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Detección y determinación de los genotipos del Virus de la Diarrea
Viral Bovina (DVB) en cuatro regiones de Colombia
Viviana Vanadia Villamil Reyes M.V, MSc (c)
Tutor: Jairo Jaime Correa M.V, MSc, PhD
Grupo de Microbiología y Epidemiología
Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia - Laboratorio de Virología Animal
2015
Marco teórico
Historia Flaviviridae, Pestivirus1
Alto impacto económico2
Entidad descrita por Olafson3
Distribución mundial4
Endémico en poblaciones
bovinas donde alcanza un nivel
de seropositividad del 40-80%5
1.Peterhans E, et al, 2010. Vet. Research, 41, 1–10. Oguzoglu T, et al, 2010. Trop Anim Health Prod 42:1175–1180.
2.Citado por Häsler B, et al, 2012. Preventive Veterinary Medicine 106 (2012) 162– 173; Muñoz-Zanzi CA. et al. 2004. Theriogenology 61: 1085-1099.
3. Kohara J, et al. 2009. Veterinary Immunology and Immunopathology 128 : 211–347
4. Olafson P, et al. 1946. Cornell Vet, 36 :205–213
5. Moennig V, et al, 2005. Anim Health Res Rev 6:63-74; Citado por Vargas DS, et al ,2009. Rev. Colomb. Cienc. Pecu. 22: 677-688
Fuente: http://tvmdl.tamu.edu/2015/02/10/bvd-herd-drovers-cattle-network/
Agente etiológico
Virus Envuelto1
Simetría icosaédrica
Diámetro: 40-60 nm
ssRNA+
Genoma: 12.3 kb3
ORF que codifica para una poliproteína de 4000 aminoácidos
5’UTR (370 nucleótidos) que proporciona diferencias filogenéticas significativas4
Codifica para 4 proteínas estructurales: C, Erns , E1, E22
1. Fauquet CM, Mayo MA, Maniloff J, Desselberger U, Ball LA. 2005. Eighth ICTV Report, Academic Press, San Diego, CA
2. Knipe DM, Howley PM. 2007. Field’s Virology. Lippncott Williams & Wilkins, USA. Volumen 1, Ed. 5. Flaviviridae: The viruses and their replication. P: 1126-1131.
3. Mahony T, McCarthy F, Gravel J, Corney B, Young P, Vilcek S. 2005. J. Vet Microbiology 106 (1-2-20): 1-6.
4. Vilcek S, Paton DJ, Duekovic B, Strojny L, Ibata G, Moussa A, Loitsch A, Rossmanith W, Vega S, Scicluna M T, Palfi V .2001. Arch. Virol. 146:99-115
Fuente: Editado de www.bode-science-center.com
Clasificación - Genotipos Característica DVB – 1 DVB - 2 DVB -3 ó HoBi like virus2
Distribución geográfica
Mundial; cerca de la erradicación en
algunas regiones de Europa
Mundial, aunque más prevalente en Norte América y Suramérica; cerca
de la erradicación en algunas regiones de Europa.
Suramérica y Sureste africano
Huésped Rumiantes domésticos y salvajes, cerdos
Rumiantes domésticos y salvajes, cerdos
Bovinos y búfalos
Diferencias1 Región 5’UTR Región 5’UTR Región 5’UTR
Cuadro clínico Sintomatología clásica de DVB
Síndrome hemorrágico1:congestión en conjuntiva y mucosas,
hemorragias petequiales y equimóticas; animales PI2
Retardo en el crecimiento, reducción en la producción
láctea, enfermedad de tipo respiratorio y deficiencias en el
rendimiento reproductivo5
Subgenotipos 18 subgenotipos3 (VDVB-1a – VDVB-1r)
2 subgenotipos4
Fuente: Editado de Ridpath J, 2010.
1. Ridpath, 1994. Virology 205(1) 66-74; Tajima E, et al, 2001. Virus Res 76:31–42; Couvreur et al, 2002. Virus Res 85:17–28 2. Bauermann, F.V., Ridpath, J.F., Weiblen, R., Flores, E.F. 2013. J. Vet. Diagn. Invest. 25, 6–15.
3. Alpay G, Yesilbag K. 2015. J. Vet. Microbiology 175(1): 1-6.
4. Flores EF, Ridpath JF, Weiblen R, et al. 2002. Virus Res 87(1):51–60.
5. Decaro, N., Mari, V., et al,. 2012. J. Vet. Microbiol 155: 165–171.
Árbol filogenético
del género Pestivirus1
1. Liu L, Xia H, Wahlberg N, Belák S, Baule C. 2009. Virology, 385 (2): 351-357.
Siete grupos
monofiléticos
Dos ramas
divergentes
Fuente: Editado de Liu L, et al. 2009
Citopático No citopático2
Efecto citopático en cultivos celulares1,9
No hay efecto citopático en cultivos celulares1,9
Incapaz de generar PI5 Animales PI5,6
Expresión independiente de las proteínas NS2 y
NS31,3,8
Expresión proteína NS2-3 3
Induce apoptosis7 Las proteínas virales protegen las células de la apoptosis
(Inhibe producción IFN-I)4
Clasificación - Biotipos
1. Deregt, D, Loewen KG.1995. Can. Vet. J., 36: 371-377.
2. Bolin SR, Grooms DL 2004. Vet Clin Food Anim 20: 51-68
3. Brown CC, et al. 2007. Pathology of Domestic Animals, Fifth edition.p:140-147.
4. Schweizer 2001. J Virol 75(10):4692-8
5. Brownlie J et al. 1989. Res Vet Sci 46: 307-11.
6. Bolin SR 1990. Vet. Med. 85: 1124 -1132.
7. Citado por Yamane D et al 2005. Microbes and Infection 7: 1482–1491
8. Bauermann, F.V., Ridpath, J.F., Weiblen, R., Flores, E.F. 2013. J. Vet. Diagn. Invest. 25, 6–15.
9. Ridpath J. 2005. Preventive Veterinary medicine 72(1-2): 17-30.
CP
Fuente: Editado de www.viralzone.expasy.org. 2008
NCP
Presentación clínica
Persistentemente infectados
•Estado inmune del huésped
•Viremia crónica y eliminación continua del virus1
•Retraso en el crecimiento2
Enfermedad de las Mucosas3
•VDVB CP (PI): EM letal4
•Fiebre, descarga nasal serosa o mucosa, diarrea, hemorragias mucosas.5
Enfermedad Aguda
•I.Competentes6
•T, descarga nasal, anorexia, inmunosupresión.
•Complejo Respiratorio Bovino7
•6-24 meses
1. Smirnova N, et al 2008. Virus Res. 132 : 49-58
2. Houe 1995. Prev. Vet. Med. 15:275–283
3. Fritzemeier J et al. 1997. Arch Virol 142: 1335-350
4. Becher 2001. J. Virol 75 :14. p 6256-6264
5. Dabak M. 2007. J. Vet Intern Med 21(3) :514-8.
6. Wilhelmsen CL et al 1990 Vet Pathol 27(4):235-43
7. Ridpath 2010. Vet Clin Food Anim 26:335–348
1Peterhans E, Bachofen C, Stalder H, et al.. Vet Res. 2010;41(6):44. 2 Lanyon SR, Hill FI, Reichel MP,et al. J. Vet. 2014;199(2):201–9.
Fuente: Editado de http://www.bvdzero.com/infograph/infograph1.html. 2015
Métodos diagnósticos
Métodos directos
Aislamiento viral 1
Inmunofluorescencia directa 2
Inmunohistoquímica 3
Hibridación de ácidos nucléicos4
RT-PCR 5
qRT-PCR6
Métodos indirectos
Neutralización7
ELISA8
Inmunofluorescencia indirecta7
1. Saliki y Dubovi, 2004;. Vet Clin North Am Food Anim Pract.20(1):69-83.;Dubovi et al,. 2013. J Biologicals 41: 8-13. 2. Urcuqui y Ossa, 2008. Principios de Virología. Fundamentos de las técnicas diagnósticas para infecciones virales. Colombia. Cuarta Edición.
3. Shin y Acland, 2000 J. Vet. Sci. 2: 81-84.; Grooms y Keilen, 2002. Clin Diagn Lab Immunol 9:898-900.;Dubovi et al., 2013. J Biologicals 41: 8-13.
4. Citado por Vera V et al., 2003. Biología molecular, epidemiología y control de IBR y BVDV. Ed. Universidad Nacional de Colombia, Bogotá
5. Kennedy el at., 2006 J Vet Diagn Invest.;18(1):89-93; Ridpath J, 2006. Proc Am Assoc Bov Pract Conf 39:269-270.
6. Zhang et al., 2014. J. Virological methods 207: 204-209.
7. Dubovi et al, 2013. J Biologicals 41: 8-13.
8. Urcuqui S, Ossa J. 2008. Principios de Virología. Fundamentos de las técnicas diagnósticas para infecciones virales. Colombia. Cuarta Edición.
Métodos diagnósticos
Detección de virus
Detección de virus
Fuente: Editado de http://www.bvdzero.com/infograph/infograph2.html
Métodos diagnósticos
Detecta Ag
Fácil de obtener,
económica
Muestra viable : -20 a 25°C
Múltiples métodos
diagnósticos
No se ve afectada por
Ac maternales
Muescas de oreja
Ridpath JF, Hessman BE, Neill JD, et al 2006. Parameters of Ear Notch Samples for BVDV Testing: Stability, Size Requirements and Viral Load. Proc Am Assoc Bov Pract Conf 39:269-270.
Fuente: ksuccw.wordpress.com
Estudios realizados en
Colombia
1975 2015 Hoy
1975 1981 1987 1993 1999
2005
2011
Parra, et al.
1994
Jaime J, et al.
1996
Burbano, et al.
2004
Villamil V, et al.
2015
Borda, A.
1975
Mendigaña, et al.
1994
Vera V, et al.
1999 Vargas DS, et al.
2010
1994
Novillas Holstein importadas de Holanda 1975
Actividad serológica (vacas >novillas y terneros) Tasas de seroconversión (50-88%), incidencia (70-94%.)
1994
1996
Diferencias entre proteínas virales (CP y NCP: 31-35 kDa) a través de técnicas de SDS-PAGE e inmunoperoxidasa
1999
Métodos para la detección de animales PI mediante cultivos de células polimorfonucleares
2004
Identificaron el biotipo NCP en suero fetal bovino utilizado en diferentes laboratorios del país
Normalizaron la técnica RT-PCR (primers ubicados en el extremo 5’UTR del genoma del virus)
2010 Adenovirus recombinante que expresa la proteína E2 (como vacuna recombinante)
2015 Detección de los genotipos del VDVB (Genotipo 2)
2005
Impacto del VDVB
Objetivo General
Detectar y determinar los genotipos del virus de la Diarrea Viral Bovina
(DVB) en Colombia
Objetivos Específicos
1. Determinar los genotipos del Virus de Diarrea Viral Bovina
presentes en bovinos de 4 regiones ganaderas de Colombia
2. Detectar animales positivos al virus a través de la técnica
molecular de RT-PCR a partir de muesca de cartílago de oreja
“ear notch” y suero sanguíneo
Materiales y Métodos
FINCAS
(1) Fincas de Cundinamarca con ganadería de leche, (2) Antioquia:
ganadería de leche, (3) Santander: ganadería de leche y carne, (4)
Valle del Cauca: ganadería de leche y carne
16 fincas distribuidas en:
Cundinamarca (2), Antioquia (3),
Santander (1) y Valle del Cauca
(9).
Seleccionadas al azar de acuerdo
a la disponibilidad de los
propietarios para participar en la
investigación.
Muestreo desarrollado entre Abril a
Agosto del año 2013
1
2
4
3
1
4
3 2
Región
Laboratorio
Vacuna
empleada
Componentes
Frecuencia
de
aplicación
Tipo de vacuna
para VDVB
Cundinamarca Novartis Viral Shield 4 IBR, DVB cp y ncp; PI -3,BRSV Anual Inactivado*
Antioquia Novartis Viral Shield 4 IBR, DVB cp y ncp; PI -3,BRSV. 11 meses Inactivado*
Santander Novartis Viral Shield 4 IBR, DVB cp y ncp; PI -3,BRSV. Anual Inactivado*
Valle de Cauca Pfizer Cattle Master 4 IBR, DVB, PI -3,BRSV Anual Inactivado**
FINCAS
Esquema de vacunación establecido en las fincas
Distribución y número de animales muestreados por región
Fuente: Tomado de: *http://www.vecol.com **www.tecnovet.com
Región
Hembras bovinas
Terneros
Total de animales
Cundinamarca 13 3 16
Santander 101 121 222
Antioquia 74 67 141
Valle del Cauca 191 164 355
TOTAL 379 355 734
Toma de muestras
SUERO
Suero de Madres : Preparto “PP” (1mes antes) y
Posparto “POP”
Suero de terneros: Precalostral “PC” y 25 días post
nacimiento “25 DD”
Muestra de sangre (hembras 7-10 ml; terneros 5 ml) ; Tubos Vacutainer
Refrigeradas a 4°C y procesadas dentro de las siguientes 18 horas
Centrifugación suero (1300g – 2000g por 10 min)
Almacenado -70°C
Mahlum C, et al, 2002. J Vet Diagn Invest 14(2):120-5.
Biopsia de cartílago de oreja
(1cm2)1
Pinza ProSampler
200 μL PBS2 Colección del
sobrenadante
24 horas para procesar la
muestra
1. Cornish T et al, 2005. J Vet Diagn Invest 17:110–117. 2. Kennedy J, et al, 2006, J Vet Diagn Invest 18:89-93
Toma de muestras
EAR NOTCHES
Terneros : 2 biopsias
Distribución de muestras
Región HEMBRAS TERNEROS
PP POP PC 25 DD MO
Cundinamarca 13 13 0 0 3
Santander 101 101 121 90 87
Antioquia 74 74 67 13 35
Valle del Cauca 191 191 86 42 56
TOTAL 379 379 274 145 181
Procesamiento de muestras
El RNA viral fue extraído de las muestras (suero, cartílago auricular)1
Análisis mediante RT-PCR empleando primers que amplifican una región de 288 pb para establecer la presencia del VDVB2
Aquellas muestras que resultaron positivas, fueron sometidas a una nueva RT-PCR empleando primers que amplifican una secuencia de
221 pb en la región 5’UTR (VDVB-2)3
1.Zhang X et al, 2012. Research in Veterinary Science, Volume 92, Issue 3, June 2012, Pages 512–518.
2. Burbano. 2004. Estandarización de la técnica de RT-PCR para el diagnóstico del Virus de la Diarrea Viral Bovina. Tesis de pregrado. Facultad de Medicina
Veterinaria y de Zootecnia. Universidad Nacional de Colombia.
3. Letellier C., Kerkhofs P., Wellwmans G. & Vanopdenbosch E. 1999. Detection and genotyping of bovine diarrhea virus by reverse transcription-polymerase chain
amplification of the 5'untranslated region. Vet. Microbiol. 64:155-167.
Primer Secuencia Tm %GC
Primer F 324 5' ATG CCC WTA GTA GGA CTA GCA 3' 49 52,9
Primer R 326 5' TCA ACT CCA TGT GCC ATG TAC 3' 50.5 52,9
Diferenciación Genotipos
Dos métodos
ADNc fue reamplificado para determinar si
correspondían al genotipo 2 del VDVB
Primers específicos VDVB-2
Primer Secuencia Posición del
genoma
Tamaño de
secuencia
5’UTR F 5′ ACT AGC GGT AGC AGT GAG 3′ 139-145
221 pb 5’UTR R 5′ CTA GCG GAA TAG CAG GTC 3′ 360-343
Fuente: Letellier, 1999.
Amplificación región 5’UTR para
diferenciación de genotipos 1
Digestión enzimática para diferenciación
de genotipos 1 y 2 2
Nueva PCR1
296 pb
Digestión enzimática
BstNI
Incubación 60°C x 1 h
VDVB - 1 VDVB - 2
Primer Secuencia
Forward OPES 13A 5' GCT AGC GAT GCC CTT AGT AGG A 3'
Reverse OPES 14A 5' ATC AAC TCC ATG TGC CAT TTA CAG C 3'
Fuente: Stahl et al., 2005
REGIÓN 5’UTR
Resultados
Amplificación región 5’UTR
VDVB VDVB - 2
VDVB (288pb)
(1) Control negativo, (2) VDVB Cepa NADL, (3) Marcador
de peso molecular (pb),
(1) Muestra positiva de muesca de oreja al VDVB-2, (2) Muestra negativa de muesca de
oreja al VDVB-2, (3) Control positivo VDVB-2 Cepa VS-260, (4) Marcador de peso
molecular (pb), (5) Control negativo
VDVB-2 (221pb)
Animales positivos por RT-PCR al VDVB y
VDVB-2 en finca de Cundinamarca
El estudio determinó que de 13 muestras de suero PP obtenidas de las hembras bovinas, 1 (7,69%) resultó positiva al VDVB, correspondiendo al VDVB-2.
De las 4 muescas de oreja obtenidas de los terneros, no se evidenció ningún animal positivo al VDVB.
Animales positivos por RT-PCR al VDVB
y VDVB-2 en finca de Santander
Hembras Terneros PC Terneros 25 DD Terneros MO
VDVB 1 2,97 1,65 2,22 3,45
VDVB 2 4,95 0 0 1,15
Total de muestras positivas 7,92 1,65 2,22 4,6
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
% A
NIM
ALE
S P
OSIT
IVO
S
(8)
(3)
(5)
(2) (2)
(4)
(1)
(3)
101 121 90 87
Animales positivos por RT-PCR al VDVB
en fincas de Antioquia
Hembras Terneros PC Terneros 25 dd Terneros MO
VDVB-1 4,05 1,49 0 2,85
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
% A
NIM
ALE
S P
OSIT
IVO
S
(1) (1) (3)
74 67 13 35
Animales positivos por RT-PCR para el VDVB-1
y VDVB-2 en Valle del Cauca
Hembras Terneros PC Terneros MO
VDVB-1 2,6 3,2 0
VDVB 2 0 0 23,2
0
5
10
15
20
25
% A
NIM
ALE
S P
OSIT
IVO
S
(13)
(3) (5)
Hembras?
191 86 56
Evaluación del VDVB en sueros de hembras PP
muestreadas en fincas de 4 regiones del país
Cundinamarca Santander Antioquia Valle del Cauca
VDVB-2 0,26 1,31 0 0
VDVB-1 0 0,79 0,79 1,32
0
0,5
1
1,5
2
2,5%
AN
IMA
LES P
OSIT
IVO
S
Evaluación del VDVB en sueros PC, 25 DD y MO en
terneros de fincas muestreadas en 4 regiones de
Colombia
PC
VDVB-1
25 DD
VDVB-1
MO
VDVB-1
MO
VDVB-2
Cundinamarca 0 0 0 0
Santander 0,71 1,38 1,1 0,55
Antioquia 0,35 0 0,55 0
Valle del Cauca 1,06 0 0 7,73
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
% A
nim
ale
s p
osi
tivo
s
Digestión enzimática
Controles positivos para VDVB-1 y VDVB-2
Digestión realizada empleando la enzima BstNI: 1A) Clivaje del producto del control de la cepa de referencia NADL para el VDVB-1
correspondiente a 186 pb y 110 pb; 1B) Producto del control obtenido de la cepa de referencia VS-260 correspondiente a 296 pb.
Muestras de cartílago auricular y sueros de
Cundinamarca, Santander y Valle del Cauca.
296 pb 186 pb
110 pb
296 pb
186 pb
110 pb
Digestión realizada empleando la enzima BstNI en muestras de cartílago auricular: 1A: 1) Control
negativo, 2) Biopsia F1H04PP Cundinamarca, 3) Suero F2HO7PP Santander, 4) Suero F2H15PP
Santander, 5) Suero F2H25PP Santander 6) Suero F2H27PP Santander, 7) Biopsia F2T02MO Santander,
8) Suero F2H69PP Santander 9) Biopsia F4T1321MO Valle, 10) Biopsia F4T2419MO Valle, 11) Biopsia
F4T1298MO Valle, 12) Biopsia F4T4300MO Valle, 13) Control DVB1 Cepa NADL 14) Control DVB2 Cepa
VS-260 15) 100 MP 100 pb)
1B): 1) Control Negativo, 2) Biopsia F4T429MO Valle, 3) Biopsia F4T2711MO Valle 4) Biopsia
F4T4256MO Valle 5) Biopsia F4T2754MO Valle 6) Biopsia F4T2161MO Valle 7) Biopsia
F4T2837MO Valle 8) Biopsia F4T6092MO Valle 9) Biopsia F4T6887 Valle 10) Biopsia F4T6099
Valle 11) Control DVB1 Cepa NADL 12) Control DVB2 Cepa VS-260, 13) MP 100 pb).
Muestra de
hembra PP Santander
Secuenciación
15μl de amplicon
purificado a partir de gel
La secuencia se comparó con el genoma de la cepa VS-260 (AF410788.1).
Las muestras fueron ensambladas y
editadas usando el programa Bioedit 7.
Inferencia filogénetica1
MEGA 6; criterio Neighbor-joining.
Secuenciación
Weber MN, Silveira S, et al. 2014.. Virus Research 191: 117–124.
Ubicándose en el mismo clado de la
cepa de referencia VS-123.4
(AF410790.1) encontrada en Brasil1
Las cepas de referencia usadas
corresponden a la región 5’UTR del
genoma viral y fueron las empleadas
por Flores et al1.
Filogenia de muestra positiva a VDVB-2
Comparación de secuencias 5’UTR del VDVB-2 de Brasil, Argentina y Colombia.
Adicionalmente, se comparan secuencias de algunos Pestivirus y el VDVB-1 cepa NADL.
1. Flores EF, Ridpath JF, Weiblen R, et al. 2002. Virus Res 87(1):51–60.
Conclusiones y Discusión
Nuestro estudio representa la primera evidencia documentada del genotipo 2 del
VDVB en bovinos de Colombia.
En este estudio se detectó y determinó la presencia del VDVB-1 en todas las regiones
evaluadas
El origen y la fecha de introducción del VDVB-2 en Colombia son inciertos y no se
puede establecer mediante el presente estudio (importación de ganado y/o semen
de otros países. Vacunas contaminadas1)
Se detectaron los genotipos 1 y 2 en el país analizando la región 5’UTR del genoma
viral2, la cual constituye la zona más empleada para su caracterización3 debido a
que es altamente conservada4 y permite una óptima amplificación mediante la
técnica de RT-PCR5.
1. Falcone E., Cordioli P., Sala G., Tarantino M., Tollis M. 2001. Vet. Res. Commun., 25, 161-167.
2. Couvreur B, Letellier C, et al. 2002. Virus Res 2002;85:17–28. Yilmaza H, Altana E, et al. 2012. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases 35:411–
416.
3. Flores EF, Ridpath JF, Weiblen R, et al. 2002. Virus Res 87(1):51–60.
4. Cortez, A., Heinemann, M.B., et al 2006. Pesquisa Veterinaria Brasileira 26, 211–216.
5. Ridpath JF, Bolin SR, Dubovi EJ. 1994. Virology 205:66–74; Ridpath J, Bolin S. 1995. Virology. Sep 10;212(1):39-46.
En 3 de 4 de las regiones estudiadas de Colombia se evidenció la presencia del
VDVB-2. En países en donde se han realizado estudios similares se han evaluado
regiones específicas, como en el caso de Túnez1, Brasil2, Inglaterra3 ,Alemania4 y
Argentina5. En la presente investigación pudimos evaluar la presentación de los
genotipos de forma simultánea en varias regiones de Colombia.
En el país son pocos los estudios enfocados a la detección del VDVB mediante
técnicas moleculares. El presente estudio es el primero que combina análisis de
detección molecular junto con la diferenciación de genotipos en muestras de suero
y cartílago de oreja.
Aunque la cantidad de muestras de suero de hembras obtenidas de la región de
Cundinamarca fue pequeña (13 muestras), éstas permitieron determinar la
presencia del VDVB-2, lo que lleva a pensar que existe una alta probabilidad de
que el genotipo 2 esté en otros bovinos de la zona
1. Thabti F, Bakkali Kassimi L, M’zah A, Ben Romdane S, Russo P, Ben Said M, Hammami S and Pepin M. 2005. Revue Méd. Vét., 156, 8-9, 419-422.
2. Weber MN, Silveira S, Machado G, Groff F, Mósena A, Budaszewski R, Dupont P, Corbellini L, Canal CW. 2014 Virus Research 191: 117–124.
3. Wakeley P, Turner J, Ibata G, King D, Sandvik T, Howard P, Drewa T. 2004. Veterinary Microbiology 102: 19–24.
4. Tajima M, Frey H.R, Yamato O, Maede Y, Moennig V, Scholz H, Greiser-Wilke I. 2001 Virus Research 76: 31–42.
5. Jones LR, Zandomeni R, Weber EL: 2001. J.Vet Microbiol 81:367–375
Los resultados positivos al VDVB-2 fueron confirmados mediante digestión enzimática,
dado que las endonucleasas de restricción son ampliamente empleadas para
diferenciar los genogrupos pertenecientes al género de los Pestivirus1
En nuestro estudio se empleó la enzima BstNI con la que se confirmaron las muestras
positivas al genotipo 2 del VDVB, lo que coincide con la literatura reportada por Pizarro-
Lucero y colaboradores (2006). A partir de ésta investigación, se confirmó que es posible
realizar la genotipificación del virus mediante digestión enzimática, al clasificar 16
aislamientos como VDVB-1 y 17 aislamientos como VDVB-2.
La secuenciación realizada mostró una alta similitud con la cepa de referencia VS-123.4
que corresponde a un aislamiento del VDVB-2 de Brasil, lo que podría ser atribuido a la
cercanía geográfica con ese país o por la introducción de ganado y/o semen
contaminado.
1. Vilcek S, Herring A, Nettleton P, Lowings J, Paton J. 1994. Archieves of virology 136: 309-323. 2. Pizarro-Lucero J, Celedón M, Aguilera M, de Calisto M. 2006. Vet Microbiol. Jun 15;115(1-3):208-17.
En la finca de la región de Santander pudo evidenciarse el mayor porcentaje de
hembras positivas al VDVB-2 (4,95%). En contraste, en las fincas muestreadas en la
región del Valle del Cauca se encontró la mayor tasa de presentación del VDVB-2 en terneros, al encontrarse un 7,73% de biopsias auriculares positivas (? importación
de animales y/o semen contaminado, en donde se ha establecido que el virus
puede persistir por varios meses1).
La muestra de elección para detectar el genotipo 2, tanto por su manejo como por
la probabilidad de encontrar el virus, es la muesca de oreja que puede ser
evaluada mediante RT-PCR o por AgELISA, demostrando niveles de confiabilidad
del 95% al ser comparada con otras muestras como suero sanguíneo, saliva e
hisopados nasales2
1. Givens, M, Heath A, Brock K, Brodersen B, Carson R, Stringfellow D. 2003. Am. J. Vet. Res. 64(4): 428-434.
2. Renee S, Kims S, Cockcroft P, Reichel M. 2014. J. Vet diagnostic investigation: official publication of the American Association of
Veterinary Laboratory Diagnosticians, Inc. (Impact Factor: 1.23).
En cuanto a la presencia de animales PI en el estudio, se podría sugerir una
aproximación mediante la técnica de RT-PCR en las fincas evaluadas de 3
regiones del país identificando terneros infectados con el VDVB biotipo NCP
en suero PC (Santander: 0,71%; Antioquia: 0,35% y Valle del Cauca: 1,06%).
Recomendación!!!
Se debe valorar el suero de una hembra antes y después del parto y estudiar
el suero precalostral de la cría. En "Valle del Cauca y Santander”, se podría
sugerir que 3 y 2 hembras respectivamente se infectaron durante el 1/3,
mientras que las otras hembras (17) (2-3/3) sin traer como consecuencia la
aparición de animales PI.
1. Zhang S, Tan B, Li P, Wang F, Guo L, Yang Y, Sun N, Zhu H, Wen, Cheng S. 2014. J. Virological methods 207: 204-209.
2. Renee S, Kims S, Cockcroft P, Reichel M. 2014. J. Vet diagnostic investigation: official publication of the American Association of Veterinary
Laboratory Diagnosticians, Inc. (Impact Factor: 1.23).
Recomendaciones
Aquellas muestras que resultaron positivas al VDVB-1 podrían corresponder
eventualmente al VDVB-3, por lo que se sugiere un estudio que determine la posible
presencia de los HoBi-like virus en el país.
Realizar estudios que correlacionen variables tales como el número de parto,
alimentación, manejo, condiciones climáticas, región del país, con la presentación del
VDVB-2
Seguimiento de la sintomatología clínica de las hembras y terneros dentro de las
explotaciones, como método para detectar los animales PI. Se recomienda realizar un
estudio en el cual se implementen técnicas IHC para el diagnóstico de bovinos PI.
Agradecimientos
A Dios
A mis familiares, amigos y colegas
A mi Director de Trabajo de Grado: Dr. Jairo Jaime
Al Dr. Víctor Vera y Dra. Gloria Ramírez
Al Dr. Humberto Guaqueta
A los ganaderos que participaron en el proyecto
A Colciencias, Universidad Nacional de Colombia
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