jamer de jesús hoyos lópez - universidad de córdoba

Efecto de un probiótico comercial activado en un sistema de cultivo de tilapia roja (Oreochromis sp.), en el municipio de Momil, Córdoba, Colombia

Jamer de Jesús Hoyos López

Programa de Acuicultura Departamento de Ciencias Acuícolas

Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA

Montería 2020

Trabajo de Grado como requisito para optar al título de Profesional en Acuicultura.

Efecto de un probiótico comercial activado en un sistema de cultivo de tilapia roja

(Oreochromis sp.), en el municipio de Momil, Córdoba, Colombia

Jamer de Jesús Hoyos López

Directora: Adriana Vallejo Isaza

Bióloga, Ph.D.

Directora: Diana Sofia Herazo Cárdenas

Bióloga Marina, M.Sc.

Programa de Acuicultura Departamento de Ciencias Acuícolas

Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia UNIVERSIDAD DE CÓRDOBA

Montería 2020

I

Nota de aceptación

Presidente del jurado

__________________________________ Samir Brú Cordero, Jurado

__________________________________ Héctor Contreras Martínez, Jurado

Montería, ____ de Noviembre de 2020

II

El jurado calificador del trabajo no será responsable de las ideas emitidas por el Autor (artículo 46, acuerdo 006 del 29 de mayo /1979 del consejo superior)

III

DEDICATORIA

A Dios por darme la vida, sabiduría y su infinita misericordia en los malos y buenos momentos y por darme fuerzas para culminar este

trabajo. A mis padres José Ignacio Hoyos Franco y Ana Isabel López

Espinoza, por regalarme la vida y siempre han sido mi apoyo en todo momento y por ser mi razón.

A mis abuelas Nancy & Niza por regalar tan buenos consejos de perseverancia y superación.

A mis tíos, primos y amistades en especial a Fabio Andrés Hoyos, Joaquín Pablo García y María José Suárez, que siempre estuvieron

acompañando y deseándome éxitos en este proceso. Mil gracias.

Jamer Hoyos López

IV

AGRADECIMIENTOS

A la Universidad de Córdoba y Labservis Ltda. Por la financiación a través de la convocatoria: Emprendimiento (Investigación, Desarrollo Tecnológico e innovación - I+D+I) Para Fomentar La Relación Universidad- Empresa-Estado 2017 Fase II, Convenio Vie-013-2017 Universidad De Córdoba - Grupo Labservis Ltda.

A mis directoras Adriana Vallejo Isaza y Diana Herazo Cárdenas por brindarme la oportunidad de realizar este trabajo bajo su orientación, por sus grandes consejos, confianza, paciencia y calidad humana.

A los jurados evaluadores, por sus correcciones y sugerencias en este trabajo.

A los compañeros Juan Esteban Barrios, Julio Cesar Otero, Etsael Arturo Pacific, por el apoyo, el tiempo y dedicación que me brindaron durante el desarrollo de la fase de laboratorio.

A los profesionales en Acuicultura Xiomara Cogollo L., Isaura García Cordero y Héctor Contreras, por su constante apoyo colaboración en la realización de este trabajo y por brindarme su amistad.

A los Docentes del Programa por su aporte en nuestra formación profesional y por su colaboración y concejos en especial a los profesores Luis Carlos Ruiz, Martha Prieto G., Fredys Segura G., Charles Olaya N., Luz Marina Arias R., Betty Rodríguez P., Samir Brú C., Vicente Pertuz B. y Robinson Rosado C.

Especial agradecimiento a la empresa Jaibú S.AS y al Jefe de Producción Diego Pulgarín Hernández por permitir realizar esta investigación en las instalaciones de la finca.

V

TABLA DE CONTENIDO

Página

RESUMEN .................................................................................................................................................... 1

ABSTRACT ................................................................................................................................................... 2

1 INTRODUCCIÓN .................................................................................................................................. 3

2 OBJETIVOS .......................................................................................................................................... 5

2.1 OBJETIVO GENERAL ......................................................................................................................... 5

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .................................................................................................................. 5

3 MARCO TEÓRICO ................................................................................................................................ 6

3.1 TILAPIA ............................................................................................................................................ 6

3.1.1 Generalidades. .......................................................................................................................... 6 3.1.2 Taxonomía ................................................................................................................................ 8 3.1.3 Producción de Tilapia a nivel mundial. ..................................................................................... 8 3.1.4 Producción de Tilapia a nivel nacional. ..................................................................................... 8

3.2 CALIDAD DE AGUA EN LA ACUICULTURA ......................................................................................... 9

3.2.1 Requerimientos de calidad de agua en acuicultura .................................................................. 9 3.2.2 Seguimiento al Sistema Semi-intensivo .................................................................................... 9 3.2.3 Impacto de sistema Acuícola sobre el ambiente. .................................................................... 10

3.3 CICLOS BIOGEOQUÍMICOS ............................................................................................................ 10

3.3.1 Ciclo del nitrógeno. ................................................................................................................. 10

3.4 PROBIÓTICOS ................................................................................................................................ 15

3.4.1 Uso de probióticos en Acuicultura .......................................................................................... 16 3.4.2 Composición del probiótico comercial .................................................................................... 16 3.4.3 Bacterias implicadas en el probiótico comercial (PC) ............................................................. 17 3.4.4 Activación del producto comercial .......................................................................................... 17

3.5 BACTERIAS DEL GÉNERO BACILLUS. ................................................................................................. 17

3.6 MÉTODOS DE CARACTERIZACIÓN BACTERIANA ............................................................................ 19

3.6.1 Métodos cualitativos............................................................................................................... 19 3.6.2 Métodos cuantitativos ............................................................................................................ 20

4 MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................................................................. 23

4.1 DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO ............................................................................................ 23

4.2 TIPO DE ESTUDIO ........................................................................................................................... 24

4.3 PERIODO DE MUESTREO ............................................................................................................... 24

4.4 TAMAÑO DE MUESTRA ................................................................................................................. 24

4.5 FASE DE CAMPO ............................................................................................................................ 24

4.5.1 Manejo de cultivo de los peces ............................................................................................... 24

VI

4.5.2 Variables de cultivo ................................................................................................................. 24 4.5.3 Activación del Probiótico comercial (PC) ................................................................................. 25 4.5.4 Método de adición del Probiótico comercial ........................................................................... 25 4.5.5 Variables Biológicas ................................................................................................................ 25

4.6 FASE DE LABORATORIO ................................................................................................................. 26

4.6.1 Determinación de nutrientes en laboratorio........................................................................... 26 4.6.2 Determinación de especies bacterianas en agua .................................................................... 27 4.6.3 Caracterización de los microorganismos de los diferentes estanques. ................................... 27 4.6.4 Determinación por enzimología .............................................................................................. 27 4.6.5 Identificación de cepas del Probiótico comercial en laboratorio ............................................ 28 4.6.6 Método de recuento Indirecto en placa vertida. ..................................................................... 28

4.7 DISEÑO EXPERIMENTAL, PROCESAMIENTO E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS ................. 29

5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN................................................................................................................ 31

5.1 DEMOSTRACIÓN LA ACTIVACIÓN DEL PROBIÓTICO COMERCIAL EN EL MEDIO

ACUÁTICO. .................................................................................................................................... 31

5.1.1 Aislados bacterianos en el medio acuático y producto comercial .......................................... 31 5.1.2 Tiempo de activación y densidad del probiótico comercial en placa vertida. ......................... 34

5.2 CARACTERIZACIÓN BIOQUÍMICA DE LA CEPA AISLADA DEL PC. .................................................... 35

5.3 DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD DE AGUA AL ADICIONAR EL PROBIÓTICO COMERCIAL. ............ 36

5.3.1 Temperatura (°C) .................................................................................................................... 36 5.3.2 Oxígeno Disuelto (OD mg/L) ................................................................................................... 37 5.3.3 pH. ........................................................................................................................................... 38 5.3.4 Transparencia (cm). ................................................................................................................ 39 5.3.5 Conductividad (μs.cm-1). ......................................................................................................... 40 5.3.6 Alcalinidad (mg.L-1CaCO3) ....................................................................................................... 41 5.3.7 Dureza (mg.L-1 CaCO3) ............................................................................................................. 42 5.3.8 Fosfatos (PO4 mg.L-1)............................................................................................................... 43 5.3.9 Amonio total (NH3 – NH4 mg.L-1) ............................................................................................. 44 5.3.10 Nitrito (NO2 mg/L) ................................................................................................................... 46

5.4 EFICIENCIA DEL PROBIÓTICO COMERCIAL CON EL CRECIMIENTO DE LOS PECES........................... 47

5.4.1 Tasa de conversión alimenticia (TCA) ..................................................................................... 47 5.4.2 Ganancia de peso/día (g.d-1) ................................................................................................... 48 5.4.3 Biomasa (kg) ........................................................................................................................... 49

5.5 CORRELACIÓN DE VARIABLES FÍSICO QUÍMICAS DEL AGUA Y PÁRAMETROS

ZOOTECNICOS ............................................................................................................................... 51

6 CONCLUSIONES ................................................................................................................................. 53

7 RECOMENDACIONES ......................................................................................................................... 54

8 BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................................... 55

ANEXOS ................ …………………………………………………………………………………………………………………………………64

VII

LISTA DE TABLAS Página

TABLA 1. Variables independientes y dependientes. ....................................................... 30

TABLA 2. Características de las colonias de las cepas bacterianas aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC. ...................................................... 33

TABLA 3. Características morfológicas y bioquímicas de las bacterias aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC. ................................................. 33

TABLA 4. Enzimología de la cepa aislada del PC. .............................................................. 36

VIII

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 1. Tilapia roja Oreochromis sp. (Foto: Jamer Hoyos L.) ........................................... 6

Figura 2. Ciclo global del nitrógeno Fuente: Brock y Madigan (1993) ............................. 11

Figura 3. Ciclo global del azufre (Fuente: Boyd, 2015) .................................................... 15

Figura 4. Ubicación geográfica de la estación piscícola (Fuente: Google Maps). ............ 23

Figura 5. Mapa conceptual de los procesos en la metodología. ..................................... 26

Figura 6. Método de recuento indirecto en placa vertida (Brock y Madigan, 1993).................................................................................................................. 28

Figura 7. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del PC. ................................................................................................... 32

Figura 8. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del estanque de cultivo. ........................................................................ 32

Figura 9. Tiempo de activación del PC en 3 diferentes tiempos de incubación. ............. 34

Figura 10. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua temperatura y Oxígeno disuelto .............................................................................................................. 38

Figura 11. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua pH y transparencia ................ 40

Figura 12. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua Conductividad y Alcalinidad ......................................................................................................... 41

Figura 13. Parámetro fisicoquímicos de calidad de agua Dureza y Fosfatos. ................... 44

Figura 14. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua NH3 y NH4 ............................... 46

Figura 15. Parámetro fisicoquímico de calidad de agua nitrito ......................................... 47

Figura 16. Tasa de conversión alimenticia (TCA) fuente: Autor ........................................ 48

Figura 17. Ganancia de peso diaria (g.d-1).......................................................................... 49

Figura 18. Biomasa total en los estanques de cultivo (kg) fuente: Autor. ........................ 50

Figura 19. Aporte de las variables físico-químicas (Activas), sobre variables biológicas (suplementarias) en la componente F1 y F2. ................................... 52

IX

ANEXOS

Página

Anexo 1. Características morfológicas de los aislados de estanque de cultivo. .............. 64

Anexo 2. Identificación de flora acompañante de los estanques de cultivo. .................. 66

Anexo 3. Parámetros físico químicos de calidad de agua en los estanques de cultivo ................................................................................................................ 69

Anexo 4. Análisis de componentes principales (ACP) entre variables fisicoquímicas de calidad de agua con variables biológicas (rendimiento de los peces)................................................................................ 73

Anexo 5. Eficiencia del probiótico comercial con el crecimiento de los peces ................ 81

1

RESUMEN

La demanda alimentaria mundial ha aumentado proporcionalmente al crecimiento poblacional, por lo que cada día se busca implementar mejores actividades zootécnicas (FAO, 2016). Como una actividad productiva, la acuicultura está enfocada en incrementar la producción alimentaria mundial, que garantice que sus productos sean de excelente calidad, minimizando el impacto ambiental, mediante la implementación de diversas estrategias tecnológicas. Esta investigación se llevó a cabo con el objetivo de evaluar la eficiencia de producto en el cultivo de tilapia roja (Orechromis sp.). En la finca Inversiones Jaibu S.A.S, mediante un diseño experimental en DBCA, usando dos réplicas, durante un ciclo de producción se verificó el efecto PC (Probiótico Comercial) (T1 sin probiótico y T2 con probiótico) sobre variables de calidad del agua (físicas, químicas y nutrientes) y variables biológicas (ganancia de peso diario, TCA y biomasa) en 4 estanques de cultivo con un área aproximada de 10.000 m2. Los aislados y la identificación microbiana se realizaron mediante métodos microbiológicos clásicos y por enzimología. Se obtuvieron en total 117 aislados provenientes de suelo y agua, de los cuales se identificaron Bacillus subtilis, B. cereus, Pseudomonas sp., Aeromonas sp., Vibrio sp., Acinetobacter calcoaceticus y colifirmes Shigella sp. Mediante análisis estadístico no paramétrico se estableció que temperatura, oxígeno disuelto, pH, conductividad, dureza, amonio total no presentaron diferencias estadísticamente significativas entre T1 y T2 (p<0,05); de otra parte, transparencia, alcalinidad, NO2, PO4 resultaron presentar diferencias significativas entre T1 y T2: la transparencia presentó valores 18,62 ± 9,99 cm para T1 y 9,12±3,94cm en el tratamiento T2. La alcalinidad registró 123,56 ± 29,24 mg.L-1 CaCO3 en T1, y 191,69 ± 70,80 mg.L-1 CaCO3 en T2. El nitrito presentó valores 0,02 ± 0,02 mg.L-1 y 0,56 ± 0,77 mg.L-1, en T1 y T2, respectivamente. El fosfato presentó varió entre 0,63 ± 0,35 mg.L-1 (T1) y 1,23 ± 1,28 mg.L-1 (T2), siendo más estable en el tratamiento sin PC. Adicionalmente se realizó el Análisis de Componentes Principales (ACP) para observar la correlación entre los parámetros fisicoquímicos de calidad de agua y los parámetros zootécnicos de la especie, en donde el (PO4, NO2, amonios NH3-NH4, dureza, alcalinidad, pH y transparencia) se correlacionan con la biomasa, mientras las variables de temperatura y el OD se correlacionan con la TCA y ganancia de peso diario. En relación a los parámetros biológicos, no se observó diferencia estadísticamente significativa (p<0,05) entre tratamientos. El uso de probióticos en la acuicultura si se suministra en las cantidades adecuadas puede contribuir a mejorar la calidad del agua, con la subsecuente reducción de los metabolitos no deseados en el agua; sin embargo, en relación a las variables biológicas en este estudio no se observó una mejora significativa sobre los parámetros biológicos de crecimiento y desarrollo.

Palabras clave: Impacto de la acuicultura, calidad del agua, Tilapia, biorremediación, probióticos.

2

ABSTRACT

Global food demand has increased in proportion to population growth, which is why we try to improve zootechnical activities everyday (FAO, 2016). As a productive activity, aquaculture focuses on increasing world food production. Which through the implementation of various technological strategies guarantees that its products are of excellent quality and minimize the environmental impact. This investigation was carried out with the objective of evaluating the product efficiency in the cultivation of red Tilapia (Oreochromis sp.). In the farm Inversiones Jalibu SAS, through an experimental design in DBCA, using two replicas, during a production cycle, the effect PC (Commercial Probiotic) (T1 without probiotic and T2 with probiotic) on water quality variables (physical, chemicals and nutrients) and biological variables (daily weight gain, TCA and biomass) in 4 culture ponds with an approximate area of 10.000m2. The isolates and microbial identification were carried out by classical microbiological methods and by enzymology. A total of 117 isolates were obtained from soil and water from both ponds, of which the presence of Bacillus Subtilis, B. Cereus, Pseudomonas sp, Aeromonas sp., Vibrio sp., Acinetobacter Calcoaceticus and Colifirms Shigella sp., where detected. Trough non-parametric statistical analysis it was established that (Temperature, Dissolved oxygen, pH, conductivity, hardness, total ammonium) they did not present statistically significant differences between T1 and T2 (p <0.05); Different from the variables (transparency, alkalinity, NO2, PO4), which turned out to present significant differences between T1 and T2, transparency presented average values of 18,62±9,99 cm and 9,12±3,94cm. For T1 and T2 respectively, the alkalinity presented average values of (123,56±29,24 mg/L CaCO3) for 191,69±70,80 mg.L-1 in T2, nitrite presented average values of 0,02±0,02 mg.L-1 and 0,56±0,77 mg.L-1, for T1 and T2 respectively, phosphate presented average values of 0,63±0,35 mg.L-

1, for T1 and 1,23±1,28 mg.L-1 for T2; treatment without PC being more stable. Additionally, the Principal Component Analysis (ACP) was carried out to observe the correlation between the physicochemical parameters of water quality and the zootechnical parameters of the species, where the (PO4, NO2, ammonium NH3-NH4, harness, alkalinity, pH and transparency) are correlated with biomass, while the variables of (temperature, OD) are correlated with TCA and daily weight gain. In relation to the biological parameters, no statistically significant difference (p <0, 05) was observed between treatments. The use of probiotics in aquaculture can improve water quality, with the subsequent reduction of unwanted metabolites, although it did not influence the performance of the fish, this if supplied in adequate quantities. Key words: aquacuIture’s impact, water quality, Tilapia, bioremediation, probiotics microorganisms.

3

1 INTRODUCCIÓN

La demanda alimentaria mundial ha aumentado proporcionalmente al crecimiento

poblacional, por lo que cada día se busca implementar mejores actividades

zootécnicas (FAO, 2016). Como una actividad productiva, la acuicultura está

enfocada en incrementar la producción alimentaria mundial, garantizando productos

de excelente calidad minimizando el impacto y alteración ambiental, mediante la

implementación de nuevas tecnologías, que a día de hoy han permitido el desarrollo

de la producción de los sistemas acuícolas y su calidad del agua (Boyd, 2015).

La descarga de efluentes generada en esta actividad presenta altas cargas de

nutrientes, compuestos orgánicos e inorgánicos (García y Sánchez, 2015). Por tal

motivo es de importancia conservar una buena calidad del agua en el sistema de

producción acuícola, para así mantener a los organismos en excelentes condiciones

reduciendo el estrés ambiental y evitar la acumulación de nutrientes al finalizar el

periodo de cultivo. (Von Sperling, 2012)

Una de las alternativas para mejorar la calidad del agua en los sistemas de cultivo

es el uso de los probióticos (Espinoza-Berrezueta, 2017); estos microorganismos

tienen múltiples beneficios, como: Disminuir la cantidad de materia orgánica en la

columna de agua, lo cual favorece el aumento de la concentración de oxígeno, como

consecuencia de la remineralización de la materia orgánica en general, además por

efecto antagonista compiten con bacterias patógenas que se encuentran en el

medio, mejoran el factor de conversión alimenticia de los organismos cultivados y

aumentan la probabilidad de organismos acuícolas más saludables (Priyadarshini

et al., 2013).

Actualmente, numerosos productores han comenzado a utilizar probióticos para

reducir el impacto causado por los efluentes acuícolas, optimizando el ambiente de

cultivo, a través de la mejora en la calidad del agua.

La empresa piscícola Inversiones Jaibú S.A.S, está desarrollando el Programa de

Mejoramiento Continuo (PMC), en la búsqueda de la excelencia de sus productos,

zonas de trabajo y velar por que sus actividades no deterioren la calidad de vida de

los pobladores vecinos. Actualmente busca adoptar nuevas estrategias sostenibles

4

a fin de mejorar la producción y disminuir los impactos ambientales generados por

las operaciones de producción. De este modo, a futuro podrá alcanzar un alto

desempeño que certifique las Buenas Practicas Acuícolas (BPA), por lo cual, es

necesario establecer el efecto benéfico del uso de un probiótico comercial en sus

sistemas de cultivo, conformado por 4 especies de bacterias.

Con la presente investigación, se pretende determinar la eficiencia de un probiótico

comercial en los sistemas cultivo de Tilapia roja, mediante el planteamiento de la

hipótesis: Los estanques inoculados con el probiótico comercial presentan mejor

calidad de agua al finalizar el ciclo de cultivo, que en aquellos donde no se aplica el

probiótico, observando a la vez, mayores rendimientos en crecimiento.

5

2 OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GENERAL

Evaluar la eficiencia de un probiótico comercial en los sistemas de cultivo de Tilapia

roja (Orechromis sp.).

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Demostrar la activación del probiótico comercial en el medio acuático.

Determinar el efecto del probiótico comercial sobre la calidad del agua de

cultivo.

Establecer la eficiencia del probiótico comercial con el crecimiento de los

peces.

6

3 MARCO TEÓRICO

3.1 TILAPIA

3.1.1 Generalidades.

La Tilapia roja (Fig. 1), es un híbrido proveniente de líneas mejoradas partiendo de

las cuatro especies más importantes del género Oreochromis la cuales son: O.

niloticus, O. aureaus, O. mossambicus y O. urolepis hornorum. Por estar

emparentadas entre sí, sus comportamientos reproductivos y alimenticios son

similares. Habitan en la mayor parte de las regiones tropicales del mundo, donde

las condiciones son favorables para su reproducción y crecimiento; su cultivo se

inició en 1820 en África y desde ahí se ha extendido a gran parte del mundo (Espejo

y Torrez, 2001) (Lara Mantilla, 2016).

Figura 1. Tilapia roja Oreochromis sp. (Foto: Jamer Hoyos L.)

Son peces herbívoros, cuya dieta se puede dividir en tres categorías: omnívoros,

fitoplanctívoros y comedores de malezas (Lowe-Mc Connell, 1982). Aunque la tilapia

del Nilo (O. niloticus) y tilapia Congo (T. rendalli) respectivamente, se clasifican

como comedores omnívoros y de malezas, su dieta también Incluyen las

7

cianobacterias, algas verdes, diatomeas y macrófitos. Otros componentes de los

alimentos como el zooplancton, caracoles, larvas de insectos, huevos de peces y

embriones y los residuos de alimento, (Caulton, 1977); (Getachew y Fernando,

1989); (Perea-Román, et al., 2018).

En general, la tilapia se puede considerar como omnívora oportunista con gran

tendencia a la herbívora (Starling, 1998). Además, el comportamiento de

alimentación es flexible, con una alta capacidad reproductiva (Fryer y Iles, 1972);

(Morejón y Valenzuela, 2011). Desovan durante todo el año (Kolding, 1993); (Botero

et al., 2011) poseen gran resistencia a las enfermedades y están adaptadas a

ambientes con altas temperaturas (entre 24 y 32ºC), concentración de oxígeno baja

(entre 2 y 4 mg.L-1) y elevadas concentraciones de amoníaco en agua (1,0 mg.L-1)

(Borges, 2004); (Córdova, 2013), características que dan a la tilapia ventajas

competitivas frente a otras especies en la colonización de hábitats inestables en

ambientes lacustres en las zonas tropicales y subtropicales (Starling,1998); (Alarcón

2015).

Debido a la gran capacidad proliferativa, el exceso de biomasa de esta especie

dentro de un cuerpo de agua, conduce al deterioro de la calidad del sistema

(Kubitza, 1999). A pesar de ser una especie recomendada en bio-manipulación para

controlar las floraciones, hay una clara evidencia de que pueden contribuir al

enriquecimiento de nutrientes de los ecosistemas acuáticos, a través de la excreción

y la suspensión de estos (Starling, 1998); (Balcázar et al., 2006).

Entre otras cualidades adaptativas de la Tilapia está la tolerancia a altas densidades

poblacionales (CIDEA; UCA, 2002), a los cambios de temperatura y salinidad, lo

mismo que su adaptación al cautiverio, amplios rangos de alimentación, resistencia

a enfermedades. Además, su carne blanca y de buena calidad, constituyen

parámetros para su aceptación en el mercado y despertando gran interés comercial

en la acuicultura mundial.

http://es.wikipedia.org/wiki/Acuicultura

8

3.1.2 Taxonomía

Actualmente se clasifica como:

Reino: Animalia Filo: Chordata Subfilo: Vertebrata Clase: Osteichthyes Orden: Perciforme Familia: Ciclidae Género: Oreochromis Especie: Oreochromis sp.

3.1.3 Producción de Tilapia a nivel mundial.

A nivel mundial para el año 2014 la produccion de peces proveniente de la

Acuicultura fue de 73,8 millones de toneladas, de estos el cultivo de Tilapia ocupa

el segundo lugar en producción en el mundo, en donde los mayores productores de

esta especie son los paises asiaticos como China, Vietnam, Banglades, India y

Filipinas con una producción de por encima de las 300.000 Ton/año (FAO, 2016),

además esta especie se encuentra distribuida como exótica por América Central,

sur América, Norteamérica, Europa y Oceanía.

3.1.4 Producción de Tilapia a nivel nacional.

En Colombia la Tilapia es un pez considerado de alto valor comercial por su color

atractivo y rendimiento, hoy su consumo, precio y perspectivas futuras han

aumentado significativamente, fue introducido en la década de los años 80s como

seguridad alimentaria (Muñoz et al., 2010). La producción de la Acuicultura en

Colombia para el año 2016 fue de 109.300 Ton, en donde el cultivo de Tilapia fue

el 62% dentro de esta, los mayores productores de la especie dentro del territorio

nacional se concentran en los departamentos de Huila, Tolima, Meta y Antioquia,

sin embargo otros departamento como Cesar, Córdoba, Bolívar en los últimos años

han contribuido con un aumento significativo en la crianza de Tilapias (AUNAP,

2018)

9

3.2 CALIDAD DE AGUA EN LA ACUICULTURA

3.2.1 Requerimientos de calidad de agua en acuicultura

Para llevar a cabo una producción de organismos acuáticos hay que tener en cuenta

la fuente donde se va a realizar la captación del recurso hídrico, en lo posible que

se encuentre libre de contaminantes como herbicidas, aguas residuales, residuos

industriales y vertimientos de aguas negras (Rodríguez y Anzola, 2001).

Los parámetros físicos y químicos de calidad de agua para el cultivo de Tilapia son

de suma importancia, ya que el rendimiento de los peces está directamente

relacionado con estos factores. En cuanto a parámetros físicos a tener en cuenta

en los sistemas de producción están la temperatura, luz y transparencia. Los

parámetros químicos corresponden a oxígeno disuelto, pH, compuestos

nitrogenados (amonio no ionizado, amonio, nitrito; nitrato), fosfato, alcalinidad,

dureza. Todos estos parámetros presentan en el transcurso de un día variaciones

en función de la época climática, hora del día, descarga de nutrientes y presencia

de microorganismos, además se encuentran estrechamente relacionados entre sí.

De acuerdo con Boyd (2015), la temperatura óptima de cultivo oscila entre 20° a 32°

C, transparencia de 20 a 50 cm, oxígeno de 2,0 a 8,0 mg.L-1, pH entre 6,5 y 9,0. En

cuanto a los compuestos nitrogenados el autor sugiere que sea menor a 1,0 mg.L-

1, fosfatos < 2,0 mg.L-1, alcalinidad entre 100 y 120 mg.L-1 CaCO3 y dureza entre

100 y 120 mg.L-1 CaCO3.

3.2.2 Seguimiento al Sistema Semi-intensivo

Este sistema de producción utiliza estanques de 0,5 a 3 hectáreas con recambios

de agua considerables que van desde 15 al 30% diario de todo el volumen del

estanque, además se utilizan aireadores dependiendo del grado de intensidad de

siembra del sistema (desde 2 HP a 12 HP por hectárea). Las densidades manejadas

son muy variables y se encuentran en el rango de 4 a 15 peces por m2, para una

producción en el rango de 20 a 50 toneladas / hectárea / año, con factores de

conversión de 1,4 a 1,9 para peces de 700 gramos (Salazar Ariza, 2001).

10

La vigilancia de las variables químicas y físicas, tanto como las biológicas

(crecimiento, desarrollo y salud) son muy importantes para el éxito de la práctica

acuícola. En relación a la alimentación de Tilapia en este sistema se utiliza alimento

peletizado o extrusado, con niveles de proteína desde 40 a 24% dependiendo de la

fase de producción (Poot-Delgado et al., 2009).

3.2.3 Impacto de sistema Acuícola sobre el ambiente.

La acuicultura frecuentemente es citada como una alternativa de mercado para

incrementar la oferta de productos acuáticos, sin embargo al aumentar la demanda

sobre determinados recursos, lo que se conoce como intensificación de los cultivos

acuícolas produce una serie de efectos ambientales como las descargas de

efluentes, liberando altos contenidos de materia orgánica, excretas, alimento no

consumido, dióxido de carbono, gas metano, ácido sulfhídrico y compuestos

nitrogenados, esto último debido a que solo el 30% de los nutrientes suministrados

son asimilados, el resto es liberado al medio a través de efluentes acuícolas; la

degradación causada por la acuicultura al medio ambiente es un aspecto que se

debe tener muy en cuenta (Pardo et al., 2006). No obstante, estas desventajas,

conociendo la ecología del sistema y teniendo alternativa de manejo de los

efluentes, es posible reducir el impacto ambiental y utilizar los nutrientes de las

descargas en otras actividades como la agricultura (Pantoja-Viveros et al., 2015).

Este conocimiento de ecología acuática, incluye el entendimiento de los ciclos

biogeoquímicos y de los microorganismos involucrados.

3.3 CICLOS BIOGEOQUÍMICOS

3.3.1 Ciclo del nitrógeno.

El ciclo del nitrógeno (Fig. 2) se inicia con la reducción del nitrógeno atmosférico

(N2) a amonio (NH4+), proceso al que se le denomina fijación de N2, esta pude ser

biológica (FBN, fijación Biológica de Nitrógeno), o catalizada por descargas

eléctricas (rayos) y de forma artificial para la fabricación de fertilizantes.

Posteriormente, el amonio se convierte en nitrato (NO3-) mediante la nitrificación

(Odum, 2006). El amonio y el nitrato son asimilables por las plantas, que a su vez

sirven para la nutrición del hombre y otros animales (Roldán, 1992); (Boyd, 2015)

11

Figura 2. Ciclo global del nitrógeno Fuente: Brock y Madigan (1993)

Con la reducción del nitrato a N2 mediante el proceso de respiración anóxico llamado

desnitrificación, se completa el ciclo del N en la biosfera. En condiciones

anaeróbicas además puede suceder la reducción de nitrato a amonio por procesos

asimilativos o por procesos desasimilativos (reducción desasimilativa de nitrato a

amonio, del inglés DNRA). Este último es llevado a cabo en general por bacterias

fermentadoras que compiten por el nitrato con las bacterias desnitrificantes en

condiciones anóxicas (Ronald y Atlas, 2002); (Cerón y Aristizábal, 2012)

3.3.1.1 Nitrificación.

La nitrificación es el proceso aerobio, donde sucede la oxidación biológica de

nitrógeno amoniacal en nitrato, con la presencia de nitrito intermediario, realizado

por bacterias del género Nitrosomonas (que oxidan N-NH4+ a N-NO2

-) y Nitrobacter

(que oxidan N-NO2- a NO3

-); estas bacterias conocidas como bacterias nitrificantes,

por su función de la nitrificación en la naturaleza (Roldán, 1992); (Cerón y

Aristizábal, 2012).Las bacterias nitrificantes son organismos litoautotróficos no

esporulados Gram negativos y pueden ser de morfología esférica, bacilar o espiral.

12

Teniendo en cuenta que las bacterias nitrificantes obtienen la energía del nitrógeno,

se considera un proceso autotrófico; la energía necesaria para el crecimiento

bacteriano se obtiene de la oxidación de compuestos de nitrógeno, principalmente

amoníaco. Para la síntesis de células nuevas, los organismos nitrificadores emplean

el dióxido de carbono (carbono orgánico) (Marín, 2003).

3.3.1.2 Desnitrificación.

Las bacterias desnitrificantes obtienen energía para su crecimiento a partir de la

conversión en nitrógeno gaseoso, pero requieren una fuente de carbono para la

síntesis celular, con frecuencia una fuente externa de carbono. La desnitrificación

es un proceso respiratorio anaerobio heterotrófico del tipo anóxico, donde la

reducción del nitrato hasta N2 sigue una serie de pasos que involucran la actividad

de enzimas diferentes (Roldán, 1992); (Hakspiel Segura, 2014)

En esta vía anaeróbica, se utiliza el nitrato como aceptor final de electrones, el cual

luego de una serie de pasos es reducido hasta N2 y en algunos casos sólo hasta

N2O. Los géneros desnitrificantes más citados incluyen: Alcaligenes, Paracoccus,

Pseudomonas, Thiobacillus, Thiosphaera, y Thauera, entre otros. La mayoría de

ellos son heterótrofos, pero algunos pueden crecer autotróficamente con hidrógeno

y CO2, o con compuestos reducidos (Grant y Long, 1989); (Hakspiel Segura, 2014).

3.3.1.3 Vías no clásicas de nitrificación y desnitrificación.

Estudios como los de (Boyd, 2015) han sugerido la existencia de sistemas “no

convencionales” de eliminación de nitrógeno entre los cuales se han reportado: la

desnitrificación aeróbica, la nitrificación heterotrófica, la oxidación anaeróbica del

amonio y la desnitrificación por bacterias nitrificantes autotróficas.

Dentro del grupo funcional de las bacterias nitrificantes litoautótrofas, se han

encontrado especies heterótrofas como Pseudomonas putida (Roldán, 1992);

(García y Gallardo, 2017), hongos y algas capaces de oxidar amonio a nitrito y/o a

nitrato. Sin embargo, en la nitrificación heterótrofa no ocurre la generación de

energía acoplada a este proceso como si ocurre en la nitrificación litótrofa. Como

consecuencia de ello, la nitrificación heterótrofa es dependiente de la oxidación de

13

sustrato orgánico (Grant y Long, 1989); (Roldán, 1992); (Odum, 2006); (Madigan et

al., 2009). Durante la nitrificación heterotrófica, el amonio o las formas orgánicas de

nitrógeno (ej. Grupos amino de los aminoácidos) es oxidado a hidroxilamina, óxido

de nitrógeno gaseoso, nitrito o nitrato. A pesar de ello, la nitrificación heterótrofa ha

sido considerada un contribuyente marginal en lo que respecta al ciclo global del

nitrógeno y podría tratarse de un mecanismo de detoxificación de compuestos

amoniacales (Brady, 1984) (García y Gallardo, 2017).

3.3.1.4 El papel de Bacillus en el ciclo del nitrógeno y su importancia como biorremediador

Es de notar que en el ciclo del Nitrógeno influyen una gran cantidad de

microorganismos ya sea para la reducción o asimilación o transformación de los

diferentes compuestos nitrogenados que van surgiendo a medida que se da el curso

de este (Boyd, 2015).Por su parte la familia Bacillaceae son microorganismos que

juegan un papel muy importante en la transformación y asimilación de NH4, NO2 y

NO3, además de producir enzimas ayudan a la degradación de la materia orgánica

que se dan en los suelos y el agua (Buitrago-Villamil, 2018), esto mediante el

metabolismo ya que toman como fuente principal los compuestos nitrogenados y la

materia orgánica generada por los desechos de las diferentes producciones

agrícolas, pecuaria y acuícola (Madigan et al., 2009)

3.3.1.5 Ciclo del azufre

Las actividades de las bacterias proteolíticas, además de liberar Amonio no ionizado

(NH3), también libera ácido sulfhídrico (H2S) desde los aminoácidos sulfurados. Este

compuesto, muy inestable, se oxida tanto químicamente como por la acción de

bacterias y hongos. El compuesto en más alto estado de oxidación formado en este

proceso es el SO4, fuente primaria de azufre para las plantas verdes fotosintéticas

(Marín, 2003); (Mascot-Gómez, 2013).

La oxidación del H2S es realizada por gérmenes quimioautótros del género

Thiobacillus y probablemente por sulfobacterias filamentosas de los géneros

Beggiatoay Thiotrix, así como en menor medida, por algunos hongos. El proceso se

da tanto en aguas desoxigenadas como oxigenadas. De este modo, en lagos

14

estratificados y debido a la gran reactividad del oxígeno frente al H2S, este último

suele concentrarse en general en las capas profundas sometidas a anaerobiosis o

anoxia (Odum, 2006). En la capa limitante que separa aguas oxigenadas de las

sulfurosas (con sulfuros o sulfhídrico) se propicia una alternativa entre organismos

oxidantes de sulfuros (p.e., Thiobacillus aerobios) y sulfobacterias y clorobacterias

anaerobias que rigen los cambios incluso diarios de la concentración de ácido

sulfhídrico del agua, siendo esta alta durante la noche y baja durante el día (Odum,

2006); (Boyd, 2015).

El ciclo del azufre se cierra con la reducción de los compuestos oxidados. En el caso

del sulfato, se requiere la ausencia O2 y la presencia de materia orgánica (por

ejemplo, ácidos orgánicos y alcoholes) que suministren H2 reductor. Además,

algunas bacterias también pueden emplear el propio H2 gas. Finalmente, la

producción de sulfhídrico se denomina “desulfuricación” siendo un fenómeno

paralelo al de desnitrificación (Marín, 2003); (Macías, 2016).

De los organismos reductores de sulfatos (mayoritariamente anaerobio estricto), el

más común es el D. desulfuricans, frecuente en el lodo de lagos y estanques e

incluso también en el agua libre. Otras especies reductoras de sulfatos son los

bacilos esporulados de tipo Desulfomaculatum nigrificans, así como alguna bacteria

anaerobia facultativa. Las condiciones óptimas para que se produzcan la

desulfuricacion son las experimentadas en el lodo y sedimentos de las aguas poco

oxígeno y gran cantidad de materias orgánicas, así como en zonas profundas de

lagos eutróficos y en zonas anaerobias oceánicas concretas (Grant y Long, 1989);

(Martín y Klotz, 2011).

Las proporciones entre el H2S producido por protiolosis y por desulfuricación varían,

según las fuentes consultadas, entre el 99% y el 3 %, dependiendo de cantidad y

tipo de proteínas existentes en cada agua, flora bacteriana concreta y estando,

incluso, sujeta a variaciones estacionales. Para finalizar, la (Fig. 3). Recoge un

esquema del ciclo global del azufre; resumiendo la mineralización de compuestos

orgánicos azufrados se suele dar en condiciones aerobias mientras en medio

anaerobio se produce H2S (Marín, 2003); (Mascot, 2013).

15

Figura 3. Ciclo global del azufre (Fuente: Boyd, 2015)

3.4 PROBIÓTICOS

El término “probiótico” quiere decir, “a favor de la vida”; consiste en microorganismos

o sustancias producidas por los mismos con la capacidad de ayudar a mantener el

equilibrio de la microbiota intestinal (López-Acevedo, Aguirre-Guzmán y Vázquez-

Sauceda, 2013). Estos microorganismos no parásitos que viven en verdadera

simbiosis tanto en hombres como animales, realizan diferentes funciones, unos

ayudan a mantener la buena salud denominándose por esta razón protectores y

otros intervienen en la recuperación de algunos trastornos, conocidos entonces

como terapéuticos (Lara y Burgos, 2010).

Entre los probióticos más estudiados se encuentran las bacterias y las levaduras.

Algunos ya se comercializan bajo la forma de preparados que contiene uno o varios

microorganismos vivos. De los géneros bacterianos más investigados están:

Lactobacillus, Bifidobacterium, Streptococcus y Enterococcus y esporas de Bacillus,

siendo los dos primeros lo que presentan mejores resultados, siendo Lactobacillus

los primeros microorganismos en ser administrados en su forma viva, por vía oral,

con el objetivo de producir efectos benéficos a la microbiota digestiva animal

(Balcázar et al., 2006).

16

3.4.1 Uso de probióticos en Acuicultura

La primera historia exitosa en la selección de probióticos del medio acuático ha sido

lograda con larvas de crustáceos. En Japón, (Nogami y Maeda, 1992) aislaron una

cepa bacteriana que reprimía el crecimiento del Vibrio spp. Patógeno, e

incrementaba la producción de la larva del cangrejo Portunus trituberculatus. En

laboratorios de crianza ecuatorianos, (Griffith, 1995) reportó que larvas de camarón

fueron afectadas por una enfermedad bacteriana caracterizada por un descenso en

cantidades de Vibrio alginolyticus y el incremento de V. parahaemolyticus.

Dieciocho años después el gremio camaronero hace la introducción de una fuente

de carbono disponible a los productos de probióticos comerciales, para darle un

sustrato de colonización y multiplicación a los microorganismos reportando una

mejora en la biorremediación del agua de cultivo, mejores rendimientos zootécnicos

y disminución de EMS y Vibrio ssp. (Kawahigashi, 2018) Las prometedoras

posibilidades de los probióticos están relacionadas a aplicaciones nutricionales y

veterinarias, pero esto esta moderado por algunas recomendaciones de manejo

cuidadoso e higiénico (Ringo, et al., 2010). (FAO, 2014) designó el uso de los

probióticos como una alternativa importante para la mejora de la calidad del medio

ambiente acuático (Ringo et al., 2010). La mayoría de estudios a nivel mundial sobre

los efectos de los probióticos en animales acuáticos cultivados han revelado una

reducción en la mortalidad o la mejora de la resistencia contra los agentes

patógenos oportunistas (Martínez-Cruz, et al., 2012; Wang, 2010; Garrido-Pereira

et al., 2014).

3.4.2 Composición del probiótico comercial

El probiótico comercial evaluado, corresponde a una mezcla concentrada de

probióticos, enzimas y catalizadores orgánicos para el tratamiento de materia

orgánica como fuente contaminante de desechos (lixiviados, excretas), por medio

de un proceso biológico aeróbico sin olores y natural: Este acelera el proceso natural

de biorremediación en pro de estimular la protección del medio ambiente y

ecosistemas acuáticos.

17

3.4.3 Bacterias implicadas en el probiótico comercial (PC)

Este producto consta de 4 especies de microrganismo y 7 enzimas diferentes para

llevar a cabo de manera eficaz dicho tratamiento.

Las bacterias que integran este producto son:

Bacillus subtilis

Bifidobacterium longhum

Lactobacillus acidophillus

Bifidobacterium thermophilum

Las diferentes enzimas que incluye el PC:

Amylasa

Proteasa

Cellulase

Xilanase

Lipasa

Phytase

Pectinasa

3.4.4 Activación del producto comercial

Se disuelve 1kg del PC en 39 litros de agua reposada (sin residuos de cloro).

3.4.4.1 Medio de uso del PC:

El PC es empleado en diversas actividades zootécnicas y agropecuarias lo que las

dosificaciones presentan variantes en la actividad que se vaya a emplear, en el caso

de la piscicultura se debe utilizar 50 gramos de PC por Hectárea y realizar

aplicaciones cada quince días, de 50 gramos durante el ciclo de cultivo.

3.5 BACTERIAS DEL GÉNERO Bacillus.

Los miembros del genero Bacillus son bacterias Gram positivas aerobio facultativo,

esporulados, cuyo tamaño oscila entre 1 a 1.2 micrómetros de ancho y de 3 a 5

micrómetros de largo (Schnepf et al., 1998); (Porcar y Juarez, 2004), nativo del

suelo y catalogado como cosmopolita (Balaraman, 2005) (Ruiz et al., 2004) la cual

se ha aislado de ecosistemas como bosques tropicales y templados, zonas

desérticas, sabanas, archipiélagos, frutales, suelos agrícolas, arena y cuevas en los

cinco continentes (Ruiz et al., 2004); (Maduell et al., 2002) ,son considerados los

18

organismos más frecuentes de muestras de tierra cuando son cultivados en el

laboratorio en medios artificiales, aunque también ha habido reportes de

aislamientos del genero Bacillus en tejido gastrointestinales de rumiantes (Bertel-

Mesa et al., 2019) Este microorganismo crece bien en medio rico en azucares,

ácidos orgánicos, alcoholes, etc., como únicas fuentes de carbono y amonio como

la única fuente de nitrógeno (Brock y Madigan, 1993). En las dos últimas décadas

diferentes industrias farmacéuticas se han enfocado a realizar investigaciones

rigurosas a este grupo bacteriano, ya que se ha encontrado diferentes usos como

biorremediadores de suelos, agua, extracción de metabolitos secundario como

(enzimas, proteínas) para la síntesis de biofungicidas, vacunas, bio-bactericidas e

inoculación como probióticos intestinales, entre otros usos, por lo que presentan un

amplio espectro por lo que han sido introducidos en el campo biotecnológico,

agrícola, pecuario y acuícola (Buitrago-Villamil, 2018), (Brock y Madigan, 1993)

(Acuña et al., 2010). Las especies de Bacillus más investigadas son: Bacillus

subtilis, B. licheniformis, B. pumilis, B. megaterium, B. amyloliquefanciens B.

toyonensis, B. thurigiensis, debido a su fácil manejo, la gran mayoría de estas

especies se caracterizan por presentar esporas, lo que le permite encapsularse

cuando las condiciones no son favorables y debido a este atributo puede ser

suministrado como probiótico intestinal, ya que resiste las condiciones de altas

concentraciones de sales biliares, pH ácidos y temperatura, coloniza el tracto

gastrointestinal y desplaza por antagonismo hongos y bacterias no deseadas

(Bertel-Mesa et al., 2019); (Lara Mantilla; 2016). El uso de Bacillus como probióticos

en la acuicultura ha mejorado el estado de salud de los organismos por la inclusión

de estos en el alimento (Probiótico intestinal) o en el agua (efecto biorremediador)

de demostrado generalmente por la resistencia a infecciones con agentes

patógenos como hongos oportunistas bacterias saprofitas como Vibrio sp.

Aeromonas sp. y Pseudomonas sp. Por inhibición competitiva (Villamil Díaz y

Martínez Silva, 2009) además de aumentar la respuesta inmune (Burujana et al.,

2014) del huésped y mantener una mejora en la calidad del agua por su función

biológica de remineralización de la materia orgánica (Cuervo Lozada, 2010);

(Subuntith y Verapong, 2011)

19

3.6 MÉTODOS DE CARACTERIZACIÓN BACTERIANA

Algunos de los métodos utilizados para la identificación bacteriana se realizan por

medio de técnicas convencionales basados en las características fenotípicas,

puesto que su realización y coste los hace más asequible (Isenberg, 2004). Los

esquemas tradicionales de identificación fenotípica bacteriana se basan en

características observables de las bacterias, como su morfología, desarrollo, y

propiedades bioquímicas y metabólicas (Madigan, 2004); (Madigan et al., 2009).

3.6.1 Métodos cualitativos

3.6.1.1 Basados en criterios morfológicos

Los rasgos morfológicos estructurales han ayudado a los taxonomistas por muchos

años a clasificar organismos. Los organismos superiores tienen rasgos anatómicos

tan diferentes que pueden ser fácilmente utilizados en su clasificación, pero con

respecto a los microorganismos, éstos lucen bajo el microscopio tan similares que

se dificulta su clasificación. Es decir, que estos microorganismos que se ven tan

parecidos bajo un microscopio, pueden diferir en propiedades bioquímicas,

fisiológicas y/o serológicas. Sin embargo, aun cuando la morfología celular dice

poco sobre las relaciones filogenéticas, sigue siendo útil para la identificación

bacteriana (Madigan et al., 2004).

3.6.1.2 Basados en tinción diferencial

Es posible sacar conclusiones en relación con la morfología de una bacteria,

examinando una lámina que fue sometida a un proceso de tinción diferencial. Estos

criterios morfológicos encabezan las primeras etapas del proceso de identificación

bacteriana. La mayor parte de las bacterias, teñidas con Gram, se pueden clasificar

como gram positivas o gram negativas, otras tinciones diferenciales, como la ácido

resistente, se aplican a otro tipo de bacterias, como por ejemplo micobacterias

(Madigan et al., 2004).

3.6.1.3 Basados en pruebas bioquímicas

Las pruebas bioquímicas han sido ampliamente utilizadas para diferenciar

bacterias. Estas pruebas se fundamentan en demostrar si el microorganismo es

20

capaz de fermentar azúcares, la presencia de enzimas, la degradación de

compuestos, la producción de compuestos coloreados, etc. Aun bacterias

fuertemente relacionadas pueden separarse en dos especies diferentes con base a

pruebas bioquímicas (Madigan et al., 2004)

3.6.1.4 Basados en biología molecular

Las técnicas de Biología molecular ocupan un papel cada vez más importante en lo

referido al diagnóstico, a todos los niveles, desde la Sanidad humana hasta la

Sanidad Animal, el uso de estas técnicas moleculares utiliza procedimientos y

reactivos, que se pueden detectar determinadas secuencias de ADN (Madigan et

al., 2004). Entre las más utilizadas se encuentran la reacción en cadena de la

polimerasa o PCR y todas sus variantes, y la prueba ELISA sobre amplificado, las

técnicas de caracterización como la secuenciación automática, la restricción

enzimática, por su rapidez, sencillez y elevada sensibilidad y especificidad (Toroghi

et al., 2003). La PCR es una de las técnicas más populares, hasta el punto de

constituir un pilar central dentro de la mayoría de los protocolos en las pruebas de

diagnóstico molecular conocidas. La PCR es una técnica que utiliza

fundamentalmente tres propiedades; por un lado, dos intrínsecas a los ácidos

nucleicos como son la complementariedad de bases y la desnaturalización/

renaturalización de las cadenas de los ácidos nucleicos por efecto de la temperatura

(temperatura de fusión o Tm) y por otro, la capacidad polimerizante de las enzimas

termoestables denominadas polimerasas capaces de sintetizar ácidos nucleicos en

presencia de sus monómeros específicos, es decir nucleótidos (Domínguez et al.,

2008). La técnica de amplificación mediante un suceso cíclico que consta de tres

fases (desnaturalización, hibridación y elongación), puede amplificar

específicamente y con elevada sensibilidad secuencias cortas del ácido nucleico de

interés (Madigan et al., 2009).

3.6.2 Métodos cuantitativos

El conteo bacteriano señala la magnitud de la población total bacteriana en ese

sentido se puede determinar por muchas técnicas que se basan en algunos de los

siguientes tipos de medida: cuenta celular (directamente al microscopio o mediante

21

un contador electrónico de partículas o indirectamente con la cuenta de colonias),

masa celular (en forma directa pesando el contenido celular del nitrógeno o

indirectamente por turbidimetría, proporcional al número de células) y actividad

celular (indirectamente relacionando el grado de actividad bioquímica al tamaño de

la población bacteriana) (Brock, 1993, Madigan et al., 2009). Existen muchos

medios diferenciales, en la práctica rutinaria se usan los siguientes:

3.6.2.1 Conteo en caja de Petri

Método más usado para contar bacterias. Un caldo de cultivo con microorganismos

es diluido y posteriormente muestras del mismo son distribuidas en la caja de Petri

contenedora de agar. Es de suponerse que cada célula se dividirá en sus múltiples

alrededores para producir colonias separadas en el agar. Cada célula es llamada

unidad formadora de colonias (UFC). Después de la incubación, el número de

colonias se reflejará en el número de células UFC originalmente presentes. Es

importante considerar un número limitado de colonias pues de no ser así, éstas

pueden sobre poblarse y dificultar el conteo de las mismas (rango sugerido de

acuerdo a FDA 25-250 colonias). El conteo se facilita utilizando un contador de

colonias (Tortora, 2004).

Este método es deseable porque estima el total de células viables (sólo células

vivas) en contraste con el conteo microscópico y el conteo de peso seco. Una

desventaja se encuentra en el tiempo que requiere para producir las colonias, ya

que se necesitan como mínimo 24 horas o más. Por otra parte, no es 100% fiable

porque regularme las colonias crecen unidas en cadenas o en grupos (Tortora,

2004; Acebedo-Barrios et al., 2013)

3.6.2.2 Método del número más probable (NMP)

Es una técnica de estimación estadística basada en el hecho que, a mayor número

de bacterias en una muestra, mayor será la dilución necesitada para reducir la

densidad, hasta el punto en que a ninguna bacteria se le permita crecer en la serie

de tubos de dilución. Muestras microbianas son añadidas a tubos con caldos de

lactosa y la presencia o ausencia de gas formado en la fermentación da un número

estimado de células. El NMP es la única afirmación en la cual existe 95% de

22

probabilidad que la población bacteriana sea de rango correcto, siendo el número

estadístico más probable (Brock & Madigan, 1993, Madigan et al., 2009).

23

4 MATERIALES Y MÉTODOS

4.1 DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO

Esta investigación se llevó a cabo en la Finca Inversiones Jaibú S.A.S, ubicada entre

el municipio de Momil, Córdoba y el municipio de Palmito-Sucre, localizada a los

09°19’53” de latitud Norte y 75°36’00” de longitud oeste, a una altura de 7 msnm.

Dista de Montería la capital departamental 65 km por vía terrestre (Fig. 4). La

topografía es plana y cenagosa, con terrenos dentro del plano inundable del río

Sinú, que alimenta las ciénagas Momil y Sapal. Sus tierras se encuentran en clima

cálido, la temperatura promedio anual es de 28,2°C aproximadamente, siendo abril

el mes de mayor temperatura y octubre el de menor. La precipitación media anual

es de 1.442 mm, está asociada a la Zona de Convergencia Intertropical (ZCIT) y se

distribuye en un régimen monomodal que se extiende entre los meses de abril a

noviembre, siendo junio y septiembre los meses más lluviosos (IGAC, 2015).

Figura 4. Ubicación geográfica de la estación piscícola (Fuente: Google Maps).

24

4.2 TIPO DE ESTUDIO

Esta investigación corresponde a un tipo de estudio experimental, con aspectos

descriptivos sobre las bacterias aisladas.

4.3 PERIODO DE MUESTREO

Se realizó un diseño experimental en campo utilizando cuatro unidades

experimentales en sistema no controlado, en un ciclo de cultivo con una frecuencia

de muestreo de 3 a 4 semanas por un período de tiempo equivalente a un ciclo de

producción (aproximadamente 120 días).

4.4 TAMAÑO DE MUESTRA

Se emplearon 4 estanques de cultivo para dos tratamientos: Tratamiento T1 sin

probiótico comercial y Tratamiento T2 con probiótico comercial y dos (2) réplicas en

cada uno.

4.5 FASE DE CAMPO

4.5.1 Manejo de cultivo de los peces

Los peces de cultivo fueron iniciados en estanques de precría hasta tener un peso

promedio de 26 ± 5,3 gramos, después de esto los organismos se sembraron en

cada una de las unidades experimentales en donde fueron monitoreados

semanalmente para registrar los parámetros biométricos, ajustando la tasa de

alimentación en relación al peso vivo de los organismos o biomasa.

4.5.2 Variables de cultivo

Se procedió a medir in situ la Transparencia (cm) con disco Secchi, la medición del

pH, la temperatura (°C) y el OD (mg.L-1), se realizó con la sonda multiparámetros

(HACH HQd/IntelliCALTM Rugged Field Kit 8505300). Para el análisis de nitrógeno

total, nitrito, nitrato, amonio y fosfatos, dureza y alcalinidad, se recolectó en frascos

de vidrio de 500 ml agua en cada una de las unidades experimentales para su

posterior medición en laboratorio, teniendo en cuenta conservar la muestra

refrigerada (7 3 ºC) hasta su procesamiento. Las muestras de agua se

25

recolectaron mensualmente para los respectivos análisis según la metodología

propuesta por (Bhujel, 2008)

4.5.3 Activación del Probiótico comercial (PC)

Se siguió las instrucciones del fabricante del PC para la activación, se agregó 100

gramos del producto en un recipiente con capacidad de 4 Litros de agua sin cloro.

4.5.4 Método de adición del Probiótico comercial

La aplicación del producto comercial una vez activado, se suministró directamente

al agua de los estanques de cultivo, mediante un bombeo manual.

4.5.5 Variables Biológicas

Los datos de rendimiento de cultivo fueron proporcionados por el jefe de producción

para su posterior análisis.

26

4.6 FASE DE LABORATORIO

Figura 5. Mapa conceptual de los procesos en la metodología.

4.6.1 Determinación de nutrientes en laboratorio

El análisis de las muestras se realizó en el Laboratorio de la finca del estudio y el

Laboratorio de Sanidad Acuícola y Calidad de Agua de la Universidad de Córdoba.

Las variables consideradas fueron, concentración (mg/L-1) de Amonio no

T1r2

sin PC

T2r1

con

PC

T2r2

con

PC

T1r1

sin PC

Efectividad del probiótico comercial en un sistema de producción piscícola

Calidad F-Q del agua Características del probiótico

activado

Crecimiento y desarrollo de los

peces

Muestreo en campo:

TºC, pH, OD, Dur,

Alk, nutrientes (N y P)

Muestreo en campo:

Especies Bacterias presentes

y densidad microbiana

Muestreo en campo:

Variables biológicas

Unidades

experimentales

Fase de laboratorio:

• Determinación de

Nutrientes


• Identificación de grupos microbianos

• Densidad (UFC/mL)


• Ganancia en peso día

• TCA

• Biomasa

4 m

uest

reos

1 c

iclo

de

culti

vo

Diseño experimental

En bloques aleatorios

Hipótesis: Hay diferencias entre la aplicación del probiótico, respecto la no aplicación del probiótico en la

calidad del agua y la productividad del sistema de cultivo

27

ionizado(NH3), Amonio Ionizado (NH4), nitritos (NO2), Fosfatos (PO4), Alcalinidad

(CaCO3) y Dureza (CaCO3), por colorimetría y fotometria.

4.6.2 Determinación de especies bacterianas en agua

Una vez tomada las muestras en campo, se procedió al transporte al Laboratorio de

Sanidad y calidad de agua de la Universidad de Córdoba.

Para las muestras de agua se realizó una siembra directa del agua a los diferentes

agares específicos.

Se incubó durante 24 a 48 horas e inspeccionó el crecimiento de las colonias en las

diferentes cajas de Petri en agares como: Tripticasa de Soya (TSA), Agar nutritivo;

Agar GSP, Agar EMB, Agar TCBS y Agar MRS.

4.6.3 Caracterización de los microorganismos de los diferentes estanques.

4.6.3.1 Determinación macroscópica y microscópica.

En la caracterización macroscópica de las colonias de bacterias como color,

tamaño, forma borde, viscosidad, carácter óptico entre otras, se empleó el manual

de (Bergey, 1994); (Madigan et al., 2009), luego a las colonias aisladas y purificadas

se les realizó tinción Gram para identificar la forma celular.

4.6.4 Determinación por enzimología

Las colonias aisladas de los estanques de cultivo, fueron observadas bajo el

microscopio con tinción de Gram; además se realizaron pruebas de catalasa y

oxidasa (Bergey; 1994). Los microorganismos Gram negativos aislados, fueron

identificados mediante la prueba API 20, con el uso del programa Eric web®.

Los microrganismos Gram positivos, se sometieron a pruebas bioquímicas

(enzimología) convencionales con pruebas de ureasa, prueba OF, gelatinasa,

prueba de reducción de nitratos, reducción de azucares como manitol, arabinosa,

xilosa, glucosa, prueba de movilidad en agar blando, Voges-Proskauer (VP), caldo

salino al (6,5%) y citrato como fuente de carbono.

28

4.6.5 Identificación de cepas del Probiótico comercial en laboratorio

Para el análisis del PC se realizó una conversión de acuerdo a la ficha técnica del

producto, disolviendo un (1) g en 39 ml de agua destilada, manteniendo el períodos

de 1 a 6 horas, 6 a 12 horas y 12 a 24 horas para la activación de las bacterias, con

el fin de verificar el tiempo adecuado para la activación de los microrganismos y

posteriormente realizar el recuento de estos mediante el método indirecto en placa

vertida.

4.6.6 Método de recuento Indirecto en placa vertida.

Una vez activado el inóculo bacteriano en los diferentes tiempos se procedió a la

siembra, dependiendo de la carga bacteriana.

Se realizaron siete (7) niveles de dilución, de los cuales de eligieron los 3 últimos.

Se tomó 1 ml del inóculo o la muestra madre, se suministró a un tubo de ensayo

con 9 ml de caldo peptona a 0,89%. A las tres (3) mayores diluciones se les tomó

una alícuota de 1 ml y se virtió en el fondo de las placas Petri, en agar cuenta

gérmenes, teniendo en cuenta posteriormente el factor de dilución (Fig. 6); se incubó

24 a 48 horas tiempo tras el cual se inspeccionó el crecimiento de los

microorganismos y se realizó el conteo de las colonias formadas.

Figura 6. Método de recuento indirecto en placa vertida (Brock y Madigan, 1993).

29

Los aislados se purificaron en agar nutritivo incubados a 28-32°C durante 24 a 48

horas, donde se realizó tinción de Gram, caracterización de colonias típicas, series

bioquímicas y los demás criterios de identificación como se indica en el

procedimiento de las cepas aisladas de los estanques de cultivo.

4.7 DISEÑO EXPERIMENTAL, PROCESAMIENTO E INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS

La información fue recopilada y ordenada en hoja electrónica de cálculo (Excel®).

Microsoft®. Utilizando el software StatrPlus AnalystSoft Inc., StatPlus: mac. Versión

v6, 2020 y con el paquete estadístico XLSTAT v. 2020,

Para establecer cuantitativamente las bondades y beneficios del probiótico

comercial en cuanto a la calidad del agua, la riqueza de la microflora bacteriana y el

crecimiento y desarrollo de los peces, se procedió a realizar un diseño experimental

en bloque completamente aleatorizado (DBCA):

Yij= μ+τi+βi+εij Donde:

μ= Parámetro; efecto medio τi= Parámetro efecto de tratamiento βi= Parámetro efecto de bloque εij= Valor aleatorio, error experimental de la V.C ij Yij= Observación de la unidad experimental i= 1,2…,…t j= 1,2…,…r

Para todas las variables evaluadas, se verificó los supuestos de normalidad y

homogeneidad de varianza. Los valores se presentaron como promedio ±

desviación típica, para cada una de las variables. Se verificó la normalidad de los

datos tanto para los parámetros físico y químicos de calidad de agua y parámetros

zootécnicos, en los casos en los cuales los supuestos de normalidad no se

cumplieron, se aplicó el análisis de varianza no paramétrico Wilcoxon Mann Whitney

(WMW), para determinar las diferencias significativas entre las medias de los

tratamientos.

30

La correlación entre las variables dependientes e independientes se realizó

mediante estadística no paramétrica, aplicando el análisis de componentes

principales (ACP) con el paquete estadístico XLSTAT v. 2020.

TABLA 1. Variables independientes y dependientes.

Variables independientes

Unidad Variables dependientes Unidad

Aplicación del probiótico comercial

V / V W/V

Riqueza microbiana Presencia/ ausencia

Abundancia UFC/ml

Calidad del agua

Compuestos nitrogenados pH Dureza Alcalinidad

Período de tiempo semanas

Crecimiento y desarrollo de peces

Ganancia g/día

Peso

Factor de Conversión alimenticio

31

5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN

5.1 DEMOSTRACIÓN LA ACTIVACIÓN DEL PROBIÓTICO COMERCIAL EN EL MEDIO ACUÁTICO.

5.1.1 Aislados bacterianos en el medio acuático y producto comercial

De las muestras de agua para el tratamiento (T1 sin PC) se caracterizaron 117

aislados microbianos mientras que para el tratamiento (T2 con PC), fueron 76

aislados durante el estudio. La caracterización de las colonias típicas unificadas y

las series bioquímicas para las Gram positivas se presentan en el Anexo 1.

Los microorganismos Gram negativos aislados en las cuatro unidades

experimentales (tratamientos T1 y T2), correspondieron a Pseudomonas sp.,

Aeromonas sp., A. calcoceaticus, Vibrio spp. y de la familia enterobacteriaceae

Shigella sp. (Anexo 2).

Los resultados de esta investigación coinciden con los reportados por Atencio et al.,

(2015) en la evaluación de larvicultura de Bochacico P. magdalenae, utilizando

macroagregados de floc como primera alimentación con agua proveniente de un

estanque de cultivo destinado a la maduración del sistema, donde hay

predominancia de estos grupos bacterianos, como Bacillus sp., Aeromonas sp.,

Pseudomonas sp., entre otras. Resultados similares reportaron Madigan (2009) y

Brú (2016), quienes identificaron grupos bacterianos en el medio acuático natural y

para el cultivo de peces en sistema intensivo Aeromonas sp., Pseudomonas sp.,

Bacillus sp.

A partir de los aislados en agar TSA y agar nutritivo en los dos estanques de cultivo,

se unificaron un total de 10 colonias típicas, las cuales fueron caracterizadas

macroscópica y microscópicamente.

La figura 7 presenta las colonias bacterianas aisladas del medio acuático y la figura

8 obtenida del producto comercial. Dentro de las observaciones macroscópicas se

reconocieron colonias redondas, color crema, borde ondulado, tamaño de 3 a 4 mm,

elevación convexa y de carácter óptico brillante, algunas de consistencia mucosa

32

otras de consistencia seca. Bioquímicamente resultaron oxidasa negativa, catalasa

positiva compatibles con B. subtilis.

Las características morfológicas de las bacterias aisladas en están investigación

coinciden con las reportadas por Cuervo-Lozada (2010), quién describió colonias

de color blanco, tamaño de 3 a 5 mm, borde ondulado, consistencia seca.

Microscópicamente se observaron bacilos esporulados, Gram positivos, que

corresponden a Bacillus sp.

Figura 7. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del PC.

Figura 8. Características macroscópicas y microscópicas de microorganismo aislado del estanque de cultivo.

33

La Tabla 2 muestra la morfología de las colonias aisladas según los estanques de

cultivo. La tabla 3 presenta los resultados de las pruebas bioquímicas de los

aislados provenientes de los estanques inoculados con el probiótico comercial (PC).

TABLA 2. Características de las colonias de las cepas bacterianas aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC.

ORIGEN MUESTRA CARACTERÍSTICAS DE LAS COLONIAS

Estanque de cultivo

1 M1EST13CEP46 Crema > 4mm Ondulado Redonda Plana Opaca

2 M1EST13CEP47 Crema 2-3 mm

Ondulado Redonda Plana Opaca

3 M2EST13CEP14 Crema > 4mm Lobulado Redonda Plana Opaca

4 M2EST13CEP15 Crema > 4mm Ondulado Redonda Curva Brillante

5 M3EST13CEP22 Blanca > 4mm Lobulado Ameboide Plana Opaca



8 M4EST14CEP14 Blanca 2-3 mm

Ondulado Redonda Curva Brillante

9 M4EST14CEP31 Crema 3-4 mm


10 M4EST14CEP31 Blanca 2-3 mm


Producto comercial

1 PBCEP001 Blanca >4mm Ondulado Redonda Plana Opaca

TABLA 3. Características morfológicas y bioquímicas de las bacterias aisladas de los estanques de cultivo inoculados con el PC.

ORIGEN MUESTRA CARACTERÍSTICAS BIOQUIMICAS

SP Gram catalasa oxidasa esporas gelatina nitrato

Estanque de cultivo

1 M1EST13CEP46 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis



4 M2EST13CEP15 POS POS NEG POS NEG NEG B. cereus

5 M3EST13CEP22 POS POS NEG POS NEG POS B. subtilis

6 M3EST13CEP23 POS POS NEG POS NEG POS B. subtilis





Producto comercial

1 PBCEP001 POS POS NEG POS POS POS B. subtilis

34

5.1.2 Tiempo de activación y densidad del probiótico comercial en placa vertida.

Figura 9. Tiempo de activación del PC en 3 diferentes tiempos de incubación.

En la figura 9 se presenta el resultado en un periodo de activación de 1 a 48 horas

el recuento en placa, y el número de colonias viables de los microorganismos

Para que una cepa bacteriana se categorice como probiótica debe cumplir con

ciertos criterios, uno de ellos es tener un recuento mínimo 1,0 x108 UFC.mL-1. En

esta investigación los microorganismos obtuvieron un crecimiento en tiempo dentro

de los rangos estandarizados por (Madigan, 2009) que van dentro de 12 a 48 horas.

En cuanto al recuento en placa vertida el PC para este estudio fue de 3,5x106

UFC.mL-1 no cumplió con los criterios propuestos anteriormente, resultados

similares obtuvieron Nimrat y Vuthiphandchai (2011) al evaluar 12 probióticos

comerciales de distintos fabricantes a nivel mundial, donde solamente uno de los

doce con procedencia americana cumplió el estándar exigido para el recuento

bacteriano que fue de 1,30 x109 UFC.mL-1, el resto de los productos comerciales no

superaron los requisitos para el recuento bacteriano. Por su parte Günther y

Jimenez-Montealegre (2004), utilizaron un producto comercial (Producto

Aquabiotic®) a base de B. subtilis como biopreparado en la alimentación de

langostino Macrobrachium rosenbergii y tilapia nilotica. La densidad obtenida en su

p=0,034 p=0,870 p=0,269p=0,026

p=0,212p=0,005*

0,E+00

2,E+07

4,E+07

6,E+07

8,E+07

1,E+08

1,E+08

1,E+08

T1 (1 a 6 h) T2 ( 6 a 12 h) T3 (12 a 24 h) T4 (24 a 48 h)

UFC

.mL-1

Duración de la activación (horas)

*: significativo al nivel alfa=0,05

35

estudio fue de 5,0x108 UFC.mL-1, diferentes a los resultados obtenidos en el

presente estudio

5.2 CARACTERIZACIÓN BIOQUÍMICA DE LA CEPA AISLADA DEL PC.

La Tabla 5 Muestra las características bioquímicas de la cepa aislada del producto

comercial (PC).

Esta cepa correspondió a bacilos esporulados Gram positivos, con endospora

lateral, crecimiento aeróbico, catalasa positiva, oxidasa negativa reductor d nitrato,

no produce indol, poca cantidad de ácido sulfúrico, presenta crecimiento en NaCl al

7%, tiene reacción positiva Voges Proskauer. No presenta hidrólisis de úrea y utiliza

el citrato como fuente de carbono. Con base en los resultados, la cepa Cep001

corresponde a B. subtilis (Bergey’s, 2000).

Resultado similar presentó Cuervo Lozada (2010), quien aisló bacilos esporulados

Gram positivos, con presencia de espora central, confirmadas mediante pruebas

enzimológicas con hidrólisis de almidón positiva, crecimiento en NaCl positiva y

reducción de los nitratos e identificados B. subtilis. Milián et al. (2014) identificaron

mediante prueba rápida (API 50 CHB) cepas del genero Bacillus sp., provenientes

de mezcla de suelo, heces de ganado, ciego de pollo y jugo de tomate. Por su parte

Gutiérrez-Ramírez (2016) caracterizó mediante la prueba de PCR, series

bioquímicas y pruebas API, 3 cepas del genero Bacillus y bacterias ácido lácticas

provenientes del tracto digestivo de tilapia roja Oreochromis spp.

36

TABLA 4. Enzimología de la cepa aislada del PC.

PRUEBA REACCIÓN

Reacción a tinción de Gram Positiva

Crecimiento anaeróbico Negativa

Posición de la espora Lateral

Oxidasa Negativa

Catalasa Positiva

Fermentación de la glucosa Positiva

L-arabinosa Positiva

D-xilosa Positiva

D-Manitol Negativa

Hidrólisis de la caseína Positiva

Hidrólisis de la Urea Negativa

Movilidad Positiva

Utilización del Citrato Positiva

Reducción de Nitrato Positiva

Crecimiento en NaCl al 7% Positiva

Hidrólisis de la Gelatina Positiva

Vosges-Proskauer Positiva

5.3 DETERMINACIÓN DE LA CALIDAD DE AGUA AL ADICIONAR EL PROBIÓTICO COMERCIAL.

Las variables fisicoquímicas de calidad de agua en los estanques de cultivo, se

presentan en el Anexo 3.

5.3.1 Temperatura (°C)

La temperatura proviene de la radiación solar, esta regula procesos biológicos,

físicos y químicos que se dan en los ecosistemas acuáticos (Roldan, 1992). El

aumento de la temperatura tiene efecto directo sobre el crecimiento y tasa de

alimentación de los peces al dentro de su proceso fisiológicos, ya que al ser

poiquilotermos su temperatura corporal se regula por la temperatura ambiental. Las

condiciones climáticas son variables en zonas templadas y tropicales, que van de

4°C a 25°C y 25°C a 35°C (Vinatea, 2001) (Boyd, 2015).

Para la presente investigación la temperatura registró valores promedios de 29,50

± 0,697 °C y 29,89 ± 0.656 °C, para T1 (Sin PC) y T2 (con PC), respectivamente

evidenciado que no se encuentran diferencias significativas (P<0,05) entre

37

tratamientos. El rango de menor valor se presentó durante el mes de marzo para T1

(29,01°C); en el T2 el menor valor se observó durante el mes de enero (28,88 °C),

el mayor valor se registró tanto para el T1 como para el T2 en el mes de diciembre

(30,85 °C) y (30,62 °C) respectivamente (Figura 10).

El comportamiento de la temperatura en el T1 y T2, está ligado las variaciones

dinámicas y estacionales del ecosistema y el suministro de agua a los estanques de

cultivo, las variaciones están relacionadas con la época de sequía y de lluvia que

se dan en esta zona tropical siendo (diciembre, enero, febrero y marzo) los meses

con poca precipitación y (Abril, Mayo; Junio, Julio, Agosto) los meses con mayor

frecuencia de precipitación (Herazo, 2016). Cabe resaltar que dicha investigación

se llevó a cabo en los meses de sequía, donde no había reposición de agua a los

estanques de cultivo y se presentó una mayor evaporación.

5.3.2 Oxígeno Disuelto (OD mg/L)

El Oxigeno (O2) es el gas más abundante en el agua después del nitrógeno, pero a

su vez indispensable para todos los organismos heterotróficos, el cual regula

muchas funciones metabólicas dentro de los organismos acuáticos, las fuentes

principales de oxigeno son la fotosíntesis y la atmosfera (Vinatea, 2001), (Boyd,

2015). El consumo total de oxígeno dentro de los estanques acuícolas se da por la

respiración de la especie de cultivo, respiración de los lodos, respiración de la

columna de agua (Vinatea, 2001).

Los Tratamientos T1 y T2 presentaron OD promedio de 5,88 ± 0,688 mg.L-1 y 5,84

± 0,480 mg.L-1, sin diferencias significativas entre sí (P<0,05), obteniendo mayor

valor para el T1 en el mes de marzo (6,96 mg.L-1) y el menor para el mes de febrero

(5,06 mg/L). En febrero en el tratamiento T2 se obtuvo el mayor y menor registro de

OD (6,50 mg.L-1y 5,06 mg.L-1, respectivamente) (Figura 10), sin embargo, se

observaron oscilaciones dentro de los tratamientos (entre semanas) (Figura 9D).

Estos resultados coinciden con los reportados por Sanchéz-Sequeira (2006) para el

cultivo de tilapia nilotica O. niloticus, donde presento valores promedios de oxígeno

disuelto de (5,73 mg.L-1, 5,94 mg.L-1y 6,23 mg.L-1) para tres tratamientos.

38

Figura 10. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua temperatura y Oxígeno disuelto

Por su parte, Brú (2016), obtuvo resultados de (8,20±0,5 mg.L-1OD), siendo

superiores a los reportados en este estudio. Cabe resaltar que los resultados

obtenidos por Brú se deben a la fuente de aireación mecánica constante que

presenta este tipo de sistema intensivo.

5.3.3 pH.

El pH es el logaritmo negativo de la concentración de ion hidrógeno, mediante el

cual se expresa el grado de acidez o basicidad de un líquido (Vinatea, 2001) (Boyd,

2015). Con respecto a este parámetro químico no se observaron diferencias

significativas entre tratamientos; los valores promedio reportados se encuentran

dentro de los rangos para aguas continentales (6,5 – 8,5).

El T1 presentó valores promedio de 7,07 ± 0,267 y el T2 fue de 7,065 ± 0,282 sin

diferencia significativas entre los tratamientos (P<0,05), encontrando el menor valor

del T1 para el mes de enero (6,79) y el mayor en el mes de marzo (7,50), mientras

que el T2 el menor valor para este parámetro fue en el mes de diciembre, con valor

de (6,73), en cuanto al mayor valor registrado para este tratamiento fue en el mes

de marzo (7,50) (Figura 11).

Resultados similares obtuvo (Calderón-Espín, 2016) en un sistema de cultivo semi-

intensivo con la misma especie donde verificó que los organismos presentan un

mejor crecimiento a pH cercano al neutro (7). Este comportamiento se debe a que

p< 0,0001

TºC T1 TºC T228,5

29

29,5

30

30,5

31

31,5

Temperatura

p< 0,0001

OD T1 OD T25

5,5

6

6,5

7

7,5

Oxigeno Disuelto

39

en el ciclo día noche, el comportamiento del pH no alcanza a presentar valores

extremos de acidez, gracias al mecanismo de aireación continuo.

5.3.4 Transparencia (cm).

Este parámetro corresponde a la columna de agua iluminada, conocida como zona

eufótica. Puede variar desde algunos pocos centímetros hasta varios metros

(Esteves, 2011).

La transparencia del agua se mide con el disco Secchi. En este estudio se

encontraron diferencias significativas entre T1 y T2, (P<0,05). Para el tratamiento

T1 se observó un promedio de 18,62 ± 9,99 cm, registrándose el menor valor en el

mes de diciembre (10 cm) y el mayor valor en el mes de enero (37 cm). En el

tratamiento T2 se obtuvo una transparencia promedio de 9,12 ± 3,94 cm,

presentando el menor valor en el mes de marzo (4 cm) y el más alto en el mes de

diciembre (17 cm) (Figura 11).

En el tratamiento T2 se observó menor transparencia con respecto al T1. La

transparencia en este caso estuvo limitada por la abundancia fitoplanctónica del

cuerpo de agua, la cual fue promovida por la ración alimenticia no consumida, el

poco o nulo suministro de agua en los estanques y la evaporación del agua a medida

que transcurría el tiempo de cultivo.

Un estudio reciente realizado por Otero y Barrios (2020), reportaron valores de

transparencia de 25 cm y 13 cm, para los meses de febrero y marzo

respectivamente, en la zona del Complejo Cenagoso del Bajo Sinú (CCBS) para la

época seca, ya que está regida por el ciclo hidrológico.

40

Figura 11. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua pH y transparencia

5.3.5 Conductividad (μs.cm-1).

La conductividad es un parámetro que demuestra la mineralización de las aguas por

la conjugación de cationes de calcio, magnesio, sodio, potasio y aniones de

carbonatos, bicarbonatos sulfatos y cloruros, relacionada con la alcalinidad y dureza

(Ramírez y Viña, 1998; Boyd, 2015).

En el tratamiento T1, los valores de conductividad promedio obtenidos fueron de

(991 ± 375,344 μs.cm1), mientras que en el T2 fue de (914,118 ± 401,108 μs.cm1),

sin presentar diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos. En el T1 el

mayor valor de la conductividad se presentó en el mes de marzo con 1648 μs.cm1,

mientras que el menor valor se presentó en diciembre 570 μs.cm1. En el T2 se

registró un mayor valor de conductividad el mes de febrero con un valor de 1545

μs.cm1, mientras que el menor valor se presentó en marzo con un valor 235 μs.cm1

(Figura 12).

Los valores máximos ocurrieron en el mes de febrero y marzo registrado para este

parámetro siendo de1648 μs.cm1 y 1545 μs.cm1, respectivamente; una probable

explicación a este comportamiento es el hecho del aumento de temperatura y rayos

UV que se da en estos meses de sequía, disminuyendo la columna de agua de los

estanques de cultivo por lo que hay un aumento de iones de sodio y cloro en el

T1 T26,7

6,8

6,9

7

7,1

7,2

7,3

7,4

7,5

pH

p< 0,0001

Transp T1 Transp T20

5

10

15

20

25

30

35

40

45

Transparencia

41

sistema de producción causando un aumento significativo en el gradiente de la

conductividad (Ramírez y Viña, 1998).

Además que en esta investigación el suministro frecuente de cloruro de sodio (NaCl)

y cal agrícola (CaCO3), para la estabilización de otras variables de calidad de agua

dentro de los estanques de cultivo.

5.3.6 Alcalinidad (mg.L-1CaCO3)

La alcalinidad total del agua se define como la concentración de bases titulables

expresadas como carbonatos y bicarbonatos, muy relacionado con el pH del agua

(Boyd, 2015).

La alcalinidad en el tratamiento T1 presentó un promedio de 123,56 mg.L-1CaCO3 ±

29,242, mientras que en el T2 fue 191,69 mg.L-1CaCO3 ± 70,803, observando

diferencias significativas (P<0,05) (T1 > T2). En cuanto el valor máximo y mínimo,

para el T1 se presentaron en el mes de marzo 156,25 mg.L-1CaCO3 y 73,50 mg.L-1

CaCO3, respectivamente, mientras que en el tratamiento T2 el valor mínimo se

registró en diciembre con 125 mg.L-1 CaCO3 y el máximo en febrero con 325,25

mg.L-1 CaCO3 (Figura 12).

Figura 12. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua Conductividad y Alcalinidad

T1 T2200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

Conductividad

p< 0,0001

Alk T1 Alk T250

100

150

200

250

300

350

400

Alcalinidad

42

Este parámetro estuvo influenciado por el suministro semanal de cal agrícola en los

estanques de cultivo de ambos tratamientos, presentado valores promedio dentro

de los rangos para cultivos de peces tropicales, similar a lo reportado por Atencio et

al. (2015). Los reportes de la Autoridad Nacional de Acuicultura y Pesca (AUNAP)

presentaron valores que van de 117 ± 16,7 mg.L-1 CaCO3 a 165±37,1 mg.L-1 CaCO3,

en larvicultura de bocachico P. magdalenae en sistema biofloc, similar a los

resultados de alcalinidad reportado por Brú (2016) 120,5±2,45 mg.L-1 CaCO3, con

O. niloticus en sistema biofloc.

Ebeling et al. (2006) plantearon que el nitrógeno absorbido en los procesos

heterotróficos durante la nitrificación puede dominar en este sistema, donde los

valores de alcalinidad están disminuidos, por causa de las aplicaciones probióticos

comerciales.

5.3.7 Dureza (mg.L-1 CaCO3)

La dureza total del agua resulta de cationes divalentes, principalmente del calcio y

magnesio, siendo generalmente menos importante que la alcalinidad como factor

biológico (Boyd, 2015).

En los tratamientos T1 y T2 se presentaron valores promedio de dureza de 219,26

± 57,44 mg.L-1 CaCO3 y 231,64 ± 63,45 mg.L-1 CaCO3, respectivamente, sin haber

diferencias significativas entre ambos tratamientos (P<0,05). El valor máximo

registrado para la dureza en estos se dio en el mes de marzo con valor de 306,25 y

333,89 mg.L-1 CaCO3, mientras que los registros mínimos en ambos tratamientos

en el mes de diciembre registró valores de 135,00 y 112,50 mg.L-1 CaCO3,

respectivamente (Figura 13).

Los valores promedio de dureza en el presente estudio para T1 y T2 fueron de

219,26 y 231,64 mg.L-1 CaCO3, respectivamente, siendo superiores a los reportados

por Kubitza (2011), Atencio et al. (2015), Brú (2016) en sistemas de biofloc. No

obstante, García-Osorio (2018) reportó valores similares a los obtenidos en el

presente estudio, debido probablemente al suministro de material calcáreo a los

estanques de cultivo en tierra. Los estanques utilizados en este estudio no poseen

43

geomembrana, por lo cual el suelo transfiere al agua los cationes de Ca++ y Mg++

que influyen sobre los valores de dureza registrados en esta investigación.

5.3.8 Fosfatos (PO4 mg.L-1)

El fósforo es generalmente el nutriente más importante que controla el crecimiento

de las plantas en los ecosistemas acuáticos; este elemento presenta varios estados

de valencia que van de -3 a 5, quedando ligado fuertemente en el sedimento (Boyd,

2015).

El fosfato en el tratamiento T1 registró 0,63 ± 0,35 mg.L-1, mientras que el

tratamiento T2 se alcanzó un valor de 1,23 ± 1,28 mg.L-1, con diferencia significativa

entre tratamientos (P<0,05) (T2 > T1). El valor mínimo registrado para el T1 fue en

el mes de diciembre con 0,23 mg.L-1, diferente al mes que registró el valor mínimo

del T2 que fue en el mes de febrero con valor de (0,03 mg/L). El valor máximo

registrado para el T1 fue en el mes de marzo con 1,28 mg.L-1mientras que en el T2

el valor máximo registrado fue en el mes de febrero (4,05 mg.L-1), (Figura 13).

Debido al aumento de peso que tiene los organismos de cultivo, a medida que

transcurre el tiempo, se tiene que suministrar una mayor cantidad de alimento

concentrado, esto se traduce a un aporte mayor de fosforo al sistema de producción,

sumado a la alta evaporación por efecto de la temperatura hace que haya una mayor

concentración de fosfatos en los recintos de cultivo, por tal razón las

concentraciones de fosfatos fueron mayores en los últimos meses de cultivo.

Otra razón por el cual hay un aumento de los compuestos fosfatados en los

estanques de cultivo, es por la transferencia de fosfatos que hay de suelo al agua

mediante la meteorización de rocas fosfatadas Boyd (2015), aunque es este caso

no sería significativo.

Los resultados para este parámetro químico en esta investigación, presentaron

diferencias significativas entre los tratamientos, siendo superior en el tratamiento T2

(Figura 13), esto podría estar asociado a las características de la comunidad

microbiana (cianobacterias) presentes en estos estanques y su capacidad de utilizar

los compuestos fosfatados.

44

Figura 13. Parámetro fisicoquímicos de calidad de agua Dureza y Fosfatos.

Diferentes resultados fueron obtenidos por Apún-Molina (2007) con valores de 0,40

± 0,04 mg.L-1 PO4 en cultivo de tilapia nilotica utilizando Lactococcus y Bacillus sp.

5.3.9 Amonio total (NH3 – NH4 mg.L-1)

En este estudio, los registros de NH3 - NH4 (Figura 14) se comportaron de manera

similar en ambos tratamientos, a su vez siendo similares a los observados en el

cultivo de tilapia en sistema semi-intensivo; sin embargo, en el tratamiento T2 en

marzo, se obtuvo un valor máximo de 1,75 mg.L-1 de NH3. Este valor puede ser el

resultado de la descomposición de la proteína aportada en el alimento no consumido

(Pei Zhao et al., 2012). Según Sánchez-Ortiz (2016), las tilapias son tolerantes a los

efectos agudos de NH3, soportando hasta 5 mg.L-1. Atencio et al. (2015) reportó

valores permisibles de NH3 para la larvicultura de bocachico siendo de (0,05 ± 0,01

mg.L-1) para el primer día de cultivo y (0,57 ± 0,43 mg.L-1) para el quinto día, en un

sistema intensivo (biofloc).

El uso de Bacillus como parte del probiótico comercial para favorecer la asimilación

y reducción de compuestos nitrogenados no se evidenció. Probablemente esto se

debió al poco tiempo al que se sometió la activación del PC, como se recomienda

en la ficha técnica.

p< 0,0001

Dur T1 Dur T2100

150

200

250

300

350

400

Dureza

p< 0,0001

PO4 T1 PO4 T20

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

4

4,5

5

Fosfatos

45

El amonio no ionizado (NH3) presentó un valor para el T1 de 0,08 ± 0,07 mg.L-1),

mientras que el T2 fue de 0,42 ± 0,60 mg.L-1, sin presentar diferencias significativas

(P<0,05) entre ambos tratamientos. El valor máximo registrado para T1 y T2 se dio

en el mes de marzo con valores de 0,22 y 1,75 mg.L-1, respectivamente. En cuanto

a los valores mínimos para el T1, se registró en el mes de diciembre 0,015 mg.L-1 y

ese mismo valor pero en el mes de enero en el T2 demostrándose una amplia

variación de este parámetro (Figura 14).

El amonio no ionizado es un metabolito tóxico para los peces, que genera estrés y

conlleva a bajo crecimiento de los peces y por ende bajo rendimiento en los cultivos

Vinatea (2008).

Gómez-Guzmán et al. (2017) argumentaron que el género Bacillus participa en la

reducción de compuestos nitrogenados de aguas residuales, coincidiendo con

Villamil y Martínez (2009), quienes indicaron que Bacillus tiene la capacidad de

disminuir los compuestos nitrogenados del agua de cultivo de los peces, como parte

del ciclo del nitrógeno en condiciones aeróbicas.

El amonio ionizado (NH4) en el T1 presentó un valor de 0,09 ± 0,071 mg.L-1, diferente

al registrado en el T2 (0,45 ± 0,64 mg.L-1). Sin embargo, no hubo diferencias

significativas entre los tratamientos (P<0,05). Si bien el estadístico no demuestró

diferencia significativa, biológicamente, se pudo constatar la difeferencia que

demuestra el probiótico.

El valor mínimo registrado en el T1 se presentó en diciembre con 0,018 mg.L-1,

mientras que en el tratamiento T2 el valor mínimo fue en enero con 0,02 mg.L-1. El

máximo registro en T2 se presentó en marzo con 1,82 mg.L-1, mientras que en T1

el mayor registro se presentó en el mes de febrero con 0,24 mg.L-1 (Figura 14).

46

Figura 14. Parámetros fisicoquímicos de calidad de agua NH3 y NH4

5.3.10 Nitrito (NO2 mg/L)

El nitrito es un compuesto intermediario del proceso de nitrificación, en que el

amonio es oxidado por bacterias para pasar a nitrato (Boyd, 2015), es un compuesto

toxico para los peces ya que tiene la capacidad de oxidar la hemoglobina en la

sangre convirtiéndola en metahemoglobina (Vinatea, 2001).

Este parámetro presento un valor promedio para el T1 de (0,02 mg/L±0,020),

diferente al valor promedio que obtuvo el T2 que fue de (0,56 mg/L± 0,774),

presentando diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos. El valor mínimo

para T1 se presentó en el mes de enero con valor de (0,002 mg/L), diferente al valor

mínimo del T2 que se dio en el mes de febrero con valor de (0,001 mg/L). El valor

máximo que registró tanto el T1 como el T2, se dio en el mes de marzo con un valor

de (0,057 mg/L) y (2,28 mg/L) correspondientemente, siendo evidente mente mayor

en el T2. (Figura 15).

Los valores promedios de nitrito para la presente investigación fue de (0,02

mg/L±0,020) y (0,56 mg/L± 0,774) para T1 y T2 respectivamente. Siendo similares

a los reportados por Brú (2016), con valores entre 0,4 mg/L y 0,05 mg/L, para el

cultivo de Cachama blanca Piaractus brachipomus y tilapia nilotica O. niloticus, en

sistema biofloc. Por su parte, Atencio et al., (2015) reportaron valores promedio

p< 0,0001

NH3 T1 NH3 T20

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

2

Amoníaco (NH3)

p< 0,0001

NH4 T1 NH4 T20

0,5

1

1,5

2

2,5

Amonio (NH4)

47

similares obtenidos a lo de esta investigación (0,02 ± 0,01 mg.L-1), para el primer

día de cultivo de Larvas de Bocachico en sistema intensivo biofloc.

Figura 15. Parámetro fisicoquímico de calidad de agua nitrito

El efecto biorremediador de PC frente a la disminución de nitrito es real

biológicamente, aunque en esta investigación se evidenció pobremente. Distinto a

los resultados reportados por Sá (2019) quien obtuvo una disminución significativa

con el uso de microorganismos probióticos del género Bacillus y Paraecoccus donde

en 24 horas redujo de 100% a un 5% la presencia de nitrito en ensayos in vitru.

5.4 EFICIENCIA DEL PROBIÓTICO COMERCIAL CON EL CRECIMIENTO DE LOS PECES.

El anexo 5 muestra los resultados de la estadística para los parámetros zootécnicos

de la especie de cultivo.

5.4.1 Tasa de conversión alimenticia (TCA)

La tasa de conversión alimenticia (TCA) para el T1 tuvo un promedio de 1,61 ± 0,548

y el T2 fue de 1,40 ± 0,289, sin observarse diferencias significativas (P>0,05) entre

tratamientos (Figura 17). Esto permite evidenciar que en términos de rendimiento el

uso de probióticos suministrados directamente a los estanques de cultivo (T2) no

afecto positivamente al desarrollo de los organismos.

p< 0,0001

NO2 T1 NO2 T20

0,5

1

1,5

2

2,5

3

Nitrito (NO2)

48

Los resultados de esta investigación difieren a los obtenidos por Günter y Jimenez-

Montealegre (2004) donde inocularon una cepa con características probiótica en la

alimentación de Tilapia nilotica O. niloticus y Langostino M. rosenbergii presentando

una TCA de 2,75 para el tratamiento con probiótico y 2,43 para el tratamiento sin

probiótico, lo que indica que la inclusión de bacterias benéficas tanto en los

estanques de cultivo como en la alimentación puede tener efectos variados en el

crecimiento de los animales, por su parte Melgar (2013) presentó resultados

positivos en el cultivo de Camarón blanco P. vannamei, aplicando bacterias

probióticas directamente a los estanques de cultivo en dos tratamientos, presentado

TCA de 1,46 ± 0,20 y 1,72 ± 0,28 frente al tratamiento control que obtuvo una TCA

de 2,13 ± 0,48.

Figura 16. Tasa de conversión alimenticia (TCA) fuente: Autor

5.4.2 Ganancia de peso/día (g.d-1)

La ganancia de peso diaria para el T1 presento un promedio de 1,86±0,998,

mientras que el T2 presento un promedio de 1,34 ± 0,712 g.d-1, sin presentar

diferencias significativas (P<0,05) entre tratamientos. La mayor ganancia de peso

para T1 se evidenció en febrero y marzo con un valor de (2,55 g.d-1) y la menor

ganancia de peso se dio en el mes de diciembre con valor de 0,44 g.d-1, en cuanto

al T2 la mayor ganancia de peso fue en febrero con 2,08 g.d-1 y la menor ganancia

de peso se dio en diciembre con valor de 0,39 g.d-1) (Figura 18).

1,25

1,9

0,8 0,695

1,1151,24

1,771,485

0

0,5

1

1,5

2

1 2 3 4

TCA

Tiempo (Meses)

TCA

T1 TCA T2 TCA

49

Figura 17. Ganancia de peso diaria (g.d-1).

Los valores promedios de ganancia de peso fue de 1,86± 0,998 g.d-1 y 1,34 ± 0,712

g.d-1 en T1 y T2, respectivamente, siendo inferiores a los reportados por Günter y

Jimenez-Montealegre (2004), en donde los organismos presentaron una ganancia

de peso diaria de 2,33 g.d-1 para el tratamiento control y 2,10 g.d-1 para el

tratamiento con probioticos, en O. niloticus, Melgar (2013) reportó significativas

ganancias de peso para la especie camarón blanco L. vannamei siendo de 0,0003

g.d-1. Por su parte, Kawahigashi (2018) presentó mejores ganancias de peso en el

cultivo de camarón blanco, siendo de 1,4 g.semana-1 con el uso de probióticos,

frente al tratamiento control que fue de 1,1 g.semana-1; Teodor-Buruiana et al.

(2014); Das et al. (2017) indicaron que el uso de probióticos mejora la supervivencia

y es estimulante como promotor de crecimiento de los organismos acuáticos

cultivados.

5.4.3 Biomasa (kg)

La biomasa es la cantidad de kilogramos en peso vivo dentro de un recinto de

cultivo. En el estudio, en el tratamiento sin probiótico (T1), alcanzó 6338,25 ±

3888,73 kg, mientras que en el T2 fueron 5763,12 ± 3716,404 kg, sin diferencias

0,435

1,925

2,55 2,55

0,385

1,6

2,075

1,3

0

0,5

1

1,5

2

2,5

3

3,5

1 2 3 4

g.d

-1

Tiempo (Meses)

Ganancia de Peso/día (g)

T1 peso/dia T2 peso/dia

50

significativas entre tratamientos (P<0,05). Los tratamientos T1 y T2 presentaron un

máximo de biomasa en el mes de marzo de 10.410 y 9.672,50 kg, respectivamente;

de igual forma ambos tratamientos presentaron el mínimo valor para el mes de

diciembre, cuando se inició el ciclo de producción con 1454,5 kg para T1 y 1419 kg

para T2, evidenciado que este parámetro es directamente proporcional al tiempo

transcurrido en el cultivo de organismos acuáticos (Figura 19).

Figura 18. Biomasa total en los estanques de cultivo (kg) fuente: Autor.

Los valores de la biomasa para este estudio fue de 6338,25 ± 3888,73 kg en el

tratamiento T1 y 5763,12 ± 3716,404 kg en el T2. Una de las posibles razones que

explica estos resultados está relacionada con el protocolo de activación del

Probiótico Comercial recomendado en la ficha técnica del fabricante. El bajo

recuento de colonias viables del producto comercial y el mínimo tiempo dado para

la activación del PC, pudo influir en los resultados obtenidos en el tratamiento T2.

Similares resultados reportaron Günter y Jimenez-Montealegre (2004), encontrando

baja influencia aparente de los microorganismos del probiótico aplicado en el

mejoramiento el rendimiento de los peces de cultivo. Kawahigashi, (2018) reportó

una biomasa de 1450 kg.ha-1, utilizado probiótico comercial frente al tratamiento

control 1100 kg.ha-1, al finalizar el ciclo de cultivo de camarón marino P. vannamei;

1454,5

5226

8262,5

10410

1419

4085

7876

9672,5

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

1 2 3 4

Biomasa (kg)

T1 Biomasa (Kg) T2 Biomasa (kg)

51

similarmente, Irasema et al., (2011) y Toledo et al., (2018) reportaron mejoramiento

tanto en la calidad de agua como en el rendimiento para la larvicultura y engorde

del camarón marino P. vannamei. Las recomendaciones dadas por los

investigadores como Geiger, (2001) y Gatesoupe, (1999) se encaminan a la

necesidad de trabajar con bacterias autóctonas que estén adaptadas a condiciones

ambientales y tengan la capacidad de adaptarse al medio intestinal del hospedero.

5.5 CORRELACIÓN DE VARIABLES FÍSICO QUÍMICAS DEL AGUA Y PÁRAMETROS ZOOTECNICOS

El Análisis de Componentes Principales (ACP) es una estrategia metodológica en

la estadística analítica, que permite transformar un conjunto de variables en un

número menor de variables (llamadas componentes o dimensiones), que presentan

la información más relevante (varianza) del conjunto inicial (Almenara et al., 1998;

Ávila et al., 2015).

El anexo 4 muestra el modelo del ACP obtenido de la correlación entre variables

ambientales (físicas, químicas y nutrientes) con las variables biológicas (ganancia

en peso diario, TCA y biomasa, con el efecto probiótico (T1 sin probiótico comercial

y T2 con probiótoco comercial) de la especie de cultivo.

La Figura 19 representa el modelo de ACP, en el cual se observa la influencia de

las variables físicas y químicas sobre las variables biológicas y zootécnicas. Así,

fosfato (PO4), nitrito (NO2), amonios (NH3-NH4), dureza, alcalinidad, pH y

transparencia, estuvieron correlacionadas con la biomasa (kg), aportaron al modelo

explicativo en 50,27%, observado en la componente I (F1) de manera positiva (eje

superior derecho). De otra parte, la temperatura (°C) y el oxígeno disuelto (OD),

contribuyeron al modelo explicativo de la variación de la tasa de conversión

alimenticia (TCA) y de la ganancia de peso diaria (g.d-1) en 27,0%, como se observa

en la componente II (F2).

La figura 19 presenta el algoritmo y ACP que representar en forma de variables

independientes (activas) (eje rojo) y las variables dependientes de mayor relevancia

(suplementarias) (eje azul), que dan una explicación al modelo de correlación.

52

Figura 19. Aporte de las variables físico-químicas (Activas), sobre variables biológicas (suplementarias) en la componente F1 y F2.

Estos resultados sugieren que el estrés ocasionado por el incremento en los

nutrientes influencia negativamente tanto la ganancia en peso como en la biomasa

(eje vertical con valores negativos) y la disminución del OD y temperatura,

contribuyen al aumento de la TCA.

53

6 CONCLUSIONES

En los estanques de cultivo a los cuales se les aplicó el probiótico comercial

solo se aisló una (1) de las cuatro (4) especies bacterianas presentadas en

la ficha técnica de éste.

El tiempo óptimo de activación del probiótico comercial resultó ser entre las

24 a 48 horas para alcanzar el mayor número de colonias viables de

microorganismos.

No se evidenció reducción significativa de los compuestos nitrogenados

(NH3, NH4+, NO2

=), en el tratamiento T2 con el PC.

El uso del PC aplicado al medio acuático no influyó positiva ni negativamente

sobre el desempeño productivo de la tilapia roja Oreochromis sp.

54

7 RECOMENDACIONES

Se recomienda a los productores aplicar los protocolos del manejo del

probiótico comercial tal como sugiere la ficha técnica o realizar ensayos

previos para verificar la máxima tasa de crecimiento exponencial bacteriano,

momento ideal para inocular el probiótico.

Seguir investigando sobre el uso y los efectos de los probióticos comerciales

en los diferentes sistemas de producción acuícola, a escala comercial y de

laboratorio.

Verificar las especies encontradas mediante análisis molecular y realizar

previamente el recuento de las cepas bacterianas que componen a los

probióticos comerciales.

Cumplir con las recomendaciones del fabricante del producto comercial,

especificadas en la ficha técnica.

55

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64

ANEXOS

Anexo 1. Características morfológicas de los aislados de estanque de cultivo.

Continúa…

66

Anexo 2. Identificación de flora acompañante de los estanques de cultivo.

Continúa…

67

Continúa…

69

Anexo 3. Parámetros físico químicos de calidad de agua en los estanques de cultivo

Temperatura (°C)

Oxígeno Disuelto (mg/L)

pH

70

Transparencia (cm)

Conductividad (µ/cm-1)

Alcalinidad (mg/L CaCO3)

71

Dureza (mg/L CaCO3)

Fosfatos (mg/L PO4)

Amonio no ion (mg/L NH3)

72

Amonio ion (mg/L NH4)

Nitrito (mg/L NO2)

73

Anexo 4. Análisis de componentes principales (ACP) entre variables fisicoquímicas de calidad de agua con variables biológicas (rendimiento de los peces)

Estadístico descriptivo (Datos Cualitativos)

Estadísticos descriptivos (Datos cualitativos):

Variable Categorías Cuentas Frecuencias %

Tratamiento T1 4 4 50,000

T2 4 4 50,000

Continúa…

Estadísticos descriptivos (Datos cuantitativos):

Variable Observaciones Obs. con datos perdidos

Obs. sin datos perdidos

Mínimo Máximo Media Desv. típica

TºC 8 0 8 29,030 30,410 29,699 0,533 Trasp 8 0 8 4,500 33,500 13,875 8,713 OD 8 0 8 5,250 6,260 5,861 0,315 SAT (OD)

8 0 8 68,780 82,370 77,275 4,331

pH 8 0 8 6,820 7,320 7,071 0,211 Cond 8 0 8 497,750 1298,000 952,594 280,592 Dur 8 0 8 165,000 291,320 225,453 44,188 Alk 8 0 8 100,000 233,130 157,633 48,781 PO4 8 0 8 0,460 2,040 0,934 0,510 NH4 8 0 8 0,020 0,990 0,273 0,336 NH3 8 0 8 0,020 0,930 0,249 0,318 NO2 8 0 8 0,020 1,160 0,295 0,396 TCA 8 0 8 0,570 1,770 1,101 0,404 Peso/dia 8 0 8 0,390 2,550 1,605 0,849 Biomasa (Kg)

8 0 8 1419,000 10410,000 6050,688 3534,857

75

Análisis de componentes principales (ACP)

Valores propios:

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

Valor propio 6,032 2,723 1,684 0,890 0,572 0,067 0,031

Variabilidad (%) 50,267 22,695 14,034 7,420 4,766 0,562 0,256

% acumulado 50,267 72,963 86,997 94,417 99,182 99,744 100,000

0

20

40

60

80

100

0

1

2

3

4

5

6

7

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

Va

ria

bili

da

d a

cu

mu

lad

a (

%)

Va

lor

pro

pio

eje

Gráfico de sedimentación

76

Vectores propios:

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

TºC -0,088 0,507 -0,009 -0,520 0,138 -0,103 0,266

Trasp -0,319 0,081 -0,252 -0,178 0,630 0,221 -0,234

OD -0,208 0,374 0,289 0,491 0,069 -0,141 -0,033

SAT (OD) -0,217 0,411 0,261 0,394 0,079 0,028 -0,106

pH 0,276 -0,237 0,275 0,059 0,664 0,132 0,276

Cond -0,048 -0,217 0,690 -0,171 -0,154 0,490 -0,023

Dur 0,342 -0,268 -0,030 0,263 0,186 -0,456 -0,080

Alk 0,365 0,198 0,060 -0,262 -0,167 -0,002 -0,436

PO4 0,279 0,225 0,422 -0,279 0,132 -0,458 -0,011

NH4 0,376 0,193 -0,115 0,104 0,096 0,322 -0,226

NH3 0,367 0,228 -0,102 0,139 0,057 0,278 -0,306

NO2 0,342 0,272 -0,163 0,156 -0,125 0,252 0,667

Cargas factoriales:

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

TºC -0,216 0,836 -0,012 -0,490 0,105 -0,027 0,047

Trasp -0,784 0,134 -0,328 -0,168 0,477 0,057 -0,041

OD -0,511 0,617 0,374 0,463 0,052 -0,037 -0,006

SAT (OD) -0,532 0,678 0,339 0,372 0,060 0,007 -0,019

pH 0,679 -0,391 0,357 0,055 0,502 0,034 0,048

Cond -0,119 -0,358 0,895 -0,161 -0,117 0,127 -0,004

Dur 0,841 -0,443 -0,039 0,248 0,140 -0,118 -0,014

Alk 0,897 0,326 0,078 -0,247 -0,126 0,000 -0,076

PO4 0,685 0,371 0,548 -0,263 0,100 -0,119 -0,002

NH4 0,924 0,318 -0,149 0,098 0,073 0,084 -0,040

NH3 0,902 0,377 -0,133 0,131 0,043 0,072 -0,054

NO2 0,840 0,448 -0,211 0,147 -0,094 0,066 0,117

TCA 0,600 0,631 0,048 -0,349 0,145 -0,174 0,256

Peso/dia 0,351 -0,678 0,495 0,046 0,165 -0,077 -0,370 Biomasa (Kg) 0,695 -0,377 0,334 0,374 0,269 0,096 -0,206

Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla

77

Correlaciones entre variables dependientes y los factores (F):

Contribuciones de las variables (%):

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

TºC 0,775 25,662 0,009 26,993 1,918 1,069 7,060

Trasp 10,182 0,662 6,373 3,186 39,711 4,873 5,474

OD 4,323 13,972 8,327 24,073 0,477 1,998 0,106

SAT (OD) 4,694 16,878 6,833 15,516 0,621 0,080 1,131

pH 7,636 5,621 7,566 0,343 44,115 1,751 7,619

Cond 0,235 4,719 47,596 2,915 2,378 23,984 0,053

Dur 11,719 7,205 0,092 6,895 3,451 20,814 0,635

Alk 13,337 3,914 0,357 6,864 2,789 0,000 18,978

PO4 7,773 5,058 17,828 7,759 1,740 20,948 0,011

NH4 14,145 3,708 1,322 1,087 0,921 10,385 5,087

NH3 13,480 5,216 1,047 1,936 0,323 7,727 9,375

NO2 11,700 7,385 2,650 2,433 1,554 6,370 44,469

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

TºC -0,216 0,836 -0,012 -0,490 0,105 -0,027 0,047

Trasp -0,784 0,134 -0,328 -0,168 0,477 0,057 -0,041

OD -0,511 0,617 0,374 0,463 0,052 -0,037 -0,006

SAT (OD) -0,532 0,678 0,339 0,372 0,060 0,007 -0,019

pH 0,679 -0,391 0,357 0,055 0,502 0,034 0,048

Cond -0,119 -0,358 0,895 -0,161 -0,117 0,127 -0,004

Dur 0,841 -0,443 -0,039 0,248 0,140 -0,118 -0,014

Alk 0,897 0,326 0,078 -0,247 -0,126 0,000 -0,076

PO4 0,685 0,371 0,548 -0,263 0,100 -0,119 -0,002

NH4 0,924 0,318 -0,149 0,098 0,073 0,084 -0,040

NH3 0,902 0,377 -0,133 0,131 0,043 0,072 -0,054

NO2 0,840 0,448 -0,211 0,147 -0,094 0,066 0,117

TCA 0,600 0,631 0,048 -0,349 0,145 -0,174 0,256

Peso/dia 0,351 -0,678 0,495 0,046 0,165 -0,077 -0,370 Biomasa (Kg) 0,695 -0,377 0,334 0,374 0,269 0,096 -0,206

Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla

78

Cosenos cuadrados de las variables:

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

TºC 0,047 0,699 0,000 0,240 0,011 0,001 0,002

Trasp 0,614 0,018 0,107 0,028 0,227 0,003 0,002

OD 0,261 0,381 0,140 0,214 0,003 0,001 0,000

SAT (OD) 0,283 0,460 0,115 0,138 0,004 0,000 0,000

pH 0,461 0,153 0,127 0,003 0,252 0,001 0,002

Cond 0,014 0,129 0,802 0,026 0,014 0,016 0,000

Dur 0,707 0,196 0,002 0,061 0,020 0,014 0,000

Alk 0,805 0,107 0,006 0,061 0,016 0,000 0,006

PO4 0,469 0,138 0,300 0,069 0,010 0,014 0,000

NH4 0,853 0,101 0,022 0,010 0,005 0,007 0,002

NH3 0,813 0,142 0,018 0,017 0,002 0,005 0,003

NO2 0,706 0,201 0,045 0,022 0,009 0,004 0,014

TCA 0,360 0,399 0,002 0,122 0,021 0,030 0,066

Peso/dia 0,123 0,460 0,245 0,002 0,027 0,006 0,137

Biomasa (Kg) 0,483 0,142 0,111 0,140 0,073 0,009 0,042

Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla Los valores en negrita corresponden para cada variable al factor para el cual el coseno cuadrado es el mayor

Puntuaciones factoriales: F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

1 -3,693 1,768 -1,319 -0,045 1,198 -0,054 -0,007

1 -1,747 0,866 0,109 -0,252 -1,082 0,276 0,302

2 -1,591 -0,523 -0,322 -0,083 -0,874 0,180 -0,375

2 0,109 -0,264 -0,208 -0,277 -0,689 -0,635 0,036

3 0,709 -3,591 -0,687 -0,841 0,618 0,113 0,088

3 2,469 1,637 1,994 -1,369 0,460 0,046 -0,065

4 -0,905 -0,944 2,091 1,811 0,371 -0,018 0,019

4 4,649 1,051 -1,659 1,055 -0,004 0,092 0,003

Tratamiento-T1 -1,370 -0,823 -0,059 0,211 0,328 0,055 -0,069

Tratamiento-T2 1,370 0,823 0,059 -0,211 -0,328 -0,055 0,069

Los resultados que corresponden a los centroides de las categorías se muestran en la parte inferior de la tabla

79

Contribuciones de las observaciones (%):

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

1 28,262 14,344 12,912 0,028 31,387 0,548 0,020

1 6,322 3,442 0,089 0,889 25,571 14,158 37,028

2 5,242 1,258 0,768 0,097 16,687 6,033 57,415

2 0,024 0,320 0,321 1,077 10,363 74,870 0,526

3 1,041 59,177 3,507 9,930 8,355 2,369 3,121

3 12,628 12,296 29,514 26,305 4,629 0,395 1,733

4 1,695 4,089 32,461 46,034 3,007 0,060 0,152

4 44,785 5,075 20,428 15,639 0,000 1,568 0,005

Cosenos cuadrados de las observaciones:

F1 F2 F3 F4 F5 F6 F7

1 0,684 0,157 0,087 0,000 0,072 0,000 0,000

1 0,585 0,144 0,002 0,012 0,224 0,015 0,017

2 0,657 0,071 0,027 0,002 0,198 0,008 0,037

2 0,011 0,064 0,040 0,071 0,439 0,374 0,001

3 0,034 0,861 0,032 0,047 0,026 0,001 0,001

3 0,411 0,181 0,268 0,126 0,014 0,000 0,000

4 0,086 0,094 0,460 0,345 0,014 0,000 0,000

4 0,813 0,042 0,103 0,042 0,000 0,000 0,000

Tratamiento-T1 0,691 0,249 0,001 0,016 0,040 0,001 0,002 Tratamiento-T2 0,691 0,249 0,001 0,016 0,040 0,001 0,002

Los resultados que corresponden a los centroides de las categorías se muestran en la parte inferior de la tabla Los valores en negrita corresponden para cada observación al factor para el cual el coseno cuadrado es el mayor Resultados tras la rotación Varimax

Matriz de rotación:

D1 D2

D1 0,869 -0,495

D2 0,495 0,869

80

Porcentaje de la varianza tras rotación Varimax: D1 D2 F3 F4 F5 F6 F7

Variabilidad (%) 43,517 29,446 14,034 7,420 4,766 0,562 0,256

% acumulado 43,517 72,963 86,997 94,417 99,182 99,744 100,000

Cargas factoriales tras rotación Varimax:

D1 D2

TºC 0,226 0,833

Trasp -0,615 0,504

OD -0,139 0,789

SAT (OD) -0,127 0,852

pH 0,396 -0,676

Cond -0,281 -0,253

Dur 0,511 -0,801

Alk 0,941 -0,160

PO4 0,779 -0,016

NH4 0,960 -0,181

NH3 0,970 -0,119

NO2 0,952 -0,026

TCA 0,834 0,252

Peso/dia -0,030 -0,763

Biomasa (Kg) 0,417 -0,671

Los resultados que corresponden a las variables suplementarias se muestran en la segunda parte de la tabla Cosenos cuadrados de las observaciones tras rotación Varimax:

D1 D2

1 0,092 0,426

1 0,059 0,298

2 0,330 0,001

2 0,002 0,025

3 0,107 0,646

3 0,231 0,016

4 0,044 0,012

4 0,489 0,019

Tratamiento-T1 0,740 0,034

Tratamiento-T2 0,740 0,034

Los resultados que corresponden a los centroides de las categorías se muestran en la parte inferior de la tabla Los valores en negrita corresponden para cada observación al factor para el cual el coseno cuadrado es el mayor

81

Anexo 5. Eficiencia del probiótico comercial con el crecimiento de los peces

Tiempo (Mes) TCA

TCA T1 1,25

TCA T1 1,90

TCA T1 0,80

TCA T1 0,70

TCA T2 1,12

TCA T2 1,24

TCA T2 1,77

TCA T2 1,49

Tiempo Mes peso/dia

peso/dia T1 0,44

peso/dia T1 1,93

peso/dia T1 2,55

peso/dia T1 2,55

peso/dia T2 0,39

peso/dia T2 1,60

peso/dia T2 2,08

peso/dia T2 1,30

Tiempo en mes Biomasa (Kg)

Biomasa (Kg) T1 1454,50




Biomasa (kg) T2 1419,00




Continúa…

jamer de jesús hoyos lópez - universidad de córdoba

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