evaluación del agave salmania
TRANSCRIPT
1
CAPITULO IOBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL
Obtener y caracterizar nutrimentalmentepolvo seco de agave como ingrediente
alimentario rico en fructanos, empleando Agave angustifolia del Estado de
Guanajuato en donde no existe Denominación de Origen para bebidas alcohólicas.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Implementar el proceso de obtención de polvo de agave seco utilizando las
operaciones de reducción de tamaño, secado, molienda y tamizado.
Caracterizar nutrimentalmente al polvo de agave seco y hacer una
comparación con fructanos purificados de la misma especie y fructanos
comercial elaborados con A. tequilana.
Estudiar los cambios reológicos de la incorporación de polvo seco de agave
a bebidas lácteas.
2
CAPITULO IIANTECEDENTES
AGAVE
El género Agave, se encuentran en regiones áridas y tropicales, desde el sur de
los Estados Unidos hasta el norte de Sudamérica incluyendo el Caribe, África y
Europa. México ha sido considerado el centro de origen y biodiversidad del género
Agave, debido a la diversidad taxonómica dentro de su territorio, ya que cuenta
con aproximadamente 272 de las 310 especies.(Montañez Soto. 2011)
Crecen al nivel del mar hasta 3400 metros de altitud, los más comunes en 1000-
2000 metros. Son abundantes en las planicies y bases de las montañas de las
zonas áridas y semiáridas de la península de Baja California, Sonora, Oaxaca,
Puebla, Durango, Chihuahua, Coahuila, Guanajuato, Querétaro, la planicie
Tamaulipeca, el Valle de Tehuacán-Cuicatlán, y la cuenca del rio Balsas. (García-
Mendoza. 2007)
El agave en estado silvestre, tarda de 6 a 8 años para llegar a su estado de
madurez, que incluye los 2 años que tarda con la madre antes de que este
empiece su desarrollo como una planta sola. En una plantación para ofrecer un
buen manejo la condición más adecuada para el cultivo en proporcionar una
distancia de un metro entre planta y planta y de tres metros como mínimo entre
hileras. (Botero González. 2010)
La parte área de la planta (Figura 1)está integrada por dos fracciones principales:
hoja y tallo. El tallo y las bases de las hojas que se unen a él comprenden la
porción conocida con el nombre d cabeza o piña, la cual posee un alto contenido
de fructanos, y una vez cosechada se utiliza para la producción de tequila.
(Montañez Soto. 2011)
3
Figura 1. Morfología del Agave (Arizaga y col.. 2002).
Dentro de sus principales caracteristicas del género Agavees que son plantas
suculentas, monocotiledóneas, con raíces duras fibrosas y tallos gruesos muy
cortos, sus hojas son generalmente verdes, sin embargo, también pueden ser
blancas o grisáceas, su superficie puede ser muy áspera al tacto o muy suave, la
mayoría son largas, gruesas hacia la base y están arregladas en rosetas basales
con espinas (el color de las espinas puede ser blanco grisáceo o moreno rojizo)
laterales y en las puntas.En su extremo superior se encuentra una espina terminal
que puede ser corta o muy larga, acanalada totalmente en partes con sección
transversal, redondeada y aplanada. Sus flores son de varios tamaños y colores
en las distantas especies, pueden ser de unos 3 cm hasta 15 o 20 cm de largo.El
fruto es una cápsula leñosa con muy diversas formas y tamaños, deshiscente con
tres alas. (Arizaga y col.. 1995, Eguiarte y col.. 2000, Gómez. 1963, McVaugh.
1989)
Las plantas de este género presentan varias adaptaciones a su medio; tienen la
capacidad de acumular agua en las gruesas hojas suculentas lo que permite que
4
estén especialmente adaptadas a la aridez. Por otra parte, estas plantas pueden
propagarse por dos mecanismos: el primero es por la producción de semillas a
través de la reproducción sexual de las rosetasy el segundo por la multiplicación
vegetativa o colonación. (Arizaga y col.. 1995)
Cuando comienza la floración, los agaves desarrollan una gran inflorescencia
terminal o tallo que florece (conocido botánicamente como escapo y llamado
quiote en México), como resultado de un rápido alargamiento del meristemo apical
después de años de crecimiento vegetativo de la roseta basal (Arizaga y col..
2002)
Una característica interesante de la inflorescencia es la presencia de brácteas a
veces grades que se van haciendo pequeñas hacia el extremo de la misma
(Gómez Pomba. 1963)
Debido al Metabolismo Ácido Crásulaceo (CAM) que consiste en la transpiración
nocturna de las plantas que abren sus estomas durante la noche, fijan el carbono
en ácidos orgánicos, principalmente ácido málico, que se acumula en las
vacuolas; durante el día el ácido málico es descarboxilado y se obtiene carbono, el
cual es utilizado por la planta para la producción de carbohidratos. (Andrade y col..
2007)
Éste metabolismo se presenta típicamente en algunos géneros y familias de
plantas que crecen en zonas de altas temperaturas lo cual contribuye a una
especialización fisiológica en ellos que combinada con la alta radiación y baja
humedad hace que posean estrategias para sobrevivir en ambientes secos o
periódicamente secos, con fuertes fluctaciones de temperatura entre el día y la
noche, las cuales tienden a limitar la pérdida de agua por transpiración y
acumularla en tejidos especializados además de la presencia de una cutícula
gruesa en la epidermis de la hoja, la acumulacion de cera en la superficie y la
presencia de estomas de naturaleza compleja aseguran una protección adicional
contra la evaporación durante los períodos de sequía (Andrade y col.. 2007)
5
Agave angustifolia
El Agave angustifolia(Figura 2)se caracteriza por su roseta extendida en forma
radical, con un tallo de 20 a 90 cm de longitud; hojas maduras generalmente de 60
a 120 por 3.5 a 10 cm, lineares o lanceoladas, rígidas, fibrosas, jugosas, de
ascendente a horizontal, color verde pálido a gris, planas o cóncavas de arriba,
convexas de abajo, angosta y gruesas hacia la base, margen derecho ondulado,
algunas veces cartilaginoso; dientes pequeños de 2 a 5 mm de longitud, de puntas
débiles curvadas: panículas de 3 a 5m de alto, flores verdes a amarilla de 60 a 65
mm de longitud. (Guillot Ortiz. 2009)
Figura 2. Agave angustifolia. (Las Gallinas, Comonfort, Guanajuato)
FRUCTANOS
6
Los fructanos tienen diferentes estructuras y longitudes de cadena, que van arriba
de tres a pocos cientos de unidades de fructosa, con una gran variedad de
enlaces y residuos fructosil. Los fructanos que son sintetizados en la naturaleza
son solubles en agua y son azúcares no reductores. De acuerdo a su origen
puede diferir en el grado de polimerización, la presencia de ramificaciones, el tipo
de enlace entre las unidades de fructosa y adyacentes, así como en la posición de
los residuos de glucosa. En la naturaleza se distinguen principalmente cinco
clases estructurales de fructanos: inulina (Figura 3),levana, mezclas de fructanos
ramificados, neoseries de inulina y neoseries de levana. (Espinosa y col.. 2010)
Figura 3. Estructura química de fructanos tipo inulina
El 15% de los fructanos se encuentra en especies de plantas de floración
pertenecientes a las familias monocotiledóneas y dicotiledóneas, especialmente
en climas templados y áridos. En las plantas dicotiledóneas (familia Asteraceae)
se sintetiza inulina lineal, que consiste en un residuo terminal de glucosa y un
número variable de residuos de fructosa unidos exclusivamente por enlaces β (2-
1). La longitud de cadena de la inulina depositada en órganos de almacenamiento
varía entre las diferentes especies. Por otro lado las plantas monocotiledóneas
(las familias Poaceae, Alliaceae, Asparagaceae e Iridaceae) producen fructanos
más complejos. (Espinosa y col.. 2010)
7
Fructanos de agave
Los fructanos en especies de Agave son carbohidratos de reserva y son
sintetizados y almacenados en el tallo y su principal función en tales plantas del
Metabolismo Ácido Crásulaceo (CAM) es como almacenamiento. También actúan
como osmoprotectores durante la sequía, consitutyendo otra posibilidad de
adaptación fisiologica para medios aridos. (Lópezy col.. 2003)
La comparación del análisis del enlace de fructanos entre A. tequilana, Agave
potatorum, Agave cantala, Agave fourcroydes y Agave angustifolia muestran
diferencias en las proporciones de la glucosa polimerizada, así como en las
proporciones de los enlaces β (2-6) y β (2-1) de la cadena principal. Por lo tanto la
sintesis de fructanos está influenciada por la región en donde se produce, los
nutrientes del suelo, la variedad de la planta, los cambios climaticos, el regimén
del agua y el tiempo de cocecha. (Arrizon y col.. 2010)
López y col. (2003) han estudiado la estructura de fructanos (Figura 4), en donde,
proponen la que se muestra en la Figura 5. Esta estructura es de acuerdo a un
análisis acoplado con espectrometría de cromatografía de gas-masa (GC-MS),
resonancia magnética nuclear (RMN), y desorción láser asistida por matriz tiempo
de vuelo espectrometría de masas MALDITOF-MS. Gracias a esto lograron
identificar el tiempo de retención, el componente presente y su tipo de ligando; en
donde se observó que la mayoría de los ligandos presentes en estos compuestos
son β(2→1¿ y β(2→6¿. En la figura 5 en la parte inferior del lado izquierdo se
puede observar una molécula de fructosa unida a una molécula de glucosa
mediante un enlace glicosídico β(2→1¿, posteriormente y siguiendo al lado
derecho de la figura se observa que nuevamente esta molécula de glucosa se une
de nuevo a una molécula de fructosa pero ahora mediante un enlace glicosídico
β(2→6¿, a esta molécula de fructosa tanto en la parte superior como al costado
derecho se logra observar que sigue con la unión de cuatro y dos moléculas de
fructosa respectivamente con un enlace glicosídico son β (2→6 ) . En la parte
8
inferior derecha fuera del paréntesis se puede observar que esté polímero se
repite 28 veces.
Figura 4. Estructura química de fructanos tipo inulina (López y col.. 2003)
9
Los fructanos y su grado de polimerización(DP)
Los fructanos que mayormente se han estudiado y de los cuales se ha hecho uso
a nivel industrial son la inulina, oligofructosa y fructooligosacaridos (FOS), su
estructura puede ser lineal, ramificada o cíclica tienen un grado de polimerización
(DP) que varía entre 2 y 60 unidades , se definen en este término por su grado de
polimerización promedio (DP prom) y su grado de polimerización máxima (DPmáx) ,
en los de origen vegetal el DPmáxno excede de 200 y puede ser tan alta como 100,
000 en los de origen microbiano (Madrigal y col.. 2007)
En la Tabla 1 se presenta una comparación entre los tres compuestos de fructanos
de acuerdo al DP y a la estructura química que generalmente es lineal, estas
diferencias condicionan sus características físicas y químicas además su uso
como ingrediente.
Tabla 1. Comparación entre los diferentes fructanos: Inulina, oligofructosa y oligosacáridos (Madrigal y col.. 2007)
ORIGEN
Inulina
Extracción a partir
de vegetal (achicoria)
Oligofructosa
Hidrólisis enzimática
de la inulina
FOS
Transfructosilación
de la sacarosa
Rango DP 1-60 2 – 6 2- 4
DP prom 10-12 4 – 5 3 – 7
Estructura
química
Lineal Lineal Lineal
1 – 2 % ramificación
10
Funciones fisiológicas de los fructanos
Los fructanos son sustancias a los que se les han asociado una serie de
funciones en pro de la salud, de las cuales se destacan las que a continuación de
describen:
Efecto prebiótico: Son prebióticos aquellos componentes alimentarios no digeribles
que benefician a la salud del huésped por estimulación selectiva del crecimiento
y/o actividad de una o un número limitado de bacterias (bifidobacterias) del colon.
Las bifidobacterias realizan la fermentación de tales minerales y durante la
fermentación de ciertos fructanos del tipo oligofructosa o inulina se forman ácidos
grasos de cadena corta (que estimulan el crecimiento de las células de la mucosa
colorrectal, retarda la atrofia de la mucosa y disminuye el riesgo de transformación
maligna del colon) y ácido láctico.
Disponibilidad de minerales: Algunos que constituyen a los alimentos son
considerados promotores potenciales de la absorción mineral, dentro de los que
se destacan los oligosacáridos no digestibles, especialmente los fructanos tipo
inulina que al estar presente se obtiene una mejor absorción de calcio y magnesio,
que son benéficos en la salud de los huesos.
Mecanismos de defensa: Los fructanos presentan una aportación benéfica en
funciones gastrointestinales por la modulación de su estructura, la composición,
actividades de la mucosa y de la microflora. Así como también beneficia el epitelio
intestinal mejorando la morfología de su mucosa, la composición de las mucinas,
la resistencia a la colonización, las funciones químicas y enzimáticas del tracto
gastrointestinal, reduciendo el riesgo de enfermedades relacionadas a la
disfunción de la defensa gastrointestinal.
Metabolismo de lípidos: Estudios han demostrado que los fructanos tipo inulina
afectan el metabolismo de lípidos mediante la disminución de trigliceridemia y
colesterolemia.
11
Prevención de enfermedades: las principales enfermedades que se previenen por
los fructanos tipo inulina son: a) mitigación de estreñimiento, b) supresión de
diarreas (infecciones intestinales), c) reducción del riesgo de osteoporosis,
d)reducción de riesgo a la arterosclerosis cardiovasculares asociada a
dislipidemias, especialmente a hipertrigliceridemia y a la resistencia de insulina, e)
reducción de riesgo a la obesidad y a la posibilidad de contraer diabetes tipo 2,
ambas enfermedades a la resistencia de insulina, f) síndrome del intestino irritable,
g) cáncer de colon inducido químicamente. (Espinosa y col.. 2010)
CAPITULO IIIPROCEDIMIENTO Y DESCRIPCIÓN DE LAS ACTIVIDADES
AGAVE
La recolecta de piñas de A. angustifolia se realizó en la comunidad de las Gallinas,
municipio de Comonfort, ubicado al Centro-Este del estado de Guanajuato, Latitud
20o75’56’’, Longitud 100o70’7’’ con una elevación de 1890m, realizada el 21de
junio de 2013. En el predio del Sr. Enrique García. De este predio se recolectaron
37 piñas de 6 a 8 años, edad en la cual el agave llega a su estado de madurez y
en la que se presenta una mayor cantidad de fructanos. Este lote fue considerado
para realizar una caracterización general del material vegetal a emplear en esta
investigación.
Otras piñas fueron recolectadas de este mismo predio para evaluar los
rendimientos de polvo seco de agave y de Fructanos purificados.
12
EQUIPOS
Cromatografo de líquidos
Se utilizó un cromatografo de líquidos (HPLC) Agilent Technologies 1200 (Figura
5), que cuenta con una bomba cuaternaria, un automuestreador, un
compartimiento de columna, detectores de arreglo de diodos, fluorescencia y en
particular, el utilizado en este trabajo de investigación, un Detector Evaporativo de
Laser Disperso Agilent Technologies 380-ELSD, que utiliza nitrógeno obtenido de
un generador Peakscientific NM32LA.
Figura 5. Agilent Technologies 1200 con un Detector Evaporativo de Laser Disperso Agilent
Technologies 380-ELSD
La columna PrevialTMCarbohydrate ES fue la que se utilizó para realizar el
presente trabajo de investigación, la cual se mantuvo a una temperatura de 30°C,
sus dimensiones son de 250 mm de longitud y 4.6 mm de diámetro interno, a
través de la cual se le hace pasar muestras con un tamaño de partícula no mayor
a 5μm, con una velocidad de flujo normal de 0.5 – 1.0 mL/min y con una presión
menor de 200 psig. El material de la columna en su exterior es de acero inoxidable
13
tipo 316 y en su interior esta empacada con un fuerte gel polimérico hidrofilico
dándole alta eficiencia, excelente estabilidad sin perdidas en la columna, buena
reproducibilidad y un largo tiempo de vida de la columna. Para el análisis se utilizó
una fase móvil con gradiente de dos fases A y B a 1.0 mL/min. La fase móvil A
compuesta por acetonitrilo; la B por agua: hidróxido de amonio en proporción
99.96:0.04 (v/v).
En la Tabla 2 se describe las condiciones establecidas de las fases con las que se
trabajó en este proyecto para el tiempo de corrida de 120 minutos.
Tabla 2. Condiciones establecidas de fases (Acetonitrilo e hidróxido de amonio)
Tiempo de corrida (min.)
Fase Móvil
Acetonitrilo (v/v)Solución Acuosa de Hidróxido de amonio
0.04%
0 83 17
25 73 27
40 55 45
120 35 64
Otros equipos
En el presente proyecto para el proceso de obtención del extracto crudo se utilizó
un molino de carne para reducir el tamaño de agave a unos cuantos mm para
facilitar la extracción de los fructanos por lixiviación con agua caliente. Se utilizó un
Espectrofotómetro Perkin Elmer UV/VIS Lambda 20 para la determinación de
azúcares reductores y totales, un Evaporador Buchi Water bath B-480 para
concentrar los extractos de los fructanosa 40 °Brix, una liofilizadora LABCONCO
para el secado de la muestra por frío, un Goldfish LABCONCO para desgrasar las
muestras, el Kjeldahl, un Sonicador Cole-Parmer 8892 para desgasificar y
14
desonificar la muestras que eran colocadas en el HPLC (para evitar que el
Cromatograma presentara ruidos por burbujas que pudiera tener la muestra).
PROCESOS
Obtención del extracto crudo
El proceso de extracción consistió en picar y posteriormente moler 1 kilogramo de
hoja y 1 kilogramo de corazón que fueron colocados, cada uno, en un matraz que
fue previamente etiquetado. Después las muestras fueron colocadas en la
autoclave a una temperatura de 112 °C y por 45 minutos, durante este tiempo se
hirvió 2 litros de agua destilada con la finalidad de que al momento de que las
muestras salieran de ésta, el agua estuviera en su punto de ebullición (de
preferencia), el agua hervida fue agregada a cada una de las muestras, en una
relación 1:1; 1 litro al matraz que contenía la muestra de corazón y 1 litro al
matraz que contenía la muestra de hoja. Posteriormente se dejó reposar durante
40 minutos cada una de las muestras con 1 litro de agua hirviendo.Ya que
transcurrieron los 40 minutos se vacío el contenido de cada uno de los matraces
en una manta para hacer la primera extracción, cada una de estas extracciones
fue colocada en una botella de plástico de 3 litros que fueron lavadasy etiquetadas
previamente. Luego se prosiguió a realizar la segunda extracción en donde se
15
volvieron a calentar 2 litros de agua destilada y se realizó la metodología antes
mencionada para realizar la segunda extracción.
Una vez que ya se habían realizado las dos extracciones; el extracto se guarda en
botellas de plástico previamente esterilizadas y se guarda en congelación para la
realización de los análisis y el resto (gabazo) se desecha. (Gómez. 2014)
Diagrama 1. Obtención del extracto crudo
MATERIA PRIMA (AGAVE)
PICAR
MOLER
AUTOCLAVE
112°C, 45 MIN.
EXTRACCIÓN No. 1
EXTRACCIÓN No. 2
16
Extracción de Fructanos purificados
Para el proceso de extracción de fructanos puros primero se realizó el proceso
antes mencionado de obtención del extracto, solo que en este caso en la parte
final, los extractos no se almacenan en botellas, estos se someten a un proceso
de purificación para el cual se colocó en una plancha cada uno de los extractos en
un matraz de doble capacidad del extracto para que al momento de que este
hirviera no se derramara, con un agitador magnético y a una agitación de 100
rpm, cuando cada uno de los extractos llegó a la temperatura de 94 °C se le fue
agregando muy lentamente la mezcla de cal (a una concentración de 100 g/L)
hasta observar la formación de aglomeraciones blancas en el extracto (con su
agitador magnético dentro del extracto pero ahora a 50 rpm), posteriormente se
dejó que llegará el extracto nuevamente a los 94 °C y se le adicionó el coagulante
(a una concentración de 10g/L) lentamente (con su agitador magnético dentro del
extracto a 50 rpm) 2 mL por cada litro de extracto, nuevamente se dejó que el
extracto llegará a los 94 °C para adicionarle el floculante (10g/L) 1 mL por cada
litro de extracto y se retiró de la plancha.
FRUCTANOS NO PUROS
17
Una vez que el extracto estaba frío se realizó una filtración en un embudo con una
cama de celite, esto con el fin de retener el precipitado que se formó, después el
extracto filtrado se colocó en un biorreactor de 7 litros de capacidad con la resina
catiónica (que fue previamente tratada) a 300 rpm durante 30 minutos, luego se
filtró el extracto con una coladera y la resina catiónica fue retirada de él, a
continuación se volvió a colocar el extracto que ya había sido tratado con la resina
catiónica en el biorreactor de 7 litros (limpio) ahora con resina aniónica (que
también fue previamente tratada) a 300 rpm durante 30 minutos. El extracto se
separa de la resina aniónica por medio de una coladera y éste está listo para la
siguiente etapa.
Cuando cada uno de los extractos fue tratado con las dos resinas, el extracto
filtrado por tercera vez se vuelve a colocar en el biorreactor de 7 litros (limpio) y se
le agrega el carbón activado tipo 1 (1g/L de extracto), el carbón activado tipo 2 (1
g/L de extracto) y el celite (2.6 g/L de extracto) al extracto en el biorreactor a 150
rpm durante 30 minutos.
Ya tratado el extracto tanto de corazón como de hoja por separado, todo el
contenido del biorreactor se centrifuga a 8000 rpm durante 10 minutos, el
sobrenadante es nuestro líquido de interés, el precipitado es desechado.Cuando
nuestro sobrenadante ya está listo ahora se sigue al siguiente proceso que es el
concentrado en donde el extracto ahora se concentra hasta llegar a los 40 grados
Brix (es importante tomar la medida de los grados Brix del extracto hasta que éste
ha llegado a temperatura ambiente), una vez que éste alcanzó los 40 grados Brix
nuevamente se vuelve a centrifugar a 10 000 rpm durante 15 minutos para retirar
impurezas del extracto (el sobrenadante es nuestro extracto de interés), el
sobrenadante es colocado en un vaso de precipitado, a este se le adiciona 4
veces su volumen en etanol al 95% y se deja reposar 48 horas para dejar que la
mayoría de los fructanos precipiten.
Una vez que los fructanos han precipitado se le retira el etanol, el precipitado se
seca por medio de aire a presión (para tener un precipitado más seco), conforme
se va secando, se va regando por las paredes del vaso de precipitado para facilitar
18
el secado y evitar que los fructanos se caramelicen, ya que se ha cubierto las
paredes del vaso con los fructanos se coloca en la estufa a una temperatura de 70
°C, conforme los fructanos se van secando, es decir, se van despegando de las
paredes y se obtiene un polvo prácticamente blanco, el polvo es retirado del vaso
de precipitado y colocado en tubos de ensaye con tapadera de rosca, previamente
esterilizados, etiquetados y pesados para cuantificar la cantidad total de fructanos
purificados que se obtuvo tanto de corazón como de hoja. (Gutiérrez-García.
2012)
Diagrama 2.Extracción de Fructanos purificados
MATERIA PRIMA (AGAVE)
PICAR
COAGULACIÓN
FLOCULACIÓN
94 °C
MOLER
AUTOCLAVE
112ºC, 45 MIN.
EXTRACCIÓN No. 1
EXTRACCIÓN No. 2
A
TRATAMIENTO CON RESINA CATIÓNICA
TRATAMIENTO CON CARBON
ACTIVADO
FILTRACIÓN
CONCENTRACIÓN 40º BRIX
CENTRIFUGACIÓN
19
Obtención de Polvo seco de agave
Para la extracción de polvo seco de agave tanto de hoja como corazón fueron
sometidos a un proceso de molienda (1 kilogramo de cada uno) y fueron
colocados en un secador a 70 °C temperatura a la cual no se ven modificadas sus
propiedades del agave, hasta que llegaran a un peso constante, posteriormente el
agave deshidratado fue sometido nuevamente a un proceso de molienda pero
obteniendo un producto de aproximadamente 100 µm del diámetro de la partícula,
para asegurarse de que el producto que se obtuvo de la molienda fuera lo más
fino posible, éste fue tamizado por una malla de 200.(Gutiérrez-García. 2012)
Diagrama 3. Extracción de polvo seco de agave
A
TRATAMIENTO CON RESINA ANIÓNICA
CENTRIFUGACIÓN
SECADO
FRUCTANOS
MATERIA PRIMA (AGAVE)
PICAR
MOLER
FILTRACIÓN
20
Determinación de fructanos
La determinación de fructanos consistió en un proceso de hidrolisis por medio de
la adición de HCl al 2% y el calentamiento de la muestra que se trató.
Se pesó 10 gramos de la muestra, que fueron colocados en un 10 matraz de 100
mL y se aforó. Esta muestra de 10 grados Brix se colocó en un vaso de
precipitado de 200 mL y se le agregó 4 mL de HCl al 2%, luego se le midió el pH y
si este no estaba por debajo de 2 se le agregaba más HCl al 2% hasta lograr que
la medición del peachimetro fuera menor de 2.Posteriormente esta muestra fue
colocada en la plancha con el agitador magnético (agitación suave) de 90 a 94 °C
durante 120 minutos.
Una vez que ya habían transcurrido los 120 minutos se dejó enfriar, cuando llego a
la temperatura ambiente se llevó la muestra a 4 grados Brix.Cuando la muestra ya
había llegado a los 4 grados Brix se realizó la metodología de preparación de la
muestra para inyectar en el HPLC que se menciona a continuación.(Mora-Cornejo.
2008)
FRUCTANOS
SECAR
MOLER
21
Preparación de la muestra para inyectar en el HPLC
Las muestras que se inyectaron en el HPLC fueron analizadas tanto en su forma
hidrolizada como no hidrolizada con el fin de comprobar si toda la región amplia
que se muestra en los cromatogramas a partir del tiempo de retención de 32
minutos eran fructanos. Se analizó el extracto crudo de agave sin hidrolizar y de
éste mismo extracto que se obtuvo se le realizó la metodología de determinación
de fructanos que se mencionó anteriormente.
Una vez que se tenían las muestras (sin hidrolizar e hidrolizadas), se realizó lo
siguiente para poder inyectarlas en el HPLC: se tomó con una jeringa de 3 ml, 2.5
ml de la muestra posteriormente se colocó en la punta de la jeringa (sin aguja) el
filtro Milipore de Nylon de 0.45 micras y el filtrado se colocó en los viales
(previamente esterilizados y etiquetados) del HPLC para obtener el cromatograma.
(Majithiya y col.. 2006)
22
TÉCNICAS
Al lote de 37 piñas se le evaluó la concentración de sólidos solubles (°Brix), tanto
en hoja como en corazón, las dimensiones de largo y ancho, así como
aleatoriamente su peso en kilogramos. En una muestra seleccionada se
determinaron sólidos totales, sólidos volátiles, sólidos fijos así como su contenido
de azucares totales y reductores y el perfil cromatografico de sus azúcares.
Para el análisis de las diferentes muestras de este lote se implementaron
diferentes técnicas que se presentan en la Tabla 3.
Tabla 3. Técnicas aplicadas en el presente trabajo de investigación
Apéndice Técnica Referencia
A Sólidos totalesNorma de AOAC Official Method
2001.03
B Sólidos fijos de totales . NMX-F-607-NORMEX-2002
C Sólidos solublesNorma de AOAC OfficialMethod
2001.03
D Sólidos fijos de solubles NMX-F-607-NORMEX-2002
E Azúcares reductores Lorenz. 1959.
23
F Azúcares totales NMX-F-496-SCFI-2011
G Extracto etéreo AOAC, 1990.
HFibra insoluble, soluble y
dietaría totalProsky y col.. 1998.
I Proteínas Villegas y col.. 1970.
J Cenizas AOAC, 1990.
K Carbohidratos AOAC, 1990.
CAPITULO IVRESULTADOS
CARACTERIZACIÓN DE AGAVE
En el Trabajo de Tesis de Gómez (2014) se concluyó que la mejor edad de
cosecha de A. angustifoliapara su aprovechamiento en la obtención de fructanos
era de 6 a 8 años, esta edad coincide también, con la cosecha de agave como
materia prima en la producción de mezcal. En este trabajo como se había
mencionado, se estudió un lote de A. angustifolia de 37 piñas que entraron en
procesamiento para la producción de mezcal en la Planta de Producción de la
Empresa Dypicurian S.A. de C.V.; de esta manera se está estudiando unamateria
prima que es cosecha con fines comerciales a diferencia de lo estudiado por
Gómez que es un recolección con fines de seguimiento científico.
En laTabla 4se presentan los resultados de la caracterización del lote de piñas de
A. angustifolia considerado para este estudio. En las columnas 2 y 3, se presenta
el contenido de sólidos disueltos como grados Brix en extractos crudos tanto de la
porción de corazón como de hoja; en las columnas 4 y 5 se presentan las
dimensiones de las piñas y finalmente en la columna 6 se presentan sus pesos.
24
En los últimos cuatro renglones se presentan el promedio, la desviación estándar y
los valores máximo y mínimo de los atributos medidos. Como puede observarse
la desviación es muy grande con respecto al promedio, lo cual implica que existe
una gran heterogeneidad en el lote de las piñas sobre todo en su peso y
dimensiones. Por otro lado sus valores máximos y mínimos son muy
contrastantes, por lo que pueden existir piñas fuera de una distribución normal.
Tabla 4. Caracterización del lote de 37 piñas de Agave angustifolia por sus sólidos disueltos (°Brix), tamaño y peso del extracto crudo
No. De muestra
°Brix de corazón
°Brix de hoja
Medida de piña de largo
(cm)
Medida de piña de
ancho (cm)
Peso (Kg)
1 36.2 33.5 46 33 19.7
2 31.6 25.2 57 38 33.3
3 34.3 35.7 43 37 29.95
4 38.5 33 38 29 12.2
5 35.3 29.8 35 25 6.95
6 30.1 19.1 37 25 8.25
7 35.5 35.3 45 36 26.3
8 33.9 33.8 37 31 17.65
9 27.3 30.7 56 32 20.5
10 31.9 30.8 48 35 21.25
11 28 22.7 49 38 29.5
12 32.8 30.4 48 33 25
13 34.6 34 33 25 9.95
14 34.7 30.1 32 21 11.15
15 35.4 21.5 33 20 5.2
16 29.4 27.1 38 28 12.2
17 23.5 24.3 52 36 25.65
18 33.5 27.4 38 30 15.8
19 33.6 30.9 38 26 12.2
20 31.1 27.7 40 29 15.5
21 33 25 33 26 11.05
22 29.9 23.6 41 26 15.55
25
23 21.2 14.6 31 22 5.6
24 29.5 34.9 32 25 7
25 37 34.4 51 36 36.95
26 27.5 34.5 41 32 17.1
27 27.7 19 46 29 18.6
28 34.1 24.2 37 28 13.05
29 15.9 14.1 46 28 11.4
30 16.3 24.7 58 44 50.45
31 28.6 34.5 52 38 30.55
32 34.4 30.7 49 35 22.45
33 32.4 26.9 42 28 18.25
34 15.5 7.6 41 35 22.15
Continuación de la Tabla 4
No. De muestra
°Brix de corazón
°Brix de hoja
Medida de piña de
largo (cm)
Medida de piña de
ancho (cm)
Peso (Kg)
35 29.9 27.2 36 25 7.9
36 23.1 22.2 36 20 6.35
37 36.9 28.5 36 21 7.1
Promedio 30.38 27.29 41.92 29.86 17.83
Desviación estándar
5.89 6.6 7.55 5.93 10.1
Máximo 38.5 35.7 58 44 50.45
Mínimo 15.5 7.6 31 20 5.2
Nota: el número marcado de color rojo de las muestras fue seleccionado al azar, los datos
respectivos de estas se colocan en la Tabla 5
En la producción comercial de bebidas alcohólicas el atributo más importante en
las piñas de agave es la medición de grados Brix en su extracto crudo, ya que se
tiene como regla que entre mayor sea esta medición mayor será el rendimiento en
azucares en la piña cocida. En la Tabla 4 se muestra las mediciones de grados Brix
del lote tanto en corazón como en hoja.
26
En la Figura 6se muestra que tan dispersos se encuentran los grados Brix en
corazón, se observa que 28 de 37 piñas se encuentran dentro del intervalo de µ±
σ, la mayoría de las otras piñas se ubican sesgadamente por debajo de este
intervalo, posiblemente se trate de piñas inmaduras.
0 5 10 15 20 25 30 35 4010152025303540
Sólidos disueltos de corazón (ºBrix )
°Brix Corazón + Desviación estándar-Desviación estándarPromedio
Número de muestraºBri
x d
e c
ora
zón
Figura 6. Concentración de sólidos solubles (°Brix) en extractos crudos de la porción de corazón
de piñas de A. angustifolia.
En laFigura 7se muestran los grados Brix en hoja, en este se observa un
comportamiento muy similar a la porción de corazón, sin embargo, las mediciones
de grados Brix en corazón son en general mayores a los medidos en hoja.
0 5 10 15 20 25 30 35 405
15
25
35
Sólidos disueltos de hoja (ºBrix)
°Brix Hoja + Desviación estándar- Desviación estándarPromedio
Número de muestra
ºBri
x d
e h
oja
27
Figura 7. Concentración de sólidos solubles (°Brix) en extractos crudos de la porción de hoja de
piñas de A. angustifolia.
En la Figura 8 se presenta una gráfica de correlación entre la concentración de
sólidos disueltos (°Brix) con respecto al peso de la piña, en la que se puede
observar que no existe alguna correlación aparente, se puede entonces concluir
que la concentración de sólidos es independiente del peso de la piña. Esta misma
prueba se realizó para la correlación entre grados Brix y dimensiones de las piñas,
no encontrándose tampoco alguna correlación aparente.
5 10 15 20 25 30 35 400
10203040506070
Correlación entre el peso de cada piña y sus °Brix
°Brix en corazón°Brix en hoja
Peso (Kg)
Sólidos d
isuelt
os
(°B
rix)
Figura 8. Correlación de la concentración de sólidos disueltos (Brix) con respecto al peso de la
piña
28
Caracterizaciónde sólidos en el extracto crudo
Tanto para producción de bebidas alcohólicas como para la obtención de
fructanos, es importante cuantificar los sólidos extraíbles mediante lixiviación con
agua caliente, ya que es una medición directa de la cantidad de azucares
potencialmente aprovechables. Continuando con el lote de 37 piñas de A.
angustifolia, se seleccionaron aleatoriamente 10 de ellas para la determinación de
sólidos totales, solubles y fijos, así como sus azúcares totales y reductores en los
extractos obtenidos mediante lixiviación con agua caliente de acuerdo al
procedimiento de Gómez (2014). Los datos de las 10 piñas seleccionadas se
muestran en la Tabla 4con letras rojas.
En la Tabla5se presenta los promedios, la desviación estándar, el valor máximo y
mínimo de los siguientes atributos medidos en los extractos crudos. La principal
observación es que en promedio cada kilogramo de piña fresca contiene cerca de
260 g de sólidos extraíbles y que en su mayoría son sólidos solubles con
naturaleza química de carbohidratos. Por otro lado se puede observar que de los
azúcares totales solamente un porcentaje muy cercano al 10% corresponden a
azúcares reductores, puede esperarse que el porcentaje restante sean fructanos
que son considerados como no reductores y la sacarosa otro azúcar importante en
el agave. Otra característica importante es observar que la mayoría de los sólidos
fijos o minerales correspondan a sólidos solubles, también se observa que se
depositan principalmente en el tallo del agave (corazón).
29
Tabla 5. Análisis de sólidos extraídos por lixiviación con agua caliente.
Atributo medido
gramos / kilogramo de agave fresco
STc STh SFTcSFT
hSSc SSh SFSc SFSh ARc ARh ATc ATh
Promedio260.6
1227.93 6.47 3.98 250.42 226.7 6.21 3.33 23.41 22.6 235.79 211.53
Desviación estándar
57.88 63.2 4.04 1.92 58.58 65.3 2.97 1.05 8.24 7.31 85.14 65.45
Máximo358.9
5334.26 14.84 7.83 351.2
319.14
13.04 5.17 38.9737.1
4408.93 357.67
Mínimo189.3
8141.7 1.51 2.11 184.34
144.57
3.06 2.11 9.8512.2
4148.54 143.68
En la Tabla 5se presentan los atributos medidos: Sólidos totales en corazón (STc), Sólidos totales en hoja (STh:), Sólidos
fijos de totales en corazón (SFTc), Sólidos fijos de totales en hoja (SFTh), Sólidos solubles en corazón (SSc), Sólidos
solubles en hoja (SSh), Sólidos fijos de solubles en corazón (SFSc), Sólidos fijos de solubles en hoja (SFSh), Azúcares
reductores en corazón (ARc), Azúcares reductores en hoja (ARh), Azúcares totales en corazón (ATc) y Azúcares totales en
hoja (ATh).
En la Figura 9 se presenta una gráfica de correlación entre la rendimiento de
sólidos solubles con respecto a la concentración de sólidos disueltos (°Brix) en
extracto crudo de piñas, en la que se puede observar que entre mayor cantidad de
grados Brix estén presentes en la piña mayor cantidad de sólidos solubles tendrá y
seguramente mayor cantidad de fructanos se podrán obtener.
30
15 20 25 30 35 400
50100150200250300350400
Correlación entre sólidos so-lubles de cada piña y sus
°Brix
°Brix en corazón°Brix en hoja
Sóldidos disueltos(°Brix)
Sólidos s
olu
ble
s
Figura 9. Correlación entre sólidos solubles de cada piña y sus sólidos disueltos (°Brix)
Análisis cromatografico de carbohidratos en el extracto crudo
Ahora se estudió la naturaleza de los sólidos extraíbles del agave, sabiendo por
los antecedentes, que corresponden principalmente a la familia de los fructanos.
Para los cuales se realizaron análisis por HPLC de los extractos obtenidos para 4
de las 10 piñas antes seleccionas. Para la selección de estas 4 muestras se
tomaron dos que estuvieran dentro del intervalo μ±σ y 2 que estuvieran fuera (una
arriba de la desviación y otra debajo de ella) de ella. Esto con el fin de analizar
muestras en una mayor región.
En la Tabla 6 se muestra la selección de las 4 muestras; en la columna 1 se
muestra el número de identificación de piña de la Tabla 5, en la columna 2
presenta el nuevo número de muestra, en las columnas 3 y 4 los °Brix de corazón
y de hoja respectivamente.
Tabla 6. Muestras a analizar en el HPLC
31
Número de muestra de las 10
seleccionadas
Nuevo número de muestra para cromatografía
°Brix de corazón
°Brix de hoja
3 1 35.5 35.3
6 2 33 25
7 3 27.5 34.5
8 4 27.7 19
De acuerdo a estándares que se inyectaron en el HPLC se obtuvieron los tiempos
de retención de Fructosa, Glucosa, Sacarosa y Fructanos, presentados en la
Tabla 7.En la Figura 10 se presenta un cromatograma donde se identifican cada
uno de estos compuestos, como puede observarse los fructanos corresponde a un
agrupamiento de picos en forma de peine, cada uno de esos picos en un polímero
que tiene diferente grado de polimerización o estructura.
Tabla 7. Condiciones óptimas para la separación y aparición de picos.
Compuesto Tiempo de retención
Fructosa 9.677 minutos
Glucosa 12.618 minutos
Sacarosa 17.875 minutos
Fructanos 32 - 80 minutos
32
Figura 10. Tiempo de retención del estándar de Fructosa, Glucosa, Sacarosa y Fructanos
Para una mejor caracterización de los fructanos, se consideró como referencia un
cromatograma de Alltech Grace, 2008, de una muestra de fructanos de achicoria,
con identificación de algunos grados de polimerización, Figura 11.
Figura 11. Perfil de Inulina de Achicoria reportado por Alltech Grace, 2008.
Imagen1.Estándar de azúcares
33
Para una identificación parcial del grado de polimerización de los fructanos
presentes en la muestras, los cromatogramas fueron divididos en zonas
delimitados por los pesos moleculares conocidos que se muestran en la Tabla 8.
Tabla 8. Zonas de correlación entre DP y el tiempo de retención
Zona
Tiempode
retención(min
)
DP
1 32 3
2 46 10
3 56 19
4 63 25
5 82 40
En la Figura 12 se presentan los cromatogramas del corazón y la hoja de la piña
4Imágenes1 y 2. Se puede observar que los picos correspondiente a azucares
simple fructosa y glucosa así el de sacarosa son en pequeños en proporción a la
aglomeración de picos que integra la familia de fructanos en el agave, esta
observación es congruente con la determinaciones de azucares totales y
reductores que se había discutido anteriormente. Por otro lado de distribución de
picos cromatográficos son semejante a una curva de campana tipo Gausiana, pero
con diferentes sesgos. Los fructanos en hoja presentan un sesgo hacia la
izquierda que corresponde a una región con menor grado de polimerización.
34
Figura 12. Cromatograma de los extractos crudos de A. angustifolia de la porción corazón y hoja
de la muestra 4.
En la Tabla 9 se hace un resumen de la distribución de área cromatografica para
los diferentes carbohidratos estudiados. La primera observación que se puede
definir que el área de los polímeros o fructanos tanto en hoja como en corazón
representa un valor cercano al 90% (91.76% Corazón, 89.20% Hoja), por lo que se
puede presumir que la mayoría de los sólidos extraíbles corresponden a fructanos.
Imagen2. Cromatograma de la
muestra No. 4 de corazón
Imagen3. Cromatograma de la
muestra No. 4 de hoja
35
En estas cuatro piñas analizadas los fructanos en corazón se concentran en el
intervalo de grados de grados de polimerización de 10 a 19 (30.50%), mientras
que en hoja se concentran entre los grados de polimerización entre 3 y 10 (36.20),
sin embargo, se piensa, que utilizar porciones de hoja y corazón por separado
para obtener fructanos con diferentes grados de polimerización resultaría
impráctico porque la separación de fructanos por grado polimerización conlleva el
uso de tecnologías no convencionales o procedimientos hidrolíticos específicos.
Por otro lado la piña identificada como inmadura muestra 4, se distingue de las
otras porque tanto en corazón como en hoja tiene el mayor porcentaje de
fructanos en la región del grado de polimerización de 3 a 10.
Tabla 9. Tiempo de retención (minutos) y su área (%) de cada compuesto (Fructosa, Glucosa,
Sacarosa y sus respectivas regiones de FOS) a analizar del extracto crudo
No. De muestra
Parte de la hoja
% de Área de cada compuesto
Fructosa (9.6
min.)
Glucosa (12.5 min.)
Sacarosa (16 min.)
Región 1 FOS (32-46 min.)
Región 2 FOS (46-56 min.)
Región 3 FOS (56-63 min.)
Región 4 FOS (63-80 min.)
36
1Corazón 3.54 0.80 2.35 17.96 32.32 18.03 24.99
Hoja 3.46 0.41 0.35 14.80 27.98 17.91 35.09
2Corazón 5.65 1.22 1.58 19.32 22.67 16.31 33.26
Hoja 12.07 3.82 0.39 41.85 20.06 7.94 13.87
3Corazón 6.94 0.53 0.32 19.55 32.55 17.74 22.32
Hoja 9.21 0.39 0.12 22.45 33.65 14.98 19.20
4Corazón 8.94 0.72 0.34 37.82 34.47 8.54 9.18
Hoja 10.94 1.83 0.23 65.68 13.94 3.30 4.10
Corazón
Promedio 6.26 0.82 1.15 23.66 30.50 15.16 22.44Desviación
estándar2.27 0.29 0.99 9.46 5.31 4.48 9.99
Máximo 8.94 1.22 2.35 37.82 34.47 18.03 33.26
Mínimo 3.54 0.53 0.32 17.96 22.67 8.54 9.18
Hoja
Promedio 8.92 1.61 0.27 36.20 23.91 11.03 18.06Desviación
estándar3.82 1.62 0.12 22.71 8.67 6.64 12.96
Máximo 12.07 3.82 0.39 65.68 33.65 17.91 35.09
Mínimo 3.46 0.39 0.12 14.80 13.94 3.30 4.10
Una duda importante en el análisis de los cromatograma era observar si los picos
aglutinados e identificados como fructanos correspondían realmente a esta familia.
Para resolver esta duda se propuso como procedimiento comprobar, si ese
agrupamiento de picos estaba constituido por polímeros de glucosa y fructosa.
Para comprobar esta hipótesis extractos fueron sometidos a un procedimientos de
hidrólisis químico desarrollado por Cornejo, 2008, para evaluar si los picos de
fructanos eran transformado a los picos característicos de fructosa y glucosa.
Determinación de fructanos en corazón y hoja
En las Imágenes 3, 4, 5 y 6 se presentan los cromatogramas de muestras de corazón
y hoja de A. angustifolia; en las Imágenes 3y 5 se presenta la muestra si hidrolizar a
4 °Brix y en las Imágenes 4 y 6 las muestras ya hidrolizadas a 1°Brix. La muestra
37
hidroliza se diluyo 1:4, para evitar tener un pico de fructosa con saturación de
señal.
Figura 13. Cromatograma de los extractos crudosde A. angustifolia de la porción corazón.
Imagen4. Corazón sin hidrolizar (4° Brix)
Imagen 6. Hoja sin hidrolizar (4° Brix)
Imagen 5. Corazón hidrolizado (1° Brix)
Imagen 7. Hoja hidrolizada (1 ° Brix)
38
Figura 14. Cromatograma de los extractos crudos de A. angustifolia de la porción hoja.
En las Imágenes 3, 4, 5 y 6 se puede observarse que no existen diferencias
marcadas entre los cromatogramas de hoja y corazón, tanto en extractos como
extractos hidrolizados. Para los cromatogramas no hidrolizados, los porcentajes de
área cromatografica en corazón son de 1.45% para azúcares simples (Fructosa y
Glucosa) y de 98.55% para azúcares complejos (Fructanos) y en hoja los
azúcares simples representan el 1.07% y el resto (98.93%) son azúcares
complejos. En las muestras hidrolizadas aproximadamente tanto en corazón como
en hoja el 85% del área es fructosa, lo que demuestra que efectivamente los picos
identificados en el cromatograma como fructanos están principalmente
constituidos por fructosa, quedando de esta manera establecida su naturaleza
química como fructanos.
De acuerdo a los resultados que se han mostrado tanto en corazón como en
hoja;los grados Brix, los azúcares reductores y totales y a los cromatogramas
analizados hidrolizados y no hidrolizados se llegó a la conclusión que no era
necesario realizar el posterior análisis proximal y la determinación de minerales
por separado por lo que se decidió juntar corazón y hoja tanto en el polvo seco de
agave como en fructanos puros.
Hasta el momento se obtuvo y caracterizo el extracto crudo de A. angustifolia en
donde se concluyó que el contenido de grados Brix en cada piña era
independiente de su tamaño, así como también que si existe una diferencia entre
corazón y hoja pero no tan significativa en la cantidad de azúcares. De acuerdo a
39
esto el análisis de polvo seco de agave y fructanos puros tanto corazón y hoja se
pueden juntar en cada uno de estos dos productos. El tercer producto a analizar
es el agave comercial. Cabe mencionar que estos tres productos están en forma
sólida y así serán analizados.
Análisis proximal de tres productos
Como se recordará el objetivo de este trabajo de Tesis es la caracterización
y estudio del Polvo Seco de Agave (PSA) como una materia prima para la
industria alimentaria, que incorpore principalmente un alto contenido de fructanos
de agave considerados como fibra dietaría soluble. Este producto fue comparado
con fructanos purificados de agave en laboratorio (FP) siguiendo el procedimiento
de Gómez (2014) y un producto comercial del estado de Jalisco no identificado
(AC).
40
En la Tabla 11se presentan los diferentes análisis proximales en base seca
realizados para los productos mencionados. Existen dos datos sobresalientes, el
alto contenido de cenizas en las tres muestras y el aparente bajo contenido de
Fibra Total y principalmente Fibra Soluble. La Norma Mexica NMX-F-591-SCFI-
2009, marca que los Fructanos de Agave deberían tener un máximo del 1% de
cenizas en base seca. En PSA era esperado un valor alto de cenizas porque en
ninguna parte de su proceso de obtención se implementa una etapa de
desmineralización como el que se hizo para el proceso de FP y debiera esperar
se hubiera hecho en los fructanos comerciales AC. En este trabajo se esperaba
que el PSA tuviera una aportación significativa de minerales como ingrediente
alimentario con mínimo procesamiento, el alto de contenido de cenizas en los
otros productos puede deberse a una deficiencia en el proceso de
desmineralización que se implementó durante su obtención, o bien, en el caso de
AC una falta en su calidad, sin embargo, para tener una mayor seguridad en esta
observación debería extenderse el estudio hacia otros productos que existen en el
mercado y posiblemente hacer una comparación con fructanos tipo inulina de
otras fuentes vegetales.
Tabla 10. Análisis proximal de polvo seco de agave, fructanos puros y agave comercial
Producto Parte del material vegetal
Análisis
% Humedad
% Cenizas
% Extracto etéreo
% Fibra Dietaría
Total
% Fibra Insoluble
% Fibra Soluble
% Proteínas
de FDT
% Proteínas
de FI
% Carbohidratos
Polvo seco de agave
Corazón y hoja 7.2534 7.0967 5.18 14.7597 13.4601 1.2996 0.0036 0.0011 72.96
Fructanos
Puros Corazón y hoja 6.3575 7.4333 7.8 3.8124 2.5678 1.2446 0.0183 0.0066 80.936
Agave comercial Sin
conocimiento 7.3117 7.5 6.6933 2.6345 1.7991 0.8354 0.0217 0.0092 83.1505
41
El otra componente que resulta sobresaliente es el bajo contenido en fibras. El
PSA como era esperado, contiene una mayor cantidad de FDT, en su mayoría
insoluble, que seguramente proviene de componentes lignocelulósicos
estructurales de la planta, en los otros dos productos se observan contenidos de
fibras muy bajos. Estos datos deben de ser reinterpretados para tener un mejor
entendimiento y conocimiento de la composición de estos productos. En la
técnicas implementadas en la determinación de Fibra, se hace una serie de
procesos de solubilización de componentes de origen lipídico, proteico así como
compuestos derivados del almidón, la fibra soluble finalmente es precipitada por
una gran adicción de etanol, dado que la mayoría de los compuestos que
constituyen las fibras solubles son insolubles en etanol, sin embargo, se ha
encontrado que los fructanos de agave no son completamente precipitado debido
principalmente a su bajo grado de polimerización (Gutiérrez, 2013).
Se piensa que lo reportado como carbohidratos en la Tabla 10, está constituido
principalmente por fructanos de agave. Para cuantificar los carbohidratos simples
y los fructanos por separado se implemento un proceso analítico que inicia con
determinación directa de fructosa, glucosa y sacarosa directamente sobre la parte
soluble de los polvos mediante técnicas cromatograficas utilizando estándares de
los azucares simples así como maltosa como estándar interno. Por otro lado para
la identificación de fructanos se utilizo una inulina comercial. Posteriormente la
muestra fue complementa hidrolizada a través de una hidrólisis con HCl al 2% de
acuerdo al procedimiento de Gómez (2013), entonces se cuantifico el exceso de
fructosa y glucosa que fue generado durante el proceso hidrolítico, se considero
que la fructosa y la glucosa generada de la hidrolisis proviene de los fructanos
despolimerizados, de esta manera se puede tener un estimado de la presencia de
fructanos en los polvos analizados.
En la Figura 16 se presenta las Imágenes 8 y 9 que corresponden a los
cromatogramas de los compuestos solubles del agave comercial sin hidrolizar e
hidrolizado respectivamente. En el primer cromatograma se identifican los picos de
fructosa (9.26min), glucosa (11.81min), sacarosa (16.90min), maltosa (19.84min) y
42
los picos aglomerados que corresponden a los distintos compuestos que se
piensan integran los fructanos en el agave. En la imagen 9 se observa que se
presenta únicamente los picos de fructosa (9.18min), glucosa (11.84min) y el
estándar de maltosa (19.23 min). En el minuto 77 se presenta en ambos
cromatogramas un pico no identificado que aparentemente no fue hidrolizado
durante su tratamiento. Las concentraciones fueron determinadas mediante curvas
de calibración de fructosa, glucosa y sacarosa.
En las Figuras 16 y 17 se presentan los cromatogramas para los fructanos
purificados y el polvo seco, se puede observar que entre ellos son muy similares, a
la descripción anterior.
Imagen 8. Agave comercial sin hidrolizar
43
Figura 15. Cromatograma de agave comercial.
Imagen 9. Agave comercial hidrolizado
44
En las Imágenes 10 y 11 se presentan los cromatogramas de fructanos puros sin
hidrolizar e hidrolizado respectivamente.
Figura 16. Cromatograma de fructanos puros de A. angustifolia.
Imagen10.Fructanos puros sin hidrolizar
Imagen 10. Polvo seco de agave hidrolizadoImagen 11. Fructanos puros hidrolizados
45
En las Imágenes 12 y 13 se presentan los cromatogramas del polvo seco de agave
sin hidrolizar e hidrolizado respectivamente.
Figura 17. Cromatograma de polvo seco de A. angustifolia.
Imagen 12.Polvo seco de agave sin hidrolizar
Imagen 13.Polvo seco de agave hidrolizado
46
En la Tabla 11 se presentas los datos reinterpretados de la Tabla de acuerdo al análisis de
carbohidratos por cromatografía de líquidos, como puede observarse en los tres polvos el
contenido de carbohidratos simples es muy bajo, efectivamente el otro porcentaje corresponde a
fructanos. El polvo de agave ofrece un contenido de 71.98% de fructanos, valor inferior a los otros
polvos. Pero que tiene como ventaja ser un producto completamente natural con un procesamiento
mínimo.
Tabla 11. Cuantificación de fructanos
PRODUCTO ANALIZADO
Composición de la fracción de carbohidratos% de
Fructanos en polvos
% de Carbohidratos
simples en polvos
% DE FRUCTOS
A
% DE GLUCOSA
% DE SACAROS
A
% DE FRUCTANOS
Polvo seco de agave
0.4958 0.3299 0.4944 98.6799 71.98 0.98
Fructanos puros 0.3397 0.2946 0.3236 99.0421 80.15 0.78
Agave comercial
0.5901 0.4179 0.8198 98.1722 81.62 1.53
ANALISIS DE MINERALES EN LOS POLVOS.
En la Tabla 14 se presentan los diferentes minerales que se mandaron determinar
(Nitrógeno Total, Fosforo, Potasio, Calcio, Magnesio, Azufre, Hierro, Zinc,
Manganeso y Cobre) para dos de los productos obtenidos (polvo seco de agave y
fructanos puros) en el presente trabajo de investigación y otro que ya se encuentra
en el mercado (Agave Comercial) esto con la finalidad de comparar la riqueza de
cada uno de ellos.
Como se puede ver el contenido de NT es ligeramente mayor en el PSA, el P es 2
y 4 veces mayor en FP que en PSA y AC respectivamente, el K es ligeramente
mayor en FP que en PSA y mayor que en AC, el Ca es notablemente mayor en
PSA que en FP y en el AC, el Mg es mayor en PSA 3 y 6 veces mayor que en FP
y AC, el S es 3 veces mayor en el AC que en FP y en el PSA, el Fe es
considerablemente mayor en el PSA aproximadamente 2 y 5 veces que en el AC
47
y en FP respectivamente, el Zn es ligeramente mayor en el PSA que en FP y en el
AC, el Mn es ligeramente mayor en el AC que en el PSA y en FP y por último el
Cu es similar en el PSA (ligeramente mayor en este) y en FP pero en el agave
comercial si hay diferencia.
Tabla 14. Determinación de minerales en polvo seco de agave, fructanos puros y agave comercial.
Producto Parte del material vegetal
Minerales
Macro nutrientes (%) Micro nutrientes(ppm)
Nitrógeno Total (NT)
Fosforo (P)
Potasio (K)
Calcio (Ca)
Magnesio (Mg)
Azufre (S)
Hierro (Fe)
Zinc (Zn)
Manganeso (Mn)
Cobre (Cu)
Polvo seco de agave
Corazón y hoja 0.22 0.02 0.12 0.27 0.06 0.01 15.7 9.93 2.52 2.6
Fructanos Puros
Corazón y hoja 0.14 0.04 0.17 0.06 0.02 0.01 3.44 8.19 3.05 2.12
Agave comercial
Sin conocimiento 0.17 0.01 0.02 0.02 0.01 0.03 8.37 7.71 3.12 0.6
48
CAPITULO VCONCLUSIONES Y PERSPECTIVAS
CONCLUSIONES
En el presente trabajo de investigación con la caracterización un lote de 37 piñas
de A. Angustifolia se comprobó que en general los sólidos disueltos medidos
como grados Brix tanto en corazón como en hoja no están en función ni del peso
ni del tamaño de la piña, por lo que no es necesario discriminarla por estas
características ya que su rendimiento en Fructanos no depende de estas. Como
criterio de calidad debería establecerse la medición de grados Brix en extractos
crudos ya que están directamente relacionados con su rendimiento en sólidos
solubles extraídos. Se puede considerar como criterio de selección un mínimo de
concentración en grados Brix en extracto crudo de corazón de 25 grados Brix y en
hoja de 20 grados Brix en adelante para hoja.
Con respecto a los análisis realizados a la selección de las 10 piñas de A.
angustifolia se pudo concluir que la cantidad de azúcares reductores (Fructosa y
Glucosa) representa aproximadamente solo el 10% tanto en corazón como en hoja
de los sólidos extraídos y el otro 90% son azúcares complejos (Fructanos). El
rendimiento de extracción en sólidos solubles son en promedio de 250.42 y
226.70g por kilogramo de agave fresco en corazón y en hoja respectivamente.
En el análisis de cromatografía de 4 piñas de agave, corazón y hoja, se encontró
que el perfil de picos asociados a fructosa, glucosa, sacarosa y fructanos fueron
en todos los casos similares sin existir diferencias importantes asociados a
proveniencia corazón y hoja o al contenido de grados Brix.
De acuerdo a los resultados obtenidos del análisis proximal se comprobó que el
polvo seco de agave es competitivo no solo con el agave comercial sino también
49
con los fructanos puros y muy rentable en comparación a este último por el
proceso por el cual se obtienen los fructanos puros.
Los minerales que se mandaron analizar resultaron ser generalmente mayores en
el polvo seco de agave que en fructanos puros y en el agave comercial, sin
embargo los resultados de la cantidad de estos minerales eran similares en
fructanos puros y en el polvo seco de agave.
50
PERSPECTIVAS
El polvo seco de aplicará a un producto alimenticio como una galleta, debido a que
de acuerdo a los resultados obtenidos no solo puede ser competitivo en el
mercado en fibra soluble, también en fructanos y en minerales.
51
CAPITULO VIRECOMENDACIONES
Para la obtención del extracto crudo de A. angustifolia que se realizó en la
presente investigación es indispensable que la piña con la que se vaya a trabajar
no se deje más de 1 día para procesarla porque entre más se tarde en hacerlo
mayor degradación de azúcares se tendrá así como la perdida de humedad lo cual
podría afectar significativamente en el rendimiento del producto y en la
caracterización del material vegetal.
52
CAPITULO VIIAPENDICES
APENDICE A.SÓLIDOS TOTALES
Se tomó 20 mL de cada una de las muestras del extracto crudo que se obtuvo en
crisoles (que se tenían a peso constante), se colocaron en la estufa a 70 °C hasta
retirar completamente su humedad.
APENDICE B. SÓLIDOS FIJOS DE TOTALES
De la determinación de sólidos totales, los crisoles una vez que llegaron a peso
constante con las muestras se colocaron en la mufla a 600 °C y se determinaron
sólidos fijos de totales.
APENDICE C.SÓLIDOS SOLUBLES
Parte del extracto crudo que se obtuvo de cada muestra, se centrifugo a 10 000
rpm durante 10 minutos, del sobrenadante se tomó 20 mL de cadauna de ellas y
se colocó en crisoles (que se tenían a peso constante), se colocaron en la estufa a
70 °C hasta retirar completamente su humedad.
APENDICE D.SÓLIDOS FIJOS DE SOLUBLES
De la determinación de sólidos solubles, los crisoles una vez que llegaron a peso
constante con las muestras se colocaron en la mufla a 600 °C y se determinaron
sólidos fijos de totales.
53
APENDICE E.AZÚCARES REDUCTORES
La técnica de azúcares reductores se utiliza para cuantificar la cantidad de
azúcares simples que están presentes en una muestra. Estos azúcares simples
son fructosa y glucosa, los cuales son monosacáridos.
Se colocó un vaso de precipitado de 1000 mL con la mitad de agua de la llave a
hervir en la plancha. Mientras el agua hervía se tomaron en tubos de ensayo (2
tubos por cada muestra y dos más para hacer el blanco) y fueron etiquetados para
identificar cada una de las muestras. Se colocaron 1.5 mL de cada una de las
muestras en sus respectivos tubos (en el caso de los blancos no les agrego nada).
A todos los tubos se les adicionó 4.5 mL de DNS.
Una vez que ya había hervido el agua los tubos fueron colocados en el vaso de
precipitado durante 8 minutos.Después de haber transcurrido los 8 minutos se
dejaron enfriar los tubos de ensayo (no se deben de colocar en agua para agilizar
el enfriamiento, en hielo ni en el refrigerador ya que esto altera la muestra).Ya fríos
los tubos de ensayo se le colocaron a todos 9 mL de agua destilada lentamente y
se agitaron en el vortex por 1 minuto cada uno. Posteriormente se llevaron al
espectrómetro para medir su absorbancia a 535 nm y así poder conocer su
concentración.
54
APENDICE F.AZÚCARES TOTALES
La técnica de azúcares totales se utiliza para cuantificar tanto la cantidad de
azúcares simples como de complejos. Los azúcares complejos son los fructanos
presentes en la muestra y los simples como ya se había mencionadoson fructosa
y glucosa.
Se tomó 2 mL de cada una de las muestras en tubos de ensayo(2 para cada
muestra y dos más para blancos).Posteriormente se le adicionó 0.5 mL de fenol al
5% (se tomó 5 mL de fenol puro y se colocó en una matraz de 100 mL, se tapó, se
agitó y se aforó con agua destilada) a los tubos, después los tubos se agitaron en
un vortex durante 1 minuto para asegurarse de que la mezcla este homogénea.
Posteriormente se agregó 5 mL de ácido sulfúrico al 98% de manera rápida pero
ahora no se agita, la muestra con los reactivos se van homogenizando de forma
natural en este último paso, se dejan enfriar durante 1 hora a temperatura
ambiente o más hasta que la mezcla este completamente fría, una vez que la
mezcla este fría o a temperatura ambientese mide su absorbancia a 490 nm y
poder conocer su concentración.
55
APENDICE G.EXTRACTO ETÉREO
El contenido de extracto etéreo se determinó de acuerdo con la AOAC (1990). La
grasa cruda está formada principalmente por lípidos y otras sustancias como
clorofila, pigmentos (carotenoides y xantofilas), vitaminas liposolubles, compuestos
orgánicos volátiles, etc. Todos estos tienen el carácter físico común de ser
solubles en ciertos disolventes. La denominación “extracto etéreo” es debido a la
utilización de hexano como disolvente.
Se pesó en papel filtro poro medio seco aproximadamente 2 g de muestra seca y
molida, anotando exactamente el peso y destarando el papel. Posteriormente fue
colocada la muestra en un cartucho para extractor Goldfish y se agregaron 50 mL
de hexano para cada muestra en el recipiente respectivo del equipo, el proceso
duró aproximadamente 2 horas. Al finalizar el proceso el cartucho se colocó en el
desecador para enfriar y cuando fue apropiado se pesó destarando el papel y el
cartucho.
56
APENDICE H.FIBRA INSOLUBLE, SOLUBLE Y DIETARÍA TOTAL
Se utilizó el método gravimétrico enzimático descrito por Prosky y col., (1988) con
ligeras modificaciones. Las determinaciones se realizaron por duplicado y cada
uno con dos réplicas.
Fibra dietaría total: Se pesó exactamente 1 g de muestra previamente desgrasada
en dos vasos de precipitados de 250 mL (1 g en cada vaso). Se le adicionaron 50
mL de una solución reguladora de fosfatos (1.4 g de Na2HPO4 y 8.4 g de NaH2PO4,
aforar a 1 L agua destilada) 0.08 M y pH 6.0 (ajustar con NaOH ó con H3PO4), y
0.1 mL de enzima α-amilasa termostable. Los vasos fueron agitados, cubiertos con
papel aluminio y colocados en baño maría. Los vasos fueron agitados a intervalos
de 5 minutos. Se incubaron por 15 minutos después de que la temperatura interna
de los vasos alcanzó 95°C. Se dejó enfriar los vasos a temperatura ambiente y
posteriormente se les ajusto el pH a 7.5 ± 0.2 adicionando 10 mL de NaOH 0.275
N (Colocar 275 mL de NaOH 1 N en un matraz y aforar a 1 L con agua destilada)
medir el pH (si es necesario ajustar con NaOH o HCl al 5%). Posteriormente se le
adicionó 0.1 mL de una solución proteasa (50 mg de enzima proteasa/ mL de
solución reguladora de fosfatos) preparada al instante (cada vaso contenía 5mg de
la solución proteasa). Los vasos fueron cubiertos con nuevo papel aluminio y
colocados en baño maría a 60 °C con agitación continua. Se incubaron por 30
minutos después de que los vasos alcanzaron los 60 °C. Nuevamente se dejaron
enfriar los vasos y se ajustó el pH entre 4.0 y 4.6 adicionando 10 mL de HCl 0.325
M (Colocar 325 mL de HCl 1N en un matraz y aforar a 1 L con agua destilada),
medir el pH (si es necesario ajustar con NaOH o HCl al 5%). Se le adicionó 0.1 mL
de amiloglucosidasa a cada vaso, se cubrió con papel aluminio nuevo y se colocó
nuevamente en el baño maría a 60 °C y agitación continua. Se incubó por 30
minutos después de que la temperatura interna de los vasos alcanzará los 60 °C.
57
Después de este proceso se adicionaron 4 volúmenes de etanol al 95% a cada
vaso, aproximadamente 280 mL (En un matraz volumétrico de 1 L se colocan 10.4
mL de agua destilada y se afora con etanol al 96%), se cubrieron con aluminio y
se dejó reposar a temperatura ambiente hasta el día siguiente para completar la
precipitación.
Al día siguiente, en tubos previamente tarados fue centrifugado (a 5000 rpm por
10 minutos) el contenido de los vasos (con cuidado de no perder residuos en los
vasos), el sobrenadante fue desechado y los residuos fueron congelados en los
tubos para posteriormente liofilizarlo. Los residuos secos fueron pesados y
registrados (R1= residuo uno y R2= residuo dos). El residuo uno fue utilizado para
determinarle el contenido de proteína y el residuo dos para determinarle el
contenido de ceniza.
Fibra insoluble: Para la determinación de la fibra insoluble se realizó el mismo
procedimiento realizado para la fibra dietaría total, con la diferencia de que
después del tratamiento enzimático a los vasos no se les adiciona etanol si no que
inmediatamente se centrifugan.
Fibra soluble: El contenido de fibra soluble fue calculado por diferencia utilizando
los valores de fibra dietaría total y fibra insoluble.
58
APENDICE I.PROTEÍNA CRUDA
El contenido de proteína total se determinó de acuerdo con Villegas y Mertz
(1970), por el método de Micro-Kjeldahl. El método se basa en la combustión en
húmedo de la muestra por el calentamiento del ácido sulfúrico concentrado en
presencia de catalizadores metálicos y de otro tipo para reducir el nitrógeno
orgánico presente hasta amoniaco, el cual queda en solución en forma de sulfato
de amonio. El digerido una vez alcalinizado, se destila en forma directa o por
arrastre de vapor para desprender el amoniaco que es atrapado y posteriormente
se titula con un álcali para dar el contenido de nitrógeno orgánico.
Se pesó 0.1 g (algunas de las muestras después de haber sido tratadas por el
análisis de fibra dietaría total e insoluble no tenían esa cantidad, por lo que se
recurrió a pesar solo lo que se tenía de muestra, registrando el peso exacto para
que los cálculos realizados, fueran correctos) de muestra seca y molida y se
adicionó a un tubo para digestión junto con 4 mL de mezcla de ácidos sulfúrico-
salicílico (25 g de ácido salicílico en 1 L de ácido sulfúrico concentrado), se dejó
reposar la mezcla toda la noche tapando los tubos con parafilm en la campana.
Después del reposo se agregó 0.6 g de la mezcla catalítica de selenio (Merck Art.
8030) y perlas de vidrio (se agregó las perlas que se pueden tomar con un tubo
eppendorf de 1.5 mL). Se dejó digerir calentando a una temperatura de 180 °C
durante una hora y después se aumentó la temperatura y se continuó calentando
hasta que la muestra alcanzó una apariencia clara (color verde azulado).
Terminada la digestión se dejó enfriar la muestra para su posterior destilación.
Para la destilación se agregaron 29 mL de agua destilada gota por gota en las
paredes del tubo para evitar pérdidas de muestra, se va enjuagando poco a poco y
vertiendo la muestra en el tubo del destilador (toda la muestra debe ser trasferida
al tubo incluyendo los 29 mL con los que se va enjuagando el tubo).
59
Por otro lado, se adicionó 5 mL de solución indicadora de ácido bórico (Pesar 20 g
de ácido bórico puro en un matraz volumétrico de 1 L, agregar 950 mL de agua
destilada, enfriar la solución y agregar 20 mL de solución de indicadores (disolver
0.099 g de verde de bromocresol y 0.066 g de rojo de metilo en 100 mL de etanol
al 95% (El etanol al 95 % se prepara con etanol absoluto y se diluye con agua
destilada)) y aforar a 1 L y ajustar el pH a 5 con NaOH 0.1 N, a un matraz
Erlenmeyer de 125 mL y se colocó debajo del condensador del equipo de
destilación (Rapidstill II, Labconco). Al tubo que contenía la muestra se le agregó
20 mL de NaOH 10 N (Disolver 400 g de NaOH en agua libre de CO2 (agua
destilada hervida por 20 minutos) aforado a 1 L) y se colocó en el destilador. Dicho
proceso terminó cuando el matraz receptor contenía 75 mL del destilado.
Finalmente se tituló la muestra con H2SO4 0.01 N hasta que el color cambio de
verde a rosa.
60
APENDICE J.CENIZAS
El contenido de cenizas se determinó de acuerdo con la AOAC (1990). La ceniza
de un producto alimentario es el residuo inorgánico que queda después de quemar
la materia orgánica. La cantidad de cenizas representa el contenido total de
minerales en los alimentos. La determinación se hace por medio de la incineración
de la muestra a una temperatura no mayor de 500 °C.
Se taró un crisol de porcelana (2 horas en el horno a 1130 °C y se deja enfriar 2
horas en el desecador), se pesó aproximadamente 1 g de muestra seca y molida,
posteriormente se calcinó la muestra en un mechero, después se colocó el crisol
ya con la muestra calcinada en la mufla a una temperatura de 500 °C hasta que
las cenizas fueran blancas (esto duro aproximadamente 3 horas), finalmente se
dejó enfriar la muestra y se pesaron destarando el peso del crisol.
APENDICE K.CARBOHIDRATOS
Este componente se determinó por la diferencia de peso con 100 g de muestra
restando la suma del contenido de proteína, extracto etéreo, cenizas y fibra
dietaría total.
61
CAPITULO XIIIREFERENCIAS
Alltech Grace Manual.(2008). Inulin by Screening Gradient Grace Davison
Discovery Sciences.
Andrade J. L., De la Barrera E, Reyes-García C, Ricalde M. F., Vargas-Soto G.,
Cervera J. C..(2007). El metabolismo ácido de las Crasuláceas: Diversidad,
fisiología ambiental y productividad Boletín de la Sociedad Botánica de México
(081):37-50.
Arizaga S. y E. Ezcurra. 1995. Insurance against reproductive failure in a
semelparous plant: bulbil formation in Agave macroacantha flowering stalks.
Oecología. (101);329-334.
Arizaga S., Ezcurra, E.,Peters E., F., Ramírez de Arellano y Vega, E..(2002).
Pollination Ecology of Agave macroacantha (Agavaceae) in Mexican Tropical
Desert. I Floral Biology and Pollination Mechanisms.American Journal of Botany.87
(7):1004-1017.
Arrizon, J., Morel, S., Pierre Monsan, A.G..(2010).Comparison of the water-soluble
carbohydrate composition and fructan structures of Agave tequilana plants of
different ages. FoodChemistry.
Botero González, José Fernando. (2010). Ingeniería de Tequilas. Primera Edición,
pp 13-18.
62
Eguiarte, L.E., Souza, V. y Silva-Montellano, A..(2000). Evolución de la Familia
Agavaceae: Filogénia, biología reproductiva y genética de poblaciones. Boletín de
la Sociedad Botánica de México 66:131-150.
Espinosa Andrews, H., Armando Ulloa, J., Cruz Rodríguez, G. K., Rosas Ulloa, P.,
Ulloa Rangel, B. E., Ramírez Ramírez, J. C.. (2010). Los fructanos y su papel en la
promoción de la salud. 57-60
García-Mendoza, A. (2007). Los agaves de México Ciencias, julio-septiembre,
número 087 Universidad Autónoma de México. Distrito Federal, México, pp 15-21.
Gómez-Pompa, A..(1963). El género Agave. Cactáceas y Suculentas Mexicanas
(8):3-25.
Guillot Ortiz, Daniel. (2009). Flora ornamental española: aspectos históricos y
principales especies. Monografías de la Revista Bouteloua, No. 8
Gutiérrez-García M. J. (2012).Mejora de un proceso de producción para la
obtención de fructanos de Agave en polvo. Tesis de maestría. Departamento de
Ingeniería Bioquímica.Instituto Tecnológico de Celaya.
J.B. Majithiya, R.J. Mmajithiya, M.L. Umrethia, P.K. Ghosh, R.S.R. Murthy. (2006).
Método HPLC para la determinación del sumatriptán de plasma y tejido cerebral.
63
López Mercedes, G., Mancilla- Margalli, N. A., Mendoza Díaz G..(2003).
Molecular Structures of Fructans from Agave tequilana Weber var. Azul.Journal of
Agricultural and Food Chemistry.51, 7835-7840 7835.
Lorenz Miller, Gail. (1959). Use of Dinitrosalicylic Acid Reagent for Determination
of Reducing Sugar, pp. 426-428
McVaugh, R. (1989). Flora novo-galiciana. Bromeliaceae to Dioscoreaceae. Ann.
Arbor University of Michigan Pres. 15:398.
Montañez Soto, J., Venegas-González, J., Vivar-Vera, M., Ramos-Ramírez, E..
(2011). Extracción, caracterización y cuantificación de los fructanos contenidos en
la cabeza y en las hojas del Agave tequilana Weber azul. Bioagro 23 (3): 199-206.
Mora-Cornejo D. (2008). “Obtención de un jarabe fructosado por hidrólisis ácida de
un extracto de Agave angustifolia”. Reporte de Residencia Profesional. Instituto
Tecnológico de Celaya, Licenciatura en Ingeniería Bioquímica.
Norma AOAC Official Method 2001.03 Dietary Fiber Containing Supplemented
Resistant Maltodextrin (RMD).
Norma AOAC Official Method and Analysis.(1990).
AgruculturalChemicalsContaminants; Drugs.
64
Norma Mexicana NMX-F-496-SCFI-2011. Determinación de reductores totales en
azúcares y materiales azucarados. Secretaría de Economía.
Norma Mexicana NMX-F-591-SCFI-2009. Alimentos - Fructanos de agave-
Especificaciones - Etiquetado y métodos de ensayo (pruebas).
Norma Mexicana NMX-F-607-NORMEX-2002. Determinación de cenizas en
alimentos.
Prosky, L., y col..(1988). Determination of insoluble soluble and total dietary fiber in
foods and food produets; Interlaboratory Study.(J. AOAC 71:1017-1023).
Villegas, E.,Mertz, E.T. 1970. Screening technique usedat CIMMYT for protein
quality maize. Technical Bull.No. 20 CIMMYT México.
6.-Obtención de fructanos de agave en polvo por precipitación con etanol. M.C. María de Jesús Gutiérrez García, Maestría en Ciencias en Ingeniería Bioquímica, 3 Septiembre de 2012.
8.-Desarrollo de un proceso para la obtención de fructosa, mediante cristalización por el método del segundo solvente, partiendo de un extracto purificado, hidrolizado y concentrado de agave. M. C. Carlos Gómez Cruz, Maestría en Ciencias en Ingeniería Bioquímica, 22 de Noviembre de 2012.
Gómez Sánchez Dulce Carmen Determinación del estado de madurez ideal para cosecha de Agave angustifolia para la extracción de fructanos. Tesis Profesional, Licenciatura en Ingeniería Bioquímica, Instituto Tecnológico de Celaya. Febrero de 2014.