procedimiento operativo estandarizado parala toma …

RESOLUCIÓN No. 003361 DE 30 DICIEMBRE 2004 MANUAL DE PROCEDIMIENTOS

PROCESO DE PROTECCIÓN Y REGULACIÓN PECUARIA

2004.05.13 MP-AT-2.6.7

GRUPO CONTROL Y ERRADICACIÓN RIESGOS ZOOSANITARIOS. RABIA SILVESTRE

VERSION 00 página 1 de 18

2. POE PARA LA TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE LA ENCEFALITIS RÁBICA

2. TOMA Y ENVIO DE MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE LA ENCEFALITIS RÁBICA1.

Este procedimiento describe el método a seguir para la toma y el envió de muestras

destinadas a la detección del virus rábico en el laboratorio.

La detección del virus rábico se realiza mediante las técnicas de Inmunofluorescencia

Directa (IFD) y Prueba Biológica, descritos en el Manual de Técnicas Analíticas. Para llevar

acabo los procedimientos, se requiere de la toma y el envío de muestras encefálicas de

animales con sintomatología neurológica debidamente conservadas.

2.1 TOMA DE MUESTRA EN ANIMALES GRANDES

Se refiere a la toma de muestras en animales como son las especies bovina, porcina,

equina, canina, silvestres (zorros, zorrillos) u otras en las que se puedan diferenciar las

partes del encéfalo. Se debe seleccionar principalmente la corteza cerebral, el cuerno o

asta de amón y cerebelo, como complemento la médula oblonga.

A continuación como ejemplo se ilustra el procedimiento de toma de muestra para bovinos:

⇛ Llevar la cabeza o el animal completo

sospechoso que presentaba

sintomatología neurológica o que se

haya encontrado muerto al centro de

diagnóstico ICA o de zoonosis más

cercano para realizar la necropsia.

⇛ Alistar en el lugar de recepción los implementos de protección (overol y tapabocas

desechables, botas, guantes de hule y de cirugía, careta facial o gafas), instrumental

1 Tomado de: Manual de Procedimientos. Laboratorio Nacional de Diagnóstico Veterinario. Laboratorio de Zoonosis. POE: 2.6.8-

MP-Zo-01



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




autoclavable para reutilizar (cuchillo o machete, hacha o hachuela, sierra o serrucho,

bisturí, tijeras rectas y curvas, pinzas de disección con y sin garra), recipientes de

desecho en acero inoxidable, bolsas plásticas de bioseguridad, recipientes para

recolección de las muestras (bolsas plásticas tipo nasco, frascos con formalina al 10%)

y un soporte o mesón de piedra para colocar la cabeza.

⇛ Lavar el cadáver antes de iniciar la necropsia con abundante agua y jabón para

eliminar suciedad, piojos, parásitos, etc.

⇛ Cortar la cabeza y ubicarla sobre un mesón o soporte.

⇛ Sujetar firmemente la cabeza y con un bisturí grande, cuchillo, hachuela o sierra,

realizar un corte a lo largo de la línea media del cráneo que atraviese la piel y los

músculos de ojos hasta la base, separar la piel, los tejidos y levantar hasta exponer el

hueso del cráneo.

⇛ Hacer dos cortes longitudinales a cada lado, con la

sierra, desde el hueso occipital hasta el hueso frontal

y dos cortes transversales por la lámina del hueso

frontal y parietal

⇛ Levantar por encima de los ojos con una

palanca o espátula plana el hueso cortado,

disertar las meninges y dejar expuesto el

encéfalo.

⇛ Extraer de la cavidad craneal el encéfalo completo con una espátula, pinza y tijera.

Verificar que se extraiga el cerebro, el cerebelo y la medula.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




4

3

⇛ Hacer cortes de aproximadamente 1 cm de corteza cerebral (1), hipocampo o cuerno

de amón (2) y cerebelo (3). Para poder extraer el hipocampo, es importante realizar un

corte transversal a 1 cm de distancia a la línea media (4) de cada uno de los

hemisferios cerebrales con tijera, separar los tejidos con pinza y evidenciar en el fondo

el hipocampo para su extracción.

2

1

⇛ Depositar las porciones en bolsas plásticas tipo nasco para realizar IFD y prueba

biológica, y en frasco con formalina al 10% para histotecnia. Es importante tomar otras

porciones como obex, base de cráneo, puente del tálamo y médula oblonga, para

realizar diagnostico diferencial, tanto tejidos en fresco como en formalina.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




⇛ Marcar los recipientes y empacar las muestras teniendo en cuenta las especificaciones

del numeral 3.

⇛ Depositar:

↝ El material reutilizable (Tijeras, pinzas, etc.) en un recipiente de acero inoxidable

que contenga solución desinfectante (Hipoclorito de sodio al 2% ó Extran al 4%) y

llevar al autoclave para su esterilización y posterior lavado.

↝ El material orgánico (Cadáver, tejidos), gasas, y material desechable, en bolsas

(Rojas) o papel comino, para su esterilización en autoclave y posterior incineración.

⇛ Llevar a incinerar el resto de cadáver, tejidos y material desechable.

⇛ Limpiar y desinfectar la sala de necropsias.

⇛ Diligenciar la forma 3-106, Información inicial de ocurrencia de enfermedad en un

predio y/o 3-877, Formato único de recepción de muestras, para el caso de bovinos u

otros animales grandes y formatos de centros de zoonosis o historia clínica del caso

sospechoso a rabia urbana (perros y gatos) para otras instituciones.

⇛ Proceder al envió de las muestras en recipientes herméticos a el lugar en donde se va

ha realizar el procedimiento de detección viral.

2.2 TOMA DE MUESTRA EN ANIMALES PEQUEÑOS Se refiere a la toma de muestra de animales como los quirópteros, roedores (ratones,

hamsters, ratas), etc. Para esto, se extrae el encéfalo completo del animal de la siguiente

forma:

⇛ Llevar el animal a el centro de diagnostico ICA mas cercano. Para el caso de lo

quirópteros se recolectan únicamente si se realizan capturas programadas o por

sospecha de ataque.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




⇛ Alistar en el lugar en donde se va a llevar acabo la extracción (sala de necropsias o

cabina de flujo laminar en el laboratorio): instrumental reutilizable (tijeras rectas y

pinzas de disección con garra); implementos de protección, (overol o blusa, tapabocas

desechables, guantes de cirugía, gafas), recipientes de desecho en acero inoxidable,

bolsas plásticas de bioseguridad, recipientes para recolección de las muestras (bolsas

plásticas tipo nasco o viales de vidrio o plásticos).

⇛ Clasificar el animal en el caso de los quirópteros según el tipo de alimentación

(hematófago, frugívoro, insectívoro, etc.) o si es posible determinar el nombre de la

especie.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




⇛ Ubicar todo el material sobre el mesón o superficie de la cabina para realizar la

extracción del encéfalo.

⇛ Limpiar con una gasa impregnada de agua la cabeza del animal, para retirar suciedad.

⇛ Estirar la piel de la cabeza hacia arriba con una pinza y contar con tijera, para lograr

despejar el cráneo.

⇛ Limpiar las tijeras con una gasa estéril. Si son varios animales de un mismo lote o

predio, se pueden utilizar la misma pinza y tijera para la extracción.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




⇛ Sostener la cabeza del animal con la pinza, hacer con la tijera un corte transversal del

hueso parietal arriba de los ojos.

⇛ Exponer el encéfalo, levantando el hueso del cráneo con la tijera, sujetando

fuertemente la cabeza del animal con la pinza.

⇛ Inclinar la cabeza hacia un lado sujetando el cuello y con la punta de las tijeras extraer

con cuidado el encéfalo.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




⇛ Depositar el encéfalo completo sobre un papel estéril o una caja de petri.

⇛ Recolectar los encéfalos en bolsas plásticas tipo nasco o en viales, para su transporte

o almacenamiento.

⇛ Identificar los recipientes que contiene las muestras con el número de recepción y la

fecha de recolección.

⇛ Empacar las muestras en recipientes herméticos y enviar al laboratorio que va ha

realizar el procedimiento de detección viral (Laboratorio autorizado para realizar

análisis - Anexo 1) teniendo en cuenta las especificaciones del numeral 3.

⇛ Depositar:

↝ El material reutilizable (Tijeras, pinzas, etc.) en un recipiente de acero inoxidable

que contenga solución desinfectante (Hipoclorito de sodio al 2% ó Extran al 4%) y

llevar al autoclave para su esterilización y posterior lavado.

↝ El material orgánico (Cadáver, tejidos), gasas, y material desechable, en bolsas

(Rojas) o papel comino, para su esterilización en autoclave y posterior incineración.

⇛ Limpiar y desinfectar con solución de hipoclorito y alcohol el lugar en donde se realizó

el procedimiento.

⇛ Diligenciar al envío de las muestras las formas 3-106, Información inicial de ocurrencia

de enfermedad en un predio y 3-913, Control de vampiros con uso de mallas de

niebla, para los casos enviados por los centros de diagnóstico del ICA.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




3. ENVIO DE MUESTRAS

Las muestras deben ser enviadas tan pronto sean tomadas en un recipiente de triple

empaque, que consiste en:

Remitente

Segundo recipiente

Tercer recipiente

Primer Recipiente

Hielo o Gelatina

↝ Primer recipiente: de material irrompible como frasco plástico, vénula, bolsa plástica

tipo nasco, tubo, vial, etc., en el cual se deposita la muestra encefálica extraída o el

animal completo para el caso de quirópteros principalmente. Sellar herméticamente y

rotular con datos generales, número de asignación registrado en el lugar de recepción,

procedencia y tipo de muestra enviada.

↝ Segundo recipiente: de material irrompible como frasco, caja de cartón o bolsa

plástica, en el cual se debe colocar el refrigerante (hielo o gelatina congelante) para la

conservación de la muestra. En el momento del empaque, rellenar los espacios libres

entre los dos recipientes con trozos de icopor, viruta, pedazos de papel, etc.

↝ Tercer recipiente: nevera de icopor o similar, en el cual se deposita los recipientes y

un sobre con los originales de las 3-106 y/o 3-913 ó la historia clínica dada por el



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




Centro de Zoonosis. En la parte exterior del recipiente, marcar legiblemente los datos

del remitente y a quien se le remite.

Recomendaciones para el envío:

↝ La muestra no debe ser enviada en un tiempo mayor de 24 horas después de haber

realizado la toma de muestra.

↝ Verificar que la muestra llegue bien refrigerada hasta el lugar del envío.

↝ Si el envío se realiza vía aérea, se recomienda que se haga aeropuerto- aeropuerto

para que el traslado sea mas rápido y no colocar hielo seco.

↝ Si el envío es vía terrestre cerciorarse de depositar buena cantidad de refrigerante para

evitar el deterioro de la muestra.

↝ Verificar siempre que se envíen las formas y formatos respectivos, el caso que no se le

relacionen estos no será procesada la muestra por el laboratorio.

↝ Es importante pegar un adhesivo con el aviso de peligro biológico y delicado en el

exterior del recipiente final de envío.



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




Diagrama 2. Toma y envío de muestras para el diagnostico de la Encefalitis Rábica

Animales grandes

Animales pequeños

Alistar materiales y elementos

Limpiar la cabeza antes de iniciar la necropsia

Inicio

Lavar el cadáver antes de iniciar la necropsia

Realizar cortes trasversales y longitudinales del hueso que

recubre el cráneo

Retirar la piel de la cabeza

Levantar el hueso cortado y extraer el encéfalo completo

Realizar corte trasversal al hueso frontal

Hacer cortes de 1 cm de corteza cerebral, hipocampo y cerebelo

Exponer el encéfalo levantando el hueso que recubre el cráneo

2

Extraer el encéfalo completo

1

Depositar las porciones en bolsas plásticas y frascos con formalina



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




1

2

Identificar los recipientes

Depositar sobre papel estéril o en una caja de petri

Desinfectar y esterilizar en autotoclave el material reutilizable

Recolectar los encefalos en bolsas plásticas para su trasporte o

almacenamiento

Identificar los recipientes y empacar

Incinerar el resto de cadáver, tejidos y material desechable

Formas: 3-106 3-877 3-913

Diligenciar formatos según sea el caso

Limpiar y desinfectar la sala de necropsias

Fin

Enviar muestras y formas diligenciadas a un laboratorio autorizado (Anexo 1) para su

procesamiento



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




ANEXO 1 LABORATORIOS ICA AUTORIZADOS PARA EL DIAGNÓSTICO DE RABIA

Laboratorio Nacional de Diagnóstico Veterinario. ICA Bogota. Laboratorio de

Zoonosis.

Centros de Diagnóstico Seccionales:

ICA Medellín

ICA Montería

ICA Cúcuta



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




FORMA 3-106 Versión 00

No. _______

LABORATORIO DE ENFERMEDADES VESICULARES

IIINNNFFFOOORRRMMMAAACCCIIIÓÓÓNN IIINNNIIICCCIIAAALLL DDDEEE OOOCCCUUURRRRRREEENNNCCCIIIAAA DDDEEE EEENNNFFFEEERRRMMMEEEDDDAAADDD EEENNN UUNNN PPPRRREEEDDDIIIOOO

N I U

USO DIAGNÓSTICO Y PROCEDIMIENTO

FECHA DE ELABORACIÓN ___________________________________________

1. UNIDAD LOCAL DE VIGILANCIA

ICA

OTRA

2. IDENTIFICACIÓN Y LOCALIZACIÓN Nombre del propietario: Nombre del predio Departamento Municipio Vereda Cuadrante Latitud Longitud Teléfono o Fax

3.TIPO DE EXPLOTACIÓN BOVINOS AVES PORCINOS EQUINOS OVINOS-

CAPRINOS

Leche Comercial postura Comercial cría Labor Comercial

Carne Comercial engorde Comercial engorde Deporte Urbano

Doble propósito Comercial reproducción Comercial completo Paso fino Rural

Comercial postura-engorde Urbana

Traspatio Rural

OTROS (¿Cuáles?)

4. NOTIFICACIÓN 5. CRONOLOGÍA Propietario o administrador Día Mes Año

Terceros Primer enfermo

Vigilancia activa Notificación

Primera visita Med. Vet..

6. Extensión del episodio: Área del predio Ha. Área del predio afectada Ha.

Población susceptible: (Fincas vecinas a predios afectados).

Predios vecinos afectados (Diligenciar una forma 3-106 y 3-108 en cada predio afectado) Especie No.

Si No ¿Cuántos? Especie No. Especie No. 7. SIGNOS 8. LESIONES EN LA NECROPSIA

9. Cuadro clínico Diagnóstico presuntivo

10. ULTIMA VACUNACIÓN CONTRA LA ENFERMEDAD SOSPECHADA ANTES DEL INICIO (VERIFIQUE)

Día Mes Año Nº de lote Tipo de vacuna Laboratorio

No. Registro único de vacunación

11. TOMA DE MUESTRA Si Tipo de muestra Día Mes Año

No Lugar y nombre laboratorio de envío Toma Día Mes Año

Análisis solicitado (s) Envío



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




12. POBLACIÓN, ENFERMOS Y MUERTOS DESDE EL INICIO HASTA LA FECHA DE ESTA VISITA POBLACIÓN ENFERMOS MUERTOS (1)

ESPECIE Vacunados No

Vacunados Total Vacunados No Vacunados Total Vacunados No

Vacunados Total

Terneros (as) < 1 año Hembras 1 - 2 años Hembras 2 - 3 años Hembras > 3 años Machos 1 - 2 años Machos 2 - 3 años Machos > 3 años

BO

VIN

OS

TOTAL Lactantes < 2 meses Machos 2 - 6 meses Hembras 2 - 6 meses Machos > 6 meses Hembras > 6 meses PO

RC

INO

S

TOTAL Ovinos Caprinos Equinos < 1 año 1 - 2 año > 2 año

TOTAL > 4 semanas 4 - 7 semanas 7 - 22 semanas > 22 semanas A

VE

S

TOTAL

(1) Los muertos se consideran que enfermaron, inclúyalos en los enfermos

13. Hubo ingreso de animales y/o posibles “vehículos” de la enfermedad en los 30 días antes del inicio Si No

Enfermaron los animales introducidos? Si No De primeros? Si No

FECHA IDENTIFICACIÓN DEL DESTINO (NOMBRES) INGRESO DE Nº

Día Mes Año Finca-Feria-etc. Propietario Municipio Departamento

14. Hubo egreso de animales y/o posibles “vehículos” de la enfermedad en el lapso comprendido entre 30 días antes de la enfermedad

y el momento actual? Si No

FECHA IDENTIFICACIÓN DEL DESTINO (NOMBRES) EGRESOS DE Nº

Día Mes Año Finca-Feria-etc. Propietario Municipio Departamento

15. Origen probable de la enfermedad

Limpieza y desinfección Tratamiento médico Sacrificio de animales Vacunación en predios vecinos no afectados

Vacunación en el predio afectado nmovilización de enfermos y contactos cuarentena del predio (No incluya animales enfermos o sus contactos)

Comunicación a la Unidad de Sanidad animal hacia la cual hubo egresos del (os) predio (s) afectado (s)

Cuarentena del área Otras ¿Cuál (es)? ____________________________________________________________

17. OBSERVACIONES Nombre Medico Veterinario Firma Médico Veterinario Dirección respuesta

Forma 3-106



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




FORMA 3-877 Versión 00

SERVICIO NACIONAL DE DIAGNÓSTICO VETERINARIO

FFFOOORRRMMMAAATTTOOO ÚÚÚNNNIIICCCOOO DDDEEE RRREEECCCEEEPPPCCCIIIÓÓÓNNN DDDEEE MMMUUUEEESSSTTTRRRAAASSS

NNNooo _____________________________________________

Uso diagnóstico y procesamiento

1. OFICINA RECEPTORA

FECHA D M A

2. IDENTIFICACIÓN Y LOCALIZACIÓN

Propietario:

Predio:

Teléfono:

Municipio:

Vereda:

Departamento:

Medico veterinario:

Teléfono:

3. MOTIVO DE SOLICITUD

Diagnóstico Movilización Cuarentena Compraventa Otro Cual?

4. TIPO DE EXPLOTACIÓN

BOVINOS AVES PORCINOS EQUINOS OVINOS-

CAPRINOS OTRA

ESPECIE

Leche Comercial postura Comercial cría Labor Comercial Cual:

Carne Comercial engorde Comercial engorde Deporte Urbano

Doble propósito Comercial reproducción Comercial completo Paso fino Rural

Raza: Comercial postura-engorde Urbano Raza: Raza:

Traspatio Rural

Raza: Raza:

5. NOTIFICCIÓN 6. CRONOLOGÍA Predios Vecinos Afectados: Primer Enfermo Día Mes Año

Si No Notificación CUANTOS: Primer visita Médico Veterinario

7. SINTOMATOLOGÍA 6. LESIONES DE LA NECROPSIA

9. DIAGNÓSTICO PRESUNTIVO:

_______________________________________________________________________________

______________________________________________________________________________ ______________________________________________________________________________



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




10. IDENTIFICACIÓN MANEJO Identificación Sexo Edad

Meses Vacunas y fecha (Mes y año) SISTEMA DE ALIMENTACIÓN:

TRATAMIENTO:

11. TOMA DE MUESTRAS TIPO DE MUESTRAS: Día Mes Año Lugar y Nombre Laboratorio de Envío: TOMA

Edad: Sexo: ENVÍO

12. POBLACIÓN

POBLACIÓN ESPECIE POBLACIÓN ESPECIE

Enfermos Muertos Total Enfermos Muertos Total

Terneros (as) < 1 año Hembra 1 - 2 años Hembras 1 - 2 años Hembras > 2 años Hembras > 2 años Machos 1 - 2 años Machos 1 - 2 años Machos > 2 años Machos > 2 años

Can

inos

TOTAL Bov

inos

TOTAL Hembra 1 - 2 años Lactantes < 2 meses Hembras > 2 años Machos 2 - 6 meses Machos 1 - 2 años Hembras 2 - 6 años Machos > 2 años Machos > 6 meses

Felin

os

TOTAL Hembras > 6 meses Hembra 1 - 2 años P

orci

nos

TOTAL Hembras > 2 años Ovi-caprinos Machos 1 - 2 años Equinos Machos > 2 años

< 4 semanas

Silv

estre

TOTAL 4 - 7 semanas OTROS: 7 - 22 semanas > 22 semanas A

ves

TOTAL (1) Los muertos se consideran que enfermaron inclúyalos en los enfermos.

13. PRUEBAS SOLICITADAS VIROLOGIA TOXICOLOGÍA / QUÍMICA PARASITOLOGÍA BACTERIOLOGÍA HISTOPATOLO

GÍA

14. RESULTADOS

Forma 3-877



2004.05.13 MP-AT-2.6.7




3-913

GRUPO CONTROL Y ERRADICACIÓN DE RIESGOS ZOOSANITARIOS

CCCOOONNNTTTRRROOOLLL DDDEEE VVVAAAMMMPPPIIIRRROOOSSS CCCOOONNN UUUSSSOOO DDDEEE MMMAAALLLLLLAAASSS DDDEEE

NNNIIIEEEBBBLLLAAA

Versión 00

Forma 3-913

PRIMERA PARTE

Municipio: _________________________ Vereda: ______________ Predio: _______________ Propietario: _________________________Cuadrante: ____________ Fecha: _______________ Latitud: ___________________ Longitud: ________________ Fase lunar: _______________ Numero de animales con mordeduras frescas: ____ Numero de mordeduras por animal: ______

Número de hembras preñadas Número de hembras vacías Número de machos Número de vampiros tratados con anticoagulante Tipo de anticoagulante usado Numero de vampiros enviados al laboratorio Número de mallas usadas 12 m. Número de mallas usadas 6 m.

Sitios de captura: Corral _____________Refugio_____________ Potrero _________ Tipo de refugio:______________________________________________________________ Cobertura total corral: SI: _____________________NO: ___________________________

Número de Murciélagos capturados por mallas. Malla 1. Malla 2. Malla 3. Malla 4 Malla 5. Malla 6. HEMATOFAGOS INSECTIVOROS FRUGIVOROS CARNIVOROS ICTIOFAGOS POLINIZADORES HORA DE LA CAPTURA Realice en el respaldo de la hoja un diagrama del corral con ubicación de mallas.

SEGUNDA PARTE Fecha: ______________

Numero de animales con mordeduras frescas : ____ Numero de mordeduras por animal: ________

procedimiento operativo estandarizado parala toma …

Documents