colecciones entomologicas lezama-murillo
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MATERIALES Y TÉCNICAS PARA LA CONFECCIÓN Y
PRESERVACIÓN DE COLECCIONES ENTOMOLÓGICAS
1Luis Ricardo Murillo-Hiller &
2Humberto J. Lezama U.
Museo de Insectos, Escuela de Agronomía, Universidad de Costa Rica
Resumen
Se realizó un recopilado de las técnicas más utilizadas por la comunidad entomológica para la
preparación y preservación de insectos. Se enfatizó en los órdenes mayores y se hizo un breve
marco teórico en las metodologías utilizadas para algunos de los órdenes menores. Se detalla en
las ventajas y desventajas de cada una de las metodologías más ampliamente aceptadas. Se
compararon brevemente las experiencias de algunas instituciones que son responsables de
colecciones de insectos en Costa Rica y otros países como Francia, Estados Unidos y Brasil. Un
experimento preliminar fue desarrollado para comparar el efecto de cinco variables existentes en
los métodos de preservación de mariposas: tiempo de secado, preservación con
paradiclorobenceno (PDB), temperatura de almacenaje, humedad de almacenaje y volumen
corporal del espécimen.
El montaje de insectos
El montaje de cada insecto debe cumplir con tres necesidades básicas de las colecciones
entomológicas:
1. Ocupar el menor espacio posible dentro de la colección.
2. Permitir que cada estructura del cuerpo quede a la vista del observador, es decir que algunas
estructuras no dificulten la observación de otras.
3. Reducir la probabilidad de que algunas partes de los insectos se quiebren durante su
observación y manipulación.
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Técnicas para órdenes mayores (Lepidoptera, Coleoptera, Hymenoptera y Diptera)
Materiales:
1. Alfileres entomológicos
Existen disponibles en diferentes grosores dependiendo del insecto que se va a montar, los mas
delgados (para insectos pequeños) son los “000” después van aumentando consecutivamente de
grosor con el aumento del número: 00,0,1,2,3,4,5,6. Todos los anteriores tienen una longitud de
3.8 mm. Además existen los número 7 que son para insectos muy grandes y tienen un largo de
5.3 cm. Los alfileres entomológicos se diferencian de los de costura por se mas largos, delgados
y tener la cabeza pequeña. Existen dos tipos básicos: Los negros: son más económicos y filosos
pero están hechos de un metal que se oxida fácilmente con los años, y los blancos: un poco mas
costosos económicamente pero son inoxidables, esto los hace de mejor calidad y se recomienda
su uso pues tienen una durabilidad mayor.
2. Minutem
Son alfileres negros muy pequeños (12 mm. de largo), muy delgados y sin cabeza. Se utilizan
para montar insectos sumamente pequeños (de 3 a 7 mm.).
3. Estereofoam o Ethafoam® en cubos o ladrillos
Son cubos o ladrillos de cualquiera de estos dos materiales que se utilizan para realizar montaje
de insectos. El tamaño puede ser variable dependiendo del tamaño de los insectos que se van a
montar. El Ethafoam® es espuma de polietileno, se recomienda porque es mas rígida y de mas
durabilidad que el estereofoam.
4. Goma blanca
Es muy recomendada para reparar los insectos en caso de que una parte se desprenda y haya que
adherirla nuevamente. Tiene la ventaja que es soluble en agua, por lo que si es necesario
despegar la parte en el futuro solo es necesario humedecerla. Presenta la desventaja que demora
varios minutos en pegar, por lo que dificulta y hace lento el proceso.
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5. Esmalte para uñas con endurecedor
Al igual que la goma blanca se utiliza para pegar partes desprendidas, tiene la ventaja que se seca
muy rápido y se adhiere fácilmente a las estructuras del insecto pues es hecha a base de
disolventes orgánicos. La desventaja es que es difícil de remover en el futuro, si fuera necesario
hacerlo.
6. Cartulina satinada
Se utiliza en cintas de 5 mm. de ancho por 15 o 20 de largo, son para prensar las alas de insectos
grandes sobre los bastidores y tablas de montaje, de esta forma se evitar que cambien de posición
durante el secado. Se prensan con alfileres y no se remueven hasta que el insecto este seco.
7. Papel pergamino
Se utiliza principalmente para sostener las alas de insectos grandes contra los cubos de
estereofoam, Ethafoam® o bastidores, de esta manera se evita que las alas se arruguen pues a
muchos insectos al estar expuestos al calor se les tiende a arrugar las alas hacia arriba.
8. Etiquetas
Se utilizan para anotar la información de recolecta de cada insecto que se prepara. Se recomienda
utilizar cartulina satinada pues en esta las fibras del papel no absorben la tinta y por lo tanto no
se manchan. Lo mas importante es que se utilice un papel o cartulina libre de ácido, pues es este
quien causa el deterioro del material (Muñoz-Saba & Simmons, 2005). Un papel libre de acido
durará hasta mas de 400 años sin deteriorarse, en cambio uno con una acides baja se deteriorará
en menos de 50 años (Muñoz-Saba & Simmons, 2005). La cartulina recomendada es la Cartulina
Bristol®, grosor de 185g. (Muñoz-Saba & Simmons, 2005). Las dimensiones adecuadas de la
etiqueta son 2 cm. de largo por 1cm. de ancho. Usualmente los insectos son acompañados de dos
etiquetas, la de localidad (más cercana al cuerpo del insecto) y la de identificación. La
información que debe anotarse en la etiqueta de localidad es: país (en letras mayúsculas),
provincia, altura sobre el nivel del mar, cantón, localidad, fecha y nombre del recolector. A la
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hora de escribir la fecha, el mes debe siempre escribirse en números romanos para evitar
confusiones entre países que escriben primero el mes (U.S.A.) y otros que escriben primero el
día (C.R.). En la etiqueta de identificación se escribe: Género, especie, familia, autor de la
descripción de la especie con año de publicación y nombre del quien determinó la especie y año
en que lo hizo (Fig. 1).
9. Pluma
Se debe utilizar una pluma de tinta no soluble en alcohol, la punta tiene que ser muy fina (005 o
01) pues hay que escribir en etiquetas de tamaño reducido.
10. Jeringas de insulina
Son útiles para ablandar los insectos que ya se han secado después de tenerlos muchos días en
almacenaje, o para remontar insectos que fueron montados y secados de forma indeseada.
Equipo:
1. Horno de secado
Consiste en un cajón de madera de tamaño variable, con varias repisas de cedazo
metálico por dentro. La fuente de calor puede se una resistencia con un pequeño ventilador ó uno
o varios bombillos de 50 wats. Cualquiera de las anteriores es irrelevante siempre que se alcance
una temperatura promedio de 40 – 45 C° y una humedad relativa de 35 – 45%. La puerta debe se
amplia, lo ideal seria del tamaño de toda una pared del cajón y la distancia entre cada repisa
hacia arriba de por lo menos 20 cm.
2. Bastidores
Son dos piezas largas (40 cm.* de largo x 10 cm.* de ancho y 1 cm de grosor) de madera
de balsa. Ellas deben de ir montadas en una base de madera corriente a 2 cm de altura. Deben de
estar separadas cada una de las reglas de balsa por una distancia de 1 cm.* entre las dos y en su
base se debe pegar una lámina de corcho que sirva de soporte para el alfiler del insecto (Fig. 2).
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* Las medidas con este símbolo son variables dependiendo del insecto, se recomienda tener
varios bastidores en los que varíen estas medidas.
3. Gradillas
Son piezas que funcionan para estandarizar la altura a la que se colocan las etiquetas en los
especimenes. Se pueden construir utilizando algún material fuerte pero que permita el paso de un
alfiler, como lo es el Ethafoam®. Consiste en colocar el material en forma de gradas a tres
niveles o alturas diferentes para que cada etiqueta tenga una posición estándar. Se recomienda
que las alturas sean: 1 cm., 1.5 cm. y 2.5 cm. El largo es irrelevante y el ancho de cada nivel
puede ser de 2 cm. (Fig.3).
4. Higrómetro
Se utiliza para mantener bajo control la humedad relativa del horno de secado.
5. Termómetro
Se utiliza para mantener bajo control la temperatura del horno de secado.
Técnicas de montaje
Cuando el insecto que se esta montando es mas pequeño que la etiqueta de localidad, la
etiqueta se acomoda con el largo paralelo al largo del insecto y las letras con la base hacia la
derecha. Cuando es así, la etiqueta cumple una importante función en la protección del
espécimen pues en caso de que se caiga de las manos, es la etiqueta quien se golpea y no el
insecto.
Lepidoptera (Mariposas)
Para montar mariposas diurnas y nocturnas se utilizan los bastidores. El cuerpo de la mariposa
debe de ser atravesado por el alfiler en el mesotorax (segmento de donde salen el par anterior de
alas). El alfiler debe de formar un ángulo recto con el plano del cuerpo del insecto. Una vez
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atravesado el cuerpo de la mariposa, la cabeza del alfiler debe de estar a 5 mm. de distancia del
tórax. Las patas deben de recogerse todas debajo del cuerpo y la mariposa debe clavarse en la
ranura central de corcho del bastidor. Con las cintas de cartulina satinada hay que prensar las alas
contra las tablas de balsa utilizando alfileres entomológicos negros. Con una pinza o utilizando
alfileres se deben levantar las alas anteriores hasta que el borde anal de las alas anteriores forme
un ángulo recto con el tórax. Las alas posteriores deben levantarse igual hasta que dejen visible
el abdomen de la mariposa. Las antenas deben quedar acomodadas hacia delante sin estar unidas.
Finalmente se coloca la cinta de papel pergamino sobre los bordes de las alas para que con el
secado estas no se arruguen hacia arriba. El bastidor con las mariposas se coloca dentro del
horno, el tiempo que deben estar allí se discute el experimento desarrollado más adelante. Para
una explicación mas detallada de este proceso se puede consultar a Montero (2007).
Coleoptera (escarabajos)
Los escarabajos se deben montar en cubos de estereofoam o Ethafoam®. Se les debe clavar el
alfiler en el élitro derecho a pocos milímetros de la ranura central donde se unen los dos élitros.
Debe de estar al nivel de donde se originan el par de paras centrales. La cabeza del alfiler debe
de estar a 5 mm. de distancia del cuerpo del escarabajo. Se debe clavar en el cubo hasta que el
cuerpo del insecto este descansando sobre el y las patas deben ser extendidas: las anteriores hacia
delante, las medias y posteriores hacia atrás, sin que ninguna se traslape y lo mas pegadas posible
al cuerpo pero sin tocarlo. Las antenas si son mas largas que la mitad del largo del cuerpo deben
enrollarse alrededor del cuerpo sin tocarlo. Si son cortas se pueden extender hacia los lados entre
las patas anteriores (Borror & White, 1970).
Hymenoptera (avispas, abejas y hormigas)
A estos se les clava el alfiler en el mesotorax ligeramente hacia el lado derecho. La cabeza del
alfiler debe de estar a 5 mm. de distancia del tórax. Se montan sobre los cubos de Ethafoam® y
las alas deben de acomodarse sobre el cuerpo, apuntando hacia arriba y bien separadas la anterior
de la posterior.
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Diptera (moscas y mosquitos)
El montaje se realiza también en los cubos de Ethafoam®, el alfiler se clava en el mesotorax
ligeramente hacia el lado derecho, las alas se separan la anterior de la posterior y pueden dejarse
planas con el eje del cuerpo o apuntando hacia arriba (Borror & White, 1970).
Técnicas de órdenes menores
Los órdenes menores son aquellos que a pesar de ser muchas veces insectos grandes, cada orden
en particular tiene menor diversidad de especies en comparación con los cuatro anteriores. Para
dar un breve recorrido por ellos se han seleccionado los siguientes:
Orthoptera (chapulines, grillos y saltamontes): Se montan en cubos de Ethafoam®, el alfiler se
clava en el pronoto, cerca del margen posterior y ligeramente hacia el lado derecho. El primer
par de patas debe extenderse hacia delante y el par medio y posterior hacia atrás, ligeramente
separadas del cuerpo. Las antenas se acomodan sobre el cuerpo y dirigidas hacia atrás, cuando
estas son muy largas se deben enrollar alrededor del cuerpo formando un círculo (Borror &
White, 1970).
Blattaria (cucarachas): Todo es igual que en los orthopteros pero el alfiler se clava en la tegmina
derecha a pocos milímetros del pronoto.
Mantodea (mantis religiosas): Igual que los anteriores pero el alfiler se clava en la tegmina
derecha a la altura del segundo par de patas
Phasmidos (juan palos): Igual que los anteriores, pero si no tiene alas, el alfiler se clava en el
sector de donde sale el par medio de patas.
Hemiptera: Heteroptera (chinches): Se montan como los coleoptera pero el alfiler se clava en el
lado derecho del escutelo (Borror & White, 1970).
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Hemiptera, Auchenorrhyncha (chicharras): Igual que el anterior pero el alfiler se clava sobre el
ala derecha a la altura del par medio de patas (Borror & White, 1970).
Odonata (libélulas): Se montan de dos maneras: a) dejando las alas plegadas sobre el tórax y el
alfiler se clava a la altura del mesotorax dejando el lado izquierdo del insecto hacia arriba
(Borror & White, 1970) o b) de igual manera pero sin ponerle alfiler, envés de eso se pone la
libélula dentro de un sobre de papel pergamino con una lamina de cartulina para darle rigidez.
Cuando los insectos no son montados inmediatamente después de haber sido matados y tampoco
son congelados, se pueden conservar secos dentro de sobres de papel pergamino. Los sobres se
arman como se muestra en la fig. 4. Después de muchos meses o años de conservarse de esta
manera los insectos se han secado al punto que no se les puede mover ninguna articulación, para
reblandecerlos se puede utilizar la técnica de inyectarles agua caliente. Para lo anterior, se hierve
agua en una taza y cuando el agua esta cerca de los 100 °C se debe introducir el cuerpo del
insecto en ella utilizando unas pinzas. También se debe inyectarle de esa agua en las
articulaciones utilizando una jeringa de insulina. Al finalizar, se debe escurrir utilizando una
servilleta para absorber el exceso de agua y el insecto ya debe estar blando para realizar el
montaje de manera normal.
Técnicas para micro insectos
Los micro-insectos a pesar que pertenecen a muchos de los órdenes que ya fueron explicados,
por su reducido tamaño no se pueden montar de la misma manera. Algunas de las técnicas más
utilizadas para montarlos son el montaje doble, los triangulitos de cartón y las láminas.
El montaje doble
Consiste en montar insectos de cuerpos muy pequeños (3-7 mm.) utilizando un alfiler de tipo
“minuten”. Se realiza el montaje sobre un Ethafoam® y utilizando pinzas se atraviesa el insecto
como si se tratase un insecto de tamaño mayor. Posteriormente este minutem se clava en un
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rectangulito pequeño de Ethafoam® y con un alfiler entomológico normal se clava la pieza de
Ethafoam® donde esta montado el espécimen (Fig.5).
Triángulos de cartón
Se utiliza para montar cualquier insecto que tenga menos de 3 o 4 mm. De longitud. Para esta
técnica se debe cortar un triangulito de cartón blanco de 8 mm. de alto por 4mm. de base (Borror
& White, 1970). Este triangulo se atraviesa con un alfiler entomológico cerca de su base. A la
punta del triangulo se le dobla el ultimo milímetro hacia abajo. Ahí se coloca una pequeña gotita
de goma blanca y se pega el insecto sobre su lado derecho tratando de que la menor cantidad
posible se superficie del insecto quede en contacto con la goma la (Fig. 6).
Montaje en láminas
El montaje en láminas puede ser permanente o temporal. Se recomienda el montaje permanente
para los insectos o partes de insectos que serán utilizados en docencia. Para los especimenes de
importancia científica se recomienda mantenerlos en un medio líquido que puede ser alcohol al
70% o glicerina y montarse en láminas solo temporalmente para realizar algún estudio particular
(Borror et. al., 1989). A veces si el espécimen es muy oscuro se hace necesario decolorarlo, para
esto lo mas común es utilizar KOH al 10 %, hirviendo por algunos minutos el insecto o parte del
insecto en la solución como esta explicado en Murillo-Hiller (2007) o dejándolo 24 horas en ella
Boucher 2008 com. per. Posteriormente se lava con abundante agua y se monta en la lámina
(Borror et. al., 1989). Para realizar el montaje en lámina de manera temporal (unos días o meses
para estudiarlo) se coloca una pequeña cantidad de glicerina sobre la lámina, se acomoda el
insecto y se coloca encima el cubreobjetos. Para sellarla se le pone en el borde del cubreobjetos
abundante esmalte para uñas y se coloca en el horno por 4 días. Para realizar montajes
permanentes se debe utilizar algún medio o resina. El más comúnmente utilizado es el Hoyer. Se
utiliza igual que la glicerina en los montajes temporales pero antes de sellarlo con el esmalte para
uñas es necesario dejarlo cerca de una semana en un horno a una temperatura de cerca de 40 C°.
La formula del Hoyer según Krantz (1978) y Borror et. al. (1989) es:
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Agua: 50 ml.
Goma arábica: 30g.
Hydrato de cloral: 200g.
Glicerina: 20ml.
Preservación
Los insecto deben preservarse siempre pensando en que el espécimen en cuestión deberán
permanecer por decenas o centenas de años en una institución y al servicio de la comunidad. Por
esta razón la preservación adecuada de los especimenes es de suma importancia para los museos
y colecciones, sobre todo teniendo en cuenta que un insecto en un alfiler implica el esfuerzo de
una o varias personas permaneciendo por mucho tiempo en el campo, pasando incomodidades,
para finalmente llegar al laboratorio y dedicar varias horas al montaje, rotulación y almacenaje
del espécimen. Todo este esfuerzo mental, físico y económico, sin contar el valor de la vida del
insecto, se vería desperdiciado si en pocos meses el espécimen se deteriora debido a su mala
preservación.
En la preservación de insectos se lucha contra factores abióticos y bióticos.
Entre los factores abióticos que se deben controlar están los golpes a los especimenes, la
exposición prolongada a la luz (pues la radiación ultravioleta los decolora), el excesivo calor,
humedad y hasta el fuego. Entre los factores bióticos se encuentran los hongos (moho), los
insectos que se alimentan de materia muerta y los ácaros. Entre los organismos de mayor
importancia en el cuidado de las colecciones podemos contar:
Los hongos (moho): Siempre se encuentra en el aire esperando condiciones para crecer.
Normalmente no crece en humedades relativa por debajo de 65% y temperaturas inferiores a 20
C° (Muñoz-Saba & Simmons, 2005). El moho se come los materiales por degradación de las
moléculas complejas, desde la lignina hasta moléculas mas simples (Muñoz-Saba & Simmons,
2005).
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Liposcelis sp. (Liposcelidae, Psocoptera):
Es una de las plagas mas importantes en las colecciones de insectos, se alimentan del cuerpo de
los especimenes dejando un polvito fino color café debajo de los que especimenes que han sido
atacados. Se movilizan por toda la caja, caminan debajo del corcho, se pasan de un insecto a otro
y en pocos meses pueden deteriorar sin remedio a los ejemplares de una caja entomológica
completa. Para controlarlos se recomienda colocar toda la caja ligeramente abierta dentro de un
congelador durante cinco días. Posteriormente se coloca un recipiente con abundante PDB
(paradiclorobenceno) dentro de ella, se cierra la caja y se incorpora nuevamente a la colección.
El frío mata los adultos y ninfas y el PDB evita la proliferación de los huevos.
Anobiidae, Coleoptera: Estos escarabajos son sumamente dañinos para las colecciones
entomológicas principalmente por su gran tamaño (hasta 6 mm de largo), pues consumen gran
cantidad de materia para desarrollarse. Las larvas y adultos se alimentan internamente de los
especimenes en las colecciones. Sus heces tienen una apariencia de polvo fino (Muñoz-Saba &
Simmons, 2005). Para controlarlos solo hace falta colocar un recipiente con abundante PDB
dentro de la caja y cerrarla bien para que se genere una atmósfera saturada del químico.
Dermestes spp. (Dermestidae, Coleoptera): Las larvas se reconocen porque tienen mechones de
“pelos” (Muñoz-Saba & Simmons, 2005). El modo de ataque de los derméstidos es el mismo que
los anobiidae y la forma de controlarlos es la misma.
Materiales
Paradiclorobenceno (Para-dicloro-benceno)
Este es un anillo aromático que posee en posición “para” dos moléculas de Cloro. Posee fuertes
propiedades fungicidas e insecticidas. Esta disponible en estado sólido, por ejemplo, es el
componente del 99 % de las pastillas aromáticas que se venden en las tiendas para aromatizar los
baños, gavetas y armarios de las casas. Este sólido pasa al estado gaseoso por medio de la
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sublimación. Presenta su máxima utilidad cuando se coloca en un espacio pequeño y hermético
pues se genera una atmósfera saturada del gas lo que no permite la proliferación de plagas. Un
producto de su degradación es el gas de cloro que puede blanquear los especimenes y causar
daño al hígado y riñón a los investigadores, aparte es un carcinogénico (Muñoz-Saba &
Simmons, 2005).
Naftalina
La naftalina solo funciona en concentraciones muy altas y en recipientes cerrados. Puede
recristalizarse en los ejemplares y causar cambios de color. Su exposición causa problemas a los
ojos, riñones y vejiga (Muñoz-Saba & Simmons, 2005).
Cajas entomológicas
Son para almacenar los insectos cuando ya están montados. Pueden ser de madera, cartón o
metal. Pueden poseer una tapa con vidrio para poder observar los especimenes en su interior sin
necesidad de abrir la tapa. En el fondo de la caja se puede colocar una lámina de corcho,
estereofoam o Ethafoam®. Estos sirven para clavar los insectos en el interior de la caja. En el
museo de Historia Natural de Paris, Francia, las cajas para insectos son mas pequeñas, (de 33 x
23 cm.) no poseen vidrio y son de cartón, esto las hace mas livianas y corren menos riesgo de
que se rompa el vidrio con la manipulación Boucher 2008 com. per., la desventaja de no tener
vidrio es que será necesario abrir la caja cada vez que se quiera observar que especimenes hay
dentro, lo que aumenta el riesgo de entrada de plagas. En este museo francés las cajas se colocan
en repisas como si se tratase de libros y no en gabinetes, este sistema es más económico y ahorra
espacio. En las instituciones que se encuentran en los Estados Unidos, Brasil y nuestro país,
estamos utilizando el sistema Inglés. Este consiste en cajas más grandes, la tapa tiene vidrio y se
acomodan en gabinetes individuales, cada uno con puertas y llaves independientes. En este
sistema, en la puerta de cada gabinete se debe especificar que insectos se encuentran en cada
gabinete.
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Pinceles
Se utilizan de varios tamaños y dureza de las cerdas para limpiar los insectos cuando se cubren
con polvo o suciedad. También se utilizan para eliminar los hongos (moho) que se les pueda
formar sobre el cuerpo.
Acetato de Etilo
Se utiliza para limpiar los insectos de cuerpo duro cuando han sido atacados por hongos (moho)
u otras plagas, previene el crecimiento futuro de hongos y el ataque de insectos a las colecciones.
Alcohol
Se utiliza al 70% para preservar estructuras de insectos e insectos que se mantendrán por un
tiempo almacenados antes de ser montados o que se preservarán indefinidamente de esta manera.
Plástico polarizante
La radiación ultravioleta causa desintegración, decoloración, oscurecimiento y amarillamiento de
la superficie de los materiales orgánicos, además el daño causado es acumulativo (Simmons &
Muñoz-Saba, 2005). Para evitar la acción de la luz ultravioleta se debe forrar con un plástico
polarizante todas las fuentes de luz que iluminen los especimenes en las exhibiciones, se
recomienda utilizar filtros que eliminen el 95% de las radiaciones ultravioletas.
Congelador
El congelador es muy importante para mantener los especimenes conservados desde que se
atrapan hasta que se les va realizar el montaje. Además se utiliza para colocar en cuarentena los
ejemplares que se obtienen de otras instituciones en calidad de préstamo o para curar cualquier
problema de plagas que se detecte en alguna caja entomológica. Se recomienda que sea un
congelador de cajón y que alcance temperaturas de hasta -20 C° (Muñoz-Saba & Simmons,
2005). Para curar ejemplares de cualquier plaga biótica, se deben congelar por lo menos durante
48 horas (Muñoz-Saba & Simmons, 2005).
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Preservación de larvas
El preservar larvas de insectos presenta varias dificultades como son la decoloración, la
deshidratación que conlleva al colapso estructural y la descomposición por microorganismo
intestinales. Para evitar estos percances la técnica mas utilizada es colocar las larvas vivas en
agua hirviendo durante 3 o 4 minutos, moviéndolas constantemente para que el agua penetre por
todos los rincones de la larva. Lo anterior cumple la función de eliminar la mayor cantidad de
microorganismos que puedan en el futura causar su descomposición. Posteriormente se coloca la
larva en un frasquito de vidrio con alcohol de 90 % para deshidratarla y limpiarla de desechos
intestinales y grasas. De esta manera se debe dejar reposar por una semana y el alcohol se tornara
de color café amarillento, después de esto se elimina el alcohol que tenia y se reemplaza por otro
de 70 %, se debe mantener bajo vigilancia y cuando el alcohol se encuentra sucio de nuevo se
debe cambiar siempre por alcohol con la misma concentración. Los viales (frasquitos de vidrio)
deben tener tapa hermética para evitar la evaporación del alcohol, se recomienda los de tapa
plástica con empaque de hule pues los de tapa metálica terminan por oxidarse. Las larvas deben
siempre mantenerse bajo vigilancia periódica para evitar que los viales se sequen.
Manejo
Los insectos se deben preservar en un cuarto lo mas hermético posible En el deben colocarse un
aire acondicionado que tenga la capacidad de mantener la temperatura constante de 20 C°, y un
deshumidificador que mantenga la humedad relativa en un 55 % aproximadamente. Una
humedad relativa superior al 75 % puede causar el deterioro de los especimenes (Simmons &
Muñoz-Saba, 2005).
Los insectos deben guardarse en las cajas entomológicas que pueden estar acomodadas en
gabinetes o torres. Cada una de estas debe contener por dentro en una de las esquinas un
recipiente plástico (resistente a el PDB) con huecos pequeños donde se coloca el PDB. Este
recipiente se tiene que estar revisando periódicamente para evitar que se agote el químico. Se
recomienda que los insectos estén acomodados dentro de las cajas siguiendo un orden
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taxonómico. En cada gabinete se debe colocar una rotulación que especifique que ordenes o que
familias de insectos se encentran en el. Cada caja a su vez también tiene que especificar que
géneros y que especies contienen. Lo anterior es para que si una persona esta tratando que
localizar un insecto dado, no tenga que abrir y cerrar todas las cajas y gabinetes hasta
encontrarlo. Los insectos en el interior de las cajas pueden estar ordenados dentro de cajitas de
cartón más pequeñas, agrupándolos en especies, géneros o familias. Es útil también que se hagan
filas de individuos y se estandarice si todas las hembras estarán primero o si serán los machos. Al
final de cada fila se recomienda que se coloque un rotulo con el nombre de la especie, el nombre
de quien la describió y el año de publicación (Fig. 7 ).
Discusión
Los encargados de recolectar muestras de seres vivos para colecciones y museos tienen la
desagradable tarea de “matar” quitar la vida a gran cantidad de animales y plantas. Esto puede
parecer, o es una labor deshumanizada desde cierto punto de vista. El valor de la vida de un
insecto se puede considerar desde dos perspectivas generales. A) El derecho en sí a la vida que
debe poseer cualquier ser viviente desde la perspectiva individual de ese organismo y B) El valor
que ese individuo tiene estando vivo dentro de una población natural. En el caso “A” se puede
argüir que no debería quitársele la vida a ninguna animal o planta. En el caso “B” se discute que
los insectos son ecológicamente estrategas “r” lo que quiere decir que sus poblaciones están
constituidas por millones de individuos y que su forma de reproducirse es produciendo una gran
cantidad de descendientes para que así muchos mueran pero algunos sobrevivan. Esto explica el
hecho que no se le hace realmente daño ecológico a una población de insectos al extraer de ella
algunos, incluso cientos de individuos. De todas formas, sin importar desde que perspectiva se
vea se mantiene siempre el argumento que se esta quitando una vida individual. La justificación
de esta muerte esta en el uso que se le de al espécimen ejecutado. Por ejemplo si el espécimen se
ejecuta para ser vendido y beneficiar únicamente al comerciante que usufructúa de la vida él,
nosotros los autores no lo consideramos éticamente correcto. Pero si el insecto será debidamente
preservado y éste permanecerá en una colección de investigación científica o un museo por
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cientos de años, cumpliendo funciones de educación, catalogación de la vida, testigo de la
diversidad biológica o de datos publicados, la muerte de ese ser vivo habrá valido la pena, pues
esta al servicio de toda la comunidad.
Efecto de la temperatura, humedad relativa, tiempo de secado y exposición al
PDB asociado a dos volúmenes corporales
diferentes de mariposas
Materiales y métodos
Fueron obtenidas las mariposas de dos especies diferentes donadas para este estudio por de la
empresa The Butterfly Farm en la Guácima de Alajuela, de las cuales 16 son de tamaño pequeño:
Anartia fatima y 16 de tamaño grande: Caligo brasiliensis, ambas de la familia Nymphalidae.
Las 32 mariposas fueron montadas en bastidores y colocadas dentro del horno de secado a 40 C°,
cuatro días después se sacaron ocho individuos de cada una de las especies (16 en total), de cada
especie se tomaron cuatro individuos y se almacenaron en cajas entomológicas en la colección
del Museo de Insectos de la Universidad de Costa Rica a una temperatura promedio de 21 C° y la
humedad relativa promedio de 55 %. Estas mariposas se colocaron en dos cajas entomológicas
idénticas, pero la mitad de ellas (o sea 2 de cada especie) en una caja con un recipiente lleno de
PDB y la otra sin PDB. Los restantes 4 individuos de cada especie se colocaron también en dos
cajas entomológicas idénticas, una con PDB y la otra sin PDB, pero estas dos cajas fueron
llevadas a la bodega de la casa de habitación del primer autor donde hay una humedad relativa
promedio de 85 % y una temperatura promedio de 27 C° . Las mitad de las mariposas que fueron
dejadas en el horno se sacaron después de estar allí por 8 días, y se les dio el mismo
procedimiento que las primeras 16 mariposas. Este proceso se esquematizo en la figura 8. Las
mariposas dentro de sus respectivas cajas fueron mantenidas de esta manera desde el día 3 de
setiembre hasta el día 23 de octubre, para un total de 50 días de tiempo para observar que sucede.
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Resultados
De las 16 mariposas con diferentes tratamientos que fueron colocadas en la colección de insectos
del Museo de Insectos, ninguna presento presencia de hongos en ninguna parte del cuerpo. De
las 16 mariposas llevadas a la casa de habitación el 62.5 % resultaron atacadas por hongos.
Dentro de estas, fueron atacadas en un 87.5 % las que estuvieron sin PDB durante el almacenaje,
y en un 37.5 % las que estuvieron con PDB. Las que estuvieron con PDB y fueron dejadas 8
días en el horno de secado no fueron atacadas por hongos, pero las que estuvieron sin PDB y 8
días de secado en el horno fueron atacadas en un 100 %. Las que estuvieron solo 4 días de
secado en el horno, ambos tratamientos: con y sin PDB presentaron el mismo porcentaje de
ataque: 75 %. De las 8 mariposas de tamaño grande, el 50 % presento ataques de hongos. De las
8 mariposas de tamaño pequeño, el 75 % presento ataques de hongos. De todas las mariposas
pequeñas solo las que estuvieron con PDB y 8 días en el horno no presentaron ataques de
hongos. De todas las mariposas grandes, solamente el 25 % de las que estuvieron con PDB
fueron atacadas, en cambio el 75 % de las que estuvieron sin PDB fueron atacadas. De las
mariposas grandes que estuvieron 4 días en el horno, sin importar que estuvieran con o sin PDB,
fueron atacadas en un 25 %. En cambio de las que estuvieron 8 días en el horno, con PDB
ninguna fue atacada y sin PDB el 100% fueron atacadas. Los resultados fueron diagramados en
la fig. 9.
Discusión
Este experimento es un intento preliminar de obtener pruebas que demuestren cuales son los
factores de más importancia para conservar colecciones de historia natural. Si bien es cierto es
necesario realizar experimentos con mayor numero de repeticiones para obtener resultados mas
confiables, el objetivo de esta primera prueba era observar tendencias generales y proponer un
diseño experimental que pudiera dar información principalmente descriptiva. Es claro sin
embargo que hay una diferencia entre las mariposas que se conservaron en la sala de colección
del museo con las de la casa de habitación. El experimento demuestra que no se deben conservar
muestras biológicas en casas de habitación pues las condiciones son altamente degenerativas.
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Las muestras que se mantuvieron en la casa de habitación son importantes porque nos permiten
distinguir entre el efecto del deterioro según el proceso de conservación que se le hace al
espécimen. De los 16 especimenes conservados en la casa de habitación, se puede deducir que
los que no fueron conservados con PDB son mucho mas propensos a sufrir ataques de hongos,
por lo tanto parece haber indicios de que el PDB en efecto si tiene propiedades antifúngicas y
juega un papel importante en la conservación de muestras. Sin PDB, parece que la cantidad de
días de secado no influye en la proliferación de hongos y con PDB parece que el tiempo de
secado si influye en la proliferación de hongos. Esto podría ser porque sin PDB no importa por
cuanto tiempo se hallan secado los especimenes, ellos siempre tendrán una alta probabilidad de
presentar ataques de hongos. Si se les aplica PDB si resulta conveniente secarlos por 8 días pues
esto los hace más resistentes al ataque de hongos según los resultados de este experimento. El
tamaño del cuerpo del insecto es otra variable influyente pues se observa que los ejemplares de
cuerpo pequeño fueron en todas las condiciones ataques del 100 % a acepción de las que fueron
secadas 8 días y conservadas con PDB. Las mariposas de cuerpo pequeño parecen ser más
sensibles a las condiciones adversas de conservación, esto no es contradictorio desde la
perspectiva que un cuerpo pequeño es influido por las condiciones ambientales más rápidamente
que un cuerpo grande según las bases de la cibernética. Este experimento hace pensar que para
futuras pruebas de este tipo es mejor utilizar especimenes pequeños pues al ser mas sensibles a
los cambios ambientales discriminan mejor que los ejemplares de cuerpos grandes.
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Referencias
Borror, D. & R. White. 1970. Insects. Peterson Field Guides. New York. 404 p.
Borror, D., Triplehorn, C. & N. Johnson. 1989. An introduction to the study of insects 6°
edition. Saunders College Publishing. U.S.A. 875 p.
Krantz, G. W. 1978. A manual of acarology (2°ed). Oregon State University Book Stores,
U.S.A. 509 pp.
Muñoz-Saba, Y & J. Simmons. 2005. Conservación preventiva y causas del deterioro de las
colecciones. In: Simmons, J. & Y Muñoz-Saba (eds). Cuidado, manejo y conservación de
las colecciones biológicas. Universidad Nacional de Colombia. 286pp.
Montero, J. 2007. Manual para el manejo de mariposarios. Editorial INBio. Costa Rica. 204 pp.
Murillo-Hiller, L. R. 2007. Un método para la identificación de tres especies crípticas de
Protesilaus, (Lepidoptera: Papilionidae) del sur de Brasil, basado en su morfología
genital. Rev. Biol. Trop. Vol. 55(2): 665-671.
Simmons, J. & Y. Muñoz-Saba. 2005. Conservación preventiva y causas del deterioro de las
colecciones. In: Simmons, J. & Y Muñoz-Saba (eds). Cuidado, manejo y conservación de
las colecciones biológicas. Universidad Nacional de Colombia. 286pp.
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Figuras
Fig. 1: Etiquetas recomendadas para colocar en el alfiler de cada insecto.
Fig. 2: Bastidor para montar insectos con las alas extendidas.
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Fig.3: Gradilla para dar altura a las etiquetas
Fig. 4: Sobre para conservar insectos.
Fig. 5: Montaje doble
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Fig. 6: Montaje con triángulos de cartulina
Fig. 7: Modo de acomodar mariposas en una caja entomológica.
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Fig. 8: Esquema de la metodología del experimento de conservación de mariposas.
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Fig. 9. Resultados del experimento de conservación de mariposas.
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Figuras
Fig. 1: Etiquetas recomendadas para colocar en el alfiler de cada insecto.
Fig. 2: Bastidor para montar insectos con las alas extendidas.
Fig.3: Gradilla para dar altura a las etiquetas
Fig. 4: Sobre para conservar insectos.
Fig. 5: Montaje doble
Fig. 6: Montaje con triángulos de cartulina
Fig. 7: Modo de acomodar mariposas en una caja entomológica.