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I
UNIVERSIDAD VERACRUZANA
INGENIERO AGRONÓMO
TRABAJO DE EXPERIENCIA RECEPCIONAL
P R E S E N TA
FÁTIMA GRAJALES SARABIA
XALAPA DE ENRÍQUEZ, VERACRUZ JUNIO DE 2012
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CAMPUS XALAPABIOFERTILIZACIÓN DE PLANTAS DE PIMIENTO
MORRÓN (Capsicum annuum L.) CONRIZOBACTERIAS DEL GÉNERO Pseudomonas EN
INVERNADERO
I
UNIVERSIDAD VERACRUZANA
INGENIERO AGRONÓMO
TRABAJO DE EXPERIENCIA RECEPCIONAL
P R E S E N TA
FÁTIMA GRAJALES SARABIA
XALAPA DE ENRÍQUEZ, VERACRUZ JUNIO DE 2012
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CAMPUS XALAPABIOFERTILIZACIÓN DE PLANTAS DE PIMIENTO
MORRÓN (Capsicum annuum L.) CONRIZOBACTERIAS DEL GÉNERO Pseudomonas EN
INVERNADERO
I
UNIVERSIDAD VERACRUZANA
INGENIERO AGRONÓMO
TRABAJO DE EXPERIENCIA RECEPCIONAL
P R E S E N TA
FÁTIMA GRAJALES SARABIA
XALAPA DE ENRÍQUEZ, VERACRUZ JUNIO DE 2012
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS
CAMPUS XALAPABIOFERTILIZACIÓN DE PLANTAS DE PIMIENTO
MORRÓN (Capsicum annuum L.) CONRIZOBACTERIAS DEL GÉNERO Pseudomonas EN
INVERNADERO
III
DEDICATORIAS
A mis padres
Conrado Grajales
García y Claudia
Leticia Sarabia
Jácome con respeto
y cariño, a ustedes
que fueron y serán
siempre mi ejemplo a
seguir, por la ayuda
incondicional para
cumplir una meta
más en mi vida.
A mi hermano
Conrado Grajales
Sarabia por tu
confianza, cariño y
apoyo a pesar de
todo.
A mis Ángeles +
Por su ejemplo,
protección,
motivación, esfuerzo
y cariño, guardados
en mi corazón. Dios
los guarde en su
santa gloria.
Feliz el hombre que soporta pacientemente la prueba, porque después de probado,
recibirá la corona de vida que el Señor prometió a los que lo aman. Santiago 1:12
Un árbol bueno no puede dar frutos malos como tampoco un árbol malo puede producir
frutos buenos. Todo árbol que no da buenos frutos se corta y se echa al fuego. Por lo
tanto, ustedes lo reconocerán por sus obras. Mateo 7:17-20
IV
AGRADECIMIENTOS
A Dios
Por permitirme dar un paso más, tan importante y exitoso en mi vida; guiando mis
pasos por el camino del bien, para ser una persona de bien.
A mis padres
A mi madre Claudia Leticia Sarabia Jácome por darme la ética, valor, amor,
compañía y motivación, por estar siempre en cualquier momento y lugar, durante
la duración de esta meta en mi vida, “Mi Carrera Profesional”. Gracias Mamita Te
Amo.
A mi padre Conrado Grajales García por darme el rigor, coraje, valor, cariño, amor
y motivación, por luchar a cada momento para que nunca faltara nada para lograr
esta meta, “Mi Carrera Profesional”. Gracias Papito Te Amo.
Al Dr. Roberto G. Chiquito Contreras
Con respeto, cariño y admiración. Por su valiosa colaboración, supervisión,
evaluación y revisión, pero sobre todo por el valioso tiempo brindado para la
realización de este proyecto tan importante en mi vida. Gracias.
Al Ing. Germán Bravo Peña
Por su valiosa participación, ayuda y apoyo en la cuestión práctica durante la
elaboración del diseño experimental de este proyecto. Gracias.
A la M.C. Doris G. Castillo Rocha
Por su enseñanza, apoyo, asesoría y revisión de este proyecto pero sobre todo
por su apoyo incondicional. Gracias.
A mis amigos
Que con su valiosa amistad y apoyo motivaron a mi persona a salir adelante y
cumplir este reto los quiero. Gracias. Karen, Claudia, Amayrani, Felipe, Daniel,
Jorge, etc.
V
CONTENIDODEDICATORIAS………………………………………………………………………….III
AGRADECIMIENTO……………………………………………………………………..IV
ÍNDICE DE CUADROS………………………………………………………………….IX
ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………………X
RESUMEN……………………………………...………………………………………..XV
I. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………..1
1.1. Objetivo general ........................................................................................ 3
1.2. Objetivos específicos ................................................................................ 3
1.3. Hipótesis ................................................................................................... 3
II. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………………………………….4
2.1. Importancia del género Capsicum annuum L............................................ 4
2.2. Origen y domesticación del chile pimiento morrón.................................... 5
2.2.1. El cultivo de chile pimiento morrón en México ................................... 6
2.3. Descripción botánica................................................................................. 6
2.3.1. Morfología .......................................................................................... 6
2.3.2. Sistema radicular ............................................................................... 7
2.3.3. Tallo principal y ramas ....................................................................... 8
2.3.4. Hoja ................................................................................................... 9
2.3.5. Flor................................................................................................... 10
2.3.6. Fruto ................................................................................................ 11
2.3.7. Semilla ............................................................................................. 12
2.4. El género Capsicum ............................................................................ 13
2.4.7. Clasificación taxonómica ................................................................. 16
2.5. Requerimientos del cultivo del pimiento morrón (Capsicum annuum L.) 17
2.5.1. Temperatura y humedad relativa ..................................................... 17
VI
2.5.3. Suelo................................................................................................ 19
2.5.5. Salinidad .......................................................................................... 21
2.5.6. Nutrición del pimiento morrón .......................................................... 22
2.6. Valor nutricional ...................................................................................... 22
2.7. Grado de picor ........................................................................................ 23
2.8. Plagas y enfermedades de importancia económica en pimiento morrón 24
2.8.1. Plagas.............................................................................................. 24
2.8.2. Enfermedades.................................................................................. 28
2.9. Aprovechamiento de microorganismos benéficios en la agricultura ....... 33
2.9.1. Benéficios de las rizobacterias PGPR hacia las plantas.................. 33
2.9.2. Rizobacterias PGPR agentes promotores del crecimiento y control
biológico en plantas ....................................................................................... 35
2.9.3. El género Pseudomonas.................................................................. 36
III. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………………38
3.1. Ubicación del área de trabajo ................................................................. 38
3.2. Material genético ................................................................................. 38
3.3. Acondicionamiento del invernadero ........................................................ 39
3.3.1. Análisis de suelo .............................................................................. 40
3.3.2. Preparación del invernadero ............................................................... 40
3.3.3. Preparación de las camas ............................................................... 41
3.4. Preparación de semillero para obtención de plántula ............................. 42
3.4.1. Tratamiento de las semillas ............................................................. 42
3.4.2. Preparación del sustrato utilizado para la germinación de semillas. 42
3.4.3. Llenado de charolas germinadoras.................................................. 43
3.4.4. Siembra en el semillero ................................................................... 44
3.4.5. Cuidados del semillero..................................................................... 44
VII
3.5. Trasplante de plántulas de pimiento morrón ........................................... 45
3.6. Inoculación de rizobacterias al sistema radical de plantas de pimiento
morrón ............................................................................................................... 46
3.7. Prácticas culturales efectuadas al cultivo de pimiento morrón................ 47
3.7.1. Riego ............................................................................................... 47
3.7.2. Esquema nutricional aplicado al cultivo de pimiento morrón ............... 47
3.7.3. Control de malezas .......................................................................... 48
3.7.4. Control de plagas y enfermedades .................................................. 48
3.7.5. Podas............................................................................................... 50
3.7.6. Instalación de guías tutores para soporte de las plantas ................. 51
3.7.7. Cosecha de frutos de pimiento morrón ............................................ 51
3.8. Diseño experimental ............................................................................... 52
3.9. Cuantificación de variables de estudio.................................................... 53
3.9.1. Altura de la planta ............................................................................ 53
3.9.2. Diámetro del tallo ............................................................................. 53
3.9.3. Peso fresco del tallo, follaje y raíz.................................................... 54
3.9.4. Peso fresco de la planta .................................................................. 54
3.9.5. Peso seco del tallo, follaje y raíz...................................................... 54
3.9.6. Peso seco de la planta..................................................................... 55
3.9.7. Peso del fruto................................................................................... 55
3.9.8. Diámetro del fruto ............................................................................ 56
3.9.9. Grados Brix ...................................................................................... 56
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES……………………………………………..58
4.1. Respuesta de las plantas de pimiento morrón a la inoculación con
rizobacterias Pseudomonas putida .................................................................... 58
4.1.1. Altura de plantas de pimiento morrón .............................................. 58
VIII
4.1.2. Diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón............................. 59
4.1.3. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón ........... 60
4.1.4. Peso fresco de raíz de plantas de pimiento morrón......................... 61
4.1.5. Peso fresco de planta ...................................................................... 62
4.1.6. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón ............. 63
4.1.7. Peso seco de raíz de plantas de pimiento morrón ........................... 64
4.1.8. Peso seco de planta ........................................................................ 65
4.1.9. Cuantificación de diámetro de fruto ................................................. 66
4.1.10. Cuantificación de peso fresco del fruto ............................................ 67
4.1.11. Contenido de grados Brix en fruto de pimiento morrón.................... 68
4.1.12. Cuantificación de rendimiento total en fruto de pimiento morrón por
tratamiento ..................................................................................................... 69
V. CONCLUSIONES…………………………………………………………………..70
VI. RECOMENDACIONES………………………………………………………….71
VII. LITERATURA CITADA………………………………………………………….72
7.1. Páginas web ........................................................................................... 77
IX
ÍNDICE DE CUADROS Página
Cuadro 1. Municipios productores de chile verde en el Estado de
Veracruz…………………………………………………………... 5
Cuadro 2. Temperaturas requeridas para plantas de pimiento morrón
durante sus diferentes etapas fenológicas…………………………. 18
Cuadro 3. Valor nutricional en 100 g de pimiento fresco……………………… 23
Cuadro 4. Composición nutrimental suministrada al cultivo de pimiento
morrón………………………………………………………………….. 47
Cuadro 5. Tratamientos establecidos para evaluar su efecto en el desarrolloy rendimiento de pimiento morrón……………………………………. 51
X
ÍNDICE DE FIGURAS Página
Figura 1. Planta de chile pimiento morrón……………………………………..... 7
Figura 2. Raíz axonomorfa del chile pimiento morrón………………………….. 8
Figura 3. Tallos en forma de cruz con 2 ramificaciones………………………. 9
Figura 4. Hojas ovaladas y alargadas de una planta de chile pimiento
morrón…………………………………………………………………… 10
Figura 5. Flor hermafrodita del pimiento morrón………………………………... 11
Figura 6. Frutos fisiológicamente maduros en color verde y rojo……………... 12
Figura 7. Semillas extraídas de propio chile morrón de color amarillento……. 13
Figura 8. Daños causados por araña roja en la planta ……………………….. 24
Figura 9. Ubicación de la mosquita blanca en la planta chile…………………. 25
Figura 10. Pulgón…………………………………………………………………… 26
Figura 11. Trips trasmisores de virus……………………………………………… 26
Figura 12. Daños causados por nemátodos en raíz de chile pimiento morrón. 28
Figura 13. Daños causados por Oidiopsis en plantas de chile………………… 29
Figura 14. Daños causados por Damping off en plantas de chile…………….. 30
Figura 15. Daños causados por la roña o sarna bacteriana en fruto………….. 31
Figura 16. Daños causados por la podredumbre blanca bacteriana en
plantas de chile…………………………………………………………. 32
Figura 17. Ubicación de la Unidad de Capacitación para el Desarrollo Rural
(UNCADER), en Coatepec, Veracruz………………………………… 38
Figura 18. Facultad de Ciencias Agrícolas, Universidad Veracruzana,
Campus Xalapa………………………………………………………… 39
XI
Figura 19. Inóculo de las cepas rizobacterianas FCA-8Pp y FCA-56Pp de P.
putida……………………………………………………………………… 39
Figura 20. Invernadero tipo túnel utilizado para evaluar el potencial de
rizobacterias en el cultivo de pimiento morrón ………………………. 40
Figura 21. Aplicación de cal a las camas de invernadero.………………………. 41
Figura 22. Preparación de camas de siembra para pimiento morrón………….. 41
Figura 23. Perforación de las camas de siembra cada 0.50 m para la
incorporación de 200 g de lombricomposta…………………….. ……. 42
Figura 24. Incorporación de materia orgánica al orificio de cada planta………. 42
Figura 25. Aplicación de estimulador químico (Agrostim) para la germinación
de semillas de chile morrón de la variedad California Wonder…….. 42
Figura 26. Materiales para la desinfección de la mezcla de sustrato………….. 43
Figura 27. Mezcla de sustratos peat moss y lombricomposta (1:1)……………. 43
Figura 28. Desinfección del sustrato………………………………………………. 43
Figura 29. Charolas de polietileno con 200 cavidades utilizadas para la
siembra de semillas de pimiento morrón……………………………... 44
Figura 30. Siembra de semilla de pimiento morrón en charolas de polietileno.. 44
Figura 31. Cubrimiento de pimiento morrón con la mezcla de sustrato……….. 44
Figura 32. Brote de plántulas de pimiento morrón……………………………….. 45
Figura 33. Plántulas de pimiento morrón antes de trasplante………………….. 45
Figura 34. Aplicación de una mezcla de fungicidas para prevenir
enfermedades en raíces……………………………………………….. 46
Figura 35. Trasplante de plántula de chile pimiento morrón a suelo…………… 46
XII
Figura 36. Planta de pimiento morrón trasplantada a los 49 dds………………. 46
Figura 37. Inoculación de la planta de pimiento morrón con la cepa
bacteriana P. putida….…………………………………………………. 47
Figura 38. Eliminación de maleza presente en las camas de siembra……….... 48
Figura 39. Aplicación de insecticida, fungicida y extractos orgánicos para el
control de plagas y enfermedades……………………………………. 49
Figura 40. Trampas adhesivas de color amarillo para el monitoreo y control
de mosquita blanca.…………………………………………………….. 49
Figura 41. Poda de tipo holandesa en chile pimiento morrón.………………….. 50
Figura 42. Colocación de guías tutores de rafia en doble ramificación de las
plantas de pimiento morrón …………………………………………………….... 50
Figura 43. Cosecha manual de los frutos pimiento morrón…………………….. 51
Figura 44. Frutos de pimiento morrón cosechados con maduración fisiológica
en color rojo…………………………………………………………….. 51
Figura 45. Esquema del diseño experimental……………………………………. 52
Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un
flexómetro……………………………………………………………….. 52
Figura 47. Cuantificación del diámetro de tallo mediante un vernier……………... 53
Figura 48. Cuantificación de las variables peso fresco de tallo, follaje y raíz
por medio de una balanza digital……………………………………… 53
Figura 49. Muestra de plantas frescas puestas a secar en una estufa de
secado…………………………………………………………………… 54
Figura 50. Cuantificación de las variables peso seco de tallo, follaje y raíz
mediante una balanza granataria……………………………………54
XIII
Figura 51. Cuantificación de la variable peso fresco del fruto mediante una
balanza granataria ……………………………………………………… 55
Figura 52. Cuantificación de la variable diámetro del fruto mediante un vernier
digital…………………………………………………………………….. 55
Figura 53. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro………... 56
Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos por medio de una
báscula tipo reloj ……………………………………………………….. 56
Figura 55. Determinación de altura de planta de pimiento morrón var.
“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. …... 57
Figura 56. Determinación de diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón
var. “California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida.. 58
Figura 57. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var.
“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida…….. 59
Figura 58. Peso fresco de raiz de la planta de pimiento morron var.
“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida…….. 60
Figura 59. Determinación de peso fresco de planta de pimiento morron var.
“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida…….. 61
Figura 60. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morron var.
“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida……. 62
Figura 61. Determinación de peso seco de raiz de la planta de pimiento
morron var. “California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P.
putida. …………………………………………………………………… 63
Figura 62. Peso seco de planta de pimiento morron var. “California Wonder”
biofertilizadas con rizobacterias P. putida. …………………………... 64
Figura 63. Determinación de diametro de fruto de la planta de pimiento
morron var. “California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P.
putida.. ……………………………………………………………….. 65
XIV
Figura 64. Peso fresco de fruto de pimiento morron var. “California Wonder”
obtenido de la planta biofertilizada con rizobacterias P. putida. …. 66
Figura 65. Concentracion de azucares en fruto pimiento morron var.
“California Wonder” obtenido de las plantas biofertilizadas con
rizobacterias P. putida………………………………………………….. 67
Figura 66. Determinación de rendimiernto total de fruto de la planta de
pimiento morrón var. “California Wonder” biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. ………………………………………………… 68
XV
Biofertilización de plantas de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) conrizobacterias del género Pseudomonas en invernadero
RESUMEN
La inoculación con rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (PGPR), y el control
biológico de prácticas agrícolas favorecen la producción, la sanidad vegetal y reducen el
uso de agroquímicos, son alternativas viables que pueden ser empleadas para la
solución de algunos problemas de la agricultura. Ciertas producciones agrícolas son
mayoritariamente a campo abierto, con altos costos, incidencia constante de plagas y
enfermedades, así como uso excesivo de fertilizantes químicos. Se evaluó el vigor y
rendimiento de plantas de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) inoculadas con
rizobacterias del género Pseudomonas putida, en invernadero. Las plantas de pimiento
morrón de la variedad “California Wonder” se inocularon de forma individual y combinada
con las cepas rizobacterianas FCA-56 y FCA-8 de P. putida, inoculadas en el sistema
radical de la planta. Los tratamiento evaluados se distribuyeron en un diseño experimental
completamente al azar conformado por 4 tratamientos, con 4 repeticiones y 10 plantas por
repetición, los tratamientos llevaron una fertilización química al 75%. La biofertilización de
las plantas promovió el crecimiento de pimiento morrón. Además impactó favorablemente
en el rendimiento de producción, área foliar y en la calidad del fruto. Los resultado
obtenidos indican que el tratamiento inoculado con la cepa bacteriana FCA-56 mostró los
mejores resultados para el patrón en variables: altura, diámetro, peso fresco y peso seco
de la planta, y en el fruto su diámetro y peso fresco. Lo que demuestra que el
aprovechamiento de agentes biofertilizantes como rizobacterias del género Pseudomonas
representan una alternativa sustentable que promueve el crecimiento, desarrollo y
sanidad de las plantas, logrando así coadyuvar en la disminución del uso de productos
químicos como plaguicidas y fertilizantes químicos, sin afectar el vigor de las plantas.
Palabras claves: Inoculación, vigor, rendimiento, fertilización química, biofertilizante.
1
I. INTRODUCCIÓN
La producción de chile en México ocupa el segundo lugar a nivel mundial con
1, 941,560 t, siendo China el mayor productor con un volumen de 14, 520,301 t, seguidos por
Turquía, Indonesia, España, E.U.A., Egipto, Nigeria, entre otros (FAO, 2009). En México se
cultivan alrededor de 170 000 ha de chiles al año (Pozo et al., 2009 citado por Ramírez, 2005),
distribuidas en diferentes condiciones agroecológicas, desde el nivel del mar hasta los 2500
m.s.n.m. (Laborde y Pozo, 1984). A nivel nacional Sinaloa ocupa el primer lugar en producción
de chile, seguido por Baja California Sur, San Luis Potosí, Nayarit, Puebla y Veracruz. El estado
de Veracruz tiene una producción de 28,643 t en una superficie sembrada de 5,389 ha
(A.E.P.A., 2010).
México es centro de origen, diversidad y domesticación del chile (Capsicum spp.), con gran
variabilidad genética aun no explorada. De acuerdo con el IPGRI, 1983 (El Instituto
Internacional de Recursos Fitogenéticos), el género Capsicum cuanta con unas 22 especies
silvestres y 5 especies domesticadas (C, annuum, C. fructescens, C. pubescens, C. pendulum y
C. sirvensis). De ellas, C. annuum es la especie de mayor importancia económica en México y
en el mundo (Ibar y Juscafresa, 1997). Siendo el pimiento morrón una variedad muy importante
de esta especie, que se caracteriza por ser un chile de sabor dulce y por sus colores peculiares
de maduración como es el rojo, verde, naranja y amarillo. Tiene una gran demanda en el
mercado internacional por su uso gastronómico. Es un cultivo que requiere de una temperatura
media de 20° C, una humedad no tan alta, gran cantidad de luz y se puede cultivar en cualquier
tipo de suelo que tenga un buen drenaje, con presencia de arenas y materia orgánica (Nuez et
al., 2003).
En los últimos años la producción anticipada y totalmente fuera de estación en los cultivos
hortícolas, ha llevado a la aplicación de sistemas que confieran protección para cada cultivo
producido en campo abierto. Existe una diversidad de instalaciones de acuerdo a sus
características y complejidad de cada estructura, distinguiéndose en estas los túneles,
cajoneras o semilleros, e invernaderos, teniendo diferentes capacidades de control del ambiente
(Matallana y Montero, 1995).
2
Actualmente los agroecosistemas con manejos convencionales, el laboreo indiscriminado y el
uso de agroquímicos han ocasionado un empobrecimiento de las propiedades físicas y
químicas del suelo, el desarrollo de resistencia a plaguicidas con rápida multiplicación de
organismos plagas y graves pérdidas de la diversidad biológica (Toledo et al., 1991; Torres y
Trápaga, 1997).
Y es precisamente ahí donde el uso microorganismos como hongos micorrizógenos,
rizobacterias, actinomicetos, entre otros, han llegado a ocupar un lugar privilegiado (Álvarez y
Ferrera-Cerrato, 1994), pues el uso en gran escala de estos microorganismos traería grandes
beneficios al incorporarlos a nuestros sistemas de producción agrícola, puesto que son más
baratos que los agroquímicos, tienen efectos positivos en las plantas y no ejercen un impacto
ecológico perjudicial (Hernández et al., 2002). Es por ello que existe un gran interés por el uso
de biofertilizantes que permitan el incremento de la potencialidad de producción en los cultivos,
siendo uno de ellos las rizobacterias promotoras del crecimiento de las plantas, que además de
nutrirlas por un proceso natural, son regeneradoras del suelo, teniendo un uso práctico en su
aplicación y manejo. De tal forma que estas bacterias han sido aplicadas a semillas, tubérculos
o raíces, y al ser capaces de colonizar las raíces, estimulan el crecimiento y rendimiento de los
cultivos, mediante la producción de hormonas vegetales, fijación de nitrógeno atmosférico,
promoción de la disponibilidad de nutrimentos minerales y la supresión de organismos
patógenos vía antibióticos o por competencia de nutrientes (Azcón et al., 1991).
Las aplicaciones de estos microorganismos en una especie tan importante como lo es el chile,
pueden traer beneficios significativos tales como: mayor crecimiento, mayor resistencia a
patógenos, mayor vigor, los cuales se verían reflejados en una mayor producción y mejor
calidad, así como una menor pérdida económica para a el agricultor.
De acuerdo con los antecedentes expuestos, el aprovechamiento de los microorganismos
benéficos como lo son las rizobacterias representa para el esquema de la agricultura protegida
sustentable y prácticas agrícolas en general, un potencial ecológicamente viable, que permite
disminuir el uso de fertilizantes y plaguicidas. Por lo cual en el presente trabajo de investigación
se determinó el efecto de la inoculación individual y combinada con dos cepas rizobacterianas
de Pseudomonas putida como biofertilizantes, en un sistema de producción en invernadero
para mejorar el vigor y calidad de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) de la variedad
“California Wonder”.
3
1.1. Objetivo generalEvaluar el vigor y rendimiento por plantas de pimiento morrón (Capsicum annuum L.) inoculadas
con rizobacterias (Pseudomonas: putida), en invernadero.
1.2. Objetivos específicosCuantificar el crecimiento y producción de plantas de pimiento morrón inoculadas con las cepas
FCA-8 y FCA-56 de Pseudomonas putida.
Determinar el potencial de las cepas FCA-8 y FCA-56 de Pseudomonas putida como
promotoras del crecimiento y producción en plantas de pimiento morrón mantenidas con un
nivel de fertilización química al 75%.
1.3. HipótesisLa biofertilización de plantas de pimiento morrón con rizobacterias P. putida mejorarán el vigor y
rendimiento en invernadero, producidas con 25 % menos de fertilizante químico.
4
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Importancia del género Capsicum annuum L.El género Capsicum, proviene del náhuatl “Chilli”, su uso principal fue como saborizante,
excitante del apetito. Hoy en día el chile sigue siendo un producto esencial en la gastronomía
nacional, además de que se utiliza en otros campos como la medicina, en la industria de los
cosméticos, en la fabricación de fármacos, ritos y ceremonias. En los últimos años, el 60% de
los chiles poblanos utilizados para elaborar los chiles en nogada han sido importados de China,
el mayor productor de Capsicum en el mundo.El cultivo de pimiento Capsicum ha sido cultivado
en Centro y Sudamérica mucho antes de la llegada de Cristóbal Colón, específicamente en
Perú y Bolivia (Vela, 2009).
En los tiempos prehispánicos era una importante fuente de alimento y tributo, el chile ha
conservado su importancia hasta hoy en día proporcionando variedad y sabor a la dieta básica
alimenticia. El chile después del tomate y la papa es la solanácea más importante. El aumento
en la calidad de chiles producidos en el mundo ha sido el resultado del incremento en
productividad de esta hortaliza y de la mayor superficie destinada al cultivo de la misma, y es un
indicador de que el chile tiene cada vez mayor aceptación entre los consumidores de este
producto y sus derivados (Vela, 2009).
A nivel mundial dentro de los países productores de chiles se encuentra en primer lugar China
con una producción de 14, 520,301 t, y en segundo lugar México con una producción de
1, 941,560 t, seguido de Turquía, Indonesia, España, E.U.A., Egipto, Nigeria, entre otros (FAO,
2009).
En el 2009 México cultivó alrededor de 170,000 ha de chiles al año (Pozo et al., 2009 citado por
Ramírez, 2005), teniendo una producción de 1, 941,560 t (FAO, 2009).
Respecto a la producción en el estado de Veracruz se obtuvieron 28,643 t en una superficie
sembrada de 5,389 ha, cosechando 4,645 ha con un valor de producción de $263,370
(A.E.P.A., 2010). Teniendo como principales productores de chile verde, 14 de sus municipios
(Cuadro 1).
5
Cuadro 1. Municipios productores de chile verde en el Estado de Veracruz.
Chile verdeSuperficiesembrada (ha)
Playa VicenteUxpanapaCatemacoCazones de HerreraPapantlaJuan Rodríguez ClaraTantoyucaPuente NacionalTlalixcoyanActopanAlto Lucero deGutiérrez BarriosJosé AzuetaIsla
912
320
200
260
290
490
175
337
154
147
104
250
200
Fuente:( www.oeidrusveracruz.gob.mx).
2.2. Origen y domesticación del chile pimiento morrónEl pimiento es originario de la zona de Bolivia y Perú, donde además de Capsicum annuum L.
se cultivan al menos otras cuatro especies. Fue llevado al Viejo Mundo por Colón en su primer
viaje (1493). En el siglo XVI ya se había difundido su cultivo en España, desde donde se
distribuyo al resto de Europa y del mundo con la colaboración de los portugueses. Su
introducción en ese continente supuso un avance culinario, ya que vino a complementar e
incluso sustituir a otro condimento muy empleado como era la pimienta negra (Piper nigrum L.),
de gran importancia comercial entre Oriente y Occidente (www.infoagro.com).
El género Capsicum fue domesticado al menos dos veces, un tipo Capsicum annuum en México
y un tipo Capsicum chínense en la Amazonía. En Mesoamérica, y más concretamente en
México, el inicio de la domesticación de plantas esta registrado arqueológicamente en las
cuevas de Ocampo de la sierra de Tamaulipas, yacimientos del Valle de Tehuacán de Puebla, y
en la cueva Guila Naquitz de Oaxaca. Se constata ya aquí el cultivo de calabazas, chile y
6
amaranto. Los restos más antiguos de chile se han encontrado en Tehuacán, fechados entre
6500-5500 a.C. El chile es, por tanto, también una de las primeras plantas domesticadas en
Mesoamérica (Ibar y Juscafresa, 1997).
La domesticación condujo a modificar la planta y, especialmente, los frutos. El hombre
seleccionó y conservó una amplia diversidad de tipos por el color, tamaño, forma e intensidad
del sabor picante. Los tipos dulces también fueron conocidos precozmente (Nuez et al., 2003).
2.2.1. El cultivo de chile pimiento morrón en México
México es centro de origen, diversidad y domesticación del chile (Capsicum spp), con gran
variabilidad genética aun no explorada. De acuerdo con el IPGRI (1983), el género Capsicum
cuanta con unas 22 especies silvestres y 5 especies domesticas (Capsicum annuum,
Capsicum fructescens, Capsicum pubescens, Capsicum pendulum y Capsicum sirvensis), se
cultivan y/o comercializan en México. De ellas, Capsicum annuum es la especie de mayor
importancia económica en México y en el mundo.
En México se cultivan alrededor de 170,000 ha de chiles al año (Pozo et al., 1991) distribuidas
en diferentes condiciones agroecológicas, desde el nivel del mar en las costas del golfo de
México y del Pacífico, hasta los 2500 m.s.n.m. en la Mesa Central (Laborde y Pozo, 1984).
La superficie cosechada, volumen producido y el rendimiento promedio de chile han ido en
constante aumento durante los últimos 10 años. Siendo que para el año 2010 México tuvo una
producción de 2, 335,560 t, en una superficie sembrada de 148,759 ha (A. E. P.A., 2010).
2.3. Descripción botánica
2.3.1. MorfologíaEl pimiento se cultiva como planta herbácea anual, aunque puede rebrotar y producir frutos en
el segundo año de su siembra o plantación y es perenne en su estado silvestre. Con ciclo de
cultivo anual presenta un porte variable entre los 50 cm (en determinadas variables de cultivo al
aire libre) y más de 2 m en gran parte de los híbridos que se cultivan en invernadero (Villalobos,
1993).
7
Su aspecto es lampiño, de tallos erguidos y de crecimiento limitado, con altura y forma de
desarrollo muy variables en función del cultivar y de las condiciones de cultivo. Las hojas
enteras o bien con un largo peciolo o bien casi sésiles, tienen una forma entre lanceolada y
ovalada, con el borde entero o ligeramente sinuado en la base (Figura 1). Las flores suelen
nacer solitarias en cada nudo, con el pedúnculo torcido hacia abajo en la antesis. El cáliz, de
una sola pieza, está formado por sépalos verdes que persisten y se endurecen hasta madurar el
fruto. La corola es usualmente blanca lechosa, con la base de los pétalos formando un tubo
muy corto. El fruto es una baya hueca con la superficie lisa y brillante, de color; amarillo,
anaranjado, verde o rojo, y forma muy variable, y característicos del cultivar. En el interior de la
baya discurren 2 ó 4 tabiques incompletos a lo largo de la pared del fruto, uniéndose solo en la
base sobre la placenta, en esta región se insertan las semillas, aplastadas normalmente de 4 a
5 mm de diámetro, de color blanco amarillento (Nuez et al., 2003).
Figura 1. Planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
2.3.2. Sistema radicularEn el pimiento consta de una raíz axonomorfa (raíz principal gruesa), de la que se ramifica un
conjunto de raíces laterales. La ramificación adopta al principio una forma de punta de flecha
triangular, con el ápice en el extremo del eje de crecimiento (Figura 2). Posteriormente se forma
una densa borla de raíces. El ápice de la raíces profundiza en el suelo hasta 30-60 cm, aunque
la distribución no es uniforme, con una mayor densidad en la parte superficial (Nuez et al.,
2003).
7
Su aspecto es lampiño, de tallos erguidos y de crecimiento limitado, con altura y forma de
desarrollo muy variables en función del cultivar y de las condiciones de cultivo. Las hojas
enteras o bien con un largo peciolo o bien casi sésiles, tienen una forma entre lanceolada y
ovalada, con el borde entero o ligeramente sinuado en la base (Figura 1). Las flores suelen
nacer solitarias en cada nudo, con el pedúnculo torcido hacia abajo en la antesis. El cáliz, de
una sola pieza, está formado por sépalos verdes que persisten y se endurecen hasta madurar el
fruto. La corola es usualmente blanca lechosa, con la base de los pétalos formando un tubo
muy corto. El fruto es una baya hueca con la superficie lisa y brillante, de color; amarillo,
anaranjado, verde o rojo, y forma muy variable, y característicos del cultivar. En el interior de la
baya discurren 2 ó 4 tabiques incompletos a lo largo de la pared del fruto, uniéndose solo en la
base sobre la placenta, en esta región se insertan las semillas, aplastadas normalmente de 4 a
5 mm de diámetro, de color blanco amarillento (Nuez et al., 2003).
Figura 1. Planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
2.3.2. Sistema radicularEn el pimiento consta de una raíz axonomorfa (raíz principal gruesa), de la que se ramifica un
conjunto de raíces laterales. La ramificación adopta al principio una forma de punta de flecha
triangular, con el ápice en el extremo del eje de crecimiento (Figura 2). Posteriormente se forma
una densa borla de raíces. El ápice de la raíces profundiza en el suelo hasta 30-60 cm, aunque
la distribución no es uniforme, con una mayor densidad en la parte superficial (Nuez et al.,
2003).
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Su aspecto es lampiño, de tallos erguidos y de crecimiento limitado, con altura y forma de
desarrollo muy variables en función del cultivar y de las condiciones de cultivo. Las hojas
enteras o bien con un largo peciolo o bien casi sésiles, tienen una forma entre lanceolada y
ovalada, con el borde entero o ligeramente sinuado en la base (Figura 1). Las flores suelen
nacer solitarias en cada nudo, con el pedúnculo torcido hacia abajo en la antesis. El cáliz, de
una sola pieza, está formado por sépalos verdes que persisten y se endurecen hasta madurar el
fruto. La corola es usualmente blanca lechosa, con la base de los pétalos formando un tubo
muy corto. El fruto es una baya hueca con la superficie lisa y brillante, de color; amarillo,
anaranjado, verde o rojo, y forma muy variable, y característicos del cultivar. En el interior de la
baya discurren 2 ó 4 tabiques incompletos a lo largo de la pared del fruto, uniéndose solo en la
base sobre la placenta, en esta región se insertan las semillas, aplastadas normalmente de 4 a
5 mm de diámetro, de color blanco amarillento (Nuez et al., 2003).
Figura 1. Planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
2.3.2. Sistema radicularEn el pimiento consta de una raíz axonomorfa (raíz principal gruesa), de la que se ramifica un
conjunto de raíces laterales. La ramificación adopta al principio una forma de punta de flecha
triangular, con el ápice en el extremo del eje de crecimiento (Figura 2). Posteriormente se forma
una densa borla de raíces. El ápice de la raíces profundiza en el suelo hasta 30-60 cm, aunque
la distribución no es uniforme, con una mayor densidad en la parte superficial (Nuez et al.,
2003).
8
Figura 2. Raíz axonomorfa del pimiento morrón (www.eweb.unex.es).
El sistema radicular es pivotante y profundo (dependiendo de la profundidad y textura del
suelo), con numerosas raíces adventicias que horizontalmente pueden alcanzar una longitud
comprimida entre 50 cm y 1 m (www.infoagro.com).
El peso del sistema radical es solo de un 7 a un 17% del peso total de la planta, en función del
tipo varietal y de las condiciones del cultivo. En la plantas de pimiento jóvenes la proporción
relativa del sistema radical respecto a la biomasa total es mayor que en las adultas (Somos,
1984).
2.3.3. Tallo principal y ramasEn el desarrollo de los órganos y tejidos del pimiento pueden distinguirse tres fases: desarrollo
de la plántula hasta la primera ramificación, fase de rápido desarrollo de brotes y formación de
flores, fase de lento crecimiento y desarrollo de frutos (Nuez et al., 2003).
De crecimiento limitado y erecto. A partir de cierta altura se bifurcan los tallos emitiendo 2 o 3
ramificaciones dependiendo la variedad, (Figura 3) y continua ramificándose de forma
dicotómica hasta el final de su ciclo, por su parte, los tallos secundario se bifurcan después de
brotar varias hojas, y así sucesivamente (Infoagro, 2011).
8
Figura 2. Raíz axonomorfa del pimiento morrón (www.eweb.unex.es).
El sistema radicular es pivotante y profundo (dependiendo de la profundidad y textura del
suelo), con numerosas raíces adventicias que horizontalmente pueden alcanzar una longitud
comprimida entre 50 cm y 1 m (www.infoagro.com).
El peso del sistema radical es solo de un 7 a un 17% del peso total de la planta, en función del
tipo varietal y de las condiciones del cultivo. En la plantas de pimiento jóvenes la proporción
relativa del sistema radical respecto a la biomasa total es mayor que en las adultas (Somos,
1984).
2.3.3. Tallo principal y ramasEn el desarrollo de los órganos y tejidos del pimiento pueden distinguirse tres fases: desarrollo
de la plántula hasta la primera ramificación, fase de rápido desarrollo de brotes y formación de
flores, fase de lento crecimiento y desarrollo de frutos (Nuez et al., 2003).
De crecimiento limitado y erecto. A partir de cierta altura se bifurcan los tallos emitiendo 2 o 3
ramificaciones dependiendo la variedad, (Figura 3) y continua ramificándose de forma
dicotómica hasta el final de su ciclo, por su parte, los tallos secundario se bifurcan después de
brotar varias hojas, y así sucesivamente (Infoagro, 2011).
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Figura 2. Raíz axonomorfa del pimiento morrón (www.eweb.unex.es).
El sistema radicular es pivotante y profundo (dependiendo de la profundidad y textura del
suelo), con numerosas raíces adventicias que horizontalmente pueden alcanzar una longitud
comprimida entre 50 cm y 1 m (www.infoagro.com).
El peso del sistema radical es solo de un 7 a un 17% del peso total de la planta, en función del
tipo varietal y de las condiciones del cultivo. En la plantas de pimiento jóvenes la proporción
relativa del sistema radical respecto a la biomasa total es mayor que en las adultas (Somos,
1984).
2.3.3. Tallo principal y ramasEn el desarrollo de los órganos y tejidos del pimiento pueden distinguirse tres fases: desarrollo
de la plántula hasta la primera ramificación, fase de rápido desarrollo de brotes y formación de
flores, fase de lento crecimiento y desarrollo de frutos (Nuez et al., 2003).
De crecimiento limitado y erecto. A partir de cierta altura se bifurcan los tallos emitiendo 2 o 3
ramificaciones dependiendo la variedad, (Figura 3) y continua ramificándose de forma
dicotómica hasta el final de su ciclo, por su parte, los tallos secundario se bifurcan después de
brotar varias hojas, y así sucesivamente (Infoagro, 2011).
9
Figura 3. Tallos en forma de cruz con 2 ramificaciones (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
De acuerdo a lo mencionado por Nuez et al., en el 2003, el tallo principal se desarrolla a partir
de la plúmula del embrión. Esta consta de un eje, el epícotilo, y presenta en el extremo superior
una región de intensa división celular, el meristemo apical. En esta región empiezan a
desarrollarse los primordios foliares. Por debajo del meristemo apical, desde el exterior hacia el
interior se encuentran, como en otras dicotiledóneas, la epidermis, el cortex caulinar y el cilindro
vascular
El tallo del pimiento desarrolla una gran masa de tejido secundario. El floema forma una
delgada banda continua, mientras que el xilema puede alcanzar un espesor de 0,5 cm o incluso
más. Este contiene mayor proporción de fibras que el xilema primario y no forma una banda
continua, sino que está atravesado por radios medulares. Hacia el centro del tallo el floema
interxilar forma un anillo discontinuo.
2.3.4. HojaLas hojas son ovaladas, lanceoladas, más o menos alargadas y acuminadas, enteras, de color
verde oscuro, de bordes enteros u ovalados y de peciolo corto (Ibar y Juscafresa ,1997).
Presenta un ápice muy pronunciado (acuminado) y poco aparente. El haz es glabro (liso y
suave al tacto) de color verde más o menos intenso (dependiendo de la variedad) y brillante. El
9
Figura 3. Tallos en forma de cruz con 2 ramificaciones (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
De acuerdo a lo mencionado por Nuez et al., en el 2003, el tallo principal se desarrolla a partir
de la plúmula del embrión. Esta consta de un eje, el epícotilo, y presenta en el extremo superior
una región de intensa división celular, el meristemo apical. En esta región empiezan a
desarrollarse los primordios foliares. Por debajo del meristemo apical, desde el exterior hacia el
interior se encuentran, como en otras dicotiledóneas, la epidermis, el cortex caulinar y el cilindro
vascular
El tallo del pimiento desarrolla una gran masa de tejido secundario. El floema forma una
delgada banda continua, mientras que el xilema puede alcanzar un espesor de 0,5 cm o incluso
más. Este contiene mayor proporción de fibras que el xilema primario y no forma una banda
continua, sino que está atravesado por radios medulares. Hacia el centro del tallo el floema
interxilar forma un anillo discontinuo.
2.3.4. HojaLas hojas son ovaladas, lanceoladas, más o menos alargadas y acuminadas, enteras, de color
verde oscuro, de bordes enteros u ovalados y de peciolo corto (Ibar y Juscafresa ,1997).
Presenta un ápice muy pronunciado (acuminado) y poco aparente. El haz es glabro (liso y
suave al tacto) de color verde más o menos intenso (dependiendo de la variedad) y brillante. El
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Figura 3. Tallos en forma de cruz con 2 ramificaciones (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
De acuerdo a lo mencionado por Nuez et al., en el 2003, el tallo principal se desarrolla a partir
de la plúmula del embrión. Esta consta de un eje, el epícotilo, y presenta en el extremo superior
una región de intensa división celular, el meristemo apical. En esta región empiezan a
desarrollarse los primordios foliares. Por debajo del meristemo apical, desde el exterior hacia el
interior se encuentran, como en otras dicotiledóneas, la epidermis, el cortex caulinar y el cilindro
vascular
El tallo del pimiento desarrolla una gran masa de tejido secundario. El floema forma una
delgada banda continua, mientras que el xilema puede alcanzar un espesor de 0,5 cm o incluso
más. Este contiene mayor proporción de fibras que el xilema primario y no forma una banda
continua, sino que está atravesado por radios medulares. Hacia el centro del tallo el floema
interxilar forma un anillo discontinuo.
2.3.4. HojaLas hojas son ovaladas, lanceoladas, más o menos alargadas y acuminadas, enteras, de color
verde oscuro, de bordes enteros u ovalados y de peciolo corto (Ibar y Juscafresa ,1997).
Presenta un ápice muy pronunciado (acuminado) y poco aparente. El haz es glabro (liso y
suave al tacto) de color verde más o menos intenso (dependiendo de la variedad) y brillante. El
10
nervio principal parte de la base de la hoja, como una prolongación de pecíolo, del mismo modo
que las nerviaciones secundarias que son pronunciadas y llegan casi al borde de la hoja
(Figura 4). La inserción de las hojas en el tallo tienen lugar de forma alterna y su tamaño es
variable en función de la variedad, existiendo cierta correlación entre el tamaño de la hoja adulta
y el peso medio del fruto (www.infoagro.com).
Figura 4. Hojas ovaladas y alargadas de una planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
El pimiento tiene hojas simples, formadas por el peciolo largo, que une la hoja con el tallo y la
lamina foliar o limbo. Ésta es de borde entero o apenas sinuado en la base. Los tejidos del
peciolo son semejantes a los del tallo. También las láminas foliares los mismos tejidos: el
dérmico, el vascular y el parenquimático (Nuez et al., 2003).
La función principal de la hoja es realizar la fotosíntesis, proceso mediante el cual la planta
capta energía de la luz solar y la transforma en energía química almacenada en los
carbohidratos. El pimiento pertenece al grupo de plantas que tiene un ciclo C3 en la fijación
metabólica del carbono (Zapata et al., 1991).
2.3.5. FlorLas flores aparecen solitarias en cada nudo del tallo, con inserción en las axilas de las hojas.
Son pequeñas y constan de una corola blanca (Figura 5). La polinización es autógama, aunque
puede presentarse un porcentaje de alogamia que no supera el 10% (www.infoagro.com).
10
nervio principal parte de la base de la hoja, como una prolongación de pecíolo, del mismo modo
que las nerviaciones secundarias que son pronunciadas y llegan casi al borde de la hoja
(Figura 4). La inserción de las hojas en el tallo tienen lugar de forma alterna y su tamaño es
variable en función de la variedad, existiendo cierta correlación entre el tamaño de la hoja adulta
y el peso medio del fruto (www.infoagro.com).
Figura 4. Hojas ovaladas y alargadas de una planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
El pimiento tiene hojas simples, formadas por el peciolo largo, que une la hoja con el tallo y la
lamina foliar o limbo. Ésta es de borde entero o apenas sinuado en la base. Los tejidos del
peciolo son semejantes a los del tallo. También las láminas foliares los mismos tejidos: el
dérmico, el vascular y el parenquimático (Nuez et al., 2003).
La función principal de la hoja es realizar la fotosíntesis, proceso mediante el cual la planta
capta energía de la luz solar y la transforma en energía química almacenada en los
carbohidratos. El pimiento pertenece al grupo de plantas que tiene un ciclo C3 en la fijación
metabólica del carbono (Zapata et al., 1991).
2.3.5. FlorLas flores aparecen solitarias en cada nudo del tallo, con inserción en las axilas de las hojas.
Son pequeñas y constan de una corola blanca (Figura 5). La polinización es autógama, aunque
puede presentarse un porcentaje de alogamia que no supera el 10% (www.infoagro.com).
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nervio principal parte de la base de la hoja, como una prolongación de pecíolo, del mismo modo
que las nerviaciones secundarias que son pronunciadas y llegan casi al borde de la hoja
(Figura 4). La inserción de las hojas en el tallo tienen lugar de forma alterna y su tamaño es
variable en función de la variedad, existiendo cierta correlación entre el tamaño de la hoja adulta
y el peso medio del fruto (www.infoagro.com).
Figura 4. Hojas ovaladas y alargadas de una planta de pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
El pimiento tiene hojas simples, formadas por el peciolo largo, que une la hoja con el tallo y la
lamina foliar o limbo. Ésta es de borde entero o apenas sinuado en la base. Los tejidos del
peciolo son semejantes a los del tallo. También las láminas foliares los mismos tejidos: el
dérmico, el vascular y el parenquimático (Nuez et al., 2003).
La función principal de la hoja es realizar la fotosíntesis, proceso mediante el cual la planta
capta energía de la luz solar y la transforma en energía química almacenada en los
carbohidratos. El pimiento pertenece al grupo de plantas que tiene un ciclo C3 en la fijación
metabólica del carbono (Zapata et al., 1991).
2.3.5. FlorLas flores aparecen solitarias en cada nudo del tallo, con inserción en las axilas de las hojas.
Son pequeñas y constan de una corola blanca (Figura 5). La polinización es autógama, aunque
puede presentarse un porcentaje de alogamia que no supera el 10% (www.infoagro.com).
11
Figura 5. Flor hermafrodita del pimiento morrón (http://piruletadcereza.blogspot.mx)
Las flores en el pimiento son hermafroditas, es decir en la misma flor se producen gametos
masculinos y femeninos. En las formas domesticadas de C. annuum las flores aparecen
solitarias en cada nudo. Normalmente una planta puede producir varios cientos de flores (Ibar y
Juscafresa, 1997).
Las flores están unidas al tallo por un pedúnculo o pedicelo de 10 a 20 mm de longitud, con 5 a
8 costillas. Cada flor está constituida por un eje receptáculo y apéndices foliares que
constituyen las partes florales. Tales como: cáliz, constituido por 5-8 sépalos, corola formada
por 5-8 pétalos, androceo por 5-8 estambres y gineceo por 2-4 carpelos. Esta estructura se
representa de manera abreviada por la formula floral típica de la familia Solanaceae (Nuez et
al., 2003).
2.3.6. FrutoLos frutos son bayas huecas y voluminosas semicartilaginosa y deprimida, de tamaño y forma
diferente según la variedad. Cada baya está constituida por un pericarpio grueso y jugoso con
un tejido placentario al que se une las semillas. En las formas comerciales su peso oscila entre
50-500 g con tamaño entre 5 y 20 cm de longitud y de 2 a 10 cm de diámetro. Están formados
por dos o tres carpelos, separados por tabiques incompletos que discurren a lo largo de la
pared del fruto y que, al no llegar al centro, hacen que el pimiento tenga una sola cavidad en su
interior (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).
A lo largo de los tabiques, incompletos, carnosos y amarillentos, se insertan numerosas
semillas. La pared de fruto (el pericarpio), es decir; la parte consistente, no suele tener más de
5-7 mm de grosor. Se conocen más de cincuenta variedades o razas que, prácticamente, se
11
Figura 5. Flor hermafrodita del pimiento morrón (http://piruletadcereza.blogspot.mx)
Las flores en el pimiento son hermafroditas, es decir en la misma flor se producen gametos
masculinos y femeninos. En las formas domesticadas de C. annuum las flores aparecen
solitarias en cada nudo. Normalmente una planta puede producir varios cientos de flores (Ibar y
Juscafresa, 1997).
Las flores están unidas al tallo por un pedúnculo o pedicelo de 10 a 20 mm de longitud, con 5 a
8 costillas. Cada flor está constituida por un eje receptáculo y apéndices foliares que
constituyen las partes florales. Tales como: cáliz, constituido por 5-8 sépalos, corola formada
por 5-8 pétalos, androceo por 5-8 estambres y gineceo por 2-4 carpelos. Esta estructura se
representa de manera abreviada por la formula floral típica de la familia Solanaceae (Nuez et
al., 2003).
2.3.6. FrutoLos frutos son bayas huecas y voluminosas semicartilaginosa y deprimida, de tamaño y forma
diferente según la variedad. Cada baya está constituida por un pericarpio grueso y jugoso con
un tejido placentario al que se une las semillas. En las formas comerciales su peso oscila entre
50-500 g con tamaño entre 5 y 20 cm de longitud y de 2 a 10 cm de diámetro. Están formados
por dos o tres carpelos, separados por tabiques incompletos que discurren a lo largo de la
pared del fruto y que, al no llegar al centro, hacen que el pimiento tenga una sola cavidad en su
interior (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).
A lo largo de los tabiques, incompletos, carnosos y amarillentos, se insertan numerosas
semillas. La pared de fruto (el pericarpio), es decir; la parte consistente, no suele tener más de
5-7 mm de grosor. Se conocen más de cincuenta variedades o razas que, prácticamente, se
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Figura 5. Flor hermafrodita del pimiento morrón (http://piruletadcereza.blogspot.mx)
Las flores en el pimiento son hermafroditas, es decir en la misma flor se producen gametos
masculinos y femeninos. En las formas domesticadas de C. annuum las flores aparecen
solitarias en cada nudo. Normalmente una planta puede producir varios cientos de flores (Ibar y
Juscafresa, 1997).
Las flores están unidas al tallo por un pedúnculo o pedicelo de 10 a 20 mm de longitud, con 5 a
8 costillas. Cada flor está constituida por un eje receptáculo y apéndices foliares que
constituyen las partes florales. Tales como: cáliz, constituido por 5-8 sépalos, corola formada
por 5-8 pétalos, androceo por 5-8 estambres y gineceo por 2-4 carpelos. Esta estructura se
representa de manera abreviada por la formula floral típica de la familia Solanaceae (Nuez et
al., 2003).
2.3.6. FrutoLos frutos son bayas huecas y voluminosas semicartilaginosa y deprimida, de tamaño y forma
diferente según la variedad. Cada baya está constituida por un pericarpio grueso y jugoso con
un tejido placentario al que se une las semillas. En las formas comerciales su peso oscila entre
50-500 g con tamaño entre 5 y 20 cm de longitud y de 2 a 10 cm de diámetro. Están formados
por dos o tres carpelos, separados por tabiques incompletos que discurren a lo largo de la
pared del fruto y que, al no llegar al centro, hacen que el pimiento tenga una sola cavidad en su
interior (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).
A lo largo de los tabiques, incompletos, carnosos y amarillentos, se insertan numerosas
semillas. La pared de fruto (el pericarpio), es decir; la parte consistente, no suele tener más de
5-7 mm de grosor. Se conocen más de cincuenta variedades o razas que, prácticamente, se
12
pueden incluir en dos grandes grupos: dulces y picantes y, a su vez, subdivididos en otros
secundarios según la forma y tamaño del fruto (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).
El cuerpo del fruto presenta una superficie suave, frecuentemente asurcada y con depresiones
o rugosidad transversal. La sección transversal puede se circular o poligonal. La sección
longitudinal presenta una gran variedad de formas, desde rectangulares, triangulares o
circulares a espirales e irregulares (Nuez et al., 2003).
En los frutos inmaduros, se puede observar considerables diferencias de color, desde colores
pálidos (blanco-amarillo, verde, claro amarillento) hasta colores oscuros (verde oscuro-
amarillento, verde, verde-azulado, verde-marrón). En el estado completamente maduro se
distinguen dos grupos principales: amarillo y rojos (Figura 6). En ciertas variedades también se
dan frutos de un intenso color violeta-marrón. En todos los casos, se encuentra una amplia
gama de tonalidades (Nuez et al., 2003; Ibar y Juscafresa, 1997).
Figura 6. Frutos fisiológicamente maduros en color verde y rojo (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
2.3.7. SemillaLa semilla del pimiento tiene forma aplastada hemidiscoidal, presenta el hilo, cicatriz que queda
en la zona del funículo al madurar y separarse la semilla de la placenta (Figura 7). La superficie
es relativamente lisa, sin aspectos pubescente. La mayoría de las semillas se sitúan en la
12
pueden incluir en dos grandes grupos: dulces y picantes y, a su vez, subdivididos en otros
secundarios según la forma y tamaño del fruto (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).
El cuerpo del fruto presenta una superficie suave, frecuentemente asurcada y con depresiones
o rugosidad transversal. La sección transversal puede se circular o poligonal. La sección
longitudinal presenta una gran variedad de formas, desde rectangulares, triangulares o
circulares a espirales e irregulares (Nuez et al., 2003).
En los frutos inmaduros, se puede observar considerables diferencias de color, desde colores
pálidos (blanco-amarillo, verde, claro amarillento) hasta colores oscuros (verde oscuro-
amarillento, verde, verde-azulado, verde-marrón). En el estado completamente maduro se
distinguen dos grupos principales: amarillo y rojos (Figura 6). En ciertas variedades también se
dan frutos de un intenso color violeta-marrón. En todos los casos, se encuentra una amplia
gama de tonalidades (Nuez et al., 2003; Ibar y Juscafresa, 1997).
Figura 6. Frutos fisiológicamente maduros en color verde y rojo (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
2.3.7. SemillaLa semilla del pimiento tiene forma aplastada hemidiscoidal, presenta el hilo, cicatriz que queda
en la zona del funículo al madurar y separarse la semilla de la placenta (Figura 7). La superficie
es relativamente lisa, sin aspectos pubescente. La mayoría de las semillas se sitúan en la
12
pueden incluir en dos grandes grupos: dulces y picantes y, a su vez, subdivididos en otros
secundarios según la forma y tamaño del fruto (Ibar y Juscafresa, 1997; www.infoagro.com).
El cuerpo del fruto presenta una superficie suave, frecuentemente asurcada y con depresiones
o rugosidad transversal. La sección transversal puede se circular o poligonal. La sección
longitudinal presenta una gran variedad de formas, desde rectangulares, triangulares o
circulares a espirales e irregulares (Nuez et al., 2003).
En los frutos inmaduros, se puede observar considerables diferencias de color, desde colores
pálidos (blanco-amarillo, verde, claro amarillento) hasta colores oscuros (verde oscuro-
amarillento, verde, verde-azulado, verde-marrón). En el estado completamente maduro se
distinguen dos grupos principales: amarillo y rojos (Figura 6). En ciertas variedades también se
dan frutos de un intenso color violeta-marrón. En todos los casos, se encuentra una amplia
gama de tonalidades (Nuez et al., 2003; Ibar y Juscafresa, 1997).
Figura 6. Frutos fisiológicamente maduros en color verde y rojo (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
2.3.7. SemillaLa semilla del pimiento tiene forma aplastada hemidiscoidal, presenta el hilo, cicatriz que queda
en la zona del funículo al madurar y separarse la semilla de la placenta (Figura 7). La superficie
es relativamente lisa, sin aspectos pubescente. La mayoría de las semillas se sitúan en la
13
región de la placenta central (Corazón). La mayoría de las especies cultivadas de Capsicum
tienen semillas de color amarillento, a excepción de las de C. pubescens que son muy oscuras
(Nuez et al., 2003).
Figura 7. Semillas de color amarillento extraídas de propio pimiento morrón
(www.infojardin.com).
2.4. El género CapsicumA finales del siglo XIX Nuez et al., en el 2003 afirma que habían sido descritas más de 90
especies dentro del género Capsicum. El gran número de especies fue debido al hecho de que
las descripciones estaban basadas fundamentalmente en especímenes de herbario, abundando
las descripciones de nuevas especies basadas exclusivamente en un sólo ejemplar herborizado
En tiempos más modernos hay que resaltar el trabajo de Hunziker, el cual en 1956 realizó la
que posiblemente sea la mejor sinopsis hecha del género. Hunziker considera que el género
está dividido en tres secciones, Tubocapsicum y Pseudoacnistus, con una sola especie cada
una, y Capsicum, que incluye 24 especies. Un análisis posterior considerando nuevos
descubrimientos sugiere que la sección Capsicum incluiría 22 especies silvestres y 3
variedades, así como 5 especies domesticas y 4 variedades relacionadas con estos taxones.
El género Capsicum comprende cinco especies utilizadas por el hombre, de las cuales las más
conocidas es la Capsicum annuum. De ella existen numerosas variedades y formas clónales y
comprende todos los tipos de pimiento, tanto dulces como picantes, cultivados en el mundo.
Las especies Capsicum fructescens, Capsicum pubescens, Capsicum pendulum y Capsicum
sirvensis son consideradas como exóticas. Se cultivan en diversos lugares del mundo,
13
región de la placenta central (Corazón). La mayoría de las especies cultivadas de Capsicum
tienen semillas de color amarillento, a excepción de las de C. pubescens que son muy oscuras
(Nuez et al., 2003).
Figura 7. Semillas de color amarillento extraídas de propio pimiento morrón
(www.infojardin.com).
2.4. El género CapsicumA finales del siglo XIX Nuez et al., en el 2003 afirma que habían sido descritas más de 90
especies dentro del género Capsicum. El gran número de especies fue debido al hecho de que
las descripciones estaban basadas fundamentalmente en especímenes de herbario, abundando
las descripciones de nuevas especies basadas exclusivamente en un sólo ejemplar herborizado
En tiempos más modernos hay que resaltar el trabajo de Hunziker, el cual en 1956 realizó la
que posiblemente sea la mejor sinopsis hecha del género. Hunziker considera que el género
está dividido en tres secciones, Tubocapsicum y Pseudoacnistus, con una sola especie cada
una, y Capsicum, que incluye 24 especies. Un análisis posterior considerando nuevos
descubrimientos sugiere que la sección Capsicum incluiría 22 especies silvestres y 3
variedades, así como 5 especies domesticas y 4 variedades relacionadas con estos taxones.
El género Capsicum comprende cinco especies utilizadas por el hombre, de las cuales las más
conocidas es la Capsicum annuum. De ella existen numerosas variedades y formas clónales y
comprende todos los tipos de pimiento, tanto dulces como picantes, cultivados en el mundo.
Las especies Capsicum fructescens, Capsicum pubescens, Capsicum pendulum y Capsicum
sirvensis son consideradas como exóticas. Se cultivan en diversos lugares del mundo,
13
región de la placenta central (Corazón). La mayoría de las especies cultivadas de Capsicum
tienen semillas de color amarillento, a excepción de las de C. pubescens que son muy oscuras
(Nuez et al., 2003).
Figura 7. Semillas de color amarillento extraídas de propio pimiento morrón
(www.infojardin.com).
2.4. El género CapsicumA finales del siglo XIX Nuez et al., en el 2003 afirma que habían sido descritas más de 90
especies dentro del género Capsicum. El gran número de especies fue debido al hecho de que
las descripciones estaban basadas fundamentalmente en especímenes de herbario, abundando
las descripciones de nuevas especies basadas exclusivamente en un sólo ejemplar herborizado
En tiempos más modernos hay que resaltar el trabajo de Hunziker, el cual en 1956 realizó la
que posiblemente sea la mejor sinopsis hecha del género. Hunziker considera que el género
está dividido en tres secciones, Tubocapsicum y Pseudoacnistus, con una sola especie cada
una, y Capsicum, que incluye 24 especies. Un análisis posterior considerando nuevos
descubrimientos sugiere que la sección Capsicum incluiría 22 especies silvestres y 3
variedades, así como 5 especies domesticas y 4 variedades relacionadas con estos taxones.
El género Capsicum comprende cinco especies utilizadas por el hombre, de las cuales las más
conocidas es la Capsicum annuum. De ella existen numerosas variedades y formas clónales y
comprende todos los tipos de pimiento, tanto dulces como picantes, cultivados en el mundo.
Las especies Capsicum fructescens, Capsicum pubescens, Capsicum pendulum y Capsicum
sirvensis son consideradas como exóticas. Se cultivan en diversos lugares del mundo,
14
principalmente en América del Sur donde son conocidas por los nombres de ají y chile (Nuez et
al., 2003).
2.4.1. Generalidades de la especie C. fructescensEs llamado pimiento de Cayena, pimiento del Caribe, ají o pimiento de las Indias. Es originario
de Perú. Actualmente se cultiva en Estados Unidos, México, Antillas, centro y Sudamérica, para
su uso en la preparación de “salsa tabasco”; y en la India, Java y archipiélagos malayos se
emplea para preparar la salsa conocida por “cary, carry o curry”. También se cultiva en el África
Central (Senegal, Guinea, Madagascar, etc.). Para desarrollarse requiere más calor que el
Capsicum annuum, por lo que no se cultiva en los países templados (Nuez et al., 2003).
C. fructescens se caracteriza por ser un arbusto de hasta 1 metro de altura, vivaz de tallos y
hojas lampiños, flores blancas con anteras de color violeta. Produce frutos pequeños pimientos
de 1-3 cm de longitud y grosor sobre la base de 4-6 mm. Son alargados, algo hinchados en la
base, de un intenso color rojo y con semillas circulares, pequeñas y de color claro. Los frutos
presentan un sabor picante. Ejemplos de algunas variedades la especie Capsicum frutescens:
Tabasco, Malagueta (Dewitt y Bosland, 1996).
2.4.2. Generalidades de la especie C. pubescensPropio de las tierras altas de América del sur, donde está localizado su cultivo. Se trata de una
planta vivaz de un 1 m de altura con tallo y hojas pubescentes, flores con pétalos purpura cuyos
frutos son pequeños de sabor picante con semillas de color rojo.
Ejemplo una variedad la especie Capsicum pubescens: Rocoto (Nuez et al., 2003; Dewitt y
Bosland, 1996).
2.4.3. Generalidades de la especie C. pendulumEsta especie se encuentra localizada en Perú, Bolivia y Brasil. Se caracteriza por ser una planta
vivaz, lampiña, con flores de pétalos blancos y anteras amarillas. También produce pequeños
pimientos picantes, que se conocen con el nombre genérico de “chile” (Nuez et al., 2003).
2.4.4. Generalidades de la especie C. sirvensisSe cultiva principalmente en África y Asia. Se caracteriza por ser una planta lampiñada, vivaz
con flores reunidas en grupos de 3 a 5, de color blanco y anteras violetas. Son pequeños
pimientos picantes que se emplean también para obtener salsas (Nuez et al., 2003).
15
2.4.5. Generalidades de la especie C. annuumComprende seis variedades de las cuales C. annuum var. grossum, C. annuum var. longum, C.
annuum var. acuminatum y C. annuum var. abveriatum, son productoras de los diversos y
numerosos tipos y clones de pimiento de consumo, tanto dulces como picantes; en contraste las
especies C. annuum var. cerasiforme y C. annuum var. fasciculatum presentan plantas con
frutos de tamaño pequeño y resistentes, debido a sus caracteristicas son comúnmente
empleadas en jardinería (Nuez et al., 2003).
Ejemplos de algunas variedades la especie Capsicum annuum: Pimiento Dulce (California o Bell
Pepper), Chile Serrano, Chile Jalapeño, Chile Ancho (Dewitt y Bosland, 1996).
A continuación se describen de forma general las características presentes en las variedades
pertenecientes a la especie C. annuum (Nuez et al., 2003).
a) C. annuum var. grossum
Plantas herbáceas de 60 cm de altura, poco ramificadas, con hojas grandes (7-12 mm) y
penduladas. Sus flores son de tamaño medio (12-20 mm) con el cáliz normalmente
abrazado a la base de los frutos. El fruto es de tamaño grande, puede ser erecto o
colgante. De coloración rojo, verde en la madurez y, cuando no están maduros, pueden
presentar diversas tonalidades de verde. La forma de los frutos es globosa-ovada,
suelen presentarse variaciones, desde largas y anchas hasta otras en las que la longitud
duplica a la anchura; la longitud puede sobrepasar los 12 cm. Los pimientos suelen ser
lobulados en el extremo opuesto al pedúnculo.
b) C. annuum var. longum
Plantas herbáceas de 70 cm de altura, poco ramificadas con hojas grandes de 10 cm de
longitud y 6 cm de anchura. Las flores son grandes con corola de color blanquecino de
20-30 mm de diámetro. Los frutos tienen el doble de longitud que de anchura, son de
forma prismática carnosos y de sabor dulce.
c) C. annuum var. acuminatum
Plantas de hasta 70 cm de altura y abundante follaje con flores medianas de 12-30 mm
de diámetro y cáliz abrazado al fruto; éste es largo, agudo, erecto o péndulo. La anchura
representa la décima parte de su longitud. Los pimientos son solitarios o en mazos de
dos o tres.
16
d) C. annuum var. abveriatum
Plantas pequeñas con hojas ovaladas de 5-10 cm de longitud, cáliz sésil, corola grande
y abierta de 2-3 cm. El fruto es globoso-acorazonado, terminado en punta o ligeramente
alargado y de longitud superior a la anchura. La superficie es lisa asurcada y poco
rugosa.
f) C. annuum var. cerasiforme
Las plantas son pequeñas con hojas de 3-8 cm de forma ovalada u oblonga, corola
grande de 2 cm de diámetro. Los frutos son esféricos o ligeramente alargado (2-4 cm de
diámetro) liso o muy poco riguroso.
g) C. annuum var. fasciculatum
Tallos herbáceos y redondos con ramificaciones poco inmensas, hojas son de forma
lanceoladas elíptica, puntiagudas en ambos extremos. Frutos erectos de unos 7 cm de
longitud y 1 cm de grosor.
2.4.6. Pimientos dulcesVarían en su tamaño y forma pudiendo éstas variar desde los tipos aplanados (California) y
rectangulares (Lamuyo) hasta formas alargadas (Dulce Italiano). También presentan variación
en el color al momento de alcanzar su madurez. La cosecha se puede realizar en verde (estado
inmaduro) o en color rojo si se requiere consumir en su estado maduro. Actualmente existen
cultivares especiales que maduran en amarillo, naranja o púrpura (Dewitt y Bosland, 1996).
Entre las variedades que se encuentran agrupadas como con “pimiento dulce”, a continuación
se menciona algunas:
- De frutos más o menos alargados: Cornicabra, Marconi, Dulce Italiano.
- De fruto grueso y de sección redondeada, triangular o cuadrangular: Dulce grueso de
España, Morrón, California Wonder y los híbridos Lamuyo, Gedeón, Argos, Toledo,
Esterel, Bruyo, Pacific, etc. (Moroto, 1990).
2.4.7. Clasificación taxonómicaEl pimiento pertenece a la familia de Solanácea que incluye al tomate, papa y berenjena. Hay
cinco especies domesticadas de Capsicum (Dewitt y Bosland, 1996). Los pimientos morrón se
clasifican como:
17
Se clasifica como:
Clase: Angiosperma Subclase: Dicotiledónea Súper orden: Simpetala Orden: Tubifloral Familia: Solanaceae Género: Capsicum Especie: annuum L.
2.5. Requerimientos del cultivo del pimiento morrón (Capsicum annuum L.)El pimiento se cultiva como planta herbácea anual, aunque puede rebrotar y producir frutos en
el segundo año de su siembra o plantación; en estado silvestre presenta habito perenne
(Villalobos, 1993).
El cultivo anual del pimiento morrón al aire libre se realiza desde los trópicos hasta
aproximadamente los 50° latitud N. El cultivo al aire libre, se prolonga desde la primavera hasta
la llegada de los primeros fríos, con recolecciones en verano y en cuanto a cultivo protegido, los
ciclos productivos se dan prácticamente todo el año (Moreno et al., 2004).
2.5.1. Temperatura y humedad relativaLa humedad relativa óptima se encuentra entre 50% y 70 %. En condiciones de baja humedad
relativa y temperatura muy elevada se produce la caída de flores como consecuencia de una
transpiración excesiva, debido a altas temperaturas de día, y de noche con pocas diferencias
entre ellas, bajo niveles de luz, estrés hídrico, crecimiento rápido del fruto o incidencia de plagas
y enfermedades. El cuajado de las primeras flores es la fase más crítica del cultivo. Solo
después del cuajado de los primeros frutos la planta tiende a equilibrar la vegetación y la
fructificación. Por lo tanto es conveniente no incorporar ningún abono nitrogenado hasta
después del primer cuajado (Moreno et al., 2004).
El pimiento es un cultivo de estación cálida y comparado con otras especies de solanáceas
necesita de temperaturas más altas que el tomate, y más bajas que la berenjena (IFA, 2006).
Las plantas de pimiento sometidas a temperaturas por debajo de 8-10° C, suelen no presentar
crecimiento vegetativo, lo que puede provocar endurecimiento y patrones que a su vez, pueden
18
ocasionar un exceso de cuajado de frutos pequeños y de mala calidad. En contraste
temperaturas altas pueden mermar la calidad del fruto por perdida de tamaño y color más
deficiente, siendo también mayor la incidencia de la necrosis apical (Gil, 1992).
En el cuadro 2 se mencionan las temperaturas óptimas para cada etapa fenológica del cultivo.
Cuadro 2. Temperaturas requeridas para plantas de pimiento morrón durante sus diferentes
etapas fenológicas.
Fases de desarrollo Temperatura
Se hiela la planta
Detiene su crecimiento
1° C
8-10° C
GERMINACIÓN
Temperatura Mínima
Temperatura Óptima
Temperatura Máxima
7° C
19-28° C
40° C
DESARROLLO DEFICIENTE
Óptima Día
Óptima Noche
Máx. Y Mín.
20-25° C
16-18° C
15-31° C
FRUTOS PARTENOCÁRPIOS
(Temperatura de noche)
Oscilación máxima (Temperatura
día- Temperatura noche) para evitar
la caída de frutos pequeños
Fructificación y floración
Máx.
Mín.
Óptima. Día
Óptima noche
8° C
10-12° C
35° C
18° C
26-28° C
18-20° C
(Gil, 1992).
El correcto manejo de los factores climáticos, dentro de los cuales cabe destacar, temperatura
diurna y temperatura nocturna, humedad relativa y radiación luminosa son aspectos
fundamentales a considerar en un adecuado desarrollo vegetativo y generativo del cultivo del
19
pimiento. Conocer sus valores óptimos y críticos además de sus relaciones facilitará un
apropiado manejo del cultivo (Zapata et al., 1991).
2.5.2. LuzLas plantas absorben radiación en sus celdas de clorofila de una longitud de onda que va desde
400-700 nm y lo usan como energía para la fotosíntesis (para transformar CO2 en azúcar). Esta
radiación es llamada RAF (Radiación Activa Fotosintética, expresado en J/s/m2). RAF
determina la cantidad de azúcar producida en las hojas durante la fotosíntesis. Mientras más
alta es la cantidad producida de azúcares, la planta puede soportar mayor carga de fruta, por lo
tanto, el rendimiento es mayor. RAF es responsable del 45-50 % de la radiación global (300-
1100 nm). Muchos sistemas de control computarizados en invernaderos usan mediciones de
radiación (Berrios et al, 2007).
El pimiento es una planta muy exigente en luminosidad, sobre todo en la etapa de floración
(Prieto et al., 2003). Si la intensidad de la radiación solar es demasiado alta, se pueden producir
frutos con presencia de rayas, quemaduras de los mismo, y coloración irregular a la madurez.
Un follaje abundante ayudará prevenir la quemadura del sol. La presencia de follaje abundante
y vigoroso ayudará a prevenir la los efectos de quemadura ocasionados por los rayos del sol.
Los niveles adecuados de potasio y calcio mantendrán turgente y fuerte a las células
provocando que estas sean más resistentes a la pérdida de agua y consecuentemente, también
a la quemadura del sol (Alpi y Tognoni, 2000).
El tiempo de desarrollo de las plantas de pimiento está influenciado directamente por el
fotoperiodo que por la intensidad de la luz. Variedades de día corto bajo un mismo régimen de
temperatura (25-35 °C) florecerán más temprano en condiciones de un fotoperiodo corto (por
ejemplo 10 horas) que bajo condiciones de un fotoperiodo largo (por ejemplo 16 horas)
(Bolaños, 2010).
2.5.3. SueloEl cultivo de pimiento morrón se adapta a numerosos tipos de suelo, siempre que estén bien
drenados, ya que es una planta muy sensible a la asfixia radicular. Por ello, los suelos
profundos, bien aireados, permeables y ricos en materia orgánica, son los que reúnen las
mejore cualidades para el óptimo crecimiento y desarrollo de las plantas (Davies et al., 2000 a).
20
Los suelos de consistencia media como los arenoso-limoso son ideales para el cultivo ya que
por presentar raíz pivotante profunda de hasta 70 cm requiere de suelos no compactos, ni
arcillosos para facilitar la penetración de la raíz. En suelos que retengan bastante la humedad
puede presentarse problemas en los cultivos con la consiguiente pérdida de plantas por asfixia
o por mayor desarrollo de enfermedades. Ya que el pimiento requiere abundante agua, es
preciso suministrarle copiosos riegos, pero procurando que el terreno no quede demasiado
mojado y se verifique un buen drenaje (Ibar y Juscafresa ,1997).
El pH ideal del suelo es de 6,0-6,5. A un pH > 6,5 los micronutrimentos metálicos fierro (Fe),
zinc (Zn), manganeso (Mn), cubre (Cu) boro (B) y fósforo (P) llegan a presentar una baja
disponibilidad para la absorción por parte de la planta. A un pH < 5,5 el fósforo (P) y molibdeno
(Mo) están menos disponibles para ser absorbidos por la planta. Es una planta exigente en
materia orgánica, agotando al suelo, por lo que, además de suministra dicha materia, es
conveniente no repetir la plantación hasta pasado de tres años (Ibar y Juscafresa ,1997).
2.5.4. AguaEl manejo apropiado del riego es esencial para asegurar un alto rendimiento y una alta calidad.
Al aire libre, el pimiento puede necesitar hasta 4.500 m3 ha-1 de agua, y en invernaderos hasta
8.000 m3 ha-1 (Berrios et al., 2007).
La fertirrigación diaria con cantidades pequeñas de nutrientes evitará el stress por sal
(salinidad) en la zona radicular o el agotamiento temprano de nutrientes (falta de nutrición),
como podría ser el caso si se llevaran aplicaciones semanales de fertilizantes (Fuentes, 2003).
La escasez de agua producirá un crecimiento reducido en general, y una absorción escasa de
calcio en particular, conduciendo al desequilibrio por deficiencia de calcio, mostrado en la fruta
necrosis apical. La floración es afectada negativamente ocasionando abscisión de flores (Katerji
et al., 1993). El estrés por falta de agua hasta las primeras etapas de crecimiento de la planta
reduce la cosecha en forma similar al estrés uniforme durante todo el ciclo del cultivo. El estrés
por escasez de agua afecta el crecimiento del pimiento, reduciendo el número de las hojas y el
área foliar, resultando en una menor transpiración (Abou - Hussein, 2006). La densidad de raíz
se reduce un 20 % bajo condiciones de estrés de escasez de agua, comparada con plantas
suficientemente regadas (De Lorenzi et al., 1993).
21
Por otro lado, el exceso de agua causará muerte de raíz debido a la condición anaeróbica que
presentará el suelo, también habrá retraso de la floración y desórdenes en la fructificación por
ejemplo partidura sobre la capa de cutícula del fruto (Berrios, 2007).
El agua de riego con un pH elevado generalmente contiene concentraciones considerables de
bicarbonatos y carbonatos, tanto de calcio como de magnesio. Se recomienda la acidificación
del agua para reducir el pH entre rangos de pH 5-6 antes que ésta llegue a la planta. Esta
cualidad mejorará la disponibilidad de ciertos nutrientes, tales como fosforo (P), fierro (Fe), zinc
(Zn), cobre (Cu), manganeso (Mn) y boro (B). Evitando la precipitación de sales insolubles que
podrían bloquear el sistema de riego particularmente el efectuado por goteo (Fuetes, 2003).
2.5.5. SalinidadLa salinidad, tanto del suelo como del agua de riego es un factor limitante para este cultivo,
considerando como moderadamente sensible (Ramírez, 2005).
Las plantas que crecen bajo condiciones salinas tropiezan con dos problemas: absorber el agua
del suelo con un potencial osmótico negativo y vivir con altas concentraciones de iones tóxicos
de sodio, carbonatos y cloruros. En condiciones salinas los iones de Na compiten con los de K,
por medio de un mecanismo de baja afinidad. Esto origina una deficiencia de este elemento
dentro de la planta, traduciéndose en un bajo número de frutos por planta. La presencia de Ca
es fundamental, sí hay suficiente Ca el sistema radicular prefiere al K, de manera que las
plantas aumentan sus niveles foliares de K y limitan el ingreso de Na (Salisbury y Cleon, 1994).
Medidas para evitar o reducir problemas de salinidad (Berrios, 2007):
Mejorar la capacidad de drenaje del suelo.
No usar fertilizantes granulados a la siembra.
Mejorar aguas de mala calidad, mezclándola con agua de buena calidad.
Seleccionar variedades tolerantes a la salinidad.
Usar una hilera simple de plantación con doble línea de riego por goteo.
Utilizar acolchado, mantillo o cubierta plástica.
Diseñar el sistema de riego con capacidad de sobre regar hasta un 35%.
22
2.5.6. Nutrición del pimiento morrónLa fertilización después del riego, es el principal factor limitante de la producción hortícola, y
tiene como objetivo fundamental la restitución al medio de cultivo de las cantidades de
nutrientes absorbidas por las plantas (Moreno et al., 2004).
El periodo de mayores necesidades de N, P y K se extienden desde aproximadamente diez días
después de la floración hasta justo antes de que el fruto comience a madurar. Las
concentraciones de N, P y K son mayores en las hojas, seguidas del fruto y del tallo. El orden
de estos dos últimos se invierte en los contenidos de Ca y Mg (Jiménez et al., 2001).
Los programas de fertirrigación, donde el agua de riego y los fertilizantes se aportan
conjuntamente, deben intentar restituir las cantidades extraídas por el cultivo en cada estado de
su desarrollo.
2.6. Valor nutricionalLa composición nutrimental puede variar ampliamente en productos hortícolas frescos, entre los
aspecto que influyen en el contenido nutrimental del fruto de pimiento están las características
genéticas, factores precosecha (fertilidad del suelo, temperaturas), madurez al corte y manejo
del producto después de la cosecha. La mayoría de las frutas y hortalizas juegan un papel
importante en la nutrición humana, especialmente como fuentes de vitaminas (C, A, B₆, tiamina,
niacina), minerales, fibra dietética y compuestos antioxidantes como los carotenoides
(Cuadro 3). En el pimiento morrón, se ha visto que los carotenoides totales aumentan cuando
los frutos son producidos en invernadero y que los frutos de color rojo contienen hasta un 50%
más azúcar que los chiles de color verde, así como también 10 veces más vitamina A. El
contenido de vitamina C o ácido ascórbico también es mayor en frutos de color rojo y amarillo
en comparación con los de color verde (Báez et al., 2005).
La coloración roja del pimiento se debe a la Capsantina, sustancia de naturaleza análoga a las
carotinas. Por otra parte, el sabor picante de los pimientos se debe a la Capsicina, una oleo-
resina que es soluble en alcohol y éter y que se encuentra en una proporción del 0.02% (Báez
et al., 2005).
23
Cuadro 3. Valor nutricional en 100 g de pimiento fresco.
Sustancias orgánicas Sales minerales Vitaminas
Calorías 25 cal/g
Agua 92.4 g
Proteínas 1.2 g
Grasas 0.2 g
Hidratos de carbono 5.7 g
Celulosa 1.4 g
Calcio 0.001 g
Fosforo 0.025 g
Hierro 0.0004 g
Sodio 0.0006 g
Potasio 0.170 g
Vitamina A 630 UI
Vitamina B1 0.00004 g
Vitamina B₂ 0.00007 g
Acido 0.0004 g
Vitamina C 0.120 g
(Ibar Y Juscafresa, 1997)
2.7. Grado de picorLos pimientos pueden ser clasificados por sus sabores en dulces o picantes (Berrios, 2007):
Pimiento dulce o bell pepper. El pimiento tipo bell pepper a veces es también llamado
pimiento “dulce” debido a su bajo nivel de capsaicina. La capsaicina es un alcaloide
presente en los frutos que produce una fuerte sensación de quemazón en el contacto
con los receptores del sentido en la lengua. El nivel de capsicina determina el picor o
agudeza del pimiento.
Pimiento picante o ají. Estos tipos de picantes a veces son llamados “chiles”. Nombre
genérico, dado a un rango de más de 200 variedades de pimientos picantes. Las formas
varían desde tamaños grandes tipo Anaheim o Anchos hasta tipos pequeños como
Jalapeños, Serranos o habaneros. Sus formas también son diversas desde los tipos
redondos hasta los alargados. El volumen de capsaicina también varía de medio a
extremadamente irritante.
La estructura genética, condiciones de crecimiento, la madurez al momento de la cosecha y
cualquier estrés que las plantas soporten, tiene un efecto directo sobre la pungencia. Muy poca
o mucha agua, temperaturas extremas, baja fertilidad de suelo u otras condiciones de estrés
pueden aumentar el volumen de la capsicina significativamente (Berrios, 2007).
24
2.8. Plagas y enfermedades de importancia económica en pimiento morrón
2.8.1. PlagasDe acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com, clasifican las siguientes
plagas como las de mayor importancia económica en el cultivo de pimiento morrón, dando una
breve explicación de las principales características de cada una de ellas.
- Araña roja (Tetranychus urticae)
Se desarrolla en el envés de las hojas causando decoloraciones, manchas amarillentas que
pueden apreciarse en el haz como primeros síntomas (Figura 8). Con mayores poblaciones
se produce desecación o incluso defoliación. Los ataques más graves se producen en los
primeros estados fenológicos de la planta. Las temperaturas elevadas y la escasa humedad
relativa favorecen el desarrollo de la plaga. En leguminosas y sandía con niveles altos de
plaga pueden producirse daños en los frutos.
Figura 8. Daños causados por araña roja en la planta (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
- Araña blanca (Polyphagotarsonemus latus)
Esta plaga ataca principalmente al cultivo de pimiento, si bien se ha detectado ocasionalmente
en tomate, berenjena, leguminosas y pepino. Los primeros síntomas se aprecian como rizado
de los nervios en las hojas apicales y brotes, y curvaturas de las hojas más desarrolladas. En
ataques más avanzados se produce enanismo y una coloración verde intensa de las plantas.
Se distribuye por focos dentro del invernadero, aunque se dispersa rápidamente en épocas
calurosas y secas.
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2.8. Plagas y enfermedades de importancia económica en pimiento morrón
2.8.1. PlagasDe acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com, clasifican las siguientes
plagas como las de mayor importancia económica en el cultivo de pimiento morrón, dando una
breve explicación de las principales características de cada una de ellas.
- Araña roja (Tetranychus urticae)
Se desarrolla en el envés de las hojas causando decoloraciones, manchas amarillentas que
pueden apreciarse en el haz como primeros síntomas (Figura 8). Con mayores poblaciones
se produce desecación o incluso defoliación. Los ataques más graves se producen en los
primeros estados fenológicos de la planta. Las temperaturas elevadas y la escasa humedad
relativa favorecen el desarrollo de la plaga. En leguminosas y sandía con niveles altos de
plaga pueden producirse daños en los frutos.
Figura 8. Daños causados por araña roja en la planta (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
- Araña blanca (Polyphagotarsonemus latus)
Esta plaga ataca principalmente al cultivo de pimiento, si bien se ha detectado ocasionalmente
en tomate, berenjena, leguminosas y pepino. Los primeros síntomas se aprecian como rizado
de los nervios en las hojas apicales y brotes, y curvaturas de las hojas más desarrolladas. En
ataques más avanzados se produce enanismo y una coloración verde intensa de las plantas.
Se distribuye por focos dentro del invernadero, aunque se dispersa rápidamente en épocas
calurosas y secas.
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2.8. Plagas y enfermedades de importancia económica en pimiento morrón
2.8.1. PlagasDe acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com, clasifican las siguientes
plagas como las de mayor importancia económica en el cultivo de pimiento morrón, dando una
breve explicación de las principales características de cada una de ellas.
- Araña roja (Tetranychus urticae)
Se desarrolla en el envés de las hojas causando decoloraciones, manchas amarillentas que
pueden apreciarse en el haz como primeros síntomas (Figura 8). Con mayores poblaciones
se produce desecación o incluso defoliación. Los ataques más graves se producen en los
primeros estados fenológicos de la planta. Las temperaturas elevadas y la escasa humedad
relativa favorecen el desarrollo de la plaga. En leguminosas y sandía con niveles altos de
plaga pueden producirse daños en los frutos.
Figura 8. Daños causados por araña roja en la planta (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
- Araña blanca (Polyphagotarsonemus latus)
Esta plaga ataca principalmente al cultivo de pimiento, si bien se ha detectado ocasionalmente
en tomate, berenjena, leguminosas y pepino. Los primeros síntomas se aprecian como rizado
de los nervios en las hojas apicales y brotes, y curvaturas de las hojas más desarrolladas. En
ataques más avanzados se produce enanismo y una coloración verde intensa de las plantas.
Se distribuye por focos dentro del invernadero, aunque se dispersa rápidamente en épocas
calurosas y secas.
25
- Mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum)
Las partes jóvenes de las plantas son colonizadas por los adultos, ubicando sus huevecillos en
el envés de las hojas. De éstas emergen las primeras larvas, que son móviles (Figura 9). Tras
fijarse en la planta pasan por tres estados larvarios y uno de pupa, éste último característico de
cada especie. Los daños directos (amarillamientos y debilitamiento de las plantas) son
ocasionados por larvas y adultos al alimentarse, absorbiendo la savia de las hojas. Los daños
indirectos son el manchando y depreciando los frutos y la dificultad del desarrollo normal de las
plantas. Ambos tipos de daños se convierten en importantes cuando los niveles de población
son altos. Otro daño indirecto es el que tiene lugar por la transmisión de virus. Trialeurodes
vaporariorun es transmisora del virus del amarillamiento en cucurbitáceas. Bemisia tabaci es
potencialmente transmisora de un mayor número de virus en cultivos hortícolas y en la
actualidad actúa como transmisora del virus del rizado amarillo de tomate (TYLCV), conocido
como “virus de la cuchara”.
Figura 9. Ubicación de la mosquita blanca en la planta chile (www.hydroenv.com.mx).
- Pulgón (Aphis gossypii)
Son las especies de pulgón (Figura 10) más comunes y abundantes en los invernaderos.
Presentan polimorfismo, con hembras aladas y ápteras de reproducción vivípara. Las formas
áptera del primero presentan sifones negros en el cuerpo verde o amarillento, mientras que las
de Myzus son completamente verdes (en ocasiones pardas o rosadas). Forman colonias y se
distribuyen en focos que se dispersan, principalmente en primavera y otoño, mediante las
hembras aladas.
25
- Mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum)
Las partes jóvenes de las plantas son colonizadas por los adultos, ubicando sus huevecillos en
el envés de las hojas. De éstas emergen las primeras larvas, que son móviles (Figura 9). Tras
fijarse en la planta pasan por tres estados larvarios y uno de pupa, éste último característico de
cada especie. Los daños directos (amarillamientos y debilitamiento de las plantas) son
ocasionados por larvas y adultos al alimentarse, absorbiendo la savia de las hojas. Los daños
indirectos son el manchando y depreciando los frutos y la dificultad del desarrollo normal de las
plantas. Ambos tipos de daños se convierten en importantes cuando los niveles de población
son altos. Otro daño indirecto es el que tiene lugar por la transmisión de virus. Trialeurodes
vaporariorun es transmisora del virus del amarillamiento en cucurbitáceas. Bemisia tabaci es
potencialmente transmisora de un mayor número de virus en cultivos hortícolas y en la
actualidad actúa como transmisora del virus del rizado amarillo de tomate (TYLCV), conocido
como “virus de la cuchara”.
Figura 9. Ubicación de la mosquita blanca en la planta chile (www.hydroenv.com.mx).
- Pulgón (Aphis gossypii)
Son las especies de pulgón (Figura 10) más comunes y abundantes en los invernaderos.
Presentan polimorfismo, con hembras aladas y ápteras de reproducción vivípara. Las formas
áptera del primero presentan sifones negros en el cuerpo verde o amarillento, mientras que las
de Myzus son completamente verdes (en ocasiones pardas o rosadas). Forman colonias y se
distribuyen en focos que se dispersan, principalmente en primavera y otoño, mediante las
hembras aladas.
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- Mosca blanca (Trialeurodes vaporariorum)
Las partes jóvenes de las plantas son colonizadas por los adultos, ubicando sus huevecillos en
el envés de las hojas. De éstas emergen las primeras larvas, que son móviles (Figura 9). Tras
fijarse en la planta pasan por tres estados larvarios y uno de pupa, éste último característico de
cada especie. Los daños directos (amarillamientos y debilitamiento de las plantas) son
ocasionados por larvas y adultos al alimentarse, absorbiendo la savia de las hojas. Los daños
indirectos son el manchando y depreciando los frutos y la dificultad del desarrollo normal de las
plantas. Ambos tipos de daños se convierten en importantes cuando los niveles de población
son altos. Otro daño indirecto es el que tiene lugar por la transmisión de virus. Trialeurodes
vaporariorun es transmisora del virus del amarillamiento en cucurbitáceas. Bemisia tabaci es
potencialmente transmisora de un mayor número de virus en cultivos hortícolas y en la
actualidad actúa como transmisora del virus del rizado amarillo de tomate (TYLCV), conocido
como “virus de la cuchara”.
Figura 9. Ubicación de la mosquita blanca en la planta chile (www.hydroenv.com.mx).
- Pulgón (Aphis gossypii)
Son las especies de pulgón (Figura 10) más comunes y abundantes en los invernaderos.
Presentan polimorfismo, con hembras aladas y ápteras de reproducción vivípara. Las formas
áptera del primero presentan sifones negros en el cuerpo verde o amarillento, mientras que las
de Myzus son completamente verdes (en ocasiones pardas o rosadas). Forman colonias y se
distribuyen en focos que se dispersan, principalmente en primavera y otoño, mediante las
hembras aladas.
26
Figura 10. Pulgón (http://plantas.facilisimo.com).
- Trips (Frankliniella occidentalis)
Los adultos colonizan los cultivos ubicando sus huevecillos dentro de los tejidos vegetales en
hojas, frutos y, preferentemente, en flores, donde se localizan los mayores niveles de población
de adultos y larvas nacidas de los huevecillos. Los daños se producen por larvas y adultos
durante su alimentación, la cual ocurre sobre todo en el envés de las hojas (Figura 11), dejando
un aspecto plateado en los órganos afectados que luego se necrosan. Estos síntomas pueden
apreciarse cuando afectan a frutos sobre todo en pimiento y cuando son muy extensos en
hojas. El daño indirecto es el que se revela con mayor importancia y se debe a la transmisión
del virus del bronceado del tomate (TSWV), que afecta a pimiento, tomate, berenjena y
leguminosas.
Figura 11. Trips trasmisores de virus (www.sinsemillasevilla.com).26
Figura 10. Pulgón (http://plantas.facilisimo.com).
- Trips (Frankliniella occidentalis)
Los adultos colonizan los cultivos ubicando sus huevecillos dentro de los tejidos vegetales en
hojas, frutos y, preferentemente, en flores, donde se localizan los mayores niveles de población
de adultos y larvas nacidas de los huevecillos. Los daños se producen por larvas y adultos
durante su alimentación, la cual ocurre sobre todo en el envés de las hojas (Figura 11), dejando
un aspecto plateado en los órganos afectados que luego se necrosan. Estos síntomas pueden
apreciarse cuando afectan a frutos sobre todo en pimiento y cuando son muy extensos en
hojas. El daño indirecto es el que se revela con mayor importancia y se debe a la transmisión
del virus del bronceado del tomate (TSWV), que afecta a pimiento, tomate, berenjena y
leguminosas.
Figura 11. Trips trasmisores de virus (www.sinsemillasevilla.com).26
Figura 10. Pulgón (http://plantas.facilisimo.com).
- Trips (Frankliniella occidentalis)
Los adultos colonizan los cultivos ubicando sus huevecillos dentro de los tejidos vegetales en
hojas, frutos y, preferentemente, en flores, donde se localizan los mayores niveles de población
de adultos y larvas nacidas de los huevecillos. Los daños se producen por larvas y adultos
durante su alimentación, la cual ocurre sobre todo en el envés de las hojas (Figura 11), dejando
un aspecto plateado en los órganos afectados que luego se necrosan. Estos síntomas pueden
apreciarse cuando afectan a frutos sobre todo en pimiento y cuando son muy extensos en
hojas. El daño indirecto es el que se revela con mayor importancia y se debe a la transmisión
del virus del bronceado del tomate (TSWV), que afecta a pimiento, tomate, berenjena y
leguminosas.
Figura 11. Trips trasmisores de virus (www.sinsemillasevilla.com).
27
- Orugas (Spodoptera exigua)
La principal diferencia entre especies en el estado larvario se aprecia en el número de falsas
patas abdominales (5 en Spodoptera y Heliothis y 2 en Autographa y Chrysodeixis), o en la
forma de desplazarse en Autographa y Chrysodeixis arqueando el cuerpo (orugas camello). La
presencia de sedas (“pelos” largos) en la superficie del cuerpo de la larva de Heliothis, o la
coloración marrón oscuro, sobre todo de patas y cabeza, en las orugas de Spodoptera litoralis,
también-las-diferencia-del-resto-de-la-especies.
La biología de estas especies es bastante similar, pasando por estados de huevo, 5-6 estados
larvarios y pupa. Los huevos son depositados en las hojas, preferentemente en el envés, con un
número elevado de especies del género Spodoptera, mientras que las demás lo hacen de forma
aislada. Los daños son causados por las larvas al alimentarse. En Spodoptera y Heliothis el
estado de pupa se realiza en el suelo y en Chrysodeixis chalcites y Autographa gamma, en las
hojas. Los adultos son polillas de hábitos nocturnos y crepusculares. Los daños pueden
clasificarse de la siguiente forma: daños ocasionados al follaje (Spodoptera y Chrysodeixis),
daños ocasionados a los frutos (Heliothis y Spodoptera) y daños ocasionados en los tallos
(Heliothis y Ostrinia) que pueden llegar a cegar las plantas.
- Cochinillas (Pseudococcus affinis Maskell)
Se trata de un insecto muy polífago y cosmopolita. En los invernaderos de pimientos suelen
tener varias generaciones, estando su máximo poblacional en verano. Las condiciones más
óptimas para su multiplicación y desarrollo son temperaturas entre 25-30º C y humedades
relativas elevadas. Las hembras depositan los huevos bajo los filamentos algodonosos que
cubren su cuerpo. Los huevos son elípticos, lisos y amarillos. Las larvas neonatas son amarillas
y poseen un par de pelos muy finos en el extremo posterior; una vez desarrolladas adquieren
un color grisáceo característico. Las pupas tienen una tonalidad rojiza y se protegen debajo de
un capullo filamentoso producido por las larvas. Los machos adultos tienen el cuerpo rojo, con
el abdomen ligeramente más claro y un par de alas grisáceas más largas que el cuerpo. La
infección puede tener lugar a partir de las malas hierbas presentes en los bordes interiores de
los invernaderos. La colonización de las plantas tiene lugar en sentido ascendente; siendo los
estratos medios los de mayor actividad y densidad poblacional. Los daños directos que
ocasionan van desde la inyección de saliva a la extracción de savia de la planta, los cuales
frenan el crecimiento y ocasionan deformaciones en los órganos en crecimiento.
28
- Nemátodos (Meloidogyne javanica, M. arenaria y M. incognita)
Afectan prácticamente a todos los cultivos hortícolas, produciendo los típicos nódulos en las
raíces que le dan el nombre común de “batatilla”. Penetran en las raíces desde el suelo. Las
hembras al ser fecundadas se llenan de huevos tomando un aspecto globoso dentro de las
raíces (Figura 12). Esto unido a la hipertrofia que producen en los tejidos de las mismas, da
lugar a la formación nódulos consecutivos en la raíz. Estos daños producen la obstrucción de
vasos e impiden la absorción por las raíces, traduciéndose en un menor desarrollo de la planta
y aparición de síntomas de marchitez en verde en las horas de más calor, clorosis y enanismo.
Se distribuyen por rodales o líneas y se transmiten con facilidad por el agua de riego, con el
calzado, con los aperos y con cualquier medio de transporte de tierra. Además, los nemátodos
interaccionan con otros organismos patógenos, bien de manera activa (como vectores de
virus), bien de manera pasiva facilitando la entrada de bacterias y hongos por las heridas que
han provocado (Infoagro, 2011).
Figura 12. Daños causados por nematodos en raíz de pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
2.8.2. EnfermedadesLas enfermedades provocadas en el cultivo de pimiento son provocadas por microorganismos
nativos del suelo son consideradas como las de mayor importancia. Sin embargo, los agentes
causales de este tipo de enfermedades han sido asociados casi exclusivamente a hongos como
Phytophthora spp., Rhizoctonia spp., Fusarium spp. y otros menos comunes (Velásquez et al.,
2004). Con excepción de la presencia del nematodo formador de agallas (Meloidogyne spp)
poco se conoce acerca de la presencia de otros géneros fitoparásitos de nematodos (Velásquez
et al., 2005).
28
- Nemátodos (Meloidogyne javanica, M. arenaria y M. incognita)
Afectan prácticamente a todos los cultivos hortícolas, produciendo los típicos nódulos en las
raíces que le dan el nombre común de “batatilla”. Penetran en las raíces desde el suelo. Las
hembras al ser fecundadas se llenan de huevos tomando un aspecto globoso dentro de las
raíces (Figura 12). Esto unido a la hipertrofia que producen en los tejidos de las mismas, da
lugar a la formación nódulos consecutivos en la raíz. Estos daños producen la obstrucción de
vasos e impiden la absorción por las raíces, traduciéndose en un menor desarrollo de la planta
y aparición de síntomas de marchitez en verde en las horas de más calor, clorosis y enanismo.
Se distribuyen por rodales o líneas y se transmiten con facilidad por el agua de riego, con el
calzado, con los aperos y con cualquier medio de transporte de tierra. Además, los nemátodos
interaccionan con otros organismos patógenos, bien de manera activa (como vectores de
virus), bien de manera pasiva facilitando la entrada de bacterias y hongos por las heridas que
han provocado (Infoagro, 2011).
Figura 12. Daños causados por nematodos en raíz de pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
2.8.2. EnfermedadesLas enfermedades provocadas en el cultivo de pimiento son provocadas por microorganismos
nativos del suelo son consideradas como las de mayor importancia. Sin embargo, los agentes
causales de este tipo de enfermedades han sido asociados casi exclusivamente a hongos como
Phytophthora spp., Rhizoctonia spp., Fusarium spp. y otros menos comunes (Velásquez et al.,
2004). Con excepción de la presencia del nematodo formador de agallas (Meloidogyne spp)
poco se conoce acerca de la presencia de otros géneros fitoparásitos de nematodos (Velásquez
et al., 2005).
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- Nemátodos (Meloidogyne javanica, M. arenaria y M. incognita)
Afectan prácticamente a todos los cultivos hortícolas, produciendo los típicos nódulos en las
raíces que le dan el nombre común de “batatilla”. Penetran en las raíces desde el suelo. Las
hembras al ser fecundadas se llenan de huevos tomando un aspecto globoso dentro de las
raíces (Figura 12). Esto unido a la hipertrofia que producen en los tejidos de las mismas, da
lugar a la formación nódulos consecutivos en la raíz. Estos daños producen la obstrucción de
vasos e impiden la absorción por las raíces, traduciéndose en un menor desarrollo de la planta
y aparición de síntomas de marchitez en verde en las horas de más calor, clorosis y enanismo.
Se distribuyen por rodales o líneas y se transmiten con facilidad por el agua de riego, con el
calzado, con los aperos y con cualquier medio de transporte de tierra. Además, los nemátodos
interaccionan con otros organismos patógenos, bien de manera activa (como vectores de
virus), bien de manera pasiva facilitando la entrada de bacterias y hongos por las heridas que
han provocado (Infoagro, 2011).
Figura 12. Daños causados por nematodos en raíz de pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
2.8.2. EnfermedadesLas enfermedades provocadas en el cultivo de pimiento son provocadas por microorganismos
nativos del suelo son consideradas como las de mayor importancia. Sin embargo, los agentes
causales de este tipo de enfermedades han sido asociados casi exclusivamente a hongos como
Phytophthora spp., Rhizoctonia spp., Fusarium spp. y otros menos comunes (Velásquez et al.,
2004). Con excepción de la presencia del nematodo formador de agallas (Meloidogyne spp)
poco se conoce acerca de la presencia de otros géneros fitoparásitos de nematodos (Velásquez
et al., 2005).
29
A continuación se describen algunas de estas enfermedades que alteran el cultivo del pimiento
morrón de acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com:
-Oidiopsis (Leveillula taurica Lev. Arnaud)
La principal enfermedad que afecta el cultivo de pimiento es la pudrición de la raíz (Velásquez
et al., 2004), sin embargo, la cenicilla polvorienta (CP) provocada por el hongo endoparásito
Oidiopsis sp. (Estado perfecto: Leveillula taurica (Lév.) G. Arnaud) es la enfermedad foliar de
mayor impacto en la producción, ya que frecuentemente es necesario llevar acabo aspersiones
de fungicidas para impedir la defoliación del cultivo. La CP del pimiento es una enfermedad
relativamente nueva, en el centro y norte de México fue inicialmente reportada en 1999. Los
síntomas iniciales de la enfermedad aparecen en el follaje más viejo de la planta y
eventualmente pueden manifestarse en las hojas más jóvenes. Las características xerofíticas
de Oidiopsis sp, lo convierten en un patógeno de particular importancia en regiones áridas
donde los cultivos están sujetos a irrigación. La duración del periodo de incubación de este
patógeno es de 18 a 21 días sobre plantas de chile (Velásquez et al., 1999).
Es un hongo parásito de desarrollo semi-interno, cuyos conidióforos salen hacia el exterior a
través del estoma. Los síntomas que aparecen son manchas amarillas en el haz que se
necrosan por el centro, observándose un fieltro blanquecino por el envés(Figura 13). En caso
de una infección fuerte sobre la hoja, esta se seca y desprende. Las solanáceas silvestres
actúan como fuente de inóculo. Se desarrolla a 10-35º C con un óptimo de 26º C y una
humedad relativa del 70% (Nuez et al., 2003).
Figura 13. Daños causados por Oidiopsis en plantas de
pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011). 29
A continuación se describen algunas de estas enfermedades que alteran el cultivo del pimiento
morrón de acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com:
-Oidiopsis (Leveillula taurica Lev. Arnaud)
La principal enfermedad que afecta el cultivo de pimiento es la pudrición de la raíz (Velásquez
et al., 2004), sin embargo, la cenicilla polvorienta (CP) provocada por el hongo endoparásito
Oidiopsis sp. (Estado perfecto: Leveillula taurica (Lév.) G. Arnaud) es la enfermedad foliar de
mayor impacto en la producción, ya que frecuentemente es necesario llevar acabo aspersiones
de fungicidas para impedir la defoliación del cultivo. La CP del pimiento es una enfermedad
relativamente nueva, en el centro y norte de México fue inicialmente reportada en 1999. Los
síntomas iniciales de la enfermedad aparecen en el follaje más viejo de la planta y
eventualmente pueden manifestarse en las hojas más jóvenes. Las características xerofíticas
de Oidiopsis sp, lo convierten en un patógeno de particular importancia en regiones áridas
donde los cultivos están sujetos a irrigación. La duración del periodo de incubación de este
patógeno es de 18 a 21 días sobre plantas de chile (Velásquez et al., 1999).
Es un hongo parásito de desarrollo semi-interno, cuyos conidióforos salen hacia el exterior a
través del estoma. Los síntomas que aparecen son manchas amarillas en el haz que se
necrosan por el centro, observándose un fieltro blanquecino por el envés(Figura 13). En caso
de una infección fuerte sobre la hoja, esta se seca y desprende. Las solanáceas silvestres
actúan como fuente de inóculo. Se desarrolla a 10-35º C con un óptimo de 26º C y una
humedad relativa del 70% (Nuez et al., 2003).
Figura 13. Daños causados por Oidiopsis en plantas de
pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011). 29
A continuación se describen algunas de estas enfermedades que alteran el cultivo del pimiento
morrón de acuerdo al autor Nuez et al., 2003 y la pagina www.infoagro.com:
-Oidiopsis (Leveillula taurica Lev. Arnaud)
La principal enfermedad que afecta el cultivo de pimiento es la pudrición de la raíz (Velásquez
et al., 2004), sin embargo, la cenicilla polvorienta (CP) provocada por el hongo endoparásito
Oidiopsis sp. (Estado perfecto: Leveillula taurica (Lév.) G. Arnaud) es la enfermedad foliar de
mayor impacto en la producción, ya que frecuentemente es necesario llevar acabo aspersiones
de fungicidas para impedir la defoliación del cultivo. La CP del pimiento es una enfermedad
relativamente nueva, en el centro y norte de México fue inicialmente reportada en 1999. Los
síntomas iniciales de la enfermedad aparecen en el follaje más viejo de la planta y
eventualmente pueden manifestarse en las hojas más jóvenes. Las características xerofíticas
de Oidiopsis sp, lo convierten en un patógeno de particular importancia en regiones áridas
donde los cultivos están sujetos a irrigación. La duración del periodo de incubación de este
patógeno es de 18 a 21 días sobre plantas de chile (Velásquez et al., 1999).
Es un hongo parásito de desarrollo semi-interno, cuyos conidióforos salen hacia el exterior a
través del estoma. Los síntomas que aparecen son manchas amarillas en el haz que se
necrosan por el centro, observándose un fieltro blanquecino por el envés(Figura 13). En caso
de una infección fuerte sobre la hoja, esta se seca y desprende. Las solanáceas silvestres
actúan como fuente de inóculo. Se desarrolla a 10-35º C con un óptimo de 26º C y una
humedad relativa del 70% (Nuez et al., 2003).
Figura 13. Daños causados por Oidiopsis en plantas de
pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
30
-Podredumbre gris (Botryotinia fuckeliana de Bary Whetrel)
Parásito que ataca un amplio número de especies vegetales, afectando a todos los cultivos
hortícolas, puede llagar a comportarse como parásito y saprofito. En plántulas produce
Damping-off (Figura 14). En hojas y flores se producen lesiones pardas. En frutos tiene lugar
una podredumbre blanda (más o menos acuosa, según el tejido), en los que se observa el
micelio-gris-de-hongo.
Las principales fuentes de inoculo las constituyen las conidias presentes en restos vegetales,
que son dispersados por el viento, salpicaduras de lluvia, gotas de condensación en plástico y
agua de riego. La temperatura, humedad y fenología influyen en la enfermedad de forma
separada o conjunta. La humedad relativa óptima oscila alrededor del 95% y la temperatura
entre 17º C y 23º C. Los pétalos infectados y desprendidos actúan dispersando el hongo.
Figura 14. Daños causados por Damping off en plantas de pimiento morrón (Fotografía tomada
por Grajales, F., 2011).
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-Podredumbre gris (Botryotinia fuckeliana de Bary Whetrel)
Parásito que ataca un amplio número de especies vegetales, afectando a todos los cultivos
hortícolas, puede llagar a comportarse como parásito y saprofito. En plántulas produce
Damping-off (Figura 14). En hojas y flores se producen lesiones pardas. En frutos tiene lugar
una podredumbre blanda (más o menos acuosa, según el tejido), en los que se observa el
micelio-gris-de-hongo.
Las principales fuentes de inoculo las constituyen las conidias presentes en restos vegetales,
que son dispersados por el viento, salpicaduras de lluvia, gotas de condensación en plástico y
agua de riego. La temperatura, humedad y fenología influyen en la enfermedad de forma
separada o conjunta. La humedad relativa óptima oscila alrededor del 95% y la temperatura
entre 17º C y 23º C. Los pétalos infectados y desprendidos actúan dispersando el hongo.
Figura 14. Daños causados por Damping off en plantas de pimiento morrón (Fotografía tomada
por Grajales, F., 2011).
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-Podredumbre gris (Botryotinia fuckeliana de Bary Whetrel)
Parásito que ataca un amplio número de especies vegetales, afectando a todos los cultivos
hortícolas, puede llagar a comportarse como parásito y saprofito. En plántulas produce
Damping-off (Figura 14). En hojas y flores se producen lesiones pardas. En frutos tiene lugar
una podredumbre blanda (más o menos acuosa, según el tejido), en los que se observa el
micelio-gris-de-hongo.
Las principales fuentes de inoculo las constituyen las conidias presentes en restos vegetales,
que son dispersados por el viento, salpicaduras de lluvia, gotas de condensación en plástico y
agua de riego. La temperatura, humedad y fenología influyen en la enfermedad de forma
separada o conjunta. La humedad relativa óptima oscila alrededor del 95% y la temperatura
entre 17º C y 23º C. Los pétalos infectados y desprendidos actúan dispersando el hongo.
Figura 14. Daños causados por Damping off en plantas de pimiento morrón (Fotografía tomada
por Grajales, F., 2011).
31
-Podredumbre blanca (Sclerotinia sclerotiorum Lib de Bary)
Hongo polífago que ataca a la mayoría de las especies hortícolas. En plántulas produce
Damping-off (Figura 14). En planta produce una podredumbre blanda (no desprende mal olor)
acuosa al principio que posteriormente se seca más o menos según la suculencia de los tejidos
afectados, cubriéndose de un abundante micelio algodonoso blanco, observándose la
presencia de numerosos esclerocios, blancos al principio y negros más tarde. Los ataques al
tallo con frecuencia colapsan la planta, que muere con rapidez, observándose los esclerocios
en el interior del tallo. La enfermedad comienza a partir de esclerocios del suelo procedentes
de infecciones anteriores, que germinan en condiciones de humedad relativa alta y
temperaturas suaves, produciendo un número variable de apotecios. El apotecio cuando está
maduro descarga numerosas esporas, que afectan sobre todo a los pétalos. Cuando caen
sobre tallos, ramas u hojas producen la infección secundaria.
-Seca o tristeza (Phytophthora capsici Leonina)
Puede a tacar a la plántula y a la planta. El ataque puede ser distinto dependiendo de diversos
factores, como son las condiciones climáticas, cantidad de inóculo, variedad, suelo, estado
vegetativo de la planta, etc. La parte aérea manifiesta una marchitez irreversible (sin previo
amarillamiento). En las raíces se produce una podredumbre que se manifiesta con un
engrosamiento y chancro en la parte del cuello. Los síntomas pueden confundirse con la asfixia
radicular.
-Roña o sarna bacteriana (Xanthomonas campestris pv. vesicatoria)
En hojas aparecen manchas pequeñas, húmedas al principio que posteriormente se hacen
circulares e irregulares, con márgenes amarillos, translúcidas y centros pardos posteriormente
apergaminados. En el tallo se forman pústulas negras o pardas y elevadas. Los frutos se ven
afectados por manchas negras (Figura 15). Se transmite por semilla. Se dispersa por lluvias,
rocíos, viento, etc. Afecta sobre todo en zonas cálidas y húmedas.
32
Figura 15. Daños causados por la roña o sarna bacteriana en fruto (www.ces.ncsu.edu).
-Podredumbre blanda (Erwinia carotovora subsp. Carotovora Jones Bergey et al.)
Bacteria polífaga que ataca a la mayoría de las especies hortícolas. Penetra por heridas e
invade tejidos medulares, provocando generalmente podredumbres acuosas y blandas que
suelen desprender olor nauseabundo. Externamente en el tallo aparecen manchas negruzcas y
húmedas (Figura 16). En general la planta suele morir. En frutos también puede producir
podredumbres acuosas. Tiene gran capacidad saprofítica, por lo que puede sobrevivir en el
suelo, agua de riego y raíces de malas hierbas. Las condiciones favorables para el desarrollo
de la enfermedad son altas humedades relativas y temperaturas entre 25 y 35º C.
Figura 16. Daños causados por la podredumbre blanca bacteriana en plantas de pimirnot
morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).32
Figura 15. Daños causados por la roña o sarna bacteriana en fruto (www.ces.ncsu.edu).
-Podredumbre blanda (Erwinia carotovora subsp. Carotovora Jones Bergey et al.)
Bacteria polífaga que ataca a la mayoría de las especies hortícolas. Penetra por heridas e
invade tejidos medulares, provocando generalmente podredumbres acuosas y blandas que
suelen desprender olor nauseabundo. Externamente en el tallo aparecen manchas negruzcas y
húmedas (Figura 16). En general la planta suele morir. En frutos también puede producir
podredumbres acuosas. Tiene gran capacidad saprofítica, por lo que puede sobrevivir en el
suelo, agua de riego y raíces de malas hierbas. Las condiciones favorables para el desarrollo
de la enfermedad son altas humedades relativas y temperaturas entre 25 y 35º C.
Figura 16. Daños causados por la podredumbre blanca bacteriana en plantas de pimirnot
morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).32
Figura 15. Daños causados por la roña o sarna bacteriana en fruto (www.ces.ncsu.edu).
-Podredumbre blanda (Erwinia carotovora subsp. Carotovora Jones Bergey et al.)
Bacteria polífaga que ataca a la mayoría de las especies hortícolas. Penetra por heridas e
invade tejidos medulares, provocando generalmente podredumbres acuosas y blandas que
suelen desprender olor nauseabundo. Externamente en el tallo aparecen manchas negruzcas y
húmedas (Figura 16). En general la planta suele morir. En frutos también puede producir
podredumbres acuosas. Tiene gran capacidad saprofítica, por lo que puede sobrevivir en el
suelo, agua de riego y raíces de malas hierbas. Las condiciones favorables para el desarrollo
de la enfermedad son altas humedades relativas y temperaturas entre 25 y 35º C.
Figura 16. Daños causados por la podredumbre blanca bacteriana en plantas de pimirnot
morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
33
2.9. Aprovechamiento de microorganismos benéficios en la agriculturaUna forma de eficientizar la producción agrícola, es a través del uso de microorganismos del
suelo, los cuales pueden mejorar las características físicas, químicas y biológicas del
agroecosistema. Con el uso de los microorganismos en la agricultura como los hongos
micorrízico arbusculares (HMA) y rizobacterias (PGPR), se mejoran las propiedades físicas del
suelo, el crecimiento de las plantas y el reciclado de nutrientes del suelo. Gracias a estos
microorganismos existe una mejor asimilación de nutrientes a través de la liberación del fósforo,
potasio, fijación biológica del nitrógeno, producción de hormonas vegetales, simbiosis con
hongos, bacterias y control biológico natural (Román et al., 2005).
La importancia de las bacterias en la agricultura sustentable, está basada en función de unir a la
planta con el suelo, el servir como agentes de transporte nutrimental entre otros componentes,
teniendo un impacto en la conservación del suelo. La inoculación con rizobacterias promotoras
del crecimiento vegetal (PGPR), y el control biológico de prácticas agrícolas favorecen la
producción y son alternativas viables que pueden ser empleadas para la solución de algunos
problemas de la agricultura, teniendo una repercusión favorable en el ambiente. El desarrollo
vegetal puede incrementar por la utilización de elementos biológicos que actúen en forma
coordinada con la interface suelo-raíz, entre otros organismos rizosfericos como bacterias
(Azcón y Barea, 1996).
En la rizósfera se llevan a cabo importantes procesos, que definen el desarrollo y producción de
las plantas. Existe un flujo de compuestos producto de la fotosíntesis, que son exudados por la
raíz, en forma de carbohidratos, aminoácidos, vitaminas, enzimas y nucleótidos, lo que hace de
la rizósfera, una zona ideal para el establecimiento de una gran variedad de microorganismos
(Davies et al, 2000).
2.9.1. Benéficios de las rizobacterias PGPR hacia las plantasEl termino PGPR (Plant Growth Promoting Rhizobacteria [Rizobacterias Promotoras Del
Crecimiento Vegetal]), se conoce desde 1978 y se acepta para describir a las bacterias que
habitan en la rizósfera de las plantas y que pueden tener un efecto positivo sobre los cultivos
(Dileep y Dubet, 1992).
El efecto benéfico de las rizobacterias radica en diferentes mecanismos mediante las cuales
ellas ejercen su acción. Bashan y Levanony (1990), plantean que los cambios más marcados de
34
la inoculación ocurren en el sistema radical de las plantas, lo que conlleva posteriormente a un
incremento en la adquisición de sustancias nutritivas y agua (Kloepper et al., 1989).
Las bacterias rizosfericas son capaces de producir sustancias fisiológicamente activas como:
vitaminas, giberelinas citoquininas, ácido indol-acético en cantidades importantes; las cuales,
mediante su acción conjunta estimulan la germinación de la semilla, aceleran el desarrollo de
las plantas e incrementan el rendimiento de los cultivos (Fendrik et al., 1995; Martínez et al.
1997).
Ciertos géneros bacterianos, fundamentalmente los de vida libre, fijan el nitrógeno atmosférico
en proporciones considerables (Martínez y Dibut 1996).
Los géneros Azospirillum y Azotobacter producen polisacáridos extracelulares durante el
crecimiento y proliferación. Estos compuestos son efectivos en la formación de agregados del
suelo, lo que trae como consecuencia mejoras en el intercambio gaseoso y capacidad hídrica
de los suelos (Goendi et al., 1995).
Las rizobacterias promotoras del crecimiento son organismos asilados de la rizósfera de las
plantas, las cuales promueven su crecimiento, a través de la producción de metabólicos
secundarios, los cuales pueden ser utilizados como reguladores de crecimiento precursores de
estos, o indirectamente por la supresión de microorganismos fitopatógenos, debido a la
producción de antibióticos, sideróforos o a la inducción de mecanismos de resistencia sistémica,
éstos compuestos con alta afinidad por el Fe+3, que son elaborados por una gran variedad de
microorganismos, generalmente del género Pseudomonas. Estos metabolitos suprimen las
enfermedades a través del secuestro de Fe, convirtiéndolo en un factor limitante para el
crecimiento del patógeno en la rizósfera de los cultivos. Éste proceso es llevado a cabo por la
interacción planta-suelo-microorganismo (Miranda et al., 1998).
Aunque las propuestas están basadas en evidencias experimentales, son cuantitativamente
insuficientes para soportar el hecho de que alguno de los mecanismos sea sólo el responsable
de los cambios que se producen en el crecimiento de las plantas (Bashan, 1993).
Dentro del grupo de las PGPR, se incluyen varios géneros bacterianos. Se destacan entre ellos,
Anthrobacter, Bacillus, Enterobacter y Serratia (Kloepper et al., 1989). Azospirillum,
35
Pseudomonas y Azotobacter constituyeron candidatos ideales dentro de este grupo (Bashan,
1993).
2.9.2. Rizobacterias PGPR agentes promotores del crecimiento y controlbiológico en plantas
Ciertos microorganismos del suelo pueden incrementar la disponibilidad de los nutrientes para
las plantas, otros producen compuestos como vitaminas, hormonas o antibióticos que
contribuyen a la salud vegetal y a la obtención de altos rendimientos. El hombre con el
desarrollo tecnológico aplicó métodos microbiológicos para estudiar estos microorganismos y
utilizarlos posteriormente, bajo el nombre genérico de biofertilizantes, en las prácticas agrícolas
contemporáneas (Campagnoni, 1997).
Desde el punto de vista ecológico, la aplicación correcta de estos productos permite reducir el
uso de energía, la degradación del agroecosistemas y las pérdidas de nutrientes. En adición,
mantienen la capacidad productiva del sistema, preservan la biodiversidad y contribuyen con
una producción más estable y sostenida a largo plazo en equilibrio con el entorno (Mesa et al.,
1995).
Las bacterias también actúan como control biológico en el caso de algunos hongos patógenos
del suelo como Pythium, Phytophthora y Fusarim, entre otros (Dileep y Dubet, 1992).
Estos microorganismos tienen la peculiaridad de incrementar la capacidad de las plantas para
absorber nutrimentos como nitrógeno (Kapulnik et al., 1985), fósforo (Lifshitz et al., 1987) y
potasio (Williamson y Jones, 1973), favorecer la síntesis de antibióticos, producción de
sustancias promotoras de crecimiento, fitohormonas y sideróforos, así como la habilidad para
solubilizar fosfatos (Okon y Kapulnik, 1986).
Las PGPR son capaces de sobrevivir a la inoculación sobre semillas o suelo, multiplicándose en
la espermósfera como respuesta a los exudados de la raíz (por lo general ricos en
carbohidratos y aminoácidos) a la cual se unen y colonizan (Kloepper, 1993).
36
2.9.3. El género PseudomonasEl género Pseudomonas constituye uno de los principales grupos de rizobacterias con actividad
promotora de crecimiento vegetal. Pertenece a la familia Pseudomonadaceae y se divide en dos
grandes grupos que se determinan por la producción de pigmentos, encontrándose especies
fluorescentes y no fluorescentes que pueden resultar beneficiosas o patógenas para las plantas
o animales. Se destacan dentro de este género, las especies Pseudomonas fluorescens y
Pseudomonas cepacia (Hernández et al., 1997).
Entre sus mecanismos de acción se destacan el aumento de la toma de agua y nutrientes por la
planta, la producción de fitohormonas y el biocontrol de patógenos, por lo que es de gran
importancia el aislamiento y caracterización de cepas que estén incluidas en esta clasificación y
que puedan ser utilizadas como biofertilizantes en cultivos de interés agrícola (Hernández et
al., 1998; Fernández et al., 1998).
El género Pseudomonas, es capaz de producir auxinas durante su proceso metabólico. En un
estudio de caracterización de 29 cepas bacterianas, encontraron que ciertas cepas de
Pseudomonas cepacia, producían ácido-idol-acético (Hernández et al., 1998).
Las bacterias pertenecientes al grupo de las fluorescentes, tales como Pseudomonas
fluorescens y Pseudomonas putida, pueden colonizar un amplio rango de cultivos y son
antagonistas de varios patógenos que se encuentran asociados a las raíces de la plantas como
Fusarium, Phytophthora, Rhizoctonia y Sclerotium (Durkhead et al., 1995).
Pseudomonas fluorescens produce sideróforos del tipo catecol y Pseudomonas cepacia del tipo
hidroxamato. Ambas especies producen una gran variedad de metabolitos fitotóxicos y
siderófos con propiedades antibióticas contra hongos y bacterias Fitopatógenas (Fernández et
al., 1998).
a) Pseudomonas putida es capaz de sintetizar la enzima 1-aminociclopropano-1-
carboxilato desaminasa ACC. Esta enzima hidroliza el ACC precursor inmediato de la
biosíntesis del etileno en plantas, lo hidroliza a nivel rizósferico, provocando una
disminución en la concentración de ACC en plantas, que se traduce en una elongación
radicular. Además el etileno estimula la germinación, rompe la dormancia de semillas y
37
actúa sinérgicamente con otros microorganismos como bacterias fijadoras simbióticas
(De Freitas et al., 1993).
b) Pseudomonas fluorescens es una bacteria que posee la capacidad de distribuir la acción
de fitopatógenos a través de la producción de sideróforos y antibióticos que se puede
emplear en gran variedad de sustratos en su metabolismo carbonado. Se considera que
la inoculación de esta bacteria podría disminuir el empleo de los agroquímicos que se
emplean en la producción vegetal (Lemanceau, 1992).
Las Pseudomonas y las acinetobacter se distribuyen ampliamente en suelo y agua. Las
Pseudomonas son bacilos gramnegativos, dotados de motilidad y aerobios, algunos de los
cuales producen pigmentos hidrosolubles. Se distribuyen ampliamente en el suelo, agua,
plantas y animales (Hernández et al., 1997).
38
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación del área de trabajoEl presente trabajo se realizó en dos partes: la primera en la dependencia UNCADER N° 2
(Unidad de Capacitación para el Desarrollo Rural) que se encuentra ubicada en la Calle
Tlanalapa s/n., Los Carriles. Coatepec Veracruz-Llave, México, en las coordenadas 19° 27´ de
longitud norte y 96° 57´ de longitud oeste, a una altura de 1230 msnm (Figura 17). La segunda
se realizó en los Laboratorios de Suelos y Química Agrícola de la Facultad de Ciencias
Agrícolas, Campus Xalapa de la Universidad Veracruzana, localizados en la ciudad de Xalapa,
Veracruz, México (Figura 18) (www.coatepec.gob.mx).
3.2. Material genéticoSe utilizaron semillas de pimiento morrón de la variedad “California Wonder” con maduración
fisiológica de color verde-rojo, caracterizados por pertenecer al grupo de chiles dulces, cualidad
que le permite tener alto impacto y demanda en el mercado.
Figura 17. Ubicación de la Unidad de
Capacitación para el Desarrollo Rural
(UNCADER), en Coatepec Veracruz
(earth.google.es).
Figura 18. Facultad de Ciencias
Agrícolas, Universidad Veracruzana,
Campus Xalapa (www.uv.mx)..
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III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación del área de trabajoEl presente trabajo se realizó en dos partes: la primera en la dependencia UNCADER N° 2
(Unidad de Capacitación para el Desarrollo Rural) que se encuentra ubicada en la Calle
Tlanalapa s/n., Los Carriles. Coatepec Veracruz-Llave, México, en las coordenadas 19° 27´ de
longitud norte y 96° 57´ de longitud oeste, a una altura de 1230 msnm (Figura 17). La segunda
se realizó en los Laboratorios de Suelos y Química Agrícola de la Facultad de Ciencias
Agrícolas, Campus Xalapa de la Universidad Veracruzana, localizados en la ciudad de Xalapa,
Veracruz, México (Figura 18) (www.coatepec.gob.mx).
3.2. Material genéticoSe utilizaron semillas de pimiento morrón de la variedad “California Wonder” con maduración
fisiológica de color verde-rojo, caracterizados por pertenecer al grupo de chiles dulces, cualidad
que le permite tener alto impacto y demanda en el mercado.
Figura 17. Ubicación de la Unidad de
Capacitación para el Desarrollo Rural
(UNCADER), en Coatepec Veracruz
(earth.google.es).
Figura 18. Facultad de Ciencias
Agrícolas, Universidad Veracruzana,
Campus Xalapa (www.uv.mx)..
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III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación del área de trabajoEl presente trabajo se realizó en dos partes: la primera en la dependencia UNCADER N° 2
(Unidad de Capacitación para el Desarrollo Rural) que se encuentra ubicada en la Calle
Tlanalapa s/n., Los Carriles. Coatepec Veracruz-Llave, México, en las coordenadas 19° 27´ de
longitud norte y 96° 57´ de longitud oeste, a una altura de 1230 msnm (Figura 17). La segunda
se realizó en los Laboratorios de Suelos y Química Agrícola de la Facultad de Ciencias
Agrícolas, Campus Xalapa de la Universidad Veracruzana, localizados en la ciudad de Xalapa,
Veracruz, México (Figura 18) (www.coatepec.gob.mx).
3.2. Material genéticoSe utilizaron semillas de pimiento morrón de la variedad “California Wonder” con maduración
fisiológica de color verde-rojo, caracterizados por pertenecer al grupo de chiles dulces, cualidad
que le permite tener alto impacto y demanda en el mercado.
Figura 17. Ubicación de la Unidad de
Capacitación para el Desarrollo Rural
(UNCADER), en Coatepec Veracruz
(earth.google.es).
Figura 18. Facultad de Ciencias
Agrícolas, Universidad Veracruzana,
Campus Xalapa (www.uv.mx)..
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3.2.1. Obtención y propagación de cepas rizobacterianas
Las cepas rizobacterianas evaluadas fueron FCA-8, FCA-56 y Mix (combinación de las cepas
FCA-8 y FCA-56) (Figura 19), las cuales fueron proporcionadas por el Laboratorio de Química
Agrícola perteneciente a la Facultad de Ciencias Agrícolas Campus Xalapa de la Universidad
Veracruzana.
Figura 19. Inoculó de las cepas rizobacterianas FCA-8 y FCA-56 de P. putida (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
En condiciones asépticas de laboratorio mediante una campana de flujo laminar horizontal, las
cepas bacterianas fueron colocadas por separado en matraces Erlenmayer (de 125 mL en
volumen) previamente esterilizados, los cuales contenían 50 mL de medio de cultivo B de King.
Para la elaboración de este medio se requiere de: glicerol 0 mL L⁻¹, peptona de carne 15 Gl-1,
fosfato de potasio dibásico 1.5 g L⁻¹ y sulfato de magnesio (1 M) 1 mL L⁻¹ (Figura 14). Para
promover su crecimiento se mantuvieron en una estufa de incubación a temperatura de 28° C
durante 72 horas. Al finalizar del tiempo antes mencionado, se procedió a determinar el grado
de crecimiento mediante la turbidez de los cultivos con aspecto lechoso y coloración verde
limón fluorescente, el cual se determinó en un espectrofotómetro Génesis 10 UV Thermo
Spectronic a una longitud de onda de 660 nanómetros, estabilizando la concentración de las
cepas rizobacterianas en 109 células por mL.
3.3. Acondicionamiento del invernaderoEl invernadero utilizado fue el de tipo túnel (Figura 20) con una superficie de 400 m2, con
espacio útil de 5 camas (31 x 1.10 m) las cuales presentaron un sistema de riego por goteo
mediante cintillas de polietileno negro.
39
3.2.1. Obtención y propagación de cepas rizobacterianas
Las cepas rizobacterianas evaluadas fueron FCA-8, FCA-56 y Mix (combinación de las cepas
FCA-8 y FCA-56) (Figura 19), las cuales fueron proporcionadas por el Laboratorio de Química
Agrícola perteneciente a la Facultad de Ciencias Agrícolas Campus Xalapa de la Universidad
Veracruzana.
Figura 19. Inoculó de las cepas rizobacterianas FCA-8 y FCA-56 de P. putida (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
En condiciones asépticas de laboratorio mediante una campana de flujo laminar horizontal, las
cepas bacterianas fueron colocadas por separado en matraces Erlenmayer (de 125 mL en
volumen) previamente esterilizados, los cuales contenían 50 mL de medio de cultivo B de King.
Para la elaboración de este medio se requiere de: glicerol 0 mL L⁻¹, peptona de carne 15 Gl-1,
fosfato de potasio dibásico 1.5 g L⁻¹ y sulfato de magnesio (1 M) 1 mL L⁻¹ (Figura 14). Para
promover su crecimiento se mantuvieron en una estufa de incubación a temperatura de 28° C
durante 72 horas. Al finalizar del tiempo antes mencionado, se procedió a determinar el grado
de crecimiento mediante la turbidez de los cultivos con aspecto lechoso y coloración verde
limón fluorescente, el cual se determinó en un espectrofotómetro Génesis 10 UV Thermo
Spectronic a una longitud de onda de 660 nanómetros, estabilizando la concentración de las
cepas rizobacterianas en 109 células por mL.
3.3. Acondicionamiento del invernaderoEl invernadero utilizado fue el de tipo túnel (Figura 20) con una superficie de 400 m2, con
espacio útil de 5 camas (31 x 1.10 m) las cuales presentaron un sistema de riego por goteo
mediante cintillas de polietileno negro.
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3.2.1. Obtención y propagación de cepas rizobacterianas
Las cepas rizobacterianas evaluadas fueron FCA-8, FCA-56 y Mix (combinación de las cepas
FCA-8 y FCA-56) (Figura 19), las cuales fueron proporcionadas por el Laboratorio de Química
Agrícola perteneciente a la Facultad de Ciencias Agrícolas Campus Xalapa de la Universidad
Veracruzana.
Figura 19. Inoculó de las cepas rizobacterianas FCA-8 y FCA-56 de P. putida (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
En condiciones asépticas de laboratorio mediante una campana de flujo laminar horizontal, las
cepas bacterianas fueron colocadas por separado en matraces Erlenmayer (de 125 mL en
volumen) previamente esterilizados, los cuales contenían 50 mL de medio de cultivo B de King.
Para la elaboración de este medio se requiere de: glicerol 0 mL L⁻¹, peptona de carne 15 Gl-1,
fosfato de potasio dibásico 1.5 g L⁻¹ y sulfato de magnesio (1 M) 1 mL L⁻¹ (Figura 14). Para
promover su crecimiento se mantuvieron en una estufa de incubación a temperatura de 28° C
durante 72 horas. Al finalizar del tiempo antes mencionado, se procedió a determinar el grado
de crecimiento mediante la turbidez de los cultivos con aspecto lechoso y coloración verde
limón fluorescente, el cual se determinó en un espectrofotómetro Génesis 10 UV Thermo
Spectronic a una longitud de onda de 660 nanómetros, estabilizando la concentración de las
cepas rizobacterianas en 109 células por mL.
3.3. Acondicionamiento del invernaderoEl invernadero utilizado fue el de tipo túnel (Figura 20) con una superficie de 400 m2, con
espacio útil de 5 camas (31 x 1.10 m) las cuales presentaron un sistema de riego por goteo
mediante cintillas de polietileno negro.
40
Figura 20. Invernadero tipo túnel utilizado para evaluar el potencial de rizobacterias en el cultivo
de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.3.1. Análisis de sueloSe extrajo una muestra de suelo localizado en el interior del invernadero donde se llevó a cabo
el experimento, ésta se tomó en forma de copa (Castellanos et al., 2000), realizando un total de
9 muestras, posteriormente se realizó una mezcla compuesta para obtener un sola muestra de
aproximadamente 2 kg. Con la muestra obtenida se realizaron pruebas físicas y químicas en el
Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas antes referida.
3.3.2. Preparación del invernaderoSe realizó una limpieza general del invernadero, eliminando los residuos del cultivo anterior y
algunas malezas existentes con un azadón y rastrillo de forma tradicional (Figura 20).
Se aplicó cal agrícola para anivelar el pH de 6.1 a 6.5, aplicando 400 gr m-² de producto,
expandiéndola y posteriormente incorporándola con un bieldo, y por último se dio un riego
pesado (Figura 21).
Figura 21. Aplicación de cal a las camas de invernadero (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
40
Figura 20. Invernadero tipo túnel utilizado para evaluar el potencial de rizobacterias en el cultivo
de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.3.1. Análisis de sueloSe extrajo una muestra de suelo localizado en el interior del invernadero donde se llevó a cabo
el experimento, ésta se tomó en forma de copa (Castellanos et al., 2000), realizando un total de
9 muestras, posteriormente se realizó una mezcla compuesta para obtener un sola muestra de
aproximadamente 2 kg. Con la muestra obtenida se realizaron pruebas físicas y químicas en el
Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas antes referida.
3.3.2. Preparación del invernaderoSe realizó una limpieza general del invernadero, eliminando los residuos del cultivo anterior y
algunas malezas existentes con un azadón y rastrillo de forma tradicional (Figura 20).
Se aplicó cal agrícola para anivelar el pH de 6.1 a 6.5, aplicando 400 gr m-² de producto,
expandiéndola y posteriormente incorporándola con un bieldo, y por último se dio un riego
pesado (Figura 21).
Figura 21. Aplicación de cal a las camas de invernadero (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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Figura 20. Invernadero tipo túnel utilizado para evaluar el potencial de rizobacterias en el cultivo
de pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.3.1. Análisis de sueloSe extrajo una muestra de suelo localizado en el interior del invernadero donde se llevó a cabo
el experimento, ésta se tomó en forma de copa (Castellanos et al., 2000), realizando un total de
9 muestras, posteriormente se realizó una mezcla compuesta para obtener un sola muestra de
aproximadamente 2 kg. Con la muestra obtenida se realizaron pruebas físicas y químicas en el
Laboratorio de Suelos de la Facultad de Ciencias Agrícolas antes referida.
3.3.2. Preparación del invernaderoSe realizó una limpieza general del invernadero, eliminando los residuos del cultivo anterior y
algunas malezas existentes con un azadón y rastrillo de forma tradicional (Figura 20).
Se aplicó cal agrícola para anivelar el pH de 6.1 a 6.5, aplicando 400 gr m-² de producto,
expandiéndola y posteriormente incorporándola con un bieldo, y por último se dio un riego
pesado (Figura 21).
Figura 21. Aplicación de cal a las camas de invernadero (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
41
3.3.3. Preparación de las camasDurante el desarrollo de las plántulas, se elaboraron camas de siembra de 1.10 x 31 m, con una
profundidad de 0.30 m, las cuales se nivelaron (Figura 22).
Figura 22. Preparación de camas de siembra para pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Se marcó cada 0.50 m con un orificio donde posteriormente se trasplantaría la plántula de
pimiento morrón (Figura 23). Posteriormente con la finalidad de mejorar la fertilidad del suelo
presente en las camas, se incorporaron 200 g de lombricomposta mediante orificios perforados
a lo largo de las camas a una distancia de 0.5 m (Figura 24).
Figura 23. Perforación de las camas de
siembra cada 0.50 m para incorporación
de 200 g de lombricomposta (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
2011).
Figura 24. Incorporación de materia
orgánica al orificio de cada planta
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
41
3.3.3. Preparación de las camasDurante el desarrollo de las plántulas, se elaboraron camas de siembra de 1.10 x 31 m, con una
profundidad de 0.30 m, las cuales se nivelaron (Figura 22).
Figura 22. Preparación de camas de siembra para pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Se marcó cada 0.50 m con un orificio donde posteriormente se trasplantaría la plántula de
pimiento morrón (Figura 23). Posteriormente con la finalidad de mejorar la fertilidad del suelo
presente en las camas, se incorporaron 200 g de lombricomposta mediante orificios perforados
a lo largo de las camas a una distancia de 0.5 m (Figura 24).
Figura 23. Perforación de las camas de
siembra cada 0.50 m para incorporación
de 200 g de lombricomposta (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
2011).
Figura 24. Incorporación de materia
orgánica al orificio de cada planta
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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3.3.3. Preparación de las camasDurante el desarrollo de las plántulas, se elaboraron camas de siembra de 1.10 x 31 m, con una
profundidad de 0.30 m, las cuales se nivelaron (Figura 22).
Figura 22. Preparación de camas de siembra para pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Se marcó cada 0.50 m con un orificio donde posteriormente se trasplantaría la plántula de
pimiento morrón (Figura 23). Posteriormente con la finalidad de mejorar la fertilidad del suelo
presente en las camas, se incorporaron 200 g de lombricomposta mediante orificios perforados
a lo largo de las camas a una distancia de 0.5 m (Figura 24).
Figura 23. Perforación de las camas de
siembra cada 0.50 m para incorporación
de 200 g de lombricomposta (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
2011).
Figura 24. Incorporación de materia
orgánica al orificio de cada planta
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
42
3.4. Preparación de semillero para obtención de plántula
3.4.1. Tratamiento de las semillasAntes de la germinación se les realizó un tratamiento a las semillas para su mayor y mejor
germinación, ya que aplicó un estimulador energizante para la etapa básica del crecimiento
vegetal y activa el aprovechamiento máximo de los fertilizantes. Se pusieron las semillas a
remojar en un frasco con agua durante 8 h, al cual se le agregó 1.25 ml L⁻¹ de un estimular a
base de L. Cisteína con ácidos fúlvicos, llamado Agrostim (Figura 25).
Figura 25. Aplicación de estimulador químico (Agrostim) para la germinación de semillas de
pimiento morrón de la variedad California Wonder (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.4.2. Preparación del sustrato utilizado para la germinación de semillasLa mezcla de sustratos para la preparación de semilleros, se llevó a cabo mediante la
utilización de peat moss y lombricomposta debidamente cernidos (Figura 26), después se
realizó una mezcla homogéneas de estos a una concentración de 1:1 (Figura 27), y
posteriormente se aplicó una solución de formol 0.5% con la ayuda de una regadera para la
desinfección del sustrato dejándolo reposar totalmente cubierto con un plástico, por un
periodo de 48 h (Figura 28).
Una vez cumplido el periodo de reposo el sustrato fue destapado para su ventilación y
eliminar algún grado de toxicidad.
Figura 26. Materiales para la desinfección de la mezcla de sustrato (Fotografía tomada
por Grajales, F., 2011). 42
3.4. Preparación de semillero para obtención de plántula
3.4.1. Tratamiento de las semillasAntes de la germinación se les realizó un tratamiento a las semillas para su mayor y mejor
germinación, ya que aplicó un estimulador energizante para la etapa básica del crecimiento
vegetal y activa el aprovechamiento máximo de los fertilizantes. Se pusieron las semillas a
remojar en un frasco con agua durante 8 h, al cual se le agregó 1.25 ml L⁻¹ de un estimular a
base de L. Cisteína con ácidos fúlvicos, llamado Agrostim (Figura 25).
Figura 25. Aplicación de estimulador químico (Agrostim) para la germinación de semillas de
pimiento morrón de la variedad California Wonder (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.4.2. Preparación del sustrato utilizado para la germinación de semillasLa mezcla de sustratos para la preparación de semilleros, se llevó a cabo mediante la
utilización de peat moss y lombricomposta debidamente cernidos (Figura 26), después se
realizó una mezcla homogéneas de estos a una concentración de 1:1 (Figura 27), y
posteriormente se aplicó una solución de formol 0.5% con la ayuda de una regadera para la
desinfección del sustrato dejándolo reposar totalmente cubierto con un plástico, por un
periodo de 48 h (Figura 28).
Una vez cumplido el periodo de reposo el sustrato fue destapado para su ventilación y
eliminar algún grado de toxicidad.
Figura 26. Materiales para la desinfección de la mezcla de sustrato (Fotografía tomada
por Grajales, F., 2011). 42
3.4. Preparación de semillero para obtención de plántula
3.4.1. Tratamiento de las semillasAntes de la germinación se les realizó un tratamiento a las semillas para su mayor y mejor
germinación, ya que aplicó un estimulador energizante para la etapa básica del crecimiento
vegetal y activa el aprovechamiento máximo de los fertilizantes. Se pusieron las semillas a
remojar en un frasco con agua durante 8 h, al cual se le agregó 1.25 ml L⁻¹ de un estimular a
base de L. Cisteína con ácidos fúlvicos, llamado Agrostim (Figura 25).
Figura 25. Aplicación de estimulador químico (Agrostim) para la germinación de semillas de
pimiento morrón de la variedad California Wonder (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.4.2. Preparación del sustrato utilizado para la germinación de semillasLa mezcla de sustratos para la preparación de semilleros, se llevó a cabo mediante la
utilización de peat moss y lombricomposta debidamente cernidos (Figura 26), después se
realizó una mezcla homogéneas de estos a una concentración de 1:1 (Figura 27), y
posteriormente se aplicó una solución de formol 0.5% con la ayuda de una regadera para la
desinfección del sustrato dejándolo reposar totalmente cubierto con un plástico, por un
periodo de 48 h (Figura 28).
Una vez cumplido el periodo de reposo el sustrato fue destapado para su ventilación y
eliminar algún grado de toxicidad.
Figura 26. Materiales para la desinfección de la mezcla de sustrato (Fotografía tomada
por Grajales, F., 2011).
43
3.4.3. Llenado de charolas germinadorasPara la siembra de las semillas de pimiento morrón se utilizaron charolas de polietileno de
200 cavidades, las cuales fueron llenadas con el compuesto antes indicado (Figura 29).
Posteriormente se coloco en cada cavidad 2 semillas a una profundidad de 2 cm, al finalizar
la siembra de semillas se les aplicó agua corriente hasta saturar. Los riegos se realizaron
cada tercer día, procurando evitar que el sustrato se desecara.
Figura 29. Charolas de polietileno con 200 cavidades utilizadas para la siembra de semillas de
pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 27. Mezcla de sustratos peat
moss y lombricomposta (1:1)
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
Figura 28. Desinfección del sustrato
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
43
3.4.3. Llenado de charolas germinadorasPara la siembra de las semillas de pimiento morrón se utilizaron charolas de polietileno de
200 cavidades, las cuales fueron llenadas con el compuesto antes indicado (Figura 29).
Posteriormente se coloco en cada cavidad 2 semillas a una profundidad de 2 cm, al finalizar
la siembra de semillas se les aplicó agua corriente hasta saturar. Los riegos se realizaron
cada tercer día, procurando evitar que el sustrato se desecara.
Figura 29. Charolas de polietileno con 200 cavidades utilizadas para la siembra de semillas de
pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 27. Mezcla de sustratos peat
moss y lombricomposta (1:1)
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
Figura 28. Desinfección del sustrato
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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3.4.3. Llenado de charolas germinadorasPara la siembra de las semillas de pimiento morrón se utilizaron charolas de polietileno de
200 cavidades, las cuales fueron llenadas con el compuesto antes indicado (Figura 29).
Posteriormente se coloco en cada cavidad 2 semillas a una profundidad de 2 cm, al finalizar
la siembra de semillas se les aplicó agua corriente hasta saturar. Los riegos se realizaron
cada tercer día, procurando evitar que el sustrato se desecara.
Figura 29. Charolas de polietileno con 200 cavidades utilizadas para la siembra de semillas de
pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 27. Mezcla de sustratos peat
moss y lombricomposta (1:1)
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
Figura 28. Desinfección del sustrato
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
44
3.4.4. Siembra en el semilleroPosteriormente se procedió a realizar la siembra en las charolas de polietileno, primero se
desinfectaron al igual que el sustrato, después fueron llenadas con el sustrato, se dio un riego
pesado y por último se perforo e introdujo la semilla (Figura 30), tapándola con el mismo
sustrato (Figura 31).
Fueron puestas en un lugar a temperatura ambiente de entre 18-25 °C.
3.4.5. Cuidados del semilleroCuando las plántulas de pimiento morrón comenzaron a emerger en las charolas germinadoras,
éstas se ubicaron en un lugar con más luminosidad y se aplicaron riegos cada tercer día (Figura
32).
Debido a la presencia de un insecto llamado tijereta (dermáptero), fue necesario aplicar sobre
todas las charolas un insecticida denominado Thiodan (Endosulfan) 3 mL L⁻1, con la finalidad de
combatir al insecto, ya que su daño sobre las semillas era severo al alimentarse del embrión.
Se aplicó un fungicida preventivo a enfermedades como el Damping off, conocido como
pudrición del tallo. Se realizó una aplicación de Captam 5 g L⁻¹, a las charolas de germinación
con plántulas de pimiento morrón en forma de aspersión (Figura 33).
Figura 30. Siembra de semilla de
pimiento morrón en charolas de
polietileno (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Figura 31. Cubrimiento de pimiento
morrón con la mezcla de sustrato
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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3.4.4. Siembra en el semilleroPosteriormente se procedió a realizar la siembra en las charolas de polietileno, primero se
desinfectaron al igual que el sustrato, después fueron llenadas con el sustrato, se dio un riego
pesado y por último se perforo e introdujo la semilla (Figura 30), tapándola con el mismo
sustrato (Figura 31).
Fueron puestas en un lugar a temperatura ambiente de entre 18-25 °C.
3.4.5. Cuidados del semilleroCuando las plántulas de pimiento morrón comenzaron a emerger en las charolas germinadoras,
éstas se ubicaron en un lugar con más luminosidad y se aplicaron riegos cada tercer día (Figura
32).
Debido a la presencia de un insecto llamado tijereta (dermáptero), fue necesario aplicar sobre
todas las charolas un insecticida denominado Thiodan (Endosulfan) 3 mL L⁻1, con la finalidad de
combatir al insecto, ya que su daño sobre las semillas era severo al alimentarse del embrión.
Se aplicó un fungicida preventivo a enfermedades como el Damping off, conocido como
pudrición del tallo. Se realizó una aplicación de Captam 5 g L⁻¹, a las charolas de germinación
con plántulas de pimiento morrón en forma de aspersión (Figura 33).
Figura 30. Siembra de semilla de
pimiento morrón en charolas de
polietileno (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Figura 31. Cubrimiento de pimiento
morrón con la mezcla de sustrato
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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3.4.4. Siembra en el semilleroPosteriormente se procedió a realizar la siembra en las charolas de polietileno, primero se
desinfectaron al igual que el sustrato, después fueron llenadas con el sustrato, se dio un riego
pesado y por último se perforo e introdujo la semilla (Figura 30), tapándola con el mismo
sustrato (Figura 31).
Fueron puestas en un lugar a temperatura ambiente de entre 18-25 °C.
3.4.5. Cuidados del semilleroCuando las plántulas de pimiento morrón comenzaron a emerger en las charolas germinadoras,
éstas se ubicaron en un lugar con más luminosidad y se aplicaron riegos cada tercer día (Figura
32).
Debido a la presencia de un insecto llamado tijereta (dermáptero), fue necesario aplicar sobre
todas las charolas un insecticida denominado Thiodan (Endosulfan) 3 mL L⁻1, con la finalidad de
combatir al insecto, ya que su daño sobre las semillas era severo al alimentarse del embrión.
Se aplicó un fungicida preventivo a enfermedades como el Damping off, conocido como
pudrición del tallo. Se realizó una aplicación de Captam 5 g L⁻¹, a las charolas de germinación
con plántulas de pimiento morrón en forma de aspersión (Figura 33).
Figura 30. Siembra de semilla de
pimiento morrón en charolas de
polietileno (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Figura 31. Cubrimiento de pimiento
morrón con la mezcla de sustrato
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
45
3.5. Trasplante de plántulas de pimiento morrónPrevio al trasplante las plántulas fueron sometidas a un tratamiento por inmersión (Figura 34) en
una solución de fungicidas (3 g L⁻¹ Captam y 0.5 g L⁻¹ de Ridomil bravo), con la finalidad de
prevenir enfermedades que suelen atacar el sistema radicular de las plantas cuando estas son
trasplantadas a suelo.
Las plántulas se trasplantaron a los 49 días después a la siembra (dds) de las semillas (Figura
35), con una altura promedio de 3.1 mm. La distancia de siembra en las camas fue con una
separación de surco de 0.60 m y entre ellas 0.50 m (Figura 36).
Figura 32. Brote de plántulas de
pimiento morrón (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 33. Plántulas de pimiento
morrón antes de trasplante
(Fotografía tomada por Grajales,
F., 2011).
Figura 34. Aplicación de una mezcla
de fungicidas para prevenir
enfermedades en raíces (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 35. Trasplante de plántula de
pimiento morrón a suelo (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011). 45
3.5. Trasplante de plántulas de pimiento morrónPrevio al trasplante las plántulas fueron sometidas a un tratamiento por inmersión (Figura 34) en
una solución de fungicidas (3 g L⁻¹ Captam y 0.5 g L⁻¹ de Ridomil bravo), con la finalidad de
prevenir enfermedades que suelen atacar el sistema radicular de las plantas cuando estas son
trasplantadas a suelo.
Las plántulas se trasplantaron a los 49 días después a la siembra (dds) de las semillas (Figura
35), con una altura promedio de 3.1 mm. La distancia de siembra en las camas fue con una
separación de surco de 0.60 m y entre ellas 0.50 m (Figura 36).
Figura 32. Brote de plántulas de
pimiento morrón (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 33. Plántulas de pimiento
morrón antes de trasplante
(Fotografía tomada por Grajales,
F., 2011).
Figura 34. Aplicación de una mezcla
de fungicidas para prevenir
enfermedades en raíces (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 35. Trasplante de plántula de
pimiento morrón a suelo (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011). 45
3.5. Trasplante de plántulas de pimiento morrónPrevio al trasplante las plántulas fueron sometidas a un tratamiento por inmersión (Figura 34) en
una solución de fungicidas (3 g L⁻¹ Captam y 0.5 g L⁻¹ de Ridomil bravo), con la finalidad de
prevenir enfermedades que suelen atacar el sistema radicular de las plantas cuando estas son
trasplantadas a suelo.
Las plántulas se trasplantaron a los 49 días después a la siembra (dds) de las semillas (Figura
35), con una altura promedio de 3.1 mm. La distancia de siembra en las camas fue con una
separación de surco de 0.60 m y entre ellas 0.50 m (Figura 36).
Figura 32. Brote de plántulas de
pimiento morrón (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 33. Plántulas de pimiento
morrón antes de trasplante
(Fotografía tomada por Grajales,
F., 2011).
Figura 34. Aplicación de una mezcla
de fungicidas para prevenir
enfermedades en raíces (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 35. Trasplante de plántula de
pimiento morrón a suelo (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
46
Figura 36. Planta de pimiento morrón trasplantada a los 49 dds (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
3.6. Inoculación de rizobacterias al sistema radical de plantas de pimiento morrónLas plantas fueron inoculadas a los 33 días posteriores al trasplante, las cepas FCA-56, FCA-8
y Mix (combinación de las cepas FCA-8 y FCA-56), presentaron una concentración de 109
células mL-1. El proceso de inoculación consistió en aplicar 3 mL de caldo bacteriano por planta,
directamente sobre raíces secundarias (Figura 37).
Figura 37. Inoculación de la planta de pimiento morrón con la cepa bacteriana P. putida
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
46
Figura 36. Planta de pimiento morrón trasplantada a los 49 dds (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
3.6. Inoculación de rizobacterias al sistema radical de plantas de pimiento morrónLas plantas fueron inoculadas a los 33 días posteriores al trasplante, las cepas FCA-56, FCA-8
y Mix (combinación de las cepas FCA-8 y FCA-56), presentaron una concentración de 109
células mL-1. El proceso de inoculación consistió en aplicar 3 mL de caldo bacteriano por planta,
directamente sobre raíces secundarias (Figura 37).
Figura 37. Inoculación de la planta de pimiento morrón con la cepa bacteriana P. putida
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
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Figura 36. Planta de pimiento morrón trasplantada a los 49 dds (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
3.6. Inoculación de rizobacterias al sistema radical de plantas de pimiento morrónLas plantas fueron inoculadas a los 33 días posteriores al trasplante, las cepas FCA-56, FCA-8
y Mix (combinación de las cepas FCA-8 y FCA-56), presentaron una concentración de 109
células mL-1. El proceso de inoculación consistió en aplicar 3 mL de caldo bacteriano por planta,
directamente sobre raíces secundarias (Figura 37).
Figura 37. Inoculación de la planta de pimiento morrón con la cepa bacteriana P. putida
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
47
3.7. Prácticas culturales efectuadas al cultivo de pimiento morrón
3.7.1. Riego
Se utilizó un sistema de riego por goteo, a base de una solución nutritiva para estudiar el
crecimiento, nutrición y producción de pimiento. La solución nutritiva se preparó con fertilizantes
comerciales. El número de riegos diarios varió entre 6 y 8 días.
3.7.2. Esquema nutricional aplicado al cultivo de pimiento morrónA todas la plantas se les suministró la misma solución nutritiva compuesta de fertilizantes
químicos comerciales a una concentración del 75% (Cuadro 4).
Cuadro 4. Composición nutrimental suministrada al cultivo de pimiento morrón.
Nombre comercial Fertilizante Cantidad por L*
Nitrato de calcio Ca(N03)2 1.074 g
Nitrato de magnesio Mg(NO3)4 0.712 g
Nitrato de potasio KNO3 0.288 g
Fosfato monopotásico KH2PO4 0.263 g
Micronutrientes Micronutrientes
Fierro (Fe), Manganeso (Mn),
Zinc (Zn), Boro (B), Y Cobre
(Cu).
0.100 g
* La concentración utilizada corresponde al 75 % de la dosis sugerida de fertilizantes químicos para el
cultivo de pimiento morrón
48
3.7.3. Control de malezasLas malezas se eliminaron de forma manual cada 20 días por medio de azadón en todas las
camas y orillas del invernadero (Figura 38).
Figura 38. Eliminación de maleza presente en las camas de siembra (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
3.7.4. Control de plagas y enfermedadesEl control de plagas y enfermedades se realizó con aplicaciones de productos químicos y
extractos vegetales (Figura 39), siendo estos últimos los que más se aplicaron, al respecto se
prepararon mezclas de: Neem (Azadirachta indica) con Rama tinaja (Trichilia havanensis), las
aplicaciones de productos químicos se implementaron cuando el avance de la plaga o
enfermedad resultó crítico para el cultivo, es decir cuando éste presentaba riesgo de una
expansión masiva del problema, los productos químicos utilizados fueron: Endosulfán,
Imidacloprid, Bifentrina, Captam, Cupravit, Ridomil bravo.
Para el caso de insectos como mosquita blanca, pulgón y arañita roja, se hicieron aplicaciones
de una mezcla a base de semilla de Neem y Rama tinaja, cada 6 días en concentración de 5
mL L⁻¹, de forma alternada en el periodo antes señalado, se aplicó una mezcla de ajo, cebolla,
chile y clavos por dos meses a una concentración de 4 y 5 mL L⁻¹. Con la finalidad de
monitorear y controlar la incidencia de insectos se establecieron trampas adhesivas de color
amarillo (Figura 40), las cuales atraen los insectos, principalmente mosquita blanca, las trampas
fueron colocadas cada 5 m en las orillas de las camas.
El control químico de mosquita blanca y pulgón se realizó con los agroquímicos Endosulfán 1.5
mL L⁻¹ e Imidacloprid 2 mL L⁻¹, realizando 5 aplicaciones aproximadamente en un periodo de
48
3.7.3. Control de malezasLas malezas se eliminaron de forma manual cada 20 días por medio de azadón en todas las
camas y orillas del invernadero (Figura 38).
Figura 38. Eliminación de maleza presente en las camas de siembra (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
3.7.4. Control de plagas y enfermedadesEl control de plagas y enfermedades se realizó con aplicaciones de productos químicos y
extractos vegetales (Figura 39), siendo estos últimos los que más se aplicaron, al respecto se
prepararon mezclas de: Neem (Azadirachta indica) con Rama tinaja (Trichilia havanensis), las
aplicaciones de productos químicos se implementaron cuando el avance de la plaga o
enfermedad resultó crítico para el cultivo, es decir cuando éste presentaba riesgo de una
expansión masiva del problema, los productos químicos utilizados fueron: Endosulfán,
Imidacloprid, Bifentrina, Captam, Cupravit, Ridomil bravo.
Para el caso de insectos como mosquita blanca, pulgón y arañita roja, se hicieron aplicaciones
de una mezcla a base de semilla de Neem y Rama tinaja, cada 6 días en concentración de 5
mL L⁻¹, de forma alternada en el periodo antes señalado, se aplicó una mezcla de ajo, cebolla,
chile y clavos por dos meses a una concentración de 4 y 5 mL L⁻¹. Con la finalidad de
monitorear y controlar la incidencia de insectos se establecieron trampas adhesivas de color
amarillo (Figura 40), las cuales atraen los insectos, principalmente mosquita blanca, las trampas
fueron colocadas cada 5 m en las orillas de las camas.
El control químico de mosquita blanca y pulgón se realizó con los agroquímicos Endosulfán 1.5
mL L⁻¹ e Imidacloprid 2 mL L⁻¹, realizando 5 aplicaciones aproximadamente en un periodo de
48
3.7.3. Control de malezasLas malezas se eliminaron de forma manual cada 20 días por medio de azadón en todas las
camas y orillas del invernadero (Figura 38).
Figura 38. Eliminación de maleza presente en las camas de siembra (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
3.7.4. Control de plagas y enfermedadesEl control de plagas y enfermedades se realizó con aplicaciones de productos químicos y
extractos vegetales (Figura 39), siendo estos últimos los que más se aplicaron, al respecto se
prepararon mezclas de: Neem (Azadirachta indica) con Rama tinaja (Trichilia havanensis), las
aplicaciones de productos químicos se implementaron cuando el avance de la plaga o
enfermedad resultó crítico para el cultivo, es decir cuando éste presentaba riesgo de una
expansión masiva del problema, los productos químicos utilizados fueron: Endosulfán,
Imidacloprid, Bifentrina, Captam, Cupravit, Ridomil bravo.
Para el caso de insectos como mosquita blanca, pulgón y arañita roja, se hicieron aplicaciones
de una mezcla a base de semilla de Neem y Rama tinaja, cada 6 días en concentración de 5
mL L⁻¹, de forma alternada en el periodo antes señalado, se aplicó una mezcla de ajo, cebolla,
chile y clavos por dos meses a una concentración de 4 y 5 mL L⁻¹. Con la finalidad de
monitorear y controlar la incidencia de insectos se establecieron trampas adhesivas de color
amarillo (Figura 40), las cuales atraen los insectos, principalmente mosquita blanca, las trampas
fueron colocadas cada 5 m en las orillas de las camas.
El control químico de mosquita blanca y pulgón se realizó con los agroquímicos Endosulfán 1.5
mL L⁻¹ e Imidacloprid 2 mL L⁻¹, realizando 5 aplicaciones aproximadamente en un periodo de
49
2.5 meses. Para arañita roja se aplicó en una sola ocasión un acaricida-insecticida “Talstar 100
E” (bifentrina) a una concentración de 2.3 mL L⁻¹.Respecto al control de enfermedades, éste se realizó mediante la aplicación de agroquímicos
específicos para botritis, Oidiopsis (cenicilla polvorienta) y Damping off (pudrición del tallo). Los
productos empleados fueron Captam 3 g L⁻¹, Cupravit 3 mL L⁻¹ y Ridomil bravo 0.5 g L⁻¹ cada
8-10 días por un periodo de 110.
Figura 39. Aplicación de insecticida, fungicida y extractos orgánicos para el control de plagas y
enfermedades (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 40. Trampas adhesivas de color amarillo para el monitoreo y control de mosquita blanca
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
49
2.5 meses. Para arañita roja se aplicó en una sola ocasión un acaricida-insecticida “Talstar 100
E” (bifentrina) a una concentración de 2.3 mL L⁻¹.Respecto al control de enfermedades, éste se realizó mediante la aplicación de agroquímicos
específicos para botritis, Oidiopsis (cenicilla polvorienta) y Damping off (pudrición del tallo). Los
productos empleados fueron Captam 3 g L⁻¹, Cupravit 3 mL L⁻¹ y Ridomil bravo 0.5 g L⁻¹ cada
8-10 días por un periodo de 110.
Figura 39. Aplicación de insecticida, fungicida y extractos orgánicos para el control de plagas y
enfermedades (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 40. Trampas adhesivas de color amarillo para el monitoreo y control de mosquita blanca
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
49
2.5 meses. Para arañita roja se aplicó en una sola ocasión un acaricida-insecticida “Talstar 100
E” (bifentrina) a una concentración de 2.3 mL L⁻¹.Respecto al control de enfermedades, éste se realizó mediante la aplicación de agroquímicos
específicos para botritis, Oidiopsis (cenicilla polvorienta) y Damping off (pudrición del tallo). Los
productos empleados fueron Captam 3 g L⁻¹, Cupravit 3 mL L⁻¹ y Ridomil bravo 0.5 g L⁻¹ cada
8-10 días por un periodo de 110.
Figura 39. Aplicación de insecticida, fungicida y extractos orgánicos para el control de plagas y
enfermedades (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 40. Trampas adhesivas de color amarillo para el monitoreo y control de mosquita blanca
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
50
3.7.5. PodasSe realizo una poda tipo holandesa, es decir, a dos tallos. Esta se realizó a partir de que se
empezaron a diferenciar los puntos de crecimiento de la planta y se formaron los tallos. Se dejó
un fruto por entrenudo (el más grande, firme y mejor formado) y de 2 a 3 hojas para que se
surta mejor al fruto de nutrientes (las hojas más grandes). Esta poda se realizó normalmente
cada 20 días, dependiendo de las condiciones climáticas (Figura 41). (www.sakata.com.mx).
Figura 41. Poda de tipo holandesa en pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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3.7.5. PodasSe realizo una poda tipo holandesa, es decir, a dos tallos. Esta se realizó a partir de que se
empezaron a diferenciar los puntos de crecimiento de la planta y se formaron los tallos. Se dejó
un fruto por entrenudo (el más grande, firme y mejor formado) y de 2 a 3 hojas para que se
surta mejor al fruto de nutrientes (las hojas más grandes). Esta poda se realizó normalmente
cada 20 días, dependiendo de las condiciones climáticas (Figura 41). (www.sakata.com.mx).
Figura 41. Poda de tipo holandesa en pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
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3.7.5. PodasSe realizo una poda tipo holandesa, es decir, a dos tallos. Esta se realizó a partir de que se
empezaron a diferenciar los puntos de crecimiento de la planta y se formaron los tallos. Se dejó
un fruto por entrenudo (el más grande, firme y mejor formado) y de 2 a 3 hojas para que se
surta mejor al fruto de nutrientes (las hojas más grandes). Esta poda se realizó normalmente
cada 20 días, dependiendo de las condiciones climáticas (Figura 41). (www.sakata.com.mx).
Figura 41. Poda de tipo holandesa en pimiento morrón (Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
51
3.7.6. Instalación de guías tutores para soporte de las plantasDe acuerdo al sistema holandés donde entutoran dos o tres ramas principales que parten del
tallo principal, se colocó una guía tutor en cada uno de los tallos secundarios (2 ó 3 según la
poda), donde cada tallo va guiado por un hilo de rafia (Figura 42), que estaba sujeto a la base
del tallo principal hasta un tensor de alambre que se encuentra en la parte superior de la planta.
Figura 42. Colocación de guías tutores de rafia en doble ramificación de las plantas de pimiento
morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.7.7. Cosecha de frutos de pimiento morrónSe realizó a los 85 días después del trasplante (ddt), los cortes se efectuaron cada 6-7 días
(Figura 43), dependiendo de la maduración fisiológica de los frutos, en total se obtuvieron 6
cortes. Las cosechas se llevaron a cabo cuando el fruto presentó color rojo vivo (Figura 44). Los
frutos fueron etiquetados de acuerdo al tratamiento correspondiente, con la finalidad de efectuar
las evaluaciones de peso y diámetro de frutos.
Figura 43. Cosecha manual de los frutos
pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Figura 44. Frutos de pimiento morrón
cosechados con maduración fisiológica en
color verde y rojo (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).51
3.7.6. Instalación de guías tutores para soporte de las plantasDe acuerdo al sistema holandés donde entutoran dos o tres ramas principales que parten del
tallo principal, se colocó una guía tutor en cada uno de los tallos secundarios (2 ó 3 según la
poda), donde cada tallo va guiado por un hilo de rafia (Figura 42), que estaba sujeto a la base
del tallo principal hasta un tensor de alambre que se encuentra en la parte superior de la planta.
Figura 42. Colocación de guías tutores de rafia en doble ramificación de las plantas de pimiento
morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.7.7. Cosecha de frutos de pimiento morrónSe realizó a los 85 días después del trasplante (ddt), los cortes se efectuaron cada 6-7 días
(Figura 43), dependiendo de la maduración fisiológica de los frutos, en total se obtuvieron 6
cortes. Las cosechas se llevaron a cabo cuando el fruto presentó color rojo vivo (Figura 44). Los
frutos fueron etiquetados de acuerdo al tratamiento correspondiente, con la finalidad de efectuar
las evaluaciones de peso y diámetro de frutos.
Figura 43. Cosecha manual de los frutos
pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Figura 44. Frutos de pimiento morrón
cosechados con maduración fisiológica en
color verde y rojo (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).51
3.7.6. Instalación de guías tutores para soporte de las plantasDe acuerdo al sistema holandés donde entutoran dos o tres ramas principales que parten del
tallo principal, se colocó una guía tutor en cada uno de los tallos secundarios (2 ó 3 según la
poda), donde cada tallo va guiado por un hilo de rafia (Figura 42), que estaba sujeto a la base
del tallo principal hasta un tensor de alambre que se encuentra en la parte superior de la planta.
Figura 42. Colocación de guías tutores de rafia en doble ramificación de las plantas de pimiento
morrón (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.7.7. Cosecha de frutos de pimiento morrónSe realizó a los 85 días después del trasplante (ddt), los cortes se efectuaron cada 6-7 días
(Figura 43), dependiendo de la maduración fisiológica de los frutos, en total se obtuvieron 6
cortes. Las cosechas se llevaron a cabo cuando el fruto presentó color rojo vivo (Figura 44). Los
frutos fueron etiquetados de acuerdo al tratamiento correspondiente, con la finalidad de efectuar
las evaluaciones de peso y diámetro de frutos.
Figura 43. Cosecha manual de los frutos
pimiento morrón (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
Figura 44. Frutos de pimiento morrón
cosechados con maduración fisiológica en
color verde y rojo (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
52
3.8. Diseño experimentalCon la finalidad de evaluar el desarrollo y rendimiento de plantas de pimiento morrón,
inoculadas con cepas rizobacterianas de la especie Pseudomonas putida, el presente trabajo de
investigación fue establecido con un diseño experimental complemente al azar con 4
tratamientos (Cuadro 5) y 4 repeticiones con 10 plantas cada repetición como unidad
experimental (Figura 45). Con los datos obtenidos se procedió a realizar el análisis de varianza
y comparación de medias Tukey (p= 0.05) en el programa estadístico SAS para Windows ver.
9.0.
A continuación se describe cada uno de los tratamientos establecidos.
Cuadro 5. Tratamientos establecidos para evaluar su efecto en el desarrollo y rendimiento de
pimiento morrón.
N° Tratamiento
4 TESTIGO
3 MIX (combinación de las cepas FCA-8 y FCA-56)
2 FCA-56
1 FCA-8
En la Figura 45 se muestra un esquema de la ubicación de cada uno de los tratamientos dentro
del invernadero.
Figura 45. Esquema del diseño experimental
53
3.9. Cuantificación de variables de estudio
3.9.1. Altura de la plantaSe determinó tomando como referencia la base presente entre el tallo y la raíz hasta el ápice
apical de la planta, las lecturas se efectuaron con ayuda de un flexómetro (Figura 46) cuya
unidad de medida fue en cm.
Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un flexómetro (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.2. Diámetro del talloEl diámetro de tallo se consideró 5 cm por arriba de la base conformada por el tallo y raíz, la
lectura se realizó con un vernier manual cuya unidad de medida es el cm (Figura 47).
Figura 47. Cuantificación del diámetro de tallo mediante un vernier (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).53
3.9. Cuantificación de variables de estudio
3.9.1. Altura de la plantaSe determinó tomando como referencia la base presente entre el tallo y la raíz hasta el ápice
apical de la planta, las lecturas se efectuaron con ayuda de un flexómetro (Figura 46) cuya
unidad de medida fue en cm.
Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un flexómetro (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.2. Diámetro del talloEl diámetro de tallo se consideró 5 cm por arriba de la base conformada por el tallo y raíz, la
lectura se realizó con un vernier manual cuya unidad de medida es el cm (Figura 47).
Figura 47. Cuantificación del diámetro de tallo mediante un vernier (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).53
3.9. Cuantificación de variables de estudio
3.9.1. Altura de la plantaSe determinó tomando como referencia la base presente entre el tallo y la raíz hasta el ápice
apical de la planta, las lecturas se efectuaron con ayuda de un flexómetro (Figura 46) cuya
unidad de medida fue en cm.
Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un flexómetro (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.2. Diámetro del talloEl diámetro de tallo se consideró 5 cm por arriba de la base conformada por el tallo y raíz, la
lectura se realizó con un vernier manual cuya unidad de medida es el cm (Figura 47).
Figura 47. Cuantificación del diámetro de tallo mediante un vernier (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
54
3.9.3. Peso fresco del tallo, follaje y raízEl peso de materia fresca de tallo, follaje y raíces, se realizó por separado, el tallo junto con el
follaje y las raíces únicamente, estos se colocaron sobre una balanza granataria digital cuya
unidad de medida fue el gramo (Figura 48).
Figura 48. Cuantificación de las variables peso fresco de tallo, follaje y raíz por medio de una
balanza digital (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.4. Peso fresco de la plantaEl peso de materia fresca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron
sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los
valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia fresca por planta
(Figura 48).
3.9.5. Peso seco del tallo, follaje y raízAl concluir la determinación del peso fresco, el tallo con el follaje y las raíces fueron colocados
en bolsas de papel, las cuales fueron colocadas en una estufa de secado (Precision Economy
Oven), a temperatura de 75° C durante 72 horas, hasta obtener un peso constante (Figura 49).
Al concluir el tiempo antes señalado, se cuantificó el peso seco mediante una balanza
granataria digital (Figura 50).
54
3.9.3. Peso fresco del tallo, follaje y raízEl peso de materia fresca de tallo, follaje y raíces, se realizó por separado, el tallo junto con el
follaje y las raíces únicamente, estos se colocaron sobre una balanza granataria digital cuya
unidad de medida fue el gramo (Figura 48).
Figura 48. Cuantificación de las variables peso fresco de tallo, follaje y raíz por medio de una
balanza digital (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.4. Peso fresco de la plantaEl peso de materia fresca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron
sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los
valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia fresca por planta
(Figura 48).
3.9.5. Peso seco del tallo, follaje y raízAl concluir la determinación del peso fresco, el tallo con el follaje y las raíces fueron colocados
en bolsas de papel, las cuales fueron colocadas en una estufa de secado (Precision Economy
Oven), a temperatura de 75° C durante 72 horas, hasta obtener un peso constante (Figura 49).
Al concluir el tiempo antes señalado, se cuantificó el peso seco mediante una balanza
granataria digital (Figura 50).
54
3.9.3. Peso fresco del tallo, follaje y raízEl peso de materia fresca de tallo, follaje y raíces, se realizó por separado, el tallo junto con el
follaje y las raíces únicamente, estos se colocaron sobre una balanza granataria digital cuya
unidad de medida fue el gramo (Figura 48).
Figura 48. Cuantificación de las variables peso fresco de tallo, follaje y raíz por medio de una
balanza digital (Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.4. Peso fresco de la plantaEl peso de materia fresca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron
sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los
valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia fresca por planta
(Figura 48).
3.9.5. Peso seco del tallo, follaje y raízAl concluir la determinación del peso fresco, el tallo con el follaje y las raíces fueron colocados
en bolsas de papel, las cuales fueron colocadas en una estufa de secado (Precision Economy
Oven), a temperatura de 75° C durante 72 horas, hasta obtener un peso constante (Figura 49).
Al concluir el tiempo antes señalado, se cuantificó el peso seco mediante una balanza
granataria digital (Figura 50).
55
3.9.6. Peso seco de la planta
El peso de materia seca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron
sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los
valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia seca por planta
(Figura 50).
3.9.7. Peso del frutoEl peso de fruto se determinó por medio de una balanza garanataria monoplato de tres brazos
(OHAUS), considerando como unidad de medida el gramo (figura 51).
Figura 51. Cuantificación de la variable peso fresco del fruto mediante una balanza granataria
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 49. Muestra de plantas frescas
puestas a secar en una estufa de
secado (Fotografía tomada por Grajales,
F., 2011).
Figura 50. Cuantificación de las
variables peso seco de tallo, follaje y raíz
mediante una balanza granataria
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
55
3.9.6. Peso seco de la planta
El peso de materia seca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron
sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los
valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia seca por planta
(Figura 50).
3.9.7. Peso del frutoEl peso de fruto se determinó por medio de una balanza garanataria monoplato de tres brazos
(OHAUS), considerando como unidad de medida el gramo (figura 51).
Figura 51. Cuantificación de la variable peso fresco del fruto mediante una balanza granataria
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 49. Muestra de plantas frescas
puestas a secar en una estufa de
secado (Fotografía tomada por Grajales,
F., 2011).
Figura 50. Cuantificación de las
variables peso seco de tallo, follaje y raíz
mediante una balanza granataria
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
55
3.9.6. Peso seco de la planta
El peso de materia seca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz, se colocaron
sobre una balanza granataria digital cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los
valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total de materia seca por planta
(Figura 50).
3.9.7. Peso del frutoEl peso de fruto se determinó por medio de una balanza garanataria monoplato de tres brazos
(OHAUS), considerando como unidad de medida el gramo (figura 51).
Figura 51. Cuantificación de la variable peso fresco del fruto mediante una balanza granataria
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
Figura 49. Muestra de plantas frescas
puestas a secar en una estufa de
secado (Fotografía tomada por Grajales,
F., 2011).
Figura 50. Cuantificación de las
variables peso seco de tallo, follaje y raíz
mediante una balanza granataria
(Fotografía tomada por Grajales, F.,
2011).
56
3.9.8. Diámetro del frutoSe realizó por medio de un vernier digital (marca Starrett), para esta variable se tomó el fruto
por el pedúnculo de forma vertical y, en la parte media de éste se colocó el vernier y se
cuantificó su diámetro (Figura 52).
Figura 52. Cuantificación de la variable diámetro del fruto mediante un vernier digital (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.9. Grados BrixEl grado de azúcares presentes en el fruto de pimiento morrón, se determinó con ayuda de un
Refractómetro Portátil (marca Atago modelo 114684), para ello, fue necesario extraer un
segmento de la pulpa del fruto, el cual fue ligeramente molido con la finalidad de extraerle jugo,
del cual se tomo una gota para colocarla en el refractómetro y proceder a cuantificar el
porcentaje de azucares (Figura 53).
Figura 53. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
56
3.9.8. Diámetro del frutoSe realizó por medio de un vernier digital (marca Starrett), para esta variable se tomó el fruto
por el pedúnculo de forma vertical y, en la parte media de éste se colocó el vernier y se
cuantificó su diámetro (Figura 52).
Figura 52. Cuantificación de la variable diámetro del fruto mediante un vernier digital (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.9. Grados BrixEl grado de azúcares presentes en el fruto de pimiento morrón, se determinó con ayuda de un
Refractómetro Portátil (marca Atago modelo 114684), para ello, fue necesario extraer un
segmento de la pulpa del fruto, el cual fue ligeramente molido con la finalidad de extraerle jugo,
del cual se tomo una gota para colocarla en el refractómetro y proceder a cuantificar el
porcentaje de azucares (Figura 53).
Figura 53. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
56
3.9.8. Diámetro del frutoSe realizó por medio de un vernier digital (marca Starrett), para esta variable se tomó el fruto
por el pedúnculo de forma vertical y, en la parte media de éste se colocó el vernier y se
cuantificó su diámetro (Figura 52).
Figura 52. Cuantificación de la variable diámetro del fruto mediante un vernier digital (Fotografía
tomada por Grajales, F., 2011).
3.9.9. Grados BrixEl grado de azúcares presentes en el fruto de pimiento morrón, se determinó con ayuda de un
Refractómetro Portátil (marca Atago modelo 114684), para ello, fue necesario extraer un
segmento de la pulpa del fruto, el cual fue ligeramente molido con la finalidad de extraerle jugo,
del cual se tomo una gota para colocarla en el refractómetro y proceder a cuantificar el
porcentaje de azucares (Figura 53).
Figura 53. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro (Fotografía tomada por
Grajales, F., 2011).
57
3.9.10. Rendimiento total de frutos
La determinación de rendimiento total de frutos en cada uno de los tratamientos se realizó por
medio de una báscula tipo reloj, considerando como unidad de medida el kilogramo (figura 54).
Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos por medio de una báscula tipo reloj
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
57
3.9.10. Rendimiento total de frutos
La determinación de rendimiento total de frutos en cada uno de los tratamientos se realizó por
medio de una báscula tipo reloj, considerando como unidad de medida el kilogramo (figura 54).
Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos por medio de una báscula tipo reloj
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
57
3.9.10. Rendimiento total de frutos
La determinación de rendimiento total de frutos en cada uno de los tratamientos se realizó por
medio de una báscula tipo reloj, considerando como unidad de medida el kilogramo (figura 54).
Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos por medio de una báscula tipo reloj
(Fotografía tomada por Grajales, F., 2011).
58
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. Respuesta de las plantas de pimiento morrón a la inoculación conrizobacterias Pseudomonas putida
Las plantas de pimiento morrón biofertilizadas con rizobacterias de la especie Pseudomonas
putida, mostraron una respuesta favorable en el crecimiento, desarrollo y rendimiento del cultivo
durante los 5 meses que se mantuvo en invernadero, tiempo correspondiente a su ciclo
fenológico. Respecto a los tratamientos evaluados, destacó el que presentó plantas
biofertilizadas, mismas que fueron fertilizadas químicamente con un 75% de la dosis
comúnmente empleada para este cultivo, a continuación se describen los resultados obtenidos
en cada variable de estudio.
4.1.1. Altura de plantas de pimiento morrónPara la variable altura de planta el análisis estadístico indicó la presencia de diferencias
estadísticas significativas (Figura 55). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
una altura de 87.68 cm, superando al testigo en un 11%. Sí bien las demás inoculaciones
lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al
testigo, tal y como se muestra en la figura 55. Al respecto Bautista (2010), al evaluar el efecto
de rizobacterias del género Pseudomonas en plantas de pepino menciona que este tipo de
microorganismos sí lograron la promoción del crecimiento y desarrollo de manera favorable. Por
su parte Díaz (1998), menciona que la biofertilización de plantas de lechuga con rizobacterias
del género Pseudomonas logró estimular el crecimiento de plantas de forma favorable
destacando sobre el testigo de manera significativa.
Figura 55. Determinación de altura de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
20
40
60
80
100
Testigo
Altu
ra d
e pl
anta
(cm
)
58
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. Respuesta de las plantas de pimiento morrón a la inoculación conrizobacterias Pseudomonas putida
Las plantas de pimiento morrón biofertilizadas con rizobacterias de la especie Pseudomonas
putida, mostraron una respuesta favorable en el crecimiento, desarrollo y rendimiento del cultivo
durante los 5 meses que se mantuvo en invernadero, tiempo correspondiente a su ciclo
fenológico. Respecto a los tratamientos evaluados, destacó el que presentó plantas
biofertilizadas, mismas que fueron fertilizadas químicamente con un 75% de la dosis
comúnmente empleada para este cultivo, a continuación se describen los resultados obtenidos
en cada variable de estudio.
4.1.1. Altura de plantas de pimiento morrónPara la variable altura de planta el análisis estadístico indicó la presencia de diferencias
estadísticas significativas (Figura 55). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
una altura de 87.68 cm, superando al testigo en un 11%. Sí bien las demás inoculaciones
lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al
testigo, tal y como se muestra en la figura 55. Al respecto Bautista (2010), al evaluar el efecto
de rizobacterias del género Pseudomonas en plantas de pepino menciona que este tipo de
microorganismos sí lograron la promoción del crecimiento y desarrollo de manera favorable. Por
su parte Díaz (1998), menciona que la biofertilización de plantas de lechuga con rizobacterias
del género Pseudomonas logró estimular el crecimiento de plantas de forma favorable
destacando sobre el testigo de manera significativa.
Figura 55. Determinación de altura de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
a-b ba
a-b
Tratamientos
58
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. Respuesta de las plantas de pimiento morrón a la inoculación conrizobacterias Pseudomonas putida
Las plantas de pimiento morrón biofertilizadas con rizobacterias de la especie Pseudomonas
putida, mostraron una respuesta favorable en el crecimiento, desarrollo y rendimiento del cultivo
durante los 5 meses que se mantuvo en invernadero, tiempo correspondiente a su ciclo
fenológico. Respecto a los tratamientos evaluados, destacó el que presentó plantas
biofertilizadas, mismas que fueron fertilizadas químicamente con un 75% de la dosis
comúnmente empleada para este cultivo, a continuación se describen los resultados obtenidos
en cada variable de estudio.
4.1.1. Altura de plantas de pimiento morrónPara la variable altura de planta el análisis estadístico indicó la presencia de diferencias
estadísticas significativas (Figura 55). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
una altura de 87.68 cm, superando al testigo en un 11%. Sí bien las demás inoculaciones
lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al
testigo, tal y como se muestra en la figura 55. Al respecto Bautista (2010), al evaluar el efecto
de rizobacterias del género Pseudomonas en plantas de pepino menciona que este tipo de
microorganismos sí lograron la promoción del crecimiento y desarrollo de manera favorable. Por
su parte Díaz (1998), menciona que la biofertilización de plantas de lechuga con rizobacterias
del género Pseudomonas logró estimular el crecimiento de plantas de forma favorable
destacando sobre el testigo de manera significativa.
Figura 55. Determinación de altura de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
59
4.1.2. Diámetro de tallo de plantas de pimiento morrónEn diámetro de tallo, el análisis estadístico indica la presencia de diferencias estadísticas
significativas (Figura 56). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un diámetro
de 1.54 cm, superando al testigo en un 5%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover
positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y como se
muestra en la figura 56. Diversos reportes realizados en portainjertos de Citrus volkameriana,
en el cual se evaluó el potencial de rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que
cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo
vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Al estudiar diferentes cepas de Pseudomonas en el
cultivo de pepino, los resultados evidenciaron una estimulación en el grosor de tallo, materia
seca, vitamina C, sólidos solubles, índice de madurez (Bautista, 2010).
Figura 56. Determinación de diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
0.3
0.6
0.9
1.2
1.5
1.8
Testigo
a-b
Diam
etro
de
tallo
(cm
)
59
4.1.2. Diámetro de tallo de plantas de pimiento morrónEn diámetro de tallo, el análisis estadístico indica la presencia de diferencias estadísticas
significativas (Figura 56). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un diámetro
de 1.54 cm, superando al testigo en un 5%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover
positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y como se
muestra en la figura 56. Diversos reportes realizados en portainjertos de Citrus volkameriana,
en el cual se evaluó el potencial de rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que
cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo
vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Al estudiar diferentes cepas de Pseudomonas en el
cultivo de pepino, los resultados evidenciaron una estimulación en el grosor de tallo, materia
seca, vitamina C, sólidos solubles, índice de madurez (Bautista, 2010).
Figura 56. Determinación de diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
a-b a-ba
b
Tratamientos
59
4.1.2. Diámetro de tallo de plantas de pimiento morrónEn diámetro de tallo, el análisis estadístico indica la presencia de diferencias estadísticas
significativas (Figura 56). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un diámetro
de 1.54 cm, superando al testigo en un 5%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover
positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y como se
muestra en la figura 56. Diversos reportes realizados en portainjertos de Citrus volkameriana,
en el cual se evaluó el potencial de rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que
cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo
vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Al estudiar diferentes cepas de Pseudomonas en el
cultivo de pepino, los resultados evidenciaron una estimulación en el grosor de tallo, materia
seca, vitamina C, sólidos solubles, índice de madurez (Bautista, 2010).
Figura 56. Determinación de diámetro de tallo de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
60
4.1.3. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónRespecto al peso fresco de tallo y follaje de plantas, el análisis estadístico indicó que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 57). Sin embargo, el mejor tratamiento fue la cepa
FCA-56 al registrar un peso de 346. 25 g, superando al testigo en un 15%. Cabe resaltar que al
igual que las anteriores variables antes referidas, los demás tratamientos que implicaron
biofertilización, promovieron positivamente la ganancia de masa en las plantas en general.
Diversos repostes de investigación realizados en jitomate con rizobacterias del género
Pseudomonas, demuestran efectos favorables sobre la variable de peso fresco del follaje y
tallos (Fernández y Martínez, 2010).). Realizando estudios sobre rizobacterias del género
Pseudomonas en cultivos de pepino se comprobó que existe una estimulación en el crecimiento
vegetal obteniendo resultados favorables en el peso fresco de tallos y follaje (Bautista, 2010).
Figura 57. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
50
100
150
200
250
300
350
Testigo
Peso
fres
co d
e ta
llo y
folla
je (g
)
60
4.1.3. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónRespecto al peso fresco de tallo y follaje de plantas, el análisis estadístico indicó que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 57). Sin embargo, el mejor tratamiento fue la cepa
FCA-56 al registrar un peso de 346. 25 g, superando al testigo en un 15%. Cabe resaltar que al
igual que las anteriores variables antes referidas, los demás tratamientos que implicaron
biofertilización, promovieron positivamente la ganancia de masa en las plantas en general.
Diversos repostes de investigación realizados en jitomate con rizobacterias del género
Pseudomonas, demuestran efectos favorables sobre la variable de peso fresco del follaje y
tallos (Fernández y Martínez, 2010).). Realizando estudios sobre rizobacterias del género
Pseudomonas en cultivos de pepino se comprobó que existe una estimulación en el crecimiento
vegetal obteniendo resultados favorables en el peso fresco de tallos y follaje (Bautista, 2010).
Figura 57. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
aa
a
a
Tratamientos
60
4.1.3. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónRespecto al peso fresco de tallo y follaje de plantas, el análisis estadístico indicó que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 57). Sin embargo, el mejor tratamiento fue la cepa
FCA-56 al registrar un peso de 346. 25 g, superando al testigo en un 15%. Cabe resaltar que al
igual que las anteriores variables antes referidas, los demás tratamientos que implicaron
biofertilización, promovieron positivamente la ganancia de masa en las plantas en general.
Diversos repostes de investigación realizados en jitomate con rizobacterias del género
Pseudomonas, demuestran efectos favorables sobre la variable de peso fresco del follaje y
tallos (Fernández y Martínez, 2010).). Realizando estudios sobre rizobacterias del género
Pseudomonas en cultivos de pepino se comprobó que existe una estimulación en el crecimiento
vegetal obteniendo resultados favorables en el peso fresco de tallos y follaje (Bautista, 2010).
Figura 57. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
61
4.1.4. Peso fresco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso fresco de raíz el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 58). Resultando como mejores tratamientos las cepas FCA-56
y FCA-8 con un peso de 23.5 g, superando al testigo en un 27%. Si bien las demás
inoculaciones lograron promover positivamente por la ganancia de masa en la plantas, estas no
alcanzaron a superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 58. Reportes realizados en
portainjerto de Citrus volkameriana, en los cuales se evaluó el potencial de rizobacterias de
género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre
la variable crecimiento y desarrollo vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Estudios
realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se comprueba
que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados favorables en el
peso fresco de raíz (Bautista, 2010).
Figura 58. Peso fresco de raíz de la planta de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
5
10
15
20
25
Testigo
a
Peso
Fre
sco
de R
aíz (
g)
61
4.1.4. Peso fresco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso fresco de raíz el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 58). Resultando como mejores tratamientos las cepas FCA-56
y FCA-8 con un peso de 23.5 g, superando al testigo en un 27%. Si bien las demás
inoculaciones lograron promover positivamente por la ganancia de masa en la plantas, estas no
alcanzaron a superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 58. Reportes realizados en
portainjerto de Citrus volkameriana, en los cuales se evaluó el potencial de rizobacterias de
género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre
la variable crecimiento y desarrollo vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Estudios
realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se comprueba
que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados favorables en el
peso fresco de raíz (Bautista, 2010).
Figura 58. Peso fresco de raíz de la planta de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
a
a a
a
Tratamientos
61
4.1.4. Peso fresco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso fresco de raíz el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 58). Resultando como mejores tratamientos las cepas FCA-56
y FCA-8 con un peso de 23.5 g, superando al testigo en un 27%. Si bien las demás
inoculaciones lograron promover positivamente por la ganancia de masa en la plantas, estas no
alcanzaron a superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 58. Reportes realizados en
portainjerto de Citrus volkameriana, en los cuales se evaluó el potencial de rizobacterias de
género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos favorables sobre
la variable crecimiento y desarrollo vegetativo de los citrus (Francisco, 2010). Estudios
realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se comprueba
que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados favorables en el
peso fresco de raíz (Bautista, 2010).
Figura 58. Peso fresco de raíz de la planta de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
62
4.1.5. Peso fresco de plantaPara la variable peso fresco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 59). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 369.75 g, superando al testigo en un 15%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente la ganancia de masa en las plantas, éstas no alcanzaron a superar al
testigo, tal y como se muestra en la figura 59. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga
con rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso
fresco y seco de la plantas (Díaz, 1998).
Figura 59. Determinación de peso fresco de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
50
100
150
200
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TESTIGO
Peso
fres
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pla
nta
(g)
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4.1.5. Peso fresco de plantaPara la variable peso fresco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 59). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 369.75 g, superando al testigo en un 15%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente la ganancia de masa en las plantas, éstas no alcanzaron a superar al
testigo, tal y como se muestra en la figura 59. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga
con rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso
fresco y seco de la plantas (Díaz, 1998).
Figura 59. Determinación de peso fresco de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
TESTIGO FCA-8 FCA-56 MIX
aa
a
a
Tratamientos
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4.1.5. Peso fresco de plantaPara la variable peso fresco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 59). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 369.75 g, superando al testigo en un 15%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente la ganancia de masa en las plantas, éstas no alcanzaron a superar al
testigo, tal y como se muestra en la figura 59. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga
con rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso
fresco y seco de la plantas (Díaz, 1998).
Figura 59. Determinación de peso fresco de planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
63
4.1.6. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de la parte aérea de la planta el análisis estadístico indidó que no
existen diferencias estadísticas significativas (Figura 60). Resultando como mejor tratamiento la
cepa FCA-56 con un peso de 51.1 g, superando al testigo en un 8%. Si bien las demás
inoculaciones lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a
superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 60. Estudios realizados en jitomate
demostraron que las rizobacterias del género Pseudomonas tuvieron un efecto favorable en la
planta incrementando su producción de materia seca (Fernández y Martínez, 2010).). Así
mismo en los estudios realizados en pepino por Bautista en el 2010.
Figura 60. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
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40
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Testigo
a
Peso
seco
de
tallo
y fo
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(g)
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4.1.6. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de la parte aérea de la planta el análisis estadístico indidó que no
existen diferencias estadísticas significativas (Figura 60). Resultando como mejor tratamiento la
cepa FCA-56 con un peso de 51.1 g, superando al testigo en un 8%. Si bien las demás
inoculaciones lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a
superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 60. Estudios realizados en jitomate
demostraron que las rizobacterias del género Pseudomonas tuvieron un efecto favorable en la
planta incrementando su producción de materia seca (Fernández y Martínez, 2010).). Así
mismo en los estudios realizados en pepino por Bautista en el 2010.
Figura 60. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
aa
a
a
Tratamientos
63
4.1.6. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de la parte aérea de la planta el análisis estadístico indidó que no
existen diferencias estadísticas significativas (Figura 60). Resultando como mejor tratamiento la
cepa FCA-56 con un peso de 51.1 g, superando al testigo en un 8%. Si bien las demás
inoculaciones lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a
superar al testigo, tal y como se muestra en la figura 60. Estudios realizados en jitomate
demostraron que las rizobacterias del género Pseudomonas tuvieron un efecto favorable en la
planta incrementando su producción de materia seca (Fernández y Martínez, 2010).). Así
mismo en los estudios realizados en pepino por Bautista en el 2010.
Figura 60. Peso seco de tallo y follaje de plantas de pimiento morrón var. “California Wonder”biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
64
4.1.7. Peso seco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de raíz de la planta el análisis estadístico indica que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 61). Resultando como mejor tratamiento la cepa
FCA-56 con un peso de 5.38 g, superando al testigo en un 34%, seguido por el tratamiento MIX
y FCA-8 con un incremento respecto al testigo de 13% y 1% respectivamente, como se muestra
en la figura 61. Reportes realizados en jitomate, en el cual se evaluó el potencial de
rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos
favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo vegetativo (Fernández y Martínez, 2010).
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se
comprobó que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados
favorables en el peso seco de raíz (Bautista, 2010).
Figura 61. Determinación de peso seco de raiz de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
1
2
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4
5
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Testigo
a
Peso
seco
de
raíz
(g)
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4.1.7. Peso seco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de raíz de la planta el análisis estadístico indica que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 61). Resultando como mejor tratamiento la cepa
FCA-56 con un peso de 5.38 g, superando al testigo en un 34%, seguido por el tratamiento MIX
y FCA-8 con un incremento respecto al testigo de 13% y 1% respectivamente, como se muestra
en la figura 61. Reportes realizados en jitomate, en el cual se evaluó el potencial de
rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos
favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo vegetativo (Fernández y Martínez, 2010).
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se
comprobó que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados
favorables en el peso seco de raíz (Bautista, 2010).
Figura 61. Determinación de peso seco de raiz de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
a a
a
a
Tratamientos
64
4.1.7. Peso seco de raíz de plantas de pimiento morrónPara la variable peso seco de raíz de la planta el análisis estadístico indica que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 61). Resultando como mejor tratamiento la cepa
FCA-56 con un peso de 5.38 g, superando al testigo en un 34%, seguido por el tratamiento MIX
y FCA-8 con un incremento respecto al testigo de 13% y 1% respectivamente, como se muestra
en la figura 61. Reportes realizados en jitomate, en el cual se evaluó el potencial de
rizobacterias de género Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas mostraron efectos
favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo vegetativo (Fernández y Martínez, 2010).
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se
comprobó que existe una estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados
favorables en el peso seco de raíz (Bautista, 2010).
Figura 61. Determinación de peso seco de raiz de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
65
4.1.8. Peso seco de plantaPara la variable peso seco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 62). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 56.47 g, superando al testigo en un 14%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y
como se muestra en la figura 62. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga con
rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso fresco y
seco de la plantas (Díaz, 1998).
Figura 62. Peso seco de planta de pimiento morrón var. “California Wonder” biofertilizadas conrizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes deacuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
0
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20
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TESTIGO
a
Peso
seco
de
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)
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4.1.8. Peso seco de plantaPara la variable peso seco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 62). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 56.47 g, superando al testigo en un 14%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y
como se muestra en la figura 62. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga con
rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso fresco y
seco de la plantas (Díaz, 1998).
Figura 62. Peso seco de planta de pimiento morrón var. “California Wonder” biofertilizadas conrizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes deacuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
TESTIGO FCA-8 FCA-56 MIX
aa
a
a
Tratamientos
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4.1.8. Peso seco de plantaPara la variable peso seco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 62). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 56.47 g, superando al testigo en un 14%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente el crecimiento de plantas, éstas no alcanzaron a superar al testigo, tal y
como se muestra en la figura 62. Estudios realizados en inoculaciones en lechuga con
rizobacterias en dos tipos de suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso fresco y
seco de la plantas (Díaz, 1998).
Figura 62. Peso seco de planta de pimiento morrón var. “California Wonder” biofertilizadas conrizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes deacuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
66
4.1.9. Cuantificación de diámetro de frutoLa evaluación del diámetro de fruto de pimiento morrón indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 63). En contraste, la prueba de medias Tukey, señala a la
cepa FCA-56 como el mejor tratamiento al promover el mayor diámetro (7.55 cm), superando al
testigo en un 12.89%, seguido por el tratamiento representado por la cepa FCA-8 con un
incremento respecto al testigo de 4%. Si bien el tratamiento MIX logró promover positivamente
el desarrollo de fruto, pero no alcanzó a superar al testigo, como se muestra en la figura 63.
Reportes realizados en jitomate, en el cual se estudió la inoculación de rizobacterias del género
Pseudomonas en el cultivo, mostraron efectos favorables sobre la variable diámetro de fruto
(Romero y Cruz, 2005 y Fernández y Martínez, 2010).
Figura 63. Determinación de diámetro de fruto de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
12345678910
Testigo
a
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o (c
m)
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4.1.9. Cuantificación de diámetro de frutoLa evaluación del diámetro de fruto de pimiento morrón indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 63). En contraste, la prueba de medias Tukey, señala a la
cepa FCA-56 como el mejor tratamiento al promover el mayor diámetro (7.55 cm), superando al
testigo en un 12.89%, seguido por el tratamiento representado por la cepa FCA-8 con un
incremento respecto al testigo de 4%. Si bien el tratamiento MIX logró promover positivamente
el desarrollo de fruto, pero no alcanzó a superar al testigo, como se muestra en la figura 63.
Reportes realizados en jitomate, en el cual se estudió la inoculación de rizobacterias del género
Pseudomonas en el cultivo, mostraron efectos favorables sobre la variable diámetro de fruto
(Romero y Cruz, 2005 y Fernández y Martínez, 2010).
Figura 63. Determinación de diámetro de fruto de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
a aa
a
Tratamientos
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4.1.9. Cuantificación de diámetro de frutoLa evaluación del diámetro de fruto de pimiento morrón indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 63). En contraste, la prueba de medias Tukey, señala a la
cepa FCA-56 como el mejor tratamiento al promover el mayor diámetro (7.55 cm), superando al
testigo en un 12.89%, seguido por el tratamiento representado por la cepa FCA-8 con un
incremento respecto al testigo de 4%. Si bien el tratamiento MIX logró promover positivamente
el desarrollo de fruto, pero no alcanzó a superar al testigo, como se muestra en la figura 63.
Reportes realizados en jitomate, en el cual se estudió la inoculación de rizobacterias del género
Pseudomonas en el cultivo, mostraron efectos favorables sobre la variable diámetro de fruto
(Romero y Cruz, 2005 y Fernández y Martínez, 2010).
Figura 63. Determinación de diámetro de fruto de la planta de pimiento morrón var. “CaliforniaWonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
67
4.1.10. Cuantificación de peso fresco del frutoPara la variable peso fresco del fruto el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 64). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 178.33 g, superando al testigo en un 14%, seguido por el tratamiento FCA-8 con un
incremento respecto al testigo de 0.1%, como se muestra en la figura 64. Al estudiar diferentes
cepas de Pseudomonas en el cultivo de chile tipo Choleño bacillus, los resultados evidenciaron
una estimulación en el peso fresco del fruto (Alba, 2004). Estudios realizados en inoculaciones
de jitomate con rizobacterias del género Pseudomonas en donde mostraron diferencias
significativas en peso fresco de fruto (Romero-Cruz, 2005).
Figura 64. Peso fresco de fruto de pimiento morrón var. “California Wonder” obtenido de laplanta biofertilizada con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
020406080100120140160180200
Testigo
Peso
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de F
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(g)
67
4.1.10. Cuantificación de peso fresco del frutoPara la variable peso fresco del fruto el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 64). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 178.33 g, superando al testigo en un 14%, seguido por el tratamiento FCA-8 con un
incremento respecto al testigo de 0.1%, como se muestra en la figura 64. Al estudiar diferentes
cepas de Pseudomonas en el cultivo de chile tipo Choleño bacillus, los resultados evidenciaron
una estimulación en el peso fresco del fruto (Alba, 2004). Estudios realizados en inoculaciones
de jitomate con rizobacterias del género Pseudomonas en donde mostraron diferencias
significativas en peso fresco de fruto (Romero-Cruz, 2005).
Figura 64. Peso fresco de fruto de pimiento morrón var. “California Wonder” obtenido de laplanta biofertilizada con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
a aa
a
Tratamientos
67
4.1.10. Cuantificación de peso fresco del frutoPara la variable peso fresco del fruto el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 64). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con
un peso de 178.33 g, superando al testigo en un 14%, seguido por el tratamiento FCA-8 con un
incremento respecto al testigo de 0.1%, como se muestra en la figura 64. Al estudiar diferentes
cepas de Pseudomonas en el cultivo de chile tipo Choleño bacillus, los resultados evidenciaron
una estimulación en el peso fresco del fruto (Alba, 2004). Estudios realizados en inoculaciones
de jitomate con rizobacterias del género Pseudomonas en donde mostraron diferencias
significativas en peso fresco de fruto (Romero-Cruz, 2005).
Figura 64. Peso fresco de fruto de pimiento morrón var. “California Wonder” obtenido de laplanta biofertilizada con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no sonsignificativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
68
4.1.11. Contenido de grados Brix en fruto de pimiento morrónPara la variable grados Brix en fruto el análisis estadístico indicó que no existieron diferencias
estadísticas significativas (Figura 65). Resultando como mejor tratamiento la cepa MIX con un
contenido de azúcares de 7%, superando al testigo en un 8%, como se muestra en la figura 65.
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se
comprobó que existió una estimulación en frutos obteniendo resultados favorables en la calidad
de ellos (Bautista, 2010). Los grados Brix (%), es una cualidad que permite conocer la
concentración de azúcares presente en el fruto, ésta cambiará considerablemente entre frutos
de distintas especies. Esta variable no sólo es importante como parte de los componentes
principales del fruto, sino que tiene un papel decisivo en el sabor (Hernández et al., 2002).
Figura 65. Concentracion de azúcares en fruto pimiento morrón var. “California Wonder”obtenido de las plantas biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letrasiguales no son significativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
12345678910
Testigo
a
°Brix
(%)
68
4.1.11. Contenido de grados Brix en fruto de pimiento morrónPara la variable grados Brix en fruto el análisis estadístico indicó que no existieron diferencias
estadísticas significativas (Figura 65). Resultando como mejor tratamiento la cepa MIX con un
contenido de azúcares de 7%, superando al testigo en un 8%, como se muestra en la figura 65.
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se
comprobó que existió una estimulación en frutos obteniendo resultados favorables en la calidad
de ellos (Bautista, 2010). Los grados Brix (%), es una cualidad que permite conocer la
concentración de azúcares presente en el fruto, ésta cambiará considerablemente entre frutos
de distintas especies. Esta variable no sólo es importante como parte de los componentes
principales del fruto, sino que tiene un papel decisivo en el sabor (Hernández et al., 2002).
Figura 65. Concentracion de azúcares en fruto pimiento morrón var. “California Wonder”obtenido de las plantas biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letrasiguales no son significativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
Testigo FCA-8 FCA-56 Mix
aa a
a
Tratamientos
68
4.1.11. Contenido de grados Brix en fruto de pimiento morrónPara la variable grados Brix en fruto el análisis estadístico indicó que no existieron diferencias
estadísticas significativas (Figura 65). Resultando como mejor tratamiento la cepa MIX con un
contenido de azúcares de 7%, superando al testigo en un 8%, como se muestra en la figura 65.
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de pepino se
comprobó que existió una estimulación en frutos obteniendo resultados favorables en la calidad
de ellos (Bautista, 2010). Los grados Brix (%), es una cualidad que permite conocer la
concentración de azúcares presente en el fruto, ésta cambiará considerablemente entre frutos
de distintas especies. Esta variable no sólo es importante como parte de los componentes
principales del fruto, sino que tiene un papel decisivo en el sabor (Hernández et al., 2002).
Figura 65. Concentracion de azúcares en fruto pimiento morrón var. “California Wonder”obtenido de las plantas biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letrasiguales no son significativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤ 0.05).
69
4.1.12. Cuantificación de rendimiento total en fruto de pimiento morrón portratamiento
Para el rendimiento total de frutos por tratamiento no se tuvieron diferencias significativas
(Figura 66), resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un peso de 8.5 kg promedio
por planta durante las 6 cosechas, superando al testigo en un 21%, como se muestra en la
figura 69. En este caso del rendimiento coincide con lo señalado por Díaz 1998, en donde
muchas Rizobacterias han sido aplicadas a raíces de diferentes especies vegetales,
demostrando ser capaces de colonizarlas y estimular el rendimiento de los cultivos, a través de
la producción de hormonas vegetales. Así como demuestra Alba 2004, en su estudio, realizado
con chile tipo Choleño bacillus con la aplicación de rizobacterias del género Pseudomonas que
estimularon al desarrollo vegetativo obteniendo un alto rendimiento de producción.
Figura 66. Determinación de rendimiernto total de fruto de la planta de pimiento morrón var.“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida.
0123456789
TESTIGO
Rend
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g)
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4.1.12. Cuantificación de rendimiento total en fruto de pimiento morrón portratamiento
Para el rendimiento total de frutos por tratamiento no se tuvieron diferencias significativas
(Figura 66), resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un peso de 8.5 kg promedio
por planta durante las 6 cosechas, superando al testigo en un 21%, como se muestra en la
figura 69. En este caso del rendimiento coincide con lo señalado por Díaz 1998, en donde
muchas Rizobacterias han sido aplicadas a raíces de diferentes especies vegetales,
demostrando ser capaces de colonizarlas y estimular el rendimiento de los cultivos, a través de
la producción de hormonas vegetales. Así como demuestra Alba 2004, en su estudio, realizado
con chile tipo Choleño bacillus con la aplicación de rizobacterias del género Pseudomonas que
estimularon al desarrollo vegetativo obteniendo un alto rendimiento de producción.
Figura 66. Determinación de rendimiernto total de fruto de la planta de pimiento morrón var.“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida.
TESTIGO FCA-8 FCA-56 MIXTratamientos
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4.1.12. Cuantificación de rendimiento total en fruto de pimiento morrón portratamiento
Para el rendimiento total de frutos por tratamiento no se tuvieron diferencias significativas
(Figura 66), resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-56 con un peso de 8.5 kg promedio
por planta durante las 6 cosechas, superando al testigo en un 21%, como se muestra en la
figura 69. En este caso del rendimiento coincide con lo señalado por Díaz 1998, en donde
muchas Rizobacterias han sido aplicadas a raíces de diferentes especies vegetales,
demostrando ser capaces de colonizarlas y estimular el rendimiento de los cultivos, a través de
la producción de hormonas vegetales. Así como demuestra Alba 2004, en su estudio, realizado
con chile tipo Choleño bacillus con la aplicación de rizobacterias del género Pseudomonas que
estimularon al desarrollo vegetativo obteniendo un alto rendimiento de producción.
Figura 66. Determinación de rendimiernto total de fruto de la planta de pimiento morrón var.“California Wonder” biofertilizadas con rizobacterias P. putida.
70
V. CONCLUSIONES
La biofertilización de plantas de pimiento morrón de forma individual y combinada de
tres cepas rizobacterianas de la especie P. putida, promovió el crecimiento y
desarrollo de éstas.
La cepa rizobacteriana FCA-56 promovió los mejores resultados en las variables de
estudio: altura de planta, diámetro de tallo, peso fresco y seco de planta así como en
diámetro y peso fresco de fruto.
El aprovechamiento de agentes biofertilizantes en general y de rizobacterias en lo
particular, representan una alternativa sustentable que promueve el crecimiento,
desarrollo y sanidad de las plantas, logrando así coadyuvar en la disminución en el
uso de productos químicos como plaguicidas y fertilizantes químicos, sin afectar el
vigor de las plantas, tal y como se menciona en diferentes investigaciones.
71
VI. RECOMENDACIONES La inoculación de las plantas de pimiento morrón se realizó a los 33 días después
del trasplante, situación que complicó el proceso de incorporación de las
rizobacterias sobre el sistema radicular de las plantas, por ello, la inoculación debe
ser efectuada al momento del trasplante debido a que en ese momento se tiene el
sistema radicular de las plantas de forma visible.
Durante el desarrollo del cultivo se suministro una fertilización química al 75%,
situación que permitió la obtención de resultados favorables, sin tener presencia de
deficiencias, por lo cual, sería oportuno realizar experimentos donde se contemple la
utilización de niveles más bajos de fertilizante químico.
La variedad “California Wonder” utilizada en este experimento demostró una
respuesta favorable a la inoculación de rizobacterias del género Pseudomonas, en
base a los resultados obtenidos, se sugieren experimentos donde se evalué el efecto
de las rizobacterias en materiales híbridos de pimiento morrón para mejorar la
calidad y rendimiento de fruto.
Además de las variables de estudio aquí presentadas, es de suma importancia
implementar otras variables que permitan un mayor análisis del comportamiento del
sistema radicular influenciado por la presencia de las rizobacterias Pseudomonas
putida.
72
VII. LITERATURA CITADAABOU, H. S.D., W.A. EL-TOHAMY, AND A.A. GHONAME. 2006. Improvement of pepper
growth and productivity in sandy soil by different fertilization treatments underprotected cultivation. Journal of Applied Sciecnes. INSInet Publications. 2(1): 8-12,
2006
ALBA, H. R. 2004. “Rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal ySu influencia en el crecimiento y producción de chile tipo choleño (Capsicum sp)en invernadero”. Tesis de licenciatura. Programa educativo Ingeniero Agrónomo,
Campus Xalapa. Universidad Veracruzana.
ALPI. A. TOGNONI F. 2000. “Cultivo en invernadero”. Científica y técnica. 3° edición.
Ediciones Mundi-Prensa. España. 13-235 pp.
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