manual de urocultivo

Sociedad Científica Peruana de Microbiología

MANUAL DE PROCEDIMIENTOS MICROBIOLOGICOS – SOCPEMI 2012

En la actualidad la documentación garantiza la fiabilidad de los resultados en el

laboratorio.

La exactitud y el valor clínico de las pruebas que el laboratorio realiza sobre la muestra

clínica y sobre el microorganismo aislado dependen de la calidad de la muestra, del tipo de

pruebas realizadas sobre la misma y de las técnicas utilizadas para la realización de las

pruebas. Para ello es necesario establecer normas que establezcan lo que es una prueba

inadecuada y definir las pruebas adecuadas para tipos específicos de muestras. Asimismo,

se deben especificar los criterios para realizar una prueba adecuada y proporcionar

información para evitar las deficiencias en la solicitud de pruebas.

La implementación de este Manual en los laboratorios de Microbiología Clínica ayudaría

que los ensayos se lleven a cabo con un alto grado de calidad y que se acompañen de una

mejora en el servicio ofrecido al paciente así como de una mejora en la sistemática de

trabajo, que facilite la labor al personal del laboratorio.

Siendo iniciativa de la Sociedad Científica Peruana de Microbiología (SOCPEMI) , la de

iniciar la estandarización de documentos como uso o consulta por parte de los que

laboramos en los laboratorios de microbiología de centros asistenciales de nuestro país.

JUNTA DIRECTIVA:

Presidente: Lic.TM María del Carmen Quispe Manco

Vicepresidente: Lic.TM Roberto Rojas León

Tesorera: Lic.TM Juana María Guzmán Ruíz

Secretario: Lic.TM Luis Alvarado Ríos

Vocal: Lic.TM José María Olivo López

Vocal: Lic.TM Carlos Benítez Azabache


MANUAL DE PROCEDIMIENTOS PARA EL

CULTIVO DE ORINA

(UROCULTIVO)

AUTORES

Javier Soto Pastrana

Licenciado en Tecnología Médica

Responsable Técnico del Laboratorio de Microbiología

Integrante del Comité de Control de Infecciones Intrahospitalarias

Hospital Nacional Docente Madre Niño San Bartolomé

Alfredo Guillén Oneeglio

Médico Cirujano

Jefe de Microbiología de la Clínica San Borja

Profesor Asociado, Facultad de Tecnología Médica

Universidad Nacional Federico Villarreal

Profesor de Microbiología Médica

Universidad Peruana de Ciencias Aplicadas (UPC)

Roberto Rojas León

Licenciado en Tecnología Médica

Servicio de Microbiología

Instituto Nacional de Salud del Niño

Profesor Asociado, Facultad de Tecnología Médica

Universidad Nacional Federico Villarreal


SOCIEDAD CIENTIFICA PERUANA DE MICROBIOLOGIA

2012

Contenidos

1. Introducción

2. Toma de muestra, transporte y manejo

3. Materiales

4. Procedimiento

5. Control de calidad

6. Reporte de resultados

7. Interpretación

8. Limitaciones

9. Referencias

Tablas

Tabla 1 Frecuencia de agentes uropatógenos en el Hospital Nacional Docente San

Bartolomé. 2010, Lima – Perú.

Tabla 2 Microbiota urinaria

Tabla 3 Definiciones

Tabla 4 Flujo de trabajo para el procesamiento de urocultivos

Tabla 5 Reporte de aislamientos con pruebas mínimas

Anexos

Anexo 1

Determinación de sustancias antibacterianas residuales en orina

Anexo 2

Uso y calibración de asas microbiológicas

Figuras

Figura 1

Figura 2

Figura 3

Fotos

Foto 1. Siembra por estrías en biplaca de agar sangre y MacConkey de Escherichia coli.

Foto 2. Siembra por estrías en biplaca de agar sangre y MacConkey de Staphylococcus

saprophyticus


I. INTRODUCCIÓN

Las infecciones del tracto urinario (ITU) representan una de las primeras causas de

consulta médica y hospitalizaciones. Estudios epidemiológicos por E. H. Kass (14)

mostraron que los recuentos bacterianos mayores de 105 UFC/ml, de un cultivo puro de

bacilos gram negativos en orina estaban asociados con infecciones agudas bacterianas

del tracto urinario. Otros investigadores reportaron que también podían ser significativos

los recuentos mayores de 102 UFC/ml en mujeres con disuria e ITU aguda (6, 7, 15). Para

niños y pacientes cateterizados, los recuentos menores también pueden ser significativos

(4, 16, 17); por lo que se debe realizar y reportar el recuento de colonias.

La orina es un fluido corporal normalmente estéril, sin embargo, es fácilmente

contaminada con la microbiota del perineo, próstata, uretra o vagina al momento de

obtener la muestra. El laboratorio de microbiología debe proporcionar instrucciones

detalladas para asegurar la apropiada toma de muestra, conservación, rotulación y

transporte de la orina para su cultivo.

Los agentes etiológicos de ITU generalmente provienen de la propia microbiota intestinal

del paciente, siendo Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Proteus mirabilis,

Staphylococcus saprophyhticus y Enterococcus faecalis, los más frecuentes en pacientes

ambulatorios; y Enterobacter spp., Pseudomonas spp., Acinetobacter spp. y especies de

Candida en pacientes hospitalizados. En la tabla 1, presentamos los agentes más

frecuentes en urocultivos en un hospital nacional, sin embargo, esto puede variar de

establecimiento en establecimiento, según la población atendida. La tabla 2, es una lista

de la microbiota frecuente en orina infectada y contaminada.

Las definiciones utilizadas en urocultivos se encuentran en la tabla 3 y nos permitirá

interpretar mejor las solicitudes y hallazgos del urocultivo.

Una de las funciones del microbiólogo es determinar si el recuento de colonias es

significativo y que el paciente necesita tratamiento, esto dependerá de diferentes factores,

que están asociados al cuadro clínico, la forma de obtención de la muestra, tratamiento

previo, entre otros. Dado de que el laboratorio generalmente solo conoce detalles como la

edad, sexo y tipo de muestra del paciente, le es difícil determinar su significancia.

La determinación de la piuria, es un factor que ayuda a interpretar si el paciente tiene una

ITU, pero es necesario estandarizar este procedimiento que tiene una baja

reproducibilidad y es realizada e interpretada de manera diferente por los laboratorios

clínicos.

La finalidad de este manual es estandarizar el procedimiento para que sus resultados

sean reproducibles y los médicos tratantes interpreten adecuadamente sus hallazgos para

lograr un tratamiento adecuado del paciente y evitar las recurrencias.


FASE PREANALITICA

II. TOMA DE MUESTRA, TRANSPORTE Y MANEJO

Es responsabilidad del Jefe del Laboratorio de Microbiología, en la instrucción del

personal de salud sobre la apropiada toma de muestra.

A. Toma de muestra

1. Muestra obtenida del chorro medio

a. Preparación en mujeres

(1) Separar los labios mayores, lavar la vulva

completamente desde adelante hacia atrás

utilizando dos torundas de algodón embebidas en

jabón, en forma sucesiva. Prestar especial

atención al meato uretral. No utilizar jabones con

desinfectantes (benzalconio, hexaclorofeno u otro

similar), porque una sola gota de residuo puede

esterilizar la orina antes de que la muestra llegue

al laboratorio.

(2) Luego con dos torundas de algodón adicionales y

agua o solución salina estéril lavar la vulva.

Comentario: La recolección de muestras de orina de

chorro medio debería ser evitada durante la menstruación

b. Preparación en varones

(1) no circuncidados. Retraer el prepucio y lavar el

glande y pene completamente, de manera sucesiva

con dos torundas embebidas con jabón, prestando

especial atención al meato uretral. Luego enjuague el

glande con agua o solución salina estéril,

sucesivamente con torundas de algodón adicionales.

(2) circuncidados, no requieren mayor preparación

c. Recolección de la muestra. Después de 1 o 2 segundos de

iniciada la micción, acercar el frasco estéril en la dirección

del chorro de orina para obtener la muestra, instruir al

paciente que no debe parar y recomenzar la micción del

“chorro medio” durante la recolección.

Comentario: Nunca obtener orina del bacín, del urinario o

papagayo.

No se observó diferencia en las tasas de contaminación

cuando un frasco nuevo no estéril, se utilizó para la

recolección de orina.


2. Muestra obtenida de paciente con sonda Foley

a. Limpiar con algodón embebido en alcohol la porción distal

de la sonda

b. Usando una aguja y jeringa, colectar la orina a través de la

sonda y colocar su contenido en un frasco estéril. No

obtener orina a partir de la bolsa colectora por que suele

estar contaminada.

3. Muestra obtenida por catéter vesical

a. Un catéter vesical es insertado por un profesional de la

salud, para obtener orina directamente de la vejiga.

b. Este procedimiento debe ser realizado con una técnica

aséptica, para evitar el riesgo de introducir microorganismos

en la vejiga.

c. Desechar los 15 a 30 ml iniciales de orina y enviar el chorro

siguiente para el cultivo.

4. Muestra obtenida por punción suprapúbica

a. La obtención de orina por aspiración suprapúbica

directamente de la vejiga, es realizada por el médico o

personal de salud entrenado. Este método es el preferido

para niños, para pacientes en los cuales la interpretación de

los resultados de orina emitida es difícil, o cuando se

sospechan bacterias anaerobias como causa de la infección.

b. La vejiga debe estar llena y palpable antes de la aspiración.

c. Desinfectar la piel sobre la vejiga.

d. Hacer una punción a través de la epidermis encima de la

sínfisis pubiana.

e. Aspirar usando una aguja y jeringa. Coloque la muestra de

orina en un recipiente estéril antes de su envío al laboratorio.

La jeringa unida a la aguja no debe ser aceptada por ser un

agente punzocortante y representar un riesgo biológico para

el personal.

f.

B. Momento de la toma de muestra

1. Obtener la primera muestra de la mañana siempre que sea posible.

Permitiendo que la orina permanezca en la vejiga durante toda la

noche o por lo menos 4 h, de esta forma se disminuirá el número de

resultados falsos negativos.


2. En pacientes con sintomatología de ITU se pueden aceptar

muestra en cualquier momento del día, teniendo en cuenta que sus

recuentos pueden ser menores de 105 UFC/ml.

3. No forzar la ingesta de líquidos para tratar de obtener la orina del

paciente, lo cual puede diluir la orina y disminuir el recuento de

colonias.

4. Es preferible que el paciente no esté tomando antibióticos al

momento de la toma de muestra, ya que los cultivos pueden resultar

negativos.

C. Transporte de la muestra

1. La orina debe ser transportada inmediatamente al laboratorio

después de su obtención, pudiendo permanecer a temperatura

ambiente hasta 2 h, Si la orina no puede ser procesada se puede

conservar hasta 24 h en refrigeración después de su obtención. NO

CONGELAR la muestra.

D. Rotulación de la muestra y solicitud enviada

1. Rotular el frasco de orina con información del paciente y la hora de

su obtención. En el petitorio del laboratorio debe indicarse los

siguientes datos mínimos: edad, sexo, tipo de muestra, tratamiento

previo a las 24 h y otros datos de acuerdo a la población en estudio.

Comentario: Cuando se solicitan el cultivo para levaduras, inocular

10 µl por placa y mantener los cultivos de 48 h para detectar

levaduras con recuentos bajos.

E. Criterios de rechazo

1. Solicite una nueva muestra de orina cuando la muestra ha sido conservada por más de 2 hrs a temperatura ambiente.

2. Toda muestra que no esté adecuadamente rotulada será rechazada.

3. Rechazar orinas de 24 hrs de colección.

4. Rechazar muestras de orina obtenidas con el mismo método de colección dentro de las 48 hrs de recepción de la primera muestra. Llamar a esta una muestra duplicada.

5. No se recomienda el uso de bolsas colectoras de orina en pacientes pediátricos, por dificultades en su interpretación, salvo cuando los resultados son negativos.

6. Las puntas de sonda Foley son inaceptables para cultivo.

7. Rechazar orina de la bolsa colectora de un paciente con sonda Foley.

8. Rechazar muestras que llegan en frascos abiertos y derramados.


9. Rechazar muestras con solicitud de cultivo anaeróbico, cuando no son tomadas por punción suprapúbica.

10. Si una muestra mal tomadas, transportada, o manipulada no puede ser reemplazada, se debe colocar al final del reporte que la calidad de la muestra no era la adecuada y a quien se le informó. Generalmente, las muestras de orina de pacientes hospitalizados son fáciles de obtener.

FASE ANALITICA

III. MATERIALES

A. Medios de cultivo

1. Agar Sangre

2. Agar MacConkey

3. Agar CLED (Cisteína Lactosa Deficiente en Electrolitos)

Comentario. Su uso permite la detección de colonias E. coli enanas,

que pueden pasar desapercibida en agar MacConkey así también

impide el velamiento producido por colonias de Proteus spp.

4. Agar chocolate: empleado para muestras de orina de riñón o

muestras colectadas quirúrgicamente por cistoscopia.

5. Medios cromogénicos para urocultivo que permite la detección rápida

de los uropatógenos más comunes y a su vez infecciones mixtas.

B. Coloración de Gram

1. Cristal violeta

2. Lugol de Gram

3. Alcohol acetona

4. Safranina

C. Suministros

1. Método del asa

a. Use asas de nicrom o de plástico descartables estériles.

Tamaños

(1) Asa de 1 µl para detección de recuento de colonias

mayores de 1,000 UFC/ml.

(2) Asa de 10 µl para la detección de recuento de colonias

entre 100 y 1,000 UFC/ml.

2. Método de la micropipeta

a. Usar una micropipeta calibrada de 1 a 10 µL


b. Puntas de pipetas estériles

Comentario. Se recomienda utilizar micropipetas diferentes para

cada volumen, porque ir de un extremo al otro del rango, tiende a

descalibrar el instrumento.

IV. PROCEDIMIENTO

A. Métodos microscópicos y otros métodos directos

El laboratorio debe determinar cuál es el mejor método para la detección de

piuria, de acuerdo a la población que atiende y para lo cual se tiene los

varios procedimientos. La presencia de muchas células epiteliales

escamosas y diferentes morfotipos microbianos sugieren contaminación.

1. Examen directo

a. Colocar 10 µl de orina bien mezclada sin centrifugar sobre

una lámina portaobjetos, colocar un cubreobjetos y observar

a 400x

b. La presencia de más de 5 leucocitos por campo es

considerado como indicativo de piuria.

Nota: este resultado tiene una especificidad de 90% para

predecir una infección urinaria asociada a catéter con más

de 105 UFC/mL, pero una sensibilidad de solo 37%.

2. Sedimento urinario

a. Centrifugar 10 ml de orina x 5 min. a 400 G, este

procedimiento debe estar estandarizado para dar resultados

confiables.

b. La presencia de más de 10 leucocitos por campo es

indicativo de piuria

Comentario: una limitación del análisis del sedimento urinario

es ser operador dependiente.

Comentario: están disponibles sistemas comerciales

basados en citometría de flujo entre otros, para la detección

de piuria.

3. Coloración de Gram:

a. Colocar 10 µl de orina bien mezclada sin centrifugar sobre

una lámina portaobjetos, y deje que se seque al aire sin

extenderla. Fijar con metanol.

b. Determinar el número de organismos por campo de aceite de inmersión. Un organismo observado a 1,000x correlaciona con un recuento de colonias de 105/ml de orina.


Comentario: La tinción de Gram es útil para determinar

rápidamente el tipo y el recuento de bacterias y células en la

orina y debe ser realizada cuando sea solicitada. Para los

pacientes hospitalizados, la coloración de Gram de la orina

puede ayudar a diagnosticar la causa de la sepsis antes que los

cultivos de sangre den positivos

B. Métodos de cultivo

1. Usar biplacas con Agar Sangre y Agar MacConkey (ver foto 1)

2. Para las muestras de orina emitidas por chorro medio y los

obtenidos por catéteres, cultivar 1 µl de orina. Para las otras

muestras cultivar 10 µl.

Comentario: El recuento de colonias se debe realizar en el agar

sangre. Las demás placas deben ser estriadas de tal forma que se

obtengan colonias aisladas para reducir al mínimo los resultados

falsos negativos de los cultivos, debido a la inhibición

antimicrobiana. Si el recuento de colonias no puede ser realizado

debido a una abrumadora propagación de Proteus, una estimación

del recuento se puede hacer de las placas de aislamiento.

3. Métodos de inoculación para el recuento de colonias

a. Método del asa calibrada

(1) Usando un asa calibrada flameada y enfriada o una

descartable, mantener el asa verticalmente, y

sumergir solamente el aro por debajo de la superficie

de la muestra de orina, sin centrifugar y bien

mezclada (figura 1).

(2) Llevar una asada de la orina bien mezclada sobre la

placa de agar sangre haciendo una línea recta a lo

largo y por el centro del agar y estriar la orina

mediante una serie de pases en ángulos de 90° a

través del inóculo (método solo para 1 µl).Ver figura

2.

(3) Para el aislamiento de colonias usar Agar MacConkey

siguiendo el procedimiento anterior.

(4) Cuando se utilizan 10 µl de muestra tomar una asada

de orina bien mezclada para inocular y estriar en

cuadrantes las placas de agar, como se indica en la

figura 3.

b. Método de la micropipeta


(1) Con una pipeta y punta estéril, aspirar la cantidad

necesaria de orina bien mezclada y colocarlo en un

extremo de la placa, dejar que la gota escurra hacia

el otro lado.

(2) Estriar como en el caso anterior

4. Incubar en ambiente aeróbico durante toda la noche de 35 a 37 ° C.

a. Realizar cultivos anaeróbicos solamente cuando sea

solicitado en aspiración suprapúbica, cuando se sospecha

en una fístula vesiculoentérica y cuando se observen

diferentes morfotipos bacterianos en el examen directo pero

no crecen en cultivo aeróbico.

b. Si es conveniente, incubar el Agar Sangre en 5% de CO2

para mejorar el desarrollo de los organismos gram-positivos

y bacterias dependientes de CO2.

5. Lectura de los medios de cultivo

a. Examinar los cultivos que han sido incubados durante toda la

noche, pero hacer la lectura final a las 24 hrs.

b. En los siguientes caso se debe incubar el cultivo hasta por 48 horas:

(1) Muestra colectada por una técnica invasiva, tal como aspiración suprapúbica o por cateterización.

(2) Presencia de pequeñas o escasas colonias que son

apenas perceptibles.

(3) El resultado del cultivo no correlacionan con los

hallazgos de la coloración de Gram o el cuadro

clínico (por ejemplo, el paciente tiene piuria estéril o

síntomas sin un cultivo positivo).

(4) El paciente está inmunocomprometido, incluyendo

pacientes trasplantados.

(5) Cultivos de levaduras o de hongos que sean

solicitados o pacientes en riesgo de tener infección

por hongos por ejemplo UCI neonatal.

c. Para los cultivos positivos, examinar los medios de cultivo

para la cuantificación y tipo morfológico de los organismos

presentes.

(1) Con un asa de 1 µl, una colonia equivale a 1,000

UFC/ml.


(2) Con un asa de 10 µl, una colonia equivale a 100 UFC

/ ml.

(3) Cuando las colonias son demasiado numerosos para

contar.

(a) El máximo recuento usando el asa de 1 µl

es >105 UFC/ ml.

(b) El máximo recuento usando el asa de 10 µl

es >104 UFC/ml.

6. Estudio posterior de los cultivos positivos

a. Determine el recuento de colonias de cada morfotipo en el

cultivo por separado examinando el agar sangre.

b. Usando las tablas 3 y 4, determinar la extensión del estudio

para cada organismo.

c. Para las pruebas de identificación mínima, consulte la Tabla

5.

d. No identificar microbiota urogenital normal a nivel de género

o de especie.

e. Streptococcus agalactiae debe ser reportado de mujeres en

edad fértil y de diabéticos conocidos, independientemente

del recuento.

f. Debido a que E. coli representa el 80% de los patógenos en

cultivos de orina, utilice métodos de identificación rápida

para identificar esta especie. Véase Tabla 5.

g. Para la identificación final proceder de acuerdo a métodos

establecidos en el laboratorio.

h. Realizar pruebas de susceptibilidad de acuerdo a métodos

establecidos en el laboratorio.

7. Mantenga las placas con cultivo positivo a temperatura ambiente

hasta 48 h, por si el médico solicitara algún estudio adicional.

8. Mantenga las muestras de orina en refrigeración por lo menos 24

horas para resolver cualquier problema con la muestra o resultados

del cultivo.

V. CONTROL DE CALIDAD

A. Inspeccione las asas calibradas no descartables periódicamente para

confirmar que siguen siendo redondas y están libres de dobleces,

abolladuras, corrosión, o material incinerado. En el anexo 2 están los

procedimientos de control de calidad de asas microbiológicas.


B. Si utiliza asas descartables, chequear el certificado de validación de

recuento del fabricante con cada lote. El proveedor debe suministrar una

copia de este certificado con cada lote de asas que venda.

C. Verificar que los medios de cultivo cumplan con la fecha de expiración y los

parámetros de control de calidad de cada laboratorio.


FASE POSTANALITICA

VI. REPORTE DE RESULTADOS

A. Informar los resultados del examen directo, coloración Gram o sedimento.

B. Resultados Negativos

1. Si no se observa crecimiento sobre todos los medios de cultivo,

reportar "Urocultivo negativo”.

2. Si se cultivaron 1 µl, reportar "Recuento: menor de 1,000 UFC/ml".

3. Si se cultivaron 10 µl, reportar "Recuento: menor de 100 UFC/ml".

4. Si solamente se observa microbiota urogenital o de la piel, reportar

como cultivo negativo y el recuento será de “10,000 UFC/ml de

microbiota urogenital normal.”

C. Resultados Positivos

1. Como es especificado en la tabla 3, los cultivos mixtos son

reportados con el recuento en UFC/ml, seguido por “múltiple

morfotipo bacteriano presente; posible contaminación; se sugiere

nueva muestra, con pronto envío al laboratorio, si está clínicamente

indicado.”

2. Reportar el recuento de colonias de cada patógeno por separado,

seguida por la identificación presuntiva, mínima, o definitiva y

resultados de la prueba de susceptibilidad, como se indica en la

tabla 3 y 4.

D. Mantener copia de los resultados en sistema manual o electrónico.

VII. INTERPRETACION

A. El criterio de ≥105 UFC/ml para significancia puede ser aplicado a la mayoría

de las muestras enviados para cultivo. Sin embargo, lo siguiente será

cierto.

1. Un cultivo mixto en un paciente ambulatorio no complicado

probablemente indica contaminación.

2. Recuentos menores (<104/ml) de bacterias comúnmente

encontrados sobre la piel y genital interno y externo son

considerados ser contaminantes, pero en circunstancias especiales,

un recuento de Enterobacteriaceae de 102 UFC/ml o más, pueden

ser considerado significativo.

3. Recuento de colonias <105 UFC/ml en muestras emitidas con

presencia de disuria y síntomas de ITU puede ser significativo.


B. No realizar pruebas de susceptibilidad antimicrobiana directamente de la

muestra de orina. Estos métodos no están estandarizados.

C. El urocultivo con removedor de antibióticos no está estandarizado ni

validado.

VIII. LIMITACIONES

A. Mujeres con ITU no complicada para las cuales la etiología microbiana está

establecida (p. ej. E. coli o S. saprophyticus) pueden ser tratados

empíricamente con una sola dosis alta o una de curso corto (3 días) de

agente antimicrobiano. El cultivo de orina para identificación y prueba de

susceptibilidad del organismo causante deben ser realizados en el caso

donde hay fracaso en el tratamiento y recaída, sospecha clínica de

pielonefritis o infección recurrente.

B. En casos de piuria estéril, la coloración Gram es importante. Si son vistos

organismos pero no cultivables y el hallazgo persiste, puede ser indicado

un cultivo anaeróbico.

C. Resultado falso negativo es debido, en parte, a sustancias interferentes,

orina diluida, bajo pH e interpretación subjetiva del criterio de trabajo

adicional del cultivo.

D. El síndrome uretral agudo debido a uretritis deben ser sospechado en

mujeres sexualmente activas, quienes tienen disuria y piuria pero urocultivo

negativo. Se debe realizar investigación para detectar la presencia de N.

gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis y Ureaplasma urealyticum.

E. Disuria también ocurre en pacientes con vulvovaginitis y el hisopado vaginal

debe ser enviado para la detección de vaginosis bacteriana, candidiasis y

Trichomoniosis.

F. En caso de piuria estéril, debe sospecharse también de TBC renal. La

muestra para cultivo debe ser la primera orina de la mañana por tres días

consecutivos. No se recomienda orina de 24 h.


IX. REFERENCIAS

1. Albers, A. C, Fletcher. R. D. 1983. Accuracy of calibrated-loop transfer. J Clin Microbiol.

18: 40-42

2. Andreu, A., J. Cacho, A. Coira y J. A. Lepe. 2011. Diagnostico microbiológico de las

infecciones del tacto urinario. Enferm. Infecc. Microbiol. Clin. 29:52-57

3. Cavagnaro F. Infección urinaria en la infancia. 2005. Rev Chil Infect. 22:161-168.

4. Comité de Microbiología Clínica. Sociedad Chilena de Infectología. 2001.

Recomendaciones para el diagnostico microbiológico de la infección urinaria. Rev Chil

Infect. 18:57-63.

5. Coulthard MG. et al. 2010. Redefining urinary tract infections by bacterial colony counts.

Pediatrics. 125:335-341.

6. De Cueto M. 2005. Diagnostico microbiológico de la infección del tracto urinario.

Enferm. Infecc. Microbiol. Clin. 23 (Supl. 4): 9-14

7. Burd EM, Kehl KS. A critical Appraisal of the rol of the clinical microbiology laboratory in

the diagnosis of urinary tract infections. 2011. J Clin Microbiol. 49(9 Supl):S34-S38.

8. European urinalysis group. European urinalysis guidelines. Scand J Clin Lab Invest

2000; 60: 1 – 96.

9. Franz, M. Horl WH. Common errors in diagnosis and management of urinary tract

infection.I: Pathophysiology and diagnostic techniques. Nephrol. 1999. Dial Transplant.

14: 2746-2753.

10. Garcia L, (Ed.). Clinical Microbiological procedures handbook. 3rd Ed. 2010. American

Society for Microbiology.

11. Graham, J. C. Galloway A. The laboratory diagnosis of urinary tract infection. 2001. J.

Clin. Pathol. 54: 911-919.

12. Heldrich, F. J., M. A. Barone. E. Spiegler. 2000. UTI: diagnosis and evaluation in

syntomatic pediatric patients. Clin. Pediatr. (Philadelphia) 39:461-472

13. Herrera, D., P. Lopez, J. L. Duque., L. Perez, R. Golding, y C. Hernandez. 2010. Asas

metalicas calibradas para microbiólogos: una alternativa de fabricación nacional. Rev.

Soc. Venezol. Microbiol. 30:37-42.


14. Hooton TM, Stamm WE. Diagnosis and treatment of uncomplicated urinary tract

infection. Infect. Dis. Clin. N. Am. 1997. 11:551-581

15. Johnson JR, Stamm WE. Urinary tract infection in women: diagnosis and treatment.

1989. Ann. Intern. Med. 111:906-917.

16. Kass EH. Asyntomatic infections of the urinary tract. 1956. Trans. Assoc. Am. Phys.

69:56-64.

17. Lifshitz E, Kramer L. Outpatient urine culture: does collection technique matter?. 2000.

Arch. Intern. Med. 160: 2537-2540.

18. Lipsky, B. A., R. C. Ireton, S. D. Fihn, R. Hackett, and R. E. Berger. 1987. Diagnosis of

bateriuria in men: specimen collection and cultural interpretation. J. Infect. Dis. 155: 847-

854.

19. Stamm, W. E. , G. W. Counts, K. R. Running, S. Fihn, M. Turck, and K. K. Holmes.

1982. Diagnosis of coliform infection in acute dysuric women. N. Engl. J. Med. 307: 463-

468.

20. Stark, R. P., and D. G. Maki. l984. Bacteriuria in the catheterized patient: what

quantitative level of bacteriuria is relevant? N. Engl. J. Med. 311:560-564.

21. Tambyah, P. A, and D. G. Maki. 2000. Catheter-associated urinary tract infection is

rarely syrnptomatic: a prospective study of 1.497 catheterized patients. ,4 rch. Intern.

Med.160:678 -682.

22. Tamtlyah, P. 4. and D. G. Maki. 2000. The relationship between pyuria and infection in

patients with indwelling urinary catheters: a prospective study of 761 patients. Arch.

Intern. Med. 160:ó73-611

23. Washington JA II, White CM, Laganiere M, Smith LH. Detection of significant

bacteriuria by microscopic examination of urine. 1981. Lab. Med. J. 12:294-296.

24. Zhang, Q, Kwoh C, Attorri S, Clarridge JE III. Aerococcus urinae in urinary tract

infections. 2000. J Clin Microbiol. 38: 1703-1705.


Tabla 1. Frecuencia de agentes uro patógenos en el Hospital

Nacional Docente San Bartolomé. 2010, Lima – Perú.

Microorganismo n (%)

Escherichia coli 832 72

Klebsiella pneumoniae 77 7

Proteus mirabilis 44 4

Staphylococcus saprophyticus 41 4

Enterococcus faecalis 35 3

Candida albicans 23 2

Pseudomonas aeruginosa 21 2

Candida sp. 16 1

Estafilococos coagulasa negativa 16 1

Enterobacter cloacae 12 1

Streptococcus agalactiae 7 1

Fuente: Laboratorio de Microbiología, Hospital Nacional Docente San Bartolomé.


Tabla 2 Microbiota urinaria

Microbiota Microorganismo

Ampliar el estudio si el cultivo es significativo

(ver tabla 4)

Urogenital Estreptococo grupo viridans, Neisseria spp., difteroides, Lactobacillus spp., anaerobios

Reportar como microbiota urogenital.

Piel Difteroides, Staphylococcus spp.

Reportar como microbiota urogenital o de piel a menos que esté presente en cantidades >10 veces o más que otra microbiota. Entonces tratar como uropatógena.

Uropatógenos Bacilos Gram-negativos ID hasta nivel de especie y ATB

Staphylococcus ID y ATB de S. aureus;

ID de Staphylococcus saprophyticus con disco de novobiocina para mujeres en edad fértil; ATB generalmente no es necesario para S. saprophyticus u otro estafilococo coagulasa-negativo.

Levaduras ID de C. albicans y Candida glabrata; ID de otras a nivel de especie solo si es solicitada

Estreptococo beta-hemolítico ID, especialmente del grupo B en mujeres en edad fértil

Enterococcus spp. Comprobar VRE en pacientes hospitalizados; ID a nivel de especie y ATB solo en VRE y cuando sea solicitado

G. vaginalis ID sólo si el número es 10 veces mayor que toda la otra microbiota

Aerococcus urinae ID solo si el número es 10 veces mayor que la de toda la otra microbiota (20) (ver Tabla 5 para pruebas para la identificación)

Corynebacterium (ureasa positivo)

ID y ATB si el número es 10 veces mayor que la de toda la otra microbiota y ≥ 100,000 UFC.

Abreviaciones: ATB, prueba de susceptibilidad antimicrobiana; ID, identificación; VRE, enterococo vancomicino resistente.


Tabla 3. Definiciones

Término Definición

Bacteriuria Presencia de bacteria uropatógena en la orina

Cistitis Inflamación de la vejiga

Cistostomía Procedimiento quirúrgico de insertar un tubo directamente en la vejiga a través de la región suprapúbica para drenar orina.

Disuria Dolor o ardor al orinar, una común queja en la presentación de ITU

Nefrostomía Procedimiento quirúrgico con colocación directa de un tubo en el riñón.

Prostatitis Infección de la glándula prostática; el paciente puede presentar fiebre o ser asintomático.

Pielonefritis Infección aguda del riñón y pelvis renal usualmente con fiebre, escalofríos y dolor lumbar; crónico; puede ser sin síntomas.

Piuria Recuento de leucocitos en orina de 8-10/µl (o >5/campo de alto poder en un urianálisis convencional), lo cual correlaciona con un índice de excreción de Leucocitos >400,000 GB/h)

Uretritis Inflamación de la uretra; puede ser causada por enfermedad sexualmente transmitida o uropatógenos.

Urosepsis Pielonefritis acompañado de bacteriemia y shock séptico.

Urostomía Procedimiento quirúrgico que conduce a una abertura externa en la pared abdominal, usualmente hecha con una asa intestinal, para la salida de la orina.

Aspiración suprapúbica

Espécimen de orina colectado con una jeringa y aguja insertada directamente a través de la piel en la vejiga.

Orina de catéter Espécimen colectado por la inserción de un catéter en la uretra.

ITU No complicada Infección principalmente en mujeres sanas, quienes no tienen anormalidades estructurales o funcionales del tracto urinario.

ITU Complicada Infección en un paciente con anormalidad estructural y/o funcional del tracto urinario (por ej. lesión en médula espinal, vejiga neurogénica, obstrucción del tracto urinario, etc.) que reduce la eficacia de la terapia antimicrobiana.

ITU Asintomática Infección con > 105 bacterias/ml sin síntomas de infección


Tabla 4. Flujo de trabajo para el procesamiento de urocultivos

Tipo de orina Inoculación

No. de aislamientos

Tiempo para

reporte final

1 uropatógeno 2 uropatógenosª ≥3 uropatógenos

Chorro medio; obtenidos de pacientes ambulatorios <65 años

de edad.

Estriar 1 µl en AS y MAC <10,000 UFC/ml, ID mínimab, reportar como cultivo negativo

Bacterias con < 100,000 CFU/ ml, ID minima

Reportar como cultivo negativo, indicar el recuento y en observaciones "Presencia de flora mixta". Sugerir remitir una nueva muestra si fuera pertinente.

1 o 2 días (incubación mínima,

18 h)°

≥10,000 UFC/ml (o ≥1,000 UFC

de uropatógeno/ml en mujeres de 14-30 años de edad), ID°

definitivac y ATB

Bacterias con ≥100,000 UFC/ml,

ID definitiva y ATB

Sonda Foley, paciente

hospitalizado o geriátrico (≥ 65

años de edad)

Estriar 1 µl en AS y MAC <10,000 UFC/ml, ID° mínima,

reportar como cultivo negativo

Bacterias con < 100,000 CFU/ ml,

ID minima Si no hay presencia de leucocituria Reportar como cultivo negativo, indicar el recuento y en observaciones "Presencia de flora mixta". Sugerir remitir una nueva muestra si fuera pertinente.

2 o 3 días

(incubación mínima,

36 h)

≥10,000 UFC/ml, identificación

definitiva y ATB

Bacterias con ≥100,000 CFU/ml,

ID definitiva y ATB Si el paciente tiene leucocituria, o es sintomático o febril, seguir con el protocolo de 2 uropatógenos.

Catéter vesical; paciente

pediátrico cateterizado, punción

suprapúbic, cultivo de levaduras

Estriar 10 µl en AS y MAC

ACH para situaciones

especiales

100 A 1,000 UFC/ml con

microbiota normal de urogenital o

piel, ID mínimab, reportar como cultivo negativo

Bacterias con < 1,000 CFU/ ml, ID

minima Bacterias con < 10,000 CFU/ ml, ID minima

2 o 3 días

(incubación mínima

48 h)

≥1,000 UFC/ml o cualquier

cultivo puro de bajo recuento de uropatógeno, ID definitiva y ATB

Bacterias con ≥1,000 UFC/ml, ID

definitiva y ATB

Bacterias con ≥10,000 UFC/ml, ID

definitiva y ATB

Contactar con el médico para determinar

si se sigue con el proceso

a) La presencia de microbiota de la piel o urogenital en una cantidad 10 veces menor a los uropatogenos, es considerada como contaminación y no debe ser considerada para el flujo de trabajo

b) Para la identificación mínima ver el cuadro respectivo


c) En este grupo etareo, cualquier recuento de Streptococcus grupo B se debe reportar. Descartar la

presencia de S. saprophyticus, que es importante a esta edad


Tabla 5. Reporte de aislamientos con pruebas mínimas

Reporte Pruebas Mínimas

Escherichia coli (probable) Colonias secas, lactosa positiva en agar MacConkey, indol positivo y oxidasa negativa (del agar sangre).

Pseudomonas aeruginosa (probable)

Colonias lactosa negativa en agar MacConkey, superficie opaca, oxidasa positiva, indol negativo y tiene olor característico de Pseudomonas.

Candida sp.

Colonias mucosas, blancas, convexas; presencia de levaduras en montaje húmedo.

Staphylococcus aureus

Colonias doradas o amarillo pálido, cocos gram positivos, catalasa positiva y coagulasa en lámina positiva. Pueden ser β hemolíticos en el agar sangre.

Staphylococcus coagulasa negativa

Colonias blancas, cocos gram positivos, catalasa positiva y coagulasa en lámina negativa.

Colonias amarillas, no beta hemolíticas, identificar como Staphylococcus saprophyticus (probable).

Enterococcus sp.

Cocos gram positivos en cadenas cortas, catalasa negativa, PYR positivo. Bilis esculina rápida positiva.

Streptococcus grupo viridans

Cocos gran positivos en parejas y cadenas largas, catalasa negativa. Alfa hemolíticas, PYR negativo.

Descartar Aerococcus urinae (presencia de tétradas y racimos en la coloración de Gram) si el número es significativo.

Lactobacillus spp. Colonias puntiformes, bacilos gram positivos, catalasa negativo, alfa hemolíticos.

Corynebacterium spp.

Colonias puntiformes blancas, bacilos gram positivos, catalasa positiva. Descartar Corynebacterium


urealyticum con una prueba rápida de ureasa si el número es significativo.


ANEXO I

DETERMINACIÓN DE SUSTANCIAS ANTIBACTERIANAS RESIDUALES EN

ORINA

I. Principio

Determinar la presencia de sustancias antibacterianas residuales en orina. Este

procedimiento se aplica en todos los casos en los que se solicite urocultivo.

II. Materiales

Pinzas

Discos de papel de filtro estériles de Papel filtro Whatman N° 3 o similar

Placa de Agar Mueller Hinton 100 x 15 mm

Tubo con solución salina estéril x 2 mL

Alicate sacabocados para 6 mm de diámetro o perforador

Cepa de Bacillus subtilis ATCC 6633.

III. Procedimiento

Hacer una suspensión de Bacillus subtilis en un tubo con solución salina

estéril que sea similar al tubo 0,5 de la escala de Mc Farland

Sembrar la placa de agar Mueller Hinton con la suspensión de bacterias de

manera similar a un antibiograma.

Dejar secar a temperatura ambiente aproximadamente 15 min.

Tomar con la pinza un disco de papel filtro y colocarlo en la placa sembrada

según una plantilla numerada o colocando el número en la parte posterior

de la placa.

Colocar 10 µL de orina con una asa calibrada o una micropipeta

Se debe colocar el número correspondiente a la muestra.

La placa será incubada a 35°C por 18 horas en aerobiosis.

IV. Interpretación

Se buscará la presencia de un halo de inhibición alrededor del disco con la orina.

Cualquier diámetro de halo se considerará como prueba positiva. La ausencia de

halo se considera como prueba negativa.

V. Reporte de resultados

El resultado se informa como “Actividad antimicrobiana: Positiva o Negativa”

VI. Comentario


El medio de cultivo debe estar a temperatura ambiente y la superficie debe

estar seca.

No se ha determinado cual es el efecto de la demora en colocar los discos

sobre el medio de cultivo sembrado.

Mantener la cepa de Bacillus subtilis en un tubo o placa de agar Mueller

Hinton, todas la semanas hacer una resiembra para la prueba. No utilizar el

cultivo de una placa donde se haya realizado la prueba.

VII. Referencias

1. Maturin LJ. Bacteriological Analytical Manual, Inhibitory Substances in Milk, FDA, 2001.

2. Ghosh HK. Role of bacterial growth inhibitors in urine in diagnostic culture. J Clin Pathol. 1970. 23: 627-628.


ANEXO 2

USO Y CALIBRACION DE ASAS MICROBIOLOGICAS

I. PRINCIPIO

El volumen de fluido transferido por una asa calibrada depende del volumen y la forma del

recipiente que contiene el líquido y la dirección y profundidad del asa cuando es

introducido en el líquido. La variabilidad de los resultados es por la tensión superficial y la

superficie humedecida del asa. Líquidos en recipientes con diámetros pequeños (<1 cm)

tienen alta tensión superficial, el cual resulta en una menor transferencia, dado que la

fuerza vidrio-liquido y plástico-liquido (fuerza adhesiva) son mayores que las fuerzas

liquido-liquido (fuerza cohesiva). Cuando el alambre por encima del aro del asa es

humedecido por la inmersión profunda en el líquido, exceso de líquido drena por el

alambre y aumenta el volumen transferido.

Las asas cuantitativas son usadas comúnmente para realizar cultivos cuantitativos y

verificar el inoculo de las pruebas de susceptibilidad. Las asas cuantitativas son menos

exactas que las pipetas, estas todavía son una excelente manera para realizar cultivos

semicuantitativos o diluciones. Las asas cuantitativas son usadas cuando el error ≤ 20%

es aceptable. Las asas son calibradas por método colorimétrico o por método de la broca.

II. TIPOS DE ASAS

A. El volumen es 1 o 10 µl

B. Las asas reusables son hechos de alambre, usualmente platino o nicrom

C. Las asas descartables son hechos de plásticos

III. MATERIALES

Método colorimétrico

A. Agua destilada

B. Colorante solución de azul de Evans al 0.75% (CAE)

i. Solución Stock

1. Adicionar 0.75 g de CAE a 100 ml de agua.

2. Filtrar la solución con papel filtro Whatman Nº 40

3. Guardar a temperatura ambiente en frasco oscuro por 6 meses

C. Colorante Violeta de Genciana solución comercial al 1 – 2 %, solución stock

(opcional)

i. Soluciones de trabajo


1. Prepare diluciones del colorante (azul de Evans o violeta de

genciana) en agua destilada para obtener las diluciones 1:500,

1:1000, 1:2000, y 1:4000, diluyendo 1 ml de la solución stock

del colorante en 49 ml de agua destilada.

2. Diluya 1 ml de la dilución 1:50 en 9 ml de agua destilada. Esta

es una dilución 1:500.

3. Realizar diluciones seriada al doble empezando con 5 ml de la

dilución 1:500 y 5 ml de agua destilada, para preparar el resto

de las diluciones.

4. Guardar las 4 diluciones hasta por 6 meses pero prepare nueva

diluciones si la lectura de algunos de ellos difiere el 3% de la

lectura previa.

D. SUMINISTROS

i. Cubetas de vidrio cuadradas con 1 cm de trayectoria de luz. Use la

misma cubeta para todas las medidas.

ii. Cristalería: varias tubos limpios de 15 ml de volumen, varias pipetas de

1 y 10 ml.

iii. Espectrofotómetro de buena calidad con las siguientes

especificaciones: lineal hasta 2.0 de unidades de absorbancia a 350

nm; ancho de banda espectral, ≤ a 2nm (348 a 352 nm); precisión de ≤

0.001 Å/h; exactitud de longitud de onda seleccionada, ≤ 1 nm.

IV. CONTROL DE CALIDAD

A. Consideraciones generales

i. Asas reusables

1. Inspeccionar las asas calibradas regularmente para confirmar

que ellos permanecen redondas y están libres de curvas,

abolladuras, corrosión o material incinerado.

2. Verificar mensualmente las asas para garantizar que el volumen

transferido es exacto.

ii. Verificar el volumen transferido del asa descartable tras recibir un

nuevo lote de asas. El desempeño satisfactorio de varios lotes, y el

certificado del fabricante de un control de calidad hecho en casa elimina

la necesidad de la calibración de rutina.

B. Métodos para la calibración de asas


Procedimiento de calibración por el método colorimétrico

i. Colocar el espectrofotómetro en modo absorbancia, usando una

longitud de onda de 600 nm.

ii. Calibrar a cero con agua destilada

iii. Medir y anotar la absorbancia de cada dilución del colorante (1:500,

1:1000, 1:2000, 1:4000)

iv. Graficar la densidad óptica (eje vertical) contra cada una de las

concentraciones de las diluciones (eje horizontal) en la hoja de trabajo

(ver grafica ). Dibujar una sola línea que más se acerque a los cuatro

puntos para construir la curva de calibración.

v. Usando el asa de 1µl, transferir 10 asadas de la solución colorante

stock elegido a 10 ml de agua destilada. Después mezclar

completamente, medir y anotar la absorbancia de esta solución. La

absorbancia debería corresponder a la dilución 1: 1000 en la curva de

calibración.

vi. Preparar y evaluar tres soluciones de prueba adicionales para un total

de cuatro lecturas. Anotar las lecturas en la hoja de trabajo y determinar

el promedio. Luego calcular el porcentaje de inexactitud siguiendo las

instrucciones de la hoja de trabajo.

vii. Si el promedio de las lecturas es mayor de ± 20% de la dilución de la

solución stock 1:1000, el asa es inexacta. Seguir con la acción

correctiva.

viii. Para calibrar el asa 10 µl, transferir 10 asadas de la solución stock del

colorante elegido en 100 ml de agua destilada usando el asa de 10 µl.

Después mezclar completamente, medir y anotar la absorbancia de

esta solución. Prepare y evalúe tres soluciones de prueba adicional

para un total de cuatro lecturas. Luego calcule el porcentaje de

inexactitud siguiendo las instrucciones de la hoja de trabajo. La lectura

final debería ser la misma que la del asa de 1µl, por ejemplo ± 20% de

la dilución 1:1000 de la solución stock.

C. Acción correctiva

i. Si la carga del asa no cae dentro del límite de tolerancia especificado,

el asa puede ser descartado y reemplazado o reparado y calibrarlo

nuevamente.

ii. Reparar mediante inmersión en arena fina para remover depósitos, y

limpiarlo humedeciendo con alcohol y luego flamearlo.


iii. Las asas pueden ser retornados a su diámetro calibrado usando brocas

de 1.5 mm de diámetro para asas de 1µl y brocas de 4 mm de diámetro

para asas de 10µl. Las asas arregladas deben ser calibradas antes de

ser puesto en servicio nuevamente.

iv. Para las asas descartables inexactas, contactar con el proveedor para

reemplazarlos.

V. PROCEDIMIENTO PARA EL USO DEL ASA

A. Para asas reusables, flamear e y enfriar antes de la primera y después de cada

transferencia. Use una nueva asa descartable no humedecida para cada

transferencia.

B. El líquido debería estar en un recipiente de boca ancha (diámetro >1 cm).

C. Rotar la muestra en el recipiente para mezclar la suspensión bacteriana de

manera uniforme.

D. Mantener el asa verticalmente, e introducirlo el aro del asa justo por debajo de

la superficie del líquido. Evitar alguna burbuja en el menisco del líquido.

E. Verificar para asegurar que ninguna burbuja están dentro del asa.

F. Mover el asa hacia arriba y hacia abajo solamente.

G. Transferir el contenido del asa a la placa contactando el líquido sobre la

superficie del agar en la placa, hasta que el líquido ya no sea visible en el asa.

Diseminar con el asa o, para una mayor exactitud, diseminar con una varilla

doblada (asa de “Drigalski”).

VI. LIMITACIONES

Asas cuantitativa, tanto descartables y reusables, serian groseramente inexactas si

burbujas están presentes en la película del líquido transferido. Evitar la formación de

burbujas cuando se agita el líquido. Inspeccionar cuidadosamente que el asa cargada

no presente burbujas. Remover las burbujas por flameo (asas reusables),

reemplazando (asas descartables) o por reinmersión (para cualquiera de las asas).

VII. REFERENCIAS

1. Albers AC, Fletcher RD. 1983. Accuracy of calibrated-loop transfer. J Clin Microbiol. 18:40-42.

2. Clarridge JE, Pezzlo MT, Vosti KL. Cumitech 2A, Laboratory diagnosis of urinary tract infections. 1978. Weissfeld AS (Coordinating ed.). American Society for Microbiology, Washington, D. C.


HOJA DE TRABAJO 1

Calibración colorimétrica de asas cuantitativa

Volumen del asa Fecha

Fecha de puesto en uso Iniciales del operador

Fabricante del asa N° de lote

Muestra

N°

Absorbancia Cálculos

1 Promedio menos la

Absorbancia estándar

diluida 1:1000

(a)

2 Divide (a) por la estándar de

absorbancia 1:1000

(b)

3 % de inexactitud: multiplicar

(b) por 100

(c) %

4 El valor (c) debe ser ± 20%: Es aceptable?

SI / NO

Suma de las

4 lecturas

Promedio

(dividir entre

4)

Acción Correctiva:

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

________________________________________________________________________

Revisado por: ___________________________________

Fecha: ___________________


Figuras

Figura 1. Usando un asa calibrada flameada y enfriada o una descartable, mantener el

asa verticalmente, y sumergir solamente el aro por debajo de la superficie de la muestra

de orina, sin centrifugar y bien mezclada


Figura 2. Llevar una asada de la orina bien mezclada sobre la placa de agar sangre

haciendo una línea recta a lo largo y por el centro del agar y estriar la orina mediante una

serie de pases en ángulos de 90° a través del inóculo (método solo para 1 µl).


Figura 3. Cuando se utilizan 10 µl de muestra tomar una asada de orina bien mezclada

para inocular y estriar en cuadrantes las placas de agar, como se indica en la figura.

Foto 1. Siembra por estrías en biplaca de agar sangre y MacConkey de Escherichia coli.

Foto 2. Siembra por estrías en biplaca de agar sangre y MacConkey de Staphylococcus

saprophyticus


EMPRESAS AUSPICIADORAS

manual de urocultivo

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