fusarium guttiforme nirenberg & o donnell ficha …...fusarium guttiforme es una plaga ausente...

SERVICIO NACIONAL DE SANIDAD, INOCUIDAD Y CALIDAD AGROALIMENTARIA

Dirección General de Sanidad Vegetal

Área: Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria

Código EPPO: S/Código

Fecha de actualización: Marzo 2016 Soporte Científico. Dr. Gustavo Mora Aguilera. Colegio de Postgraduados, Laboratorio Nacional de Referencia Epidemiológica Fitosanitaria. Responsable Técnico: MC. Héctor Gpe. Valencia Morales (Análisis Epidemiológico Fitosanitario)

Comentarios y/o sugerencias enviar correo a: [email protected] Pág. 1

ISBN: 978-607-715-143-2

FUSARIOSIS DE LA PIÑA

Fusarium guttiforme Nirenberg & O Donnell

Ficha Técnica No. 39

Fotografías: OIRSA, Comité Estatal de Sanidad Vegetal de

Quintana Roo, Ventura y Zambolim.

mailto:[email protected]







Contenido

IDENTIDAD................................................................................ 3

Nombre........................................................................................ 3

Sinonimia……………………………………………………………. 3

Clasificación taxonómica............................................................ 3

Nombre común................................................................……..... 3

Categoría reglamentaria............................................................. 3

Situación de la plaga en México................................................. 3

IMPORTANCIA ECONÓMICA DE LA PLAGA………….....…. 3

Impacto económico de la plaga……………………………………. 3

Riesgo fitosanitario.………………………………………………… 4

DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DE LA PLAGA……………... 4

HOSPEDANTES...................................................……………… 4

Distribución nacional de hospedantes....................................... 4

ASPECTOS BIOLÓGICOS......................................................... 5

Ciclo biologico…............................................................................ 5

Descripción morfológica.............................................................. 7

Síntomas...................................................................................... 9

ASPECTOS EPIDEMIOLÓGICOS............................................ 11

Sobrevivencia ……………………………………………………….. 11

Dispersión…………………………………..………………………... 11

Multiplicación ……………………………………………………….. 14

Método de diagnóstico ……………………………………………… 14

MEDIDAS FITOSANITARIAS ................................................ 15

Esquema de Vigilancia ……..…………………………………….. 15

Epidemiología fitosanitaria ………………………………………. 15

Método de muestreo ………………………………………………… 16

Alerta fitosanitaria……………………………………..………...... 16

Erradiacción …………………………………………………………. 17

Protección………………………………………………………….…. 20

BIBLIOGRAFÍA………………………………………………….….. 23








IDENTIDAD Nombre Fusarium guttiforme Nirenberg &

O´Donnell.

Sinonimia Fusarium subglutinans f. sp. ananas

Clasificación taxonómica

Phylum: Fungi

Clase: Ascomycota

Orden: Hypocreales

Familia: Nectriaceae

Género: Fusarium

Especie: Fusarium guttiforme

Nombre Común

Nombre común

Español Fusariosis de la piña

Inglés Fusariosis of the pineaple

Francés Fusariose do Abacaxi

Categoría reglamentaria

De acuerdo a la Norma Internacional para

Medidas (NIM) No. 5, Glosario de términos

fitosanitarios, cumple con la definición de

plaga cuarentenaria, ya que se encuentra

ausente en el país y puede potencialmente

causar pérdidas económicas en cultivos

hospedantes.

Situación de la plaga en México

Según la (NIMF) No. 8, Determinación de la

situación de una plaga en un área,

Fusarium guttiforme es una plaga ausente

en México: no hay registros de la plaga.

IMPORTANCIA ECONÓMICA

DE LA PLAGA

Impacto económico de la plaga

F. guttiforme es considerada la mayor

amenaza para el cultivo de piña, debido a

la susceptibilidad que presentan las

principales variedades de exportación

empleadas. Esta enfermedad afecta la

fruta y sobrevive en los hijuelos, rebrotes,

coronas y residuos vegetales que se

infectaron durante el ciclo de cultivo (Del

Monte, 2012).

En Brasil, esta plaga se distingue por la

frecuencia con que se produce y el daño

grave causado en las principales zonas

productoras. Las pérdidas son variables y

pueden llegar a más del 80% si la

fructificación se produce durante la

temporada de lluvias (Araújo et al., 2006;

Incaper, 2010; Ventura, 2012).

Adicionalmente, existen otros factores

abióticos de alta inductividad como el tipo

y textura del suelo, fertilización y humedad

en suelo que tienen un efecto aditivo al

potencial de impacto de F. guttiforme

(Ventura, 2012).

Aunque la plaga no está presente en México,

la importancia radica en que existe una

superficie sembrada de piña de 37, 200ha








ha, de las cuales se cosechan 17, 858.08 con

producción de 771, 941.85 Ton, con valor de

producción de 2, 472.36 millones de pesos

(SIAP, 2016) (Cuadro 1).

Riesgo fitosanitario

El riesgo fitosanitario que F. guttiforme

representa para México radica en la

importancia económica del cultivo de piña y

a la capacidad destructiva y de dispersión

del patógeno. Además, la eventual

entrada, establecimiento y dispersión de la

plaga ocasionaría severas restricciones en la

comercialización nacional e internacional de

dicho fruto.

Cuadro 1. Estados productores de piña

en México. Ciclo agrícola: 2014

Estados

Superficie

sembrada

(ha)

Valor de producción

(millones de pesos)

Veracruz 31,993.00 1,894.90

Oaxaca 1,810.00 229.86

Tabasco 1,389 105.33

Nayarit 1,365.58 128.25

Jalisco 477 201.18

Quintana Roo 360 53.07

Chiapas 351 40.91

Colima 323 102.43

Guerrero 45 1.67

Campeche 28.5 3.24

México 12.5 0.36

Tamaulipas 9.5 0.76

Total 38,164.08 2,761.95

Fuente: SIAP, 2016.

DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DE

LA PLAGA

La fusariosis de la piña se encuentra

distribuida en países como: Brasil,

Argentina, Paraguay, Bolivia, Chile y

Uruguay, siendo Brasil donde se reportó por

primera vez (Figura 1) (OIRSA, 2014).

HOSPEDANTES

F. guttiforme es una especie monofaga

específica del cultivo de piña Ananas

comosus (L.) Merr., 1917; (= Ananas sativus

Schult. et Schult. f., 1830) (Ventura, 2012;

CONABIO, 2013).

Distribución nacional de hospedantes

Actualmente, la piña se cultiva en 12

estados de la República Mexicana; sin

embargo, sólo 3 representan el 92 % de la

superficie cultivada, los cuales son

Veracruz, Oaxaca y Tabasco, siendo el

estado de Veracruz el de mayor importancia

por cultivar el 83 % de la superficie de piña

(Figura 2) (SIAP, 2016)








Figura 1. Distribución geográfica de Fusarium guttiforme. Créditos: DGSV-SENASICA, 2016.

ASPECTOS BIOLÓGICOS

Ciclo biológico

F. guttiforme puede atacar todas las partes

de las plantas de piña, principalmente el

tallo, hijuelos y frutos causando la muerte

del tejido colonizado por el hongo y

generando una exudación gomosa (Ventura

y Zambolim, 2002; OIRSA, 2010).

En la Figura 3 se ilustra cómo el patógeno

a través de la esporulación en los tejidos

infectados puede infectar y afectar la

planta entera, fruta, corona e hijuelos,

además de subsistir en los retoños

infectados cuando están adheridos a la

planta madre. El material infectado de la

plantación es la principal vía de

dispersión a nuevos campos (Ventura y

zambolim, 2002; Oirsa, 2010)..








Figura 2. Distribución del cultivo de piña en México. Créditos: DGSV-SNASICA, 2016.

Los cultivos abandonados son también una

importante fuente de inóculo (Ventura y

zambolim, 2002; Oirsa, 2010).

Las flores son la principal vía de entrada

para la infección, el hongo también puede

entrar a través de lesiones por insectos, en

particular las ocasionadas por “la tecla”,

mariposa del fruto o barrenador de la piña,

Strymon megarus o S. basilides, la cual

coloca los huevos en la inflorescencia de la

planta, los cuales al eclosionar producen

larvas que penetran formando galerías, que

se constituyen en puntos de introducción del

patógeno. Otras formas de ingreso son

ocasionadas por daños mecánicos de

trabajadores y maquinaria (PHAU, 2008).

F. guttiforme no sobrevive en el suelo y

residuos infectados por un período mayor a

10 meses, por lo que el suelo infectado no se

considera como la principal fuente de

inóculo (PHAU, 2008).

PVEF-CNRF-DGSV-SENASICA

DERECHOS RESERVADOS

2016








Descripción morfológica

Las colonias de F. guttiforme crecidas en

PDA muestran una velocidad de crecimiento

micelial promedio de 5.2 mm/día a 20 ºC. El

color del micelio aéreo es casi blanco,

posteriormente, en ocasiones se tiñe gris-

violeta por el sustrato. La pigmentación es

reversible de gris oscuro a naranja-violeta.

No presenta esclerocios. La esporulación

inicia a partir del micelio aéreo, los conidios

se encuentran agregados en falsas

cabezuelas (Figura 4 E-F). No se observan

esporodoquios (Nirenberg y O´Donnell,

1998; Leslie y Summerell, 2008).

En algunos aislamientos se encuentra un

olor ligeramente afrutado. Los conidióforos

del micelio aéreo son erectos o postrados, y

las ramificaciones terminan principalmente

en 1 o 2 fiálides. Las fiálides del micelio

aéreo son cilíndricas, presenta monofiálides

pero en mayoría son polifiálides, sobre los

30 µm de largo y 3.0 µm de ancho (Figura

3 E-F) (Nirenberg y O´Donnell, 1998;

Leslie y Summerell, 2008).

Los conidios nacen del micelio aéreo ovoide,

principalmente sin septos y en algunos

casos muestran 1 septo (Figura 4 C-D).

(Nirenberg y O´Donnell; 1998; Leslie y

Summerell, 2008).

Fusarium guttiforme es similar a Fusarium

concentricum y Fusarium circinatum en la

forma de los conidios del micelio aéreo, pero

F. guttiforme posee conidios de mayor

tamaño. Otras características que

diferencian a F. concentricum de F.

guttiforme, es que este último produce

conidióforos muy ramificados con muchas

polifialides (Nirenberg and O´Donnell,

1998; Leslie and Summerell, 2008).

Por lo anterior, F. guttiforme tiene mayor

similitud con Fusarium subglutinans pero

ésta última tiene pocas aberturas

conidiógenas y un porcentaje mucho mayor

de conidios fusiformes y septados en el

micelio aéreo (Nirenberg y O´Donnell,

1998; Leslie y Summerell, 2008).

Adicionalmente, Jaccobs et al., (2010),

analizaron aislados de Sudáfrica y Brasil

para determinar si era la misma especie de

fusariosis de la piña, encontrando que la

especie de Sudáfrica es Fusarium ananatum

(Figura 5).

F. guttiforme a diferencia de otras especies

no produce clamidosporas (Nirenberg y O´

Donnell, 1998; Leslie y Summerell, 2008).








Figura 3. Ciclo biológico de la fusariosis de la piña (F. guttiforme) Créditos: Ventura y Zambolim, 2002.








Figura 4. A-B) Macroconidios de tres septos. C-D) Microconidios sin septos y con un septo. E-F) Microconidios en conidióforos

ramificados con polifialides, Créditos. Lesli and Summerell, 2008.

Macroconidios

Esporodoquios: Son de color naranja

cuando se forman, no son comunes.

Morfología general: paredes delgadas y

rectas ligeramente curvadas (Figura 4 A-

B). Gibberella fujikuroi. Presenta

generalmente 3 septos (Figura 4 A-B).

Microconidios

Forma/tabicación: obovoide, por lo

general no muestran septos; en

algunos casos se puede presentar un

septo (Figura 4 C-D).

Micelio aéreo: presentación con

falsas cabezuelas (Figura 4 E-F).

Síntomas Los síntomas de la fusariosis de la piña

se pueden presentar en toda la planta; se

caracterizan por la exudación de goma

viscosa (almidón), la cual es una

degeneración de las células








parenquimatosas y puede aparecer en las

plantas y frutos (figura 6A) exudándose a

través de heridas y aberturas (Miontilla et al, 1997; Ventura y Zambolim, 2002;

PHAU, 2008).

Figura 5. Comparación de morfología de colonias de F. guttiforme y F. ananatum. Créditos: Jacobs et al., 2010.








En el fruto, la exudación ocurre

principalmente a través de la cavidad

floral, esto ocasiona que la calidad de la

fruta no cumpla los estándares de

comercialización. Otro síntoma es la

disminución de tamaño del fruto, debido

al agotamiento de los tejidos internos, los

cuales exhiben un color rojizo, propio de

las infecciones por Fusarium spp. El fruto

puede estar parcial o totalmente afectado

y adquirir en la etapa final de la

enfermedad, un aspecto momificado,

además se observa un crecimiento rosado

que corresponde al hongo (Montilla et al., 1997; Ventura y Zambolim, 2002).

F. guttiforme induce otros síntomas

característicos en follaje, tallo y raíz. En

follaje (Figura 6B), es común observar

amarillamientos que posteriormente se

observan como marchitez de plantas,

probablemente como efecto de la

obstrucción de haces vasculares en plantas

enfermas.

Cuando las infecciones del hongo ocurren

en etapas iniciales de la plantación puede

observarse achaparramiento y muerte de

plantas (Ventura y Zambolin, 2002).

En La plantación puede observarse En

tallos y raíz se observa una coloración

parda-violácea que finalmente llega hasta

una pudrición acuosa (Figura 6C). Es

común que las lesiones que ocurren en la

parte basal del tallo también manifiesten

una pudrición gomosa (Montilla et al.,

1997; Ventura a Zambolim, 2002).

ASPECTOS EPIDEMIOLÓGICOS

Sobrevivencia

F. guttiforme sobrevive principalmente en

suelo y residuos vegetales por un período

no mayor a 10 meses (PHAU, 2008; OIRSA,

2010).

Dispersión

Una vez que la plaga se ha establecido en un

área, la dispersión ocurre rápidamente por

viento, lluvia, insectos y principalmente por

el transporte de material vegetativo (OIRSA,

2010).

Generalmente, la dispersión de F. guttiforme

es por medio de los propágalos o esporas en

el aire; otros medios los constituyen los

materiales de siembra (semilla infectada);

transporte de desechos contaminados;

agentes biológicos (personas e insectos);

lluvia y maquinaria. Es importante resaltar

que no deben ser utilizados” los retoños o

brotes como material de siembra

provenientes de áreas con alta incidencia de

la enfermedad, ya que la semilla es

asintomática en la fase inicial de la infección

y no puede ser identificada durante la

selección del material de propagación (Matos

et al., 2009; OIRSA,

2010).








Las plantaciones abandonadas son también

importante fuente de inóculo (PHAU,

2008).

Existen reportes que mencionan a las flores

como principal vía de entrada para la

infección; el hongo también entra a través

de lesiones causadas por insectos, en

particular las ocasionadas por “la tecla”,

Strymon megarus o S. basilides. (Matos et al., 2009; OIRSA, 2010).

Las condiciones ambientales juegan un

papel importante en la incidencia de la

fusariosis de la piña, favorecida

principalmente por los períodos de lluvias y

fríos durante la floración. El monocultivo de

piña en superficies compactas y la

sobreproducción en varias épocas del año,

constituyen un factor importante de

dispersión de la plaga. Otro medio es la

producción de piña escalonada en

diferentes etapas fenológicas en una misma

área, la cual contribuye al incremento en la

carga de inóculo (Matos et al., 2009).

Matos et al., (2009), realizaron monitoreo

de la fusariosis de la piña en 26 unidades

productivas de piña del estado de

Tocantins, Brasil, evaluando durante la

fase de crecimiento vegetativo del cultivo.

La incidencia de plantas enfermas mostró

un comportamiento similar con

incrementos graduales en los primeros 6

meses, llegando hasta 26 % en algunas

unidades productivas (Figura 7).








Figura 6. A) Gomosis y pudrición en frutos; B) Amarillamiento, marchitéz, achaparramiento y muerte de plantas de piña; C)

Pudrición de tallo y raíz.








Multiplicación

La fusariosis de la piña es inducida por el

hongo F. guttiforme (fase asexual); sin

embargo este hongo aparentemente en la

fase sexual se encuentra dentro de un

complejo de especies de Gibberella fujikuroi (GGC) pero no ha sido encontrado asociado a

fusariosis de la piña (Pfenning, 2010).

Métodos de diagnóstico

Identificación morfológica

Para el aislamiento de Fusarium spp., se

coloca material infectado en cajas Petri con

medio de cultivo Papa Dex- trosa Agar

(PDA), las cajas Petri se incuban a 20-25 °C,

y requieren revisarse periódicamente para

reaislar únicamente colonias típicas de

Fusarium en cajas Petri con PDA, donde,

después de 5 días se realiza la identificación

taxonómica con base en las claves específicas

del género Fusarium como las de Nelson et al., (1983), Burgess et al., (1994), Leslie y

Summerell (2008).

Para la identificación se utilizan dos medios

de cultivos: Carnation Leaf Agar (CLA): por

sus siglas en inglés, este medio de cultivo

está hecho a base de hojas de clavel y permite

el crecimiento de algunas estructuras no

observadas en otros medios de cultivo como

PDA. En ocasiones produce pocos

esporodoquios; comúnmente no están

presentes, pero cuando los produce son de

color naranja. Contiene macroconidios de

pared delgada que son alargados y

ligeramente curvos. Los microconidios se

encuentran en el micelio aéreo en falsas

cabezuelas de monofiálides y polifiálides. No

presentan clamidósporas (Leslie y

summerell, 2008).

Papa Dextrosa Agar (PDA): este medio de

cultivo está hecho a base de papa. Se produce

micelio blanco que se torna gris hasta

púrpura con el tiempo. Se observan

pigmentos de naranja a violeta (Nirenberg y

O´Donnell, 1998; Leslie y Summerell,

2008).

Identificación molecular

Se requiere tener el cultivo puro del hongo a

identificar; posteriormente se realiza

extracción de ADN con base en el protocolo

de Jacobs et al., (2010). Se pueden utilizar

diferentes análisis moleculares como

análisis filogenéticos, AFLP, estudios VCG,

marcadores morfológicos (Pfenning, 2010;

Jacobs et al., 2010).

En las técnicas de diagnóstico mencionadas

se requiere tener cautela con los resultados

y ser validados, ya que se ha mencionado la

alta similitud con otras especies de

Fusarium, como el caso de Fusarium ananatum, especie encontrada en

Sudáfrica que se diferencia a nivel de

genes de histonas H3 (Jacobs et al., 2010).

Este mismo autor menciona que la

identificación morfológica también puede

ser utilizada con fines de diagnóstico.








Figura 7. Incidencia de plantas enfermas de fusariosis de la piña en Tocantins, Brasil, 2009.

Créditos: Matos et al., 2009.

MEDIDAS FITOSANITARIAS

Esquema de Vigilancia

Epidemiológica Fitosanitaria

Debido al riesgo de introducción de F. guttiforme en México, existe el Programa de

Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria

(PVEF) en los estados de Campeche, Colima,

Jalisco Nayarit, Oaxaca, Quintana Roo,

Tabasco y Veracruz (Figura 8). Mediante

acciones de exploración se ha permitido

supervisar el estatus actual de Ausente

(SIRVEF, 2016).

Área de exploración. La exploración se lleva

a cabo en las principales zonas productoras

de piña y en cultivos abandonados por ser

considerados una de las principales fuentes

de inóculo de esta enfermedad; el recorrido

será guarda griega como se muestra en la

Figura 9. Se observarán 25 plantas dentro

del área, de preferencia los bordes y el

centro.








Considerando que en México se cultivan

principalmente Cayena Lisa (65 %), MD2 (30

%) y criollas (5 %), se deberá dar prioridad a

MD2 y en segundo lugar a Cayena Lisa por

el grado de susceptibilidad.

Se utilizará la metodología de guarda griega

haciendo recorridos en toda la plantación; en

caso de no detectar síntomas de la

enfermedad a simple vista, se seleccionaran

de manera aleatoria 40 plantas por hectárea,

las cuales serán inspeccionadas en busca de

sintomatología sospechosa a la fusariosis de

la piña.

En caso que durante el recorrido se detecten

daños sospechosos a la fusariosis de la piña

o plantas con daños mecánicos ocasionados

por insectos o labores culturales, la selección

de las plantas a inspeccionar será dirigida.

Cabe señalar que cuando el lote a explorar

sea mayor a 5 ha, se deberá subdividir en

secciones o lotes de máximo 5 ha. Por lo que

en el registro de bitácoras se deberá reportar

una coordenada geográfica por cada sección

o lote explorado, de tal manera que no habrá

registros de áreas mayores a las 5 ha

exploradas.

Para la inspección de cada planta se utilizará

la siguiente metodología:

De la planta seleccionada se inspeccionará

de manera visual toda la planta (fruto,

rebrote, tallo, corona) en búsqueda de

exudaciones gomosas y síntomas de

pudrición. Inspeccionando de manera inicial

la base del fruto, debido a que las aberturas

de las flores son las principales y en la

mayoría las primeras áreas de inoculación de

la planta. Para la inspección se tomará como

referencia la guía de síntomas y signos de la

enfermedad.

Métodos de muestreo

En caso de detectar plantas con

sintomatología sospechosa a la fusariosis de

la piña, se procederá a la toma de muestra de

la siguiente manera: se tomará evidencia

fotográfica de los síntomas sospechosos y

daños ocasionados en el hospedante. Se

extraerá el fruto, corona, tallos, flores e

hijuelos (Figura 10) y se enviarán al

laboratorio de diagnóstico.

Cada sitio de muestreo deberá ser

georreferenciado y registrado en el formato

correspondiente; además, la(s) planta(s) de

donde se obtengan las muestras deberán ser

marcadas con una cinta roja amarrada a la

planta según corresponda.

Alerta fitosanitaria

En adición a las acciones del Programa de

Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria

para la detección oportuna de focos, la DGSV

ha puesto a disposición la comunicación

pública mediante el teléfono (01)-800-98-79-

879 y el correo electrónico

[email protected].








Erradicación

Matos y Cabral (2005), recomiendan la

eliminación de residuos de cultivos,

especialmente en aquellas plantaciones

donde la incidencia de la fusariosis de piña

fue alta. Esta acción se complementa con la

erradicación de todas las plantas que

expresan los síntomas de fusariosis durante

el crecimiento vegetativo y que han sido

diagnosticadas como positivas a F. guttiforme.

Sin embargo, esta acción de manejo sólo será

exitosa con detecciones oportunas y cuando

no haya un patrón de dispersión de la plaga

que sugiera periodicidad de la infección y

cierto establecimiento de la plaga.








Figura 8. Estados bajo Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria 2016

Créditos: DGSV-SENASICA, 2016.








Figura 9. Sistema de muestreo en guarda griega para vigilancia de la fusariosis de la piña. Créditos: Juárez, M.; SINAVEF,

2012.

Figura 10. Muestreo de síntomas putativos a fusariosis de la piña por técnicos del PVEF del estado de Q. Roo. Créditos:

Comité Estatal de Sanidad Vegetal de Quintana Roo.








Protección

Control cultural

Se recomienda utilizar material de

propagación sano para el establecimiento de

nuevas plantaciones, promoviendo así la

reducción del inóculo primario. Plántulas

sanas se pueden obtener por la técnica de

aislamiento de vástago. Otra alternativa

consiste en la compra de las plántulas

sembradas donde la incidencia de Fusarium

en las frutas no superó el 1 %. Se recomienda

comprobar el origen de las plantas semillero

antes de la siembra, con el fin d eliminar

aquellas con síntomas externos de fusariosis.

Otra ventaja de esta práctica es la

separación de los cortes por tamaño, lo que

permite que la siembra de parcelas sea

uniforme, facilitando la inducción floral.

Otra medida importante en control de F. guttiforme es la eliminación de los residuos

de cultivos, especialmente de aquellas

plantaciones donde la incidencia de

enfermedad fue alta. Esta acción se

complementa con la erradicación de todas las

plantas que expresan los síntomas de

fusariosis durante el crecimiento vegetativo

(Matos y Cabral, 2005).

Control genético

La resistencia genética es la estrategia de

manejo más eficiente, económica y

sustentable por la disminución de impacto

ambiental. En el caso del cultivo de la piña

es una estrategia premisoria por el gran

número de variedades que existen (Matos y

Cabral, 2005).

En Brasil desarrollaron la variedad

“Vitória” resistente a fusariosis, la cual

adicionalmente presenta otras

características agronómicas de producción

deseables, en comparación a otras

variedades como Pérola y Smooth Cayenne

(Cuadro 2) (Incaper, 2010; Ventura, 2012).

Adicionalmente, se obtuvo el cultivar

“Imperial” el cual es un híbrido de Pérola y

Smooth Cayenne que, adicional a la

resistencia a fusariosis, presenta frutos de

pulpa amarilla, alto contenido de azucares

y excelente sabor en análisis sensoriales

(Matos y Cabral, 2005).

Control Biológico

Se han probado extractos vegetales para el

control de F. guttiforme como el barbatimao

(Stryphnodendron barbadetiman), anacardo

(Anacardium occidentale), ajo (Allium sativum) y jengibre (Zingiber officinale), los

cuales mostraron su efecto al inhibir el

crecimiento del hongo en laboratorio.

Adicionalmente, fueron probados en

experimentos de campo. Dichos extractos se

aplicaron en sustitución de fungicidas

durante la apertura de las flores a intervalos

semanales. En la cosecha, los frutos fueron

evaluados para determinar la presencia o

ausencia de fusariosis. Se concluyó que el

barbatimao fue el más efectivo al controlar

de manera similar a una aplicación de

fungicida (7.6 % incidencia) en comparación

con el testigo (30.2 % incidencia) (Araújo et al., 2006).








Cuadro 2. Comparación del cultivar Vitória, Pérola y Smooth Cayenne

Control químico

El control químico es hasta la fecha la

estrategia de mayor uso a nivel mundial

debido a su alta eficiencia si se usa con una

base biológica integral. Para el caso de F. guttiforme, las aplicaciones deben ser de

carácter preventivo, antes de la inducción

floral para evitar el proceso infectivo del

hongo. Los productos recomendados se

enlistan en el Cuadro 3.

Características Cultivo

tivares Vitória Pérola Smooth Cayene

Fusariosis R S S

Tipo de hoja (espinisencia) Sin espinas Espinoso Parcial

Color de hoja Verde claro Verde oscuro Verde oscuro

Longitud de hoja “D” (cm) 92.8 93.4 86.6

Largo de hoja “D” (cm) 10.48 9.50 10.26

Hijuelos por planta (No.) 4.20 7.40 3.70

Peso del fruto c/corona (g) 1.557 1.473 1.553

Peso del fruto s/corona (g) 1.427 1.309 1.543

Peso de la corona (g) 131 164 230

Diámetro medio del fruto (cm) 12 11 13

Diámetro del eje central del fruto (cm) 1.2 2.3 2.7

Forma del fruto Cilíndrica Cónica Cilíndrica

Color de la testa del fruto maduro Amarilla Blanca Amarilla

Color de la pulpa del fruto Blanca Blanca Amarilla

Solidos solubles totales (°Brix) 15.8 13.2 14

Acidez titulable (ATT en %) 0.8 0.5 0.7








Cuadro 3. Lista de productos químicos utilizados para el control de F. guttiforme.

Créditos: Matos y Cabral, 2005; Traducción: flores, J. 2012. LANREF.

Ingrediente

Activo

Presentación Clasificación Dosis

registrada

Días Grupo

Químico Tóxico Ambiental

Tiofana-

to-metílico

Polvo

humectable

Ligeramente Producto

muy

peligroso

70-

100g/100L

14 Benzimidazol

Tebuconazol Concentrado

emulsificable

Medianamente Producto

muy

peligroso

100mL/100L 14 Triazol


emulsificable


muy

peligroso


Tiabendazol Suspensión

concentrada


muy

peligroso

750mL/ha 30 Benzimidazol


emulsificable


muy

peligroso









BIBLIOGRAFÍA

Araújo, CR., de Lacerda, JT, de Oliveira, EF,

Abreu, CS, Barreiro, NM e Soares, DE.

2006. Controle Agroecológico da

Fusariose do Abacaxi com Plantas

Antibióticas. Empresa Estadual de

Pesquisa Agropecuária da Paraíba S/A

(EMEPA). En línea:

http://www.emepa.org.br Fecha de

consulta: Febrero de 2015.

Burgess, LW, Summerell, BA, Bullock, S,

Gott, KP and Backhouse, D. 1994.

Laboratory Manual for Fusarium

Research. 3rd. Ed. Sidney: University

of Sydney.

CIPF. 2006. Convención Internacional de

Protección Fitosanitaria. NIMF no8.

Determinación de la situación de una

plaga en un área. FAO, Roma.

CONABIO. 2013. Comisión Nacional para el

Conocimiento y Uso de la

Biodiversidad Piña (Ananas comosus).

En línea www.conabio.gob.mx/ Fecha

de consulta: Mayo de 2013.

Del Monte, P. 2012. Fusariosis de la piña,

una amenaza para la región.

Seminario Fusarium guttiforme.

Enero 24-26. Panamá.

Incaper. 2010. Abacaxi ‘Vitória’-

resistentes à fusariose. Incaper: 1 (1)

Enero-Diciembre.

Jacobs, A, Schalk, VP Marasas, WF,

Wingfield, BD, Wingfield, MJ and

Coutinho,TA. 2010. Fusarium ananatum sp. nov. in the Gibberella fujikuroi species complex from

pineapples with fruit rot in South

Africa. Fungal Biology: 114(7): 515-

527.

Leslie, J.F., and Summerell, BA. 2008. The

Fusarium Laboratory Manual.

Blackwell Publishing Asia. Australia.

388 p.

Matos, AP, Cabral, JRS. 2005. Manejo

Integrado de fusariose do abacaxeiro.

Cruz das Almas: Embrapa Mandioca e

Fruticultura Tropical. 2p. (Embrapa

Mandioca e Fruticultura. Abacaxi em

Foco, 32).

Matos, AP, Sanches, NF, Teixeira, FA,

Simão, AH, Gomes, DC e Júnior,

JE.2009. Monitoramento da Fusariose

em Plantios de Abacaxi ‘Perola’

Conduzidos em Sistema de Produção

Integrada no Estado do Tocantins.

Embrapa Mandioca e Fruticultura

Tropical. Cruz das Almas, Brasil. 37 p.

Montilla, BI, Fernández, S, Alcalá, MD and

Gallardo, M. 1997. El cultivo de la

piña en Venezuela. Maracay,

Venezuela. Fondo Nacional de

Investigaciones Agropecuarias. Centro

de Investigaciones Agropecuarias del

Estado de Lara. IICA/CReA/PRO-

CIANDINO/FRUTHEX. 155 p.








National Pineapple Industry Biosecurity,

Plan Health Australia (PHAU). 2008.

Plan Version 1. Plan Health Australia.

Nelson, PE, Tousson, TA and Marasas, WF.

1983. Fusarium species: an Illustrated

Manual for Identification. Univer- sity

Park, PA: Pennsylvania State

University (Press).

Niremberg, HI and O’Donnell, K. 1998.

New Fusarium species and combinations

within the Gibberella fujikuroi species

complex. Micologia.

OIRSA, 2015. Fusariosis de la piña

(Fusarium guttiforme). En línea:

http://www.oirsa.org/portal/sanidad-

vegetal/fusariosis-de-la-pinha.html.

Fecha de consulta: Febrero de 2015.

OIRSA, 2010. Reglamentación fitosanitaria

para la Importación, Normas

Regionales en Sanidad Vegetal,

Directrices para la protección contra

Fusarium guttiforme.

Pfenning, LH. 2010. New species and

populations in Fusarium: examples

from the tropics. In Memories: 12th

International Conference on Culture

Collections (ICCC12). Florianópolis,

Brasil.

SINAVEF, 2016. Sistema Integral de

Referencia para la Vigilancia

Epidemiológica. En línea:

http:/sinavef.senasica.gob.mx. Fecha

de consulta Febrero de 2016.

SIAP. 2016. Anuarios Estadísticos de

la Producción Agrícola en México.

Secretaría de Agricultura, Ganadería,

Desarrollo Rural, Pesca y

Alimentación. En línea:

http://www.siap.gob.mx Fecha de

consulta: Febrero de 2016.

Ventura, J.A. 2012. Enfermedades de la

piña (hongos, bacterias y virus).

Seminario Fusarium guttiforme.

Enero 24-26. Panamá.

Ventura, J.A. e Zambolim, L. 2002.

Controle das Doenças do Abacax-

izeiro. In: ZAMBOLIM, L. et al., (ed.).

Controle de doenças de plantas

fruteiras, Viçosa: 1 p. 445-510.

Forma recomendada de citar:

SENASICA. 2016. Fusariosis de la piña

(Fusarium guttiforme Nirenberg & O´

Donnell). Dirección General de Sanidad

Vegetal - Sistema de Vigilancia

Epidemiológica Fitosanitaria. Cd. de México.

Ficha. Técnica No. 39. 24 p.


fusarium guttiforme nirenberg & o donnell ficha …...fusarium guttiforme es una plaga ausente...

Documents