tesis grado licenciatura
DESCRIPTION
Conocer el ciclo de vida, hábitos de alimentación y defecación de una especie de triatomino, insecto vector de la Enfermedad de ChagasTRANSCRIPT
0
PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATOLICA DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS Y NATURALES
ESCUELA DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
Ciclo de vida, hábitos de alimentación y defecación de Rhodnius ecuadoriensis
Lent & León, 1958 (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae)
bajo condiciones de laboratorio.
Disertación previa a la obtención del título de Licenciado en
Ciencias Biológicas
ANITA G. VILLACIS SALAZAR
QUITO, 2006
1
AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecer a mis padres, familiares, compañeros y amigos, sin cuyo apoyo
no hubiera sido posible la culminación de esta meta. A mi madre por su comprensión,
cariño, paciencia y aliento en todos los momentos de mi vida, a mi padre por inculcarme
virtudes como la perseverancia y la dedicación en el trabajo. A mis hermanos Juan
Esteban, Gabriel y Felipe por estar junto a mí en momentos difíciles como también en los
buenos tiempos.
Un agradecimiento especial al Dr. Mario Grijalva, por enseñarme la importancia y
el verdadero sentido de la investigación, buscando como objetivo fundamental apoyar y
ayudar a los demás de manera desinteresada.
Mi más sincero agradecimiento a mi director de tesis, Dr. Giovanni Onore, por su
apoyo y orientación en la dirección de esta investigación.
A César Yumiseva por sus consejos, amor, comprensión y paciencia.
A mi amigo Luis E. Rodríguez, por confiar en mí, por su dedicación y por
acompañarme gran parte de mi vida, enseñándome a levantar en los momentos más
difíciles.
A mis compañeros y amigos del laboratorio: Lcda. Sofía Ocaña, Lcda. Gabriela
Cueva, MSt. Rosa Chiriboga, Lcdo. Mauricio Lascano, Lcdo. Miguel Pinto, Lcdo. Esteban
Baus y Lcdo. Iván Freire, quienes supieron darme fuerzas para continuar adelante en la
realización de este trabajo y por compartir conmigo su conocimiento.
Gracias a los lectores de esta disertación, Dra. Laura Arcos Terán decana de la
facultad de Ciencias Exactas, al MSc. Álvaro Barragán y al Dr. Carlos Soria quienes me
han apoyado permanentemente y de quienes he recibido la mejor orientación. Al Ing. Julio
2
Sánchez, Lcdo. David Donoso y Srta. Ana Troya por el apoyo brindado en un área tan
importante como la estadística.
A todos los habitantes de las comunidades visitadas, y a los trabajadores del
Servicio Nacional de Erradicación de la Malaria (SNEM) a quienes agradezco de manera
muy especial por tan significativo aporte al presente trabajo.
Al Dr. Schofield, Dra. Silvia Catalá, Lcda. Mariana Moreno y al Lcdo. Francisco
Palomeque, gracias, muchas gracias, por compartir conmigo su dedicación y por
transmitirme los conocimientos en el área científica sobre los vectores de la enfermedad de
Chagas.
El material fotográfico ha sido facilitado por Ana Verónica Andrade, a quién
agradezco de manera muy especial.
El financiamiento de este estudio tanto para la fase de laboratorio como la de
campo fue facilitado por Ohio University, Pontificia Universidad Católica del Ecuador y
Plan Programa Internacional Ecuador.
3
TABLA DE CONTENIDOS
Agradecimientos……………………………………………………………………. v
Tabla de contenidos………………………………………………………………... vii
Lista de Figuras……………………………………………………………….......... x
Lista de Tablas……………………………………………………………………... xi
Lista de Anexos……………………………………………………………………... xv
1. Resumen…………………………………………………………………….......... 1
2. Abstract…………………………………………………………………………… 3
3. Introducción…………………………………………………………………….... 5
3.1. Enfermedad de Chagas……………………………………………………........... 5
3.1.1. Historia………………………………………………………………………… 5
3.1.2. Epidemiología………………………………………………………………….. 5
3.1.3. Etiología………………………………………………………………………... 6
3.1.3.1. Trypanosoma cruzi: Agente etiológico de la enfermedad de Chagas……….. 6
3.1.3.2. Rutas de transmisión de la enfermedad de Chagas………………………….. 7
3.1.4. Síntomas de la enfermedad de Chagas………………………………………... 8
3.2. Triatominae, vectores de la enfermedad de Chagas……………………………. 10
3.2.1. Taxonomía y sistemática……………………………………………………... 10
3.2.2. Distribución de las poblaciones de triatominos en el Ecuador………………. 11
3.2.3. Ecología y comportamiento de los triatominos……………………………… 12
3.2.3.1. Habitat………………………………………………………………………. 12
3.2.3.2. Eficacia vectorial…………………………………………………………… 13
3.2.4. Ciclo de vida…………………………………………………………………. 14
4
3.3. Rhodnius ecuadoriensis. Generalidades………………………………………... 16
3.3.1. Distribución y hábitat de Rhodnius ecuadoriensis…………………………… 16
3.3.2. Morfología de Rhodnius ecuadoriensis……………………………………… 17
3.4. Programa de control……………………………………………………………. 19
3.5. Importancia de investigar los insectos transmisores de la enfermedad de Chagas 20
3.6. Objetivo general y específicos…………………………………………………… 21
3.6.1. Objetivo general………………………………………………………………... 21
3.6.2. Objetivos específicos………………………………………………………….. 21
3.6.3. Ciclo de vida …………………………………………………………………. 22
3.6.3.1. Pregunta 1……………………………………………………………………. 22
3.6.4. Habitos de alimentación y defecación ………………………………………… 23
3.6.4.1 Pregunta 1 …………………………………………………………………… 23
3.6.4.2. Pregunta 2 …………………………………………………………………... 23
3.6.4.3. Pregunta 3 …………………………………………………………………... 24
3.6.4.4. Pregunta 4 …………………………………………………………………… 24
4. Materiales y métodos……………………………………………………………... 26
4.1. Área de estudio…………………………………………………………………... 26
4.1.1. Provincia de Manabí…………………………………………………………… 26
4.1.2. Provincia de Loja……………………………………………………………… 27
4.2. Búsquedas activas y colección de insectos triatominos…………………….......... 28
4.3. Descripción de la incubadora…………………………………………………….. 29
4.3.1. Condiciones de conservación de los insectos recolectados en las provincias de
Loja y Manabí……………………………………………………………..........
30
5
4.4. Ciclo de vida……………………………………………………………………... 30
4.4.1. Separación de adultos y puesta de huevos……………………………………... 30
4.4.2. Alimentación de las ninfas del primer estadio (NI)……………………………. 31
4.5. Hábitos de alimentación y defecación…………………………………………… 32
4.6. Mediciones del largo del cuerpo…………………………………………………. 34
4.7. Análisis estadístico………………………………………………………………. 34
5. Resultados………………………………………………………………………..... 37
5.1. Búsquedas activas y colección de insectos triatominos……………………........ 37
5.2. Resultados del ciclo de vida de R. ecuadoriensis en la provincia de Manabí….. 37
5.3. Hábitos de alimentación y defecación de R. ecuadoriensis en la provincia de
Manabí………………………………………………………………………….
39
5.4. Hábitos de alimentación y defecación de R. ecuadoriensis en la provincia de
Loja……………………………………………………………………………...
40
5.5. Resultados de las mediciones del largo del cuerpo de R. ecuadoriensis………… 41
6. Discusión…………………………………………………………………………... 44
6.1. Mediciones del largo del cuerpo de R. ecuadoriensis…………………………… 44
6.2. Ciclo de vida de R. ecuadoriensis……………………………………………….. 45
6.3. Hábitos de alimentación y defecación de R. ecuadoriensis……………………… 48
7. Literatura Citada…………………………………………………………………. 55
8. Figuras…………………………………………………………………………….. 60
9. Tablas……………………………………………………………………………… 78
10. Anexos……………………………………………………………………………. 106
6
LISTA DE FIGURAS 1. Ciclo de vida de Trypanosoma cruzi en el insecto vector y en el vertebrado
mamífero……………………………………………………………………….....
61
2. Comparación de las cabezas de los géneros Triatoma, Panstrongylus y Rhodnius. 62
3. Comparación de los aparatos bucales dependiendo de la alimentación…………... 63
4. Ecuador, mapa de provincias con presencia de R. ecuadoriensis…….................. 64
5. Habitats de R. ecuadoriensis…………………………………………………………... 65
6. Ciclo de vida de Rhodnius sp. …………………………………………………………… 66
7. Incubadora para el mantenimiento de colonias de triatomimos del Laboratorio de
investigación en Enfermedades Infecciosas (LIEI)………………………………
67
8. Metodología del ciclo de vida de R. ecuadoriensis…………………………………... 68
9. Adultos de R. ecuadoriensis de las provincias de Loja y Manabí………............... 69
10. Ciclo de vida de R. ecuadoriensis en la provincia de Manabí……………………. 70
11. Porcentaje de mortalidad real de R. ecuadoriensis en la provincia Manabí…....... 71
12. Peso al final de la alimentación.…………………………..................................... 72
13. Secuencia de los ingesta de una ninfa del quinto estadio de R. ecuadoriensis…... 73
14. Porcentaje de especimenes de R. ecuadoriensis que defecaron durante el tiempo
de la alimentación…………………………………………………………………
74
15. Porcentaje de especimenes de R. ecuadoriensis que defecaron a los 15 minutos
posteriores de la alimentación…………………………………………………….
75
16. Comparación de adultos hembras y machos R. ecuadoriensis de las provincias
de Loja y Manabí………………………………………………………………….
76
17. R. ecuadoriensis, individuo muerto durante la muda. ………………………….. 77
7
LISTA DE TABLAS 1. Resumen estadístico del ciclo de vida de R. ecuadoriensis en la provincia de
Manabí……………………………………………………………………………
79
2. Número de alimentaciones y porcentaje de mortalidad durante los estadios de R.
ecuadoriensis en la provincia de Manabí…………………………………………
79
3. Tabla de vida de R. ecuadoriensis (Manabí)………………………………............ 80
4. Porcentaje de mortalidad de R. ecuadoriensis de Manabí durante el desarrollo de
los estadios…………………………………………………………………………
80
5a. Estimación de la mortalidad por estadios de R. ecuadoriensis, (Manabí), según el
Método de Service…………………………………………………………………
81
5b. Datos importantes para obtener el porcentaje diario de muertos en cada estadio
de R. ecuadoriensis, (Método de Service)…………………………………………
81
6. Relación entre el tamaño de los especimenes de R. ecuadoriensis de Manabí y su
desarrollo en ciclo de vida…………………………………………………………
82
7. Hábitos de alimentación de especimenes de R. ecuadoriensis (Manabí) en
condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón………………………
83
8. Dinámica de defecación de especimenes de R. ecuadoriensis (Manabí) en
condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón………………………
84
9. Hábitos de alimentación de los especimenes de R. ecuadoriensis (Loja) en
condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón………………………
85
10. Dinámica de defecación de los especimenes de R. ecuadoriensis (Loja) en
condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón………………………
86
8
11. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en
los especimenes del estadio ninfal NIV recolectados en las dos provincias
Manabí y Loja……………………………………………………………………...
87
12. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en
los especimenes del estadio ninfal NV recolectados en las dos provincias Manabí
y Loja………………………………………………………………………………
88
13. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en
las hembras de R. ecuadoriensis recolectados en las dos provincias Manabí y
Loja………………………………………………………………………………...
89
14. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en
los machos de R. ecuadoriensis recolectados en las dos provincias Manabí y
Loja………………………………………………………………………………...
90
15. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las
hembras de R. ecuadoriensis de Manabí…………………………………………..
91
16. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los
machos de R. ecuadoriensis de Manabí…………………………………………..
92
17. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las
hembras de R. ecuadoriensis de Loja……………………………………………...
93
18. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los
machos de R. ecuadoriensis de Loja……………………………………………..
94
19. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NI de R.
ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como
en los de Loja………………………………………………………………………
95
9
20. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NII de R.
ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como
en los de Loja………………………………………………………………………
96
21. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NIII de R.
ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como
en los de Loja………………………………………………………………………
97
22. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NIV de R.
ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como
en los de Loja……………………………………………………………………..
98
23. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NV de R.
ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como
en los de Loja………………………………………………………………………
99
24. Relación en la cantidad de sangre ingerida (mg) en las hembras de R..
ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como
en los de Loja………………………………………………………………………
100
25. Relación de la cantidad de sangre ingerida (mg.) por parte de los machos de R..
ecuadoriensis tanto de Manabí como de Loja……………………………………..
101
26. Largo del cuerpo en machos de R.. ecuadoriensis de las provincias de Loja y
Manabí……………………………………………………………………………..
102
27. Nivel de significación de las mediciones del largo del cuerpo en machos de R..
ecuadoriensis recolectados en las provincias de Loja y Manabí mediante la
prueba de t independiente………………………………………………………….
103
28. Largo del cuerpo en hembras de R.. ecuadoriensis de las provincias de Loja y
Manabí……………………………………………………………………………..
104
10
29. Nivel de significación de las mediciones del largo del cuerpo en hembras de R..
ecuadoriensis recolectados en las provincias de Loja y Manabí mediante la
prueba de t independiente………………………………………………………….
105
11
LISTA DE ANEXOS 1. Modelo de ficha utilizada para la recolección de datos del ciclo de vida de R.
ecuadoriensis…………………………………………………………………....
107
2. Modelo de ficha utilizada para la recolección de datos de hábitos de
alimentación y defecación de R. ecuadoriensis…………………………………
108
3. R. ecuadoriensis, porcentaje diario de muertos en cada estadio utilizando el
método de Service................................................................................................
109
12
“El éxito de la vida no se mide por lo que has logrado,
sino por los obstáculos que has tenido
que enfrentar en el camino”
Anónimo (sin fecha) en Martínez, 2005
13
1. RESUMEN
La Enfermedad de Chagas (ECh) es un grave problema de salud en América Latina
y en el Ecuador. Los hemípteros de la subfamilia Triatominae, son responsables de la
transmisión de la mayoría (80-90%) de casos de infección humana por Trypanosoma
cruzi, agente causal de la ECh.
Rhodnius ecuadoriensis es el segundo vector más importante de la ECh en el
Ecuador. Su presencia se ha registrado en las provincias de Manabí, Guayas, Pichincha, El
Oro y Loja. Las poblaciones de R. ecuadoriensis se han relacionado con ‘la tagua’
(Phytelephas aequatorialis) y con ambientes humanos domiciliarios y peridomiciliarios.
La información descriptiva que se tiene de esta especie de vector se remonta
principalmente a Lent y León, 1958.
Con el objetivo de determinar y comparar el ciclo de vida y los hábitos de
alimentación y defecación de poblaciones de R. ecuadoriensis en las provincias de Manabí
y Loja. Los especimenes recolectados se mantuvieron en condiciones de laboratorio con
una humedad relativa y temperatura controlada, dependiendo del lugar dónde fueron
recolectados, con un fotoperíodo de 12 horas.
Se realizó un estudio en cohorte del ciclo de vida de R. ecuadoriensis de la
provincia de Manabí. Se consideraron 57 especimenes que presentaron un promedio de
193,55 días para terminar el ciclo de vida. Durante su desarrollo se observó que en todos
los estadios necesitaron por los menos una alimentación para mudar y continuar su
desarrollo.
Para el estudio de los hábitos de alimentación se consideraron 40 especimenes de
cada estadio. En el caso de las ninfas I (NI) de Manabí, se observó un aumento promedio
14
de 16,04 veces su peso y en las NI de Loja 22,64 veces su peso, mientras que en los adultos
hembras su aumento fue de apenas 2,11 veces su peso en el caso de Manabí y un promedio
de 2,84 veces su peso en el caso de Loja.
En cuanto a la dinámica de defecación, el 100% de las NI (Loja y Manabí) no
defecaron durante la alimentación, ni en los 15 minutos posteriores. En el caso de los
especimenes de Manabí se observó que las NII (37,5%), NIII (45%), NIV (85%) y NV
(92,5%) defecaron a los 15 minutos de haber terminado su alimentación. En Loja, NII
(15%), NIII (52,5%), NIV (80%) y NV (82,5%) defecaron a los 15 minutos posteriores de
la repleción. La eficacia vectorial de los especimenes de Loja resultó ser menor que la
observada en Manabí, sin embargo en Loja se ha considerado a R. ecuadoriensis como
una especie de gran importancia vectorial, ya que su presencia coincide también con altas
tasas de seroprevalencia (3.9 y el 16%). Los datos obtenidos demuestran que el potencial
vectorial de esta especie va incrementándose durante el desarrollo hasta llegar a ser adulto.
El conocer el ciclo de vida y el potencial vectorial de insectos transmisores de
enfermedades nos sirven como base para implementar programas de control que permitan
reducir el riesgo de transmisión de la enfermedad de Chagas en el Ecuador.
Palabras claves: Ciclo de vida, Ecuador, eficacia vectorial, enfermedad de Chagas,
hábitos de alimentación y defecación, Loja, Manabí, Rhodnius ecuadoriensis.
15
2. ABSTRACT
Chagas Disease (ChD) is one of the most serious health problems in Latin
America and Ecuador. This disease is transmitted by insects Hemipterae of the subfamily
Triatominae and are responsible of most of the human infection (80%-90%) by
Trypanosma cruzi, the causal agent of ChD.
Rhodnius ecuadoriensis is the second of the most important vectors of ChD in
Ecuador. Its presence has been recorded in Manabí, Guayas, Pichincha, El Oro and Loja
provinces of Ecuador. Populations of R. ecuadoriensis have been associated to the ‘Ivory
palm tree’ (Phytelephas aequatorialis) and with human home environments. Information
about this vector specie has been described by Lent and León.in 1958.
The goal of this study is to determine and compare the life cycle and feeding and
defecation habits of populations of R. ecuadoriensis form Manabí and Loja provinces.
Individuals were kept in laboratory conditions with controlled relative humidity and
temperature, depending of the place they were collected, with a photoperiod of 12 hours.
Individuals of R. ecuadoriensis from Manabí province completed the life cycle in
an average of 193.55 days. During this vector development it was observed that at least
one meal was needed to shed from a stage to the next one and to continue with its life
cycle.
For analysis of feeding habits, 40 individuals were considered in each stage. The
results showed that as long as the insect grows (shed from one stage to the next) it reduces
the number of times that increases its weight. Individuals NI from Manabí province
showed an increase of 16.04 times its weight and individuals from Loja province presented
16
an increase of 22.64 times its weight. However, adult females increase 2.11 and 2.84 times
its weight from Manabí and Loja, respectively.
Results of the dynamic of defecation showed that 100% of NI (Loja and Manabí)
did not defecate during feeding, nor 15 minutes after feeding. The percentage of
individuals that defecated 15 minutes after feeding is NII (37.5%), NIII 845%) NIV (85%)
and NV (92.5%) in insects from Manbabí and NII (15%), NIII (52.5%), NIV (80%) and
NV (82.5%) in insects from Loja. These results suggested that vectorial efficiency of R.
ecuadoriensis from Loja is lower than Manabí individuals. Neverthless, R. ecuadoriensis is
considered a very important epidemiological vector in Loja because its presence match
with the high seroprevalence rates (3.9 and 16 %) in this province. As seen in these results,
the number of individuals that defecate within 15 minutes after feeding increase with time,
this indicates that the vector potential of this species increases during development until
they become adults and this fact constitutes an important epidemiological component to be
considered in control programmes to reduce the risk of transmission of ChD in Ecuador.
Key words: Lifecycle, Ecuador, vectorial efficiency, Chagas disease, feeding and
defecating habits, Loja, Manabí, Rhodnius ecuadoriensis,
17
3. INTRODUCCIÓN
3.1. ENFERMEDAD DE CHAGAS
3.1.1. HISTORIA
En 1909 Carlos Chagas, médico brasilero, publicó los primeros resultados de su
trabajo sobre el descubrimiento de una nueva parasitosis denominada trypanosomiasis
americana, conocida actualmente, como la enfermedad de Chagas (ECh). Él realizó la
descripción detallada del hemoflagelado Trypanosoma cruzi (Kinetoplastida:
Trypanosomatidae), del vector (triatominos), de los reservorios (mamíferos) y de los
síntomas de esta enfermedad. Chagas además comprobó que la transmisión del protozoario
se produce por medio de las heces de los (Triatominae) que infestan las viviendas de
muchas regiones de latinoamérica y se alimentan de la sangre de sus habitantes (Chagas,
1909; Abad-Franch y Aguilar, 2000).
3.1.2. EPIDEMIOLOGÍA
La ECh se extiende desde el sur de los Estados Unidos hasta la zona central de
Chile y Argentina. A nivel mundial, la trypanosomiasis americana es considerada como la
tercera enfermedad tropical más relevante tras la malaria y la esquistosomiasis (WHO,
1991; Moncayo, 1999). En cambio, a nivel nacional se estima que alrededor del 25 % de la
población ecuatoriana (3.5 millones de personas) están expuestas a la transmisión del
parásito Trypanosoma cruzi, agente causal de esta enfermedad; de éste porcentaje,
18
aproximadamente 165 000 a 300 000 personas serían seropositivas (WHO, 1991; Aguilar
et al., 2001).
La presencia de colonias domésticas de triatominos es por lo tanto, la fuente más
importante de riesgo epidemiológico para las personas (WHO, 1991; Tanowitz et al., 1992;
Kirchhoff, 1993).
El tipo de vivienda y las acumulaciones desordenadas de materiales puede ser el
principal factor que incrementa el riesgo de contraer la infección por T. cruzi entre las
personas que viven en zonas rurales, y en algunos casos, en zonas urbanas de
Latinoamérica, donde los triatominos están presentes (Moreno y Caracavallo, 1999;
Salvatella et al., 1998).
3.1.3. ETIOLOGÍA
3.1.3.1. Trypanosoma cruzi: AGENTE ETIOLÓGICO DE LA ECh
Trypanosoma cruzi es un parásito protozoario y flagelado que infecta a un amplio
rango de hospederos, especialmente vertebrados, incluyendo al ser humano.
Durante su ciclo vital cambia de formas dependiendo del hospedero y del tejido
donde se aloje (Marquardt et al., 2000). Las diferentes formas del parásito en su ciclo de
vida son identificadas por la posición relativa del kinetoplasto en relación con el núcleo
celular y el lugar donde emerge el flagelo (Brener, 1992). Principalmente se reconocen
cuatro estadios: tripomastigote metacíclico, tripomastigote sanguíneo, amastigote y
epimastigote. Los tripomastigote son, por lo general, las formas sanguíneas en los
hospederos vertebrados y las formas infectivas encontrados en los vectores. La forma de
tripomastigote sanguíneo es ingerida por el insecto vector al alimentarse de mamíferos
19
infectados. En el estómago de los insectos hematófagos se transforman en formas cortas y
migran hacia el intestino medio en donde se transforman en epimastigotes; los
epimastigotes son las formas multiplicativas que se encuentran dentro de los vectores,
estos llegan a la porción posterior del intestino del vector donde evolucionan a
tripomastigotes metacíclicos, forma que infecta al hospedero mamífero. Los
tripomastigotes metacíclicos se encuentran en las heces de los insectos, que por distintas
vías, pueden penetrar al hospedero e infectar células. Los amastigotes son las formas no
móviles, carentes de flagelo, que se encuentran dentro de las células del hospedero
vertebrado. En el interior de la célula, el tripanosoma evoluciona nuevamente a
tripomastigote sanguíneos que son liberados al espacio extracelular y al torrente sanguíneo
(Brener, 1992; Guzmán- Marín et al., 1999; Marquardt et al., 2000) (Figura 1).
3.1.3.2. RUTAS DE TRANSMISIÓN DE LA ECh
La vía de transmisión más importante es la vectorial, a través de las heces de los
triatominos que contengan las formas tripomastigotes metacíclicos (Guzmán-Marín et al.,
1999). Estas formas infectantes al depositarse con las deyecciones del insecto en la piel o
mucosas de un mamífero puede penetrar e iniciar la infección; la cual ocurre en áreas
rurales donde la precariedad de la vivienda, el hacinamiento y las pobres condiciones de
higiene, facilitan la proliferación de los insectos (Schofield, 1994). La segunda forma de
transmisión conocida, y la primera en importancia para las zonas urbanas, es la transmisión
sanguínea (WHO, 2002).
La tercera vía de transmisión es la transplacentaria o congénita, tanto en zonas
rurales como urbanas, involucrando a mujeres chagásicas en edad reproductiva, que
infectan a sus hijos en el proceso de gestación. La falta de control prenatal y del niño
20
sospechoso de infección, contribuyen a la ocurrencia de esta forma de transmisión
(Kirchhoff, 1993; Aguilar et al., 1999; Sherlock, 1999; Coura y Castro, 2002).
Los transplantes de órganos de donantes infectados, la transmisión oral,
probablemente importante en brotes familiares de ECh aguda asociados al consumo de
jugos de frutas contaminados por el parásito, y señalada como un peligro potencial
relacionado con la caza de mamíferos silvestres y el consumo de su carne y por último los
accidentes de laboratorio (Torres de Quinteros et al., 1990; Kirchhoff, 1993; Schofield,
1994; Aguilar et al., 1999; Sherlock, 1999; Valente et al., 1999; Coura y Castro, 2002;
WHO, 2002).
3.1.4. SINTOMAS DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS (ECh)
La enfermedad de Chagas en período de incubación dura entre 7 y 10 días en los
casos de transmisión vectorial y de 7 a 40 días en los casos de contagio por transfusión de
sangre contaminada (WHO, 1991). La fase aguda aparece casi inmediatamente después de
la infección y se caracteriza por un estado de malestar general acompañado de
manifestaciones clínicas diversas, éstas pueden incluir: inflamación (chagoma) a nivel del
sitio de entrada del parásito. Cuando el sitio de entrada es la conjuntiva o los párpados, se
observa edema palpebral, llamado Signo de Romaña. Entre otros síntomas tenemos: fiebre
alta, escalofrío, debilidad, inapetencia, edema de la cara y extremidades, linfadenopatía,
hepatoesplenomegalia, meningoencefalitis y severa miocarditis (Guevara, 1997). En caso
de ausencia de tratamiento, esta fase puede continuar hasta por dos meses se puede
manifestar a cualquier edad, pero los más afectados son los niños menores de 10 años en
21
los que se ha observado mortalidad del 2 al 8 % (Guevara, 1997; Abad-Franch y Aguilar,
2000).
Las lesiones debidas a la ECh se desarrollan entre los 10 a 20 años después de
iniciada la fase aguda; la acumulación de daño en los tejidos se manifiesta en fallas
cardíacas (presente en el 27% de los infectados), lesiones digestivas (presente en el 6%) y
problemas neurológicos (presente en el 3%) (WHO, 1991; Guevara, 1997).
Las manifestaciones clínicas en la mayoría de los casos se detectan en la etapa
crónica, éstas se caracterizan por trastornos cardíacos y/o de algunos segmentos del tracto
digestivo como el esófago y el colon (Guevara, 1997).
Los tratamientos que se pueden seguir, dependen primeramente del conocimiento
en la fase que se encuentra y de la disponibilidad de los medicamentos. Su eficacia es
limitada y son tóxicos, de modo que su administración sólo está indicada en pacientes de
fase aguda y en menores de 12 años (que presentan una mejor tolerancia); los efectos
secundarios son importantes y requieren frecuentemente un seguimiento clínico, sin
embargo, estos tratamientos son costosos, y en la práctica inaccesibles para la mayoría de
los pacientes (Abad-Franch y Aguilar, 2000).
El tratamiento específico se basa en el uso de drogas tripanocidas. Los fármacos
disponibles presentan aún problemas serios de eficacia y tolerancia. Se recomienda el uso
de Benzinidazol (ROCHE®) y Nifurtimox (BAYER®), que depende de la edad, y de la
fase en la que se encuentra la persona para administrarla (Abad-Franch y Aguilar, 2000).
22
3.2. TRIATOMINAE, VECTORES DE LA ENFERMEDAD DE CHAGAS
3.2.1. TAXONOMÍA Y SISTEMÁTICA
Los triatominos están incluidos dentro de la clase Insecta, orden Hemiptera,
suborden Heteroptera, familia Reduviidae y subfamilia Triatominae, ya que son chinches
hematófagos o chupadores de sangre. Triatominae se dividen en cinco tribus, las más
importantes son: Triatomini y Rhodniini (Abad-Franch et al., 2001a). Todos los
triatominos de importancia epidemiológica (Triatoma, Panstrongylus y Rhodnius) son
géneros que pertenecen a estas dos tribus (Figura 2). Las otras tribus (Cavernicolini,
Bolboderini y Alberproseniini) nunca han sido comprobadas como transmisores de
enfermedad humana (Abad-Franch et al., 2001a).
Algunas especies de triatominos pueden alimentarse en ocasiones de otros insectos
o arañas. Parecería que la adaptación a alimentarse de sangre es probablemente una
especialización que deriva de los hábitos predadores. Al adaptarse a chupar la sangre de
animales, el aparato bucal, picador-chupador, de los triatominos ha evolucionado de forma
similar en los diferentes géneros y especies. Así, la forma del rostro o probóscide ha
terminado siendo muy parecida en todos los triatominos y sirve para diferenciarlos de otros
chinches, que pueden ser predadores o fitófagos (que se alimentan de la savia de las
plantas) (Abad-Franch et al., 2001a) (Figura 3).
En los triatominos, el rostro está compuesto por tres segmentos. En el tercer
segmento se encuentra una membrana, la cual permite desplegarse hacia arriba y adelante
cuando el insecto está alimentándose (Abad-Franch et al., 2001a) (Figura 3).
23
3.2.2. DISTRIBUCIÓN DE POBLACIONES DE TRIATOMINOS EN EL
ECUADOR
Los hemípteros de la subfamilia Triatominae (chinches verdaderos de hábitos
hematófagos) son los responsables de la mayoría (80-90%) de nuevos casos de infección
humana por Trypanosoma cruzi (Schofield, 1994; Dias et al., 2002). La presencia de al
menos 15 especies de triatominos ha sido reportada en el Ecuador (Abad-Franch et al.,
2001b).
Siete de las 15 especies que han sido registradas en el Ecuador, están
probablemente involucradas en la transmisión de T. cruzi a personas en diferentes partes
del país: Las dos especies vectoras más importantes del país son: Triatoma dimidiata
(Guayas, Manabí, Los Ríos, el Oro, Pichincha (zonas bajas); Napo y Sucumbíos deben ser
confirmadas) (Aguilar et al., 1999) y Rhodnius ecuadoriensis (Guayas, Manabí, el Oro,
Loja y Pichincha) (Figura 4); Triatoma carrioni en Loja (Grijalva et al., 2005); Rhodnius
pictipes, Rhodnius robustus y Panstrongylus geniculatus en la cuenca Amazónica, estas
especies son consideradas como las que actualmente transmiten T. cruzi a las personas en
las zonas endémicas (Aguilar et al., 1999) Panstrongylus rufotuberculatus y Panstrongylus
chinai en zonas más restringidas (Abad-Franch et al., 2001a).
El peso epidemiológico de Pansrongylus howardi y Panstrongylus herreri es
incierto. Otras especies registradas (Eratyrus mucronatus, Eratyrus cuspidatus,
Cavernicola pilosa, Triatoma venosa y Triatoma dispar) parecen ocupar exclusivamente
hábitats silvestres, y se considera que tienen poca o ninguna importancia como vectores
(Aguilar et al., 1999; Abad-Franch et al., 2001b).
En cuanto a su distribución general en el Ecuador existen registros de la presencia
de diversas especies de triatominos en 17 provincias del país de las 21 provincias
24
continentales. La distribución corresponde a zonas de vida de entre el nivel del mar hasta
los 2 650 msnm que corresponde a un registro de Triatoma carrioni (Lent y Wygodzinsky,
1979; Abad-Franch et al., 2001a). Los triatominos ocupan áreas con un amplio rango
climático, incluyendo zonas con pluviosidad anual desde 62.5-125 mm/año en zonas de
desierto tropical hasta 2 000-4 000 mm/año en zonas de bosque lluvioso, y temperaturas
medias anuales desde 12-18 ºC en el bosque montano bajo hasta 24-26 ºC en zonas
costeras de bosques secos tropicales (Abad-Franch et al., 2001a).
3.2.3. ECOLOGÍA Y COMPORTAMIENTO DE LOS TRIATOMINOS
La adaptación a la hematofagia parece estar estrechamente relacionada con algunos
aspectos del comportamiento y la ecología. Muchas especies de triatominos se han
adaptado a vivir en ambientes donde hay alimento disponible (mamíferos o aves) en
suficiente cantidad a lo largo del año (Abad-Franch et al., 2001b).
3.2.3.1. HABITAT
Si bien los triatominos son insectos primitivamente silvestres, el proceso de
radiación de los mismos hacia ecotopos artificiales es un fenómeno dinámico y actual que
se refleja en la existencia de numerosas especies que invaden y colonizan la vivienda
humana y sus anexos (Zeledón et al., 1977).
Los principales habitats dónde encontramos son: silvestre y peridoméstico:
palmeras, árboles huecos, rocas, nidos de distintos animales, como los de ardillas; cuevas
habitadas por murciélagos, madrigueras de mamíferos, árboles muertos caídos, bromelias,
entre otros. Lugares propicios dónde algunos mamíferos oportunistas, como roedores y
25
raposas ofrecen a los triatominos una fuente de alimento abundante y muy estable a lo
largo del año. Doméstico: viviendas humanas, acumulaciones de objetos como leña, y
productos agrícolas dentro de las viviendas, donde las personas también puede formar
parte de su dieta (Zeledón et al, 1977; Abad-Franch et al., 2001a).
3.2.3.2. EFICACIA VECTORIAL
Entre las características que definen un vector eficiente del T. cruzi, se incluyen el
comportamiento alimentario, el ritmo de las deyecciones, así como el número de picadas
realizadas durante el proceso de alimentación (Diotaiuti et al., 1995). El lapso de tiempo
transcurrido entre el inicio de la alimentación y la defecación de los triatominos es un
factor involucrado en la transmisión de T. cruzi, ya que el parásito se encuentra en las
heces y no en la saliva de los insectos infectados (Abad-Franch et al., 2001a).
Los triatominos para llevar a cabo sus funciones vitales necesitan sangre de
vertebrados silvestres o domésticos. La cantidad de sangre ingerida varía dependiendo del
estadio en el que se encuentren (Juárez y Castro Silva, 1982). La rapidez con que un
insecto completa su alimentación, o sea su capacidad intrínseca de succión, aliada al menor
número de interrupciones, (con un número menor de picadas subsecuentes), aumenta sus
posibilidades de supervivencia, tanto desde el punto de vista de su protección contra las
reacciones del hospedero, como de la posibilidad de obtención de sangre necesaria para el
proceso de muda para el siguiente estadio evolutivo, con un solo alimento (Buxton, 1930;
Rabinovich, 1978).
La literatura existente con relación a la sangre ingerida por varias especies de
triatominos, sugiere que todavía quedan numerosos interrogantes por aclararse sobre su
metabolismo. Es decir que, existen pocas referencias sobre el comportamiento alimentario,
26
salvo su conducta selectiva bien marcada. Algunos interrogantes se basan en si un solo
alimento proporciona la cantidad de sangre necesaria para mudar en ambientes naturales, o
si existen alimentaciones que facilitan su evolución. Los antecedentes se basan en
experiencias de laboratorio, con todas las restricciones que ellas implican (Juárez y Castro
Silva, 1982).
La cantidad de sangre que los insectos adultos de algunas especies toman en
promedio para completar su ciclo de vida es de alrededor de 2 500 mg en el caso de
Triatoma infestans, y 600 mg en caso de R. ecuadoriensis (Abad-Franch et al., 2001a).
3.2.4. CICLO DE VIDA
Los triatominos son hemimetábolos. De huevo pasan por cinco estadio ninfales
(larvas sin alas) y un estadio imaginal (adultos alados). La obtención de sangre en los
triatominos es indispensable para la muda y la continuación de su desarrollo (Abad-Franch
et al., 2001a; Cáceres, 2005).
El ciclo de vida de los triatominos oscila entre 4 y 16 meses o más. Muchos
triatominos se adaptan a condiciones de laboratorio con temperaturas que fluctúan entre los
24ºC y 27ºC, y a una humedad relativa entre 70% y 75%, con la finalidad de conocer el
ciclo biológico de cada especie (Cáceres, 2005).
Los huevos son colocados entre 10 y 15 días después de la cópula. Algunas
hembras no apareadas pueden poner algunos huevos, pero éstos serán infértiles (Cáceres,
2005). Las hembras fértiles generalmente ponen huevos una sola vez, pero en muchos
casos continúan poniendo huevos durante toda su vida (Friend et al., 1965). El número de
huevos puestos por hembra y la frecuencia de la ovipostura depende principalmente de la
cantidad de sangre ingerida (Patterson, 1979). En la mayoría de los casos, cada hembra
27
pondrá entre 100 y 600 huevos durante su vida. Los triatominos son de hábitos terrestres,
generalmente colocan sus huevos individualmente o en grupo, en cualquier lugar que
encuentre la hembra, depende mucho de la especie, ya que algunos ponen en la tierra,
madera, o en diferentes lugares donde pueda adherirse (Abad-Franch et al., 2001b;
Cáceres, 2005)
Los huevos son de forma oval, más o menos elípticos, presentan un opérculo en
uno de sus extremos, por el cual emerge la ninfa I. A la puesta, los huevos son de color
blanco-perla o gris, posteriormente cambian a rosado o rojizo a medida que el embrión se
desarrolla (Cáceres, 2005). El tiempo que transcurre desde la puesta de los huevos hasta
que eclosiona la ninfa I varía para cada especie; también varía para una misma especie
cuando habitan en regiones diferentes (Cáceres, 2005). En algunas especies de triatominos
el tiempo de incubación oscila entre 10 y 30 días.
Presenta cinco estadios ninfales. Transcurridos de dos a tres días después de
emerger, las ninfas ya están listas para alimentarse; de no conseguir alimento pueden pasar
varias semanas en ayunas (Cáceres, 2005).
Todas las etapas de ninfas normalmente se alimentan de la misma variedad de
huéspedes que los adultos presentes en el mismo hábitat. Bajo buenas condiciones, las
ninfas pueden ingerir sangre hasta nueve veces su peso, mientras que los adultos,
aproximadamente, de 2 a 4 veces (Cáceres, 2005). Generalmente, las ninfas que están en el
quinto estadio son las que absorben la mayor cantidad de sangre, esto va algunas veces de
400 a 1 000 mg. Todos los estadios ninfales, así como los adultos, pueden sobrevivir
durante períodos largos sin ingerir alimento, llegando en algunos casos hasta 11 meses de
ayuno (Friend et al., 1965; Patterson, 1979).
28
Los triatominos adultos se diferencian de la ninfa por sus alas anteriores y
posteriores bien desarrolladas y por ser sexualmente maduros, con los genitales
completamente desarrollados (Cáceres, 2005).
La hembra copula sólo una vez y después de ser fecundada comienza la postura,
antes de los 30 días. En algunas especies pueden observarse hasta 40 posturas que
sobrepasan los 200 huevos por hembra (Cáceres, 2005).
3.3. Rhodnius ecuadoriensis. GENERALIDADES
Rhodnius ecuadoriensis se considera el segundo vector de ECh en el Ecuador. La
presencia de R. ecuadoriensis se ha registrado en más de 80 localidades del país,
correspondientes a cinco provincias (Pichincha, Manabí con el mayor número de registros,
Guayas, El Oro y Loja). Ésta especie puede ocupar zonas entre 0 y 900 m de altitud (>2000
m en condiciones domésticas), con grandes variaciones de pluviosidad anual (125-4000
mm) y temperaturas promedio entre 18ºC y 26ºC (Abad-Franch et al., 2001a; Abad-
Franch, 2002) (Figura 4).
3.3.1. DISTRIBUCIÓN Y HÁBITAT DE Rhodnius ecuadoriensis
Rhodnius ecuadoriensis está ampliamente distribuida en el centro y el sur del
Ecuador y en el norte del Perú. Esta especie puede encontrarse en palmeras del género
Phytelephas aequatorialis, las cuales son abundantes en Manabí y Pichincha, pero se lo
encuentra con mayor frecuencia en hábitats domésticos y peridomésticos en las provincias
del sur, el Oro y Loja, donde las palmeras son menos abundantes (Abad-Franch, 2002).
Existe la hipótesis que las poblaciones domésticas del norte del Perú han sido accidentalmente
importadas desde el sur del Ecuador (Schofield y Dujardin, 1997), adicionalmente, se puede
29
pensar que algunas poblaciones silvestres en las regiones del sur de nuestro país, podrían
haberse adaptado a nuevos ecotopos, huecos de árboles, cuyeras, nidos de gallinas y otras
aves. Además, se cree que están relacionadas con nidos de ardillas, roedores, marsupiales
(raposas) y los humanos (Schofield et al., 1999; Abad-Franch et al., 2001a; Abad-Franch,
2002) (Figura 5).
R. ecuadoriensis se considera vector primario en los valles interandinos de Loja y
el Oro. Allí sus poblaciones parecen estrictamente asociadas con hábitats humanos, estas
zonas coinciden con las de mayor tasa de seroprevalencia en el país, que alcanzan, según
algunos estudios recientes, entre el 3.9 y el 16% (Abad-Franch, 2002; Grijalva et al.,
2005). La infestación de esta especie en estas áreas nos indica un promedio de 78
especimenes por casa infestada (Abad-Franch, 2002; Grijalva et al., 2005). Además, las
poblaciones del norte del Perú, vecinas a las mencionadas en Ecuador, exhiben un
comportamiento similar (Aguilar et al., 1999; Abad-Franch et al., 2001b; Cuba Cuba et al.,
2002). En el Perú, R. ecuadoriensis sólo ha sido encontrado en hábitats domésticos-
peridomésticos de zonas áridas del norte, con baja pluviosidad de 0-125 a 1 000- 2 000
mm/año y temperaturas entre 16.5 y 30ºC. Dos registros indican que algunas poblaciones
domésticas de R. ecuadoriensis han alcanzado las partes altas (andinas, con clima seco)
(Abad-Franch et al., 2001b; Abad-Franch, 2002; Cuba Cuba et al., 2002).
3.3.2. MORFOLOGÍA DE Rhodnius ecuadoriensis
Rhodnius ecuadoriensis es un triatomino pequeño, de color marrón claro arenoso,
con marcas más oscuras distribuidas por diferentes zonas del cuerpo y por los ápices
corporales, estas marcas consisten en bandas o manchas irregulares, el patrón cromático de
manchas oscuras irregulares sobre fondo claro amarillento es más conspicuo en las patas.
30
En cuanto a su tamaño, tomando en cuenta la longitud total de los adultos, los machos
miden 12.5 - 13.5 mm, mientras que las hembras son de 14.5 mm. La anchura máxima del
pronoto en machos 2.5 - 3.0 mm y en hembras 2.8-5.2 mm. La anchura máxima del
abdomen en los machos 3.8 - 4.2 mm, mientras que en las hembras es de 4.8-5.2 mm (Lent
y León, 1958).
Su cabeza es de aspecto rugoso, relativamente corta y ancha en comparación con
otras especies del mismo género, sus ojos son relativamente pequeños; el segundo
segmento de las antenas presenta los 2/5 apicales de color marrón oscuro; el resto es claro
con un ligero manchado, y más oscuro que el fondo. El tercer segmento es más oscuro en
la mitad basal (Lent y León, 1958).
El cuello es claro en su parte basal y oscuro en los laterales. El pronoto tiene el
lóbulo anterior de aspecto granuloso y el lóbulo posterior granuloso-rugoso.
El escutelo es de color claro, prolongándose hasta la superficie dorsal del proceso
posterior (Lent y León, 1958).
Los hemelitros son de color pajizo o arenoso, incluyendo la venación; los espacios
entre las venas muestran bandas y manchas oscuras irregulares con un modelo más claro
sobre las mismas (Lent y León, 1958).
Las patas son de color marrón claro amarillento o arenoso, con un patrón de
manchas irregulares más oscuras especialmente conspicuo en los fémures. Esta
característica comparte con otras especies del mismo género, entre las cuales tenemos:
Rhodnius pallescens, Rhodnius pictipes y Rhodnius stali. Estas cuatros especies son las
más cercanas entre sí que el resto de especies del mismo género (Abad-Franch, 2002)
El abdomen es de color marrón claro-amarillento arenoso con manchas ventrales
irregulares de color marrón oscuro. Los segmentos conexivales presentan una mancha
31
oscura que ocupan la mitad o el tercio anterior de cada tergito. Esta mancha es también
visible por la parte inferior del abdomen (Lent y León, 1958) (Figura 6).
3.4. PROGRAMA DE CONTROL
La ECh es un problema de salud pública asociado a la pobreza de nuestra gente y a
las malas condiciones de vivienda. A través de los procesos de colonización, cada vez más
frecuentes en nuestro medio, al igual que las actividades agrícolas, el hombre invade el
bosque obligando la domiciliación de los insectos vectores. De igual manera, las
migraciones de habitantes de regiones endémicas hacia nuevas áreas en busca de mejores
condiciones de vida (Vallejo et al., 1997) han facilitado la expansión de esta enfermedad.
Más que cualquier otra enfermedad parasitaria, la ECh se relaciona con el
desarrollo económico y social de la población: los insectos triatominos y la enfermedad
que ellos transmiten existirá mientras en Latinoamérica persista la vivienda inadecuada, la
migración frecuente de personas y la rápida urbanización (Abad-Franch et al., 2001b)
Hasta que no cambien estas condiciones para lo cual habrán de transcurrir muchos años, se
deberá continuar en la lucha contra la enfermedad.
La estrategia de control deberá tener algunos componentes, como la educación y la
participación comunitaria, el control de los vectores mediante el rociamiento con
insecticidas incluyendo el saneamiento peridomiciliario, y mejoramiento de la vivienda,
seguido de bioensayos de campo y laboratorio que permita seleccionar de manera adecuada
los productos químicos a utilizar. La vigilancia médica y de control de la transmisión por
vía transfusional, control de la seropositividad mediante el tamizaje de las donaciones en
los bancos de sangre, descartando la sangre contaminada (Schofield y Dujardin, 1997;
Vallejo et al., 1997; WHO, 1997; Moncayo, 1999).
32
La tendencia evolutiva de los triatominos parece involucrar la adaptación a nuevos
hábitats, dentro de los cuales estaría el habitat ofrecido por las viviendas rurales típicas de
los sectores más pobres de Latinoamérica. Así, algunos de estos triatominos invadieron y
colonizaron viviendas humanas y su periferia. Estas especies son calificadas como de gran
importancia epidemiológica, sin embargo, la mayoría de los triatominos son especies
silvestres. Durante mucho tiempo, los vectores silvestres de T. cruzi han sido considerados
de bajo interés epidemiológico, por su escasa frecuencia de acercamiento a edificaciones y
construcciones humanas, pero a medida que se ha erradicado el vector doméstico, cobran
más importancia, sobre todo en aquellas áreas donde establecen contacto con el hombre
(Abad-Franch, 2002)
3.5. IMPORTANCIA DE INVESTIGAR LOS INSECTOS TRANSMISORES DE
LA ENFERMEDAD DE CHAGAS
La ECh es uno de los graves problemas de salud en América Latina y en el
Ecuador. R. ecuadoriensis, segundo vector de esta enfermedad, distribuido principalmente
en ecotopos silvestres (Phytelephas aequatorialis), y hábitat peridomésticos, podría ir
colonizando diferentes ambientes, entre ellos el doméstico, habitats dónde encuentren
disponibilidad de alimento.
La información descriptiva que se tiene de esta especie se realizó en el año de
1958, por Lent y León.
La descripción detallada y estudios entomológicos de insectos transmisores de la
ECh es fundamental para determinar su importancia epidemiológica y diseñar programas
de control efectivos. Al momento, no existen suficientes estudios acerca del ciclo de vida y
los patrones de alimentación y defecación de R. ecuadoriensis. Por su amplia distribución
geográfica, es indispensable llevar a cabo una investigación que profundice el
33
conocimiento de estos tópicos que pueda servir como base para actividades de vigilancia
efectivas.
Al ser considerada a R. ecuadoriensis como el segundo vector de la ECh, este
estudio de ciclo de vida y patrones de alimentación y defecación nos permitirá determinar
si esta especie es un vector efectivo de la ECh y observar si existen o no diferencias entre
el ciclo de vida, como también en la cantidad de sangre que ingiere cada individuo hasta
completar su ciclo de desarrollo en dos provincias (Manabí y Loja).
Partiendo de esta hipótesis, se han planteado los siguientes objetivos:
3.6. OBJETIVO GENERALES Y ESPECÍFICOS
3.6.1. OBETIVO GENERAL
Determinar, describir y comparar el ciclo de vida y los hábitos de alimentación y
defecación de R. ecuadoriensis recolectadas en las provincias de Manabí y Loja, bajo
condiciones de laboratorio.
3.6.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
- Conocer el tiempo que necesita para el desarrollo desde huevo hasta el estado adulto de
R. ecuadoriensis.
- Observar el porcentaje de especimenes de R. ecuadoriensis que pasan de un estadio a otro
hasta llegar a ser adulto, para poder predecir el potencial de infestación de esta especie
vector.
34
- Establecer si existen diferencias en los hábitos de alimentación y defecación entre
poblaciones de R. ecuadoriensis.
- Determinar la cantidad de sangre ingerida por cada uno de los especimenes y establecer
las diferencias entre los especimenes pertenecientes a las diferentes localidades.
- Estimar el periodo transcurrido desde la alimentación hasta la primera defecación en los
especimenes de R. ecuadoriensis de las diferentes provincias, para poder predecir el
potencial vectorial de esta especie vector.
- Determinar si existen diferencias en el largo del cuerpo de los especimenes adultos, tanto
machos y hembras de R. ecuadoriensis de las diferentes provincias.
Las preguntas formuladas a continuación pretenden alcanzar los siguientes
objetivos. Para cada pregunta se platearán hipótesis. La hipótesis nula se indica como H0, y
la hipótesis alternativa como H1.
3.6.3. CICLO DE VIDA
3.6.3.1. PREGUNTA 1
¿El tamaño de los especimenes de R. ecuadoriensis está relacionado con el tiempo
de desarrollo del ciclo de vida?
H0: El tamaño del cuerpo de los especimenes recolectados en la provincia de Manabí no
está relacionado con el tiempo de desarrollo del ciclo de vida?
35
H1: El tamaño del cuerpo de los adultos de R. ecuadoriensis está relacionado con el tiempo
de desarrollo de ciclo de vida de los especimenes recolectados en la provincia de Manabí?
3.6.3 HÁBITOS DE ALIMENTACIÓN Y DEFECACIÓN
3.6.4.1. PREGUNTA 1
¿El tiempo estimado que transcurre desde la alimentación hasta la primera
defecación influye para conocer cuál es la eficacia vectorial. ¿El tiempo en minutos que se
demora en alimentarse y defecar durante la alimentación, como en los quince minutos
posteriores es el mismo o similar en los especimenes recolectados en las dos provincias
(Manabí y Loja)?
H0: Los especimenes de R. ecuadoriensis, recolectados tanto en la provincia de Manabí
como en Loja requieren del mismo tiempo (minutos) para alimentarse. Y el tiempo de
defecación es el mismo en los especimenes de ambas provincias?
H1: En los especimenes de R. ecuadoriensis recolectados en la provincia de Loja se
observa diferencias en el tiempo transcurrido durante los patrones de alimentación y
defecación con respecto a los especimenes de Manabí?
3.6.4.2. PREGUNTA 2
¿Las mediciones del largo del cuerpo de los especimenes de R. ecuadoriensis está
relacionado con la cantidad de sangre que ingieren en cada uno de los estadios ninfales y
en los adultos?
36
H0: El tamaño del cuerpo de los adultos R. ecuadoriensis de las dos provincias (Manabí y
Loja) no está relacionado con la cantidad de sangre ingerida en cada uno de los estadios
ninfales, como en los adultos?
H1: El tamaño del cuerpo de los adultos de R. ecuadoriensis influye en la cantidad de
sangre ingerida tanto en los estadios ninfales como en la etapa adulta?
3.5.4.3. PREGUNTA 3
¿Los mg de sangre ingeridos por los especimenes de los distintos estadios ninfales
de R. ecuadoriensis son similares tanto en insectos recolectados en la provincia de Manabí
como en los de Loja?
H0: Los estadios ninfales de R. ecuadoriensis ingiere los mismos mg de sangre tanto en los
especimenes de Loja como los de Manabí?
H1: Los especimenes ninfales de R. ecuadoriensis de Manabí consumen más mg de sangre
que los especimenes recolectados en Loja?
3.5.4.4. PREGUNTA 4
¿Los mg de sangre ingeridos por parte de los adultos de R. ecuadoriensis son
similares en los insectos recolectados tanto en las provincias de Manabí como en Loja?
H0: Los adultos de R. ecuadoriensis ingieren los mismos mg de sangre tanto en los
especimenes de Loja como los de Manabí.
H1: Los adultos de Manabí consumen más mg de sangre que los especimenes recolectados
en Loja.
37
Con estos datos, se pretende reunir información que sirva como base, para estudios
posteriores tanto a mediano como a largo plazo, no solo con esta especie vector, R.
ecuadoriensis sino con otras especies; para el diseño e implementación de programas de
control de la enfermedad de Chagas.
38
4.- MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. AREA DE ESTUDIO
El estudio se llevó a cabo en cuatro comunidades rurales, de bajos recursos
económicos, en las provincias de Manabí y Loja. En su mayoría, las poblaciones humanas
de estas comunidades se dedican a la agricultura y ganadería para su subsistencia.
Es importante mencionar que, si bien el tipo de construcción de las viviendas de las
comunidades tanto en Loja como en Manabí son diferentes, las de Loja son construidas de
barro y bareque, las de Manabí son de ladrillo y caña guadúa; en las viviendas de ambas
provincias presentaron en el domicilio, como en el peridomicilio acumulación de productos
agrícolas como también otros materiales (leña, madera, ladrillos, piedras y tejas); sitio
propicio para la anidación de ratas, ratones y raposas.
4.1.1. PROVINCIA DE MANABÍ
La provincia de Manabí, se localiza al noroccidente del Ecuador continental, entre
los paralelos 0 al norte y 2 al sur, y los meridianos 79 al oriente y 81 al occidente. Esta
provincia presenta un clima subtropical seco y húmedo. Manabí tiene una extensión de 350
Km2, una altitud promedio de 60 msnm y una temperatura promedio de 25 oC. Esta
provincia tiene una pluviosidad anual de 400 mm (INAMHI, 2005).
Las dos comunidades escogidas pertenecen al Cantón Portoviejo, San Gabriel
(S01.0127°, W80.3792° y a una altitud de 56 msnm) y Quebrada de Maconta (S01.0448°,
W80.3587° y a los 87 msnm). Los habitantes de estas comunidades se dedican a la
39
agricultura, principalmente a los cultivos de la caña de azúcar (Saccharum officinarum),
naranjas (Citrus sinensis), plátano (Musa paradisiaca), yuca (Manihot esculenta), entre
otros. En estas comunidades, existen poca cantidad de palmeras de tagua (Phytelephas
aequatorialis) pero encontramos gran cantidad de palmas de coco (Cocus nucifera). Otra
fuente de ingresos económicos es el comercio, actividad que se realiza con los sitios
aledaños de estas comunidades (Pinto, 2005).
4.1.2. PROVINCIA DE LOJA
En la provincia de Loja, se tomaron en cuenta dos comunidades, Algarrobillo
(S4.160°, W80.080°; 730-850 msnm), que se encuentra dentro del cantón Celica. Y la
comunidad de Naranjo Dulce, que pertenece al cantón Paltas, (S4.0788°, W79.7009;
1,121-1,683 msnm). Esta región tiene una pluviosidad anual de 400 mm anuales,
presentando dos estaciones lluviosas y dos secas, las estaciones lluviosas se observa una
desde febrero a mayo y la otra desde octubre a noviembre. Y las estaciones secas
pertenecen la una desde junio a septiembre y la otra desde diciembre a enero (Grijalva et
al., 2005). Estas comunidades presentan terrenos irregulares, con sus viviendas alejadas
unas de otras. Los habitantes de estas comunidades se dedican a cultivar: caña de azúcar
(Saccharum officinarum), café (Coffea arabica), maíz (Zea mays), maní (Arachis
hypogaea) y árboles frutales como: papaya (Carica papaya) y naranja (Citrus sinensis).
40
4.2. BÚSQUEDAS ACTIVAS Y COLECCIÓN DE INSECTOS TRIATOMINOS
Las salidas de campo para la colección de triatominos se realizaron en las
comunidades de San Gabriel y Quebrada de Maconta en la provincia de Manabí, durante el
año 2004. En el año 2005 se visitó la comunidad de Algarrobillo en la provincia de Loja.
Adicionalmente, se tuvo acceso a colecciones realizadas por los miembros del Laboratorio
de Investigación en Enfermedades Infecciosas de la Pontificia Universidad Católica (LIEI),
recolectados en la población de Naranjo Dulce.
En las comunidades antes mencionadas, las búsquedas activas se efectuaron en el
domicilio y peridomicilio de manera directa, principalmente: en nidos de gallinas, cuyeras,
chancheras, montículos de piedras, maderas, leña, ladrillos, teja, productos agrícolas,
bodegas y demás estructuras cercanas a la vivienda, tratando de examinar cada rincón de
las viviendas de cada comunidad. Para realizar la captura y colección de triatominos, se
formaron grupos de 4 personas, el tiempo de búsqueda fue de 1 hora/hombre/domicilio y/o
peridomicilio. Esto quiere decir, que para completar una hora de búsqueda cada persona
debió trabajar durante 15 minutos.
Para cumplir con las normas de bioseguridad, los asistentes de campo fueron
dotados con los siguientes elementos: guantes de látex, botas de caucho, mascarillas
respiradoras, gorras y overoles.
Toda la información fue registrada en fichas entomológicas, y para la colección los
insectos fueron colocados dentro de frascos, perfectamente etiquetados con marcador
indeleble conjuntamente en un papel con el código de la vivienda, la fecha y lugar dónde
se hallaron a los insectos vectores. Las muestras, fueron llevadas vivas al insectario del
LIEI para su mantenimiento.
41
4.3. DESCRIPCIÓN DE LA INCUBADORA
Los especimenes recolectados se mantuvieron en la incubadora del LIEI de la
Pontificia Universidad Católica del Ecuador.
Esta incubadora, tiene la 2,30 m de largo, 1,50 m de alto y 0,70m de ancho. Consta
de dos recámaras con dos puertas cada una, para posibles comparaciones de humedad y
temperatura. El material con la que está hecha es de acero inoxidable, con un aislamiento
en espuma de poliuretano, las puertas con sellado hermético consta de dos controles
electrónicos con pantallas digitales para temperatura entre rangos de -20 a 45ºC, con dos
humidificadores controlados electrónicamente entre rangos de 10 a 95% de humedad. Este
sistema permite utilizar calor seco o calor húmedo de acuerdo a las necesidades.
Para simular el día y la noche, se utilizarán lámparas de luz fría, de 40 watts, 110
voltios con sistemas de control para fotoperiodos de 12 horas luz/12 horas oscuridad, con
posibles variaciones de tiempo. Algo muy importante es el sistema de circulación y
renovación de aire y el sistema de seguridad que impide que la temperatura sobrepase los
valores programados (Figura 7).
4.3.1. CONDICIONES DE CONSERVACIÓN DE LOS INSECTOS
RECOLECTADOS EN LAS PROVINCIAS DE MANABÍ Y LOJA
Las condiciones en las que se conservaron los especimenes recolectados en la
provincia de Manabí fueron: temperatura 27°±5°C; humedad relativa 75°±15% y
fotoperíodo, 12 horas de luz/oscuridad. A diferencia de las de Loja; temperatura 24°±6°C;
humedad relativa 70°±10% y de igual manera un fotoperíodo, 12 horas de luz/oscuridad.
42
Para establecer la temperatura y la humedad que se mantuvieron en la incubadora,
se tomaron en consideración los valores promedio que se registran en ambas provincias.
4.4. CICLO DE VIDA
4.4.1. SEPARACIÓN DE LOS ADULTOS Y PUESTA DE HUEVOS
Para la realización del experimento primeramente, se procedió a la separación de
adultos (machos y hembras) de las colonias que se mantuvieron en la incubadora del
insectario del LIEI, estos especimenes se colocaron en recipientes o frascos de vidrio de 10
cm de alto por 5 cm de diámetro, para que copulen y pongan huevos. Para simular un
ambiente propicio, se colocó dentro del frasco papel Whatman o papel filtro doblado en
forma de abanico y cortado las puntas para que los triatominos tengan el espacio suficiente
para caminar y llegar fácilmente a alimentarse.
Una vez que se obtuvieron los huevos, estos fueron colocados en recipientes de
vidrio de 5 cm de alto por 2 cm de diámetro (Screw cap vials, BIOQUIP, USA),
oportunamente etiquetados, dentro de cada frasco también se colocó un pedazo de papel
filtro o papel Whatman doblado en dos y cortados las puntas superior e inferior para
proveer el ambiente adecuado (Figura 8). Una vez nacidos los especimenes, se registraron
en las etiquetas: el código, y las fechas de la muda, esto nos sirvió para contabilizar y
conocer cuántos días se demoraron en pasar de un estadio a otro.
En las fichas, se registraron: el código, el número del individuo, la fecha de huevo y
las fechas de los siguientes estadios hasta llegar a ser adultos. Solo cuando llegaron a ser
adultos se registró el sexo del individuo (Anexo 1)
43
4.4.2. ALIMENTACION DE NINFAS EN ESTADIO I (NI)
Una vez que eclosionaron los huevos, se obtuvieron las ninfas I (NI) para la
investigación del ciclo de vida, para este propósito se consideraron 57 especimenes. En
cuanto a la alimentación de las ninfas I, primeramente se procedió a la toma de los ratones,
colocándolos inmovilizados en una malla plástica de 16 x 16 cm con poros de 2 mm.
Posteriormente se ubicaron a los ratones en un recipiente plástico y hermético de 30 cm de
largo, por 22 cm de ancho y 12 cm de profundidad, y se procedió a la alimentación.
La alimentación se efectúo sacando al especiemen (triatomino) de cada frasco y
colocándolo sobre el lado ventral del ratón, donde tiene menos cantidad de pelaje de esa
manera se facilitó la picada. Un tiratomino muerto también se le sacó y se colocó al lado de
la ninfa I (observaciones realizadas durante el desenvolvimiento de la tesis). El
ofrecimiento del alimento se realizó todos los días hasta la primera toma de sangre, de ahí
en adelante el ofrecimiento se realizó semanalmente.
Para el cuidado de los ratones se aplicaron las normas de mantenimiento de
roedores en laboratorio establecidas en Benavides y Guénet, 2003. Las edades de los
ratones oscilaron entre los 4 y 6 meses.
Se registraron el número de días, y el número de comidas ingeridas que necesitó
cada individuo para mudar y pasar de un estadio a otro, hasta llegar a ser adultos.
Cada frasco fue etiquetado registrando: el código de la población, el número del
especimen y la fecha exacta de la muda, (esto fue anotado, una vez que se observó la
exuvia en el frasco). Adicionalmente, se revisaron diariamente los frascos para ver el
estado de los insectos, es decir; si estuvieron muertos y/o vivos, o si mudaron. Todos estos
datos se registraron en la etiqueta y en las fichas (Anexo 1).
44
4.5.- HABITOS DE ALIMENTACIÓN Y DEFECACIÓN
Para la obtención de los datos de los hábitos de alimentación y defecación se
consideraron 40 especimenes de R. ecuadorensis por estadio y por provincia (Manabí y
Loja). Con respecto a los adultos, se separaron 20 especimenes machos y 20 especimenes
hembras, por cada provincia, contabilizando un total de 480 especimenes. Estas
poblaciones se las consideraron de acuerdo a las distintas áreas geográficas y por
encontrarse en el mismo hábitat siendo este: peridomicilio (nidos de gallinas).
En cuanto a la alimentación de los triatominos, especialmente los estadios (NII,
NIII, NIV y NV) y adultos se ofreció semanalmente sangre de ratón de laboratorio (Mus
musculus) por un tiempo de 15 minutos, si durante este lapso no ingerían sangre, se les
retiraba el alimento. Esto no ocurría con las ninfas I (NI), a las que se les ofreció el
alimento todos los días desde que eclosionaron hasta que aceptaron la primera toma de
sangre, de ahí en adelante el ofrecimiento del alimento fue de igual manera, cada semana.
Se registró el tiempo en las fichas pertinentes (Anexo 2).
Para la alimentación, se consideraron algunos puntos: 1. El tiempo que se demoró
en introducir el rostrum en la piel del ratón, conocido como el tiempo de picada. 2. El
tiempo límite de alimentación, siendo éste 25 minutos para la repleción, tiempo que se
considera desde el momento en que introduce el rostrum, hasta que lo retire; con el
propósito que todos los especimenes tengan el mismo tiempo para ingerir el alimento.
Se pesó cada individuo estudiado en una balanza (Mettler Toledo, AB54-S,
Switzerland), registrando su peso inicial y su peso después de la alimentación, es decir, su
peso final, en mg; esto nos sirvió para observar y analizar: cuántos mg aumentó durante sus
etapas de crecimiento, cuánta cantidad de sangre ingirió en cada toma dentro del mismo
estadio como también durante el paso de un estadio a otro.
45
Adicionalmente se registró el tiempo de cada defecación durante la alimentación y
a los 15 minutos posteriores.
Para la obtención de datos durante la alimentación y defecación como también para el
ciclo de vida se consideraron algunos puntos (Abad-Franch y Aguliar, 2000):
1. El número de veces que se alimentó cada individuo de R. ecuadoriensis hasta
completar el ciclo de desarrollo.
2. La cantidad de sangre que necesitó cada individuo para completar el ciclo de vida.
3. El tiempo de eclosión o muda hasta la siguiente toma de alimento.
4. El lapso de tiempo entre la presentación del huésped y la picadura.
5. El tiempo de alimentación (desde la perforación de la piel del huésped hasta la
repleción).
6. La cantidad de sangre ingerida en cada toma.
7. La resistencia al ayuno: pérdida de peso y mortalidad.
4.6. MEDICIONES DEL LARGO DEL CUERPO
Una vez que los especimenes llegaron a ser adultos, se tomaron mediciones del
largo del cuerpo desde la parte anterior del clípeo hasta la parte posterior del cuerpo
(genitales) para observar si existen o no diferencias entre el tamaño de las hembras y
machos de Manabí con respecto a las hembras y machos de Loja. Estos datos son muy
importantes, ya que podrían influenciar en la cantidad de sangre consumida en cada uno de
los estadios como también en el estado adulto (Figura 9).
Para este parte del experimento, se hicieron mediciones con un calibrador digital
(Digimatic Caliper, modelo CD-6”C) marca MITUTOYO, con un rango de medición de 0-
150 mm, con su respectivo cable (cable for SPC) y entrada USB (input tool-P S/2).
46
4.7. ANÁLISIS ESTADÍSTICO
El análisis estadístico, se realizó por medio de estadística descriptiva, con el fin de
obtener: la media aritmética, la desviación estándar y cuartiles. Estos cálculos nos
ayudaron para responder las preguntas tanto del ciclo de vida como también las de los
hábitos de alimentación y defecación.
Además se midieron el rango, amplitud, entre el mínimo y máximo de los días que
se necesitó para pasar de un estadio a otro.
Se midieron tres diferentes tipos de porcentajes de mortalidad:
Mortalidad Relativa (Mr): Número de ninfas muertas durante un estadio, dividido
para el número de ninfas muertas durante todos los estadios x 100.
Mortalidad Real (MR): Densidad de la población al comienzo de la generación, es
decir 100 x las ninfas muertas en cada estadio, dividido para el tamaño de cohorte al
comienzo de la generación.
Mortalidad absoluta (Ma): Número de ninfas muertas durante un estadio, dividido
para el número de ninfas que entran a ese estadio x 100.
Para los porcentajes de mortalidad, se consideraron el lx (número de especimenes
que entraron en un estadio x) y dx (número de especimenes que murieron en ese estadio x).
En ciertas poblaciones de insectos se suele aplicar tablas de vida, ya que al ser
difícil la estimación de la edad de manera directa; en estos casos, se suele evaluar el
tamaño de la población por los distintos estadios de desarrollo, encontrando una relación
entre el número de especimenes estudiados en cada uno de estos estadios de desarrollo y su
sobrevivencia, esto ocurre en el caso de R. ecuadoriensis que pasa por cinco estadios de
desarrollo ninfal antes de alcanzar la etapa adulta (Rabinovich, 1978).
47
Con el método de Service (1976) se calculó la estimación de la mortalidad, a partir
de la tabla de vida en poblaciones, existiendo una superposición de generaciones, esto
ocurre cuando no se puede conocer sus edades cronológicas, es decir, que la estructura de
la población viene dada, no por una distribución de edades, sino por una distribución de
clases de edades, por ejemplo, los estadios de desarrollo de un insecto de duración
desigual. En ciertas especies la duración de cada estadio es relativamente corta
(Rabinovich, 1978).
Para obtener la proporción relativa se siguió la fórmula propuesta por Rabinovich,
1978 (Anexo 3).
Las preguntas planteadas del ciclo de vida, fueron comprobadas con la prueba
estadística de Mann Whitney y con el coeficiente de correlación de Spearman. En el caso
de la primera prueba estadística, esta se aplica con muestras aleatorias extraídas
independientemente, cuyos tamaños no necesitan ser los mismos (Downie y Heath, 1983).
Es una alternativa a la prueba paramétrica t de student (Sánchez, 2002). Para la segunda
pregunta se analizó por medio del coeficiente de correlación de Spearman, para realizar
estos cálculos no se requiere que los datos correspondan a una distribución normal
divariada (Sánchez, 2002).
La primera pregunta planteada en los hábitos de alimentación y defecación, fue
analizada mediante la prueba de test binomial, la pregunta 2 fue respaldada por medio del
coeficiente de correlación de Spearman, la pregunta 3 y 4 mediante la prueba estadística de
Mann Whitney. La Prueba Binomial, se utiliza en situaciones en que una población es
estudiada bajo dos clases, todas las posibles observaciones tomadas de esa población,
corresponden a uno u a otra categoría discreta (Sánchez, 2002).
Los datos obtenidos de las mediciones del largo del cuerpo, se ingresaron a la
computadora. Por medio del programa SPSS fueron analizados, utilizando la prueba de t
48
para muestras independientes, esta prueba nos permite hacer comparaciones de las medias
(Sánchez, 2005). La hipótesis para poder utilizar esta prueba, es que en cada grupo la
variable estudiada siga una distribución normal (Downie y Heath, 1983).
49
5. RESULTADOS
5.1 BÚSQUEDAS ACTIVAS Y COLECCIÓN DE INSECTOS TRIATOMINOS
Se obtuvieron 449 triatominos en las comunidades de San Gabriel y Quebrada de
Maconta (Manabí) durante el año 2004 y 221 especimenes de R. ecuadoriensis en la
comunidad de Algarrobillo, Loja, en el año 2005.
5.2 RESULTADOS DEL CICLO DE VIDA DE Rhodnius ecuadoriensis EN LA
PROVINCIA DE MANABÍ.
Para el ciclo de vida, de R. ecuadoriensis en la provincia de Manabí, se
consideraron 100 huevos de los cuales eclosionaron 57 especimenes, que presentaron un
promedio de 15,12 días desde la eclosión del huevo hasta el NI, 48 pasaron a NII con un x
= 28,31 días (Tabla 1). Mudaron y continuaron el ciclo 34 especimenes con un promedio
de 34,94 días para pasar de NII a NIII; 28 ninfas NIII presentaron x = 41,61 días para
pasar a NIV; 26 especimenes pasaron al siguiente estadio NV con un x = 36,38 días, de
NV a adultos necesitaron un x = 37,19 días. Al finalizar el ciclo de los 57 especimenes se
obtuvieron 26 adultos, de los cuales 10 fueron machos y 16 hembras (Tabla 1).
El estudio en cohorte se demoró el x de 193,55 días en total, observando un rango
de 136 a 325 días (Tabla 1), lo que equivale a un rango generacional de 25,80 semanas
equivalente de 6 meses y medio (Figura 10).
El número de alimentaciones para completar el ciclo de vida varía desde 1
alimentación hasta 6 durante todo el estudio en cohorte. Así, de los 57 especimenes que
50
entraron al estadio 1 (NI), 50 necesitaron mínimo una alimentación para pasar al siguiente
estadio (87,72%) y 7 especimenes máximo 2 alimentaciones (12,28%); obteniendo un x =
0,96±0,38 (Tabla 2 y 3).
En NII, 43 especimenes necesitaron mínimo 1 alimentación (89,58%) y 5
especimenes necesitaron máximo 2 (10,42%) comidas para continuar al siguiente estadio,
obteniendo un ( x =1,04±0,20). Los 34 especimenes que continuaron el ciclo de vida y
pasaron a NIII, necesitaron una sola alimentación (100%), lo mismo ocurrió con los 28
especimenes que pasaron a NIV y los 26 que mudaron a NV (Tabla 2 y 3).
La mortalidad observada en el estadio I (NI) fue de 15,78%, en el segundo 24,56%
y a partir de este fue diminuyendo, observándose el 0% en NV (Tabla 2). El porcentaje de
mortalidad total fue de 54,36 % al terminar el ciclo.
La Tabla 4 muestra la mortalidad relativa (Mr), mortalidad real (MR) y mortalidad
absoluta (Ma), observándose para NI un Mr de 29,03 %, MR de 15,78% y un Ma de
15,78%, para NII un Mr de 41,16%, MR de 24,56% y un Ma de 29,16%. A partir del
segundo estadio fueron disminuyendo los tres tipos de mortalidades, observándose en el
NV un Mr, MR y Ma de 0%. El porcentaje de mortalidad total real (MR) fue de 54,36%.
El porcentaje diario de muertos en cada estadio se calculó aplicando el método de
Service, obteniéndose un 1,13% para el estadio I (NI), un 1,21% para el estadio II (NII),
0,55% para el estadio III (NIII), 0,18% en el cuarto estadio (NIV), y finalmente 0%
especimenes muertos a diario durante el V estadio (NV) (Tabla 5a y 5b) (Figura 11).
La primera pregunta ¿El tamaño de los especimenes de R. ecuadoriensis está
relacionado con el desarrollo del ciclo de vida? Aplicando el coeficiente de correlación de
Spearman, se acepta H0, es decir, no hay diferencias significativas (0,437>0,05),
indicándonos que no existe correlación entre el tamaño de los especimenes de Manabí con
su ciclo de vida (Tabla 6).
51
5.3. HÁBITOS DE ALIMENTACIÓN Y DEFECACIÓN DE R. ecuadoriensis EN LA
PROVINCIA DE MANABÍ
Se consideraron 40 especimenes de cada estadio, en el caso de NI el peso pre-
ingesta promedio fue de 0,2±0,08 mg; el peso post-ingesta fue de 3,1±0,78 mg, obteniendo
el tamaño de los ingesta de 2,8±0,70 mg de sangre, lo cual significa un aumento de
16,04±8,30 veces su peso inicial (Tabla 7).
En el caso de las NII, NIII, NIV y NV el tamaño de los ingesta fue x = 10,69±0,81
mg; 22,40±5,81 mg; 68,89±16,12 mg; 129,88±46,32 mg respectivamente. Las veces que
aumenta su peso va disminuyendo a medida que pasa de un estadio a otro, observando en
el NV el aumento de 6,43±2,04 veces su peso (Tabla 7) (Figura 12).
En las hembras, se observó el peso promedio de pre-ingesta de 58,64±5,44 mg, el
peso post-ingesta llegó a ser de 124,01±21,63 mg, el tamaño de los ingesta fue de
65,37±19,35mg de sangre, aumentando solamente 2,11±0,32 veces su peso (Tabla 7).
En los machos el peso pre-ingesta fue de 41,63±4,89 mg, el peso post-ingesta fue
de 85,30±11,99 mg, siendo el tamaño de los ingesta 43,68±14,50 mg de sangre,
aumentando 2,09±0,44 veces su peso inicial.
La Tabla 8 nos indica la dinámica de defecación por parte de los especimenes
estudiados. En el caso de las NI el tiempo promedio de picada fue de 4’42”±2’55”
minutos, alimentándose por un periodo de tiempo de 14’45”±3’33”, la primera defecación
se observó a los 59’11”±11’04”, el porcentaje de especimenes que defecaron tanto durante
la alimentación como en los 15’ posteriores fue del 0%. En el caso de las NII, el tiempo de
picada fue de 6’25’’±3’59’’ y el porcentaje de especimenes que defecaron en los 15’
posteriores fue del 37,5% (n= 15). A medida que pasan de un estadio a otro, el porcentaje
52
de especimenes que defecan durante la alimentación y en los 15’ posteriores va
aumentando así, en el quinto estadio (NV), 18 especimenes defecaron durante la
alimentación (45%), y 37 especimenes (92,5%) defecaron en los 15 minutos posteriores a
su alimentación (Figura 13).
Las hembras de R. ecuadoriensis (Manabí), presentaron un tiempo de picada
promedio de 6’37’’± 3’22’’, se alimentaron por un periodo de tiempo promedio de
24’02’’± 5’26”, la primera defecación la realizaron a los 22’10’’ ± 5’25’’. De los 20
especimenes 15 especimenes defecaron mientras se alimentaban (75%) y el 100 % de los
especimenes defecaron en los 15 minutos posteriores (Figuras 14 y 15). Se observó que
algunos especimenes defecaron dos veces.
En los machos, el tiempo promedio de picada fue de 8’30’’±2’38’’, se alimentaron
por un periodo de tiempo promedio de 28’25 ’’±6’17’’ y su primera defecación se
observó a los 29’04’’±5’25’’; 14 especimenes defecaron mientras se alimentaban (70%) y
18 especimenes defecaron en los 15 minutos posteriores (90%).
5.4. HÁBITOS DE ALIMENTACIÓN Y DEFECACIÓN DE R. ecuadoriensis EN LA
PROVINCIA DE LOJA
En la Tabla 9, se presenta el tamaño de los ingesta de los especimenes estudiados
pertenecientes a la provincia de Loja, así observamos para NI una los ingesta de 2,22±0,40
mg de sangre, observándose un aumento de 22,64±4,63 veces su peso inicial, para NII
6,50±1,48 mg de sangre de los ingesta y un aumento de 6,50±1,83 veces su peso inicial,
para NIII un tamaño de los ingesta de 21,12±6,29 mg con un aumento de 6,75±2,27 veces
su peso inicial. Para NIV el tamaño promedio de los ingesta fue de 56,90±17,53 mg de
sangre y un aumento de 7,15±2,1 veces su peso inicial. En el caso de las NV, el tamaño
53
promedio de los ingesta fue de 75,28±17,30 mg de sangre y el aumento de peso fue de
4,33±0,84 veces su peso inicial
En el caso de las hembras, el peso promedio pre-ingesta fue de 32,57±6,92 mg y su
peso post-ingesta fue de 88,15±15,42 mg, su tamaño de los ingesta fue de 55,73±16,38 mg
de sangre, aumentando 2,84±0,81 veces su peso. En el caso de los machos el tamaño de los
ingesta fue de 32,92±7,42 mg de sangre, observándose un aumento de 2,60±0,51 veces su
peso inicial (Figura 12).
En los machos de R. ecuadoriensis (Loja) se observó un tiempo promedio de picada
de 8’00’’±3’43’’, se alimentaron un tiempo promedio de 26’23’’±5’27’’ y su primera
defecación se observó a los 30’59’’±8’27’’, 11 especimenes defecaron mientras se
alimentaban (55%) y 17 especimenes defecaron en los 15’ posteriores (85%) (Tabla 10).
En las hembras el tiempo promedio de picada fue de 7’46’’±2’49’’, el tiempo de
alimentación fue de 25’12’’±4’56’’, la primera defecación se realizó en un tiempo
promedio de 24’27’’, el porcentaje de defecación mientras se alimentaban fue del 55% (n
=11) y el 100% de especimenes defecaron en los 15’ posteriores (Tabla 10; Figuras 14 y
15).
5.5. RESULTADOS DE LAS MEDICIONES DEL LARGO DEL CUERPO DE R.
ecuadoriensis
Las mediciones se realizaron con un calibrador digital marca Mitutoyo, el largo
total del cuerpo se consideró desde la parte del clípeo hasta los genitales, encontrando en el
caso de las hembras de Manabí un tamaño promedio de 16,59±0,32 mm; y de la hembra
de Loja 14,72±0,39 mm. Los machos de Manabí midieron un promedio de 13,82±0,36
mm; y los de Loja 12,53±0,33 mm (Figura 16). Estos datos fueron analizados con la
54
prueba de t independiente en el programa SPSS, obteniendo diferencias altamente
significativas (p <0.05) en cuanto al largo total del cuerpo en hembras de la provincia de
Manabí con las de Loja (p =0.00). De igual forma se observó diferencias altamente
significativas entre los machos de R. ecuadoriensis de ambas provincias.
Mediante el test binomial, se comprobó la primera pregunta planteada respecto a
los hábitos de alimentación y defecación ¿El tiempo (minutos) que se demora en
alimentarse y defecar durante la alimentación, como en los quince minutos posteriores es el
mismo o similar en los especimenes recolectados en las dos provincias de Manabí y Loja?.
Aceptamos H0, es decir, los especimenes de R. ecuadoriensis, recolectados tanto en la
provincia de Manabí como en Loja requieren del mismo o similar tiempo (minutos) para
alimentarse y defecar (p> 0,05). Se observó que no existe diferencias significativas; para
NIV, p =0,210 (Tabla 11); para NV p =1,00 (Tabla 12); para las hembras, p =0,557 (Tabla
13) y para los machos, p =0,690 (Tabla 14).
El coeficiente de Correlación de rangos de Spearman nos ayudó a responder la
segunda pregunta ¿Las mediciones del largo del cuerpo de los especimenes de R.
ecuadoriensis está relacionado con la cantidad de sangre que ingieren en cada uno de los
estadios ninfales y adultos?. Al no encontrar diferencias significativas (0,405 > 0,05),
aceptamos H0. Demostrándonos que no existe correlación entre el tamaño del cuerpo y la
cantidad de sangre que ingieren las hembras de R. ecuadoriensis de Manabí (Tabla 15).
En la Tabla 16, se encontró que tampoco existe correlación entre el tamaño del
cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los machos de R. ecuadoriensis de Manabí. Su
significación es de p =0,261 (p > 0,05).
Para la provincia de Loja, tanto para machos como para hembras, se aceptó H0. Las
hembras mostraron p =0,892 y los machos p =0,907 (Tablas 17 y 18).
55
Mediante la prueba U de Mann Whitney, se respondió la tercera y cuarta preguntas.
Con respecto a la pregunta tres ¿La cantidad de sangre ingerida (mg) en los especimenes
de los distintos estadios ninfales de R. ecuadoriensis son similares tanto en los insectos
recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja?. De acuerdo con los
resultados obtenidos para las NI, NII, NIV y NV se acepta H1, los especimenes R.
ecuadoriensis de Manabí consumen mayor cantidad de sangre (mg) que los especimenes
recolectados en Loja. Su significación es p <0,05; es decir que existen diferencias
altamente significativas (p =0,000) para los estadios NI, NII y NV; NIV (p =0,007). La
hipótesis H1 es rechazada para el estadio ninfal NIII de R. ecuadoriensis, (p =0,419), ya
que ingiere la misma cantidad de sangre (mg) tanto en los especimenes de Loja como los
de Manabí (Tablas 19, 20, 21, 22 y 23).
La cuarta pregunta ¿La cantidad de sangre ingerida (mg) por parte de los adultos de
R. ecuadoriensis es similar en los insectos recolectados tanto en las provincias de Manabí
como en Loja? En el caso de los adultos, tanto hembras como machos, no demuestran
diferencias significativas, es decir, que se acepta H0 (p >0,05), los adultos de R.
ecuadoriensis ingiere la misma cantidad de sangre (mg) tanto en los especimenes de Loja
como los de Manabí. Para las hembras p =0,213 (Tabla 24) y para los machos p =0,019
(Tabla 25).
56
6. DISCUSIÓN
Con la realización de este trabajo se consiguió primeramente conocer, describir y
comparar el ciclo de vida e investigar el potencial vectorial de Rhodnius ecuadoriensis, a
partir de los datos obtenidos de los hábitos de alimentación y defecación de esta especie
vector bajo condiciones de laboratorio, y compararlas con datos de otras investigaciones.
6.1 MEDICIONES DEL LARGO DEL CUERPO
¿Cuál de las poblaciones de Rhodnius ecuadoriensis tiene un cuerpo más grande, las
de Loja o Manabí? ¿Influirá el tamaño del cuerpo en la cantidad de sangre ingerida y en la
eficacia vectorial? Estas interrogantes fueron contestadas con las mediciones obtenidas de
los adultos de R. ecuadoriensis, encontrada en el mismo hábitat (peridomicilio) distribuida
en diferentes provincias (Loja y Manabí), por lo que la morfometría total del cuerpo fue
fundamental para comprender principalmente los datos que se obtuvieron de los hábitos de
alimentación y defecación de esta especie.
En el caso de las hembras de Manabí se observó un tamaño promedio de 16,59 mm; y
de las hembras de Loja 14,72 mm. Los machos de Manabí midieron un promedio de 13,82
mm; y los de Loja 12,53 mm. Estos datos fueron analizados con la Prueba de t
independiente en el programa SPSS, obteniendo diferencias altamente significativas (p
<0.05) en cuanto al largo total del cuerpo tanto en hembras como en machos de ambas
provincias (p =0.00) (Tablas 26, 27, 28, 29; Figura 16). Las medidas obtenidas de los
adultos machos concuerdan con los resultados de las investigaciones realizadas por Lent y
57
León, 1958 que reportaron un tamaño de 12.5-13.5 mm, pero difieren en el caso de las
hembras para las cuales señalan un tamaño de 14.5 mm.
6.2. CICLO DE VIDA DE Rhodnius ecuadoriensis
Se realizó el seguimiento, estudio en cohorte, de 57 especimenes de la provincia de
Manabí observándose un x de 193,55 días en total, (Tabla 1) equivalente a 6 meses y
medio. El menor número de días promedio de desarrollo se observó en el primer estadio
ninfal (NI) con 28,31±6,7 días, y el mayor número de días se observó en las NIV con un
tiempo de 41,61±14,54 y en las NV con 36,38±11,37 días.
De acuerdo, a estudios realizados con Panstrongylus geniculatus, el desarrollo
desde huevo a adulto de esta especie fue de 253 días (Cabello y Galíndez, 1998)
demostrándonos que el ciclo de vida de en esta especie es más largo que la de este estudio.
Según investigaciones de Rocha et al., 2004, Rhodnius brethesi presenta menor
número de días promedio en las NII, se observó 16 días, a diferencia de esta investigación,
ya que el menor número de días se obtuvo en el primer estadio ninfal. En estudios
realizados por Oscherov et al., 1998 sobre Triatoma rubrovaria las ninfas del primer y
segundo estadio permanecieron aproximadamente un mes en cada una de esas etapas,
mientras que las ninfas de tercero, cuarto y quinto necesitaron entre un mes y medio y dos
meses para mudar al siguiente estadio, concordando con los resultados de esta
investigación, ya que los estadios ninfales más largos fueron NIII y NIV (Tabla 1).
Por lo que el desarrollo del ciclo de vida de los triatominos, depende de la especie
y de las condiciones ambientales, pero fundamentalmente de la disponibilidad de alimento
(Schofield, 1994).
58
Durante el ciclo de vida se observó que en algunos estadios ninfales necesitaron
hasta dos alimentaciones para pasar al siguiente estadio, como en el caso de las NI
(0,96±0,38) y NII (1,04±0,20) (Tabla 2). Para los demás estadios se necesitó una sola
alimentación. Estos resultados sugieren que para completar los primeros estadios se
requieren mayor número de alimentaciones y que en la mayoría de los casos necesitan una
sola alimentación para pasar a la siguiente etapa de desarrollo (Tablas 2 y 3).
Según Juárez y Castro Silva, 1982 la mayor duración de un estadio de desarrollo
(Triatoma sordida) requiere un mayor número de alimentaciones, por lo que el número de
los ingesta recibidas, estaría condicionado a la duración del periodo de desarrollo, sin
embargo, esto no se pudo demostrar en este estudio.
En estudios realizados de Rhodnius domesticus (Guarneri et al., 1998) el 80% de
los especimenes en cada estadio necesitaron una sola alimentación para mudar y pasar a la
siguiente etapa de desarrollo, lo cual concuerda con los resultados obtenidos en el presente
estudio.
El número de alimentaciones realizadas por los triatominos tienen una importancia
fundamental desde el punto de vista epidemiológico, ya que cuando más contactos ocurre
entre los vectores y los hospederos, mayor será la probabilidad de infección y transmisión
del parásito, Trypanosoma cruzi (Juárez, 1970).
Se consideraron los tres diferentes tipos de porcentajes de mortalidad:
La mortalidad relativa (Mr), la mortalidad real (MR) y la mortalidad absoluta (Ma).
Terminaron su ciclo de vida 26 especimenes (16 hembras y 10 machos) lo cual
representa el 54,36% de la mortalidad total. En el estadio I (NI) se observó un Mr de
29,03%, MR de 15,78 y un Ma de 15,78%, a medida que avanzada el ciclo de vida, los
porcentajes de mortalidad van disminuyendo, obteniendo en el quinto estadio un Mr, MR y
el Ma de 0% (Tabla 4).
59
El mayor porcentaje de mortalidad fue en el segundo estadio 24,56% (20
especimenes muertos). Esto sugiere, que los mayores índices de mortalidad ocurren en los
primeros estadios ninfales y que van declinando a medida que avanza el desarrollo. Estos
resultados concuerdan en estudios realizados con Panstrongylus rufotuberculatus, (Wolff
et al., 2004) en que el mayor porcentaje de mortalidad se encontró también en el segundo
estadio (10%). Y en experimentos con Rhodnius nasutus (Soares et al., 1995) y Rhodnius
pictipes (Rocha et al., 1994), donde la mortalidad disminuye a medida que avanza el
desarrollo ninfal. En estudios realizados con Panstrongylus geniculatus, (Cabello y
Galíndez, 1998) se observó un porcentaje de mortalidad más alto en el primer estadio
(62,5%). Igualmente, estudios de otros investigadores concuerdan con estos resultados
(Lent y Valderrama, 1977; Rocha et al., 1994; Martínez-Ibarra et al., 2003; Rocha et al.,
2004).
La mortalidad en los primeros estadios ninfales parecería que se da por la
dificultad de alimentarse. En los estadios ninfales más avanzados la mortalidad ocurre
durante la muda (Figura 17). Esto concuerda con estudios realizados por Guarneri et al.,
1998.
6.3. HABITOS DE ALIMENTACIÓN Y DEFECACIÓN DE Rhodnius ecuadoriensis
La comprobación mediante el test binomial de la primera pregunta planteada
respecto a los hábitos de alimentación y defecación ¿El tiempo (minutos) que se demora en
alimentarse y defecar durante la alimentación, como en los quince minutos posteriores es el
mismo o similar en los especimenes recolectados en las provincias de Manabí y Loja?, da
como resultado que tanto los especimenes recolectados en Manabí y en Loja, requieren del
mismo o similar tiempo (minutos) para alimentarse y defecar (se acepta H0), ya que no se
60
observaron diferencias significativas (p >0,05) para los distintos estadios ninfales (NIV, p
=0,210 (Tabla 11); para NV p=1,00 (Tabla 12); para las hembras, p=0,557 (Tabla 13) y
para los machos, p =0,690 (Tabla 14)).
Se puede observar que el tiempo de picada tiende a aumentar a medida que pasa a
un estadio sucesivo, mientras que el tiempo en el que ocurre la primera defecación va
disminuyendo (Tablas 7 y 9), lo que sugeriría que los adultos tienen mayor capacidad de
transmisión que las ninfas. Las hembras de R. ecuadoriensis de Manabí muestran un alto
porcentaje de especimenes que defecaron tanto durante la alimentación como en los quince
minutos posteriores, 75% (n =15)y 100% (n =20); para la provincia de Loja estos
porcentajes fueron de 55% (n =11) y 100% (n =20) (Figuras 14 y 15). El 70% (n =14) de
los especimenes machos de la provincia de Manabí defecaron durante la alimentación y el
90% (n =18) dentro de los 15 minutos posteriores, para la provincia de Loja estos
porcentajes fueron del 55% (n =11) y 85% (n =17) respectivamente. Esto sugiere un mayor
potencial vectorial por parte de los especimenes pertenecientes a la provincia de Manabí y
adicionalmente una mayor capacidad de transmisión por parte de las hembras en ambas
provincias, asimismo, esto parecería señalar que el potencial vectorial depende del tamaño
de los especimenes y que irá incrementándose conforme el individuo avanza en su
desarrollo, ya que se observó que el 37,5% de las NII, 45% de las NIII, 85% de las NIV y
92,5% de las NV defecaron en los 15 minutos posteriores a su alimentación en el caso de
Manabí; para Loja el 15% de las NII, 52,5% de las NIII, 80% de las NIV defecaron en los
15 minutos posteriores de la repleción (Tablas 8 y 10).
Adicionalmente, estos datos sugieren que si bien el potencial vectorial de los
especimenes de Manabí es mayor, los especimenes de Loja tienen una gran capacidad de
infestación por esta razón se considera a R. ecuadoriensis como el vector primario en los
valles interandinos de Loja y el Oro. Allí sus poblaciones parecen estrictamente asociadas
61
con hábitats humanos, estas zonas coinciden con las de mayor tasa de seroprevalencia en el
país, que alcanzan, según algunos estudios recientes, entre el 3.9 y el 16%. La infestación
de esta especie en estas áreas nos indica un promedio de 78 especimenes por casa infestada
(Abad-Franch, 2002; Grijalva et al., 2005). Además, las poblaciones del norte del Perú,
vecinas a las mencionadas en Ecuador, exhiben un comportamiento similar (Aguilar et al.,
1999; Abad-Franch et al., 2001b; Cuba Cuba et al., 2002).
Un tiempo de picada mayor en adultos que en estadios ninfales ocurre también en
Triatoma rubrovaria, sin embargo, esta correlación no ha sido observada en otras especies
de triatominos como Triatoma dimidiata, Triatoma infestans y Rhodnius prolixus (Zeledón
et al., 1977).
De acuerdo a los estudios realizados en Triatoma dimidiata por Zeledón, 1977 las
hembras y los NV defecan muy rápido, adicionalmente excretan mayor cantidad de heces
después de la alimentación a diferencia de los machos y los demás estadios ninfales.
Se observó que ningún estadio se alimentó a la semana de haber mudado, es decir;
los especimenes se alimentaron aproximadamente entre los 15 y 21 días después de la
muda.
Se observó en el caso de las NI: 85,08 % (n =97) que necesitaron de un triatomino
adulto muerto para alimentarse, sobre el cual se apoyaban para introducir la rostrum en la
piel del ratón. El 100% se alimentaron de la parte ventral del ratón, posiblemente está
relacionado con la poca cantidad de pelaje que tiene dicha área.
A medida que el triatomino pasa a los estadios sucesivos, el porcentaje de
especimenes que se alimentan en la parte ventral va disminuyendo, la mayoría se alimenta
de la parte dorsal, parecería que necesitan ocultarse para la alimentación. Son insectos que
prefieren la oscuridad.
62
Mediante la aplicación del coeficiente de correlación de rangos de Spearman se
respondió a la pregunta ¿las mediciones del largo del cuerpo de los especimenes de R.
ecuadoriensis está relacionado con la cantidad de sangre que ingieren?. Los valores de
correlación calculados (p =0,405 > 0,05), nos permiten aceptar H0, puesto que no se
encontraron diferencias significativas, demostrándonos que no existe correlación entre el
tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las hembras de R. ecuadoriensis de
Manabí (Tabla 15). En la Tabla 16, se encuentra que tampoco hay correlación entre el
tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los machos de R. ecuadoriensis de
Manabí (p = 0,261).
Para la provincia de Loja, igualmente aceptamos H0 tanto para hembras como para
machos, ya que los valores de significación fueron p =0,892 y p =0,907 respectivamente
(Tablas 17 y 18).
Esto nos sugiere que el tamaño de los ingesta puede depender de otros factores, no
necesariamente relacionados con el tamaño del individuo, como por ejemplo: el tiempo de
picada, tiempo de alimentación, facilidad para introducir el rostrum en la piel,
accesibilidad al alimento y el tiempo transcurrido entre una alimentación y otra.
Algunos aspectos biológicos importantes desde el punto de vista epidemiológico,
están relacionados con la cantidad de sangre ingerida por los triatominos. ¿La cantidad de
sangre ingerida (mg) en los especimenes de los distintos estadios ninfales de R.
ecuadoriensis son similares tanto para los insectos recolectados en la provincia de Manabí
como para los de Loja?
De acuerdo con el tamaño de los ingesta, los especimenes ninfales de la provincia
de Manabí consumen más mg de sangre que los especimenes ninfales recolectados en
Loja; 2,8±0,70 mg para los NI de la provincia de Manabí y 2,22±0,40 mg para los de Loja;
10,69±0,81 mg para los NII de Manabí y 6,50±1,48 mg para los NII de Loja; para los NIII
63
de Manabí el tamaño de los ingesta fue de 22,40±5,81 y 21,12±6,29 mg para los de Loja;
68,89±16,12 mg y 56,90±17,53 para los NIV de Manabí y Loja respectivamente y
129,88±46,32 mg para los NV de Manabí y 120,59±30,29 mg para los NV de Loja. Estos
resultados nos permitirían responder a priori aceptando H1 para todos los estadios ninfales,
sin embargo, al aplicar la prueba de U de Mann Whitney (p <0,05) únicamente podemos
aceptar esta hipótesis para los estadios ninfales NI, NII, NIV y NV (p =0,000) de R.
ecuadoriensis; rechazando esta hipótesis para el estadio ninfal NIII (p =0,419) (Tablas 19,
20, 21, 22, 23).
Este resultado estaría asociado a las condiciones medio ambientales específicas en
las que sobrevive cada población de triatominos, como por ejemplo: humedad,
temperatura, y a la disponibilidad de fuentes de alimento y al tipo de estas fuentes.
El aumento de peso va decreciendo a medida que pasa de un estadio ninfal a otro
por ejemplo, en el caso de las NI (Manabí) su peso pre-ingesta promedio fue de 0,2±0,08
mg; el peso post-ingesta fue de 3,1±0,78 mg, obteniendo el tamaño de los ingesta de
2,85±0,78 mg de sangre, observándose el aumento de 16,04±8,30 veces su peso inicial
(Tabla 7). En Loja, las NI aumentan 22,64± 4,63 veces su peso. Para NV el aumento es de
6,43±2,04 veces el peso para los especimenes de Manabí y para Loja el aumento es de
6,33±1,84 veces (Tabla 8). Esto estaría asociado al grado de madurez biológica progresiva
que van alcanzando los especimenes en las distintas etapas de desarrollo.
La hipótesis de la cuarta pregunta: ¿Los mg de sangre ingeridos por parte de los
adultos de R. ecuadoriensis son similares en los insectos recolectados tanto en la provincia
de Manabí como en la de Loja? Mediante la prueba U de Mann Whitney, se aceptó la H0,
es decir, que no se encontraron diferencias significativas (p <0,05) en la cantidad de sangre
ingerida entre los especimenes de Loja y Manabí. Para las hembras p =0,213 y para los
machos p =0,019 (Tablas 24 y 25). Dependiendo del tamaño del cuerpo, observamos que
64
las veces que multiplica su peso es similar en hembras de Manabí (2,11±0,32) y en las
hembras de Loja (2,84±0,81), igual ocurre entre los machos de Manabí (2,09±0,44) y Loja
(2,60±0,51).
Se observa que en las especies de triatominos el aumento de peso en los adultos es
notablemente inferior en relación al aumento de peso en las etapas ninfales, lo cual puede
estar asociado al hecho de haber completado su desarrollo biológico, y todo alimento
ingerido estaría orientado a las actividades de mantenimiento, superviviencia y
reproducción. Esto concuerda con observaciones realizadas por Schofield, 1994 que
reporta aumento de peso entre ocho y nueve veces para las ninfas y de dos a cuatro veces
para los adultos.
Además de conocer el ciclo de vida y los hábitos de alimentación y defecación de
R. ecuadoriensis, el presente estudio nos ha permitido corroborar la importancia de esta
especie como vector tanto en Manabí como en los valles interandinos de Loja y El Oro
donde se lo considera como vector primario, allí sus poblaciones están asociadas con
habitats antropizados.
En el caso de la provincia de Manabí, R. ecuadoriensis puede encontrarse en
palmeras del género Phytelephas aequatorialis, las cuales son abundantes, pero se lo
encuentra con mayor frecuencia en hábitats domésticos y peridomésticos en las provincias
del sur, donde las palmeras son menos abundantes (Abad-Franch et al., 2001b). Existe la
hipótesis que las poblaciones domésticas del norte del Perú han sido accidentalmente
importadas desde el sur del Ecuador (Schofield y Dujardin, 1997), adicionalmente, se
pensaría que algunas poblaciones silvestres en las regiones del sur de nuestro país, podrían
haberse adaptado a nuevos ecotopos, huecos de árboles, cuyeras, nidos de gallinas y otras
aves, así como en nidos de ardillas, roedores, marsupiales (raposas) y los seres humanos
(Schofield et al., 1999; Abad-Franch et al., 2001b; Abad-Franch, 2002).
65
Durante el desarrollo de este estudio y en las visitas realizadas en las diferentes
comunidades he podido constatar la acumulación desordenada de toda clase de materiales
tanto en el domicilio como en el peridomicilio, la presencia de animales involucrados tanto
en el ciclo del parásito como en la ecología de los vectores; los cambios ambientales
producidos por la acción humana: colonización, deforestación de áreas selváticas en las
que el parásito circula en un ciclo silvestre o la reproducción de condiciones de vida
rurales en áreas suburbanas; la falta de conocimientos adecuados sobre la enfermedad y la
transmisión de vectores que conducen frecuentemente a un cierto grado de tolerancia por
parte de los habitantes en relación con los triatominos (Briceño-León, 1990; WHO, 1991;
Salvatella et al., 1998; Moreno y Carcavallo,1999).
Todos estos problemas están asociados a la pobreza de nuestra gente y a las malas
condiciones de vida; por esta razón, es necesario implementar programas de educación,
información y control de la enfermedad de Chagas. Los programas de control deben
fundamentarse principalmente en la interrupción de la transmisión del parásito
Trypanosoma cruzi mediante la eliminación de los insectos vectores (triatominos), ya que
son los responsables de más del 80% de nuevas infecciones (Schofield, 1994; Dias et al.,
2002). Trabajar por la eliminación del insecto transmisor es más fácil que eliminar al
parásito.
El lugar donde pueden establecerse los triatominos dependerá principalmente, de la
necesidad y disponibilidad de alimento (Schofield, 1994). Los insectos transmisores
pueden comenzar a colonizar los hábitats domésticos mediante el transporte pasivo al
interior de las viviendas y sus alrededores por medio del movimiento de leña, caña guadúa,
madera y otros materiales, facilitando el ingreso de esta especie al ambiente humano,
representando de esta manera un gran riesgo para la salud.
66
Adicionalmente, estos estudios son de utilidad para desarrollar nuevas técnicas de
mantenimiento en el laboratorio, ya que las necesidades biológicas varían según las
especies.
67
7. LITERATURA CITADA
Abad-Franch, F. 2002. The ecology and genetics of Chagas disease vectors in Ecuador,
with emphasis on Rhodnius ecuadoriensis (Triatominae). PhD Thesis, Department of Infectious and Tropical Diseases, London School of Hygiene and Tropical Medicine, Universidad de Londres, Londres, Reino Unido.
Abad-Franch, F., Aguilar, V.H.M. 2000. Control de la enfermedad de Chagas en el
Ecuador. Datos y reflexiones para una política de Estado. Revista del Instituto Juan César García 10 (1-2):12-32.
Abad-Franch, F., Palomeque, F.S, Aguilar, H.M. 2001a. Control de la transmisión
vectorial de la enfermedad de Chagas en el Ecuador. FASBASE – Ministerio de Salud Pública del Ecuador, Quito, Ecuador.
Abad-Franch F., Paucar, A., Carpio, C., Cuba Cuba, C.A., Aguilar, H.M., Miles, M.A.
2001b. Biogeography of Triatominae (Hemiptera: Reduviidae) in Ecuador: implications for the design of control strategies. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 96: 611-620.
Aguilar, H.M., Abad-Franch, F., Guevara, A.G., Racines, V.J., Briones, L.A., Reyes, L.V.
2001. Guía operacional para el control de la enfermedad de Chagas en el Ecuador. FASBASE–Ministerio de Salud Pública del Ecuador, Quito, Ecuador.
Aguilar, H.M., Abad-Franch, F., Racines, V.J., Paucar, A. 1999. Epidemiology of Chagas
disease in Ecuador. A brief review. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 94: 387-393. Benavides, F., Guénet J.L. 2003. Manual de genética de roedores de laboratorio: Principios
básicos y aplicaciones. Sociedad Española para las Ciencias del Animal de Laboratorio (SECAL), Universidad de Alcalá, Madrid, España.
Brener, Z. 1992. Trypanosoma cruzi: Taxonomy, morfology and life cycle. In: Chagas
disease (America trypanosomiasis): its impact on transfusion and clinical medicine pp. 13-30. (S. Wendel, Z. Brener, M.E. Camargo, A. Rassi, edt.) ISTB, Sað Paulo. Brazil.
Briceño-León. 1990. La casa enferma: Sociología de la enfermedad de Chagas. Fondo
editorial acta científica Venezolana y consorcio de ediciones Carriles C.A., Caracas, Venezuela.
Buxton, P. 1930. The biology of a blood sucking bug, Rhodnius prolixus. Transactions of
the Royal Entomological Society of London 78: 227-236.
Cabello, D.R., Galíndez, I. 1998. Vital statistics of Panstrongylus geniculatus (Latreille 1811) (Hemiptera:Reduviidae) under experimental conditions. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 93 (2): 257-262.
68
Cáceres, A.G. 2005. Manual de procedimientos de identificación de triatominos (Hemíptera: Reduviidae) del Perú. Centro Nacional de Salud, Lima, Perú.
Chagas, C. 1909. Nova trypanozomiase humana. Estudios sobre a morfología e o ciclo
evolutivo do Schizotrypanum cruzi n.g., n sp., ajente etiológico de nova entidade morbida no homen. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 1: 159-218.
Coura, J.R., de Castro, S.L. 2002. A critical review on Chagas disease chemotherapy.
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 97: 3-24.
Cuba Cuba, C.A., Abad-Franch, F., Roldán, R.J., Vargas, V.F., Pollack, V.L., Miles, M.A. 2002. The triatomines of northern Peru, with emphasis on the ecology and infection by trypanosomes of Rhodnius ecuadoriensis (Triatominae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 97:175-183.
Dias, J.C.P., Silveira, A.C., Schofield, C.J. 2002. The impact of Chagas disease control in
Latin America. A review. Memórias do Instituo Oswaldo Cruz 97: 603-612. Diotaiuti, L., Pereira, A.S., Loida C.F., Fernández, A.J., Schofield, C.J., Dujardin, J.P.,
Dias, J.C.P., Chiari E. 1995. Interelation of sylvatic and domestic transmission of Trypanosoma cruzi in areas with and without domestic vectorial transmission in Minas Gerais, Brazil. Memórias do Instituo Oswaldo Cruz 90: 443-448.
Downie, N.M., Heath R.W. 1983. Métodos estadísticos aplicados. Ediciones del Castillo
S.A., Madrid, España. Friend, W., Choy C., Cartwrigh E. 1965. The effect of nutrient intake on the development
and the egg production of Rhodnius prolixus Stäl (Hemiptera: Reduviidae). Canadian Journal of Zoology 43: 891-904.
Grijalva, M.J., Palomeque-Rodriguez, F.S., Costales, J.A., Dávila, S., Arcos-Terán, L.
2005. High household infestation rates by synanthropic vectors of Chagas disease in souththern Ecuador. Journal of Medical Entomology 42 (1):68-74.
Guarneri, A., Carvalho, Pinto, C.J., Schofield, C.J., Steindel, M. 1998. Population biology
of Rhodnius domesticus Neiva y Pinto, 1923 (Hemiptera: Reduviidae) under laboratory conditions. Memórias do Instituo Oswaldo Cruz 93 (2): 273-276.
Guevara, A.G. 1997. Tripanosomiasis. En: Terapeútica antiparasitaria (Manuel Calvopiña,
ed) pp. 47-56, 2da. edición. Ministerio de Salud Pública del Ecuador - Universidad Católica - Santiago de Guayaquil - Hospital Vozandes, Quito, Ecuador.
Guzmán-Marín, Zabala Casto, J.E., Acosta Viana, C.E., Rosado Barrera, M.E. 1999.
Importancia de la caracterización de cepas de Trypanosama cruzi. Revista Biomédica 10: 177-184.
INAMHI. 2005. Climatología: características generales del clima en el Ecuador. ESPOL.
Guayaquil. Ecuador.
69
Juárez, E. 1970. Comportamento do Triatoma infestans sob várias condições de laboratório. Revista Saúde Púbica 4: 147-166.
Juárez, E., Castro Silva, E.P. 1982. Comportamento do Triatoma sordida em condições de
laboratório. Revista Saúde Pública 16 (supl.): 1-36. Kirchhoff, L.V. 1993. Chagas disease: Infectious disease clinics of North America 7: 487-
502. Lent H., León, L.A. 1958. Um novo Rhodnius Stäl do Ecuador (Hemiptera, Reduviidae).
Revista Brasileira de Biologia 18: 181-185. Lent, H., Valderrama, A. 1977. Observações em laboratório, sobre o ciclo evolutivo de
Rhodnius prolixus Stäl, 1859, Rhodnius pictipes Stäl 1872 e Rhodnius neivai Lent, 1953. Revista Brasilera de Biología 37: 325-344.
Lent, H., Wygodzinsky, P. 1979. Revision of the Triatominae (Hemiptera: Reduviidae), and their significance as vectors of Chagas disease. Bulletin of the American Museum of Natural History 163: 123-520.
Marquardt, W.C., Demaree, R.S., Grieve, R.B. 2000. Parasitology and vector biology.
Segunda edición. Harcourt Academic Press, Burlington, Estados Unidos. Martínez, G. 2005. La esperanza de un sueño: cuentos para reflexionar. Ibagué, Tolima,
Colombia. Martínez-Ibarra, J.A., Lopez, M.N., Robles, M.R.H., Guillen, Y.G. 2003. Influence of the
blood meal source on th biology of Meccus picturatus Usinger 1939 (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) under laboratory conditions. Memórias do Instituo Oswaldo Cruz 98: 227-232.
Moncayo, A. 1999. Progress towards interruption of transmission of Chagas disease. Memórias do Instituto Oswlado Cruz 94 (1): 401-404.
Moreno, A., Carcavallo, R.U. 1999. An ecological approch of Chagas disease
epidemiology. Atlas of Chagas disease vectors, in the Americas. Vol III. pp 981-1016. Editora FIOCRUZ, Río de Janeiro, Brazil.
Oscherov, E.B., Damborsky, M.P., Bar, E. 1998. Características biológicas de Triatoma
sordida (Heteroptera: Reduviidae): Ciclo de vida. Revista de la Sociedad Entomológica. Argentina 57: 17-21.
Patterson, J. 1979. The effect of larval nutrition on egg production in Rhodnius prolixus.
Journal of Insect Physiology 25:311-314. Pinto, C.M. 2005. Infección natural por tripanosomas en mamíferos silvestres y domésticos
en las Provincias de Manabí, Loja y Guayas, Ecuador. Tesis de Licenciatura, Pontificia Universidad Católica del Ecuador, Quito, Ecuador.
70
Rabinovich, J.E. 1978. Ecología de poblaciones animales. Instituto de Investigaciones Científicas, Caracas, Venezuela.
Rocha, D.S., dos Santos C.M., Cunha, V., Jurberg, J., Galvao, C. 2004. Ciclo biológico em laboratorio de Rhodnius brethesi Matta, 1919 (Hemiptera, Reduviidae, Triatominae), potencial vector silvestre da doença de Chagas na Amazonia. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 99 (6): 591-595.
Rocha, D.S., Galvao, C., Jurberg, J. 1994. Biologia do Rhodnius pictipes Stäl, 1972 em
condições de laboratório (Hemiptera, Reduviidae, Triatominae). Memórias do Instituto Oswlado Cruz 89: 265-270.
Sánchez Otero, J. 2002. Introducción a la estadística no paramétrica y al análisis
multivariado. Quality Print, Quito, Ecuador. Sánchez Otero, J. 2005. Introducción a la estadística en las ciencias biológicas. Quality
Print, Quito, Ecuador. Salvatella, R., Rodríguez, M.E.F., Curto de Casas, S.I., Barata, J.M.S., Carcavallo, R.U.
1998. Habitats and related fauna. B. Human environment: dwellings and peridomiciliary sites. En: Atlas of Chagas disease vectors in the Americas, Vol II. (Carcavallo R.U., Galíndez Girón I., Jurberg J., Lent H. eds.) pp. 601-619. Editora FIOCRUZ, Rio de Janeiro, Brasil.
Schofield, C.J. 1994. Triatominae, biología y control. Eurocommunica Publications, West Sussex, Reino Unido.
Schofield, C.J., Diotaiuti, L., Dujardin, J.P. 1999. The process of domestication in
Triatominae. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 94 (1): 375-378 Schofield, C.J., Dujardin, J.P. 1997. Chagas disease vector control in Central America.
Parasitology Today 13(4): 141-144. Sherlock, I.A. 1999. Epidemiology and dynamics of the vectorial transmission of Chagas
disease. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 94 (1): 385-386. Soares, M.J.S., Santos Filho, P.N., Bento, D.N.C. 1995. Estudo do ciclo evolutivo do
Rhodnius nasutus Stäl, 1859, em laboratorio. Revista Sociedad Brasilera de Medicina Tropical 28: 113-116.
Tanowitz, H.B., Kirchhoff, L.V., Simon, D., Morris, S.A., Weiss, L.M., Wittner, M. 1992.
Chagas Disaease Clinical Microbiological Reviews 5: 400-419.
Torres de Quinteros, Z., Troncoso, M.C., Arnesi, N., Boggio, G., Sánchez, S. 1990. Comportamientos migratorios en donantes de sangre y su relación con la infección chagásica. Cuadernos Médico Sociales 54: 3-14.
71
Valente, S.A.S., Valente, V.C., Fraiha Neto, H. 1999. Considerations on the epidemiology of Chagas disease in the Brazilian Amazon. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 94 (1): 395-398.
Vallejo, G., Jaramillo, J.C., Silva, J.C., Castañeda, N., Gualtero, D., Lozano, L.E., Sánchez, J.L., Carranza, J.C., Guhl, F., Londoño, M. 1997. Implementación de un programa de control de la transmisión vectorial de la enfermedad de Chagas en el municipio de Coyaima, Tolima. Biomédica 17 (2): 94-96.
WHO. 1991. Control of Chagas disease. WHO Technical Report Series 811. WHO, Ginebra, Suiza.
WHO. 1997. Chagas disease. Interruption of transmission. Editorial Note 1:5. Weekly epidemiological record, WHO, Ginebra, Suiza.
WHO. 2002. Control of Chagas disease. Second report of the WHO expert committee. WHO technical report series, WHO, Ginebra, Suiza.
WHO. 2006. Ciclo de vida del Trypanosoma cruzi en el insecto vector y en el vertebrado
mamífero. http://www.who.int/tdr/diseases/chagas/lifecycle.htm. (online: abril, 2006). Wolff, M., Cuartas, E., Velásquez, C., Jaramillo, N. 2004. Development cycle of
Panstrongylus rufotuberculatus (Hemiptera: Reduviidae) under laboratory conditions. Journal of Medical Entomology 41 (6):1010-1014.
Zeledón, R., Alvaro, R, Jirón, L.F. 1977. Observations on the feeding and defecation patterns of three Triatominae species (Hemiptera:Reduviidae). Acta Tropical 34: 65-77.
72
8. FIGURAS
73
Epimastigotes replicativos Trypomastigotes
metacíclicos5
Insecto vector
1 4
3Mamíferos huéspedes 2 Trypomastigotes
circulantes
Figura 1. Ciclo de vida de Trypanosoma cruzi en el insecto vector y en el vertebrado
mamífero (modificado de OMS/TDR [www.who.int/tdr/], 2006).
1.- Heces contaminadas con Trypanosoma cruzi ingresan al torrente sanguíneo del
hospedero.
2.- Las formas infectivas ingresan a las células y se pasan al estadio amastigote.
3.- Los amastigotes se replican dentro de la célula y evolucionan a tripomastigotes
sanguíneos que son liberados al torrente sanguíneo.
4.- Los tripomastigotes sanguíneos son ingeridos por el vector cuando se alimentan de
mamíferos infectados.
5.- Los tripomastigotes sanguíneos se transforman en epimastigotes en el intestino medio
del vector y se replica, luego migran a la parte posterior del intestino y se transforman
en tripomastigotes metacíclicos (la forma infectiva del parásito).
74
Panstrongylus Triatoma Rhodnius
Figura 2. Comparación de las cabezas de los géneros Triatoma, Panstrongylus y
Rhodnius. Las flechas señalan el lugar de nacimiento de las antenas (Abad-Franch et al.,
2001a).
75
Hematófago: Rostro recto y relativamente
estrecho, dividido en tres segmentos (I, II, y III). Una membrana que permite desplegarse hacia arriba y adelante cuando el insecto está alimentándose
Predador: Rostro robusto y curvado, compuesto por tres segmentos (I, II y III).
Fitófago: Rostro recto, estrecho, muy largo y dividido en cuatro segmentos (I, II, III y IV).
Figura 3. Aparatos bucales.- Comparación de los aparatos bucales dependiendo de su
alimentación (Abad-Franch et al., 2001a).
76
Figura 4. Ecuador, provincias con mayor presencia de R. ecuadoriensis;
provincias con menor presencia de R. ecuadoriensis.
77
a. Habitat silvestre: En palmeras de cade (Phytelephas aequatorialis).
b. Peridomicilio: En nidos de gallina y cuyeras.
c. Domicilio: En las paredes, detrás de
los cuadros. Figura 5. Habitats de R. ecuadoriensis.
78
1 mm
a. .
5
mm
b.
Figura 6. Ciclo de vida de Rhodnius sp. a. Huevos de R. ecuadoriensis; b. Rhodnius sp,
De izquierda a derecha: adultos (♀, ♂) y 5 estadios ninfales (NV, NIV, NIII, NII, NI).
79
a.
b. c.
Figura 7. Incubadora para el mantenimiento de colonias de triatomimos del Laboratorio
de Investigación en Enfermedades Infecciosas (LIEI). a. Incubadora; b. Compartimiento
donde se mantienen las colonias de triatominos; c. Panel de control de temperatura y
humedad.
80
a.
b.
c.
Figura 8. Metodología del ciclo de vida de R. ecuadoriensis. a. Separación de adultos;
b. Separación de huevos en frascos; c. Frascos individuales para cada uno de los
insectos en estudio.
81
10 m
m
♀ ♂
a.
10 m
m
♀ ♂
b.
Figura 9. Adultos (♀,♂) de Rhodnius ecuadoriensis de las provincias de Loja y Manabí.
a. R. ecuadoriensis de la provincia de Loja; b. R. ecuadoriensis de la provincia de Manabí.
82
0
50
100
150
200
250
Huevo-N
I
NI-NII
NII-NIII
NIII-N
IV
NIV-N
V
NV-Adu
lto
Ciclo c
omple
to
ETAPAS DE DESARROLLO
PRO
ME
DIO
DE
DÍA
S
Figura 10. Ciclo de vida de R. ecuadoriensis en la provincia de Manabí; huevo-NI =15,12
días; NI-NII =28,31días; NII-NIII =34,94 días; NIII-NIV =41,61 días; NIV-NV =36,38
días; NV-Adulto 37,19 días.
83
0
10
20
30
40
50
60
NINII
NIII NIV NV
MORTALIDAD TOTAL
ETAPAS DE DESARROLLO
% D
E M
OR
TA
LID
AD
RE
AL
Figura 11. Porcentaje de mortalidad real de R ecuadoriensis en la provincia de Manabí;
NI =15,78%; NII =24,56%; NIII =10,52%; NIV =3,5%; NV =0%. Mortalidad total real
54,36%.
84
0
5
10
15
20
25
VE
CE
S SU
PE
SO
NI NII NIII NIV NV ♀ ♂
ESTADIOS
Figura 12. Peso al final de la alimentación. Loja; Manabí.
85
a.
b.
Figura 13. Secuencia de los ingesta de una ninfa del quinto estadio de Rhodnius
ecuadoriensis. a. Tiempo de picada: x = 7'28”±2'49” minutos (Loja) y x =7'35”±3'47”
minutos (Manabí); b. Tiempo de alimentación: x = 28'57”±4'41” minutos (Loja) y x =
24'19”±1'57” minutos (Manabí).
86
01020304050607080
% D
E IN
DIV
IDU
OS
NI NII NIII NIV NV ♀ ♂
ESTADIOS
Figura 14. Porcentaje de individuos de R. ecuadoriensis que defecaron durante el tiempo
de alimentación. Loja; Manabí.
87
0102030405060708090
100
% D
E IN
DIV
IDU
OS
NI NII NIII NIV NV ♀ ♂
ESTADIOS
Figura 15. Porcentaje de individuos de R. ecuadoriensis que defecaron en los 15 minutos
posteriores de la alimentación. Loja; Manabí
88
10 m
m
♀ ♀ Manabí Loja
a.
10 m
m
♂ ♂ Manabí Loja
b.
Figura 16. Comparación de adultos hembras y machos R ecuadoriensis de las
Provincias de Loja y Manabí. a. Diferencias altamente significativas (p < 0,05) en el
tamaño del largo del cuerpo de las hembras de R. ecuadoriensis; b. Diferencias
altamente significativas (p < 0,05) en el tamaño del largo del cuerpo de los machos de
R. ecuadoriensis.
89
Figura 17. R. ecuadoriensis, individuo muerto durante la muda.
90
9. TABLAS
91
Tabla 1. Resumen estadístico del ciclo de vida de R. ecuadoriensis en la provincia de Manabí.
Amplitud (días) Etapas de desarollo # de
ind. Mínimo Máximo x s q1 q2 q3
Incubación de huevos
100
Huevo - NI 57 12 19 15,12 1,27 14 15 16 NI - NII 48 24 55 28,31 6,7 25 26 26 NII - NIII 34 25 71 34,94 11,34 29 31 37 NIII - NIV 28 23 73 41,61 14,54 28 39,5 51 NIV - NV 26 19 59 36,38 11,37 28 34,5 46 NV- Adulto 26 33 48 37,19 4,92 34 36 37,75TOTAL 26 136 325 193,55 - - - - n: número de especimenes; x : promedio en días; s: Desviación estandar; q1, q2, q3: Primero, segundo y tercer cuartiles. Tabla 2. Número de alimentaciones y porcentaje de mortalidad durante los estadios de R. ecuadoriensis en la provincia de Manabí.
# de alimentaciones Estadio # de ninfas Mínimo Máximo x ± s
% Mortalidad
NI 57 1 2 0,96±0,38 15,78% NII 48 1 2 1,04±0,20 24,56% NIII 34 1 1 1,00±0,00 10,52% NIV 28 1 1 1,00±0,00 3,50% NV 26 1 1 1,00±0,00 0% Completo el ciclo
26 - - - 54,36%
x : promedio de alimentaciones; s: Desviación estandar
92
Tabla 3. Tabla de vida de R. ecuadoriensis de Manabí. Número de especimenes que pasan de un estadio a otro, y los que mueren.
Estadio lx dx Huevo 100 43
NI 57 9 NII 48 14 NIII 34 6 NIV 28 2 NV 26 0
Adulto 26 0 lx: número de especimenes en cada estadio; dx: número de especimenes muertos en el estadio x. Tabla 4. Porcentaje de mortalidad de R. ecuadoriensis de Manabí durante el desarrollo de los estadios.
Estadio Ninfas muertas en cada estadio
Ninfas que
entran en cada
estadio
Mortalidad Relativa
(Mr)
Mortalidad Real (MR)
Mortalidad Absoluta
(Ma)
NI 9 57 29,03% 15,78% 15,78% NII 14 48 41,16% 24,56% 29,16% NIII 6 34 19,35% 10,52% 17,64% NIV 2 28 6,45% 3,5% 7,14% NV 0 26 0% 0% 0% Mortalidad total de las ninfas durante el cohorte
31 26 - *54,36% -
Mortalidad de los huevos
43 - - -
Mr: Número de ninfas muertas durante un estadio, dividido para el número de ninfas muertas durante todos los estadios x 100. MR: Se calcula sobre la base de la densidad de la población al comienzo de la generación, es decir 100 x las ninfas muertas en cada estadio, dividido para el tamaño del cohorte al comienzo de la generación. Ma: Número de ninfas muertas durante un estadio, dividido para el número de ninfas que entran a ese estadio x 100. * No incluyen huevos. Con respecto al número de ninfas I que comienza el estudio.
93
Tabla 5a. Estimación de la mortalidad por estadios de R. ecuadoriensis de Manabí, según el método de Service. Estadio
Edad en días al comienzo del estadio
Número de especimenes que entran en el estadio
Número de muertos en el estadio
Proporción relativa que mueren en el estadio
Porcentaje diario de muertos en el estadio
(t) (t i-1) (S ti-1) (Di) (Di/St i-1) 100[ 1-(S ti/S ti-
1)1/di] NI 15,12 57 9 0,16 1,130% NII 43,43 48 14 0,29 1,210% NIII 78,37 34 6 0,18 0,554% NIV 119,98 28 2 0,07 0,178% NV 156,36 26 0 0 0 Adulto 193,55 26 - - Tabla 5b. Datos importantes para obtener el porcentaje diario de muertos en cada estadio de R. ecuadoriensis, (método de Service). Estadio Edad en
días al comienzo del estadio
x de días que se demoran en pasar de un estadio a otro
Porcentaje diario de muertos en el estadio
(t) (t i-1) (di) (1/di) (St i) 100[ 1-(S ti/S ti-
1)1/di] NI 15,12 15,12 0,0661376 48 1,130% NII 43,43 28,31 0,0353232 34 1,210% NIII 78,37 34,94 0,0286204 28 0,554% NIV 119,98 41,61 0,0240326 26 0,178% NV 156,36 36,38 0,0274876 26 0 Adulto 193,55 37,19 - - -
94
Tabla 6. Relación entre el tamaño de los especimenes de R. ecuadoriensis de Manabí y su desarrollo en ciclo de vida. Coeficiente de Correlación de Spearman
Se acepta H0. No Hay diferencias significativas 0,437 > 0,05. No existe correlación
entre el tamaño de los especimenes de Manabí con el ciclo de vida.
95
Tabla 7. Hábitos de alimentación de especimenes de R. ecuadoriensis de Manabí en condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón.
Peso pre-ingesta (mg)
Peso post- ingesta (mg)
Tamaño de la ingesta
(mg)
Tiempo de picada (minutos)
Veces su peso
Estadio # de ind.
x ± s x ± s x ± s x ± s x ± s NI 40 0,2 ± 0,08 3,1 ± 0,78 2,8 ± 0,70 4'42” ± 2'55” 16,04 ±8,30 NII 40 1,79 ± 0,34 12,49 ± 1,15 10,69 ± 0,81 6’25” ± 3'59” 7,23 ± 1,66 NIII 40 3,85 ± 0,82 26,25 ± 6,34 22,40 ± 5,81 7'05” ± 2'87” 6,91 ± 1,28 NIV 40
9,97±1,57 78,86±16,29 68,89±16,12 7'17” ± 2'81” 8,06 ± 1,89 NV 40 24,31± 3,21 154,19 ±
46,30 129,88± 46,32
7’35” ± 2'97” 6,43 ± 2,04
Adulto ♀
20 58,64±5,44 124,01±21,63 65,37±19,35 6'37" ± 3'22" 2,11±0,32
Adulto ♂
20 41,63±4,89 85,30±11,99 43,68±14,50 8'30" ± 2'38" 2,09±0,44
TOTAL 240
96
Tabla 8. Dinámica de defecación de especimenes de R. ecuadoriensis de Manabí en condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón.
Tiempo de Picada (minutos)
Tiempo de alimentación (minutos)
1ª defecación(minutos)
Defecación durante laalimentación.
Defecación después de la alimentación. (en 15' post.)
Estadio # de ind.
x ± s x ± s x ± s # % # %NI 40 4'42" ± 2'55" 14'45" ±
3'33" 59'11" ± 11'04" 0 0 0 0
NII 40 6'50" ± 3'59" 19'50"± 5'30" 46'28" ± 9'19" 0 0 15 37,5 NIII 40 7'05" ± 3'25" 22'48" ±
4'12" 41'33" ± 8'15" 2 5 18 45
NIV 40 6'59" ± 3'21 23'51" ± 3'15"
37'23" ± 5'32" 11 27,50 34 85
NV 40 7'35" ± 3'47" 24'19" ± 1'57"
36'25" ± 4'08" 18 45 37 92,5
Adulto ♀
20 6'37" ± 3'22" 24'02" ± 5'26"
22'10" ± 5'25" 15 75 20 100
Adulto ♂
20 8'30" ± 2'38" 28'25" ± 6'17"
29'04" ± 5'25" 14 70 18 90
TOTAL 240
97
Tabla 9. Hábitos de alimentación de especimenes de R. ecuadoriensis de Loja en condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón.
Peso pre-ingesta (mg)
Peso post-ingesta (mg)
Tamaño de la ingesta (mg)
Tiempo de picada (minutos)
Veces su peso
Estadio # de ind.
x ± s x ± s x ± s x ± s x ± s NI 40 0,11 ±
0,08 2,32 ± 0,40 2,22 ± 0,40 4'52” ± 2'05” 22,64 ± 4,63
NII 40 1,25 ± 0,26 7,81 ± 1,49 6,50 ± 1,48 7’42” ± 3'05” 6,50 ± 1,83 NIII 40 3,92 ± 0,88 25,04 ± 6,20 21,12 ± 6,29 9'16” ± 2'48” 6,75 ± 2,27 NIV 40
9,47±1,43 66,36±17,60 56,90±17,53 8'07” ± 2'13” 7,15 ± 2,11 NV 40 22,92±
2,64 143,19 ±
38,42 120,59± 30,29
7’28” ± 2'49” 6,33 ± 1,84
Adulto ♀
20 32,57±6,92 88,15±15,42 55,73±16,38 7’46” ± 3'18” 2,84±0,81
Adulto ♂
20 21,58±4,34 54,49±6,89 32,92±7,42 8’00” ± 3'43” 2,60±0,51
TOTAL 240
98
Tabla 10. Dinámica de defecación de especimenes de R. ecuadoriensis de Loja en condiciones de laboratorio alimentadas con sangre de ratón.
Tiempo de Picada (minutos)
Tiempo de alimentación (minutos)
1ª defecación(minutos)
Defecación durante laalimentación
Defecación después de la alimentación. (en 15' post.)
Estadio # de ind.
x ± s x ± s x ± s # % # %NI 40 4'52” ± 2'05” 15'25" ±
4'28" 01h07' ± 10'55" 0 0 0 0
NII 40 7’42” ± 3'05” 21'50"± 4'39" 46'12" ± 7'09" 0 0 6 15 NIII 40 9'16” ± 2'48” 25'30" ±
4'31" 40'38" ± 7'07" 0 0 21 52,5
NIV 40 8'07” ± 2'13” 26'41" ± 4'11"
36'33" ± 7'19" 5 12,5 32 80
NV 40 7’28” ± 2'49” 28'57" ± 4'41"
31'37" ± 7'53" 17 42,5 33 82,5
Adulto ♀
20 7’46” ± 3'18” 25'12" ± 4'56"
24'27" ± 4'49" 11 55 20 100
Adulto ♂
20 8’00” ± 3'43” 26'23" ± 5'27"
30'59" ± 8'27" 11 55 17 85
TOTAL 240
99
Tabla 11. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación de los especimenes del estadio ninfal NIV recolectados en las provincias Manabí y Loja.
Test Binomial
Aceptando H0, es decir, los especimenes de R. ecuadoriensis, recolectados tanto en la
provincia de Manabí como en Loja requieren del mismo o similar tiempo (minutos) para
alimentarse y defecar (p >0,05). Observándose que no existe diferencias significativas en las
NIV (p =0,210).
100
Tabla 12. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en los especimenes del estadio ninfal NV recolectados en las provincias Manabí y Loja.
Test Binomial
Aceptando H0, es decir, los especimenes de R. ecuadoriensis, recolectados tanto en la
provincia de Manabí como en Loja requieren del mismo o similar tiempo (minutos) para
alimentarse y defecar (p >0,05). Observándose que no existe diferencias significativas en las
NIV (p =1,00).
101
Tabla 13. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en las hembras de R. ecuadoriensis recolectados en las provincias Manabí y Loja.
Test Binomial
Aceptando H0, es decir, las hembras de R. ecuadoriensis, recolectados tanto en la
provincia de Manabí como en Loja requieren del mismo o similar tiempo (minutos) para
alimentarse y defecar (p =0,557). Observándose que no existe diferencias significativas.
102
Tabla 14. Relación entre el tiempo (minutos) y los hábitos de alimentación y defecación en los machos de R. ecuadoriensis recolectados en las provincias Manabí y Loja.
Test Binomial
Aceptando H0, es decir, las hembras de R. ecuadoriensis, recolectados tanto en la
Provincia de Manabí como en Loja requieren del mismo o similar tiempo (minutos) para
alimentarse y defecar (p =0,690). Observándose que no existe diferencias significativas.
103
Tabla 15. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las hembras de R. ecuadoriensis de Manabí. Coeficiente de Correlación de Spearman
Se acepta H0. No Hay diferencias significativas 0,405 > 0,05. No existe correlación
entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las hembras de R.
ecuadoriensis de Manabí.
104
Tabla 16. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los machos de R. ecuadoriensis de Manabí. Coeficiente de Correlación de Spearman
Se acepta H0. No Hay diferencias significativas 0,261 > 0,05. No existe correlación
entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los machos de R.
ecuadoriensis de Manabí.
105
Tabla 17. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las hembras de R. ecuadoriensis de Loja. Coeficiente de Correlación de Spearman
Se acepta H0. No Hay diferencias significativas 0,892 > 0,05. No existe correlación
entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren las hembras de R.
ecuadoriensis de Loja.
106
Tabla 18. Relación entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los machos de R. ecuadoriensis de Loja. Coeficiente de Correlación de Spearman
Se acepta H0. No Hay diferencias significativas 0,907 > 0,05. No existe correlación
entre el tamaño del cuerpo y la cantidad de sangre que ingieren los machos de R.
ecuadoriensis de Loja.
107
Tabla 19. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NI de R. ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H1. Los especimenes NI R. ecuadoriensis de Manabí consumen más mg de
sangre que los especimenes recolectados en Loja. Su significación es p <0,05; es decir que
existen diferencias altamente significativas (p =0,000).
108
Tabla 20. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NII de R. ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H1. Los especimenes NII R. ecuadoriensis de Manabí consumen más mg
de sangre que los especimenes recolectados en Loja. Su significación es p <0,05; es decir que
existen diferencias altamente significativas (p =0,000).
109
Tabla 21. Mg de sangre ingeridos por los especimenes del estadío ninfal NIII de R. ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H0 para el estadio ninfal NIII de R. ecuadoriensis, (p =0,419), ya que
ingieren igual mg de sangre tanto los especimenes de Loja como los de Manabí.
Demostrándonos que no existen diferencias significativas.
110
Tabla 22. Mg de sangre ingerida por los especimenes del estadío ninfal NIV de R. ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H1. Los especimenes NIV R. ecuadoriensis de Manabí consumen más mg
de sangre que los especimenes recolectados en Loja. Su significación es p <0,05; es decir que
existen diferencias altamente significativas (p =0,007).
111
Tabla 23. Mg de sangre ingerida por los especimenes del estadío ninfal NV de R. ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H1. Los especimenes NV R. ecuadoriensis de Manabí consumen más mg
de sangre que los especimenes recolectados en Loja. Su significación es p <0,05; es decir que
existen diferencias altamente significativas (p =0,000).
112
Tabla 24. Relación en la cantidad de sangre ingerida (mg) en las hembras de R. ecuadoriensis tanto en los insectos recolectados en la provincia de Manabí como en los de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H0 (p >0,05). Las hembras no demuestran diferencias significativas (p
=0,213) es decir, que ingieren la misma cantidad de sangre (mg) tanto los especimenes de
Loja como los de Manabí.
113
Tabla 25. Relación de la cantidad de sangre ingerida (mg) por parte de los machos de R. ecuadoriensis tanto de Manabí como de Loja. a. Rangos; b. Prueba de U Mann Whitney a.
b.
Aceptamos H0 (p >0,05). Los machos, no demuestran diferencias significativas (p
=0,019), es decir, que ingiere la misma cantidad de sangre (mg) tanto en los especimenes de
Loja como los de Manabí.
114
Tabla 26. Largo del cuerpo en machos de R. ecuadoriensis de las provincias de Loja y Manabí.
Promedio del largo del cuerpo en machos Provincia N
Desviación estándar Error
14,72 Manabí 40 .47842 .0756412,53 Loja 40 .33355 .05274
115
Tabla 27. Nivel de significación de las mediciones del largo del cuerpo en machos de R. ecuadoriensis recolectados en las provincias de Loja y Manabí mediante la prueba de t independiente
Indep Test ...
Levene Test ... t-test for Equality...
F Significance t df Sig (2-tailed)
Mean Difference
Std. Error Diff...
95% Confidence Interval of the
Difference
Lower Upper 3.896 .052 23.760 78 .000 2.1910 .09221 2.00741 2.37459
23.760 69.668 .000 2.1910 .09221 2.00707 2.37493
Aceptamos H1 (p <0,05) en cuanto al largo del cuerpo. Los machos demuestran
diferencias altamente significativas (p =0,000), es decir, que existe diferencias en el largo del
cuerpo entre los machos recolectados en Loja con los de Manabí.
116
Tabla 28. Largo del cuerpo en hembras de R. ecuadoriensis de las provincias de Loja y Manabí.
Promedio del largo del cuerpo en hembras Provincia N
Desviación estándar Error
16,59 Manabí 40 .32757 .0517913,82 Loja 40 .36403 .05756
117
Tabla 29. Nivel de significación de las mediciones del largo del cuerpo en hembras de R. ecuadoriensis recolectados en las provincias de Loja y Manabí mediante la prueba de t independiente
Indep Test ...
Levene Test ... t-test for Equality...
F Significance t df Sig (2-tailed)
Mean Difference
Std. Error Diff...
95% Confidence Interval of the
Difference
Lower Upper .016 .898 35.835 78 .000 2.7748 .07743 2.62060 2.92890
35.835 77.147 .000 2.7748 .07743 2.62057 2.92893
Aceptamos H1 (p <0,05) en cuanto al largo del cuerpo. Las hembras demuestran
diferencias altamente significativas (p =0,000), es decir, que existe diferencias en el largo del
cuerpo entre los machos recolectados en Loja con los de Manabí.
118
10. ANEXOS
119
Anexo 1. Modelo de ficha utilizada para la recolección de datos del ciclo de vida de R. ecuadoriensis
Tesis : Anita VillacísFichas: Ciclo de Vida
Población: (Comunidad) Manabí o Loja
Código Ninfa I Ninfa III Ninfa V Muerte Huevo Ninfa II Ninfa IV Adulto Sexo
120
Anexo 2. Modelo de ficha utilizada para la recolección de datos de los hábitos de alimentación y defecación de R. ecuadoriensis
Tesis : Anita VillacísFichas: Hábitos de alimentación y defecación
Población: (Comunidad) Manabí o Loja Peso (gr) Tiempo (min:seg) Fecha
Inicial Final Picada Alimentación Defecación (aliment)
Defecación (15 ' post)
121
Anexo 3. R. ecuadoriensis, porcentaje diario de muertos en cada estadio utilizando el método de Service propuesto por Rabinovich, 1978.
100[ 1-(S ti/S ti-1)1/di] donde, (t) = Estadio (t i-1) = Edad en días al comienzo del estadio (S ti-1) = Número de especimenes que entran en el estadio (di) = x de días que se demoran en pasar de un estadio a otro (Di) = Número de muertos en el estadio (Di/St i-1) = Proporción relativa que mueren en el estadio