UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE AGUASCALIENTES

DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA Y FARMACOLOGÍA

CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS

MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO Materia: Fisiología General Carrera: Médico Veterinario Zootecnista Semestre: Segundo

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE AGUASCALIENTES

DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA Y FARMACOLOGÍA CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS

REGLAMENTO Y MEDIDAS DE SEGURIDAD A SEGUIR EN LOS LABORATORIOS DE PRÁCTICAS DOCENTES

Sobre el uso del laboratorio:

• Con anterioridad a la realización de la práctica, los alumnos deberán leer el texto completo de la misma, y llevar por escrito los pasos experimentales a desarrollar.

• El uso de bata es obligatorio durante todo el desarrollo de la práctica.

• Está prohibido comer, fumar, beber o masticar chicle dentro del laboratorio. • Usar guantes de látex desechables y cubre-bocas cuando se trabaje con muestras

biológicas y /o material patológico.

• Se deberá informar inmediatamente al profesor o al técnico de laboratorio de cualquier accidente que ocurra durante la práctica.

• Sólo se llevarán a cabo los procedimientos descritos en los instructivos de la

práctica.

• Al terminar cualquier experimento el profesor o el técnico indicarán a los estudiantes donde deben colocarse los residuos según su naturaleza (peligrosos, punzocortantes, biológico-infecciosos,etc.).

• Los alumnos siempre consultarán al profesor responsable, instructor o técnico

encargado, para aclarar cualquier duda.

• Antes de retirarse del laboratorio los alumnos deberán dejar limpio su lugar de trabajo.

Recomendaciones en caso de contaminación con materiales biológico – infecciosos. 1. Retirar la ropa contaminada y colocarla en un contenedor de material biológico- infeccioso, lavar la zona contaminada con abundante agua y jabón, y luego desinfectar con alguna solución antiséptica. 2. Si se ocasionó alguna herida, oprimir suavemente la zona circundante a la misma hasta que salgan algunas gotas de sangre, y luego proceder como en el paso anterior.

Acudir a revisión médica de manera inmediata, y después en caso de que se presente cualquier síntoma de infección. 3. En caso de derramamiento de alguna muestra biológica, desinfectar el área con hipoclorito de sodio al 5%. Depositar los material biológico-infecciosos utilizados en los contenedores correspondientes. Recomendaciones en caso de shock y traumatismo. No dar de beber a la persona. No sobrecalentarlo. Solicitar ayuda médica de inmediato. Síntomas: piel pálida, fría y húmeda, de color moteado. La respiración es débil o profunda, pero irregular; apatía y náusea. 1. Acostar a la persona. Colocar una cobija debajo si la superficie está fría o húmeda, pero NO moverla si tiene (o se sospecha ) de alguna lesión en cuello o espalda. 2. Si la persona accidentada presenta alguna lesión en la cabeza, elevarle el cuello y hombros. 3. Elevarle las piernas 30 centímetros a menos que le cause dolor o tenga una lesión. 4. Cubrirla suavemente con una cobija. Recomendaciones en caso de envenenamiento por ingestión.

Inmediatamente llamar al centro de salud más cercano y solicitar ayuda médica, informando detalladamente sobre la naturaleza de la sustancia tóxica ingerida. Guardar el recipiente en el que se encontraba la sustancia tóxica y guardar el vómito en caso de presentarse. Observar la respiración cuidadosamente.

Recomendaciones en caso de shock eléctrico. No tocar a la persona directamente mientras se encuentre en contacto con la corriente eléctrica. Solicitar ayuda médica de inmediato. 1. Tratar de desconectar la corriente quitando el fusible o desenchufando el cable eléctrico. Si eso no es posible , subirse sobre algo seco (una cobija, tapete de hule, periódicos, etc.) y jalar o empujar a la persona accidentada con una tabla o palo seco. 2. Si es necesario comenzar a darle respiración artificial inmediatamente, y según el caso, dar tratamiento para quemaduras, shock y traumatismo.

DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA Y FARMACOLOGÍA

CENTRO DE CIENCIAS BÁSICAS PROGRAMA DE PRÁCTICAS

LABORATORIO DE FISIOLOGÍA MEDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA

AGOSTO - DICIEMBRE 2007

CARRERA: SEMESTRE: MAESTRO: PRÁCTICA MATERIAL

BIOLOGICO FECHA PROBABLE

ANATOMÍA MACROSCOPICA DE LA RATA 6 MACHOS Y HEMBRAS

FISIOGRAFO POTENCIAL DE ACCIÓN COMPUESTO 2 RANAS MUSCULO ESQUELETICO 3 RANAS UNIÓN NEUROMUSCULAR 3 RANAS MUSCULO LISO 1 CONEJO MUSCULO CARDIACO 3 TORTUGAS CICLO CARDIACO CONTROL SIMPATICO Y PARACIMPATICO DE LA PRESIÓN ARTERIAL

1 PERRO

FORMACIÓN DE ORINA 1 PERRA MODELO MECÁNICO DEL PULMÓN - - -

ANATOMIA MACROSCOPICA DE LOS SISTEMAS DE ORGANOS INTRODUCCION: Para estudiar muchos fenómenos fisiológicos que intervienen en la función del organismo humano, se emplean métodos que desde luego, no pueden aplicarse al hombre. Casi siempre los fisiólogos utilizan animales que van desde primates hasta las formas más elementales de vida animal, tanto en enseñanza como en investigación. La práctica que ahora se presenta, permite que el estudiante empiece a conocer a la rata como modelo experimental de mamífero, se percate de la anatomía macroscópica de los principales sistemas de órganos y adquiera práctica en ciertas manipulaciones para otros experimentos. La rata constituye un excelente modelo de estudio desde el punto de vista anatómico y en gran parte fisiológico, debido a la considerable similitud que tiene con el ser humano. OBJETIVOS:

1) Manejo de la rata en el laboratorio. 2) Observaciones básicas en la rata anestesiada. 3) Aprender a aplicar inyecciones subcutáneas, intramusculares e intraperitoneales. 4) Identificar y disecar los diferentes órganos que conforman a cada sistema orgánico

(músculo esquelético, cardiovascular, respiratorio, digestivo, excretor, reproductor, endocrino e inmune)

5) Correlacionar los diferentes sistemas de órganos con sus respectivas funciones. MATERIAL: 1) Rata, 2) jaula para rata, 3) balanza para animales pequeños, 4) mesa de disecciones, 5) hilo cáñamo doble cero, 6) algodón, 7) cámara de anestesia, 8) mascarilla para anestesia, 9) éter etílico, 10) jeringas de 1 y 10 ml, 11) solución salina isotónica, 12) estuche de disecciones, 13) tubo para ventilación pulmonar, 14) aguja metálica del # 18 con punta de plástico, 15) guantes de tela, 16) corazón de res.

MANEJO DE LA RATA ALBINA Durante hace muchas generaciones las ratas de laboratorio se han habituado a ser manejadas por el hombre. Recuerde pues, que si éste es su primer contacto con la rata albina, el novicio es usted. Las ratas muerden, sin embargo, las criadas en el laboratorio raramente lo hacen mientras no se les trate mal. Las siguientes maniobras le permitirán manejar las ratas sin riesgo. La cola es un apéndice muy conveniente para el manejo del animal y permite levantarlo sin hacerle daño. Incluso, cuando se sujeta de la cola, la rata trata de alejarse; en este estado inmóvil y ocupada en otra cosa, se sujeta poniendo el dedo índice y el dedo medio de la otra mano alrededor de la cabeza y extendiéndolos por debajo de la mandíbula inferior y no sobre la garganta, pues la rata no suele comprender por qué debería cooperar con quien intenta estrangularla.

Es aconsejable no levantar las ratas por la cola, pues son bastante ágiles para girar en el aire y trepar por su propia cola. No es muy sorprendente, que una rata en estas condiciones se sienta inclinada a morder. Doblando un poco la mano que sujeta a la cabeza, el cuerpo de la rata queda acostado sobre la palma de la mano. No debe agarrarse o apretarse el cuerpo del animal con los otros dedos, pues esta presión resulta molesta y puede desencadenar movimientos de defensa. No es tiempo perdido, sino muy bien invertido, aquel que se gasta en manejar a la rata, pasándola de una jaula a otra, o de ahí a la mesa, acostumbrándose tanto el animal como el estudiante al conocimiento mutuo. Una rápida comparación entre la rata y alguno de sus compañeros mostrará de inmediato más diferencias que similitudes. Las diferencias más notables son el tamaño y el peso. El peso que guarda relación con el tamaño, es un parámetro útil para dosificar fármacos y comparar fenómenos fisiológicos en distintas especies. Para pesar a la rata, conviene una balanza de resortes con un rango 0 a 2 000 g. y una exactitud del orden de 1 g. Siempre debe pesarse el animal de experimentación y anotar el sexo y la edad en la hoja de resultados.

ANESTESIA En esta práctica se utilizará el éter etílico como anestésico. El éter es un líquido volátil y muy inflamable por lo que cuando se utiliza debe haber una ventilación adecuada y no deben existir llamas libres en el laboratorio ni se debe fumar. Como cámara de anestesia se usará un frasco de boca ancha con tapa, en cuyo fondo se ha colocado un trozo de algodón empapado con éter etílico y se coloca una malla de alambre sobre el algodón. Antes de anestesiar a la rata deberá tomar en cuenta lo siguiente: una buena anestesia requiere de una vigilancia constante y estrecha. Por lo tanto, en cada práctica la responsabilidad debe recaer en un solo estudiante. Dicha función pues, será rotatoria entre los miembros del grupo en las distintas prácticas. El estudiante que resulte anestesista en algún experimento, será responsable del nivel de anestesia durante la duración del mismo y no deberá en ningún momento relegar esta responsabilidad a otro miembro del grupo.

Pese a la rata y observe y retenga en su memoria las características de la rapidez y la profundidad de las respiraciones. Meta al animal en el frasco de anestesia tapándolo inmediatamente. Observe como disminuye la frecuencia y la profundidad de las respiraciones al irse instalando la anestesia. Cuando la rata se ha quedado dormida sáquela inmediatamente y continúe la anestesia con la mascarilla de anestesia (frasco pequeño con algodón humedecido con éter en el fondo). Mantenga la anestesia humedeciendo de cuando en cuando el algodón con algunas gotas de éter. Debe vigilarse continuamente el plano de anestesia para que el animal no se despierte ni llegue a un plano tan profundo que las respuestas fisiológicas por estudiar dejen de presentarse. Ya que la función fundamental de la anestesia es la abolición del dolor, determine la respuesta a los estímulos dolorosos pinchando las orejas o la cola y buscando reflejos de flexión o cualquier otro movimiento. Otro buen criterio para conocer el nivel de anestesia (profunda, superficial o quirúrgica) es la observación de la frecuencia y profundidad de la respiración. Para esto, usted ya tomo nota de la frecuencia y profundidad

de las respiraciones en la rata despierta, y esas características se comparan con los cambios que muestra la respiración al instalarse la anestesia. Cuando los movimientos respiratorios son muy lentos y superficiales, la anestesia es demasiado profunda. Si la respiración se hace rápida y profunda, la anestesia es demasiado superficial. En caso de anestesia demasiado profunda, esta puede progresar hasta provocar la muerte del animal. Si se juzga que la anestesia ha ido demasiado lejos, retire la mascarilla. Acerque o retire la mascarilla según las necesidades. Mídase el tiempo que se requiere para profundizar la anestesia hasta que aparezca una respiración lenta y poco aparente, mídase luego el tiempo para que el nivel pase al correspondiente a una respiración rápida y profunda (anestesia superficial). Se deja que la rata se estabilice en un plano medio (quirúrgico) que deberá mantenerse en los pasos siguientes. Los demás aspectos de la práctica, no deben distraernos al punto de que la mascarilla quede lejos de los animales hasta que éste se despierte. INYECCIONES Aunque la inyección de sustancias químicas y medicamento puede hacerse por múltiples vías, aquí practicaremos las siguientes: subcutánea, intramuscular e intraperitoneal.

a) Inyección subcutánea. Si la rata está despierta se necesitan dos personas, una que sujeta al animal y la otra que aplica la inyección. Al llegar a este punto se supone que usted es capaz de manejar al animal sin riesgos de ser mordido por él. Por lo tanto, para aplicar la inyección subcutánea, el animal estará sujeto por el cuello con los dedos índice y medio de una mano y recostado sobre la palma de la misma, después con la mano libre tome las extremidades posteriores del animal y extiéndalas lo suficiente hasta evitar movimientos, la presión que ejerza sobre ellas no debe lastimar al animal. El compañero prepara la jeringa con solución salina isotónica, a una dosis de 0.1 ml/100 g de peso corporal. Proceda a exponer la rata al compañero que va a inyectar. Este, levantará un pliegue de la piel en el sitio escogido e introducirá la aguja de la jeringa hasta llegar al espacio subcutáneo en donde inyectará el líquido de la jeringa. Se saca la aguja y se frota el lugar de la inyección para cerrar el orificio hecho por la aguja. Cada integrante del equipo debe realizar varias inyecciones subcutáneas de práctica sobre la rata anestesiada, hacerse luego de una rata despierta y realizar cuando menos una inyección subcutánea exitosa.

b) Inyección intramuscular. Sujete al animal según se describió, tome una de las extremidades inferiores y exponga el muslo en forma lateral. El estudiante que aplicará la inyección ya tendrá la jeringa con la dosis de solución salina preparada (0.1 ml/100 g. de peso corporal); a continuación palpara el muslo para reconocer la zona de mayor masa muscular y colocando la aguja en posición oblicua al muslo, la introducirá aproximadamente hasta la mitad de la masa muscular y lentamente introducirá la solución. Saque la aguja en la misma dirección en la que fue introducida.

c) Inyección intraperitoneal: Sujete al animal con una mano y con la otra tómela

de las patas posteriores y extiéndalas de tal manera que el abdomen del animal quede tenso y expuesto al compañero que realizará la inyección. El compañero que inyecta deberá

identificar el cuadrante inferior izquierdo del abdomen, ya que en esta zona no hay órganos vitales, excepto el intestino delgado. Aplique la punta de la aguja en el sitio escogido y con un movimiento rápido introduzca la aguja con la jeringa, previamente preparada, a través de la pared abdominal, al hacerlo se percibe claramente cuando la pared cede al empuje de la aguja. Tenga cuidado de introducir solamente la punta de la aguja en la cavidad peritoneal, ya que existe el riesgo de perforar el intestino. Una vez en el peritoneo, inyecte la solución y saque la aguja en la misma dirección en la cual entró. Los líquidos inyectados en el peritoneo no tienen que estar a la temperatura del cuerpo, pero es mejor calentarlos. Cada integrante del grupo debe practicar cada tipo de inyección sobre la rata anestesiada y luego cuando menos una en una rata despierta.

SISTEMAS DE ÓRGANOS Como el hombre, la rata posee diferentes sistemas de órganos (músculo-esquelético, cardiovascular, urinario, respiratorio, digestivo, nervioso, endocrino, reproductor, inmune y hematopoyético. Desde muchos puntos de vista, puede considerarse que estas divisiones son arbitrarias, pues la función total del organismo requiere de la actividad integrada de todos los sistemas. En la presente práctica no se sigue el orden mencionado anteriormente, ya que la comodidad de disección y la conveniencia de observar ciertos órganos mientras el animal todavía vive obligan a proceder diferente. Sin embargo, una vez que se ha terminado, se revisará toda la anatomía de la rata y se harán esquemas simples de los sistemas de órganos para compararlos con los esquemas de texto referentes al ser humano. Continuando con la anestesia es la misma rata, extiéndala boca arriba sobre la mesa de disecciones, amarre las patas con hilos del doble cero y sujételas a los lados de la mesa. Anatomía externa de la rata: Proceda a identificar las diferentes estructuras externas. En la cabeza, identifique las ventanas nasales, vibrisas, labio leporino, boca, incisivos superiores e inferiores, el pabellón auricular y meato auditivo externo. En las extremidades anteriores los dedos y el pulgar vestigial. Identifique sobre el tórax y el abdomen las líneas mamarias. En la parte baja del abdomen localice la abertura del prepucio y el escroto en el macho y en la hembra la abertura urinaria, la vulva y el orificio genital, y en ambos casos el ano. En las extremidades posteriores observe los cojinetes plantares, la rodilla y el muslo. Finalmente observe la cola con sus escamas. Disección de la rata: Con la rata aún anestesiada, se hace una incisión en la línea media a través de la piel de la superficie ventral, desde el ángulo anterior del maxilar inferior hasta la sínfisis del pubis. Se separan los bordes de la piel y se retraen hacia los lados. A continuación se introduce la punta de las tijeras directamente en la línea media en el extremo inferior de la caja torácica a un lado del apéndice xifoides. Al abrir la cavidad torácica los pulmones ya no pueden funcionar, por lo que debe suspenderse la anestesia. El efecto del éter residual en la rata, bastará para mantener un nivel aceptable de anestesia y evitará que la rata perciba los estímulos dolorosos. El sistema nervioso central pronto deja de funcionar en condiciones de anoxia y la muerte se produce rápidamente.

Sistema respiratorio y sistema cardiovascular. Apoyándose en el esquema de las figura 39, abra la cavidad torácica. Para esto, use como referencia el orificio hecho a nivel del apéndice xifoideo y pegándose lo más posible a la pared costal, córtela hacia arriba siguiendo primero una de las líneas mamarias (a un lado del esternón), hasta la clavícula del mismo lado. Repita la maniobra en el lado opuesto. Levante y separe la parrilla costo-esternal. Esta maniobra deja expuesta toda la cavidad torácica. Observe los pulmones que se han retraído y el corazón que continúa latiendo. El animal hace algunos intentos por respirar. Observe la contracción de los músculos respiratorios, en especial el abombamiento y aplanamiento del diafragma que separa el tórax del abdomen. Meta el hocico de la rata en el tubo de ventilación pulmonar y sople con cuidado. Observe la distensión pulmonar. Quite el tubo y note como el aire sale de los pulmones. Observe los latidos del corazón conforme progresa la anoxemia en el animal. Identifique el timo sobre el corazón y la cara anterior de la parte baja del cuello. Sepárelo y comente con sus compañeros las funciones de este órgano. Siguiendo la línea media extienda hacia arriba la incisión, desde la cavidad torácica hasta el maxilar inferior. Identifique en el cuello las glándulas salivales submaxilares y sublinguales y los ganglios linfáticos. Extírpelos. Localice la tráquea y sígala hacia abajo desde la laringe hasta su división en bronquio derecho e izquierdo y continúe, si es posible, hasta los bronquiolos pequeños, que corresponden a cada segmento grande del pulmón. Evite cortar los grandes vasos cardiacos. Una vez expuestos los lóbulos pulmonares, corte un fragmento pequeño del pulmón y exprímalo fuertemente entre los dedos. Perciba la sensación táctil de crepitación. Corte otro fragmento pequeño y junto con el anterior póngalos en un vaso con agua. Observe si flotan o se hunden. Identifique la glándula tiroides (Fig. 45), localizada por abajo de la laringe delante de la tráquea. Corte la traquea transversalmente un poco por debajo de la glándula tiroides y ábrala longitudinalmente hacia arriba incluyendo la laringe. Obsérvela cuidadosamente e identifique la epiglotis y las cuerdas vocales. Con una tijera fuertes corte por el centro la mandíbula inferior. Identifique el nacimiento de la aorta y los vasos que emergen del cayado; diseque la aorta torácica hasta el diafragma (figuras 45 y 41). Observe las venas yugulares en el cuello y sígalas hacia abajo. Identifique sucesivamente la subclavia, la vena cava superior y la aurícula derecha. Diseque la vena cava inferior desde el diafragma al corazón. Observe el nervio frénico derecho a un lado de la vena cava inferior y sígalo hasta su penetración en la mitad derecha del diafragma. Extirpe el corazón, los pulmones y los grandes vasos (Fig. 45), lávelos con agua y colóquelos sobre la tabla de disecciones.

Disección del corazón de res. Identifique la arteria aorta y córtela longitudinalmente hasta llegar al ventrículo izquierdo abriéndolo también. Identifique las

valvas de la válvula aórtica. Localice la válvula aurículo-ventricular izquierda (mitral) con sus valvas y músculos papilares y cuerdas tendinosas. Abra la aurícula izquierda e identifique la desembocadura de las venas pulmonares, Identifique en la aurícula derecha la desembocadura de las venas cavas inferior y superior. Abra la aurícula y el ventrículo derechos. Identifique la válvula aurículo-ventricular derecha (tricúspide) y la emergencia de la arteria pulmonar desde el ventrículo derecho. Observe la disposición de las valvas de la válvula pulmonar. Corte el corazón transversalmente, identifique el tabique interventricular y observe la diferencia en el grosor de las paredes de los ventrículos derecho e izquierdo. Sistema digestivo. Abra la cavidad abdominal siguiendo la línea alba. Observe como el diafragma divide a ambas cavidades. Corte el músculo diafragma evitando cortar el esófago. Con la ayuda de las Figs. 29, 35 y 36 identifique las estructuras de la cavidad abdominal. Observe la lengua y la faringe bucal hasta la epiglotis. Introduzca un estilete por la faringe e identifique el esófago y el estómago. Con los dedos jale suavemente hacia fuera el intestino delgado e identifique el duodeno el yeyuno y el íleon. Identifique el bazo y comente con sus compañeros sus funciones. Localice el ciego y el apéndice vermiforme del intestino grueso e identifique sus diversas porciones hasta llegar al ano. Estudie el hígado, encuentre las vías biliares y siga su trayectoria hasta su desembocadura en el intestino delgado. Note la ausencia de la vesícula biliar. El páncreas tiene la forma de numerosas masas tisulares diseminadas en el mesenterio del intestino delgado junto con los respectivos conductos secretores. Observe a contra luz, como estos confluyen en la parte alta del intestino delgado donde desembocan. Corte el transversalmente el esófago a nivel de la faringe y diseque todo el tubo digestivo hacia abajo. Corte el diafragma respetando el esófago, y ayudándose con los dedos y tijeras, jale y desprenda suavemente el estómago, y los intestinos delgado y grueso hasta llegar al ano. Corte transversalmente a nivel del recto. Mida y compare las longitudes de los intestinos delgado y grueso.

Una vez que ha disecado el tubo digestivo y el hígado, colóquelos en la mesa y

dispóngalos lo más parecido a como se encontraban en el animal. Sistema urinario. Con la maniobra anterior, queda expuesta la pared posterior de la cavidad abdominal. Ayudándose de los esquemas de las Figs. 35 y 36, localice los riñones y encima de ellos a las glándulas suprarrenales. Identifique en ambos riñones la pelvis renal, los uréteres y su desembocadura en la vejiga. Trate de identificar la arteria y vena renales. Extirpe un riñón, córtelo en dos longitudinalmente y observe como la pirámide renal se proyecta en la pelvis (Fig. 34). Separe del cuerpo las diferentes estructuras del sistema excretor y organícelas sobre la mesa.

Sistema reproductor (Figs. 35 y 36). Los órganos de la reproducción dependerán, claro está, del sexo del animal. En el macho pueden encontrarse los testículos en el abdomen o en el escroto. Identifique la cabeza, cuerpo y cola del epidídimo y el conducto deferente hasta la uretra interna. Identifique las vesículas seminales y la próstata ventral. Diseque un testículo, ábralo en dos y se observe su contenido. Si la rata es hembra, los ovarios se localizarán en ambos lados de la pared posterior del abdomen, justo por debajo de los riñones. Identifique los ovarios, las trompas de Falopio y los cuernos uterinos hasta su desembocadura en la vagina. Diseque un ovario y trate de identificar los folículos ováricos. Observe los pequeños oviductos y como estos se continúan con los respectivos cuernos uterinos (útero bicorne).

Sistema nervioso. Para exponer el sistema nervioso central proceda de la siguiente manera: con unas tijeras fuertes, corte la cabeza del animal entre el agujero occipital y la primera vértebra cervical. Para retirar la calota, identifique el agujero occipital e introduzca una de las ramas de la tijera, de tal manera que la porción superior del hueso occipital queda entre las ramas. Teniendo cuidado de no lastimar al cerebelo y demás tejido nervioso, corte lateralmente, hacia arriba y adelante (del occipucio hacia el hueso frontal) los huesos del cráneo. Repita la maniobra en lado opuesto. De esta manera, la calota queda prácticamente desprendida. Levántela hacia la nariz y sepárela del cráneo. Así, el cerebro queda expuesto, pero unido al cráneo por la base. Para separar el cerebro de la base del cráneo, seccione transversalmente los bulbos olfatorios y los nervios ópticos que se encuentran inmediatamente por debajo, pegados a la base del cráneo. Levante con cuidado la masa encefálica de adelante hacia atrás y observe a la glándula hipófisis (o pituitaria) en el piso del cráneo y fija a él por su cubierta de meninges. Identifique el tallo hipofisiario que une a la glándula con el hipotálamo. Al seguir levantando el cerebro, el tallo hipofisiario se rompe, así como los nervios de los diferentes pares craneales. Continúe levantando el cerebro hasta llegar al agujero occipital. El cerebro ha quedado desprendido del cráneo. Colóquelo sobre la mesa y con la ayuda de la Fig. 49, proceda a identificar los hemisferios cerebrales, el cerebelo, la glándula pineal, el bulbo raquídeo, el puente y el hipotálamo. Haga un corte transversal e identifique los ventrículos cerebrales. Para extraer la médula espinal, proceda a cortar transversalmente los huesos da la columna vertebral, entre las vértebras lumbares 3 y 4. Con una jeringa de 10 ml y una aguja del # 18 unida a un tubo de plástico del mismo calibre, proceda a inyectar agua a presión en el canal raquídeo de abajo hacia arriba. La médula saldrá intacta. Identifique los diferentes niveles medulares, la emergencia de los nervios periféricos y la cola de caballo.

Extirpe uno de los ojos del animal, abra la esclerótica y con cuidado extraiga el

cristalino. Mire a través de él y vea como las imágenes se observan invertidas.

RESULTADOS: En el dorso de cada hoja, haga un esquema de cada uno de los siguientes sistemas de órganos: cardiovascular, respiratorio, digestivo, excretor, reproductor, nervioso, endocrino e inmune), Identifique a cada uno con los nombres de los respectivos órganos que los conforman.

De una breve explicación de la función de cada uno de los sistemas.

BIBLIOGRAFÍA Armstrong G.G. Anatomía Macroscópica de los Sistemas de Órganos. En: Manual de Prácticas de Fisiología. Editorial Interamericana. México. pp 3-12. 1970. Chiasson R.B. Laboratory Anatomy of the White Rat. WM. C. Brown Company Publishers. Iowa. 1978. Hebel R, and Stromberg M.W. Anatomy of the Laboratory Rat. Williams and Wilkins Co. Baltimore. 1976. Olds R.J. and Olds J.R. A Colour Atlas of the Rat. Dissection Guide. Wolfe Medical Publications Ltd (Ed). 1979. Quintanar Stephano J.L. Anatomía Macroscópica de los Sistemas de Órganos. En: Manual de Prácticas de Laboratorio. Universidad Autónoma de Aguascalientes (Ed). pp 5-10. 1989. Sharp P.E. and LaRegina M.C. Experimental Methodology. In: The Laboratory Rat. Suckow M.A. (Ed). CRC Press Boca Raton. 1998. van Dongen J.J., Remie R., Rensema J.W. and van Wunnik G.H.J. Anesthesia of the labotarory rat and General techniques. In: Manual of Microsurgery on the Laboratory Rats. Techniques in the Behavioral and Neural Sciences Vol. 4.. Huston J.P. (Ed). Elsevier. Amsterdam. pp 61-95. 1990. Waynforth H.B. and Flecknell P.A. Administration of Substances. In: Experimental and Surgical Techniques in the Rat. Academic Press. London. pp 1-67. 1992. Wells T.A.G. The Rat. A dissection manual. Dover Publication, Inc. New York. 1964. Revisado: Enero 31, 2003 Dr. Andrés Quintanar Stephano

-- EL FISIOGRAFO -- OBJETIVOS:

1. Describir los diferentes elementos que conforman el FISIOGRAFO y conocer las características funcionales de cada uno de ellos.

2.- Aprender a operar el FISIOGRAFO: a) Manejando un canal. En esta práctica, utilizando el transductor miógrafo tipo “C” para hacer una curva de calibración con pesas de valor conocido. b) Comprobando la función de la UNIDAD DE DESPLAZAMIENTO DEL PAPEL. c) Manejando el ESTIMULADOR. INTRODUCCIÓN

EL FISIOGRAFO ( fisios= función, grafos= escritura), es un aparato diseñado para registrar gráficamente fenómenos fisiológicos. Con él se pueden registrar, dependiendo del número de CANALES, desde un fenómeno aislado empleando un canal, o bien registrar 2, 3 o 4 variables fisiológicas simultáneamente. En nuestro laboratorio contamos con el FISIOGRAPH FOUR B (NARCO BIO-SYSTEMS) que tiene cuatro canales. EL FISIOGRAFO nos permite reconocer y caracterizar los diversos componentes de un fenómeno fisiológico, así como los cambios que este sufre a través del tiempo, por ejemplo, en el estudio de las propiedades del músculo cardíaco nos permite caracterizar la sístole y la diástole, su duración, así como determinar cambios en la fuerza de contracción cuando se somete a tracción, o bien, observar el efecto del nervio vago sobre la frecuencia cardiaca y fuerza de contracción, etc. Ahora bien, cuando se emplean varios canales simultáneamente, se hace con el objeto de estudiar las relaciones que existen entre diferentes fenómenos fisiológicos y las características cambiantes de éstos a través del tiempo, por ejemplo, al estudiar las funciones del corazón podemos hacer el registro simultáneo del electrocardiograma, ruidos cardiacos, presión auricular derecha y presión de la arteria aorta, analizando primero las características del registro de cada canal y comprendiendo su significado funcional, para después pasar a establecer las relaciones que existen entre los diferentes fenómenos. Así, el registro simultáneo de diferentes fenómenos, nos permiten obtener una visión de conjunto de la función cardiaca a través del tiempo.

En el proceso de captura de un fenómeno fisiológico, hay tres componentes básicos que componen el sistema de registro. Cada uno tiene una función especial y características distintivas. Estos componentes son: EL TRANSDUCTOR, EL PROCESADOR Y EL REPRODUCTOR. A la combinación de estos tres elementos se le llama CANAL DE DATOS o CANAL DE REGISTRO, ó más simplemente CANAL. Fig. 1. EL TRANSDUCTOR o RECOLECTOR, detecta la información proveniente del medio ambiente y la convierte en una señal eléctrica (transducción), la cual es más fácilmente manejada o procesada que la información original. EL PROCESADOR o AMPLIFICADOR recibe la señal transducida y opera con ella. La operación puede

consistir en amplificar, atenuar o extraer la raíz cuadrada, o el logaritmo o algún otro procedimiento matemático para producir una señal aceptable para el reproductor. En la mayoría de los casos una menor distorsión de la amplificación de la señal transducida en todo lo que se requiere. EL REPRODUCTOR o SISTEMA DE REGISTRO es el dispositivo que convierte la señal en una forma adecuada para que sea percibida por nuestros sentidos. Un ejemplo familiar de este sistema de tres elementos es el reproductor de discos compactos. El transductor es el detector óptico de los rayos laser reflejados desde la superficie del disco compacto, convirtiéndolos en señales eléctricas, las cuales pasan a través de una conexión adecuada al amplificador. El amplificador o procesador aumenta la señal a una intensidad tal que pueda ser reproducida por la bocina. La bocina o los audífonos constituyen el reproductor que convierte la señal eléctrica en ondas sonoras, las cuales son percibidas por los órganos sensoriales, en este caso el oído. ELEMENTOS DE UN CANAL : TRANSDUCTOR (TRANSDUCER). Los transductores son dispositivos que convierten una forma de energía en otra forma de energía. Existen transductores para convertir casi cualquier fenómeno fisiológico conocido en señales eléctricas proporcionales y apropiadas para ser procesadas y registradas por el fisiógrafo. Fig. 1a. ACOPLADOR DEL TRANSDUCTOR (TRANSDUCER COUPLER o PREAMPLIFICADOR). El acoplador se usa para conectar el transductor o la señal que viene del sujeto o preparación experimental al AMPLIFICADOR DEL CANAL. El acoplador se usa también para variar la sensibilidad y calibrar el sistema. Fig. 1b. AMPLIFICADOR DEL CANAL (CHANNEL AMPLIFIER). El amplificador del canal aumenta la señal del acoplador para proporcionar el incremento requerido en la intensidad de la señal para mover el motor de la plumilla (reproductor). Además contiene los controles e interruptores necesarios para procesar señales adicionales. Fig. 1c. MOTOR DE LA PLUMILLA o REPRODUCTOR (PEN MOTOR). El motor de la plumilla convierte la señal que sale del amplificador del canal en un registro de tinta que puede ser rectilíneo o curvilíneo. Las excursiones verticales de la plumilla a través del papel que se está deslizando son proporcionales a la actividad fisiológica. Uno de los reproductores más útiles en el laboratorio de fisiología es la PLUMILLA DE REGISTRO montada sobre un galvanómetro de Darsonval. Esto se debe a que la máxima rapidez de cambio de muchos fenómenos fisiológicos no exceden la rapidez de respuesta de la plumilla que se desliza sobre el papel de registro. Así, usando una plumilla entintada, se obtiene un registro gráfico instantáneo el cual describe la amplitud y curso temporal del evento fisiológico. Fig. 1d. OPERACIÓN DEL FISIOGRAFO Antes de seguir adelante es necesario hacer las siguientes consideraciones:

a) Todos los interruptores de encendido-apagado de los AMPLIFICADORES (Fig.1c) se encuentran en la parte inferior izquierda de las unidades individuales (botón rojo).

b) Todos los interruptores que inician o interrumpen el registro del evento fisiológico (Fig. 1c) se localizan en la parte inferior derecha de los AMPLIFICADORES (botón blanco).

Las perillas de control se operan girándolas. Cuando se giran en sentido de las manecillas del reloj; esto es, de izquierda a derecha se incrementa el tamaño de las ondas (aumenta la amplitud) o bien haciendo que la plumilla se mueva hacia arriba. La rotación en contra de las manecillas del reloj reduce la amplitud. Todos los tinteros, cables y conexiones son semejantes. Ninguna conexión errónea puede hacerse. Cualquier unidad opera normalmente en cualquier abertura o no opera en ninguna abertura del fisiógrafo. PROCEDIMIENTO Para poner el fisiógrafo en condiciones de registro haga las siguientes maniobras: 1.- Suba las plumillas con la PALANCA DE LAS PLUMILLAS. Fig. 2 2.- Coloque un paquete de papel de registro bajo las plumillas e inserte el papel en las guías correspondientes. 3.- Baje la PALANCA DE TENSIÓN DEL PAPEL (Fig. 2), así como la palanca de las plumillas, permitiendo que la punta de las mismas se pongan en contacto con el papel. 4.- Cheque que los TINTEROS (Fig. 2) estén a la mitad de su capacidad y elevados de tal manera que el nivel de tinta quede justo por arriba de la superficie del papel del fisiógrafo. 5.- La tinta se hace fluir colocando el dedo índice sobre el agujero del tintero y apretándolo. 6.- Asegúrese de quitar el dedo antes de dejar de presionar. De esta manera el fisiógrafo queda listo para trabajar cuando el INTERRUPTOR PRINCIPAL se encienda. El interruptor está localizado a la izquierda de la UNIDAD DE CONTROL DEL DESPLAZAMIENTO DEL PAPEL. El foco rojo adyacente indica que el fisiógrafo está encendido o apagado. (Fig. 2).

REVISIÓN DEL DESPLAZAMIENTO DEL PAPEL Gire la perilla de CONTROL DE LA VELOCIDAD DE DESPLAZAMIENTO DEL PAPEL (PAPER SPEED) (Fig 2) y observe el movimiento del papel de registro. Para controlar la velocidad con la que se desplaza el papel, gire la perilla a la velocidad deseada, la cual puede ser desde 0.0025, 0.01, 0.025, 0.05, 0.1, 0.25, 0.5, 1, 2.5, 5.0 y 10 cm/seg. El papel esta rayado en forma cuadriculada con las rayas verticales separadas 0.5 cm. entre si. Las rayas horizontales son de tres tipos y alternadas entre si; unas delgadas cuya distancia entre ellas es de 1 mm, una gruesa cada 0.5 cm. y otra más gruesa cada 2.5 cm, las cuales se toman como referencias para facilitar la lectura de la amplitud de los registros. Localizada a un lado del interruptor principal se encuentra la perilla del CONTROL DE INTERVALOS DE TIEMPO (TIME MARKER). Seleccione en orden creciente los puntos 1, 5, 30 y 60

seg. y observe como que la PLUMILLA DE TIEMPO (5ª plumilla), se desplaza hacia arriba con cada intervalo elegido. Verifique los intervalos usando su reloj. Fig. 2. A la derecha de la PLUMILLA DE TIEMPO se encuentra un pequeño botón rojo llamado MARCADOR DE EVENTOS (EVENT MARKER), el que al ser presionado provocará que la PLUMILLA DE TIEMPO se desvíe hacia arriba. Oprima este botón para probar su operación. El marcador de eventos permite señalar puntos específicos en el papel durante el registro del fenómeno fisiológico. Usando varios grupos de Intervalos de tiempo y el Control de la velocidad del papel, verifique la operación de la unidad. OPERACIÓN DE UN CANAL DE REGISTRO AMPLIFICADOR (CHANNEL AMPLIFIER) Fig. 3

1. Gire completamente en favor de las manecillas del reloj la perilla de VARIABLE (Fig. 3), el cual se encuentra superpuesta a la perilla de SENSIBILIDAD (Amplificación) (MV/CM).

2. Ponga la perilla de AMPLIFICACION MV/CM en 1000. 3. Ponga la palanca de POLARIDAD (POLARITY) en positivo (+). 4. Encienda el botón rojo (POWER). 5. Con la perilla de CONTROL DE POSICIÓN (POSITION) desplace la

PLUMILLA DE REGISTRO a una LINEA BASAL (generalmente al centro de los extremos del desplazamiento vertical de la PLUMILLA).

6. Con la perilla de CONTROL DE POSICIÓN desplace la plumilla 1.5 cm hacia abajo de la línea basal.

7. Gire la perilla de MV/CM al punto de ADJ 3 cm. La plumilla se desplazará 3 cm hacia arriba (1.5 cm por arriba de la línea basal). En caso de que la plumilla sobrepase o no llegue a los 3 cm, con un desarmador gire el TORNILLO de ADJ hacia la derecha para subir la plumilla o gire a la izquierda para bajar la plumilla.

8. Repita la maniobra de poner la perilla MV/CM en 1000 y ADJ 3 cm alternativamente y gire el tornillo de ADJ hacia donde sea necesario hasta que el desplazamiento de la plumilla sea de 3 cm exactamente. De esta manera el amplificador queda calibrado.

9. Gire la perilla del FILTRO (FILTER) al punto apropiado para eliminar (filtrar) el ruido (frecuencias) indeseables que pueden entrar y alterar o impedir el registro adecuado de los fenómenos bajo estudio.

CALIBRACIÓN DEL PREAMPLIFICADOR (ACOPLADOR) (TRANSDUCER COUPLER 7173) Una vez calibrado el amplificador con el reproductor, proceda a:

1. Gire la perilla MV/CM al punto 2 MV/CM (máxima amplificación). 2. Gire el botón de posición y coloque la plumilla de registro en la línea basal

apropiada.

3. Encienda el botón blanco de REGISTRO (RECORD). 4. Restablezca la línea basal utilizando la perilla de BALANCE DEL

PREAMBPLIFICADOR. Con estas maniobras se han ajustado funcionalmente el amplificador con el acoplador y el reproductor, de tal manera que las señales eléctricas que pasen del acoplador al amplificador serán proporcionales a la magnitud de las señales eléctricas que salen del acoplador.

5. Apague el botón blanco (RECORD) del amplificador. 6. Conecte el transductor miógrafo tipo “C” (Miograph Transducer Type “C”) al

acoplador con un cable conector No. 9. 7. Si la magnitud de la señal por registrar es conocida, gire la perilla MV/CM al

punto adecuado. Si no es así, gire la perilla al punto 1000 MV/CM. 8. Encienda el botón de RECORD. 9. Calibre el sistema de registro del fisiógrafo utilizando las unidades adecuadas de

deflexión de la plumilla.

NOTA: El registro de una señal conocida se llama calibración del registro. Ningún registro puede considerarse completo sin que la calibración de amplitud y tiempo. CALIBRACIÓN DE UN REGISTRO ELEMENTOS ACCESORIOS ÚTILES DEL FISIOGRAFO ESTIMULADOR S1-10 (Fig. 4) Instalación.- El estimulador puede instalarse en cualquier compartimiento del fisiógrafo. Antes de instalarlo asegúrese de que las clavijas del estimulador y el enchufe del fisiógrafo estén limpios y bien alineados. Una vez instalado se pueden dar estímulos que son automáticamente indicados por una deflexión hacia arriba de la plumilla de tiempo (5a. plumilla).

1. Ponga el interruptor CONT-OFF-SINGLE (estímulos continuos- apagado-estímulos únicos) en la posición OFF.

2. Gire la perilla de voltaje (VOLTS) a 0 voltios. 3. Ponga el interruptor ON-OFF (encendido-apagado) en la posición ON. Prenderá

el foco adjunto. 4. Gire la perilla de frecuencia (FRECUENCY) y el MULTIPLICADOR (X) en

los puntos deseados y la palanca de CONT-OFF-SINGLE en la posición CONT (continuo).

5. Gire el control de duración (DURATION) y el multiplicador en los puntos aplicado. Pulsos de corta duración pueden requerir voltajes altos para producir la respuesta deseada.

6. Ponga el control de voltaje (VOLTS) y el multiplicador en los puntos deseados. Estos determinarán el voltaje de los estímulos. Normalmente el control del voltaje debe iniciarse desde 0 y avanzar lentamente hasta lograr la respuesta deseada.

7. Coloque el interruptor MONOPHASIC-BIPHASIC en la posición apropiada. En la posición monofásica indica unió directa desde la unidad de aislamiento del estimulador con las terminales de salida, y proporciona un pulso en una sola dirección; en la posición bifásica, indica unión desde el capacitor de la unidad de aislamiento del estimulador con las terminales de salida. Los pulsos bifásicos reducen la polarización del electrodo ya que los promedios de las corrientes positivas y negativas son iguales.

8. El estimulador debe ser probado antes de que los electrodos sean conectados. Coloque el interruptor CONT-OFF-SINGLE en la posición SINGLE. Un pulso único será aplicado a través de las terminales de salida. La lámpara de neón indicará que un pulso ha salido por los postes de salida. Si el estimulador está instalado en el fisiógrafo, la plumilla de tiempo indicará el estímulo con una deflexión momentánea hacia arriba.

Cuando el interruptor se coloca en la posición CONT (continuo):

a) Un tren de pulsos se esta aplicando a través de las terminales de salida. b) La lámpara de neón prendera por cada pulso dado. c) La plumilla marcadora de tiempo se desplazara hacia arriba y se

mantendrá en esa posición durante el tiempo que dure el tren de pulsos. 9. Conecte los cables estimuladores en los postes de salida, y el otro extremo a los

electrodos de estímulo. Observe la polaridad. ROJO (+), NEGRO (-). 10. Aplique estímulos colocando el interruptor CONT-OFF-SINGLE en cualquiera

de las posiciones; CONT para pulsos continuos, o en SINGLE para pulsos aislados. Ponga el interruptor en la posición OFF cuando no se desee estimular. Si tiene duda de que el estímulo se esté aplicando de una manera efectiva al sujeto de experimentación, desconecte los electros de estímulo y con los dedos húmedos de una mano presione ligeramente sobre los electrodos e incremente lentamente el voltaje hasta que perciba los estímulos.

11. Disparador externo:

a) TRIG IN: Para usar un disparador externo, coloque el interruptor CONT-OFF-SINGLE en la posición OFF. Conecte el disparador externo en el enchufe TRIG IN usando un fono conector. El estimulador acepta pulsos disparados desde dispositivos externos y generarán un pulso por cada pulso recibido. Cuando un tren de pulsos es aplicado, el correspondiente tren de pulsos es producido con la duración y voltaje controlados por los botones del estimulador. El pulso externo debe ser un pulso positivo de al menos 5 volts y 20 microsegundos de duración.

b) TRIG OUT: El estimulador puede utilizarse para sincronizar otros aparatos tales como: otro estimulador, un osciloscopio o una cámara. Cuando un disparo es requerido, conecte el TRIG OUT usando un fono conector a un mecanismo disparador del aparato externo. La señal de TRIG-OUT es un pulso positivo de 20 volts y 50 microsegundos de duración de una fuente de 10 kilohom por cada estímulo aplicado a las terminales de salida.

Cada miembro del grupo deberá familiarizarse con la operación de todos los controles del fisiógrafo antes de proceder con los experimentos del laboratorio. Cuando estos conocimientos sean completos, el fisiógrafo puede apagarse usando el interruptor de la línea principal. Eleve la polea de tensión del papel y la palanca de las plumillas. Las plumillas deben quedar limpias, esto se efectúa haciendo la operación contraria al llenado de las mismas, es decir, presionando el recipiente que contiene la tinta primero y después tapando con el dedo índice el orificio de entrada de la tinta y dejando de presionar lentamente el recipiente.

ESTIMULADOR S1-10

OPERANDO EL ESTIMULADOR S1-10

1. El estimulador puede instalarse en cualquier compartimiento del Fisiógrafo. Antes de instalarlo asegúrese de que las clavijas del estimulador y el enchufe del Fisiógrafo estén limpios y bien alineados. Una vez instalado se pueden dar estímulos que son automáticamente indicados por una deflexión hacia arriba de la plumilla de tiempo (5a plumilla).

2. Ponga el interruptor CONT-OFF-SINGLE (CONT = CONTINUOS, OFF = APAGADO, SINGLE = AISLADOS) en la posición APAGADO.

3. Gire la perilla de voltaje (VOLTS) a 0 voltios.4. Ponga el interruptor ON-OFF (encendido-apagado) en

la posición ON. Prenderá el foco ROJO adjunto.

5. Gire la perilla de frecuencia (FRECUENCY) y su multiplicador (X) en los puntos deseados y la palanca de CONT-OFF-SINGLE en la posición CONT (continuo).

6. Gire el control de duración (DURATION) y su multiplicador en los puntos deseados. Pulsos de corta duración pueden requerir voltajes altos para producir la respuesta deseada.

7. Ponga el control de voltaje (VOLTS) y su multiplicador en los puntos deseados. Estos determinarán el voltaje de los estímulos. Normalmente el control del voltaje debe iniciarse desde 0 y avanzar lentamente hasta lograr la respuesta adecuada.

8. Coloque el interruptor MONOPHASIC-BIPHASIC en la posición apropiada. En la posición monofásica indica unión directa desde la unidad de aislamiento del estimulador con las terminales de salida, y proporciona un pulso en una sola dirección; en la posición bifásica, indica unión desde el capacitor de la unidad de aislamiento del estimulador con las terminales de salida. Los pulsos bifásicos reducen la polarización del electrodo ya que los promedios de las corrientes positivas y negativas son iguales.

9. El estimulador debe ser probado antes de que los electrodos sean conectados. Coloque el interruptor CONT-OFF-SINGLE en la posición SINGLE. Un pulso único será aplicado a través de las terminales de salida. La lámpara de neón indicará que un pulso ha salido por los postes de salida. Si el estimulador está instalado en el Fisiógrafo, la plumilla de tiempo indicará el estímulo con una deflexión momentánea hacia arriba.

10. Conecte los cables estimuladores en los postes de salida, y el otro extremo a los electrodos de estímulo. Respete la polaridad de los postes y cables; ROJO (+) y NEGRO (-).

11. Aplique estímulos colocando el interruptor CONT-OFF-SINGLE en cualquiera de las posiciones; CONT para pulsos continuos, o en SINGLE para estímulos aislados. Ponga el interruptor en la posición OFF cuando no se desee estimular.

• Si tiene duda de que el estímulo se esté aplicando de una manera efectiva al sujeto de experimentación, desconecte los electros de estímulo y con los dedos húmedos de una mano presione ligeramente sobre los electrodos e incremente lentamente el voltaje hasta que perciba los estímulos.

Peso Desplazamiento (g) vertical del registro (g)

x y

0________________________________

5________________________________

10________________________________

20________________________________

40________________________________

50________________________________

100Con los datos obtenidos haga una gráfica en papel cuadriculado, en la que al eje de las x correspondan los valores crecientes de las pesas y al eje de las y a los valores verticales máximos del registro. Una los puntos y observe la recta que se forma.

POTENCIAL DE ACCION COMPUESTO

INTRODUCCIÓN

La función principal de las fibras nerviosas es la conducción del impulso nervioso (potencial de acción). En el caso de la fibras sensoriales (aferentes) el potencial de acción es generado en la terminal nerviosa periférica y es conducido hacia la terminal nerviosa central. El potencial de acción en las fibras motoras (eferentes) es generado en el cono axónico y es conducido hacia la periferia hasta su efector. Conducción ortodrómica significa la conducción del impulso nervioso en la dirección adecuada. La conducción antidrómica significa lo opuesto.

Los nervios periféricos están constituidos por un grupo heterogéneo de fibras

nerviosas. La heterogeneidad de las fibras nerviosas se debe tanto a sus características geométricas (diámetro), histológicas (presencia o ausencia de mielina), pertenencia (somáticas o autónomas), funcionales (sensoriales o motoras). También son heterogéneas en cuanto a propiedades de excitabilidad como sería la magnitud del estímulo umbral y la duración de su período refractario, tanto absoluto como relativo. Considerando todas estas características las fibras nerviosas pueden ser clasificadas de diversas maneras. La clasificación más general las clasifica como A (alfa, beta, gamma y delta), B y C. Otra clasificación, la cual es utilizada principalmente para fibras sensoriales musculares, las clasifica en fibras tipo Ia y Ib, II, III y IV.

Independientemente del tipo de fibra nerviosa, la generación y la conducción del potencial de acción tiene los mismos principios. La generación del potencial de acción es debida a un potencial electrotónico producido ya sea por actividad sináptica o por el estímulo aplicado directamente sobre la terminal nerviosa, libre en muchos casos, o asociada a una estructura con características específicas. Este potencial electrotónico activa canales iónicos operados por voltaje generando corrientes catiónicas entrantes y salientes que se propagan a través y a lo largo de la membrana (axolema) y de los líquidos intersticial e intracelular (axoplasma). Los responsables de las corrientes iónicas son canales de sodio y de potasio operados por voltaje que se activan de manera secuencial, produciendo corrientes iónicas que dan lugar al cambio transitorio del potencial de membrana conocido como potencial de acción, el cual una vez producido, con características todo o nada, se propaga a lo largo de la fibra nerviosa activando automáticamente a los canales iónicos, influidos por el campo eléctrico del mismo potencial de acción. El potencial de acción es conducido tanto activamente como pasivamente, la conducción pasiva se realiza en segmentos de membrana que carecen de canales iónicos operados por voltaje, en la conducción pasiva intervienen los canales iónicos.

Cuando un nervio es dispuesto sobre electrodos de registro y se aplica un estímulo de magnitud suficiente, es posible registrar la suma (por sumación espacial) de los potenciales de acción de todas las fibras que lo constituyen (potencial de acción compuesto). El registro obtenido de esta manera (electroneurograma) muestra diversos componentes que corresponden a los diferentes tipos de fibras que constituyen al nervio y

que son separados en base al estímulo umbral y en base a la latencia relativa (debido a su diferente velocidad de conducción) con que aparecen. Además de investigar el tipo de fibras que constituyen al nervio, este modelo es útil para ilustrar conceptos fisiológicos relacionados con las propiedades de excitabilidad de las fibras nerviosas y de otros tejidos excitables, investigar el efecto de fármacos y xenobióticos sobre la conducción nerviosa, estudios sobre regeneración y enfermedades degenerativas (desmielinizantes), etc. OBJETIVOS 1) Determinar el estímulo umbral para diferentes poblaciones de fibras nerviosas. 2) Investigar el estímulo máximo para una población de fibras nerviosas. 3) Reclutar espacialmente diferentes tipos de fibras nerviosas. 4) Determinar la velocidad de conducción de diferentes tipos de fibras nerviosas.

5) Determinar los parámetros de excitabilidad de reobase y cronaxia para un tipo de fibras nerviosas.

6) Observar el efecto de los anestésicos locales (xilocaína) sobre la conducción nerviosa. MATERIAL Y METODOS Material y equipo Material biológico: Rana (aunque también pueden emplearse otras especies como la rata o

el gato

Material . 1) Instrumental de disección y disectores de vidrio. Es importante contar con

pinzas y tijeras finas (aunque no indispensable) 2) Cámara para nervio, de preferencia de

lucita 3) Estimulador 4) Osciloscopio equipado con amplificador AC/DC. Pueden utilizarse

amplificadores acoplados a convertidores analógico/digital si se cuenta con tal equipo 5)

Microscopio estereoscópico (puede ser suficiente una lupa).

Soluciones. 1) Ringer rana. (puede ser suficiente solución salina isotónica) 2) Solución de Xilocaína al 2%. 1) Obtención del nervio ciático de rana. La rana es sacrificada por decapitación, en seguida se destruye la médula espinal, utilizando para ello un estilete. Esta última maniobra es con el fin de evitar los reflejos motores medulares durante la disección del nervio. Se abre cavidad abdominal hasta visualizar la pared posterior, donde podrán distinguirse la

columna vertebral y las última raíces nerviosas que emergen de ella, y de las cuales se origina el nervio ciático. Se procede a la disección del nervio ciático, desde su origen en la médula espinal hasta el tobillo (figura 1A-G). El nervio se refiere con un trozo de hilo en su extremo proximal, se corta y se diseca hasta su emergencia hacia la parte posterior, donde se hace un orificio para poder pasarlo hacia la parte posterior, se voltea a la rana y se prosigue con la disección del nervio ciático hasta la altura de la rodilla, donde se divide en dos ramas principales, ambas pueden ser disecadas, o bien optar por una de ellas, siguiendo su trayecto hasta la altura del pie de la rana. Es conveniente obtener la mayor longitud posible del nervio, que en ranas de mediano tamaño sobrepasa los 60 mm. Se recomienda manipular al nervio con disectores de vidrio, evitando al máximo tocarlo con metales. Una vez separado el nervio es conveniente retirar restos de vasos sanguíneos y el tejido conectivo extraneural con el fin de evitar contactos deficientes con los electrodos de registro.

Figura 1. Secuencia de fotografías que ilustra la obtención del nervio ciático de la rana. A: vista de la parte inferior del cuerpo de la rana después de haber retirado las vísceras abdominales; B: Acercamiento que ilustra las últimas raíces nerviosas, donde se origina el nervio ciático; C: lustración de la manera como se refiere el nervio ciático para su disección; D: ilustración de la pared posterior de la cavidad abdominal con el nervio ciático referido; E: ilustración del nervio ciático disecado hasta la altura de la rodilla; F: en este caso se ha seleccionado el nervio tibial, cuya disección se continúa hasta el tobillo (G).

2) Montaje de la preparación en la cámara para nervio. Una vez obtenido el nervio, se coloca sobre los electrodos dispuestos en la cámara, cuidando de que estos se

A

B C

D E F G

encuentren limpios (Figura 2 A-B). Se vierte un poco de Ringer o solución salina sobre el fondo de la cámara y en seguida se sella con la tapa (aplicando un poco de vaselina). El sello de la cámara es importante para que el nervio se mantenga húmedo durante todo el curso de la práctica.

3) Procedimiento para la estimulación y registro. Una vez que se ha montado el nervio ciático en la cámara para nervio, se procede a conectar los electrodos para estimulación y para registro (Figura 2A-D). Los electrodos para estimulación se conectan al extremo proximal (más grueso) del nervio y los electrodos para registro se conectan al extremo distal (más delgado).

Figura 2. Fotografías que ilustran las características de la cámara para nervio y su disposición para el estímulo del nervio y registro del electroneurograma. A: cámara de lucita y la placa para sellarla después de colocar el nervio; B y C: nervio montado sobre los electrodos de estímulo y registro; D: dispositivo para la estimulación y el registro (e: estimulador; u: unidad aisladora de estímulos y o: oscilocopio). REGISTRO DE DATOS

1. Determinación del estímulo umbral y el estímulo máximo. Se selecciona un estímulo cuya duración sea de 0.01 ms. Se selecciona la escala de la base de tiempo del osciloscopio en 0.5 ms/división. Se incrementa de manera gradual la amplitud del estímulo hasta obtener la respuesta mínima observable (en el caso de utilizar un osciloscopio la escala de la amplitud para esta maniobra debe de ser de 0.5 a 1 mv/división). Cuando se obtenga el estímulo umbral se cambia la polaridad del estímulo para seleccionar el tipo de corriente (anódica o catódica) más adecuada a utilizar. En seguida se aplican estímulos de amplitud creciente y se miden las amplitudes de las respuestas obtenidas (podrá ser necesario modificar la escala de la amplitud en el osciloscopio). Con estos resultados construya una gráfica: amplitud del estímulo versus amplitud de la respuesta. Con esta gráfica se ilustran los conceptos de estímulo umbral, estímulo máximo, subumbral, y supraumbral. Nota: cuando la magnitud del estímulo es suficientemente grande aparecerán

A B

C D

e

u

o

varios componentes (distinguidos con latencias diferentes) en nuestro registro. Se recomienda hacer el análisis en el primer componente, el cual corresponde a la población de fibras más rápidas. Describa sus observaciones en la hoja de resultados

2. Determinación de los parámetros de reobase y cronaxia. Con el componente que aparece primero. Se selecciona un estímulo con 5 ms de duración y se busca la amplitud del estímulo que nos dará la respuesta mínima (estímulo umbral), en seguida se reduce gradualmente la duración del estímulo y se busca la amplitud necesaria para la respuesta umbral. De esta manera se obtienen varios puntos. Con estos datos construya una gráfica: duración del estímulo versus amplitud del estímulo. En esta gráfica (curva de excitabilidad) se analizan los conceptos de reobase, cronaxia y estímulos subumbrales y supraumbrales. Describa sus observaciones en la hoja de resultados.

3. Determinación de la velocidad de conducción. Se aplica un estímulo máximo de corta duración y se selecciona el primer componente del registro para la determinación de este parámetro. Se aplican estímulos máximos variando la distancia entre los electrodos de estimulación y los electrodos de registro (los electrodos de estimulación pueden irse acercando gradualmente a los electrodos de registro o viceversa. Se construye una gráfica: distancia entre electrodos versus latencia. En esta gráfica se calcula la velocidad de conducción y se demuestra además que esta es constante a lo largo de la fibra nerviosa.

4. Identificación del tipo de fibras en base a su velocidad de conducción. Con la

escala de la base de tiempo del osciloscopio seleccionada en 1.0 ms/división seleccionado un estímulo de duración de 0.05 ms se procede a ir incrementando gradualmente su amplitud hasta observar el mayor número de componentes posibles, se mide la latencia de cada uno de ellos y se calcula su velocidad de conducción. Esta maniobra ilustrará (en base a su velocidad de conducción) los principales grupos que constituyen el nervio ciático de la rana. Calcule las diferentes velocidades de conducción y pase los datos a la hoja de resultados.

5. Efecto de los anestésicos locales sobre la conducción nerviosa. Finalmente, se procede a colocar un trozo de algodón impregnado con xilocaína al 2% entre los electrodos de registro y los de estimulación (se recomienda colocarlo en la parte media del nervio). Se selecciona un estímulo máximo y se estimula repetitivamente con una frecuencia de 0.1 Hz, midiendo la amplitud del potencial de acción compuesto cada minuto hasta la desaparición de la respuesta. Se grafica el tiempo versus la amplitud de la respuesta, esta gráfica nos ilustrará el curso temporal del bloqueo con este anestésico local. Después de haberse obtenido el bloqueo completo, el nervio se retira de la cámara y se coloca en un vaso de precipitado conteniendo un volumen suficiente de Ringer o solución salina, dejándolo unos 5 minutos, tiempo después del cual se retira y se vuelve a colocar sobre la cámara de registro. Se vuelve a estimular y se observará la recuperación de la respuesta, lo cual ilustra el efecto reversible del bloqueo con la xilocaína. RESULTADOS

Describa y discuta las observaciones realizadas y enumere las conclusiones correspondientes a cada objetivo.

BIBLIOGRAFÍA 1) Guyton, A.C. and Hall, J.E. Membrane Potentials and Action Potentials. In Textbook of

Medical Physiology. 10a ed., Saunders. Philadelphia. pp 52-66. 2000. 2) Ganong, W.F. Excitable tissue: Nerve. In: Review of Medical Physiology. 20a edition.

Lange Medical Books/McGraw-Hill. New York. pp 49-61. 2001 3) McCormick, D.A. Membrane Potential and Action Potential. In Fundamental

Neuroscience. (Zigmond, M., Bloom, F., Landis, S., Robertis, J. and Squire, L. eds). Ist. ed. Pp. 129-154. Academic Press, London UK.

4) Koester, J. and Siegelbaum, S.A. Propagated Signaling: The Action Potential. In Principles of Neural Science.(Kandel, E., Schwartz, J. and Jessell, T. eds.). 4th. ed., pp. 150-170. Mc Graw Hill.

PROPIEDADES DEL MUSCULO ESQUELETICO INTRODUCCIÓN El músculo esquelético se caracteriza por presentar estriaciones transversales cuando se observa con el microscopio. Las fibras individuales son relativamente largas en relación a su diámetro y contiene muchos núcleos a lo largo de toda la fibra. Cada célula (fibra) muscular está rodeada de una membrana, el sarcolema, y grupos de fibras musculares se agrupan formando haces o fascículos musculares que se mantienen unidos por tejido conectivo. Los fascículos se agrupan para formar los músculos. (Fig. 1) La característica más notable del músculo esquelético es la capacidad que tiene de contraerse (acortarse) y al hacerlo producir tensión y trabajo. Los músculos esqueléticos están unidos al esqueleto y su contracción causa que los huesos articulados se muevan y realicen todos los movimientos corporales. La energía para la contracción se deriva de la degradación del trifosfato de adenosín (ATP) que desencadena una cascada de eventos fisicoquímicos que involucran el deslizamiento de los filamentos de la contracción (actina y miosina) dentro del músculo. Como en cualquier proceso bioquímico, la temperatura juega un papel muy importante en estas reacciones. Cuando una fibra muscular es activada por un impulso nervioso proveniente de una motoneurona, la fibra se contrae completamente (RESPUESTA TODO O NADA). La graduación de la contracción tan característica del músculo completo, está determinada por variaciones en el número de fibras musculares que participan en la contracción. Bajo circunstancias normales, la fuerza de la contracción se lleva a cabo dependiendo del número de fibras que se activan. Siempre debe tenerse en mente que la relación entre fibras musculares que inerva una neurona motora es mayor que la unidad; es decir, una motoneurona inerva siempre más de una fibra muscular, la relación de inervación varía para cada unidad motora desde 1/100 hasta 1/600 en el músculo esquelético. En un animal experimental en el que la activación del músculo se lleva a cabo por la aplicación directa de estímulos eléctricos, se pueden demostrar muchas de las características fundamentales del músculo esquelético. Aunque un amplio espectro de estímulos pueden emplearse, los que más fácilmente se controlan son los eléctricos. Si los electrodos se insertan directamente en la masa muscular y se aplican estímulos aislados de intensidad creciente, se llegará al estímulo umbral, que se caracteriza por provocar una contracción débil debido a que únicamente se estimulan las fibras musculares más excitables. Si se continúa incrementando la intensidad de los estímulos, las contracciones musculares (sacudidas simples) serán de mayor fuerza hasta llegar a un estímulo de intensidad tal que ya no provocará incremento en la fuerza de las contracciones (estímulo máximo). Mayores incrementos en la intensidad de los estímulos (estímulos supramáximos), no incrementarán la fuerza de las contracciones.

Es sabido que no todas las fibras musculares tienen el mismo umbral de excitación y que la contracción máxima de un músculo durante una sacudida, ocurre solo cuando la dispersión de la corriente estimulante (estímulo máximo) alcanza el umbral de todas las fibras del músculo. Por lo tanto, un incremento de la intensidad de los estímulos más allá de un cierto punto (estímulos supramáximos), no provocarán una mayor fuerza de contracción, ya que todas las fibras se están contrayendo. Hay que hacer notar que la contracción no ocurre inmediatamente después de la aplicación del estímulo. Es decir, se requiere un cierto tiempo para que el acople excitación-contracción ocurra. A este pequeño intervalo de tiempo entre la aplicación del estímulo y la aparición de la sacudida se le llama periodo de latencia. El efecto de la carga sobre el músculo puede ser fácilmente demostrada en la preparación muscular. Una propiedad fundamental de las fibras musculares en general es que, dentro de ciertos límites, al incrementar la longitud de reposo de un músculo este se contrae con mayor fuerza. Este fenómeno es semejante a la Ley de Starling del corazón. Así, estímulos aislados de intensidad máxima darán lugar a sacudidas más intensas (dentro de ciertos límites), cuando antes del estímulo se ha incrementado la tensión de reposo del

músculo. Naturalmente que una tensión de reposo que jale tanto a la fibra, provocará separación de los miofilamentos en la sarcómera, y diminuirá la capacidad de contracción del músculo. Dependiendo de la carga contra la que tiene que contraerse, el músculo puede contraerse de dos maneras: a) si el músculo mueve una carga una cierta distancia, la contracción se llama isotónica (del gr. isos=igual y tono=tensión) y b) si el músculo se fija por los extremos para impedir el acortamiento durante la contracción, se le llama contracción isométrica (del gr. isos=igual y metro=medida). Durante los movimientos corporales, las contracciones musculares son generalmente combinaciones de ambos tipos y depende de si los huesos articulados son movidos o no. Si en lugar de estímulos únicos se aplican al músculo estímulos repetitivos, se producirá una serie sucesiva de sacudidas. Si la frecuencia es lo suficientemente alta, el músculo no alcanzará a relajarse entre los estímulos y si estos son de mayor frecuencia, las contracciones se fundirán en una contracción sostenida, llamada contracción tetánica, la cual ejerce una fuerza mucho mayor que la sacudida simple. Se cree que durante la sacudida simple, el músculo no es capaz de liberar toda la energía almacenada en sus fibras aunque todas están participando en la contracción. Un fenómeno interesante puede, algunas veces, observarse durante la etapa inicial de un tren de sacudidas simples. Al aplicar un estímulo único de intensidad máxima, el músculo se contrae. Con estímulos sucesivos se irá contrayendo más intensamente por pequeños incrementos, apareciendo el registro gráfico de la plumilla parecido a una escalera. Por esta razón al fenómeno se le ha llamado fenómeno de la escalera o treppe. Se cree que este incremento en la contractilidad puede deberse al ligero incremento en la temperatura de las fibras musculares durante las contracciones sucesivas. Otra teoría postula que el Ca++ liberado no es completamente reabsorbido al retículo sarcoplásmico, quedando pues, mas Ca++ libre en el citosol incrementando así la fuerza de contracción. Las fibras musculares no pueden permanecer contraídas por tiempo indefinido al estar realizando un trabajo. Después de un corto tiempo de estimulación, el músculo pierde la capacidad para ejercer tensión. Se ha demostrado que esta pérdida de la contractilidad se debe a la acumulación de productos de desecho y a la depleción de energía almacenada, es decir el músculo presenta fatiga muscular. Aunque un corto período de descanso dará lugar a que la circulación remueva los productos de desecho, un tiempo mucho mayor se requiere para la síntesis de nuevos compuestos ricos en energía. En general, la fatiga muscular depende la frecuencia de estimulación; se presenta pronto con estímulos frecuentes y más lentamente con estímulos de menor frecuencia. OBJETIVOS Examinar las propiedades del músculo esquelético cuando se estimula directamente. Para llevar a cabo lo anterior se deberán realizar las siguientes mediciones: Con estímulos aislados:

1) Estímulo umbral para la contracción

2) Estímulo máximo para la contracción máxima (sacudida simple) a) Periodo de latencia b) Tiempo de contracción c) Tiempo de relajación d) Duración de la sacudida simple e) Fuerza de la contracción de la sacudida simple f) Estímulos supramáximos

3) Efecto de la tensión de reposo sobre la fuerza de contracción 4) Fatiga con estímulos aislados

Con estímulos repetitivos

a) Fenómeno de la escalera b) Suma de las contracciones c) Contracción tetánica d) Fatiga tetánica

MATERIAL Y EQUIPO 1) Fisiografo (un canal) 2) Miógrafo tipo “C” 3) Tornillo de tensión 4) Juego de pesas esas 5) Electrodos de estímulo de tipo alfiler 6) Cable estimulador 7) Tabla para rana 8) Soporte universal 9) Regla 10) Estilete 11) Disectores de vidrio 12) Hilo cáñamo doble cero 13) Canalizador de pulsos 14) Ringer rana y 15) Estuche de disecciones. PROCEDIMIENTO Calibre un canal del Fisiógrafo utilizando un transductor miógrafo tipo “C”, de tal manera que 2.5 cm = 100 g.

Preparación muscular (Fig. 2). Destruya el cerebro y la médula espinal de una rana. Colóquela sobre la tabla para rana y proceda a retirar la piel de la pata izquierda. Con los disectores de vidrio diseque el músculo gastrocnemio en toda su longitud. Amarre el tendón de aquiles (porción distal) con un hilo doble cero de unos 15 cm de longitud, deje un pequeño espacio entre el hilo y el tendón para que el hilo no se resbale durante las maniobras experimentales. Con la solución de Ringer rana mantenga húmedo el músculo a lo largo del experimento. Corte el tendón entre el nudo del hilo y su inserción en el hueso calcáneo y eleve el músculo gastrocnemio. Antes de fijar la rana a la tabla, pase un hilo doble por cada uno de los orificios que la atraviesan. Tome a la rana y pase la pata por las asas dejadas por los hilos dobles hasta llegar a la porción proximal de la tibia (rodilla). Jale los hilos fuertemente para que la rodilla y los huesos de la pierna queden firmemente apretados a la superficie de la tabla. Fije los hilos a los sujetadores que se encuentran a los lados de la misma. Tome el cabo suelto del hilo amarrado al tendón y haga un nudo dejando una pequeña asa e introdúzcala en la palanca del transductor. Inserte los electrodos de estímulo de alfiler en los extremos distal y proximal de la masa muscular.

MANIOBRAS EXPERIMENTALES

Estímulo umbral para la contracción. Conecte los electrodos de alfiler al estimulador, vía cables del estimulador. Ajuste la sensibilidad a aproximadamente 2.5 cm de amplitud del registro = 100 g. Aplique una ligera tensión al músculo con el tornillo de tensión. Ponga

el deslizamiento del papel a una velocidad de 2.5 mm/seg, comience a estimular con pulsos de 2 mseg. de duración. Utilizando estímulos aislados, incremente lentamente la intensidad de los estímulos iniciando con 0 voltios hasta observar la primera contracción (sacudida simple). Este es el estímulo umbral.

Estímulo máximo para la contracción máxima. Continúe incrementando la intensidad de los estímulos hasta que las sacudidas alcancen la máxima amplitud. Al estímulo mínimo que alcanzo a provocar la máxima fuerza de contracción se la llama estímulo máximo. Continúe incrementando la intensidad de los estímulos y observe que estos ya no provocarán mayor intensidad en la amplitud de las sacudidas. A los estímulos de intensidad mayor que ya no incrementaron la amplitud de las contracciones, se les llama estímulos supramáximos. Con los resultados de voltaje y amplitud de las sacudidas llene la Tabla 1. Con los datos de la Tabla 1, haga una gráfica en donde la variable independiente (abscisas) es el voltaje aplicado con cada estímulo y la variable dependiente (ordenadas) la amplitud de las correspondientes sacudidas.

TABLA 1. Efecto de la intensidad del estímulo sobre la magnitud de la contracción muscular. Estímulo umbral, estímulo máximo, estímulos supramáximos, sumación espacial.

INTENSIDAD DEL ESTÍMULO

AMPLITUD DE LA RESPUESTA

Duración de la sacudida simple. Con estímulos de 2 ms de duración y el voltaje del estímulo máximo ponga a deslizar el papel a una velocidad de 10 cm/seg. Mientras el papel se está deslizando, aplique unos 3 estímulos aislados y pare el papel. Mida la duración de la sacudida simple. Identifique en el mismo trazo el periodo de latencia, el tiempo de contracción y el tiempo de relajación. Fuerza de la contracción. Con la calibración de la amplitud del registro de 2.5 cm = 100 g, calcule en el mismo registro la fuerza de la contracción de la sacudida simple. EFECTO DE LA TENSIÓN DE REPOSO SOBRE LA FUERZA DE CONTRACCIÓN Ajuste la sensibilidad del registro si es necesario (mayor o menor sensibilidad debe utilizarse dependiendo de la fuerza del músculo). Con el tornillo de tensión disminuya la tensión del músculo hasta que el hilo que une el músculo con el transductor ejerza la mínima tensión. Escoja el estímulo máximo y aplicando estímulos aislados inicie la

estimulación con una tensión de reposo muy ligera. Incremente la tensión progresivamente y en cada vuelta del tornillo de tensión estimule al músculo. Continúe incrementando la tensión de reposo y aplicando los estímulos correspondientes hasta que la amplitud del las contracciones alcance un máximo y empiecen a disminuir. Mida la tensión de reposo y la amplitud de la respuesta al estímulo en cada vuelta del tornillo. Con los resultados de tensión de reposo y amplitud de la sacudida, llene la Tabla 2. Con los datos de la Tabla 2, haga una gráfica en donde la variable independiente (abscisas) es la tensión de reposo y la dependiente (ordenadas) la amplitud de las sacudidas. Calibre el registro con una pesa de magnitud adecuada y exprese la tensión de reposo y la fuerza de las contracciones en gramos. Determine en la gráfica la tensión de reposo que dio lugar a la máxima fuerza de contracción y la tensión de reposo en la que las contracciones empiezan a ser más débiles. TABLA 2. Efecto de la tensión de reposo sobre la fuerza de las contracciones.

TENSIÓN DE REPOSO AMPLITUD DE LAS CONTRACCIONES

FATIGA DE LA CONTRACCIÓN CON ESTÍMULOS AISLADOS

Ajuste la velocidad del papel a 0.10 cm/seg. Aplique al músculo una tensión de reposo adecuada, seleccione el estímulo máximo de 2 ms de duración y aplique un estímulo cada 2 segundos hasta que se aprecie una disminución clara de la fuerza de contracción. Grafique la altura de la contracción versus al tiempo como una medición de fatiga(*). Con cuidado desmonte la preparación muscular y vuelva a montarla en la otra pata.

Antes de continuar con el siguiente objetivo, encuentre el estímulo máximo y la tensión

de reposo adecuada.

EFECTO DE ESTIMULOS REPETITIVOS Ajuste la sensibilidad para poder registrar sacudidas musculares con una amplitud adecuada. Ajuste la tensión de reposo al punto donde obtuvo la máxima contracción en el

punto anterior. Seleccione el voltaje del estímulo máximo. Con la velocidad del papel a 0.1 cm/seg estimule al músculo con varias frecuencias iniciando con 2 estímulos/seg durante 3 seg. Detenga el papel, seleccione 5 estímulos/seg, ponga en marcha el papel y estimule durante 3 seg. Pare el papel y repita las maniobras con frecuencias de 7.5, 10, 20, 25 y 50 estímulos/seg. Observe como las sacudidas no regresan al nivel de reposo, aumentan de intensidad y se van fundiendo en una sola contracción cuando aumenta la frecuencia de estimulación. Determine la frecuencia con la que se alcanza la contracción tetánica. Calibre el registro usando una pesa adecuada y determine la relación en gramos entre una sacudida simple y la contracción tetánica. Determine si el músculo presenta signos de fatiga (*). FATIGA DE LA CONTRACCIÓN DURANTE LA ESTIMULACIÓN TETÁNICA Ajuste el desplazamiento del papel a 0.1 cm/seg. Seleccione el estímulo máximo. Ponga la perilla de frecuencia del estimulador en 25 pulsos/seg y estimule el músculo nuevamente durante dos minutos. Repita el procedimiento una vez más para observar la fatiga de las fibras musculares. (*)Aunque es difícil definir la fatiga, suponemos que esta existe cuando la tensión ha caído un 37% de su valor inicial. RESULTADOS: 1. Umbral de la contracción____ voltios. 2. Voltaje del estímulo máximo____ voltios. 3. Duración del periodo de latencia____seg. 4. Duración de la sacudida simple_____seg. Duración del período de contracción_____seg. Duración del periodo de relajación ____ seg. 5. Fuerza de contracción máxima de la sacudida simple_____ g. 6. Tensión de reposo en la cual se obtuvo la fuerza de contracción máxima____g 7. *Tiempo de fatiga con estímulos aislados_____ min. 8. Fuerza máxima de la concentración tetánica______ g. 9. Relación de la sacudida simple-tétanos ______ 10. *Tiempo de fatiga con el estímulo tetánico____ seg. CUESTIONARIO 1. ¿Qué es el umbral de contracción? 2. ¿Qué es un estímulo máximo? 3. En relación con la contracción isotónica e isométrica, diga que tipo de contracción

ocurre durante la caracterización de la sacudida simple y que tipo de contracción cuando se incrementó la tensión de reposo.

4. Utilizando la gráfica intensidad del estímulo-fuerza de la contracción, explique la sumación espacial.

5. Describa brevemente la relación que hay entre el efecto de estímulos repetitivos con la suma de las contracciones.

6. Mencione las causas de la fatiga muscular.

7. ¿Que elementos del músculo esquelético se piensa que son los responsables de la tensión pasiva?

8. Explique las causas del fenómeno de la escalera. Diga porque en esta práctica se utiliza el estimulador eléctrico.

BIBLIOGRAFÍA

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LA PREPARACIÓN NEUROMUSCULAR INTRODUCCIÓN

Las contracciones de un músculo pueden variar de intensidad. Un potencial de acción único en una fibra muscular induce una contracción débil y de corta duración llamada sacudida simple, y es incapaz de hacer un trabajo si esta ocurre en un músculo íntegro. En el músculo íntegro, las fibras musculares están dispuestas de tal manera que al contraerse actúan sinérgicamente produciendo contracciones de intensidad variable (mucho más fuertes que la sacudida simple de una sola fibra). En otras palabras, la fuerza ejercida por el mismo músculo puede variar dependiendo del peso del objeto que se quiere mover. La gradación de las contracciones musculares dependen de 1) el número de fibras musculares que se contraen y 2) la tensión desarrollada por cada unidad motora al activarse.

El número de fibras que se contraen dentro de un músculo depende del número de

unidades motoras activadas. Cada músculo está inervado por un cierto número de neuronas motoras (motoneuronas). Cuando una neurona motora entra a un músculo se ramifica en varias terminales nerviosas, y cada terminal nerviosa inerva a una fibra muscular individual. Así, una neurona motora inerva a varias fibras musculares y cuando esta se activa, todas las fibras musculares que inerva se estimulan y se contraen simultáneamente. Al conjunto de una motoneurona con las fibras musculares que inerva se llama unidad motora. Las fibras musculares de una unidad motora se distribuyen en la masa muscular, así, al contraerse simultáneamente provocarán una contracción débil pero uniforme de todo el músculo. Cuando se requiere de una contracción muscular débil, solo unas pocas unidades motoras se activarán, mientras que requerimientos de mayor fuerza, requerirán de la participación de un mayor número de unidades motoras. La manera más conveniente para estudiar las propiedades de la unidad motora es la preparación neuromuscular.

La contracción gradual del músculo esquelético se puede lograr ya sea

incrementando el número de motoneuronas activadas simultáneamente (sumación espacial) o incrementado la frecuencia de descarga de las motoneuronas individuales (sumación temporal). La unión neuromuscular. La contracción muscular esquelética está bajo el control del sistema nervioso. El paso de la información de la terminal nerviosa al músculo ocurre en una estructura especializada llamada unión neuromuscular, sinapsis neuromuscular o placa motora terminal. (Fig. 1). El mecanismo por el cual la motoneurona activa a la fibra muscular a través de la unión neuromuscular, es el siguiente (Fig. 1):

1. Al llegar el potencial de acción a la terminal nerviosa en la unión neuromuscular, el potencial de acción provoca un incremento en la conductancia al calcio, el cual ingresa a la terminal nerviosa.

2. En el interior, el calcio induce la migración de las vesículas sinápticas ricas en

acetilcolina (ACh) hacia la superficie de la membrana de la terminal que ve hacia la hendidura sináptica y se fusiona con ella. Esta fusión permite que la ACh sea liberada al espacio sináptico, fenómeno conocido como exocitosis.

3. Desde el espacio sináptico la ACh difunde hasta la placa motora terminal en la membrana muscular (membrana postsináptica) en donde se une a sus receptores específicos.

4. La interacción ACh-receptor, abre canales de sodio y en menor número canales de potasio, incrementando la entrada de sodio y la salida de potasio, lo que despolariza localmente a la membrana de la placa motora. Si dicha despolarización alcanza el umbral de disparo de la fibra muscular, se desencadena un potencial de acción que viaja por el sarcoplasma hacia ambos extremos de la fibra y al interior de la misma por los túbulos “T”.

5. A nivel de la triada, el potencial de acción en los tubulos “T” provoca que el retículo sarcoplásmico libere al calcio almacenado, el cual difunde e interactúa con los miofilamentos de actina de la sarcómera desencadenando el proceso de la contracción muscular. Al mecanismo por el que el potencial de acción muscular desencadena la contracción de la fibra, se le llama acople excitación-contracción.

La transmisión del impulso nervioso a través de la unión neuromuscular puede ser inhibido o facilitado por ciertas drogas. El curare y el falxedil son ejemplo de drogas

bloqueadoras, las cuales actúan compitiendo por los receptores de la ACh en la membrana de la placa motora. La prostigmina por el contrario, facilita el paso de los impulsos a través de la unión por medio de la inactivación de la enzima acetilcolinesterasa, enzima que degrada a la ACh, permitiendo así, que esta actúe más tiempo sobre sus receptores. La unión neuromuscular, también es muy sensible a la fatiga y a su medio ambiente químico. Estímulos repetidos de alta frecuencia inducen una disminución de la respuesta contractil. A este fenómeno se le ha llamado “Inhibición de Wedensky”, y se debe a que la velocidad de liberación y degradación de la ACh excede a la velocidad de su síntesis en las terminales nerviosas (fatiga nerviosa).

OBJETIVOS Caracterizar las propiedades de la unión neuromuscular esquelética de la rana, realizando las siguientes maniobras:

1. Estimular al nervio ciático con estímulos aislados para encontrar los estímulos subumbral, umbral, máximo y supramáximos capaces de provocar la contracción mínima y máxima respectivamente del músculo gastrocnemio.

2. Estimular al músculo directamente con estímulos aislados para encontrar los estímulos subumbral, umbral, máximo y supramáximo.

3. Caracterizar las contracciones musculares al estimular repetitivamente al nervio. 4. Comparar el tiempo de fatiga de la unión neuromuscular y el tiempo de fatiga del

músculo. 5. Observar el efecto del bloqueo de la unión neuromuscular sobre la actividad

muscular. MATERIAL Y REACTIVOS Biológico: Rana Equipo: 1) Fisiografo (un canal) 2) Transductor miógrafo tipo “C” 3) Estimulador eléctrico 4) Canalizador de pulsos 5) Electrodos de estímulo de ganchillo y de alfiler 6) Juego de pesas 7) Estativo 8) Tornillo de tensión 9) Estuche de disecciones 10) Disectores de vidrio 11) Estilete 12) Hilo fuerte 13) Jeringa de 3 ml. Soluciones: 1) Ringer rana a temperatura ambiente 2) Tubocurarina (1 mg/ml) (Sigma). Calibre el canal del fisiógrafo con un transductor miógrafo tipo “C”. Utilizando una pesa adecuada, calibre la amplitud del registro a 2.5 cm = 50 g. Preparación neuromuscular

Destruya el cerebro y la médula espinal de una rana y colóquela sobre la mesa de disecciones. Corte circularmente la piel de la porción proximal de uno de los muslos. Jálela hacia abajo para retirar toda la piel del muslo y de la pierna (sale como si fuera un caletín). Con los disectores de vidrio diseque el músculo gastrocnemio en toda su longitud. Amarre

el tendón de Aquiles (porción distal) con un hilo doble de unos 15 cm de longitud, deje un pequeño espacio entre el hilo y el tendón para que el hilo no se resbale durante las maniobras experimentales. Con la solución de Ringer rana mantenga húmeda la preparación a lo largo del experimento. Corte el tendón entre el nudo del hilo y su inserción en el hueso calcáneo y eleve el músculo gastrocnemio. Coloque a la rana en decúbito ventral. Con cuidado y utilizando los disectores de vidrio diseque, a todo lo largo del muslo el nervio ciático, localizado entre los músculos semimembranoso y glúteo. Antes de fijar la rana a la tabla del estativo, pase un hilo doble por cada uno de los orificios que la atraviesan. Tome a la rana y pase la pata por las asas dejadas por los hilos dobles hasta llegar a la porción proximal de la tibia (rodilla). Jale los hilos fuertemente para que la rodilla y los huesos de la pierna queden firmemente apretados a la superficie de la tabla. Fije los hilos a los sujetadores que se encuentran a los lados de la misma. Tome el cabo suelto del hilo amarrado al tendón y haga un nudo dejando una pequeña asa e introdúzcala en la palanca del transductor miógrafo. Inserte los electrodos de estímulo de alfiler en los extremos distal y proximal de la masa muscular. Con cuidado monte el nervio ciático sobre los electrodos de ganchillo, teniendo cuidado que el electrodo no toque ningún otro tejido de la rana . Establezca la velocidad del papel a 0.25 cm/seg y realice las siguientes maniobras:

1) Determinación de los estímulos de intensidad subumbral, umbral, máxima y supramáxima del nervio a través de su efecto sobre la contracción muscular (sumación espacial).

Con el tornillo de tensión ajuste la tensión del músculo y estimule el nervio con estímulos únicos de 2 mseg de duración y con voltaje creciente, desde cero hasta observar las respuestas mínima y máxima del músculo. Anote la intensidad de los diferentes estímulos aplicados y la magnitud de las contracciones. Con los datos llene la Tabla 1 e identifique los voltajes de los estímulos; umbral, máximo y supramáximos.

2) Determinación de los estímulos de intensidad subumbral, umbral, máximo y

supramáximo estimulando directamente al músculo (sumación espacial). Estimule directamente al músculo con estímulos únicos de 2 mseg de duración y con voltaje creciente desde cero hasta observar las respuestas mínima y máxima del músculo. Anote la intensidad de los diferentes estímulos aplicados y la magnitud de las contracciones. Con los datos llene la Tabla 2 e identifique los estímulos umbral, máximo y supramáximo.

3) Efecto de estímulos repetitivos (sumación temporal del músculo).

Con el estímulo máximo del nervio, estimule al nervio con frecuencias de 3, 5, 7.5, 10, 15, 20 y 25 pulsos/seg durante 3 seg en cada punto. Permita que la preparación descanse 5 seg entre cada tren de estímulos. Note la suma de las contracciones y determine si se han presentado el tétanos y la fatiga.

4) Fatiga de la unión neuromuscular (efecto de estímulos repetitivos):

Asegúrese de que el canalizador de pulsos este conectado al nervio

a) Seleccione en el estimulador, estímulos de 2 mseg de duración, cero de

frecuencia y el voltaje del estímulo máximo al nervio. b) Iniciando con 0 de frecuencia, incremente gradualmente la frecuencia de los

estímulos hasta alcanzar una contracción tetánica sostenida. Mantenga el tétanos hasta que la fuerza de la contracción del músculo haya caído a la mitad de la amplitud máxima.

c) Rápidamente ajuste el voltaje del estímulo máximo al músculo y cambie la palanca del canalizador de pulsos para que los estímulos pasen directamente al músculo. Observe como se incrementa la amplitud de la contracción tetánica. Esta mayor capacidad de respuesta del músculo a la estimulación directa se debe a que la unión neuromuscular se ha fatigado. Para comprobarlo, cambie al voltaje del estímulo máximo al nervio y cambie el canalizador de pulsos para estimular al nervio y observe como la amplitud de la contracción tetánica disminuye aún más. Pase de nueva cuenta a estimular el músculo directamente y observe el resultado.

Con cuidado desmonte la preparación neuromuscular y vuelva a montarla en la otra pata.

Antes de continuar ajuste la tensión de reposo del músculo y encuentre el estímulo máximo del nervio y del músculo capaces de provocar una contracción muscular máxima. Calibre el registro de tal manera que 2.5 cm de amplitud = 50 gr. Ajuste la velocidad del papel a 0.1 cm/seg.

5) Bloqueo de la unión mioneural: a) Con la jeringa, vierta directamente sobre la masa muscular la solución

tubocurarina y espere 2 o 3 minutos para asegurarse de que la droga se haya difundido al interior de la masa muscular.

b) Estimule directamente al nervio con estímulos de 2 mseg. de duración y frecuencia de 2/seg durante 3 seg cada 10 seg. Observe la respuesta contráctil conforme avanza el tiempo y continúe estimulando hasta que ya no haya más contracciones.

c) Con el canalizador de pulsos pase a estimular directamente al músculo con el estímulo máximo del músculo y observe la amplitud de las contracciones. Como un control, reestimule al nervio con el mismo voltaje usado en el músculo. Observe el bloqueo completo de la unión neuromuscular.

RESULTADOS:

TABLA 1. Respuesta contráctil del músculo a la estimulación nerviosa en la preparación neuromuscular. Determinación de los estímulos: umbral, máximo y supramáximo.

VOLTAJE AMPLITUD DE LA CONTRACCIÓN

Con los datos de la Tabla 1, haga una gráfica con el voltaje en las abscisas y la amplitud de las contracciones en las ordenadas. Exprese la amplitud en gramos. Señale en la curva los estímulos subumbrales, umbral, máximo y supramáximos.

TABLA 2. Respuesta contráctil del músculo a la estimulación muscular directa. Determinación de los estímulos: umbral, máximo y supramáximo.

VOLTAJE AMPLITUD DE LA CONTRACCIÓN

Con los datos de la Tabla 2, haga una gráfica con el voltaje en las abscisas y la amplitud de las contracciones en las ordenadas. Exprese la amplitud en gramos. Señale en la curva los estímulos subumbrales, umbral, máximo y supramáximos. Complete las siguientes datos. Fuerza de contracción (en gramos) de la sacudida simple al estimular el nervio_____g; al estimular el músculo____g Fuerza de la contracción máxima durante el tétanos al estimular el nervio_____g; al estimular el músculo______g. Relación de la fuerza de contracción en tétanos/sacudida simple al estimular el nervio________. Tiempo de la fatiga de la unión neuromuscular ________s. Tiempo de la fatiga muscular ______s. CUESTIONARIO

1) Explique porque al incrementarse la intensidad del estímulo al nervio se incrementa la amplitud de las contracciones.

2) Explique porque al incrementarse la intensidad del estímulo al músculo se incrementa la amplitud de las contracciones.

3) ¿A qué se debe que la intensidad del estímulo umbral sea diferente en el nervio y en el músculo?

4) ¿Por qué al incrementarse la frecuencia de los estímulos al nervio se obtiene una mayor fuerza de contracción en comparación con la de la sacudida simple?

5) ¿Cuales son las causas de la fatiga de la unión neuromuscular y cuales las de la fatiga muscular?

6) Explique el mecanismo de acción del curare en el bloqueo de la unión neuromuscular.

7) Investigue los efectos de la toxina botulínica, del veneno de la araña viuda negra y el gas mostaza sobre la unión neuromuscular. Investigue en que consiste la enfermedad autoinmune conocida como Mistenia gravis.

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5) Martin D.E. Neuromuscular Physiology. Electrical Stimulation of Nerve and Muscle Tissues. In: Laboratory Experiments in Human Physiology. Narco Bio System Inc. (Ed). Huston. pp 45-54. 1975.

6) Quintanar Stephano J.L. Características Fisiológicas de la Unión Mioneural. En: Manual de Prácticas de Fisiología General. Universidad Autónoma de Aguascalientes (Ed). México. pp 101-105. 1989.

7) Sherwood L. Neuromuscular Junction. The Peripheral Nervous: Efferent Division. In: Human Physiology; From Cells to System. Brooks/Cole. USA. pp 231-236. 2001.

MOTILIDAD DEL MUSCULO LISO INTESTINAL AISLADO INTRODUCCIÓN En el organismo, el músculo liso se encuentra en una gran variedad de localizaciones, entre las que destacan: 1) el tubo digestivo 2) las paredes de los vasos sanguíneos 3) las vías aéreas, especialmente bronquíolos 4) el tracto genitourinario 5) los músculos ciliar e iris en el ojo 6) los músculos piloerectores y 7) conductos glandulares exocrinos. Los músculos esquelético, cardiaco y liso tienen similitudes y diferencias fundamentales, las cuales serán mencionadas aquí y demostradas en el curso de la práctica. El músculo liso puede experimentar contracciones lentas y sostenidas espontáneas (sin estimulación nerviosa); el músculo intestinal que se emplea en esta práctica se contraerá por horas si el medio químico que lo baña semeja las condiciones del medio interno del organismo. Todos los músculos lisos tienen un tono intrínseco o una tensión de reposo al que se superponen las contracciones musculares. Esto contrasta con el músculo esquelético, en el que la denervación provoca pérdida del tono. El músculo liso (al igual que el músculo cardiaco) esta bajo el control exclusivo del sistema nervioso autónomo a través de las divisiones simpática y parasimpática que lo inervan. Al igual que en el músculo esquelético y cardiaco, la contracción muscular del músculo liso se basa en la interacción de los filamentos de actina y miosina, aunque la bioquímica de la contracción en el músculo liso es ligeramente diferente, dando lugar a algunas de las propiedades contráctiles propias del músculo liso. El nombre de músculo liso se debe a que no presenta la organización estriada de los filamentos de actina y de miosina en las sarcómeras típicas del músculo esquelético y cardiaco. Los músculos lisos se dividen en dos categorías: a) músculo liso de multiunidades y b) músculo liso unitario (también llamado visceral o sincicial). En esta práctica estudiaremos el músculo liso unitario, en el que la activación espontánea (intrínseca, inherente) o la estimulación eléctrica de una pequeña área de masa muscular resulta en la contracción de toda la masa. Los mejores ejemplos de este tipo de músculos son los localizados en el tubo digestivo, útero y vejiga y los demás conductos genitourinarios. Estos tejidos presentan zonas con propiedades de marcapaso (como las del corazón), que dan lugar a las contracciones musculares rítmicas. La actividad contráctil puede ser afectada por el sistema nervioso que se sobrepone. El músculo liso de multiunidades no se contrae espontáneamente y depende de la inervación motora para contraerse. Un ejemplo de esto es el músculo piloerector de la base de los pelos en la piel, el que al ser estimulado y contraerse induce la conocida “piel de gallina”. El músculo ciliar, el iris y el músculo de los grandes vasos sanguíneos son también ejemplos de músculo liso de multiunidades.

El músculo liso intestinal está ricamente inervado por plexos nerviosos que rodean las capas longitudinal y circular. Una parte de este tejido exhibe contracciones circulares y longitudinales, en adición a las contracciones peristálticas. El músculo responde al estiramiento incrementando su longitud pero tendiendo siempre a mantener el contenido bajo presión constante o en un estado de contracción isotónica (tono basal). El músculo liso también responde a cambios en la temperatura, cuando esta aumenta, disminuye el umbral

eléctrico para la contracción muscular e incrementa la frecuencia (ritmicidad) y amplitud de las contracciones. La estimulación eléctrica intensa a menudo da lugar a contracciones sostenidas.

Los diferentes órganos viscerales reaccionan de una manera diferente a un mismo

estímulo químico. Por ejemplo, la epinefrina (adrenalina) deprime la ritmicidad del músculo liso intestinal, provocando relajación, mientras que en otros lugares como en el músculo liso arteriolar, induce una contracción intensa. Por otro lado la acetilcolina (ACh), en pequeñas cantidades incrementa la amplitud de las contracciones intestinales y a mayores cantidades produce una contracción sostenida.

OBJETIVOS 1) Observar y registrar las contracciones rítmicas espontáneas del músculo liso

intestinal aislado de conejo y b) estudiar los cambios en el tono, frecuencia y amplitud de las contracciones rítmicas en respuesta a las siguientes condiciones:

2) Efecto de drogas que mimetizan y bloquean las acciones del sistema nervioso parasimpático y simpático.

3) Efectos de cambiar la temperatura del medio 4) Efectos de la hipoxia

MATERIAL Y MÉTODOSUIPO 1) Fisiógrafo (un canal), 2) miógrafo tipo “B”, 3) Pesa de 5 gr, 4) estativo y tornillo de tensión 5) hilo y estuche de disecciones, 6) llaves de paso, 7) caja de Petri, 8) solución de ACh (1 mg/ml), 9) solución de adrenalina (1 mg/ml), 10) solución de prostigmina (0.5 mg/ml) 11) solución de atropina (1 mg/ml), 12) Sistema de perfusión para órgano aislado de mamífero (Fig. 1) conformado por:

a) Baño María a 38º C con bomba de perfusión y mangueras de conexión b) Termómetro c) Refrigerante d) Solución Ringer para mamífero a 38º C con recipiente de reserva e) Solución de Ringer para mamífero a 4º C f) Solución de Ringer para mamífero a 40º C g) Sistema de oxigenación (aireación) (bomba de aire para pecera) h) Cámara para músculo liso con tapón y tubo en Y con mangueras y pinzas i) Recipiente para solución de desecho

PROCEDIMIENTO Analice, identifique y estudie en la Figura 1 cada una de las partes que componen el sistema para mantener vivo el intestino aislado de conejo (in Vitro).

Encienda y calibre un canal del Fisiógrafo con un miógrafo tipo “B”, de tal manera que 5 gr desplacen la plumilla 4 cm. Ajuste la velocidad del papel a 0.5 cm/seg. Cheque la plumilla de tiempo y seleccione una marca por segundo. Levante la palanca de las

plumillas, pare el desplazamiento del papel y proceda o obtener el intestino delgado de un conejo. Disponga adecuadamente del cadáver del conejo.

Obtenga un tramo de 20 cm de intestino delgado de un conejo y colóquelo rápidamente en la caja de Petri llena de Ringer precalentado y aireado. Córtelo en tramos de unos 3 cm de longitud. Tome un tramo y con una aguja curva pase en cada extremo y de dentro hacia fuera de la pared intestinal un hilo delgado (10 cm de largo) teniendo cuidado de no ocluir la luz intestinal. Con uno de los hilos haga una asa corta (0.5-1.0 cm). Después de seguir las instrucciones de la nota* , proceda a montar rápidamente el intestino en la cámara de órgano aislado según se ilustra en la Fig. 1. Observe como el asa de hilo se engarza en el ganchillo del tapón del fondo de la cámara, mientras que el otro se engarza en el ganchillo del miógrafo. Cheque continuamente que el baño tenga una temperatura de 38º C y que el sistema de aireación trabaje adecuadamente.

*Nota: Llamaremos llave (1) a la que une al recipiente de Ringer con la cámara de intestino y llave (2) a la que drena el paso de la cámara de intestino con el recipiente de desecho. Con la llave 2 cerrada, abra la llave 1 y llene la cámara para músculo hasta la marca de 50 ml. El Ringer fluirá por gravedad. Asegúrese que el sistema de aireación esté burbujeando en el Ringer de la cámara. Proceda a montar el fragmento de intestino según se explica en el párrafo anterior.

PRECAUCIÓN : El músculo liso es extremadamente sensible a la sobre distensión.

Si la tensión de reposo del músculo es muy grande, pierde sus propiedades contráctiles y su ritmicidad. Asimismo, es muy sensible a cambios en la temperatura, desecación e hipoxia de tal manera que cambios extremos de estas variables deterioran rápidamente la preparación.

Con una velocidad del papel de 0.1 cm/seg y la plumilla de tiempo a una marca por cada 30 segundos obtenga el registro de la actividad contráctil espontánea del músculo liso. Reajuste la sensibilidad del Fisiógrafo si es necesario. 1) RITMICIDAD INHERENTE Continuando con las condiciones anteriores, con el tornillo de tensión incremente gradualmente la tensión sobre el músculo y obtenga un registro adecuado. A las contracciones y relajaciones regulares se les llama movimientos pendulares y son producidos por las fibras musculares mismas (miogénicos). Estos movimientos son diferentes de los movimientos peristálticos, los cuales dependen de la inervación de la pared intestinal (neurogénicos). Aplique tensión suficiente hasta observar contracciones de algunos centímetros de amplitud. Centre el registro sobre el papel. Una vez estabilizado el registro, obtenga un registro control durante 4 minutos. Determine la amplitud y la frecuencia de las contracciones. Cheque la temperatura y la oxigenación (puede ser necesario esperar algunos minutos para que las contracciones se estabilicen).

2) EFECTO DE LAS DROGAS SIMPATICAS Y PARASIMPATICAS:

a) Efectos de la acetilcolina (Ach) Con la velocidad del papel a 0.1 cm/seg y la plumilla de tiempo en 1 marca cada 30

seg, obtenga un registro control de 2-3 minutos (registro basal). Cambie la velocidad del papel a 0.5 cm/seg y la plumilla de tiempo a 1/seg. Vierta en la cámara de intestino 0.5 mg de Ach. Al mismo tiempo que vierte el fármaco, otro compañero presionará el botón marcador de eventos. Registre el efecto durante 2 minutos. Pare el registro y lave el músculo cambiando la solución de Ringer abriendo primero la llave 2 para que salga la solución de desecho. Ciérrela y abra la llave 1 hasta que se llene la cámara hasta la marca de 50 ml, espere dos minutos y repita el lavado. Deje unos minutos para que se restablezca la ritmicidad basal** . Cheque continuamente que el sistema de burbujeo trabaje adecuadamente. Antes de continuar al punto b) determine en el registro lo siguiente: 1) periodo de latencia, 2) el cambio de tono muscular, 3) amplitud de los registros y 4) frecuencia de las contracciones. **Nota: Se siguen las mismas indicaciones de lavado después de registrar los efectos de cada fármaco. b) Efectos de la adrenalina Con la velocidad del papel a 0.1 cm/seg y la plumilla de tiempo en 1 cada 30 segundos, obtenga un registro control de 2-3 minutos. Incremente la velocidad del papel a 1 cm/seg y ponga la plumilla de tiempo en 1/segundo y vierta en la cámara de intestino 0.1 mg de la solución de adrenalina. Registre los cambios en el tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones. No olvide señalar simultáneamente con el botón marcador de eventos para determinar el período de latencia. Observe el efecto durante 6-8 minutos, pare el fisiógrafo, proceda a lavar la preparación dos veces según se describió y cuantifique las variables sobre el registro. Espere a que la preparación recupere la ritmicidad basal. c) Efectos de la prostigmina

Obtenga un registro control de 2 minutos y vierta 0.05 mg de la solución de prostigmina en la cámara de intestino y registre los cambios en el tono basal, amplitud y

frecuencia de las contracciones durante 3-4 minutos. Sin lavar el músculo agregue 0.1 mg de la solución de Ach a la cámara de intestino. No olvide señalar simultáneamente con el botón marcador de eventos para determinar los periodos de latencia. Determine si ocurre un mayor incremento en el tono basal, intensidad y frecuencia de las contracciones. Lave el músculo 3-4 veces y espere hasta que se recupere la ritmicidad basal.

d) Efectos de la atropina

Obtenga un registro control de 2 minutos y vierta en la cámara 0.05 mg de la solución de atropina. Registre los cambios en el tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones durante unos 5-8 minutos. Sin lavar el músculo agregue 0.5 mg de la solución de Ach a la cámara de intestino. No olvide señalar simultáneamente con el botón marcador de eventos para determinar los periodos de latencia. Registre los cambios en el tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones durante unos 4-5 minutos. Lave 2-3 veces y espere a que se recupere la ritmicidad basal. Observe: a) el efecto bloqueador de la atropina sobre la actividad muscular y b) si el efecto de la atropina es más duradero que el de los demás fármacos. 3) EFECTO DE LA TEMPERATURA: Obtenga un registro control de 2 minutos y anote la temperatura en la cámara para músculo liso. Apague la bomba de perfusión, vacíe la cámara del músculo y vierta Ringer a 4º C. Anote la temperatura y registre los cambio en el tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones durante unos minutos. Vacíe la cámara y llénela con Ringer a 40º C. Anote la temperatura en la cámara y registre los cambios en el tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones durante 1 minuto. Encienda la bomba de perfusión, lave la preparación dos veces y espere a que la ritmicidad basal se restablezca. EFECTO DE LA HIPOXIA: Obtenga un registro control de 2 minutos y desconecte la bomba de aireación. Observe el efecto de la hipoxia sobre el tono basal, amplitud y frecuencia de las contracciones. Cuando el efecto se haya hecho aparente, conecte nuevamente el sistema de oxigenación y vea si se recupera la ritmicidad basal. Apague el fisiógrafo y desmonte el sistema del canal de registro. Apague el baño María y la bomba de aireación. Desmonte la preparación y lave y limpie todo el material que haya utilizado. Con los registros obtenidos en cada objetivo, llene la siguiente tabla: TABLA 1. RESUMEN DE LOS DATOS PROTOCOLO EXPERIMENTAL

TONO BASAL AMPLITUD FRECUENCIA

RITMICIDAD INHERENTE

BASAL ACETILCOLINA

BASAL ADRENALINA BASAL PROSTIGMINA BASAL ATROPINA BASAL ATROPINA+Ach BASAL (38oC) TEMPERATURA BASAL HIPOXIA CUESTIONARIO

1) Enumere los diversos lugares en donde se encuentra el músculo liso e identifique el tipo de músculo liso que corresponde a cada uno de ellos (músculo liso unitario, músculo liso de multi-unidades).

2) Explique en que consiste el fenómeno de plasticidad del músculo liso 3) ¿Que son los movimientos pendulares intestinales y cual es su origen? 4) ¿Cómo se producen las ondas peristálticas intestinales? 5) Describa el mecanismo de control de los movimientos intestinales por el sistema

nervioso. 6) Describa el mecanismo de acción de la Ach sobre la motilidad del músculo liso

intestinal. 7) ¿Sobre que músculos lisos se cree que la Ach tiene efecto vasodilatador? 8) Describa el mecanismo de acción de la adrenalina sobre la motilidad del músculo

liso intestinal. 9) ¿Si en el sistema nervioso simpático postganglionar solo se libera noradrenalina en

sus terminales nerviosas, como se explica el efecto de la adrenalina sobre el músculo liso intestinal?

10) Describa el mecanismo de acción de la prostigmina 11) ¿Que es la atropina, cual es su mecanismo de acción y cuales son sus efectos a nivel

intestinal y a nivel cardiaco? 12) Explique porque es más persistente el efecto de la atropina.

Explique el objetivo que tiene el suministro de oxígeno, mantenimiento de la temperatura, la solución Ringer y el sistema de lavado del dispositivo experimental.

BIBLIOGRAFÍA

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3) Ganong F.W. Smooth Muscle. In: Review of Medical Physiology. Lange Medical Books/McGraw-Hill. New York. pp 78-80. 2001.

4) Guyton C.A. and Hall J.E. Contraction and Excitation of Smooth Muscle. In: Textbook of Medical Physiology. Saunders. Philadelphia. pp 87-94. 2000.

5) Guyton C.A. and Hall J.E. General Principles of Gastrointestinal Function-Motility, Nervous Control, and Blood Circulation In: Textbook of Medical Physiology. Saunders. Philadelphia. pp 718-723. 2000.

6) Hoff H.E. Geddes L.A. Properties of Smooth Muscle. In: Experimental Physiology. Baylor University (Ed). Houston. USA. pp V-1 to V-8. 1971.

7) Martin D.E. Neuromuscular Physiology. Motility of Isolated Intestinal Smooth Muscle. In: Laboratory Experiments in Human Physiology. Narco Bio System Inc. (Ed). Huston. pp 61-65. 1975.

8) Quintanar Stephano J.L. Propiedades del Músculo Liso. En: Manual de Prácticas de Fisiología General. Universidad Autónoma de Aguascalientes (Ed). México. pp 123-126. 1989.

9) Sherwood L. Muscle Physiology. Smooth and Cardiac Muscle In: Human Physiology; From Cells to System. Brooks/Cole. USA. pp 270-278. 2001.

PROPIEDADES DEL MUSCULO CARDIACO

CONOCIMIENTOS PREVIOS : Para comprender la presente práctica, es necesario que el alumno domine conceptos teóricos como los siguientes:

1) Diferencias entre sincicio (sincitio) estructural y sincitio funcional 2) Unión comunicante del tipo Nexo 3) Potencial de membrana en reposo y potencial de acción 4) Papel de los iones Na+, K+ y Ca++ en el potencial de membrana en reposo y en el

potencial de acción del músculo cardíaco 5) Inervación y efectos del sistema nervioso autónomo sobre el corazón 6) Ritmicidad inherente o automatismo cardiaco 7) Período refractario.

INTRODUCCIÓN:

Por la disposición del sus elementos contráctiles en el sarcoplasma, los músculos cardíaco y esquelético son de tipo estriado. En el músculo cardiaco al igual que en el músculo liso, las fibras musculares forman un sincicio funcional. El carácter sincicial está dado por la presencia de uniones intermembranales de tipo nexo (uniones comunicantes), localizadas entre las membranas de los discos intercalares de dos fibras adyacentes. Las uniones tipo nexo, son sitios de baja resistencia eléctrica que permiten el paso de la corriente despolarizante de una fibra a otra permitiendo la conducción del potencial de acción de una fibra a la siguiente. Debido a lo anterior, un potencial de acción que se origine en cualquier lugar del miocardio, viajará a las fibras adyacentes, teniendo como consecuencia la contracción de carácter “todo o nada” de la masa muscular. Al igual que el músculo esquelético, el músculo cardiaco también se caracteriza por la capacidad que tiene de incrementar la fuerza de contracción de sus fibras (dentro de ciertos límites), cuando se incrementa la longitud de reposo (diástole). A este fenómeno se le conoce como Ley de Frank-Starling del corazón.. El músculo cardiaco posee varios tipos de fibras musculares, aquí mencionaremos las fibras de trabajo y las fibras del sistema de excitación y conducción. Las fibras de trabajo auriculares y ventriculares son las responsables de mover la sangre y hacerla circular por las cavidades cardiacas y la circulación general, mientras que las del sistema de excitación y conducción del corazón son las que se encargan de generar los impulsos cardiacos (automatismo, ritmicidad inherente) y conducir los impulsos cardiacos a todo el corazón de una manera tal que el corazón se contrae de una manera sincronizada, convirtiéndolo en una bomba eficiente. Esta sincronía en la contracción del corazón, permite distinguir dos fases de la actividad cardiaca fácilmente identificables; la sístole

(contracción) y la diástole (relajación). La propiedad del automatismo y la actividad contráctil que la acompaña, se aprecia mejor cuando el corazón está fuera del cuerpo siempre y cuando el corazón se encuentre inmerso en un medio ambiente adecuado. Tanto las fibras de trabajo como del sistema de excitación y conducción del corazón están bajo el control del sistema nervioso autónomo. Como se mencionó, en el corazón existe un conjunto de fibras musculares modificadas. Este sistema, tiene la propiedad de autoexcitase más frecuente que el resto de las fibras cardiacas. Esta especialización les permite generar potenciales de acción con mayor frecuencia que el resto de tejido cardiaco. Debido a esta propiedad, a este tejido se le llama sistema de excitación y conducción del corazón, que se distribuye por todo el corazón de la siguiente manera: 1) Nodo-senoauricular (Nodo S-A), 2) fibras auriculares internodales, 3) nodo aurículoventricular (Nodo A-V), 4) haz de His y 5) fibras de Purkinje. De estas estructuras, el nodo S-A. es el que genera el mayor número de potenciales de acción por unidad de tiempo, de modo que la frecuencia con la cual se contrae el corazón, depende de la frecuencia de descarga de esta estructura, razón por la cual se le llama marcapaso cardíaco. El tejido marcapaso se comporta de esta manera debido a que sus fibras presentan un potencial de membrana inestable, originada por las propiedades del sarcolema para la conductancia iónica. Además, la actividad de la fibras de trabajo y de las fibras del sistema de conducción, es modulada por las características químicas y físicas del medio extracelular, entre las que destacan diversos iones con los siguientes efectos: 1) El incremento de la concentración extracelular de potasio: a) Disminuye la frecuencia cardiaca. b) Disminuye la velocidad de conducción del potencial de acción especialmente a nivel del Nodo A-V c) Provoca arritmias y fibrilación cardíacas, ya que favorece la aparición de focos ectópicos d) Disminuye la fuerza de contracción e) Provoca inexcitabilidad de las fibras y conduce al paro cardíaco en diástole 2) La disminución en la concentración extracelular de potasio: a) Hiperpolariza a las fibras y las torna inexcitables. 3) El incremento en la concentración extracelular de calcio: a) Disminuye la frecuencia cardiaca. b) Incrementa la fuerza de contracción de la fibras. c) Provoca relajación incompleta. d) Conduce al paro cardíaco en sístole (rigor de calcio). 4) La disminución en la concentración extracelular de calcio: a) Incrementar la excitabilidad de las células y su tendencia a descargar espontáneamente.

b) Incrementa la frecuencia cardiaca. Cambios en las características físicas del medio extracelular, producen los siguientes efectos: 1) El incremento en la temperatura del líquido extracelular, incrementa la intensidad del metabolismo celular y la cinética de los sistemas enzimáticos y en consecuencia incremento en la frecuencia y fuerza de contracción del corazón. La disminución de la temperatura causa efectos opuestos Además de los factores anteriores y como se comentó anteriormente, la actividad cardiaca es modulada por el sistema nervioso autónomo de la siguiente manera: a) La inervación parasimpática llega al corazón por medio de los nervios vagos y su estimulación provoca disminución de la frecuencia cardiaca y de la fuerza de contracción, pudiendo llegar al paro cardiaco. Dicho efecto es mediado por la acetilcolina (ACh), la cual induce hiperpolarización de las fibras cardíacas al incrementar la conductancia al ión potasio. b) La inervación simpática proviene de los ganglios cervicales y su estimulación incrementa la frecuencia y la fuerza de contracción del corazón, así como la velocidad de conducción del potencial de acción. Los efectos simpáticos son mediados por la noradrenalina (adrenalina), la cual incrementa la conductancia del sarcolema a los iones de sodio y de calcio.

A diferencia del músculo esquelético, las fibras cardiacas son incapaces de sufrir tetanización; esto se debe a que los cardiocitos poseen un período refractario prolongado, lo que constituye un factor de seguridad que protege al corazón contra la aparición de focos ectópicos, fibrilación y tetanización. Al período refractario se le puede definir como una fase de la actividad eléctrica de las fibras cardiacas, durante la cual, cualquier estímulo eléctrico (o potencial de acción) no importa cuán intenso sea, no es capaz de producir una respuesta eléctrica propagada adicional, es decir no se producirá un nuevo potencial de acción (periodo refractario absoluto; desde la fase 0 a la fase inicial de la fase 3 del potencial de acción). El periodo refractario relativo es la etapa del potencial de acción durante la cual un estímulo de intensidad mayor puede provocar un nuevo potencial de acción. Este periodo se extiende desde el final del primer tercio, hasta casi el final del tercer tercio de la fase de repolarización (fase 3 del potencial de acción). OBJETIVOS:

El alumno examinará las propiedades del músculo cardíaco midiendo: 1) La duración de la sístole, la diástole y el ciclo cardiaco 2) El efecto de la carga diastólica (Ley de Frank-Starling) 3) El efecto de la estimulación del nervio vago derecho sobre la actividad cardiaca

4) El bloqueo del sistema parasimpático por la atropina 5) El período refractario del corazón 6) El efecto de la temperatura sobre la frecuencia cardiaca 7) El efecto de las drogas simpáticas y parasimpáticas sobre la actividad cardiaca 8) Efecto de los iones sobre el corazón 9) El automatismo en el corazón aislado

MATERIALES Y REACTIVOS : Biológico: Tortuga Equipo:

1) Fisiografo (un canal) 2) Transductor miógrafo tipo “B” o “C” 3) Estimulador electrónico 4) Cables: a) Principal, b) del No. 9 y c) de salida del estimulador 5) Electrodos de estímulo de ganchillo y de alfiler 6) Juego de pesas 7) Estativo y tornillo de tensión 8) Estuche de disecciones: bisturí, tijeras, tijeras finas, pinzas de disección con dientes,

pinzas de disección con dientes fina, disectores de vidrio y estilete metálico 9) Serrucho quirúrgico 10) Hilos: cáñamo doble cero e hilo delgado 11) Tabla de disecciones para tortuga

Soluciones: 1 Solución de adrenalina (1 mg/ml) 2 Solución de acetilcolina (1 mg/ml) 3 Solución de CaCl2 0.5 M. 4 Solución de KCl 0.5 M. 5 Ringer tyrode glucosado a 5º, 15º y 25ºC. 6 Solución de sulfato de atropina (1 mg/ml). Cristalería:

1) Tres vasos de precipitado de 100 ml 2) Caja Petri 3) Cinco jeringas de 5 ml con aguja

MÉTODOS:

Calibre un canal del Fisiografo con un acoplador 7173. Con el sistema de pesas calibre la amplitud del registro de tal manera que 10 g = 1 cm. Recuerde que dependiendo

de las características contráctiles del corazón, se puede cambiar la sensibilidad del registro. Si esto es necesario, no olvide volver a calibrar la amplitud del registro. Destruya el encéfalo y la médula espinal de una tortuga con el estilete. Una vez sacrificado el animal, serruche los istmos que unen el plastrón con el caparazón. Coloque la tortuga en decúbito dorsal y con los hilos de cáñamo doble cero fije las patas a los extremos de la tabla de disecciones. Utilizando tijeras, bisturí y pinza de disección con dientes, con cuidado desprenda el plastrón a partir del cuello, teniendo cuidado de no lastimar al corazón. Una vez que ha descubierto el tórax, observe el corazón latiendo por debajo del pericardio. Con cuidado corte el pericardio y exponga al corazón teniendo cuidado de respetar el frenulum (ligamento que une la punta del corazón con el pericardio). Con el corazón expuesto, observe e identifique la sístole (contracción) y la diástole (relajación) y con su reloj cuente la frecuencia cardiaca. Anote el resultado en la hoja de respuestas. Pase un hilo delgado de unos 20 cm de longitud por abajo del corazón y amarre fuertemente el frenulum (deje una pequeña masa de pericardio para evitar que el hilo se resbale cuando se aplique tensión al órgano). Corte el frenulum separándolo del pericardio y jale el hilo hacia arriba. Sujete el otro extremo del hilo al ganchillo del miógrafo e inicie el registro de la actividad contráctil del corazón. Con una velocidad del papel a 0.25 cm/seg inicie el registro de la actividad contráctil del corazón. Presione el botón de Record del amplificador del canal y con el tornillo de tensión aplique una tensión suficiente al corazón de modo que obtenga registros de 3–5 cm de amplitud. Duración del ciclo cardiaco, de la sístole, de la diástole y medición de la frecuencia cardiaca.

Ponga la unidad del desplazamiento del papel a 10 cm/seg. y haga 4 registros del ciclo cardiaco. Pare el registro. Para evitar la desecación del corazón y mantenerlo en buenas condiciones, humedézcalo continuamente (cada 2 min) vertiendo sobre él solución de Ringer a temperatura ambiente. Evite tocar el hilo. Para medir la duración de la sístole y de la diástole, identifique sobre el registro el inicio de la contracción cardiaca y llámelo punto “A”, que es el punto donde el trazo inicia su desplazamiento hacia arriba. Llame punto “B” al inicio de la relajación, que es el punto más alto del registro y donde inicia el descenso de la plumilla (el punto “B” coincide con la terminación de la sístole y el inicio de la diástole). Identifique con una “C” el punto donde termina la diástole y que coincide con el inicio de la siguiente sístole. Proyecte los puntos sobre el eje del tiempo y proceda a hacer la medición de:

a) Duración de la sístole_______ seg b) Duración de la diástole ______ seg c) Duración del ciclo cardiaco _______seg d) Frecuencia cardiaca ________ latidos/ min e) Fuerza de contracción______ mm, ______ g

Haga las operaciones correspondientes Pase los datos a la hoja de resultados. Efecto de la carga diastólica (Ley Frank-Starling): Disminuya la tensión sobre el corazón de tal manera que la amplitud de los registros sean ahora de aproximadamente de 5 mm. Baje la línea basal lo más que pueda; ponga la unidad del desplazamiento del papel a 0.2 cm/seg. Después de tomar 3 o 4 registros empiece a incrementar la tensión sobre el corazón dando media vuelta al tornillo de tensión entre cada latido. Observe cómo aumenta la fuerza de contracción conforme aumenta la tensión. Invierta el proceso cuando obtenga una contracción de amplitud máxima, disminuyendo la tensión del tornillo poco a poco hasta alcanzar la línea basal y una amplitud de las contracciones semejantes a las primeras. Con los datos obtenidos llene la Tabla 1 de la hoja de resultados. Efecto de la estimulación al nervio vago derecho: Para exponer el nervio vago derecho, haga una incisión a lo largo de la línea media del cuello. Esta maniobra expondrá la tráquea y por abajo de ella el esófago. En paralelo con estas estructuras, corre el nervio vago y la arteria carótida primitiva. Localice la arteria carótida derecha y el nervio vago sin tratar de separarlos, ya que esto puede dañar el nervio. Diseque una porción del paquete vasculo-nervioso de aproximadamente 2 cm y móntelo sobre los electrodos de ganchillo. Con el cable estimulador conecte los electrodos al estimulador, cuidando de que el electrodo catódico (rojo) quede hacia el corazón. Seleccione en el estimulador un estímulo de 2 mseg de duración, y un voltaje de 10 voltios. Aplique estímulos repetitivos de frecuencia creciente iniciando con 2/seg, para continuar con 5, 15 20 y 25 estímulos/seg. Cuide de que cada tren de estímulos sea de 3 seg, dejando descansar al nervio 10 seg entre cada tren de estímulos. Ponga la velocidad del papel a 1.0 cm/ seg y determine el efecto de la estimulación vagal cuantificando la frecuencia cardiaca con cada tren de estímulo. Determine con cual frecuencia se alcanzó el paro cardiaco. Pase los datos a la hoja de resultados. Efecto de la atropina sobre la estimulación parasimpática del corazón.

Del registro anterior, seleccione el tren de estímulos que haya tenido un efecto importante sobre la frecuencia cardiaca y antes de estimular, vierta sobre el corazón unas gotas de sulfato de atropina y espere unos minutos para que la droga bloquee los receptores de ACh. Ponga la velocidad del papel a 0.5 cm/ seg, estimule nuevamente al nervio y observe el efecto sobre la frecuencia cardiaca.

Anote los datos en la hoja de resultados Periodo refractario:

Inserte los electrodos de alfiler en el corazón; uno un poco por arriba del centro del corazón y el otro cerca del ápex. Por el otro extremo conéctelos al canalizador de pulsos de la manera apropiada (asegúrese que el estimulador no esté mandando estímulos). Cheque que la amplitud de los registros sea adecuada. Ponga la velocidad del papel a 5 cm/ seg. Seleccione en el estimulador estímulos a 10 voltios y 2 ms de duración. Utilizando estímulos únicos y un desplazamiento del papel a 5 cm/seg, proceda a estimular el corazón de tal manera que un estímulo coincida con el inicio de la sístole, otros a la mitad y otros al final de la misma, y otros más al inicio de la diástole, a la mitad y al final. Observe las extrasístoles (latidos adicionales) y determine en que momento del ciclo cardiaco se presentaron. Determine el periodo refractario, el cual puede ubicarse en el registro en el momento que se logre la primera extrasístole al inicio de la diástole. Pase los datos pertinentes a la hoja de respuestas. Efecto de la temperatura: El músculo cardíaco es extramadamente sensible a la temperatura y en especial el nodo S-A. Las siguientes maniobras demostrarán lo antes mencionado. Haga los ajustes necesarios para obtener un registro de amplitud adecuada. Ponga la amplitud del desplazamiento del papel a 0.1 cm/seg. Mida la temperatura de la tortuga y anótela sobre el registro. Obtenga un registro control y determine la frecuencia cardiaca. Haga registros de 4 min en cada temperatura. Vierta sobre el corazón solución Ringer, a 5ºC. Anote la temperatura sobre el trazo y determine la frecuencia. Ahora vierta Ringer a 15ºC. Anote sobre el registro la temperatura y la frecuencia cardíaca. Repita los mismos pasos con Ringer a 25ºC. Efectos de algunas drogas y iones sobre el corazón:

Una vez que el corazón se ha recuperado y la temperatura del Ringer es la del medio ambiente, haga los ajustes necesarios para obtener un registro adecuado. Mantenga la velocidad del desplazamiento del papel a 0.05 cm/seg. Obtenga un registro control de dos minutos para cada maniobra.

1) Aplique 10 gotas de una solución de ACh (1mg/ml) diluida 1:1000, observe el efecto y lave con suficiente Ringer

2) Aplique 10 gotas de una solución de adrenalina (1mg/ml) diluida 1:100, observe el efecto y lave con suficiente Ringer

3) Aplique 10 gotas de CaCl2 0.5 M, observe el efecto y lave con suficiente Ringer 4) Aplique 10 gotas de KC1 0.5 M, observe el efecto y lave con suficiente Ringer.

Describa los efectos de cada maniobra sobre las características contráctiles del corazón y pase los datos a la hoja de resultados. Automatismo del corazón in vitro: Una vez que el corazón se ha recuperado, retire el hilo del transductor y con tijeras finas diseque el corazón. Ya que el la tortuga el marcapaso cardiaco se encuentra en el seno

venoso, cuando extirpe el corazón respete los grandes vasos que llegan y salen del órgano. Coloque el corazón en una caja de Petri con Ringer a temperatura ambiente y observe los latidos cardiacos, luego con las tijeras corte un segmento auricular con el seno venoso incluido, un segmento auricular solo y un segmento ventricular. Observe las contracciones espontáneas y cuantifique la frecuencia cardiaca de cada segmento. Estimule mecánicamente a los segmentos y observe si se pueden inducir extrasístoles. Pase sus datos a la hoja de resultados. RESULTADOS:

Frecuencia cardiaca del corazón “in situ”_____latidos por min

Duración del ciclo cardiaco, de la sístole, de la diástole y medición de la frecuencia cardiaca:

a) Duración de la sístole_______ seg b) Duración de la diástole ______ seg c) Duración del ciclo cardiaco _______seg d) Frecuencia cardiaca ________ latidos/ min e) Fuerza de contracción______ mm, ______ g Haga las operaciones correspondientes

Efecto de la carga diastólica (Ley Frank-Starling):

TABLA 1. EEFECTO DE LA TENSIÓN DE REPOSO DOBRE LA FUERZA DE CONTRACCIÓN DEL CORAZÓN (LEY DE FRANK-STARLING)

TENSIÓN DE REPOSO

AMPLITUD DE LAS CONTRACCIONES

Mm g mm g

Con los datos de la Tabla, haga dos gráficas. En la primera grafique los gramos de tensión en el eje de las abscisas y en el de las ordenadas la fuerza de contracción en gramos. En la segunda, grafique en las abscisas número de veces que cambió de tensión y en las ordenadas la tensión de reposo y la fuerza de contracción en cada punto. Haga las operaciones correspondientes para convertir mm de amplitud a g de fuerza.

Efecto de la estimulación al nervio vago derecho:

1) Frecuencia de estimulación: 5 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min 2) Frecuencia de estimulación: 15 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min 3) Frecuencia de estimulación: 20 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min 4) Frecuencia de estimulación: 25 pulsos/seg; Frecuencia cardiaca_______latidos/min 5) Frecuencia de estimulación que provocó paro cardiaco:_______pulsos/seg

Efecto de la atropina sobre la estimulación parasimpática del corazón:

Frecuencia cardiaca basal: _______latidos/min

Efecto de la atropina sobre la frecuencia cardiaca estimulando al vago_______latidos/min

Periodo refractario:

Duración del periodo refractario absoluto______seg

Duración del periodo refractario relativo_______seg

Efecto de la temperatura:

Temperatura del Ringer basal:_______oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min

Temperatura del Ringer: 5 oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min

Temperatura del Ringer:15 oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min

Temperatura del Ringer: 25 oC; Frecuencia cardiaca______latidos/min

Efectos de algunas drogas y iones sobre el corazón:

1) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; ACh ______latidos/min 2) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; Adrenalina ______latidos/min 3) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; CaCl2 ______latidos/min

4) Frecuencia cardiaca basal_____latidos/min; KCl 0.5M_______latidos/min. Automatismo del corazón in vitro:

1) Frecuencia cardiaca del corazón aislado______latidos/min 2) Frecuencia del senovenoso______latidos/min 3) Frecuencia auricular______latidos/ min 4) Frecuencia ventricular_____latidos/min

CONTESTE LAS SIGUIENTES PREGUNTAS

1. Haga un esquema del corazón en donde incluya al sistema de excitación y conducción del corazón con sus respectivos nombres

2. Encuentre y escriba el significado de los siguientes términos: cronotropismo, badmotropismo, inotropismo y dromotropismo

3. ¿Que es el marcapaso cardiaco? 4. ¿A que se debe el automatismo cardiaco? 5. ¿Que área del corazón inerva el nervio vago derecho? 6. ¿Que área del corazón inerva el sistema nervioso simpático izquierdo? 7. ¿Cual es el sitio de menor velocidad del potencial de acción cardiaco? 8. Porque al incrementarse la tensión de reposo se incrementa la fuerza del corazón

(Ley de Frank-Starling) 9. ¿Cual es el mecanismo de acción de la ACh sobre el corazón? ¿y cual su efecto? 10. ¿Cual es el mecanismo de acción de la adrenalina sobre el corazón? ¿y cual su

efecto? 11. ¿Cual es el mecanismo de acción de la atropina sobre el corazón? ¿ y cual su efecto? 12. ¿Qué relación temporal hay entre la sístole auricular y la sístole ventricular? 13. Que es un foco ectópico del corazón 14. ¿Por qué el exceso de potasio produce paro cardiaco en diástole? 15. ¿Que es una extrasístole cardiaca?

Revisado: Marzo 18, 2003 Dr. Andrés Quintanar Stephano

CORRELACION ENTRE ELECTROCARDIOGRAMA, PRESION AORTICA, PRESION AURICULAR DERECHA Y RUIDOS CARDIAC OS

DURANTE EL CICLO CARDIACO INTRODUCCION El corazón, es una bomba cuya función consiste en mantener a la sangre en movimiento continuo por el sistema cardiovascular. En realidad, el corazón está constituido por dos bombas conectadas en serie, una derecha y otra izquierda. La bomba derecha formada por la aurícula y el ventrículo derecho, impulsa la sangre a través de los pulmones y hacia el ventrículo izquierdo. La aurícula y el ventrículo izquierdo que forman la bomba izquierda impulsa la sangre a través de la circulación general y hacia el ventrículo derecho. Ambos ventrículos funcionan como bombas intermitentes que dejan de bombear para llenarse y dejan de llenarse para bombear. El sistema de excitación y conducción del corazón esta dispuesto de tal modo que ambas bombas se llenan y vacían al mismo tiempo. El periodo durante el cual los ventrículos se llenan se conoce como diástole, y el periodo durante el cual los ventrículos bombean (vacían) se llama sístole. En conjunto, la sístole y la diástole constituyen el ciclo cardiaco y es la unidad repetitiva de la función cardiaca. De la anatomía del corazón recordará que entre las aurículas y los ventrículos se encuentran las válvulas tricúspide y mitral, que evitan el reflujo de sangre de los ventrículos a las aurículas durante la sístole ventricular. Asimismo, que entre las arterias aorta y pulmonar y los ventrículos se encuentran las válvulas aórtica y pulmonar, que evitan el reflujo de sangre de las arterias a los ventrículos durante la diástole ventricular. El cierre de las válvulas en cada ciclo cardiaco da lugar a los ruidos cardiacos.

Electrocardiograma. El registro de la actividad eléctrica del corazón que acompaña al latido cardíaco se conoce como electrocardiograma (ECG). Antecediendo a la contracción de las aurículas y los ventrículos se presenta una serie de ondas eléctricas complejas, las cuales están relacionadas con su excitación y recuperación. Las cuatro cavidades del corazón de mamífero se contraen de una manera coordinada, como consecuencia de la actividad eléctrica del tejido de excitación y conducción del corazón, que inicia en el marcapaso localizado en el nodo seno-auricular (nodo S-A). Así los eventos se inician aquí, y la onda de excitación eléctrica viaja a través de las aurículas dando lugar a la contracción auricular. Localizado en la parte postero-inferior derecha de la pared interauricular se encuentra el nodo aurículo-ventricular (nodo A-V). La onda de excitación proveniente de las aurículas activa el nodo A-V, el cual enseguida propaga la onda de excitación por las fibras especializadas del haz de His hacia los ventrículos. El haz de His se continúa con una serie de fibras, llamadas fibras de Purkinje que se distribuyen y activan a toda la masa del músculo ventricular. El resultado de esta onda de excitación del ventrículo da como resultado la sístole ventricular. Ya que el cuerpo está compuesto de líquidos conductores (conductor de volumen), para registrar el ECG no es necesario colocar los electrodos directamente sobre el corazón. Así, los electrodos pueden colocarse sobre la superficie del cuerpo para detectar las ondas electrocardíacas. Es importante designar la posición de los electrodos sobre la superficie del cuerpo, porque la dispersión de la excitación y la recuperación sobre todo el corazón, involucra dirección. Dependiendo de la localización de los electrodos, los registros tendrán

características propias de la localización particular. En un registro empleando electrodos estándar para la derivada bipolar D II, se pueden identificar tres ondas que se reconocen claramente y que acompañan cada ciclo cardíaco. La primera onda, pequeña hacia arriba, se llama onda P y es el potencial que proviene de las aurículas y que precede a la contracción auricular. Después de la onda P, se presenta una onda en forma triangular, con pequeñas ondas negativas en la base. Este complejo es conocido como onda o complejo QRS. La onda QRS es el potencial que se origina en los ventrículos y precede a la contracción ventricular. La tercer onda que se puede reconocer, llamada onda T, tiene forma de cúpula y puede ser hacia arriba o hacia abajo, ocurre justo antes de la diástole ventricular y es la onda característica de la repolarización ventricular. Una onda de recuperación similar ocurre después de la sístole auricular, pero es de poca amplitud y generalmente es opacada por la presencia de la onda QRS. Cuando se observa se le llama onda Pt u onda Ta. De máxima importancia en el ECG, son las relaciones de tiempo entre las diferentes ondas. Estas relaciones dependen de las condiciones del corazón y una terminología especial ha sido aplicada a este estudio.

INTERVALOS RANGO DE DURACIÓN PR o PQ 0.12 - 0.20 seg QRS 0.06 - 0.10 seg QT 0.39 - 0.43 seg ST 0.32 - ….

lntervalo P-R: Se mide desde el principio de la onda P hasta el principio de la onda Q (si Q no existe se mide hasta el inicio de la onda R y si R no existe, se mide hasta el inicio de la onda S y representa el tiempo que transcurre desde el principio de la excitación de las aurículas, hasta el principio de la excitación ventricular. lntervalo QRS: Se mide desde el principio de Q hasta el final de S y representa el tiempo que tardan los ventrículos en despolarizarse. Intervalo Q-T: Se mide desde el principio de la onda Q hasta el final de la onda T y representa el tiempo total de la despolarización y repolarización ventricular.

Presión arterial. La presión sanguínea resulta de la acción de bomba del corazón contra una resistencia periférica variable, así como de un reservorio elástico. La presión sanguínea varía en relación con el volumen sanguíneo relativo, la elasticidad del sistema arterial, la resistencia periférica, la frecuencia cardiaca y el volumen sistólico, siempre y cuando el volumen sanguíneo relativo permanezca constante. La importancia del reservorio elástico radica en que cierta cantidad de la energía de la contracción cardiaca se convierte en energía almacenada cuando parte de la sangre expulsada durante la sístole es retenida bajo presión en el reservorio arterial expandido. Durante la diástole, la sangre es impulsada a través de las arterias para mantener el flujo capilar durante todo el ciclo cardiaco. A causa de esto, la presión en el árbol arterial es máxima durante la sístole (120 mmHg), pero no caerá a cero durante la diástole (80 mmHg), debido al rebote elástico de los vasos y cierre de la válvula aórtica. La magnitud de la caída en la presión, dependerá de la diferencia entre la oposición al flujo por la resistencia periférica y la frecuencia y volumen de sangre bombeada al sistema arterial. El final de la eyección queda señalada por una muesca

pasajera en la curva de presión producido por el cierre súbito de las válvula aórtica. A esta muesca se le llama muesca dicrótica, y es seguida por la onda dicrótica. La diferencias entre la presión sistémica y la pulmonar radican en la menor magnitud del sistema pulmonar: sistólica 25 mmHg y diastólica 10 mmHg.

Presión auricular derecha. La presión auricular se eleva durante la sístole auricular

y continúa elevándose durante el periodo de contracción isovolumétrica ventricular, cuando las válvulas A-V protruyen hacia la aurícula. Cuando las valvas de las válvulas A-V se jalan hacia abajo por la contracción ventricular, las presión cae rápidamente y luego se eleva cuando la sangre del retorno venoso llena las aurículas antes de que abran las válvulas A-V en la fase temprana de la diástole ventricular. El regreso de las válvulas A-V a su posición relajada también contribuye a esta elevación de la presión al reducir la capacidad auricular. Los cambios de presión auricular se transmiten a las grandes venas en donde se pueden reconocer las tres ondas características en el registro de la curva de presión auricular. La onda a, que se debe a la sístole auricular. La onda c que se debe a la presión causada por el abultamiento de la válvula tricúspide hacia la aurícula durante la contracción isovolumétrica del ventrículo derecho. La onda v se debe al flujo sanguíneo continuo hacia la aurícula durante la diástole auricular y termina cuando la válvula tricúspide se abre al inicio de la diástole ventricular.

Ruidos cardiacos. Normalmente en cada latido del corazón se pueden distinguir dos

sonidos o ruidos cardiacos distintos. El primero es de tono bajo y de relativa larga duración. El segundo es de un tono más agudo y de menor duración. Usualmente ambos se pueden distinguir claramente con un estetoscopio o un recolector de sonidos adecuado (micrófono de contacto), colocado en el quinto espacio intercostal izquierdo. Estos ruidos se escuchan de manera parecida a lo siguiente: “pon” y “tac”. El primer sonido (pon) se debe principalmente a las vibraciones que resultan del cierre de las válvulas aurículo-ventriculares (A-V). Se cree que este ruido también se debe la contracción muscular. El segundo ruido (tac) esta dado principalmente por las vibraciones que resultan del cierre súbito de las válvulas aórtica y pulmonar.

Los ruidos cardiacos están directamente relacionados con la acción de bomba del corazón. Con una frecuencia cardiaca lenta, se puede mostrar que el segundo ruido es coincidente con la muesca dicrótica de la curva de presión aórtica. La onda “c” del registro de la presión auricular nos permite demostrar que el primer ruido cardiaco se asocia primeramente con el cierre de las válvulas A-V. También, el ECG nos permite relacionar más fácilmente el momento del primer ruido cardiaco durante el ciclo cardiaco. Debe recordarse que los eventos eléctricos del corazón preceden a los eventos mecánicos. Así, la onda P precede a la sístole auricular dando lugar a la onda “a” de la curva de presión auricular, mientras que el complejo QRS, es inmediatamente seguido de la sístole ventricular y la onda T ocurre justo antes de la diástole ventricular. Resumiendo; El complejo QRS coincide con la sístole ventricular y el cierre de las válvulas A-V con la contracción temprana ventricular. Por lo tanto, el primer ruido cardiaco se asocia con la onda R del ECG. Al final de la sístole las válvulas aórtica y pulmonar se cierran dando lugar al segundo ruido cardiaco. Ya que la onda T precede a la diástole ventricular el segundo ruido se asocia con la onda T. De esta manera, el registro de la muesca dicrótica de una arteria cercana al corazón, estará cronológicamente relacionada con el segundo ruido cardiaco y la onda T.

OBJETIVOS General:

Establecer las relaciones más importantes entre el ECG, la presión arterial, la presión auricular derecha y los ruidos cardiacos durante el ciclo cardiaco. Particulares:

1. Registrar la actividad eléctrica del corazón (electrocardiograma) reconocer las diferentes ondas electrocardiográficas, medir los intervalos indicados y establecer las relaciones que hay entre las ondas del ECG con las otras variables durante el ciclo cardíaco.

2. Registrar la presión arterial directamente de la aorta, medir la presión sistólica y diastólica, reconocer la muesca dicrótica y relacionar los cambios de la curva de presión con el resto de las variables durante el ciclo cardíaco.

3. Registrar y medir directamente la presión auricular derecha, reconocer las ondas a, c y v y relacionarlos con las otras variables del ciclo cardíaco.

4. Registrar los ruidos cardíacos (fonocardiograma), reconocer el 1º y 2º ruido y establecer su relación con el cierre de las valvulas A-V, la muesca dicrótica y las demás variables registradas.

5. Observar y palpar los latidos cardíacos directamente del corazón (tórax abierto). 6. Inducir y observar directamente el aleteo y fibrilación cardiaca

MATERIAL Y EQUIPO Biológico: Perro Equipo:

1. Fisiógrafo (4 canales) 2. 2 transductores de presión P 1000 A 3. 2 cables conectores # 9 4. 2 acopladores 7173 5. 2 acopladores DC-AC 6. Estimulador con electrodos de ganchillo 7. Ventilador pulmonar 8. Cable para ECG 9. Selector de derivadas 10. Micrófono para ruidos cardíacos 11. Mesa de cirugía para perro 12. Estetoscopio 13. Pentobarbital sódico 14. Solución salina isotónica heparinizada 15. 2 catéteres 16. 3 Jeringas de 10 ml 17. Cánula traqueal 18. Hilo cáñamo del cero 19. Gasa

20. Instrumental cirugía 21. Segueta 22. Tijera para costillas 23. Solución de KCI 0.5 M.

NOTA: Conforme vaya obteniendo el registro calibrado de cada canal, apague el botón de RECORD y no lo encienda hasta que tome el registro de todas las variables simultáneamente. PROCEDIMIENTO

1. De su práctica del ECG prepare el canal 1 del fisiógrafo y conecte los cables para obtener un registro electrocardiográfico en DII. Utilice electrodos de aguja. Una vez logrado el registro apague el botón de RECORD.

Antes de pasar al procedimiento quirúrgico para el registro directo de la presión arterial

y la presión auricular, calibre los canales 2 y 3 del Fisiógrafo utilizando los transductores de presión P100 A.

Los siguientes puntos explican el procedimiento para utilizar el transductor de

presión LINEAR CORE P1000A unido a un acoplador TRANSDUCTOR COUPLER 7173, y un amplificador CHANNEL AMPLIFIER 7070. Calibre el canal 2 del Fisiógrafo (ver práctica del Fisiógrafo). Una vez calibrado el acoplador con el amplificador y el reproductor, gire la perilla de MV/CM del amplificador a 20 MV/CM, apague el botón de RECORD del amplificador y proceda a calibrar el canal con el traductor de presión P100A. NOTA: El transductor es muy sensible por lo que hay que asegurarse de que el transductor esté sobre una superficie firme y así evitar las vibraciones que puedan modificar la señal.

1. Conecte las válvulas A y B en el transductor (válvulas de tres vías) (Figura 1). 2. Asegúrese de que ambas válvulas estén abiertas a la atmósfera. 3. Conecte la salida lateral de la válvula A a una jeringa de 10 ml llena de solución

salina heparinizada sin burbujas de aire. Conecte un catéter de unos 40 cm de longitud a la otra salida de la llave A. Gire la llave de control del flujo de la válvula A de tal manera que se conecten la jeringa con el transductor.

4. Inyecte suavemente la solución haciéndola pasar por el transductor hasta que escurra por la llave B que esta abierta a la atmósfera. Inyectando suavemente, golpee ligeramente el transductor para asegurar que no queden burbujas de aire en el transductor. Cierre la válvula B.

5. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para conectar la jeringa con el catéter. Purgue el catéter con la solución heparinizada.

6. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para que se conecten directamente el catéter con el transductor. De esta manera el transductor está abierto a la

atmósfera. Asegúrese que la punta del catéter este a la altura del transductor. De lo contrario no se podrá calibrar el transductor adecuadamente.

7. Con el botón de RECORD del amplificador apagado, conecte el transductor al Fisiógrafo con un cable conector del # 9.

NOTA: El acoplador, el amplificador y el reproductor deben estar calibrados, asegúrese

de que el transductor esté abierto a la atmósfera y que no esté conectado con el sujeto de experimentación (NO DEBE HABER PRESION SOBRE EL TRANSDUCTOR).

8. Usando la perilla de POSITION del amplificador, lleve la plumilla de registro a 2.5

cm por abajo de la línea central. 9. Gire el control de AMPLITUDE del transductor, completamente en contra del

sentido de las manecillas del reloj. 10. Prenda el botón de RECORD del amplificador. 11. Con el botón de BALANCE del acoplador regrese la plumilla a la línea escogida en

el paso 8. 12. Gire el control de AMPLITUDE del transductor completamente en favor de las

manecillas del reloj. 13. Gire el control ZERO ADJUST del transductor para regresar la plumilla de registro

a la línea basal del paso 11. La perilla de ZERO ADJUST se encuentra situada en la parte posterior del transductor.

NOTA: Asegúrese de que no se esté ejerciendo ninguna presión sobre el transductor.

14. Coloque la palanca de PULSATILE-MEAN en posición PULSATILE. 15. Active la palanca de CALIBRATE 100 mmHg del transductor y manteniéndola

presionada gire la perilla de AMPLITUDE para regresar la plumilla de registro a 3 cm por arriba de la línea basal.

16. Suelte la perilla de CALIBRATE y asegure que la plumilla de registro regrese a la línea basal. Repita el procedimiento si es necesario. El registro está ahora calibrado de tal manera que 100 mmHg equivalen a 3 cm de desplazamiento de la plumilla.

17. En la válvula A, gire la llave del control del flujo para que se conecten la jeringa y el catéter y púrguelo haciendo pasar solución salina heparinizada.

18. Apague el botón de RECORD del amplificador. Cateterización de la artéria carótida.

1. Pese al animal y anestésielo con pentobarbital sódico utilizando una dosis de 40 mg/kg de peso/vía endovenosa.

2. Inserte una cánula traqueal y asegúrela en su lugar llenando el manguito con agua. 3. Rasure la cara anterior del cuello y haga una incisión en la línea media de

aproximadamente 15 cm. Localice a ambos lados de la traquea las carótidas primitivas y diséquelas. Localice el nervio vago derecho localizado en la vaina de la arteria carótida. Utilizando una pinza roma, separe al nervio de la arteria en una longitud de unos 4-5 cm aproximadamente, coloque una ligadura sin apretar alrededor de la arteria y otra alrededor del nervio vago derecho y déjela como referencia.

4. Localice la arteria carótida primitiva izquierda y separe el nervio de la arteria en una longitud semejante a la anterior.

Inserción del catéter arterial.

1. Una vez disecada y expuesta la arteria carótida izquierda, coloque tres ligaduras sin anudar alrededor de la misma. Cuide de no lesionar la arteria. La ligadura cefálica (distal), se anuda fuertemente para ocluir la arteria completamente. Las ligaduras media y proximal, se anudan sin apretar y servirán para fijar el catéter intra arterial una vez que se haya insertado.

2. La longitud del catéter debe ser del tamaño suficiente para que al desplazarlo por la arteria la punta quede a nivel del cayado de la aorta.

3. El ayudante aplica tracción a las ligaduras cefálicas y proximal para ocluir el flujo de sangre en el pequeño segmento de carótida que queda entre las ligaduras. Con unas tijeras pequeñas, el cirujano hace una pequeña incisión en la arteria, apenas suficiente para introducir en dirección del corazón el catéter.

4. Una vez que la punta del catéter ha quedado en el cayado de la aorta, amarre las ligaduras central y proximal. Lo apretado de los nudos no deben ocluir ni parcialmente el catéter ya que si esto ocurre el registro de la presión no se podrá realizar adecuadamente. Cuide que no haya escurrimiento de sangre. Si esto ocurre apriete un poco más las ligaduras.

5. Antes de conectar el catéter con el transductor, inyecte un poco de solución salina heparinizada al animal para remover cualquier coágulo que se haya formado en el catéter. Esta maniobra se repite cuantas veces sea necesario para desprender y evitar la formación de coágulos.

6. Gire la llave de la válvula A para conectar el catéter con el transductor y encienda el borón de RECORD del amplificador para iniciar el registro de la presión arterial.

7. Ajuste la perilla de FILTER del amplificador si la plumilla no está registrado con un trazo claro.

NOTA: Si la plumilla de registro no responde adecuadamente, la cánula puede estar pegada a la pared arterial o puede estar tapada con un coágulo. Cheque que la posición del catéter sea la correcta, así como la orientación de la llave de la válvula A. NOTA: Cuando no este haciendo registro eleve las plumillas y la palanca del motor del papel.

8. Apague el botón de RECORD del amplificador.

Una vez que ha calibrado el canal 3 del Fisiógrafo, proceda a calibrar el transductor de presión P1000A siguiendo las indicaciones anteriores. Cateterización de la vena yugular externa para registrar la presión venosa central Para cateterizar la aurícula derecha se procede a localizar la vena yugular externa derecha.

1. Tomando como referencia el borde derecho de la herida del cuello, con una tijera fuerte separe los músculos adheridos a la piel del cuello. Haciendo esto llegará a la vena yugular externa adherida a la cara interna de la piel.

2. Diséquela en una longitud de unos 4-5 cm y pase dos ligaduras por debajo. 3. Una vez anudada la ligadura cefálica, haga un orificio en la vena y pase el catéter en

dirección del corazón. 4. Anude el hilo para fijar el catéter a la vena. 5. Asegúrese de que la longitud del catéter sea el adecuado para que la punta del

mismo quede justo en la luz de la aurícula derecha. 6. Proceda a registrar la presión auricular encendiendo el botón de RECORD del

amplificador. 7. Si es necesario reajuste la sensibilidad del amplificador para observar mejor el

registro.

Fonocardiograma Una vez calibrado el canal 4 del Fisiógrafo proceda a colocar al sujeto el micrófono para los ruidos cardiacos de la siguiente manera:

1. Pase una banda de hule (perforada) alrededor del tórax del animal 2. Identifique la proyección del corazón sobre el tórax y coloque el micrófono sobre el

área de la pared que corresponde al ápex del corazón. 3. Teniendo cuidado de no apretar excesivamete el micrófono (se puede romper o bien

no se podrán captar los ruidos cariacos), proceda a fijarlo con la banda de hule. 4. Conecte el enchufe del micrófono a la entrada del preamplificador DC-AC 7170.

También se puede utilizar el preamplificador Hi-Gain Coupler 7171. Para cualquier preamplificador que se use, deberá ponerse la ganancia en X10 y la constante de tiempo en 0.3.

5. Mueva la palanca de ON OFF/CAL del preamplificador a la posición ON 6. Antes de encender el amplificador ponga la perilla de sensibilidad en 100 MV/CM y

el FILTER en 100Hz. 7. Encienda el botón de RECORD del amplificador y proceda a registrar los ruidos

cardiacos. Estimulación del nervio vago derecho. 1. Con la ligadura de referencia del nervio vago jale al nervio y coloque sobre el los

electrodos de estímulo de ganchillo cuidando que el electrodo negativo quede hacia el corazón.

2. Conecte los cables de los electrodos al estimulador respetando su polaridad. 3. Con la ayuda del ECG, seleccione en el estimulador pulsos de 0.2 ms de duración y

un voltaje y frecuencia tales que solo induzcan bradicardia.

PROCEDIMIENTO Medición de la presión arterial

Ponga el papel a 0.25 cm/seg y encienda el botón de RECORD del canal 2 para registrar la presión arterial. Observe la subida y la caída de la presión sanguínea. Con una velocidad de papel de 2.5 cm/seg tome otro registro. Identifique la muesca dicrótica y mida las presiones sistólica y diastólica.

Registro simultáneo del ECG, presión arterial, presión auricular derecha y ruidos cardiacos durante el ciclo cardiaco

1. Ponga la plumilla de tiempo en 1/seg y la velocidad del papel en 0.5 cm/seg. 2. Encienda el botón de RECORD de los 4 canales para obtener el registro simultáneo

de las variables. 3. Una vez que las variables se están registrando adecuadamente, incremente la

velocidad del papel a 2.5 cm/seg y obtenga unos 20 registros. 4. Continuando con las mismas condiciones de registro incremente la velocidad del

papel a 10 cm/seg y obtenga unos 20 registros. 5. Continuando con las mismas condiciones de la velocidad del papel, estimule al

nervio vago para disminuir la frecuencia cardiaca. Obtenga otros 20 registros y pare el registro.

RESULTADOS

1. Identifique en el registro electrocardiográfico las ondas electrocardiográficas P, Q, R, S y T, y la duración de los intervalos PQ, QRS, QT y ST en el registro tomado a 2.5 cm/seg.

2. Identifique en el registro de presión arterial: a) la presión sistólica, b) la presión diastólica, c) la muesca dicrótica, d) la sístole y e) la diástole. Correlacione con el registro electrocardiográfico el momento en que ocurre: a) el complejo QRS y el inicio de la elevación de la presión la presión diastólica, b) la onda T y el inicio de la caída de la presión y la muesca dicrótica.

Una. vez calibrado el canal 2 del fisiógrafo y dispuestos los cables para registrar el EKG, obtenga 10 registros en la derivación II y proceda a identificar las ondas P, Q, R, S y T, mida los voltajes de cada una y los intervalos antes mencionados. Establezca las relaciones que hay entre las ondas electrocardiográficas y las variables de los objetivos anteriores durante el cielo cardíaco. OBJETIVO 3 Una vez calibrado el canal No. 4 del fisiógrafo y el micrófono colocado adecuadamente en el animal, proceda a registrar los ruidos cardíacos. Identifique el ler. y 2o. ruido ayudándose con los "fono" y los estetoscopios, y establezca la relación que hay entre las demás variables registradas. OBJETIVO 4 Después de haber analizado y medido cada una de las variables aisladamente y hecho la correlación entre ellas, se procede a abrir el tórax y exponer el corazón para que puedan ser apreciados los movimientos cardíacos así como los movimientos de expansión y retracción pulmonares.

Inyecte 10 ml de solución de KCI 0.7 M por vía endovenosa y observe el aleteo y después la fibrilación ventricular. RESULTADOS: PRESION AORTICA: Calibración cm mm/Hg. Presión sistólica mm/Hg. Presión diastólica mm/Hg. Presión media mm/Hg. Presión diferencial mm/Hg. Identifique la apertura de las válvulas sigmoideas aórticas. Identifique el cierre de las válvulas sigmoideas aórticas. PRESIÓN VENOSA CENTRAL: Presión sistólica: Presión distólica: Identifique en el registro las ondas a, c y v y relacione la onda a con la onda P del ECG, la onda c con la contracción isovolumétrica y el primer ruido cardiaco y la onda v con el segundo ruido cardiacoicular y, la sístole auricular, al mismo tiempo que observa el registro de ambas curvas de presión. Establezca la relación de los cambios de presión auricular en el EKG. EKG. Identifique las ondas Q, R, S, T, y P. Mida la frecuencia cardíaca. Mida el voltaje de cada onda. Onda P Onda Q Onda R Onda S Onda T Establezca la relación de la onda "a" de la presión auricular, con la onda P del EKG. El complejo QRS con la sístole aórtica. Mida los intervalos PQ QRS, y QT y diga qué significa cada uno de ellos.

FONOCARDIOGRAMA : En el registro de los ruidos cardíacos identifique el lo. y 2o. ruidos, ayudándose con el estetoscopio. Ahora relacione el primer ruido, con la sístole aórtica y la muesca dicrótica con el 2o. ruido. Asimismo, identifique el primer ruido con la onda C auricular.

PRESIÓN SANGUÍNEA Y SU CONTROL SIMPÁTICO Y PARASIMP ÁTICO INTRODUCCIÓN La presión sanguínea (PS) es la fuerza que la sangre ejerce contra las paredes de los vasos sanguíneos, y resulta de la acción de bomba del corazón contra una resistencia periférica variable así como de un reservorio elástico. La PS varía en relación con el volumen sanguíneo relativo, la elasticidad del sistema arterial, la resistencia periférica, la frecuencia cardiaca y el volumen sistólico, siempre y cuando el volumen sanguíneo relativo permanezca constante. La importancia del reservorio elástico radica en que cierta cantidad de la energía de la contracción cardiaca se convierte en energía almacenada cuando parte de la sangre expulsada durante la sístole es retenida bajo presión en el reservorio arterial expandido. Durante la diástole, la sangre es impulsada a través de las arterias para mantener el flujo capilar durante todo el ciclo cardiaco. A causa de esto, la presión en el árbol arterial es máxima durante la sístole, pero no caerá a cero durante la diástole debido al rebote elástico de los vasos y al cierre de la válvula aórtica. La magnitud de la caída en la presión, dependerá de la diferencia entre la oposición al flujo (resistencia periférica), el volumen de sangre bombeado al sistema arterial cada latido y la frecuencia cardiaca. Si la presión arterial se está registrando, el final de la eyección sanguínea al sistema arterial, queda señalada por una muesca pasajera en la curva de presión producido por el cierre súbito de la válvula aórtica. A esta muesca se le llama muesca dicrótica.

La PS esta bajo el control del sistema nervioso autónomo. La activación de la división parasimpática, reduce la presión sanguínea por disminución de la frecuencia cardiaca. Por otro lado, la activación de la división simpática aumenta la presión sanguínea al incrementar: a) la fuerza de contracción, b) la frecuencia cardiaca y c) la resistencia periférica. Aunque existen otros factores humorales (hormonales) que participan en la regulación de la PS, el sistema nervioso autónomo es el más importante. El centro nervioso más importante para el control de la PS se localiza en la protuberancia y el bulbo raquídeo y se le denomina centro vasomotor o cardiorregulador. Aquí se integran los reflejos cardiovasculares más importantes como el reflejo del seno carotídeo en el que impulsos aferentes desde los presorreceptores (receptores de presión) del seno carotídeo y del arco aórtico, mandan en cada sístole impulsos por los nervios glosofaríngeos y nervios vagos respectivamente, hasta el bulbo. Después de ser integrados, los impulsos son trasmitidos desde el centro vasomotor por las ramas cardiacas del sistema parasimpático (nervios vagos) o simpático al corazón, al que inhibirán o excitarán respectivamente. Al estimular mecánicamente al seno carotídeo se mimetiza un incremento de la presión sanguínea, la señal nerviosa viaja por los nervios correspondientes hasta el centro cardiorregulador el cual responde por un lado, activando al sistema nervioso parasimpático, que disminuye de la frecuencia cardiaca, y por el otro inhibiendo el tono simpático, que disminuye la resistencia periférica.

Cuando el nervio vago es estimulado directamente la frecuencia cardiaca disminuye y si la intensidad del estímulo es lo suficientemente grande puede producir paro cardíaco. Cuando esto ocurre, la presión sanguínea comenzará a caer. La rapidez con la que la presión sanguínea cae refleja el grado de la resistencia periférica. Por otro lado, si la frecuencia cardiaca disminuye, la fuerza de contracción en cada latido será mayor debido al mayor volumen diastólico final (Ley de Starling). Con una frecuencia cardiaca disminuida, la muesca dicrótica es más claramente visible.

Ya que el sistema parasimpático es colinérgico, sus efectos pueden ser mimetizados por drogas que inhiben a la enzima acetilcolinesterasa, permitiendo que la acetilcolina (ACh) permanezca actuando por más tiempo, prolongando así, sus efectos en el sitio de liberación. Por lo tanto, la administración de prostigmina (un inactivador de la enzima acetilcolinesterasa), remedará un incremento de la actividad vagal, lo que se traduce en una disminución de la frecuencia cardiaca y caída de la presión arterial. La administración de la ACh u otras drogas colinérgicas producirán efectos similares. Por otro lado, también existen drogas que pueden bloquear las acciones de la ACh, como la atropina, alcaloide derivado de la planta llamada bella dona, la cual tiene una gran afinidad por los receptores colinérgicos post ganglionares, localizados en los órganos efectores de la división parasimática del sistema nervioso autónomo. De esta manera, se dice que la atropina es un bloqueador por competencia de la ACh.

La actividad periférica del sistema nervioso simpático es mediada por los neurotransmisores noradrenalina (norepinefrina) y adrenalina (epinefrina), de tal manera que drogas que alteren su síntesis, secreción, recaptura, o bien, compitan con los receptores simpáticos correspondientes, alterarán los efectos de este sistema sobre la presión arterial.

Efectos muscarínicos y nicotínicos de la ACh. Históricamente se observó que la administración de muscarina (extraída del hongo amanita muscaria) a un sujeto de experimentación, mimetiza las acciones del sistema nervioso parasimpático a nivel de sus efectores periféricos (efectos colinérgicos). Por otro lado, también se sabe que la nicotina mimetiza los efectos de la ACh al actuar específicamente a nivel de los receptores colinérgicos de las neuronas post ganglionares simpáticas y parasimpáticas del sistema nervioso autónomo. En base a lo anterior, los efectos de muchas drogas se clasificaron como muscarínicos o nicotínicos. Actualmente estos términos se utilizan poco, pero una demostración de la acción muscarínica y nicotínica de la ACh es de interés fisiológico debido a que pone en evidencia el papel de la ACh en el mecanismo de la transmisión sináptica de la neurona pre a la post ganglionar en ambas divisiones del sistema nervioso autónomo (la división simpática como parasimpática) y del nervio post ganglionar parasimpático al efector.

Hay que recordar que el sistema nervioso parasimático es totalmente colinérgico, es decir la ACh es el neurotransmisor tanto a nivel ganglionar como periférico, mientras que el simpático es colinérgico en la sinápsis de la neurona pre a la post ganglionar, y noradrenérgico (adrenérgico) en las terminales post ganglionares (periferia). Si la ACh se administra a un animal normal, la PS sanguínea cae. Sin embargo si el animal es previamente atropinizado, bloqueando así el efecto periférico de la ACh, esta no tendrá efecto a nivel de los efectores post ganglionares parasimpáticos. Así, poco efecto se observará en la presión arterial (PA) y en la frecuencia cardiaca, es decir, los efectos muscarínicos de la ACh se han bloqueado.

Si se utilizan grandes dosis de ACh en un animal atropinizado, las sinápsis de las neuronas ganglionares de ambos sistemas seguirán siendo sensibles a la ACh. Sin embargo, ya que los receptores colinérgicos de los efectores de la división parasimpática han sido bloqueados con la atropina, el efecto de la ACh se observará solo en la división simpática, es decir un incremento de la PA y de la frecuencia cardiaca, provocada por la activación de los ganglios simpáticos, que a su vez inducen libración de noradrenalina y adrenalina a nivel de las terminales nerviosas post ganglionares. Esta respuesta demuestra los efectos nicotínicos (ganglionares) de la acetilcolina.

OBJETIVOS

1) Registrar en un perro la presión arterial (PA) directa (cateterización arterial) 2) Determinar las presiones arterial sistólica, diastólica y media 3) Reconocer en el registro la muesca dicrótica 4) Inducir el reflejo del seno carotídeo 5) Describir los efectos de la estimulación vagal sobre la PS 6) Estudiar el efecto de drogas parasimpáticas (ACh y prostigmina) y simpáticas

(adrenalina) sobre la presión arterial 7) Reconocer el efecto bloqueador de la atropina sobre el nervio vago 8) Observar los efectos nicotínicos de la ACh

MATERIAL Y EQUIPO

Material Biológico: Perro Equipo:

1) Fisiógrafo (1 canal), 2) Transductor de presión P 1000-A con llaves de 3 vías, 3) Cable conector # 9, 4) Acoplador 7173, 5) Estimulador con electrodos de estímulo de ganchillo, 6) Mesa de cirugía para perro, 7) Pentobarbital sódico, 8) Solución salina isotónica heparinizada, 9) Dos catéteres (para arteria y vena), 10) Jeringas de 10 y 3 ml, 11) Cánula traqueal, 12) Hilo cáñamo del cero, 13) Gasa, 14) Instrumental cirugía, 15) Solución ACh (1 mg/ml), 16) Adrenalina (1 mg/ml), 17) Prostigmina (1 mg/ml), 18) Atropina (1mg/ml), 19) Solución de KCI 0.5 M. PROCEDIMIENTO

Antes de pasar al procedimiento quirúrgico calibre un canal del Fisiógrafo (ver práctica del Fisiógrafo). Una vez calibrado el acoplador, con el amplificador y el reproductor, gire la perilla de MV/CM del amplificador a 20 MV/CM, apague el botón de RECORD del amplificador y proceda a calibrar el canal con el traductor de presión P1000-A.

Calibración del transductor P1000-A NOTA: El transductor es muy sensible por lo que hay que asegurarse de que el transductor esté sobre una superficie firme y así evitar las vibraciones que puedan modificar la señal.

1. Conecte las válvulas A y B en el transductor (llaves de tres vías) (Figura 1). 2. Asegúrese de que ambas válvulas estén abiertas a la atmósfera. 3. Conecte la salida lateral de la válvula A a una jeringa de 10 ml llena de solución

salina heparinizada sin burbujas de aire. Conecte un catéter de unos 40 cm de longitud, a la otra salida de la misma llave A. Gire la llave de control del flujo de la válvula A de tal manera que se conecten la jeringa con el transductor.

4. Para purgar el transductor inyecte suavemente la solución salina haciéndola pasar por el mismo hasta que escurra por la llave B que esta abierta a la atmósfera.

Inyectando suavemente, golpee ligeramente el transductor para asegurar que no queden dentro burbujas de aire. Cierre la válvula B.

5. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para conectar la jeringa con el catéter. Purgue el catéter con la solución salina heparinizada.

6. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para que se conecten directamente el catéter con el transductor. De esta manera el transductor está abierto a la atmósfera. Asegúrese que el catéter y la punta estén a la altura del transductor ya que de lo contrario no se podrá calibrar el transductor adecuadamente.

7. Con el botón de RECORD del amplificador apagado, conecte el transductor al Fisiógrafo con un cable conector del # 9.

NOTA: El acoplador, el amplificador y el reproductor deben estar previamente calibrados. Asegúrese de que el transductor esté abierto a la atmósfera (NO DEBE HABER PRESION SOBRE EL TRANSDUCTOR).

8. En el transductor, mueva la palanca de PULSATILE-MEAN a la posición

PULSATILE. 9. Usando la perilla de POSITION del amplificador, lleve la plumilla de registro a 2.5

cm por abajo de la línea central. 10. Gire el control de AMPLITUDE del transductor, completamente en contra del

sentido de las manecillas del reloj. 11. Prenda el botón de RECORD del amplificador. 12. Con el botón de BALANCE del acoplador regrese la plumilla a la línea escogida en

el paso 9. 13. Gire el control de AMPLITUDE del transductor completamente en favor de las

manecillas del reloj. 14. Gire el control ZERO ADJUST del transductor para regresar la plumilla de registro

a la línea basal del paso 9. La perilla de ZERO ADJUST se encuentra situada en la parte posterior del transductor.

15. Active la palanca de CALIBRATE 100 mmHg del transductor y manteniéndola presionada gire la perilla de AMPLITUDE para regresar la plumilla de registro a 3 cm por arriba de la línea basal.

16. Suelte la perilla de CALIBRATE y asegure que la plumilla de registro regrese a la línea basal. Repita el procedimiento si es necesario. El registro está ahora calibrado de tal manera que 100 mmHg equivalen a 3 cm de desplazamiento de la plumilla.

17. En la válvula A, gire la llave para que se conecten la jeringa con el catéter arterial. 18. Apague el botón de RECORD del amplificador.

Cateterización de la artéria carótida.

1. Pese al animal y anestésielo con pentobarbital sódico (Anesesal) utilizando una dosis de 40 mg/kg de peso/vía endovenosa.

2. Inserte una cánula traqueal y asegúrela en su lugar llenando el manguito con agua. 3. Rasure la cara anterior del cuello y haga una incisión en la línea media de

aproximadamente 15 cm de longitud. Localice a ambos lados de la traquea las carótidas primitivas y diséquelas. Localice el nervio vago derecho localizado en la vaina del paquete arteriovenoso (vago-carótida). Utilizando una pinza roma, separe

al nervio de la arteria en una longitud de unos 4-5 cm, coloque una ligadura sin apretar alrededor de la arteria y otra alrededor del nervio vago derecho y déjelas como referencia.

4. Localice la arteria carótida primitiva izquierda y separe el nervio de la arteria en una longitud semejante a la anterior.

Inserción del catéter arterial

1. Una vez disecada y expuesta la arteria carótida izquierda, coloque tres ligaduras sin anudar alrededor de la misma. Cuide de no lesionar la arteria. La ligadura cefálica (distal), se anuda fuertemente para ocluir la arteria completamente. Las ligaduras media y proximal, se anudan sin apretar y servirán para fijar el catéter arterial una vez que este se haya insertado en la carótida.

2. La longitud del catéter debe ser del tamaño suficiente para que al desplazarlo por la arteria la punta quede a nivel del cayado de la aorta.

3. El ayudante aplica tracción a las ligaduras cefálica y proximal para ocluir el flujo de sangre en el pequeño segmento de carótida que queda entre las ligaduras. Con unas tijeras pequeñas, el cirujano hace una pequeña incisión en la arteria, apenas suficiente para introducir en dirección del corazón el catéter.

4. Una vez que la punta del catéter ha quedado en el cayado de la aorta, amarre las ligaduras central y proximal. Lo apretado de los nudos no deben ocluir ni parcialmente el catéter ya que si esto ocurre el registro de la presión no se podrá realizar adecuadamente. Cuide que no haya escurrimiento de sangre. Si esto ocurre apriete un poco más las ligaduras.

5. Antes de conectar el catéter con el transductor, inyecte un poco de solución salina heparinizada al animal para remover cualquier coágulo que se haya formado en el catéter. Esta maniobra se repite cuantas veces sea necesario para desprender y evitar la formación de coágulos en el sistema.

6. Gire la llave de la válvula A para conectar el catéter con el transductor y encienda el botón de RECORD del amplificador para iniciar el registro de la PA.

7. Ajuste la perilla de FILTER del amplificador si la plumilla no está registrando con un trazo claro.

NOTA: Si la plumilla de registro no responde adecuadamente, la cánula puede estar pegada a la pared arterial, puede estar tapada con un coágulo o los nudos quedaron muy apretados. Cheque que la posición del catéter sea la correcta, así como la orientación de la llave de la válvula A.

NOTA: Cuando no este haciendo registro eleve las plumillas y pare el movimiento del papel.

Catetrización de la vena femoral

1. Rasure la cara interna de un muslo del animal. 2. Por palpación identifique el curso de la arteria femoral y por encima de ella haga

una incisión en la piel de unos 5-6 cm.

3. Con disección roma separe la arteria de la vena femoral en una longitud de unos 4-5 cm y pase dos ligaduras por debajo de la vena.

4. Una vez anudada la ligadura distal y haciendo tracción suave con la ligadura proximal para exponerla, haga un orificio en la vena y pase el catéter en dirección del corazón unos 10-15 cm.

5. Anude el hilo para fijar el catéter a la vena. 6. Utilizando un equipo de venoclisis, inicie la perfusión de una solución de cloruro de

sodio al 0.9% a razón de 30 gotas por minuto. La administración de la drogas será por esta vía.

7. Cubra la herida con una gasa y cheque continuamente que el animal esté respirando regularmente. Identifique el plano de anestesia probando los diferentes reflejos y observando las características del animal como se describen en la tabla de Guedel.

Con el sistema registrando la PA, inicie el protocolo experimental

1) Medición de la PS sanguínea y la frecuencia cardiaca (FC)

a) Ponga el papel a 0.25 cm/seg. Observe la subida y la caída de la presión. Con una velocidad de papel de 5 cm/seg, tome unos 10 registros y determine la frecuencia cardiaca. Tomando coma base la calibración de 3 cm de desplazamiento de la plumilla=100 mmHg, determine las presiones sistólica, diastólica y del pulso. Si es necesario ajuste los controles de AMPLITUD y POSITION para obtener un mejor registro. Si hacen ajustes, la recalibración es necesaria.

b) Identifique en el registro la muesca dicrótica. Con una pinza hemostática haga presión gradual sobre el catéter que conduce el transductor. Note la disminución en el tamaño de la muesca dicrótica, luego una disminución en la amplitud del pulso. Utilizando la fórmula para la presión arterial media (PAM) determínela y pase sus resultados a la hoja de respuestas (PAM= presión diastólica +1/3 de la presión del pulso).

c) Mueva en el transductor la palanca a la posición MEAN y mida la presión arterial media. Compare y diga si hay diferencias en las mediciones calculada y registrada. Regrese la palanca a la posición de PULSATILE. Pase sus resultados a la hoja de respuestas

2) Reflejo del seno carotídeo

El reflejo del seno carotídeo generalmente se deprime por las sustancias anestésicas y

en ocasiones es difícil observarlo en la anestesia profunda.

a) Con la velocidad del papel 0.25 cm/seg tome un registro control. Un compañero indicará con el botón marcador de eventos el momento en que inicia la inducción del reflejo.

b) Para inducir el reflejo, aplique presión a ambos senos carotídeos del perro presionando fuertemente con los dedos índice y medio hacia dentro y hacia arriba y abajo en el punto del cuello donde se juntan la rama horizontal y vertical del hueso mandibular inferior. Simultáneamente, con los dedos pulgares presione fuertemente hacia adentro los glóbulos oculares para obtener acción vagal adicional (reflejo

óculo–vagal). Si no se obtuvo el reflejo, repita el procedimiento después de la administración de prostigmina.

c) Mida la frecuencia cardiaca y las presiones sistólica, diastólica y media antes y después de la estimulación de los senos. Identifique las características de la muesca dicrótica. Pase sus resultados a la hoja de respuestas.

3) Efectos de la estimulación vagal

a) Exponga el nervio vago derecho y móntelo sobre los electrodos de ganchillo. Asegúrese de que el polo negativo (negro) quede del lado cercano al corazón. En el estimulador, elija los siguientes parámetros: Voltaje, 10 voltios. Duración del estímulo, 2 msg. Frecuencia, 10 estímulos/seg.

b) Con la velocidad del papel a 0.25 cm/seg, tome un registro control de 1 minuto y luego estimule el nervio vago por unos pocos segundos. Modifique la intensidad del estimulo para obtener una disminución de la presión arterial y la frecuencia cardiaca.Determine el periodo de latencia entre la estimulación vagal y los cambios en el registro. Repita la maniobra varias veces y determine los cambios en las presiones sistólica, diastólica y media. Observe la mayor claridad con la que se registra la muesca dicrótica. Determine si se produce escape ventricular.

4) Efectos de las drogas parasimpáticas

El sistema nervioso parasimpático es colinérgico y como se observó al estimular el nervio vago, uno de sus efectos es disminuir la frecuencia cardiaca y en consecuencia la PS (aunque también existen vasodilatadores colinérgicos).

a) Efecto de la ACh. Ponga el desplazamiento del papel a 0.5 cm/seg y después de

obtener un registro control, administre 5 µg de ACh por Kg de peso del animal/vía endovenosa. Determine la frecuencia cardiaca y las presiones sistólica, diastólica y media. Compárelas con el registro control. Pase sus observaciones a la hoja de resultados.

b) Efectos de la prostigmina La prostigmina es un fármaco parasimpaticomimético que

actúa bloqueando la acción de la enzima acetilcolinesterasa. Del objetivo 3, seleccione un estimulo de intensidad y frecuencia que hayan producido bradicardia e hipotensión moderada. Repita el procedimiento varias veces para obtener un registro control adecuado. Inyecte 1 mg de prostigmina por cada 8 kg de peso y observe los efectos sobre la FC y la PS. Observe también los efectos de la prostigmina sobre el diámetro pupilar, salivación, motilidad intestinal, flatulencia y defecación. Repita las maniobras para observar el reflejo del seno carotídeo-oculovagal. Observe como en estas condiciones es más fácil su inducción. Vierta sus observaciones en la hoja de resultados.

c) Efectos sinérgicos de la prostigmina y la Ach. Inyecte 2 µg de ACh/Kg de peso del

animal/vía endovenosa y observe como se potencia el efecto de ambas drogas sobre

la FC, PA, miosis, salivación, motilidad intestinal, flatulencia y defecación. Compare la magnitud de los efectos inducidos por la aplicación de ambas drogas cuando se administraron aisladamente. Observe como se requiere de menor dosis de ACh para obtener un efecto mayor sobre las diversas variables. Repita la estimulación vagal usando la intensidad de estimulo que previamente disminuyó la frecuencia cardíaca y determine si el efecto hipotensor es mas intenso. Vierta sus observaciones en la hoja de resultados.

5) Efectos de la adrenalina sobre la PA y la FC Recalibre su sistema de registro de tal manera que 2 cm de deslazamiento de la plumilla equivalgan a 100 mmHg. Incremente la velocidad del registro a 0.5 cm/seg Obtenga un registro control e inyecte 0.5 mg de adrenalina por vía endovenosa.

Observe y cuantifique los efectos sobre la FC, PA y PAM. Vierta sus observaciones en la hoja de resultados.

Antes de continuar, permita que la presión arterial y la frecuencia cardiaca regresen a los valores basales. Recalibre el registro a 3cm = 100 mmHg 6) Efectos de la atropina

a) Con la velocidad del papel a 0.5 cm/seg obtenga un registro control b) Con una intensidad de estimulo adecuada, estimule el nervio vago por algunos

segundos para encontrar el efecto hipotensor y bradicadizante de la estimulación vagal.

c) Inyecte por vía intravenosa 1 mg de atropina por cada 8 Kg de peso del animal y espere algunos minutos.

d) Con los parámetros de estimulación anteriores, estimule el nervio vago cada 15 segundos hasta que observe el efecto bloqueador de la atropina sobre la estimulación vagal.

7) Efectos muscarínicos y nicotínicos de la Ach

a) Con la velocidad del papel a 0.5 cm/seg, inyecte 500 µg de acetilcolina por vía endovenosa y registre los cambios sobre la PA y FC (note que esta dosis de acetilcolina es 100 veces mayor que la empleada para inducir bradicardia e hipotensión).

Terminación del experimento

1) Sacrifique al animal inyectando 30 ml de solución de KCl 0.5M por vía endovenosa.

2) Desprenda el papel de registro y apague el Fisiógrafo. 3) Destinte las plumillas, desconecte los cables del equipo y regréselo a su lugar 4) Retire del animal la cánula traqueal y los catéteres arterial y venoso

5) Disponga del animal adecuadamente 6) Recoja el material, lávelo y regréselo al personal responsable 7) Limpie la superficie de trabajo

RESULTADOS

1. Frecuencia cardiaca:______________ latidos por minuto. 2. Frecuencia respiratoria:_______________respiraciones por minuto. 3. Presión sanguínea: Sistólica_____ mm Hg; Diastólica________mmHg; Presión

arterial media: a) del registro_______ mm Hg, b) calculada________mm Hg. 4. Efecto máximo del reflejo del seno carotídeo sobre la PA_________mmHg,

FC________ latidos por minuto. Periodo de latencia ________seg. 5. Efecto de la estimulación vagal sobre la FC, PA y PAM:

a) FC________latidos/min. Presión sistólica________mmHg, Presión diastólica________mmHg. Presión media_________mmHg.

b) Escape ventricular: Si_________ No________ c) Describa las diferencias en la muesca dicrótica entre el registro control y el

efecto del vago. d) Determine el periodo de latencia (intervalo de tiempo entre la aplicación del

estímulo y la aparición de la respuesta). 6. Efectos de la ACh sobre la FC, PA y PAM

a) Frecuencia cardiaca: Control______latidos/min. Efecto máximo de la ACh_______latidos/min.

b) Presión arterial sistólica: Control________mmHg; Efecto máximo de la ACh______mmHg.

c) Presión arterial diastólica: Control________mmHg; Efecto máximo de la ACh______mmHg.

d) PAM: Control________mmHg; Efecto máximo de la Ach________mmHg e) Periodo de latencia_____seg.

7. Efectos de la atropina sobre la FC, PA y PAM

a) Frecuencia cardiaca: Control________latidos por minuto; Efecto de la atropina________latidos por minuto

b) Presión arterial sistólica: Control________mmHg; Efecto de la atropina _______mmHg.

c) Presión arterial diastólica: Control________mmHg; Efecto de la atropina_______mmHg.

d) PAM: Control________mmHg; Efecto de la atropina________mmHg e) Periodo de latencia_____seg.

8. Efectos nicotínicos de la ACh sobre la FC, PA y PAM en el animal atropinizado: FC________latidos/min. PA: Sistólica_______mmHg, Diastólica_______mmHg. PAM_______mmHg

Conteste las siguientes preguntas:

1) Explique a que se debe la muesca dicrótica. 2) Explique la relación que hay entre la PA, gasto cardiaco, resistencia periférica

3) Diga porque disminuye la presión arterial cuando disminuye la frecuencia cardiaca. 4) Haga un esquema de las vías nerviosas que median el reflejo del seno carotídeo. 5) Haga un esquema del sistema nervioso autónomo con sus divisiones simpática y

parasimpática. Indique el tipo de neurotransmisor que se libera en cada uno de sus segmentos y donde se localizan los receptores muscarínicos y donde los nicotínicos.

6) Describa los efectos de ACh sobre la presión arterial y la frecuencia cardiaca y explique el mecanismo de acciones de la ACh sobre las células cardíacas.

7) Describa brevemente el mecanismo de acción de la atropina 8) Describa: a) los efectos de la atropina sobre la presión arterial y la frecuencia

cardiaca y b) diga que ocurrió cuando se estimuló el nervio vago del animal atropinizado.

9) Describa los efectos de la adrenalina sobre la presión arterial y la frecuencia cardiaca

10) Describa el mecanismo de acción de la adrenalina sobre las células cardíacas. 11) Describa el mecanismo por el cual se produjo incremento de la frecuencia cardiaca

y la presión arterial en el animal atropinizado cuando se administraron 500 µg de ACh.

Dr. Andrés Quintanar Stephano Mayo 2006

ALGUNOS FACTORES QUE DETERMINAN LA FORMACIÓN DE ORINA EN EL PERRO

INTRODUCCIÓN Los riñones son órganos reguladores y excretores. Gracias a su capacidad excretora de agua y solutos (orina), los riñones son capaces de regular el volumen y composición de los líquidos corporales dentro de limites muy estrechos, esto a pesar de una amplia variación en la ingesta de agua y alimento. Como una consecuencia de su papel homeostático, los tejidos y células del cuerpo son capaces de llevar a cabo sus funciones normales en un medio ambiente relativamente constante. Las funciones más importantes de los riñones incluyen las siguientes: 1) La regulación del volumen y osmolalidad de los líquidos corporales, 2) regulación del balance electrolítico, 3) regulación del equilibrio ácido-base, 4) excreción de productos del metabolismo y substancias extrañas y 5) producción de hormonas.

Los riñones regulan la composición de los líquidos corporales por los siguientes procesos: a) filtración, b) reabsorción y c) secreción y excreción. Muchos factores afectan el volumen y la composición de la orina. El flujo sanguíneo arterial entra a los glomérulos bajo presión haciendo que el agua y ciertos solutos sean filtrados hacia el espacio de Bowman (filtrado glomerular) y al sistema tubular de la nefrona, en donde ocurren los procesos mencionados. Así, el filtrado experimenta cambios conforme fluye por el sistema tubular. Cambios en la presión arterial y en la cantidad de líquido y concentración de los solutos en la sangre modifican la cantidad y concentración de solutos de la orina formada a través del tiempo. Algunas de estos cambios ocurren en respuesta a la presencia de hormonas, tales como la aldosterona, encargada de reabsorber de Na+ y secretar K+ y la hormona antidiurética (también llamada vasopresina) encargada de reabsorber el agua de los túbulos colectores.

Se entiende por excreción a la eliminación de una sustancia del cuerpo, en este caso, en la orina. Una sustancia es excretada si pasa al sistema tubular formando parte del filtrado glomerular y no es reabsorbida, o bien, es excretada por secreción activa del espacio peritubular a la luz tubular. Existen muchos factores que determinan el volumen y la composición de la orina y que invariablemente actúan sobre la intensidad de filtración glomerular, o sobre la intensidad de reabsorción tubular. Por lo tanto, cualquier factor que altere la intensidad de filtración glomerular o de resorción tubular, serán los mismos factores que desempeñan papel importante en el establecimiento del ritmo de eliminación de volúmenes líquidos. Entre los factores que determinan la tasa de filtración glomerular está la presión arterial, que aumenta la presión de filtración, con el consecuente aumento del filtrado glomerular y del volumen líquido eliminado. Por otro lado, un aumento en la presión coloidosmótica del plasma disminuirá la presión de filtración, lo que a su vez producirá una disminución del filtrado glomerular y una disminución del volumen líquido eliminado.

Por otro lado, cambios en la capacidad del epitelio tubular para reabsorber sustancias desde el líquido tubular, también afectará el volumen de orina formado. Así, en condiciones normales toda la glucosa es reabsorbida, por lo que no se detectará en la orina; sin embargo, cuando la carga tubular de glucosa aumenta más allá de cierto límite (transporte máximo), esta aparecerá en la orina (glucosuria), además, al aumentar su concentración en el sistema tabular ejercerá presión osmótica, lo que retiene agua en el sistema tubular, teniendo como resultado final un aumento en la excreción de agua (diuresis osmótica). La presencia de hormona antidiurética (ADH o vasopresina, sintetizada en los núcleos supraópticos y paraventiculares del hipotálamo y secretada por la neurohipófisis), induce un incremento en la permeabilidad al agua del epitelio de los túbulos colectores, dando lugar a la producción de una orina concentrada y de poco volumen. La ausencia de ADH tendrá el efecto opuesto (diabetes insípida). OBJETIVOS:

1. Determinar los efectos de cambios en la presión sanguínea sobre el flujo urinario (formación de orina)

2. Determinar los efectos de la adrenalina sobre la presión y el flujo urinario 3. Observar el efecto de un incremento del volumen sanguíneo sobre la formación de

orina 4. Observar el efecto de incrementar la presión osmótica del plasma y del líquido

tubular sobre la intensidad de formación de orina 5. Inducir diuresis osmótica 6. Observar el efecto de la hormona antidiurética sobre la intensidad de formación de

orina 7. Observar el efecto diurético de la droga furosemide

MATERIAL: Biológico: Perra

1) Fisiógrafo (2 canales), 2) Dos acopladores 7173, 3) Transductor de presión P-1000-A, 4) Transductor cuentagotas, 5) Estimulador electrónico, 6) Cables del estimulador, 7) Canalizador de estímulos, 8) Electrodos de ganchillo, 9) Cable de línea principal, 10) Dos cables conectores del # 9, 11) Cánula traqueal, 12) Tres jeringas de 10 ml con aguja, 13) Tres jeringas de 2.5 ml, 14) Tres jeringas de 1 ml, 15) Estuche de disecciones, 16) Hilos cáñamo del doble cero, 17) Gasas, 18) Cuatro catéteres (2 para ureteros, 1 para arteria y 1 para vena), 19) Tres vasos de precipitado; de 20, 50 y 100 ml, 20) Tubos de ensayo de 5 y 10 ml, 21) Tres goteros, 22) Equipo de venoclisis, 23) Estuche para la determinación de la glucosuria 24) Tubo en Y Soluciones:

1) Pentobarbital sódico, 2) Mil ml de solución de NaCl al 0.09%, 3) Adrenalina (1 mg/ml), 4) ADH (10 neurohipófisis de rata), 5) Solución salina al 10%, 6) Solución de

glucosa al 25%, 7) Furosemide (20 mg/2 ml), 8) Estuche para determinación de cloruros (Nitrato de plata al 2.9%. Dicromato de potasio al 20%). PROCEDIMIENTO : Calibre 2 canales del Fisiógrafo; en un canal monte el sistema para registrar la presión arterial directa utilizando el Trasnductor P-1000-A). En el otro canal monte el sistema para el Trasnductor cuentagotas.

Antes de pasar al procedimiento quirúrgico para el registro directo de la presión arterial,

calibre un canal del Fisiógrafo utilizando un transductor de presión P1000-A.

Calibre un canal del Fisiógrafo (ver práctica del Fisiógrafo). Una vez calibrado gire la perilla de MV/CM del amplificador a 20 MV/CM, apague el botón de RECORD del amplificador y proceda a calibrar el canal con el traductor de presión P1000-A. Calibración del transductor P1000-A NOTA: El transductor es muy sensible por lo que hay que asegurarse de que el transductor esté sobre una superficie firme y así evitar las vibraciones que puedan modificar la señal.

1. Conecte las válvulas A y B en el transductor (válvulas de tres vías) (Figura 1). 2. Asegúrese de que ambas válvulas estén abiertas a la atmósfera. 3. Conecte la salida lateral de la válvula A a una jeringa de 10 ml llena de solución

salina heparinizada sin burbujas de aire. Conecte un catéter arterial, de unos 40 cm de longitud, a la otra salida de la misma llave A. Gire la llave de control del flujo de la válvula A de tal manera que se conecten la jeringa con el transductor.

4. Inyecte suavemente la solución salina haciéndola pasar por el transductor hasta que escurra por la llave B que esta abierta a la atmósfera. Inyectando suavemente, golpee ligeramente el transductor para asegurar que no queden burbujas de aire en el transductor. Cierre la válvula B.

5. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para conectar la jeringa con el catéter. Purgue el catéter con la solución salina heparinizada.

6. Gire la llave del control del flujo de la válvula A para que se conecten directamente el catéter con el transductor. De esta manera el transductor está abierto a la atmósfera. Asegúrese que el catéter y la punta estén a la altura del transductor ya que de lo contrario no se podrá calibrar el transductor adecuadamente.

7. Con el botón de RECORD del amplificador apagado, conecte el transductor al Fisiógrafo con un cable conector del # 9.

NOTA: El acoplador, el amplificador y el reproductor deben estar previamente calibrados. Asegúrese de que el transductor esté abierto a la atmósfera y que no esté conectado con el sujeto de experimentación (NO DEBE HABER PRESION SOBRE EL TRANSDUCTOR).

8. En el transductor mueva la palanca de PULSATILE-MEAN a la posición PULSATILE.

9. Usando la perilla de POSITION del amplificador, lleve la plumilla de registro a 2.5 cm por abajo de la línea central.

10. Gire el control de AMPLITUDE del transductor, completamente en contra del sentido de las manecillas del reloj.

11. Prenda el botón de RECORD del amplificador. 12. Con el botón de BALANCE del acoplador regrese la plumilla a la línea escogida en

el paso 9. 13. Gire el control de AMPLITUDE del transductor completamente en favor de las

manecillas del reloj. 14. Gire el control ZERO ADJUST del transductor para regresar la plumilla de registro

a la línea basal del paso 9. La perilla de ZERO ADJUST se encuentra situada en la parte posterior del transductor.

15. Active la palanca de CALIBRATE 100 mmHg del transductor y manteniéndola presionada gire la perilla de AMPLITUDE para regresar la plumilla de registro a 3 cm por arriba de la línea basal.

16. Suelte la perilla de CALIBRATE y asegure que la plumilla de registro regrese a la línea basal. Repita el procedimiento si es necesario. El registro está ahora calibrado de tal manera que 100 mmHg equivalen a 3 cm de desplazamiento de la plumilla.

17. En la válvula A, gire la llave del control del flujo para que se conecten la jeringa con el catéter arterial.

18. Apague el botón de RECORD del amplificador. Cateterización de la artéria carótida.

1. Pese al animal y anestésielo con pentobarbital sódico utilizando una dosis de 40 mg/kg de peso/vía endovenosa.

2. Inserte una cánula traqueal y asegúrela en su lugar llenando el manguito con agua. 3. Rasure la cara anterior del cuello, del abdomen y de una ingle 4. Haga una incisión en la línea media del cuello de aproximadamente 15 cm. Localice

a ambos lados de la traquea las carótidas primitivas y diséquelas. Localice el nervio vago derecho localizado en la vaina de la arteria carótida. Utilizando una pinza roma, separe al nervio de la arteria en una longitud de unos 4-5 cm aproximadamente, coloque una ligadura sin apretar alrededor de la arteria y otra alrededor del nervio vago derecho y déjela como referencia.

5. Localice la arteria carótida primitiva izquierda y separe el nervio de la arteria en una longitud semejante a la anterior.

Inserción del catéter arterial

1. Una vez disecada y expuesta la arteria carótida izquierda, coloque tres ligaduras sin anudar alrededor de la misma. Cuide de no lesionar la arteria. La ligadura cefálica (distal), se anuda fuertemente para ocluir la arteria completamente. Las ligaduras media y proximal, se anudan sin apretar y servirán para fijar el catéter intra arterial una vez que se haya insertado.

2. La longitud del catéter debe ser del tamaño suficiente para que al desplazarlo por la arteria la punta quede a nivel del cayado de la aorta.

3. El ayudante aplica tracción a las ligaduras cefálicas y proximal para ocluir el flujo de sangre en el pequeño segmento de carótida que queda entre las ligaduras. Con unas tijeras pequeñas, el cirujano hace una pequeña incisión en la arteria, apenas suficiente para introducir en dirección del corazón el catéter.

4. Una vez que la punta del catéter ha quedado en el cayado de la aorta, amarre las ligaduras central y proximal. Lo apretado de los nudos no deben ocluir ni parcialmente el catéter ya que si esto ocurre el registro de la presión no se podrá realizar adecuadamente. Cuide que no haya escurrimiento de sangre. Si esto ocurre apriete un poco más las ligaduras.

5. Antes de conectar el catéter con el transductor, inyecte un poco de solución salina heparinizada al animal para remover cualquier coágulo que se haya formado en el catéter. Esta maniobra se repite cuantas veces sea necesario para desprender y evitar la formación de coágulos.

6. Gire la llave de la válvula A para conectar el catéter con el transductor y encienda el botón de RECORD del amplificador para iniciar el registro de la presión arterial.

7. Ajuste la perilla de FILTER del amplificador si la plumilla no está registrado con un trazo claro.

NOTA: Si la plumilla de registro no responde adecuadamente, la cánula puede estar pegada a la pared arterial o puede estar tapada con un coágulo. Cheque que la posición del catéter sea la correcta, así como la orientación de la llave de la válvula A.

NOTA: Cuando no este haciendo registro eleve las plumillas y la palanca del motor del papel.

Catetrización de la vena femoral

1. Rasure la cara interna de un muslo del animal. 2. Por palpación identifique el curso de la arteria femoral y por encima de ella haga

una incisión en la piel de unos 5-6 cm. 3. Con disección roma separe la arteria de la vena femoral en una longitud de unos 4-5

cm y pase dos ligaduras por debajo. 4. Una vez anudada la ligadura distal y haciendo tracción suave con la ligadura

proximal para exponerla, haga un orificio en la vena y pase el catéter en dirección del corazón unos 10-15 cm.

5. Anude el hilo para fijar el catéter a la vena. 6. Utilizando un equipo de venoclisis, inicie la perfusión de una solución de cloruro de

sodio al 0.9% a razón de 30 gotas por minuto. La administración de la drogas será por esta vía intravenosa (IV).

7. Cubra la herida con una gasa y cheque continuamente que el animal esté respirando regularmente. Identifique el plano de anestesia probando los diferentes reflejos y observando las características del animal como se describen en la tabla de Guedel.

Cateterización de los ureteros

Abra la cavidad abdominal desde el apéndice xifoides hasta la sínfisis del pubis, rechace las visceras con una gasa e identifique la vejiga, riñones y ureteros. Aísle uno de los ureteros y pase dos ligaduras por debajo. Anude la ligadura más distal del uretero y proceda ha hacer una pequeña incisión en el uterero e inserte un catéter en dirección del riñón. Una vez que el catéter ha sido introducido, sujételo con la ligadura proximal. Repita la maniobra en el uretero opuesto. Disponga los catéteres ureterales de tal manera que desemboquen en un tubo en Y (Fig. 1) y colecte la orina en un vaso de precipitado de 500 ml. Interponga la malla del transductor cuentagotas entre el tubo en Y y el vaso de precipitado y proceda a registrar en el Fisiógrafo el flujo urinario midiendo el número de gotas de orina por minuto Si el flujo de orina es muy lento o no hay, inyecte lentamente solución salina al 0.9% a través de la vena, para estabilizar el flujo urinario.

Con el registro simultáneo de la presión arterial y el flujo urinario inicie el protocolo experimental. Una vez que ambos sistemas estén trabajando, mantenga la velocidad del papel a 0.05 cm/seg, durante todo el experimento MANIOBRAS EXPERIMENTALES: 1. Efecto de la presión sanguínea (P.A.) sobre el flujo urinario (F.U.) NOTA. Dado que lo que en esta práctica lo que importa son los cambios en la presión arterial media, mueva la palanca del transductor para medir la presión media

Cuente el número de gotas de orina durante 5 minutos y saque el promedio por

minuto. Este es el flujo urinario por minuto control. Determine la presión sistólica, diastólica y media.

a) Efecto del estímulo vagal sobre la P.S. y el F.U. Estimule el nervio vago con una frecuencia de pulsos de 25/seg y 2 mseg de duración; ajuste el voltaje para obtener una caída de presión de aproximadamente 50 mmHg, mantenga el estímulo durante 2 minutos. Cuente el número de gotas por minuto. Pase los datos a la hoja de resultados. b) Efecto de la adrenalina sobre el flujo urinario Una vez que se ha estabilizado la presión arterial y el flujo urinario, tome un registro control durante 5 minutos e inyecte por vía venosa 0.5 ml de adrenalina. Determine los cambios de presión arterial y el número de gotas de orina por minuto. Pase los datos a la hoja de resultados

2. Efecto del volumen sanguíneo sobre el flujo urinario Tome un registro control de la presión arterial y del flujo urinario y proceda a prefundir a chorro 100 ml de solución salina isotónica. Determine los cambios en la presión arterial y el flujo urinario y anótelos en la hoja de resultados.

3. Efecto de cambiar la presión osmótica de la sangre sobre el flujo urinario

Tome un registro control de la presión arterial, del flujo urinario y determine la concentración urinaria de NaCl.

Determinación de los cloruros. Considerando que 20 gotas equivalen

aproximadamente a 1 ml, con un gotero vierta 10 gotas de orina en un tubo de ensaye. Con otro gotero añada una gota de dicromato de potasio al 20%. Con otro gotero añada gota a gota solución de nitrato de plata al 2.9% y agitando el tubo de ensayo cuente el número de gotas de nitrato de plata que se tienen que añadir hasta que el color de la solución vire de color amarillo claro a un color pardo.

Cada gota de nitrato de plata que tuvo que añadir equivale aproximadamente a 1 g

de NaCl por litro de orina. La cantidad total de NaCl en una muestra de orina se calcula de la siguiente manera:

NaCl (g) = volumen de la muestra de orina por el número de gotas de nitrato de

plata que se añadieron/1000. Inyecte 100 ml de solución NaCl al 10%, determine los cambios en la presión

arterial, el flujo urinario y la concentración urinaria de NaCl. 4. Diuresis osmótica

Determine la presión sanguínea y el flujo urinario basal y la presencia de glucosa en la orina control (utilice el equipo de Clinitest).

Inyecte lentamente 25 ml de glucosa al 25% y determine los cambios en la presión arterial y en el flujo urinario. Cuando el flujo de orina sea más intenso, repita la prueba de glucosa en orina. En la hoja de resultados describa los cambios de presión y del flujo urinario ocurridos a través del tiempo. Determine la concentración de glucosa en la orina. 5. Efecto de la hormona antidiurética sobre la formación de orina Determine la presión sanguínea y el flujo urinario basal e inyecte el homogenizado de neurohipófisis de rata (homogenizar 4 neurohipófisis de rata en 1 ml de solución salina isotónica). Determine los cambios en la presión arterial y flujo urinario. Pase los resultados a la hoja de respuestas. 6. Efectos del furosemide Una vez restablecido el flujo urinario basal, determine la presión arterial y el flujo urinario y proceda a inyectar por el catéter venoso 20 mg de furosemide. Determine los cambios en la presión sanguínea y el flujo urinario. Pase los resultados a la hoja de respuestas.

Sacrifique al animal con una sobredosis de pentobarbital sódico, y disponga de el adecuadamente. Recoja, lave y limpie el material utilizado y la superficie de trabajo. RESULTADOS:

1. Efecto de la presión sanguínea sobre el flujo urinario

CONTROL ESTÍMULO VAGAL P.A.________ F.U.________ P.A._______ F.U.______ Observaciones

2. Efecto de la adrenalina sobre el flujo urinario

CONTROL ADRENALINA P.A.________ F.U.________ P.A._______ F.U.______ Observaciones

3. Efecto del volumen sanguíneo sobre el flujo urinario

CONTROL ↑↑↑↑ VOLUMEN SANGUINEO

P.A.________ F.U.________ P.A._______ F.U.______ Observaciones

4. Efecto de cambiar la presión osmótica de la sangre sobre el flujo urinario

CONTROL ↑↑↑↑PRESIÓN OSMÓTICA (NaCl) P.A.________ F.U.________ P.A._______ F.U.______ NaCl en orina________g NaCl en orina_________g

Observaciones

5. Diuresis osmótica

GLUCOSURIA CONTROL DIURESIS OSMÓTICA (GLUCOSA 25%) ________________mg ______________mg Observaciones

6. Efecto de la hormona antidiurética sobre la formación de orina

CONTROL ADH P.A.________ F.U.________ P.A._______ F.U.______ Observaciones

7. Efectos del furosemide

CONTROL FUROSEMIDE P.A.________ F.U.________ P.A._______ F.U.______ Observaciones

8. Conteste lo siguiente:

1) Haga el esquema de una nefrona 2) Señale en la nefrona las diferentes presiones que determinen la presión de filtración 3) Qué factores determinan la intensidad de filtración glomerular 4) Cómo se determina experimentalmente la intensidad de filtración glomerular 5) Explique el significado de aclaramiento renal 6) Describa la cadena de eventos que ocurren después de inyectar intravenosamente un

gran volumen de líquido 7) Explique las características de la diuresis después de la inyección de NaCl al 10% 8) Explique la diuresis osmótica producida por la glucosa 9) Por qué ocurre glucosuria en la diabetes mellitus no tratada

10) Explique la regulación del equilibrio hídrico por el sistema de la hormona antidiurética.

11) Que es el transporte tubular máximo 12) Describa la regulación de las concentraciones plasmáticas de sodio y de potasio por

el sistema renina-angiotensina-aldosterona Revisado: Mayo 8, 2003 Dr. Andrés Quintanar Stephano

MODELO MECÁNICO DEL APARATO RESPIRATORIO; LA VENTILACIÓN PULMONAR

INTRODUCCIÓN Ventilación pulmonar significa intercambio de aire entre la atmósfera y los alveolos pulmonares. Este intercambio de aire se lleva a cabo gracias a los gradientes de presión que se crean entre los alveolos y la atmósfera durante la inspiración y espiración pulmonar. Normalmente los pulmones tienen una tendencia a colapsarse (retraerse), esta tendencia está dada por las propiedades elásticas del pulmón y por la tensión superficial de los líquidos que recubren a los alveolos. En condiciones normales, en el espacio intrapleural existe una presión negativa (con respecto a la atmosférica) que distiende y evita el colapso pulmonar; a esta presión se le denomina presión intrapleural. En los alveolos también existe una presión llamada presión intraalveolar o intrapulmonar que precisamente antes de la inspiración y antes de la espiración es igual a la atmosférica. Durante la inspiración, la actividad de los músculos inspiratorios distiende la cavidad torácica; las presiones intrapleural e intrapulmonar disminuyen paralelamente, de tal manera que la presión intrapulmonar se hace negativa con respecto a la atmosférica, estableciendo un gradiente de presión que permite que el aire entre a los pulmones Al dejar de actuar los músculos inspiratorios los pulmones tienden a colapsarse, creando un aumento en la presión intrapulmonar, lo que invierte el gradiente de presiones, provocando que el aire se desplace ahora de los alveolos hacia la atmósfera. El modelo mecánico del pulmón (Fig.1) está constituido por un recipiente rígido transparente (frasco de vidrio sin fondo) que representa al tórax. El extremo ancho del frasco se aísla del medio con una membrana elástica que representa al músculo diafragma. En la boca del frasco se inserta un tapón de hule con dos orificios por el que se atraviesan dos tubos; en el extremo intratorácico de uno de ellos se ata un globo que representa a los pulmones, mientras que el resto del tubo incluyendo el extremo que queda por fuera, representa a las vías respiratorias (nariz, tráquea, bronquios, bronquiolos, etc.). El otro tubo (intratorácico) que queda entre el globo y la pared del recipiente (cavidad pleural) nos permitirá extraer el aire intrapleural y medir los cambios de presión durante la respiración. En el extremo exterior de cada tubo se conectan sendos tubos en Y con sus respectivas mangueras. En el tubo que conecta al globo, una de las mangueras se utiliza para modificar la resistencia de las vías aéreas, mientras que la otra se conecta a un transductor de presión. En el tubo que conecta con la "cavidad pleural", una de las mangueras nos servirá para crear presión negativa en dicha cavidad y la otra, conectada a un transductor de presión, para medir los cambios de presión intrapleural (Fig. 1)

OBJETIVOS

1) Conocer las estructuras del sistema respiratorio y su funcionamiento durante la ventilación pulmonar

2) Medir los cambios de presión intrapleural e intrapulmonar durante un ciclo respiratorio normal

3) Comprender cómo afecta a la ventilación pulmonar un aumento en la resistencia de las vías respiratorias

4) Medir la presión máxima que puede alcanzar un sujeto normal en inspiración y espiración forzada.

MATERIAL 1) Fisiógrafo 2) dos transductores de presión P-1000-A 3) mangueras de plástico 4) llaves de 3 vías 5) frasco de vidrio de 3.5 litros sin fondo 6) membrana de hule 7) globo 8) tubos, 9) tubos en Y 10) ligas 11) tapón de hule con dos orificios, 12) estativos. MANIOBRAS EXPERIMENTALES Calibre dos canales del fisiógrafo con sendos transductores de presión (P-1000-A), de tal manera que 1 cm = 10 mm de Hg. Conecte uno de los transductores con una de las mangueras del tubo en Y que corresponde a la vía aérea. El otro transductor se conecta con el tubo en Y del espacio intrapleural. Identifique sobre el papel a que presión corresponde cada uno de los registros. Abra la pinza del tubo que va al espacio intrapleural y aspire el aire, esto hará que el globo se infle. Ínflelo hasta que llene la cuarta parte de la cavidad torácica. Cierre la pinza para separar el espacio intrapleural de la atmósfera. Lea y anote la presión intrapleural en reposo. Observe el tamaño del globo y la posición que ha adoptado el diafragma.

Lentamente proceda a jalar (inspiración) y a empujar (espiración) el diafragma hacia fuera y hacia adentro del tórax. Observe los cambios de volumen del globo durante la inspiración y la espiración. Lea y anote los cambios en las presiones intrapulmonar e intrapleural. Mueva el diafragma en ambos sentidos, un poco más rápido que antes. Anote los cambios de presión intrapulmonar e intrapleural a esta nueva velocidad. Explique las diferencias que se observan en las presiones intrapulmonares e intrapleural cuando se respira con una frecuencia frecuencia. EFECTO DE AUMENTAR LA RESISTENCIA EN LAS VÍAS AÉREA S Mueva lentamente el diafragma en ambos sentidos y cierre gradualmente las pinzas de tornillo sobre el tubo que une el pulmón con la atmósfera. Con ello se intenta simular el aumento de la resistencia al paso del aire como ocurre en las enfermedades de las vías respiratorias, como ocurre durante la obstrucción parcial de la nariz en el resfriado. Lea y anote los cambios que produce el aumento de resistencia de las vías aéreas sobre las presiones intrapulmonar e intrapleural durante el ciclo respiratorio. PRESIONES INTRAPULMONARES E INTRAPLEURALES DURANTE EL CICLO RESPIRATORIO Inspiración. Abra completamente la pinza de la vía respiratoria y deje que el modelo adopte su posición respiratoria normal de reposo. Cierre completamente la vía respiratoria y saque el diafragma lo más posible sin romper el modelo (inspiración forzada máxima). Manteniendo el diafragma en esta posición se leen y anotan las presiones intrapulmonar e intrapleural. Dejando el diafragma en esta posición de inspiración máxima, abra un poco la pinza para dejar entrar un poco de aire al globo y ciérrela inmediatamente. Repita la maniobra 5 veces de tal manera que en la quinta etapa la presión intrapulmonar se vuelva igual a la atmosférica. Leas y anote las presiones intrapulmonar e intrapleural después de cada admisión de aire. Espiración. Cuando las presiones intrapulmonar y la atmosférica se han equilibrado, cierre otra vez la vía respiratoria y empuje el diafragma para provocar una espiración forzada máxima. Se observan y anotan las presiones intrapulmonar e intrapleural que ahora corresponden al principio de una espiración contra una vía aérea cerrada. De nuevo y también por etapas, abra y cierre la pinza rápidamente para permitir la espiración. Procure también que sean 5 las etapas hasta que se alcance la presión de reposo, es decir, que la presión intrapulmonar sea igual a la atmosférica. Observe y anote las presiones, tanto intrapulmonar como intrapleural en cada una de las etapas.

En la hoja de resultados grafique los cambios de presión intrapulmonar e intrapleural de tal manera que el eje de las ordenadas corresponda a las presiones intrapulmonar (línea contínua) e intrapleural (línea punteada). En el eje de las abscisas se ponen las 5 etapas en que se dividió la inspiración y la espiración. Note el paralelismo de los cambios de las presiones intrapulmonar y la intrapleural en cada una de etapas en que se dividió el ciclo respiratorio.

MEDICIÓN DE LA PRESIÓN DURANTE UNA ESPIRACIÓN Y UNA INSPIRACIÓN FORZADA Desconecte del modelo pulmonar la manguera de uno de los transductores y colóquela en la boca de uno de los estudiantes. Indíquele que haga una espiración máxima teniendo cuidado de no hacer presión con las mejillas, es decir, se debe mantener la glotis abierta. Determine en el registro la presión espiratoria máxima alcanzada. Se le indica ahora que realice una inspiración forzada máxima. Mida y anote las presión máxima alcanzada durante la espiración y la inspiración forzada. ¿Fueron iguales las presiones durante la inspiración y espiración máximas? Compare los resultados con los datos del libro de texto. RESULTADOS

MECÁNICA DE LA REPIRACIÓN

ESTADO DEL MODELO DEL PULMÓN

PRESIÓN INTRAPULMONAR

PRESIÓN INTRAPLEURAL

Reposo (pulmón distendido) Inspiración lenta Espiración lenta Inspiración rápida Espiración rápida

EFECTO DEL AUMENTO EN LA RESISTENCIA DE VÍAS RESPIR ATORIAS PRESIÓN

INTRAPULMONAR PRESIÓN

INTRAPLEURAL Reposo (mayor resistencia) Inspiración Espiración

PRESIÓN INTRAPULMONAR E INTRAPLEURAL DURANTE EL CICLO RESPIRATORIO

PRESIÓN INTRAPULMONAR

PRESIÓN INTRAPLEURAL

Inspiración máxima (vías respiratorias cerradas)

Etapa 1 Etapa 2 Etapa 3 Etapa 4 Etapa 5 (vías respiratorias abiertas

Espiración máxima (vías respiratorias cerradas)

Etapa 1 Etapa 2

Etapa 3 Etapa 4 Etapa 5 (vías respiratorias abiertas)

Presiones intrapulmonar e intrapleural en las diferentes etapas del ciclo respiratorio

Comparación de las presiones intrapulmonar e intrapleural del modelo con las del humano (compare con los datos del libro de texto) E X P E R I M E N T A L T E X T O Esfuerzo inspiratorio máximo: Presión intrapulmonar _____________________mm Hg _______________mm Hg Esfuerzo expiratorio máximo: Presión intrapulmonar ___________________mm Hg _________________mm Hg En el estudiante las presiónes espiratoria e inspiratoria máximas fueron: Espiración máxima _______mmHg Inspiración máxima _______mmHg CUESTIONARIO

1) Cuando se saca el aire del espacio intrapleural, el pulmón ______________ y el diafragma _______________ Explique la causa de este fenómeno.

2) Durante la inspiración, la presión intrapulmonar es __________ la presión atmosférica; pero el final de la inspiración, cuando ya no fluye aire, la presión intrapulmonar es ___________________ la presión atmosférica.

3) Durante la espiración, la presión intrapulmonar es __________________ la atmosférica; pero al final de la espiración, cuando ya no fluye aire, la presión intrapulmonar es _______________ la presión atmosférica.

4) La presión intrapleural siempre es ____________ respecto a la intrapulmonar.

5) La diferencia absoluta de presiones intrapulmonar e intrapleural permanece constante o varía durante el ciclo respiratorio.

6) Si el espacio intrapleural no fuera independiente de la atmósfera, ¿qué le pasaría a la cantidad de aire que entra y sale de los pulmones?

BIBLIOGRAFÍA

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3) Guyton C.A. and Hall J.E. Pulmonary Ventilation. In: Textbook of Medical Physiology. Saunders. Philadelphia. pp 432-443. 2000.