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“Evaluación del efecto de la aplicación de dos recetas de biofermentos (bioles) sobre
propiedades físicas, químicas y microbiológicas de un suelo dedicado al cultivo de banano
(Musa AAA) en el Caribe de Costa Rica”.
Rodya Mauricio Ortega Bonilla
PRÁCTICA DIRIGIDA PARA OPTAR AL GRADO DE LICENCIADO EN
INGENIERIA AGRONÓMICA CON ENFASIS EN FITOTECNIA
ESCUELA DE AGRONOMÍA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROALIMENTARIAS
UNIVERSIDAD DE COSTA RICA
2013
"Evaluaci6n del efecto de la aplicaci6n de dos recetas de biofermentos (bioles) sabre propiedades fisicas, quimicas y microbiol6gicas de un suelo dedicado al cultivo de banana
(Musa AAA) en el Caribe de Costa Rica".
Rodya Mauricio Ortega Bonilla
PRACTICA DIRIGIDA PARA OPTAR AL GRADO DE LICENCIADO EN INGENIERIA AGRONOMICA CON ENFASIS EN FITOTECNIA
DIRECTOR DE PMCTICA DIRIGIDA
Lidieth Uribe Lorio Dr.
MIEMBRO DEL TRIBUNAL - ; Leida Castro Barquero Lie.
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
Gilberto Calbalceta Aguilar M Sc.
MIEMBRO DEL TRIBUNAL
Rafael Mata Chinchilla M Sc.
DIRECTOR DE ESCUELA
Erick Guevara Berger Dr.
SUSTENTANTE
Rodya Mauricio Ortega Bonilla
2013
ll
iii
Dedicatoria
A Dios dador de oportunidades, con él siempre existe esperanza.
A mi familia, existo para ella, estar juntos me hace muy feliz.
A R. Mata, E. Serrano, R. Segura quienes siempre insistieron en que debía realizarla.
A L. Uribe por su gran paciencia, tiempo dedicado y acertadas observaciones.
A todos mis amigos que me motivaron a terminar algo que inicie hace ya tiempo.
iv
Reconocimientos
Al Dr. Jorge A. Sandoval en su calidad de Director de Investigaciones de CORBANA por
darme la oportunidad de realizar este trabajo y a está gran institución la cual proporcionó
los recursos necesarios para él mismo.
A la Compañía Internacional de Banano S. A en la persona del su Gerente el Ing. Gerardo
Mora por las facilidades para la realización de la parte de campo.
Al Laboratorio de Microbiología Agrícola del Centro de Investigaciones Agronómicas de la
Universidad de Costa Rica.
A don Fabio Blanco por su valiosa ayuda en la realización del análisis estadístico, aportes y
consejos para la realización de este informe.
Al comité asesor por sus sugerencias y consejos en la corrección de este texto.
v
ÍNDICE GENERAL
PORTADA………………….……………………………………………………………….i
DEDICATORIA……………………………………………………………………………ii
RECONOCIMIENTOS…………………….……………………………………………..iii
INDICE GENERAL………..……………………………………………………………..iv
INDICE DE FIGURAS………….………………………………………………………...v
INDICE CUADROS……………………………………………...……………………….vi
RESUMEN…………………………………………..……………………………………vii
INTRODUCCIÓN:……………………………………………………..………………….1
OBJETIVO GENERAL………………………………………...…………………….…...4
REVISIÓN DE LITERATURA…………………………...………………………………4
PREPARACIÓN DE LOS BIOFERMENTOS……………………………..……………8
INVESTIGACIÓN REALIZADA CON EL USO DE BIOFERMENTOS:…………..10
MATERIALES Y MÉTODOS…………..………………………………………………14
VARIABLES EVALUADAS……………………………………………………………..19
ANÁLISIS QUÍMICO DE SUELO ............................................................................................................................ 19 PRUEBAS FÍSICAS. ............................................................................................................................................. 19 EVALUACIÓN DE LA BIOMASA Y ACTIVIDAD MICROBIANA. ................................................................................ 22
RESULTADOS…………………………………………………………………..………..25
EFECTO DE LA APLICACIÓN DE BIOFERMENTOS SOBRE LA BIOMASA Y LA RESPIRACIÓN MICROBIANA………...25
EFECTO DE LA APLICACIÓN DE BIOFERMENTOS Y FERTILIZANTES SOBRE LAS VARIABLES QUÍMICAS DEL SUELO. .................. 31
EFECTO DE LA APLICACIÓN DE BIOFERMENTOS Y LA DOSIS DE FERTILIZANTE SOBRE LAS VARIABLES FÍSICAS..39
DISCUSIÓN……………………………………………..………………………………..42
EFECTO DE LA APLICACIÓN DE BIOFERMENTOS SOBRE LA RESPIRACIÓN Y BIOMASA MICROBIANA. ................... 42 EFECTO DE LA APLICACIÓN DE BIOFERMENTOS Y FERTILIZANTES SOBRE LAS VARIABLES QUÍMICAS DEL SUELO. ................... 46
EFECTO DE LA APLICACIÓN DE BIOFERMENTOS Y LA DOSIS DE FERTILIZANTES SOBRE LAS VARIABLES FÍSICAS…...…………50
CONCLUSIONES………………………………………………………..………………52
BIBLIOGRAFIA……….…………………………………………………………………53
APÉNDICES….…………………………………………………………………….……..64
vi
ÍNDICE DE FIGURAS
FIGURA 1. DISEÑO Y DISTRIBUCIÓN DE PARCELAS DEL
EXPERIMENTO………………………………………………………………….………16
FIGURA 2. CO2 PRODUCIDO SEGÚN DOSIS DE FERTILIZANTE SIN Y CON
BIOFERMENTO..………………………………………………………………………..27
FIGURA 3. BIOMASA MICROBIANA DE CARBONO ………………………….…30
FIGURA 4. CONTENIDO DE POTASIO Y HIERRO EN EL SUELO SEGÚN
DOSIS DE FERTILIZANTE, SIN Y CON BIOFERMENTO……………………..…35
FIGURA 5. VALORES DE PH (A) Y CONTENIDO DE MAGNESIO Y COBRE EN
EL SUELO SEGÚN DOSIS DE FERTILIZANTE……………………………….……37
FIGURA 6. CONTENIDO DE MANGANESO, BORO Y AZUFRE EN EL SUELO
SEGÚN DOSIS DE FERTILIZANTE…………..………………………………………38
vii
ÍNDICE DE CUADROS
CUADRO 1: ANÁLISIS QUÍMICOS DE BIOFERMENTOS SEGÚN AUTOR Y
FECHA DE PUBLICACIÓN……………………………………...………………….….10
CUADRO 2. ANÁLISIS QUÍMICO DE LOS DOS BIOFERMENTOS ……………..16
CUADRO 3. TRATAMIENTOS…………………………………………………..….....18
CUADRO 4. PRECIPITACIÓN ACUMULADA……………………………….……...23
CUADRO 5. ANÁLISIS DE VARIANZA PARA LAS VARIABLES BIOMASA Y
RESPIRACIÓN MICROBIANA………………………………………………….……..26
CUADRO 6. PROMEDIOS GENERALES PARA RESPIRACIÓN DE SUELO Y
BIOMASA C MICROBIANO ………………………………………………………..…28
CUADRO 7. ESTUDIO DE CONTRASTE PARA EL EFECTO DE LA
APLICACIÓN DE LAS DOSIS DE FERTILIZACIÓN………………………........…29
CUADRO 8. PROMEDIOS DE LOS ANÁLISIS DE SUELO SEGÚN
TRATAMIENTO…………………………………………………………………………32
CUADRO 9. ANÁLISIS DE VARIANZA PARA LOS ANÁLISIS DE SUELO ....….32
CUADRO 10. PROMEDIOS DE LOS ANÁLISIS DE SUELO SEGÚN DOSIS DE
FERTILIZACIÓN Y FECHA……………………………………………...……………34
CUADRO 11. PROMEDIOS GENERALES POR DOSIS DE FERTILIZANTE.
MUESTREADO PARA EL ANÁLISIS DE SUELO ………………………………......39
CUADRO 12: ANÁLISIS DE VARIANZA Y TENDENCIAS PARA LAS PRUEBAS
FÍSICAS …………………………………………………………………………………..40
CUADRO 13. MEDIAS POR DOSIS DE FERTILIZANTE PARA LAS VARIABLES
DE SUELO EVALUADAS……………………………………………………………….40
viii
Resumen.
En un experimento desarrollado por la Corporación Bananera Nacional (CORBANA)
ubicado en un suelo de alta fertilidad en el Caribe de Costa Rica, se realizaron evaluaciones
del efecto de la aplicación en el cultivo de banano (Musa AAA) de dos recetas de
biofermentos (BF). Los biofermentos se produjeron utilizando como base el mantillo de
áreas boscosas de ecosistemas tropicales no alterados. Las evaluaciones consistieron en la
determinación de biomasa microbiana de C, respiración microbiana, análisis químico de
suelos, densidad aparente, conductividad hidráulica, resistencia a la penetración e
infiltración básica. La determinación de estas variables se realizó luego de dos años de
aplicaciones bisemales de biofermentos enriquecidos con N y minerales. Además del uso
de biofermentos se evaluó un factorial de dosis de fertilizantes sintéticos que consistió en
25, 50, 75 y 100% de fertilización convencional. El objetivo consistió en determinar el
efecto combinado del uso de los biofermentos y dosis de fertilizante sobre las variables
indicadas. Como resultado de la aplicación de biofermentos se determinó un aumento de la
respiración (P=0,0152) y ocurrió una disminución para la biomasa (P=0,0496). La dosis de
fertilizante afectó negativamente la respiración (P<0,0001) con una tendencia lineal
(P<0,0001) y afectó positivamente la biomasa (P=0,0002) la misma mostró un
comportamiento lineal (P<0,0001). La aplicación de biofermentos no afectó la
concentración de elementos en el suelo (P>0,005). No se determinó ningún efecto para las
variables densidad aparente, conductividad hidráulica, resistencia a la penetración e
infiltración básica como consecuencia de la aplicación de biofermentos o dosis de
fertilizantes. Se concluye que la aplicación de estas dos recetas de biofermentos incrementó
la respiración aumentando la actividad biológica del suelo. Aumentar la cantidad de
fertilizantes sintéticos afectó negativamente la respiración y positivamente la biomasa. Se
requiere de un mayor tiempo de evaluación para determinar si el uso de estos biofermentos
tiene algún efecto sobre las variables químicas y físicas de suelo.
1
Introducción:
Durante la última década el cultivo del banano (Musa AAA) ha representado para
Costa Rica un mercado de alrededor de USD $552 millones de dólares anuales, siendo por
muchos años el primer producto de exportación agrícola de la nación. Para la provincia de
Limón y para el país representa 42 mil empleos directos y casi 100 mil indirectos siendo la
principal fuente de ingresos de aproximadamente 400 000 personas (CORBANA 2010).
Costa Rica posee rendimientos promedios de 2307 cajas ha-1
año-1
, convirtiéndose en la
productividad más alta por hectárea a nivel mundial. El éxito productivo que ha tenido este
cultivo en el país se debe en parte a la “Revolución Verde”, la cual buscaba el incremento
de la producción utilizando la selección genética, el monocultivo, uso intensivo de
fertilizantes, pesticidas, herbicidas, regadío, entre otros (FAO 1996). Sin embargo, el uso
de estos insumos en forma inadecuada, ha causado desbalances en el suelo y un retroceso
en los niveles productivos (Serrano et al. 2006). Rosales et al. (2008) registran una
reducción de la productividad del cultivo asociado a un cambio y deterioro de los factores
físicos, químicos y principalmente microbiológicos del suelo.
Serrano y Marín (1998) y Serrano (2003) atribuyen la disminución en la producción
del cultivo a la reducción en la cantidad de raíces, debido a factores como la presencia de
poblaciones de nematodos más altas como consecuencia de la biodegradación que sufren
los nematicidas, resistencia, aumento de la acidez en el suelo y a limitaciones físicas del
mismo. En promedio se utilizan las siguientes cantidades de agroquímicos en los sistemas
de producción bananeros: 20,3 kg.i.a.ha-1
año-1
de fungicidas, 8,5 kg.i.a.ha-1
año-1
de
nematicidas, 0,66 kg.i.a.ha-1
año-1
de insecticidas, 1,88 kg.i.a.ha-1
año-1
de herbicidas
(Villalta 2004). Para el caso de los fertilizantes se estiman cantidades de alrededor de 2500
kg. de materias primas ha.año-1
(Zuñiga y Serrano 2009).
Rosales et al. (2008) determinaron 17 indicadores de salud de suelos bananeros
para Costa Rica de los cuáles nueve (9) son indicadores microbiológicos, seis (6)
2
indicadores químicos y solamente dos (2) son indicadores físicos. Anteriormente se
consideraba a la textura y el drenaje como los factores que determinaban la capacidad
productiva de un suelo para el cultivo de banano, dejando de lado las propiedades
microbiológicas, este estudio evidenció la importancia de estas variables. En estudios
realizados por Araya (2009) en una plantación bananera utilizando diferentes dosis de
compost hecho a partir de broza de café, no se logró establecer relación entre las
poblaciones de bacterias, actinomicetes, hongos, la sanidad de raíces ni las poblaciones de
nematodos con la dosis de materia orgánica. Zuñiga et al. (2009) relacionaron la
disminución de la productividad del banano con desequilibrios químicos, aumento de la
acidez y disminución del pH del suelo, a pesar de haber corregido estos desbalances, no se
logró en la mayoría de los casos recuperar la productividad esperada. Segura (2009) realizó
determinaciones de poblaciones de bacterias, hongos, actinomicetes y bacterias aerobias
comprobando diferencias entre los sitios con mayor productividad y los sitios con
rendimientos menores, relacionó las condiciones químicas y físicas de suelo con las
variables microbiológicas. El autor encontró menores poblaciones de los diferentes grupos
de organismos cuantificados en los sitios que presentaron limitaciones tanto químicas como
físicas, las cuales afectaron la productividad del cultivo.
Los programas de nutrición implementados en el sector bananero han logrando
disminuir la acidez inducida y alcanzar un balance en el contenido de bases. Poco a poco
han retornado al suelo las condiciones químicas originales previas a la siembra de las
plantaciones. Los programas de renovación de plantaciones y la escarificación del suelo
en la banda de fertilización son prácticas que han disminuido la compactación que sufre la
capa superficial de suelo por el pisoteo constante y favorecen la incorporación de
fertilizantes, CaCO3 y materia orgánica, incrementando la productividad en las áreas
renovadas o rehabilitadas (Ortega 2009). La mayoría de las prácticas implementadas por el
sector impactan directamente las propiedades físicas y químicas del suelo, afectando
indirectamente la población microbiana. Restrepo y Pinheiro (2003) y Restrepo y Hensel
(2006) hacen referencia al uso de biofertilizantes o biofermentos a base estiércol de vaca,
3
frutas, compost y desechos orgánicos, como una forma de nutrir, recuperar, reactivar y
elevar las poblaciones de microorganismos que habitan en el suelo, pudiendo ser estos una
alternativa de manejo para el cultivo comercial del banano. Actualmente existe un gran
interés en el uso de biofermentos, muchos productores están utilizándolos en forma
intensiva, sin embargo, se conoce muy poco acerca de los efectos que tienen sobre el suelo
y sobre el cultivo.
De lograr un impacto positivo en el cultivo de banano con la utilización de estos
biofermentos, como ocurre en sistemas certificados de producción orgánica de hortalizas,
se podría lograr incrementos en la productividad y reducir el uso de algunos insumos
sintéticos, disminuyendo los costos de producción y la contaminación que genera el cultivo,
mejorando la imagen ante los consumidores, ofreciendo producciones más sanas y más
responsables con el ambiente.
La Corporación Bananera Nacional (CORBANA) lleva a cabo una investigación en
la cual se encuentra evaluando el efecto del uso de estos biofermentos sobre el cultivo del
banano. Los objetivos de este experimento fueron: a) determinar si el uso de los
biofermentos afecta el desarrollo productivo del cultivo, b) determinar el efecto de
diferentes niveles de fertilización convencional sobre el desarrollo y la producción del
cultivo de banano, c) determinar el efecto de la fertilización combinada entre fertilizantes
convencionales y biofermentos sobre el desarrollo y la producción del banano.
La investigación se ha evaluado por seis generaciones en las cuales se ha
determinado desde la tercera generación un efecto lineal de las dosis de fertilizante sobre
las principales variables de crecimiento. Sin embargo no se ha determinado ningún efecto
producto de la aplicación de biofermentos sobre las variables biométricas o de producción.
Las medias determinadas para los tratamientos aplicados con biofermentos son levemente
superiores para la variable peso de racimo sin embargo, este aumento leve no fue
significativo (Apéndice 9).
4
El presente trabajo de práctica dirigida complementa la investigación evaluando el
efecto de estos insumos sobre variables físicas y microbiológicas del suelo.
Objetivo General
Evaluar el efecto de dos años de aplicación de biofermentos sobre variables
microbiológicas, químicas y físicas de un suelo dedicado a la producción del cultivo de
banano.
Revisión de Literatura
Materia orgánica y microorganismos de suelo
Se define a la materia orgánica como un continuo de compuestos heterogéneos con
base de carbono. Está formada por materiales de origen animal y vegetal total o
parcialmente descompuestos y en constante estado de descomposición; está constituida
además por microorganismos y sustancias de origen microbiano (Meléndez 2003). La
materia orgánica fomenta el crecimiento de las plantas al ser fuente de N, P y S,
fitohormonas y sustancias húmicas además de incrementar la disponibilidad de otros
nutrientes, mejorar la estructura del suelo, la disponibilidad de agua y la aireación (Benzing
2001).
Los microorganismos que habitan tanto la materia orgánica como el suelo son
responsables de los procesos de oxidación, reducción, hidrólisis y carbonatación,
permitiendo el desdoblamiento de los compuestos orgánicos hasta su forma mineral
(Teuscher y Adler 1965). Fassbender y Bornemisza en el año 1987, asocian el uso de
materia orgánica y los microorganismos presentes en la misma, con diferentes procesos
químicos como disponibilidad de nutrientes primarios y secundarios, gracias a la formación
de substancias orgánicas que constituyen compuestos solubles no iónicos (quelatos). Los
5
quelatos son móviles y participan en los procesos formadores del suelo. Además los ácidos
orgánicos participan en la solubilización y movilización de compuestos inorgánicos.
En el ambiente rizosférico ocurre una serie de interacciones microorganismos-
plantas y dentro de este tipo de interacciones se encuentran las relaciones parasíticas o
patogénicas y las relaciones mutualistas que benefician el desarrollo y nutrición vegetal.
Los beneficios obtenidos mediante estas relaciones son: estimulación de la germinación de
semillas y producción de raíces, incremento en el suministro y disponibilidad de nutrientes,
así como la protección de la planta frente a estrés hídrico y abiótico (Paul y Clark 1996).
Nielsen y Winding (2002), indican que el reciclaje de nutrientes por parte de los
microorganismos incide en las propiedades físicas del suelo. Este efecto está asociado a la
producción de polisacáridos y otras sustancias por parte de los microorganismos ayudando
a mantener la estructura del suelo y actuando como agente cementante que estabilizan los
agregados del suelo. Morales (1996), indica que además de la producción de polisacáridos
se deben tomar en cuenta los procesos de agregación y estabilización de la estructura. El
autor indica que los hongos productores de hifas son capaces de sujetar mecánicamente
partículas gruesas y que la adhesión de arcillas a las superficies de las hifas, es un
mecanismo de agregación de partículas más finas. El efecto estabilizador de los
polisacáridos de origen microbiano no solo está condicionado por su cantidad, sino por las
condiciones de síntesis. Estudios realizados por Wang et al. (2010) relacionaron la riqueza
de hongos de suelo y una mayor diversidad, con un mejor desarrollo y formación de
macroagregados. Kremer y Li (2003) realizaron investigaciones en suelos con altos
contenidos de materia orgánica en los cuales encontraron una mayor actividad enzimática
de bacterias relacionada a una mayor estabilidad de los agregados en agua.
Biofermentos o biofertilizantes.
Restrepo (2001) y Pacheco (2003), definen a los biofermentos como abonos
líquidos hechos a base de la fermentación de materiales orgánicos como: estiércoles
6
frescos, jugos de frutas, melaza, residuos de planta, suero de leche o leche, ceniza, etc. A
partir de la descomposición de estos materiales se obtienen nutrientes, vitaminas, ácidos y
minerales complejos. Según Restrepo y Hensel (2006), los primeros trabajos con este tipo
de procesos fueron realizados en conjunto con Sebastiao Pinheiro. Sin embargo el origen
de este proceso como estos mismos autores relatan es un “redescubrimiento de prácticas
pasadas”. La literatura disponible acerca de los resultados del uso de estos biofermentos es
escasa, especialmente en el caso del cultivo de banano (Musa AAA). Se desconocen
además las consecuencias del uso continuo y sostenido de su aplicación al suelo.
Ingredientes básicos para la preparación de los biofermentos.
Las recetas varían y existen adaptaciones según país y cultivo, para Restrepo y
Hensel (2006), son preparados a base de estiércol fresco de vaca principalmente, la cual se
disuelve en agua, se enriquece con suero de leche o leche, melaza, y ceniza, los materiales
se colocan durante varios días en tanques de plástico sellados herméticamente bajo un
sistema anaeróbico, usualmente se enriquecen con harina de rocas molidas y sales
minerales (sulfatos de Mg, Zn, Cu, etc.).
Función de los biofermentos
Según varios autores, los biofermentos son una herramienta para nutrir los cultivos
y recuperar la fertilidad de los suelos, poseen un efecto estimulatorio en el crecimiento de
las plantas, sirven como sustancias repelentes al ataque de insectos y proporcionan
resistencia al ataque de patógenos (Mazariegos y Colindres 2002, Galindo y Jerónimo
2005, Restrepo y Hensel 2006, Galindo et al., 2007).
Mazariego y Colindres (2002) indican que los ingredientes básicos de los
biofermentos y su función son:
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Leche o suero:
Aporta grasas, vitaminas, proteínas, aminoácidos y microorganismos lácticos,
Ambos contienen caseína (proteína de leche).
Melaza:
Aporte de fuentes de carbono necesarias para el crecimiento, actividad microbiana
y nutrientes como Ca, K, P, Fe, S, Mn, Zn y Mg.
Sales Minerales (opcionales):
Favorecen el proceso de fermentación, sin embargo la principal función es de nutrir
el suelo y las plantas, al ser incorporadas durante la fermentación sufren cambios que las
hacen más disponibles para las plantas. Pueden ser sustituidas por cenizas o por harina de
rocas molidas.
Ceniza:
Proporciona minerales y elementos traza para el proceso de fermentación. Se dice
que las mejores cenizas provienen de las poaceas como la cascarilla de arroz, bagazo de
caña y maíz.
Estiércol de rumiantes:
Aporte de microorganismos que participan en los procesos de fermentación,
contiene levaduras, hongos, protozoos y bacterias, responsables de digerir, metabolizar los
materiales contenidos en el biofermento. Contiene microorganismos que pueden
desarrollarse en condiciones aeróbicas y anaeróbicas.
Agua:
Sirve como medio y como vehículo para que ocurra la fermentación anaeróbica.
8
Preparación de los biofermentos.
Como se indicó anteriormente las recetas y materiales que se utilizan dependerán
del cultivo, de los materiales disponibles y de la adaptación hecha por el agricultor.
Restrepo (2001), Restrepo y Hensel (2006) y Álvarez (2010), brindan una receta básica con
una serie de posibles ingredientes que a continuación se indican:
Paso 1:
En un recipiente plástico de una capacidad aproximada de 200 litros, conteniendo 100 litros
de agua limpia se disuelven 50 kg. de estiércol de vaca o ganado rumiante. En el caso de
utilizar paja o residuos de cosecha se deben picar y agregar en este paso. Para acondicionar
el recipiente y convertirlo en un biodigestor, se requiere que la tapa del estañón esté
provisto con un precinto de seguridad metálico, además tener una botella de plástico de un
litro capacidad, dos metros de manguera y un adaptador para la tapa.
Paso 2:
Se adicionan 4 kg. de ceniza, 2 litros de leche cruda o 6 litros de suero, 3 litros de melaza o
3 kg de azúcar morena. Se mezcla la leche o suero, la melaza o azúcar en 10 litros de agua,
se agregan al recipiente de 200 litros contiendo el estiércol, la cebada y se revuelve
constantemente.
Paso 3.
Se completa hasta un volumen de 180 litros.
Paso 4.
Se tapa herméticamente. El sistema creado permite la salida de gases producto de los
procesos de fermentación, más no permite la entrada de aire.
9
Paso 5.
Se deja reposar el recipiente que contienen la mezcla en la sombra, protegido de la
incidencia del sol directo y de la lluvia.
Paso 6.
Se debe esperar un tiempo de 20 a 30 días para abrirlo y verificar el olor a fermento y el
color rojizo indicativos de la calidad del biofermento. En climas fríos el proceso puede
tomar entre 75 y 90 días. La tendencia es que entre más tiempo se prolongue el proceso de
fermentación este será mejor en calidad. Al abrir el tanque fermentador el biofermento
presenta la formación de una nata blanca en la superficie y debajo de esta nata el fermento
de color rojizo. El olor a putrefacción y color azul violáceo son sinónimos de procesos
incorrectos. Entre la lista de materiales fertilizantes que pueden enriquecer el biofermento
se encuentran: roca fosfórica, sulfato de zinc, cloruro de calcio, sulfato de magnesio, bórax,
sulfato de cobre, etc. El enriquecimiento con estos minerales requiere de un proceso
ligeramente diferente en el cual se adicionan al 4to
día de haber iniciado el paso 1.
Dosis de aplicación.
Según Restrepo (2006), las cantidades de biofertilizantes que se pueden aplicar en
los cultivos están relacionados directamente con las necesidades específicas de nutrimentos
que cada cultivo exige según la curva de crecimiento individual o etapa de desarrollo y si es
en vivero o endurecimiento en campo. En varios países se utilizan los biofermentos a una
concentración de 3 a 7 % del biofertilizante disuelto en agua cuando es aplicado vía foliar.
En el caso de utilizarse en fertirriego se habla de 5 al 30 % de concentración. Álvarez
(2010) realizó según el cultivo y etapa de crecimiento, aplicaciones foliares con una
concentración de 2,5% a 15,0%. La siguiente tabla muestra el contenido de nutrientes de
algunos biofermentos evaluados.
10
Cuadro 1: Análisis químicos de biofermentos según autor y fecha de publicación.
N K P Ca Mg
mg l-1
Mazariegos y Colindres 2002 200 269 2 225 510
Pacheco 2003 1000 1100 7 2000 400
Galindo y Jerónimo 2005 818 2037 93 191 483
Recalde y Gusqui 2008 bovino 100 900 100 230 400
porcino 500 1100 200 2300 300
Siura (Sin Fecha) 920 2297 92 231 151
Autor
Investigación realizada con el uso de biofermentos:
Existe poca información documentada sobre el uso prolongado de biofermentos, su
efecto sobre las propiedades físicas del suelo, se desconoce además si su aplicación causa
toxicidad.
González y Valiente (2001) estudiaron el efecto de la aplicación foliar de diferentes
concentraciones de biofermentos sobre el cultivo de lechuga (Lactuca sativa cv.
Emperador) en invernadero. Los tratamientos a los que se aplicaron concentraciones de 4,
8 y 16%, mostraron el mayor peso fresco y seco foliar mientras que el tratamiento con 4%
de concentración presentó, un mayor peso fresco de raíces que el testigo y el tratamiento de
16%. A su vez, el mayor peso seco de raíces se encontró en los tratamientos 2, 4 y 8% y el
menor en los tratamientos testigo y 16% (P<0,05). Estos resultados indican un efecto
positivo en las menores concentraciones de biofermentos superando el crecimiento
mostrado en el tratamiento testigo.
Mazariegos y Colindres (2002) estudiaron a nivel de campo el efecto de un
biofermento aplicado foliarmente en diferentes concentraciones en plantas de chile picante
(Capsicum frutescens) con y sin presencia de arvenses. Todos los tratamientos contaron con
fertilización mensual la cual consistió en fertilizantes orgánicos sólidos (mezcla de bokashi
11
y compost). Los tratamientos con 4 y 32% de concentración mostraron una reducción del
rendimiento (33%) con respeto a los tratamientos 0, 8 y 16%. Los tratamientos aplicados a
la concentración de 16% obtuvieron los mejores rendimientos de producción (P<0,05).
Borja, 2003 probó el efecto de tés de nacedero (Trichantera gigantea), gandul
(Cajanus cajan), madreado (Gliricidia sepium), caupí (Vigna unguiculata) y un
biofermento, sobre el crecimiento de pepino (Cucumis sativus) y lechuga (Lactuca sativa).
Los tratamientos fueron aplicados semanalmente como complementos a la fertilización con
bokashi. Para el cultivo del pepino el rendimiento del tratamiento aplicado con nacedero
fue superior en un 23% en comparación al biol; este a su vez no presentó diferencias con
los otros tratamientos. Para la lechuga no se determinaron diferencias estadísticas entre
tratamientos.
Pacheco (2003) estudió el efecto de la aplicación semanal de bioles sobre plantas de
morera (Morus alba) a nivel de campo. No se encontraron diferencias en la aplicación
foliar de diferentes concentraciones del biofermento sobre las variables biomasa total (seca
o fresca), longitud y número de ramas.
Galindo y Jerónimo (2005), evaluaron el efecto de la frecuencia de aplicación de
biofermentos sobre el crecimiento y desarrollo de plántulas de papaya (Carica papaya) en
invernadero. Los autores no encontraron diferencias significativas para el crecimiento de
las plantas entre tratamientos con las aplicaciones semanales. Con respecto a la variable
longitud de raíces se observó que los tratamientos Testigo y aplicado con biofermentos
mostraron menor longitud de raíces en comparación con los tratamientos con abonos
líquidos sin fermentar y el tratamiento con mezcla de fertilizantes disueltos en agua con
igual proporción a los biofermentos. En las aplicaciones quincenales los tratamientos
testigo y abono sin fermentar mostraron una altura de planta menor que los tratamientos a
los que se aplicó biofermentos y los fertilizantes en mezcla. Se observó además que los
tratamientos con abonos líquidos orgánicos con fermentación o sin ella presentaron
12
longitudes menores de raíz pivotante (P<0,05). Según el autor estas experiencias no
permiten determinar si existe un efecto positivo con el uso de biofermentos.
Delgado (2006) evaluó en piña (Ananas comosus), dos biofertilizantes anaeróbicos
al 8 y 12%, dos biofertilizantes aeróbicos al 6 y 9%, humus de lombriz al 9% y un testigo.
El peso seco fue mayor para los tratamientos con mayor concentración, el tratamiento
testigo y el biofermento aeróbico al 6% mostraron el menor peso seco de hojas. El
biofermento al 12% mostró la hoja más ancha y de mayor grosor. A los 8 meses solo los
tratamientos anaeróbico 12% y humus 9% alcanzaron el peso de planta deseado (3 a 3,5 kg)
para la inducción de la floración. El biofermento anaeróbico al 8% fue el que mostró los
mejores resultados en acumulación de materia seca en las hojas.
Soto (2008) estudió el efecto de la aplicación de tres diferentes biofermentos como
parte de la estrategia para el control de sigatoka negra en banano (Musa AAA)
Mycosphaerella fijensis Morelet. Los tratamientos con biofermentos más aceites tuvieron
un mejor control que testigo comercial indicando que este tipo de biofertilizante puede ser
utilizados como una estrategia de manejo integrado del control sigatoka negra.
En trabajos realizados por Araya et al. (2009a y 2009b) en condiciones in vitro,
determinaron un 100% de mortalidad de Radopholus similis en menos de 24 horas de
exposición a dos clases de bioles a una concentración del 25%. Otra experiencia realizada
en una plantación comercial de banano (Musa AAA), la cual consistió en la aplicación
mensual de dos clases de bioles no determinaron diferencias para el peso de raíz total ni
raíz funcional en comparación al testigo y control químico con nematicidas. Además, el
número de Radopholus similis y nematodos totales por 100 g de raíces por planta fue
reducido por la aplicación de nematicidas.
Salas (2009) realizó una serie de evaluaciones del efecto de biofermentos sobre el
crecimiento de vitroplantas de banano a nivel de invernadero. En el primer experimento
utilizó dos biofermentos: uno base de raíces de piña al 10% y el segundo de flores de reina
de la noche al 20%. El biol de raíces de piña tuvo la menor población de R. similis,
13
mientras que los nematodos parásitos fueron similares al testigo, el tratamiento de biol de
flores de reina de la noche obtuvo la mayor población de R. similis. En otra experiencia
evaluó los tratamientos: 1. Suelo de bosque, 2. Suelo bosque + 4 aplicaciones al 50% de
filtrado de comunidades de microorganismos extraídos de un biol 3. Suelo de bosque más
Vydate®, 4. Suelo de bosque esterilizado al horno, 5. Suelo finca bananera, 6. Suelo finca
bananera esterilizado. El tratamiento 2 redujo el peso de follaje y raíces de plántulas de
banano (Musa AAA). En análisis foliares no se observaron diferencias entre los
tratamientos evaluados.
Los indicadores biológicos permiten detectar la actividad metabólica de los
microorganismos del suelo. Al realizar estas determinaciones nos permite obtener una
medida de la actividad y funcionalidad de un suelo en procesos como mineralización y
humificación de la materia orgánica García et al. (2003). Dos de los indicadores más
utilizados son biomasa microbiana (contiene del 1 al 3% del carbono total del suelo) y
respiración microbiana la cual refleja la actividad biológica de la microbiota del suelo
Uribe (1999). Cambios en la biomasa se relacionan de forma más efectiva y precisa con la
condición de un suelo y son más sensibles que los cambios en la materia orgánica y
carbono total. “Una reducción en el contenido de biomasa microbiana se ha correlacionado
con la reducción de la materia orgánica” Castro (1995).
La respiración microbiana de un suelo se ha utilizado como indicador de la
actividad biológica del mismo a través de la emisión de CO2 o consumo de O2 producto de
la actividad metabólica de los organismos en el suelo. “Una alta tasa de respiración no
siempre es positivo, sin el aporte de nutrientes puede ocurrir la pérdida de C y un
empobrecimiento del suelo” Uribe (1999).
14
Materiales y Métodos.
El experimento utilizado para los muestreos microbiológicos y las pruebas físicas
indicadas fue el proyecto # 523-064-188 de la Sección de Suelos y Drenajes de la Dirección
de Investigaciones de CORBANA, cuyo objetivo es la sustitución parcial del uso de
fertilizantes convencionales con la utilización de biofermentos enriquecidos.
Ubicación del área experimental:
El experimento se localizó en el cable 7 ramal 4 de la Compañía Internacional de
Banano S.A. subsidiaria de la Corporación Bananera Nacional (CORBANA) con 40 años
de explotación, la misma se ubica en el cantón de Siquirres, distrito Pacuarito, Provincia de
Limón a una altura de 40 m.s.n.m.
Descripción de las parcelas experimentales.
Para la siembra del experimento se utilizó un área de abandono con 5 años de
barbecho, la cual fue sembrada durante la semana 45 del año 2008. Se sembraron plantas
producidas a partir de multiplicación o propagación de tejido meristemático provenientes
del cultivar gran enano (cv. Grand Naine). El área experimental fue dividida en lotes de
aproximadamente 400 m2 cada uno, los cuales se sortearon para llevar a cabo la
distribución de tratamientos. Se sembró en arreglo espacial de triángulo equilátero
conocido como tresbolillo a una densidad de población de 1608 unidades de producción,
con una distancia entre plantas de 2,68 m y 2,32 m entre hileras. Cada repetición consta en
promedio de 40 plantas. Para todos los tratamientos el control de malezas se realizó de
forma mecánica desde la siembra de las plantas. La aplicación de tratamientos se inició
durante el crecimiento de la primera generación (semana 19 año 2009). En la actualidad en
el área experimental se encuentran plantas en crecimiento correspondientes a la sexta
generación. El análisis químico de los biofermentos utilizados se presenta en el Cuadro 2.
15
Los biofermentos utilizados se prepararon de la siguiente manera:
Paso 1. Obtención de microorganismos de montaña o MM, (proceso anaeróbico). Se
colecta hojarasca o mantillos de áreas boscosas preferiblemente con presencia visual de
colonias o miscelios de hongos. Para fabricar un estañon de 208 L de MM anaeróbico, se
mezclan 4 sacos de hojarasca, 2 galones de miel de purga (melaza), 2 sacos de semolina (46
Kg por saco) y se mezcla todo de manera uniforme, se coloca en un estañon de 208 litros.
Esto debe quedar bien compactado dentro del estañon, se cierra y se espera un mes y medio
para poder utilizarlos.
Paso 2. Activación de MM anaeróbico: mezclando 200 litros de agua, 10 kilos de MM
anaeróbico sólido (preparado en paso 1), 10 litros de melaza, se tapa efectuando un proceso
anaeróbico (con la botella llena de agua y la manguera) y después del cuarto día ya se
puede utilizar.
Paso 3. Preparación de pasto fermentado (proceso anaeróbico): se recolectan 20 kilos de
pasto se tritura bien, más 80 kilos de semolina, 2 galones de melaza y 1 galón de MM
anaeróbico activado (preparado en el paso 1 y 2), se mezcla todo uniformemente y se
compacta bien y se deja fermentar por un mes.
Paso 4. Preparación de bio-multimineral: proceso de quelatación inicial. En un estañón de
208 litros, se adicionan 2 litros de leche integra (sin antibióticos), 1 galón de melaza, 14
kilos de pasto fermentado (paso 3) y se llena de agua sin cloro hasta la mitad del estañon y
se deja por 4 días tapado en proceso anaeróbico (con la manguera y la botella).
Posteriormente (segunda fase), se le adicionan 10 Kg de DAPHOS® (fertilizante mineral
que contiene P, Mg, Ca, Si, S), 1 galón de melaza y 1 galón de MM anaeróbico activado, se
le agrega el resto de agua (espacio de 10 cm entre el nivel de agua y la tapa), se deja
reposar por 15 días, después de ese lapso ya se puede aplicar al campo. Preparación de
Bio-nitrógeno: se puede utilizar el proceso de quelatación inicial similar al que se utilizó
con el bio-multimineral. Se le se adicionan 2 litros de leche integra (sin antibióticos), 1
galón de melaza, 14 kilos de pasto fermentado 10 kilos de Multicompost® (producto a base
16
de soja y alfalfa), 1 galón de MM activado anaeróbico, se deja por un lapso de 6–7 días,
después se puede utilizar. Ambos productos se aplicaron en igual proporción, se aplicaron
en forma independiente para evitar una reacción entre ambos que provocara su inactivación
o formación de precipitados.
Cuadro 2. Análisis químico de los dos biofermentos utilizados.
pH N P K Ca Mg S Fe Cu Zn Mn B Si-ex Al-ex C. E.
g l-1
dS m-1
Bio Nitrógeno 4,0 9,7 812 2841 854 529 1192 134 0,94 11,5 11,9 0,35 2536 38 45,7
Bio Multimineral 4,2 1,0 1279 2758 2200 1770 1404 270 1,19 6,50 16,6 0,85 6811 199 12,5
mg l-1
Biofermento
Figura 1: Diseño y distribución de parcelas del experimento 523-064-188 “Uso de
biofermentos en el cultivo de banano”
17
Se evaluaron los siguientes tratamientos:
T1: Corresponde a la fertilización completa (100%), se utilizaron fuentes
tradicionalmente utilizadas en el cultivo de banano en las dosis indicadas en el Cuadro 3.
Se diferenció la dosis por período de máxima extracción o crecimiento (semanas 20 a 44) y
de mínima extracción o crecimiento (semana 45 a 19).
T2: Se aplicó la fertilización completa al igual que el T1 se diferenció la dosis en los
períodos de máxima y mínima extracción. Se aplican dos biofermentos los cuales
suministraron un equivalente de nutrientes según se indica en el cuadro 3. La dosis de los
biofermentos se diferenció según la época de crecimiento del cultivo. Se aplicaron 100 ml
de cada biofermento en la época de mayor crecimiento, esta dosis se duplicó durante el
periodo de menor crecimiento.
T3: Se aplicó el 75 % de la dosis completa de fertilización tradicional diferenciando
la dosis en períodos de máximo y mínimo crecimiento.
T4: Se adiciona la dosis de 75% de fertilización descrita en el tratamiento T3 y se
incluye la aplicación de dos biofermentos a las dosis indicada en el T2 según época de
crecimiento.
T5: Se aplica el 50 % del total de la fertilización completa.
T6: es igual al T5 suplementado con biofermentos.
T7: Consiste en la aplicación del 25 % de la fertilización completa.
T8: Se aplica el 25 % de la fertilización tradicional completa y se adicionan
biofermentos (Cuadro 3).
18
Cuadro 3. Tratamientos del experimento 523-064-188 “Uso de biofermentos en el cultivo
de banano” CORBANA 2010.
N P2O5 K2O MgO CaO S Fe SiO
1 y 2* 100 % Fertilización completa 452 0 652 152 38 185 0 0
3 y 4* 75 % Fertilización completa 339 0 489 114 28 139 0 0
5 y 6* 50 % Fertilización completa 226 0 326 76 19 92 0 0
7 y 8* 25 % Fertilización completa 113 0 163 38 9 46 0 0
69 31 44 25 28 17 3 61
*Tratamientos pares 2,4,6,8 con aplicaciónes bisemanales de biofermentos (26 ciclos al año)
dosis según época (semana 20 a 44 dosis normal y de semana 45 a 19 dosis doble)
Fertilización Completa (26 ciclos con dosis según época).
Elementos aplicados con 2 biofermentos*
kg Ha-1
año-1Tratamiento Fertilización /tratamiento
Diseño Experimental
Se utilizó un diseño de bloques completos al azar con un arreglo factorial 4*2*6
(niveles de nutrientes aplicados con fertilizantes usados en banano*niveles de
biofermentos*repeticiones). En este estudio se utilizaron las repeticiones 1 a 4 (Figura 1).
Aplicación de tratamientos:
Las prácticas de manejo de la plantación como deshoja, control de malezas,
mantenimiento de drenajes, apuntala, embolse, deshija, control de sigatoka, control de
nematodos, etc., fueron realizados por la administración de la finca según los paquetes
técnicos utilizados para la misma, los cuales son recomendados según las especificaciones
de la Dirección de Investigaciones de CORBANA.
La ejecución de los tratamientos fue realizada por el personal de la Dirección de
Investigaciones y consistió en la aplicación quincenal de fertilizantes convencionales y de
biofermentos según la dosis ya descrita. Las aplicaciones se realizaron en la banda de
fertilización, descrita como el área de aplicación de insumos en el cultivo de banano, la
cual se sitúa frente al hijo de sucesión a unos 30 cm de su base, en forma de media luna con
19
un ancho de aproximadamente 40 cm y un largo de 60 cm abarcando un 50% de la
circunferencia del hijo de sucesión.
Variables Evaluadas.
Análisis químico de suelo
Se evaluaron las condiciones químicas de suelo en cada parcela experimental desde
el inicio del experimento y durante el transcurso del mismo. La toma de muestras de suelo
se realizó en la banda de fertilización a una profundidad de 0 a 30 cm. Para la toma de la
misma se utilizó un herramienta-muestreador, tipo Lord Soil Sampler de la compañía Soil
Moisture.
Los muestreos se realizaron por generación evaluada así como por muestreo
microbiológico realizado (27 de julio y 6 de octubre de 2011 y 11 de julio de 2012). Se
analizó el pH, la acidez extractable, Al, P, K, Ca, Mg, S, elementos menores y porcentaje
de materia orgánica. Los elementos se extrajeron utilizando la solución Mehlich 3
desarrollada por Mehlich (1984); el pH del suelo fue extraído en KCl según metodología de
Díaz-Romeu, R., Hunter, A. (1978), la acidez extraíble y Al3+
se determinó de acuerdo
con los métodos de titulación y retitulación realizados por Grant (1990) y el porcentaje de
materia orgánica de acuerdo a metodología de Walkley y Black (1938).
Pruebas Físicas.
Conductividad hidráulica
Para cada repetición o parcela experimental, fueron marcadas diez plantas a las
cuales se muestreó el suelo frente al hijo de sucesión, en la banda de fertilización
aproximadamente unos 40 cm de la base del hijo. Los sitios de muestreo se seleccionaron
de acuerdo a las siguientes características: posición de la planta la cual no debía estar cerca
20
de un drenaje, área depresional, no presentar pendientes o excesos de piedra superficial,
plantas con crecimiento adecuado, en competencia perfecta (no plantas huérfanas), los hijos
debían tener una altura mínima de 1,20 m. Se utilizó un cilindro de acero inoxidable de 5
cm de altura por 5 cm de diámetro. Por parcela experimental se tomaron diez cilindros de
conductividad hidráulica. Para ello se utilizó un muestreador de cilindros marca
Eijkelkamp. La muestra fue obtenida a una profundidad de 5 a 10 cm.
Se identificó cada cilindro y se llevó a laboratorio de física de suelos de
CORBANA, para su transporte se extremaron los cuidados para no sobre manipular las
muestras y no alterar las mismas. En el laboratorio se procedió a saturar las muestras
colocándolas en agua por un periodo de 20 horas y se siguió el procedimiento descrito por
Henríquez y Cabalceta (2012). Las determinaciones se prolongaron por un periodo de dos
meses iniciando el 24 de mayo de 2012 y finalizando el 11 de julio de 2012.
Densidad aparente
Una vez determinada la conductividad hidráulica se procedió a determinar la
densidad aparente del suelo contenido en los cilindros, para esto se siguió la metodología
descrita por Henríquez y Cabalceta (2012). Secando el suelo a 110ºC por 24 para
determinar la masa de suelo seco y dividir la misma por el volumen del cilindro utilizado.
Esta determinación se realizó desde el día 31 mayo de 2012 hasta el 27 de julio de 2012.
Infiltración básica
Se realizaron dos determinaciones por parcela experimental en las plantas
previamente marcadas. El sitio de muestreo debía tener las siguientes características: libre
de maleza de porte alto, relieve plano, sin piedras, sin presencia de mecate, lejos de
drenajes. Según la metodología descrita por Henríquez y Cabalceta (2012), se colocaron
dos anillos concéntricos a los cuales se les toma el tiempo de infiltración luego de 2 horas
aproximadamente.
21
Debido al espacio limitado de la banda de fertilización se modificaron las medidas
de los anillos concéntricos a fin de realizar la prueba en el sitio de aplicación de
tratamientos. Se utilizó en el área central, el anillo recomendado por el departamento de
Agricultura de los Estados Unidos USDA el cual presenta un diámetro de 12,7 cm (cinco
pulgadas), menor al descrito por Henríquez y Cabalceta (2012), se utilizó un anillo externo
de 30 cm de diámetro, según la recomendación de estos autores para el área interna. La
función de este anillo es mantener el suelo saturado para asegurarse el movimiento vertical
del agua. La medición en el campo se inicio el día 10 de agosto del año 2012 y finalizó el
día 14 de setiembre del año 2012.
Resistencia a la penetración.
Para esta prueba se utilizó el penetrómetro de mano marca Eijkelkamp modelo
06.01.SB el cual determina una medida de resistencia en Newtons (N) que se transforma a
megapascales (MPa). El penetrómetro posee diferentes conos o puntas dependiendo de la
densidad del suelo donde se van a realizar las determinaciones. En este caso se utilizó el
cono cuya base posee un área de 2 cm2, por lo que una lectura del manómetro de 150 N,
tiene una resistencia de cono de 150/2 = 75 N/cm2 o 75 N/cm
2*10= 750 kN/m
2 = 0,75
MPa. Para realizar esta prueba se utilizó el suelo de la banda de fertilización de diez
plantas marcadas por parcela experimental, a cada una de ellas se le llevaron a cabo trece
determinaciones a lo largo de la banda de fertilización a dos diferentes profundidades a
saber: nivel superficial (de 0 cm a 5 cm) y sub superficial (de 5 cm a 10 cm de
profundidad). Esta prueba en su fase de campo se inició el día 23 de abril de 2012 y finalizó
el día 8 de junio del 2012.
Se determinó además, el porcentaje de humedad del suelo como parámetro de
comparación ya que un suelo seco tiene una dureza mayor por lo tanto tendrá una
resistencia a la penetración mayor. El periodo de muestreo fue de seis semanas con el
objetivo de evitar periodos de exceso de precipitaciones. La humedad gravimetrica se
mantuvo entre un 26 y 30% en el 88% de los muestreos (Apéndice 8). Este comportamiento
22
permitió determinar que no se presentaron variaciones importantes en la humedad del suelo
para los muestreos de resistencia a la penetración. Se muestreó el suelo de 8 bandas de
fertilización de plantas marcadas, las muestras se tomaron a dos profundidades para
determinar la humedad, con este número de repeticiones se tiene un porcentaje de confianza
de un 95%.
Las muestras se colocaron en bolsas herméticamente cerradas, se transportaron al
laboratorio y se determinó la humedad gravimétrica al tomar el peso del suelo húmedo
(capacidad de campo) y el peso de suelo secado a 110 °C por 24 horas según la
metodología de Henríquez y Cabalceta (2012).
Evaluación de la biomasa y actividad microbiana.
Se realizaron tres muestreos durante el periodo de evaluación del presente trabajo en
el mes de julio de 2011, octubre de 2011 y julio de 2012 correspondientes a los periodos de
precipitación media, baja y alta respectivamente. Se contó con los datos de precipitación
(Cuadro 4) previo a la toma de muestra, obtenidos de la estación meteorológica remota del
proyecto BANACLIMA perteneciente a CORBANA.
Para cada muestreo se midió la precipitación acumulada durante 72 horas (3 días) y
240 horas (10 días) con anterioridad a la toma de muestra. Las fechas seleccionadas
coincidieron con épocas contrastantes de clima respecto a la precipitación ocurrida.
23
Cuadro 4. Precipitación acumulada según estación remota Proyecto Banaclima para un
periodo de 10 días y 3 días antes de la toma de muestras de respiración y biomasa
microbiana.
Los muestreos de determinación de biomasa microbiana y respiración microbiana se
llevaron a cabo en la banda de fertilización, de 0 a 20 cm de profundidad de la superficie de
suelo. Para el muestreo se utilizó un barreno tubular tipo Lord Soil Sampler el cual se
introdujo en el suelo en dos ocasiones para obtener suficiente cantidad de suelo, esto se
realizó en 10 bandas de fertilización para realizar una muestra compuesta de 20
submuestras en cada parcela experimental o repetición.
Las muestras de suelo fueron homogenizadas y cuarteadas en el campo, se
colocaron en bolsas, se identificaron y se transportaron en cajas con aislante térmico al
laboratorio para su análisis.
La Biomasa microbiana fue cuantificada por la técnica de fumigación-extracción
según Vance et al. (1987) con extracción del carbono liberado con K2SO4. La
determinación se realizó con sal de Mohr y dicromato potásico en medio ácido (García et al
2003).
Para la determinación Respiración microbiana se utilizó la técnica de incubación
estática donde se analiza la concentración de CO2 desprendido capturado en solución
24
alcalina (NaOH 0,1 N.) durante 10 días según el procedimiento de Alef y Nannipieri
(1995).
Para el análisis estadístico se consideró como mediciones repetidas las mediciones
realizadas en diferentes días, para esto se aplicó un modelo de mediciones repetidas con
estructura de simetría compuesta heterogénea de la matriz de covarianza. Esto al
considerar que tanto la respiración como la biomasa dependen directamente de las
condiciones ambientales y de la humedad de suelo en el momento de la toma de la muestra.
Se utilizó el ProcMixed de SAS para ejecutar el programa estadístico.
25
Resultados
Efecto de la aplicación de biofermentos sobre la biomasa y la respiración microbiana.
Las variables microbiológicas se evaluaron en tres fechas de muestreo que
correspondieron a la época de precipitación media (27 de julio de 2011), la época de
precipitación baja (6 de octubre del año 2011) y la de precipitación alta (11 de julio del
2012) (Cuadro 4). La precipitación registrada durante diez días previos al primer muestreo
(julio 2011), fue de 61 mm. El muestreo realizado en octubre fue antecedido por una
precipitación acumulada de 20 mm, mientras que esta fue de 122 mm para el tercer
muestreo.
El Cuadro 5 presenta el análisis de varianza para las variables respiración
microbiana y Biomasa microbiana de C, encontrándose una triple interacción
Fecha*Biofermento*Dosis de Fertilizante la cual fue significativa únicamente para la
respiración microbiana (P=0,0012).
En la primera fecha de muestreo (Figura 2A) no se encontraron diferencias entre las
dosis de fertilizante con o sin la aplicación de biofermentos, mientras que en el segundo
muestreo, hubo diferencias entre dosis de fertilizantes tanto cuando se aplicó el biofermento
(P=0,0001) como cuando no se aplicó (P=0,0001) (Figura 2B). También se encontraron
diferencias entre dosis de fertilizante en el tercer muestreo (Figura 2C), con biofermento
aplicado (P=0,0039) y sin biofermento (P=0,0214).
26
Cuadro 5. Análisis de varianza para las variables Biomasa y Respiración Microbiana para el
análisis en conjunto de los datos.
27
Figura 2. CO2 producido según dosis de fertilizante sin y con biofermento. Primer muestreo con precipitación
media en julio 2011 (A), segundo muestreo con precipitación baja en octubre 2011 (B) y tercer
muestreo con precipitación alta en julio 2012 (C). Cada dato es un promedio de n=4 repeticiones.
Las barras de error son errores estándar. En cada fecha de muestreo las letras minúsculas iguales
adscritas a los tratamientos de biofermento indican que sus medias no difieren (P>0,05). Los
valores de P indican si los niveles de fertilizante difieren entre sí.
28
La respiración mostró una tendencia a disminuir con la dosis de fertilizante, la cual
fue significativa. En los tratamientos sin aplicación de biofermentos la respiración varió de
0,23 mg a 0,19 mg, mientras que en los tratamientos aplicados se observó un ámbito de
0,26 a 0,20 mg, en ambos casos el mayor promedio lo obtuvo el tratamiento con el 25% de
la fertilización (Apéndice 4). Los tratamientos aplicados con biofermentos presentaron los
mayores promedios de respiración. El error estándar fue ±0,02 mg CO2 (Apéndice 4).
Para el muestreo realizado en octubre de 2011 (Figura 2B), la precipitación
acumulada fue la menor registrada (Cuadro 4) y correspondió con la menor respiración
encontrada. El ámbito de la respiración se presentó entre 0,28 a 0,08 mg de CO2 en los
tratamientos sin biofermentos y de 0,31 a 0,04 mg de CO2 en los tratamientos aplicados. El
error estándar fue ±0,03 mg CO2 (Apéndice 4).
Aunque el efecto del fertilizante sobre la respiración varió según la fecha y la
aplicación o no de biofermento (Cuadro 6), se encontró que el fertilizante tuvo un efecto
lineal decreciente sobre la respiración (Cuadro 7, P<0,001). Además, la respiración fue
mayor (P=0,0152) cuando se aplicó biofermento que cuando no se aplicó (Cuadro 6).
Cuadro 6. Promedios generales para las variables Respiración de Suelo y Biomasa C
Microbiano por dosis de fertilización y aplicación o no de Biofermentos.
29
Cuadro 7. Contraste para el efecto de tendencias de la aplicación de las dosis de
fertilización.
La figura 3 muestra los efectos de la fecha de muestreo, el fertilizante y el
biofermento sobre la biomasa microbiana de carbono. En el primer muestreo (Figura 3A)
cuando no se aplicó el biofermento, lo mismo que en el tercer muestreo (Figura 3C) con o
sin su aplicación, se encontró una tendencia a aumentar la biomasa conforme aumentó la
dosis de fertilizante. Como se observa en el cuadro 6, existió un efecto lineal creciente del
fertilizante (Cuadro 7, P<0,0001), encontrándose una mayor cantidad de biomasa
(P=0,0496) cuando no se aplicó biofermento que cuando se aplicó.
30
Figura 3. Biomasa microbiana de carbono obtenida por método de Vance et al. (1987) producido según dosis
de fertilizante, sin y con biofermento. Primer muestreo con precipitación media en julio 2011 (A),
segundo muestreo con precipitación baja en octubre 2011 (B) y tercer muestreo con precipitación
alta en julio 2012 (C). Cada dato es un promedio de n=4 repeticiones. Las barras de error son
errores estándar. En cada muestreo las letras minúsculas iguales adscritas a los tratamientos de
biofermento indican que sus medias no difieren (P>0,05). Los valores de P indican si los niveles de
fertilizante difieren entre sí.
31
En el muestreo realizado en el mes de julio de 2011 (fig. 3A) los valores de biomasa
microbiana de C para los tratamientos sin aplicación de biofermentos variaron entre 227 y
28 mg y los aplicados entre 64 y 87 mg de C. La figura 3B presenta el comportamiento de
la biomasa microbiana en el segundo muestreo, cuyo rango en los tratamientos no aplicados
fue de 116 a 105 mg y en los aplicados de 142 a 75 mg, en este muestreo no se determinó
una tendencia definida. Para el tercer muestreo de biomasa encontrado para los
tratamientos no aplicados fueron de 204 a 38 mg y para los tratamientos aplicados de 198 a
55 mg (Apéndice 4). En todos los muestreos los tratamientos enmendados con los
biofermentos, presentaron menores valores de biomasa que los no enmendados.
Efecto de la aplicación de biofermentos y fertilizantes sobre las variables químicas del
Suelo.
Las concentraciones promedio de elementos químicos en el suelo, según el
tratamiento de biofermento y la dosis de fertilizante, se presentan en el Cuadro 8. Se
encontró una interacción significativa Biofermento*Dosis Fertilizante en lo que respecta al
contenido de K (P=0,0459) y de Fe (P=0,0338) lo cual significa que las diferencias entre
niveles de fertilizante varían según la aplicación o no del biofermento y viceversa (Cuadro
9). La tendencia a aumentar el K según la dosis de fertilizante fue similar en los
tratamientos aplicados como en los no aplicados, mientras que en el caso del Fe no se
observó tendencia alguna (Figura 4).
32
Cuadro 8. Promedios de los análisis de suelo según tratamiento. Muestra colectada hasta
una profundidad de 0-20 cm.
Las concentraciones de elementos en el suelo por fecha de muestreo según dosis de
fertilizante se presentan en el Cuadro 10. Se determinó una interacción Fecha*Dosis de
Fertilizantes (Cuadro 9) para los elementos pH, Mg, Cu, Mn, B y S la cual es presentada en
las Figuras 5 y 6. En las mismas se observa que el efecto de la dosis de fertilizante fue
afectado por la fecha de muestreo.
Cuadro 9. Análisis de varianza para los análisis de suelo al momento de la toma de muestra
del análisis microbiológico. Tomado a una profundidad de 0-20 cm de la
superficie.
Con respecto al pH (Figura 5 A) se observó una tendencia general a la disminución
conforme el incremento en la dosis de fertilización. En el primer muestreo (correspondiente
al periodo de precipitación media) se observaron diferencias en el pH entre dosis
(P=0,0011) con una tendencia a disminuir con la dosis del fertilizante. Mientras que el
33
segundo muestreo (periodo de precipitación baja) no se presentaron diferencias entre dosis.
El pH en el tercer muestreo (precipitación alta) presentó un comportamiento similar al
ocurrido en la época de precipitación media, disminuyendo con el aumento en la dosis de
fertilizante (P=0,0128). Los valores de pH determinados en la época de alta precipitación se
diferenciaron de las otras dos fechas de muestreo (P<0,0001).
El comportamiento del Mg (Figura 5 B) no mostró una tendencia clara respecto a la
dosis de fertilizante. Se determinaron diferencias para todas las dosis promedio (P=0,0158
para 25%; P≤0,001 para 50 y 75%; P=0,0025 para 100%), sin embargo no se encontraron
diferencias en una misma fecha. Se observó diferencias entre el muestreo realizado durante
el periodo de bajas precipitaciones (P<0,0001) con respecto a las otras fechas de muestreo.
El Cu (Figura 5 C) presentó un comportamiento similar al Mg, determinándose
diferencias en promedio para todas las dosis (P<0,0001 para dosis 25, 50 y 100%;
P=0,0111 dosis 75%). Se presentó un comportamiento general con tendencia cuadrática
(P=0,069, cuadro 11) no significativa. Debido a la tendencia mostrada no se encontraron
diferencias para una misma fecha. Se determinó diferencias entre fechas de muestreo
resultando los valores de Cu obtenidos en la época de precipitación alta, significativamente
diferentes a los obtenidos en las fechas de precipitaciones medias y bajas (P<0,0001).
34
Cuadro 10. Promedios de los análisis de suelo según dosis de fertilización y fecha. Muestra tomada a una profundidad de
0-20 cm de profundidad.
35
Figura 4. Contenido de K (A) y Fe (B) en el suelo según dosis de fertilizante, sin y con
biofermento. Cada dato es un promedio de n=12 repeticiones. Las barras de error
son errores estándar. Las letras minúsculas iguales adscritas a los tratamientos de
biofermento indican que sus medias no difieren (P>0,05).
El Mn (Figura 6A) presentó diferencias entre las dosis de fertilización (P≤0,0227)
en las dos primeras fechas de muestreo, no así en el último muestro (P=0,2145). Se observó
diferencias en el contenido de Mn entre la última fecha de muestreo y el primer y segundo
muestreos (P≤0,0009).
36
El B (Figura 6B) presentó diferencias para las dosis de fertilización (P≤0,0033)
mostrando una tendencia creciente al aumentar la fertilización (Cuadro 11). El
comportamiento de la misma fue lineal (P>0,0001). Se observó diferencias en el contenido
de B entre fechas de muestreo, diferenciándose el primer muestreo de los valores
encontrados en la segunda y tercera fecha (P<0,0001) siendo esta última en la que se
presentó el mayor valor.
El S (Figura 6 C) mostró diferencias significativas para las dosis de fertilización
de 75% (P=0,0002) y 100% (P=0,0006). Se encontraron diferencias entre dosis en todas las
fechas de muestreo, siendo altamente significativas para las muestras correspondientes a los
periodos de precipitación media y altas (P<0,0001) y significativa para el de precipitación
baja (P=0,0002).
37
Figura 5. Valores de pH (A) y contenido de Mg (B) y Cu (C) en el suelo según dosis de fertilizante.
Muestreo con precipitación media en julio y con precipitación baja en octubre de 2011,
muestreo con precipitación alta en julio 2012. Cada dato es un promedio de n=8
repeticiones. Las barras de error son errores estándar. En cada muestreo las letras
minúsculas iguales adscritas a los muestreos indican que sus medias no difieren (P>0,05).
Los valores de P indican si los niveles de fertilizante difieren entre sí.
38
Figura 6. Contenido de Mn (A), B (B) y S (C) en el suelo según dosis de fertilizante. Muestreo con
precipitación media en julio y con precipitación baja en octubre de 2011, muestreo con
precipitación alta en julio 2012. Cada dato es un promedio de n=8 repeticiones. Las barras
de error son errores estándar. En cada muestreo las letras minúsculas iguales adscritas a
los muestreos indican que sus medias no difieren (P>0,05). Los valores de P indican si los
niveles de fertilizante difieren entre sí.
39
El Cuadro 11 presenta los promedios generales y el estudio de tendencias para las
dosis de fertilizante, no se presentó efecto debido a la aplicación de biofermentos (ver
Apéndice 6). Producto de las dosis de fertilizantes se determinó un comportamiento lineal
para las variables pH, K, Mn, B y S siendo creciente para todos excepto el pH (decreciente)
y cuadrático para las variables Al y Fe (Cuadro 11). Con la aplicación de biofermentos no
se observa efecto alguno sobre el pH del suelo a pesar de ser una solución ácida.
Cuadro 11. Promedios generales para el análisis de suelo por dosis de fertilizante.
Muestreado a una profundidad de 0-20 cm. Análisis de tendencias para el efecto
de la dosis de fertilizante.
Efecto de la aplicación de biofermentos y la dosis de fertilizantes sobre las variables
físicas:
No se encontraron diferencias estadísticas (P>0,005) para las variables físicas
conductividad hidráulica, densidad aparente, infiltración básica y resistencia a la
penetración (Cuadro 12) para los efectos del Biofermento, Dosis de Fertilizante o la
interacción Biofermento*Dosis Fertilizante. Tampoco se observó efecto de tendencias por
efecto de las dosis de fertilizante (Cuadro 12).
40
Cuadro 12: Análisis de varianza y tendencias para las pruebas físicas Conductividad
Hidráulica, Densidad Aparente, Infiltración Básica y Resistencia a la
penetración.
El Cuadro 13 presenta las medias por tratamiento para las pruebas físicas realizadas.
Se presentan los promedios tanto por dosis de fertilizante como por aplicación o no del
biofermento.
Cuadro 13. Medias por Dosis de Fertilizante y por la aplicación o no de biofermentos para
las variables de suelo evaluadas.
41
No se observó ninguna tendencia en las variables de suelo conductividad hidráulica,
densidad aparente, infiltración básica y resistencia a la penetración por dosis de
fertilización, encontrándose las medias dentro del error estándar determinado.
42
Discusión
Efecto de la aplicación de biofermentos sobre la respiración y biomasa microbiana.
Varios autores citan a la respiración de suelo y a la biomasa microbiana como
indicadores de la condición del suelo y como parámetros de fertilidad (Paul y Clark 1996,
Kara y Bolat 2008; Hao, et al. 2009; Yao et al. 2011), considerándolos más representativos
de la condición real del suelo por efecto del uso del mismo, que otros parámetros como
contenido de materia orgánica. El conocer como se encuentran estas variables permitirá
desarrollar medidas para mitigar el impacto de la actividad humana, prolongando o
manteniendo por un tiempo mayor el uso de los suelos agrícolas.
Respiración microbiana
Son varios los factores que afectan la tasa de respiración microbiana. Entre ellos se
menciona el contenido total de N y C, la relación C/N, la temperatura, la humedad del suelo
y la productividad primaria neta (Guangxuan et al. 2007). Entre las variables que más
influencia tienen sobre la respiración se encuentra la temperatura de suelo, la cual se
relaciona directamente con el metabolismo de los microorganismos, la humedad o
disponibilidad de agua, y por último la biomasa radical, la cual por medio de la renovación
de raíces finas y producción de exudados, constituye una fuente de C para la flora
microbiana. Las diferencias encontradas por fechas de muestreo concuerdan con lo
descrito por los autores ya que la temperatura y humedad de suelo de suelo fueron alteradas
por las variaciones en las precipitaciones en los días previos a los muestreos realizados. La
humedad de suelo es citado como trascendental bajo ciertas condiciones, mientras que bajo
otras condiciones no se le considera de tanta importancia. Esta aparente contradicción se
debe a factores como el régimen de precipitaciones donde fue realizada la investigación y
por ende la zona de vida. Al respecto, Tingey et al. (2006) encontraron al evaluar la
respiración microbiana en un bosque de pino en un clima templado una mayor respiración
43
en verano, cuando el suelo se encontraba con la mayor temperatura y humedad mínima que
en invierno, cuando la temperatura del suelo fue baja y presentaba alta humedad. Un
aspecto a considerar es que si un suelo se encuentra por debajo de un 15% o por encima de
un 50% de humedad, el contenido de agua se vuelve limitante (Bingrui et al. 2006). Esta
condición pudo haberse presentado en los muestreos realizados en la época de escasa
precipitación (segundo muestreo) y alta precipitación (tercer muestreo). Los resultados
obtenidos muestran además una tendencia a una menor respiración con el incremento en la
dosis de fertilización, lo que concuerda con lo encontrado por Xiaobin et al. (2008) quienes
observaron que una disminución en la actividad microbiana al adicionar NH4NO3
superficialmente, mientras que a profundidades mayores a los 20 cm los autores
encontraron aumentos de la misma. Jia et al. (2010) relacionaron la aplicación de NH4NO3
con la disminución de la respiración en un 24 a 30%, los autores atribuyeron esta condición
al reducción de las raíces finas producto de la fertilización nitrogenada. Esta información es
de suma relevancia tomando en cuenta que la fuente de nitrógeno utilizada en este
experimento fue casi exclusivamente NH4NO3. Pattison et al. (2005) relacionó
positivamente el pH del suelo con un incremento en el tamaño del cormo del banano (tallo
modificado) este incremento se correlacionó a su vez en forma positiva con la respiración
microbiana, los incrementos en el tamaño del cormo fueron relacionados con un mejor
crecimiento del cultivo y una mejor salud del suelo.
Biomasa microbiana de carbono
El Cuadro 5 presenta una interacción fecha*dosis atribuyéndose la misma a las
tendencia mostrada por las diferentes dosis de fertilizante en los muestreos de precipitación
media y alta, las cuales se diferenciaron del muestreo de precipitaciones bajas (Figura 3) la
interacción determinada se atribuye a esta variación producto de la fecha de muestreo de
precipitación baja. Algunos autores como Kara y Bolat (2008) y Hao et al. (2009)
relacionaron la biomasa microbiana de carbono con factores de suelo como pH, materia
orgánica, textura, clima, humedad, C lábil y contenido total de N. El aumento de la biomasa
microbiana con la dosis de fertilizantes se atribuye principalmente a la mayor abundancia
44
de N en el suelo (Hao et al. 2009) junto al pH, clima y humedad como factores
responsables en gran parte de las variaciones encontradas.
A pesar de haber determinado una mayor biomasa al aumentar la dosis de N el mal
uso de fertilizantes nitrogenados inorgánicos puede causar efectos negativos tanto en el
suelo como en la respiración y biomasa microbiana, diversas investigaciones así lo
confirman. Li et al. (2013) observaron que la aplicación de sulfato de amonio causó la
disminución superficial de la biomasa microbiana y la disminución de la diversidad (índice
de Shannon), esta disminución dependió de la concentración de NH4-N en el suelo. Otro
estudio que se prolongó por veinte años evaluó el efecto del uso continuo de N, K, P y
microelementos sobre la biomasa microbiana y otras variables del suelo. El estudio
determinó que producto del uso prolongado de fertilizantes inorgánicos se presentó una
disminución de la respiración y biomasa microbiana, además causó una disminución en el
pH y la relación C/N Rifai et al. (2010). Yao, et al. (2011), asociaron el comportamiento de
la biomasa microbiana con factores climáticos, los cuales afectan el suministro o
disponibilidad de N, tales como bajas temperaturas, que afectan la absorción y altas
precipitaciones la cuales lixivian el N. El pH del suelo fue un factor que limitó el
crecimiento de raíces y por ende el crecimiento del pasto, lo cual se relacionó con una baja
biomasa microbiana.
En los ejemplos anteriores se relacionó la disminución de la biomasa microbiana
con una disminución del pH, la disminución de la relación C/N, lixiviación de N, cantidad
y fuente de N utilizada, tiempo de explotación. En la investigación actual se logrado
incrementar el pH y la acidez del suelo con la aplicación de enmiendas mejorando el
balance de bases, se ha realizado la aplicación de materia orgánica de forma regular, en el
experimento se ha mantenido la presencia de coberturas permanentes durante más de 9
años, las cuales contribuye a mantener la biomasa microbiana (Rifai, et al. 2010)
disminuyendo la lixiviación y escorrentía así como incidencia de luz sobre el suelo en
forma directa, la aplicación de nematicidas se ha realizado en forma inyectada a la planta
procurando la no aplicación del mismo al suelo. Todas estas prácticas pueden estar
45
ocasionando que las mayores dosis de fertilización no estén causando un efecto negativo
sobre la biomasa microbiana. La mayor acidez residual de los tratamientos con mayores
dosis de fertilizantes puede provocar la disminución de la biomasa y la respiración
microbiana con el paso del tiempo (ver resultados de análisis químicos Cuadro 11).
Probablemente se requiere de un mayor tiempo de experimental para determinar si el
deterioro ocasionado por las dosis más altas de fertilizantes provoca la disminución de la
biomasa como ya ha ocurrió con la respiración, esta última es más sensible a los cambios
en el manejo agronómico que la biomasa microbiana. El efecto positivo del uso de
enmiendas orgánicas sobre la respiración y biomasa microbiana fue descrito por Abbasi y
Khizar (2012) quienes evaluaron el uso de urea en combinación con enmiendas orgánicas
(estiércol de aves y trébol blanco) que suministraban N, las enmiendas solas o
acompañadas aumentaron la biomasa y actividad microbianas. La fuente de N inorgánico
(urea) causó una disminución de estas variables debido a la acidez causada en el suelo.
Biofermentos
La investigación existente Kara y Bolat (2008), Hao et al. (2009), Rifai et al. (2010)
Yao et al. (2011), Li et al. (2013) Abbasi y Khizar (2012), nos ha dado suficiente
información para prever que se requiere de sistemas de explotación más equilibrados, los
cuales utilicen fuentes tanto orgánicas como inorgánicas de elementos nutritivos así como
la aplicación de abonos orgánicos como el compost, gallinazas, extractos de organismos
benéficos, biofermentos, etc., como una forma de restituir poblaciones de microorganismos
alteradas, por el uso de monocultivos por periodos extensos. Se han realizado
investigaciones que confirman que la respiración y biomasa microbiana son afectadas de
forma positiva por estas prácticas. Wang et al. (2011) estudiaron por un periodo de quince
años el efecto de la mecanización y la aplicación de materia orgánica en cultivos como
maíz, pepino, tomate, chile, etc. encontrando mayor respiración y biomasa en los
tratamientos a los que se aplicó materia orgánica. Naire y Ngouajio (2012) observaron un
aumento en la biomasa y la diversidad microbianas con el uso de compost, los autores
indican que el incremento en estas variables favorece la disponibilidad de nutrientes para
46
los cultivos. Rifai et al. (2010) monitorearon por 20 años la eliminación de las arvenses en
pino encontrando que la ausencia de cobertura en los suelos y el uso combinado de
fertilización convencional puede causar la reducción del 58% de biomasa microbiana,
concluyendo que estas dos prácticas pueden tener implicaciones importantes en la perdida
de la fertilidad de los suelos. Guo et al. (2011) realizaron investigaciones en un bosque,
determinado que cuando se utilizaron fuentes de N inorgánico y orgánico en una relación
3:7, aumentó la biomasa microbiana, mientras que el uso de una única fuente de N causó la
disminución en la actividad enzimática extracelular lo que podría disminuir la producción
de los cultivos a largo plazo.
Efecto de la aplicación de biofermentos y fertilizantes sobre las variables químicas del
suelo.
Utilización de biofermentos
Los resultados obtenidos indican que la aplicación de biofermentos por un período
de tres años, tuvo un efecto mínimo sobre las propiedades químicas del suelo. Se
presentaron diferencias estadísticas para el efecto Biofermento*Dosis Fertilizante para el K
y el Fe únicamente. La curva de K presentó una tendencia creciente según la dosis de
fertilizante sin embargo no presentó diferencias entre los tratamientos aplicados con
biofermentos y los no aplicados a pesar de un suplemento adicional del biofermento. La
interacción se presenta porque las curvas de ambos elemento en las dosis de 50 y 75%
presentan un comportamiento diferente alejándose una de la otra sin embargo para las dosis
de 25 y 100% no se presentaron estas diferencias (Figura 4).
Dosis de Fertilizantes.
La alta capacidad de extracción del cultivo de banano (Musa AAA) ha sido
documentada por varios autores (Lahav y Turner 1989, Tavares y Falquez 1997, Medina
2008). Estos estudios lograron determinar que los elementos con mayor extracción para el
47
cultivo son el N y el K. Sin embargo se requiere suministrar una nutrición apropiada y
balanceada al cultivo para mantener altos rendimientos y calidad de las cosechas (Kotur
2009). En la investigación realizada la dosis de fertilizante afectó el suministro de N, K,
Mg, Ca, S y B debido a esto se esperaba que estos elementos fueran los afectados en su
contenido en el suelo al igual que el pH y la acidez extractable. El análisis estadístico
determinó diferencias para las variables pH, K, Mn, B y S estos resultados son similares a
los esperados inicialmente.
Diferentes investigaciones han asociado el uso de fuentes de N de reacción ácida
con cambios en el pH de la solución del suelo (Arias 2006, Serrano et al. 2006, Zuñiga y
Serrano 2008). El aumento de la dosis de N dependiendo de la fuente utilizada puede
traducirse en un aumento del Al+3
, acidez y una disminución del pH (López 1991 y Arias
2005). En nuestro caso, la aplicación de dosis crecientes de fertilizante afectó la cantidad
del N suministrado y el pH del suelo.
Para este experimento se utilizó como fuente de N el nitrato de amonio (33% N) y el
nitrato de calcio (15% N), el primero posee un equivalente de acidez de -63 lo que indica
que por cada 100 kg de nitrato de amonio (NAM) se requieren 63 kg de CaCO3 (Tisdale et
al. 1993), sin embargo, a pesar de los encalados realizados, ocurrió una acidificación
paulatina del suelo. Para el control de la acidez se utilizó el encalado a una dosis idéntica
para todos los tratamientos. Sin embargo el pH determinado en las dosis de 75 y 100% es
un indicador de que la dosis de enmienda utilizada, no fue suficiente para controlar el
efecto inducido por el uso de NAM, al no compensar todas las unidades ácidas
suministradas con la fertilización. El comportamiento del pH (Figura 5A) fue similar en los
muestreos realizados en las épocas de precipitación media y baja pero se determinó un
comportamiento diferente para el último muestreo (precipitaciones altas). Esto se debe
probablemente a que antes del último muestreo se realizaron dos aplicaciones de encalado
que elevaron el pH. Como se indicó en la sección de análisis microbiológicos, la acidez
parece ser la responsable de la disminución de la respiración de suelo en las dosis mayores,
48
esta mayor acidez todavía no parece estar afectando las variables de producción (Apéndice
9) por lo que esta variable puede utilizarse como indicador temprano de acidez.
Varias investigaciones se han realizado en banano evaluando el efecto de las dosis
crecientes de fertilización (Arias 1984, Hernández 1985, Herrera 1989, López 1990, López
1991, Segura 2003, CORBANA 2004, CORBANA 2005). Los trabajos realizados se
concentraron en los elementos de mayor extracción tales como el N, P, K y algunos
elementos menores como el B y Zn. Los primeros trabajos citados (Arias 1984, Hernández
1985) no contemplaron los análisis de suelo, sin embargo a partir del año 1990 con los
estudios de López se lograron identificar las consecuencias del uso de dosis elevadas de
estos elementos. El autor determinó, en seis años de evaluación, que el aumento en la dosis
de N causó la disminución del pH del suelo y el aumento los niveles de acidez extractable
en el suelo en un 100%. En el caso del K, López (1990) y (1991) determinó una tendencia
lineal positiva para la concentración de este elemento similar a la encontrada en el Cuadro 7
para el K, Mn, B y S. Soto (1995) indicó que producto de la aplicación constante de altas
dosis de K en plantaciones de Filipinas, se determinaron altos contenidos en el suelo de
1,92 a 4,19 meq K2O, que no incidieron en una mayor producción. Estos resultados son
similares a los encontrados en el presente estudio, con la diferencia de que en este caso el
tiempo de evaluación es de tan solo tres años.
El Mg (Figura 5B) presentó las mayores concentraciones en la época de baja
precipitación. La acumulación del fertilizante (el cual aportaba Mg) a nivel superficial del
suelo y la intensidad de aplicaciones (cada dos semanas) se consideran responsables de esta
mayor contenido. Tisdale et al. (1993) atribuye el incremento de la concentración de Mg en
el suelo al uso de dolomita o a la aplicación de fertilizantes que contengan Mg.
Para el caso del Cu (Figura 5 C), se determinó una mayor cantidad de este
elemento en el último muestreo, el cual corresponde con la aplicación (tres semanas previo
al muestreo) de gallinaza composteada con broza de café. Tisdale et al. (1993) y Marschner
49
(1995) relacionan la disponibilidad y el movimiento del Cu con la adición de materia
orgánica enriquecida con estiércol de gallinas.
Con respecto al Mn (Figura 6A) las mayores concentraciones del mismo, se
encontraron en el muestreo realizado en el período de baja precipitación, seguido de la
época de media y alta precipitación. Varios factores afectan la disponibilidad del Mn, según
Tisdale et al. (1993) el encalado en suelos ácidos disminuye la disponibilidad de Mn+2
al
precipitar como MnO2, en el experimento se utilizó el KCl como fertilizante, la interacción
Mn con aplicaciones de sales neutras en suelos ácidos es otro factor que incrementa la
disponibilidad. Los encalados realizados ocasionaron una menor disponibilidad de Mn en el
tercer muestreo debido a una mayor acidez en los primeros muestreos. La disponibilidad
del Mn+2
es afectada por altos contenidos de materia orgánica, la realización del ciclo de
gallinaza composteada durante el tercer muestreo pudo ocasionar quelatos de Mn+2
con la
materia orgánica indisponiendo el mismo.
El mayor contenido de B (Figura 6B) en el primer muestreo se relaciona a
condiciones de suelo más ácido que pudo haber vuelto más disponible el B. Como se ha
indicado parte de las labores de atención al cultivo incluyen la aplicación regular de materia
orgánica y el control de la acidez con encalados, ambas acciones disminuyen la
disponibilidad del B en el suelo (Marschner 1995). Durante la época de baja y alta
precipitación se realizaron encalados y aplicaciones de materia orgánica entre dos a tres
ciclos de cada enmienda, esta práctica pudo haber disminuido el nivel de B en el suelo, a
pesar de su aplicación constante en los ciclos de fertilización.
En el muestreo realizado en la época de alta precipitación se observaron los menores
contenidos de S (Figura 6C), seguido del encontrado en el período de precipitación media y
baja respectivamente, esto concuerda con lo indicado por Bertsch (1995) quien señala que
el S puede ser lixiviado por las lluvias de manera similar al N. PPI (1988) y Tisdale et al.
(1993) indican que la mineralización del S proveniente de la materia orgánica puede verse
afectada por la temperatura del suelo y la humedad (mayor a un 40%), ambos factores se
50
vieron alterados debido a las intensas lluvias ocurridas en el último muestreo al igual que
las perdidas por lixiviación y escorrentía del S las cuales pudieron contribuir a una baja
determinación de S.
Efecto de la aplicación de biofermentos y la dosis de fertilizantes sobre las variables
físicas:
Si bien los microorganismos de suelo participan en la descomposición de residuos
vegetales y animales, contribuyen en la formación y desarrollo de la estructura del suelo y
los agregados y aumentan la disponibilidad de nutrientes a las plantas (Paul y Clark, 1996),
el efecto de su aplicación está sujeto a las condiciones del suelo o sustrato donde se
encuentren y ocurren a largo plazo.
En el cultivo de banano, cuya explotación continua causa una disminución del pH
de la solución del suelo y incremento de Al+3
del mismo (Serrano et al. 2006), una mejoría
en la condición física del suelo deberá ir orientada en la mejora gradual de la condición del
suelo. Por otro lado, un aumento del contenido de carbono activo del suelo requerirá cerca
de cinco años, mientras que para un aumento del carbono lento deben transcurrir 25 años
(Meléndez 2003), así los efectos de la aplicación de biofermentos sobre las propiedades
físicas, si es que las hay, deben manifestarse después de un periodo más prolongado de uso.
Otra de las causas es que la función de los bioles ha sido descrita por varios autores
(Gonzalez y Valiente 2001, Pacheco 2003, Borja 2003, Galindo y Jerónimo 2005) como
promotores del crecimiento más que mejoradores o estructuradores de suelo, se espera sin
embargo que, de manera indirecta, haya una mejora en las propiedades físicas del suelo.
Además, se encontró una conductividad hidráulica moderadamente lenta Henríquez
y Cabalceta (1999), siendo adecuado para el cultivo. La planta de banano requiere de suelos
que posean una capacidad de drenaje que permita evacuar eficientemente precipitaciones
anuales superiores a los 2 000 mm (o l.m2) y que además tengan la capacidad de retener
51
suficiente humedad para mantener condiciones de crecimiento permanentemente (Soto
1995). Así, suelos que tengan una categoría de drenaje denominada ya sea como Lenta o
Muy rápida se consideraran como no aptos para el cultivo. Trabajos realizados por Rosales
et al. (2008) estudiando 69 indicadores de suelos, determinaron que infiltraciones básicas
elevadas o lentas son indicadoras para evaluar la calidad de suelos, constituyendo este
parámetro uno de los 17 indicadores más importantes para este cultivo. Para Valverde
(2007) la velocidad de infiltración depende de varios factores como humedad, porosidad,
estructura y textura presentando grandes variaciones en espacio y tiempo, los resultados
obtenidos corresponden con una textura limosa. Para Jaramillo y Vásquez (1990) las
texturas franco a franco-limosa combinada con una buena fertilidad son suelos con
capacidad de producir altos rendimientos.
La densidad aparente obtenida (promedio de 0,96 g cm-3
) concuerda con los
promedios descritos por Alvarado y Forsythe (2005), para suelos Inceptisoles (0,67 a 1,71
g. cm-3
) a una profundidad de 0-20 cm. Se espera que la adición de abonos orgánicos
incremente en el tiempo la materia orgánica en la superficie del suelo y como consecuencia
de esto a largo plazo mejore la estructura del suelo López y Espinosa (1995) este cambio
podría afectar entre otras cosas la densidad aparente del suelo. Vaquero (2005) indica que
valores por encima de 1,15 g. cm-3
no muestran problemas de compactación. Según
Robinson (2010) el valor máximo para el crecimiento del cultivo debe ser 1,5 megapascales
por lo que los valores obtenidos se consideran adecuados para el crecimiento.
52
Conclusiones
Los biofermentos desarrollados por CORBANA y utilizados en este proyecto de
investigación durante tres años demostraron un aumento significativo en la variable
Respiración de suelo producto de la utilización de ambas recetas.
El uso combinado de biofermentos y fertilizantes químicos causó una disminución
de la biomasa microbiana del suelo, sin embargo la aplicación combinada de estos
insumos no causó un deterioro de la capacidad productiva del cultivo. Se
recomienda evaluar en futuras investigaciones el uso de biofermentos sin la
aplicación de fertilizantes.
El efecto de la aplicación de fertilizantes sintéticos sobre la respiración de suelo y la
biomasa microbiana demuestra el impacto directo de los mismos sobre el suelo y la
microbiología que habita en él, así como la sensibilidad de estas técnicas como
indicadoras de calidad de suelos.
Se determinó una alta variación de la respiración de suelo respecto a la fecha de
muestreo la cual se relaciona con la temperatura y humedad ambiental, esta
dependencia no se presentó en la biomasa microbiana.
Durante el periodo de estudio no se logró efecto sobre las variables químicas de
suelo debido a la aplicación de biofermentos. Un mayor tiempo de aplicación de
estos tratamientos podría ser necesario para obtener resultados concluyentes acerca
del efecto o no de la aplicación de los mismos.
Las dosis de fertilización afectaron la concentración en el suelo de K, Mg, B y S
incrementando el promedio, alterando negativamente los valores de pH en las dosis
mayores.
La aplicación de CaCO3 demostró ser una enmienda eficiente para la disminución
de la acidez extractable y para aumentar el pH en las menores dosis. La cantidad por
aplicar debe modificarse para las dosis mayores si se requiere obtener los mismos
resultados.
Se determinaron diferencias significativas por fecha de muestreo para todas las
variables químicas analizadas; estas diferencias se atribuyen al grado de oxidación
según las condiciones climáticas, el efecto acumulado del uso de fertilizantes
sintéticos y a la aplicación de enmiendas cálcicas.
No se determinó un efecto sobre las propiedades físicas evaluadas durante el
periodo de estudio actual. Se les establece a los biofermentos funciones
principalmente como promotores de crecimiento de cultivos por sobre otras
propiedades.
53
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64
Apéndices
Apéndice 1. Promedios por tratamiento para las variables
Respiración y Biomasa microbial.
BiofermentoDosis Fertilizante CO2 Biomasa
(%) (mg CO2 g día -1
) (mg C kg suelo -1
)
25 0,24 61
50 0,15 104
75 0,17 112
100 0,16 178
25 0,24 73
50 0,20 73
75 0,23 84
100 0,16 129
Error estándar 0,01 16
NO
SI
Respiración y Biomasa microbial.
Biofermento
Dosis
Fertilizante CO2 Biomasa
(%)
(mg CO2 g día -
1) (mg C kg suelo
-1)
NO
25 0,24 61
50 0,15 104
75 0,17 112
100 0,16 178
SI
25 0,24 73
50 0,20 73
75 0,23 84
100 0,16 129
Error estándar 0,01 16
Apéndice 2: Biomasa y Respiración microbial según día de muestreo.
Fecha Uso Respiración Biomasa Micro
Biofermento (mg CO2 g día -1
) (mg C kg suelo -1
) 10 días * 3 días +
27-Jul-11 No 0,20 99
Si 0,23 64
Error estándar 0,01 18
6-Oct-11 No 0,14 124
Si 0,20 104
Error estándar 0,02 13
11-Jul-12 No 0,197 118
Si 0,185 101
Error estándar 0,008 11
* precipitación acumulada 10 días previo a la toma de muestra
+ precipitación acumulada 3 días previo a la toma de muestra
precipitación previo a muestreo
(mm)
61,4 25
20,4 3,2
122 11
65
Apéndice 3: Biomasa y Respiración microbial según dosis de fertilización por día de muestreo.
Incluye precipitación
Fecha Fertilización Respiración Biomasa Micro
% (mg CO2 g día -1
) (mg C kg suelo -1
) 10 días* 3 días+
25 0,25 46
50 0,21 63
75 0,21 59
100 0,20 157
0,02 26
25 0,28 107
50 0,14 98
75 0,21 148
100 0,06 104
0,02 19
25 0,21 47
50 0,17 103
75 0,17 86
100 0,22 201
0,01 16
* precipitación acumulada 10 días previo a la toma de muestra
+ precipitación acumulada 3 días previo a la toma de muestra
27-Jul-11
6-Oct-11
122 1111-Jul-12
Error estándar
Error estándar
Error estándar
precipitación
(mm)
61 25
20 3
66
Apéndice 4: Biomasa y Respiración microbial según tratamiento para los muestreos realizados.
Incluye precipitación acumulada.
Fertilización
%
Fecha 27/7/2011* 6/10/2011+
11/7/2012∞
27/7/2011* 6/10/2011+
11/7/2012∞
Biofermento
25 0,23 0,28 0,22 28 116 38
50 0,19 0,10 0,15 67 122 123
75 0,19 0,11 0,21 74 155 106
100 0,21 0,08 0,21 227 105 204
25 0,26 0,28 0,19 64 98 55
50 0,24 0,18 0,18 60 75 83
75 0,23 0,31 0,14 44 142 66
100 0,20 0,04 0,23 87 103 198
0,02 0,03 0,02 37 26 23
*61,4 mm y 25 mm de precipitación acumulada 10 días y 3 días previo a la toma de muestra respectivamente.
+20,4 mm y 3,2 mm de precipitación acumulada 10 días y 3 días previo a la toma de muestra respectivamente.
∞121,8 mm y 11 mm de precipitación acumulada 10 días y 3 días previo a la toma de muestra respectivamente.
error estándar
SI
NO
BCM
(mg C kg suelo -1
)
Respiración
(mg CO2 g suelo día -1
)
67
Apéndice 5. Promedios de los análisis de suelo según dosis de fertilización y muestreo. Muestra analizada a una profundidad
de 0-20 cm.
Muestreo Fertilizante M.O. pH Al Acidez Ca Mg K P Fe Cu Zn Mn B S
dosis (%) %
25 3,4 5,8 0,08 0,23 23,6 8,5 1,00 69 251 8,8 4,5 31 0,19 136
50 3,0 5,6 0,07 0,19 23,5 8,8 1,18 62 215 7,4 4,0 40 0,21 163
75 3,0 5,3 0,08 0,26 23,1 9,1 1,38 60 243 8,4 3,9 51 0,27 210
100 3,3 5,2 0,27 0,48 23,0 8,4 1,81 63 268 8,8 4,3 45 0,35 261
0,2 0,1 0,08 0,12 0,6 0,2 0,09 7 15 0,6 0,3 5 0,01 14
25 2,9 5,47 0,29 0,31 24,6 9,1 0,8 47 285 8,1 4,3 35 0,12 109
50 2,5 5,50 0,19 0,23 24,2 9,7 1,0 43 234 7,1 3,9 49 0,14 160
75 2,9 5,61 0,07 0,11 24,9 9,7 1,4 47 250 7,8 4,3 57 0,20 253
100 2,8 5,29 0,24 0,31 24,2 9,1 1,7 63 294 8,5 4,7 45 0,19 260
0,1 0,08 0,07 0,07 0,6 0,3 0,2 7 13 0,5 0,4 4 0,02 26
25 2,8 6,3 0,00 0,05 27,2 8,8 1,2 80 260 9,9 6,0 29 0,11 107
50 2,7 6,2 0,00 0,04 27,9 8,9 1,7 92 225 8,5 6,1 39 0,16 156
75 2,8 6,1 0,01 0,08 26,9 8,6 1,9 105 245 8,5 5,9 38 0,19 152
100 3,4 5,8 0,03 0,13 26,7 8,5 2,1 98 275 10,0 6,7 37 0,20 195
0,2 0,1 0,02 0,03 0,9 0,3 0,1 11 15 0,6 0,5 4 0,01 8
Error estándar
Error estándar
octubre 2011
julio 2012
julio 2011
cmol(+)l-1
mg l-1
Error estándar
68
70
Apéndice 7. Promedios obtenidos según tratamiento para las pruebas físicas
Conductividad Hidráulica, Densidad Aparente, Infiltración Básica y
Resistencia a la penetración.
Uso Fertilización Conductividad Densidad Velocidad
Bioferemento Dosis Hidráulica Aparente Infiltración
cm h-1
g cm-3
cm h-1
0-5 cm 5-10 cm
25 0,94 0,96 0,94 10,2 11
50 0,90 0,96 0,63 9,9 12
75 0,69 0,94 1,47 9,8 12
100 1,07 0,93 1,06 9,5 11
25 0,83 0,95 0,82 9,9 11
50 0,84 0,97 1,04 9,3 12
75 0,88 0,99 0,68 10,3 12
100 0,63 0,96 0,58 9,0 10
Error estándard 0,16 0,03 0,26* 0,9 1
*Dosis de 75% Fertilización y aplicación de biofermentos ±0,31
Resistencia
Penetración
N/cm2
NO
SI
72
73