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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
CARRERA DE QUÍMICA DE ALIMENTOS
EVALUACIÓN DE LA ADICIÓN DE PROTEINA ASIMILABLE A TRAVÉS DE LA
BIOMASA DE LA CIANOBACTERIA Spirulina spp., COMO COMPLEMENTO
ALIMENTICIO AVÍCOLA (GALLUS GALLUS-BROILER)
AUTOR: José Eduardo Izquierdo Murillo
e-mail: [email protected]
Tesis de Grado para optar por el Título Profesional de Químico de Alimentos
Tutor: Prof. Franklin Gavilánez Elizalde, MSc., Odont., Ec.Amb., PhD©
e-mail: [email protected]
Quito, Diciembre 2015
ii
Izquierdo Murillo, José Eduardo (2014) Evaluación de la adición de
proteina asimilable a través de la biomasa de la cianobacteria spirulina
spp., como complemento alimenticio avícola (Gallus gallus-broiler).
Trabajo de investigación para optar por el grado de Químico de
Alimentos. Carrera de Química de Alimentos. Quito: UCE. 107 p.
iii
DEDICATORIA
A toda mi linda familia especialmente a mis padres Jaime Izquierdo C. y Mónica Murillo B., a mi
abuelita Fabiola Bolaños por todo el apoyo, cariño y ejemplo brindado para culminar esta etapa de
mi vida.
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AGRADECIMIENTOS
- A Dios por haberme brindado la sabiduría necesaria para poder ser una mejor persona;
- A mis padres Jaime y Mónica, a mi abuelita Fabiola y mis hermanos Juan y Alejandro ;
- A los docentes de la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador
que me han formado profesionalmente con conocimiento científico y valores éticos.
- A los miembros de mi tribunal Dr. Iván Tapia y Dr. Jorge Moncayo que con su gran
conocimiento han sabido guiarme de una manera acertada en esta Investigación.
- Al Centro de Biología de la Universidad Central del Ecuador por brindarme todas las
facilidades para realizar este trabajo ya que cuenta con un excelente grupo de trabajo;
- Al Doctor Franklin Gavilánez, profesor y tutor de esta investigación;
- Al Dr. Oscar Luzuriaga y Dra. Cecilia Luzuriaga por compartir su experiencia y
conocimientos en esta investigación y permitirme realizar parte de mi tesis en su
laboratorio LABOLAB CIA. LTDA.
- A mis amigos de la facultad “los negros”, Marlene, Isabel, Andrés, Juan Carlos, a mis
amigos Fernandilla, Gabyta, Carolina, Diana, Andrea, Estefy, Patico, Panchita, Mela,
Miguel chino(+), Edison, Lennin, Dr. Dennis Rea, Christian Ferly, Sebastián Chespy, ,
Diego, Juan, Toylin, Juanito, Santiago, Daniel, Danilo por todos los momentos que hemos
compartido.
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LOCALIZACIÓN Y REALIZACIÓN DE LA INVESTIGACIÓN
- Laboratorios de Botánica y Microbiología del Centro de Biología, de la Dirección General
de Investigación y Posgrado de la Universidad Central del Ecuador;
- LABOLAB Laboratorio de Alimentos, aguas y productos afines.
- Laboratorio Clínico Veterinario LAB-VET., en Quito DM. Ecuador.
ix
CONTENIDO
Pág.
CAPÍTULO I .................................................................................................................................... 1
1. INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1
1.1. Planteamiento del problema .................................................................................................... 1
1.2. Formulación del problema o hipótesis de trabajo .................................................................... 2
1.3. Objetivos de la investigación .................................................................................................. 3
1.3.1. General ................................................................................................................................... 3
1.3.2. Objetivos específicos .............................................................................................................. 3
1.4. Importancia y justificación ...................................................................................................... 3
CAPÍTULO II ................................................................................................................................... 5
2. MARCO TEÓRICO ............................................................................................................... 5
2.1. Antecedentes ........................................................................................................................... 5
2.2. Fundamentos teóricos ............................................................................................................. 6
2.2.1. Biología y ecología de Spirulina spp., .................................................................................... 6
2.2.2. Complementos Alimenticios Zootécnicos ............................................................................. 12
2.2.3. Biología y ecología de Gallus gallus-Broiler ........................................................................ 14
2.2.4. Nutrición ............................................................................................................................... 18
2.2.5. Análisis de laboratorio químico del balanceado y bioquímico clínico del pollo ................... 21
2.2.6. Análisis nutricional de materia prima y balanceados para Broiler ........................................ 23
2.2.7. Estudio nutricional de Gallus Gallus-Broiler ........................................................................ 24
2.2.8. Tipo de investigación ............................................................................................................ 26
2.3. Fundamentos Legales ............................................................................................................ 26
CAPÍTULO III ................................................................................................................................ 29
3. MARCO METODOLÓGICO ............................................................................................... 29
3.1. Población y muestra .............................................................................................................. 29
3.2. Variables de Investigación .................................................................................................... 29
3.3. Diseño metodológico ............................................................................................................ 29
3.3.1. Trabajo de campo, manejo de la muestra microalgal y del balanceado. ................................ 30
3.3.2. Diseño experimental para crianza y manejo de Gallus gallus-Broiler .................................. 36
x
CAPÍTULO IV ............................................................................................................................... 44
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN........................................................................................... 44
4.1. Análisis químico proximal .................................................................................................... 44
4.1.1. Determinación de humedad y su interpretación .................................................................... 44
4.1.2. Determinación de proteína y su interpretación ...................................................................... 44
4.1.3. Determinación de ceniza y su interpretación......................................................................... 45
4.1.4. Determinación de grasa......................................................................................................... 45
4.1.5. Determinación de fibra y su interpretación ........................................................................... 46
4.1.6. Determinación de extractos no nitrogenados y su interpretación .......................................... 46
4.2. Resultado de Pesos ................................................................................................................ 47
4.2.1. Día 1 ..................................................................................................................................... 48
4.2.2. Día 5 ..................................................................................................................................... 49
4.2.3. Día 10 ................................................................................................................................... 50
4.2.4. Día 15 ................................................................................................................................... 52
4.2.5. Día 21 ................................................................................................................................... 53
4.3. Ganancia de peso día 21 ........................................................................................................ 55
4.4. Consumo de alimento............................................................................................................ 56
4.5. Eficiencia alimenticia, Día 21 ............................................................................................... 58
4.6. Factor de conversión alimenticia ........................................................................................... 59
4.7. Relación eficiencia proteína .................................................................................................. 61
4.8. Mortalidad ............................................................................................................................. 62
4.9. Resultados Análisis clínico veterinario ................................................................................. 63
CAPÍTULO V ................................................................................................................................ 64
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .................................................................... 64
5.1. Conclusiones ......................................................................................................................... 64
5.2. Recomendaciones ................................................................................................................. 65
6. BIBLIONETGRAFÍA .......................................................................................................... 66
7. ANEXOS .............................................................................................................................. 73
xi
LISTA DE TABLAS
Pág.
Tabla 2.1. Aminoácidos en la Nutrición .......................................................................................... 19
Tabla 2.2 Porcentaje de Análisis Proximal de Maíz y Soya ............................................................ 24
Tabla 2.3 Porcentaje de Aminoácidos en Maíz y Soya .................................................................... 24
Tabla 2.4 Análisis nutricional de balanceados para pollos Broiler ................................................. 24
Tabla 3.1. Formulación de la dieta experimental ............................................................................. 31
Tabla 3.2. Por Bioalimentar Cía. Ltda. (Anexo) ............................................................................. 35
Tabla 3.3. Consumo de alimento (Kg) desde el 5° hasta el 21 ° día (15 pollitos) ............................ 35
Tabla 3.4 Programa de vacunación.................................................................................................. 39
Tabla 3.5. Esquema del experimento por repetición ........................................................................ 40
Tabla 3.6. Análisis de Varianza de un factor ................................................................................... 41
Tabla 3.7 Operacionalización de Variables ..................................................................................... 42
Tabla 4.1 Porcentaje de humedad de la biomasa y de tratamientos ................................................. 44
Tabla 4.2. Porcentaje de proteína de la biomasa y de tratamientos .................................................. 44
Tabla 4.3. Porcentaje de ceniza de la biomasa y de tratamientos .................................................... 45
Tabla 4.4. Porcentaje de grasa de la biomasa y de tratamientos ...................................................... 45
Tabla 4.5. Porcentaje de fibra de la biomasa y de tratamientos ....................................................... 46
Tabla 4.6. Porcentaje de extractos no nitrogenados de la biomasa y de tratamientos ...................... 46
Tabla 4.7. Media de los pesos de los diferentes tratamientos .......................................................... 47
Tabla 4.8. Resultados experimentales, Día 1 ................................................................................... 48
Tabla 4.9. Análisis de varianza de Peso, Día 1 ................................................................................ 48
Tabla 4.10. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 5 ............................................................................. 49
Tabla 4.11. Análisis de varianza de Peso, Día 5 .............................................................................. 49
Tabla 4.12. Peso, Día 10 ................................................................................................................. 50
Tabla 4.13. Análisis de varianza de Peso, Día 10 ............................................................................ 50
Tabla 4.14. Comparación múltiple entre las medias de los tratamientos, día 10 (PD) ..................... 51
Tabla 4.15. Separación de medias (PD), día 10 ............................................................................... 51
Tabla 4.16. Peso, Día 15 ................................................................................................................. 52
Tabla 4.17. Análisis de varianza de Peso, Día 15 ............................................................................ 52
Tabla 4.18. Comparación múltiple entre las medias de los tratamientos, día 15 (PD) ..................... 53
Tabla 4.19. Separación de medias (PD), Día 15 .............................................................................. 53
Tabla 4.20. Peso, Día 21 ................................................................................................................. 54
Tabla 4.21. Análisis de varianza de Peso, Día 21 ............................................................................ 54
Tabla 4.22. Comparación múltiple entre las medias de los tratamientos, día 21 (PD) ..................... 54
Pág.
xii
Tabla 4.23. Separación de medias (PD), Día 21 .............................................................................. 54
Tabla 4.24. Ganancia de peso, Día 21 ............................................................................................. 55
Tabla 4.25. Análisis de varianza de Ganancia de peso, día 21......................................................... 55
Tabla 4.26. Comparación múltiple de la Ganancia de peso, día 21 (PD) ......................................... 56
Tabla 4.27. Separación de medias en la ganancia de peso, Día 21 (PD) .......................................... 56
Tabla 4.28. Consumo de Alimento, día 21 ...................................................................................... 56
Tabla 4.29. Coeficiente de variación para el consumo de alimento ................................................. 57
Tabla 4.30. Eficiencia alimenticia, día 21 ....................................................................................... 58
Tabla 4.31. Análisis de varianza de eficiencia alimenticia, día 21 .................................................. 58
Tabla 4.32. Comparación múltiple de la Eficiencia Alimenticia, día 21 (PD) ................................ 59
Tabla 4.33. Separación de medias de eficiencia alimenticia, Día 21 (PD) ...................................... 59
Tabla 4.34. Factor de conversión alimenticia, día 21 ...................................................................... 60
Tabla 4.35. Análisis de varianza de factor de la Conversión Alimenticia, día 21 ............................ 60
Tabla 4.36. Comparación múltiple de la Conversión Alimenticia, día 21 (PD) ............................... 60
Tabla 4.37. Separación de medias de conversión alimenticia, Día 21 (PD) ..................................... 60
Tabla 4.38. Relación eficiencia proteína, día 21 .............................................................................. 61
Tabla 4.39. Análisis de varianza de la relación Eficiencia Proteína, día 21 ..................................... 61
Tabla 4.40. Comparación múltiple de la relación Eficiencia Proteína, día 21 (PD) ........................ 62
Tabla 4.41. Separación de medias en la relación Eficiencia Proteína, Día 21 (PD) ......................... 62
Tabla 4.42. Química sanguínea a los 21 días de Gallus-gallus broiler alimentados sin Spirulina spp.
........................................................................................................................................................ 63
Tabla 4.43. Química sanguínea a los 21 días de Gallus-gallus broiler alimentados con el
tratamiento TR10 ............................................................................................................................ 63
xiii
LISTA DE FIGURAS
Pág.
Figura 2.1. Diagrama estructural de una cianofícea. (Tormo, 1997) ................................................. 7
Figura 2.2. Diagrama común de la estructura membranal de una bacteria Gram negativa, análoga a
la de una cianobacteria. Tomada de: Silvia Márquez, Lionel Valenzuela Pérez, Gladys Gálvez, Luis
A. Fernández, Cecilia Bocchino. “Introducción al estudio de la célula”. .......................................... 7
Figura 2.3 Diagrama de la estructura celular de grupos de cianobacteriaceas incluye la comparación
con células del grupo Bacteria. Rafael Tormo Molina (1997). “Lecciones hipertextuales de
botánica”. Universidad de Extremadura. Pelczar y Chain (1981) Elementos de M ........................... 8
Figura 2.4. Izq. Formas celulares que presentan las cianobacterias (Bonilla, 2009). ....................... 10
Figura 2.5 Taxonomía de Spirulina spp.,(Guiry & Guiry, 2012) ..................................................... 11
Figura 2.6. Relación entre Niveles de Aminoácidos en la Dieta y la Rentabilidad. (Ross, 2009) .... 13
Figura 2.7 Verónica Matos Soriano, 2010 ....................................................................................... 14
Figura 2.8 Por: Avian Farms (2008). Manual del Pollo de Engorde Comportamiento de los
Pollitos en relación al ambiente y la criadora .................................................................................. 15
Figura 2.9 Por: Ross 2007. Especificaciones de Nutrición Broiler Especificaciones
Nutricionales para Pollos de Engorde............................................................................................. 18
Figura 3.1. Recolección de Spirulina spp., en Nayon Quito DM. 2013 ......................................... 300
Figura 3.2. Arriba izquierda: Selección; Arriba derecha: Secado natural; C: Abajo izquierda
Triturado; Abajo derecha: Almacenado........................................................................................... 30
Figura 3.3. Preparación de dietas experimentales ............................................................................ 31
Figura 3.4 Análisis de Proteína. Laboratorio LABOLAB CIA. LTDA.2015 .................................. 33
Figura 3.5 Análisis de grasa Laboratorio LABOLAB CIA. LTDA.2015 ........................................ 34
Figura 3.6 Análisis de ceniza Laboratorio LABOLAB CIA. LTDA.2015 ...................................... 34
Figura 3.7. Adecuaciones de galpón ................................................................................................ 36
Figura 3.8. Llegada de Gallus-gallus broiler ................................................................................... 37
Figura 3.9. Suministro de alimento ................................................................................................. 37
Figura 3.10. Pesaje de Gallus-gallus broiler.................................................................................... 38
Figura 3.11. Adecuación de Gallus-gallus broiler en jaula ............................................................. 38
Figura 3.12. Vacunación de Gallus-gallus broiler ........................................................................... 39
Figura 3.13. Extracción de sangre a Gallus gallus-Broiler a los 21 días de edad ............................ 39
Figura 3.14. Parámetros de medición de eficiencia. Fuente: (Rincón, 2012) ................................... 43
Figura 3.15. Etapa final de crecimiento .......................................................................................... 43
Figura 4.1 Crecimiento de Gallus gallus-Broiler ............................................................................. 47
Figura 4.2. Peso inicial de Gallus-gallus Broiler ............................................................................. 48
Figura 4.3. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 5.............................................................................. 49
xiv
Figura 4.4. Peso, Día 10 .................................................................................................................. 50
Figura 4.5. Peso, Día 15 .................................................................................................................. 52
Figura 4.6. Peso, Día 21 .................................................................................................................. 53
Figura 4.7. Ganancia de peso, día 21 ............................................................................................... 55
Figura 4.8. Consumo de alimento a los 21 días ............................................................................... 57
Figura 4.9. Eficiencia alimenticia, día 21 ........................................................................................ 58
Figura 4.10. Factor de conversión alimenticia, día 21 ..................................................................... 59
Figura 4.11. Relación eficiencia proteína, día 21 ............................................................................ 61
xv
RESUMEN DOCUMENTAL
Debido a la demanda de proteína animal para nutrición humana desde la zootecnia industrial como
es el caso de crianza de pollos, por un lado, y por otro, a las necesidades cada vez mayores de
fuentes proteicas en formulaciones balanceadas para el sector avícola, mismas que requieren ser
modificadas con alimentos proteicos no convencionales, esto debido a la escases y altos costos
que presentan las proteínas convencionales. Es así que, Spirulina spp., al contener 65.09 % proteína
y aminoácidos esenciales, constituye una alternativa proteica, al incluirlo hasta el 10 % en una
formulación para la crianza de Gallus gallus-Broiler. Al evaluar la influencia de la biomasa de
dicha cianobacteria en el peso del animal en estudio mediante su inclusión al 5% (TS5), 10 %
(TS10) y 15 % (TS15) de biomasa en el balanceado comercial suministrados a partir del quinto día
de edad hasta los 21 días. Encontrándose que el peso del pollo a las inclusiones TS5 y TS15 no
tiene diferencia significativa con el blanco (TR0), evidenciándose que es un complemento
alimenticio. Los análisis laboratoriales mediante hematocrito, hemoglobina, AST, ALT, Proteínas
Totales y Albúmina, demuestran que las aves se encuentran en buen estado nutricional y que la
cianobacteria no causó daño a la salud a las concentraciones dadas, convirtiéndolo así en una
alternativa asimilable por Gallus gallus-Broiler.
Palabras claves: Gallus gallus-Broiler; Complemento alimenticio zootécnico; Spirulina spp.
xvi
ABSTRACT
Due to the demand of animal protein for human nutrition from industrial animal husbandry such as
rearing chickens, on the one hand and on the other, to the growing needs of balanced protein
sources in formulations for the poultry sector, same as require to be modified with non-
conventional protein foods, this due to the scarcity and high cost of conventional protein present.
Thus, Spirulina spp to contain 65.09% protein and essential amino acids, protein is an alternative,
to include up to 10% in a formulation for raising Gallus gallus-Broiler. In assessing the influence
of the biomass of this cyanobacterium in the weight of the animal being studied by including 5%
(TS5), 10% (TS10) and 15% (TS15) biomass in the commercial feed supplied from the fifth day
age up to 21 days. Finding the weight of the chicken to the inclusions TS5 and TS15 has no
significant difference with white (TR0), demonstrating that it is a food supplement. The laboratory
analysis by hematocrit, hemoglobin, AST, ALT, total protein and albumin, show that the birds are
in good nutritional status and cyanobacteria caused no damage health at the given concentrations,
thus making it a comparable alternative for Gallus gallus-Broiler.
Palabras claves: Gallus gallus-Broiler, Zootechnical food supplement, Spirulina spp.
1
CAPÍTULO I
1. INTRODUCCIÓN
1.1. Planteamiento del problema
El tema “Evaluación de la adición de proteína asimilable a través de la biomasa de Spirulina spp.,
como complemento alimenticio avícola (Gallus gallus-broiler)” tiene como base filosófica-social-
científica y tecnológica, un sinnúmero de hechos, que requieren ser expuestos para visibilizar las
razones de realización de esta investigación.
“Nutrición” es la obtención de nutrientes para el metabolismo celular de los seres vivos, que en el
caso de humanos es para obtener los insumos necesarios que dan soporte a la vida. Los seres
humanos somos omnívoros, capaces de consumir productos tanto vegetales como animales; hemos
adoptado una serie de dietas que varían con las fuentes de alimentos disponibles en las regiones en
donde habitamos o van de la mano con las normas culturales y religiosas, pudiendo ser
vegetarianas hasta las principalmente carnívoras. Las “dietas” nos llevan a utilizar fuentes de
alimentación nutricionalmente equilibradas que han llevado al desarrollo de la “tecnología de
alimentos” (UCM, 2011).
La falta de alimentos sigue siendo un problema grave en el mundo; alrededor de 36 millones de
seres humanos mueren de hambre cada año (ONU, 2004). La FAO enfatiza que las estrategias con
base en los alimentos son el único medio sostenible de mejorar el estado nutricional de toda la
población. Un mayor desarrollo de los recursos agrícolas puede mejorar los suministros
alimentarios, el empleo y los ingresos, logrando el consumo de dietas adecuadas en los países en
desarrollo. Incluso entre las familias de bajos ingresos, las dietas se pueden mejorar combinando
adecuadamente los alimentos comúnmente disponibles. Cada alimento puede tener una función
importante en la alimentación de los seres humanos (FAO, 2002).
Las necesidades diarias de macronutrientes como las proteínas derivan principalmente de alimentos
de origen animal como el pollo, el ganado vacuno y los peces, en el caso de la dieta ecuatoriana es
muy significativa la alimentación con pollo, requiriéndose que las empresas avícolas, se provean de
alimentos zootécnicos que cubran las necesidades de alimentación animal basado en “balanceados”
que generalmente en sus fórmulas el maíz, harina de soya, aceite de soya o de palma, aceite
mineral, sal, carbonato de calcio, fosfato de calcio, cloruro de colina, metionina, lisina,
multivitamínicos y otros (Utrilla, Alfredo, 2011).Hasta el año 2010 en Ecuador, el costo de un saco
de balanceado de 40 Kg, era de $22,oo para pollos de engorde; el quintal de soya cuesta
promedio$25,oo, que es parte de la materia prima esencial para las formulaciones tradicionales
(Agropanorama, Fuente BCR, 2013)
2
El uso de plantas acuáticas no es un invento moderno, desde la aparición de humanos sobre la
tierra, la alimentación y el hecho de conseguir los alimentos, ha sido motivo de búsqueda incesante.
Los seres humanos actualmente, a pesar de los adelantos científicos, mantienen esa búsqueda, ya
que la conservación de las especies está basada en los principios alimenticios. En ciertos países la
desnutrición aumenta y por esto es necesario obtener alimentos a un bajo costo. El Investigador
Burthsgs en 1874, indica que las personas buscaban su alimento en plantas acuáticas, ya que ellas
no necesitaban de estaciones para sobrevivir. En 1907, Cargthnell, antropólogo, concluye que se
han utilizado plantas que crecían en las orillas de los ríos y lagos, para su alimentación. Barbera
Vázquez (1948) en su libro Chiam Balan, sobre los Mayas, describe el uso de algunas plantas
acuáticas en la preparación de alimentos. Igualmente Boyes, 1966, en The Anccient Civilitation of
México explica como los Aztecas investigaban sobre sus alimentos. Meyer (1972), en: “The
Golden Mountain” estudia la cultura azteca y explica que los sacerdotes ofrecían a los dioses
plantas que podían servir de alimento eterno. Hemming (1970) en “TheConquest of Incas” describe
que la Bora se colocaba en tumbas, como alimento en la vida del más allá y que a las plantas
acuáticas los japoneses la dan usosornamentales y decorativos.
Como alimento para producción animal se ha realizado tradicionalmente en Asia y África como
forraje fresco, seco y fermentado para bovinos, porcinos y aves; en China, particularmente en
pollos y pavos, se han utilizado en promedio 0.1-0.3 kg fresca/día, en Colombia, en dietas de
cerdos sustituyendo hasta 15 y 30% del suplemento proteico durante las etapas de levante y
engorde, logrando buenos resultados especialmente en la etapa de engorde (Becerra y Col., 1990).
.
1.2. Formulación del problema o hipótesis de trabajo
La evaluación de la adición de proteína asimilable a través de la biomasa de Spirulina spp., como
complemento alimenticio avícola en Gallus gallus-Broiler, sus causas, desarrollo y consecuencias,
en relación con la química de alimentos, constituye un problema que debe ser solucionado, para la
aportación a la nutrición humana desde la crianza industrial de pollos.
La “hipótesis de trabajo” supone que la adición de proteína asimilable a través de la biomasa de
Spirulina spp., permitiría el crecimiento del pollo, misma que será respondida al concluir el
proceso investigativo.
Por lo tanto, el objeto o “unidad de análisis” de esta investigación es la influencia de la proteína
asimilable de la cianobacteria, con su “variable dependiente” el peso del animal y la “variable
independiente” es el porcentaje de biomasa en el complemento alimenticio avícola.”
3
1.3. Objetivos de la investigación
1.3.1. General
Evaluar la influencia de la biomasa de Spirulina spp., como complemento alimenticio
avícola (Gallus gallus-Broiler).
1.3.2. Objetivos específicos
- Realizar estudios laboratoriales: análisis proximal de la biomasa seca de la cianobacteria,
del balanceado-comercial inicial y análisis proximal de las dietas experimentales, mediante
la recogida, manejo y análisis de la muestra cianobacteriana y demás componentes de
estudio;
- Determinar la influencia de la biomasa de Spirulina spp. en el peso adquirido durante los
primeros 21 días de edad con el suministro de las dietas propuestas a Gallus gallus-Broiler
y su estado nutricional, aplicando el respectivo diseño experimental testigos-tratamientos
muestrales;
- Evaluar el estado nutricional final, mediante análisis clínico veterinario (hematocrito,
hemoglobina, AST, ALT, proteínas totales y albúmina) de Gallus gallus-Broiler.
1.4. Importancia y justificación
La presente investigación se relaciona con la carrera de la química de alimentos y constituye un
tema actual ya que los países en desarrollo, en particular los de América Latina, no cuentan con el
avance tecnológico ni las condiciones climáticas que les permita sostener la producción animal a
partir de modelos convencionales basados en cereales y tortas oleaginosas (Figueroa, 1996). Por lo
tanto la utilización de alimentos no convencionales es una prioridad para los productores en los
países tropicales debido a que el costo de alimentación puede alcanzar hasta el 70-80 % (Prieto y
Figueroa, 1995). Esta situación es más crítica en aquellos países donde los animales compiten con
humanos por los mismos alimentos, en esta posición se encuentran incluidos la mayoría de los
países del área tropical (García y Ly, 1994).
Los problemas antes señalados obligan a la búsqueda de soluciones a estos déficits alimentarios.
Sin embargo, la obtención de proteína a partir de subproductos proteicos resultan costosos y
escasos (Otero y Col., 1998), de aquí que las plantas acuáticas sean una alternativa que el trópico
presenta para el desarrollo de sistemas apropiados de producción rentables desde el punto de vista
ambiental, económico y humano (PrestonyLylian, 1996).
4
Los “beneficiarios” de los resultados de esta investigación podrían ser las empresas productoras de
alimentos zootecnistas, en donde las fórmulas introducirían ingredientes no tradicionales,
permitiendo utilizar materia prima tradicional en menor cantidad como la soya. Por otro lado la
utilización de especies no tradicionales con fines de alimentación animal para alimentación
humana, traería un buen manejo ambiental, en donde la ejecución de los procesos implicados en
esta investigación son parte de experiencias para el fortalecimiento del profesional en química de
alimentos y la motivación a otros profesionales en las distintas disciplinas y niveles a seguir
trabajando en estas líneas innovadoras
.
5
CAPÍTULO II
2. MARCO TEÓRICO
2.1. Antecedentes
La espirulina es un descendiente de las primeras formas de vida fotosintéticas: las cianobacterias
(cianófitas), que ha permanecido casi invariable a pesar del tiempo. Las algas azules surgieron hace
3500 millones de años, luego de las primeras bacterias metanógenas, y fueron las responsables de
formar la actual atmósfera con oxígeno. (Buttori & Di Ruscio, 2009).
El consumo de la espirulina no es solo reciente, por lo contrario se ha consumido des mucho
tiempo atrás, quizás son siglos. Los primeros relatos datan de los Aztecas que de forma empírica
conocieron su alto valor nutricional y la eficiencia medicinal por lo que acudían a esta
cianobacteria como fuente proteica. La espirulina crecía naturalmente a las orillas de las lagunas, lo
cual llamaba la atención a los conquistadores españoles, los Aztecas lo llamaban Tecuiltatl, que
significaba “excremento de piedra” por lo que se formaba sobre el agua, la recolectaban para
dejarla cuajar y secar haciéndole tortas como ladrillos para su posterior venta, la comían y aseguran
que tenía un saborcillo de sal. (Cárdenas Nieto, Díaz Bacca, & Vizcaíno Wagner, 2010)
En 1940 P. Dangeard el Ficólogo francés realizo una investigación acerca de la sustancia llamada
dihé, consumida por el pueblo de Kanem, estado africano del lago Chad, allí preparaban en forma
de galletas o bizcochos fueron analizadas y se descubrió que esencialmente contenían a la
cianobacteria Spirulina platensis (A. platensis). Los kanembous habitantes de Kanem vienen
consumiendo y comercializando esta cianobacteria desde hace mucho tiempo, en forma de galleta
llamada dihé, que significa madre de salsa. Este alimento constituye el principal aporte proteico de
su dieta. (Olvera Ramírez & Ramírez Moreno, 2006).
Dejando atrás y ya en el año 1960 una industria mexicana llamada Sosa Texcoco observo que esta
cianobacteria, crecía en grandes cantidades en sus tanques de evaporación, ellos conocían de la
existencia del alga a partir de 1967, junto con otras entidades, realizaron estudios y experimentos
para llevar a cabo el aprovechamiento industrial de la Spirulina. Sosa Texcoco entro en contacto
con técnicos del instituto Francés del petróleo que estudiaban entonces el aprovechamiento en el
África central del alga Spirulina. Por este motivo en 1973 se desarrolló la instalación de una planta
piloto semindustrial con una capacidad de producción de una tonelada diaria de alga seca.
(Anonimo, 1991).
6
La Spirulina se desarrolla en forma natural en numerosos lugares, principalmente en África en los
lagos Bodou y Rombou de Chad, los lagos Nakuru y Elementeita de Kenia, los lagos Aranguadi y
Kilotes de Etiopía, también en Egipto, Sudán, Argelia, Congo, Zaire y Zambia. Se la encuentra
además en Asia tropical y subtropical: India, Myanmar, Pakistán, Sri Lanka, China, Tailandia y
Rusia, en América: México (Lago Texcoco), Perú, Uruguay, California, Argentina y en Europa:
España, Francia, Hungría y Azerbaiján. (Buttori & Di Ruscio, 2009).
Andes Spirulina es una empresa en Ecuador que se dedica desde el año 2005 al cultivo y
procesamiento de la microalga Spirulina con el sistema óptimo de cultivos bajo invernaderos, lo
que mantiene el cultivo libre de todo tipo de contaminación externa y posibilita de esta forma
producir la Spirulina más pura a escala industrial. La planta está ubicada sobre la línea equinoccial
en el Ecuador, a 40 km de su capital Quito, en los Altos Andes a 2800 metros de altura sobre el
nivel del mar en un paisaje prístino y libre de contaminaciones. Los rayos solares perpendiculares
de 12 horas diarias con su alto porcentaje de rayos UV (ultravioleta) junto con agua subterránea
proveniente de glaciares cercanos contribuyen significativamente a la altísima calidad de la
Spirulina que cultivan y comercializan mundialmente bajo la marca Andes-Spirulina. (Andes
Spirulina, 2005)
2.2. Fundamentos teóricos
2.2.1. Biología y ecología de Spirulina spp
Siguiendo a Michael Pelczar y E. Chain, en su obra “elementos de microbiología”, la “membrana
citoplasmática” de las cianobacterias comparten las características de las bacterias Gramnegativas,
distinguiéndose en ellas tres zonas: a) “hoja profunda citoplasmática”; b) “espacio periplásmico
intermembranal”; y c) “hoja externa mucilaginosa” ausente en las especies unicelulares. La
membrana puede presentar invaginaciones o “mesosomas” similares a las bacterias grampositivas
(Pelczar y Chain, 1991; 118). Sus “paredes celulares” localizadas inmediatamente fuera de la
membrana, se caracterizan por presentar: a) plasmodesmos comunicantes con las células vecinas; y
b) variedad de proteínas y lipopolisacáridos que estructuran la “mureína” o Peptidoglucano.
7
El “citoplasma” contiene el ADN (reacción Feulgen+), puede aparecer en forma de pequeños
gránulos, puede observarse granos de volutina, cianoficina y ribosomas (Gayral, 1975); hacia la
periferia presenta pigmentos fotosintéticos situados en los tilacoides (laminillas fotosintéticas
distribuidas por toda la célula) de los siguientes tipos: a) clorofila α y c (cloroficina, producto de la
degradación de la clorofila α; b) carotenoides (caroteno, calhorodona, calhorodina, myxorhodina
(phycoxantina), xantofilas, myxoxantina; c) ficobiliproteínas, pigmentos ficobilínicos solubles en
agua, cromoproteidos y biliproteidos, con anillo tetrapirrólico y d) grupos proteicos ficobilinas:
ficocianina C (azul o ficocianobilina) y ficoeritrina C (rojo o ficoeritrobilina). La proporción de
Figura 2.1. Diagrama estructural de una cianofícea. (Tormo, 1997)
Figura 2.2. Diagrama común de la estructura bioquímica
membranal de una cianobacteria, análoga a una célula
gramnegativa. Tomada de: Silvia Márquez, Lionel Valenzuela
Pérez, Gladys Gálvez, Luis A. Fernández, Cecilia Bocchino.
“Introducción al estudio de la célula”.
8
estos dos pigmentos varían de una especie a otra de ahí la gran variedad de tonalidades, o incluso
dentro de una especie dependiendo de la luz (adaptación cromática).
En el citoplasma se puede encontrar también “inclusiones” como: a) glucógeno, primer producto de
la fotosíntesis, disperso en partículas pequeñas, no es idéntico al de los animales (almidón
modificado), parecido al almidón de florídeas; b) gránulos de cianoficina: contienen lipoproteínas
que se colorean por el rojo neutro y el carmín, se piensa que intervienen en la génesis de la
ficocianina, su número se incrementa cuando el medio carece de fosfatos; c) gránulos de volutina
(o metacromatina) o polifosfatos, se colorean de rojo con el azul de metileno, almacén de
polifosfatos; d) aerosomas, vacuolas de gas, en las cianofitas planctónicas contienen nitrógeno,
papel hidrostático (flotadores), aparecen cuando hay condiciones anaerobias; e) carboxisomas,
cuerpos poliédricos, cuerpos cristalinos con enzimas involucrados en la fijación de CO2; f)
ficobilisomas, gránulos que parecen contener los pigmentos ficobilínicos que están unidos a los
tilacoides y g) ribosomas.
Figura 2.3 Diagrama de la estructura celular de grupos de cianobacteriaceas incluye la
comparación con células del grupo Bacteria. Rafael Tormo Molina (1997). “Lecciones
hipertextuales de botánica”. Universidad de Extremadura. Pelczar y Chain (1981)
Elementos de M
9
Spirulina spp., es una cianobacteria filamentosa, pluricelular. Bajo el microscopio, aparece como
filamentos azules verdosos de células cilíndricas dispuestas en filas helicoidales, sin ramificación.
Los filamentos están moviéndose, deslizándose sobre su axil. El diámetro de las filas de células es
de 1 a 3 µm en las especies más pequeñas y de 3 a 12 µm en las más grandes. Empleando un
microscopio electrónico de disección ultra delgado, se puede ver que las células de espirulina
estaban de 4 hileras (Buttori & Di Ruscio, 2009).
Son seres principalmente fotoautotróficos (en menor medida heterótrofos), estimándose que el 90
% de la fotosíntesis total de la tierra es realizada por estos vegetales acuáticos; son seres con gran
capacidad de producción de biomasa; a pesar de que la biotecnología de microalgas es similar a la
agricultura convencional. Ellas crecen con mayor rapidez por su facilidad de división, tienen mayor
productividad que los cultivos tradicionales y pueden obtenerse en condiciones climáticas y
regiones donde los cultivos no pueden hacerlo. Una de las principales ventajas de la microalgas es
que sostienen el exceso del CO2 atmosférico y producen O2 , que ayudan a reducir el efecto
invernadero; son seres de composición compleja que encuentran un campo de actuación bastante
amplio en la nutrición humana y animal, pudiendo ser comestibles las algas verdes (chlorophyta) y
las cianobacterias. Por un lado contienen pigmentos útiles tales como clorofilas y carotenoides
(xantofilas, carotenos y astaxantina). ( Cerón García, 2013)
También contienen sustancias de alto valor biológico, tales como ácidos grasos poliinsaturados,
proteínas, antioxidantes, vitaminas y minerales. Por otro lado, recientes estudios indican que las
microalgas podrían ser usadas para producir biodiesel e hidrogeno; d) son seres con gran
plasticidad metabólica, constituyendo por ejemplo, la materia prima para obtener biodiesel y un
importante eslabón formando el fitoplancton en la cadena trófica en acuicultura y e) el número de
taxones es elevado, existiendo gran variedad de especies catalogadas y disponibles. Se cuentan
hasta ahora más de 30.000 especies de microalgas sobrepasando las 10.000 especies de cianofíceas
y clorofíceas, representando en la actualidad un recurso prácticamente inexplorado, ya que son solo
unas pocas las estudiadas y aprovechadas comercialmente, aproximadamente unas 50 especies han
sido estudiadas con detalle desde el punto de vista fisiológico y bioquímico. ( Cerón García, 2013)
También contienen sustancias de alto valor biológico, tales como ácidos grasos poliinsaturados,
proteínas, antioxidantes, vitaminas y minerales. Por otro lado, recientes estudios indican que las
microalgas podrían ser usadas para producir biodiesel e hidrogeno; son seres con gran plasticidad
metabólica, constituyendo por ejemplo, la materia prima para obtener biodiesel y un importante
eslabón formando el fitoplancton en la cadena trófica en acuicultura y el número de taxones es
elevado, existiendo gran variedad de especies catalogadas y disponibles. Se cuentan hasta ahora
más de 30.000 especies de microalgas sobrepasando las 10.000 especies de cianofíceas y
clorofíceas, representando en la actualidad un recurso prácticamente inexplorado, ya que son solo
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unas pocas las estudiadas y aprovechadas comercialmente, aproximadamente unas 50 especies han
sido estudiadas con detalle desde el punto de vista fisiológico y bioquímico. ( Cerón García, 2013)
La Spirulina sp., es una cianobacteria filamentosa que actualmente ha sido descrita dentro del
género Arthrospira. Algunas de las especies utilizadas en la industria son A.platensis y A. máxima.
Estas son las algas verde-azuladas procariotas con capacidad fotosintética, algunas de ellas
asimilan nitrógeno atmosférico. Organismos que se encuentran entre los más antiguos conocidos
existiendo depósitos fósiles de cerca de 3000 millones de años. (Olvera Ramírez & Ramírez
Moreno, 2006)
Figura 2.4. Izq. Formas celulares que presentan las cianobacterias. Der. Colonias en
la naturaleza.
La forma predominante es la de espiras –con apariencia de un tirabuzón-, habiéndose encontrado,
además, algas en forma de filamentos rectos, a modo de bastoncillos. Algunos trabajos científicos
recientes demuestran que se trata de los mismos filamentos que tienden a “estirarse” en función de
la disminución de la altura del relieve geográfico donde se asienta el cultivo. Retornando a la
mayor altura original, el filamento recupera la torsión espiral. (Olvera Ramírez & Ramírez Moreno,
2006)
Spirulina spp., se clasifica bajo el Orden Nostocales: las células dispuestas en hilos
denominados tricomas, con una película mucilaginosa de mucopolisacáridos en lugar de la
membrana celular predominantemente celulósica, como es característica de las células vegetales;
sin un núcleo definido, dado que los ácidos nucleicos y otros componentes nucleares se encuentran
distribuidos aleatoriamente en toda la masa celular. Los pigmentos principales: Clorofila A (no
contiene Clorofila B); Ficocianina y los Carotenoides no se encuentran en cloroplastos sino se
distribuyen por todo el filamento, de igual forma que los ácidos nucleicos. Ello encuadra a estas
microalgas en la clasificación de procariotes. Este microorganismo tiene movimientos traslativos
extremadamente lentos, por contracción y expansión del “resorte” de su estructura, aunque el
11
movimiento predominante lo hace por rotación a través de su eje mayor. (Olvera Ramírez &
Ramírez Moreno, 2006)
Dominio Bacteria
Superdominio Monera
Filo Cyanobacteria
Clase Cyanophyceae
Orden Chroococcales
Familia Spirulinaceae
Género Spirulina
Figura 2.5 Taxonomía de Spirulina spp. (Guiry & Guiry, 2012)
El modo de reproducción es asexual y por partición simple del tricoma. Este fenómeno de
clonación es índice de su gran antigüedad, de forma que ellas pueden considerarse como copias
hereditarias directas de sus primeras manifestaciones existenciales de hace miles de millones de
años. En condiciones de cultivo controladas, el proceso de división celular se verifica en unas siete
horas; es decir, la biomasa se duplicará en dicho período. En condiciones ideales de laboratorio este
lapso se puede reducir alrededor de tres horas y aún menos. Son algas “baja-termófilas”; esto es,
proliferan en un rango de temperaturas comprendido entre los 21 y 35 °C, siendo capaces de
soportar temperaturas tan bajas como la de congelación del agua, y tan altas como 50 °C, aunque
esta última por muy cortos períodos (coagulación progresiva de las proteínas). La disminución de
la temperatura reduce sensiblemente la velocidad de fisión del filamento. (Olvera Ramírez &
Ramírez Moreno, 2006)
Se la llamó la Súper Comida debido a que sus nutrientes están más concentrados que en cualquier
otro alimento, planta, grano o hierba. La Spirulina tiene el más alto porcentaje de proteína que
cualquier comida natural (65%); más que el pescado (20%), soja (30%), leche (3%), maní (25%),
huevos (12%), granos (8%). No tiene celulosa dura en las paredes de sus células, y está compuesta
de mucopolisacarídos suaves. Esto asegura que sus proteínas sean fácilmente digeridas y
asimiladas por el cuerpo humano. Es 95% digerible. El contenido de grasa en la Spirulina es apenas
del 5%, mucho menos grasa que cualquier otra fuente de proteínas. Diez gramos tienen solo 36
kilocalorías y nada de colesterol. Esto significa que la Spirulina es baja en grasa, baja en calorías y
una fuente de proteínas libre de colesterol y es una de las fuentes más ricas de ácidos grasos
esenciales en la forma de ácido linoleico y gamma linolénico. (Buttori & Di Ruscio, 2009)
12
2.2.2. Complementos Alimenticios Zootécnicos
Un “complemento” es parte de un producto alimenticio consistente en fuentes concentradas de
nutrientes que se presentan con la finalidad de complementar la calidad nutricional en la dieta
básica de los seres vivos, ya que, una dieta equilibrada proporciona todos los nutrientes necesarios
para el buen desarrollo y mantenimiento de un organismo sano. Las investigaciones realizadas
demuestran que esta situación ideal no se da en la práctica para todos los nutrientes, ni para todos
los grupos de población (AESAN, 2011).
Los complementos alimenticios se deben tomar en dosis diarias recomendadas en el etiquetado del
producto, que no deben ser excedidas. Existe una amplia gama de nutrientes y otros elementos que
pueden estar presentes en los complementos alimenticios incluyendo, las vitaminas, minerales,
aminoácidos, ácidos grasos esenciales y fibra. En la formulación de los complementos alimenticios
deben emplearse las sustancias que hayan sido aprobadas por el Comité Científico de la
Alimentación Animal (CCAA).
La crianza rápida de un animal con fines de alimentación humana, el alto precio de alimentos
tradicionales, como el bajo potencial alimenticio, especialmente cuando hay sequía, determina la
necesidad de ofrecer a los animales un “suplemento nutricional” que logren una mayor
productividad en el menor tiempo posible. (Cobb, 2008).
El uso de suplementos alimenticios en explotación avícola constituye una posibilidad para mejorar
la ganancia de peso y el estado de los animales en crecimiento. Los suplementos alimenticios
representan una alternativa económica para mejorar la productividad avícola y la rentabilidad para
el productor. El alimento es uno de los principales componentes del costo total para producir
pollos. Las raciones se deben formular para aportar el balance correcto de energía, proteína,
aminoácidos esenciales, minerales, vitaminas y ácidos grasos esenciales, para permitir el
crecimiento y rendimiento óptimos. Está ampliamente aceptado el hecho de que la elección de los
niveles de nutrientes en la dieta es una decisión económica que cada productor debe tomar y que un
Químico de Alimentos lo debe proveer. Esto es especialmente importante en lo que se refiere a
proteína y aminoácidos. Se ha demostrado que niveles elevados de aminoácidos digestibles
mejoran la rentabilidad al aumentar el desempeño de los pollos. El objetivo de elevar al máximo la
rentabilidad de los pollos vivos es similar a minimizar el costo del alimento por kg de peso vivo;
pero al producir aves que se comercializarán destazadas, esta relación se modifica.
13
Para obtener márgenes máximos de utilidad con las aves en porciones, a menudo es necesario
incrementar los niveles de aminoácidos digestibles en la dieta, más allá de los que se requieren para
obtener la máxima utilidad con las aves vivas. Esto se debe al beneficio financiero del mayor
rendimiento en carne cuando el pollo se vende en porciones. Estas relaciones se ilustran en la
figura 2.7
Los “alimentos zootécnicos” son sustancias orgánicas e inorgánicas, simples o en mezclas, que
incluyan o no aditivos, destinados a la alimentación animal. (INEN 1643, 1988).“Alimentos
simples o materia prima” son productos de origen vegetal o animal en estado natural o conservado
y los productos resultantes de su procesamiento industrial, que aportan nutrientes a la ración.
(INEN 1643, 1988).
Un “aditivo alimentario” es una sustancia o mezcla de sustancias de uso permitido de origen
natural o artificial que, agregada a los alimentos, modifica directa o indirectamente las
características físicas y químicas de estos, a fin de preservarlos, mejorarlos o complementarlos, sin
alterar su naturaleza (INEN 1643, 1988).
Un “suplemento” es un alimento usado en combinación con otro para mejorar el balance nutritivo y
efecto del producto resultante. Se destina para: a) suministrado sin diluir como un complemento de
otros alimentos; b) ofrecido a voluntad, conjuntamente con otras partes de la ración por separado;
c) mezclado o diluido con otros materiales para producir un alimento completo (INEN 1643, 1988).
Un “alimento iniciador” es el alimento para suministrarse a los pollos de engorde en la fase de
iniciación comprendida como un mínimo de 21 días. (INEN 1643, 1988). El “alimento finalizador”
es el que se suministra a pollos de engorde luego del iniciador hasta el sacrificio (INEN 1643,
1988).
Figura 2.6. Relación entre Niveles de Aminoácidos en la Dieta y la Rentabilidad. (Ross, 2009)
14
2.2.3. Biología y ecología de Gallus gallus-Broiler
Su nombre inglés deriva de “parrilla o pollo para asar”. Pertenece al grupo de variedades súper
pesadas. Para obtenerlo se realizaron varios cruzamientos, hasta dar con ejemplares resistentes a
enfermedades, mejor peso, buena presentación física, excelente coloración de mucosas y plumaje
lustroso. Broiler, es el resultado del cruce de una hembra “white rock”, cuyas características son
buena fertilidad, mejor índice de conversión alimenticia, muy buena conformación de la canal, piel
y patas amarillas, de aspecto agradable a la vista, con machos de la variedad “cornish” cuyas
características entre otras son poseer un pecho bastante profundo, carne compacta y excelente
plumaje.
El pollo Broiler es un ejemplar de uno u otro sexo que su crianza y explotación no exceden las 8
semanas, para obtener carne, logrado su desarrollo con un mínimo de alimento y menor tiempo
posible (Bonilla, 2010). Se alimentan especialmente a gran escala y se desarrolla mucho más rápido
que un huevo u otra variedad con un propósito dual (huevos-carne). La producción de pollos de
engorde es un negocio en el que es necesario producir volumen para contrarrestar una ganancia
mínima por unidad de producto. Con márgenes tan limitados de ganancia, el productor debe estar
consciente de los factores que afectan el costo de producción. Las aves de engorde se venden por lo
general con un peso vivo entre 1,8 y 2,0Kg, lo que coincide entre las seis y las ocho semanas de
edad (Vargas, 2009). La figura 2.8., ofrece la información taxonómica.
Dominio Eukarya
Superdominio Animalia
División Vertebrata
Clase Avesaceae
Orden Gallinae
Familia Phaisanidae
Género Gallus
Especie G. gallus
Variedad Broiler
Figura 2.7 Verónica Matos Soriano, 2010
Hernández y Petrone (2005), consideran que los pollos Broiler, generalmente no se deben criar en
climas cálidos, debido a que son altamente susceptibles al estrés calórico por su rápido crecimiento,
metabolismo acelerado y por las altas densidades de población que se utilizan durante la crianza.
Esto según Pedersen y Thomsen (2000), se debe a que los pollos tienen deficiencias en sus
mecanismos de disipación de calor corporal, que se acentúan por la falta de glándulas sudoríparas y
presencia de plumas. Los pollitos no tienen la capacidad de regular su temperatura corporal durante
sus primeros días de vida, la capacidad de termorregulación eficiente la alcanzan hasta los 14 días
15
de edad, por ello es fundamental garantizar una adecuada temperatura de la cama y ambiental, para
evitar cambios bruscos de temperatura, lo que daría lugar a trastornos y una mayor susceptibilidad
a las enfermedades, (COBB 2008). Por otra parte Hernández y Petrone (2005), señalan que la
temperatura ideal al interior de un galpón para los pollitos de un día de edad es de 32 °C; a medida
que éste crece, su intervalo de comodidad se amplía, por lo que en las últimas semanas del ciclo
productivo requiere una temperatura de 18 a 24 °C.
Figura 2.8 Por: Avian Farms (2008). Manual del Pollo de Engorde Comportamiento de los
Pollitos en relación al ambiente y la criadora
Banda (2005), considera que la humedad relativa es la cantidad de agua almacenada en el aire en
forma de vapor de agua y que generalmente las fuentes de humedad en el interior de un galpón son
las excretas, fugas en bebederos y vapor de agua eliminado por las aves. Según AVIAGEN (2010)
es necesario supervisar diariamente el nivel de Humedad Relativa (HR) en el galpón, porque si cae
por debajo del 50% durante la primera semana, el ambiente estará seco y polvoriento; los pollitos
comenzarán a deshidratarse, afectando su rendimiento y serán más susceptibles a sufrir problemas
respiratorios. Por otra parte si la HR, es mayor al 70% el ave aumenta la frecuencia respiratoria ya
que los pulmones no pueden absorber la HR presente en el ambiente; si esto se combina con
temperaturas elevadas, el ave llega a un momento que no puede jadear para eliminar el calor del
16
cuerpo, aumentando la sensación térmica y como consecuencia la postración y muerte (Millar,
2001).
Los principales contaminantes del aire en el ambiente del galpón de crianza pueden ser polvo,
amoníaco, dióxido de carbono, monóxido de carbono y exceso de vapor de agua. Cuando sus
niveles son altos dañan el tracto respiratorio de los pollos y disminuyen su eficiencia respiratoria y
reduce el rendimiento general. La exposición continua al aire contaminado, a la humedad y
desencadena enfermedades como ascitis o enfermedad respiratoria crónica, afecta a la regulación
de la temperatura y genera cama de mala calidad, (Avigen, 2010). Con respecto al manejo se deben
tomar en cuenta las siguientes recomendaciones:
a. Recepción del pollito. Para alcanzar el mejor rendimiento, los pollitos deberán estar en el
galpón lo antes posible, administrándoles pienso inmediatamente. Si existen deficiencias en la
adecuación del medioambiente, se deprimirá el rendimiento tanto en las primeras etapas como
al final del lote. Si se desea que alcancen todo su potencial genético de crecimiento, es
necesario que las aves se adapten estableciéndoles conductas saludables de alimentación y
consumo de agua. Los pollitos experimentan una serie de transiciones críticas durante los
primeros días de vida, lo cual afecta la forma en que las aves reciban los nutrientes. Por esta
razón, el manejo durante este período es esencial para el óptimo rendimiento del lote
(Aviagen, 2010)
b. Suministro de alimento. Las dietas para pollos de engorde están formuladas para proveer de
la energía y de los nutrientes esenciales para mantener un adecuado nivel de salud y de
producción. Los componentes nutricionales básicos requeridos por las aves son agua, amino
ácidos, energía, vitaminas y minerales. Estos componentes deben estar en armonía para
asegurar un correcto desarrollo del esqueleto y formación del tejido muscular. Calidad de
ingredientes, forma del alimento e higiene afectan a la contribución de estos nutrientes
básicos. Los requerimientos de nutrientes en los pollos de engorde generalmente disminuyen
con la edad. (Cobb, 2008). Desde un punto de vista clásico, dietas de inicio, crecimiento y
término son incorporadas en los programas de crecimiento de las aves. De todas formas, los
requerimientos de las aves no cambian abruptamente en días específicos, sino que cambian
continuamente a través del tiempo. La mayoría de las compañías alimentan a sus aves con
múltiples dietas intentando acercarse a los requerimientos reales de las aves. El productor se
acercará más a los requerimientos reales de las aves a mayor sea el número de dietas que
formule para estas en un período determinado. El número de dietas se limita de un punto de
vista económico y logístico, incluyendo la capacidad de la fábrica de alimento, costos de
trasporte y los recursos de la granja. (Cobb, 2008)
17
c. Suministro de agua. El agua es un ingrediente esencial para la vida. Cualquier reducción en
el consumo de agua rendimiento total de los pollos. El agua que se administre a los pollos no
deberá contener niveles excesivos de minerales ni estar contaminada con bacterias. Aunque el
agua que se suministre sea potable tanto para el consumo humano como el de las aves, hay que
tener cuidado, ya que pueden causar problemas (Aviagen, 2010). El agua impacta
virtualmente en todas y cada una de las funciones fisiológicas. El agua forma parte de un 65 a
un 78% de la composición corporal de un ave, dependiendo de su edad. El consumo de agua
está influenciado por la temperatura, humedad relativa, composición de la dieta y la tasa de
ganancia de peso. Buena calidad de agua es esencial para una producción eficiente del pollo
de engorde. Medidas de calidad de agua incluyen pH, niveles de minerales y el grado de
contaminación microbiana. Es muy importante que el consumo de agua aumente con los días.
Si el consumo de agua disminuye en cualquier momento, la salud de las aves, ambiente del
galpón o las condiciones de manejo deben ser revisadas. (Cobb, 2008)
d. Vacunación. Para prevenir ciertas enfermedades es necesario vacunar a los pollitos en la
planta de incubación o en la granja. El calendario de vacunación debe basarse en el nivel de
anticuerpos maternos, la enfermedad en particular y la historia de enfermedades de campo de
una granja. El éxito de un programa de vacunación ciertamente depende de la correcta
administración de las vacunas. Se deben obtener las recomendaciones específicas de los
proveedores de las vacunas. (Cobb, 2008)
e. Ventilación. La principal manera de controlar el ambiente de las aves es manejando la
ventilación, pues es esencial aportar aire de buena calidad de forma constante y uniforme al
nivel de las aves. En todas sus etapas del crecimiento, los pollos necesitan aire fresco para
conservar la salud y lograr todo su potencial. Durante las primeras etapas del período de
producción la principal preocupación es mantener a las aves con el calor suficiente, pero
conforme crecen, el principal objetivo es mantenerlas suficientemente frescas. (Aviagen,
2010). Es importante que las aves siempre tengan niveles adecuados de oxígeno y mínimos
niveles de CO2, CO, NH3 y polvo. Una ventilación mínima inadecuada y por lo tanto una baja
calidad de aire dentro del galpón traerá como consecuencia elevados niveles de amoníaco,
dióxido de carbono y humedad que a su vez pueden desencadenar ascitis y enfermedades
crónicas del tracto respiratorio. Los efectos negativos del amoniaco incluyen quemaduras de
patas, lesiones de ojos, ampollas en la pechuga/lesiones de piel, bajo peso corporal, baja
uniformidad, mayor susceptibilidad a enfermedades y ceguera (Cobb, 2008).
f. Iluminación. AVIAGEN (2010), recomienda que los programas de iluminación deben
proporcionar un fotoperiodo prolongado, de 23 horas de luz las primeras etapas de
crecimiento, hasta los 7 días de edad y una hora de oscuridad para que se acostumbren a la
falta de luz en caso que falta la corriente eléctrica.
18
g. Limpieza y desinfección de galpones. AVIAGEN (2010), recomienda que los galpones y
todo el equipo se deben limpiar y desinfectar a fondo antes de que llegue el material de cama,
también se deben limpiar las áreas que las rodean.
2.2.4. Nutrición
Las “dietas” para pollos de engorde están formuladas para proveer de la energía y de los nutrientes
esenciales para mantener un adecuado nivel de salud y de producción. Los componentes
nutricionales básicos requeridos por las aves son agua, proteinas, energía, vitaminas y minerales.
Para un correcto desarrollo del esqueleto y formación del tejido muscular. Calidad de ingredientes,
forma del alimento e higiene afectan a la contribución de estos nutrientes básicos. Si los
ingredientes crudos o los procesos de molienda se deterioran o si hay un desbalance nutricional en
el alimento, el rendimiento de las aves puede disminuir. Debido a que los pollos de engorde son
producidos en un amplio rango de pesos de faena, de composición corporal y con diferentes
estrategias de producción no resulta práctico presentar valores únicos de requerimientos
nutricionales.
Por lo tanto, cualquier recomendación de requerimientos nutricionales debe ser solamente
considerada como una pauta. La selección de dietas óptimas debe tomar en consideración estos
factores clave: a) disponibilidad (fácil adquisición) y costo de materias primas; b) pesos vivos
requeridos por el mercado; c) valor de la carne y el rendimiento de la carcasa; d) niveles de grasa
requeridos por mercados específicos como: aves listas para el horno, productos cocidos y productos
procesados; e) color de la piel; f) textura de la carne y sabor; g) capacidad de la fábrica de alimento.
Los requerimientos nutricionales para pollo de engorde son los establecidos por el Manual Ross
(2008), que se indica en la tabla 2.10.
Figura 2.9 Por: Ross 2007. Especificaciones de Nutrición Broiler Especificaciones
Nutricionales para Pollos de Engorde
19
El “requerimiento de proteína” en pollos de engorde refleja los requerimientos de aminoácidos, que
son las unidades estructurales de las proteínas. Las proteínas, a su vez, son unidades estructurales
dentro de los tejidos del ave (músculos, plumas, huesos.). Las proteínas son necesarias para la
formación y renovación de los tejidos. Los organismos que están en período de crecimiento
necesitan un adecuado suministro de proteínas para su aumento de peso. Los organismos adultos
que tienen su peso estabilizado están en equilibrio dinámico, en el que sus proteínas se degradan y
se regeneran continuamente, aunque su composición permanece constante. Para ello debe existir en
la dieta un suministro regular y continuo de ellos. (Yúfera, Química de los Alimentos, 1998).
El “valor biológico de las proteínas” es una medida de la calidad que indica el porcentaje de la
proteína absorbida que es retenida en el organismo. La proteína ingerida es digerida y absorbida en
parte, y de la parte absorbida una fracción queda en los tejidos y otra parte se excreta. La relación
entre la proteína absorbida y la ingerida se llama coeficiente de digestibilidad. La relación entre la
proteína retenida en los tejidos y la absorbida se llama valor biológico. Los valores obtenidos
oscilan desde 0, para las proteínas que no sirven para la síntesis de proteínas tisulares, a cerca de
100, para proteínas que se utilizan casi completamente, como la ovoalbúmina. (Ibid).
La “digestibilidad de los aminoácidos” se la define como la fracción de un nutriente ingerido que es
absorbido por el animal, o sea, que no es excretado. Para el caso de los pollos de engorde, la
mayoría de los datos disponibles de los ingredientes corresponden a digestibilidad fecal verdadera.
(Zambrano, 2005)
Las proteínas de los alimentos, una vez hidrolizados en la digestión, pasan a la sangre en forma de
aminoácidos, que sirven para la síntesis de las distintas proteínas (hormonales, enzimáticas, y
morfológicas de la sangre y de los demás tejidos), en estas intervienen 20 aminoácidos. Un
aminoácido esencial es aquel que no puede ser sintetizado (a partir de los materiales disponibles en
las células) a una velocidad adecuada para cubrir las necesidades de síntesis proteica en un
crecimiento óptimo, y debe figurar en la dieta, en una cantidad superior a un mínimo, para hacer
posible dicho crecimiento. (Yúfera, Química de los Alimentos, 1998)
Tabla 2.1. Aminoácidos en la Nutrición
Aminoácidos Esenciales Aminoácidos No Esenciales
Lisina Glicina Tirosina
Treonina Alanina Prolina
Leucina Serina Hidroxiprolina
Isoleucina Acido Aspártico Arginina
Metionina Acido Glutámico Histidina
Fenilalanina Cistina Cisteína
Triptófano
Valina
Nota: Por Eduardo Primo Yúfera. 1998. Química de los alimentos
20
La “semilla de soya” es la materia prima esencial como fuente de proteínas. La soya contiene
proteínas, lípidos, hidratos de carbono y minerales; siendo las proteínas y los lípidos las partes
principales, constituyendo aproximadamente un 60 % de la semilla. Las proteínas tienen un alto
contenido del aminoácido Lisina comparado con otros cereales.
El uso de la soya en la alimentación animal ha abierto un amplio panorama a la industria de
concentrados ricos en proteína, al permitir la formulación de dietas con una excelente
concentración y disponibilidad de energía, aminoácidos y ácidos grasos esenciales y una alta
digestibilidad (82%). Por su alto contenido de grasas (18 a 20%) y proteínas (37 a 38%), la soya
se presenta como una valiosa materia prima para su utilización en la industria destacárdose la
extracción de aceites y la formulación de alimentos balanceados para animales. Con este recurso es
posible satisfacer las necesidades nutricionales de las líneas modernas de aves y cerdos, que exigen
raciones de alta calidad nutricional y sanitaria, así como de una elevada densidad energética y
proteica.
Actualmente la utilización de la soya como alimento tanto para aves como para cerdos se amplió
cuando se observó que mediante el calor seco (tostado) o el calor húmedo (cocido) se inactivaban
los factores antinutricionales: antitripsina, lipoxigenasa, ureasa, hemaglutinina y factor antitiroideo,
contenidos en la semilla, mejorándose así la eficiencia nutritiva de los monogástricos alimentados
con esta leguminosa.
La “antitripsina” y la “lipoxigenasa” tienen gran interés por ser elementos que afectan
negativamente la utilización de la proteína, la grasa y los carbohidratos a nivel intestinal y se
manifiestan en una pobre digestibilidad, traduciéndose en disminución del crecimiento y pérdida de
peso tanto en aves como en cerdos. Estudios realizados por la Asociación Americana de Soya
(ASA) e investigadores como Waaijenberg 1985, Noland 1985, Buitrago, Portela y Eusse 1992,
han demostrado como el grano integral de soya para ser utilizado en dietas para animales debe ser
sometido a un proceso térmico el cual destruya las factores antinutricionales presentes en el grano
recién cultivado y permite aprovechar al máximo su potencial de energía y proteína. (Garzón &
Vitaliano, 2010)
La “energía” no es un nutriente pero es una forma de describir los nutrientes que producen energía
al ser metabolizados. La energía es necesaria para mantener las funciones metabólicas de las aves y
el desarrollo del peso corporal. Tradicionalmente la energía metabolizable se ha usado en las dietas
de aves para describir su contenido energético ya que describe la cantidad total de energía del
alimento consumido menos la cantidad de energía excretada.
En cuanto a “micronutrientes “las vitaminas son rutinariamente suplementadas en la mayoría de las
dietas de aves y pueden clasificarse en solubles (Hidrosolubles) o insolubles en agua(Liposolubles).
21
Vitaminas solubles en agua incluyen las vitaminas de complejo B. Entre las vitaminas clasificadas
como liposolubles se encuentran: A, D, E y K. Las vitaminas liposolubles pueden almacenarse en
el hígado y en otras partes del cuerpo. Los minerales son nutrientes inorgánicos y se clasifican
como macrominerales o como elementos traza. Los macrominerales incluyen: calcio, fosforo,
potasio, sodio, cloro, azufre y magnesio. Entre los elementos traza están el hierro, iodo, cobre,
manganeso, zinc y selenio.
2.2.5. Análisis de laboratorio químico del balanceado y bioquímico clínico del pollo
2.2.5.1. Análisis proximal
También conocido como análisis inmediato. Es la serie de operaciones utilizadas en la
determinación conjunta de grupos de sustancias estrechamente emparentadas y estas son: contenido
de agua, proteína, cenizas, grasas, y fibra. (Morán, 2010). El extracto libre de nitrógeno, que
representa más o menos los azúcares, almidones y demás compuestos orgánicos solubles no
nitrogenados, se calcula por diferencia en lugar de medirse por el análisis. (INEN 1643, 2013).
a. Determinación de humedad. La presencia de agua en los alimentos es el principal factor
responsable de las reacciones químicas, enzimáticas y microbiologías que alteran la calidad de
los mismos. El contenido en agua de un alimento (humedad) se define, convencionalmente,
como la pérdida de masa que experimenta en condiciones determinadas, todos los alimentos,
cualquiera que sea el tipo de procesado al que hayan sido sometidos, contienen agua en mayor
o menor proporción. En los alimentos, la humedad debe mantenerse dentro de unos límites
establecidos, por lo que su determinación es un análisis importante en el control de calidad de
los mismos. (Sierra, Morante, & Pérez, 2007)
b. Determinación de proteína. Estas sustancias desempeñan funciones biológicas importantes,
entre las que se cuenta principalmente la regeneración y la formación de tejidos, la síntesis de
enzimas, anticuerpos y hormonas, y como constituyente de la sangre, entre otras; forman parte
del tejido conectivo y muscular de varios animales y de otros sistemas rígidos estructurales
(Badui, 1990). El contenido de proteínas en alimentos para animales. Es la cantidad de
nitrógeno total, expresado convencionalmente como contenido de proteína, y determinada
mediante procedimientos normalizados que generalmente es mediante el método de Kjeldalh
y se multiplica el resultado por un factor para expresarlo como proteína. (INEN 543, 1980). El
método se basa en la determinación de la cantidad de Nitrógeno orgánico contenido en
productos alimentarios, compromete dos pasos consecutivos: a) la descomposición de la
materia orgánica bajo calentamiento en presencia de ácido sulfúrico concentrado; b)
destilación con la ayuda de hidróxido de Sodio al 35% -40%; c) el registro de la cantidad de
amoniaco obtenida de la muestra titulada con Ácido Clorhídrico 0.1N.
22
c. Determinación de cenizas. Las cenizas de un alimento son un término analítico equivalente al
residuo inorgánico que queda después de calcinar la materia orgánica. Las cenizas
normalmente, no son las mismas sustancias inorgánicas presentes en el alimento original,
debido a las perdidas por volatilización o a las interacciones químicas entre los
constituyentes. El valor principal de la determinación de cenizas es que supone un método
sencillo para determinar la calidad de ciertos alimentos. Estas deberán estar comprendidas
entre ciertos valores, lo cual facilitará en parte su identificación (Kirk et al, 1996). El
contenido de cenizas en los alimentos se determina por procedimientos empíricos. Es por lo
tanto imprescindible seguir en todos los métodos de análisis las instrucciones e indicar los
factores pertinentes como temperatura (450ºC a 550ºC), tiempo y modo de incineración.
(Morán, 2010).
d. Determinación de grasas. Los lípidos, junto con las proteínas y carbohidratos, constituyen
los principales componentes estructurales de los alimentos (Nielsen, 1998). Los lípidos se
definen como un grupo heterogéneo de compuestos que son insolubles en agua pero solubles
en disolventes orgánicos tales como éter, cloroformo, benceno o acetona. Todos los lípidos
contienen carbono, hidrógeno y oxígeno, y algunos también contienen fósforo y nitrógeno
(Aurand et al, 1987). La determinación del contenido de grasa de un alimento tiene lugar por
la extracción de la muestra con un solvente apropiado. Adicional al contenido se puede
establecer la clase de grasa valiéndose de las características físicas y de los índices. Además de
los triglicéridos, ácidos grasos libres, el extracto etéreo contiene lipoides, esteroles, fosfátidos,
ceras, hidrocarburos, aceites esenciales, colorantes, alcaloides, ácidos orgánicos, por eso se
denomina grasa bruta. (Morán, 2010)
e. Determinación de fibra. Son sustancias de origen vegetal, no disponibles como fuente de
energía porque las enzimas del intestino humano no pueden hidrolizarlas. Estos compuestos
vegetales no digeribles incluyen componentes de la pared de la célula vegetal (celulosa,
hemicelulosa, pectina) así como sustancias de cemento intracelular y otras que secreta la
planta como respuesta a lesiones (gomas, mucilagos y polisacáridos de las algas) no todas
ellas son fibrosas. Además puede encontrarse sílice y materias no nitrogenadas. La mayor
parte de las sustancias que se clasifican como fibra son polisacáridos no almidones.
Convencionalmente la fibra se determina en los alimentos por digestión con ácido y álcali.
Como la acción real de las enzimas digestivas es menos enérgica que la de los ácidos y álcalis
la cantidad de fibra que aparece en el tubo digestivo del hombre es menor que la que se estima
en el proceso de la fibra bruta. (Morán, 2010).
23
2.2.5.2. Análisis clínico veterinario
La salud es uno de los aspectos de mayor importancia en la producción del pollo de carne. Cuando
la salud del pollito es deficiente, afecta todos los aspectos de la producción y el manejo del lote,
incluyendo su tasa de crecimiento, conversión alimenticia, decomisos, viabilidad y procesamiento
(Aviagen, 2010). Para verificar el estado de salud de los pollos se debe realizar algunos análisis
clínicos veterinarios, que siguiendo a MedlinePlus es el siguiente:
a. Hematocrito. Es un examen de sangre que mide el porcentaje del volumen de toda la sangre
que está compuesta de glóbulos rojos. Esta medición depende del número de glóbulos rojos y
de su tamaño. Este examen se realiza para determinar si existe: Anemia, deficiencia en la
dieta, leucemia u otra afección médica
b. Alanina Aminotransferasa (ALT). La Alanina aminotransferasa también llamada Alanina
transaminasa. Es una enzima que se encuentra en mayores cantidades en el hígado. La lesión a
este órgano ocasiona la liberación de la sustancia dentro de la sangre. Este examen se usa para
determinar si existe daño hepático.
c. Aspartato Aminotransferasa (AST). También llamada aspartato transaminasa es una enzima
que se encuentra en altas cantidades en las células del hígado, el corazón y los músculos.
También se encuentra en menores cantidades en otros tejidos. Este examen se hace
principalmente junto con otras pruebas para diagnosticar y vigilar enfermedad hepática.
d. Proteínas totales. El examen de proteína total mide la cantidad total de dos clases de
proteínas encontradas en la porción líquida de la sangre: albúmina y globulina. Las proteínas
son partes importantes de todas las células y tejidos. Por ejemplo, la albúmina ayuda a impedir
que se escape líquido fuera de los vasos sanguíneos. Las globulinas son una parte importante
del sistema inmunitario. Este examen se hace para diagnosticar problemas nutricionales,
enfermedad renal o enfermedad hepática.
e. Albumina. La albúmina es una proteína producida por el hígado. El examen de albúmina en
suero mide la cantidad de esta proteína en la parte líquida y transparente de la sangre. Este
examen ayuda a determinar si un paciente sufre una enfermedad hepática o una enfermedad
renal o si el cuerpo no está absorbiendo suficiente proteína. Ayuda a transportar muchas
moléculas pequeñas a través de la sangre, entre ellas bilirrubina, calcio, progesterona y
medicamentos. Juega un papel importante para impedir que el líquido de la sangre se filtre
hacia los tejidos.
2.2.6. Análisis nutricional de materias primas y balanceados para Broiler
A continuación se presenta el análisis proximal y el de aminoácidos de maíz y soya, principal
fuente de proteína en la elaboración de balanceados y el análisis proximal de los balanceado inicial
y engorde utilizado para la alimentación de Broiler.
24
Tabla 2.2 Porcentaje de Análisis Proximal de Maíz y Soya
Nota: Por FEDNA 2010-2012. Composición de Alimentos
Tabla 2.3 Porcentaje de Aminoácidos en Maíz y Soya
%
Lisina
%
Metionina
%
Treonina
%
Triptófano
%
Isoleucina
%
Valina
Maíz
Nacional
0,22 0,16 0,27 0,06 0,26 0,36
Harina de
Soya
2,68 0,59 1,72 0,57 1,96 2,07
Nota: Por FEDNA 2010-2012. Composición de Alimentos
Tabla 2.4 Análisis nutricional de balanceados para pollos Broiler
Parámetro Inicial Engorde
Proteína Cruda (min) 20% 18%
Grasa (min) 4% 5%
Fibra cruda (max) 4% 4%
Cenizas (max) 7% 7%
Humedad (max) 12% 13%
Nota: Por: Bioalimentar. 2010. Programa de alimentación Pollos de Engorde
2.2.7. Estudio nutricional de Gallus Gallus-Broiler
El análisis nutricional de Gallus gallus-Broiler puede ser evaluado utilizando indicadores como:
a. Ganancia de peso. Es la ganancia de peso que el ave tuvo por cada día de vida. Es un
cálculo necesario para conocer el índice de conversión alimenticia y se obtiene de la
siguiente manera. (Rodríguez W. , 2007)
Donde:
G.P: Ganancia de peso
Pf: Peso Final
Pi: Peso inicial
% Humedad % Ceniza % Proteína Bruta % Grasa % Fibra
Maíz nacional 13,8 1,2 7,5 3,6 2,3
Harina de soya 12 6,2 44 1,9 5,9
G.P = Pf – Pi
25
b. Factor de Conversión Alimenticia. La conversión alimenticia es una medida de la
productividad de un animal y se define como la relación entre el alimento consumido con
el peso que gana durante su etapa de vida, considerando que cuando el valor es menor, la
eficiencia del ave es mayor (Rodríguez W. , 2007).
Donde:
F.C.A: Factor de conversión alimenticia
Ai: Alimento ingerido
Pg: Peso ganado
c. Eficiencia alimenticia. Es la eficacia del alimento para aumentar un kg de peso obtenido
por cada kg de alimento consumido expresado en porcentaje:
Donde:
E.A: Eficiencia alimenticia
Pg: Peso ganado
Ai: Alimento ingerido
d. Relación eficiencia proteína. Consiste en expresar los kilogramos de peso obtenidos por cada
kg de proteína consumido (Yúfera, Quimica de los alimentos, 1998)
Donde:
R.E.P: Relación eficiencia proteína
Pg: Peso ganado
Pc: Proteína consumida
e. Consumo de alimento Es la cantidad de alimento que ingiere el ave y se calcula de la
siguiente manera. (ESPOCH 2009)
F. C. A =Ai
Pg
R. E. P =Pg
Pc
E. A =Pg
Ai× 100
𝐶𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑜 𝑑𝑒 𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 = 𝐴𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑠𝑢𝑚𝑖𝑛𝑖𝑠𝑡𝑟𝑎𝑑𝑜 − 𝐷𝑒𝑠𝑝𝑒𝑟𝑑𝑖𝑐𝑖𝑜 𝑑𝑒 𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
26
f. Mortalidad El porcentaje de mortalidad se calcula, dividiendo la cantidad de pollos muertos
en el proseeceso de crianza para el número total de aves ingresadas y esto se multiplica por
100. (Rodríguez W. , 2007)
2.2.8. Tipo de investigación
La “Evaluación de la adición de proteína asimilable a través de la biomasa de Spirulina spp., como
complemento alimenticio avícola (Gallus gallus-broiler)” es una investigación analítica y
experimental, realizada en la fase inicial de pollos de engorde, hasta los 21 días de edad, en base a
un análisis proximal en la biomasa seca de la cianobacteria y del balanceado comercial inicial;
análisis clínico veterinario en la sangre del animal: hematocrito, hemoglobina, ALT, AST,
proteínas totales y albumina; análisis proximal en las diferentes inclusiones de biomasa seca al
balanceado comercial inicial; análisis de datos: consumo de alimento, eficiencia alimenticia, factor
de conversión del alimento y relación eficiencia proteína.
2.3. Fundamentos Legales
La Comisión del “Codex Alimentarius” es un órgano intergubernamental que integran más de 180
miembros, creado en el marco del Programa Conjunto sobre Normas Alimentarias que
establecieron la Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO)
y la Organización Mundial de la Salud (OMS) con el objetivo de proteger la salud de los
consumidores y asegurar prácticas equitativas en el comercio de alimentos. La Comisión también
promueve la coordinación de todos los trabajos sobre normas alimentarias emprendidos por las
organizaciones internacionales gubernamentales y no gubernamentales. Este Código abarca
disposiciones de higiene para la carne cruda, preparados de carne y carne manufacturada desde el
momento de producción del animal vivo hasta el punto de venta al por menor. Además desarrolla el
Código Internacional Recomendado de Prácticas – Principios Generales de Higiene de los
Alimentos en lo que respecta a estos productos. Cuando procede, se desarrollan y aplican en el
contexto específico de la higiene de la carne y los Principios para el Establecimiento y Aplicación
de Criterios Microbiológicos a los Alimentos. A los efectos de este código, carne es la que se
obtiene de ungulados domésticos, solípedos domésticos, aves de corral domésticas, lagomorfos,
animales de caza de cría, aves de caza de cría (incluidas las ratitas) y animales de caza silvestres.
Este Código de Prácticas también puede aplicarse a otros tipos de animales de los que se obtiene
carne, con sujeción a toda medida higiénica específica exigida por la autoridad competente.
Además de las medidas generales de higiene que se aplican a todas las especies de animales
descritas supra, este Código también presenta medidas específicas que se aplican a diversas
𝑀𝑜𝑟𝑡𝑎𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 =𝑁° 𝑑𝑒 𝑝𝑜𝑙𝑙𝑜𝑠 𝑚𝑢𝑒𝑟𝑡𝑜𝑠
𝑁° 𝑑𝑒 𝑝𝑜𝑙𝑙𝑜𝑠 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑑𝑜𝑠∗ 100
27
especies y clases de animales, por ejemplo, animales de caza silvestres que se hayan cazado en el
campo.
En la constitución del Ecuador 2008. Art. 13.-Las personas y colectividades tienen derecho al
acceso seguro y permanente a alimentos sanos, suficientes y nutritivos; preferentemente
producidos a nivel local y en correspondencia con sus diversas identidades y tradiciones
culturales.
El Estado ecuatoriano promoverá la soberanía alimentaria.
Capítulo tercero Soberanía alimentaria Art. 281.- La soberanía alimentaria constituye un objetivo
estratégico y una obligación del Estado para garantizar que las personas, comunidades, pueblos y
nacionalidades alcancen la autosuficiencia de alimentos sanos y culturalmente apropiado de forma
permanente. Para ello, será responsabilidad del Estado:
- Impulsar la producción, transformación agroalimentaria y pesquera de las pequeñas y
medianas unidades de producción, comunitarias y de la economía social y solidaria;
- Adoptar políticas fiscales, tributarias y arancelarias que protejan al sector agroalimentario y
pesquero nacional, para evitar la dependencia de importaciones de alimentos;
- Fortalecer la diversificación y la introducción de tecnologías ecológicas y orgánicas en la
producción agropecuaria;
- Promover políticas redistributivas que permitan el acceso del campesinado a la tierra, al agua
y otros recursos productivos;
- Establecer mecanismos preferenciales de financiamiento para los pequeños y medianos
productores y productoras, facilitándoles la adquisición de medios de producción;
- Promover la preservación y recuperación de la agrobiodiversidad y de los saberes ancestrales
vinculados a ella; así como el uso, la conservación e intercambio libre de semillas;
- Precautelar que los animales destinados a la alimentación humana estén sanos y sean criados
en un entorno saludable;
- Asegurar el desarrollo de la investigación científica y de la innovación tecnológica apropiada
para garantizar la soberanía alimentaria;
- Regular bajo normas de bioseguridad el uso y desarrollo de biotecnología, así como su
experimentación, uso y comercialización;
- Fortalecer el desarrollo de organizaciones y redes de productores y de consumidores, así
como la de comercialización y distribución de alimentos que promueva la equidad entre
espacios rurales y urbanos;
28
- Generar sistemas justos y solidarios de distribución y comercialización de alimentos. Impedir
prácticas monopólicas y cualquier tipo de especulación con productos alimenticios;
- Dotar de alimentos a las poblaciones víctimas de desastres naturales o antrópicos que pongan
en riesgo el acceso a la alimentación. Los alimentos recibidos de ayuda internacional no
deberán afectar la salud ni el futuro de la producción de alimentos producidos localmente;
- Prevenir y proteger a la población del consumo de alimentos contaminados o que pongan en
riesgo su salud o que la ciencia tenga incertidumbre sobre sus efectos;
- Adquirir alimentos y materias primas para programas sociales y alimenticios, prioritariamente
a redes asociativas de pequeños productores y productoras.
La normativa nacional usada en la elaboración de balanceados es la “NTE INEN 1829:2014.
Alimentos Zootécnicos. Compuestos de pollos de engorde. Requisitos”. La cual establece los
requisitos que deben cumplir los alimentos balanceados destinados a la alimentación de pollos de
engorde.
29
CAPÍTULO III
3. MARCO METODOLÓGICO
3.1. Población y muestra
Para la presente investigación la población investigativa fue de 500 pollos que fueron adquiridos de
una empresa con certificación ISO 9001 en su fase de crecimiento inicial. El muestreo se realizó de
forma aleatoria hasta la obtención de 60 pollos (Gallus gallus -Broiler) necesarios para la
investigación, siendo el tamaño de la unidad experimental 5 pollos y 3 repeticiones.
- Calculo del tamaño de la muestra
𝑛 =𝑁 ∗ 𝜎2 ∗ 𝑍2
(𝑁 − 1)𝑒2 + 𝜎2 ∗ 𝑍2
Dónde:
n: Tamaño de la muestra
N: Tamaño de la población
Z2: Valor obtenido mediante niveles de confianza.
𝜎2: Desviación estándar de la población, se recomienda utilizar un valor constante de 0,5.
e2: Límite aceptable de error muestral (Hernández, Fernández, & Baptista, 2009).
𝑛 =500 ∗ 0.52 ∗ 1.652
(500 − 1)0.12 + 0.52 ∗ 1.652
𝒏 = 𝟔𝟎 𝒑𝒐𝒍𝒍𝒐𝒔
3.2. Variables de Investigación
Variable Independiente: Porcentaje de adición de proteína asimilable a través de la Biomasa seca
de la cianobacterias Spirulina spp., en balanceado comercial.
Variable Dependiente: Peso del ave
3.3. Diseño metodológico
A continuación se presenta el diseño metodológico que se utilizó desde el trabajo de campo,
preparación de dietas experimentales, análisis proximal y del balanceado comercial inicial, diseño
experimental para crianza y manejo de Gallus gallus-Broiler y el diseño experimental para la
inclusión de Spirulina spp .
30
Figura 3.2. Arriba izquierda: Selección; Arriba derecha: Secado en estufa; C: Abajo
izquierda Triturado; Abajo derecha: Almacenado
Figura 3.1. Recolección de Spirulina spp. en Nayon Quito DM. 2013
3.3.1. Trabajo de campo, manejo de la muestra microalgal y del balanceado.
3.3.1.1. Colección de biomasa húmeda. Se recolectó la biomasa húmeda en Quito DM., Parroquia
de Nayon y en el laboratorio del Centro de Biología de La universidad Central del Ecuador
, como se muestra en la figura 3.1
3.3.1.2. Obtención de biomasa seca en los laboratorios del Centro de Biología de la Universidad
Central del Ecuador, la cual fue seleccionada, secada en estufa y almacenada en un lugar
fresco (envases de vidrio).
31
a. Preparación de dietas experimentales
En la tabla 3.1 se muestra los diferentes porcentajes de inclusión de Spirulina spp al balanceado
comercial.
Tabla 3.1. Formulación de la dieta experimental
TR0 TN5 TN10 TN15
100%
balanceado
comercial
inicial
+
0% Biomasa
seca de
Spirulina spp
95%
balanceado
comercial
inicial
+
5% Biomasa
seca de
Spirulina spp
90% balanceado
comercial inicial
+
10% Biomasa
seca de
Spirulina spp
85% balanceado
comercial inicial
+
15% Biomasa seca
de Spirulina spp
Figura 3.3. Preparación de dietas experimentales
b. Análisis proximal y de aminoácidos de la biomasa seca y del balanceado comercial inicial
El análisis bromatológico (humedad, proteína, grasa, ceniza, fibra, carbohidratos totales, energía)
de la biomasa seca de Spirulina spp se realizó en el laboratorio LABOLAB Cía. Ltda. Ver Anexo
13
El análisis de las diferentes dietas experimentales se realizó en el laboratorio LABOLAB Cía. Ltda.
(Ver anexos: 15, 17, 18 y 19)
- Determinación de humedad. El método se basa en la determinación gravimétrica de la
pérdida de masa, de la muestra desecada hasta masa constante en estufa de aire. La
determinación debe efectuarse por duplicado sobre la misma muestra preparada. Se pesa
alrededor de 2 gramos de muestra (balanza analítica) y el secado tiene que ser a 130 ± 3°C. Se
calcula mediante la ecuación siguiente:
32
%𝐻𝑢𝑚𝑒𝑑𝑎𝑑 =(𝑚1 − 𝑚2)
𝑚∗ 100
Siendo:
% Humedad: pérdida por calentamiento, en porcentaje de masa.
m1: masa de la capsula y muestra sin secar, en g.
m2: masa de la capsula y muestra seca, en g.
m: masa de la muestra a ser analizada. (INEN-ISO6496, 1982)
- Determinación de proteína. Método Kjeldahl. El método se basa en la destrucción de la
materia orgánica con ácido sulfúrico concentrado, formándose sulfato de amonio que en
exceso de hidróxido de sodio libera amoníaco, el que se destila recibiéndolo en: Ácido
sulfúrico donde se forma sulfato de amonio y el exceso de ácido es valorado con hidróxido de
sodio en presencia de rojo de metilo, o Ácido bórico formándose borato de amonio el que se
valora con ácido clorhídrico. (INEN 543, 1980).
%𝑁 =14 ∗ 𝑁 ∗ 𝑉 ∗ 100
𝑚 ∗ 100
% 𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒í𝑛𝑎 =14 ∗ 𝑁 ∗ 𝑉 ∗ 100 ∗ 𝑓𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟
𝑚 ∗ 100
𝐹𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟: 5,68 𝑝𝑎𝑟𝑎 𝑐𝑒𝑟𝑒𝑎𝑙𝑒𝑠 𝑦 𝑑𝑒𝑟𝑖𝑣𝑎𝑑𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑠𝑜𝑦𝑎
33
Figura 3.4 Análisis de Proteína. Laboratorio LABOLAB CIA.
LTDA. 2015
- Determinación de materia grasa. Una cantidad previamente homogeneizada y seca,
medida o pesada del alimento se somete a una extracción con Hexano, libre de peróxidos o
mezcla de ambos. Posteriormente, se realiza la extracción total de la materia grasa libre por
soxhlet. (INEN-ISO6492, 2014)
%𝑔𝑟𝑎𝑠𝑎 =(𝑚1 − 𝑚2)
𝑚∗ 100
Siendo:
% Grasa: Extracción de grasa con un solvente orgánico (hexano), en porcentaje de grasa.
m1: masa del vaso con grasa, en g.
m2: masa del vaso tarado (libre de agua y grasa) , en g.
m: masa de la muestra a ser analizada (libre de agua).
34
Figura 3.5 Análisis de grasa Laboratorio LABOLAB CIA. LTDA.
2015
- Determinación de Fibra Cruda. Es el residuo insoluble obtenido del tratamiento de la
muestra de alimentos para animales, determinada mediante procedimientos normalizados. El
método consiste en digerir la muestra desengrasada con una solución de ácido sulfúrico 1.25%
e hidróxido de sodio 1.25%; lavar con agua destilada, secar, pesar, calcinar, pesar; la pérdida
de peso después de la calcinación representa el contenido de fibra cruda en la muestra. (INEN
542, 1980).
- Determinación de Cenizas. Es el producto resultante de la incineración de la muestra de
alimentos para animales mediante procedimientos normalizados. Incinerar a 600 ±2°C la
muestra y pesar el residuo o que corresponde a las cenizas del alimento para animales (INEN
544, 1980).
Figura 3.6 Análisis de ceniza Laboratorio LABOLAB CIA. LTDA.
2015
35
3.3.1.3. Cálculo del consumo de alimento de Gallus gallus-Broiler desde el 5° día hasta 21°día
de edad, por cada tratamiento.
En la tabla 3.2 se muestra el consumo de alimento de 100 pollos al día 5 y al día 21.
Tabla 3.2. Por Bioalimentar Cía. Ltda. (Anexo)
Día Nº pollitos Consumo de alimento, kg
5 100 10.60
21 100 108.60
- Consumo de alimento desde el día 5 hasta el 21 para 100 pollitos:
108,60 - 10,60 = 98,60 Kg;
- Calculo de la cantidad de alimento desde el día 5 hasta el 21 para cada tratamiento (15
Pollitos)
100 pollitos--------------------------98,60kg
15 pollitos--------------------------X= 14,79kg
X= 14,79kg
- Cálculo de cantidad de alimento para la inclusión al 5, 10 y 15 % de Spirulina spp al
Balanceado comercial Inicial
Tabla 3.3. Consumo de alimento (Kg) desde el 5° hasta el 21 ° día (15 pollitos)
Código Mezcla de ingredientes Inclusión kg de alimento
TR0 Balanceado comercial inicial 95% 14.79
Spirulina spp 0% 0.00
TS5 Balanceado comercial inicial 95% 14,05
Spirulina spp 5% 0,74
TS10 Balanceado comercial inicial 85% 13,31
Spirulina spp 10% 1,48
TS15 Balanceado comercial inicial 85% 12,57
Spirulina spp 15% 2,22
36
3.3.2. Diseño experimental para crianza y manejo de Gallus gallus-Broiler
3.3.2.1. Diseño y elaboración de galpón, según normativas de la veterinaria y zootecnia para
la llegada del pollito bebé
Se adecuó una jaula para pollos con la adición de comederos, conexiones eléctricas (inofensivas
para los pollos), focos calentadores y mallas. A la jaula y piso se adiciono una cama de 15cm de
viruta de madera y se realizó divisiones utilizando madera para diferenciar los tratamientos.
Figura 3.7. Adecuaciones de galpón
Se realiza una adecuada limpieza con agua, jabón y detergente al galpón y la jaula de
experimentación, posterior estas se desinfectan con GERMICIDE (Solución de: Amonio
Cuaternario, Gluteraldehído y Alcohol Isopropílico). Se utiliza viruta de madera seca para la cama
de los pollos, tanto de la jaula como del piso, estas se desinfectan con la solución de GERMICIDE.
Se utiliza botas de caucho blancas que son introducidas en un pediluvio una dilusion de
desinfectante para entrar al galpón, esto evita contaminaciones externas. Además un correcto
lavado de manos y un gel antiséptico de manos para la manipulación. Se prepara el ambiente para
la llegada de los pollitos bebes, como son: los comederos, bebederos con agua, en las respectivas
divisiones de la jaula experimental, además cortinas que fueron elaboradas de costales limpios,
criadoras a gas GLP y termómetros ambientales. Se controla la temperatura en el galpón y la del
agua de bebida con un termómetro (A±1°C) hasta llegar a temperatura de 35°C, que es la ideal
para los pollitos bebe.
Se suministra “luz artificial” las 24 horas, durante los 7 primeros días de edad de los pollos con el
fin de estimular el consumo de alimento y adaptación, a partir del octavo día se controla el
suministro de luz en las noches. La temperatura adecuada de los pollitos bebe es de 33°C,
conforme avanza la edad, se llega hasta 25°C. Al recibir los 60 pollitos bebe, se toma el peso de
cada uno de ellos en una balanza digital (A±1g) y se toma al azar 15 pollos para colocarlos en cada
nivel de la jaula de experimentación.
37
Figura 3.8. Llegada de Gallus-gallus broiler
3.3.2.2. Diseño experimental para crianza y manejo de Gallus gallus-Broiler
Se suministra inmediatamente el Balanceado Inicial Comercial a los 60 pollos a la altura del piso,
con el propósito de adaptar al ave al consumo rápido de alimento. Los primeros 5 días las aves se
alimentan del Balanceado comercial sin inclusión de Spirulina spp con el fin de adaptar su sistema
digestivo para luego la inclusión de la cianobacteria. A partir del 6to día se suministra el
balanceado que corresponden a los tratamientos; TS5, TS10 y TS15, y el blanco TR0, en un
comedero metálico.
Figura 3.9. Suministro de alimento
Los “parámetros de medición” tiene que ver con el peso de alimento balanceado de los
tratamientos: suministrado a los pollos y su respectivo desecho (Control diario). Se toma el peso de
todos los pollitos (Unidades experimentales), los días; 5, 10, 15 y 21.
38
a. Pesaje de Gallus gallus-Broiler
Desde la llegada de los pollos se procedió a pesarlos con una balanza de A ± 1g en los días 1, 5, 15
y 21 y cada día el desperdicio de alimento para los cálculos nutricionales correspondientes.
Figura 3.10. Pesaje de Gallus-gallus broiler
b. Adecuación en la jaula para Gallus-gallus-Broiler y vacunación
Al quinto día se traslada los pollos a la jaula adecuada con focos generadores de calor y comederos
adecuados, donde empieza la alimentación con las diferentes dietas experimentales, manteniendo
un horario fijo y cantidad establecida de alimento hasta los 21 días.
Figura 3.11. Adecuación de Gallus-gallus broiler en jaula
39
Se debe vacunar al animal para prevenir posibles enfermedades e infecciones y no perder el lote de
acuerdo a la programación detallada en la tabla 3.4
Tabla 3.4 Programa de vacunación
EDAD- DÍAS VACUNA MODO DE EMPLEO
7—8 (New Castle + Bronquitis) + Gumboro una gota al Ojo y pico
14—15 Gumboro una gota pico
21—22 New Castle una gota al ojo
Figura 3.12. Vacunación de Gallus-gallus broiler
Figura 3.13. Extracción de sangre a Gallus gallus-Broiler a los 21 días de edad
40
c. Diseño experimental para la inclusión de Spirulina spp.
Los tratamientos se conforman por 3 diferentes niveles de inclusión de Spirulina spp.seco (5%,
10% y 15%) al balanceado comercial inicial, más un tratamiento de control (blanco). Se utilizó un
diseño completamente al azar (DCA), con 5 unidades experimentales y 3 repeticiones para cada
tratamiento, a continuación se presenta el esquema experimental detallado que fue evaluado
utilizando un ADEVA y para las medias al p > 0.05 de error y mediante Duncan si existe
diferencia entre los tratamientos.
Tabla 3.5. Esquema del experimento por repetición
TRATAMIENTO CÓDIGO UNIDADES
EXPERIMENTALES
(Gallus gallus-Broiler)
REPETICIONES TOTAL
Tratamiento
referencial
TR0 5 3 15
Balanceado +
5% Spirulina spp.
TS5 5 3 15
Balanceado +
10% Spirulina spp.
TS10 5 3 15
Balanceado +
15% Spirulina spp.
TS15 5 3 15
TOTAL POLLOS 60
- Análisis de Varianza
Es el procedimiento estadístico que sirve para medir la variación total de las observaciones, la que
se divide para sus componentes, quedando el residuo como error experimental. Además estudia la
relación entre una variable dependiente y uno o más factores independientes, estableciendo un
balance entre la variabilidad inducida y la no explicada que es el error experimental. (Barragán,
2009)
- Diseño completamente al Azar
Este diseño se emplea cuando las condiciones del experimento son homogéneas, por lo cual es el
más utilizado en trabajos realizados a nivel de laboratorio, en los que la fuente de variabilidad está
dada por la aplicación de los tratamientos a estudiar. Su condición es que exista repetición de los
tratamientos, pero no se puede aplicar cuando las condiciones de ensayo no son uniformes
(Barragán, 2009), de esta manera el diseño aplicado se presenta a continuación:
41
- Modelo matemático
Dónde:
xij = observación cualquiera
μ = media general del ensayo
ti = efecto debido a los tratamientos
eij = error experimental
i = 1,2…….. t (tratamientos)
j = 1,2…….. r (repeticiones)
- Esquema del Análisis de Varianza
Tabla 3.6. Análisis de Varianza de un factor
FV GL SC CM F cal
Total (t+r)-1 𝑋2 … − 𝐹𝐶
Tratamientos T-1 𝛴𝑋2 … − 𝐹𝐶 SCt/GLt
Error t(r-1) Dif SCE/GLE Cmt/CME
Nota: En Barragán Raúl. 2010. Métodos estadísticos aplicados al diseño experimental.
- Factor de corrección (FC)
- Suma de cuadrados totales (SCT)
- Suma de cuadrados de tratamientos (SCt)
- Suma de cuadrados del error (SCE)
xij = μ + ti + eij
𝐹𝐶 =𝑋2
𝑡 ∗ 𝑟
𝑆𝐶𝑇 = 𝛴𝑋2𝑖𝑗 − 𝐹𝐶
𝑆𝐶𝑡 = 𝛴𝑋2𝑖
𝑟− 𝐹𝐶
𝑆𝐶𝐸 = 𝑆𝐶𝑇 − 𝑆𝐶𝑡
42
Luego de detectar diferencia significativa en el análisis de varianza, se debe realizar una evaluación
estadística que determine el orden o diferencia de los tratamientos. Estas pruebas son empleadas
para determinas las diferencias existentes entre las medias de los tratamientos denominadas
“pruebas de rango múltiple” como la “prueba de Duncan” la cual declara como significativas a las
medias de los tratamientos cuando los valores de la diferencia son pequeños. Su fórmula es:
V.D. Valor Duncan
p= Número de tratamientos desde 2 hasta n
f= grados de libertad del error experimental
α= Nivel de significancia, que puede ser al 5% o al 1% tomado de la tabla de Duncan. Ver Anexo 9
CMEE=Cuadrado medio del error experimental
r = número de repeticiones
- Operacionalización de las Variables
Tabla 3.7 Operacionalización de Variables
Variables Dimensiones Indicadores
V. Independiente
Influencia de la biomasa
de Spirulina spp.
1. Inclusión al 5, 10 y 15%
de Spirulina spp. en
Balanceado Comercial para
Gallus gallus- Broiler
1.1. Biología de Spirulina spp.
1.2.Crianza de Gallus gallus-Broiler
1.3. Nutrición de las aves
1.3.1. Proteína
V. Dependiente 2. Análisis Laboratorial 2.1. Proximal
Complemento alimentico
avícola para crecimiento
(aumento de peso)
3. Indicadores de Eficiencia
mediante valores de pesos
2.2. Veterinario
3.1. Ganancia de Peso
3.2. Factor de Conversión del Alimento
3.3. Eficiencia Alimenticia
3.4. Relación Eficiencia Proteína
- Indicadores productivos de Spirulina spp.en el aumento de peso de Gallus gallus-Broiler
Se realizaron mediciones cada 5 días hasta el día 21de: peso, consumo de alimento (C.A), ganancia
de peso (GP), datos que servirán para el cálculo de: eficiencia alimenticia (EA), relación eficiencia-
𝑉. 𝐷. = (𝑝 𝑓)(𝛼)(𝑆�̅�)
𝑆�̅� = 𝐸𝑟𝑟𝑜𝑟 𝑒𝑠𝑡á𝑛𝑑𝑎𝑟 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑚𝑒𝑑𝑖𝑎 = √𝐶𝑀𝐸𝐸
𝑟
43
proteína (REP) y el índice de conversión alimenticia (FCA). Al final del ensayo, se compararan
entre sí los resultados de cada parámetro mediante un ANOVA a un nivel de significancia del 5 %.
(Rincón, 2012) y una prueba de Duncan cuando exista diferencia entre los tratamientos.
Ganancia de peso
(G.P)
Factor de conversión
alimenticia (F.C.A)
Eficiencia alimenticia
(E.A)
Relación eficiencia
proteína (R.E.P)
G.P = Pf – Pi
Pf: Peso final
Pi: Peso inicial
F. C. A =Ai
Pg
Ai: Alimento ingerido
Pg: Peso ganado
E. A =Pg
Ai× 100
Pg: Peso ganado
Ai: Alimento ingerido
R. E. P =Pg
Pc
Pg: Peso ganado
Pc: Proteína consumida
Figura 3.14. Parámetros de medición de eficiencia. Fuente: (Rincón, 2012)
- Finalización de la etapa experimental. En el día 21 se finalizó la parte experimental, en este
día se les suministró la última vacuna, fueron pesados, se pesó el desperdicio de alimento, se
alimentaron por última vez con las dietas experimentales compuestas de Spirulina spp., se
extrajo sangre a los pollos correspondientes al tratamiento TS10 para análisis clínico
veterinario y posteriormente los pollos fueron trasladados al suelo con sus respectivas
divisiones para ser alimentados únicamente con balanceado comercial final.
Figura 3.15. Etapa final de crecimiento
Mediante una jeringuilla (de 1ml) se coloca en tubos la muestra sanguínea, para los
análisis correspondientes: hemoglobina, hematocrito, Alanina aminotransferasa (ALT)
Aspartato aminotransferasa (AST), proteínas totales, albúmina; con fines de comprobar el
estado de salud del animal; para el análisis de datos se utiliza un ANOVA (p=0,05).
44
CAPÍTULO IV
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1. Análisis químico proximal
El análisis proximal de la biomasa seca, balanceado comercial y las respectivas inclusiones se
detalla a continuación;
4.1.1. Determinación de humedad y su interpretación
Los resultados del porcentaje de humedad de la biomasa seca, del balanceado comercial y cada
tratamiento se muestran a continuación:
Tabla 4.1 Porcentaje de humedad de la biomasa y de tratamientos
Biomasa y tratamientos Resultado
Biomasa Seca Spirulina spp. 5.87%
TR0 9,40%
TS5 7.89%
TS10 7.54%
TS15 7.27%
En la tabla 4.1 se muestra el porcentaje de humedad de la biomasa seca y de las diferentes dietas
experimentales, se puede observar que la biomasa de Spirulina spp.tiene el porcentaje más bajo,
seguido de los tratamientos, TS15, TS10, TS5 y TR0, porcentajes que están dentro de la normativa
“NTE INEN 1829:2014 Alimentos zootécnicos compuestos para pollos de engorde. Requisitos” la
cual recomienda un máximo de 13% en el alimento iniciador.
Optimizar el contenido de humedad del alimento, es clave desde el punto de vista económico y de
preservación de la calidad. Sin embargo, mucha humedad "libre" y desprotegida, lleva rápidamente
al desarrollo indeseable de hongos y levaduras (By Maarten van der Heijden and D. de Haan,
2012). Lo que se considera al balanceado obtenido, un producto con las características deseables en
cuanto a conservación microbiológica.
4.1.2. Determinación de proteína y su interpretación
Los resultados del porcentaje de proteína de la biomasa seca, del balanceado comercial y cada
tratamiento se muestran a continuación:
Tabla 4.2. Porcentaje de proteína de la biomasa y de tratamientos
Biomasa y tratamientos Resultado
Biomasa Seca Spirulina spp. 65.09%
TR0 18.69%
TS5 20.85%
TS10 21.08%
TS15 21.86%
45
En la tabla 4.2 se muestra el porcentaje de proteína de la biomasa seca y de las diferentes dietas
experimentales, se puede observar que el tratamiento TR0 tiene el porcentaje más bajo, seguido de
los tratamientos TS5, TS10, y TS15, porcentajes que están dentro de la normativa “NTE INEN
1829:2014 Alimentos zootécnicos compuestos para pollos de engorde.
4.1.3. Determinación de ceniza y su interpretación
Los resultados promedio del porcentaje de ceniza de la biomasa seca, del balanceado comercial y
cada tratamiento se muestran a continuación:
Tabla 4.3. Porcentaje de ceniza de la biomasa y de tratamientos
Biomasa y tratamientos Resultado
Biomasa Seca Spirulina spp. 6.87%
TR0 6,07%
TS5 6.17%
TS10 5.87%
TS15 6.08%
En la tabla 4.3 se muestra el porcentaje de ceniza de la biomasa seca y de las diferentes dietas
experimentales, se puede observar que la biomasa seca tiene el porcentaje más alto. El resultado de
ceniza en la biomasa seca es alto debido a su composición.
4.1.4. Determinación de grasa
Los resultados promedio del porcentaje de grasa de la biomasa seca, del balanceado comercial y
cada tratamiento se muestran a continuación:
Tabla 4.4. Porcentaje de grasa de la biomasa y de tratamientos
Biomasa y tratamientos Resultado
Biomasa Seca Spirulina spp 0,56%
TR0 6.09%
TS5 6.10%
TS10 5.63%
TS15 6.10%
El porcentaje de grasa de la biomasa seca y de las diferentes dietas experimentales, se puede
observar que la biomasa seca tiene el porcentaje más bajo, seguido de los tratamientos TS10, TS5,
TS15 y TR0.
46
4.1.5. Determinación de fibra y su interpretación
Los resultados promedio del porcentaje de fibra de la biomasa seca, del balanceado comercial y
cada tratamiento se muestran a continuación:
Tabla 4.5. Porcentaje de fibra de la biomasa y de tratamientos
Biomasa y tratamientos Resultado
Biomasa Seca Spirulina spp 0.48%
TR0 1,72%
TS5 1.66%
TS10 1.32%
TS15 1.05%
En la tabla 4.5 se muestra el porcentaje de fibra de la biomasa seca y de las diferentes dietas
experimentales, se puede observar que la biomasa tiene un porcentaje muy bajo, lo cual favoreció
en la elaboración de los diferentes balanceados.
4.1.6. Determinación de extractos no nitrogenados y su interpretación
Los resultados promedio del porcentaje de extractos no nitrogenados de la biomasa seca, del
balanceado comercial y cada tratamiento se muestran a continuación:
Tabla 4.6. Porcentaje de extractos no nitrogenados de la biomasa y de tratamientos
Biomasa y tratamientos Resultado
Biomasa Seca Spirulina spp 21.61%
TR0 58.03%
TS5 57.33%
TS10 58.56%
TS15 57.64%
En la tabla 4.6 se muestra el porcentaje de extractos no nitrogenados de la biomasa seca y de las
diferentes dietas experimentales, se puede observar que la biomasa seca tiene el porcentaje más
bajo seguido de los tratamientos TS15, TS10, TR0 y TS5, respectivamente. Los pollos de carne
requieren energía para el crecimiento de sus tejidos, para su mantenimiento y su actividad.
(Aviagen, 2010)
El pollo de engorde tiene una gran capacidad de respuesta a los niveles de aminoácidos digestibles
en la dieta en términos de crecimiento, eficiencia alimenticia y rentabilidad, cuando las raciones
están equilibradas correctamente, de acuerdo con las recomendaciones. Se ha demostrado que el
hecho de aumentar los niveles de aminoácidos digestibles mejora la rentabilidad al incrementar el
crecimiento de las aves y su rendimiento una vez procesadas. Esto es particularmente importante
cuando el pollo se produce para venderse despiezado o deshuesado (Aviagen, 2010).
47
Figura 4.1 Crecimiento de Gallus gallus-Broiler
4.2. Resultado de Pesos
En la figura 4.1 se muestran los resultados de promedios de los pesos de Gallus Gallus-Broiler en
su primera etapa de vida (hasta los 21 días) de los Tratamientos con inclusión de Spirulina spp y su
respectivo control (Blanco).
Tabla 4.7. Media de los pesos de los diferentes tratamientos
Tratamiento Dia1 dia5 dia10 dia15 dia21
TR0 49 117 259 476 751
TS5 48 120 261 483 760
TS10 48 121 267 495 775
TS15 49 120 244 471 745
Interpretación: En este gráfico se puede apreciar los promedios de los pesos de cada uno de los
tratamientos, en donde los tratamientos: blanco, Spirulina spp 5% y Spirulina spp 10%, son
iguales estadísticamente y el Tratamiento Spirulina spp 15 % es diferente.
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
550
600
650
700
750
800
850
dia1 dia5 dia10 dia15 dia21
Pes
o (
g)
Peso(g) vs. Días
TR0
TS5
TS10
TS15
48
4.2.1. Día 1
Figura 4.2. Peso inicial de Gallus-gallus Broiler
Tabla 4.8. Resultados experimentales, Día 1
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5% TS10% TS15% �̅� 𝝈 CV%
1 49 48 48 49
2 49 49 48 49
3 50 48 48 49
Media 49,33 48,07 48,13 48,80 48,58 0,60 1,23%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.9. Análisis de varianza de Peso, Día 1
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F Tabulada
0,05
Tratamientos 3,2 3 1,08 3,60ns
0,07 4,07
Error
experimental
2,4 8 0,3
Total 5,6 11
ns: No significativo al 5%
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: No presentaron significancia (P =
0.05) entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que no existe diferencia significativa entre
el suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son iguales
estadísticamente. La “Guía y registro para el control de pollos de engorde” de AVIMENTOS
señala que el peso ideal en este día debe ser 51g, evidenciando una mínima diferencia
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
TR0% TS5% TS10% TS15%
Pes
o (
g)
TR0% TS5% TS10% TS15%
Dia 1 49,33 58,53 48,13 48,80
Peso (g) vs. Tratamiento
49
posiblemente debido a que aún no se encuentran adaptados al alimento balanceado y al estrés que
fueron sometidos los pollos desde el transporte hasta acoplarlos a su nuevo hábitat de crecimiento.
4.2.2. Día 5
Figura 4.3. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 5
Tabla 4.10. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 5
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5% TS10% TS15% �̅� 𝝈 CV%
1 117 121 122 122
2 116 120 120 119
3 117 119 121 119
Media 116,7 119,9 121,0 120,0 119,4 1,89 1,58%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.11. Análisis de varianza de Peso, Día 5
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 31.16 3 10.68 7.93*
0.01 4.07
Error experimental 10.77 8 1.35
Total 42.8 11
*: significativo al 5%
114,0
115,0
116,0
117,0
118,0
119,0
120,0
121,0
TR0% TS5% TS10% TS15%
Pes
o (
g)
TR0% TS5% TS10% TS15%
Dia 5 116,7 120,0 121,0 120,0
Peso (g) vs. Tratamientos
50
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos no son iguales
estadísticamente.
4.2.3. Día 10
Figura 4.4. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 10
Tabla 4.12. Peso, Día 10
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5% TS10% TS15% �̅� 𝝈 CV%
1 257 261 268 246
2 259 262 266 247
3 262 261 268 240
Media 259,47 261,33 267,33 244,27 257.9 10.16 3,94%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.13. Análisis de varianza de Peso, Día 10
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 928.89 3 309,63 37.11* 4.84E-04 4,07
Error
experimental
66.75 8 8.34
Total 995.64 11
*: Significativo al 5%
470,00
472,00
474,00
476,00
478,00
480,00
482,00
484,00
486,00
TR0 TS5 TS10 TS15
Pes
o (
g)
TR0 TS5 TS10 TS15
Dia 15 475,60 479,00 485,00 481,67
Peso(g) vs Tratamientos
51
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son diferentes
estadísticamente.
Tabla 4.14. Comparación múltiple entre las medias de los tratamientos, día 10 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TR vs TS5 267,33-261,33 6,00 6,81 Ns
TR vs TS10 267,33-259,47 7,86 6,81 *
TR vs TS15 267,33-243,53 23,80 6,81 *
TS5 vs TS10 261,33-259,47 1,86 6,81 Ns
TS5 vs TS15 261,33-243,53 17,80 6,81 *
TS10 vs TS15 259,47-243,53 15,94 6,81 *
Ns: no significativo; *: significativo al 5%
Tabla 4.15. Separación de medias (PD), día 10
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TR0 259,47 A
TS5 261.33 A
TS10 267,33 B
TS15 243,53 C
Interpretación: Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del
tratamiento TR0 es igual estadísticamente al tratamiento TS5 y diferente a los porcentajes de
inclusión 10 y 15%, de Spirlina spp. mientras que el tratamiento TS10 y TS15 también son
diferentes estadísticamente.
52
4.2.4. Día 15
Figura 4.5. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 15
Tabla 4.16. Peso, Día 15
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5 TS10 TS15 �̅� 𝝈 CV%
1 476 480 485 481
2 476 480 486 482
3 475 477 484 483
Media 475,60 479,00 485,00 482,00 480.4 4.03 0,84
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.17. Análisis de varianza de Peso, Día 15
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 146.16 3 48.72 37.77* 4.53E-05 4,07
Error experimental 10.32 8 1.29
Total 156.48 11
*: Significativo al 5%
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales TR0, TS5, TS10 Y TS15, por lo tanto estos son
diferentes estadísticamente.
470,00
472,00
474,00
476,00
478,00
480,00
482,00
484,00
486,00
TR0 TS5 TS10 TS15
Pes
o (
g)
TR0 TS5 TS10 TS15
Dia 15 475,60 479,00 485,00 481,67
Peso (g) vs. Tratamiento
53
Tabla 4.18. Comparación múltiple entre las medias de los tratamientos, día 15 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TS10% vs TS15% 485,00-482,00 3,00 4,82 Ns
TS10% vs TS5% 485,00-479,00 6,00 4,82 *
TS10% vs TR 485,00-475,60 9,40 4,82 *
TS15% vs TS5% 482,00-479,00 3,00 4,82 Ns
TS15% vs TR 482,00-475,60 6,40 4,82 *
TS5% vs TR 479,00-475,60 3,40 4,82 Ns
Ns: no significativo; *: significativo al 5%
Tabla 4.19. Separación de medias (PD), Día 15
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TS10% 485,00 A
TS15% 482,00 A
TS5% 479,00 B
TR 475,60 B
Interpretación: Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del
tratamiento TS5 es igual estadísticamente al tratamiento TR0 y diferente al porcentaje de
inclusión 10%, de Spirulina spp. mientras que el tratamiento TS5 y TS15 también son iguales
estadísticamente
4.2.5. Día 21
Figura 4.6. Peso de Gallus-gallus broiler, Día 21
742,00
744,00
746,00
748,00
750,00
752,00
754,00
756,00
758,00
760,00
762,00
TR0 TN5 TN10 TN15
Pes
o (
g)
TR0 TN5 TN10 TN15
Dia 21 751,33 753,33 760,33 749,20
Peso (g) vs. Tratamientos
54
Tabla 4.20. Peso, Día 21
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5 TS10 TS15 �̅� 𝝈 CV%
1 752 753 764 751
2 751 752 759 749
3 751 755 758 748
Media 751,33 753,33 760,33 749,20 753,6 4,83 0,64%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.21. Análisis de varianza de Peso, Día 21
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 209.69 3 69.90 17.43* 7.2E-04 4,07
Error experimental 32.08 8 4.01
Total 241.77 11
*: Significativo al 5%
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son diferentes
estadísticamente.
Tabla 4.22. Comparación múltiple entre las medias de los tratamientos, día 21 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TS10%vs TS05% 760,33-753,33 7,00 5,38 *
TS10%vs TR 760,33-751,33 9,00 5,38 *
TS10%vs TS15% 760,33-749,20 11,13 5,38 *
TS05%vs TR 753,33-751,33 2,00 5,38 Ns
TS05%vs TS15% 753,33-749,20 4,13 5,38 Ns
TR vs TS15% 751,33-749,20 2,13 5,38 Ns
Ns: no significativo; *: significativo al 5%
Tabla 4.23. Separación de medias (PD), Día 21
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TS10% 760,33 A
TS05% 753,33 B
TR 751,33 B
TS15% 749,20 B
55
Interpretación: Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del
tratamiento TS5 es igual estadísticamente al tratamiento TS15 y TR y el porcentaje de inclusión
10% es diferente estadísticamente a los tratamientos TS5, TS15 y TR0.
4.3. Ganancia de peso día 21
Figura 4.7. Ganancia de peso, día 21
Tabla 4.24. Ganancia de peso, Día 21
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5 TS10 TS15 �̅� 𝝈 CV%
1 703 705 716 702
2 702 703 711 700
3 701 707 710 699
Media 702 705 712 700 704,9 5,31 0,75%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.25. Análisis de varianza de Ganancia de peso, día 21
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 253.58 3 84.53 19.14* 5.23E-04 4,07
Error experimental 35.33 8 4.42
Total 288.92 11
*: Significativo al 5%
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
694
696
698
700
702
704
706
708
710
712
714
TR0 TS5 TS10 TS15
Pes
o (
g)
TR0 TS5 TS10 TS15
Ganancia de Peso Dia 21 702 705 712 700
Ganancia de Peso Dia 21
56
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son diferentes
estadísticamente.
Tabla 4.26. Comparación múltiple de la Ganancia de peso, día 21 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TS10vs TS5 712,33-702,00 7,33 5,62 *
TS10vs TR0 712,33-705,00 10,33 5,62 *
TS10vs TS15 712,33-700,33 12,00 5,62 *
TS5vs TR0 702,00-705,00 3,00 5,62 Ns
TS5vs TS15 702,00-700,33 4,67 5,62 Ns
TR0vs TS15 705,00-700,33 1,67 5,62 Ns
Ns: No significativo; *: significativo al 5%
Tabla 4.27. Separación de medias en la ganancia de peso, Día 21 (PD)
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TS10 712,33 A
TS5 705,00 B
TR0 702,00 B
TS15 700,33 B
Interpretación: Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del
tratamiento TS5 es igual estadísticamente al tratamiento TS15 y TR0 y el porcentaje de inclusión
10% es diferente estadísticamente a los tratamientos TS15, TS10 y TR0.
4.4. Consumo de alimento
El consumo total de alimento para cada pollo hasta el 21 se muestra en la siguiente tabla.
Tabla 4.28. Consumo de Alimento, día 21
Tratamiento Gramos
TR0 1092
TS5 1093
TS10 1094
TS15 1100
57
Figura 4.8. Consumo de alimento a los 21 días
Tabla 4.29. Coeficiente de variación para el consumo de alimento
Parámetro Valor
Media 1094,77
Desviación estándar 3,80
Coeficiente de Variación 0,00347
Interpretación: Los valores de alimento ingerido en los tratamientos TR0, TS5, TS10, TS15 son
homogéneos estadísticamente, por lo tanto no existe diferencia significativa en el consumo de
alimento de los diferentes tratamientos.
1088
1090
1092
1094
1096
1098
1100
1102
TR0 TS5 TS10 TS15
Co
nsu
mo
de
Alim
ento
(g)
TR0 TS5 TS10 TS15
Consumo de alimento, Dia 21 1092 1093 1094 1100
Consumo de alimento (g) vs. Tratamientos
58
4.5. Eficiencia alimenticia, Día 21
Figura 4.9. Eficiencia alimenticia, día 21
Tabla 4.30. Eficiencia alimenticia, día 21
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5 TS10 TS15 �̅� 𝝈 CV%
1 64 65 65 64
2 64 64 65 64
3 64 65 65 64
Media 64,28 64,50 65,14 63,64 64,4 0,62 0,96%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.31. Análisis de varianza de eficiencia alimenticia, día 21
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 3,44 3 1,15 31.05* 9.315E-05 4,07
Error Experimental 0,30 8 0,04
Total 3,73 11
*: Significativo al 5%
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son diferentes
estadísticamente.
62,50
63,00
63,50
64,00
64,50
65,00
65,50
TR0 TS5 TS10 TS15
64,28 64,50
65,14
63,64
Efic
ien
cia
Alim
enti
cia
Tratamientos
Eficiencia Alimenticia vs. Tratamientos
Eficiencia Alimenticia, Dia 21
59
Tabla 4.32. Comparación múltiple de la Eficiencia Alimenticia, día 21 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TS10% vs TS05% 65,14-64,50 0,64 0,51 *
TS10% vs TR 65,14-64,28 0,86 0,51 *
TS10% vs TS15% 65,14-63,64 1,50 0,51 *
TS05% vs TR 64,50-64,28 0,22 0,51 Ns
TS05%vs TS15% 64,50-63,64 0,86 0,51 *
TR vs TS15% 64,28-63,64 0,64 0,51 *
Ns: no significativo; *: significativo al 5%
Tabla 4.33. Separación de medias de eficiencia alimenticia, Día 21 (PD)
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TS10% 65,14 A
TS05% 64,50 B
TR0 64,28 B
TS15% 63,64 B
Interpretación: Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del
tratamiento TS5 es igual estadísticamente al tratamiento TR0 y TS15 y el porcentaje de inclusión
10% es diferente estadísticamente a los tratamientos TS5, TS15 y TR0.
4.6. Factor de conversión alimenticia
Figura 4.10. Factor de conversión alimenticia, día 21
1,51
1,52
1,53
1,54
1,55
1,56
1,57
1,58
TR0 TS5 TS10 TS15
Fact
or
de
Co
nve
rsió
n d
el A
limen
to
TR0 TS5 TS10 TS15
Factor de Conversion delAlimento, Dia 21
1,56 1,55 1,54 1,57
Factor de Conversion del Alimento vs. Tratamientos
60
Tabla 4.34. Factor de conversión alimenticia, día 21
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5 TS10 TS15 �̅� 𝝈 CV%
1 1,55 1,55 1,53 1,57
2 1,56 1,55 1,54 1,57
3 1,56 1,55 1,54 1,57
Media 1,56 1,55 1,54 1,57 1,6 0,01 0,96%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.35. Análisis de varianza de factor de la Conversión Alimenticia, día 21
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad F
Tabulada
0,05
Tratamientos 2,00E-03 3 6,66E-04 31.80* 7,70E-04 4,07
Error experimental 1.68E-04 8 2.094E-05
Total 2,17E-03 11
*: Significativo al 5%
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son diferentes
estadísticamente.
Tabla 4.36. Comparación múltiple de la Conversión Alimenticia, día 21 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TS15% vs TR 1,57-1,56 0,02 0,01 *
TS15% vs TS05% 1,57-1,55 0,02 0,01 *
TS15% vs TS10% 1,57-1,54 0,04 0,01 *
TR vs TS05% 1,56-1,55 0,01 0,01 Ns
TR vs TS10% 1,56-1,54 0,02 0,01 *
TS05%vs TS10% 1,55-1,54 0,02 0,01 *
Ns: no significativo; *: significativo al 5%
Tabla 4.37. Separación de medias de conversión alimenticia, Día 21 (PD)
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TS15% 1,57 A
TR 1,56 A
TS05% 1,55 A
TS10% 1,54 B
61
Interpretación
Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del tratamiento TS15 es
diferente estadísticamente al tratamiento TS10 y TR0 y TS5 y el blanco, el porcentaje de inclusión
10%, y 5% son iguales estadísticamente.
4.7. Relación eficiencia proteína
Figura 4.11. Relación eficiencia proteína, día 21
Tabla 4.38. Relación eficiencia proteína, día 21
Tratamientos
Repeticiones TR0 TS5 TS10 TS15 �̅� 𝝈 CV%
1 3,44 3,09 3,11 2,92
2 3,44 3,08 3,08 2,91
3 3,43 3,10 3,08 2,91
Media 3,44 3,09 3,09 2,91 3,1 0,22 7,05%
�̅�: Media, 𝜎: Desviación estándar, CV%: Coeficiente de variación.
Tabla 4.39. Análisis de varianza de la relación Eficiencia Proteína, día 21
Origen de las
variaciones
Suma de
cuadrados
Grados
de
libertad
Promedio
de los
cuadrados
F Probabilidad
F
Tabulada
0,05
Tratamientos 0,439 3 0.15 1741.71* 5,82E-09 4,07
Error experimental 6.71E-04 8 8.39E-05
Total 0,439 11
*: Significativo al 5%
2,60
2,80
3,00
3,20
3,40
3,60
TR0 TS5 TS10 TS15Rel
acio
n E
fici
enci
a P
rote
ína
TR0 TS5 TS10 TS15
Relacion Eficiencia Proteina, Dia21
3,44 3,09 3,09 2,91
Relación Eficiencia Proteína vs Tratamientos
62
Interpretación de los datos obtenidos experimentalmente: Presentaron significancia (P = 0.05)
entre las medias de los tratamientos, lo cual indica que si existe diferencia significativa entre el
suministro de las diferentes dietas experimentales, por lo tanto estos son diferentes
estadísticamente.
Tabla 4.40. Comparación múltiple de la relación Eficiencia Proteína, día 21 (PD)
Comparaciones Diferencia Valor Valor Duncan Significancia
TR vs TS5 3,44-3,09 0,35 0,02 *
TR vs TS10 3,44-3,09 0,35 0,02 *
TR vs TS15 3,44-2,91 0,53 0,02 *
TS5 vs TS10 3,09-3,09 0,00 0,02 ns
TS5 vs TS15 3,09-2,91 0,18 0,02 *
TS10vs TS15 3,09-2,91 0,18 0,02 *
ns: No significativo; * Significativo al 5%
Tabla 4.41. Separación de medias en la relación Eficiencia Proteína, Día 21 (PD)
Tratamiento Media del peso de las repeticiones Rango Duncan
TR 3,44 A
TS5 3,09 B
TS10 3,09 B
TS15 2,91 C
Interpretación: Al realizar la prueba de Duncan al 5% se evidenció que la media del peso del
tratamiento TS5 es igual estadísticamente al tratamiento TS10 y diferentes estadísticamente de TR
y TS15,
4.8. Mortalidad
En esta investigación no existió muerte de NINGUN Gallus gallus-Broiler
𝑀𝑜𝑟𝑡𝑎𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 =𝑁° 𝑑𝑒 𝑝𝑜𝑙𝑙𝑜𝑠 𝑚𝑢𝑒𝑟𝑡𝑜𝑠
𝑁° 𝑑𝑒 𝑝𝑜𝑙𝑙𝑜𝑠 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑑𝑜𝑠∗ 100
𝑀𝑜𝑟𝑡𝑎𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 =0
60∗ 100
𝑀𝑜𝑟𝑡𝑎𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑 = 0%
63
4.9. Resultados Análisis clínico veterinario
Los resultados de la química sanguínea a los 21 días correspondiente a los tratamientos TS10 y
TR0 se muestran a continuación.
Tabla 4.42. Química sanguínea a los 21 días de Gallus-gallus broiler alimentados sin Spirulina
spp.
Analito Resultados Unidades Valores de referencia
Hematocrito 0,32 L/L 0,24 - 0,45
Hemoglobina 107 g/L 76 – 155
ALT 1,6 U/L < 12
AST 171,7 U/L 111 – 299
Proteínas totales 4,0 g/L 1,8 - 3,2
Albumina 1,4 g/L 1,4 - 2,2
Tabla 4.43. Química sanguínea a los 21 días de Gallus-gallus broiler alimentados con el
tratamiento TR10
Analito Resultados Unidades Valores de referencia
Hematocrito 0,30 L/L 0,24 - 0,45
Hemoglobina 100,3 g/L 76 – 155
ALT 3,9 U/L < 12
AST 138,3 U/L 111 – 299
Proteínas totales 4,8 g/L 1,8 - 3,2
Albumina 1,6 g/L 1,4 - 2,2
Los Tratamientos TR0 y TS10 presentan valores de Hematocrito y Hemoglobina de Gallus gallus-
Broiler dentro de los parámetros referenciales (ver tabla 4.43 y 4.44). Estos parámetros son
indicativos que los pollos se encuentran en perfecto estado de salud a los 21 días de edad y
tampoco estados de desnutrición.
Los valores ALT y AST se encuentran dentro de los parámetros referenciales (ver tabla 4.44),
estos parámetros son indicativos de que en la muestra de pollos estudiados no presentó ningún daño
daño hepático. Los valores de Proteínas Totales y Albúmina de Gallus gallus- Broiler se
encuentran dentro de los parámetros referenciales (ver tabla 4.44), evidenciando que Spirulina spp.
es un complemento alimenticio apto para los pollos ya que complementa los requerimientos
proteicos requeridos en su dieta durante los primeros 21 días.
64
CAPÍTULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. Conclusiones
5.1.1. La cianobacteria Spirulina spp, presenta un porcentaje de proteína, 65.09%, pudiendo ser
utilizado en un complemento alimenticio avícola. Sus respectivos balanceados presentaron
un porcentaje proteico de: 20.85%, 21.08%, 21.86% para los tratamientos TS5, TS10, y
TS15 respectivamente. La influencia de la biomasa de Spirulina spp no presenta diferencia
significativa al 5% entre el alimento control (TR0) y las dietas experimentales TS5 y TS10,
tras alimentar a Gallus gallus-Broiler hasta los 21 días de edad evidenciando que esta
cianobacteria es un alimento proteico y puede ser incluido en la formulación de
balanceados para pollos de engorde. La inclusión al 15% (TS15) si presenta una diferencia
significativa al 5% pudiéndose notar una pérdida de peso en los pollos alimentados con la
cianobacteria.
El análisis proximal de la biomasa seca microalgal presenta un elevado porcentaje de
proteína y su asimilación en Gallus gallus-Broiler se puede usar como complemento
alimenticio avícola, convirtiéndose en una alternativa proteica en la nutrición de Gallus
gallus-Broiler.
5.1.2. Al comparar el tratamiento control TR0 con las dietas experimentales TS5 y TS10 se
evidencia que estos son iguales por lo que Spirulina spp , es un complemento alimenticio
avícola pudiendo incluir en la formulación de balanceados avícolas hasta en un 10%, sin
embargo el tratamiento TS15 no presentó resultados favorables en los indicadores
productivos debido a dificultades técnicas en la purificación de la muestra; esta
cianobacteria es una fuente de proteína que puede ser usada conjuntamente con soya y trigo
en la formulación de complementos alimenticios avícolas.
5.1.3. El análisis clínico veterinario a los 21 días de edad del pollo correspondiente al tratamiento
TS10 arrojaron los siguientes resultados: Hematocrito y Hemoglobina son 0,30 L/L y
100,3g/L respectivamente, estos resultados se encuentran en los parámetros normales,
evidenciando que estos no presentan ningún cuadro de anemia.
Los valores de Proteínas Totales y Albúmina son 4,8 g/L y 1,6 g/L; respectivamente, estos
resultados se encuentran en los parámetros normales, evidenciando que los pollos se
encuentran bien nutridos, al ser la Proteína y la Albúmina un indicador de Nutrición. Los
valores de ALT y AST son 3,9 y 138,3; respectivamente, estos resultados se encuentran
en los parámetros normales, evidenciando que los pollos no presentan ningún cuadro de
daño hepático.
65
5.2. Recomendaciones
5.2.1. Realizar esta investigación en especies pequeñas de animales diferentes de uso comercial,
como son; cuyes, conejos, porcinos, bovinos.
5.2.2. Trabajar en producción industrial-comercial de Spirulina spp para fomentar de mejora
manera el sector avícola
5.2.3. Evaluar productos alimenticios de consumo humano a base de Spirulina spp como fuente
proteica vegetal.
5.2.4. Elaborar concentrados a base de Spirulina spp y evaluar su comportamiento en especies
animales.
5.2.5. Los espacios para la producción de cualquier especie animal se debe contar con
instalaciones, recurso humano, apropiadas acorde a las necesidades del método existiendo
mayor control.
5.2.6. Los exámenes de laboratorio se debería realizar en instalaciones acreditadas por los
organismos de control vigentes.
66
6. BIBLIONETGRAFÍA
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7. ANEXOS
Anexo 1. Pesos obtenidos del Tratamiento Blanco (TR0)
Nº Pollos Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 49 120 257 477 753
2 48 118 260 4
79
749
3 50 117 261 480 752
4 49 121 259 469 749
5 47 119 249 473 759
6 52 119 260 460 751
7 50 113 257 478 747
8 49 117 259 483 751
9 48 115 260 481 748
10 47 117 259 478 757
11 49 115 259 469 748
12 50 114 255 478 751
13 51 120 264 473 749
14 53 118 265 477 755
15 48 117 268 479 751
Anexo 2. Coeficiente de variación. Medias Pesos (g) Tratamiento Blanco (TR0)
Repeticiones Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 49 119 257 476 752
2 49 116 259 476 751
3 50 117 262 475 751
X 49 117 259 476 751
S 0,8 1,5 2,5 0,4 0,9
CV 2% 1% 1% 0% 0%
74
Anexo 3. Pesos obtenidos del Tratamiento Spirulina spp., 5% (TN5)
Nº Pollos Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 46 120 259 482 750
2 47 116 262 474 756
3 48 127 260 488 759
4 51 127 252 493 755
5 47 116 257 474 754
6 46 126 269 483 761
7 49 114 255 490 758
8 50 118 259 468 752
9 48 115 253 471 759
10 50 114 255 488 748
11 49 124 253 491 759
12 50 117 268 468 751
13 47 123 259 473 751
14 48 114 253 487 755
15 45 116 255 463 759
Anexo 4. Coeficiente de variación. Medias Pesos (g) Tratamiento Spirulina spp., 5% (TN5)
Repetición Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 48 121 258 482 755
2 49 117 258 480 756
3 48 119 258 476 755
X 48 119 258 480 755
S 0,5 1,9 0,3 2,9 0,4
CV 1% 2% 0% 1% 0%
75
Anexo 5. Pesos obtenidos del Tratamiento Spirulina spp., 10% (TN10)
Nº Pollos Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 49 121 248 463 715
2 50 115 238 470 775
3 48 116 234 489 769
4 46 113 255 478 761
5 45 113 236 474 721
6 50 114 239 490 725
7 49 110 260 480 755
8 48 118 257 469 761
9 46 122 235 463 772
10 49 118 245 483 734
11 48 125 262 465 739
12 50 120 257 499 741
13 47 121 239 469 759
14 49 118 243 488 788
15 48 121 247 480 745
Anexo 6. Coeficiente de variación. Medias Pesos (g) Tratamiento Spirulina spp., 10% (TN10)
Repetición Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 48 116 242 475 748
2 48 116 247 477 749
3 48 121 250 480 754
X 48 118 246 477 751
S 0,5 2,9 3,8 2,7 3,3
CV 1% 2% 2% 1% 0%
76
Anexo 7. Pesos obtenidos del Tratamiento Spirulina spp., 15% (TN15)
Nº Pollos Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 48 122 244 489 776
2 49 118 249 472 744
3 48 123 255 463 748
4 50 119 243 466 734
5 48 127 237 480 724
6 49 120 245 461 769
7 51 115 240 468 766
8 46 119 255 466 756
9 47 120 249 473 743
10 50 122 247 476 709
11 50 120 233 479 714
12 48 119 250 467 722
12 47 125 239 465 764
14 52 120 238 483 754
15 49 118 229 459 748
Anexo 8. Coeficiente de variación. Medias Pesos (g) Tratamiento Spirulina spp., 15% (TN15)
Repetición Día 1 Día 5 Día 10 Día 15 Día 21
1 49 122 246 474 745
2 49 119 247 469 749
3 49 120 238 471 740
X 49 120 244 471 745
S 0,3 1,3 5,0 2,6 4,1
CV 1% 1% 2% 1% 1%
77
Anexo 10. Repeticiones Ganancia de peso (g) de las diferentes dietas experimentales.
Nº Pollos Blanco Spirulina spp., 5% Spirulina spp., 10% Spirulina spp., 15%
1 704 704 666 728
2 701 709 725 695
3 702 711 721 700
4 700 704 715 684
5 712 707 676 676
6 699 715 675 720
7 697 709 706 715
8 702 702 713 710
9 700 711 726 696
10 710 698 685 659
11 699 715 691 664
12 701 709 691 674
13 698 702 712 717
14 702 711 739 702
15 703 698 697 699
Anexo 9. Tabla Duncan
78
Anexo 11. Guía para el control de pollos de engorde. Bioalimentar
79
Anexo 12. Norma INEN. Determinación de la proteína cruda
80
81
Anexo 13 Análisis proximal de la biomasa seca de Spirulina. Spp.
82
Anexo 14 Análisis proximal del balanceado comercial inicial (TR0)
83
Anexo 15 Análisis de aminoácidos balanceado comercial inicial
84
Anexo 16 Análisis proximal dieta experimental Spirulina 5% (Ts5) Balanceado 95%
85
86
Anexo 17 Análisis proximal dieta experimental Spirulina 10% (Ts10) Balanceado 90%
87
Anexo 18 Análisis proximal dieta experimental Spirulina 15% (Ts15) Balanceado 85%
88
Anexo 19 Análisis Veterinario de Gallus gallus-Broiler (blanco)
89
90
Anexo 20 Análisis Veterinario de Gallus gallus-Broiler (Tratamiento Spirulina spp)
91