COLECTA DE ARTROPODOS TERRESTRES Y ACUATICOS

RESERVA NATURAL EL NEME BIOLOGIA DE INVERTEBRADOS – I SEMESTRE 2015

ACTIVIDAD DE CAMPO CON FINES ACADEMICOS ADRIANA SAENZ APONTE MSc

INTRODUCCION Los artrópodos deberían importarnos mucho. Ellos constituyen el componente más numeroso de los ecosistemas, tanto en número de especies como de individuos. Son fundamentales para la polinización de muchas plantas, el control de insectos plaga y malezas; algunas especies se emplean para determinar la calidad de los ecosistemas, son fuente alimenticia para otros animales, poseen valor industrial, medicinal, forense y artístico y además son útiles para la investigación y la enseñanza. Por ello, ¿Cómo podríamos conservar y explotar de modo sustentable aquello que no conocemos?. En el caso de los artrópodos, esta tarea es ardua, pero lo primero que habría que hacer es comenzar a observarlos y colectarlos. De acuerdo a esto, es importante acercarse a las técnicas más usuales para colectarlos y preservarlos; ya se trate de especímenes terrestres o acuáticos, que vuelen o caminen por el suelo, adultos o inmaduros. La salida de campo constituye una excelente base para despertar la conciencia acerca del estudio de estos fascinantes metazoos. Dentro del proceso de formación profesional de un estudiante de Biología es necesario obtener conocimientos básicos con relación a los seres vivos, orientados a la comprensión de sus modelos estructurales, funcionales y de relación con el entorno, así como el entendimiento de las posibles vías evolutivas que han llevado a la diversidad actual. En este contexto, uno de los objetivos del curso de Biología de Invertebrados es el desarrollo de habilidades en la planeación y ejecución de diseños de muestreo en ecosistemas terrestres y acuáticos en campo. Para esto, se tiene programado una visita a la reserva natural el Neme en donde se desarrollarán actividades tendientes a la observación de especímenes en condiciones naturales (acuático, bosque de galería y sabana o vegetación abierta), reconocimiento de hábitos/hábitats, colectas manuales y manejo de trampas. Dado que los fines del proyecto de trabajo están enmarcados dentro de una actividad académica de estudiantes, los alcances están igualmente limitados en cuanto a la categoría taxonómica, que no siempre podrá alcanzar el nivel de especie, aunque se espera que si pueda ser útil para realizar adecuadas descripciones de los artrópodos en los ambientes que se visiten. El presente documento plantea los objetivos, resultados esperados y cronograma de trabajo planeado para la actividad de campo con fines de investigación básica, a realizarse entre el 2 al 6 de marzo del presente año en la reserva natural el Neme. TÉCNICAS DE COLECTA La colecta de artrópodos requiere una variedad de técnicas, debido al gran número de especies y de hábitos. La mayoría de las técnicas utilizadas responden a objetivos específicos de cada tipo de

estudio; sin embargo, pueden ser divididas de manera muy general en técnicas de colecta directas (activas, realizadas en las plantas, epifitas vasculares, cadáveres, hojarasca, suelo, musgo, hongos, troncos en descomposición, nidos de vertebrados e invertebrados, etc) y técnicas de colecta indirectas (pasivas, realizadas con trampas sin atrayentes, trampas con cebos y trampas de luz). Una segunda forma general de dividirlas, es por ambientes, teniendo colecta terrestre y acuática. OBJETIVO GENERAL Adelantar una actividad académica e investigativa, aproximándose al reconocimiento de artrópodos de ambientes acuáticos, bosque de galería y sabana o vegetación abierta en la reserva natural el Neme. PRODUCTOS A ENTREGAR La práctica se enfocará a observar y colectar artrópodos en diferentes hábitats y microhábitats. Se estudiará hábitat acuático, bosque de galería y sabana o vegetación abierta. En cada hábitat se colectará con técnicas similares. Se deberá entregar en las fechas indicadas en el programa de Biología de invertebrados luego de la salida de campo lo siguiente:

1. Material colectado debidamente preservado (montado en seco o preservado en etanol), e identificado a nivel de orden. Cada espécimen o frasco debe tener su etiqueta de localidad, otra con el método de colecta y hábitat/microhábitat, y una final con la identificación.

2. Un “informe” de campo. Este producto comprenderá el registro en una plantilla de Excel de

cada uno de los especímenes o lotes de especímenes (cuando estén en etanol) junto con un código único (asignado por el profesor). Detalles de cómo se realizará la matriz serán dados en clase. Esta plantilla contiene no sólo la identificación de los ejemplares sino también datos de su hábitat, microhábitat y tipo de colecta realizada. VALOR 15% (1Y 2).

3. Proyecto especial grupal: informe escrito en forma de articulo (VALOR 5%), las normas serán puestas en la plataforma bajo el nombre guía de autores; sustentación oral (VALOR 5%). LA PREGUNTA A DESARROLLAR EN LA RESERVA SERÁ SUSTENTADA ANTES DE IRNOS EN LOS LABORATORIOS MARTES 10 Y JUEVES 12 DE FEBRERO. ESTO INCLUYE TITULO, OBJETIVO Y METODOLOGÍA.

METODOLOGÍA DE MUESTREO Buena parte del éxito y funcionalidad del trabajo en campo es dependiente del correcto tratamiento que se de a los especímenes capturados. Si éste no es realizado en forma debida, se perderá tiempo, dinero y lo peor, se sacrificarán innecesariamente numerosos ejemplares. Los artrópodos marrones o de colores opacos capturados mediante colecta directa manual con pinzas, frasco aspirador o jama (red entomológica), DIFERENTES A LEPIDÓPTEROS (MARIPOSAS Y POLILLAS) Y ODONATOS (LIBÉLULAS, CABALLITOS DEL DIABLO), se deben sacrificar en cámara letal y no se guardan en alcohol. La cámara letal, en nuestro caso utilizaremos acetato de etilo o quita esmalte (componentes: acetona, acetato de etilo, etanol, agua y glicerina) y papel higiénico

o absorbente), luego los artrópodos se colocarán dentro de frascos plásticos con alcohol (siempre al 75%). Para esto es conveniente llevar consigo tres o cinco frascos plásticos de cierre hermético dentro del morral o canguro (el canguro es mucho más fácil de manejar) que se lleve a campo. Los artrópodos de colores brillantes deben sacrificarse solo por cámara letal. LEPIDÓPTEROS deben ser sacrificados mediante presión del tórax o inyección de alcohol en el tórax con jeringa de insulina. Este último método también puede emplearse para coleópteros grandes.

(www.google.com.co 2015)

Los ODONATOS deben sacrificarse estrictamente en cámara letal. En el campamento se montan en seco en papel opalina (libre de ácido) y rotulados con los datos básicos de campo. Cada ejemplar se introduce en un sobre de celofán con las alas plegadas y el abdomen extendido perpendicularmente. Estos deben ser almacenados en las sanduicheras para que no se dañen. El procedimiento de inmersión en Alcohol, debe utilizarse también para el material capturado en trampas tipo:

Pitfall

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Malaisse

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Jameo de golpe

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Jameo a lo largo de transectos

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Colecta de muestras de hojarasca para ser tratadas mediante técnica de saco Winkler (en este caso lo que sea capturado al final del proceso).

(www.google.com.co 2015)

NOTA Recuerde que el alcohol que contiene los insectos capturados mediante las trampas pitfall, lleva al menos 48 horas de evaporación, lo cual hace NECESARIO CAMBIAR EL ALCOHOL UNA VEZ SE LLEGA AL CAMPAMENTO, esto anulará el proceso de descomposición que con seguridad se inició al morir el organismo.

Los insectos grandes (más de 4 cm), lepidópteros (mariposas y polillas), Odonatos (caballitos del diablo, libélulas) o animales delicados colectados selectivamente (trampa o pinzas y sacrificados en cámara letal) o que caigan en las anteriores trampas, deben ser retirados inmediatamente muertos y guardados en sobres de papel milano. Es importante tener en cuenta que cada muestra debe ser guardada en frascos herméticos diferentes previamente marcados con la localidad, tipo de trampa y grupo (de estudiantes) mediante marcador indeleble y, adicionalmente, introducir una ficha de 1 x 2 cm. Toda muestra debe ser debidamente etiquetada EN CAMPO. En campo se etiqueta cada frasco/vial/sobre/muestra para que no haya error

en su identificación. De estas etiquetas se imprimirán 2 hojas en láser (en impresoras de tinta la etiqueta se borra dentro del alcohol) en cartulina opalina antes de ir a campo. En campo se añadirán los datos (con el rapidógrafo desechable) respecto al tipo de trampa y hábitat/microhabitat. Lo siguiente es un ejemplo de la etiqueta a usar. En sus etiquetas colocar el colector “F.Gomez” (el colector en este caso) por su inicial seguida de su apellido. El colector puede ser una sola persona del grupo, o más, pero para facilitar la impresión, se sugiere sólo colocar a uno.

Secuencia de datos:

País, Departamento o Provincia,

Municipio, Vereda, sitio, altitud en m,

fecha con meses en letras y año completo.

Colector. Método de captura; hora.

condición climática..

Ejemplo de una etiqueta de campo:

Colombia, Tolima, Coello, Reserva

Natural El Neme, 3.12345°N 73.12345°W, 40

m, 6 Mar 2014, A. Sáenz. 12-13 h.

Soleado. Col. Jameo en parcela.

RECUERDE: Odonatos, Lepidópteros e insectos de colores sacrificados mediante inyección o cámara letal deben ser guardados en sobres de papel milano. Todo el material capturado en sobres debe ser depositado en una sanduichera hermética de tamaño mediano que tenga silica-gel azul. El material depositado en frascos puede ser trasladado así al laboratorio pero recuerde llevar una bolsa de fibra para depositarlo en este. Nuevamente: recuerde que es ABSOLUTAMENTE NECESARIO COLOCARLOS A SECAR UNA VEZ SE LLEGA A BOGOTA. METODOLOGIA DE TRABAJO: El trabajo se centrará en la comparación de los artrópodos en dos unidades de paisaje: bosque de galería y sabana o vegetación abierta. La pregunta de partida es ¿Qué diferencias existen entre los artrópodos de los dos sitios?

El objetivo, es observar la variación de los órdenes en relación a número y abundancia de artrópodos en dos diferentes unidades de paisaje. Para contestar a la pregunta, la metodología propuesta es la siguiente: Se definirán dos sitios de muestreo, uno en cada unidad de paisaje. Cada grupo realizará el mismo trabajo en cada sitio para permitir su comparación. Cada grupo de tres personas realizará los siguientes muestreos en cada sito: - Una parcela de 30 x 30 m con 8 trampas pitfall, (figura 1), cada una con un trozo de 6 cm de

alambre dulce delgado inserto a un lado con un trozo de salchichón en la mitad. Cada trampa debe ser señalizada mediante la colocación de una tira de plástico de colores contrastantes (amarillo, rojo, azul o naranja) en una rama o sitio distinguible cerca de cada pitfall y tapada con una hoja de una planta.

Figura 1. Disposición de parcelas de trampas tipo Pitfall. En los círculos negros se debe colocar, además de la pitfall, dos juegos por parcela en cada área de muestreo de tres trampas tipo corner, una epigea, hipogea y arbórea.

2x10 m

15 m

15 m15 m

15 m

30 m

30 m2x10 m

15 m

15 m15 m

15 m

30 m

30 m

- Dos juegos de trampas tipo Corner, arbórea, epígea e hipógea cerca de los puntos de colocación de las pitfall, cebadas con trozos de salchichón. Cada trampa debe sujetarse a una rama o tronco cercano para impedir su ‘hurto’ por parte de vertebrados.

- Una parcela de trabajo de 3 m x 10 m para captura manual durante dos horas por tres observadores, dentro de la parcela general.

- Agitación de 4 árboles o arbustos, colectando artrópodos con sabana y colecta manual. - Recolección de 1 muestra de hojarasca de 1x1 m y extracción de artrópodos mediante método

Winkler. - Trampa de Luz (7 pm a 11 pm; noches 1ª, 2ª y 3ª). - Colecta a lo largo de transectos de longitud de acuerdo a la área (2º día). Cada muestra deberá colectarse en frascos tipo muestra de orina previamente marcados con la etiqueta de campo (introducida dentro del frasco).

EL MUESTREO ANTERIOR DEBE SER ANALIZADO POR CADA UNO Y SERA UN

PUNTO DEL EXAMEN FINAL.

COLECTA ACUATICA La colecta de insectos acuáticos se llevará a cabo principalmente en cuerpos de agua dulce. Puede hacerse de manera directa utilizando redes acuáticas, también llamadas redes de bentos, formadas por un mango rígido y la red plástica de malla fina.

Se coloca la red en contra de la corriente y se mueve el sustrato debajo del agua para que los organismos sean llevados por la corriente a la red. En sitios donde no hay corriente, se procede a mover la red en el fondo y a golpear en la vegetación acuática. En las orillas de ríos y riachuelos suelen existir diversas especies de insectos que se ubican debajo de las rocas o en la hojarasca, éstas pueden ser colectadas directamente moviendo el sustrato. Preservar los insectos en alcohol debidamente etiquetados. Se recomienda al llegar al campamento, cambiar el alcohol dado que la mayoría de veces se introduce agua o arena del sitio de muestreo. No olvide etiquetar los especímenes.

PROYECTO GRUPAL Cada grupo debe llevar una pregunta de investigación relacionada con artrópodos (por ejemplo comportamiento) a resolver en campo, de acuerdo a la programación general de la salida. Es importante indagar en relación a la localización, descripción y vegetación del sitio a visitar. Esto ayudará a un mejor planteamiento del problema.

PROGRAMACIÓN GENERAL

Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5 6:00-7:00 Llegada a PUJ, Organización

material. 6:30 h Desayuno 6:30 h Desayuno 6:30 h Desayuno 6:30 h Desayuno

Salida, Instalación de trampas bosque y vegetación abierta

Salida, colecta parcela bosque

Salida PROYECTO

Colecta parcela vegetación abierta.

Organización equipaje, equipo,

materiales.

Colecta en parcelas bosque, muestras

hojarasca.

Colecta parcela bosque

PROYECTO Colecta parcelavegetación abierta.

Regreso Bogotá

Almuerzo Almuerzo Almuerzo Almuerzo Almuerzo

Colecta en parcelas bosque, muestras

hojarasca

13:30 – 17:00 . PROYECTO

13:30 – 17:00 colecta parcela

vegetación abierta.

Muestreo acuático. Recolecta de

trampas

17:00 Comida 18:00 Comida 18:00 Comida Recolecta de

trampas

18:00 Montaje de Winkler. Salida

Muestreo nocturno.

19:00 Salida Muestreo nocturno.

19:00 Salida Muestreo nocturno .

Comida

23:00 Regreso 23:00 Regreso 23:00 Regreso

Organización material, trampas,

entrega de materiales.

IMPORTANTE Salimos el día lunes 2 de marzo desde la Universidad (entrada de la Cll 45 arriba de la 7), a las 7 am. Todos debemos estar a las 6:30. No olviden traer lo del costo del transporte. Quien no llegue a la hora indicada se queda pues no podemos esperar a nadie. No olviden llevar dinero adicional para comprar comida en el camino, y el transporte de vuelta a sus casas. No llevar cosas innecesarias (computadores, iPads, etc.). Si llevan cosas de valor, no las desatiendan durante el viaje. Lleven DOCUMENTOS DE IDENTIFICACIÓN: tarjeta de identidad, cédula y carnet estudiantil (incluyendo libreta militar los hombres). Además de carnet de EPS.

LISTADO DE MATERIALES PARA LA SALIDA DE CAMPO RESERVA EL NEME

BIOLOGIA DE INVERTEBRADOS I-2015 ADRIANA SAENZ APONTE MSc

MATERIALES A SER LLEVADOS POR CADA PERSONA El material que cada persona debe llevar a la salida es el siguiente (de carácter obligatorio): Botas pantaneras de canilla alta. 3 jeringas de insulina. Libreta de campo Lápiz y/o marcador indeleble de punta fina (0.1 o 0.5) resistente al alcohol (p.ejm. marca Staedtler) 3 hojas tamaño carta de cartulina opalina o papel similar (=resistente) 1 pinzas (pinzas, no depiladores) medianas o largas. Un morral (no mochila) o canguro mediano para llevar comida, agua y frascos. Seis frascos plásticos herméticos con tapa y llenos con alcohol. Una linterna en buen estado y bombillos de repuesto; si es de marca “Tigre” o “kittylight” recuerde probar que funciona antes de llevarla y lleve suficientes pilas. Una cachucha o sombrero. Azufre en polvo (para los “coloraditos”) [sugerido: “vick vapor rub”] Medicinas requeridas + preventivas (acetaminofén, ibuprofeno, suero oral, etc.) Recuerde llevar cantimplora, repelente (recomendado: DEET de alto porcentaje), impermeable y ropa amplia -o flexible, (se recomiendan dos pantalones, una camisa de manga larga, tres camisetas, la ropa NO DEBE SER DE COLOR VERDE OLIVA O CAMUFLADA). Una taza plástica con tapa para empacar el almuerzo, un frasco para bebida y cubiertos. Caladril o Vick vaporub. Las mujeres llevar cauchos o caimanes para recogerse el cabello, dado el clima. MATERIALES A SER LLEVADOS POR CADA GRUPO DE TRES PERSONAS: Dos rapidógrafos. 1 Sábana blanca de 1m x 2m. 2 rollos de Cinta de enmascarar Marcador indeleble 20 rectángulos de cartulina opalina de 14 x 6.8 cm (exactamente). 2 cuerdas de 150 metros (cabuya plástica) de color azul, rojo o amarillo con marcas cada 10 metros. Dejar libres en los extremos dos metros antes de iniciar la marcación. 25 vasos desechables de 10-11 onzas blancos o transparentes y de buena calidad. Cuerdas amarradas (de 50 cm y colores amarillo, azul o rojo). 2 frascos plásticos tipo frescavena grande (con tapa). 2 frascos de vidrio tipo Colcafé grande (Cámara Letal), anjeo para el fondo y material absorbente (e.g., papel higiénico/algodón) y recubiertos en su parte inferior por contac o cinta pegante transparente. 40 tiras de plástico azul, rojo o amarillo de 50 x 4 cm (o flaging). 30 sobres de papel milano blanco hechos sobre rectángulos de papel milano blanco 10 x 15 cm 30 segmentos de 6 cm de alambre dulce delgado.

Tijeras (mejor más de una) Talcos Etiquetas de localidad (ver archivo plantilla adjunto con datos de sitio y fechas) [ver como imprimir/usar las etiquetas]. Aspirador. Esquemas de varios aspiradores (Tomado de Martin 1977). Un aspirador se puede hacer fácilmente con un tubo de vidrio, una tapa de caucho, un pedazo de manguera de acuario, y un tubo de cobre o material similar. Recuerden poner una malla en el tubo que entra a la boca (o filtro) para evitar comer insectos.

MATERIALES PROVEÍDOS POR EL DEPARTAMENTO: - Trampas: Malaise (3), Winkler (4), trampa de luz (dos tipos) [incluyendo tela para trampa de luz] - Jamas - ETOH 75% - Acetato de Etilo - Palas - Guantes de carnaza - Frascos para colectar - Tiras de plástico para marcaje (=flagging) - Pinzas largas - Silica - Sanduicheras - Trampas corner BOTIQUIN DE PRIMEROS AUXILIOS El material proveído a cada grupo se entregará a un responsable del mismo (mediante lista y firma) la semana anterior a la salida en el laboratorio. Cada grupo se hará responsable del material asignado. La devoLución del material se hará a más tardar la semana siguiente a la salida. Elementos no entregados se darán por perdidos y se cobrarán. En dado caso, se deberá reponer el material (comprado nuevo y con factura) al llegar de la salida. Quienes no entreguen los materiales no podrán sustentar su trabajo especial de campo y tendrán 0.0 en esa nota (20% de la nota final).

INFORMACION DE INTERES Frascos de todo tipo pueden conseguir en: ENVASES LUIS E. RUÍZ Carrera 12 No 10-53, 2o. piso Telf. 2432426. Si los quieren nuevos pueden ir a: CENTRAL DE ENVASES PLÁSTICOS LTDA. Carrera 30 No 15-72. Las pinzas se pueden conseguir en (o los negocios de los alrededores): ELECTROCOMPONENTES EL IMPERIO ELECTRÓNICO Carrera 9 No. 19-55 Tel. 2842173, Carrera 9 No 19-50. Telf 2845060

REQUSITOS ANTES DE LA SALIDA DE CAMPO PARA ASISTIR

1. Tener las vacunas de fiebre amarilla y tétano. 2. Los estudiantes menores de edad deben enviar al correo

adriana.saenz@javeriana.edu.co, una carta de autorización de los padres en la cual permiten la asistencia a la salida de campo a la Reserva Natural el Neme. Esta debe ser enviada a más tardar el 20 de febrero. LOS QUE NO ENVIAN ESTO NO PODRAN ASISTIR A LA SALIDA DE CAMPO.

3. Los ESTUDIANTES DEBEN tener PAGA la SALUD y ENTREGAR el certificado DONDE CONSTA QUE ESTAN AL DIA CON EL PAGO de la EPS del MES de febrero. ESTO LO DEBEN ENTREGAR EL 23 DE FEBRERO.

4. LLENAR la ENCUESTA (autoreporte de estado de salud) que está en el enlace: http://recursostic.javeriana.edu.co/encuestas/index.php?sid=67474&lang=es. Para tal fin es necesario que el estudiante tenga los siguientes datos:

a. Nombre de la salida: COLECTA DE ARTROPODOS TERRESTRES Y ACUATICOS, RESERVA NATURAL EL NEME. b. Nombre del coordinador de la salida (profesor). Adriana Sáenz Aponte c. Correo electrónico del profesor. adriana.saenz@javeriana.edu.co d. Fecha de inicio de la salida 2 de marzo de 2015. e. Finalización de la salida 6 de marzo de 2015.

LA INFORMACION DEBE ESTAR LISTA EL 20 DE FEBRERO

5. Antes de la salida el estudiante debe llenar la Constancia de limitación de responsabilidad en salidas fuera del campus, imprimirla y llevarla a la dirección de

carrera. ESTO DEBE SER ENTREGADO EN LA CARRERA EL DIA 23 DE FEBRERO. En plataforma se dejará el archivo para que cada uno lo diligencie.