importancia nutricional de alimento vivo 2

7/30/2019 Importancia Nutricional de Alimento Vivo 2

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IMPORTANCIA NUTRICIONAL DE

ALIMENTO VIVO

En los ecosistomas naturales acuticos, la continuidad de las especies depende delequilibrio establecido entre los diferentes niveles de la trama trfica. As, el desarrollo ysupervivencia de larvas y juveniles depende de la presencia de organismos queconforman el fitoplancton y el zooplancton, quienes a su vez se producen en presenciade los nutrientes adecuados.

Es de gran importancia el conocer la composicin qumica de los alimentos vivos, puesel utilizar un recurso pobre en nutrientes esenciales puede causar el desarrollo anormal ymuerte masiva de las especies en cultivo. Existen estudios que as lo demuestran, comoes el caso del desbalance nutricional que causa el uso de la levadura Saccharomycessereviceae en la produccin masiva de larvas de especies marinas (Hirata, 1980).

Se han hecho una gran cantidad de estudios para conocer la composicin de las especiesde alimento vivo ms utilizados en Acuacultura en diferentes condiciones y condiferentes tipos de nutrientes (Tablas 3 y 4). Estos trabajos han revelado que elcontenido nutricional de estas especies est en funcin directa de su alimento (Fogg,1975; Watanabe et al., 1978a, 1983; Hirata et al., 1985). De acuerdo a lo anterior, esimportante conocer y manejar las diferentes tcnicas de cultivo del alimento vivo paraestablecer las condiciones ms adecuadas, que permitan el obtener un alimento de altocontenido nutricional principalmente ricos en aminocidos y cidos grasos esencialesentre otros nutrientes, que favorezcan el desarrollo y supervivencia de las diferentesespecies de crustceos, moluscos y peces que se obtienen por Acuacultura (Tabla 5 y 6).

Existen diferentes tcnicas que permiten obtener este enriquecimiento que van desde lamanipulacin de parmetros fsicos (Tabla 2), como son la temperatura y el fotoperodo;los parmetros qumicos como la concentracin y tipo de macronutrientes, y hasta laadicin de fuentes orgnicas (aminccidos, vitaminas, etc.) en bajas concentraciones.

TABLA 3COMPOSICION GENERAL DE ALGUNAS MICROALGAS

UILIZADAS EN ACUICULTURA (Fogg, 1975)

PROTEINA CARBOHIDRATO GRASATetraselmis 1.42 0.41 0.70

Dunaliella 1.43 0.80 0.15

Monochrysis 0.94 0.59 0.22

Chaetoceros 1.12 0.22 0.21

Skeletonema 1.38 0.79 0.17

Phaeodactylum 0.88 0.64 0.17

La composicin celular reportada, corresponde a resultados de cultivo en condicionesfsicoqumicas y nutricionales similares para las seis espcies (las cantidades de protena,carbohidratos y grasas estn expresadas en relacin a cantidad total de Carbono).


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TABLA 4COMPOSICION PROXIMAL Y MINERAL DE CINCO ESPECTES DE ALIMENTO

VIVODE MAYOR USO EN ACUACULTURA*

ESPECIES

Brachionus plicatilisTigriopusjaponicus

Acatiasp

Daphniasp

Moinasp

MEDIODECULIVO

LEVADURA

LEVADURA +

Chlorella

Chlorella

LEVADURA +

Chlorella- -

LEVADURA

Humedad 89.6 89.1 87.6 87.3 88.1 89.3 87.2

Protenas 7.2 7.9 7.8 9.0 8.5 7.5 8.8

Lpidos 2.3 2.3 3.8 2.8 1.3 1.4 2.9Ceniza 0.4 0.4 0.5 0.5 2.1 0.7 -

Ca mg/g 0.12 0.26 0.21 0.15 0.39 0.21 0.12

Mg mg/g 0.14 0.17 0.14 0.23 0.76 0.12 0.12

P mg/g 1.48 1.44 1.37 1.31 1.48 1.46 1.85

Na mg/g 0.41 0.30 0.29 0.61 6.63 0.74 1.09

K mg/g 0.35 0.12 0.23 0.84 2.21 0.72 0.92

Fe g/g 15.9 52.5 43.3 33.8 11.5 72.2 46.4Zn g/g 7.4 9.8 8.2 12.3 39.0 12.8 10.0

Mn g/m 0.4 1.1 1.1 1.0 0.2 13.2 0.5

Cu g/g 1.1 1.5 1.7 2.4 2.8 1.1 5.8

* Watanabe et al., 1983.

TABLA 5. COMPOSICION DE AMINOACIDOS ESENCIALES EN CINCO

ESPECIES DE ZOOPLANCTON DE MAYOR USO EN ACUACULTURA

Artenia spnauplios

Brachionusplicatilis

Acartia clausiTigriopusjaponicus

Moina spp

Isoleucina 2.6 7.4 99 3.4 8.8 117 3.5 8.8 117 2.5 6.7 89 2.5 6.6 88

Leucina 6.1 17.3 128 6.1 15.8 117 5.5 13.8 102 5.0 13.3 99 6.0 15.9 118

Metionina 0.9 2.6 48* 0.8 2.1 39* 1.5 3.8 70 1.1 2.9 54* 1.0 2.7 50*

Cistina 0.4 1.1 41* 0.6 1.6 59* 0.8 2.0 74 0.7 1.9 70 0.6 1.6 59*

Fenilalanina 3.2 9.1 96 3.9 10.1 106 3.7 9.3 98 3.5 9.3 98 3.6 9.5 100

Tirosina 3.7 10.5 162 3.1 8.0 123 3.6 9.0 138 4.0 10.7 165 3.3 8.8 135
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*4http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*4


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Treonina 1.7 4.8 45* 3.2 8.3 78 4.2 10.5 99 3.8 10.1 95 3.8 10.1 95

Triptofano 1.0 2.8 165 1.2 3.1 182 1.1 2.8 165 1.1 2.9 171 1.2 3.2 188

Valina 3.2 9.1 96 4.2 10.9 115 4.5 11.3 119 3.3 8.8 93 3.2 8.5 89

Lisina 6.1 17.3 103 6.1 15.8 94 5.4 13.5 80 5.7 15.2 90 5.8 15.4 92Arginina 5.0 14.2 122 4.6 11.9 103 4.3 10.8 93 5.2 13.9 120 5.1 13.5 116

Histidina 1.3 3.7 77 1.5 3.9 81 1.9 4.8 100 1.6 4.3 90 1.6 4.2 88

* ** ***

* g/100 g protena cruda (Watanabe et al., 1978a)** Expresado como total de aminocidos esenciales (a.a.e.)*** Registros basados en la composcin con a.a.e. requeridos para peces-el 100 indica los mismos requerimientos

TABLA 6. ORGANISMOS MARINOS CULTIVADOS CON MICROALGAS ENJAPON (U. UMEBAYASHI, 1975)

ESPECIECULTIVADA

MICROALGA

CONCENTRACION

PRODUCCION

SUPERVIVENCIA%

REFERENCIA

BIVALVOS

Ostrea

edulis

Chaetoceros

calcitrans

3,000cel/da/larva

(estadiotemprano)

14,000

org/200 l

Sato &

Takeda. 1970

Monochrysis lutheri

10,000cel/da/larva

Andarabroughtonii

Chaetoceroscalcitrans

40,000 cel/ml10,000org/35 l

59.3% Ito et al.,1968

Monas sp 10,000 cel/ml -

Meretrixlamarckii


30,000 cel/ml - 20% Tanaka, 1968

Nitzschiaclosterium 50,000 cel/ml -

Spisulasachalinensis


30,000 a 150,000cel/ml

100,000 org 61%Akimoto etal., 1964

Patinopecten yezoensis


20,000 cel/ml - 88% Takeda, 1965

Skeletonema costatum

20,000 cel/ml

Ostrea

edulis

Chaetoceros

calcitrans 2,000 cel/ml

12,000

org/ton 4% Imai, 1967
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note**5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note***5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note*5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note**5http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S01.htm#note***5


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Monochrysis lutheri

15,000 cel/ml

CRUSTACEOS

Penaeus

japonicus

Skeletonem

a costatum

10,000 cel/ml - 56%Hudinaga,

1962Penaeopsismonoceros

Skeletonema costatum

- - 25% Funada, 1966


(nauplio-

postlarva)

CULTIVO DE MICROALGAS

Son llamadas microalgas a una gran cantidad de especies que constituyen el fitoplanctonque abarca desde organismos auttrofos hasta microflagelados y microciliadosauxtrofos.

Su posicin taxonmica ha sido de gran polmica entre botnicos y zologos, comoejemplo podemos mencionar el grupo de los dinoflagelados, conocidos por unos comomicroalgas y por otros como protozoarios.

En este trabajo no pretendemos apoyar o rechazar ninguna de las lneas en relacin a lasistemtica taxonmica pero mencionaremos los ejemplos ms representativos por su

importancia en acuacultura de acuerdo con la clasificacin que se muestra en la Tabla 1,seguida por Guillard, 1973, 1975; Hirata, 1974 y Watanabe et al., 1978.

Estas especies aportan un alto contenido nutricional para peces, crustceos y moluscos,adems de ofrecer facilidades de manejo en sistemas de cultivo tanto en laboratoriocomo en produccin a gran escala con fines comerciales.

1. CONSIDERACIONES GENERALES DE LOS CULTIVOS DE

MICROALGAS

Muchos factores contribuyen para el desarrollo ptimo de los cultivos de microalgas,algunos de stos afectan las caractersticas del crecimiento.

Los recipientes de cultivo ms comnmente usados son de materiales no txicos comolas cajas de Petri, matraces Erlenmeyer, matraces Ferenback, carboys o garrafas, etc.,adecuados para cultivos de laboratorio. Para cultivos a gran escala los recipientes de

plstico, madera y concreto son los ms recomendables, incluyendo los estanquesrsticos en reas rurales son los sistemas ms econmicos.

En cultivos masivos la aereacin es un factor muy importante para la homogenizacinde los nutrientes y para evitar la sedimentacin de las microalgas. Las diatomeas suelen

acumularse en lugares donde el agua no se mezcla, sto tambin depende de la formadel recipiente de cultivo que cuando no es adecuado retarda el crecimiento.


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Otro factor importante es la penetracin de la luz en el cultivo; en los cultivos masivosla profundidad es tan grande que la intensidad de la luz insidente no es suficiente para lafotosntesis, hasta el fondo del tanque. En los cultivos masivos a la intemperie la

penetracin de la luz es ms efectiva, pero se debe reducir la intensidad de la luz fuerte,cubriendo estos estanques con una malla. En cultivos a gran escala es recomendable la

inyeccin de CO2 (0.5%) para contribuir al proceso fotosinttico.

Para muchas especies de Diatomeas la temperatura ptima oscila entre los 15 y 20C,pocas especies de esta familia crecen a ms de 28C, las cloroficeas pueden soportaraltas temperaturas; un ejemplo es el cultivo masivo a la intemperie de Chlorellasaccharophila, cuyas temperaturas oscilan entre 12.5 30C (Hirata et al., 1974, 1975,1977; Torrentera, 1983).

El crecimiento y la divisin celular son afectados por la intensidad de la luz y elfotoperodo (horas de iluminacin y obscuridad) en relacin tambin a la temperatura,

por ejemplo en Diatomees a 20C y 1,000 lux se obtiene un crecimiento favorable.

TABLA 7. CARACTERISTICAS DE ALGUNAS DE LASESPECIES DE ALGAS UNICELULARES

UTILIZADAS EN ACUACULTURA (COLL-MORALES J.,1983)

GENERO CICLOTEMPERATURA

OPTIMADIAMETRO

MEDIO

Phaeodactylum

(diatomea)

10 h 25C 10.4

Skeletonema(diatomea)

13.1 h 18C >20

Dunaliella(cloroficea)

24 h 16C 17.8

Chlorella(cloroficea)

7.7 h 25C 5

Tetraselmis(cloroficea)

18 h 18C 18.4

Monochrysis(crisoficea)

15.3 h 2025C 10

Isochrysis(crisoficea)

30.2 h 20C 10.2

Estas especies se han utilizado en acuicultura marina dados su valor nutritivo ydigestibilidad, adems de su capacidad para crecer en cultivos masivos. La duracin delciclo celular como los requerimientos de temperatura son suceptibles de variacinmediante seleccin de variedades.

TABLA 8. REQUERIMIENTOS PRINCIPALES DE LOS


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CULTIVOS DE MICROALGAS

REQUERIMIENTOSCOMPUESTOS

QUIMICOSVALORES

FsicosLuz

2,000

4,000 luxTemperatura 15 22C

Salinidad 0.37

pH 7 9

Redox

Nutritivos C CO2CO3 g/100 ml

O, H O2H2O g/100 ml

N N2NH4+ NO3 g/100 ml

P PO4 g/100 ml

S SO4 g/100 ml

Na, K, Ca, Mg Sales g/100 ml

Fe, Zn, Mn, B, Br, Si Sales mg/100 ml

Cu, Co, Cl, I, Sr, Rb,Al, et

Sales g/100 ml

VitaminasB12, tiamina,

biotinag/100 ml

En esta tabla se exponen los requerimientos principales de los cultivos de microalgas y

sus valores aproximados. En cada caso habr que estudiar los reqerimientosparticulares de la especie y de la variedad que se vaya a cultivar en las condicionesconcretas de cultivo que se van a utilizar, por lo que estos datos son slo orientacin(Kinne, 1979).

El fotoperodo es un factor que regula la divisin celular, en diatomeas la reproduccinasexual (divisin) ocurre durante el perodo de luz y ste es acelerado bajo iluminacincontinua. En contraste las especies formadoras de auxosporas (sporas sexuales), danlugar a clulas del mismo tamao y sto ocurre en el perodo de obscuridad. Por lotanto, el perodo de iluminacin puede ajustarse de acuerdo a los objetivos del cultivo:el fotoperodo continuo (horas de iluminacin prolongada) produce crecimientosrpidos, un fotoperodo con horas de luz y obscuridad semejante al fotoperodo solarmantiene un crecimiente normal y saludable.

En la Table 7 se muestran las caractersticas de algunas de las especies de microalgasunicelulares utilizadas en acuacultura para la nutricin de moluscos y crustceos.

Adems del control de los parmetros antes mencionados es necesario considerar quepara el establecimiento de un sistema de produccin de alimento vivo es importante eldominio de las tcnicas de aislamiento, purificacin y mantenimiento de cepas, ascomo el conocimiento de la fisiologa, ciclo de vida, bioqumica, etc. de las especies

para determinar su factibilidad de cultivo y sobre todo su contenido nutricional para


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poder llevarse a niveles masivos de produccin para fines acuaculturales. La Tabla 8muestra algunos de los principales requerimientos de los cultivos de microalgas.

2. MEDIOS DE CULTIVO

Se han desarrollado diferentes medios para el cultivo de microalgas que van desde lasfrmulas para enriquecer el agua de mar natural, hasta el uso de medios artificiales quepermitan resultados constantes en contraste con los resultados tan variables que brindael uso del agua de mar natural que entre otros factores depende del lugar donde secolecta sta, y el tiempo de almacenamiento de la misma.

Los medios artificiales se usan principalmente para fines experimentales, ya que comose ha mencionado, brinda resultados constantes, aunque existen algunas especies que nocrecen en medios artificiales por factores desconocidos que afectan su crecimiento, las

principales frmulas utilizadas van desde el agua de Miguel, que data de 1910,desarrollada por Allen-Nelson; el medio de End-Schereiber de 1934, hasta frmulas

especficas para familias como la frmula del Laboratorio Haskins de Nueva York paradiatomeas, Provasoli et al., 1975; Matthiesen & Thorner, 1966; McIachlan, 1973;Guillard F., 1973; Droop, 1975, 1979; Schoene, 1982, etc. Las principalesformulaciones de los medios de cultivo, tanto de mantenimiento de cepas como de

produccin masiva (minerales, enriquecidos y orgnicos), se describen desde la Tabla 9hasta la Tabla 16.

El fitoplancton se desarrolla y multiplica en relacin de las condiciones fisicoqumicasdel medio. En trminos generales son los macronutrientes o factores limitantes delcrecimiento el carbono, Nitrgeno, Fsforo, Silicio, Magnesio, Potasio y Calcio, que serequieren en cantidades relativamente grandes, mientras que los llamadosmicronutrientes (Fierro, Manganeso, Cobre, Zinc, Sodio, Molibdeno, Cloro y Cobalto)se necesitan en menores cantidades.

Existen otros medios que incluyen en su composicin sustancias orgnicas (vitaminas,aminocidos) necesarios para aquellas especies de microalgas Auxtrofas, es decir queno sintetizan por medio de la fotosntesis este tipo de compuestos y resultan factores que

pueden limitar su crecimiento; tal es el caso de Platimonas, Chrysophytas y algunasBacillariophyceas.

TABLA 9. MEDIO CHU 10 (MODIFICADO PORGERLOFF)(0. UMEBAYASHI, 1975)

(Recomendado para aislamiento de microalgas de hbitatsoligotrficos y eutrficos)

Ca(NO3)2 0.04%

K2HPO4 0.01%

Na2CO3 0.02%

MgSO4.7H2O 0.025%

Na2SiO3 0.025%Citrato de Fierro Amoniacal 0.005%


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NOTA: Puede usarse para medio solidificado

Agar-Agar 1.0%

TABLA 10. MEDIO ENRIQUECIDO

MEDIO MIGUEL (ALLEN-NELSON, 1910)SolucinA:

KNO3 20. 2 gH2O 100 ml

SolucinB:

Na2HPO412H2O 4 gCaCl26H2O 4 gHCl conc. 2 mlFeCl3 2 mlH2O 80 ml

Agregar 2 ml de la Solucin A y 1 ml de la Solucin B a unlitro de agua de mar natural, y calentar a 70C por 20

minutos.MEDIO ERD-SAHREIBER ENRIQUECIDO (FOYN,

1934a,b)

NaNO3 10 mgNa2HPO412H2O 2 mgExtracto de suelo 5 mlAgua de mar 100 ml

MEDIO ERD-SCHREIBER

*Agua de mar 1 litroExtracto de suelo 50 ml

NaNO3 0.2 gNa2HPO4.12H2O 0.03 g

* Se recomienda usar el agua filtrada y pasteurizada,y adicionar losingredientes.

TABLA 11. MEDIO DE YASHIMA (SISFFAA, 1964a)(Para cultivo masivo de cloroficeas marinas)

Sulfato de Amonio (para la agricultura 21%)

100 g/t

Superfosfato de Calcio (para la agricultura21%) 15 g/t

Urea (para la agricultura 21%) 15 g/t

Clewat 323050g/t

Componentes de Clewat 32:

FeCl2 (como fuente de Fe)0.385%

ZnCl2 (como fuente de Zn)0.166%

MnCl2 (como fuente de Mn) 0.775%
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note*10http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note*10


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CoCl2 (como fuente de Co)0.017%

CuSO4 (como fuente de Cu)0.007%

(NH4)6Mo7O24 (como fuente de Mo)

0.632

%

H3 BO3 (como fuente de B)2.470%

EDTA0.005%

MEDIO DE YASHIMA MODIFICADO (HIRATA, 1975)Medio de Yashima (en la misma concentracin)

Peptona 50 g/t

Peptidasa

0.005%

Diaminasa 0.005%

(recomendado para cultivos axnicos)

TABLA 12. YANASE & IMAI (1968) PARA Monochrysislutheri, Platymonas sp.,

Nitzschia closterium, Chaetoceros calcitrans

NaCl 18 mg Metal Mix* 30 ml

KC1 600 mg Fe (as Cl-) 100 g

NaNO3 500 mg Tris 1 g

MgSO4 . 7H2O 5 g Vit.B12 3g

Ca (as Cl-) 100 mg Na2 SiO3 80 mg

K2HPO4 30 mg Vitamin Mix 1 ml

H2O 1 l

* Mezcla de metales 100 ml, contanido: Na2 EDTA, 100 mg; Fe,1 mg; Zn, 0.5 mg; Mn, 4 mg;Co, 0.01 mg; Cu, 0.004 mg; B, 20

mg. Mezcla de vitaminas 50 ml, contenido: B12, 10 g; biotina, 50g; B1, 5 mg

TABLA 13. MEDIO DE GUILLARD & RHYTER (PARSONS & STRICKLAND,1961)

A. SOLUCIONES NUTRIENTES

1. Disolver 0.08 gr de clorhidrato de Cobalto CoCl2.6H2O y 0.8 gr de Sulfato deCobre CuSO4.5H2O; en 100 ml de H2O destilada.

2. Aadir 1 ml de solucin A.1. a aproximadamente 800 ml de H2O destilada, quepreviamente se le ha adicionado:
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note*12http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note12http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note*12http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note12


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0.2 gr de Tricloruro Frrico FeCl3.6H2O0.06 gr de Sulfato de Zinc ZnSo4.7H2O0.12 gr de Sulfato de ManganesoMnSO4.H2O0.03 gr de Molibdato de Sodio

Na2MoO4.2H2O3. Aadir 1.2 gr de Etilenodiaminotetracetato Disdico (EDTA) diludo a cerca de

900 ml de H2O destilada.4. Ajustar el pH de la solucin con Hidrxido de Sodio IN-Na(OH), hasta 7.5.5. Evitar la formacin de precipitado, el cual puede elevar la adicin de mucho

alcali.6. Aadir 10 gr de Nitrato Potsico KNO3 y 1.4 gr de Fosfato Dihidratado de

Potasio KH2PO4.7. Diluir la solucin a 1 litro y en autoclave a menos de 15 libras de presin por 15

minutos.

8. Guardar la solucin en botellas de vidrio en la obscuridad.B. SILICATO DE SODIO

1. Disolver 10.5 gr de Metasilicato Pentahidratado de Sodio Na2SiO3.5H2O 14 grde Na2SiO3.9H2O en 1 litro de agua destilada.

2. Esterilizar la solucin por filtracin a travs de un filtro de vidrio.3. Guardarla en un envase de polipropileno esterilizado.

C. ACIDO HIDROCLORHIDRICO

1. Preparar una solucin 0.1N-HCL.2. Determinar por titulacin la cantidad de esta solucin necesaria para neutralizar

10 ml de la solucin B.2-Si ml de 0.IN-HCL han sido utilizadas paraneutralizar 10 ml de solucin B.2, multiplicar por 100 y esta cantidad llevarla a 1litro de H2O destilada.

3. Esterilizar la solucin cida por filtracin a travs de un filtro de vidrio.4. Guardarlo en una botella de polipropileno esterilizado.

D. SOLUCION DE VITAMINA

1. Disolver 10 mg de Tiamina hidroclrica y 10 mg de Biotina en 100 ml de H2O

destilada.2. Diluir 10 ml de solucin D.1 en 100 ml de H2O destilada.3. Esterilizar solucin D.2 pasndola a travs de un filtro de vidrio.4. Guardarla en porciones de 10 ml en tubos estriles de tapa enroscada a menos de

20C.

TABLA 14. MEDIO DE GUILLAR F/2 (J. STEIN, 1979)

Nutrientes Mayores Solucin PrimariaNaNo3 7.5 % w/v

NaH2PO4.H2O 0.5 % w/vNH4Cl 2.65 % w/v


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Na2SIO3.9N2O 3% w/v (calentar paradisolver)

Usar un mililitro de estas soluciones por litro de agua de mar, para preparar el medioF/2. Sugerencia: Preparar el NaNO3 junto con NaH2PO . H2O en 100 mililitros.

Metales Traza Solucin PrimariaCuSO4.5H2O 0.98 % w/vZnSO4.7H2O 2.2 % w/vZnCl2 1.05 % w/vCoCl2.6H2O 1.0 % w/vMnCl2.4H2O 18 % w/v

Na2MnO4.2H2O 0.63 % w/v

Es conveniente hacer las soluciones primarias en forma individual.

y con una concentracin menor de 106 ms concentrada que en el medio F/2.

Solucin Primaria de Metales Traza

A. Con Secuestrante Frrico (Cloruro Frrico):

Disolver 5 gr del Secuestrante Frrico en 900 ml de agua destilada y aadir 1 ml de cadauna de las soluciones primarias de metales traza preparados anteriormente; aforar a unlitro y asegurar que el pH quede cerca de 4.5. Use 1 ml de esta solucin por cada litro deagua de mar para hacer el medio de cultivo. Agua de mar filtrada (5, 10, etc.) y de ser

posible irradiada con UV.

B. Con EDTA y Cloruro Frrico (FeCl.6H2O)

Disuelva 3.15 g de FeCl.6H2O 4.36 de EDTA (Na2) en 900 ml de agua destilada,agregue 1 ml de cada una de las soluciones stock primarias de metales traza y afore a 1litro, asegure un pH de 2.0.

Use 1 ml de esta solucin por litro de agua de mar para preparar el medio f/2.

Solucin Primaria de Vitaminas Solucin Primaria de Biotina: Se prepara a partir de cristales de Bl, disolver 10

mg de biotina en 96 ml de agua destilada. Haga esta solucin ligeramente cidapara ser autoclavada y mantngase en un congelador.

Solucin de Bitamina B12: A partir de Cyanocobalamina U.S. de 1000 mg/ mlsolucin inyectable. Tomar 1 ml y aforarlo en 100 ml de agua destilada. Lasolucin se acidifica para ser autoclavada y se congela.

Solucin Primaria de Vitaminas


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Tomar 1 m de la solucin primaria de Biotina y 0.1 ml de la solucin stockprimaria de B12, aforar a 100 ml con agua destilada y aadir 20 mg de TiaminaHCl.

Se pueden preparar ampolletas de 2, 5 10 ml y almacenarlas estriles

(acidificas) en el congelador.

Use ml de esta solucin por cada litro de agua de mar para preparar el mediof/2.

Preparacin del Buffer Tris

Tome 50 g de Tris y disulvase en 200 ml de agua destilada y ajuste el pH a 7.2 enHCL. Use de 1 a 5 ml por litro de medio antes de la autoclave, ajustando el pH a 7.4(recomendado usar 1 ml por litro cuando el pH del medio es 7.98.2).

TABLA 15. MEDIO DE CULTIVO (AGUA DULCE)(Guillard, In: Stein, 1979)

Guillard (comunicacin personal a J. Steinn, 1973. Handbook of phycological methods,Culture Methods and Growth Measurements. Cambridge at the University Press: 448

pp.

a. Macronutrientes:

CaCl2.2H2O 36.76 g/lMgSO4.7H2O 36.97 g/l

NaHCO3 12.60 g/lK2HPO4 8.71 g/l

NaNO3 85.01 g/lNa2SiO3.9H2O 28.42 g/lDe esta solucin rotulada comoa se obtiene 1 ml y se leadiciona a 1 litro de aguaesterilizada.

b. Micronutrientes:

Na2EDTA 4.36 g/lFeCl3.6H2O 3.15 g/lCuSO4.5H2O 0.01 g/lZnSO4.7H2O 0.022 g/lCoCl2.6H2O 0.01 g/lMnCl24H2O 0.18 g/l

Na2MoO4.2H2O 0.006 g/lDe esta solucin rotulada como

b, se obtiene 1 ml y se leadiciona a 1 litro de agua

esterilizada.


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c. Vitaminas:

Thiamine. HCl 0.1 mg/lBiotin 0.5 g/lCyanocobalamina 0.5 g/lDe esta solucin rotulada comoc, se obtiene 1 ml y se leadiciona a 1 litro de aguaesterilizada.

d. Tris:

Tris(Hydroxymethyl)-Aminomethano

50.g/200ml H2O

dest.(Cuando el cultivo se encuentraaxnico el tris puede reemplazarse

por Glycylaglycine). De estasolucin rotulada como d, obtener2 ml y adicionar al litro de aguaesterilizada que se est preparandoel cultivo. Una vez preparado elmedio de cultivo, se debe hacerajuste de pH a 7.2 con HClcuidadsamente para no obtener el

pH cido.

TABLA 16. MEDIO MET 44 (SCHONE & SCHONE, 1982)(Para microalgas marinas de la Familia Bacilarioficea)

NaNO3 3.4 mgNa2HPO4.12H2O 0.925 mgNa2SiO3.9H2O 10.14 mgNa2EDTA.2H2O 0.803 mgFeSO4.7H2O 60.0 gMnCl2.4H2O 14.4 gVitamina B12 0.5 g

Biotina 0.5 gTiamina-HCl 0.5 gPara enriquecer un litro de agua de mar

NOTA: La solucin stock de Fierro y Silicato debe de acidificarse un poco con una gotade Acido Sulfrico concentrado, y la solucin de EDTA debe acidificarse con AcidoClorhdrico.El EDTA puede ser adicionado antes que el Fierro.

Para la produccin de microalgas a nivel comercial se usa el agua de mar enriquecida

con fertilizantes agrcolas (Urea, Fosfato triple, Nitrato de Amonio, etc.) (Chu, 1942, y


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Tamiya, 1957; SISFFAA, 1964a) y tradicionalmente la fertilizacin de estanques conabonos orgnicos, en cultivos de especies herbvoras como las carpas.

3. TECNICAS DE AISLAMIENTO Y PURIFICACION

Muchos mtodos se han desarrollado para obtener cultivos monoespecficos (de unasola especie) y axnicos (libres de contaminantes). A continuacin se brinda una brevedescripcin de algunos de los principales mtodos que se utilizan para aislar y purificarmicroalgas (O. Umebayashi, 1975) (Fig. 1).

1) Aislamiento

Pipeteo capilar: Se utiliza para separar microalgas mayores de 10, medianteuna pipeta construda con un tubo capilar, a travs del microscopio ptico sepesca las clulas y se separan en pequeas gotas de nutrientes colocadosalrededor de una Caja de Petri o en portaobjetos escabados.

Rayado de Placas de Agar: Se transfieren pequeas gotas de plancton con unaasa de siembra, extendiendo por estras (rompiendo un poco el agar). Este agarse prepara con una solucin nutritiva para microalgas y con una relacin de 11.5% w/v de agar disuelto en el medio nutritivo, se incuba la placa bajoiluminacin a 1820. De este primer crecimiento se transfiere a tubos con agarinclinado sembrando por estras o bien, se transfiere a medios lquidos ensubcultivos sucesivos para su purificacin, de tal manera que en cada dilucin sereduzca el nmero de organismos en una gota, es recomendable combinar latcnica de diluciones con la de transferencia en placa de agar o tubo inclinado

para obtenr cultivos clonales (de una sola colonia o clula) y poder establecer elcultivo monoespecfico. Despus de 10 das, pequeas colonias aparecen sobrela superficie del agar, que se pueden transferir mediante el Mtodo de Hocking ode la micropipeta a medios lquidos.

2) Purificacin

Como ya se mencion al describir las tnicas de aislamiento, estas mismas nos permitenpurificar el ultivo a travs de las resiembras clonales sucesivas, pero adems esrecomendable entre otros mtodos el uso de antibiticos para eliminar otrosmicroorganismos, generalmente de tipo bacteriano que estn contaminando el cultivo demicroalgas de nuestro inters. En el inciso 5 de este mismo captulo correspondiente a

Mtodos de Esterilizacin se amplian las alternativas.

3) Control Bacteriolgico

Para determinar el desarrollo bacteriolgico realizamos lo siguiente:

1. Preparacin del Medio de Zobell:Trypticase 1.0 gr Extracto de levadura 1.0 gr Fosfato Frrico 5 mgAgar 15.0 gr Agua envejecida (3 meses) 1 litro


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pH = 7.0 7.2

Fig. 1a) Mtodo de filtracin a travs de una columna

empacada con algodn.

Fig. 1b) Aislamiento y purificacin de mic

subcultivos repetidos.

Fig. 1c) Mtodo de aislamiento y purificacin de microalgasen placa de agar.

Fig. 1d) Aislamiento mediante micropipeta

Una vez preparado colocar en Cajas de Petri, una capa no muy gruesa. Someter a

esterilizacin a 15 lbrs. de presin y 125C. Con una asa de Platino picar el agar con lamuestra que se desea analizar y colocar a la luz y observando si hay crecimiento

bacteriano.

2. Si el cultivo presentara bacterias es aconsejable someter a la accin combinada dediferentes tipos de penicilina, por ejemplo:

Penicilina sdica 400 mgEstreptomicina 200 mgAgua destilada 10 c.c.


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Filtrar en equipo estril, adicionar volmenes de 3.0, 2.0, 1.0, 0.5 y 0.25 que danconcentraciones de:

Ejemplo:

TUBO 1 2 3 4 5

ml 3.0 2.0 1.0 0.5 0.25

Penicilina ug/ml 12.000 8.000 4.000 2.000 500

Estreptomicina ug/ml 8.000 4.000 2.000 1.000 250

4. DETERMINACION DE LA DENSIDAD DE POBLACION DE LASMICROALGAS

Cuando el plancton es utilizado para alimentar larvas u organismos filtroalimentadorescomo los moluscos, el suministro constante y la concentracin de estos alimentos sonfactores que determinan la supervivencia y desarrollo de los organismos en cultivo. Acontinuacin se hace una descripcin breve de los mtodos que se utilizan paradeterminar el nmero de clulas presentes en una muestra de plancton.

1) Hematocitmetro o Cmara de Neubaver (Fig. 2)

Mediante una pipeta Pasteur se toma una muestra de plancton y se desliza en la cmaraque previamente tiene adherido el cubreobjetos, se deja pasar 5~10 minutos para que lamuestra se estabilice; se procede a contar mediante un contador de mano, en algunos

casos es necesario diluir la muestra cuando la densidad es alta y tambin fijada cuandoel plancton es mvil, siguiendo los siguientes pasos:

1. Se toma un milmetro de la muestra.2. Se aade un mililitro de agua de mar filtrada ya preparada con formaldehido

todo al 4%.3. Se deja reposar por tres minutos.4. La muestra se homogeniza con una Pipeta Pasteur.5. Se cuentan las clulas de cada una de las cmaras.

Una vez que se tiene el promedio de clulas de las cmaras, el clculo total de clulas

por mililitro se lleva a cabo de la siguiente manera:


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Fig. 2a) Conteo celular en homatocmetro.

Fig. 2b) Cuadrantes de la cmara de conteo.

a. Primero calcule el factor de dilucin


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m = Muestra problema (ml)

f = Agua de mar con formaldehido

b. Se requiere tambin la profundidad del hematocmetro, la cual est incluida en elmismo en la parte inferior derecha.

P.H. = Profundidad del Hematocmetro

c. Todo el clculo se multiplica por 1,000 para convertir a mililitros.d. Se requiere el nmero promedio de clulas de la muestra problema.

N.P. = Nmero promedio de clulas por ml

Con todos los incisos anteriores se realiza el clculo de nmero de clulas de lamuestra problema por ml y la frmula queda as:

No. de Clulas = (F.D.) (P.H.) (1,000) (N.P.)

2) Densidad Optica

Mediante un espectrofotmetro se determina la concentracin celular de la muestra pordensidad ptica (calibrando con anterioridad el aparato, siguiendo las instrucciones delmanual correspondiente), se determina la transmitancia (Nm), que se extrapola con larecta patrn antes determinada que corresponda a la especie problema (se construyegraficando transmitancia vs. num. de clulas/ml). As en la interseccin de la rectaconociendo la concentracin (Nm) se puede calcular la cantidad de microalgas de lamuestra problema. Por otro lado, conociendo la ecuacin de la recta de cada grfica,segn la especie, se determina directamente la concentracin de clulas de la muestrasustituyendo el valor d la transmitancia en esta ecuacin.

3) Volumen Celular

Por centrifugacin, se obtiene un paquete o pastilla celular que desechando el

sobrenadante, puede ser pesado y determinado en unidades de peso W/v, la cantidad declulas o biomasa de la muestra problema en peso hmedo o peso seco.

4) Composicin Qumica

En algunos estudios se puede determinar la concentracin de clorofila A,B y otrospigmentos presentes en la muestra. Debe considerarse que la composicin qumica delfitoplancton vara de acuerdo al tipo de cultivo usado, medio nutritivo y otros factores

por lo que es necesario realizar el estudio de la composicin qumica (anlisis proximal)de la especie de estudio en relacin al tipo de cultivo desarrollado.

5. METODOS DE ESTERILIZACION


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Existen diferentes mtodos para lograr las mejores condiciones de desarrollo de lasmicroalgas, libres de microorganismos contaminantes, tanto del aire como del agua. Acontinuacin se describen brevemente los mtodos ms comnes de esterilizacin quevaran en los resultados de eficiencia, costos y tiempo invertido.

1) Esterilizacin Qumica

Uno de los mtodos ms comnes dentro de este tipo de esterilizacin, es el uso delHipoclorito de Sodio (Cloro comercial), resulta ser de bajo costo y brinda buenosresultados para desinfectar recipientes de cultivo, material de cristalera y adems

podemos esterilizar el agua de mar con la que preparamos el medio de cultivo,utilizando 50 mg de Tiosulfato de Sodio por cada 1 ml de Hipoclorito de Sodio usado;es decir, se utiliza 416 ml de Cloro comercial (6%) y se afora sta a 1,000 ml (mantengaesta solucin en la oscuridad); de esta solucin agregue 0.25 ml por litro de agua, dejereposar por 12 h y aada 0.1 ml de una solucin de Tiosulfato (sta se prepara con 248.1gr de Tiosulfato, Na2S2O3.5H2O aforado a 1,000 ml), y posteriormente introduzca

aereacin al recipiente de cultivo (carboy o garrafon) y djelo as por una hora. Una vezesterilizado de esta manera, agregue los nutrientes y vitaminas previamenteesterilizados.

Esterilizacin con Formol

Se recomienda su uso en los casos en que exista una contaminacin en las instalacioneso laboratorio por hongos y otros microorganismos. Se utiliza una concentracin de 0.1%al 10% (no se utilice para material de cristalera o recipiente de cultivo).

Solucin de Alcohol Etlico al 70%

Se recomienda para material de cristal (pipeta, cajas de Petri, tubos de ensayo, etc.). Sepueden utilizar otro tipo de alcoholes (Isopropanol, o Propanol e incluso el Fenol, peroste ltimo es muy txico).

2) Esterilizacin Fsica

Esterilizacin por Calor Hmedo

Utilizando difusores de vapor a una temperatura de 100~110C, se recomienda para

estanques y tuberas de agua y de aire, destruye microorganismos vivos e inclusodestruye esporas. Se recomienda utilizarlo por tres das consecutivos. Este mtodorecibe el nombre de Tindarizacin.

Autoclave

Se recomienda para la esterilizacin de medios de cultivo, vitaminas, material de cristal.Tiene la desventaja del tiempo que se invierte y el volumen que se puede esterilizar.

Filtracin

Se utiliza para separar partculas orgnicas o microorganismos en los medios de cultivoo instalaciones del sistema de aereacin. Existen diferentes tipos de los que podemos


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mencionar: filtros milipore (membranas, vidrio, celulosa, etc), filtros de fibra (algodn,vidrio, materiales sintticos), filtros de tierra de diatomeas, geles de acrilamida (esferasde diferentes tamaos en micras), empaques de algodn y carbn activado, y finalmenteexisten unidades comerciales de esterilizacin con cartuchos sintticos (0.45, 3, 5,20) etc.

Esterilizacin por U.V.

Los efectos de la irradiacin ultravioleta son bacteriostticos y fungiostticos enlogitudes de onda menores de 500 NM (Jerlov, 1970). Se recomienda para estos fineslas longitudes de onda de 240 a 280 NM las mximas eficiencias se obtienen cerca delos 254 NM (Kinne, 1976). Los rayos ultravioleta desinfectan el agua. El dato msimportante y preciso sobre un tratamiento con rayos U.V. es la dosis de U.V.(normalmente expresada en W seg/cm2) requerida para matar a un determinado

porcentaje de la poblacin de organismos contaminantes. Un antecedente importanteson las experiencias reportadas sobre la utilizacin de unidades de U.V. para desinfectar

criaderos de peces y ostiones, cultivos de microalgas, agua de mar almecenada (Fig. 3 yTabla 4) (Kinne, 1976; Wheaton, 1977; Aguirre, 1981; Torrentera & Franco, 1988).

3) Criterios de Eficiencia para la Seleccin y Utilizacin de los Mtodos deEsterilizacin Mencionados

a. Mtodo Indirecto: Se analiza el estado de salud y las tasas de supervvencia delos organismos en cultivo.

b. Mtodo Directo: Se calcula el porcentaje de reduccin de microorganismos,analizando el nmero de stos presentes en muestras no tratadas y el nmero delos mismos presentes en muestras obtenidas despus de la aplicacin deltratamiento de esterilizacin seleccionado. Esto se puede determinar medianteanlisis bacteriolgicos (mtodo standard en placa de agar); cuantificando elnmero de colonias presentes en la caja despus de haber inoculado 1 ml de cadamuestra por un perodo de revisin de 24 h, 48 h, 96 h. Para muestras de aguamarina se recomienda el Medio de Zobell que selecciona el crecimiento de

bacterias marinas; para Coliformes totales se recomienda el Medio McConkey,entre otros. En las Figs. 3 y 4 se muestran resultados de diferentes mtodos deesterilizacin.

6. EQUIPO E INSTALACIONES

a. Sala o Laboratorio de Cultivo: Se recomienda para fines de mantenimiento decepas, transferencias sucesivas de cultivos, crecimiento de cultivos en pequeosy medianos volmenes. Generalmente para fines de investigacin las siguientescaractersticas:

Laboratorio con temperatura controlada 1820C. Paredes y pisos de azulejo en color blanco. Instalaciones para el cepario y cultivo intermedios con lmparas de luz

blanca fra fluorescente (20W37W). Instalaciones tipo invernadero (ventanas de cristal o plstico con

temperatura controlada).

b. Cuarto de Siembra: Puede instalarse dentro del mismo laboratorio una cabinacon campana de flujo laminar o bien una simple mesa de laboratorio con


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instalacin de gas para dos mecheros para la inoculacin en condicionesacpticas.

c. Sala de Produccin: Para volmenes de 200 l o ms, se requieren recipientes demateriales plsticos no txicos y de preferencia transparentes para el desarrollo anivel masivo de las diferentes especies del plancton. En este tipo de instalacin

es recomendable el uso de la luz solar, pues el uso de la luz artificial es de muyalto costo y se require adems, de equipo para mantener la temperatura a 1820C. En zonas de clima templado para cultivos masivos se pueden desarrollarstos a la intemperie, cubriendo los recipientes en caso de lluvia. En la Figura 5se muestra un ejemplo de instalaciones para cultivo masivo, utilizando la luzsolar.

FIGURA 3a Promedlo de las Bocterlas viables formadoras de Colonla (C.F.U.) por

mllmetro despues de diversos tratamientos. (Barroso, 1987).


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FIGURA. 3b Rorcontajes do Reduccin (C.F.U.) obtenldos con dlversos tratamlentos.

(Barroso, 1987)./p>

TABLA 17. RESULTADOS REPORTADOS SOBRE EL USO DE ESTERILIZACIONU.V. EN ACUACULTURA

(TORRENTERA & FRANCO, 1988)

AUTOR(AO)

FLWODENSIDAD

DE U.V.% DE

REDUOCIONTIPO DE

CONTAMINANTEOBJETO DEINVESTIGACION

Okinami et al.,1952

? 90 W/cm2 90 Bacterias Tratamiento deagua de mar.

Shelton andGreen, 1954

? ? ptimos Bacterias Cultivos de almejas.

Kowobata yHarada, 1958

? 90 W/cm2 90 BacteriasTramiento de aguade mar.

Kelly, 19611501t/min

960 W/cm2

99.96 BacteriasCultivos deCrasostreaViroinica.

Wood, 1961321t/min ? 100.00 Bacterias

Sistemas de cultivocerrado.


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Herald, et al.,1962

321t/min

? 100.00 BacteriasSistemas de cultivocerrado.

Burrows yCombs, 1968

? ? significativa Bacterias Cultivo de Salmn.

Eagleton yHerald, 1968 ? ? ptimos Bacterias Desinfeccin deacuarios marinos.

Lasker yVlymen, 1969The FisheryOceanographyCenter al LaJolla, (USA)

10001t/min ? significativa Bacterias

Esterilizacin deagua de mar.

Sanders yFryer, 1972

?215,500 W/seg/cm2

90 % Bacterias Cultivo de peces.

Murchelano,1975 31t/min ? ptimos Bacterias Cultivo de C.Crasostrea gigas.

Kimura, et al.,1976

8.51t/min

22,100 Wseg/cm2

99.0 BacteriasTratamiento deagua de mar.

Bullock yStuckey, 1977

21t/min

13,100 Wseg/cm2

99.99 Bacterias Cultivo bivalvos.

Bonnefoy, etal., 1978

? 20,000 Wseg/cm2

50.0 Poblacinmicrobianamezclada.

Tratamiento deaguas negras.

Brown yRusso, 1979 321t/min 30,000 Wseg/cm2 significativo Bacterias

Cultivos de

Crasostreavirginica.

Aguirre, 19813.7511t/min

60.95 Wseg/cm2

99.63 Bacterias

Esterilizacin demedios de cultivoscontinuos demicroalgas.

Maisse, et al.,1981

? 10,000 Wseg/cm2

90 % Virus Sistema derecirculacin para

peces.

Agratzek, etal., 1983 ? 91,900 Wseg/cm2 ? BacteriasSistema derecirculacin para

peces.

Sako, et al.,1985

3 1l/min

161,600 Wseg/cm2

99.9 HongosTratamiento deaguas negras.

Sako, et al..,1985

15l/min

32,300 Wseg/cm2

? VirusCultivo de pecesmarinos.

Sako, et al..,1985

25l/min

19,400 Wseg/cm2

100 BacteriasCultivo de pecesmarinos.

Torrentera yFranco, 1988

3.75l/min

140,059 Wseg/cm2 100 % Bacterias

Tratamiento de

agua de maralmacenada.


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7. TIPOS DE CULTIVO

1. Cultivo Esttico

Desarrollo del cultivo hasta fase de crecimiento exponencial y la utilizacin del

volumen total del mismo. Generalmente el uso de estos cultivos es para fines debioensayo o bien para transferencia a volmenes mayores (ver la Figura 6, queilustra la secuencia del cultivo).

2. Cultivo Continuo

De acuerdo a Kubitschek (1970), un cultivo continuo es un sistema de flujo en elcual las clulas individuales estn suspendidas en un volumen constante en unestado de equilibrio dinmico, establecido por una remocin de cultivo y adicinde medio nutritivo por unidad de tiempo con tendencia al infinito. Se habla deuna diferencia entre un cultivo semicontinuo y un cultivo continuo. Al parecer

sto es incorrecto, ya que la diferencia estriba en el nmero de perodos deremocin del cultivo y adicin del medio nutritivo y en los sistemas continuoseste perodo de remocin y adicin es generalmente automtico en aparatosllamados turbidostatos y Quimiostatos.

Cuando se requiere de grandes cantidades de clulas a intervalos frecuentes paraalimentar especies en cultivo (peces, crustceos, moluscos), los cultivossemicontinuos o continuos proveen un gran nmero con mayor consistencia enforma uniforme y constante. En estos cultivos es importante determinar laconcentracin ptima de los nutrientes por unidad de tiempo en relacin a la tasade dilucin o cosecha del cultivo. Cuando se establece el estadio de equilibriodel sistema, la produccin es mxima. En las Figuras 7 y 8 se muestran dosejemplos de cultivo semicontinuo.

3. Cultivo Masivo

Se considera cultivo masivo a aquellos que se utilizan como alimento vivo depeces crustceos y moluscos y cuya produccin es a gran escala en tanques uotros recipientes de volumen no controlado.

Existen muchas alternativas para la produccin de microalgas en cultivo masivo,

desde la utilizacin de tanques de plstico, madera, concreto hasta los estanquesrsticos, as como la utilizacin de fertilizantes minerales de tipo agrcola hastauna gran variedad de escretas de ganado como fuentes de nutrientes.

En relacin a la utilizacin de luz artificial o natural, sta depender del tipo deinfraestructura con que se cuente.

El control de la temperatura ser necesario en relacin del tipo de microalga encultivo y de la regin climtica en donde se establezca el mismo. En la Tabla 17se muestran algunas alternativas de produccin en cultivo masivo de microalgas.


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Fig. 4a) Esquema del ivnernadero de Wachapreague (USA). Cultivo masivo contemperatura controlada en invernadero con ventilador.

Fig. 4b) Cultivo masivo a la intemperie de algas unicelulares en tanques de fibra de

vidrio (la temperatura es controlada por enfriadores sumergibles. La Joya, San Diego,U.S.A).


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(Agitar losrecipientes 2 3 veces alda)

Stock primarioObtenido delaboratorio(Cepario)

Inoculacinascptica de

plancton on aguaesterilizada filtraday enriquecida. El

plancton permaneceen contendores destock. Crecimientode 4 das sin aire.

ContenedorCultivointermedio

Garrafn de20 its.

Contenedor

de 200 its.

Inoculacinascptica de unstock de cultivo deagua marina

esterilizada enoutoclave, filtrada yenriquecida.Crecimiento de 4das. Flujo bajo deaire.

Cosecha otransferencia

Inoculacin delgarrafn de cultivoen agua marinafiltrada, enriquecidae irradiada.Crecimiento de 2das. Flujo bajo deaire.

Fig. 5) Secuencia de cultivo en sistema esttico. Cuando se ha alcanzado una densidadptima de clulas, se utiliza todo el cultivo como inculo de la siguiente fase.


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Fig. 6) Cultivo semicontinuo (R. Ukeles, en Stein, 1979). Esquematizacin diagramticade un cultivo semicontinuo (1), cilindro de CO2, (2) botella colectora de cultivo, (3)cmara de llenado ascptico, (4) flujmetro de gas, (5) filtro de aire, (6) regulador de

presin, (7) compresor de aire, (8) salida de gas, (9) campana de llenado ascptico sobreel inoculador, (10) sifn de cosecha, (11) vlvula de aguja para regular la presin del

gas, (12) entrada de gas con filtros de algodn y difusores de aire, (13) regulador devoltaje, (14) unidad de crecimiento, (15) matraz Fernbach con inculo.


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FIG. 7) Cultivo semicontinuo (Cceres, 1979; Aguirre, 1981). Sistama de cultivosemicontinuo de Tetraselmis suecica usando medio de cultivo esterilizado conautoclave. A) Reserva de medio de cultivo (20 1); B) Sifn para el medio de cultivo; C)Escape de aire; D) Recipiente de cultivo (bolsa de plstico); E) Dosificador de aire; F)Filtro de aire; G) Sifn de cosecha; H) Recipiente de cosecha.

8. MODELOS DE PRODUCCION

Alrededor de 1960 se inici la modelacin de los cultivos continuos con bacterias(Fencl, 1966), basados en la teora bsica desarrollada por Monod (1950). En relacin aestas teoras matemticas se han desarrollado numerosos trabajos con microalgas bajo elsistema de cultivo continuo, con diferentes fines de estudios: bioqumicos, fisiolgicos,nutricionales, etc., como es el explorar los mecanismos de limitacin de nutrientes(Droop, 1966; Caperon, 1968).

Ahora se llevan a cabo numerosos trabajos con microalgas en sistemas de cultivocontinuo con el objeto de determinar la mayor produccin posible (Droop, 1975;Ukeles, 1973; Canzonier & Brunetti, 1975; Cceres, 1979; Aguirre, 1981; Pares &

Leyva, 1982; Torrentera, 1983). Estos trabajos tambin han contribuido en laimplementacin de sistemas de cultivo, algunos muy complejos usados para estudiar la


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fisiologa y bioqumica de las microalgas en condiciones axnicas, otros menossofisticados para producir las microalgas y as utilizarlas como alimento deinvertebrados marinos y larvas de peces.

Algunos de estos modelos se construyen con los datos de densidad (No. de cl/ml) u

otros tipos de medicin, como la densidad ptica (Nm), en relacin a las tasas dedilucin (volumen/da). En el caso del Modelo de Monod (1950), la relacin entre ladensidad y la dilucin describe una curva exponencial negativa, mientras que el Modelode Droop (1966) asume esta relacin como lineal. En ambos casos la produccin sedescribe como una parbola simtrica (Droop, 1966) o asimtrica (Monod, 1950). Enlas Figuras 9, 10 y ll se muestran tres ejemplos de modelos de produccin de tipo

parablico en donde el punto de inflexin de la curva describe la produccin mximasostenible en la tasa de dilucin ptima para tres diferentes especies de microalgas ensistemas de cultivo semicontinuo.

TABLA 18. ALTERNATIVAS DE PRODUCCION A GRAN ESCALA DE

MICROALGAS PARA ALIMENTACION EN ACUICULTURAALTERNATIVAS(granjas que las utilizan)

VENTAJAS INCONVENIENTES

Produccin controlada enescala pequea (Conwy) 1010

clulas*/da

Control de las especies dealgas A pequea escala no escaro

Luz artificial

Produccin controlada enescala media (Horn-Point &Ribadeo) 101112 clulas/da

Control de las especies dealgas

Luz artificialGeneralmente caro

Produccin controlada ymasiva (Lewes) eninvernadero 1013 clulas/da

Control de las especies dealgas Aprovechamiento de laluz solar

Generalmente caro

Florecimiento natural eninvernadero (Wachapreague)1013 clulas/da

Generalmente barato, pocamano de obra, produccinmasiva, aprovechamiento de laluz solar

Control limitado

Florecimiento natural enpiscina con aguas de desecho(Woods Hole) 1014 clulas/da

Generalmente barato,aprovechamiento de nutrientes,aprovechamiento de la luzsolar

Control limitado sobre lasespecies de algas

Conwy (Inglaterra): 5106 Ostrea de 0.3 cm/aoWachapreague (Virginia, USA): 200106 almejas de 0.5 cm/aoRibadeo (Lugo, Espaa): 3106 Ostrea de 1 cm/aoHorn-Point (Maryland, USA): 15106 Crassostrea de 1 cm/aoLewes (Delaware USA): 5103 Crassostrea de 6 cm/aoWoods-Hole (Massachusetts, USA): 2103 Crassostrea de 6 cm/ao* Clulas (Tetraselmis equivalentes)
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note*18http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S02.htm#note*18


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FIG. 8a) Relacin entre la densidad y la dilucin para un cultivo semicontinuo deTetraselmis suecica, donde se muestran las medias de los valores obtenidos con loslmites de confianza al 95% de una distribucin normal. La relacin se obtiene de

acuerdo al Modelo de Monod (1950). Aguirre, 1981.


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FIG. 8b) Relacin entre la produccin y la dilucin en el cultivo semicontinuo deTetraselmis suecica. La dilucin ptima se encuentra en el punto de inflexin de lacurva.


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FIG. 9a) Relacin entre la densidad y la dilucin para un cultivo semicontinuo deIsochrysis galbana, donde se muestran las medias de los valores obtenidos con loslmites de confianza al 95% de una distribucin normal. La relacin se obtiene deacuerdo al Modelo de Monod (1950) (Pares & Leyva, 1987).

FIG. 9b) Relacin entre la produccin y la dilucin en el cultivo semicontinuo deIsochrysis galbena. La dilucin ptima se encuentra en el punto de inflexin de la curva(Pares & Leyva, 1982).


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FIG. 10a) Modelo de Droop (1966) que asume la distribucin de los datos en formalineal de la densidad (X) de Chlorella saccharophila en funcin de la tasa de dilucin(D) (Torrentera, 1983).

FIG. 10b) Modelo de produccin de Droop, para Chlorella saccharophila basado en los

datos de la regresin lineal (Torrentera, 1983).


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CULTIVO DE ROTIFFROS

En el phylum rotfera se encuentran especies muy importantes objeto de estudio deZologos y Eclogos, pues son organismos muy activos considerados depredadores en

el mundo del plancton pues consumen altas concentraciones de microorganismos, tienenuna alta tasa de reproduccin y su afloramiento abate rpidamente la concentracin deoxgeno en el medio. Es por ello que su localizacin en los ambientes acuticos

permiten indicar la presencia de materia orgnica (medios eutrficos) por lo querevisten gran inters en estudios de Ecologa y contaminacin.

En la dcada de los 60's empezaron a considerarse seriamente como una alternativa dealimentacin en Acuacultura por sus caractersticas de desarrollo, facilidad de cultivo yaporte nutricional.

Una de las especies seleccionadas para su uso en Acuaultura es Brachionus plicatilis

del que presentamos sus alternativas de produccin en cultivo en los siguientes incisos.

1. CONSIDERACIONES CENERALES SOBRE LOS CULTIVOS DE ROTTFEROS

Brachionus plicatlis es miembro de la Familia Brachionidae. El ciclo de vida de esteorganismo involucra una alternancia en la reproduccin sexual y asexual; la taxonomade este organismo es descrita por Ruttner & Kolisko (1974). Este organismo ha sidotema de polmica sobre su sistemtica, ya que los datos aportados en cuanto a talla yforma concluyen que esta especie en relacin al hbitat es variable, ya que soportaamplios rangos paramtricos y est ampliamente distribuida, y esta distribucin se debea la alta longevidad y resistencia de huevos latentes. Los rangos de salinidad quesoporta van desde 1 a 97 ppm (Ruthner & Kolisko, 1974) con el lmite extremo de 200

ppm. Este mismo autor concluye que el agua de mar es el medio ptimo de esteorganismo. Es tambin importante mencionar que en dilucin rpida del agua de mar seobtiene un incremento en el nmero de hembras y produccin de huevos. El nmero dehuevos producidos por hembra, es un indicador de las condiciones ptimas del medio.Su amplia distribucin indica que es una especie Euriterma (5~20C). La Figura 12describe la anatoma de B. plicatilis (R. Huches, en: B. Pejler et al., 1983).

B. plicatilis es una especie que no selecciona su alimento (polfago), es un filtro-alimentador, se puede alimentar de microalgas: Cianoficeas, Chloroficeas, Pheoficeas,

etc., bacterias y levaduras (Hirayama, 1973 y otros). Pejler (1983) seala que no seinlcuye en su dieta las Familias Cryptomonas y Chrysophytas. Otros trabajosdemuestran que slo pueden ingerir partculas de 1215 en tamao (Hirayama, 1978).Existen diferentes trabajos que reportan tasas de ingestin de: 0.14 1/min deChlamidomonas, 0.034 1/min de Olisthodiscus, 0.1 1/min de Chlorella, 0.025 1/min deDunaliella (Hirayama et al., 1972, y otros.

2. CULTIVO MASIVO Y CALIDAD NUTRICIONAL

La produccin masiva del rotfero Brachionus plicatilis se inici en Japn alrededor delos aos 60's. Estos se cultivaron inicialmente transfirindolos de un estanque a otro de

Chlorella con una densidad de 10 a 20 106 c/ml (SISFFA, 1964a, b). Por lo imprcticode la tcnica se iniciaron una serie de investigaciones tratando de encontrar el mtodo


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adecuado para la produccin continua de rotferos, sin depender de los cultivos masivosde Chlorella y otras microalgas; una de stas propuso el uso de la levadura de pan(Saccharomyces cerevisiae) como alimento (Hirata & Mori, 1963). Se pens que staresolvera la produccin de rotferos, pues esta tcnica permite obtener densidades muyaltas de ms de 100 rotferos/ml, despus de la publicacin de estos resultados, otros

investigadores se interesaron en estudiar la composicin qumica de los rotferosalimentados con diferentes microalgas y levaduras (Fukusho et al., 1976; Hirata et al.,1980; Imada, 1980; Watanabe, 1978; Kitajima et al., 1980).

FIG. 11) Anatoma de Brachionus plicatilis (Rotfera) en: B. Pejler et al., 1983).

En la Figura 13 se muestran los resultados obtenidos por Hirata et al., en relacin a lautilizacin de: a) Chlorella, b) Levadura y c) Levadura/Chlorella. Como se puedeobservar los resultados obtenidos con las dietas a y c, son densidades altas hasta de 100R/ml. Por otro lado, se realizaron investigaciones en cuanto al aporte nutricional de losrotferos para el cultivo de larvas de peces y se observ que en las larvas de pecesalimentados con rotferos producidos a partir de ladieta de levadura o la mezcla 95%levadura y 5% Chlorella ocurran altas mortalidades. Se identific la causa como undesvalance nutricional en cuanto a los cidos grasos esenciales (Fukusho et al., 1976;Kitajima et al., 1980ab; Watanabe, 1978). Otras investigaciones aportaron la utilizacinde una levadura mejorada con cidos grasos del tipo W3 altamente insaturados, la cual

recibe el nombre de Levadura Omega (Imada, 1980; Watanabe, 1978; Kitajima et al.,


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1980a,b, etc.). En la Tabla 18 se muestra la composicin de aminocidos en B. plicatiliscon diferentes dietas.

Los estudios comparativos de la concentracin de cidos grasos W3 que Chlorella(especies marinas) posee, es de 29%, la levadura de pan 1.3% y la Levadura Omega

34.7%. Esta ltima se produce comercialmente en Japn (Kitajima, 1980). Otrostrabajos ms prcticos y baratos aportaron datos en relacin a la determinacin delcontenido nutricional de diferentes especies del zooplancton: Acartia clausi, Tigriopus

japonicus, Artemia sp y Moina sp. Se encontr que la abundancia y calidad de estasespecies de zooplancton dependen de su nutricin, y que la eleccin de una especie demicroalgas, levadura u otro microroganismo para alimentar a stos depende de lacomposicin qumica, temperatura, fotoperodo y tipo de cultivo al que est sometidaesta especie de microorganismo. Por ejemplo, las especies de zooplancton alimentadoscon Chlorella obtienen un enriquecimiento en cidos grasos de un 12.7 a un 18.8%(Imada et al., 1979; Imada, 1980; Watanabe, 1978b, 1980).

Para fines prcticos, la produccin masiva de microalgas y la utilizacin de levadura depan aportan buenos resultados en la produccin masiva de larvas de peces y otrosinvertebrados, tomando en cuenta que esta utilizacin permita un enriquecimiento de loscultivos de zooplancton llamado tratamiento verde, (6 a 12 h en un cultivo demicroalgas) despus de haber obtenido una alta densidad con levadura por tres a cuatrodas (pueden ser obtenidos ms de 100 R/M).

Esto permite que el zooplancton obtenga la concentracin necesaria de cidos grasos yaminocidos esenciales para el buen desarrollo de las diferentes especies deinvertebrados y peces producidos mediante esta tcnica. En la Tabla 19 se muestra lacomposicin de aminoacidos en cuatro especies del zooplancton de uso en acuacultura.


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FIG. 12) Densidad de rotferos con diferentes alimentos A) Chlorella; B) Levadura; C)

Chlorella/Levadura; D) Control (Hirata, 1980).

TABLA 19. COMPOSICION DE AMINOACIDOS EN Brachionusplicatilis, CULTIVADO CON DIFERENTES MICROALGAS

Y LEVADURAS (g/100 g PROTEINA CRUDA)

Nagasaki Gifu

1975 1976 1975

2Levadu

ra

1Levadura +

Chlorella

1Chlorel

la

Levadu

ra

3Levadur

a+Chlorella

3Chlorel

la

Levadu

ra

4Chlorell

a
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note219http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note119http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note119http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note119http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note319http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note319http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note319http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note419http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note419http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note219http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note119http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note119http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note319http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note319http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note419


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Isoleucina 2.9 2.8 3.1 4.4 4.0 4.0 3.2 3.4

Leucina 5.5 5.3 5.6 6.9 6.1 6.2 6.2 6.1

Methionina 0.8 0.8 0.8 1.0 0.9 0.9 0.9 0.8

Cystina 0.7 1.1 0.8 0.7 0.7 0.7 0.9 0.6Phenylalanina

3.5 3.4 3.5 4.5 4.1 4.1 3.9 3.9

Tyrosina 3.0 3.0 3.2 3.0 2.8 2.9 3.2 3.1

Threonina 3.5 3.1 3.4 4.0 3.5 3.4 3.4 3.2

Tryptophano

1.1 1.2 1.2 1.1 1.1 1.2 1.2 1.2

Valina 3.6 3.5 3.8 4.4 4.0 4.2 4.0 4.2

Lysina 5.7 5.8 5.8 6.6 6.0 6.0 5.5 6.1Arginina 4.2 4.5 4.6 5.2 4.6 4.8 4.4 4.6

Histidina 1.4 1.4 1.4 1.7 1.5 1.7 1.5 1.5

Alanina 3.2 3.2 3.7 3.9 3.5 3.5 3.9 3.8

AcidoAsprtico

7.7 7.5 8.0 9.8 8.9 8.8 8.5 8.0

AcidoGlutmico

8.9 8.8 9.3 10.1 9.7 9.5 10.1 9.8

Glycina 2.9 2.9 3.1 3.6 3.1 3.2 3.1 3.1

Prolina 5.2 5.9 5.8 5.0 4.8 4.9 6.1 6.7

Serina 3.7 3.7 3.9 3.7 3.6 3.7 4.2 4.0

TOTAL 67.5 67.9 71.0 79.5 72.9 73.7 74.2 74.1

Muestra obtenida con Etanol al 80%, por hidrlisis con ter dietlico.

1. Rotferos cultivados con Chlorella minutissima.2. Rotferos cultivados con levadura.

3. Rotferos cultivados con Chlorella marina y levadura (1 g delevadura/10 cel/ml agua de mar/da).4. Rotferos cultivados con levadura y enriquecidos con Chlorellamarinapor 36 horas (Watanabe, et al., 1978b; Hirata, 1983).

TABLA 20. COMPOSICION DE AMINOACIDOS ENDIFERENTES

MICROCRUSTACEOS (g/100 g PROTEINA CRUDA)(WATANABE et al., 1978b)

AminocidosArtemia

salina1

Acartia

clausi

Trigriopus

japonicus

Moina

sp.
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note120http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note120http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note120


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Isoleucina 2.6 3.5 2.5 2.5

Leucina 6.1 5.5 5.0 6.0

Methionina 0.9 1.5 1.1 1.0

Cystina 0.4 0.8 0.7 0.6Phenylalanina 3.2 3.7 3.5 3.6

Tyrosina 3.7 3.6 4.0 3.3

Threonina 1.7 4.2 3.8 3.8

Tryptophano 1.0 1.1 1.1 1.2

Valina 3.2 4.5 3.3 3.2

Lysina 6.1 5.4 5.7 5.8

Arginina 5.0 4.3 5.2 5.1Histidina 1.3 1.9 1.6 1.6

Alanina 4.1 5.4 4.9 4.9

AcidoAsprtico

7.5 9.0 9.0 8.3

AcidoGlutmico

8.8 9.5 10.8 9.8

Glycina 3.4 4.6 4.5 3.7

Prolina 4.7 4.6 4.8 4.2Serina 4.6 3.3 4.3 4.0

TOTAL 68.3 76.4 75.8 72.6

1. Nauplios de Artemia recien eclosionados

3. TECNICAS ALTERNATIVAS DE PRODUCCION MASIVA

Para el cultivo de B. plicatilis en condiciones ptimas se recomienda la utilizacin de

agua de mar (32~35%), la temperatura ptima de 25C (Hirata & Mori, 1963;Watanabe, 1978, e Hirata 1980), y en cuanto a la seleccin del mejor mtodo de cultivomasivo a continuacin se describen esquemticamente, algunos ejemplos de sistemas decultivo desarrollados por diferentes autores para la produccin masiva de rotferos.

El primer sistema utilizado fue el llamado mtodo de estanque de transferencia encultivos sucesivos de Chlorella (SISFFA, 1964a,b) (Figura 14).

Posteriormente la produccin de B. plicatilis con levadura de pan (Hirata & Mori, 1967)(Figura 15) sustituye la transferencia sucesiva por tanques de recirculacin, mejorandoel tanque con grava en el fondo y colocando un ascensor de aire en el centro.


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La Figura 16 muestra un cultivo sistemtico, alternando la dieta de Chlorella y levadurallamado thinning out method (Fukusho et al., 1976). Este mtodo es el de mayor usoen cultivos masivos pues reporta una alta produccin de rotferos (300 R/ml).

Y finalmente el mtodo desarrollado por Hirata et al. (1977), llamado sistema de

retroalimentacin, semejando un ecosistema con la participacin de bacteriaspseudomonas (produccin de nutrientes por biodegradacin) para Chlorella y sta comoalimento de rotferos, los desechos de stos hacia un biodepsito, etc. (Figura 17)(Feedback System; Hirata, 1980). Las tasas de conversin de alimento de este tipo desistemas diariamente se incrementan. Se puede concluir que los sistemas deretroalimentacin tienen dos ventajas al mismo tiempo: la purificacin del agua y laminimizacin de prdida de energa a travs de la alimentacin. Esto permite elestablecimiento de un cultivo de produccin continua, como se muestra en las Figuras18 y 19.

4. IMPORTANCIA DEL CULTIVO DE Brachionus plicatilis

Las principales ventajas que ofrece el cultivo de Brachionus plicatilis son: rangosamplios de T y S%, y diferentes alternativas prcticas de cultivo masivo, su pequeotamao (100300), lo que permite a las lavas de peces y crustceos ingerirlos cuandotodava no pueden ingerir nauplios de artemia, su fcil y barata alimentacin condiferentes especies de fitoplancton, levaduras y dietas artificiales. Su alta velocidad dereproduccin bajo condiciones ptimas de cultivo, pudiendo duplicarse la poblacin enmenos de 24 horas, lo que permite obtener altas densidades (Theilacker & McMaster,1971; Amat, 1975; Funikowa & Idaka, 1973; Hirayama & Kusano, 1972; Hirata, 1975;Hirata et al., 1985; Watanabe et al., 1979; Kitajima et al., 1979; Imada et al., 1979;Yufera et al., 1983; Trotta, 1983).

En cuanto a su contenido nutricional, como ya se mencion anteriormente B. plicatilisofrece la gran ventaja de incrementar su contenido nutricional en relacin de su dietacomo lo demuestran los trabajos de Watanabe et al. (1983) y cuyos resultados enrelacin a contenido de cidos grasos esenciales se presentan en las Tablas 20 y 21.

Para el buen manejo de la poblacin de rotferos en cultivo, es recomendable el uso deecuaciones sencillas como las que se muestran en la Tabla 22, que nos permiten conocerla concentracin adecuada de alimento y la tasa de reproduccin y fecundidad, factoresque nos indican el buen desarrollo del cultivo, que si son bien controlados nos

permitirn el establecimiento de cultivos continuos y densos para su uso como alimentovivo.


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FIG. 13) Mtodo del tanque de transferencia.

FIG. 14) Esquema del sistema de cultivo en tanque de recirculacin: A) Bomba de aire;B) Rotferos en el medio; C) Tubo de vinil (25 cm de dimetro); D) Filtro derecirculacin; E) Tina de policarbonato (Pan-light), cubierta de fibra de vidrio..


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FIG. 15) Tcnica de cultivo desarrollada por la asociacin The Seto Inland FarmingFisheries Association (SISSFFA) y la Estacin de Maricultura de Nagasaki. Estemtodo es el ms comnmente utilizado y es llamado Thinning out method (Fukushoet al., 1976).


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FIG. 16) Sistema de retroalimentacin de nutrientes (Feedback System) para elcultivo masivo de rotferos (Hirata, 1980).


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FIG. 17) Variaciones en la densidad de rotferos en el sistema de cultivo deretroalimentacin (Feedback System) en tanque de 2,700 l (Hirata et al., 1980).

FIG. 18) Seccin del sistema de retroalimentacin del cultivo de rotferos: A) Tanque de2,700 l; B) Biodepsito en zig-zag; C) Aereador mvil; D) Motor de reduccin; E)Regulador de automvil; F) Compresor.

TABLA 21. TIPO DE ACIDOS GRASOS PRESENTES ENROTIFEROS PRODUCIDOSEN VARIOS SUSTRATOS

ACIDOS

GRASOSCULTIVO

ROTIFEROLEVADURA(S.cereviceae)

ROTIFEROLEVADURA+ Chbrellamarina

ROTIFERO

Chlorellamarina

ROTIFERO

AGUADULCE

16:0 8.7 11.7 16.8 8.9

16:17 24.2 16.6 24.3 18.9

18:0 4.8 6.0 1.7 1.6

18:19 33.9 22.8 10.1 9.0

18:26 + 5.8 + 10.4 + 3.2 + 15.7+

18:33 + 0.6 + 2.2 + 0.4 + 10.2+

20:1 6.0 + 3.3 2.4+ 0.320:33 0.4 2.3 4.4 0.8

20:46 0.4 2.3 4.4 0.8

20:43 0.5 0.6 0.2 1.1

20:53 1.0 8.1 24.1 1.9

22:1 1.7 1.5 1.3 -

22:53 0.2 1.7 3.8 0.3

22:63 0.5 0.9 0.5 -

3HUFA 2.2 11.3 28.6 -
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note+21http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note%C2%B021


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* Watanabe et al., 1983 Acido graso esencial para especies marinas+ Acido graso esencial para especies de agua dulce

TABLA 22. TIPO DE ACIDOS GRASOS PRESENTES EN

ROTIFEROS ALIMENTADOSCON LEVADURA (Saccharomyces cerviceae) Y LEVADURA

OMEGA (W)

ACIDOSGRASOS

LEVADURA(S.cereviceae)

LEVADURAOMEGA

ROTIFEROSLEVADURA

CULTIVADOSENLEVADURAOMEGA

16:0 8.3 20.0 13.4 16.9 67 10 12

16:17 14.2 38.2 5.0 6.6 2627 10 11

18:0 3.4 8.4 2.3 2.6 34 2 3

18:19 26.1 43.9 15.5 16.4 2630 22 24

18:26 2.8 15.1 1.0 1.1 79 2 4

18:33 0.5 6.4 0.8 0.9 0.7 0.8

20:1 tr - 1.6 8.4 9.2 34 8 10

20:33 3.0 3.4 12 3 4

20:46 3.0 3.4 12 3 4

20:53* -* 13.4 17.4* 12* 9 12*

22:53 0.9 1.4 00.4 2 3

22:6 3 -* 12.8 15.6* * 7 9*

3HUFA*

-* 33.5 35.8* 244* 25 26*

W La levadura W est enriquecida con una fuente de cidos grasosesenciales* Son cidos grasos esenciales

TABLA 23. TASAS DE ALIMENTACION, REPRODUCCION YFECUNDIDAD

EN CULTIVOS DE ROTIFEROS Brachionus plicatilisdonde: R = tasa de alimentacinS = suplemento alimenticio (g)Tb = peso total de la muestra derotferos (g)

Reproduccin:
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#noteW%C2%B022http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#noteW%C2%B022http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S03.htm#note*22


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donde: P.H. = produccin de huevosNRh = nmero de rotferos con

huevosT.R. = nmero total de rotferos

de la muestra

donde: D.H. = densidad dehuevos

D.R. = densidad derotferos

Indice de fecundidad:

Tasa de recuperacin:donde: A = poblacin en momento t1

B = poblacin en momento t2

CULTIVO DE Artomia salina

1. CONSIDERACIONES GENERALES

La Artemia salina es un crustcco que en estado adulto mide entre 1718 mm, posee unpar de apndices prenciles, ojos pedunculados, 17 pares de apndices, una furca(rameada o bifurcada). La hembra adulta posee un ovisaco en el que incuba de 10 a 30

huevecillos generalmente y en condiciones ptimas hasta 70 huevecillos. Algunosautores reportan de 50200, segn la especie (Figura 20). Presenta un ciclo de vidasexual y asexual. Existen especies bisexuales y especies patenogenticas en ambas.

Pueden presentarse dos alternativas de desarrollo del huevo: uno es el desarrollo delarvas (prenauplio, nauplio) o bien que en condiciones adversas se presente el fenmenode Criptobiosis, en el cual se producen los quistes. Este fenmeno se debe a que lagstrula permanece en este estado en perodos de desecacin ambiental; esta gstrulaenquistada en condiciones favorables se hidrata y continua su desarrollo hastaeclosionar el nauplio (Figura 21).

Esta capacidad de la Artemia de la formacin de huevos resistentes es lo que la hahecho ser uno de los recursos de alimentacin en Acuacultura ms importantes, pues losquistes pueden conservar su variabilidad durante varios aos hasta que se dan lascondiciones necesarias para la eclosin.

1.1) Areas de Distribucin

A finales de los 60's la demanda de quistes de Artemia era insuficiente, por lo que seencareci. Debido a esta gran demanda se incrementaron las investigaciones sobre esteorganismo, principalmente por el Reference Center de la Universidad de Ghent,

Blgica, en colaboracin con laboratorios de Estados Unidos e Inglaterra, explorndose


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varias zonas naturales de produccin de Artemia en Europa, Asia, Amrica y Australia(Sorgeloos, 1974) (Tabla 23).

Aunque su distribucin es cosmoplita, la mayor abundancia ocurre en zonas tropicalesy subtropicales. Existen dos categoras generales en cuanto a salinidad se refiere de las

zonas de produccin natural de Artemia: Thalasso-halino donde la mayor concentracinde sales son de NaCl (menor nmero de localidades). Athalasso-halino con sales deSulfatos, Carbonatos y Sales de Potasio (mayor nmero de localidades). Estascategoras son importantes, pues determinan las diferentes especies de Artemia.

2. OBTENCION Y CONSERVACION DE QUISTES

Existen cinco etapas fundamentales para la preparacin de quistes que son: colecta enzonas naturales o en cultivos intensivos, filtrado, lavado, secado, envasado yalmacenado. En zonas naturales (salinas, lagos, zonas estuarinas), los quistes seacumulan en las orillas mezclndose con arena, lo que permite variaciones del nivel del

agua y stos estn sometidos a deshidratacin e hidratacin, lo que disminuye suviabilidad, por lo que al colectarlos deben de ser pasados por tamices, lavarsealternativamente con agua de mar y agua dulce, incluso se recomienda su centrifugacin

para eliminar la mayor parte de quistes no viables, y su secado por varios mtodos, entreellos corrientes de aire. Existen muchos mtodos para la obtencin de quistes y tcnicasde decapsulacin reportadas por la bibliografa, ya que A. salina es objeto de estudiosmuy intensos. En la Table 24 se muestra un ejemplo de la tcnica de decapsulacin dequistes de Soogeloos, 1982.

FIG. 19. CICLO DE VIDA DE Artemia salina


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FIG. 20a) Artemia salina (Ivleva et al., 1973): A) Hembra, B) Cabeza de macho, C)Cabeza de hembra, 1. Ojo nauplio, 2. antenuelas, 3. antena, 4. apndice torxico, 5. sacoovigero, 6. segmento abdominal, 7. furca, 8. ojo pedunculado.

FIG. 20b) Estados nauplio de Artemia salina.

TABLA 24. ZONAS NATURALES DE PRODUCCION DE

Artemiasalina EN EL MUNDO (P. SORGELOOS, 1974)


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CONTINENTENUMEROTOTAL DELOCALIDADES

PRINCIPALESPAISES

NUMERO DELOCALIDADES

ASIA 19

EUROPA 77 ESPAA 37AMERICADEL NORTE

37 U.S.A. 34

MEXICO 9

AMERICACENTRAL

11*REGIONCARIBE

6

AMERICADEL SUR**

19 ARGENTINA 7

ASIA 19 URSS 15

AFRICA 18

Mxco (Baja California, Sonora, Sinaloa, Culiacn, S.L. Potos,Estado de Mxico, Hidalgo, Zacatecas, Yucatn).* (Bahamas, Puerto Rico, Santo Domingo, Martinica)** (Argentina, Bolivia, Brasil, Colombia, Ecuador, etc.)

TABLA 25. TECNICAS PARA DESCAPSULAR QUISTES DEArtemia salina (P. SORGELLOS, 1982)

1. Hidratar el huevo de artemia una hora con aereacin.2. Cerrar el aire de la incubadora y dejar reposar unos minutos. Los huevos que

sedimenten sacarlos con un tamiz y los que floten desecharlos.3. Pasar la artemia a la solucin descapsulante de siete a diez minutos como

mximo. Evitar que suba la temperatura a ms de 35C (al terminar se ve elquiste de color anaranjado y transparente al microscopio).

4. Regresar los huevos al tamiz y lavarlos con agua de la llave hasta que pierdan elolor a cloro (unos diez minutos).

5. Lavar los quistes con HCl .1 normal (18 ~ 20 segundos).6. Regresar la artemia al tamiz y lavarla con agua de la llave unos cinco minutos.7. Pasar los huevos a la incubadora con agua de mar y esperar la eclosin en 24

horas.OBTENCION DE LA SOLUCION DESCAPSULANTE

La solucin descapsulante est formada con agua marina, Hidrxido de Sodio eHipoclorito de Sodio.

1. Volumen de solucin descapsulante14 ml por gramo de quiste (71.88 ml)

2. Cantidad de Hipoclorito de sodio

H.S.

(10 g/68.12 ml)
http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S04.htm#note*24http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S04.htm#note**24http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S04.htm#note*24http://www.fao.org/docrep/field/003/AB473S/AB473S04.htm#note**24


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3. A = .5 por gramo de quisteB = 3000 por ndice de refraccin del Hipoclorito - 4003

4. Cantidad de agua de marEs igual a la diferencia que hay entre el volumen de la solucin descapsulantemenos la porcin del Hipoclorito de Sodio.

5. Cantidad de Hidrxido de Sodio 0.15 g por g de quiste (1.5 g/10 g)a. Produccin de Quistes

Es importante mencionar que a salinidades bajas (100 g/l), existe altareproduccin. Este dato debe considerarse, pues permite unreclutamiento continuo, pudiendo partir de una pequea poblacin, se

puede obtener en pocas semanas producciones altas. A salinidades muyaltas no hay reclutamiento, se gener la produccin de quistes,acompaada de la muerte de los adultos.

La produccin de quistes no slo se desencadena por altas salinidades,

sino por alta temperatura y desecacin, niveles txicos de iones (K, Ca,etc.).

La Artemia es un organismo osmoregulador, por lo que dentro de sucuerpo la salinidad es baja y deshecha constantemente sales.

b. Produccin Comercial

Los mayores productores a nivel mundial de quistes de Artemia son:Estados Unidos, URSS y Bulgaria. La Tabla 25 presenta los principalesaislamientos de quistes y nauplios de Artemia correspondientes a nuevelocalidades geogrficas a nivel mundial de importancia comercial.

Es sumamente difcil establecer un programa simple para controlar laproduccin y cosecha de Artemia en zonas naturales, por todos losfactores antes mencionados por lo que se recomienda: 1) Un monitoreo

peridico de las poblaciones en estudio. 2) Caracterizar su ciclo de vida atravs del ao (nmero de organismos adultos, nauplios, quistes). 3) Loanterior permitir conocer la concentracin de alimento adecuado y eltiempo idneo para fertilizar y el establecimiento de la cosecha.

En las salinas, la introduccin del cultivo de Artemia contribuye a laprecipitacin de la sal, ya que la Artemia controla la poblacin de algasdisminuyendo la viscosidad.

Al introducir Artemia, se contribuye a obtener mayor pureza de la sal porotros compuestos o partculas (Sorgeloos, 1982).

3. CULTIVO DE ARTEMIA

3.1) Parmetros Ambientales

Temperatura: En relacin a la temperatura, el lmite inferior es de 6C y el lmitesuperior de 37C. Despus de este rango hay alta mortalidad.


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Composicin Qumica: La composicin qumica del medio debe de tener ionesde Na, K, Mg en proporciones adecuadas. La relacin Na:P y Cl:SC4 es muyimportante. Cabe mencionar que se han transferido especies de medios con salesde Carbonatos a medios con sales de Sulfatos, y se ha reportado que puedenadaptarse a ellos, observndose cambios de inters en la cepa adaptada diferente

a la cepa original. pH: En relacin al pH, se considera adecuado el rango de 8.0 a 10.0. Oxgeno: El rango de O2 es amplio desde 1.0 mg/l hasta saturacin de O2.

3.2) Alimentacin

Se han encontrado en anlisis del contenido del tubo digestivo desde algas y detritushasta granos de arena, lo que demuestra que es un organismo filtrador no selectivo, porlo que puede ingerir materiales contaminados. Ingiere partculas de 1.2 a 50 . Slo sealimenta de partculas, no de alimentos solubles. La Artemia no regula su nutricin (sealimenta las 24 h). Estos factores deben de considerarse para la adecuada seleccin de

las especies silvestres, y para calcular la concentracin y la dieta adecuada para finesacuaculturales.

En las poblaciones silvestres es difcil determinar el rendimiento mximo sostenible(RMS), ya que ste depende de los factores ambientales.

3.3) Proceso de Eclosin

El fenmeno de eclosin es un fenmeno qumico puro (intercambio inico),relacionado con la concentracin de glicerol que posee el embrin, a mayor produccinde glicerol hay mayor absorcin de agua; en etapas crticas de presin osmtica lamembrana se rompe, y despus la concentracin de glicerol sbitamente baja a cero, elglicerol es liberado. Si bien se ha observado que en altas densidades de quistes la

presencia de glicerol es importante, pues interviene en la sincrona de la eclosin (yaque no acta txicamente sobre las larvas). Es recomendable cambiar esta agua antes deque transcurran diez horas de la eclosin, ya que la presencia del glicerol incrementa las

poblaciones bacterianas.

3.4) Parmetros que permiten la eclosin de quistes

Temperatura ptima de eclosin de quistes: 25 a 30C.

Salinidad: 5 ppm (lmite variable). A mayor S

de 30 ppm, los quistes noalcanzan el perodo crtico de ruptura o eclosin, y en tal caso no se consiguesta.

Decapsulacin: En la decapsulacin se controla el proceso de osmo-regulacin.Permitindose la decapsulacin es ms fcil conseguir la eclosin (en el anexose incluye la tcnica de decapsulacin recomendada por P. Sorgeloos).

pH: A un pH de 8.0 hay una buena eficiencia de eclosin. Debajo de ste laeclosin disminuye. Se recomienda el uso de 2 g de NaHOO3/1 para aseguraruna mayor eclosin.

Oxgeno: En el metabolismo de Carbohidratos de Artemia, la presencia de O2 esrelevante. Para conseguir una eclosin eficiente se recomiendan altos niveles de

O2 (condiciones anaerbicas afectan la eclosin y el metabolismo deCarbohidratos).


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En la Tabla 26 se muestran las concentraciones de sales recomendables para eclosin ypara cultivo de Artemia.

TABLA 26. PRINCIPALES CARACTERISTICAS DEAISLAMIENTO DE Artemia DE NUEVE

LOCALIDADES GEOGRAFICAS (QUISTES Y NAUPLIOS)

LocalidadEclosin: m

importancia nutricional de alimento vivo 2

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