largo de los siete muestreos periódicos en esta área ubicada en el edificio T-12 en la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Los niveles se comportan entre 220-1830 UFC/m3 de aire, correspondiendo el valor más bajo a julio y el más alto a febrero, ambos en el ambiente exterior, lo que coincide con las tendencias reportadas en la literatura; ya que a mayor porcentaje de humedad relativa se obtuvo una mayor carga fúngica.

Considerando los criterios de límites de hongos microscópicos para climas fríos y tropicales, en el local correspondiente a Decanatura se tienen valores a partir de 220 UFC/m3 en el exterior y 410 UFC/m3 en el ambiente interior, valores que están por debajo de los límites permisibles para países fríos y los establecidos para climas tropicales.

Si se aplican los criterios de límites de hongos presentes en el aire ya descritos con anterioridad a los resultados se deduce que cuatro meses (febrero-1,660 UFC/m3; abril-1,520 UFC/m3; mayo-1,410 UFC/m3 y junio-1,030 UFC/m3), poseen una carga fúngica capaz de implicar afectaciones a la salud del personal estable de dicho local (Klanova, 2000; EIHA, 2004).

Con los resultados se corrobora que al haber un cambio de estación donde hay variación en los factores físicos ambientales hay una variación en la carga fúngica presente en el aire como se puede observar en la gráfica 11, en la época seca y fría de febrero cuando se registró la carga fúngica más alta alcanzada en este local en ambos ambientes. Esto se debe a que en este mes hubo una variación climática que provocó que hubiera presencia de lluvias aisladas que incrementaron los niveles de humedad relativa en ambiente interior y exterior del local.

En marzo cuando comenzó la época seca hubo un descenso por el cambio de clima lluvioso a clima cálido con un leve descenso en la temperatura como se observa en las tablas 9 y 10, registrándose un descenso en la humedad relativa ambiental provocando este a su vez un descenso en la carga fúngica ambiental. Sin embargo en el mes de abril como se mantuvo estable el clima a pesar de ser época seca hubo un incremento en la carga fúngica.

En mayo se inició tarde la época de lluvias y comenzó la disminución en la carga fúngica presente en el aire interior y exterior, el cual continuó en los meses de junio y julio que también forman parte de la época lluviosa. En agosto a pesar que forma parte aún de la época lluviosa, se dio la presencia de un fenómeno meteorológico denominado canícula. En este mes se tuvieron lluvias aisladas escasas que provocaron un incremento en la temperatura como se observa en las tablas 9 y 10, un aumento en la humedad relativa y en la carga fúngica presente en el aire muestreado de ambas áreas.

Los resultados obtenidos en los meses de marzo hasta agosto, en los cuales, los niveles de contaminación fúngica en el aire interior fue mayor o igual a la carga fúngica

75 FODECYT 040-07

obtenida el aire exterior, lo cual pudo deberse a la liberación constante de contaminantes microbiológicos del personal de trabajo o tránsito, el material de trabajo, los equipos de trabajo, la metodología de limpieza, así como la periodicidad de la misma y la influencia que ejerce el ambiente exterior sobre el ambiente interior, puesto que entre ellos existe diferencia significativa, lo cual indica que existe una contaminación cruzada entre ambos ambientes. Este comportamiento registrado coincide con lo descrito por Johanning, el. al., 1993 con relación a la mayor contaminación interior que en el exterior.

La influencia que ejerce el ambiente exterior sobre este local es de suma importancia ya que en este local la ventilación es por medio de ventanas de paleta de vidrio que se mantienen abiertas durante toda la jornada laboral que va de 7:00 a 19:00 hrs, y están ubicadas hacia un parqueo donde hay constantemente emisión de gases que son transportadores de microorganismos. A esto se le puede agregar que el local posee una pared de madera en la cual se dificulta la limpieza y hay acumulo de polvo constante. Estos factores estructurales son una de las principales causas de la contaminación cruzada de ambos ambientes.

III.2.2.3 Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas –IIQB-

Como se puede observar en la gráfica 12 la contaminación por hongos en UFC/m3 de aire a lo largo de los siete muestreos periódicos en esta área ubicada en el edificio T-13 de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia. Los niveles de contaminación fúngica del aire se comportan entre 330-4050 UFC/m3 de aire, correspondiendo el valor más bajo al mes de julio en el ambiente exterior e interior y el nivel más alto al mes de junio en el ambiente interior.

La gráfica 12 presenta que en los meses de febrero hasta abril que pertenecen a la época seca la contaminación se mantuvo sin variaciones mayores. Sin embargo, en el mes de febrero se registraron lluvias leves aisladas que en otros locales provocaron un incremento en la contaminación fúngica, pero no en este local, donde en estos tres meses no hubo diferencia mayor entre el ambiente interior y el ambiente exterior. Esto nos indica que no hubo una contaminación cruzada durante estos meses, sino la contaminación se debió al trabajo que se lleva dentro de esta oficina, el personal abundante que transita en esta unidad, la poca frecuencia de limpieza del local y del equipo de oficina. Además de la falta de un procedimiento adecuado de limpieza y frecuencia periódica de la misma.

En mayo y junio se inicio la época lluviosa y con ella un incremento en la contaminación fúngica del aire interior y exterior. Esta área de muestreo registró una diferencia significativa entre ambos ambientes, sin embargo en el aire interior la contaminación es mayor que en el aire exterior debido a factores humanos, ya que el tránsito de personas es abundante y en época lluviosa se arrastra una gran cantidad de contaminantes a través de los zapatos principalmente. Además, de este factor están los factores climáticos entre los que figuran las ráfagas de aire que provocan que entre aire del exterior al aire interior y que el mismo no recircule, debido a que este local no posee ventanas y su única fuente de ventilación es la puerta donde se atiende al personal que llega a esta oficina, siendo mayor la contaminación del ambiente interior a la del

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ambiente exterior. Esto coincide con los resultados obtenidos por Johanning, et, al., en el año 1993 donde encontró que la presencia de contaminantes en muchos ambientes de interior es superior a la prevista y además, se han identificado contaminantes diferentes a los presentes en el aire exterior. En esto difiere del criterio establecido por Johanning, et. al., en 1993.

En julio hubo un descenso significativo en la contaminación fúngica del aire, lo cual se debió a la disminución de las lluvias, provocando variación en la temperatura como se observa en las tablas 9 y 10 y disminución en la humedad relativa como se puede observar en la gráfica 12. A diferencia del mes de agosto que estuvo influenciado por un fenómeno meteorológico (canícula) que disminuyó la frecuencia de lluvia, variación en la temperatura y un incremento en la humedad relativa que favorece la diseminación de las esporas fúngicas, lo cual trae consigo un incremento en la carga fúngica presente en el aire interior y exterior (Rojas & Martínez, 2000), expresado con un valor de 480 UFC/m3 y 580 UFC/m3 respectivamente.

III.2.2.4 Laboratorio de investigación de productos naturales –LIPRONAT-

La contaminación por hongos en UFC/m3 de aire a lo largo de los siete muestreos periódicos en esta área ubicada en el edificio T-10 de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia se observan en el gráfico 13. Los niveles de contaminación fúngica del aire oscilan entre 330-4050 UFC/m3 de aire, correspondiendo el valor más bajo a julio y el nivel más alto a junio, ambos valores pertenecientes al ambiente interior.

Como se observa en la gráfica 14 la mayor carga fúngica en este local se presentó en el mes de mayo en ambos ambientes (interior y exterior), donde también se reportan los valores elevados en el porcentaje de humedad con valores de 63% en el exterior y 65% en el interior durante este mes. Se puede decir que la humedad influyó en el nivel de carga fúngica en este local con un valor de 3580 UFC/m3 en el área exterior siendo el valor más altos de este local reportado a lo largo de todos los meses muestreados.

En la literatura se señalan diferentes niveles permisibles de esporas fúngicas que pueden constituir un problema de higiene y salud en un local, en dependencia del género fúngico presente en el aire, cambios climatológicos, niveles de carga fúngica y del trabajo que se lleve a cabo dentro del local (Reponen et. al., 1992).

Si se sigue los criterios establecidos para países de clima frío y clima tropical antes mencionados, a los resultados obtenidos en este local tenemos un comportamiento similar al de los países con clima tropical debido a que se tiene presencia de valores menores de 105 UFC/m3 y mayores de 102 UFC/m3 (Reynolds et al., 1990; Reponen et al., 1992 y Rojas et al., 2000) y si aplicamos los criterios de límites de hongos microscópicos establecido por Klanova en el año 2000, que la concentración de hongos ambientales internos por encima de 2000 UFC/m3 de aire puede ser considerada como un factor de riesgo para la salud de los ocupantes y por EIHA en el 2004 que plantearon un límite menor de 1000 UFC/m3 como carga fúngica máxima en locales ocupacionales, se deduce que en cinco meses(febrero-1400 UFC/m3; marzo-1200 UFC/m3; abril-1280 UFC/m3; mayo-3370 UFC/m3 y junio-4050 UFC/m3) del total de meses muestreados, el personal

77 FODECYT 040-07

que labora en este local se encuentra bajo riesgo para la salud por la carga fúngica determinada en el aire interior del local.

En la época seca de muestreo que va de febrero a marzo, hubo un comportamiento con pocas variaciones en la carga fúngica presente en el aire. En febrero, como se observa en la gráfica 13 se tienen los valores más altos de carga fúngica presente en el aire (1580 UFC/m3 en el exterior y 1400 UFC/m3 en el interior) de esta época, lo cual, se debe al alto porcentaje de humedad relativa con valores de 58% en el exterior y 51% en el interior del local a causa de las lluvias dispersas que hubo a lo largo de este mes.

En marzo hubo un descenso pequeño de la carga fúngica en el ambiente interior y exterior por el cambio de clima que hubo de lluvias dispersas a ausencia de lluvia, lo que provocó un descenso en el porcentaje de humedad relativa. Sin embargo, en el ambiente interior hubo mayor carga fúngica que en el ambiente exterior, lo cual se debe al trabajo que se realiza en este laboratorio, la materia vegetal que se almacena en este local, el personal de tránsito abundante, la frecuencia de limpieza y la falta de un manual de limpieza.

En abril hubo un incremento moderado en la carga fúngica presente en este local con un valor de 1280 UFC/m3 en el aire interior y 1230 UFC/m3 en el aire exterior debido a la estabilización del clima (tablas 9 y 10), no hubo una variación en la temperatura presente en el mes de marzo al mes de abril con un valor de 26°C y el incremento de la humedad relativa tanto en el ambiente interior (38%) como en el ambiente exterior (42%) fue leve.

En el muestreo de mayo con la época lluviosa hubo un incremento en la carga fúngica presente en este local debido al incremento en la humedad relativa del ambiente interior (65%) y el ambiente exterior (63%) como se puede observar en la grafica 13 como consecuencia del inicio de las lluvias y la disminución en la temperatura como se muestra en las tablas 9 y 10.

En junio se obtuvieron valores de carga fúngica en el aire interior y aire exterior con un valor de 4050 y 1750 UFC/m3 respectivamente, siendo estos los valores más elevados de carga fúngica presente en este local a lo largo de los muestreos periódicos. Este incremento en los hongos microscópicos presentes en el aire se debe al incremento en la humedad relativa del aire, el tránsito abundante de personal, la cantidad de microorganismos que se arrastran en los zapatos y en la materia vegetal que ingreso durante este mes al laboratorio. En este mes se hizo una colecta en el campo de materia vegetal que ingreso al laboratorio sin sufrir ningún tratamiento previo, a ser almacenada en bolsas negras. Este tipo de materia vegetal es transportadora de altas cantidades de esporas fúngicas que son identificadas en algunos casos como fitopatógenas, las cuales al encontrarse en cantidades significativas, causan daños en las plantaciones o sembradíos ocasionando pérdidas considerables (Lacey y Venetti, 1995) e incrementos en la carga fúngica del aire como se puede observar en la gráfica 13.

En julio hubo un descenso significativo en la carga fúngica del aire interior y exterior al extremo de ser los valores más bajos a lo largo de los muestreos periódicos en este local siendo de 330 UFC/m3 y 820 UFC/m3 respectivamente. Esto se debe a la

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disminución en el porcentaje de humedad relativa como se muestra en la gráfica 13, provocando un descenso en la carga fúngica presente en el aire interior y exterior de este local, la disminución en el tránsito de personal de abundante a moderado en este mes y la limpieza que se llevó a cabo dos días antes de la realización del muestreo dentro del local. 

En agosto hubo un incremento en la carga fúngica determinada en el ambiente interior y exterior a causa del incremento que hubo en la humedad relativa como consecuencia de un fenómeno meteorológico denominado canícula que provoca un incremento en la temperatura y la disminución de las lluvias. Provocando las condiciones propicias para el desarrollo y diseminación de las esporas fúngicas en el aire influenciado por factores físicos tales como temperatura, humedad y luz, pero lo primero que determina si un hongo crece es la cantidad de agua disponible que existe para ese hongo (Miller, 1992).

III.2.2.5 Laboratorio de Alimentos

La carga fúngica colectada en este local como se observa en la tabla 14 varia en un rango que va de 520 UFC/m3 a 7370 UFC/m3 de aire a lo largo de los siete muestreos periódicos llevados a cabo en esta área ubicada en el edificio T-11 de la Facultad de CC. QQ y Farmacia. Correspondiendo el valor más bajo a julio en el ambiente exterior y el nivel más alto a mayo, en el ambiente interior.

En febrero hubo una elevada carga fúngica en este local a pesar de no tener valores en el ambiente exterior muy elevado de porcentaje de humedad como se observa en la gráfica 14. En lo que en el interior si se reportó un valor elevado en el porcentaje de humedad relativa (51%). Esta variación se debe a la presencia de lluvias aisladas que hubo a lo largo de este mes a pesar de pertenecer a la época seca, las que provocaron cambios en la temperatura y en el porcentaje de humedad favoreciendo la diseminación de las esporas fúngicas en el aire (Rojas et al., 2000).

En el muestreo de marzo hubo una pequeña disminución en la carga fúngica presente en el aire de esta área muestreada con valores de 970 UFC/m3 en el aire exterior y 840 UFC/m3 en el aire interior. Esto se debe a que en este mes se dio inicio a la época seca, habiendo un cambio en el clima que afecta la diseminación de las esporas de hongos microscópicos en el aire a pesar de haber un incremento en la temperatura (tablas 9–10) y en el porcentaje de humedad el cual en el ambiente interior aumento a un 53 % (gráfica 14) y en el ambiente exterior a un 35 %, lo cual, no cumple con el comportamiento que se había estado presentando en los demás locales y lo encontrado por otros investigadores. Los bioaerosoles, son los mayores propagadores de hongos en el aire transportándolos de un lugar a otro por lo que es importante saber la calidad del aire interior que depende de diferentes factores, como tipos de actividades y procesos de cada local, como es el caso de este local. En especial porque se llevan a cabo trabajos de cocción de alimentos, períodos en los cuales se eleva bastante la temperatura sólo en algunas áreas del local, lo cual crea variaciones de temperatura dentro del mismo ocasionando que los microorganismos no se diseminan de la misma manera o proporción dentro del local afectando así la carga fúngica presente dentro del local.

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Durante abril hubo un incremento en la carga fúngica presente dentro y fuera del local por la estabilización del clima, el cual favorece la diseminación y la deposición de las esporas fúngicas.

Como se muestra en la gráfica 14 la mayor carga fúngica en este local se presentó en el mes de mayo en ambos ambientes (interior y exterior) así como también el porcentaje de humedad fue uno de los más altos durante este mes. Se puede decir que la humedad influyó en el nivel de carga fúngica en este local con un valor de 3580 UFC/m3 en el área exterior siendo el valor más altos de este local durante todos los meses muestreados.

Se puede mencionar que la calidad del aire es un factor importante para la salud ambiental y esta calidad está relacionada, en parte, por la carga fúngica presente, en este local que presento un valor de hasta 7370 UFC/m3 en el mes de mayo, en el aire interior el cual es un gran factor de riesgo en la salud del personal administrativo y estudiantil que trabaja en este local, ya que Klanova en el 2000 estableció que la concentración de hongos en ambientes internos por encima de 2000 UFC/m3 de aire puede ser considerada como un factor de riesgo para la salud de los ocupantes.

Entre los factores que pueden afectar la carga fúngica esta la calidad de la limpieza, la ventilación, el hacinamiento, cantidad de equipo de laboratorio en este local y cantidad de personal. Con respecto al nivel más alto de carga fúngica en el mes de mayo, se debe a la presencia de lluvias durante este mes ya que el cambio drástico de clima impulso este aumento en la carga fúngica ambiental.

En los siguientes meses de junio y julio se disminuyó ligeramente las lluvia por lo que la contaminación fúngica se mantuvo relativamente constante y luego en agosto se disminuyó la precipitación, ya que se presentó un período de canícula, lo que provocó un ligero ascenso de la carga fúngica y la temperatura (tablas 9-10).

III.2.2.6 Biblioteca Central

La determinación ambiental de hongos puede ser un parámetro para evaluar la calidad del medio ambiente. Las esporas fúngicas se consideran componentes ambientales de las bibliotecas, muchas de ellas son responsables de causar biodeterioro de libros y material audiovisual (Medina, et al., 1999). Por lo que se hace indispensable conocer la carga fúngica en estos locales como es el caso de la Biblioteca Central de la Universidad de San Carlos de Guatemala que presentó una carga fúngica de 160-2570 UFC/m3 en el ambiente exterior y de 290-1570 UFC/m3 en el ambiente interior, correspondiendo estos valores al más bajo y el más alto en cada uno de los ambientes muestreados. La carga fúngica más baja y más alta registrada en este local fue en el ambiente exterior.

La concentración promedio de esporas fúngicas en el aire normal es de aproximadamente 105 esporas por m3. En áreas cerradas como son las bibliotecas, con condiciones de crecimiento adecuadas para la proliferación de contaminantes micóticos, el recuento de esporas puede exceder de 109 esporas por m3, lo cual coincide con los resultados obtenidos en esta investigación donde los valores de carga fúngica obtenidos a lo largo de los siete muestreos se encuentran por encima de las 109 esporas por m3.

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En febrero se tuvo una carga fúngica en el aire exterior de 560 UFC/m3 y en el aire interior de 500 UFC/m3 (gráfica 15). La humedad relativa reportada para el ambiente exterior es el porcentaje más bajo reportado para este local a pesar que la carga fúngica encontrada no es la más baja, lo cual se debe a la presencia de lluvias aisladas que hubo a lo largo de este mes afectando las condiciones climáticas en los diferentes puntos de muestreo. En el ambiente interior el porcentaje de humedad relativa es más elevado con un valor del 42% lo cual se debe a que en los locales donde hay almacenamiento de libros se incrementa los porcentajes de humedad.

En marzo y abril que forman parte de la época seca en Guatemala, hubo un incremento de los porcentajes de humedad relativa lo que trajo consigo un incremento en la carga fúngica presente en este local. En marzo hubo mayor carga fúngica en el ambiente interior que en el mes de abril, ya que se tuvo mayor porcentaje de humedad relativa (gráfica 15). En el ambiente exterior hubo un comportamiento exponencial hasta llegar al mes de mayo donde se obtuvo en ambos ambientes la carga fúngica más elevada de los siete muestreos llevados a cabo en este local.

Esto pudo deberse a que en el mes de mayo comienza la época de lluvia que continuó hasta el mes de agosto. Con el inicio de las lluvias, la contaminación se incrementó en el primer mes pues en los zapatos se arrastra gran cantidad de contaminación a pesar de ser un área restringida. También se ve incrementada la contaminación por hongos microscópicos en el aire por el viento que trae consigo las lluvias y en este mes hubo mayor presencia de viento en el período de muestreo debido a que se llevaba a cabo en horas de la tarde, cuando se incrementaba la velocidad del viento. Otros factores que provocan la contaminación son la estructura del local en el cual, las paredes son de vidrio y las ventanas de paleta por lo que la influencia de la elevada carga fúngica presente en el exterior sobre el interior ocasiona una elevación de la misma en el interior del local.

En junio como el clima estuvo estable con poca variación climática hay un descenso en la humedad relativa dentro y fuera del local provocando un descenso en la carga fúngica presente en el aire de ambos ambiente. Si se compara la humedad relativa de este local con los de los otros locales muestreados se puede observar que a pesar que hay disminuciones en los porcentajes de humedad relativa, la contaminación por hongos sigue presentado valores elevados como se muestra en la gráfica 15, ya que los libros provocan un incremento en la humedad relativa propia del local, lo cual corrobora lo obtenido por Medina y colaboradores en 1999 en la biblioteca de la universidad de Valencia-Venezuela.

En agosto se registró una disminución de las lluvias, provocando un incremento en la humedad relativa del ambiente interior hasta el punto que se obtuvo el porcentaje de humedad más alto reportado en este local, pero no siendo así en la carga fúngica del mismo, donde hubo un descenso en la carga fúngica presente en el aire interior con respecto a los meses anteriores reportándose la carga fúngica más baja dentro de este local. Este comportamiento pudo deberse a una mejora en la limpieza del local, a las ráfagas de corriente fría del aire acondicionado central y el poco tránsito de personal dentro de esta área restringida.

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En el ambiente exterior se observa un comportamiento diferente se registró una disminución en el porcentaje de humedad relativa (gráfica 15) con un valor de 41%, sin embargo, hubo un incremento en el valor de la carga fúngica presente en el ambiente, lo cual pudo deberse a que las corrientes de aire que arrastraran mayor cantidad de microorganismos dispersos en el aire y por ello se dan incrementos en la carga fúngica presente en el ambiente exterior de este local.

Si aplicamos el criterio que planteó Klanova en el año 2000 quien estableció que la concentración de hongos en ambientes internos por encima de 2000 UFC/m3 de aire puede ser considerada como un factor de riesgo serio para la salud de los ocupantes. Por otra parte EIHA en el 2004, plantearon que concentraciones por encima de 1000 UFC/m3 de aire pueden implicar afectaciones a la salud, a los resultados obtenidos a lo largo de los siete muestreos llevados a cabo en este local encontramos que en el mes de mayo es cuando único se encuentra en riesgo la salud de los trabajadores de este local, no obstante como los libros son reservorio de esporas fúngicas en todo momento pueden encontrarse en riesgo de enfermedades dérmicas las personas que restauran los libros antiguos los cuales se almacenan por lo regular en lugares húmedos (Medina, et al., 1999), como es el caso de este local donde la humedad relativa tuvo un comportamiento a lo largo de este estudio con valores que se encuentran entre 38% y 67% de humedad, valores que son elevados y propicios para la esporulación de los hongos microscópicos presentes en el aire.

III.2.2.7 Rectoría

En la gráfica 16 se pueden observar los datos de hongos colectados en UFC/m3 de aire del total de en el local ocupacional y área exterior de Rectoría ubicado en el Campus de la Universidad de San Carlos de Guatemala. Los niveles se comportan entre 390-4,000 UFC/m3 de aire, correspondiendo el valor más bajo al mes de agosto con un porcentaje de humedad relativa del 61%, en el ambiente exterior y el valor más alto al mes de febrero con un porcentaje de humedad relativa del 67%, en el ambiente interior.

Como se observa en la gráfica 16 en el mes de febrero hubo una carga fúngica elevada en ambos ambientes de este punto de muestreo. Donde en el ambiente interior se tuvo el valor más alto de porcentaje de humedad relativa (67%), con lo cual se reporto el valor más alto en la carga fúngica presente en el aire con un valor de 4,000 UFC/m3. Lo anterior se debe a la relación directa que posee la humedad relativa con la carga fúngica y al tránsito abundante de personal que arrastra una gran cantidad de microorganismos en los zapatos. Sin embargo, en este mes hubo presencia de lluvias aisladas, las cuales pudieron influir en este incremento de la carga fúngica en el ambiente interior y en el ambiente exterior. Aunque la humedad relativa no fue el valor máximo reportado en este local es uno de los más elevados (48%) que se registraron para este punto de muestreo. Posiblemente, influyó el clima favorable para la esporulación de las esporas fúngicas y para su dispersión por el aire.

En el mes de marzo (gráfica 16) se registró un descenso en la carga fúngica presente tanto en el aire interior como en el aire exterior lo cual se debe al cambio de clima de lluvias dispersas a clima seco. Lo que no favoreció de forma temporal la esporulación de

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los hongos microscópicos pues en el mes de abril se registró un incremento en la carga fúngica tanto del aire interior como del exterior. En este último mes, se alcanzó el valor máximo reportado en el ambiente exterior lo cual pudo deberse a que el clima se mantuvo sin cambios en marzo y abril como se puede observar en los porcentajes de humedad que para el ambiente exterior se registraron con, un valor de 50 %.

En el ambiente interior también se mantuvo constante el porcentaje de humedad con un valor de 56% con lo cual hubo un incremento de esporas fúngicas presentes en el aire interior. En este caso el alza en la contaminación pudo deberse a muchos factores como son estacionalidad, humedad, viento, pluviosidad y sustrato orgánico (Salvaggio y Aukrust, 1981). Además, existe dentro de este local, tráfico abundante de personal.

En el mes de mayo se dio inicio a la época lluviosa y la carga fúngica en ambos ambientes interior y exterior tuvo un descenso los cual en el ambiente exterior puede ser por causa de la disminución del porcentaje de humedad relativa reportada en este ambiente y las ráfagas de viento presentaron durante este mes, ya que en este lugar en particular se cajones de aire por ser un pasillo expuesto al ambiente exterior. Sin embargo, en el ambiente interior hubo un incremento en la humedad relativa a 61%, con lo que se esperaba un comportamiento contrario al que se presentó. Hubo una disminución en la carga fúngica presente en el aire lo que pudo deberse a una mejor ventilación, ya que durante este muestreo permanecieron las dos puertas de vidrio abiertas provocando una recirculación del aire dentro del local con lo cual se logró una disminución en la carga fúngica. Además, en esta época hubo un descenso en el tránsito de personal por el local.

En junio hubo un descenso en la carga fúngica presente en el aire exterior, lo que se debió a la estabilización del clima, con la continuación de lluvias y corrientes de aire que se venían haciendo presentes desde el mes de mayo. Este suceso es poco común debido a que hubo y presento un comportamiento inverso disminuyendo la carga fúngica a 770 UFC/m3.

Por el contrario en el ambiente interior se registró un descenso en el porcentaje de humedad relativa (52%) y un incremento en la carga fúngica a 1780 UFC/m3, lo cual se debió a la poca periodicidad de limpieza y la poca efectividad de la misma, así como al incremento notable de personal de tránsito y a la poca recirculación de aire ya que no cuentan con ventanas de ventilación sino, únicamente con dos puestas de vidrio de las cuales sólo se encontraba al momento del muestreo abierta una de ellas para el ingreso del personal a esta área.

En julio hubo una disminución en la carga fúngica de ambos ambientes interior y exterior para este punto de muestreo. Esto se debió a la disminución en los porcentajes de humedad relativa y a la disminución en las lluvias favoreciendo el descenso en los porcentajes de humedad relativa por el cambio del clima.

En el mes de agosto con la presencia de la canícula durante el muestreo se obtuvo una disminución en la carga fúngica del ambiente exterior, a pesar de que la humedad relativa alcanzó su valor más alto reportado para este ambiente (61%). Factores que pudieron

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influir: el riego de los jardines que rodean los puntos de muestreo escogidos en el ambiente exterior, lo que ocasionó un incremento en la humedad relativa a 61 %, sin ser necesario que con ello incremente la carga fúngica por ser un factor externo el que provocó.

El ambiente interior se vio afectado a su vez por este fenómeno externo, pero en menor proporción, ya que se tuvo un incremento de 3% del valor reportado el mes anterior para el ambiente interior y hubo un descenso en la carga fúngica debido al cambio de clima que afecto durante el muestreo que se llevó a cabo en este mes.

Por lo que si se aplican los criterios de Klanova establecido en el año 2000 y EIHA en el año 2004, antes mencionados encontramos que en los meses de febrero (4000 UFC/m3), abril (1120 UFC/m3), mayo (1070 UFC/m3), junio (1780 UFC/m3) y julio (1190 UFC/m3), se encuentra en riesgo la salud ocupacional dentro de este local, debido a que los hongos son organismos ubicuos en la naturaleza, y la exposición a los alérgenos fúngicos se produce tanto en espacios abiertos como interiores. El número de esporas y su tipo varía en el momento del día, la estación del año, la localización geográfica y la presencia de fuentes de esporulación entre otros factores. Así, el número total de esporas fúngicas en el aire puede variar de menos de 200 a más de un millón por metro cúbico. Por lo tanto, la exposición a estos alérgenos, y la posibilidad de que una persona inhale esporas fúngicas es muy elevada (Pontón, et al., 2002).

III.2.2.8 Centro de información y atención toxicológica-CIAT-

Para el caso del Centro de Información y Atención Toxicológica-CIAT-, que presentó una carga fúngica de 160-850 UFC/m3 en el ambiente exterior y de 110-1010 UFC/m3 en el ambiente interior, correspondiendo estos valores al más bajo y el más alto en cada uno de los ambientes al mes de agosto como se observa en la gráfica 17 y los valores más altos corresponden al mes de mayo. El valor más bajo (110 UFC/m3) y más alto (1010 UFC/m3) reportado en este local pertenece al ambiente interior.

En febrero en el ambiente exterior se tiene una carga fúngica intermedia, así como en el ambiente interior, lo que se debe a las lluvias dispersas que se presentaron a lo largo de este mes, así como a la temperatura que se reportó en estos ambientes como se observa en las tablas 9 y 10.

En el muestreo de marzo se registró un cambio de clima, pues predominó la época seca por lo que se tuvo un incremento en la carga fúngica de ambos ambientes (interior y exterior) de este local. Se observó un comportamiento normal en el ambiente interior, ya que hubo un incremento en el porcentaje de humedad relativa a 65%, con lo que se favoreció la propagación y germinación de las esporas de los hongos microscópicos que se encuentran en el aire interior. Sin embargo, en el ambiente exterior disminuyó el porcentaje de humedad relativa y se incrementó muy levemente la carga fúngica presente en el aire, a un valor que no provoca un comportamiento diferente entre el porcentaje de humedad relativa y la carga fúngica presente.

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En abril disminuyó la carga fúngica presente en el aire de ambos ambientes de este local, junto con una disminución en los porcentajes de humedad relativa. A diferencia de mayo, cuando con el inicio a la época lluviosa se incrementaron los porcentajes de humedad de ambos ambientes y alcanzaron el valor máximo reportado para este local en el ambiente interior con un valor de 62%. Así mismo, se registró la carga fúngica más elevada presente en este local con valores de 850 UFC/m3 en el ambiente exterior y 1010 UFC/m3 en el ambiente interior. Esto se debe a las lluvias que favorecen la esporulación de los hongos microscópicos en el aire, incrementando la carga fúngica presente.

En el mes de junio el clima se registró un descenso en la carga fúngica presente en el aire, ya que las lluvias excesivas posiblemente evitaron la germinación de algunas esporas presentes en el aire. En el ambiente exterior, se observó un descenso en el porcentaje de humedad relativa a 60% lo que contribuyó a la disminución de la carga fúngica presente. Sin embargo, en el ambiente interior a pesar que hubo una disminución en la carga fúngica, también se registró un incremento en el porcentaje de humedad relativa alcanzando el valor máximo reportado para este local de 71%, lo que pudo deberse a que se esparció agua para limpiar en la entrada de este local por el proceso de limpieza cerca del lugar donde se encontraba colocado el equipo de medición de temperatura y humedad relativa (higrómetro).

En julio continúo el descenso de carga fúngica presente en el ambiente exterior lo cual se debe a la disminución en el porcentaje de humedad reportado para este ambiente. Sin embargo, hubo un descenso notorio en el ambiente interior, debido a que en este mes se puso en funcionamiento un equipo de aire acondicionado dentro del local, provocando una disminución en la temperatura (tabla 9 y 10) y además una disminución del porcentaje de humedad relativa dentro del local. El descenso en la temperatura y la humedad relativa es un factor importante en el descenso de la carga fúngica en el aire, ya que no se ve favorecida la germinación y esporulación de los hongos microscópicos presentes en el aire interior.

En agosto a pesar de la canícula hubo un descenso en la carga fúngica presente en el aire exterior y se mantuvo el porcentaje de humedad relativa a 52%, debido a este fenómeno, que disminuyó la carga fúngica presente. Sin embargo, en el ambiente interior como se tuvo la influencia del aire acondicionado, continuó el descenso en la carga fúngica en el aire interior del local ocupacional alcanzando el valor más bajo reportado en este punto de muestreo.

Al aplicar los criterios de Klanova (2000) y EIHA (2004), antes mencionados se encuentra que en mayo se tuvo una carga fúngica de 1010 UFC/m3, lo que implica un riesgo para la salud ocupacional de las personas que laboran dentro de este local. Sin embargo, al observar los resultados obtenidos a lo largo de los siete muestreos se deduce que este local en comparación con los otros siete locales muestreados posee una mejor calidad de aire.

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III.2.3 Géneros predominantes encontrados en los ocho locales muestreados a lo largo de los siete meses de muestreo.

Aunque los hongos patógenos son relativamente poco frecuentes en el aire interior, existen numerosos informes que relacionan microorganismos de transmisión aérea con una serie de procesos alérgicos, entre los que se incluyen los siguientes: a) dermatitis alérgica atópica; b) rinitis; c) asma; d) fiebre por humidificadores, y e) alveolitis alérgica extrínseca (AAE), también conocida como neumonitis por hipersensibilidad (NH).

Alrededor de 20% a 30% de las enfermedades respiratorias se deben a la contaminación del aire en exteriores e interiores, especialmente en los últimos. Se puede decir que sin aire limpio, es prácticamente imposible lograr un desarrollo económico firme y los conflictos sociales son inevitables (OMS, 1997).

Los hongos son considerados entre los más importantes componentes de los aerosoles biológicos presentes en el aire interior. Debido a que crecen en superficies húmedas en forma de placas de moho, los hongos suelen poner en evidencia problemas de humedad y de riesgo potencial para la salud en un edificio. El crecimiento de moho contribuye tanto en número como en especies a la flora de moho del aire interior, que de lo contrario no estaría presente (Miller, 1993). La concentración de esporas en el aire está influenciadas por un gran número de factores biológicos y medioambientales que interaccionan entre ellos, de este modo cada localidad presenta su propia aeromicroflora (García, et al., 2004).

Los resultados obtenidos en el presente estudio demuestran la existencia de hongos filamentosos y levaduras como contaminantes del ambiente, por lo que se consideró de suma importancia determinar los géneros presentes en cada punto de muestreo, donde se obtuvo un listado de los géneros encontrados con mayor frecuencia de aparición en los ocho locales que incluye a Cladosporium, Penicillium, Aspergillus, Monilia y Levaduras (entre las que se reportaron morfoespecies), Trichosporum y Rhodotorula como géneros predominantes en ambas a lo largo de todo el estudio, en orden de frecuencia de aparición en el aire respectivamente. Estos resultados coinciden con los obtenidos en un estudio realizado por Rosas y Calderón (1991) en diferentes zonas de urbanización de México y resultados similares fueron obtenidos por Rainer y col. (2001), en el ambiente de la Unidad de Cuidados Especiales de un hospital en Austria.

Entre estos géneros el que posee la mayor frecuencia de aparición es Cladosporium, género cosmopolita saprófito, patógeno de plantas y con una gran importancia por su capacidad para producir trastornos alérgicos en el hombre y diversas patologías en cultivos (García, et al., 2004), además de su elevada concentración, la cual podría potenciar la respuesta inmunológica de aquellas personas sensibles a otros géneros fúngicos patógenos oportunistas como son Penicillium, Aspergillus y otros géneros que tuvieron menor frecuencia de aparición que se discutirán más adelante como es Fusarium, Syncephalastrum y Alternaria entre otros. Los resultados obtenidos para el género Cladosporium coinciden con lo planteado por Bartra en el 2003 que dice que las cantidades exteriores de este género son usualmente altas durante el verano y se reducen durante el invierno. De Cladosporium se pudo distinguir, por sus diferencias

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morfológicas, tres de sus especies más importantes C. cladosporoides, C. herbarum y C. elatum, a partir de los cuales se producen trastornos respiratorios alérgicos (CARETTA, 1992).

Con unos registros inferiores al género anterior se encuentra el género Penicillium, el cual posee mayor representatividad en época lluviosa que en época seca. El cual es un género que abarca a numerosas especies y encontrado casi por todas partes, y es comúnmente el género de hongos más abundante en suelos. La fácil proliferación de las especies del género Penicillium en los alimentos es un problema, en el caso de ambientes como las cocinas. Algunas especies producen toxinas y al contaminar un alimento lo pueden hacer no comestible o aún peligroso. Especies de este género han sido reportadas como agente de penicilosis broncopulmonar, de infecciones del oído externo (Arenas, 1993), neumonitis por hipersensibilidad, alveolitis alérgica en individuos susceptibles y se ha reportado como alergénico a nivel de piel.

Luego sigue en orden de frecuencia de aparición el género Aspergillus que presenta su mayor predominancia en época lluviosa. Este género está formado por hongos anamorfos de gran importancia económica y ecológica. Especies del género son contaminantes comunes de varios sustratos, como es el caso de los materiales poliméricos, son responsables de micosis y micotoxicosis, así como son utilizados en la industria y en procesos de fermentación de alimentos (Raper y Fennell, 1965; Pitt y Samson, 1990; Klich, 1993). Su capacidad para crecer a la temperatura del cuerpo humano le diferencia de muchos otros hongos saprófitos que inhiben su crecimiento a dicha temperatura.

Dentro de este género se encontraron diversas especies entre las que están: A. fumigatus, A. flavus, A. niger, A. terreus, A. wentii, A. sidowii, A. nidulans y A. oryzae entre otros, los cuales son causantes de infecciones profundas del tracto respiratorio en pacientes con alguna inmunodepresión (Kontoyiannis y Bodey, 2002). Dentro de este género, la especie Aspergillus fumigatus está considerado como hongo patógeno, ya que sus esporas son de pequeño tamaño (0.3µm) lo que da a esta especie una de sus características invasivas, por lo cual no debe estar presente en cantidades importantes en el ambiente interior de los locales.

Es importante tener en cuenta la época donde se encontró con mayor frecuencia a este género, ya que en época lluviosa es cuando las personas padecen con mayor frecuencia afecciones en las vías respiratorias, lo cual podría estar relacionado con las diferentes especies del género Aspergillus.

En cuarto lugar de frecuencia de aparición se encuentra el género Monilia con un porcentaje de 1.8% en época seca y 2.8% en época lluviosa como se observa en la tabla 19. Teniendo mayor carga fúngica durante la época lluviosa que en la época seca. Este género es la principal causa de lesiones subcutáneas, así como infecciones vaginales denominadas Moniliasis. Las esporas de Monilia desde los cuatro hasta los quince días de edad, probaron poseer alta capacidad de germinación y patogenicidad (Bejarano, 1961). Este género se encuentra muy relacionado con infecciones de ojos envolviendo la cornea, asma y alergias. Además de provocar algunas afecciones en humanos, ha sido encontrada

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en mazorcas recolectadas en el campo con los primeros síntomas de la enfermedad (Bejarano, 1961).

Por último, se encuentran las levaduras (morfoespecies) con un porcentaje de 0.58% en época seca y 0.26% en época lluviosa, teniendo una predominancia en época seca. Muchas especies de este género se encuentran diseminadas en diferentes sustratos como son suelo, aire, productos lácteos y cárnicos. Las levaduras de las pasturas y suelo de corrales pueden ser transportadas a los mataderos y de allí a las carcasas (Déak & Beuchat 1996). De este género se caracterizó dos especies entre los que se tiene Trichosporum con una frecuencia de aparición de un 0.53% en época seca y 0.24% en época lluviosa, este género ha sido reportado como uno de los principales agentes causales de infecciones vaginales, encontrándose en exudados vaginales al igual de Candida albicans y Rhodotorula (Suárez y Lancha, 2004), siendo esta última la otra especie caracterizada en este estudio con un porcentaje de frecuencia de 0.47% en época seca y 0.083% en época lluviosa.   Esta última levadura es considerada contaminante ambiental de fácil propagación aérea, y causante de enfermedades respiratorias (neumonías) en hospitalizados (Hoheisel, et al., 2003 y Álvarez, et al., 1998).

Se aislaron otros géneros de hongos filamentos que se consideran estacionales, ya que tuvieron su frecuencia de aparición en dependencia de la época climática presente a lo largo de este estudio como se observa en las tablas 20 y 21.

Durante la época seca se aislaron los géneros Syncephalastrum, Fusarium, Paecilomyces, Verticillium, Rhizopus, Rhizomucor, Phialophora, Epidermophyton, Scopulariopsis y Trichophyton, así como hongos filamentosos que no pudieron ser caracterizados como se muestra en la tabla 20. De estos diez géneros encontrados en época seca se tiene nueve géneros que a su vez estuvieron presentes durante la época lluviosa donde se aislaron 14 géneros fúngicos tanto de ambiente interior como de exterior (tabla 21). De estos 14 géneros aislados únicamente cinco de ellos ( Alternaria, Bipolaris, Trichothecium, Pestalotiopsis y Chalara) son estacionales, puesto que se hicieron presentes únicamente durante los meses de lluvia, lo que indica que las condiciones climáticas durante este tiempo favorecen su diseminación en el aire así como la esporulación de estos hongos microscópicos.

El género aislado con mayor predominancia durante la época seca y lluviosa es Syncephalastrum, encontrándose en Decanatura, LIPRONAT exterior, CIAT exterior, Lab. Alimentos interior y exterior, Rectoría interior y exterior y CIAT interior y exterior. Este género es capaz de causar infección respiratoria caracterizada por una bola fúngica sólida alojada en las vías u órganos respiratorios, en casos aislados se ha encontrado como agente causal de infecciones subcutáneas y otomicosis (de Hoog, et al., 2000) así como de provocar zygomicosis en humanos (Ribes, et al., 2000). Es importante determinar la presencia de este género fúngico en el aire por sus características que lo hacen patógeno oportunista a pesar que no se reportan muchos casos clínicos.

Seguido se encontró el género Fusarium a lo largo de la época seca y ocupando el cuarto lugar de frecuencia de aparición durante la época lluviosa el cual es común en tierra y se recoge con frecuencia de aire exterior, pero también se puede recoger de áreas

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interiores donde el ambiente es muy húmedo (ej., humidificadores), siendo el caso de algunos locales estudiados entre los que se encuentra Decanatura, IIQB interior, LIPRONAT interior, CIAT interior, Lab. Alimentos interior y exterior y Biblioteca Central interior y exterior a lo largo de esta investigación como se muestra en el Anexo 1. Este género fúngico tiene una diversidad de nichos ecológicos entre los que se encuentran los vegetales antes de la cosecha por su incidencia en el aire. Como persisten en los productos almacenados, si la actividad del agua lo permite crecerán causando alteraciones y a veces produciendo toxinas (Marasas et al., 1984 y Samuels, et al., 2001). Los fusarios no compiten bien con las especies de Aspergillus y Penicillium (Lacey 1989). Algunos fusarios son patógenos de los cereales y pueden formar micotoxinas en los granos aún antes de la cosecha. Otros fusarios pueden crecer en el refrigerador y aquellos con capacidad competitiva contribuir a la podredumbre de frutas y hortalizas almacenadas. La persistencia de los fusarios en el suelo durante uno a varios años se debe, principalmente, a la presencia de los clamidosporas. Estos requieren para germinar fuentes exógenas de nutrimentos por lo que son muy sensibles al antagonismo, pero su distribución casi universal indica la omnipresencia de los microambientes específicos (Griffin 1973).

El género Paecilomyces ocupa el tercer lugar por su frecuencia de aparición en época seca y el decimo lugar de aparición en época lluviosa. Se encontró este género en la Azotea, CIAT interior y Biblioteca Central interior y exterior como se observa en el Anexo 1, tanto en ambiente interior como en ambiente exterior. Se ha determinado que los hongos clásicamente descritos como patógenos en pacientes inmunocomprometidos (Cándida y Aspergillus), se agregan otras especies menos conocidas como Mucor, Fusarium, Rhizopus, Alternaria y Paecilomyces, constituyéndose estos últimos, en nuevos agentes infecciosos emergentes. Existen pocas publicaciones acerca de la real incidencia de infecciones por hongos en pacientes inmunocomprometidos, menos aún de los patógenos emergentes (Perfect y Schell, 1996; Alvarado y Romero, 1994).

Paecilomyces pertenece a la familia de los hongos filamentosos, al igual que aspergillus, penicilium y fusarium (García, et al., 1998), se encuentra presente en suelos y materia orgánica en descomposición y habitualmente es reconocido como agente infeccioso en animales e insectos (Diven, et al,. 1996). Especies de este género como Paecilomyces lilacinus se considera como patógeno infrecuente, aunque se ha descrito en la literatura en pacientes adultos, tanto inmunocompetentes (Ono, et al., 1999), como inmunocomprometidos (Perfect y Schell, 1996). Las infecciones causadas por Paecilomyces lilacinus corresponden fundamentalmente a micosis cutáneas y del globo ocular (Hecker, et al., 1997). Hay descripciones de casos únicos de compromiso pulmonar (Ono, et al., 1999) sinusal (García, et al., 1998) y un caso de fungemia en un paciente adulto posterior a un trasplante de médula ósea (Chan-Tack, et al., 1999).

En cuarto lugar se tiene al género Verticillium durante la época seca donde mayor frecuencia de aparición (0.025%) que en época lluviosa donde se encuentra en el onceavo lugar por su frecuencia de aparición en el aire (0.008%). encontrado en LIPRONAT interior y Rectoría interior y exterior como se muestra en el Anexo 1. Este es el agente causal más importante de la enfermedad para el cultivo de girasol, el cual ocasiona grandes pérdidas a países como Argentina donde se tienen grandes sembradíos de girasol (Pereyra y Escande, 1994). Posee la habilidad de micoparasitismo verticiliosis o «mole

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seca» de los cultivos industriales de champiñón es la micosis producida por el hongo Hifomiceto, Verticillium fungicola, sobre el micelio agregado de los carpóforos (cuerpos fructíferos o setas) del hongo Basidiomiceto Agaricus bisporus. Esta enfermedad puede llegar a destruir una cosecha en dos o tres semanas, lo que representa un grave problema económico dentro del sector, alcanzándose anualmente en el mundo pérdidas de varios cientos de millones de euros (Mendoza, 2005).

      El género Rhizopus estuvo presente durante la época seca y la época lluviosa, con una frecuencia de aparición mayor durante la época seca ( 0.017%) donde se encuentra en quinta posición y en época lluviosa disminuyó su carga fúngica presente en el aire (0.046%) ubicándose en la séptima posición. Se aisló en el IIQB exterior, Lab. Alimentos interior y exterior y Rectoría interior y exterior como se muestra en el Anexo 1. Es uno de los mucorales más frecuentes y tiene una distribución amplia en todo el planeta. Se encuentra con frecuencia en suelos con arena, en el compost, en el polvo de las casas, en la pulpa de la madera, estiércol, panales de abejas, nidos y plumas de aves y en diferentes frutos y semillas. Las esporas de estos hongos no son abundantes en el aire libre, aunque su frecuencia aumenta en lugares donde hay humedad y se acumula vegetación muerta. La exposición a concentraciones elevadas de esporangiosporas de Rhizopus se ha descrito como causa de alveolitis alérgica extrínseca (pulmón de serrador) en serrerías suecas. Se ha observado una pequeña proporción de pacientes con reactividad cutánea a Rhizopus stolonifer. Puede ser un patógeno oportunista en personas inmunosuprimidas, se han descrito casos de micosis rinocerebrales en diabéticos (Pontón, et al., 2002) y es un agente causal de la descomposición de alimentos (Jay, 2002), ya que se ha aislado de suelos, cereales, agua contaminada y vegetales, el cual es de amplia distribución mundial, pero crece principalmente en zonas tropicales y subtropicales (Samson et al., 1995).

Luego del género antes mencionado se encuentra Rhizomucor, siendo el sexto género según la frecuencia de aparición (0.013%) durante la época seca y doceavo lugar durante la época lluviosa donde se observa que hubo una disminución notoria en la carga fúngica de este género durante esta estación (0.004%). El cual se encontró únicamente en LIPRONAT interior y exterior. Rhizomucor es uno de los géneros relacionados con infecciones denominadas Zygomicosis, entre las que se encuentran infecciones angioinvasivas, vasculares donde provoca una necrosis del tejido infectado e invasión perineural. También se han reportado casos con mayor frecuencia donde se padecen infecciones cutáneas, pulmonares y rinofacial y con menor frecuencia se presentan infecciones en animales (Knudtson y Kirkbride, 1992). Muchas de estas infecciones suelen ser fatales, por lo que se hace necesario conocer la carga fúngica de este género presente en el aire y la época del año en la que se encuentra con mayor frecuencia para poder tomar medidas de bioseguridad evitando así la exposición de pacientes inmunocomprometidos a estas esporas (Ribes, et al., 2000).

El género Phialophora y Epidermophyton presentó la misma carga fúngica durante la época seca (0.008%). De estos dos géneros Phialophora es estacional pues únicamente se encontró durante esta época. El cual únicamente se aisló de CIAT interior. Especies de este género sueles ser dañinas a la salud como es Phialophora parasítica (Hood SV, et al 1997), el cual es un patógeno oportunista menor, puesto que se reportan muy pocos casos clínicos. Sin embargo un fuerte patógeno secundario de plantas y madera, provocando síntomas foliares de yesca.

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Epidermophyton coincidió con el género anterior en el lugar de aparición. Sin embargo, este género estuvo presente en ambas épocas del año, presentando mayor carga fúngica durante la época seca (0.008%) que durante la época lluviosa (0.003) donde ocupa la treceava posición de frecuencia de aparición. Es importante conocer estos valores puesto que este género presenta una distribución mundial asociada principalmente a los seres humanos (antropófilo) como productor de dermatofitosis. Carece de poder patógeno en animales. Esta especie puede causar diferentes tipos de tiña, principalmente tinea pedis, tinea cruris, tinea corporis y, en menos ocasiones, tinea unguium (onicomicosis), que pueden presentarse como brotes epidémicos entre miembros de instituciones cerradas y semicerradas (Pontón, et al., 2002).

El género Scopulariopsis presentó un comportamiento inverso al que se hizo presente con los géneros fúngicos anteriores, ya que tuvo mayor frecuencia de aparición durante la época lluviosa (0.06%), encontrándose en el sexto lugar en lo que en la época seca ocupa el noveno lugar (0.003%), el cual fue aislado de Azotea, Decanatura yRectoría interior y exterior. Este género Scopulariopsis es el agente causal de diversas infecciones en humanos (de Hoog, et al. 2000). Provoca Onicomicosis en las uñas, lesiones de piel, micetomas, sinusitis invasiva (Kriesel, et al., 1994), queratitis, infecciones pulmonares, encarditis y abscesos cerebrales. Las infecciones invasivas provocadas por representantes de este género suelen presentarse con mayor frecuencia en pacientes inmucomprometidos. Es muy importante conocer la carga fúngica presente en el aire de este género en los diferentes locales estudiados así como la estación del año donde se encuentra favorecida su esporulación y diseminación con mayor frecuencia debido a que las infecciones provocadas por este hongo microscópico tienen una alta tasa de mortalidad (Morrison, et al., 1993 y Neglia, 1987).

El género que presentó la menor frecuencia de aparición durante las dos épocas (seca y lluviosa) es Trichophyton con 0.003% en época seca y 0.001% en época lluviosa. El cual se encontró únicamente en el IIQB interior, a pesar de haberse encontrado en cantidades bajas dentro de este local es importante estudiar la presencia del mismo en el aire ya que es un hongo cosmopolita, de distribución mundial. Se describió como una especie propia del Viejo Mundo (países de la cuenca mediterránea como España, Portugal, sur de Francia, Italia y Grecia), donde actualmente está prácticamente erradicado. Es endémico en México, donde ocasiona alrededor del 70% de las tiñas capitis, y otros países latinoamericanos, y en las islas del Pacifico Sur. La prevalencia es muy elevada en EEUU (el segundo más frecuentemente aislado tras el Trichophyton rubrum) y Canadá por las inmigraciones, pero actualmente se mantiene estable, tendiendo a disminuir. Los movimientos migratorios y los viajes juegan un importante papel en su expansión ya que, a través de los portadores asintomáticos, puede pasar de zonas endémicas a otras áreas geográficas (Pontón, et al., 2002).

Es un hongo dermatofito antropofílico frecuentemente causante de infecciones generalmente leves de la piel y confinadas a uñas, pelo y estrato córneo en personas saludables. En los pacientes inmunocomprometidos las infecciones por dermatofitos son cómodamente atípicas, más crónicas y agresivas. También provoca lesiones, tanto endothrix como ectothrix, en el pelo. Agente más común de dermatofitosis: tinea pedis, tinea corporis y onicomicosis, con lesiones eritematosas, poco inflamatorias, pruriginosas

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que pueden ser rebeldes al tratamiento. Son lesiones que cursan de un modo crónico y sin tendencia a la curación espontánea. Su presencia en cuero cabelludo o barba es excepcional. Este hongo provoca una escasa reacción alérgica en los pacientes infectados (Kwon-Chung y Bennett, 1992). La infección se adquiere por contacto directo con personas infectadas, fómites e incluso por aerosolización de artroconidias en el aire. Puede persistir de forma subclínica, originando portadores asintomáticos que propagan esporas viables durante décadas. Se conocen casos de transmisión por actividades deportivas y epidemias nosocomiales. Es el dermatofito más frecuentemente implicado en brotes familiares e institucionales y es muy persistente en ambientes cerrados (de Hoog, et al., 2000). Esta característica que posee este género para persistir en ambientes cerrados es de suma importancia pues se pone en riesgo la salud ocupacional en las áreas donde se registren valores elevados de este género en la carga fúngica del aire.

Se aislaron cinco géneros estacionales que únicamente se hicieron presentes durante la época lluviosa entre los cuales se encuentra el género Alternaria con un alto porcentaje de frecuencia de aparición (0.11%), ocupando el segundo lugar de frecuencia de aparición durante esta época, aislándose de Decanatura, Azotea, IIQB interior y exterior y Biblioteca Central interior y exterior.

La mayoría de los hongos patógenos pertenecen al grupo de los Hongos Imperfectos, que incluye, entre otros, al género Alternaria con numerosas especies de marcado interés en Salud y Fitopatología. La presencia de unidades de diseminación en la atmósfera puede ser detectada gracias a técnicas aerobiológicas, que permiten conocer en cualquier día y hora la concentración de dichos propágulos en el aire y estudiar su relación o dependencia de ciertos parámetros meteorológicos, y con ello orientar hacia el uso eficaz de fungicidas e incluso con el propósito de una predicción del desarrollo de una enfermedad. Este género se encuentra principalmente en aire exterior, a pesar que también se le ha encontrado en textiles, carpetas y superficies horizontales en el interior de edificios. Especies de este género como es Alternaria alternata es capaz de producir metabolitos tóxicos asociados a las infecciones en humanos y animales (Pontón, et al., 2002).

Alternaria produce esporas largas de 20-200µm de largo y 7-18µm de ancho, lo que sugiere que estas esporas se depositan en la nariz, boca y tracto respiratorio superior, por lo que se le asocia con asmas, hipersensibilidad a neumonías, sinusitis, onicomicosis, phaephomicosis subcutáneas e infecciones invasivas con presencia de enfisema pulmonar.  Debido a estas afecciones que produce este género sobre la salud humana, es importante determinar la carga fúngica presente en el aire de este hongo microscópico, así como en los lugares donde se puede encontrar para así poder tomar las medidas pertinentes para proteger a las personas que laboran dentro de los mismos.

Bipolaris es el tercer género según su frecuencia de aparición durante la época lluviosa y el segundo estacional puesto que sólo se tuvo aislamientos durante esta época. Es un hongo filamentoso y cosmopolita ya que se le puede encontrar en aire, suelo y plantas. Dentro de este género se tienen tres especies consideradas patógenas que son Bipolaris spicifera, Bipolaris australiensis, y Bipolaris hawaiiensis (Vartivarian, 1993; Wadhwani y Srivastava, 1984 y Walsh, et al., 1995).

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Bipolaris es saprofítico de plantas, y patógeno de animales como los gatos a los cuales les ocaciona un granuloma nasal (Penrith, 1994), además es el agente causal de phaeohyphomicosis. Las afecciones causadas al hombre por especies de este género son diversas entre las que se incluyen alergias, sinusitis crónica e invasiva, queratitis, endocarditis, endoftalmitis, osteomielitis, meningocefalitis, peritonitis, otitis media, infecciones pulmonares y alergias broncopumonares. Este género es capaz de ocasionar daño en personas inmunocomprometidas e inmucompetentes (Maskin, 1989; Ogden, 1992; Stringer, 2000). Debido a su alta patogenisidad y variada gama de sintomatologías que producen ejemplares de este género se hace importante determinar la presencia del mismo en los locales estudiados. El único local donde se aisló este género fue IIQB interior en un porcentaje elevado en relación a otros géneros encontrados (0.088%) en este local como se observa en el Anexo 1.

El género Trichothecium fue aislado en la Azotea, CIAT exterior, Lab. Alimentos interior y Rectoría exterior presentando un porcentaje de 0.06% como se muestra en la tabla 21. Este género presento la característica de ser estacional, puesto que solo se encontró durante la época lluviosa, ocupando el quinto nivel de aparición durante esta época lo que nos indica que se encuentra en altas proporciones dentro de estos locales. Este género ha sido aislado de vegetales en descomposición, aceite, maíz y en el suelo. Trichotecium roseum produce un tipo de toxina que está asociada con algunas afecciones presentes en animales y en los humanos como son las alergias.

Pestalotiopsis es una de las enfermedades más importantes en América Central y Suramérica, atacando los sembradíos de palma para la producción de aceites, ya que en estos sembradíos se da un cambio de clima ocasionando la presencia de microclimas, los cuales generan las condiciones necesarias para el desarrollo de la enfermedad. Esta alcanza importancia económica cuando los ataques son fuertes, por lo cual se aconseja llevar a cabo controles de calidad del aire en estos lugares, pudiendo prevenir así esta enfermedad (Quesada, 1991). Este género fue aislado en Azotea, IIQB exterior y LIRPONAT interior y exterior, estuvo presente únicamente en áreas exteriores cercanas a áreas verdes y en LIPRONAT donde se trabaja con productos vegetales. Este género es principalmente fitopatógeno por lo que no se encontró en ninguna otra área. Debido al cambio de clima que se da durante la época lluviosa, se favorecieron los requerimientos de este género para crecer y diseminarse por lo cual es un género estacional de época lluviosa únicamente.

El género Chalara fue aislado en Rectoría interior y exterior con un porcentaje de 0.014% como se observa en la tabla 21 donde se encuentra en la posición 9 de frecuencia de aparición durante la época lluviosa. Este género presentó un comportamiento estacional puesto que únicamente se encontró durante la época lluviosa. Este es un género que comúnmente ocasiona daños en plantas. Sin embargo es recomendado cuando se desea un crecimiento rápido en algunos tipos de plantas como son daphne, violia y fuchsia.

Se caracterizaron veintidós géneros fúngicos recolectados en el aire en las dieciséis áreas muestreadas. Estos son considerados patógenos oportunistas en su mayoría, pues algunas especies de estos géneros se consideran patógenas como es el caso de Bipolaris,

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siendo capaces de ocasionar daño a pacientes inmunocomprometidos e inmunocompetentes. En esta característica radica la importancia de este estudio, donde se determinó la carga fúngica presente en cada ambiente, lo cual permitió determinar que los ocho locales muestreados se encuentran en riesgo para la salud ocupacional como consecuencia de los altos niveles de contaminación como se discutió con anterioridad. La diversidad y frecuencia de aparición de los géneros fúngicos aislados en los locales reflejo en la estadística que no había diferencia significativa en los dos diferentes ambientes (interior y exterior). Con lo cual se concluye que no existe una influencia microbiológica del ambiente exterior sobre en ambiente interior y viceversa.

Por lo anterior se creó un cepario micológico donde se encuentran contenidos diversos ejemplares aislados de cada género a los que no se le pudo identificar su especie por la complejidad del proceso de caracterización, así como otros a los que si se les determinó la especie. Este cepario se compone de 160 cepas fúngicas, donde la mayoría de estas pertenecen a los 22 géneros determinados y algunas otras a las que no se les pudo determinar su género por la complejidad de sus estructuras microscópicas.

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PARTE IV

IV.1. CONCLUSIONES

1. Se determinó que los locales que presentaron mayor contaminación fúngica fueron el Laboratorio de Alimentos, LIPRONAT y el Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas. El que presentó la menor contaminación por hongos microscópicos fue el CIAT. Se caracterizaron e identificaron 21 géneros de hongos microscópicos.

2. Se determinó la carga fúngica en todos los locales y en los que presentaron una mayor contaminación fueron el Laboratorio de Alimentos, en el mes de mayo tanto en el ambiente exterior (7370 UFC/m3), como en el interior (3580 UFC/m3), en comparación con los otros locales, seguido por LIPRONAT, que presentó la mayor contaminación en el mes de junio en el ambiente interior (4050 UFC/m3) y ambiente exterior (1710 UFC/m3) y el Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas que presentó la mayor carga fúngica en el mes de junio tanto para el interior (4050 UFC/m3)como para el exterior (1880 UFC/m3). Además, el local en el cual se dio la menor contaminación fue en el CIAT, con la menor carga fúngica presente a lo largo de los siete meses de muestreo del aire interior y exterior expresado en UFC/m3.

3. Se caracterizaron e identificaron los géneros que aparecieron con mayor frecuencia tanto en época seca y lluviosa y fueron, en orden de predominancia, Cladosporium, Penicillium, Aspergillus, y Moniliales. Además se aislaron géneros que son reconocidos como agentes oportunistas con comportamiento patógeno en diversos problemas clínicos en humanos: Alternaria, Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Penicillium. De los géneros fúngicos menos predominantes, el que más se encontró en todos los locales, tanto en época seca como lluviosa fue Syncephalastrum. En total se identificaron 21 géneros de hongos microscópicos.

4. Se creó un cepario micológico conforomado por 160 cepas fúngicas aisladas de los diferentes muestreos entre las que se tienen géneros fúngicos conocidos como alérgenos, biodeteriorantes y fitopatógenos, los cuales constituyen un factor indirecto que provoca afecciones en la salud, plantas y monumentos.

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5. Se determinó que no influye directamente, es decir, que no existe diferencia significativa entre el ambiente interior y el ambiente exterior, con lo cual en ambos ambientes no existe relación con respecto a la contaminación, estos no se ven afectados entre sí. Sin embargo, existe una diferencia significativa entre los diferentes locales estudiados, por lo que existe una relación directa con respecto a la contaminación fúngica presente en el interior de cada uno de ellos. Además, hay una diferencia significativa entre la estación seca y la estación lluviosa, por lo que existe una influencia microbiológica entre sí.

6. Se elaboraron 3 manuales de bioseguridad en laboratorios, limpieza y desinfección en cocinas y oficinas para ser implementados en los diferentes locales muestreados de acuerdo a las condiciones y necesidades de cada uno de ellos. Se espera que cada manual, según corresponda sea implementado por el personal de los locales muestreados.

7. Se aislaron hongos con una importante acción celulolítica (Aspergillus, Fusarium y Penicillium sp,) que representan un riesgo para la Biblioteca Central con respecto a las colecciones de revistas y libros presentes.

8. Cladosporium, fue el género que se presentó en todos los meses de muestreo, predominando tanto en época seca como lluviosa, aunque este género se presentó durante todos los meses de muestreo, tuvo mayor predominancia en época seca.

9. Alternaria, estuvo presente únicamente en la época lluviosa, lo que indica que este hongo se desarrolla favorablemente en presencia de una humedad alta.

10. Se determinó que existe una influencia del personal estable y de tránsito sobre la calidad del aire de cada local. Otro factor que influye en la calidad del aire además de la periodicidad de limpieza, es la ventilación.

11. La falta de un procedimiento de limpieza y desinfección adecuados influyó en la carga fúngica presente en los locales muestreados, además de la poca frecuencia en la limpieza de los locales y la ausencia de un procedimiento operativo estándar para la ejecución de esta tarea.

12. La humedad relativa influyó en forma directamente proporcional en la carga fúngica, ya que en la mayoría de los locales se observó este comportamiento, que a mayor humedad mayor carga fúngica presente.

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IV.2. RECOMENDACIONES

1. Se debe continuar con los estudios aerobiológicos en otras áreas o zonas de la ciudad de Guatemala incluyendo otros parámetros evaluables como velocidad del viento y precipitación pluvial para determinar el impacto de la contaminación del aire por microorganismos en la salud de los habitantes de la ciudad.

2. Se deben determinar los niveles de contaminación del aire por bacterias y hongos en otros puntos de la ciudad de Guatemala y en general del país.

3. Dar continuación con la caracterización hasta especie de los géneros de bacterias y hongos aislados del aire, para así determinar con mayor precisión la patogenicidad de los mismos.

4. Dar mantenimiento al cepario creado durante este estudio para que las cepas conservadas puedan servir de referencia para estudios posteriores.

5. Realizar estudios de reactividad cutánea y manifestaciones clínicas del personal expuesto en las áreas de mayor carga fúngica con el objetivo de comprobar el efecto que sobre los mismos causa la contaminación fúngica ambiental.

6. Lograr que se cree una legislación de los límites permisibles de contaminación ocupacional, utilizando como indicadores los niveles de riesgo en Guatemala. 7. Continuar con el estudio de la influencia que ejercen los contaminantes y otros factores atmosféricos del ambiente exterior sobre los contaminantes del ambiente interior en otras áreas de la ciudad de Guatemala. 8. Implementar en los locales muestreados, los manuales elaborados en este proyecto (“Guía para la limpieza y desinfección de oficinas”, “Manual de bioseguridad, limpieza y desinfección” y “Limpieza y desinfección de cocinas”); siguiendo las normas que en estos se presentan y que se hagan las modificaciones que consideren convenientes según lo requiera cada local.

9. Es importante que el personal que realiza la limpieza sea capacitado y sensibilizado con relación a la importancia de realizar la limpieza en forma adecuada.

10. La limpieza de un área además de los pisos, incluye la remoción del polvo y la suciedad de las superficies de escritorios, sillas, libreras, estanterías y otros; tal procedimiento debe hacerse de forma periódica de una a dos veces por semana para evitar la acumulación de polvo y esporas que pudiesen causar daños en la salud del personal que labora en el área.

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11. Se debe permitir cuando no implique riesgo para el trabajo de laboratorio que las ventanas se mantengan abiertas durante la jornada laboral para que el aire esté recirculando dentro del área y evitar la acumulación de las esporas fúngicas, y humedad en el área de trabajo.

12. Colocar deshumificadores en bibliotecas, oficinas y laboratorios en los que se trabaje con productos vegetales o cualquier otro lugar donde los niveles de humedad sean ideales para que los hongos microscópicos se desarrollen.

13. Los lugares que cuenten con sistemas de ventilación y aire acondicionado deben procurar que estos sistemas se limpien periódicamente y se deben cambiar los filtros de forma regular en todos los sistemas de ventilación.

14. Distribuir el mobiliario y aparatos de trabajo dentro del área de trabajo de una manera en la que éstos sean de fácil acceso al momento de hacer limpieza, con el fin de evitar los espacios donde pueda aumentarse la humedad y acumularse la suciedad generando un ambiente propicio para el crecimiento de hongos.

15. Impartir pláticas a estudiantes y profesionales en las cuales se trate de hacer conciencia ambiental y de la importancia que tiene realizar estudios aerobiológicos.

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IV.3. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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145. Videla, H.; Guiamet A., P. S. y Gómez de Saravia S. G. (2003). Biodeterioro

de materiales estructurales de sitios arqueológicos de la civilización maya. Universidad Nacional La Plata, Facultad de Ciencias Naturales y Museo. Revista del Museo de la Plata. 44:1-11.

146. Wadhwani, K., and Srivastava, A. K. (1984). Fungi from otitis media of

agricultural field workers. Mycopathologia. 88:155-9.

147. Walsh, J. (1968). Citado por Thomas, A. (1977). The Genus Aspergillus and Biodeterioration. En: Genetics and physiology of Aspergillus. Editado por Smith, E. & Pateman, A. Academic Press. London. Pp. 453-479.

148. Walsh, T. J., Gonzalez, C., Roilides, E., Mueller, B. u., Ali, N., Lewis, L. L., Whitcomb, T. O., Marshall, D. J y Pizzo, P. A. (1995). Fungemia in children infected with the human immunodeficiency virus: New epidemiologic patterns, emerging pathogens, and improved outcome with antifungal therapy. Clin. Infect. Dis. 20:900-906.

149. Warris, A.Voss, A. y Verweij, P. E. (2001). Hospital sources of Aspergillus sp.

New routs of transmission. Rev. Iberoam. Micol. 18: 156-162.

150. Yassi, A., Kjellstrom, T., de Kok, T., Guidotti. (2002). Salud Ambiental Básica (versión al español realizada en el INHEM). México DF. PNUMA

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

IV. ANEXOS

FODECYT 040-07

IV.4 ANEXOS ANEXO 1: Géneros predominantes en ambiente interior y exterior de los diferentes locales muestreados.

Género

Local

LAMIR AZOTEA DECANATURA AZOTEA IIQB

INT. IIQB EXT.

LIPRONAT INT.

LIPRONAT EXT.

CIAT INT.

CIAT EXT.

LAB. ALIM. INT.

LAB. ALI. EXT.

RECTORIA INT.

RECTORIA EXT. BC INT. BC

EXT.

Alternaria 0 10 8 10 15 13 0 0 0 0 0 0 0 0 11 12

Aspergillus 1033 330 486 330 567 436 373 605 140 297 405 338 331 286 251 253

Bipolaris 0 0 0 0 63 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Chalara 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 5 5 0 0

Cladosporium 5149 2784 5327 2784 6137 5233 4551 7835 2762 2530 10735 7605 7006 6549 3209 5924

Epidermophyton 0 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0 0 0 0 0 0

Fusarium 0 0 7 0 10 0 6 0 4 0 7 10 0 0 20 12

Levaduras 46 50 14 44 6 84 55 55 8 25 8 12 54 41 11 16

Monilia 193 123 259 120 195 198 267 397 151 116 276 294 66 134 62 273 Paecilomyces 0 5 0 5 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 9 7

Penicillium 1879 1512 3808 1512 3460 1436 3292 2626 932 864 2262 1176 1512 1131 1185 1000

Pestalotiopsis 0 5 0 5 0 7 5 8 0 0 0 0 0 0 0 0 Phialophora 0 0 0 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0

Rhizomucor 0 0 0 0 0 0 5 6 0 0 0 0 0 0 0 0 Rhizopus 0 0 0 0 0 9 0 0 0 0 11 13 6 4 0 0

Rhodotorula 12 19 34 19 14 34 23 31 9 10 28 22 28 17 18 19 Scopulariopsis 0 12 6 12 0 0 0 0 0 0 0 0 6 9 0 0

Syncephalastrum 0 0 13 0 0 0 0 17 0 5 9 8 40 35 26 26

Trichophyton 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Trichotecium 0 7 0 7 0 0 0 0 0 5 19 0 0 8 0 0 Verticillium 0 0 0 0 0 0 10 0 0 0 0 0 6 5 0 0 Trichosporum 15 16 52 16 10 67 25 55 6 24 20 39 34 49 25 36 No identificados (morfoesoecie) 258 220 417 220 131 275 179 369 63 84 150 154 276 139 76 182  

 

112 FODECYT 040-07

ANEXO 2

CUESTIONARIO SOBRE LA CALIDAD AEROBIOLÓGICA DEL AMBIENTE OCUPACIONAL PARA LA SELECCIÓN DE ÁREAS O LOCALES

Esta boleta forma parte del estudio aerobiológico de calidad del aire en locales ocupacionales de la Facultad de Farmacia, por lo que es necesario recopilar información de los mismos para analizar todas las fuentes posibles de contaminación y se le solicita su colaboración.

Está conforme con la participación en el presente proyecto de investigación:

A. Si 2. No

Instrucciones: a continuación se le presenta una encuesta que debe contestar con la mayor sinceridad posible.

B. Local:

1. No. de personal estable: 1. Una persona _____

2. Dos personas _____

3. Tres personas _____

4. Cuatro personas _____

5. Cinco personas _____

6. Seis personas _____

2. Tránsito de personal dentro del local:

1. Abundante 2. Moderado 3. Ligero

3. Características del local: 1. Dimensiones Mobiliario: 4. Estantes:

1. Metal ______ 2. Madera ______

5. Gabinetes:

1. Fórmica _____ 2. Madera ______

113 FODECYT 040-07

6. Escritorio:

1. Metal ______ 2. Madera ______ 3. Madera forrados de fórmica _____

7. Mesas:

1. Metal ______ 2. Madera ______ 3. Madera forrados de fórmica _____

8. Equipo de Laboratorio:

1. Sí ____ 2. No ____

9. Equipo de Oficina:

1. Sí ____ 2. No ____

10. Equipo de Cocina:

1. Sí ____ 2. No ____

11. Mesetas:

1. Fórmica _____ 2. Fórmica y madera _____ 3 Fórmica y ladrillo _____

12. Archivos:

1. Metal _____ 2. Madera _____

Condiciones higiénico-sanitarias:

13. Periodicidad de limpieza del local: 1. Diario ___________

2. Dos veces por semana ____________

3. Tres veces por semana ____________

4. Semanal ____________

5. Quincenal ____________

6. Mensual ____________

14. Hay asignado en su área un encargado de limpieza:

1. Sí ________ 2. No _______

114 FODECYT 040-07

15. Polvo notable sobre superficies de trabajo y equipos:

1. Sí 2. No _______

13. Deterioro de paredes: 1. Sí ______ 2. No ______ 14. Deterioro de techos: 1. Sí ______ 2. No ______ 15. Deterioro de mobiliario: 1. Sí ______ 2. No ______

20. Se cuenta con algún PEO o Manual de Limpieza: 1. Sí _____ 2. No _____

21. Se cuenta con algún PEO o Manual de Desinfección: 1. Sí _____ 2. No _____

21. Se cuenta con algún PEO o Manual de Bioseguridad: 1. Sí _____ 2. No _____

Tipo de ventilación:

22. Ventanas:

1. Ventanas de paleta ______ 2. Ventanas lisas ______

23. Ventilador:

1. Sí ______ 2. No ______

Infraestructura:

24. Puerta:

1. Metal ______ 2. Madera ______

25. Piso:

1. Granito _____ 2. Decorativo ______ 3. Cemento _____

26. Techo:

1. Cielo falso _____ 2. Lámina con cielo falso ______ 3. Loza _____

27. Paredes:

1. Block _______ 2. Ladrillo ______

115 FODECYT 040-07

ANEXO 3

CUESTIONARIO SOBRE LA CALIDAD AEROBIOLÓGICA DE LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN DEL ÁREA OCUPACIONAL

Esta boleta forma parte del estudio aerobiológico de calidad del aire en locales ocupacionales de la Facultad de Farmacia, por lo que es necesario recopilar información de los mismos para analizar todas las fuentes posibles de contaminación y se le solicita su colaboración.

Está conforme con la participación en el presente proyecto de investigación:

A. Sí ____ 2. No ____

Instrucciones: a continuación se le presenta una encuesta que debe contestar con la mayor sinceridad posible.

B. Local:

1. Recibió inducción para realizar la limpieza del local: 1. Sí ______ 2. No ______

2. Recibió inducción para realizar el proceso de desinfección del local:

1. Sí ______ 2. No ______

3. Cuenta con un manual o procedimiento de limpieza o desinfección:

1. Sí ______ 2. No ______

4. Si la respuesta es afirmativa usa el manual para la limpieza y desinfección del local:

1. Sí ______ 2. No ______

5. Conoce el grado de riesgo del trabajo que se realiza en el lugar que limpia:

1. Sí ______ 2. No ______

6. Toma precauciones de acuerdo al riesgo al que puede estar expuesto:

1. Sí ______ 2. No ______

116 FODECYT 040-07

Sí su respuesta fue afirmativa indique el material utilizado

7. Guantes: 1. Sí ______ 2. No ______ 8. Mascarilla: 1. Sí ______ 2. No ______ 9. Cofia: 1. Sí ______ 2. No ______ 10. Bata para la limpieza: 1. Sí ______ 2. No ______

11. Conoce que son medidas de Bioseguridad: 1. Sí ______ 2. No ______

12. Sigue algunas medidas de Bioseguridad: 1. Sí ______ 2. No ______

13. Le han proporcionado algún normativo de Bioseguridad:

1. Sí ______ 2. No ______

Tipo de limpieza que realiza:

14. Barre:

1. Sí ______ 2. No ______

15. Si su respuesta fue afirmativa indique material utilizado

1. Escoba _______ 2. Mopa ____

16. Trapea:

1. Sí _____ 2. No _____

17. Si su respuesta fue afirmativa indique material utilizado

1. Desinfectante comercial _____ 2. Sanolín o quita polvo _____ 3. Cloro _____

4. Agua _____ 5. Cera _____

18. Limpieza de mobiliario:

1. Sí _____ 2. No _____

19. Si su respuesta fue afirmativa indique material utilizado

1. Desinfectante _____ 2. Alcohol _____ 3. Detergente _____ 4. Cloro _____

5. Agua _____

117 FODECYT 040-07

118 FODECYT 040-07

20. Desempolva:

1. Sí _____ 2. No _____

21. Sí su respuesta fue afirmativa indique material utilizado

1. Plumero _____ 2. Aspiradora ______ 3. Trapo _____

22. Tipo de desinfección que realiza:

Desinfectar: 1. Sí ______ 2. No ______

23. Sí su respuesta fue afirmativa indique material utilizado

1. Cloro _______ 2. Desinfectante

ANEXO 4

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 119

Nombre: Muestreo de aire y recuento de colonias emergentes. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia..

FODECYT 040-07

1. PROPÓSITO Estandarizar la metodología para la toma de muestras de aire con aeroscopio.

2. ALCANCE Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas, etc. del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar

se encuentre disponible. b. El responsable debe de tener cuidado de hacer el muestreo en ORDEN por réplica,

punto de muestreo y área muestreada.

4. DEFINICIONES • Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de

aspirar diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este funciona por medio de impactación directa del aire sobre la caja de Petri.

• Higroscopio: Dispositivo digital que sirve para establecer la temperatura en grados Celsius o Fahrenheit y la humedad relativa de un lugar determinado.

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional encargado del LAMIR.

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.

ANEXO 4

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 120

Nombre: Muestreo de aire y recuento de colonias emergentes. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia..

FODECYT 040-07

7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS Diagrama de flujo MAS-100 Eco V 1.5x (FELL_400_Merck_SW_01_MAS-100 Eco)

8. PROCEDIMIENTO Consideraciones previas

• Antes de comenzar el muestreo, tomar en cuenta las siguientes normas de bioseguridad: colocarse guantes, bata, cerciorarse que la caja se encuentre cerrada y desinfectar el área de trabajo.

• Para establecer la hora de máxima contaminación de cada local o ambiente se deben de realizar dos muestreos preliminares de por los menos ocho horas consecutivas, por cada muestreo.

• Previo a realizar el muestreo se debe de hacer un diagrama del ambiente a muestrear, señalar de manera clara los puntos seleccionados para el muestreo y el orden de los mismos.

Muestreo piloto

• Retirar la tapa metálica del aeroscopio, colocar la caja de Petri en el aeroscopio y cerrar la tapa metálica. Encender el aeroscopio y establecer el volumen de aire a muestrear, observar bien las especificaciones del fabricante para la manipulación del aeroscopio. Realizar lo anterior por triplicado en cada uno de los puntos a muestrear, este procedimiento se debe realizar por lo menos dos veces antes de establecer la hora de máxima contaminación. Se recomienda elegir mínimo tres puntos por local o ambiente.

• En cada muestreo es importante tomar la temperatura y humedad relativa, para lo cual se utiliza el higroscopio o en su ausencia un termómetro, para la toma de la temperatura, con termómetro se debe de humedecer el extremo inferior del mismo con un algodón con agua, se debe esperar por lo menos 5 minutos para que la temperatura se estabilice. En el caso de un higroscopio se debe esperar al menos 3

ANEXO 4

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 121

Nombre: Muestreo de aire y recuento de colonias emergentes. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia..

FODECYT 040-07

minutos y se tomará como la temperatura y el porcentaje de humedad que proporciona el equipo.

Muestreo periódico

• Se debe de hacer a la hora de máxima contaminación, luego de haber sido establecida la misma por los muestreos piloto

• Colocar el aeroscopio en el punto dentro del local o ambiente a muestrear, quitar la tapa de seguridad de la cabeza del mismo, esterilizar la cabeza del aeroscopio con alcohol al 70% y algodón y esperar a que este seque completamente.

• Colocar la caja de Petri en la base de la cabeza del aeroscopio sin su tapa, cerrar la cabeza del mismo, presione el botón “yes”, seleccione el volumen de aire a tomar presionando el botón “yes” para confirmar, el botón “no” para cambiar el volumen, cuando tenga el volumen requerido presione “yes”, seleccionar si desea iniciar la muestra, presionar “yes”, se le preguntara si desea retrasar el proceso, “DELAY”, presione “yes” si lo quiere retrasar, o presione “no” si quiere iniciar sin retrasar el proceso.

• Importante, evite a toda costa, comer, beber, o estar muy cerca del aeroscopio mientras este se encuentre tomando la muestra ya que esto puede alterar los resultados al ser nosotros la fuente de contaminación.

• Una vez finalizado el proceso de toma de muestra de aire por parte del aparato, remover la cabeza del mismo y tapar la caja de Petri con su respectiva tapa y retirar de la base del aeroscopio. Repetir el procedimiento anterior las veces que sea necesario, en base a las replicas establecidas para cada punto a muestrear y la cantidad de puntos establecidos.

•

ANEXO 4

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 122

Nombre: Muestreo de aire y recuento de colonias emergentes. Código de procedimiento

9. DIAGRAMA DE FLUJO

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia..

FODECYT 040-07

ANEXO 4

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 123

Nombre: Muestreo de aire y recuento de colonias emergentes. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia..

FODECYT 040-07

10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN

• Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.

• Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final

Proyecto FODECYT 40-2007.

ANEXO 5

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 124

Nombre: Aislamiento de hongos microscópicos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

1. PROPÓSITO Ya que en un ambiente natural no es frecuente encontrar un solo tipo de microorganismo, es necesario tener una metodología para el aislamiento específico del microorganismo de interés, en este caso como son los hongos.

2. ALCANCE Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES a. Preparar las muestras a aislar, así como los medios de cultivo y el material a

utilizar.

b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a este.

c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así como también limpio y estéril según sea el caso.

d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de estos.

e. Los cultivos de hongos deben ser sellados con papel parafilm o cinta adhesiva para evitar la contaminación del laboratorio.

f. Todos los cultivos de hongos filamentosos han de ser manipulados en el interior de una cabina de seguridad biológica (campana de flujo laminar).

ANEXO 5

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 125

Nombre: Aislamiento de hongos microscópicos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

4. DEFINICIONES • Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se

establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o cualquier otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador y al ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo o microorganismo y donde se sitúa el trabajador.

• Incinerador: adj. y s. [Aparato o instalación] donde se incinera: incineradora de desperdicios.

• Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios. Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente de nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.

• Asas: Las asas básicamente son alambres unidos a un mango que permite manipularlas. El alambre puede ser de diferente material, (ferro níquel, nicromo, platino, etc.) y la forma (recta, curva, etc.,) dependiendo de la necesidad.

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional encargado del LAMIR.

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.

ANEXO 5

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 126

Nombre: Aislamiento de hongos microscópicos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS No aplican

8. PROCEDIMIENTO • Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y

desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.

• Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para el uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento de la cepa fúngica.

• Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará de adentro hacia fuera, antes y después de su uso, utilizando primero algodón con desinfectante (Lysol) y luego se pasa algodón con alcohol al 70%. Luego se enciende la luz de UV (debe evitarse la presencia de personal de trabajo en el laboratorio en ese momento) por un lapso aproximado de 5 minutos para terminar con el proceso de desinfección. Y antes de utilizarla esta se pondrá en funcionamiento de 15 a 20 minutos antes de empezar a trabajar para que se estabilice la circulación del aire.

• Se apaga la luz UV e inmediatamente se enciende el ventilado de la campana de flujo laminar. Se introduce dentro de la campana de flujo laminar todo el material que se va a utilizar en el proceso de aislamiento con el fin de realizar todas las manipulaciones sin tener que salir y volver a entrar en la zona de trabajo. El material que se utilizará en la campana de flujo laminar es: asas (en punta y en L), cajas de Petri con agar o medio de cultivo, marcador rotulador, algodón con alcohol al 70% (por si ocurriera alguna salpicadura de algún material contaminante), cajas de Petri con cultivos o muestras a realizarles el aislamiento de la cepa fúngica, incinerador y tiras de papel parafilm.

ANEXO 5

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 127

Nombre: Aislamiento de hongos microscópicos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

• Dentro de la campana introducir las manos (con guantes), con la vitrina protectora lo más abajo posible.

• Rotular las cajas de Petri con medio de cultivo con su respectiva información

(nombre o código de la muestra, fecha, tipo de agar o medio de cultivo en la caja de Petri), esterilizar el asa a utilizar con el incinerador, luego esperar a que se enfríe el asa en punta, tomar un poco de muestra raspando la colonia y se siembra en la caja de Petri con agar nuevo, se introduce el asa en punta ligeramente en el agar en el centro de la caja.

• Guardar las cajas sembradas en la incubadora hasta que se observe crecimiento

(aproximadamente 3-7 días según la cepa fúngica) y a una temperatura de 26°C. • Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente

mencionado, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo lugar desinfectándolo con alcohol al 70 %. Se apaga el sistema de ventilado de la campana y también el incinerador.

• Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este

tipo de material) antes de salir del área de trabajo. • Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.

ANEXO 5

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 128

Nombre: Aislamiento de hongos microscópicos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

9. DIAGRAMA DE FLUJO

ANEXO 5

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 129

Nombre: Aislamiento de hongos microscópicos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión: octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal. Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final proyecto FODECYT 40-2007.

ANEXO 6

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 130

Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

1. PROPÓSITO Hacer una diferenciación entre géneros y definir especies de hongos.

2. ALCANCE

Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES

a. Preparar las muestras a caracterizar, así como todo el material a utilizar.

b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a este.

c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así como también este deberá guardarse limpio y estéril según sea el caso.

d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de estos.

4. DEFINICIONES

• Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o cualquier otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador y al ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo o microorganismo y donde se sitúa el trabajador.

ANEXO 6

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 131

Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

• Incinerador: adj. y s. [Aparato o instalación] donde se incinera: incineradora de desperdicios.

• Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios. Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente de nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.

• Asas: Las asas básicamente son alambres unidos a un mango que permite manipularlas. El alambre puede ser de diferente material, (ferro níquel, nicromo, platino, etc.) y la forma (recta, curva, etc.,) dependiendo de la necesidad.

• Azul de lactofenol: Líquido de montaje compuesto por: fenol cristalizado 20g, ácido láctico 20 g, glicerina 40g, agua destilada 20 ml, azul de algodón 0,1 g. Para prepararlo se disuelven los componentes y se calienta suavemente. El azul de algodón se agrega al final.

• Cubreobjetos: Fina lámina de vidrio o plástico en forma cilíndrica, con una base ancha y poca altura, se usa para pruebas en el laboratorio. Hay de vidrio, plástico preesterilizadas y desechables.

• Portaobjetos: Pequeña lámina de vidrio rectangular donde se coloca la muestra

para ser examinada al microscopio. Existen Portaobjetos, con cavidades semiesféricas de distinto diámetro de profundidad, utilizables para técnicas de observación en vivo de microorganismos.

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO

El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional encargado del LAMIR.

ANEXO 6

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 132

Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO

Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.

7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS No aplican

8. PROCEDIMIENTO

• Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.

• Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para

el uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento de la cepa fúngica.

• Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará antes y después de su uso de adentro hacia afuera, utilizando primero algodón con desinfectante (Lysol) y luego se pasa algodón con alcohol al 70%. Luego se enciende la luz de UV (debe evitarse la presencia de personal de trabajo en el laboratorio en ese momento) por un lapso aproximado de 5 minutos para terminar con el proceso de desinfección. Y antes de utilizarla esta se pondrá en funcionamiento de 15 a 20 minutos antes de empezar a trabajar para que se estabilice la circulación del aire.

• Se enciende el ventilado de la campana de flujo laminar e introducir dentro de la

campana de flujo laminar todo el material el cual se va a utilizar en el proceso de caracterización con el fin de realizar todas las manipulaciones sin tener que salir y volver a entrar en la zona de trabajo, como: asas (en argolla, en punta y en L), marcador rotulador (indeleble), cubreobjetos, láminas portaobjetos, frasco con

ANEXO 6

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 133

Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

gotero con azul de lactofenol algodón con alcohol al 70% (por si ocurriera alguna salpicadura de algún material contaminante), cajas de Petri con cultivos o muestras a realizarles la preparación para su respectiva caracterización de la cepa fúngica y incinerador.

• Dentro de la campana, se introducen las manos (con guantes), con la vitrina

protectora lo más abajo posible. Rotular las láminas portaobjetos (cada cepa fúngica que se caracterizará, se identifica con un código o nombre).

• Se esteriliza el asa a utilizar, con el incinerador, luego que se enfríe el asa, se

coloca unas 2-3 gotas de azul de lactofenol en la lámina portaobjeto, y a continuación: con el asa se toma un poco de muestra, seleccionada para la caracterización, se raspa ligeramente la colonia y se deposita la muestra sobre la lámina portaobjetos con el azul de lactofenol tratando de depositar la mayor cantidad de muestra sobre la lámina realizando movimientos circulares con el asa y luego se le coloca un cubreobjetos por encima de la lámina portaobjetos (tratando de evitar la formación de burbujas).

• Se esteriliza de nuevo el asa en el incinerador y se espera a que se enfríe para

realizar otra preparación. • Las cajas de Petri con cultivos o muestras a las que se les realizó la preparación

para su respectiva caracterización de la cepa fúngica, se protegen con papel parafilm para evitar su contaminación y se guardan en incubadora a 26 °C para su conservación.Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente mencionado, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo lugar.

• Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este

tipo de material) antes de salir del área de trabajo. Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.

ANEXO 6

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 134

Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

• Las láminas preparadas, se observan al microscopio para ver sus características morfológicas y se utilizan claves dicotómicas disponibles para la identificación. 9. DIAGRAMA DE FLUJO

ANEXO 6

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 135

Nombre: Caracterización microscópica de hongos Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN

Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal. Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final proyecto FODECYT 40-2007.

ANEXO 7

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 136

Nombre: Cultivo en lámina Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

1. PROPÓSITO Estandarizar la metodología para realizar los cultivos en lamina de muestras fúngicas.

2. ALCANCE Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas, etc. del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar

se encuentre disponible. b. El responsable debe de tener cuidado de identificar y realizar el procedimiento de

manera ordenada y limpia

4. DEFINICIONES Agar Sabouraud: Medio de cultivo

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional encargado del LAMIR.

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.

ANEXO 7

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 137

Nombre: Cultivo en lámina Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS No aplican.

8. PROCEDIMIENTO • Tome Una caja de Petri con Agar Saboraud y corte cuadritos de 1/2 cm por lado.

Nota: el medio no debe haber sido inoculado.

• Tome el cuadrito de agar con asa estéril y colóquelo sobre el portaobjetos que se encuentra en la caja de Petri de vidrio sobre una varilla en V.

• Inocular el centro de cada uno de los extremos del cuadrito de agar con el hongo a investigar con un asa en L o en punta.

• Cubrir el agar inoculado con el cubreobjetos que se encuentra estéril dentro de la caja de Petri de vidrio.

• Añada 8ml de agua destilada estéril a la caja de cultivo sobre el papel filtro, resbalado por las paredes de la caja.

• Incubar a 25°C hasta que aparezca esporulación.

• Al haber esporulación, levante cuidadosamente el cubreobjetos con una pinza estéril y colóquelo sobre una superficie plana con el cultivo hacia arriba.

ANEXO 7

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 138

Nombre: Cultivo en lámina Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

• Coloque una gota de azul de lactofenol sobre un portaobjetos limpio y encima coloque el cubreobjetos. (El cultivo debe ir hacia abajo en contacto con el azul de lactofenol).

• Descarte el trocito de agar con un asa en espátula o en L en un recipiente.

• Añada una gota de azul de lactofenol sobre el cultivo en el portaobjetos y coloque un cubreobjetos encima.

• Remueva el exceso de colorante y selle la preparación con esmalte de uñas transparente.

• Coloque y Observe al microscopio para su identificación.

ANEXO 7

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 139

Nombre: Cultivo en lámina Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

9. DIAGRAMA DE FLUJO

ANEXO 7

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 140

Nombre: Cultivo en lámina Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:octubre de 2008

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN

• Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal. • Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final

Proyecto FODECYT 40-2007.

 

ANEXO 8

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 141

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterias en aceite mineral. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

1. PROPÓSITO Estandarizar la metodología para realizar los cultivos en lamina de muestras fúngicas.

2. ALCANCE Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas, etc. del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar

se encuentre disponible. b. El responsable debe de tener cuidado de tener el cuidado de identificar y realizar

el procedimiento de manera ordenada y limpia

4. DEFINICIONES a. Cepa: Grupo de organismos dentro de una especie o variedad.

b. Conservación: conjunto de procedimientos y medidas destinadas a

asegurar, por una parte, la prevención de posibles alteraciones físicas en las cepas a fin de mantenerlas viables para su uso posterior

c. Aceite mineral: Aceite derivado del petróleo o de una fuente mineral, a diferencia de algunos aceites que tienen origen en plantas y animales.

d. Lysol: Solución aceitosa clara de color marrón desinfectante y antiséptico utilizado en medicina y uso domestico

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional encargado del LAMIR.

ANEXO 8

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 142

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterias en aceite mineral. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.

7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS No aplican.

8. PROCEDIMIENTO Consideraciones previas

La cepa microbiana se guarda en forma de cultivo activo en el medio de cultivo en el que ha crecido. Sin embargo, estas células no pueden permanecer indefinidamente en el mismo tubo, porque al seguir activas excretan productos tóxicos del metabolismo que se acumulan, provocando el envejecimiento y muerte celular, por lo que es necesario transferirlas a otro tubo con medio de cultivo fresco. Si se va a utilizar este método es aconsejable retardar el envejecimiento y alargar los periodos entre dos resiembras. Esto se puede conseguir de varias maneras como por ejemplo: disminuyendo la cantidad de inóculo; rebajando la proporción de algunos nutrientes en el medio de cultivo; inoculando en picadura los microorganismos que son anaerobios facultativos, ya que el crecimiento en presencia de oxígeno es más rápido y origina productos generalmente tóxicos; y almacenando los cultivos de 4ºC-8ºC. Se suele recubrir el crecimiento con una capa de aceite mineral estéril. Con esto se consigue evitar en la medida de lo posible la desecación del medio de cultivo, que podría ser tóxico para las células al aumentar su concentración.

Conservación por transferencia periódica.

1. Preparar 5 tubos en slant por cada cepa a conservar de Agar Saboraud o Agar cerebro corazón en tubos de cultivo con tapón de rosca de 13x100 o 16x100, añadiendo de 4 a 5 ml del medio de cultivo. (Importante: El slant debe estar a 2cm del tapón del tubo de cultivo y tener un fondo de 2cm)

ANEXO 8

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 143

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterias en aceite mineral. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

2. Dejar incubando los tubos por 24 horas a temperatura ambiente (25-26˚C), para comprobar que no exista contaminación en ninguno de ellos.

3. Sacar los tubos de la incubadora y revisar uno a uno para descartar los que presenten algún tipo de contaminación.

4. Rotular los tubos con el código de la cepa que va ser sembrada en cada uno de ellos y colocar en gradillas plásticas (Cinco tubos por cada cepa).

5. Limpiar la campana de flujo laminar o el área de trabajo con dos desinfectantes diferentes si se poseen (Lysol/Cloro), sino únicamente con alcohol.

6. Encender el flujo laminar de la campana y dejar correr el aire por un tiempo aproximado de 15 minutos antes de comenzar a trabajar para que se esterilice toda el área de trabajo.

7. Pasados los 15 minutos encender el incinerador o el mechero bunsen en dependencia del área de trabajo, hasta que caliente.

8. Colocar todo el material de trabajo dentro de la campana antes de sentarse a trabajar, debido a que una vez sentados no deben levantarse hasta terminar el trabajo que se está ejecutando para evitar posibles fuentes de contaminación del material.

9. Con el material en la campana se procede a realizar los pases de las cepas de caja a tubo o de tubo a tubo de la siguiente manera:

a. Quemar el asa que se va utilizar para realizar el repique de la cepa hasta que se torne color rojo vivo para lo cual se debe dejar dentro del incinerador por un período de tiempo aproximado de 1 minuto.

b. Dejar enfriar el asa por un tiempo aproximado de 1 minuto para no quemar el inoculo que se va tomar.

c. Abrir la caja de Petri o el tubo de ensayo donde se tiene la cepa que se va conservar, tomar una asada de la misma, cerrar el tubo y regresar el mismo a la gradilla de donde se tomó. (Nota: es muy importante llevar un orden en los tubos para evitar confusión)

ANEXO 8

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 144

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterias en aceite mineral. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

d. Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de conservación y hacer el inóculo (por punción en caso de hongos y estriado en caso de bacterias) de la cepa que se esté trabajando, cerrar el tubo y colocar en la gradilla donde se van a tener las cepas inoculadas. (Importante: este proceso se hace por quintuplicado por cada cepa que se va conservar)

e. Al finalizar el pase de las cepas que se estén trabajando, (por día se trabaja un aproximado de 10 cepas), se retiran de la campana de flujo laminar y se colocan en la incubadora a 28˚C los hongos y a 37˚C por 24 horas las bacterias.

f. Al tercer día de incubación en el caso de los hongos y 24 horas en el caso de las bacterias, revisar el crecimiento y pureza de las mismas pues no debe pasar la colonia de un diámetro de 1-2 cm los hongos y haber crecimiento en el slant en las bacterias, si en caso para este día no han alcanzado este tamaño deben permanecer en la incubadora con un monitoreo diario para que no excedan el tamaño permitido para su conservación.

g. Al alcanzar la colonia el tamaño permitido (1-2cm/hongos, presencia de crecimiento en el slant/bacterias) se procede a añadir el aceite mineral estéril resbalado por las paredes del tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur previamente esterilizadas. El aceite mineral debe quedar 1 cm por arriba del slant. Este proceso se realiza dentro de la campana por lo que debe seguirse los pasos del 5-8 anteriormente mencionados.

h. Colocar las cepas conservadas con la técnica de aceite mineral en el lugar seleccionado para guardar el cepario de referencia.

Repetir este proceso con todas las cepas que se desee conservar e incluir al cepario de referencia.

ANEXO 8

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 145

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterias en aceite mineral. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

9. DIAGRAMA DE FLUJO

ANEXO 8

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 146

Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterias en aceite mineral. Código de procedimiento

Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas y Licda. Suzette Boburg Juárez.

Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN

• Laboratorio Microbiológico de Referencia, para uso del personal. • Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto

FODECYT-40-2007.  

 

 

 

ANEXO 9

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 147

Nombre: Uso del higroscopio. Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

1. PROPÓSITO Estandarizar el uso y manejo adecuado del higroscopio.

2. ALCANCE Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.

3. RESPONSABILIDADES a. Cuidar el equipo (higroscopio), haciéndose responsable de cualquier daño

ocasionado a este.

b. Revisar el equipo (higroscopio) antes y después de su uso, para observar que se encuentre en buen estado antes y después de utilizarlo.

c. Usar el equipo (higroscopio), de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos adecuados según el procedimiento.

d. Guardar el equipo (higroscopio), en un lugar adecuado y fresco al terminar su uso.

4. DEFINICIONES • Higroscopio: Instrumento que realiza mediciones rápidas de humedad y

temperatura.

• Temperatura: La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las partículas en una sustancia.

ANEXO 9

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 148

Nombre: Uso del higroscopio. Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

• Humedad relativa: es el cociente en la humedad absoluta y la cantidad máxima de agua que admite el aire por unidad de volumen. Se mide en tantos por ciento y está normalizada de forma que la humedad relativa máxima posible es el 100%.

5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional encargado del LAMIR.

6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.

7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS No aplican.

8. PROCEDIMIENTO Uso del higroscopio en el área o ambiente interior

• Antes de utilizar el higroscopio se observa que este se encuentre en buen estado, qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.

• Para el área o ambiente interior se selecciona un punto fresco y central (del área o lugar a muestrear), en donde colocar el hidrómetro y que no se vea afectado por ningún equipo, o material que afecte los datos (temperatura y humedad relativa) que proporcionará el higroscopio.

ANEXO 9

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 149

Nombre: Uso del higroscopio. Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

• Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y se coloca.

• Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.

• Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la humedad relativa obtenidos con el higroscopio.

Uso del higroscopio en el área o ambiente exterior

• Antes de utilizar el higroscopio se observa que este se encuentre en buen estado, qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.

• Para el área o ambiente exterior se selecciona un punto fresco y central (del área o lugar a muestrear), en donde colocar el higroscopio y que no se vea afectado por el sol, vegetación, o algún otro material, que afecte los datos (temperatura y humedad relativa) que proporcionará el higroscopio.

• Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y se coloca.

• Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.

• Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la humedad relativa obtenidos con el higroscopio.

ANEXO 9

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 150

Nombre: Uso del higroscopio. Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

9. DIAGRAMA DE FLUJO

Área exterior

Se selecciona un punto fresco y central (del área o lugar a muestrear), en donde colocar el higroscopio y que no se vea afectado por ningún equipo, o material que afecte los datos (temperatura y humedad relativa).

Área interior

Se anotan los resultados de la temperatura y de la humedad relativa obtenidos con el higroscopio.

Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.

Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y se coloca.

Se selecciona un punto fresco y central (del área o lugar a muestrear), en donde colocar el hidrómetro y que no se vea afectado por el sol, vegetación, o algún otro material, que afecte los datos (temperatura y humedad

Antes de utilizar el higroscopio se observa que este se encuentre en buen estado, qué funcione correctamente y que la batería tenga carga. 

ANEXO 9

I. MANUAL OPERATIVO

LAMIR-POE

Página | 151

Nombre: Uso del higroscopio. Código de procedimiento

Elaboró: María Alejandra Marroquín Rosales Aprobó MSc. Karin Herrera

Fecha de aprobación: octubre de 2008 Fecha de revisión:

Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.

FODECYT 040-07

10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN

• Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal. • Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final

Proyecto FODECYT 40-2007.

ANEXO 10

Metodología aplicada durante el monitoreo microbiológico del aire

 

Aeroscopio

   

II. Ajuste del volumen de aire a absorver (100Lt) III. Forma de colocar la caja de petri dentro del aeroscopio 

   

IV.Forma de cerrar el equipo para dar comienzo al monitoreo del aire 

V. Equipo en funcionamiento (Recolección de volumen de aire) 

152 FODECYT 040-07

   

VI. Forma adecuada de retirar la caja luego de realizado el monitoreo del aire. 

VII. Se retira la caja y se cierra el equipo para continuar con las siguientes replicas. 

   

IX. Toma de la temperatura seca y el porcentaje de humedad  relativa,  así  como  la  recopilación  y ordenamiento de todas las cajas muestreadas. 

VIII. Equipo de trabajo llevando a cabo uno de los monitoreos  aerobiológicos del aire. 

153 FODECYT 040-07

154 FODECYT 040-07

ANEXO 11

Recuento microbiológico de las colonias fúngicas emergentes en cada una de las cajas utilizadas en los muestreos aerobiológicos en las diversas áreas.

I. Realización del recuento de colonias fúngicas emergentes en la Cámara de Quebec.

II. Caja de Petri con el recuento de las colonias fúngicas recolectadas del aire en cada local.

III. Así se observa la caja de Petri luego de realizarse en conteo de colonias fúngicas.

IV. Recuento de las tres cajas muestreadas en capa punto seleccionado.

V. Comparación de la carga fúngica presente en diferentes puntos de la misma área.

VI. Selección de los géneros a aislar del muestreo realizado para su posterior caracterización y selección de los géneros predominantes.

ANEXO 12

Vista macroscópica de cultivos fúngicos en cajas de Petri (anverso)

Fusarium Syncephalastrum Aspergillus

 

Monilia Aspergillus Aspergillus

 

Aspergillus Cladosporium Pestalotiopsis  

 

 

 

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ANEXO 13

Vista microscópica de las diversas estructuras fúngicas para su caracterización.

Pestalotiopsis Pestalotiopsis

Syncephalastrum Syncephalastrum

 

Rhizopus Rhizopus

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Fusarium Fusarium

Penicillium Aspergillus terreus

   

Aspergillus niger Cladosporium

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ANEXO 14

Preparación de medios de cultivo, aislamiento, purificación y conservación de cepas fúngicas aisladas en el aire.

Preparación de medios de cultivo- Purificación de cepas en cajas de petri, para luego ser purificadas en tubos de ensayo.

III. Purificación de las cepas aisladas en caja para ser conservadas en tubo con aceite mineral.

IV. Cepas conservadas en tubo con aceite mineral (Cepario fúngico)

V. Diversas técnicas de conservación (caldo en refrigeración, arena y medio semisólido en refrigeración).

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159 FODECYT 040-07

ANEXO 15

Muestreo aeromicológico en diferentes locales de estudio.

Aeroscopio recolectando muestra de aire interior en LAMIR

Aeroscopio recolectando muestra de aire exterior en LIPRONAT

Área exterior muestreada del IIQB. Aeroscopio recolectando muestra de aire interior del IIQB.

Área exterior de LAMIR y Decanatura. Punto tres de muestreo. Decanatura.

ANEXO 16

Manual de Bioseguridad

 

 

 

 

   

 

 

 

 

 

 

 

Elaborado por:

. M.Sc. Karin Herrera, Licda. Suzette Boburg y Licda. Rosibel López

 

 

 

 

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ÍNDICE  

Tema Página

1. Prólogo 1

2. Bioseguridad 2 2.1 Riesgos 2 2.2 Símbolo de bioseguridad 3

2.3 Equipos de protección individual (EPIs) 4 2.3.1 Batas 4 2.3.2 Guantes 4 2.3.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros 5 2.3.4 Máscaras de protección y aparatos filtrantes 6

3 Normas para cumplimiento obligatorio durante el trabajo en el laboratorio 7

4 Limpieza y desinfección en el laboratorio 11 4.1 Limpieza 11 4.1.1 Procedimiento para la limpieza dentro del laboratorio 12 4.1.1.1 Superficies 12 4.1.1.2 Pisos 13 4.1.1.3 Lavamanos y lavaderos 14 4.1.1.4 Equipo de laboratorio 14 4.2 Desinfección 15 4.2.1 Procedimientos de desinfección 16 4.2.2 Principales desinfectantes químicos 17

5 Reglas para el personal encargado de la limpieza dentro del laboratorio 18

6 Observaciones especiales para la manipulación de material 20 7 Lavado de manos 21

7.1 Procedimiento para lavarse las manos 21 8 Derrames y Accidentes 25 9 Esterilización 27 10 Referencias 29

 

1. PRÓLOGO

La experiencia indica que en el área de la salud, el personal de laboratorio es quien, con alta frecuencia, se ve expuesto a contraer enfermedades ocupacionales. Esta realidad, además de nuestro interés por entregar un servicio de calidad, ha motivado la implementación de una guía que contribuya a lograr un trabajo seguro al interior de los laboratorios.

El presente manual fue elaborado por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 40-2007 con el fin de proporcionar una guía clara que comprende los diferentes aspectos de la bioseguridad, como las normas básicas, las buenas prácticas de laboratorio, equipo de protección personal, limpieza y desinfección, cómo actuar en caso de accidentes dentro de un laboratorio, entre otros.

Este manual pretende también que las instituciones que lo reciban, puedan transmitir esta información a su personal en general, no para evitar que ocurran accidentes, pero para disminuir en la mayor medida posible, el riesgo de que estos ocurran, y también lograr que los responsables de dichas instituciones y laboratorios se aseguren que las normas se cumplan.

Esperamos que este manual sea de gran utilidad para minimizar y contener los riesgos asociados al trabajo de los diferentes laboratorios de especialidades y que, en último término, sea de real beneficio para la protección del personal que labora en ellos.

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2. BIOSEGURIDAD

El vocablo bioseguridad se refiere a las normas de higiene y seguridad que permiten que el personal que trabaja en un laboratorio proteja su salud y desarrolle su labor con eficiencia. La bioseguridad se desarrolla en combinadamente con el personal que trabaja en el laboratorio y que debe cumplir las normas, las autoridades que deben hacerlas cumplir y la dirección del laboratorio que debe implementar los medios para que se cumplan. En cada laboratorio, el personal de laboratorio debe tener entrenamiento específico en el manejo de agentes patógenos y deben ser supervisados por una persona responsable de la bioseguridad, quien deberá encargarse de controlar la capacitación de todas las personas que trabajen o que ingresen al mismo y evaluar el cumplimiento de lo establecido en dichas normas. Las buenas técnicas microbiológicas y el uso de equipos de seguridad apropiados brindan protección al personal y al ambiente cercano al laboratorio de la exposición a agentes infecciosos. La bioseguridad comprende:

Aspectos Estructurales: Se refiere a la distribución de los ambientes, instalaciones adecuadas, materiales y equipo necesarios y su mantenimiento.

Aspectos Operativos: Comprenden la educación del personal sobre los diversos procedimientos de laboratorio y las precauciones para la seguridad.

Aspectos Administrativos: Involucran las normas, medidas preventivas y una supervisión continua para asegurar que esas normas y precauciones sean seguidas por el personal.

2.1. Riesgos Riesgo se define como la probabilidad que tiene un individuo de sufrir lesión, enfermedad, complicación de la misma o muerte como consecuencia de la exposición a un factor de riesgo. Riesgo Ocupacional se refiere al riesgo al cual está expuesto un trabajador dentro de las instalaciones donde labora y durante el desarrollo de su trabajo. Los Factores de Riesgo todos los elementos, sustancias, procedimientos y acciones humanas presentes en el ambiente laboral que de una u otra forma ponen en riesgo al trabajador teniendo la capacidad de producirle lesión. Estos factores de riesgo pueden encontrarse en la fuente, en el medio o en las personas mismas. Tienen como característica fundamental que son fácilmente controlables. Al evaluar un riesgo se ayuda a asignar los niveles de bioseguridad (instalaciones, equipo y prácticas) que reducen al mínimo el riesgo de exposición del trabajador o del ambiente a un agente. Los factores de interés en la evaluación del riesgo incluyen:

La patogenicidad del agente infeccioso. La ruta de transmisión (parenteral, por ingestión, por el aire).

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La estabilidad del agente. La dosis infecciosa del agente. La concentración (número de organismos infecciosos por unidad de volumen). El origen del material potencialmente infeccioso La disponibilidad de una profilaxis eficaz o la intervención terapéutica.

Es muy importante también, al momento de la evaluación de un riesgo, tomar en cuenta la experiencia del personal y el nivel de capacitación del personal que se encuentra expuesto al riesgo, como las personas que trabajan dentro del laboratorio, el personal de mantenimiento y el personal de limpieza. Puede ser necesaria la planificación de instrucción adicional para garantizar la seguridad de las personas que trabajan en diferentes niveles de bioseguridad. 2.2 Símbolo de Bioseguridad Este símbolo indica la presencia actual o potencial de un riesgo biológico, debiendo identificar laboratorios, equipos, contenedores, habitaciones y materiales. Todas las áreas y laboratorios que contienen material biopeligroso (muestras clínicas, sangre y productos relacionados, fluidos biológicos, cultivos, etc.) así como las bolsas de descarte y los recipientes de basura que los contienen, deben estar claramente marcadas con este símbolo, al igual que refrigeradoras, congeladores y gabinetes de seguridad. El símbolo debe ser color naranja o rojo. Este signo de bioseguridad ha sido universalmente aceptado y, hoy en día, se usa en todos los laboratorios del mundo; cualquier investigador o científico puede identificar la señal y entender lo que significa: que está ante la presencia de un riesgo biológico y que se debe tomar las precauciones necesarias de acuerdo al tipo de riesgo.

Símbolo universal de bioseguridad.

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2.3 Equipos de protección individual (EPIs) Los EPIs son elementos que protegen a la persona que maneja productos tóxicos cuando no existe la certeza de que los medios de protección colectivos (extracción general) ofrecen el máximo de seguridad. Es importante ser consciente de la necesidad de su uso durante todo el tiempo en que se realiza la actividad que los requiere. El equipo que se seleccione depende de la naturaleza del trabajo que se realice. EPIs de uso en laboratorios: 2.3.1 Batas: Las batas de laboratorio deben ir abotonadas hasta arriba. Las batas de

manga larga y abertura trasera protegen mejor que las batas de abertura frontal y son preferibles en los laboratorios de microbiología. Las batas nunca deben lavarse en casa junto a la ropa de la familia; se recomienda remojarlas previamente en cloro antes de lavarlas.

2.3.2 Guantes: Proporcionan protección cutánea contra riesgos mecánicos y

manipulación de sustancias de tipo corrosivo, irritante, de elevada toxicidad o de elevado poder de penetración a través de la piel, objetos de vidrio cuando hay peligro de rotura.

El principal objetivo de los guantes es evitar la contaminación con microorganismos patógenos que pueden infectar al personal; la correcta colocación y forma de retirarlos son básicos para maximizar su uso y protección.

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El uso de guantes no reemplaza el lavado de manos. Los guantes desechables de látex, vinilo o nitrilo de tipo quirúrgico aprobados para uso microbiológico son los más usados para el trabajo general de laboratorio y para manipular agentes infecciosos, así como sangre y otros fluidos corporales. Los guantes utilitarios o domésticos se deben utilizar para actividades de limpieza y mantenimiento, para tocar desperdicios o sábanas y demás tela sucia para limpiar superficies contaminadas, entre otros. Estos pueden volver a utilizarse después de su uso. Para protegerse de las sustancias contaminantes en el exterior de los guantes, lavarse las manos siempre con los guates aún puestos antes de quitárselos, siguiendo los pasos de rutina descritos para el lavado de manos.

Recomendaciones importantes para el uso de guantes:

Antes de ponerse los guantes, se debe retirar todo objeto y joya de las manos. No tocar superficies ni áreas corporales, una vez tenga los guantes puestos. Una vez puestos los guantes, no se debe contestar el teléfono, tocar objetos

personales, no tocarse la cara ni aplicarse maquillaje. En caso de presentarse punción o ruptura en los guantes, éstos deben ser

cambiados. Utilizar guantes de la talla adecuada, ya que el uso de guantes estrechos o

laxos favorece a la ruptura y accidentes laborales. No abandonar el laboratorio con los guantes puestos. Al momento de transportar muestras de un laboratorio a otro, debe hacerse

siempre con los guantes puestos, solamente una mano con guante para evitar contaminar los picaportes al abrir o cerrar puertas.

Después de ser utilizados, todos los guantes deben ser descartados siempre aún cuado parezca que no están sucios, siempre en bolsas marcadas como riesgo biológico.

2.3.3 Gafas de seguridad, protectores oculares y filtros: Estas se utilizan para

protección de los ojos contra radicaciones ionizantes, riesgos eléctricos, riesgos mecánicos, y salpicaduras de sustancias líquidas de tipo químico y/o biológico. Las gafas de máscara para proteger contra salpicaduras e impactos deben llevarse sobre las gafas graduadas normales y los lentes de contacto (que no protegen contra los riesgos biológicos o químicos).

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2.3.4 Máscaras de protección y aparatos filtrantes. Provee protección respiratoria contra aerosoles sólidos, líquidos y gases irritantes, peligrosos, tóxicos o radiotóxicos. Se utilizarán filtros para gases y vapores en caso de manipular compuestos volátiles de alta toxicidad. En caso de derrame o fuga de los mismos, es imprescindible el uso de máscaras de protección respiratoria con filtros para gases y vapores homologados para el producto en cuestión. Para que la protección sea máxima, las mascarillas respiratorias deben ajustarse al

rostro de cada trabajador y probarse previamente. Las mascarillas de tipo quirúrgico están diseñadas exclusivamente para proteger a

los pacientes y no ofrecen protección respiratoria a los trabajadores. Las mascarillas respiratorias no deben usarse fuera del laboratorio. El encargado o director del laboratorio después de evaluar los riesgos, debe decidir qué tipo de mascarillas se debe usar para los diferentes procedimientos del laboratorio.

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3. NORMAS DE CUMPLIMIENTO OBLIGATORIO DURANTE EL TRABAJO EN EL LABORATORIO

El personal involucrado debe cumplir con las siguientes normas: 1. El acceso al laboratorio está limitado a personal autorizado.

Los laboratorios en donde se manejan materiales infecciosos deben estar identificados con el símbolo universal de peligro biológico. Este signo debe identificar los agentes, listar los nombres del director, supervisor(es) y otras personas responsables del área e indicar las condiciones de entrada al lugar.

2. Conocer el horario de trabajo, responsabilidades y riesgo al que está expuesto. 3. El personal del laboratorio debe someterse a las inmunizaciones o a los análisis de

los agentes manejados o potencialmente presentes (por ejemplo, vacuna contra la Hepatitis B. evaluación cutánea de Tuberculosis y a estudios periódicos según las recomendaciones para el agente que se está manipulando).

4. El laboratorio debe tener una buena iluminación.

5. Las ventanas del laboratorio deben estar cerradas herméticamente cerradas. Las

puertas de acceso a los laboratorios deben cerrarse por sí solas y estar provistas de cerraduras.

6. El área de trabajo debe estar distribuida de acuerdo con las actividades del

laboratorio: recepción de muestras, preparación de reactivos, ejecución de los análisis y lavado de material.

7. Las superficies de trabajo deben ser de material impermeable y fácil de limpiar para

poder mantener un alto nivel de limpieza. Se desinfectarán por lo menos dos veces al día (al inicio y al terminar el horario de trabajo) e inmediatamente después de derramar material infeccioso.

8. El laboratorio debe permanecer limpio y ordenado. No es aconsejable utilizar los

pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre, no menor a 120 cm, para poder evacuar el laboratorio en caso de emergencia.

9. Se recomienda NUNCA trabajar solo.

10. No efectuar actividad alguna sin autorización previa o no supervisada

convenientemente. 11. El personal debe utilizar ropa de laboratorio que proteja la de la calle. La ropa de

laboratorio no debe utilizarse fuera del área de trabajo, en casos especiales debe descontaminarse antes de ser lavada.

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12. Se deberá llevar siempre la bata y los equipos de protección individual exigidos según el tipo de trabajo que se realice, los guantes, gafas, mascarillas, etc., deben estar disponibles en todo momento.

13. Deberá utilizar guantes en los procedimientos que involucren manipulación de

material con posible contacto accidental con sangre o material infeccioso. Los guantes siempre serán desechados antes de salir del área de trabajo. JAMÁS se debe salir de la misma con los guantes puestos, ni se tomará el teléfono, se tocará cuadernos, formularios o libros.

14. Después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.

15. Siempre que sea necesario (riesgos de salpicaduras y/o aerosoles), se debe utilizar

gafas protectoras, mascarillas u otros dispositivos de protección. La mascarilla adecuada se elegirá después de hacer una evaluación de riesgos para el procedimiento a realizar.

16. Todos los procedimientos deben llevarse a cabo con el máximo de cuidado para

minimizar el riesgo de autoinoculación y la creación de aerosoles. Procedimientos que involucren la manipulación de material infeccioso de alto riesgo se debe hacer en campanas de seguridad biológica o en campanas de protección y por personal que esté protegido con el equipo adecuado.

17. Está estrictamente prohibido pipetear con la boca. Debe utilizarse equipo de pipeteo

automático con material adecuado y cada trabajador será instruido para manejarlo debidamente.

18. El uso de agujas hipodérmicas y jeringas debe restringirse a inyecciones

parenterales, lavado y aspiración de fluidos de animales de laboratorio y botellas selladas. Las jeringas con o sin aguja no deben sustituir a pipetas automáticas en el manejo de material infeccioso.

19. No volver a tapar las agujas. Estas no deben ser torcidas ni separadas de la jeringa.

20. Las agujas y jeringas usadas, así como los bisturís, deben ser desechados sólo en

contenedores especiales diseñados para este propósito. 21. No jugar en el laboratorio.

22. No debe usarse zapatos abiertos en el laboratorio. No se recomienda usar sandalias,

zuecos, tacones altos ni ningún tipo de zapatos que deje el pie al descubierto. 23. En la zona de trabajo, no debe colocarse material de escritorio innecesario ni libros.

24. El personal con cabello largo debe llevarlo recogido. No se llevará pulseras,

colgantes, mangas anchas, bufandas, etc.

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25. En el área de laboratorio está prohibido comer, beber, fumar, maquillarse, peinarse y manipular lentes de contacto.

26. El personal debe lavarse las manos frecuente y cuidadosamente con un jabón

antiséptico durante las actividades rutinarias, al concluir la jornada laboral y siempre, antes de abandonar el laboratorio.

27. Las heridas y cortaduras en las manos, si se han producido en el laboratorio, deben

ser comunicados al supervisor. 28. Las heridas y cortaduras en las manos deben ser convenientemente vendadas y,

después, es imprescindible ponerse guantes para trabajar. 29. Todos los accidentes de laboratorio deben ser notificados inmediatamente al

supervisor del laboratorio. En caso de derrames de material infeccioso, proceder de la siguiente manera: cubrir el área del accidente con algodón empapado con alcohol al 70% y otro desinfectante por 30 minutos. Si la ropa se ha contaminado debe esterilizarse en autoclave, y si es el calzado, este debe desinfectarse con algodón.

30. Si hay los restos del accidente; por ejemplo, si hay vidrios rotos, estos no deben

manipularse directamente con las manos, sino que deben retirarse por medios mecánicos como cepillo y pala, pinzas o fórceps. Los recipientes de agujas contaminadas, objetos punzantes y vidrio roto deben descontaminarse antes de desecharlos y se deben descartar de acuerdo a las reglamentaciones federales, estatales y locales.

31. Manejar con precaución el mechero y asegurarse de que funciona bien. No debe

dejarlo encendido. 32. Al salir del laboratorio, revisar que las válvulas de gas y agua estén cerradas y que

las autoclaves y hornos estén apagados. 33. No almacenar alimentos del personal en las refrigeradoras del laboratorio, estos se

almacenan fuera del área de trabajo en gabinetes o refrigeradores designados y utilizados con este único fin.

34. Almacenar las muestras de alimentos para análisis separadamente de los medios de

cultivo. 35. Los animales y las plantas no relacionados con las pruebas y experimentos, no son

permitidos en el laboratorio. 36. El material contaminado deberá ser identificado y separado del material no

contaminado.

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37. Indicar si el material contaminado, después de su tratamiento en autoclave va a ser reutilizado o si puede eliminarse.

38. El material contaminad (pipetas, utensilios, láminas y otros) será colocado en

bandejas o recipientes con desinfectante (separados adecuadamente) previo a ser esterilizado en autoclave. Indicar si hay material punzo cortante (agujas, etc.).

39. Los cultivos se colocarán en canastas o en bolsas que serán recogidas durante el día,

llevándolas a la autoclave para su esterilización. 40. No olvidar colocar al material para autoclave cinta testigo y otro indicador para

comprobar si el proceso de esterilizado se llevó a cabo. 41. Todo el material contaminado, incluyendo muestras de alimentos positivas a algún

microorganismo patógeno debe ser descontaminado antes de ser eliminado.

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4. LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN EN EL LABORATORIO 4.1 Limpieza: La limpieza hace referencia a la eliminación mediante el arrastre con cepillos, gamuzas o estropajos y el uso de jabón o detergentes, de la grasa o suciedad de superficies, ventanas, paredes, equipo, etc. La limpieza previa es fundamental para conseguir una correcta desinfección o esterilización, ya que la suciedad, la tierra y la materia orgánica puede albergar microorganismos en interferir con la acción de los descontaminantes y germicidas, muchos de los cuales son sólo activos sobre material previamente limpios. La limpieza y mantenimiento del laboratorio incluye:

Limpieza de equipo, mesas y superficies. Limpieza de derrames de sustancias químicas. Descarte de cristalería rota y desperdicios peligrosos. Limpieza periódica de refrigeradores, gabinetes y áreas de almacenamiento

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4.1.1 PROCEDIMIENTO PARA LA LIMPIEZA DENTRO DEL LABORATORIO

4.1.1.1 Superficies Antes de comenzar a limpiar, asegurarse que se lleva todo el material que se

necesita para la limpieza, mopas, trapeadores, sacudidores, cloro, desinfectante, etc., para evitar entrar y salir del laboratorio varias veces.

Mesas de trabajo: Despejar la superficie de las mesas a limpiar, frotar la superficie

de la mesa con un trapo húmedo con desinfectante, dando movimientos circulares. Seguidamente, frotar la superficie de la mesa con un trapo humedecido con una solución de hipoclorito al 0.1%. Realizar este procedimiento tres veces al día.

Estantes y libreras: Una vez por semana, despejar la superficie, retirar el polvo con

un trapo húmedo, para evitar que este se alborote y caiga sobre otras superficies. Después de retirar el polvo, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares, repetir el procedimiento utilizando solución de hipoclorito.

Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos

suciedad hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación.

Paredes: Cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o cloro,

humedecer un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.

Puerta principal: Limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con

desinfectante incluyendo el marco. Ventanas: Una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad

frotando con un pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico.

NOTA: Al limpiar las superficies, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana, esto para evitar que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia al desinfectante.

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4.1.1.2 Pisos Llevar a cabo la limpieza de los pisos dos veces al día (antes de iniciar las actividades

y al finalizar las mismas). El piso del laboratorio debe estar siempre seco.

Limpiar el piso con una mopa, pasándola de manera uniforme y cuidadosamente en

todos los rincones de la habitación, evitando levantar el polvo. Recoger la basura y el polvo con un recogedor y depositar en un basurero con

tapadera para evitar que la basura se salga. Vaciar los basureros en una bolsa negra para basura tomando en cuenta que en esta se depositará UNICAMENTE aquellos desechos que no representen riesgo biológico.

Rociar el piso con desinfectante, luego deslizar el trapeador de forma uniforme por la

superficie del suelo vigorosamente extrayendo los restos de polvo que no fue posible extraer con la mopa.

Repetir el paso No. 5 utilizando una solución de hipoclorito al 0.1%.

Lavar el trapeador con abundante agua y jabón.

En caso de accidentes se debe limpiar inmediatamente cualquier salpicadura de

sustancias químicas/agua y notificar a los demás usuarios del laboratorio sobre los riesgos potenciales de resbalones o contaminación.

Al terminar de limpiar, despojarse de los guantes y la mascarilla, descartarlos en la

bolsa de basura y lavarse bien las manos. NOTA: Al limpiar el piso, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana. Esto evita que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia a alguno de los mismos.

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4.1.1.3 Lavamanos y Lavaderos Una vez por semana, aplicar agua en la superficie del lavabo para humedecer.

Tomar un cepillo o una esponja previamente sumergido en jabón con cloro y frotar la

superficie del lavabo vigorosamente. Aplicar abundante agua para retirar el jabón de la superficie del lavabo, lavar el

cepillo o la esponja para retirar los residuos de jabón del lavabo. Frotar la superficie del lavabo con un trapo humedecido con desinfectante.

4.1.1.4 Equipo de Laboratorio Refrigeradores: Dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con

desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior. Realizar la limpieza interna cada seis meses, desocupar el interior del refrigerador y

frotar la superficie interna de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la

superficie interna del refrigerador. Incubadoras: Dos veces por semana, humedecer un trapo limpio con desinfectante

líquido y frotar con fuerza el trapo sobre toda la superficie externa de la incubadora. Cada seis meses, desocupar el interior de la incubadora y frotar la superficie interna

de este con un algodón humedecido con alcohol al 70%. Humedecer un trapo limpio con desinfectante y frotarlo con fuerza sobre toda la

superficie interna de la incubadora. Un ambiente limpio disminuye el riesgo de infecciones y enfermedades, por tanto, este es un aporte invalorable del personal de limpieza. El lavado de manos es fundamental para evitar las infecciones y enfermedades y debe ser realizado después de realizar el trabajo de limpieza de algún área.

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4.2 Desinfección: La desinfección da lugar a la reducción o a la eliminación de los microbios; sin embargo algunas formas de esporas bacterianas sobreviven a esta operación. Así mismo se debe destacar que ningún procedimiento de desinfección puede dar resultados plenamente satisfactorios, a menos que su aplicación anteceda una limpieza completa. Teniendo en cuenta que algunos objetos sucios no pueden desinfectarse o esterilizarse inmediatamente, es importante comprender los conceptos básicos de la limpieza previa. El uso de desinfectantes se limita a situaciones en las que se requiere esterilizar equipo, desinfectar y descontaminar pisos y superficies, en caso de derrames. En cada situación debe escogerse el desinfectante adecuado. Para elegir el desinfectante más adecuado, hay que tomar en cuenta la naturaleza de los microorganismos presentes, la evaluación de riesgos, los procedimientos a seguir para desinfectar la superficie o descontaminar un derrame de gran volumen, el riesgo inherente al uso del desinfectante (Ver tabla no. 1) 1

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4.2.1 Procedimientos de Desinfección a) Desinfección por el calor

Una de las formas más comunes y más eficaces de desinfección es aplicar calor húmedo por medio del agua hirviendo (100°C); esta modalidad se puede aplicar sobre los utensilios y superficies.

b) Desinfección por sustancias químicas

Previa a la elección del desinfectante se debe tener en cuenta los siguientes criterios:

Suciedad.- La presencia de suciedad interfiere con la acción de cualquier

desinfectante, por lo tanto; la desinfección con sustancias químicas deberá efectuarse después de un proceso de limpieza o en combinación con el mismo.

Temperatura de la solución.- En general cuanto más alta sea la temperatura más eficaz será la desinfección. Es preferible usar, por tanto, una solución desinfectante tibia o caliente que una fría.

Tiempo.- Todos los desinfectantes químicos necesitan un tiempo de contacto

mínimo, el que puede variar de acuerdo con la actividad el desinfectante.

Concentración.- La concentración de la solución del desinfectante necesaria, variará de acuerdo con las condiciones de uso. Y deberá ser adecuada para la

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finalidad a la que se destina y el medio ambiente en que haya de emplearse. Las soluciones deberán prepararse, por tanto, siguiendo estrictamente las instrucciones de uso que aparece en el rótulo del producto.

Estabilidad.- Todas las soluciones desinfectantes deberán ser de preparación

reciente; el mantenimiento prolongado de soluciones listas para ser usados o el relleno de soluciones existentes, puede reducir la eficacia de la solución desinfectante.

4.2.2. Principales desinfectantes químicos Por ser más fáciles de adquirir, el cloro y el alcohol son los desinfectantes más usados.

Alcoholes Tienen poder deshidratante. El alcohol absoluto posee un poder bactericida casi nulo y si se usa sobre

superficies, puede fijar los microorganismos. Los alcoholes de 60 -80% son desinfectantes débiles. El alcohol isopropílico es más activo pero más tóxico. Son utilizados como antisépticos cutáneos en forma de solución acuosa al 70 -

90%. Poseen escasa toxicidad. Para desinfectar superficies, debe usarse al 70%; el alcohol absoluto al 100%

fija los microorganismos, por lo que no es recomendable como desinfectante. Cloro

Utilizado en agua y tratamientos de agua para mantener la población de bacterias en niveles bajos.

Es utilizado en desinfección de superficies en general. Es un químico tóxico corrosivo. Las soluciones de color deben etiquetarse adecuadamente y cambiarse

frecuentemente (cada semana) ya que la exposición a la luz afecta la composición de las soluciones.

Antisépticos Los antisépticos están hechos para reducir o destruir los microorganismos

de la piel o de las membranas mucosas sin hacerles daño a los tejidos. Normalmente, los antisépticos tienen menos potencia que las sustancias químicas utilizadas para desinfectar los objetos inanimados. Por esta razón, nunca deben usarse soluciones antisépticas para desinfectar objetos inanimados.

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5. REGLAS PARA EL PERSONAL ENCARGADO DE LA LIMPIEZA DENTRO DEL LABORATORIO

El personal involucrado debe cumplir con las siguientes normas: 1. Conocer el horario de trabajo, responsabilidades y riesgo al que está expuesto. 2. Protegerse mediante vacunas contra tétanos y hepatitis B.

3. Utilizar la ropa de protección facilitada, siguiendo las instrucciones del director o

encargado del área: Al llevar a cabo la limpieza de un laboratorio el personal debe contar con: uniforme adecuado, guates y mascarilla, estos últimos deben ser utilizados una sola vez y descartarse inmediatamente después de terminada la limpieza.

4. No llevar la ropa de trabajo fuera del laboratorio y cambiarla siempre que salga del

mismo para no contaminar otras áreas del edificio. Las batas idealmente deben ser autoclaveadas dos veces por semana antes de ser lavadas para evitar la contaminación cruzada entre diferentes ambientes y áreas de trabajo.

5. No entrar sin autorización a ninguna habitación donde observe la señal de acceso

restringido, puesto que no sabe que trabajo se lleva a cabo dentro de esas instalaciones y el nivel de esterilidad que deben conservar las mismas.

6. Lavarse las manos con frecuencia y siempre que salga del laboratorio. Es importante

también lavarse las manos entre las diferentes superficies de limpieza, evitando así la contaminación cruzada entre superficies y equipo de laboratorio.

7. No comer ni maquillarse dentro del laboratorio.

8. No limpiar ni quitar el polvo de las mesas de laboratorio sin autorización del

personal encargado del mismo, debido a que pudo haberse derramado alguna sustancia que pueda reaccionar cambiando sus propiedades químicas y físicas al entrar en contacto con los agentes de limpieza.

9. No tratar de reparar las consecuencias de un accidente sin autorización de un

miembro calificado del laboratorio, porque puede haber material biológico derramado y pedazos de vidrio que pudiese causar heridas, nunca recoger los vidrios rotos con las manos, utilizar escoba y recogedor.

10. No descartar ninguna sustancia ni material de desecho sin consultar al encargado si

se puede descartar dicha sustancia y dónde debe hacerlo. 11. En caso de corte o microtraumatismo, lavar la herida con agua y jabón y acudir al

médico de emergencia. 18 

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12. Lavar y desinfectar el equipo de protección personal.

13. Tomar un baño de ducha una vez terminada la jornada diaria.

14. Acudir inmediatamente a urgencias en caso de exposición a desechos.

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6. OBSERVACIONES ESPECIALES PARA LA MANIPULACIÓN DE

MATERIAL Al momento de manipular envases o frascos de cualquier naturaleza dentro del laboratorio, es importante tomar en cuenta las siguientes recomendaciones: Envases Los envases deben llenarse hasta un 80% de su capacidad, para evitar salpicaduras y derrames. No retirar envases cuyo contenido sea desconocido. Etiquetado Leer la etiqueta de los envases y consultar las fichas de seguridad de los productos antes de utilizarlos por primera vez. Etiquetar adecuadamente los frascos y recipientes donde se haya trasvasado algún producto o se hayan preparado mezclas, identificando su contenido, a quién pertenece y la información sobre su peligrosidad (reproducir el etiquetado original). Manipulación del vidrio No forzar nunca un tubo de vidrio. Depositar el material de vidrio roto en un contenedor para vidrio, no en una papelera.

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7. LAVADO DE MANOS C2 Las manos son la parte del cuerpo de mayor importancia para el personal de laboratorio, pudiendo ser un vehículo de transmisión de gérmenes debido al continuo y con superficies y materia infectada en el lugar de trabajo. Todo esto debe hacer que el personal de laboratorio y de limpieza tenga un especial cuidado a la hora de lavarse las manos, en relación al cuando y como hacerlo. El lavado de manos es una práctica sencilla que evita las infecciones transmitidas de un paciente a otro y de las muestras que se manejan hacia el personal del laboratorio y hacia otras personas ¿Cuándo lavarse las manos?

Al llegar y antes de salir del trabajo. Después de ir al servicio sanitario. Tocar desperdicios y basura. Antes de incorporarse al trabajo o tras los descansos o interrupciones. Después de tocarse la nariz, oídos, ojos, boca, rascarse la cabeza. Después de tocar el dinero, uno de los elementos más sucios que puede pasar por

las manos de una persona. Antes y después de comer o beber y/o manipular alimentos. Después de manipular equipo o utensilios. Antes de ponerse guantes. Luego de haber tocado equipo de protección ya usado (mascarillas, guates, entre

otros). Cuando toque o manipule algún objeto que, por su naturaleza debe ser tocado

constantemente por varias personas, (Ej., interruptores, perillas o perillas de puertas, sillas, teléfono, computadora, plumas y lapiceros).

Antes y después de atender a cada paciente. Después de tocar sangre, orina u otras muestras.

7.1 Procedimiento para lavarse las manos

1. Retirar de las manos reloj, pulseras y anillos. Abrir la llave del chorro con una servilleta de papel para evitar contaminarla, mojar sus manos y tome solución de jabón del frasco dispensador. Juntarlas y frotar las palmas.

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2. Colocar la palma de la mano derecha sobre la parte posterior de la izquierda y

frotarlas. Luego hacer lo mismo a la inversa.

3. Frotar las palmas con los dedos entrelazados, haciendo énfasis en los espacios entre los dedos, que son los sitios que se lavan con menos frecuencia y los que acumulan mayor cantidad de microorganismos.

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4. Frotar la parte posterior de los dedos con la palma de la mano derecha e izquierda, respectivamente. Hacer énfasis en la limpieza de las uñas.

5. Lavar cada dedo pulgar con movimientos rotatorios dentro de la palma de la mano opuesta.

6. Frotar cada muñeca con la mano opuesta y luego los antebrazos. Enjuagar con

abundante agua hasta eliminar el jabón completamente.

7. Mantener las manos hacia arriba y secar con una servilleta de papel, primero una

mano y luego otra, de tal manera que no tenga que tocar directamente con la piel 23 

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los materiales del lavamanos. Cerrar la llave con una servilleta de papel para evitar recontaminarse.

Lavarse las manos sólo con agua no sirve de nada, ya que el agua sola ni limpia ni desinfecta. Por tanto, las manos han de lavarse con jabón, y a ser posible, que sea antiséptico. Muy importante es también el uso del cepillo de uñas, pues en ellas se acumula suciedad y microorganismos difíciles de eliminar sin su uso. Si el agua es caliente, ayudará a abrir los poros de la piel, ayudando así a arrastrar y a eliminar los microorganismos. Y para secarlas, se hace con papel de un solo uso o con secadores de aire. NUNCA CON TRAPOS. Es importante recordar que los lavabos han de ser preferiblemente de accionamiento no manual, para evitar así recoger al cerrar el grifo, la suciedad dejada al abrirlo.

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8. DERRAMES Y ACCIDENTES

Para lograr controlar posibles derrames, es necesario contar con tres requisitos importantes: planeación, preparación y capacitación. Planeación: Decidir cuál es el descontaminante que se debe utilizar según el material que se

derrame y a qué concentración se debe encontrar el mismo. Redactar un procedimiento detallado sobre los pasos para la limpieza y

descontaminación para el derrame más grave posible y los derrames más probables y darlo a conocer a todo el personal involucrado en el trabajo dentro del laboratorio.

Establecer la manera de comunicar y llevar un registro de los accidentes. Determinar en qué circunstancias el personal puede hacerse cargo de la situación

por su cuenta y cuándo, dado la magnitud del accidente o el volumen del material derramado, se necesita ayuda.

Preparación: Se debe preparar un kit básico de derrames de sangre y sustancias de riesgo biológico que contenga el siguiente material:

Solución de cloro como desinfectante estándar, aunque puede utilizarse otros desinfectantes en las concentraciones adecuadas, estas soluciones desinfectantes deben conservarse en botellas con aspersores o pizetas para un mejor manejo de dichas soluciones.

Pinzas, tenazas, escoba o cepillo que resista la temperatura del autoclave. Toallas de papel o material absorbente. Bolsas de bioseguridad (rojas) para recoger el material contaminado. Guantes industriales y los de uso de laboratorio (látex). Equipos de protección individual (gafas de seguridad, mascarillas, careta).

Es importante que después de utilizar el material de este kit, se reponga por uno nuevo para que el mismo se encuentre siempre completo y listo para usar en caso de ser necesario, así también es importante que todo el personal del laboratorio conozca el lugar donde se encuentra dicho kit y que este siempre debe regresar a su respectivo lugar después de su uso. Capacitación: Informar mediante teoría y entrenamiento práctico la manera de proceder ante un derrame o accidente, así también como las acciones que podrían generar aerosoles o impedir una descontaminación efectiva.

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COMO CONTROLAR DERRAMES Y ACCIDENTES: Cuando se produzca derrame de material infectado o potencialmente infectado, el

operador deberá usar guantes y luego cubrir el fluido derramado con papel absorbente, derramar alrededor de este solución descontaminante, y finalmente verter solución descontaminante sobre el papel y dejar actuar por 10 minutos.

Usando papel absorbente seco y limpio levantar el material y arrojarlo al recipiente de

desechos contaminados para su posterior eliminación. La superficie deberá ser enjuagada con solución descontaminante.

No se recomienda el uso de alcohol ya que evapora rápidamente y coagula los

residuos orgánicos superficiales sin penetrar en ellos. Durante todo el procedimiento de desinfección deberá usarse guantes y evitar el

contacto con el material derramado y desinfectado. Los pinchazos, heridas punzantes, lastimaduras y piel contaminada por salpicadura de

materiales infectados deberán ser lavados con abundante agua y jabón desinfectante. Se deberá favorecer el sangrado de la herida.

Si un trabajador sufre exposición parenteral o de las membranas mucosas a sangre o

fluidos corporales, se deberá identificar el material y, si es posible determinar la presencia de virus o anticuerpos. El trabajador deberá informar cualquier enfermedad febril aguda que ocurra dentro de las doce semanas posteriores a la exposición.

Reportar el derrame

Los detalles del accidente deben ser reportados de forma inmediata al supervisor o encargado del laboratorio en el formulario correspondiente. Adicionalmente, se debe completar un formulario de reporte de accidentes, el cual debe archivarse para futura referencia.

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9. ESTERILIZACIÓN

La esterilización es el proceso de destrucción de todas las formas de vida microscópica y también esporas. Un material se considera contaminado hasta que sea esterilizado. Procedimientos de esterilización y desinfección El proceso de esterilización y desinfección se puede dar a través de diferentes formas de procesos físicos como calor seco y húmedo, filtración, pasteurización, luz ultravioleta; y procesos químicos como desinfectantes. La forma más común de esterilización mediante procesos físicos es el método de utilización de calor seco y calor húmedo, los cuales se mencionarán a continuación.

ESTERILIZACIÓN POR CALOR

Esterilización por calor húmedo Los más métodos más conocidos y usados son la ebullición y el autoclave, aunque existen otros métodos como la tindalización y la pasteurización. Autoclave

Este es el método más seguro para la destrucción de todas las formas de vida; usa el calor húmedo en forma de vapor a presión, que da temperaturas superiores a las que se obtienen al hervir; logrando un calentamiento rápido y penetración, que facilita la coagulación de las proteínas. El autoclave eleva la temperatura del vapor a 121.5º C, temperatura a la cual las esporas más resistentes se destruyen en solamente 15 minutos. Este método presenta algunas desventajas: derrite plásticos y los instrumentos afilados se desafilan, las sustancias aceitosas no pueden ser esterilizadas porque no se mezclan en agua. Control de la eficacia de la esterilización:

1. Indicadores mecánicos: Como parte del equipo de esterilización (autoclave u horno a calor seco), estos indicadores miden la duración, temperatura y presión durante el ciclo de esterilización.

2. Indicadores químicos: Cinta testigo, la cual es cinta de líneas que cambian de

color cuando se llega a la temperatura deseada; tubos de vidrio que contienen bolitas que se deshacen, lo que indica que se ha llegado a la temperatura y tiempo

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3. Indicadores biológicos:

Entre estos se puede mencionar endosporas bacterianas resistentes al calor para demostrar si se ha logrado la esterilización o no. Si las endosporas resultan muertas después de la esterilización, entonces también se han matado todos los demás organismos. Una desventaja de este es que se debe esperar los resultados de los cultivos bacterianos para determinar la eficacia de la esterilización. Se recomienda utilizarlos semanalmente.

Ebullición

Este método consiste en colocar los instrumentos y demás objetos en una olla y calentar el agua hasta que hierva y dejar que los objetos permanezcan en el agua hirviendo durante 20 minutos. La ventaja de este método es que el agua penetra los materiales mucho más rápido, por lo que requiere menor tiempo que el calor seco y una menor temperatura, esto es porque las moléculas de agua conducen el calor de mejor manera que el aire. La desventaja de este método es que la ebullición no garantiza que los instrumentos y materiales estén estériles. Esterilización por calor seco El horno (160-170º C, 2-3 horas)

El horno de aire caliente utiliza calor seco radiante para esterilizar. Este calor no es capaz de penetrar materiales fácilmente, por lo que se necesitan largos períodos de exposición a altas temperaturas. El tiempo necesario para esterilizar por calor seco depende de la temperatura usada, en promedio requiere de un periodo de dos horas para lograr la esterilización. Flameado a la llama directa Es un método de esterilización rápida, ya que esta puede incinerar microbios de forma inmediata. La llama de un mechero Bunsen es utilizada para esterilizar el asa que se usa en cultivos microbiológicos. Aunque es más recomendable utilizar un incinerador para evitar proyecciones.

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10. REFERENCIAS Fleming DO, Richardson JF, Tulis JJ; Vesley D. Laboratory Safety: Principles and

practices. 2nd ed. ASM Press. 1995. Washington D.C. OMS (Organización Mundial de la Salud). Manual de Bioseguridad en el Laboratorio.

OMS, Ginebra. 1983. UNAM. Manual de seguridad para los Laboratorios de la Facultad de Química.

Universidad Autónoma de México. Pág. 8- 10. Zapata M. Manual de Laboratorio de Química General. Facultad de Ciencias Exactas

y Naturales. Universidad de Antioquia. Medellín, 2001. Pág. 1-3. López B. Bioseguridad en el laboratorio. Universidad del Valle de Guatemala.

Guatemala, 2008. Seguridad en laboratorios de Microbiología y Biomedicina. Departamento de Salud y

Servicios Humanos, CDC. 4ª edición. Sección 3 -5. 11/05/2008. http://www.cdc.gov/od/ohs/pdffiles/bmbl4_spanish.pdf

Hand Hygiene. 15/05/2008. Portal Web page: http://www.handhygiene.org/ and web

page: http://www.cdc.gov.handhygiene/ Siete claves para un hogar más seguro y saludable. 07/05/2008.

http://www.cdc.gov/ounceofprevention/docs/oop_brochure_esp.pdf Chauca Edwards, E. Dr. Manual de bioseguridad en la práctica

Odontoestomatológica. 07/05/2008. Web page: http://www.cepis.ops-oms.org/bvsair/e/repindex/repi61/mbpo/mbpo.html

Balows A, W.J. Hausler, K.L. Hermann, et al. Manual of Clinical Microbiology. 5th

ed. Chapter 120. 1991. American society of Microbiology, Washington D.C. WHO. Basic Laboratory Procedures in Clinical Bacteriology. World Health

Organization, Geneva. 1991. (Pág 2-15).  

ANEXO 17

Manual para limpieza de cocinas

 

 

 

Elaborado por:.

M.Sc. Karin Herrera, Licda. Suzette Boburg y Licda. Rosibel López  

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ÍNDICE

Tema Página

1 Prólogo 1

2 Limpieza y desinfección 2

2.1 Limpieza 2

2.2 Procedimineto general de limpiez 3

2.3 Utensilios de limpieza 4

3 Desinfección 6

4 Limpieza y desinfección dentro de la cocina 8

4.1 Superficies 8

4.2 Lavatrastos 9

4.3 Equipo de cocina 10

4.4 Pisos 11

5 Referencias 12

 

 

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1. PRÓLOGO

Las Enfermedades Transmitidas por Alimentos se originan por la ingestión de alimentos infectados con agentes contaminantes en cantidades suficientes para afectar la salud del consumidor, los riesgos que rodean a la inocuidad alimentaria plantean una preocupación evidente para la salud pública, que además de afectar las condiciones de salud de la población general, tienen un impacto directo en actividades como el turismo y el comercio de alimentos, que se encuentran en expansión.

Una de las claves para evitar las enfermedades transmitidas por alimentos es conservar la higiene tanto en los alimentos como en el lugar donde estos se manipulan.

El presente manual fue elaborado por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 40-2007 con el fin de proporcionar una guía clara sobre los procesos de limpieza y desinfección ideales que contribuyen a lograr una higiene adecuada en la cocina, ya que, como bien se sabe, es importante que el lugar donde se manipulan los alimentos debe estar en condiciones adecuadas para evitar la transmisión de enfermedades.

Confiamos que este manual sea de gran utilidad para minimizar y contener los riesgos asociados a una higiene deficiente en el área de trabajo.

 

2. LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN

2.1 Limpieza:

Es la eliminación o remoción de la suciedad, polvo, residuos, restos de alimentos y agentes exteriores visibles o no visibles de objetos, utensilios o superficies. Esta puede darse utilizando agua o en seco, por acción mecánica y acción química.

La limpieza previa es fundamental para conseguir una correcta desinfección o esterilización, ya que la suciedad, la tierra y la materia orgánica puede albergar microorganismos en interferir con la acción de los descontaminantes y germicidas, muchos de los cuales son sólo activos sobre material previamente limpios.

Hay cuatro factores que intervienen en la reacción detergente/ suciedad. Estos son: la temperatura, el tiempo de contacto, la actuación mecánica y la concentración del detergente. Sean cuales sean las operaciones de limpieza, estos cuatro factores deben siempre tomarse en cuenta.

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Temperatura: Esta desempeña un papel esencial, permitiendo una mejor reacción química entre el agente de limpieza y la suciedad. La temperatura debe ser la indicada por el fabricante. Más allá de los límites aconsejados, la posible destrucción de las moléculas provoca liberación de vapores tóxicos.

Concentración: Debe ser la adecuada según el área a limpiar. Poco producto, limpieza ineficiente. Más allá de cierta concentración, la limpieza no será mejor y habrá grandes dificultades para el enjuague.

Acción mecánica: A menudo el cepillado, permite un buen contacto entre el detergente y la suciedad, acelerando las reacciones químicas que culminan con la separación de las partículas de suciedad.

Tiempo: Imprescindible para permitir buenos intercambios químicos entre los agentes de limpieza y la suciedad. Todos los desinfectantes químicos y detergentes necesitan un tiempo de contacto mínimo, el que puede variar de acuerdo con la actividad agente de limpieza y el desinfectante.

2.2 Procedimiento general de Limpieza:

1. Eliminación en seco de residuos sólidos. 2. Lavar con agua fría o caliente. 3. Aplicar solución detergente (caliente). 4. Dejar que la solución detergente actúe por un tiempo. 5. Frotar con cepillos (acción mecánica) 6. Enjuagar con agua fría y luego con agua caliente (facilita el secado). 7. Dejar escurrir y secar al aire. 8. Aplicar solución desinfectante (antes de utilizar el equipo). 9. Dejar que la solución desinfectante actúe por un tiempo (varía de acuerdo al desinfectante). 10. Desaguar con agua potable, si es necesario.

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2.3 Utensilios de Limpieza:

Cepillos

Son utensilios adecuados, ya que no guardan olores, no absorben, no desprenden cerdas, son fáciles de higienizar, son resistentes al calor, etc. Se debe tener el cuidado de limpiarlos después de utilizarlos, secarlos si se usan sobre superficies mojadas, mantenerlos colgados para ventilarlos, y es importante disponer de varios ya que debe haber uno diferente para cada uso (marcarlos).

Paños y esponjas

Estos deben eliminarse donde sea posible y ser sustituidos por papel desechable.

En caso no sea posible no utilizarlos, debe disponerse de dos a tres juegos de paños y esponjas para poder someterlos a una limpieza frecuente, estos deben mantenerse en solución desinfectante y secarlos cuando no estén en uso.

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Abrasivos mecánicos

Deben ser adecuados según la abrasividad y el material sobre el cual van a actuar.

Mangueras

Deben tener un largo adecuado, con aspersor, al finalizar el día deben ser removidas y evitar tirarlas en el suelo. Es importante desinfectarlas por fuera y por dentro.

Detergentes

Los detergentes utilizados deben poseer las siguientes características: Deben tener buenas propiedades humectantes y emulsionantes para poder remover grasas con agua. Acción dispersante, reducir sedimentos y películas. Poseer una buena solubilidad, no ser corrosivos, fáciles de enjuagar (que no forme mucha espuma, la espuma no es indicador de eficacia en la limpieza). Los detergentes no deben ser irritantes ni tóxicos, deben ser inodoros, biodegradables y de bajo precio.

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3. DESINFECCIÓN

La desinfección reduce poblaciones de microorganismos vivos. Este proceso solo es efectivo si hay una buena limpieza previa. Los microorganismos pueden desarrollar resistencia, por lo que se recomienda alternar métodos de desinfección. Las condiciones de temperatura bajo las cuales se trabaje dependen del desinfectante que se esté utilizando, ya que algunos de ellos son volátiles a altas temperaturas, por lo que pueden provocar daño respiratorio en el personal.

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La limpieza y desinfección de una cocina comprende:

Superficies Lavatrastos Pisos Ventanas Puertas Paredes Gabinetes

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4. LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN DENTRO DE LA COCINA

4.1 SUPERFICIES

Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos suciedad hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación.

Mesas de trabajo y áreas de trabajo: Retirar el polvo con un trapo húmedo (y residuos alimentos que puedan haber) con un movimiento uniforme, recogiendo los residuos de mayor tamaño con un trapo seco en la palma de la mano, descartándolos en el basurero.

Rociar el área previamente limpiada con un desinfectante (alcohol, cloro, Lysol u otras marcas comerciales) y distribuirlo con un paño limpio sobre toda el área de manera uniforme. Repetir este procedimiento cada vez que se prepare un alimento y cuando se termine de ocupar el área.

Una vez por semana debe limpiarse la superficie restregando con una esponja con jabón utilizando también un cepillo para limpiar entre las ranuras, eliminando el mismo con un paño húmedo cuantas veces sea necesario para retirar el jabón por completo.

Paredes: Cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o cloro, humedecer un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.

Puerta principal: Limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con desinfectante incluyendo el marco.

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Ventanas: Una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad frotando con un pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico.

Gabinetes: Una vez por semana, retirar las manchas y residuos de las puertas de los gabinetes con un trapo húmedo, seguidamente, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares.

Se recomienda utilizar por lo menos 3 desinfectantes diferentes y rotativos semanalmente, para evitar que los microorganismos que puedan estar presentes puedan crear resistencia contra estos.

4.2 LAVATRASTOS

Al comenzar el día, lavar todos los utensilios de cocina que se encuentren dentro del lavatrastos y escurrirlos colocando una toalla sobre ellos para evitar el contacto de la contaminación con los mismos.

Al finalizar con el lavado de los trastes, lavar la superficie del lavatrastos, incluyendo el área de escurrido, con esponja, jabón y cepillo, especialmente entre las llaves del chorro y el canasto del drenaje y la unión de la mezcladora con la base del lavatrastos.

Enjuagar con suficiente agua hasta eliminar todo el jabón del lavatrastos.

Rociar la superficie del lavatrastos y área de escurrido con cloro diluido (ver anexo sobre preparación de solución de cloro).

Repetir este proceso cada vez que se considere necesario durante el día.

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4.3 EQUIPO DE COCINA

1. Refrigeradores: Dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior.

Realizar la limpieza interna cada 15 días, desocupar el interior del refrigerador y limpiar recogiendo restos de alimentos, frotar las manchas en la superficie interna con una solución de detergente en polvo, enjuagar bien con un trapo húmedo hasta eliminar cualquier resto de jabón.

Humedecer un trapo limpio con desinfectante (solución de cloro al 0.1%) y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna del refrigerador.

2. Estufas: Diariamente, limpiar la superficie de la estufa, entre las hornillas y las llaves de gas, recogiendo los restos de alimentos que pudiesen estar presentes y descartarlos en el basurero.

Cada semana, desocupar la superficie de la estufa y lavar con una esponja húmeda y solución de detergente el polvo quitando manchas y restos de alimentos que hayan quedado adheridos al cocinar.

3. Hornos y otros: Dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con desinfectante todo el exterior, parte superior e inferior.

Realizar la limpieza interna cada 15 días, limpiar recogiendo restos de alimentos, frotar las manchas en la superficie interna con una solución de detergente en polvo, enjuagar bien con un trapo húmedo hasta eliminar cualquier resto de jabón.

Humedecer un trapo limpio con desinfectante (solución de cloro al 0.1%) y frotarlo con fuerza sobre toda la superficie interna.

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4.4 PISOS

Antes de limpiar, separar los muebles y equipos y cualquier objeto que se encuentre sobre el piso del área que se va a limpiar, pasar una mopa húmeda para recoger el polvo.

Juntar toda la basura que pueda encontrarse en esa área, recogerla y descartarla en un basurero, pasar desinfectante en dicha área, agregar cera si lo desea. Regresar todos los muebles y equipos a su respectivo lugar.

Repetir el proceso anteriormente mencionado en el resto del área que se esté limpiando.

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5. REFERENCIAS

Delagoutte, C. El plan de limpieza. 11/06/08 Página Web: http://www.cocinacolectiva.es/haccp.asp?id=18

Asociación provincial de empresarios de hostelería y turismo de Castellón. Guía de prácticas correctas de Higiene. Limpieza y desinfección. 14/06/08. http://www.ashotur.org/departamentos/higiene/guia_higiene.phpo

Consejos de limpieza y desinfección de cocina. 18/06/08. http://www.clorox.cl/consejos/Consejos_limpieza_desinf_cocina. html

Guía genérica de prácticas correctas de higiene. 22/06/08. http://biblioteca.sp.san.gva.es/biblioteca/publicaciones/MATERIAL/PUBLICACIONES/HA/GUIAS/GUIA_HIGIENE.PDF

Sabiduría de una cocina limpia. 22/06/08. www.oznet.ksu.edu/library/fntr2/mf2490D.pdf

Guía de prácticas correctas de higiene para la elaboración y servicio de comidas. 22/06/08. Página Web: http://www.bvsde.paho.org/bvsacd/cd30/practicas.pdf

Limpieza y desinfección de instalaciones, superficies, equipos y utensilios. 22/06/08. www.bvsde.paho.org/bvsacd/cd30/practicas.pdf

 

 

ANEXO 18

Manual para limpieza de oficinas

 

   

  

Elaborado por: M.Sc. Karin Herrera, Licda. Suzette Boburg y Licda. Rosibel López

  

 

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ÍNDICE

Tema Página

1. Prólogo 1

2. Conceptos básicos 2

2.1 Limpieza 2

1.2 Desinfección 3

3. Limpieza dentro de la oficina 4

3.1 Superficies 4

3.2 Pisos 5

3.3 Equipo de oficina 5

4. Referencias 6

1 

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 1. PRÓLOGO

La contaminación del aire es un problema cada vez mayor alrededor del mundo, la mayoría de las personas tienen la idea de que el aire exterior, especialmente en la ciudad, está sumamente contaminado y que es mejor permanecer en lugares protegidos, pero muchas veces el principal problema de contaminación suele estar en el interior. Este problema puede agravarse con el aislamiento de los edificios de oficinas y la presencia de los sistemas de aire acondicionado con funcionamiento deficiente. Las personas pasan aproximadamente del 80 al 90% de su vida en el interior de edificios, en algunos casos, herméticamente cerrados. Por esta razón, aparte de eliminar las causas reales de la contaminación del aire, las medidas contra la contaminación deben tender a reducir los contaminantes en el aire interior, el polvo, hollín, esporas de hongos, ácaros en el polvo y sus excrementos, bacterias, virus, polen y la caspa animal, son los más comunes. La presente guía para la limpieza de oficinas fue elaborada por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 40-2007 con el fin de concientizar en la importancia de la limpieza periódica del lugar y el ambiente donde se labora, especialmente a los grupos de riesgo y a los afectados, así mismo de proveer una orientación sencilla para el personal de limpieza para lograr mantener un ambiente sano en el ambiente de trabajo. Esperamos que esta guía sea una útil herramienta para minimizar y contener los riesgos asociados a la exposición de contaminantes interiores en oficinas y que, sea de real beneficio para la protección del personal que labora en ellas.

2. CONCEPTOS BÁSICOS

2.1 Limpieza: La limpieza hace referencia a la eliminación mediante el arrastre con cepillos, gamuzas o estropajos y el uso de jabón o detergentes, de la grasa o suciedad de superficies, ventanas, paredes, equipo, etc. La limpieza previa es fundamental para conseguir una correcta desinfección, ya que la suciedad, la tierra y la materia orgánica puede albergar microorganismos en interferir con la acción de los descontaminantes y germicidas, muchos de los cuales son sólo activos sobre material previamente limpios. La limpieza de oficinas incluye:

- Limpieza de equipo, mesas, escritorios y superficies. - Limpieza periódica de estanterías y libreras. - Limpieza periódica de ventanas, paredes y puertas.

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2.2 Desinfección: La desinfección da lugar a la reducción o a la eliminación de los microbios; sin embargo algunas formas de esporas bacterianas sobreviven a esta operación. Así mismo se debe destacar que ningún procedimiento de desinfección puede dar resultados plenamente satisfactorios, a menos que su aplicación anteceda una limpieza completa.

Teniendo en cuenta que algunos objetos sucios no pueden desinfectarse o esterilizarse inmediatamente, es importante comprender los conceptos básicos de la limpieza previa.

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3. LIMPIEZA DENTRO DE LA OFICINA

Antes de comenzar la limpieza dentro de la oficina, el personal de limpieza debe vestir un uniforme especial para dicha tarea, el cual debe consistir en bata o gabacha, guantes desechables o industriales y mascarilla. 3.1 Superficies 1. Antes de comenzar a limpiar, asegurarse que se lleva todo el material que se necesita para la

limpieza, mopas, trapeadores, trapos, cloro, desinfectante, etc. 2. No se debe sacudir con trapo seco ninguna superficie para evitar que el polvo se alborote y

caiga sobre otras superficies. 3. Mesas de trabajo y escritorios: Despejar la superficie de las a limpiar, frotar la superficie de la

mesa o escritorio con un trapo húmedo con desinfectante, dando movimientos circulares. Seguidamente, frotar la superficie de la mesa con un trapo humedecido con una solución de hipoclorito al 0.1%.

4. Estantes y libreras: Una vez por semana, despejar la superficie, retirar el polvo con un trapo húmedo, para evitar que este se alborote y caiga sobre otras superficies. Después de retirar el polvo, rociar la superficie con desinfectante y frotarla con un trapo dando movimientos circulares, repetir el procedimiento utilizando solución de hipoclorito. Al terminar de limpiar, regresar todos los objetos a su respectivo lugar.

5. Al limpiar las superficies, siempre se debe comenzar desde la superficie con menos suciedad

hasta la que tiene más suciedad, para evitar que se arrastre la contaminación. 6. Paredes: Cada dos meses limpiar bien las paredes utilizando desinfectante o cloro, humedecer

un trapo y frotar la pared incluyendo los contactos de luz. Sacudir las telarañas que pudiesen estar en las esquinas superiores de las paredes.

7. Puerta principal: Limpiar una vez al día (diario) con trapo húmedo con desinfectante

incluyendo el marco. 8. Ventanas: Una vez al mes, aplicar limpiador de vidrios y remover la suciedad frotando con un

pedazo de papel periódico, o bien, lavar los vidrios con una solución de agua con detergente, enjuagar con agua y secar con papel periódico.

9. Cada seis meses, retirar las cortinas de las ventanas y lavarlas. NOTA: Al limpiar las superficies, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana, esto para evitar que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia al desinfectante.

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3.2 Pisos 1. Llevar a cabo la limpieza de los pisos dos veces al día (antes de iniciar las actividades y al

finalizar las mismas). 2. El piso de la oficina debe estar siempre seco. 3. Limpiar el piso con una mopa húmeda, pasándola de manera uniforme y cuidadosamente en

todos los rincones de la habitación, evitando levantar el polvo. 4. Recoger la basura y el polvo con un recogedor y depositar en un basurero con tapadera para

evitar que la basura se salga. Vaciar los basureros en una bolsa negra para basura. 5. Rociar el piso con desinfectante, luego deslizar el trapeador de forma uniforme por la superficie

del suelo vigorosamente extrayendo los restos de polvo que no fue posible extraer con la mopa. 6. Repetir el paso No. 5 utilizando una solución de hipoclorito al 0.1%. 7. Lavar el trapeador con abundante agua y jabón.

8. Aplicar cera una vez por semana. 9. En caso de accidentes se debe limpiar inmediatamente cualquier salpicadura de agua y notificar

a los demás ocupantes de la oficina sobre los riesgos potenciales de resbalones. 10. Al terminar de limpiar, despojarse de los guantes y la mascarilla, descartarlos en la bolsa de

basura y lavarse bien las manos. NOTA: Al limpiar el piso, rotar 3 desinfectantes diferentes por mes, utilizando uno diferente cada semana. Esto evita que los microorganismos puedan crear algún tipo de resistencia a alguno de los mismos. 3.3 Equipo de Oficina 1. Archivos: Dos veces por semana, limpiar por fuera con un trapo húmedo con desinfectante todo

el exterior, parte superior e inferior. 2. Sillas, ventiladores, amueblado: Dos veces por semana, humedecer un trapo limpio con

desinfectante líquido y frotar sobre toda la superficie del equipo.

Un ambiente limpio disminuye el riesgo de infecciones y enfermedades, por tanto, este es un aporte invalorable del personal de limpieza. El lavado de manos es fundamental para evitar las infecciones y enfermedades y debe ser realizado después de realizar el trabajo de limpieza de algún área.

6 

FODECYT 040-07

4. REFERENCIAS

La información contenida en esta guía fue aportada por el equipo de investigación del Proyecto FODECYT 40-2007.

 

 

207 FODECCYT 040-07 

 

ANEXO 19

Listado de cepas que conforman el cepario fúngico formado a partir del aislamiento de hongos microscópicos del aire a lo largo de esta investigación

No. Código cepario Caja de Petri Tubo Género Método de conservación

1 PEEDE-1 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

2 CLICI-2 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

3 ASECI-3 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

4 ASECI-5 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

5 PEECI-6 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

6 PEILM-7 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

7 ASICI-8 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

8 CLECI-9 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

9 CLICI-10 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

10 PEECI-11 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

11 NOILM-12 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

12 PEEII-13 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

13 CLERE-14 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

14 FUECI-15 + + Fusarium Saboraud + aceite mineral

15 ASIRE-16 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

16 CLELM-17 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

17 NOIDE-18 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

18 ASIBC-19 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

19 PEIBC-20 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

20 ASICI-21 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

21 ASILM-22 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

22 NOELI-23 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

23 PEILI-24 + + Verticillium Saboraud + aceite mineral

24 PEELI-25 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

25 ASELI-26 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

26 PAELA-27 + + Paecilomyces Saboraud + aceite mineral

27 VEIRE-28 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

28 PEELI-29 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

29 ASILI-30 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

208 FODECCYT 040-07 

 

30 TRECI-31 + + Trichotecium Saboraud + aceite mineral

31 ASILM-32 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

32 ASILM-33 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

33 PEILA-34 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

34 ASILI-35 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

35 PSELM-36 + + Pestalotiopsis Saboraud + aceite mineral

36 PEILM-39 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

37 SCERE-40 + + Scopulariopsis Saboraud + aceite mineral

38 PEELA-41 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

39 PEILI-42 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

40 NOILI-47 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

41 ASELM -48 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

42 ASELI-50 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

43 ASELI-51 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

44 PEILM-53 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

45 ASELI-54 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

46 ASICI-56 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

47 PEICI-57 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

48 CLILA-58 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

49 PEECI-59 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

50 CLECI-60 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

51 PEILM-62 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

52 PEECI-63 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

53 MOEBC-64 + + Monilia Saboraud + aceite mineral

54 ASECI-66 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

55 NOIRE-67 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

56 ASIII-68 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

57 ASEII-69 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

58 PEECI-70 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

59 ROICI-71 + + Rhodotorula Saboraud + aceite mineral

60 NOEBC-72 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

61 PEILI-73 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

62 CLILM-74 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

63 PEICI-75 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

209 FODECCYT 040-07 

 

64 PEILA-76 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

65 ASILI-77 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

66 ASILI-78 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

67 ASICI-80 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

68 CLECI-81 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

69 NOILA-82 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

70 ASILM-83 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

71 PEILM-84 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

72 ASICI-85 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

73 PEEBC-86 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

74 CLICI-87 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

75 PEILA-88 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

76 ASELI-89 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

77 PEILM-90 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

78 PEIRE-91 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

79 PEILI-92 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

80 ASECI-93 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

81 PEILI-94 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

82 ASIII-95 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

83 NOELA-96 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

84 CLICI-97 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

85 CLECI-98 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

86 ALIDE-99 + + Alternaria Saboraud + aceite mineral

87 FUICI-101 + + Fusarium Saboraud + aceite mineral

88 PEICI-102 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

89 CLIII-103 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

90 CLECI-104 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

91 CLICI-105 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

92 PEELM-106 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

93 ASELM-107 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

94 ASELA-108 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

95 CLILA-109 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

96 PEECI-110 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

97 PEILM-111 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

210 FODECCYT 040-07 

 

98 ASEDE-112 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

99 NOECI-113 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

100 NOIDE-114 + + No identificado Saboraud + aceite mineral

101 ASIBC-115 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

102 RHICI-116 + + Rhizopus Saboraud + aceite mineral

103 CLILM-117 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

104 ASELI-118 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

105 ASIII-119 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

106 ASICI-120 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

107 ASILI-121 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

108 PEILI-122 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

109 ASELI-123 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

110 ASICI-124 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

111 ASELI-125 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

112 NOECI-126 + + No identificado Saboraud + aceite mineral

113 NOECI-127 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

114 PEICI-128 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

115 CHERE-129 + + Chalara Saboraud + aceite mineral

116 ASECI-130 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

117 ASERE-131 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

118 ASEDE-132 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

119 PEEDE-133 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

120 MOEII-134 + + Monilia Saboraud + aceite mineral

121 NOIDE-135 + + No identificado Saboraud + aceite mineral

122 ASELI-136 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

123 ALEII-138 + + Alternaria Saboraud + aceite mineral

124 PEILI-139 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

125 PEIRE-140 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

126 PEELI-141 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

127 PEEDE-142 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

128 PEILI-143 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

129 PEERE-144 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

130 PEICI-145 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

131 PEICI-148 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

211 FODECCYT 040-07 

 

132 PEELI-149 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

133 PEELI-150 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

134 PEELM-151 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

135 PEERE-156 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

136 PEEII-157 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

137 PEILI-159 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

138 PEECI-160 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

139 PEICI-162 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

140 PEECI-163 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

141 PEIRE-164 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

142 PEIRE-165 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

143 PEIRE-169 + + Penicillum Saboraud + aceite mineral

144 ASILM-171 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

145 ASERE-172 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

146 CLIII-174 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

147 CLELI-175 + + Cladosporium Saboraud + aceite mineral

148 ASELA-180 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

149 TCILI-185 + + Trichotecium Saboraud + aceite mineral

150 ASEDE-206 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

151 ASECI-207 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

152 NOELM-208 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

153 TREII-216 + + Trichotecium Saboraud + aceite mineral

154 PEECI-219 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

155 PEEII-220 + + Penicillium Saboraud + aceite mineral

156 ASELI-221 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

157 ASELI-226 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

158 ASELI-228 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

159 ASICI-232 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

160 ASEDE-239 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

161 BAILI-245 + + Blastomyces Saboraud + aceite mineral

162 NOILM-246 + + No identificada Saboraud + aceite mineral

163 ASILI-247 + + Aspergillus Saboraud + aceite mineral

Fuente: Datos generados por el proyecto.

ANEXO 20

1. Diseño del área interior del Laboratorio de productos naturales LIPRONAT, ubicado en el primer nivel del edificio T11

Este local posee:

• Dos paredes completas de plancha fundida, una en cada costado.

• Una pared en el frente de ladrillo que posee una puerta de metal en el medio.

• Una pared en el fondo que posee ventanas de paletas de vidrio que van de lado a lado del local.

• Dos mesetas de trabajo de fórmica con ladrillo.

• Extractor de vapor.

• Campana con extracción para la manipulación de reactivos tóxicos.

• Almacenamiento de materia vegetal en bolsas negras.

Mobiliario:

• Dos lavatrastos, computadoras, espectro U.V., impresoras, cristalería, rotavapor, refrigeradora, archivos y armarios.

212 FODECCYT 040-07 

 

2. Diseño del área interior del Laboratorio Microbiológico de Referencia LAMIR, ubicado en el segundo nivel del edificio T12

Este local posee:

• Dos paredes completas de plancha fundida.

• Una pared en el frente de plancha fundida, con una puerta de madera en el lado derecho y otra puerta doble de madera que se mantiene cerrada hacia el lado izquierdo.

• Una pared en el fondo con ventanas de paleta de vidrio de la mitad hacia arriba.

• Una meseta de trabajo en el centro de fórmica.

• Una meseta que va desde la mitad de la parte posterior del laboratorio del lado derecho hacia la puerta.

Mobiliario:

• Incubadoras, liofilizador, horno estrilizador, centrífuga, desecadora, escritorios, computadora, impresora, teléfono, archivos, campanas de flujo laminar, congelador y refrigerador.

213 

FODECCYT 040-07  

3. Diseño del área interior de la cocina de Decanatura de la Facultad de CC.QQ y Farmacia, ubicado en el segundo nivel del edificio T12

Este local posee:

• Una pared de ladrillo combinada con ventanas de paleta del lado izquierdo.

• Una pared de ladrillo en el frente donde se tiene la puerta de madera de entrada.

• Una pared de ladrillo en el fondo donde la mitad son ventanas de paleta de vidrio.

• Una pared del lado derecho donde la primera mitad es de ladrillo y la segunda mitad es de madera.

• Una meseta que va del lado derecho bordeando el fondo de la cocina hasta el lavatrastos.

Mobiliario:

• Refrigeradora, horno de microondas, cafetera, lavatrastos, tambo de agua, plantas naturales y archivos.

214 FODECCYT 040-07 

 

4. Diseño del área interior del Laboratorio de Alimentos, ubicado en el primer nivel del edificio T10

Este local posee:

• Dos paredes de ladrillo completas.

• Una pared de ladrillo en el frente donde hacia la izquierda se encuentra la puerta de metal de entrada al laboratorio.

• La pared del fondo posee ladrillo y ventanas de paletas de vidrio en la parte superior, con balcones de metal.

• Una meseta de trabajo larga en el centro de fórmica en la parte superior.

Mobiliario:

• Gabinetes aéreos, gabinetes de piso, horno de microondas, estufas, refrigerador, escritorio, silla, bancos y una pizarra de marcador.

215 FODECCYT 040-07 

 

5. Diseño del área interior del cuarto de las Joyas de libros, ubicado en el tercer nivel del edificio de Biblioteca Central

Este local posee:

• Una pared que posee una reja que divide esta área de las gradas que conducen al cuarto nivel de la biblioteca.

• La pared del fondo y el costado derecho son de vidrio completas.

• La pared de entrada es de vidrio con una puerta de entrada hacia el local de las joyas de vidrio.

Mobiliario:

• Cinco estantes de metal con libros, y dos libreras de metal con puertas de vidrio.

216 FODECCYT 040-07 

 

6. Diseño del área interior del local seleccionado en el Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas IIQB, ubicado en el edificio T13

Pto 1

Pto 2

Pto 3

 

Este local posee:

es de ladrillo completas.

n una puerta doble de madera.

itorio, gabinetes aéreos, portapapeles, dispensador de agua, cafetera, computadora,

• Tres pared

• Una pared de ladrillo en el frente co

• No posee ventanas.

Mobiliario.

• Escrimpresora, teléfono-fax, silla con rodos, banco plástico, ventilador y una planta natural.

 

 

 

 

 

 

 

 

217 FODECCYT 040-07 

 

7. Diseño del área interior del primer nivel de Rectoría de la Universidad de San Carlos de Guatemala

Escritorio donde se registra el personal que entra

Baño de hombres

Personal de seguridad

Gradas hacia arriba

Gradas hacia abajo

Pto 1Pto 3

Pto 2

Este local posee: • Posee una pared de ladrillo ubicada en el costado derecho de la entrada.

• Posee una división de madera en el costado izquierdo.

• En la parte posterior posee una pared de vidrio al igual que en el frente donde hay una puerta de vidrio ubicada hacia el lado izquierdo del local.

• Hay unas gradas en el medio del local que conducen hacia la planta alta del edificio y hacia el sótano del mismo.

• Hay un baño de hombres.

Mobiliario:

• Cubículos de madera donde se encuentran ubicadas las secretarias.

• Plantas naturales de ambiente interior.

• Un cubículo largo donde se encuentra el personal de seguridad.

• Un escritorio en la entrada donde se registra el personal que entra a este local.

218 FODECCYT 040-07 

 

8. Diseño del área interior del local seleccionado en el CIAT, ubicado en el primer nivel del edificio de la Antigua Facultad de Farmacia ubicado en la zona 1

Este local posee:

• Tres paredes de adobe completas.

• Una pared de adobe que divide el local en dos partes con una puerta en el centro de madera con vidrio que comunica las dos áreas del local por el interior del mismo.

• La pared del frente es de adobe con dos puertas de madera con vidrio que permiten el ingreso a las dos áreas de este local.

Mobiliario Área del lado derecho:

• Un aire acondicionado en el área donde se encuentra el cromatógrafo de gases.

• Una mesa de trabajo de madera donde se preparan las muestras que se van a inyectar al equipo.

• Un cromatógrafo de gases con su computadora.

• Tanque metálico de gas, un archivo metálico en el fondo de esta área del local y una silla de madera.

219 FODECCYT 040-07 

 

220 FODECCYT 040-07 

 

Mobiliario área izquierda:

• Dos mesas de trabajo de metal con fórmica con gavetas para almacenamiento de cristalería y material de laboratorio.

Secadora de pelo para secar algunas muestras, una centrífuga, un potenciómetro, un escritorio con computadora, ubicado detrás de la puerta de entrada, un archivo de metal, una silla de rodos y bancos de metal con forro de cuerina 

PARTE V

V.1 INFORME FINANCIERODESCRIPCIÓN DEL PRESUPUESTO Y TRANSFERENCIAS A-DR-0013

QUINCEAVA CONVOCATORIA LINEA FODECYT

Nombre del Proyecto: Estudio micológico del aire en áreas ocupacionales y exteriores de la Facultad de Ciencias

Químicas y Farmacia y otras aéreas de la Universidad de San Carlos de Guatemala Numero del Proyecto: 040-2007 Investigador Principal: Licda. Karin Larissa Herrera Aguilar Monto Autorizado: Q246,950.00 Fecha de Inicio y Finalización: 01/11/2007 AL 31/10/2008 12 MESES

Grupo Renglon Nombre del Gasto Asignacion Presupuestaria

TRANSFERENCIA En Ejecuciòn Menos (-) Mas (+)

Ejecutado Pendiente de Ejecutar

1 Servicios no personales

181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad Q 89,372.00

Q 82,247.00

Q 7,125.00

181 Evaluación Externa de Impacto Q 8,000.00 Q 8,000.00

122 Impresión, encuadernación y reproducción Q 6,000.00 Q 6,000.00

2 MATERIALES Y SUMINISTROS

241 Papel de escritorio Q 213.00 Q 700.00

Q 477.80

Q 9.20

243 Productos de papel o cartón Q 713.00 Q 713.00 Q -

244 Productos de artes gráficas Q 1,188.20 Q 1,188.20 Q -

249 Otros productos de papel, cartón e impresos Q 500.00 Q 483.30

Q 16.70

261 Elementos y compuestos químicos Q 15,000.00 Q 1,000.00 Q 249.78

Q 14,249.78 Q -

221 FODECYT 040-07

222 FODECYT 040-07

262 Combustibles y lubricantes Q 1,400.00 Q 1,400.00 Q -

267 Tintes, pinturas y colorantes Q 1,000.00 Q 109.50 Q 1,728.00

Q 2,595.20

Q 23.30

268 Productos plásticos, nylon, vinil y pvc Q 9,000.00 Q 7,778.57

Q 1,211.43

Q 10.00

272 Productos de vidrio Q 5,000.00 Q 4,990.64

Q 9.36

289 Otros productos metálicos Q 2,000.00 Q 1,658.03

Q 341.97

291 Útiles de oficina Q 4,000.00 Q 2,200.00

Q 1,346.90

Q 453.10

292 Útiles de limpieza y productos sanitarios Q 1,228.00 Q 1,228.00 Q -

295 Útiles menores, médico-quirúrgicos y de laboratorio Q 5,000.00 Q 8,008.12

Q 13,008.12 Q -

298 Accesorios y repuestos en general Q 2,500.00 Q 2,500.00 Q -

PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO E INTANGIBLES

323 Equipo médico-quirúrgico y de laboratorio Q 77,500.00 Q 19,451.00

Q 57,843.37

Q 205.63

329 Otras maquinarias y equipos Q 19,451.00 Q 19,450.86

Q 0.14

GASTOS DE ADMÓN. (10%) Q 22,450.00 Q 22,450.00 Q -

Q 246,950.00 Q 35,038.10 Q 35,038.10 Q 224,755.60 Q22,194.40

MONTO AUTORIZADO Q 246,950.00 Disponibilidad Q 22,194.40

(-) EJECUTADO Q 224,755.60 SUBTOTAL Q 22,194.40 (-) CAJA CHICA TOTAL POR EJECUTAR Q 22,194.40

V.2 CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES

Actividad Nov Dic Ene Feb Mar Abr May Jun Jul Ags Sep Oct

Contratación del personal

X

Recopilación de Información

X

X

X

X

X

Cotización y elaboración de

solicitud de compra de

material y equipo

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Compra de Material y equipo

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Implementación de métodos de análisis en el laboratorio

X

X

Preparación de material para

muestreo

X

X

X

X

X

X

X

X

Selección de la hora de muestreo

X

Selección de los locales y áreas de

muestreo

X

Tabulación de los resultados de

encuestas

X

Muestreos Ambientales periódicos

X

X

X

X

X

X

X

Análisis de Niveles de

contaminación

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Caracterización Macroscópica de

los hongos

X

X

X

X

X

X

X

X

Caracterización Microscópica de

los hongos

X

X

X

X

X

X

X

X

X

223 FODECYT 040-07

224 FODECYT 040-07

Formación de Cepario de

Trabajo

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Elaboración de Manuales de

Bioseguridad y Limpieza

X

X

X

Elaboración de presentaciones

informativo

X

Interpretación de resultados

X X X X X X X X X

Análisis Estadístico

X X X X X X

Elaboración de Informe

Financiero mensual

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Elaboración de Informes Técnicos

trimestrales

X

X

X

Reuniones para evaluar los

avances mensuales

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

X

Elaboración de informe final del

proyecto

X X

Presentación de informe Final

X