br. maría ale - biblioteca digital de la universidad de

i

Br. María Alejandra Medina Paredes

Laboratorio de Cristalografía

Índice General. Índice General i Índice de Figuras iv Índice de Tablas

viii

Capitulo 1. Aspectos Generales 1

1. Aspectos Generales 1 1.1 Química supramolecular e ingeniería cristalina 1 1.2 Interacciones No–covalentes 4 1.3 Los aminoácidos 9 1.4 N–carbamoilos de aminoácidos 16

1.4.1 Sintesis de los N–carbamoilos de aminoácidos 17

1.4.2 Uso de los N–carbamoilos de aminoácidos 19 1.4.3 Estructura Cristalina de los N–carbamoilos de aminoácidos 20 1.5 Hidantoínas 23

1.5.1 Síntesis de las hindatoinas 24 1.5.2 Uso de las hidantoínas 25 1.5.3 Estructura Cristalina de la hidantoínas 26 1.6 La L–alanina 29 1.7 Objetivos 30

1.7.1 Objetivo General 30 1.7.2 Objetivos Específicos 30 1.8

Referencias Bibliografías 31

Capítulo 2. Fundamentos teóricos de las técnicas de caracterización

2 Fundamentos teóricos de las técnicas de caracterización. 37

2.1 Espectroscopia Infrarroja (IR) 38 2.2 Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear (RMN) 39

2.2.1 Técnicas de Resonancia Magnética Nuclear (RMN) 43 2.2.1.1 2.2.1.2

Espectroscopia de Correlación Homonuclear (1H, 1H COSY) Coherencia Cuántica Heteronuclear múltiple (HMQC)

44 44

2.2.1.3 Correlación de Enlace Heteronuclear Múltiple (HMQC) 45 2.3 Difracción de rayos–X.

46 2.3.1 Fundamentos Cristalográficos 46

ii



2.3.2 Estado Cristalino 47 2.3.3 Redes Cristalina y Simetría 46 2.3.4 Fenómeno de difracción de rayos–X en cristales 55

2.3.4.1 Ley de Bragg, Red Reciproca y Esfera de Ewald 55 2.3.5 Técnicas de Difracción de Rayos–X

59 2.3.5.1 Técnica de difracción en muestras policristalinas.

59 2.3.5.2 Técnica de difracción de cristal único. 61 2.3.6 Proceso de Determinación y Refinamiento Estructural. 64

2.3.6.1 Determinación Estructural. 64 2.4 Referencias Bibliográficas. 70

Capítulo 3. Síntesis y Caracterización Espectroscópicas de los derivados N–carbamoilo e hidantoína de la L–alanina

3 Síntesis y Caracterización estructural del derivado N–carbamoilo –L–alanina

72

3.1 Síntesis N–carbamoilo –L–alanina 72

3.2 Caracterización del N–carbamoilo –L–alanina. 74

3.2.1 Análisis por Espectroscopia Infrarroja 74

3.2.2 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear 76 3.2.2.1 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de

protones (RMN 1H) 77

3.2.2.2 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de Carbono 13 (RMN 13C)

78

3.2.2.3 Análisis por Espectroscopia de Coherencia Cuántica Heteronuclear Sencilla (HSQC)

80

3.2.2.4 Análisis por Espectroscopia de Correlación de Enlace Heteronuclear

Múltiple (HMBC).

81

3.3 Síntesis y Caracterización estructural del derivado Hidantoin-L-alanina

83

3.3.1 Síntesis del Derivado Hidantoin L-alanina 83 3.3.2 Caracterización del Hidantoin L-alanina 85

3.3.2.1 Análisis por Espectroscopia Infrarroja 85 3.3.2.2 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear 87 3.3.2.3 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de

protones (RMN 1H) 87

3.3.2.4 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de Carbono 13 (RMN 13C)

88

iii



3.3.2.5 Análisis por Espectroscopia de Correlación Homonuclear (1H, 1H COSY)

89

3.3.2.6 Análisis por Espectroscopia de Correlación de Coherencia Cuántica Heteronuclear Sencilla (HSQC)

91

3.3.2.7 Análisis por Espectroscopia de Correlación de Coherencia Cuántica Heteronuclear Sencilla (HMBC)

92

3.4 Referencias Bibliográficas. 94 Capítulo 4. Caracterización del derivado N–carbamoilo – L–

alanina mediante difracción de rayos–X.

4 Caracterización del derivado N–carbamoilo – L–alanina mediante difracción de rayos–X.

95

4.1 Caracterización por difracción de rayos–X en muestras policristalinas del derivado N– carbamoilo – L–alanina.

95

4.2 Determinación y refinamiento de la estructura cristalina del derivado N–carbamoil–L–alanina.

96

4.2.1 Selección, montaje y toma de datos de monocristal del derivado N–carbamoil–L–alanina.

96

4.2.2 Determinación y Refinamiento de la estructura del N–carbamoil–L–alanina.

98

4.2.2.1 Descripción de la estructura cristalina del N–carbamoil–L–alanina.

100

4.3 Referencias Bibliográficas. 106 Capítulo 5. Conclusiones 108

iv



Índice de figuras

Figura Capítulo 1. Aspectos Generales Pág

1.1 El Premio Nóbel - Jean-Marie Lehn 1987. 1

1.2 Algunos tipos de sintónes supramoleculares representativos.

3

1.3 a) Homosintones y b) Heterosintones Supramoleculares

4

1.4 Algunos tipos de Enlaces de Hidrógeno. 6

1.5 Definición de los parámetros geométricos para el enlace de Hidrógeno.

7

1.6 Tipos de Enlace de Hidrógeno 8 1.7 Estructura general de los α-aminoácidos 9 1.8 Los isomeros L y D de los aminoácidos. R se refiere a la cadena

lateral. Los isómeros L y D son imágenes especulares entre si. 10

1.9 Diagrama general de la forma zwitteriónica de los aminoácidos. 14 1.10 Mecanismo general del comportamiento de los α–aminoácidos

como zwitteriones 14

1.11 Enlace de Hidrógeno bifurcado. 15 1.12 Esquema de un N–carbarmoilo. 16 1.13 Esquema de reacción para la síntesis del ácido L–α–(3,4–

dihidroxibenzil)– α–hidrazinopropiónico utilizado por Karaday et al

17

1.14 Mecanismo de reacción para la formación del N--carbamoilos. 18 1.15 Ruta sintética de los N–carboxianhídridos propuesta por

Taillades et al 18

1.16 Esquema de reacción para la obtención de N–carbamoil–L–alanina propuesta por Terasaki et al

19

1.17 Estructura y Parámetros de celda del N–carbamoil –L–prolina. 22 1.18 Unidad asimétrica del N–carbamoil–glicina 22 1.19 Estructura de la hidantoína. 23 1.20 Esquema de conversión de la L–alanina en su respectiva

hidantoína. 24

1.21 Esquema de la reacción de Biltz. 25 1.22 Esquema de síntesis de derivados N–alquil de la fenintoína 25 1.23 Principales derivados de Hidantoína utilizados en el tratamiento

de la epilepsia. 26

1.24 Estructura de la hidantoína. 27 1.25 Celda unidad de la Hidantoína. 27 1.26 Estructura de la Hidantoína de la L –prolina 28 1.27 Estructura Cristalina de la hidantoína de L—fenilalanina. 28

v



Figura Capítulo 2. Fundamentos teóricos de las técnicas de caracterización

Pág

2.1 Modo de Vibraciones Moleculares

37

2.2 Momento magnético de los núcleos atómicos distribuidos de una manera aleatoria.

41

2.3 Efecto de campo magnético externo sobre núcleos magnéticamente activos

41

2.4 Representación del aumento en la diferencia energética entre Estados de espín con el aumento de la fuerza del campo magnético.

42

2.5 Representación del espectro RMN bidimensional y mapa de contornos.

43

2.6 Correlación de protones en un espectro COSY. Picos diagonales y de cruce

44

2.7 Correlaciones a un enlace protón–heteronúcleo 45 2.8 Correlación protón–heteroátomo a dos y tres enlaces. 45 2.9 (a) Conjunto de puntos que conforman la red.

(b) Representación de una Celda Unidad y de los Parámetros que la definen

48

2.10 Ejes de rotación orden 2,3, 4 y 6 49 2.11 Eje de rotación inversión orden 4 49 2.12 Plano de reflexión 50 2.13 Ejes helicoidales o de tornillo 50 2.14 Planos de deslizamiento a y b. 51 2.15 Plano de deslizamento n. 51 2.16 Centro de inversión 52 2.17 Redes de Bravais, donde los símbolos P, C, I, F y R se refiere a los

distintos tipos de red 54

2.18 Expansión de un frente de ondas cuando un haz incide sobre átomos Dispersores.

55

2.19 Esquema de la derivación de la ecuación de Bragg 56 2.20 Definición del vector reciproco 57 2.21 Esfera de reflexión. 58

2.22 Ejemplo de un patrón de polvo 60 2.23 Fotografías típicas de cristales bajo el microscopio de luz

polarizada

61

2.24 Montaje del cristal en la cabeza goniométrica del difractómetro 62

2.25 Difractómetro Rigaku AFC7 62 2.26 Difractómetro Phillips PW1050/25 63

vi



Figura

Capitulo 3. Síntesis y Caracterización Estructural del derivado N–carbamoil–L– alanina e hidantoin–L–alanina

Pág

Síntesis y Caracterización Estructural del derivado N–carbamoil–L– alanina.

3.1 Equipo utilizado en la síntesis de N–carbamoil–L–alanina. 72 3.2 Esquema molecular del N–carbamoil–L–alanina 73 3.3 Comparación del Espectro Infrarrojo reportado de la L–alanina y

el espectro obtenido del N–carbamoil–L–alanina 74

3.4 Espectro infrarrojo (IR) experimental de N–carbamoil–L–alanina tomado en una pastilla de KBr

75

3.5 Diagrama molecular del N–Carbamoil–L–alanina. 76 3.6 Espectro RMN RMN1H del N-carbamoil-L-alanina en solución de

DMSO 77

3.7 Espectro RMN13C del N-carbamoil-L-alanina 79 3.8 Espectro HSQC del N-carbamoil-L-alanina. 80 3.9 Espectro HMBC del N-carbamoil-L-alanina 82

Síntesis y Caracterización Estructural del Derivado Hidantoin–L– alanina

3.10 Reacción para la formación del Hindantoin-L-alanina. 83 3.11 Equipo utilizado para la síntesis Hindantoin-L-alanina. 84 3.12 Comparación del el espectro infrarrojo del Hidantoin-L-alanina

con los espectros del N-carbamoil-L-alanina y de la L-alanina 85

3.13 Espectro obtenido Experimentalmente para el compuesto Hidantoin-L-alanina

86

3.14 Espectro RMN 1H hidantoin-L-alanina 88 3.15 Espectro RMN 13C del Hidantoin-L-alanina 89

3.16 Espectro COSY del hidantoin–L–alanina 90 3.17 Espectro HSQC del hidantoin–L–alanina 91 3.18 Espectro HMBC del Hidantoin–L–alanina. 93

Capitulo 4. Caracterización del derivado N–carbamoilo – L–alanina mediante difracción de rayos–X.

4.1 Difractómetro Phillips PW1050/25. 95 4.2 Resultado del refinamiento de los parámetros de celda para el

derivado N–carbamoil–L–alanina. 96

4.3 Difractómetro Rigaku AFC7. 97 4.4 Estructura Molecular N–carbamoil–L–alanina. 101 4.5 Ângulo formado por dos planos del N–carbamoil–L–alanina. 102

vii



4.6 Enlaces de Hidrògeno intermoleculares en el N–carbamoil–L–alanina

103

4.7 Empaquetamiento cristalino del N–carbamoil–L–alanina visto a lo largo del eje b.

104

4.8 Sintones ciclicos formados en los derivados N–carbamoilos reportados em la literatura.

viii



Índice de Tablas

Tabla Capitulo 1. Aspectos Generales Pág

1.1 Principales propiedades físicas y químicas de los aminoácidos naturales.

12

1.2 Esquema molecular y número de estructuras cristalinas encontradas en la base de datos del CSD.

20

1.3 Parámetros de celda y diagrama de la unidad asimétrica del N–carbamoil–DL–ácido aspártico reportadas por Zvargulis y Hambley.

21

1.4 Parámetros de la celda del N–carbamoil–L–asparagina reportados por Yennawar y Viswamitra

21

Capítulo 2. Fundamentos teóricos de las técnicas de caracterización

2.1 Regiones del Infrarrojo en longitudes de onda 38 2.2 Frecuencias de absorción de algunos grupos funcionales. 39 2.3 Sistema Cristalinos 53

Capitulo 3. Síntesis y Caracterización Estructural del derivado N–carbamoil–L– alanina e hidantoin–L–alanina

Síntesis y Caracterización Estructural del derivado N–carbamoil–L– alanina.

3.1 Asignación de las bandas de absorción significativas para el N–Carbamoil–L–alanina.

76

3.2 Señales del espectro RMN 1H obtenido experimentalmente para el N-carbamoil-L-alanin

78

3.3 Señales del espectro RMN 13C obtenido experimentalmente para el N-carbamoil-L-alanina.

79

3.4 Correlaciones protón-carbono en el espectro HSQC del N– carbamoil-L-alanina.

81

3.5 Correlaciones protón-carbono en el espectro HMBC del N-carbamoil-alanina .

82

Síntesis y Caracterización Estructural del Derivado Hidantoin–L– alanina

3.6 Asignación de las bandas de absorción significativas para el Hidantoin-L-alanina.

87

3.7 Correlaciones protón-carbono en el espectro HSQC del hidantoin-L-alanina.

92

3.8 Correlaciones protón-carbono en el espectro HMBC del hidantoin-L-alanina .

93

ix



Tabla

Capitulo 4. Caracterización del derivado N–carbamoilo – L–alanina mediante difracción de rayos–X.

Pág

4.1 Parámetros de celda unidad obtenido para el N–carbamoil –L–alanina luego del indexado.

95

4.2 Datos cristalográficos y condiciones experimentales usadas en la caracterización estructural y estudio por difracción de rayos–X del monocristal del N–carbamoil–L–alanina.

97

4.3 Factores de confiabilidad obtenidos del refinamiento del N–carbamoil–L–alanina

98

4.4 Coordenadas atómicas y parámetros isotrópicos de desplazamiento de los átomos no-hidrógenos del N–carbamoil–L–alanina

99

4.5 Factores anisotrópicos de desplazamiento de los átomos no-hidrógeno del N–carbamoil–L–alanina

99

4.6 Posiciones atómicos y factores de temperatura isotrópicos de los átomos no–hidrógeno del N–carbamoil–L–alanina.

100

4.7 Distancias de enlace en el N–carbamoil–L–alanina. 101 4.8 Ángulos de enlace en el N–carbamoil–L–alanina. 101 4.9 Ángulos de torsión. 102 4.10 Geometrías de los Enlaces de Hidrógeno en el cristal N–

carbamoilo–L–alanina 104

Laboratorio de Cristalografía 1


1. Aspectos Generales 1.1. Química Supramolecular e Ingeniería de cristales. Durante muchos años, los químicos han sintetizado moléculas e investigado sus propiedades físicas y químicas. Más allá de la Química Molecular basada en el enlace covalente, se encuentra el campo de la “Química Supramolecular” que fue introducido por primera vez por J. M. Lenh en 1978 [1] y que se define como”la química mas allá de la molécula”. El trabajo pionero de Lehn en este campo le condujo a la obtención, junto con Pedersen y Cram, del Premio Nóbel en Química de 1987.

Figura 1.1 El Premio Nóbel - Jean-Marie Lehn 1987 La química supramolecular es un campo de la ciencia extensivamente interdisciplinario que estudia las características físicas, químicas y biológicas de las especies química denominadas supramoléculas [2] . Estas entidades están formadas por moléculas unidas entre sí por medio de interacciones no covalentes. Para su estudio y caracterización se aplican los conceptos básicos de la química orgánica aunque en muchos de los procedimientos sintéticos de construcción molecular, la química de coordinación juega a su vez un papel importante. La química supramolecular es igualmente básica para la compresión de muchos procesos biológicos en los que el reconocimiento de substratos es una etapa crucial. Las especies supramoleculares se caracterizan, esencialmente, por la naturaleza de las fuerzas intermoleculares que mantienen unidos a sus componentes. Se pueden distinguir diferentes tipos de interacciones con diferentes grados de fuerza y direccionalidad, como son la interacciones de van der Waals, los enlaces de hidrógeno, las interacciones π – π , las fuerzas electrostáticas [3,4] los efectos



hidrofóbicos y los enlaces de coordinación. En general, los enlaces son más débiles en química supramolecular que en química molecular, por lo que las especies supramoleculares son termodinámicamente menos estables, cinéticamente más lábiles y dinámicamente más flexibles que las moléculas. Algunos conceptos importantes han sido introducidos por la química supramolecular incluyendo el autoemsamblaje (self-assembl), que constituye un método potente y altamente eficaz para la creación espontánea y programada de estructuras complejas y de arquitecturas con escala nanométrica, [1,5] a partir de unidades moleculares más pequeñas. Se pueden encontrar diferentes definiciones del término autoensamblaje. Whitesides lo definió como “la unión espontánea de moléculas en agregados perfectamente estructurados, estables y unidos de forma no–covalente” [5.b] Halmiton lo definió como “la interacción no–covalente de dos o más subunidades moleculares para formar un agregado, cuya estructura y propiedades se encuentran determinadas por la naturaleza y posición de sus componentes. La química supramolecular[6] se divide en dos áreas que están parcialmente solapadas[5] .Una de ellas esta compuesta por las supermoléculas; las cuales están definidas por especies discretas que resultan de la asociación intermolecular de unos pocos componentes, por ejemplo un receptor y sustrato, siguiendo los principios del reconocimiento molecular. La otra está compuesta por los ensambles supramoleculares, que son entidades polimoleculares producto de la asociación espontánea de un número indefinido de componentes dentro de una fase específica, teniendo más o menos, una organización microscópica bien definida y una característica macroscópica que depende de su naturaleza, [1] tales como las películas, membranas, miscelas, vesículas, fases mesomórficas, estructura cristalina, etc. Dentro de las interacciones intermoleculares, los enlaces de hidrógeno representan la interacción direccional más confiable y es considerada la llave maestra en el reconocimiento molecular y en la llamada Ingeniería de Cristales [6] La obtención de nuevos materiales en el estado sólido ha motivado el estudio de las interacciones intermoleculares en el diseño de sólidos moleculares con propiedades químicas y físicas particulares, lo que se conoce como “Ingeniería del Cristal” [7,8] Este término utilizado inicialmente por G. M. J. Schmidt en su trabajo sobre reacciones en química del estado sólido, [9] continúa siendo un tema de gran actualidad. [8,9]



Ciertos bloques de construcción, denominados síntones supramoleculares, exhiben un patrón molecular determinado con interacciones características, y tiende a cristalizar en arreglos establecidos favorecidos energéticamente. Estos pueden coexistir con eficiencia en un empaquetamiento cristalino compacto. [1,10] La ingeniería de cristales consiste en la identificación y clasificación de estos denominados sintones para su utilización racional y sistemática en la construcción de nuevos materiales con propiedades estructurales especificas. Hay combinaciones espaciales de las interacciones intermoleculares que pueden ser reconocidas fácilmente como elementos ideales para la arquitectura en el estado sólido. Las sintones comunes pueden incluir dimeros y catámeros carboxílicos, [10] como los que se muestran en la figura 1.2

Figura 1.2 Algunos tipos de sintónes supramoleculares representativos.



Existen dos tipos de sintones supramoleculares, aquellos que son el resultado de la interacción entre grupo funcionales auto–complementarios (Homosintones) y aquellos que están compuestos por grupos funcionales diferentes pero complementarios (Heterosintones).

Figura 1. 3 a) Homosintones y b) Heterosintones Supramoleculares

Los ácidos carboxílicos son los grupos funcionales comúnmente usados en las estrategias metodológicas [11] de la Ingeniería de Cristales por su facilidad de formar enlaces de hidrogeno, y además, compuestos que tengan grupos funcionales donadores o aceptores de enlaces de hidrógeno. En este sentido, los cristales orgánicos son un buen ejemplo de supermoléculas, en donde cada fragmento molecular se encuentra unido a sus vecinos a través de asociaciones no covalentes. La formación de los sólidos orgánicos se lleva acabo mediante un procedimiento ya mencionado anteriormente y conocido como autoensamblaje molecular, el cual consiste en un proceso espontáneo mediante el cual varias moléculas se asocian, a través de enlaces no covalentes, para generar agregados estables. Las estructuras cristalinas de compuestos orgánicos, pueden describirse entonces, como redes donde las moléculas actúan como nodos y las interacciones son las conexiones entre ellos 1.2 Interacciones no covalentes. Iteracciones Ion-ion: Este tipo de interacciones son las que ocurren a nivel catión-anión, entre distintas moléculas cargadas, y que por tanto tenderán a formar una unión electrostática entre los extremos de cargas opuestas, lo que dependerá en gran medida de la electronegatividad de los elementos constitutivos.

a) Homosintones Dímeros ácido-ácido y amida-amida

b) Heterosintones Dímero amida-ácido



Interacciones Ion-dipolo: Estas son interacciones que ocurren entre especies con carga. Las cargas similares se repelen, mientras que las opuestas se atraen. Es la fuerza que existe entre un ion y una molécula polar neutra que posee un momento dipolar permanente, las moléculas polares son dipolos que tienen un extremo positivo y un extremo negativo. Los iones positivos son atraídos al extremo negativo de un dipolo, en tanto que los iones negativos son atraídos al extremo positivo. La magnitud de la energía de la interacción depende de la carga sobre el ion (Q), el momento dipolar del dipolo (μ), y de la distancia del centro del ion al punto medio del dipolo (d). Las fuerzas ion-dipolo son importantes en las soluciones de las sustancias iónicas en líquidos. Interacciones Dipolo-dipolo: Son las fuerzas que se producen entre dos moléculas con dipolos permanentes. Estas funcionan de forma similar a las interacciones iónicas, pero son más débiles debido a que poseen solamente cargas parciales. Enlace de Hidrógeno: Este es un tipo de fuerza intermolecular, de gran importancia, cuyo concepto que fue introducido por primera vez por Latimer y Rodebush, e independientemente M. Huggins,[12] en el año de 1920. Ellos enmarcaron la definición del enlace de hidrógeno dentro de la teoría de valencia de Lewis. La exposición de Latimer y Rodesbush reza: “Un par de electrones libres de una molécula de agua puede ejercer la fuerza necesaria sobre un átomo de hidrogeno ubicado en otra molécula de agua, de modo que, las dos moléculas de agua terminan juntándose”. Estructuralmente, esta definición se puede representar como:

H OH

HOH



Este tipo de enlace aparece en un restringido número de moléculas que poseen átomos de hidrógenos unidos a átomos muy electronegativos y de reducido volumen atómico, como son, O, N y S. Es debido a esto que Linus Pauling, estudió al enlace de hidrógeno, y entre 1928 al 1949, propuso una serie de definiciones en términos de diferencias de electronegatividades de los átomos enlazados y de la teoría mecánico-cuántica del enlace de valencia. La primera de ella; enunciada en 1928, [13] donde se concluye que el enlace de hidrógeno es el enlace a un átomo de hidrógeno entre dos átomos electronegativos, tal y como se muestra en la siguiente figura:

Cl—H––Cl¯; N—H––O; O—H––N; C—H––O

Figura 1.4 Algunos tipos de Enlaces de Hidrógeno.

Posteriormente Pauling 1935 encontró, estudiando la estructura y entropía del hielo, que las distancias del enlace O----H eran cercanas a 0.95 Å y el ángulo de H--O---H a 105°, y también que cada molécula de agua esta orientada de manera que sus dos átomos de hidrógeno apuntan hacia dos de los cuatro átomos de oxigeno vecinos con los cuales forman enlace con distancias de 1.76 Å . Así mismo, concluyo que la atracción entre dos átomos en la formación del enlace de hidrógeno se debe, en gran medida a interacciones del tipo electrostático. En este caso, el hidrógeno involucrado en el enlace tendrá una coordinación de (2).

En 1960 Pimentel y Mc Clellan[14] provee una definición más amplia del enlace.que dice:

“Un enlace de hidrógeno existe entre un grupo funcional X-H y un átomo o grupo de átomos A que se encuentren en la misma molécula o en moléculas diferentes cuando: a) Se tenga la evidencia de la formación del enlace de hidrógeno y b) este nuevo enlace acopla específicamente al grupo X-H y al A involucrando al átomo de hidrógeno enlazado directamente a X. Es decir, este enlace existe sí un átomo de hidrógeno está enlazado a dos o más átomos”.

Esta definición, se representa estructuralmente:

X H A



En donde X y A pueden ser cualquiera de los siguientes elementos O, N, C, F, Cl, S, P. [15]

Según la definición de Pimentel y McClellan, la formación del enlace de hidrógeno puede entonces ser explicada en términos tanto geométricos (topológicos) como energéticos. Desde el punto de vista geométrico, el enlace de hidrógeno puede ser descrito en función de los siguientes parámetros: d, D, θ y r, como se muestra en la figura:

Figura 1.5. Definición de los parámetros geométricos para el enlace de Hidrógeno.

Donde d, r y θ son parámetros independientes. θ corresponde al ángulo X–H···A y Φ al ángulo aceptor H···A--Y. De esta manera, topológicamente los enlaces de hidrógeno pueden clasificarse en: intramoleculares e intermoleculares y bifurcados.[16]

Desde el punto de vista energético, los enlaces de hidrógeno poseen muy bajas energía comparables a las de los enlaces covalentes débiles (-39 Kcal/mol en F—H···F). [15]

X H

A YD

r

dφ

θ



Tipos de Enlace de Hidrógeno

Figura 1.6 Tipos de Enlace de Hidrógeno

X H Ad X HA1

A2

d1

d2

Enlace de hidrógeno intramolecular formado entre los enlaces peptídico de una proteína

Enlace de hidrógeno normal con un aceptor y enlace de hidrogeno donador bifurcado

Enlace de hidrógeno intermolecular formado entre moléculas de agua.



1.3 Los Aminoácidos

Los α–aminoácidos, son monómeros que se combinan para formar las proteínas,[17] por lo, que son precursores moleculares de estas y, por tanto, se encuentran presentes en todo los organismos vivos. Las macromoléculas más importantes como son las proteínas, ácidos nucleicos, y otras biomoléculas de importancia fisiológica como los neurotransmisores y coenzimas, tienen como unidades fundamentales a los α–aminoácidos ó derivados de esta. Un α–aminoácido consta de un átomo de carbono central, llamado el carbono α, unido a un grupo amino, un grupo ácido carboxílico, un átomo de hidrógeno y un grupo R característico. El grupo R se denomina habitualmente cadena lateral. [18] Los distintos α–aminoácidos se diferencian por sus cadenas laterales, con cuatro grupo diferentes conectados al átomo de carbono α, por tanto los α– aminoácidos son quirales, [17] con excepción la glicina

Figura 1.7. Estructura general de los α-aminoácidos

Una característica primordial de los aminoácidos es que son óptimamente activos, es decir, pueden rotar en el plano de luz polarizada en diferentes direcciones dependiendo del estereoisómero que se presente, es por ello, que hay que distinguir los que rotan en el plano hacia la izquierda levorotatorio, Levógiros o L, y los que lo hacen hacia la derecha, dextro rotatorios, dextrogiros o D. En la naturaleza se pueden encontrar una mezcla de ambos, denominada mezcla racémica o racemato.[19]

.



Figura 1.8 Los isomeros L y D de los aminoácidos. R se refiere a la cadena lateral. Los isómeros L y D son imágenes especulares entre si.

Solamente los aminoácidos L son los constituyentes de las proteínas. Para casi todos los aminoácidos, el isómero L tiene configuración absoluta S (en vez de R). Los 20 aminoácidos contienen, en sus 20 cadenas laterales diferentes, una notable colección de grupos distintos. [20] Existen varias clases de cadenas laterales, que se distinguen por sus características químicas dominantes. Estas características incluyen carácter hidrófobo o hidrófilo, la naturaleza polar o no polar, y la presencia o ausencia de grupo ionízales. Tipos de Aminoácidos: 1. Aminoácidos Alifáticos: Son aminoácidos cuya cadena lateral es alifática, es decir, una cadena hidrocarbonada. Entre estas se encuentra la glicina, alanina, valina, leucina, isoleucina. La prolina también tiene una cadena lateral de naturaleza alifática, pero difiere de los demás aminoácidos en que su cadena esta unida tanto en el carbono alfa como al nitrógeno del grupo amino. 2. Aminoácidos Aromáticos: Son aminoácidos cuya cadena lateral poseen un anillo aromático. La fenilalanina es una alanina que lleva unida un grupo fenilico. La tirosina es como la fenilalanina con un hidroxila en su anillo aromático, lo que lo hace menos hidrofóbico y mas reactivo. El triptofano posee un grupo indol.



3. Aminoácidos Azufrados: Hay dos aminoácidos cuyas cadena laterales poseen átomos de azufre, son la císteina, que posee un grupo sulfhidrilo, y la metionina, que posee un enlace tioéster. 4. Aminoácidos hidroxilados: Otros dos aminoácidos tienen cadenas alifáticas hidroxiladas, la serina y la treonina. El grupo hidroxilo hace de estos aminoácidos mucha más hidrofílicos y reactivos.

5. Aminoácidos básicos: Son aminoácidos con cadenas laterales muy polares. Entre los 20 α– aminoácidos, encontramos tres aminoácidos básicos: lisina, arginina e histidina. 6. Aminoácidos ácidos y sus amidas: Son dos aminoácidos con cadenas laterales de naturaleza ácida y sus amidas correspondientes. El ácido aspártico y el ácido glutámico a estos aminoácidos se les denominan normalmente aspartato y glutamato para resaltar que sus cadenas laterales están cargadas negativamente a pH fisiológico. Los derivados sin carga de estos dos aminoácidos son la asparagina y la glutamina que contienen un grupo amida terminal en lugar del carboxilo libre.



Tabla 1.1. Principales propiedades físicas y químicas de los aminoácidos naturales.

Propiedad del grupo R

Nombre y Símbolo Formula estructural pK1

α-COOH pK2 α-NH3

pK3 grupo R

PI

No polares (neutros)

Glicina Gly

H3N CH COO-

H 2.35 9.78 - 6.07


Alanina Ala

H3N CH COO-

CH3 2.35 9.87 - 6.11


Valina (e) Val

NH3+CH

COO-

CH

CH3

H3C

2.29 9.74 - 6.03


Leucina (e) Leu

2.33 9.74 - 6.04


Isoleucina(e) Ile

2.32 9.76 - 6.04


Prolina Pro

1.95 10.64 - 6.30


Fenilalanina(e) Phe

2.20 9.31 - 5.76


Triptófano (e) Trp

2.46 9.41 - 5.94

NH3

CH COO-CHCH2H3C

CH3

H2+

NCOO-

NH3

CH COO-CH2CH

CH3

H3C



No polares

(neutros)

Metionina(e) Met

NH3+CH

COO-

H2C

H2CSH3C

2.13

9.28

-

5.71

No polares

(neutros)

Cisteína Cys

1.92

10.70

-

6.31

Polares neutros

Serina Ser

2.19

9.21

-

5.70

Polares neutros

Treonina (e) Thr

2.09

9.10

-

5.60

Polares neutros

Tirosina Tyr

2.20

9.21

-

5.71

Polares neutros

Asparagina Asn

2.14

8.72

- 5.43

Polares neutros

Glutamina Gln

2.17

9.13

-

5.65

Ácidos Ác.Aspartaico Asp

1.99

9.90

-

5.95

Ácidos Ác.Glutámico Glu

NH3+

CH COO-CH2CH2-OOC

2.10

9.47

-

5.79

Básicos Lisina (e) Lys

2.16

9.06

-

5.61

Básicos Arginina(e) Arg

1.82

8.99

-

5.41

Básicos Histidina(e) His

1.80

9.33

-

5.57

(e) aminoácido esencial Continuación Tabla 1.1

NH3

CH COO-CH2HO

NH3CH

COO-

CH2CH2N

O

NH3+

CH COO-CH2H2CCH2H2C

NH3+

NH3+

CH COO-H2C

H+N

HN

NH3+

CH COO-H2CHO

NH3CH

COO-

CH2HS

NH3

CH COO-CH2HO

CH3

NH3+CH

COO-

H2C

H2CCH2N

O

NH3+

CH COO-CH2CH2-OOC

CH2 3 NH3+CH

COO-

NHCH2N

NH2+



Las propiedades químicas de cada uno de estos aminoácidos están determinadas, en gran medida por las propiedades de su cadena lateral. La solubilidad de aminoácidos en agua, por ejemplo, disminuye en la medida que las cadenas laterales se hacen más largas. [21] El comportamiento de los aminoácidos en solución depende principalmente de su acidez o alcalinidad. En soluciones ácidas hay más cationes que aniones, y en soluciones alcalinas ocurre lo contrario. Por lo tanto cuando el estado aniónico y catiónico en solución se equilibran, el aminoácido existe en su forma zwitteriónica.[18]

Figura 1.9 Diagrama general de la forma zwitteriónica de los aminoácidos.

En este punto, el aminoácido no tiene carga neta y es eléctricamente neutro. El punto en el que ocurre la electroneutralidad se le denomina punto isoeléctrico (pI). Debido a que no hay carga neta en el punto isoeléctrico, a ese pH los aminoácidos son menos solubles [18] y cristalizan con facilidad. [19] El valor del punto isoeléctrico en la mayoría de los aminoácidos se encuentran en la mitad de los valores de pK1 y pK2 , según el mecanismo de reacción mostrado en la Figura 1.10 [pI=½( pK1 + pK2)].

Figura 1.10 Mecanismo general del comportamiento de los α–aminoácidos como zwitteriones



Entre las propiedades físicas de los α–aminoácidos tenemos que poseen puntos de fusión o descomposición relativamente elevados; generalmente por encima de los 200°C. Son muchos más solubles en el agua que en disolventes no polares. [20] La formación de enlaces de hidrógeno en los α–aminoácidos está dominados por los grupos amonio y carboxilato .A esto se le atribuye el 52% mientras que el 48% restante se le atribuye a los grupos O–H (24%), N–H (11%) y C–H(13%).[22] En consecuencia casi todos los aminoácidos forman cristales con cadenas o redes zwitteriónicas tipo cabeza– cola, cabeza–cabeza y cola–cola, donde las moléculas están conectadas por enlaces de hidrógeno entre lo grupos amino y carboxilato, produciendo diversos arreglos regulares. [22] Además, el 80% de los enlaces de hidrógeno con los grupos (–NH3) forman enlaces bifurcados. Estos se forman cuando un grupo X–H se enlaza a la vez a más de un grupo aceptor A.

Figura 1.11. Enlace de Hidrógeno bifurcado.

El enlace de hidrógeno en la estructura cristalina de los aminoácidos esta representado, principalmente, por el enlace zwitteriónico NH…OOC el cual se forma para satisfacer las propiedades inherentes de cada uno de estos grupos, [24] donde el grupo donador predominante es el NH3 y el aceptor es el COO. Por otra parte , el efecto cooperativo en los ( –NH3) enlaces de hidrógeno permite la formación de estructuras extendidas, que en el caso particular de los cristales forman arreglos periódicos moleculares de carácter bi- y tridimensional.[25,26] La intensificación de las fuerzas de atracción entre las moléculas por la cooperación de muchos enlaces débiles se llama cooperatividad. [27] Finalmente, los efectos cooperativos pueden jugar un papel preponderante en la determinación de estructuras de materiales construidos a partir de unidades moleculares discretas, como en el caso de los cristales moleculares, y en las estructuras supramolecular en polipéptidos. [27]

X H

A1

r

d2

θ1

A2

d1

θ2θ3

+

+



Dado que los aminoácidos y sus derivados están involucrados en una gran cantidad de procesos biológicos, estos presentan un gran atractivo para ser utilizados como punto de partida en el diseño y producción de importantes sustancias químicas y fármacos.[28,29] También son utilizados en la síntesis de compuestos intermediarios en procesos biológicos que permiten estudiar y comprender dichos procesos, como es el caso de reacciones catalizadas por enzimas. [30,31] Dentro de la diversidad de compuestos que pueden ser sintetizadas a partir de los aminoácidos, surgen dos tipos de derivados, los N–carbamoilos y las hidantoinas de α–aminoácidos y las hidantoinas, los cuales despiertan nuestro interés debido a su amplio rango de aplicación. Por está razón, en este trabajo, se estudiará la determinación de la estructura cristalina y molelcular de los derivados N–carbamoilo e hidantoina de la L–alanina. 1.4. N–carbamoilos de α-aminoácidos. Los N–-carbamoilos de α–aminoácidos, también llamados α–ureidos constan de un grupo ureido (–NHCONH2), un grupo carboxilo (–COOH), y un grupo carbono α quiral, que conserva la misma configuración absoluta del aminoácido que lo genera. Adicionalmente, estos poseen un residuo R el cual depende del aminoácido en estudio. La estructura de los N–carbamoilos, se muestra en la siguiente figura:

Figura 1.12. Esquema de un N–carbarmoilo.

El grupo ureido, en su forma iónica, participa en diversos procesos en los seres vivos, además de formar parte de una gran variedad de compuestos. Este componente estructural de los N–carbamoilos, se puede comparar a la urea, sustancia nitrogenada que presenta una función química diamida.



1.4.1. Síntesis de los N–carbamoilos de α–aminoácidos Los N–carbamoilos han sido utilizados en el desarrollo de nuevas rutas sintéticas. Un método sencillo para la preparación de N–carbamoilos es el propuesto por Urech [33]

en 1873, el cual consiste en hacer reaccionar el α–aminoácido con cianato de potasio en solución acuosa, obteniendo el producto mediante la adición de ácido clorhídrico. La síntesis de los N–carbamoilos proponen el uso de aminoácidos naturales con configuración L; generalmente en forma de clorhidratos, tal como lo reportó Karaday, [34] en 1971, con la intención de preparar el ácido L– α – (3,4– dihidroxibenzil) – α–hidrazinopropiónico. Este compuesto, que actúa como intermediario para la formación del ácido α–hidrazino de interesante actividad fisiológica [35] y biológica como inhibidor de aminoácido descarboxilasa. [34]

Figura 1.13. Esquema de reacción para la síntesis del ácido L–α–(3,4–dihidroxibenzil)– α–hidrazinopropiónico utilizado por Karaday et al [34] Esta reacción con cianato de potasio se da por medio de una adición nucleofílica, del nitrógeno terminal del aminoácido, sobre carbono el electrofílico del cianato protonado. El producto de reacción se reordena intramolecularmente , al transcurrir el tiempo de reacción para formar el α–ureido del respectivo aminoácido. El uso del ión cianato (CNO¯) se debe a que es un buen nucleófilo y una base relativamente débil. La formación de N–carbamoilos a partir de aminoácidos viene dada de manera general por el siguiente mecanismo de reacción:



Figura 1.14. Mecanismo de reacción para la formación del N--carbamoilos.

En el 2001, Taillades et al, [36] reportaron como paso previo para la obtención de N–carboxinahidridos (NCA) la preparación de diversos derivados N–carbamoilos (CAA) (partiendo de glicina, L–valina, L–alanina, L–leucina, DL–metionina, N–trifluoroacetilLlisina, ß–alanina), con el fin de hacer un estudio cinético de la reactividad del cianato en solución acuosa para estos compuestos. Estos autores encontraron, que la velocidad de reacción del KOCN con estos aminoácidos es dependiente del pH, y además que las condiciones idóneas de reacción son de ciertos rangos de pH (7–10) y temperatura (40 –60°C).

Figura 1.15. Ruta sintética de los N–carboxianhídridos propuesta por Taillades et al [36]

Por otra parte, Terasaki et al, [36] reportaron la formación del N–carbamoil–L–alanina a partir de urea y ácido pirúbico en solución acuosa de ácido fórmico.



Figura 1.16. Esquema de reacción para la obtención de N–carbamoil–L–alanina propuesta por Terasaki et al [37] En estudios recientes realizados (como parte del Trabajo Especial de Grado en la Licenciatura en Química) en el departamento de Química de la Universidad de Loa Andes, Parra [38] reportó la síntesis de los N–Carbamoilos de L–valina, L–Leucina y L–fenilalanina siguiendo el procedimiento de Karaday [34]. Por su parte, Sejias [39,40] reportó la síntesis de N–carbamoil–L–prolina e hidantoina de la L–prolina utilizando parte de la ruta sintética mencionada por Karaday [34] y Taillades, [36] además determinó la estructura cristalina y molecular para ambos compuestos. De igual manera, Barrera[41] logró sintetizar N–carbamoil–glicina, N–carbamoil–L–alanina empleando una modificación de la ruta sintética propuestas por Urech [33] y Karaday et al [34] y la síntesis de la hidantoin–L–alanina partiendo del N–carbamoil–L–alanina utilizando una modificación de algunos procedimientos propuestos en la literatura [42,43], de la misma manera determinó la estructura cristalina y molecular del N–carbamoil –glicina. 1.4.2. Usos de los N—carbamoilos de α --aminoácidos Los N–carbamoilos han sido utilizados principalmente en la preparación de N—-carboxianhidros, [44] los cuales constituyen las unidades fundamentales en la preparación de polipétidos. También son empleados como precursores en la síntesis de la hidantoinas [42] las cuales son de gran interés desde el punto de vista químico y biológico [45] Sakurai y Yanagawa en 1984 [46] estudiando un posible mecanismo de evolución molecular simulando mares primitivos, encontraron una nueva ruta para la formación de un péptido de la glicina. Este hecho abrió la posibilidad de una nueva ruta sintética para la obtención de péptidos en condiciones prebióticas.



En 1998, Taillades et al [47] realizando un estudio sobre la formación de péptidos en un ambiente similar, reportaron la formación de hidantoinas catalizadas por dioxido de carbono, los cuales son precursores de los N–carbamoilos. Terasaki et al, [37] obtuvieron N–carbamoilL–alanina, realizando estudios sobre la formación de biomoléculas en ambientes prebióticos. También, estos compuestos son de gran importancia en la industria farmacéutica, debido a su semejanza con moléculas biológicas, por ejemplo, el N–carbamoil–L–ácido glutámico por ser una estructura análoga del N–acetilglutamato, la cual se emplea en el tratamiento de la deficiencia del N–acetilglutamato sinteasa (un desorden del ciclo de la urea), ya que actúa [48] como activador del carbamoil fosfato sintetasa. 1.4.3. Estructura Cristalina de los N–carbamoilos de α–aminoácidos. Realizando una búsqueda exhaustiva en la literatura y en la base de datos Cambridge Structural Database (CSD), [49] se encontró que solo cuatro estructuras cristalinas de N–carbamoilos de α–aminoácidos han sido reportadas hasta la fecha. Solo dos de ellas aparecen reportadas en la base de datos de Cambridge Structural. Ambas estructuras son monosustituidas en el carbono α (BERBOP01*, GEMZED*).

Tabla 1.2 Esquema molecular y número de estructuras cristalinas encontradas en la base de datos del CSD.

Esquema Molecular

N°Esructuras reportadas en la CSD

2

(Códigos BERBOP01 y GEMZED)



El ácido N–carbamoilo–DL–aspártico (BERBOP01) fue reportado por Jananguata et al. [50]. Posteriormente su estructura fue determinada por Zvargulis et al. [51]. Este compuesto cristaliza en una celda triclínica con grupo Espacial P1 y los parámetros de celda que se muestra en la siguiente Tabla (1.3)

Tabla 1.3 Parámetros de celda y diagrama de la unidad asimétrica del N–carbamoil–DL–ácido aspártico reportadas por Zvargulis y Hambley.

La estructura del N–carbamoilo de asparagina (GEMZED) fue reportada por Yennaward et al. [52] la cual cristaliza en una celda ortorrómbica con grupo espacial P212121 con los parámetros de celda mostrado en la tabla (Tabla 1.4).

Tabla 1.4 Parámetros de la celda del N–carbamoil–L–asparagina reportados por Yennawar

y Viswamitra



Recientemente, Seijas [39,40] , como parte de su trabajo especial de grado, reporta la estructura del N–carbamoil–L–prolina, la cual cristaliza en una celda ortorrómbica con un grupo espacial P212121, y los parámetros en la celda indicados:

Figura 1.17 Estructura y Parámetros de celda del N–carbamoil –L–prolina.

Posteriormente, Barrera [41] reporto la estructura cristalina del N–carbamoil – glicina cristaliza en una celda monoclínica con dos moléculas independientes en la unidad simétrica.

Figura 1.18. Unidad asimétrica del N–carbamoil–glicina

a=6.471 (1) Å b=9.781 (2) Å c=12.524(3) Å V=792.7(3) Å Z=4



1.5 Hidantoinas. Las hidantoinas pueden considerarse como derivados de la urea, conocidas también como imidazolidin–2,4–dionas, constituyen otro importante grupo de derivados de α-aminoácidos y están relacionados directamente con los N–carbamoilos debido a que pueden sintetizarse a partir de estos. En las hidantoína, uno de los hidrógenos está sustituido por un radical ácido y el otro por un radical alcohólico de la misma cadena, considerado como glicoliureidos, es decir, la hidantoina esta formada por un anillo de cinco miembros tipo imidazol con sustituyentes carbonilos en las posiciones 2 y 4, como se observa en la figura:

Figura 1.19 Estructura de la hidantoína.

Según la naturaleza y la posición de los grupos funcionales sustituidos en el anillo hidantoico estos compuestos pueden emplearse como antitumorales antivirales, antihipertensivos, antiminocobacterial, fungicidas y herbicidas .Aunque su uso principal ha sido como antiepiléptico o anticonvulsivo. [59]



1.5.1 Síntesis de las hidantoínas.

Las hidantoína se han sintetizado desde hace mucho tiempo Ware describe, en su trabajo 1949 diversos métodos de síntesis de hidantoína, entre las cuales citamos:

La conversión de los N–carbamoilos de α–aminoácidos ó sus esteres en los correspondientes anhidridos ciclícos, o hidantoína al calentarlos con ácido Clorhídrico al 25% (método descrito por Mouneyrat [53] en (1900).

La conversión de α–aminoácidos en sus respectivas hidantoína, en la que se calienta el α–aminoácidos en una solución acuosa y concentrada de cianato de potasio, se añade posteriormente un exceso de ácido clorhídrico a la solución en caliente, y la hidantoína precipitará al enfriarse la solución (método Propuesto por Dakin[59] (1910).

Figura 120. Esquema de conversión de la L–alanina en su respectiva hidantoína.

Reacciones entre α–aminoácidos y urea (o derivados de ésta) para la síntesis de hidantoína reportadas por Heintz, [55] quién observó que al calentar de 120 a1 25°C urea y N–etilglicina, se producía amonio y 1–etil–hidantoina. Baumann y Hoppe–Steyler, [36] obtienen las correspondiente hidantoína al calentar sus N–carbamoilos de α–aminoácidos con solución diluida de ácido sulfúrico. Pinner, [57] mediante el calentamiento de cianohidrinas con urea, obtienen hidantoína después de tratar esta solución con ácido clorhídrico diluido. Biltz, [58] estudia la reacción entre el bencilo y la urea, y recomienda este método para la preparación de 5,5–diarilhidantoinas. Mucciolli et al, [60] mejora la reacción de Biltz para permitir síntesis más rápida de la fenitoína y derivados de esta. Esta modificación se realizó a través de una activación con microondas, lo que mejoró considerablemente el rendimiento y el tiempo de reacción. Además este método permitió sintetizar derivados de la fenitoína, suplantando la urea por derivados alquilo de ésta.



Figura 1.21. Esquema de la reacción de Biltz. [58].

Figura 1.22. Esquema de síntesis de derivados N–alquil de la fenintoína[60].

Existen otros métodos para preparar hidantoína y derivados de éstas (mono,di y tri–sustituidos) en fase sólida, que no difieren de las técnicas de síntesis antes mencionadas. [61,62] 1.5.2 Usos de las hidantoínas. Estos compuestos tienen amplían aplicaciones en la industria farmacéutica, particularmente como antiepilépticos. Entre los fármacos de uso común que contienen un anillo hidantoico en su composición están los: barbitúricos, hidantoína y oxazoladinedionas, y en menor extensión acetilureas y benzodiazepinas. [63] Putnam y Merrit [64] en 1937, experimentan con animales, diversas sustancias que poseían posibles propiedades anticonvulsivas. Resultando el 5,5–difenil–2,4– Imidazolidindiona o fenintoína ser muy eficaz como anticonvulsivo, si se suministra en bajas dosis ocasiona pocos efectos colaterales. La feniotoína, la mefenitoína y la etotoína (conocida en el mercado como Dilantín, Mesantoína y Peganone) son derivados de la hidantoína, y gracias a su actividad farmacológica, aún se utilizan en el tratamiento de la epilepsia. [63]



Figura 1.23 Principales derivados de Hidantoína utilizados en el tratamiento de la epilepsia. Las hidantoína también tienen otras aplicaciones; por ejemplo, se emplean como catalizador para la polimerización de hidrocarburos 1,3–butadienos, [65] y en la producción de resinas y plásticos a través de la interacción con el formaldehído.[66] Las hidantoína cloradas ha sido utilizada como agentes blanqueadores, antisépticos [67] y germicidas. [68] Aunque también han sido utilizados como catalizadores en la polimerización del metilmetacrilato, [69] y como estabilizadores de polímeros vinílicos clorados. [70] De igual manera se ha demostrado su actividad fente al virus del herpes HSV–1 y HSV–2. [71] 1.5.3 Estructura cristalina de las hidantoínas. En la base de datos (CSD) [49] se encontró un gran número de estructuras que contienen el anillo hidantoico. Sólo tres de las trece estructuras reportadas de compuestos monosustituidos en la posición 5 corresponden a derivados de α–aminoácidos. Estas son: La hidantoína de la glicina, de la L –prolina [73] recientemente determinada por Seijas [39,40] y la hidantoína de la L–fenilalanina. [74]. La estructura cristalina de la hidantoína de la glicina (PAHYON) fue reportada por Yu, Schawalbe y Watkin. [75] Este compuesto cristaliza en una celda monoclínica con un grupo espacial C2/c y los parámetros de la celda indicado:



Figura 1.24 Estructura de la hidantoína.

Todos los átomos de éste compuesto exceptuando los hidrógenos unidos al C5 se encuentra en un plano. Los enlaces de hidrógeno intermoleculares entre los oxígenos de los carbonilos de una molécula de hidantoína y los hidrógenos de los grupos NH de otra molécula vecina, se puede observar en la figura 1.25:

Figura 1. 25 Celda unidad de la Hidantoína.

a=9.3538 (7) Å b=12.1757 (11) Å c=104.593 (4) Å V=796.70 (11) Å Z=8



En el 2006 Seijas, [39,40] reporta la determinación de la estructura de la hidantoína de la L–prolina (PRHDNA), la cual cristaliza en una celda ortorrómbica con grupo espacial P212121, con los parámetros indicados

Figura 1.26 Estructura de la Hidantoína de la L –prolina

Recientemente, Delgado et al [75] reportaron de la hidantoína de L–fenilalanina. Este compuesto cristaliza con una molécula de agua de cristalización, en el grupo espacial monoclínico P21 (Figura 1.27), y muestra un interesante arreglo supramolecular producto de las diferentes interacciones tipo enlace de hidrógeno que presenta.

Figura 1.27 Estructura Cristalina de la hidantoína de L--fenilalanina

a=7.136 (1) Å b=8.009(2) Å c=11.378 (2) Å V=650.3 (2) Å Z=4



1.6. La L–alanina

La L–alanina es un ácido 2–aminopropanoico, no esencial, alifático, cuya fórmula química es NH2 CH3CHCOOH. El grupo R es un metilo por lo que posee actividad óptica. Alguna de las propiedades químicas de la L–alanina son las siguientes:

Nombre: L–Alanina (ácido 2-aminopropanoico); Símbolos: Ala; A Familia: Aminoácidos con sustituyentes no polares (hidrofóbicos) Fórmula molecular: C3H7O2N Masa molecular: 89.09. Punto isoeléctrico: 6.11

C

O

CH

NH2

CH3OH



1.7. Objetivos. 1.7.1. General Sintetizar y caracterizar estructuralmente los derivados N– carbamoilo e hidantoína de la L–alanina. 1.7.2. Específicos

• Sintetizar el derivado N–carbamoilo de la L–alanina.

• Sintetizar la hidantoína de la L–alanina partiendo de su respectivo N–carbamoilo.

• Caracterizar los compuestos N–carbamoilo L–alanina e hidantoin L–alanina, por métodos espectroscópicos (FT–IR y RMN). • Caracterizar los derivados por difracción de rayos– X en muestras policristalinas. • Determinar la estructura cristalina de ambos derivados utilizando la técnica de difracción de rayos–X de cristal único



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1 2 3

37



Estiramiento simétrico Estiramiento asimétrico

Tijera Balanceo

Simétrica Asimétrica

Vibración de tensión (2800 – 3500 cm-1)

Vibraciones de flexión en el plano (1000 – 2000 cm-1)

Vibraciones de flexión fuera del plano (400 – 800 cm-1)

2. Fundamentos teóricos de las técnicas de caracterización. 2.1 Espectroscopia Infrarroja. Esta técnica se basa en la interacción de la radiación electromagnética con los enlaces moleculares. La radiación infrarroja se limita en gran parte a especies moleculares para las cuales existe diferencia de energía entre los distintos estados vibracionales rotacionales. La absorción de radiación infrarroja va a depender del campo electromagnético que actúa sobre el momento bipolar como consecuencia de su movimiento de rotación o vibración. Sólo en estas circunstancias, el campo eléctrica radiación puede interaccionar con la molécula y causar así cambios en los enlaces de algunos de sus movimientos incrementando la energía en el enlace, lo que origina un cambio en la amplitud de la vibración. Muchas de estas absorciones se originan en las vibraciones de tensión o flexión de las moléculas, como se muestra en la figura 2.1:

Figura 2.1 Modo de Vibraciones Moleculares En una vibración de flexión, las longitudes de los enlaces permanece constantes, pero los ángulos de enlaces vibran con respecto a sus valores de equilibrio. Dentro de este tipo de vibraciones se distinguen cuatro modos: tijereteo, aleteo, balanceo y torsión. En una vibración de tensión de la molécula, las longitudes de los enlaces varían, pero manteniendo ángulos de enlace constantes, existen dos tipos de vibración de tensión, tensión simétrica y asimétrica. Los enlaces o tensiones simétricas tienen un momento bipolar cero, por lo que el campo eléctrico no interactúa con él (vibración inactiva), mientras que las tensiones

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asimétricas presentan momentos dipolares distintos a cero, lo que permite la interacción en el campo eléctrico (vibración inactiva) [1] Tanto desde el punto de vista de aplicación e instrumentación la región del infrarrojo se divide en tres regiones; cercano, medio y lejano. Cada una de estas regiones posee un intervalo de número de onda, longitud de onda y frecuencia [2] .En la siguiente tabla 2.1 se muestran los límites aproximados de cada uno de ellos:

Tabla 2.1 Regiones del Infrarrojo en longitudes de onda La zona más utilizada se encuentra en el infrarrojo medio comprendida en el rango de números de onda 5000–400 cm¯1. Si se representa en un gráfico las intensidades absorbidas, (convertidas en tramitancia) en función de la frecuencia se tendrá un registro de los movimientos relativos de tensión y flexión de los distintos transformarla en energía de vibración molecular. La gráfica de absorción de energía así obtenida se denomina espectro infrarrojo del compuestote interés. Las moléculas orgánicas pueden absorber en esta región la energía de radiación y transformarla en energía de vibración molecular. [3] Algunas de estas vibraciones están vinculadas específicamente a las vibraciones de enlace individuales o de grupos funcionales, sin tomar en cuenta el resto de la molécula, permitiendo así la identificación de grupos funcionales particulares por la posición de la banda de absorción. [4] En la tabla 2.2 se pueden apreciar las regiones en las absorben los grupos funcionales presentes en los compuestos obtenidos:

Región Intervalo de longitud

de onda λ (μm) Intervalo de número

de onda (cm-1) Intervalo de

Frecuencias υ (Hz)

Cercano 0.78-2.5 12800-4000 3.8x1014-1.2x1014

Medio 2.5-50 4000-200 1.2x1014-6.0x1012

Lejano 50-1000 200-10 6.0x1012-3.0x1011

La más utilizada 2.5-15 4000-670 1.2x1014-2.0x1013

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Tabla 2.2. Frecuencias de absorción de algunos grupos funcionales.

Grupo Funcional Banda (cm-1) Asignación Tipo de vibración

Alcanos

–CH3

2962 C–H Tensión asimétrica 2872 C–H Tensión simétrica

1430 – 1470 C–H Deformación asimétrica

1380 – 1130 C–H Deformación simétrica

–CH2 2929 C–H Tensión asimétrica 2853 C–H Tensión simétrica

Ácido Carboxílico

O–H

3000 – 2500 O–H Vibración de tensión

≈ 1420 O–H Vibración de flexión dentro del

plano 900 – 860 O–H Vibración de

flexión fuera del plano

C=O

1765 – 1710 C=O Vibración de tensión C=O

≈ 1250 C–O Vibración de tensión

Aminas

N–H

3500 – 3400 N–H Tensión asimétrica 3400 – 3250 N–H Tensión simétrica 1640 – 1560 N–H Vibración de

deformación en el plano

900 – 650 N–H Vibración de deformación fuera

del plano C–NH2 1230 – 1030 C–N Vibración de

tensión

C–N–C 1150 – 1100 C–N Vibración de tensión

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Los enlaces de hidrógeno influyen en las bandas de absorción de los grupos funcionales con capacidad de puentes de hidrógeno, es decir, un enlace de hidrógeno disminuye y ensanchan las frecuencias de vibración características de ese grupo función al en particular. [3] Por lo tanto, la espectroscopia infrarrojo provee información acerca de la naturaleza de los compuestos y permite además la identificación de los grupos funcionales presentes y las interacciones existentes en una molécula. 2.2 Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear (RMN). La resonancia magnética nuclear (RMN), comenzó a desarrollarse en 1945 por los fisicos Edwar Mills Purcell (Universidad de Harvad) y Felix Bloch (Universidad deStanford). [5] Está técnica es la herramienta más poderosa que se dispone para la elucidación de la estructura de los compuestos orgánicos y de ciertos tipos de materiales inorgánicos. Como la espectroscopia infrarrojo, la resonancia magnética nuclear se emplea una muestra pequeña sin alterarla. La espectroscopia de resonancia magnética nuclear se basa en la medida de absorción de la radiación electromagnética en la región de radiofrecuencias aproximadamente de 4 a 900 MHZ. En contraste con la absorción ultravioleta, visible e infrarroja, en el proceso de absorción RMN están implicados los núcleos de los átomos en vez de los electrones exteriores. Está técnica espectroscópica puede utilizarse sólo para estudiar núcleos atómicos con un número impar de protones o neutrones ( o de ambos) . Está situación se da en lo átomos 1H, 13C, 19F y 31P entre otros. Este tipo de núcleos son magnéticamente activos, es decir, poseen espín, igual que los electrones, ya que los núcleos poseen carga positiva y poseen un movimiento de rotación sobre un eje que hace que se comporten como si fuera pequeños imanes. Cuando se tiene una muestra, el momento magnético de los núcleos atómicos de ésta se encuentran distribuidos de manera aleatoria, puesto que no están bajo el efecto de un campo magnético externo, como se muestra en la siguiente figura 2.2 :

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Figura 2.2 Momento magnético de los núcleos atómicos distribuidos de una manera

aleatoria.

Por lo tanto es necesario colocar la muestra en un intenso campo magnético, con el fin de que aparezcan los estados de energía de los núcleos que hagan posible la absorción, como consecuencia del desdoblamiento de niveles de energía inducidos por el campo magnético. Es por esto que cuando estos se someten a un campo magnético uniforme pueden tomar dos orientaciones distintas con relación al campo, los cuales pueden ser:

• Los núcleos con espín positivo se orientan en la misma dirección del campo en un estado de minima energía denominado estado se espín alfa (α).

• Los núcleos con espín negativo se orientan en dirección opuesta a la del campo magnético, en un estado de mayor energía denominado estado de espín(β). [2,3]

Figura 2.3 Efecto de campo magnético externo sobre núcleos magnéticamente activos

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Los núcleos cuando están alineados con el campo magnético externo, son irradiados con radiación electromagnética, de manera tal que se produce una excitación del espín nuclear , pasando del estado del espín α hasta el espín β. Los núcleos al volver al estado inicial emiten señales cuya frecuencia depende de la diferencia de energía (ΔE) entre los estados de espín α y β, depende de la fuerza del campo magnético aplicado. Cuanto mayor sea el campo magnético, mayor diferencia energética habrá entre los estados de espín. En la siguiente figura 2.4 se representa el aumento de la diferencia energética entre los estados de espín con el aumento de la fuerza del campo.

Figura 2.4 Representación del aumento en la diferencia energética entre los Estados de espín con el aumento de la fuerza del campo magnético.

Como el carbono y el hidrógeno son los componentes principales de las moléculas orgánicas, para los químicos son muy útiles el protón (1H) y el carbono (13C). La espectroscopia RMN se basa en las informaciones de la interacción que ocurre entre los núcleos atómicos presentes en la muestra estudiada y el campo magnético intenso y constante producida por un imán al cual se le somete. Este término proviene del hecho de que los núcleos con propiedades magnéticas, son capaces de absorber energía de radiofrecuencia, rf. Los núcleos pasan de estado espín a otros como respuesta a la radiación rf a la que son sometido (a esto se le denomina resonancia). Un espectro RMN, no es más que una gráfica de frecuencia Vs Intensidad, el cual nos proporciona la siguiente información: • Número de Señales: Tipos de núcleos (Protones) presentes en la molécula. • Posición de la Señales: Entorno electrónico de los diferentes núcleos, es

decir, indica el ambiente electrónico de cada tipo de núcleo con respecto a otros

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núcleos vecinos, lo que se denomina desplazamiento químico. (ppm) • Intensidad de Señales: En el H–RMN indica número de protones. • Multiplicidad de Señales o desdoblamiento de señales: Provee información sobre el centro de un núcleo con respecto a un núcleo vecino o a unido a él.[6] Por ejemplo, en el H–RMN indica información sobre el entorno de un protón con respecto a otro. De la interpretación del espectro RMN se logra elucidar la secuencia completa de átomos o de arreglo de los átomos de una molécula por consiguiente, la posición de las señales en el espectro RMN nos permite interpretar cual es el ambiente electrónico, en el caso particular de los núcleos 1H, la posición de la señal nos diría si se trata de protones. 2.2.1 Técnicas de Resonancia Magnética Nuclear. Los espectros RMN convencionales (RMN 1–D), son gráficas de la intensidad de absorción como función de las frecuencias. Mientras que los espectros de RMN bidimensionales (RMN 2–D) se tiene una gráfica de la intensidad como función de dos frecuencias como se muestra en la siguiente Figura 2.5:

Figura 2.5 Representación del espectro RMN bidimensional y mapa de contornos.

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2.2.1.1 Espectroscopia de Correlación homonuclear (1H, 1H COSY). En los experimentos 1H, 1H COSY (Correlated Sectroscopy) se correlacionan las señales correspondientes a cada hidrógeno magnéticamente distinto de un espectro normal de RMN–1H. En el espectro COSY si hay acoplamiento de espín, los picos se entrecruzan, entonces el COSY detectará la secuencia de pares de electrones acoplados. Del espectro COSY se puede encontrar la correlación protón–protón y, por consiguiente, la estructura química, puesto que los protones acoplados están separados por dos o tres enlaces tal como se muestra en la figura 2.6:

Figura 2.6 Correlación de protones en un espectro COSY. Picos diagonales y de cruce

2.2.1.2 Coherencia cuántica heteronuclear múltiple (HMQC) [7] El experimento HMQC (Heteronuclear Multiple Quantum, Correlation) establece correlaciones a un enlace protón–heteronúcleo, donde el heteronúcleo puede ser cualquier heteroátomo de espín 1/2 como por ej. 13C, 15N, 31P. Los espectros HMQC y HSQC proporcionan la misma información. Sin embargo, el HSQC da señales con mejor definición que el HMQC, por lo que el primero suele ser utilizado en el análisis de macromoléculas, mientras que el segundo se utiliza en el análisis de moléculas orgánicas pequeñas.

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Figura 2.7 Correlaciones a un enlace protón–heteronúcleo

2.1.1.3 Correlación de Enlace Heteronuclear Múltiple (HMBC). [7] El experimento de HMBC (Heteronuclear Multiple Bond Correlation) a diferencia del HMQC fue diseñada para obtener correlaciones entre un protón y un heteronúcleo como por ejemplo 13C o 15N, situado a una distancia de dos (2) o tres (3) enlaces. En ocasiones se pueden llegar a observar correlaciones hasta de cuatro enlaces.

Figura 2.8 Correlación protón–heteroátomo a dos y tres enlaces.

En este caso se suprimen las correlaciones de hidrógeno directamente unido al heteronúcleo (a un enlace), por lo que este experimento es complementario de HMQC o HSQC.

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2.3. Difracción de rayos X. 2.3.1 Fundamentos Cristalográficos. En 1895 W.C Röntgen descubrió los rayos X mientras realizaba experimentos con la luminosidad producida en determinadas sustancias químicas mediante el uso de un tubo de rayos catódicos. El descubrimiento de este tipo de radiación lo hizo merecedor del Premio Nobel en Física, en el año 1901. Posteriormente, no se conocía si los rayos X estaban compuestos de partículas o de ondas electromagnéticas. Tampoco había evidencia directa de la estructura de los cristales aunque había motivos para creer que los cristales tenían disposiciones periódicas de los átomos con distancias interatómicas del orden de 1Å. Max Von Laue, en 1912 sugirió que la estructura periódica de un cristal podría usarse para difractar los rayos X, y para ello se basó en tres hipótesis:

1.) Los cristales tienen arreglos periódicos, 2.) Los rayos X son ondas y 3.) La longitud de onda de los rayos X es del mismo orden de magnitud que la

distancia que se repite en los cristales. Walter Friederich y Paul Knipping llevaron a cabo una prueba experimental, con lo que confirmaron las hipótesis propuestas por Laue. Dos años más tarde, le fue otorgado a Laue el premio Nobel de la Física por el descubrimiento de la Difracción de Rayos X por Cristales. [8 9] Desde entonces, la cristalografía se emplea en el estudio de materiales cristalinos, y por lo que ha encontrado amplias aplicaciones en la física, la química, la biología y la medicina. 2.3.2 Estado Cristalino. La materia frecuentemente se clasifica en tres estados: gas, líquido y sólido. Los gases están compuestos por partículas aisladas, que tienden a ocupar todo el volumen del recipiente que lo contiene, viéndose está afectada por los cambios de presión En los líquidos, la atracción existente entre las partículas es bastante grande como para mantenerlas unidas, debido a esto, los líquidos pueden comprimirse ligeramente, no obstante, el movimiento térmico tiene suficiente energía para llevar las moléculas fuera del campo de atracción de sus moléculas vecinas, por lo tanto, las partículas no permanecerán siempre unidas, sino más bien incrementa la fluidez. Al reducirse el movimiento térmico de un líquido las moléculas se unirán más entre si haciéndose más estables. Por lo tanto, las moléculas tienden a unirse en cúmulos dando lugar

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a las propiedades macroscópicas observadas en los cuerpos rígidos, es decir forman el estado sólido. Los sólidos pueden clasificarse como cristalinos o amorfos. Los sólidos cristalinos son aquellos donde las partículas existen formando un patrón regular y tridimensional, denominado red cristalina, mientras que los sólidos amorfos no presentan ordenamiento alguno. Un cristal puede ser descrito por un sistema de motivos (átomos, iones o moléculas), los cuales se encuentran ordenados de manera periódica en el espacio. Así, la propiedad característica y definitoria del medio cristalino es ser periódico, es decir que a lo largo de cualquier dirección en el espacio y dependiendo de esta, la materia que lo forma se halla a distancias específicas y paralelamente orientadas. Además, otras propiedades características son la homogeneidad y la anisotropía. Sin embargo, la materia no es totalmente ordenada o desordenada (Cristalina o No Cristalino) y nos podemos encontrar con toda una degradación continua del orden (grados de cristalinidad) en los materiales, que nos lleva desde lo perfectamente ordenados (cristalinos) hasta los completamente desordenados (amorfos). [10]

2.3.3 Redes Cristalina y Simetría.

A la repetitividad de los motivos y conjuntos infinitos de puntos aislados que se repiten regularmente en el espacio, [9] en forma consecutiva conformando un cristal se le denomina la "Red Cristalina". Todos estos puntos tienen exactamente los mismos alrededores, y son idénticos en posición. En las redes espaciales existen una porción en el espacio cristalino, denominado celda unidad la cual repetida por translación en las tres dimensiones del espacio genera completamente la red. La celda unidad es siempre un paralelepípedo Figura 2.9 (a) Cuando se elige como origen uno de sus vértices, la celda unidad queda descrita por las direcciones y los módulos de los vectores unitarios de translación a, b y c, los cuales definen los ejes cristalográficos: longitudes a, b y c, y los ángulos α, β y γ de sistemas de ejes, siendo estos los parámetros de celda unidad [10] y se representa en la Figura 2.9 (b)

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Existe un conjunto de movimientos geométricos, llamadas "operaciones de simetría ", que tienen la particularidad de dejar a un cristal, o a cualquier objeto, en una configuración indistinguible respecto a la configuración original. Cada operación de simetría se realiza alrededor de un punto, una línea o un plano tales entidades geométricas se denomina "elementos de simetría". Los elementos de simetría pueden ser de dos tipos: Elementos de simetría puntual y con componente de traslacional (T).

[9] Los elementos de simetría puntual y con componente traslacional son: 1. Eje de Rotación R: Este elemento deja al objeto coincidiendo consigo mismo luego de una rotación de 360/R grados en el sentido contrario a la agujas del reloj (con R = 1, 2, 3, 4 ó 6), alrededor del punto o eje de rotación.

Figura 2.9 (a) Conjunto de puntos que

conforman la red.

Figura 2.9 (b) Representación de una Celda

Unidad y de los Parámetros que la definen

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Figura 2.10 Ejes de rotación orden 2,3, 4 y 6

1. Eje de rotación de inversión R : Este elemento equivale a una rotación de de 360/R en el sentido contrario a las agujas del reloj, seguido de una inversión a través del origen.

Figura 2.11 Eje de rotación inversión orden 4

2. Plano de reflexión, m: Este elemento corresponde a una reflexión a través de de un plano. Este elemento es equivalente a un eje de rotación inversión de orden 2.

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Figura 2. 12 Plano de reflexión

3. Ejes helicoidales o de tornillo, Rn:: Resultan de la combinación de una rotación de 360º/R seguida de una traslación n/R veces de la unidad repetitiva a lo largo del eje de rotación. Donde R toma valores de 1,2,3,4, o 6.

Figura 2.13 Ejes helicoidales o de tornillo

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4. Planos de deslizamiento: Estos resultan de la combinación de una reflexión a

través de un plano (m), seguido de una traslación (t) paralela al plano de reflexión. A estos planos se denota a, b o c cuando la traslación tiene lugar a lo largo de los ejes a, b, o c de la celda unidad, con una magnitud a/2, b/2 ó c/2, respectivamente.

Figura 2.14 Planos de deslizamiento a y b. Cuando la traslación tiene componentes (a+b)/2, (a+c)/2 ó (b+c)/2 se denota con la letra n.

Figura 2.15 Plano de deslizamento n.

En las redes del tipo F y I, el componente trasnacional puede ser (a+b)/4, (a+c)/4 (b+c)/4, en este caso el plano de deslizamiento se denota como d.

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5. Centro de inversión, i: Elemento de simetría que invierte al objeto a través de un punto.

Figura 2.16 Centro de inversión

Los conceptos de celda unidad, red y simetría permiten clasificar a los cristales en siete sistemas cristalinos con características similares, de tal manera que un cristal que pertenezca a cada una de estas clases pueden ser descritos por celda unitarias del mismo tipo.

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Tabla 2.3 Sistema Cristalinos

Sistema Requerimientos de

simetría

Relaciones entre los parámetros

Triclínico Ninguno a ≠ b ≠ c α ≠ β≠ γ

Monoclínico 2 ll b a ≠ b ≠ c α = γ =90º ; β ≠ 90º

Ortorómbico tres 2 ┴ entre sí (ll a a, b y c) a ≠ b ≠ c α = β= γ=90º

Tetragonal 4 ll c a = b ≠ c α = β= γ=90º

Trigonal 3 ll c a = b = c α = β= γ≠ 90º

Haxagonal 6 ll c a = b ≠ c α = β=90º; γ=120º

Cúbico cuatro 3 ll <111> a = b = c α = β= γ= 90º

Estos sistemas cristalinos están dispuestos en 14 tipos de redes. En 1948, el Francés A. Bravais, demostró que solo eran posible 14 redes de traslación tridimensionales y homogénea, compatibles con las características de cada sistema cristalino lo que implica que solo hay 14 posibilidades diferentes de asociar átomos, iones o moléculas para formar un cristal. La combinación de las distintas operaciones de simetría de origen a 32 grupos puntuales de los cristales que al combinarlos con las 14 redes de Bravais origina los 230 grupos espaciales en los que un material puede cristalizar. [9]

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Cúbico

Tetragonal

Ortorrómbico

Trigonal

Hexagonal

Monoclínico

Triclínico

Figura 2.17 Redes de Bravais, donde los símbolos P, C, I, F y R se refiere a los distintos tipos de red

C

I

P I F

P

I

P

F

P R

P

P

C P

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2.3.4. Fenómeno de Difracción de Rayos X en Cristales. [10, 11] Los rayos X son una forma de radiación electromagnética de elevada energía y pequeña longitud de onda en el rango de 1 a 100 Å, las cuales pueden ser difractadas por cristales ya que son el mismo orden de magnitud que las dimensiones del espaciamiento de su enrejado cristalino. Según von Laue, si se considera una línea de átomos idénticos, separados a una distancia a, y se supone que un haz de rayos–X incide sobre está línea de átomos a un ángulo μ, entonces cada uno de estos átomos comenzará a emitir radiación en forma de haces de ondas esféricas tal como se muestra en la figura 2.18 .De está manera, las ondas dispersadas desde los átomos se expandirán hasta que ellas interfieran las unas con las otras, por tanto su interacción producirá interferencia constructiva en determinados ángulos.

Figura 2.18 Expansión de un frente de ondas cuando un haz incide sobre átomos Dispersores.

2.3.4.1 Ley de Bregg, Red Reciproca y Esfera de Ewald. En 1912, Max von Laue demostró que el fenómeno de la difracción de rayos X por cristales podía ser descrito en término de una red tridimensional de centros difractantes. Pero William. L Bragg en 1913 notó que el fenómeno de difracción podía ser descrito como una reflexión, de esta manera, tratando el fenómeno de la difracción como una reflexión de planos en la red dedujo una sencilla expresión que explica este fenómeno. [12 13] Para deducir está expresión Bragg consideró que cuando un haz de rayos –X incidía formando un ángulo θ sobre un conjunto de planos cristalinos, paralelos entre si y conteniendo idénticas disposiciones atómicas y separados con una distancia interplanar d como se muestra en la Figura 2.19 El rayo reflejado también forma un ángulo θ entre los rayos incidente y reflejado es 2θ. Los electrones situados

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en los puntos O y C son forzados a vibrar por acción del campo oscilante del haz incidente e irradiar en todas las direcciones. Cuando el haz emerge con el mismo ángulo que el incidente, se considera que son haces reflejados por los planos P1 y P2, obteniéndose un haz de máxima intensidad cuando las ondas de los haces se encuentran en fase. [14]

Figura 2.19 Esquema de la derivación de la ecuación de Bragg.

Al trazar perpendiculares en la Figura de O a A y B podemos ver que: θ=∠=∠ BOCAOC , por lo tanto, AC=BC. Los haces emergentes (1′ y 2′) estarán en fase si la diferencia en camino AC+BC=2AC es un número entero de longitud de onda, expresado como:

λnAC =2 Ecuación 1

Donde n es un número entero. Sabiendo por definición que Sen θ = AC/d podemos sustituir en la Ecuación 1, y obtener así la Ley de Bragg.

λθ ndsen =2 Ecuación 2

A través de la Ley de Bragg se simplifica la descripción realizada por von Laue del fenómeno de difracción. Permitiendo un entendido visual de los experimentos y una predicción de las geometrías de difracción. Sin embargo, el método más útil para

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describir y explicar el fenómeno de difracción fue desarrollado por P. P Ewald y lleva por su nombre "red recíproca". Este concepto básicamente, permite reemplazar el conjunto de planos del espacio real del cristal por un equivalente en el espacio recíproco [11 ,13] Si se considera ABC como el plano más cercano al origen perteneciente a una familia hkl de espaciado dhkl como se muestra en la Figura 2.20 y trazamos un vector normal al plano ABC hasta un punto recíproco Phkl encontramos el vector recíproco σhkl en donde:

OPhkl = K/ON = K/dhkl = ⎥ σhkl ⎢ ⎥ σhkl ⎢= 1/ dhkl Ecuación 3

Figura 2.20. Definición del vector reciproco

Donde σhkl , es vector recíproco que representa la característica más importante del plano (hkl) de la red real. De esta manera, los parámetros de la celda unidad recíprocos se designan convencionalmente como a*, b*, c*, y son perpendiculares a los planos que representan los ejes directos bc, ac, ab respectivamente. Ewald definió una esfera imaginaria conocida como esfera de reflexión cuyo diámetro es 2/λ , tal como se muestra en la Figura 2.21 Donde la radiación primaria S0, incide

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sobre un cristal situado en el centro de la esfera C y como el cateto OP tiene una magnitud 1/dhkl representará el vector recíproco σhkl. El rayo difractado S, habrá detener necesariamente la dirección que señala el radio CP dibujado hasta el extremo P del vector σhkl , en cuyo caso es 2θ el ángulo que forman S y S0 verificándose la condición de difracción de Bragg. El punto P es por definición el punto recíproco del plano hkl. Estas consideraciones le permitieron a Ewald establecer que para cualquier plano hkl difracte los rayos X, su orientación respecto al haz incidente ha de ser tal que su punto recíproco esta situado en la superficie de la esfera de reflexión. [11 ,12]

Figura 2.21. Esfera de reflexión

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2.3.5. Técnicas de Difracción de Rayos–X.

2.3.5.1. Técnica de difracción en Muestras Policristalinas.

La difracción de rayos X en muestras policristalinas permite para la identificación de las fases que componen un agregado policristalino.

La capacidad analítica de ésta técnica se debe esencialmente a los siguientes aspectos:

♦ El patrón de difracción es característico para cada sustancia.

♦ En una mezcla de sustancias cristalinas, cada una produce su patrón independientemente de las otras.

♦ Se requiere pequeñas cantidades de muestra para el análisis.

♦ Es posible utilizar este método para el análisis cuantitativo.

La difracción de rayos X de muestras policristalinas fue puesta en evidencia, de manera independientemente por Debey P. y Scherrer P, en Suiza[1 0] y por Hull A, W, en Estado Unidos en el año 1916.[14] Este método de difracción de rayos X es el único experimento que permite el estudio cristalográfico de sustancias que no se pueden obtener en forma de monocristal. Uno de los parámetros experimentales en la que se basa la teoría de éste método es la desorientación relativa existente entre los numerosos cristalitos que componen la muestra y esta teoría se sustenta en dos condiciones experimentales básicas:

1. Una radiación monocromática 2. Una muestra constituida por un polvo y agregado policristalino.

Esta muestra debe estar integrada por un número muy elevado de minúsculos fragmentos cristalinos idealmente orientados al azar uno respecto a los otros, de tal forma que no exista ningún tipo de orientación relativa de algún parámetro cristalográfico en una dirección privilegiada del espacio. La información obtenida por esta técnica es uni–dimensional lo que veríamos en un experimento de difracción de monocristal, causado por el solapamiento de todas aquellas reflexiones que son originadas por planos que presentan un mismo espaciamiento interplanar [14]

60



Un difractograma típico se muestra en la Figura 2.22 de éste se extrae la siguiente información: ▪ Con la posición de los máximos de difracción se determinan los parámetros de la celda unidad (a, b, c, α, β, γ). ▪ Con la intensidad de los picos, el cual es proporcional a la densidad electrónica ( depende de cada átomo en particular), se conoce los átomos constituyentes de la muestra. ▪ Mientras que la forma de los máximos de difracción están relacionados con la cristalinidad del material.

Figura 2.22. Ejemplo de un patrón de polvo

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2.3.5.2 Técnica de difracción de Cristal Único. [15 ,16]

Mediante el uso de las técnicas de monocristal y cristal único la calidad de los datos a obtener dependerá de la calidad del cristal. Para determinar la calidad del cristal s utiliza un microscopio óptico con luz polarizada. El cristal apropiado para la caracterización es aquel que no presenta fisuras, conglomerados, incrustaciones de materiales extraños, etc. El tamaño apropiado del cristal debe estar entre un fragmento de 0,3 –0,5 mm (en su máxima dimensión). Además con la ayuda del microscopio de luz polarizada, se pueden escoger aquellos cristales que extingan el haz de luz sistemáticamente cada 90º al ser rotados en el microscopio; un buen monocristal, cuando se examina bajo la luz polarizada, presentan zonas iluminadas y oscuras alternadas cada 90º. Si dos o más zonas del cristal se extinguen o iluminan en forma diferente al rotar, se dice que el cristal está maclado, es decir, hay una yuxtaposición de más de un cristal en la muestra analizada. En la siguiente Figura 2.23, se muestra cristales de buena y mala calidad.

Figura 2.23. Fotografías típicas de cristales bajo el microscopio de luz polarizada.

El cristal previamente seleccionado y montado en la cabeza goniométrica Figura 2.24 se lleva al goniómetro del difractómetro. Luego se realiza el proceso de alineación de cristal en el centro óptico del goniómetro. A continuación se determinan los parámetros preliminares de celda unidad y finalmente se procede a la toma de datos de intensidad.

(a) Cristales apropiados. (b) Cristales no apropiados.

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Figura 2.24. Montaje del cristal en la cabeza goniométrica del difractómetro

Por otra parte, la toma de datos de las intensidades de los máximos de difracción están relacionados con la información del tipo de átomos y su disposición en el espacio tridimensional de manera que, teniendo un registro suficiente de datos de intensidad, puede efectuarse la determinación estructural detallada del material bajo estudio La metodología que se sigue para la toma de datos depende del equipo y del tipo de detector empleado. En los experimentos realizados se utilizaron dos equipos de monocristal. El difractómetro automatizado Philips PW1050/25 con radiación CuKα (λ = 1,5418 Å del Laboratorio de Cristalografía de la Universidad de los Andes y el difractómetro RIGAKU AFC7 del IVIC (Figura 2.25). Estos equipos difieren en un importante aspecto: el sistema de detección.

Figura 2.25 Difractómetro Rigaku AFC7

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Figura 2.26 Difractómetro Phillips PW1050/25

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2.3.6 Proceso de Determinación y Refinamiento Estructural En la actualidad la herramienta más ampliamente utilizada para la resolución de estructuras cristalinas se denominan métodos directos. El desarrollo matemático de los métodos y su implementación práctica requirió los esfuerzos de numerosos científicos tales como Wilson (1942), Karle y Harper (1948), Hauptman y Karle (1953), Cochran y Woolfson (1955), Giacovazzo ( 1974), Sheldrick ( 1976), Marn y Woolfson, entre otros.[17 ,16]

2.3.6.1 Determinación Estructural. ♦ Factor de estructura y Problema de las fases. [15 ,16]

En un experimento de difracción, la resultante de las ondas difractadas por un determinado conjunto de planos (hkl) a un determinado ángulo (θhkl) es una combinación particular de ondas producidas por diferentes átomos con distintos grados de interferencia constructiva y destructiva e esa dirección. A esta resultante se llama Factor de Estructura y se simboliza por F(hkl), que esta definido por la ecuación 4:

2 ( )j j ji hx ky lz

hkl jF f e π + += ∑ Ecuación 4

Donde el término fj, es la amplitud de la onda difractada por el conjunto de planos con índices de Miller hkl, y el segundo término representa la fase de la onda que contiene información sobre las posiciones x,y,z de los átomos en el plano difractante. Entonces, se puede decir que el factor de estructura Fhkl, es aquel vector que representa la onda difractada por una familia de planos hkl del cristal. El factor de estructura también puede ser considerado como la suma de las ondas difractadas por todos los elementos infinitesimales de la densidad de la electrónica en la celda unidad, sin hacer suposiciones acerca de la distribución de esta densidad y se expresa mediante de la ecuación 5.

2 ( )( , , ) j j ji hx ky lzhkl v

F x y z e dvπρ + += ∫ Ecuación 5

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La ecuación 5 muestra a los factores de estructura en términos de densidad electrónica. Si se conoce la amplitud y la fase de los factores de estructura Fhkl, las posiciones de los átomos pueden ser determinadas. Igualmente, conocida la distribución de densidades electrónicas en el cristal ρ(x,y,z), se puede calcular los factores de estructura (Ecuación 6).

2 ( )1( , , ) j j ji hx ky lzhkl

h k l

x y z F eV

πρ − + += ∑∑∑ Ecuación 6

Donde V es el volumen de la celda unidad.

Sin embargo, durante el experimento de difracción, las fases de las ondas difractadas no se pueden medir, porque sólo se registra la intensidad integrada, Ihkl, que es proporcional al cuadrado de la amplitud del vector Fhkl dado por ׀Fhkl2׀. A esto se le conoce como el "Problema de las Fases", y la determinación de las fases perdidas es la clave para encontrar una solución estructural de un determinado material cristalino. ♦ Solución de Estructuras Cristalinas (Métodos Directos). Actualmente la herramienta mas ampliamente utilizada para la resolución de estructuras cristalinas medianamente complejas son los denominados Métodos Directos. [17 ,18] Los métodos directos, son todos aquellos métodos que intenta derivar las fases de los factores de estructura directamente de las amplitudes observadas a través de relaciones matemáticas. En general la fase y la amplitud de una onda son cantidades diferentes, pero en el caso de la difracción de rayos X es posible relacionar estas dos cantidades, considerando dos propiedades importantes de la función de densidad electrónica.

1. La densidad electrónica es siempre positiva ρ(x,y,z) ≥ 0 (positividad) . 2. La densidad electrónica esta compuesta de átomos discretos que se concentran en regiones más o menos esféricas (atomicidad). 3. Los átomos en las moléculas deben estar sujetos a ciertas reglas de

estereoquímica.

Las primeras relaciones matemáticas capaces de dar información acerca de las fases, fueron obtenidas en forma de inecuaciones, establecidas por Harper y Kasper[17] en

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1948, y desarrolladas más tarde por Karle y Haupman[18]. Estos últimos establecieron los conceptos básicos y los fundamentos probabilístico de los métodos directos, por lo que se hicieron merecedores en 1985 del Premio Nóbel en Química.

Existen paquetes cristalográficos altamente automatizados para la implementación de los métodos directos, siendo uno de ellos el programa SHELX. Este programa está compuesto por varios programas ejecutables, entre los cuales el programa SHELXS es el que ejecuta la rutina de solución de la estructura por métodos directos. El archivo de instrucción requiere de las siguientes líneas de comandos:

TITL Título para la identificación del material en estudio.

CELL Parámetros de la celda unidad.

LATT El número de unidades formula por celda unidad. Errores estimados en los parámetros de celda.

SYMM Operaciones de simetría.

SFAC Factores de dispersión de los distintos tipos de átomos contenidos en la celda unidad.

UNIT Contenido de la celda unidad.

TREF Activación de la rutina para los métodos directos.

HKLF Lista de reflexiones experimentales.

♦ Refinamiento por Mínimos Cuadrados SHELX. Los modelos estructurales obtenidos en la determinación estructural representan una primera aproximación de la estructura real. Esta primera aproximación obtenida debe ser ajustada de manera tal que nuestro modelo concuerde con los datos experimentales, que en el caso de monocristal, son las intensidades medidas durante el experimento de difracción. El método utilizado en cristalografía para el ajuste del modelo es el método de mínimos cuadrados. [10,19,20] Si se tiene un modelo conteniendo un conjunto de parámetros a partir de los cuales se puede derivar una serie de valores {FC}, estos valores calculados son comparados con un conjunto de observaciones experimentales {FO}. En el refinamiento estructural se busca un conjunto de parámetros que describan el modelo y que el conjunto de valores {FC}, que se calculen a partir de estos se ajustan mejor al conjunto de observaciones experimentales {FO }.

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Por lo tanto la cantidad que más comúnmente se minimiza por un refinamiento de mínimos cuadrados es:

2 2 2( )hkl o c

hkl

D w F kF= −∑ Ecuación 7

Donde Whkl es la función de peso estadístico para una observación dada, Fo son los valores observados y Fc son los valores calculados. El programa SHEXL, uno de los más utilizados en la determinación y refinamiento estructural, utiliza una función de peso estadístico que está dada por la ecuación 8 en esta ecuación σ es el vector de cualquier punto o nodo de la red recíproca; a y b son los ejes que definen la red recíproca.

Whkl =1

σ 2( FO 2) + ( aP 2) + (bP) Ecuación 8

Donde:

2 22 max( )3

c oF FP

⎡ ⎤+⎣ ⎦=

Cada vez que se introduce un ciclo de refinamiento en el programa se modifica un parámetro o conjunto de parámetros, en donde la calidad del refinamiento se sigue con la evaluación de las figuras de mérito que en SHELX están definidas por la ecuación 9 y 10 :

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1 o c

o

F FR

F−

= ∑∑

122 2 2

2

( )

( )

ci oi

i oi

w F FwR

w F

⎧ ⎫−⎪ ⎪= ⎨ ⎬⎪ ⎪⎩ ⎭

∑∑

Ecuación 9 Ecuación 10 También se puede evaluar una medida de la unidad de la bondad de ajuste (Goof ó S) que está dada por la ecuación 11:

12 2 2 2( )ci o

i

w F FGoof

n p

⎧ ⎫−⎪ ⎪= ⎨ ⎬−⎪ ⎪⎩ ⎭

∑ Ecuación 11

Donde n es el número de reflexiones medidas y P es el número de parámetros usados en el refinamiento. Se considera que los valores para RI menores 5% y para wR tres veces el valor de RI y S cercano a la unidad, están aceptados por indicadores de que la estructura está resuelta correctamente. Esta última ecuación se conoce también como la desviación estándar de una observación de de peso unidad. Esta define la medida del grado de desviación para el cual las diferencias entre la distribución observada y la calculada se igualan a los pesos empleados en el refinamiento. Si este peso es correcto, implica que los errores en los datos son estrictamente aleatorios y están estimados correctamente, si el modelo representa apropiadamente la estructura que origina a los datos, entonces el valor de Goof es igual a 1,0; aunque en la práctica este valor está comprendido entre 2-3. Dentro de SHELX-97, el programa SHELXL se encarga de ejecutar la rutina de refinamiento de la estructura por mínimos cuadrados. El archivo de instrucciones requiere de las siguientes líneas de comandos.

S=

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TITL Título para la identificación del material en estudio.

CELL Parámetros de la celda unidad.

LATT El número de unidades formula por celda unidad. Errores estimados en los parámetros de celda.

SYMM Operaciones de simetría.

SFAC Factores de dispersión de los distintos tipos de átomos contenidos en la celda unidad.

UNIT Contenido de la celda unidad.

L.S. Representa el número de ciclos de refinamiento para la matriz completa de mínimos cuadrados.

BOND Lista de distancias y ángulos de enlaces entre los átomos a refinar.

FMAP Cálculo de la transformada de Fourier de densidad electrónica.

PLAN Número de picos de Fourier que se van a encontrar en el mapa de Fourier.

WGHT Esquema de peso estadístico.

FVAR Valores de partida para todos los factores de escala y las variables libres.

ATOM Identificación mediante cuatro caracteres ASCII, del átomo a refinar, su tipo, coordenadas fraccionales (x, y, z), factores de ocupancia y factores de temperatura.

HKLF Lista de reflexiones experimentales.

Posteriormente, a partir de los resultados obtenidos del refinamiento de la estructura se realiza el análisis final que permitirá estudiar distancias, planos ángulos de enlace y torsión, enlaces de hidrógeno, etc. Para ello se utiliza el programa PLATON. [21]

Para la representación gráfica de los compuestos estudiados, se utilizará el programa DIAMOND. [22]

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2.9 Referencias Bibliografícas [1] Wade, L. G. "Química Orgánica" 2ª Ed. Prentice Hall, pp. 479-521.527-587 (1993). [2] Skoog, D.; Holler, X.; Nieven, X. “Análisis Instrumental” Editorial Mc. Graw Hill. 5ta Edición. New Cork, USA. Capitulo 16, pp. 409-418 (1995) [3] Silverstein, R.; Webster, F. “Spectrometric Identification of Organic Compounds” 6ta Edición. Ed. John Wiley & Sons, INC. New Cork, USA (1998). [4] Fleming, I. & Dubley, W. “Métodos Espectroscópicos en Química Orgánica” Ed Ediciones Urmo. España (1972) [5] http://www.uned.es/dpto-quim-org-bio/pdf/RMN%20Parte1.pdf (Visitada, 25 de Agosto de 2008) [6] Morrison, R.; Boyd, R. "Química Orgánica" Bogotá. Fondo Educativo Interamericano(1970) [7] http://desoft03.usc.es/mmartin/rmnweb/C13/2dhmqctocsy.html (Visitada, 11 de Agosto de 2008) [8] Sands, D. “Introducción a la Cristalografía”. Editorial Reverté, S.A. España (1971) [9] Díaz de Delgado, G.; Delgado, J. M. “Simetría y Difracción en Cristales”. Laboratorio Nacional de Difracción de Rayos X, Mérida, Venezuela (1994) [10] Giacovazzo, C.; Monaco, H.; Viterbo, D.; Gilli, G.; Zanotti, G.; Catti, M. Editado por Giacovazzo,C. “Fundamentals of Crystallography”, International Union of Crystallography. Oxford University Express, New York, USA (1992) [11] Polonio–Bermúdez, J. “Métodos de Difracción de Rayos X Principios y Aplicaciones”. Ediciones Pirámide, S.A. Madrid, España (1981) [12] Friedrich, W.; Knipping, P.; Laue, M. von. “Interferenz-erscheinungen bei Rontgenstrahlen”. Sitz. Math. Phys. Klasse bayer. Akad. Wiss., 303-322 (1912) [13] Bragg, W. H.; Bragg, W. L. “The reflection of X-rays by Crystals” Proceedings of the Royal Society of London. Series A, 88, 428-438 (1913). [14] Jenkins, R.; Snyder R. L. “Introduction to X-ray Powder Diffractometry” John Wiley & Sons, INC. New York, USA, Capitulo 1, pp. 1-3(1996).

71



[15] Stout,G.; Jensen, L. “X- ray Structure Determination a Practical Guide”, 2da Edición. John Wiley & Sons, INC. New York, USA, Capitulo 2, 3, 8. (1989) [16] Willis, B.; Arndt, U. “Single crystal diffractometry” Monografías de Cambridge en Física. Impreso en Inglaterra, Cambriedg Reino Unido, Capitulo1, Pág. 8. (1966) [17] Karker, D.; Kasper, J. S. “Phases of Fourier coefficients directly from crystal Diffraction data” Acta Crys., 1, 70-75. (1948) [18] Karle, J.; Hauptman, H. “The phases and magnitudes of the structure factors” Acta Cryst., 3, 181-187. (1950) [19] Rhodes, G. “Crystallography Made Cristal Clear: A guide for users of macromolecular models” 2da Edición, Academic press, San Diego, USA, capítulos) 5, 6. (2000) [20] Sheldrick, G. M. “SHELX-97 Manual; Program for solution and refinement of the cristal structures from diffractometry” University of Göttingen, Alemania. (1997) [21] Spek, A. L. “Single-crystal structure validation with the program PLATON”. J. Appl. Cryst., 36, 7-13, (2003). [22] Brandenburg, K. “DIAMOND. Version 2.1e”. Crystal Impact GbR, Bonn, Germany. (2001)

72



3. Síntesis y Caracterización Estructural del derivado N–carbamoil–L– alanina. 3.1 Síntesis N–carbamoil –L–alanina. El compuesto N–carbamoil–L–alanina (C4H8N2O3) se sintetizó haciendo una modificación de dos procedimientos reportados en la literatura por Urech[1] y Karaday et al, [2] así como se tomó en cuenta los cambios realizados en las rutas sintéticas utilizadas en recientes trabajo de grado (Sejias y Barrera). [3,4] La síntesis N–carbamoil–L–alanina se llevó a cabo disolviendo 0,5 g del respectivo aminoácido L–alanina (Merck; PM: 88,09 g/mol; 99 % de pureza) en agua, la solución se llevó a un pH por debajo de 6,107 (punto isoeléctrico). Luego se acidificó con gotas de HCl concentrado (37% v/v). A esta solución se le añadió KOCN (Aldrich, PM: 81,11g/mol 96% de pureza) en una relación 1:3 con respecto al aminoácido. Posteriormente la solución se calentó hasta unos 60ºC con agitación constante durante aproximadamente 4 horas (Figura 3.1).

Figura 3.1 Equipo utilizado en la síntesis de N–carbamoil–L–alanina

73



La solución resultante se dejo enfriar en una baño de agua hielo, y una vez que la mezcla alcanzó la temperatura del baño se acidificó nuevamente con HCl concentrado (37% v/v) hasta alcanzar un pH=1. A este pH se observó la precipitación de un sólido blanco, el cual se filtró y se lavo con abundante agua fría, con el fin de eliminar el KCl formado durante la reacción. El punto de fusión del producto se determinó en un fusiómetro digital Barnstead Electrothermal 9300 estando este comprendido entre (177,3–177,6) ºC.

Figura 3.2 Esquema molecular del N–carbamoil–L–alanina

74



3.2 Caracterización del N–carbamoil–L–alanina. 3.2.1 Análisis por Espectroscopia Infrarroja ( IR). El espectro IR del N–Carbamoil–L–alanina, se tomó en un equipo Perkin Elmer 1600 perteneciente al Laboratorio de Análisis Instrumental de la Facultad de Ciencias, Universidad de Los Andes, utilizando pastillas de KBr. Para ello el compuesto se mezclo con KBr en una proporción de 1:100 en un mortero ágata y luego se comprimió en una prensa hidráulica. Al analizar el espectro IR del producto obtenido, el cual se comparó con el reportado en la literatura para la L–alanina se observa claramente las señales generadas por los grupos funcionales presentes en el compuesto así como las notables diferencias que ambos presentan uno respecto al otro, lo cual es indicativo que se está en la presencia de un nuevo compuesto.

L–alanina

Figura 3.3 Comparación del Espectro Infrarrojo reportado de la L–alanina y el espectro obtenido del N–carbamoil–L–alanina

4400,0 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 450,00,0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100,0

cm-1

%T

N-carbamoil-L-Alanina

NH2

OH

H

H3C

O

75



Seguidamente en la Figura 3.4 se muestra con más detalle el espectro IR del N–carbamoil–L–alanina. En el mismo se puede apreciar claramente las señales de los grupos funcionales presentes en el compuesto. Se esperaría observar la presencia de la banda correspondiente a la tensión O–H del ácido carboxílico la cual se encontraría por encima 3000, siendo esta poco notoria esto se atribuye a que se encuentra solapada con las bandas correspondientes a la tensión N–H de los grupos amida y amina secundaria, ya que la posición de las bandas de absorción de estos grupos funcionales se encuentran en el mismo rango de longitud de onda que el del grupo O–H del ácido carboxílico. Se observan también las bandas de absorción correspondientes a la vibración de tensión de los enlaces C=O de los grupos ácidos y amida en 1682 cm-1 y 1634 cm-1. . Por otra parte, se observa la banda de tensión de enlace C–O en 1574 cm-1 Además, en el espectro se pueden observar bandas atribuidas a las combinaciones de vibración de deformación asimétrica y de torsión del NH2,así como también las vibraciones de tensión asimétricas y simétricas del C–H en 2930 y 2852 cm-1 , respectivamente.

Figura 3.4 Espectro infrarrojo (IR) experimental de N–carbamoil–L–alanina tomado en una pastilla de KBr

A B

4400,0 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 450,00,0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100,0

cm-1

%T


3456 cm-1 3312 cm-1

C

2996 cm-1

D

2986 cm-1

H

(2200-2650) cm-1

F 1682 cm-1

1574 cm-1 G 1634 cm-1

E

76



Tabla 3.1 Asignación de las bandas de absorción significativas para el N–Carbamoil–L–alanina.

3.2.2 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear. Los espectros RMN uni y bidimensionales para el N–Carbamoil–L–alanina (Figura 3.5) se midieron en un espectrómetro Bruker Avance DRX–400 perteneciente al Laboratorio de Resonancia Magnética Nuclear de la Facultad de Ciencias de La Universidad de Los Andes. Se empleó dimetilsulfóxido (DMSO) como solvente, cuyo desplazamiento químico es de δH =2.50 ppm y de δC=39.45 ppm.

Figura 3.5 Diagrama molecular del N–Carbamoil–L–alanina.

Banda Ubicación (cm-1) Asignación Tipo de Vibración A 3456 N–H Tensión asimétrica

B 3312 N–H Tensión simétrica

C 2996 C–H Tensión asimétrica

D 2986 C–H Tensión simétrica

E (2200-2650) N–H Combinación de vibraciones de deformación asimétrica y vibraciones de torsión del NH2

F 1682 C=O Tensión del enlace C=O

G 1634 C=O Tensión amidas C=O

H 1574 C=O Tensión del enlace C–O

77



3.2.2.1 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de protones (RMN 1H). El espectro de RMN 1H N–carbamoil–L–alanina. (Figura 3.6) mostró un singulete ancho a campo bajo con un desplazamiento químico δH=12.48 ppm cuya integral posee un valor igual a uno, esta señal es asignada al hidrógeno acídico del grupo COOH. A 6.23 ppm se observa un doblete que integra para uno asignado al protón del grupo NH. Se aprecia un singulete con un δH=5.59 ppm, que integra para dos, debido al grupo NH2. En 4.04ppm se observa un quinteto, cuya integral es igual a uno, y corresponde al hidrógeno unido al Cα. Esta multiplicidad se debe a que este protón esta acoplado a cuatro hidrógenos vecinos. En δH= 1.21 ppm aparece un singulete, que integra para tres y corresponde al metilo unido al Cα por último la señal que se observa en 2.5 ppm es la de dimetilsulfóxido deuterado (DMSO).

Figura 3.6 Espectro RMN RMN1H del N-carbamoil-L-alanina en solución de DMSO

H(c)

HN NH 2

O H

H

H 3C

O

O

(b)

(a)(c)

(d) (e)

H(a)

H(b)

H(c)

H(d)

H(e)

DMSO

H(d)

H(e)

H(b)

78



Tabla 3.2 Señales del espectro RMN 1H obtenido experimentalmente para el N-carbamoil-

L-alanina.

Asignación δH (ppm) Multiplicidad Integral

CH3 1.21 d 3 CH 4.04 q 1 NH2 5.59 s 2 NH 6.23 d 1

COOH 12.48 s 1 Como se deduce de los resultados del RMN, al comparar las señales reportadas[5] con las obtenidas experimentalmente (Tabla 3.2) la cual nos muestra los desplazamientos químicos, multiplicidades y asignaciones, el producto obtenido es efectivamente el N-

carbamoil-L-alanina. 3.2.2.2 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de Carbono 13 (RMN 13C) El espectro de 13C del N-carbamoil-L-alanina (Figura 3.7) muestra cuatro tipo de señales lo que concuerda con el número de carbono esperados. La primera señal que se observaa 175,2 ppm corresponde a C(1) carbono carboxílico del grupo ácido. La señal (2) que aparece con δC=158.2 ppm, corresponde al carbono carbonilico del grupo ureido. La señal del C(3) en 48.0 ppm que corresponde al Cα del N-carbamoil-L-alanina, y por último la señal correspondiente a 18,3 ppm pertenece al C (4) ó carbono metílico (Cβ). La señal residual próxima a 40 ppm corresponde al DMSO.

HN NH2

OH

H

H3C

O

O

79



Figura 3.7 Espectro RMN13C del N-carbamoil-L-alanina

Tabla 3.3. Señales del espectro RMN 13C obtenido experimentalmente para el N-carbamoil-L-alanina.

HN NH2

OH

H

H3C

O

O

Asignación δC (ppm)

experimental

(Cα) 48.0

CH3 (Cβ) 18.3

C=O (grupo ureido) 158.2 COOH 175.2

C(1) C(2) C(3)

C(4)

HN NH2

OH

H

H3C

O

O

13

42

80



3.2.2.3 Análisis por Espectroscopia de Coherencia Cuántica Heteronuclear Sencilla (HSQC).

En la Figura 3.8 se muestra el espectro HSQC del N-carbamoil-L-alanina el cual proporciona la correlación de los átomos de hidrógeno unidos directamente a los átomos de carbono.

Figura 3.8 Espectro HSQC del N-carbamoil-L-alanina

DMSO

HN NH2

OH

H

H3C

O

O

13

42

a

b

c

de

DMSO H(b) H(c)

C(4)

DMSO

C(3)

C(4)–H(c)

C(3)–H(b)

81



En esta figura 3.8 se observa la correlación del C(4) con los hidrógenos H(c) y la del C (3) con el hidrógeno H(b). Es decir, la correlación del carbono metilito o Cβ con sus hidrógenos y la correlación del Cα con su hidrógeno respectivamente. En la siguiente Tabla 3.4 se muestra un resume de las correlaciones observadas en el espectro HSQC

Tabla 3.4. Correlaciones protón-carbono en el espectro HSQC

del N-carbamoil-L-alanina.

H C

H(b)

H(c)

C(3) Unión directa - C(4) - Unión directa

3.2.2.4 Análisis por Espectroscopia de Correlación de Enlace Heteronuclear Múltiple (HMBC). En el espectro HMBC (Figura 3.9) se pueden observar las correlaciones protón– carbono del N-carbamoil-L-alanina. En éste se nota como la señal H(d) muestra una correlación con C(4) a tres enlaces y con C(2) y (C3) a dos enlaces. El H(e) a su vez se correlaciona C(3) a cuatro enlaces. El hidrógeno H(b) se correlaciona con C(4) y C(1) a dos enlaces; con C(2) a tres enlaces y se aprecia la unión directa de éste con el carbono C(3). Además, también se observa la correlación H(c) a dos enlaces con C(3) y a tres enlaces con C(1), y se evidencia la unión directa de éste hidrógeno con el carbono C(4).

82



Figura 3.9. Espectro HMBC del N-carbamoil-L-alanina

Tabla 3.5 Correlaciones protón-carbono en el espectro HMBC del N-carbamoil-alanina .

H C

H(b)

H(c)

H(d)

H(e)

C(1) 2 enlaces 3 enlaces - - C(2) 3 enlaces - 2 enlaces - C(3) Unión directa 2 enlaces 2 enlaces 4 enlaces C(4) 2 enlaces Unión directa 3 enlaces -

83



3. 3 Síntesis y Caracterización Estructural del Derivado Hidantoin–L– alanina 3.3.1 Síntesis del Derivado Hidantoin–L–alanina. La síntesis de la respectiva Hidantoin–L–alanina, se realizó partiendo del N–carbamoil–L–alanina (Figura 3.10) tomando en cuenta los procedimientos reportados en la literatura, así como en el trabajo especial de grado en la Licenciatura en Química en el Departamento de Química, de la Universidad de los Andes, (Sejias y Barrera)[3,4]

Figura 3.10 Reacción para la formación del Hindantoin-L-alanina. El compuesto Hidantoin-L-alanina (C4H6N2O2) se sintetizó solubilizando 0.5 g del N-carbamoil-L-alanina con unas gotas de ácido clorhídrico al 25%. Esta solución se sometió a reflujo durante 2 horas a 60 ºC con agitación constante (Figura 3.11)

L-alanina N-carbamoil-L-alanina Hindantoin-L-alanina

OH

O

NH2

CH3 OH

O

NH NH2

CH3

O

NH

NH

O

O

CH3

84



Figura 3.11 Equipo utilizado para la síntesis Hindantoin-L-alanina.

Trascurrido el tiempo se reacción, se dejó enfriar las solución a temperatura ambiente. Una vez fría la solución se observó la formación de precipitado, el cual se filtro por succión. El punto de fusión del producto es de (149,5 – 150,2) ºC, y se determinó en un fusiómetro digital Barnstead Electrothermal 9300.

85



3.3.2 Caracterización del Hidantoin-L-alanina 3.3.2.1 Análisis por Espectroscopia Infrarroja El espectro IR de la Hidantoin-L-alanina (C4H6N2O2), fue obtenido bajo las misma condiciones que para el N–carbamoil–L–alanina, tales condiciones están especificadas en la página 74. El espectro obtenido para el respectivo compuesto fue comparado con el aminoácido de partida (L–alanina) y el N–carbamoil–L–alanina (Figura 3.12). Al observar cada espectro y compararlos, es notoria la diferencia que presenta uno con respeto al otro, por lo que se deduce que se está en la presencia de un nuevo compuesto

NH2

OH

H

H

O

4000,0 3000 2000 1500 1000 380,00,0

20

40

60

80

100,0

cm-1

%T

HN NH

H3C

O

O

Figura 3.12. Comparación del el espectro infrarrojo del Hidantoin-L-alanina con los

espectros del N-carbamoil-L-alanina y de la L-alanina

4400,0 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 450,00,0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100,0

cm-1

%T


86



Al observar el espectro de la Hidantoin-L-alanina, se aprecia las señales de las vibraciones fundamentales de cada grupo funcional presente en el compuesto. Se nota la presencia de dos bandas de absorción las cuales se deben a las vibraciones C=O acopladas, una en 1742 cm-1 para la tensión simétrica y otra en 1722 cm-1 para la tensión asimétrica. Estas bandas acopladas se han reportado también para algunas hidantoínas 5,5 disustituidas. Además, en el espectro se pueden observar dos señales (3400 y 3172 cm-1) atribuidas a las vibraciones de tensión N–H de las aminas. El hecho de que sean dos bandas claramente definidas se debe a que estos grupos poseen entornos electrónicos distintos, por lo que la señal ubicada a 3400 cm-1 corresponde a la amina secundaria ubicada entre los grupos carbonilos, y la de 3172 cm-1 pertenece a la amina secundaria situada entre el carbonilo y carbono quiral. La banda ubicada a 3072 cm-1 pertenece a la vibración de tensión del grupo C–H, y su respectiva flexión en el plano en 1424 cm-1. El siguiente espectro perteneciente a la Hidantoin-L-alanina se muestra en detalle las bandas de absorción más significativas.

Figura 3.13 Espectro obtenido Experimentalmente para el compuesto Hidantoin-L-alanina

4000,0 3000 2000 1500 1000 380,00,0

20

40

60

80

100,0

cm-1

%T A

3400 cm-1

B

3172 cm-1

C

3072 cm-

D 1742 cm-

E 1722 cm-

F 1424 cm-

87



En la siguiente Tabla 3.6 se muestra un resume de la asignación de las señales más significativas del compuesto Hidantoin-L-alanina. Tabla 3.6. Asignación de las bandas de absorción significativas para el Hidantoin-L-alanina.

Banda Ubicación (cm-1) Asignación Tipo de Vibración A 3400 N–H Tensión B 3172 N–H Tensión C 3072 C–H Tensión D 1742 C=O Tensión simétrica E 1722 C=O Tensión asimétrica F 1424 C–H Flexión en el plano

3.3.2.2 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear. Los espectros RMN uni y bidimensionales de la Hidantoin-L-alanina se obtuvieron siguiendo las mismas condiciones descritas en la página 76. 3.3.2.3 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de protones (RMN 1H). El espectro RMN 1H del hidantoin-L-alanina se observa un singulete con un desplazamiento químico δH= 10.55 ppm cuya integral posee un valor igual a uno, esta señal es asignada al hidrógeno H(a). A 7.85 ppm se observa un singulete que integra para uno asignado al protón H(b). Se aprecia un singulete con un δH=5.59 ppm, que integra para dos, debido al grupo NH2. Además se observa un multiplete alrededor de 4.00ppm, cuya integral es igual a uno, y corresponde al hidrógeno unido al Cα, esta multiplicidad se debe a que este protón esta acoplado a cuatro hidrógenos vecinos. Por último, se aprecia un doblete con un δH= 1.21 ppm, que integra para tres y corresponde al metilo unido al Cα. Se puede observar también la señal del DMSO en 2.5 ppm.

88



Figura 3 14 Espectro RMN 1H hidantoin-L-alanina

3.3.2.4 Análisis por Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear de Carbono 13 (RMN 13C). El espectro RMN 13C del Hidantoin-L-alanina, se muestra en detalle en la siguiente figura 3.15 en el cual observamos la presencia de cuatro tipo de señales correspondiente al número de carbonos presente en la estructura de la molécula.

89



Figura 3.15 Espectro RMN 13C del Hidantoin-L-alanina

En 176.9.2 ppm observamos una señal correspondiente al carbono C (1). La señal del C (2) aparece con un δC=157.3 ppm y corresponde al carbono carbonílico del grupo ureido. La señal del C (3) se puede apreciar a 53.4 ppm que corresponde al Cα del hidantoin--L-alanina, y finalmente a 17.3 ppm aparece la señal correspondiente al C(4) o carbono metílico (Cβ). Por último la señal próxima a 40 ppm corresponde al solvente DMSO. 3.3.2.5 Análisis por Espectroscopia de Correlación Homonuclear (1H, 1H COSY).

En el espectro COSY de la del hidantoin-L-alanina (Figura 3.16) se pueden apreciar las diversas correlaciones protón-protón ocurridas en la molécula. Este espectro contiene en la diagonal las correlaciones H(b)-H(b), H(c)-H(c) y H(d)-H(d), lo que confirma que la asignación de las señales de los protones en el espectro monodimensional es correcta, debido a la coincidencia de los mismos. Por otra parte es notoria la correlación a través del acoplamiento a tres enlaces entre la pareja de protones H(c)-H(d). Esta correlación aparece fuera de la diagonal en posiciones simétricas.

90



Figura 3.16 Espectro COSY del hidantoin–L–alanina

91



3.3.2.6 Análisis por Espectroscopia de Coherencia Cuántica Heteronuclear Sencilla (HSQC). En el espectro HSQC, se observa la correlación del C(4) con los hidrógenos H(d) y la correlación del C(3) con el hidrógenos H(c). En otras palabras, se aprecia la correlación del carbono metílico o Cβ con sus hidrógenos y la correlación del Cα con su hidrógeno respectivamente. También se puede notar la correlación del C(3) con los hidrógenos H(d) a dos enlaces. En la siguiente Figura 3.17 perteneciente al espectro HSQC nos proporciona la correlación de los átomos de hidrógeno unidos directamente a los átomos de carbono.

Figura 3.17 Espectro HSQC del hidantoin–L–alanina

92



Tabla 3.7. Correlaciones protón-carbono en el espectro HSQC del hidantoin-L-alanina.

H C

H(c)

H(d)

C(3) Unión directa 2 enlaces C(4) - Unión directa

3.3.2.7. Análisis por Espectroscopia de Correlación de Enlace Heteronuclear Múltiple (HMBC). En el espectro HMBC se puede apreciar que H(a) se correlaciona con C(2) y C(3) a dos enlaces. Además se observa la correlación de los hidrógenos H(b) con C(3) a cuatro enlaces, así como también la correlación de éste hidrógeno con C(2) y C(1) a dos enlaces. Por otra parte, se aprecia la correlación de H(c) con C(1) y C(4) a dos enlaces, con C(2) a tres enlaces. La correlación entre H(c) y el carbono C(3) evidencia la unión directa de hidrógeno-carbono. Se puede apreciar la correlación de la unión directa entre H(d) y C(4), observándose además, la correlación de H(d) con C(3) y C(1) a dos y tres enlaces respectivamente. En la figura 3.18 se aprecia en detalle el espectro HMBC del Hidantoin–L–alanina y se observa las correlaciones protón–carbono del esqueleto molecular de dicha molécula.

93



Figura 3.18 Espectro HMBC del Hidantoin–L–alanina.

En la siguiente Tabla 3.8 se muestra un resume de las correlaciones protón–carbono presentes en el espectro HMBC del Hidantoin–L–alanina.

Tabla 3.8. Correlaciones protón-carbono en el espectro HMBC del hidantoin-L-alanina .

H C

H(a)

H(b)

H(c)

H(d)

C(1) - 2 enlaces 2 enlaces 3 enlaces C(2) 2 enlaces 2 enlaces 3 enlaces - C(3) 2 enlaces 4 enlaces Unión directa 2 enlaces C(4) - - 2 enlaces Unión directa

94



3.4 Referencias bibliografia [1] Urech, F. Ann. 166, 99-103. (1873) [2] Karaday, S.; Ly, M.; Pines, S.; and Sletzinger, M. “Synthesis of L-α-(3,4- Dihydroxybenzyl)-α-hydrazinopropionic Acid from Optically Active Precursors by N-Homologization”, J. Org. Chem., Vol. 36, Nº 14, 1949- 1951. (1971) [3] Seijas, L.E. “Síntesis y Caracterización Estructural de los Derivados N–carbamoilo e Hidantoina de la L–Prolina“. Tesis de Licenciatura, Departamento de Química, Facultad de Ciencias, Universidad de Los Andes. (2006) [4] Barrera, N.S. “Síntesis y Caracterización Estructural de Derivados N–carbamoilos e Hidantoinas de la Glicina y L–Alanina. Tesis de la Licenciatura, Departamento de Química, Facultad de Ciencias, Universidad de Los Andes. (2007). [5] Taillades, J.; Boiteau, L.; Beuzelin, I.; Lagrille, O.; Biron, J-P. ; Vayaboury, W.; Vandenabeele-Trambouze, O.; Giani, O. and Commeyras, A. “A pH-dependent cyanate reactivity model: application to preparative N-carbamoylation of amino acids” J. Chem. Soc., Perkin Trans. 2, 1247-1254. (2001) [6] Ware, E. “The Chemistry of the Hydantoins” 1949 [7] Marton, J.; Enisz, J.; Hosztafi, S. & Tímar, T. “Preparation and Fungicidal Activity of 5-Substituted Hydantoins and Their 2-Thio Analogs” J. Agric. Food Chem. 41, 148-152 (1993) [8] Kleinpeter, E,;Klod, S.; Perjéssy, A.; Samalikové, M.; Synderlata, K.; Susteková, Z. “Correlation analysis of characteristic infrared spectral data of hydantoin derivatives: evidence for vibrational coupling” Journal of Molecular Structure, 645, 17–27 (2003)

95



4. Caracterización del derivado N–carbamoilo – L–alanina mediante difracción de rayos–X. 4.1 Caracterización por difracción de rayos–X en muestras policristalinas del

derivado N– carbamoilo – L–alanina. El patrón de polvo del derivado N–carbamoilo –L–alanina se obtuvo en un difractómetro con goniómetro Phillips PW1050/25 y radiación CuKα. La toma de datos se realizó en el rango de 10–70° en 2θ con pasos de 0,02° y un tiempo de 10s por paso. Se realizó una búsqueda del patrón de polvo de la L–alanina (compuesto de partida) en la base de datos PDF [1] y se verificó que el difragtograma medido corresponde a un nuevo material.

Figura 4.1 Difractómetro Phillips PW1050/25.

El patrón se indexó utilizando el programa Dicvol04, [2] e indicó que el compuesto cristaliza con simetría ortorrómbica con los parámetros de celda indicados en la tabla 4.1, en donde también se indica la figura de mérito (MN

[3]) del indexado. La celda se refinó sin modelo estructural (Método de Le Bail) [4] utilizando el programa Fullprof. [5] En la figura 4.2 se muestra el buen ajuste entre el patrón observado y el calculado para el respectivo compuesto.

Tabla 4.1. Parámetros de celda unidad obtenido para el N–carbamoil–L–alanina luego del indexado.

a (Ǻ) b (Ǻ) c (Ǻ) V (Ǻ3) M(18)

10,3497 11,6851 5,2988 640,82 64,0

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Figura 4.2. Resultado del refinamiento de los parámetros de celda para el derivado

N–carbamoil–L–alanina.

4.2. Determinación y refinamiento de la estructura cristalina del derivado N–carbamoil–L–alanina. 4.2.1 Selección, montaje y toma de datos de monocristal del derivado N–carbamoil–L–alanina. El producto crudo obtenido en la síntesis se recristalizó, mediante la técnica de evaporación lenta de solvente, en una mezcla de etanol: agua en proporción 1:1. Los cristales obtenidos se examinaron bajo un microscopio de luz polarizada, lo que permitió la selección del cristal adecuado en cuanto a tamaño y morfología, según las características descritas en la sección 2.3.4.2 del capitulo 2. El cristal seleccionado se montó en el extremo de una fibra de vidrio colocada dentro de un cilindro de bronce perforado de unos 15 mm de alto por 2 mm de ancho. A continuación se colocó el cilindro de bronce junto con el cristal en una cabeza goniométrica, la cual a su vez se ubicó en el centro óptico del goniómetro de cuatro círculos del difractómetro Rigaku AFC/S del Laboratorio de Síntesis y Caracterización de Nuevos Materiales del Centro de Química IVIC (Figura 4.3) en donde se realizó la toma de los datos de intensidad. Los parámetros de celda unidad se determinaron por refinamiento de mínimos cuadrados de reflexiones observadas en el rango de 2θ comprendido entre 2,6° y 27,8°. La Tabla 4.2 se resumen las características experimentales de la toma de datos de intensidad.

97



Figura 4.3 Difractómetro Rigaku AFC7.

Tabla 4.2. Datos cristalográficos y condiciones experimentales usadas en la caracterización estructural y estudio por difracción de rayos–X del monocristal del N–carbamoil–L–alanina.

DATOS CRISTALINOS

Fórmula Química C4H8N2O3 Peso molecular (g/mol) 132,12

Sistema Cristalino Ortorrómbico

Grupo Espacial P212121 (No. 18)

Parámetros de la celda (Ǻ)

a =10,365(2) b =11,700 (2) c =5.301(1)

V (Ǻ3) 642,9(2) Z 4

D(cal) (g/cm3) 1,365 μ(MoKα) (mm-1) 0,117

Difractómetro Rigaku AFC/S

Temperatura (°K) 293 Radiación (Ǻ) (MoKα) 0,71070

θ min-max (º) 2,6 - 27,8 Refl.totales-datos únicos-Rin 7388, 1243, 0.033 Refl.observadas[I > 2.0 σ(I)] 1131

Voltaje–Intensidad 40Kv–30mA

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Es de hacer notar que los parámetros de celda obtenidos por monocristal (Tabla 4.2) concuerda muy bien con los obtenidos por difracción en muestras policristalinas (Tabla 4.1) para el N–carbamoil–L–alanina. 4.2.2 Determinación y Refinamiento de la estructura del N–carbamoil–L–alanina. La determinación de la estructura cristalina del N–carbamoil–L–alanina se realizó por métodos directos, utilizando el programa SHELXS. [6,7] Una vez identificados todos los átomos se procedió a refinar en primer lugar las posiciones atómicas y los factores de temperatura isotrópicos empleando el método de mínimos cuadrados haciendo uso del programa SHELXL. [6,7] Posteriormente se procedió a la colocación de átomos de hidrógeno idealizados de los grupos metilicos (CH3), ureidos (NH y NH2) e hidroxilo (OH), mediante el comando HFIX, con el fin de generar las posiciones de los átomos de hidrógeno por restricciones geométricas. Finalmente se refinaron los factores de temperatura anisotrópicos de todos los átomos (hidrógenos no). Para los átomos de hidrógeno solo se refinaron sus factores de temperatura isotrópicos. En total se refinaron 83 parámetros estructurales. El refinamiento del modelo convergió a valores de los factores de confiabilidad que nos permiten decir que el modelo concuerda muy bien con la estructura real y estos se encuentran resumidos en la Tabla 4.3

Tabla 4.3. Factores de confiabilidad obtenidos del refinamiento del N–carbamoil–L–alanina

Determinación SHELXS Métodos Directos

Refinamiento SHELXL Mínimos Cuadrados

N° de reflexiones/ N° parámetros refinados 1243/83

R 0,0533

wR2 0,1274

Goof (S) 0,93

Δρmin / e·Ǻ-3 –0,29

Δρmax / e·Ǻ-3 0,18

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En la Tabla 4.4 se muestran las posiciones en coordenadas fraccionarias de los átomos no hidrógeno y los factores de estructura isotrópicos, mientras que la Tabla 4.5 muestra sus factores de temperatura anisotrópicos. La Tabla 4.6 contiene las posiciones y factores de temperatura isotrópicos para los átomos de hidrógeno.

Tabla 4.4. Coordenadas atómicas y factores de temperatura isotrópicos de los átomos no-hidrógenos del N–carbamoil–L–alanina

Átomo x Y Z U(eq) [Ǻ2]

O1 0,3603(2) 0,1850(2) 0,3862(4) 0,0538(7)

O2 0,3254(2) 0,1143(2) 0,7698(4) 0,0603(8)

O3 0,0248(2) 0,1711(2) 0,4561(3) 0,0463(6)

N1 0,1557(2) 0,0685(2) 0,2004(4) 0,0403(7)

N2 0,0156(3) 0,2016(2) 0,0331(5) 0,0548(9)

C1 0,3066(2) 0,1118(2) 0,5436(5) 0,0414(8)

C2 0,2246(3) 0,0226(2) 0,4151(5) 0,0410(8)

C3 0,0634(2) 0,1488(2) 0,2371(5) 0,0391(8)

C4 0,3117(3) -0,0755(2) 0,3257(7) 0,0569(10)

Tabla 4.5. Factores anisotrópicos de desplazamiento de los átomos no-hidrógeno del

N–carbamoil–L–alanina.

Átomo U(1,1) U(2,2) U(3,3) U(2,3) U(1,3) U(1,2)

O1 0,0605(13) 0,0581(13) 0,0427(11) 0,0026(9) 0,0017(10) -0,0225(11)

O2 0,0661(14) 0,0765(15) 0,0383(12) 0,0054(10) 0,0007(10) -0,0197(11)

O3 0,0455(11) 0,0529(11) 0,0405(10) -0,0002(9) -0,0002(9) 0,0111(9)

N1 0,0366(12) 0,0445(12) 0,0398(13) -0,0039(9) -0,0039(9) 0,0022(10)

N2 0,0565(16) 0,0665(16) 0,0413(14) 0,0091(12) 0,0091(12) 0,0139(13)

C1 0,0340(13) 0,0451(14) 0,0451(16) 0,0026(11) 0,0026(11) 0,0019(12)

C2 0,0354(13) 0,0394(14) 0,0482(16) 0,0041(11) 0,0041(11) -0,0031(11)

C3 0,0328(13) 0,0413(14) 0,0431(15) 0,0008(11) 0,0008(11) -0,0046(11)

C4 0,0515(18) 0,0442(16) 0,084(2) -0,0027(15) -0,0027(15) 0,0106(14)

100



La Tabla 4.6 contiene las posiciones atómicas y factores de temperatura isotrópicos para los átomos de hidrógeno.

Tabla 4.6. Posiciones atómicas y factores de temperatura isotrópicos de los átomos no-hidrógeno del N–carbamoil–L–alanina.

Átomo x Y Z U(iso) [Ǻ2]

H1 0,40370 0,23110 0,46580 0,0810

H1A 0,17310 0,04490 0,05050 0,0480

H2 0,16200 -0,00740 0,53680 0,0490

H2A -0,04360 0,25270 0,04980 0,0660

H2B 0,04400 0,18450 -0,11460 0,0660

H4A 0,26000 -0,13280 0,24430 0,0900

H4B 0,35500 -0,10860 0,46820 0,0900

H4C 0,37440 -0,04660 0,20880 0,0900

4.2.2.1. Descripción de la estructura cristalina del N–carbamoil–L–alanina. El N–carbamoil–L–alanina cristaliza en una celda ortorrómbica en el grupo espacial P212121 (N° 18). La distancias y ángulos de enlaces en la estructura (Tabla 4.7 y 4.8) poseen valores que concuerdan muy bien con los reportados para la diferentes estructuras orgánicas sencillas que se encuentran en la base de datos CSD. [8] Este N–carbamoilo cristaliza en forma neutra a diferencia del aminoácido de partida (L–alanina) y los demás aminoácidos que cristalizan como zwitteriones CDS. [8] Los únicos N–carbamoilo de aminoácidos reportados en la literatura, ácido N–carbamoil–DL–aspártico,[9,10] N,N–carbamoil–L–asparagina, [11] N–carbamoil–L–prolina, [12-14] y N–carbamoil–glicina[15] también cristalizan en forma neutra.

101



Figura 4.4 Estructura Molecular N–carbamoil–L–alanina, En las tablas 4.7 y 4.8 se muestran las distancias y ángulos de enlace más importantes en el N–carbamoil–L–alanina, y en la tabla 4.9 se muestran algunos ángulos de torsión, los cuales definen las orientaciones de los grupos funcionales del N–carbamoil–L–alanina.

Tabla 4.7. Distancias de enlace en el N–carbamoil–L–alanina.

Átomos Distancias(Ǻ) Átomos Distancias(Ǻ)

O1–C1 1,319(3) N1–C2 1,447(3)

O2–C1 1,215(3) N1–C3 1,355(3)

O3–C3 1,255(3) N2–C3 1,340(4)

C1–C2 1,509(4) C2–C4 1,535(4)

Tabla 4.8. Ángulos de enlace en el N–carbamoil–L–alanina.

Átomos Angulos(°) Átomos Ángulos(°)

O1–C1–C2 113,7(2) N1–C3–N2 117,7(2)

O1–C1–O2 122,8(2) O3–C3–N1 120,1(2)

O2–C1–C2 123,6(2) O3–C3–N2 122,2(2)

C2–N1–C3 119,5(2) N1–C2–C4 109,0(2)

N1–C2–C1 112,1(2) C1–C2–C4 109,0(2)

102



Tabla 4.9. Ángulos de torsión.

Figura 4.5 Angulo formado por dos planos del N–carbamoil–L–alanina En la figura 4.5 se puede observar como el ángulo formado entre los planos conteniendo los átomos C3–N2–O3–N1–C2–C4 (grupo ureido) y el plano que contiene los átomos C2–O2–C1–O2–01 (grupo ácido) es casi un ángulo recto; 82,9(2)Å.

Átomos Angulos(°) C3–N1–C2–C1 -65,6(3) C3–N1–C2–C4 173,6(2) C2–N1–C3–O3 -10,3(3) C2–N1–C3–N2 170,1(2) O1–C1–C2–N1 -36,6(3) O1–C1–C2–C4 84,1(3) O2–C1–C2–N1 145,8(2) O2–C1–C2–C4 -93,5(3)

82,9°

103



El empaquetamiento cristalino del N–carbamoilo–L–alanina se encuentra gobernado esencialmente por interacciones intermoleculares tipo enlace de hidrógeno: O–H···O y N–H···O. En la Tabla 4.10 se muestra las geometrías correspondientes a estos enlaces. Los grupos ureido ácido intervienen en todos los enlaces de hidrógeno presentes en la estructura cristalina del N–carbamoilo–L–alanina. En la Figura 4.6 se observa claramente los enlaces de hidrógeno intermoleculares formados en el cristal del N–carbamoilo–L–alanina, es decir, se pueden notar cadenas que se extienden infinitamente y que se encuentran unidas a través de enlaces de hidrógeno del tipo N-H···O. Este tipo de arreglo es conocido, en química supramolecular, como tipo espina de pescado.

Figura 4.6 Enlaces de hidrógeno intermoleculares en el N–carbamoilo–L–alanina

En la tabla 4.10 e puede apreciar como la distancias de los enlaces de hidrógeno O---H···O son relativamente más cortas que las distancias de los enlaces de hidrógeno N---H···O. Esto es común en los patrones de enlaces de hidrogeno de los N–carbamoilos reportados en la literatura [9-15].

104



Tabla 4.10. Geometrías de los Enlaces de Hidrógeno en el cristal N–carbamoilo–L–alanina

D-H…A (Ǻ)

D-H (Ǻ)

H…A (Ǻ)

D…A (Ǻ)

D-H…A (Ǻ)

Símetría

O1---H1···O3 0,820 1,750 2,539(3) 161,0 1/2+x, 1/2-y,1-z

N1---H1A···O2 0,860 2,320 2,931(3) 129,0 x, y, -1+z

N2---H2A···O2 0,860 2,280 3,101(4) 161,0 -1/2+x, 1/2-y, 1-z

N2---H2B···O3 0,860 2,290 3,081(3) 153,0 x, y, -1+z

Figura 4.7 Empaquetamiento cristalino del N–carbamoilo–L–alanina visto a lo largo del eje b

)8(22R

)4(C

105



N-carbamoil-L-N-carbamoil-L-

La Figura 4.7, nos permite apreciar la formación de los heterosintones supramoleculares cíclicos entre los grupos ureidos de una molécula N–carbamoilo–L–alanina y los grupos ácidos de otra, formándose dímeros amida–ácido Estos dímeros se forman por la combinación de los enlaces O1---H1···O3 y N1---H1A···O2, los cuales se unen mediante una interacción cabeza–cola, para formar cadens infinitas paralelas al eje a. Los dímeros se pueden describir, según el sistema de grafos [16-17], con el motivo

)8(22R . El grafo indica la formación de un ciclo formado por 8 miembros en donde

están involucrados dos átomos donadores y dos aceptores de enlace de hidrógeno. Por otra parte se puede apreciar un patrón de enlace de hidrógeno que involucra al N1---H1A···O2, este patrón se describe según la teoría la teoría de grafos como C(4) ya que es una cadena que involucra 4 átomos con un donador y un aceptor de enlaces de hidrógeno. Esta cadena se extiende a lo largo del eje c. También se observa la formación de un ciclo de 11 miembros descrito por el grafo

44 (11)R .

En la Figura 4.8 se pueden apreciar como en los N–carbamoilos reportados, ácido N–carbamoil–DL–aspártico, [9,10] N’N –carbamoil–L–asparagina [11] y N–carbamoil–L–prolina, [12-14] N–carbamoil–glicina, [15] también se forman los sintones cíclicos (dimeros) entre los grupos ureidos y grupos ácidos descritos por el grafo )8(2

2R . Ácido N–carbamoil–DL–aspártico N’N-carbamoil–L–asparagina N–carbamoil–prolina N-carbamoil–glicina

Figura 4.8 Sintones cíclicos formados en los derivados N–carbamoilos reportados en la literatura. [9–15]

106



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108



5. Conclusiones

1. Los compuestos N–carbamoil–L–alanina e hidantoin–L–alanina, fueron sintetizados utilizando la metodología descrita en este trabajo.

2. La Espectroscopia Infrarroja permitió identificar los grupos funcionales

presente en los materiales sintetizados. Las notables diferencias entre los espectros infrarrojos de los materiales sintetizados y de los compuestos de partida nos conformo que efectivamente son nuevos materiales.

3. La Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear unidimensional permitió

elucidar los esqueletos moleculares de los compuestos: N–carbamoil–L–alanina e hidantoin–L–alanina. Con la Espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear bidimensional se corroboraron las asignaciones realizadas en los espectros RMN unidimensional y además se estudiaron los acoplamientos a uno, dos, y tres enlaces entre los carbonos e hidrógenos presentes en los compuestos sintetizados.

4. El patrón de polvo obtenido para N–carbamoil–L–alanina, permitió verificar

que estamos en presencia de nuevos materiales, ya que este patrón no coincide con el patrón de polvo reportado en la base de datos del compuesto de partida (L–alanina). Además, el patrón pudo ser indexado y los parámetros de celda obtenidos son comparables a los obtenidos por la técnica de monocristal.

5. El empaquetamiento cristalino se encuentra gobernado esencialmente por

interacciones intermoleculares del tipo O–H···O y N–H···O, lo que concuerda con los N–carbamoilos de α-aminoácidos reportados en la literatura, en donde resalta la formación de un patrón de enlaces de hidrógeno descrito por el grafo

22 (8)R . También se observa la formación de otros enlaces de hidrógeno con

grafos C(4) y 44 (11)R .

6. La combinación de todos los enlaces de hidrógeno intermoleculares formados

en la estructura cristalina del N–carbamoil-L-alanina, dan lugar a la formación de un interesante ensamblaje tridimensional que permite la formación de una estructura supramolecular muy estable.

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