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Métodos de peritaje sanitario y parasitológico de peces, moluscos, crustáceos, anfibios, reptiles y

productos elaborados a partir de ellos. Recomendaciones metodológicas.

MUK 3.2.988-00"

(Aprobadas por el Médico Sanitario General Estatal de la Federación de Rusia el 25.10.2000.)

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Métodos de peritaje sanitario y parasitológico de pescado, moluscos, crustáceos, anfibios, reptiles y productos elaborados



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Visto bueno

Médico Sanitario General del Estado

de la Federación de Rusia Primer Viceministro

de Salud de la Federación de Rusia

G.G. ONISHCHENKO 25 de Octubre de 2000

Fecha de implementación:

1 de Enero de 2001

3.2. PREVENCIÓN DE LAS ENFERMEDADES PARASITARIAS

MÉTODOS DE PERITAJE SANITARIO Y PARASITOLÓGICO DE PECES, MOLUSCOS, CRUSTÁCEOS, ANFIBIOS, REPTILES Y PRODUCTOS ELABORADOS A PARTIR DE ELLOS

RECOMENDACIONES METODOLÓGICAS

MUK 3.2.988-00

1. Elaboradas por: Instituto de parasitología médica y medicina tropical de E.I. Martzinovskiy de Ministerio de

Salud de la Federación de Rusia (O.P. Zelya, V.D. Zavoykin, A.S. Artamoshin, V.I. Khodakova, Y.A. Chefranova, V.P. Sergiev); Centro de Vigilancia Sanitaria y Epidemiológica Estatal en la Región de Moscú (A.S. Dovgalev); Universidad Estatal de Moscú de M.V. Lomonosov (E.D. Valter); Instituto Polar de Investigación Científica de Piscicultura Marítima y Oceanografía de N.M. Knipovich (A.B. Karasev); Instituto de Parasitología de la Academia de Ciencias de Rusia (D.G. Tseitlin).

2. Aprobadas por el Médico Sanitario General del Estado de la Federación de Rusia, Primer Viceministro de Salud de la Federación de Rusia el 25 de Octubre de 2000.

3. Se implementan por primera vez.

1. Ámbito de aplicación y disposiciones generales 1.1. Las Recomendaciones Metodológicas citadas establecen los métodos de peritaje sanitario y

parasitológico de peces y otros objetos de pesca (moluscos, crustáceos, anfibios, reptiles), como también productos elaborados a partir de ellos (en adelante - productos de pescado).

1.2. Las recomendaciones metodológicas se han desarrollado para ser aplicadas en los laboratorios acreditados (o certificados, o con licencia) (entre ellos, los de control y de producción) y laboratorios de los establecimientos de los Servicios Sanitario y Epidemiológico y Veterinario del Estado de la Federación de Rusia, que realizan el control de calidad de los hidrobiontes y productos elaborados a partir de ellos, sobre el cumplimiento de las Normas y Reglas Sanitarias 2.3.2.560-96 y 3.2.569-96, como también en los establecimientos científicos que estudian las enfermedades parasitarias.

Los especialistas de los laboratorios deben pasar por una capacitación en el rubro de acreditación declarado (certificación, otorgamiento de licencia), dominar las metodologías y métodos certificados, aprobados o admitidos para la utilización por el Estándar Estatal y Servicio Sanitario y Epidemiológico de Rusia y los requisitos correspondientes del GOST 8.563-96 "Metodologías de medición".

1.3. Entre todas las clases de parásitos (protozoos, helmintos, crustáceos, etc.) encontrados en los peces y otros hidrobiontes, sólo las larvas de helmintos presentan el peligro para la salud humana: céstodos, tremátodos, nemátodos y acantocéfalos. Entre las enfermedades de más socialmente importantes y distribuidas que se transmiten a través de los peces y otros hidrobiontes, están la opistorchiosis, difilobotriasis y metagonimosis, nanofietosis y clonorchosis, endémicas para el Este Lejano de Rusia. Cierto peligro para la salud humana pueden presentar los helmintos que se hospedan en el hombre pero no se desarrollan a una etapa adulta (lo utilizan como hospedero reservorio) lo que imposibilita el diagnóstico de la enfermedad. Éstos son spirometra, gnatóstomos, bolbosomas, corynosomas y algunas especies de anisakis y paragónimos. La infección de un ser humano por piramicocéfalos, apofalos y cryptocotilos ocurre muy rara vez. Los demás helmintos (Metorchis,






Pseudamphistomum, Heterophyes, Echinochasmus, etc.) pueden ser clasificados como parásitos que se encuentran en el hombre esporádicamente en ciertos territorios.

1.4. El objeto de investigación son los peces de aguas dulces y saladas, moluscos, crustáceos, anfibios, reptiles y productos elaborados a partir de ellos.

1.5. El peligro potencial para la salud humana presentan sólo las larvas vivas de los helmintos. En este contexto, en la inspección parasitológica de los hidrobiontes y productos elaborados a partir de ellos se debe determinar la viabilidad de los plerocercoides, metacercarias, acantelas y larvas de nemátodos detectados (véase Capítulo 5).

1.6. En el análisis de los hidrobiontes y productos elaborados a partir de ellos se debe cumplir el horario de trabajo con los materiales invasivos, reglamentado por las Normas Sanitarias 1.2.731-99 "Seguridad en el trabajo con los microorganismos de III y IV grupo de patogenicidad y helmintos".

2. Toma, almacenamiento y preparación para el análisis de las muestras

de los hidrobiontes y productos elaborados a partir de ellos La toma y la cantidad de muestras de peces, moluscos, crustáceos, anfibios, reptiles y productos elaborados

a partir de ellos para el análisis sobre el cumplimiento de los requisitos de seguridad para la salud humana según los indicadores parasitarios, se realiza de acuerdo con los requisitos:

del GOST 7631-85 "Peces, mamíferos marinos, invertebrados marinos y productos elaborados a partir de ellos. Normas de recepción, métodos organolépticos de evaluación de calidad, métodos de toma de muestras para la investigación de laboratorio";

Modificaciones N°2 al GOST 7631-85 (p. 1.2.), aprobado por el Decreto del Comité Estatal de Estandarización y Metrología de la URSS el 25.10.89 N° 3195;

Normas y Reglas Sanitarias 3.2.569-96 "Prevención de las enfermedades parasitarias en el territorio de la Federación de Rusia", anexo 3, p. 6.2. (en el control de laboratorio de los productos de pescado) y p. 15.12, 15.13 (en la evaluación y control del estado parasitológico de las zonas de pesca (biotopos);

KonsultantPlus: observación. En el texto oficial del documento aparentemente existe un error de tipeo: se refiere al "Procedimiento general

de manejo de las muestras utilizadas en la certificación obligatoria de los productos. PR 50.3002-95", en lugar de PR 50.3.002-95 "Procedimiento tipo del manejo ...".

Normas de certificación "Procedimiento tipo de manejo de las muestras utilizadas en la certificación obligatoria. PR 50.3.002-95".

2.1. Toma, almacenamiento y preparación para el análisis de las muestras

de los hidrobiontes en la evaluación y control del estado parasitológico de las áreas de pesca

Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: glicerina, éter o cloroformo. 2. Cubetas esmaltadas. 3. Placas de Petri. 4. Pinzas quirúrgicas y oculares. 5. Ajugas de disección. 6. Vasos precipitados. 7. Ollas esmaltadas. 8. Cocina eléctrica. 9. Refrigerador. 10. Balanza con diferentes pesos o balanza digital. 11. Huincha o regla. 12. Gasa, algodón. 13. Papel filtro.

2.1.1. En la evaluación del estado parasitológico de un cuerpo de agua (área de pesca) se debe partir por el

análisis de las especies de los hidrobiontes más susceptibles a la infección. Así, el mejor indicador del mal estado






de un cuerpo de agua en relación a la invasión por las larvas de Opisthorchis es el Leuciscus idus, luego en orden

decreciente: Leuciscus leuciscus, Tinca tinca (véase la tabla 2), y en relación a Diphyllobothrium latum es el Esox lucius y Lota lota (véase la tabla 1).

Tabla 1

CARACTERISTICAS DIFERENCIALES DE LOS PLEROCERCOIDES

DE LA FAMILIA DIPHYLLOBOTHRIIDAE, PELIGROSOS PARA LA SALUD HUMANA

Especie del helminto

Distribución geográfica

Hospederos adicionales

(peces, anfibios reptiles)

Localización en el

cuerpo del hospedero

Presencia o ausencia de las cápsulas

Morfología y tamaño del plerocercoide

1 2 3 4 5 6

Diphyllobotrium latum (Gusano ancho)

Cuerpos de agua dulce y áreas desalinizada de los mares del norte de Eurasia (Federación de Rusia, Letonia, Lituania, Estonia, Finlandia, Dinamarca, Suecia, Polonia, Suiza), Norte de Italia y América (EE.UU, Canadá); las cuencas de los ríos Volga, Danubio, Dnieper, ríos de Siberia

Esox lucius, Lota lota, Perca fluviatilis, Gymnocephalus cernuus, Silurus Glanis, Stizostedion lucioperca, Sander volgensis, Perca flavescens, Sander vitreus y Sander canadensis

Cavidades del cuerpo, ovas, órganos internos, músculos

Usualmente sin cápsulas

Larvas de color blanco lechoso de unos mm a 7 cm de largo. En el cuerpo y escólex no hay vello visible en el microscopio óptico. Son característicos los pliegues profundos en el cuerpo de la larva que se mantienen parcialmente también después del relajamiento en el agua. El escólex con dos botrios en forma de ranuras usualmente encogido

D. dendriticum (Gusano ancho de gaviotas)

Cuerpos de agua dulce del Norte de Europa, (Federación de Rusia, Lituania, Letonia, Estonia, Finlandia, Noruega, Suecia, Polonia, Alemania, Irlanda, Reino Unido) y América (Canadá, EE.UU); los cuerpos de agua dulce de Siberia (Federación de Rusia), Oriente Lejano (Sajalín),

Corégono peled, Coregonus autumnalis, Coregonus lavaretus, Barbatula barbatula, Salmo salar, Salmo clarkii, Oncorhynchus mykiss, Coregonus muksun, Coregonus nasus, Thymallus arcticus, Thymallus thymallus, Coregonus tugun, Salmo trutta, Hucho taimen, Brachymystax lenok, Coregonus artedii, Coregonus sardinella, Salvelinus

En las paredes del estómago y esófago y dentro de ellas, menos frecuentemente en otros órganos y en el tejido muscular

Normalmente en cápsulas de 2,2 – 11 mm de diámetro. Si localizado en las ovas, normalmente sin cápsulas. En algunas especies (por ejemplo, coregonus siberiana) junto con las larvas en cápsulas se encuentran también los plerocercoides situados Libremente en la cavidad del cuerpo

Las larvas son de color crema. Largo 1 – 10 cm, a veces hasta 20 cm. Después de relajamiento en el agua los pliegues prácticamente no se notan. Escólex claramente separado del cuerpo. Usualmente encogido o estirado parcialmente, cuando las partes del cuerpo forman alrededor de él una especie de “hombros” Los extremos de las hojas botridales se ven afestonados. En las larvas relajadas el escólex obtiene una forma ovalada almendrada,






lago Issyk-Kul lepechini, Salvelinus fontinalis, Oncorhynchus kisutch, Osmerus, Oreoleuciscus potanini, Diptychus dybowskii, Lota lota, Batrachocottus baicalensis, Cottocomephorus inermis, Batrachocottus nikolskii

las ranuras botridales se abren mucho. Cuerpo cubierto de vello de 7 – 11 micrómetros que apenas se ven en el escólex.

D. luxi (D. klebanovskii) (gusano ancho del Lejano Oriente)

Lejano Oriente Chukotka, los mares del Océano Pacífico y las cuencas de sus afluentes dentro de los límites del hábitat de los hospederos adicionales del helminto, a excepción de la parte del Norte Occidental del Mar de Ojotsk. El hábitat D. luxi no se cruza con el hábitat D. latum

Oncorhynchus keta, Oncorhynchus gorbuscha, Oncorhynchus masou, Salvelinus leucomaenis, Hucho perryi

Toda la musculatura dorsal

Cápsulas ovaladas con las paredes transparentes (4 - 6 х 2 - 5 mm). En la musculatura de Oncorhynchus

gorbuscha de migración

temprana y Oncorhynchus

masou las larvas se

encuentran sin

cápsulas o se encuentran en diferentes etapas de incapsulación

Los plerocercoides morfológicamente son similares con las larvas D. latum, pero a diferencia de ellos usualmente están incapsulados. Los poros de las glándulas frontales se encuentran en el escólex y el cuerpo de la larva

D. ditremum Cuerpos de agua dulce del Norte de Europa, Asia y América (hacia el Sur hasta 40 - 50°N)

Salmo salar, Salmo trutta, Salvelinus alpinus, Salvelinus fontinalis, Coregonus albula, Coregonus sardinella, Coregonus autumnalis, Coregonus lavaretus, Coregonus peled, Coregonus tugun, Thymallus thymallus, Thymallus arcticus, Osmerus mordax dentex, Osmerus eperlanus, Lota lota, Gasterosteus aculeatus, Pungitius pungitius

Capas serosas del tracto digestivo (esófago, estómago, ciegos pilóricos), menos frecuentemente en otros órganos interiores

En cápsulas Plerocercoide de color blanco, de 6-12 mm de largo, después de relajarse y morir en el agua el cuerpo está uniformemente estirado, rabditiforme, sin pliegues, el escólex separado del cuerpo. El cuerpo y escólex cubiertos por el vello de 0,01 - 0,03 mm de largo. Sobrevive en el agua máximo 10 min.






Pyramicocephalus phocarum

Zonas subártica y ártica del Océano Mundial

Gadidae(Gadus morhua, Theragra chalcogramma, Boreogadus saida, Eleginus navaga, Melanogrammus aeglefinus); Scorpaenidae (Sebastes (Sebastichthys) mentella); Cottidae (Triglopsis Girard, Myoxocephalus scorpius); Cyclopteridae (Cyclopterus lumpus); Pleuronectidae (Hippoglossoides platessoides, Limanda limanda, Platessa platessa), Hippoglossus hippoglossus

Cavidades del cuerpo y la serosa órganos interiores (hígado, ciegos pilóricos del estómago); en Theragra chalcogramma y

Eleginus navaga se

encuentran en la

musculatura esquelética

Sin cápsulas Morfológicamente similares con las larvas p. Diphyllobothrium. Largo del cuerpo: 8 - 25 mm, hasta 40 mm, ancho: 1 - 3 mm. Usualmente el cuerpo tiene pliegues. El escólex relativamente macizo, en forma de bulbo o flecha (el tamaño del escólex 2 х 1 mm)

Spirometra erinacei-europaei

Europa y Asia. En la Federación de Rusia más frecuentemente se encuentra en el delta del río Volga, Primorie, en Sajalín

Anfibios (Rana ridibunda, Rana esculenta);

reptiles (culebra

acuática, culebra común,

Colubridae)

En las ranas: músculos (más frecuentemente en las caderas), cavidades del cuerpo, entre los anillos del intestino, órganos internos. En las culebras: tejido subcutáneo, cavidades del cuerpo, musculatura de tejido conjuntivo

Usualmente sin cápsulas. En las culebras a veces en cápsulas finas en el intestino o subcutáneo

Las larvas son de color blanco lechoso. Largo de 5 mm a 30 cm y más, dependiendo de la edad y el grado de contracción de la larva. Extraído del hospedero el plerocercoide, se caracteriza por los nudos de contracción en el cuerpo que se alternan con los segmentos relajados. En los segmentos contraídos el cuerpo es ancho y plano, con profundas pliegues transversales, en los segmentos relajados es estrecho y sin pliegues. El extremo anterior del cuerpo usualmente está contraído más que los otros segmentos. El escólex es pequeño, no está separado del cuerpo, metido adentro y usualmente girado hacia un lado. Los botrios son mucho más cortos que en otros difilobótridos (0,2 - 0,4 mm)






Tabla 2

ATRIBUTOS DIFERENCIALES DE LAS METACERCARIAS DE LOS TREMÁTODOS

DE LA FAMILIA OPISTHORCHIDAE, HETEROPHYIDAE, NANOPHYETIDAE Y ECHINOSTOMATIDAE, PELIGROSAS PARA LA SALUD HUMANA



Especies de los peces, hospederos adicionales

Localización en el cuerpo

del pez

Dimensiones (en mm) y

característica del quiste

Característica De la vesícula excretoria

Posición y movilidad de la larva

Morfología y tamaño de la larva liberada del quiste (en

mm)

1 2 3 4 5 6 7 8

Opisthorchis felineus

Cuerpos de agua dulce de Europa; las cuencas de los ríos Ob, Irtish, Yenisey, los ríos de Kazajistán: Uil, Sary-Su, Baikonur, Uil-Zhilanshik, Irgiz, Turgai, Nura, Shiderty, lago Kurgaldzhi

Leuciscus idus, Leuciscus leuciscus, Tinca tinca, Scardinius erythrophthalmu, Rutilus rutilus, Leucaspius delineatus, Squalius cephalus, Abramis brama, Pelecus cultratus, Abramis sapa, Phoxinus phoxinus, Phoxinus czekanowskii, Chondrostoma nasus, Ballerus sapa, Alburnus alburnus, Blicca bjoerkna, Gobio gobio, Cobitis taenia, Aspius aspius

Capa superior del tejido muscular (2 - 4 mm) y tejido subcutáneo en el área de espalda, menos frecuentemente en las aletas, branquias y escamas

0,17 - 0,25 x 0,21 - 0,33 ovalados, menos frecuentemente redondos. Envoltura de dos capas, fina, transparente. La envoltura interior en todo el perímetro se adhiere uniformemente a la envoltura exterior

Grande, hasta 1/3 de la longuitud del cuerpo. En los rayos de luz se ve como una mancha oscura

La metacercaria se encuentra en el quiste en posición curvada que cambia por el enérgico y casi constante movimiento de la larva

0,44 - 1,36 x 0,15 - 0,30.

VB <*> - 0,07 - 0,1;

VV <*> - 0,09 - 0,14. Cuerpo de la larva no pigmentado, cubierto de espinas hasta la VV. El esófago es largo (2 veces más largo que la faringe). La bifurcación del intestino se encuentra equidistante del extremo anterior del cuerpo y la VV. Primordios de testículos diagonalmente el






uno en relación al otro por los lados de la vesícula excretoria

Metorchis bills

Cuerpos de agua dulce de las regiones de Kaliningrad, Moscú, Ucrania, Siberia Occidental, Kazajistán, Norte de Cáucaso, la cuenca del río Volga

-"- Capa superior del tejido muscular (2 - 4 mm) y tejido subcutáneo de la espalda

0,12 - 0,16 x 0,19 - 0,22 ovalado. Envoltura fina de dos capas. Entre las envolturas del quiste se ven los espacios

Hasta 1/4 del volumen de la parte posterior del cuerpo. Negro, redondo.

Movimientos lentos

0,27 - 0,33 x 0,05 - 0,1. VB = VV - 0,05, está situada algo atrás del medio del cuerpo. El cuerpo no está pigmentado. Cubierto de espinas triangulares forma hasta el extremo posterior de la VV. El esófago es muy corto






Pseudamphis- tomum truncatum

Los cuerpos de agua dulce de las regiones interiores de Rusia, Región del Volga, Kazajistán, Occidental de Siberia, las cuencas de los ríos afluentes del Mar Negro

Leuciscus idus, Rutilus rutilus, Blicca bjoerkna, Abramis brama, Tinca tinca, Scardinius erythrophthalmus, Rutilus caspicus, Ballerus sapa

-"- 0,39 - 0,45 x 0,40 - 0,54. Redondeado o ligeramente ovalada. Envoltura fina transparente de dos capas. Las capas uniformemente adheridas una a la otra

Grande, negro, redondeado o en forma de riñón, ocupa no más de 1/3 del cuerpo

La metacercaria Doblada en la parte mediana del cuerpo en posición ventral, se encuentra libremente en el quiste Movimientos raros

1,28 - 1,54 x 0,34 - 0,40. VV, normalmente, es más grande que la VB. El cuerpo cubierto de las espinas que prácticamente llegan al extremo posterior del cuerpo. Esófago corto, del mismo largo que la faringe. Bifurcación del intestino está mucho más alto que en O. felineus, más cerca de la VB. Primordios de testículos se encuentran casi en el mismo nivel






Clonorchis sinensis

Cuerpos de agua dulce de las regiones surorientales y centrales de los países Oriente Lejano (Japón, China, Corea, Vietnam). En Rusia: las cuencas de los ríos Amur y Ussuri

Cyprindae del Centro ictiológico de China (más de 70 especies); Coreobagrus,

Oryzias

latipes, Rhinogobius,

Tateurndina

ocellicauda, Tilapia,

Hypomesus

japonicus,

Ilisha elongate,

Channa argus

-"- 0,13 - 0,15 x 0,15 - 0,18 de forma esférica Envoltura de dos capas, la interior uniformemente se adhiere a la exterior

Negro piriforme, hasta 1/4 de la longitud del cuerpo. Lleno de gránulos (hasta 10 micrones)

Movimientos débiles

0,3 - 0,4 x 0,12 - 0,14. VB - 0,05, VV - 0,06. Cuerpo de pigmentación amarilla café. Espinas en todo el cuerpo, a excepción de la parte más posterior. Esófago largo, bifurcación a la mitad de la distancia entre faringe y parte anterior VV. Tiene 14 papilas sensoriales en los extremos del cuerpo, 12 alrededor VB, 9 alrededor VV

Apophallus muehlingi

Cuencas del Mar Báltico, Mar Negro y Mar Caspio, los ríos de los Cárpatos y Transcarpatia

Cyprindae, Percidae: Esox Lucius, Stizostedion lucioperca

Tejidos de las aletas y las branquias

0,20 - 0,29 x 0,14 - 0,20, De forma elipsoide o esférica Pigmentados en forma de puntos negros pequeños

en forma de Y, extremo posterior en forma de S

0,50 - 0,58 x 0,10 - 0,12. El esófago llega a la mitad de la longitud del cuerpo. Cutícula cubierta con pequeñas espinas- escamas. Зачатки de los testículos se encuentran el uno detrás del






otro, diagonalmente por los lados de la vesícula extractoria

Rossicotrema donicum

Ríos afluentes del Mar Negro, los esteros del Mar Azov, cuenca baja del río Volga, río Tisa

Percidae, Atherinidae, menos frecuentemente Cyprinidae

Tejidos de las aletas y cola, menos frecuentemente en el tejido subcutáneo y músculos

0,26 - 0,34 x 0,20 - 0,23, de forma elipsoide Envoltura de dos capas, rodeada de un anillo de pigmento negro

En forma de Y 0,49 - 0,53 x 0,13 - 0,15. VB - 0,035 - 0,045. VV es menor que la VB. El esófago 0,05 - 0,10 (no más de 1/4 longitud del cuerpo). Primordios de testículos redondeados, de 0,04 de diámetro, casi al mismo nivel, un poco diagonalmente por los lados de la vesícula excretoria






Metagonimus yokogawaiu M. katsuradai

Los cuerpos de agua dulce de los países del Oriente Lejano (Japón, China, Corea, Federación de Rusia); los ríos de los Cárpatos, Subcárpatos y afluentes del Mar Negro y Mar Caspio

Más de 60 especies de los peces de las 7 familias (Cyprindae, Siluridae, Percidae, Salmonidae, Coregonidae, Thymallidae, Esocidae)

En las escamas, menos frecuentemente en las aletas, las branquias, en el tejido subcutáneo conjuntivo, músculos

0,15 - 0,22 esférico u ovalado. Envoltura de dos capas

En forma de V o saco, negro, gránulos pardos oscuros, pequeños

Movimientos activos

0,32 - 0,40 x 0,09 - 0,1. VB - 0,05, VV - 0,04. Larva en forma de hojas o lengua. En la superficie de la parte anterior del cuerpo se ven claramente formaciones escamosas: espinas. Esófago es largo, 0,18 mm. Seno genital movido al lado de la línea mediana del cuerpo.

Cryptocotyle lingua

Mar Báltico y Mar de Barents Norte del Atlántico

Gadidae, Clupeidae, Pleuronectidae

Tejido subcutáneo Conjuntivo, músculos, córnea de los ojos

0,8 х 0,6, de forma ovalada. Envoltura de dos capas. Rodeada de un anillo de pigmento negro

En forma de V 0,45 - 0,48. VB - 0,03, 0,04, subterminal. VV poco definida, en el tercio posterior del cuerpo. Larva en forma de lengua. Cutícula cubierta con pequeñas espinas. Gonotilo es más grande que la VB y VV. detrás de la última en forma de 1 papila






Cryptocotyle sp.

Mares del Oriente Lejano del Océano Pacífico, isla Sajalín, lago Dolgoe

Salmonidae (Oncorhynchus gorbuscha,

Oncorhynchus

keta, Oncorhynchus

nerka,

Oncorhynchus kisutch,

Oncorhynchus

tschawytscha

Tejido subcutáneo conjuntivo

0,3 - 0,4, ovalado. Rodeado de anillo de pigmento negro

En forma de V

VV es un poco más grande que la VB, situada detrás de ella. Larva en forma de lengua.

Heterophyes heterophyes

Mares de Palestina, Egipto, Túnez, Israel, Japón, India; esteros de los ríos y cuerpos de agua dulce (incluidos los estanques) de estos países

Mugilidae, Carangidae, Cichlidae, Percichthyidae

Musculatura del cuerpo, corazón

0,13 - 0,26, de color blancuzco, redondos o ligeramente ovalados. Envoltura Exterior gruesa (0,004 - 0,012) Y una fina membrana interior

Cordiforme, ocupa 1/8 del largo del cuerpo

La metacercaria en el quiste enrollada de tal manera que su parte anterior solapa la parte posterior del lado ventral

0,21 х 0,40. VB - 0,03 - 0,05, VV - 0,03 - 0,04. 3/4 del cuerpo cubierto tupidamente con las espinas escamosas. El extremo anterior aplastado de forma dorsoventral, el posterior es redondeado. Las ramas del intestino llegan al extremo posterior del cuerpo inmediatamente después de la bifurcación son más anchas que en la parte posterior






Nanophyetus salmincola

Ríos afluentes del Norte del Océano Pacífico (EE.UU., Canadá, en la Federación de Rusia las cuencas bajas y medias del río Amur, costa del estrecho Tatarski, los cuerpos de aguas del Norte de Sajalín y de las Islas del Comandante)

Salmonidae (Hucho

taimen,

Brachymystax

lenok, Oncorhynchus

gorbuscha,

Oncorhynchus

keta,

Oncorhynchus

kisutch,

Oncorhynchus

tschawytscha, Salmo trutta,

Salvelinus

fontinalis,

Oncorhynchus

mykiss, Salmo

salar);

Thymallus,

Cottus gobio, Phoxinus

phoxinus,

Leuciscus

waleckii,

Esox

reicherti

Riñones, músculos de las aletas y del cuerpo, branquias, hígado, paredes del intestino

0,21 - 0,35, redondeados. (en forma de puntos blancos, visibles a simple vista). Envoltura transparente y la cápsula de tejido conjuntivo gruesa fibrosa

Grande 0,07 - 0,10 x 0,23 - 0,24, oscuro, lleno de gránulos opacos

0,35 - 0,65 x 0,18 - 0,34. VB - 0,07, 0,12, VV - 0,07 - 0,11, situada a la mitad del largo de la metacercaria. Toda la cutícula cubierta con las espinas dobladas hacia atrás. Primordios de los 2 testículos en la parte posterior del cuerpo. Las ramas del intestino llegan a los primordios de testículos






Echinochasmus perfoliatus

Cuerpos de agua dulce de la región baja del Volga, Kazajistán Occidental (Región de Aktubinsk); cuencas de los ríos Daugava, Dnieper, Berezina, Sozha, Pripyat

Esox lucius, Cyprinidae (Abramis

sapa, Rutilus

heckelii,

Tinca tinca,

Cyprinus

carpio,

Leuciscus

idus, Ballerus

sapa, Rutilus

rutilus,

Rutilus

caspicus,

Carassius,

Abramis brama,

Alburnus

alburnus,

Aspius aspius

y otros),

Gymnocephalus

cernuus,

Stizostedion lucioperca,

Perca

fluviatilis,

Misgurnus,

Silurus

glanis

Branquias (en el pie de los filamentos branquiales)

0,05 - 0,11 x 0,04 - 0,098, de forma redonda. Envoltura transparente elástica 0,002 - 0,003

Estrecho Sinuoso, de dos cavidades excretoris

Movimientos débiles

0,0116 - 0,043. VB = VV = 0,0258 - 0,03. Cuerpo de larva ancho redondeado. VB rodeada con el disco adoral, su ancho es menor al ancho del cuerpo. Espinas refractarias situadas dorsalmente, interrumpidas por una fila de 24 espinas






-------------------------------- *> VB - ventosa bucal. **> VV- ventosa ventral. Para determinar la presencia de las metacercarias de Opisthorchis felineus y plerocercoides de D. latum

conviene seleccionar los peces de mayor edad, ya que las larvas de los parásitos viven varios años y su cantidad aumenta con la edad del pez. Las metacercarias de Metorchis bilis (albidus) se encuentran más frecuentemente en los alevines o en los peces de menor edad, y el Echinochasmus perfoliatus mayormente en los alevinos.

2.1.2. Previo a la examinación de los peces, moluscos, crustáceos, anfibios y reptiles se debe definir con exactitud la especie del ejemplar a analizar y guiándose por la tabla 1 - 4 y п. 4.4 del presente documento y la tabla 9 de las Normas y Reglas Sanitarias 3.2.569-96 (anexo 3), determinar de qué especie de helmintos peligrosos para la salud humana éste es el portador potencial.

Hay que recordar que una misma especie de un vertebrado o invertebrado puede servir de hospedero adicional o reservorio (facultativo) para varias especies de helmintos.

2.1.3. El pescado fresco y otros productos de pesca se deben almacenar hasta el análisis en estado refrigerado (en el refrigerador), sin que lleguen a cristalizarse, o en forma ligeramente curada al aire por no más de 3-5 días.

2.1.4. Previo al examen, los peces (u otro producto de pesca) se lava de la mucosidad, se seca, se pesa, se mide y se hace una inscripción en el libro de los análisis (Capítulo 7).

2.1.5. Para determinar la edad de los peces con las escamas cicloides, éstas se toman de la superficie anterior lateral por encima de la línea lateral, en cantidad de 15-20 escamas grandes. De los peces con las escamas ctenoides y de piel lisa se toman los otolitos o una espina punzante de la aleta pectoral.

2.1.6. Para detectar las metacercarias de Metagonimus yokogawai y Metagonimus katsuradai se toman 20 escamas de diferentes partes del cuerpo de pez en la parte dorsal, y en los carpines a lo largo de la línea lateral. Las escamas grandes (de los carpines, carpas) previo al análisis se aclaran por 15 a 20 minutos en la solución al 50% de glicerina.

2.1.7. Previo al análisis se recomienda poner las langostas y cangrejos al agua hirviendo por 0,5 a 1,5 minutos (dependiendo del tamaño de los crustáceos) hasta que dejen de moverse o insensibilizarlos con el éter (o cloroformo).

2.2. Almacenamiento y preparación para el análisis de los productos de pescado

durante el análisis de laboratorio en la planta, en la certificación o control de inspección

2.2.1. Los hidrobiontes frescos y productos de su procesamiento antes del examen se deben almacenar en

el refrigerador con la temperatura de 2 a 4°C. Los productos de pescado congelados (materias primas, productos prefabricados y terminados) antes de ser analizados se almacenan con la temperatura y en condiciones indicadas en la documentación técnica y normativa.

2.2.2. Inmediatamente antes del análisis, los productos de pescado congelados se descongelan hasta la temperatura superior a 0°C en la porción más gruesa del cuerpo del pez, moluscos, crustáceos, anfibios, reptiles y productos elaborados a partir de ellos. Los crustáceos vivos se insensibilizan (véase p. 2.1.7).

2.2.3. En el análisis del pescado curado, salado y ahumado, éste previamente se remoja por un día, cambiando el agua cada 4-6 horas, hasta ablandar los músculos.

2.2.4. El caviar salado (granulado, prensado y en saco) se remoja en agua por 2-3 horas. Los otros tipos de productos de pescado (preservas, pescado frito, carne de pescado molida, etc.) no requieren de una preparación específica y se almacenan en el refrigerador hasta el inicio del análisis.

2.2.5. La especie del ejemplar a analizar se conoce por los documentos que acompañan la muestra. Si el estado del hidrobionte que entra permite determinar la especie, ésta se debe reconfirmar.

3. Métodos de análisis parasitológico de los hidrobiontes

y productos elaborados a partir de ellos Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico. 2. Portaobjetos.






3. Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 3-5 mm de grosor) o placas de compresión 4. Cubetas esmaltadas. 5. Tabla de madera. 6. Placas de Petri. 7. Cristales de reloj. 8. Pinzas de diferentes tamaños (quirúrgicas, anatómicas, oculares). 9. Tijeras. 10. Bisturí. 11. Agujas de disección de diferente grosor. 12. Pipetas de vidrio (Pasteur). 13. Peras de goma. 14. Papel filtro. 15. Gasa, algodón. 16. Lupa. 17. Microscopio binocular del tipo biológico. 18. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 19. Microscopio óptico del tipo Biolam o Bimam. 20. Iluminador para el microscopio de cualquier marca. 21. Martillo de madera.

3.1. Enfoques principales y selección del método de análisis de los hidrobiontes y productos elaborados a partir de ellos

3.1.1. En el análisis de productos de pescado se utilizan dos principales enfoques: 1) detección de las larvas de helmintos visibles a simple vista (plerocercoides, acantelas, larvas de

nemátodos con un tamaño > 2 mm), mediante un examen riguroso de todos los órganos, cavidades y tejidos de los hospederos intermediarios (o reservorios);

2) detección de las larvas de helmintos que se ven mal o no se ven a simple vista (principalmente, las metacercarias de los tremátodos y nemátodos menores), mediante el análisis de los órganos y tejidos, o sea, lugares de su localización más probable, con la ayuda de los dispositivos ópticos. La confirmación de la especie de las larvas de los helmintos en ambos casos se realiza utilizando los microscopios ópticos del tipo biológico, Biolam u otro.

3.1.2. El procedimiento del análisis y la necesidad de realización de todas o sólo algunas de sus etapas depende de la especie (especies) de los helmintos, que se encuentra en el hidrobionte analizado, la localización típica en él de las larvas (tabla 1 - 4, p. 4.4.1, 4.4.2) y tipo de producto.

3.1.2.1. En el caso del análisis parasitológico del pescado fresco y refrigerado para detectar los céstodos, nemátodos y acantocéfalos es necesario realizar el análisis prácticamente completo, el que se propone más adelante (p. п. 3.2.1 - 3.2.7, 3.2.11). Para detectar las plerocercoides de Diphyllobothrium dendriticum y Acantelas de la especie Bolbosoma se presta la principal atención a las recomendaciones del párrafo 3.2.4, Diphyllobothrium luxi (D. klebanovskii): párrafo 3.2.11.1, Gnathostoma hispidum y Gnathostoma spinigerum: párrafos 3.2.11.3 - 3.2.11.4.

Para detectar las metacercarias de la mayoría de las especies de los tremátodos se analiza sólo la parte superior del tejido muscular y el tejido subcutáneo en la zona de los músculos dorsales (p. 3.2.11.3). Para detectar las metacercarias Metagonimus yokogawai y Metagonimus katsuradai, en primer lugar se analizan las escamas (p. 3.2.12), Echinochasmus perfoliatus: las branquias(p. 3.2.9), Apophallus muhlingi y Rossicotrema donicum: los tejidos de las aletas (p. 3.2.8), Nanophyetus salmincola: los riñones (p. 3.2.7).

3.1.2.2. Los productos de pescado congelados, salados, especiados, encurtidos, curados, deshidratados y ahumados después de una preparación preliminar (p. 2.2.2, 2.2.3) se analizan según la metodología de autopsia helmintológica parcial, citada más adelante (p . 3.2 - 3.4). Al detectar las larvas de los helmintos se debe determinar su viabilidad (Capítulo 5).

3.1.2.3. Tales productos de pescado como preservas, carne molida, pescado frito o en gelatina se examinan previamente y luego se analizan por el método de compresión (p. 3.2.11.3) o de digestión en el jugo gástrico artificial (p. 3.2.11.4).

3.1.2.4. El pescado eviscerado, decapitado, troceado, fileteado, patitas de anfibios, tejidos musculares y los mantos de los moluscos bivalvos, como también los mantos de los cefalópodos, dependiendo de los fines de la inspección parasitológica (de la especie del helminto) se analiza según una de las metodologías del análisis de la






musculatura propuestas (п. 3.2.11). 3.1.2.5. Las huevas (las gónadas), tanto frescas como los productos elaborados a partir de ella, se

examinan de acuerdo con el párrafo 3.2.6. 3.1.2.6. La lecha (testículos) se examinan rigurosamente por fuera para detectar los parásitos cavitarios.

Dentro de la lecha no hay parásitos peligrosos para la salud humana.

3.2. Metodología de análisis helmintológico parcial de peces

3.2.1. El pez se abre en una cubeta esmaltada grande o en una tabla ancha y lisa. Ante todo, se realiza un

examen exterior del pez para detectar las larvas que se ven a través de la piel, y sacarlas con una aguja de disección.

3.2.2. Luego se abre la pared izquierda de la cavidad del cuerpo y se abre el acceso a la pared posterior. Para ello, moviendo la superficie ventral del pez hacia arriba, hacen una pequeña incisión desde el orificio anal hacia adelante, donde luego introducen la punta roma de la tijera y cortan el pez a lo largo de la línea media del abdomen hasta la mandíbula inferior. Se hace una incisión en forma de arco, se corta y se separa la pared abdominal izquierda. El pez se coloca sobre su lado derecho. Al examinar detenidamente las cavidades del cuerpo y los órganos internos pueden detectarse las larvas de los céstodos, nemátodos, acantocéfalos, hospedados libremente, bajo la serosa, o en cápsulas, visibles a simple vista.

3.2.3. Sobre el intestino cerca de la abertura anal y sobre la parte anterior del esófago se colocan los ligamentos para que el contenido del tracto digestivo no salga afuera. Luego se extraen los órganos internos. Se separan los ovarios (ovas) o testículos (lecha) colocándolos en las placas de Petri separadas y se examinan. Se examina la vejiga natatoria por dentro y por fuera. Se extrae y se examina el corazón y la cavidad cardíaca. Mediante el método de compresión examinan el contenido restante en la cavidad del cuerpo. La última se limpia con un paño de gasa y se raspa la cavidad abdominal.

3.2.4. Luego se diseca el grupo de los órganos del sistema digestivo. En primer lugar se extrae la vesícula biliar que se encuentra en la superficie del hígado, de tal manera que su contenido (incluidos los parásitos) no se derrame sobre los demás órganos internos. Luego se extrae el tracto digestivo, el hígado, el bazo y el páncreas. Estos órganos se separan el uno del otro y del tejido graso que los rodea y se examinan. El tejido graso se corta en láminas finas de 3 mm de grosor y se examina por compresión entre los cristales sobre un fondo oscuro con la luz semiincidente.

Se examina el tracto digestivo separado del tejido graso detectando las larvas en cápsulas sobre su superficie o las que se ven a través de la capa serosa (Diphyllobothrium dendriticum, Diphyllobothrium latum, Dioctophyme renale, Eustrongylides exicisus, Corynosoma strumosum, Corynosoma semerse, Bolbosoma caenoforme, las larvas de la familia. Anisakidae). Se estiran y se examinan por fuera los ciegos pilóricos (desarrollados en las lotas, Coregonidae, Salmonidae)(Pyramicocephalus phocarum). Las paredes del estómago y del esófago después del examen externo se analizan bajo la lupa binocular, ajustando el grado de aumento dependiendo del objeto.

3.2.5. En el análisis externo del hígado a simple vista se puede detectar las plerocercoides de los céstodos (Diphyllobothrium latum, Pyramicocephalus phocarum, Eustrongylides exicisus) o las larvas Anisakis. Se examinan el páncreas, bazo e hígado y también se cortan en láminas de 3 mm de grosor.

3.2.6. Se hace la incisión en la capa del ovario, el contenido de raspa y se coloca en las placas compresoras. Aquí frecuentemente se encuentran las plerocercoides de Diphyllobothrium latum. Por el método de compresión sólo es cómodo examinar las ovas de tamaño pequeño. Al examinar las ovas de tamaño grande éstas se deben separar con las agujas de disección en las placas de Petri con una pequeña cantidad de agua.

El caviar salado (granulado, prensado o en bolsa) después de una preparación preliminar (p. 2.2.4) se examina de la misma manera. En el análisis de los testículos (lechas) se examina rigurosamente su superficie.

3.2.7. Los riñones, que se extienden a lo largo de la columna vertebral, son los últimos entre los órganos internos a analizar. Ya que el tejido de los riñones es muy poroso, usualmente no se logra extraerlos completamente. Éstos se raspan y en partes se analizan por el método de compresión, agregando unas cuantas gotas de agua. Los riñones son el órgano de la localización más probable de las metacercarias de Nanophyetus salmincola.

3.2.8. Se cortan las aletas y se examinan con la ayuda del microscopio del tipo biológico con el aumento de 16-48 (ocular 8x, 12x, objetivo 2x, 4x) en una pequeña cantidad de agua. Aquí pueden detectarse en forma de pequeños puntitos negros los quistes pigmentados de Apophallus muhlingi y Rossicotrema donicum, y las metacercarias de Metagonimus yokogawai y Metagonimus katsuradai. Los músculos de las aletas se examinan






por el método de compresión (3.2.11.3). 3.2.9. Se abren los opérculos y con la tijera se recortan todos los arcos branquiales. Éstos se examinan

individualmente en una placa de Petri bajo binocular, revisando los filamentos con las agujas de disección y procurando que éstos permanezcan cubiertos de agua. Luego los filamentos se cortan del arco en su base y se separan con las agujas de disección, detectando los parásitos que pasaron desapercibidos. En las branquias se puede detectar las metacercarias de Echinochasmus perfoliatus, Metagonimus yokogawai, Metagonimus katsuradai, Nanophyetus salmincola, Opisthorchis felineus.

3.2.10. Después de examinar los órganos internos, se saca la piel del pez en la dirección desde la cabeza a la cola, haciendo los cortes con la tijera y estirando con la pinza quirúrgica o con la mano. Se examina la parte exterior de la piel y una parte de los músculos que se separaron junto con la piel se lamina o se raspa y se pone en las placas compresoras

3.2.11. El método de análisis de la musculatura se escoge dependiendo de los objetivos del control parasitológico (especie del helminto).

3.2.11.1. Método de cortes paralelos. El método se utiliza para detectar en el tejido muscular del pez las larvas de helmintos visibles sin los dispositivos de aumento (céstodos, nemátodos y acantocéfalos).

El tejido muscular con un bisturí afilado se corta en láminas de 5 mm de grosor, las cuales luego se separan y se examinan en la luz incidente a simple vista. Los cortes pueden ser transversales o longitudinales en relación a la fibra. Haciendo los cortes de la musculatura y detectando en ella las larvas grandes o las cápsulas con larvas (de 1 cm y más), se deben extraer unos ejemplares enteros de los parásitos para determinar la especie.

Las larvas extraídas se colocan en una placa de Petri o en un cristal de reloj con el suero fisiológico. En el análisis del salmón del Pacífico, Salvelinus Leucomaenis y Paraucho Perryi para detectar las

plerocercoide de Diphyllobothrium latum (D. klebanovskii) los cortes se hacen transversalmente a la fibra muscular de toda la parte dorsal del cuerpo, la mayoría de las larvas se localizan entre las aletas adiposas y dorsales.

3.2.11.2. Método de análisis del tejido muscular a trasluz. Se utiliza también para detectar las larvas de los nemátodos, céstodos y acantocéfalos. Para utilizar este método es necesario preparar un dispositivo especial: una mesita con cubierta transparente (con dimensiones superiores a 40 x 40 cm, preferiblemente de vidrio opaco o lechoso) iluminada desde abajo. Se puede utilizar la mesita del microscopio del tipo biológico con la iluminación inferior.

El tejido muscular del pez (o filete) con un bisturí o cuchillo afilados se cortan en láminas de 2-3 cm de grosor.

Los trozos de músculos se colocan en la cubierta superior de la mesita y se examinan. La intensidad de la iluminación y el grosor de las láminas se definen experimentalmente dependiendo del grado de la translucidez de la carne del pez de la especie en cuestión.

Las larvas detectadas de los helmintos se separan de los tejidos musculares del pez con la ayuda de las aguja de disección.

Las larvas separadas se colocan en una placa de Petri o en un cristal de reloj con el suero fisiológico. 3.2.11.3. Método de compresión 3.2.11.3.1. El método se utiliza principalmente para detectar las metacercarias de los tremátodos. Éstos son

los objetos de tamaño muy pequeño, imperceptibles o poco visibles a simple vista por ello para su detección y diferenciación de su especie son necesarios estudios microscópicos especiales. El método se utiliza al examinar el tejido muscular y órganos internos de los peces, como también del tejido muscular de los crustáceos. Puede ser utilizado en el análisis de los órganos internos de los peces para detectar las larvas de los nemátodos y céstodos.

3.2.11.3.2. Conviene aplicar el método de compresión a los órganos y zonas del tejido muscular con la localización más probables de las metacercarias (tabla 2).

3.2.11.3.3. De la parte del cuerpo con la localización más probable de las metacercarias se retiran las escamas y luego con un bisturí se corta la piel a lo largo de la línea media de la espalda y con dos incisiones desde la primera incisión hasta la línea literal se separa el segmento del tercio medio de la espalda. La piel del segmento separado se levanta con una pinza y con la ayuda del bisturí se separa de tal manera que el tejido subcutáneo quede en la superficie de los músculos. Con un bisturí afilado se raspan o se cortan las láminas finas de la capa superficial de los músculos, de 2-3 mm de grosor, se colocan en la placa inferior de las placas de compresión y se tapan con la otra placa, ejerciendo presión. Lo más cómodo es utilizar las placas de compresión recortadas del vidrio común que se ocupa en las ventanas, cuyas aristas estén limadas. Las dimensiones de las placas son 6-7 x 12-15 cm, la placa inferior es un poco más grande que la superior, el grosor es de 3-5 mm. Los cortes se examinan con la ayuda del microscopio del tipo biológico, con el aumento de 16-48 veces (ocular 8x, 12x, objetivo 2x, 4x). Para confirmar el diagnóstico los trocitos de los tejidos con las larvas se trasladan a los portaobjetos, se tapan con un cubreobjetos y se examinan con un aumento más grande (por ejemplo, el objetivo






8x, 10x, ocular 7x o 10x, cabezal binocular 1,5x) con la ayuda del microscopio del tipo Biolam, Bimam. Al detectar las larvas se puede limitarse al examen de los músculos de un lado del cuerpo. En la ausencia

de las larvas es necesario examinar el corte por el otro lado también. En el análisis de los alevines de los peces hasta 20-25 mm, éstos se someten a la compresión por entero. Los peces del año más grandes se cortan en dos y se examinan en las placas compresoras por el lado del corte, sin sacar la piel y las escamas.

Los cortes y el material de disección que se vuelven secos se humedecen con el agua o con el suero fisiológico mediante una pipeta.

3.2.11.4. Método de digestión en el jugo gástrico artificial Equipos y reactivos necesarios (adicionales): 1. Reactivos químicos: pepsina; HCl concentrado; NaCl; agua destilada. 2. Balanza con diferentes pesos o balanza digital. 3. Espátulas (paletas) de metal, vidrio y madera. 4. Embudos de vidrio de diferentes tamaños. 5. Cilindros graduados (0,5-0,25 l). 6. Frascos de vidrio con el tapón esmerilado para almacenar los reactivos (0,1, 0,25 y 0,5 l) 7. Frascos de vidrio (o matraces) para el agua destilada (1-2 l). 8. Juego de pipetas graduadas de vidrio (de 1 a 10 ml). 9. Vasos precipitados. 10. Cubreobjetos. 11. Coladores de malla 1x1mm 12. Termostato. 13. Refrigerador. 3.2.11.4.1. Con los fines especiales, de ser necesaria la extracción de las larvas de los tejidos de los

hidrobiontes (para diferenciar la especie, obtener material para un ensayo biológico de control, con la baja intensidad de la invasión o para su cálculo) se utiliza el método de digestión. Este también es más eficiente en el análisis de los productos elaborados a partir de los hidrobiontes (carne molida, preservas). Principalmente se utiliza para la extracción de las metacercarias de los tremátodos, menos frecuentemente de las larvas de los nemátodos.

3.2.11.4.2. El método se basa en que en un ambiente ácido las metacercarias se liberan de la cáscara externa y el tejido muscular que las rodea se digiere en el jugo gástrico artificial.

3.2.11.4.2. Preparación del jugo gástrico artificial. Por 1000 ml del agua destilada (se puede utilizar el agua de llave, hervida y enfriada a 37-38°C) se añaden 7 g de pepsina, 9,0 g de sal de mesa (NaCl) y 10 ml del ácido clorhídrico (HCl) concentrado.

3.2.11.4.4. Para la extracción de las metacercarias de los tremátodos se toma el tejido muscular subcutáneo (hasta 0,5 cm) y de las larvas pequeñas se toma todo el tejido muscular. Éste se separa de la piel, se pica con un cuchillo o en una procesadora de carne (en la extracción de las larvas del Nanophyetus se utilizan adicionalmente los riñones). Luego éste se cubre con el jugo gástrico artificial en proporción de 1:10 (1 parte de carne molida y 10 partes de jugo gástrico artificial). La muestra se coloca en el termostato por 3 horas a 36-37°C después de ello, su contenido se filtra en los cilindros de vidrio a través de un filtro metálico con malla de 1x1 mm o una capa de gasa. Dentro de 15-20 minutos la capa superior del jugo gástrico con el tejido muscular digerido se bota y el sedimento se traslada a una placa de Petri (o cristal de reloj profundo) y examinan con el microscopio. Para una mejor extracción de las larvas en una placa de Petri se vierte el suero fisiológico, se hacen unos movimientos circulares, a raíz de ello las metacercarias se concentran en el centro de la placa de Petri (cristal de reloj), y el exceso del suero fisiológico con los restos del tejido muscular se eliminan con una pipeta. Se repite el procedimiento hasta la eliminación total de los restos del tejido muscular sin digerir.

La eficiencia del método de digestión, en comparación con el método de compresión es 1,5 veces mayor. Las metacercarias de los tremátodos, extraídas de esta manera del pescado fresco, conservan su morfología y viabilidad en el suero fisiológico durante 10-24 horas a 20-25°C y 5-7 días a 1-4°C y pueden ser utilizados en un ensayo biológico.

3.2.12. Las escamas preparadas con anticipación (2.1.6) se analizan con el microscopio del tipo biológico (aumento 16 - 48 veces, ocular 8х, 12х, objetivo 2х, 4х) en poca cantidad de agua para detectar las metacercarias de Metagonimus yokogawai, Metagonimus katsuradai.

3.3. Metodología de análisis helmintológico parcial

de los anfibios y reptiles






3.3.1. El procedimiento y el orden del análisis de los anfibios y reptiles son similares a los de la inspección de los peces. Se examinan las cavidades del cuerpo, los órganos y tejidos, incluida la musculatura.

3.4. Metodología de análisis helmintológico parcial

de los invertebrados 3.4.1. Moluscos bivalvos. 3.4.1.1. Para abrir la concha, un cuchillo fino o bisturí se introduce entre las valvas y cortan el músculo

aductor. El líquido del manto, cortándolo en su parte anterior, se bota de la concha abierta. Entre una de las valvas y el pliegue del manto adyacente, se introduce el mango plano del bisturí. Moviéndolo por el borde de la valva, primero se separa el extremo del manto unido a la valva, luego los aductores anterior y posterior. En la siguiente etapa se separa el manto y los aductores de la otra valva, después de lo cual, la concha se separa fácilmente. Los ostiones y las ostras tienen un sólo aductor que se encuentra en el medio del cuerpo más cerca del extremo posterior.

3.4.1.2. El cuerpo del molusco extraído de la concha se coloca en una cubeta (o placa de Petri) con el agua. Se examina el manto y los órganos internos que se ven a través de la piel semitransparente en la parte dorsal del cuerpo: hígado que se encuentra inmediatamente detrás del aductor anterior o en la parte dorsal sobre el aductor (en los ostiones y ostras), el pericardio y los riñones lindantes con el aductor posterior. Las larvas de los nemátodos detectadas se extraen con la aguja de disección.

3.4.1.3. Los pliegues de manto se cortan y se examinan a a trasluz (p. 3.2.11.2) o con compresión (p. 3.2.11.3). Luego se cortan y se examinan las branquias.

3.4.1.4. Se disecan las gónadas que se encuentran en la parte dorsal del pie. Éstas son divididas y constan de varios lóbulos que rodean el anillo intestinal. Las gónadas se analizan por el método de compresión. Aquí las más probable es la detección de las larvas de Echinocephalus sinensis y Sulcascaris sulcata. Luego se extrae el sistema digestivo y se analiza de la misma manera.

3.4.1.5. Los aductores y el pie se examinan de la misma manera como la musculatura de los peces (p. 3.2.11). El aductor de los ostiones es el lugar de la localización más probable de Sulcascaris sulcata.

3.4.1.6. Las larvas detectadas se colocan en una placa de Petri o cristal de reloj con el suero fisiológico para la futura determinación de la especie del parásito.

3.4.2. Moluscos cefalópodos. El manto de los calamares y jibias se corta en el lado ventral. El corte se hacer con las tijeras o con el bisturí a lo largo de la línea media, partiendo desde el extremo del manto hasta la base de la aleta. Se procura no dañar la bolsa de la tinta. En los pulpos, además, cortan el tabique longitudinal musculoso abriéndose el acceso a la cavidad del manto. Las paredes del manto se apartan y se examina el interior. Sucesivamente se separan las branquias, gónadas y el sistema digestivo. Los órganos internos se examinan por compresión. Especial atención se presta a las gónadas donde es posible detectar las larvas de los nemátodos de la especie Anisakis. El manto, limpio de los órganos internos, se analiza similar al tejido muscular de los peces: a trasluz (p. 3.2.11.2) o por el método de cortes paralelos (p. 3.2.11.1). En la parte interior del manto, en las películas, se encuentran las larvas de los nemátodos Anisakis y Contracaecum.

3.4.3. Crustáceos 3.4.3.1. En la inspección de los cangrejos y langostas de agua dulces para detectar las metacercarias de los

paragónimos, en primer lugar examinan los músculos de la región torácica y del corazón donde la localización de las larvas es la más probable (hasta 90% de los casos). Para ellos en los crustáceos con una tijera se corta el caparazón, luego con la ayuda de bisturí, se cortan los músculos de la región torácica. Utilizando el método de compresión (p. 3.2.11.3), se observa en el microscopio con el aumento de 16 - 48 veces (ocular 8х, 12х, objetivo 2х, 4х). Desde la parte posterior de la región torácica se extrae el corazón y se examina de la misma manera.

3.4.3.2. Por las partes laterales del cefalotórax recortan las branquias y analizan por compresión con poca agua.

3.4.3.3. Para separar la carne del abdomen, este último se separa del pecho y con una tijera se abre el caparazón desde el extremo superior del cuello hasta el telson (abanico caudal). Las extremidades (de los cangrejos y langostas) se separan en partes (transversalmente) cerca de las articulaciones coriáceas, a la vez cortando la lámina de quitina fijada en la articulación. Los tubos de caparazón se cortan longitudinalmente y se extrae la carne. Con un fuerte e intenso golpe de martillo de madera se rompe la pinza. Todo el tejido muscular se examina en las placas compresoras.

3.4.3.4. Todo el tejido muscular puede ser analizado por el método de digestión en el jugo gástrico artificial (p. 3.2.11.4).






4. Métodos del diagnóstico diferencial de las larvas de los helmintos Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico; líquido para aclarar los nemátodos (1 parte de agua destilada + 1

parte del ácido láctico concentrado + 1 parte de la glicerina). 2. Portaobjetos. 3. Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 2-4 mm de grosor). 4. Cubreobjetos. 5. Placas de Petri. 6. Cristales de reloj. 7. Pinzas de diferentes tamaños (quirúrgicas, anatómicas, oculares). 8. Agujas de disección de diferente grosor. 9. Pipetas de vidrio (Pasteur). 10. Peras de goma. 11. Microscopio binocular del tipo biológico. 12. Lupa. 13. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 14. Microscopio óptico del tipo Biolam o Bimam. 15. Iluminador para el microscopio de cualquier marca. 16. Micrómetro ocular para el microscopio óptico. 17. Micrómetro ocular para el microscopio binocular. 18. Micrómetro objetivo. Para determinar la especie de las larvas de los helmintos es necesario utilizar los dispositivos ópticos. Los plerocercoides, las larvas de los nemátodos, acantocéfalos, extraídos de los peces, moluscos,

crustáceos, anfibios y reptiles, las metacercarias separadas de los tejidos o incrustaciones que pueden ser confundidas con los parásitos (incluyendo los enquistados o encapsulados) se colocan en un portaobjetos con una gota de agua o suero fisiológico, se tapan con el cubreobjetos y se examinan primero con el aumento menor (de 56-150 veces, ocular 7x, 10x, objetivo 8x, 10x, cabezal binocular 1,5x) y luego con el aumento más grande (de 140-600 veces, ocular 7x, 10x, objetivo 20x, 40x, cabezal binocular 1,5x).

El diagnóstico diferencial de los nemátodos exige de un remojo preliminar de las larvas en el líquido aclarador. Las larvas grandes, con una cutícula gruesa, se aclaran por dos a tres días (las larvas de la familia Anisakidae), las larvas pequeñas con la cutícula fina se aclaran por lo menos por 3 a 5 horas.

Para realizar las mediciones necesarias de las larvas, sus partes separadas u órganos, se debe utilizar un micrómetro ocular (ocular, con una placa transparente, instalada en su plano focal, con una regla de 1 cm de largo, con el valor de la división de 0,1 mm). El valor de la división de la escala al utilizar diferentes objetivos varía y se calcula con la ayuda del micrómetro objetivo, que tiene forma de escala graduada con el valor de la división de 0,01mm. Si (m) de las divisiones de la imagen del micrómetro objetivo por tamaño corresponde a (n) divisiones de la escala ocular, el valor exacto del aumento del objetivo (b) será igual a b=10 n/m. Al medir los objetos se observa, dentro de cuántas divisiones de la escala ocular se encuentra la imagen del elemento a medir y su tamaño (a) se calcula según la fórmula: a = 0,1 n/m.

En el caso si el analista no puede determinar la especie de las larvas de los helmintos, los parásitos se colocan en un fijador (véase Capítulo 6) y se envían para consultas a los laboratorios (centros) de investigación básicos (que son principales en los sistemas de certificación o de la RSCL<*>) acreditados según el procedimiento establecido o a los institutos de investigación científica del área.

-------------------------------- <*> RSCL: red de supervisión y control de laboratorio.

4.1. Diagnóstico diferencial de las larvas de céstodos 4.1.1. La infección del hombre se produce por ingestión de los productos de pescado sin desinfección por

los céstodos de la familia Diphyllobothriidae. En los peces de aguas dulces, diádromos y de mar, como también en los anfibios y reptiles los gusanos

anchos de los peces parasitan en la etapa de larvas, plerocercoides que tienen forma de un gusano blando no dividido (los pliegues en el cuerpo pueden crear el aspecto de una falsa segmentación), ligeramente comprimido en la dirección dorsoventral, de color blanco lechoso o color crema. El extremo de la cabeza (escólex) no tiene ganchos ni otras formaciones similares, pero tiene dos ventosas en forma de ranura (botrios), que son sus órganos






de fijación. La longitud del cuerpo de la larva varía entre 1 y 2 mm hasta 10 o más centímetros. Es necesario determinar la presencia en la larva del escólex con los botrios, ya que pueden confundirse con el plerocercoide sus fragmentos o los fragmentos de otros céstodos.

En los plerocercoides vivos, recién extraídos del pescado fresco, el escólex está metido (invaginado) para adentro o parcialmente metido pero al colocarlos en el agua tibia, el escólex se estira, contrayéndose y relajándose. En el escólex estirado se hacen visibles los botrios.

4.1.2. Formas maduras de helmintos p. Diphyllobothrium se hospedan el intestino de los mamíferos marinos y terrestres y aves piscívoras. En el hombre pueden parasitar Diphyllobothrium latum, Diphyllobothrium dendriticum y Diphyllobothrium luxi (D. klebanovskii). Diphyllobothrium ditremum - parásito de las aves piscívoras - también puede parasitar en el hombre, pero no llega a la etapa adulta y no producen huevos y su valor médico no es importante. Se han visto casos de presencia en el hombre de los gusanos anchos de los peces del género Dyplogonoporus (D. fukuokaensis registrado en Japón), la infección por los cuales se produce por los peces de mar y diádromos no desinfectados. Los plerocercoides del género Dyplogonoporus son similares morfologicamente con los del género Diphyllobothrium.

Los casos de esparganosis en el hombre provocada por Spirometra erinaceieuropaei, se encuentran esporádicamente en Rusia y en los países del Sudeste Asiático, menos frecuentemente en otros continentes (en Australia y América más difundidas otras especies de Spirometra). Los plerocercoides (esparganos) del género Spirometra en el hombre no se desarrollan hasta la etapa adulta. Sus hospederos definitivos son los carnívoros domésticos y silvestres (de la familia Cánidos y Felinos).

4.1.3. En la determinación de la especie de plerocercoides se utilizan los atributos morfológicos, el carácter de la localización de las larvas (cápsulas con las larvas), composición de los hospederos adicionales, distribución geográfica (véase tabla 1, Figuras 1 - 5: de aquí en adelante no se mencionan las figuras).

Además, en el análisis del pescado fresco y refrigerado tiene significado tal característica como el plazo de sobrevivencia de las larvas en el agua dulce. Así, los plerocercoides desarrollados Diphyllobothrium latum y Diphyllobothrium luxi (D. klebanovskii) sobreviven en el agua cerca de 24 horas y más, Diphyllobothrium dendriticum - hasta 2,5 horas (pequeños no más de 1 hora), y Diphyllobothrium ditremum (según la localización de las larvas incapsuladas similar a Diphyllobothrium dendriticum): no más de 10 min.

Los esparganos Spirometra erinacei-europaei con el tegumento intacto sobreviven en el agua de la llave no más de 24 horas, en el suero fisiológico hasta 8 - 13 días.

4.2. Diagnóstico diferencial de las metacercarias de tremátodos

4.2.1. Los tremátodos son los parásitos más difundidos en los peces de mar y de aguas dulces. La mayoría

de ellos no presentan peligro para la salud humana. Las metacercarias de los tremátodos que son agentes causales de las enfermedades del hombre pertenecen a 5 familias: Opisthorchidae, Heterophyidae, Nanophyetidae, Echinostomatidae y Paragonimidae.

En la determinación de la familia y especie de los tremátodos, en primer lugar, se guían por el tamaño y la forma del quiste, carácter de su envoltura; posición de la larva en el quiste (movilidad <*>) y su morfología, incluyendo el tamaño, color y forma de la vesícula excretora; círculo de los hospederos adicionales y la localización en el cuerpo del pez o crustáceos (véase Tabla. 2, 3). Todas las metacercarias que presentan peligro para la salud humana y se encuentran en los peces, son encerradas en los quistes. El tamaño de los quistes no supera 1 mm. Por ello las metacercarias más grandes o libres, no enquistadas, detectadas en los peces, no requieren de un estudio posterior.

-------------------------------- <*> En aquellos casos cuando para la metacercarias es propia la movilidad dentro del quiste, ésta puede ser

observada no solamente en los peces recién faenados, sino durante algunos días posteriores. La movilidad puede ser recuperada y después del congelamiento de los productos de pescado por un tiempo insuficiente para la muerte de la larva y con la subida de la temperatura a 37°C.

Tabla 3

ATRIBUTOS DIFERENCIALES DE LAS METACERCARIAS DE LOS TREMÁTODOS

DE LA FAMILIA PARAGONIMIDAE, PELIGROSOS PARA LA SALUD HUMANA








Especie de los crustáceos de agua dulce segundos

hospederos adicionales

Dimensiones y forma del

quiste (mm)

Morfología y dimensiones de la larva liberada del

quiste (en mm)

1 2 3 4 5

Paragonimus westermani westermani

India, Sri Lanka, Tailandia, Malaysia, Indonesia, RPC, Japón, Rusia (Regiones del Sur y del Centro del Khabarovskiy Krai, Primorie del Sur)

Cangrejos p. Parathelphysa, Candidopotamon, Potamon, etc., langostas p. Cambaroides

0,259 - 0,300 Esférico Envoltura de tres capas

0,8 - 1,1 х 0,27 - 0,38. VB - 0,065 - 0,08 х 0,09 - 0,1. VV - 0,115 - 0,14 х 0,0117 - 0,147. situada preecuatorialmente. La superficie del cuerpo cubierta tupidamente con las espinas. Los conductos del intestino tienen tres codos y se extiende hacia el extremo del cuerpo

P. w. ichunensis

RPC, Rusia (Regiones del Sur y del Centro del Khabarovskiy Krai, Primorie del Sur)

Langostas Cambaroides schrencki, С. dauricus

0,259 - 0,347 Esférico Envoltura de tres capas

0,4 - 0,86 х 0,22 - 0,15. VB - 0,08 - 0,09. estilete - hasta 0,017, VB - 0,10 - 0,11. La metacercaria exquistada es muy movediza. Toda la superficie está cubierta tupidamente con las espinas singulares

P. w. fuipinus Filipinas Cangrejos Sundathelphysa picta, S. philippina

0,295 х 0,278, Envoltura de dos capas

0,432 - 0,624 х 0,192 - 0,269. VB - 0,074 х 0,079, estilete 0,012 - 0,019; VV - 0,079 - 0,096 х 0,084 - 0,101;

P. heterotremus Tailandia, RPC, Laos,

Cangrejos p. Potamin, Potamon

0,274 - 0,319 х 0,217 - 0,251, Envoltura de tres capas<*>

0,34 х 0,08, VB - 0,04 - 0,07, estilete en forma de daga, VV - 0,05 - 0,08 х 0,06. Las ramas del intestino se ensanchan hacia atrás formando 2-3 codos






P. kellicotti Северная América

Langostas p. Cambaroides, Orconectes

0,381 - 0,457 х 0,381 - 0,447, Envoltura de dos capas gruesa, 0,056 - 0,067

0,524 - 0,866 х 0,209 - 0,295. VB - 0,06 - 0,08, estilete 0,09 - 0,022, VV - 0,067 - 0,111, Las ramas del intestino estrechas en la bifurcación, se ensanchan hacia atrás

P. pulmonalis Japón, Taiwán, RPC, Corea, posiblemente Rusia (Primorie del Sur)

Cangrejos Eriocher japonicus, langostas Cambaroides similis

0,389 - 0,450 esférico, Envoltura de tres capas

VB es más grande que la VV. Cuerpo cubierto con escasas espinas. Conductos del intestino poco retorcidos

P. skrjabini RPC Cangrejos Potamon denticulatus, P. yaanensis

0,427 - 0,436 Esférico Envoltura de tres capas 0,010 - 0,014

0,453 - 1,138 х 0,188 - 0,533. Conductos del intestino retorcidos

P. mexicanus Perú, Panamá, Costa Rica, Guatemala, Ecuador, Honduras, El Salvador, México

Cangrejos p. Potamo- carcinis, Psendothelphysa, Ptychophalivs

No se enquista

-

P. uterobilate- ralis

Camerún, Liberia, Nigeria, Guinea, Gabón

Cangrejos p. Liberonautes, Sudanonautes

Envoltura de una capa

-

-------------------------------- <*> La capa superior es fina (0,004 mm), que refracta la luz fuertemente, la capa media tiene los

ensanchamientos característicos en los polos opuestos. Las metacercarias de la familia Paragonimidae pueden encontrarse tanto en los quistes como en forma libre. La determinación de la especie de los tremátodos por la estructura del quiste es posible sólo si el analista es

suficientemente experimentado. En caso contrario para confirmar la especie de los tremátodos conviene sacar la metacercarias del quiste.

El quiste separado rigurosamente de los tejidos que lo rodean, se coloca en el portaobjetos en una gota de agua o suero fisiológico. Se rompe su cáscara con las agujas finas (preferiblemente con los alfileres entomológicos N 00) o apretando suavemente el cubreobjetos. Si la larva no sale sola del quiste, entonces hay que sacarla con la ayuda del agua con la pipeta. Se puede estimular la salida de las metacercarias de los quistes con la acción del contenido del duodeno del hombre o animales o de la tripsina (véase p. 5.3.1).

Por la morfología de las larvas extraídas de los quistes se puede dar cuenta sobre la morfología de los tremátodos adultos. La abertura bucal de las metacercarias de los tremátodos de todas las 5 familias se encuentra en el extremo anterior y está rodeada con la ventosa bucal. El extremo anterior del cuerpo no tiene ninguna protuberancia o ventosas laterales. La ventosa ventral es más o menos pronunciada. No hay órgano de Brandes detrás de la ventosa ventral. El intestino tiene bifurcaciones. Los ramos del intestino no presentan las ramificaciones.

La futura determinación de las metacercarias que poseen las características mencionadas, se realiza de la






siguiente manera: 1(2) Las metacercarias se localizan en diferentes tejidos de los crustáceos ...................................... familia Paragonimidae (p. 4.2.6). 2(1) Las metacercarias se localizan en diferentes tejidos de los peces. 3(4) El extremo anterior del cuerpo dotado de espinas .............................. ...................................... familia Paragonimidae (p. 4.2.5). 4(3) El extremo anterior del cuerpo no está dotado de espinas. 5(8) Las ramas del intestino son largas, hasta el extremo del cuerpo. 6(7) Las ramas del intestino son rectas. No hay espinas alrededor de la abertura bucal. La ventosa ventral, normalmente es más grande que la bucal. No hay prefaringe. Vesícula excretora es grande, oscura...................................... ...................................... familia Opisthorchidae (p. 4.2.2). 7(6) Los extremos de las ramas del intestino más o menos se encogen hacia adentro, hacia la línea media del cuerpo. Existe prefaringe................................ ...................................... familia Heterophyidae (p. 4.2.3). 8(5) Las ramas del intestino son coras, no pasan el extremo posterior de los testículos.................familia Nanophyetidae (p. 4.2.4). 4.2.2. A la familia Opisthorchidae pertenecen los tremátodos con el cuerpo alargado, aplastado y siempre más angosto adelante. Las ventosas relativamente poco desarrolladas y están cerca. Las ramas del intestino son largas, el esófago es de diferentes largos. En el estado adulto los parásitos de los conductos biliares del hígado, vesícula biliar y páncreas de los mamíferos, aves y reptiles. 1(2) Quiste con la envoltura gruesa, esférica........................... ...................................... Metorchis xanthosomus (Figura. 8) <*>. ---------------------------- <*> No posee importancia médica. 2(1) El quiste es de paredes fines, esférica u ovalada. 3(6) El esófago es largo, la bifurcación del intestino alejada de la ventosa bucal. 4(5) Espinas en todo el cuerpo. La pigmentación del cuerpo es amarilla con café. La ventosa bucal es más pequeña que la ventral............. Clonorchis sinensis (Figura 11). 5(4) Las espinas hasta el extremo posterior de la ventosa ventral<**>. El cuerpo no está pigmentado. La ventosa ventral es aproximadamente del mismo tamaño que la ventosa bucal. ...................................... Opisthorchis felineus (Figura 7). ---------------------------- <**> Las espinas son fáciles de remover al extraer las larvas del quiste, no siempre se ven. No se puede verlas sin sacar las larvas del quiste. 6(3) El esófago es corto, X del intestino está cerca de la ventosa bucal. 7(8) El cuerpo está cubierto de las espinas que casi llegan al extremo posterior del cuerpo. La ventosa ventral es más grande que la bucal.................................... ...................................... Pseudamphistomum truncatum (Figura 9). 8(7) Las espinas se extienden hasta el extremo posterior de la ventosa ventral<**>. Las ventosas son del mismo tamaño.................... Metorchis bilis (Figura 10).






4.2.3. A la familia Heterophyidae pertenecen los tremátodos pequeños con el cuerpo cubierto de las espinas tipo escamas, cuya cantidad disminuye hacia el extremo posterior. Las ventosas son poco desarrolladas Las especies que presentan valor médico tienen la ventosa bucal sin espinas. Los primordios de testículos se encuentran en la parte posterior del cuerpo, usualmente en el mismo nivel horizontal o ligeramente en diagonal. En el lado ventral se encuentra una hendidura más o menos desarrollada, el seno genital, en el cual puede estar oculta la ventosa ventral reducida. Existe la ventosa genital que frecuentemente es unida con la ventosa ventral en un solo grupo.

Usualmente los parásitos de las aves piscívoras y mamíferos. Los casos de infección del hombre por Heterophyes heterophyes están descritas en Japón, India, Palestina y Túnez. Las enfermedades del hombre provocadas por Metagonimus yokogawai se registran sólo en los países del Sudeste Asiático y la parte del sur del Oriente Lejano de la Federación de Rusia, al a vez en la parte Europea y Cáucaso el hábitat de los tremátodos es detectado sólo en las aves y mamíferos. 1(2) Vesícula excretora cordiforme................................. ........................................ Heterophyes heterophyes (Figura 13). 2(1) Vesícula excretora de otra forma(forma en V, en Y o en forma de saco). 3(4) Seno genital desplazado hacia un lado.................................. .................. Metagonimus yokogawai, Metagonimus katsuradai (Figura 12). 4(3) Seno genital situado en la mediana. 5(8) Gonotilo presentado por dos papilas más o menos manifestadas frente a la ventosa ventral. 6(7) Prefaringe larga, esófago casi tan largo como la mitad del cuerpo. Mayormente en los Cyprinidae........ Apophalus muehlingi (Figura 15). 7(6) Prefaringe corta, esófago menor de 1/4 longitud del cuerpo. Mayormente en los Percidae..................... Rossicotrema donicum (Figura 14). 8(5) Gonotilo presentado por una papila situada detrás de la ventosa ventral..................p. Cryptocotyle (Figura 16).

4.2.4. A la familia Nanophyetidae pertenecen los tremátodos pequeños piriforme o alargados. Ventosa bucal subterminal, bien desarrollada. Hay faringe. Esófago muy corto, intestino de diferentes tamaños (las ramas no pasan el nivel del extremo posterior de primordios de testículos). Ventosa ventral en el tercio medio del cuerpo. Primordios de testículos situados simétricamente en la parte posterior del cuerpo. Vesícula excretora en forma de saco. Parásitos del intestino del hombre, mamíferos y aves piscívoros (Nanophyetus salmincola) (Figura 17).

4.2.5. Los tremátodos de la familia Echinostomatidae el extremo anterior forma un cuello especial (disco adoral) que rodea la ventosa bucal y lleva en el extremo una o dos filas de espinas grandes, cuya cantidad y distribución están definidas para ciertos géneros y especies. La determinación se ve complicada ya que en las primeras etapas del desarrollo (10-12 días) las larvas no tienen disco adoral. Gusanos maduros p. Echinochasmus son los parásitos del intestino de las aves piscívoras. Se describen los casos de infección del hombre por Echinochasmus perfoliatus (Figura 18).

4.2.6. El cuerpo de la metacercaria exquistada de la familia Paragonimidae es de forma ovalada alargada. Una metacercaria viva es capaz de estirarse y contraerse significativamente. Tegumento dotado de densas filas de espinas, cuyo tamaño se disminuye hacia el extremo posterior. Papilas mal desarrolladas, de tamaño uniforme, en la bucal casi siempre hay un estilete. Esófago corto, las ramas del intestino alcanzan el extremo del cuerpo, todo el espacio entre ellas ocupa la vesícula excretora grande en forma de saco negro (en la luz translucida). Delante de la ventosa ventral están las 14 células glandulares divididas en dos grupos (Figuras 19-22).

En la tabla 3 se muestran las características diagnósticas de las metacercarias de los paragónimos registrados de una manera confiable en calidad de agentes causales de diferentes formas de paragonimosis en el hombre. Aún así hay que considerar que todas las especies de los paragónimos tienen un valor médico potencial: unas provocan la paragonimosis típica pulmonar, otras dan un gran porcentaje de las localizaciones atípicas, y otras no se desarrollan en el hombre hasta la etapa de marita sino lo utilizan como el hospedero reservorio.

4.3. Diagnóstico diferencial de las larvas de nemátodos

4.3.1. Los nemátodos, la infección por los cuales se produce a través de los productos de pescado,

pertenecen a diferentes grupos sistemáticos y su morfología es diversa. Atributos sistemáticos generales: fusiformes, alargados; presencia de cutícula; sistema digestivo bien desarrollado; sistema reproductor separado:






impar en los machos, par en las hembras (en la etapa de la larva se diferencian principalmente por la forma de la cola); desarrollo con 4 mudas y 5 etapas. El ciclo vital es con la participación de uno o dos hospederos intermediarios, frecuentemente también y hospedero reservorio, en los cuales se encuentran usualmente las larvas de las etapas II, III y a veces IV. Las etapas III y IV son invasivas para el hombre.

El tamaño de las larvas, el carácter del armado del extremo cefálico y la morfología del sistema digestivo se utilizan en la sistematización de los nemátodos para el diagnóstico diferencial (tabla 4).






Tabla 4

ATRIBUTOS DIFERENCIALES DE LAS LARVAS DE NEMATODOS

DE LA FAMILIA DIOCTOPHYMIDAE, GNATHOSTOMATIDAE, ANISAKIDAE, PELIGROSOS PARA LA SALUD HUMANA



Especies de los animales que más frecuentemente cumplen con el

papel del hospedero

intermediario o reservorio

Localización en el cuerpo del hospedero

intermediario o reservorio

Morfología y dimensiones de la

larva

Característica del armado cefálico y

del sistema nervioso de las

larvas

Particularidades de los sistemas digestivo y secretorio

1 2 3 4 5 6 7

Dioctophyme renale

Cuencas de los ríos Amu Darya, Vakhsh, Mar de Aral

Peces: Scaphirhynchus

platorynchus, Esox Lucius, Aspius

aspius, Leuciscus idus, Pelecus

cultratus, Rutilus rutilus, Gobio gobio

lepidolaemus, Barbus brachycephalus,

Chalcalburnus chalcoides aralensis,

Alburnoides bipunctatus, Silurus

glanis, Ameiurus nebulosus, Gambusia

affinis, Perca fluviatilis.

Anfibios: Rana ridibunda

En peces: pared del intestino y estómago, diferentes órganos y tejidos; En ranas: Pared del estómago, músculos del vientre, espalda y extremidades

Cuerpo filiforme, con el extremo cefálico que se estrecha y termina sin punta, amarillento o rosado pálido. Largo 6,9 - 8,0, Ancho 0,11 - 0,20 mm. Las larvas de ambos sexos tienen una cola simétrica. En las cápsulas de los tejidos conjuntivos

En el extremo cefálico hay 12 papilas sensitivas, situadas en dos círculos, con 6 en cada uno de ellos (las exteriores son más grandes que las del círculo interior) El anillo nervioso movido hacia el extremo cefálico y alejado de él por 0,05 mm

El orificio bucal lleva a la cápsula bucal estrecha que se transforma en el esófago de pared gruesa, cuyo largo es 2,02 - 2,41, ancho 0,18 - 0,19 mm. En la transición del esófago al intestino hay una válvula trivalva. La tripa media consta de una fila de células






Eustrongylides excisus

Cuencas del Mar Caspio, Danubio, Dniester Ob

Acipenseridae (Acipenser, Huso

huso); Alosa

kessleri, Esox lucius; Cyprinidae

(Aspius aspius,

Abramis brama, Rutilus caspicus,

Scardinius

erythrophthalmus); Silurus glanis,

Perca fluviatilis

Cavidades del cuerpo, musculatura de la cavidad abdominal, menos frecuentemente pared del intestino, hígado, testículos

El cuerpo se estrecha hacia ambos lados. Largo del cuerpo 8-50, ancho 0,11 - 0,19 mm. El extremo cefálico en forma de pirámide, cola asimétrica (en las larvas machos) y simétrica redondeada (en las larvas hembras). En cápsulas o libremente

En el extremo cefálico también 2 anillos de papilas con 6 en cada uno. Papilas del anillo exterior con el pie ancho en forma de montículo con punta roma. Anillo nervioso a 0,09 - 0,11 mm del extremo cefálico

Largo de la cavidad bucal 0,09, Esófago 2,46 - 4,53, Tripa posterior 0,13 - 0,56 mm. Válvula del esófago poco desarrollada

Echinochephalus sinensis

Aguas marinas tropicales y subtropicales (Hong-Kong, China del Sur, Ceylán, Australia Occidental)

Moluscos bivalvos: Ostrea edulis y Crassostrea gigas, Pinctada, Amussium. Reptiles: Carreta carreta

En moluscos: en el vano del gonaducto, afectando el epitelio ciliar; en las tortugas: en el estómago y en el intestino

Larvas de II etapa: machos: 6,4 +/- 0,8 mm; hembras: 7,1 +/- 1,2 mm; III etapa: machos: 11,6 +/- 1,1 mm; hembras: 11,2 +/- 0,8 mm; En cápsulas de tejido conjuntivo

En larvas de II etapa el extremo cefálico cónico con 6 filas de espinas cefálicas, III etapa – en forma de bulbo con 7 filas de espinas (la primera es de 6 pequeñas) Anillo nervioso se acerca al extremo cefálico

Esófago de las secciones muscular y glandular. En lugar de la transición de una parte a la otro se abre ventralmente el poro excretorio

Gnathostoma hispidum

Mar de Aral, los ríos Amu Darya y Vakhsh; cuenca baja y delta del río Volga; Río Rojo (Norte de Vietnam).

Peces: Cyprindae, Silurus glanis, Gambusia affinis, Perca fluviatilis, Stizostedion lucioperca. Anfibios: ranas. Reptiles: tortugas de agua

Musculatura, menos frecuentemente la cavidad del cuerpo, órganos interiores

Larva de III etapa enrollada en espiral de 1 mm de diámetro, en cápsula. Largo del cuerpo 1,3 - 2,3, ancho 0,40 mm. La cutícula transparente, claramente marcada, armada

Protuberancia cefálica grande armada con 4 filas de espinas con 30 - 40:1. En su extremo anterior labios de tres aspas, cada una con tres papilas. Anillo nervioso en el borde de la transición del

La división del esófago en parte muscular y glandular poco definida. A lo largo del esófago aproximadamente a su mitad se encuentran 4 glándulas digestivas. Poro excretorio alejado a 0,15 - 0,20 mm






dulce Peces: Channa argus

con varias filas de pequeñas espinitas en todo el cuerpo o en su parte anterior

esófago al intestino

del extremo anterior del cuerpo

G. spinigerum Cuerpos de agua dulce del Oriente Lejano (Japón, Tailandia, China, en la Federación de Rusia la cuenca de Amur)

Salmonidae; Anguilla, Elopichthys bambusa, Cyprinus carpio, Misgurnus, Silurus asotus, Siniperca chuatsi; Channa argus

-"- Larva III etapa enrollada en espiral en cápsula de 0,40 mm de diámetro. Cuerpo de la larva cubierto con las filas transversales (más de 200) de espinitas simples puntudas de 0,01 mm de largo

Protuberancia cefálica armada de 4 filas de espinas, cuya cantidad aumenta hacia atrás (usualmente > 40). Anillo nervioso en el límite de transición del esófago al intestino

Esófago dividido en dos secciones. 4 glándulas digestivas claramente definidas. Poro excretorio cerca del extremo cefálico






Anisakis simplex

Aguas Árticas; Océano Pacífico y Atlántico, cuerpos de agua dulce de Kamchatka, de Sajalín, Japón,

Peces: Squalus acanthias,

Clupea, Clupea

harengus

membras,

Oncorhynchus

gorbuscha,

Oncorhynchus

keta, Oncorhynchus

kisutch,

Oncorhynchus

nerka,

Oncorhynchus

tschawytscha,

Salmo salar,

Salmo trutta, Salvelinus

leucomaenis,

Salvelinus

malma, Coregonus

lavaretus,

Osmerus,

Mallotus

villosus, Argentina,

Gadus morhua,

Micromesistius,

Boreogadus

saida, Eleginus navaga,

Melanogrammus

aeglefinus,

Merlangius

merlangus,

En peces: en las cavidades del cuerpo en la capa serosa de los órganos interiores, bajo la envoltura peritoneal en los músculos (principalmente de la pared abdominal y en los salmones del Pacífico, en los esqueléticos)en cápsula o libremente; en cefalópodos: en el manto y en los órganos interiores

Larvas de III etapa de color crema o blancuzco, enrollados en una espiral plana Dentro de una cápsula transparente, menos frecuentemente se encuentran libremente, sin cápsula. Largo 7 - 33 mm. Ancho del cuerpo en las formas grandes es de 0,5 - 0,7 mm. A través del tegumento se ve bien el estómago

En el extremo cefálico tres labios definidos y un diente perforador bien desarrollado, situado ventralmente desde la abertura bucal entre los labios lateroventrales. Anillo nervioso movido al extremo anterior

Estómago de forma alargada. Su parte posterior contigua al intestino inclinada torcida de tal manera que la parte ventral resulta ser más larga que la dorsal. No tiene apéndices estomacal e intestinal. Poro excretorio se abre en la cabeza entre los labrios latero ventrales abajo, es decir al exterior del límite del diente perforador ventralmente






Pollachius virens, Theragra

chalcogramma,

Lota lota,

Merluccius

(Merluccius

bilinearis),

Macrourus,

Hoplostethus

atlanticus,

Sander marinus,

Trachurus

trachurus,

Dentex dentex, Anarnichas

lupus, Thyrsites

atun,

Gempylidae,

Sebastes,

Ophiodon

elongates,

Pleuronectidae y otros Moluscos

cefalópodos:

pulpos,

calamares, jibias






A. schupakovi Mar Caspio, delta del Volga

Acipenser, Acipenser

nudiventris,

Acipenser

ruthenus, Huso

huso, Acipenser

seuruga, Alosa

tanaica, Alosa

brashnikovi brashnikovi,

Alosa kessleri,

Salmo trutta

caspius, Esox

Lucius, Rutilus

caspicus,

Rutilus frisii

kutum, Tinca tinca,

Scardinius

erythrophthalmus

, Chalcalburnus

chalcoides,

Vimba vimba,

Pelecus

cultratus, Cyprinus carpio,

Aspius aspius,

Barbus barbus,

Abramis brama,

Abramis sapa,

Blicca bjoerkna,

Ballerus

ballerus, Alburnus

alburnus,

Capas serosas de los órganos de la cavidad abdominal, en Arenque Alosa

Brashnikovi

Brashnikovi se encuentra en

músculos

Larvas de III etapa de color amarillo, largo 6,69 - 15,8, ancho 0,12 - 0,40 mm. Cutícula marcada transversal y longitudinalmente

En el extremo anterior se ven claramente el diente de larva y 4 papilas, 2 de las cuales están situadas dorso lateralmente y 2 sub ventralmente. Anillo nervioso alejado del extremo anterior del cuerpo por 0,16 - 0,29 mm

Esófago muscular de 0,74 - 1,42 mm de largo, ancho máximo 0,05 - 0,09 mm. Estómago estirado, 0,20 - 0,46 x 0,06 - 0,18 mm. Relación del largo del cuerpo al largo del esófago 8,2 - 11,8:1, Largo del cuerpo al largo del estómago 23,7 - 27,6:1. Poro excretorio se abre en el extremo cefálico






Silurus glanis, Perca

fluviatilis,

Stizostedion

lucioperca,

Sander marinus,

Sander

volgensis,

Gobius

Pseudoterranova decipiens

Norte de Atlántico y Aguas Articas, Pacífico Noroccidental, Antártida; cuerpos de agua dulce de Kamchatka, de Sajalín

Peces: Selachii,

Batoidea,

Clupea,

Barbatula

barbatula, Oncorhynchus,

Thymallus,

Osmerus, Gadus

morhua,

Micromesistius,

Molva molva,

Eleginus navaga,

Melanogrammus aeglefinus,

Brosme brosme,

Nototheniidae,

Anarhichas

denticulatus,

Anarhichas

minor,

Callionymus

En peces: en la musculatura libremente, sin cápsulas en las cavidades del cuerpo libremente o cubiertos de cápsulas adheridas a las capas serosas de los órganos internos; en calamares: en el manto y en los órganos internos

Larvas de III etapa 14,0 - 33,0 mm de largo, de color café o rojizo

El extremo cefálico tiene 3 labios bien definidos y un pequeño diente perforador, situado entre los labios latero ventrales. Anillo nervioso alejado del extremo anterior por 0,25 - 0,31 mm

El esófago alargado pasa al estómago redondeado, ovalado o cuadrangular. No hay apéndice estomacal. Extremo distal del apéndice intestinal se adhiere a la pared del cuerpo con un ramo de músculos. Orificio excretorio en el extremo cefálico entre los labrios lateroventrales abajo






festivus, Thyrsites atun

(Barracouta),

Micropterus

dolomieu,

Sebastes

mentella,

Ophiodon

elongates, Myoxocephalus

scorpius,

Lepidorhombus

whiffiagonis,

Glyptocephalus

cynoglossus,

Hippoglossoides,

Microstomus, Hippoglossoides

platessoides,

Limanda limanda,

Ceratioidea

Moluscos: calamares






Contracaecum osculatum

Aguas árticas, Atlántico, Mar Báltico; lago Baikal con los tramos de estero de los ríos; cuerpos de agua de Kamchatka, de Sajalín

Peces: Clupea, Brachymystax

lenok,

Oncorhynchus,

Salmo salar,

Coregonus

autumnalis,

Thymallus

thymallus, Thymallus

arcticus

baicalensis,

Osmerus, Gadus

morhua, Lota

lota, Merlangius

merlangus, Molva

molva, Cottocomephorus

grewingki Dyb.,

Cottocomephorus

comephoroides

Berg, Sebastes,

Myoxocephalus

scorpius,

Triglopsis Girard,

Batrachocottus

nikolskii,

Cottus

kesslerii,

Batrachocottus

uschcani,

Limnocottus bergianus,

Comephorus,

En la serosa de los órganos internos (hígado, ciegos pilóricos, mesenterio)

Larvas con la cutícula densa, 13 - 28 mm de largo y 0,41 - 0,52 mm de ancho. Pueden estar en cápsulas y sin ellas.

Primordios de labios en el extremo cefálico definidos. Diente larvario se encuentra entre los labios lateroventrales, aún sin constricción. Anillo nervioso a 0,37 - 0,42 mm del extremo anterior del cuerpo

Esófago cilíndrico con el pequeño estómago. Hay apéndices intestinal y estomacal orientados hacia los lados opuestos. Apéndice intestinal usualmente más largo que la mitad del esófago. Poro excretorio se abre en el lado ventral del extremo cefálico en la base de los labios subventrales






Platessa platessa,

Hippoglossoides,

Limanda limanda,

Reinhardtius

hippoglossoides.

Moluscos: calamares

Sulcascaris sulcata

Cosmopolita: aguas tibias y templadas del Océano Mundial, incluyendo el Mar Rojo, Mar Mediterráneo y Mar Caribe; Atlántico del Sur, Medio y Occidental, Pacífico Occidental (Australia, Ceylán)

Moluscos

bivalvos

comestibles:

ostras,

Spondylus, Pinctada, Pinna,

Spisula, Mactra;

Pectinidae

(Pecten,

Argopecten,

Chlamys,

Amussium).

Tortugas marinas: Chelonia mydas, Caretta Caretta

En spisulas: en todos los tejidos: en órganos internos órganos 60%, en el pie - en 27%, en el aductor - en 12%, en el manto - en 1%; En los ostiones: en el músculo aductor y gónadas; en tortugas: en el estómago y el intestino, Adheridos a la pared

En moluscos - Larvas de IV etapa (8,3 - 45 mm de largo), rara vez de III etapa (4,2 - 4,3 mm); En tortugas - de IV etapa (19 - 33 mm) y adultas. Las larvas pueden estar en las cápsulas del tejido conjuntivo. Pequeñas larvas son blancas y poco visibles, más grandes son de color que va desde amarillo al naranjo claro o café. En el caso de la

El extremo cefálico de la larva de IV etapa tiene tres labios definidos, los extremos de los cuales se caracterizan por estar levemente dentados. Entre los labios principales se encuentran los inter labios. Anillo nervioso alejado del extremo anterior del cuerpo de la larva por 0,25 - 0,67 mm

El esófago 1,3 - 4,0 mm de largo con 0,08 - 0,23 mm de ancho. Estómago de forma alargada. Hay un apéndice intestinal corto. Poro excretorio se abre en el extremo cefálico en la base del interlabio ventral






infección por haplosporidias (hiperparasitismo) Se vuelven de color café oscuro casi negro






4.3.2. A la familia Dioctophymidae pertenecen los nemátodos con el extremo cefálico simple (sin la ventosa

muscular). Cutícula rayada transversalmente. Dioctophyme renale en el estado adulto son los parásitos de los riñones de los animales domésticos y silvestres, rara vez del hombre. Los hospederos intermediarios son los Oligochaeta, los anfibios y peces cumplen con el rol de los hospederos reservorios, en los cuales el desarrollo no avanza: las larvas quedan en la etapa III (Figura 24). Se han registrado los casos de infección del hombre por los gusanos del riñón, Dioctophyma Eustrongylides excisus. Usualmente son los parásitos del estómago de las aves acuáticas. En los peces que cumplen con el papel del segundo hospedero intermediario o reservorio, se encuentran en las etapas III y IV de su desarrollo. En los peces de la familia Acipenseridae en determinadas condiciones Eustrongylides excisus pueden desarrollarse hasta la etapa de madurez. En este caso no presentan peligro para el hombre.

4.3.3. A la familia Gnathostomatidae pertenecen los nemátodos con 4 - 6 glándulas mononucleares esofágicas. El esófago consta de las secciones muscular y glandular. Labios (pseudolabios) grandes de tres hojas o cupuliformes.

Las larvas Echinocephalus sinensis (Figura 25) y Echinocephalus sp. presentan un peligro potencial para la salud humana. Durante el ensayo se infeccionan los gatitos y los macacos Rhesus: las larvas de la etapa III penetran las paredes estomacales y del intestino grueso y delgado. La infección del hombre es posible por ingestión de moluscos de mar crudos (o mal cocidos). No se deben excluir como factor de infección las tortugas marinas, en cuyos intestinos y estómago se encuentran las larvas de la etapa IV. Las mantarayas de mar son sus hospederos definitivos obligatorios.

Los representantes de la familia Gnathostomatidae parasitan en el hombre pero no se desarrollan hasta la etapa de madurez. Hospederos definitivos: gatos, perros, cerdos, rara vez vacas. Hospederos reservorios: anfibios, reptiles y peces. Las larvas vivas de Gnathostoma hispidum (Figura 26) y Gnathostoma spinigerum contienen un líquido cavitario de color rojo.

4.3.4. Los parásitos más difundidos en casi todas las especies de los peces de mar, diádromos, anádromos y también algunos de los peces de agua dulce, ecológicamente relacionados con las áreas desalinizadas de los mares, son las larvas de la familia Anisakidae de la III etapa (Figura 27 - 31). Las larvas delgadas con labios más o menos definidos alrededor de la abertura bucal y diente perforador. Cutícula lisa, con suaves trazos circulares. Cavidad bucal (estoma) y faringe poco definidos, esófago bien definido. Para diagnosticar las larvas anisakis se deben emplear en calidad de características principales la morfología de la parte anterior del tracto digestivo, valores de las proporciones entre la longitud del cuerpo y la longitud del esófago, entre la longitud del cuerpo y la longitud del estómago y la posición del poro excretor.

El carácter específico del hospedero hacia los hospederos intermediarios II ausente o poco definido. Usualmente éstos son los peces de tamaño pequeño, y los hospederos reservorios son los peces grandes y moluscos cefalópodos (calamares, pulpos y jibias) que acumulan las larvas de la 3 etapa. La última muda se produce en los vertebrados que son los hospederos definitivos (pinípedos y cetáceos).

En los moluscos bivalvos marinos comestibles y en las tortugas marinas se encuentran las larvas Sulcascaris sulcata (Figura 31). Actualmente este nemátodo no se considera peligroso para la salud humana. Sin embargo, la existencia de sus hiperparásitos (Urosporidium spisuli) prácticamente en 100% de los casos y el hecho de que las ostras y los ostiones se comen tanto crudos como cocidos requieren del descarte de los moluscos con nemátodos desde el punto de vista estético (empeora el aspecto comercial). El problema de Anisakis en el hombre tiene especial importancia para Japón, Corea, EE.UU., Reino Unido, Francia, Países Bajos, países escandinavos, las costas de Rusia (costa del Pacífico, de los mares del norte, Mar Báltico y Caspio), donde se consume el pescado de mar crudo o poco cocido. El diagnóstico de la enfermedad en el ser humano es difícil ya que el parásito no llega a la madurez. En vista de eso es necesario realizar un estricto examen parasitológico de los peces marinos.

4.4. Diagnóstico diferencial de las larvas de acantocéfalos

Es posible la infección del hombre con los acantocéfalos que pertenecen a las familias Polymorphidae (p.

Corynosoma y p. Bolbosoma). En estado adulto éstos parasitan en el intestino de los mamíferos marinos y aves piscívoras. Los peces pueden ser los hospederos tanto reservorios como definitivos en diferentes especies de los acantocéfalos. En el hospedero reservorio la larva migra desde el intestino a la cavidad del cuerpo, luego a los demás órganos y músculos donde se enquista y permanece en el estado de larva, acantela. Para las larvas de los acantocéfalos (para los acantocéfalos maduros) es característica una probóscide armada con dos ganchos doblados hacia atrás en el extremo anterior del cuerpo. En larvas que se encuentran en el pez, la probóscide






usualmente está doblada hacia adentro y sale afuera al colocarla en el agua o al llegar al hospedero definitivo. Las acantelas se localizan en los peces en las cavidades del cuerpo, órganos internos y tejidos (mesenterio, gónadas, hígado, riñones, capas serosas del estómago e intestino, músculos). Larvas en cápsulas transparentes.

4.4.1. P. Corynosoma. Las especies de este género están difundidas en diferentes áreas del Océano Mundial, en todos los mares de Rusia y también en el Mar Caspio y lago Ladoga y sus afluentes.

Segundo hospedero intermediario de ellas son los peces marinos, diádromos y los peces del agua dulce, que habitan en el curso inferior de los ríos y en algunos cuerpos de agua continentales (Salmonidae, Osmeridae, Clupeidae, Gadidae, Merlucciidae, Nototheniidae, Channichthyidae, Hexagrammidae y Pleuronectidae) y lampreas. Las acantelas p. Corynosoma son comunes también para los Acipenseridae del Mar Caspio.

Los peces bentónicos son los más infectados. Tamaño de cápsulas con larvas 2-4 mm. Cuerpo de la larva piriforme, ensanchado hacia la parte anterior,

con un largo de hasta 10 mm. La superficie de la parte a de la larva cubierta con espinas: más grandes, distribuidas en forma alternada en el primer tercio del cuerpo y más pequeñas distribuidas caóticamente en la parte restante. La probóscide casi cilíndrica, ligeramente estrechada hacia el centro. C. strumosum (Figura 6) en la probóscide tiene 18 filas longitudinales de ganchos, 10-12 en cada fila. Cuerpo de 3,5 mm de largo y 1,5 mm de ancho. C. semerse en la probóscide tiene 22 - 24 filas longitudinales con ganchos, largo de la larva 5 mm.

Las formas maduras son parásitos del intestino de los mamíferos marinos y aves piscívoras. 4.4.2. P. Bolbosoma. Las acantelas de bolbosomas se encuentran en las cavidades del cuerpo y en los

órganos internos de los Scombridae en el Atlántico del Norte; Merlucciidae, Trichiuridae en el Atlántico del Sur; Salmonidae, Scorpaenidae, Berycidae, Gempylidae y Scombridae en el Océano Pacífico.

El cuerpo de la larva de B. caenoforme usualmente es cilíndrico, pero en la parte anterior forma un ensanchamiento en forma de bulbo, cuya parte anterior está armada con las espinas. Tamaño de acantelas es de 7-12 x 0,9 - 1,2 mm. Las larvas vivas son de color rosado rojizo. En la probóscide cilíndrica hay 18 filas longitudinales con 6 ganchos en cada una de ellas.

Las formas maduras se localizan en el intestino de los mamíferos marinos.

5. Métodos de determinación de la viabilidad de las larvas de helmintos Al detectar las larvas en los productos de pescado, también en la evaluación de la eficiencia de su

desinfección, es necesario determinar su viabilidad.

5.1. Según las características morfológicas y la actividad motora Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico. 2. Portaobjetos. 3. Cubreobjetos. 4. Placas de Petri. 5. Cristales de reloj. 6. Matraz (0,1 - 0,2 l). 7. Tubos de ensayo. 8. Pinzas oculares. 9. Mechero de alcohol. 10. Termómetro de alcohol para el agua. 11. Agujas de disección de diferente grosor. 12. Microscopio binocular del tipo biológico. 13. Lupa. 14. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 15. Microscopio óptico del tipo Biolam o Bimam. 16. Iluminador para el microscopio de cualquier marca. 5.1.1. Las larvas de céstodos, nemátodos y acantocéfalos se colocan en una placa de Petri o cristal de reloj

con el suero fisiológico a 37-40°C y observan bajo lupa binocular (microscopio del tipo biológico) con el aumento correspondiente al tamaño de la larva o de su parte examinada. Las larvas enquistadas se extraen de las envolturas. Las larvas vivas pueden no mostrar las señales de actividad. Su movimiento se puede estimular con la ayuda de un estímulo físico, pinchando la larva con la aguja de disección afilada. En una larva viva los pinchazos provocan la contracción del cuerpo. Las larvas Anisakis (en el suero fisiológico) se envían al termostato a t = 37°C






por 2 horas. El cambio de color, la exfoliación de los tegumentos, otros cambios destructivos del cuerpo indican que la larva no es viable. Si no hay cambios visibles pero tampoco no se logra detectar las señales de vida, se utiliza el método de acción química (p. 5.3.2).

5.1.2. Las metacercarias de los tremátodos, separadas de los tejidos de peces (o crustáceos) con ayuda de la aguja de disección, se colocan en una gota de agua tibia o del suero fisiológico (37 - 40°C) sobre un portaobjetos que se tapa con el cubreobjetos y se examina con el mínimo y máximo aumento del microscopio. Las roturas evidentes de las envolturas de los quistes, cambios drásticos en la morfología interior de las larvas, la desintegración de su contenido, la destrucción de la vesícula excretora son señales de la muerte de las metacercarias.

Las metacercarias tienen la capacidad de moverse estando dentro del quiste. La presencia de los movimientos independientes, incluso los más débiles, demuestra su viabilidad. La ausencia de movimiento no es una señal de que estén sin vida. Se puede estimular el movimiento apretando suavemente la metacercaria con el cubreobjetos.

5.2. Método de estimulación eléctrica

(utilizando la corriente eléctrica continua) Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico o agua. 2. Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 2-4 mm de grosor). 3. Placas de Petri. 4. Pinzas oculares. 5. Agujas de disección de diferente grosor. 6. Fuente de corriente continua (batería con voltaje de 1.5V). 7. Alambre fino. 8. Papel filtro. 9. Microscopio binocular del tipo biológico. 10. Lupa. 11. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 5.2.1. Aplicable sólo a las larvas de nemátodos, céstodos y acantocéfalos. Las larvas se colocan sobre un

papel filtro mojado y se someten a la corriente eléctrica continua (0,5-1,5 V) que pasa por la larva. Para ello dos alambres finos aislados de los polos negativo y positivo del elemento (fuente de la corriente continua) se conectan con dos agujas de disección. La presencia de los movimientos de contracción se controla bajo microscopio del tipo biológico.

5.3. Método de acción química

(utilizando los agentes químicos) Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico; contenido del duodeno obtenido de la sonda de ser humano o la

bilis de los animales (médica); tripsina (solución 0,5% preparada en base al suero fisiológico: 0,5 g de tripsina se disuelve en 100 ml del suero fisiológico).

2. Portaobjetos. 3. Cubreobjetos. 4. Placas de Petri. 5. Cristales de reloj. 6. Agujas de disección de diferente grosor. 7. Mechero de alcohol. 8. Matraz (0,1 - 0,2 l). 9. Tubos de ensayo. 10. Pinzas oculares. 11. Termómetro de alcohol para el agua. 12. Microscopio binocular del tipo biológico. 13. Lupa. 14. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 15. Microscopio óptico del tipo Biolam o Bimam.






16. Iluminador para el microscopio de cualquier marca. 17. Termostato. 5.3.1. Se puede provocar el movimiento de las larvas, aplicando sobre ellas el contenido del duodeno,

obtenido durante la sonda de ser humano, la bilis de los animales o la tripsina. Principalmente este método se utiliza para determinar la viabilidad de las metacercarias de los tremátodos.

Sobre las metacercarias separadas se aplican unas gotas del agente químico para que las larvas estén cubiertas completamente. Para acelerar la exquistación se puede calentar ligeramente el portaobjetos (cristal de reloj) con larvas sobre la llama de mechero o introducir la tripsina precalentada a 37 - 40 ° C (o bilis), o poner en un termostato a t = 37 ° C por 10 minutos. Después de unos segundos bajo la acción del agente químico comienza la salida de las larvas de los quistes y su movimiento activo, lo cual es un indicador de la viabilidad. El proceso de la exquistación se controla bajo microscopio del tipo biológico.

La ausencia durante 30 minutos de cualquier reacción motora indica la muerte de las larvas. 5.3.2. Para determinar la viabilidad de las larvas de los nemátodos de peces (moluscos), previamente

congelados o ahumados en frío, los helmintos se incuban en el termostato a los 37° C en el suero fisiológico o en la solución 0,5% de la tripsina. Las larvas se incuban durante tres días, examinando diariamente su viabilidad.

5.3.3. Para determinar la viabilidad de las larvas de los helmintos, se puede aplicar el método de digestión de los productos de pescado en el jugo gástrico artificial (п. 3.2.11.4).

5.4. Método de fluorescencia (utilizando la luz ultravioleta)

Equipos y reactivos necesarios: 1. Lámpara luminiscente. 2. Mesita con la cubierta superior de vidrio (con dimensiones superiores a 40 x 40 cm). 3. Lentes de seguridad (azules). 4. Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 2-4 mm de grosor). 5. Bisturí. 6. Pinzas quirúrgicas y oculares. 7. Agujas de disección de diferente grosor. 5.4.1. El método se basa en la capacidad de los tejidos vivos y muertos de muchos animales de fluorescer

bajo la luz ultravioleta. El método es aplicable, principalmente, a las larvas de los nemátodos. 5.4.2. Los trozos de los músculos de peces (o calamares) o filete máximo de 2 cm irradian con la luz

ultravioleta primero por un lado y luego por el otro. Durante el examen el analista debe utilizar los lentes de seguridad (azules). Los helmintos muertos que se encuentran en los productos de pescado congelado fluorescen con especial intensidad. El carácter de fluorescencia en diferentes especies varía: las larvas Anisakis tienen una fluorescencia blanca azulada (pálida en las vivas y brillante en las muertas); las larvas p. Conltracaecum: desde la fluorescencia pálida (en las vivas) hasta la amarilla brillante (en las muertas).

5.5. Método de coloración (utilizando los colorantes)

Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico; solución de azul de metileno (0,05 g azul de metileno, 0,5 g

hidróxido de sodio, 15 ml ácido láctico); rojo neutro diluido 1:1000 (0,1 g de rojo neutro disuelven en 100 ml de agua destilada); solución a 0,3% de ácido rosiólico (aurina) (0,3 g de ácido rosiólico disuelven en 100 ml de alcohol 70°); KOH (solución 0,1 N).

2. Portaobjetos. 3. Cubreobjetos. 4. Placas de Petri. 5. Cristales de reloj. 6. Pinzas oculares. 7. Agujas de disección de diferente grosor. 8. Papel filtro. 9. Microscopio binocular del tipo biológico. 10. Lupa. 11. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 12. Microscopio óptico del tipo Biolam o Bimam.






13. Iluminador para el microscopio de cualquier marca. 5.5.1. Dependiendo del colorante utilizado se tiñen los helmintos vivos o muertos. 5.5.2. Las larvas de los nemátodos, céstodos y acantocéfalos se colocan en la placas de Petri (o cristal de

reloj) con la solución del azul de metileno. Las larvas muertas se tiñen de color azul. Se tiñen bien los filamentos nerviosos y los núcleos celulares.

5.5.3. Los plerocercoides vivos se tiñen con la solución acuosa del Rojo neutro durante 5-20 minutos, obteniendo un tinte rosado firme. Para realizar el control, las larvas se sacan del colorante, se colocan en el suero fisiológico limpio y en él se examina el grado del teñido. Las larvas muertas no obtienen un tinte firme.

5.5.4. Para determinar la viabilidad de las metacercarias de tremátodos se utiliza el teñido con la solución del ácido rosólico (aurina).

Los trocitos de músculos con las larvas se limpian de grasa. Sobre el tejido se aplican 2 gotas del ácido rosólico y dentro de 2 minutos se aplica la solución KOH de 0,1 N esparciéndola uniformemente sobre el tejido. El exceso de líquido del preparado se absorbe con el papel filtro. Se tapa con el cubreobjetos y se examina en el microscopio.

Los tejidos del pez se tiñen de color rosado, las larvas vivas no se tiñen en absoluto y las muertas se vuelven rosadas.

5.6. Método de ensayo biológico.

Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: suero fisiológico. 2. Animales de laboratorio (hámsteres dorados, ratones blancos y ratas). 3. Portaobjetos. 4. Cubreobjetos. 5. Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 2-4 mm de grosor). 6. Jeringas de 2 ml con cánulas. 7. Bisturí. 8. Placas de Petri. 9. Cristales de reloj. 10. Pinzas de diferentes tamaños (quirúrgicas y anatómicas). 11. Bisturí de diferentes tamaños. 12. Pinzas para curaciones 13. Tijeras de diferentes tamaños. 14. Agujas de disección de diferente grosor. 15. Microscopio binocular del tipo biológico. 16. Lupa. 17. Iluminador para el microscopio binocular de cualquier marca. 18. Microscopio óptico del tipo Biolam o Bimam. 19. Iluminador para el microscopio de cualquier marca. 5.6.1. En algunos casos para la conclusión final sobre el tipo del helminto, la viabilidad e invasividad de las

larvas es necesario un ensayo biológico: infección de los animales de laboratorio. El método se basa en la capacidad de la mayoría de los tipos de los helmintos que parasitan en el ser humano, sobrevivir también en otros mamíferos. El animal de laboratorio más cómodo para estos fines es el hámster dorado. En algunos casos es necesario utilizar otros animales (gatitos, ratones blancos y ratas).

5.6.2. Los trocitos de los órganos internos o músculos de los hospederos adicionales (o reservorios) se sirven a los animales de laboratorio. Después del período de tiempo específico para cada especie de los helmintos (véase más abajo) en la materia fecal del animal se detectan los huevecillos del parásito. Luego el animal se sacrifica (se mata) y se abre según el método de autopsia parcial helmintológica. Se determina el tipo de los helmintos detectados.

5.6.3. Céstodos. 5.6.3.1. Para los difilobótridos en calidad de animales de laboratorio se puede utilizar a los hámsteres

dorados a cuales se da de 5 a 10 plerocercoides. 5.6.3.2. Los huevecillos de los céstodos pueden ser detectados en la materia fecal del animal de laboratorio

dentro de 2-3 semanas para el Diphyllobothrium latum y Diphyllobothrium luxi (D. klebanovskii), dentro de 1 - 2 semanas para el Diphyllobothrium dendriticum. Al infestar los hámsteres dorados con esparganos de Spirometra erinacei-europaei, éstos se detienen en la etapa de larva y los huevecillos no salen.






5.6.3.3. En la autopsia de los animales los gusanos anchos de los peces maduros p. Diphyllobothrium pueden ser detectados en el intestino delgado, los esparganos de Spirometra en las cavidades del cuerpo, órganos internos, tejido subcutáneo y músculos. Para obtener la Spirometra madura se puede infestar un perro o un gato. En este caso, los huevos del helminto pueden ser detectados dentro de 12 - 15 días en los perros y dentro de 10 - 14 días en las gatas.

5.6.4. Tremátodos 5.6.4.1. Opisthorchis felineus, Metorchis bilis, Clonorchis sinensis, Nanophyetus salmincola no produce

rechazo en los hámsteres dorados. En los casos del diagnóstico diferencial dudoso entre el Opisthorchis felineus y Pseudamphistomum truncatum, se infestan los gatitos, ya que Pseudamphistomum truncatum no sobreviven en los hámsteres. Metagonimus yokogawai, Metagonimus katsuradai, Rossicotrema donicum, Apophallus muehlingi también se desarrollan sólo en los gatitos у cachorros de perro doméstico. Para infestar con agentes causales de la paragonimosis más frecuentemente se utilizan los ratones y ratas de laboratorio.

5.6.4.2. Existen dos maneras principales de infección de los animales con las metacercarias. Primera: infección con las larvas contenidas en el tejido muscular de los peces (o crustáceos). Para ello el

pez se examina en modo de compresión (p. 3.2.11.3), se advierte la posición de los quistes y, a través del microscopio del tipo biológico (aumento: ocular 8x, objetivo 2x), el cristal superior cuidadosamente desplazan hacia un lado y con las agujas de disección sacan los trocitos del tejido junto con las metacercarias (procurando no dañarlas). De este modo seleccionan varios grupos de 30 larvas para darlas de comer a los animales de laboratorio (a los hámsteres dorados: 40-70 g, gatitos, cachorritos y ratas blancas: 70-90 g, ratones blancos: 18-25 g).

La segunda manera consiste en la introducción por la boca de las larvas obtenidas de la digestión de pez (o crustáceos) en el jugo gástrico artificial (véase p. 3.2.11.4).

Las metacercarias se lavan en el suero fisiológico, se cuenta y se introducen al estómago de los animales con la ayuda de una jeringa con cánula especial. El Opisthorchis se introduce en cantidad de 50 larvas por animal, y paragónimos: 20 ejemplares por animal.

5.6.4.3. La segregación de los huevecillos de Opisthorchis felineus, Pseudamphistomum truncatum, Metorchis bilis, Clonorchis sinensis empieza dentro de 20-25 días después de la infección. En la autopsia de los animales después de 3-5 semanas después de la infección, se detectan los tremátodos maduros en los conductos biliares del hígado, vesícula biliar y bazo.

5.6.4.4. La segregación de los huevecillos de Metagonimus yokogawai, Metagonimus katsuradai, Nanophyetus salmincola, Rossicotrema donicum, Apophallus muehlingi empieza dentro de 11-16 días después de la infección. En la autopsia de los animales, los helmintos se detectan en el intestino delgado.

5.6.4.5. La autopsia de los animales después de la infección por metacercarias de paragónimos se realiza dentro de 40-60 días. En primer lugar se examinan los pulmones. Luego sucesivamente todos los órganos y tejidos donde pueden ser detectadas las larvas, en el caso del desarrollo del paragonimosis larval o paragonimosis con la localización atípica.

5.6.5. Nemátodos. A los animales de laboratorio (preferiblemente a los gatitos y cachorritos) se dan (o se introducen con la ayuda de una pinza) los pedacitos de pescado con las larvas en cantidades iguales a 20-25 ejemplares. Dentro de 3-6 días los animales se sacrifican y posteriormente se realiza un examen helmintológico del estómago y el intestino.

6. Métodos de fijación y almacenamiento de los parásitos

Equipos y reactivos necesarios: 1. Reactivos químicos: etanol 96° (para obtener el alcohol de 70° se mezclan 100 ml de alcohol de 96° y 37

ml de agua, y para el alcohol de 80°, 20 ml de agua); formalina (solución al 40% de formaldehído); suero fisiológico o solución de Ringer (0,65 g de cloruro de sodio, 0,025 g de cloruro de potasio, 0,02 g de carbonato de sodio, 0,03 g de calcio cloruro dihidrato, 100 ml de agua bidestilada). Las sales se disuelven en el orden indicado. (No se permite hervir); agua destilada.

2. Portaobjetos. 3. Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 2-4 mm de grosor). 4. Placas de Petri. 5. Tubos de ensayo. 6. Balanza con diferentes pesos o balanza digital. 7. Espátulas (paletas) de metal, vidrio y madera. 8. Embudos de vidrio de diferentes tamaños.






9. Cilindros graduados (0,5-0,25 l). 10. Frascos de vidrio con el tapón esmerilado para el almacenamiento de los reactivos (0,1, 0,25, 0,5 l). 11. Frascos de vidrio (o matraces) para el agua destilada (1-2 l). 12. Juego de pipetas graduadas de vidrio (de 1 a 10 ml). 13. Pipetas de vidrio (Pasteur). 14. Peras de goma. 15. Pesa Filtro de diferentes tamaños. 16. Viales. 17. Pinzas. 18. Agujas de disección de diferente grosor. 19. Papel filtro. 20. Mechero de alcohol. 21. Termómetro de alcohol para el agua. 22. Algodón, gasa. 23. Microscopio binocular del tipo biológico. 24. Lupa. 25. Iluminadores para el microscopio binocular de cualquier marca. 6.1. Para la fijación es preferible tomar las larvas vivas de los helmintos. Previo a la fijación se debe separar

cuidadosamente los parásitos de los tejidos (es preferible separar las metacercarias de los tremátodos y larvas pequeñas de los nemátodos con la ayuda del método de digestión en el jugo gástrico artificial p. 3.2.11.4). Antes de sumergir en el líquido fijador para separar las larvas de la sangre, mucosidad y otras impurezas, y también si es necesario estirar las larvas de los céstodos y acantocéfalos, éstas se deben colocar en el agua, y las larvas de tremátodos y nemátodos en el suero fisiológico o en la solución de Ringer por 15-30 minutos.

6.2. El volumen del fijador debe superar el volumen del material fijado en 20-40 veces. 6.3. Las larvas de céstodos, tremátodos, acantocéfalos y parásitos de la pertenencia sistemática no

establecida fijan en el alcohol de 70°. Para que la probóscide de los acantocéfalos y el escólex de los céstodos permanezca en el estado estirado, se utiliza el modo de compresión cuidadosa pero bastante fuerte de los gusanos entre los cristales, añadiendo con una pipeta el alcohol de 80°. El exceso del líquido fijador se absorbe con el papel filtro por el lado opuesto al de la pipeta. Se deja por 15-20 minutos. Luego el cristal se levanta cuidadosamente y se traslada la larva al alcohol de 70°.

Fijadas en el alcohol, formalina y otros fijadores, las metacercarias de los tremátodos no conservan bien la morfología inicial y su especie no puede ser determinada. En vista de ello, se admite el almacenamiento de las láminas del tejido muscular con las metacercarias de los tremátodos durante 7-10 días a temperatura 1-4°C.

6.4. Se recomienda fijar y almacenar los gusanos redondos en la solución de Barbagallo (solución al 4% de formalina en el suero fisiológico). Para que el cuerpo de la larva no se encoja durante la fijación, se recomienda la fijación con la solución de Barbagallo caliente (hasta 70°C).

6.5. Los parásitos se almacenan en los tubos de ensayo con el fijador y un tapón de algodón compacto. Los tubos de ensayo se colocan en el frasco con el tapón esmerilado relleno del mismo fijador. Dentro del tubos de ensayo se coloca la etiqueta con las anotaciones con el lápiz grafito H, 2H (u otro que no se disuelve en los reactivos), con el texto hacia el vidrio. En la etiqueta se indica la especie del parásito, N del análisis según el libro de registro, fecha, especie de pez (producto de pescado) del cual fueron extraídos los parásitos, lugar de pesca (o empresa fabricante).

Los helmintos de menor tamaño se conservan por un tiempo bastante largo en el fijador en los viales con el tapón de polietileno.

7. Registro de los resultados de análisis de los productos de pescado

7.1. Los resultados del análisis se anotan en el libro de laboratorio. En el protocolo de todas las autopsias se

anotan los siguientes datos: número de autopsia (o de muestra); fecha (de despacho y análisis); lugar de pesca de los peces, moluscos, crustáceos, etc.; territorio administrativo (biotopo específico), cuerpo

de agua (océano, mar, río, etc. y lugar específico de pesca) o lugar de fabricación del producto (empresa fabricante).

lugar (compañía, empresa) de toma de muestras; qué empresa realizó el despacho del producto, N guía de despacho;






nombre de la especie (género) del ejemplar analizado; tipo de los productos de pescado (fresco, congelado, carne molida, filete, conservas, etc.); tamaño y peso (edad) y cantidad de muestras; número correlativo del ejemplar analizado; métodos del análisis parasitológico; especie de las larvas detectadas y su cantidad; lugar de localización de las larvas (órganos y tejidos); viabilidad de las larvas. 7.2. Después de realizar el análisis de la cantidad (peso) necesarios de los ejemplares (véase Normas y

Reglas Sanitarias 3.2.569-96, p. 6.2, p. 15.12, 15.13) se registran los siguientes indicadores: infección o extensión de la invasión: cantidad de los ejemplares infectados de peces (productos) en la

muestra, expresado en porcientos; intensidad de invasión (amplitud de la intensidad): cantidad mínima y máxima de los parásitos en un

ejemplar o un producto de pescado infectado, intensidad promedia de la invasión (cantidad promedia de larvas por un pez (producto de pescado) infectado;

índice de abundancia: cantidad promedia de parásitos por un pez o un producto de pescado analizados (no sólo los infectados) de dicha especie; se calcula mediante división de la cantidad total de las larvas detectadas de dicha especie por la cantidad de los peces analizados;

cantidad promedia de parásitos por 1 kg de peso (se calcula dividiendo la cantidad total de parásitos en cada muestra por el peso total de la muestra).

Para facilitar el cálculo de los parásitos detectados en la inspección, las cifras de infección de cada unidad (intensidad) se anotan en forma de una tabla de trabajo como se indica en el siguiente ejemplo:

Número de parásitos en el pez (trozo)

Número de peces (trozos) que contienen la cantidad correspondiente de parásitos

Cantidades totales de los parásitos en el pez infectado igualmente

0 17 - número de peces no infectados

0

1 6 6

2 4 8

3 1 3

5 2 10

17 1 17

23 1 23

Total peces analizados (trozos) - 32

Número total de parásitos en la muestra - 67

Las cifras de la columna vertical derecha se obtienen multiplicando las cifras de la línea horizontal

correspondiente de las dos columnas anteriores. Se anota también el peso total de la muestra: para nuestro ejemplo tomemos 30 kg.

De las anotaciones realizadas se definen los siguientes indicadores. Extensión de la invasión: (15 : 32 х 100) = 46,9%. Amplitud de la intensidad: de 0 a 23. Índice de abundancia: (67 : 32) = 2,1 parásitos. Número promedio de los parásitos por 1 kg de peso: (67 : 30) = 2,2. El último indicador se define también cuando son detectados los parásitos que no presentan peligro para la salud humana y lo comparan con el "número promedio permitido de parásitos por 1 kg de peso" (K) (tabla. 3 de las Normas y Reglas Sanitarias 3.2.569-96 (anexo 3).

7.3. Los resultados del análisis se presentan en forma de protocolo.

8. Dispositivos, materiales, utensilios de laboratorio y reactivos






8.1. Equipos y herramientas Balanza de laboratorio con diferentes pesos o balanza digital. Aguas de disección de diferentes tamaños. Fuente de corriente continua (batería con voltaje de 1.5V). Pinzas hemostáticas Cubetas esmaltadas. Tijeras médicas Lámpara luminiscente Lupa Microscopio binocular del tipo biológico. Microscopio biológico del tipo Biolam o Bimam. Martillo de madera Micrómetro ocular para el microscopio óptico. Micrómetro ocular para el microscopio binocular. Micrómetro objetivo Iluminadores para el microscopio del tipo OI-7, OI-9, OI-18, OI-19 o de otras marcas Lentes de seguridad (azules) Pinzas médicas Huincha o regla Coladores de malla 1x1mm Bisturí quirúrgico Mesita con la cubierta superior de vidrio (con dimensiones superiores a 40 x 40 cm) Termostato Refrigerador eléctrico nacional (o importado) Espátulas (paletas) de metal, vidrio y madera Cocina eléctrica 8.2. Utensilios y materiales de laboratorio Frascos de vidrio con el tapón esmerilado para almacenar los reactivos (0,1, 0,25 y 0,5 l) Papel filtro Pesa Filtro de diferentes tamaños Algodón hidrófilo de uso médico Embudos de vidrio de diferentes tamaños Peras de goma Animales de laboratorio (hámsteres dorados, ratones blancos y ratas) Ollas esmaltadas Lápiz cristalográfico Matraces con capacidad nominal de 200, 400, 1000 y 1600 cm3. Gasa de uso médico Pipetas de vidrio (Pasteur) Pipetas con capacidad de 1-10 cm3. Tubos de ensayo Alambre Viales Mechero de alcohol de vidrio Portaobjetos para el micromaterial de disección Portaobjetos grandes (6-8 x 12-15 cm, de 3-5 mm de grosor). Cubreobjetos para el micromaterial de disección Cristales de reloj Termómetro de líquido (no de mercurio) Cilindros graduados (0,5-0,25 l) Placas biológicas (Petri) Jeringas de 2 ml con cánulas Vasos precipitados 8.3. Reactivos Glicerina






Agua destilada Bilis deshidratada o bilis nativa de los animales agrícolas Hidróxido de potasio Cloruro de potasio Cloruro de calcio dihidratado Ácido clorhídrico Hidróxido de sodio Cloruro de sodio Carbonato de sodio Rojo neutro Azul de metileno Ácido láctico Pepsina Suero fisiológico Ácido rosolio (aurina) Alcohol etílico rectificado Tripsina Formalina Cloroformo Éter

Bibliografía 1. Beer S.A., Beliakova Y.V., Sidorov E.G. Métodos de estudios de los hospederos intermediarios del agente

causal opisthorchis. - Alma-Ata, 1987. - 85 pag. 2 Bykhovskaya-Pavlovskaya I.E. Examen parasitológico de los peces. - L., 1985). - 120 pag. 3. Valovaya M.A., Kavtaradze D. N. Microequipos. Reglas. Técnicas. Arte. Experimento. - Moscú, 1993. -

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de los peces y condiciones de su desinfección de las larvas de las difilobótridos y opisthorchis. 15. Normas y Reglas Sanitarias 2.3.2.560-96. Requisitos higiénicos para la calidad y seguridad de las

materias primas alimenticias y alimentos. 16. Normas y Reglas Sanitarias 3.2.569-96. Prevención de las enfermedades parasitarias en el territorio de

la Federación de Rusia. Anexo 3. Prevención de las helmintiasis transmitidas por los peces, crustáceos, moluscos, anfibios, reptiles y los productos elaborados a partir de ellos.

17. Normas y Reglas Sanitarias 2.3.4.050-96. Producción y comercialización de productos de pescado. 18. GOST 0001.8.1.0057, 08.12.93. Normas de certificación de pescado, productos de pescado y productos

de mar en cuanto a la conformidad con los requisitos de seguridad. 19. Normas de equipamiento, prevención de riesgos, sanidad industrial, régimen anti epidemiológico e

higiene personal en el trabajo en los laboratorios (divisiones, departamentos) de las instituciones sanitarias y epidemiológicas del sistema del Ministerio de Salud de la URSS. (aprobadas por el Ministerio de Salud de la URSS 20 de Octubre 1981 N 2455-81)

20. Metodología de estudios parasitológicos de los peces de mar y productos de pescado (pescado de mar crudo, refrigerado y congelado) (aprobada por Ministerio de la Industria Pesquera de la URSS el 29.12.88. - Moscú, 1989.






KonsultantPlus: observación. En el texto oficial del documento aparentemente hay un error de tipeo: se refiere al "Procedimiento general

de manejo de las muestras utilizadas en la realización de la certificación obligatoria de los productos. PR 50.3002-95", en lugar de PR 50.3.002-95 "Procedimiento tipo de manejo...".

21. Normas de certificación PR 50.3.002-95. Procedimiento tipo de manejo de las muestras utilizadas en la realización de la certificación obligatoria de los productos.

22. Normas Sanitarias 1.2.731-99. Seguridad en el trabajo con los microorganismos de grupos III y IV de patogenicidad y helmintos.

23. GOST 7631-85. Peces, mamíferos marinos, invertebrados marinos y productos elaborados a partir de ellos. Normas de recepción, métodos organolépticos de evaluación de calidad, métodos de toma de muestras para la investigación de laboratorio";

24. Modificaciones N 2 al GOST 7631-85. Peces, mamíferos marinos, invertebrados marinos y productos elaborados a partir de ellos. Aprobado por el Decreto del Comité Estatal de Estandarización y Metrología de la URSS del 25.10.89 N°3195.

25. GOST R 8.563-96. Metodología de mediciones. 26. GOST 7636-85. Peces, mamíferos marinos, invertebrados marinos y productos elaborados a partir de

ellos. Métodos de análisis. 27. Sistema de acreditación de laboratorios del Servicio Sanitario Epidemiológico del Estado de la

Federación de Rusia. Aprobados e implementados por el Decreto del Comité Estatal de Vigilancia Sanitaria y Epidemiológica y del Comité Estatal de Estandarización y Metrología de Rusia del 02.07.93 N°6/13.

28. Normas de certificación de los alimentos y materias primas alimenticias. (aprobadas Aprobado por el Decreto del Comité Estatal de Estandarización y Metrología de Rusia del 28.04.99 N°21.

Hoja Informativa

En el desarrollo de las Recomendaciones metodológicas se utilizaron los materiales: T.V. Bezgachina, M.G.

Karpinski) Instituto de Investigación Científica de Industria Pesquera y Oceanografía de Rusia); G.N. Rodiuk, O.A. Schuhalter) Instituto Atlántico de Investigación Científica de Piscicultura Marítima y Oceanografía); L.V. Lartseva, L.I. Biserova) Instituto de Investigación Científica de Industria Pesquera del Caspio); G.N. Vialova, V.V. Steksova) Instituto de Investigación Científica de Piscicultura Marítima y Oceanografía de Sajalín); T.N. Tsybina (FCGCEN); V.N. Zhelezniak (CGSEN en el Distrito Khimki de la Región de Moscú).

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