anteproyecto de mecanismos i

UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA

FACULTAD DE MEDICINA HUMANA

DEPARTAMENTO DE MEDICINA

AREA CLÍNICO - QUIRÚRGICA

“ENTEROBACTERIAS CLINICAMENTE SIGNIFICATIVAS EN

Anadara tuberculosa Y Argopecten purpuratus PROCEDENTES

DEL TERMINAL PESQUERO DE PIURA”

AUTORES:

- ANTÓN CHECA, JUSTO

- SÍMBALA JALCA, GIENNIER

- ZAPATA MASÍAS, VANESSA

ASESOR:

- Mcblgo. JAIME FERNANDEZ PONCE

COLABORADOR:

- Blgo. HUMBERTO RIVERA CALLE.

PIURA – PERÚ

ENTEROBACTERIAS EN CONCHAS NEGRAS Y DE ABANICOOCTUBRE – DICIEMBRE 2012.

SUMARIO

1. DATOS GENERALES

1.1.Título del Anteproyecto de Tesis

1.2.Autor

1.3.Asesor

1.4.Asesor Estadístico

1.5.Facultad

1.6.Departamento académico

1.7.Lugar de estudio

1.8.Área de estudio

2. DEFINICION DEL PROBLEMA

2.1.Título

2.2.Antecedentes

2.3.Justificación

2.4.Objetivos

2.4.1.1. Objetivos Generales

2.4.1.2. Objetivos Específicos

2.5.Enunciado del Problema

2.6.Hipótesis

3. MARCO TEORICO

3.1.Marco conceptual

3.2.Bases Teóricas

3.3.Definición de Términos


4. DEFINICIÓN DE LAS POBLACIONES DE ESTUDIO

4.1.Características Generales

4.1.1.1.1. Criterios de Inclusión

4.1.1.1.2. Criterios de Exclusión

4.2.Ubicación Temporo – Espacial

5. METODOLOGÍA

5.1.Tipo de Investigación

5.2.Universo

5.3.Población

5.4.Tamaño y selección de la muestra.

6. OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES Y ESCALAS DE MEDICIÓN

7. RESULTADOS

8. DISCUSIÓN

9. CONCLUSIONES

10.RECOMENDACIONES

11.ANEXOS

12.REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS


RESUMEN

Este estudio tiene como objetivo determinar y comparar las especies de

enterobacterias presentes en Anadara tuberculosa (conchas negras) y Argopecten

purpuratus (conchas de abanico) adquiridas en el terminal pesquero de Piura

durante el periodo de Octubre - Diciembre del 2012.

Para este estudio además se contabilizará la carga bacteria presentes en cada

uno de estas especies de conchas. Esto nos reflejará el impacto que tienen estos

alimentos al ser consumidos.

Resultados (aún no se hace la parte práctica).


INTRODUCCIÓN

Las conchas marinas en el Perú son un producto no sólo de consumo sino

también de exportación; además de ser uno de los elementos principales de uno

de las comidas representativas del Norte peruano.

En este trabajo se va a determinar y comparar las especies de enterobacterias

presentes en Anadara tuberculosa (conchas negras) y Argopecten purpuratus

(conchas de abanico adquiridas en el terminal pesquero de Piura durante el

periodo de Octubre - Diciembre del 2012, esperando encontrar también la carga

bacteriana en cada uno de ellos y tener un indicio de cuan expuesto está el

consumidor a las intoxicaciones producidas por enterobacterias.

Esto nos lleva a desarrollar propuestas de prevención y control en el trato de estas

especies de conchas que nos permitan disminuir la carga bacteriana y también a

identificar las especies presentes en estas.


1. DATOS GENERALES

1.1.Título

Enterobacterias clínicamente significativas en Anadara tuberculosa

(conchas negras) y Argopecten purpuratus (conchas de abanico)

procedentes del terminal pesquero de Piura durante el periodo de

Octubre – Diciembre del 2012.

1.2.Autores

- Antón Checa, Justo. Estudiante de Medicina. 2do Año.

- Símbala Jalca, Giennier. Estudiante de Medicina. 2do Año.

- Zapata Masías, Vanessa. Estudiante de Medicina. 2do Año.

1.3.Asesor

Mcblgo. Jaime Fernández Ponce.

1.4.Colaborador

Blgo. Humberto Rivera Calle.

1.5.Facultad

Facultad de Medicina Humana

Escuela de Medicina Humana.

1.6.Departamento académico

Departamento académico de Medicina.

Área clínico – quirúrgica.

1.7.Lugar de estudio

Piura


1.8.Área de estudio

Terminal pesquero de Piura

2. DEFINICIÓN DEL PROBLEMA

2.1.Título

Enterobacterias clínicamente significativas en Anadara tuberculosa

(conchas negras) y Argopecten purpuratus (conchas de abanico)

procedentes del terminal pesquero de Piura durante el periodo de

Octubre – Diciembre del 2012.

2.2.Antecedentes

En noviembre del 2000 en un trabajo presentado por la Facultad de

Ciencias de Ingeniería de la Universidad Tecnológica Equinoccial, sobre

“AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS

PRESENTES EN LA CONCHA NEGRA (Anadara tuberculosa)” en la que

utilizaron diversas técnicas como enriquecimiento, aislamiento

propiamente, purificación e identificación; las cuales dieron como

resultado la presencia de dos enterobacterias: Klebsiella planticola,

Escherichia coli, llegando a la conclusión de que había un posible riesgo

de intoxicación para el consumidor.

2.3.Justificación

Se sabe que las enterobacterias suelen encontrarse en el intestino de los

mamíferos y algunas de ellas son capaces de provocar intoxicaciones

alimentarias es por esto que se indaga su presencia en conchas negras y

conchas de abanico.


Ahora bien, ¿por qué específicamente en conchas negras y de abanico?;

pues la elección de estos alimentos también responden a razones

concretas, empezando desde la extracción no se cumple con las

medidas de seguridad necesarias por ser casi siempre pesca artesanal;

además, a las conchas se les considera un filtrador de microorganismos

y es un alimento muy consumido en el medio.

2.4.Objetivos

2.4.1.1. Objetivos Generales

- Determinar y comparar las especies de enterobacterias presentes en

Anadara tuberculosa (conchas negras) y Argopecten purpuratus

(conchas de abanico adquiridas en el terminal pesquero de Piura

durante el periodo de Octubre - Diciembre del 2012.

2.4.1.2. Objetivos Específicos

.

- Aislar enterobacterias.

- Identificar las enterobacterias obtenidas en las siembras.

- Recuento de la carga bacteriana en las conchas negras y de abanico.

2.5.Enunciado del Problema

¿Serán diferentes las especies de enterobacterias encontradas en Anadara

tuberculosa (concha negra) y Argopecten purpuratus (concha de abanico)?


2.6. Hipótesis

Se sabe que Anadara tuberculosa habitan en aguas estuarinas mientras que

Argopecten purpuratus habitan exclusivamente en aguas de mar; por ende se

supone que las especies de enterobacterias se encuentren en ambas serán

distintas.

3. MARCO TEORICO

3.1. Marco conceptual

ENTEROBACTERIA

La familia Enterobacteriaceae constituye un grupo grande y heterogéneo de

bacterias gramnegativas. Reciben su nombre por la localización habitual como

saprofitos en el tubo digestivo, aunque se trata de gérmenes ubicuos,

encontrándose de forma universal en el suelo, el agua y la vegetación, así como

formando parte de la flora intestinal normal de muchos animales además del

hombre.

Escherichia coli, el microorganismo más prevalente de esta familia, es una de las

bacterias prototípicas sometidas a estudio.

a). ESTRUCTURA:

Los miembros de la familia Enterobacteriaceae son microorganismos con forma de

bastón, por lo general de 1-3 μm de largo y 0,5 μm de diámetro. Como en otras

bacterias gramnegativas, su envoltura celular se caracteriza por una estructura

multilaminar. La membrana interna (o citoplasmática) consiste en una doble capa

de fosfolípidos que regula el paso de nutrientes, metabolitos y macromoléculas. La

capa siguiente, o capa externa, consiste en un peptidoglucano delgado junto con

un espacio periplásmico que contiene una elevada concentración de proteínas. La


membrana externa compleja consiste en otra doble capa de fosfolípidos que

incluyen lipopolisacárido (LPS) (en la parte más externa, son un importante factor

de virulencia de estas bacterias), lipoproteínas (que están fijadas laterales de

oligosacárido de repetición. El lípido A, también conocido como endotoxina, es la

parte biológicamente activa de la molécula que el huésped reconoce. El

oligosacárido de repetición unido al LPS se conoce como antígeno O. Este

antígeno es la base para la clasificación de los serogrupos. Junto con otros

factores, la presencia del antígeno O media la resistencia bacteriana al efecto

bactericida del suero normal, siendo capaces por tanto de sobrevivir más tiempo

en sangre y causando infecciones hematógenas, diseminadas y más graves.

b). PATÓGENOS ESPECÍFICOS

b.1). ESCHERICHIA COLI:

Escherichia coli es el microorganismo de vida libre que mejor se ha

estudiado. Estas bacterias pueden ser móviles (la mayoría) o inmóviles,

la mayor parte de ellas fermentan la lactosa y son capaces de producir

indol a partir de triptófano.

b.1.1). INFECCIONES ENTÉRICAS CAUSADAS POR ESCHERICHIA COLI

b.1.1.1). Escherichia coli enterotoxígeno.

Es una de las causas más frecuentes de deshidratación por diarrea en

niños de menos de dos años y es la principal causa de la diarrea del

viajero, que en general se desarrolla en un individuo por lo demás sano

proveniente de un país industrializado que visita regiones tropicales o

subtropicales caracterizadas por condiciones de higiene deficientes.

En general, los síntomas tienden a ser leves, con diarrea acuosa.

Ocasionalmente los síntomas pueden ser más graves, con fiebre,

escalofríos y vómitos. La enterotoxina estimula la secreción masiva de


líquido por las células mucosas. Se supone que la ausencia de

gastroenteritis entre los residentes adultos de áreas asociadas a la

diarrea del viajero se debe a su exposición previa a estos antígenos de

colonización y al desarrollo de una inmunidad humoral apropiada.

El diagnóstico de la infección por Escherichia coli enterotoxígena (ECET)

no suele confirmarse, pues se basa en la detección de los genes que

codifican la toxina termolábil (TL) y la toxina termoestable (TE) mediante

reacción en cadena de la polimerasa (PCR) o sondas de ADN.

b.1.1.2). Escherichia coli enteropatógeno.

Es una causa importante de diarrea en neonatos en los países

subdesarrollados, causando enfermedad muy raramente en adultos en el

mundo desarrollado. Producen una lesión típica en la mucosa, con la

formación de microcolonias y la pérdida de las microvellosidades

adyacentes.

La patogenia incluye tres pasos: a) adherencia de los microorganismos a

los enterocitos; b) inducción de una señal de transducción en los

enterocitos y c) desarrollo de adherencia íntima con los enterocitos.

Clínicamente se caracteriza por producir diarrea acuosa con más o

menos fiebre o vómitos.

El diagnóstico de infecciones por E. coli enteropatógena (ECEP) radica

en la detección de los genes codificadores de los factores de virulencia

específicos mediante el uso de sondas de ADN o PCR. Para su

prevención son diversos los estudios que han demostrado el importante

papel de la lactancia materna en los primeros seis meses de vida.


b.1.1.3). Escherichia coli enteroagregativo.

Debe su nombre a la capacidad para agregarse en el cultivo en medio

celular. Puede considerarse una verdadera infección emergente. Los

estudios han relacionado las cepas de E. coli enteroagregativa (ECEA)

con diarrea aguda y crónica en los países en vías de desarrollo y diarrea

aguda en países desarrollados. Se ha descrito de forma excepcional

como causa de diarrea del viajero y, con mayor frecuencia, de diarrea

persistente en sujetos infectados por el virus de la inmunodeficiencia

humana (VIH).

La confirmación diagnóstica requiere que se realicen ensayos de

adhesión en cultivos tisulares. Es difícil asegurar que una cepa de ECEA

aislada en un paciente con diarrea sea la causa del cuadro, porque

también se encuentran en pacientes asintomáticos.

b.1.2). INFECCIONES EXTRAINTESTINALES POR E. COLI

b.1.2.1). Infecciones urinarias.

Si bien el sitio más importante de colonización normal de las

enterobacterias es el tracto gastrointestinal, el sitio más común de

infección es el tracto urinario. E. coli es la causa más frecuente de

infección urinaria. Las cepas de E. coli uropatógena (ECUP) tienen más

probabilidades que las cepas fecales de generar fimbrias P que se unen

a los receptores de glucolípidos en la superficie de las células huésped,

de encapsularse, de producir la toxina citolítica hemolisina y de tener

múltiples sistemas de adquisición de hierro. Sin embargo, cada vez se

admite más que la distinción entre ECUP y otras cepas que provocan

otras infecciones extraintestinales es artificial, y que estas cepas

deberían englobarse dentro de un patotipo único denominado E. coli


Patogénica extraintestinal (ECPEx). Esta observación es válida tanto

para las cepas que causan infección del tracto urinario (ITU) en

pacientes con tractos urinarios patológicos (litiasis, anomalías

anatómicas, etc.) como para las infecciones de otras localizaciones (por

ejemplo, colangitis en pacientes con obstrucción de las vías biliares).

b.1.2.2). Infecciones respiratorias.

Las infecciones del tracto respiratorio suelen ser oportunistas. En los

pacientes con enfermedades graves, la alteración de la fisiología permite

la colonización de la vía respiratoria y gástrica. El cuadro clínico suele ser

el de una bronconeumonía que compromete más a los lóbulos inferiores,

con empiema en un tercio de los pacientes y bacteriemia en otro. La tasa

de mortalidad es alta (50% o más) favorecida sobre todo porque afecta a

personas debilitadas.

b.1.2.3). Infecciones del sistema nervioso central.

Los neonatos, durante su primer mes de vida están particularmente

predispuestos a la meningitis bacteriana. E. coli y los estreptococos del

grupo B son responsables de la mayoría de los casos.

Las cepas aisladas de pacientes con meningitis neonatal tienen más

probabilidades que las cepas fecales de producir la cápsula K1 que dota

a la bacteria de mayor resistencia frente al suero y frente a la fagocitosis.

El embarazo se asocia con una tasa aumentada de colonización por

cepas K1. En la población adulta la meningitis por E. coli se observa

asociada a: a) inmunodepresión, b) edad superior a 60 años y c)

manipulación quirúrgica previa.


b.2). Salmonella sp:

Los serotipos de Salmonella sp se engloban dentro de una especie,

Salmonella choleraesuis. Existen más de 2.000 serotipos diferentes que

se agrupan en seis grupos. Grupo A: S. paratyphi A; grupo B: S.

typhimurium y S. bredeney; grupo C1: S.choleraesuis, S. montevideo y S.

oranienburg; grupo C2: S. neuport; grupo D: S. typhi, S. enteritidis, S.

dublin y S. gallinarum; grupo E1: S. butantan, S. anatum y S. give. La

salmonelosis puede observarse bajo cinco diferentes síndromes clínicos,

que se presentan de forma exclusiva o superpuesta, y que corresponden

a los siguientes: portador asintomático, gastroenteritis aguda,

bacteriemia (la presencia de una bacteriemia por Salmonella obliga a

descartar la existencia de una infección por el VIH), infecciones focales

(meningitis, osteomielitis o abscesos) y fiebre tifoidea. Se trata de un

género de enterobacterias no formadores de esporas, anaerobias

facultativas y móviles. Son oxidasa negativas y prácticamente todas

lactosa negativas.

b.2.1). Fiebre tifoidea:

La fiebre tifoidea es una enfermedad sistémica febril causada por S.

typhi, S. paratyphi y ocasionalmente, S. typhimurium18. Es

especialmente prevalente en el centro y sudeste asiático, sur de África,

Hispanoamérica y Oceanía, excepto Australia y Nueva Zelanda. El

reservorio es el hombre enfermo y el portador crónico que elimina bacilos

por las heces, produciéndose transmisión fecal-oral.

Se caracteriza por la aparición de fiebre progresiva asociada a

estreñimiento o diarrea profusa de carácter inflamatorio. Clásicamente se

ha asociado a esta enfermedad la bradicardia relativa, pero en realidad

es un dato con baja sensibilidad y especificidad. Las complicaciones más


graves son la hemorragia digestiva, la perforación intestinal y los

aneurismas micólicos.

b.3). Enterobacter:

Hasta la década de 1960 estos gérmenes estaban agrupados en la

clasificación de Klebsiella-Aerobacter. A diferencia de Klebsiella, los

Enterobacter son móviles y su cápsula tiende a ser menos notable. Las

cepas de Enterobacter suelen colonizar a los pacientes hospitalizados,

en particular a los tratados con antibióticos, y han sido asociados con

infecciones de quemaduras, de heridas, de las vías respiratorias y del

tracto urinario.

b.4). Yersinia:

Para el hombre los microorganismos patógenos son Yersinia pestis,

Yersinia enterocolitica y Yersinia pseudotuberculosis. Se trata de

zoonosis que habitualmente afectan a roedores, cerdos y aves, siendo el

ser humano un huésped accidental de la infección. Y. pestis se desarrolla

de forma aerobia en la mayoría de los medios de cultivo y no fermenta la

lactosa. Hay estudios genéticos que han demostrado que Y. pestis

deriva de la Yersinia enterocolítica

. Es el agente etiológico de la peste, enfermedad que se considera

erradicada en España. Y. enterocolitica e Y. pseudotuberculosis

producen enfermedad con frecuencia en Europa, sobre todo en los

países del Norte de la misma. Esta predisposición regional se puede

explicar por: a) mayor sensibilidad de los clínicos y los microbiólogos

para su diagnóstico y b) mayor exposición a fuentes ambientales, sobre

todo a productos del cerdo Y. enterocolítica es una causa relativamente

infrecuente de diarrea, siendo algo más frecuente en los países


escandinavos. La infección por Y. pseudotuberculosis es la más rara de

las yersiniosis. La manifestación más frecuente es la adenitis

mesentérica. También se han descrito casos de eritema nodoso, que en

ocasiones se han presentado de forma epidémica

Los pacientes con septicemia por Y. enterocolitica deben recibir

antibioterapia, aunque la mortalidad es elevada a pesar del tratamiento

(50%).

b.5). Shigella:

Shigella spp. es responsable de la disentería bacilar. Se trata de un

cuadro muy similar al producido por las cepas enterohemorrágicas o

enteroinvasivas de E. coli. El origen de la infección se produce a través

de la contaminación de vegetales.

El diagnóstico se realiza a través del coprocultivo. El tratamiento se basa

en la rehidratación y tratamiento antibiótico, que estaría indicado en

todos los casos.

b.6). Citrobacter:

Los miembros del género Citrobacter se denominan así por su capacidad

para usar citrato como su única fuente de carbono.

Se diferencian por su capacidad para convertir el triptófano en indol,

fermentar la lactosa y utilizar malonato. C. freundii produce H2S de ahí

que pueda confundirse con Salmonella. El tracto urinario es el lugar de

origen más frecuente de los cultivos de Citrobacter, a menudo asociado a

un catéter insertado.


Estas bacterias también pueden cultivarse a partir de las vías

respiratorias, un hallazgo que representa con más frecuencia

colonización que infección sintomática. Además, las cepas de Citrobacter

están implicadas en infecciones intraabdominales, infecciones de tejidos

blandos y osteomielitis. C. diversus ha provocado frecuentes brotes

nosocomiales de meningitis neonatal. Las cepas de C. freundii tienen

genes ampC inducibles que codifican la resistencia a la ampicilina y

cefalosporinas de primera generación.

c). Importancia de recuento de enterobacterias en alimentos:

c.1). Microorganismos indicadores

Los moluscos, puesto que son animales sésiles que se alimentan filtrando

el agua, concentran sus bacterias y virus y pueden convertirse en

vehiculizadores peligrosos de microorganismos patógenos entéricos. Su

peligrosidad es doble porque muchos se consumen crudos o ligeramente

cocidos.

Por ello la presencia de determinados microorganismos en los alimentos

en este caso las conchas negras se puede aprovechar como un indicador

potente sobre algunos aspectos fundamentales relacionados con los

mismos.

Este tipo de microorganismos recibe la denominación común de

microorganismos indicadores y su investigación y cuantificación nos puede

aportar información sobre la seguridad sanitaria del alimento, su grado de

alteración, su nivel de envejecimiento, la bondad de su proceso de

elaboración, de transporte, etc.


c.2).Enterobacterias con significación clínica

Citrobacter freundii, Citrobacter Koseri

Enterobacter aerogenes, Enterobacter cloacae

Escherichia coli

Klebsiella pneumoniae, Klebsiella oxytoca

Morganella morganii

Proteus mirabilis

Salmonella entérica

Serratia marcescens

Shigella sonnei, Shigella flexneri

Yersinia pestis, Yersinia enterocolítica, Yersinia pseudotuberculo.

CONCHAS MARINAS

Una concha es la cobertura dura, rígida y exterior que poseen ciertos animales.

Solo se consideran conchas los exoesqueletos de los moluscos.

Las conchas tienen tres capas, aunque alguna de ellas puede desaparecer en

ciertos grupos de moluscos. La más interna es el nácar o endostraco. Es una

mezcla orgánica de capas de conquiolina (una escleroproteína) y cristales

de aragonito. La intermedia es el mesostraco, donde aparecen cristales

prismáticos de carbonato cálcico (CaCO3), en forma de aragonito o calcita.

Por último, el periostraco es una capa orgánica de conquiolina. A veces se dice

que las conchas contienen quitina, pero este es un material que no guarda

ninguna relación, ya que es un polisacárido. Solamente podría decirse que la

conquiolina se parece a la queratina, porque ambas son escleroproteínas.

http://es.wikipedia.org/wiki/Prote%C3%ADna_fibrosa

http://es.wikipedia.org/wiki/Queratina

http://es.wikipedia.org/wiki/Quitina

http://es.wikipedia.org/wiki/Calcita

http://es.wikipedia.org/wiki/Carbonato_c%C3%A1lcico

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Mesostraco&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/Aragonito

http://es.wikipedia.org/wiki/Prote%C3%ADna_fibrosa

http://es.wikipedia.org/wiki/Conquiolina

http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Endostraco&action=edit&redlink=1

http://es.wikipedia.org/wiki/N%C3%A1car

http://es.wikipedia.org/wiki/Molusco

http://es.wikipedia.org/wiki/Exoesqueleto

http://es.wikipedia.org/wiki/Animal


a). Conchas de Abanico:

IDENTIDAD TAXONOMICA

Familia : Pectinidae

Nombre Científico : Argopecten purpuratus (Lamarck, 1861)

Nombre común : concha de abanico

Nombre inglés : Scallop

Nombre FAO : Español: Ostión abanico

Inglés : Peruvian callico scallop

DISTRIBUCIÓN

Argopecten purpuratus se distribuye desde Paita, Perú (Alamo y

Valdivieso, 1987) hasta Valparaíso, Chile (Bore y Martínez, 1980), dentro

de bahías semi-protegidas con sustratos sedimentarios (Brand, 1991).

Verticalmente ocupa la zona infralitoral de fondos arenosos, areno-

pedregosos, areno-fangosos, con presencia de algas (Paredes et al,

1998; Valdivieso y Alarcón, 1985), en profundidades de 2 a 40m.

Los principales bancos naturales se ubican en la Bahía de Sechura, Isla

Lobos de Tierra, Bahía de Samanco, Bahía Los Chimus, Isla Santa, Isla

Blanca, Callao y Bahía Independencia.

ASPECTOS BIOLÓGICOS

Características de la especie Molusco bivalvo de la Familia Pectinidae

que presenta dos valvas comprimidas, articuladas dorsalmente, con 23 a

26 costillas radiales que delimitan surcos en los que se encuentran

estriaciones transversales.


La cavidad del manto es espaciosa y presenta branquias grandes que

han adquirido la función de acumular alimento, además de la respiratoria.

Tiene un pie comprimido en forma de hacha y un músculo central que

sirve para cerrar las valvas con fuerza.

a.1). Importancia y características:

Las conchas de abanico son un producto conocido internacionalmente

como “Scallopos” (Peruvian Scallops) o Vieiras Concentradas bajo sus

distintos rubros (congeladas, frescas o refrigeradas y en conservas).

Las mismas se comercializan con un precio internacional, en nuestro

caso bajo el tipo de operación exportación, que varía entre 15 y 30

dólares por kilo y mayormente la modalidad de compra del cliente son

las de sellado al vacío. Sin embargo, las modalidades fluctúan según

los deseos del cliente.

Asimismo, la elección de las conchas de abanico como un producto a

exportar fue porque es un mercado en expansión debido a la

tendencia actual del consumo de productos hidrobiológicos a nivel

mundial. Esto se debe a la garantía que ofrecen en tanto salubridad y

sostenibilidad económica.

Por otro lado, contamos con una ventaja competitiva en cuanto al

cultivo de las mismas pues en nuestro país se da la posibilidad de

sembrar conchas de abanico durante todo el año, así como estar

salvos de épocas de veda. Esta última razón nos permite aprovechar

la demanda insatisfecha existente en el mercado internacional.

No obstante, dentro de sus bondades se encuentran: menor riesgo a

problemas del corazón, desarrollo del cerebro, tendencia a la baja en

la presión, mejora la función del riñón y contrarresta las inflamaciones.


b). Conchas negras:

Anadara tuberculosa (Sowerbi, 1833) es un molusco bivalvo de la familia

Arcidae, subfamilia Anadarinae, que se distribuye ampliamente en las

Costas del Pacífico, desde la Laguna de Ballenas (Baja California),

Mazatlán (Sinaloa), Salina Cruz (Oaxaca), hasta llegar a Perú (Squires et

al. 1977).

Anadara tuberculosa es un organismo que alcanza una talla promedio de

62 mm de altura por 49 mm de longitud; es típico de la zona de mareas,

y alcanza su máxima densidad en las raíces de mangle. El intervalo de

temperaturas en las zonas donde se desarrolla se encuentra entre los

17° C y los 27°C y en mangles pantanosos desde los 20.5°C a 35°C. En

cuanto a la salinidad, los límites están entre los 30-40% para una

población de mangles localizados en el Mogote, de la Bahía de la Paz

Baja California Sur (Baqueiro et al. 1982).

En muchos grupos de vertebrados e invertebrados en los que se ha

estudiado el epitelio de los túbulos seminíferos se encuentra que éste

está compuesto de una población de células germinales en diferentes

fases de su desarrollo y de células de soporte usualmente denominadas

células de Sertoli. En el caso de Anadara tuberculosa los túbulos tienen

un curso irregular con células en diferentes estadios de la

espermatogénesis: espermatogonias, espermatocitos, espermátidas y

espermatozoides, los cuales se organizan conformando estructuras

piramidales en los túbulos (descritos con microscopia de luz por Ortiz y

Uría, 1998).

Por lo tanto en este trabajo se analiza por primera vez la ultraestructura

de las células germinales y se describen las principales diferencias entre

dichas células, así como la forma del acrosoma del espermatozoide, lo


cual puede contribuir a una mejor caracterización taxonómica de las

especies de ésta familia.

MEDIOS DE CULTIVO

Los medios de la familia Enterobacteriaceae crecen fácilmente en los

medios de cultivo.

Las muestras de materiales generalmente estériles, como el líquido

cefalorraquídeo o un tejido que se obtienen durante la cirugía, se pueden

inocular en medios de agar sangre no selectivos. Los medios selectivos

(p.ej., agar de Mac Conkey, agar eosina-azul de metileno [EMB]) se usan

para el cultivo de muestras que suelen estar contaminadas por otros

microorganismos (p. ej., esputo, heces) El uso de estos medios

selectivos diferenciales permite separar las enterobacterias que

fermentan la lactosa de las cepas que no la fermentan.

a). Medios no selectivos: agar sangre.

b): Medios selectivos-diferenciales: agar Mc Conkey, agar EMB.

Mc Conkey: colonias rosadas (fermentan lactosa), colonias

transparentes (no fermentan lactosa).

Agar EMB: colonias azules (fermentan lactosa), colonias

transparentes (no fermentan lactosa).

c): Medios altamente selectivos: SS agar, agar XLD, agar Hektoen entérico.


METODOS DE ENSAYO PARA MARISCOS (MOLUSCOS BIVALVOS)

ANÁLISIS MICROBIOLÓGICOS

Transporte de la muestra

• Se llevan las muestras de bivalvos al laboratorio lo más rápido posible. Se

transportan en un recipiente frío o con bolsas o almohadillas congeladas para

mantener la temperatura a ± 4°C. Se procura que las muestras no toquen las

bolsas o almohadillas congeladas.

• Se procura que el tiempo transcurrido entre la toma de la muestra y el comienzo

del análisis no debe superar las 24 horas Se mantiene a 4°C durante este período

y no se congela la muestra.

Preparación de la muestra.

• Se usan guantes durante la preparación de la muestra.

• Se descarte cualquier marisco abierto o dañado

• Se selecciona al menos 15 ejemplares de mariscos grandes o el doble de los

pequeños.

• Se raspan las valvas bajo el chorro de agua potable del grifo

• Se secan con papel toalla

• Se abren las valvas con un cuchillo o cuchara abrevalvas estéril (flameado y

enfriado)


• Se inserte el cuchillo entre las dos valvas hacia la charnela del marisco. Se

empuje el cuchillo hacía el interior y abra la valva superior hacia fuera, dejando

que el líquido intervalvar drene a un recipiente estéril pesado, bolsa o matraz.

• Se pasa el filo a través del músculo separando los ligamentos que lo atan a la

valva.

Se retire la concha superior y se raspa el músculo vaciando el contenido en el

recipiente, bolsa o matraz. Se repita la operación con los ejemplares

seleccionados.

Homogenización y dilución usando el homogenizador o licuadora.

• Se pesa 50g del alimento en un vaso de licuadora estéril de alta velocidad y se

añade 450 ml de agua para dilución estabilizada con fosfato de Butterfield y se

mezcla durante 2 minutos.

• O en su defecto se pesa el matraz que contiene el músculo y líquido tisular y se

resta el peso del matraz para obtener el peso de la muestra. Se agrega el líquido

de dilución estéril a razón de 2 partes por peso. Se transfiere al recipiente del

homogenizador y se somete a alta velocidad (12000 rev/min) durante 60 segundos

ó a 4 sesiones de velocidad de 15 segundos de intervalo. Se deja reposar 30

segundos y se transfiere 30 ml del homogenizado a 70 ml del líquido de dilución

estéril. Esto constituye la dilución 10-1 (1 en 10).

• Se prepara la siguiente dilución 10-2 (1 en 100) añadiendo 10 ml de la primera

dilución en 90 ml del líquido de dilución. Si se espera que los niveles del

microorganismo sean altos, se preparan entonces las diluciones 10-3 y 10-4 de la

misma forma. Se guarda el remanente a 4°C.

* Homogenización y dilución Usando el “Stomacher” (optativo)


RECUENTO DE E. COLI y COLIFORMES FECALES

Determinación del NMP de E. coli /Coliformes en mariscos con medio EC-Mug

Referencia

Manual de Análisis Bacteriológico del FDA, USA. 2001

Materiales

• Medio de cultivo Caldo EC- Mug

Procedimiento

Prueba presuntiva para Coliformes

• Se procede como en el acápite “homogenización de la muestra”

• Se preparan diluciones decimales con 90 mL de agua para dilución más 10 ml

del homogenizado, se procede del mismo modo para las siguientes diluciones; el

número de diluciones a ser preparadas dependerá de la densidad de coliformes.

Se agitan todas las suspensiones 25 veces en un arco de 30 cm por 7s. Se utilizan

pipetas apropiadas para no verter < 10% del volumen real. Se transfiere porciones

de 1ml a cinco tubos de caldo lauril triptosa por cada dilución consecutiva; se

sostiene la pipeta en un ángulo de manera que su lado inferior descanse contra el

tubo y se deja desaguar de 2-3 s. Se procura no pasar más de 15 min. desde el

momento en que se licua la muestra.

• Se incuban los tubos 48±3h a 35 °C, al cabo de este tiempo se examina la

producción de gas, es decir el desplazamiento del medio en los tubos de Durham

ó efervescencia cuando los tubos son agitados suavemente.

•Se transfiere una asada de cada uno de estos tubos a uno de caldo EC- MUG y

se incuba 48± 2h a 45.5 ± 0.2 °C. Se siembra a la vez controles positivos con una

cepa de colección (ATCC) de E. coli y como control negativo una cepa de

colección de Klebsiella pneumoniae y un tubo de caldo EC - MUG sin inocular


como control del medio. Se verifica la producción de gas a las 24 ±2h; si el

resultado es negativo, se examina nuevamente a las 48 ±2h.

• Se determina la fluorescencia con una lámpara UV de onda larga en una cámara

oscura, a una distancia de 5 a 10 mm de los tubos de EC – MUG. Se usan los

tubos de caldo EC – MUG de control como referencia para determinar la

fluorescencia positiva o negativa de los tubos.

Cálculo del NMP

• Se obtiene el cálculo de E. coli ubicando en las tablas de Número Más Probable,

el código obtenido por el número de tubos positivos de las tres diluciones de

cultivos en caldo EC – MUG que presentan fluorescencia bajo irradiación UV.

* Nota: Este método usando el caldo EC sin el reactivo cromogénico Mug se usa

también para determinar Coliformes fecales incubando a 45±0.2°C

ANÁLISIS DE E. COLI (Método alternativo)

Referencia:

• Método Estándar del NMP con 5 tubos recomendado para el cumplimiento de la

Directiva 91/492/CEE. (Publicado en Communicable Diseases and Public Health,

Vol 1, N°3 Setiembre 1998, Revista del Laboratorio de Salud Pública de Colindale,

Londres)

Materiales

Se utilizan los siguientes medios:

• Caldo Glutamato con Minerales Modificado (CGMM), por ejemplo el medio base

preparado por Oxoid CM607 con Glutamato Sódico 1124 u otra preparación

equivalente de otra marca. Este medio es preparado en forma simple o a doble

concentración y distribuido en tubos o frascos a razón de 10 ml.


• Simple concentración: Se disuelve 2,5 g de cloruro de amonio en 1 L de agua

destilada. Se añade 11,4 g del medio base de minerales modificado y 6,4 g de

glutamato sódico.

• Doble concentración: Se disuelve 5 g de cloruro de amonio en 1 L de agua

destilada.

Añadir 22,7 g del medio base de minerales modificado y 12,7 g de glutamato

sódico.

• Se mezcla hasta disolver completamente. Se ajusta el pH a 6,7 después de

esterilizar.

Se distribuye en 10 ml. Se esteriliza al autoclave 10 minutos a 116 °C.

• Medios alternativos: Agar 5-bromo-4-cloro-3-indolil-ß-D-glucurónido (BCIG); Agar

Bilis Triptona (TBX) con 75mg /l del reactivo anterior (ej. Oxoid CM 945); Lab M

LAB 162 (Agar Triptona Bilis Glucurónido)

Cepas control:

NCTC 9001 Escherichia coli (ß-glucuronidasa positiva)

NCTC 9528 Klebsiella aerogenes (ß-glucuronidasa negativa)

Procedimiento:

Primera etapa:

Inoculación:

• Se Inocula 10 ml de la primera dilución 10-1 a cada uno de los 5 tubos que

contienen 10 ml del medio CGMM a doble concentración. Cada tubo contiene el

equivalente a 1 g de tejido.

• Se inocula 1 ml de la primera dilución 10-1 a cada uno de los 5 tubos que

contienen 10 ml del medio CGMM a simple concentración. Cada tubo contiene el

equivalente a 0,1 g de tejido.

• Se inocula 1 ml de la dilución 10-2 a cada uno de los 5 tubos que contienen 10

ml del medio CGMM a simple concentración. Cada tubo contiene el equivalente a

0,01 g de tejido.


• Si se han preparado más diluciones se inocula 1ml de cada dilución en cada

serie correspondiente de 5 tubos conteniendo 10 ml de medio a simple

concentración.

Incubación:

• Se incuban los tubos inoculados a 37°C durante 24±2 horas

• Al final del período de incubación, examine los tubos para apreciar la presencia

de acidez, que se nota por una coloración amarilla del medio. Note que la

presencia de cualquier cantidad de ácido se considera como resultado positivo. La

ausencia de ácido se considera como resultado negativo para E. coli.

Segunda etapa

• Al momento de la detección se repica todos los tubos que muestren acidez sobre

la superficie del Agar BCIG en forma estriada en cinco secciones hasta el

agotamiento para obtener colonias bien aisladas. No se refrigeran los tubos antes

del subcultivo o estriado.

• Se incuban las placas a 44°C±1 por 20-24 horas.

• Se examinan las placas para ver colonias verdiazules que significa una actividad

glucuronid ásica. Los tubos de CGMM que muestran crecimiento de estas colonia

se considera que contienen E. coli. La ausencia de colonias verdiazules denota un

resultado negativo para E.coli.

Cálculo de E. coli

• Después de terminar la segunda etapa de la prueba se determina el número de

tubos con CGMM positivos para E.coli. Se consulta el número más probable de la

tabla respectivo al rango de diluciones utilizadas. Se reportan los resultados como

el número de E. coli por 100 g de marisco.

• Si la combinación de tubos positivos obtenida no se encuentra en la tabla del

NMP respectiva se reporta la prueba como nula o se repite la prueba con el

homogenizado remanente guardado a 4°C.


ANÁLISIS DE SALMONELLA

Generalidades:

• Los métodos que se aplican para el análisis de mariscos son solo para los

productos que se destinan al consumo humano directo, pero no son utilizados

para la clasificación de áreas de recolección o cultivo de mariscos.

• El siguiente método es válido para el aislamiento de los numerosos serotipos de

Salmonella pero no para Salmonella Typhi, para el cual se utiliza otro método más

adecuado.

Materiales

Medios de cultivo:

• Agua Peptonada Tamponada (APT) (ej, Oxoid CM 509 o equivalente)

• Caldo Peptonado Rappaport Vassiliadis Soya (RVS) (ej. Oxoid CM 866 o

equivalente)

• Agar XLD (ej. Oxoid CM 469 o equivalente)

• Agar Verde Brillante (BGA) (ej. Oxoid CM 329 modificado o equivalente)

Preparación de la muestra

• Se sigue el procedimiento del método para E. coli anterior.

Procedimiento:

Homogenización y pre-enriquecimiento

• Con homogenizador o licuadora. Se pesa una cantidad separada de 25 g en un

matraz estéril. Se añade 50 ml procedente de un volumen medido de 225 ml de

Agua Peptonada Tamponada y se homogeniza a alta velocidad por un total de 60

segundos (ver método de E.coli). Se agrega el restante del APT y se mezcla bien.

Se incuba a 37°C±1 por 18-24 h.


Con el Stomacher (optativo): Se retira 25 g del homogenizado (preparado como en

el Método para E. coli anterior) y se mezcla con 225 ml de Agua Peptonada

Tamponada (APT) en un recipiente o matraz de 250 ml. Se incuba a 37°C±1

durante 18-24 horas.

Enriquecimiento Selectivo

• Se transfiere 0,1 ml de los tubos incubados con APT a 10 ml de Caldo Peptona

Rappaport Vassiliadis Soya (RVS). Se incuba a 41-42°C por 48±2 h.

Subcultivo

• Se vuelve a cultivar el caldo RVS después de 18 a 24 horas y de nuevo después

de 48 h. Con un asa de metal de 2-3 mm de diámetro se repica sobre placas de

Agar XLD y Agar Verde Brillante (BGA) hasta el agotamiento para obtener

colonias aisladas. Se incuban ambas placas a 37°C±1 por 18-24 h. Al final de la

incubación se examinan las colonias de las placas sospechosas de Salmonella y

se continúa con las pruebas bioquímicas y serológicas.

METODO PARA SALMONELLA TYPHI

Materiales:

Medios de Cultivo:

• Agua Peptonada Tamponada (APT) (ej. Oxoid CM 509

• Caldo Selenito F (ej. Oxoid CM 399 con biselenito sódico L 121 para alcanzar

0,4% de concentración.

• Agar Citrato Desoxicolato modificado por Inés (ej. Oxoid CM 227, Lab M LAB65)

• Agar Sulfito Bismuto (ej. Lab M LAB13A y LAB13B)

Preparación de la muestra:

Homogenización y Pre-enriquecimiento

• Como en la anterior


Enriquecimiento Selectivo

• Se transfiere 10 ml del cultivo en APT a 100 ml de Caldo Selenito F. Se incuba a

37°C±1 por 24±2 h.

Subcultivo

• Al final del período de incubación, se repica el cultivo en Selenito al Agar Citrato

Desoxicolato (DCA) y al Agar Bismuto Selenito. Se utiliza un asa de metal de 2- 3

mm de diámetro para estriar hasta el agotamiento para obtener colonias aisladas.

• Se incuban las placas a 37°C por 18 a 24 h. Se examinan las placas para ubicar

las colonias sospechosas de Salmonella. Se incuban de nuevo las placas por 24 h

más (48±2 h en total) y se examinan de nuevo al fin de la incubación.

• Se comprueban las colonias por medio de pruebas bioquímicas y serológicas.

ANÁLISIS DE VIBRIONES

Referencia:

• Manual de Análisis Bacteriológico del FDA, USA. 2001

Materiales:

Medio de cultivo Agar Tiosulfato Citrato Bilis Sacarosa (TCBS).

Procedimiento:

• Se pesa 30 g de tejido entero del bivalvo y se homogeniza con 200 mL de agua

peptonada alcalina (APA) a doble concentración, se homogeniza e incuba a 36 °C

por 6-18 horas.

• Se retiran los frascos de la incubadora con cuidado, evitando mover demasiado

el caldo; se toma con un asa de siembra una asada de la película superficial

formada por el crecimiento bacteriano y se estría en placas con agar Tiosulfato

Citrato Bilis Sacarosa (TCBS). Se incuba a 36°C por 18-20 horas.

• Se observan las colonias de color amarillo o del color del medio (verdes) y se repican en tubos con agar triptona soya (TSA) inclinado, para realizar luego las pruebas bioquímicas respectivas.


ANÁLISIS BIOQUIMICOS

Para obtener identificar las especies de enterobacterias presentes en conchas

negras y conchas de abanico, es necesario interpretar los resultados.

Se sigue el siguiente esquemai para realizar el procedimiento:

Además. El laboratorio regional de referencia de Salud – Región de Salud – Piura.

Tiene resultados específicos para identificación de enterobacterias usando Agar

TSI y LIA.


REACCIONES ESPECÍFICAS PARA ESPECIES DE ENTEROBACTERIAS:

a). BIOQUÍMICA PARA DETECTAR Shiguella sp

a.1). TSI: K/A

Alcalina (rojo) en la superficie inclinada.

Ácida (amarillo) en el fondo.

Sin producción de SH2 (sin ennegrecimiento del fondo del tubo) y sin

producción de gas.

a.2). LIA: K/A

Alcalina (color púrpura) en la superficie inclinada.

Ácida (amarillo) en el fondo.

Sin Producción de SH2 (ennegrecimiento del fondo del tubo).


a.3). UREA:

No son capaces de utilizar urea. El medio urea contiene un indicador de pH

que varia a color rosa fuerte cuando la reacción es positiva.

La reacción debe ser negativa: urea (-).

Permanece el mismo color que antes de la incubación.

a.4). SIM: Shiguella sp no tiene movilidad en este agar.

a.5). CITRATO: Shiguella sp es Citrato negativo

b). BIOQUÍMICA PARA DETECTAR E. coli

b.1). Resultados para TSI: A/A o K/A: Glucosa y lactosa y/o sacarosa

fermentadas.

Puede producirse SH2 o no.

Puede haber presencia de gas o no.

b.2). Resultados para LIA: K/A o K/K, sin producción de ácido. Sulfhídrico.

- Prueba citrato ( - ) Escherichia Coli

- INDOL(+) Escherichia coli

- Caldo urea negativo.

- Si presenta motilidad en agar SIM

c). BIOQUÍMICA PARA DETECTAR Salmonella sp


c.1). TSI: K/A: Glucosa y lactosa y/o sacarosa fermentadas.

Puede haber presencia de gas o no.

Con producción de SH2.

c.2). LIA: K/K con producción de SH2.

c.3). UREA: Caldo urea negativo.

c.4).Presenta movilidad en agar SIM.

c.5). Citrato de Simmons +/ -

3.2. Bases Teóricas

1. Bacterias entéricas indicadoras: Escherichia coli, coliformes y

Enterobacteriaceae

E.coli tiene como hábitat natural el tracto intestinal de hombre y animales =

indicador de contaminación fecal E. coli es el indicador clásico de la posible

presencia de patógenos entéricos en el agua, en los moluscos, en los

productos lácteos y en otros alimentos crudos.

Una práctica común es utilizar las pruebas para coliformes, que incluyen E.

coli, en los ensayos de “screening” o preliminares. Si de estas pruebas

iniciales se deduce la posibilidad de contaminación fecal, los coliformes y

otras Enterobacteriaceae se someten a posteriores estudios para

determinar si entre ellos está presente E. coli.

El término habitual “coliformes” comprende E. coli y diversas especies

pertenecientes a otros géneros de la familia Enterobacteriaceae


fermentadores de la lactosa con producción de gas a 31-37ºC. Pueden ser

o no fecales.

Los “coliformes fecales” incluyen un grupo de microorganismos

seleccionados por incubación de los inóculos procedentes de un caldo de

enriquecimiento de coliformes a temperaturas superiores a las normales

(44-45ºC), dependiendo del método.

Tales cultivos de enriquecimiento contienen por lo general un alto

porcentaje de E. coli y son, por ello, muy indicativos de una probable

contaminación de origen fecal del alimento.

Hay laboratorios que prefieren determinar la familia entera de las

Enterobacteriaceae (es decir, todos los tipos lactosa+ y lactosa -) por las

siguientes razones:

a) El recuento de coliformes puede incluir toda una serie de bacterias

diferentes, según la muestra, el medio, la temperatura de incubación y los

criterios utilizados para la lectura. Esta variabilidad puede ser la causa de

discrepancias entre los datos obtenidos en laboratorios diferentes.

b) Una prueba sólo para las bacterias lactosa positivas puede llevar a

resultados falsamente seguros en los casos en los que predominan las

lactosa negativas (ej salmonella).

c) Salmonella puede ser en los alimentos, más resistente frente a las

influencias desfavorables que E. coli y otros coliformes. De nuevo, la

ausencia de estos últimos microorganismos puede llevar a conclusiones de

seguridad falsas.


1.1Función como microorganismo índice

E. coli es el único microorganismo índice válido en el análisis de los

alimentos vegetales frescos. En los alimentos frescos o naturales de origen

animal, la mayor parte de las Enterobacteriaceae proceden de

contaminaciones de origen fecal y su presencia en gran número puede

indicar una manipulación no higiénica y/o un almacenamiento inadecuado.

1.2 Función como microorganismo indicador

En los alimentos que han recibido un tratamiento para garantizar su sanidad,

la presencia de niveles considerables de Enterobacteriaceae o de coliformes

considerables de Enterobacteriaceae o de coliformes indica:

1.2.1). Tratamiento inadecuado y/o contaminación posterior al tratamiento,

más frecuentemente a partir de materias primas, equipos sucios o

manejo no higiénico.

1.2.2). Multiplicación microbiana que pudiera haber permitido el

crecimiento de toda la serie de microorganismos patógenos y

toxigénicos.

3.3. Definición de Términos

Conchas negras: Es un molusco perteneciente a los bivalvos, son

animales filtradores que viven en los mares enterrados en la arena o

sujetos a las rocas.

Moluscos: Forman uno de los grandes filos del reino animal. Son

invertebrados protóstomos celomados, triblásticos con simetría bilateral


(aunque algunos pueden tener una asimetría secundaria) y no

segmentados, de cuerpo blando, desnudo o protegido por una concha.

Los moluscos son una importante fuente de alimentación para la

especie humana.

Enterobacteriaceae: Las enterobacteriáceas (Enterobacteriaceae) son

una familia de bacterias Gram negativas que contiene más de 30

géneros y más de 100 especies que pueden tener morfología de

bacilos o cocos.

Conchas Blancas: Ella se caracteriza por ser un molusco filtrador de 2

valvas (es decir, dos placas). Su especie, conocida como Argopecten

Purpuratus, habita en zonas costeras, entre profundidades que van

entre los 5 metros hasta los 30 metros y bajo las temperaturas que

varían entre los 13° y 28°C.

Septicemia: Es una infección grave y potencialmente mortal que

empeora en forma muy rápida y que puede surgir de infecciones en

todo el cuerpo, entre ellas, infecciones en los pulmones, el abdomen y

las vías urinarias.

Eritema nodoso: Es un trastorno inflamatorio que consiste en

protuberancias (nódulos) rojas y sensibles bajo la piel.

http://www.nlm.nih.gov/medlineplus/spanish/ency/article/003230.htm


4. DEFINICION DE LAS POBLACIONES DE ESTUDIO

4.1 Características Generales:

4.1.1 Criterios de Inclusión:

Conchas negras y conchas de abanico adquiridas en el

Terminal pesquero de Piura.

Diferentes especies de enterobacterias.

4.1.2 Criterios de Exclusión:

Conchas negras y de abanico que no sean adquiridas en

el Terminal pesquero de Piura.

Bacterias distintas (que no sean enterobacterias).

4.2 Ubicación Temporo – Espacial:

El estudio se va a realizar durante el periodo de Octubre – Diciembre

del 2012 en el Terminal pesquero de Piura.

5 METODOLOGIA

5.1Tipo de Investigación:

Tipo de estudio: Científico

Por intervención del investigador: Experimental

Según diseño de análisis de los resultados: Descriptivo - comparativo.

Según la temporalidad: Prospectivo

5.2Universo:


Conchas negras y de abanico procedentes de diversos lugares de la

Región llegadas al terminal pesquero de Piura.

5.3Población:

Conchas negras (25) y de abanico (25) adquiridas en el terminal

pesquero de Piura.

5.4Tamaño y selección de la muestra:

Tamaño de muestra: 12 conchas negras y 12 conchas de abanico.

Selección de la muestra: Mediante números aleatorios.

6. OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES Y ESCALAS DE MEDICIÓN


VARIABLE DEFINICIÓN CONCEPTUAL

DEFINICIÓN OPERACIONAL INDICADOR

TIPO DE VARIABLE

ESCALA DE

MEDICIÓN

VALORES FINALES

Enterobacterias

Conchas negras

Conchas de abanico

Bacilos grannegativos, es el grupos de mayor

especie, son anaerobios facultativos,

generalmente catalasa (+) y oxidasa

(-).

Molusco bivalvo de la familia Arcidae, es un

organismo que alcanza una talla

promedio de 62 mm de altura por 49 mm

de longitud.

Especie Molusco bivalvo de la Familia

Pectinidae que presenta dos valvas

comprimidas, articuladas

dorsalmente, con 23 a 26 costillas radiales que

delimitan surcos en los que se encuentran estriaciones

transversales.

Diferentes especies de

enterobacterias a encontrarse

en conchas negras y

conchas de abanico.

Conchas obtenidas del

terminal pesquero de

Piura.

Conchas obtenidas del

terminal pesquero

1. Ausencia2. Presencia(cantidad)

1. Buen estado

2. Tamaño promedio

1. Buen estado

2. Tamaño promedio

CuantitativaCualitativa

Cualitativa

Cualitativa

NMP (Número

más probable).

- Buen estado

- Tamaño

- Buen estado

- Tamaño

1

2

1

2

1

2

7. RESULTADOS


8. DISCUSIÓN

9. CONCLUSIONES

10.RECOMENDACIONES

11.ANEXOS

12.REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS


- Enterobacterias. Revisado el 15/10/12. Disponible online en:

[http://www.facmed.unam.mx/deptos/microbiologia/pdf/Enterobacterias_Med

icine2010.pdf]

- Conchas de abanico. Revisado el 15/10/12. Disponible online en:[

http://conchasdeabanico.blogspot.com/]

- MURRAY y otros (2009). Microbiología médica. Editorial Elsevier.

Barcelona. 6ta Ed.

- Test bioquímicos. Revisado el 15/10/12. Disponible en:

[http://microbiology.free.fr/Presentations/Biochemicaltests.pdf]

- BROOKS, CARROLL, BUTEL, MORSE. (20004). Microbiología médica.

Editorial El manual moderno. México. 24º Ed.

anteproyecto de mecanismos i

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