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EVALUACIÓN DE TRES DIETAS ARTIFICIALES PARA LA CRIANZA DE Cryptolaemus montrouzieri Mulsant.
Alumno: María Isabel Marco Cahís Profesor guía: Eugenio López Laport
Profesor corrector: Alejandro De Kartzow
Quillota, Mayo de 2007
Pontificia Universidad Católica de Valparaíso Fundación Isabel Caces de Brown Estación Experimental La Palma
Casilla 4-D, Quillota-Chile Teléfonos 56-32-274501- 56-33-310524
Fax 56-32-274570, 56-33-313222 http://www.agronomia.ucv.cl
Índice de materias.
Resumen Abstract 1. Introducción………………………………………………..........…………………........ 1 2. Revisión bibliográfica………………………………….........………………….…......... 3 2.1. Características generales del insecto presa………..…………………………....... 3 2.2. Características generales del controlador…………...…………………………...... 4 2.3. Alimentación natural del controlador………………….....……………...………...... 5 2.4. Producción de insectos en masa…………………....……………………............... 6 2.4.1. Utilización de recursos alternativos de alimentación para la producción de insectos:....................................................................................................................... 7
2.4.1.1. Importancia de los recursos alternativos de alimentación….......................... 7 2.4.1.2. Utilización de dietas artificiales para la crianza de insectos…....................... 8 2.4.1.3. Componentes de diferentes dietas artificiales………............................……. 10 2.4.1.4. Almacenaje de insectos………………………………………........................... 10 3. Materiales y métodos………………………………………………………………….... 12 3.1. Lugar del experimento……………………………………………………................. 12 3.2. Materiales a utilizar………………………………………………………................... 12 3.3. Revisión en bibliografía y selección de las dietas……………………………........ 13 3.3.1. Dieta N°1: UCR…………………...……………....…………………….................. 13 3.3.1.1. Composición de la dieta................................................................................. 13 3.3.1.2. Preparación de la dieta.................................................................................. 14 3.3.2. Dieta N°2: Sathiah.............................................................................................. 14 3.3.2.1. Composición de la dieta................................................................................. 14 3.3.2.2. Preparación de la dieta.................................................................................. 14 3.3.3. Dieta N°3: Singh................................................................................................. 15 3.3.3.1. Composición de la dieta................................................................................. 15 3.3.3.2. Preparación de la dieta.................................................................................. 15 3.3.4. Dieta N°4 (control): chanchito blanco................................................................. 15 3.3.4.1. Sustrato de crianza para el insecto presa...................................................... 15 3.4. Alternativas de alimentación de C. montrouzieri.................................................. 16 3.5. Variable en estudio.............................................................................................. 17 4. Resultados y discusiones........................................................................................ 20 4.1. Análisis descriptivo............................................................................................... 20 4.1.1. Análisis descriptivo para larvas......................................................................... 20 4.1.2. Análisis descriptivo para adultos....................................................................... 21 4.2. Análisis de residuos............................................................................................. 23 4.2.1. Análisis de residuos para larvas....................................................................... 23 4.2.2. Análisis de residuos para adultos..................................................................... 24 4.3. Análisis de varianza............................................................................................. 25 4.3.1. Análisis de varianza para larvas....................................................................... 25 4.3.2. Análisis de varianza para adultos..................................................................... 27 4.4. Evolución en el estado de larvas de C. montrouzieri........................................... 28
5. Conclusiones........................................................................................................... 30 6. Literatura citada........................................................................................................ 31
Resumen
El depredador Cryptolaemus montrouzieri Mulsant es un efectivo controlador de Pseudococcidos en nuestro país. Sin embargo, para su uso comercial, su multiplicación en laboratorio presenta ciertas limitaciones que dificultan la producción masiva, por lo que disponer de una dieta artificial efectiva podría facilitar su crianza. El objetivo principal de esta investigación es profundizar en los conocimientos acerca de este controlador y su alimentación, para así facilitar su multiplicación en laboratorio. La investigación fue llevada a cabo en el laboratorio de control biológico de la Facultad de Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, en el período 2006 a 2007. Se comenzó con la revisión en literatura de la información existente sobre dietas artificiales, para luego seleccionar las más factibles de ser utilizadas en C. montrouzieri. En un primer estudio, se evaluó la sobrevivencia de C. montrouzieri depositados en las placas Petri en estado larval, alimentados con tres diferentes dietas artificiales propuestas en bibliografía, contrastando cada una de ellas con su alimentación natural (dieta control). El segundo estudio consistió en la evaluación de la sobrevivencia de adultos de C. montrouzieri alimentados con las mismas tres dietas utilizadas en el caso de las larvas, contrastando cada una con su alimentación natural (dieta control). Los resultados obtenidos permitirían afirmar que sólo una de las dietas propuestas no presenta diferencia significativa con la alimentación natural del controlador en cuanto a la sobrevivencia de los C. montrouzieri depositados en las placas Petri en estado larval, mientras que las otras dos dietas si presentarían un resultado significativamente menor. En cuanto al segundo estudio, ninguna de las dietas evaluadas presentó diferencia con la dieta control respecto a la sobrevivencia del controlador en estado adulto, sin embargo, estas servirían sólo como dietas de mantención, ya que no se registró ovipostura por lo que no fue posible la multiplicación del controlador.
Abstract
The Cryptolaemus montrouzieri Mulsant predator is an effective controller of Pseudococcidos in our country. Nevertheless, its laboratory multiplication presents certain limitations that difficult their massive production, so an effective artificial diet might facilitate its rearing. The primary objective of the present investigation is to enhance the knowledge about this predator and its feeding, in order to make its laboratory multiplication easier. The investigation was carried out in the biological control laboratory at the Faculty of Agronomy of the Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, between 2006 and 2007. First, a bibliographical revision of the available information on artificial diets was made in order to later select the most feasible ones to be used in C. montrouzieri. A first study evaluated the survival of C. montrouzieri deposited in Petri dishes in larval state, fed with three different artificial diets proposed in bibliography, comparing each one of them with its natural feeding (control diet). The second study consisted in the evaluation of the survival of C. montrouzieri adults fed with the same three diets used in the case of larvae, contrasting each one with its natural feeding (control diet). The obtained results allow us to affirm that only one of the proposed diets does not show significant difference with the natural feeding of the predator regarding the survival of C. montrouzieri deposited in the Petri dishes in larval state, whereas the other two diets would indeed present a significantly lower result. For the second study, none of the evaluated diets presented a difference with the control diet in terms of survival of the predator in adult stage; nevertheless, these would serve only as maintaining diets, due to the absence of oviposition, which makes impossible the multiplication of the controller.
1. Introducción.
De acuerdo a Rojas (2005), los chanchitos blancos (Pseudococcidos) se encuentran entre
las plagas más frecuentes y graves que atacan a los vegetales en todo el mundo. En
nuestro país desde poco antes de 1930 hasta aproximadamente 1946, estos insectos
llegaron a ser la plaga de mayor importancia en cítricos, chirimoyos, paltos, olivos y otros
frutales.
Los chanchitos blancos presentan características morfológicas y ecológicas que le
brindan resistencia al control químico (López, 1991). Por otra parte, según el mismo autor,
al presentar los chanchitos blancos superposición de generaciones, es prácticamente
imposible encontrar a la totalidad de la población en un estado susceptible al pesticida, lo
que dificulta aun más su control mediante el uso de agroquímicos.
Cryptolaemus montrouzieri Mulsant, es el mejor controlador biológico de los chanchitos
blancos, y su acción en Chile se extiende hasta la VII región. No obstante, desde la V
región hacia el sur pueden pasar el invierno sólo unos pocos individuos, por lo que se
hace necesario realizar liberaciones desde la primavera en adelante (Rojas, 1987).
Este enemigo natural se produce en laboratorio criándolo sobre su presa (chanchito
blanco), para luego ser liberado en campo como un método de control biológico
aumentativo, solucionando así el problema de superposición de generaciones señalado
por López (1991), ya que se alimenta del chanchito blanco en todos sus estados.
El manejo de crianza en laboratorio del insecto presa (chanchito blanco) es largo, costoso
y complicado, y puede verse contaminado por ácaros o con otros enemigos naturales
tales como Coccidoxenoides peregrina, que por su pequeño tamaño pueden ingresar
fácilmente a las baterías tipo Flanders donde se realiza la crianza de Planococcus citri, y
con ello disminuir la disponibilidad de presas para el depredador.
Existen dietas artificiales para la crianza de insectos que facilitan su obtención en
laboratorio, disminuyendo los costos y acortando los tiempos requeridos para llevar a
cabo la producción de diferentes enemigos naturales, sin tener la necesidad de disponer
en laboratorio de la alimentación natural (insectos presa).
Dietas artificiales tienen ventajas sobre presas naturales, especialmente si los costos
pueden ser rebajados y la calidad de los insectos puede ser mantenida (Core, 2006). Por
ello, disponer de una dieta artificial efectiva para la producción de C. montrouzieri, podría
facilitar la crianza y disminuir sus costos.
Hipótesis: Mediante la utilización de dieta artificial es posible suplir la alimentación natural
de C. montrouzieri.
El objetivo principal de esta investigación es profundizar en los conocimientos acerca de
este controlador y su alimentación, para así intentar facilitar su multiplicación en
laboratorio.
Los objetivos específicos son:
• Realizar una revisión bibliográfica sobre dietas artificiales formuladas para la
crianza de insectos.
• Evaluar dietas artificiales para alimentación de larvas y adultos de C. montrouzieri
Mulsant.
2. Revisión bibliográfica.
2.1. Características generales del insecto presa:
Rojas (2005), señala que las hembras de los chanchitos blancos, en su estado adulto, son
insectos de cuerpo blando, forma ovoide y alargada con segmentación variable y
cubiertos tenue o espesamente con una secreción cerosa de color blanco. Al nacer miden
aproximadamente 0,5 mm. y cuando adultos tienen una longitud de hasta 9 mm. Sus
movimientos son lentos y tienen la facultad de desprenderse del lugar en que se han
fijado hasta antes de comenzar la postura para trasladarse a otro mas protegido o
adecuado, buscando de preferencia vegetación tierna donde insertan su fino y largo
aparato bucal que le permite succionar su alimento. Las especies ovíparas van
depositando sus huevos en un saco ovígero de aspecto algodonoso que las hembras
secretan en forma de filamento. Los pequeños huevos son alargados y por lo general de
color blanco, cremoso, rosados o algo oscuros. Cada hembra pone entre 400 a 500
huevos, pudiendo alcanzar, en algunos casos, hasta casi 1000 unidades. Algunas
especies de chanchitos blancos son ovovivíparas. Los machos, escasos o abundantes
según la especie, son pequeños, alados y con dos o más filamentos caudales largos. No
se alimentan y viven unos pocos días, tiempo en el que fecundan a las hembras.
Según el mismo autor, con la introducción del coccinélido Cryptolaemus montrouzieri
Mulsant y la avispita Leptomastidea abnormis, traídos por A. Graf desde Estados Unidos
en 1931, se inició la lucha biológica contra los Pseudococcidos o chanchitos blancos en
nuestro país. Posteriormente estas especies fueron internadas en reiteradas
oportunidades. C. montrouzieri se introdujo desde Estados Unidos en 1931, 1933, 1934 (2
partidas), 1939, 1940, 1942 y 1946. Además, en 1995, fue internada desde California una
raza colectada originalmente en una zona templada de Australia, por lo tanto mas
adaptada a condiciones de menor temperatura. En 1996 fue importada, también desde
California, una partida de C. montrouzieri que se alimentaba casi exclusivamente de S.
oleae.
2.2. Características generales del controlador:
El predador de Pseudococcidos, C. montrouzieri, pertenece a la familia de los
coccinélidos y es originario de Australia. El adulto puede alcanzar una longitud de 4 mm. y
tiene élitros negro-marrón. La cabeza, el tórax y el abdomen son marrón-anaranjados. La
larva de Cryptolaemus puede alcanzar una longitud de 13 mm. Típica es la secreción de
excrecencias blancas. Debido a esta secreción, la larva y su presa se parecen mucho. Sin
embargo, la larva alcanza un tamaño mucho mayor, es mas larga, más móvil y la
excrescencia cerosa más larga (Biobest, 2006).A
aaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaaa
Según el mismo autor, la duración del desarrollo (de huevo a larva) depende sobre todo
de la temperatura. La duración es de 32 días a 24°C. La hembra vive aproximadamente
dos meses y pone 10 huevos al día, dentro de las colonias de cochinilla harinosa.
Cryptolaemus es muy activo cuando el tiempo es soleado. Una temperatura de 22 - 25°C
y una humedad relativa de 70 - 80% son ideales para la postura. C. montrouzieri no es
activo cuando la temperatura es menor de 16°C. Temperaturas mayores de 33°C
confunden el comportamiento de búsqueda.
La familia cocinéllidae esta compuesta de especies exclusivamente benéficas. Tanto las
larvas como los adultos actúan eficientemente contra pulgones, chanchitos blancos,
ácaros y conchuelas (Prado, 1991).
El depredador C. montrouzieri es el mejor y mas importante controlador de chanchitos
blancos en nuestro país. Entre 1939 y 1964 fue la especie que más se masificó y liberó al
campo desde el insectario de La Cruz. Posteriormente, entre 1980 y 1995, la Escuela de
Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso continuó con su crianza en
un convenio suscrito con los productores de paltos, cítricos y chirimoyos de la III-IV
Región, los que a menudo tienen ataques importantes en frutos y en la vegetación tierna,
causados principalmente por Planococcus citri Riso, que se ve favorecido por la
abundante presencia de hormigas (Rojas, 2005).
C. montrouzieri se ha producido y liberado en gran escala entre 1980 y 1995 a través del
programa de control biológico de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, y desde
1995 a la fecha a través de empresas privadas que lo comercializan (López, 2006)*.
2.3. Alimentación natural del controlador:
Los depredadores son activos buscadores de su alimento debido a que requieren de
varios individuos presa durante su vida, consumiendo parte o todo el organismo ella para
alimentarse. Los depredadores más conocidos en el control biológico son las chinitas
(coccinélidos), como es el caso de C. montrouzieri, controlador de chanchitos blancos
(Gerding, 2003).
El depredador C. montrouzieri, tanto en su estado larval como en su estado adulto,
depreda diferentes especies de chanchitos blancos. Las especies ovíparas son las
preferidas por las larvas de este controlador para alimentarse (Rojas, 2005).
La alimentación de los estados larvario y adulto de C. montrouzieri, está dada
indistintamente por todos los estadíos de la presa, y cuando el alimento escasea es
común el canibalismo entre las larvas que devoran a huevos y a larvas mas pequeñas
(Bhat et al., 1983).
_______________________
* López, E. Ing. Agr. 2006. Profesor P.U.C.V. Comunicación personal.
De acuerdo a De Bach (1968), la mayoría de los coccinélidos deposita sus huevos cerca
de la presa. Muy a menudo el predador adulto se alimenta sobre la misma presa que su
progenie. C. montrouzieri deposita sus huevos entre las masas algodonosas que
producen los Pseudococcidos en su ovipostura.
2.4. Producción de insectos en masa:
Los múltiples ejemplos exitosos en otros países en que se utiliza la liberación de
enemigos naturales producidos comercialmente, señalan la necesidad de que en nuestro
país se amplié la oferta o disponibilidad de especies benéficas para la agricultura (Ripa y
Rodríguez, 1999). La producción de insectos en masa nos permitiría cumplir con este
objetivo.
La clave de la producción en masa suele ser la crianza de un número suficiente de
insectos de la plaga en insectario, y no la de parásitos y predadores. Naturalmente, los
insectos de la plaga tienen que criarse en plantas, pero es manifiestamente impracticable
el empleo de árboles cítricos o de otra clase para ese propósito. El primer caso decisivo
fue el descubrimiento de que P. citri podía criarse fácilmente en renuevos de papas y
sobre zapallos, facilitando así la producción de cantidades enormes de C. montrouzieri
(USDA, 1963).
Un aporte importante al control biológico en California, fue la invención de métodos para
la producción en masa de los parásitos y predadores importados. El proceso permitió la
amplia distribución de especies en un breve tiempo después de su importación, y por lo
tanto, el adelanto de la fecha en que se obtiene el control (USDA, 1963).
La cría masiva de parásitos y predadores adecuados, ha permitido la colonización en
amplia escala de especies importadas en un corto tiempo después de su introducción,
como en el caso de C. montrouzieri, permitiendo el uso de una especie no adaptada en
forma climática al área de su importación (Metcalf y Flint, 1980).
2.4.1. Utilización de recursos alternativos de alimentación para la producción de insectos:
2.4.1.1 Importancia de los recursos alternativos de alimentación:
Tal vez una de las mejores estrategias para incrementar la efectividad de los
depredadores y parasitoides es la manipulación de recursos alternativos de alimentación.
Aquí no es solamente importante que la densidad del recurso alternativo sea alta para
influir a las poblaciones de enemigos naturales, sino también que la distribución espacial y
temporal del recurso sean adecuadas. La manipulación del recurso alternativo debería
resultar en que los enemigos naturales colonicen el hábitat mas temprano que la plaga, y
con frecuencia encuentren el recurso distribuido uniformemente en el campo,
incrementando así la probabilidad del controlador de permanecer en el hábitat y
reproducirse (Altieri, 1992). Contar con recursos alternativos de alimentación permitiría
mantener una producción constante de controladores ahorrando tiempo y espacio en
laboratorio, sin depender del insecto presa en épocas de escasez, para hacer liberaciones
oportunas en campo.
De acuerdo a De Bach (1968), lo más práctico sería el cultivo del huésped o presa de los
insectos entomófagos. El verdadero huésped insecto natural podría ser usado sobre un
medio artificial adecuado, o un huésped artificial podría ser usado si fuese cultivado más
fácilmente en una dieta artificial. Son obvias las ventajas de usar un huésped artificial de
insectos si el insecto huésped natural entra en una condición de inactividad o si su ciclo
biológico es demasiado largo.
Lo anterior concuerda con lo planteado por Altieri (1992), quien asegura que proveer de
huéspedes/presas alternativas en momentos de escasez de la plaga huésped, favorece la
abundancia de enemigos naturales y su efectividad.
2.4.1.2 Utilización de dietas artificiales para la crianza de insectos:
Para que un insecto consuma un alimento, este debe cumplir con varios requisitos: ser
reconocible por el insecto, estar en condiciones de ser ingerido y digerido y aportar los
nutrientes necesarios que permitan la sobrevivencia y reproducción del insecto (Artigas,
1994).
Todos los grados de artificialidad en dietas han sido usados para el cultivo de insectos,
desde los puramente químicos (dietas definidas) hasta los de alimentos naturales de
composición media pero que mecánicamente han sido cambiados (cocinadas, partidas y
mezcladas), y que pueden denominarse como “medio preparado” (De Bach, 1968).
En algunos casos los insectos consumen una determinada sustancia, pero en realidad su
alimento es otro o sólo parte de ella. En algunas ocasiones el rango de variación de
alimentos es muy amplio (Artigas, 1994).
Thompson (1999), señala que 15 especies de coleópteros, himenópteros y neurópteros
predadores estudiados reportaron una densidad mucho mayor en habitats donde el néctar
estaba disponible como una fuente de alimento. Sostiene además que el polen es un
alimento común a muchos tipos de predadores, y que el coccinélido Coleomegilla
maculata lengi puede completar su desarrollo solamente con polen, lo que demostraría
que el alimento proveniente de las plantas puede sostener a la población predadora en
caso de la ausencia del insecto presa.
Según el mismo autor, muchas especies de Hymenópteros parasitoides han sido criados
con dietas artificiales que excluyen totalmente al insecto presa. Señala además que hay
evidencia de crianza artificial exitosa en muchas especies de coccinélidos e himenópteros
predadores.
Sin embargo, De Bach (1968), plantea que algunos coleópteros predadores no se
alimentan de algo inmóvil, lo cual, por supuesto, impide el uso de dietas artificiales. C.
montrouzieri depreda tanto los estadíos móviles de los chanchitos blancos (ninfas y
adultos) como los inmóviles (masas de huevos), por lo que el uso de dietas artificiales no
debería presentar inconveniente en ese aspecto.
Requerimientos alimenticios variables deben cubrirse con ciertas especies para que el
desarrollo del huevo pueda realizarse antes de la ovoposición. Generalmente, esos
requerimientos son satisfechos mediante la adición de agua y miel. Sin embargo, algunas
especies requieren elementos nutricionales especiales encontrados en las secreciones
melosas frescas o en sustancias sustitutas. Otras especies pueden necesitar nutrientes
especiales que se obtendrán de la alimentación sobre los fluidos del cuerpo de su
huésped (De Bach, 1968).
De acuerdo a Saud (2000), existirían formas alternativas a la tradicional de proveerle
alimento a C. montrouzieri durante su crianza. Por lo tanto, su experimentación y
perfeccionamiento son esenciales para el desarrollo de una dieta nutricionalmente
adecuada, que permita reemplazar o, por lo menos, complementar la alimentación natural
de este útil agente de control biológico.
2.4.1.3. Componentes de diferentes dietas artificiales:
Dietas utilizadas para el mantenimiento o la crianza de predadores están compuestas
generalmente por un complejo de alimentos naturales, entre los que se incluyen
mantequilla, jalea real, extracto de hígado, levadura, extractos de diferentes plantas, y
miel. Los mejores resultados tanto en hemípteros como en coleópteros se han obtenido
con el uso de dietas basadas en subproductos de la carne (Thompson, 1999).
Polen y néctar juntos, pueden proveer una dieta completa para el crecimiento, desarrollo y
reproducción de muchos insectos, debido a su alto contenido de nutrientes (Thompson y
Hagen, 1999).
El mismo autor señala que los componentes no nutricionales como el agar, son
esenciales por la textura y la tensión superficial que otorgan a las dietas artificiales. Estos
componentes están íntima e intrínsecamente relacionados con la aceptación del alimento.
2.4.1.4. Almacenaje de insectos:
El desarrollo de un método de almacenaje adecuado, es fundamental para el uso de
cualquier enemigo natural en programas de control biológico aumentativo (Saud, 2000).
Según el mismo autor, el sistema ideal de almacenaje debiera permitir mantener a C.
montrouzieri por períodos de dos a tres meses, tiempo suficiente para poder multiplicar
primero a su presa, P. citri, y luego a el mismo.
Es deseable retener los insectos adultos entomófagos para liberarlos en épocas
apropiadas. Para muchas especies esto se realiza manteniéndolas bajo refrigeración a
temperaturas de 15,6 C. y 75% de humedad relativa. Generalmente se proporciona miel
como fuente de alimento. A esta temperatura por lo general la actividad baja, pero existe
el movimiento suficiente como para que el insecto se alimente (De Bach, 1968).
Saud (2000), señala que el almacenaje de adultos de C. montrouzieri se puede extender
por un período de cuatro semanas con una alta supervivencia; sin embargo, este tiene un
efecto seriamente detrimental sobre la reproducción de los insectos almacenados.
3. Materiales y métodos
3.1. Lugar del experimento:
La investigación se desarrolló en el laboratorio de control biológico de la Facultad de
Agronomía de la Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, ubicada en la localidad de
La Palma, comuna de Quillota, V región.
3.2. Materiales a utilizar:
El trabajo se realizó en la sala que el laboratorio tiene destinada a la multiplicación de
chanchitos blancos. Dicha sala consta de adecuada ventilación y calefactores eléctricos
que mantienen la temperatura entre 20 y 25°C, rango que según Apablaza (1992), sería el
óptimo en la crianza de insectos ya que por su carácter poiquilotermo, entre estas
temperaturas se produce en ellos un desarrollo ideal.
El insecto presa (chanchitos blancos) utilizado para el tratamiento control fue previamente
colectado en campo y multiplicado en el laboratorio de la Facultad sobre zapallo cacho
(Cucurbita moschata), el cual sirve de sustrato para su alimentación y reproducción.
Entre los materiales de laboratorio utilizados, se encuentran también placas de Petri,
vasos de precipitado, revolvedores, pesas, pinzas, pinceles, alfileres entomológicos, cajas
de acrílico, termómetro, genero tul, y papel crepe blanco. Los ingredientes utilizados en
la preparación de las dietas se detallan más adelante.
Los ejemplares de C. montrouzieri utilizados en el experimento, tanto larvas como adultos,
fueron obtenidos de una crianza artificial mantenida en el mismo laboratorio.
3.3. Revisión en bibliografía y selección de las dietas:
El estudio se inició revisando en bibliografía la información existente sobre dietas
artificiales para la crianza de todo tipo de insectos, seleccionando las más factibles de ser
utilizadas para C. montrouzieri, ya sea porque fueron formuladas para este insecto o bien
por la similitud en componentes entre estas.
Tomando en cuenta toda la información recopilada, se seleccionaron las dietas detalladas
a continuación, y se prepararon en el laboratorio.
3.3.1. Dieta N°1: UCR.
3.3.1.1. Composición de la dieta:
Legner (2006), propone una dieta compuesta por azúcar (15 g), miel (6 g), harina de
alfalfa (0,5 g), jalea real (4,5 g), agar (1 g), agua (100 cc) y presa seca pulverizada
(chanchito blanco) (2 g).
3.3.1.2. Preparación de la dieta:
En agua hirviendo, se disolvió el agar con el azúcar y la miel. Al llegar esta mezcla a
30°C, se agregó la jalea real, la harina de alfalfa y la presa seca pulverizada, revolviendo
vigorosamente.
3.3.2. Dieta N°2: Sathiah.
3.3.2.1. Composición de la dieta:
La dieta planteada por Sathiah (1999), contiene agar (1 g), azúcar (20 g), miel (40 cc) y
agua (100 cc).
3.3.2.2. Preparación de la dieta:
Se disolvió el azúcar y el agar en 70 cc de agua, calentando la mezcla en el mechero. La
miel se diluyó en los 30 cc de agua restante y se agregó a la mezcla anterior cuando ésta
llegó al punto de ebullición.
3.3.3. Dieta N°3: Singh.
3.3.3.1. Composición de la dieta:
La dieta contiene agar (1,3 g), azúcar (16 g), miel (6 g), agua caliente (100 g), jalea real
(4,5 g), harina de alfalfa (0,5 g), y presa seca pulverizada (chanchitos blancos) (2 g)
(Singh, 1977).
3.3.3.2. Preparación de la dieta:
De acuerdo a lo planteado por Singh (1977), primero se disolvió el agar con el azúcar y la
miel en agua caliente, la cual previamente se llevó a una temperatura entre 35-38°C. La
jalea real se agregó a 20 ml de esta solución y se revolvió hasta obtener una emulsión
homogénea. Luego se agregó la harina de alfalfa y la presa seca pulverizada revolviendo
vigorosamente, además de una parte extra de jalea real y tres partes de jalea de carne.
Posteriormente se almacenó a 5°C.
3.3.4. Dieta N°4 (Control): Chanchito blanco.
3.3.4.1. Sustrato de crianza para el insecto presa:
Los zapallos fueron lavados cuidadosamente con una mezcla de agua y cloro, para
posteriormente ser secados al sol. Luego fueron puestos en grupos de tres zapallos por
cada batería, cada uno sobre un atril de madera para facilitar su manipulación. Se
completaron en total cinco baterías para la multiplicación del chanchito blanco.
Ya dentro de las baterías, la inoculación de los zapallos con los chanchitos se realizó
manualmente, tomando las masas de huevos con lancetas entomológicas y
depositándolos sobre los zapallos en pequeños grupos.
Ya establecido el insecto en los zapallos y una vez que se multiplicó, se fueron tomando
masas de huevos, ninfas y adultos de chanchitos blancos que servirían de alimentación
natural como control para nuestro depredador C. montrouzieri.
3.4. Alternativas de alimentación de C. montrouzieri:
Para el estudio, se tomaron en total 200 adultos y 80 larvas recién nacidas, las que se
distribuyeron en cuatro baterías tipo Flanders. En cada una de las primeras tres baterías,
se pusieron 20 placas petri, cada una cubierta en su base con papel crepé blanco para
facilitar la limpieza de estas. Los C. montrouzieri fueron determinados aleatoriamente a
cada una de las placas petri, donde se distribuyeron dos larvas por cada placa en un total
de 10 placas, y cinco adultos por cada placa en las 10 placas restantes. Según López
(2006)*, el número de larvas por cada placa no debe ser mayor a dos debido a la
existencia de canibalismo en C. montrouzieri de ese estado1, lo que concuerda con lo
planteado por Bhat et al. (1983), quien plantea que al escasear el alimento se produce el
canibalismo entre larvas.
A cada una de las baterías fue asignada una dieta, la cual se distribuyó dentro de cada
placa en pequeñas cantidades, no mayor al tamaño de una arveja. Luego, se cubrieron
las placas con género tul para así permitir una adecuada ventilación de estas. Las dietas
fueron repuestas cada dos días para así evitar su descomposición, eliminando cada vez
todos los restos de los días anteriores.
* López, E. Ing. Agr. 2006. Profesor P.U.C.V. Comunicación personal.
En la cuarta y última batería, utilizada como control, las placas y los C. montrouzieri
fueron dispuestos de la misma manera, pero fueron alimentados solamente con masas de
huevos, ninfas y adultos de chanchitos blancos, reponiendo su alimento cada dos días, al
igual que las dietas anteriores.
El experimento se basó en la observación de C. montrouzieri con respecto a su
alimentación, contrastando la dieta usual de chanchito blanco (control) frente a las tres
dietas alternativas.
Los estudios se hicieron por separado, correspondiendo el primero al estudio de las larvas
y el segundo al de los adultos. El primero se basó en el tiempo de sobrevivencia y la
evolución del estado de las larvas, y el segundo en los días de sobrevivencia de los
adultos respecto del alimento que reciben.
El estudio propiamente tal, tanto para las larvas como para los adultos, consistió en la
observación durante 71 días a partir del día 6 de noviembre de 2006 hasta el día 15 de
enero de 2007, realizando 49 mediciones de lunes a viernes, contando diariamente la
cantidad de C. montrouzieri vivos en cada una de las placas petri. En el caso de las larvas
se definió además el estado de éstas y su evolución (Larvas, pupas o adultos).
3.5. Variable en estudio:
En cuanto a la metodología estadística, se realizó un Diseño Jerarquizado o Anidado,
donde cada una de las cuatro dietas a evaluar tiene 10 placas anidadas, para las larvas y
para adultos en forma separada.
Y = Número de Cryptolaemus montrouzieri que sobreviven al término del experimento.
Modelo Propuesto:
Yij = µ +DI +PJ(i) + εIJ Con i = 1…..d j = 1…..p
Donde:
Yij = Número de días de sobrevivencia de los C. montrouzieri provenientes de la i-ésima
dieta y de la j-ésima placa petri.
µ = Media General
DI = Efecto de la i-ésima dieta aplicada a los C. montrouzieri
PJ (i) = Efecto de la j-ésima placa petri dentro de la i-ésima dieta aplicada a los C.
montrouzieri
Ε IJ = Error aleatorio asociado a la i-ésima dieta y de la j-ésima placa petri.
Para la comprobación de supuestos de normalidad y homogeneidad de varianzas de
larvas y adultos, se utilizará el software computacional MINITAB.
Para normalidad, el test Kolmogorov-Smirnov propone como hipótesis nula que los datos
siguen una distribución normal (Ho), mientras que la alternativa propone que los datos no
siguen una distribución normal (H1). Concluyendo con un p-valor a un nivel de
significancia del 5%, se rechaza Ho (los datos no son aproximadamente normales), si el
p-valor es menor a 0,05.
Respecto a la homogeneidad de varianzas, se utilizará el test Levene, cuya hipótesis nula
es que existe homogeneidad de varianzas, mientras que la alternativa afirma que las
varianzas no son iguales. El test es aplicable a todos los datos con cualquier distribución
continua, no requiriendo necesariamente distribución normal. A un nivel de significancia
del 5%, se rechaza la conjetura de igualdad con un p-valor menor a 0,05.
4. Resultados y discusiones.
4.1. Análisis descriptivo:
4.1.1. Análisis descriptivo para larvas:
Para conocer el comportamiento de la variable “Número de días de sobrevivencia de
larvas de C. montrouzieri” se analizaron los resultados de las mediciones de forma
descriptiva.
Las larvas de C. montrouzieri en las placas Petri sobrevivieron en promedio 45 días a
partir del inicio del experimento, ya sea en el estado de larva o bien en su estado
evolucionado de pupa o adulto. La cantidad mínima de sobrevivencia de las larvas fue de
tres días (Se considera “vivo” cuando al menos uno de los insectos de la placa no ha
muerto) y su desviación estándar fue de 22,463 días.
Figura 1: Boxplot de C. montrouzieri en estado larval
En la figura 1, se observa que el 75% de las larvas de C. montrouzieri depositados en la
placas Petri, sobrevivió al menos 26 días, y el 50% sobrevivió al menos 39 días.
Figura 2: Intervalos de confianza:
En la figura 2, se observa que con un 95% de confianza, el intervalo (37,59: 51,96) días
contiene el número de días promedio de sobrevivencia de larvas de C. montrouzieri,
mientras que el intervalo (31,41: 64,59) días contiene el valor de la mediana.
4.1.2. Análisis descriptivo para adultos:
Para conocer el comportamiento de la variable “Número de días de sobrevivencia de
adultos de C. montrouzieri” se analizaron los resultados de las mediciones de forma
descriptiva.
Los adultos de C. montrouzieri sobrevivieron en promedio 70 días, a partir del momento
que son depositados en las placas Petri. La desviación estándar es de 2,9 días, y la
cantidad mínima de sobrevivencia de adultos es de 59 días (se considera “vivo” cuando al
menos un adulto de la placa no ha muerto).
En estado adulto, la mayoría de los C. montrouzieri sobreviven la totalidad del
experimento (71 días), lo que de acuerdo a Godoy (2002), estaría dentro de los
parámetros normales para la sobrevivencia de adultos de C. montrouzieri, la cual no debe
ser menor a dos meses.
Figura 3: Boxplot de C. montrouzieri en estado adulto.
Mediante esta figura, podemos comprobar que al menos el 75% de los adultos de C.
montrouzieri sobrevivió la totalidad del experimento, sin embargo, ningún adulto
alimentado con alguna de las tres dietas artificiales realizó ovipostura, lo cual según lo
planteado por Artigas (1994), sería un requisito esencial para que un insecto en su hábitat
natural consuma un determinado alimento, asegurando así la sobrevivencia de la especie.
Figura 4: Representación gráfica de los intervalos de confianza.
Con un 95% de confianza, podemos decir que el intervalo (69,096: 79,954) días, contiene
el número promedio de sobrevivencia (Figura 4).
4.2. Análisis de residuos:
4.2.1. Análisis de residuos para larvas:
Figura 5: Normalidad y homogeneidad de varianza para larvas:
Cuadro 1: Comprobación de supuesto de normalidad para larvas:
KS 0,101 p-value 0,15
Cuadro 2: Comprobación de supuesto de homogeneidad de varianza para larvas:
Levene 0,07 p-value 0,976
En la figura 5, podemos observar que los datos siguen una distribución normal. Con
respecto a la homogeneidad de varianza (Cuadro 2), existe una gran dispersión entre los
datos y no hay una tendencia clara. En ambos casos se comprueba que las varianzas son
homogéneas.
Posterior a los test de Kolmogorov-Smirnov para normalidad, y Levene para igualdad de
varianza, podemos afirmar a un nivel de 5% de significancia que los datos siguen una
distribución normal, con un p-valor (0,15>0,05), lo que no nos permite rechazar Ho. En el
caso de homogeneidad de varianzas, el p-valor (0,976>0,05) tampoco permite el rechazo
de la hipótesis de igualdad de varianzas, siendo las varianzas homogéneas.
4.2.2. Análisis de residuos para adultos:
Figura 6: normalidad y homogeneidad de varianza para adultos:
Cuadro 3: Comprobación de supuesto de normalidad para adultos:
KS 0,148 p-value 0,035
Cuadro 4: Comprobación de supuesto de homogeneidad de varianza para adultos:
Levene 0,52 p-value 0,672
En la figura 6, no se observa claramente que los datos sigan una distribución normal, pero
al aplicar los test (Cuadro 3) se cumple la regla de decisión al 3%, necesaria para el
cumplimiento de la normalidad con un p-valor = 0,035.
En cuanto a la homogeneidad de varianza (Cuadro 4), se refleja gran variabilidad de los
datos, pero comprobando estos con el test de Levene no existiría evidencia estadística
suficiente para sospechar de diferencias significativas entre sus desviaciones estándar.
Con el cumplimiento de supuestos de normalidad a través del test de Kolmogorov-
Smirnov al 3% de significancia y de homogeneidad de varianza según el test de Levene,
se procedió a hacer un test de varianza ANOVA.
4.3. Análisis de Varianza:
4.3.1. Análisis de varianza para larvas:
Cuadro 5: Análisis ANOVA anidado para larvas:
DF SC CM F P Dietas 3 13473.88 4491.29 26.057 0 Placas 36 6205.10 172.36 Total 39 19678.98
A partir del análisis realizado, el test F a través del p-valor igual a 0, se concluye que
existe evidencia estadística suficiente a un nivel de significancia del 5%, para decir que
existe diferencia entre las dietas aplicadas a las larvas, por lo que se realizó
“Comparaciones múltiples” de Dunnett, disponible en MINITAB.,contrastando cada una de
las dietas con la dieta control, para así determinar cuales son las dietas más o menos
efectivas, lo que se traduce estadísticamente en aquellas que tienen mayores diferencias.
Cuadro 6: Valores de días promedio de sobrevivencia por dieta:
Dieta Promedio1 32,7 2 21,3 3 59,5 4 65,5
Cuadro 7: Diferencias entre dieta – dieta control, y estadístico de Dunnett:
Yi. – Yj. Estadístico Conclusión T4-T1 32,8 14.385 * T4-T2 44.2 14.385 * T4-T3 6 14.385 **
La prueba de Dunnett indica que la dieta 1 (T1) y la dieta 2 (T2) presentan diferencias
significativas (*) con la dieta control (T4) compuesta por chanchitos blancos, mientras que
la dieta 3 (T3) no presenta diferencia significativa (**), por lo que alimentar al controlador
con su alimentación natural o bien con la dieta 3, no tendría diferencia en cuanto a los
días de sobrevivencia de este.
4.3.2. Análisis de varianza para adultos:
Cuadro 8: Análisis ANOVA anidado para adultos:
DF SC CM F P Dietas 3 38.07 12.69 1,571 0,213 Placas 36 290.90 8.08 Total 39 328.98
A partir del análisis realizado, el test F a través del p-valor permite concluir que no existe
evidencia estadística suficiente para decir que hay diferencia entre las dietas aplicadas a
los adultos, por lo que alimentar a los C. montrouzieri con cualquiera de las cuatro dietas
sería lo mismo en cuanto a los días de sobrevivencia de éstos, pero no así en cuanto a su
reproducción, ya que en la única dieta en que se registró ovipostura fue en la dieta control
(Chanchito blanco).
Cuadro 9: Días promedio de sobrevivencia de adultos por dieta:
Dieta Adultos 1 69.1 2 69 3 71 4 71
4.4. Evolución en el estado de las larvas de C. montrouzieri:
C. montrouzieri presenta diferentes estados durante su vida. El presente análisis se basó
en el estudio de larvas y adultos, donde algunas de las larvas depositadas en las placas
Petri evolucionaron a pupas e incluso algunas cumplieron su ciclo de vida completo.
En la dieta N°1, al día 54 del experimento mueren todas las larvas y en la dieta N°2
mueren todas al día 37, sin embargo en la dieta N°3 y dieta N°4, algunas de las larvas
presentan evolución en su estado, lo que se resume a continuación:
Cuadro 10: Días de sobrevivencia de al menos uno de los dos C. montrouzieri
depositados como larvas en la placa Petri con la dieta 3, según estado:
Dieta 3 Días de sobrevivencia según estado Placa Larvas Pupas Adultos Muertos Total
1 30 12 29 0 71 2 32 11 28 0 71 3 42 0 0 29 71 4 37 0 0 34 71 5 30 9 27 5 71 6 32 11 28 0 71 7 31 11 29 0 71 8 31 0 0 40 71 9 31 12 28 0 71
10 38 13 13 7 71
Cuadro 11: Días de sobrevivencia de al menos uno de los dos C. montrouzieri
depositados como larvas en la placa Petri alimentados con la dieta N°4 (Control), según
estado:
En los cuadros 10 y 11 se observa que tanto en la dieta N°3 como en la dieta N°4 (control)
existe evolución en los estados del controlador C. montrouzieri. En las dietas 1 y 2 todas
las larvas mueren antes de evolucionar a pupa.
Del total de larvas alimentadas con la dieta artificial N°3, un 70% evoluciona a pupa y
luego a adulto, demorando el proceso total un promedio de 43 días, mientras que en la
dieta control, el 100% de las larvas evoluciona hasta el estado adulto en un promedio de
24 días, lo que nos permitiría obtener un mayor número de generaciones al año.
Sería conveniente evaluar la viabilidad biológica de producir descendencia en los adultos
alimentados desde su estado larval con la dieta artificial N°3, ya que si bien en éstos no
se registró ovipostura, es posible que se haya debido a la mala calidad del sustrato para
tal efecto, lo cual eventualmente se podría solucionar reemplazando la dieta artificial por
la dieta natural (chanchito blanco) que corresponde también al sustrato de ovipostura, una
vez que las larvas hayan alcanzado el estado adulto.
Dieta 4 Días de sobrevivencia según estado Placa Larvas Pupas Adultos Muertos Total
1 21 9 5 36 71 2 22 29 20 0 71 3 21 30 14 6 71 4 18 33 20 0 71 5 21 30 20 0 71 6 18 33 20 0 71 7 17 34 8 12 71 8 18 33 20 0 71 9 18 33 20 0 71
10 21 30 20 0 71
5. Conclusiones.
Las evaluaciones de las dietas artificiales para la producción masiva de Cryptolaemus
montrouzieri Mulsant, permiten afirmar que con una de ellas, rica en jalea real y jalea de
carne, es posible llevar a este controlador biológico desde su estado larval a su estado
adulto, sin embargo, al no existir ovoposición no es posible su reproducción y por lo tanto
su multiplicación en laboratorio.
La dieta planteada por Singh (1977), es igualmente efectiva a la dieta control (chanchito
blanco) para la sobrevivencia y evolución en los estadíos del controlador biológico,
mientras que las dietas planteadas por Legner (2006), y por Sathiah (1999), además de
no permitir la evolución de estadíos del insecto, provocan la muerte prematura de estos.
Todas las dietas artificiales planteadas son igualmente efectivas a la dieta control
respecto a la sobrevivencia del controlador biológico en estado adulto, por lo que en caso
de escasez del insecto presa sirven como dieta de mantención.
6. Literatura citada.
Altieri, M.A. 1992. Biodiversidad, agroecología y manejo de plagas. 162 p. Cetal ediciones, Valparaíso, Chile. Apablaza, J. 1992. Introducción a la entomología agrícola. 151 p. CIP Pontificia Universidad Católica de Chile, Santiago, Chile. Artigas, J. 1994. Entomología económica. Vol 1. 1126 p. Editorial Anibal Pinto, Concepción, Chile. Bhat, P., M. Chacko and K. Sreedharam, 1983. Biology of the ladybird beetle Cryptolaemus montrouzieri Mulsant, a predator of mealybugs. Placrosym standing committee 1983: 221-226. Biobest. 2006. Cryptolaemus sistem. Available at http://207.5.17.151/biobest/sp/productfiche/Cryptolaemus-System.pdf. Accessed 2 of February of 2007. Core, J. 2006. Ensayo de fertilidad para los insectos benéficos. Disponible en http://www.ars.usda.gov/is/espanol/pr/2003/030523.es.htm. Leído el 27 de abril de 2006. De Bach, P. 1968. Control biológico de las plagas de insectos y malas hierbas. 916 p. Compañía editorial continental, México, D.F, México. Gerding, M. 2003. Agentes de control biológico de plagas. Disponible en http://www.inia.cl/quilamapu/publicaciones/articulos/bioleche/boletin1999/BOLETIN16.htmlLeído el 16 de enero de 2007. Godoy, L. 2002. Determinación de parámetros biométrico y biológicos de Cryptolaemus Montrouzieri mulsant para control de calidad en una crianza comercial. 50 p. Taller de licenciatura Ing. Agr. Pontificia Universidad Católica de Valparaíso, Quillota, Chile. Legner, N. 2006. Nutrition of arthropod natural enemies. Available at http://www.faculty.ucr.edu/~legneref/biotact/bc-57.htm. Accessed 12 of January of 2007. López, E. 1991. Control racional del chanchito blanco (Planococcus citri Riso) en chirimoyo mediante el uso de enemigos naturales. La Palma. N°1 p. 6-14.
Metcalf, C.L., y W.P. Flint. 1980. Insectos destructivos e insectos útiles, sus costumbres y su control. 1208 p. 4a. ed. Compañía editorial continental, México, D.F, México. Prado, E. 1991. Artrópodos y sus enemigos naturales asociados a plantas cultivadas en Chile. 202 p. Instituto de investigaciones agropecuarias, Santiago, Chile. Ripa, R. y F. Rodríguez. 1999. Plagas de cítricos, sus enemigos naturales y manejo. 151 p. Instituto de investigaciones agropecuarias, Santiago, Chile. Rojas, S. 1987. Plagas de los cítricos y control de los enemigos naturales. IPA La Platina. Instituto de investigaciones agropecuarias. 44:25-30. Rojas, S. 2005. Control biológico de plagas en Chile, historia y avances. 123 p. INIA. La Cruz, Chile. Sathiah, N. 1999. Registration for biocontrol agents in Kenya. Available at http://www.cpp.uk.com/UPLOADS/publications/downloads/RegistrationforBiocontrolAgentsinAfrica.pdf. Accessed 11 of January of 2007. Saud, G. 2000. Almacenaje y alternativas de alimentación para Cryptolaemus montrouzieri Mulsant (coleóptera: Coccinellidae). 32 p. Taller de Licenciatura Ing. Agr. Universidad Católica de Valparaíso, Quillota, Chile. Singh, P. 1977. Artificial diets for insects, mites and spiders. 594 p. IFI Plenum Data Company, New York, USA. Thompson, N. 1999. Nutrition and culture of entomophagous insects. Annu. Rev. Entomol. 44:561-92. Thompson, N. and K.S Hagen. 1999. Nutrition of entomophagous insects and other arthropods. p. 594-652. In T.S Bellows and T.W Fisher., (eds.). Handbook of biological control. Principles and applications of biological control. Academic press, New York, USA. United States Department of Agriculture. 1963. Insectos, plagas de la agricultura y sistemas para combatirlas. 876 p. Editorial Herrero, México, D.F, México.
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