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UNIVERSIDAD TECNOLÓGICA EQUINOCCIAL
FACULTAD DE CIENCIAS DE LA INGENIERÍA
CARRERA DE INGENIERÍA DE ALIMENTOS
EFECTOS DE LA RADIACIÓN UV-C SOBRE LA FLORA
NATIVA EN LA MORA DE CASTILLA (Rubus glaucus) SIN
ESPINAS
TRABAJO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA
DE ALIMENTOS
LORENA ESTEFANÍA SALVADOR VALLEJO
DIRECTORA: BIOQ. MARÍA JOSÉ ANDRADE
QUITO, Julio 2013.
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© Universidad Tecnológica Equinoccial. 2013.
Reservados todos los derechos de reproducción.
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DECLARACIÓN
Yo Lorena Estefanía Salvador Vallejo, declaro que el trabajo aquí descrito
es de mi autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún
grado o calificación profesional; y, que he consultado las referencias
bibliográficas que se incluyen en este documento.
La Universidad Tecnológica Equinoccial puede hacer uso de los derechos
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de
Propiedad Intelectual, por su Reglamento y por la normativa institucional
vigente.
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Lorena Estefanía Salvador Vallejo
C.I.: 1723421770
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CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente trabajo que lleva por título “Efectos de la
radiación UV–C sobre la flora nativa en la mora de Castilla (Rubus
glaucus) sin espinas”, que, para aspirar al título de Ingeniera en Alimentos
fue desarrollado por Lorena Estefanía Salvador Vallejo, bajo mi dirección y
supervisión, en la Facultad de Ciencias de la Ingeniería; y cumple con las
condiciones requeridas por el reglamento de Trabajos de Titulación artículos
18 y 25.
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Bioq. María José Andrade
DIRECTORA DE TRABAJO
C.I.: 1712338373
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El presente trabajo de investigación es parte del proyecto:
“EFECTOS DE LA RADIACIÓN UV-C SOBRE LA FLORA NATIVA DE LA
MORA DE CASTILLA (Rubus glaucus) SIN ESPINAS”
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DEDICATORIA
A todas aquellas personas que deseen conocer acerca del tema que se trata
en el presente trabajo.
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AGRADECIMIENTO
A mis padres, que han sido la luz durante toda mi vida, han estado a mi lado
en cada logro, tropiezo y caída, que han sabido levantarme y darme el amor,
apoyo y comprensión necesaria para seguir mi camino y buscar nuevos
triunfos y éxitos; que jamás se han rendido y han hecho de mí lo que soy
ahora. Por creer en mí en todo momento dándome alas para volar alto.
A toda mi familia, con la que he compartido mis alegrías y tristezas y han
estado ahí para darme ánimo siempre.
A mis amigas y amigos que más que eso han sido mis ángeles, mis
confidentes, mi familia. Con los que he vivido un sin número de aventuras y
me han ayudado de una u otra manera a culminar esta etapa.
Y gracias a todas aquellas personas que han dejado una huella imborrable
en mi vida.
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ÍNDICE DE CONTENIDOS
PÁGINA
RESUMEN .................................................................................................... vii
ABSTRACT ................................................................................................... ix
1. INTRODUCCIÓN ..................................................................................... 1
1.1 OBJETIVOS ..................................................................................... 2
2. MARCO TEÓRICO .................................................................................. 4
2.1 MORA .............................................................................................. 4
2.1.1 TAXONOMÍA ....................................................................... 5
2.1.2 COMPOSICIÓN QUÍMICA Y NUTRICIONAL ...................... 5
2.1.3 VARIEDADES DE MORA .................................................... 6
2.1.4 USOS .................................................................................. 7
2.2 CULTIVO ......................................................................................... 8
2.2.1 CULTIVO DE MORA DE CASTILLA EN EL ECUADOR ..... 8
2.3 COSECHA ....................................................................................... 9
2.4 POSTCOSECHA DE LA MORA ...................................................... 9
2.4.1 EMPAQUE ......................................................................... 10
2.4.2 TRANSPORTE .................................................................. 10
2.4.3 ALMACENAMIENTO ......................................................... 11
2.5 PÉRDIDAS POSTCOSECHA ........................................................ 12
2.6 TRATAMIENTOS POSTCOSECHA............................................... 16
2.6.1 TRATAMIENTOS CON FRÍO ............................................ 17
2.6.2 TRATAMIENTOS QUÍMICOS ............................................ 18
2.6.3 ATMÓSFERAS MODIFICADAS Y/O CONTROLADAS ..... 19
2.6.4 RADIACIÓN UV ................................................................. 19
2.7 RADIACIÓN UV-C ......................................................................... 20
2.7.1 HORMESIS ........................................................................ 21
2.7.2 USO DE LA RADIACIÓN UV-C COMO TRATAMIENTO
POSTCOSECHA .............................................................. 23
3. MATERIALES Y MÉTODOS ................................................................. 25
3.1 MATERIAL VEGETAL .................................................................... 25
3.2 AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE MOHOS EN MORA ........ 25
ii
PÁGINA
3.3 SELECCIÓN DE LA DOSIS EFECTIVA DE RADIACIÓN UV-C .... 26
3.3.1 PREPARACIÓN DEL INÓCULO ....................................... 27
3.3.2 INOCULACIÓN .................................................................. 27
3.3.3 TRATAMIENTO CON RADIACIÓN UV-C ......................... 28
3.4 DETERMINACIÓN DE TIEMPO DE DESARROLLO FÚNGICO
DE MORA INOCULADA ARTIFICIALMENTE ............................... 29
3.5 EFECTO DE LA RADIACIÓN UV-C SOBRE EL CRECIMIENTO
DE Botrytis .................................................................................... 29
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN .............................................................. 32
4.1 AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE MOHOS EN MORA ........ 32
4.2 SELECCIÓN DE LA DOSIS EFECTIVA DE RADIACIÓN UV-C .... 35
4.3 DETERMINACIÓN DE TIEMPO DE DESARROLLO FÚNGICO
EN MORA INOCULADA ARTIFICIALMENTE ............................... 42
4.4 EFECTO DE LA RADIACIÓN UV-C SOBRE EL CRECIMIENTO
DE Botrytis .................................................................................... 46
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ......................................... 52
5.1 CONCLUSIONES .......................................................................... 52
5.2 RECOMENDACIONES .................................................................. 53
BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................ 54
ANEXOS…………………………………………………………………………...61
iii
ÍNDICE DE TABLAS
PÁGINA
Tabla 1. Taxonomía de la Mora de Castilla ................................................... 5
Tabla 2. Composición Nutricional de la Mora de Castilla .............................. 6
Tabla 3. Parámetros de almacenamiento de la Mora de Castilla ................ 11
Tabla 4. Tratamientos aplicados a la mora de Castilla sin espinas recién
cosechada ..................................................................................... 31
Tabla 5. Desarrollo de Mucor spp. tratado con diferentes dosis de
radiación UV-C .............................................................................. 36
Tabla 6. Desarrollo de Fusarium spp. tratado con diferentes dosis de
radiación UV-C .............................................................................. 37
Tabla 7. Desarrollo de Penicillium spp. tratado con diferentes dosis de
radiación UV-C .............................................................................. 38
Tabla 8. Desarrollo de Alternaria spp .tratado con diferentes dosis de
radiación UV-C .............................................................................. 39
Tabla 9. Desarrollo Cladosporium spp. tratado con diferentes dosis de
radiación UV-C .............................................................................. 40
Tabla 10. Desarrollo de Botrytis spp. tratado con diferentes dosis de
radiación UV-C ............................................................................ 41
Tabla 11. Índice de decaimiento de mora de Castilla durante el tiempo de
inoculación .................................................................................. 43
Tabla 12. Desarrollo de Botrytis en mora de Castilla sin espinas ................ 50
iv
ÍNDICE DE FIGURAS
PÁGINA
Figura 1. Tabla de color de la mora de Castilla ............................................. 4
Figura 2. Empaque de mora ....................................................................... 10
Figura 3. Infección de Botrytis cinerea en (a) fruto maduro y (b) fruta en la
planta de mora ............................................................................ 13
Figura 4. Hoja infectada por Oidium spp. .................................................... 13
Figura 5. Planta marchita ............................................................................ 14
Figura 6. Planta de mora infectada con roya .............................................. 15
Figura 7. Planta de mora infectada con antracnosis ................................... 15
Figura 8. Planta infectada con agalla de la corona ..................................... 16
Figura 9. Espectro del ultravioleta (longitudes de onda en nm) .................. 20
Figura 10. Gráfico dosis-respuesta de la hormesis ..................................... 22
Figura 11. Mora de Castilla sin espinas (a) frutos y (b) selección de
frutos para la cosecha ............................................................... 25
Figura 12. Inoculación por extensión con perlas de vidrio .......................... 27
Figura 13. Aplicación de radiación UV-C en placas petri inoculadas con
mohos ....................................................................................... 28
Figura 14. Mucor spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación
en agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica
(100x) ........................................................................................ 32
v
PÁGINA
Figura 15. Fusarium spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación
en agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica
(100x) ........................................................................................ 32
Figura 16. Penicillium spp .(a) Cultivo luego de 5 días de incubación
en agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica
(100x) ........................................................................................ 33
Figura 17. Alternaria spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación
en agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica
(100x) ........................................................................................ 33
Figura 18. Cladosporium spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación
en agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica
(100x) ........................................................................................ 34
Figura 19. Botrytis spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación
en agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica
(100x) ........................................................................................ 34
Figura 20. Desarrollo de moho en mora de Castilla sin espinas a
temperatura ambiente luego de seis días de almacenamiento . 45
Figura 21. Crecimiento de Botrytis en mora almacenada ........................... 46
Figura 22. Desarrollo de Botrytis con tratamientos T1, T2 y T3 en los
días 2, 4 y 6 a temperatura ambiente ....................................... 47
Figura 23. Desarrollo de Botrytis con tratamientos T4, T5 y T6
en los días 2, 4 y 6 a temperatura ambiente ............................. 49
vi
ÍNDICE DE ANEXOS
PÁGINA
ANEXO I.
PREPARACIÓN ESCALA DE MAC FARLAND ........................................... 61
ANEXO II.
TABLA DEL ÍNDICE DE DECAIMIENTO ..................................................... 62
vii
RESUMEN
La variedad de mora “sin espinas” fue desarrollada por el Instituto Nacional
de Investigaciones Agropecuarias (INIAP) en el año 2010.Este es un fruto
altamente perecible que sufre pérdidas en el periodo postcosecha, sobre
todo por el desarrollo de microorganismos, principalmente mohos. El objetivo
del presente trabajo de investigación fue determinar el efecto de la aplicación
de la radiación UV-C como tratamiento postcosecha sobre la flora nativa de
la mora de Castilla sin espinas. El estudio se dividió en cuatro partes: una
primera en la que se aislaron e identificaron los mohos causantes de
deterioro en la fruta; en una segunda parte se aplicaron dosis de 1, 3.2 y 5.8
kJ/m2 para seleccionar una dosis efectiva de radiación UV-C que controle el
crecimiento fúngico, se lo hizo a través de un ensayo in vitro; en la tercera
parte se evaluó el desarrollo de mohos en mora inoculada artificialmente con
los inóculos aislados y finalmente se seleccionó el moho que mayor
desarrollo presentaba con el fin de evaluar el efecto hormético y fungicida de
la radiación UV-C, para lo cual se irradió antes o después de la inoculación
artificial en frutos de mora. Se aislaron e identificaron los hongos: Mucor
spp., Fusarium spp., Penicillium spp., Alternaria spp., Cladosporium spp. y
Botrytis spp. La dosis efectiva con la que se evidenció disminución en el
crecimiento fúngico in vitro fue de 1 kJ/m2.
La inoculación artificial de hongos en mora produjo deterioro de la fruta entre
los días dos y cuatro. En el día cuatro, Botrytis fue el hongo que presentó
mayor crecimiento sobre la fruta produciendo la pérdida de la calidad
comercial de ésta para este día de almacenamiento, mientras que los frutos
inoculados con los hongos Mucor, Fusarium, Alternaria, Penicillium y
Cladosporium, si bien presentaron deterioro, fue en menor proporción. Se
comprobó el efecto hormético y fungicida de la radiación UV-C (1 kJ/m2) en
mora, ya que el tratamiento retrasó el crecimiento de Botrytis durante cuatro
días, tanto al realizar la inoculación del hongo posterior al tratamiento UV-C
en la mora como cuando los frutos fueron tratados luego de la inoculación; la
viii
combinación del efecto hormético y fungicida produjo disminución de la
carga microbiana y las muestras presentaron menor desarrollo fúngico que
las controles, sin embargo se encontró mejores resultados en la aplicación
del tratamiento por separado. Con el análisis global de resultados se
propone a la radiación UV-C como un método efectivo para el control del
desarrollo fúngico sobre la mora, además de ser un tratamiento postcosecha
que no deja residuos en la fruta, ni causa daño al consumidor.
ix
ABSTRACT
The “thornless” blackberry variety was developed by the National Agricultural
Research Institute (lNlAP) in 2010. This is a highly perishable fruit that
suffers high postharvest losses due to the growth of microorganisms,
especially molds. The aim of this research was to determine the effect of the
application of UV-C radiation as postharvest treatment on native flora of
thornless Castilla blackberry. The study was divided into four parts: a first
part in which was isolated and identified those molds that cause deterioration
on the fruit, in a second part was applied doses of 1, 3.2 and 5.8 kJ/m2 to
select an effective dose of UV-C radiation to control fungal growth, it was
done in an in vitro testing, in the third part fungal growth was assessed in
artificially inoculated blackberries with the isolated inocula and finally the
mold that had a higher development was selected in order to evaluate the
hormetic and fungicidal effect of UV-C radiation, for this, blackberries were
irradiated before or after artificial inoculation. The fungi isolated and identified
were: Mucor spp., Fusarium spp., Penicillium spp., Alternaria spp.,
Cladosporium spp. and Botrytis spp. The effective dose which showed
decrease in in vitro fungal growth was 1 kJ/m2.
Artificial fungal inoculation on blackberry produced fruit deterioration between
days two and four. On day four Botrytis was the fungus that showed higher
growth over fruit, producing commercial quality loss for this day of storage,
while the fruits inoculated with the fungus Mucor, Fusarium, Alternaria,
Penicillium and Cladosporium, although them produced deterioration, it was
in a lesser extent. Hormetic and fungicidal effect of UV-C radiation (1 kJ/m2)
was verified on blackberry, because the treatment delayed Botrytis growth for
four days, in both cases when the inoculation of the fungus was after the
treatment with UV-C radiation as when fruits were treated after inoculation;
the combination of hormetic and fungicidal effect produced microbial load
reduction and samples had lower fungal development than controls, however
best results found in the implementation of separate treatment. Global
x
analysis results suggested that UV-C radiation is an effective method for the
control of fungal growth on the blackberry, besides being a postharvest
treatment that leaves no residue on fruit, or cause harm to the consumer.
1
1. INTRODUCCIÓN
La mora de Castilla (Rubus glaucus) es una planta de porte arbustivo, semi-
erecta y de naturaleza trepadora (Martínez et al., 2007). Para su cultivo se
tienen los mejores resultados en altitudes entre 1800 y 2600 msnm, que se
clasifican como zonas de clima frío moderado, con temperaturas promedios
entre 12 y 18 °C (Sora, Fischer & Flórez, 2006). En el Ecuador es cultivada
tradicionalmente en las provincias de Bolívar, Cotopaxi y Tungurahua
(Martínez, 2008). La vida útil de la mora es muy corta, de 3 a 5 días, razón
por la cual la cosecha y el manejo postcosecha deben ser muy cuidadosos y
eficientes. Las pérdidas durante estas etapas son muy altas, alrededor de
60% y 70%, cuando el manejo no se hace adecuadamente (Sora et al.,
2006).
Es una fruta altamente perecible y delicada, susceptible a daños mecánicos,
lo cual incide en la proliferación de microorganismos fitopatógenos, como
son bacterias y mohos, estos daños se producen por una manipulación
negligente del producto durante todas las etapas postcosecha (FAO, 1993),
produciéndose un deterioro acelerado. Los hongos que atacan esta fruta son
principalmente Botrytis, Gymnocoria, Fusarium, Colletotrichum, Oidium, y
Peronospora (Franco & Giraldo, s.f.; Martínez et al., 2007).
Para el control del crecimiento de microorganismos en frutas se utilizan
tecnologías como pulsos de luz, revestimientos comestibles (ceras),
aplicación de pulsos eléctricos, entre otros (Belloso, 2010; Cano, 2001). En
los últimos años se ha probado la radiación UV-C como una tecnología
postcosecha emergente con buenos resultados en pimiento, brócoli, uvilla,
mortiño y otros productos frutihortícolas.
La radiación UV-C se utiliza como una alternativa de desinfección, ya que
reduce el crecimiento de microorganismos en superficies inertes y
superficies de frutos (Stevens et al., 1998). El efecto germicida de la
radiación UV-C se ha empleado en diferentes alimentos como un método de
desinfección superficial a temperatura ambiente que no deja residuos en el
2
producto, por lo que se considera una buena alternativa para conservar y
alargar la vida útil de éstos. Según explican González-Aguilar, Rivera-
Pastrana, Gardea-Béjar, Martínez-Téllez y Rivera-Domínguez (2007) debido
a su bajo costo y fácil aplicación, la radiación UV-C es una buena alternativa
para la conservación de frutas y hortalizas, ya que es letal para la mayoría
de microorganismos.
Se han realizado diversos estudios de radiación UV-C sobre frutas; en
arándanos se redujo el crecimiento de Colletotrichum acutatum (Perkins-
Veaziea, Collinsa & Howard, 2008), en fresa se aplicó esta tecnología para
controlar la pudrición causada por Botrytis cinerea (Baka, Mercier, Corcuff,
Castaigne & Arul, 1999), de igual forma Stevens et al. (1998) realizaron
estudios en durazno para el control de Monilinia fructicola retrasando la
maduración; en cítricos la aplicación de dosis bajas de radiación UV-C
puede inducir resistencia en la piel del fruto contra enfermedades
postcosecha (Palou, 2007). Sin embargo, no se han realizado estudios en
mora de Castilla sin espinas, por lo cual su estudio es importante para
determinar el efecto de la radiación UV-C sobre la flora nativa de la fruta,
entendida como el conjunto de microorganismos que viven de forma habitual
en un cuerpo sano, conocida también como microbiota o flora normal
(Universidad_de_Navarra, 2005).
1.1 OBJETIVOS
Objetivo General
Determinar los efectos de la radiación UV – C sobre la flora nativa en la mora
de Castilla (Rubus glaucus) sin espinas.
Objetivos Específicos
Aislar e identificar los mohos causantes de pérdidas postcosecha de la
mora de Castilla (Rubus glaucus) sin espinas.
3
Seleccionar la dosis efectiva de radiación UV-C para reducir la carga
bacteriana en la mora de Castilla (Rubus glaucus) sin espinas.
Evaluar el efecto hormético de la radiación UV-C sobre el hongo Botrytis
spp.
4
2. MARCO TEÓRICO
2.1 MORA
La mora de Castilla (Rubus glaucus) es una planta de origen silvestre, la
mayoría de variedades que todavía no son identificadas pertenecen a los
climas fríos y templados de la Cordillera de los Andes de Ecuador y
Colombia, sin embargo también se la puede encontrar en Panamá, El
Salvador, Honduras, Guatemala y México (Martínez et al., 2007).
Es una planta perenne, arbustiva semi-erecta, formada por algunos tallos
espinosos, que pueden llegar a crecer hasta los 3 metros y tienen un
diámetro entre 1 y 2 centímetros; a pesar de que la mayoría de las plantas
tienen espinas, existen algunos cultivares que no las tienen, debido a
mutaciones o fitomejoramiento. Las hojas están formadas por 3 foliolos de
forma ovoide con una longitud de 3 a 5 centímetros y espinas ganchudas
(Martínez et al., 2007). El fruto está conformado por pequeñas drupas y
dentro de ellas se encuentran las semillas; su maduración no es uniforme, su
color va de rojo a negro brillante de acuerdo a su proceso de desarrollo,
como se muestra en la figura 1 (Franco & Giraldo, s.f.; OIRSA, 2003).
Figura 1. Tabla de color de la mora de Castilla
(ICONTEC, 1997)
5
Las raíces se distribuyen en los primeros 30 centímetros del suelo con
disposición horizontal y longitudinal de 0.5 a 1.2 metros de largo, éstas
sostienen a la planta y permiten su propagación gracias a sus yemas
vegetativas que tienen la capacidad de activarse y así producir brotes
(Franco & Giraldo, s.f.).
2.1.1 TAXONOMÍA
La Tabla 1 muestra la taxonomía de la mora de Castilla según Reina (1998):
Tabla 1. Taxonomía de la Mora de Castilla
Reino Vegetal
Subreino Embriyophyta
Clase Angiosperma
Subclase Dicotiledónea
Orden Tubiflorales
Familia Rosáseas
Género Rubus
Especie glaucus (Reina, 1998)
2.1.2 COMPOSICIÓN QUÍMICA Y NUTRICIONAL
En la Tabla 2 se indica la composición nutricional de la mora de Castilla que
es una fruta caracterizada por su bajo valor calórico, debido a que su aporte
de carbohidratos es escaso. Pero lo que caracteriza a esta fruta es la
cantidad de pigmentos naturales que posee (antocianinas y carotenoides),
los mismos que tienen acción antioxidante. La mora es una fuente de
polifenoles como son los taninos elágicos y antocianinas, siendo estas
últimas las que le dan su color característico (Soto, Pérez & Acosta, 2010).
6
Tabla 2. Composición Nutricional de la Mora de Castilla en una porción de 100 g.
Factor Nutricional Cantidad Unidad
Ácido ascórbico 8 mg
Agua 92.8 g
Calcio 42 mg
Calorías 23 kcal
Carbohidratos 5.6 g
Cenizas 0.4 g
Fibra 0.5 g
Fósforo 10 mg
Grasa 0.1 g
Hierro 1.7 mg
Niacina 0.3 mg
Proteínas 0.6 g
Riboflavina 0.05 mg
Tiamina 0.02 mg (Martínez et al., 2007)
2.1.3 VARIEDADES DE MORA
Existen variedades de mora diseminadas en todo el mundo, alrededor de
300 especies, en zonas frías, frías moderadas y altas. Las variedades que
se pueden encontrar a lo largo del callejón interandino, en estado silvestre
según Cadena y Orellana (1985) y Martínez et al. (2007) son:
Rubus glaucus Benth.- conocida como mora de Castilla o mora
negra o azul. Es de mucho interés por su producción y valor
comercial, es la más cultivada en el Ecuador y crece entre los 2500 y
3000 m.s.n.m.
Rubus floribundus HBK.- conocida comúnmente como mora criolla
o común, crece desde los 2800 m.s.n.m. a orillas de cercos y
quebradas.
Rubus gigantus.- conocida también como mora de gato. Crece sobre
los 3000 m.s.n.m. Tiene un sabor dulce y sus frutos aparecen en
racimos.
7
Rubus adenotrichas.- esta especie crece entre los 2500 y 3000
m.s.n.m. Se la puede encontrar desde el Ecuador hasta México, es
una variedad que puede ser cultivada con fines comerciales.
Rubus urticaefolius.- es una especie trepadora y robusta. Crece
entre los 2500 y 3000 m.s.n.m. formando cercos a lo largo de
caminos.
Rubus trichomallus.- crece desde los 800 hasta los 1200 m.s.n.m.
Se la puede encontrar en áreas montañosas de Ecuador, Colombia y
se extiende hasta México.
Rubus ruseus.- se la encuentra a grandes alturas, sobre los 3000
m.s.n.m., en diferentes zonas del Ecuador.
Variedad Ollalie.- es originaria de California, fue traída al Ecuador en
1987, es una planta muy productiva y vigorosa. Ésta es cultivada con
fines de exportación.
Variedad Brazos.- proviene de Texas y se adaptó al Ecuador sin
problema, es buena para la exportación gracias a su alta
productividad y rusticidad.
2.1.4 USOS
La mora es una fruta que tiene un tiempo de vida limitado, tiene una
descomposición acelerada debido a agentes como hongos, bacterias,
enzimas, clima, golpes que se producen durante la cosecha, empacado o
transporte; causando pérdidas económicas (Cadena & Orellana, 1985) por lo
que es importante conocer usos alternativos para esta fruta.
Se puede usar este fruto en una gran variedad de productos, como:
mermelada, vino, yogurt, néctar, jugo, helado y pulpa.
8
2.2 CULTIVO
Para el cultivo de mora de Castilla se deben tomar en cuenta varios
parámetros que permiten un adecuado y óptimo desarrollo de la planta,
(Cadena & Orellana, 1985; Franco & Giraldo, s.f.; López & Gómez, 2008) por
ejemplo:
Suelo.- Puede presentar una topografía irregular, es decir, éste puede
ser inclinado, plano, ondulado y laderoso. Además de eso es
profundo, suelto y debe contener alto contenido de materia orgánica y
buen drenaje y un pH entre 5.5 y 7.5.
Clima.- Esta fruta crece en climas fríos y fríos moderados, aunque se
puede adaptar a climas temperados, incluso aumentando su
producción. Existe un mejor desarrollo a una altura que oscile entre
los 1800 y 2400 metros sobre el nivel del mar.
Humedad relativa.- La humedad óptima para el desarrollo de la
planta está entre 70% y 80%.
Brillo solar.- Para un óptimo crecimiento necesita entre 1200 y 1600
horas brillo solar al año.
2.2.1 CULTIVO DE MORA DE CASTILLA EN EL ECUADOR
La mora de Castilla en el Ecuador, crece en varias provincias como
Tungurahua, Cotopaxi, Bolívar, Chimborazo, Pichincha, Imbabura y Carchi.
Cubriendo una superficie cultivada de 5247 hectáreas, de las cuales 2200
hectáreas se encuentran en la provincia de Tungurahua (Martínez et al.,
2007).
9
2.3 COSECHA
Entre los 6 y 8 meses después de que fue plantada la mora, se puede iniciar
su cosecha, su producción irá aumentando conforme se dé el crecimiento y
edad del cultivo, estabilizándose al año y medio. En éste tipo de plantas no
se puede conocer con exactitud una época fija de cosecha, pues los frutos
maduran de forma desigual. Las moras estarán listas para ser cosechadas
cuando presenten un color negro morado (Cadena & Orellana, 1985).
Para cosechar la mora, se debe tener mucho cuidado ya que es una fruta
susceptible al daño, por lo que es recomendable al momento de recogerlas
agarrar la fruta suavemente con el pulgar y el dedo índice, arrancándola
delicadamente de la planta. Es mejor realizar la cosecha en las primeras
horas de la mañana para que el rocío que pudo existir en ellas, se evapore
por completo y de ésta manera evitar que la fruta se dañe ya sea por
fermentación, o por el calor excesivo que se puede producir, acelerando su
maduración (Casaca, 2005; Montalvo, 2010).
2.4 POSTCOSECHA DE LA MORA
Muchos productos agrícolas necesitan que el manejo postcosecha sea
rápido y eficaz para poder evitar en lo posible pérdidas postcosecha y
reducción en la características de calidad demandadas por el consumidor
(González-Iturriaga, 1987).
El tratamiento postcosecha que recibe la mora es muy importante para
asegurar sus características de calidad, debido a que es una fruta altamente
perecedera y muy susceptible a daños mecánicos. Para poder asegurar un
manejo postcosecha adecuado, es necesario realizar un correcto manejo de
empaque, transporte y almacenamiento.
10
2.4.1 EMPAQUE
Para esta operación, la fruta ya debió ser seleccionada, evitando así que se
mezclen frutos con diferentes niveles de maduración. No es aconsejable
realizar la cosecha en cestas o canastos, ya que la fruta se estropea
demasiado. Se debe cosechar ya directamente en bandejas o recipientes
plásticos, pues así se controlan manipulaciones innecesarias por ende se
reducen daños hasta en un 99% (figura 2). Según explica Martínez et al.
(2007) “no se debe mezclar fruta sana con la dañada o maltratada, las frutas
que van al fondo no deben estar muy maduras, evitar la humedad del
empaque y no empacar más fruta de lo que cabe en éste cómodamente.”
Figura 2. Empaque de mora
2.4.2 TRANSPORTE
Los productos frutihortícolas para llegar al mercado necesitan ser
transportados, ya sea que se vayan a consumir frescos o vayan a ser
sometidos a algún proceso dentro de la agroindustria. Se deben cumplir
varios detalles durante esta operación para evitar pérdidas postcosecha,
debido al mal manejo del fruto (López, 2000).
Cuando se transporta mora ya sea para exportación como para consumo
local se debe evitar mezclarla con otros productos que pudiesen transmitir
olores o sabores extraños, además se debe mantener a una temperatura
11
aproximada de 1ºC y seguir una cadena de frío constante, para poder
conservar sus características físicas y químicas (Martínez et al., 2007).
2.4.3 ALMACENAMIENTO
Es necesario que se almacenen los productos frescos para poder alargar la
vida útil de éstos. Para frutas y verduras las bodegas refrigeradas son las
más usadas, y el tiempo de almacenaje dependerá de la vida útil
postcosecha del producto y de las condiciones de operación del almacén
(García & García, 2001). Según López (2000), para tener un
almacenamiento exitoso de un producto se debe tener en cuenta el control
de la respiración y la transpiración, las enfermedades y plagas de la
postcosecha, y la conservación de la calidad del producto, para que la fruta
llegue en las mejores condiciones.
En la Tabla 3 se muestran algunos parámetros que se deben tener en
cuenta al almacenar la mora de Castilla.
Tabla 3. Parámetros de almacenamiento de la Mora de Castilla
Punto de congelación -1.7 ºC
Temperatura de almacenamiento -0.5 a 0ºC
Humedad relativa 90 – 95%
Periodo práctico de almacenamiento 2 – 3 días
Contenido de humedad 84.8%
Tasa de respiración 16 a 23 mg CO2/kg/h
(Bejarano, 1992)
Sin embargo también es necesario mencionar que la mora a temperatura
ambiente tiene un tiempo de vida útil de 5 días, y bajo condiciones de frío a
una temperatura de 1ºC se conserva hasta 15 días; el color que debe tener
durante la cosecha va de rojizo morado a negro (Martínez et al., 2007).
12
2.5 PÉRDIDAS POSTCOSECHA
Las frutas y hortalizas frescas reciben el nombre de productos perecibles
debido a que tienden a deteriorarse ya sea por razones fisiológicas o por la
invasión de plagas, infecciones y enfermedades (FAO, 1989). Además de un
mal manejo postcosecha, durante el momento de empacar y transportarlas a
su destino final.
Las pérdidas postcosecha en mora, son principalmente causadas por
enfermedades que afectan a la planta y por ende hacen que se produzcan
frutos que no pueden ser comercializados. A continuación se describen las
principales enfermedades causadas por microorganismos:
Pudrición del fruto.- producido por Botrytis cinerea, este hongo ataca tanto
al fruto inmaduro como al que se encuentra en proceso de maduración,
momificando y necrosando al primero y pudriendo al segundo (figura 3a y
3b). Se suele producir debido a un exceso de humedad ya sea del suelo o
del ambiente (Casaca, 2005; Franco & Giraldo, s.f.). Este hongo puede
tolerar temperaturas entre -1 y 1ºC para crecer y causar deterioro en el
producto (Rivera, 2008).
Cuando recién está apareciendo ataca a las yemas necrosándolas y
haciendo que se caigan, luego pasa al fruto provocando su pudrición
(Martínez et al., 2007).
Para su control se debe cortar, recolectar y quemar las partes que se hallen
infectadas y tratar la planta con ciertos compuestos. Además se debe
cosechar los frutos en su punto óptimo de maduración, no se debe dejar
sobremadurar a la planta (Franco & Giraldo, s.f.).
13
Figura 3. Infección de Botrytis cinerea en (a) fruto maduro y (b) fruta en la planta de mora
Mildeo Polvoso.- producido por Oidium spp. o Sphaeroteca spp., este
hongo cambia de color a las hojas a un color amarillo y las deforma, en la
parte de abajo de las hojas se presenta un polvillo blanco como se observa
en la figura 4. Si el ataque llega a ser severo puede incluso deformar el fruto
(López & Gómez, 2008).
Para su control se debe podar la planta y quemar el material infectado
(Bejarano, s.f.).
Figura 4. Hoja infectada por Oidium spp.
Verticillium spp., Fusarium spp. y Rosellinia spp.- estos hongos hacen
que las hojas tomen una tonalidad amarilla y la planta empieza a marchitarse
a b
14
(figura 5). En el tallo se manifiesta con manchas negras y un color azuloso
característico. Ataca a la raíz de la planta pudriéndola.
La única forma de controlar dicha enfermedad es mediante es la eliminación
o erradicación de las plantas afectadas (López & Gómez, 2008).
Figura 5. Planta marchita
Mildeo Velloso.- producido por Perenospora spp., este hongo se presenta
con cuarteamientos en el tallo. Es una enfermedad donde las ramas nuevas
empiezan a secarse, ya que se produce un estrangulamiento en la mitad de
éstas. Los frutos se decoloran y las drupas se hunden (CORPOICA, 2002).
Para poder controlarlo se debe podar y quemar todo el material afectado.
Roya.- producida por Gymnocoria spp., este hongo produce manchas en las
hojas de la planta, en la parte de arriba de la hoja dichas manchas tienen un
color naranja y por debajo de ellas presentan un color amarillo. Además de
atacar a las hojas, también ataca el tallo, el fruto y las flores, en donde se
puede apreciar un polvo de color naranja como se puede observar en la
figura 6 (Franco & Giraldo, s.f.).
15
Se debe mantener el cultivo libre de malezas, y aplicar fungicidas a base de
cúpricos o azufre (Casaca, 2005; Franco & Giraldo, s.f.).
Figura 6. Planta de mora infectada con roya
Antracnosis.- producida por Colletotrichum spp., este hongo produce
manchas oscuras en las ramas y en los tallos (figura 7), estos se pueden
agrietar produciendo secado y muerte de la rama (López & Gómez, 2008).
Para su manejo se debe podar y quemar todas las partes afectadas,
además de desyerbar para favorecer a la aireación del cultivo.
Figura 7. Planta de mora infectada con antracnosis
16
Agalla de la corona.- lo produce Agrobacterium tumefaciens, se da la
formación de agallas o tumores en el tallo, por lo general cerca del cuello de
la raíz, como se puede ver en la figura 8.
Para su control se debe desinfectar el suelo y debe estar bien drenado,
además las tijeras podadoras deben desinfestarse. Con la ayuda de una
navaja se debe eliminar las lesiones y aplicar cicatrizantes cúpricos (Franco
& Giraldo, s.f.).
Figura 8. Planta infectada con agalla de la corona
2.6 TRATAMIENTOS POSTCOSECHA
Generalmente los productos frescos se deterioran y descomponen después
de la cosecha, ya sea por la actividad enzimática o por microorganismos; por
lo que se hace de suma importancia destruir los agentes del deterioro sin
que los productos pierdan sus características ni su valor nutricional (FAO,
1993).
Los tratamientos a los que se le puede someter a la mora de Castilla, con el
fin de alargar su vida útil, se detallan a continuación:
17
2.6.1 TRATAMIENTOS CON FRÍO
Según Juliarena y Gratton (2008), “el frío produce una reducción de la
velocidad de los procesos químicos, metabólicos y de crecimiento de
microorganismos. Por lo tanto el descenso en la temperatura producirá
retraso en los cambios que se puedan producir en los alimentos durante el
almacenamiento.”
El pre-enfriamiento es un proceso necesario para mantener la calidad de los
productos y maximizar su vida postcosecha. Es beneficioso aun cuando el
producto posteriormente retome la temperatura ambiente, debido a que su
deterioro es proporcional al tiempo expuesto a temperaturas altas (López,
2003).
Existen varias clases de pre-enfriamiento, como son pre-enfriamiento con
agua, pre-enfriamiento al vacío, pre-enfriamiento con hielo molido o en cubo
y pre-enfriamiento con aire forzado. Sin embargo, el método recomendado
para el enfriamiento de la mora es el de aire forzado (Montalvo, 2010).
Pre-enfriamiento con aire forzado.- Este tipo de pre-enfriamiento es
bastante rápido y se basa en el movimiento forzado de aire frío a través de
los orificios de las gavetas, para de esta manera promover el movimiento de
aire más caliente de las frutas hacia un extractor de aire, y gracias a una
manta evita que el aire caliente se disperse en el cuarto (Fonseca, 2011).
Las moras necesitan ser enfriadas con aire forzado y una humedad relativa
alta entre el 90 y 95 %, en las siguientes 2 horas después de haber sido
cosechadas y así bajar su temperatura interna entre 0 y 5 ºC. El enfriamiento
por aire forzado es hasta 5 veces más rápido que el que es en un cuarto frío
(Montalvo, 2010).
Pre-enfriamiento con agua.- Este tipo de pre-enfriamiento es más rápido
que el de aire forzado; se debe tener precauciones con la sanidad del agua
18
ya que microorganismos patógenos pueden ingresar al tejido y causar daños
(Fonseca, 2011).
Pre-enfriamiento al vacío.- Se basa en el efecto de enfriamiento que se
produce por la evaporación del agua que se encuentra en la superficie del
producto, en donde se toma el calor latente de éste cuando se lo somete a
un ambiente al vacío, correspondiente al punto de ebullición del agua a la
temperatura del alimento (Barreiro & Sandoval, 2006).
Pre-enfriamiento con hielo molido.- Este tipo de tratamiento es
probablemente de los más antiguos, donde se suele colocar una cobertura
de hielo antes de cerrar el envase, con el transcurso del tiempo éste se va
derritiendo y el agua va enfriando a las capas inferiores. También se puede
intercalar capas de hielo y producto, o se puede realizar una modificación
usando agua y hielo concomitantemente (López, 2003).
2.6.2 TRATAMIENTOS QUÍMICOS
En las últimas décadas la práctica de tratar el producto durante la
postcosecha se ha convertido en parte integral del procesamiento y
mercadeo a gran escala comercial de frutas de importancia mundial.
Además los compuestos aplicados no deben ser fitotóxicos, para que no
afecten la calidad del producto y cumplan con los límites de tolerancia para
el consumo humano (Barriga-Olivares, 1987).
En el caso de las fresas, que al igual que las moras tienen un tiempo de vida
útil limitado, este tipo de tratamiento se lo usa para evitar la difusión de
Botrytis (Farinango, 2010).
19
2.6.3 ATMÓSFERAS MODIFICADAS Y/O CONTROLADAS
Las atmósferas controladas son aquellas en donde se modifica la
composición gaseosa de la atmósfera, es decir, se enriquece con CO2 y se
disminuye considerablemente el O2, se realiza un control constante del
producto. Las atmósferas modificadas utilizan una mezcla de gases,
nitrógeno mezclado con CO2 y reducción de O2, según los requerimientos
del producto, no se realiza control al cerrar el envase (Gracía, s.f.; Orjuela,
Pinilla & Rincón, 2002).
Este tratamiento se usa en productos que toleran altos niveles de CO2,
modificando el aire con un porcentaje entre el 15 y 20 % de CO2, actúa como
un fungistático para ayudar a controlar pudriciones producidas por
patógenos como Botrytis cinerea en frutas como las moras, fresas, entre
otras (FAO, 2003).
2.6.4 RADIACIÓN UV
La radiación ultravioleta es producida por el sol y es un esterilizador natural.
Se encuentra ubicada en una región de energía del espectro
electromagnético que está entre la luz visible y los rayos X; se divide en 4
áreas diferentes estos son rayos UV vacío, UV-A, UV-B y UV-C, cada uno
con una longitud de onda diferente (figura 9), la misma que se expresa en
nanómetros, y va desde 10 hasta 400 nm, (González, 2001) como se indica
a continuación:
UV vacío: (10 – 200 nm).- desinfección con ozono
UV-C: (200 – 300 nm).- con capacidad germicida, es una luz de onda
corta.
UV-B: (280 – 315 nm).- es nociva para la piel, produciendo eritema o
golpe solar, es una luz de onda media.
UV-A: (315 – 400 nm).- también conocida como luz negra, no es
nociva para el ser humano; es una luz de onda larga.
20
Figura 9. Espectro del ultravioleta (longitudes de onda en nm)
(UV-Consulting_Peschl_España, 2008)
Según Portero (s.f.), la radiación UV tiene efectos sobre las proteínas y los
ácidos nucleicos. Dosis altas de UV-B pueden desnaturalizar proteínas;
mientras que si se desea una acción bactericida se logra con longitudes de
onda corta, es decir UV-C.
2.7 RADIACIÓN UV-C
La luz UV-C es una forma de radiación no ionizada que no penetra más allá
de las superficies, generalmente se la conoce como germicida, éste efecto
se logra especialmente a longitudes de onda cercanas a 250 nm. Ésta puede
inactivar bacterias, hongos y virus (Fonseca, 2009). Tiene la ventaja de no
producir residuos químicos, subproductos o radiación, además que es un
tratamiento seco y frío. Se debe tomar en cuenta la composición de cada
producto alimenticio, para poder determinar la dosis de radiación UV-C
(Guerrero-Beltrán & G.Barbosa-Cánovas, 2004).
La radiación UV-C sobre los microorganismos puede tener diferentes efectos
entre una especie y otra, los hongos y levaduras son microorganismos
mucho más resistentes durante la desinfección, sin embargo, al usar UV-C
se debe tomar en cuenta la carga de microorganismos con la que se
encuentra el producto. El efecto bactericida de este tipo de radiación, radica
21
en que la luz UV-C que es absorbida por el ADN detiene el crecimiento
celular, por ende, provoca muerte celular, el daño se da a nivel del ácido
nucleico (Guerrero-Beltrán & G.Barbosa-Cánovas, 2004), el fenómeno que
ocurre recibe el nombre de dimerización de ADN, ya que la luz absorbida
promueve que se formen enlaces entre nucleótidos adyacentes, creándose
moléculas dobles o dímeros; un número suficiente de éstos dentro de un
microorganismo impide que este pueda replicar su ADN y ARN, por lo tanto
se impide su reproducción (Wright & Cairns, s.f.).
Este tipo de radiación de manera artificial se logra con la ayuda de lámparas
que generan luz UV al pasar una descarga eléctrica a través de un tubo de
cuarzo que contiene vapor de mercurio a baja presión (García, s.f.).
La técnica de usar radiación UV-C como germicida, fue desarrollada por
Cleanlight BV en los países bajos, sin embargo en sus inicios era peligroso
para las personas que se exponían a ella, es por ello que Arne Aiking
desarrolló la Tecnología de Protección de Cultivos con UV, en donde el
productor puede aplicar Cleanlight en cultivos de invernadero sin dañar a los
trabajadores ni al cultivo (Reho, 2011).
Cabe señalar que la luz UV-C no alcanza toda la superficie del hongo ya que
no erradica o elimina por completo al micelio; además con dosis muy bajas
no mata a las esporas, pero previene la formación de nuevas esporas al
eliminar al micelio que las genera (Reho, 2011).
2.7.1 HORMESIS
La hormesis es un concepto que relaciona una respuesta frente a una dosis;
es la observación de una respuesta estimulante o “beneficiosa” provocada
por dosis bajas de un agente químico o físico, aun cuando éste produzca
una respuesta inhibitoria o adversa frente a un nivel de dosis alto. La
hormesis se manifiesta como una curva bifásica dosis-respuesta (figura 10),
que consiste en un intervalo de dosis bajas donde se da una respuesta
22
estimulante, un intervalo de dosis moderadas con una respuesta nula o casi
nula y un intervalo de dosis altas con una respuesta inhibitoria o tóxica
(Vincent, 2007).
Figura 10. Gráfico dosis-respuesta de la hormesis
La luz UV-C induce a la resistencia a varios factores en tejidos vía hormesis,
es decir, la iniciación de una reacción positiva bajo una dosis baja de
radiación (Fonseca, 2009). Según Guerrero-Beltrán y G.Barbosa-Cánovas
(2004), “cuando se aplica luz UV-C a las frutas o vegetales, además de
reducir la carga microbiana en la superficie, se da un fenómeno llamado
efecto hormético, este efecto ayuda a mejorar la resistencia a
microorganismos como mohos y levaduras, ya que estimula la producción de
fenilialanina amonio – liasa que induce la formación de compuestos fenólicos
(fitoalexinas), que son tóxicos para éstos.”
Se han realizado numerosos estudios sobre hormesis, entre los cuales se
puede citar:
Uso de pulsos de radiación UV-C en uvas para aumentar la
producción de resveratrol, el mismo que es una fitoalexina que ayuda
a la planta contra ataques patógenos, los resultados en uvas tratadas
fueron exitosos en el aumento de dicho compuesto. Es producto del
efecto hormético de la luz UV-C (Barberán, Espín & Villar, 2005).
23
En frutillas al aplicar radiación UV-C en dosis que van de 0.43 a 4.30
kJ/m2 se retrasó el ablandamiento del tejido que tiene influencia en
antioxidantes y la actividad enzimática. Tratamientos utilizando dosis
de hormesis, inducen la expresión de los genes de defensa, que
evitan la degradación de la pared celular que controla el
ablandamiento y defiende a la fruta contra enfermedades como
aquellas causadas por Botrytis cinerea (Ribeiro, Canada & Alvarenga,
2012).
En tomates el tratamiento UV-C mejoró el valor nutricional y aumentó
el nivel de licopeno sin modificar sus propiedades físicas. A dosis
bajas aproximadamente de 4 kJ/m2, la radiación puede inducir la
expresión de un número de genes de defensa, y suprimir la expresión
de genes implicados en la pared celular de desmontaje, metabolismo
lipídico y la fotosíntesis. Los genes de defensa retrasan el
ablandamiento de tejidos, conservan los atributos nutricionales y
sensoriales, ayudando a aumentar la vida útil de los frutos (Ribeiro et
al., 2012).
En manzanas, la radiación UV-C aplicada (1.2 kJ/m2) ayuda en la
desinfección de la superficie, detiene a las enzimas oxidativas,
previene el oscurecimiento del tejido y desarrollo de malos olores.
Además, ésta crea una película seca protectora que inhibe el
crecimiento microbiano y el escape de jugo, esta película es muy
delgada y no es percibida por los consumidores (Ribeiro et al., 2012).
2.7.2 USO DE LA RADIACIÓN UV-C COMO TRATAMIENTO
POSTCOSECHA
La radiación UV-C es un método muy usado por aquellas personas que
trabajan en el control de enfermedades postcosecha, pues ha mostrado ser
un tratamiento con resultados prometedores (Riveros, 2010).
24
Este tipo de tratamiento se viene usando desde hace varios años, en
diferentes tipos de productos postcosecha, con el objetivo de alargar la vida
útil de éstos y evitar en lo posible el uso de químicos.
Algunos ejemplos del uso de radiación UV-C en productos postcosecha se
describen a continuación:
Andrade, Moreno, Henríquez, Gómez y Concellón (2010), usaron
radiación UV-C sobre carambola mínimamente procesada, alargando
su tiempo de vida útil a 7 días, además que se redujo el crecimiento
de mohos.
Para el control de Cenicilla polvorienta en fresas se utilizó luz UV-C,
demostrando que es tan eficaz como usar tratamientos químicos. Con
el tratamiento con UV-C el porcentaje de plantas infectadas fue del 2
al 3%, mientras que en aquellas que eran control el porcentaje fue del
14%. El porcentaje de fresas podridas fue un 1/3 más bajo que
aquellas que formaban parte del grupo control (Reho, 2011).
En otro estudio realizado en fresas, se probaron 3 tiempos y 3
distancias diferentes de exposición a la luz UV-C, concluyendo que a
una distancia de 40 cm y un tiempo de exposición de 7.5 minutos las
características microbiológicas, físico – químicas y sensoriales eran
aceptables (Beltrán, Ramos & Álvarez, 2010).
Estudios realizados sobre zapallo fresco cortado, mostraron que dosis
de 2.08 y 3.14 kJ/m2, tuvieron efectos positivos en el control de la
carga microbiana, además de las características sensoriales, además
de que se extendió su vida útil (Sosa, 2009).
González-Aguilar et al. (2005), demostraron que dosis de radiación
UV-C ≤10 minutos en frutos de mango, duraznos y nectarina, son
efectivas para reducir el deterioro y otras fisiopatías que pueden
presentarse durante el almacenamiento, disminuye la carga
microbiana inicial, además que no deja residuos en el producto.
25
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 MATERIAL VEGETAL
El presente trabajo de investigación se realizó con mora de Castilla sin
espinas (Andimora; código genético MA100), una variedad desarrollada por
el INIAP (Martínez, 2010); cultivada en la provincia de Tungurahua, cantón
Ambato, barrio Huachi sector La Magdalena.
Inmediatamente después de la cosecha los frutos de la mora se trasladaron
al laboratorio de Biotecnología de la Universidad Tecnológica Equinoccial
(Quito). La mora fue cosechada manualmente en perfecto estado, sin
lastimaduras ni rasguños, es importante señalar que su estado de madurez
no debía estar completamente desarrollado (rojizo), como se observa en la
figura 11.
Figura 11. Mora de Castilla sin espinas (a) frutos y (b) selección de frutos
para la cosecha
3.2 AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE MOHOS EN
MORA
Para la primera fase de este estudio se procedió a aislar e identificar los
mohos causantes de las pérdidas postcosecha en mora de Castilla sin
a b
26
espinas (Rubus glaucus), con el fin de determinar la flora fúngica nativa de
esta fruta.
Se pesó una muestra de 30 g de mora y se suspendió en 270 ml de agua
destilada estéril, (dilución 10-1), se homogenizó y a partir de ésta se
prepararon dos diluciones sucesivas (10-2 y 10-3), en tubos de ensayo que
contenían 9 ml de agua destilada estéril. Se procedió a colocar 1 ml de cada
dilución en placas petri por la técnica de vertido utilizando agar Sabouraud
(Acumedia). Las muestras se incubaron de tres a cinco días a una
temperatura de 25ºC.
Al finalizar el tiempo de incubación, se observaron los distintos tipos de
moho que se podían distinguir según el tipo de colonia y color. Con la ayuda
de una aguja de inoculación se tomó una porción del micelio y se inoculó en
el centro de una caja petri con agar Sabouraud, con el objetivo de aislar la
colonia. Cada moho aislado se incubó a 25ºC de tres a cinco días. Este
procedimiento se repitió hasta obtener cultivos puros.
Para la identificación (determinación del género de los mohos aislados) se
realizó una tinción con azul de lactofenol en una placa portaobjetos, se
observó y comparó al microscocopio (modelo CX31 Olympus – Japón) la
morfología del hongo con el manual Introductionto Food – Borne Fungi
(Samson, Hoekstra, Frisvad & Filtenborg, 1995).
3.3 SELECCIÓN DE LA DOSIS EFECTIVA DE RADIACIÓN
UV-C
Para la selección de la mejor dosis de radiación UV-C, que controle el
crecimiento de mohos en la mora, se realizó un ensayo denominado
cuantitativo in vitro según el procedimiento utilizado por Cárdenas (2011),
con ligeras modificaciones.
27
3.3.1 PREPARACIÓN DEL INÓCULO
En la preparación del inóculo se usó las cepas fúngicas que previamente
fueron aisladas e identificadas que tenían un crecimiento de siete días a
25ºC en agar Sabouraud.
Se preparó una suspensión de propágulos y micelios en una solución salina
al 0,85% estéril. La concentración de esporas se determinó mediante el
estándar de Mac Farland #2.
La escala de Mac Farland estima las poblaciones microbianas comparando
índices de turbidez del estándar con los logrados del cultivo microbiano. Se
prepara con cloruro de bario al 1% y ácido sulfúrico al 1% (Arcos, Ossa &
Díaz, 2004). Su preparación se detalla en el Anexo I.
3.3.2 INOCULACIÓN
Se trabajó con el estándar de Mac Farland #2, el mismo que equivale a 6 x
108 UFC/ml, la turbidez se midió utilizando un espectrofotómetro (GENESYS
20 – Thermo Spectronic). Se inoculó 100µl de las suspensiones preparadas
por la técnica de extensión con perlas de vidrio estériles en placas petri con
agar Sabouraud (figura 12).
Figura 12. Inoculación por extensión con perlas de vidrio
28
3.3.3 TRATAMIENTO CON RADIACIÓN UV-C
Se procedió a poner las placas petri (destapadas) inoculadas en la cámara
de radiación UV-C, bajo cuatro lámparas de luz UV-C (lámpara UV-C
Germicidal G30T8), a una distancia de 30 cm y se irradiaron con dosis de 1,
3.2 y 5.8 kJ/m2, la intensidad de la radiación se midió con un radiómetro
digital (UVX Radiometer UVP). Una vez irradiadas las muestras, se
incubaron de tres a cinco días a 25ºC. Se trabajó con dos grupos de
muestras, irradiadas (tratadas) como se observa en la figura 13, y no
irradiadas (control) que sólo fueron inoculadas; ambas muestras se
incubaron a 25ºC durante 5 días.
Figura 13. Aplicación de radiación UV-C en placas petri inoculadas con mohos
Se observó el crecimiento de cada hongo en las placas petri, tanto tratadas
como controles y se realizó el recuento de UFC/ml; y se seleccionó como
dosis efectiva aquella que retrasó o inhibió el crecimiento de
microorganismos.
29
3.4 DETERMINACIÓN DE TIEMPO DE DESARROLLO
FÚNGICO DE MORA INOCULADA ARTIFICIALMENTE
Se colocó fruta sana recién cosechada en bandejas plásticas con tapa (de
250 g) y se inoculó mediante aspersión con la ayuda de un atomizador con
una suspensión de esporas, según se indicó en la sección 3.3.1, de los
hongos previamente aislados. Las bandejas se mantuvieron a temperatura
ambiente y en la oscuridad. Cada dos días se determinó el índice de daño
de la fruta.
Se prepararon 2 grupos: tratadas (inoculadas artificialmente) y bandejas
control (fruta sana sin inoculación).
Para la evaluación del decaimiento que sufría la fruta se utilizó la siguiente
escala subjetiva de desarrollo fúngico de 1 a 4, donde: 1 - 1.9 = no hay
desarrollo; 2 – 2.9 = desarrollo ligero; 3 – 3.9 = desarrollo moderado; 4 =
muy desarrollado; según la metodología utilizada por Cárdenas (2011), con
una ligera modificación.
3.5 EFECTO DE LA RADIACIÓN UV-C SOBRE EL
CRECIMIENTO DE Botrytis
Siendo Botrytis cinerea el principal hongo causante de pérdidas
postcosecha, se determinó el efecto hormético que tiene la luz UV-C sobre
este microorganismo. Se realizaron 6 tratamientos diferentes en la fruta que
se describen en la Tabla 4.
Se diseñó este ensayo con el fin de determinar, por un lado el efecto
hormético de la radiación UV-C, para lo que se trató con luz UV-C mora
recién cosechada que posteriormente fue inoculada artificialmente con
Botrytis; y por otro lado el efecto germicida de la radiación UV-C para lo cual,
primeramente se inoculó artificialmente la mora y luego se aplicó la radiación
30
UV-C. Para evaluar la efectividad del tratamiento en los dos casos, se
sometió a iguales condiciones de incubación y almacenamiento frutos de
mora sana sin inoculación artificial y sin tratamiento UV-C, y fruta sana
inoculada artificialmente y tratada con luz UV-C.
La dosis utilizada coincide con la dosis que se seleccionó en un estudio
previo del efecto de la radiación UV-C sobre el tiempo de vida útil de mora
de Castilla sin espinas almacenada en refrigeración (Padilla, 2013).
De cada tratamiento se realizaron recuentos de mohos cada dos días, para
lo cual se pesó una muestra de 200 g de mora y se la suspendió en 1800 ml
de agua destilada estéril, dilución 10-1, y a partir de ésta se prepararon dos
diluciones sucesivas (10-2 y 10-3), en tubos de ensayo que contenían 9 ml de
agua destilada estéril. Se colocó 1 ml de cada dilución en placas petri y se
sembró por la técnica de vertido con agar Sabouraud y se incubó a 25ºC de
tres a cinco días.
31
Tabla 4. Tratamientos aplicados a la mora de Castilla sin espinas recién cosechada
TRATAMIENTO
DESCRIPCIÓN
T1: Fruta sana
(control)
Fruta recién cosechada. Se colocó en bandejas plásticas y se
almacenó a temperatura ambiente en completa oscuridad.
T2: Fruta +
Inoculación
Fruta inoculada artificialmente. Se preparó una suspensión de
esporas, como se señaló en la sección 3.3.1. Se inoculó la fruta
mediante aspersión con un atomizador y se colocó en bandejas
plásticas. Se almacenó a temperatura ambiente en completa
oscuridad.
T3: Fruta +
Radiación UV-C
(1kJ/m2)
Fruta recién cosechada tratada con radiación UV-C. Se irradió la
fruta a 1kJ/m2 tanto la parte superior como la inferior y se colocó
en bandejas plásticas. Se almacenó a temperatura ambiente en
completa oscuridad.
T4: Fruta +
Radiación UV-C
(1 kJ/m2) +
Inoculación
Fruta recién cosechada tratada con radiación UV-C y
posteriormente inoculada con Botrytis. Se preparó una suspensión
de esporas, como se señaló en la sección 3.3.1. Se inoculó la fruta
mediante aspersión con un atomizador y se irradió a 1kJ/m2. Se
colocó en bandejas plásticas y se almacenó a temperatura
ambiente en completa oscuridad.
T5: Fruta +
Inoculación +
Tratamiento
UV-C (1kJ/m2)
Fruta recién cosechada inoculada con Botrytis y posteriormente
tratada con radiación UV-C. Se preparó una suspensión de
esporas, como se señaló en la sección 3.3.1. Se inoculó la fruta
mediante aspersión con un atomizador y se irradió a 1kJ/m2. Se
colocó en bandejas plásticas y se almacenó a temperatura
ambiente en completa oscuridad.
T6: Fruta +
Radiación UV-C
(1kJ/m2) +
Inoculación +
Tratamiento
UV-C (1kJ/m2)
Fruta recién cosechada tratada con radiación UV-C posteriormente
inoculada con Botrytis y nuevamente tratada con radiación UV-C.
Se preparó una suspensión de esporas, como se señaló en la
sección 3.3.1. La mora se irradió a 1kJ/m2 tanto la parte superior
como la inferior, se inoculó, con la suspensión de esporas
mediante aspersión con un atomizador e inmediatamente se las
expuso a radiación de 1kJ/m2. Se empacó en bandejas plásticas a
temperatura ambiente en absoluta oscuridad.
32
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE MOHOS EN
MORA
Una vez obtenidas las cepas puras los hongos que se identificaron fueron
los siguientes:
Mucor spp. (figura 14a y 14b)
Figura 14. Mucor spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación en agar
Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica (100x)
Fusarium spp. (figura 15a y 15b)
Figura 15. Fusarium spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubaciónen agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica (100x)
a b
a b b
33
Penicillium spp. (figura 16a y 16b)
Figura 16. Penicillium spp .(a) Cultivo luego de 5 días de incubaciónen agar
Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica (100x)
Alternaria spp. (figura 17a y 17b)
Figura 17. Alternaria spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubaciónen agar
Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica (100x)
a b
b a
34
Cladosporium spp.(figura 18a y 18b)
Figura 18. Cladosporium spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación en
agar Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica (100x)
Botrytis spp.(figura 19a y 19b)
Figura 19. Botrytis spp. (a) Cultivo luego de 5 días de incubación en agar
Sabouraud a 25ºC y (b) observación microscópica (100x)
Los hongos nombrados anteriormente en general causan pérdidas
postcosecha en frutas y vegetales. En este sentido, estudios realizados en
Colombia con fresas determinaron que hongos de los géneros Alternaria,
a b
a b
35
Aspergillus, Botrytis, Cladosporium, Epicoccum, Fusarium, Geotrichum,
Mucor, Penicillium y Rhizopus son causantes de pérdidas postcosecha en
este producto (Cordero, Yánez, Angel & Gálvez, 2003). Así mismo se
realizaron aislamientos e identificación en diferentes frutas y hortalizas
como: aguacate, manzana, carambola, papa, cebolla, uva, mandarina, entre
otros y los hongos que causaban pérdidas postcosecha fueron: Alternaria,
Fusarium, Penicillium, Mucor, Botrytis, Rhizopus, Geotrichum;alterando el
aspecto físico, valor nutricional y disminuyendo el tiempo de conservación de
estos productos(Trigos, Ramírez & Salinas, 2008). Gran parte de estos
hongos se encontró en la mora de Castilla sin espinas, siendo
microorganismos propios de la fruta que bajo malas prácticas de
manipulación y almacenamiento pueden llegar a desarrollarse y disminuir su
vida útil.
4.2 SELECCIÓN DE LA DOSIS EFECTIVA DE RADIACIÓN
UV-C
Se probaron 3 diferentes dosis: 1, 3.2 y 5.8 kJ/m2. La primera (1 kJ/m2) fue la
que mejores resultados produjo en cuanto al control del crecimiento de los
diferentes hongos. En las tablas 5 (Mucor spp.), 6 (Fusarium spp.), 7
(Penicillium spp.), 8 (Alternaria spp.), 9 (Cladosporium spp.) y 10 (Botrytis
spp.); se puede observar el efecto de la radiación UV-C sobre el desarrollo
de estos hongos durante el almacenamiento.
Las muestras control presentaron desarrollo fúngico abundante en todos los
casos, mientras que las muestras tratadas con las diferentes dosis tuvieron
un comportamiento similar entre sí, en el sentido de que se redujo la
población microbiana con respecto a las controles, según se detalla a
continuación:
36
Tabla 5. Desarrollo de Mucor spp. tratado con diferentes dosis de radiación UV-C
Mucor spp.
Tiempo de incubación
25 °C (días)
Tratamiento Radiación UV-C
Control 1 kJ/m2 3.2 kJ/m2 5.8 kJ/m2
3
4
5
En la tabla 5 se puede observar el crecimiento de Mucor spp. tanto de la
muestra control como de las placas irradiadas con las dosis 1, 3.2 y 5.8
kJ/m2 en los días tres, cuatro y cinco de incubación. La muestra control
presentó mayor desarrollo desde el día tres y con la aplicación de la dosis de
1 kJ/m2 no se observó crecimiento a lo largo del periodo de ensayo.
37
En la tabla 6 se observa el desarrollo de Fusarium spp. donde existió
crecimiento en todas las muestras, sin embargo en la muestra con radiación
de 1 kJ/m2 es la que mayor reducción tiene con respecto a las otras dos
dosis y la muestra control.
Tabla 6. Desarrollo de Fusarium spp. tratado con diferentes dosis de radiación UV-C
Fusarium spp.
Tiempo de incubación
25 °C (días)
Tratamiento Radiación UV-C
Control 1 kJ/m2 3.2 kJ/m2 5.8 kJ/m2
3
4
5
38
En el ensayo realizado con Penicillium spp. (tabla 7) tanto la dosis de 1
kJ/m2 como la dosis de 5.8 kJ/m2 tuvieron un comportamiento similar en la
reducción del desarrollo de este microorganismo, sin embargo en el día tres
la dosis de 1 kJ/m2 presentó un mejor resultado.
Tabla 7. Desarrollo de Penicillium spp. tratado con diferentes dosis de radiación UV-C
Penicillium spp.
Tiempo de incubación
25 °C (días)
Tratamiento Radiación UV-C
Control 1 kJ/m2 3.2 kJ/m2 5.8 kJ/m2
3
4
5
39
Tabla 8. Desarrollo de Alternaria spp .tratado con diferentes dosis de radiación UV-C
Alternaria spp.
Tiempo de incubación
25 °C (días)
Tratamiento Radiación UV-C
Control 1 kJ/m2 3.2 kJ/m2 5.8 kJ/m2
3
4
5
Como se puede observar en la tabla 8, el desarrollo de Alternaria spp. fue
notablemente alto para todas las dosis de radiación con respecto a las
muestras control, no obstante la dosis de 1 kJ/m2 produjo una ligera
disminución en comparación con las otras dosis aplicadas.
40
Tabla 9. Desarrollo Cladosporium spp. tratado con diferentes dosis de radiación UV-C
Cladosporium spp.
Tiempo de incubación
25 °C (días)
Tratamiento Radiación UV-C
Control 1 kJ/m2 3.2 kJ/m2 5.8 kJ/m2
3
4
5
La tabla 9 muestra el desarrollo de Cladosporium spp. durante tres días de
incubación con los diferentes tratamientos de radiación UV-C y la muestra
control, en todas las muestras existió crecimiento de este hongo,
demostrando que posiblemente las dosis de radiación no eran las
adecuadas para disminuir su desarrollo.
41
Los resultados obtenidos en el ensayo con Botrytis spp. se observan en la
tabla 10. En el día tres de incubación las muestras tratadas con la dosis de
radiación de 1 kJ/m2 presentaron menor crecimiento de este hongo, en las
muestras en las que se aplicaron dosis de 3.2 y 5.8 kJ/m2 el crecimiento fue
elevado. El efecto germicida de la radiación UV-C depende del tipo de
microorganismo, concentración y de la dosis aplicada.
Tabla 10. Desarrollo de Botrytis spp. tratado con diferentes dosis de radiación UV-C
Botrytis spp.
Tiempo de incubación
25 °C (días)
Tratamiento Radiación UV-C
Control 1 kJ/m2 3.2 kJ/m2 5.8 kJ/m2
3
4
5
42
Es fundamental medir la dosis que se vaya a aplicar, la misma que
dependerá de la naturaleza del producto. Si ésta es menor a la que se
requiere, los microorganismos no se ven afectados, y si es mayor a la
requerida la fruta sufrirá daños irreversibles (Anónimo, 2013). Las placas que
fueron irradiadas con 3.2 y 5.8 kJ/m2 presentaron un alto índice de
crecimiento, por lo tanto, se pudo determinar quela dosis que permitió el
control del desarrollo fúngico fue la de 1 kJ/m2. En estudios similares en
hojas de espinaca en las que se aplicaron dosis de 2.4, 7.2, 12 y 24 kJ/m2,
se determinó que las dosis de 2.4 y 24 kJ/m2 redujeron el crecimiento de
bacterias como Listeria monocytogenes y Salmonella entérica (Escalona,
Aguayo, Martínez-Hernández & Ártes, 2010) en un ensayo in vitro. A
diferencia de Beltrán et al. (2010), que realizaron estudios para determinar la
distancia y el tiempo de radiación óptima para reducir carga microbiana en
frutillas, obteniendo resultados favorables en todas las condiciones
ensayadas (combinación de 3 distancias y 3 tiempos de radiación), sin
embargo se definió que la mejor combinación fue la que se realizó a una
distancia de 40 cm y un tiempo de 7,5 minutos. Así mismo en lechuga “hoja
de Roble” se probaron diferentes dosis de radiación (1.18, 2.37 y 7.11 kJ/m2)
mostrando todas resultados efectivos, no obstante la dosis más alta tuvo
mayor impacto sobre la flora microbiana, a pesar de que a los 7 días de
almacenamiento (5ºC) la lechuga empezó a presentar senescencia (Allende,
McEvoy, Luo, Artes & Wang, 2006); es importante determinar la dosis óptima
de radiación que reduzca la carga microbiana y mantenga las características
del producto, razón por la cual se seleccionó la dosis de 1 kJ/m2 para
posteriores ensayos.
4.3 DETERMINACIÓN DE TIEMPO DE DESARROLLO
FÚNGICO EN MORA INOCULADA ARTIFICIALMENTE
Con cada uno de los hongos aislados e identificados se determinó el tiempo
de desarrollo fúngico en la mora de Castilla sin espinas inoculadas
43
artificialmente; se realizó un análisis cualitativo a través de un índice de
decaimiento, usando una escala subjetiva de 1 a 4, donde 1 – 1.9 = no hay
desarrollo, 2 – 2.9 = desarrollo ligero, 3 – 3.9 = desarrollo moderado y 4 =
muy desarrollado. Las muestras se compararon con un control (mora sin
inoculación artificial). Los resultados que se obtuvieron se muestran en la
Tabla11. Para un mejor entendimiento ver el Anexo II.
Tabla 11. Índice de decaimiento de mora de Castilla durante el tiempo de inoculación
Inóculo
Tiempo de incubación a 25 ºC (días)
0 2 4 6
Índice de decaimiento
Mucor 1 1 2.5 3.3
Penicillium 1 1 2.5 3.4
Fusarium 1 1 2.3 3.6
Alternaria 1 1 2 3.5
Cladosporium 1 1 2.5 3.5
Botrytis 1 1 3.5 4
Control 1 1 2.5 3.1
Según se indica en la tabla 11, no se observó desarrollo fúngico en las
muestras durante los dos primeros días, a partir del día cuatro todas las
muestras presentaron desarrollo fúngico alcanzando valores de ID de 2.5
correspondiente a un desarrollo ligero, a excepción de Botrytis que presentó
un ID de 3.5, es decir, desarrollo moderado, llegando al día seis con un ID
de 4 correspondiente a muy desarrollado. Botrytis causa la enfermedad
conocida como moho gris, que constituye una de las principales limitantes en
la producción de mora (Calvo-Araya, Rivera-Coto, Orozco-Cayasso &
Orozco-Rodríguez, 2012). Dada la importancia que tiene este
microorganismo sobre la vida útil de la mora fue seleccionado para evaluar
el efecto hormético de la radiación UV-C en mora de Castilla sin espinas.
44
Estudios con Botrytis han demostrado su predominio sobre la flora nativa de
frutilla (Fraire, Yánez, Nieto & Vázquez, 2003) y brócoli (Fraire et al., 2010),
en los que se observó crecimiento a partir de las 48 horas de inoculación.
El tiempo de desarrollo fúngico de los microorganismos inoculados en la
mora fue de seis días (tiempo en el que la fruta había perdido totalmente su
calidad comercial). En la figura 20 se puede observar cómo se encontraba la
fruta al cabo del sexto día a temperatura ambiente.
45
Mucor Penicillium
Fusarium Alternaria
Cladosporium Botrytis
Control
Figura 20. Desarrollo de moho en mora de Castilla sin espinas a
temperatura ambiente luego de seis días de almacenamiento
46
4.4 EFECTO DE LA RADIACIÓN UV-C SOBRE EL
CRECIMIENTO DE Botrytis
En investigaciones realizadas acerca de los efectos de radiación UV-C se
afirma que los mecanismos de resistencia al decaimiento son inducidos y
activados por la radiación UV-C y el mecanismo por el cual el tratamiento de
radiación UV-C reduce el desarrollo del decaimiento de la fruta se puede
relacionar con el incremento de compuestos antifúngicos en la piel de la fruta
(González-Aguilar, Wang, Buta & Krizek, 2001; Mercier, Roussel, Charles &
Arul, 2000). La radiación tiene resultados positivos en el control de
enfermedades en las frutas (Khademi, Zamani, Ahmadi & Kalantari, 2013;
Latorre, Rojas, Díaz & Chuaqui, 2012).
Figura 21. Crecimiento de Botrytis en mora almacenada a temperatura ambiente
La radiación UV-C mata a los conidios de Botrytis tanto los que se cultivan in
vitro como in vivo en heridas de frutas, (Mercier, Baka, Reddy, Corcuff &
Arul, 2001); los resultados obtenidos de los recuentos de UFC/g de Botrytis
en la mora almacenada a temperatura ambiente con diferentes tratamientos
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
0 1 2 3 4 5 6
Lo
g U
FC
/g
Tiempo de almacenamiento (días)
T1
T2
T3
T4
T5
T6
47
se encuentran en la figura 21. En las figuras 22 y 23 se puede observar el
desarrollo del hongo sobre la fruta inoculada artificialmente.
Tratamiento Tiempo de almacenamiento (días)
2 4 6
T1
T2
T3
Figura 22. Desarrollo de Botrytis con tratamientos T1, T2 y T3 en los días 2, 4 y 6 a temperatura ambiente
La muestra T1 (control) presentó una mayor carga microbiana en
comparación al resto de los tratamientos, se observó un incremento de 1.1
unidades logarítmicas a lo largo del periodo de almacenamiento (figura 21),
la muestra control permitió evaluar el desarrollo de la flora nativa de la fruta
a b c
d e f
g h i
48
por lo que se tomó como base frente al resto de tratamientos. Cuando la
fruta fue inoculada artificialmente con Botrytis (tratamiento T2) se observó en
el día dos mayor población que en los demás tratamientos (figura 22e)
presentando un incremento de 1.8 unidades logarítmicas con respecto al día
inicial, a partir de éste día la población disminuyó y se mantuvo constante
hasta el final del almacenamiento (figura 21). Este comportamiento
probablemente estaría relacionado con la competencia que podría existir
entre la flora nativa con el inóculo de Botrytis añadido al fruto.
Se ha comprobado el efecto germicida de la radiación UV-C en frutos como
manzanas (Manzocco et al., 2011), cítricos (Kinay, Yildiz, Sen, Yildiz &
Karacali, 2005), entre otros. Cuando se aplicó la dosis de 1 kJ/m2
(tratamiento T3), se observó una disminución de 0.5 unidades logarítmicas
de la carga microbiana con respecto a las muestras control (figura 21),
comprobándose su efecto germicida (figura 22g), pese a que entre el día dos
y día seis se produjo un incremento a razón de 0.204 UFC/g•día; en las
muestras control este incremento fue de 0.158 UFC/g•día. La aplicación de
dosis bajas de radiación UV-C como tratamiento postcosecha retrasó el
desarrollo de la flora nativa de mora por dos días. Así mismo la radiación
UV-C en mango, durazno y nectarina resultó ser eficiente para disminuir el
deterioro fúngico (González-Aguilar et al., 2005).
Como se mencionó anteriormente, el efecto hormético que tiene la luz UV-C
activa ciertos compuestos fenólicos conocidos como fitoalexinas que tienen
efecto antimicrobiano, es decir ayudan a crear resistencia frente a
microorganismos (Guerrero-Beltrán & G.Barbosa-Cánovas, 2004). Los frutos
en los que se aplicó 1 kJ/m2 de radiación UV-C y posteriormente fueron
inoculados con Botrytis (tratamiento T4) presentaron 1.4 unidades
logarítmicas menos de la carga microbiana con respecto al control en el día
cero, esta disminución podría ser atribuida al efecto hormético de la luz UV-
C; al final del almacenamiento se observó un incremento de 1.2 unidades
logarítmicas (figura 21) con respecto al día cuatro, presentando un menor
49
desarrollo fúngico que las muestras control (figuras 22a, 22b, 22c, 23a, 23b y
23c).
Tratamiento Tiempo de almacenamiento (días)
2 4 6
T4
T5
T6
Figura 23. Desarrollo de Botrytis con tratamientos T4, T5 y T6 en los días 2, 4 y 6 a temperatura ambiente
En el día cero el tratamiento T5, en el que se evaluó el efecto de la radiación
UV-C posterior a la inoculación artificial, presentó una disminución de 0.7
unidades logarítmicas en comparación con las muestras control; a diferencia
a b c
d e f
g h i
50
de los resultados obtenidos con el tratamiento T4 en el que se reportó una
efectividad aproximada del 50% superior a la obtenida con T5 (Tabla 12).
Tabla 12. Desarrollo de Botrytis en mora de Castilla sin espinas
Tratamiento
Tiempo de almacenamiento (días)
0 2 4 6
Log10 UFC/g
T1 3.0556 3.5722 3.4945 4.1407
T2 2.2749 4.0524 3.3266 3.4335
T3 2.5096 3.2317 3.4262 3.8064
T4 1.6766 1.4259 2.6151 3.8325
T5 2.3117 1.7781 2.4586 3.4934
T6 1.6368 2.6401 3.2810 3.6861
La reducción de la población observada indicaría el efecto fungicida que
tiene la radiación UV-C (1 kJ/m2), que se basa en la alteración que produce
la irradiación en el ADN de la célula, lo que impide su proliferación y por
ende la reducción de la carga microbiana en el producto (Domínguez &
Parzanese, s.f.); sin embargo es importante observar si existe una carga
microbiana alta, ya que el efecto de la radiación UV-C se puede ver reducido
por lo que probablemente necesitaría dosis más altas para su control
(Cárdenas, 2011). Se observó un comportamiento similar en el crecimiento
fúngico (días dos, cuatro y seis) entre los tratamientos T4 y T5,
evidenciándose una tasa de crecimiento de 0.65 y 0.61 UFC/g•día,
respectivamente; manteniendo T4 menos desarrollo fúngico hasta el día dos
de almacenamiento. Este resultado es similar al observado en frutillas
tratadas con radiación UV-C, donde la infección fúngica se hizo visible a
partir de las 72 horas post-inoculación, estando éstas a temperatura
ambiente (Nigro, Ippolito, Lattanzio, Venere & Salerno, 2000; Pombo, 2009).
Al aplicar la radiación UV-C antes y después de la inoculación (tratamiento
T6) se produjo una reducción de 1.4 unidades logarítmicas con respecto a
51
las muestras control (figura 21), mientras que al día seis de almacenamiento
el crecimiento fúngico incrementó 2 unidades logarítmicas; estos resultados
indicarían que la radiación UV-C al inicio del ensayo tuvo efecto hormético
en la fruta reduciendo la carga microbiana (como se comprobó en el ensayo
T4); posteriormente, con la inoculación artificial se habría potenciado el
predominio de Botrytis frente a la flora nativa de la fruta y la segunda
aplicación (dosis de radiación 1 kJ/m2) no habría tenido efecto fungicida
efectivo sobre este microorganismo, probablemente la dosis irradiada no fue
suficiente para controlar el crecimiento dando como resultado la proliferación
del hongo. Resultados similares se encontraron en pimientos, donde una
dosis doble de radiación provocó un menor efecto sobre el desarrollo fúngico
a diferencia de aquellos que se irradió una sola vez (Mercier et al., 2001).
52
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1 CONCLUSIONES
Se aisló e identificó los principales mohos causantes de pérdidas
postcosecha en mora de Castilla sin espinas: Mucor, Fusarium, Alternaria,
Penicillium, Cladosporium y Botrytis.
La aplicación de dosis bajas de radiación UV-C (1, 3.2 y 5.8 kJ/m2) redujo el
desarrollo fúngico de los mohos en el ensayo in vitro, sin embargo la dosis
de 1 kJ/m2 presentó mejores resultados (mayor inhibición) por lo que se
seleccionó para evaluar su efecto hormético sobre frutos de mora de Castilla
sin espinas.
La inoculación artificial de hongos en mora produjo deterioro de la fruta entre
los días dos y cuatro. En el día cuatro, Botrytis fue el hongo que presentó
mayor crecimiento sobre la fruta produciendo la pérdida de la calidad
comercial de la fruta para este día de almacenamiento, mientras que los
frutos inoculados con los hongos Mucor, Fusarium, Alternaria, Penicillium y
Cladosporium, si bien presentaron deterioro, fue en menor proporción.
Debido a que Botrytis es el principal moho causante de pérdidas
postcosecha en este fruto, fue seleccionado para evaluar el efecto de la
radiación UV-C sobre su desarrollo.
Se comprobó el efecto hormético y fungicida de la radiación UV-C (1 kJ/m2)
en mora, ya que el tratamiento retrasó el crecimiento de Botrytis durante
cuatro días, tanto al realizar la inoculación del hongo posterior al tratamiento
UV-C en la mora como cuando los frutos fueron tratados luego de la
inoculación.
La combinación del efecto hormético y fungicida, es decir, la aplicación de
luz UV-C antes y después de la inoculación de Botrytis, produjo disminución
de la carga microbiana y las muestras presentaron menor desarrollo fúngico
53
que los controles, sin embargo se encontró mejores resultados en la
aplicación del tratamiento por separado. Se propone a la radiación UV-C
como un método efectivo para el control del desarrollo fúngico sobre la mora,
además de ser un tratamiento postcosecha que no deja residuos en la fruta,
ni causa daño al consumidor.
5.2 RECOMENDACIONES
Realizar un estudio comparativo utilizando condiciones de refrigeración, para
conocer el tiempo de vida de la fruta y cómo influye la temperatura en el
desarrollo fúngico.
Realizar estudios sobre las fitoalexinas que se activan en la mora una vez
que ha sido irradiada, para constatar su actividad como mecanismo de
defensa ante el ataque microbiano.
Realizar estudios de enzimas y de aquellos compuestos que intervienen en
la activación de mecanismos de defensa sobre los frutos frente al estrés
biótico.
Estudiar el efecto hormético de la radiación UV-C en otras frutas, para
comparar las diferencias que existen entre éstas.
Llevar a cabo estudios microscópicos de los tipos de tejidos de los frutos
para determinar el efecto de la radiación UV-C sobre la integridad de las
membranas.
54
BIBLIOGRAFÍA
Allende, A., McEvoy, J., Luo, Y., Artes, F., & Wang, C. (2006). Effectiveness
of two-sided UV-C treatments in inhibiting natural microflora and
extending the shelf-life of minimally processed 'Red Oak Leaf' lettuce.
Food Microbiology.
Andrade, M. J., Moreno, C., Henríquez, A., Gómez, A., & Concellón, A.
(2010). Influencia de la radiación uv-c como tratamiento postcosecha
sobre carambola (Averroha carambola l.) mínimamente procesada
almacenada en refrigeración. Revista Iberoamericana de Tecnología
Postcosecha.
Anónimo. (2013). Investigadores almerienses utilizan luz ultravioleta para
desinfectar hortalizas. Besana.
Arcos, M., Ossa, F., & Díaz, T. (2004). Criopreservación de aislados nativos
de la bacteria ruminal Fibrobacter succinogenes. CORPOICA.
Baka, M., Mercier, J., Corcuff, R., Castaigne, F., & Arul, J. (1999).
Photochemical Treatment to Improve Storability of Fresh Strawberries.
Journal of Food Science.
Barberán, F. T., Espín, J. C., & Villar, E. C. (2005). Tratamiento postcosecha
de frutas y hortalizas mediante pulsos de irradiación ultravioleta.
Barreiro, J., & Sandoval, A. (2006). Operaciones de Conservación de
Alimentos por Bajas Temperaturas. Venezuela: Editorial Equinoccio.
Barriga-Olivares, R. (1987). Tecnología del manejo de postcosecha de frutas
y hortalizas. Colombia: IICA.
Bejarano, A. D. (s.f.). Guía para la producción de frutales de clima frío
moderado.
Bejarano, W. (1992). Manual de Mora (Rubus glaucus Benth). Ecuador.
Beltrán, Á., Ramos, M., & Álvarez, M. (2010). Estudio de la Vida Útil de
Fresas (Fragaria vesca) Mediante Tratamiento con Radiación
Ultravioleta de Onda Corta (UV-C). Revista Tecnológica Espol, 23.
Belloso, O. M. (2010). Tecnología emergentes en la conservación de
alimentos Universitat de Lleida.
55
Cadena, J. d. l., & Orellana, A. (1985). El Cultivo de la Mora. Ecuador:
INCCA.
Calvo-Araya, J., Rivera-Coto, G., Orozco-Cayasso, S., & Orozco-Rodríguez,
R. (2012). Aislamiento y evaluación in vitro de la antagonistas de
Botrytis cinerea en mora. Agronomía Mesoamericana.
Cano, P. (2001). Procesado y conservación de alimentos vegetales.
Horticom.
Cárdenas, M. B. (2011). Estudio del efecto de la radiación UV-C sobre el
decaimiento poscosecha en uvilla (Physalis peruviana L.) orgánica.
Ingeniería de Alimentos, Universidad Tecnológica Equinoccial,
Ecuador.
Casaca, Á. (2005). El Cultivo de la Mora Costa Rica: PROMOSTA.
Cordero, M. d. L. F., Yánez, M. d. J., Angel, D. N., & Gálvez, G. V. (2003).
Hongos patógenos en fruto de fresa (Fragaria X Ananassa Duch) en
postcosecha. Revista Mexicana de Fitopatología - Redalyc, 21.
CORPOICA. (2002). La producción frutícola con enfoque de cadena.
Domínguez, L., & Parzanese, M. (s.f.). Luz ultravioleta en la conservación de
alimentos. Alimentos Argentinos.
Escalona, V., Aguayo, E., Martínez-Hernández, G., & Ártes, F. (2010). UV-C
doses to reduce pathogen and spoilage bacterial growth in vitro and in
baby spinach. Postharvest Biology and Technology.
FAO. (1989). Manual para el mejoramiento del manejo poscosecha de frutas
y hortalizas. Chile: FAO.
FAO. (1993). Prevención de pérdidas de alimentos poscosecha: frutas,
hortalizas, raíces y tubérculos. Roma: FAO.
FAO. (2003). Técnicas de Manejo Poscosecha a Pequeña Escala: Manual
para los Productos Hortofrutícolas. Roma: FAO.
Farinango, M. (2010). Estudio de la fisiología postcosecha de la mora de
castilla (Rubus glaucus Benth) y de la mora variedad brazos (Rubus
sp.). Ingeniería Agroindustrial, Escuela Politécnica Nacional, Ecuador.
Obtenido de http://bibdigital.epn.edu.ec/bitstream/15000/1668/1/CD-
2639.pdf
56
Fonseca, J. (2009). Tratamiento ultravioleta: Efectos de la luz UV-C en
calidad de hortalizas. Productores de Hortalizas.
Fonseca, J. (2011). Clave para alargar la vida de anaquel de los productos
hortícolas. Productores de Hortalizas.
Fraire, M. d. L., Nieto, D., Cárdenas, E., Gutiérrez, G., Bujanos, R., &
Vaquera, H. (2010). Alternaria tenuissima, A. alternata y Fusarium
oxysporum Hongos Causantes de la Pudrición del Florete de Brócoli.
Revista Mexicana de Fitopatología.
Fraire, M. d. L., Yánez, M. d. J., Nieto, D., & Vázquez, G. (2003). Hongos
Patógenos en Fruto de Fresa (Fragaria X Ananassa Duch.) en
Postcosecha. Revista Mexicana de Fitopatología.
Franco, G., & Giraldo, M. J. (s.f.). El Cultivo de la Mora. CORPOICA.
García, C., & García, H. (2001). Manejo Cosecha y postcosecha de mora,
lulo y tomate de árbol. Colombia: CORPOICA.
García, V. (s.f.). Introducción a la Microbiología: EUNED.
González-Aguilar, G., Ayala-Zavala, J., Rivera-López, J., Zavaleta-Gatica,
R., Villegas-Ochoa, M., & Espinoza, W. T. (2005). Reducción de
deterioro en frutos de mango, durazno y nectarina utilizando
irradiación ultravioleta (UV-C). Ciencia en la frontera.
González-Aguilar, G., Rivera-Pastrana, D., Gardea-Béjar, A., Martínez-
Téllez, M., & Rivera-Domínguez, M. (2007). Efectos bioquímicos
postcosecha de la irradiación UV-C en frutas y hortalizas. Revista
Fitotécnica Mexicana.
González-Aguilar, G., Wang, C., Buta, J., & Krizek, D. (2001). Use of UV-C
irradiation to prevent decay and maintain postharvest quality of ripe
`Tommy Atkins' mangoes. International Journal of Food Science and
Technology.
González-Iturriaga, C. (1987). Tecnología del Manejo Postcosecha de Frutas
y Hortalizas. Colombia: IICA.
González, C. (2001). La luz ultravioleta una solución amigable con el medio
ambiente para la desinfección del agua y del aire. Chile: Ambiental
Socoter.
57
Gracía, M. L. (s.f.). Tecnologías de envasado en atmósferas protectoras y su
calidad microbiológica. España: Universidad de León
Guerrero-Beltrán, J., & G.Barbosa-Cánovas. (2004). Ventajas y Limitaciones
del Procesamiento de Alimentos con Luz Ultravioleta.
Alimentariaonline.
ICONTEC. (1997). NTC 4106. Frutas Frescas. Mora de Castilla.
Especificaciones.
Juliarena, P., & Gratton, R. (2008). Tecnología, Ambiente y Sociedad.
Argentina: UNICEN.
Khademi, O., Zamani, Z., Ahmadi, E. P., & Kalantari, S. (2013). Effect of UV-
C radiation on postharvest physiology of persimmon fruit (Diospyros
kaki Thunb.) cv. `Karaj´ during storage at cold temperature.
International Food Research Journal.
Kinay, P., Yildiz, F., Sen, F., Yildiz, M., & Karacali, I. (2005). Integration of
pre- and postharvest treatments to minimize Penicillium decay of
Satsuma mandarins. Postharvest Biology and Technology.
Latorre, B., Rojas, S., Díaz, G., & Chuaqui, H. (2012). Germicidal effect of
UV light on epiphytic fungi isolated from blueberry. Ciencia e
Investigación Agraria.
López, A. (2003). Manual para la preparación y venta de frutas y hortalizas
Roma: FAO.
López, J. (2000). Manejo Postcosecha de Frutas y Hortalizas. Colombia.
López, J., & Gómez, R. (2008). Tecnología para la poroducción de frutales
de clima frío moderado (Compilación). Colombia: CORPOICA.
Manzocco, L., Pieve, S. D., Bertolini, A., Bartolomeoli, I., Maifreni, M.,
Vianello, A., & Nicoli, M. C. (2011). Surface decontamination of fresh-
cut apple by UV-C light exposure: Effects on structure, colour and
sensory properties. Postharvest Biology and Technology.
Martínez, A. (2008). Ecuador: seminario y día de campo sobre cultivo de
mora de castilla. Obtenido de http://www.freshplaza.es/
news_detail.asp?id=13888
58
Martínez, A., Beltrán, O., Velasteguí, G., Ayala, G., Jácome, R., Yánez, W.,
& Valle, E. (2007). Manual de Cultivo de la Mora de Castilla (Rubus
Glaucus B). Ecuador.
Mercier, J., Baka, M., Reddy, B., Corcuff, R., & Arul, J. (2001). Shortwave
Ultraviolet Irradiation for Control of Decay Caused by Botrytis cinerea
in Bell Pepper: Induced Resistance and Germicidal Effects. Journal of
American Society of Horticultural Science.
Mercier, J., Roussel, D., Charles, M.-T., & Arul, J. (2000). Systemic and
Local Responses Associated with UV- and Pathogen-Induced
Resistance to Botrytis cinerea in Stored Carrot. The American
Phytopathological Society.
Montalvo, D. (2010). Evaluación de la calidad poscosecha de las accesiones
seleccionadas de mora de castilla (Rubus glaucus Benth)
provenientes de las provincias de Tungurahua y Bolívar. Ingeniero
Agroindustrial, Escuela Politécnica Nacional, Ecuador Obtenido de
http://bibdigital.epn.edu.ec/bitstream/15000/2653/1/CD-3336.pdf
Nigro, F., Ippolito, A., Lattanzio, V., Venere, D. D., & Salerno, M. (2000).
Effect of Ultraviolet-C light on postharvest decay of strawberry. Journal
of Plant Pathology.
OIRSA. (2003). Buenas Prácticas Agrícolas en Mora Orgánica. Obtenido de
http://www.oirsa.org/aplicaciones/subidoarchivos/BibliotecaVirtual/Bue
nasPracticasMoraOrganica.pdf
Orjuela, J., Pinilla, A., & Rincón, J. (2002). Aplicación de la tecnología de
atmósfera controlada para la conservación de la granadilla. Cienca
Investigación Academia Desarrollo.
Padilla, L. (2013). Estudio del efecto de la radiación UV-C sobre el tiempo de
vida útil de mora de Castilla sin espinas (Rubus glaucus) almacenada
en refrigeración. Universidad Tecnológica Equinoccial, Ecuador.
Palou, L. (2007). Evaluación de alternativas para el tratamiento antifúngico
en poscosecha de cítricos de Producción Integrada. Horticom.
59
Perkins-Veaziea, P., Collinsa, J., & Howard, L. (2008). Blueberry fruit
response to postharvest application of ultraviolet radiation.
Postharvest Biology and Technology.
Pombo, M. (2009). Irradiación de frutillas con UV-C: efecto sobre la síntesis
de proteínas, degradación de la pared celular y mecanismos de
defensa. Tesis para optar por el título de Doctor en Biología Molecular
y Biotecnología Universidad Nacional de San Martín, Argentina.
Obtenido de http://www.iib.unsam.edu.ar/php/docencia/tesis/archivos/
MarinaPombo.pdf
Portero, S. (s.f.). Radiación Ultravioleta. Obtenido de http://www.sld.cu/
galerias/pdf/sitios/rehabilitacion-fis/ultravioleta-morrillo.pdf
Reho, I. (2011). Sistemas de control de patógenos por radiación UV.
Productrores de Hortalizas.
Reina, C. E. (1998). La Mora Poscosecha y Evaluación de la Calidad para la
Mora de Castilla (Rubus glaucus) que se Comercializa en la Ciudad
de Neiva.
Ribeiro, C., Canada, J. o., & Alvarenga, B. (2012). Prospects of UV radiation
for application in postharvest technology. Emirates Journal of Food
and Agriculture (EJFA).
Rivera, J. (2008). Deterioro poscosecha de las frutas y hortalizas frescas por
hongos y bacterias.
Riveros, A. (2010). Inducción de Resistencia en Plantas. Colombia:
Universidad de Tolima - IICA.
Samson, R., Hoekstra, E., Frisvad, J., & Filtenborg, O. (1995). Introduction to
Food-Borne Fungi (Cuarta ed.). Holanda: CBS.
Sora, Á., Fischer, G., & Flórez, R. (2006). Almacenamiento refrigerado de
frutos de mora de Castilla (Rubus glaucus Benth.) en empaques con
atmósfera modificada. Agronomía Colombiana.
Sosa, C. (2009). Zapallo Anco (CUCURBITA MOSCHATA, D.) fresco
cortado tratado con luz UV-C FACENA.
60
Soto, M., Pérez, A. M., & Acosta, Ó. (2010). La mora: una fruta pequeña
beneficiosa para la salud. Costa Rica: Centro Nacional de Ciencia y
Tecnología de Alimentos
Stevens, C., Khan, V., Lu, J., Wilson, C., Pusey, P., Kabwe, M., . . . Droby, S.
(1998). The germicidal and hormetic effects of UV-C light on reducing
brown rot disease and yeast microflora of peaches. Crop Protection.
Trigos, Á., Ramírez, K., & Salinas, A. (2008). Presencia de hongos
fitopatógenos en frutas y hortalizas y su relación en la seguridad
alimentaria. Revista Mexicana de Micología.
Universidad_de_Navarra. (2005). Microbiología Clínica. Interacción con los
microorganismos.
UV-Consulting_Peschl_España. (2008). Tecnología Ultravioleta.
Vincent, J. (2007). The Nutritional Biochemistry of Chromium (III):
ELSEVIER.
Wright, H., & Cairns, W. (s.f.). Luz Ultravioleta. Trojan Technologies.
61
ANEXO I.
PREPARACIÓN ESCALA DE MAC FARLAND
Patrón
Nº
Cloruro de
Bario 1% (ml)
Ácido
Sulfúrico 1%
(ml)
Concentración
bacteriana (cel
x 10⁸ ml)
1 0.03 2.97 3
2 0.06 2.94 6
3 0.1 2.9 9
4 0.13 2.87 12
5 0.16 2.84 15
6 0.2 2.8 18
7 0.23 2.77 21
8 0.26 2.74 24
9 0.3 2.7 27
10 0.33 2.67 30
62
ANEXO II.
TABLA DEL ÍNDICE DE DECAIMIENTO
Escala Denominación de la escala Visualización
1 – 1.9 No hay desarrollo
2 – 2.9 Desarrollo ligero
3 – 3.9 Desarrollo moderado
4 Muy desarrollado