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MANUAL DE PRÁCTICAS DE CONTROL DE LA

MALEZA

Gloria de los Ángeles Zita Padilla y Valentín Alberto Esqueda Esquivel*

Con la colaboración de:

Saúl Alejandro Diez de Sollano Hernández

Marcos Espadas Reséndiz

Verónica Gilbón Carrasco

Asunción Martínez Vázquez

Selene Mariana Sánchez Mendoza

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https://creativecommons.org/licenses/by-sa/3.0/

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MANUAL DE PRACTICAS DE CONTROL DE LA

MALEZA

2

Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán.

Ingeniería Agrícola

Manuales de prácticas

3

MANUAL DE PRÁCTICAS DE CONTROL DE LA

MALEZA

Gloria de los Ángeles Zita Padilla y Valentín Alberto Esqueda Esquivel

Con la colaboración de:

Saúl Alejandro Diez de Sollano Hernández

Marcos Espadas Reséndiz

Verónica Gilbón Carrasco

Asunción Martínez Vázquez

Selene Mariana Sánchez Mendoza

4

desconocido está bajo

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Manual de prácticas de Control de la MalezaPrimera ediciónJunio de 2019D.R. © 2019 Universidad Nacional Autónoma de México. Av. Universidad nº 3000, Universidad Nacional Autónoma de México, C.U., CDMX. 04510Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. Carretera Cuautitlán-Teoloyucan Km. 2.5, Col. San Sebastián Xhala, Cuautitlán Izcalli, Estado de México, CP. 54714 http://www.cuautitlan.unam.mx/ ISBN: Esta edición y sus características son propiedad de la Universidad Nacional Autónoma de México. Prohibida la reproducción total o parcial sin la autorización escrita del titular de los derechos patrimoniales. Impreso y hecho en México.

5

http://www.cuautitlan.unam.mx/

Índice

No. Nombre Página

1 Colecta y prensado de especímenes de maleza 7

2 Reconocimiento de la flora arvense del Ex Rancho Almaraz 13

3 Estrategias adaptativas de la maleza y su relación con el ARM 19

4 Determinación del área mínima de muestreo 23

5 Determinación de la estructura de una comunidad arvense 31

6Caracterización y determinación del Banco de semillas de la maleza en el

suelo.37

7 Control biológico de malezas. 45

8Análisis de etiquetas de herbicidas. Evaluación de la conformidad con la NOM-

232-SSA1-200949

9 Reconocimiento de equipos para control químico y su empleo. 53

10 Modo de acción de herbicidas. 59

6

Práctica 1. Colecta y prensado de especímenes de maleza

IntroducciónEn la actualidad, la ciencia de la maleza es un campo de conocimiento diverso que se

basa en disciplinas fundamentales como la química, ecología, genética y fisiología.

Además, ya se utilizan técnicas de biología molecular, agricultura de precisión,

solarización y micoherbicidas. Cuando se realiza cualquier tipo de estudio sobre la

maleza, en todos los casos, el primer paso, consiste en identificar taxonómicamente las

especies de maleza objeto de interés.

La botánica sistemática tiene un papel protagónico en la Malherbología, ya que es la

base para profundizar en el conocimiento sobre biología, ecología y fenología de las

malezas, así como susceptibilidad a diferentes métodos de control.

Este protocolo experimental está dirigido a personas no expertas en botánica

sistemática, pero que tienen interés en conocer la flora arvense y deseen iniciar un

herbario, o bien enviar especímenes a identificar con expertos. En éste, se explica

brevemente qué es un herbario y su importancia, así como la metodología básica de

colecta y prensado de ejemplares de malezas.

Un herbario es una colección de plantas preservadas, o muestras de ellas, que

han sido procesadas y secadas, y están organizadas sistemáticamente por orden

geográfico, alfabético o taxonómico. La herborización conserva los ejemplares a largo

plazo, lo cual permite su identificación, así como la realización de estudios posteriores con

fines diversos (Germán, 1986).

Los herbarios son colecciones biológicas de gran importancia académica y cultural;

de acuerdo con el Index Herbariorum, para finales de 2018, en todo el mundo se tenían

3,097 herbarios registrados, los cuales contaban con 387,007,790 ejemplares. México,

considerado uno de los países más ricos en especies vegetales, cuenta con 68 herbarios

registrados. En la Tabla 1.1. se muestran los cinco principales herbarios de México,

siendo el más grande el Herbario Nacional (MEXU) (Thiers, 2019).

Tabla 1.1. Principales herbarios de México y número de ejemplares con que

cuentan.8

Institución Acrónimo

Número de

ejemplares

Universidad Nacional Autónoma de México MEXU 1’400,000

Instituto Politécnico Nacional ENCB 1,080,000

Instituto de Ecología, A.C. XAL 350,000

Instituto de Ecología, A.C. IEB 245,000

Universidad de Guadalajara IBUG 210,000

Fuente: Thiers, B. [continuously updated]. Index Herbariorum: A global directory of public

herbaria and associated staff. New York Botanical Garden's Virtual Herbarium.

http://sweetgum.nybg.org/science/ih/

Para que las muestras de un herbario sean de calidad, es fundamental que se

hayan preparado y se conserven en el mejor estado posible. El primer paso condicionante

de unos buenos resultados es la correcta recolección del material en el campo. Las

plantas deben recogerse tan completas como sea posible y etiquetarse adecuadamente,

incluyendo datos que ayuden para su identificación. Cuando se colecta semilla, ésta

deberá estar entera, con sus cubiertas en caso de tenerlas, y en cantidad suficiente. El

proceso de secado y prensado tiene como objeto eliminar la humedad de las malezas.

Para este fin se someten a un secado por presión, colocándolas adecuadamente

etiquetadas en un pliego de papel de filtro o de periódico; los distintos pliegos ponen unos

sobre otros de forma ordenada, cuidando la correcta disposición de la muestra sobre el

papel. Posteriormente se colocan en una prensa botánica.

Objetivo:Que el alumno se entrene en los métodos de colecta y prensado de especímenes

de maleza

9


Materiales:

1. Tijeras de podar 2. Cartón de 30 x 45 cm

3. Navaja 4. Prensa de madera de 30 x 45 cm

5. Pala o talacho 6. Piola o rafia para amarrar la prensa

7. Guantes de lona 8. Libreta de campo

9. Periódico de 30 x 45 cm 10. Plumones

11. Cámara fotográfica

MetodologíaSe recomienda hacer una revisión bibliográfica de la fisiografía del sitio o sitios de

colecta, y consignar esta información en la libreta de campo, la cual es una herramienta

indispensable para registrar la información de los ejemplares colectados. A cada ejemplar

se le asignará un número de colecta, que será idéntico entre cada uno de los duplicados.

Una vez en el sitio de colecta, es aconsejable realizar un recorrido para ubicar los

ejemplares a colectar.

Deben colectarse ejemplares vivos, en el mejor estado fitosanitario posible,

limpios, sin insectos, y deben incluir hojas, tallos, flores, frutos y diásporas. Se debe

cuidar también que la planta no esté demasiado húmeda, o en estado de marchitez;

cuando sean plantas de menos de 50 cm de altura, también se debe colectar la raíz.

Los ejemplares por colectar se arrancarán o se cortarán según el tamaño. Se

introducirán dentro de una hoja de papel periódico doblada longitudinalmente, cuidando

que cada uno de los órganos de la planta sean observables. En caso de sobrepasar el

tamaño de la prensa, la planta se puede doblar en zigzag, pero siempre cuidando que

incluya todas los órganos vegetativos y sexuales en cantidad suficiente, pero no excesiva.

Las flores se acomodarán de tal manera que algunas queden cerradas y otras

abiertas, mostrando anteras, filamentos y estigma. Algunas hojas se colocan mostrando el

haz y otras el envés, mostrando los peciolos, la unión de éstos con el tallo y en el caso de

poáceas, las lígulas. En el caso de los frutos es recomendable disectar algunos e

incluirlos en un sobre anexo, indicando el número de colecta.

10

En la libreta de campo, además del número de colecta, se debe incluir la fecha,

nombre del colector, la ubicación del sitio con coordenadas y una breve descripción de la

comunidad vegetal en la que se encuentra. Así mismo, es recomendable describir el tipo

de suelo, las dimensiones de la planta y tipo de crecimiento, color y tamaño de las flores,

presencia de látex o algún aroma o característica distintiva.

Se sugiere utilizar el formato de la Tabla 1.2. para registrar los datos de cada

espécimen.

Tabla 1.2. Formato de registro de datos de colecta de especímenes de maleza.

Número de colecta

Nombre del colector

Fecha de colecta

Sitio de colecta

Coordenadas del sitio de colecta

Altitud del sitio de colecta

Comunidad vegetal asociada

Cultivo

Nombre común del ejemplar

Familia botánica

Descripción del suelo

Hábito y forma de vida del ejemplar

Altura del ejemplar

Tamaño y color de las flores

Observaciones especiales

Las hojas de periódico que contengan los especímenes también tendrán que estar

relacionadas con el número de colecta. Éste, se colocará en la esquina inferior derecha

de la hoja doblada. Si se conoce, escribir el nombre de la familia botánica en la parte

externa del periódico.

Una vez recolectados y numerados los especímenes, se colocarán en la prensa de

madera, de tal manera que en la parte superior e inferior queden cartones que impidan la

deformación de las plantas, luego de lo cual la prensa se cierra y se amarra con la piola.

11

Para el secado de las plantas la prensa se coloca en una estufa o en un lugar seco

y cálido, al cabo de 24 horas es recomendable cambiar los papeles y/o cartones si es que

se encuentran húmedos. Esta operación se repite hasta que las plantas se encuentren

totalmente secas.

Cabe señalar que cuando se colecta un número grande de plantas, es complicado

cuidar los detalles necesarios para obtener un buen ejemplar; por ejemplo, el retiro de

hojas dañadas o enfermas, etc. Esto se puede hacer una vez transcurridas 24 horas

después de la colecta, en el primer cambio de cartones o periódico.

Cuestionario 11. Explique cuál es la importancia y utilidad de un herbario.

2. Investigue cuales son los principales herbarios del país.

3. Explique las causas de la alta biodiversidad de México.

4. Defina los siguientes términos:

Planta exótica, endémica, invasora, arvense y ruderal.

5. Explique por qué es importante que los ejemplares muestren cada uno de sus órganos.

6. Explique por qué es importante determinar botánicamente a las especies de maleza.

7. Explique que es un herbario virtual.

Bibliografía1. Germán, M. (1986). Estructura y organización del herbario. En A. Lot, & F. Chiang,

Manual de herbario. Administración y manejo de colecciones, técnicas de recolección y preparación de ejemplares botánicos (pág. 142). CDMX: Consejo Nacional de la Flora de México.

2. Thiers, B. 2019. The World’s Herbaria 2018 A Summary Report Based on Data from

Index Herbariorum recuperado de: http://sweetgum.nybg.org/science/ih/ el 16 de abril

de 2019.

12


Práctica 2. Reconocimiento de la flora arvense del Ex Rancho

Almaraz

IntroducciónMéxico tiene una gran diversidad de ecosistemas en donde se presenta una gran

cantidad de especies vegetales y animales; lo anterior se debe a que el trópico de Cáncer

atraviesa casi por la mitad al país, además de la variada fisiografía y la diversidad de

suelos y climas.

Para 2011, el 71.7% del territorio nacional estaba cubierto por comunidades

vegetales naturales, mientras que la superficie restante, tenía usos agropecuarios,

urbanos y otros usos del suelo antrópicos (SEMARNAT, 2015).

La riqueza florística de México es muy elevada; se estima que el número de

especies de plantas oscila entre 25,000 y 30,000, de las cuales más del 50% son

endémicas (Rzedowski, 1998). Estudios recientes, han estimado una cantidad de

alrededor de 2,838 especies de malezas documentadas; de éstas 2,197 son nativas y 638

exóticas (Villaseñor y Espinosa, 2004). Esto contrasta con otros países de América, como

Canadá, Estados Unidos, Argentina o Uruguay, en los que casi la totalidad de la flora

arvense está constituida por especies introducidas (Rzedowski, 1991).

Aun cuando la mayor proporción de especies de maleza son nativas, las especies

exóticas que han sido introducidas por diferentes vías al territorio nacional, tienen gran

importancia por el daño que causan a la agricultura y a los ecosistemas naturales.

Algunos autores han señalado que por lo menos el 50% de las especies de maleza más

nocivas son las introducidas, por ejemplo: zacate Johnson (Sorghum halepense), el

coquillo amarillo (Cyperus esculentus), el lechón (Sonchus oleraceus) y el zacate

bermuda (Cynodon dactylon) (De Ita et al., 1992).

De las 250,000 especies vegetales existentes en el mundo, sólo 250 se consideran

como las principales malas hierbas de la agricultura, y de éstas, 76 se han considerado

como las “peores malas hierbas del mundo” (Holm et al., 1977) (Tabla 2.1.).

14

Tabla 2.1. Las especies de maleza más importantes del mundo (Holm et al., 1977).

Rango Especies Formas de

crecimiento

1 Cyperus rotundus L. M P

2 Cynodon dactylon (L.) Pers. M P

3 Echinochloa crus-galli (L.) P. Beauv. M A

4 Echinochloa colona (L.) Link M A

5 Eleusine indica (L.) Gaertn. M A

6 Sorghum halepense (L.) Pers. M P

7 Imperata cylindrica (L.) Raeuschel M P

8 Eichhornia crassipes (Mart.) Solms M Ac P

9 Portulaca oleracea L. D A

10 Chenopodium album L. D A

11 Digitaria sanguinalis (L.) Scop. M A

12 Convolvulus arvensis L. D P

13 Avena fatua L. y especies afines M A

14 Amaranthus hybridus L. D A

15 Amaranthus spinosus L. D A

16 Cyperus esculentus L. M P

17 Paspalum conjugatum Berg. M P

18 Rottboellia cochinchinensis (Lour.) W.D. Clayton M A

* A = anual; Ac = acuática; D = dicotiledónea; M = monocotiledónea; P = perenne

Aunque en México no se tiene un conocimiento exhaustivo de las todas las

especies de maleza, se han realizado excelentes trabajos, entre los que se destaca la

página web “Malezas de México”

(http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/2inicio/home-malezas-mexico.htm), en la

cual se incluyen más de 850 especies de malezas de diferentes regiones del país

La información de cada una de las especies comprende nombres y taxonomía,

origen y distribución geográfica, identificación y descripción, hábitat, biología y ecología,

impacto e importancia, control, enlaces, referencias impresas, contactos, autores y

15

comentarios de usuarios. Para más información se recomienda revisar el escrito de

Vibrans (2011).

Entre otras publicaciones importantes se encuentra la Flora fanerogámica del Valle

de México (Calderón de Rzedowsky & Rzedowsky, 2005), el Manual de malezas del Valle

de México (Espinosa-García & Sarukhán, 1997), el Manual de malezas de la Región de

Salvatierra, Guanajuato (Calderón, G, & Rzedowski, 2004), Malezas comunes en los

cultivos agrícolas (De Ita, Torres, Calderón, Luna, & Peralta, 1992), Malezas de

Buenavista, Coahuila (Villarreal, 1983), Catálogo de malezas de México (Villaseñor-Rios &

Espinosa-Garcia, Catálogo de malezas de México, 1998), el Catálogo de malezas

gramíneas nativas e introducidas de México (Sánchez-Ken, Zita-Padilla, & Mendoza-Cruz,

2012), así como el libro dedicado a las especies de la Familia Asteraceae exóticas a la

flora de México (Villaseñor-Rios, Ortiz, Hinojosa-Espinosa, & Segura-Hernández, 2012)

Se encuentra también en desarrollo un herbario virtual de la vegetación arvense

del Ex rancho Almaraz, el cual se actualiza de manera permanente y se puede consultar

en

http://virtual.cuautitlan.unam.mx/agrounam/Productos_finales/Catalogo_vegetacion_arven

se.html (DGAPA FESC UNAM, 2017)

ObjetivosAl finalizar este protocolo el alumno será capaz de:

a) Enlistar al menos 10 de las principales malezas a nivel mundial.

b) Enlistar las principales fuentes de información en la Ciencia de la Maleza.

c) Identificar especies de maleza con ayuda de claves botánicas y por comparación

con herbarios virtuales.

d) Caracterizar las principales familias botánicas de malezas.

Materiales1. Ejemplares botánicos frescos 2. Regla graduada

3. Microscopio estereoscópico* 4. Computadora portátil

5. Agujas de disección* 6. Pinzas de relojero*

7. Caja de Petri1* 8. Conexión a internet

9. Archivos electrónicos de la Flora Fanerogámica del Valle de México (partes 1 y 2)

(Calderón de Rzedowsky & Rzedowsky, 2005)1 Materiales proporcionados por el laboratorio de Control de la maleza

16

http://virtual.cuautitlan.unam.mx/agrounam/Productos_finales/Catalogo_vegetacion_arvense.html

http://virtual.cuautitlan.unam.mx/agrounam/Productos_finales/Catalogo_vegetacion_arvense.html

MetodologíaSeleccione alguna de las especies de Tabla 2.1 y a partir de las páginas web:

http://www.conabio.gob.mx/malezasdemexico/2inicio/home-malezas-mexico.htm

https://www.itis.gov/ https://plants.sc.egov.usda.gov/java/ https://www.gbif.org/ y

http://www.conabio.gob.mx/remib/doctos/remibnodosdb.html

Investigue los sinónimos del nombre científico, jerarquía taxonómica, el origen de

la especie, mapa de distribución mundial y nacional, importancia como maleza y

descripción botánica.

Elabore una ficha de la especie de un máximo de 5 cuartillas, incluida la

bibliografía en formato APA 6ª. edición.

Para identificación

Colectee, de acuerdo a lo especificado en el protocolo de “Práctica 1” de este documento, material fresco de especímenes de 5 especies de maleza presentes dentro de la FES Cuautitlán.

Una vez que los ejemplares sean revisados por las y/o los profesores, proceda a su identificación como se señala a continuación:

:

1 espécimen (seleccionado por los/las profesores), por medio de las claves

contenidas en (Calderón de Rzedowsky & Rzedowsky, 2005)

4 especímenes con ayuda de los sitios web Malezas de México” y

“Agrounam”.

Elabore un resumen de no más de 300 palabras de cada una de las familias de las

plantas identificadas.

Cuestionario 21. Defina los términos: Taxonomía, nomenclatura, sistemática, clasificación,

identificación.

2. ¿Qué es el código de Shenzhen?

3. ¿Qué es la nomenclatura binomial?

4. ¿Quién fue Carl Von Linneo?

5. ¿Cuál fue la aportación de Arthur Cronquist a la Botánica?

17

http://www.conabio.gob.mx/remib/doctos/remibnodosdb.html

https://www.gbif.org/

https://plants.sc.egov.usda.gov/java/

https://www.itis.gov/


Bibliografía

Calderón de Rzedowsky, G., & Rzedowsky, J. (2005). Flora Fanerogámica del Valle de México. Pátzcuaro, Michoacán, México: Instituto de Ecología A. C. y Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad.

Calderón, G, & Rzedowski, J. (2004). Manual de malezas de la región de Salvatierra, Guanajuato. Flora del bajío y de regiones adyacentes, fascículo complementario XX. Pátzcuaro, Michoacán: Instituto de Ecología, Centro Regional del Bajío.

De Ita, G., Torres, G., Calderón, O., Luna, E., & Peralta, F. (1992). Malezas comunes en cultivos agrícolas. Descripción, distribución, importancia económica y control. CDMX: S.A.R.H.

DGAPA FESC UNAM. (2017). AGROUNAM (PAPIME214416). Recuperado el 18 de Abril de 2019, de http://virtual.cuautitlan.unam.mx/agrounam/Productos_finales/Catalogo_vegetacion_arvense.html

Espinosa-García, F., & Sarukhán, J. (1997). Manual de malezas del Valle de México. México: Fondo de Cultura Económica.

GBIF.org. (s.f.). Global Biodiversity Information Facility. Recuperado el 18 de abril de

2019, de https://www.gbif.org/

ITIS. (s.f.). Integrated Taxonomic Information System. Recuperado el 18 de 04 de 2019,

de https://www.itis.gov/

Rzedowski, J. (1991). Diversidad y orígenes de la flora fanerogámica de México. Acta Botánica Mexicana, 3-21.

Sánchez-Ken, J., Zita-Padilla, G., & Mendoza-Cruz, M. (2012). Catálogo de malezas gramíneas nativas e introducidas de México. CDMX: ASOMECIMA, SAGARPA, UNAM, SENASICA.

USDA. (s.f.). Natural Resources Conservation Service. Plants Database. Recuperado el

18 de abril de 2019, de https://plants.sc.egov.usda.gov/java/

Vibrans, H. (2011). Taller de identificación de malezas. En G. Bojórquez-Bojórquez, E.

Rosales-Robles, G. Zita-Padilla, V. Vargas-Tristán, & V. Esqueda-Esquivel,

Manejo de Malezas en México (págs. 293-308). Culiacán, Sinaloa: ASOMECIMA.

Vibrans, H. (16 de noviembre de 2018). Malezas de México. Obtenido de


Villarreal, J. (1983). Malezas de Buenavista Coahuila. Saltillo, Coahuila: UAAAN.

18

Villaseñor-Rios, J., & Espinosa-Garcia, F. (1998). Catálogo de malezas de México. CDMX: FCE.

Villaseñor-Rios, J., Ortiz, E., Hinojosa-Espinosa, O., & Segura-Hernández, G. (2012). Especies de la Familia Asteraceae exóticas a la flora de México. CDMX: ASOMECIMA, SAGARPA, UNAM, SENASICA.

12.

19

Práctica 3. Estrategias adaptativas de la maleza y su relación

con el Análisis de Riesgo Maleza (ARM)

IntroducciónLa invención de la agricultura fue un cambio crucial en la evolución cultural del

hombre; de manera paulatina éste fue modificando los ecosistemas para obtener plantas

que le conferían alimento, fibras, medicinas, alimento para sus animales, etc. Es decir,

creó los agroecosistemas, intensificando así el proceso de sedentarización y el

surgimiento de las primeras aldeas agrícolas

Paralelamente al desarrollo de la agricultura se inició la domesticación de plantas y

animales; el ser humano comenzó a discriminar entre las especies que le eran de utilidad

y las que no, distinguiendo entre “plantas buenas” y “plantas malas”.

La evolución de la maleza se da como en todas las especies por la interacción de

dos componentes: la variabilidad genética y la selección de los genotipos más aptos. La

variabilidad le confiere a la maleza, además de gran rusticidad, una amplia base genética

sobre la cual, no sólo la selección natural, sino también el hombre “selecciona” a aquellas

plantas que no sufren daño con las medidas de control aplicadas. Esto ha originado el

desarrollo de poblaciones de malezas que después de 10,000 años de coexistencia con

los cultivos agrícolas comparten características comunes.

Este largo proceso de selección de “plantas buenas” y “malas” o maleza, ha

ocasionado que, dadas sus características morfológicas, ecológicas o fisiológicas,

algunas de estas últimas escapen al control del agricultor,

Baker (1974) en su ya clásica obra dedicada a estudiar la evolución de las

malezas, enlista las características que tendría una hipotética “maleza ideal”:

Requerimientos de germinación satisfechos en muchos ambientes.

Germinación discontinua (controlada internamente) y una gran longevidad de la

semilla.

Rápido crecimiento desde la fase vegetativa hasta la floración.

Producción continua de semilla en tanto que las condiciones de crecimiento lo

permitan.

Autocompatible, pero no completamente autógama o apomíctica.

Cuando son de polinización cruzada, no requieren de polinizadores especializados

o bien son anemófilas.

20

Producción alta de semilla bajo condiciones ambientales favorables.

Producción de semilla en un amplio rango de condiciones ambientales, tolerante y

plástica

Adaptaciones para la dispersión a distancias cortas y largas.

Si es perenne, tiene una reproducción vegetativa vigorosa o regeneración a partir

de fragmentos.

Si es perenne, es frágil, por lo que no es fácilmente arrancada del suelo.

Habilidad para competir interespecíficamente por medios especiales (crecimiento

arrosetado, sofocante o presencia de aleloquímicos).

El hecho de que un buen número de malezas presenten una o varias de las

características antes mencionadas, les dan una amplia capacidad competitiva, toda vez

que pueden aprovechar el excedente de energía que el hombre le provee al

agroecosistema, al mismo tiempo que su variabilidad las habilita para sobrevivir en un

ambiente sumamente cambiante e impredecible; en otras palabras, hay malezas que

poseen mayor riesgo que otras.

El grado de riesgo de una especie de maleza puede ser cuantificado, evaluado y

manejado, con objeto de tener una base objetiva para el establecimiento de estrategias de

control dependiendo de su valor de riesgo. Esto es conocido como Manejo del Riesgo de Malezas (MRM). La FAO ha desarrollado una metodología sencilla para evaluar el riesgo

maleza, que incluye una serie de 13 preguntas, asignándole valor a cada respuesta

afirmativa (Ver Tabla 3.1.).

Tabla 3.1. Puntaje para factores de riesgo-maleza (puntaje crítico = 6)

Número Preguntas Puntaje* Fuente

1 ¿Planta acuática? 3

2 ¿Otros miembros del género son malezas? 2

3 ¿Es probable que los propágulos puedan ser

dispersados voluntaria o involuntariamente por las

actividades humanas?

2

4 ¿Produce espinas, púas, adherencias? 1

5 ¿Es parásita? 1

6 ¿No es aceptada o es tóxica para los animales que la 1

21

pastorean?

7 ¿Hospeda plagas y patógenos reconocidos? 1

8 ¿Causa alergias u otros efectos tóxicos al hombre? 1

9 ¿Es una especie rastrera o trepadora? 1

10 ¿Produce semillas viables? 1

11 ¿Las semillas persisten más de un año? 1

12 ¿Se reproduce vegetativamente? 1

13 ¿Tolera o se beneficia de la mutilación, el cultivo o el

fuego?

1

*Este puntaje se aplica en caso de que la respuesta sea afirmativa, en caso contrario se

inserta un cero, en caso de no contar con información la respuesta se considera afirmativa.

Fuente: Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (2005).

ObjetivosAl final de la práctica el alumno será capaz de:

a) Relacionar las características biológicas y ecológicas de la maleza con su

comportamiento como plaga.

b) Aplicar una metodología sencilla para el Análisis de Riesgo Maleza (ARM)

c) Ordenar un listado de especies de maleza con base a su nivel de riesgo

Materiales1. Computadora portátil

2. Acceso a Internet

3. Acceso a bases de datos académicas

4. Fichas electrónicas obtenidas de las especies consignadas en la Tabla 2.1.

Metodología1. Elija al menos una especie de la Tabla 2.1 adaptada de (Holm, Plucknett,

Pancho , & Herberger, 1977).

2. Resuelva el cuestionario de la Tabla 3.1. de acuerdo al formato de la Tabla 3.2,

fundamentando cada una de sus respuestas con al menos dos fuentes

bibliográficas.

Tabla 3.2. Formato para resolución de cuestionario de la metodología FAO para el

análisis de riesgo maleza

Especie: (NOMBRE CIENTÍFICO CORRECTO Y COMPLETO)

22

Código WSSA*: Código Bayer*:

Número de pregunta Respuesta Valor Justificación Fuentes

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

23

3. Calcule el valor de riesgo de la especie.

4. Ordene de mayor a menor valor de riesgo el listado de especies

5. Compare sus datos con los de otros estudiantes y con la lista de Holm.

Cuestionario 31. ¿Qué diferencia hay entre lista de Baker y la de la FAO?

2. ¿Qué indica un valor mayor a 6 en la lista de la FAO?

3. ¿Qué diferencia hay entre riesgo y peligro?

4. ¿Qué es un análisis de riesgo?

5. ¿A qué se debe que las preguntas de la lista de la FAO tengan valores diferentes?

6. Mencione el nombre de cinco revistas científicas en el área agrícola

7. ¿Coincide el ordenamiento de la “lista de malezas de Holm” obtenido por usted con

el original? Fundamente su respuesta. (Holm, Plucknett, Pancho , & Herberger,

1977)

Bibliografía 1. Baker, H. (1974). The evolution of weeds. Annu. Rev. Ecol. Syst., 5, 1-24.

2. Holm, L., Plucknett, D., Pancho , J., & Herberger, J. (1977). The world's worst weeds. Distribution and biology. Honolulu, Hawaii, USA: University Press of Hawaii.3. Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación. (2005). Procedimientos para la evaluación de riesgos de malezas. Roma, Italia: FAO.

3.

4.

5.

6.

7.

24

8.

25

9. Práctica 4. Determinación del área mínima de muestreo

en una comunidad arvense

10. Introducción11.Dependiendo del autor consultado, la ecología puede tener diversas definiciones;

una de las más simples, pero no menos acertada, es la que se refiere a que la

ecología estudia los ecosistemas. No obstante, esta definición es redundante,

porque primero es necesario definir que es un ecosistema.

12.Según la CONABIO, un ecosistema se define como: “el conjunto de especies de un

área determinada que interactúan entre ellas y con su ambiente abiótico, mediante

procesos como la depredación, el parasitismo, la competencia y la simbiosis, y con

su ambiente, al desintegrarse y volver a ser parte del ciclo de energía y de

nutrientes” (CONABIO, s.f.).

13.Todas estas interrelaciones de los organismos entre sí y con su ambiente

determinan su distribución y abundancia. Para la ciencia de la maleza, la ecología

de maleza sería el estudio científico de la distribución y abundancia de las especies

de maleza. Es decir, entre otros tópicos, la ecología de la maleza estudia por qué

una determinada especie de maleza se presenta o distribuye en determinados

lugares, como está conformada su población, que tan numerosa es, con que otras

poblaciones convive, que tipos de interacciones ocurren entre las diferentes

poblaciones que conforman la comunidad biótica y con su medio abiótico, así como

las causas de todo lo anterior.

14.En cuanto a su aplicación agronómica, la ecología de malezas es una herramienta

indispensable para el buen manejo del cultivo, que permite seleccionar las mejores

medidas de control, prevenir el ataque de otras plagas, hacer un estimado de las

pérdidas potenciales, prever infestaciones futuras, etc. Sin embargo, para lograr lo

anterior, se requiere información, que se puede obtener de la bibliografía, de la

experiencia propia o de los productores, la cual puede ser o no confiable y estar o

no disponible.

15.En la inmensa mayoría de los casos, la información pertinente la tenemos que

generar nosotros mismos. Es básico conocer la flora arvense del sitio de trabajo, su

biología y su nivel de riesgo. Pero, además, se requiere conocer que tan

numerosas son cada una de las poblaciones, su tamaño y su distribución en la

26

parcela. Algunas de las medidas comúnmente usadas para describir poblaciones y

comunidades se muestran en la Tabla 4. 1.

16. Tabla 4.1. Medidas comúnmente usadas para describir poblaciones y

comunidades

17. Poblaciones 18. Comunidades

19. Estructura de la población 20. Estructura de la comunidad

21.

22. Distribución y densidad

23.

24. Composición y

25.

26. de una especie

27.

28. riqueza de especies

29.

30. Estructura por edades

31.

32. Fisonomía

33. Dinámica poblacional 34. Dinámica de la comunidad

35.

36. Natalidad, Mortalidad

37.

38. Sucesión

39.

40. Inmigración/Emigración

41.

42. Perturbación

43. Interacciones poblacionales 44. Funcionamiento de la comunidad

45.

46. Competencia

47.

48. Localización y ciclo de nutrientes

49.

50. Herbivoría

51.

52. Localización y producción de

53.

54. Amensalismo

55.

56. biomasa

57.Fuente: (Booth, Murphy, & Swanton, 2003)

58.Para poder describir una población, se debe hacer un censo tomando en cuenta las

diferentes variables de la población que interesa conocer. Sin embargo, en la

mayoría de los casos se trabaja con poblaciones muy numerosas y la

implementación de un censo es improcedente o innecesaria. En lugar de hacer un

censo, lo que generalmente se hace es tomar una pequeña cantidad de

organismos y hacer la descripción de la población con base en ese subconjunto de

individuos. Este subconjunto de organismos es lo que se conoce como muestra, y

a la acción de toma de muestras, se le denomina muestreo.

27

59.Esta pequeña muestra, sin embargo, debe de ser de un tamaño que imite o se

parezca, es decir, que sea representativa de la población. Para lograr lo anterior,

se requiere apoyo de la estadística; una vez que se conoce a cabalidad la

población, se puede determinar con cierto grado de exactitud, el tamaño de

muestra necesario para representar adecuadamente a la población.

60. Lo primero que se debe uno plantear son los objetivos del muestreo, es

decir: ¿para qué se quiere muestrear?, ¿Qué información interesa obtener?, ¿Para qué se

utilizará esta información?, ¿Qué se necesita para realizar el muestreo? y ¿De qué

recursos se dispone?

61. Si lo que interesa es saber cuál es la estructura de una comunidad de

malezas en un cultivo determinado, para poder hacer recomendaciones sobre medidas de

control, previsiones sobre rendimientos, etc., se podría abordar el asunto según varias

perspectivas. Se podría plantear el desarrollo de experimentos de campo, pruebas de

efectividad biológica y muchos más. Un ejemplo sería el conocer qué especies componen

la flora arvense de una parcela específica, cuáles son las especies más numerosas,

cuáles las que ocupan un mayor espacio y como se encuentran distribuidas esas

especies en la parcela.

62. La primera pregunta que quizá surgiría sería cuanta área debería

muestrear para tener una muestra representativa de la flora de la parcela. Por ejemplo, si

la parcela es de una hectárea, ¿se tendría que muestrear un metro cuadrado, diez, cien o

mil? Esto dependerá de la diversidad de especies, del tamaño de los organismos, así

como del grado de precisión deseado.

63.Determinación del tamaño de muestra

64. Es imposible determinar el número de muestras necesarias para un

estudio, sin hacer antes un muestreo preliminar (Martella et al., 2012).

65. La metodología estadística utiliza como base para la determinación del

tamaño de muestra, el tamaño de la población, lo cual es precisamente uno de los

parámetros que se quiere determinar.

66. Nkoa, Owen, & Swanton, (2015) proponen la siguiente ecuación para

determinar el número de cuadrantes necesarios para obtener una buena estimación del

tamaño de la población de una especie de maleza.

67.Ecuación 1

28

68. Donde:

69. n = Número necesario de cuadrantes (tamaño de muestra)

70. Za = Nivel de significancia de a

71. Vs = Varianza del muestreo, es decir: error del muestreo = varianza entre

cuadrantes

72. r = Número de repeticiones

73. D = Margen de error expresado como una fracción de la media

74. Ӯ = Media del carácter de interés

75. Vp = Varianza entre los bloques de un mismo tratamiento.

76. Esta ecuación la obtuvieron luego de realizar muestreos en un experimento

previo, y puede ser aplicada para determinar el efecto de un determinado tratamiento de

control sobre la densidad poblacional de cada una de las especies de maleza.

77. Por otro lado, Vargas y Munro (1990) utilizaron la metodología propuesta

por Iwao (1971) que correlaciona el índice de contagio (M*) y la media (X ) mediante

parámetros de regresión (a y b) para calcular el tamaño de muestra.

78. En términos generales, se puede decir que no hay una metodología estricta

para el muestreo de malezas. La elección de cada método, modelo, repeticiones, etc.

Dependerá, como se indicó anteriormente, de los objetivos y alcance deseado.

79. Una metodología usada desde hace tiempo es la llamada determinación de

la gráfica especies área, que relaciona la riqueza de especies en función del área

muestreada.

80. Se determina comúnmente mediante la técnica de puntos anidados, la cual

consiste en trazar un área relativamente pequeña en el terreno. En ésta, se contabiliza el

número total de especies presentes; posteriormente esta área se va duplicando tantas

veces como sea necesario, hasta que el número de especies nuevas sea inferior a un

10% de las encontradas en el cuadro inmediato anterior (Figura 4.1.).

81.Los datos obtenidos se consignan en una tabla (Tabla 4.1.)

29

82.

83.Figura 4.1. Disposición de unidades de muestra en el terreno para determinar el

área mínima.

30

84. Tabla 4.1.

Ejemplo de tabulación de

especies presentes en

cada muestra, para

determinación de área mínima.

85.

86.

87.

88.

89.

90.

91.

92.

93.

94.

95.

96.

97.

98.

99.

100.

101.

102.

103.

104.

105.

106.

107.

108.

109.

110.

31

1. Riqueza de especies con respecto al área

muestreada

2. 3. Numero de cuadrado

4. Especies

nuevas

5.

1

6.

2

7.

3

8.

4

9.

5

10.

6

11.

7

12. 1

13.

1

14.

1

15.

1

16.

1

17.

0

18.

1

19.

0

20. 2

21.

1

22.

1

23.

0

24.

1

25.

1

26.

1

27.

0

28. 3

29.

1

30.

0

31.

0

32.

0

33.

1

34.

1

35.

0

36. 4

37.

0

38.

1

39.

0

40.

1

41.

0

42.

0

43.

1

44. 5

45.

0

46.

1

47.

0

48.

1

49.

1

50.

1

51.

1

52. 6

53.

0

54.

1

55.

0

56.

1

57.

0

58.

0

59.

0

60. 7

61.

0

62.

0

63.

1

64.

1

65.

1

66.

1

67.

0

68. 8

69.

0

70.

0

71.

1

72.

0

73.

1

74.

1

75.

1

76. 9

77.

0

78.

0

79.

1

80.

0

81.

1

82.

1

83.

0

84. 10

85.

0

86.

0

87.

0

88.

1

89.

1

90.

1

91.

0

92. 11

93.

0

94.

0

95.

0

96.

1

97.

0

98.

1

99.

0

100. 12

101.

0

102.

0

103.

0

104.

1

105.

0

106.

1

107.

0

108. 13

109.

0

110.

0

111.

0

112.

1

113.

0

114.

1

115.

1

116. 14

117.

0

118.

0

119.

0

120.

0

121.

1

122.

1

123.

1

124. 15

125.

0

126.

0

127.

0

128.

0

129.

1

130.

1

131.

1

132. 16

133.

0

134.

0

135.

0

136.

0

137.

1

138.

1

139.

1

140. 17

141.

0

142.

0

143.

0

144.

0

145.

1

146.

1

147.

1

148. 18

149.

0

150.

0

151.

0

152.

0

153.

1

154.

0

155.

1

156. 19

157.

0

158.

0

159.

0

160.

0

161.

0

162.

1

163.

1

164. 20

165.

0

166.

0

167.

0

168.

0

169.

0

170.

1

171.

1

173.174.175. 176. 177. 178. 179.

111. Con esos datos se obtiene una curva de especies/área. (Fig. 4.2.)

112.

0 2 4 6 8 10 12 14 16 180

5

10

15

20

25

Área muestreada en m2

Núm

ero

de e

spec

ies

113. Figura 4.2. Curva para la determinación de área mínima. Número de especies

acumuladas por área muestreada

114.

115. Objetivo116. Al finalizar la práctica el alumno será capaz de:

117.

118. Aplicar la metodología necesaria para obtener el área mínima muestral

para determinar el número de especies de malezas en un terreno específico.

119.

120. Materiales121. Libreta de campo, 122. Etiquetas colgantes,

123. Lápiz, flexómetro, 124. Cuadrado de 0.5 m x 0.5 m,

125. Bolsas de plástico de 60 x

30 cm,

126. Blancas o transparentes,

127. Bolsas de papel, 128. Piola 200 m o equivalente,

129. Pala recta, 130. Azadón,

131. Tijeras de podar, 132. Guantes de carnaza.32

133.

134. Metodología135. Se recorre la parcela, para la previa identificación de especies.

136. Se coloca la unidad de muestra de 0.5 x 0.5 m.

137. Se identifican las plantas por especie.

138. Los datos obtenidos se consignan en una tabla (Tabla 4.1.) Con esos datos

se obtiene una curva de especies/área. (Fig.4. 2.)

139. El área mínima se considerará como la interpolación en el eje X en el punto

en el cual la curva se hace asintótica, o bien cuando se tienen representadas el

80% de las especies presentes en la parcela o como ya se indicó, cuando el

incremento no sea mayor a 10%.

140. Cuestionario 41. Explique la diferencia entre censo y muestreo.

2. Explique de qué manera la riqueza florística influye en el área mínima.

3. ¿Qué es sucesión primaria y sucesión secundaria?

4. ¿Qué diferencia hay entre perturbación y restricción?

5. ¿Qué es competencia por interferencia y que es competencia por recursos?

6.

Bibliografía1. Iwao, S. (1971). An approach to the analysis of aggregation patterns in biological

populations. Spatial patterns and statistical distributions. 461-513.

2. Martella, E., Trumper, L. M., Bellis, D., Renison, P. F., Giordano, G., Bazzano, R.

M., & Gleiser, M. B. (2012). Manual de Ecología Poblaciones: Introducción a las

técnicas para el estudio de las poblaciones silvestres. Reduca (Biología). Serie

Ecología, 5(1), 1–31. http://doi.org/10.1017/CBO9781107415324.004

3. Nkoa, R., Owen, M. D. K., & Swanton, C. J. (2015). Weed Abundance, Distribution,

Diversity and Community Analyses. Weed Science, 63(sp1), 64–90.

http://doi.org/10.1614/WS-D-13-00075.1

4. Vargas, M., & Munro, J. (1990). Determinación del tamaño de muestra. Series

técnicas de ASOMECIMA.

33

5.

6.

34

7.

8.

35

9. Práctica 5. Determinación de la estructura de una

comunidad arvense

10.

11. Introducción

12. Una comunidad ecológica se define como un nivel de organización natural

que incluye a un conjunto de poblaciones que comparten un espacio y un tiempo dado. A

su vez, una población es un grupo de organismos de la misma especie que comparten un

espacio y un tiempo, y que son capaces de entrecruzarse.

13. El entendimiento de la abundancia y distribución de las malezas en el

agroecosistema es un objetivo importante en la ciencia de la maleza (Nkoa, Owen, &

Swanton, 2015). Para poder describir el comportamiento de una comunidad, es necesario

definir algunos de sus parámetros. Sin embargo, la descripción de todos los individuos es

en muchos casos imposible y casi nunca es deseable o necesaria; en lugar de ello se

realiza un muestreo.

14.Una vez determinada el área mínima (AM), se procede a definir la manera en que

se tomarán las muestras; por ejemplo, para una AM de 10 m2, esos 10 metros

cuadrados se pueden distribuir en 10 unidades de muestra (UM), cada una de 1 m2

o bien, cinco de 2 m2, etcétera. También se tendría que definir la forma geométrica

de esas UM o la manera en se acomodarían sobre el terreno entre otras

cuestiones.

15.Aunque el tamaño y la forma geométrica de la UM influirán en los resultados, en

comunidades arvenses convencionalmente se recomienda el uso de unidades

cuadradas de 0.5 m de lado, así como, la distribución de las unidades de muestreo

dentro del terreno a estudiar puede ser al azar o sistemático. Un diseño

comúnmente utilizado en muestreos de vegetación arvense es el conocido como

“zig-zag” o “W”, el cual corresponde al tipo de muestreo sistemático (Figura 5.1.).

16.Para caracterizar una comunidad, se miden algunos parámetros de las poblaciones

que la conforman; los que con mayor frecuencia son objeto de medición dada la

importancia que revisten, son: la abundancia o densidad, la frecuencia y la

dominancia. La valoración de éstas puede ser cuantitativa, cualitativa o

semicuantitativa, y la elección dependerá de los objetivos del muestreo (Caamal-

36

Maldonado & Castillo-Caamal, 2011) (Iwao, 1971) (Vargas & Munro, 1990) (Zita,

2011).

17.La abundancia y densidad se refieren al número de individuos de una especie

que se encuentran en el área de estudio (Nkoa, Owen, & Swanton, 2015). La

diferencia radica en que la abundancia es un parámetro semicuantitativo usado por

la escuela europea o de Braun-Blanquet, la cual utiliza una escala de abundancia

visual (Mueller & Ellenmberg, 1974), mientras que la densidad se define como el

número de individuos de una especie por unidad de área o volumen. En el caso de

las arvenses es común expresarla en número de individuos por hectárea. En

algunas ocasiones, cuando se trabaja en cultivos en hilera, también se refiere a la

densidad por metro lineal en la hilera del cultivo.

18.La frecuencia es el número de unidades muestrales en que aparece la especie,

referido al número total de unidades (Nkoa, Owen, & Swanton, 2015). Finalmente,

la cobertura también llamada dominancia, se refiere al área del suelo cubierta por

una especie; se puede expresar en área de cada especie con respecto al área

muestreada, aunque también es válido expresarla en términos de peso seco (PS) o

peso fresco (PF), por unidad de superficie.

19.Estos tres parámetros se pueden expresar en valores absolutos o relativos (ver

cálculos); el promedio de los valores relativos de frecuencia, densidad y cobertura

expresa el Índice de Valor de Importancia (IVI) de cada especie.

20.

21.

22.Objetivos

23. Al finalizar la práctica el alumno será capaz de:

x) Diseñar un plan de muestreo de vegetación arvense.

y) Calcular los valores de densidad, frecuencia y cobertura absolutas y

relativas.

z) Interpretar los valores de densidad, frecuencia y cobertura absolutas y

relativas.

aa) Calcular el Índice de Valor de Importancia.

28.Materiales

29.Libreta de campo 37

30.Etiquetas colgantes

31.Flexómetro

32.Cuadrado de 0.5 m x 0.5 m

33.Bolsas de plástico blancas o transparentes de 60 x 30 cm

34.Bolsas de papel de estraza

35.Piola 200 m o equivalente

36.Tijeras de podar

37.Guantes de carnaza

38.Calculadora

39.Balanza granataria o analítica

40.Metodología

41. Recorrer la parcela, para la previa identificación de especies, trazar una W con

piola, que cubra la mayor área posible evitando el efecto de borde (Figura 6.1.).

42. Ubicar sobre la “W” los puntos de muestreo, distribuidos lo más equidistantes

posible y en cada uno colocar la unidad de muestra de 0.5 x 0.5 m, procurando que

el punto de muestreo quede en el centro del cuadro.

43. Se cortan todas las plantas (incluido el cultivo) a nivel de la corona y se deposita

toda la muestra en una bolsa de plástico etiquetada adecuadamente. En cada

etiqueta se anota el número de UM y la fecha. Se debe tener cuidado de no incluir

material extraño como insectos, tierra, exceso de rocío, y de no juntar las plantas

de diferentes unidades de muestreo en una sola bolsa.

44. Se cierran las bolsas lo más herméticamente posible. Una vez en el laboratorio, se

pesa la bolsa sin abrir. Se abre la bolsa y se separa la muestra por especie

(submuestra), se toma el peso de cada especie y se cuantifica su número de

individuos. Este dato será el peso fresco por especie por unidad de muestra

(PF/UM).

45. Una vez obtenido el PF/UM se colocan las submuestras en bolsas de papel de

estraza, debidamente identificadas por fuera. En su interior se deposita una

etiqueta con los datos de identificación que deberá incluir por lo menos el número

de UM, la fecha, la especie de la planta, el número de individuos y el PF/UM. Se

colocan en una estufa a 40°C para su secado, tomando cada 12 h el peso en una

balanza granataria. Cuando el peso deje de disminuir (lo cual puede durar unos tres

38

días) se toma el peso; este dato es el peso seco por especie por unidad de muestra

(PS/UM).

46. Posteriormente se obtiene el número de unidades de muestra, el cual corresponde

al número total de UM muestreadas en todo el terreno estudiado (UMT); enseguida

se calcula el área total muestreada (ATM), que es el área de cada UM (en este

caso 0.25 m2) multiplicado por el UMT. Se llena la Tabla 5.1.

47. Tabla 5.1. Datos obtenidos de campo del muestreo de malezas.

48. 49. Unidad de muestra N… 50. Unidad de muestra N+1*…

51. Nombre

52. PF/UM

53. PS/UM

54. Número de individuos/UM

55. PF/UM

56. PS/UM

57. Número de individuos/UM

58. Especie 1

59. 60. 61. 62. 63. 64.

65. Especie 2

66. 67. 68. 69. 70. 71.

72. Especie 3

73. 74. 75. 76. 77. 78.

79. Especie 4

80. 81. 82. 83. 84. 85.

86. Especie …

87. 88. 89. 90. 91. 92.

93.Se calculan los valores absolutos y relativos de frecuencia, cobertura (tomando en

cuenta tanto peso fresco como peso seco) y densidad.

94.Cálculos para obtener los valores relativos y absolutos de Cobertura (Co), Frecuencia (F) Densidad (D) e Índice de Valor de Importancia (IVI).

95.Cálculo de valores absolutos

96.Densidad absoluta de la especie “x” (DAx)

97.

39

98. DAx = ( de todos los individuos de la especie x en el AMTÁrea total muestreada (AMT) )

99.Cobertura absoluta de a especie “x” (CoAx)

100.

101.

CoAx = ( de todos los PF ó PS de todos los individuos de la especie x en el AMTÁrea total muestreada (AMT) )

102.

103. Frecuencia absoluta de la especie “x” (FAx)

104.

105. FAx = ( de todas las UM en donde se presenta la especie xNúmero total de UM) )

106.

107. Donde:

108. AMT = Área Total Muestreada

109. UM = Unidad (es) de muestra

110. PF = Peso fresco de la especie

111. PS = Peso seco

112. Cálculo de valores relativos:

113. Densidad relativa de la especie “x” (DRx)

114.

115. DRx = ( DAx de todas las densidades absolutas de todas las especies )

116.

117. Cobertura relativa de la especie “x” (CoRx)

118.

119. CoRx = (CoAx de todas las coberturas absolutas de todas las especies )

120.

121. Frecuencia relativa de la especie “x” (FRx)

40

122.

123. FRx = (FAx de todas las frecuencias absolutas de todas las especies )

124.

125. Índice de Valor de Importancia de la especie “x” (IVIx) = DRx+CoRx+FRx

126. Los valores relativos se pueden expresar en porcentaje, multiplicando el

valor obtenido por 100.

127.

128. Cuestionario 5

1. Defina población y comunidad.

2. Defina área mínima.

3. ¿Cuáles son los parámetros para tomar en cuenta en un diseño de muestreo?

4. En el área mínima, si la primera unidad de muestra mide 0.3 x 0.3 m, ¿cuántos centímetros cuadrados se tendrán en el sexto cuadro?

5. ¿Qué es una unidad de muestra?

6. ¿Qué indica la densidad de una población?

7. ¿Qué indica la cobertura de una población?

8. ¿Qué indica la frecuencia de una población?

9. ¿Para qué se determina el valor de importancia?

10.¿De qué manera el muestreo de malezas le puede ayudar para realizar un diagnóstico y una recomendación?

11.¿Qué recomendaciones de control químico haría usted con base a los valores de densidad, frecuencia, cobertura, importancia y composición florística?

12.¿De qué manera esta práctica le ayuda a su mejor desempeño profesional?

41

13.Bibliografía

1. Caamal-Maldonado, J.A., y J.B. Castillo-Caamal.(2011) «Muestreo de arvenses.» En Técnicas de muestreo para manejadores de recursos naturales, de F. Bautista-Zúñiga, H. Delfín y J.L. Palacio, 537-561. CDMX: UNAM.

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3. Mueller, D., & Ellenmberg, J. (1974). Aims and methods of vegetation ecology. New York: John Wiley and Sons.

4. Nkoa, R., M. Owen, y C. Swanton. «Weed Abundance, Distribution, Diversity, and Community Analyses.» Weed Science, 2015: 64-90.

5. Vargas, M., & Munro, J. (1990). Determinación del tamaño de muestra. Series técnicas de ASOMECIMA.

6. Zita, P. (2011). Biología y Ecología de la Maleza. En G. Bojórquez, E. Rosales, G. Zita, V. Vargas, & V. Esqueda, Manejo de Malezas en México (Primera ed., Vol. I, págs. 13-52). Guadalajara, Jalisco, México: Universidad Autónoma de Sinaloa, ASOMECIMA A. C.

7.

8.

42

9.

10.

43

11.

12. Práctica 6. Caracterización y determinación del

banco de semillas de la maleza en el suelo.

13. Introducción

14. El banco de semillas de maleza se define como el conjunto de semillas presentes

en el suelo que contribuyen al establecimiento de las poblaciones de maleza en el

agroecosistema (Zita, 2011). Con el objeto de evitar confusiones y para efecto de

este manual, definiremos germoteca como una colección de diásporas

debidamente curadas, mismas que pueden ser viables o no. Un banco de

germoplasma lo entenderemos como una colección biológica viva, es decir un

conjunto de diásporas viables, o cualquier otro tipo de material genético capaz de

conservar genotipos vegetales; mientras que como ya se indicó el banco de

semillas serán aquellas diásporas presentes en el suelo.

15.Los bancos de semillas de maleza están constituidos ya sea por semillas u órganos

vegetativos de propagación, como rizomas, tubérculos y estolones. Los bancos de

semillas de las malezas anuales en suelos cultivados contienen de 1,000-10,000

semillas por m2, mientras que en pastizales puede alcanzar hasta 1’000,000 por m2

(Mortimer, 1996). Durante el establecimiento del cultivo, son las primeras en

germinar, consecuentemente son las que mayores daños provocan.

16. Estas semillas también pueden tener un periodo de latencia cuya duración

dependerá de que las condiciones ambientales sean apropiadas para la

germinación o la muerte por envejecimiento natural o por la acción de parásitos o

depredadores (Acosta & Agüero, 2001).

17.Muestreo de bancos de semilla

18. Los bancos de semillas, por lo general están confinados a la superficie

del suelo o a sus 30 cm superiores. Generalmente, el modelo espacial de los bancos

de semillas puede ser descrito matemáticamente por una distribución binomial negativa

(NBD). Lo anterior significa concretamente, que muchas muestras representativas de

suelo de un banco de semillas para una especie particular podrán no contener semillas,

mientras que unas pocas muestras podrán contener un alto número de semillas

(Forcella, 1992).

44

19. La determinación de la representatividad de un muestreo de banco de

semillas dependerá de varios factores, como la diversidad, la profundidad de la

muestra, la forma y área de la unidad de muestra.

20. En cuanto al tamaño de la unidad de muestra, la experiencia empírica

recomienda el uso de barrenos de 5 cm de diámetro, siendo una solución práctica al

problema de muestras con tamaños más grandes, donde la cantidad de suelo puede ser

difícil de transportar, en contraste con muestras más pequeñas (p. e. 2 cm), las cuales

son de fácil transportación; el problema es la detección de semillas en esas cantidades

tan pequeñas de suelo.

21. La profundidad a que se deberán tomar las muestras depende

completamente de los objetivos de la investigación. Para fines prácticos, se considera

adecuada una profundidad de 5 cm, con base en que pocas plántulas tienen capacidad

para emerger si las semillas están enterradas a más de 10 cm de profundidad.

22. En cuanto al arreglo de las unidades muestrales sobre el terreno, muchos

investigadores toman muestras de suelo a intervalos más o menos uniformes a lo largo

de un modelo en forma de W dentro de una parcela o de un campo. Otros

investigadores utilizan un modelo en X o una línea diagonal.

23.De manera empírica se ha encontrado una relación entre el número de semillas por

unidad de muestra (densidad) y el número de unidades de muestra necesarios para

obtener una muestra estadísticamente representativa. En términos generales, la

relación fue definida como:

24. log10 S2 = log10a + b log10 m

25.A partir de esta relación, Dessaint et al. (1996) derivaron una ecuación que ayuda a

aproximarse a un muestreo adecuado basado en diferentes niveles deseados de

precisión (Dessaint, Barralis, Caixinhas, Mayor, Recasens, & Zanin, 2006).

26.

27. La ecuación es:

28. N = 100.45(m/509)-0.059D-2

29.

30.Donde:

45

31.

32. N = Número estimado de muestras necesarias (5 cm de diámetro).

33. D = Nivel de precisión deseado.

34. D es definido como el error estándar de la media dividido entre la media (ESm/ m).

35. m es dividido entre 509 para convertir el área de una muestra de 5 cm de diámetro

a 1 m2.

36.La Tabla 6.1. presenta soluciones a la ecuación anterior para densidades

hipotéticas de semillas de 10, 50, 100, 500, 1,000 y 5,000 semillas/m2, cada una

de ellas con una precisión de 0.2, 0.3, 0.4 y 0.5. Estos resultados presentados por

Dessaint et al. (1996) dependen del uso de muestras de suelo de 5 cm de

diámetro.

37.

38.Tabla 6.1. Número de muestras de suelo y niveles de precisión suponiendo varias

densidades de semillas. Nivel de precisión (D)

39. Banco de semillas 40. D

41. (semillas/m2 42. 0.2 43. 0.3 44. 0.4 45. 0.5

46. 10.00 47. 716 48. 318 49. 179 50. 115

51. 50.00 52. 277 53. 123 54. 69 55. 4456. 100.00 57. 184 58. 82 59. 46 60. 2961. 500.00 62. 71 63. 32 64. 18 65. 11

66. 1,000.00 67. 47 68. 21 69. 12 70. 871. 5,000.00 72. 18 73. 8 74. 5 75. 3

76. Fuente: Dessaint et al. (1996)

77.Una vez que se han extraído las muestras del suelo, hay dos técnicas básicas para

calcular el número de semillas en las mismas (Ball & Miller, 1989) (Bárberi,

Macchia, & Bonari, 1998) (Cardina & Sparrow, 1996) (Forcella, 1992).

78.Método de extracción directa de las semillas

79. En la técnica de extracción directa de las semillas, éstas son separadas del

suelo por medio de lavado o flotación. El método de lavado tiene numerosas variaciones;

por ejemplo, la muestra de suelo se coloca simplemente sobre un cedazo de malla de

una medida menor que las semillas más pequeñas que se espera encontrar -el tamaño 46

de las mallas es un factor fundamental para determinar la eficiencia de la separación de

las semillas-. La muestra puede ser pre-remojada por un corto tiempo para saturar y

aflojar los agregados de arcilla.

80. El remojado de la muestra de suelo en una solución de hexametafosfato de

sodio ayudará a disgregar los trozos de arcilla.

81. La etapa siguiente, incluye la remoción de la arcilla, el limo y las partículas

pequeñas de arena de la muestra; esto se hace habitualmente sacudiendo la muestra

colocada en un cedazo o pasando un chorro de agua sobre la misma. Una vez que las

partículas finas han pasado a través del cedazo, el resto incluye semillas, restos

orgánicos, partículas de arena y, en los suelos ricos en arcilla, los agregados de arcilla

que no se dispersaron. Las semillas y los restos orgánicos que permanecen sobre el

cedazo, y se separan de las partículas de arena por medio de flotación diferencial.

82. Una vez que las semillas han sido razonablemente aisladas por el método

de extracción directa, deben ser identificadas.

83.Método de germinación

84. Esta técnica es usada normalmente para determinar la densidad de

semillas no latentes en los bancos de semillas. En este caso, las muestras de suelo son

reunidas en unidades. Las muestras se mezclan cuidadosamente y se colocan en

bandejas en incubadoras, invernaderos, cámaras frías o criaderos dependiendo de los

objetivos del experimento y las facilidades disponibles. Las muestras deben ser

protegidas de la contaminación de otras semillas y enemigos granívoros o herbívoros.

85. La profundidad del suelo en las bandejas no debería ser mayor de la

profundidad en que se espera normalmente que germinen las especies: por lo general

menos de 5 cm, o 2 a 3 cm para las semillas más pequeñas (Cardina, Sparrow, &

McCoy, 1996) (Delorit, 1970) (Forcella, Webster, & Cardina, 2004).

86.Objetivos

87. Al finalizar la práctica el alumno será capaz de:

jjjj) Manejar el equipo de campo y laboratorio usado en el estudio de bancos de

semillas.

kkkk) Diseñar un método de muestreo de banco de semillas.47

llll) Explicar los criterios para el establecimiento de un plan de muestreo.

mmmm) Calcular la densidad específica de un banco de semillas.

92.

93.Materiales

1. Barrena 2. Bolsas de plástico transparentes de 40 x 40 cm aproximadamente

3. Bolsa de papel 4. Etiquetas colgantes5. Juego de tamices 6. Papel blanco7. Agua 8. Cubetas 9. Flexómetro 10. Hexametafosfato de sodio11. Flexómetro 12. Estacas 13. Cordón o piola 14. Dos palanganas

15.

16.Metodología

17.Fase de Campo

18.Para ubicar los puntos de muestreo o unidades muestrales es necesario que en la

parcela se forme una W, con ayuda de un flexómetro, las estacas y el

cordón o piola. Teniendo esta W, y dependiendo del número de equipos, se

ubicarán las unidades muestrales, cada 10 o 20 pasos.

19.Se tomará en cuenta la Tabla 2.1. para determinar el número de muestras

necesarias para contar con una muestra significativa al 95%.

20.El proceso de extracción de la muestra de suelo se realizará con una barrena.

Para tal efecto, se presiona la barrena hacia el interior del suelo, girando el eje

principal en sentido de las manecillas del reloj. Una vez obtenida la profundidad

deseada se extrae la barrena con un ligero movimiento diagonal. El suelo que se

encuentra dentro de la barrena se colocará dentro de la bolsa de plástico, se

cerrará y se colocará una etiqueta con los siguientes datos: estado, municipio o

comunidad, coordenadas, fecha, colector y número de muestra.

21.Fase de Laboratorio

22.Se pondrán cuatro tamices, uno encima de otro, teniendo cuidado que el de

abertura más grande quede arriba y así sucesivamente.

23.Se colocará la muestra en el tamiz de arriba, se agregará agua hasta disolver

todos los terrones; de esta manera al ir lavando, las semillas se separarán por

tamaños, quedando las semillas más grandes en el primer tamiz.

48

24.Se quitará este tamiz y se continuará lavando el siguiente.

25.Posteriormente se guardarán las semillas encontradas en la bolsa de papel, de

acuerdo con su unidad muestral.

26. En laboratorio, las semillas encontradas se separarán por tipo y se

identificarán taxonómicamente en la medida de lo posible. Se contarán, y los datos se

consignarán en la Tabla 6.2. Se deberá obtener la media, varianza y desviación

estándar de los datos.

27.Tabla 6.2. Resultados del muestreo de banco de semillas.

28. Nombre de la

maleza

29. No. de semillas

por muestra

30. Sumatoria

1+2+N

31.Me

32. Varianza

33. Desviación estándar

34. 35.1

36.2

37.N 38. 39.

40. 41.

42. 43.

44.

45.

46. 47.

48. 49.50. 51.

52.

53.

54. 55.

56. 57.58. 59.

60.

61.

62. 63.

64. 65.66. 67.

68.

69.

70. 71.

72. 73.74. 75.

76.

77.

78. 79.

80. 81.82. 83.

84.

85.

86. 87.

88. 89.90. 91.

92.

93.

94. 95.

96. 97.98.

99.Cuestionario 6

100. ¿Qué diferencia hay entre un banco de germoplasma, un banco de semillas

y una germoteca?

101. ¿Cuántos tipos de dispersión de diásporas conoce?

102. ¿Qué entiende por latencia?

103. ¿Qué factores ambientales pueden disminuir el banco de semillas?

104. ¿Cuál sería la población de malezas por hectárea y por especie, según sus

resultados obtenidos?

49

105. Se sabe que Avena fatua puede producir en promedio 2,000 semillas por

planta. Si en un campo se encuentran cinco semillas de esta planta, por unidad de

muestra, de 5 cm de diámetro y se tomaron 15 muestras. ¿Cuál sería la población

de plantas adultas suponiendo que todas llegaran a germinar?

106. ¿Cuál sería la densidad poblacional teórica de A. fatua después de tres

generaciones?

107. ¿Cuáles son las densidades poblacionales de cada maleza según su

muestreo?

108. ¿Cuál es la utilidad de esta práctica en su vida profesional?

109. Bibliografía

110. Acosta, L., & Agüero, R. (2001). El banco de propágulos de malezas en el agroecosistema: Conocimiento actual y propuesta metodológica para su estudio. Agronomía Mesoamericana, 12(002), 141-151.

111. Ball, D. A., & Miller, S. D. (1989). A comparison of techniques for estimation of arable seed banks and their relationship to weed flora. Weed Res., 29, 365 - 373.

112. Ball, D., & Miller, S. (1989). A comparison of techniques for estimation of arable seed banks and their relationship to weed flora. Weed Research, 29, 365-373.

113. Barberi, P., Macchia, M., & Bonari, E. (1998). Comparison between the seed extraction and sedling emergence methods for weed seed bank evaluation. Aspects of Applied Biology, 9-14.

114. Cardina, J., & Sparrow, D. (1996). A comparison of methods to predict weed seedling populations from the soil seedbank. Weed Science, 44, 46-51.

115. Dessaint, F., Barralis, G., Caixinhas, M., Mayor, Recasens, J., & Zanin, G. (2006). Precision of soil seedbank sampling: how many soil cores? Weed Research, 143-151.

116. Forcella, F. (1992). Prediction of weed seedling densities from buried seed reserves. Weed Res., 32, 29-38.

117. Forcella, F., Webster, T., & Cardina, J. (2004). Recuperado el 20 de 10 de 2011, de http://www.fao.org/docrep/007/y5031s/y5031s03.htm

118. Mortimer, A. (1996). Capítulo 2. La clasificación y ecología de las malezas. En R. Labrada, J. Caseley, & C. Parker, Manejo de Malezas para Países en Desarrollo. FAO

50

119. Zita, P. (2011). Biología y Ecología de la Maleza. En G. Bojórquez, E. Rosales, G. Zita, V. Vargas, & V. Esqueda, Manejo de Malezas en México (Primera ed., Vol. I, págs. 13-52). Guadalajara, Jalisco, México: Universidad Autónoma de Sinaloa, ASOMECIMA A. C

120.

51

121.

52

122. Práctica 7. Control biológico de malezas123. Por: Marcos Espadas y Verónica Gilbón

124. Introducción125. El control biológico se puede definir como el uso de enemigos naturales de

una plaga -en este caso la maleza- para disminuir las densidades poblacionales de

esa plaga. Hay dos condiciones importantes para considerar una medida de control

como control biológico. La primera es que debe existir alguna manipulación

humana, es decir, el hecho de la existencia de enemigos naturales que sin

intervención humana le provocan a la maleza enfermedades, que inhiben su

germinación, etc., se debe considerar como control natural. La segunda condición,

es que estos enemigos naturales deben estar vivos y ser capaces de crecer y

reproducirse. De esta manera, el uso de extractos de plantas alelopáticas deberá

considerarse como control químico. Si bien se puede argumentar que esos

extractos son más amigables con el medio ambiente (lo cual no siempre es así),

siguen siendo sustancias químicas.

126. El control biológico de malezas (CBM) no es tan novedoso como podríamos

pensar; de hecho, ya desde principios del siglo XX se obtuvieron grandes éxitos

para el control de Opuntia en Australia y de Lantana en Hawaii. Actualmente se

distinguen dos tipos de CBM: el CBM clásico, que se basa en el control de malezas

exóticas con enemigos naturales también exóticos y el CBM aumentativo o por

incremento.

127. El CBM aumentativo consiste en el control de malezas autóctonas o

exóticas con enemigos naturales existentes en el sitio donde la maleza está

causando daños. Es decir, con este no se introduce una nueva especie al

ecosistema. Si bien en los casos exitosos de CBM clásico los enemigos naturales

han sido artrópodos (principalmente insectos), en el CBM por incremento destacan

los fitopatógenos nativos (viroides, virus, bacterias, nematodos, hongos). El grupo

fitopatógeno más usado en este tipo de control son los hongos, de aquí el nombre

del producto comercial Micoherbicidas.

128. Una gran cantidad de hongos están siendo evaluados para ser usados de

manera inundativa (Charudattan, 2005). De éstos, ya se tienen productos

disponibles en el mercado; por ejemplo: Smolder® formulado con Alternaria

53

destruens y utilizado contra cúscuta parasítica (Cuscuta gronovii), Collego®

formulado con Colletotrichum gloeosporioides f. sp. aeschynomene aplicado contra

Aeschynomene virginica, BioMal® formulado con Colletotrichum gloeosporioides f.

sp. malvae aplicado contra Malva pusilla. Por su parte, Dagno y otros (2012)

mencionan 15 micoherbicidas disponibles, mientras que Aneja, y otros, (2013),

reportan 19. Estos autores reportan 11 formulaciones líquidas; como, por ejemplo,

Smolder® es suspensión conidial, BioChon TM suspensión micelial en agua y ocho

formulaciones sólidas; por ejemplo, Collego® polvo humectable, BioMal® pellets

humectables. El principio activo de estos productos son conidios, micelio y

clamidosporas, el vehículo o diluyente líquido o sólido, y finalmente los adyuvantes,

los cuales tienen función protectora, dispersante o adherente. Nuevos grupos de

fitopatógenos como bacterias y virus se están integrando al control inundativo de

malezas, algunos de los cuales ya están disponibles en el mercado (Harding &

Raizada, 2015).

129. Objetivo130. Evaluar la severidad de Cercospora sp. en la maleza Acalypha indica

131. Materiales132.

133. Centrifuga 134. Microscopio compuesto

135. Vórtex 136. Cámara de Neubauer

137. Micropipetas de diferentes

volúmenes (10 µL, 200 µL, 500

µL,1,000 µL)

138. Puntas de micropipetas

(10µL, 200 µL, 500 µL,1,000 µL)

139. Gradilla 140. Cuatro tubos falcón

141. Solución salina 142. Tween 20

143. Mecheros Bunsen 144. Campana de flujo laminar

145. Portaobjetos y cubreobjetos 146. Probeta de 100 mL

147. Bisturís 148. Agitadores de vidrio

149. Cepas de Cercospora sp.

con índice alto de esporulación, en

medio de jugo de hojas de

zanahoria-agar en caja de Petri)

150. Marcador indeleble

151. Bitácora 152. Lápiz

54

153. Agujas de disección 154. Atomizador

155. Pliego de papel filtro 156. Plantas sanas de Acalypha

indica

157. Métodología158. En un tubo de ensayo preparar una solución madre de conidios a una

concentración mayor o igual a 1x 10 6. Para tal efecto se toman dos centímetros

cuadrados de la cepa de Cercospora sp. Éstos se disuelven en 2 mL de solución

salina, agitándolos vigorosamente con una varilla de vidrio hasta disolver la placa

de agar. Posteriormente, agitar en el vórtex durante un minuto.

159. A partir de esta suspensión se toma una alícuota de 0.5 mL y se deposita

en una cámara de Neubauer para determinar la concentración de conidias. En caso

necesario agregar más tejido hasta obtener la concentración deseada.

160. Las conidias se separan del micelio y los restos de agar mediante

centrifugación a un solo toque a alta velocidad (p. ej. 10,000 rpm)

161. A partir de la solución madre preparar el inóculo de Cercospora sp. a una

concentración 7 x 104.

162. Calibrar el aspersor para preparar el volumen de inóculo a ocupar.

163. Colocar las plantas de maleza a inocular sobre un pliego de papel filtro.

164. Asperjar y colocar las plantas de Acalypha indica en el invernadero.

165. Hacer las observaciones del periodo de incubación y síntomas. Determinar

el valor correspondiente de acuerdo con la escala de severidad de la Figura 7.1.

166.

167. Figura 7.1. Escala de la evaluación de la severidad (% del área foliar

infectada)

168. Fuente: Barea (2006).55

169.

170. Se llena la tabla 7.1. y con estos datos se elabora una gráfica de tiempo en

las abscisas (eje de las x) y severidad en las ordenadas (eje de las y).

171. Tabla 7.1. Progresión de la severidad de la infección de Cercospora sp. en

Acalypha indica.

172. Fecha de

aplicación

173. 174. Do

sis

175.

176. 12

horas

177. 24

horas

178. 48

horas

179. 72

horas

180. 96

horas

181. 12

0 horas

182. 14

8 horas

183. 184. 185. 186. 187. 188. 189.

190.

191. Cuestionario 71. Explique qué diferencia existe entre control biológico y control natural.

2. Indique la Clase taxonómica de los hongos utilizados como micoherbicidas,

mencionados en esta introducción.

3. Explique la diferencia entre micoherbicida y bioherbicida.

4. Describa un ejemplo de CBM en México.

5. Que factores considera usted que pudieran propiciar un mayor desarrollo de

Micoherbicidas.

6. Bibliografía1. Aneja, K. R., Kumar, V., Jiloha, P., Kaur, M., Sharma, C., Surain, P., Dhiman, R. &

Aneja, A. (2013). Potential Bioherbicides: Indian Perspectives. En R. K. Salar & et

al., Biotechnology: Prospects and Applications. Springer, New Delhi, pp 197–215.

https://doi.org/10.1007/978-81-322-1683-4_15

2. Barea, V. (2006). Slide Share. Obtenido de

https://es.slideshare.net/jesusmamani961/patometria-incidencia-y-severidad

3. Charudattan, R. (2005). En Ecological, practical, and political inputs into selection of

weed targets: What makes a good biological control target? Biological Control, 35,

183-196.

4. Dagno, K., Lahlali, R., Diorté, M & Jijakli, M.H. (2012). Present status of the

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Biotechnol. Agron. Soc. Environ 16(3), 360-368.56

5. Harding, D. P., & Raizada, M. N. (2015). Controlling weeds with fungi, bacteria and

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6. Yohana, G. C. (2010). Métodos de conservación y formulación de Trichoderma

harzianum rifai. FITOSANIDAD, 14(3).

57

7. Práctica 8. Etiqueta de herbicidas: evaluación de la conformidad con la Norma Oficial Mexicana NOM-232-

SSA1-20098.

9. Introducción

10. Para los no estudiosos del derecho, es complicado y tedioso el incursionar

en cuestiones legislativas; sin embargo, como cualquier actividad humana, la agricultura

se encuentra regulada por leyes, tratados y normas. La aplicación de herbicidas en

nuestro país se encuentra debidamente normada.

11. Quepa señalar aquí, de manera muy sintética el orden jerárquico de los

diversos ordenamientos jurídicos (Ver Figura 8.1.). Es también pertinente señalar que en

nuestro país existen dos tipos de normas: Las llamadas NMX, que no son de observancia

obligatoria, y las NOM, que sí lo son.

12. De acuerdo con la Secretaría de Economía, “La Evaluación de la

conformidad es la determinación del grado de cumplimiento con las normas oficiales

mexicanas o la conformidad con las normas mexicanas, las normas internacionales u

otras especificaciones, prescripciones o características. Comprende, entre otros, los

procedimientos de muestreo, prueba, calibración, certificación y verificación” (SE, 2019).

13.

14.

15.

16.

17.

18.

19.

20.

21.22. Pirámide de Kelsen

23. Fuente: Elaboración propia a partir de Lucas (1989).

24. La etiquetación correcta de los herbicidas en los envases es fundamental

para prevenir accidentes durante el manejo, aplicación y transporte de éstos. La

58

información contenida en la etiqueta es indispensable, ya que ésta contiene información

sobre la dosis, los cultivos a aplicar, la época de aplicación, etc.

25. Como parte de la regulación que se lleva cabo en el país para la protección

del ambiente y de los usuarios de los plaguicidas, se emite la “NOM-232-SSA1-2009,

Plaguicidas: que establece los requisitos del envase, embalaje y etiquetado de productos

grado técnico y para uso agrícola, forestal, pecuario, jardinería, urbano, industrial y

doméstico”, que entró en vigor el 8 de abril de 2011. Esta Norma Oficial tiene como

antecedente a la “NOM-045-SSA1-1993, Plaguicidas, Productos para uso agrícola,

forestal, pecuario, de jardinería urbano e industrial. Etiquetado” y la complementan la

“NOM-044-SSA1-1993, Envase y embalaje. Requisitos para contener plaguicidas” y la

“NOM-046-SSA1-1993, Plaguicidas. Productos para uso doméstico. Etiquetado”.

26. La clasificación de los plaguicidas en esta norma, a diferencia de la que

manejaban sus predecesoras, se basa en el sistema internacional de la ONU denominado

GHS (Sistema Global Armonizado de Clasificación y Etiquetado de Químicos); con esto

se pretende incrementar el nivel de protección para la salud de los usuarios y en general,

para todos los que se relacionan con el manejo de plaguicidas. Tiene valores de

clasificación más restrictivos y resalta la principal vía de peligro del producto (oral, dermal

e inhalatoria); con estas restricciones muchos productos cambiaron a una categoría de

mayor peligrosidad.

27. La información en la etiqueta se divide en tres partes según la mencionada NOM:

28. Parte izquierda. Información de seguridad: criterios utilizados para la

clasificación toxicológica, reubicación de leyendas de precaución durante el manejo del

producto, ubicación del lote, fecha de fabricación y fecha de caducidad.

29. Parte central. Información general y clasificación: Creación de un apartado

especial de precauciones durante el manejo del producto, leyendas específicas para las

medidas de protección al medio ambiente, incluye la categoría ecotoxicológica,

eliminación del apartado de condiciones de almacenamiento y trasporte.

30. Parte derecha. Información sobre la forma de uso: Se incluye el apartado

para el manejo de la resistencia.

31. Objetivos32. Al finalizar la práctica el estudiante:

gg)Será capaz de evaluar la conformidad de las etiquetas de herbicidas con la

Norma Oficial Mexicana NOM-232-SSA1-2009. Plaguicidas: que establece 59

los requisitos del envase, embalaje y etiquetado de productos grado técnico

y para uso agrícola, forestal, pecuario, jardinería, urbano, industrial y

doméstico.

hh)Identificará los datos que debe llevar un producto químico que se incluye

en el mercado.

ii) Se habrá familiarizado con la terminología legal fitosanitaria.

jj) Analizará los riesgos químicos y ambientales que tienen los herbicidas.

kk) Analizará de acuerdo con el producto en qué malezas se emplea, su modo

y mecanismo de acción.

38. Materiales

39.NOM-018-STPS-2015

40. NOM-232-SSA1-2009

41.Herbicidas

42.Computadora portátil

43.Acceso a internet

44.Regla graduada de 20 a 30 cm

45. Metodología

46. 1. Consulte en bibliografía especializada los siguientes términos y elabore un glosario.

47. Nombre comercial

48. Nombre común

49. Nombre químico

50. Formulación

51. Suspensión concentrada

52. Solución concentrada

53. Emulsión

54. Polvo humectable

55. Ingrediente activo

56. Ingrediente inerte

57. Contenido neto

60

58. Coadyuvante

59. Dosis de aplicación

60. Registro

3. De acuerdo con la NORMA Oficial Mexicana NOM-018-STPS-2015, Sistema

armonizado para la identificación y comunicación de peligros y riesgos por sustancias

químicas peligrosas en los centros de trabajo, ¿Qué es un pictograma?

4. Realice una búsqueda bibliográfica de los riesgos químicos y ambientales que tienen

los herbicidas, además de los tipos de códigos que se utilizan para el manejo de

cualquier químico.

5. Seleccione un herbicida y mencione en qué maleza se emplea, su modo y mecanismo

de acción.

6. De los herbicidas que se le asignaron, evalúe la conformidad con la NOM-232-SSA1-

2009 Plaguicidas que establece los requisitos del envase, embalaje y etiquetado de

productos grado técnico y para uso agrícola, forestal, pecuario, jardinería, urbano,

industrial y doméstico.

61.Para lo anterior, utilice la tabla 8.1 y con la información contenida en:

62. Anexo normativo 1 Criterios para la clasificación de las sustancias

63. Anexo normativo 2 Símbolos y palabras de advertencia

64. Anexo normativo 3 Íconos de seguridad

65. Verifique el cumplimiento de los numerales:

66.

67.

68. 4. Especificaciones sanitarias de los envases y embalajes

69. 5. Características generales del etiquetado de productos grado técnico y para uso agrícola, forestal, pecuario, jardinería, urbano e industrial.

70. 6. Formato de la etiqueta para plaguicidas de uso agrícola y forestal.

71.

61

Midori Watanabe, 17/02/20,

Revisar los cambios realizados en este apartado

72.Tabla 8.1 Evaluación de la conformidad de (nombre comercial y común del herbicida) con la NOM-232-SSA1-2009 Plaguicidas que establece los requisitos del envase, embalaje y etiquetado de productos grado técnico y para uso agrícola, forestal, pecuario, jardinería, urbano, industrial y doméstico.

73.Numeral

74. Inciso

75.Conformidad 76.Observaciones

77. 78. 79.Si

80.N

81.No aplica

82.

83.4. 84.85. 86.4.

1.1

87. 88. 89. 90.

92.4.1.2

93. 94. 95. 96.

98.4.1.3

99. 100. 101. 102.

104.4.1.4

105. 106. 107. 108.

110.4.1.5

111. 112. 113. 114.

116.4.1.6

117. 118. 119. 120.

122.4.1.7

123. 124. 125. 126.

128.4.1.8

129. 130. 131. 132.

133.5

134.

135. 136.5.1

137. 138. 139. 140.

142.5.2

143. 144. 145. 146.

148.5.3

149. 150. 151. 152.

154.5.4

155. 156. 157. 158.

62

160.5.5

161. 162. 163. 164.

166.5.6

167. 168. 169. 170.

172.5.7

173. 174. 175. 176.

178.5.8

179. 180. 181. 182.

184.5.9

185. 186. 187. 188.

190.5.10

191. 192. 193. 194.

196.5.11

197. 198. 199. 200.

202.5.12

203. 204. 205. 206.

208.5.12.1

209. 210. 211. 212.

214.5.12.2

215. 216. 217. 218.

220.5.12.3

221. 222. 223. 224.

226.5.12.4

227. 228. 229. 230.

232.5.12.5

233. 234. 235. 236.

237.6

238.

239. 240.6.1

241. 242. 243. 244.

246.6.1.1

247. 248. 249. 250.

252.6.1.2

253. 254. 255. 256.

258.6.1.3

259. 260. 261. 262.

264.6.1.4

265. 266. 267. 268.

270.6.1.5

271. 272. 273. 274.

276.6.1.5.

1

277. 278. 279. 280.

282.6.1.5.

2

283. 284. 285. 286.

288. 289. 290. 291. 292.63

6.1.6294.6.1.7

295. 296. 297. 298.

300.6.1.8

301. 302. 303. 304.

306.6.1.9

307. 308. 309. 310.

312.6.1.10

313. 314. 315. 316.

318.6.1.11

319. 320. 321. 322.

324.6.2

325. 326. 327. 328.

330.6.2.1

331. 332. 333. 334.

336.6.2.2

337. 338. 339. 340.

342.6.2.3

343. 344. 345. 346.

348.6.2.4

349. 350. 351. 352.

354.6.2.5

355. 356. 357. 358.

360.6.2.6

361. 362. 363. 364.

366.6.2.7

367. 368. 369. 370.

372.6.2.8

373. 374. 375. 376.

378.6.3

379. 380. 381. 382.

384.6.3.1

385. 386. 387. 388.

390.6.3.2

391. 392. 393. 394.

396.6.3.3

397. 398. 399. 400.

402.6.3.4

403. 404. 405. 406.

407. 408.6.3.5

409. 410. 411. 412.

414.6.3.6

415. 416. 417. 418.

420.6.3.7

421. 422. 423. 424.

426.6.3.8

427. 428. 429. 430.

64

431.

432.

433. Cuestionario 8

1. Explique los riesgos químicos y ambientales de los herbicidas.

2. Explique los tipos de códigos de seguridad.

3. ¿En que no cumplen con la NOM 232-SSA1-2009 los productos evaluados?

4. Realice un análisis de la etiqueta del herbicida, mencionando qué tipo de uso debe de tener, si existe alguna restricción para su uso, y las mejores condiciones ambientales, del cultivo y del suelo para aplicar el herbicida.

5. Bibliografía

1. AMIFAC. (13 de Abril de 2010). ¿Sabía usted que existe una nueva Norma Oficial Mexicana para el etiquetado de plaguicidas? Obtenido de https://docplayer.es/40745166-Sabia-usted-que-existe-una-nueva-norma-oficial-mexicana-para-el-etiquetado-de-plaguicidas.html

2. COFEPRIS. (18 de Mayo de 2017). Diario Oficial de la Federación. Recuperado el 19 de Abril de 2019, de https://www.gob.mx/cms/uploads/attachment/file/224163/NORMA_Oficial_Mexicana_NOM-232-SSA1-2009__Plaguicidas_que_establece_los_requisitos_del_envase__embalaje_y.pdf

3. Lucas V., P. «Dialnet.» La teoría escalonada del ordenamiento jurídico de Hans Kelsen. 1989. https://dialnet.unirioja.es/servlet/articulo?codigo=27043 (último acceso: 19 de Abril de 2019).

4. Pitty, A. (1991). Guía Práctica para el manejo de malezas. Tegucigalpa, Honduras: Zamorano, Honduras: Escuela Agrícola Panamericana.

5. Secretaria de Gobernación. (13 de Abril de 2010). NORMA Oficial Mexicana NOM-232-SSA1-2009, Plaguicidas: que establece los requisitos del envase, embalaje y etiquetado de productos grado técnico y para uso agrícola, forestal, pecuario, jardinería, urbano, industrial y doméstico. Recuperado el 27 de Febrero de 2020, de Diario Oficial de la Federación: http://dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5139018&fecha=13/04/2010

6. Secretaria de Gobernación. (09 de Octubre de 2015). NORMA Oficial Mexicana NOM-018-STPS-2015, Sistema armonizado para la identificación y comunicación de peligros y riesgos por sustancias químicas peligrosas en los centros de trabajo. Recuperado el 27 de Febrero de 2020, de Diario Oficial de la Federación: http://dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5411121&fecha=09/10/2015

65

7. Secretaria de Gobernación. (18 de Diciembre de 2018). MODIFICACIÓN de los numerales 5, 8, 9 y párrafos tercero, cuarto y sexto del apartado de índice; 2.1, 2.6, 2.7, 2.9 al 2.11, 2.13, 4.1.3, 4.1.8, 5, 5.5, 5.9, 5.12, 6.2.8, 6.3.7, 7.3.8, 8, 8.1.1, 8.1.2, 8.1.8, 8.1.14, 8.2.2, 8.2.8, 8.3.2, 8.3.4, 8.3.7, 8.3. Recuperado el 27 de Febrero de 2020, de Diario Oficial de la Federación: http://dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5546741&fecha=18/12/2018

8.

9.

66

10.

11.

67

12. Práctica 9. Reconocimiento de equipos para

13. control químico y su empleo

14. Introducción15. Probablemente ante la palabra herbicida o plaguicida, al lector le asalten dudas e

incluso temores sobre las posibles repercusiones negativas del uso de estos

compuestos a su salud y al medio ambiente. Sin embargo, es importante resaltar

que prácticamente cualquier sustancia manejada de manera poco cuidadosa puede

provocarnos daños.

16.La aplicación de plaguicidas es la etapa en la que estamos en contacto más

cercano a ellos, y, por lo tanto, es aquí en donde debemos tener un especial

cuidado, de tal manera que la aplicación cumpla su objetivo, es decir tener un buen

control de la maleza sin afectar a los cultivos o al medio ambiente. En términos

generales, una buena aplicación depende del momento oportuno (estado

fenológico de la maleza y el cultivo), selectividad del producto, calibración correcta

y buenas condiciones ambientales.

17.En nuestro país, las dependencias gubernamentales que intervienen en la

aplicación de la normativa referente al uso de plaguicidas son: SADER, SENASICA,

COFEPRIS, SSA, STPS y SEMARNAT. Para el caso que nos ocupa, es la NOM-

003-STPS-1999 (actualmente en revisión), la que señala en su inciso 8, las

condiciones y medidas de seguridad y salud para el manejo de agroquímicos.

18.La mencionada NOM en su sub-inciso 8.9, indica las medidas de seguridad a

seguir durante la aplicación y en el apartado “Medidas para aplicación con equipo

portátil y maquinaria” dice textualmente:

19. “ l) Realizar la maniobra de colocación del equipo de

aplicación portátil ayudado al menos por otro trabajador o usar

una plataforma elevada que facilite la maniobra de colocarse el

equipo en la espalda;

20. m) Limpiar las boquillas con el utensilio adecuado, y

no utilizar la boca para soplarles y/o destaparlas;

21. n) Colocar las mangas de la camisa dentro de los

guantes cuando el agroquímico se aplique hacia arriba, y al

68


No podría ser esta la práctica No. 8 y después la de las etiquetas??

aplicarlo hacia abajo, las mangas deberán ir cubriendo los

guantes. Los pantalones siempre deberán cubrir al calzado;

22. o) Aplicar el plaguicida a favor del viento, colocando

la espalda a la circulación de las corrientes de aire;

23. p) Cumplir para la aplicación de los agroquímicos con

equipo mecanizado, con lo siguiente:

24. 1) Revisar que el sistema de sujeción del equipo

mecanizado de aspersión no presente evidencia de fracturas o

fisuras que provoquen el desenganche y caída repentina del

tanque;

25. 2) Evitar el uso de equipos de aspersión que no

cuenten con su sistema de sujeción completo, sin daños o que

hayan sido sustituidos por elementos improvisados;

26. 3) Asegurar el tanque y la estructura del sistema

mecanizado de aspersión a los soportes de fijación del tractor

antes de iniciar el llenado, y

27. 4) Usar un tractor con cabina de protección”

28.

29.

30.Objetivos

31. Al final de la práctica el alumno será capaz de:

ff) Conocer y aplicar las medidas de seguridad e higiene de una buena

aplicación de herbicidas

gg)Reconocer cada una de las partes que constituyen una mochila aspersora

hh)Armar y desarmar una mochila aspersora

ii) Explicar el funcionamiento del equipo

jj) Reconocer y seleccionar el tipo de boquilla que mejor se adapte a las

necesidades

kk) Calibrar los equipos de aplicación de herbicidas

38.

69

39.Materiales

1. Pulverizadora portátil 2. Probeta graduada3. Cronómetro 4. Vaso de precipitado de plástico de 500 mL5. Herbicida 6. Jabón7. Agua 8. Cinta métrica9. Cordón 10. Seis estacas11. Libreta de campo

12.

13.Metodología

14. Desarme y arme la aspersora. Verifique el buen funcionamiento de cada una de sus

partes. Vigile que se cumplan las condiciones de seguridad que se mencionan en la

NOM-003-STPS-1999.

15.Una vez convencidos de la buena marcha de la aspersora, se debe verificar la

correcta distribución del líquido. Para ello, se hará una pasada con el equipo por el

piso de cemento en un área totalmente horizontal; si se seca uniformemente, el

aparato está equilibrado. Si no se seca uniformemente, y quedan bandas en la

dirección de la aplicación, la distribución es defectuosa.

16.Determinación del gasto

16.1. Vierta un volumen conocido (3 L por ejemplo) de agua limpia en el tanque

de su mochila.

16.2. Señale en el campo una longitud de 30 m.

16.3. Realice la aplicación manteniendo la presión y una velocidad de avance

constante. La distancia del suelo a la boquilla debe ser de aproximadamente 50

cm, cuidando que la lanza se pueda manipular de manera cómoda por el

operario. Cuide así mismo el ritmo de bombeo.

16.4. Mida el ancho de aspersión, en al menos tres puntos a lo largo del

recorrido. Obtenga un promedio.

16.5. Mida la cantidad de agua que queda en la mochila con ayuda una probeta

graduada. La diferencia que existe con respecto al volumen inicial es el

“gasto” o volumen de agua gastado en el área.

16.6. Repita la operación dos veces más.

17.

70

18.Determinación de la velocidad de avance

18.1. Mida la duración del recorrido con ayuda de un cronómetro.

19.Área de aspersión

19.1. Obtenga el área de aspersión (ancho promedio x longitud).

20.Método estacionario o de comprobación rápida

20.1. A una presión constante, descargue durante un minuto el líquido en

una probeta graduada de 1 L.

21.

22.Elabore la tabla 9.1. con los resultados obtenidos.

23..

24. Tabla 9.1. Parámetros de calibración de un equipo aspersor manual

25. Datos identificativos de la mochila

26. Número de inventario 27. Marca 28. Capacidad

29. Boquilla

30. Tipo 31. Ángulo y gasto

esperado

32. Homogeneidad de

mojado

33. Valores obtenidos

34. Gasto 35. Velocidad de avance 36. Altura con respecto al

suelo

37. Área de aspersión 38. Método estacionario

39.

40. Cálculos

41.Con los datos obtenidos de las mediciones del método móvil. Calcule:

pp)Velocidad de avance

43.Velocidad deavance=(Distancia recorrida)(3.6)

tiempo

44. Velocidad de avance (km h-1)

45. Distancia recorrida (30 m)

71


Separé todos los cálculos por que pensé que era mas entendible así, pero por favor revisenlo y díganme que opinan?

46. Tiempo (s)

47.

vv) Volumen de aplicación (l ha-1)

49. Volumendeaplicación=(Gasto )(600)

(Velocidad de avance)(ancho deaspersión)

50. Volumen de aplicación (l ha-1)

51. Gasto (l min-1)

52. Velocidad de avance (km h-1)

53. Ancho de aspersión (m)

bbb) Extrapole a una hectárea, el tiempo, volumen de agua y calcule el

producto necesario en al menos dos herbicidas disponibles en el laboratorio.

55.

56. Cuestionario 9

57.1. Indique el significado de SADER, SENASICA, COFEPRIS, SSA, STPS y SEMARNAT.

58. 2. En una parcela de 23 ha de trigo invadido principalmente por sanguinaria (Polygonum aviculare) y alpistillo (Phalaris minor), se quiere aplicar Across TM (pyroxsulam) a una dosis de 0.5 L/ha.

59. Indique:

60. La cantidad necesaria de producto comercial para cubrir las 11 ha.

61. La cantidad de pyroxsulan por ha.

62. El modo de acción del herbicida.

63. La época de aplicación.

64. El volumen de agua requerido.

65. El tipo de boquilla.

66. Otras opciones de herbicidas.

67. 3. En un cultivo de 8 ha de sandía con alta infestación de zacates se desea aplicar

clethodim, pero se desconocen las opciones comerciales. Indique:

68. Nombre del producto comercial disponible en el mercado.

72


70. La cantidad de clethodim por ha.

71. El modo de acción del herbicida.

72. La época de aplicación.



75. Otras opciones de herbicidas.

76. 4. Otra opción sería la aplicación en bandas con el objeto de utilizar menos

herbicida. Si el cultivo esta plantado a 3 m entre hileras y 0.6 m entre plantas, para una

banda de 80 cm de ancho. Indique:


78. La cantidad de clethodim por ha.



81. La altura de la boquilla.

82.Bibliografía

1. Cámara de Sanidad Agropecuaria y Fertilizantes. (2015). Publicaciones de agricultura sustentable. (CASAFE, Ed.) Recuperado el 19 de Abril de 2019, de https://www.casafe.org/pdf/2015/DOCUMENTOS/Manual-Uso-Responsable.pdf:

2. Doll, J. D., & Fuentes de Piedrahíta, C. L. (1981). Principios básicos sobre la selectividad de los herbicidas : Guía de estudio [en línea]. (Segunda ed., Vols. Serie CIAT ; 04SW-01.03). Cali, Colombia: Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT). Recuperado el 19 de Abril de 2019, de http://books.google.com.co/books?id=NViGNwv7s2MC&printsec=frontcover&source=gbs_atb#v=onepage&q&f=false

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4. Fuenzalida S., G., & Nuñez B., D. (2011). Aplicación segura de Herbicidas y métoto de aplicación en puro. . AgroConnexion. Recuperado el 19 de Abril de

73

2019, de http://www.unipamplona.edu.co/unipamplona/portalIG/home_4/mod_virtuales/modulo3/2.2.pdf

5. Intagri. (9 de Julio de 2018). Intagri. Recuperado el 19 de Abril de 2019, de Cálculo de la Dosificación de un Plaguicida: https://www.intagri.com/articulos/fitosanidad/calculo-de-la-dosificacian-de-un-plaguicida

6. Kogan, M., & Pérez, A. (2003). Herbicidas. Fundamentos fisiológicos y bioquímicos del modo de acción. Santiago de Chile. : Universidad católica de Chile.

7. Secretaria de Economía. (2002). NMX-O-179-SCFI-2002. Tractores implementos y maquinaria agrícola aspersoras tipo aguilón de tracción mecánica accionadas por la toma de potencia del tractor especificaciones y método de prueba. Diario Oficial de la Federación.

8. SEGOB. (21 de Febrero de 2017). Diario Oficial de la Federación. Recuperado el 19 de Abril de 2019, de http://dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5472511&fecha=21/02/2017

9. SIFATEC. (Septiembre de 2015). SIFATEC. Recuperado el 19 de Abril de 2019, de https://sifatec.com.mx/wp-content/uploads/2015/09/CAUTIVO_compressed.pdf

10.Urzúa-S., F. (2011). Equipos de aplicación y su calibración. En G. Bojórquez, E. Rosales, G. Zita-Padilla, V. Esqueda, & V. Vargas, Manejo de Malezas en México (págs. 129-152). Guadalajara, Jal.: UAS/ASOMECIMA.

11.

74

http://dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5472511&fecha=21/02/2017

http://dof.gob.mx/nota_detalle.php?codigo=5472511&fecha=21/02/2017

12.

75

13. Práctica 10. Modo de acción de herbicidas14.Con la asesoría de Enrique Rosales

15. Introducción

16. Aunque existen varios criterios de clasificar a los herbicidas: por familia química,

por época de aplicación, por grado de selectividad, etc., en los últimos tiempos la

mayoría de los especialistas coinciden en que clasificación más útil de los

herbicidas es por su modo de acción (Duke & Dayan, 2001) (Rosales-Robles &

Sánchez de la Cruz, 2006) . El modo de acción se define como la secuencia de

eventos que ocurren desde la absorción del herbicida hasta la muerte de la planta

(Ver Figura 10.1.).

17. Figura 10.1. Representación esquemática del modo de acción de un herbicida.

18.

19. Los herbicidas con el mismo modo de acción tienen en general, el mismo

comportamiento de absorción y transporte, y producen síntomas similares en las

plantas tratadas (Gunsolus & Curran, 1996). Lo anterior facilita conocer en forma

general, su espectro de control de maleza, época de aplicación, selectividad a

cultivos, persistencia en el suelo y de manera aproximada su mecanismo de acción.

76

20. El mecanismo de acción de un herbicida se define como la principal reacción

bioquímica o biofísica que es afectada por el herbicida para dañar a la planta

tratada. Como se puede observar en la Figura 10.1., el modo de acción incluye al

mecanismo de acción. El mecanismo de acción comúnmente incluye el bloqueo de

algún proceso vital para la planta. Los herbicidas también pueden ser clasificados

por su mecanismo de acción, con base en los síntomas provocados por éstos en

las plantas tratadas.

21. Ashton y Craft (1981) y Cobb y Reade (2010), distinguen siete grandes grupos,

dentro de los cuales a su vez se incluyen uno o más mecanismos de acción. La

Sociedad Americana de la Ciencia de la Maleza (WSSA) ha desarrollado un

sistema de clasificación numérica, mientras que la clasificación del Comité de

Acción Contra la Resistencia a Herbicidas (HRAC) se basa en letras.

22. Diversos autores también han propuesto clasificaciones de herbicidas según su

modo y mecanismo de acción. Sin embargo, de algunos no se tiene la suficiente

información, mientras que otros, tienen un mecanismo de acción que dificulta su

inclusión dentro de un grupo. Cada una de estas clasificaciones es diferente, y no

siempre coinciden los criterios. Con base en varios autores, se propone la

clasificación que se presenta en la Tabla 10.1.

77

78

196. Tabla 10.1. Herbicidas. Modos y mecanismos de acción más comunes.

197. M

odo de

acción

198. Grupo

según la

WSSA

199. Mecanismo o sitio de acción

200. In

hibición de

la

fotosíntesi

s

201. 22 202. Fotosistema I

204. 5, 6, 7 205. Fotosistema II

206. In

hibición de

la síntesis

de

pigmentos

207. 12 208. Fitoeno desaturasa

210. 11211. Inhibición de la síntesis de carotenos

(mecanismo desconocido)

213. 13 214. 1-Deoxi-D-xilulosa-5-fosfato sintasa

216. 27 217. 4 - Hidroxifenilpiruvato dioxigenasa

219. 14220. Inhibidores de la protoporfirinógeno

oxidasa (Protox)

221. Au

xinas

sintéticas

222. 4 223. Auxinas sintéticas

225. 19 226. Inhibidores del transporte de auxinas

227. In

hibición de

la

biosíntesis

de lípidos

228. 1229. Síntesis de ácidos grasos a nivel de

ACCasa

231. 16, 8232. Inhibición de la síntesis de lípidos por vía

diferente a inhibición de la ACCasa

234. 15235. Formación de ácidos grasos de cadena

muy larga

236. In

hibición de

la

biosíntesis

de

aminoácid

os

237. 9 238. 5-enolpiruvil shikimato 3-fosfato sintasa

240. 2 241. Acetato lactato sintasa

243. 10 244. Inhibidores de la glutamino sintetasa

245. In

hibición de

la división

celular

246. 3, 23, 247. Síntesis de tubulina y de la organización

de los microtúbulos

249. 20, 21,

28, 29250. Síntesis de celulosa

252. 18 253. Inhibición de la dihidropteroato sintetasa

254. De

sacoplado

res de

membrana

s

255. 24 256. Inhibición de la fosforilación oxidativa

23. Fuentes: (Zita Padilla, 2013), (Heap, 2017)

24.

25.

79

26.Objetivos27. Al terminar la práctica, el alumno:

bb) Definirá los conceptos de modo y mecanismo de acción.

cc) Relacionará los síntomas fitotóxicos provocados por los herbicidas con sus

respectivos modos de acción.

dd) Diseñará una rotación de herbicidas con base al modo y mecanismo de

acción.

ee) Medirá el grado de fitotoxicidad de un herbicida con base a una escala

estandarizada.

32.Materiales y Métodos

33.Mochila aspersora

34.Aperos de labranza

35.Semillas de cultivos de diferentes familias botánicas (al menos dos cereales y cinco

hortalizas)

36.Herbicidas de diferentes mecanismos de acción. Ver ejemplo en Tabla 10.2.

80

37.

81

260. Tabla 10.2. Ejemplos de herbicidas y cultivos a utilizar

261. Grupo WSSA

262. Nombre comercial

263. Nombre común

264.Cultivos

265. 27

266. Laudis 267. Tembotrione

268.Avena

269. 22

270. Gramoxone

271. Paraquat

272.Trigo

273. 4 274. Hierbamina

275. 2,4-D 276.Brócoli

277. 13

278. Command

279. Clomazone

280.Maíz

281. 1 282. Axial 283. Pinoxaden

284.Frijol

285. 9 286. La Fam 287. Glifosato

288.Pepino

289. 2 290. Arsenal 291. Imazapir

292.

293. 5 294. Gesaprim

295. Atrazina

296.

297. 3 298. Kimur 299. Pendimetalin

300.

38.

39.Metodología

40.En campo siembre o plante diferentes cultivos como se muestra en la Figura 10.2.

Sembrar de manera directa o por trasplante según el cultivo que se trate. Así

mismo, deberá cuidar que al momento de la aplicación las plantas tengan estados

fenológicos similares y tempranos. Rotule cada cultivo.

41.TembotrioneNo aplicar (NA)ParaquatNA2,4-DNAClomazoneNAPinoxadenNAGlifosatoNAImazapirNABentazonNAPendimetalin

Avena

Trigo

Brócoli

Maíz

Frijol

Pepino

42. Fig. 10.2. Acomodo de cultivos en la parcela y dirección de aplicación de los herbicidas.

Nótese que se deberá dejar un especio sin aplicar con el objeto de evitar traslape.

43.Una vez emergidos los cultivos, aplique los herbicidas en la dosis recomendada en

la etiqueta y en sentido perpendicular a las hileras de plantación o siembra. Rotule

en campo los sitios de aplicación de cada herbicida. Haga evaluación diaria de

daños mediante la escala propuesta por la Sociedad Europea de la Ciencia de la

Maleza (EWRS) (Figura 10.3.) (Tabla 10.3.).

44.

82

45. Tabla 10.3. Escala de fitotoxicidad según la EWRS.

46.V

47. Control de maleza (%)

48. Efecto en maleza

49. Toxicidad al cultivo (%)

50. Efecto en el cultivo

51.1

52. 99.0 - 100.0 53. Muerte 54. 0.0 - 1.0 55. Sin efecto

56.2

57. 96.5 - 99.0 58. Muy buen control

59. 1.0 - 3.5 60. Síntomas muy ligeros

61.3

62. 93.0 - 96.5 63. Buen control

64. 3.5 - 7.0 65. Síntomas ligeros

66.4

67. 87.5 - 93.0 68. Control suficiente

69. 7.0 - 12.5 70. Síntomas evidentes sin efecto en rendimiento

71.5

72. 80.0 - 87.5 73. Control medio

74. 12.5 - 20.0 75. Daño medio

76.6

77. 70.0 - 80.0 78. Control regular

79. 20.0 - 30.0 80. Daño elevado

81.7

82. 50.0 - 70.0 83. Control pobre

84. 30.0 - 50.0 85. Daño muy elevado

86.8

87. 1.0 - 50.0 88. Control muy pobre

89. 50.0 - 99.0 90. Daño severo

91.9

92. 0.0 - 1.0 93. Sin efecto 94. 99.0 - 100.0 95. Muerte

96. Fuente: (Metzler & Ahumada, 2016)

97.

98.

83

99.

100. Figura 10.4. Efecto fitotóxico de herbicidas.

101.

84

102. Llene la Tabla 10.4. con base en sus observaciones.

103. Capture imágenes que respalden los resultados obtenidos.

104. Colecte al menos un ejemplar con daños representativos de cada herbicida.

105. Capture por lo menos una imagen de cada cultivo-modo de acción.

106.107.

108. Herbicida. Nombre común

109.Modo de

acción

110.Mecanism

o de acción

111.Cultiv

o

112.Síntoma

s

113.Valor EWRS

114. 115. 116. 117. 118. 119.

120. 121. 122. 123. 124. 125.

126. 127. 128. 129. 130. 131.

132. 133. 134. 135. 136. 137.

138. 139. 140. 141. 142. 143.

144. 145. 146. 147. 148. 149.

150. 151. 152. 153. 154. 155.

156. Tabla 10.4. Resultados de fitotoxicidad de herbicidas sobre cultivos

157.

158. Cuestionario 10

1. Explique los resultados obtenidos, relacionando el modo y mecanismo de acción con los síntomas presentados.

2. Defina modo y mecanismo de acción.

3. Explique por qué en el presente experimento se utilizan cultivos en lugar de malezas.

4. Explique por qué la aplicación se realiza en forma perpendicular al sentido de la siembra.

5. Defina fitotoxicidad.

6. Explique que es selectividad y de que factores depende.

7. Indique cuales serían los herbicidas recomendados y autorizados a usar para alguno de los cultivos, y elabore un plan de rotación de cultivos y herbicidas con base en su modo y mecanismo de acción, así como selectividad al cultivo.

85

8. Bibliografía

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2. Cobb, A., & Reade, J. (2010). Herbicides and plant physiology. Singapore: Wiley-Blacwell.

3. Duke, S., & Dayan, F. (2001). Classification and mode of action of the herbicides. En R. Prado, & J. Jorrín, Uso de Herbicidas en la Agricultura del Siglo XXI (págs. 31-44). Córdoba: Servicio de Publicaciones. Universidad de Córdoba, España.

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86

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43.Manual de prácticas de Control de la Maleza44.Primera edición

45.Facultad de Estudios Superiores Cuautitlán. Carretera Cuautitlán-Teoloyucan Km. 2.5, Col. San Sebastián Xhala, Cuautitlán Izcalli, Estado de

México, CP. 54714 http://www.cuautitlan.unam.mx/46. ISBN:

87

http://www.cuautitlan.unam.mx/

47.

88

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