i. introducciÓn · 2018. 5. 30. · i. introducciÓn en los últimos años ha surgido una mayor...

I. INTRODUCCIÓN

En los últimos años ha surgido una mayor preocupación por la

calidad de ambiente en el interior de los inmuebles; gran cantidad de estos

problemas son atribuidos a la contaminación medioambiental (DAZA et al., 2015).

Un claro ejemplo es el Síndrome de Edifico Interno, ya que este determina la

calidad del aire, la cual se basa en los niveles esporas de hongos y/o

Hidrocarburos (WIRTANEM et al., 2002).

El comportamiento del aire como vehículo, hace que se pueda

transportar en él, esporas de hongos y también bacterias adheridas a partículas

de polvo o contenidas en gotitas microscópicas de líquido, denominados

aerosoles (DE LA ROSA et al., 2002).

En condiciones estándares la microbiota del aire puede coexistir con

los objetos y con las personas en un ecosistema específico sin causar grandes

daños. Sin embargo, en la medida que se produce un cambio inadecuado en las

condiciones ambientales (temperatura y humedad relativa alta), los

microorganismos pueden tener efectos negativos, tanto desde el punto de vista

del biodeterioro como desde el punto de vista patogénico (BORREGO et al.,

2011).

Por lo tanto, se podría decir que la presencia de microorganismos,

podrían causar afecciones en la salud, si no se toman medidas de control

sanitario.

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Es por ello, que debido a esta problemática se evaluará la calidad

microbiológica de la atmosfera en el interior del comedor de la Universidad

Nacional Agraria de la Selva (UNAS), donde se tendrá en cuenta las necesidades

de los trabajadores y alumnos, de tener un ambiente más limpio y/o saludable,

con un control ambiental y microbiológico.

1.1. Objetivos

1.1.1. Objetivo general

Determinar la calidad microbiológica del aire, en el interior del

comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva.

1.1.2. Objetivos específicos

- Determinar la temperatura (°C) y la humedad (HR%) del aire, en

el interior del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después

del almuerzo (2:00 pm).

- Determinar la biodiversidad de microorganismo del aire, en el

interior del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del

almuerzo (2:00 pm).

- Caracterizar los géneros de microorganismos patógenos del aire,

en el interior del comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y

después del almuerzo (2:00 pm).

II. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Calidad del aire en interiores

La mayoría de las actividades que realiza el hombre transcurren en

entornos cerrados, los cuales son domésticos o laborales, siendo este último un

ambiente que puede implicar un riesgo para la salud, ya sea por la naturaleza

del trabajo o porque este espacio no cuente con las condiciones óptimas

respecto a calidad del aire que se respira, es decir los factores físicos, químicos

y/o biológicos que interaccionan entre sí (DAZA et al., 2015).

Diversos estudios realizados por la Agencia de Protección Medio

ambiental de los Estados Unidos (EPA) sobre la exposición de humanos a

contaminantes del aire, indican que en el aire interior de recintos cerrados los

niveles de contaminación son de entre 2 a 5 y en algunos casos 100 veces más

concentrados que los niveles presentes en el aire exterior. Estos resultados han

llevado a los investigadores a realizar estudios de la calidad del aire en interiores,

ya que esto al ser un problema ambiental, se ha planteado que la contaminación

en interiores implica efectos negativos en la salud (DE LA ROSA et al.,2002).

2.1.1. Síndrome de edificios enfermos

Según la OMS la definición de la calidad de aire interior, se refiere a

la naturaleza del aire que afecta a la salud y el bienestar de sus ocupantes (REY

y VELASCO, 2007). Tal definición está relacionada al conocido Síndrome del

Edificio Enfermo, que, según este mismo organismo, se define como un conjunto

de enfermedades originadas o estimuladas por la contaminación del aire en

espacios cerrados; según el cual, la determinación de la calidad del aire se basa

en los niveles de esporas de hongos y/o el contenido de hidrocarburos (VIVAS,

2010). Diversos trabajos en Europa y Estados Unidos sobre edificios, han

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comprobado que sus sistemas de filtración de aire se encontraban en mal estado

o eran inadecuados, las entradas de aire exterior estaban cerradas, los ductos

del aire estaban excesivamente sucios y los sistemas de aire acondicionado

presentaban contaminación con materia orgánica diversa (DAZA et al., 2015).

2.2. Contaminación en el interior

Desde los años 80, la preocupación de la comunidad científica sobre

los efectos en la salud provocados por la calidad del aire al interior de los edificios

aumenta. Informes respecto a problemas de salud tales como cefaleas, irritación

de las mucosas, sensación de cansancio e incluso problemas de claustrofobia

en trabajadores que se encuentran en espacios confinados confirman el

problema. Al parecer, estos síntomas tienen relación con el clima generado al

interior de los inmuebles. Por ejemplo, la humedad relativa superior al 60 %

puede influir en la calidad del aire y de esta manera aumentar la presencia de

síntomas oculares y respiratorios, los cuales pueden agravarse durante la

jornada de trabajo (DAZA et al., 2015).

Se cree que el problema es reciente, con el tiempo los cambios en

los diseños de los edificios ideados para mejorar la eficiencia energética han

hecho que los hogares y las oficinas sean cada vez más herméticos. Los

avances tecnológicos en construcción han llevado al empleo, en mayor cantidad,

de materiales de construcción sintéticos, contribuyendo a ofrecer espacios

cómodos a un menor costo. Sin embargo, han propiciado que los ambientes

interiores alojen fácilmente contaminantes, como compuestos orgánico-volátiles

(COV) provenientes de diferentes fuentes, entre las que se destacan: la

calefacción, los microorganismos, e incluso los mismos materiales de

construcción como de pinturas, barnices, disolventes y conservantes (DAZA et

al., 2015).

Un estudio realizado en el 2007, demostró que los tableros de yeso,

tradicionalmente instalados al interior de edificios, emiten mayor concentración y

cantidad de sustancias químicas nocivas (acetona, nonanal y formaldehido) que

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otros materiales alternativos, demostrando así que sus materiales de

construcción inciden directamente en la calidad del aire a su interior (DAZA et

al., 2015) y aumentan el riesgo, cuando se presenta el deterioro de sus

estructuras dejando al descubierto materiales tóxicos como el asbesto.

2.2.1. Factores que intervienen en la contaminación en el interior

2.2.1.1. Actividad del agua

Los microorganismos necesitan la presencia de agua, en una forma

disponible, para crecer y llevar a cabo sus funciones metabólicas. La mejor forma

de medir la disponibilidad de agua es mediante la actividad de agua (Aw). El

crecimiento de hongos micotoxigénicos se produce con valores de Aw cercanos

a 0,78. La actividad del agua está regulada y tiene relación con diversos factores

como, por ejemplo, la humedad relativa, la presión atmosférica y la temperatura

(SOLIS, 2011).

2.2.1.2. Ventilación

La mayoría de edificios, ya sea industriales, comerciales y de

oficinas, poseen sistemas de ventilación mecánica, el cual puede ser filtrado,

calentado, enfriado o incluso humidificado. Los sistemas de ventilación, inciden

directamente en la dispersión o deposición de esporas, además modifican la

humedad relativa, así como la temperatura superficial. Los sistemas de

ventilación poseen dos funciones primordiales, suministrar aire fresco en

cantidad y calidad suficientes para mantener la calidad del aire en los espacios

interiores, y modificar las condiciones termo higrométricas del aire exterior que

se introduce en un edificio para conseguir un clima confortable en el interior

(BASÍLICO et al., 2002).

Se sabe que ambientes mal ventilados, favorecen la deposición de

esporas fúngicas, coadyuvando a la germinación de las mismas. Los sistemas

de ventilación mecánica, deben de estar acompañados de deshumificadores, ya

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que solo el sistema no es eficaz para evitar o reducir la germinación de esporas

en los ambientes interiores (BASÍLICO et al., 2002).

2.2.1.3. Humedad relativa

Es el factor determinante en el crecimiento de los microorganismos.

Cuando la humedad relativa del aire decrece, disminuye el agua disponible para

los microorganismos, lo que causa deshidratación y por tanto la inactivación de

muchos de ellos. El límite menor para el crecimiento de hongos es del 65 %. Las

bacterias requieren una mayor humedad. Las Gram negativas resisten peor la

desecación que las positivas; esto se refleja en que existe poca evidencia de

transmisión por el aire de bacterias Gram negativas (DAZA et al., 2015).

La humedad y la temperatura son los factores esenciales para la

viabilidad de los microorganismos presentes en suspensión dentro de la

atmosfera. Para cada microorganismo se tiene una temperatura y humedad

relativa óptima de crecimiento y desarrollo (HERRERA, 2009).

2.2.1.4. Temperatura

Está muy relacionada con la humedad relativa, por lo que es difícil

separar los efectos que producen ambas. Diversos estudios muestran que el

incremento de la temperatura disminuye la viabilidad de los microorganismos

(HERRERA, 2009).

La mayoría de las bacterias se desarrollan a un rango de

temperatura por encima de 30 °C, pero las temperaturas mínimas y máximas

varían considerablemente para las diferentes especies (LLOP et al., 2001). Las

bacterias patógenas al hombre crecen mejor a una temperatura cercana al

cuerpo humano (37 °C).

2.2.1.5. Polvo

El polvo contiene partículas microscópicas de polen, moho, fibras de

la ropa y telas, detergentes e insectos microscópicos, en su mayoría, ácaros. En

el año 1991, Leytán aisló Histoplasma capsulatum, agente causal de

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histoplasmosis, en la avenida Reforma de la ciudad capital de Guatemala, donde

obtuvo altos índices de contaminación por este género en el suelo, también

demostró con esto que la exposición al polvo que puede ser levantado por el aire

del suelo puede ser un factor de infección fúngica (SOLIS, 2011).

2.3. Diversidad de microorganismos

Los microorganismos se agrupan en dos categorías: procarióticos y

eucarióticos. En la primera están las archaeas y las bacterias, mientras que en

la segunda se encuentran hongos, algas y protozoarios (MONTAÑO et al, 2010).

En el aire se aíslan frecuentemente bacterias esporuladas de los

géneros Bacillus, Clostridium y Actinomicetos. Entre las bacterias también son

muy frecuentes los bacilos pleomórficos Gram positivos (Corynebacterium) y los

cocos Gram positivos (Micrococcus y Staphylococcus). Los bacilos Gram

negativos (Flavobacterium, Alcaligenes) se encuentran en menor proporción y

disminuyen con la altura. Cladosporium es el hongo que predomina en el aire,

tanto sobre la tierra como sobre el mar, aunque también es frecuente encontrar

otros mohos, como Aspergillus, Penicillium, Alternaria y Mucor y la levadura

Rhodotorula. Los virus también pueden encontrarse en el aire y ser

transportados por él (AIRA et al., 2003).

2.3.1. Tipos de microorganismos

2.3.1.1. Hongos

2.3.1.1.1. Género Aspergillus

Es un hongo filamentoso (compuestos de cadenas de células,

llamadas hifas), su habitad natural son el heno y el compostaje. Es un hongo

oportunista y uno de los que toma ventaja de personas inmunocomprometidas

(GARCIA et al., 2001). Aspergillus es un hongo filamentoso hialino, saprofito,

perteneciente al filo Ascomycota. Se encuentra formado por hifas hialinas

septadas y puede tener reproducción sexual (con formación de ascosporas en el

interior de ascas) y asexual (con formación de conidios), (INSHT, s/a). Sin

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embargo, este hongo se ha convertido en el más prevalente de los hongos

patógenos en suspensión en el aire, debido a su capacidad para causar

infecciones en huéspedes con un sistema inmune debilitado, con al menos un

50% de tasa de mortalidad en los seres humanos. El hongo también está

asociado con asma grave y sinusitis (CHURBA, 2008).

2.3.1.1.2. Género Penicillium

Penicillium es un hongo filamentoso hialino, saprófito perteneciente

al filo Ascomycota. Es un contaminante habitual en los edificios formando parte

del polvo; principalmente en los edificios húmedos y mohosos donde deteriora

diferentes materiales de construcción o decoración (aglomerados de madera,

papel de decoración, gomas o sellos aislantes de puertas y ventanas, material

de aislamiento del sistema de ventilación y climatización, etc.). Además, es uno

de los principales productores de micotoxinas y de compuestos orgánicos volá-

tiles de origen microbiano (COVM) como: alcoholes, cetonas, hidrocarburos, etc

Penicillium es uno de los principales agentes causantes de las alergias

relacionadas con el moho en los edificios (INSHT, s/a).

2.3.1.1.3. Género Fusarium

Es un extenso género de hongos filamentosos ampliamente

distribuido en el suelo y en asociación con plantas. La mayoría de las especies

son saprofitas y son unos miembros relativamente abundantes de la microbiota

del suelo. Las esporas del hongo son fácilmente reconocibles al microscopio por

su forma de media luna o de canoa. Algunas especies producen micotoxinas en

los cereales y que pueden afectar a la salud de personas y animales si estas

entran en la cadena alimentaria. La principal toxina producida por estas especies

de Fusarium son fumonisinas. Son patógenos facultativos, capaces de sobrevivir

en el agua y suelo alimentándose de materiales en descomposición. Son

importantes agentes de contaminación en los laboratorios de microbiología

(PEMAN et al., 2001).

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2.3.1.1.4. Género Geotrichum

Geotrichum es un género de hongos que se encuentran en todo el

mundo en el suelo, el agua, el aire, y aguas residuales, así como en plantas,

cereales y productos lácteos; también se encuentra comúnmente en la flora

humana normal y está aislado de esputo y heces. El género Geotrichum incluye

varias especies: las más comunes especie es Geotrichum candidum,

Geotrichum clavatum y Geotrichum fici, (CONSTANTA, 2013).

2.3.1.1.5. Género Rhizopus

Es un género de mohos que incluye especies cosmopolitas de

hongos filamentosos hallados en el suelo, degradando frutos y vegetales, heces

animales y residuos. Las especies de Rhizopus producen esporas asexuales y

sexuales. Los esporangiosporos asexuales se producen dentro de una

estructura aguzada, el esporangium y son genéticamente idénticos a su padre.

En Rhizopus, el esporangio es soportado por una gran columela apofisada, y el

esporangióforo asoma entre rizpodes distintivos. Cigosporos negros se producen

después de dos fusiones compatibles de micelios durante la reproducción

sexual. Y hacen colonias que pueden ser genéticamente diferentes de sus

padres (ARENAS, 2003).

2.3.1.1.6. Género Epidermophyton

El género Epidermophyton es un dermatofito antropofílico con una

distribución mundial que causa a menudo tinea pedís, cruris, corporis y en caso

excepcionales onicomicosis. No se sabe que pueda invadir el pelo in vivo. Solo

forma macroconidios en forma de mazo con una o cinco células, integrando

colonias de color verdoso – amarillento, que muta con rapidez, formando un

desarrollo exagerado blanco estéril. Solo tiene dos especies conocidas, siendo

Epidermophyton floccosum la única patógena para el hombre y constituyendo la

especie tipo. Microscópicamente se caracteriza por presentar abundantes

macroconidias en racimos o aisladas y por la ausencia de microconidias. Las

macroconidias tienen forma de maza, la pared suele ser lisa y moderadamente

gruesa, los extremos redondeados y presentan de 1 a 9 septos.

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Macroscópicamente se presenta en colonias visibles a los 7 – 9 dias de

incubación, estas aparecen plegadas, pulverulentas y de color amarillo –

verdoso. Las colonias se blanquean rápidamente y se vuelven flocosas y

estériles (MOLINA, 2010).

2.3.1.2. Bacterias

2.3.1.2.1. Género Staphylococcus

Los Staphylococcus son microorganismos que están presentes en la

mucosa y en la piel de los humanos y de otros mamíferos y aves. Incluyendo a

35 especies y 17 subespecies, muchas de las cuales se encuentran en humanos.

Las especies que se asocian con más frecuencia a las enfermedades en

humanos son Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis,

Staphylococcus saprophticus, Staphylococcus capitis y Staphylococcus

haemolyticus (HERRERA, 2009). Los Staphylococcus patógenos casi siempre

causan hemólisis, coagulación del plasma y producen varias enzimas y toxinas

extracelulares (JAWETZ, 2010).

2.3.1.2.2. Género Enterobacter

Los microorganismos que pertenecen a este género raras veces

causan infecciones en huéspedes sanos, pero son aislados nosocomiales

frecuentes. Tres especies de Enterobacter (Enterobacter cloacae, Enterobacter

aerogenes y Enterobacter sakazakii), son responsables de la amplia mayoría de

infecciones. Pantoea agglomerans, hasta hace poco conocida como

Enterobacter agglomerans, es también un aislado frecuente que puede causar

una amplia variedad de infecciones, entre ellas neumonía. Estas bacterias

fermentan la lactosa, son móviles y forman colonias mucoides (MANDELL et al.,

2016).

2.3.1.2.3. Género Bacillus

El género de bacterias en forma de bastón y Gram positiva. Son

aerobios estrictos o anaerobios facultativos. Viven en el suelo, agua del mar y

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ríos, aparte de alimentos que contaminan con su presencia. Aunque

generalmente son móviles, con flagelos peritricos, algunas especies de interés

sanitario (Bacillus anthracis, causantes del carbunco) son inmóviles. Hay

especies productoras de antibióticos (HERRERA, 2009).

2.3.1.2.4. Genero Proteus

El género Proteus, que fue descrito por primera vez por Hauser en

1885, pertenece a la familia Enterobacteriaceae. El género Proteus actualmente

consta de cinco especies: Proteus mirabilis, Proteus vulgaris, Proteus penneri,

Proteus hauseri y Proteus myxofaciens, así como tres sin nombre

Genomospecies Proteo. Proteus myxofaciens es la única especie de Proteus sin

ningúna importancia en la patogenicidad de los humanos, ha sido aislado de

larvas vivas y muertas de la polilla gitana Porteria dispar (ROZALSKI et al.,

2012).

2.3.1.2.5. Genero Serratia

El género Serratia está formado por bacilos Gram negativos de 0,9

– 2 µm de largo y 0,5 – 0,8 µm de diámetro y forma parte de la familia

Enterobacteriaceae. Miembros del genero Serratia, particularmente la especie

Serratia marcescens, causan importantes infecciones en humanos, animales e

insectos. Hay 14 especies y 2 subespecies reconocidas en el género, Serratia

entomophila, Serratia ficara, Serratia fonticola, Serratia glossinae, Serratia

grimesii, Serratia liquefaciens, Serratia marcescens, Serratia sakuensis, Serratia

nematodiphila, Serratia odorifera, Serratia plymuthica, Serratia proteamaculans,

Serratia quinivorans, Serratia rubidaea, Serratia ureilytica (DI VENANZIO, 2014).

2.3.2. Medición de la biodiversidad

2.3.2.1. Diversidad alfa

Es la riqueza de especies de una comunidad particular que se

considera homogénea (MINAM, 2015).

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La diversidad alfa está representada por la riqueza especifica e

índices de diversidad los cuales son:

- Riqueza especifica

- Índice de Mergalef

- Índice de Simpson

- Índice de Shannon – Wiener

2.3.2.1.1. Riqueza especifica (S)

La riqueza específica se expresa a través de listas de especies

registradas en los diferentes hábitats de un determinado lugar. La riqueza

específica (S) es la forma más sencilla y más comparable de medir la

biodiversidad, ya que se basa únicamente en el número de especies presentes

en un lugar o en un área determinada, sin tomar en cuenta el valor de importancia

de las mismas. La forma ideal de medir la riqueza específica es contar con un

inventario completo que nos permita conocer el número total de especies (S),

encontradas en un tiempo y en espacio. Las curvas de acumulación de especies

ayudan a determinar el número total de especies esperadas (MINAM, 2015).

2.3.2.1.2. Índice de Mergalef

Transforma el número de especies por muestra a una proporción a

la cual las especies son añadidas por expansión de la muestra. Supone que hay

una relación funcional entre el número de especies y el número total de

individuos S = √(N)k

donde k es constante. Si esto no se mantiene, entonces el

índice varía con el tamaño de muestra de forma desconocida. Usando S – 1, en

lugar de S, da DMg = 0 cuando hay una sola especie (MINAM, 2015).

DMg =S − 1

1nN

Donde:

S = número de especies.

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N = número total de individuos.

2.3.2.1.3. Índice de Simpson

También conocido índice de dominancia es usado para cuantificar la

biodiversidad de un hábitat. Toma un determinado número de especies

presentes en el hábitat y su abundancia relativa. Está fuertemente influido por la

importancia de las especies más dominantes. El índice de Simpson representa

la probabilidad de que dos individuos, dentro de un hábitat, seleccionados al azar

pertenezcan a la misma especie (MINAM, 2015).

λ =∑pi2

Donde:

pi = abundancia proporcional de la especie i, es decir el número de

individuos de la especie i dividido entre el número total de

individuos de la muestra.

2.3.2.1.4. Índice de Shannon-Wiener

Asume que los individuos de las poblaciones proceden de muestras

registradas al azar y que las poblaciones son efectivamente infinitas. Además,

es sensible a especies raras (menos abundantes), lo que coincide con la

importancia otorgada a estas en las evaluaciones ambientales (MINAM, 2015).

H′ =∑piLog2pi

𝑛𝑖 =𝑛𝑖𝑁

Donde:

ni = número de individuos de la especie i.

N = número total de individuos de todas las especies.

S = número total de especies.

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2.3.2.2. Diversidad beta

Es el grado de cambio o reemplazo en la composición de especies

entre diferentes comunidades en un paisaje (MINAM, 2015).

La diversidad beta se calcula mediante los índices de

similaridad/disimilaridad que son los siguientes:

- Coeficiente de similitud de Jaccard

- Coeficiente de similitud de Sorensen

2.3.2.2.1. Coeficiente de similitud de Jaccard

Expresa el grado en que las dos muestras son semejantes por las

especies presentes en ellas. Utilizado para datos cualitativos y se expresa

mediante la fórmula siguiente (MINAM, 2015):

IJ =c

a + b + c

Donde:

IJ = índice cualitativo de Jaccard.

a = número de especies presentes en el sitio A.

b = número de especies presentes en el sitio B.

c = número de especies presentes en ambos sitios A y B.

El intervalo de valores para este índice va de 0 cuando no hay

especies compartidas entre ambos sitios, hasta 1 cuando los dos sitios tienen la

misma composición de especies.

2.3.2.2.2. Coeficiente de similitud de Sorensen

Este índice permite estimar cuan semejante es una localidad con

respecto a otras y es uno de los índices más usados para ver el grado de cambio

o reemplazo en la composición de especies (MINAM, 2015).

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𝐼𝑆𝑆 =2c

2c + a + b

Donde:

𝐼𝑆𝑆= índice cualitativo de Sørensen.

a = número de especies en el sitio A.

b = número de especies en el sitio B.

c = número de especies presentes en ambos sitios.

III. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Ubicación

3.1.1. Ubicación del área de estudio

La práctica se realizó en dos ámbitos, los cuales fueron: el comedor

y el laboratorio de Microbiología de la Facultad de Recursos Naturales

Renovables, de la Universidad Nacional Agraria de la Selva, que se encuentran

ubicado en el distrito Rupa – Rupa, provincia Leoncio Prado y región Huánuco.

Figura 1. Mapa de ubicación del comedor de la UNAS.

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3.1.2. Ubicación geográfica

El comedor se encuentra localizado en las coordenadas UTM (E:

390283M y N: 8970638M), y el laboratorio de microbiología se encuentra

localizado en las coordenadas UTM (E: 390533M y N: 8970291M).

3.1.3. Aspectos ambientales

Ecológicamente de acuerdo a la clasificación de zonas de vida o

formaciones vegetales del mundo y el diagrama bioclimático, Tingo María se

encuentra en la formación vegetal bosque muy húmedo Pre-montano Tropical

bmh – PT, y de acuerdo a las regiones naturales del Perú corresponde a Rupa

Rupa o Selva Alta, ubicado entre los 650 y 1,200 m.s.n.m. Hidrográficamente

pertenece a la cuenca del río Huallaga; el comportamiento climático es variable,

con una precipitación promedio anual de 3328.9 mm. La ciudad de Tingo María

es una zona eminentemente tropical, su clima constituye uno de sus principales

atractivos con una temperatura que oscila entre 18.7 °C y 30.5 °C (IGP, 2009),

siendo los meses más calurosos Abril a Setiembre y los meses de diciembre a

marzo se considera como meses de lluvia donde la Humedad Relativa alcanza

un 83% en el interior del mercado Modelo. La precipitación anual se considera

3472.8 mm (IGP, 2009).

3.2. Materiales

3.2.1. Medios de cultivo

Brain Heart Broth (BHI), Agar Manitol Salado, Agar Cistina – Lactosa

Deficiente en Electrolitos (CLED), Agar Mac Conkey, Agar glucosa 4% según

Sabouraud, Agar Plate Count.

3.2.2. Medios diferenciales para pruebas bioquímicas

Caldo peptona 0.1%, Caldo Rojo de Metilo, Voges – Proskauer

(RMVP), Agar Hierro – Triple Azúcar (TSI), Agar Lisina Hierro 4%, Agar Citrato

de Simmons, Caldo Malonato, Agar Úrea, Agar Sulfuro Indol (SIM).

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3.2.3. Reactivos

Reactivo de Indol según Kovacs, Rojo de Metilo, hidróxido de potasio

al 40%, Alfa Naftol, Suero Fisiológico, Cristal Violeta, Alcohol – Acetona, Lugol,

Safranina, Azul de Lacto fenol.

3.2.4. Materiales de laboratorio

Matraces Erlenmeyer, placas Petri, tubos de ensayo, termómetro,

jeringas 60ml, algodón, pipetas, pinzas, varillas de vidrio, porta objetos, cubre

objetos, gradillas para tubos de ensayo, mechero de busen, asa de siembra,

ansa micológica, agitadores, espátulas, papel mantequilla.

3.2.5. Equipos

Baño maría, autoclave, balanza, microscopio, contador de colonias,

termómetro, cámara fotográfica.

3.3. Métodos

3.3.1. Reconocimiento del área de estudio

Se realizó la visita al comedor de la Universidad Nacional Agraria de

la Selva, donde se reconoció los puntos de muestreo P1 (Puerta de ingreso de

la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina).

3.3.2. Muestreos

Se realizaron tres (3) muestreos, en semanas distintas entre los

meses de mayo – agosto; la cual consistió extraer dos (2) muestras de aire antes

del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm) de cada punto (P1,

P2 y P3).

3.3.2.1. Toma de muestras de aire

La toma de muestras se realizó mediante el método volumétrico que

consiste en realizar aspiraciones con una jeringa estéril descartable de 60 mL

para cada muestreo, respecto a los puntos de muestreo (P1, P2 y P3), para

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después descargar el contenido de la jeringa dentro de un matraz con medio BHI

y dentro de otro matraz con BHI más antibiótico (Ceftriaxona) para hongos

(LOPEZ, 2004).

3.3.2.2. Determinación de los parámetros físicos del aire

Se determinaron los parámetros mediante el uso del termómetro

para la temperatura (°C), y la humedad (HR%) con un higrómetro la humedad.

3.3.3. Análisis microbiológico de aire

3.3.3.1. Recuento de microorganismos

Para la diversidad de microorganismos, se realizó el método de

recuento en placa, aplicando la técnica de vertido en placa. Con la ayuda de una

pipeta se obtuvo 0.1 mL de muestra de cada matraz colocando en una placa

Petri vacía y esterilizada para luego agregar 10 mL de agar Plate Count, se dejó

solidificar por unos 10 min para posteriormente llevar las placas a la estufa a

37°C por 48 horas. Después de este tiempo se realizó el conteo de

microorganismos utilizando el contador de colonias manual.

La fórmula para el conteo de microorganismos (m.o) es a siguiente

(LOPEZ, 2004).

“UFC/ml ó UFC/g = Nº colonias x Inóculo x Factor de dilución”

3.3.3.1.1. Medición de biodiversidad de microorganismos

- Cálculo de la riqueza específica (S)

Se identificará el número total de géneros e individuos obtenidos en

cada punto de muestreo, mediante la riqueza específica (S) que es la forma más

sencilla y más comparable de medir la biodiversidad (MINAM, 2015); la fórmula

para la riqueza especifica será la siguiente:

Riqueza especifica = N° total de géneros

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Abundancia = N° total de individuos

- Índice de diversidad de Shannon – Wiener

para microorganismos

Se determinó la biodiversidad de cada punto de muestreo en función

de la abundancia proporcional de géneros, el valor más alto será de aquel que

tenga más riqueza especifica con alta equidad en el número de individuos; ya

que los individuos de las poblaciones proceden de muestras al azar y que las

poblaciones son efectivamente infinitas (MINAM, 2015). Para este trabajo de

investigación el índice de Shannon – Wiener se aplicó para determinar la

diversidad de géneros bacterianos y de hongos.

H′ =∑piLog2pi

ni =niN

Donde:

ni = número de individuos del género i.

N = número total de individuos de todos los géneros.

S = número total de géneros.

3.3.3.2. Preparación de medios de cultivos

3.3.3.2.1. Preparación de medios de cultivos para el

muestreo

Para los muestreos se prepararon doce (12) matraces, con agar BHI,

considerando 3.7g para 100 ml de agua destilada en cada matraz; seis (6)

matraces para muestreos de bacterias y seis (6) matraces con antibiótico

(Ceftriaxona), (LOPEZ, 2004).

21

3.3.3.2.2. Preparación de medios de enriquecimiento

Los agares necesarios para el aislamiento de bacterias son los

siguientes y se preparó de la siguiente manera (LOPEZ, 2004):

Agar Manitol Salado: 400 mL de agua destilada con 4 g del agar

peptona, 0.4 gr de extracto de carne, 30 gr de cloruro sódico, 4 gr D (–) manita,

0.01 gr de rojo de fenol y 4.8 gr de Agar Agar.

Agar CLED: 500 mL de agua destilada con 18 g del agar.

Agar Mac Conkey: 500 mL de agua destilada con 25.8 gr del agar.

Agar M77: 400 mL de agua destilada con 2 gr de peptona, 0.2 gr de

KH2PO4, 0.08 gr de MgSO4 7H2O, 0.08 gr de NaCl, MnSO4 trazas, FeCl3.6H2O

trazas, 6 gr de manitol, 2 gr de extracto de levadura y 10 gr de Agar Agar.

Agar Plate Count: 300 mL de agua destilada con 7.05 gr del agar.

Para el crecimiento y aislamiento de hongos se utilizó:

Agar glucosa 4% según Sabouraud: 500 mL de agua destilada con

32.5 g del agar.

Todos los matraces se mezclaron bien de manera homogénea para

luego ser llevados a baño maría, después llevarlos a la autoclave para el proceso

de esterilización a 15 Lb de presión por 15 min a una temperatura de 121 °C, se

deja enfriar hasta 45 ºC para luego proceder a plaquear (LÓPEZ, 2004).

3.3.3.3. Siembra en las placas Petri con medios

enriquecedores

De los matraces con BHI y muestras de aire para bacterias

incubados a 37 ºC por 48 horas, se extrajo un inoculo con el asa de siembra, y

22

se procedió a sembrar en las placas Petri con medios de enriquecimiento (Agar

Cistina Lactosa Deficiente en Electrolitos (CLED), Agar manitol salado, Agar Mac

Conkey, Agar M77). El método de siembra se realizó por estrías. Seguidamente

las placas Petri ya sembradas se llevaron a incubación por 48 horas a una

temperatura de 37 ºC (LOPEZ, 2004).

3.3.3.4. Pruebas bioquímicas

3.3.3.4.1. Siembra y reacción

Prueba de Indol: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias

con el asa de siembra, mediante la siembra por inoculación o agitación en un

tubo de ensayo con caldo peptona (0.1%). Se incubó por 48 horas, para la

determinación se usó el reactivo de Kovacs, de 2 – 3 gotas Si da color o anillo

rojo es positivo a Indol (MACCFADDIN, 2004).

Prueba de Rojo de metilo (RM): Se realizó la siembra de la colonia

de bacterias, mediante la siembra por inoculación o agitación en un tubo de

ensayo con caldo RM/VP; se incubó por 48 horas y como reactivo se adicionó el

rojo de metilo de 2 – 3 gotas, si da color rojo es positivo a RM (MACCFADDIN,

2004).

Prueba de Voges-Proskauer (VP): Se realizó la siembra de la

colonia de bacterias mediante la siembra por inoculación o agitación en un tubo

de ensayo con caldo RM/VP y se incubó por 48 horas; como reactivo se utilizó

hidróxido de sodio (KOH) al 40% de 2 – 3 gotas y se adicionó el reactivo de alfa

naftol de 2 – 3 gotas (MACCFADDIN, 2004).

Prueba de TSI: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias

mediante estrías el pico de flauta y punción del fondo en un tubo de ensayo con

Agar TSI, el orden se puede invertir si se prefiere; se incubó a 37 ºC por 48 horas;

23

el tipo de reacción positivo o negativo se conoció por el cambio de color

(MACCFADDIN, 2004).

Prueba de LIA: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias

mediante estrías el pico de flauta y punción del fondo en un tubo de ensayo con

Agar LIA, el orden se puede invertir si se prefiere; se incubó a 37 ºC por 48 horas;

el tipo de reacción positivo o negativo se conoció por el cambio de color

(MACCFADDIN, 2004).

Prueba de Citrato de Simmons: Se realizó la siembra de la colonia

de bacterias mediante estrías el pico de flauta en un tubo de ensayo con Agar

Citrato de Simmons; se incubó a 37 ºC por 48 horas; el cambio a color azul indicó

reacción positiva (MACCFADDIN, 2004).

Prueba de Caldo Malonato: Se realizó la siembra de la colonia de

bacterias mediante la siembra por inoculación o agitación en un tubo de ensayo

con Caldo Malonato; se incubó a 37 ºC por 48 horas, se observó si hubo o no

reacción, es positivo si cambió a color azul (MACCFADDIN, 2004)

Agar Úrea: Se realizó la siembra de la colonia de bacterias por

punción en un tubo de ensayo con Agar Urea; se incubó a 37 ºC por 48 horas el

cambio de color nos mostró si hubo reacción positiva (MACCFADDIN, 2004).

3.3.3.5. Tinción de Gram

Se seleccionó la muestra a identificar para así poder tomar una

pequeña muestra de la cepa, posteriormente se hizo un frotis fino del material de

estudio fijando así la muestra al calor, flameándola en el mechero a gas. De

manera haciendo que el material no se desprenda durante el lavado (tinción),

(LOPEZ, 2004).

Se colocó el frotis en un soporte para tinción y recubrió la superficie

con solución de cristal violeta (2 o 3 gotas) se esperó de 1 – 3 minutos de

24

exposición al colorante (cristal violeta), se lavó exhaustivamente con agua

destilada, luego se cubrió el frotis con reactivo de lugol (2 o 3 gotas), durante 1

– 3 minutos. Nuevamente se lavó con agua destilada después se impregno la

superficie con 2 o 3 gotas de decolorante alcohol – acetona (haciendo

movimientos de vaivén), esto suele tomar 10 – 5 segundos, posteriormente se

lavó con agua corriente y colocó el frotis nuevamente en el soporte para tinción.

Se cubrió la superficie con la tinción de safranina (2 o 3 gotas) durante 1 minuto.

Se lavó con agua corriente, y se colocó el frotis en posición vertical en el soporte

para tinción, para permitir que el exceso de agua drene y el frotis se seque.

Después se agrega una gota de aceite de inmersión y se observa en el

microscopio a 100X (LOPEZ, 2004).

3.3.3.6. Análisis microbiológico de hongos

Para el aislamiento de hongos, se retiró un inóculo de cada

caldo BHI más antibiótico (Ceftriaxona) y se sembró por el método de simple

toque, en el agar sabouraud donde luego se incubó las placas a temperatura

ambiente por un tiempo de 5 – 8 días (LOPEZ, 2004).

3.3.3.7. Microcultivos

Se esterilizó las placas Petri conteniendo: un soporte de vidrio en

forma de herradura, un porta objeto y un cubre objeto.

Se preparó una placa Petri con medio agar de Sabouraud glucosa

4%, dividido en cubitos de aproximadamente 20 x 20 x 10 mm3. Cada cubito se

colocó sobre el porta objeto dentro de la placa de microcultivo y sobre la varilla

de vidrio.

Para el microcultivo, se eligieron colonias de hongos diferentes en

cada placa Petri, los cuales fueron marcados con una “X” sobre la tapa de la

placa Petri, con un plumón marcador.

25

Después de que se eligió la colonia de hongo, con la ayuda de un

asa micológica, se tomó un inoculo de la misma y se trasladó sobre el cubito de

medio de sabouraud que se colocó sobre el porta objeto dentro de la placa de

microcultivo. Se colocó el cubre sobre el cubito de agar, luego se puso dentro de

la placa un algodón húmedo asegurando la humedad y el crecimiento del hongo.

La placa de microcultivo se llevó a incubación a temperatura ambiente por un

tiempo de 3 – 5 días (LOPEZ, 2004).

3.3.3.8. Identificación de hongos por medio de la tinción de

azul de lactofenol

Al término de la incubación, se retiró suavemente con ayuda de una

pinza el cubre objeto de la placa de microcultivo y se colocó sobre un porta objeto

limpio y desengrasado al que ha colocado previamente 1 – 2 gotas de azul de

lactofenol. Con la ayuda de papel secante, se absorbió el exceso de colorante.

Se selló los lados laterales con esmalte de uñas transparente.

Luego se eliminó el cubito de medio sabouraud llevándolo a un

recipiente conteniendo lejía diluida al 10 %, se retiró el porta objeto de la placa

de microcultivo y agregó de 1 – 2 gotas de azul de lactofenol, se colocó un cubre

objeto limpio y desengrasado. Con papel secante, se absorbió el exceso de

colorante. Se selló los lados laterales con esmalte de uñas transparente.

Las muestras obtenidas, se observan al microscopio utilizando un

lente ocular de 10X y un lente objetivo de 40X, así el aumento total será de 10 x

40 = 400X aumentos (LOPEZ, 2004).

26

IV. RESULTADOS

4.1. Temperatura y humedad relativa

En el cuadro 1 se muestra la relación entre la temperatura promedio

y la humedad relativa promedio antes del almuerzo (11:00 am) del aire en el

interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS);

donde la temperatura promedio máximo es de 31.2 °C en el P3 (Cocina) y el

mínimo es de 30.6 °C en el P2 (Sala comedor); la humedad relativa promedio

máximo es de 33.4% en el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor) y el

promedio mínimo de 33.1% en el P3 (Cocina), antes del almuerzo (11:00 am).

Cuadro 1. Temperatura promedio, humedad relativa promedio, antes del

almuerzo (11:00 am).

En el cuadro 2 se muestra la relación entre la temperatura promedio

y la humedad relativa promedio después del almuerzo (2:00pm) del aire en el

interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS);

donde la temperatura promedio máximo es de 31.9 °C en los P1 (puerta sala

comedor), P3 (Cocina) y el mínimo es de 31.4 °C en el P2 (Sala comedor); la

humedad relativa promedio máximo es de 33.9% en el P3 (Cocina) y el mínimo

de 33.6% P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), después del almuerzo (2:00

pm).

Puntos de muestreo Temperatura

promedio (°C) Humedad relativa

promedio (%)

P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor)

31.3 33.4

P2 (Sala comedor) 30.6 33.2

P3 (Cocina) 31.2 33.1

27

Cuadro 2. Temperatura promedio, humedad relativa promedio, después del

almuerzo (2:00 pm).

4.2. Diversidad de microrganismo

4.2.1. Riqueza especifica (S)

4.2.1.1. Riqueza especifica (S), de bacterias

En el cuadro 3 se muestra los géneros bacterianos, encontrados en

el P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),

del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva

(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am).

Cuadro 3. Géneros bacterianos, encontrados en cada punto de muestreo, antes

del almuerzo (11:00 am).

En el cuadro 4 se muestra los géneros bacterianos, encontrados del

aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva

(UNAS, antes del almuerzo (11:00 am).

Puntos de muestreo Temperatura

promedio (°C) Humedad relativa

promedio (%)

P1 (Puerta de ingreso de la sala comedor) 31.9 33.6 P2 (Sala comedor) 31.4 33.8

P3 (Cocina) 31.9 33.9

Puntos Géneros Total


Enterobacter 4

P2 (Sala comedor) Enterobacter 6

P3 (Cocina) Enterobacter 5

Serratia 1

28

Cuadro 4. Géneros bacterianos, encontrados antes del almuerzo (11:00 am).

En el cuadro 5 se muestra los géneros bacterianos encontrados en



(UNAS) después del almuerzo (2:00 pm).

Cuadro 5. Géneros bacterianos, encontrados en cada punto de muestreo




Enterobacter 4

P2 (Sala comedor) Proteus 1

Enterobacter 5

P3 (Cocina) Enterobacter 5



(UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).

Cuadro 6. Géneros bacterianos, encontrados después del almuerzo (11:00 am).



(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).

Géneros Total

Enterobacter 15 Serratia 1

N° Número total de individuos (N) 16

N° Número total de géneros (S) 2

Géneros Total

Enterobacter 14 Proteus 1

N° total de individuos (N) 15

N° total de géneros (S) 2

29

Cuadro 7. Resumen de géneros bacterianos, encontrados antes del almuerzo

(11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).

En el cuadro 8 se muestra las bacterias presumibles, encontradas



Cuadro 8. Bacterias presumibles, encontradas antes del almuerzo (11:00 am).

En el cuadro 9 se muestra las bacterias presumibles, encontradas



Cuadro 9. Resumen de bacterias presumibles, encontrados después del

almuerzo (2:00 pm).

4.2.1.2. Riqueza especifica (S) de hongos

En el cuadro 10 se muestra los géneros de hongos, encontrados en


Géneros Total

Enterobacter 29 Serratia 1 Proteus 1

N° total de individuos (N) 31

N° total de géneros (S) 3

Géneros Total

Staphylococcus 8 Bacillus 9

Géneros Total

Staphylococcus 8 Bacillus 3

30



Cuadro 10. Géneros de hongos, encontrados en cada punto de muestreo antes

del almuerzo (11:00 am).

En el cuadro 11 se muestra los géneros de hongos, encontrados del


(UNAS), después del almuerzo (11:00 am).

Cuadro 11. Géneros de hongos, encontrados antes del almuerzo (11:00 am).

En el cuadro 12 se muestra los géneros de hongos, encontrados en






Geotrichum 2

Rhizopus 1

P2 (Sala comedor)

Oidium 1

Penicillum 2

Geotrichum 1

Fusarium 1

P3 (Cocina) Penicillum 1

Rhizopus 1

Géneros Total

Geotrichum 3

Rhizopus 2

Oidium 1

Fusarium 1

Penicillum 3

N° número total de individuos (N) 10


31

Cuadro 12. Géneros de hongos, encontrados en cada punto de muestreo





Cuadro 13. Géneros de hongos, encontrados después del almuerzo (2:00 pm).



(UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).

Cuadro 14. Resumen de los géneros de hongos, encontrados antes del

almuerzo (11:00am) y después del almuerzo (2:00 pm).

Géneros Total

Geotrichum 5

Aspergillus 2

Penicillum 10 Oidium 1

Fusarium 1



Geotrichum 2

Penicillum 2

Aspergillus 1

P2 (Sala comedor) Penicillum 2

Aspergillus 1

P3 (Cocina) Penicillum 3

Rhizopus 1

Géneros de hongos Total

Geotrichum 2

Aspergillus 2

Penicillum 7 Rhizopus 1



32

Rhizopus 3



En el cuadro 15 se muestra el hongo presumible, encontrado del aire

en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS),


Cuadro 15. El presumible hongo, encontrado después del almuerzo (2:00 pm).

Género Total

Epidermophyton 1

4.2.2. Índice de Shannon – Wiener

En el cuadro 16 se muestra la proporción de géneros bacterianos en

el PI (Puerta de ingreso de la sala comedor), P2 (Sala comedor) y P3 (Cocina),

encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional

Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am).

Cuadro 16. Proporción de géneros bacterianos, antes del almuerzo (11:00 am).

Géneros ni pi Ln(pi) pi*Ln(pi)

Enterobacter 15 0.94 -0.06 -0.06

Serratia 1 0.06 -2.77 -0.17

En el cuadro 17 se muestra la proporción de géneros bacterianos en



Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después del

almuerzo (2:00 pm).

33

Cuadro 17. Proporción de géneros bacterianos, antes del almuerzo (11:00 am)

y después del almuerzo (2:00 pm).

Géneros ni pi Ln(pi) pi*Ln(pi)

Enterobacter 14 0.93 -0.07 -0.06

Serratia 1 0.07 -2.71 -0.18

En el cuadro 18, para hallar el índice de Shannon – Wiener, para

bacterias solamente aplicó la formula H′ = ∑piLog2pi

Cuadro 18. Índice de Shannon – Wiener para géneros bacterianos en cada

punto de muestreo antes del almuerzo (11:00 am), y después del

almuerzo (2:00 pm).

En el cuadro 19 se muestra la proporción de géneros de hongos, en



Agraria de la Selva (UNAS), después del almuerzo (11:00 am).

Cuadro 19. Proporción de géneros de hongos, de cada punto de muestreo

antes del almuerzo (11:00 am).

Géneros ni pi Ln(pi) ni*Ln(pi)

Geotrichum 3 0.30 -1.20 -0.36

Rhizopus 2 0.20 -1.61 -0.32

Oidium 1 0.10 -2.30 -0.23

Penicillum 3 0.30 -1.20 -0.36

Fusarium 1 0.10 -2.30 -0.23

En el cuadro 20 se muestra la proporción de géneros de hongos, en


Antes del almuerzo (11:00 am)

Después del almuerzo (2:00 pm)

H’ H’

0.23 0.24

34


Agraria de la Selva (UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).

Cuadro 20. Proporción de géneros de hongos, en cada punto de muestreo


Géneros ni pi Ln(pi) ni*Ln(pi)

Geotrichum 2 0.17 -1.79 -0.30

Penicillum 7 0.58 -0.54 -0.31

Aspergillus 2 0.17 -1.79 -0.30

Rhizopus 1 0.08 -2.48 -0.21

En el cuadro 21, para hallar el índice de Shannon – Wiener,

solamente aplicamos la formula H′ = ∑piLog2pi

Cuadro 21. Índice de Shannon – Wiener para hongos, antes del almuerzo

(11:00 pm) y después del almuerzo (2:00 pm).

4.3. Géneros microbianos patógenos del aire, en el interior del comedor,

antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).

4.3.1. Géneros bacterianos patógenos

En el cuadro 22 se muestra la patogenicidad de los géneros

bacterianos, encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad

Nacional Agraria de la Selva (UNAS), antes del almuerzo (11:00 am) y después


Antes del almuerzo (11:00 am)

Después del almuerzo (2:00 pm)

H’ H’

1.50 1.12

35

Cuadro 22. Géneros de bacterianos patógenos, encontrados antes del

almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo (2:00 pm).

En el cuadro 23 se muestra la patogenicidad de las bacterias

presumibles, encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad



Cuadro 23. Bacterias presumibles patógenas, encontradas antes del almuerzo


4.3.2. Géneros de hongos patógenos

En el cuadro 24 se muestra la patogenicidad de los géneros de

hongos, encontrados del aire en el interior del comedor de la Universidad



Géneros Patogenicidad Afecciones

Enterobacter Oportunista Artritis, sinovitis, infecciones nosocomiales

Serratia Oportunista

Conjuntivitis, queratitis e infecciones en heridas, riñones y vías urinarias, así como infecciones respiratorias, meningitis y endocarditis.

Proteus Oportunista

Infecciones urinarias (más del 10% de complicaciones del tracto urinario incluyendo cálculos y lesiones celulares del epitelio renal), enteritis (especialmente en niños), abscesos hepáticos, meningitis, otitis media y neumonía con o sin empiema.

Bacterias Patogenicidad Afecciones

Staphylococcus Patógeno Infecciones cutáneas o mucosas

Bacillus Toxiinfección Disentería Hemorrágica

36

Cuadro 24. Géneros de hongos patógenos, encontrados antes del almuerzo


En el cuadro 25 se muestra la patogenicidad del hongo presumible,

encontrado del aire en el interior del comedor de la Universidad Nacional Agraria

de la Selva (UNAS), después del almuerzo (2:00 pm).

Cuadro 25. El hongo presumible patógeno, encontrado después del almuerzo

(2:00 pm).

Géneros Patogenicidad Afecciones

Geotrichum Oportunista Geotricosis Rhizopus Oportunistas Alveolitis, zigomicosis Oidium Patógeno de vegetales Infección, efectos alérgicos

Penicillum Oportunista Peniciliosis

Fusarium Oportunista Mitocoxicosis, infecciones sistémicas en pacientes inmunocomprometidos

Aspergillus Oportunista Aspergilosis, onicomicosis, otomicosis, sinusitis alérgica

Género Patogenicidad Afecciones

Epidermophyton Patógeno humano Infección, efectos alérgicos

37

V. DISCUSIÓN

5.1. Parámetros de temperatura (°C) y humedad (HR%) en el interior del

comedor, antes del almuerzo (11:00 am) y después del almuerzo

(2:00 pm).

Según CRUZ y JIMENEZ (2006) señala que la humedad relativa

disminuye cuando la temperatura aumenta; en otras palabras, se podría decir

que la temperatura es inversamente proporcional a la humedad; esto se debería

a que la capacidad del aire para contener humedad se relaciona con la

temperatura (Ver cuadro 1 y 2).

La presencia de hongos y bacterias es debido a factores como

temperatura, humedad relativa y exposición a luz solar (DE LA ROSA et al.,

2002). Para Tingo María su clima constituye uno de sus principales atractivos

con una temperatura que oscila entre 18.7 °C y 30.5 °C (IGP, 2009), siendo los

meses más calurosos de Abril a Setiembre y los meses de diciembre a marzo se

considera como meses de lluvia donde la Humedad Relativa alcanza un 83%.

5.2. Biodiversidad de microorganismos del aire, en el interior del


(2:00 pm).

De los resultados obtenidos (Ver cuadro 7 y 14), se registró un total

de 3 géneros bacterianos, 2 bacterias presumibles, 6 géneros de hongos y un

hongo presumible, donde se demuestra que del aire en el interior del comedor

de la Universidad Nacional Agraria de la Selva (UNAS), es insalubre, el cual

38

pudiera deberse a que el ambiente que le rodea posee una elevada

contaminación microbiana, que se introduce a través de las ventanas, puertas o

como consecuencia de la propia actividad de los mismos estudiantes, y

trabajadores. Igualmente, también pueden ser transportadas por los zapatos y

por el polvo suspendido en el piso la cual se remueve cuando las personas

caminan sobre él (BORREGO et al., 2011).

Del cuadro 7 se puede apreciar que el género Enterobacter es el que

mayor cantidad presenta, el cual se podría deber a la presencia de agua en el

suelo; según el MANUAL DE MICROBIOLOGÍA CLÍNICA DE LA ASOCIACIÓN

ARGENTINA DE MICROBIOLOGÍA (s/a), este género se encuentra como

comensal en el medio ambiente en fórmulas alimentarias, en la piel y en el tracto

intestinal de humanos y animales.

Bacillus, la segunda bacteria que en mayor cantidad se presenta

(Ver cuadro 7); según BORREGO et al., (2011) establece que niveles altos en el

aire de interiores es generalmente indicativo de daños provocados por el agua o

por la necesidad de realizar un mantenimiento constructivo en el edificio La

causa de la existencia de este género bacteriano correspondería con la elevada

humedad relativa del local.

El género Penicillum es el hongo microscópico que mayor cantidad

se encontró (Ver cuadro 14) durante el estudio a comparación de otros géneros

de hongos; ya que se reporta que este género como predominante en climas

subtropicales, también considerado como agente biodeteriorantes (SOLIS,

2011).

Para los valores del índice de Shannon – Wiener, se encontró

diferencia en cuanto a la diversidad de géneros. Los valores del índice de

Shannon se hacen más grandes mientras las abundancias de las especies sean

más cercanas una de otras. Según ORTIZ (2016) el índice contempla la cantidad

39

de especies presentes en el área de estudio (riqueza de especies), y la cantidad

relativa de individuos de cada una de esas especies (abundancia) normalmente

toma valores entre 1 y 4.5; valores encima de 3 son típicamente interpretados

como “diversos”. Para este trabajo de investigación el índice de Shannon –

Wiener se aplicó para determinar la diversidad de géneros bacterianos y de

hongos en cada punto de muestreo antes del almuerzo (11:00 am) y después


5.3. Géneros de microorganismos patógenos en el aire del interior del


(2:00 pm).

Los microorganismos o microbios son el elemento clave en tanto

hablamos de biocontaminación y de riesgo infeccioso. Es por ello que es hacia

los microorganismos tienen un gigantesco control sobre la salud, el desarrollo

humano y la calidad de la vida (MONTAÑO et al., 2010). Para esta investigación

la bacteria patógena para el hombre es el presumible Estaphylococcus, y el

hongo patógeno para el hombre es el presumible Epidermophyton.

Staphylococcus, es una bacteria anaerobia Gram-positiva

productora de enterotoxina termoestable ampliamente distribuida en el medio

ambiente, en las mucosas de los animales y personas (ELIKA, 2013). Las

especies que se asocian con más frecuencia a las enfermedades en humanos

son Staphylococcus aureus (el miembro más virulento y conocido del género),

Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus

capitis, Staphylococcus afarensis y Staphylococcus haemolyticus (HERRERA,

2009).

Epidermophyton es un hongo patógeno en humanos; constituido por

una sola especie Epidermophyton floccosum puede vivir en distintas superficies,

en el suelo, en el agua dulce, salada y meses en escamas de la piel a

temperatura ambiente (INSHT, s/a).

40

Según HUANG et al., (2002) los materiales aerotransportables

contienen organismos tales como bacterias y hongos, se han identificado como

una fuente de enfermedades infecciosas y de las reacciones alérgicas tales

como asma, neumonía, rinitis, sinusitis alérgica, hipersensibilidad, y fatiga, la

presencia de microcorganismos, como hongos.

41

VI. CONCLUSION

1. El valor máximo registrado de temperatura en el interior del comedor antes

del almuerzo (11:00 am) fue de 31.3 °C y el valor mínimo de 30.6 °C;

después del almuerzo (2:00 pm) el valor máximo de temperatura fue de

31.9 °C y el valor mínimo de 31.4 °C.

2. El valor máximo del porcentaje de humedad relativa antes del almuerzo

(11:00 am) fue de 33.4% y el valor mínimo de 33.1%; después del almuerzo

(2:00 pm) el valor máximo de humedad relativa fue de 33.9% y el valor

mínimo de 33.6%.

3. Se registraron dos (2) géneros bacterianos antes del almuerzo (11:00 am)

los cuales fueron Enterobacter y Serratia; dos (2) géneros bacterianos

después del almuerzo (2:00 pm) los cuales fueron Proteus y Enterobacter.

4. Se registraron dos (2) bacterias antes del almuerzo (11:00 am) y después

del almuerzo (2:00 pm), los cuales fueron los presumibles Staphylococcus

y Bacillus.

5. Se registraron cinco (5) géneros de hongos antes del almuerzo (11:00 am)

los cuales fueron Penicillum, Geotrichum, Rhizopus, Oidium y Fusarium;

cuatro (4) géneros de hongos después del almuerzo (2:00 pm), que fueron

Aspergillus, Penicillum, Geotrichum, y Rhizopus

6. Se registró un (1) hongo después del almuerzo (2:00 pm) que fue el

presumible Epidermophyton.

42

7. Según el índice de biodiversidad de Shannon – Wiener; de los resultados

para bacterias donde H’=0.5 antes del almuerzo (11:00 am) y H’=0.2

después del almuerzo (2:00 pm); para hongos H’=1.50 antes del almuerzo

(11:00 am) y H’=1.30 después del almuerzo (2:00 pm); estos datos nos

indican que existe mayor diversidad en los hongos que en las bacterias, ya

que los valores en las bacterias se encuentran por debajo del valor de uno

(1).

8. La bacteria patógena registrada es el presumible Staphylococcus.

9. El hongo patógeno registrado es el presumible Epidermophyton.

10. El aire interno del comedor indica una presumible insalubridad, debido a la

presencia de microorganismos patógenos.

11. Los valores registrados de temperatura, humedad relativa y de los géneros

de bacterias y hongos, fue entre los meses de mayo – agosto.

12. En el Perú no se cuenta con una normativa nacional que determinen los

parámetros de hongos y bacterias.

.

VII. RECOMENDACIONES

1. Implementar medidas de bioseguridad.

2. Sensibilizar al personal de trabajo, estudiantes y administrativos sobre la

limpieza ambiental.

3. Incluir muestreos periódicos del aire en el interior del comedor, así como

mecanismos para asegurar la salud del personal de trabajo Administrativo y

estudiantes.

4. Continuar estudios epidemiológicos de calidad del aire en el interior del

comedor que permitan establecer la influencia de del mismo en la salud.

44

VIII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA

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IX. ANEXOS

51

9.1. Identificación de bacterias

Cuadro 26. Identificación de bacterias según tinción Gram del primer muestreo,


Puntos CLED Mac Conkey M77 Manitol Salado

P1 Staphylococcus Ausencia Ausencia Staphylococcus

P2 Bacillus (Gram +) Ausencia Ausencia Bacillus (Gram +)

P3 Enterobacter Ausencia Ausencia Staphylococcus

Cuadro 27. Identificación de bacterias según tinción Gram del primer muestreo,



P1 Bacillus (Gram+) Ausencia Ausencia Staphylococcus

P2 Staphylococcus Ausencia Ausencia Bacillus (Gram+)

P3 Ausencia Ausencia Ausencia Ausencia

Cuadro 28. Identificación de bacterias según tinción Gram del segundo

muestreo, antes del almuerzo (11:00 am).


P1 Staphylococcus Ausencia Bacillus (Gram -) Bacillus (Gram +)

P2 Enterobacter Ausencia Bacillus (Gram +) Staphylococcus

P3 Bacillus (Gram -) Ausencia Staphylococcus Bacillus (Gram+)

Cuadro 29. Identificación de bacterias según tinción Gram del segundo

muestreo, después del almuerzo (2:00 pm).


P1 Ausencia Ausencia Enterobacter Staphylococcus

P2 Staphylococcus Ausencia Staphylococcus Bacillus (Gram - )

P3 Staphylococcus Ausencia Enterobacter Staphylococcus

Cuadro 30. Identificación de bacterias según tinción Gram del tercer muestreo,



P1 Staphylococcus Ausencia Enterobacter Ausencia

P2 Staphylococcus Ausencia Ausencia Bacillus (Gram +) P3 Enterobacter Ausencia Bacillus (Gram -) Ausencia

52

Cuadro 31. Identificación de bacterias según tinción Gram del tercer muestreo,




P2 Bacillus(Gram +) Ausencia Staphylococcus Staphylococcus


53

9.2. Pruebas bioquímica

Cuadro 32. Tabla de pruebas bioquímicas.

Pruebas bioquímicas

ESCHERI CHEAE

EDWA RDSIE LLEAE

SALMONELLEAE KLEBSIELLEAE PROTEEAE

Esch eri

chia

Shig ella

Edw ard sie lla

Salm one lla

Ari zo na

Citrobacter Klebse llapne

um onia

Enterobacter Serratia Proteus Providencia

Freu ndi

Diver sus

Cloa cae

Aer og en es

Hafn iae

Agglom erans

Marc esce ns

Lique fasci ens

ribid aea

Vulg aris

Mira bilis

Morg anii

Rett geri

Alcal ifasci ens

Situa rtii

INDOL (+) (+o-) (+) (-) (-) (-) (+) (-) (-) (-) (-) (+o-) (-) (-) (-) (+) (-) (+) (+) (+) (+) MOTILITY

(SIM) (+o-) (-)

(+) (+) (+) (+) (+) (-) (+) (+) (+) (+o-) (+) (+) (+o-) (+) (+) (+o-) (+) (+) (+)

METHYL RED

(+) (+)

(+) (+) (+) (+) (+) (+o-) (-) (-) (+o-) (+o-) (+o-) (+o-) (+o-)

(+) (+) (+) (+) (+) (+)

VOGES PROSKAUES

LISINE (-) (-)

(-) (-) (-) (-) (-) (+) (+) (+) (+o-) (+o-) (+) (+o-) (+) (-) (+o-) (-) (-) (-) (-)

DESCARBOXY LASE (TSI9

(d) (-)

(+) (+) (+) (-) (-) (+) (-) (+) (+) (-) (+) (+o-) (+o-) (-) (-) (-) (-) (-) (-)

GRAS FROM GLCUCOSE

(TSI) (+) (-)

(+) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (+o-) (+o-) (+o-) (d) (+o-) (+) (+o-) (+o-) (+o-) (-)

HIDROGENO SULFI (TSI)

(-) (-)

(+) (+) (+) (+o-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (+) (+) (-) (-) (-) (-)

SIMONS CITRATE

(-) (-)

(-) (d) (+) (+) (+) (+) (+) (+) (d) (d) (+) (+) (+o-) (d) (+o-) (-) (+) (+) (+)

MALONATE (-) (-) (-) (-) (+) (+o-) (+) (+) (+o-) (+o-) (+o-) (+o-) (-) (-) (+o-) (-) (-) (-) (-) (-) (-)

UREA (-) (-) (-) (-) (-) (d) (d) (+) (+o-) (-) (-) (d) (d) (d) (d) (+) (+) (+) (+) (-) (-)

54

Cuadro 33. Pruebas bioquímicas del primer muestreo, antes del almuerzo

(11:00 am).


CLED Mac Conkey

P1 P2 P3 P3

Indol - - - -

SIM - - - -

RM + - - -

VP - + + +

Citrato - - - +

TSI K/K K/K K/K K/K

LIA A/A A/A K/A K/A

Malonato - - - -

Úrea + + + +

Géneros Enterobacter agglomerans

Enterobacter agglomerans

Enterobacter hafniae

Serratia marcescens

Cuadro 34. Pruebas bioquímicas del primer muestreo, después del almuerzo

(2:00 pm).


CLED

P1 P2 P3

Indol - - - SIM - - - RM + - - VP - + +

Citrato - - + TSI K/K K/K K/A LIA A/A A/A K/A

Malonato - - + Úrea + + +

Géneros Enterobacter aerogenes


Enterobacter cloacae

55

Cuadro 35. Pruebas bioquímicas del segundo muestreo, antes del almuerzo

(11:00 am).

Cuadro 36. Pruebas bioquímicas del segundo muestreo, después del almuerzo

(2:00 pm).


CLED M77

P1 P2 P3 P2

Indol - - - -

SIM - - - -

RM - - - +

VP + + + -

Citrato - - - -

TSI K/K K/K K/K A/A

LIA K/A K/A K/A K/A

Malonato - - - -

Úrea - - - +

Género Enterobacter

cloacae Enterobacter

hafniae Enterobacter

cloacae Enterobacter agglomerans


CLED Mac Conkey M77

P1 P2 P2 P2 P3

Indol - - - - - SIM - - - - - RM + + - - - VP - - + + +

Citrato - - - - - TSI K/A K/K K/K K/K A/A LIA K/A K/K K/K K/A K/K

Malonato - - - - - Úrea - - - - -






56

Cuadro 37. Pruebas bioquímicas del tercer muestreo, antes del almuerzo (11:00 am).


CLED Mac Conkey M77

P1 P2 P3 P2 P1 P2 P3

Indol - - - - - - -

SIM - - - - - - -

RM + - - + + + +

VP - + + - - - -

Citrato - + - + - - -

TSI K/K K/K A/A K/K K/K K/K K/K

LIA K/A K/K K/K K/K A/A K/K A/K

Malonato - - - + - - -

Úrea - - + - - - -








57

Cuadro 38. Pruebas bioquímicas del tercer muestreo, después del almuerzo (2:00 pm).


CLED Mac Conkey M77

P2 P3 P1 P2 P3 P1 P3

Indol - - - - - - -

SIM - - - - - - -

RM - + - - + + +

VP + - + + - - -

Citrato + - - - + - -

TSI K/K K/A K/K K/K A/A K/A+H2S K/K

LIA K/K A/A K/A K/K K/K K/K K/A

Malonato + - - + - - -

Úrea + - - - - - -


Enterobacter aerogenes




Proteus mirabilis


58

9.3. Galería de imágenes

Figura 2. Muestreo de hongos y bacterias en el interior del comedor.

Figura 3. Aislamiento de bacterias en las placas Petri.

59

Figura 4. Recuento de microorganismos.

Figura 5. Coloración Gram.

60

Figura 6. Preparación de medios enriquecedores (CLED, Mac Conkey, Manitol

Salado, M77).

Figura 7. Medios enriquecedores preparados.

61

Figura 8. Aislamiento de las bacterias de los matraces hacia los medios

enriquecedores.

Figura 9. Crecimiento de bacterias en medios enriquecedores.

62

Figura 10. Preparación de las pruebas bioquímica.

Figura 11. Siembra en los tubos de ensayos para las pruebas bioquímicas.

63

Figura 12. Resultados de las pruebas bioquímicas después de las 48 horas.

Figura 13. Lectura de las pruebas bioquímicas.

64

Figura 14. Variación en las pruebas bioquímicas (Indol, SIM, RM y Citrato de

Simmons).

Figura 15. Variación en las pruebas bioquímicas (TSI, LIA, Malonato y Úrea).

65

Figura 16. El presumible Staphylococcus observado mediante la visualización

microscópica (microscopio con aumento de 100X).

Figura 17. El presumible Bacillus observado mediante la visualización

microscópica (microscopio con aumento de 100X).

66

Figura 18. Enterobacter sp, observado mediante la visualización microscópica

(microscopio con aumento de 100X).

Figura 19. Crecimiento de hongos.

67

Figura 20. Preparación para el microcultivo de hongos.

Figura 21. Muestras de hongos en láminas porta objetos y cubre objetos.

68

Figura 22. Penicillium sp observado mediante la visualización microscópica


Figura 23. Geotrichum sp observado mediante la visualización microscópica


69

Figura

i. introducciÓn · 2018. 5. 30. · i. introducciÓn en los últimos años ha surgido una mayor...

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