Universidad Autónoma Chapingo

Departamento de Agroecología

Plan de trabajo para monitoreo y muestreo de insectos en Zarzamora (Rubus ulmifolius L.)

Presentan:

Aguilar, A.I.A; Barrera, R.P.J; Cornejo, S.D; Méndez, C.J.E; Ramírez, B.V

Introducción

Los insectos constituyen una parte importante de la diversidad biológica, ya que, de cada diez seres vivos, más de cinco son insectos, y de cada diez animales al menos siete son insectos. Desde que el hombre ha podido documentar su existencia, también ha manifestado su interés por los insectos, y hasta nuestros días éste persiste, ya que se siguen estudiando, aunque nuestro conocimiento sobre este grupo aún se considera reducido. Un aspecto fundamental en el estudio de los insectos es poder observarlos con detalle, puesto que la mayoría son pequeños y sus características distintivas no son apreciadas adecuadamente sin la ayuda de un microscopio. Desafortunadamente para los insectos, es una necesidad sacrificar algunos organismos para su estudio, pero debemos cuestionarnos en qué grado se debe llevar a cabo la colecta de organismos. Igualmente, importante es el tratamiento que se dé a los insectos colectados. Para ello debemos tener en cuenta que se han sacrificado algunos organismos y que es pertinente darles el mejor tratamiento o preservación posible, y así alcanzar el objetivo que nos llevó a su colecta, su estudio.En el presente trabajo se expone la información de la fenología de la zarzamora, sus plagas y enfermedades que la afectan; así como los métodos de muestreo y conservación de insectos que se planean utilizar en el desarrollo del proyecto.

Objetivos

o Muestrear insectos presentes en el cultivo de zarzamora para conocer el índice de diversidad biológica

o Proponer alternativas de manejo en base al índice de diversidad encontradoo Monitorear la presencia y desarrollo de insectos en el área de producción de zarzamora

Marco teórico

FENOLOGÍA DE LA ZARZAMORA. Características del cultivo:

1.- Clima: Se consideran como climas óptimos para el cultivo los relativamente frescos, libres de lluvias en el periodo de cosecha (abril a junio en regiones de clima templado como Texcoco, México) y con requerimiento de horas frío de 800 horas a 1,200 horas. El factor climático limitante para la zarzamora es el frío invernal, en áreas muy frías. Una alta humedad atmosférica favorece el desarrollo de las plantas, sin embargo, esta especie, a diferencia de la frambuesa, presenta cierto grado de resistencia al déficit o exceso de agua debido a su mayor profundidad y extensión del sistema radical. El efecto negativo que tiene el viento es mínimo ya que la zarzamora es más resistente y requiere de un manejo cultural distinto.

2.- Suelo: Se adaptan a diversos tipos de suelos, siempre que éstos sean permeables no muy alcalinos ni muy arcillosos, pero ricos en materia orgánica. Solamente variedades rastreras soportan suelos pesados. Se desarrollan bien en suelos con pH 6-7,5. En comparación con las frambuesas, las zarzamoras toleran en mejor forma suelos drenados y arcillosos.

3.-Floración: Una vez establecida la planta en el terreno de cultivo tarda un año para iniciar su floración y dicho periodo varía de abril a septiembre

4.-Fructificación y cosecha: la época de producción va de abril a septiembre, aunque en zonas tropicales se obtienen mejores frutos y mayor rendimiento en los meses de abril a junio. El periodo de cosecha parece estar influido por el ambiente en que se desarrollan las plantas, por ejemplo, en condiciones tropicales (22 msnm) se presenta de abril a septiembre (6 meses), mientras que a 1,611 msnm este periodo se presenta de enero a junio (6 meses); pero en condiciones templadas y con alturas mayores a 2,000 msnm se menciona que la cosecha se obtiene de abril a junio (durando sólo 3 meses).

5.-Poda: existen dos tipos de poda, de verano y de invierno. La poda de verano debe realizarse inmediatamente después de la cosecha. Se debe eliminar toda caña que haya fructificado y las más débiles. Las cañas además se tienen que despuntar para favorecer brotación de ramillas laterales para la siguiente producción, éstas se deben amarrar además en climas muy luminosos para evitar quemaduras por el sol y sólo en climas poco luminosos este amarre se puede realizar en invierno. La poda de invierno se puede realizar tanto en esta estación como a principios de la primavera antes de que empiece la brotación, esto con el objetivo de obtener plantas más vigorosas y de mayor calidad.

PLAGAS DE LA ZARZAMORA

1.- Pulgones. Mizus persicae, Aphis sp.

Daños: Ninfas y adultos causan deformación de brotes, fumagina, y son transmisores de virus.

2.-Araña Roja. Tetranychus urticae.

Daños: Clorosis y defoliación severa, de huevo a adulto tarda de 7 a 14 días. Su hibernación se gobierna por el fotoperiodo, la temperatura y calidad del alimento.

3.-Ácaro del Berry rojo. Acalitus sp.

Daños: Reside en yemas axilares de las hojas en primocañas y floricañas y después se alimenta en la base de las drupeolas y cerca del receptáculo. Oviposita en las drupeolas verdes o en formación.

4.-Trips. Frankiniella occidentalis, Trips sp.

Daños: Deformación y cicatrización en las hojas, flores y frutos, al picar los tejidos y succionar el contenido de las células vegetales, saltan, vuelan y se desplazan con gran agilidad de un lugar a otro. Generalmente ponen huevos en las flores donde nacen las primeras larvas que se alimentan. Son vectores de virus y pueden provocar disminución del rendimiento hasta destrucción total de la planta.

5.-Mosca blanca. Trialeurodes sp.

Daños: Amarillamiento progresivo de venas, frutos sin sabor, muerte regresiva de floricanas y declinamiento de la planta.

6.- Complejo de chinches. Murgantia histriónica, Nezara viridula, Leptoglossus sp.

Daños: Desorden fisiológico, escaladura por el sol, etc.

7.- Mayate de la calabaza. Euphoria bassalis.

Daños: Defoliación severa, daños a la flor, etc.

8.-Gusano falso medidor. Fam: Noctuidae: Catocalinae.

Daños: Defoliación.

9.-Enrolladores de hojas. Argyrotaenia sp.

Daños: Declinación de las hojas, defoliación y desorden foliar.

10.-Barrenador de la corona. Epialus sp.

Daños: Barrenación del tallo, daños severos a los sistemas vasculares de la planta.

Técnicas de colecta

La colecta de insectos requiere aplicar una variedad amplia de técnicas debido al gran número de especies y variedad de hábitos de vida que presentan. La mayoría de las técnicas utilizadas responden a objetivos específicos de cada tipo de estudio; sin embargo, pueden ser divididas de manera muy general en técnicas de colecta directas (activas) y técnicas de colecta indirectas (pasivas, Steyskal et al., 1986).

COLECTA DIRECTA

Es aquella en la que el colector busca de manera activa a los organismos en su ambiente, en los sitios donde éstos se distribuyen. Esta estrategia es utilizada ampliamente por la mayoría de los colectores, quienes se apoyan de herramientas e instrumentos que varían según el sustrato o sitio de búsqueda. Implica poseer cierta información biológica sobre los grupos que se desea colectar, principalmente su distribución geográfica, ocurrencia estacional y hábitos alimenticios.

COLECTA INDIRECTA

Es aquella en la que se colectan organismos utilizando algún tipo de atrayente y que no implica búsqueda directa en los sustratos donde éstos habitan. Comúnmente este tipo de colecta utiliza trampas con distintos tipos de atrayentes e incluso existen trampas sin atrayente que se consideran como colecta indirecta porque no se buscan activamente a los organismos. El tipo y número de trampas, y el cebo a utilizar también dependen directamente de los objetivos de la investigación.

Preservación de insectos

La preservación consiste en mantener a los ejemplares colectados en las mejores condiciones posibles para su estudio. Los insectos pueden ser preservados en tres formas, en líquido, en preparaciones y en seco. Al igual que con las técnicas de colecta, la elección de cada uno de los métodos de preservación depende de los fines y posibilidades de cada investigación.

PRESERVACIÓN EN LÍQUIDO

Alcohol etílico: el líquido comúnmente utilizado en la preservación de insectos es el alcohol etílico al 70%, que puede variar entre 70% y 80%; incluso, los insectos acuáticos deben ser inicialmente

preservados en alcohol etílico al 95%, ya que sus cuerpos poseen una alta cantidad de agua, posteriormente pueden ser cambiados a alcohol al 75%. Los ejemplares son colocados en frascos de plástico o de vidrio de diferentes capacidades, dependiendo del tamaño y número de éstos.

Este tipo de preservación requiere la revisión periódica de las muestras para reponer el alcohol que se evapore y para el cambio de alcohol sucio en algunas muestras, también es recomendable colocar las muestras en lugares frescos, secos y obscuros para disminuir la evaporación y la decoloración que pueda provocar la luz a los organismos (anaqueles o gabinetes entomológicos cerrados).

Líquidos fijadores: existen algunos fijadores de tejidos internos que se usan cuando es necesario conservar esas partes para su estudio. Algunos ejemplos de fijadores son el XA (xilol y alcohol al 95 % en partes iguales), el XAAD (4 partes de xilol, 6 partes de alcohol isopropílico, 5 partes de ácido acético glacial y 4 partes de dioxano) y el KAAD (1 parte de queroseno, 7-9 partes de alcohol al 95 %, una parte de ácido acético glacial y una parte de dioxano). Otros ejemplos son la solución de Hood, que está formada por alcohol etílico al 70-80% (95 ml) y glicerina (5 ml); la solución de Kahle, integrada por alcohol etílico al 95% (30 ml), formaldehído (12 ml), ácido acético glacial (4 ml) y agua (60 ml); y la solución de Bouin, conformada por alcohol etílico al 80% (150 ml), formaldehído (60 ml), ácido acético glacial (15 ml) y ácido piérico (1 g).

PRESERVACIÓN EN PREPARACIONES

Preparaciones permanentes: la técnica para llevar a cabo estos tipos de preparaciones consiste en hacer una pequeña punción con un alfiler, o con una aguja de disección muy fina, en la región ventral del abdomen del organismo. Posteriormente, colocarlo en un tubo de ensayo agregándole hidróxido de potasio al 10% para aclararlo; se calienta poco a poco para evitar una reacción fuerte o que se aclare demasiado; se revisa al microscopio estereoscópico o compuesto hasta haber obtenido sólo el exoesqueleto del insecto. Ya obtenido el exoesqueleto, se puede teñir con colorante, como la violeta de genciana, por cinco minutos; en caso de que el organismo sea de color muy oscuro, tal vez no es necesario teñirlo. Posteriormente se deshidrata con alcoholes graduales al 30°, 50°, 60°, 70° y alcohol absoluto. El tiempo que debe permanecer el organismo en cada alcohol es de un minuto, escurriendo el exceso entre cada cambio. Se transparenta con xilol para eliminar lo opaco provocado por el alcohol, se monta con resina sintética en una porta objetos y se cubre con el cubre objetos. El exceso de resina se puede eliminar con xilol, se deja secar, para posteriormente etiquetarlo (Aguilar-Morales et al., 1996; Gaviño et al., 1977).

Preparaciones semipermanentes: es frecuente que se requiera una observación detallada de estructuras específicas de un organismo, como las antenas, las patas, las alas, el aparato bucal y principalmente los genitales. Es en estos casos cuando las preparaciones temporales o semipermanentes son útiles. Esta técnica consiste en colocar la estructura de interés sobre un portaobjetos, primero tiene que ser hidratada con agua, después se le puede colocar lugol o gelatina glicerinada, posteriormente agregarle algún colorante, como azul de metileno, azul de lactofenol o safrina acuosa al 1%.

Preparaciones temporales: otra estrategia más sencilla es disecar la estructura que se desea observar, colocarla en un portaobjetos excavado, saturarla con glicerina, colocarle un cubreobjetos y observarlo al microscopio compuesto. Después de esto se puede pasar a una cápsula o microvial de plástico con glicerina y colocarlo en el mismo alfiler donde está el ejemplar al que pertenece la estructura.

Metodología

Para la realización del proyecto se planea seguir los pasoso siguientes a fin de tener un muestreo y colecta de información correctos:

I. Identificación y elección del cultivoII. Caracterización del cultivo (fenología, principales plagas y enfermedades)III. Consulta de las técnicas de colectaIV. Selección de la técnica de colecta y justificación

Las técnicas de colecta a utilizar dependen directamente de los objetivos de estudios específicos (Contreras-Ramos, 1999) y las técnicas convencionales pueden ser adaptadas o modificadas para alcanzarlos.

El uso de técnicas de colecta directa combinado con colecta indirecta puede brindar mejores resultados por su complementariedad (Steyskal et al., 1986).

Método: Sistémico

Este muestreo se realiza caminando sobre una ruta establecida a través del campo, tomando muestras a distancias específicas. Se selecciona una línea de trayecto, cuya distancia total se divide por el número de muestras a tomar.La forma del trayecto es variable y puede ir desde líneas diagonales a través del campo, en zig-zag o hasta diseños que representan letras del alfabeto como en “X” ( (Rodriguez, s/f).

La técnica de muestreo a usar son trampas. Comúnmente este tipo de colecta utiliza distintos tipos de atrayentes e incluso existen trampas sin atrayente que se consideran como colecta indirecta porque no se buscan activamente a los organismos ( (Marquéz, 2005). Esta se eligió pues Eestay (s/f) menciona qué:

- Requiere de equipos simples- Da abundante información a bajo costo- Entrega información en sectores donde la población de insectos puede ser baja o difícil de

localizar- El muestreo es continuo con poco esfuerzo, y además estima la densidad de una población,

mide su actividad.

Para realizar la colecta se hará siguiendo un esquema indirecto, la trampa que se propone a realizar es la siguiente:

(Aberlenc & Allemand, 1996)

V. Aplicación del método de muestreo Colecta de insectos Rotulación del material

Preservación de insectos

Para este trabajo se planea utilizar la preservación de insectos en medio líquido, bajo una solución de alcohol etílico al 70-80% en frascos de vidrio, además se rotularán las muestras para realizar un cambio periódico de la solución para evitar la desnaturalización de las proteínas contenidas.

Caracterización taxonómicaVI. Sistematización e interpretación de datos

Cronograma de actividades

Marzo Abril Mayo Junio

ACTIVIDAD Lunes 28

Martes 29

Miércoles 30

Jueves 31

Durante un mes cada dos días

Durante un mes

Establecer puntos de observación Colecta de insectos Identificación

Sistematización

Referencias

Aberlenc, H.-P. & Allemand, R., 1996. Un método eficaz de muestreo para la entomofauna de las zonas frondosas: la trampa atrayente aérea. Bol. SEA, Issue 14, pp. 23-30.

Estay, P., s/f. Como desarrollar un plan de manejo integrado de plagas., s.l.: s.n.

Marquéz, L., 2005. Técnicas de colecta y preservación de insectos. Boletín Sociedad Entomológica Aragonesa , Issue 37, pp. 385-408.

Rodriguez, M., s/f. Guía de dentificación y manejo integrado de plagas y enfermedades en piña. Costa Rica: BANACOL.

Alviter, Á. R. (26 de Noviembre de 2011). Manejo integral de la fitosanidad en arándano y zarzamora. Texcoco, México, México.

Barraza, M., & Valdivia, V. V. (20 de Febrero de 2003). Comportamiento de la zarzamora en el clima cálido. Santiago Ixcuintla, Nayarit, México.

Ivan Gallardo A., E. a. (28 de Febrero de 2000). Infoagro.com. Obtenido de abcAgro.com/Producción de Mora Híbrida (Zarzamora): http://www.abcagro.com/frutas/frutas_tradicionales/mora_hibrida.asp

Portillo, R. N. (2008). Agroindustrias del Norte. Obtenido de http://www.agroindustriasdelnorte.com/noticia.php?id=44