UNIVERSITE MOHAMMED V

FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE -RABAT-

ANNEE : 2011 THESE N°:95

Les pseudothrombopénies non EDTA-

dépendantes : à propos de 2 cas et revue de la

littérature.

THESE Présentée et soutenue publiquement le :…………

PAR Mr. Houssam Mabrouki

Né le 18 Avril 1987 à Salé

PPoouurr ll''OObbtteennttiioonn dduu DDooccttoorraatt eenn PPhhaarrmmaacciiee

MOTS CLES : Thrombopénie, fausse thrombopénie, EDTA, agglutinines froides.

MEMBRES DE JURY

Mr. M. BENKIRANE PRESIDENT

Professeur d'Hématologie

Mr. A. BELMEKKI RAPPORTEUR

Professeur d’Hématologie

Mme N. MESSAOUDI Professeur Agrégé d’'Hématologie biologique

Monsieur M. CHAKOUR

Professeur Agrégé d’'Hématologie biologique Monsieur K. DOGHMI

Professeur Agrégé d’'Hématologie clinique

JUGES

UNIVERSITE MOHAMMED V- SOUISSI

FACULTE DE MEDECINE ET DE PHARMACIE - RABAT

DOYENS HONORAIRES :

1962 – 1969 : Docteur Abdelmalek FARAJ

1969 – 1974 : Professeur Abdellatif BERBICH

1974 – 1981 : Professeur Bachir LAZRAK

1981 – 1989 : Professeur Taieb CHKILI

1989 – 1997 : Professeur Mohamed Tahar ALAOUI

1997 – 2003 : Professeur Abdelmajid BELMAHI

ADMINISTRATION :

Doyen : Professeur Najia HAJJAJ

Vice Doyen chargé des Affaires Académiques et estudiantines

Professeur Mohammed JIDDANE

Vice Doyen chargé de la Recherche et de la Coopération

Professeur Ali BENOMAR

Vice Doyen chargé des Affaires Spécifiques à la Pharmacie

Professeur Yahia CHERRAH

Secrétaire Général : Mr. El Hassane AHALLAT

Conservateur : Ahmed ZAHIDI

PROFESSEURS :

Février, Septembre, Décembre 1973 1. Pr. CHKILI Taieb Neuropsychiatrie

Janvier et Décembre 1976

2. Pr. HASSAR Mohamed Pharmacologie Clinique

Mars, Avril et Septembre 1980

3. Pr. EL KHAMLICHI Abdeslam Neurochirurgie

4. Pr. MESBAHI Redouane Cardiologie

5. Mai et Octobre 1981

6. Pr. BOUZOUBAA Abdelmajid Cardiologie

7. Pr. EL MANOUAR Mohamed Traumatologie-Orthopédie

8. Pr. HAMANI Ahmed* Cardiologie

9. Pr. MAAZOUZI Ahmed Wajih Chirurgie Cardio-Vasculaire

10. Pr. SBIHI Ahmed Anesthésie –Réanimation

11. Pr. TAOBANE Hamid* Chirurgie Thoracique

12. Mai et Novembre 1982

13. Pr. ABROUQ Ali* Oto-Rhino-Laryngologie

14. Pr. BENOMAR M’hammed Chirurgie-Cardio-Vasculaire

15. Pr. BENSOUDA Mohamed Anatomie

16. Pr. BENOSMAN Abdellatif Chirurgie Thoracique

17. Pr. LAHBABI ép. AMRANI Naïma Physiologie

Novembre 1983

18. Pr. ALAOUI TAHIRI Kébir* Pneumo-phtisiologie

19. Pr. BALAFREJ Amina Pédiatrie

20. Pr. BELLAKHDAR Fouad Neurochirurgie

21. Pr. HAJJAJ ép. HASSOUNI Najia Rhumatologie

22. Pr. SRAIRI Jamal-Eddine Cardiologie

Décembre 1984

23. Pr. BOUCETTA Mohamed* Neurochirurgie

24. Pr. EL GUEDDARI Brahim El Khalil Radiothérapie

25. Pr. MAAOUNI Abdelaziz Médecine Interne

26. Pr. MAAZOUZI Ahmed Wajdi Anesthésie -Réanimation

27. Pr. NAJI M’Barek * Immuno-Hématologie

28. Pr. SETTAF Abdellatif Chirurgie

Novembre et Décembre 1985

29. Pr. BENJELLOUN Halima Cardiologie

30. Pr. BENSAID Younes Pathologie Chirurgicale

31. Pr. EL ALAOUI Faris Moulay El Mostafa Neurologie

32. Pr. IHRAI Hssain * Stomatologie et Chirurgie Maxillo-Faciale

33. Pr. IRAQI Ghali Pneumo-phtisiologie

34. Pr. KZADRI Mohamed Oto-Rhino-laryngologie

Janvier, Février et Décembre 1987

35. Pr. AJANA Ali Radiologie

36. Pr. AMMAR Fanid Pathologie Chirurgicale

37. Pr. CHAHED OUAZZANI Houria ép.TAOBANE Gastro-Entérologie

38. Pr. EL FASSY FIHRI Mohamed Taoufiq Pneumo-phtisiologie

39. Pr. EL HAITEM Naïma Cardiologie

40. Pr. EL MANSOURI Abdellah* Chimie-Toxicologie Expertise

41. Pr. EL YAACOUBI Moradh Traumatologie Orthopédie

42. Pr. ESSAID EL FEYDI Abdellah Gastro-Entérologie

43. Pr. LACHKAR Hassan Médecine Interne

44. Pr. OHAYON Victor* Médecine Interne

45. Pr. YAHYAOUI Mohamed Neurologie

Décembre 1988

46. Pr. BENHAMAMOUCH Mohamed Najib Chirurgie Pédiatrique

47. Pr. DAFIRI Rachida Radiologie

48. Pr. FAIK Mohamed Urologie

49. Pr. HERMAS Mohamed Traumatologie Orthopédie

50. Pr. TOLOUNE Farida* Médecine Interne

Décembre 1989 Janvier et Novembre 1990

51. Pr. ADNAOUI Mohamed Médecine Interne

52. Pr. AOUNI Mohamed Médecine Interne

53. Pr. BENAMEUR Mohamed* Radiologie

54. Pr. BOUKILI MAKHOUKHI Abdelali Cardiologie

55. Pr. CHAD Bouziane Pathologie Chirurgicale

56. Pr. CHKOFF Rachid Urologie

57. Pr. KHARBACH Aîcha Gynécologie -Obstétrique

58. Pr. MANSOURI Fatima Anatomie-Pathologique

59. Pr. OUAZZANI Taïbi Mohamed Réda Neurologie

60. Pr. SEDRATI Omar* Dermatologie

61. Pr. TAZI Saoud Anas Anesthésie Réanimation

Février Avril Juillet et Décembre 1991

62. Pr. AL HAMANY Zaîtounia Anatomie-Pathologique

63. Pr. ATMANI Mohamed* Anesthésie Réanimation

64. Pr. AZZOUZI Abderrahim Anesthésie Réanimation

65. Pr. BAYAHIA Rabéa ép. HASSAM Néphrologie

66. Pr. BELKOUCHI Abdelkader Chirurgie Générale

67. Pr. BENABDELLAH Chahrazad Hématologie

68. Pr. BENCHEKROUN BELABBES Abdellatif Chirurgie Générale

69. Pr. BENSOUDA Yahia Pharmacie galénique

70. Pr. BERRAHO Amina Ophtalmologie

71. Pr. BEZZAD Rachid Gynécologie Obstétrique

72. Pr. CHABRAOUI Layachi Biochimie et Chimie

73. Pr. CHANA El Houssaine* Ophtalmologie

74. Pr. CHERRAH Yahia Pharmacologie

75. Pr. CHOKAIRI Omar Histologie Embryologie

76. Pr. FAJRI Ahmed* Psychiatrie

77. Pr. JANATI Idrissi Mohamed* Chirurgie Générale

78. Pr. KHATTAB Mohamed Pédiatrie

79. Pr. NEJMI Maati Anesthésie-Réanimation

80. Pr. OUAALINE Mohammed* Médecine Préventive, Santé Publique et Hygiène

81. Pr. SOULAYMANI Rachida ép.BENCHEIKH Pharmacologie

82. Pr. TAOUFIK Jamal Chimie thérapeutique

Décembre 1992

83. Pr. AHALLAT Mohamed Chirurgie Générale

84. Pr. BENOUDA Amina Microbiologie

85. Pr. BENSOUDA Adil Anesthésie Réanimation

86. Pr. BOUJIDA Mohamed Najib Radiologie

87. Pr. CHAHED OUAZZANI Laaziza Gastro-Entérologie

88. Pr. CHRAIBI Chafiq Gynécologie Obstétrique

89. Pr. DAOUDI Rajae Ophtalmologie

90. Pr. DEHAYNI Mohamed* Gynécologie Obstétrique

91. Pr. EL HADDOURY Mohamed Anesthésie Réanimation

92. Pr. EL OUAHABI Abdessamad Neurochirurgie

93. Pr. FELLAT Rokaya Cardiologie

94. Pr. GHAFIR Driss* Médecine Interne

95. Pr. JIDDANE Mohamed Anatomie

96. Pr. OUAZZANI TAIBI Med Charaf Eddine Gynécologie Obstétrique

97. Pr. TAGHY Ahmed Chirurgie Générale

98. Pr. ZOUHDI Mimoun Microbiologie

Mars 1994

99. Pr. AGNAOU Lahcen Ophtalmologie

100. Pr. AL BAROUDI Saad Chirurgie Générale

101. Pr. BENCHERIFA Fatiha Ophtalmologie

102. Pr. BENJAAFAR Noureddine Radiothérapie

103. Pr. BENJELLOUN Samir Chirurgie Générale

104. Pr. BEN RAIS Nozha Biophysique

105. Pr. CAOUI Malika Biophysique

106. Pr. CHRAIBI Abdelmjid Endocrinologie et Maladies Métaboliques

107. Pr. EL AMRANI Sabah ép. AHALLAT Gynécologie Obstétrique

108. Pr. EL AOUAD Rajae Immunologie

109. Pr. EL BARDOUNI Ahmed Traumato-Orthopédie

110. Pr. EL HASSANI My Rachid Radiologie

111. Pr. EL IDRISSI LAMGHARI Abdennaceur Médecine Interne

112. Pr. EL KIRAT Abdelmajid* Chirurgie Cardio- Vasculaire

113. Pr. ERROUGANI Abdelkader Chirurgie Générale

114. Pr. ESSAKALI Malika Immunologie

115. Pr. ETTAYEBI Fouad Chirurgie Pédiatrique

116. Pr. HADRI Larbi* Médecine Interne

117. Pr. HASSAM Badredine Dermatologie

118. Pr. IFRINE Lahssan Chirurgie Générale

119. Pr. JELTHI Ahmed Anatomie Pathologique

120. Pr. MAHFOUD Mustapha Traumatologie – Orthopédie

121. Pr. MOUDENE Ahmed* Traumatologie- Orthopédie

122. Pr. OULBACHA Said Chirurgie Générale

123. Pr. RHRAB Brahim Gynécologie –Obstétrique

124. Pr. SENOUCI Karima ép. BELKHADIR Dermatologie

125. Pr. SLAOUI Anas Chirurgie Cardio-Vasculaire

Mars 1994

126. Pr. ABBAR Mohamed* Urologie

127. Pr. ABDELHAK M’barek Chirurgie – Pédiatrique

128. Pr. BELAIDI Halima Neurologie

129. Pr. BRAHMI Rida Slimane Gynécologie Obstétrique

130. Pr. BENTAHILA Abdelali Pédiatrie

131. Pr. BENYAHIA Mohammed Ali Gynécologie – Obstétrique

132. Pr. BERRADA Mohamed Saleh Traumatologie – Orthopédie

133. Pr. CHAMI Ilham Radiologie

134. Pr. CHERKAOUI Lalla Ouafae Ophtalmologie

135. Pr. EL ABBADI Najia Neurochirurgie

136. Pr. HANINE Ahmed* Radiologie

137. Pr. JALIL Abdelouahed Chirurgie Générale

138. Pr. LAKHDAR Amina Gynécologie Obstétrique

139. Pr. MOUANE Nezha Pédiatrie

Mars 1995

140. Pr. ABOUQUAL Redouane Réanimation Médicale

141. Pr. AMRAOUI Mohamed Chirurgie Générale

142. Pr. BAIDADA Abdelaziz Gynécologie Obstétrique

143. Pr. BARGACH Samir Gynécologie Obstétrique

144. Pr. BEDDOUCHE Amoqrane* Urologie

145. Pr. BENAZZOUZ Mustapha Gastro-Entérologie

146. Pr. CHAARI Jilali* Médecine Interne

147. Pr. DIMOU M’barek* Anesthésie Réanimation

148. Pr. DRISSI KAMILI Mohammed Nordine* Anesthésie Réanimation

149. Pr. EL MESNAOUI Abbes Chirurgie Générale

150. Pr. ESSAKALI HOUSSYNI Leila Oto-Rhino-Laryngologie

151. Pr. FERHATI Driss Gynécologie Obstétrique

152. Pr. HASSOUNI Fadil Médecine Préventive, Santé Publique et Hygiène

153. Pr. HDA Abdelhamid* Cardiologie

154. Pr. IBEN ATTYA ANDALOUSSI Ahmed Urologie

155. Pr. IBRAHIMY Wafaa Ophtalmologie

156. Pr. MANSOURI Aziz Radiothérapie

157. Pr. OUAZZANI CHAHDI Bahia Ophtalmologie

158. Pr. RZIN Abdelkader* Stomatologie et Chirurgie Maxillo-faciale

159. Pr. SEFIANI Abdelaziz Génétique

160. Pr. ZEGGWAGH Amine Ali Réanimation Médicale

Décembre 1996

161. Pr. AMIL Touriya* Radiologie

162. Pr. BELKACEM Rachid Chirurgie Pédiatrie

163. Pr. BELMAHI Amin Chirurgie réparatrice et plastique

164. Pr. BOULANOUAR Abdelkrim Ophtalmologie

165. Pr. EL ALAMI EL FARICHA EL Hassan Chirurgie Générale

166. Pr. EL MELLOUKI Ouafae* Parasitologie

167. Pr. GAOUZI Ahmed Pédiatrie

168. Pr. MAHFOUDI M’barek* Radiologie

169. Pr. MOHAMMADINE EL Hamid Chirurgie Générale

170. Pr. MOHAMMADI Mohamed Médecine Interne

171. Pr. MOULINE Soumaya Pneumo-phtisiologie

172. Pr. OUADGHIRI Mohamed Traumatologie-Orthopédie

173. Pr. OUZEDDOUN Naima Néphrologie

174. Pr. ZBIR EL Mehdi* Cardiologie

Novembre 1997

175. Pr. ALAMI Mohamed Hassan Gynécologie-Obstétrique

176. Pr. BEN AMAR Abdesselem Chirurgie Générale

177. Pr. BEN SLIMANE Lounis Urologie

178. Pr. BIROUK Nazha Neurologie

179. Pr. BOULAICH Mohamed O.RL.

180. Pr. CHAOUIR Souad* Radiologie

181. Pr. DERRAZ Said Neurochirurgie

182. Pr. ERREIMI Naima Pédiatrie

183. Pr. FELLAT Nadia Cardiologie

184. Pr. GUEDDARI Fatima Zohra Radiologie

185. Pr. HAIMEUR Charki* Anesthésie Réanimation

186. Pr. KANOUNI NAWAL Physiologie

187. Pr. KOUTANI Abdellatif Urologie

188. Pr. LAHLOU Mohamed Khalid Chirurgie Générale

189. Pr. MAHRAOUI CHAFIQ Pédiatrie

190. Pr. NAZI M’barek* Cardiologie

191. Pr. OUAHABI Hamid* Neurologie

192. Pr. SAFI Lahcen* Anesthésie Réanimation

193. Pr. TAOUFIQ Jallal Psychiatrie

194. Pr. YOUSFI MALKI Mounia Gynécologie Obstétrique

Novembre 1998

195. Pr. AFIFI RAJAA Gastro-Entérologie

196. Pr. AIT BENASSER MOULAY Ali* Pneumo-phtisiologie

197. Pr. ALOUANE Mohammed* Oto-Rhino-Laryngologie

198. Pr. BENOMAR ALI Neurologie

199. Pr. BOUGTAB Abdesslam Chirurgie Générale

200. Pr. ER RIHANI Hassan Oncologie Médicale

201. Pr. EZZAITOUNI Fatima Néphrologie

202. Pr. KABBAJ Najat Radiologie

203. Pr. LAZRAK Khalid ( M) Traumatologie Orthopédie

Novembre 1998

204. Pr. BENKIRANE Majid* Hématologie

205. Pr. KHATOURI ALI* Cardiologie

206. Pr. LABRAIMI Ahmed* Anatomie Pathologique

Janvier 2000

207. Pr. ABID Ahmed* Pneumophtisiologie

208. Pr. AIT OUMAR Hassan Pédiatrie

209. Pr. BENCHERIF My Zahid Ophtalmologie

210. Pr. BENJELLOUN DAKHAMA Badr.Sououd Pédiatrie

211. Pr. BOURKADI Jamal-Eddine Pneumo-phtisiologie

212. Pr. CHAOUI Zineb Ophtalmologie

213. Pr. CHARIF CHEFCHAOUNI Al Montacer Chirurgie Générale

214. Pr. ECHARRAB El Mahjoub Chirurgie Générale

215. Pr. EL FTOUH Mustapha Pneumo-phtisiologie

216. Pr. EL MOSTARCHID Brahim* Neurochirurgie

217. Pr. EL OTMANYAzzedine Chirurgie Générale

218. Pr. GHANNAM Rachid Cardiologie

219. Pr. HAMMANI Lahcen Radiologie

220. Pr. ISMAILI Mohamed Hatim Anesthésie-Réanimation

221. Pr. ISMAILI Hassane* Traumatologie Orthopédie

222. Pr. KRAMI Hayat Ennoufouss Gastro-Entérologie

223. Pr. MAHMOUDI Abdelkrim* Anesthésie-Réanimation

224. Pr. TACHINANTE Rajae Anesthésie-Réanimation

225. Pr. TAZI MEZALEK Zoubida Médecine Interne

226. Novembre 2000

227. Pr. AIDI Saadia Neurologie

228. Pr. AIT OURHROUI Mohamed Dermatologie

229. Pr. AJANA Fatima Zohra Gastro-Entérologie

230. Pr. BENAMR Said Chirurgie Générale

231. Pr. BENCHEKROUN Nabiha Ophtalmologie

232. Pr. CHERTI Mohammed Cardiologie

233. Pr. ECH-CHERIF EL KETTANI Selma ²Anesthésie-Réanimation

234. Pr. EL HASSANI Amine Pédiatrie

235. Pr. EL IDGHIRI Hassan Oto-Rhino-Laryngologie

236. Pr. EL KHADER Khalid Urologie

237. Pr. EL MAGHRAOUI Abdellah* Rhumatologie

238. Pr. GHARBI Mohamed El Hassan Endocrinologie et Maladies Métaboliques

239. Pr. HSSAIDA Rachid* Anesthésie-Réanimation

240. Pr. LACHKAR Azzouz Urologie

241. Pr. LAHLOU Abdou Traumatologie Orthopédie

242. Pr. MAFTAH Mohamed* Neurochirurgie

243. Pr. MAHASSINI Najat Anatomie Pathologique

244. Pr. MDAGHRI ALAOUI Asmae Pédiatrie

245. Pr. NASSIH Mohamed* Stomatologie Et Chirurgie Maxillo-Faciale

246. Pr. ROUIMI Abdelhadi Neurologie

Décembre 2001

247. Pr. ABABOU Adil Anesthésie-Réanimation

248. Pr. AOUAD Aicha Cardiologie

249. Pr. BALKHI Hicham* Anesthésie-Réanimation

250. Pr. BELMEKKI Mohammed Ophtalmologie

251. Pr. BENABDELJLIL Maria Neurologie

252. Pr. BENAMAR Loubna Néphrologie

253. Pr. BENAMOR Jouda Pneumo-phtisiologie

254. Pr. BENELBARHDADI Imane Gastro-Entérologie

255. Pr. BENNANI Rajae Cardiologie

256. Pr. BENOUACHANE Thami Pédiatrie

257. Pr. BENYOUSSEF Khalil Dermatologie

258. Pr. BERRADA Rachid Gynécologie Obstétrique

259. Pr. BEZZA Ahmed* Rhumatologie

260. Pr. BOUCHIKHI IDRISSI Med Larbi Anatomie

261. Pr. BOUHOUCH Rachida Cardiologie

262. Pr. BOUMDIN El Hassane* Radiologie

263. Pr. CHAT Latifa Radiologie

264. Pr. CHELLAOUI Mounia Radiologie

265. Pr. DAALI Mustapha* Chirurgie Générale

266. Pr. DRISSI Sidi Mourad* Radiologie

267. Pr. EL HAJOUI Ghziel Samira Gynécologie Obstétrique

268. Pr. EL HIJRI Ahmed Anesthésie-Réanimation

269. Pr. EL MAAQILI Moulay Rachid Neuro-Chirurgie

270. Pr. EL MADHI Tarik Chirurgie-Pédiatrique

271. Pr. EL MOUSSAIF Hamid Ophtalmologie

272. Pr. EL OUNANI Mohamed Chirurgie Générale

273. Pr. EL QUESSAR Abdeljlil Radiologie

274. Pr. ETTAIR Said Pédiatrie

275. Pr. GAZZAZ Miloudi* Neuro-Chirurgie

276. Pr. GOURINDA Hassan Chirurgie-Pédiatrique

277. Pr. HRORA Abdelmalek Chirurgie Générale

278. Pr. KABBAJ Saad Anesthésie-Réanimation

279. Pr. KABIRI EL Hassane* Chirurgie Thoracique

280. Pr. LAMRANI Moulay Omar Traumatologie Orthopédie

281. Pr. LEKEHAL Brahim Chirurgie Vasculaire Périphérique

282. Pr. MAHASSIN Fattouma* Médecine Interne

283. Pr. MEDARHRI Jalil Chirurgie Générale

284. Pr. MIKDAME Mohammed* Hématologie Clinique

285. Pr. MOHSINE Raouf Chirurgie Générale

286. Pr. NABIL Samira Gynécologie Obstétrique

287. Pr. NOUINI Yassine Urologie

288. Pr. OUALIM Zouhir* Néphrologie

289. Pr. SABBAH Farid Chirurgie Générale

290. Pr. SEFIANI Yasser Chirurgie Vasculaire Périphérique

291. Pr. TAOUFIQ BENCHEKROUN Soumia Pédiatrie

292. Pr. TAZI MOUKHA Karim Urologie

Décembre 2002

293. Pr. AL BOUZIDI Abderrahmane* Anatomie Pathologique

294. Pr. AMEUR Ahmed * Urologie

295. Pr. AMRI Rachida Cardiologie

296. Pr. AOURARH Aziz* Gastro-Entérologie

297. Pr. BAMOU Youssef * Biochimie-Chimie

298. Pr. BELMEJDOUB Ghizlene* Endocrinologie et Maladies Métaboliques

299. Pr. BENBOUAZZA Karima Rhumatologie

300. Pr. BENZEKRI Laila Dermatologie

301. Pr. BENZZOUBEIR Nadia* Gastro-Entérologie

302. Pr. BERNOUSSI Zakiya Anatomie Pathologique

303. Pr. BICHRA Mohamed Zakariya Psychiatrie

304. Pr. CHOHO Abdelkrim * Chirurgie Générale

305. Pr. CHKIRATE Bouchra Pédiatrie

306. Pr. EL ALAMI EL FELLOUS Sidi Zouhair Chirurgie Pédiatrique

307. Pr. EL ALJ Haj Ahmed Urologie

308. Pr. EL BARNOUSSI Leila Gynécologie Obstétrique

309. Pr. EL HAOURI Mohamed * Dermatologie

310. Pr. EL MANSARI Omar* Chirurgie Générale

311. Pr. ES-SADEL Abdelhamid Chirurgie Générale

312. Pr. FILALI ADIB Abdelhai Gynécologie Obstétrique

313. Pr. HADDOUR Leila Cardiologie

314. Pr. HAJJI Zakia Ophtalmologie

315. Pr. IKEN Ali Urologie

316. Pr. ISMAEL Farid Traumatologie Orthopédie

317. Pr. JAAFAR Abdeloihab* Traumatologie Orthopédie

318. Pr. KRIOULE Yamina Pédiatrie

319. Pr. LAGHMARI Mina Ophtalmologie

320. Pr. MABROUK Hfid* Traumatologie Orthopédie

321. Pr. MOUSSAOUI RAHALI Driss* Gynécologie Obstétrique

322. Pr. MOUSTAGHFIR Abdelhamid* Cardiologie

323. Pr. MOUSTAINE My Rachid Traumatologie Orthopédie

324. Pr. NAITLHO Abdelhamid* Médecine Interne

325. Pr. OUJILAL Abdelilah Oto-Rhino-Laryngologie

326. Pr. RACHID Khalid * Traumatologie Orthopédie

327. Pr. RAISS Mohamed Chirurgie Générale

328. Pr. RGUIBI IDRISSI Sidi Mustapha* Pneumophtisiologie

329. Pr. RHOU Hakima Néphrologie

330. Pr. SIAH Samir * Anesthésie Réanimation

331. Pr. THIMOU Amal Pédiatrie

332. Pr. ZENTAR Aziz* Chirurgie Générale

333. Pr. ZRARA Ibtisam* Anatomie Pathologique

PROFESSEURS AGREGES :

Janvier 2004

334. Pr. ABDELLAH El Hassan Ophtalmologie

335. Pr. AMRANI Mariam Anatomie Pathologique

336. Pr. BENBOUZID Mohammed Anas Oto-Rhino-Laryngologie

337. Pr. BENKIRANE Ahmed* Gastro-Entérologie

338. Pr. BENRAMDANE Larbi* Chimie Analytique

339. Pr. BOUGHALEM Mohamed* Anesthésie Réanimation

340. Pr. BOULAADAS Malik Stomatologie et Chirurgie Maxillo-faciale

341. Pr. BOURAZZA Ahmed* Neurologie

342. Pr. CHAGAR Belkacem* Traumatologie Orthopédie

343. Pr. CHERRADI Nadia Anatomie Pathologique

344. Pr. EL FENNI Jamal* Radiologie

345. Pr. EL HANCHI ZAKI Gynécologie Obstétrique

346. Pr. EL KHORASSANI Mohamed Pédiatrie

347. Pr. EL YOUNASSI Badreddine* Cardiologie

348. Pr. HACHI Hafid Chirurgie Générale

349. Pr. JABOUIRIK Fatima Pédiatrie

350. Pr. KARMANE Abdelouahed Ophtalmologie

351. Pr. KHABOUZE Samira Gynécologie Obstétrique

352. Pr. KHARMAZ Mohamed Traumatologie Orthopédie

353. Pr. LEZREK Mohammed* Urologie

354. Pr. MOUGHIL Said Chirurgie Cardio-Vasculaire

355. Pr. NAOUMI Asmae* Ophtalmologie

356. Pr. SAADI Nozha Gynécologie Obstétrique

357. Pr. SASSENOU ISMAIL* Gastro-Entérologie

358. Pr. TARIB Abdelilah* Pharmacie Clinique

359. Pr. TIJAMI Fouad Chirurgie Générale

360. Pr. ZARZUR Jamila Cardiologie

Janvier 2005

361. Pr. ABBASSI Abdellah Chirurgie Réparatrice et Plastique

362. Pr. AL KANDRY Sif Eddine* Chirurgie Générale

363. Pr. ALAOUI Ahmed Essaid Microbiologie

364. Pr. ALLALI Fadoua Rhumatologie

365. Pr. AMAR Yamama Néphrologie

366. Pr. AMAZOUZI Abdellah Ophtalmologie

367. Pr. AZIZ Noureddine* Radiologie

368. Pr. BAHIRI Rachid Rhumatologie

369. Pr. BARKAT Amina Pédiatrie

370. Pr. BENHALIMA Hanane Stomatologie et Chirurgie Maxillo Faciale

371. Pr. BENHARBIT Mohamed Ophtalmologie

372. Pr. BENYASS Aatif Cardiologie

373. Pr. BERNOUSSI Abdelghani Ophtalmologie

374. Pr. BOUKLATA Salwa Radiologie

375. Pr. CHARIF CHEFCHAOUNI Mohamed Ophtalmologie

376. Pr. DOUDOUH Abderrahim* Biophysique

377. Pr. EL HAMZAOUI Sakina Microbiologie

378. Pr. HAJJI Leila Cardiologie

379. Pr. HESSISSEN Leila Pédiatrie

380. Pr. JIDAL Mohamed* Radiologie

381. Pr. KARIM Abdelouahed Ophtalmologie

382. Pr. KENDOUSSI Mohamed* Cardiologie

383. Pr. LAAROUSSI Mohamed Chirurgie Cardio-vasculaire

384. Pr. LYAGOUBI Mohammed Parasitologie

385. Pr. NIAMANE Radouane* Rhumatologie

386. Pr. RAGALA Abdelhak Gynécologie Obstétrique

387. Pr. SBIHI Souad Histo-Embryologie Cytogénétique

388. Pr. TNACHERI OUAZZANI Btissam Ophtalmologie

389. Pr. ZERAIDI Najia Gynécologie Obstétrique

AVRIL 2006

423. Pr. ACHEMLAL Lahsen* Rhumatologie

424. Pr. AFIFI Yasser Dermatologie

425. Pr. AKJOUJ Said* Radiologie

426. Pr. BELGNAOUI Fatima Zahra Dermatologie

427 Pr. BELMEKKI Abdelkader* Hématologie

428. Pr. BENCHEIKH Razika O.R.L

429 Pr. BIYI Abdelhamid* Biophysique

430. Pr. BOUHAFS Mohamed El Amine Chirurgie - Pédiatrique

431. Pr. BOULAHYA Abdellatif* Chirurgie Cardio – Vasculaire

432. Pr. CHEIKHAOUI Younes Chirurgie Cardio – Vasculaire

433. Pr. CHENGUETI ANSARI Anas Gynécologie Obstétrique

434. Pr. DOGHMI Nawal Cardiologie

435. Pr. ESSAMRI Wafaa Gastro-entérologie

436. Pr. FELLAT Ibtissam Cardiologie

437. Pr. FAROUDY Mamoun Anesthésie Réanimation

438. Pr. GHADOUANE Mohammed* Urologie

439. Pr. HARMOUCHE Hicham Médecine Interne

440. Pr. HANAFI Sidi Mohamed* Anesthésie Réanimation

441 Pr. IDRISS LAHLOU Amine Microbiologie

442. Pr. JROUNDI Laila Radiologie

443. Pr. KARMOUNI Tariq Urologie

444. Pr. KILI Amina Pédiatrie

445. Pr. KISRA Hassan Psychiatrie

446. Pr. KISRA Mounir Chirurgie – Pédiatrique

447. Pr. KHARCHAFI Aziz* Médecine Interne

448. Pr. LAATIRIS Abdelkader* Pharmacie Galénique

449. Pr. LMIMOUNI Badreddine* Parasitologie

450. Pr. MANSOURI Hamid* Radiothérapie

451. Pr. NAZIH Naoual O.R.L

452. Pr. OUANASS Abderrazzak Psychiatrie

453. Pr. SAFI Soumaya* Endocrinologie

454. Pr. SEKKAT Fatima Zahra Psychiatrie

455. Pr. SEFIANI Sana Anatomie Pathologique

456. Pr. SOUALHI Mouna Pneumo – Phtisiologie

457. Pr. TELLAL Saida* Biochimie

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Octobre 2007

458. Pr. LARAQUI HOUSSEINI Leila Anatomie pathologique

459. Pr. EL MOUSSAOUI Rachid Anesthésie réanimation

460. Pr. MOUSSAOUI Abdelmajid Anesthésier réanimation

461. Pr. LALAOUI SALIM Jaafar * Anesthésie réanimation

462. Pr. BAITE Abdelouahed * Anesthésie réanimation

463. Pr. TOUATI Zakia Cardiologie

464. Pr. OUZZIF Ez zohra * Biochimie

465. Pr. BALOUCH Lhousaine * Biochimie

466. Pr. SELKANE Chakir * Chirurgie cardio vasculaire

467. Pr. EL BEKKALI Youssef * Chirurgie cardio vasculaire

468. Pr. AIT HOUSSA Mahdi * Chirurgie cardio vasculaire

469. Pr. EL ABSI Mohamed Chirurgie générale

470. Pr. EHIRCHIOU Abdelkader * Chirurgie générale

471. Pr. ACHOUR Abdessamad * Chirurgie générale

472. Pr. TAJDINE Mohammed Tariq* Chirurgie générale

473. Pr. GHARIB Noureddine Chirurgie plastique

474. Pr. TABERKANET Mustafa * Chirurgie vasculaire périphérique

475. Pr. ISMAILI Nadia Dermatologie

476. Pr. MASRAR Azlarab Hématologie biologique

477. Pr. RABHI Monsef * Médecine interne

478. Pr. MRABET Mustapha * Médecine préventive santé publique et hygiène

479. Pr. SEKHSOKH Yessine * Microbiologie

480. Pr. SEFFAR Myriame Microbiologie

481. Pr. LOUZI Lhoussain * Microbiologie

482. Pr. MRANI Saad * Virologie

483. Pr. GANA Rachid Neuro chirurgie

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485. Pr. TACHFOUTI Samira Ophtalmologie

486. Pr. BOUTIMZINE Nourdine Ophtalmologie

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489. Pr. AOUFI Sarra Parasitologie

490. Pr. TLIGUI Houssain Parasitologie

491. Pr. MOUTAJ Redouane * Parasitologie

492. Pr. ACHACHI Leila Pneumo phtisiologie

493. Pr. MARC Karima Pneumo phtisiologie

494. Pr. BENZIANE Hamid * Pharmacie clinique

495. Pr. CHERKAOUI Naoual * Pharmacie galénique

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497. Pr. MAHI Mohamed * Radiologie

498. Pr. RADOUANE Bouchaib* Radiologie

499. Pr. KEBDANI Tayeb Radiothérapie

500. Pr. SIFAT Hassan * Radiothérapie

501. Pr. HADADI Khalid * Radiothérapie

502. Pr. ABIDI Khalid Réanimation médicale

503. Pr. MADANI Naoufel Réanimation médicale

504. Pr. TANANE Mansour * Traumatologie orthopédie

505. Pr. AMHAJJI Larbi * Traumatologie orthopédie

Mars 2009

Pr. BJIJOU Younes Anatomie

Pr. AZENDOUR Hicham * Anesthésie Réanimation

Pr. BELYAMANI Lahcen* Anesthésie Réanimation

Pr. BOUHSAIN Sanae * Biochimie

Pr. OUKERRAJ Latifa Cardiologie

Pr. LAMSAOURI Jamal * Chimie Thérapeutique

Pr. MARMADE Lahcen Chirurgie Cardio-vasculaire

Pr. AMAHZOUNE Brahim* Chirurgie Cardio-vasculaire

Pr. AIT ALI Abdelmounaim * Chirurgie Générale

Pr. BOUNAIM Ahmed * Chirurgie Générale

Pr. EL MALKI Hadj Omar Chirurgie Générale

Pr. MSSROURI Rahal Chirurgie Générale

Pr. CHTATA Hassan Toufik * Chirurgie Vasculaire Périphérique

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Pr. MESSAOUDI Nezha * Hématologie biologique

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10. Pr. DAKKA Taoufiq Physiologie

11. Pr. DRAOUI Mustapha Chimie Analytique

12. Pr. EL GUESSABI Lahcen Pharmacognosie

13. Pr. ETTAIB Abdelkader Zootechnie

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بسم الله الرحمـن الرحيمبسم الله الرحمـن الرحيم

البارئالبارئ إلىإلى

AA AALLLLAAHH TToouutt ppuuiissssaanntt

QQuuii mm’’aa iinnssppiirréé QQuuii mm’’aa gguuiiddéé ddaannss llee bboonn cchheemmiinn

JJee ttee ddooiiss ccee qquuee jjee ssuuiiss ddeevveennuuee

LLoouuaannggeess eett rreemmeerrcciieemmeennttss PPoouurr ttaa cclléémmeennccee eett mmiisséérriiccoorrddee

تسى الله انشحـ انشحىتسى الله انشحـ انشحى

نقذ كا نكى ف سسىل الله أسىج حسح ن نقذ كا نكى ف سسىل الله أسىج حسح ن ""

كاكا

""شجى الله وانىو اخش وركش الله كثشاشجى الله وانىو اخش وركش الله كثشا ..صذق الله انعظىصذق الله انعظى

إنى سذي يحذ طة انقهىب ودوائها وعافح الأتذا وشفائها وىس إنى سذي يحذ طة انقهىب ودوائها وعافح الأتذا وشفائها وىس

الأتصاس وضائهاالأتصاس وضائها

انطثة انههى، انزوج انصانح... الأب انطثة انههى، انزوج انصانح... الأب انشت انكثش، انقائذ انششذ...انشت انكثش، انقائذ انششذ...

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انزي جع صفاخ انكال الإسا انصطفى انخراس سسىل اللهانزي جع صفاخ انكال الإسا انصطفى انخراس سسىل الله

صهى الله عهه وسهىصهى الله عهه وسهى

ÀÀ mmeess ttrrèèss cchheerrss ppaarreennttss

VVoouuss aavveezz ééttéé ppoouurr mmooii aauu lloonngg ddee mmeess ééttuuddeess llee pplluuss ggrraanndd ssyymmbboollee dd''aammoouurr,, ddee ddéévvoouueemmeenntt qquuii oonntt nnii cceesssséé nnii ddiimmiinnuuéé..

VVoottrree bboonnttéé eett vvoottrree ggéénnéérroossiittéé ssoonntt ssaannss lliimmiittee.. VVooss pprriièèrreess mm''oonntt ééttéé dd''uunn ggrraanndd ssoouuttiieenn aauu ccoouurrss

ddee ccee lloonngg ppaarrccoouurrss.. JJ’’eessppèèrree ddee ttoouutt mmoonn ccœœuurr qquu’’eenn ccee jjoouurr vvoouuss êêtteess ffiièèrreess

ddee mmooii,, eett qquuee jjee rrééaalliissee ll’’uunn ddee vvooss rrêêvveess.. JJee vvoouuss ddééddiiee ccee ttrraavvaaiill eenn ttéémmooiiggnnaaggee ddee mmoonn ggrraanndd aammoouurr qquuee

jjee nn''aaii ssuu eexxpprriimmeerr aavveecc lleess mmoottss.. PPuuiissssee DDiieeuu vvoouuss aaccccoorrddeerr ssaa ssaaiinnttee mmiisséérriiccoorrddee,,

ssaannttéé eett lloonngguuee vviiee,, aaffiinn qquuee jjee ppuuiissssee vvoouuss ccoommbblleerr àà mmoonn ttoouurr..

ÀÀ mmaa ggrraanndd--mmèèrree FFaattnnaa PPuuiissssee DDiieeuu ffaaiirree eenn ssoorrttee

qquuee ttuu ccoonnttiinnuueess àà nnoouuss aaiimmeerr lloonnggtteemmppss,, eett ffaaiirree qquuee nnoouuss ttee rreennddiioonnss hheeuurreeuussee

ÀÀ mmeess ttrrèèss cchheerrss ffrrèèrreess eett ssœœuurr JJ’’eessppèèrree aavvooiirr ééttéé àà llaa hhaauutteeuurr ddee vvooss eessttiimmeess eett qquuee ccee ttrraavvaaiill ssooiitt uunn ttéémmooiiggnnaaggee ddee mmeess sseennttiimmeennttss lleess

pplluuss cchheerrss qquuee jj’’aaii ppoouurr vvoouuss eett rreepprréésseennttee llee bboonn mmooddèèllee ppoouurr vvoouuss..

QQuuee DDiieeuu vvoouuss pprroottèèggee eett vvoouuss aaccccoorrddee uunn bbrriillllaanntt aavveenniirr aavveecc uunnee vviiee pplleeiinnee ddee jjooiiee,,

ddee bboonnhheeuurr eett SSuuccccèèss..

AA MMaa ccoouussiinnee eett aammiiee,, llaa pphhaarrmmaacciieennnnee MMeerryyeemm MMAABBRROOUUKKII

JJ’’eessppèèrree aavvooiirr ééttéé àà llaa hhaauutteeuurr ddee rreepprréésseenntteerr llee bboonn mmooddèèllee ppoouurr ttooii.. JJee ttee rreemmeerrcciiee ppoouurr ttoonn ssoouuttiieenn ttoouutt llee lloonngg ddee cceess aannnnééeess

dd’’ééttuuddeess eett ppoouurr lleess mmoommeennttss ppaassssééss ddee jjooiiee oouu ddee ttrriisstteessssee ttoouujjoouurrss oonn aa ééttéé ééppaauullééss ll’’uunn àà ll’’aauuttrree..

ÀÀ mmeess cchheerr((ee))ss aammii((ee))ss :: KKhhaayyaarr YYaassssiinnee,, BBeerrddii ffaaddoouuaa,,

SSeekkaallii hhaannaannee,, HHeemmiimm BBaassmmaatt--aammaall,, ZZhhaarr hhaajjaarr,, KKaarriimm,, AAnnoouuaarr,, MMeerryyeemm,,

NNoorraa,, KKaarriimmaa,,kkaarriimmaa,, ffaattiimmaa eett bboouucchhrraa VVoouuss aavveezz ttoouujjoouurrss ffaaiitt llaa pprreeuuvvee dd’’aattttaacchheemmeenntt,, ddee ssiinnccéérriittéé,,

eett ddee ccoonnssiiddéérraattiioonn eennvveerrss mmaa ppeerrssoonnnnee.. JJee vvoouuddrraaiiss ppoouuvvooiirr vvoouuss aappppoorrtteerr iiccii llaa cchhaalleeuurr ddee mmoonn aaffffeeccttiioonn

eett ddee mmoonn aammoouurr.. VVoottrree aaiiddee,, vvoottrree ggéénnéérroossiittéé eexxttrrêêmmee,, vvoottrree ssoouuttiieenn,, ééttaaiieenntt ppoouurr mmooii

uunnee ssoouurrccee ddee ccoouurraaggee,, ddee ccoonnsscciieennccee eett ddee ppaattiieennccee.. PPuuiissssee DDiieeuu,, llee ttoouutt ppuuiissssaanntt,, vvoouuss ccoommbblleerr ddee ssaannttéé,, ddee bboonnhheeuurr

eett vvoouuss pprrooccuurreerr lloonngguuee vviiee..

AA ttoouuss mmeess aauuttrreess ccoollllèègguueess eett aammiiss ddee llaa ffaaccuullttéé ddee mmééddeecciinnee eett ddee pphhaarrmmaacciiee

ddee RRaabbaatt

AA ttoouuss lleess pprrooffeesssseeuurrss aauupprrèèss ddee qquuii jj’’aaii eeuu

ll’’hhoonnnneeuurr dd’’aapppprreennddrree.. AA ttoouuss cceeuuxx qquuii oonntt ppaarrttiicciippéé ddee llooiinn

oouu ddee pprrééss àà llaa rrééaalliissaattiioonn ddee ccee ttrraavvaaiill.. AA ttoouuss cceeuuxx qquuii mmee ssoonntt cchheerrss

AA ttoouutteess lleess ppeerrssoonnnneess nnoonn cciittééeess eett qquuii ssaavveenntt qquuee jjee ppeennssee àà eeuuxx

AA ttoouuss lleess mmuussuullmmaannss

RReemmeerrcciieemmeennttss

AA nnoottrree MMaaîîttrree eett PPrrééssiiddeenntt ddee TThhèèssee

MMoonnssiieeuurr MM.. BBEENNKKIIRRAANNEE PPrrooffeesssseeuurr dd''HHéémmaattoollooggiiee

NNoouuss ssoommmmeess ttrrèèss sseennssiibblleess àà ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss nnoouuss ffaaiitteess

eenn aacccceeppttaanntt ddee pprrééssiiddeerr llee jjuurryy ddee ccee ttrraavvaaiill.. NNoouuss aavvoonnss ppoouurr vvoouuss ll’’eessttiimmee eett llee rreessppeecctt qquu’’iimmppoosseenntt vvoottrree

ccoommppéétteennccee,, vvoottrree sséérriieeuuxx eett vvoottrree rriicchheessssee dd’’eennsseeiiggnneemmeenntt.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, ddaannss ccee mmooddeessttee ttrraavvaaiill,,

ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..

AA nnoottrree MMaaîîttrree eett RRaappppoorrtteeuurr ddee tthhèèssee

MMoonnssiieeuurr AA.. BBEELLMMEEKKKKII PPrrooffeesssseeuurr dd’’''HHéémmaattoollooggiiee

VVoouuss mm’’aavveezz ffaaiitt llee ggrraanndd hhoonnnneeuurr dd’’aacccceepptteerr ddee mmee ddiirriiggeerr ddaannss ccee ttrraavvaaiill aavveecc bbiieennvveeiillllaannccee eett rriigguueeuurr..

VVoottrree aattttaacchheemmeenntt aauu ttrraavvaaiill bbiieenn ffaaiitt eesstt ll’’oobbjjeett ddee mmaa ccoonnssiiddéérraattiioonn..

VVoottrree aammaabbiilliittéé,, VVoottrree ddyynnaammiissmmee,, vvoottrree ddéévvoouueemmeenntt ppoouurr llee ttrraavvaaiill eett vvoottrree ccoommppéétteennccee oonntt ssuusscciittéé mmoonn aaddmmiirraattiioonn..

JJee ggaarrddee uunn eexxcceelllleenntt ssoouuvveenniirr ddee llaa qquuaalliittéé ddee ll’’eennsseeiiggnneemmeenntt qquuee vvoouuss nnoouuss aavveezz pprrooddiigguuéé..

JJ’’eessppèèrree êêttrree ddiiggnnee ddee llaa ccoonnffiiaannccee qquuee vvoouuss aavveezz ppllaaccééee eenn mmooii eenn mmee gguuiiddaanntt ddaannss ll’’ééllaabboorraattiioonn eett llaa mmiissee aauu ppooiinntt

ddee ccee ttrraavvaaiill.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr ddaannss ccee ttrraavvaaiill,, ttrrèèss cchheerr mmaaîîttrree,, llee ttéémmooiiggnnaaggee

ddee mmaa pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee eett ll’’eexxpprreessssiioonn ddee mmeess sseennttiimmeennttss lleess pplluuss rreessppeeccttuueeuuxx..

AA nnoottrree MMaaîîttrree eett JJuuggee ddee tthhèèssee

MMmmee NN.. MMEESSSSAAOOUUDDII PPrrooffeesssseeuurr AAggrrééggéé dd’’''HHéémmaattoollooggiiee bbiioollooggiiqquuee

NNoouuss ssoommmmeess ttrrèèss sseennssiibblleess ppaarr ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss nnoouuss

ffaaiitteess eenn aacccceeppttaanntt ddee jjuuggeerr nnoottrree ttrraavvaaiill.. JJee vvoouuss ssuuiiss ttrrèèss rreeccoonnnnaaiissssaanntt ddee llaa ssppoonnttaannééiittéé eett ddee ll’’aammaabbiilliittéé

aavveecc lleessqquueelllleess vvoouuss aavveezz aacccceeppttéé ddee jjuuggeerr ccee ttrraavvaaiill.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, àà ttrraavveerrss ccee mmooddeessttee ttrraavvaaiill

llaa mmaanniiffeessttaattiioonn ddee nnoottrree pplluuss hhaauuttee eessttiimmee eett ddee nnooss sseennttiimmeennttss lleess pplluuss rreessppeeccttuueeuuxx..

AA nnoottrree mmaaîîttrree eett jjuuggee DDee tthhèèssee

MMoonnssiieeuurr MM.. CCHHAAKKOOUURR PPrrooffeesssseeuurr AAggrrééggéé dd’’''HHéémmaattoollooggiiee bbiioollooggiiqquuee

JJee vvoouuss rreemmeerrcciiee vviivveemmeenntt ddee ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss mmee ffaaiitteess eenn aacccceeppttaanntt ddee jjuuggeerr nnoottrree ttrraavvaaiill..

JJee vvoouuss ssuuiiss ttrrèèss rreeccoonnnnaaiissssaanntt ddee llaa ssppoonnttaannééiittéé eett ddee ll’’aammaabbiilliittéé aavveecc lleessqquueelllleess vvoouuss aavveezz aacccceeppttéé

ddee jjuuggeerr ccee ttrraavvaaiill.. VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree

ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..

AA nnoottrree mmaaîîttrree eett jjuuggee DDee tthhèèssee

MMoonnssiieeuurr KK.. DDOOGGHHMMII PPrrooffeesssseeuurr AAggrrééggéé dd’’''HHéémmaattoollooggiiee cclliinniiqquuee

JJee vvoouuss rreemmeerrcciiee vviivveemmeenntt ddee ll’’hhoonnnneeuurr qquuee vvoouuss mmee ffaaiitteess eenn aacccceeppttaanntt ddee jjuuggeerr nnoottrree ttrraavvaaiill..

NNoouuss aavvoonnss llee pprriivviillèèggee eett ll’’hhoonnnneeuurr ddee vvoouuss ccoommpptteerr ppaarrmmii lleess mmeemmbbrreess ddee nnoottrree jjuurryy..

VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr,, cchheerr mmaaîîttrree,, ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..

AA DDoocctteeuurr SS.. EELL KKOOCCHHRRII PPhhaarrmmaacciieennnnee rrééssiiddaannttee

VVoottrree bboonnttéé,, vvoottrree ccoonnttaacctt cchhaalleeuurreeuuxx eett ttoouujjoouurrss ssyymmppaatthhiiqquuee

rreesstteenntt ppoouurr mmooii ll’’eexxeemmppllee mmaarrqquuaanntt.. JJee nnee ssaauurraaiiss vvoouuss rreemmeerrcciieerr eenn qquueellqquueess lliiggnneess mmaa ggrraattiittuuddee

eett mmoonn rreessppeecctt.. VVoouuss mm’’aavveezz aaccccoorrddéé bbeeaauuccoouupp ddee vvoottrree tteemmppss ssii pprréécciieeuuxx..

VVeeuuiilllleezz ttrroouuvveerr iiccii,, ll’’eexxpprreessssiioonn ddee nnoottrree ttrrèèss hhaauuttee ccoonnssiiddéérraattiioonn eett nnoottrree pprrooffoonnddee ggrraattiittuuddee..

LLIISSTTEESS DDEESS FFIIGGUURREESS,, DDEESS TTAABBLLEEAAUUXX,, DDEESS

AABBRREEVVIIAATTIIOONNSS eett DDEESS UUNNIITTEESS

LISTE DES FIGURES

Figure 1 Schéma de la morphologie de la plaquette Page 4

Figure 2

Image illustrant l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA (frottis

coloré par MGG Grossissement 1000) Page 12

Figure 3

Images illustrant le satellitisme plaquettaire autour des PNN et

un monocyte (A), un PNN et un lymphocyte (B) et un basophile

(C)

Page 15

Figure 4

Histogramme illustrant le satellitisme des plaquettes autour des

PNN. L’image de gauche montre un histogramme Perox de

formule leucocytaire normale. Les plaquettes adhérant aux

neutrophiles provoquent une augmentation du volume des

neutrophiles et un décalage vers le haut et la droite du nuage

habituel (image de droite) (Advia 2120, Siemens)

Page 17

Figure 5

images illustrant les agrégats plaquettaires sur les histogrammes

des automates. A : avec l’automate XE-2100 (Sysmex), les amas

apparaissent sur l’histogramme DIFF (formule leucocytaire) sous

forme d’un nuage allongé (graphe de gauche ; flèche). Sur le graphe

qui visualise une éventuelle myélémie (IMI), ces amas forment un

nuage qui prolonge le nuage des leucocytes (centre ; flèche). Sur le

schéma de droite, on remarque l’absence de retour à la base de

l’histogramme des volumes plaquettaires (flèche). B : avec

l’automate Cell-Dyn Sapphire (Abbott), à côté des populations

leucocytaires normales (image de gauche), l’histogramme

taille/complexité visualise un nuage anormal (en noir, image de

droite). C : avec l’automate Advia 2120 (Siemens) on observe sur

l’histogramme de droite (formule Perox) un nuage de points (en

blanc), absent de l’image normale (à gauche), et qui recouvre une

zone particulière dans laquelle ces amas seront énumérés. E =

éosinophiles; Ly = lymphocytes; M = monocytes; N = neutrophiles.

Page 27

Figure 6

Frottis sanguin coloré selon la technique de MGG.

1: PLT de taille normale ; 2: macroplaquette (taille < GR) ;

3: PLT géante (taille > GR) ; 4 : GR

Page 33

Figure 7 Image illustrant des microplaquettes dans le syndrome de

Wiskott-Aldrich Page 36

LISTE DES TABLEAUX

Tableau I Mécanismes et principales étiologies des thrombopénies Page 6

Tableau II

Les principales erreurs préanalytiques causant une PTP

non EDTA-dépendante et les mesures à prendre pour les

éviter

Page 21

Tableau III

Principales technologies actuellement disponibles pour

l’analyse automatisée de l’hémogramme avec les AHC les

plus performants

Page 25

Tableau IV

Les principales situations pathologiques et normales

accompagnées de PLT géantes et/ou grandes et de

microplaquettes

Page 35

LISTE DES ABREVIATIONS ET DES UNITES

ABA : Acid buffering anticoagulant

ACD : Acide-citrate-dextrose

ARN : Acide Ribonucléique

BM : Bain marie

CD : Classe de Différenciation

CIVD : Coagulation intravasculaire disséminée

CMV : Cytomégalovirus

CTAD : Citrate-théophylline-adénosine-dipyrodamole

DDAVP : 1-Désamino-8-D-Arginine Vasopressine

EDTA : Acide Ethylène Diamine Tétra-Acétique

Fab : Fragment antigen binding

Fc : Fragment cristallisable

FcγRIII : Récepteur du fragment cristallisable gamma III

Fl : Femtolitre

FvW : Facteur de von Willebrand

GB : Globules blancs

GPIb-IX : Glycoprotéine Ib

GPIIb : Glycoprotéine IIb

GPIIb-IIIa : Glycoprotéine IIb-IIIa

GR : Globule rouge

Hb : Hémoglobine

Hte : Hématocrite

ICSH : Conseil international pour la Standardisation en Hématologie

Ig : Immunoglobuline

IgA : Immunoglobuline A

IgG : Immunoglobuline G

IgM : Immunoglobuline M

ISLH : International Society for Laboratory Hematology

KDa : Kilodalton

LAM : Leucémies aiguës myéloblastiques

LMG : Lymphocyte, monocyte, granulocyte

Log : Logarithme

MAPSS : Multi angular polarised scatter separation

MAT : Microangiopathie thrombotique

MGG : May-Grünwald-Giemsa

Mm : Millimole

MPV : Le volume moyen des plaquettes

MYH9 : Myosin heavy chain 9

NaF : Fluorure de sodium

NFS : Numération formule sanguine

NK : Natural killer

PLT : Plaquette(s)

PNN : Polynucléaires neutrophiles

PRP : Plasma riche en plaquettes

PTP : Pseudothrombopénie

RGD : Arginylglycylaspartic acid

TCA : Temps de céphaline + activateur

TCMH : Taux Corpusculaire Moyen en Hémoglobine

TP : Taux de prothrombine

VGM : Volume Globulaire Moyen

TABLE DES

MATIERES

A. INTRODUCTION ......................................................................................... 1

I. Les pseudothrombopénies ......................................................................... 7

1. Définition des pseudothrombopénies…………………………….………7

2. La prévalence des pseudothrombopénies ............................................... 8

3. Les circonstances de survenue des pseudothrombopénies ...................... .9

4. Les implications cliniques des pseudothrombopénies ............................ 10

5. Classification des pseudothrombopénies ................................................. 11

a) Les pseudothrombopénies EDTA-dépendantes .................................. 11

i. L’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA ..................................... .11

ii. Satellitisme des plaquettes autour des leucocytes ........................ .15

iii. Agrégation mixte neutrophiles-plaquettes en présence d’EDTA . 19

b) Les pseudothrombopénies non EDTA-dépendantes ........................... 19

II. Les principales causes des pseudothrombopénies non

EDTA - dépendantes ................................................................................... 20

1. Causes liées aux erreurs à la phase préanalytique ................................... 20

2. Causes liées à l’appareillage .................................................................... 24

3. Causes liées à l’échantillon...................................................................... .32

4. Causes liées à l’anticoagulant autre que l’EDTA .................................... 38

a) Les autoanticorps EDTA-indépendante et réactifs à froid .................. .38

i. Les agglutinines froides………………………………..……....38

ii. Les cryoglobulines……………...………………...…………….39

b) Les autoanticorps EDTA- et température-indépendante :

Pseudothrombo-pénie citrate-dépendante .......................................... 40

c) L’héparine ........................................................................................... .40

d) Le fluorure de sodium ......................................................................... 41

e) L'hirudine…………………………..…………………………………..41

5. Couses liées à la prise de médicament .................................................... .42

6. Autre cause de la pseudothrombopénie non EDTA-dépendante ............. .44

a) Le myélome multiple .......................................................................... 44

b) Le nouveau-né prématuré .................................................................... 44

c) Changement de l'insulinothérapie ....................................................... 44

d) Cause rare. ........................................................................................... 45

B. CAS CLINIQUES........................................................................................... 46

C. DISCUSSION .................................................................................................. 48

D. CONDUITES A TENIR DEVANT UNE PSEUDOTHROMBOPENIE .. 52

I. Contrôler les tubes de prélèvement ............................................................ 53

II. La confection d'un frottis sanguin.............................................................. 53

III. Déterminer la nature de la PTP .................................................................. 55

IV. Conduite à tenir devant une PTP non EDTA-dépendante. ........................ 56

V. L’obtention d’une numération plaquettaire exacte .................................... 58

1. Le comptage manuel des PLT ................................................................. 58

2. Le comptage immunologique des PLT .................................................... 59

3. CONCLUSION ...................................................................................... 61

E. RESUMES

F. REFERENCES

1

A. INTRODUCTION

2

La numération plaquettaire, également décrite comme l'analyse quantitative et

qualitative des plaquettes (PLT), est réalisée systématiquement dans le cadre de

l’hémogramme et dans l'évaluation des patients présentant un syndrome hémorragique

ou ceux à risque de saignement (par exemple en préopératoire ou chez les patients

sous chimiothérapie). En outre, la numération plaquettaire est utilisée pour la

surveillance des patients atteints de syndromes myéloprolifératifs ou de thrombose qui

peuvent développer une thrombocytose [1-3].

Le comptage des PLT est indispensable à la fois en hématologie clinique et

dans les laboratoires de recherche sur les PLT. L’énumération exacte et précise des

PLT est essentielle non seulement pour aider au diagnostic et au traitement de divers

troubles cliniques (examen de première intention devant tout désordre hémorragique

de type cutanéomuqueux) mais c’est aussi un outil de recherche indispensable

notamment pour standardiser le comptage dans le sang total, le plasma riche en

plaquettes (PRP), ou les préparations plaquettaires purifiées [3-5]. Elle reflète

l'équilibre entre la production au niveau de la moelle osseuse et la destruction

périphérique [2].

Cependant, dans certaines situations, Le taux des PLT peut être faux et on

distingue deux cas: un taux de PLT faussement élevé qu'on appelle

pseudothrombocytose et un taux de PLT faussement bas qu'on appelle fausse

thrombopénie ou pseudothrombopénie.

Le but de notre travail est de mettre le point sur les différentes situations

conduisant à une fausse thrombopénie principalement EDTA-indépendante ou non-

EDTA dépendante pour aider les biologistes à détecter ce piège et ainsi éviter aux

patients des procédures diagnostiques et thérapeutiques inutiles et coûteuses.

3

Rappels sur les plaquettes, la mégacaryopoïèse et les thrombopénies

Les PLT sanguines ou thrombocytes sont des petites cellules anucléées qui se

présentent au microscope optique sur un frottis après la coloration combinée de May-

Grünwald-Giemsa (MGG) sous forme d’éléments arrondis de 1 à 2 μm à contours

irréguliers, de coloration gris claire, parsemés de fines granulations rosées [6]. Le

volume moyen des plaquettes (MPV) est compris entre 8 à 11 fl [7].

Les PLT proviennent des mégacaryocytes par bourgeonnement de la membrane

cytoplasmique. Ces derniers sont issus de la différenciation et de la maturation des

cellules souches hématopoïétiques de la moelle osseuse stimulées par diverses

cytokines, dont la thrombopoïétine [7].

Chaque mégacaryocyte produit environ 2000 PLT et il n'y a pas de réserve

plaquettaire dans la moelle osseuse : 80 % de ces PLT sont en circulation et 20% sont

dans la pulpe rouge de la rate [8]. Une fois libérées de la moelle osseuse, les PLT

jeunes sont piégées dans la rate jusqu’à 36 heures avant d'entrer dans la circulation

sanguine. Leur durée de vie normale est de 7-10 jours [7].

La membrane des PLT contient des glycoprotéines intégrantes qui jouent un

rôle essentiel dans les événements initiaux d'adhésion et d'agrégation aboutissant à la

formation du caillot plaquettaire lors de l'hémostase. Ces glycoprotéines réceptrices

interagissent avec des agents agrégeants tels que le collagène à la surface endothéliale

vasculaire endommagée, le fibrinogène et le facteur de von Willebrand (FvW) pour

faciliter l'adhésion PLT-PLT et PLT-cellules endothéliales. Les glycoprotéines

majeures sont : le complexe Ib-IX qui se lie principalement au FvW, et le complexe

IIb/IIIa qui se lie spécifiquement au fibrinogène (figure 1) [8].

4

Figure 1 : Schéma de la morphologie de la plaquette [8].

Les PLT contiennent des organites de stockage ou granules et on distingue: les

granules «denses» qui contiennent les nucléotides, le calcium et la sérotonine, et les α-

granules qui contiennent le fibrinogène, le FvW, le facteur de croissance dérivé des

PLT et de nombreux autres facteurs de coagulation. Suite à l'adhésion, les PLT sont

stimulées pour libérer le contenu de leurs granules, essentiel pour l'agrégation

plaquettaire [7].

5

Les PLT interviennent dans l’hémostase et principalement dans ses deux

premières étapes : l’hémostase primaire ou l’agrégation plaquettaire et la coagulation.

En plus, elles peuvent aussi amplifier une réaction inflammatoire par sécrétion de

facteur de perméabilité vasculaire, l’aptitude à promouvoir le chimiotactisme des

polynucléaires et la synthèse des prostaglandines, comme elles peuvent englober des

particules étrangères selon un mécanisme similaire à celui de la phagocytose ou

adhérer en amas autour des cellules métastasiques [9].

Grâce au complexe IIb/IIIa, les PLT activées par de nombreux complexes

antigène-anticorps peuvent fixer des immunoglobulines (Ig) spécifiques

antiparasitaires [10].

La numération plaquettaire normale pour tous les groupes d'âge est de150-

450.109/l. La thrombopénie est définie par un taux de PLT inferieur à 150.10

9/l, elle

peut être d’origine centrale ou périphérique. Les thrombopénies centrales sont dues à

une insuffisance de production des PLT et elles sont soit constitutionnelles ou

acquises.

Les thrombopénies périphériques sont dues soit à une consommation ou

destruction excessive des PLT soit à une anomalie de répartition souvent par

hyperséquestration des PLT en cas de splénomégalie ou bien par hémodilution en cas

de transfusion massive de PLT chez des patients à grand risque de saignement

(Tableau I) [11].

6

Tableau I : Mécanismes et principales étiologies des thrombopénies [12].

7

III. LES PSEUDOTHROMBOPENIES

La prise en charge d’une thrombopénie est fonction de sa sévérité, de son

mécanisme, et de son étiologie. L’évaluation du patient est guidée par le contexte

clinico-biologique dans lequel est découverte la thrombopénie et l’appréciation du

risque hémorragique immédiat. Mais, la première étape de cette prise en charge

consiste à s’assurer de la réalité de la thrombopénie et éliminer les fausses

thrombopénies [12].

1. Définition des pseudothrombopénies

La fausse thrombopénie ou pseudothrombopénie (PTP) est un phénomène

purement artéfactuel, relativement rare, de découverte souvent fortuite [13] dans

lequel le nombre de PLT rapporté par les automates est beaucoup plus faible que leur

nombre réel circulant in vivo. Elle est le résultat de la présence de PLT de taille

anormale en grand pourcentage ou de l'agglutination des PLT in vitro et donc, la

formation d’agrégats plaquettaires que les automates sont incapables de

différencier des cellules individuelles, conduisant à une numération plaquettaire

faussement diminuée [4]. Elle est responsable de 15-20 % de toutes les

"thrombopénies" inexpliquées [14-15].

La PTP doit être envisagée surtout chez des individus asymptomatiques

présentant une thrombopénie inattendue ou d’apparition nouvelle sans pétéchies ou

ecchymoses ou tendance à l'hémorragie même si aucune alarme indicative d'un artefact

n'est donnée par l'automate de numération [14,16-17].

8

2. La prévalence des pseudothrombopénies

L’incidence des PTP varie selon les études. Ainsi, selon une étude italienne

[18], la PTP représente 0,13% des numérations plaquettaires totales alors que dans une

clinique d'hématologie en Italie [19], 15% des patients avec une thrombopénie

isolée pourraient être due à une PTP et 7,5 à 15,3% dans un autre rapport [19].

Dans une autre étude faite aux Etats Unis [20], la PTP est apparue chez 2,1%

des patients traités par abciximab et chez 0,6% des patients traités par placebo. Elle a

aussi était la cause de :

32,2% de tous les cas de faible numération plaquettaire dans les deux

populations étudiées : groupe placebo et groupe traité par l'abciximab ;

et de 36,3% des cas dans le groupe traitée par l'abciximab.

L’incidence de la PTP est légèrement plus élevée chez les patients malades ou

hospitalisés que chez les patients ambulatoires [19]. Ainsi, des études hollandaises,

japonaises et italienne [21-24] ont signalé que son incidence est de 1,9% chez les

patients hospitalisés et de 0,15% à 0,9% chez les externes.

Dans les PTP on distingue :

Les PTP EDTA-dépendantes qui sont dues soit à l’agrégation plaquettaire liée

à l’EDTA, le satellitisme plaquettaire, soit à l'agrégation mixte neutrophiles-

plaquettes en présence d’EDTA.

Les PTP non EDTA-dépendantes appelées aussi PTP EDTA-indépendantes.

Selon des études italiennes [3,19], la fréquence de la PTP EDTA-dépendante

varie entre 0,03 à 1,9% de toutes les numérations effectuées. Elle représente jusqu'à

9

15 % des causes des " thrombopénies isolées " voire 17% pour les patients externes et

entre 75 à 90% des étiologies de PTP [19,25-27]. Elle se produit chez 0,2% des sujets

asymptomatiques, mais l'incidence est plus élevée chez les patients hospitalisés

jusqu’à 2,0% [4,15,22-24,28]. La prévalence de la PTP EDTA-dépendante chez les

donneurs de PLT est de 0,2% [27].

La fréquence du satellitisme plaquettaire est beaucoup plus faible que celle de

l’agglutination des PLT EDTA-dépendante (environ 1/ 30000 numérations) [29] mais

l'incidence réelle du phénomène peut être sous-estimée [4].

La PTP EDTA-dépendante est transitoire (disparition en quelques mois) ou

permanente [3,30]. Certains auteurs [4,27] pensent qu’elle peut être légèrement plus

fréquente chez les hommes et/ou chez les patients âgés. Mais généralement,

l’incidence est assez superposable entre eux [4,15].

3. Les circonstances de survenue des pseudothrombopénies

La PTP a été documentée chez les sujets sains ainsi que chez des

patients touchés par une grande variété de troubles. Dans la littérature, il y a un

désaccord entre les auteurs : certains auteurs pensent qu’il a une relation possible entre

la survenue de la PTP et certaines maladies comme les maladies autoimmunes,

inflammatoires, néoplasiques [31-32], les maladies athérosclérotiques et les maladies

du foie [21], le syndrome de Guillain-Barré [33], le syndrome Sjögren [34] ainsi que

des infections virales ou une septicémie [15] du fait que ce phénomène est plus

fréquemment observé chez les patients porteurs de ces pathologies.

Cependant, d’autres auteurs [4,15,25] rapportent qu’aucune augmentation de

l’incidence des pathologies précitées n’a été constatée chez les patients sains chez qui

une PTP était découverte, même après plus de dix ans de suivi et donc aucune

association cohérente n’a été confirmée entre les deux choses.

10

4. Les implications cliniques des pseudothrombopénies

La PTP est un phénomène souvent méconnu et ne pose pas un risque

hémorragique ou thrombotique au patient et la seule implication clinique réside dans

sa méconnaissance [4,35-36]. La connaissance de ce phénomène est très importante

parce que la PTP peut conduire au diagnostic erroné de thrombopénie et donc un

traitement inapproprié parfois disproportionné par rapport à l'anomalie en cause [25] :

une hospitalisation des patients [36-38], une transfusion inappropriée de PLT et

d'autres tests de laboratoire supplémentaires coûteux et inutiles [1,4,39] comme une

ponction médullaire et une biopsie osseuse [40-41], le traitement à long terme par des

corticoïdes et même une splénectomie [3,4,42], ou au contraire au retards dans les

procédures diagnostiques ou thérapeutiques [4]. Cependant, la conséquence la plus

fréquente est une interruption d'intervention chirurgicale de peur du risque de

saignement en préopératoire ou un report des examens invasifs par découverte d'une

thrombopénie dans le bilan préopératoire [19,43]. En outre, la présence de PTP peut

masquer une thrombopénie vraie [15].

Un problème particulier se pose lorsque les sujets avec PTP nécessitent une

intervention chirurgicale sous hypothermie, comme cela se produit dans la chirurgie

cardiaque. Cependant, on a rapporté que la chirurgie peut être réalisée sans

complication chez les patients qui subissent une chirurgie cardiaque pour un pontage

aorto-coronarien ou un remplacement valvulaire, même si la température du corps a

été abaissée à 28 ou à 30°C [44-48].

11

5. Classification des pseudothrombopénies

Les pseudothrombopénies se divisent en deux grands groupes : les

pseudothrombopénies EDTA-dépendantes et les pseudothrombopénies EDTA-

indépendantes ou non EDTA-dépendantes [3].

a) Les pseudothrombopénies EDTA-dépendantes

Ce sont les plus fréquentes. Dans ces PTP, la fausse diminution du taux des

PLT est liée à la présence de l’EDTA et ne se produit pas en présence d’autres

anticoagulants comme le citrate ou l’héparine [3,13,49]. Elles ne sont pas spécifiques

des humains car elles ont également été observées chez des animaux comme les

chevaux [50] et les chats [51].

Les PTP EDTA-dépendantes sont dues soit à :

i. L’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA

Il s’agit d’un phénomène irréversible provoqué in vitro par des anticorps

particuliers, présents dans les échantillons sanguins prélevés sur EDTA, et qui

réagissent avec les PLT pour les agréger entre elles [27,52] et puisque les automates

sont incapables d’énumérer les PLT incluses dans les agrégats ils vont donner des

résultats faussement bas et qui correspondent uniquement aux PLT libres malgré le fait

que le taux réel soit normal [28,53] (Figure 2). Ce phénomène est purement

artéfactuel et ne traduit aucune pathologie chez le sujet prélevé et n’est jamais

accompagné de signes hémorragiques [27-28,54].

12

Figure 2 : Image illustrant l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA (frottis coloré

par MGG Grossissement 1000) [4].

Mécanisme de l’agrégation

L’EDTA peut provoquer l'agglutination des PLT, directement [18,25] ou par

l’intermédiaire d’anticorps [25,55-56]. Le mécanisme conduisant à la formation des

agrégats plaquettaires est complexe et influencé par des facteurs immunologiques

(autoanticorps antiplaquettes), chimiques (anticoagulants), et physiques (température)

qui, ensemble, rendent ce phénomène possible seulement in vitro [4].

Le mécanisme le plus vraisemblable de l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA

est qu’un site antigénique normalement caché (cryptique) du complexe αIIb/βIIIa

plaquettaire est modifié ou exposé seulement en présence d’EDTA. Après, on a montré

que ce site antigénique est la protéine GPIIb qui est normalement caché mais devenant

accessible aux anticorps après la dissociation du complexe αIIb/βIIIa, sous l’effet

chélateur de l’EDTA sur les ions calcium [4,27,56-58] associé aux altérations dans la

conformation de la protéine induite par une faible température [59-60]. Ainsi, des

13

autoanticorps peuvent reconnaître ces glycoprotéines et se lier à elles et à d'autres

PLT provoquant ainsi leur agglutination [14,27-28,61-62].

Aussi, Casonato et al [31] estiment que les autoanticorps reconnaissent les

récepteurs cytoadhésives sur la glycoprotéine GPIIb/IIIa après avoir montré que cette

PTP a été presque complètement abolie après l'addition du peptide RGD. Même si la

GPIIb est l’antigène le plus fréquemment impliqué, des anticorps dirigés contre une

autre glycoprotéine de 78 kDa sur la membrane plaquettaire [63] et d’autres antigènes,

y compris les phospholipides, ont été décrits [3,27,64].

Cette probabilité est renforcée par des études de transfert [25,27-28] qui ont

montré que le plasma des patients présentant une agrégation plaquettaire liée à

l’EDTA était capable d’agréger les PLT de tous les patients sauf celles de la

thrombasthénie de Glanzmann qui est caractérisée par l’absence du complexe

glycoprotéique αIIb/βIIIa (récepteur du fibrinogène) à la surface des PLT. Aussi, la

PTP fréquemment retrouvée chez les patients sous antagonistes des récepteurs

αIIb/βIIIa constitue un appui supplémentaire indirect à cette probabilité [35].

D’autres publications [25,27-28] rapportent cependant, que d’autres protéines

que les immunoglobines pourraient être responsables de l’agrégation plaquettaire liée à

l’EDTA, et d'autres mécanismes peuvent être impliqués, comme l'interaction des

complexes immuns en circulation (Fc des Ig) avec des récepteurs plaquettaires alors

qu'une autre publication [65] a décrit un mécanisme qui implique des anticorps

antiplaquettaires IgG non-agglutinants en conjonction avec un facteur rhumatoïde IgM

réactif à froid.

Les anticorps qui interviennent dans l’agrégation plaquettaire liée à l’EDTA

sont des IgG (33 à 50 % des cas), des IgM (10 à 63 % des cas), ou des IgA (4 à 40 %

des cas) selon la littérature [52,66] dont la plupart se comportent comme des

agglutinines froides, montrant une activité maximale entre 4°C et 20°C et ne peut

14

pas être renversée par le réchauffement à 37°C et peut se produire à des concentrations

d’EDTA aussi faibles que 0,3 mM, et 20 fois plus faible que celle nécessaire pour

empêcher la coagulation [3-4,19]. Toutefois, dans 20% des cas, les agglutinines qui

sont réactives aussi bien à température ambiante (environ 22°C) qu’à 37°C sont

impliquées [4,25] et quand cela arrive, les IgM sont presque toujours présentes et

l’agglutination persiste même avec du sang citraté [18].

Les anticorps peuvent être transférés au fœtus à travers le placenta menant à une

PTP chez le nouveau-né [67-68]. Il s’agit soit d’autoanticorps naturels soit d’anticorps

acquis qui apparaissent après destruction des PLT lors des toxémies gravidiques, de

micro-angiopathie thrombotique, septicémie, syndromes myélodysplasiques, ou

pendant l’hospitalisation et particulièrement après une infection. Dans la majorité des

cas, ces anticorps ne sont pas seuls mais associés à des anticorps antiphospholipides

qui, selon des auteurs, pourraient eux aussi participer dans le mécanisme d’agrégation

[27,52,70].

L’agrégation des PLT apparaît rapidement, dans les minutes qui suivent le

contact du sang avec l’EDTA, et selon les cas elle atteint son maximum après quelques

minutes, ou après quelques heures avec formation d’amas de taille variable. Ces

derniers peuvent être formés de 2 à 5 PLT ou plusieurs dizaines voire plusieurs

centaines de PLT et la numération des PLT sera d’autant plus basse que les amas

seront plus importants en taille [31].

15

ii. Satellitisme des plaquettes autour des leucocytes

Le satellitisme des PLT, ou satellitose, ou rosettes leucoplaquettaires, est un

phénomène acquis in vitro particulièrement et pas seulement en présence d’EDTA. Il

est lié à l’adhésion des PLT à la membrane des polynucléaires neutrophiles (PNN)

matures ou parfois à d’autres cellules (Figure 3) [28,69,71-72].

Figure 3 : Images illustrant le satellitisme plaquettaire autour des PNN et un

monocyte (A), un PNN et un lymphocyte (B) et un basophile (C) [4].

Selon diverses études espagnoles et italiennes [73-74], les médiateurs de ce

phénomène seraient constamment des autoanticorps naturellement acquis type IgG

inactives à 37°C et/ou des IgM dont les deux pics thermiques d'activité maximale sont

à 4°C et à 22°C [3] et qui habituellement ne réagissent pas dans du sang citraté [4]. A

coté de ces autoanticorps, les récepteurs Fc gamma des PNN pourraient participer à ce

phénomène [72-73].

16

Cependant, d’autres publications [73] ont rapporté l’implication du complexe

glycoprotéique αIIb/βIIIa de la membrane des PLT, ou la présence d’autoanticorps

IgG dirigés contre un antigène cryptique commun au complexe αIIb/βIIIa des PLT et

au récepteur Fc gamma III (CD16) des PNN et possiblement démasqué à froid en

présence d’EDTA [73], ou la présence du cryofibrinogène ou de thrombospondine [75-

76]. Pour cette dernière, on a avancé un mécanisme non immunologique qui implique

aussi d'autres protéines des granules alpha des PLT, telle que la P sélectine, qui sous

l'effet d'un stimulus d'activation va être rapidement exprimée à la surface plaquettaire,

favorisant ainsi l'adhésion des PLT aux leucocytes [76].

La sélectivité du phénomène de satellitisme plaquettaire pour les PNN pourrait

être due aux caractéristiques spécifiques des FcγRIII sur ces dernières, qui expriment

seulement la forme phosphatidyl inositol liée du FcγRIII (FcγRIIIb), alors que les

cellules NK et les macrophages expriment la forme transmembranaire (FcγRIIIa) [77-

78].

Au cours du temps, le satellitisme évolue selon plusieurs aspects

morphologiques. Ainsi, en quelques heures et dès les premières minutes suivant le

prélèvement, on observe une migration progressive des PLT à un pôle du PNN

conduisant à un aspect d’amas de PLT collées à la membrane leucocytaire qui, après

quelques heures, se détachent du PNN, et le résultat final est l’obtention de PNN libres

d’une part et des amas de PLT d’autre part. Donc, en fonction du temps écoulé entre le

prélèvement et l’analyse, on observe soit la domination du satellitisme ou des agrégats

plaquettaires.

La PTP en présence du satellitisme n’est pas constante car la numération des

PLT est généralement diminuée de 50 à 100.109/L du fait de l’énumération

approximative du nombre de PLT adhérant aux PNN. Les automates dans ce cas, ne

donnent pas de message d’alerte spécifique, mais souvent on peut observer une

17

localisation anormale des PNN sur l’histogramme biparamétrique avec une taille

inhabituellement grande que l’automate annonce par un message genre «localisation

anormale des PNN et/ou la présence de granulocytes immatures (car de grande taille)»

(Figure 4). On peut aussi avoir un message annonçant la présence d’une forte activité

peroxydase avec les automates réalisant la formule leucocytaire par cytochimie (Advia

2120i, Siemens) en raison de la pollution du nuage des lymphocytes par les agrégats

plaquettaires [27-28].

Figure 4 : Histogramme illustrant le satellitisme des plaquettes autour des PNN

[28]. L’image de gauche montre un histogramme Perox de formule leucocytaire

normale. Les plaquettes adhérant aux neutrophiles provoquent une augmentation

du volume des neutrophiles et un décalage vers le haut et la droite du nuage

habituel (image de droite) (Advia 2120, Siemens).

18

Ce phénomène concerne le plus souvent les PNN, mais on peut l’observer aussi,

bien que rarement avec d’autres cellules comme les monocytes dans du sang avec

EDTA ou/et hépariné [2,54,72,78-79], les basophiles spécifiquement dans un cas de

leucémie myéloïde chronique [76,80], les éosinophiles [72], les lymphocytes ou

cellules de lymphome en impliquant ou pas une immunoglobuline (Ig) et le CD16

[2,28,71,74,81]. La cause de l’implication de ces cellules dans ce phénomène reste

inconnue [4].

Pour les monocytes, on pense qu’elles ne sont pas entourées par les PLT comme

il apparaît, mais plutôt impliquées dans une activité de phagocytose prononcée [4]. La

phagocytose des PLT par les PNN a aussi été signalé [82], après étude

microscopique optique et électronique des rosettes, mais ce n'est pas un résultat très

solide et peut être lié à un dysfonctionnement des PLT [27]. Chez un patient [82], la

phagocytose des PLT par les PNN a été associée avec un satellitisme limité laissant

penser que ce dernier constitue la première étape du processus de la phagocytose.

Bien que l’agrégation des PLT et le satellitisme des PLT autour des PNN

nécessitent la présence d'EDTA et une température ambiante pour se produire, les

deux phénomènes n'ont jamais été observés ensemble sur le même frottis sanguin,

même si les neutrophiles entourés par les PLT et à côté de petits agrégats plaquettaires

sont parfois trouvés dans les échantillons avec satellitisme plaquettaire [4].

Exceptionnellement, on a rapporté deux cas très intéressants [4,76], le premier

est celui d’une femme qui souffre d’une hypertension et qui avait le phénomène de

satellitisme plaquettaire pendant huit ans, et qui a connu un changement brusque de

forme avec apparition de l’agrégation plaquettaire et la disparition du satellitisme

plaquettaire. Le deuxième cas présentait le phénomène de satellitisme plaquettaire

dans le sang anticoagulé avec l’EDTA alors que dans celui anticoagulé avec le citrate

on observe le phénomène d’agrégation plaquettaire.

19

iii. Agrégation mixte neutrophiles-plaquettes en

présence d’EDTA

C’est un phénomène lié à la présence d’EDTA et apparaît in vitro et qui est

caractérisé par la présence de grands amas de PLT et quelques PNN. Il est

apparemment, le résultat d’un processus initié par un satellitisme classique des PLT

autour des PNN que les automates sont incapables de le détecter et produisent donc

une numération plaquettaire faussement basse soit restant dans les intervalles normales

ou bien une PTP et qui a tendance à être associée avec une leucopénie [27,83-84].

b) Les pseudothrombopénies non EDTA-dépendantes

Ce sont des causes exceptionnelles de pseudothrombopénies [85]. Dans ce cas,

la fausse diminution de la numération plaquettaire se produit même en l’absence de

l’EDTA [4].

20

IV. LES PRINCIPALES CAUSES DES PSEUDOTHROMBOPENIES NON

EDTA-DEPENDANTES.

1) Causes liées aux erreurs à la phase préanalytique

Dans toutes les analyses biologiques, la qualité de la phase analytique

conditionne en grande partie la qualité des résultats obtenus et tout dysfonctionnement

préanalytique peut conduire à des résultats anormaux. Les erreurs préanalytiques sont

plus fréquentes que les erreurs analytiques c’est pourquoi il faut toujours veiller à la

qualité de cette phase importante.

La phase préanalytique est sous la responsabilité du biologiste, même si elle est

souvent effectuée en dehors du laboratoire (services cliniques, service de prélèvement,

prélèvements à domicile). Le biologiste doit donc être vigilant pour distinguer, lors de

la validation, les anomalies qui témoignent d'un problème au niveau de l'étape

préanalytique, et particulièrement la qualité du prélèvement, de celle qui traduisent

une vraie pathologie [86].

Les principales erreurs préanalytiques qui peuvent être la cause d’une PTP non

EDTA-dépendante ainsi que les mesures à prendre pour éviter leur apparition sont

décrites dans le tableau II :

21

Tableau II : Les principales erreurs préanalytiques causants une PTP non

EDTA-dépendante et les mesures à prendre pour les éviter [1,3-4,18,27-

28,54,59,61,69,86-102].

Erreur préanalytique Mesures correctives

Echantillons sanguins dilués par prélèvement à

proximité d’une perfusion ou sur une voie de

perfusion ou cathéter insuffisamment purgé.

Eviter de faire des prélèvements proximité d’une

perfusion ou sur une voie de perfusion.

Concentration élevée de l’anticoagulant (quel que

soit ce dernier) dans l’échantillon en cas :

ponction veineuse difficile (mauvais réseau

veineux, prélèvements répétés, veines fragiles) ;

prélèvement difficile (traumatique) comme chez

le nouveau-né (risque d’activation et donc

d’agrégation plaquettaires ou coagulation

partielle de l’échantillon favorisé par

l’hypercoagulabilité du sang du nouveau-né).

Mentionner sur la fiche de prescription d’analyse

ce genre de prélèvement et les difficultés

rencontrées au cours de l’opération pour les

prendre en compte dans l’interprétation des

résultats.

Contrôler les échantillons de ce genre, sur tube

et sur frottis, pour détecter d’éventuels agrégats

de PLT.

Eviter les prélèvements traumatiques et éliminer

les premiers millilitres de sang prélevés car ils

contiennent souvent de petites traces de débris

tissulaires qui peuvent favoriser l'activation

plaquettaire.

Les tubes doivent être remplis à 90% au

minimum.

Utiliser des tubes pédiatriques adaptés à ce

genre de prélèvement.

Retard entre le prélèvement et l’analyse : peut

modifier le volume des PLT et donc une difficulté de

l’automate à générer une courbe lissée ou à

retrouver précisément les critères habituels de

définition des PLT.

Effectuer l'analyse de l'hémogramme sur

automate et l'étalement du frottis de sang dans

un délai de moins de 3 heures après le

prélèvement conservé à température ambiante

Contrôler les échantillons sur tube et sur frottis

sanguin : recherche d’éventuels amas

plaquettaires.

Refaire le prélèvement en cas de détection

d’amas plaquettaires avec plus de précautions.

22

Retard de contact entre le sang prélevé et

l’anticoagulant : risque d’initiation la coagulation et

de formation des amas plaquettaires :

Homogénéisation du prélèvement inadéquate

ou insuffisante : mauvaise distribution de

l’anticoagulant ;

Mauvais prélèvement (écoulement goutte à

goutte dans le tube ou prélèvement à travers un

cathéter) ;

Agitation trop importante du tube.

Contrôler les échantillons sur tube et sur frottis

sanguin : recherche d’éventuels amas

plaquettaires.

Refaire le prélèvement en cas de détection

d’amas plaquettaires avec plus de précautions.

Bien réaliser le mélange sang-anticoagulant

immédiatement après le prélèvement par

retournements successifs et doux du tube (sans

agitation).

Prélèvement sous vide trop rempli : élimination du

headspace et des bulles d’air nécessaires pour

homogénéiser l’échantillon de manière adéquate.

Eviter de trop remplir les tubes.

Les résultats redeviennent normaux après

réalisation de plusieurs analyses sur le même

prélèvement (apparition d’une espace suffisante

pour une bonne homogénéisation).

Stockage de sang à 4°C pendant plus de 24 heures

si réalisation de l’analyse avec les instruments ABX.

Prélèvement trop ancien ou mal conservé : une

température ambiante excessive entraîne une

activation de l'hémostase dans le tube.

Réaliser le décompte sur automate dans les 6

heures au maximum qui suivent le prélèvement.

Pour la méthode manuelle, le frottis doit être

effectué rapidement, moins de 3 heures après le

prélèvement

contact préalable des PLT avec des surfaces

étrangères (membrane de dialyse par exemple ou

prélèvement sur tubulures).

Un comptage manuel minutieux d'un frottis

sanguin bien préparé.

En milieu obstétrical :

Dilution du sang fœtal par le liquide amniotique,

qui peut aussi activer la coagulation

Coagulation au cours du prélèvement.

Au niveau du prélèvement l'utilisation d'aiguilles

plus grosses (de 22 gauge au lieu des aiguilles

de 20 gauge) ou spécifiques (siliconées sur la

face interne permettant d'augmenter la vitesse du

flux).

Préciser avec le résultat la mention« sang fœtal»

pour en tenir compte dans l’interprétation.

Un délai d'analyse le plus court possible pour ce

type de prélèvement.

Formation d'agrégats in vitro par augmentation du

pH dans le tube au cours du temps (phénomène

d'alcalinisation du milieu).

Pour avoir un comptage exact, il faut prélever le

sang sur un tube avec un citrate spécial dit

« citrate acide » ou ABA (Acid Buffering

Anticoagulant)

Perte de PLT lors de la préparation du plasma riche

en plaquettes si le contage est fait sur ce dernier.

Refaire le contage par une autre méthode

(manuelle ou automatique) sur sang total.

23

La concentration en PLT est stable 6 jours à +4 °C mais seulement 24 heures à

température ambiante, au-delà il y a diminution de leur nombre [54].

On peut aussi examiner l’échantillon avec un bâton d'orange ‘orange stick’ pour

détecter tous petits caillots ou filaments de fibrine tout comme on peut le vérifier sur

les histogrammes de l’automate et les diagrammes de dispersion des PLT [69].

Lorsqu’il s’agit d’un prélèvement de nouveau-né, et à cause de

l'hypercoagulabilité de son sang, il existe un risque important de formation d'amas

plaquettaires et de coagulation du prélèvement c’est pourquoi il convient d'être

particulièrement vigilant lors de l'analyse de tels échantillons pour dépister ces

artefacts malgré le fait que la détection des micro-caillots en pratique est quasiment

impossible. La notion de microprélèvement doit apparaître sur le rendu du résultat,

afin d'attirer l'attention du clinicien et/ou du biologiste sur les réserves à prendre pour

interpréter l’hémogramme en particulier.

Pour améliorer la qualité de ce genre de prélèvement, on peut utiliser certaines

précautions :

masser vigoureusement le talon pour obtenir rapidement une goutte de sang ;

opérer rapidement pour transférer le sang dans le tube ;

mélanger consciencieusement l'échantillon ;

ne pas se contenter de trop faibles volumes de sang (même s'ils sont a priori

suffisants pour l'analyse) [54].

24

2) Causes liées à l’appareillage

La méthodologie d’analyse change d’un automate à un autre, mais ils

considèrent tous les cellules du sang comme des particules dont ils mesurent divers

critères physiques, comme la capacité à interrompre le passage du courant électrique,

la taille, la résistance à la traversée d’un courant de haute fréquence, ou la dispersion et

l’absorption lumineuses (tableau III) [27-28].

25

Tableau III : Principales technologies actuellement disponibles pour l’analyse

automatisée de l’hémogramme avec les automates les plus performants [27-28].

Techniques de numération

Formule leucocytaire

Siemens Advia 2120i Diffraction optique (leucocytes, PLT, GR)

Quantification des érythroblastes (calcul à

partir d’une analyse multicanaux)

Réticulocytes : nombre, volume, fraction

immature, contenu en Hb

Basophiles : lyse différentielle et diffraction

optique

Neutrophiles, éosinophiles, monocytes et

lymphocytes : mesure par diffraction optique

en fonction de la taille et de l’absorption en

fonction de la réactivité de la peroxydase

Sysmex XE-2100 Variation d’impédance (GR, PLT) en première

analyse

Diffraction optique (GR, PLT) avec

fluorochrome de l’ARN : déclenchement

automatique ou à la demande

Fraction PLT immature

Leucocytes : diffraction laser (sans et avec

fluorochrome)

Quantification des érythroblastes (avec

polyméthine : diffraction et intensité de

fluorescence)

Réticulocytes : nombre, fraction immature,

contenu en Hb

Basophiles : lyse différentielle et diffraction

optique

Neutrophiles, éosinophiles, monocytes et

lymphocytes : mesure par diffraction optique

aux petit et grand angles, et mesure de

fluorescence

Granulocytes immatures : détection avec un

courant alternatif à haute fréquence (Radio

Fréquence) et un courant continu à basse

fréquence (courant continu ou DC)

Horiba Pentra

Medical 120 DX

Variation d’impédance (GR, PLT)

Leucocytes : variation d’impédance et

histogramme

Lymphocytes, Monocytes, Granulocytes

(LMG)

Quantification des érythroblastes (thiazole

orange ;

diffraction et intensité de fluorescence)

Réticulocytes : nombre, fraction immature,

volume

Basophiles : impédance après lyse des autres

leucocytes

Neutrophiles, éosinophiles, monocytes et

lymphocytes : mesure par impédance

électrique et transmission optique (absorption

lumineuse) après coloration par le noir

chlorazol E

Beckman - LH 785

Coulter

Variation d’impédance (GR et PLT) [pour les

PLT : calcul de log-normalité, courbe lissée]

Leucocytes : variation d’impédance et

histogramme LMG

Quantification des érythroblastes (calcul après

expansion d’échelle et modélisation des

données)

Réticulocytes : nombre, fraction immature,

volume

Basophiles, neutrophiles, éosinophiles,

monocytes et lymphocytes : mesure par

variation d’impédance, courant électrique

haute fréquence et diffraction d’un faisceau

de lumière monochromatique (volume,

conductivité, diffraction) puis analyse

multidimensionnelle et individualisation des

populations dans un espace cubique

Abbott Cell-Dyn

diagnostics Sapphire

GR et PLT : impédance et diffraction optique

en parallèle

PLT : cytofluorométrie en flux avec CD61 (à la

demande)

Leucocytes : diffraction optique

Quantification des érythroblastes (iodure de

propidium ; diffraction et intensité de

fluorescence)

Réticulocytes : nombre, fraction immature,

volume

Basophiles, neutrophiles, éosinophiles,

monocytes et lymphocytes : mesure par

diffraction optique MAPSS (Multi Angular

Polarised Scatter Separation : transmission,

diffraction à angle aigu et angle droit,

dépolarisation) ; sans colorant ou cytochimie

26

Les automates actuels analysent les échantillons sanguins avec une cadence

élevée et donnent des résultats précis et reproductibles sous réserve d'un calibrage et

d'un suivi rigoureux des instruments et avec un coefficient de variation pour la plupart

des paramètres mesurés de l'ordre de 1 à 2%. Ce niveau de reproductibilité n'est pas

réalisable pour les techniques manuelles [17,93,104].

Cependant, dans certaines conditions liées à des particularités de l’échantillon

sanguin, à une pathologie particulière du patient étudié, à des modifications induites

après le prélèvement, ou à la technologie utilisée pour la mesure, les automates sont

susceptibles d’induire des résultats erronés que le biologiste et le technicien peuvent

éviter en les connaissant très bien, et en maîtrisant le principe de fonctionnement de

son automate et ainsi, éviter de rendre des résultats erronés qui risquent d’avoir un

impact non négligeable pour le patient et sa prise en charge[27-28].

Dès le début de l’utilisation des automates en biologie médicale, les utilisateurs

ont rapporté dans la littérature des anomalies ou erreurs de mesure. Les fabricants

d’automates ont en tenu compte pour améliorer avec les années la qualité d’analyse de

leurs machines [27,98].

Maintenant, et avec les progrès de l’analyse informatique, ils proposent en plus

des résultats chiffrés fiables et précis, une visualisation au moins partielle des

particules énumérées, sous la forme d’histogrammes mono-, bi- ou

multiparamétriques ainsi que divers messages d’alerte pas toujours explicites, parfois

non spécifiques et relativement imprécis (figure 5) [4]. En parallèle, pour signaler plus

précisément certaines anomalies de mesure ou d’analyse : messages quantitatifs sur

des seuils de normalité ou de linéarité dépassés, messages analytiques et qualitatifs

signalant la difficulté de réalisation d’une analyse ou la présence possible d’éléments

anormaux ou inhabituels [28].

27

Figure 5 : images illustrant les agrégats plaquettaires sur les histogrammes des

automates [28]. A : avec l’automate XE-2100 (Sysmex), les amas apparaissent sur

l’histogramme DIFF (formule leucocytaire) sous forme d’un nuage allongé (graphe de

gauche ; flèche). Sur le graphe qui visualise une éventuelle myélémie (IMI), ces amas

forment un nuage qui prolonge le nuage des leucocytes (centre ; flèche). Sur le schéma

de droite, on remarque l’absence de retour à la base de l’histogramme des volumes

plaquettaires (flèche). B : avec l’automate Cell-Dyn Sapphire (Abbott), à côté des

populations leucocytaires normales (image de gauche), l’histogramme taille/complexité

visualise un nuage anormal (en noir, image de droite). C : avec l’automate Advia 2120

(Siemens) on observe sur l’histogramme de droite (formule Perox) un nuage de points

(en blanc), absent de l’image normale (à gauche), et qui recouvre une zone particulière

dans laquelle ces amas seront énumérés. E = éosinophiles; Ly = lymphocytes ; M =

monocytes ; N = neutrophiles.

28

Le biologiste, en connaissant comment réagit son automate face aux diverses

situations qui peuvent conduire à la validation de résultats erronés, et à l’aide de ces

améliorations (messages d’alerte et histogrammes plus ou moins développés selon les

performances de l’automate), il peut aujourd’hui mieux interpréter techniquement et

biologiquement l’hémogramme [4,69].

La maîtrise des anomalies conduisant aux PTP liées aux automates nécessite

d’abord la connaissance des différents principes de mesure. Ainsi, les automates qui

utilisent le principe de mesure par impédance, énumèrent les PLT et les globules

rouges (GR) sur le même canal de dilution et considèrent les particules de petite taille

comme des PLT et les autres particules comme des GR.

Selon les automates, les seuils identifiant les particules comptées comme des

PLT varient de 2 à 6 ou 12 fl pour le seuil inférieur (discrimination des PLT et du bruit

de fond) et de 20 à 40 fL pour le seuil supérieur (discrimination avec les GR) [28,93].

Les améliorations apportées à ce genre d’automates sont :

l’étude du profil de l’histogramme des volumes plaquettaires et production

d’une courbe lissée (améliorant la précision du décompte) si la distribution

est (Log) normale, ou/et présence d’un seuil mobile plutôt que fixe pour

discriminer PLT et GR.

des messages d’alerte si l’automate ne peut pas extrapoler une courbe

lissée ou à séparer nettement les PLT des GR.

Pour les automates qui utilisent le principe de mesure par diffraction lumineuse

(optique) : la cytométrie en flux. Les particules d’un échantillon de sang dilué sont

aspirées et cheminent individuellement dans un capillaire, traversent un faisceau

lumineux (ou laser) et vont à la fois interrompre ce faisceau et chaque interruption

correspond au passage d’une particule, ce qui permet ultérieurement d’en obtenir le

nombre, et diffracter ce faisceau lumineux. La quantité de lumière diffractée à 1, 2, 3

29

ou même 4 angles (selon les automates) est proportionnelle au volume, mais aussi

renseigne sur le contenu de la particule.

L’identification des PLT se fait sur un histogramme biparamétrique plaquettaire

(volume/indice de réfraction).

Parfois, ces deux principes (mesure par impédance et par diffraction lumineuse)

peuvent être combinés dans le même automate.

Certains automates (Abbott) réalisent la numération des PLT par technique

immunologique, en utilisant un anticorps monoclonal antiplaquettes (anti-CD61). Pour

des raisons de coût, cette méthode n’est pas utilisée en routine mais, elle est surtout

recommandée pour sa précision dans les situations de forte thrombopénie [1,28].

Malgré tout les progrès et les améliorations apportées aux automates, ils

peuvent, dans les situations suivantes, donner des résultats sous-estimés du nombre de

PLT ou PTP indépendamment de la présence de l’EDTA dans le spécimen :

-L’agrégation plaquettaire in vitro induite par divers mécanismes

(anticoagulant-dépendante et indépendante, présence d’agglutinines froides, erreurs

préanalytiques et le satellitisme plaquettaire autour des leucocytes sont les causes les

plus fréquentes des erreurs de la numération plaquettaire automatisée sans pour autant

que les automates soit responsables de l’apparition de ces phénomènes. Ces erreurs

affectent tous les automates mais de manières et de degrés variables.

Les automates énumèrent uniquement les PLT non agrégées ou libres et

négligent celles incluses dans les agrégats ce qui en résulte un taux de PLT sous-

estimé (PTP) parfois majeure, jusqu’à moins de 20.109/L, alors que la numération

réelle est normale [53].

30

Actuellement, on dispose d’automates performants qui peuvent souvent

reconnaître et signaler la présence de ces phénomènes par un ou plusieurs messages

d’alerte. En effet, dans les agrégations d’intensité modérée avec de petits amas (2-5

PLT), les automates les considèrent comme des grandes PLT et signalent un excès de

ces dernières dans l’histogramme plaquettaire et en générant, souvent, des messages

d’alerte tel que : « présence de grandes plaquettes », « plaquettes géantes » ou «

suspicion d’amas plaquettaires » ou équivalents.

Cependant, en cas d’amas plus volumineux, ces derniers ne sont pas visualisés

sur l’histogramme plaquettaire qui montre uniquement les PLT libres. Les messages

d’alerte qui peuvent être générés dans ce cas sont: « absence de courbe lissée », «

résultats bruts », « thrombopénie ».

La détection des agrégats plaquettaires est beaucoup moins possible avec les

automates qui réalisent la numération et la formule leucocytaire sur le même canal, et

qui nécessitent une observation attentive des histogrammes. Les automates les plus

simples qui ne réalisent pas de formule, même approchée, visualisent mal les agrégats.

Les automates qui réalisent la numération leucocytaire sur deux canaux

différents peuvent parfois nous compter les volumineux amas de PLT comme des

leucocytes et produire une fausse leucocytose (pseudoleucocytose) à coté de la PTP du

fait que dans le canal qui utilise un agent de lyse puissant des GR, les membranes des

leucocytes et des PLT (libres et en amas) sont détruites et la numération leucocytaire

est exacte alors que celui dans le canal destiné à la formule leucocytaire respecte les

membranes des leucocytes, des PLT et des amas de PLT. Le résultat est l’obtention de

deux mesures différentes qui sera signalé et qui doit faire suspecter la présence d’amas

plaquettaires. Parfois cette pseudoleucocytose peut masquer une vraie leucopénie

[4,12,18,27,49,54,69,105-106].

31

Concernant les agrégats plaquettaires, il est très important de garder en tête que

ceux-ci pourraient ne pas être aspiré par le système à cause de la distribution non

homogène dans l'échantillon, et qu’ils peuvent être encore dans le tube. Cela peut être

particulièrement le cas avec les agrégats volumineux. Dans ce cas le tube doit être

vérifié, et une nouvelle ponction pourrait être nécessaire [107].

-Une autre cause engendrant des erreurs de la numération plaquettaire

automatisée est la présence dans l’échantillon de PLT grandes ou géantes ou par contre

trop petites qui ne seront pas comptées par les automates car elles ne sont pas incluses

par les limites prédéfinies pour les PLT normales [107-112] (PARTIE II.3).

-L’erreur peut être aussi le résultat de l’aspiration d’un volume insuffisant

(aspiration partielle) de sang par l’automate. Ce problème est souvent vu quand le

volume de l’échantillon est trop faible [69,93].

-Le mauvais calibrage et/ou entretien des automates : les résultats erronés sont

plus susceptibles d’être signalés pour les instruments qui ont été en usage pendant une

longue période, les erreurs dans l'attribution des valeurs aux calibrants, ou blocage de

la sonde d’aspiration par exemple par un caillot de l'échantillon précédent ou nettoyage

insuffisant des circuits: tous ces événements peuvent aussi produire des PTP non

EDTA-dépendantes [69,93]. Donc, il est essentiel d’étalonner soigneusement son

automate, suivi par une évaluation fréquente de la reproductibilité par l'analyse des

échantillons avec des concentrations cellulaires connues. Ceci est une mesure de

contrôle qualité essentielle.

-Aussi, les défaillances électriques ou mécaniques, ou même les fluctuations

mineures de tension peuvent induire des erreurs marquées dans la collecte des

données[17].

32

Enfin, il ne faut pas oublier que les automates peuvent parfois être responsables

des résultats erronés de la numération plaquettaire automatique, et que le manque de

rapport de résultats erronés avec d'autres instruments ne signifie pas qu'ils ne se

produisent pas.

3) Causes liées à l’échantillon

Les plaquettes géantes ou macroplaquettes (Figure 4)

Les PLT géantes ou macroplaquettes sont des PLT dont la taille (ou le

volume) est beaucoup plus grande que celle des PLT normales qui ont servi à la

détermination des limites d’identification et à la calibration des automates (pour les

automates Beckman Coulter comme GEN S, LH 750, les particules entre 2 et

20 fL sont comptés comme PLT). Les automates considèrent que les PLT peuvent

avoir un volume atteignant 36, 40, voire même 60 fl. Mais parfois certaines PLT

présentent une taille voisine ou égale à celle des leucocytes, et donc l’automate peut

les prendre pour des GR et/ou des leucocytes et non pas pour des PLT [1,3,12,14,27-

28,87,107,109].

33

Figure 6 : Frottis sanguin coloré selon la technique de MGG. 1: PLT de taille

normale; 2: macroplaquette (taille < GR) ; 3: PLT géante (taille > GR); 4 :

GR[113].

Ainsi, la présence d’un pourcentage élevé de macroplaquettes dans le sang peut

donner une PTP lors de la numération plaquettaire automatisée, parce qu'elles

peuvent être exclues puisque leur taille est supérieure au seuil maximal de

dimensionnement [1,18,109,113]. Les auteurs rapportent que cette erreur est plus

fréquente et que sa probabilité dépend de la spécificité des paramètres utilisés pour

établir les intervalles identifiants les PLT [1,109].

Cette confusion est toujours possible malgré les améliorations considérables qui

ont été apportées afin de discriminer les grandes PLT et les autres particules. Ainsi, la

précision et l’exactitude de la numération des PLT restent diminuées dans cette

circonstance ce qui est confirmé par leur faible reproductibilité au cours des

macrothrombopénies constitutionnelles [114].

34

Les messages d’alerte que donnent certaines automates pour signaler la

présence de ces PLT géantes ne sont pas spécifiques, car ils sont parfois dus à la

présence de petits amas plaquettaires, voir même des noyaux d’érythroblastes. Ces

messages ne confirment donc pas leur présence mais, doivent amener à examiner

l’histogramme volumétrique des PLT, et vérifier si l’automate a réalisé une bonne

discrimination des PLT-GR ainsi qu’à examiner le frottis sanguin (surtout pour un

patient inconnu) pour confirmer la présence de PLT géantes et éliminer le doute sur la

présence d’autres causes qui peuvent générer les mêmes messages : petits amas

plaquettaires et noyaux d’érythroblastes [28]. La méthode de confirmation de

choix emploie un comptage manuel des PLT en utilisant la microscopie à contraste de

phase [61,115].

Ce problème avec les PLT géantes se pose moins avec la numération des PLT

par méthode optique utilisant deux dimensions de la diffusion de la lumière, car cette

méthode est parfois moins imprécise. Cependant, la méthode immunologique de

numération des PLT à l’aide d’anticorps monoclonaux et un cytomètre de flux, reste la

plus précise en cas de présence d’un nombre élevé de grandes PLT, surtout en cas de

thrombopénie vraie associée [5,27-28]. Elle est devenue la méthode de référence du

dénombrement des PLT pour l’ICSH / ISLH [113].

Les PLT géantes et/ou macroplaquettes sont observées dans des conditions

normales et dans diverses situations pathologiques résumées dans le tableau IV :

35

Tableau IV : Les principales situations pathologiques et normales accompagnées

de PLT géantes et/ou grandes et de microplaquettes [1,2,4-5,9,12,16-18,27-

28,59,69,88,92,107-109,116-121].

Plaquettes Grandes et/ou géantes Petites plaquettes

purpura thrombopénique immunologique.

Syndrome de Bernard et Soulier.

Syndrome des plaquettes grises.

Macrothrombocytopénie liée à MYH9 (Anomalie de May-

Hegglin, Syndrome de Fechtner, Syndrome d’Epstein et

Syndrome de Sebastian).

Macrothrombopénie liée à l’X avec dysérythropoïèse.

syndromes vélocardiofacial et de Di George.

Maladie de Willebrand type 2B/ Pseudo Willebrand

plaquettaire.

Thrombopénie Paris-Trousseau / syndrome de Jacobsen.

Macrothrombocytopénie familiale méditerranéenne

Le syndrome plaquettaire de Montréal.

syndromes myéloprolifératifs ou myélodysplasiques.

Lors d'une demande accrue pour les PLT les

mégacaryocytes peut également réagir en produisant des

PLT qui sont plus grandes que d'habitude.

Dysmégacaryopoïèse.

Hyperlipidémie (augmentation du pourcentage de grandes

PLT), hyperthyroïdie (MPV élevé).

Hypersplénisme, chez le prématuré (pourcentage plus élevé

de PLT de grande taille) et chez des individus sains (environ

10% des PLT).

Syndrome de Wiskott-Aldrich.

Thrombopénie liée à l’X.

Diminution de MPV a été associée à

une hypoplasie mégacaryocytaire et la

thérapie de médicaments cytotoxiques.

Syndromes myélodysplasiques.

Les PLT de petite taille

(microthrombocytes) sont vues dans

les situations d'échec de moelle

osseuse comme dans la leucémie,

anémie aplasique, et thrombopénie

familiale amégacaryocytaire.

Enfin, l’affichage d’un volume moyen plaquettaire élevé peut aider à identifier

une macrothrombopénie, mais uniquement après avoir examiné le frottis sanguin et

éliminé l’existence de petits agrégats plaquettaires [122-123].

36

Les microplaquettes (Figure 7)

Tout comme les PLT géantes, Les microplaquettes ou microthrombocytes

peuvent aussi être exclues par les compteurs de cellules automatisés par le même

mécanisme (en raison de la taille prédéfinie des particules) et produire un taux de PLT

sous-estimé voire une pseudothrombopénie si elles représentent un grand pourcentage

des PLT [5,14,110-112].

Figure 7 : Image illustrant des microplaquettes dans le syndrome de Wiskott-

Aldrich [116].

Les principales situations dans lesquelles on trouve les microplaquettes sont

résumées dans le tableau IV.

37

Le satellitisme des PLT autour des leucocytes

Dans la majorité des cas le satellitisme des PLT autour des leucocytes s’observe

dans le sang sur EDTA. Cependant, le satellitisme, a été vu parfois sur sang hépariné,

oxalaté, citraté ou encore avec un prélèvement frais au bout du doigt [34,78].

Autres causes liées à l’échantillon

Parmi les autres causes liées à l’échantillon décrites comme capables d’induire

une PTP non EDTA-dépendantes on trouve :

La maladie de von Willebrand type IIB : elle peut provoquer l’agglutination

des PLT sur un frottis et causé une PTP apparente [92, 124].

La paraprotéinémie [92] et/ou la présence d'une quantité importante et/ou

anormale de protéines plasmatiques dans les différentes paraprotéinémies

[2,17].

La lipémie [125].

L'émotion, l'effort physique, le stress peuvent entraîner l’activation

plaquettaire. En effet, le prélèvement sur un malade agité sera souvent de

mauvaise qualité et activé [90].

Hyperaggrégabilité des PLT sanguines par exemple en cas d’infarctus

cérébral chronique (apparition d’agrégats plaquettaires sur sang total

citraté) [126].

38

4) Causes liées à l’anticoagulant autre que l’EDTA

Bien que plutôt restreinte à l’EDTA, l’agrégation in vitro des PLT se produit

rarement avec d’autres anticoagulants, tels que le citrate trisodique, l’héparine, le

fluorure de sodium, oxalate, le citrate-théophylline-adénosine-dipyrodamole (CTAD),

hirudine, Acide-citrate-dextrose (ACD) et même le citrate avec plusieurs

additifs (citrate avec la théophylline, le citrate de prostaglandine, le citrate avec 10%

d'EDTA et citrate avec la kanamycine) [20-21,27,66,105,107, 127-129].

Dans cette catégorie on distingue :

a) Les autoanticorps EDTA-indépendante et réactifs à froid

i. Les agglutinines froides

L’agrégation spontanée EDTA-indépendante associée aux agglutinines froides

doit être considérée dans les situations ou les agrégats plaquettaires sont présents sur

un autre anticoagulant que l’EDTA comme le citrate et l’héparine [130]. Il s’agit aussi

d’un phénomène à mécanisme immunologique mais non imputable à I'EDTA [3].

Ce sont des autoanticorps de type agglutinine froide, apparaissant dans les

maladies autoimmunes ou dans les pathologies infectieuses notamment virales

accompagnées de manifestations autoimmunes, qui provoquent la formation d'agrégats

plaquettaires : Ce sont donc des thromboagglutinines car elles sont dirigées contre les

PLT [3,13,85].

Ce phénomène est dépendant de la température, se développe in vitro à

température ambiante ou à 4°C [55] et réversible qui disparaît à 37°C au bain-marie.

Donc, pour obtenir une numération plaquettaire précise l'échantillon doit être maintenu

à 37°C ou chauffé à 37°C [1,3,55,61, 87].

39

Une étude des agglutinines froides par cytométrie en flux [55,131-132], dans

des cas, a montré qu’elles s’agissaient d’IgM dirigées contre le complexe GP IIb/IIIa

des PLT, et dont l’activité a été inhibée par pré-incubation des PLT avec des anticorps

monoclonaux anti-CD41 (GP IIb/IIIa).

ii. Les cryoglobulines

La PTP a été décrite aussi au cours d’une gammapathie monoclonale

essentielle. La cause était la présence d’une IgM qui présente à la fois des propriétés

agglutinines froides et cryoglobuline. La survenue d’un tel phénomène est

extrêmement rare. L’IgM en question s’est révélé être un autoanticorps monoclonal

antiplaquettes EDTA-dépendant de type IgM kappa et ce phénomène ne se produit

qu’in vitro sans conséquences cliniques [133].

Cependant, et dans un autre rapport, la présence d’une cryoglobulinémie mixte

(type II) : IgM monoclonale et IgG polyclonale due à une infection à cytomégalovirus

(CMV) a produit une PTP non EDTA-dépendante par un mécanisme autoimmun.

La numération plaquettaire à température ambiante était faussement basse dans le

sang collecté sur divers anticoagulants mais normale à 37°C. Ces cryoglobulines ont

agit comme des thromboagglutinines froides (anticorps anti-PLT à froid). La

résolution de l’infection à CMV a fait disparaître ces cryoglobulines du sérum du

patient avec normalisation de la numération plaquettaire sans agglutination des

PLT[134].

40

b) Les autoanticorps EDTA- et température-indépendante :

Pseudothrombopénie citrate-dépendante

Les anticorps sont généralement actifs uniquement en présence d'EDTA, mais

dans environ 10 à 20% des cas, l'agglutination des PLT se produit également sur

citrate [4,26,66,87-88] qui a aussi un effet chélateur sur les ions calcium mais à

une degré moindre et qui a induit aussi la dissociation de la GP IIb/IIIa [60]. Ces

anticorps sont presque toujours des IgM qui ne montrent pas une dépendance à la

température et sont probablement les mêmes anticorps responsables de l’agglutination

EDTA-dépendante à 37°C [4,18,25-26,66,107,127]. Ces IgM ont été identifiées, chez

une patiente avec sclérose multiple, comme étant des IgM monoclonales de sous-type

Kappa [135].

On a rapporté aussi, que cette pseudothrombopénie EDTA- et température-

indépendante peut être médiée par des IgM contenant des complexes immuns [66].

c) L’héparine

L’héparine est déconseillée dans la numération plaquettaire, car elle produit très

rapidement une importante agglutination des PLT, majorée par une forte agitation,

donnant une fausse thrombopénie [136]. On ne connaît pas l’influence de

l’héparine sur le complexe IIb/IIIa qui doit encore être étudiée [60]. Des frottis colorés

faits à partir de ce sang ne sont pas satisfaisants [105-107,127].

On a remarqué, dans une étude canadienne [137] sur 26 patients récemment

traités par l’héparine, qu’ils présentaient une agrégation de PLT et des taux de PLT

significativement plus bas avec l’héparine par rapport à l’EDTA, et que ces agrégats

disparaissent avec augmentation des taux de PLT quand on a transféré le sang hépariné

à un tube EDTA. En se basant sur ces observations, on a suggéré que les sujets ayant

été déjà exposé à l’héparine développent un anticorps ou un facteur proagglutinant qui

41

va provoquer l’agglutination des PLT en présence d’héparine et ainsi une diminution

du taux de PLT qui peut aller jusqu’à une thrombopénie significative mais seulement

chez quelques sujets. Cette hypothèse est renforcée par l’observation d’une agrégation

spontanée dans le PRP obtenue d'un patient sous dialyse, en post-dialyse [138], puis on

a trouvé que cette agrégation est due à des anticorps induits par l'héparine et

l'agrégation spontanée observée est due à l'héparine résiduelle présente dans le

plasma de l'échantillon.

d) Le fluorure de sodium

Le fluorure de sodium (NaF) donne des agrégats plaquettaires à faible

concentration mais il peut supprimer l'agglutination à une concentration élevée [128].

e) L'hirudine

L'hirudine peut aussi induire une PTP et donc ne peut pas être recommandée

comme anticoagulant dans la différenciation des numérations plaquettaires

faussement faibles. Cependant, il peut être bénéfique dans l'identification du vrai

compte des PLT chez les patients souffrant à la fois de la PTP EDTA et citrate-

dépendante [41,129].

42

5) Causes liées à la prise de médicament

Une nouvelle cause iatrogène de la PTP a été décrite en relation avec

l'utilisation thérapeutique des médicaments spécifiquement conçus pour modifier la

fonction plaquettaire [4,139]. Ainsi, la PTP a été observée après l'administration

d'abciximab habituellement dans le sang anticoagulé avec l’EDTA [140-143] et dans

des rares cas également avec le citrate et le sang capillaire sans anticoagulant [20,144-

145]. Cette PTP peut persister pendant plusieurs jours après un traitement [143].

On a rapporté que la PTP survient dans environ 2% des patients traités par

l’abciximab [35]. Toutefois, en adoptant le critère de la numération plaquettaire à

moins de 150.109/L ou à une diminution de plus de 40% par rapport au taux initial

pour définir la thrombopénie, on a trouvé une plus grande incidence qui est de 27%

[146]. Dans une autre étude Américaine [20] 14 patients sur les 117 avec PTP, avaient

une PTP non EDTA-dépendante.

Cette PTP induite par le médicament pourrait avoir le même mécanisme

pathogénique que celle causée par les autoanticorps naturels : la fixation des fragments

Fab d'abciximab sur le récepteur GPIIb/IIIa pourrait modifier la conformation de la

molécule [147-148] et améliorer l'accès des autoanticorps (agglutinines naturelles) à

leurs antigènes [20,59]. On a aussi proposé qu'il puisse y avoir apparition

d’anticorps anti-Fab naturels qui peuvent former des ponts entre les PLT et ainsi

former une agglutination [20]. Une hypothèse alternative, concernant la fréquence

relativement élevée de la PTP comme cause du faible nombre des PLT chez les

patients recevant l'abciximab, est que l'anticorps chimérique lui-même pourrait agir

comme un anticorps agglutinant après changement de la conformation du complexe

GPIIb/IIIa induite par l’EDTA [4].

43

L’abciximab peut aussi provoquer une vraie thrombopénie, les biologistes

doivent donc être prudents pour pouvoir distinguer entre les deux et ne pas retarder le

diagnostic de celle-ci [143,149].

Dans un autre rapport [150], une PTP liée à la présence d’agglutinines froides a

été rapportée chez un patient qui souffrait d’un infarctus du myocarde, et qui était

sous Mexilétine. Les agrégats étaient présents dans le sang anticoagulé avec EDTA,

citrate et l’héparine avec une chute du taux de PLT au cours du temps. Cette chute

était plus rapide avec EDTA qu’avec le citrate et l’héparine et plus importante à

température ambiante qu’à 37°C. Cette PTP a disparu trois mois après l’arrêt du

traitement par la mexilétine. D’autre cas de PTP survenant après administration de

cette molécule ont été apportés [150-151], mais ils étaient tous EDTA-dépendantes.

Occasionnellement, on a décrit que la PTP est apparue après l'administration

d'acide valproïque [152] olanzapine [153], 1-désamino-8-D-arginine vasopressine

(DDAVP) [151], les antibiotiques [14,38], Tirofiban, Eptifibatide [154] ou

lévofloxacine [4,155] mais dans ces cas la PTP était aussi EDTA-dépendante.

Cependant, plusieurs auteurs pensent que ce phénomène n'est pas causé ni

associé à une maladie spécifique ou à l'utilisation de médicaments spécifiques et que

la présence d’anticorps dépendante de la prise d’un médicament est très peu probable

[4]. Ils argumentent cela par le fait que l’obtention d’anticorps de liaison en présence

d'EDTA ne nécessite aucun ajout de médicament [60], par la survenue de la PTP dans

plusieurs situations cliniques très dissemblables [4] et par le manque de preuves entre

l’association de PTP et l'utilisation de médicaments spécifiques [20,152].

44

6) Autres causes de la pseudothrombopénie non EDTA-dépendante

a) Le myélome multiple

La PTP non EDTA-dépendante a été aussi rapporté avec le myélome multiple.

Elle était indépendante de la température et observée avec le sang anticoagulé avec

l’EDTA, l'héparine et le citrate de sodium, mais pas sur les spécimens non

anticoagulés avec détection d’autoanticorps associés aux PLT contre les

glycoprotéines Ia/IIa, GP Ib/IX/A, et GP IIb/IIIa. Ces autoanticorps plaquettaires ont

disparu après traitement du myélome multiple par chimiothérapie et qui a

coïncidé avec une disparition de la PTP. Ceci suggère fortement une association

avec le myélome multiple. La survenue de la PTP chez les patients ayant une

gammapathie monoclonale a été rapporté chez d’autres patients [25,133,135,156].

b) Le nouveau-né prématuré

Dans une autre publication [36], la PTP non EDTA-dépendante a été rapportée

chez un nouveau-né prématuré qui présentait une thrombopénie sévère et prolongée en

l'absence de signes cliniques ou d’hémorragie avec apparition d’agrégats plaquettaires

dans les prélèvements sur EDTA , citrate, et sur sang frais. L’auteur pense que ce

phénomène est probablement du à une anomalie spécifique des PLT.

c) Changement de l'insulinothérapie

La PTP non EDTA-dépendante dans ce cas est apparue après deux mois de

changement de l’insulinothérapie chez un patient qui souffrait d’un diabète sucré

insulinodépendant (remplacement Humulin M 70/30 par NovoRapid FlexPen et

Lantus Optipen après 18 mois). Les agrégats plaquettaires apparaissaient dans le

prélèvement sanguin sur EDTA et sur héparine, mais pas avec le citrate ou le sang

frais rapidement analysé [157].

45

d) Cause rare

Il a été rapporté aussi un cas de PTP non EDTA-dépendante avec présence

d’agrégats plaquettaires sur EDTA, citrate et même sur prélèvement au bout du doigt

qu’on a attribué à la présence d’autoanticorps type IgM actifs à 37°C. Cependant, le

patient présentait des tendances à l’hémorragie et un temps de saignement allongé qui

étaient dus à la présence concomitante d’agrégats plaquettaires en circulation et une

dysfonction plaquettaire induite par les autoanticorps IgM [35].

46

B. CAS CLINIQUES

47

Cas N° 1

Un patient de 18 ans à été admis aux urgences pour toxi-infection alimentaire.

L’hémogramme à l’admission a donné les résultats suivants : GB = 15,3.109/l;

GR = 5,23.106/l ; Hb = 14,7 g/dl ; Hte = 45% ; VGM = 86 fl ; TCMH = 28,1pg et une

thrombopénie à 52.109/l avec la présence d’une alarme d’agrégats plaquettaires

contrôlés sur lame. Le taux de PLT contrôlé sur tube citraté est de 87.109/l avec alarme

d’agrégats plaquettaires contrôlés sur lame.

Le contrôle de ces résultats sur un deuxième prélèvement, deux jours plus tard,

a rapporté des valeurs semblables. L’analyse du prélèvement effectué sur tube EDTA

après 30 min d’incubation à 37°C a donné les valeurs suivantes : GB = 4,6.109/l ;

GR = 4,47.106/l; Hb = 12,5 g/dl ; Hte = 39,2% ; VGM = 87,6 fl ; TCMH = 28,0 pg et

un taux de PLT à 176.109/l. Le diagnostic d’une PTP non EDTA-dépendante a été

retenu.

Cas N°2

Une patiente de 48 ans qui avait un syndrome pseudogrippal trois semaines

auparavant, et dont l’hémogramme fait de façon systématique a montré les résultats

suivants : GB = 9,1.109/l ; GR = 3,9.10

6/l ; Hb = 11,7 g/dl; Hte = 34% ; VGM = 88 fl ;

TCMH = 30 pg et une thrombopénie à 15.109/l avec présence d’une alarme d’agrégats

plaquettaires contrôlés sur lame. Le taux de PLT contrôlé sur tube citraté est de 7.109/l

avec une alarme d’agrégats plaquettaires contrôlés sur lame.

Le même hémogramme effectué sur tube EDTA après 30 minutes d’incubation

à 37°C donne les valeurs suivantes : GB = 6,8.109/l ; Hb = 13,2 g/dl ; Hte= 39% ;

VGM = 88 fl ; TCMH = 29 pg et un taux de PLT à 120.109/l. Le diagnostic d’une PTP

non EDTA-dépendante a été retenu.

48

C. DISCUSSION

49

Entre 1970 et 2010, on a rapporté dans la littérature environ 155 cas de PTP non

EDTA-dépendante dont 81 cas dus à des autoanticorps type citrate-dépendantes

[15,20,25,35-37,41,66,83,128-129,135,144-145,158-162], 54 cas dus aux agglutinines

froides [13,41,44,55,60,130-132,134,150,154,162-170], 16 cas dus aux PLT grandes

et/ou géantes[109,117], un cas hirudine-dépendante [41], un cas lié à une erreur

préanalytique (tube trop rempli) [99], un cas lié à l’héparine [157] et un cas du au

satellitisme plaquettaire autour des PNN [78]. Les infections ont été présentes dans le

tiers des cas et le reste avec des pathologies très diverses.

Dans nos deux cas, le taux de PLT était bas avec des messages d’alarme

signalant la présence d’agrégats plaquettaires dans le sang anticoagulé à la fois avec

l’EDTA et le citrate conduisant au diagnostic d’une PTP non EDTA-dépendante.

L’analyse des échantillons prélevés sur EDTA après chauffage au BM pendant 30

minutes a permis d’obtenir un taux de PLT normal avec disparition des précédents

messages d’alerte. Donc l’agrégation des PLT dans ces deux cas était due à la présence

d’agglutinines froides dans les échantillons ou de cryoglobulines possédant leurs

propriétés.

La confirmation du diagnostic de la PTP nous a permis de rassurer les patients

trop inquiets et de leur expliquer qu'il s'agit d'un phénomène purement artéfactuel sans

conséquences cliniques.

Les agglutinines froides sont des autoanticorps EDTA-indépendantes et réactifs

à froid par un mécanisme immunologique [3,60] et dont l’apparition est souvent

associée à des maladies autoimmunes ou des pathologies infectieuses notamment

virales accompagnées de manifestations autoimmunes [3,13,31-32,41,60] ce qui était

le cas chez nos deux patients : notre premier patient souffrait d’une toxi-infection

alimentaire alors que le deuxième présentait un syndrome pseudogrippal. Aucune autre

maladie et/ou médication n'ont été présentes chez les deux patients.

50

La PTP non EDTA-dépendante liée aux agglutinines froides au cours d’une

infection virale à été rapportée avec le Cytomégalovirus (CMV) [134] et EpsteinBarr

virus (EBV) au cours de la mononucléose infectieuse (MNI) [13]. Il est reconnu que la

MNI comme l’infection à CMV peut s’accompagner de manifestations autoimmunes

en influençant la production des Ig ce qui peut expliquer l’apparition des agglutinines

froides au cours des infections virales [13, 134].

L’agrégation plaquettaire due aux agglutinines froides est décrite dans plusieurs

articles [1,3,55,61] comme étant un phénomène réversible, dépendant de la

température se produisant uniquement in vitro et à température ambiante et/ou à 4°C et

qu’on peut l’éviter en chauffant le tube de prélèvement à 37°C ou en le maintenant à

cette température. C’est ce qui a été observé chez nos deux cas puisque les agrégats

plaquettaires ont disparu après chauffage des prélèvements au BM à 37°C.

Le manque de moyens nous a empêché de pousser le diagnostique pour

déterminer la nature de ces agglutinines froides. Cependant, des études cytométrique

sur certains cas d’agrégats plaquettaires dus aussi aux agglutinines froides [55,131-

132], ont montré qu’il s’agissait d’IgM anti-complexe GP IIb/IIIa plaquettaire, et on

l’a confirmé par le fait que cette agglutination est inhibée après pré-incubation des

PLT avec des anticorps monoclonaux anti-CD41 (GP IIb/IIIa).

Ces deux patients présentaient aussi des taux élevés de leucocytes sur EDTA

avant chauffage par rapport à ceux obtenus après chauffage, voire une

hyperleucocytose chez notre premier cas. Il y avait aussi une légère augmentation des

taux de GR entre les deux mesures. Ceci peut être expliqué par le fait que la taille des

agrégats plaquettaires s’approche parfois de celle des GR et/ou des leucocytes et ainsi,

les automates peuvent, par erreur, les prendre pour ces derniers. L’association PTP et

hyperleucocytose a été décrite plusieurs fois [4,12,18,27,54,69,105].

51

Cependant, pour le cas N°1 la diminution du taux des leucocytes dans la

deuxième mesure peut être due, à côté de la disparition des agrégats plaquettaires, à la

guérison de l’infection après administration d’antibiotiques vue que le deuxième

hémogramme a était établi deux jours après.

Enfin, malgré l’augmentation de l’incidence de la PTP chez les patients malades

ou hospitalisés par rapport aux patients externes [19], de nombreux auteurs pensent

que la survenue de ce phénomène n'est pas liée à une maladie spécifique ou à la prise

de médicaments, en justifiant ceci par l’absence de preuves entre ces associations, et

par les contextes cliniques très dissemblables accompagnant ce phénomène et par son

observation chez des sujets sains [4,15,20,60,152].

52

D. CONDUITE A TENIR DEVANT

UNE PSEUDOTHROMBOPENIE

53

La PTP doit particulièrement être soupçonnée chez les patients sans cause de

thrombopénie : absence d’antériorité, un temps de saignement normal et l’absence de

constatations physiques ou d’antécédents médicaux, l’absence de marqueurs

autoimmuns, et un MPV normal, en présence de message d’alerte généré par

l’automate ou en présence d’un MPV élevé [15,28,54,59,128].

Pour détecter les PTP, il faut procéder comme suit :

I. Contrôler les tubes de prélèvement

Face à la première découverte d'une thrombopénie, il faut systématiquement

rechercher dans le tube un caillot dont la présence correspond à un prélèvement

partiellement ou totalement coagulé [3] ou à la survenue d’une des erreurs

préanalytiques (s’assurer de la conformité du prélèvement, la nature de

l’anticoagulant…).

II. La confection d'un frottis sanguin

Toute thrombopénie signalée par un automate impose systématiquement la

confection d'un frottis sanguin pour la recherche d'amas plaquettaires, de satellitisme

plaquettaire, de phagocytose des PLT par les leucocytes, d’agrégats mixte PNN-PLT

et/ou des PLT de taille anormale (PLT géantes, macro et microplaquettes), y compris

lors de numérations récurrentes chez des patients présentant des causes de

thrombopénie vraie [26].

Ce frottis sanguin doit être bien préparé et coloré dans les 3 à 4 heures qui

suivent le prélèvement. Une fois fixé et coloré, le frottis sanguin est parfaitement

stable dans le temps (le dégraissage favorise la conservation). Sans fixation ni

coloration, le frottis peut être congelé dans du papier aluminium pour servir à des

études cytochimiques ultérieures [54].

54

Le matériel utilisé pour la réalisation des frottis doit être absolument

propre pour éviter l'introduction des amas plaquettaires. Les lames sont nettoyées

plus efficacement par le dégraissage à l'alcool pendant 24 heures, suivi par un

séchage avec un chiffon non pelucheux et un essuyage final avec une peau de chamois.

Une autre méthode rapide possible consiste à nettoyer les lames avec de l'alcool 96%

suivie d’un essuyage [91].

L’examen du frottis sanguin consiste à regarder une goutte de sang entre lame

et lamelle, en contraste de phase (cette méthode permet aussi de voir d'éventuels amas

de fibrine). On peut également procéder à une recherche sur cellule de Malassez ou sur

frottis sanguin coloré au May-Grünwald-Giemsa [54]. Il correspond à l’étude attentive

des franges latérales et de l’extrémité du frottis car les amas de PLT très volumineux

se situent préférentiellement en queue du frottis, alors que ceux de petite taille (moins

de 10 PLT) sont souvent diffus [4,26,28,92].

En cas de présence d’agrégats sur le frottis, il est nécessaire d’estimer

approximativement le nombre de PLT pour éviter de temporiser si l’agrégation

survient dans un contexte de vraie thrombopénie [28]. Ainsi, si la numération

plaquettaire est clairement normale, le commentaire «numération plaquettaire normale

sur frottis » peut être acceptable et permet d'éviter la réalisation d’un nouveau

prélèvement [69].

55

III. Déterminer la nature de la PTP

La confirmation d'une PTP impose la réalisation d'un nouveau prélèvement en

utilisant un anticoagulant autre que l’EDTA [26]. Pour cela, on a proposé d’autres

anticoagulants alternatifs chélateurs et non chélateurs telles que le fluorure de sodium

[171] l’acide-citrate-dextrose (ACD) [172] l’héparinate de sodium [173], le citrate-

théophylline-adénosine-dipyridamole (CTAD) [54], l’héparine β-hydroxy-éthyl-

théophylline (l’ajout de plus de 7 mg de théophylline par 1 ml de sang rend la

numération plaquettaire stable jusqu'à six heures après prélèvement de sang) [127],

l’EGTA [160], l’hirudine [41], le citrate de sodium avec un pH acide (ABA) [3] et la

phénylalanine-proline-arginine chlorométhyl-cétone (PPACK) [129].

Cependant, et en plus du fait que beaucoup de ces anticoagulants peuvent

induire une PTP, ils sont tous impropres à l’analyse hématologique multiparamétrique

et ne peuvent pas être utilisés en pratique clinique de routine à l’exception du Citrate-

pyridoxalphosphate-Tris (CPT) qui a démontré son efficacité dans la prévention des

PTP tout en donnant des résultats précis en hématologie de routine, mais il n'est pas

encore largement utilisé [4, 66,174].

La démarche habituelle consiste à prélever un échantillon de sang sur citrate

trisodique (1 volume pour 9 volumes de sang) ou sur ACD, et à l’analyser dans les

deux heures qui suivent sans oublier la correction mathématique du fait de la dilution

liée au citrate liquide (dilution de 10% pour le citrate de sodium et 20% pour les ACD)

[28,95].

La détermination de la numération plaquettaire sur prélèvement hépariné est

déconseillée [28,105-106].

Dans les PTP EDTA-dépendantes, le taux de PLT se normalise avec le nouveau

prélèvement sans réapparition des agrégats plaquettaires sur le frottis.

56

Par contre, dans la PTP non EDTA-dépendante l'agrégation plaquettaire ou

rarement le satellitisme plaquettaire, continuent à se produire in vitro avec d’autres

anticoagulants.

On a rapporté que, parfois, l’agglutination a été faible ou absente dans les

premières minutes suivant le prélèvement, et donc une analyse rapide permettant

d’éviter ce piège [28]. Le principe est simple et consiste à faire la numération

plaquettaire en deux temps : immédiatement après la collecte du sang sur EDTA, et 4

heures après. Cette dernière doit être inferieur à la numération immédiate [19].

IV. Conduite à tenir devant une PTP non EDTA-dépendante

Pour les PTP EDTA-dépendantes, la réalisation d’un nouveau prélèvement

sanguin sur citrate trisodique ou ACD résout le problème et permet d’obtenir une

numération plaquettaire exacte.

Cependant, dans les PTP non EDTA-dépendantes, l’agrégation plaquettaire

persiste dans le nouveau prélèvement, ce qui impose de les rechercher aussi sur le tube

citraté ou ACD en cas de valeur basse rendue par l'automate. Dans ces cas, il est

recommandé de réanalyser l’échantillon après chauffage du tube de prélèvement à

37°C au BM pendant 30 minutes, ou de refaire le prélèvement sur un tube préchauffé à

37°C et de le maintenir à cette température jusqu’au moment de l’analyse [54].

Certains auteurs ont proposé l’emploi de mélanges spéciaux contenant diverses

molécules, notamment la théophylline et certains aminoglycosides comme la

kanamycine et la gentamicine, pour empêcher la formation d’agrégats plaquettaires

quand ces derniers surviennent avec tous les anticoagulants [23,28]. L’ajout d’un

aminoside à l'EDTA doit se faire préférentiellement avant le prélèvement, et à une

concentration de l'ordre de 10 à 20 mg pour 1 ml de sang prélevé. Sinon, l'efficacité de

ce traitement est d'autant meilleure que le délai est bref (30 minutes) [25]. Ces

57

protocoles pour désagréger les agrégats plaquettaires dans une tentative de produire un

décompte précis des PLT doit être utilisés avec prudence, et uniquement après une

validation appropriée [102].

On a proposé, dans les cas ou les échantillons sanguins ne pouvaient pas être

analysés avant une exposition prolongée à la température ambiante et qui présentaient

des agrégats à la fois avec l’EDTA et le citrate, d’effectuer une thromboélastographie :

examen consistant à étudier la coagulation du sang total ou du plasma au moyen d'un

appareil, le thromboélastographe, qui permet d'enregistrer les phases de la coagulation

et d'apprécier la qualité du caillot final. Ce test étant normal en cas de PTP, peut

refléter l'intégrité numérique et fonctionnelle des PLT circulantes [44].

Rarement, la PTP peut être EDTA- et température-indépendante avec une

agrégation des PLT qui se produit aussi à 37°C due à des anticorps type IgM. Les

techniques précitées ne permettent pas d’obtenir une numération plaquettaire exacte

mais on a rapporté qu’un comptage sur un tube contenant une combinaison de citrate

et du paraformaldéhyde a permis d’avoir un taux de PLT corrigé [66].

Enfin, si le phénomène de PTP persiste avec toutes ces mesures, seul un

comptage manuel ou immunologique peut donner la numération plaquettaire exacte.

58

V. L’obtention d’une numération plaquettaire exacte

Dans les situations où les phénomènes conduisant à une PTP non EDTA-

dépendante, ne sont pas prévenus par les mesures précitées (agrégation et/ou

satellitisme plaquettaire avec la plus part des anticoagulants ou même avec un

prélèvement capillaire au bout du doigt), présence de PLT de taille anormale (trop

grandes ou trop petites), ou une erreur préanalytique difficile à éviter (contamination

du prélèvement fœtal par le liquide amniotique ou ponction difficile chez le nouveau-

né, patient difficile à piquer au niveau d'une veine,…) un comptage manuel ou

immunologique est nécessaire pour corriger la numération plaquettaire [2].

1. Le comptage manuel des PLT

Il s’agit d’un comptage optique au microscope équipé d’un objectif à contraste

de phase sur une cellule de comptage, hémocytomètre de Malassez, après dilution à

l’aide du système Unopette® (Le sang total est dilué au 1/100 avec une solution

d'oxalate d'ammonium à 10 g/L pour hémolyser les GR) ou un système équivalent

[2,28,54]. Le mode «prédilué » sur certains automates peut constituer une autre

alternative [54].

Bien que cette méthode a été longtemps reconnue comme la méthode de

référence pour compter les PLT, elle nécessite un certain apprentissage (les PLT

apparaissant comme des éléments réfringents peuvent être confondues avec des débris

cellulaires) et reste sujette à une grande variabilité avec un coefficient de variation

situé entre 15 et 25 % ce qui en fait une technique peu reproductible [2,113,116].

Le dénombrement au microscope sur frottis coloré, après coloration au MGG

est une autre solution, mais avec une marge d’erreur plus importante [113,123].

59

2. Le comptage immunologique des PLT

Le principe repose sur une analyse cellulaire après marquage des PLT par un

anticorps spécifique (anti-GPIIb/IIIa, anti-GPIb) couplé à un fluorochrome. La

quantification des PLT s’effectue alors, en faisant un rapport entre les événements

marqués et les GR [175] ou des billes mises en quantité connue dans le tube [116]. Le

comptage immunologique des PLT par cytométrie en flux est devenu maintenant la

nouvelle méthode de référence de dénombrement des PLT pour l’ICSH / ISLH

(Conseil international pour la Standardisation en Hématologie/ International Society

for Laboratory Hematology) en raison de sa sensibilité et sa reproductibilité.

L'inconvénient de cette méthode est qu'elle est assez compliquée et pas toujours

adaptée pour les routines de laboratoire et très coûteuse [107,113,116,175].

60

Schéma général de conduite à tenir devant une pseudothrombopénie

Présence de PLT de taille anormale en pourcentage élevé

Présence d’amas ou de satellitisme plaquettaire

Numération plaquettaire sur tube citraté** ou ACD**

Persistance des amas ou de satellitisme plaquettaire

Diagnostic d’une PTP EDTA-

dépendante

Disparition des amas ou de satellitisme plaquettaire

Diagnostic d’une PTP non EDTA-dépendante

Chauffage du tube à 37°C au BM pendant 30 minutes ou prélèvement sur un tube préchauffé et maintenu à 37°C

jusqu’au moment de l’analyse

Persistance des amas ou de satellitisme plaquettaire

Disparition des amas ou de satellitisme

plaquettaire

Diagnostic d’agglutinine froide ou cryoglobuline à activité agglutinine froide

Numération plaquettaire sur tube citraté** avec paraformaldéhyde

Persistance des amas ou de satellitisme plaquettaire

Disparition des amas ou de satellitisme plaquettaire

Diagnostic de PTP EDTA- et température-indépendante à autoanticorps type IgM

Numération manuelle ou immunologique des PLT

Numération manuelle ou immunologique des PLT

Si taux de PLT normal

Diagnostic de:

-Erreurs préanalytiques (prélèvement,

stockage, délai entre prélèvement et

analyse…)

-Présence de microcaillots

-Problème liés à l’appareillage

-Autre problèmes liés à l’échantillon.

Taux de plaquettes sur EDTA <150.109/L

Confection d’un frottis sanguin

** : tenir en compte la dilution liée au citrate

liquide (dilution de 10% pour le citrate

de sodium et 20% pour les ACD).

NB : on peut éliminer la possibilité

d’apparition d’agrégats plaquettaires par

alcalinisation du milieu par prélèvement sur

citrate acide (ABA).

61

E. CONCLUSION

62

La numération plaquettaire est un élément très important dans la numération

formule sanguine (NFS), qu’on réalise souvent par méthode automatique sur sang

anticoagulé par l’EDTA à l’aide d’un automate. Ces derniers donnent dans la plupart

du temps des valeurs exactes. Cependant, dans certaines situations, ces valeurs peuvent

être faussement basses conduisant à une PTP, c’est un phénomène purement

artefactuel qui se produit uniquement in vitro, et n’entraînant aucun risque de

saignement chez le patient.

La majorité des PTP sont EDTA-dépendantes (environ 90%), tandis que celles

non EDTA-dépendantes sont rares, mais existantes. La méconnaissance de ce

phénomène peut conduire à des décisions thérapeutiques et diagnostiques inutiles et

coûteuses pouvant aller jusqu’à la splénectomie. Si les PTP EDTA-dépendant sont

maintenant bien connues et faciles à diagnostiquer, les PTP non EDTA-dépendantes,

par contre, elles sont moins étudiées et rapportées dans la littérature et souvent pas

faciles à diagnostiquer.

Ainsi, à travers ce travail, nous avons mis le point sur les différents mécanismes

conduisant à une PTP non EDTA-dépendante, proposer des mesures pour éviter la

survenue de certaines d’entre eux, et enfin proposer une conduite à tenir devant ces

PTP, d’abord pour les diagnostiquer puis, pour obtenir un taux plaquettaire exact

F. RESUMES

RESUME

Titre : Les pseudothrombopénies non EDTA-dépendantes : à propos de 2 cas et

revue de la littérature.

Auteur :Mr.MABROUKI HOUSSAM

Mots clés : Thrombopénie, fausse thrombopénie, EDTA, agglutinines froides.

La pseudothrombopénie non EDTA-dépendante est une cause exceptionnelle

des pseudothrombopénies. C’est un phénomène purement artefactuel se produisant

uniquement in vitro et ne provoquant aucun risque de saignement. La seule implication

clinique de la pseudothrombopénie non EDTA-dépendante réside dans sa

méconnaissance ce qui peut conduire à des décisions thérapeutiques et diagnostiques

inutiles voire coûteuses pouvant aller jusqu’à la splénectomie, au report d’une

intervention chirurgicale de peur du risque de saignement en préopératoire ou au report

des examens invasifs par découverte de cette thrombopénie dans le bilan préopératoire.

Les situations pouvant causer une pseudothrombopénie non EDTA-dépendante

sont diverses on peut citer : les erreurs préanalytiques, erreurs liées à l’appareil de

comptage, présence dans l‘échantillon de plaquettes géantes ou au contraire de

microplaquettes, le satellitisme plaquettaires, les agglutinines froides…

Notre travail, développe les mécanismes majeurs de la pseudothrombopénie non

EDTA-dépendante illustré par nos deux patients âgés de 18 et 48 ans et qui

présentaient une pseudothrombopénie non EDTA-dépendante liée à la présence

d’agglutinines froides et qui est accompagnée d’une toxi-infection alimentaire pour le

premier cas, et durant un syndrome pseudogrippal pour le deuxième cas.

Enfin, pour mieux appréhender ce piège, nous proposons une conduite à tenir

devant un taux bas de plaquettes pour principalement diagnostiquer et classer la

pseudothrombopénie puis pour déterminer la cause de celle-ci.

SUMMARY

Title:. The EDTA-independent pseudothrombocytopenia : about 2cases and literature

review

Author: Mr.MABROUKI HOUSSAM

Key words: Thrombocytopenia, pseudothrombocytopenia, EDTA, cold agglutinins.

The EDTA-independent pseudothrombocytopenia is a uncommon cause of

pseudothrombocytopenia. It’s a purely artefactual phenomenon that occur only in vitro

and don’t causes any risk of bleeding. The only clinical implication of the EDTA-

independent pseudothrombocytopenia is its ignorance that can lead to unnecessary and

costly diagnostic and therapeutic decisions up to splenectomy, the postponement of

surgery for fear of the risk of bleeding preoperatively or postponement of invasive

tests after the discovery of thrombocytopenia in the preoperative evaluation.

Situations that can cause EDTA-independent pseudothrombocytopenia are

different like: pre-analytical errors, errors related to the counting devices, the presence

in the sample of giant platelets or contrary small platelets, platelet satellitism, cold

agglutinins...

Our work develops the major mechanisms of EDTA-independent

pseudothrombocytopenia illustrated by our two patients aged 18 and 48 years that had

a EDTA-independent pseudothrombocytopenia due to the presence of cold

agglutinins accompanied by a food poisoning in the first case, and during a flu-like

syndrome in the second case.

Finally, to better understanding this trap, we propose a course of action in the

case of low platelet count principally, to diagnose and classify the

pseudothrombocytopenia then to determine its cause.

ملخص

استعشاع و زبنت ثخظىص: EDTA ة انشتجط غش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض : العنوان

نهكتبثبد

حسام مبروكي : انكاذة

.انجبسد انهض ٬ EDTA ٬قض انظفسبد انكبرة ٬ قض انظفسبد : انكهاخ الأساسح

.انكبرة انذيىخ انظفبئر نقض بدس سجت هىEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض

.ضف خطش أي تسجت لا و انختجش ف فقط تسذث زققخ غش ظبهشح ع عجبسح اه

ف تكEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض ع انبتدخ انىزذح الإكهكخ انتبئح

زذ إنى تظم أ ك ويكهفخ ضشوسخ غش وعلاخخ تشخظخ قشاساد إنى ؤدي أ ك يب خههه٬

انقبو تستبج يعهخ اختجبساد تأخم أو اندشازخ قجم ضف ي خىفب خشاز تذخم تأخم أو انطسبل٬ استئظبل

.اندشازخ قجم انذيىي انظفبئر قض اكتشبف إثش ثدشوذ

يتعذدح هEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض إنى تؤدي أ ك انت انسبلاد

ديىخ طفبئر وخىد انسسبة٬ ثعهخ قىو انزي ثبندهبص انشتجطخ الأخطبء تسههخ٬ انقجم الأخطبء :يهب زكش

٬ ديىخ٬ انظفبئر تستم خزا٬ طغشح ديىخ طفبئر رنك ي انعكس عهى أو انذو عخ ف علاقخ

...انجبسد انهض

ىرج وعطEDTA ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر نقض انشئسخ انبد فسش هزا عهب

ثبل يشتجط انغش انكبرة انذيىخ انظفبئر قض ي ثعب انهز سخ ٨١ و ٨١ سهب جهغ زبنت

EDTAو الأونى نهسبنخ ثبنسجخ انغزائ انتسى يع ثبنتضاي ديهب ف انجبسدح الأخسبو يضبداد وخىد ثسجت

.انثبخ نهسبنخ ثبنسجخ الأفهىضا تشجه يتلاصيخ

عهى انسظىل زبنخ ف إتجبعهب أخم ي خطىاد ثبقتشاذ قب انفخ٬ نهزا أكثش فهى أخم وي انهبخ٬ ف

ثعذ تسذذ ثى انكبرة٬ انذيىخ انظفبئر قض وتظف تشخض اخم ي أسبسب انعبدي ي اقم ثعذد ديىخ طفبئر

.سججه رنك

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SSeerrmmeenntt ddee GGaalliieenn

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أن أراقب الله ف مهنتأن أراقب الله ف مهنت --

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جامعة محمد الخامس

كلية الطب والصيدلة بالرباط

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