CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –CONCYT-
SECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –SENACYT-
FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA –FONACYT-
FACULTAD DE CIENCIAS QUIMICAS Y FARMACIA
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
INFORME FINAL
Evaluación de la contaminación del aire por hongos microscópicos en algunos
museos, herbarios y colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala.
PROYECTO FODECYT No. 28-2011
Karin Larissa Herrera Aguilar, Ph.D.
Investigadora principal
GUATEMALA, 03 SEPTIEMBRE DE 2012
AGRADECIMIENTOS
La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del
Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría
Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y
Tecnología -CONCYT-. (FODECYT 28-2011).
OTROS AGRADECIMIENTOS
A la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia por su apoyo para la realización de este
proyecto FODECYT 28-2011.
A la Licda. María del Carmen Bran de la Micoteca “Lic. Rubén Mayorga Peralta
MICCG” de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San
Carlos de Guatemala.
Al Ing. Ing. Mario Véliz y la Licda. Rosalito Barriosencargados del Herbario BIGU de la
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de
Guatemala.
A la Licda. Carolina Rosales del Index seminum y del Herbario USCG de la Facultad de
Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.
A la Licda. Maura Estrada de la Sección de Macrohongos del Herbario BIGU de la
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de
Guatemala.
A la Licda. Lucia Prado del Museo de Historia Natural -MUSHNAT- de la Facultad de
Ciencias Químicas y Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.
A la Licda. Gladis Barrios del Museo de la Universidad de San Carlos de Guatemala -
MUSAC-.
Al Lic. Rocael Barrera del Museo de la Universidad de San Carlos de Guatemala -
MUSAC-.
Al Lic. Roberto Cáceres por su valiosa colaboración y apoyo en la caracterización
microscópica de las cepas fúngicas aisladas a lo largo de esta investigación.
Al Lic. Federico Nave por su valiosa colaboración y apoyo con la realización del análisis
estadístico con los datos obtenidos a lo largo de esta investigación.
A los Brs. Alejandra Martínez, Oscar Fuentes, César De León, Josué Reyes, José Abdo,
Maritza Moreno y Julio Paxtor estudiantes colaboradores de la Facultad de Ciencias
Químicas y Farmacia.
EQUIPO DE INVESTIGACION MULTIDISCIPLINARIO
UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA
Karin Larissa Herrera Aguilar
Química Bióloga.
Dra. Ciencia Política y Sociología de la Universidad Pontificia de Salamanca, España.
MSc. Estudios Ambientales, Universidad del Valle de Guatemala, Guatemala.
Profesora Titular VII de los cursos de Control Microbiológico de Alimentos, Cosméticos
y Medicamentos y Análisis y Control Microbiológico de Procesos Industriales para
estudiantes de Química-Biológica.
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.
Investigadora Principal.
Oscar Manuel Cóbar Pinto
Químico Farmacéutico.
Dr. Química Orgánica con especialización en Química de Productos Naturales Marinos.
Universidad de Puerto Rico, USA.
Decano de la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.
Investigador asociado.
Ana Rosalito Barrios Solís
Bióloga.
Directora Escuela de Biología, Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.
Profesora Titular IV del curso de Biología General en el área básica, Facultad de
Ciencias Químicas y Farmacia.
Investigadora asociada.
Wendy Alejandra Chamalé Contreras
Química Bióloga
MA Administración Industrial y Empresas de Servicios, Universidad de San Carlos de
Guatemala, Guatemala.
Profesional de laboratorio, Laboratorio Microbiológico de Referencia -LAMIR -,
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia.
Investigadora asociada.
Heidi Karina Piérola Kyllmann
Biológa.
MSc. Formulación y Evaluación de Proyectos, Universidad de San Carlos de Guatemala,
Guatemala.
Investigadora asociada.
Jeimy Alexandra Quan Lam
Br. Ciencias y letras.
Estudiante Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, Universidad de San Carlos de
Guatemala.
Auxiliar de investigación.
Julio César Maas Mo
Br. Ciencias y letras.
Técnico de Laboratorio, Laboratorio Microbiologico de Referencia -LAMIR -, Facultad
de Ciencias Químicas y Farmacia.
Auxiliar de Investigacion
ÍNDICE
RESUMEN i
SUMMARY ii
GLOSARIO iii
PARTE I
I.1 INTRODUCCIÓN 1
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 3
I.2.1 Antecedentes 3
I.2.2 Justificacion 5
I.3 OBJETIVOS 7
I.3.1. Objetivos
I.3.1.1 General 7
I.3.1.2 Específicos 7
I.4 METODOLOGÍA 8
I.4.1 Plan de muestreo 8
I.4.2 Variables 9
I.4.3 Indicadores 9
I.4.4 Estratergia metodológica 10
I.4.5 El método 10
I.4.6 La técnica estadística 12
PARTE II
MARCO TEÓRICO 13
PARTE III
III. RESULTADOS 28
III. 1 Discusión de resultados 76
PARTE IV
IV.1 CONCLUSIONES 103
IV.2 RECOMENDACIONES 105
IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 106
IV.4 ANEXOS 114
PARTE V
V.1 INFORME FINANCIERO 269
V.2 CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES 270
Gráficos ÍNDICE DE GRÁFICOS Pág.
Gráfico1 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el BIGU
29
Gráfico 2 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en la sección de
macrohongos del herbario BIGU.
30
Gráfico 3 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca Licenciado
Ruben Mayorga Peralta, MICG.
31
Gráfico 4 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el Index seminum.
32
Gráfico 5 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el herbario de la USCG.
33
Gráfico 6 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el MUSHNAT.
34
Gráfico 7 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior del MUSAC
35
Gráfico 8 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en el ambiente
interior y exterior en el herbario BIGU durante los meses
muestreados
37
Gráfico 9 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en la sección de macrohongos del BIGU durante
los meses muestreados
38
Gráfico 10 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en la Micoteca Licenciado Ruben Mayorga
Peralta, MICG. durante los meses muestreados
39
Gráfico 11 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en el Index seminum durante los meses
muestreados
40
Gráfico 12 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en el herbario USCG durante los meses
muestreados
41
Gráfico 13 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en el MUSHNAT durante los meses muestreados
42
Gráfico 14 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en la biblioteca del MUSAC durante los meses
muestreados
43
Gráfico 15 Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en
UFC/m3 y porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente
interior y exterior en el MUSAC durante los meses muestreados
44
Gráfico 16 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el exterior del herbario BIGU
45
Gráfico 17 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire interior del herbario BIGU
45
Gráfico 18 Variación de géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses
de muestreo en el aire exterior de la sección de macrohongos del BIGU
46
Gráfico 19 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire interior de la sección de macrohongos del BIGU
47
Gráfico 20 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire exterior de la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta,
MICG.
47
Gráfico 21 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire interior en la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta,
MICG.
48
Gráfico 22 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire exterior del Indexseminum
48
Gráfico 23 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire interior del Indexseminum
49
Gráfico 24 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis
meses de muestreo en el aire exterior del herbario USCG
49
Gráfico 25 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire interior del herbario USCG
50
Gráfico 26 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire exterior del MUSHNAT
51
Gráfico 27 Variación de los géneros fúngicos a lo largo de los seis meses de muestreo
en el aire interior del MUSHNAT
51
Gráfico 28 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis
meses de muestreo en el aire exterior del MUSAC
52
Gráfico 29 Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis
meses de muestreo en el aire interior del MUSAC
52
Gráfico 30 Comparación entre Herbarios y Museos con relación a la carga fúngica en
UFC/m3
72
Gráfico 31 Comparación del ambiente interior y ambiente exterior de los locales
muestreados a lo largo de la investigación
73
Gráfico 32 Variación de la carga fúngica presente en los locales muestreados con
respecto a los meses en que se llevo a cabo la investigación
74
Gráfico 33 Comparación de ambiente interior y ambiente exterior y el tipo de local
(herbario o museo)
75
CUADROS ÍNDICE DE CUADROS Pág.
Cuadro 1 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el BIGU
28
Cuadro 2 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en la sección de
macrohongos del herbario BIGU
29
Cuadro 3 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca
Licenciado Rubén Mayorga Peralta, MICG.
30
Cuadro 4 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el Index seminum
31
Cuadro 5 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el herbario de la
USCG
32
Cuadro 6 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el MUSHNAT
33
Cuadro 7 Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior del MUSAC
34
Cuadro 8 Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente interior
de cada uno de los locales muestreados en el período de octubre de
2011 a marzo 2012
36
Cuadro 9 Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente exterior
de cada uno de los locales muestreados en el período de octubre de
2011 a marzo 2012
36
Cuadro 10 Especies del género Penicillium aisladas e identificadas en los
muestreos
53
Cuadro 11 Especies del género Cladosporium aisladas e identificadas en los
muestreos
53
Cuadro 12 Especies del género Aspergillus aisladas e identificadas en los
muestreos
53
Cuadro 13 A Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de
aparición en los muestreos
54
Cuadro 13B Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de
aparición en los muestreos
55
Cuadro 13 C Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de
aparición en los muestreos
56
Cuadro 13 D Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de
aparición en los muestreos
57
Cuadro 14 Pregunta No. 1 “Edad del personal estable en cada lugar muestreado” 58
Cuadro 15 Pregunta No. 2 “Nivel académico presentado por el personal estable en
cada lugar muestreado”
59
Cuadro 16 Pregunta No. 3 “¿Cuál es el tiempo que tiene el personal estable
laborando en cada lugar muestreado?”
60
Cuadro 17 Pregunta No. 4 “La temperatura en su área de trabajo produce” 61
Cuadro 18 Pregunta No. 5 “La humedad en su área de trabajo produce” 61
Cuadro 19 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en
su área de trabajo?/ Afección ocular”
62
Cuadro 20 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en
su área de trabajo?/ Afección nasal”
63
Cuadro 21 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en
su área de trabajo?/ Afección de garganta”
64
Cuadro 22 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en
su área de trabajo?/ Afección respiratoria”
65
Cuadro 23 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en
su área de trabajo?/ Afección cutánea”
66
Cuadro 24 Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en
su área de trabajo?/ Afección similar a la gripe”
67
Cuadro 25 Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales 68
Cuadro 25A Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales 69
Cuadro 26 Géneros fúngicos identificados con mayor frecuencia durante los
muestreos
70
Cuadro 27 Análisis de varianza de anidado por tipo, lugar, ambiente y muestreo 71
i
RESUMEN
Se llevó a cabo la determinación de la calidad del aire en museos, herbarios y
colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala. Los lugares muestreados son
el Museo de la Universidad de San Carlos -MUSAC- , Museos de Historia Natural -
MUSHNAT-, Index seminum, el Herbario de la Universidad de San Carlos -USCG- , la
Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta, Micoteca de Guatemala -MICG-, el
Herbario BIGU y la sección de macrohongos del BIGU. La metodología utilizada fue la
técnica volumétrica por impactación, a fin de recolectar los hongos microscópicos
contenidos en el aire y su posterior identificación mediante la preparación en fresco,
observación al microscopio y el uso de API para identificación de levaduras.
Los resultados obtenidos indican que la mayor concentración fúngica en el ambiente
exterior para el Herbario BIGU fue de 2790 UFC/m3, para el Herbario USCG fue de
3580 UFC/m3 y para el Index seminum 1860 UFC/m
3. En cuanto a museos los valores de
la mayor carga fúngica fueron de 1630 UFC/m3 para el MUSHNAT, 1010 UFC/m
3 para
la biblioteca del MUSAC y 800 UFC/m3 para el resto del MUSAC. Por último, las
micotecas presentaron valores de 1780 UFC/m3 para la Micoteca Licenciado Rubén
Mayorga Peralta, -MICG- y 2790 800 UFC/m3 para la sección de macrohongos del
BIGU. La contaminación del aire del ambiente interior de herbarios, museos y micotecas,
registró niveles máximos de 1450 UFC/m3 para el Herbario BIGU, 2300 UFC/m
3 para el
Index seminum, 300 UFC/m3
en el Herbario USCG. Con relación a los museos los valores
fueron de 1080 UFC/m3 para la biblioteca del MUSAC, 2850 UFC/m
3 en el MUSHNAT,
840 para el resto del MUSAC. Por último, las micotecas presentaron valores de 1630
UFC/m3 en la sección de macrohongos del BIGU y 1270 UFC/m
3 para la Micoteca
Licenciado Ruben Mayorga Peralta, -MICG-.
Se logró la caracterización de 16 géneros y 25 especies fúngicas. Los hongos
predominantes en ambos ambientes durante los meses muestreados fueron Penicillium sp,
Cladosporium sp y Aspergillus sp. Aislándose géneros fúngicos de gran importancia por
su acción celulolítica y fitopatógena, tales como Aspergillus sp., Penicillium sp.,
Fusarium sp. yPaecilomyces sp. Se creó un cepario, con los géneros mencionados
anteriormente, aplicando la técnica de conservación en aceite mineral. Debido a la falta
de procedimientos de limpieza en los sitios muestreados, se realizó un censo mensual al
personal de las instituciones. Esta proporcionó información general del personal,
ambiente de trabajo y de las afecciones de salud, asociadas a la presencia de hongos como
Aspergillus sp., Penicillium sp., Cladosporium sp., entre otros. Con base a esto y a los
resultados obtenidos del muestreo se elaboró una guía que contiene información de
procedimientos de limpieza y bioseguridad acorde a la infraestructura y materia prima de
cada establecimiento.
ii
SUMMARY
A study was conducted to determine the air quality in museums, herbariums and
collections of scientific interest in Guatemala. The places that were sampled are Museo de
la Universidad de San Carlos -MUSAC- , Museos de Historia Natural -MUSHNAT-,
Index seminum, the herbarium Universidad de San Carlos -USCG- , la Micoteca
Licenciado Rubén Mayorga Peralta, Micoteca de Guatemala -MICG-, the herbarium
BIGU and macro fungus section of BIGU. The methodology used was the volumetric
technique by impaction; the objective was to collect microscopic funguses that are
contained in the environment and their subsequent identification by fresh preparation
technique, microscopic observation and the use of API for the yeast identification.
The results shown that must fungical concentration in the external environment for
BIGU herbarium was 2790 UFC/m3, USCG herbarium showed values of 3580 UFC/m
3
and Index seminum 1860 UFC/m3. Museums showed different values; 1630 UFC/m
3 for
MUSHNAT, 1010 UFC/m3 for the library of MUSAC and 800 UFC/m
3 for MUSAC.
Finally Micoteca Licenciado Ruben Mayorga Peralta presented 1780 UFC/m3, -MICG-
and the macro fungus section of BIGU showed 2790 800 UFC/m3. Air contamination in
internal environment of museums and herbariums register maximum levels of 1450
UFC/m3 for BIGU herbarium, 2300 UFC/m
3 for Index seminum, 300 UFC/m
3 for USCG
herbarium. Museums showed levels of 1080 UFC/m3 for the library of MUSAC, 2850
UFC/m3
for MUSHNAT and 840 for MUSAC. Finally the macro fungus section of BIGU
presented 1630 UFC/m3 and Micoteca Licenciado Ruben Mayorga Peralta, -MICG-, 1270
UFC/m3.
Characterization of 16 genera and 25 fungical species was achieved. Predominant
genera in both environments during the sampled moths were Penicillium sp,
Cladosporium sp. y Aspergillus sp. Fungical genera such as Aspergillus sp., Penicillium
sp., Fusarium sp. and Paecilomyces sp. associated with cellulolytic and phytopathogenic
action were also isolated. These could be risky for botanical and bibliographies
collections that are sheltered in these places. A culture collection, with the genera
mentioned above, was created, applying the conservation technique in mineral oil.
Due to lack of cleaning procedures in the sampling sites, a monthly survey to staff
working in institutions was conducted. This survey provided general information about
staff, working environment and health conditions, associated with the presence of
funguses such as Aspergillus sp., Penicillium sp., and Cladosporium sp. Based on this and
the results of sampling a guide was developed; it contains specific information on
cleaning procedures and biosafety, according to the infrastructure and raw materials of
each establishment.
iii
GLOSARIO
1. Aerobiología: rama de la ciencia concerniente a la contaminación biológica del aire.
2. Aerosol: gas o aire enriquecido con sustancias sólidas o líquidas y capaces de
mantener partículas en suspensión durante un tiempo prolongado. Este concepto se
asimila también al smog, la neblina, los productos en spray, la mezcla aire-residuos de
la combustión de residuos, etc.
3. Agar: material igual a la gelatina derivado de algas y usado para solidificar medio
líquido; término aplicado también al medio mismo.
4. Aire: uno de los medios en que se desenvuelve el ecosistema suele utilizarse como
sinónimo de la capa de atmósfera en contacto con la superficie terrestre. Es una
mezcla de gases que, al parecer, han evolucionado en los últimos millones de años
hasta su composición actual. Sus componentes naturales básicos son el nitrógeno, el
oxígeno, algunos otros gases inertes o nobles y componentes variables como el
dióxido de carbono y el vapor de agua.
5. Aire exterior (ODA) (Outdoor air): aire que entra en el sistema procedente del
exterior antes de cualquier tratamiento.
6. Aire interior (IDA) (lndoor air): aire tratado en el local o en la zona.
7. Aislamiento: un cultivo microbiano puro, separado de su origen natural; (v.) remover
del suelo o de material hospedante e inducir el crecimiento en cultivo puro
8. Alérgeno: sustancia que provoca una alergia p. ej. polvo, polen.
9. Ambiente: región, alrededores y circunstancias en las que se encuentra un ser u
objeto. El ambiente de un individuo comprende dos tipos de constituyentes: 1. El
medio puramente físico o abiótico, en el cual él existe (aire, agua) y 2. El componente
biótico que comprende la materia orgánica no viviente y todos los organismos, plantas
y animales de la región, incluida la población específica a la que pertenece el
organismo *La totalidad de cada una de las partes de un ecosistema sistema
ecológico, interpretadas todas como elementos interdependientes o entornos más
circunscriptos, ambientes naturales, agropecuarios, urbanos y demás categorías
intermedias. Condiciones y circunstancias que rodean a las personas, animales o
cosas. *El conjunto de los alrededores y las condiciones en que opera una
organización, el cual incluye los sistemas vivos. Como el impacto ambiental de la
organización podría alcanzar varias regiones, en este contexto el ambiente se extiende
desde el lugar de trabajo hasta el resto del planeta.
10. Biodeterioro:es un cambio no deseado e irreversible de las propiedades de los
materiales, debido a la actividad de microorganismos u organismos pertenecientes a
distintos grupos sistemáticos
11. Calidad del aire ambiente: estado del aire ambiente según lo indique su grado de
contaminación.
12. Clima:conjunto de factores y fenómenos atmosféricos y meteorológicos que
caracterizan una región.
iv
13. Espora: estructura reproductiva de hongos, bacterias y criptógamas en general.
14. EPA: siglas en inglés de Enviromental Protection Agency, Agencia de Protección
Ambiental, organismo a nivel federal de los Estados Unidos.
15. Hifas: filamentos que constituyen los talos fúngicos.
16. Hongos: organismo simple (anteriormente considerado una planta) carente del
pigmento verde clorofila.
17. Medio selectivo (selective medium): un medio de cultivo adecuado para el
aislamiento de uno o varios tipos de microorganismos; medio selectivo para formas
(strains) de Penicillium sp. resistentes a fungicidas.
18. Micelio: masa de hifas constituyendo el cuerpo (talo]) de un hongo; Rhizoctonia
solani micelio estéril (sterile mycelium) micelio que no produce estructuras
reproductivas.
19. Micoflora: (sin. micota) hongos característicos en un ambiente.
20. Micologia (mycology): el estudio de los hongos.
21. Microorganismo: también llamado Microbio u organismo microscópico, es un ser
vivo que sólo puede visualizarse con el microscopio.
22. Monitoreo del aire: sistema de observaciones ambientales sobre los cambios del
ambiente natural y de la atmósfera debidos a la actividad del hombre. Sirve como
fuente fundamental de información uni o multidisciplinaria sobre el estado actual del
entorno. En un sentido amplio, este término designa las mediciones repetidas
destinadas a seguir la evolución de un parámetro durante un intervalo de tiempo. En
un sentido más restrictivo se aplica a la medida regular de niveles de contaminantes
respecto de una norma, o para evaluar la eficacia de un sistema de regulación y de
control.
23. Mycelia sterilia: hongos Imperfectos que no tienen esporas, excepto en algunos
casosclamidosporas.
24. Patogénesis (pathogenesis): producción y desarrollo de una enfermedad.
25. Patogenicidad (pathogenicity): habilidad de causar enfermedad.
26. Patógeno:(adj. patogénico) [pathogen: (adj. pathogenic)] un organismo u agente que
causa enfermedad.
27. Placa de aislamiento (isolation plate): una placa de laboratorio en la cual un
patógeno microbiano es desarrolladolejos de su substrato natural en orden de que se
pueda obtener un cultivo purodel organismo.
28. Suelo: capa superior de la tierra donde se desarrollan los vegetales; es un gran
depósito de agua y nutrientes.
29. UFC: unidades formadoras de colonia.
1
PARTE I
I.1 INTRODUCCIÓN
Los hongos microscópicos son componentes normales de ambientes externos y de
ambientes internos. Actualmente, se conoce que el aire presente en los ambientes
exteriores puede ser la fuente de contaminación fúngica de los ambientes internos. A su
vez, muchos de estos últimos pueden servir como sitios de amplificación para el
crecimiento de los hongos. Así, cuando se presenta una alta humedad, las esporas pueden
germinar y el hongo puede crecer produciendo miles de nuevas esporas que utilizan la
materia orgánica de esos sitios (Yang y Johanning, 1997, pp. 56,67).
La mayoría de los hongos presentes en los ambientes internos son saprofíticos,
porque, ellos obtienen lo que necesitan para su metabolismo de materiales muertos,
materia orgánica o sustratos como madera, papel, pintura, suelo, polvo, piel y alimentos
(Albright, 2001, pp. 26, 28).
Diversos estudios realizados por la Agencia de Protección Medio-ambiental de los
Estados Unidos (EPA) sobre la exposición a contaminantes del aire indican que en el aire
del interior de recintos cerrados los niveles de contaminación son de entre 2 a 5 y en
algunos casos 100 veces más concentrados que los niveles presentes en el aire exterior
(EPA, 2005).
En la calidad del ambiente atmosférico interior inciden factores físicos (temperatura,
humedad relativa, corrientes de aire, etc.), factores químicos (concentración de gases por
ejemplo: dióxido de carbono, monóxido de carbono, dióxidos de azufre, radón, etc.) y
factores microbiológicos. Además el grado de contaminación microbiana en estos
ambientes está influenciado por: la frecuencia de ventilación, el número de personas
presentes en la sala, la naturaleza y el grado de las actividades que las mismas
desempeñan (Berlongieri, 1999, pp 45, 48).
No hay un cierto nivel de los hongos ambientales que puede ser considerado como
seguro. Esto depende de la concentración fúngica en los ambientes externos y de los
tipos de esporas presentes en el ambiente interno. Cada oficina, cada edificio o cada casa
deben ser considerados como un caso separado y único. Generalmente, la contaminación
fúngica de los ambientes internos es menor que la presente en los externos (Berlongieri,
1999, pp 45, 48). Klanova estableció que la concentración de hongos en ambientes
internos por encima de 2.000 UFC/m3, puede ser considerada como un factor de riesgo
serio para la salud de los ocupantes.
2
Los herbarios y museos o simplemente colecciones, como un ambiente interno, son
lugares aptos para el desarrollo y mantenimiento de estos microorganismos que pueden
causar daño sobre los libros, colecciones, documentos, y algo más.
El objetivo de este proyecto es analizar los hongos presentes en los herbarios y museos.
3
I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
I.2.1. Antecedentes en Guatemala
Tanto las colecciones culturales como las colecciones biológicas representan parte del
patrimonio de un país o región, ya que constituyen un archivo histórico de utilidad
múltiple que proporciona información base para estudios de diversas índoles formando
parte fundamental en el conocimiento cultural y de diversidad biológica siendo de
beneficio para toda la sociedad.
En la actualidad las colecciones afrontan problemas de deterioro presentes de manera
natural por agentes de diversa procedencia, técnicas inadecuadas de manejo de los
ejemplares y el descuido en su ambiente de almacenamiento quedando expuesto a
diferentes tipos de microorganimos, todos estos factores reducen la vida útil y limitan la
conservación de los mismos. Los hongos microscópicos han sido utilizados como
parámetro para evaluar la calidad del medio ambiente, ya que se consideran un
componente del mismo, muchas de las esporas fúngicas han sido consideradas como
responsables de causar biodeterioro en diferentes tipos de colecciones, siendo estas
influenciadas por parámetros ambientales como la temperatura, humedad, corrientes de
aire y factores como la limpieza, edad y condiciones del establecimiento. La presencia de
estos tiene una relación directa con la salud del personal afectando con mayor frecuencia
el sistema respiratorio (Medina, Alihomar, Herrera, Perozo, González, 1999).
Las instituciones participantes en este estudio se ven afectadas por las condiciones
inadecuadas de infraestructura que presentan la mayoría, por las deficiencias en la
ventilación y la limpieza, así como por el número de personas que frecuentan o visitan
estas colecciones, ya que como se ha indicado el aire exterior es un factor determinante en
la contaminación del aire interior, lo que contribuye a la diseminación de esporas,
ocasionando daños, tanto para los especímenes que ahí se albergan como para el personal
(Sanfeliu y Jordán, 2005, p. 383).
En Guatemala, se han realizado varios estudios de la calidad del aire con relación a la
presencia de sustancias contaminantes, sin embargo en cuanto a la contaminación
microbiológica son pocos los proyectos que se han realizado previamente. Dentro de ellos
se encuentran: el proyecto FODECYT 40-2007, que trató sobre la calidad micológica del
aire y el impacto del mismo sobre el ambiente exterior e interior de diferentes áreas de la
Universidad de San Carlos de Guatemala, y el FODECYT 02-2008 sobre la calidad
micológica y bacteriológica del aire en cuatro laboratorios (LAFYM, LAMIR,
EMPAGUA y AMSA), este estudio fue dirigido al análisis de los riesgos para la salud a
los que se enfrenta el personal de esos laboratorios. En ambos proyectos se obtuvo
4
información importante que contribuyó a generar manuales sobre limpieza y desinfección
y bioseguridad específicos para cada uno de los lugares muestreados.
El FODECYT 40-2007,consistió en el estudio de la calidad micológica del aire de
ocho locales, de los cuales siete se ubicaron dentro del campus de la Universidad de San
Carlos de Guatemala, zona 12 (Laboratorio Microbiológico de Referencia-LAMIR-,
Laboratorio de Investigación de Productos Naturales-LIPRONAT-, Decanatura,
Laboratorio de Alimentos, Instituto de Investigaciones Químicas y Biológicas-IIQB-,
Rectoría, y Biblioteca Central) y uno se ubicó en el Centro de Información y Atención
Toxicológica-CIAT, en la antigua Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia USAC,
zona 1. Se realizaron siete muestreos periódicos mensuales, en los que se aislaron y
caracterizaron los géneros fúngicos predominantes en los muestreos, según su frecuencia
de aparición en cada época (seca y lluviosa). También se señaló a los locales que
presentaron mayor contaminación fúngica en el aire a lo largo del estudio (Herrera,
2007).
En el FODECYT 02-2008 se hizo necesario establecer el impacto de la calidad del
aire de los laboratorios del personal de los mismos. Se realizó el estudio de la calidad
microbiológica del aire en cuatro laboratorios, tres de ellos ubicados en la ciudad de
Guatemala (LAMIR, EMPAGUA y LAFYM), y uno ubicado en Bárcenas Villa Nueva
(AMSA). Se observó que la falta de un procedimiento de limpieza y desinfección
adecuada, influyó en la carga fúngica y bacteriana presente en los cuatro laboratorios.
Los estudios realizados en Guatemala sobre la calidad microbiológica del aire se han
basado en el establecimiento de varios puntos de muestreo y el análisis de la calidad del
aire entre ambiente exterior e interior y la influencia que ejerce sobre el personal que allí
labora. Se señaló que la contaminación en los locales se incrementa por las malas
condiciones de infraestructura y la falta de suficientes áreas de trabajo, así como el
número de personas que las frecuentan, el incremento en las actividades de investigación
que involucran el uso de microorganismos, y la realización simultánea de las diferentes
actividades en algunas áreas, sin tener la distribución o separación necesaria por falta de
espacio físico (Herrera, 2008).
En este estudio se propone observar la relación que existe entre los hongos
microscópicos presentes en el ambiente exterior, el ambiente interior y el nivel de
deterioro en que se encuentra las colecciones, asimismo propone establecer la relación
entre la carga micológica de cada establecimiento (principalmente en el área interior) y la
salud del personal, ya que se ha reportado con anterioridad que la exposición a las esporas
fúngicas producen una gran variedad de síntomas como asma, rinitis y conjuntivitis, y si
la exposición se da por tiempo prolongado origina inflamación interna de los bronquios y
otras alergias (Soto, 2003).
Por todo lo anterior es indispensable obtener resultados confiables y de calidad por
medio de la identificación y caracterización de los hongos microscópicos, pues dentro de
este grupo tenemos microorganismos de fácil diseminación, patógenos y biodeteriorantes.
5
I.2.2 Justificación del trabajo de investigación
En Guatemala aún no existen estudios sobre los hongos microscópicos presentes en el
aire que podrían contribuir al biodeterioro de museos y herbarios de interés científico. Así
como del posible deterioro que podrían originar estos microorganismos en las
colecciones que se encuentran conservados en estos lugares, se hace necesario evaluar la
calidad del aire y el grado de contaminación por hongos microscópicos que pudieran estar
presentes en estos puntos de interés.
Las colecciones científicas son importantes, ya que constituyen los puntos de
referencia para identificación taxonómica de diferentes grupos de organismos, estas
permiten tener muestras de especímenes curados y disponibles para estudios de
taxonomía, distribución geográfica (biogeografía) en el tiempo y el espacio, son fuentes
de referencia de distribución de especies, interacción de especies, conformación de
comunidades, son de utilidad en el análisis de relación con diferentes grupos como
insectos, mamíferos, aves, plantas y ecosistemas, por lo tanto la conservación y
mantenimiento de las mismas es elemental.
Se considera que los hongos microscópicos pueden contribuir al deterioro de
colecciones científicas, ya que las esporas fúngicas son componentes ambientales muchas
de ellas son responsables de causar biodeterioro de libros, documentos y colecciones en
general.
El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de hongos microscópicos en
algunas de las áreas que contienen colecciones y al mismo tiempo determinar el potencial
de deterioro de estos microorganismos y la contaminación en los ambientes de los
museos, herbarios, así también observar el papel que juega la temperatura y humedad
relativa, ya que su crecimiento de los hongos es acentuado por una elevada humedad y
temperatura cálida.
La metodología utilizada para detectar las esporas, fue el método volumétrico por
impactación con agar Sabouraud con cloruro de sodio esta metodología ha sido utilizada
con éxito en otros proyectos de investigación sobre la calidad microbiológica del aire en
otro tipo de ambientes.
Considerando que no existen aún estudios publicados sobre la calidad microbiológica
del aire en museos y herbarios, la importancia de este tipo de estudios aerobiológicos es
que permiten observar la contaminación por hongos microscópicos presente en áreas
interiores y exteriores, observando la influencia de un ambiente sobre otro y los niveles
de contaminación fúngica en cada uno de ellos y permiten después de un análisis tomar
las decisiones respectivas para tratar de mejorar la calidad del aire..
Este tipo de estudio es indispensable para poder controlar y normalizar la
bioseguridad con el fin de disminuir la contaminación en general, y así observar si la
contaminación fúngica del aire afecta directamente a las colecciones. También este tipo
de estudios puede alertar para la priorización del mantenimiento y preservación de las
mismas, en los presupuestos de las instituciones encargadas de las colecciones
6
Se aislaron e identificaron únicamente hongos microscópicos entre los cuales tenemos
géneros de fácil diseminación, alta patogenicidad, reportadas en la literatura como
causantes de enfermedad en humanos, animales y plantas, así como causantes de
biodeterioro, presentes en las áreas a muestrear. Con este fin se usarán cepas de
referencia, provenientes de colecciones nacionales e internacionales para lograr
identificar los hongos microscópicos aislados, así como claves taxonómicas. Estas cepas
por sus características permiten la validación de las metodologías y la buena calidad de
los resultados, proporcionando información para futuras investigaciones y los niveles de
riesgo dentro de cada local.
Como el estudio es de gran importancia por el impacto de los microorganismos en los
diferentes ámbitos, es muy importante conservar las cepas caracterizadas de los
muestreos con fines de formar un cepario de trabajo y consulta, para posteriores
investigaciones, docencia y servicio a unidades académicas o de investigación que lo
soliciten.
7
I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS
I.3.1 Objetivos
I.3.1.1 General
Determinar y evaluar la contaminación del aire por hongos microscópicos en algunos
museos, herbarios y colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala.
I.3.1.2 Específicos
Determinar y evaluar la contaminación del aire en algunos museos y herbarios de
interés científico ubicados en la ciudad de Guatemala.
Determinar y evaluar los niveles (UFC/m3 de aire) de contaminación fúngica en el
aire interior y en el aire exterior.
Identificar y evaluar los géneros fúngicos predominantes tanto en áreas interiores
como exteriores de los establecimientos muestreados.
Evaluar los parámetros críticos de cada establecimiento como la temperatura, la
humedad relativa, la iluminación, la contaminación por partículas (polvo), y
microorganismos principalmente hongos.
Determinar y evaluar los factores externos temperatura, humedad, luz, polvo,
agentes biológicos y otros, cuya acción ejerce una mayor influencia negativa sobre
la conservación de las colecciones presentes en cada establecimiento.
Contribuir al conocimiento de los géneros fúngicos que podrían ser deteriorantes y
que serán aislados del aire en las áreas muestreadas en colecciones, herbarios y
museos.
Proponer una guía para el control del crecimiento de hongos microscópicos
deteriorantes en el ambiente de museos y herbarios con colecciones de interés
científico.
Divulgar a las autoridades, actores sociales e instituciones en el campo de su
competencia la información obtenida de la investigación.
8
I.4 Metodología (incluye la localización geográfica)
I.4.1 Plan de muestreo
Se realizaron seis muestreos en establecimientos que se pueden clasificar en museos,
herbarios o colecciones, ubicados en Ciudad de Guatemala, siendo los siguientes:
Institución Ubicación
Herbario de la Escuela de Biología -BIGU-
y Sección de Macrohongos del Herbario
BIGU, Facultad de Ciencias Químicas y
Farmacia, Universidad de San Carlos
2do Nivel, Edificio T-10, Ciudad
Universitaria Zona 12.
Escuela de Biología
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia
Universidad de San Carlos de
Guatemala
Latitud 14° 35‟ 03.94‟‟ N; longitud 90° 33‟
12.78‟‟ O. Elevación SNM 1485.
Colección de hongos del Departamento de
Microbiología, de la Facultad de Ciencias
Químicas y Farmacia de la Universidad de
San Carlos de Guatemala
2ª nivel, Edificio T-12, Ciudad Universitaria
Zona 12
Escuela de Química Biológica
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia
Universidad de San Carlos de Guatemala
Latitud 14˚ 35´y 04.00” N; longitud 90˚ 33´y
11.76” O. Elevación SNM: 1,485 metros.
Index seminum y el Herbario de la
Universidad de San Carlos de Guatemala -
USCG-, Facultad de Ciencias Químicas y
Farmacia, Universidad de San Carlos de
Guatemala
Avenida Reforma 3-61, Zona 10
Latitud 14˚ 37‟ 29.31” N ; longitud 90˚ 31‟
y 55.19” O. Elevación SNM: 1499 metros.
Museo de Historia Natural de la USAC –
MUSHNAT-
Calle Mariscal Cruz 1-56 zona 10
Latitud 14˚ 37´y 30.29” N (norte); longitud
90˚ 31´y 58.37” O (oeste). Elevación SNM
(sobre el nivel del mar): 1,495 metros
Museo de la Universidad de San Carlos –
MUSAC-
9a avenida 9-79, zona 1
Latitud 14˚ 38‟ y 20.77” N; longitud 90˚
30´y 42.12” O. Elevación SNM: 1501
metros.
Se seleccionó un área en el interior de cada establecimiento correspondiente para
determinar los niveles de contaminación microbiológica ambiental, en base a esta
ubicación se seleccionó un área de muestreo en el ambiente exterior de cada lugar. Las
muestras fueron colectadas una vez al mes con 18 placas de Petri (90 mm) cada una con
agar saboraud más 7.5% cloruro de Sodio (9 para el área interior y 9 para el área
exterior), en seis diferentes puntos en cada establecimiento (3 para el área interior y 3
para el área exterior), durante 6 meses de muestreo.
9
Así también se seleccionó una hora de mayor contaminación en el cual se realizó un
muestreo de seis horas en el horario comprendido entre las 8:00 y las 15:00 h en cada
establecimiento y en cada área (interior y exterior).
I.4.2 Variables:
I.4.2.1 Variables dependientes:
La única variable dependiente en este estudio fueron las colonias aisladas en cada local.
I.4.2.2 Variables independientes:
Las variables indepedientes fueron los parámetros de temperatura y humedad, los
ambientes interno y externo, y por ultimo el local a muestrear.
I.4.3 Indicadores
I.4.3.1 Contaminación por hongos microscópicos presentes del aire
Se realizó un recuento de las colonias emergentes en la caja de Petri con agar Sabouraud
con NaCl al 7.5%. Luego de realizar el monitoreo del aire, se esperaron siete días de
incubación a 26°C. El valor obtenido fue en UFC de colonias por mililitro (UFC/ml), este
valor se corregió de acuerdo a la fórmula de Feller para eliminar el sesgo que se genera
por los múltiples orificios que posee el equipo de captación del aire.
Pr= N [1/N +1/N-1+1/N-2+1/N-r+1]
Pr= total estadístico probable
N: constante
r: número de unidades formadoras de colonias contadas en cajas de Petri de 90mm.
Luego se convertiron las unidades formadoras de colonias por mililitro (UFC/ml)
corregidas en unidades formadoras de colonia por metro cúbico (UFC/m3) por
estequiometria.
UFC/ml * 1000 ml * 1000Lt = UFC/m3
100 Lt de aire 1m3
absorbido
El valor que se obtuvo en unidades formadoras de colonia por metro cúbico es el
indicador de la contaminación que existe en cada local por hongos microscópicos. Los
cuales son patógenos oportunistas en su mayoría.
10
I.4.3.2 Detección del nivel de unidades formadoras de colonia por metro cubico
establecido para ambientes interiores (Klanova, 2000 y EIHA, 2004)
Los valores de unidades formadoras de colonias por metro cúbico de hongos fueron
comparados con los valores establecidos por Klanova en el año 2000 y EIHA en el 2004,
para determinar si dentro de los locales, el aire implica alguna afección para la salud
ocupacional.
I.4.4 Estrategia metodológica
1.4.3.1 Población
La población analizada fueron las muestras de áreas ocupacionales y exteriores de los
mueseos y herbarios de interés científico de la ciudad de Guatemala.
I.4.3.2 Muestra
Lasmuestras en este caso son el número de colonias aisladas (UFC/m3) obtenidas de los
muestreos mensuales de cada local involucrado en este proyecto. En cada muestreo se
siguió el mismo procedimiento para el recuento de carga fúngica presente, realizando el
aislamiento de las cepas para su identificación.
Las cepas aisladas se sembraro en agar para poder observar sus características
macroscópicas y se realizaron preparaciones en fresco con azul de lactofenol para
observar sus características microscópicas.
1.4.5 El Método
I.4.5.1. Selección de la hora de muestreo
Se realizó un muestreo periódico mensual durante seis meses durante el desarrollo del
proyecto en las áreas interiores y exteriores seleccionadas. Este monitoreo se llevó a cabo
a la hora donde se obtuvo el mayor índice de contaminación microbiológica en un
muestreo previo de 6 horas, en el horario comprendido de 08:00 h a 14:00 h (Rojas y
Martínez, 2000, Rojas, 1998).
I.4.5.2Muestreo microbiológico del aire
Se siguió una técnica volumétrica por impactación, para el muestreo del aire, exposición
por 1 minuto a las placas de Petri a volumen de 100 L/minuto, en el biocolector Eco
MAS-100. Las muestras de aire fueron tomadas a través de un biocolector de ranura por
impactación. Este aeroscopio tiene una capacidad de aire absorbido de 0-100 L/minuto.
La capacidad de absorción que se utiliza se encuentra en un rango de 30 -500 L/min en
dependencia de los niveles esperados.
11
Se siguió un diseño diagonal, tomando tres puntos a la altura de un metro en dependencia
de las dimensiones del local y área exterior seleccionada.
Se empleó agar Sabouraud más 7.5% de NaCl como medio patrón para el
crecimiento de hongos microscópicos, según recomendaciones para estos fines
(Buttner y Stetzenbach, 1991;Rojas y Martinez, 2000).
Se pesó la cantidad exacta indicada de agar, se diluyó en agua desmineralizada y
se calentaron los ingredientes hasta lograr su total disolución. Se esterilizó en
elautoclave a 1210
C por 15 minutos. Se distribuyo asépticamente el medio en
cajas de Petri de 90 mm, se dejó reposar hasta su solidificación luego se taparon
las cajas. Para el control de esterilidad se tomó una caja al azar y se incubó por 1
día a 37 0C.
Se colocó cada una de las cajas en el biocolector para la toma de muestras de aire
por impactación en cada uno de los puntos de muestreo seleccionados, se tomó la
muestra y se retiró del equipo.Se empacaron de manera aséptica y se
transportaron al laboratorio donde fueron procesadas.
Se midió la temperatura y la humedad relativa de la sala o lugar de muestreo con
un higroscopio, y se hicieron raspados al azar de libros, objetos, paredes o
cualquier objeto presente en los ambientes de interés que sea sospechoso de
contener esporas de hongos, con la ayuda de un bisturí, con autorización
respectiva de los locales.
Las cajas con agar Sabouraud con NaCl al 7.5% fueron incubadas a 260C por 7
días.
I.4.5.3 Métodos de análisis de muestras
Las placas de Petri utilizadas en el muestreo fueron muestreadas e incubadas a
temperatura ambiente durante 7 días. Se hizo un recuento en placa de las unidades
formadoras de colonia por medio de una cámara de Quebec. Cada colonia fue enumerada
e identificada hasta género, según morfología macroscópica y microscópica. Se aislaron
aquellas y conservaron las cepas más representativas, y las colonias que no esporularon
luego de 30 días de incubación fueron consideradas como Mycelia sterilia, ya que estas
cepas comparten propiedades de ser defectuosas en la formación de verdaderas esporas y
se consideran de difícil caracterización.
I.4.5.3.1 Aislamiento fúngico
De las colonias que se obtuvieron de las placas utilizadas para llevar a cabo los
muestreos aerobiológicos, se realizó el aislamiento de los hongos microscópicos,
realizando un pase de las colonias a placas Petri de 57 mm con medio de cultivo saboraud
12
o PDA (Agar papa-dextrosa), el cual permitió verificar la pureza de las colonias, para
luego llevar a cabo la caracterización.
I.4.5.3.2 Caracterización fúngica
1. Se realizó un aislamiento de los hongos presentes en los locales de mayor
contaminación de ambos ambientes a fin de obtener un cultivo puro.
2. La caracterización de los hongos aislados se comenzó observando las
características morfológicas de las colonias como es la textura, color, forma de
crecimiento, etc.
3. Para la identificación a género de los hongos se utilizaron las técnicas habituales
de observación directa y al microscopio (Samson y Hoekstra, 1988, pp. 5- 8).
4. Luego se realizó la identificación de los géneros fúngicos empleando los criterios
planteados por Barnett y Hunter (1987).
I.4.6 Técnica estadística
I.4.6.1 Formación de una base de datos.
Este estudio es de tipo descriptivo, y se utilizaron gráficas de barra y se calculó la
media estadística y la desviación estándar de los niveles de contaminación entre los
locales y los diferentes ambientes. También se llevó a cabo un estudio de conveniencia en
la selección de los locales.
II.4.6.2 Métodos de análisis de datos
El número de hongos microscópicos (UFC/m3de aire) por placa de Petri fue analizado
con un analizis de varianza anidado en el programa STATA. Las medias que mostraron
diferencias significativas y fueron comparadas usando el test de Tukey (Minitab Student
R12). Todos los valores de significancia estadística están basados en un nivel de
probabilidad de 0.05 (Rossman y Chance, 1998, p. 5).
13
PARTE II
II.1 MARCO TEÓRICO
II.1.1 Aerobiología
La aerobiología es la ciencia que estudia el origen, liberación e impacto de partículas
biológicas suspendidas y movilizadas en diversas direcciones por corrientes de aire, es
decir, las propiedades aerodinámicas de las partículas alergénicas transportadas por el
aire. Así definen esta ciencia (Perdomo, 1989, pp. 167-86; Spieksma, 1992, pp. 1-5).
II.1.2 Calidad del aire
La calidad del aire está íntimamente relacionada con la naturaleza de los
contaminantes y los puntos específicos desde donde se emiten dichos contaminantes. La
calidad del aire puede medirse por instrumentos altamente especializados o puede
estimarse basándose en información que se obtiene a través de inventarios de emisiones.
La atmósfera se limpia ella misma por acción natural mediante la lluvia y el viento.
Cuando este proceso natural no sea capaz de ejercer estas funciones debido a altas
concentraciones de contaminantes en la atmósfera se entiende que existen problemas de
contaminación de aire (Larsson, 1993, pp.111-114).
El aire al que denominamos como atmósfera comunal consiste mayormente de una
mezcla de los gases nitrógeno y oxígeno. Las concentraciones de estos gases en la
atmósfera son de 78% nitrógeno y 21% de oxígeno. El restante 1% lo constituyen otros
gases (Spieksma, 1991, pp.1-5).
II.1.3 Análisis microbiológico del aire
El análisis microbiológico del aire puede consistir en un recuento en placa de
microorganismos aerobios mesófilos (número de UFC por metro cúbico de aire) que
puede complementarse con una investigación de la presencia de determinados
microorganismos patógenos (Jay, 1992, pp 45,52.).
II.1.4 Biodeterioro
El biodeterioro es un cambio no deseado e irreversible de las propiedades de los
materiales, debido a la actividad de microorganismos u organismos pertenecientes a
distintos grupos sistemáticos.
1. Estos cambios obedecen a las transformaciones que muchas especies biológicas
pueden introducir, no sólo en la apariencia y, con ello, en el valor estético del bien
14
cultural, sino especialmente como generadores de transformaciones físicas y/o
químicas en los materiales (Allsopp y Seal, 1986, p 45).
Los procesos de biodeterioro son el resultado de la conjunción de tres factores: las
condiciones ambientales, la naturaleza y características del sustrato y el tipo de organismo
implicado. Esto significa que la aproximación al estudio de esta materia debe ser de tipo
ecológico, es decir, contemplado como un sistema en el que existe una interconexión
entre poblaciones biológicas y factores físicos y químicos producidos por el medio, de
modo que puedan valorarse la importancia de estos factores (Caneva, Nugari, y Salvadori,
1991, p.34).
Sólo de un análisis de este tipo puede surgir un plan de intervención eficaz dirigido,
no sólo a eliminar los agentes de biodeterioro existentes allí donde sea posible, sino
también prevenir la aparición de fenómenos nuevos de biodeterioro. Este último aspecto
es fundamental dentro de un proyecto de control integrado de plagas, aunque es sin duda
el más difícil de implantar porque necesita de un seguimiento y mantenimiento a largo
plazo (Horie, 1990, p.153).
En todo ecosistema, y por tanto, también en los bienes culturales, desde el punto de
vista de la cadena trófica, existen productores y destructores. Los primeros no utilizan la
materia del bien para su metabolismo directamente, a excepción de algunas sales
minerales, pero sí lo dañan de forma indirecta por los productos de su metabolismo o por
el deterioro físico producido por la penetración mecánica en la estructura material de la
obra. Este es el caso de algas, líquenes, plantas y bacterias autótrofas. Los segundos
utilizan la materia orgánica para su nutrición, por lo que son especialmente relevantes en
bienes culturales sobre soporte orgánico como madera, tejidos, papel, cuero, etc. Este es
el caso de pequeños mamíferos, insectos y hongos (Erhardt y Mecklenburg, 1998, pp. 32-
38).
II.1.5 La prevención del biodeterioro
Todo tratamiento de desinsectación debe realizarse dentro de un plan integral de
control de plagas. Este plan integral debe abarcar asimismo el diseño de un plan de
conservación preventiva que incluya:
Análisis del medio ambiente del edificio en general, del entorno y de las salas de
exposición en particular.
Identificación y diagnóstico de los deterioros de las colecciones.
Determinación y evaluación de las causas que amenazan la integridad de las
obras.
Cuantificación del riesgo.
Establecer los medios eficaces para detener los riesgos y deterioros de los objetos
en función del coste, disponibilidad de medios y de profesionales (Herráez y
Rodríguez, 1999, pp.141-156).
15
Conocidas las causas de la infestación, deberán establecerse las medidas preventivas
para reducir o eliminar el riesgo de nuevas reincersiones. El mantenimiento y
esencialmente la limpieza de los edificios es uno de los trabajos prioritarios dentro de la
prevención. Es imprescindible garantizar los parámetros adecuados de temperatura,
humedad y ventilación (Urzi, 1999, pp.551-553).
A pesar de las nuevas metodologías que nos brinda la ciencia aplicada, hay que tener
en cuenta que la conservación de nuestro Patrimonio es un compromiso de todos, donde
debe existir un enfoque multidisciplinar, imprescindible para conseguir un auténtico
avance en la preservación de las colecciones históricas.
II.1.6 Impactos ambientales sobre las colecciones
De acuerdo con los estándares de ASHRAE (Applications Handbook “Museums,
libraries, and archives”), los museos, archivos y librerías tienen dos niveles de
requerimientos de diseño de aire interior: El primero está asociado con la salud general y
seguridad de las personas que allí trabajan o realizan visitas, mientras que el segundo se
preocupa por el confort y la economía en la operación de los sistemas de climatización.
Aunque estos criterios no aplican a todas las colecciones, sí permite mantener una
caracterización de los espacios según su utilización (Videla, 2002, pp. 31-47).
II.1.7 Factores ambientales que influyen en la contaminación microbiológica de las
colecciones
Existen muchos edificios históricos destinados a museos con graves problemas de
deterioro que se encuentran en regiones con climas húmedos, en donde el término medio
de humedad relativa anual supera ampliamente el 80%.
Algunas de esas estructuras donde se adecuaron para albergar archivos, bibliotecas
y/o colecciones de museos. Nuevos aspectos, tales como la seguridad frente a robos, el
seguimiento de la normativa de seguridad contra incendios y los controles de plagas, han
alterado muy negativamente las previsiones originales para modificar el clima en su
interior. De este modo, en muchos museos y archivos se fueron incorporando
instalaciones de aire acondicionado, y se aplicaron fumigaciones ambientales con objeto
de conseguir microclimas con temperatura y humedad controlada, libre de agentes
biodeteriorantes.
No obstante, es conocido que los sistemas de climatización son difícilmente
sostenibles, económica y técnicamente, a nivel local. Por otra parte, el uso de productos
químicos tóxicos, como fumigantes conllevan riesgos que afectan tanto a los materiales
históricos como a los profesionales que trabajan con los mismos. Recientemente, se han
adoptado nuevos sistemas alternativos para soslayar estos problemas de conservación
(Anon, 1976, p. 33).
16
II.1.8 Daños biológicos
La humedad acelera el crecimiento del moho en la mayoría de las superficies,
ocasiona corrosión en la base de los metales, causa deterioro químico en diversos
materiales orgánicos y crea un ambiente ideal para la producción de insectos y plagas que
se alimentan de sustancias orgánicas como el papel, engrudo, goma, encolado de gelatina,
cuero y telas de libros. Sobre el 70% HR (humedad relativa), las probabilidades de un
ataque biológico aumentan, incluso si las temperaturas son bajas. Dado que la estructura
del DNA del moho se desintegra a 55% HR, se debe mantener ésta por debajo de un 60%
HR para lograr condiciones seguras. Si el contenido de humedad en un salón se mantiene
fijo, una disminución repentina de temperatura provocará un rápido aumento en la
humedad relativa, produciéndose condensación y posiblemente propiciando el desarrollo
de hongos y otros problemas derivados del exceso de humedad.
Según el investigador canadiense Stefan Michalsky “Numéricamente, la calidad de
humedad comienza a 75% HR, pero más importante es el reconocimiento de que el
peligro se acelera por cada paso más allá de este punto: Por ejemplo, a temperatura
ambiente, el tiempo que tiene un museo para corregir la pérdida de control antes de que
aparezca el moho en los objetos más susceptibles, se reduce de aproximadamente dos
meses estando a 75% HR, a aproximadamente dos días cuando se expone a una condición
de 90% HR.
Sobre el 75% HR ocurre una rápida corrosión por dos razones: aumenta la absorción
de agua en la superficie y también la contaminación por sales. La absorción de agua sobre
superficies metálicas limpias aumenta rápidamente por la acción de moléculas o por los
niveles de agua que se forman. Este fenómeno es agravado por contaminantes
superficiales como el polvo y el cloruro de sodio, que ataca químicamente a los metales
(Ashrae, 2007, p 45).
II.1.9 Daños mecánicos
Niveles muy bajos de humedad relativa y temperatura o fluctuaciones no controladas
de estas, provocan daños mecánicos en los objetos debido a la expansión y contracción de
materiales, combinada con sus limitaciones internas y externas. La humedad o la
temperatura muy bajas aumentará la rigidez de los materiales orgánicos, haciéndolos más
vulnerables a la fractura. Rangos entre 50% HR +/- 3% HR y 70°F +/- 2°F mantendrán la
flexibilidad de los objetos y minimizarán los daños mecánicos. Un estudio hecho por
Michalski sobre la tensión que genera la humedad y la temperatura en materiales de
pintura arrojaron los siguientes resultados: las pinturas de acrílico sometidas a humedad
relativa baja no aumenta su rigidez como ocurre con las pinturas de aceite tradicional. Por
otra parte, las pinturas de acrílico pierden elasticidad con más rapidez que las pinturas de
aceite entre 70°F y 41°F (Michalski, 2000, pp. 37, 38).
II.1.10 Daños químicos
La materia orgánica es higroscópica, gana y pierde agua con los aumentos y
disminuciones de humedad relativa, así mismo los materiales se expanden y se contraen a
17
medida que los niveles de humedad suben o bajan. De otra parte, la temperatura influye
en la velocidad de deterioro, por lo que entre más baja sea la temperatura más se retarda
su deterioro. El tipo de reacción es influenciado a menudo por la cantidad de humedad del
material. A una humedad relativa más baja hay menos humedad disponible en el material
la actividad de agua es más baja así que las reacciones son más lentas.
Los enlaces entre las moléculas y los materiales pueden sufrir la interrupción química.
En la consideración de daño químico hay tres subgrupos significativos basados en
factores ambientales: cinético, fotoquímico y contaminantes inducidos. De éstos, el
deterioro cinético es generado por altos porcentajes de variación de humedad y
temperatura. Las reacciones químicas cinéticas proceden de una diferencia de
concentración entre los componentes. Por ejemplo, la concentración de humedad alta en
papel acelera la reacción de deterioro conocida como hidrólisis de ácido. La reacción
cinética es también el factor primario en la putrefacción de cuero, la decoloración de los
tintes, la pérdida de firmeza en textiles, y el síndrome de la sombra pegajosa (sticky
shade) en las cintas magnéticas.
Los daños químicos cinéticos pueden ser reducidos almacenando las colecciones bajo
temperaturas y humedades más bajas. Sebor A. J., miembro de la Sociedad para la
Preservación de Colecciones históricas Naturales de Washington, desarrolló un formato
gráfico para relacionar cómo influye la temperatura y la humedad en el curso de vida del
papel de los libros. La gráfica muestra que la dependencia de la humedad relativa y la
temperatura en todos los registros es muy similar. Además, presenta que la vida del papel
aumenta bajo condiciones frías y secas; la gama en números en cada línea refleja la
extensión en datos disponibles. La extensión del diagrama por debajo de 5% HR es
incierta y los índices del decaimiento químico pueden o no acercarse a cero dependiendo
de mecanismos lentos y sin control de humedad, tales como la oxidación. El papel
mantendrá su estabilidad química y apariencia física por mayor tiempo a una temperatura
de almacenamiento baja y constante (bajo 10°C/50°F) y a una humedad relativa también
baja y constante (30-40%) (Snow y Wrig, 1944, pp. 102-110).
II.1.11 Agentes contaminantes aerotransportados
De los centenares de agentes contaminantes del aire, solamente algunos se han
identificado como peligrosos para las colecciones en museos y archivos. Las colecciones
pueden ellas mismas ser fuentes de contaminación: las colecciones de cuero, piel y
elementos de madera pueden liberar sulfuros reducidos, aldehídos, ácidos carboxílicos o
ácidos grasos. Estos contaminantes pueden instigar o acelerar el deterioro de otros
artefactos. El ácido acético emitido por la degradación de las películas del acetato de
celulosa es un buen ejemplo (Ayerst, 1968, pp. 223-241).
II.1.12 Fuentes de contaminación del aire interior
El medio ambiente interior de cualquier edificio es el resultado de las interacciones
entre el sitio donde se emplaza el edificio, el clima, la estructura del edificio, los sistemas
mecánicos (originales y modificaciones posteriores), las técnicas de construcción, las
fuentes de contaminación internas, las personas ocupantes y las fuentes exteriores de
18
contaminación (aguas, parques, autos, etc.). Estos elementos se los suele agrupar en
cuatro categorías:
a. Fuentes
b. Sistemas de calefacción y/o refrigeración
c. Vías o sendas de tránsito
d. Ocupantes
Los contaminantes presentes en el aire de los edificios se pueden originar dentro del
edificio mismo o también ser traídos desde el exterior por las corrientes de aire naturales.
Los contaminantes del aire consisten de numerosas partículas, fibras, bioaerosoles y
gases. En general, los patrones de circulación del flujo del aire en el interior de los
edificios surgen de la acción combinada de los sistemas mecánicos de ventilación, la
actividad humana, las aberturas y las corrientes de aire. Este patrón de flujo de aire
resultante determina que la concentración de los contaminantes presentes en el aire varíe
entre las distintas zonas dentro del edificio. Las diferencias de presión creadas por esta
combinación de factores mueven los contaminantes presentes en el aire, desde las áreas
de relativa alta presión a áreas de relativa baja presión a través de cualquier abertura
disponible (Ayerst, 1968, pp. 223-241)
II.1.13 Hongos
Los hongos pueden ser unicelulares o pluricelulares. Las levaduras son hongos
unicelulares con forma oval (5-30 µm), inmóviles y que se dividen por mecanismos
diversos, especialmente por gemación. Deben considerarse como hongos que han perdido
su forma filamentosa y se han convertido en organismos unicelulares. La mayoría de los
hongos, sin embargo, son pluricelulares o filamentosos y se caracterizan por estar
constituidos por filamentos ramificados o hifas que se desarrollan y entrelazan formando
el micelio. Existe un micelio vegetativo adosado a la superficie del sustrato (suelo,
plantas, alimentos) y un micelio aéreo o reproductor, donde se forman las esporas
(asexuales y sexuales).
Los hongos filamentosos y levaduras son en su mayoría saprófitos, hallándose libres
en la naturaleza, especialmente en la materia orgánica en descomposición. Algunas
especies son parásitas, formando parte de la flora normal del hombre, como por ejemplo
Candida albicans, que es una levadura y puede comportarse como oportunista y resultar
patógena cuando se produce una disminución en los mecanismos de resistencia del
individuo. Otras especies de hongos pueden producir durante su desarrollo sustancias
tóxicas o micotoxinas como, por ejemplo, las aflatoxinas producidas por Aspergillus
flavus, que es un hongo filamentoso. Por otra parte, algunos hongos son difásicos, es
decir, unas veces se comportan como hongos filamentosos y otras pueden comportarse
como levaduras (Inegold y Baron 1989, p. 46).
Las condiciones necesarias para que un hongo crezca en una superficie son: existencia
de esporas, base nutriente, humedad y temperatura entre 4 y 38 °C.
19
Los hongos filamentosos y las levaduras también se diferencian en dos grupos según
el aspecto macroscópico de sus colonias: las levaduras forman colonias húmedas,
cremosas, opacas o pastosas, y los hongos filamentosos producen colonias algodonosas,
lanosas o pulverulentas (Dagmar, 1994, p. 45).
II.1.14 Los hongos como contaminantes microbiológicos más frecuentes
Desde el punto de vista evolutivo, los hongos son organismos más desarrollados que
las bacterias. Son estructuras normalmente pluricelulares con un metabolismo complejo.
Poseen filamentos llamados hifas que forman el micelio o cuerpo vegetativo. Se
desarrollan fácilmente a un pH entre 4-6, humedades relativas superiores a 70 % y
temperaturas entre 25-30°C. Las oscilaciones de los parámetros microclimáticos pueden
favorecer el desarrollo de las esporas fúngicas.
Los hongos al igual que muchas especies bacterianas producen manchas de diferentes
tonalidades, como resultado de los productos que excretan. Entre ellos, se reconocen
enzimas tales como la celulasa o diferentes tipos de proteasas y ácidos orgánicos (oxálico,
fumárico, acético, láctico, glucónico, glucurónico, etc.), los cuales se depositan sobre el
soporte modificando sus propiedades químicas y como consecuencia, deteriorándolo
(Samson, 1992, pp .45-48).
La actividad de las diferentes especies de hongos se ve favorecida por multitud de
factores que incluyen: la humedad relativa, las fluctuaciones de la temperatura, la luz, la
naturaleza de los nutrientes del soporte, el contenido de humedad del mismo, las
propiedades físicas de la superficie del objeto, el mecanismo de adsorción-emisión de la
humedad del material, el pH, la presencia de polvo, el movimiento del aire ambiental y su
grado de penetración en el objeto, y las concentraciones de oxígeno y dióxido de carbono
en la atmósfera.
El contenido de humedad en un material es uno de los factores más importantes en el
crecimiento microbiano que determina la cantidad de agua presente para la germinación
de las esporas microbianas. Muchas especies de hongos comienzan su desarrollo en
función del contenido de humedad sobre la superficie de un objeto. Asimismo, ha de
tenerse en cuenta que los microorganismos, durante su desarrollo, producen agua
metabólica, la cual incrementa el contenido en humedad de un material, favoreciendo a su
vez la multiplicación celular (Wald y Stave, 1994, p. 34).
Para prevenir el biodeterioro, no es conveniente reducir excesivamente el grado de
humedad relativa del medio ambiente. A modo de ejemplo, puede citarse que Erhardt
(1994), estudió el efecto de la HR ambiental sobre el deterioro químico de un material
celulósico como el papel, y demostró que el grado de hidrólisis de este soporte, se
minimiza al reducir la HR. Sin embargo, a baja HR, puede dar comienzo la reticulación o
entrecruzamiento de las cadenas de celulosa, fenómeno éste que se produce al eliminarse
el agua interfibrilar. Para evitar este fenómeno, Erhardt recomendó una HR entre el 25 -
50 % como rango óptimo para la conservación del papel.
20
II.1.15 Especies más comunes de hongos microscópicos en aire interior
Las especies más comunes que se encuentran en aire interior son:
Alternaria alternata
Aspergillus sp. (A. fumigatus, A. niger, A. ochroaceus, A. oryzae, A. versicolor,
y/o A. glaucus)
Aureobasidium pullulans
Botrytis cinérea
Cladosporium sp. (C. cladosporoides, C. herbarum, y/o C. sphaerospermum)
Epicoccum purpurascens
Geotrichum candidum
Levaduras rosas y blancas
Mucor sp (Health y Welfare, 1987, p.93)
Paecillomyces variotii
Penicillum sp.
Phoma sp
Sistrotema brinkmannii
Stachybotrys atra
Trichoderma harzianum
Trichoderma viride
Ulocladium sp. ( U. chartarum y/o U. consortiale)
Los hongos más comunes existentes en el polvo de origen doméstico pueden
fácilmente pasar al aire; y si se dan las condiciones adecuadas para su desarrollo en
cuanto a temperatura y humedad relativa, también pueden encontrarse en cualquier tipo
de material (como alfombras, moquetas, empapelado de una pared, etc.) y crecer
desmesuradamente, proyectando al ambiente un número elevado de esporas con el
consiguiente riesgo para la salud (Morey y Hodgson, 1984, pp. 21-35).
II.1.16 Alergia y Aerobiología:
Las sustancias que con mayor frecuencia, producen cuadros alérgenos, a través de
lainhalación, son pólenes, esporas de hongos, diferentes tipos de polvo, ácaros, epitelio
deanimales, y otras sustancias que invaden directamente la mucosa respiratoria. (Leher,
S.B.,
1983).
Desde el punto de vista médico, las partículas reproductivas de los hongos son
losresponsables de numerosas patologías, las cuales experimentan regularmente un
transporteatmosférico (Gregory, P.H.; 1973).La implicación de los hongos en patologías
alérgicas como la rinitis y el asma alérgicaha quedado demostrada, en las últimas
décadas, a partir de los estudios sobre la aerobiología ysu papel como alergeno, y se ha
comprobado que son más significativos que los pólenes encausas molestias alérgicas
(Mosby, et.al; 2003; Solomon WR et.al.; 1998).
21
Los hongos pueden actuar como aeroalergenos a nivel de las mucosas ocular, nasal
y/obronquial, desarrollando enfermedades como rinoconjuntivitis y/o asma alérgicas,
sinusitisfúngica alérgica, aspergilosis broncopulmonar alérgica (ABPA) y la alveolitos
alérgicaextrínseca (Chapman J.A., et.al., 2003; Fung, F. et.al.; 2003).
Los hongos de mayor interés alergológico son los llamados imperfectos. A
estospertenecen los Deuteromycetos, con reproducción asexuada, que están presentes de
formaabundante, y que, tienen un papel muy importante por mantener el equilibrio
ecológico,transformando el detritus de materiales orgánicos.Entre los Deuteromycetos,
las especies más relevantes como aeroalérgenos fúngicosson Alternaria alternata,
Cladosporium herbarum, Aspergilus fumigatus y Penicilliumnotatum.
Respecto a la prevalencia en los ambientes, las especies a destacar en el
ambienteextramural son Alternaria y Cladosporium, halladas sobre plantas y en zonas
putrefactas delsuelo, en cuanto que Aspergillus y Penicillium se encontran en graneros,
almacenes, sótanos yambientes domésticos, siendo considerados hongos de interior
(Beaumont, F., 1985; Licorish, K., 1985). Últimamente Alternaria está recibiendo
también importancia como hongo deinterior.
A partir de los resultados obtenidos en estudios diferentes, publicados enBiocontaminants
in Indoor Environment, en el aire interior son las especies más comúnmenteidentificadas
son Cladosporium sp.; Penicillum sp., Levaduras rosas y blancas; Botrytiscinérea;
Aspergillus sp.; Paecillomyces variotii; Phoma sp, Aureobasidium; Alternariaalternat;
Epicoccum purpurascens; Geotrichum candidum; Ulocladium sp., Trichodermaviride;
Trichoderma harzianum y Mucor sp. (Dagmar S.E, 1994).
Según Gravensen, 100 esporas/m3 para Alternaria y 300 esporas/m3 de Cladosporiumson
las concentraciones umbrales de esporas alergénicas para provocar síntomas clínicos,
convalores considerablemente variables de unos a otro, pues depende del agente
individual aislado (Gravensen, et.al, 1986).
La implicación de los hongos en patologías alérgicas, como la rinoconjuntivitis y/oasma
alérgica, ha quedado demostrado a partir de estudios aeorobiológicos.La incidencia de
enfermedades respiratorias tras la exposición a aeroalérgenos es unhecho conocido
(Costantino et al., 1995, D`Amato et al., 2000), así como el incremento de laprevalencia
de enfermedades alérgicas (Voltorini e al., 2000), siendo muchos los autores
querelacionan este aumento con factores ambientales, principalmente con la
contaminación del aire(Berggre et.al, 2000; Lorenzoni-Chierusa et.al, 2000; Feo et.al,
2007; Mur, et.al, 2007).
El mejor tratamiento para los procesos alérgicos se basa en evitar la exposición al
alérgeno desencadenante de la reacción. Sin embargo, este tratamiento casi nunca es
posible de forma plena. Merecen una especial consideración las propuestas realizadas por
el Comité de Aerobiología de la Sociedad Española de Alergología e Inmunología Clínica
a las personas alérgicas a los hongos, como son evitar la humedad en paredes, armarios,
marcos de ventanas (utilizar aparatos deshumidificadores y pinturas antifúngicas que
dificulten el crecimiento de hongos en las paredes), airear las habitaciones con frecuencia,
22
no guardar ropa o zapatos húmedos, deshacerse de los desperdicios y basuras domésticas
lo antes posible, y no almacenar restos de comida. En los espacios abiertos, elpaciente
alérgico debe evitar la presencia de vegetación en descomposición y las zonas de
elaboración o transporte de granos y harinas (almacenes y silos) y no manipular
directamente estos productos (Aristegi, B. 2000).
Existen dos opciones terapéuticas básicas: el tratamiento farmacológico y el
inmunológico de hiposensibilización o desensibilización (inmunoterapia) con el propio
alérgeno. El tratamiento farmacológico de las alergias a los hongos no se diferencia de
otros tratamientos de enfermedades alérgicas y está dirigido principalmente a neutralizar
o amortiguar los síntomas de los cuadros leves o moderados. Entre los fármacos que se
emplean para el tratamiento de las alergias a los hongos están los descongestivos, los
antihistamínicos, los corticosteroides y el cromoglicato. Cuando no puede evitarse un
alérgeno o el tratamiento farmacológico es insuficiente para aliviar los síntomas, puede
intentarse la desensibilización con el propio alérgeno, inyectándolo en forma de extracto
en dosis crecientes por vía subcutánea (Aristegi, B. 2000).
Los fármacos descongestivos son generalmente agentesagonistas adrenérgicos
(simpaticomiméticos) que actúan provocando una vasoconstricción local que conduce a
una redistribución del flujo sanguíneo en la mucosa nasal y una reducción del edema, y
son eficaces para tratar la congestión nasal. La forma más común de utilización es
mediante aerosoles o gotas nasales de rápida acción local, aunque pueden provocar
episodios congestivos de rebote si se abusa. Entre los más empleados se encuentran la
fenilefrina, metoxamina, nafazolina, oximetazolina, tramazolina y xilometazolina
(Aristegi, B. 2000).
Los fármacos antihistamínicos impiden la acción de la histamina durante la fase temprana
de la reacción alérgica y reducen el prurito nasal, los estornudos, la rinorrea y la
conjuntivitis. Se pueden clasificar en sedantes y no sedantes. Los sedantes, producen
somnolencia, efectos anticolinérgicos y tienen una menor duración del efecto antialérgico.
Entre estos se encuentran la alimemazina, azatadina, clemastina, clemizol,
ciproheptadina, clorfenamina, difenhidramina, oxatomida, prometazina y triprolidina. Los
antihistamínicos no sedantesproducen una menor somnolencia y carecen de efectos
anticolinérgicos. Su administración es en una única dosis diaria y entre éstos se incluyen
al astemizol, azelastina, cetirizina, ebastina, fexofenadina, loratadina, mizolastina y
terfenadina. El astemizol y la terfenadina han sido asociados a efectos cardiotóxicos
cuando se administran en dosis elevadas o se asocian a determinados antibióticos y
antifúngicos, con los que interaccionan farmacológicamente. La eficacia antialérgica de
todos los antihistamínicos es similar y constituyen un tratamiento básico de las alergias
(Aristegi, B. 2000).
II.1.17 Principales métodos de identificación de hongos filamentosos
La identificación de los hongos filamentosos se basa en el examen macroscópico de la
colonia y en sus características microscópicas. Semejanzas macroscópicas como la forma
de la colonia, el color de la superficie, la textura y la producción de pigmentos son muy
útiles para la identificación.
23
En general, la morfología microscópica de los hongos es estable y presenta pocas
variaciones. La identificación definitiva se basa en la forma característica, método de
producción y ordenamiento de las esporas, siendo también importante conocer el tamaño
y la disposición de las hifas. La preparación del material para la observación
microscópica puede realizarse en fresco, con cinta de celofán adhesiva o mediante cultivo
sobre portaobjetos (Campbell, 1996, p 45).
II.1.18 Preparación en fresco
Se realiza empleando el procedimiento descrito a continuación:
1. Seleccionar una colonia aislada.
2. Calentar a la llama el alambre de un asa de siembra, y doblar de forma que se
convierta en un objeto cortante.
3. Con la ayuda del asa, extraer un fragmento triangular de la colonia que contenga
además un poco de agar en la parte inferior.
4. Depositar el fragmento extraído sobre un portaobjetos en el cual, previamente, se
ha depositado una gota de azul de lactofenol.
5. Cubrir con un portaobjetos y presionar suavemente para dispersar la colonia y el
agar; de esta forma, la muestra está disponible
6. para su observación al microscopio.
Este procedimiento es el que utilizan la mayoría de los laboratorios, ya que las
muestras se preparan con facilidad y rapidez y además permite identificar muchas de las
especies de hongos más habituales. El mayor inconveniente de la observación en fresco es
que se puede alterar el ordenamiento característico de las esporas al presionar con el
cubreobjetos, por lo que este procedimiento no es válido en los casos en que es necesario
conocer la disposición de las esporas (Negroni y Guelfand, 1999, pp. 45,47).
II.1.19 Preparación con cinta de celofán adhesiva
El procedimiento se lleva a cabo como sigue:
1. Apoyar el lado engomado de un trozo de cinta adhesiva transparente sobre la
superficie de una colonia.
2. Colocar la cinta bien extendida sobre una gota de azul de lactofenol o azul de
anilina colocada, a su vez, sobre un portaobjetos.
3. Observar al microscopio para conocer la forma y ordenamiento característico de
las esporas.
Este método puede considerarse como el más simple, económico y adecuado para la
identificación de hongos, recomendable para los laboratorios microbiológicos de
cualquier nivel.
La preparación de la cinta transparente permite observar al microscopio como se
desarrolla el microorganismo en el cultivo. Generalmente las esporas se mantienen
24
intactas y la identificación se realiza con facilidad. Una de las desventajas de este método
es que si la cinta transparente no se presiona con suficiente firmeza sobre la superficie de
la colonia, la muestra no es adecuada, ya que al no quedar bien adherida la cinta, las
esporas o las hifas no se pueden identificar. En los casos en que mediante este método no
se observen esporas deberá realizarse la preparación en fresco (Koneman, y Roberts,
1992, p. 54).
II.1.20 Cultivo sobre portaobjetos
Se realiza empleando el procedimiento descrito a continuación:
1. Cortar un bloque pequeño de un medio sólido adecuado (agar), que ha sido vertido
en una cápsula de Petri, hasta una altura de 2 cm. El bloque puede cortarse con la
ayuda de un bisturí estéril o con un tubo de ensayo estéril sin reborde (lo que
permite obtener un taco redondo).
2. Colocar un portaobjetos estéril sobre una capa de agar al 2% contenida en una
cápsula de Petri.
3. Colocar el bloque de agar sobre el portaobjetos.
4. Con un asa de siembra cuyo alambre ha sido doblado en ángulo recto, inocular los
cuatro cuadrantes del taco con el microorganismo a identificar.
5. Colocar un cubreobjetos estéril sobre la superficie del bloque de agar.
6. Tapar la cápsula de Petri que contiene el cultivo e incubar a 30 °C.
7. Finalizado el período de incubación, retirar el cubreobjetos (este proceso debe
realizarse en una cabina de seguridad biológica),
8. y colocarlo en un portaobjetos que contenga azul de lactofenol o azul de anilina.
9. La observación al microscopio permite distinguir la forma y disposición de las
esporas.
10. Si con este proceso no ha sido posible la identificación, el resto del cultivo puede
ser usado más adelante si se continúa incubando. Entonces se retira el bloque de
agar y se agrega una gota de azul de lactofenol o azul de anilina sobre la zona del
cultivo y se coloca un cubreobjetos sobre ella. Es recomendable realizar dos
cultivos sobre el mismo portaobjetos de modo que si en uno no se pueden
observar las características microscópicas puede disponerse del segundo después
de un período adicional de incubación (Fox, 1993, pp. 32-38).
Este método permite la observación microscópica del hongo mientras se desarrolla
directamente debajo del cubreobjetos, de forma que las características microscópicas se
distinguen con facilidad, las estructuras se mantienen intactas y puede observarse un gran
número de áreas representativas. No deben realizarse cultivos en portaobjetos de hongos
de crecimiento lento que pueden ser patógenos dimorfos, como: Histoplasma capsulatum,
Blastomyces dermatitidis, Coccidioides immitis, Paracoccidioides brasiliensis o
Sporothrix schenckii (Madigan, 1999, pp. 37,145).
25
II.1.21 Principales métodos de identificación de levaduras
Se requiere una combinación de pruebas bioquímicas y morfológicas para identificar
las levaduras. En las características morfológicas debe incluirse el color de las colonias, la
medida y la forma de las células, la presencia de cápsula, la producción de hifas o
pseudohifas, y la producción de clamidiosporas. Las pruebas bioquímicas incluyen la
asimilación y fermentación de azúcares y la asimilación de nitrato. Muchas levaduras
asociadas con infecciones humanas pueden ser identificadas usando alguno de los test
comerciales que existen basados en la asimilación de azúcares. No obstante, es importante
recordar que el examen morfológico es esencial para evitar confusión entre
microorganismos con perfiles bioquímicos idénticos. En consecuencia, hay un número de
pruebas simples para la identificación presuntiva de algunas de las levaduras más
importantes. Éstas incluyen la prueba del tubo germinativo para la identificación rápida
de Candida albicans y la prueba de la ureasa para Cryptococcus neoformans (Fisher y
Cook, 1998, p.37).
Si la prueba del tubo germinativo es positiva, el organismo es Candida albicans. Si se
observa una cápsula puede hacer pensar que el organismo es Cryptococcus neoformans.
La prueba de la ureasa es útil para la identificación de este organismo, pero debe
complementarse con otras pruebas adicionales. Si no se produce germinación en el tubo y
no se observa la presencia de cápsula, deben efectuarse otras pruebas bioquímicas y
morfológicas (Fisher y Cook, 1998, p.37).
II.1.22 Medio ambiente y almacenamiento
Las condiciones ambientales y los métodos de almacenamiento ejercen una gran
influencia en la preservación de documentos. Las condiciones de descuido,
desorganización y amontonamiento, producen daños a las colecciones, por lo que el
control ambiental y las buenas condiciones de almacenamiento constituyen la primera de
todas las medidas preventivas.
La primera medida, cuando los documentos se reciben en el área de admisión y
registro, es revisarlos, para comprobar su estado físico -buen estado o en estado de
contaminación y deterioro.
En caso que los documentos se encuentren en buen estado, se procede al
procesamiento analítico sintético de la información (PAS), por el personal del área de
procesamiento. Si los documentos están en mal estado, se debe analizar el tipo de daño
que muestran.
Los daños pueden producirse por la acción de:
-Humedad
-Insectos
-Hongos
-Roedores
-Microorganismos
26
-Bacterias
-La incorrecta manipulación (Wraight, Jackson y Kock, 2001, pp. 245-248).
II.1.23 Descripción general de áreas consideradas para muestreo
Ciudad de Guatemala
Guatemala, asentada en plena región intertropical, tiene un clima cálido y húmedo en
el que se dan notables variaciones climáticas, debido a sus cambios de altitud y a la
orientación de su relieve. Cabe distinguir tres grandes regiones: las tierras calientes (hasta
los 1.000 m de altitud), las tierras templadas (1.000-2.000 m) y las frías (por encima de
2.000 m).
Su geografía física es en gran parte montañosa. Posee suaves playas en su litoral del
Pacífico y planicies bajas al norte del país. Es atravesado en su parte central por la
Cordillera de los Cuchumatanes y parte de la Sierra Madre del Sur.
En la ciudad de Guatemala se encuentran ubicados varios museos de importancia ya
que guardan distintas colecciones de interés para investigaciones científicas, por lo que
los muestres que se llevaran a cabo serán influenciados por las variaciones climáticas
como lo son la altitud y orientación de su relieve.
II.1.24 Toma de muestra por impactación
El muestreador de aire utilizado para la toma de muestra es el modelo Air Sampler
MAS 100 (Merck). Es un muestreador por impacto que aspira aire a través de una placa
perforada. La corriente resultante y las partículas que contiene se dirigen hacia la
superficie de agar en placa de Petri. El volumen de aire que se quiere captar es
programable y dispone de compensación automática de flujo para corregir las
desviaciones causadas por condiciones externas o por diferentes volúmenes de llenado de
las placas de Petri.
El uso de este método permite la separación de partículas del torrente de aire
utilizando la inercia de las mismas para forzarlas a su deposición en una superficie sólida
ó semisólida. La superficie de colecta es generalmente un medio de cultivo agarizado o
un portaobjetos de vidrio cubierto de una sustancia adhesiva, aunque se pueden utilizar
medios líquidos (Chantigny, 1989, p 45; Rojas y Martínez, 2000, pp 27-30).
Entre los biocolectores por impacto se incluyen al impactador por hendidura o rendija
Aeroscopio y el Burkard (ambos emplean un sólo orificio generalmente rectangular para
la entrada de aire), el Surfase Air Sampler (SAS) de tipo criba (emplea varios orificios,
usualmente de forma circular) y el Andersen (de 3 y 6 estadios) de tipo cascada (emplea
numerosas etapas con sucesivos pequeños orificios) (Buttner y Stetzenbach, 1991,
pp.1268-1270).
27
II.1.25 Conservación de cepas
Los tres objetivos que hay que alcanzar para conservar correctamente las cepas
microbianas en los laboratorios de microbiología son: que el cultivo a conservar sea puro,
evitando que se produzcan contaminaciones durante el proceso de conservación; que
durante el tiempo de conservación sobrevivan al menos el 70-80% de las células, y por
último, que estas células permanezcan genéticamente estables. Los dos primeros objetivos
no son muy difíciles de conseguir cuando se conoce bien la técnica microbiológica, pero
el tercero puede presentar dificultades, y este es el motivo por el cual existen varios
métodos de conservación para los microorganismos, y ninguno de ellos es de utilización
general. Estos método en tres apartados, que son: Métodos de elección o de conservación
a largo plazo, métodos alternativos y métodos restringidos (Sly, 1994, pp. 29-35.).
II.1.25.1 Conservación con aceite mineral
El almacenamiento en aceite mineral se prepara agar Saboraud dextrosa inclinado (30
° de la horizontal) en tubos de 30 ml con tapón de rosca. Se inocula con el hongo y se
espera a que la colonia esté madura. Se esteriliza el aceite mineral (parafina líquida,
gravedad específica 0.830-0.890) dos veces a 121 °C durante 15 minutos. Se cubre el
cultivo con aceite mineral estéril aproximadamente 10 mm por arriba del nivel del agar.
Si la profundidad del aceite es mayor el hongo no recibirá suficiente oxígeno y morirá; si
es menor, el micelio y/o agar expuesto en los lados del tubo permitirá la evaporación,
provocando que el cultivo se seque. Se almacenan todos los tubos, sin presionar
demasiado el tapón de rosca, en gradillas a temperatura ambiente. Se etiqueta con los
datos del hongo y la fecha de almacenamiento. Probar la viabilidad a intervalos
adecuados de tiempo, tomando un fragmento pequeño de la colonia, eliminando el
máximo de aceite, y sembrando por estría en agar papa dextrosa o en agar Saboraud
dextrosa. Se pueden necesitar varios tubos ya que el crecimiento puede mantenerse lento
por el aceite adherido al fragmento. Evitar el deterioro de los cultivos almacenados,
transfiriendo el cultivo a intervalos de dos años. Los períodos de viabilidad de los hongos
almacenados son de seis meses a 35 años, dependiendo de las especies (Weng, Junco y
Díaz, 2000, pp. 250-251).
II.1.26 Diseño de Estudio
Se llevara a cabo un estudio de conveniencia en la selección de los lugares a
muestrear. Es un estudio de diseño transversal. Para llevar a cabo el análisis estadístico se
elaborar una matriz de datos totales de las áreas muestreadas, dicha matriz de datos será
analizada con el programa Stata versión 10, y ala vez se realizara un análisis de varianza
de entrada múltiple, para establecer si existen diferencias significativas en cuanto a los
puntos de muestreo, ambiente y microorganismos. Para establecer estas diferencias se
usara el valor de p-value (p-value < 0.05, para diferencia significativa y p-value >0.05, en
caso de no existir diferencia significativa). Los resultados también se presentaran
gráficamente y se elaborara una gráfica de Tukey. Se utilizaran gráficas de barra para la
descripción de algunos resultados, calculándose la media estadística y la desviación
estándar de los niveles de contaminación del aire en los diferentes ambientes de los
museos.
28
PARTE IIII
III.1 RESULTADOS
III.1.1 Selección de hora de mayor contaminación en los locales
Se presentan los resultados de la carga fúngica expresada en unidades formadoras de
colonia por metro cúbico (UFC/m3) durante el muestreo intradiurno de seis horas, para
seleccionar la hora de mayor contaminación en el aire interior y exterior de cada uno de
los locales. La hora de mayor contaminación seleccionada está indicada por los picos más
altos en cada una de las gráficas.
En la cuadro 1 se indica que la hora de mayor contaminación en el BIGU es a las
11:00 h en el interior donde se recolectaron un total de570UFC/m3; mientras que en el
exterior fue a las 14:00 h con 1890 UFC/m3. La menorcarga de contaminación tanto en el
interior como en el exterior se registró a las 12:00h con 220UFC/m3
y 1030UFC/m3
respectivamente.
Cuadro 1. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el BIGU
Locales y áreas
muestreadas Hora
9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
BIGU interior 420 520 570 220 380 230
BIGU exterior 1480 1280 1150 1030 1240 1890 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
29
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En la gráfico 1 que corresponde al herbario BIGUse puede observar que la mayor
cantidad de hongos microscópicos se registró a las 11:00 h en el ambiente interior. A las
14:00 h en el ambiente exterior se registró la mayor contaminación, en las horas restantes,
las cargas de contaminación registradas fueron menores.
El cuadro 2 indica que la hora de mayor contaminación en el BIGU es a las 9:30 h
tanto en el interior donde se recolectaron un total de 2010UFC/3, como en el exterior con
un recuento de 1510UFC/m3. La menor carga de contaminación tanto en el interior como
en el exterior se registró a las 11:30 h con 840UFC/m3 y 880UFC/m
3 respectivamente.
Cuadro 2. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en la sección de macrohongos del Herbario
BIGU
Locales y áreas
muestreadas Hora
8:30 9:30 10:30 11:30 12:30 13:30
Anexo Interior 2480 2910 1380 840 1100 1220
Anexo Exterior 1500 1510 1380 880 930 1470 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
0
500
1000
1500
2000
09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
UFC
/m3
Hora
Gráfico 1. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección
de hora de máxima contaminación en el ambiente
interior y exterior en el BIGU
BIGU int
BIGU ext
30
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
El gráfico 2 presenta que la mayor cantidad de hongos microscópicos se registró a las
9:30 h en el ambiente interior y exterior en la sección de macrohongos del Herbario
BIGU. En las horas restantes, las cargas de contaminación registradas fueron menores.
En el cuadro 3 se muestra que la carga de mayor contaminación en el interior de la
Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta MICG es de 1230 UFC/m3 a las 13:00 h mientras
que en el exterior es de 1990 UFC/m3 a las 14:00 h. La menor contaminación en el
interior fue a las 10:00h con 720 UFC/m3
y en el exterior a las 13:00 h con un recuento de
840 UFC/m3.
Cuadro 3. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta
MICG
Locales y áreas
muestreadas Hora
10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00
Micoteca interior 720 1110 1100 1230 920 1100
Micoteca exterior 1060 1330 1020 840 1990 1230 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
0500
100015002000250030003500
08:30 09:30 10:30 11:30 12:30 13:30
UFC
/m3
Hora
Gráfico 2. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección
de hora de máxima contaminación en ambiente
interior y exterior en la sección de macrohongos del
Herbario BIGU
Anexo Interior
Anexo Exterior
31
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
El gráfico 3 hace referencia a los resultados de la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga
Peralta MICG y muestra una mayor contaminación fúngica a las 13:00 h en el interior, y a
las 14:00 h en el exterior. Puede observase que aun cuando esta fue la hora de máxima
contaminación, la variación en la concentración de UFC/m3 fue mínima con respecto a las
demás horas, tanto en el interior como en el exterior.
En el cuadro 4 se observa que en el interior del Index seminum se obtuvo una
concentración de 4190UFC/m3a las 9:30 h y en exterior la mayor fue de 2710 UFC/m
3 a
las 14:30 h. La carga mínima de contaminación por hongos se registró a las 11:30 h tanto
para el interior con 1200 UFC/m3 como en el exterior con 930 UFC/m
3.
Cuadro 4. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el Index seminum
Locales y áreas
muestreadas Hora
9:30 10:30 11:30 12:30 13:30 14:30
Index Interior 4190 1750 1200 1260 1200 1410
Index Exterior 2630 1890 930 1070 1450 2710 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
0
500
1000
1500
2000
2500
10:00 11:00 12:00 13:00 14:00 15:00
UFC
/m3
Hora
Gráfico 3. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de hora de máxima contaminación en ambiente interior y exterior en la Micoteca Rubén Mayorga Peralta MICG
Interior
Exterior
32
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
El gráfico 4 presenta la carga microbiana de hongos del Index seminum, se registró un
aumento notorio a las 9:30 h en el interior y a las 14:30 h en el exterior. En las horas
restantes, las cargas de contaminación registradas fueron menores.
En el cuadro 5 se observa que la hora de mayor contaminación en el Herbario de la
USCG se presentó a las 9:00 h en el interior con 1230 UFC/m3 y a las 14:00 h en el
exterior con 1140 UFC/m3. La menor contaminación del aire se registró a las 12:00 hen
el interior con 420UFC/m3, y en exterior a las 10:00 h con 660 UFC/m
3.
Cuadro 5. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el Herbario de la USCG
Locales y áreas
muestreadas Hora
9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
USCG interior 1230 780 500 420 470 700
USCG exterior 1100 650 700 880 1080 1140 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
0
1000
2000
3000
4000
5000
09:30 10:30 11:30 12:30 13:30 14:30
UFC
/m3
Hora
Gráfico 4. Carga fúngica UFC/m3 para la selección de
hora de máxima contaminación en ambiente interior y
exterior en el Index seminum
Index Interior
Index Exterior
33
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 5 presenta un aumento notorio a las 9:00 h en el interior y a las 14:00 h
en el exterior. En las horas restantes, las cargas de contaminación registradas fueron
menores.
En el cuadro 6 se muestran los resultados con respecto a la hora de mayor contaminación
en el MUSHNATy se registró que a las 13:00 h en el interior con 2350 UFC/m3 y a las
14:00 h en el exterior con 4050 UFC/m3. La menor contaminación del aire se registra a
las 9:00 h en el interior y exterior con 1220 UFC/m3 y con 1110 UFC/m
3
respectivamente.
Cuadro 6. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior en el MUSHNAT
Locales y áreas
muestreadas Hora
9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
MUSHNAT interior 1220 1450 1710 1580 2350 2110
MUSHNAT exterior 1110 1350 1800 1370 1500 4050 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
UFC
/m3
Hora
Gráfico 5. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección
de hora de máxima contaminación en ambiente
interior y exterior en el herbario USCG
USCG int
USCG ext
34
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 6 se puede observar que la mayor cantidad de hongos microscópicos se
registró a las 13:00 h en el ambiente interior y a las 14:00 h en el ambiente exterior en el
MUSHNAT, en las horas restantes, las cargas de contaminación registradas fueron
menores.
En el cuadro 7 se muestra que la carga de mayor contaminación en el interior en el
MUSAC es de 930 UFC/m3 a las 13:00 h mientras que en el exterior es de 940 UFC/m
3 a
las 14:00 h. La menor contaminación en el interior fue a las 11:00h con 750 UFC/m3
y en
el exterior a las 10:00 h con un recuento de 290 UFC/m3.
Cuadro 7. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de la hora de mayor
contaminación en ambiente interior y exterior del MUSAC
Locales y áreas
muestreadas Hora
9:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
MUSAC interior 910 810 750 890 930 900
MUSAC exterior 390 290 340 400 430 940 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
0
1000
2000
3000
4000
5000
09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
UFC
/m3
Hora
Gráfico 6. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de hora de máxima contaminación en ambiente interior y
exterior en el MUSHNAT
MUHSNAT int
MUHSNAT ext
35
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 8 se muestra una mayor contaminación fúngica a las 13:00 h en el
interior, y a las 14:00 h en el exterior. Puede observase que aun cuando esta fue la hora
de máxima contaminación, la variación en la concentración de UFC/m3 fue mínima con
respecto a las demás horas, tanto en el interior como en el exterior.
0
200
400
600
800
1000
09:00 10:00 11:00 12:00 13:00 14:00
UFC
/m3
Hora
Gráfico 7. Carga fúngica en UFC/m3 para la selección de hora de máxima contaminación en ambiente interior y
exterior en el MUSAC
MUSAC int
MUSAC ext
36
III.1.2 Resultados de muestreos periódicos
III.1.2.1 Temperatura
El comportamiento de la temperatura medida en grados Celsius (°C) en el ambiente
interior y exterior a lo largo de los muestreos periódicos llevados a cabo en cada local en
el período de octubre de 2011 a marzo 2012 se presenta en las tablas 8 y 9.
Cuadro 8. Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente interior de cada
uno de los locales muestreados en el período de octubre de 2011 a marzo 2012
Local Mes
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
BIGU 24 23 23 22 23 22
Anexo delBIGU 24 22 23 21 22 23 Micoteca Lic. Rubén
Mayorga Peralta
MICG. 25 23 24 22 22 23
Index seminum 23 21 21 22 22 21
Herbario USCG 23 22 22 22 21 22
MUSHNAT 25 22 25 25 23 24
MUSAC 21 23 23 24 23 23
Biblio MUSAC 22 23 23 22 23 22 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Cuadro 9. Temperatura en grados Celsius (°C) registrada en el ambiente exterior de cada
uno de los locales muestreados en el período de octubre de 2011 a marzo 2012
Local Mes
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
BIGU 23 22 23 23 23 23
Anexo del BIGU 24 21 23 20 22 23 Micoteca Lic. Rubén
Mayorga Peralta
MICG 25 24 24 23 23 24
Index seminum 25 22 25 25 29 23
Herbario USCG 25 22 25 24 24 24
MUSHNAT 25 22 26 25 23 23
MUSAC 21 24 23 23 27 24
Biblio MUSAC 21 24 23 26 30 27 Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
37
III.1.2.2. Conteos de muestreos periódicos y su relación con el porcentaje de
humedad relativa registrados en cada ambiente de los diferentes locales
muestreados.
A continuación se presenta la carga fúngica en UFC/m3 de los muestreos periódicos
llevados a cabo mensualmente en el período comprendido del mes de octubre del 2011 a
marzo del 2012 y su relación con el porcentaje de humedad relativa registrado en el
ambiente interior y exterior de cada local muestreado.
Gráfico 8. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en el ambiente interior y exterior en el
Herbario BIGU durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 8 se puede observar que en el BIGU, la máxima carga fúngica
contaminante del exterior se registró en octubre (2790 UFC/m3), mientas que en el
interior este valor (1450 UFC/m3) se encuentra en noviembre. Se observa una tendencia
(enero, febrero y marzo) de la carga fúngica a descender a medida que la humedad
relativa desciende en el ambiente interior. Lo contrario ocurre en el ambiente exterior, en
el cual se incrementa la carga fúngica paralelamente a la humedad relativa a partir de
enero.
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 120 1450 1020 1150 850 720
Exterior 2790 1030 1300 820 990 1310
%HRi 50 61 57 59 53 51
%HRe 63 53 60 53 53 63
0
10
20
30
40
50
60
70
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
% H
R
UFC
/m3
38
Gráfico 9. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en la sección
de macrohongos del BIGU durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 9 se aprecia que en la sección de macrohongos del BIGU, la mayor
carga fúngica del exterior se encuentra en octubre (2790 UFC/m3), mientras que la menor
carga se encuentra en noviembre (430 UFC/m3). En cuanto al interior, la mayor carga
fúngica se encontró en diciembre (1630 UFC/m3) y la menor carga en octubre (450
UFC/m3). También se observa una tendencia a incrementar la carga fúngica a partir de
enero en el interior a medida que aumentó la humedad relativa.
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 450 540 1630 470 920 1240
Exterior 2790 430 1610 1420 1140 1180
%HRi 55 57 67 60 62 65
%HRe 67 52 63 62 56 56
0
10
20
30
40
50
60
70
80
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
% H
R
UFC
/m3
39
Gráfico 10. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en la
MicotecaLic. Rubén Mayorga Peralta durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 10 se indica que en los meses de octubre y noviembre se encontró la
mayor carga fúngica (1270 UFC/m3) interna, mientras que la menor carga fúngica se
encontró en enero (710 UFC/m3), igualmente en el interior. En cuanto al exterior la mayor
y menor carga fúngica se registró en los meses de enero (1780 UFC/m3) y octubre (320
UFC/m3) respectivamente. Es importante mencionar que la carga micológica incrementa
o disminuye a medida que varía el porcentaje de humedad relativa. En enero la carga
fúngica del exterior disminuyó a medida que disminuyó la humedad relativa.
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 1270 1270 1140 710 1070 1020
Exterior 320 1100 1040 1780 1560 970
%HRi 63 62 61 49 53 51
%HRe 45 57 52 63 62 52
0
10
20
30
40
50
60
70
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
2000
% H
R
UFC
/m3
40
Gráfico 11. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el Index
seminum durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 11 se observa el comportamiento de la carga fúngica y el porcentaje de
humedad relativa registrados durante los meses muestreados en el Index seminum. Es
importante notar que el porcentaje de humedad relativa del exterior en cada uno de los
meses fue mayor que el porcentaje de humedad relativa del interior. En febrero se registró
la mayor carga fúngica tanto del interior (2300 UFC/m3) como del exterior (1860
UFC/m3), así como el mayor porcentaje de humedad relativa. La menor carga fúngica del
interior (600 UFC/m3) y el exterior (500 UFC/m
3) se registró en noviembre y enero
respectivamente.
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 1310 600 1970 1510 2300 1190
Exterior 700 500 1560 510 1860 540
%HRi 58 51 62 60 66 56
%HRe 49 49 57 48 58 56
0
10
20
30
40
50
60
70
0
500
1000
1500
2000
2500
% H
R
UFC
/m3
41
Gráfico 12. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el Herbario
USCG durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 12 es evidente que la carga fúngica del Herbario USCG exterior es
superior a la del interior. Los valores registrados en el exterior superan las (600 UFC/m3)
y la mayor carga se determinó en febrero (3580 UFC/m3). El interior del Herbario
presentó valores por debajo de las 300 UFC/m3 en los muestreos. El menor valor se
registró en febrero (200 UFC/m3).
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 280 300 220 240 200 280
Exterior 650 1890 2750 980 3580 1400
%HRi 52 59 47 52 46 59
%HRe 49 53 54 49 57 49
0
10
20
30
40
50
60
70
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
% H
R
UFC
/m3
42
Gráfico 13. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el
MUSHNAT durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 13 se observa el comportamiento que presentó tanto la carga fúngica y el
porcentaje de humedad relativa en los meses muestreados en el MUSHNAT. La mayor
carga fúngica se presentó en diferente mes para cada ambiente. En el interior se registró
en octubre (2850 UFC/m3) y en el exterior en diciembre (1630 UFC/m
3). Sin embargo, la
menor carga tanto para el interior (510 UFC/m3) como para el exterior (180 UFC/m
3) se
registró en enero, así como el menor porcentaje de humedad relativa que se encontró
durante el muestreo, en el interior 45% y en el exterior 45%.
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 2850 600 1630 510 1690 2390
Exterior 560 450 1450 180 1310 1340
%HRi 60 47 48 44 54 58
%HRe 47 45 60 45 50 58
0
10
20
30
40
50
60
70
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
% H
R
UFC
/m3
43
Gráfico 14. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en la biblioteca
del MUSAC durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 14 se presenta que el mayor porcentaje de humedad relativa (65%), así
como la mayor carga (1080 UFC/m3) del interior del MUSAC se registraron en octubre.
La menor carga fúngica del interior se determinó en marzo (390 UFC/m3). En el exterior
la mayor carga (1010 UFC/m3) y porcentaje de humedad relativa (66%) se encontró en
diciembre.
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 1080 740 990 450 650 390
Exterior 420 420 1010 350 340 310
%HRi 65 60 63 56 60 55
%HRe 64 57 66 51 50 41
0
10
20
30
40
50
60
70
0
200
400
600
800
1000
1200
% H
R
UFC
/m3
44
Gráfico 15. Relación entre la carga de hongos microscópicos en el aire en UFC/m3 y
porcentaje de humedad relativa registrada en ambiente interior y exterior en el MUSAC
durante los meses muestreados
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 15 se observa que en el MUSAC en diciembre, se registró la mayor
carga fúngica tanto del interior (840 UFC/m3) como del exterior (860 UFC/m
3). Así
mismo, en diciembre se registró el mayor porcentaje de humedad relativa tanto en el
interior (66%) como del exterior (64%). La menor carga fúngica se encontró en enero,
tanto en el interior (170 UFC/m3) como en el exterior (290 UFC/m
3).
Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Interior 380 380 840 170 390 770
Exterior 440 400 800 290 330 320
%HRi 57 56 66 54 60 61
%HRe 64 58 64 50 53 50
0
10
20
30
40
50
60
70
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
% H
R
UFC
/m3
45
III.1.3 Géneros fúngicos predominantes aislados e identificados en los locales
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 16 se observa la variación de los tres géneros fúngicos predominantes en
los seis muestreos del aire exterior en el Herbario BIGU. El género Penicillium
predominó sobre los otros dos géneros, el pico más alto se observó en octubre y enero.
Cladosporium registró porcentajes de aparición bajos, presentando su pico más alto en
marzo. Aspergillus es el género que registró porcentajes de frecuencia de aparición
menores y presentó el pico más alto en octubre.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 37% 10% 20% 14% 17% 12%
Cladosporium 25% 5% 13% 8% 41% 70%
Penicillium 13% 74% 56% 73% 32% 12%
0%10%20%30%40%50%60%70%80%90%
100%
Po
rce
nta
jeGráfico 16. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el exterior del Herbario
BIGU
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 25% 10% 27% 3% 29% 9%
Cladosporium 25% 5% 11% 4% 24% 69%
Penicillium 50% 70% 52% 87% 40% 19%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 17. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el interior del Herbario BIGU
46
En el gráfico 17 se muestra el comportamiento que presentaron los tres géneros
fúngicos predominantes en el aire interior del Herbario BIGU. Como se observa
Penicillium presentó un porcentaje de aparición mayor en comparación con los otros dos
géneros. El género Penicillium presentó su mayor porcentaje de aparición en marzo con
un 69%. Aspergillus ocupó el tercer lugar en porcentaje de aparición y presentó su pico
máximo en diciembre con un 27%.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 18 se observa el comportamiento de los géneros fúngicos predominantes
en el aire exterior de la sección de macrohongos del BIGU. El género Penicillium
presentó un incremento en el porcentaje de aparición en noviembre y enero. El género
Cladosporium presentó el segundo lugar en porcentaje de aparición y presentó su pico
máximo en febrero y marzo. El género Aspergillus registró el tercer lugar con un pico
máximo en octubre.
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 27% 14% 17% 3% 24% 12%
Cladosporium 13% 4% 11% 9% 38% 37%
Penicillium 53% 73% 62% 87% 33% 39%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 18. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo del exterior de la sección de
macrohongos del BIGU.
47
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 19 se observa que Penicillium presentó un incremento en enero,
Cladosporium reportó un incremento en el porcentaje de aparición en marzo y Aspergillus
alcanzó su pico más elevado en el aire en febrero.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 20 se observa que el género Penicillium presentó un incremento en enero
(su pico máximo) y descendió en los meses de febrero y marzo. El género Cladosporium
reportó un crecimiento homogéneo de octubre a febrero y su pico máximo fue en marzo.
El género Aspergillus alcanzó su pico más elevado de presencia en el aire en los meses de
febrero y marzo.
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 10% 9% 20% 2% 37% 7%
Cladosporium 7% 7% 18% 7% 22% 63%
Penicillium 67% 73% 52% 86% 39% 11%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%P
orc
en
taje
Gráfico 19. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo del interior de la sección de
macrohongos del BIGU
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 31% 11% 8% 4% 15% 15%
Cladosporium 23% 16% 20% 21% 21% 59%
Penicillium 31% 68% 56% 75% 60% 24%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 20. Variación de los géneros fúngicos predominantes a los
largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior de la
Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta MICG
48
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 21 se observa que el género predominante en el aire interior de la
Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta, fue Penicillium, alcanzó su pico máximo en
noviembre con 72%. El segundo género predominante fue Cladosporium que alcanzó su
pico máximo en marzo con un 62% y en tercer lugar fue el género Aspergillus, que
presentó menor porcentaje de frecuencia de aparición, alcanzando su pico máximo en
octubre.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Como se observa en el gráfico 22 el género fúngico Cladosporium, presentó un
incremento en febrero y marzo en el aire exterior del Index seminum y alcanzó su pico
máximo en febrero. El género Penicillium reportó un incremento del porcentaje en
octubre y noviembre para luego descender en diciembre e incrementar su porcentaje de
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 22% 12% 8% 17% 14% 12%
Cladosporium 33% 11% 16% 7% 46% 62%
Penicillium 34% 72% 62% 71% 35% 22%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 21. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire interior de la
Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta MICG
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 40% 20% 17% 25% 6% 12%
Cladosporium 20% 26% 48% 26% 58% 64%
Penicillium 30% 40% 22% 49% 35% 19%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 22. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del Index
Seminum
49
aparición en enero. El género Aspergillus mostró su pico máximo en octubre, se mantuvo
constante en noviembre, diciembre y enero. Descendió en febrero para luego aumentar en
marzo.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 23 se observa que el género fúngico predominante en el aire interior del
Index seminum es Cladosporium, este alcanzó su pico máximo en diciembre y marzo, en
segundo lugar se reportó a Penicillium que alcanzó su pico máximo en noviembre y enero
con valores de 58%. En tercer lugar se encuentra el género Aspergillus que presentó
menor porcentaje de frecuencia de aparición, alcanzando su pico máximo en marzo con
25%.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 19% 8% 23% 14% 14% 25%
Cladosporium 9% 33% 57% 26% 51% 58%
Penicillium 36% 58% 18% 58% 27% 12%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
jeGráfico 23. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del Index
Seminum
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 25% 9% 11% 8% 12% 5%
Cladosporium 12% 15% 56% 14% 58% 32%
Penicillium 38% 68% 26% 69% 28% 58%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 24. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del USCG
50
En el gráfico 24 se muestra el comportamiento que presentó cada uno de los tres
géneros fúngicos predominantes a lo largo de los seis muestreos realizados en el aire
exterior del Herbario USCG. Como se observa Penicillium tuvo los picos más altos de
porcentaje de aparición en los meses de noviembre, enero y marzo. El género
Cladosporium presentó sus picos más altos en diciembre, febrero y marzo. El género
Aspergillus presentó su pico más alto de crecimiento en octubre y en los siguientes meses
hasta febrero se mantuvo constante, presentando un descenso en marzo.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 25 se observa la variación que presentaron los tres géneros fúngicos
predominantes en el aire interior del Herbario USCG mostrando Penicillium su pico más
alto en noviembre. Este es el género fúngico que reportó mayor porcentaje de aparición
durante todos los meses. El género Cladosporium presentó su mayor porcentaje de
aparición en marzo y es el segundo género que predominó en el aire interior del herbario
USCG. El género Aspergillus ocupa el tercer lugar en porcentaje de aparición y presentó
su máximo pico en marzo.
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 10% 2% 5% 11% 10% 15%
Cladosporium 34% 19% 41% 20% 46% 48%
Penicillium 20% 70% 45% 60% 44% 36%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 25. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del USCG
51
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 26 se observa el comportamiento de los tres géneros fúngicos
predominantes en el aire exterior del MUSHNAT. Cladosporium alcanzó su pico máximo
en marzo con un 70%. El género Penicillium fue el segundo género más frecuente y
presentó su pico máximo en noviembre y enero con porcentajes de 51% y 49%
respectivamente. El género Aspergillusregistró porcentajes menores, y presentó el pico
más alto en noviembre con 22%.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico27 se observa que Penicillium presentó un aumento en el porcentaje de
aparición en el aire interior del MUSHNAT en noviembre cuando alcanzó su pico más
alto. El género Cladosporium presentó un porcentaje de frecuencia de aparición alto en
febrero. El género Aspergillus presentó los picos más bajos como se observa en la gráfica
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 17% 22% 18% 13% 12% 8%
Cladosporium 25% 23% 43% 29% 58% 70%
Penicillium 42% 51% 28% 49% 26% 17%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%P
orc
en
taje
Gráfico 26. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del
MUSHNAT
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 40% 7% 22% 28% 17% 11%
Cladosporium 20% 11% 38% 23% 59% 45%
Penicillium 40% 81% 27% 48% 21% 30%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
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nta
je
Gráfico27. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del
MUSHNAT
52
en comparación con los otros dos géneros, sin embargo alcanzó su pico más alto en
octubre.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 28 se observa el comportamiento de los géneros fúngicos predominantes en
el aire exterior del MUSAC. El género Penicillium presentó un incremento en el
porcentaje de aparición en enero. El género Cladosporium presentó el segundo lugar en
porcentaje de aparición y presentó su pico máximo en febrero y marzo. El género
Aspergillusse registró en tercer lugar con su pico máximo en diciembre.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el gráfico 29 se observa que Penicillium presentó un incremento en enero cuando
alcanzó su pico máximo y disminuyó en febrero y marzo. El género Cladosporium
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 25% 20% 27% 18% 10% 14%
Cladosporium 13% 5% 22% 16% 55% 56%
Penicillium 50% 40% 35% 66% 31% 29%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
jeGráfico 28. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire exterior del MUSAC
Octubre Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo
Aspergillus 20% 25% 31% 11% 3% 15%
Cladosporium 20% 25% 27% 12% 55% 60%
Penicillium 25% 35% 22% 74% 38% 21%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
120%
Po
rce
nta
je
Gráfico 29. Variación de los géneros fúngicos predominantes a lo
largo de los seis meses de muestreo en el aire interior del MUSAC
53
reportó un crecimiento en los meses de octubre a diciembre y su pico máximo fue en
febrero y marzo. El género Aspergillus alcanzó su pico más elevado en diciembre.
III.1.3.1 Especies de los géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia
En el cuadro 10 se observa que Penicillium sp. presentó un porcentaje de aparición
igual al 42% predominando sobre otras especies aisladas en los locales considerados en el
estudio, las cuales se aislaron en porcentajes menores al 1%.
Cuadro 10. Especies del género Penicillium aisladas e identificadas en los muestreos
Especies Porcentaje
Penicillium sp. 42%
Penicillium chrysogenum <1%
Penicillium marneffei <1%
Penicillium fluccosum <1%
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el cuadro 11 se observan las especies del género Cladosporium que se aislaron en
todos los locales. Cladosporium sp. fue predominante con un 30% y se aislaron en
porcentajes menor al 1% las siguientes especies C. cladosporoides, C. herbarum.
Cuadro 11. Especies del género Cladosporium aisladas e identificadas en los
muestreos
Especies Porcentajes
Cladosporium sp. 30%
Cladosporium
cladosporoides <1%
Cladosporium herbarum <1%
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
En el cuadro 12 se observan las especies del géneroAspergillus aisladas en todos los
locales. Se observa que el Aspergillus sp. fue el predominante con un 12%, las especies
de A. niger y A. terreus presentaron un porcentajes de frecuencia del 3%. Y en
porcentajes menor al 1% se aislaron las siguientes especies A. flavus, A. niveus y A
.oryzae.
Cuadro 12. Especies del géneroAspergillus aisladas e identificadas en los muestreos
Especies Porcentajes
Aspergillus sp. 12%
Aspergillus flavus <1%
Aspergillus niger 3%
Aspergillus niveus <1%
Aspergillus oryzae <1%
Aspergillus terreus 3%
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
54
III.1.3.2 Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
Como se puede observar en el cuadro 13, se realizó una caracterización de 19 géneros fúngicos que se encontraron con menor
frecuencia de aparición en el ambiente interior y exterior de los locales muestreados. Algunos de estos géneros se presentaron
únicamente en el ambiente exterior de algunos locales y en el aire interior de otros.
Cuadro 13 A. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos
Local BIGU Int.% BIGU Ext.% Anexo del BIGU Int.% Anexo del BIGU Ext.%
Género/Mes Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Candidakrusei/inconspicua 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Candidafamata 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0
Candidaguillermondii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 2 0
Criptococcusalbidus 0 0 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0
Criptococcushumicola 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Cryptococcuslaurentii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 3 0 0 0 0 0 4
Fusarium 0 6 6 2 3 1 25 5 8 1 6 3 6 8 10 5 0 0 6 5 10 1 2 0
Mucor 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0
Paecilomyces 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Rhizopusoryzae 0 0 4 3 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 1 16 0 0 0 0 0 8
Rhodotorula mucilaginosa 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Scopulariopsisbrevicaulis 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Syncephalastrumracemosum 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Morfoespecies 0 7 0 0 1 0 0 6 0 0 0 0 1 7 0 0 0 0 0 4 0 0 0 0
Fuente: proyecto FODECYT 28 2011. Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al que
pertenece.
55
Cuadro 13 B. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos
Local Micoteca Lic. Rubén Mayorga
Peralta Int.%
Micoteca Lic. Rubén Mayorga
Peralta Ext. % Index semimun Int. % Index seminum Ext. %
Género/Mes Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Candidafamata 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0
Criptococcusalbidus 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0
Criptococcushumicola 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 1
Cryptococcuslaurentii 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Fusarium 0 5 12 4 3 4 15 0 13 1 0 2 27 9 2 0 1 0 10 8 7 0 0 1
Geotrichumcapitatum 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0
Rhizopusoryzae 11 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 6 2 0 4 0 0 1 0
Scopulariopsisbrevicaulis 0 0 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0
Protothecawickerhamii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 0 0 0 0 0 0 0
Morfoespecies 0 4 2 0 0 0 0 5 3 0 1 0 0 15 14 0 0 0 0 10 6 0 0 0
Fuente: proyecto FODECYT 28 2011.
Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al que
pertenece.
56
Cuadro 13 C. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos
Local USCG Int. % USGC Ext. % MUSHNAT Int. % MUSHNAT Ext.%
Género/Mes Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Candidafamata 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0
Criptococcushumicola 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Fusarium 0 9 0 0 0 1 12 8 6 0 0 0 0 1 5 0 2 10 14 0 4 0 2 5
Geotrichumcapitatum 0 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0 1 0 0
Geotrichumklebahnii 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0
Mucorsp. 33 0 5 0 0 0 13 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0
Rhizopusoryzae 33 0 0 2 0 0 0 0 1 7 2 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Rhodotorula minuta 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Rhodotorula mucilaginosa 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 1 4 0 0 0 0 2 0
Scopulariopsisbrevicaulis 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 7 0 0
Syncephalastrumracemosum 0 0 0 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Morfoespecies 34 0 9 0 0 0 12 0 16 2 0 0 0 0 4 0 0 0 0 0 7 0 0 0
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al
que pertenece.
57
Cuadro 13 D. Géneros fúngicos aislados con menor porcentaje de frecuencia de aparición en los muestreos
Local MUSAC Int. % MUSAC Ext. %
Género/Mes Oct Nov Dic Ene Feb Mar Oct Nov Dic Ene Feb Mar
Cladophialophora 20 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Cryptococcusuniguttulatus 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0
Fusarium 0 10 20 1 2 2 0 5 16 0 3 0
Rhizopusoryzae 0 0 0 0 2 2 0 0 0 0 1 1
Syncephalastrumracemosum 0 0 0 0 0 0 0 20 0 0 0 0
Morfoespecies 15 5 0 0 0 0 12 10 0 1 0 0
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Morfoespecies: características morfológicas de un individuo sin considerar ningún otro factor biológico por lo que no se puede determinar el género al
que pertenece.
58
III.1.4 Cuestionario para censar la calidad del aire del entorno de trabajo relacionada con posibles alergias provocadas por
hongos.
Se realizó un cuestionario que consta de 6 preguntas de respuesta multi-opción con el fin de contribuir a la recaudación de
información acerca de la salud ocupacional en museos, herbarios y colecciones de interés científico y de esta forma correlacionar las
características del entorno de trabajo con los posibles síntomas y signos patológicos como consecuencia de presencia fúngica en el aire
del local donde labora el personal (anexo 1). Se pasó el cuestionario mensualmente (durante 6 meses) a todos los trabajadores estables
de cada uno de los lugares en cuestión durante los 6 meses comprendidos para el muestreo. Paralelo a este cuestionario, se abordó con
un segundo cuestionario con el objetivo de colectar información general sobre las instalaciones y mobiliario así como la periodicidad
de la limpieza y la técnica empleada al hacerlo (anexo 2).
Cuadro 14. Pregunta No. 1 “Edad del personal estable en cada lugar muestreado”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/Años
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
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01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
18 a 25 0* 0 0 1 0 1 0 1 0 2 2 1 2 2 2 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0
26 a 35 0 0 0 0 0 0 0 2 2 1 2 3 1 1 1 2 1 1 2 2 2 2 1 2 4 4 4 4 4 2 0 2 1 1 2 1 2 3 2 0 0 1
36 a 45 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0
Mayor de
46 1 1 1 1 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 2 2 1 3 1 1 0
Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 2 4 4 4 4 4 4 2 1 3 1 2 2 4 5 5 5 1 1 1
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas.
Como se puede observar, en el cuadro 14, a lo largo de los 6 meses muestreados existió una gran fluctuación en cuanto a la
cantidad de trabajadores censados en cada lugar, siendo los más constantes la micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta, el herbarios
USCG e Index seminum. Sin embargo, a pesar de variaciones, se puede decir en datos generales que la edad con mayor frecuencia
presentada por los trabajadores es la comprendida entre los 26 a 35 años, seguida por los mayores a 46 y luego el rango de 18 a 25
años. Las edades comprendidas entre los 36 a 46, son las de menor frecuencia.
59
Cuadro 15. Pregunta No. 2 “Nivel académico presentado por el personal estable en cada lugar muestreado”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Index seminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/Niv
el de
estudio Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
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En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
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En
e. 2
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Mar
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2
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012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
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En
e. 2
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Mar
. 201
2
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r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Ninguno 0* 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Primaria
sin
culminar 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Hasta 6to.
Primaria 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0
Bachillerat
o 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 0 0 1 2 0 0 2 0 2 2 1 0 0 1
Universita
rio 0 0 0 1 0 1 2 3 1 2 2 2 1 1 1 1 2 1 2 2 2 2 1 3 2 2 2 2 3 2 0 1 1 1 0 1 3 2 3 2 1 0
Graduado 1 1 1 1 1 0 0 0 1 1 1 2 1 1 1 1 2 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0
Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 2 2 2 2 4 1 2 2 2 2 1 4 4 4 4 4 3 2 1 3 1 1 2 4 5 5 4 2 1 1
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas
En el cuadro 15, muestra el nivel académico alcanzado por el personal estable en cada uno de los lugares muestreados. Se observa
claramente que el nivel con más predominancia es el de estudios universitarios, seguido por los graduados (profesionales) y finalmente
el nivel académico más bajo recopilado es el de 6to. primaria, mostrando a dos persona en el MUSHNAT.
60
Cuadro 16. Pregunta No. 3 “¿Cuál es el tiempo que tiene el personal estable laborando en cada lugar muestreado?”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Index seminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/Años
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Menos de 1 0* 0 0 1 0 1 0 0 0 0 2 0 1 1 1 1 1 0 1 2 1 1 0 1 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 2 1 1 1 0 1
2 a 3 0 0 0 0 1 0 0 2 0 0 0 0 1 1 1 1 1 1 0 0 0 0 1 1 3 3 3 3 1 0 0 0 0 0 0 0 2 3 2 0 0 0
4 a 5 0 0 0 0 0 0 0 1 2 3 1 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 1 1 1 2 1 0 1 1 0 1 0
Más de 5 1 1 1 1 0 0 2 0 0 0 1 0 2 2 2 2 2 0 1 0 1 1 1 1 1 1 1 1 0 2 0 2 1 1 0 3 1 0 1 0 0 0
Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 2 3 4 4 4 4 4 2 1 3 2 2 2 4 5 5 5 1 1 1
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas
El cuadro 16 muestra el tiempo que lleva laborando cada uno de los trabajadores que fueron censados y con un contrato fijo en los
7 lugares encuestados. Como se puede apreciar la mayoría de ellos, lleva un tiempo comprendido de más de 5 años, principalmente en
el herbario BIGU y USCG, micoteca Lic. Rubén Mayorga Peraltay MUSAC. Las personas que reportaron más entre 2 y 3 años,
ocupan el segundo puesto siendo la micoteca y el herbario USCG los lugares con mayor frecuencia respecto a éste tiempo. El tercer
puesto lo ocupan las personas que cuentan con menos de un año de laborar en las respectivas instituciones encuestadas presentando el
menor número el anexo del BIGU, herbario BIGU y USCG y MUSHNAT. Finalmente el rango comprendido entre 4 y 5 años de
trabajar en el lugar, es el que menos número de respuestas positivas reportó, siendo el herbario BIGU, micoteca e Index seminum.
61
Cuadro 17. Pregunta No. 4 “La temperatura en su área de trabajo produce”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Index seminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/ Temp.
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Mucho
calor 0* 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 3 1 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 1
Mucho frío 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 0 0 1 0 0 1 2 0 0 0 0 5 5 3 1 1 0
No crea
problemas 1 1 1 2 1 1 0 2 2 3 3 2 4 4 4 4 4 1 2 2 1 2 0 2 2 3 3 2 1 1 0 1 2 2 1 3 0 0 1 0 0 0
Total 1 1 1 2 1 1 2 3 2 3 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 1 3 4 4 4 4 4 2 1 3 2 2 2 3 5 5 5 1 1 1
Fuente: proyecto FODEYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas
Como se observa en el cuadro 17, la mayoría del personal encuestado en los diferentes lugares piensa que la temperatura que
registra su lugar de trabajo no produce problema alguno. Sin embargo, un número limitado de empleados en el anexo del BIGU,
herbario USCG, Index seminum, MUSHNAT y MUSAC piensan que se produce mucho frío en su lugar de labor. También, algunas
personas en el anexo del BIGU, herbario USCG, MUSHNAT y MUSAC piensan que se produce mucho calor en su área de trabajo.
Cuadro 18. Pregunta No. 5 “La humedad en su área de trabajo produce”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
Micoteca Lic. Rubén
Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/
Humedad
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Mucha
humedad 0* 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 2 1 1 1 1 1 1 2 2 2 2 2 3 1 3 3 2 4 2 0 2 0 0 2 2 4 3 5 1 1 0
Ambiente
muy seco 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1
No crea
problemas 1 1 1 2 1 1 0 2 2 3 3 2 3 3 3 3 3 0 0 0 0 0 0 1 3 1 1 0 0 0 0 1 2 2 0 2 1 1 0 0 0 0
Total 1 1 1 2 1 1 1 2 2 4 4 4 4 4 4 4 4 1 2 2 2 2 2 4 4 4 4 2 4 2 1 3 2 2 2 4 5 5 5 1 1 1
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas.
62
En el cuadro 18 se puede apreciar que gran parte del personal estable que labora en el anexo del BIGU, herbario BIGU y USCG,
micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta, MUSHNAT y MUSHNAT piensa que la humedad, en su lugar de trabajo, no crea ningún
problema. A excepción de herbario BIGU, la otra parte del personal, piensa existe mucha humedad en su lugar de trabajo. Al mismo
tiempo, un limitado número de personas que laboran en el anexo del BIGU, MUSHNAT y MUSAC piensan que su lugar de trabajo se
ve afectado por un ambiente muy seco.
Cuadro 19. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección ocular”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/ Síntoma
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
No 0* 0 0 0 0 0 2 1 1 1 2 2 4 4 4 4 4 1 1 2 1 1 0 2 4 3 3 4 2 2 0 3 1 1 1 3 1 2 0 0 0 0
Si 1 1 1 2 1 1 0 2 1 2 2 2 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 2 2 0 1 1 0 2 0 1 0 1 1 1 1 4 3 5 1 1 1
Enrojecimien-
to -a - - - xb - - x x x x x - - - - - - x x x x x x - - - - x - X - - - - - x x x x x -
Escozor/picor - - - - x - - x x x x x - - - - - - x x x x x - - - - - x - - - x x x - x x x - - -
Sequedad - x x x - X - - - - - x - - - - - - - - - - - x - - - - x - - - - - - x x x x - - x
Lagrimeo - - - - - - - x x x - - - - - - - - - - - - x - - x x - - - - - - - - x x x x x - x
Hinchazón - - - - - - - - x x x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - -
Visión
borrosa - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x x x x - -
Otro x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;
b= síntoma presente.
Como se puede observar en el cuadro 19, la mayoría del personal (59%) estable en las distintas instituciones cuestionadas, no
reportó afecciones oculares debido a su área de trabajo. En la micoteca Lic. Rubén Mayorga Peraltase carece por completo de esta
sintomatología. En contraparte, un 41% del personal encuestado, reportó afección ocular, siendo los síntomas de enrojecimiento,
escozor y lagrimeo los de mayor frecuencia.
63
Cuadro 20. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección nasal”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Herbario USCG Indexseminum MUSHNAT MUSAC
Mes/ Síntoma
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
No 1* 1 1 2 0 1 2 1 0 0 1 0 1 3 2 2 2 0 0 2 0 0 0 1 2 3 3 2 0 1 0 3 1 1 1 1 0 0 0 0 1 0
Si 0 0 0 0 1 0 0 2 2 3 3 4 3 1 2 2 2 1 2 0 2 2 2 3 2 2 2 2 4 1 1 0 1 1 1 3 5 5 5 1 0 1
Hemorragia
nasal -a - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - -
Congestión nasal
- - - - xb - - x x x x x - - - - - x - - - - x x x x x x - - - - - - - - x x x x - x
Sequedad
nasal - - - - - - - x - x - - x - - - - - - - - - - - x x x x - - - - - - - - x - x - - -
Rinitis (goteo
nasal) - - - - - - - x x - x x x - x x x x x x x x - x - x x - x - x - - - - x x x x - - -
Estornudos seguidos
- - - - x - - x x - x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x - - x x x x x x x x - x
Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;
b= síntoma presente.
En el cuadro 20, un 64% del personal cuestionado en las distintas instituciones, reportó la afección nasal. La micotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta, el herbario USCG y MUSAC son los sitios más susceptibles ante esta afección. Entre los síntomas señalados con
mayor frecuencia se encuentra la congestión, sequedad y goteo nasal, además de los estornudos seguidos. Adicionalmente, un 36% del
personal no reportó afección nasal alguna, siendo el mes de octubre en el anexo del BIGU, noviembre en el MUSHNAT, marzo en el
MUSAC y casi por completo en el herbario BIGU a excepción del mes de marzo.
64
Cuadro 21. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección de
garganta”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Index seminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/Afección
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
No 1* 1 1 2 1 1 1 1 1 2 1 1 3 4 3 3 3 0 0 2 0 0 0 0 2 0 0 2 1 1 0 3 1 1 1 1 0 1 0 0 0 0
Si 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 1 2 0 2 2 2 4 2 4 4 2 3 1 1 0 1 1 1 3 5 4 5 1 1 1
Sequedad -a - - - x - - xb - - x - - - - - - x x x x x x - - - - x - - - - - - - x x x x - x
Picor - x X x x x - x x x x x - - - - - - x x x x x x - - - - x - - - - - - - - x x - - -
Dolor - - X - - - - - x - - - - - - - - - x x x x x x x x x x - - - - - - - - - - x - x x
Irritación - x X x x - - x x x x - x - x x x x x x x x x - x x x x x x x - - x x x x x x x x x
Ardor - - X - - - - - x - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - x x x - - -
Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - x - - - - - - - - -
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;
b= síntoma presente.
En el cuadro 21 se presentan los datos obtenidos respecto la afección de garganta donde claramente se puede apreciar que la
mayoría del personal censado (56%) ha presentado afección de garganta siendo la irritación, dolor, sequedad y picor los síntomas de
mayor frecuencia presentada. Además, un 44% del personal no reportó afección alguna en la garganta, en lugares como el anexo del
BIGU (octubre), herbario BIGU (todos los meses) y en la micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta y MUSHNAT (noviembre).
65
Cuadro 22. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección
respiratoria”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/ Síntoma
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
No 1* 1 1 1 2 1 1 1 2 2 2 2 4 4 4 4 4 1 1 2 1 1 1 3 3 3 3 3 1 1 0 3 2 2 2 3 0 1 0 0 1 0
Si 0 0 0 0 0 0 1 2 0 1 2 2 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 1 1 1 1 1 3 1 1 0 0 0 0 1 5 4 5 1 0 1
Dificultad
para respirar -a - - - - x - xb - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - x x x - - -
Tos x x - x x x x x - x X x - - - - - - x - x x x x x x x x x x - - - - - x x x x x - x
Dolor en el
pecho - x - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - x - x - - -
Otros - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;
b= síntoma presente.
En el cuadro 22 se puede observar que el 66% de personal que labora establemente en las instituciones, no ha presentado afección
respiratoria durante los 6 meses abarcados para el estudio. Tal es el caso del herbario BIGU, micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta y
MUSHNAT a excepción de octubre y abril cuando se registró esta sintomatología. El restante 34%, ha declarado que sí ha presentado
esta afección, el síntoma más común es la tos, seguido por la dificultad para respirar y finalmente el dolor en el pecho.
66
Cuadro 23. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección cutánea”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/ Síntoma
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
No 1* 1 1 1 1 0 2 3 2 3 4 3 3 4 3 3 4 1 1 2 1 1 1 2 4 4 4 4 4 2 1 3 1 1 1 3 2 2 1 0 1 1
Si 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 1 1 0 1 1 0 0 1 0 1 1 1 2 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 1 3 3 4 1 0 0
Sequedad de
piel -a - - xb - - - - - - - x - - - - - - x - x x x x - - - - - - - - - - - x x x x - - -
Erupciones - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - x x x x - - - - - - - - x x x - - - - - - -
Escamas - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Picor - - - - - - - - - - - - x - x x - - x - x x x x - - - - - - - - - - - - x x x x - -
Ardor - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x x - - - - - - - - - - - - x - - - - -
Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;
b= síntoma presente.
En el cuadro 23 se presentan los datos de la afección cutánea del personal estable de cada una de las instituciones consideradas. Se
observa que un 76% no ha presentado afección cutánea. Esta sintomatología no se registró en el herbario USCG y en abril en el anexo
del BIGU. Sin embargo, un 24% ha señalado que esta afección se ha presentado, manifestando principalmente picor, erupciones y
sequedad en la piel como síntomas.
67
Cuadro 24. Pregunta No. 6 “¿Qué afecciones y síntomas ha presentado al laborar en su área de trabajo?/ Afección similar a la
gripe”.
Herbario BIGU Anexo BIGU
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Indexseminum Herbario USCG MUSHNAT MUSAC
Mes/Afección
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
Oct
.2011
No
v.2
01
1
Dic
.2011
En
e. 2
012
Mar
. 201
2
Ab
r. 2
012
No 1* 1 1 2 1 1 2 2 2 3 3 0 4 4 4 4 4 1 1 2 1 1 1 3 2 1 1 2 3 1 1 3 2 2 2 1 3 2 1 1 1 0
Si 0 0 0 0 0
0 1 0 0 1 4 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 1 2 3 3 2 1 1 0 0 0 0 0 3 2 3 4 0 0 1
Fiebre -a - - - - - - - - - - xb - - - - - - x - X x x x x x x x - X - - - - - x x x x - - -
Escalofríos - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - x x x x x x - - - - - - - - x x x - - x
Debilidad - - - - - - - x - - x x - - - - - - x - X x x x - - - - x - - - - - - x x x x - - -
Otro - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - - x - - - - - - - - - - - - - - - - - - -
Fuente: Proyecto FODECYT 28-2011.
Donde: *= No. de personas; a= síntoma ausente;
b= síntoma presente.
En el cuadro 24 se observa que un 68% del personal estable censado en cada institución, ha declarado no haber presentado afección
alguna similar a la gripe como en el herbario BIGU, la micotecaLic. Rubén Mayorga Peralta y el MUSHNAT, a excepción de abril.
Por otra parte, un 32% del personal ha manifestado la afección similar a la gripe y el síntoma más frecuente fue la debilidad, seguido
por la fiebre y finalmente por los escalofríos.
68
Cuadro 25. Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales (anexo 2)
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011.
Local
Pregunta No. 1.1
No. de personas
que permanecen en
el establecimiento
Pregunta No. 1.2
Tránsito de
personal dentro del
establecimiento
Pregunta No. 1.3
Equipo de
seguridad utilizado
por el personal
dentro del
establecimiento
Pregunta No. 2.1
El mobiliario está
formado por los
siguientes
materiales
Pregunta No. 2.2
El techo del
establecimiento
está formado por
Pregunta No.2.3
El suelo del
establecimiento
está formado por
BIGU Tres De cuatro a seis Bata Metal, madera Block Piso de granito
Anexo BIGU Cinco o más De seis a ocho Bata Metal, madera,
fórmica. Block Piso de granito
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Tres De cuatro a seis Bata Metal, madera Block Piso de granito
Index seminum Cuatro De seis a ocho Guantes
Madera y metal
Cielo falso y
lámina. Cemento
Herbario USCG Cinco o más De cuatro a seis Ninguno Metal, madera,
fórmica Madera, lamina
Madera, piso
cerámico
MUSHNAT Cinco o más Diez o mas Guantes, lentes,
mascarilla, bata
Metal, madera,
fórmica, madera
forrada de
fórmica
Madera, lámina Cemento, granito
MUSAC Cinco o más De cuatro a seis Ninguno Metal, madera Madera, concreto
Cemento, piso
cerámico, adoquín,
baldosa (piso de
barro)
69
Cuadro 25A. Cuestionario de calidad aeromicológica de ambientes ocupacionales (anexo 2).
Local
Pregunta No.3.1
Ventilación dentro
del establecimiento
Pregunta No. 4.1
Con que frecuencia
se realiza limpieza
dentro del
establecimiento
Pregunta No. 4.2
Hay asignado en su
área un encargado
de limpieza.
Pregunta No.4.3
Tipo de material
con que elimina el
polvo.
Pregunta No.4.4
Tipo de material
desinfectante que
utiliza en el área
de trabajo
BIGU Aire acondicionado,
deshumificador Semanal Si Trapo
Desinfectante
comercial, alcohol
Anexo BIGU Ventanas lisas Diario Si Trapo Desinfectante
comercial
MicotecaLic. Rubén
Mayorga Peralta Puerta de ingreso Semanal Si Trapo
Desinfectante
comercial
Index seminum Ventanas de paletas,
ventanas lisas Semanal Si Trapo
Alcohol
Escoba
Herbario USCG Aire acondicionado
Deshumificador Semanal Si Trapo
Desinfectante
comercial, alcohol
MUSHNAT Deshumificador Diario Si Mopa
Cloro,
Desinfectante
comercial,
Detergente
MUSAC
Ventana de paletas
Ventanas lisas
Deshumificador
Diario Si Aspiradora
Plumero
Cloro,
antibacterial,
desinfectante
comercial,
detergente Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
70
III.1.5 Cepario
Se llevó a cabo la conservación de cepas con aceite mineral en donde están contenidas
todas las cepas fúngicas aisladas e identificadas de cada local el cual consta de 232
aislamientos total (anexo 31). En el cuadro 26 se muestran los géneros identificados con
mayor frecuencia.
Cuadro 26. Géneros fúngicos identificados con mayor frecuencia durante los muestreos
No. Géneros
1 Aspergillus flavus
2 Aspergillus niger
3 Aspergillus niveus
4 Aspergillus oryzae
5 Aspergillus sp.
6 Aspergillus terreus
7 Candida famata
8 Candida krusei/inconspìcua
9 Candida guillermondii
10 Cladophialophora sp.
11 Cladosporium cladosporoides
12 Cladosporium herbarum
13 Cladosporium sp.
14 Cryptococcus albidus
15 Cryptococcus humícola
16 Cryptococcus laurentii
17 Cryptococcus klebani
18 Cryptococcus uniguttulatus
19 Fusarium sp.
20 Geotrichum capitatum
21 Mucor sp.
22 Paecilomyces sp.
23 Penicillium chrysogenum
24 Penicillium sp.
25 Rhizopus sp.
26 Rhodotorula mucilaginosa
27 Rhodotorula sp.
28 Scopulariopsis brevicaulis
29 Syncephalastrum racemosum
30 Trichosporon mucoides
31 Penicillium fluccosum
32 Prototheca wickerhamii
33 Rhodotorula minuta Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
71
III.1.6 Documentos para apoyo elaborados a las colecciones muestreadas
Con base a las necesidades detectadas en cada local y en apoyo al mantenimiento de las
colecciones se diseñó una guía titulada “Guía para el control del biodeterioro de las
colecciones científicas” (anexo 28) en la cual se trata de recopilar la información relevante
en cuanto al deterioro y formas de prevención, adicionalmente se proponen normas de
limpieza y desinfección para mejorar la calidad del aire y promover de esta manera la
conservación de las colecciones y material de valor científico que se encuentran en estos
establecimientos. Simultáneamente, con la información recopilada de la guía se diseñaron
dos trifoliares sobre cuidado y mantenimiento en museos (anexo 29) y en herbarios (anexo
30), los cuales fueron presentados a través de una exposición.
III.1.7 Análisis estadístico
Cuadro 27. Análisis de varianza de anidado por tipo, lugar, ambiente y muestreo
Number of obs = 288 R-squared = 0.8530
Root MSE = .323945 Adj R-squared = 0.7803
Source | Partial SS df MS F Prob > F
---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Model | 116.928098 95 1.23082208 11.73 0.0000 |
tipo | 12.0932035 1 12.0932035 7.41 0.0345
lugar|tipo | 9.79143406 6 1.63190568 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
lugar|tipo | 9.79143406 6 1.63190568 0.41 0.8549
ambiente|lugar|tipo | 32.0364252 8 4.00455315 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
ambiente|lugar|tipo | 32.0364252 8 4.00455315 6.57 0.0000
muestreo|ambiente|lugar|tipo | 45.7374207 75 .609832276 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
muestreo|ambiente|lugar|tipo | 45.7374207 75 .609832276 5.81 0.0000
-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Residual | 20.1485274 192 .104940247
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
Total | 137.076625 287 .477618903
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
Se llevó a cabo el análisis estadístico de los datos utilizando un análisis de varianza
anidado, en donde los factores tomados en cuenta fueron: tipo, que ser refiere a si la
institución es un herbario o un museo; lugar, que se refiere a las instituciones de manera
individual; ambiente, que se refiere al ambiente interior y al ambiente exterior; y muestreos,
que son los meses en lo que se llevaron a cabo el muestreo que corresponden de octubre de
2011 a marzo de 2012. Como se puede observar en el cuadro 26 el análisis comienza con
la jerarquía más alta, es decir el tipo de institución, le sigue el lugar, luego amiente y por
último los meses de muestreo, cada uno de estos factores está anidado (dentro de) en el que
le sigue en el orden superior, en las filas de la tabla se observa el orden de jerarquización de
arriba hacia abajo: tipo es la variable inicial, le sigue lugares anidados en tipo, le sigue
ambiente anidado en lugar y tipo, por último meses de muestreo está anidado en ambiente,
lugar y tipo. Este cuadro muestra que hay diferencia significativa entre los tipos (herbarios
y museos), entre los ambientes y entre los meses muestreados en los que se llevo a cabo
72
este estudio ya que se obtuvo valores menores de 0.05 para estos cosas, no siendo así entre
los lugares donde se obtuvo un valor mayor a 0.05 con lo cual se muestra que no hubo
diferencia significativa.
Gráfico 30. Comparación entre herbarios y museos con relación a la carga fúngica en
UFC/m3.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
El gráfico 30, llamado grafico de barras de error, identifica en los puntos centrales el valor
central de la media, ubicado en la línea vertical (barra de error)que indica el intervalo de
confianza, donde se observa que existe diferencia significativa entre los tipos de institución,
es decir, la carga fúngica difiere significativamente entre museos y herbarios (p=0.0345).
73
Gráfico 31. Comparación del ambiente interior y ambiente exterior de los locales
muestreados a lo largo de la investigación.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
Al realizar la comparación entre el ambiente interior y el ambiente exterior, gráfico 31, se
observa que si existe diferencia significativa entre los ambientes, es decir que la carga
fúngica en el exterior es significativamente diferente a la del interior (p<0.00001). Dicho
de otro manera, las cargas fúngicas encontradas en el exterior son mayores a las
encontradas en el interior.
74
Gráfico 32. Variación de la carga fúngica presente en los locales muestreados con
respecto a los meses en que se llevo a cabo la investigación
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
Como se observa en la gráfica 32 los meses donde hubo mayor carga fúngica fueron
diciembre (época fría), febrero (época seca fría) y marzo (época seca). Los meses de
octubre, noviembre y enero presentan diferencia significativa con diciembre, febrero y
marzo, donde se observa una carga fúngica menor (Intervalos múltiples de Duncan,
p<0.00001). Aspectos a considerar cuando se muestrea es la estacionalidad (entre época
seca y lluviosa), temporalidad (si existió un suceso que pudiera afectar por situaciones
temporales), debe además tomarse en cuenta desplazamientos (algún factor externo o
interno que influye en todos los sitios o ambientes, por ejemplo que dejaran de limpiar, que
hubiera un incremento en el personal, etc.). El gráfico demuestra que existe diferencia
significativa entre los meses de muestreo (p<0.00001).
75
Gráfico 33. Comparación de ambiente interior y ambiente exterior y el tipo de local
(herbario o museo).
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
Como se observa en el gráfico 33 existe diferencia significativa entre ambiente interior y
exterior y los tipos de institución, es decir, la carga fúngica difiere significativamente entre
ambiente interior y exterior en los herbarios y los museos.
76
III.2 DISCUSIÓN DE RESULTADOS
III.2.1 Determinación de la hora de máxima contaminación
Con el objetivo de establecer la hora de mayor contaminación fúngica en el aire, se
realizó un muestreo intradiurno, por un periodo de seis horas consecutivas acorde al horario
de atención en cada local; el cual permitió obtener información sobre la contaminación
existente a nivel general. Para la selección de hora de mayor contaminación se hizo un
análisis de los resultados obtenidos del monitoreocon el que sedeterminó que la
concentración de hongos microscópicos varía durante las horas muestreadas en todos los
locales donde se observó que el 35% de los puntos muestreados (BIGU interior, sección de
macrohongos del BIGU interior y exterior,Index seminum interiory Herbario USCG
interior) presentaron mayor concentración de colonias en horas de la mañana y el 65%
restante, presentó mayor concentración en horas de la tarde (cuadros 1-7).
Al comparar los diferentes locales se pudo observar que la mayoría presentaron valores
máximos de carga fúngica en horas de la tarde, lo cual corrobora la influencia de los
factores ambientales (temperatura, lluvia, corrientes de aire, altitud, número de personas,
entre otras) para la obtención de determinados niveles (De la Rosa, Mosso y Ullán, 2002).
Otro valor que influye en los resultados obtenidos es la actividad propia del lugar, la de los
seres vivos y la cantidad de polvo presente, a lo cual se suman las variaciones estacionales,
por lo que la cantidad de contaminación fúngica variará si se agregan los factores de
temperatura y humedad relativa (Bovallius, Butch, Roffey y Anas, 1978).
Como se mencionó, las horas establecidas para la realización de los muestreos variaron
de un local a otro, en dependencia del horario de atención y rotación de personal, por lo que
las concentraciones fúngicas obtenidas variaron en hora y en cantidad. La hora de muestreo
se seleccionó acorde a la hora en la que se obtuvo una mayor concentración de hongos
microscópicos, lo cual aseguró obtener la mayor cantidad de géneros fúngicos presentes
durante los muestreos. Las horas establecidas para realizar los muestreos periódicos en
cada área fue: BIGU interior 11:00 h, exterior 14:00 h (gráfico 1); sección de macrohongos
del BIGU interior y exterior 9:30h (gráfico 2); Micoteca Lic. Rubén Mayorga Peralta -
MICG- interior 13:30 h, exterior 14:30 h (gráfico 3); Index seminum interior 9:30 h,
exterior 14:30 h (gráfico 4); Herbario USCG interior 9:00 h, exterior 14:00 h (gráfico 5);
MUSHNAT interior 13:00 h, exterior 14:00 h (gráfico 6); y MUSAC interior 13:00 h y
exterior 14:00 h (gráfico 7).
77
III.2.2 Niveles de contaminación periódica en las diferentes áreas muestreadas
III.2.2.1 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior del Herbario BIGU, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad
relativa.
El Herbario del BIGU es una institución que se dedica a la recolección y mantenimiento
de colecciones de flora nativa. Aunque aún no existe una normativa nacional que establezca
los límites para clasificar un ambiente interior como contaminado o no, niveles elevados de
contaminación fúngica puede ocasionar problemas sobre la salud de los ocupantes si
sobrepasan las 2000 UFC/m3 (Klanova, 2002). También l deterioro biológico
“Biodeterioro”, causado por microorganismos (bacterias y hongos) ocasiona cambios no
deseados en las propiedades de los materiales (Hueck, 1965). Por otra parte, según Wanner
en 1993, categorizó la contaminación en ambientes interiores como “muy baja” (<25
UFC/m3), “baja” (25-100 UFC/m
3), “intermedia” (100-500 UFC/m
3), “alta” (500-2000
UFC/m3) y “muy alta” (>2000 UFC/m
3).
Según lo reportado en el interior de Herbario BIGU, los niveles de unidades formadoras
de colonias por metro cúbico, no sobrepasan las 1500 UFC/m3 en ninguno de los meses
muestreados, lo cual según Klanova en el 2002, no representa un riesgo para la salud del
personal, ya que no sobrepasa a las 2000 UFC/m3. Sin embargo, según los criterios
establecidos por Wanner en 1993, la contaminación presentada en este lugar es clasificada
como “alta” por encontrarse entre el rango de 500-2000 UFC/m3. Así mismo, según Rojas
y otros en el 2002, en los países que presentan clima tropical los niveles de contaminación
fúngica en ambientes interiores oscilan entre las 1000 UFC/m3. Al comparar este parámetro
con los resultados obtenidos en este estudio (gráfico 8), los meses que sobrepasan tal rango
son noviembre, diciembre y enero. Las causas de este comportamiento pueden deberse a la
liberación constante de contaminantes acarreados por el personal así como el tipo de
trabajo que se lleva a cabo en este lugar, es decir, la manipulación de especímenes
vegetales, ya que según se ha reportado por Zubiria en el 2004, la concentración de
microhongos suspendidos en el ambiente incrementa al manipular material de tipo orgánico
tales como hojas, semillas, tierra entre otros.
En ambos ambientes se observa que la mayor concentración fúngica se presentó cuando
se registró el mayor porcentaje de humedad relativa, según Michalski en el 2009, la
humedad relativa influye directamente en el tiempo de crecimiento de los microhongos.
Michalski señala que a medida que el porcentaje de humedad relativa incrementa se
favorece el desarrollo de los microhongos. La diferencia en los rangos de UFC/m3 (120-
1450) que se obtuvieron en el interior puede estar influenciada por el porcentaje de
humedad relativa que se registró durante los meses muestreados lo cual se manifiesta al
haber encontrado una menor concentración fúngica (120 UFC/m3) junto con un menor
porcentaje de humedad relativa (50%). Así mismo, durante la realización de los muestreos
existieron variables que pudieron influir en la carga micológica registrada en este como la
disminución de la temperatura (cuadros 8 y 9) que según Michalski en el 2009 esta variable
es inversamente proporcional al porcentaje de humedad relativa, lo cual se aprecia en
noviembre, donde el descenso en la temperatura favoreció el incremento de humedad
relativa. Otras variables de importancia son el aumento en el número de personas que
78
transitaron durante el muestreo, así como la suspensión de contaminantes en el aire a causa
de una limpieza previa.
Por otra parte, según Maynard en el 2004, la concentración de la carga fúngica en los
ambientes externos se encuentra afectada por las condiciones meteorológicas, la
concentración fúngica en el exterior del herbario BIGU durante los meses muestreados
mantuvo niveles medios que no excedieron las 1500 UFC/ m3, a excepción de octubre, el
cual presentó un valor de 2790 UFC/m3. Esto pudo deberse a que en este mes se inició un
frente frío, que favoreció el ingreso de humedad del Pacífico, además de ser este el segundo
mes del año 2011 que presentó mayor precipitación pluvial (385 mm de lluvia)
(INSIVUMEH, Reporte mensual).
Un factor importante en la contaminación fúngica presente en el Herbario BIGU, son
las condiciones de infraestructura con que se cuenta, la ventilación es a través de aire
acondicionado contando con una única puerta de ingreso por donde entra el aire al interior
de la colección, motivo por el cual la recirculación del aire no es continua, creando un
incremento en la contaminación del ambiente interior como se demuestra en los noviembre
y enero. Algunos investigadores suponen que los interiores carecen hasta cierto punto de
contaminación y que, en el peor de los casos la composición del aire podría ser equivalente
a la del aire exterior (Johanning, et,al., 1993), sin embargo este comportamiento no se
presentó en este herbario y pudo deberse a la liberación constante de contaminantes del
personal de trabajo, al tránsito de personas, el materia de trabajo contaminado, metodología
de limpieza y periodicidad de la misma y la influencia que ejerce el ambiente esterior sobre
el ambiente interior, puesto que existe una diferencia significativa entre ambos ambientes
como se muestra en el gráfico 31.
III.2.2.2 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior de la sección de macrohongos del Herbario BIGU, con respecto a la
temperatura y porcentaje de humedad relativa.
En el interior de este local el personal se dedica a la manipulación, clasificación y
conservación de macrohongos endémicos del país, lo cual genera una estrecha interacción
entre los mismos, lo que puede conllevar a problemas en la salud humana por la exposición
por hongos saprofitos que se desarrollan sobre los especímenes resguardados. Además de lo
anterior, las condiciones del lugar como un ambiente cerrado, escasa ventilación, la falta de
aire acondicionado y deshumidificador influyen en el microclima que se desarrolla en el
interior y favorecer el crecimiento de microhongos, pudiendo llegar a presentar niveles
fúngicos elevados (Sanfeliu y Jordan 2005).
Como se observa en el gráfico 9, en el ambiente interior de este local se registró una
máxima concentración fúngica de 1630 UFC/m3 en diciembre, lo cual representa un valor
elevado según Rojas y otros en el 2002, quienes plantearon que para países de clima
tropical los niveles de contaminación fúngica en los ambientes interiores se encuentran
comúnmente en concentraciones de 1000 UFC/m3. Así mismo en este mes se registró el
mayor porcentaje de humedad relativa (67%) registrada durante los meses muestreados. Lo
anterior, concuerda con lo reportado por Michalski en el 2009, quien indicó que el
79
crecimiento fúngico es proporcional al porcentaje de humedad relativa, es decir que a
medida que la humedad relativa incrementa también incrementa el crecimiento fúngico. El
resto de los meses muestreados presentaron concentraciones por debajo de 1000 UFC/m3,
lo cual puede estar influenciado por la disminución del porcentaje de humedad relativa,
puesto que en octubre se registró la menor concentración fúngica (450 UFC/m3) y el menor
porcentaje de humedad relativa (55%). Así mismo, el porcentaje de humedad relativa se ve
afectado por la temperatura de manera inversamente proporcional (Michalski, 2009).Esto se
registró en el ambiente interior se registró en octubre (cuadro 8), que presento el menor
porcentaje de humedad relativa (55%) y la mayor temperatura (24 0C).
Los niveles de contaminación fúngica en el ambiente exterior se presentaron con una
concentración máxima durante octubre (2790 UFC/m3), este valor presenta similitud con
los niveles encontrados en el Herbario BIGU (gráfica 8). Tanto el Herbario BIGU, como la
sección de macrohongos del BIGU se encuentran localizados en el mismo edificio dentro
de la Ciudad Universitaria. Durante octubre se presentó un frente frío que favoreció el
ingreso de humedad, además de ser este el segundo mes del año 2011 que presentó mayor
precipitación de lluvias (385 mm) (INSIVUMEH, Reporte mensual), lo cual pudo afectar la
carga micológica, ya que según Maynard en el 2004, la concentración de la carga fúngica
en los ambientes externos, puede ser afectada por las condiciones meteorológicas. Por estas
razones es necesario implementar un sistema de aire acondicionado y deshumidificadores a
fin de mantener un porcentaje de humedad relativa y temperatura constantes.
Los resultados obtenidos en noviembre, diciembre y marzo, muestran que los niveles de
contaminación fúngica en el aire interior fue mayor a la carga fúngica obtenida en el aire
exterior. En este local la ventilación es de suma importancia ya que únicamente se cuentan
con ventanas de lisas y de paleta que colindan con un área verde las cuales se mantienen
abiertas durante la jornada laboral (dependiendo del trabajo a realizar y de factores
climatológicos), provocando que el aire que entra del exterior, no salga, creando un
incremento en la contaminación del ambiente interior. Esto corresponde con el estudio
realizado por Säteri en el año 2000, en el que determinó la influencia que ejercen las áreas
verdes, el suelo y las cuencas naturales sobre la contaminación microbiológica del aire,
donde encontró que en ambientes interiores cercanos a áreas verdes y cuencas de agua
presentaban un mayor índice de contaminación ambiental.
Otro factor a tomar en cuenta es la liberación constante de contaminantes
microbiológicos del personal de trabajo, al tránsito del mismo o bien al protocolo de
limpieza que se realiza.
III.2.2.3 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior de la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta MICG, y porcentaje de
humedad relativa.
Esta micoteca contiene colecciones de macrohongos nativos del país. Además, se
encuentra ocupada por investigadores con diferente horario laboral. Los datos que se
observan en el gráfico 10, indican que en cinco de los seis meses muestreados, se
registraron niveles que sobrepasaron las 1000 UFC/m3, lo que coincide con lo expuesto por
Rojasy otros en el 2002, quienes indicaron que esta concentración es común encontrarla en
80
los ambientes interiores. Sin embargo, a pesar de los valores reportados, ninguno alcanzó
las 2000 UFC/m3, que se han reportado como un factor de riesgo para la salud de los
ocupantes (Klanova, 2002).
En estudios anteriores se ha reportado que la humedad relativa se encuentra
directamente relacionada con el crecimiento de microhongos (Michalski, 2002), durante los
seis meses muestreados se encontró una mayor cantidad de hongos cuando se registró un
mayor porcentaje de humedad relativa y una menor carga fúngica cuando se estableció una
menor humedad relativa, debido a que la humedad es uno de los factores más importantes
para el desarrollo microbiano, ya que determina el agua disponible para la germinación de
esporas y el crecimiento microbiano (Valentín, 2003).
Otros factores que pueden influir en los niveles de hongos encontrados en el interior del
local son las actividades que allí se llevan a cabo como lo son la caracterización de
macrohongos y la ventilación, ya que al existir una deficiente ventilación o una
hermeticidad en el interior no se permite el intercambio del aire del interior al exteriory se
genera un estancamiento de éste y de esta manera se permite que los microorganismos
continúen reproduciéndose, por último la colonización y el crecimiento sobre la superficie
de los objetos que se encuentran en el interior, también pueden ser una importante fuente de
contaminación del aire interior (Petushkova & Kandyba, 1999).
Por lo anterior, es importante que a la micoteca se le dote de deshumidificadores y aire
acondicionado que ayuden a mantener estable el porcentaje de humedad relativa, también
es necesario realizar un monitoreo permanente de este parámetro para poder realizar ajustes
en los equipos. Según Michalski en el 2009, indica que al 60% de humedad relativa se
produce el crecimiento visible de microhongos en algunas superficies, por lo que en
períodos fluctuantes de humedad relativa por debajo del 55% el crecimiento se detiene.
Un factor de importancia en la micoteca, es la ventilación, ya que dentro de la colección
no hay ninguna fuente de entrada de aire más que la puerta de acceso a la colección, siendo
mayor la contaminación del ambiente interior a la del ambiente exterior en cuatro de los
meses muestreados. Esto coincide con los resultados obtenidos por Johanning, et, al., en el
año 1993 donde encontró que la presencia de contaminantes en muchos ambientes
interiores es superior a la prevista y además, se han identificado contaminantes diferentes a
los presentes en el aire exterior. En esto difiere del criterio establecido por Johanning, et.
al., en 1993.
III.2.2.4 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior del Index seminum, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad
relativa.
Los valores que se obtuvieron de los muestreos mensuales se presentan en el gráfico 11,
estos resultados indican un rango de 600-2300 UFC/m3 en el ambiente interior, el hecho
que exista una diferencia entre el mínimo y máximo valor de carga fúngica de 1700
UFC/m3 indican que las condiciones de este ambiente no se mantienen estables al pasar de
los meses. Las posibles causas de esta variación son la localización del Index
81
seminum,yaque los ambientes cercanos a áreas verdes presentan un mayor índice de
contaminación ambiental (Säteri 2000). Asimismo, la cercanía del Index seminun a la
avenida Reforma, una de las vías más transitadas permite que los microorganismos puedan
ser transportados por las partículas de polvo presentes en el aire exterior hacia el interior de
los locales a través de la ventilación y los visitantes (Gallo, 1996). Otro factor que puede
influir en la contaminación del ambiente interior es la limpieza, ya que al existir periodos
prolongados, sin realizar la misma de forma adecuada se permite la colonización y el
crecimiento sobre la superficie de los objetos que se encuentran en el interior, pudiendo ser
una importante fuente de contaminación del aire interior (Petushkova & Kandyba, 1999).
Utilizando el criterio de Klanova en el 2002, en febrero se registró un valor de 2300
UFC/m3, valor que puede representar un riesgo serio para la salud de los ocupantes de este
ambiente, no obstante, en el resto de los meses muestreados los valores estuvieron por
debajo de las 2000 UFC/m3. Es necesario realizar un monitoreo de la humedad relativa y
mantener valores estables para contribuir a minimizar la carga fúngica en el interior, ya que
se registraron valores en un rango de 51-66%, y se estableció la mayor carga fúngica
paralelamente al mayor porcentaje de humedad relativa. De acuerdo a Valentín en el 2003,
la humedad es uno de los factores más importantes para el desarrollo microbiano, ya que
determina el agua disponible para la germinación de esporas y el crecimiento microbiano.
El gráfico 11 muestra el comportamiento de los niveles de UFC/m3 el ambiente exterior
y se observa que tanto en febrero y diciembre se encontraron niveles elevados (1970 y 2300
UFC/m3 respectivamente), lo cual pudo estar influenciado por las condiciones
meteorológicas según Maynard en el 2004. De acuerdo al reporte mensual proporcionado
por el -INSIVUMEH-, en diciembre del año 2011 se inició bajo la influencia de un sistema
de alta presión, generando lloviznas, al igual que enfriamiento en meseta central y
altiplanos, la influencia de alta presión continuó sobre el territorio hasta mediados de mes,
generando entrada de humedad. En cuanto a febrero del 2012 inició con influencia débil de
alta presión, viento del norte e ingreso de humedad del mar Caribe, el viento del suroeste
provocó abundante nubosidad alta y redujo significativamente la radiación solar, por lo cual
se presentó un periodo con temperaturas diurnas reducidas y mucha humedad. Las
condiciones meteorológicas que se presentaron en ambos meses pudieron contribuir a los
niveles elevados de carga fúngica registrada.
Otros factores que pueden afectar la carga fúngica es la calidad de la limpieza, la
ventilación, la cantidad de personal en este local y el tránsito de personas dentro del
establecimiento. En este local se puede evidenciar claramente la influencia que tiene el
ambiente exterior sobre el ambiente interior ya que los niveles de contaminación fueron
mayores en el ambiente interior. La ventilación en este local es a través de ventanas de
paleta las cuales se mantienen abiertas en horario laboral según el trabajo que se realiza, las
cuales tienen orientación a un área verde bastante amplia motivo por el cual la recirculación
del aire no es continua; si a esto se le agrega que el tránsito del personal dentro del
establecimiento es abundante (de 6 a 8 personas, cuadro 25) y un inadecuado protocolo de
limpieza, es de esperar que exista un incremento en las concentraciones encontradas.
82
III.2.2.5 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior del Herbario USCG, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad
relativa.
El enfoque del Herbario USCG es la exploración botánica del país, la taxonomía,
ecología y biogeografía de la flora guatemalteca, en particular de la vegetación acuática y
se cuenta con la fecha con 13,500 registros y 20,000 especímenes en proceso de registro.
(Reseña histórica, 2011).
Los ambientes representan uno de los principales contaminantes que constituyen el aire
de ambientes exteriores y sobre todo de interiores. Siguiendo los criterios planteados por
Reynolds en 1990 y Reponen en 1992, se establece que para ambientes interiores en países
fríos los niveles permisibles de contaminación fúngica no deben sobrepasar los niveles de
500 UFC/m3 (gráfico 12), en el interior del Herbario USCG, se mantuvo una concentración
menor a este parámetro durante los seis meses muestreados. Sin embargo, Rojas en el 2002
plantea que para países de clima tropical los niveles de carga fúngica en los ambientes
interiores se encuentran comúnmente en concentraciones de 1000 UFC/m3, tomando en
cuenta estos parámetro, el herbario USCG continua presentando niveles por debajo de
dichos niveles a lo largo de los seis meses. Un factor que pudo contribuir a la carga fúngica
encontrada en este herbario es el uso de deshumidificadores y aire acondicionado que
permitieron tener un rango de 47-59% de humedad relativa, ya que de acuerdo a Michalski
en el 2009, en períodos intermitentes de humedad relativa por debajo del 55% el
crecimiento de hongos microscópicos se detiene. En este gráfico también se determinó que
la contaminación incremento a medida que el porcentaje de humedad relativa se elevó, y de
la misma manera, esta disminuye cuando la humedad desciende, lo cual concuerda con lo
publicado por Michalski, quien indicó que los niveles de crecimiento fúngico presentan una
relación directamente proporcional a la humedad relativa.
En el ambiente exterior (grafico 12) se registraron valores en un rango de 650-3580
UFC/m3, se encontraron los valores máximos en diciembre (2750 UFC/m
3) y febrero (3580
UFC/m3). Estos valores pudieron ser afectados por diferentes variables, las condiciones
meteorológicas fueron propuestas por Maynard en el 2004, lo cual concuerda con las
condiciones climáticas reportadas por el -INSIVUMEH- en los respectivos meses. En
diciembre del 2011 se registraron lloviznas, al igual que enfriamiento en meseta central y
altiplanos, la influencia de alta presión continuó sobre el territorio hasta mediados del mes,
generando entrada de humedad. En febrero del 2012 se inició con ingreso de humedad del
mar caribe, el viento del suroeste provocó abundante nubosidad alta y redujo
significativamente la radiación solar, Por lo cual, se presentó un periodo con temperaturas
diurnas reducidas y mucha humedad. También, se ha determinado la influencia que ejercen
las áreas verdes y se ha establecido que los ambientes cercanos presentan un mayor índice
de contaminación ambiental (Säteri, 2000), lo cual concuerda con la ubicación de este
herbario ya que se encuentra contiguo al Jardín Botánico del Centro de Estudios
Conservacionistas -CECON-.
Un factor importante en el Herbario USCG es que la colección tiene acceso restringido,
además de contar con aire acondicionado y deshumificadores que permiten tener un mejor
83
control sobre la temperatura y la humedad dentro de la colección, reflejándose en las bajas
concentraciones que se obtuvieron en el interior de este local
III.2.2.6 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior del MUSHNAT, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad
relativa.
El tema principal del MUSHNAT es la educación ambiental y este museo posee
colecciones minerales y zoológicas. Cuenta con doce salas de exposiciones sin embargo,
durante este estudio solamente se seleccionaron tres salas: el salón de rocas y minerales, la
sala de insectos y la sala de peces, al priorizar las áreas muestreadas en forma conjunta con
los encargados del museo.
Durante los muestreos se registraron valores de carga fúngica que variaron en un rango
de 510-2850 UFC/m3 (gráfico 13) en el ambiente interior, mientras que en el ambiente
exterior este rango fue de 180-1450 UFC/m3. Los valores del ambiente interior excedieron
en cada uno de los meses muestreados a los valores del ambiente exterior, lo cual puede
deberse a la falta de recambio del aire interno. Según el Instituto Nacional de Seguridad e
Higiene en el Trabajo de España, cuando la ventilación es incorrecta como consecuencia de
un aporte insuficiente de aire fresco exterior, puede haber una acumulación de
contaminantes de origen vario hasta unos niveles que resulten molestos para sus ocupantes.
El aporte de aire exterior ha de ser suficiente para diluir los contaminantes hasta niveles que
estén por debajo de la percepción humana y, evidentemente, de los considerados
perjudiciales para la salud (NTP 243, Ambientes cerrados, 2004). La ventilación
inadecuada puede deberse a las características inherentes a la edificación, como lo son
contar con una sola puerta y presentar ventanas lisas que pueden ser abiertas con bisagras,
pero las cuales se mantienen cerradas impidiendo de esta manera la ventilación. Además, la
falta de limpieza periódica y eficiente puede contribuir a la contaminación del interior del
museo.
En el ambiente interior se registraron valores por encima de 1500 UFC/m3 en cuatro de
los seis meses muestreados y en dos de los seis meses muestreados se encontraron valores
superiores a 2000 UFC/m3. Estos últimos registros pudieron afectar la salud de los
ocupantes de estos ambientes, porque se ha reportado que una concentración mayor a 2000
UFC/m3 puede representar un riesgo serio para la salud de los ocupantes (Klanova, 2002).
Los meses en los cuales se registraron los máximos valores de contaminación en este local
fueron octubre (2850 UFC/m3) y marzo (2390 UFC/m
3). Durante octubre finaliza el ciclo
escolar, entonces el museo inicia un período de poca actividad debido a que los principales
visitantes de este museo son escolares, esta razón pudo llevar a la falta limpieza en las
estanterías del museo y provocar el valor elevado de microhongos registrado. La
infraestructura de estas salas también pudo contribuir, ya que el techo es de Madera y
lámina, esta infraestructura pudo ser colonizada por hongos microscópicos.
El porcentaje de humedad relativa que se registró es el más alto encontrado en este
lugar durante los seis meses y como se ha mencionado anteriormente, el porcentaje de
humedad relativa está directamente relacionado con el crecimiento de microhongos
(Michalski, 2009), es decir que si la humedad relativa incrementa el desarrollo de
84
microhongos estará favorecido. El valor más bajo encontrado en el interior fue de 510
UFC/m3 (enero) lo cual pudo estar influenciado por el porcentaje de humedad relativa
encontrado (45%). En este mes se reinician las actividades académicas y por ello se realiza
una limpieza exhaustiva a fin de prepararse y recibir a los visitantes que en su mayoría son
de tipo escolar.
El ambiente exterior mantuvo niveles por debajo de 1500 UFC/m3 durante los seis
muestreos mensuales, se encontró el máximo en diciembre (1450 UFC/m3). Los valores del
interior están influenciados en baja medida por la contigüidad que existe entre el
MUSHNAT y el Jardín Botánico pues solamente uno de los tres puntos exteriores se
encuentra cercano al jardín, mientras que los restantes dos puntos se encuentran en los
corredores del museo.
En el ambiente interior se registró mayores concentraciones a lo largo de los muestreos
realizados, lo cual se debió a la poca periodicidad de limpieza y la poca efectividad de la
misma. Es importante también mencionar que en este local se permite el acceso a visitantes
además del personal por lo que el tránsito de personas es mayor, y existe poca
recirculación de aire ya que no cuentan con ventanas de ventilación sino, únicamente con
puestas de metal que están orientadas a las áreas verdes del jardín botánico.
A diferencia del ambiente externo que presentó menor contaminación, factores que
pudieron influir en esta localidad es el riego de los jardines que rodean los puntos de
muestreo escogidos en el ambiente exterior, lo que ocasionó un incremento en la humedad
relativa, sin ser necesario que con ello incremente la carga fúngica por ser un factor externo
el que provocó.
III.2.2.7 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior del MUSAC, con respecto a la temperatura y porcentaje de humedad
relativa.
Los datos obtenidos para el MUSAC (gráfico 15) indican que los valores del interior se
encuentran en un rango de 170-840 UFC/m3.Es importante mencionar que esta sala en la
actualidad no es utilizada como una entrada para los visitantes, sin embargo puede ser
visitada por contener en una de sus paredes un mural denominado “Tierra Fértil” y estar
contigua al auditórium del museo.
Como se mencionó con anterioridad el valor máximo encontrado en el interior fue de
840 UFC/m3, la razón de este valor puede ser que en diciembre se inician las actividades de
fin de año y no se reciben una gran afluencia de visitantes. Esto pudo originar
irregularidades en la periodicidad de la limpieza, además durante este mes también se
registró la máxima concentración fúngica del exterior (800 UFC/m3), factor que influyó en
la carga presentada en el interior, ya que los microorganismos pueden ser transportados por
las partículas de polvo presentes en el aire exterior hacia el interior de los locales a través
de la ventilación y los visitantes (Gallo et al., 1996; Vaillant & Valentín, 1996).
Se encontraron cuatro valores por debajo de las 500 UFC/m3 (gráfico 15), estos valores
puede estar influenciados por el uso de tres deshumidificadores que funcionan por la noche.
85
Esta medida disminuye el porcentaje de humedad relativa e intenta mantener valores
estables que como se ha estudiado ampliamente con anterioridad es uno de los factores más
importantes para el desarrollo microbiano, ya que determina el agua disponible para la
germinación de esporas y el crecimiento microbiano (Valentín, 2003). Lo anterior,
concuerda con lo propuesto por Michalski en el 2009, ya que se encontró un mayor
porcentaje de humedad relativa en diciembre (66%) y la mayor carga fúngica del interior
(840 UFC/m3). Sin embargo, el porcentaje de humedad relativa no es el único factor que
favorece la contaminación fúngica, también puede ser influenciada por la colonización y el
crecimiento sobre la superficie de los objetos que se encuentran en el interior (Petushkova
& Kandyba, 1999). Por último, todos los valores del interior que se registraron se
encuentran por debajo de las 1000 UFC/m3, que según los reportes recientes, plantean que
valores superiores a este se consideran contaminados (Indoor Air Quality, 2000; Eagle
Industrial Hygiene Associates, 2004; Cassares, 2007).
En cuanto al exterior, los valores oscilaron entre 290-800 UFC/m3 y de la misma
manera que en el exterior de la biblioteca, la máxima carga fúngica se observó en
diciembre, este comportamiento pudo estar influenciado por condiciones climáticas. Según
Lacey en 1981, los niveles de concentración de hongos microscópicos en el aire se
relacionan con las condiciones necesarias para su liberación (turbulencias, velocidad del
viento, difusión del calor por circulación e inversiones de temperatura). Al comparar estos
valores con los encontrados en el exterior del Herbario USCG (gráfico 12) en donde se
encontró un valor máximo de 3580 UFC/m3, se puede apreciar la manera en que los
alrededores pueden afectar el ambiente, ya que el herbario USCG se encuentra contiguo al
Jardín Botánico del CECON y los ambientes cercanos a áreas verdes presentaban un mayor
índice de contaminación ambiental debido a que una gran cantidad de hongos saprófitos se
encuentran adheridos a las plantas (Del Olmo, 2006).
La influencia que ejerce el ambiente exterior sobre este local es de suma importancia ya
que en este local la ventilación es por medio de ventanas lisas y de paleta de vidrio que se
mantienen cerradas ya que están ubicadas directamente a la calle donde el flujo de tránsito
vehicular es constante, liberando emisión de gases que son transportadores de
microorganismos al interior del local. A esto se le puede agregar que el local posee techo,
puertas y una pared de madera en la cual se dificulta la limpieza y hay acumulo de polvo
constante. Estos factores estructurales son una de las principales causas de la
contaminación cruzada de ambos ambientes.
III.2.2.8 Relación entre la carga microbiológica en el aire en el ambiente interior y
exterior de la biblioteca del MUSAC, con respecto a la temperatura y porcentaje de
humedad relativa.
Esta biblioteca “Del Libro Antiguo” contiene una colección de libros antiguos y tiene
por objetivo rescatar y poner a consulta libros editados desde el siglo XVII, hasta
publicaciones de mediados del siglo XX, descartados de las bibliotecas universitarias,
catalogados como patrimonio documental. Esta biblioteca se encuentra dividida en dos
plantas, una baja y otra alta. Durante los muestreos periódicos se encontraron valores en el
interior que oscilaron entre 390-1080 UFC/m3 y en el exterior 310-1010 UFC/m
3.
86
Solamente octubre sobrepasó las 1000 UFC/m3
que se ha indicado como la concentración
que normalmente se encuentra en ambientes interiores (Rojas y otros, 2002).
El ambiente interior de la biblioteca no representa un riesgo para la salud de los
ocupantes al no haber alcanzado en ninguno de los seis meses las 2000 UFC/m3 (Klanova,
2002). Una de las razones por las cuales los valores obtenidos se mantuvieron en un rango
aceptable, fue porque este lugar cuenta con dos deshumidificadores que contribuyen a
disminuir el porcentaje de humedad relativa. Como se ha mencionado, el porcentaje de
humedad relativa ha sido descrito con anterioridad y se ha indicado que esta favorece el
crecimiento de los hongos microscópicos (Michalski, 2009). Durante los muestreos en este
lugar se registró un máximo porcentaje de humedad relativa de 65% paralelamente a la
carga fúngica encontrada de 1080 UFC/m3 en octubre y el menor porcentaje de humedad
relativa fue de 55% juntamente con la menor carga fúngica encontrada 390 UFC/m3 en
marzo. Adicionalmente, la mayoría de los libros están contenidos en vitrinas cerradas que
facilitan la limpieza e impide que los contaminantes lleguen directamente a los libros.
El ambiente exterior presentó niveles por debajo de las 500 UFC/m3, en cinco de los seis
meses muestreados y la máxima carga fúngica encontrada fue de 1010 UFC/m3 valor que es
acompañado del máximo valor de humedad relativa 66%. La posible razón de los niveles
inferiores en el exterior en comparación con el ambiente interior, puede ser que los puntos
externos carecen de vegetación y las paredes de los corredores del museo son
constantemente pintadas, lo cual no permite el crecimiento extenso de las colonias fúngicas,
esto ha sido reportado con anterioridad por Säteri en el 2000, quien determinó la influencia
que ejercen las áreas verdes, el suelo y la cuencas naturales sobre la contaminación
microbiológica del aire. Säteri encontró que los ambientes cercanos a áreas verdes
presentaban un mayor índice de contaminación ambiental. Además, Johanning en 1993,
demostró que la presencia de contaminantes en muchos ambientes interiores es superior a la
prevista y se han identificado contaminantes diferentes a los presentes en el aire exterior.
Lo anterior se presentó en este lugar al haber encontrado una mayor contaminación fúngica
en el interior que en el exterior en cinco de los seis meses muestreados.
III.2.3.1 Géneros fúngicos aislados en el Herbario BIGU
a. Géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia
Los hongos son considerados entre los más importantes componentes de los aerosoles
biológicos presentes en el aire interior. Debido a que crecen en superficies húmedas en
forma de placas de moho, los hongos suelen poner en evidencia problemas de humedad y
de riesgo potencial para la salud en un edificio. El crecimiento de moho contribuye tanto en
número como en especie al moho del aire interior, que de lo contrario no estaría presente
(Miller, 1992, pp. 620-640). La concentración de esporas en el aire están influenciadas por
un gran número de factores biológicos y medioambientales que interaccionan entre ellos, de
este modo cada ambiente presenta su propia aeromicroflora (García& Uruburu, 2000, p.12)
(gráficos 16 y 17).
Se obtuvo un listado de los géneros encontrados con mayor frecuencia de aparición en
cada uno de los establecimientos, el cual incluye a Penicillium, Cladosporium y
87
Aspergillus como géneros predominantes en ambos ambientes a lo largo de todo el estudio,
en orden de frecuencia de aparición en el aire respectivamente. De los géneros identificados
algunos concuerdan con los detectados por Li & Kuo en 1994, quienes describen el
ambiente en casas subtropicales (Taiwán), en las cuales los grupos fúngicos predominantes
fueron Aspergillus sp, Zigomicetes, Cladosporium sp, Penicillium sp y levaduras. Según
Rosas, Calderon, Martinez, Ulloa y Lacey en 1997, al analizar concentraciones de
propágulos fúngicos en ambientes interiores y exteriores en la Ciudad de México, se
encontraron los géneros Cladosporium sp. yPenicillium sp.
De estos géneros fúngicos el de mayor frecuencia de aparición es Penicillium, hongo
filamentoso, con unas 200 especies que se desarrollan en lugares muy diversos,
cosmopolitas, tan comunes como los Aspergillus. Sus esporas son un componente habitual
de la aeromicroflora de interiores y exteriores. Por su contenido en enzimas son agentes de
degradación frecuente de casi todos los materiales orgánicos, sus conidios como los de
Aspergillus, están en todas partes, en el aire , en el suelo, sus colonias se desarrollan sobre
alimentos (frutas, especialmente cítricos, mermeladas, pan , textiles, papel, paredes,
madera). Ocasionalmente, algunas especies pueden comportarse como patógenos, causando
alergia, asma y alveolitis alérgica (Sáenz & Gutiérrez, 2003).
En el Herbario BIGU, el género Penicillium presentó a lo largo de los seis meses de
muestreo niveles de carga fúngica mayores a los reportados para los géneros Cladosporium
y Aspergillus, a excepción del mes de octubre, ya que en el ambiente interno se obtuvo un
valor de 13% y en marzo en donde el porcentaje de aislamiento en ambos ambientes, fue
menor en comparación con Cladosporium (gráficos 16 y 17). Confirmando lo expuesto por
Jacob, et al. en 2002, en donde mencionan que Penicillium y Cladosporium son los hongos
más comunes en ambientes interiores.
El género Cladosporium ocupó el segundo lugar de predominancia en los ambientes
interior y exterior del Herbario BIGU a excepción del mes de noviembre y diciembre en
donde predominó el género Aspergillus (gráficos 16 y 17). Este hongo se ha señalado junto
a Alternaria como un moho fundamentalmente de exterior (Jacob, et al., 2002, pp. 647-
653). Generalmente saprófito o parásito de plantas, son muy diferentes algunas de sus
especies y pueden descomponer la celulosa, la pectina y la lignina. Este género es
alergénico, está ampliamente descrito como productor de asma, e incluso de intervenir en
procesos micóticos pulmonares, producir cromoblastocis y lesiones neutrópicas. Se ha
observado su presencia durante todo el año, siendo menos frecuente en invierno (Esporas
atmosféricas en la comunidad de Madrid, s/f). En una recopilación bibliográfica de trabajos
sobre biodeterioro se encontró que los géneros responsables de causar el biodeterioro de
los libros, objetos de arte, material audiovisual, pintura, papel tapiz, madera, murales, pieles
y otros son: Penicillium sp., Aspergillus sp., Cladosporium sp. Y Chaetomium sp., aunque
el más severo es el Cladosporium sp. Siendo este último importante por ser biodeteriorante
de madera como puertas, mesas, archiveros y escritorios que se encuentran dentro del
mismo (Nugari, Realini y Roccardi, 1993, Vol. 9, N° 2-3, pp. 131-139) (anexo 32).
El género Aspergillus fue aislado en tercer lugar de frecuencia en el ambiente interior y
exterior del Herbario BIGU durante los meses de muestreo, a excepción de noviembre y
diciembre en donde predominó el género Cladosporium (gráficos 16 y 17). Esto debido a
88
que sus esporas se dispersan fácilmente en el aire, causando alergias por inhalación u otro
contacto con el hongo en sujetos alérgicos. En estas personas puede provocar asma
bronquial, rinitis, conjuntivitis o dermatitis. Adicionalmente se ha reportado que la gran
mayoría de los asmáticos muestran evidencias de sensibilización a especies de A. flavus,
A.niger y A. terreus, las que fueron encontradas durante el estudio en cantidades menores
(cuadro 12) (Jawetz, Melnick y Adelberg, 1984, p. 571), (Merck, Manual of Diagnosis and
Therapy, 1999).
Además, el A. flavus está asociado con aspergillosis en los pulmones y es identificado
ocasionalmente como la causa de infecciones en la córnea, otomicóticas, y en los senos
nasales. El A. niger ha sido reportado como causa de infecciones en la piel y pulmones, así
como es causa común de infecciones fúngicas en los ojos y otomicosis. El A. terreus está
asociado con aspergillosis en los pulmones y(o) diseminada, y ha sido encontrado en
otomicosis, infecciones en los ojos y onygo mycosis-infecciones en las uñas de los dedos
(Airbone fungal glossary, Mycological Aspects of Indoors Environmental Quality, 1996).
Cabe mencionar que por las condiciones que presentan los herbarios con elevada carga
de Aspergillus se podrían registrar casos de aspergilosis pulmonar, micosis causada por el
género Aspergillus. Afecta principalmente a nivel pulmonar, sin embargo también puede
ser diseminada, cutánea, ótica, oftálmica y puede causar una reacción de hipersensibilidad,
colonización o invasión. En el paciente inmunocomprometido, especialmente
neutropénico, la enfermedad adopta una forma invasiva y diseminada grave (Logemann,
1995, p 227). La mayoría de veces se adquiere por inhalación ya que el hongo es un
importante contaminante del ambiente. En casos especiales puede adquirirse por
traumatismo o por simple contacto con esporas del hongo, como la otomicosis (Braselli,
1996, pp.1-7).
b. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
El género Fusarium se reportó al en el cuarto lugar de frecuencia de aparición durante
los meses de muestreo, a excepción del ambiente interno del mes de octubre en donde no
aisló este género (cuadro 13 A). Este es común en la tierra y se aísla con frecuencia del aire
exterior, pero también se puede recoger de áreas interiores donde el ambiente es muy
húmedo. Los fusarios no compiten bien con las especies de Aspergillus y Penicillium
(Lacey 1989). Este género fúngico tiene una diversidad de nichos ecológicos entre los que
se encuentran los vegetales antes de la cosecha por su incidencia en el aire. Como persisten
en los productos almacenados, si la actividad del agua lo permite crecerán causando
alteraciones y a veces produciendo toxinas.
También, se aisló el género Paecilomyces únicamente en el ambiente exterior del
Herbario BIGU en un 3%, en diciembre (cuadro 13 A). Cabe resaltar que por el porcentaje
de aislamiento no produce ningún riesgo para la salud del personal que labora dentro del
herbario, así como para las colecciones que ahí se albergan. Este género pertenece a la
familia de los hongos filamentosos, al igual que Aspergillus, Penicillium y Fusarium
(García& Uruburu, 2000, p.12), se encuentra presente en suelos y materia orgánica en
descomposición y habitualmente es reconocido como agente infeccioso en animales e
insectos (Diven et al., 1996 pp. 779-781). Se ha determinado que a los hongos descritos
89
como patógenos en pacientes inmunocomprometidos (Candida y Aspergilllus), se agregan
otras especies menos conocidas como Mucor, Fusarium, Rhizopus, Alternaria y
Paecilomyces, constituyéndose estos últimos, en nuevos agentes infecciosos emergentes
(Perfect & Schell, 1996), (Alvarado & Romeo, 1994).
El género Rhyzopus estuvo presente en el ambiente interior del Herbario BIGU, en
diciembre y enero con porcentajes de 4 y 3 respectivamente. Y en el ambiente exterior en
los meses de enero y marzo con un valor del 1% (cuadro 13 A). Este hongo es uno de los
mucorales más frecuentes y tiene una distribución amplia en todo el planeta. Se encuentra
con frecuencia en suelos con arena, en el compost, en el polvo de las casas, en la pulpa de
la madera, el estiércol, panales de abejas, nidos y plumas de aves y en diferentes frutos y
semillas. Las esporas de estos hongos no son abundantes en el aire libre, aunque su
frecuencia aumenta en lugares donde hay humedad y se acumula vegetación muerta, como
es el caso del Herbario BIGU donde se almacenan colecciones de plantas de interés
científico. La exposición a concentraciones elevadas de esporangiosporas de Rhizopus se ha
descrito como causa de alveolitis alérgica extrínseca (pulmón del serrador) en serrerías
suecas (Calvo et al. 2000, pp.447-459).
El género Scopulariopsis presentó un porcentaje de aparición de 2% en el ambiente
exterior en el mes de enero en el Herbario BIGU (cuadro 13 A). Este género es el agente
causal de diversas infecciones en humanos (Hoog, et al., 2000). Provoca onicomicosis en
la uñas, lesiones de piel, micetomas, sinusitis invasiva (Kriese, Adderson, Grooch y Pavia,
1994, pp.317-319), queratitis, infecciones pulmonares, endocarditis y abscesos cerebrales.
Aunque se aisló este género en cantidades muy pequeñas, es importante conocer la carga
fúngica presente en el aire, así como la estación del año donde se encuentra favorecida su
esporulación y diseminación con mayor frecuencia debido a que las infecciones provocadas
por este hongo microscópico tienen una alta tasa de mortalidad.
Se aisló Syncephalastrum racemosum del ambiente interior del Herbario BIGU en
noviembre y febrero con porcentajes de 7 y 1 respectivamente (cuadro 13 A). Aunque esté
genero se aisló en porcentajes que no tienen significancia clínica, es importante resaltar que
este puede causar una infección respiratoria (Airbone fungal glossary, 1996).
En la mayoría de las muestras de aire interior se encuentran levaduras, y en ocasiones
pueden estar presentes en niveles elevados. Las levaduras se encuentran con frecuencia en
las hojas y las flores, aunque en número muy pequeño, siendo los insectos un importante
vector de diseminación de las mismas. Están sobre la epidermis de frutas y pueden penetrar
a los tejidos subyacentes como resultado de un daño mecánico. El suelo es un importante
reservorio, desde el cual pueden llegar a los alimentos, pero también suelen hallarse en el
agua de lagos y ríos. Su presencia depende de la temperatura, el pH, la humedad y la
disponibilidad de azúcares simples (Déak & Beuchat,cap. 7, 1996). Se aisló Candida
krusei/inconspicua en el ambiente interior del Herbario BIGU con un porcentaje del 2%.
Se obtuvo Cryptococcus humícola en el ambiente externo en marzo con un porcentaje del
2%. Rhodotorula estuvo presente en el ambiente interior y exterior de febrero en
porcentaje del 4%. En noviembre, también se aisló Cryptococcus albidus con un porcentaje
del 5 % (cuadro 13 A). Con esto, se denota que las esporas de estos géneros son muy
estrictas en cuanto a condiciones climáticas, ya que se aislaron en concentraciones muy
90
bajas. Sin embargo, su importancia radica en que son consideradas como los agentes
causales de criptococosis humanas (McCurdy y Morrow, 2001, pp.65-66).
Las levaduras rosas como Rhodotorula son componentes destacados que se encuentran
en suspensión en el aire y también pueden aislarse de superficies afectadas por mohos. Los
herbarios proporcionan numerosos nichos o rincones que contienen el material orgánico
muerto que sirve como nutriente a la mayoría de los hongos para su crecimiento y
producción de esporas. Los nutrientes están presentes en materiales como los siguientes:
madera, plantas, papel, pintura y otros revestimientos de superficies, mobiliario como
alfombras y muebles tapizados, tierra de macetas, polvo, escamas de piel y secreciones de
seres humanos y de otros animales y en alimentos cocinados y sus ingredientes crudos
(Aranguez, Ordoñez y Serrano J, 1999). Este género se aisló en el ambiente interno y
externo en febrero con un valor del 4% (cuadro 13 A).
Es importante caracterizar los géneros fúngicos, para así saber la calidad de aire, ya que
algunos de estos son considerados patógenos; por lo que debe controlarse su presencia en el
aire interior de los museos, herbarios y colecciones de interés científico. Por otra parte, se
indica la cantidad de géneros que no pudieron ser caracterizados en las gráfica 13, aunque
se observaron algunas de sus características microscópicas, no se logró identificar el género
por la falta de información suficiente y problemas en el aislamiento. Por lo que únicamente
fueron identificados como morfoespecies.
III.2.3.2 Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia en la sección de macrohongos
del Herbario BIGU
a. Géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia
En el gráfico 18 se observa la variación del género Penicillium a lo largo de los seis
meses de muestreo, siendo este el género predominante en comparación con Cladosporium
y Aspergillus. La alta frecuencia de Penicillium en el ambiente exterior, puede deberse al
hecho reportado por un estudio donde demuestran que este género junto con Alternaria,
Cladosporium, Epiccocum y Fusarium, puede tener esporas adheridas en las plantas (Díaz,
Gutiérrez, Gutiérrez, González, Vidal, Zaragoza y Calderón, 2010) y por la ubicación de
dicha sección de macrohongos del BIGU se encuentra rodeado de árboles y plantas, factor
que pudo favorecer lo expuesto.
En el ambiente interior de la sección de macrohongos del BIGU se observa que el
género predominante a lo largo de los meses de muestro fue Penicillium a excepción del
mes de marzo donde ocupó el tercer lugar en predominancia (gráfico 19). Se ha reportado
que ocasionalmente, algunas especies de este género pueden comportarse como patógenos,
causando alergia, asma y alveolitis alérgica (Sáenz & Gutiérrez, 2003).
En segundo lugar de predominancia se encontró al género Cladosporium en el ambiente
interior y exterior de la sección de macrohongos del herbario BIGU (gráficos 18 y 19). A
excepción de marzo cuando este género ocupó el primer lugar en porcentaje de aparición.
La razón de su frecuencia en estos meses se ve respaldada principalmente por las
91
condiciones climáticas presentadas en estas fechas, ya que las esporas de Cladosporium, al
igual que las de Penicillium y Aspergillus son clasificadas como mitospóricas, lo que
conlleva que su crecimiento y propagación se vea favorecida por la desecación y altas
temperaturas (Calderón, Lacey, McCartney & Rosas, 1997) como las presentadas en marzo.
Coincide igualmente con los resultados de una base de datos existente en Cataluña en la
que se publica la cantidad de esporas ambientales por metro cuadrado recogidas en la
ciudad de Barcelona y que sitúa a Cladosporium como un género abundante durante todo el
año (González, Candau, González y Romero, 1992).
Aspergillus ocupó el tercer lugar en frecuencia de aparición, tanto en el ambiente
interno como externo (gráficos 18 y 19). En particular, el género Aspergillus es uno de los
de mayor interés clínico, pues posee especies que son capaces de provocar una gran
cantidad de afectaciones a las personas tales como alergias, queratitis y aspergilosis severa
(Latge, 1999; Gost et al., 2003).
b. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
En cuarto lugar se encuentra el género Fusarium, este se aisló en los meses de octubre a
febrero, a excepción del ambiente interno en el mes de febrero (gráfico 13 A). Este género
requiere para germinar fuentes exógenas de nutrientes, por lo que son muy sensibles al
antagonismo, pero su distribución casi universal indica la omnipresencia de los
microambientes específicos.Las especies de Fusarium son predominantes en estudios
aerobiológicos en prácticamente todo el mundo. Se distribuyen en numerosas plantas y
están presentes en diferentes tipos de suelo. Pueden ser importantes fitopatógenos del arroz,
caña de azúcar, sorgo y maíz (Smith, 2002, p. 31).
El género Rhizopus se aisló únicamente en el ambiente interno en febrero y marzo en
porcentaje de 1 y 16 respectivamente (gráfico 13 A). Este hongo es uno de los mucorales
más frecuentes y tiene una distribución amplia en todo el planeta. Se encuentra con
frecuencia en suelos con arena, en el compost, en el polvo de las casas, en la pulpa de la
madera, el estiércol, panales de abejas, nidos y plumas de aves y en diferentes frutos y
semillas (Calvo et al. 2000, pp.447-459).
El género Mucor se asiló únicamente en noviembre en el ambiente interno (gráfico 13
A).Este es un hongo saprófito ubicuo de distribución geográfica universal que se encuentra
en el moho de las frutas, pan, desechos orgánicos variados y también en cintas adhesivas no
estériles. La mucormicosis es una infección oportunista poco frecuente de evolución aguda
y potencialmente fatal causada por hongos del orden de los mucorales (Cangiano, Longo y
Cangiano, 1998, p 613).
También, se aislaron levaduras del género Candida como Candida famata en el mes de
febrero en el ambiente externo y C. guillermondii en el ambiente interno y externo del
mismo mes (cuadro 13 A). La candidiasis es una micosis causada por diversas especies de
levaduras de este género. Cualquier tejido puede ser afectado, por lo que se presentan
diversos cuadros clínicos, cada uno de ellos asociado directamente al estado inmunológico
del paciente. Las candidiasis de mucosas y piel son las más frecuentes, mientras que las
92
sistémicas son de evolución aguda o crónica y generalmente severas (Vazquez & Sobel,
2011 pp.167-206).
Se aisló Crytococcus albidus en el ambiente externo en noviembre y C. laurentii en el
ambiente interno en noviembre y marzo (cuadro 13 A). La Criptococosises una infección
que se adquiere por vía respiratoria, causada por levaduras del género Cryptococcus. Las
especies más frecuentes son C. neoformans y C. gattii, pero otras como C. terreus, C.
laurentii o C. albidus pueden ser en algunos casos el agente etiológico. Las levaduras se
encuentran en el ambiente reciclando el material orgánico, pero también se desarrollan en el
intestino de diversas aves como palomas, pericos o halcones, probablemente debido a la
elevada temperatura corporal de las aves. El desarrollo del hongo es muy limitado y no les
causa enfermedad, sin embargo las deyecciones de las aves diseminan al agente en todos
los hábitats visitados por ellas. La enfermedad afecta principalmente a personas con
inmunosupresión muy severa, incluso puede ser causa de la muerte. La distribución amplia
del agente hace prácticamente imposible evitar su contacto de manera habitual, aunque la
infección se adquiere principalmente por inhalación de las levaduras que son abundantes en
las excretas de las aves (Lagrou et al., 2005, pp. 385-388).
III.2.3.3 Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia en la Micoteca Lic. Rubén
Mayorga Peralta MICG
c. Géneros fúngicos aislados con mayor frecuencia
En el gráfico 20 se presenta a Penicillium como el género fúngico con mayor
predominancia en el ambiente externo de la Micoteca. Presentó los porcentajes más
elevados de aparición de noviembre a febrero, característicos por ser meses fríos y húmedos
y febrero un mes con cambios climáticos muy variable. Se justifica por el hecho de que
pertenece al grupo de hongos mitospóricos, por lo tanto su frecuencia no discrimina una
temporada climática específica (Calderón y otros, 1997). Según Florian & Mannigan en
2000 y Lugauskas et al. en 2003, los géneros Aspergilus y Penicillium tienen distribución
cosmopolita y elevada adaptabilidad metabólica.
Así mismo, en el gráfico 21 se observa que en el ambiente interno de la Micoteca el
género predominante fue nuevamente Penicillium, coincidiendo con lo reportado para el
ambiente externo, dejando así en evidencia que el flujo de aire manejado en el interior, está
en codependencia del ambiente exterior, lo que genera gran preocupación, ya que como se
ha mencionado los hongos de interior, y en especial Penicillium, tienen un papel
protagonista en el desarrollo de alergias. Es un hongo saprófito que se alimenta de
desechos, encontrado de preferencia en interiores. Su nutrición comprende comidas
descompuestas, quesos, entre otros.
La importancia de este género radica en que ha sido reportado como agente causal de
penicilosis broncopulmonar, de infecciones del oído externo (Arenas, 1993), neumonitis
por hipersensibilidad, alveolitis alérgica en individuos susceptibles y se ha reportado como
alergénico a nivel de piel. También ha sido reportado como contaminante común de varios
93
sustratos, como es el caso de los materiales poliméricos, responsable de micotoxicosis y
micosis. Además, es útil en la industria y en procesos de fermentación de alimentos.
Como segundo género predominante en el exterior de la Micoteca se encuentra
Cladosporium (gráfico 20), que presentó su pico máximo en marzo con un 59%. Este
hongo se ha señalado junto a Alternaria como un moho fundamentalmente de exterior
(Jacob, et al., 2002, pp. 647-653). Generalmente saprófito o parásito de plantas muy
diferentes algunas de sus especies pueden descomponer la celulosa, la pectina y la lignina.
En el gráfico 21 se observa que en el ambiente interior Cladosporium también ocupó el
segundo lugar en frecuencia de aparición. Este género tiene capacidad de producir
trastornos alérgicos en el hombre, además su elevada concentración podría potenciar la
respuesta inmunológica de aquellas personas sensibles a otros géneros fúngicos patógenos
oportunistas como Penicillium, Aspergillus y otros géneros con menor frecuencia de
aparición a lo largo del estudio (Garcia & Uruburu, 2000, pp.6-12).
Como tercer género de alta frecuencia se aisló Aspergillus en el ambiente interno y
externo de la Micoteca (gráficos 20 y 21). Sus esporas se dispersan fácilmente en el aire,
pueden causar alergias debido a la inhalación u otro contacto con el hongo, en sujetos
alérgicos. Estos pueden manifestarse como asma bronquial, rinitis, conjuntivitis o
dermatitis. Adicionalmente, se ha reportado que la gran mayoría de los asmáticos muestran
evidencias de sensibilización a especies de A. flavus, A.niger y A. terreus, las que fueron
encontradas durante el estudio en cantidades menores (cuadro 12) (Jawetz, Melnick y
Adelberg, 1984, p. 571), (Merck, Manual of Diagnosis and Therapy, 1999).
d. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
Se reportó al género Fusarium en el cuarto lugar de frecuencia de aparición durante los
meses de muestreo (cuadro 13 B). Debe evitarse la presencia de Fusarium en el aire interior
y exterior, ya que pueden formar micotoxinas. La persistencia de los fusarios en el suelo
durante uno a varios años se debe, principalmente, a la presencia de los clamidosporas.
Estos requieren para germinar fuentes exógenas de nutrientes, por lo que son muy sensibles
al antagonismo, pero su distribución casi universal indica la omnipresencia de los
microambientes específicos. La tolerancia de algunos fusarios, tales como: F. oxysporum y
F. solani, a una alta presión parcial de CO2, permite el aislamiento selectivo de los mismos
a partir de algunos substratos muy poblados (Griffin, 1973, pp. 57, 90, 135). Los fusarios
no compiten bien con las especies de Aspergillus y Penicillium (Lacey, 1989, pp. 11S-25S),
esta es una de las razones por las cuales, se registró un bajo índice de representantes de este
género en esta investigación, ya que Aspergillus y Penicillium son géneros que
predominaron a lo largo del estudio.
Se aisló Rhizopus en el ambiente interno de la Micoteca en octubre con un porcentaje
de 11 (gráfico 13 B). Las esporas de estos hongos no son abundantes en el aire libre,
aunque su frecuencia aumenta en lugares donde hay humedad y se acumula vegetación
muerta. La exposición a concentraciones elevadas de esporangiosporas de Rhizopus, se ha
descrito como causa de alveolitis alérgica extrínseca (pulmón de serrador) en serrerías
suecas (Calvo, et al. 2000, pp. 447-459).
94
El género Scopulariopsis se aisló en un 5% en noviembre en el ambiente externo. Con
esto, se denota que las esporas de este género son muy estrictas en cuanto a condiciones
climáticas (cuadro 13 B). Este género es el agente causal de diversas infecciones en
humanos, puede provocar onicomicosis en las uñas, lesiones de piel, micetomas, sinusitis
invasiva (Kriesel, Adderson, Grooch y Pavia, 1994, pp.317-319), queratitis, infecciones
pulmonares, endocarditis y abscesos cerebrales. Las infecciones invasivas provocadas por
representantes de este género suelen presentarse con mayor frecuencia en pacientes
inmucomprometidos (Morrison, Haake y Weisdorf, 1993, pp. 78-89).
Se aisló Cryptococcus albidus en un 1% en el ambiente interno en el mes de enero
(cuadro 13 B). Cabe mencionar que algunas especies de levaduras pertenecientes al género
Cryptococcus, han establecido diversas asociaciones ecológicas con sustratos vegetales.
Crypstococcus neoformans, C. gattii y en menor frecuencia C.albidus, C. laurentti y C.
uniguttulatus, son considerados como agentes etiológicos de la criptococosis humana
(McCurdy y Morrow, 2001, pp.65-66).
III.2.3.4 Géneros fúngicos aislados en el Index Seminum
a. Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia
La frecuencia de aislamientos de los hongos caracterizados mensualmente y
discriminados por su porcentaje de aparición en el exterior, en el Index Seminum, se
muestran en el gráfico 22. Como puede observarse el género Cladosporium ocupó el primer
lugar en los conteos de diciembre a marzo, exceptuando enero. Las razones de la alta
frecuencia en estos meses se ve respaldada principalmente por las condiciones climáticas
presentadas en estas fechas, ya que las esporas de Cladosporium, al igual que las de
Penicillium y Aspergillus, son clasificadas como mitospóricas, lo que conlleva que su
crecimiento y propagación se vea favorecida por la desecación y altas temperaturas
(Calderón, Lacey, McCartney & Rosas, 1997) como las presentadas en marzo.
En el mismo contexto, los meses de diciembre que es considerado como frío y febrero
como variante, la frecuencia de esporas de este género no se ve afectada, ya que esta
clasificación de mitospórico, le brinda la capacidad de propagación en temporada fría y
seca, tal como lo menciona Calderón y otros (1997), en un estudio realizado en la ciudad de
México.
Por otra parte, dado que la ubicación del Index seminum, tiene comunicación directa
con el Jardín Botánico, puede considerarse que éste último, influyó fuertemente en la
concentración de esporas fúngicas capturadas en el ambiente exterior, ya que la mayoría de
especies pertenecientes a este género son consideradas saprófitas y crecen sobre plantas o
materia orgánica del suelo llegando a ser algunas fitopatógenas (Emberlin, Newman &
Bryant, 1995; Angulo, Mediavilla, Bustos y Domínguez, 1999). Sin embargo, la mayoría
destacan por su importancia alergógena debido a las altas concentraciones que alcanzan sus
conidios, tanto en el interior de edificios como en exteriores (Emberlin y otros, 1995;
Angulo y otros, 1999), ya que estudios realizados en diferentes países y ciudades han
comprobado que las esporas del tipo Cladosporium son las más frecuentes en muestras
aerobiológicas (Rosas, Calderón, Martínez, Ulloa, &Lacey, 1997; Rutherford, Owen
95
&Simpson, 1997; Fernández, Valencia, Molnar, Vega & Sagües, 1998; Mediavilla, Angulo,
Infante, Comtois & Domínguez, 1998), pudiendo ser éstas, las responsables del elevado
porcentaje de pacientes sensibilizados a estos aeroalergenos y diagnosticados con
problemas de alergia (Eggleston, Rosenstreich, Slavin & Malveaux, 1998; Hasnain, Al-
Frayh, Gad-El-Rab, & Al-Sedairy, 1998; Mediavilla y otros, 1998).
Al mismo tiempo, los valores obtenidos para este género en el ambiente interior
(gráfico 23) mantienen el predominio en los mismos meses reportados para exterior. Estos
valores muestran la perfecta relación que ejerce el ambiente exterior en el interior, ya que
dada la infraestructura presentada en este centro científico, la circulación de aire manejada
en el interior, mantiene una dependencia directa con el aire proveniente del exterior. Sin
embargo, dado que se trata de un ambiente interno donde el personal pasa la mayor parte
del tiempo, los niveles altos de Cladosporium, durante estos meses desencadena gran
preocupación, ya que la inhalación de esporas fúngicas de género, puede provocar una
variedad de síntomas respiratorios, como rinitis alérgica, asma, bronquitis crónica, etc., que
dependen de la especie, de las condiciones, tanto del medio en el que se desarrolla el hongo
como climáticas, y de la reactividad inmunológica del personal. (Eggleston y otros, 1998;
Hasnain y otros, 1998; Mediavilla y otros, 1998).
Como segundo género predominante en el ambiente exterior del Index seminum (gráfica
22), se presenta Penicillium, con altos conteos en noviembre y enero, siendo este último el
más elevado. Esto podría justificarse por el hecho antes mencionado de que pertenece al
grupo de hongos mitospóricos, por lo tanto su frecuencia no discrimina una temporada
climática específica (Calderón y otros, 1997), ya que como se sabe, noviembre y enero son
considerados meses con mucho viento y humedad. Además son relativamente fríos. Sin
embargo, un tercer mes con estado climático variante, se suma a la frecuencia de aparición
de este género y es febrero, lo que sustenta nuevamente lo expuesto por Calderón y otros en
1997. Otra razón por la cual Penicillium mantiene una alta frecuencia en el ambiente
exterior, puede deberse al hecho reportado por un estudio donde demuestran que este
género junto con Alternaria, Cladosporium, Epiccocum y Fusarium, puede tener esporas
adheridas en las plantas (Díaz, Gutiérrez, Gutiérrez, González, Vidal, Zaragoza y
Calderón, 2010) y dado que los puntos externos están en el Jardín Botánico, su porcentaje
fue alto.
Por otra parte, referente al ambiente interior del Index seminum (gráfico 23),
Penicillium coincidió con los porcentajes elevados en los mismo meses reportados para el
exterior, lo que nuevamente deja en evidencia que el flujo de aire manejado en el interior,
está en codependencia del ambiente exterior, lo que genera gran preocupación, ya que
como se ha mencionado los hongos de interior, y en especial Penicillium, tienen un papel
protagonista en el desarrollo de alergias puesto que un hábitat con unas características
como la presentadas en el Index seminum (puertas y ventanas anexas al Jardín Botánico y
sin protección de malla),pueden determinar y favorecer la presencia de esporas fúngicas en
una elevada concentración que puede llegar a inducir una sensibilización en el personal que
labora en tal recinto (Bartra, 2003). Además cabe resaltar, que Penicillium, producen gran
cantidad de conidios que fácilmente son aerotransportados y pueden alojarse en los cuerpos
de fructificación de muchas plantas (semillas) y dada la especialidad de tal lugar, las
96
semillas, forman parte fundamental del material de trabajo (Garret, Hooper, Cole y Hooper,
1997).
Como tercer género de alta frecuencia en el ambiente exterior del Index seminum, se
encuentra Aspergillus, que a pesar de haberse presentado en menor porcentaje que los dos
géneros antes mencionados, no deja de generar gran interés, ya que como los anteriores,
también se clasifica como hongo mitospórico. Los valores reportados en el gráfico 22,
muestran que dicho género, presentó sus valores máximos en el mes de octubre,
considerándose éste un mes relativamente frío dada la aproximación de la temporada de
invierno. Dichos valores coinciden con los reportados en Estados Unidos por Shelton y
otros en el 2002, quienes encontraron concentraciones de este género en invierno, juntos
con otros géneros como Cladosporium, Penicillium, y Stachybotrys chartarum.
Estos resultados, junto con los presentados en esta investigación, permiten correlacionar
que la variación cuantitativa de hongos dispersos en el aire, como Aspergillus, debe su
presencia o ausencia a factores como temperatura, humedad relativa, época del año,
ubicación geográfica entre otros (Calderón y otros 1997 Gage, Isard & Colunga, 1999;
Hoff, Ballmer–Weber, Niggemann, Cistero–Bahima, Moncin & Conti, 2003), ya que en el
ambiente interior (tabla 18) el pico máximo se encuentra en el mes de marzo, que es
considerado como caluroso, esto diverge con el ambiente exterior. Además, tales resultados
pueden evidenciar que la tendencia de frecuencia, en el ambiente interior (gráfico 23),
mantiene niveles relativamente bajos en comparación con los del ambiente exterior (gráfico
22), justificando que la aparición de este género, es más frecuente en exteriores que en
espacios intramuros.
Si bien, los dos géneros antes mencionados mostraban una coincidencia en la aparición
mensual, se hace excepción ante este último género, posiblemente debido a la vida saprobia
que presenta, por lo cual su principal fuente de sustrato (materia orgánica) se encuentra en
el exterior.
b. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
Finalmente, además de los géneros fúngicos frecuentemente caracterizados en los
locales, existen otros que presentaron un bajo porcentaje de aislamientos (cuadro 13 B).
Entre estos figura Candida famata, quien fue aislada en el interior del Index Seminum, en el
mes de febrero y ha sido relacionada con endoftalmitis, peritonitis y fungemia (Rao,
Nerenberg y Forster, 1991). Otras especies poco frecuentemente aisladas fueron
Cryptococcus albidus, en noviembre en el exterior yCryptococcus humícola, en marzo en el
interior. Estas especies han sido aisladas y reportadas por Krumholz en 1972,
principalmente de la naturaleza y se les ha implicado en infecciones respiratorias severas,
del sistema nervioso central y en fungemias, como lo asegura el autor.
Adicionalmente, el género Fusarium sp., como se ha mencionado, por su carácter
saprobio, su porcentaje de aparición fue un poco más frecuente que el resto de géneros,
presentándose en ambos ambientes de octubre a diciembre y se presentó en el interior, en el
mes febrero y en el exterior en el mes de marzo.Al mismo tiempo Rhizopus oryzae también
ha presentado una baja frecuencia de aparición. Este género como lo asegura Samson,
Hoekstra, Frisvad y Filtenborg en 1995, se ve frecuentemente aislado de suelos, agua
97
contaminada y material vegetal, coincidiendo con el material de trabajo de éste local.
Además de R.oryzae, las especiesScopulariopsis brevicaulis y Prototheca
wickerhamiipresentaronuna baja frecuencia. Sin embargo, su importancia radica en que son
consideradas como los agentes causales de onicomicosis, según lo reportado por varios
autores en un estudio realizado en España (Torres, López, Lecha, Pueyo y Ruis, 1999) y
otro en Barcelona (Madrenys, Torres y Urrea, 1996).
III.2.3.5 Géneros fúngicos aislados en e l Herbario USCG
a. Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia
Las esporas de los hongos representan el grupo más numeroso en cuanto a
contaminación biológica en ambientes interiores y exteriores, los hongos alcanzan
concentraciones muy significativas en determinadas épocas del año (gráficos 24 y 25) y son
los responsables de un elevado porcentaje de pacientes sensibilizados, los niveles de
esporas fúngicas dependen de las condiciones del medio en el que este se desarrolla
(Sabariego, Díaz y Alba, 2004, pp. 121-127). Las concentraciones de las aerosporas
fúngicas se encuentran influenciadas por un gran número de factores biológicos y
medioambientales que interaccionan entre sí, creando de este modo para cada ambiente su
propia aeromicroflora (García, 2004)
Los resultados demuestran la presencia de microhongos en el ambiente de los sitios
propuestos para el estudio, por lo que se consideró importante determinar los géneros
presentes tanto en ambientes interiores como exteriores a lo largo de todo el estudio. Por
esta razón, se determinaron los géneros predominantes tanto en el ambiente interior como
exterior en el Herbario USCG, encontrando que los tres géneros principales corresponden a
Penicillium sp., Cladosporium sp. yAspergillussp., coincidiendo con lo publicado por otros
autores (Esquivel, Mangiaterra, Giusano & Sosa, 2003; Calizaya, Salazar y Silva, 2010;
Soto, Rosa, Murcia, Franco, Soler, Cansado,… Gacto, 2009), quienes designaron estos
hongos como los géneros predominantes.
El comportamiento de los hongos para los ambientes del Herbario -USCG- durante los
seis meses muestreados (gráficos 24 y 25) muestran que Penicillium sp. fue el que presentó
la mayor frecuencia en ambientes exteriores (octubre, noviembre, enero y marzo) e
interiores (noviembre, diciembre y enero), lo cual coincide con Pitt, J en el año 1986, quien
denomina a esta como la especie común en ambientes exteriores, por la gran cantidad de
conidios fácilmente aerotransportadas, demostrando su alta frecuencia en condiciones
secas, ya que sus conidios han mostrado la capacidad de sobrevivir a la desecación. Sin
embargo, las esporas de este hongo son de gran abundancia también en época lluviosa y fría
según lo planteado por Calderón y otros en 1997, lo cual explica la elevada frecuencia de
este género en meses considerados fríos como lo son noviembre, diciembre y enero, así
como en la época seca, como lo es el mes de marzo, sumando al hecho que este hongo por
ser saprófito ha sido reportado como contaminante común en la mayoría de sustratos del
mundo (Arenas, 2003).
El segundo género de mayor prevalencia para el ambiente exterior correspondió a
Cladosporium sp. En un estudios realizados en diferentes ciudades españolas se reportó que
98
las esporas de este género son las más frecuentes en muestras aerobiológicas (Rosas,
Calderón, Martínez, Ulloa & Lacey, 1997; Rutherford, Owen & Simpson, 1997; Fernández,
Valencia, Molinar, Vega. & Sagües, 1998; Mediavilla, Angulo, Infante, Comtois, &
Domínguez, 1998). El género Cladosporium sp. presentó sus picos más altos en los meses
de diciembre y febrero para el ambiente exterior (gráfico 24) y octubre, febrero y marzo
para el ambiente interior (gráfico 25), lo cual coincide con lo que se ha comentado con
anterioridad, pues las esporas de este género mitospórico se encuentra en altas
concentraciones tanto en los meses fríos (diciembre) como en meses cálidos (octubre,
febrero y marzo ). Por otra parte, la mayoría de especies de este género son saprófitas sobre
plantas o materia orgánica del suelo, siendo algunas fitopatógenas, (Emberlin, Newman &
Bryant, 1995; Angulo, Mediavilla, Bustos & Domínguez, 1999) lo cual destaca la
importancia de mantener controladas las altas concentraciones que alcanzan sus conidios en
el ambiente de este centro que resguarda importantes especímenes botánicos
Por último, el género Aspergillus sp. presentó su pico más alto de crecimiento en
octubre y febrero para el ambiente interior y en marzo para el ambiente interior, lo cual
concuerda con lo expuesto por Calderón y otros en el año 1997, que reportan que las
esporas de este hongo mantuvieron sus picos máximos en los meses donde la temperatura
fue mucho mayor, lo cual coincide con los meses de verano como lo es octubre , febrero y
marzo (gráfica 16 y 17), con lo que nuevamente se resalta la preferencia de este género, a
los climas considerados como cálidos. En síntesis, la predominancia de los hongos
Penicillium sp., Cladosporium sp., y Aspergillus sp. se puede atribuir a lo expuesto en un
estudio de caracterización aerobiológica en presencia de cubiertas vegetales en la ciudad de
México, dondedichos géneros presentaron mayor frecuencia en presencia de plantas (Rojas,
Gutiérez, González,Vidal & Zaragoza, 2010).
b. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
El cuadro 13 C, muestra los género de menor frecuencia, mostrando que los mucorales
presentaron un mayor porcentaje de aislamientos, del cual Mucor sp. fue el género
dominante, esto pudo deberse a que es un hongo saprófito, el cual coloniza gran cantidad de
sustratos, principalmente en los ambientes interiores. A sí mismo, Fusarium sp. y otros
géneros como Syncephalastrum racemosum, se aislaron en una misma proporción, donde el
primero en mención, presenta un óptimo desarrollo a bajas temperatura, siendo esta la
principal razón de su desarrollo en octubre y diciembre (Herrero y otros, 1996), además de
esto dicho hongo es de carácter fitopatógeno, constituyendo este un contaminante en este
tipo de ambientes (Milagros, C. y Nieves, R., 1994). En cuanto a las levaduras aisladas, se
pueden mencionar las especies de Rhodotorula minuta y Rhodotorula mucilaginosa, las
cuales son un componente destacado de la microbiota en suspensión en el aire y también de
superficies afectadas por mohos (Flanninga, 1992).
III.2.3.6 Géneros fúngicos aislados en el MUSHNAT
a. Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia
Los tres géneros predominantes en el MUSHNAT tanto en el interior como en el
exterior fueron Penicillium sp., Cladosporium sp. y Aspergillus sp. como se puede apreciar
99
en la gráfica 20, Penicillium sp. presentó el mayor porcentaje en octubre, noviembre y
enero, los primeros dos meses son considerados meses lluviosos, por lo que la humedad
elevada que se pueda presentar en estos meses, más la acumulación de polvo y de
materiales orgánicos presentes en este lugar, pudieron promover un mayor desarrollo de
este género (Gómez, Zarante, Martínez, Valdivieso, Rubio, Tarazona y Sánchez, 2005).
Otra característica de Penicilliumsp. es la capacidad de producción de grandes cantidades
de conidios que son fácilmente trasportados por el aire (Esquivel, Mangiaterra, Giusiano, y
Sosa, 2003).
Cladosporiumsp. se registró en seis meses de muestreo, esto concuerda con otros
estudios, los cuales mencionan que este género se puede encontrar durante todo el año,
pero se muestra un aumento durante los meses secos, lo que concuerda con lo encontrado,
ya que hubo un incremento en su porcentaje durante los meses de febrero y marzo, lo
cuales son considerados secos (Echániz y Gil, s.f). Además Cladosporiumsp. es
considerado un género cosmopolita, especialmente en regiones templadas, su alta capacidad
de desarrollo puede deberse a su pequeño tamaño y sus múltiples conidios, lo que puede
facilitar su movilidad por el aire, haciendo de este un hongo predominante en el aire
(Infante, Castro, Domínguez, Gúadia, Méndez, Sabariego y Vega, 1999).
Por último, se encuentra el género Aspergillus sp., que aunque se encontró presente a lo
largo de todos los meses muestreados, su porcentaje de aislamiento no fue muy grande, un
factor que pudo contribuir al bajo conteo de este género es que el crecimiento de otras
colonias fúngicas suele ser más rápido que el de Aspergillus sp., por lo que el crecimiento
de este se puede ver enmascarado o inhibido (Rosas, Calderón, Escamilla, & Ulloa, 1992).
El ambiente interior se ve influenciado por la carga fúngica del exterior, y esta suele ser
un poco más que la de afuera, debido a factores como la poca circulación de aire, la estadía
de las personas dentro de los edificios y la periodicidad en que realizan la limpieza del
lugar (Soto, García, Alejandro, Cansado y Gacto, 2009).
Como se muestra en la gráfica 21, de los géneros que predominaron en el ambiente
interior, Penicillium sp.fue el que tuvo mayor porcentaje de aislamiento, sus mayores
porcentajes fueron en octubre, noviembre y enero, la causa de esto pudo ser a que durante
estos meses se realiza limpieza, ya sea porque son los últimos meses de trabajo antes de las
vacaciones del personal (noviembre) o porque se realiza limpieza general para alistar el
museo para su apertura de año (enero), Penicillium sp.es un hongo cuyas esporas pueden
durar por mucho tiempo en el ambiente, además son de fácil esparcimiento (Esquivel,
Mangiaterra, Giusiano y Sosa, 2003), es por eso que el periodo de limpieza de las áreas
muestreadas sea un factor para el predominio de Penicilliumsp. en esos meses.
El segundo género de importancia aislado en el interior de los ambientes fue
Cladosporium sp., este tuvo sus mayores porcentajes en diciembre que es un mes frio,
febrero y marzo que son considerados meses cálidos. Este género puede presentarse tanto
en meses fríos y cálidos, ya que es considerado un hongo mitospórico (Calderón, Lacey,
McCartney y Rosas, 1997).
100
Otro género aislado fue Aspergillus sp., este es un hongo que es comúnmente
encontrado en ambientes intra muros especialmente en lugares tropicales y subtropicales
(Esquivel, Mangiaterra, Giusiano y Sosa, 2003). Este hongo ha sido aislado frecuentemente
en ambientes interiores y se ha relacionado con problemas del tracto respiratorio,
especialmente alergia y asma (Schwabm & Straus, 2004).
Otra característica importante de este género es que obtiene su energía de materia
orgánica como el papel (Castrillón, González y Ortiz, 2009) y crece en suelos y plantas
desintegradas (Rivera, 2010).
b. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia
Aparte de los géneros anteriormente mencionados, también se aisló: Fusarium sp.,
Rhizopus sp., Cladiophialophorasp. y las levaduras Rhodotorula sp., Geotrichum sp.,
Cryptococcus sp. y Candida sp.. Fusarium sp., es un género que es menos abundante en los
recuentos aerobiológicos, esto puede deberse a que las horas de mayor carga fúngica para
este género son en las primeras horas de la mañana, entre las 4 y las 9 am (Méndez, Seijo y
Iglesias, 2005). Esta puede ser una razón, por la cual el porcentaje de aislamiento de este
género fue poco, ya que las horas de muestreo seleccionadas por la mayor carga fúngica
correspondían a las 10:00 am, 13:00 y 14:00 horas para el MUSHNAT.
Rhodotorula sp. posee una amplia distribución en la naturaleza, tiene capacidad para
colonizar diversos sustratos naturales y artificiales, por lo que es considerada una levadura
ubicua (Laboratorio de Microbiologia Aplicada y Biotecnología (MABB), 2007). Es por
eso que esta levadura fue aislada del ambiente interior y exterior del Museo de Historia
Natural, el bajo porcentaje de aislamiento pudo deberse a factores en la dificultad de
caracterización de este género.
En el Museo de Historia Natural se aisló de los ambientes interior y exterior a Rhizopus
sp., este es un género que se mantiene constante en el ambiente, una característica de este
género es que su velocidad de crecimiento es rápida. Tiene la capacidad de colonizar
fácilmente y que tiene tolerancia a fungicidas como los bencimidazoles (Palou, Usall,
Cerda y Viñas, 2001).
Por último, se aislaron otros géneros pero su porcentaje de aislamiento fue bajo, entre
los géneros que están en este grupo se puede mencionar Cryptococcus sp., Candida sp.,
Cladophialophora sp., Geotrichum sp. y Mucor sp.
III.2.3.7 Géneros fúngicos aislados en el MUSAC
a. Géneros fúngicos aislados en mayor frecuencia
La calidad del aire es un factor importante para la salud ambiental y se encuentra
relacionada, en parte, por la carga fúngica presente. (Samson, Flannigan, Flannigan,
Verhoeff, Adan & Hoekstra, 1994). Los géneros que predominaron durante los meses
muestreados en el MUSAC, fueron Cladosporium sp., Penicillium sp.y Aspergillussp.,tanto
101
en el interior como en el exterior. En el ambiente interior, como se observa en el cuadro 29,
prevaleció el género Penicillium sp., en octubre, noviembre y enero. Sin embargo, en
febrero y marzo fue superado por el género Cladosporium sp.y en diciembre prevaleció
Aspergillus sp.
El género Aspergillus sp., se mantuvo en un rango de 31-10% de presencia durante los
muestreos, representando al tercer género más frecuente del ambiente interior, lo que no
concuerda con lo encontrado en otro estudio en el cual se considera a este género como de
ambientes tropicales y subtropicales (Mangiaterra, Alonso, Medina, y Cerbera, 1993), lo
cual pudo ser causado porque en general las condiciones climáticas de la ciudad de
Guatemala en los meses muestreados difieren de aquellas presentadas en los países
tropicales. En particular, el género Aspergillus es uno de los de mayor interés clínico,
debido a que posee especies que son capaces de provocar una gran cantidad de afectaciones
a las personas tales como alergias, keratitis y Aspergilosis severa (Latge, 1999). En este
género, las especies A. fumigatus y A. flavus son las de mayor importancia patogénica
(Kamei & Watanabe, 2005), no obstante, durante los muestreos periódicos de este local
solamente se registró Aspergillus sp. yAspergillus Floccosum.
Sin embargo, la interpretación de los resultados en muestreos de aire, es frecuentemente
problemática por una multiplicidad de factores, por ejemplo el nivel de las esporas aéreas
varía considerablemente hora a hora o quizás momento a momento debido a las
fluctuaciones de temperatura, humedad relativa, dirección y velocidad del viento. (Samson
y otros, 1994).
Así mismo, los conidios de algunas especies son dañados fácilmente por la luz o la
desecación, y existen diferencias biológicas entre algunos géneros, como en el caso de
Penicillium sp., el cual produce gran cantidad de conidios que fácilmente son
aerotransportados, y se ha demostrado que los conidios de este género sobrevive a la
desecación por décadas (Samson, Hoekstra, Frisvad, & Filtenborg, 2000). Esta puede ser
una de las causas por las cuales, se encontró una elevada prevalencia de este género durante
los tres meses antes mencionados; además de la capacidad celulolítica que posee (Chacon
& Waliszewski, 2005), ya que los libros depositados en la biblioteca representan un
sustrato que puede ser colonizado por este género. Por último, también se encontraron
hallazgos similares en un estudio realizado en dos archivos de las ciudades de Cuba y
Argentina, en el cual se encontró una mayor prevalencia de Penicillium sp., seguido de
Cladosporium sp.y Aspergillus sp (Borrego, Pans y Perdomo, 2008).
Los géneros Cladosporium sp., Alternaria sp., Aspergillus sp. yFusarium sp, son los de
mayor frecuencia en la colonización y aprovechamiento de los soportes de papel y están
estrechamente relacionados con las condiciones ambientales (Calvo, 1997). Sin embargo,
durante los muestreos no se registraron aislamientos correspondientes al género Alternaria
sp. En el interior del museo, se encuentra la Biblioteca del Libro Antiguo, lo anterior pudo
influir en la prevalencia de los generos Cladosporium sp., Aspergillus sp.yPenicillium sp.de
igual manera que en el estudio realizado por Castrillon, Gonzales y Ortiz, en el 2009
quienes encontraron mayor prevalencia de Cladosporium (59.72%) en un estudio realizado
en una biblioteca de Cali, Colombia.
102
Los géneros que predominaron en el aire del exterior del MUSAC (gráfico 29) son los
mismos que predominaron en el interior. Pero existen ciertas diferencias tales como el
hecho que durante los primeros cuatro meses existió una prevalencia sobre los demás
géneros por parte de Penicillium sp., la cual cambió durante febrero y marzo en los cuales
predominó Cladosporium sp. Con relación a Aspergillus sp., al igual que en el exterior
representa al tercer género de frecuencia durante los muestreos. Como se ha mencionado
con anterioridad, la similitud que presenta el ambiente exterior con respecto al interior es el
orden de prevalencia que mostraron estos tres géneros, los cuales en forma decreciente son
Penicillium sp, Cladosporium sp. y Aspergillus sp., y como se ha mencionado
anteriormente la facilidad de las esporas de Penicillium sp. para ser aerotransportadas
permiten que se encuentre comúnmente en ambientes exteriores (Pitt, 1986).
a. Géneros fúngicos aislados con menor frecuencia en el Museo de la Universidad
de San Carlos
Entre los géneros fúngicos que se aislaron con menor frecuencia están Fusarium sp.
Rhizopusoryzae, Sycephalastrum racemosum y Cryptococcus uniguttulatus. Estos géneros
fueron aislados tanto en el ambiente interior como exterior con excepción de
Syncephalastrum racemosum, que solamente fue aislado en el ambiente interior (cuadro 13
D). Uno de los géneros con mayor relevancia debido a su frecuencia dentro de este grupo
de microhongos es Fusarium sp., ya que la mayor parte sus especies crecen fácilmente
como saprófitos y se encuentran en casi todos los ambientes. Entre las principales
afecciones que pueden causar al ser humano se encuentran las lesiones de la córnea,
principalmente por F. solani (Milagros, C. y Nieves, R., 1994). Además tiene una relación
positiva con los parámetros que facilitan su dispersión, dado que la dispersión de los
conidios desde el conidióforo se lleva a cabo gracias al impacto de las gotas de agua sobre
el mismo. (Gregory, 1976). Este microorganismo ha sido denominado fitopatógeno por
Milagros y Nieves en 1994 y debido a que en los alrededores del MUSAC no hay
vegetación, esta puede ser una de las causas por la cual se encontró una baja frecuencia de
aparición. El único hongo de tipo levaduriforme que se encontró fue Cryptococcus
uniguttulatus, este género no ha sido asociado como agente causal de infección en seres
humanos, sin embargo se registró un caso de ventriculitis humana en el 2001 (McCurdy, L.
& Morrow, J. 2001).
103
PARTE IV
VI.1 CONCLUSIONES
1. La mayor contaminación micológica del ambiente exterior del Herbario BIGU fue
de 2790 UFC/m3, el Herbario USCG presentó valores de 3580 UFC/m
3 y el Index
seminum 1860 UFC/m3. El ambiente interior registró los niveles máximos de 1450
UFC/m3 en el Herbario BIGU, 2300 UFC/m
3, en el Index seminum y 300 UFC/m
3
en el Herbario USCG. El Herbario USCG fue el que presentó menor contaminación
en el ambiente interior ya que no posee ventanas o entradas de luz natural
únicamente aire acondicionado, contribuyendo así a que no haya contaminación
cruzada del ambiente externo con el interno.
2. Los valores que presentaron los museos para el ambiente exterior fueron de 1630
UFC/m3 para el MUSHNAT, 1010 UFC/m
3 para la biblioteca del MUSAC y 800
UFC/m3 para el MUSAC. Para el ambiente interior los valores máximos fueron de
1080 UFC/m3 para la biblioteca del MUSAC, 2850 UFC/m
3 en el MUSHNAT y
840 para el MUSAC.El MUSHNAT presentó mayor contaminación en el ambiente
interior y exterior en comparación con el MUSAC ya que este cuenta con
deshumificador en sus áreas, lo cual reduce y controla la humedad del ambiente,
influyendo de manera negativa en el crecimiento de los hongos.
3. Las micotecas presentaron para el ambiente exterior, valores de 1780 UFC/m3 y
2790 UFC/m3 para la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta, MICG y la
sección de macrohongos del BIGU respectivamente. Y para el ambiente interior
valores de 1630 UFC/m3 en la sección de macrohongos del BIGU y 1270 UFC/m
3
para la Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta, MICG. La sección de
macrohongos del BIGU presentó mayor contaminación ya que la cantidad de
personal que permanece estable es mayor.
4. Se determinó que la humedad relativa influyó en forma directamente proporcional a
la carga fúngica, ya que en todas las colecciones se observó que a mayor humedad
relativa, se registró una mayor carga fúngica.
5. Se aislaron e identificaron un total de 16 géneros entre los cuales figuran,
Penicillium sp., Aspergillus sp., Cladosporium sp., Mucor sp., Syncephalastrum sp.,
104
Fusarium sp., Rhizopus sp., Scopulariopsis sp., Paecilomyces sp., Monilia sp.,
Trichopyton sp., Rhodotorula sp., Prototheca sp., Candida sp., Criptococcus sp. y
Geotrichum sp., obtenidos en los muestreos de todas las colecciones de interés
científico.
6. Los géneros que predominaron en ambos ambientes en los meses muestreados
fueron Penicillium sp., Cladosporium sp. y Aspergillus sp. Penicillium sp. fue el
género con mayor frecuencia. Con excepción del Index seminum y el ambiente
exterior del MUSHNAT, en los cuales predominó Cladosporium sp.
7. Se aislaron géneros fúngicos asociados a la acción celulolítica tales como
Aspergillus sp., Penicillium sp., Fusarium sp. y Paecilomyces sp., los cuales
podrían representan un riesgo para las colecciones bibliográficas de carácter
histórico.
8. Se aislaron géneros fúngicos conocidos por su acción fitopatógena, tales como
Penicillium sp., Cladosporium sp. y Fusarium sp., los cuales representan un alto
riesgo en las colecciones botánicas que se resguardan en los herbarios.
9. Se aislaron géneros fúngicos que son reconocidos como agentes oportunistas con
comportamiento patógeno en diversos problemas clínicos en humanos: Alternaria,
Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Penicillium.En el Herbario BIGU se
aislaron las siguientes especies: Aspergillus flavus, A. terreus y A. niger, los cuales
se han reportado como causa de aspergilosis en los pulmones y ocasionalmente
como la causa de infecciones en la córnea, otomicóticas, en la piel y en los senos
nasales.
10. Se aislaron géneros fúngicos conocidos como oportunistas, alérgenos y
biodeteriorantes (Fusarium, Aspergillus, Penicillium), los cuales en condiciones
climatológicas adecuadas que permitan su supervivencia, constituyen un factor
indirecto que provoca afecciones en la salud en personas inmunocomprometidas.
11. Se determinaron niveles elevados de carga fúngica en todos los locales muestreados,
por lo cual se implementó una guía sobre el mantenimiento de cada uno de los
locales, que ayude a minimizar el crecimiento de hongos microscópicos
deteriorantes en el ambiente de museos y herbarios con colecciones de interés
científico. Así mismo, se realizaron varias conferencias y se distribuyeron trifoliares
al personal de cada una de las colecciones con información dirigida a disminuir y
controlar el crecimiento fúngico en los establecimientos.
105
IV.2 RECOMENDACIONES
1. Promover la investigación en estudios aeromicológicos de ambientes interiores y
exteriores de diferentes sitios de interés científicos, a fin de establecer los
parámetros concretos para hongos microscópicos en UFC/m3 que se deberían
normar para la ciudad de Guatemala.
2. Para prevenir problemas de salud relacionados con enfermedades respiratorias y de
tipo alérgico, se debe realizar de manera rutinaria un análisis de la calidad
microbiológica del aire, así como una limpieza periódica de cada establecimiento
para evitar los padecimientos asociados con los microorganismos presentes en el
ambiente.
3. Determinar el riesgo ocupacional frente a la exposición por contaminantes fúngicos
suspendidos en los ambientes laborales de diferentes instituciones.
4. Promover la creación de una legislación ambiental de los límites permisibles de
contaminación ocupacional, utilizando como indicadores los niveles de riesgo en
Guatemala.
5. Evaluar el impacto que puede generar la suspensión de las esporas de hongos
microscópicos, en el ambiente con respecto al biodeterioro de las colecciones
bibliográficas, biológicas y botánicas que se resguardan en instituciones de interés
científico.
6. Implementar en las instituciones un protocolo específico de limpieza acorde a las
condiciones y requerimientos de cada lugar, para así evitar y minimizar el
biodeterioro por hongos microscópicos de los especímenes en las colecciones.
7. Sensibilizar a las autoridades encargadas de la asignación presupuestaria para la
gestión de adquisición de equipo de aire acondicionado y deshumidificadores, con
el fin de alcanzar condiciones estables que busquen la prolongación de la vida útil
de las colecciones de interés científico, que se resguardan en estos centros y a su vez
mantener condiciones que minimicen el crecimiento de hongos microscópicos.
8. Que los herbarios que cuentan con equipo de ventilación, aire acondicionado y
deshumidificadores gestionen, promuevan o motiven la limpieza periódica de los
aparatos, así como el recambio de los filtros.
106
IV. 3 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
1. Albright, D. (2001). Human health effects of airborne mycotoxins exposure in fungi-
contaminated indoor environment. Professional Safety. Estados Unidos: Autor.
2. Allsopp, D., y Seal, K. (1986): Introduction to biodeterioration. Londres: Perrot.
3. Álvarez, J., Quirce, S., Calleja, J., Cuevas, M., Lozada, E, (1998). Hypersensitivy
pneumonitis due to an ultrasonic humidifier Allergy, Journal medical. 53(4).
210-212.
4. Angulo, J., Mediavilla, I., Bustos, I. & Domínguez, E. (1999). Especies fúngicas
aisladas de las hojas de encina en el Parque Natural de Hornachuelos, Córdoba.
Revista Simposio de Botánica Criptogámica. 13 (1), 233, 235.
5. Anon, A. (1976) Studies for the preservation of monuments en Agra from Mathura
Refinery Air Pollution. Italia: Pessaro.
6. Arenas R. (2,003).Micología Médica ilustrada. 2ed. México: McGraw Hill
Interamericana.
7. Aristegi, B. (2002). Alergia a los hongos. Revista Iberoamericana de Micología.
8. Ashrae, A. (2007). Museums, Galleries, Archives, and Libraries. Canada: Autor.
9. Astrillón, M., González, C. y Ortiz, J. (2009). Aislamiento de hongos celulolíticos
causantes del biodeterioro de la Biblioteca Central de la Universidad del Valle
(Cali-Colombia). Revista Mexicana de Micología. 29. pp. 9 – 14.
10. Ayerst, G. (1998). Prevention of biodeterioration by control of environmental
conditions. In Biodeterioratio of materials. Revista Elseveier. 19(3), 223-241.
11. Barnett, H., y Hunter, B. (1998). Illustrated Genera of Imperfect Fungi. Revista APS
Press. 7(3), 242.
12. Bartra, T. (2003). Mesa redonda: estado actual de la alergia a hongos “Mapa fúngico
y studio multicéntrico de sensibilización a hongos en Cataluña. Cataluña,
España. Revista Alergol Inmunol Clin. 18(3).
13. Beaumont, F., Kauffman, H., Sluitter, H. y De Vries, K. (1985). Sequential sampling
of fungal air spores inside and outside the homes of mould-sensitive, asthmatic
patients: a search for a relationship to obstructive reactions. Ann Allergy; (55).
14. Berggren, B., Kallersjo, M., Su`phiooglu, C.( 2000). A method to quantify of mRNA
coding dor Lol p 1in pollen from Lolium Perenne. S Aerobiología.
15. Boekhout, T., y Kutzman C. (1996) Principles and methods used in yeast
classification, and an overview of currently accepted yeast genera. Revista
Yeasts in Biotechnology 4(2), 1, 81.
16. Braselli A. Aspergilosis. (1,996). Clínica de enfermedades infecciosas. Facultad de
Medicina: Montevideo.
17. Buttner, P., y Stetzenbach, L. (1991). Evaluation of four aerobiological sampling
methods for the retrieval of aerolized. Revista Apply Environ. 7(5), 1268-1270.
107
18. Calderón, C., Lacey, J., McCartney, A. & Rosas, I. (1997). Influence of urban
climate upon distribution of airborne Deuteromycete spore concentration in
México City. Biometeorol. 40(3) pp. 71 – 80.
19. Callejas, H. (2006). Norma Técnica de Prevención 608: Agentes biológicos:
planificación de la medición Instituto. Nacional. de Seguridad e Higiene en el
Trabajo. Ministerio de trabajo y asuntos sociales. España: Ministerio de trabajo
y Asuntos Sociales.
20. Calvo, A. (1997). Conservación y restauración. Materiales, técnicas y
procedimientos. Revista Serbal..12(2). 91-107.
21. Calvo, A. et al. (2,000).Relationship between secondary metabolism and fungal
development. Microbiology and Molecular Biology Reviews (66).
22. Campbell, C. (1996) Identification of Pathogenic Fungi Public Health Laboratory
Service. London: Autor.
23. Caneva, G., Nugari, M., y Salvadori, O. (1991): Biology in the conservation of
works of art. Roma: Anaul Conference of Hygienist.
24. Cassares, N. (2007). Calidad del aire interior. Taller de Preparación para desastres.
Recuperación de los daños biológicos en colecciones afectadas por desastres.
Instituto de Historia. La Habana, Cuba.
25. Chacon, S.& Waliszewski, K. (2005). Preparativos de celulasas comerciales y
aplicaciones en procesos extractivos. Revista Universidad y Ciencia 21:113-
122.
26. Chapman, J. et al. (2003).Toxic mould: phantom risk vc science Ann Allergy
Asthma Immunol. (91).
27. Constantino, S., Fadda, M., y Palmas, F. (1995). Pollen and mould allergy in
southern Sardinia (Italia) comparison of skin-test frecuencies and air sampling
data. Grana.
28. D`Amato, G. et.al. Evaluation of the prevalence of skin prick test positivity to
Alternaria and Cladosporium inpatients with suspected respiratory allergy, a
European multicenter study promoted by the subcommittee on aerobiology and
environmental.
29. Dagmar, E. (1994) .Biocontaminants in Indoor Environments Cutter Information
Corp. USA, Arlington: State of social reviews.
30. Dagmar, S. (1994). Biocontamnants in Indoor Environments. Cutter Informatio
Corp. USA:Arlington.
31. Díaz, M., Gutiérrez, J., Gutiérrez, A., González, M., Vidal, G., Zaragoza, R. y
Calderón, C. (2010). Caracterización aerobiológica de ambientes intramuro en
presencia de cubiertas vegetales. México. Revista internacional de
contaminación ambiental 26(4).
32. Eagle Industrial Hygiene Assocates. (2004). Biochem Microbial Sampler –
Microbial Sample Results. http://www.eagleih.com/micro.html. (Consultado
12/12/2011).
33. Echániz, J. y Gil, E. (s.f). Esporas atmosféricas en la Comunidad de Madrid.
Documentos Tecnicos de Salud Pública. Industrias Gráficas. Madrid:España.
34. Edwards, J. (1993) Biorationals and biothechnology - Their future role in the control
of insect pests in the urban environment. 1st International Conference on Insect
Pests in the Urban Environment. The Organising Committee of the
108
International Conference on Insect Pests in the Urban Environment. Estados
Unidos: s.n.
35. EEUU. EPA (La Agencia de Protección Medioambiental de Estados Unidos),
(2005). Reconocimiento de los efectos nocivos de la contaminación.
36. Eggleston, P., Rosenstreich, D., Slavin, R. & Malveaux F. (1998). Relationship of
indoor allergen exposure to skin test sensitivity in inner city asthma. J Allergy
Clin Immunol. 102(4).
37. Emberlin, J., Newman, T. & Bryant, R. (1995). The incidence of fungal spores in the
ambient air and inside homes: evidence from London. Revista Aerobiologia 11
(2), 253-258.
38. Erhardt, D., y Mecklenburg, M. (1994). Relative humidity re-examined. Estados
Unidos, Washington: Autor.
39. Esquivel, P., Mangiaterra, M., Giusiano, G y Sosa, M. (2003). Microhongos
anemófilos en ambientes abiertos de dos ciudades del nordeste argentino.
Boletín Micológico. 13. pp. 21-28.
40. Feo, B. et al. (2007). Air pollution and seasonal asthma during the pollen season. A
cohort study in Puertollano and Ciudad Real (Spain). Allergy; 62(10).
41. Fernández, D., Valencia, R., M, Molinar., T, Vega. & Sagües, E. (1998). Daily and
seasonal variations of Alternaria and Cladosporium airborne spores in León.
Revista Aerobiologia. (14)2, 215-220.
42. Fernández, D., Valencia, R., Molnar, T., Vega, A. & Sagües, E. (1998). Theorical
daily variations patterns of airborne pollen in South- West of Spain. Grana.
30(1).
43. Fisher, C., y Cook, B. (1998). Fundamental of Diagnostic Mycology, Estados
Unidos, Pennsylvania: WB Saunders.
44. Florian, M.& Manning, L. (2000). SEM analysis of irregular fungal fox spots in an
1854 book: population dynamics and species identifi cation. International
Biodeterioration and Biodegradation. (46).
45. Fox, F., (1993). Principles of diagnostic techniques in plant pathology. Wallingford:
CAB International, Estados Unidos: Autor.
46. Gage, S., Isard, S. & Colunga, M. (1999). Ecological scaling of aerobiological
dispersal process. Forest Meteorol. 97(2).
47. Gallo, F., Valenti P., Colaizzi, P., Sclocchi, M., Pasquariello, G., Scorrano, M… &
Persiana A. (1996). Research on the viability of fungal spores in relation to
different microclimates and materials. International Conference on
Conservation and Restopration of Archive and Library Materials. Revista
Erice. 12(1). 177-193.
48. García, M., Uruburu, F.(2,000).La conservación de cepas microbianas. Actualidad
SEM:(30).
49. Garrett, H., Hooper, M., Cole, M. & Hooper, A. (1997). Airborne fungal spores in
80 homes in the Latrobe Valley, Australia; level seasonality and indoor–
outdoor relationship. Aerobiología. 13(2).
50. Gómez, A., Zarante, I., Martínez, J., Valdivieso, M., Rubio, L., Tarazona, G y
Sánchez, M. (2005). Evaluación de alérgenos presentes en polvo y ambientes
de algunas bibliotecas de Bogotá, D.C. Red de Revistas Científicas de America
Latina, El Caribe, España y Portugal. 46. pp. 13 – 20.
109
51. Gravesen, S., Larsen, L., Gyntelberg, F. y Skov, P. (1986). Demonstration of
microorganisms and dust in schools and offices. Allergy. (41).
52. Gregory, P. (1973). The microbiology of the atmosphere. Revista Micology. 12(3).
45, 48.
53. Gregory, P. (1973).The Microbiology of the atmosphere. (2 edition). Ed. Leonard
Hill. Plymounth: New York.
54. Griffin, D. (1,973).Ecology of Soil Fungi. Chapman & Hall. Londres
55. Hasnain, S., Al-Frayh, A., Gad-El-Rab, M. & Al-Sedairy, S. (1998). Airborne
Alternaria spores: potential allergic sensitizers in Saudi Arabia. Ann Saudi
Med. 18(2).
56. Hernández, A., y Solé, M. (2006). Ministerio de Trabajo y Asuntos Sociales de
España. NTP 203: Contaminantes biológicos: evaluación en ambientes
laborales. España: Ministerio de Trabajo y Asuntos Sociales.
57. Hernández, A., y Solé, M. (2006). Ministerio de Trabajo y Asuntos Sociales de
España. NTP 313: Calidad del aire interior: riesgos microbiológicos en los
sistemas de ventilación/climatización. España: Ministerio de Trabajo y Asuntos
Sociales.
58. Herraéz, J., y Rodríguez, M. (1999). La conservación preventiva de las obras de arte,
Colombia: centro de desarrollo cultural.
59. Hoff, M., Ballmer–Weber, B., Niggemann, B., Cistero–Bahima, A., Moncin, M. &
Conti, A. (2003). Molecular cloning and immunological characterisation of
potential allergens from the mould Fusarium culmorum. Immunología
molecular. 39(4).
60. Horie, C. (1990): Materials for conservation: organic consolidants, adhesives and
coatings. Londres: Butterworth-Heinemann.
61. Hueck, H. (1965), “The biodeterioration of materials as a part of hydrobiology”.
Mater Organismen Vol. 1, pp. 5-34.
62. Indoor Air Quality. (2000). General considerations for the sampling of viable
bacteria in air. Environmental Health Resources Inc.
http://www.chiac.com/iaq/testing.htm. (Consultado 5/9/11).
63. Inegold, S., y Baron, E. (1989). Diagnóstico Microbiológico. Buenos Aires: Médica
Panamericana.
64. Infante, F., Castro, A., Domínguez, E., Gúadia, A., Méndez, J., Sabariego, S y Vega,
A. (1999). A comparative study of the incidence of Cladosporium conidia in the
atmosphere of five Spanish cities. Polen. 10. pp. 15-23.Instituto Nacional de
Seguridad e Higiene (INSH). (1998). Notas Técnicas de Prevención.
65. Jawetz E., Melnick J, Adelberg A. (1984).Manual de microbiologìa médica. La
Habana: Pueblo y Educación.
66. Jay, J. (1992). Microbiología moderna de los alimentos. Zaragoza, España: Acribia.
67. Kamei, K.& Watanabe, A. (2005). Aspergillus mycotoxins and their effect on the
host. Suplemento Medical Mycology 1,43:S95-S99.
68. Koneman, E. y Roberts, G. (1992). Práctica de Laboratorio. Buenos Aires: Editorial
Médica Panamericana.
69. Kraemer, G. (1973). Tratado de la previsión del papel y de la conservación de
bibliotecas y archivos. México: Ministerio de Educación y Ciencia.
110
70. Kriesel, J., Adderson, E., Gooch, W. and Pavia, A. (1994). Invasive sinonasal
disease due to Scopulariopsis candida: case report and review of
scopulariopsosis. Clin. Infect. Dis. (19).
71. Krumholz R. (1972). Pulmonary cryptococcosis. A case due to Cryptococcus
albidus. Revista Respir. 10(5). 421-424.
72. Laboratorio de Microbiologia Aplicada y Biotecnología (MABB). (2007).
Evaluacion de la técnica de MSP-PCR para la caracterización molecular de
aislamientos de Rhodotorula mucilaginosa provenientes de la Patagonia
noroccidental. Revista Argentina de Microbiología. 39. pp. 133- 137.
73. Lacey, J. (1989). Pre- and post-harvest ecology of fungi causing spoilage of foods
and other stored products. Journal of Applied Bacteriology, Sumposium
Supplement.
74. Lagrou K., et al. (2005). Zoonotic transmission of Cryptococcus neoformans from a
magpie to an immunocompetent patient. J Intern Med. 257(4).
doi:10.1111/j.1365-2796.2005.01466.x
75. Larsson, K. (1993). Prediction of the pollen season with a cumulated activity
method, Estados Unidos: Autor.
76. Latge, J. (1999). Aspergillus fumigatus and aspergilosis. Revista Clinical Microbiol.
12:310-350.
77. Lehrer,S., Aukrust, L. y Salvaggio J. (1983). Respiratory allergy induced by fungi.
Clin. Chest Med. (4).
78. Licorish, K., Novey, H., Kozak, P. et.al. (1985). Role of Alternaria and Penicillium
spores in the pathogenesis of asthma. J Allergy Clin Inmunol. (76).
79. Logemann, H. (1,995). Manual práctico de Micología Medica. Guatemala: USAC,
Facultad de Ciencias Quimicas y Farmacia.
80. Lorenzoni-Chiesura, F., Giorato. M. (2000). Allergy to pollen of urban cultivated
plants. Aerobiologia.
81. Madigan, M. Biología de los Microorganismos. (1999). España: Prentice may.
82. Madrenys, N., Torres, J., Urrea, A. (1996). Estudio epidemiológico de las micosis
ungueales en Barcelona. Revista Iberoamericana de Micología. 14(1). 14-17.
83. Mangiaterra, M., Alonso, J., Medina, E. y Cerbera, L. (1993). Microflora Anemófila
de la ciudad de Resistencia. Revista Argentina de Micología. 16(3).10-16.
84. McCurdy, L. and Morrow, J. (2001). Ventriculitis due to Crytococcus uniguttulatus.
Southern Medical Journal. (94).
85. Mediavilla, A., Angulo, J., Infante, F., Comtois, P. & Domínguez E. (1998).
Preliminary statistical modeling of the presence of two conidial types of
Cladosporium in the atmosphere of Córdoba, Spain. Aerobiología. 14(3).
86. Méndez, J., Seijo, C y Iglesias. I. (2005). Evolución del contenido de macroconidios
de Fusarium en el aire de la Ciudad de Ourense (NM de España). Botánica
Complutensis. 25. pp. 78 – 73
87. Michalski, S. (2000). Guideli for Humidity and Temperature for Canadian Archives.
Canadian, Ottawa: Conservation Institute.
88. Milagros, C. y Nieves, R. (1994). Principios básicos de la conservación documental
y causas de su deterioro. Dirección General de Bellas Artes y Bienes
Culturales.
111
89. Monoroy, R., Mosso, M., y Ullán, C. (2002). El aire: hábitat y medio de
transmisión de microorganismos. Revista Observatorio medioambiental ISSN:
1139-1987. (5)4, 375-402.
90. Morey, R., y Hodgson, M. (1984). Environmental studies in moldy office buildings:
biological agents, sources and preventive measures
91. Morrison, V., Haake, J. and Weisdorf, D.(1993).The spectrum of non-Candida
fungal infections following bone marrow transplantation. Medicine Baltimore.
(72).
92. Mosby, Co., St Louis, K. (2003). Fungal allergens. Curr Allergy Asthma Rep (3).
93. Mourier, H., Windind, O., Sunesen, E. (1979).Guía de los animales parásitos de
nuestras casas. Omega. Barcelona.
94. Mur, G. et al. (2007). Decompensation of pollen-induced asthma in two towns with
different pollution levels in La Mancha, Spain. Clin Exp Allergy;37(4).
95. Negroni, R., y Guelfand, L. (1999). Manual de Procedimientos para Laboratorios de
Micología Médica. Buenos Aires, Argentina: Federación Bioquímica de la
Provincia de Buenos Aires.
96. Palou, L., Usall, J., Cerda, M.C y Viñas, I. (2001) Microflora en centrales citrícolas
de Tarragona. Invest. Agr.: Prod. Pront. Veg. 16(3).
97. Perdomo, D., (1989). Aerobiología en Inmunología Clínica. Panama: CONICIT.
98. Petushkova, J. & Kandyba, P. (1999). Aeromicrobiological studies in the Moscow
cathedrals. Aerobiología. 15(4). 193-201.
99. Pitt, J. (1986). A laboratory guide to common Penicillium species. Commonwealth
Scientific and Industrial Research Organisation, 18 (3), 25.
100. Proyecto FODECYT 2-2008. Impacto de la contaminación del aire en ambientes
exteriores y ambientes interiores sobre la salud del personal que labora en
cuatro laboratorios de instituciones en Bárcenas, Villa Nueva y en la Ciudad de
Guatemala. Concluido en julio de 2009.
101. Proyecto FODECYT, 40-2007. Contaminación micológica del aire en ambientes
interiores y exteriores de la Facultad de CC.QQ. y Farmacia y otras ambientes
de la Universidad de San Carlos de Guatemala. Concluido en enero de 2009.
102. Rao, N., Nerenberg, A. & Forster, D. (1991). Torulopsis Candida (Candida famata)
endophthalmitis simulating. Propionibacterium acnes syndrome. Ophthalmol.
190(3). 1718-1721.
103. Reed, E. et al. (1998). Allergy: principles and practice (5th ed.). Mosby Co, St Lui.
104. Rivera, S. (2010). Análisis cuantitativo de esporas de hongos y caracterización de
partículas de polvo presentes en el aire de la cabina interior de los vuelos
comerciales de pasajeros. (Tesis de Maestría). Universidad Metropolitana
Escuela de Asuntos Ambientales San Juan, Puerto Rico.
105. Rojas, D., Ojas, J., Espinosa, G., Espinosa, A., González, C. Vidal, G., Zaragoza, P.
& Aragoza. Caracterización aerobiológica de ambientes intramuro en presencia
de cubiertas vegetales. Revista internacional Contam. 26 (4) 279-289.
106. Rosas, I., Calderon, C., Escamilla, B & Ulloa, M. (1992). Seasonal distribution of
Aspergillus in the air of a urbana area: Mexico city. Grana 31. Pp. 315-319.
107. Rosas, I., Calderón, C., Martínez, L.., Ulloa, M. & Lacey, J. (1997). Indoor and
outdoor airborne fungal propagule concentrations in Mexico city. Revista
Aerobiologia 13 (1): 23-30.
112
108. Rossman, A., y Chance L. (1998). Workshop Statistics: discovery with data and
minitab. New York, Estados Unidos: Verlag;
109. Rutherford, S., Owen, J. & Simpson, W. (1997). Survey of airspora in Brisbane,
Queensland, Australia. Revista Aerobiología. 12 (2). 114-121.
110. Samson, R., (1992). Health Implications of Fungi in Indoor Environments,
Barcelona, España: Doyma.
111. Samson, R.,Flannigan, B., Flannigan, M., Verhoeff, A., Adan, O., & Hoekstra, E.
(1994). Health implications of fungi in indoor environments. Air quality
monographs. Revista Elseiver. 12(2). 9-17.
112. Samson, R., Hoekstra, E., Frisvad, J. y Filtenborg, O. (1995). Introduction to Food
Borne Fungi. Centraalbureau Voor Schimmelcultures. The Netherlands. 5(2).
20-21.
113. Samson, R., y Hoekstra, E., (1988). Fungi. Allergological aerobiology. Aerobiología.
Revista Introduction to Food-Borne, 1(8), 5-8.
114. Sanchez, C., y Martinez, P.,(1997). Factores que favorecen el crecimiento fungico.
Madrid, España: Autor.
115. Santiago, A., Angulo, E., Pabón, R., y Aceituno, H., (1997) .Diagnóstico diferencial
de levaduras mediante método automatizado. Revista Bolivar Sociedad. 1(7),
62-64.
116. Schwabm, C.& Straus, D. (2004). The Roles of Penicillium and Aspergillus
Advances in applied microbiology. 55. pp. 115 – 138.
117. Shelton, B., Kirkland, H., Flanders, W. y Morris, G. (2002). Profiles of Airborne
Fungi in Buildings and Outdoor Environments in the United States, Revista
Environmental Microbiology .68 (4). 1743,1753.
118. Sly, L., (1994). The biodiversity of microorganisms and the role of Microbial
Resource Centres. Estados Unidos: Surrey, 1994.
119. Smith, W. (2002). Fusarium culmorum. Revista Iberoamericana Micología.
120. Snow, D., y Wrig, T., (1944). Mould deterioration of feeding stuff in relation to
humidity of storage. Estados Unidos: sn.
121. Solomon, W., Mathews, K. Aerobiology and Inhalant Allergens. In Ed. E
Middleton, C E
122. Soto, T., García, R., Alejandro, J., Cansado, J y Gacto, M. (2009). Indoor airbone
microbial load in sapnish university (University of Murcia, Spain). Anales de
Biología. 31. pp. 109 – 115.
123. Spieksma, F., (1991). Aerobiology in the Nineties: Aerobiology and pollinosis,
International Aerobiology Newsletter, Estados Unidos: s.n.
124. Torres, J., López, O., Lecha, M., Pueyo, E. & Ruís, E. (1999). Etiologic agents of
onychomycosis from toenails. Multicentric Spanish study. Europea Academia
Dermatológica.
125. Urzi, C. (1999): On microbes and art: the role of microbial communities in the
degradation and protection heritage. Revista Report on the International
Conference on Microbiology and Conservation. 1(6), 551-553.
126. Vaillant, M. y Valentín, N. (1996). Principios básicos de la conservación documental
y causas de su deterioro, Madrid, España: Ministerio de Educación y Cultura.
127. Vaillant, M., Doménech, M., y Valentín, N, (2004). Una mirada hacia la
conservación preventiva del patrimonio cultural. Valencia, España: Universidad
Politécnica de Valencia.
113
128. Valentín, N.(1999) La conservación y preservación de las colecciones históricas en el
museo. España: Silex.
129. Valentín, N., Ibáñez, J., y García, R. (2001) Tratamientos con ventilación controlada
para detener el crecimiento microbiano en materiales de archivo. Archivamos.
España: Asociación de Archiveros de Castilla y León.
130. Valentín, N., Vaillant, M., y Guerrero, H. (1996) Control integrado de plagas en
bienes culturales de países de clima mediterráneo y tropical. XI Congreso de
Conservación y Restauración de Bienes Culturales. España: Castellón.
131. Vazquez, J. and Sobel, J. (2011). Candidiasis. Essentials of Clinical Mycology, Part
3, DOI: 10.1007/978-1-4419-6640-7_11 (Resumen y primera página).
132. Videla, H., (2002) .Deterioro atmosférico y biodeterioro microbiológico del
patrimonio cultural iberoamericano, Madrid, España: s.n.
133. Voltorini, S. et al. (2000). Trend of herbaceus pollen diffusion and allergic
sensitation in Genoa. Agrobiologia.
134. Wald, P., y Stave, G., (1994) .Physical and Biological Hazards of the Workplace Van
Nostrand Reinhold, New York, Estados Unidos: Autor.
135. Weng, A., Junco, D., y Díaz, R. Colección de cultivos microbianos. Apuntes sobre el
desarrollo. Revista Cubana Hig Epidemiol. (3)41, 250-251.
136. Wraight, P., Jackson, M., y Kock, S. (2001) Production, stabilization and
formulation of fungal biocontrol agents. Fungi as biological Control Agent:
Progress, Problems and Potencial. Revista CABI International. (5)3, 245-248.
137. Yang, C., y Johanning, E. (1997): Airborne fungi and mycotoxins. Manual of
environmental microbiology. Estados Unidos, Washington: American Society
for Microbiology.
138. Zahradník, J. (1990). Guía de los coleópteros de España y de Europa. Barcelona,
España: Omega.
114
IV.4 ANEXOS
115
ANEXO 1. Cuestionarios para evaluar la calidad del aire y su relación con la salud
ocupacional del personal en cada local muestreado.
Universidad de San Carlos de Guatemala Mes: _________________
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia
Escuela de Química Biológica
Departamento de Microbiología
Encuesta “Calidad del Aire”
_________________________________________________________________________
A continuación se le presenta una encuesta con el fin de contribuir a la recaudación de información acerca de
la salud ocupacional en museos, herbarios y colecciones de interés científico, con el objetivo de correlacionar
las características del entorno de trabajo con los posibles síntomas y signos patológicos como consecuencia de
presencia fúngica en el aire del local donde labora.
Lugar: ________________________________________Fecha: ____________________
¿Acepta participar en la investigación? Si No
Sexo: F M
1. Rango de
edad 18-25 26-35 36-45 Más de 46
2. Estudios realizados:
Ninguno Primario sin culminar Hasta 6to. Primaria
Bachillerato Universitario Graduado
3. Tiempo que
tiene de
laborar en la
institución
Menos de
1 año
2-3 años
4-5 años
Más de 5
años
4. Piensa que la temperatura de su área de trabajo produce:
Mucho calor Mucho frío No crea problemas
5. Piensa que la humedad de su área de trabajo produce:
Mucha humedad Mucha sequedad No crea proble
Responda con X lo que considera necesario:
116
6. ¿Qué afecciones y síntomas (así como su frecuencia) ha presentado al laborar en esa
área?
FRECUENCIA DEL SÍNTOMA
AFECCIÓN SÍNTOMA
Cad
a se
man
a
Cad
a 1
5 d
ías
Cad
a m
es
Cad
a 3
mes
es
Cad
a 6
mes
es
Cad
a añ
o
Ocular
Enrojecimiento
Escozor / picor
Sequedad
Lagrimeo
Hinchazón
Visión borrosa
Otro
Nasal
Hemorragia nasal
Congestión nasal
Sequedad nasal
Rinitis (goteo nasal)
Estornudos seguidos
Otro
De garganta
Sequedad
Picor
Dolor
Irritación
Ardor
Otro
Respiratoria
Dificultad para respirar
Tos
Dolor en el pecho
Otro
Cutánea
Sequedad de piel
Erupciones
Escamas
Picor
Ardor
Otro
Similar a la
gripe
Fiebre
Escalofríos
Debilidad
Otro
117
ANEXO 2
Cuestionarios a realizar al personal de ambos laboratorios para determinar puntos a
muestrear y condiciones de bioseguridad y limpieza existentes
_________________________________________________________________________
Esta boleta forma parte del proyecto No. 028-2011, el cual se denomina: “Evaluación de la
contaminación del aire por hongos microscópicos en algunos museos, herbarios y
colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala.”
Nombre del establecimiento: __________________________________________________
Está conforme con la participación en el presente proyecto de investigación:
Si: ________ No: _______
Instrucciones: a continuación se le presenta una encuesta la cual debe contestar con la
mayor sinceridad posible.
1. Personal dentro del establecimiento
1.1 No. de personas que permanecen en el establecimiento:
a. Una persona:
b. Dos personas:
c. Tres personas:
d. Cuatro personas:
e. Cinco o más personas:
1.2 Transito dentro del establecimiento durante el día:
a. De dos a cuatro personas:
b. De cuatro a seis personas:
c. De seis a ocho personas:
d. De ocho a diez personas:
e. Diez personas o más:
1.3 Equipo utilizado por el personal dentro del establecimiento:
118
a. Guantes:
b. Lentes:
c. Mascarilla:
d. Bata:
e. Cofia:
f. Otros: _____________________________
2. Mobiliario y equipo
2.1 El mobiliario está formado por los siguientes materiales:
a. Metal:
b. Madera:
c. Formica:
d. Madera forrados de formica:
e. Otros:______________________________
2.2 El techo del establecimiento está formado de:
a. Madera:
b. Formica:
c. Lamina:
d. Block:
e. Otros: ______________________________
2.3 El suelo del establecimiento está formado de:
a. Cemento:
b. Granito:
c. Otros:_______________
3. Ventilación dentro del establecimiento
119
3.1 Tipo de ventilación dentro del establecimiento:
a. Ventanas de paleta:
b. Ventanas lisas:
c. Ventanas corredizas:
d. Ventilador:
e. Aire acondicionado:
f. Deshumificador:
g. Otros: ______________________________
Si su respuesta fue afirmativa en aire acondicionado, deshumidificador u otros conteste las
siguientes preguntas.
3.2 Tiempo aproximado que permanece encendido el equipo durante el día?
_______________________________________
3.3 Al terminar las actividades diarias el equipo permanece encendido o apagado?
________________________________________
3.4 Encienden el equipo únicamente cuando se va a trabajar en el establecimiento?
_________________________________________
3.5 Durante el fin de semana permanece encendido o apagado el equipo?
_________________________________________
4. Condiciones higiénico-sanitarias en el establecimiento.
4.1 Con que frecuencia se realiza limpieza dentro del establecimiento:
a. Diario:
b. Dos veces por semana:
c. Tres veces por semana:
d. Semanal:
e. Otros:__________________________
4.2 Hay asignado en su área un encargado de limpieza:
a. Si:
120
b. No:
4.3 Tipo de material con el que elimina el polvo:
a. Mopa:
b. Aspiradora:
c. Plumero:
d. Trapo:
4.4 Tipo de material desinfectante que utiliza en el área de trabajo:
a. Cloro:
b. Lysol:
c. Antibacterial:
d. Desinfectante comercial:
e. Agua:
f. Alcohol:
g. Detergente:
h. Otros:___________________________
ANEXO 3. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 121
Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para la toma de muestras de aire con aeroscopio.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar se
encuentre disponible.
b. El responsable debe de tener cuidado de hacer el muestreo en ORDEN por réplica,
punto de muestreo y área muestreada.
4. DEFINICIONES
Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de
aspirar diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este
funciona por medio de impactación directa del aire sobre la caja de Petri.
Higroscopio: Dispositivo digital que sirve para establecer la temperatura en
grados Celsius o Fahrenheit y la humedad relativa de un lugar determinado.
Medio de cultivo:
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
ANEXO 3. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 122
Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Diagrama de flujo MAS-100 Eco V 1.5x (FELL_400_Merck_SW_01_MAS-100 Eco)
8. PROCEDIMIENTO
Consideraciones previas
Antes de comenzar el muestreo, tomar en cuenta las siguientes normas de
bioseguridad: colocarse guantes, bata, cofia, mascarillas, cerciorarse que la caja de
petri se encuentre cerrada y desinfectar el área de trabajo.
Para establecer la hora de máxima contaminación de cada local o ambiente se deben
de realizar dos muestreos preliminares de por los menos ocho horas consecutivas,
por cada muestreo.
Previo a realizar el muestreo se debe de hacer un diagrama del ambiente a
muestrear, señalar de manera clara los puntos seleccionados para el muestreo y el
orden de los mismos.
Muestreo piloto
Se debe de limpiar el MAS-100 Eco, cada vez que se realice un muestreo en cada
punto. Utilizando para ello algodón y alcohol al 70%.
Retirar la tapa metálica del aeroscopio, colocar la caja de Petri en el aeroscopio y
cerrar la tapa metálica. Encender el aeroscopio y establecer el volumen de aire a
muestrear, observar bien las especificaciones del fabricante para la manipulación
ANEXO 3. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 123
Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
del aeroscopio. Realizar lo anterior por triplicado en cada uno de los puntos a
muestrear, este procedimiento se debe realizar por lo menos dos veces antes de
establecer la hora de máxima contaminación. Se recomienda elegir mínimo tres
puntos por local o ambiente.
En cada muestreo es importante tomar la temperatura húmeda y seca, para lo cual se
utiliza el higroscopio. Para la lectura se debe esperar al menos 3 minutos
Muestreo periódico
Realizar limpieza en cada muestreo con alcohol al 70% y algodón.
Se debe de hacer a la hora de máxima contaminación, luego de haber sido
establecida la misma por los muestreos piloto
Colocar el aeroscopio en el punto dentro del local o ambiente a muestrear, quitar la
tapa de seguridad de la cabeza del mismo, esterilizar la cabeza del aeroscopio con
alcohol al 70% y algodón y esperar a que este seque completamente.
Colocar la caja de Petri en la base de la cabeza del aeroscopio sin su tapa, cerrar la
cabeza del mismo, presione el botón “yes”, seleccione el volumen de aire a tomar
presionando el botón “yes” para confirmar, el botón “no” para cambiar el volumen,
cuando tenga el volumen requerido presione “yes”, seleccionar si desea iniciar la
muestra, presionar “yes”, se le preguntara si desea retrasar el proceso, “DELAY”,
ANEXO 3. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 124
Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
presione “yes” si lo quiere retrasar, o presione “no” si quiere iniciar sin retrasar el
proceso.
Importante, evite a toda costa, comer, beber, o estar muy cerca del aeroscopio
mientras este se encuentre tomando la muestra ya que esto puede alterar los
resultados al ser nosotros la fuente de contaminación.
Una vez finalizado el proceso de toma de muestra de aire por parte del aparato,
remover la cabeza del mismo y tapar la caja de Petri con su respectiva tapa y retirar
de la base del aeroscopio. Repetir el procedimiento anterior las veces que sea
necesario, en base a las replicas establecidas para cada punto a muestrear y la
cantidad de puntos establecidos.
ANEXO 3. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 125
Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
1. Retirar tapa metalica del aeroscopio y quitar
cabeza metalica del aeroscopio
2. Colocar caja de Petri y quitar la tapa plastica de
la caja, exponer el medio hacia arriba
3. Colocar la cabeza del aeroscopio y asegurar la
misma, presione la tecla “yes”
4. Fecha y hora
correcta
Si(yes) No(no)
Ver manual para
cambiar
configuracion
5. Iniciar (Start?)
Si(yes) No(no)
Regresa a la
opcion de
volumen
6. Retrasar
(DELAY ON?)
Si(yes) No(no)
El muestreo se
retrasa durante 1
min
7. Inicia el muestreo, la
duracion depende del volumen
seleccionado
8. Retirar la cabeza metálica y tapar la caja
de Petri con la tapa plástica de la caja
Limpiar la cabeza
y repetir el
proceso (3-8)
Limpiar el equipo con algodón y alcohol al
70% en cada medición.
ANEXO 3. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 126
Nombre: Muestreo de aire (MAS-100 Eco) MBPOP27
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 4. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 127
Nombre: Recuento de colonias emergentes MBPOP28
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para el recuento de colonias.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. El responsable debe cuidar el material utilizado (cámara de Quebec).
b. Debe de mantener las cajas de petri selladas con parafilm
c. Colocar el material en su respectivo lugar después de utilizarlo: cámara de Quebec,
cajas de petri.
4. DEFINICIONES
Cámara de Quebec: Instrumento utilizado para el conteo de colonias en cajas de petri,
que consiste en una lupa gigante y luz que permite observar las colonias.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
ANEXO 4. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 128
Nombre: Recuento de colonias emergentes MBPOP28
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplica
8. PROCEDIMIENTO
Consideraciones previas
Antes de comenzar el conteo se debe de tener todo el material a utilizar listo:
marcadores, cajas de petri, cámara de Quebec, hoja de anotación.
Utilizar equipo de bioseguridad: bata, guantes.
Procedimiento
Sacar cajas de petri de la incubadora.
Colocar la caja de petri en la cámara de Quebec con la parte que contiene agar hacia
arriba.
Encender la luz de la cámara.
Realizar el contero marcándolas con marcador de distinto color dependiendo del día
en que se realice el conteo. El recuento se realiza los días 3, 5 y 7 después de la
toma de muestra.
Anotar el número de colonias contadas en la hoja de recolección de datos.
Regresar las cajas a la incubadora.
Limpiar la cámara de Quebec así como el área de trabajo, y regresar la cámara a su
lugar.
ANEXO 4. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 129
Nombre: Recuento de colonias emergentes MBPOP28
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Sacar cajas de petri de la incubadora
Colocar caja de petri en cámara de Quebec (el agar hacia arriba)
Encender luz de cámara
Realizar conteo de colonias, marcandolas de diferente color de marcador en cada dia
(día 3, 5, 7)
Anotar número de colonias en hoja de registro
Regresar las cajas de petri a la incubadora
Limpiar area de trabajo y Cámara de Quebec. Regresar todo el material a su lugar.
ANEXO 4. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 130
Nombre: Recuento de colonias emergentes MBPOP28
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 5. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 131
Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Aislamiento específico de hongos microscópicos.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. Preparar las muestras a aislar, así como los medios de cultivo y el material a utilizar.
b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose
responsable de cualquier daño ocasionado a este.
c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así
como también limpio y estéril según sea el caso.
d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de
estos.
e. Los cultivos de hongos deben ser sellados con papel parafilm o cinta adhesiva para
evita la contaminación del laboratorio.
f. Todos los cultivos de hongos filamentosos han de ser manipulados en el interior de
una cabina de seguridad biológica (campana de flujo laminar).
ANEXO 5. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 132
Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
4. DEFINICIONES
Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se
establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las
micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o cualquier
otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador y al
ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo o
microorganismo y donde se sitúa el trabajador.
Incinerador: herramienta utilizada para esterilización de asas bacteriológicas a
través de calor.
Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el
crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies
microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios.
Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente de
nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.
Asas: Las asas, básicamente, son alambres unidos a un mango que permite
manipularlas. El alambre puede ser de diferente material, (ferro níquel, nicromo,
platino, etc.) y la forma (recta, curva, etc.,) dependiendo de la necesidad, utilizadas
para manipulación mi bacterias u hongos.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 5. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 133
Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican
8. PROCEDIMIENTO
Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y
desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.
Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para el
uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para
evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar
la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento de
la cepa fúngica.
Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará de
acuerdo al respectivo POE, E.POE-04 del manual de equipos del laboratorio.
El material que se utilizará en la campana de flujo laminar es: asas (en punta y en
L), cajas de Petri con agar o medio de cultivo, marcador rotulador, algodón con
alcohol al 70% (por si ocurriera alguna salpicadura de algún material contaminante),
cajas de Petri con cultivos o muestras a realizarles el aislamiento de la cepa fúngica,
incinerador y tiras de papel parafilm.
ANEXO 5. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 134
Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Dentro de la campana introducir las manos (con guantes), con la vitrina protectora
lo más abajo posible.
Rotular las cajas de Petri con medio de cultivo con su respectiva información
(nombre o código de la muestra, fecha, tipo de agar o medio de cultivo en la caja de
Petri), esterilizar el asa a utilizar con el incinerador, luego esperar a que se enfríe el
asa en punta, tomar un poco de muestra raspando la colonia y se siembra en la caja
de Petri con agar nuevo, se introduce el asa en punta ligeramente en el agar en el
centro de la caja.
Guardar las cajas sembradas en la incubadora hasta que se observe crecimiento
(aproximadamente 3-7 días según la cepa fúngica) y a una temperatura de 26°C.
Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, según E.POE-04 del manual
equipos de laboratorio, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo
lugar desinfectándolo con alcohol al 70 %. Se apaga el sistema de ventilado de la
campana y también el incinerador.
Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este
tipo de material) antes de salir del área de trabajo.
Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
Según Manual de Bioseguridad, limpieza y desinfección.
ANEXO 5. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 135
Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Realizar limpieza de campana segun E.POE-04 manual de equipos
Esterilizar asa a utilizar y esperar a que se enfrien (paso de esterilizacion)
Rotular cajas de petri
Tomar inoculo con asa en punta de la colonia a aislar
Inocular la nueva caja, introduciendo el asa en el centro de la caja levemente
Realizar paso de esterilizacion de asa
Guardar las cajas inoculadas en incubadora a 26oC de 3-7dias.
Realizar limpieza de campana segun E.POE-04, manual de equipos
ANEXO 5. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 136
Nombre: Aislamiento de hongos MBPOP29
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final
proyecto FODECYT 40-2007.
ANEXO 6. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 137
Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar la metodología para realizar los cultivos en lamina de muestras fúngicas.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar se
encuentre disponible.
b. El responsable debe de tener cuidado de identificar y realizar el procedimiento de
manera ordenada y limpia
4. DEFINICIONES
Agar Sabouraud: Medio nutritivo utilizado para el cultivo, aislamiento e identificación
de hongos.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio
ANEXO 6. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 138
Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
ANEXO 6. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 139
Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
8. PROCEDIMIENTO
Tome Una caja de Petri con Agar Saboraud y corte cuadritos de 1/2 cm por lado.
Nota: el medio no debe haber sido inoculado.
Tome el cuadrito de agar con asa estéril y colóquelo sobre el portaobjetos que se
encuentra en la caja de Petri de vidrio sobre una varilla en V.
Inocular el centro de cada uno de los extremos del cuadrito de agar con el hongo a
investigar con un asa en L o en punta.
Cubrir el agar inoculado con el cubreobjetos que se encuentra estéril dentro de la
caja de Petri de vidrio.
Añada 8ml de agua destilada estéril a la caja de cultivo sobre el papel filtro,
resbalado por las paredes de la caja.
Incubar a 25 C de 3-7 dias, esperando la esporulación.
Al haber esporulación, levante cuidadosamente el cubreobjetos con una pinza estéril
y colóquelo sobre un portaobjetos con 2-3 gotas de azul de lactofenol. (El cultivo
debe ir hacia abajo en contacto con el azul de lactofenol).
Descarte el trocito de agar con un asa en espátula o en L en un recipiente.
Añada una gota de azul de lactofenol sobre el cultivo en el portaobjetos y coloque
un cubreobjetos encima.
ANEXO 6. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 140
Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Remueva el exceso de colorante y selle la preparación con esmalte de uñas
transparente.
Colocar y observar al microscopio para su identificación.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 6. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 141
Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Incubar a 250c de 3-7 días
Levantar el cubreobjetos con pinza estéril
ANEXO 6. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 142
Nombre: Cultivo en lámina MBPOP30
Elaboró: Enrique Rafael Solís Cajas Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 7. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 143
Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31
Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Realizar una diferenciación entre géneros y definir especies de hongos.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. Preparar las muestras a caracterizar, así como todo el material a utilizar.
b. Cuidar todo el equipo, cristalería y material utilizado en el laboratorio, haciéndose
responsable de cualquier daño ocasionado a este.
c. Dejar todo el material, equipo de laboratorio y cristalería en su respectivo lugar así
como también este deberá guardarse limpio y estéril según sea el caso.
d. Desechar material biológico y no biológico en su lugar específico para cada uno de
estos.
4. DEFINICIONES
Campana de flujo laminar: La campana de flujo laminar es una cámara donde se
establece un flujo de aire vertical, a modo de cortina, que evita que las
micropartículas y aerosoles que se puedan crear al manipular los hongos o cualquier
otro microorganismo, salgan al exterior y no contaminen al manipulador y al
ambiente, creando una barrera entre la zona donde se está manejando el hongo o
microorganismo y donde se sitúa el trabajador.
ANEXO 7. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 144
Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31
Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Incinerador: herramienta utilizada para esterilización de asas bacteriológicas a
través de calor.
Medios de cultivo: es el conjunto de nutrientes y sustratos que permiten el
crecimiento la multiplicación y el aislamiento de las diferentes especies
microbiológicas para llegar a su identificación y otros estudios complementarios.
Un medio de cultivo mínimo debe tener: agua, una fuente de carbono, una fuente de
nitrógeno y una sal para mantener estable la concentración de iones.
Azul de lactofenol: Líquido de montaje compuesto por: fenol cristalizado 20g,
ácido láctico 20 g, glicerina 40g, agua destilada 20 ml, azul de algodón 0,1 g. Para
prepararlo se disuelven los componentes y se calienta suavemente. El azul de
algodón se agrega al final.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia
o mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican
ANEXO 7. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 145
Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31
Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
8. PROCEDIMIENTO
Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán con alcohol al 70% y
desinfectante (Lysol), para llevar a cabo un adecuado aislamiento fúngico.
Se debe de utilizar bata, guantes, cofia, mascarilla, utilizar calzado adecuado para el
uso de laboratorio y el personal con el cabello largo debe llevarlo recogido, para
evitar la contaminación en el cultivo de aislamiento. Así como también para evitar
la contaminación de la propia persona que se encuentra realizando el aislamiento de
la cepa fúngica.
Ya que se utilizará la campana de flujo laminar esta se limpiará y desinfectará de
acuerdo: E.POE-04 del manual de equipos del laboratorio.
Se enciende el ventilado de la campana de flujo laminar e introducir dentro de la
campana de flujo laminar todo el material el cual se va a utilizar en el proceso de
caracterización con el fin de realizar todas las manipulaciones sin tener que salir y
volver a entrar en la zona de trabajo, como: asas (en argolla, en punta y en L),
marcador rotulador (indeleble), cubreobjetos, láminas portaobjetos, frasco con
gotero con azul de lactofenol, algodón con alcohol al 70% (por si ocurriera alguna
salpicadura de algún material contaminante), cajas de Petri con cultivos e
incinerador.
Dentro de la campana, se introducen las manos (con guantes), con la vitrina
protectora lo más abajo posible. Rotular las láminas portaobjetos (cada cepa fúngica
que se caracterizará, se identifica con un código o nombre).
ANEXO 7. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 146
Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31
Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Se esteriliza el asa a utilizar, con el incinerador, luego que se enfríe el asa, se coloca
unas 2-3 gotas de azul de lactofenol en la lámina portaobjeto, y a continuación: con
el asa se toma un poco de muestra, seleccionada para la caracterización, se raspa
ligeramente la colonia y se deposita la muestra sobre la lámina portaobjetos con el
azul de lactofenol tratando de depositar la mayor cantidad de muestra sobre la
lámina realizando movimientos circulares con el asa y luego se le coloca un
cubreobjetos por encima de la lámina portaobjetos (tratando de evitar la formación
de burbujas).
Se esteriliza de nuevo el asa en el incinerador y se espera a que se enfríe para
realizar otra preparación.
Las cajas de Petri con cultivos o muestras a las que se les realizó la preparación para
su respectiva caracterización de la cepa fúngica, se protegen con papel parafilm para
evitar su contaminación y se guardan en incubadora a 26 C para su conservación.
Se limpia y desinfecta la campana de flujo laminar, con el paso anteriormente
mencionado, y se guardará todo el material utilizado en su respectivo lugar.
Los guantes, cofia y mascarilla serán desechados (en un lugar adecuado para este
tipo de material) antes de salir del área de trabajo.
Inmediatamente después de quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
ANEXO 7. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 147
Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31
Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Las láminas preparadas, se observan al microscopio para ver sus características
morfológicas y se utilizan claves dicotómicas disponibles para la identificación.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Realizar limpieza de campana segun
E.POE-04 manual de equipos
Esterilizar asa a utilizar y esperar a que
se enfrien (paso de esterilizacion)
Rotular portaobjetos con nombre
de la cepa fúngica
colocar 2-3 gotas en portaobjetos,
tomar inóculo
colocar inóculo sobre pobre portaobjetos con azul de lactofenol y colocar
cubreobjetos
Realizar (paso de esterilizacion)
Guardar cajas de petri en incubadora 26oC de 3-7 dias
ANEXO 7. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 148
Nombre: Caracterización microscópica de hongos MBPOP31
Elaboró:Ma. Alejandra Marroquín Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo de 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Microbiológico de referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencias y Tecnología, como parte del Informe Final
proyecto FODECYT 40-2007.
ANEXO 8. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 149
Nombre: Uso del API®20 C AUX MBPOP32
Elaboró: Br. Maritza Moreno/ Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el procedimiento para llevar a cabo la identificacion de levaduras por el
método de API® 20 C AUX.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
a. Realizar los procedimientos dentro de la campana de flujo laminar.
b. Tener todo el material a utilizar preparado antes de iniciar el procedimiento.
c. Al finalizar el procedimiento, descartar el material de desecho en el lugar
correspondiente.
d. Durante la lectura del API evitar abrir la cámara de incubación para evitar
contaminación.
4. DEFINICIONES
API: Sistema para la identificación precisa de las levaduras que se encuentran más
frecuentemente. Se basa en la utilización de substratos deshidrataos, ya que las
levaduras crecen solamente si son capaces de utilizar dichos substratos.
Levadura: hongo unicelular que se reproduce mediante gemación o fisión.
ANEXO 8. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 150
Nombre: Uso del API®20 C AUX MBPOP32
Elaboró: Br. Maritza Moreno/ Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Standard de McFarland: suspensión estandarizada, con cierto grado de turbidez
equivalente a una concentración específica de bacterias.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Formulario de Identificación de levaduras.
8. PROCEDIMIENTO
Preparación de la galería
Reunir fondo y tapa de una cámara de incubación y repartir 5 ml de agua
destilada o desmineralizada.
Identificar la cámara con el número de referencia de la cepa en la lengüeta
lateral.
Retirar la galería que contiene los pozos de su empaque individual y depositarla
de la cámara individual.
ANEXO 8. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 151
Nombre: Uso del API®20 C AUX MBPOP32
Elaboró: Br. Maritza Moreno/ Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Preparación del inóculo
Abrir una ampolla de API suspensión medium o una ampolla de API NaCl
0.85% médium o un tubo que contenga 2mL de agua estéril.
Con una asa tocar la colonia a identificar, usar preferentemente cultivos jóvenes
(18 -24 horas).
Realizar la suspensión de levaduras de turbidez igual a la del patrón 2 de
McFarland. Utilizar inmediatamente la preparación.
Abrir ampolla API C médium y transferir 100 µL de la suspensión anterior.
Homogenizar pipeteando, evitando la producción de burbujas.
Inoculación de la galería
Llenar cada cúpula, utilizando 200 µL de la suspensión de la ampolla API C
médium. Evitar la formación de burbujas y procurar que se cree un nivel
horizontal o ligeramente convexo, pero jamás cóncavo.
Cerrar la cámara de incubación e incubar 48–72 horas (± 6 horas) a 29 ºC ± 2ºC.
ANEXO 8. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 152
Nombre: Uso del API®20 C AUX MBPOP32
Elaboró: Br. Maritza Moreno/ Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Lectura e Interpretación
Realizar primera lectura a las 48 horas, observando si existe crecimiento de
levaduras comparado con la cúpula 0. Leer nuevamente a las 72 horas. Si los
ensayos de glucosa no son de fácil lectura incubar nuevamente 6 horas.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Reunir fondo y tapa de una
cámara de incubación Rotular cámara Agregar 5 ml de agua
destilada a los pocillos
Colocar la galería que
contiene los pozos con los
sustratos deshidratados en
la cámara
Realizar suspensión de
levadura a la misma
turbidez del estándar de
McFarland 2.
Tubo con 2 ml
de agua estéril
Transferir 100 µL a una
ampolla API C médium,
homogenizar pipeteando.
Llenar cada pozo de la
galería con 200 µL de la
ampolla API C.
Cerrar la cámara e incubar
48-72 horas a 29oC
ANEXO 8. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 153
Nombre: Uso del API®20 C AUX MBPOP32
Elaboró: Br. Maritza Moreno/ Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
11. ANEXOS
Una cúpula con mayor turbidez que la del control, indica una reacción positiva.
Una cúpula sin turbidez, igual que la del control, indica una reacción negativa.
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 154
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Mantenimiento y conservación de cepas fúngicas y bacterianas.
2. ALCANCE
Este procedimiento es aplicable a todo el personal de planta, de investigación, tesistas,
etc. del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe revisar que todo el material y el equipo a utilizar
se encuentre disponible.
El responsable debe de tener cuidado de tener el cuidado de identificar y realizar
el procedimiento de manera ordenada y limpia
4. DEFINICIONES
a. Cepa: Grupo de organismos dentro de una especie o variedad.
b. Conservación: conjunto de procedimientos y medidas destinadas a
asegurar, por una parte, la prevención de posibles alteraciones físicas en las
cepas a fin de mantenerlas viables para su uso posterior
c. Aceite mineral: Aceite derivado del petróleo o de una fuente mineral, a
diferencia de algunos aceites que tienen origen en plantas y animales.
d. Lysol: Solución aceitosa clara de color marrón desinfectante y antiséptico
utilizado en medicina y uso domestico
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 155
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Consideraciones previas
La cepa microbiana se guarda en forma de cultivo activo en el medio de cultivo en el que
ha crecido. Sin embargo, estas células no pueden permanecer indefinidamente en el mismo
tubo, porque al seguir activas excretan productos tóxicos del metabolismo que se acumulan,
provocando el envejecimiento y muerte celular, por lo que es necesario transferirlas a otro
tubo con medio de cultivo fresco. Si se va a utilizar este método es aconsejable retardar el
envejecimiento y alargar los periodos entre dos resiembras. Esto se puede conseguir de
varias maneras como por ejemplo: disminuyendo la cantidad de inóculo; rebajando la
proporción de algunos nutrientes en el medio de cultivo; inoculando en picadura los
microorganismos que son anaerobios facultativos, ya que el crecimiento en presencia de
oxígeno es más rápido y origina productos generalmente tóxicos; y almacenando los
cultivos de 4ºC-8ºC. Se suele recubrir el crecimiento con una capa de aceite mineral estéril.
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 156
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Con esto se consigue evitar en la medida de lo posible la desecación del medio de cultivo,
que podría ser tóxico para las células al aumentar su concentración.
Conservación por transferencia periódica.
1. Preparar 5 tubos en slant por cada cepa a conservar de Agar Saboraud o Agar
cerebro corazón en tubos de cultivo con tapón de rosca de 13x100 o 16x100,
añadiendo de 4 a 5 ml del medio de cultivo. (Importante: El slant debe estar a
2cm del tapón del tubo de cultivo y tener un fondo de 2cm)
2. Dejar incubando los tubos por 24 horas a temperatura ambiente (25-26˚C), para
comprobar que no exista contaminación en ninguno de ellos.
3. Sacar los tubos de la incubadora y revisar uno a uno para descartar los que
presenten algún tipo de contaminación.
4. Rotular los tubos con el código de la cepa que va ser sembrada en cada uno de ellos
y colocar en gradillas plásticas (Cinco tubos por cada cepa).
5. Limpiar la campana de flujo laminar o el área de trabajo con dos desinfectantes
diferentes si se poseen (Lysol/Cloro), sino únicamente con alcohol.
6. Encender luz UV por un periodo de 30 minutos.
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 157
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
7. Encender el flujo laminar de la campana y dejar correr el aire por un tiempo
aproximado de 15 minutos antes de comenzar a trabajar para que se esterilice toda
el área de trabajo.
8. Pasados los 15 minutos encender el incinerador o el mechero bunsen en
dependencia del área de trabajo, hasta que caliente.
9. Colocar todo el material de trabajo dentro de la campana antes de sentarse a
trabajar, debido a que una vez sentados no deben levantarse hasta terminar el
trabajo que se está ejecutando para evitar posibles fuentes de contaminación del
material.
10. Con el material en la campana se procede a realizar los pases de las cepas de caja a
tubo o de tubo a tubo de la siguiente manera:
a. Quemar el asa que se va utilizar para realizar el repique de la cepa hasta que
se torne color rojo vivo para lo cual se debe dejar dentro del incinerador por
un período de tiempo aproximado de 1 minuto.
b. Dejar enfriar el asa por un tiempo aproximado de 1 minuto para no quemar
el inóculo que se va tomar.
c. Abrir la caja de Petri o el tubo de ensayo donde se tiene la cepa que se va
conservar, tomar una asada de la misma, cerrar el tubo y regresar el mismo a
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 158
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
la gradilla de donde se tomó. (Nota: es muy importante llevar un orden en
los tubos para evitar confusión)
d. Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de conservación y hacer el
inóculo (por punción en caso de hongos y estriado en caso de bacterias) de la
cepa que se esté trabajando, cerrar el tubo y colocar en la gradilla donde se
van a tener las cepas inoculadas. (Importante: este proceso se hace por
quintuplicado por cada cepa que se va conservar)
e. Al finalizar el pase de las cepas que se estén trabajando, (por día se trabaja
un aproximado de 10 cepas), se retiran de la campana de flujo laminar y se
colocan en la incubadora a 28˚C los hongos y a 37˚C por 24 horas las
bacterias.
f. Al tercer día de incubación en el caso de los hongos y 24 horas en el caso de
las bacterias, revisar el crecimiento y pureza de las mismas pues no debe
pasar la colonia de un diámetro de 1-2 cm los hongos y haber crecimiento en
el slant en las bacterias, si en caso para este día no han alcanzado este
tamaño deben permanecer en la incubadora con un monitoreo diario para
que no excedan el tamaño permitido para su conservación.
g. Al alcanzar la colonia el tamaño permitido (1-2cm/hongos, presencia de
crecimiento en el slant/bacterias) se procede a añadir el aceite mineral estéril
resbalado por las paredes del tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur
previamente esterilizadas. El aceite mineral debe quedar 1 cm por arriba
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 159
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
del slant. Este proceso se realiza dentro de la campana por lo que debe
seguirse los pasos del 5-8 anteriormente mencionados.
h. Colocar las cepas conservadas con la técnica de aceite mineral en el lugar
seleccionado para guardar el cepario de referencia.
Repetir este proceso con todas las cepas que se desee conservar e incluir al cepario de
referencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 160
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Preparar 5 tubos en slant x cepa con
tapón de rosca de 13x100 o 16x100.
A
A
1
Medio
de cultivo
2 cm
Incubar tubos x 24h a temp. ambiente (25-26˚C),
para descartar contaminación
Sacar los tubos y observar si existe
contaminación
Rotular cada tubo con el código de la cepa
que A sembrar y colocar en gradillas
plásticas (Cinco tubos por cada cepa).Limpiar la campana de flujo laminar con
desinfectante (Lysol/Cloro), sino
únicamente con alcohol.
Encender el flujo laminar de la campana y
dejar correr el aire por 15 min antes de
comenzar a trabajar.
Encender el incinerador o el
mechero bunsen hasta que caliente.
Colocar todo el material de
trabajo dentro de la campana
antes de sentarse a trabajar, Una
vez sentado no levantarse
Esterilizar el asa hasta que se torne color
rojo vivo dejando dentro del incinerador por
un período de tiempo aproximado de 1 min.
Abrir la caja de Petri o el tubo de ensayo donde se
tiene la cepa que se va conservar, tomar una
asada de la misma, cerrar el tubo y regresar el
mismo a la gradilla de donde se tomó.
Abrir el tubo de ensayo que contiene el medio de
conservación y hacer el inóculo (por punción en
caso de hongos y estriado en caso de bacterias)
de la cepa que se este trabajando, cerrar el tubo y
colocar en la gradilla donde se van a tener las
cepas inoculadas.
Medio
de cultivo
A
Medio
de cultivo
A
Al finalizar el pase de las cepas que se estén
trabajando, (por día se trabaja un aproximado de
10 cepas), se retiran de la campana de flujo
laminar y se colocan en la incubadora a 28˚C los
hongos y a 37˚C por 24 horas las bacterias.
En bacterias observar crecimiento y pureza al las
24hrs. En hongos observar y pureza crecimiento a
los 3 dias. No debe pasar la colonia de un
diámetro de 1-2 cm los hongos y haber
crecimiento en el slant en las bacterias,
Al alcanzar la colonia el tamaño permitido (1-
2cm/hongos, presencia de crecimiento en el
slant/bacterias) se procede a añadir el aceite
mineral estéril resbalado por las paredes del
tubo de ensayo utilizando micropipetas Pasteur
previamente esterilizadas.
Colocar las cepas conservadas con la
técnica de aceite mineral en el lugar
seleccionado para guardar el cepario de
referencia.
Repetir este proceso con
todas las cepas que se
desee conservar e incluir
al cepario de referencia.
Medio:
Agar Sabouraud o
cerebro corazón
(4 a 5 ml x tubo).
El aceite mineral
debe quedar 1 cm
por arriba del
slant. Este proceso
se realiza dentro de
la campana por lo
que debe seguirse
los pasos del 5-8
anteriormente
mencionados.
A
A
1
Medio
de cultivo
Encender luz UV por 30 minutos, encender el
flujo laminar de la campana y dejar correr el aire
por 15 min antes de comenzar a trabajar.
ANEXO 9. Manual operativo
MANUAL OPERATIVO
LAMIR-POE
Página 161
Nombre: Conservación de cepas fúngicas y bacterianas en aceite
mineral MBPOP33
Elaboró: Enrique Solís Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: octubre 2008 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 10. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 162
Nombre:Balanza digital MBPO05
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado de la balanza digital
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación y requiera de su uso dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a éste.
Revisar el equipo antes y después de su uso, para verificar que se encuentre en
buen estado.
Usar el equipo de forma adecuada y limpia siguiendo las instrucciones según el
procedimiento.
4. DEFINICIONES
Balanza: La balanza se utiliza para medir la masa de un cuerpo o sustancia o
también el peso de los mismos, dado que entre masa y peso existe una relación bien
definida. En el laboratorio se utiliza la balanza para efectuar actividades de control
de calidad, para preparar mezclas de componentes en proporciones predefinidas y
para determinar densidad o pesos específicos.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
ANEXO 10. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 163
Nombre: Balanza digital MBPOE05
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Se debe anotar en la hoja de control de usuarios
Se verifica que el plato de la balanza se encuentre limpio, libre de residuos o de
polvo.
Se conecta la balanza y se espera que se estabilice la carga interna por 5
minutos.
Previo a utilizarse, se nivela la balanza con botones laterales izquierdo o
derecho, verificando que la gota del visor se encuentre en el centro del círculo.
Se presionar el botón ON/OFF.
Se tara el papel sobre el cual se va a pesar y luego se presiona TARE para
guardar el peso de la tara, la balanza regresa a 0.00g en la memoria.
Se pesa el material que se va a necesitar.
Se retira el material.
Si no se va a seguir usando se apaga y se guarda.
ANEXO 10. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 164
Nombre: Balanza digital MBPOE05
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Uso de la Balanza Digital
Anotarse en la hoja de control de usuarios
Verificar que el plato de la balanza se encuentre limpia
Conectar la balanza y esperar que se estabilice la carga
Nivelar la balanza con botones laterales izquierdo o derecho, verificando que la gota
del visor se encuentre en el centro del círculo.
Presionar el botón ON/OFF.
Tarar el papel sobre el cual se va a pesar y luego presionar TARE.
Pesar material que se va a necesitar.
ANEXO 10. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 165
Nombre: Balanza digital MBPOE05
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Se retira el material.
Si no se va a seguir usando se apaga y se guarda.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 28-2011.
ANEXO 11. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 166
Nombre: Contador de colonias MBPOE11
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado del Contador de Colonia.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación y requiera de su uso dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a éste.
Revisar el equipo antes y después de su uso, para verificar que se encuentre en buen
estado.
Usar el equipo de forma adecuada y limpia siguiendo las instrucciones según el
procedimiento.
4. DEFINICIONES
Cámara de Quebec: Es un instrumento es utilizado para contar colonias de
bacterias u otros microorganismos con crecimiento en placas de petri con agar.
Este contador tiene una superficie la cual se ilumina para colocar las placas, y
posteriormente contar manualmente las colonias que se van punteando con un
marcador.
UFC (Unidades Formadores de Colonias): Expresa el número relativo
de microorganismos de un taxón determinado en un volumen de unmetro
cúbico de agua.
ANEXO 11. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 167
Nombre: Contador de colonias MBPOE11
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Se conecta el contador de colonias al tomacorriente.
Se enciende la lámpara del contador, en el botón ON.
Se verifica que se encuentren limpias, la lupa y la superficie que tiene el rayado para
recuentos (porta placas de petri).
Se coloca la caja de petri sobre la superficie rayada.
Se debe ajustar la correcta visibilidad a través de la lupa, acercándola o alejándola
de la caja.
Se lleva a cabo el recuento según las reglas para el recuento aeróbico en placa.
Al finalizar los recuentos, se retira la caja, se coloca la lupa lo más cerca posible a la
superficie cuadriculada.
Se apaga la lámpara en el botón de OFF.
Se desconecta la cámara del tomacorriente.
ANEXO 11. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 168
Nombre: Contador de colonias MBPOE11
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Contador de Colonias
Conectar el contador de colonias al tomacorriente
Encender la lámpara del contador, en el botón ON
Verificar que se encuentren limpias, la lupa y la superficie que tiene el rayado para
recuentos
Colocar la caja de petri sobre la superficie rayada
Ajustar la correcta visibilidad a través de la lupa, acercándola o alejándola de la caja
Realizar el recuento según las reglas para el recuento aeróbico en placa
Al finalizar retirar la caja y colocar la lupa lo más cerca posible a la superficie cuadriculada
Apagar la lámpara en el botón de OFF y desconectar del tomacorriente
ANEXO 11. Manual de esquipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 169
Nombre: Contador de colonias MBPOE11
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 28-2011.
ANEXO 12. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 170
Nombre: Campana de flujo laminar MBPOE12
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado de la Campana de flujo laminar
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación y requiera de su uso dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a éste.
Revisar el equipo antes y después de su uso, para verificar que se encuentre en buen
estado.
Usar el equipo de forma adecuada y limpia siguiendo las instrucciones según el
procedimiento.
4. DEFINICIONES
Cámara de Flujo Laminar: Es un equipo diseñado para controlar los aerosoles y
micropartículas asociados al manejo del material biológico, potencialmente tóxico o
infeccioso, que se genera en los laboratorios como resultado de actividades como el uso
y manejo de pipetas, la apertura de recipientes con presiones internas diferentes a la
atmosférica, utilizando condiciones apropiadas de ventilación.
ANEXO 12. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 171
Nombre: Campana de flujo laminar MBPOE12
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Limpieza y desinfección de la campana de flujo laminar
Se levanta la ventana hasta la altura señalada.
Se quita el polvo de la campana utilizando un paño limpio, pasándolo por todas las
paredes y superficies.
Sedesinfecta el área de trabajo con etanol al 70%, se deja evaporar el alcohol.
Se enciende la lámpara UV y se deja durante quince minutos.
Luego de la luz UV, se procede a encender la luz (colocando el interruptor señalado
como LIGHT en posición FL).
Se conecta el interruptor de flujo de aire (colocando el interruptor señalado como
BLOWER en la posición ON) y se espera 15 a 20 minutos.
Se conecta el interruptor de paso de energía hacia el incinerador (interruptor
señalado como OUTLET pasándolo a posición ON).
Se enciende el incinerador (colocando el interruptor en posición ON).
Se colocan los materiales a trabajar dentro de la campana.
ANEXO 12. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 172
Nombre: Campana de flujo laminar MBPOE12
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Al terminar
Se apaga el incinerador (interruptor a posición OFF) y se desconecta el flujo de
energía al incinerador (interruptor OUTLET a posición OFF).
Se retiran los materiales de trabajo.
Se desinfecta con etanol al 70% el área de trabajo.
Se desconecta el flujo de aire (interruptor BLOWER a posición OFF).
Se cierra la ventana completamente y se enciende la luz ultravioleta (interruptor
LIGHT a posición UV) por 15 minutos.
Luego de pasados los 15 minutos de luz UV, se apaga la misma (Interruptor LIGHT
a posición OFF)
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Limpieza y desinfección de la campana de flujo laminar
Levantar la ventana hasta la marca
Limpiar el polvo de la campana utilizando un paño limpio pasándolo por todas las paredes
y superficies
Desinfectar el área de trabajo con alcohol al 70%
ANEXO 12. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 173
Nombre: Campana de flujo laminar MBPOE12
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Encender la lámpara UV y se deja durante quince minutos
Luego colocar el interruptor señalado como LIGHT en posición FL
Conectar el interruptor de flujo de aire colocando el interruptor señalado como BLOWER
en la posición ON y se espera 15 a 20 minutos
Conectar el interruptor de paso de energía hacia el incinerador pasándolo a posición ON
Encender el incinerador colocándolo en posición ON
Colocar los materiales a trabajar dentro de la campana
Al terminar
Apagar el incinerador colocándolo en posición OFF y se desconecta el flujo de energía al
incinerador
ANEXO 12. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 174
Nombre: Campana de flujo laminar MBPOE12
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Retirar los materiales de trabajo
Desinfectar con etanol al 70%
Desconectar el flujo de aire colocando el interruptor BLOWER a posición OFF
Cerrar la ventana completamente y encender la luz ultravioleta por 15 minutos
Pasados los 15 minutos de luz UV apagar la misma colocando el interruptor LIGHT a
posición OFF
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 28-2011.
ANEXO 13. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 175
Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado del autoclave Tuttnauer 2340M.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación y requiera de su uso dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo (autoclave Tuttnauer 2340M), haciéndose responsable de cualquier
daño ocasionado a éste.
Revisar el equipo (autoclave Tuttnauer 2340M) antes y después de su uso, para
verificar que se encuentre en buen estado.
Usar el equipo (autoclave Tuttnauer 2340M), de forma adecuada y limpia siguiendo
las instrucciones según el procedimiento.
4. DEFINICIONES
Autoclave: Es una cámara cilíndrica presurizada de acero, que posee dispositivos
de calentamiento, presurización y vacío. Las variables que se deben de controlar
son: temperatura, vacío y presión.
Temperatura:La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las
partículas en un algún elemento.
ANEXO 13. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 176
Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Vacío: Ausencia total de aire en el interior de un recipiente.
Presión: Medida de magnitud relacionada con el número de choques de un gas
contra las paredes de un recipiente.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Uso del autoclave Tuttnauer 2340M
Antes de utilizar el autoclave se verifica que éste se encuentre conectado a la
corriente eléctrica y en buen estado.
Dirigirse a la vista posterior del equipo y movilizar el interruptor hacia el estado ON
(encendido).
ANEXO 13. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 177
Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
En la vista frontal del equipo, cerciorarse que el temporizador y la válvula multiusos
se encuentre en “0” (cero) y el termostato se encuentre a 121°C, verificado lo
anterior proceda a movilizar el switch (botón verde) hacia el estado ON.
Dirigirse a la vista superior del equipo, retirar la tapa del reservorio de agua y
verificar que marca de agua en la varilla medidora supere el MÍNIMO, en caso
contrario, añadir agua destilada sin superar el MÁXIMO de la cámara. Colocar
nuevamente la tapa.
En la vista frontal del equipo proceda a rotar la válvula multiusos hacia la marca
FILL WATER. El agua destilada comenzará a movilizarse hacia la cámara de
esterilizado. Verificar que el agua en la parte inferior de la cámara no supere la
marca señalada (surco).
Introducir el material a esterilizar a la cámara del autoclave con el cuidado de no
superar su capacidad. Cerrar la compuerta rotando la manecilla a favor de la agujas
del reloj.
Ajuste el tiempo y temperatura requerida rotando el temporizador y termostato,
respectivamente.
Rotar la válvula multiusos de la marca FILL WATER hacia la marca STERILIZE.
Esperar el tiempo necesario previamente fijado para la esterilización.
ANEXO 13. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 178
Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Transcurrido el tiempo de esterilizado, rotar la válvula multiusos de la marca
STERILIZE hacia la marca EXH+DRY. Esperar a que descienda la presión y
proceder a abrir la compuerta girando la manecilla en contra de las agujas del reloj.
Retire el material esterilizado y proceda apagar el equipo movilizando el switch en
la parte frontal y posterior hacia el estado OFF.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Uso del autoclave Tuttnauer 2340M
Verificar que éste se encuentre conectado el equipo a la corriente eléctrica y en buen
estado.
Movilizar el interruptor hacia el estado ON (encendido), ubicado en la parte posterior
Cerciorarse que el temporizador y la válvula multiusos se encuentre en “0” (cero) y el
termostato se encuentre a 121°C, parte frontal.
Movilizar el switch (botón verde) hacia el estado ON
ANEXO 13. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 179
Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Retirar la tapa del reservorio de agua en la parte superior del equipo y verificar que la
marca de agua en la varilla medidora supere el MÍNIMO, en caso contrario, añadir agua
destilada sin superar el MÁXIMO de la cámara. Colocar nuevamente la tapa.
En la vista frontal del equipo proceda a rotar la válvula multiusos hacia la marca FILL
WATER. El agua destilada comenzará a movilizarse hacia la cámara de esterilizado.
Verificar que el agua en la parte inferior de la cámara no supere la marca señalada
(surco).
Introducir el material a esterilizar a la cámara del autoclave con el cuidado de no
superar su capacidad
Cerrar la compuerta rotando la manecilla a favor de la agujas del reloj.
Ajuste el tiempo y temperatura requerida rotando el temporizador y termostato,
respectivamente.
ANEXO 13. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 180
Nombre: Uso de autoclave Tuttnauer 2340M MBPOE16
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Rotar la válvula multiusos de la marca FILL WATER hacia la marca STERILIZE.
Esperar el tiempo necesario previamente fijado para la esterilización.
Transcurrido el tiempo de esterilizado, rotar la válvula multiusos de la marca
STERILIZE hacia la marca EXH+DRY. Esperar a que descienda la presión y
proceder a abrir la compuerta..
Retire el material esterilizado y proceda apagar el equipo movilizando el switch en la parte
frontal y posterior hacia el estado OFF.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 28-2011.
ANEXO 14. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 181
Nombre: Incubadora PREMLAB MBPOE17
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado de la incubadora.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo, haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a este.
Revisar el equipo antes y después de su uso, para observar que se encuentre en buen
estado antes y después de utilizarlo.
Usar el equipo, de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos adecuados según
el procedimiento.
Anotar en la hoja de registro la temperatura de la incubadora tanto a la hora de
inicio de labores, como al momento de salida, agregando la fecha, responsable de la
lectura y observaciones
De encontrar un registro de temperatura fuera de los límites permisibles el
responsable de la lectura debe informar la misma y tomar las medidas correctivas
pertinentes.
ANEXO 14. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 182
Nombre: Incubadora PREMLAB MBPOE17
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
4. DEFINICIONES
Incubadora: Equipo diseñado para mantener una cámara a temperatura, atmósfera y
humedad controladas, con el fin de conservar microorganismos en un entorno
favorable para su crecimiento.
Temperatura: La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las
partículas en una sustancia.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Hoja de registro de incubadora
8. PROCEDIMIENTO
Uso de la incubadora
Verificar que el equipo se encuentre encendido (interruptor en posición ON).
Anotar la temperatura inicial del equipo, responsable y observaciones.
ANEXO 14. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 183
Nombre: Incubadora PREMLAB MBPOE17
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Abrir la puerta en su totalidad al momento de cargar en la incubadora.
Colocar los objetos o bandejas en la parrilla de la incubadora, nunca se deben apilar en
una sola parrilla, pues se obstruirá el paso de flujo de calor.
Comprobar que la puerta se mantenga cerrada para evitar fluctuaciones en la
temperatura.
Programación de la temperatura
En caso de cambiar el valor fijado de la temperatura, presione el botón ◄.
El primer digito titilante aparecerá en la pantalla SV.
Para mover de posición el digito que se desea modificar presione el botón ◄.
Presione el botón ▲ para incrementar el valor del digito previamente seleccionado,
presione el botón para disminuir el valor del digito previamente seleccionado ▼.
Presione MD para establecer la temperaturay el equipo funcionará a la nueva
temperatura fijada
Nota: el fabricante no recomienda realizar operaciones a una temperatura mayor a
60°C o menor de 5°C
ANEXO 14. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 184
Nombre: Incubadora PREMLAB MBPOE17
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Uso de la incubadora
Verificar que el equipo se encuentre encendido (interruptor en posición ON).
Anotar información requerida en hoja de registro
.
Abrir la puerta totalmente al momento de cargar en la incubadora.
Colocar los objetos en la parrilla, distribuirlos correctamente para que no obstruya el paso
de flujo de calor.
Mantener la puerta cerrada para evitar fluctuaciones en la temperatura.
Programación de la temperatura
En caso de cambiar el valor fijado de la temperatura, presione el botón ◄.
El primer digito titilante aparecerá en la pantalla SV.
ANEXO 14. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 185
Nombre: Incubadora PREMLAB MBPOE17
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Para mover de posición el digito que se desea modificar presione el botón ◄.
Presione el botón ▲ para incrementar el valor del digito previamente seleccionado o
presione el botón para disminuir el valor del digito previamente seleccionado ▼.
Presione MD para establecer la temperaturay el equipo funcionará a la nueva
temperatura fijada
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 28-2011.
ANEXO 15. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 186
Nombre: Refrigeradora FOGEL MBPOE18
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado de la cámara de refrigeración FOGEL.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo, haciéndose responsable de cualquier daño ocasionado a este.
Revisar el equipo antes y después de su uso, para observar que se encuentre en buen
estado antes y después de utilizarlo.
Usar el equipo, de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos adecuados según
el procedimiento.
Anotar en la hoja de registro la temperatura de la incubadora tanto a la hora de
inicio de labores, como al momento de salida, agregando la fecha, responsable de la
lectura y observaciones
De encontrar un registro de temperatura fuera de los límites permisibles el
responsable de la lectura debe informar la misma y tomar las medidas correctivas
pertinentes.
ANEXO 15. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 187
Nombre: Refrigeradora FOGEL MBPOE18
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
4. DEFINICIONES
Cámara de refrigeración: Equipo diseñado para mantener una temperatura
controladas, con el fin de conservar microorganismos, medios de cultivo a una
temperatura comprendida entre 0-7 grados celcius.
Temperatura: La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las
partículas en una sustancia.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Hoja de registro de incubadora
8. PROCEDIMIENTO
Uso de la cámara de refrigeración.
El equipo se enciente al momento de conectarlo a la fuente de energía.
Se debe anotar la temperatura inicial del equipo, responsable y observaciones que
puedan haber en el formulario del equipo.
ANEXO 15. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 188
Nombre: Refrigeradora FOGEL MBPOE18
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Abrir la puerta en su totalidad cuando se introduzca material
Colocar los objetos o bandejas en la parrilla de la incubadora, nunca se deben apilar en
una sola parrilla, pues se obstruirá el flujo de refrigerante.
Comprobar que la puerta se mantenga cerrada para evitar fluctuaciones en la
temperatura.
Programación de la temperatura
Para cambiar la temperatura a la cual se mantiene la cámara de refrigeración se debe
girar la perilla que se encuentra en el interior de la cámara un la parte superior.
Nota
La temperatura se debe encontrar en el rango de 0-7oC
9. DIAGRAMA DE FLUJO
Uso de la cámara de refrigeración.
Conectar el equipo a la fuente de energía para encenderlo.
Llenar el formulario de uso del equipo
Abrir la puerta totalmente para introducir material
ANEXO 15. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 189
Nombre: Refrigeradora FOGEL MBPOE18
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Colocar objetos en la parrilla de la incubadora, distribuirlos
correctamente para no obstruir el flujo de refrigerante.
Mantener la puerta cerrada para evitar fluctuaciones en la
temperatura.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 28-2011.
ANEXO 16. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 190
Nombre: Manejo del higrómetro MBPOE19
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Estandarizar el uso y manejo adecuado del hidrometro.
2. ALCANCE
Puede ser utilizado por las personas que laboran en el LAMIR, así como cualquier
persona que realice una investigación acerca del tema dentro del LAMIR.
3. RESPONSABILIDADES
Cuidar el equipo (higroscopio), haciéndose responsable de cualquier daño
ocasionado a este.
Revisar el equipo (higroscopio) antes y después de su uso, para observar que se
encuentre en buen estado antes y después de utilizarlo.
Usar el equipo (higroscopio), de manera ordenada y limpia siguiendo los pasos
adecuados según el procedimiento.
Guardar el equipo (higroscopio), en un lugar adecuado y fresco al terminar su uso.
4. DEFINICIONES
Higroscopio: Instrumento que realiza mediciones rápidas de humedad y
temperatura.
Temperatura:La temperatura es una medida del calor o energía térmica de las
partículas en una sustancia.
ANEXO 16. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 191
Nombre: Manejo del higrómetro MBPOE19
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Humedad relativa:es el cociente en la humedad absoluta y la cantidad máxima de
agua que admite el aire por unidad de volumen. Se mide en tantos por ciento y está
normalizada de forma que la humedad relativa máxima posible es el 100%.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÒN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado cuando menos una vez al año o antes si se cambia o
mejora el sistema administrativo y operativo del laboratorio.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
No aplican.
8. PROCEDIMIENTO
Uso del higroscopio en el área o ambiente interior
Antes de utilizar el higroscopio, se observa que este se encuentre en buen estado,
qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.
Para el área o ambiente interior se selecciona un punto fresco y central (del área o
lugar a muestrear), en donde colocar el higroscopio y que no se vea afectado por
ningún equipo, o material que afecte los datos (temperatura y humedad relativa) que
proporcionará el higroscopio.
ANEXO 16. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 192
Nombre: Manejo del higrómetro MBPOE19
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y
se coloca.
Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el
higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.
Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la
humedad relativa obtenidos con el higroscopio.
Uso del higroscopio en el área o ambiente exterior
Antes de utilizar el higroscopio se observa que este se encuentre en buen estado,
qué funcione correctamente y que la batería tenga carga.
Para el área o ambiente exterior se selecciona un punto fresco y central (del área o
lugar a muestrear), en donde colocar el higroscopio y que no se vea afectado por el
sol, vegetación, o algún otro material, que afecte los datos (temperatura y humedad
relativa) que proporcionará el higroscopio.
Ya seleccionada el área en donde se posicionará el higroscopio, este se enciende y
se coloca.
Luego se espera aproximadamente unos 5-10 minutos hasta que se estabilice el
higroscopio para proceder con la lectura de los resultados.
Ya transcurrido el tiempo, se anotan los resultados de la temperatura y de la
humedad relativa obtenidos con el higroscopio.
ANEXO 16. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 193
Nombre: Manejo del higrómetro MBPOE19
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Antes de utilizar el higroscopio se observa que
este se encuentre en buen estado, qué funcione
correctamente y que la batería tenga carga.
Área
interior
Área
exterior
Se selecciona un punto fresco y central (del
área o lugar a muestrear), en donde colocar
el higroscopio y que no se vea afectado por
ningún equipo, o material que afecte los
datos (temperatura y humedad relativa).
Se selecciona un punto fresco y central (del
área o lugar a muestrear), en donde colocar
el higroscopio y que no se vea afectado por
el sol, vegetación, o algún otro material, que
afecte los datos (temperatura y humedad
relativa).
Ya seleccionada el área en donde
se posicionaráel higroscopio, este
se enciende y se coloca.
Luego se espera aproximadamente unos 5-10
minutos hasta que se estabilice el higroscopio para
proceder con la lectura de los resultados.
Se anotan los resultados de la
temperatura y de la humedad
relativa obtenidos con el
higroscopio.
9. DIAGRAMA DE FLUJO
ANEXO 16. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 194
Nombre: Manejo del higrómetro MBPOE19
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Laboratorio Mircrobiológico de Referencia, para uso del personal.
Secretaría Nacional de Ciencia y Tecnología, como parte del informe final Proyecto
FODECYT 40-2007.
ANEXO 17. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 195
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS-
100 Eco) MBPOE20
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
1. PROPÓSITO
Tener una guía del uso y mantenimiento adecuado del Aeroscopio MAS- 100 Eco.
2. ALCANCE
Este procedimiento va dirigido al personal que labora en el –LAMIR- ,como personal
de investigación, tesistas, técnicos, etc.
3. RESPONSABILIDADES
El responsable del proceso debe:
a. El responsable a utilizar el aeroscopio debe de seguir de manera orfenada los pasos
del respectivo POE o Manual Operativo del Aparato.
b. El responsable a utilizar el aerospcopio debe de verificar que el aparato este limpio
y en buen estado antes y después de su respectivo uso.
c. Después de usado el responable debe de limpiar el aeroscopio y guardarlo en su
respectivo estuche y lugar asignado en el laboratorio.
4. DEFINICIONES
Aeroscopio: Dispositivo utilizado en la toma de muestras de aire capaz de aspirar
diferentes volúmenes de aire en determinada cantidad de tiempo. Este funciona por
medio de impactación directa del aire sobre la caja de petri.
ANEXO 17. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 196
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS-
100 Eco) MBPOE20
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
5. RESPONSABLE DE LA REVISIÓN DEL DOCUMENTO
El responsable de editar, revisar y actualizar este procedimiento es el profesional
encargado del LAMIR.
6. REVISIÓN DEL PROCEDIMIENTO
Este procedimiento será revisado una vez al año, y el responsable de editar, revisar y
actualizar este -POE- es el profesional encargado del –LAMIR-.
En el caso de cambiar o mejorar el sistema administrativo y operativo del laboratorio
se revisirá nuevamente.
7. DOCUMENTOS APLICABLES Y / O ANEXOS
Manual MAS-100 Eco “Qualification of air sampler systems: The MAS 100 Meier R.
und Zingre H. , Swiss Pharma 1-2/00
8. PROCEDIMIENTO
Carga de batería del Aeroscopio:
Para recargar la batería debe utilizarse exclusivamente el cargador suministrado con el
Aeroscopio MAS-100 Eco.
Sí el cargador de bateria esta conectado al MAS-100 Eco, se iluminará el diodo de
la carcasa del cargador.
Esta luz, desaparecerá en el momento en el que retire el cargador.
ANEXO 17. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 197
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS-
100 Eco) MBPOE20
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Un ciclo de recarga completo dura 9 horas con la batería completamente cargada.
El rendimiento del volúmen aspirado es de aproximadamente 18,000 litros, lo que
corresponde a unas 180 mediciones por cada 100 litros.
Realización de una toma de muestra de aire:
Colocar el MAS-100 Eco sobre una superficie estable.
Abrir la tapa del orificio (con el guardapolvo acoplado) girándola hacia la izquierda.
Colocar la caja de petri, cerrrada y rellena de agar sobre la sujeción de la caja de
petri.
Retirar la tapa de la caja de petri.
Cerrar de nuevo la tapa del orificio del MAS-100 Eco girándola hacia la derecha.
El cabezal de acumulación puede posicionarse en cualquier ángulo de la dirección
de la corriente de aire, desde horizontal a vertical, con ayuda del asa.
Programar el MAS-100 Eco, el volumen a utilizar; cada uno de estos volúmenes
puede ajustarse o modificarse individualmente para una cantidad de entre 1 y 1000
litros. En este caso el volúmen utilizado es el volúmen 4 (V4=100 litros).
ANEXO 17. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 198
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS-
100 Eco) MBPOE20
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
Retirar el protector del cabezal y comience la toma de muestras en el menú “Start”
presionando “yes”.
Al terminar la toma de muestra aparece en pantalla el volúmen total el mensaje
“End”.
Abrir el cabezal de acumulación, cerrar la caja de petri con su correspondiente tapa
y extraiga la caja de petri.
La caja de petri esta lista para su respectivo uso, según sea el medio de cultivo
utilizado.
9. DIAGRAMA DE FLUJO (FUNCIONAMIENTO DEL AEROSCOPIO)
Se coloca el aeroscopio MAS-100 Eco en una
superficie plana estable y retirar el protector de
este.
Abrir la tapa o cabezal del aeroscopio, girándola
hacia la izquierda
Colocar la caja de petri sobre la sujeción de la caja
de petri en el aeroscopio
Retirar la caja de petri y cerrar de nuevo con la
tapa o cabezal del aeroscopio girándola hacia la
derecha
Programar el volumen a utilizar; en
este caso (V4=100 litros)
ANEXO 17. Manual de equipos.
MANUAL DE EQUIPOS
LAMIR-POE
Página 199
Nombre: Mantenimiento y uso adecuado del Aeroscopio (MAS-
100 Eco) MBPOE20
Elaboró: Br. Maritza Moreno / Br. Julio Paxtor Caté Aprobó MSc. Karin Herrera
Fecha de aprobación: marzo 2012 Fecha de revisión: Cualquier copia impresa, electrónica o reproducción de este documento sin el sello de control de documentos (de color rojo) se constituye en COPIA NO CONTROLADA y se debe consultar al Laboratorio para verificar su vigencia.
10. LISTA DE DISTRIBUCIÓN
Profesional encargado del LAMIR
Profesionales de planta y tecnicos.
Seguidamente presione en el menú
“Start” presionando “yes”, “Delay?”
presionar “No”
Al terminar la toma de muestra (1
minuto) aparece en pantalla el
volúmen total el mensaje “End”.
Retire la tapa o cabezal del aeroscopio y tape la
caja de petri y retírela.
200
ANEXO 18
Fotografias del Herbario BIGU, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Manipulación de aeroscopio por
personal del laboratorio
Toma de muestra en uno de los
puntos exteriores
Toma de muestra en uno de los
puntos interiores
Personal de laboratorio durante
uno de los muestreos
Personal de laboratorio durante
uno de los muestreos
Ambiente interior BIGU
Colección del BIGU Ejemplar BIGU Aeroscopio en funcionamiento
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
201
ANEXO 19
Fotofrafias de la sección de marohongos del herbario BIGU, durante la realización de uno de los muestreos
periódicos
Muestreo dentro de las
instalaciones del anexo del USCG
Aparato en funcionamiento Aparato en funcionamiento en uno
de los puntos internos
Manipulación del aeroscopio Instalaciones del anexo BIGU Instalaciones del anexo BIGU
Personal que labora en el anexo
BIGU
Personal que labora en el anexo
BIGU
Personal que labora en el anexo
BIGU
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
202
ANEXO 20
Fotografias de la micoteca, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Personal LAMIR durante
muestreo mensual
Punto interno de toma de muestra Personal LAMIR preparando
equipo de succión de aire
Preparación del ECO 100MAS® Equipo durante toma de muestra Colocación de las cajas con agar
en el equipo de muestreo
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
203
ANEXO 21
Fotografias delIndex Seminum, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Punto exterior de muestreo Punto interior de muestreo Toma de muestra y de humedad y
temperatura
Aeroscopio en funcionamiento en
uno de los puntos interiores
Aeroscopio en funcionamiento en
uno de los puntos interiores
Aeroscopio en funcionamiento en
uno de los puntos interiores
Colección de semillas Área administrativa del Index
seminum
Personal laborando en el Index
seminum
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
204
ANEXO 22
Fotografias del Herbario USCG, durante la realización de uno de los muestreos periódicos
Toma de muestra de aire y toma
de temperatura y humedad
Muestro en el USCG ambiente
interior
Muestro en el USCG ambiente
exterior
Archivo del USCG donde guardan
ejemplares
Instalaciones interior del USCG Toma de muestra en el interior del
USCG
Deshumidificador ubicado en una
de las áreas del interior USCG
Personal que labora en el USCG Personal de LAMIR impartiendo
platica a trabajadores del USCG
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
205
ANEXO 23
Fotografias del museo de historia natural MUSHNAT, durante la realización de uno de los muestreos
periódicos
Vista exterior del MUSHNAT Ambiente interior punto 5 Ambiente interior punto 1
Aeroscopio durante la toma de
muestra de aire
Ambiente exterior punto D Toma de muestra en uno de los
interiores del MUSHNAT
Vitrina de madera afectada por la
humedad, punto 3
Personal de LAMIR durante
manipulación del equipo
Personal de LAMIR impartiendo
platica a personal de MUSHNAT
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
206
ANEXO 24
Fotografias del Museo de la Universidad de San Carlos -MUSAC-, durante la realización de uno de los
muestreos periódicos
Salón del mural donde se ubican
los puntos 1, 2 y 3
Punto 1 interior salón del mural Personal LAMIR durante uno de
los muestreos
Biblioteca del MUSAC vista
interior
Segundo nivel de la biblioteca
MUSAC
Personal de LAMIR durante la
toma de muestra
MUSAC exterior punto C MUSAC exterior Personal de LAMIR impartiendo
platica al personal del MUSAC
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
207
ANEXO 25
Fotografias del recuento, purificación y conservación microbiológica de las colonias fúngicas emergentes en
cajas utilizadas en los muestreos aerobiológico realizados en los diversos lugares.
Cámara de Quebec utilizada para
los conteos de colonias
Personal de LAMIR durante el
conteo de cajas de muestreo
Cajas utilizadas para la realización
del muestreo
Caja de uno de los muestro al
realizar el conteo del quinto día
API 20 C AUC utilizado para la
identificación de levaduras
Cepas fúngicas conservadas en
tubo
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
208
ANEXO 26
Fotografias de la vista macroscópica de cultivos fúngicos en cajas de Petri (anverso)
I .Aspergillus sp.
II. Mucor sp.
III. Aspergillus niger
IV. Cladosporim sp.
V. Fusarium solani
VI. Penicillium sp.
VII. Penicillium sp.
VIII. Aspergillus terreus
IX. Aspergillus niveus
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
209
ANEXO 27
Fotografias de la vista microscópica de las diversas estructuras fúngicas para llevar a cabo la caracterización
hasta genero de los hongos microscópicos.
I. Aspergillus niger
II. Syncephalastrum
racemosum
III. Rhizopus oryzae.
IV. Cladosporium sp.
V. Scopulariopsis
brevicaulis
VI. Penicillium sp.
VII. Rhizomucor sp.
VIII. Penicillium sp.
IX. Aspergillus sp.
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
210
ANEXO 28
Guía para el control
del biodeterioro de
colecciones
científicas
ANEXO 28
Guía para el control
del biodeterioro de
colecciones
científicas
1. Generalidades ................................................................................................................... 1
2. Causas del deterioro ......................................................................................................... 2
2.1. Factores intrínsecos................................................................................................... 2
2.2. Factores extrínsecos .................................................................................................. 3
3. Agentes deteriorantes ....................................................................................................... 3
La presente guía está dirigida al Museo de Historia Natural de la Universidad de San Carlos –MUSHNAT-, Index Seminum y Herbario de la Universidad de San Carlos de Guatemala -USCG-. La misma contempla aspectos tales como generalidades, limpieza y conservación de piezas de interés científicos.
Proyecto
FODEC
YT28-
2011
Proyecto FODECYT 28-2011
Guía para el control del biodeterioro de colecciones científicas La presente guía está dirigida al Museo de Historia Natural de la Universidad de San Carlos –MUSHNAT-, Index Seminum y Herbario de la Universidad de San Carlos de Guatemala -USCG-. La misma contempla aspectos tales como generalidades, limpieza y conservación de piezas de interés científicos.
ProyectoFODECYT28-2011
Proyecto FODECYT 28-2011
ÌNDICE
1. Generalidades 1
2. Causas de deterioro 2
2.1 Factores intrínsecos 2
2.2 Factores extrínsecos 3
3. Agentes deteriorantes 3
3.1 Biológicos 4
3.2 Agentes ambientales deteriorantes 6
3.3 Agentes antropogénicos deteriorantes 6
4. Métodos de control 6
4.1 Biológicos 7
4.1.1 Hongos y bacterias 7
4.1.2 Insectos 8
4.1.3 Ambientales 10
4.1.4 Antropogénicos 10
5. Recomendaciones para el cuidado y mantenimiento del museo 10
5.1 Objetivos 10
5.2 Equipo de seguridad 10
5.3 Limpieza 11
5.3.1 Soluciones de limpieza 11
5..3.2 Preparación de solución de cloro al 0.5% 11
5.3.3 Preparación de solución de alcohol al 70% 12
5.3.4 Otras recomendaciones 12
5.4 Humedad y temperatura 12
5.4.1 Medidas 12
5.5 Iluminación 13
5.5.1 Natural 13
5.5.2 Incandescente 13
5.5.3 Fluorescente 13
5.6 Ventilación 13
5.7 Vitrinas 13
5.8 Medidas de control 14
5.8.1 Fumigación 14
5.9 Polillas 14
5.10 Procesamiento de piezas de colección 15
5.11 Piel de estudio 15
5.12 Esqueleto 17
5.13 Diagrama de proceso de montaje de insectos 17
6. Guía sobre el mantenimiento y diseño de un herbario y micoteca 18
6.1 Introducción 18
6.2 Objetivos 19
6.3 Aspectos generales de un herbario y micoteca 19
6.3.1 Medidas de prevención 19
6.3.2 Sistema de manejo y administración 20
6.3.3 Estructura organizacional del personal 20
6.3.4 Monitoreo del estado de las colecciones 20
6.3.5 Deterioro en las colecciones 20
6.3.6 Agentes deteriorantes 21
6.4 Etapas para la preservación de ejemplares 21
6.4.1 Ingresos 21
6.4.2 Cuarentena 22
6.4.3 Preservación 22
6.4.4 Etiquetado 22
6.4.5 Catalogación 22
6.4.6 Sistematización 22
6.4.7 Determinación taxonómica 23
6.4.8 Deposito o almacenamiento 23
7. Mantenimiento de un herbario y micoteca 23
7.1 Actualizar permanentemente la nomenclatura de la colección 23
7.2 Canje y prestamos 24
7.3 Fumigación 24
7.4 Administración del herbario y micoteca 25
7.5 Diseño de un herbario y micoteca 25
7.5.1 Recepción 25
7.5.2 Área de secado 25
7.5.3 Cuarentena 25
7.5.4 Zona de trabajo 25
7.5.5 Oficinas 25
7.5.6 Espacio para descanso y alimentación 25
7.5.7 Área de la colección 25
7.5.8 Limpieza y desinfección 26
7.5.9 Implementos necesarios para la limpieza 26
7.6 Procesamiento de especias botánicas 26
7.6.1 Herborización de las plantas 26
7.6.2 Semillas para el index Seminum 27
7.6.3 Herborización de hongos macroscópicos 29
8. Programa general de limpieza 30
9. Propuesta de programa de limpieza 30
10. Recomendaciones generales 31
10.1 Antes de fumigar 32
10.2 Después de fumigar 32
11. Metodologías de evaluación de colecciones 32
12. Referencias 34
1
GUÍA PARA EL CONTROL DEL BIODETERIORO EN
COLECCIONES CIENTÍFICAS
1. Generalidades
Según Simmons y Muñoz-Saba (2005) existían aproximadamente 3 mil millones de
ejemplares preservados o conservados en 6,500 museos e instituciones con
colecciones científicas. Este alto número de ejemplares conlleva un mucho mayor
número de ejemplares de registros y documentación relacionada, lo que hace que la
colección sea un conjunto de ejemplares y registros muy complejos. Es importante
hacer notar que el principal enfoque que se les dio a estas colecciones era el de ser
utilizadas como referentes, mas luego esta visión cambió y se incluyó un enfoque de
mantenimiento y cuidado preventivo.
Las colecciones científicas regularmente se hallan a cargo de los mismos
investigadores que aportan y utilizan la misma, pues no se cuentan con expertos
administradores o curadores de colección. La razón principal es financiera dado que
muy frecuentemente no se incluye como parte del presupuesto y la otra es la falta de
personal con formación específica en la temática. Esto según varios Simmons y
Muñoz-Saba (2005) e INBIO (2008) es causa de un conflicto de intereses. Las
experiencias recabadas a través de conversaciones informales y formales con los
responsables de las colecciones con las cuales trabaja el presente proyecto han sido
positivas y representativas de una muestra de interés y voluntad ante una situación
compleja.
Las normas y reglamentos sobre la administración de colecciones es un componente
único, debido a que las mismas deben ser creadas y generadas en forma individual de
acuerdo a las condiciones en las cuales se desenvuelve. No hay normas mundiales
para el cuidado y manejo de las colecciones científicas, ya que cada región y cada país
tiene sus propios microclimas, sus propios materiales, sus propios problemas y sus
propias estructuras de funcionamiento. Esto lleva a que cada colección es un mundo
individual y por tanto debe ser tratado como tal. Sobre la base de estos antecedentes la
presente guía trata de aportar a las colecciones de la Universidad de San Carlos de
Guatemala con elementos generales que sirvan como guía y referencia para su
cuidado y mantenimiento. (Simmons y Muñz-Saba 2005 pp 44-52; Mesa Ramírez
2005 pp 2
2
2. Causas del deterioro
Uno de los principales elementos que el responsable de un centro documental,
colección de especímenes biológicos y material de referencia debe conocer es el
material, los componentes, proceso de creación, tanto a nivel físico como estructural,
metodologías de almacenamiento, procesos/tratamientos para cada grupo de
ejemplares de la colección. Esto es de vital importancia para lograr comprender el
comportamiento de los objetos dentro y entre la colección a nivel macroscópico y
microscópico a todo nivel. (Bringas Botello s.f. pp 2-4)
Un factor propio de cualquier objeto de una colección es el hecho que por procesos
naturales intrínsecos este pasará por un proceso de modificación, alteración natural
propia del mismo y dependiente de sus componentes. Si el cambio es favorable o
desfavorable dependerá principalmente de la perspectiva del responsable de la
colección y de los usuarios, dado que esto será un factor objetivo. Por lo cual el
deterioro es un factor propio de los objetos de la colección, lo que representa
modificaciones físicas, químicas y ópticas que tienen como fin la desaparición natural
del objeto. Es tarea del responsable de la colección mitigar, evitar y/o retardar lo más
posible este proceso. (Mesa Ramírez 2005 pp 119-121)
Todos los agentes que modifican negativamente la imagen y la materia de objeto de la
colección se considera agente o causa de deterioro. La causa puede definirse como la
razón y los efectos son los síntomas o manifestaciones provocadas por el agente
deteriorantes. Durante el proceso de preservación es necesario identificar la causa y
los efectos, si no se logra sólo se logrará retardar el proceso mas no detenerlo. La
identificación de los agentes deteriorantes se divide en dos tipos, 1) intrínsecos y 2)
extrínsecos. A continuación se describen brevemente cada uno de estos. (Bringas
Botello s.f- pp 2-4)
2.1. Factores intrínsecos
Corresponden a los que se producen por los materiales que conforman el objeto de
colección, la técnica de manufactura, los procedimientos constructivos que se
emplearon para realizarlo. Esto indica que no importa en dónde se encuentre, los
motivos de su deterioro están en su propia constitución y se acentúan o atenúan por el
ambiente en el que se ubican. Es importante por tanto conocer el proceso de
3
ejecución, la selección de materiales y la tecnología empleada para su creación.
(Bringas Botello s.f. pp 5-6)
2.2. Factores extrínsecos
Son todos los agentes que derivan de fuentes externas al objeto y no son dependientes de
este, incluyen todos los agentes naturales, físicos, mecánicos, químicos, biológicos y
humanos que pueden alterar la constitución del objeto. Los principales factores
extrínsecos de deterioro son ambientales: luz, humedad, temperatura, contaminantes
atmosféricos; antropogénicos: manipulación, uso, consulta; biológicos: insectos,
microorganismos; catastróficos: inundaciones
robos, incendios, terremotos, daños estructurales de la infraestructura. (Bringas
Botello s.f. pp 6-11; Mesa Ramírez 2005 pp 121)
Figura 1. Análisis de factores extrínsecos e intrínsecos de documentos
Fuente: Bringas Botello s.f. pp 4, Causas de deterioro del patrimonio documental
3. Agentes deteriorantes
Los agentes deteriorantes se consideran como todos aquellos factores, intrínsecos o
extrínsecos propios o relacionados con los ejemplares de una colección que son
4
causantes de modificaciones a los mismos. Si la modificación es en detrimento o
mejora del ejemplar será determinado por el responsable de la colección y/o el
usuario, como se ha mencionado antes, mas es por regla general que toda
modificación se considera dañina. El grado de deterioro dependerá de la combinación
de los factores ambientales de la colección, estructurales del ejemplar y la interacción
que estos presenten. Se han clasificado los agentes deteriorantes en tres grandes
grupos: 1) biológicos el cual comprende los principales organismos, 2) ambientales
que considera los factores abióticos, 3) antropogénico que toma en consideración el
factor humano del proceso de administración, manejo y uso de las colecciones
científicas. (Simmons, Muñoz-Saba 2005 pp 54-67)
3.1. Biológicos
Hongos desde el punto de vista evolutivo, los hongos son organismos más
desarrollados que las bacterias. Son estructuras normalmente pluricelulares con un
metabolismo complejo. Poseen filamentos llamados hifas que forman el micelio o
cuerpo vegetativo. Se desarrollan fácilmente a un pH entre 4-6, humedades
relativas superiores a 70 % y temperaturas entre 25-30°C. Los hongos producen
manchas, excretan productos que pueden modificar las propiedades químicas y
físicas del sustrato. (Valentín s.f. a pp 1-2)
Bacterias generalmente se desarrollan a pH de 7-8 y temperaturas entre 25 y
38°C, existiendo algunas excepciones hipotérmicas y termófilas; pueden ser
aerobias o anaerobias. Producen enzimas y ácidos orgánicos e inorgánicos que
causan degradación. (Bringas Botello; Gutiérrez 1998)
Insectos se cree existe una mayor incidencia de insectos que de microorganismos
implicados en el biodeterioro de los materiales históricos. Dentro del gran número
de órdenes de insectos existentes en la naturaleza, en seis de estos se hallan las
principales especies que atacan a los ejemplares de las colecciones científicas.
(Gutiérrez y Caselles 1998 pp 49-50; Nieves s.f. b pp 6-7)
Los grupos son:
o Termitas, Orden Isoptera: grupo de insectos muy peligroso y difícil de
erradicar, especialmente porque algunas especiesforman sus nidos
primarios fuera del edificio al que posteriormente acceden a través de
tuberías, o conducciones eléctricas, para instalar sus nidos secundarios y
acceder a los sustratos.
o Escarabajos o carcomas, Orden Coleoptera: en la inmensa mayoría de
los casos, el peligro lo representan las larvas, siendo en muchos casos lo
normal que los adultos se alimenten de polen, néctar o que no se alimenten
en toda su vida.
5
o Derméstidos, Familia Dermestidae: esta familia la componen coleópteros
de color negro a pardo, con tamaños comprendidos entre los 1,3 y los 10
mm de largo. Aunque las condiciones ideales para su desarrollo varían de
unas especies a otras, por lo general prefieren temperaturas entre 20 y
25°C y un 69-70% de humedad relativa.
o Escarabajos o carcomas pequeños, Familia Anobiidae: de distribución
cosmopolita con tamaños comprendidos entre 1 y 9 mm de longitud con el
cuerpo cilíndrico. El color varía entre el pardo rojizo y el marrón oscuro.
Si las condiciones ambientales se mantienen estables en unos valores
idóneos para el desarrollo de estos coleópteros, el ciclo completo puede ser
de apenas dos meses o durar 2-3 años según el contenido de humedad que
presente la madera, su calidad y la temperatura durante el desarrollo de la
larva. Las condiciones idóneas de humedad y temperatura para el
desarrollo de los componentes de esta familia varían dependiendo de la
especie, pero se encontrarían entre los 22-28°C con humedades relativas
del ambiente entre el 70-90%. Los adultos emergen en primavera y verano;
su vida es corta y está dedicada en exclusiva a reproducirse.
o Líctidos, Familia Lyctidae: son coleópteros de tamaño comprendido entre
los 2 y los 5 mm, de forma alargada y aplanada. Pueden presentar un color
pardo, amarillo pardo rojizo o negro parduzco. Presentan normalmente un
ciclo anual, aunque su duración varía dependiendo de las condiciones
ambientales y de alimentación. En el caso de Lyctus brunneus, el
desarrollo embrionario es de 8 días con una temperatura de 20-23°C,
reduciéndose a 6-7 días si la temperatura es de 29°C. Este periodo se
alarga hasta los 10-20 días si la temperatura es de 15°C. Las condiciones
ambientales idóneas para el desarrollo de esta especie son de 20-30°C y
una humedad relativa del 75-90%. Se pueden dar de 1 a 2 generaciones
anuales, dependiendo de las condiciones climáticas, pero si las condiciones
son desfavorables, el ciclo puede durar 2 años.
o Escarabajos o carcomas grandes, Familia Cerambicydae: Lo más
característico de la llamada "carcoma grande" es la gran longitud de sus
antenas, que se insertan en los pliegues de los ojos. Normalmente
presentan ciclos de vida anuales, aunque no son raras las especies con
ciclos de 2-3 años de duración. La larva es aplanada, blanda y blanca o
amarillenta. Hylotrupes bajulus, es la única especie descrita de esta familia
que ataca objetos históricos. Por ejemplo a 16,6°C y 18% de humedad, el
desarrollo embrionario es de 48 días, de 16 a 17 días si son de 21 a 23°C y
el 50% de humedad y tan sólo 6 días si las condiciones son de 31°C y del
90 al 95% de humedad relativa. La duración del ciclo completo puede
prolongarse de 3 a 11 años dependiendo de las condiciones ambientales.
6
Los adultos sólo empiezan a ser activos a temperaturas superiores a los
25°C.
o Polillas o motas, Orden Lepidóptera, Familia Tineidae: La larva se
desarrolla dentro de un estuche de seda que lleva siempre consigo en sus
desplazamientos y que oculta pegando excrementos y pequeños trozos del
sustrato. Viven sobre sustancias vegetales o animales y pueden llegar a
ocasionar daños considerables. Su desarrollo se ve muy influenciado por la
temperatura. A 15°C los huevos eclosionan después de 24 días. Este
periodo se ve reducido a sólo 7 días si se encuentran a la temperatura
óptima para la especie que es de 25°C.
3.2. Agentes ambientales deteriorantes (Bringas Botello s.f. pp 3-10; Simmons y
Muñoz-Saba 1995 pp 56-65)
Luz: provoca oxidación, decoloración, alteración de coloración, deterioro
fotoquímico, cristalización.
Temperatura / calor: provoca deshidratación, hidratación, corrimiento, rigidez,
flexibilidad, contracción, dilatación, crecimiento o florecimiento de organismos
biológicos, cristalización.
Humedad relativa / agua: provoca deshidratación, hidratación, corrimiento, rigidez,
flexibilidad, contracción, dilatación, corrimiento de pigmentos, crecimiento o
florecimiento de organismos biológicos.
Viento: provoca desplazamiento de huevos, esporas, larvas, partículas, organismos
3.3. Agentes antropogénicos deteriorantes
El principal y único agente antropogénico deteriorante es el ser humano, siendo los
principales efectos el deterioro de los ejemplares al no respetarse los protocolos de
limpieza, mantenimiento y uso de las colecciones. Dentro de estos factores puede
mencionarse el mal manejo de los ejemplares lo que provoca fractura, fisura, pérdida,
robo, entre otros. (Simmons, Muñoz-Saba 1995 pp 67-72)
4. Métodos de control
Los métodos de control de los agentes deteriorantes son variados y dependen del
mismo, dado que los mismos deben responder o interrumpir procesos diferentes y
particulares propios de la combinación del ejemplar, ambiente e interacción entre
estos. Es importante tomar en consideración que no existe un método con garantía
absoluta de funcionamiento y sin efectos secundarios adversos, sólo existe el más
adecuado según las circunstancias. A continuación se mencionan algunos
mecanismos de control, mitigación o prevención del deterioro para cada uno de los
grupos antes mencionados, biológicos, ambientales, antropogénicos. (Simmons,
Muñoz-Saba 1995 pp 162-177; Nieves s.f. b pp 1-3)
7
4.1. Biológicos
4.1.1. Hongos y bacterias (Calvo 2001 pp 1-3; Nieves s.f. pp 3-14; Ogaz,
Moroni 2008 pp 17-
18; Rust 1993 pp 1-8)
o Óxido de etileno:el proceso consiste en introducir en una cámara de
fumigación o cubrir en forma hermética la pieza y fumigar con óxido de
etileno. El inconveniente principal es que puede provocar reacciones
químicas impredecibles que inducen deterioros significativos, así como
reaccionar con las proteínas y las celulosas ocasionando alteraciones de las
estructuras de los polímeros. También reacciona con compuestos
metálicos, especialmente con el cobre. Además, es un producto altamente
tóxico.
o Ortofenilfenol (OFF): tiene un amplio espectro como fungicida y
bactericida. Se ha utilizado ampliamente como biocida aplicado a bienes
culturales, además se ha incorporado a productos de restauración,
adhesivos sintéticos y colas animales. Los principales efectos secundarios
son que despolimeriza algunos adhesivos, deteriora textiles y el papel
produciendo cambios de color y envejecimiento de los materiales.
o Paraformaldhehido: es un sólido sublimable utilizado como
desinfectante, se comercializa en pastillas de 1 gramo y se utilizan 3-5
gr/m3 aplicados en bolsas de plástico herméticamente cerradas y expuestas
a una temperatura de 25ºC aproximadamente. Como contraindicación
presenta factor de riesgo de toxicidad alto, materiales proteicos pierden
flexibilidad (por lo cual no se recomienda para pergaminos, cueros, pieles
y sedas), incrementa el proceso de corrosión de las tintas con hierro,
corrosivo enérgico de los metales y de los vidrios.
o Pentaclorofeno:l ha sido muy utilizado como fungicida de libros, textiles
madera etc., pero presenta consecuencias negativas dado que ataca los
metales y consecuentemente los pigmentos, degrada la celulosa del papel y
de la madera, altamente tóxico por inhalación y por contacto con la piel,
por lo que no está registrado como fungicida en muchos países.
o Disolución de etanol-agua al 70%: es una solución utilizada como
fungicida de muchos hongos celulósicos y proteicos. Si se busca
incrementar el rango de acción e incluir bacterias, debe incorporarse 0.1%
de ortofenilfenol. La forma de aplicación principal es imprimación,
pulverización o baño.
o Ventilación pasiva: se sabe que los microorganismos no crecen cuando el
aire que los rodea está en movimiento y hay una humedad relativa baja.
8
Diversos análisis de laboratorio han indicado que este fenómeno depende
de la temperatura, el grado de ventilación y de las propiedades físico-
químicas de los materiales. Se ha demostrados la eficacia de la ventilación
sobre el crecimiento microbiano como un método específico de control del
biodeterioro en los materiales históricos. Con ello, al aplicar un
determinado número de renovaciones de aire por hora en un espacio
cerrado, logra inhibir el crecimiento de hongos y bacterias y se consigue
decrecer su actividad tanto en ambientes contaminados como en los
ejemplares de colección. El uso de sistemas de ventilación pasiva, como
alternativa al aire acondicionado y como tratamiento de control de
biodeterioro ha presentado resultados satisfactorios en museos y archivos
ubicados principalmente en países de climas húmedos y cálidos que
precisan un método seguro y de bajo coste para conservar sus fondos y
colecciones.
4.1.2. Insectos (Calvo 2001 pp 1-3; Nieves s.f. pp 3-14; Ogaz, Moroni 2008 pp
17-
18; Rust 1993 pp 1-8; Simmons y Muñoz-Saba 2005 pp 177-189)
o Hexaflumuron: para control de termitas subterráneas, sustancia inhibidora
del desarrollo de estos insectos. Se prepara en forma de cebo, el cual es
consumido por las termitas obreras. Mediante el intercambio de alimentos,
toda la colonia acaba siendo intoxicada. El hexaflumuron, inhibe la síntesis
de la quitina. De este modo, cuando la termita muda, la nueva cutícula no
se forma y sin esta piel que le sirve a la vez de esqueleto el insecto no
puede vivir. Las principales ventajas identificadas son que no es tóxico
para las personas y que tiene un efecto retardado, pero tiene una acción
relativamente lenta, por el lento acceso dentro de la colonia.
o Temperatura extrema: un método de control de insectos consiste en
someter las piezas a temperaturas extremas para los insectos. Normalmente
suelen ser del orden de los 60°C en el caso de utilizar altas temperaturas y
entorno a los -20 y -25°C para tratamientos por congelación. El someter a
un objeto a temperaturas de unos 55°- 60°C es suficiente para acabar con
todos los estadios de desarrollo de la mayoría de las plagas en un tiempo
corto. El inconveniente principal es la dilatación, pérdida de firmeza o
flexibilidad, quemaduras, deterioro irreversible, pérdida o ganancia de
humedad, catalización de reacciones químicas de degradantes, desarrollo
de hongos y/o bacterias latentes.
o Hormonas / feromonas: método que utiliza moléculas sintéticas que
imitan hormonas implicadas en la reproducción, el desarrollo o el
comportamiento de los insectos que se intentan erradicar. El uso de las
9
feromonas se basa en la utilización de estos compuestos para atraer al
insecto hacia mecanismos letales o para dificultar el encuentro de los sexos
saturando el ambiente con una feromona sintética. Por este motivo, las
feromonas que se emplean son las de atracción sexual o las de agrupación
y específicas para cada grupo de insectos a erradicar. El principal
problema que presentan es su gran especificidad. Otra cuestión a tener en
cuenta, es que el comportamiento reproductor de los insectos no se basa
solamente en la presencia de una determinada feromona en el ambiente,
sino que este fenómeno viene precedido de unas condiciones ambientales
determinadas que provocan la síntesis de estas sustancias. Un problema
añadido es que (salvo en el caso de las feromonas de agrupación), las
feromonas sexuales sólo las produce uno de los dos sexos.
o Inhibidores de quitina: son compuestos que interfieren en el control
hormonal de este proceso, evitando que la quitina se deposite en el
exoesqueleto del insecto. Algunas de estas sustancias comercialmente son
triflumuron y el lufenuron, utilizadas en el control de cucarachas. Al igual
que las feromonas, hormonas, inhibidores presentan el problema de su
especificidad y difícil obtención.
o Radiaciones: este método se centra sobre todo en la esterilización de los
organismos deteriorantes de la colección, el fin es provocar la muerte de
los organismos vivos al producir cambios en enzimas y otros biopolímeros
esenciales para la vida. Las radiaciones más utilizadas son los rayos
gamma, las cuales pueden ser letales para todos los estadios de desarrollo
de los insectos. En general poseen un alto nivel de penetración, lo que
permite el tratamiento de gran número de objetos a la vez. No obstante,
esto depende de la energía de los rayos, de la masa del objeto y de la
naturaleza del material. Aunque las dosis necesarias para la desinfección
de los materiales se encuentran comprendidas entre los 3 y los 50 KGy, la
dosis necesaria para la desinsectación es sensiblemente inferior, estando
comprendida entre los 0,5 y 1 KGy. Es necesario tomar en consideración
los potenciales daños a los materiales y los efectos acumulativos de estas
radiaciones. Además se debe evaluar las reacciones producidas por la
excitación e ionización de las moléculas, ruptura y reacomodo de enlaces,
polimerización, entre otros.
o Gases inertes: el uso de gases atmosféricos para el tratamiento de piezas
históricas atacadas por insectos es un método seguro, tanto para la pieza
como para los manipuladores. Diferentes estudios han demostrado que no
se producen alteraciones físico-químicas en los ejemplares, además se
puede conseguir el 100% de mortalidad en todos los estadios de desarrollo
de los insectos, huevo, larva, pupa y adulto. El término atmósferas
transformadas hace referencia a ambientes artificiales, en los cuales se ha
10
eliminado casi por completo el O2, o éste ha sido sustituido por algún otro
gas. De esta forma se crea una atmósfera anóxica incompatible con la vida
de los insectos, en la que el nivel ideal de O2 se encuentra por debajo del
0,1%. El principal efecto secundario adverso es el florecimiento de hongos
y/o bacterias anóxicas o anaeróbicas.
4.1.3. Ambientales (Borrell et al s.f. pp 3-7; Nieves s.f. a pp 11-14; Maekawa y
Toledo s.f. a pp 1-2; Maekawa y Toledo s.f. b pp 2-4; Nieves s.f. b pp 4-5)
o Luz: control de intensidad y tipo de luz que refleja directa o
indirectamente en forma continúa sobre los ejemplares.(Borrell)
o Temperatura / calor: control de temperatura por medio de mecanismos
como aire acondicionado, ventilación pasiva, flujo de aire, registro de
temperatura para análisis de tendencia y comportamiento, control de
humedad relativa. (Borrell)
o Humedad relativa / agua: control de humedad relativa por medio de
mecanismos como aire acondicionado, ventilación pasiva, flujo de aire,
registro de humedad relativa para análisis de tendencia y
comportamiento, control de temperatura, deshumidificador, humificador.
(Borrell)
o Viento: mecanismo de aire acondicionado, ventilación pasiva, flujo de
aire. (Borrell)
4.1.4. Antropogénicos (Borrell et al s.f. pp 3-7; Simmons y Muñoz-Saba 2005
56-65)
o Protocolos: preventivos para robo, daño, uso, limpieza, mantenimiento.
5. Recomendaciones para el cuidado y mantenimiento del museo
5.1. Objetivos
Disminuir los niveles de contaminación física y biológica.
Proveer información necesaria para la realización de limpieza.
Establecer procedimientos estandarizados para una correcta limpieza
5.2. Equipo de seguridad
Equipo de seguridad se entiende como aquel usado para la protección de las personas
que laboran en el mantenimiento y conservación de las colecciones y salones de
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museos. El equipo debe ser usado por todo aquel que realice limpieza de las áreas o
de las piezas de las colecciones. Se recomienda el uso del siguiente equipo de
protección (Simmons, Muñoz-Saba 2005 pp 44-52)
Bata
Guates
Cofia
Mascarilla
5.3. Limpieza
Es necesario que todos los objetos expuestos estén limpios, no solo de polvo sino
también de contaminantes ambientales como los son los hongos y bacterias, ya que
estos pueden causar daño o contribuir al deterioro de la colección. Es importante que
se lleve a cabo una limpieza preventiva, y no llevarse a cabo cuando las piezas
presenten un estado crítico de deterioro. El personal encargado de la limpieza debe
estar capacitado para realizarla adecuadamente, ya que por la importancia de las
piezas, estas necesitan un trato adecuado.
Para la limpieza de superficies y paredes se encuentran a disposición diferentes
soluciones de limpieza, las cuales se pueden utilizar, tomando en cuenta las
características de cada una de ellas. (Marco 2008)
5.3.1. Soluciones de limpieza
Detergentes: No mata microorganismos solo disminuye el número.
Usarse para quitar manchas visibles.
Alcohol: Se debe usar alcohol al 70% ya que esta concentración tiene
acción contra varios microorganismos.
Cloro: Este producto es de amplio uso debido a su economía. Se
recomienda hacer dilución 1:10 para una concentración final de 0.5%,
la cual es la adecuada para limpieza.
Lysol: Cuenta con una variedad de productos y es de amplio espectro
de acción. No actúa sobre esporas. (Lysol®)
5.3.2. Preparación de solución de cloro al 0.5%
A partir de cloro líquido comercial mezclar una parte de blanqueador con
nueve de agua. (Marco, 2008)
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5.3.3. Preparación de solución de alcohol al 70%
Para prepara 1 litro de alcohol al 70% a partir de alcohol al 95% usar 736
ml de alcohol al 95% y 265 ml de agua. (Marco, 2008)
5.3.4. Otras recomendaciones
No usar plumeros o escobas para desempolvar ya que de hacerlo
esparciría mas el polvo presente
Antes de colocar de nuevo las piezas en los estantes dejarlos secar por
completo, para evitar que absorban la humedad
Si es posible realizar la limpieza de los objetos fuera de los salones, de
no ser así que exista suficiente ventilación mientras que se hace la
limpieza.
Limpiar y desinfectar de los equipos utilizados para mantener el
ambiente adecuado como lo son deshumificadores, ventiladores,
además de los ductos y ventanas que existan.
5.4. Humedad y temperatura
La humedad y la temperatura son dos factores climáticos que están muy relacionados y
que si no son controlados pueden causar daños en las piezas de una colección así como en
la infraestructura de los edificios que albergan museos. Para el control de ambos se debe
evaluar la naturaleza y condición de los materiales de la colección, la infraestructura del
lugar y su estado, la factibilidad de usar equipo de control del ambiente, la habilidad y
costo del personal para mantener el equipo. Para mantener un control se debe de instalar
dispositivos de vigilancia climática, como higrómetros y termómetros, además se debe de
llevar un registro de las lecturas diarias.
Para el control de humedad y temperatura se recomienda el uso de equipos como
humidificadores o aire acondicionado. Si la sala donde se colocan estos dispositivos se
encuentra cerrada al público, estos equipos deben mantenerse encendidos las 24 horas del
día, si la sala está abierta a visitantes, se recomienda apagarlos durante los horarios de
visita, ya que podría extraer mas humedad de la necesaria(E. John, M, Yaneth. 2005).
5.4.1. Medidas
Limitar el número de personas en la habitación ya que puede elevar la
humedad introduciéndolo mediante la respiración y sudor.
Abrir esporádicamente puertas para la circulación del aire.
Prevenir el aumento de temperatura, evitando que la luz solar penetre
directamente, esto se puede hacer mediante el uso de persianas,
cortinas.
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5.5. Iluminación
La iluminación es importante ya que puede llegar a decolorar las pieza, se necesita
tener un control adecuado, la luz recomendada es de 50 – 300 lux, según el tipo de las
piezas. Existen diferentes tipos de luz (M. Diana. 2005)
5.5.1. Natural
Es difícil de controla, no debe de incidir directamente sobre un objeto, ya
que sus radiaciones pueden dañar las piezas. Si existen riesgos de que la
luz solar incida en algún momento del día directamente sobre las piezas,
se debe de colocar en la ventana una cortina o superficie que permita filtrar
los rayos solares directos (vidrios esmerilados, liencillo, lona o tela tupida)
5.5.2. Incandescente
Se refiere a las bombillas corrientes, las cuales ofrecen diversas
tonalidades de amarillo, algunas muy cercanas a la luz natural. Si se utiliza
este tipo de luz, se recomienda el uso de bombilla esmerilada.
5.5.3. Fluorescente
Esta luz se dispersa por toda la sala, es fría y no emite tanto calor hacia el
objeto, la desventaja es que proporciona una muy mala reproducción de
color y radiación UV. Este tipo de luz se puede emplear para bañar los
muros de las salas e iluminar objetos en bases o vitrina, ya que por ser fría
se puede ubicar más cerca de los mismos. No se debe de utilizar este tipo
de luz como única fuente, ya que crea una sensación de cansancio.
5.6. Ventilación
Es necesario que haya una circulación constante del aire, ya que si esta no es activa
promueve el estancamiento de contaminantes como polvo y microorganismos. Se
recomienda que las ventanas se encuentren cerradas para evitar la entrada de
contaminantes exteriores, pero si es necesario mantenerlas abiertas se debe de usar
filtros para atrapar los contaminantes que puedan venir de afuera además se deben de
establecer horarios (E. John, M, Yaneth. 2005).
5.7. Vitrinas
En el interior de las vitrinas de las vitrinas se crean microclimas los cuales deben de
ser controlados en cuanto a temperatura y humedad para garantizar la conservación de
los objetos. En climas muy húmedos o secos un conservador puede adecuar el
ambiente interno de estas, utilizando silica gel u otros materiales para evitar deterioros
en el objeto (D, Paula y C. Amparo, 2008).
14
5.8. Medidas de control
5.8.1. Fumigación
Se recomienda que antes de hacer una fumigación, se realice una evaluación del
estado general de las instalaciones y que además se identifiquen los causantes de
los daños, ya que dependiendo del tipo de organismo, será el químico utilizado
para la fumigación.
La frecuencia de la dependerá del fumigante, ya que algunos químicos que se
aplican en forma líquida tiene efecto de hasta cinco años, mientras que otros que
son gaseosos, su duración es de meses.
Entre los compuestos utilizados para la fumigación se puede mencionar:
PHOSTOXIM (gas de fosfuro de aluminio), FUMIXAN PRO (comprimidos de
Cipermetrina y Propoxur), ICON (polvo piretroide a base de lambdacihalotrina),
DEMOND (emulsión concentrada a base de Cipermetrina),
PARADICLOROBENCENO (cristales a base de sulfuro de polifenilo) y
ANTIMICÓTICO (polvo de amplio espectro); el químico a utilizar dependerá del
tipo de organismo.
Por último al hacer la fumigación es necesario cubrir o movilizar piezas, ya que
no todas las piezas resisten de igual forma. (Ogaz y Moroni 2008 pp 14-18)
5.9. Polillas
Existen distintos tipos de polillas, de las cuales las típicas plagas pertenecen a tres
grupos. El primer grupo se denomina Tinea pellionela que también se denomina
polilla de estuche o polilla capullera de la ropa, se les da este nombre por el hecho
que tienen la capacidad de fabricar y arrastrar a sus larvas parásitas de tejidos de tipo
ropa. El segundo grupo se llama Tineola bisselliella o polilla tejedora de la ropa. El
último grupo se denomina Trichophaga tapetzella, polilla de las alfombras. Estas tres
especies de polilla son del tipo tineido y pertenecen al grupo de las que se pueden
encontrar en las casas, armarios, bodegas, otros. Una de las principales características
de esta plaga es el hecho que tienden a alimentarse con prendas, tejidos de lana,
fibras naturales. (Gutiérrez y Caselles 1998 pp 49-50; Nieves s.f. b pp 6-7)
Los espacios que son poco alterados y por tanto se mantienen más „sucios‟ son un
ambiente atractivo para estos insectos, por lo que un método preventivo es una
limpieza constante de los armarios y el uso de recipientes plásticos herméticos. La
fumigación contra estos insectos se recomienda en época de primavera (inicio de la
época seca) para evitar que en el verano (época cálida) prolifere con facilidad.
Los principales productos utilizados para evitar la aparición y/o propagación de
polillas son la naftalina, paradiclorobenceno, alcanfor, mas tienen el principal
15
inconveniente de ser altamente tóxicos. Otros mecanismos de control incluyen el uso
de feromonas, la principal limitante en este caso es el costo.
Existen diversas medidas caseras para el control de polillas especialmente para
objetos almacenados por largos periodos de tiempo. Algunas de estas soluciones, las
cuales carecen de fundamento científico o respaldo, son:
Solución de 1 cucharada de alcanfor en 1.5 vaso de alcohol.
Bolsas de tela conteniendo granos de pimienta negra, flores de lavanda, clavo
de olor y hojas de menta o salvia secas.
Frotar un poco de aceite de laurel en muebles, puertas y demás objetos de
madera.
Mezcla de 0.25 taza de hojas de romero, menta, tomillo, y clavos de olor
molidos.
bolsa de tela conteniendo granos de pimienta negra o blanca
5.10. Procesamiento de piezas de colección
Las piezas de una colección científica deben ser trabajadas y procesadas previamente
a ser ingresadas a la misma. Los procesos necesarios dependen del tipo de pieza y en
algunos casos el tipo de presentación o exposición para la cual está será destinada.
Con el objetivo de reforzar la A nivel de prevención del deterioro de las piezas de
colección es importante conocer cuáles podrían ser los puntos críticos, se identifican
cómo momentos en los cuáles el riesgo de deterioro o contaminación por alguno de
los factores anteriormente mencionados pueden entrar en acción y/o activarse. A
continuación se describen elementos básicos, incluyendo recomendaciones generales
si se considera de riesgo. En el anexo 4 se hallan los diagramas y una descripción más
detallada para cada proceso seleccionados para ilustración y guía para el personal de
las colecciones. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 72-122; Mesa Ramírez 2005 pp
133-135; Márquez Luna 2005 pp 397-404; Gutiérrez y Caselles 1998 pp 51-58;
Instituto Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-21 )
5.11. Piel de estudio
Paso Riesgo
Selección del área de colecta No aplica
Preparación de material y
equipo de colecta
Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
16
Selección de espécimen a
preservar
Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con
precaución la pieza con el fin de determinar cualquier
potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la
colección
Determinar tipo de piel de
estudio
No aplica
Preparación de espécimen El riesgo está representado por la suma de los riesgos
individuales de cada fase siguiente
Estregar Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Curtir Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de
secado y transferencia de contaminantes, todo el equipo y
material de colecta debe desinfectarse después y antes de su
uso
Afeitar Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Masajear Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Engrasar Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de
engrase y transferencia de contaminantes, todo el equipo y
material de colecta debe desinfectarse después y antes de su
uso
Estacar Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Terminar Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Montaje Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar
protocolo de cuarentena
Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de
cuarentena
17
5.12. Esqueleto
Paso Riesgo
Selección del área de colecta No aplica
Preparación de material y
equipo de colecta
Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Selección de espécimen a
preservar
Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con
precaución la pieza con el fin de determinar cualquier
potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la
colección
Selección de técnica de
preservación
La preservación en líquido representa una mayor riesgo,
contaminación por falta de limpieza de productos y equipo y
transferencia de contaminantes, debe cambiarse
periódicamente el líquido de preservación
Blanquear / macerar Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Montaje Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar
protocolo de cuarentena
Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de
cuarentena
5.13. Diagrama de proceso de montaje de insectos
Paso Riesgo
Selección del área de colecta No aplica
Preparación de material y
equipo de colecta
Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Selección de espécimen a
preservar
Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con
precaución la pieza con el fin de determinar cualquier
potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la
colección
18
Colecta de muestra Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Fijación de espécimen Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Proceso de preservación Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Montaje Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar
protocolo de cuarentena
Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de
cuarentena
6. Guía sobre el mantenimiento y diseño de un herbario y micoteca
6.1. Introducción
Las colecciones biológicas representan el patrimonio natural de un país o región,
constituyen un archivo histórico natural de utilidad múltiple donde la preservación de
especímenes y su información asociada son la base de estudios taxonómicos,
sistemáticos, ecológicos, filogenéticos, biogeográficos, de genética de poblaciones y
conservación formando parte fundamental en el conocimiento de la diversidad
biológica y en el avance de las ciencias biológicas (Tobar, 2002). Así, las colecciones
biológicas son los centros de la biodiversidad, entendida como la riqueza, abundancia
y variabilidad de todas las especies, comunidades y los procesos ecológicos y
evolutivos que ocurren dentro de las mismas (Páez, 2004).
Las colecciones biológicas sirven no solo para la comunidad científica, también han
sido muy beneficiosas para la sociedad desempeñando un papel vital en aspectos de
salud humana (vectores de enfermedades, estudio de patógenos) y monitoreo de
cambios ambientales (como bioindicadores de contaminación, seguimiento a estos
contaminantes ambientales y en el análisis del cambio climático global); además,
permiten que el estudio de estos aspectos sea más accesible y refutable (Páez, 2004).
Actualmente las colecciones biológicas afrontan problemas de deterioro causado por
agentes de diversa índole, tanto en los ejemplares como en los materiales utilizados
para su preservación y montaje. El deterioro en las colecciones se presenta de manera
natural pero se incrementa en gran medida por el uso de técnicas inadecuadas en el
19
manejo de los ejemplares y el descuido en su ambiente de almacenamiento, esto
reduce la vida útil de los mismos y limita la conservación de las colecciones. Es
fundamental formular estrategias ante la necesidad de alternativas que contribuyan a
que el deterioro sea el mínimo posible; sin embargo, conocimiento acerca de la
preservación y manejo de colecciones biológicas en nuestro país es aún bastante
limitado, por lo cual este trabajo pretende subsanar en cierta medida la falta de
información, contribuir en la generación de bases teórico-prácticas para la adecuada
preservación de los ejemplares biológicos, suministrar una fuente de consulta para
cualquier colección biológica y por ende contribuir en la protección de nuestro
patrimonio histórico natural.
6.2. Objetivos
Brindar una herramienta de apoyo para el mantenimiento y diseño de un herbario
y micoteca.
Minimizar los niveles de contaminación biológica en las instalaciones de un
herbario y micoteca.
Establecer protocolos de limpieza de las colecciones.
6.3. Aspectos generales de un herbario y micoteca
6.3.1. Medidas de preservación
Dada la importancia que tienen las colecciones biológicas para la comunidad científica y
para la sociedad en general, es necesario garantizar la conservación satisfactoria de cada
uno de los ejemplares, los cuales deben ser transmitidos a generaciones futuras en el
mejor estado de conservación posible teniendo en cuenta los conocimientos y recursos
actuales, por esto, en las últimas décadas los aspectos relacionados con la conservación se
han convertido en una parte esencial en la gestión de las colecciones (Vargas, 2002).
El término conservación se refiere al mantenimiento de cada ejemplar y sus datos de tal
forma que se preserve tanto como sea posible su composición original durante un periodo
de tiempo lo suficientemente prolongado para aprovechar al máximo su vida útil
(Simmons, 2002). Esto comprende los planes y prácticas específicas relativas a su
protección frente al deterioro, incluyendo los métodos y técnicas a utilizar por el personal
(Girón, 1988). En consecuencia, se ha desarrollado el concepto de preservación
preventiva bajo la premisa: “es más fácil prevenir el deterioro que arreglarlo una vez éste
ha ocurrido” (Cato, 1991)
6.3.2. Sistema de manejo y administración
Una colección que no es manejada profesionalmente tiene un valor limitado (Cato, 1991).
Indudablemente, la adecuada conservación y crecimiento de una colección están
determinados por el buen manejo y administración que se le dé; el cual a su vez, depende
de la comunicación entre todo el personal incluyendo directivos, investigadores, técnicos
20
y auxiliares; además de su conservación para las futuras generaciones (Rodríguez &
Rojas, 1998).
6.3.3. Estructura organizacional del personal
La asignación y el número del personal dependen del tamaño e infraestructura de cada
colección, su misión, objetivos institucionales y del presupuesto con que cuente la
institución. Es muy importante contar con un personal bien formado y calificado
especialmente aquellas personas encargadas de la dirección o administración. El manejo
de una colección requiere capacitación, formación universitaria, técnica o profesional
adecuada y permanente, para entender completamente los aspectos relacionados con las
condiciones de trabajo, limitaciones y consecuencias de cualquier decisión o acción que
pueda realizar o recomendar. Además debe haber un diálogo cooperativo entre el personal
encargado y los usuarios de la colección para asegurar que todos los aspectos de manejo,
preservación y uso sean considerados antes de llevarse a cabo y así desempeñar su papel
en el funcionamiento y protección del patrimonio histórico natural (ICOM).
6.3.4. Monitoreo del estado de las colecciones
A nivel mundial las colecciones biológicas afrontan dificultades en cuanto a recursos
humanos y logísticos; por lo cual es necesario crear e implementar estrategias que
permitan hacer viable su conservación. Para esto, McGingley (1993) propuso un índice
que permite monitorear y evaluar la gestión de colecciones entomológicas; el cual puede
ser ajustado para ser utilizado en las diferentes colecciones existentes
6.3.5. Deterioro en las colecciones
El deterioro en las colecciones biológicas es considerado como cualquier cambio
indeseable en las propiedades de los materiales, que afectan las características de los
ejemplares. Todos los materiales que componen una colección presentan un deterioro o
envejecimiento natural; con el paso del tiempo los ejemplares y todos los materiales están
sometidos a procesos de naturaleza física, química y biológica (biodeterioro).
El deterioro se incrementa en las colecciones al someterlas a manejo inadecuado durante
la manipulación, mantenimiento y actividades de almacenamiento, exhibición, embalaje y
transporte. Adicionalmente puede estar asociado a restauraciones inadecuadas, así como a
condiciones ambientales no aptas para la preservación de las colecciones o favorables
para la presencia de agentes biológicos que pueden deteriorar los ejemplares (Pérez et al.,
1998). Los accidentes y desastres que se originen en el inmueble también constituyen una
causa de deterioro en las colecciones; por esto se debe estar preparado para evitarlos o
tomar medidas que disminuyan sus efectos en caso de que se presenten (Pérez et al.,
1998).
21
6.3.6. Agentes deteriorantes
El deterioro de las colecciones se puede producir por agentes específicos, intrínsecos o
extrínsecos a las colecciones y su uso; entre los cuales están agentes físicos (negligencia,
accidentes o desastres y condiciones ambientales inadecuadas como humedad,
temperatura e iluminación incorrectas), agentes biológicos o biodeterioro (alteraciones
producidas por bacterias, mohos u hongos, insectos, aves, roedores o vegetación), agentes
químicos como algunos insecticidas o fungicidas, adhesivos, productos de limpieza,
sustancias preservantes o fijadoras, colorantes para preparaciones y adicionalmente, el
medio ambiente atmosférico y contaminantes. Así, las colecciones se verán afectadas de
diferente forma según la naturaleza de los materiales depositados en ellas y por tanto las
rutinas de control serán diferentes (Barreriro et al., 1994).
6.4. Etapas para la preservación de ejemplares
Durante el proceso de preservación de los ejemplares en una colección biológica se deben
tener en cuenta una serie de etapas que garanticen su adecuada preservación, manejo y
procesos que determinan su uso futuro. Entre estas etapas se encuentran el ingreso de
ejemplares, cuarentena, preservación, etiquetado, catalogación, sistematización,
determinación o identificación taxonómica y almacenamiento.
6.4.1. Ingresos
Los métodos y técnicas de preservación dependen del uso posterior al que se destine el
ejemplar, al grupo al que pertenezca o a su condición de ingreso. Es fundamental tener en
cuenta algunas condiciones de ingreso en el momento de la llegada del ejemplar con el
fin de garantizar la calidad de los mismos y de sus datos asociados, además de otros
aspectos importantes en cuanto a su manejo, preparación, manejo y preparación. Estas
condiciones deben ser impuestas por los directivos e investigadores de cada colección de
acuerdo a su criterio; algunas se nombran a continuación:
Los ejemplares que van a ingresar a la colección deben presentar las características que
permitan su identificación taxonómica, además de sus datos asociados, entre los cuales
se deben encontrar como mínimo: localidad completa, fecha de colecta, y colector,
para realizar su registro en la colección; es de anotar que entre más datos posea el
ejemplar más valor científico adquiere.
Todos los ejemplares al ingresar en la colección deben someterse a revisión previa y a
un proceso de cuarentena, con el fin de controlar el desarrollo y proliferación de
agentes biodeteriorantes en la colección.
Las características morfológicas y todos los procedimientos realizados en el ejemplar
deben ser consignados en una libreta o etiqueta provisional; en la cual, se debe
especificar el número de colector para evitar que alguna parte del ejemplar pierda su
información asociada que posteriormente deberá ser incluida en el catálogo y en las
etiquetas definitivas.
22
Los ejemplares que no son montados inmediatamente después de su colecta deben
refrigerarse hasta el momento de la realización del montaje definitivo.
6.4.2. Cuarentena
La cuarentena es un proceso de aislamiento preventivo al que deben someterse todos los
ejemplares a ingresar en una colección o al ser reincorporados tras un préstamo o una
consulta. Este proceso consiste en congelar los ejemplares a una temperatura de -20 ºC
aproximadamente durante 48 horas para controlar el desarrollo de agentes
biodeteriorantes y evitar su proliferación en la colección.
6.4.3. Preservación
Este proceso consiste en preparar ejemplares biológicos en las debidas condiciones; se
debe tener especial cuidado en la realización de este proceso debido a que el valor y uso
de un ejemplar depende en gran medida del cuidado con el que se realice; un ejemplar
mal preservado probablemente terminará desechándose (Katinas, 2001).
6.4.4. Etiquetado
Las etiquetas contienen la información que se conozca acerca de cada ejemplar y son
parte fundamental de la identidad del registro biológico; esta es una etapa muy
importante, pues es allí donde se adjunta al ejemplar la información que llevará
permanentemente, sin la cual, pierde todo su valor. Es fundamental anexar cualquier tipo
de información que pueda ser importante para futuros estudios que se realicen con este
ejemplar, a partir de la cual, se pueden generar innumerables investigaciones lo que
incrementa en gran medida el valor científico del espécimen (Wheeler et al., 2001).
6.4.5. Catalogación
El proceso de catalogación consiste en asignar a cada ejemplar que ingresa en la
colección un número único consecutivo de acuerdo a los registros existentes; el cual se
conoce como el número de catálogo y va acompañado del acrónimo de la colección. Este
número representa la identidad del registro biológico y permite acceder a la totalidad de
datos que se conozcan acerca de cada ejemplar, por lo cual, en ningún caso debe ser
reasignado a otro ejemplar.
6.4.6. Sistematización
El proceso de sistematización consiste en anexar la totalidad de información que se
conozca acerca de cada ejemplar en la base de datos de la colección. Esto se realiza con el
fin de proporcionar una herramienta útil para el manejo de la información, obtener datos
específicos y actuales de cada ejemplar y agilizar la consulta de las colecciones; de tal
forma que se encuentre al servicio no sólo de los investigadores asociados sino también
para el público general interesado en los registros biológicos.
Al finalizar el proceso, los ejemplares sistematizados se marcan e incluyen en los
archivadores de la colección, según el orden establecido. Se recomienda que este
procedimiento sea realizado por una persona que tenga conocimientos tanto en el área de
sistemas (bases de datos) como en el área de la biología, sistemática o taxonomía, para
evitar errores en el ingreso de la información.
23
6.4.7. Determinación taxonómica
Consiste en asignar al ejemplar una categoría taxonómica hasta el nivel más específico
posible. Para este proceso por lo general es necesario utilizar, instrumentos ópticos
(estereoscopio) y bibliografía especializada para claves taxonómicas de diagnosis o
descripciones originales de los taxa e incluso datos de distribución
Este proceso debe realizarse por profesionales especializados en cada grupo. La
determinación de los ejemplares generalmente se realiza por los curadores o encargados
de cada colección; sin embargo, existe otra alternativa la cual es enviar los ejemplares
junto con su información asociada, en calidad de préstamo, donación o canje a otras
colecciones o a especialistas en los diferentes grupos tanto nacionales como extranjeros,
quienes posteriormente retornan las determinaciones. Adicionalmente, se puede utilizar la
información que se encuentra disponible en las bases de datos de Internet de algunas
colecciones (Rodríguez & Rojas, 2002).
6.4.8. Depósito o almacenamiento
Una vez realizados los procesos anteriormente descritos, los ejemplares deben ser
almacenados en un lugar dedicado única y exclusivamente para esta función. El espacio
dedicado a la permanencia de las colecciones ocupará uno o varios salones debidamente
identificados, los cuales a su vez tendrán archivadores numerados según los criterios de
cada colección, de tal forma que se pueda identificar el sitio donde se encuentra cada
ejemplar y localizarlo o extraerlo rápido y fácilmente. El sitio de reserva o
almacenamiento es un elemento fundamental en la conservación de las colecciones; se
debe tener en cuenta que en este sitio los ejemplares están en espera de ser tratados, no
abandonados; (Barreriro et al., 1994), por esta razón, se deben tener en cuenta las
condiciones generales y específicas de cada ejemplar y los materiales que lo componen;
además de las condiciones ambientales generales, las cuales deben mantenerse
controladas para evitar causar deterioro. Se recomienda que los ejemplares tipo sean
almacenados en archivadores separados de la colección general con el fin de protegerlos
en caso de accidentes, desastres u otros factores de riesgo que puedan presentarse.
7. Mantenimiento de un herbario y micoteca
7.1. Actualizar permanentemente la nomenclatura de la colección
Para alcanzar una actualización constante, es necesario contar con revisión de literatura
reciente teniendo como fuente las publicaciones de las revistas botánicas nacionales e
internacionales (labor que desarrollan los curadores del Herbario), así como el personal
científico (especialistas en familias botánicas), y por ultimo préstamos de material vegetal
y canje de plantas por revistas. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 31-52; Instituto
Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-37)
7.2. Canje y préstamos
Este es un mecanismo para enriquecer las colecciones y para facilitar el desarrollo de
trabajos de investigación como revisiones taxonómicas. Estas gestiones se deben
adelantar a nivel institucional para evitar los excesivos trámites de tipo oficial, entre
Herbarios nacionales y extranjeros. El canje se puede hacerse plantas por plantas, o
24
plantas por publicaciones, o plantas por elementos para el Herbario como láminas de
aluminio computadores, microscopios, estereoscopios, etc. No se recomienda prestar los
Tipos, se facilitan fotos a color. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 31-52; Instituto
Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-37)
7.3. Fumigación
Esta es una labor que se debe adelantar por lo regular cada seis meses, contratando para
ello los servicios de una empresa de fumigación y en caso de no ser posible, se
recomienda hacerla mediante la colocación de tres pastas de fostoxin por cada armario, el
cual se cierra herméticamente sellando todas las ranuras con cinta de enmascarar y
dejando cerrado el Herbario durante cuatro días por lo menos, para que los vapores
tóxicos que exhala el fostoxin dos horas después de dejar las pastas en los armarios, no
vaya a intoxicar ninguna persona. Los Herbarios existentes en lugares de clima cálido y
medio (entre 0 y 2000 msnm), están más expuestos al ataque de mayor número de
depredadores que los que se encuentran en clima frío, razón por la cual deben estar en
pisos de niveles superiores al primero. (Calvo 2001 pp 1-3; Nieves s.f. pp 3-14; Ogaz,
Moroni 2008 pp 17-18; Rust 1993 pp 1-8; Simmons y Muñoz-Saba 2005 pp 177-189)
Los principales enemigos de las plantas de los Herbarios son los coleópteros
(curcolionidos), los pescaditos de plata y los hongos. Lasioderma serricorne, Stegobium
panicum y Atropeas divinatoria presentan un estado larval que dura de 70 a 90 días, sin
embargo hay familias de vegetales resistentes a los ataques de estos como las
Bignoniaceae, Gesneriaceae, Pinaceae, Acanthaceae, Rutaceae, Moraceae, etc. Mientras
que hay otras familias muy susceptibles al ataque de estas plagas como las compuestas o
Asteraceae, Solanaceae y Umbeliferae o Apiaceae. (Gutiérrez y Caselles 1998 pp 49-50;
Nieves s.f. b pp 6-7).
Las colecciones después de haber sido sometidas a secado, se recomienda pasarlas por el
enfriador a temperatura de -18ºC a -20ºC durante 48 horas, luego se pueden fumigar con
Baygon líquido usando aerosol. También se recomienda mantener en los armarios bolas
de naftalina y tener las puertas de los armarios cerrados. (Bringas Botello s.f. pp 3-10;
Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 56-65).
Al recinto donde está la colección no se debe entrar material vegetal sin antes ser tratado
en la sección de recepción y secado. Tampoco se recomienda mantener plantas vivas
dentro del Herbario por ser un atractivo para diversos depredadores de la colección. El
horno microondas también puede ser utilizado para destruir depredadores de las plantas.
Para controlar hongos se puede fumigar con formol al 10%. Todo ejemplar antes de entrar
a la colección, debe pasar por enfriamiento o por lo menos haber sido fumigado con
insecticidas comerciales o con formol al 10%.
7.4. Administración del herbario y micoteca
Un Herbario debidamente organizado cuenta con un Director, curadores (especialistas en
diversos grupos de vegetales), auxiliares del Herbario, Secretaria y Operario que atienda
la biblioteca y consultas más elementales. (Simmons y Muñoz-Saba 1995 pp 31-52;
Instituto Nacional de Biodiversidad – INBIO 2008 pp 9-37)
25
7.5. Diseño de un herbario y micoteca
7.5.1. Recepción
Es importante que haya un espacio para recibir al público y recibir el material. Aquí se
pueden exhibir exposiciones temporales de temas relacionados con plantas y
publicaciones.
7.5.2. Área de secado
Debe existir suficiente espacio para que varias personas trabajen simultáneamente.
También se debe contar con un espacio para almacenar todos los materiales requeridos
para el secado del material.
7.5.3. Cuarentena
Contar con un espacio para ubicar al menos un congelador, que será indispensable para
realizar la labor de cuarentena del material. Bolsas plásticas y etiquetas para rotulación
deben ser parte de esta sección.
7.5.4. Zona de trabajo
Son sitios destinados para el proceso de muestras en general; pueden incluirse el área de
digitación, montaje, empaquetado y envío, área para identificación, digitalización de
imágenes y biblioteca.
7.5.5. Oficinas
Lugar que permite mayor privacidad para trabajar. Si existen los recursos económicos se
debería incluir una mesa de trabajo, un computador, un estereoscopio, gabinete para
colocar especímenes temporalmente en estudio y una biblioteca personal.
7.5.6. Espacio para descanso y alimentación
Área donde el personal puede consumir sus alimentos. Además, si presenta un buen
diseño podría convertirse en una sala para reuniones, charlas y conferencias. Esta área
debe estar separada de las áreas de trabajo y colecciones, con el fin de no contaminar a los
especímenes.
7.5.7. Área de colección
El espacio para colecciones secas no debe poseer ventanas, porque la luz ultravioleta que
se filtra afecta a largo plazo a los especímenes. La iluminación dentro de dicha sala debe
ir de acuerdo con la distribución y el tipo de gabinetes que se utilicen. En la medida de lo
posible, evitar que la luz de los fluorescentes no dé directamente sobre los especímenes,
para que los rayos ultravioleta no les afecten. Los pisos y cielo raso deben ser sellados por
completo. Para las puertas de entrada se recomienda un sistema de doble puerta para
disminuir la contaminación y los cambios bruscos de temperatura.
26
7.5.8. Limpieza y desinfección
Las esporas se encuentran en todas partes del ambiente, un brote inesperado dentro de una
colección es indicativo de un cambio en el ambiente que permite el desarrollo de las
esporas. Las especies de moho que atacan más frecuentemente las colecciones, se
desarrollan y crecen cuando la humedad relativa alcanza o sobrepasan los nivel de 70% a
75%. Las temperaturas altas, la falta de circulación de aire, la escasez de luz y el polvo
acumulado ayudan y aceleran el crecimiento fúngico una vez brotado, pero solamente una
humedad relativa alta y la humedad del sustrato pueden iniciar y seguir generando el
crecimiento de hongos.
7.5.9. Implementos necesarios para la limpieza
Usar máscara con un filtro de alta eficacia para retener las partículas. No una simple
máscara contra el polvo.
Usar guantes desechables.
Usar gafas o anteojos protectores.
Usar traje guardapolvo, o bata de laboratorio, preferiblemente desechables.
Usar cofia.
En forma periódica y programada desinfectar el equipo no desechable.
Lavar las batas de laboratorio y otras prendas de uso en el laboratorio con detergente
y agua caliente.
Limpiar los respiradores o máscaras con isopropanol, alcohol al 70% o Lysol, y
cambiar los filtros del aire acondicionado periódicamente.
7.6. Procesamiento de especímenes botánicos
7.6.1. Herborización de plantas
Paso Riesgo
Selección del área de colecta No aplica
Preparación de material y
equipo de colecta
Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Selección de muestra a colectar Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con
precaución la pieza con el fin de determinar cualquier
potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la
colección
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Colecta de muestra Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe
tenerse precaución de contaminación ambiental
Preparación de herborización El riesgo está representado por la suma de los riesgos
individuales de cada fase siguiente
Almacenaje temporal Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Transporte Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de
secado y transferencia de contaminantes, todo el equipo y
material de colecta debe desinfectarse después y antes de su
uso
Secado Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Cuarentena Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Montaje Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar
protocolo de cuarentena
Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de
cuarentena
7.6.2 Semillas para Index Seminum
Paso Riesgo
Selección del área de colecta No aplica
Preparación de material y
equipo de colecta
Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Selección de muestra a colectar Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con
precaución la pieza con el fin de determinar cualquier
potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la
colección
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Colecta de muestra Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe
tenerse precaución de contaminación ambiental
Transporte Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de
secado y transferencia de contaminantes, todo el equipo y
material de colecta debe desinfectarse después y antes de su
uso
Almacenaje temporal Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Limpieza Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe
tenerse precaución de contaminación ambiental
Análisis de pureza Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe
tenerse precaución de contaminación ambiental
Prueba de germinación Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe
tenerse precaución de contaminación ambiental
Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar
protocolo de cuarentena
Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de
cuarentena
7.6.3 Herborización de hongos macroscópicos
Paso Riesgo
Selección del área de colecta No aplica
Preparación de material y
equipo de colecta
Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
29
Selección de muestra a colectar Intrínseco de cada pieza de colecta, debe revisarse con
precaución la pieza con el fin de determinar cualquier
potencial contaminante previo a procesarlo y/o ingresarlo en la
colección
Colecta de muestra Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso, adicionalmente debe
tenerse precaución de contaminación ambiental
Preparación de herborización El riesgo está representado por la suma de los riesgos
individuales de cada fase siguiente
Almacenaje temporal Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Transporte Contaminación por falta de limpieza de productos y equipo de
secado y transferencia de contaminantes, todo el equipo y
material de colecta debe desinfectarse después y antes de su
uso
Secado Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Cuarentena Contaminación por falta de limpieza del equipo y transferencia
de contaminantes, todo el equipo y material de colecta debe
desinfectarse después y antes de su uso
Montaje Mínimo, limpiar y desinfectar superficie de trabajo
Almacenamiento en colección Limpiar y desinfectar gabinete de almacenamiento, aplicar
protocolo de cuarentena
Utilización de colección Limpiar y desinfectar área de trabajo, aplicar protocolo de
cuarentena
8 Programa general de limpieza de limpieza
El protocolo de limpieza es una guía para fortalecer los procesos de prevención del
deterioro de las colecciones científicas. Esta guía tiene como objetivo proveer a los
usuarios los elementos generales necesarios y las acciones requeridas para mantener el
estado de limpieza y salubridad de las colecciones como mecanismo de prevención de
aparición, florecimiento o ingreso de agentes contaminantes y/o deteriorantes. (Marco
2008)
30
Limpieza es el conjunto de operaciones que permiten eliminar la suciedad visible
o microscópica. Estas operaciones se realizan mediante productos detergentes
elegidos en función del tipo de contaminantes y las superficies donde se acumula.
Desinfección conjunto de operaciones que tienen como objetivo la reducción
temporal del número de microorganismos vivos y la destrucción de los patógenos
y alterantes.
Fumigación combatir mediante humo, gas o vapores adecuados así como polvos
en supervisión las plagas de insectos y otros organismos nocivos.
9 Propuesta de programa de limpieza
A continuación se presentan las principales recomendaciones generales para mantener las
áreas de la colección científica en buenas condicione
Superficie Frecuencia Proceso Responsable
principal
Piso Diaria Limpieza y
desinfección Personal de limpieza
Pared Mensual Limpieza y
desinfección Personal de limpieza
Exterior del armario Diaria Limpieza y
desinfección Personal de limpieza
Interior del armario Semanal Limpieza Responsable de la
colección
Exterior de gaveta Diaria Limpieza y
desinfección Personal de limpieza
Interior de gaveta Semanal Limpieza Responsable de la
colección
Pieza de colección Mensual Limpieza Responsable de la
colección
Ventanas Diaria Limpieza Personal de limpieza
Cedazos / cubiertas de
ventana Semanal
Limpieza y
desinfección Personal de limpieza
Ventiladores Diaria / semanal Limpieza / limpieza y
desinfección Personal de limpieza
Sistema de aire
acondicionado Mensual
Limpieza y
desinfección
Personal de limpieza /
empresa de
mantenimiento
Deshumificador Diaria / mensual Limpieza / limpieza y
desinfección
Personal de limpieza /
empresa de
mantenimiento
31
Material de colecta Según requerimiento Limpieza y
desinfección
Responsable de la
colección /
investigadores /
usuarios
Material de
procesamiento de
piezas
Según requerimiento Limpieza y
desinfección
Responsable de la
colección /
investigadores /
usuarios
Equipo de colecta Según requerimiento Limpieza y
desinfección
Responsable de la
colección /
investigadores /
usuarios
Equipo de
procesamiento de
piezas
Según requerimiento Limpieza y
desinfección
Responsable de la
colección /
investigadores /
usuarios
Mesa de trabajo Diaria Limpieza Personal de limpieza
Colección científica Anual Fumigación Empresa de
mantenimiento
10 Recomendaciones generales
Limpiar los espacios interiores de los armarios regularmente para evitar el
acumulo de partículas y remover los huevos, dado tienen poca adherencia.
Sacudir los objetos donde se han hallado polillas o vestigios de daños por las
mismas regularmente cada 30 días.
Revisar objetos potenciales de ser atacados por polillas regularmente, si no sufren
daño expóngalos a luz solar para reforzar la eliminación de larvas y huevos.
Fumigar áreas afectadas y cercanas cada 12 meses.
10.6 Antes de fumigar
Realizar una limpieza profunda del área.
Cerrar todas las ventanas o accesos de aire.
Apagar equipos eléctricos, particularmente aire acondicionado y ventiladores.
Desocupar áreas afectadas donde se observa la mayor actividad de plagas.
Si es posible retirar los muebles a unos 30 cms. de las paredes.
Contar el mínimo de personal necesario el día de fumigación.
Si cuenta con un área jardinizada cercana cortar la grama lo más corto posible.
10.7 Después de fumigar
Cerrar completamente el área de fumigación de 2 – 4 horas.
32
Después de 2 horas, ventilar bien durante 2 horas (o más si queda olor) antes de
volver a entrar.
Limpiar superficies no antes de 24 horas después de fumigar.
11 Metodologías de evaluación de colecciones
Con el fin de lograr una adecuada administración de la colección se considera relevante y
necesario el levantamiento de censos periódicos (mensuales, semestrales, anuales) según
los requerimientos, capacidades, disponibilidad de recursos de cada colección. El mismos
tiene como objetivo principal poder identificar la cantidad de ejemplares existentes, la
calidad de los mismos y las condiciones en los cuales se hallan. A continuación se
presenta una propuesta de elaboración propia para evaluación de las colecciones. La
misma se desagrega en componentes y al final del lado derecho se coloca una columna de
observaciones donde se describe la razón principal para colectar la información solicitada,
la cual sirve como referente sobre la función que tendrán los parámetros durante el
proceso de evaluación.
La propuesta se basa en el esquema de la Matriz de Leopold para evaluaciones de
estudios de impacto ambiental y se dividió en seis componentes para facilitar el proceso
de registro de las variables y el análisis individual de cada uno de los componentes. La
separación en componente facilita el proceso de identificación cuál área de trabajo debe
ser reforzada en cada situación individual, así como la adición de variables propias según
sea requerido. Un factor que también se considera una ventaja con este esquema de
trabajo es la asignación de responsabilidades de monitoreo y seguimiento a las acciones
planteadas. La propuesta se basa en metodologías mencionadas por Borrell Saburit (s.f.),
Checley-Scott (s.f), Dardes 1998, De Tapol (s.f.), Frost y Briceño 1995, Gómez et al 2004
y Ogden 2000.
Componente 1 Información general la información proporcionada en este componente
corresponde a los detalles de gestión de la colección a evaluar, así como de la institución
o estructura administrativa principal con la cual se halla vinculada
Componente 2 Administración la información proporcionada en este componente
corresponde a los protocolos de trabajo, el objetivo es identificar si la colección cuenta
con instrumentos y guías de funcionamiento que permitan una adecuada administración y
gestión de la misma
Componente 3 Limpieza y mantenimiento de infraestructura física la información
proporcionada en este componente corresponde a los protocolos de trabajo
particularmente focalizada en la higiene general de los espacios de trabajo,
almacenamiento, curación y movilización de las piezas de colección, el objetivo es
identificar si la colección cuenta con instrumentos, guías de funcionamiento que permitan
un adecuado ambiente. Las variables de medida se enfocan en potenciales factores y/o
elementos contaminantes y/o deteriorantes, tanto internos como externos del área de
almacenamiento.
33
Componente 4 Limpieza y mantenimiento de estanterías la información
proporcionada en este componente corresponde a los protocolos de trabajo
particularmente focalizada en la higiene general de los espacios de trabajo,
almacenamiento, el objetivo es identificar si la colección cuenta con instrumentos, guías
de funcionamiento que permitan un adecuado ambiente. Las variables de medida se
enfocan en potenciales factores y/o elementos contaminantes y/o deteriorantes, tanto
internos como externos del área de almacenamiento. Particularmente las estanterías como
mecanismos de preservación del microambiente.
Componente 5 Limpieza y mantenimiento de ejemplares y medios de
almacenamiento la información proporcionada en este componente corresponde a los
protocolos de trabajo particularmente focalizada en potenciales factores y/o elementos
contaminantes y/o deteriorantes, tanto intrínsecos o extrínsecos de las piezas de
colección, así como los medios de preservación y exhibición
Componente 6 Control ambiental la información proporcionada en este componente
corresponde a los protocolos de trabajo particularmente focalizada en la higiene
ambiental que deriva en la higiene general de los espacios de trabajo, almacenamiento,
curación y movilización de las piezas de colección, el objetivo es identificar si la
colección cuenta con instrumentos, guías de funcionamiento que permitan un adecuado
ambiente. Las variables de medida se enfocan en potenciales factores y/o elementos
contaminantes y/o deteriorantes ambientales
34
12 Referencias
1. Barreriro, J., González, E. y F. Rey. (1994) Las colecciones de vertebrados: uso y
gestión. Editorial Manual de catalogación y gestión de las colecciones científicas de
Historia Natural. 8(1). 18-78 pp.
2. Borrell, A., Cueto,A., Castillo,D. y Mazorra, Y. (s.f.) Lienamientos para la
conservación de documentos en la Biblioteca Médica Nacional de Cuba. Cuba.
3. Bringas, J. (s.f.) Causas de deterioro del patrimonio documental. The Getty
Conservation Institute. Canadá.
4. Calvo, A. y González, M. (2001) Irradiación de papel para control del deterioro
producido por agentes biológicos. XXVII Reunión Anual de la Asociación
Argentina de Tecnología Nuclear, Buenos Aires, 22-24 Nov. 2000. Argentina
5. Cato, S. (1991). The value of natural history collections in Latin American
conservation. Conservation Education.
6. CEGESTI. (s/f) Evaluación del impacto ambiental – Matriz de Leopold.
7. Checkley-Scott, C. (s.f.) Preservacion y acceso al patrimonio de bibliotecas y
archivos.
8. Dardes, K. (1998). Evaluación para la conservación: modelo propuesto para evaluar
las necesidades de control del entorno museístico. The Getty Conservation Institute.
Canadá.
9. Davis, P. (2001). Molds, toxic molds, and indoor air quality. CRB Note. Vol. 8, No.
1.
10. De Tapol, B. (s.f.) Herramientas para el diagnóstico de conservación.
11. Días, P. y Carranza, A. (2008). Manual básico de montaje museográfico. Division
museográfica Museo Nacional de Colombia.
12. Frost, G. y Briceño, A. (1995) Métodos de conservación de libros en la Biblioteca
Nacional de Venezuela. Un manual de procedimientos del Centro Nacional de
Conservación Documental. Biblioteca Nacional de Venezuela, Centro Nacional de
Conservación del Papel, Centro Regional IFLA-PAC para América Latina y El
Caribe, Comisión de Preservación y Acceso, Council on Library and Information
Resources. Venezuela.
13. Girón, A. (1988). Principios para la preservación y conservación de los materiales
bibliográficos. Dirección General del Libro y Bibliotecas. Ministerio de Cultura.
España.
14. Gómez, A. y et al. (2004) DIAGNOS: Método para el diagnóstico del estado de
conservación de las colecciones de archivos y bibliotecas. Rendija, No.3 pag 7-11.
España.
15. Gutiérrez, J. y Caselles A. (1998) Los enemigos silenciosos de las colecciones y
piezas de exhibición en los museos de historia natural. Museo de Historia Natural,
Universidad Industrial de Santander, Año 1, Vol 1. Pag 14-21
16. ICOM. (2001).Código de deontología del ICOM para museos. Consejo Nacional de
museos.
17. Instituto Nacional de Biodiversidad -INBIO-. (2008) Protocolo de manejo de
colecciones de plantas vasculares. Proyecto Desarrollando capacidades
compartiendo tecnología para la gestión de la biodiversidad en Centroamérica.
18. Katinas, L. (2001). El Herbario: significado, valor y uso. Serie técnica y didáctica
No. 1. Editorial La Plata, Argentina.
19. Marco, L. (2008). Manual de limpieza para Museos de Arte. Venezuela.
35
20. Diana, M. (2005). Protocolos para la preservación y manejo de colecciones
biológicas. Universidad Pedagógica y tecnológica de Colombia. Colombia.
21. Maekawa, S. y Toledo, F. (2001) Sustainable climate control for historic buildings
in hot and humid regions. PLEA 2001 – The 18th Conference on Passive and Low
Energy Architecture
22. Maekawa, S. y Toledo, F. (s.f.) Climate control system for Hollybone Cottage,
Jekyll Island Historic District, Georgia. The Getty Conservation Institute.
23. Maekawa, S. y Toledo, F. (s.f.) Controlled ventilation and heating to preserve
collections in historic buildings in hot and humid regions. The Getty Conservation
Institute.
24. Márquez, J. (2005) Técnicas de colecta y preservación de insectos. Boletín
Sociedad Entomológica Aragonesa no. 37 pag 285.408
25. Medina-Gaud, S. (1997) Manual de procedimientos para colectar, preservar y
montar insectos y otros artrópodos.Universidad de Puerto Rico, Colegio de Ciencias
Agrícolas, Estación Experimental Agrícola. Puerto Rico.
26. Mesa, D. (2005) Protocolo para la preservación y manejo de colecciones biológicas.
Boletín Científico – Centro de Museos – Museo de Historia Natural Vol. 10, pag
117-148
27. Ogaz, H. y Moroni, J. (2008). Saneamiento y control de plagas en el Museo del
Carmen de Maipú. Arte Restauración. Santiago de Chile. Chile.
28. Ogden, S. (2000) El manual de preservación de bibliotecas y archivos del Northeast
Document Conservation Center. Biblioteca Nacional de Venezuela, Centro Nacional
de Conservación del Papel, Centro Regional IFLA-PAC para América Latina y El
Caribe, Comisión de Preservación y Acceso, Council on Library and Information
Resources. Chile.
29. Páez, V. (2004). El valor de las colecciones biológicas. Actualidades Biológicas.
26(81). México.
30. Pérez, E. y et al. (1998). Manual para el cuidado de objetos culturales. Ministerio de
Cultura. UNESCO. Colombia.
31. Raphael, T. (2009) Aprendiendo a dominar el tiempo. Guía de preservación de
colecciones. Una introducción al cuidado de colecciones para museos comunitarios.
Fundación Interamericana de Cultura y Desarrollo.
32. Rodríguez, M. Un punto de vista sobre la conservación preventiva del patrimonio.
33. Rodríguez, E. y Rojas, R. (2002). EL Herbario: Administración y manejo de
colecciones botánicas. Jardín Botánico de Missouri-Perú. Pasco, Perú.
34. Rust, M. y Kennedy, J. (1993) The feasibility of using modified atmospheres to
control insect pest in museums. Getty Conservation Institute Program Report.
35. Selwitz, C. y S. Maekawa. (1998) Inert gases in the control of museum insect pests.
The Getty Conservation Institute.
36. Simmons, E. (2002). Herpetological collecting and collections management.
Revised edition. Society for the study of amphibians and reptiles. Kansas. Circular
No. 31.
37. Simmons, J. y Y. Muñoz-Saba. (2005) Cuidado, manejo y conservación de las
colecciones biológicas. Conservación Internacional. Colombia.
38. Tobar, D. (2002). Informe de la curaduría de la colección de mariposas “Ernesto
Wolfgang Schmidt-Mumm”. Colombia.
36
39. Vaillant, M. y N. Valentin. (1996). Principios básicos de la conservación
documental y causas de su deterioro. Ministerio de la educación y cultura. España.
40. Valentín, N. (s.f.) Biodeterioro de los materiales de archivos y museos.
Conservación y prevención. Instituto Cultural de España. España.
41. Valentín, N. (s.f.) El biodeterioro de materiales orgánicos. Instituto del Patrimonio
Histórico Español. España.
42. Vargas, M. (2002). Sistema integrado de conservación y academia en Colombia.
Asociación para la conservación del patrimonio cultural de la Américas.
43. Wheeler, A., T. Huber y C. Currie. (2001). Douglas label data standards for
terrestrial arthropods. Biological survey of Canada. Document Series No. 8.
44. Wood, M. (1988) Prevención y tratamiento del moho en las colecciones de
bibliotecas, con particular referencia a las que padecen climas tropicales: un estudio
del RAMP. Programa General de Información y UNISIST. Organización de las
Naciones Unidas para la Educación, la Ciencia y la Cultura. Francia
248
ANEXO 29
Parte Frontal: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Museos
249
Parte Interna: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Museos
250
ANEXO 30
Parte Frontal: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Herbarios
251
Parte Interna: Trifoliar sobre cuidado y mantenimiento de Herbarios
252
ANEXO No. 31
Listado de cepario fúngico
Proyecto FODECYT 28-2011
No. Código de la cepa Género Método de conservación
Herbario BIGU
1 BIGU i Oct 1 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
2 BIGU i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
3 BIGU i Oct 3 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
4 BIGU i Oct 4 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
5 BIGU e Oct 5 Aspergillus terreus. Sabouraud + aceite mineral
6 BIGU e Oct 6 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
7 BIGU e Oct 7 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
8 BIGU e Oct 8 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
9 BIGU e Oct 9 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral
10 BIGU e Oct 10 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
11 BIGU e Oct 11 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
12 BIGU e Oct 12 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
13 BIGU i Nov 13 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral
14 BIGU i Nov 14 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
15 BIGU i Nov 15 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral
16 BIGU i Nov 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
17 BIGU i Nov 17 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
18 BIGU i Nov 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
19 BIGU e Nov 19 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
20 BIGU e Nov 20 Aspergillus niger. Sabouraud + aceite mineral
21 BIGU e Nov 21 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
22 BIGU e Nov 22 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
23 BIGU e Nov 23 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
24 BIGU e Dic 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
25 BIGU i Dic 25 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
26 BIGU i Dic 26 Paecilomyces sp. Sabouraud + aceite mineral
27 BIGU e Ene 27 Scopulariopsis brevicaulis Sabouraud + aceite mineral
253
28 BIGU e Ene 28 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
29 BIGU e Ene 29 Aspergillus flavus. Sabouraud + aceite mineral
30 BIGU e Feb 30 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral
31 BIGU e Mar 31 Cryptococcus humicula Sabouraud + aceite mineral
32 BIGU i Mar 32 Candida Krusei/inconspicua Sabouraud + aceite mineral
Sección de Macrohongos del Herbario BIGU
33 Anexo BIGU i Oct 1 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
34 Anexo BIGU i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
35 Anexo BIGU i Oct 3 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
36 Anexo BIGU i Oct 4 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
37 Anexo BIGU i Oct 5 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral
38 Anexo BIGU i Oct 6 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
39 Anexo BIGU i Oct 7 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
40 Anexo BIGU i Oct 8 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
41 Anexo BIGU i Oct 9 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
42 Anexo BIGU i Oct 10 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
43 Anexo BIGU i Oct 11 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
44 Anexo BIGU i Oct 12 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
45 Anexo BIGU i Oct 13 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
46 Anexo BIGU i Oct 14 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
47 Anexo BIGU i Oct 15 Afín moniliales Sabouraud + aceite mineral
48 Anexo BIGU e Oct 16 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
49 Anexo BIGU e Oct 17 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
50 Anexo BIGU e Oct 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
51 Anexo BIGU i Nov 19 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
52 Anexo BIGU i Nov 20 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
53 Anexo BIGU e Nov 21 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral
54 Anexo BIGU i Nov 22 Aspergillus niger. Sabouraud + aceite mineral
55 Anexo BIGU i Nov 23 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
56 Anexo BIGU i Nov 24 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral
57 Anexo BIGU i Dic 25 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
254
58 Anexo BIGU i Dic 26 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
59 Anexo BIGU i Ene 27 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
60 Anexo BIGU i Feb 28 Candida famata Sabouraud + aceite mineral
61 Anexo BIGU i Feb 29 Candida guillermondii. Sabouraud + aceite mineral
62 Anexo BIGU i Mar 30 Cryptococcus laurntti Sabouraud + aceite mineral
63 Anexo BIGU i Mar 31 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
Micoteca Licenciado Rubén Mayorga Peralta MICG
64 Micoteca i Oct 1 Aspergillus ferreus. Sabouraud + aceite mineral
65 Micoteca i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
66 Micoteca i Oct 3 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
67 Micoteca i Oct 4 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
68 Micoteca i Oct 5 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
69 Micoteca i Oct 6 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
70 Micoteca i Oct 7 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
71 Micoteca i Oct 8 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
72 Micoteca i Oct 9 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
73 Micoteca i Oct 10 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
74 Micoteca i Oct 11 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
75 Micoteca i Oct 12 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
76 Micoteca i Oct 13 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral
77 Micoteca e Oct 14 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
78 Micoteca e Oct 15 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
79 Micoteca e Oct 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
80 Micoteca e Oct 17 Rhizopus sp Sabouraud + aceite mineral
81 Micoteca e Oct 18 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
82 Micoteca e Oct 19 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
83 Micoteca e Oct 20 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
84 Micoteca e Oct 21 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
85 Micoteca e Oct 22 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
86 Micoteca i Nov 23 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
87 Micoteca e Nov 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
255
88 Micoteca e Nov 25 Scopulariopsis sp. Sabouraud + aceite mineral
89 Micoteca e Nov 26 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
90 Micoteca i Nov 27 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
91 Micoteca i Nov 28 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
92 Micoteca i Nov 29 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
93 Micoteca i Nov 30 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
94 Micoteca i Nov 31 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
95 Micoteca i Nov 32 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
96 Micoteca i Dic 33 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
97 Micoteca i Dic 34 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
98 Micoteca i Dic 35 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
99 Micoteca i Feb 36 Cladosporiumhervarum Sabouraud + aceite mineral
100 Micoteca i Feb 37 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
101 Micoteca i Feb 38 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
102 Micoteca i Feb 39 Cryptococcus laurentii Sabouraud + aceite mineral
Index Seminum
103 Index Seminum i Oct 1 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
104 Index Seminum i Oct 2 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
105 Index Seminum i Oct 3 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
106 Index Seminum i Oct 4 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
107 Index Seminum i Oct 5 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
108 Index Seminum i Oct 6 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
109 Index Seminum i Oct 7 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
110 Index Seminum i Oct 8 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
111 Index Seminum i Oct 9 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
112 Index Seminum i Oct 10 Aspergillusterreus. Sabouraud + aceite mineral
113 Index Seminum i Oct 11 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
114 Index Seminum e Oct 12 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
115 Index Seminum e Oct 13 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
116 Index Seminum i Nov 14 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
117 Index Seminum i Nov 15 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
256
118 Index Seminum i Nov 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
119 Index Seminum i Nov 17 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
120 Index Seminum e Nov 18 Rhizopus sp Sabouraud + aceite mineral
121 Index Seminum e Nov 19 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
122 Index Seminum e Nov 20 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
123 Index Seminum i Nov 21 Scopulariopsis sp. Sabouraud + aceite mineral
124 Index Seminum e Nov 22 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
125 Index Seminum e Nov 23 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
126 Index Seminum e Nov 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
127 Index Seminum i Dic 25 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
128 Index Seminum i Dic 26 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
129 Index Seminum i Dic 27 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
130 Index Seminum i Ene 28 Cladosporiumhervarum. Sabouraud + aceite mineral
131 Index Seminum i Ene 29 Prototheca wickerhamii. Sabouraud + aceite mineral
132 Index Seminum i Feb 30 Candida famata. Sabouraud + aceite mineral
133 Index Seminum e Mar 31 Cryptococcus humicola Sabouraud + aceite mineral
134 Index Seminum e Mar 32 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
Herbario de la Universidad de San Carlos de Guatemala -USCG-
135 USCG e Oct 1 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
136 USCG e Oct 2 Aspergillus niger. Sabouraud + aceite mineral
137 USCG e Oct 3 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
138 USCG e Oct 4 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
139 USCG e Oct 5 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral
140 USCG e Oct 6 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
141 USCG e Oct 7 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
142 USCG i Oct 8 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral
143 USCG i Oct 9 Syncephalastrum racemosum. Sabouraud + aceite mineral
144 USCG e Nov 10 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
145 USCG e Nov 11 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
146 USCG e Nov 12 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
147 USCG e Nov 13 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
257
148 USCG e Nov 14 Morfoespecie. Sabouraud + aceite mineral
149 USCG i Nov 15 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
150 USCG i Nov 16 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
151 USCG i Nov 17 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
152 USCG e Dic 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
153 USCG e Dic 19 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
154 USCG i Dic 20 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
155 USCG i Dic 21 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral
156 USCG i Ene 22 Syncephalastrum racemosum. Sabouraud + aceite mineral
157 USCG i Ene 23 Rhodotorula minuta. Sabouraud + aceite mineral
158 USCG e Ene 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
159 USCG e Mar 25 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral
MUSHNAT
160 MUSHNAT e Oct 1 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
161 MUSHNAT e Oct 2 Paecilomyces sp. Sabouraud + aceite mineral
162 MUSHNAT e Oct 3 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
163 MUSHNAT e Oct 4 Paecilomyces sp. Sabouraud + aceite mineral
164 MUSHNAT e Oct 5 Morfoespecie. Sabouraud + aceite mineral
165 MUSHNAT e Oct 6 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
166 MUSHNAT e Oct 7 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
167 MUSHNAT e Oct 8 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
168 MUSHNAT e Oct 9 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
169 MUSHNAT i Oct 10 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
170 MUSHNAT i Oct 11 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
171 MUSHNAT i Oct 12 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
172 MUSHNAT i Oct 13 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
173 MUSHNAT i Oct 14 Mucor sp. Sabouraud + aceite mineral
174 MUSHNAT i Nov 15 Aspergillus oryzae. Sabouraud + aceite mineral
175 MUSHNAT i Nov 16 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
176 MUSHNAT e Nov 17 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
177 MUSHNAT e Nov 18 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
258
178 MUSHNAT e Nov 19 Aspergillus mieus Sabouraud + aceite mineral
179 MUSHNAT i Nov 20 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
180 MUSHNAT i Nov 21 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
181 MUSHNAT i Nov 22 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
182 MUSHNAT i Nov 23 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
183 MUSHNAT i Nov 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
184 MUSHNAT i Nov 25 Aspergillusniger. Sabouraud + aceite mineral
185 MUSHNAT i Nov 26 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
186 MUSHNAT i Dic 27 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
187 MUSHNAT i Ene 28 Geotrichum Klebahnii. Sabouraud + aceite mineral
188 MUSHNAT e Ene 29 Candida famata. Sabouraud + aceite mineral
189 MUSHNAT e Ene 30 Scopulariopsis brevicaulis. Sabouraud + aceite mineral
190 MUSHNAT e Ene 31 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
191 MUSHNAT i Feb 32 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
192 MUSHNAT e Feb 33 Rhodotorula mucilaginosa. Sabouraud + aceite mineral
193 MUSHNAT e Mar 34 Cryptococcus humicula Sabouraud + aceite mineral
MUSAC
194 MUSAC e Oct 1 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
195 MUSAC e Oct 2 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
196 MUSAC e Oct 3 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
197 MUSAC e Oct 4 Rhizopus sp Sabouraud + aceite mineral
198 MUSAC e Oct 5 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
199 MUSAC e Oct 6 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
200 MUSAC e Oct 7 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
201 MUSAC e Oct 8 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
202 MUSAC i Oct 9 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
203 MUSAC i Oct 10 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
204 MUSAC i Oct 11 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
205 MUSAC i Nov 12 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
206 MUSAC i Nov 13 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
207 MUSAC i Nov 14 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
259
208 MUSAC i Nov 15 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
209 MUSAC e Nov 16 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
210 MUSAC e Nov 17 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
211 MUSAC e Nov 18 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
212 MUSAC i Dic 19 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
213 MUSAC i Dic 20 Fusarium sp. Sabouraud + aceite mineral
214 MUSAC i Dic 21 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
215 MUSAC i Dic 22 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
216 MUSAC i Dic 23 Morfoespecie Sabouraud + aceite mineral
217 MUSAC i Dic 24 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
218 MUSAC i Ene 25 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
219 MUSAC i Ene 26 Aspergillus floculosus. Sabouraud + aceite mineral
220 MUSAC i Ene 27 Aspergillus sp. Sabouraud + aceite mineral
221 MUSAC i Ene 28 Scopulariopsis brevicaulis. Sabouraud + aceite mineral
222 MUSAC e Ene 29 Penicillium chrysogenum. Sabouraud + aceite mineral
223 MUSAC e Ene 30 Cladosporium
cladosporioides.
Sabouraud + aceite mineral
224 MUSAC e Ene 31 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
225 MUSAC e Feb 32 Rhodotorula mucilaginosa Sabouraud + aceite mineral
226 MUSAC e Feb 33 Cryptococcus laurntti Sabouraud + aceite mineral
227 MUSAC e Feb 34 Trichopyton sp. Sabouraud + aceite mineral
228 MUSAC e Feb 35 Penicillium sp. Sabouraud + aceite mineral
229 MUSAC e Feb 36 Penicillium floccosum Sabouraud + aceite mineral
230 MUSAC i Mar 37 Cryptococcus albidus Sabouraud + aceite mineral
231 MUSAC mural 38 Cryptococcus albidus Sabouraud + aceite mineral
232 MUSAC mural 39 Cladosporium sp. Sabouraud + aceite mineral
Fuente: proyecto FODECYT 28-2011
260
ANEXO 32
Diseño del área interior del Herbario BIGU, ubicado en el segundo nivel del edificio T-10
Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia dentro de la Universidad de San Carlos de
Guatemala
El Herbario BIGU se encuentra ubicado en la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia,
Universidad de San Carlos de Guatemala 2do. Nivel Edificio T-10. El ingreso al área
cuenta con una puerta de madera la cual permanece abierta, un pasillo con piso de granito
seguido por la puerta que da ingreso al área de trabajo. El piso del establecimiento es de
granito, todas las paredes son de concreto, una pared tiene ventanas las cuales son de paleta,
el lugar cuenta con aire acondicionado y deshumidificador, el techo es de concreto. El área
de trabajo cuenta con dos mesas de madera, cuatro anaqueles de metal, dos archiveros de
madera, y una oficina con dos escritorios de madera.
261
ANEXO 33
Diseño del área interior de la sección de macrohongos del herbario BIGU, ubicado en el
segundo nivel del edificio T-10 Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia, USAC.
La sección de macrohongos del Herbario BIGU se encuentra ubicada en el segundo nivel
del edificio T10 de la Universidad de San Carlos de Guatemala, zona 12 ciudad
capital. El piso del local es de granito, tres paredes son de concreto y una pared la mitad
es de concreto y la otra mitad tiene ventanas de las cuales tres son de apertura en bisagra,
el lugar no cuenta con aire acondicionado ni deshumidificadores, el techo es de concreto,
y la puerta de entrada al lugar es de metal. El área de trabajo cuenta con tres mesas de
madera, en el fondo se encuentran los estantes que son de metal, cuenta con un lavadero,
un escritorio y dos archiveros de metal.
262
ANEXO 34
Diseño del área interior de la micoteca de la unidad de investigación de BIOTAH,
ubicado en el segundo nivel del edificio T-12 Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia,
USAC
El área de de la micoteca, se encuentra ubicada en la Facultad de Ciencias Químicas y
Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala 2ª nivel, Edificio T-12. El piso
del establecimiento es de granito, todas las paredes son de concreto, una pared tiene
ventanas de las cuales son de paleta en el área superior, el lugar no cuenta con aire
acondicionado ni deshumidificador, el techo es de concreto, no cuenta con puerta de
entrada al lugar únicamente la que colinda con el pasillo, la cual es de madera. El área de
trabajo cuenta con una mesa de madera, dos anaqueles de metal.
263
ANEXO 35
Diseño del área interior del herbario USCG, ubicado en las instalaciones del Jardín
Botánico zona 10
El piso del local es de madera, las cuatro paredes son de concreto, el lugar no cuenta con
ventanas o entrada de luz natural, al en el fondo del reciento se encuentra ubicado el aire
acondicionado de pared, el techo está conformado por tablas de madera, y la puerta de
entrada al lugar es de madera.
El mobiliario que posee son veinticuatro armarios de metal distribuidos de manera
longitudinal abarcando todo el inmueble, también cuenta con un armario de madera
mesas de madera, y tres deshumidificadores repartidos en distintos puntos del local.
264
ANEXO 36
Diseño del área interior del Index Seminum, ubicado en las instalaciones del Jardín
Botánico zona 10
El local cuenta con dos caminos pavimentados que anexan con el Jardín Botánico. La
superficie del suelo del interior es de cemento liso, posee cinco paredes de concreto,
ventanas de apertura en bisagra, el techo es cielo falso de páneles de tabla yeso, posee
dos divisiones parciales con tabiques de madera, y las puertas de lugar son de metal.
El área de trabajo cuenta con tres mesas de madera, en el fondo se encuentran dos
estantes de madera donde se desecan las semillas, también cuenta con un lavadero, un
escritorio de madera, un archivero de metal y una refrigeradora. El área administrativa
cuenta con un total de diez archiveros de metal, tres escritorios de madera y dos estantes
de biblioteca.
265
ANEXO 37
Diseño del área interior del MUSHNAT, ubicado en la zona 10 ciudad capital
El MUSHNAT está formado por doce salones de exposiciones, el piso de los salones es
de granito, las paredes son de concreto y las puertas son de metal, El techo de algunos
salones es cielo falso y el de otros de concreto. Los salones cuentan con diferentes tipos
de colecciones, para su exposición cuentan con vitrinas de madera de diferentes tamaños.
La bodega de reparación cuenta con varias estanterías de madera dañada y algunas mesas
del mismo material.
El exterior del jardín cuenta con pasillos con piso de granito y techo de madera, las
paredes son de concreto. En el centro se encuentra un área verde, la cual cuenta con
mesas bajo techo y con jardines y árboles pequeños.
266
ANEXO 38
Diseño del área interior del MUSAC, ubicado en la zona 1 ciudad capital
El MUSAC cuenta con una estructura de techo de concreto, piso de piedra y con
estructuras de arcos. En el centro del patio se encuentra una fuente la cual se encuentra en
un espacio abierto. Las puertas de los distintos salones que se encuentran a su alrededor
son de madera. También se encuentran ubicadas en los pasillos algunas macetas con
plantas decorativas.
Los puntos a muestrear, se encuentran ubicados en dos salones del museo. El primero
salón es un vestíbulo cuya característica principal es contener el mural “Tierra Fértil”, el
otro salón es una biblioteca, la cual alberga una colección de libros antiguos.
267
ANEXO 39
Diseño del área interior del salón del mural dentro de las instalaciones del MUSAC,
ubicado en la zona 1 ciudad capital.
El piso del salón del mural es de piedra laja, las paredes son de concreto con un zócalo de
madera. El cuarto cuenta con dos puertas, ambas de madera una da hacia la 10 calle de la
zona 1, mientras que la otra puerta, conecta al auditórium principal del MUSAC. En el
mismo salón se encuentran ubicados los sanitarios, con los servicios básicos. Frente a los
sanitarios se encuentra Un mural, el cual está pintado al fresco con cubierta de pintura
vinílica. En el cuarto se mantienen permanentemente dos deshumidificadores.
268
ANEXO 40
Diseño del área interior la biblioteca dentro de las instalaciones del MUSAC, ubicado en
la zona 1 ciudad capital
La biblioteca cuenta con una planta baja y una planta alta, en ambos niveles se
encuentran ubicadas estanterías de madera a lo largo de las paredes, en dichas estanterías
se encuentran colocados libros antiguos. El piso de la planta baja es de piedra laja
mientras que el del segundo nivel es de madera. Las escaleras que conducen al segundo
nivel son de madera con barandales del mismo material. Cuenta con tres escritorios de
madera. La puerta es de madera y no cuenta con ningún tipo de ventanas. En el techo
existe una bóveda, ubicada al centro.
269
PARTE V
V.1 INFORME FINANCIERO, DESCRIPCIÓN DE PRESUPUESTO Y TRANSFERENCIAS
FICHA DE EJECUCIÓN PRESUPUESTARIA
LINEA: FODECYT
Nombre del Proyecto:"Evaluación de la contaminación del aire por hongos microscópicos enalgunos museos, herbarios y colecciones de interés científico en la ciudad de Guatemala" Numero del Proyecto: 028-2011
01/08/2011
Investigador Principal y/o Responsable del Proyecto: DRA. KARIN LARISSA HERRERA AGUILAR
Monto Autorizado: Q343,545.00
Orden de Inicio (y/o Fecha primer pago):
Plazo en meses 12 meses
Fecha de Inicio y Finalización: 01/08/2011 al 31/07/2012
Grupo Renglon Nombre del Gasto
Asignacion
Presupuestaria
TRANSFERENCIA Ejecutado
Pendiente de
Ejecutar Menos (-) Mas (+)
1 Servicios no personales
121 Divulgación e información Q 3,300.00 Q 3,160.00 Q 140.00
122 Impresión, encuadernación y reproducción Q 5,500.00 Q 5,302.50 Q 197.50
181 Estudios, investigaciones y proyectos de factibilidad Q 130,750.00 Q 130,750.00 Q -
189 Otros estudios y/o servicios (Evaluación externa de impacto) Q 8,000.00 Q 8,000.00
2 MATERIALES Y SUMINISTROS
241 Papel de escritorio Q 400.00 Q 368.10 Q 31.90
243 Productos de papel o cartón Q 2,700.00 Q 2,385.50 Q 314.50
244 Productos de artes gráficas Q 1,125.00 Q 900.00 Q 220.95 Q 4.05
249 Otros productos de papel, cartón e impresos Q 1,475.00 Q 1,366.20 Q 108.80
261 Elementos y compuestos químicos Q 51,044.00 Q 3,600.00 Q 53,508.64 Q 1,135.36
267 Tintes, pinturas y colorantes Q 3,400.00 Q 900.00 Q 4,238.20 Q 61.80
269 Otros productos químicos y conexos Q 700.00 Q 400.00 Q 1,023.60 Q 76.40
272 Productos de vidrio Q 2,500.00 Q 2,000.00 Q 4,483.50 Q 16.50
291 Útiles de oficina Q 500.00 Q 493.40 Q 6.60
292 Útiles de limpieza y productos sanitarios Q 4,300.00 Q 4,295.28 Q 4.72
295 Útiles menores, médico-quirúrgicos y de laboratorio Q 24,820.00 Q 2,500.00 Q 2,800.00 Q 24,950.94 Q 169.06
297 Útiles, accesorios y materiales eléctricos Q 7,400.00 Q 6,800.00 Q 600.00
3 PROPIEDAD, PLANTA, EQUIPO E INTANGIBLES
321 Maquinaria y equipo de producción Q 16,987.60 Q 16,987.60 Q -
323 Equipo médico-sanitario y de laboratorio Q 96,131.00 Q 28,963.60 Q 59,599.68 Q 7,567.72
329 Otras maquinarias y equipos Q 11,976.00 Q 11,355.99 Q 620.01
Q 343,545.00 Q 39,163.60 Q 39,163.60 Q 324,490.08 Q 19,054.92
MONTO AUTORIZADO Q 343,545.00
Disponibilidad Q 19,054.92
(-) EJECUTADO Q 324,490.08
SUBTOTAL Q 19,054.92
(-) CAJA CHICA Q -
TOTAL POR EJECUTAR Q 19,054.92
270
V.2CRONOGRAMA DE TRABAJO
Actividad 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Contratación del personal. X
Contacto con encargados de
colecciones, museos y
herbarios considerados como
áreas de muestreo
X
Búsqueda y recopilación de
información. X X X X X
Gestión de cotizaciones y
elaboración de solicitud de
compra. X X X X X X X X X X
Compra de Material y
equipo. X X X X X X X X X X X
Selección de la hora de
muestreo. X X
Selección de los locales y
áreas de muestreo. X X
Implementación de métodos
de análisis en el Laboratorio.
X X
Preparación de material para
muestreo.
X X X X X X X
Muestreos ambientales. X X X X X X X
Tabulación de los resultados. X X X X X X X X
Caracterización
Macroscópica de los géneros
fúngicos. X X X X X X X X
Caracterización
Microscópica de los géneros
fúngicos. X X X X X X X X
Preparación de material para
conservación. X X X X X X X X X
Formación de cepario de
trabajo. X X X X X X X X X
Implementación de normas
de bioseguridad ambiental. X X X X X X
Análisis de niveles de
contaminación. X X X X X X X X X
Elaboración de tablas y
gráficos. X X
Interpretación de resultados. X X X X X X X X X
271
Elaboración de Informe
mensual de avance del
proyecto. X X X X X X X X X X X X
Elaboración de informe
trimestral del proyecto. X X X
Elaboración de guía para
preservar colecciones X X X X X
Elaboración de informe final
del proyecto. X X
Presentación de informe
final. X
Presentación en evento
nacional.
X X