instituto politecnico nacional · en cultivo ,con la propuesta del uso de cepas probióticas , se...
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INSTITUTO POLITECNICO NACIONAL
CENTRO INSTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL
UNIDAD SINALOA
DEPARTAMENTO DE ACUACULTURA
"Análisis del cultivo de tilapia Oreochromis niloticus utilizando bacilos
nativos con potencial probiótico"
Registro asignado SIP: 20080116
Periodo que se reporta: Enero 2008 - Diciembre 2008
PRESENTA
M: en C. APOLINAR SANTAMARIA MIRANDA
El cultivo comercial de tilapia en Latinoamérica ha crecido
enormemente en los últimos 25 años. En México, se han construido
estanques con la intención de hacer de la piscicultura una actividad
productiva rutinaria del campo, debido a que es una actividad capaz de
proporcionar, además de alimento, recursos económicos y empleo. En
este trabajo no hubo diferencias significativas en cuanto al peso entre el
control y los tratamientos con las bacterias benéficas probadas; sin
embargo, existe un incremento en peso en el tratamiento con alimento
con bacterias (5 x 105 UFC/g) adicionado diariamente, lo cual permite
suponer que en un cultivo más largo si habría diferencias significativas.
En el segundo experimento, la sobrevivencia fue mejor en el tratamiento
con bacterias adicionadas en el alimento diario.
INTRODUCCIÓN
La producción de la acuicultura constituye un aporte importante
de la demanda de peces y organismos acuáticos para consumo
humano. Así, en el 2002 la contribución de la acuicultura fue del 30 %
del total consumido, y se calcula que en el 2015 podría llegar hasta al
41 % (FAO 2004).
Las tilapias han sido introducidas en forma acelerada hacia otros
países tropicales y subtropicales en todo el mundo, estos organismos
son oriundos de las aguas intertropicales de África, son peces robustos,
de baja demanda respiratoria y resisten las altas temperaturas del agua,
son fáciles de transportar y reproducirse, a esto se debe su gran
dispersión fuera de su área natural. En general, las tilapias son
predominantemente herbívoras y omnívoras. Su dieta natural está
constituida en mayor o menor grado por plantas superiores, detritos
vegetales, algas azul-verdes, diatomeas, fitoplancton, fitobentos,
perifiton, macrofitas acuáticas, zooplancton y bacterias, existiendo
variaciones en cuanto a preferencias alimentarías según la especie y
condiciones de cultivo (Northcott y Beveridge 1992).
El cultivo comercial de tilapia en Latinoamérica ha crecido
enormemente en los últimos 25 años (FAO 2004). En México, se han
construido estanques con la intención de hacer de la piscicultura una
actividad productiva rutinaria del campo, debido a que es una actividad
capaz de proporcionar, además de alimento, recursos económicos y
empleo (Arce 1989).
A pesar del éxito relativo logrado en la engorda de tilapia y la
producción de crías, existen cuellos de botella en el cultivo que
necesitan ser estudiados con el fin de obtener mayor número y calidad
de larvas y juveniles. Dos de los cuellos de botella más importantes son
la mortalidad observada en las primeras fases de vida, debido a la
susceptibilidad de las larvas a enfermedades provocadas por bacterias
y otros microorganismos patógenos
El uso de químicos para combatir parásitos, hongos y bacterias
también produce residuos que permanecen en el ambiente y tienen
diversos efectos sobre la biota.
Otro aspecto importante es el alto costo que implica la
alimentación ya que el alimento balanceado ocupa mas del 60 % del
costo operativo de una granja acuícola , de ahí la importancia de que
este alimento sea bien administrado y bien digerido por los organismos
en cultivo ,con la propuesta del uso de cepas probióticas , se pretende
darle las condiciones al sistema digestivo para que los nutrientes sean
mas fácilmente asimilables y el organismo crezca mas y mejor con la
asimilación eficiente del alimento balanceado.
Una de las posibles soluciones a este problema es la utilización
de bacterias benéficas aisladas del cuerpo de agua donde vive la
especie en estudio y del propio organismo.
La palabra probiótico fue acuñada en 1974 por Parker, deriva de
dos vocablos griegos que significan "para la vida" y contrasta
enormemente con una palabra mucho más conocida que es antibiótico,
la cual significa "contra la vida"(Aguirre 1992).
De acuerdo con la definición original de Parker, " probióticos son
microorganismos o sustancias provenientes de microorganismos que
contribuyen al equilibrio microbiano intestina (Aguirre 1992).
Esta definición incluye cultivos, células y metabolitos
microbianos. Sin embargo, la definición nunca pretendió ser tan amplia
y únicamente incluye cultivos microbianos y productos directos del
cultivo microbiano (Aguirre 1992).
El concepto de probiótico no es un descubrimiento reciente,
Metchnikoff en 1907 atribuía la longevidad de los habitantes de los
países búlgaros a los altos consumos de leche fermentada con
microorganismos como Lactobacillus acidophilus (Aguirre 1992).
Se sabe que los animales sanos se caracterizan por tener el
sistema digestivo funcionando adecuadamente. Esto es fundamental
para la asimilación de las raciones destinadas a la producción.
Otra característica importante de un adecuado funcionamiento
del sistema digestivo, en resumen, es el equilibrio de la flora microbiana
(Fuller 1989).
En acuicultura, el término probiótico es más general y se define
como un suplemento microbiano formado por un cultivo simple o mixto
de microorganismos seleccionados que son adicionados con el
propósito de manipular las poblaciones bacterianas presentes en los
sistemas de producción (Balcázar 2002).
El presente trabajo de tesis pretende obtener información
científica y tecnológica sobre la aplicación de microorganismos del
género Lactococcus con potencial benéfico en los cultivos de tilapia,
con el fin de proveer una alternativa real al uso de antibióticos, mejorar
la nutrición, el crecimiento y la supervivencia de los peces en las
diferentes fases de su ciclo de vida.
OBJETIVO GENERAL
Determinar el efecto de bacilos nativos benéficos en el crecimiento y
supervivencia de la tilapia roja, cultivada en estanques circulares de plástico.
Objetivos específicos del proyecto
1. Evaluar el peso, supervivencia y factor de conversión alimenticia de la
tilapia Oreochromis niloticus tratada con la mezcla de cuatro cepas
benéficas de bacterias adicionadas al agua del estanque de cultivo.
2. Analizar las condiciones del cultivo de tilapia en relación a la
temperatura, oxígeno disuelto, pH, nitritos, nitratos, amonio, bacterias
totales y vibrios totales.
3. Identificar las cepas presuntivas de bacilos con el sistema Biolog.
MATERIALES Y MÉTODOS
Incorporación de la mezcla de lactococos al alimento balanceado La incorporación de la mezcla de cuatro cepas presuntivas de lactococos
en el alimento balanceado (Silver Cup®, 45 % de proteína) se hizo por medio
del aditivo atractante y ligante (Dry Oil®, Innovaciones Acuícolas S.A. de C.V.),
siguiendo las instrucciones del fabricante. También se impregnó de Dry Oil al
alimento para el control sin bacterias. Las cepas presuntivas de lactococos
fueron cultivadas, cosechadas y contadas por diluciones seriadas decimales.
Se agregaron aproximadamente 40 mL de agua estéril con una concentración
determinada de UFC/g de alimento por medio de aspersión. El alimento con
bacterias se secó a temperatura ambiente durante cinco horas, revolviendo
manualmente cada hora. Se preparó alimento con bacterias para 10 d y se
almacenó en el refrigerador a 4 ºC.
Experimento 1 El experimento tuvo una duración de cuatro meses y se realizó
en tanques circulares de plástico con 1200 L de agua filtrada. Los
organismos que se utilizaron se compraron a la empresa Aquatic Depot.
Los alevines de tilapia roja (Oreochromis sp.) comprados estaban
recién hormonados (aprox. 30 días de edad). La densidad siembra fue
de 40 animales por tanque.
El experimento consistió de 4 tratamientos por triplicado: 1) Control,
alimento + Dry Oil; 2) Alimento + 4 cepas de lactococos (5 x 104 UFC/g); 3)
Alimento + bacterias (1 x 106 UFC/g); y 4) Alimento + bacterias (1 x 107
UFC/g). La alimentación se realizó diariamente. Todos los tratamientos se
realizaron por triplicado. El recambio de agua semanal fue del 80 %. Los
organismos se alimentaron con una ración diaria inicial equivalente al 15 % de
su peso corporal dividida en 3 subraciones (09:00, 13:00 y 15:00 horas) y luego
se disminuyó el porcentaje de acuerdo a la tabla de alimentación de Purina.
Experimento 2
El experimento tuvo una duración de tres meses y se realizó en
tanques circulares de plástico con 1200 L de agua filtrada. Los
organismos que se utilizaron se compraron a la empresa Aquatic Depot.
Los alevines de tilapia gris (Oreochromis niloticus y Oreochromis sp.)
comprados estaban recién hormonados (edad aproximada de las rojas
= 35 d, edad aproximada de las grises 45 d). Antes de iniciar el
experimento, los alevines se mantuvieron en dos tinas de 1000 L,
durante 45 para que tuvieran una mayor edad, por lo tanto, al iniciar el
experimento las rojas tenían aprox. 80 días y las negras 90. La
densidad siembra fue de 80 animales por tanque, 40 grises y 40 rojas.
A los 30 d del cultivo se hizo un desdoble del 50 %, quedando 20 rojas
y 20 grises por tina.
El experimento consistió de 4 tratamientos por triplicado: 1) Control,
alimento + Dry Oil; 2) Alimento + bacterias (5 x 104 UFC/g), diariamente; 3)
Alimento + bacterias (1 x 106 UFC/g), cada 10 d y 4) Alimento + bacterias (1 x
106 UFC/g), sólo durante 10 d. En los tratamientos 3 y 4, cuando no se
alimentaron con alimento más bacterias, se alimentaron con alimento + Dry Oil.
Todos los tratamientos se realizarán por triplicado. El recambio de agua
semanal fue del 80 %. Los organismos se alimentaron con una ración diaria
inicial equivalente al 15 % de su peso corporal dividida en 3 subraciones
(09:00, 13:00 y 15:00 horas) y luego se disminuyó el porcentaje de acuerdo a la
tabla de alimentación de Purina.
Evaluación del peso, supervivencia y FCA
Se pesaron los organismos al inicio y cada 15 d. El factor de conversión
alimenticia se obtuvo de la siguiente manera:
FCA= CAS/IPP
Donde CAS= Cantidad de alimento suministrado en un tiempo dado e
IPP= Incremento en peso de la población en el mismo tiempo
La tasa de mortalidad se obtuvo de la siguiente manera:
TM= Ni-Nf/Np*100
Donde Ni= peces iniciales, Nf= peces finales y Np= peces totales.
Monitoreo de lo vibrios totales y bacterias heterótrofas totales durante el experimento
Los conteos de bacterias totales y vibrios totales del agua en todos los
tratamientos se realizaron al inicio y después cada 15 d. Las bacterias se
contaron haciendo diluciones seriadas decimales y colocando 100 µL de agua
de cada tina en placas con TS agar (por duplicado). Los vibrios totales se
contaron haciendo diluciones seriadas decimales y colocando 100 µL de agua
en placas con TCBS agar (por duplicado) o colocando los 100 µL en las placas
sin hacer las diluciones.
Monitoreo de los parámetros fisicoquímicos
La toma de las variables fisicoquímicas (temperatura, oxígeno disuelto y
pH) se realizó diariamente en todos los tratamientos desde el primer día de
siembra. La temperatura se registraró con un termómetro de máximos y
mínimos. Para el oxígeno se usó un oxímetro YSI. El pH se determinó con un
potenciómetro marca Hanna.
La toma de los nutrientes (amonio, nitritos y nitratos) se realizó
mensualmente en todos los tratamientos desde el primer día de siembra por
métodos químicos ya estandarizados internacionalmente.
Análisis estadístico
El peso se analizó por medio de un análisis de varianza de una vía
(ANOVA) usando la prueba F para analizar las diferencias entre tratamientos y
controles. Los valores de p < 0.05 fueron considerados significativamente
diferentes. Cuando existieron diferencias significativas, se utilizó un análisis a
posteriori, usando la prueba de Tukey (HSD) para identificar la naturaleza de
estas diferencias (p < 0.05).
RESULTADOS
Primer experimento Crecimiento en Peso de Oreochromis sp.
Los resultados (Fig. 1) muestran que en los primeros 30 d, el mayor
peso se obtuvo en el control con 3.6 g, bacterias (1 x 106 y 1 x 107) 2.6 g y
bacterias (5 x 104) con 2.5 g. En el día 60, el mayor peso se obtuvo en el
control con 17.4 g, bacterias (1 x 107) 15.7 g, bacterias (1 x 106) 15.1 g y
bacterias (5 x 104) con 14.4 g. En el día 60, el mayor peso se obtuvo en el
control con 17.4 g, bacterias (1 x 107) 15.7 g, bacterias (1 x 106) 15.1 g y
bacterias (5 x 104) con 14.4 g. En el día 90, el mayor peso se obtuvo en el
control con 65.5 g, bacterias (5 x 104) 64.9 g, bacterias (1 x 106) 61.8 g y
bacterias (5 x 104) con 60.3 g. En el día 120, el mayor peso se obtuvo en el
bacterias (5 x 104) con 100.0 g, bacterias con (1 x 106) 97.4, control con 95.9 g
y bacterias (1 x 107) con 90.0 g.
0
20
40
60
80
100
120
30 60 90 120
Tiempo de cultivo (Días)
Peso
(g)
I II III IV
Figura 1. Primer experimento. Peso promedio de Oreochromis sp. en el día 30, 60, 90, y 120. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, III = Alimento más 1 x 106 UFC/g, IV = Alimento más 1 x 107 UFC/g. Barras de error = promedio ± error estándar. No hubo diferencias significativas entre los tratamientos (p < 0.05). Barras de
error = promedio ± error estándar.
Supervivencia
La supervivencia final (Fig. 2) fue de 92.1 % en el tratamiento control,
76.5 % en bacterias (5 x 104), 64.0 % en bacterias (1 x 106) y 82.6 % en
bacterias (1 x 107). En el tratamiento con bacterias (1 x 106) hubo mayor
mortalidad debido a la presencia de cloro en el agua.
0
20
40
60
80
100
120
II III IV V
Tratamientos
Supe
rviv
enci
a (%
)
Figura 2. Primer experimento. Supervivencia final de Oreochromis sp.
Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, III = Alimento más 1 x 106 UFC/g, IV = Alimento más 1 x 107 UFC/g. Barras de error = promedio ± desviación estándar.
FCA
El factor de conversión alimenticia final (Fig. 3) presentó los siguientes
resultados: Control 0.78, bacterias (5 x 104) 0.80, bacterias (1 x 106) 0.98 y
bacterias (1 x 107) 0.87.
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
I II III IV
Tratamientos
FCA
Figura 3. Primer experimento. Factor de conversión alimenticia del cultivo de Oreochromis sp. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, III = Alimento más 1 x 106 UFC/g, IV = Alimento más 1 x 107 UFC/g.
Análisis bacteriológico
No se encontraron vibrios presentes en el agua del sistema d ecultivo
(Tabla 1). La concentración de las bacterias totales presentó gran variabilidad.
La concentración total de bacterias en el control fue de 2042 ± 47 UFC/mL, en
bacterias (5 x 104) fue de 6306 ± 4263 UFC/mL, en bacterias (1 x 106) fue de
2204 ± 667 UFC/mL y en bacterias (1 x 107) fue de 2204±237 UFC/mL.
Tabla 1. Bacterias totales y vibrios totales presentes en el agua de los tanques de cultivo. Duración del cultivo = 120 días. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, III = Alimento más 1 x 106 UFC/g, IV = Alimento más 1 x 107 UFC/g. Promedio ± desviación estándar.
Tratamientos Bacterias totales (UFC/mL)
Vibrios totales (UFC/mL)
I 2042±47 0 II 6306±4263 0 III 2204±667 0 IV 2204±237 0
Parámetros fisicoquímicos
Los resultados (Tabla 2) muestran que durante los 120 días del
experimento, los valores del pH estuvieron en el rango 8.0 y 8.6, los de la
temperatura entre 25.4 y 27.4, el oxígeno disuelto entre 7.7 y 8.7, el amonio
entre 0.43 y 0.45, los nitritos entre 0.20 y 0.25 y los nitratos entre 0.68 y 0.78.
Los parámetros estuvieron dentro de los rangos óptimos para el cultivo de
tilapia. Tabla 2. Determinación del pH, oxígeno disuelto (OD), temperatura,
amonio, nitritos y nitratos en el agua del sistema de cultivo. Duración del cultivo = 120 días. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, III = Alimento más 1 x 106 UFC/g, IV = Alimento más 1 x 107 UFC/g. Promedio ± desviación estándar.
Tratamientos pH Temperatura OD Amonio Nitritos Nitratos I 8.0±0.05 25.4± 0.21 7.7 ± 0.11 0.44±0.27 0.20±0.01 0.70±0.23 II 8.6±0.02 26.5± 0.09 8.5 ± 0.22 0.45±0.27 0.20±0.01 0.78±0.11 III 8.6±0.01 26.1± 0.85 8.2± 0.26 0.44±0.29 0.25±0.08 0.69±0.24 IV 8.6±0.00 27.4± 0.30 8.7 ± 0.20 0.43±0.30 0.22±.04 0.68±0.25
Segundo experimento Crecimiento en Peso de Oreochromis niloticus Los resultados (Fig. 4) muestran que al inició los alevines pesaron en
promedio 6.54 g en el control, 6.42 g en alimento con bacterias (5 x 104) diario,
5.44 g en alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días y 6.11 g en alimento
con bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días. En el día 29, el control
pesó en promedio 28.7 g, en alimento con bacterias (5 x 104) diario 31.9 g, en
alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 29.8 g y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días 29.4. En el día 64, el control
pesó en promedio 68.4 g, en alimento con bacterias (5 x 104) diario 73.4 g, en
alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 66.8 g y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días 66.9. En el día 92, el control
pesó en promedio 83.3 g, en alimento con bacterias (5 x 104) diario 90.2 g, en
alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 80.2 g y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días 80.5 g.
0
20
40
60
80
100
120
0 29 64 92
Días de cultivo
Peso
(g)
I II III IV
Figura 4. Segundo experimento. Peso promedio de Oreochromis niloticus
en el día 0, 29, 64, y 92. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días. No hubo diferencias significativas entre los tratamientos (p < 0.05). Barras
de error = promedio ± desviación estándar.
Crecimiento en Peso de Oreochromis sp.
Los resultados (Fig. 5) muestran que al inició los alevines pesaron en
promedio 4.09 g (un solo pesaje para todos los tratamientos). En el día 29, el
control pesó en promedio 16.8 g, en alimento con bacterias (5 x 104) diario 17.0
g, en alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 18.7 g y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días 18.6 g. En el día 64, el control
pesó en promedio 35.8 g, en alimento con bacterias (5 x 104) diario 41.6 g, en
alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 42.8 g y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días 36.4. En el día 92, el control
pesó en promedio 42.1 g, en alimento con bacterias (5 x 104) diario 51.5 g, en
alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 50.7 g y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días 44.8 g.
0
10
20
30
40
50
60
70
0 29 64 92
Días de cultivo
Peso
(g)
I II III IV
Figura 5. Segundo experimento. Peso promedio de Oreochromis sp. en el día 0, 29, 64, y 92. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días. No hubo diferencias significativas entre los tratamientos (p < 0.05). Barras de error =
promedio ± desviación estándar.
Supervivencia de Oreochromis niloticus
La supervivencia final (Fig. 6) de O. niloticus fue del 100 % en todos los
tratamientos.
0102030405060708090
100
0 29 64 92Días de cultivo
Supe
rviv
enci
a (%
)
IIIIIIIV
Figura 6. Segundo experimento. Supervivencia final de Oreochromis niloticus.
Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días.
Supervivencia de Oreochromis sp. La supervivencia final (Fig. 7) de Oreochromis sp. en el control fue de
91.6 % , 96.6 % en el alimento con bacterias (5 x 104) diario, 88.3 % en
alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días y 95 % en alimento con bacterias
(5 x 104) durante los primeros 10 días de cultivo.
0
20
40
60
80
100
0 29 64 92
Días de cultivo
Supe
rviv
enci
a (%
)IIIIIIIV
Figura 7. Segundo experimento. Supervivencia final de Oreochromis sp. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días.
FCA en Oreochromis niloticus
El factor de conversión alimenticia final (Fig. 8) de O. niloticus presentó
los siguientes resultados: Control 1.70, en el alimento con bacterias (5 x 104)
diario 1.75, en alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días y en alimento con
bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días de cultivo 1.80.
0
0.3
0.6
0.9
1.2
1.5
1.8
I II III IV
Tratamientos
FCA
Figura 8. Segundo experimento. Factor de conversión alimenticia del cultivo de Oreochromis niloticus. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días.
FCA en Oreochromis sp.
El factor de conversión alimenticia final (Fig. 9) de Oreochromis sp.
presentó los siguientes resultados: Control 2.60, en el alimento con bacterias (5
x 104) diario 2.47, en alimento con bacterias (5 x 104) cada 10 días 2.52 y en
alimento con bacterias (5 x 104) durante los primeros 10 días de cultivo 2.53.
00.30.60.91.21.51.82.12.42.7
I II III IV
Tratamientos
FCA
Figura 9. Segundo experimento. Factor de conversión alimenticia del cultivo de Oreochromis sp. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días.
Análisis bacteriológico
La concentración de las bacterias totales (Tabla 3) en el agua de los
sistemas de cultivo presentó gran variabilidad. La concentración total de
bacterias y de vibrios en el control fue de 19887±23 y 26±28 UFC/mL,
respectivamente. En el alimento con bacterias (5 x 104) diario, la concentración
fue de 15541±3.89 y 41±44 UFC/mL, respectivamente. En alimento con
bacterias (5 x 104) cada 10 días fue de 6795±4.94 y 26±28 UFC/mL,
respectivamente. En el alimento con bacterias (5 x 104) durante los primeros 10
días de cultivo fue de 13995±0.40 y 13±4 UFC/mL, respectivamente.
Tabla 3. Bacterias totales y vibrios totales presentes en el agua de los tanques de cultivo. Duración del cultivo = 92 días. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación diaria, III = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación cada 10 días, IV = Alimento más 5 x 104 UFC/g, alimentación durante los primeros 10 días. Promedio ± desviación estándar.
Tratamientos Bacterias totales (UFC/mL)
Vibrios totales (UFC/mL)
I 19887±23 26±28 II 15541±3.89 41±44 III 6795±4.94 26±28 IV 13995±0.40 13±4
Parámetros fisicoquímicos
Los resultados (Tabla 4) muestran que durante los 92 días del cultivo,
los valores del pH estuvieron en el rango 8.1 y 8.3, los de la temperatura entre
25.0 y 25.2, el oxígeno disuelto entre 7.6 y 8.3, el amonio entre 0.9 y 2.4, los
nitritos entre 0.08 y 0.4 y los nitratos entre 0.5 y 0.7.
Tabla 4. Determinación del pH, oxígeno disuelto (OD), temperatura,
amonio, nitritos y nitratos en el agua del sistema de cultivo. Duración del cultivo = 120 días. Tratamientos: I = Control, II = Alimento más 5 x 104 UFC/g, III = Alimento más 1 x 106 UFC/g, IV = Alimento más 1 x 107 UFC/g. Promedio ± desviación estándar.
Tratamientos pH Temperatura OD Amonio Nitritos NitratosI 8.3±0.03 25.1±4.0 8.3±0.6 2.4±2.5 0.4±0.1 0.5±0.3 II 8.1±0.03 25.0±0.1 7.7±1.5 1.3±1.2 0.2± 0.2 0.7± 0.3 III 8.2±0.09 25.0±0.1 7.6±0.9 1.0±0.2 0.08±0.07 0.5±0.2 IV 8.2±0.04 25.2±0.1 8.0±0.7 0.9±0.3 0.1±0.08 0.5±0.2
ANÁLISIS DE RESULTADOS
El uso de probióticos en acuacultura se ha intensificado en los últimos
diez años (Verschuere et al. 2000). El aspecto más estudiado ha sido el
mejoramiento de la salud de los animales por la inclusión de probióticos, ya sea
en el alimento o en el agua (Queiroz & Boyd 1998; Gatesoupe 1999).
En este trabajo se probaron 4 cepas de lactococos presuntivos
(bacterias ácido lácticas, BAL) que previamente habían sido caracterizadas y
probadas en Oreochromis niloticus por Apún-Molina (2007).
En acuicultura la determinación del crecimiento requiere del
conocimiento de la cantidad del tejido ganado en un tiempo dado y puede ser
determinado mediante parámetros como el incremento en talla y peso, los
cuales están influenciados por las condiciones del medio en el que se
encuentran los organismos. Entre los factores medioambientales, físicos,
químicos y biológicos que influyen en el buen desarrollo de los organismos
están la temperatura, el pH, amonio, el oxígeno disuelto, la densidad a la que
se encuentran y la línea genética de las crías sembradas así como la cantidad
y la calidad del alimento suministrado (Oduleye 1981). En el presente trabajo,
el pH, el oxígeno disuelto, la temperatura, los nitritos, nitratos y el amonio se
mantuvieron relativamente estables, pues se estuvieron dentro de los niveles
óptimos para la especie (Wicki & Gromenida 1998). Aunque la densidad de
cultivo fue relativamente alta (40 organismos/m3) en el primer experimento con
Oreochromis sp. y el segundo con Oreochromis sp. y O. niloticus, el
crecimiento fue bueno si lo comparamos con el peso promedio obtenido por
Apún-Molina (2007) para O. niloticus donde manejó densidades altas (200
organismos/m3) y temperaturas por debajo de las óptimas. Sin embargo, a
pesar de lo expuesto, las diferencias en el peso promedio de los organismos
tratados con bacterias y el peso promedio del control no fueron significativas
en los dos experimentos. A pesar de lo anterior, es importante mencionar que
en el experimento 2 se observa una tendencia en el incremento del peso de
los organismos del tratamiento con bacterias diario. En O. niloticus la
diferencia fue de 7 g y en Oreochromis sp. de 10 g en los 92 días que duró el
experimento. En el experimento de Apún-Molina (2007) hubo diferencias
significativas pero tuvo una duración de 134 días. Además, en el caso de
Oreochromis sp. del segundo experimento, la supervivencia y el factor de
conversión alimenticia fue mejor en el tratamiento con bacterias diario
comparado con el control y con la supervivencia general del primer
experimento.
Apún-Molina (2007) si encontró diferencias significativas entre el control y
los tratamientos con bacterias (lactococos y bacilos), pero sólo a partir del día 75
de cultivo. En este trabajo, en el primer experimento, ocurrió algo similar,
aunque las diferencias no fueron significativas. En el segundo experimento, se
evitó utilizar organismos de menos de 75 días de edad y los resultados, aunque
no significativos, fueron mejores que en el primer experimento. Al parecer las
bacterias tienen un efecto adverso en estadios tempranos del desarrollo de los
peces. De hecho, el efecto adverso se manifiesta tanto en el peso, como en la
supervivencia, como ocurrió en el trabajo de Apún–Molina (2007).
Los resultados de crecimiento en peso y supervivencia son similares a
los encontrados por Lara-Flores et al. (2003) en Oreochromis niloticus
alimentada con Lactobacillus acidophillus, Saccharomyces cerevisiae y
Streptococcus faecium; EL–Haroun et al. (2006) en O. niloticus cultivada con
una dieta suplementada con un probiótico comercial Biogen® a base de
Bacillus sp. y Lactobacillus sp.; y Guevara & Quintero (2003) que encontraron
mejoras en el crecimiento de Oreochromis sp. con la inclusión en el alimento
de Bacillus sp., Lactobacillus sp. y Saccharomyces sp. En contraste, Günther
& Jiménez-Montealegre (2004) demostraron que Bacillus subtilis adicionado
en el alimento de O. niloticus no mejora su crecimiento, de hecho se observó
un efecto adverso. Por lo anterior, y como ya se mencionó antes, es
importante la caracterización previa de las cepas aisladas, ya que las
bacterias podrían ser dañinas para los peces en cultivo (Gildberg et al. 1995).
En este trabajo no se encontraron vibrios en el primer experimento y en
el segundo fueron muy escasos. Sin embargo, las bacterias totales fueron más
abundantes en el segundo experimento. Lo anterior podría deberse a que el
agua verde (abundancia de Chlorella sp.) disminuyó en el segundo
experimento debido a la disminución de la incidencia de la radiación solar en
octubre, noviembre y diciembre (final del experimento). El agua verde es
importante como alimento ya que las tilapias filtran el agua. Además, el agua
verde tiene importante actividad antibacteriana, especialmente contra vibrios
(Tendencia et al. 2004).
RECOMENDACIONES
Las recomendaciones emanadas de este trabajo de investigación son las
siguientes:
1) Identificar las cuatro cepas con técnicas moleculares.
2) Probar las cepas en una granja comercial.
3) Evaluar la viabilidad de las cepas al ser incluidas en un alimento
paletizado.
CUMPLIMIENTO DE LAS METAS COMPROMETIDAS Metas de formación
Un alumno de licenciatura obtendrá su titulo en el 2009 con los
resultados reportados en este informe.
Metas Científicas El artículo comprometido en una revista internacional indexada y el
resumen en un congreso internacional se cumplirán en el 2009. Por lo tanto,
estos documentos se deberán anexar en el futuro a este informe.
.
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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crecimiento y supervivencia de la tilapia Oreochromis niloticus (Linneaus
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Guevara, J.E.; R.I. Mateus & L.G. Quintero. 2003. Evaluación de la
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Günther, J. & R. Jiménez-Montealegre. 2004 Efecto del probiótico Bacillus
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Lara-Flores, M.; M.A.Olvera-Novoa; B.E.Guzmán-Mendez & W. Lopez-
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Queiroz, J. & C. Boyd. 1998. Effect of a bacterial innoculum in channel
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