guía micro aplicada

UNIVERSIDAD INCA GARCILASO DE LA VEGA

FACULTAD DE CIENCIAS FARMACÉUTICAS Y BIOQUÍMICA

MANUAMANUAMANUAMANUAL DE PRÁCTICAS DE MICROBIOLOGÍA L DE PRÁCTICAS DE MICROBIOLOGÍA L DE PRÁCTICAS DE MICROBIOLOGÍA L DE PRÁCTICAS DE MICROBIOLOGÍA

APLICADAAPLICADAAPLICADAAPLICADA

Dr. Q.F. HÉCTOR ALEXANDER VILCHEZ CÁCEDA

Mg. EN GERENCIA DE SERVICIOS DE SALUD

LIMA – PERÚ 2010

UNIVERSIDAD INCA GARCILASO DE LA VEGA FACULTAD DE CIENCIAS FARMACÉUTICAS Y BIOQUÍMICA

Mg. Q.F. HÉCTOR VILCHEZ CÁCEDA 1

PROLOGO

La Universidad Inca Garcilaso de la Vega, está empeñada en realizar importantes innovaciones en la concepción y práctica educativa con el propósito de brindar a sus alumnos una formación profesional más competitiva, que haga posible su ingreso con éxito al mundo laboral, desempeñándose con eficacia y eficiencia en las funciones que les tocará asumir.

El marco referencial está dado por los cambios significativos de la sociedad contemporánea, expresados en la globalización y los nuevos paradigmas del conocimiento, de la educación y la pedagogía así como los retos del mundo laboral.

Uno de los medios para el logro de nuestros propósitos lo constituye el MANUAL DE PRACTICAS DE MICROBIOLOGÍA el cual ha sido concebido como un material educativo que va ha servir para afianzar conocimientos, desarrollar habilidades y destrezas, así como orientar la autoeducación permanente. por ello se ubica como un material de lectura independiente, sirve de información y recreación, desempeña un papel motivador, se orienta a facilitar la lectura comprensiva, a ampliar conocimientos en otras fuentes, crear hábitos y actitudes, así como a desarrollar destrezas para el procesamiento de información, adquisición y generación de conocimientos.

El presente Manual, constituye material de apoyo al desarrollo de la asignatura y está organizado en dos unidades: Unidad I: Microbiología Generalidades, Unidad II: Microbiología Aplicada comprende: Microbiología Clínica, Microbiología Alimentaria, Microbiología en la Industria Farmacéutica y Cosmética y de un Trabajo de Campo.

Los alumnos deben leer detenidamente cada práctica, antes de su realización, para una mejor comprensión en la observación del fenómeno biológico de cada microorganismo en estudio. Además debe realizar diagramas de flujo de lo observado el cual será revisado por el profesor responsable de cada grupo de práctica.

El autor agradece anticipadamente la(s) crítica(s) o sugerencia(s) que puedan tener los lectores que sirvan para mejorar el presente trabajo.

Dr. Q.F. HÉCTOR ALEXANDER VILCHEZ CÁCEDA DOCENTE DE MICROBIOLOGÍA



INDICE

PRÓLOGO 01

INDICE 02

INTRODUCCIÓN 04

RESULTADO DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO 06

UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA 07

2.1 MICROBIOLOGÍA CLÍNICA 08

PRACTICA N° 07

Aislamiento e Identificación de Staphylococcus y Streptococcus. 08

PRACTICA N° 08

Bacilos Gram Negativos de Importancia Medica 24

PRACTICA N° 09

Hemocultivo y Coprocultivo 36

PRACTICA N° 10

Urocultivo, Recuento de Colonias, Antibiograma. 44

2.2 MICROBIOLOGÍA ALIMENTÁRIA 53 PRACTICA N° 11

Análisis Microbiológico de Productos Lácteos 54

- Preparación y Dilución de las Muestras de Alimentos - Numeración de Microorganismos Aerobios Mesófilos Viables. - Identificación de Patógenos.

PRACTICA N° 12

Análisis Microbiológico de una Muestra de Agua 61

- Preparación y Dilución de la Muestra - Numeración de Coliformes - Determinación del Numero Más Probable (NMP). - Identificación de Patógenos.



2.3 MICROBIOLOGÍA EN LA INDUSTRIA FARMACÉUTICA Y CO SMÉTICA 65

PRACTICA N° 13

Monitoreo de Ambientes Superficies y Personal. 66

PRACTICA N° 14

Control Microbiológico de Crema de Baba de Caracol 70

PRACTICA N° 15

Control Microbiológico de Envases. 73 PRACTICA N° 16

Control Microbiológico de Lápices Labiales 74

REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA 77

ANEXO III: ESQUEMA DE RESULTADOS DE MICROBIOLOGÍA A PLICADA 79



INTRODUCCIÓN

La Microbiología es la ciencia encargada del estudio de los organismos microscópicos, deriva de 3 palabras griegas: mikros (pequeño), bios (vida) y logos(ciencia) que conjuntamente significan el estudio de la vida microscópica. Son considerados Microbios todos los seres vivos microscópicos consistentes en una sola célula, es decir unicelulares, así como aquellos que forman agregados celulares en los cuales todas las células son equivalentes. Los microorganismos pueden ser Eucariotas (Las células poseen núcleo), tales como los hongos y los protistas, o Procariotas (células carentes de núcleo), como las Bacterias y los Virus (Aunque los virus no son considerados seres vivos estrictamente hablando).

El Químico Farmacéutico y Bioquímico, es el profesional universitario de las Ciencias Médicas con formación científica, tecnológica y humanística, con capacidad gerencial, ejecutiva y de liderazgo. Así mismo altamente capacitado para poder ejercer profesionalmente en los campos de la Industria Farmacéutica e Industria Cosmética siendo Jefe de Control de Calidad, del Laboratorio de Análisis Clínicos y Bioquímicos ejerciendo la Microbiología Clínica y del Laboratorio de Bromatología realizando los Controles Microbiológicos a los Alimentos.

Hoy en día el Profesional Químico Farmacéutico y Bioquímico es el profesional responsable de la producción de los medicamentos y de los cosméticos de calidad, seguros y eficaces y para lograr este objetivo el control microbiológico se considera de gran importancia, ya que en estos productos se pueden presentar las condiciones necesarias para la multiplicación de microorganismos capaces de deteriorar al producto o, lo que es peor, afectar la salud del consumidor.

El cuidado de los alimentos y la industrialización de los mismos se ha convertido en una ciencia y cada vez más se estudia e investiga la forma de mejorar la calidad. Día a día surgen nuevas técnicas, nuevos tipos de envases, nuevos aditivos, nuevos conservadores, etc. Esto ha llevado al establecimiento de normas, al desarrollo de métodos y sistemas de control, que aseguren la inocuidad de los mismos. Para lograr este objetivo el Químico Farmacéutico y Bioquímico, realiza los Controles Microbiológicos donde cuantifica e identifica los microorganismos presentes en los alimentos.



Las infecciones intrahospitalarias cada vez más constituyen un serio problema de salud pública, ya sea por su efecto sobre la salud de los pacientes, como por los costos que este problema implica. Esto hace, que en el país se estén aunando esfuerzos para implementar sistemas de vigilancia, prevención y control, orientados a enfrentar este problema. Por lo que el Medico debe basar su diagnóstico en evidencias disponibles, como son los aspectos epidemiológicos, y la importante contribución del Laboratorio de Microbiología , que además de permitir el diagnóstico etiológico, orienta el manejo clínico terapéutico del paciente.

El estudiante de Microbiología de la Facultad de Ciencias Farmacéuticas y Bioquímica de la Universidad Inca Garcilaso de la Vega, en el futuro será el profesional Químico Farmacéutico y Bioquímico, quien con los conocimientos presentes en este manual estará en la capacidad de poder afrontar y resolver con criterio los problemas presentados ya sea en la Jefatura de Control de Calidad de una Industria Farmacéutica ó Cosmética, como en un Laboratorio Clínico Microbiológico ó un Laboratorio Bromatológico.



RESULTADO DE ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO

Nombre: _______________________ Código: ___________________ Lote: __________________________ Fecha de Análisis: ___________ Fecha de Ingreso: ____________________ N° de An álisis: ______________

Resultados: Microorganismos Aeróbios

10-1 10-2 10-3 10-4 10-5

24 Horas 48 Horas 72 Horas

Microorganismos Patógenos

10-1 10-2 10-3 10-4 10-5

24 Horas 48 Horas 72 Horas

Resultado:

Hongos y Levaduras

10-1 10-2 10-3 10-4 10-5

3er Día 5to Día

Resultado:

Observaciones:

Fecha

___________________ ________________________ Analista Jefe de control de Calidad



UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA



2.1 MICROBIOLOGÍA CLÍNICA

PRACTICA N° 07AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE STAPHYLOCOCCUS Y

STREPTOCOCCUS

STAPHYLOCOCCUS

Los estafilococos constituyen un grupo de microorganismos esféricos, Gram positivos, agrupados en forma de racimos, tetradas o aisladas, inmóviles no esporulados. El género Staphylococcus pertenece a la familia Micrococcaceae. La especie patógena del género es Staphylococcus aureus . Este microorganismo puede formar parte de la flora nasal del hombre y también es causante de diversos procesos infecciosos tales como impétigo, forunculosis, abscesos, intoxicaciones alimentarias e infecciosas particularmente graves como bacteriemias. La especie patógena produce una enzima llamada coagulasa, que puede estar libre (free-coagulase) o ligada (clumping factor).

Algunas especies de Staphylococcus coagulasa negativas, tales como Staphylococcus epidermidis y Staphylococcus saprophyticus considerados hasta hace relativamente poco tiempo como no patógenos, vienen teniendo un papel relevante en cuadros infecciosos bacteriémicos y urinarios.

MATERIALES

- Placas petri con agar sangre de carnero. - Placas petri con agar Dnasa. - Placas petri con agar manitol salado. - Placas petri con agar tripticasa soya agar. - Tubos con caldo plasma. - Asas de platino. - Juego de colorantes para Gram. - Láminas portaobjetos simples. - Caldo nutritivo en tubo. - H2O2 al 3%. - Lápiz graso - Aceite de inmersión.

PROCEDIMIENTO

- Hacer un frotis en las láminas portaobjetos limpios y desengrasados a partir de la muestra problema, realizar la coloración de Gram.

- Observar con el microscopio utilizando objetivos de inmersión, destacando la forma de agrupación y la coloración que toma la bacteria.

- Realizar la siembra en estría de la muestra problema en los siguientes medios de cultivo: Agar sangre de carnero, agar manitol salado y agar TSA. Llevar a la Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.

- Realizar una siembra en forma circular o elíptica en la placa que contiene agar Dnasa. Llevar a la Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.



PRUEBA DE LA CATALASA

Determina la presencia de la enzima catalasa, esta enzima descompone el peróxido de hidrógeno en agua y oxígeno.

PROCEDIMIENTO

- Con el asa de siembra recoger el centro de una colonia pura de 18 a 24 horas y colocar sobre un portaobjetos limpio.

- Agregar una gota de H2O2 al 3% usando un gotero o una pipeta pasteur. - No es necesario mezclar el cultivo con el H2O2.

- Observar una inmediata efervescencia (formación de burbujas) lo que indica una prueba positiva, de lo contrario se considera la prueba negativa.

- Desechar el portaobjetos colocándolo en un desinfectante.

NOTA: Al coger la colonia con el asa de siembra tener cuidado de no llevar algo del medio de agar sangre debido a que la catalasa presente en los eritrocitos, puede dar resultados falsos positivos. No invertir el orden del método porque pueden producirse resultados de falsos positivos.

PRUEBA DE LA COAGULASA

Se realiza para comprobar la facultad de la bacteria de coagular el plasma por acción de la enzima coagulasa, la cual aumenta la velocidad de coagulación del plasma. El resultado final es la formación de un coágulo de fibrina.

- Prueba en lámina (detecta factor de aglutinación o coagulasa ligada). - Prueba en tubo (detecta coagulasa libre y ligada).

La prueba de coagulasa en tubo es definitiva, y la prueba de coagulasa en lámina puede ser usada como una técnica de tamizaje rápida para la identificación de S. aureus. Todas las pruebas negativas en lámina deben repetirse utilizando la técnica en tubo.

NOTA: El plasma humano no debe ser usado a menos que haya sido cuidadosamente probado de no contener algún agente infeccioso, capacidad de coagulación e inhibidores.

PRUEBA EN LÁMINA

La prueba de la coagulasa en lámina es un método únicamente presuntivo. Por esa razón todos los resultados negativos o retardados (más de 20 segundos) deben ser confirmados por la prueba en tubo.

PROCEDIMIENTO

- Preparar una suspensión densa de la colonia en agua destilada o solución fisiológica mezclando bien para homogenizar.



- Si hubiera autoaglutinación no continuar y realizar la prueba en tubo.

- Agregar una gota de plasma y mezclar con movimientos circulares.

- Observar la formación de aglutinación o precipitado dentro de 20 segundos.

- Todas las pruebas negativas y positivas retardadas (20 a 60 segundos) debe confirmar-se con la prueba en tubo.

NOTA

Es una prueba bastante rápida y económica pero del 10 a 15 % de S. aureus pueden dar un resultado negativo, por eso, todos los resultados negativos deben repetirse utilizando la técnica en tubo.

PRUEBA EN TUBO

PROCEDIMIENTO

- Transferir una colonia aislada del agar sangre de carnero a 0,5 mL de plasma reconstituido (en un tubo de vidrio estéril de 13 x 100).

- Girar el tubo suavemente para lograr la suspensión del organismo. No agitar.

- Incubar la mezcla a 35 – 37° C (en baño maría de p referencia) por 4 horas; observar si hay formación de coagulo inclinando lentamente el tubo.

- Observar cuidadosamente si hay formación de coagulo inclinando lentamente el tubo (sin agitar) en intervalos hasta 4 horas. Cualquier grado de coagulación es una prueba positiva.

- La mayoría de los S. aureus formarán coagulo dentro de una hora.

- Si es negativa a las 4 horas seguir incubando hasta el día siguiente a temperatura ambiente. Esto es recomendado porque un pequeño número de cepas de S. aureus pueden requerir más de cuatro horas para la formación del coágulo. Considerar que Staphylococcus produce fibrinolisina, la cual puede lisar el coagulo.

- Si son estafilococos coagulasa negativos, realizar las pruebas de resistencia a la polimixina B y novobiocina (disco de 5ug) para tener una identificación presuntiva. S. saprophyticus es resistente a la novobiocina y S. epidermidis es resistente a la polimixina B.



STAPHYLOCOCCUS

Aislamiento e identificación: Staphylococcus aureus

COLONIAS:

MEDIOS A. S. A. M. S. T. S. A. DNASA TAMAÑO FORMA PIGMENTO HEMÓLISIS MANITOL DNASA CATALASA COAGULASA GRAM

Aislamiento e identificación: Staphylococcus epidermidis

COLONIAS:


Aislamiento e identificación: Staphylococcus saprophyticus

COLONIAS:




INTERPRETACIÓN

COLORACIÓN GRAM

Gram positivos en racimos Estructura pared celular Gram positivo

AGAR SANGRE DE CARNERO

Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis

Staphylococcus saprophyticus



AGAR MANITOL SALADO

Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis

Staphylococcu s saprophyticus (+)

AGAR DNASA

Staphylococcus aureus Staphylococcu s epidermidis

Staphylococcu s saprophyticus



PRUEBA DE LA COAGULASA

Staphylococcus aureus

Staphylococcus epidermidis

Staphylococcus saprophyticus

PRUEBA DE LA CATALASA

Staphylococcus aureus: catalasa positivoStaphylococcus epidermidis: catalasa positivoStaphylococcus saprophyticus: catalasa positivo

Streptococcus: catalasa negativo

Micrococcus : aerobio estricto, presenta colonias amarillas anaranjadas, catalasa positivo, oxidan, no fermenta. Los micrococos son muy abundantes en la naturaleza,viéndose aislado más frecuentemente del polvo y agua. A menudo se encuentra en utensilios y equipos usados en alimentación que no han sido adecuadamente limpiados e higienizados.



PRINCIPALES CARACTERÍSTICAS FENOTÍPICAS DE LAS ESPE CIES DE STAPHYLOCOCCUS COMÚNMENTE AISLADOS EN INFECCIONES

PIGMENTO DE COLONIA

HEMOLISINA (*)

ESTAFILO COAGULASA

FACTOR DE AGLUTINACIÓN

S. aureus Subespecies aureus + + + +

S. epidermidis - (d) - - S. haemolyticus d (+) - - S. lugdunensis d (+) - (+) S. saprophyticus Subespecies saprophyticus

d - - -

S. schleiferi, Schleiferi - (+) - + S. warmeri d (d) - -

RESISTENCIA A NOVOBIOCINA

RESISTENCIA A POLIMIXINA B

ORNITINA DESCARBOXILASA

ACIDEZ DE MANITOL

S. aureus Subespecies aureus - + - +

S. epidermidis - + (d) - S. haemolyticus - - - d S. lugdunensis - d + - S. saprophyticus Subespecies saprophyticus + - - d

S. schleiferi, Schleiferi - - - - S. warmeri - - - d

+ 90% o más especies o cepas positivas. - 90% o más especies o cepas negativas. d 11% - 89% de especies o cepas positivas (+) Reacción retardada (*) En agar sangre de carnero + Zona amplia de hemólisis dentro de 24 – 36 horas

(+) Hemólisis retardada, de una zona moderada a amplia dentro de las 48 – 72 Horas (d) No hay hemólisis o es retardada - No hay hemólisis o hay una zona muy angosta (≤ 1mm) dentro de las 72 horas.

Algunas de las cepas pueden producir in ligero color verdusco o marrón en agar sangre de carnero.

CUESTIONARIO

1. ¿Qué factores son los qué condicionan la patogenicidad del Staphylococcus aureus, en comparación con otras especies de estafilococos?

2. ¿Qué enfermedades produce el Staphylococcus epidermidis y Staphylococcus saprophyticus?



STREPTOCOCCUS Y ENTEROCOCCUS

INTRODUCCIÓN

Constituye un grupo de microorganismos esféricos o lanceolados, gram positivos, inmóviles no esporulados, en cadena cortas o largas. En el género Streptococcus están comprendidas especies patógenas para el hombre tales como Streptococcus pyogenes y Streptococcus pneumoniae, existen portadores asintomáticos de ambas especies.

Streptococcus pyogenes es causante de faringitis, amigdalitis, otitis, escarlatina, erisipela e impétigo, la fiebre reumática y la glomérulo nefritis pueden ser secuelas de la infección. En placas de agar sangre produce hemólisis tipo beta y puede ser identificada mediante su sensibilidad a la bacitracina. La especie Streptococcus pneumoniae se presenta en forma de diplococo, posee una cápsula nítida asociada con la virulencia del germen, en medio enriquecido como el agar sangre, las cepas encapsuladas de neumococos forman colonias mucoides y son virulentas para los ratones se identifican por su solubilidad en sales biliares, por metabolizar la inulina y por su sensibilidad a la optoquina. Produce hemólisis tipo alfa, carácter que comparte con los Streptococcus alfa hemolíticos o Streptococcus viridans.

Son los agentes causales más frecuentes de neumonía lobar, sinusitis y meningitis. Las especies del género Enterococcus son bacterias que se encuentran en el intestino y algunas veces pueden producir infecciones fuera del intestino. Se identifican por su crecimientros en medios de concentración alta de cloruro de sodio.

MATERIALES

- Placas petri con agar sangre de carnero. - Asas de platino. - Juego de colorantes para Gram. - Láminas portaobjetos simples. - Caldo nutritivo en tubo. - H2O2 al 3%. - Lápiz graso - Aceite de inmersión. - Bajalengua. - Hisopos de algodón estéril.

PROCEDIMIENTO

1. Tome un hisopo estéril y un bajalengua. 2. Pida al compañero que se eligió para la práctica que mire hacia arriba, abra la

boca y saque la lengua. 3. Con el bajalengua deprima la lengua para tener una mejor visión de la faringe 4. Con el hisopo, toque a manera de raspado la parte posterior de la faringe, las

amígdalas y el pilar posterior del velo del paladar. 5. Retire el bajalengua y el hisopo con el exudado de la faringe.



6. Con el mechero de Bunsen encendido y respetando el margen de esterilidad inocule con el hisopo el material del exudado faríngeo en una placa con agar sangre y siembre con una asa con la técnica de estría múltiple.

7. Queme por la parte de en medio su hisopo para que no sea nuevamente utilizado

8. Incube a 37ºC durante 24 horas. 9. Transcurrido las 24 horas, saque las cajas de la incubadora y encienda el

mechero 10. Haga un frotis de las colonias que crecieron en el agar sangre 11. Tiña con la técnica de Gram 12. Observe con aceite de inmersión el frotis 13. De acuerdo a lo observado en cada uno de los frotis realice las pruebas

correspondientes.

Para cocos Grampositivos en cadena de acuerdo a la hemólisis

- Tomar la cepa sospechosa de estreptococos e inocular la en una placa de agar sangre en un cuadro de aproximadamente 1.5 cm por 1.5 cm por estriación masiva.

- En medio del cuadro estriado con la cepa colocar el disco con la Bacitracina Incubarlos a 37ºC durante 24 horas.

- En las placas de agar sangre observar las colonias pequeñas y rodeadas de hemólisis, sin destapar la placa observar al microscopio con objetivo de 5X la zona de hemólisis tipo beta (destrucción total de los hematíes) y la hemólisis tipo alfa.

STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE (NEUMOCOCO) Y ENTEROCOCCUS

MATERIALES

- Cultivo de neumococos en caldo nutritivo - Cultivo de neumococo en agar sangre y discos de Optochin - Cultivo de enterococcus sp. En agar sangre - Cultivo de enterococcus sp. En caldo con NaCL 6.5%- Láminas portaobjetos simples. - Solución de sales biliares al 10% - Caldo esculina.

PROCEDIMIENTO

- Hacer frotices a partir de las colonias en agar sangre, colorearlos con gram. - Observar con lentes de inmersión la morfología del diplococo lanceolado gram

positivo, típico del neumococo. - Observar la discreta y uniforme turbidez en el medio líquido. - En la placa de agar sangre observar la colonia pequeña aplanada y rodeada de

un color verdoso por la hemólisis alfa.



- En las placas de agar sangre con discos de optoquina, observar halo de ausencia de desarrollo con el neumococo.

- En el medio con inulina constatar la formación de acidez por metabolismo de este carbohidrato.

- Observar el aclaramiento ión del cultivo líquido al añadirse sales biliares al 10%.

STREPTOCOCCUS

Aislamiento del estreptococo beta hemolítico del grupo A.

MEDIOS DE CULTIVO AGAR SANGRE Tamaño Forma Hemólisis gram

Tipificación:

MEDIOS DE CULTIVO AGAR SANGRE Bacitracina Hemólisis

STREPTOCOCCUS PNEUMONIAE

Aislamiento

MEDIOS DE CULTIVO AGAR SANGRE Tamaño Forma Hemólisis gram

Tipificación:

MEDIOS DE CULTIVO AGAR SANGRE Optoquina Sales biliares Inulina Gram (tinta china)

* Para Enterococcus, interpretar el desarrollo en el caldo con NaCL 6.5%



PRUEBA DE LA ESCULINA EN MEDIO CON BILIS

Para determinar la facultad de un organismo de hidrolizar el glucósido esculina en esculetina y glucosa, en presencia de bilis.

PROCEDIMIENTO

- Inocular el cultivo en estudio haciendo estrías sobre la superficie del pico de flauta o de la placa de agar bilis esculina.

- Incubar a 35 – 37° C hasta 72 horas.

- Se puede controlar periódicamente, y esperar hasta las 72 horas antes de informar como negativo.

LECTURA

Positivo: En tubo: Ennegrecimiento difuso en el agar inclinado. En placa: Se observa un halo negro o marrón alrededor de las colonias en la placa. Negativo: No se produce ennegrecimiento del medio o ennegrecimiento de menos de la mitad del tubo después de 72 horas de incubación.

TOLERANCIA AL CLORURO DE SODIO

Para determinar la facultad de un organismo de desarrollar en presencia de una concentración de 6.5 % de cloruro de sodio.

PROCEDIMIENTO

- Inocular en el caldo TSB con cloruro de sodio un cultivo de 18 - 24 horas de incubación.

- Incubar a 35 – 37° C por 24 horas. - Se puede controlar periódicamente, y esperar hasta las 72 horas antes de

informar como negativo.

LECTURA

Positivo: Hay desarrollo bacteriano Negativo: No se observa crecimiento en el caldo

Observar el oscurecimiento del agar indicando si hubo hidrólisis de la esculina y el crecimiento en el caldo con cloruro de sodio. Con estas pruebas tenemos dos identificaciones presuntivas posibles: así todos los enterococos (95%) son esculina positivos y crecen en medios con 6.5% de cloruro de sodio produciendo acidez. 5% – 10% de Streptococcus del grupo viridans son bilis esculina positivos.



INTERPRETACIÓN

COLORACIÓN GRAM

Cocos gram positivos en cadena

AGAR SANGRE

Beta hemólisis Alfa hemólisis

Estreptococo pneumoniae hemólisis parcial

Gama hemólisis no hay cambios



Hisopado de las amígdalas

En la placa se observa beta hemólisis posible streptococcus pyogenes mezclada con la alfa normal y gama hemólisis colonias de los estreptococcus viridans que viven normalmente en la garganta.

Estreptococo pneumoniae

Estreptococo pyogenes Sensibilidad a la bacitracina

Estreptococo pneumoniae Sensibilidad a la optoquina



Enterococo faecalis Caldo S F

Los enterococos en presencia de azida de sodio crecen, fermentan la dextrosa formando acido el cual vira el indicador de pH de un violeta a un color amarillo marrón.

Agar Bilis Esculina

Los enterococos crecen en presencia de sales de bilis. Mientras crecen, hidrolizan la esculina del medio de cultivo apreciándose un color negro en el agar.

Caldo con NaCL 6.5%

Hidrólisis de la esculina En medio bilis esculina



PRINCIPALES CARACTERÍSTICAS FENOTÍPICAS DE COCOS GR AM POSITIVOS, EN CADENA CATALASA NEGATIVOS

CRECIMIENTO BILIS ESCULINA NACL 6.5%

10°C 45°C HEMÓLISIS

Enterococcus + + + + α, β, ηStreptococcus -a -b - V α, β, ηLactococcus + V + V α, ηVagococcus + + + V α, η

a De los Streptococcus viridans 5% - 10% son bilis esculina positivas b Algunos Streptococcus beta hemolíticos crecen en 6,5% de NaCL n No hemolítico + ≥ 95% reacciones positivas - ≤ 5% reacciones positivas V Reacciones variables

Hisopado Faríngeo

CUESTIONARIO

1. ¿Recomendaría usted, a un paciente que presenta un cuadro de faringoamigdalitis se haga un examen de secreción faríngea, con el fin de descartar la presencia de Streptococcus pyogenes?



PRACTICA N° 08BACILOS GRAM NEGATIVOS DE IMPORTANCIA MEDICA

Los bacilos Gram negativos conforman un grupo compuesto por múltiples familias bacterianas entre las que destacan la familia Enterobacteriaceae, Vibrionaceae, Pseudomonadaceae y otras.

La familia Enterobacteraceae constituye el conjunto mayor y más heterogéneo de bacilos Gram negativos. Se han descrito al menos 27 géneros y 7 grupos entéricos con más de 110 especies. Estos géneros se han clasificado en función de la homología del ADN, propiedades bioquímicas, reacciones serológicas, susceptibilidad a bacteriófagos específicos y patrones de sensibilidad a los antibióticos. Son bacilos Gram negativos, facultativos que fermentan glucosa, son oxidasa negativos, reducen nitratos a nitritos y no requieren ni su desarrollo se acrecienta con NaCl. Pueden ser móviles o inmóviles, estas características sirven para diferenciar miembros de esta familia de otros bacilos Gram negativos facultativos fermentadores de glucosa pertenecientes a la familia Vibrionaceae.

Son organismos ubicuos de distribución mundial, se encuentran en el suelo, agua, vegetación y formando parte de la microbiota normal del intestino de casi todos los animales incluyendo al humano. Las Enterobacterias pueden dar cuenta del 80% de los aislamientos clínicamente significativos de bacilos Gram negativos en laboratorios de microbiología clínica y del 50% de todos los aislamientos clínicamente significativos, así mismo pueden causar aproximadamente de un 60 a 70% de enteritis bacteriana aguda.

Si bien muchas Enterobacterias han sido implicadas en caso de diarrea solo se han establecido claramente como patógenos entéricos miembros de los géneros Escherichia, Salmonella, Shigella y Yersinia. Excepto las especies de Shigella, que rara vez causan infecciones fuera del tracto gastrointestinal, la mayoría de las Enterobacterias son capaces de producir una variedad de infecciones extraintestinales. Sin embargo, un pequeño número de especies incluyendo Enterobacter aerógenes, Enterobacter cloacae, Escherichia coli, Klebsiella pneumoneae, Proteus mirabilis y Serratia marcescens dan cuenta de la gran mayoría de las infecciones.

Las infecciones del tracto urinario (mas del 70%) principalmente cistitis son las más comunes, heridas por infecciones respiratorias, de heridas, del torrente sanguíneo y del SNC.

MATERIALES

Placas con Agar Mac Conkey Tubos con TSI Placas con Agar EMB Tubos con LIA Placas con Agar XLD Tubos con Caldo Triptófano Placas con SSAgar Tubos con MIO, MR-VP Placas con TCBS Reactivo de Kovacs Tubos con caldo Selenito Reactivos para tinción de Gram Tubos con citrato de Simmons Asas y aro de siembra



AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS

GÉNEROS ESCHERICHIA, KLEBSIELLA ENTEROBACTER, CITRO BACTER, SALMONELLA, SHIGUELLA, YERSINIA, PROTEUS

INTRODUCCIÓN

Las enterobacterias son bacilos gram negativos no esporulados, aeróbicos y anaeróbicos facultativos que habitan en el tracto intestinal. Algunos géneros de esta familia son patógenos para el hombre, en cambio otros condicionan su patogenicidad al hábitat que colonizan. La identificación de las diferentes especies de enterobacterias se realizan estudiando la actividad metabólica del microorganismo sobre los diversos sustratos (carbohidratos, proteínas, etc) en la practica se estudiarán las especies de mayor importancia medica.

Comprenden muchos géneros entre ellos: Escherichia que se encuentra en la flora normal intestinal; en ocasiones puede ser agente de diarreas (E. Coli enteropatógenos, toxigénicos, enteroinvasivo, enterohemorrágico, etc.) y en otras, agente de infecciones en el tracto urinario y genital. Así mismo los géneros Klebsiella y Citrobacter se encuentran como flora normal y son patógenos condicionales.

IDENTIFICACIÓN BIOQUÍMICA

El reconocimiento de las diversas especies de enterobacterias se realiza observando las reacciones metabólicas, por los cambios de color del medio sobre los substratos contenidos en dichos medios diferenciales.

SALMONELLA, SHIGELLA, YERSINIA

El género Salmonella constituye un amplio grupo de bacterias patógenas como por ejemplo: Salmonella typhi , Salmonella paratyphi A y B, que producen la fiebre tifoidea y fiebres paratíficas: Salmonella enteritidis que se encuentra en los animales, al infectar al hombre produce gastroenterocolitis.

El género Shigella produce disentería bacilar que se caracteriza por diarrea con moco y sangre. Esta bacteria sólo afecta al hombre. En el género Yersinia , una especie importante es Yersinia enterocolítica que es causante de adenitis aguda e ileítis terminal (simulando apendicitis), y diarrea en niños. Por una enterotoxina termoestable se cree que es la causa de la diarrea; el reservorio de este género son los roedores y el ganado porcino.

Estos tres géneros tienen la misma característica morfológica (bacilos Gram negativos) la Shigella carece de flagelos por lo cual es inmóvil en cambio la Salmonella presenta flagelos lo mismo que la Yersinia .

Los tres géneros son anaerobios facultativos, desarrollan en medios como en el agar Mac Conkey, y SSagar a una temperatura de 37°C, exc epto la Yersinia que desarrolla mejor a 28°C.



Yersinia pestis es la causa de la peste bubónica que es primariamente una enfermedad de los roedores. El hombre se infecta al ser picado por la pulga de los roedores infectados, desarrollándose una infección primaria ganglionar y hay una forma neumónica más grave porque el contagio es directo de persona a persona. Esta bacteria es de forma coco bacilar, desarrolla a 30°C, en la fase lisa produce una cápsula y forma colonias viscosas.

PROCEDIMIENTO

- Hacer un frotis en las láminas portaobjetos limpios y desengrasados a partir de la muestra problema, realizar la coloración de Gram.

- Observar con el microscopio utilizando objetivos de inmersión, destacando la forma de agrupación y la coloración que toma la bacteria.

- Realizar la siembra en estría de la muestra problema en los siguientes medios de cultivo: Agar Mac Conkey, SSAgar, EMB, XLD. Llevar a la Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.

- Realizar la siembra en tubos de diferenciación bioquímica: Agar citrato, TSI, LIA, Indol, Movilidad, Medio MR – VP. Llevar a la Incubadora a 37ºC durante 24 – 48 horas.

DIFERENCIACIÓN BIOQUÍMICA



TSI

1 2 3 4 5 6

1 Sin inocular 2 Pseudomona aeruginosa 3 Shiguella sonnei 4 Salmonella typhi 5 Escherichia coli 6 Proteus mirabilis

INTERPRETACIÓN

COLORACIÓN GRAM

Gram negativos bacilos Estructura pared celular Gram negativo

Flagelos en peritrico propio del Proteus

Flagelos en peritrico propio de la Salmonella.

Proteus mirabilis swarming



MANERA DE REALIZAR LA LECTURA EN LAS PLACAS Y TUBOS



AGAR XLD

Escherichia coli Enterobacter cloacae Klebsiella pneumoniae

Salmonella enteritidis Shiguella sp. Prote us vulgaris.

AGAR MAC CONKEY

Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Enterobacter cloacae

Salmonella typhi Shiguella sonnei Proteus vulga ris



AGAR EMB

Escherichia coli Enterobacter cloacae Klebsiella pneumoniae

Salmonella typhi Shiguella sonnei Proteus vulgaris

SALMONELLA SHIGUELLA AGAR

Yersinia enterocolítica Salmonella Escherichia coli

Proteus vulgaris TSA



TSICITRATO SIM VP UREA

Proteus mirabilis Proteus vulgaris

Salmonella paratyphi - A Salmonella typhimurium



Klebsiella pneumoniae

AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE VIBRIONES

INTRODUCCIÓN

Los vibriones tienen las siguientes características: bacilos curvos o rectos. Gram negativos, son móviles por la presencia de flagelos polares y pueden crecer en los medios para las enterobacterias, son oxidasa positivos y anaeróbios facultativos. En este género la especie Vibrio cholerae es causante del cólera epidémico en el hombre. La enfermedad más devastadora de todos los tiempos por el cuadro de diarreas potencialmente muy severa que produce. En la séptima pandemia se considera al Vibrio cholerae , biotipo El tor, principalmente el serotipo Ogawa. En la octava pandemia se considera al Vibrio cholerae 0139, como el agente causal. Otras especies de Vibrio pueden causar también diarrea y son: Vibrioparahaemolyticus , Vibrio fluviales . Las especies asociadas a infecciones extraintestinales como Vibrio alginolyticus .

En la práctica estudiaremos al Vibrio cholerae , agente del cólera, que se adquiere por la ingesta de alimentos y aguas contaminadas. La mortalidad es elevada si no se restablece de inmediato el equilibrio hidroelectrolítico. Para su aislamiento se utiliza muestras de heces o hisopados rectales.

Las muestras que llegan al laboratorio deben sembrarse de inmediato. Los hisopados rectales pueden incluirse en el medio de transporte de Cary Blair. El cultivo directo en el Agar TCBS (tiosulfato, citrato sales biliares y sacarosa) y como enriquecimiento en el medio agua peptonada alcalina. Después de la incubación por 24 horas las colonias de Vibrio cholerae son circulares de borde entero, de color amarillo (sacarosa positivas) en el agar TCBS.

La identificación bioquímica de Vibrio cholerae se realiza por las siguientes características: en el medio TSI pico de flauta ácido en el fondo sin gas, sin H2S, lisina positivo, indol positivo, rojo de metilo positivo, voges proskauer negativo. Citrato positivo y ureasa negativa. Desarrolla en caldo peptonado con 0% de NaCL.

Shiguella sonnei



Vibrio cholerae

Agar TCBS

Gram Negativo

INTERPRETACIÓN

Detección de especies de Vibrios potencialmente pat ógenas al camarón

Vibrio cholerae

Vibrio s en TCBS Agar

Vibrioparahaemolyticus

Vibrioalginolyticus



AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE BACTERIAS NO FERMEN TADORES

PSEUDOMONAS

Este género comprende bacilos rectos Gram negativos con flagelo polar, no formadores de esporas, carente de cápsula y aerobios. De las numerosas especies de este género, las más importantes han sido relacionadas a infecciones en el hombre, como patógenos oportunistas en huéspedes comprometidos; son Pseudomona aeruginosa , Pseudomona mallei , Pseudomona pseudomallei , Pseudomona cetácea y Pseudomona maltophilia . De éstas, la primera es la especie más frecuente, se asocia con enfermedades neoplásicas o en quemaduras severas. También pueden ser causa de infecciones oculares, osteomielitis, sepsis post quemaduras, infecciones en vías urinarias y respiratorias.

La mayoría de cepas de Pseudomonas aeruginosa son identificadas en base a su olor característico, morfología colonial, producción de piocianina y fluoresceína, desarrolla fácilmente en medios como Agar Nutritivo, Agar Mac Conkey y muchas cepas desarrollan fácilmente en medios selectivos conteniendo cloruro de hexadeciltrimetilamonio (Agar Cetrimida).

Examen macroscópico:

Observar las características de la colonia de Pseudomona aeruginosa en Agar Mac Conkey y Agar Nutritivo, percibir el olor y el color.

Examen microscópico:

Coloración Gram, visualizar su tamaño, forma y reacción al gram.

Características Bioquímicas:

Observar el desarrollo del microorganismo en el medio TSI, Citrato de Simmons, LIA, Indol, Movilidad.

Reacción de la oxidasa:

Positivo: Viraje de color hacia el azul -violeta (con el reactivo N, N, N, N, tetrametil-p-fenilenediamina) o púrpura (con el reactivo N, N, dimetil-p fenilenediamina) después de 10 - 15 segundos. Negativo: No hay viraje de color (Foto Nº 23) Alternativamente una solución de reactivo al 0.5% puede ser goteado directamente sobre la colonia.

Demostración del pigmento :

Con una pipeta depositar cloroformo en el tubo con caldo nutritivo con desarrollo bacteriano, luego agitar y dejar reposar. Observar en el fondo del tubo el pigmento azul que es soluble en el cloroformo.



Gram Negativo Colonias en TSA

INTERPRETACIÓN

Agar Cetrimida

Pseudomonas aeruginosa en Agar Cetrimida Colonias verde-amarillentas, fluorescentes bajo luz UVA de 366 nm (linterna MICROKIT VMT050).

E. coli

MEDIO HUGH LEIFSONMEDIO PARA OXIDO

FERMENTACIÓN

E. coli es fermentador Pseudomonas es oxidador

Pseudomonas

PruebaDe la

Oxidasa



PRACTICA N° 09HEMOCULTIVO Y COPROCULTIVO

HEMOCULTIVO

INTRODUCCIÓN

La sangre de los individuos sanos es estéril. Una afluencia repentina de bacterias es habitualmente eliminada del torrente circulatorio en un periodo de tiempo corto, de minutos a horas, excepto cuando existe una infección masiva o está presente un foco intravascular infectado. Básicamente cuando las bacterias se multiplican a tasas que exceden la capacidad del sistema reticuloendotelial para eliminarlas se habla de BACTERIEMIA . El término FUNGEMIA se utiliza para designar la presencia de hongos en sangre.

La invasión del torrente sanguíneo se produce desde:

- Un foco primario, vía sistema linfático al sistema vascular. - Entrada directa: por infecciones intravasculares (por ejemplo endocarditis),

o a través de dispositivos médicos contaminados como catéteres y agujas.

Siempre que exista una razón para sospechar una bacteriemia se debe practicar el cultivo de la sangre, ya que en muchas ocasiones solo se puede establecer el diagnóstico por este procedimiento. El aislamiento de un microorganismo en los hemocultivos es trascendente porque establece el diagnóstico etiológico de la bacteriemia y permite elegir el tratamiento más eficaz.

DIAGNÓSTICO

Es el aislamiento del microorganismo en la sangre mediante el cultivo de esta y aporta una valiosa información a la hora de elegir el tratamiento antimicrobiano adecuado.

INDICACIONES

- Fiebre alta, aunque en neonatos y ancianos la bacteriemia puede cursar con hipotermia y deterioro general.

- Shock no explicado. - Infecciones localizadas. - Leucopenia, leucocitosis o trombopenias no relacionadas con procesos

hematológicos.

MÉTODOS

- Cuantitativos, nos daría el número de bacterias por mililitro de sangre. - Cualitativo, indica simplemente la presencia de bacterias en sangre, es el

que se realiza de forma rutinaria.



OBTENCION DE MUESTRA DE SANGRE PARA CULTIVO

- El momento óptimo de obtención de la muestra para hemocultivo es justo antes del pico mas alto de fiebre, sin embargo esta situación ideal no es frecuente. Alternativamente las muestras pueden obtenerse de acuerdo con el caso. Por Ej. - BACTEREMIAS CONTINUAS: En cualquier momento, Ej. Endocarditis. - BACTEREMIAS INTERMITENTES: Una hora antes del pico febril, Ej.

Brucelosis.

- Guía para la cronología y el número de cultivos de sangre en adultos:

- En sepsis: Se debe tomar dos a tres muestras de lugares diferentes en un lapso de diez minutos.

- En endocarditis aguda: Obtener tres muestras de tres lugares diferentes en un lapso de 1 a 2 horas.

- En endocarditis subaguda: Obtener tres muestras de tres lugares diferentes a intervalos de al menos quince minutos. Si el cultivo es negativo a las 24 horas, obtener tres muestras más.

- En fiebre de origen desconocido: Obtener dos o tres muestras de lugares diferentes con diferencia de una hora o más entre una y otra muestra. Si el cultivo es negativo a las 24 horas, obtener dos a tres muestras más.

- Obtención de muestra de sangre mediante uso de jeringa: ver Practica N° 01 del Manual de Microbiología.

La proporción entre el volumen de sangre obtenida y el volumen del caldo de cultivo debe estar en una relación de 1:5 - 1:10. El volumen de sangre dependerá de la edad del paciente; por cada venopunción se recomienda:

- Adultos: 10 - 30 ml - Niños: 1 - 5 ml - Lactantes: 1 - 2 ml - Neonatos: 0.5 - 1 ml

INOCULACIÓN DE LA MUESTRA DE SANGRE AL MEDIO DE CUL TIVO

- Utilizar un medio bifásico o monofásico para este procedimiento. - Desinfectar el diafragma del frasco de hemocultivo con alcohol de 70% ó

alcohol yodado. - Inocular la muestra de sangre al frasco con medio de cultivo a través de

diafragma. Debe realizarse inmediatamente de obtenida la muestra para evitar que se coagule.

- Mezclar el contenido del frasco inclinándolo suavemente dos o tres veces. En caso que se use el medio bifásico, bañar la fase sólida con la sangre.

- Descartar la aguja y la jeringa en un contenedor resistente a las punturas. No volver a introducir la aguja en su funda.

- Limpiar la tapa del frasco. Etiquetar el frasco apropiadamente indicando además el número de hemocultivo.



SIEMBRA PRIMARIA DE MUESTRA DE HEMOCULTIVO

OBJETIVO

Describir la técnica de siembra primaria de hemocultivo para el aislamiento de bacterias causantes de infecciones del torrente sanguíneo.

CAMPO DE APLICACIÓN

Se aplica para el aislamiento bacteriano a partir de hemocultivos en el diagnóstico bacteriológico de infecciones del torrente sanguíneo.

MATERIALES Y EQUIPOS

a) Estufa de 35 – 37° C b) Mechero Bunsen o Cabina de Flujo laminar c) Jeringa estéril d) Guantes de látex e) Alcohol al 70% f) Contenedor de material contaminado g) Medios de cultivo

− Medio bifásico Ruiz Castañeda o monofásico − Agar sangre de carnero (AS). − Agar Mc Conkey (Mc C) − Se puede incluir otros medios (Ej. manitol salado)

PROCEDIMIENTO

- Incubar el frasco de hemocultivo a 35 – 37° C hast a por 7 días. - Bañar la superficie de agar con el caldo inclinando el frasco suavemente. - Examinar visualmente y con luz transmitida los frascos de hemocultivo

después de 12 y 24 horas de incubación. - La observación de turbidez o lisis de los glóbulos rojos es indicativa de

crecimiento bacteriano; entonces se realizará una coloración Gram y un subcultivo. En los medios bifásicos el desarrollo también se puede evidenciar en la fase sólida mediante la formación de colonias.

- Si no se observa lisis de los glóbulos rojos o turbidez en el caldo, o colonias en la fase sólida, continuar observando todos los días para ver si aparecen signos de crecimiento, hasta siete días después de haber iniciado el procedimiento.

SUBCULTIVO

- Los subcultivos deben realizarse en cabina o cerca de un mechero Bunsen. - Realizar subcultivos ciegos dentro de las 12 y 24 horas de incubación. - Para realizar los subcultivos desinfectar la superficie de la tapa del frasco

con alcohol de 70%.



- Con una jeringa estéril, extraer a través del tapón de jebe la muestra de sangre.

- Inocular una gota de la muestra del hemocultivo en un extremo de la superficie de las placas de agar sangre, agar Mac conkey y colocar cuidadosamente una gota sobre una lámina portaobjetos para hacer un frotis y coloración Gram.

- Utilizando el asa de siembra y tomando como referencia central el inoculo de la muestra, realizar la siembra por dispersión agotamiento en los cuatro cuadrantes de la placa, con el propósito de obtener colonias aisladas.

- Incubar las placas de AS y agar McC a 35 - 37° C p or 24 horas. - Observar la lámina coloreada y buscar la presencia de bacterias. - Si no hay crecimiento a las 24 horas seguir incubando hasta por 48 horas. - Si no hubiera desarrollo bacteriano, repetir el procedimiento al 5° y 7° día.

LECTURA DE SUBCULTIVOS

- A las 24 horas observar el crecimiento de colonias. Si no se observa desarrollo, incubar 24 horas más.

- Cuando se ha confirmado crecimiento bacteriano por subcultivo, se puede descartar el frasco de hemocultivo siguiendo los procedimientos de bioseguridad.

- En algunos casos el frasco de hemocultivo debe ser retenido para mayor estudio.

- En la interpretación de los resultados deben considerarse los datos clínicos individuales. Staphylococcus coagulasa negativo, corinebacterias y especies de Bacillus son contaminantes frecuentes y a menudo se aíslan en sólo una de tres muestras. Si no hay leucocitos y el paciente no tiene factores de riesgo para bacteriemia por estos gérmenes como inmunosupresión, prótesis, líneas de acceso vascular e historia de adicción a drogas intravenosas se puede concluir que la presencia de estos gérmenes se debe a contaminación.

- Se informará el resultado de cada frasco de hemocultivo individualmente.

Medio Bifásico Ruiz - Castañeda

Incubar a 37°C

5 -7 / 21 días

Toma de Muestra Sanguínea Coloración Gram

Selección del Medio de cultivo dependiendo de la tinción de Gram



MICROORGANISMOS ASOCIADOS AL ASPECTO MACROSCÓPICO D E HEMOCULTIVOS

ASPECTO MACROSCÓPICO MICROORGANISMO ASOCIADO

Hemólisis Streptococcus, Staphylococcus, Listeria spp. Clostridium, Bacillus spp.

Turbidez Bacilo gramnegativo aerobio, Staphylococcus, Bacteroides spp.

Formación de gas Bacilo gramnegativo aerobio, anaerobios Formación de velo Pseudomonas spp., Bacillus spp., levaduras Coágulo Staphylococcus aureus Colonias visibles (puntiformes) Staphylococcus, Streptococcus

MEDIOS DE CULTIVO UTILIZADOS, SEGÚN TINCIÓN DE GRAM

Gram Agar Sangre

Agar Chocolate

Mac Conkey

CNA (*)

Agar Anaerobio

Agar Brucella

Cocos Gram Positivos

x x x x

Bacilos Gram Positivos

x x x x

Cocos Gram Negativos

x x x x x

Bacilos Gram Negativos

x x x x

(*) CNA: Agar Columbia-Colistin-Ácido Nalidixico.

Frascos de Hemocultivos (Aerobios y Anaerobios)



COPROCULTIVO

DIAGNOSTICO ETIOLÓGICO DE DIARREAS BACTERIANAS.

La diarrea puede definirse como el proceso que va acompañado del aumento en el número de evacuaciones o una disminución en la consistencia de las heces, siendo una de las enfermedades de mayor frecuencia en nuestro país, afectando principalmente a niños. Los géneros bacterianos que causan diarrea comúnmente son: Shigella, Salmonella, Escherichia, Campylobacter, Vibrio y otros.

MUESTRAS

La muestra de elección para cultivo de agentes bacterianos productores de gastroenteritis es una porción de heces diarreicas, nunca heces formes. En el caso de heces formadas, el tamaño será la que asemeje a la de una aceituna, en heces líquidas de 10 a 20 mL. La muestra se debe colocar en un frasco limpio, estéril, de boca ancha y con tapa rosca. Las muestras de heces se procesarán para el cultivo dentro de las 4 – 6 horas siguientes a su emisión. Si esto no es posible, es conveniente su conservación en un medio de transporte adecuado como el de Cary -Blair para evitar la alteración de bacterias patógenas. Para la siembra deben escogerse las porciones con aspecto purulento, sanguinolento o con moco.

PROCEDIMIENTO

EXAMEN DIRECTO

El examen microscópico directo de las heces persigue la observación de polimorfonucleares, que sugiere infección por un patógeno invasivo.

- Examen en fresco y/o tinción con azul de metileno - Tinción de gram permite observar a los polimorfonucleares y flora

predominante

INOCULACIÓN

Examen rutinario: el coprocultivo se realiza mediante la preparación de una emulsión de 1 – 2 gramos de heces en solución salina fisiológica, a partir de la cual se inoculan los medios de cultivo.

- Placas de Agar Sangre - Medios entéricos: Mac Conkey; EMB; Endo. - Moderadamente selectivos: usar al menos uno de estos medios para

inhibir el crecimiento de la mayoría de las enterobacterias mientras se permite el crecimiento de Salmonella y Shigella: Hektoen, XLD, SS.

- Medio líquido: utilizar el medio Selenito para inhibir el crecimiento de la flora normal durante las horas iniciales de incubación. Se resiembran en medio sólido a partir de las 6 horas. Este medio es fundamental para portadores asintomáticos.



- Vibrio: medio de enriquecimiento: Agua de Peptona Alcalina a partir de 6 horas, subcultivar en TCBS.

- Medio selectivo: TCBS. - Salmonella: Verde Brillante, Bismuto Sulfito. - Escherichia coli: los procedimientos de aislamiento en heces de E. coli,

habitualmente quedan fuera de la practica rutinaria de la mayoría de los laboratorios. Constituye una excepción la E. coli O157 H7 por las posibles complicaciones (síndrome hemolítico urémico), por lo que para esta cepa, por su gravedad, podría estar indicada la utilización de medios especiales para su detección o la investigación de toxinas fundamentalmente en heces hemorrágicas.

RESULTADOS

Cultivos negativos de enteropatógenos: se informará ausencia de crecimiento de salmonella shigella, mencionando todos los microorganismos incluidos en el estudio realizado.

Cultivos positivos: se informará del aislamiento del agente patógeno y de su sensibilidad si procede.



COPROCULTIVO

Muestra de Heces

Medios de Identificación Bioquímica

Microscopía

Siembra enCaldo Selenito

XLD SSAgar Agar Mac Conkey



PRACTICA N° 10UROCULTIVO Y ANTIBIOGRAMA

INTRODUCCIÓN

El urocultivo es el cultivo de orina para diagnosticar infección sintomática del tracto urinario o infección asintomática (bacteriuria asintomática) en pacientes con riesgo de infección. Está basada en la presencia de un número significativo de bacterias (generalmente ≥ 100.000 bacterias por mililitro)

La piuria junto con la bacteriuria, es un dato muy importante para el diagnóstico de infección del tracto urinario, ya que prácticamente está presente en todas las infecciones urinarias. Una excepción es la bacteriuria asintomática en la que la piuria puede estar ausente.

Agentes etiológicos a investigar rutinariamente

- Escherichia coli - Klebsiella spp. - Enterobacter spp. - Serratia spp. - Enterococcus spp. - Proteus spp. - Pseudomonas spp. - Acinetobacter spp. - Cándida spp. - Staphylococcus spp. - Streptococcus grupo B (imprescindible en embarazadas)

OBTENCION DE MUESTRA DE ORINA PARA CULTIVO

OBJETIVO

- Describir el procedimiento de obtención de muestras de orina para cultivo, obtenida del chorro medio.


- El presente procedimiento se aplica en la obtención de muestras de orina de pacientes para el diagnóstico de infecciones del tracto urinario.

CONDICIONES GENERALES

- La orina es un excelente medio de cultivo para la proliferación bacteriana, por esta razón, la muestra debe ser procesada dentro de las 2 horas después de haber sido obtenida o debe refrigerarse a 4° C (máximo 24 horas) hasta su procesamiento.



- Generalmente el desarrollo de dos o más tipos de colonias (en pacientes sin sonda vesical) indican que la muestra se ha contaminado por recolección incorrecta o demora en la siembra.

OBTENCIÓN DE MUESTRA DE ORINA DEL CHORRO MEDIO

PACIENTES MUJERES


a) Guantes de látex estériles. b) Cinco o más piezas de gasa estéril de tamaño adecuado pudiendo ser de 4”

x 4” c) Jabón. d) Agua tibia estéril. e) Frasco estéril de boca ancha para la muestra de orina.

PROCEDIMIENTO

a) Mantener la privacidad de la paciente. b) Rotular el frasco con el nombre de la paciente, fecha de obtención de la

muestra, hora y el procedimiento a utilizar para la obtención de la muestra. c) Lavarse las manos con jabón y abundante agua. d) Preparar una pieza de gasa para la limpieza de los genitales externos

humedeciéndola con agua y una pequeña cantidad de jabón. Preparar dos piezas más de gasa para el enjuague con agua tibia.

e) Separar los labios mayores con dos dedos de una mano y limpiar el área expuesta pasando la gasa de adelante hacia atrás.

f) Descartar la gasa. g) Con otra gasa humedecida enjuagar el área de adelante hacia atrás. Repetir

el procedimiento con otra gasa. h) Finalmente secar el área de adelante hacia atrás con un trozo de gasa seca. i) Mantener separados los labios mayores mientras la paciente empieza a

orinar. Luego del chorro inicial colocar el frasco estéril para colectar el chorro medio.

j) Al terminar de orinar, inmediatamente tapar el frasco y limpiar la superficie del mismo.

k) Transportar el frasco con la muestra de orina inmediatamente al laboratorio.

PACIENTES VARONES

MATERIALES

a) Guantes de látex. b) Cinco o más piezas de Gasa estéril. c) Jabón. d) Agua tibia estéril. e) Frasco estéril de boca ancha para la obtención de la muestra.



PROCEDIMIENTO

a) Mantener la privacidad de la paciente. b) Rotular el frasco con el nombre de la paciente, fecha de obtención de la

muestra, hora y el procedimiento a utilizar para la obtención de la muestra. c) Lavarse las manos con jabón y abundante agua. d) Preparar una pieza de gasa con agua y una pequeña cantidad de jabón.

Preparar dos piezas más de gasa para el enjuague con agua tibia. e) Realizar la higiene de los genitales. Retraer el prepucio antes de lavar el

glande con la gasa humedecida con jabón. Descartar la gasa. f) Enjuagar el glande, usando una gasa húmeda. Repetir el procedimiento con

otra gasa. g) Secar la zona, usando uno o más piezas de gasa seca. h) Indicar al paciente que mantenga el prepucio retirado e inicie la micción

directamente en un recipiente (orina para descartar). i) Después del chorro inicial colocar el frasco estéril para colectar la muestra

del chorro medio. j) Obtenida la muestra, inmediatamente tapar el frasco y limpiar la superficie

del mismo. k) Transportar el frasco con la muestra de orina inmediatamente al laboratorio.

SIEMBRA PRIMARIA DE MUESTRA DE ORINA

OBJETIVO

Describir el procedimiento para la siembra primaria de muestra de orina


Se aplica para el cultivo de muestra de orina en el diagnóstico bacteriológico de infecciones del tracto urinario.


a) Asa calibrada de platino o descartable de 0.001mL, 0.01 mL.

b) Estufa de 35 – 37° C.

c) Mechero Bunsen o Cabina de Flujo laminar.

d) Guantes de látex.

e) Contenedor de material contaminado.

f) Pinza estéril.

g) Propipeta o pipeteador automático.



h) Medios de cultivo

- Placas con agar sangre de carnero (AS).

- Placas con agar Mc Conkey (McC)

PROCEDIMIENTO

a) Mantener las muestras en refrigeración (4° C) ha sta su procesamiento por cultivo.

b) Los cultivos deben realizarse en una cabina de bioseguridad o cerca del mechero Bunsen.

c) Las placas con AS y McC que se utilizarán en el urocultivo deben estar a temperatura ambiente. Rotular las placas.

d) Si el asa calibrada no es descartable, esterilizar el asa de siembra flameándola en el mechero Bunsen hasta que se ponga rojo vivo. Dejar enfriar el asa contando hasta 20.

e) Tomar el frasco con la muestra de orina, abrir la tapa y flamear la boca del frasco en el mechero Bunsen.

f) Tomar la muestra de orina con el asa de siembra estéril introduciéndola y sacándola del frasco en forma vertical. Tapar el frasco con la muestra.

g) Inocular en el centro de la placa con AS a partir del cual se extiende la muestra, hacia delante y hacia atrás.

h) Luego, sin quemar el asa, el inoculo se disemina uniformemente con trazos perpendiculares a la siembra inicial en toda la placa.

i) Proceder de la misma forma para el agar Mc Conkey. j) Esterilizar el asa de siembra en el mechero. k) Concluida la siembra, cerrar la placa y colocarla con la parte que tiene el

medio de cultivo hacia arriba. Incubar la placa de AS y Mc Conkey a 35 - 37° C en condiciones aeróbicas por 24 horas.

LECTURA

a) Realizar la evaluación a las 24 horas, si no hay crecimiento bacteriano dejar incubar hasta las 48 horas.

b) La evaluación consiste en el recuento de colonias y se multiplica por el factor de dilución para obtener las UFC por mL.

INTERPRETACIÓN

a) En pacientes sin sonda vesical, la cuenta significativa de bacterias en orina

es la presencia de mas de 105

UFC / mL de un solo germen.

b) Los recuentos intermedios (103

- 104

UFC / mL) indican infección si el procedimiento de recolección de orina fue realizado correctamente.

c) Generalmente, el aislamiento de tres o más especies bacterianas indican que la muestra se ha contaminado por recolección inadecuada o demora en la siembra.



ColoraciónGram

Agar MacConkey

Agar Manitol

Sal

TSA

d) En pacientes con sonda vesical, cuentas bacterianas menores de 105

UFC / mL pueden tener significado, así también se pueden encontrar bacteriurias polimicrobianas hasta en casi 15% de enfermos.

e) En pacientes sin catéter se puede comprobar si el procedimiento de

obtención de muestra fue realizado correctamente observando la frecuencia

con la cual se informan recuentos de colonias intermedias entre 103

- 104

UFC / mL. En pacientes sin infecciones del tracto urinario, el recuento es nulo o se reduce a pocas colonias.

f) En muestras obtenidas por punción suprapúbica, el desarrollo de una sola colonia en el medio de cultivo indica infección del tracto urinario.

NOTA 1: Se usará asas de siembra 0.001 mL para todas las muestras de orina a excepción de aquellas procedentes de aspirados suprapúbicos, de infantes, de niños y de pacientes con tratamiento antimicrobiano, las cuales se inocularán con asas de 0.01 mL debido a que en dichos pacientes pueden haber infecciones del

tracto urinario asociados a recuentos menores de 105

UFC/ mL.

NOTA 2: De no contar con asa calibrada, utilizar tips estériles y micropipeta de 1µL o 10µL.

Sedimento Urinario

Agar CLEDLactosa (+)

Agar CLEDLactosa (-)



Los parámetros utilizados para obtener el recuento de UFC después del período fueron los siguientes:

Si existía crecimiento en todas las líneas de siembra, se consideraba un recuento 100,000 UFC/ml. Si crecía en la línea central y hasta la mitad de las líneas que interceptan a ésta, el recuento era de 75,000 UFC/ml.

Si crecía sólo en la línea central era compatible con un recuento de 50,000 UFC/ml. Cuando se obtenía crecimiento de sólo la mitad de la línea central de siembra, se consideraba que correspondía a un recuento de 25,000 UFC/ml.



ANTIBIOGRAMA, MÉTODOS DE DILUCIÓN Y DE DIFUSIÓN

INTRODUCCIÓN

En la práctica médica los quimoterápicos y antibióticos se emplean para el tratamiento de enfermedades infecciosas. Las bacterias se defienden desarrollando varios mecanismos que los llevan a resistir a los antimicrobianos. En la mayoría de los casos esta resistencia no es predecible. El laboratorio de microbiología ayuda al clínico haciéndole reconocer la sensibilidad y resistencia de una determinada bacteria por medio del Antibiograma.

El antibiograma puede realizarse por métodos de dilución o de disco – difusión.

MÉTODO DE DILUCIÓN

MATERIALES

- Solución de antibiótico que contenga 1000 unidades internacionales o microgramos.

- Tubos de 13 X 100 estériles. - Pipetas de 5 mL. - Cepa bacteriana, que contenga aproximadamente 100, 000 a 1 000, 000

microorganismos por ML. - Caldo de cultivo.

PROCEDIMIENTO

- Colocar 10 tubos de 13 X 100 estériles y tapados com algodón, enumerados del 1 al 10.

- Descongelar el antibiótico que contenga mil unidades por mililitro y diluir en proporción 1:5 en caldo estéril, obteniendo una concentración de 200 unidades por mililitro.

- Por medio de una técnica aséptica, colocar con una pipeta de 5 mL, 0.5 mL de caldo de cultivo estéril en los tubos marcados de 2 al 10.

- Agregar 0.5 mL del antibiótico con 200 unidades a los tubos 1 y 2. mezclar el contenido del 2do tubo y trasvasar 0.5 mL al tubo 3, continuando hasta el 9. retirar 0.5 mL del tubo 9; el 10 no recibe antibiótico y sirve como control.

- Agregar a todos los tubos 0.5 mL de la cepa bacteriana. - Incubar a 37°C el tiempo necesario para que el tub o control presente turbidez

por crecimiento bacteriano, por lo general 12 a 18 horas.

LECTURA E INTERPRETACIÓN

- La concentración de antibiótico va de 100 unidades a 0.3 unidades / mL en orden decreciente a la mitad.

- El último tubo que no presente turbidez, es la mínima concentración inhibitoria del antibiótico y se expresa en microgramos o unidades por mL (M.I.C.)



DILUCIÓN DEL ANTIBIÓTICO 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

B A C T E R I A

100 50 25 12.5 6.5 3.12 1.56 0.78 0.39 C

MÉTODO DE DIFUSIÓN

INTRODUCCIÓN

El método de disco difusión en agar es una manera práctica, fácil y rápida de realizar el antibiograma. El recomendado, es el método de Kirby – Bauer, con el que se ha logrado uniformizar criterios que toman en cuenta los conceptos de concentración mínima inhibitoria (M.I.C.) y de la concentración promedio en sangre de las drogas frecuentemente usadas.

MATERIALES

- Placas petri con agar Mueller – Hinton. - Torundas estériles. - Discos impregnados con diferentes antibióticos y quimioterápicos. - Pinzas estériles. - Tubos de prueba con 3 mL decaído tripticase soya sembrados con una cepa

bacteriana, con una turbidez (desarrollo comparable con el tubo N° 0.5 de la escala de Mac Farland (150 000, 000 gérmenes/mL)

PROCEDIMIENTO

- Sumergir la torunda en caldo tripticase soya con la cepa bacteriana, escurrir en las paredes del tubo y extender uniformemente en la superficie de la placa de agar Mueller – Hinton.

- Colocar con ayuda de pinzas los discos impregnados con diferentes antibióticos y quimioterápicos sobre la superficie del agar.

- Los discos deben quedar a una distancia de 20 mm entre ellos. - Incubar a 37 °C durante 24 horas.

LECTURA E INTERPRETACIÓN

- El diámetro de la zona de inhibición se mide con un vernier o una regla milimetrada, colocada debajo de la placa petri.

- El límite del área de inhibición esta dada por la inhibición completa del desarrollo tal como se puede apreciar a simple vista.

- Los milímetros de la lectura serán llevados a la tabla para traducir su interpretación a los términos de susceptible, intermedio y resistente.



Resultados Antibióticos y Quimioterápicos Susceptible Intermedio Resistente

EPSILON-TEST

Es una técnica que combina los métodos de difusión en agar y dilución para determinar la CIM. La sistemática es similar al método de difusión en agar pero en lugar de discos utiliza tiras de E-test . Estas tiras contienen un gradiente del antimicrobiano en la superficie inferior que difunde en el agar estableciendo un gradiente continuo del mismo a lo largo de la tira. Después de la incubación se forma una zona elíptica de inhibición del crecimiento y la CMI corresponde con el punto donde el área de inhibición del crecimiento intersecciona con la tira. CIM (concentración inhibitoria mínima) : menor concentración de antimicrobiano capaz de inhibir el desarrollo de una cepa bacteriana dada. CBM (concentración bactericida mínima) : menor concentración de antimicrobiano capaz de destruir una cepa bacteriana dada.

Método de Kirby – Bauer



UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA 2.2 MICROBIOLOGÍA ALIMENTARIA



PRACTICA N° 11ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE PRODUCTOS LÁCTEOS

INTRODUCCIÓN

El número total de microorganismos presentes en la leche o sus derivados por unidad de volumen o de peso es indicativo de las condiciones sanitarias de producción y conservación, así como de la vida comercial del producto. Recuentos bacterianos muy altos en leche cruda son indicativos de fuerte contaminación durante las operaciones de ordeño, manipulación o almacenamiento, o bien de conservación a temperatura de refrigeración insuficientes para retardar al crecimiento microbiano. En productos lácteos pasteurizados, altas cuentas bacterianas indican deficiente procesamientos y/o mala conservación.

Los valores obtenidos en los recuentos bacterianos de estos productos se toman como base para su clasificación en diferentes grados de calidad. De allí la gran importancia que esta determinación reviste, tanto desde el punto de vista del control de calidad a nivel de las industrias del ramo, como del control sanitario de las agencias gubernamentales.

Los métodos comúnmente utilizados para el recuento total de microorganismo en la leche y sus productos son el macroscópico en placas de agar y el microscópico directo. Ambos métodos al igual que otras técnicas microbiológicas aplicadas a estos productos, generalmente se rigen por las normas establecidas por la Asociación Americana de Salud Publica (“Standard Methods for the Examination of Dairy Products”) que a su vez han sido recomendadas y traducidas por la Organización Panamericana de la Salud (“Normas para el Examen de Productos Lácteos”).

TOMA DE MUESTRA PARA EL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO

Cuando las muestras de leche o derivados lácteos se destinan a análisis de tipo microbiológicos, es necesario tomar una serie de precauciones que además de garantizar la obtención de muestras verdaderamente representativas, eviten la contaminación por fuentes externas y la proliferación de la carga bacteriana ya presente en los productos. Entre esas precauciones destacan las siguientes:

a) Todos los equipos empleados en la toma de muestras deben encontrarse estériles y desinfectados antes de cada recolección. Por ejemplo, para tomar varias muestras de leche cruda puede emplearse un probador adecuado que se va esterilizando en un baño de agua hirviente (1 minuto) o una solución que contenga 250 a 500 ppm de cloro residual (“esterilización química”) cuyo exceso se elimina por enjuague en agua estéril a fin de evitar que el desinfectante contamine el producto, donde actuaría como inhibidor microbiano.

b) Tomar precauciones para evitar la contaminación externa, incluso de las manos de la persona que hace la operación.



c) Recolectar porciones representativas (no menos de 150 g) directamente de tanques, recipientes de transporte o pesada, pero no de envases al por menor, los cuales deben tomarse completos en numero proporcional al lote.

- Cuando el producto se encuentra en lata de tamaño comercial, se deben recolectar los envases completos cerrados. Una vez en el laboratorio, se eliminan las etiquetas de papel, se lava el exterior de la lata con agua tibia y jabón o detergente, y se desinfecta uno de sus extremos con solución de fenol al 5% o por inmersión durante 2 minutos en una solución de cloro conteniendo 100-200 ppm. Seguidamente la lata se agita, seca y se abre con un punzón previamente esterilizado en igual forma que la lata, dejando un orificio lo suficientemente grande como para introducir una pipeta estéril, con la cual se extrae la cantidad requerida para el análisis, o bien se transfiere el contenido a un frasco estéril.

En esta práctica se aprenderá a:

- Realizar la preparación y dilución de las muestras. - Realizar el recuento de microorganismos de aeróbios mesófilos viables. - Identificar patógenos.

MUESTRAS: Leche cruda y pasteurizada, queso de diferentes marcas

1. PREPARACIÓN Y DILUCIÓN DE LAS MUESTRAS DE ALIMENTOS : Método recomendado por el Internacional Standard organizatión (ISO).

a) EQUIPOS Y MATERIALES

1. Licuadora que alcance velocidades entre 8,000 a 45, 000 rpm. 2. Vasos de licuadora con tapa, resistentes a T° de esterilización. Vaso

estéril por cada muestra de alimento a ser analizado. 3. Balanza de capacidad no inferior a 2,500 g. y una sensibilidad de 0.1 g. 4. Tenedores, cuchillos, pinzas, tijeras, cucharas, espátulas previamente

esterilizadas en autoclave o por aire caliente. 5. Pipetas bacteriológicas de 1 mL graduadas al 0.16. Matraces o frascos que contienen 90 mL de diluyente. 7. Tubos (150 X 15 mm) que contienen 9 mL de diluyente.

b) PROCEDIMIENTO

1. Tarar el vaso vacío y pesar en el 10 +/- 0.1 g. representativos de la muestra del alimento.

2. Añadir un volumen diligente igual a 9 veces la muestra (90 mL). Así se obtiene la dilución 10-1 (el diluyente puede ser agua tamponada con fosfato).

3. Hacer funcionar la licuadora un tiempo suficiente según su velocidad para conseguir 15, 000 – 20, 000 revoluciones, teniendo cuidado que la duración de la operación no exceda de 2.5 minutos aún a bajas velocidades.



4. Agitar el homogenizado (dilución 10-1) y pipetear una porción de 1 mL en un tubo con 9 mL de diluyente, obteniéndose la dilución 10-2

5. Mezclar el líquido cuidadosamente, aspirando 10 veces con pipeta estéril.

6. Transferir con la misma pipeta 1mL a otro tubo conteniendo 9 mL de diluyente y mezclar con nueva pipeta estéril y se obtendrá la dilución 10-3

7. Repetir los pasos anteriores hasta conseguir el N° de diluciones deseadas.

REPRESENTACIÓN ESQUEMÁTICA DE LA TÉCNICA

1 mL 1 mL 1 mL 1 mL

Muestra

Dilución 10 -1

10 g.

90 mL Diluyente

10-2 10-3 10-4 10-5

B = Contiene 9 mL del Diluyente

Agregar 1mL de cada dilución a una placa estéril

Agregar 18 mL de Agar TSA licuado a cada placa

Llevar cada placa a la incubadora a 37°C por 24-48

Hrs.



2. NUMERACIÓN DE MICROORGANISMOS AEROBIOS MESOFILOS VI ABLES: MÉTODO: recuento estándar en placa o Pour Plate o recuento en placa por siembra en profundidad.

- Este método se recomienda para productos lácteos (Standard Methods for the Examination of Dairy Products 1972) y para alimentos congelados, enfriados, precocidos o preparados (ADAC, 1975) excepto que el úitimo especifica la temperatura de incubación de 35° C.

a) EQUIPOS Y MATERIALES

- Requisitos necesarios para la preparación y dilución de las muestras de alimentos.

- Placas petri (100 X 15 mm) - Pipetas bacteriológicas de 1.5 y 10 mL. - Baño maría regulada a 44 – 46 °C para mantener el agar licuado. - Incubadora regulada a 29 – 31°C. - Contador de colonias. - Agar plate count.

b) PROCEDIMIENTO

1) Preparar y diluir la muestra de alimento por la técnica adecuada. 2) Pipetear por duplicado a las placas petri estériles alícuota de 1 mL a partir

de la dilución 10 -1 10 -2 10 -3 10 -4 10 -5 y una alícuota de 0.1 mL de la dilución 10 -5 para obtener de 10 -1 a 10 -6 g. o mL. De muestra por placa petri. Se sugiere esta serie de diluciones sino se conoce el rango aproximado de N° de bacterias.

3) Agregar rápidamente a las placas petri 15 mL de agar licuado y temperado. Entre la preparación y la adición del agar no debe transcurrir más de 10 minutos.

4) Mezclar inmediatamente las alícuotas con el agar mediante movimientos de vaivén y rotación de las placas petri, se pueden seguir los siguientes pasos:

• mover la placa de arriba abajo 5 veces en una dirección.• Rotar 5 veces la placa en el sentido de las agujas del

reloj.

5) Como control de esterilidad, adicionar a placas petri, agar sin inocular y agar inoculado con el diluyente.

6) Una vez solidificado el agar, invertir las placas e incubarlas a 29°c – 31°C durante 48 +/- 3 horas.

7) Cómputo del recuento Estándar, en placa:

- Seleccionar 2 placas correspondientes a una dilución que contenga entre 30 y 300 colonias utilizando un contador de colonias.



- Tomar la media aritmética de los recuentos y multiplicar por el factor de dilución (reciproco de la dilución utilizada). Reportar el resultado como N° de microorganismos aeróbios mesófilos por gramo o mililitro según sea el caso

- Sí las placas de 2 diluciones consecutivas están dentro del rango de 30 – 300, computar el recuento para cada una de las diluciones y establecer la relación de los 2 recuentos. Si el cociente es menor que 2, reportar el promedio de los 2 valores. Si el recuento mayor contiene 2 veces o más al menor, en este caso se reportará el recuento menor.

8) Computo del estimado del Recuento Standard en placa.

- Si las placas de todas las diluciones muestran más de 300 colonias, dividir cada duplicado de placas de la dilución, más alta en secciones radiales convenientes (2, 4, 8) y contar las colonias en una o más secciones. Multiplicar el total en cada caso por el factor apropiado para obtener el N° de colonias por toda la placa. Promed iar los estimados de las 2 placas duplicadas y multiplicar por la dilución correspondiente. Reportar el resultado como un estimado del número.

- Si hubiese mas de 200 colonias por 1/8 de sección de la placa, multiplicar 1,600 (200 X 8) por la dilución y expresar el estimado como mayor que (>) el N° resultante. Ejem. 1600 X 10 -3 = 1600, 000/g ó mL

- Si no hubiese colonias en placas de la mayor concentración, reportar el estimado como menor que (<) una vez la dilución. Ejemplo: 10-1 = 0 colonias. Se reporta como < 10/g ó mL. Si se hubiese sembrado 0.1 mL, en este mismo caso se reporta < 100/g ó mL.

9) Expresión de resultados

- Se deberá reportar únicamente 2 dígitos significativos, ellos son el primero y el segundo (comenzando por la izquierda) del promedio de los recuentos. Los demás dígitos se reemplazarán por ceros. Ejemplo: 523, 000 se reportará como 520, 000 = 52 X 104 g ó mL de alimento según sea el caso.

- Si el tercer dígito de la izquierda es 5 ó mayor que 5, adicionar una unidad al segundo dígito (redondear). Ejemplo: 83, 600 se reportará como 84, 000 = 84 X 103/ g ó mL de alimento.

- Si el recuento en placa se utiliza para determinar la aceptación o rechazo de un lote de alimento, únicamente se considerará el recuento estándar en placa, nunca el estimado del recuento, éste es útil solamente como una aproximación primaria en la determinación de la calidad microbiológica.



RECUENTO ESTÁNDAR EN PLACAS DE AGAR (RECUENTO DE AEROBIOSMESÓFILOS)

El recuento estándar en placas (REP) o recuento de aerobios mesófilos, es un método macroscópico, empírico, universalmente utilizado para determinar en forma aproximada la carga bacteriana. Esencialmente consiste en determinar el numero de colonias que se desarrollan cuando se siembra una cantidad medida o pesada de muestras, en placas de agar de composición estándar preparadas bajo condiciones estipuladas, a objeto de obtener reproductividad en los resultados en diferentes laboratorios. Los resultados obtenidos por este método permiten establecer la calidad sanitaria de la leche. Una comparación de los resultados obtenidos en la leche antes y después de ser pasteurizadas, permite deducir la resistencia de los microorganismos presentes en el producto a la acción del calor. Un conteo superior en el producto pasteurizado indica recontaminación post-pasterización o bien presencia de microorganismos termofílicos.

Este método puede aplicarse tanto a la leche y derivados fluidos como a los productos lácteos semisólidos o sólidos, variando fundamentalmente el procedimiento de preparación de las diferentes muestras y de la primera dilución. Particularmente en los productos sólidos es necesario pesar la muestra directamente sobre una botella de dilución bajo condiciones asépticas.

Utilizando un medio selectivo sólido en placas como el agar-lactosa- desoxicolato-formiato o agar bilis-rojo neutro-cristal violeta. Los medios sólidos se emplean generalmente para el control sanitario de leches pasteurizadas, con el objeto de establecer si cumplen las normas sanitarias (máximo conteo de bacterias/mL). Tienen la ventaja de que permiten obtener resultados cuantitativos en una sola placa. Sin embargo, no se emplean cuando se necesita utilizar volúmenes grandes de muestra. Los coliformes crecen fácilmente en el agar lactosa-desoxicolato-formiato, ayudados por la presencia de lactosa que fermentan produciendo ácido que hace cambiar el pH y virar el indicador (rojo neutro) de amarillo a rojo; el desoxicolato inhibe el crecimiento de los gérmenes Gram positivos.

El periodo de incubación de las placas con este medio, no deber ser mayor a las 24 horas preferiblemente 20 horas, ya que otros microorganismos pueden crecer ocasionando confusión. Por ello solo se cuentan aquellas colonias rojas de diámetro mayor a los 0,5 mm, rodeadas de un alo de desoxicolato de sodio precipitado. Además las placas se deben preparar con una capa fina superficial de medio, superpuesta, para obtener las colonias de coliformes ligeramente por debajo de la superficie y evitar sean confundidas con colonias superficiales.

De manera similar se usa el agar bilis-rojo neutro-cristal violeta, donde la bilis y el colorante inhiben el desarrollo de los microorganismos Gram positivos, mientras que el rojo neutro actúa como indicador. Las bacterias coliformes crecen en este medio en 24 horas, formando colonias de color rojo púrpura (por debajo de la capa superpuesta) de 1-2 mm de diámetro, rodeadas de una zona rojiza de bilis precipitada.



PRUEBA PRESUNTIVA EN MEDIO SÓLIDO


- Pipetas estériles de 1mL; Placas de Petri estériles; Blancos de dilución 90 mL; Estufa de incubación; Equipo individual.

- Agar bilis-rojo neutro-cristal violeta.

MUESTRAS: Las mismas empleadas en la parte anterior.

PROCEDIMIENTO

1. Con pipeta de 1 mL, transferir porciones de 1 y 0,1 mL de la muestra homogénea a placas de Petri estériles, debidamente rotuladas (diluciones 1 y 10-1).

2. Cuando se requieren mayores diluciones (10-2, 10-3) preparar una dilución 1:100 (10-2) transfiriendo 1 mL de la muestra a un blanco de dilución (99 mL). Mezclar bien y sembrar volúmenes de 1 y 0,1 mL en placas rotuladas. En general el procedimiento es similar al del recuento estándar en placa.

3. Verter 15-18 mL del medio sólido fundido (45 ºC) y mezclar. 4. Después que el medio se haya solidificado, agregar a cada placa un pequeño

volumen adicional (3-4 mL) del medio fundido para obtener una fina capa superpuesta.

5. Incubar las placas a 32 o 35 ºC por 18 - 24 horas. 6. Terminado el periodo de incubación, contar las colonias rojas típicas que

presenten un diámetro de 0,5 mm o mayor; multiplicar el recuento por la dilución correspondiente y expresar el resultado en términos de "ufc de coliformes por 100 mL".

REQUISITOS MICROBIOLÓGICOS PARA LA LECHE CRUDA Y PASTEURIZ ADA

La norma COVENIN clasifica la leche cruda según el número de aerobios mesófilos en cuatro categorías:

CATEGORÍAS UFC/ML

Categoría A Hasta 500.000

Categoría B 500.001 a 1.500.000

Categoría C 1.500.001 a 5.000.000

Sin clasificación más de 5.000.000

Para leche pasteurizada se exige lo siguiente:

- Recuentos de Aerobios Mesófilos: máximo: 2,0 x 104 ufc/mL - Coliformes Totales: máximo: 93 NMP/mL.



PRACTICA N°12ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DE UNA MUESTRA DE AGUA

INTRODUCCIÓN

En el agua pueden encontrarse una gran variedad de microorganismos, los cuales afectan en mayor o menor medida a la potabilidad del agua y a sus características organolépticas. Además de la flora normal (Bacillus, Pseudomonas, etc.), en el agua pueden existir microorganismos contaminantes. Una de las fuentes principales de contaminación son las aguas residuales que contienen heces que pueden ser vehículo de transmisión de patógenos . Aparte del problema de transmisión de enfermedades, la contaminación del agua también acarrea otras consecuencias. Por ejemplo, la degradación biológica por los microorganismos de grandes cantidades de residuos orgánicos vertidos al agua hace disminuir rápidamente el oxígeno existente, creando un ambiente desprovisto de toda forma de vida que no sea anaeróbica: mueren los peces, disminuye la vida vegetal y se produce el hedor característico debido a las actividades de los microorganismos anaerobios.

Los microorganismos que aparecen en el agua pueden ser de varios tipos:

- Bacterias procedentes del agua: tienen una temperatura óptima de crecimiento de 25ºC.

- Bacterias procedentes del suelo: generalmente crecen por debajo de 25ºC. - Microorganismos procedentes del intestino del hombre y otros animales, que

crecen mejor a 37ºC.

OBJETIVO

- Preparación y Dilución de las Muestras - Numeración Coliformes Determinación del Numero Más Probable (NMP). - Identificación de Patógenos

MATERIALES

- Muestra de agua (unos 100 ml). - Medios de cultivo: Placas de YED (4), tubos de medio Caldo - Eosina Azul de Metileno (EMB). Tubos con 1 ml de agua estéril para diluciones.

Tabla estadística de “Número Más Probable” (NMP). Asa de vidrio, mechero

TOMA DE MUESTRA

Las muestras que tomaremos para el análisis deben ser representativas del agua a estudiar, para poder determinar a partir de ellas su calidad microbiológica de interés sanitario. Las muestras deben reflejar, por consiguiente, la composición microbiana del agua. Hay normas para la toma de muestras de aguas, según sus distintas procedencias (grifos, pozos, depósitos, lagos, ríos, manantiales, etc.). En cualquier caso, siempre para su recogida deben utilizarse frascos estériles y deben recolectarse cantidades comprendidas entre 500 y 1000 ml.



El análisis bacteriológico debe realizarse lo antes posible, una vez tomada la muestra, procurando que no transcurran más de 6 horas. En caso de que esto no fuera posible, se debe mantener la muestra a 4ºC y no retrasar el análisis más de 24 horas.

PRUEBAS PRESUNTIVAS

Las pruebas de fermentación presuntivas, para establecer la presencia de coliformes en el agua, puede efectuarse siguiendo lo siguiente:

a) Utilizando un medio liquido selectivo en tubos de fermentación (tipo Durham) como el caldo lactosado-bilis-verde brillante (CLBVB) o el caldo lactosado-peptona-recinoleato-formato. Estos medios se recomiendan cuando se desea analizar volúmenes relativamente grandes de agua (5 a 100 mL). En el CLBVB, el colorante (verde brillante) y la bilis actúan como inhibidores del crecimiento de las bacteria Gram positivas, pero permiten el desarrollo de las Gramnegativas; la lactosa sirve como sustrato a las bacterias coliformes que la fermentan en 48 horas a 32 o 35ºC, formando ácido y gas el cual es recolectado en los tubos de fermentación, demostrando el crecimiento de las bacterias coliformes. Cuando se emplean 5 tubos del medio liquido para cada una de 3 diluciones diferentes de leche (10, 1 y 0,1 mL) es posible obtener valiosa información, que con la ayuda de tablas especiales permite hacer un calculo aproximado del numero de bacterias posiblemente presentes en la muestra, resultado que se expresa en términos del "Número Mas Probable" de coliformes por unidad de volumen (Ej.: NMP/100 mL). En forma similar puede emplearse el caldo lactosado peptona-ricinoleato-formato, en el cual el ricinoleato sódico actúa como inhibidor de las bacterias Gram positivas, pero no de las Gram negativas, en tal forma que los coliformes crecen formando gas a partir de la lactosa, reacción que es acelerada por el formato de sodio.

NUMERACIÓN DE COLIOFORMES – DETERMINACIÓN DEL NÚMER O MÁS PROBABLE (NMP)

Método Norteamericano: recomendado para análisis de agua y alimentos (ADAC, 1975; APHA, 1976)

EQUIPOS Y MATERIALES

1. Los requisitos necesarios para la preparación y dilución de la muestra de alimentos.

2. Incubadora a 35 – 37°C. 3. Pipetas bacteriológicas de 1 mL; Asa de siembra.4. Medios de cultivo:

- Caldo Verde Brillante (Caldo BRILA), volúmenes de 10 mL en tubos de 150 X 15 mm, conteniendo tubos de fermentación invertidos (75 X 10mm)

- Caldo Laurilsulfato (LST), volúmenes de 10 mL en tubos de 150 X 15 mm, conteniendo tubos de fermentación invertidos.



- Agar Eosina Azúl de Metileno (EMB) o Agar Endo.

PROCEDIMIENTO

1. Preparar las muestras según la técnica ya descrita, para su preparación y dilución.

2. Pipetear 1 ml de cada una de las diluciones del homogenizado de alimento en tubos de caldo LST, utilizando 3 tubos por dilución.

3. incubar los tubos a 35 – 37°C por 24 horas.

4. Anotar los tubos que demuestren producción de gas (Prueba presuntiva).

5. De cada tubo que contiene gas, transferir una azada a tubos conteniendo Caldo BRILA o aislar sobre placas con Agar EMB o Agar Endo.

6. Incubar a 35 – 37°C por 24 – 48 horas.

7. Confirmar la presencia de bacterias coliformes por:

a. La formación de gas en caldo BRILA

b. La formación de colonias negras o con centro negro o la formación de colonias mucosas rosado – naranjas en agar EMB.

c. La formación de colonias rojas rodeadas de halo rojo en agar endo.

8. Anotar el número de tubos confirmados. Referirse a la tabla del NMP para expresar el resultado.

INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS

El agua se considera potable si los valores obtenidos en los ensayos están dentro de los límites establecidos por la ley.

Las normas legales vigentes exigen:

- Aerobios totales: No existe límite legal pero los valores máximos recomendados son:

- Coliformes: Coliformes totales: < 1 / 100ml. Coliformes fecales: < 1 / 100ml.



35-37°C por 24 hrs.

1 mL

1 mL

EMB

ENDO

Caldo Brila

Caldo E.C.

ENDO EMB

Diferenciación Bioquímica

DETERMINACIÓN DEL NÚMERO MÁS PROBABLE (NMP) DE COLIFORMES

Dilución 10 -1

10-2

1 mL

9 mL Diluyente AP

10-3

1 mL 1 mL

90 mL Diluyente

Tubos con caldo Lauril Sulfato conteniendo tubos de fermentación invertidos 35-37°C / 24-48 Hrs.

44.5 +/- 0.2°C X 24-48 Hrs. Formación de gas es + para coliformes fecales.



UNIDAD II: MICROBIOLOGÍA APLICADA 2.3 MICROBIOLOGÍA EN LA INDUSTRIA FARMACÉUTICA Y

COSMÉTICA



PRACTICA N° 13MONITOREO MICROBIOLÓGICO DE AMBIENTES

SUPERFICIE Y PERSONAL

INTRODUCCIÓN

El local donde se va a elaborar medicamentos o cosméticos, debe ser construido especialmente para este fin. Los ambientes deben reunir condiciones adecuadas de iluminación, ventilación, temperatura y humedad. El control microbiológico de las áreas de procesamiento, superficies de pisos, mesas, maquinaria y personal ayudará a determinar:

- Si todas las áreas han sido apropiadamente limpiadas.

- Si el equipo esta siendo apropiadamente mantenido.

- Si los medios de limpieza y desinfección especificadas están siendo usados o han sido cambiados.

- Si el personal esta siguiendo las instrucciones señaladas.

- Si la incidencia de patógenos específicos aumenta.

- Si los programas necesitan ser modificados.

MATERIALES Y MEDIOS DE CULTIVO

- Tripticasa soya agar pH 7.3 en placas petri de 100 X 15 mm.

- Agar oxitetraciclina glucosa en placas petri de 100 X 15 mm

- Torundas estériles de algodón.

- Plantillas de hojalata o aluminio de 10 x 10 cm.

- Tubos de prueba con 10 mL de agua peptonada + tween 80.

- Pipetas de de 1 mL 1/10.

- Extensores de vidrio estériles.

METODOLOGIA

Monitoreo de aire Método de Sedimentación

Monitoreo de superficies y Equipos Método de Hisopado

Monitoreo de Personal Método de Hisopado



PROCEDIMIENTO: MÉTODO DE SEDIMENTACIÓN: Exponer las placas de la siguiente manera:

1. Una placa por cada 10 a 11 m de área, con un mínimo de una placa por ambiente o pasadizo.

2. Una placa debe ser expuesta en él área de tráfico máximo, con una corriente normal de aire.

3. Cada placa expuesta por el tiempo indicado de acuerdo al ambiente a controlar (15 a 30 minutos).

4. Para exponer la placa esta se coloca sobre un papel blanco y se retira la tapa a un costado.

5. La incubación se realiza por el tiempo y la temperatura determinado por los medios de cultivo, así para el caso de TSA será de 37°C x 48 horas y Agar Oxitetraciclina (OGA) a 22°C x 72 horas.

6. Hacer el recuento de colonias y reportar por placa.

METODO DE HISOPADO PARA SUPERFICIES

1. Escoger la superficie a muestrear.

2. Humedecer la torunda con agua peptonada + tween 80, eliminar el exceso. 3. Colocar la plantilla sobre la superficie escogida.

4. Hisopar primero en sentido vertical, luego horizontal y finalmente diagonal.

5. Colocar las torundas en agua peptonada para revivificar por 20 minutos.

6. Sembrar en el agar TSA y OGA 0.1 mL de agua peptonada.

7. Incubar a 37°C y 25°C respectivamente por 48 hor as.

8. Hacer recuento de colonias y reportar por cm2.

METODO DEL HISOPADO PARA EL PERSONAL

1. Escoger la zona a muestrear (manos, puños, gorro, mandil, etc).

2. Seguir el procedimiento para superficies pero sin usar plantilla.

3. La temperatura y tiempo de incubación son similares que para superficies.

4. Hacer el recuento de colonias y reportar N° de c olonias por zona muestreada.



DIAGRAMA DE TRABAJOCONTROL HIGIENICO DE SUPERFICIES

MÉTODO DEL HISOPADO O DE LAS TORUNDAS

Torundas estériles Agua

peptonada con Tween 80 10 mL

Revivificar por 20 Min agitando de cuando en cuando

Envase de vidrio estéril con 10 mL

de A.P.

TSA Agar Mac Conkey

Agar selectivo para

Estreptococos

AMS Agar Sabouraud

Incubar a 32°C por 48 Horas

Incubar a 20-22°C por 5 Días



RECUENTO DE MOHOS Y LEVADURAS

RECUENTO DE BACTERIAS

Colonias de levaduras en placa de petri

Colonia de moho en placa de petri



PRACTICA N° 14CONTROL MICROBIOLÓGICO DE CREMA DE BABA DE CARACOL

INTRODUCCION

Los ensayos de control sobre la contaminación microbiana deben entenderse tanto en forma cualitativa como cuantitativa. Según esto, en los medicamentos y cosméticos no debe haber agentes de enfermedades, y el contenido de saprofitos no debe sobrepasar los valores limites definidos, para evitar variaciones de un medicamento y/o cosmético en cuanto a su aspecto, olor, color, sabor, consistencia, descomposición, intolerancia, disminución de activadas y otros.

OBJETIVOS

- Determinar el número de microorganismos aerobios viables, recuento de hongos y levaduras y la ausencia de determinadas especie patógenas.

- Según la Farmacopea USA XXX capitulo “Microbial Limit Test” se prescribe para todos los productos farmacéuticos, desde materia prima, producto semi-elaborado y producto terminado.

- En industria cosmética el test es prescrito para cremas, shampoo, sombras, polvos compactos, lápices labiales, existiendo solo una variación en el procesado de las muestras.

TOMA DE MUESTRAS

- Los principios para tomar una muestra representativa en exámenes químicos y físicos, así como en ensayo con animales, son también validos para los ensayos microbiológicos.

- Las muestras se tomaran asépticamente, evitando la posibilidad de contaminaciones secundarias. Realizadas por personal especializado.

- La USP XXX prescribe, para el examen microbiológico de un lote la toma de 03 muestras representativas, cada una conteniendo 10mL o 10g.

- De estas, una muestra esta destinada a la determinación del N° de gérmenes y 2 muestras, a la determinación del tipo de gérmenes.

- La cantidad de 10mL o 10g deberá estar constituida por muestras individuales cuyo contenido será a su vez 1mL o 1g. La muestra individual deberá provenir de por lo menos 10 envase o, en caso de tratarse de material a granel, de por lo menos 10 recipientes.



PREPARACION DE LA MUESTRA

LIQUIDOS

- Pueden ser soluciones verdaderas o suspensiones en vehiculo acuoso, o alcohólico (no mas del 30%). Diluir.

LIQUIDOS INMISIBLES, UNGUENTOS, CREMAS Y CERA.

Agregar cantidad mínima de un emulsificante (Tween 80). Homogenizar. Calentar a 40°C. Proceder como para una suspensión.

Cuando contienen inhibidores usar el método de filtración por membrana.

Para el examen del número de gérmenes, la muestra deberá diluirse en forma rápida y homogénea, bajo condiciones estériles.

MEDIOS DE CULTIVO

1. Agar peptona de soya y caseína digerido pH 7.3 +- 0.2 2. Caldo peptona de soya y caseína digerido pH 7.3 +-0.2 3. Caldo lactosa pH 6.9+-0.2 4. Agar Vogel Jonson 5. Agar Cetrimide 6. Agar Mac Conkey. 7. Agar Xilosa – lisina Desoxicolato o Agar SSA.

DILUYENTE: Solución amortiguadora de fosfatos pH 7,2 +- 0,1 (USP XXX)

PROCEDIMIENTO

1. Transferir el contenido de la muestra colectada según el tipo de producto para balón de 125 mL estéril, agitar lentamente, tomar 1mL y transferir para balón de 125ml. Adicionar 9mL de agua peptonada 0.1% estéril (dilución 10-1) tomar 1mL y transferir para balón de 125mL estéril, adicionar 9mL de agua peptonada 0.1% estéril (diluir 10-2), tomar 1mL y transferir para balón de 125mL estéril, adicionar 9mL de agua peptonada 0.1% estéril (dilución 10-3). Efectuar las operaciones en zona aséptica.

2. BACTERIAS: Emplear placas de petri 100x20mm. Separar dos placas para cada dilución, dispersar 1mL de cada dilución en cada placa y 15-20mL de medio Agar Caso licuehecho a 45ºC, esperar solidificar incubar a 37ºC +/- 2ºC durante 72 horas y hacer la lectura diaria.

3. HONGOS Y LEVADURAS: Emplear placas de petri 100x20mm. Separar dos placas para cada dilución, dispersar 1mL de cada dilución en cada placa y 15-20mL de medio Sabouraud 4% Dextrose Agar licuehecho a 45ºC, esperar solidificar. Incubar 20-25ºC durante 7 días.



4. CALCULOS: Calcular la media aritmética de cada dilución a partir de los valores obtenidos de las placas. Calcular el número de microorganismos por gramo o mililitro para cada dilución, multiplicando el número de colonias de la placa por la dilución usada y relatar la media aritmética de los resultados.

Ejemplo.

DILUCION COLONIAS POR PLACA UFC/G ó mL 1:10 293 293X101 1:10 213 213X101 1:100 119 119X102 1:100 100 100X102

1:1000 41 41X103 1:1000 12 12X103

2930+2130+11900+10000+41000+12000 PROMEDIO 6

= 13.326 UFC/G ó mL

Limites: Bacterias: ‹ 1000 UFC/mL o g.

Hongos y Levaduras: ‹ 100 UFC/mL o g.

PATOGENOS

INOCULACION: Transferir con el auxilio de una pipeta 1mL de la muestra para un tubo de ensayo conteniendo 10mL de Caldo Lactosa conteniendo 1 tubo colocado invertido de Durham y para un tubo de ensayo conteniendo 10mL de Caldo Caseína.

INCUBACION: Incubar los tubos de Caldo Lactosa y Caseína en estufa entre 35 a 37 ºC por 24 horas.



PRACTICA N° 15CONTROL MICROBIOLÓGICO DE ENVASES

MUESTREO

Se debe elegir un número representativo del lote a examinar que variara de acuerdo al número total de unidades. En ningún caso debe ser inferior a 5 el número de envases a controlar.

MEDIOS DE CULTIVO.

- Agar triptona extracto de levaduras (TYA) para la numeración de microorganismo aerobios viables.

- Agar Sabouraud o Agar glucosa extracto de levaduras (OGA) para la numeración de hongos y levaduras.

a. METODO

Cada uno de los envases seleccionados en el muestreo, se lavan con un volumen conocido de agua peptonada, agitando normalmente el recipiente 25 veces, cada uno de estos volúmenes se utilizara luego como si fuera una muestra liquida, procediéndose a realizar la siembre de 1 mL y 0,1 mL, por duplicado en placas de petri estériles.

Añadir el agar de recuento, mantenido a una temperatura de 45° +-1°C y proceder a la incorporación de la muestra en el agar mediante movimiento de las placas. Dejar solidificar e incubar a 30°C por 24-48 horas para la numeración de microorganismos aerobios viables y de 5 días a temperatura ambiente para la numeración de hongos y levaduras.

b. RESULTADOS.

Los resultados se expresan siempre en número de microorganismos por envase, hay que tener en cuenta las diluciones empleadas.

ESQUEMA

(TYA)

(OGA) (TYA)

(OGA)

1mL

1mL 0.1mL

0.1mL

Agregar un volumen conocido de Agua Peptonada

TYA: Incubar a 37°C por 24 -48 hrs.OGA: Incubar a 22°C por 3-5 días



PRACTICA N° 16CONTROL MICROBIOLÓGICO DE LÁPICES LABIALES

PRODUCTO COSMÉTICO

Toda sustancia o preparado destinado a ser puesto en contacto con las diversas partes superficiales del cuerpo humano (epidermis, sistema piloso y capilar, uñas, labios y órganos genitales externos) o con los dientes y las mucosas bucales, con el fin exclusivo o principal de limpiarlos, perfumarlos, modificar su aspecto, y/o corregir los olores corporales, y/o protegerlos o mantenerlos en buen estado.

El control microbiológico de productos cosméticos parte desde el análisis microbiológico de la materia prima, del producto en proceso y de los productos cosméticos terminados.

PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS

� Una vez que se recibe una muestra de un producto cosmético, ésta se debe analizar lo más pronto posible, sin embargo, cuando es necesario almacenarla se debe hacer en un lugar limpio que se encuentre a temperatura ambiente. Las muestras nunca se deben incubar, refrigerar o congelar antes o después de su análisis microbiológico.

� Es importante inspeccionar cuidadosamente el aspecto que presenta la muestra en el momento que se recibe y se debe anotar cualquier irregularidad que se observe en el envase.

� Antes de abrir el envase y tomar la muestra del producto para realizar el análisis microbiológico, se debe desinfectar su superficie con cualquiera de las siguientes soluciones desinfectantes:

� Etanol al 70% (v/v) y HCl al 1% en agua. � Glutaraldehído al 2%.

� Para hacer el análisis microbiológico es importante utilizar una porción representativa del contenido de la muestra. Cuando se trata de productos que contienen menos de 1 g o menos de 1 mL, se debe analizar el contenido completo del envase.

� Todas las manipulaciones de la muestra se deben realizar asépticamente.

CREMAS Y PRODUCTOS CON BASE OLEOSA

TOMA DE LA MUESTRA

Abrir el estuche y raspar asépticamente la superficie del labial con una espátula estéril. Colocar la muestra en un frasco de dilución o en un tubo estéril con tapa de rosca hasta alcanzar el peso deseado.



INCORPORACIÓN DE LA MUESTRA AL MEDIO DE CULTIVO

Este es el grupo de productos que, por su naturaleza, presenta las mayores dificultades para la incorporación de la muestra en el medio de cultivo. Para lograr su incorporación se pueden aplicar los siguientes procedimientos:

1. Tratamiento previo de la muestra con Tween 80. Para ello:

� Pesar asépticamente la cantidad de muestra requerida en un tubo de ensayo con tapa de rosca o en un frasco de dilución estéril.

� Añadir Tween 80. � Mezclar la muestra con el Tween utilizando una espátula estéril. � Añadir la mezcla al medio de cultivo e incorporar por agitación.

2. Agregar Tween 80 al medio de cultivo e incorporar la muestra por agitación.

� La cantidad de Tween 80 a añadir (puntos 1 y 2) dependerá de la cantidad de muestra pesada.

NOTA: En los dos casos anteriores (puntos 1 y 2) la cantidad de Tween 80 añadido se toma en cuanta para añadir la cantidad de medio de cultivo adecuada para preparar la dilución. Por ejemplo si se pesó 1 g de muestra y se añadió 1 mL de Tween 80, sólo se añaden 8 mL del medio de cultivo.

3. Agitación.

� Manual, por agitación del frasco de dilución con el medio de cultivo y la muestra.

� Añadiendo perlas de vidrio estériles al frasco de dilución que contiene el medio de cultivo y agitar manualmente.

� Utilizando licuadoras. En este caso se debe:

a) Pesar asépticamente la cantidad de muestra necesaria en un frasco de vidrio estéril (al que puedan adaptársele las aspas de la licuadora) que contenga el medio de cultivo.

� Colocar las aspas de la licuadora previamente esterilizadas. � Invertir el frasco y colocarlo sobre el motor de la licuadora. � Encender el motor de la licuadora a velocidad media por no más de

un minuto, para evitar que los microorganismos presentes sean destruidos.

NOTA

Si la muestra ya ha sido pesada en el frasco de dilución se puede pasar asépticamente todo el contenido del frasco de dilución (muestra más medio de cultivo) hacia el frasco con las aspas de la licuadora y licuar. La muestra se puede incubar en el mismo frasco cambiando las aspas de la licuadora por una tapa estéril.



4. Calentamiento

� Hay productos que funden a bajas temperaturas y esto puede ayudar a la incorporación de algunas muestras de naturaleza oleosa.

� Este calentamiento se realiza colocando el frasco de dilución con la muestra en un baño de maría a una temperatura no mayor de 40 °C por 3 minutos para evitar la destrucción de los microorganismos presentes.

NOTA

- Estas opciones que se presentan para la preparación de los productos con base oleosa no son únicas, ni tampoco es necesario aplicarlas en el orden que hemos indicado. Algunas muestras sólo necesitan de uno de estos procedimientos para quedar totalmente incorporadas en el medio de cultivo, sin embargo, en otros casos puede llegar a ser necesario utilizarlos todos estos pasos. El procedimiento a seguir va a depender de la naturaleza del producto a analizar y es el microbiólogo quien debe tener suficiente criterio para elegir la manera de resolver los problemas a medida que éstos se van presentando.

- La cantidad de Tween 80 a añadir dependerá de la cantidad de muestra pesada (generalmente se añade la misma cantidad que fue pesada de la muestra).

- La cantidad de Tween 80 añadido se toma en cuenta para añadir la cantidad de medio de cultivo adecuada para preparar la dilución. Por ejemplo si se pesó 1 g de muestra y se añadió 1 mL de Tween 80, sólo se añaden 8 mL del medio de cultivo.



REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA

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- Microbial Life Perry J, Staley JT, Lory S. Sinauer Ass Publishers Inc. MA. 2002.

- Ecología microbiana y Microbiología ambiental Atlas R M, Bartha R Pearson Educación. Madrid, 4a ed. 1998.

- Microbial ecology and infectious disease Rosenberg E ed. ASM Press. Washington . 1999.

- Biología de los microorganismos. Brock T D, Madigan M T, Martinko J M, Parker J. 8° Ed, Prentice Hall Madrid, 1999.

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- Microbes in action: A laboratory Manual of Microbio logy . Seeley H W, Vanderrmark P J, Lee J, Freeman W H. 4th edition 1991.

- General Microbiology . Schlegel H G 7th edition Cambridge University Press UK 1997.

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- Encyclopedia of Microbiology . Lederberg J. Academic Press, Inc. USA. 1992.

- Microbiología en PrácticaVullo D L, Wachsman M B, Alché L E Editorial Atlante S.R.L. Buenos Aires, 2000.

- Introducción a la MicrobiologíaTortora G J, Funke B R, Case C L. Editorial Acribia SA, Zaragoza España, 1993.

- Diagnostic Microbiology Koneman E W, Allen S D, Janda W M, Schreckenberger P C, Winn W C Jr. 5 th Edition, Lippincott, Philadelphia, 1997.

- Antibiotics in Laboratory Medicine Lorian, Victor Editor, Williams & Wilkins, Baltimore USA, 1980.

- Inmunología e InmunoquímicaMargni R A, 5° edición Editorial Médica Panamerican a 1996.

- Inmunología. Fundamentos Roitt, I M, Delves, P J, 10a Edición, Editorial Médica Panamericana, 2003.

- Pruebas Bioquímicas para la Identificación de Bacte rias de Importancia Clínica MacFaddin 3ra Edición, Editorial Médica Panamericana, 2003.



MICROBIOLOGÍA BÁSICA INTERNET

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MICROBIOLOGÍA CLÍNICA INTERNET

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MICROBIOLOGÍA ALIMENTARIA INTERNET

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MICROBIOLOGÍA INDUSTRIA FARMACÉUTICA Y COSMÉTICA IN TERNET

http://www.bact.wisc.edu/Microtextbook/index.php?module=Book&func=toc&book_id=3www.vet.unicen.edu.ar/Tecnologia/TP5.htmhttp://www.vet.unicen.edu.ar/Tecnologia/TP2.htmhttp://www.ucv.ve/Farmacia/Micro_web/Catedras02/GuiaMicroCosm2004.pdf



ANEXO III: ESQUEMA DE RESULTADOS DE MICROBIOLOGÍA APLICADA

UN

IVE

RS

IDA

D IN

CA

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RC

ILA

SO

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LA

VE

GA

F

AC

ULT

AD

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Q.F

. HÉ

CT

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VIL

CH

EZ

CÁ

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DA

DIL

UC

ION

ES

Y D

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YE

NT

ES

. HO

MO

GE

NIZ

AC

ION

RE

CU

EN

TO

EN

PLA

CA

DE

AE

RO

BIO

S M

ES

OF

ILO

S (

RA

M)

1.- Pesaje de la muestra Se

pesan 10g del alimento

2.- Homogenización de la muestra

Se licuan 10g del alimento en 90 m

l de peptona 0.1%

3.- Diluciones seriadas Se hacen

diluciones pasando 1ml a 9ml de

peptona 0.1%

4.- Diluyentes Frasco con

90 m

l peptona 0.1% o

Solución salina estéril

Vortex Antes de sembrar

y al hacer diluciones se

debe homogenizar

1. Siembra en fondo Se

toma 1ml de la dilución a

sembrar

2. Colocar inoculo, Se coloca

el inoculo en una caja estéril

3. Medio SPC (Standard Plate

Count Agar, Se alista el medio

caliente

4. Servir el medio Se

sirven

aproxim

adamente

20ml

y se homogenizan

con el

inoculo haciendo

form

a de 8 suavemente en

ambas direcciones. Luego

se deja solidificar

y se

lleva a incubar.

5. Recuento Después de

incubar 48h a 37°C Se hace

el recuento en ufc/m

l

6. RAM Se observan

colonias de diferentes

morfologias.

UN

IVE

RS

IDA

D IN

CA

GA

RC

ILA

SO

DE

LA

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GA

F

AC

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CU

EN

TO

EN

PLA

CA

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CO

LIF

OR

ME

S T

OT

ALE

S Y

E. c

oli

1. Coliform

es en VRBA

La muestra se procesa

igual

que en RAM.

El

medio

empleado

es

el

Violeta R

ojo Bilis Agar. Se

observan

colonias

coliform

es

color

fucsia

rojizo.

2. Diluciones en VRBA Se

observan colonias coliform

es

(Fucsia-violeta) y no coliform

es

(rosadas claras).

3. Serie diluciones Se observa una serie de diluciones de coliform

es totales. La

primera caja viró a amarillo debido a la alta producción de ácido en el medio por

la población numerosa de coliform

es

4. Serie diluciones Se observan la distribución homogénea de la m

uestra, y la

congruencia de las diluciones

UN

IVE

RS

IDA

D IN

CA

GA

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RA

M y

rec

uent

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col

iform

es. E

l med

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plea

es

el P

apa

dext

rosa

Aga

r ac

idifi

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co

n ác

ido

tart

áric

o, e

l cua

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Se

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en P

DA

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CU

EN

TO

DE

Sta

phyl

ococ

cus

aure

us C

OA

GU

LAS

A P

OS

ITIV

O

1. Diluciones en PDA Se observa el crecimiento de

hongos y levaduras en PDA

2. Hongos en Dilución 10(-2)

Recuento de hongos: 1*10(2)

ufc/g

ó

ml

Recuento

de

levaduras:<

100 ufc/g ó m

l

3. Hongos en PDA Diversidad

fúngica

4. Levaduras en PDA

1. Diluciones en Baird Parker S. aureus, por

ser

telurito positivo origina unas colonias

negras. Se siembran las diluciones en superficie

del medio ya solidificado (0.1ml)

2. Halos Se observan las colonias

negras con los halos opacos de

lipólisis,

y

los

halos

claros

de

protéolisis típicos de S. aureus.

3. DNAsa Se observa una prueba

positiva

(Arriba,

S.

aureus)

y

negativa (Abajo,

S.

epiderm

idis),

después de adicionar

HCl

1N al

DNAsa agar crecido.

4. Staphylococcus aureus

Observe el viraje del medio a

amarillo

debido

a

la

producción de ácido a partir

de

la

degradación

del

manitol. Las colonias negras

se deben a la reducción de

telurito

UN

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CC

IÓN

DE

Sal

mon

ella

spp

1. Preenriquecimiento

no selectivo Se incuban

25g de la m

uestra en

225ml de peptona 1% por

24h a 37°C

2. Enriquecimiento

selectivo Se pasa 1ml del

caldo de

preenriquecimiento a un

tubo con 10ml de caldo

Rappaport, y se incuba a

44°C en baño m

aría por

24h.

3. Siembra por aislamiento

Se siembra por aislamiento en

medio selectivos y diferenciales

para Salm

onella spp.

4.

Salmonella en XLT

Obsérvese

las

colonias

negras

sulfuro +. El medio

se observa sim

ilar al XLD.

5.

Salmonella en Agar

Cromogénico Las colonias

moradas

típicas

de

Salm

onella

6. Salm

onella en Bismuto

Sulfito Observe las colonias

negras típicas de Salm

onella

7. Salmonella en Hektoen

Observe la colonia negra

verdosa típica de Salm

onella

8.

Salmonella-Shigella Agar

Observe

las

colonias

lactosa

negativa y sulfuros + típicas de

salm

onella (N

egras con borde

transparente)

9. Coliform

es y Salmonella XLT

Observe la diferencia entre coliform

es

(lactosa+) y Salm

onella (Lactosa-)

UN

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CÁ

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2.

Crecimiento

coliform

es

Se

observa la turbidez, y solo el tercer

tubo

es

positivo

para

coliform

es

porque presenta producción de gas en

la campana

NU

ME

RO

MA

S P

RO

BA

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CA

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BIL

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DE

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ION

DE

Vib

rio c

hole

rae

1. CBVB Este medio

se

debe

preparar

siempre con campana

de durham,

la cual

debe quedar sin aire

para poder detectar la

ferm

entación

de

la

lactosa

con

producción de gas por

parte

de

los

coliform

es

3. No Coliform

es Aunque se observa

turbidez en los tres tubos, no hay

coliform

es porque no hay producción

de gas en la campana

4.

Confirm

ación Todos

los

tubos

que den positivos

se

deben

confirm

ar

en

Eosin

Methylene Blue (EMB) agar. Se

observa el brillo m

etálico típico

de E. coli.

2. Aislamiento Se hace pase por

aislamiento en Tiosulfato Citrato

Sales Biliares Sacarosa (TCBS) agar

y se incuba a 37°C por 24 horas

1.

Enriquecimiento

25

g

del

alimento en 225ml de peptona alcalina

y se incuban a 37°C por 6 horas

3. TCBS Se observan las

colonias

amarillas,

pequeñas,

sacarosa

positivas

en

el

medio

TCBS. Se debe confirm

ar

con pruebas bioquím

icas al

menos 3 colonias.

4. Oxidasa Se pasan 3 colonias a

Agar nutritivo para hacer pruebas

bioquím

icas.

Vibrio

cholerae

es

oxidasa positiva (derecha). A la

izquierda se muestra un control

negativo

5.

Azucares

Se

muestran

los

azucares,

glucosa

positivo y sacarosa

positivo en medio

rojo de fenol el cual

vira a amarillo con

los ácidos producto

de la degradación

de las m

ismas. A la

derecha se m

uestra

el tubo control

UN

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CO

SM

ET

ICO

S Y

FA

RM

AC

OS

1.

Cosméticos

y

Fárm

acos

Se

analizan

Productos

Cosméticos

y

Fárm

acos

para

realizar

análisis m

icrobiológicos. Es

importante recordar

que

para

productos

grasos

como cremas es necesario

que el agua peptonada al

0.1% donde se realizará la

dilución contenga Tween

80 al 1% para emulsionar

la grasa

2. Desinfección Es muy

importante desinfectar

el

envase

antes

de

analizarlo, con Alcohol

2b. Desinfección

3. Toma de la M

uestra Se

toman 10g o ml

de la

muestra

para

realizar

diluciones

4. Homogenización de la muestra

5. Muestra Homogenizada

6. Siembra en Fondo Se procede a sembrar en fondo o en

superficie, dependiendo del tipo de análisis a realizar (Recuento de

Aerobios m

esófilos, Coliform

es Totales, Escherichia coli, Hongos y

Levaduras, Bacillus cereus, etc.)

7. Siembra en Fondo

8. Medio de Cultivo

UN

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SO

DE

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RO

L D

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IEN

TE

S; S

UP

ER

FIC

IES

; OP

ER

AR

IOS

1. Prueba de Ambientes Se

expone una caja abierta de SPC

y otra de PDA en el ambiente

por

15 minutos. Luego se

incuba SPC 48horas a 37°C y

PDA 5 días a 25°C.

2. Hisopado Se muestrea la

superficie con un hisopo estéril,

el

cual

se

humedece

en

solución rinse y se pasa por la

superficie.

Este

hisopo

se

introduce en la solución rinse y

se transporta al

laboratorio

para su análisis.

3.

RODAC La caja RODAC

puede prepararse con SPC

para aerobios mesófilos y

PDA para hongos y levaduras.

Se m

uestrea la superficie por

contacto del

medio con la

misma

4. RODAC SPC Se observa

el crecim

iento de aerobios

mesófilos

5. RODAC PDA Se observa

el crecim

iento de Hongos.

6. AMBIENTES SPC • Se

observa el crecim

iento de

aerobios m

esófilos

7. AMBIENTES PDA

Se observa el

crecim

iento de hongos

y levaduras.

8. MANOS Sobre la superficie de

Violeta

Rojo

Bilis

Agar

se

presionan las yemas de los dedos

para enumerar coliform

es totales.

Se incuba la caja a 37°C por 24

horas.


Mg. Q.F. HÉCTOR VILCHEZ CÁCEDA

ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO DEL AGUA

Placa Agar Plate Count 1 Placa 2

10-2

10-3

10-4

10-5



RESULTADOS TÍPICOS DEL CRECIMIENTO EN CALDO LAURIL SULFATO TRIPTONA

RESULTADOS TÍPICOS DEL CRECIMIENTO EN CALDO VERDE B RILLANTE BILIS LACTOSA



TABLA DEL MPNEN ESTA TABLA SE CALCULA EL MPN USANDO 3 TUBOS POR DILUSIÓN

N° DE LOS TUBOS POSITIVOS ADENTRO

NO DE LOS TUBOS POSITIVOS ADENTRO

Primero Medio Último MPN Primero Medio Último MPN 0 0 0 <0> 2 0 0 0.091 0 0 1 0.03 2 0 1 0.14 0 0 2 0.06 2 0 2 0.20 0 0 3 0.09 2 0 3 0.26 0 1 0 0.03 2 1 0 0.15 0 1 1 0.061 2 1 1 0.20 0 1 2 0.092 2 1 2 0.27 0 1 3 0.12 2 1 3 0.34 0 2 0 0.062 2 2 0 0.21 0 2 1 0.093 2 2 1 0.28 0 2 2 0.12 2 2 2 0.35 0 2 3 0.16 2 2 3 0.42 0 3 0 0.094 2 3 0 0.29 0 3 1 0.13 2 3 1 0.36 0 3 2 0.16 2 3 2 0.44 0 3 3 0.19 2 3 3 0.53 1 0 0 0.036 3 0 0 0.23 1 0 1 0.072 3 0 1 0.39 1 0 2 0.11 3 0 2 0.64 1 0 3 0.15 3 0 3 0.95 1 1 0 0.073 3 1 0 0.43 1 1 1 0.11 3 1 1 0.75 1 1 2 0.15 3 1 2 1.2 1 1 3 0.19 3 1 3 1.6 1 2 0 0.11 3 2 0 0.93 1 2 1 0.15 3 2 1 1.5 1 2 2 0.5 3 2 2 2.1 1 2 3 0.24 3 2 3 2.9



RESULTADOS TÍPICOS DEL CRECIMIENTO EN EL CALDO E. C OLI

Agar EMB se aprecia las típicas colonias de E. coli y las colonias de Enterobacter que se asemeja al ojo de un pescado.

guía micro aplicada

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