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UNIVERSIDAD POLITÉCNICA DE MADRID

ESCUELA TÉCNICA SUPERIOR DE INGENIEROS AGRÓNOMOS

PRODUCCIÓN DE BIOGÁS A PARTIR DE BIOMASA DE LA MICROALGA Scenedesmus sp. PROCEDENTE DE DIFERENTES

PROCESOS

TESIS DOCTORAL

Juan Luis Ramos Suárez

Ingeniero Agrónomo

2014

DEPARTAMENTO DE PRODUCCIÓN VEGETAL: BOTÁNICA Y PROTECCIÓN VEGETAL

ESCUELA TÉCNICA SUPERIOR DE INGENIEROS AGRÓNOMOS

PRODUCCIÓN DE BIOGÁS A PARTIR DE BIOMASA DE LA MICROALGA Scenedesmus sp. PROCEDENTE DE DIFERENTES

PROCESOS

TESIS DOCTORAL

Juan Luis Ramos Suárez

Ingeniero Agrónomo

DIRECTORA DE TESIS:

Nely Carreras Arroyo

Doctora en Ciencias Químicas. Investigadora del Ciemat.

2014

Tribunal nombrado por el Magfco. y Excmo. Sr. Rector de la Universidad Politécnica de Madrid, el día de de 2014.

Presidente:

Secretario:

Vocal: _______________________________________________________________

Vocal: _______________________________________________________________

Vocal: _______________________________________________________________

Suplente: _____________________________________________________________

Suplente: _____________________________________________________________

Realizado el acta de defensa y lectura de Tesis el día de de 201

En la E.T.S.I. / Facultad

EL PRESIDENTE EL SECRETARIO

Fdo.: Fdo.:

LOS VOCALES

Fdo.: Fdo.: Fdo.:

Agradecimientos

Quiero aprovechar la oportunidad para agradecer a todas aquellas personas sin las

que no hubiera sido posible que esta Tesis Doctoral viera la luz.

A mi directora de Tesis, Nely Carreras, que en un primer momento confió en mí para

realizar este trabajo y que a día de hoy sigue manteniendo esa confianza. Sin esa

oportunidad, posiblemente nunca hubiese descubierto el mundo de la investigación y sin

su apoyo, ayuda y guía constantes este trabajo no hubiera sido posible.

Todo el trabajo aquí realizado dependía en gran medida de terceras personas, que

siempre mostraron su predisposición a colaborar y ayudar cuando fue necesario. Por

eso, quiero agradecer especialmente al Dr. F. Gabriel Acién y a su equipo de la

Universidad de Almería, así como a la Fundación Cajamar, que han trabajado durante

estos años en la producción y aprovechamiento de microalgas, produciendo la biomasa

que ha sido objeto de estudio en este trabajo.

Gracias a los compañeros del grupo. Especialmente a José Manuel, por ser un

estupendo compañero de despacho, y a nuestra jefa de unidad, la Dra. Rocío Millán, por

hacer nuestro trabajo lo más fácil posible. A Miki, los Javis, Manolo, Nerea, Jose, Raúl,

Mª José, Juliana, y a todos los demás por las risas compartidas en el laboratorio, en esos

picoteos de media mañana y en las comidas.

A Álex, Ana, Elena y Nabil por su ayuda en el trabajo de laboratorio.

A todos los amigos del Ciemat que han conseguido que cada día de trabajo se

convierta en un día especial, de alegría, de MTB y de pádel: Marcos, Aída, Carlos,

Jules, Antonio, Adri, Sandra, Celia y Bea.

A todos mis amigos, que aun estando lejos son pura alegría y apoyo, y a l@s

compañer@s de piso por conseguir aguantarme durante tanto tiempo.

Y por supuesto, muchas gracias a mi familia, mi padre, mi madre, mi hermano, mi

hermana, Fátima y Juan, por estar ahí siempre y apoyarme, animarme y hacerme creer

en que esto era posible.

iii

Preámbulo

Este trabajo de Tesis Doctoral ha sido realizado con la financiación de las Becas para

Formación de Personal Investigador publicadas en el BOE nº 164 del 8 de julio de 2009,

otorgadas por el Ministerio de Economía y Competitividad, entonces Ministerio de

Ciencia e Innovación. El trabajo desarrollado durante este periodo ha sido realizado en

el Ciemat bajo la supervisión y dirección de la Dra. Nely Carreras Arroyo.

Como resultado de este trabajo se han realizado las siguientes publicaciones

científicas en revistas internacionales:

I. Ramos-Suárez, J.L., Carreras, N. 2014. Use of microalgae residues for biogas

production. Chemical Engineering Journal, 242, 86-95.

II. Ramos-Suárez, J.L., García Cuadra, F., Acién, F.G., Carreras, N. 2014. Benefits of

combining anaerobic digestion and amino acid extraction from microalgae. Under

Review.

III. Ramos-Suárez, J.L., Martínez, A., Carreras, N. 2014. Optimization of the digestion

process of Scenedesmus sp. and Opuntia maxima for biogas production. Under

review.

También se han publicado los siguientes trabajos en congresos nacionales e

internacionales:

IV. Ramos-Suárez, J.L., Carreras, N. 2012. Anaerobic co-digestion of microalgae

Scenedesmus sp. and Opuntia maxima”. 20th European Biomass Conference and

Exhibition. 1400 – 1405. ISBN: 978-88-89407-54-7/ doi:

10.5071/20thEUBCE2012-2DV.3. Milán, Italia.

V. Ramos Suárez, J.L., Carreras, N. 2012. Anaerobic co-digestion of Scenedesmus sp.

biomass and residues after protein extraction and their co-digestion with high

carbon content substrates”. ANQUE's International Congress of Chemical

Engineering (ANQUE-ICCE 2012). Sevilla, España.

VI. Ramos-Suárez, J.L. y Carreras, N. 2012. Producción y aprovechamiento de biogás a

partir de microalgas en un concepto de biorrefinería. CONAMA 2012 Congreso

Nacional de Medio Ambiente. Madrid, España. ISBN 978-84-695-6377-9.

VII. Ramos-Suárez, J.L.; Peña, J.M.; Carreras, N. 2013. Anaerobic digestion of

microalgae residues: toxicity by ammonia. 13th World Congress on Anaerobic

digestion. Santiago de Compostela, España. ISBN 978-84-6957-756-1.

v

Índice de contenidos

Agradecimientos ............................................................................................................... i

Preámbulo ....................................................................................................................... iii

Índice de contenidos ....................................................................................................... v

Índice de figuras ........................................................................................................... xi

Índice de tablas ........................................................................................................... xiii

RESUMEN ...................................................................................................................... xv

ABSTRACT .................................................................................................................. xvii

Abreviaturas .................................................................................................................. xix

1. Contextualización y objetivos .................................................................................. 3

1.1. Contextualización ......................................................................................... 3

1.2. Objetivos ....................................................................................................... 6

2. Antecedentes ........................................................................................................... 11

2.1. La digestión anaerobia ............................................................................... 11

2.1.1. Etapas del proceso .............................................................................................................. 12

2.1.2. Microbiología ...................................................................................................................... 15

2.1.3. Influencia de diferentes parámetros en el proceso de digestión ...................................... 18

2.1.3.1. Parámetros de control ...................................................................................................... 18

2.1.3.2. Parámetros operacionales ............................................................................................... 22

2.1.4. El biogás y su valorización ................................................................................................. 25

2.2. Las microalgas ............................................................................................ 27

2.2.1. Cultivo y procesado de microalgas .................................................................................... 30

2.2.2. Usos comerciales de las microalgas ................................................................................... 34

2.2.3. Usos bioenergéticos de las microalgas ............................................................................... 35

2.2.3.1. Gasificación ..................................................................................................................... 36

2.2.3.2. Licuefacción termoquímica .............................................................................................. 37

2.2.3.3. Pirólisis ............................................................................................................................ 37

2.2.3.4. Combustión ...................................................................................................................... 38

2.2.3.5. Digestión anaerobia ......................................................................................................... 38

vi

2.2.3.6. Fermentación alcohólica .................................................................................................. 38

2.2.3.7. Fotoproducción de H2 ...................................................................................................... 39

2.2.3.8. Biodiésel ........................................................................................................................... 39

2.2.3.9. Análisis de ciclo de vida ................................................................................................... 41

2.3. Digestión anaerobia de microalgas ........................................................... 44

2.3.1. Digestión anaerobia de microalgas en ausencia de pretratamientos .............................. 46

2.3.2. Digestión anaerobia de microalgas pretratadas ............................................................... 47

2.3.3. Codigestión anaerobia de microalgas ................................................................................ 53

2.3.4. Digestión anaerobia de residuos de microalgas ................................................................ 55

3. Materiales y métodos .............................................................................................. 61

3.1. Inóculo y sustratos ...................................................................................... 61

3.1.1. Inóculo ................................................................................................................................. 61

3.1.2. Microalga Scenedesmus sp. ................................................................................................ 62

3.1.3. Residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de aminoácidos ....................... 63

3.1.4. Residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de lípidos ................................. 66

3.1.5. Chumbera (Opuntia maxima Mill.) ................................................................................... 67

3.1.6. Residuos del reciclaje de papel .......................................................................................... 69

3.1.7. Glicerina .............................................................................................................................. 71

3.2. Método experimental ................................................................................. 73

3.2.1. Ensayos de biodegradabilidad ........................................................................................... 74

3.2.1.1. Equipo utilizado: el respirómetro Micro Oxymax ............................................................ 76

3.2.1.2. Montaje experimental ....................................................................................................... 79

3.2.1.3. Procedimiento experimental ............................................................................................. 80

3.2.1.3.1. Parámetros de control ................................................................................................. 82

3.2.1.4. Diseño experimental ......................................................................................................... 83

3.2.1.4.1. Ensayo de biodegradabilidad nº1: microalga Scenedesmus y chumbera .................... 83

3.2.1.4.2. Ensayo de biodegradabilidad nº2: residuos de microalga SRA y lodos de papelera .. 84

3.2.1.4.3. Ensayo de biodegradabilidad nº3: residuos de microalga SRA y chumbera ............... 84

3.2.1.4.4. Ensayo de biodegradabilidad nº4: residuos de microalga SRL y glicerol residual ..... 85

3.2.2. Ensayos en semicontinuo .................................................................................................... 87

3.2.2.1. Equipo utilizado ............................................................................................................... 88

3.2.2.2. Montaje experimental ....................................................................................................... 91

3.2.2.3. Procedimiento experimental ............................................................................................. 92

3.2.2.3.1. Parámetros de control ................................................................................................. 94

3.2.2.4. Diseño experimental ......................................................................................................... 94

3.2.2.4.1. Ensayo en semicontinuo nº1: microalga Scenedesmus sp. y chumbera. Concentración

de sustrato 6 %SV .............................................................................................................................. 95

vii

3.2.2.4.2. Ensayo en semicontinuo nº2: microalga Scenedesmus sp. y chumbera. Concentración

de sustrato 8 % SV. ............................................................................................................................ 96

3.2.2.4.3. Ensayo en semicontinuo nº3: residuos de microalga SRA ........................................... 96

3.2.2.4.4. Ensayo en semicontinuo nº4: residuos de microalga SRA diluidos ............................. 97

3.2.3. Métodos analíticos .............................................................................................................. 98

3.2.3.1. Sólidos totales y sólidos volátiles (ST, SV) ....................................................................... 98

3.2.3.2. Demanda química de oxígeno total y soluble (DQOt, DQOs) .......................................... 98

3.2.3.3. Alcalinidad parcial, total e intermedia (AP, AT, AI) ........................................................ 99

3.2.3.4. Nitrógeno total Kjeldahl (NTK) y nitrógeno amoniacal (NH4+) ...................................... 99

3.2.3.5. Ácidos volátiles (AV) ........................................................................................................ 99

3.2.3.6. pH ..................................................................................................................................... 99

3.2.3.7. Análisis elemental (C,H,N,S) .......................................................................................... 100

3.2.3.8. Análisis de micronutrientes ............................................................................................ 100

3.2.3.9. Estimación de la composición bioquímica ..................................................................... 100

3.2.3.10. Cálculo del contenido energético ................................................................................... 101

3.2.4. Análisis estadístico ............................................................................................................ 101

3.2.4.1. Análisis de resultados de ensayos de biodegradabilidad ............................................... 101

3.2.4.1.1. Comparación de medias muestrales .......................................................................... 101

3.2.4.1.2. Análisis de la cinética de la degradación .................................................................. 102

3.2.4.2. Análisis de resultados de ensayos en semicontinuo ....................................................... 103

3.2.4.2.1. Comparación de medias muestrales .......................................................................... 103

3.2.4.2.2. Estudio de correlaciones ............................................................................................ 104

4. Resultados y discusión ......................................................................................... 109

4.1. Caracterización de sustratos ................................................................... 109

4.1.1. Microalga Scenedesmus sp. .............................................................................................. 109

4.1.2. Residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos ............................................ 110

4.1.3. Residuos de Scenedesmus tras extracción de lípidos ...................................................... 112

4.1.4. Chumbera (Opuntia maxima Mill.) ................................................................................. 113

4.1.5. Residuos del reciclaje de papel ........................................................................................ 115

4.1.6. Glicerina ............................................................................................................................ 116

4.2. Caracterización del inóculo ..................................................................... 117

4.2.1. Inóculo empleado en los ensayos de biodegradabilidad ................................................ 117

4.2.2. Inóculo empleado en ensayos en semicontinuo............................................................... 119

4.3. Ensayos de biodegradabilidad ................................................................ 121

4.3.1. Ensayo de codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima ........................................... 121

4.3.1.1. Condiciones iniciales ..................................................................................................... 121

4.3.1.2. Condiciones finales ........................................................................................................ 122

4.3.1.3. Degradación de materia orgánica y otros parámetros .................................................. 123

viii

4.3.1.4. Producción de biogás ..................................................................................................... 125

4.3.1.4.1. Evaluación de efectos sinérgicos ............................................................................... 129

4.3.1.4.2. Cinética del proceso de digestión .............................................................................. 130

4.3.2. Ensayo de codigestión de SRA y lodos de papelera ....................................................... 131







4.3.3. Ensayo de codigestión de SRA y chumbera .................................................................... 138







4.3.4. Ensayo de codigestión de SRL y glicerina ...................................................................... 147







4.3.5. Influencia del procesado de la microalga en el proceso de digestión ............................ 153

4.4. Ensayos en régimen semicontinuo .......................................................... 157

4.4.1. Codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima a 6 %SV ............................................. 157

4.4.1.1. Parámetros físicos y químicos de control....................................................................... 157

4.4.1.2. Mineralización del nitrógeno ......................................................................................... 160

4.4.1.3. Producción y composición de biogás ............................................................................. 161

4.4.1.4. Estudio de correlaciones ................................................................................................ 165

4.4.2. Codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima a 8 %SV ............................................. 166


4.4.2.2. Mineralización de nitrógeno .......................................................................................... 169



4.4.3. Digestión de residuos de Scenedesmus tras la extracción de aminoácidos a 17 %ST . 176


4.4.3.2. Mineralización de nitrógeno .......................................................................................... 178


ix


4.4.4. Digestión de residuos de Scenedesmus tras la extracción de aminoácidos a 10 %ST . 185


4.4.4.2. Mineralización del nitrógeno ......................................................................................... 188



4.5. Valor fertilizante del digerido ................................................................. 197

4.6. Beneficios de la digestión anaerobia en una biorrefinería de microalgas .

.................................................................................................................... 201

5. Conclusiones y líneas futuras de investigación .................................................. 211

5.1. Conclusiones ............................................................................................. 211

5.2. Líneas futuras de investigación ............................................................... 213

6. Referencias ........................................................................................................... 217

Anexo I. Resultados obtenidos por diferentes autores ............................................... 233

I.1. Resultados bibliográficos sobre digestión de microalgas ............................... 233

I.2. Resultados bibliográficos sobre digestión de microalgas con pretratamiento

previo ......................................................................................................................... 235

I.3. Resultados bibliográficos sobre codigestión de microalgas............................ 239

I.4. Resultados bibliográficos sobre digestión de residuos de microalgas ........... 241

Anexo II. Concentraciones posibles de sustrato en la codigestión de Scenedesmus y

chumbera. .................................................................................................................... 242

Anexo III. Resultados detallados de los análisis estadísticos de comparación de

medias. .......................................................................................................................... 243

III.1. Ensayo de codigestión de Scenedesmus y chumbera (6 %SV) .................... 243

III.2. Ensayo de codigestión de Scenedesmus y chumbera (8 %SV) .................... 246

III.3. Ensayo de digestión de SRA (17,6 %ST) ...................................................... 250

III.4. Ensayo de digestión de SRA (10,5 %ST) ...................................................... 251

xi

Índice de figuras

Figura 2.1. Fases del proceso de digestión anaerobia: (1) hidrólisis, (2) acidogénesis, (3) acetogénesis,

(4) metanogénesis, (5) sulfurogénesis ....................................................................................................... 12

Figura 2.2. Diagrama de fases de la digestión anaerobia y los microorganismos involucrados. ........... 17

Figura 2.3. Esquema de un digestor de mezcla completa ........................................................................ 25

Figura 2.4. Sistemas de producción de microalgas: a) sistemas extensivos (algal ponds); b) sistemas

intensivos (raceway ponds); c) PBR tubulares; d) PBR de superficie plana. .......................................... 33

Figura 2.5. Procesos de conversión de las microalgas a biocombustibles. .............................................. 37

Figura 3.6. Biomasa liofilizada de Scenedesmus sp. ................................................................................ 63

Figura 3.7. Microalga hidrolizada tras ser liofilizada .............................................................................. 66

Figura 3.8. Cladodios de chumbera cosechados, cortados y triturados ................................................... 69

Figura 3.9. Lodo de papelera empleado en la experimentación .............................................................. 71

Figura 3.10. Glicerol residual empleado en el ensayo de biodegradabilidad n°4. .................................. 73

Figura 3.11. Esquema del respirómetro ................................................................................................... 79

Figura 3.12. Montaje experimental del respirómetro con 10 reactores anaerobios ................................ 80

Figura 3.13. Digestor anaerobio CSTR utilizado en los ensayos en continuo ........................................ 88

Figura 3.14. Montaje experimental en los ensayos en semicontinuo ...................................................... 91

Figura 3.15. Esquema de uno de los digestores utilizado en los ensayos ................................................ 92

Figura 4.16. Producción acumulada de metano de las diferentes mezclas del ensayo nº1. .................. 126

Figura 4.17. Producción de biogás y metano de las diferentes mezclas del ensayo nº1. ....................... 128

Figura 4.18. Producción acumulada de metano durante el ensayo de biodegradabilidad nº2 ............. 135

Figura 4.19. Rendimiento de biogás (barras blancas), metano (barras grises) y porcentaje de metano

en el biogás (triángulos) de la codigestión de SRA y LP. ....................................................................... 136


Figura 4.21. Gráfico de cajas y bigotes para producción de biogás y metano en el ensayo nº3. .......... 144


Figura 4.23. Rendimiento de biogás (barras blancas), metano (barras grises) y porcentaje de metano

en el biogás (triángulos) de la codigestión de SRL y glicerol residual. ................................................. 152

Figura 4.24. Rendimiento de biogás (barras blancas), rendimiento de metano (barras grises) y

porcentaje de metano (triángulos) y de DQOs (círculos) de la biomasa de microalgas analizada. ...... 154

Figura 4.25. Evolución de (a) la concentración de AV (rombos), NH4+ (triángulos) y concentración de

CH4 (-); (b) relación AI/AP (círculos) y pH (-). ...................................................................................... 160

Figura 4.26. Rendimientos de biogás (triángulos) y metano (cuadrados) durante la codigestión de

Scenedesmus y chumbera a 6%SV de concentración ............................................................................. 163

Figura 4.27. Eficiencia del digestor durante la codigestión de Scenedesmus y chumbera a 6 %SV .... 165

Figura 4.28. Evolución de (a) la concentración de AV (rombos), NH4+ (triángulos) y concentración de

CH4 (-); (b) relación AI/AP (círculos) y pH (-). ...................................................................................... 169

xii


Scenedesmus y chumbera a 8 %SV de concentración ............................................................................ 173

Figura 4.30. Eficiencia del digestor durante la codigestión de Scenedesmus y chumbera a 8 %SV .... 173

Figura 4.31. Evolución de (a) la concentración de NTA (rombo) y AL (cuadrado); (b) concentración

de AV. ....................................................................................................................................................... 179

Figura 4.32. Evolución del rendimiento de biogás (--) y metano (-) y del porcentaje de CH4 (x). ....... 180

Figura 4.33. Resultados del análisis post-hoc para las variables rendimiento de biogás (barras

blancas), rendimiento de metano (barras grises) y eficiencia del digestor (rombos) ............................ 182

Figura 4.34. Evolución (a) del rendimiento de biogás (--) y metano (-) y del porcentaje de CH4 (x); (b)

de la concentración de NTA (rombos) y AL (cuadrados); (c) de la concentración de AV .................... 190


blancas), rendimiento de metano (barras grises) y eficiencia del digestor (rombos) ............................ 192

Figura 4.36. Esquema del proceso de hidrolizado de microalgas con digestión anaerobia.................. 206

Figura a.37. Gráfico de normalidad para (a) rendimiento de biogás y (b) rendimiento de metano (c)

eficiencia del digestor a una VCO de 6gSV L-1 d-1 .................................................................................. 243

Figura a.38. Gráfico de normalidad para la variable rendimiento del digestor a una VCO de 4 gSV L-1

d-1 .............................................................................................................................................................. 246

Figura a.39. Gráfico de normalidad para rendimiento del digestor en el P2-VCO2. ........................... 251

xiii

Índice de tablas

Tabla 2.1. Sustratos, productos y enzimas de la hidrólisis ....................................................................... 13

Tabla 2.2. Aplicaciones del biogás y grado de purificación necesario .................................................... 26

Tabla 2.3. Divisiones y principales grupos de las microalgas .................................................................. 28

Tabla 2.4. Comparación de algunas fuentes de biodiésel ........................................................................ 41

Tabla 3.5. Descripción del inóculo según ensayo. Origen y adaptación previa del inóculo utilizado. ... 61

Tabla 3.6. Especificaciones técnicas de los sensores ................................................................................ 78

Tabla 3.7. Ensayo de biodegradabilidad con Scenedesmus sp. y chumbera (Opuntia maxima) ............ 84

Tabla 3.8. Ensayo de biodegradabilidad con SRA y lodos de papelera ................................................... 84

Tabla 3.9. Ensayo de biodegradabilidad con SRA y chumbera ............................................................... 85

Tabla 3.10. Ensayo de biodegradabilidad con SRLy glicerol residual..................................................... 86

Tabla 3.11. Especificaciones técnicas de los sensores de gas del Awite® serie 6 gas analyzer .............. 89

Tabla 3.12. Análisis y periodicidad de los parámetros de control en los ensayos en semicontinuo ....... 94

Tabla 3.13. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº1. ............................................................... 96

Tabla 3.14. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº2. ............................................................... 96

Tabla 3.15. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº3 ................................................................ 97

Tabla 3.16. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº4 ................................................................ 98

Tabla 3.17. Condiciones de evaluación para cada ensayo en semicontinuo. ........................................ 104

Tabla 3.18. Parámetros analizados en el estudio de correlaciones para cada ensayo .......................... 105

Tabla 4.19. Características físico-químicas de los sustratos empleados. Composición elemental y

bioquímica expresada en % materia seca. .............................................................................................. 114

Tabla 4.20. Características físico-químicas del glicerol residual ........................................................... 117

Tabla 4.21. Características físico-químicas de los inóculos empleados en los ensayos batch .............. 118

Tabla 4.22. Características físico-químicas de los inóculos empleados en los ensayos en semicontinuo

.................................................................................................................................................................. 121

Tabla 4.23. Caracterización físico-química inicial del ensayo de biodegradabilidad nº1 ..................... 122

Tabla 4.24. Caracterización físico-química final del ensayo de biodegradabilidad nº1 ........................ 123

Tabla 4.25. Degradación de materia orgánica en el ensayo de biodegradabilidad nº1 ......................... 123

Tabla 4.26. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº1a. .......................... 126

Tabla 4.27. Evaluación de sinergias/antagonismos en la codigestión de Scenedesmus y O.maxima .. 129

Tabla 4.28. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de Scenedesmus y chumbera ........ 130

Tabla 4.29. Caracterización físico-química inicial del ensayo de biodegradabilidad nº2 ..................... 131


Tabla 4.31. Degradación de materia orgánica en ensayo de biodegradabilidad nº2 ............................. 133

Tabla 4.32. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº2a. .......................... 135

Tabla 4.33. Evaluación de sinergias/antagonismos en la codigestión de SRA y LP ............................. 137

xiv

Tabla 4.34. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de SRA y LP .................................. 137

Tabla 4.35. Caracterización físico-química inicial en el ensayo de biodegradabilidad nº3 .................. 139



Tabla 4.38. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº3a ........................... 143

Tabla 4.39. Evaluación de sinergias/antagonismos en la codigestión de SRA y chumbera ................. 145

Tabla 4.40. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de SRA y chumbera ...................... 146

Tabla 4.41. Caracterización físico-química inicial del ensayo de biodegradabilidad nº4. .................... 147



Tabla 4.44. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº4a ........................... 151

Tabla 4.45. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de SRL y glicerol residual ............. 153

Tabla 4.46. Condiciones en el interior de los digestores en el ensayo en semicontinuo nº1 ................. 158

Tabla 4.47. Parámetros del biogás analizado durante el ensayo semicontinuo nº1 .............................. 162

Tabla 4.48. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº1. ......................... 165



Tabla 4.51. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº2. ......................... 175

Tabla 4.52. Caracterización físico-química de SRA concentrada a 17,6 %ST ...................................... 176



Tabla 4.55. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº3 .......................... 183

Tabla 4.56. Caracterización físico-química de SRA concentrada a 10,5 %ST ...................................... 186



Tabla 4.59. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº4 .......................... 196

Tabla 4.60. Propiedades físico-químicas de los digeridos ...................................................................... 199

Tabla 4.61. Composición elemental de los digeridos .............................................................................. 200

Tabla 4.62. Entradas y salidas del balance de materia........................................................................... 207

xv

RESUMEN

En este trabajo de Tesis Doctoral se ha estudiado la posibilidad de emplear las microalgas, concretamente el género Scenedesmus, como sustrato para la producción de biogás mediante digestión anaerobia, así como los residuos que se producen como consecuencia de su utilización industrial para diferentes fines.

La utilización de las microalgas para la producción de biocombustibles es un tema de gran actualidad científica, en el que residen muchas expectativas para la producción a gran escala de biocombustibles que supongan una alternativa real a los combustibles fósiles. Existen numerosas investigaciones sobre la conversión a biogás de las microalgas, sin embargo aún hay poco conocimiento sobre la utilización de la digestión anaerobia como tratamiento de residuos de microalgas en un concepto de biorrefinería. Residuos que pueden ser generados tras la extracción de compuestos de alto valor añadido (p. ej. aminoácidos) o tras la generación de otro biocombustible (p. ej. biodiésel). Es en este aspecto en el que esta Tesis Doctoral destaca en cuanto a originalidad e innovación, ya que se ha centrado principalmente en tres posibilidades:

- Empleo de Scenedesmus sp. como cultivo energético para la producción de biogás.

- Tratamiento de residuos de Scenedesmus sp. generados tras la extracción de aminoácidos en un concepto de biorrefinería.

- Tratamiento de los residuos de Scenedesmus sp. generados tras la extracción de lípidos en un concepto de biorrefinería.

Los resultados obtenidos demuestran que la microalga Scenedesmus como cultivo energético para producción de biogás no es viable salvo que se empleen pretratamientos que aumenten la biodegradabilidad o se realice codigestión con otro sustrato. En este último caso, la chumbera (Opuntia maxima Mill.) ha resultado ser un sustrato idóneo para la codigestión con microalgas, aumentando la producción de biogás y metano hasta niveles superiores a 600 y 300 L kgSV-1, respectivamente.

Por otro lado, el tratamiento de residuos generados tras la extracción de aminoácidos mediante digestión anaerobia es prometedor. Se obtuvieron elevados rendimientos de biogás y metano en las condiciones de operación óptimas (409 y 292 L kgSV-1, respectivamente). Aparte de la generación energética por medio el metano, que podría emplearse en la propia biorrefinería o venderse a la red eléctrica o de gas natural, reciclando el digerido y el CO2 del biogás se podría llegar a ahorrar alrededor del 30% del fertilizante mineral y el 25% del CO2 necesarios para el cultivo de nueva biomasa. Por lo tanto, la digestión anaerobia de los residuos de microalgas en un concepto de biorrefinería tiene un gran potencial y podría contribuir en gran medida al desarrollo de esta industria.

Por último, una primera aproximación al tratamiento de residuos generados tras la extracción de lípidos muestra que éstos pueden ser empleados para la producción de biogás, como monosustrato, o en codigestión con glicerina, ya que son fácilmente biodegradables y el rendimiento potencial de metano puede alcanzar 218 LCH4 kgSV-1 y 262 LCH4 kg SV-1 en monodigestión o en codigestión con glicerina, respectivamente.

xvii

ABSTRACT

This PhD thesis explores the possibility of using microalgae, specifically the strain Scenedesmus, as substrate for biogas production through anaerobic digestion, as well as the residues generated after its use in different industrial processes.

The use of microalgae for biofuels production is an emerging scientific issue. The possibility of producing biofuels from microalgae as a real alternative for fossil fuels is raising high expectations. There are several research projects on the conversion of microalgae to biogas; however, there is little knowledge about using anaerobic digestion for treating microalgae residues in a biorefinery scheme. These residues could be generated after the extraction of high value compounds (e.g. amino acids) or after the production of another biofuel (e.g. biodiesel). It is in this area in which this PhD thesis stands in terms of originality and innovation, since it has focused primarily on three possibilities:

- The use of Scenedesmus sp. as an energy crop for biogas production. - Treatment of amino acid extracted Scenedesmus residues generated in a

biorefinery. - Treatment of lipid extracted Scenedesmus residues generated in a biorefinery.

The results obtained in this work show that the use of Scenedesmus as energy crop for biogas production is not viable. The application of pretreatments to increase biodegradability or the codigestion of Scenedesmus biomass with other substrate can improve the digestion process. In this latter case, prickly pear (Opuntia maxima Mill.) is an ideal substrate for its codigestion with microalgae, increasing biogas and methane yields up to more than 600 and 300 L kgVS-1, respectively.

On the other hand, the treatment of residues generated after amino acid extraction through anaerobic digestion is promising. High biogas and methane yields were obtained (409 y 292 L kgVS-1, respectively). Besides the energy produced through methane, which could be used in the biorefinery or be sold to the power or natural gas grids, by recycling the digestate and the CO2 30% of fertilizer needs and 25% of CO2 needs could be saved to grow new microalgae biomass. Therefore, the anaerobic digestion of microalgae residues generated in biorefineries is promising and it could play an important role in the development of this industry.

Finally, a first approach to the treatment of residues generated after lipid extraction showed that these residues could be used for the production of biogas, since they are highly biodegradable. The potential methane yield could reach 218 LCH4 kgVS-1 when they are monodigested, whereas the potential methane yield reached 262 LCH4 kgVS-1 when residues were codigested with residual glycerin.

xix

Abreviaturas

AGV: Ácidos grasos volátiles

AI: Alcalinidad intermedia

AL: Amonio libre

AP: Alcalinidad parcial

AT: Alcalinidad total

AV: Ácidos volátiles

BP: British Petroleum

OM: Chumbera (Opuntia maxima Mill.)

CSTR: reactor de mezcla complete (en inglés, continuously stirred tank reactor)

EDAR: Estación depuradora de aguas residuales

GEI: Gases de efecto invernadero

GLI: Glicerol residual

IEA: Agencia Internacional de la Energía (en inglés, International Energy Agency)

LP: Lodos de papelera

NTA: Nitrógeno total amoniacal

PBR: Fotobiorreactores (en inglés, Photobiorreactors)

SB: Biomasa de Scenedesmus

SRA: Residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos

SRL: Residuos de Scenedesmus tras extracción de lípidos

ST: Sólidos totales

STP: Temperatura y presión estándar (en inglés, Standard Temperature and Pressure)

(0ºC, 1bar)

SV: Sólidos volátiles

TR: Tiempo de retención

TRH: Tiempo de retención hidráulico

TRS: Tiempo de retención de sólidos

VCO: Velocidad de carga orgánica

Capítulo 1

Contextualización y objetivos


3

1. Contextualización y objetivos

1.1. Contextualización

Durante las últimas décadas, el consumo de energía primaria ha seguido un aumento

con tendencia exponencial. Incluso a pesar de la acuciante crisis económica que están

atravesando la mayoría de los países desarrollados, el consumo energético aumentó otro

1,8% de 2011 a 2012 (BP, 2013), debido principalmente al empuje de las economías

emergentes.

El consumo energético actual se basa mayoritariamente en los combustibles fósiles

(el petróleo, el gas natural y el carbón sumaron el 86,9% de la energía primaria

consumida en 2012) (BP, 2013) por lo que es el principal causante de las emisiones de

gases de efecto invernadero (GEI), con 31Gt de CO2 en 2011 (IEA, 2013), acelerando el

calentamiento global y las conocidas y temidas consecuencias que éste conlleva.

Además de los problemas medioambientales, la mayoría de las economías desarrolladas

tienen la necesidad de reducir la dependencia de los combustibles fósiles debido a

cuestiones de seguridad energética. Como resultado, la producción de energía a partir de

fuentes renovables ha aumentado considerablemente durante las últimas décadas, desde

54,0 millones de toneladas equivalentes de petróleo (tep) en 2001 a 237,4 millones de

tep en 2011, siendo el aumento de 2011 a 2012 del 15,5% (BP, 2013).

Dentro de las energías renovables, la producción de biocombustibles ha aumentado

de una forma muy importante durante los últimos años, siendo el aumento de más del

400% en la última década (BP, 2013). Aunque en los últimos años el incremento de la

producción se ha estancado, los biocombustibles representaron el 0,8% del consumo de

energía final en 2011 (REN21, 2013).

Los biocombustibles de primera generación son los procedentes de cultivos que

tradicionalmente han sido utilizados para la alimentación (ej. cereales, remolacha

azucarera, semillas oleaginosas, etc.). Existe cierta incertidumbre sobre los efectos

negativos que la producción de biocombustibles de primera generación ha podido

causar, principalmente debido a la posible competencia entre los cultivos energéticos y

los cultivos alimentarios por terreno arable y uso del agua (IEA, 2008). Los

biocombustibles de segunda generación, producidos principalmente a partir de biomasa

sin fines alimentarios, principalmente biomasa lignocelulósica como paja de cereal,

bagazo, residuos forestales y cultivos energéticos cosechados específicamente para estos

Capítulo 1

4

fines tales como hierbas vegetativas y bosques de rotación corta, presentan un elevado

potencial para sustituir a los biocombustibles de primera generación eliminando la

mayoría de incertidumbres generadas alrededor de éstos (IEA, 2008). A su vez, ha

surgido en la última década, aunque los primeros estudios datan de finales de los años

50 (Golueke y col., 1957), el biocombustible obtenido a partir de las macro y

microalgas, a lo que algunos autores denominan biocombustible de tercera generación

(Ahmad y col., 2011) y otros autores lo incluyen dentro de los biocombustibles de

segunda generación debido a su origen no alimentario.

Las microalgas presentan algunas características que les permiten evitar los

problemas asociados a los biocombustibles de primera generación. Pueden ser

cultivadas en aguas residuales o en tierras marginales, por lo que no tienen la necesidad

de competir por tierras fértiles con los cultivos alimentarios (Park y col., 2011) y no

crean la necesidad de talar selvas tropicales para disponer de más tierra fértil. Por otra

parte, no compiten en el mercado con cultivos alimentarios, por lo que no influyen en

los precios de éstos o sus derivados (Chisti, 2007; Ahmad y col., 2011). Además

presentan una serie de ventajas cuando se las compara con los cultivos tradicionalmente

empleados para la producción de biocombustibles, ya que tienen una mayor

productividad teórica de biomasa (Williams y Laurens, 2010); consumen elevadas

cantidades de CO2 durante su crecimiento (Chisti, 2007), pudiendo éste ser suministrado

directamente a partir de gases de combustión, reduciendo la emisión de gases de efecto

invernadero a la atmósfera (Wang y col., 2008); y por último hay que añadir que se

pueden producir todo tipo de biocombustibles a partir de ellas: biodiesel, bioetanol,

biohidrógeno, syngas y biogás (Brennan y Owende, 2010). Aparte de todas estas

ventajas, las microalgas se caracterizan por ser capaces de producir numerosos

compuestos de alto valor añadido, dependiendo de la especia de microalga y del método

de cultivo. Entre algunos de estos compuestos se encuentran pigmentos (carotenos),

ácidos grasos w-3 y proteína de elevada calidad para alimentación animal o incluso

humana (Spolaore y col., 2006).

No sería de extrañar que la industria de las microalgas se desarrollara principalmente

para la obtención de compuestos de alto valor añadido, y que secundariamente se

obtuvieran otros subproductos que podrían ser aprovechados con fines energéticos

como puede ser el caso de los lípidos para producir biodiésel. En cualquier caso, el

desarrollo de esta industria generaría ingentes cantidades de residuos orgánicos que

deberían ser tratados adecuadamente para evitar problemas ambientales.


5

Un método de tratamiento ampliamente conocido y que sirve para tratar casi

cualquier tipo de material biodegradable es la digestión anaerobia. De esta manera, se

podría acoplar al proceso de producción de microalgas un proceso de tratamiento de

residuos generador de energía y calor, los cuales podrían ser aprovechados en la propia

planta de producción, al concepto conocido como biorrefinería, obteniendo así varios

productos con diferentes fines a partir de las microalgas. El objetivo final de la

aplicación de la digestión anaerobia a este proceso es la obtención de energía a partir de

los residuos generados, mineralizando a su vez los nutrientes contenidos en estos

residuos, reciclándolos y poniéndolos a disposición del cultivo de nueva biomasa,

cerrando de esta forma el ciclo de nutrientes.

Esta tesis se centra en el estudio de la viabilidad del aprovechamiento de las

microalgas y sus residuos para la producción de biogás mediante digestión

anaerobia. El biogás es un combustible gaseoso formado principalmente por metano y

dióxido de carbono. La digestión anaerobia es un proceso muy estudiado, sin embargo

la aplicación de esta técnica a nuevos sustratos requiere de una investigación previa para

estudiar las particularidades que puede presentar el proceso, ya que buena parte de su

desarrollo viene condicionado por el sustrato en digestión. El tema central de esta tesis

destaca por ser actual e innovador. Actualmente existen numerosos proyectos de

investigación científica y proyectos de demostración industrial que persiguen la

obtención de biocombustibles y otros productos de alto valor añadido a partir de

biomasa de microalgas, ya sea cultivándolas en aguas residuales o en medios nutritivos.

La aplicación de la digestión anaerobia a este proceso supondría la obtención de energía

adicional a partir de los residuos, disminuyendo la factura energética de estas plantas de

producción y procesado de microalgas, así como el cierre del ciclo de nutrientes para el

cultivo de nueva biomasa, incrementando la viabilidad económica de esta industria.

Capítulo 1

6

1.2. Objetivos

El objetivo general que se plantea en este trabajo es el de investigar la viabilidad de

emplear las microalgas del género Scenedesmus sp. como cultivo energético para la

producción de biogás, así como evaluar la utilización de la digestión anaerobia para el

tratamiento de residuos de Scenedesmus sp. generados en dos conceptos diferentes de

biorrefinería.

Con la intención de profundizar en el estudio del proceso, y teniendo en cuenta los

medios disponibles, se propusieron los siguientes objetivos específicos:

1. Determinar la viabilidad de la microalga Scenedesmus como cultivo energético

para su empleo en digestión anaerobia con el fin de producir biogás. Como

objetivos específicos se plantearon:

a. Estudiar mediante ensayos batch la posibilidad de codigerir la microalga

con otro sustrato con el fin de mejorar el proceso de digestión. Evaluación

de efectos sinérgicos.

b. Estudiar el proceso de digestión en detalle mediante el empleo de

digestores anaerobios CSTR funcionando en semicontinuo. Evaluar

procesos de inhibición y determinar las condiciones de operación óptimas

para la degradación anaerobia de Scenedesmus, como monosustrato o en

codigestión, en función de los resultados obtenidos en los ensayos batch.

2. Determinar la viabilidad de tratar mediante la digestión anaerobia residuos de

Scenedesmus generados a partir del proceso de extracción de aminoácidos. Como

objetivos específicos se plantearon los siguientes:

a. Estudiar mediante ensayos batch la posibilidad de emplear la codigestión

con el fin de mejorar el proceso de digestión de dichos residuos.

Evaluación de efectos sinérgicos.

b. Estudiar el proceso de digestión en profundidad mediante el empleo de

reactores CSTR funcionando en semicontinuo. Determinar la existencia

de procesos de inhibición o toxicidad y determinar las condiciones de

operación óptimas del proceso de digestión de los residuos de

Scenedesmus como monosustrato o en codigestión, según los resultados

obtenidos en los ensayos batch.

3. Determinar la viabilidad de tratar mediante la digestión anaerobia los residuos de

Scenedesmus generados a partir del proceso de extracción de lípidos de la citada


7

microalga para la producción de biodiésel. Como objetivo específico se planteó

el siguiente:

a. Estudiar la viabilidad de emplear la codigestión con el fin de mejorar el

proceso de digestión de dichos residuos mediante ensayos batch. En

concreto, evaluar los efectos sinérgicos de la codigestión de estos residuos

de Scenedesmus con glicerina residual producida durante la producción de

biodiésel.

4. Evaluar los beneficios que supondría el acoplamiento de la digestión anaerobia a

biorrefinerías de microalgas como proceso de tratamiento de los residuos

orgánicos. Para ello, como objetivos específicos se plantearon los siguientes:

a. Estudiar el valor fertilizante de los digeridos obtenidos durante los

diferentes procesos de digestión.

b. Evaluar el posible ahorro que supondría la utilización de los diferentes

productos de la digestión anaerobia (digerido, CO2 y energía producida)

en el cultivo de nueva biomasa.

Capítulo 2

Antecedentes

Antecedentes

11

2. Antecedentes

2.1. La digestión anaerobia

La degradación anaerobia de materia orgánica tiene lugar de forma natural en

numerosos ambientes, en el fondo de ríos, lagunas, pantanos, vertederos y el tracto

digestivo de los animales (Chynoweth y col., 2001). Su aplicación tecnológica como

fuente productora de energía data del siglo X a.C. en Asiria, dónde se cree se utilizaba

el biogás para calentar agua, al igual que en Persia en el siglo XVI. La primera

referencia científica al biogás se sitúa en el s. XVII, cuando Jan Baptita van Helmont

determinó que los gases inflamables podían tener origen en la descomposición de la

materia orgánica. Posteriormente, Alessandro Volta concluyó en 1776 que existía una

relación directa entre la cantidad de materia orgánica en degradación y la cantidad de

gases combustibles producidos (Lusk, 1998).

Actualmente, y tras siglos de investigación y aplicación de este proceso para el

tratamiento de residuos orgánicos, la digestión anaerobia se entiende como una serie de

procesos biológicos en los cuales diferentes microorganismos degradan la materia

orgánica en ausencia de oxígeno. Durante la degradación anaerobia la materia orgánica

es transformada en una mezcla de gases conocida como biogás, cuyos principales

componentes son el metano (CH4) y el dióxido de carbono (CO2), aunque incluye trazas

de nitrógeno (N2), hidrógeno (H2), sulfuro de hidrógeno (SH2), vapor de agua, amoniaco

(NH3) y otros componentes dependiendo del sustrato de origen. Al final del proceso se

obtiene también una mezcla acuosa de materiales sólidos, conocido como digerido o

digerido, rica en nutrientes, minerales y compuestos biológicamente activos, que puede

ser utilizado como biofertilizante o enmienda orgánica en suelos (Lukehurst y col.,

2009).

Este proceso se aplica actualmente para el tratamiento de prácticamente cualquier

residuo de origen orgánico y como proceso productor de energía renovable (el biogás) a

partir de cualquier material orgánico, excepto la madera (AEBIOM, 2009). Entre los

diferentes materiales capaces de ser degradados anaeróbicamente encontramos cualquier

tipo de deyecciones ganaderas (estiércol vacuno, de oveja y de cabra, purín porcino,

gallinaza y pollinaza, etc.), cultivos energéticos (por ej. ensilado de maíz, chumbera,

microalgas, etc.), cultivos no energéticos y residuos de cosecha (por ej. cebada, centeno,

trigo, alfalfa, cáñamo, etc.), aguas residuales de origen urbano e industrial y la fracción

Capítulo 2

12

orgánica de los residuos sólidos urbanos (FORSU) (Chynoweth y col., 2001; Heiermann

y col., 2009, Sánchez, 2012a; Ramos-Suárez y Carreras, 2012).

2.1.1. Etapas del proceso

El proceso de degradación anaerobia tiene lugar en varias etapas sucesivas

íntimamente relacionadas unas con otras. Normalmente se describe en cuatro etapas,

aunque dependiendo de los autores el proceso se podría reducir a únicamente tres. En

este trabajo seguiremos la descripción habitual en cuatro etapas, ya que es más detallada

y provee más información. Las cuatro etapas principales son: la hidrólisis (1), la

acidogénesis (2), la acetogénesis (3) y la metanogénesis (4). También encontramos la

sulfurogénesis como etapa alternativa (5). Los productos de entrada y salida de cada una

de las etapas pueden observarse en la Figura 2.1.

Figura 2.1. Fases del proceso de digestión anaerobia: (1) hidrólisis, (2) acidogénesis, (3)

acetogénesis, (4) metanogénesis, (5) sulfurogénesis

El proceso comienza con la hidrólisis de las macromoléculas orgánicas que

conforman el material a degradar (lípidos, carbohidratos, proteínas). Estas

macromoléculas son hidrolizadas por medio de exoenzimas hidrolíticas liberadas al

Compuestos orgánicos complejos (Carbohidratos, proteínas, lípidos)

Compuestos orgánicos simples

(azúcares, aminoácidos) (ácidos grasos, alcoholes)

Productos intermedios (propiónico, butírico, valérico, etc.)

CO2 + H2 Ácido acético

CH4 + H2O CH4 + CO2 H2S + CO2

1

2

4

2

3

4

3

3

5

Antecedentes

13

medio por las bacterias hidrolíticas (ver Tabla 2.1). Las bacterias hidrolíticas son

facultativas, es decir, pueden sobrevivir tanto en condiciones aerobias como anaerobias.

Tabla 2.1. Sustratos, productos y enzimas de la hidrólisis

Macromolécula Producto de la hidrólisis Enzimas

Proteínas Péptidos Aminoácidos Proteasa

Lípidos Ácidos grasos

Glicerol Alcoholes

Lipasa Fosfolipasa

Carbohidratos

Glucosa Polisacáridos

Pentosas Oligosacáridos

Xylanasa Amilasa Celulasa

Hemicelulasa Fuente: adaptado a partir de Stronach y col. (1986)

La hidrólisis de las macromoléculas orgánicas dará lugar por tanto a moléculas más

sencillas o monómeros (p. ej. ácidos grasos, carbohidratos sencillos, aminoácidos) que

quedan en forma soluble y servirán de alimento para la siguiente etapa. En esta fase no

tiene lugar ningún proceso de estabilización de la materia orgánica, sin embargo es un

paso crucial, ya que se producirán los compuestos que servirán de alimento en las fases

sucesivas. En la degradación anaerobia de compuestos complejos (lignocelulósicos o

difícilmente biodegradables) la hidrólisis es la fase limitante del proceso, y la que

determinará la capacidad de carga orgánica de un digestor anaerobio.

El proceso de digestión continúa con la fase de acidogénesis. Durante esta fase los

compuestos orgánicos simples producidos durante la hidrólisis darán lugar a una serie

de productos intermedios, principalmente ácidos orgánicos volátiles (p.ej. propiónico,

butírico, valérico), otros ácidos orgánicos como el lactato o alcoholes como el etanol.

Durante esta fase también se forma ácido acético y en la fase gaseosa dióxido de

carbono e hidrógeno. Las bacterias responsables de esta fase son las bacterias

acidogénicas, entre las que se encuentran bacterias anaerobias facultativas (Parkin y

Owen, 1986).

La siguiente etapa del proceso es la acetogénesis. En esta etapa los compuestos

anteriormente formados pasan a ácido acético, hidrógeno (H2) y dióxido de carbono,

que son los principales precursores del metano. Esta etapa es llevada a cabo por las

bacterias acetogénicas, que serán descritas más adelante, y es de vital importancia, ya

que junto a la acidogénesis da lugar a los únicos compuestos que pueden ser

Capítulo 2

14

metabolizados por las bacterias metanogénicas (Anderson y col., 2003). La acetogénesis

requiere de una concentración reducida de H2, de lo contrario la reacción es inhibida a

causa de la inhibición de las bacterias acetogénicas productoras de hidrógeno. El

consumo de hidrógeno es realizado por los microorganismos metanógenos, por lo que

existe un delicado equilibrio entre estos dos grupos. Además, los metanógenos pueden

ser inhibidos por una excesiva acumulación de ácidos volátiles, compuestos que sirven

de sustrato para las bacterias acetogénicas productoras de hidrógeno (Anderson y col.,

2003).

Por último encontramos la metanogénesis. La metanogénesis es llevada a cabo por

las bacterias metanogénicas, pertenecientes al reino de las arqueas, bacterias primitivas

diferentes de las eubacterias. Estas bacterias son estrictamente anaerobias, ya que una

pequeña concentración de oxígeno es capaz de inhibirlas. Es en esta fase donde

verdaderamente se produce la estabilización de la materia orgánica, ya que el ácido

acético pasa a metano, que es prácticamente insoluble en agua y se separa rápidamente

de la fase acuosa en forma de gas. También se forma dióxido de carbono durante esta

fase, que escapa en forma gaseosa o es convertido en bicarbonato (Parkin y Owen,

1986). Las bacterias metanogénicas son los organismos más importantes de todo el

proceso, capaces de producir metano a partir de ácido acético o H2 y CO2. La

producción de metano a partir del acetato es la vía más productiva, suponiendo

alrededor del 70% del metano total producido en el digestor, mientras que la producción

de metano a partir de H2 y CO2 supone el 30% restante. La primera vía es llevada a cabo

por las bacterias metanogénicas acetoclásticas, mientras que al segundo grupo de

bacterias se le denomina hidrogenetróficas (Anderson y col., 2003).

Esta fase es considerada la fase limitante del proceso de digestión para la mayoría de

los sustratos, ya que la acción de las bacterias metanogénicas es la más lenta (Anderson

y col., 2003). Sin embargo, como ya se ha comentado, esto puede cambiar si el sustrato

a digerir es difícilmente hidrolizable, como es el caso de los materiales con

componentes lignocelulósicos. Respecto a las condiciones del proceso, las bacterias

metanogénicas son muy sensibles a los cambios ambientales, estando su pH óptimo

entre 6,5 y 8,0 y respondiendo muy mal a los cambios bruscos de temperatura.

Paralelamente a las fases de acidogénesis, acetogénesis y metanogénesis, puede tener

lugar la sulfurogénesis. Esta etapa consiste en la reducción de compuestos ricos en

sulfatos a sulfuro de hidrógeno (H2S) gaseoso. La sulfurogénesis es producida por las

bacterias sulforreductoras (sulphate reducing bacteria, SRB) y resulta ser una fase

Antecedentes

15

competidora con la producción de metano, ya que del H2 susceptible de ser empleado

por las bacterias metanogénicas hay que añadir el carácter inhibitorio del H2S (Chen y

col., 2008). En cualquier caso, la existencia de esta etapa estará condicionada por la

existencia de sustratos ricos en azufre.

2.1.2. Microbiología

La degradación anaerobia no podría llevarse a cabo por un solo grupo de bacterias de

forma independiente, por lo que los procesos de tratamiento anaerobio son complejos

ecosistemas formados por diferentes tipos de bacterias que trabajan conjuntamente de

una forma coordinada para convertir la materia orgánica en metano y dióxido de

carbono (Anderson y col., 2003). En la Figura 2.2 se puede observar un diagrama de

fases de la digestión anaerobia, similar al que se muestra en la Figura 2.1, pero

incluyendo los grupos de microorganismos involucrados en cada fase. En este diagrama

se puede ver la compleja composición de la ecología del digestor así como las

relaciones que existen entre las diferentes especies que componen la población de un

digestor anaerobio.

Al igual que se divide el proceso de digestión en cuatro fases, podemos dividir las

bacterias involucradas en el proceso en cuatro grupos (bacterias hidrolíticas,

acidogénicas, acetogénicas y metanogénicas) según la fase en la que estén involucradas.

Dentro de las bacterias hidrolíticas encontramos los géneros Clostridium,

Peptococcus, Proteus vulgaris, Vibrio, Micrococcus y Bacillus entre otros. Estas

bacterias realizan la hidrólisis mediante enzimas exocelulares, aspecto muy importante

ya que permite atacar a moléculas de gran tamaño que no podrían acceder al interior de

las células. También se han identificado en el interior de los digestores anaerobios otros

tipos de microorganismos diferentes de bacterias que tienen acción hidrolítica. Se han

observado protozoos del género Trepomonas, Tetramitys, Trichomonas, Vahlkampfia,

Hartmanella, Metopus, Trimyema y Saprodinium; y hongos del género Phycomycetes y

Ascomycetes (Anderson y col., 2003; Stronach y col., 1986).

Las bacterias acidogénicas incluyen diferentes géneros de bacterias fermentativas:

Bacteroides, Ruminococcus, Butyribacterium, Propionibacterium, Eubacterium,

Lactobacillus, Streptococcus, Pseudomonas, Desulfobacter, Micrococcus, Bacillus y

Escherichia. Se trata de bacterias facultativas que consumen trazas de oxígeno y ayudan

Capítulo 2

16

a mantener el carácter estrictamente anaerobio que necesitan las bacterias

metanogénicas (Anderson y col., 2003; Stronach y col., 1986).

Entre las bacterias acetogénicas encontramos dos tipos de grupos bien

diferenciados. El primero de ellos son las bacterias acetogénicas productoras de

hidrógeno (oblígate hydrogen producing bacteria, OHPA). Estas bacterias producen

ácido acético, CO2 y H2 a partir de los principales ácidos grasos y alcoholes (Anderson

y col., 2003). Únicamente son capaces de crecer en ambientes con una baja presión

parcial de H2, por lo que mantienen una relación simbiótica con los microorganismos

consumidores de H2 (metanógenos y sulforreductores). Syntrophomonas wolfei y

Syntrophobacter wolinii son los únicas bacterias de este grupo que han podido ser

aisladas e identificadas (Anderson y col., 2003; Switzenbaum y col., 1990). El segundo

grupo de bacterias acetogénicas son las bacterias homoacetogénicas. Son estrictamente

anaerobias y participan en la producción de ácido acético a partir de H2 y CO2. Algunos

de los géneros que han sido identificados dentro del grupo de homoacetogénicos son

Acetobacterium, Acetoanaerobium, Acetogenium, Butribacterium, Clostridium y

Pelobacter (Anderson y col., 2003).

Las bacterias metanogénicas son un grupo de bacterias que pertenece al reino de las

arqueas (Archaea). Este tipo de bacterias difieren del resto en su composición y

estructura celular y son conocidas como la forma más antigua de vida. Las bacterias

metanogénicas son estrictamente anaerobias, pudiendo ser inhibidas con únicamente un

0,01ppm de O2 disuelto. Estas bacterias juegan un papel fundamental en el

mantenimiento de las condiciones del proceso. Sin las bacterias metanogénicas se

produciría la acumulación de compuestos ácidos producidos por las bacterias

acidogénicas y acetogénicas lo que daría lugar a su inhibición, mientras que las

bacterias acidogénicas y acetogénicas crean el ambiente ideal para las bacterias

metanogénicas (condiciones anaerobias, compuestos de bajo peso molecular). Se

pueden diferenciar dos grupos de bacterias metanogénicas dependiendo del tipo de

sustrato que éstas utilicen para producir metano. Por un lado encontramos las bacterias

metanogénicas acetoclásticas, que producen CH4 y CO2 a partir de acetato.

Únicamente tres géneros de bacterias contienen especies capaces de utilizar acetato

como sustrato (Methanosarcina, Methanosaeta y Methanospirillum), aunque ésta es la

vía principal de producción de metano. Por otro lado, se encuentra el grupo de las

bacterias metanogénicas hidrogenotróficas, que producen metano a partir de H2 y

CO2. Sin embargo, también son capaces de reducir el formiato, el metanol y las

Antecedentes

17

metilaminas utilizando el hidrógeno producido durante la fermentación. Los géneros

Methanobacterium, Methanobrevibacterium y Methanoplanus pertenecen a este grupo

de bacterias (Anderson y col., 2003).

Figura 2.2. Diagrama de fases de la digestión anaerobia y los microorganismos involucrados.

(adaptado de Stronach y col., 1986)

Por último, encontramos las bacterias sulforreductoras. Estas bacterias emplean el

sulfato como aceptor de electrones. Este grupo de bacterias compite con las bacterias

metanogénicas hidrogenotróficas por el hidrógeno, dando lugar a una reducción en la

producción de metano y a la formación de H2S que puede resultar tóxico y que además

resulta problemático cuando el biogás es empleado en motores de combustión interna.

Proteínas (proteasa)

Carbohidratos (celulasa, hemicelulasa,

xilanasa, amilasa)

Lípidos (lipasa, fosfolipasa)

Aminoácidos, azúcares

Ácidos grasos de cadena larga (esteárico, palmítico, oleico…); alcoholes

(etanol)

Productos intermedios (ác. valérico, isovalérico, propionato, butirato)

Acetato H2 CO2

Metano

Clostridium Proteus vulgaris Peptococcus Bacteriodes Bacillus Vibrio

Clostridium Bacteriodes Acetovibrio celluliticus Staphylococcus

Clostridium Micrococcus Staphylococcus

Lactobacillus Escherichia Staphylococcus Micrococcus Bacillus Pseudomonas Desulfovibrio Selenomonas Veillonella Sarcina Streptococcus Desulfobacter Desulfuromonas

Clostridium Syntrophomonas wolfei

Syntrophomonas wolini Syntrophomonas wolfei

Clostridium Streptococcus Eubacterium limosum

Clostridium aceticum

Methanosaeta Methanosarcina Methanospirillum

Methanobacterium Methanobrevibacterium Methanoplanus

Zymomonas mobilis

Polímeros

Capítulo 2

18

Dentro de este grupo de bacterias encontramos a los géneros Desulfobacter,

Desulfuromonas y Desulfovibrio.

Tradicionalmente se ha observado el proceso de digestión como una caja negra,

donde se introducía un determinado residuo o compuesto orgánico y a la salida se

obtenía biogás y digerido de una determinada composición. De esta forma, los procesos

que sucedían en el interior de la caja, así como el contenido de la caja, eran totalmente

desconocidos y para optimizar el proceso de digestión era necesario variar los

parámetros operacionales del total de la caja aun sabiendo que cada especie de

microorganismo podría tener sus necesidades específicas.

Sin embargo, durante los últimos años crece la tendencia a identificar los grupos de

microorganismos involucrados en el proceso de digestión, su influencia e importancia,

su rol en el conjunto del proceso y como les afectan los cambios ambientales con el fin

último de mejorar y optimizar el proceso de digestión desde la base de la microbiología.

De esta forma se podría definir un grupo de microorganismos óptimo para la digestión

de un determinado sustrato y bajo unas condiciones específicas (Sánchez, 2012b).

2.1.3. Influencia de diferentes parámetros en el proceso de digestión

La digestión anaerobia se ve afectada por diferentes parámetros que influirán en la

cinética de las distintas reacciones y en la producción de biogás. Estos parámetros no

son fijos, varían para cada grupo de bacterias descrito anteriormente, por lo que las

diferentes fases del proceso se verán afectadas de una forma diferente por cada uno de

ellos. Entre los parámetros que pueden influir en el proceso de digestión encontramos

parámetros de control (nutrientes, temperatura, pH, potencial redox) y parámetros

operacionales (agitación, tiempo de retención hidráulico, carga orgánica). Además,

muchos de estos parámetros son, a su vez, parámetros que se emplean para monitorizar

el transcurso del proceso de digestión.

2.1.3.1. Parámetros de control

Nutrientes

Los microorganismos involucrados en el proceso, como cualquier otro ser vivo,

necesitan una serie de nutrientes para su crecimiento y el desarrollo de sus actividades

metabólicas. Podemos distinguir entre macro y micronutrientes, dependiendo de la dosis

necesaria en la célula. Entre los primeros se encuentran el nitrógeno, el fósforo y el

Antecedentes

19

azufre, mientras que entre los micronutrientes cabe destacar el Ca, Mg, Na, Fe, K, Ni,

Co, Mo, Zn, Cu, Mn y Se, así como otros compuestos orgánicos (Parkin y Owen, 1986).

Además de asegurar la presencia de estos nutrientes en el material a degradar, éstos

deben encontrarse en forma disponible para las bacterias. Aunque es recomendable que

los nutrientes sean más abundantes que los requerimientos mínimos de las bacterias, un

exceso de ellos puede dar lugar a procesos de inhibición. Asimismo, la cantidad de

nutrientes debe estar adecuadamente equilibrada. La cantidad requerida se puede

obtener a partir de la composición celular de las bacterias (Anderson y col., 2003).

El nitrógeno es vital para la formación de nuevas células y si no se encuentra en

cantidad suficiente el proceso puede verse afectado. Sin embargo, un exceso de

nitrógeno en el material a degradar puede dar lugar a la producción y acumulación

excesiva de amonio (NH4+/NH3) que puede tener efectos inhibitorios, principalmente en

las bacterias metanogénicas. La relación C/N suele ser un buen indicador de la

posibilidad de que la degradación de cierto sustrato dé lugar a problemas de inhibición a

causa de la acumulación de amonio. La relación C/N óptima está comprendida entre 10

y 30 y depende de las condiciones ambientales y operacionales, del sustrato de entrada y

de la aclimatación de los microorganismos (Chen y col., 2008; Pagés Díaz y col., 2011).

El amonio puede encontrarse en forma iónica (NH4+) o en forma libre (NH3)

dependiendo de la temperatura y del pH. Es la forma libre la que se cree que es más

tóxica para las bacterias metanogénicas, ya que pasa las membranas celulares

libremente. A mayor temperatura y mayor pH el equilibrio entre las dos formas de

amonio se desplaza a la forma libre, y por tanto la toxicidad del amonio aumenta (Chen

y col., 2008).

Cuando un determinado sustrato que necesita ser degradado presenta una deficiencia

o un exceso de algún tipo de nutriente existe la posibilidad, en el primer caso, de añadir

suplementos nutritivos con el objetivo de mejorar el proceso de digestión, o de

mezclarlo con otro sustrato capaz de equilibrar el contenido en nutrientes en el segundo

caso. Esta última técnica es lo que se denomina codigestión anaerobia, y permite

aprovechar las sinergias existentes entre diferentes sustratos mediante el balance de

nutrientes, de alcalinidad, de pH, la mejora de la reología, etc., incrementando la

biodegradabilidad de ambos sustratos y la producción de biogás y metano. Por ejemplo,

es muy conocida la mezcla de purín de cerdo y silo de maíz, que permite incrementar la

baja relación C/N del purín de cerdo a la vez que éste aporta una elevada alcalinidad que

beneficia la digestión del silo de maíz. La codigestión de ambos sustratos es la principal

Capítulo 2

20

técnica que se emplea en Alemania, principal país productor de biogás con más de 7000

plantas de digestión anaerobia (EurObserv’ER, 2012).

Temperatura

Uno de los parámetros más importantes para el proceso de digestión es la

temperatura. Para optimizar el proceso de digestión el digestor ha de mantenerse a

temperatura constante, ya que cambios bruscos de temperatura pueden afectar a la

actividad bacteriana (Parkin y Owen, 1986). En teoría, la degradación anaerobia puede

tener lugar entre 0 y 100ºC (Anderson y col., 2003). Se suelen separar los rangos de

temperaturas en tres clases: psicrófila (óptimo de temperatura entre 15-20º); mesófila

(óptimo de temperatura entre 30-40ºC); y termófila (óptimo entre 50 y 60ºC).

Normalmente no se suele operar en el rango psicrófilo, ya que la actividad

microbiológica es muy baja y por lo tanto también lo son las tasas de degradación y la

producción de metano. A mayor temperatura se obtienen mayores tasas de degradación,

por lo que la digestión termófila resulta ser normalmente una degradación más rápida y

con mayores producciones de metano por cantidad de materia orgánica introducida

(Parkin y Owen, 1986). Gracias a esto, el tamaño del digestor puede reducirse

obteniendo los mismos o mejores rendimientos que en digestores más grandes

funcionando en el régimen mesófilo. Sin embargo, el rango termófilo requiere un

consumo mayor de energía debido a la elevada temperatura que hay que mantener, y el

incremento en la producción de metano no siempre es capaz de satisfacer el incremento

de energía requerida (Parkin y Owen, 1986). Además, la digestión anaerobia en rango

termófilo generalmente da lugar a procesos más inestables, donde se produce una mayor

acumulación de ácidos grasos volátiles (AGV), mayor toxicidad por amonio, mayor

sensibilidad a cambios de temperatura, problemas de espumas y de olor (Parkin y

Owen, 1986; Anderson y col., 2003). En plantas a escala industrial, es normal encontrar

digestores trabajando a temperaturas mesófilas (35-40ºC) y termófilas (55-60ºC).

pH

Los microorganismos responsables del proceso de digestión anaerobia son muy

sensibles a cambios de pH, especialmente los metanógenos. El pH óptimo para

desarrollar el proceso de digestión se encuentra entre 6,5 y 7,6 (McCarty, 1964a),

aunque se puede producir el proceso de digestión a pH menores y mayores (Anderson y

col., 2003). Durante procesos de inestabilidad, que pueden estar causados por diferentes

motivos, los ácidos volátiles producidos por bacterias acidogénicas y acetogénicas se

Antecedentes

21

producen a una velocidad mayor de la que pueden ser consumidos por las bacterias

metanogénicas. Si el sistema no tiene suficiente capacidad tampón, el pH disminuirá

drásticamente y la producción de metano se parará debido a la inactividad de las

bacterias metanogénicas. El principal sistema tampón en la digestión anaerobia es el del

bicarbonato, donde la capacidad tampón normalmente se mide como alcalinidad. Si no

existe suficiente alcalinidad en el digestor, el pH puede disminuir rápidamente por

cualquier tipo de inestabilidad temporal que tenga lugar en el proceso (Parkin y Owen,

1986).

Toxicidad/Inhibición

Existen diferentes compuestos que pueden resultar tóxicos o inhibitorios para los

microorganismos responsables del proceso de digestión anaerobia. Una sustancia es

considerada inhibitoria cuando causa un efecto negativo en la población bacteriana o

inhibe su crecimiento (Chen y col., 2008). Para que resulten tóxicos, los compuestos

deben estar en forma soluble y en suficiente concentración dependiendo del compuesto.

Además, la toxicidad de determinado compuesto puede verse neutralizada o aumentada

debido a otros compuestos que actúan de forma antagonista o sinérgica,

respectivamente. Existen diferentes técnicas para evitar procesos de inhibición o

toxicidad: eliminar el compuesto tóxico del sustrato, diluir el sustrato para dejar el

compuesto tóxico por debajo de los límites de toxicidad, formar compuestos insolubles

o aprovechar los efectos antagonistas de otros materiales y añadirlos al digestor

(McCarty, 1964b).

Dependiendo del origen del compuesto que cause toxicidad o inhibición encontramos

compuestos que se encuentran en el sustrato de entrada de forma natural (p.ej. sales

alcalinas, metales pesados, sulfuros), como consecuencia del sistema de manejo del

residuo o sustrato (p.ej. desinfectantes, antibióticos, herbicidas, oxígeno, pesticidas) o

compuestos que se producen durante el proceso de digestión como productos

intermedios o productos finales del proceso (p.ej. amonio, sulfuro de hidrógeno, AGV)

(Chen y col., 2008).

En resumen, existen numerosos compuestos tóxicos, que tienen efectos inhibitorios a

partir de determinadas concentraciones, que dependen de numerosos factores como el

tiempo de retención hidráulico (TRH), la temperatura, el pH, la presencia de otros

compuestos, la aclimatación de microorganismos a su presencia, etc. En los trabajos de

McCarty (1964b), Chen y col. (2008) y Parkin y Owen (1986) se da una lista detallada

Capítulo 2

22

de compuestos que pueden ser inhibidores del proceso de digestión, además de las

concentraciones a partir de las cuales tienen efectos negativos, y posibles acciones para

combatir estos efectos.

2.1.3.2. Parámetros operacionales

Agitación

La agitación en un digestor anaerobio es fundamental para asegurar el éxito del

proceso. Mediante la agitación se consigue un correcto contacto entre la materia

orgánica a degradar y las bacterias y exoenzimas responsables de dicha degradación.

Sin una apropiada agitación no se obtendrá un rendimiento adecuado en el digestor, ya

que no habrá una correcta distribución de microorganismos y de sustrato y se formarán

gradientes de temperatura en el interior del mismo (Park y Owen, 1986). Es importante

optimizar la agitación. Una agitación insuficiente puede causar una disminución del

volumen activo del digestor debido a la aparición de “zonas muertas” (Parkin y Owen,

1986), mientras que una agitación excesiva también puede ser perjudicial para el

proceso, causando la ruptura de los gránulos de bacterias o el “cortocircuito” del

digestor, haciendo que material sin degradar llegue rápidamente a la salida del digestor

como efluente (Anderson y col., 2003).

Tiempo de retención

El tiempo de retención se define como el tiempo medio que el sustrato permanece en

el interior del digestor. El tiempo de retención únicamente se puede definir de manera

exacta en reactores discontinuos o batch, donde el sustrato se introduce en el reactor

durante un tiempo determinado (normalmente hasta que se completa su degradación)

tras el cual se extrae. Sin embargo, también se ha definido el tiempo de retención en

digestores continuos como:

TR (días)= Vdigestor (m3) / Qsustrato (m3 d-1)

Donde: TR = tiempo de retención, en días; Vdigestor = volumen del digestor en m3;

Qsustrato = caudal de entrada al digestor, en m3 d-1.

Existen dos definiciones diferentes de tiempo de retención. Dependiendo de la

naturaleza del sustrato y del tipo de digestor encontramos el tiempo de retención

hidráulico (TRH) y el tiempo de retención de sólidos (TRS).

El TRH es el tiempo durante el cual la fracción líquido del influente permanece en el

interior del digestor. El TRS es el tiempo durante el cual la fracción orgánica del

influente, en estado sólido, permanece en el interior del digestor. Hay que destacar que

Antecedentes

23

al hablar de la fracción sólida que encontramos en el interior del digestor, además del

sustrato a degradar también consideramos la biomasa viva, es decir, los

microorganismos responsables del proceso de digestión.

Se considera que el tiempo de retención es una de los factores más importantes en el

diseño del proceso de digestión anaerobia. Para asegurar una conversión adecuada de la

materia orgánica a biogás debe haber una cantidad y concentración suficiente de

bacterias en el interior del digestor y deben tener un tiempo de retención adecuado que

permita la degradación del sustrato y evite el lavado de bacterias. Esto significa que el

digestor debe diseñarse con suficiente volumen para que bajo unas condiciones de

operación determinadas los microorganismos tengan suficiente tiempo para

desarrollarse (Parkin y Owen, 1986). En reactores de mezcla completa, donde no

existen mecanismos de retención de sólidos, el TRH es igual al TRS. Mientras que

existen reactores, principalmente diseñados para el tratamiento de aguas residuales con

baja carga contaminante y elevados volúmenes de tratamiento, en los que existen

mecanismos para conseguir que el TRS sea mayor al TRH y de esta forma acelerar el

proceso, por ejemplo en reactores de lecho fluidizado o reactores de membrana. Estas

tecnologías permiten separar el TRH del TRS al retener la biomasa activa en el interior

del digestor y permitir la salida del agua residual tratada, reduciendo el TRH y por tanto

el volumen del digestor, con el ahorro en costes que conlleva (Switzenbaum y col.,

1990).

Es importante destacar que un elevado tiempo de retención de las bacterias puede

disminuir o incluso eliminar los efectos inhibitorios (Parkin y Owen, 1986).

Velocidad de carga orgánica

La velocidad de carga orgánica (VCO) se refiere a la cantidad de sustrato introducido

en el digestor por unidad tiempo. Normalmente, este parámetro se expresa como gSV

Ldigestor-1 d-1, empleando gSV como unidad de medida de la cantidad de sustrato

introducida al digestor debido a que son los sólidos volátiles (SV) la única parte del

sustrato susceptible de ser convertida en biogás. Además, con el objetivo de normalizar

este parámetro, la carga orgánica se expresa en relación al volumen del digestor,

pudiendo comparar de esta forma cargas orgánicas de digestores de diferente tamaño.

Este parámetro es de vital importancia ya que determina la cantidad de material que

los microorganismos deberán degradar en el TRH fijado. En la mayoría de los casos,

donde se trata un sustrato con unas características determinadas, la carga orgánica estará

Capítulo 2

24

directamente relacionada con el TRH (Parkin y Owen, 1986). Una mayor VCO, a una

concentración fija de sustrato, conllevará una reducción en el TRH, ya que no existe

alternativa para incrementar la cantidad de material orgánico que se introduce en el

digestor que incrementar el volumen de sustrato introducido diariamente, por lo que éste

pasará menos tiempo en el interior del digestor.

Una VCO excesiva puede dar lugar a problemas de saturación de la capacidad de

degradación de los microorganismos, causando desequilibrios en el sistema como

acumulación de AGV, reducción de pH, pérdida de capacidad tampón, etc.

Generalmente, este parámetro se optimiza para cada tipo de sustrato y digestor en

ensayos de laboratorio o en planta piloto, previamente a la puesta en marcha de la planta

de digestión a escala industrial. La VCO máxima dependerá de la naturaleza del sustrato

(fácil o difícilmente biodegradable), presencia de tóxicos, contenido en nutrientes,

alcalinidad y otros parámetros operacionales y de diseño como temperatura o tipo de

digestor.

Diseño del digestor

El tipo de digestor empleado en el proceso es de vital importancia, ya que influirá

determinantemente en parámetros operacionales como el TRH/TRS o la VCO.

El diseño del digestor dependerá de numerosos factores dependientes tanto del tipo y

naturaleza del sustrato a tratar (carga contaminante, concentración, volumen de

producción) como de factores económicos. Algunos parámetros de diseño serán: tipo de

alimentación (batch, semicontinuo, continuo), sistema de agitación (mecánica,

recirculación de gas o lodo), mecanismo de retención de biomasa (si existe),

temperatura de operación (mesófila o termófila), TRH/TRS, VCO y volumen del

digestor.

Existen numerosos tipos de digestores descritos en detalle en la bibliografía existente

sobre digestión anaerobia (Switzenbaum, 1983; Anderson y col., 2003, Sánchez,

2012a). Para no extendernos demasiado y con el objetivo de centrarnos en los trabajos

realizados en esta tesis, describiremos en detalle los reactores de mezcla completa con

agitación constante (Figura 2.3), conocidos generalmente por sus siglas en inglés

(CSTR, continuously stirred tank reactors). Estos digestores son ampliamente

empleados para la digestión de residuos agrícolas, lodos de depuradora, cultivos

energéticos y cualquier tipo de residuo de elevada carga orgánica (Weiland, 2010). No

presentan mecanismos de retención o recirculación de sólidos, por lo que el TRH es

Antecedentes

25

igual al TRS. Como consecuencia, presentan un problema que es la pérdida de biomasa

activa (microorganismos) en el efluente, por lo que los TRH suelen ser como mínimo de

10 días para permitir un adecuado crecimiento de bacterias en el interior del digestor

(Anderson y col., 2003). Otro problema suele ser la sedimentación de la fase sólida en el

digestor, por lo que presentan mecanismos de agitación en su interior que evitan este

proceso además de asegurar el contacto permanente entre microorganismos y la

biomasa a degradar. A su vez, el contenido máximo de sólidos en el interior del digestor

debe ser menor del 20% para facilitar la agitación y bombeado del material. El biogás se

acumula en un principio en la cúpula del digestor y posteriormente se consume o

almacena durante un periodo de tiempo hasta su posterior consumo en un gasómetro

exterior al digestor.

Figura 2.3. Esquema de un digestor de mezcla completa

2.1.4. El biogás y su valorización

El biogás está formado principalmente por CH4 y CO2. Sin embargo, presenta otros

compuestos minoritarios como H2O, H2S, NH3, H2 y N2. También puede contener trazas

de compuestos orgánicos volátiles (siloxanos, mercaptanos, terpenos) aunque éstos son

más frecuentes en el biogás procedente de vertederos que en el biogás de digestores

agroindustriales (Rasi, 2009).

La productividad de biogás a partir de un determinado sustrato y su composición

dependerá principalmente de sus características y de las condiciones de proceso (p.ej.

TRH, VCO, temperatura) (Weiland, 2010). El contenido de CH4 del biogás procedente

de digestores agroindustriales oscila normalmente entre el 55-70%, mientras que el

contenido en CO2 suele ser del 30-45%. Es el CH4 el que confiere carácter energético al

Capítulo 2

26

biogás, por lo tanto el poder calorífico del biogás dependerá de su contenido en CH4,

siendo de 35,8MJ m-3 el PCI de éste (Alzate y col., 2013). Si se elimina el CO2 del

biogás este se convierte en biometano, similar al gas natural y por lo tanto, puede ser

empleado en todas aquellas aplicaciones en las que éste se emplee.

El biogás puede tener diferentes aplicaciones y son éstas las que determinarán los

requerimientos de pureza del mismo, entendiéndose como pureza el grado de

eliminación de los compuestos que acompañan al metano. Por ejemplo, para la

utilización del biogás en unidades de cogeneración (en inglés Combined Heat and

Power (CHP) units) únicamente es necesario eliminar el H2S y otros compuestos

orgánicos como los siloxanos, no siendo normalmente el contenido de CO2 un factor

limitante. Sin embargo, para inyectarlo a la red de gas natural española se debe obtener

un biometano de pureza mayor del 95% según la resolución de 21 de diciembre de

2012, de la Dirección General de Política Energética y Minas, por la que se modifica el

protocolo de detalle PD-01 "Medición, Calidad y Odorización de Gas" de las normas de

gestión técnica del sistema gasista. En la Tabla 2.2 se muestra una lista con las

diferentes aplicaciones del biogás así como sus requerimientos de pureza.

Tabla 2.2. Aplicaciones del biogás y grado de purificación necesario

Necesidad de purificación o concentración máxima admisible

Aplicación CO2 H2S H2O Otros Calderas (Calor) No <1000ppm No No

Motor comb. interna/CHP No <1000ppm Sí, hasta evitar condensación Sí (siloxanos)

Turbina de gas No <70.000ppm Sí Sí (siloxanos) Pila de combustible No <0,1ppm No Sí (siloxanos) Combustible vehículos Sí Sí Sí Sí Inyección red gas natural <2,5% <15ppm Sí Sí (siloxanos)

Fuente: Llaneza y col. (2010)

Por lo tanto, como se ha comentado previamente, dependiendo de la aplicación en la

que se vaya a emplear el biogás producido, deberán realizarse diferentes procesos de

limpieza del mismo que podrían incluir la eliminación del vapor de agua, CO2, H2S,

siloxanos y otros componentes minoritarios. Los sistemas de purificación del biogás

existentes se basan en diferentes técnicas (químicas, biológicas, físicas) y están

normalmente diseñados para la eliminación de un determinado compuesto. Los métodos

PSA (pressure swing adsorption) con carbón activo o tamices moleculares, absorción

física, química o biológica, utilización de solventes orgánicos, separación criogénica y

Antecedentes

27

purificación mediante membranas están recibiendo mucha atención en la actualidad

(Osorio y Torres, 2009).

Pueden consultarse estos sistemas de purificación en diferentes publicaciones

específicas sobre este tema (Rasi, 2009; Abatzoglou y Boivin, 2009, Ryckebosch y col.,

2011).

2.2. Las microalgas

Las microalgas son organismos unicelulares que presentan capacidad para realizar la

fotosíntesis y se pueden encontrar tanto en colonias como en células independientes

(Williams y Laurens, 2010). Se trata de un grupo muy diverso de microorganismos

capaces de colonizar prácticamente cualquier hábitat, en los que generalmente se

incluyen tanto organismos eucariotas como procariotas. La principal diferencia entre las

procariotas (cyanophytas) y el resto de organismos eucariotas es que las primeras no

poseen estructuras intracelulares independientes u orgánulos (cloroplastos,

mitocondrias, núcleo…).

Históricamente, los principales grupos de microalgas se han clasificado en

divisiones, equivalentes al filo (phylum) empleado en el reino animal. Estas divisiones

se realizan en base a la pigmentación, la naturaleza química de los productos

fotosintéticos de almacenamiento, la organización del tilacoide y otras características de

los cloroplastos, la química y la estructura de la pared celular, el número, la disposición

y la estructura de los flagelos (si los hay) y la aparición de cualquier característica

especial (Metting, 1996). Todas las especies de microalgas se incluyen generalmente en

10 divisiones (ver Tabla 2.3), siendo las más importantes: las algas verdes

(Chlorophyta), las algas rojas (Rhodophyta) y las diatomeas (Bacillariophyta),

pertenecientes a la división Chromophyta (Brennan y Owende, 2010). Las microalgas

pueden actuar con un metabolismo autótrofo (requieren únicamente compuestos

inorgánicos tales como CO2, sales y luz solar para su crecimiento) o heterótrofo

(utilizando una fuente externa de compuestos orgánicos así como nutrientes como

fuente de energía). Otras microalgas pueden ser mixótrofas, es decir, presentan la

habilidad de realizar fotosíntesis y adquirir nutrientes orgánicos exógenos (Brennan y

Owende, 2010).

Pero lo que de verdad confiere un alto interés a este grupo de microorganismos son

sus elevadas tasas de crecimiento. La mayoría de especies son capaces de dividirse cada

Capítulo 2

28

uno o dos días, aunque algunas algas llegan a dividirse cada 3 o 4h. Por lo tanto, su

potencial de crecimiento es enorme y es por lo que estos organismos generan tantas

expectativas como productores de biomasa (Williams y Laurens, 2010).

Tabla 2.3. Divisiones y principales grupos de las microalgas

División (nombre común) Principales grupos Distribución de especies

Marino Agua dulce Terrestre Simbiosis

Cyanophyta (algas verde azuladas)

Chroococcales + + + + Pleurocapsales + + - - Oscillatoriales + + + -

Nostocales + + + + Stigonematales - + + -

Prochlophyta Prochlorales + ? ? + Glaucophyta - + - - Rhodophyta (algas rojas) Bangiophycidae + + + +

Cryptophyta + + ? ?

Chlorophyta (algas verdes)

Micromonadophyceae + + ? ? Charophyceae + + + ? Ulvophyceae + + + ?

Pleurastrophyceae + + + + Chlorophyceae + + + +

Euglenophyta (euglénidos) + + + ?

Chlorarachniophytes + - - + Pyrrhophyta

(dinoflagelados) + + ? +

Chromophyta (heterokontalgae)

Chrysophyceae (algas doradas) + + ? ?

Bacillariophyceae (diatomeas) + + + ?

Xantbophyceae (algas amarillo-verdes) + + + ?

Eustigmatopbyceae + + + ? Raphidophyceae + + ? ?

Prymnesiophyceae + + ? ? Dictyochophyceae + - - -

Phaeophyceae (algas marrones)

Fuente: Metting, 1996

La tasa de crecimiento de un organismo fotosintético depende principalmente de su

eficiencia fotosintética. La eficiencia fotosintética se define como la cantidad de energía

solar que se fija como energía química durante el crecimiento fotoautótrofo en relación

a la energía recibida.

La radiación solar fotosintéticamente activa se encuentra entre 400 y 700nm de

longitud de onda (en inglés photosynthetic active radiation, PAR) y se corresponde con

un 42,3% del total de la energía solar, siendo la única susceptible de ser aprovechada

durante la fotosíntesis. Durante la fotosíntesis, en condiciones ideales,

aproximadamente el 27% del PAR es fijada como energía química, y por tanto la

Antecedentes

29

eficiencia fotosintética máxima teórica es de alrededor del 11% (Brennan y Owende,

2010). Sin embargo, existen numerosos factores que disminuyen esta eficiencia

causando que la eficiencia global de la fotosíntesis se encuentre lejos del máximo

teórico del 11% y se sitúe entre un 1% y un 2% para la mayoría de las plantas terrestres.

Sin embargo, las microalgas, a causa de su estructura unicelular sencilla, son capaces de

lograr eficiencias fotosintéticas mayores a las de los cultivos terrestres. Algunos autores

han llegado a documentar eficiencias del orden del 7-8% en condiciones controladas

(Brennan y Owende, 2010). Por lo tanto, la productividad de biomasa teórica estimada

para las microalgas por hectárea es mayor a la de cualquier cultivo tradicional.

La gran diversidad filogénetica de las microalgas se refleja en una composición

bioquímica igualmente diversa (Meeting, 1996). Los carbohidratos tienen funciones

estructurales y metabólicas. Como producto inicial de la fotosíntesis, sirven como el

punto de partida de cualquier otro componente. Además, cada clase de microalga puede

producir sus tipos específicos de polisacáridos. Las proteínas también tienen funciones

estructurales y metabólicas. Como enzimas son las catalizadoras principales del

metabolismo celular, mientras que también sirven como componente estructural en las

membranas lipídicas. Los ácidos nucleicos (ARN y ADN), junto con las proteínas y

aminoácidos, son la base para de la división y el crecimiento celular. Los ácidos

nucleicos comprenden una pequeña parte de la biomasa celular, sin embargo, contienen

la mayoría del fosfato y son el segundo componente más importante en nitrógeno. Por

último, los lípidos, al igual que los carbohidratos, sirven como reservas de energía y

como componentes estructurales de las membranas de la célula. Los triglicéridos

funcionan como reserva energética, mientras que los fosfolípidos y los glicolípidos

forman parte de las membranas celulares. (Williams y Laurens, 2010). El contenido

total de aceites y grasas que puede contener una célula de microalga puede oscilar entre

un 1 y un 70% en peso seco, y tiende a ser inversamente proporcional a la tasa de

crecimiento (Meeting, 1996), aunque el contenido mínimo de la mayoría de especies

parece estar en torno al 15% (Williams y Laurens, 2010).

Mediante la manipulación de las condiciones de crecimiento es posible modificar el

contenido de los componentes bioquímicos de las microalgas. Por medio del control del

suministro de nitrógeno, intensidad de luz, temperatura, salinidad, concentración de

CO2 y métodos de cosecha, puede incrementarse la concentración de lípidos en el

interior de las células, con el consiguiente cambio en las fracciones de los otros dos

principales componentes bioquímicos (proteínas y carbohidratos). Sin embargo, un

Capítulo 2

30

mayor contenido intracelular de lípidos no tiene por qué suponer una mayor

productividad de lípidos, ya que normalmente la acumulación de lípidos se produce a

expensas de un menor crecimiento celular (Brennan y Owende, 2010).

Hay que destacar que la mayoría de microalgas forman paredes celulares rígidas

(Metting, 1996), lo cual tendrá una importante implicación a la hora de extraer de las

células los diferentes componentes que sean de interés. La existencia de una pared

celular rígida determinará la accesibilidad a los componentes intracelulares, y por tanto

la dificultad de extracción de los diferentes compuestos. Por ejemplo, algunas algas

verdes como Scenedesmus y Chlorella, presentan paredes celulares compuestas por

carbohidratos complejos tipo hemicelulósicos (Takeda, 1996) e incluso biopolímeros de

tipo esporopolenino (Mussgnug y col., 2010). Otras especies presentan paredes

celulares compuestas de naturaleza proteica, como los euglénidos, mientras que otras

como Dunaliella o algunas dinoflageladas no presentan ninguna pared celular (Metting,

1996).

Por último hay que añadir que las microalgas producen una gran variedad de

compuestos con actividad biológica, que incluyen antibióticos, toxinas, compuestos

farmacéuticamente activos y reguladores de crecimiento vegetal (Metting, 1996).

También se pueden encontrar otros compuestos de alto valor añadido como pueden ser

diferentes pigmentos o ácidos grasos w-3, a los que hay que sumar los lípidos, proteínas

y carbohidratos que pueden ser empleados en diferentes procesos (Spolaore y col.,

2006). La riqueza de cada uno de estos compuestos en una determinada especie de

microalga determinará el fin último para el que se cultive.

2.2.1. Cultivo y procesado de microalgas

Existen diferentes sistemas de producción o cultivo de microalgas, que van desde

sistemas abiertos extensivos a sistemas cerrados como los fotobiorreactores

(photobioreactors, PBR) donde se pretende mantener una determinada especie de

microalga aislada con la mayor productividad posible. En este trabajo se describirán los

sistemas de producción según sean sistemas abiertos o cerrados, en los cuales se

practica el crecimiento fotoautótrofo, es decir, aprovechando la luz solar.

Sistemas abiertos

Dentro de los sistemas abiertos podemos encontrar sistemas extensivos y sistemas de

cultivo intensivos.

Antecedentes

31

Los sistemas extensivos (Figura 2.4.a) son lagunas (en inglés: algal ponds) en las

que el crecimiento de las microalgas se desarrolla de forma natural. El principal objetivo

de estas lagunas no es obtener una alta productividad de biomasa, sino que la

producción de biomasa es algo secundario resultante del objetivo primario: el

tratamiento de aguas residuales o contaminadas. Por lo tanto, no es necesaria la adición

de nutrientes, ya que las microalgas las obtendrán de las aguas residuales donde crecen

y las que a su vez depuran. La productividad de biomasa es baja, sin embargo, también

lo son los costes operacionales. Lógicamente, en este tipo de sistemas coexisten tanto

microalgas como bacterias, por lo que no está indicado para la obtención de compuestos

de alto valor añadido producidos a partir de una determinada especie de microalga, pero

resulta adecuado para los biocombustible que deben producirse en un gran volumen,

como el biodiésel o el biogás (Park y col., 2011).

Los sistemas abiertos intensivos son los canales, conocidos en inglés como raceway

ponds (Figura 2.4.b). Los raceways son los sistemas de cultivo más extendidos en la

actualidad y llevan utilizándose desde 1950. No son más que una laguna artificial cuya

forma y dimensiones han sido optimizadas. Normalmente son un circuito cerrado, con

canales de recirculación en forma oval, de entre 0,2 y 0,5 m de profundidad y un

sistema de agitación y circulación para mantener estable el crecimiento y la

productividad de las microalgas y evitar la sedimentación (Brennan y Owende, 2010).

Suelen estar construidos a base de cemento, aunque también los hay hechos a base de

tierra compactada y recubiertos por un material plástico impermeable. No hay control

de temperatura, ésta es controlada por la evaporación del medio de cultivo y por los

ciclos solares. La pérdida de agua por evaporación puede llegar a ser muy importante, al

igual que las pérdidas del dióxido de carbono si éste se introduce de manera artificial,

debido a la falta de control que conlleva el que sean sistemas abiertos. Los nutrientes se

introducen en la parte delantera del sistema de agitación (paddlewheel). En los

raceways se obtienen concentraciones de biomasa menores que en los sistemas cerrados

y su productividad puede verse afectada por contaminación con otras especies de

microalgas no deseadas o por microorganismos que se alimentan de algas (Chisti,

2007). Sin embargo, su bajo coste de instalación y operación comparado con los

fotobiorreactores, hace que tengan un elevado interés.

Capítulo 2

32

Sistemas cerrados

Los sistemas cerrados son los conocidos como fotobiorreactores (PBR) (Figura 2.4.c

y Figura 2.4.d). Los PBR se han desarrollado como consecuencia de las desventajas que

presentan los sistemas abiertos de producción. Por ejemplo, para la producción de

compuestos de alto valor añadido de uso en la industria farmacéutica o cosmética es

imprescindible evitar la contaminación y mediante el uso de PBR se pueden mantener

cultivos de una especia específica durante largos intervalos de tiempo sin riesgo de

contaminación (Chisti, 2007). Además, se obtiene una biomasa más concentrada, lo que

puede derivar en menores costes en la fase de cosechado. La productividad de biomasa

es mayor que en los raceways, ya que las condiciones están controladas en todo

momento.

Los PBR pueden tener diferentes formas. Los tubulares, planos o en columna son las

formas clásicas. Los PBR tubulares son tubos hechos de cristal o plástico alineados de

diferentes formas (verticales, horizontales, inclinados, en hélice) que suelen tener como

máximo 0,1 m de ancho. El medio de cultivo, junto con las microalgas en crecimiento,

se bombea a lo largo de estos tubos aportando a su vez la agitación necesaria para

obtener un régimen turbulento en su interior y asegurar intercambio de gases (Chisti,

2007). Una de las limitaciones de los PBR tubulares es que los tubos deben tener una

longitud limitada en función de la acumulación de O2 en su interior, que puede actuar

como inhibidor para el crecimiento de las células (Chisti, 2007), el agotamiento de CO2

necesario para su crecimiento y las variaciones de pH. Por estas razones, la producción

en masa debe realizarse por medio de diversas unidades (Brennan y Owende, 2010).

Los PBR de superficie plana (flat plane o flat plate) están fabricados de materiales

transparentes a través de los cuales fluye una fina y densa capa de cultivo (Eriksen,

2008). Algunas de sus ventajas son la elevada superficie expuesta a la luz solar, la baja

acumulación de O2 disuelto en el medio de cultivo y la elevada productividad en

comparación con los PBR tubulares (Brennan y Owende, 2010). Por último, los PBR en

columna tienen como ventaja una mezcla eficiente y unas condiciones de crecimiento

más fáciles de controlar. Su coste es bajo, son compactos y fáciles de operar. Se airean

desde su parte inferior y se iluminan a través de paredes transparentes o desde el

interior, obteniendo buenos resultados en comparación con los PBR tubulares (Eriksen,

2008).

Antecedentes

33

Figura 2.4. Sistemas de producción de microalgas: a) sistemas extensivos (algal ponds); b)

sistemas intensivos (raceway ponds); c) PBR tubulares; d) PBR de superficie plana.

Sistemas híbridos

Los sistemas híbridos consisten en un sistema de cultivo en dos pasos que combina

una primera fase de crecimiento en PBR para mantener un cultivo puro de una especie

determinada que luego es trasvasada a los raceways para terminar su crecimiento. La

primera fase tiene como objetivo estimular la división celular y la segunda suele

emplearse para producir condiciones de limitación de nutrientes y así estimular la

producción de lípidos (Brennan y Owende, 2010).

Una vez se obtiene la biomasa de microalgas deseada, sea cual fuere su sistema de

producción, es necesario realizar el cosechado y las labores necesarias para adecuar la

biomasa obtenida a las características requeridas por los procesos a los que

posteriormente será sometida.

La cosecha de las células de microalgas es el paso inicial por el cual se concentra la

biomasa cultivada en unas 50-200 veces para su posterior procesado (Molina Grima y

col., 2002). La selección del sistema de cosechado, que normalmente incluye varios

pasos, dependerá del tipo de microalga cultivada, así como de las necesidades

requeridas por los procesos posteriores (Williams y Laurens, 2010). Este paso es de

vital importancia, porque de él dependerán las características del producto a procesar y

porque puede equivaler al 20-30% del coste total de producción (Brennan y Owende,

Capítulo 2

34

2010). Normalmente son procesos que requieren un elevado consumo energético debido

a la baja concentración a la que se encuentra la biomasa obtenida durante la fase de

cultivo (0,014-0,4% en peso seco) (Chisti, 2007). Entre éstos se pueden diferenciar los

procesos de primer cosechado (bulk harvesting) y los procesos de concentrado

(thickening). Entre los primeros se incluyen la floculación, la flotación y la

sedimentación por gravedad y entre los segundos destacan la centrifugación, la

filtración y la agregación ultrasónica (Brennan y Owende, 2010). Por lo tanto, los

procesos de concentrado son los que consumen más energía.

Una descripción detallada y en profundidad de estos procesos puede encontrarse en

los artículos publicados por Williams y Laurens (2010), Brennan y Owende (2010) y

Molina Grima y col. (2002).

2.2.2. Usos comerciales de las microalgas

La diversa composición bioquímica de las microalgas, anteriormente comentada,

hace que estos organismos puedan ser utilizados para un gran número de fines. En la

actualidad se emplean o se estudia su posible utilización en las siguientes aplicaciones:

- En la industria farmacéutica (producen sustancias antivirales y antitumorales)

(Metting, 1996) y cosmética (añadiendo ciertos componentes a productos de cuidado de

la piel o del cabello) (Spolaore y col., 2006).

- En nutrición humana como suplementos nutritivos y colorantes naturales de

alimentos (Metting, 1996; Spolaore y col., 2006) donde dominan el mercado los géneros

Chlorella, Spirulina y Dunaliella (Brennan y Owende, 2010).

- En nutrición animal que incluye la alimentación de mascotas, animales de

granjas y, como uso más importante, en acuacultura donde se emplea en el crecimiento

de moluscos, gambas y peces, así como colorante de la carne de salmón en

piscifactorías (Metting, 1996; Spolaore y col., 2006; Brennan y Owende, 2010).

- Para la obtención de compuestos de alto valor añadido como ácidos grasos

poliinsaturados (ej. w-3), vitaminas (ej. riboflavina y vitamina C), carotenos (ej. ß-

caroteno y astaxantina) e isótopos bioquímicos estables utilizados en estudios

metabólicos (Metting, 1996; Spolaore y col., 2006; Brennan y Owende, 2010).

- Como biofertilizantes.

Antecedentes

35

- En el tratamiento de residuos, tanto para el tratamiento de aguas residuales

(Park y col., 2011) como para la absorción de dióxido de carbono de origen industrial

(Wang y col., 2008).

- Con fines bioenergéticos (ver sección siguiente).

2.2.3. Usos bioenergéticos de las microalgas

La utilización de la biomasa de microalgas con fines bioenergéticos fue propuesta

por primera vez a finales de los años 50, precisamente para su uso en digestión

anaerobia (Golueke y col., 1957). Tras este empuje inicial, no fue hasta los años 70,

debido a la crisis energética global surgida a causa del embargo de petróleo por parte de

los países de la OPEP a occidente, cuando la investigación en este sentido vuelve a

tomar fuerza gracias al Programa de Especies Acuáticas del Departamento de Energía

de Estados Unidos (DOE’s Aquatic Species Program). Durante este programa, que

estuvo activo desde 1978 hasta 1996 y se llevó a cabo principalmente en el NREL de

EE.UU. (National Renewable Energy Laboratory), se comienzan a tener en cuenta

diferentes alternativas para la producción de biocombustibles a partir de las microalgas,

desde la producción de biohidrógeno a la producción de biodiesel (U.S. DOE, 2010).

Sin duda, este programa fue el mayor contribuyente al desarrollo de la tecnología de

producción de microalgas con fines bioenergéticos y de él surgió gran parte del

conocimiento que se emplea hoy en día para continuar con el desarrollo de esta

tecnología.

De este programa, entre otras muchas acciones, cabe destacar que se invirtieron

aproximadamente 25M$ durante los 18 años que duró, y se aislaron alrededor de 3000

especies de microalgas diferentes recolectadas a lo largo y ancho de todo EE.UU. Éstas

se caracterizaron para conocer su productividad de lípidos y su tolerancia a la salinidad,

el pH y la temperatura, tras lo cual la colección se redujo a las 300 especies más

prometedoras en el campo bioenergético. En ellas se estudió su capacidad para producir

y almacenar lípidos bajo diferentes condiciones de cultivo, su capacidad para producir

carbohidratos, métodos de cosechado, extracción de lípidos, transesterificación de éstos,

etc. También se realizaron numerosos proyectos a escala piloto financiados por este

programa, como por ejemplo la instalación en Roswell (Nuevo México, EE.UU.)

operada por Microbial Products, Inc., con dos raceways de cultivo de más de 1000 m2

(Sheehan y col., 1998).

Capítulo 2

36

Dada la gran variedad de componentes bioquímicos que las microalgas pueden

acumular, se puede obtener de ellas prácticamente cualquier tipo de biocombustible,

tanto líquidos como el bioetanol (obtenido a partir de los hidratos de carbono) y el

biodiésel, (obtenido a partir de los lípidos), gaseosos como el biogás, el biohidrógeno y

el syngas (obtenidos a partir de cualquier componente orgánico), o sólidos, obteniendo

electricidad generada a partir de su combustión (Brennan y Owende, 2009). En la

Figura 2.5 se puede observar los procesos de conversión a partir de los cuales se

obtendrían los diferentes biocombustibles citados anteriormente. Existen tres vías de

conversión termoquímica para la producción de syngas, mediante la gasificación,

bioaceites, mediante licuefacción termoquímica y carbón, mediante pirólisis; por otro

lado se encuentran las rutas de conversión bioquímicas para la producción de biogás,

mediante digestión anaerobia, bioetanol, mediante fermentación y biohidrógeno,

mediante digestión anaerobia o producción fotobiológica. Aparte de estas técnicas de

conversión directa de la biomasa, hay que añadir la producción de biodiésel mediante

transesterificación, lo que requiere un proceso anterior de extracción de los lípidos

contenidos en las microalgas. De todas estas técnicas de conversión, las que sin duda

están recibiendo mayor atención son la producción de biodiésel, bioetanol y biogás.

Además, el biogás puede tener un papel muy importante también en otros procesos de

producción de biocombustible, ya que los residuos orgánicos generados en ellos pueden

emplearse para la producción de biogás y así incrementar la producción energética a

partir de la biomasa (Chisti, 2007).

2.2.3.1. Gasificación

La gasificación es la oxidación parcial de la biomasa para convertirse en una mezcla

de gases combustibles a elevadas temperaturas (800-1000ºC). Durante el proceso de

gasificación, la biomasa reacciona con oxígeno y agua (en forma de vapor) para generar

lo que se conoce como gas de síntesis (del inglés, synthetic gas o syngas), una mezcla

de monóxido de carbono (CO), hidrógeno (H2), dióxido de carbono (CO2), nitrógeno

(N2) y metano (CH4), cuya composición exacta dependerá del proceso de gasificación y

la composición del material de entrada. La principal ventaja de la gasificación es que

puede aprovechar cualquier tipo de compuesto orgánico. El syngas obtenido puede

quemarse directamente o ser utilizado como combustible en motores de combustión o

turbinas de gases (Brennan y Owende, 2009).

Antecedentes

37

Figura 2.5. Procesos de conversión de las microalgas a biocombustibles.

(adaptado de Brennan y Owende, 2009)

2.2.3.2. Licuefacción termoquímica

La licuefacción termoquímica es un proceso que puede emplearse para convertir

biomasa de microalgas húmeda en biocombustible líquido, sin necesidad de realizar un

secado previo de la biomasa. Es un proceso de baja temperatura (300-350ºC) y elevada

presión (5-20MPa) que necesita un catalizador en presencia de hidrógeno para producir

bioaceites. Los resultados de las pocas investigaciones realizadas hasta la fecha en esta

materia indican que podría ser una ruta susceptible de emplearse a nivel comercial para

la conversión de microalgas en biocombustible (Brennan y Owende, 2009).

2.2.3.3. Pirólisis

La pirólisis es la conversión de biomasa a temperaturas medias o elevadas (350-

700ºC) en ausencia de aire, produciendo como materiales resultantes una mezcla de

alquitranes y aceites de origen biológico (bio-oil), syngas y carbón (charcoal). En el

caso de las microalgas ha sido estudiado para diferentes especies con resultados

prometedores que pueden dar lugar a la explotación comercial de esta vía de conversión

(Brennan y Owende, 2009).

Capítulo 2

38

2.2.3.4. Combustión

La combustión directa de la biomasa de microalgas requiere del secado previo de la

biomasa, con el consiguiente elevado consumo energético que supondría. Por lo que, en

principio, parece difícil que esta técnica tenga futuro. Sin embargo, un estudio de

análisis de ciclo de vida de una planta de cocombustión de carbón y biomasa de

microalgas sugiere que mediante su combinación se reducirían las emisiones de gases

de efecto invernadero (Kadam, 2002)

2.2.3.5. Digestión anaerobia

Dentro de las rutas de conversión bioquímicas se encuentran las opciones más

interesantes, o que al menos están recibiendo una mayor atención en los últimos años.

La digestión anaerobia consiste, como se ha descrito anteriormente, en la degradación

de la materia orgánica por medio de bacterias degradadoras en ausencia oxígeno, con la

consiguiente producción de biogás (formado principalmente por metano y dióxido de

carbono) y un material digerido rico en materia orgánica y en el que los nutrientes han

quedado en un porcentaje elevado en forma mineral. La digestión anaerobia podría

emplearse como ruta principal para la conversión de microalgas en biogás, o como ruta

final para el tratamiento de los residuos que se generen en una industria de microalgas

que produzca cualquier tipo de producto a partir de ellas. Estas opciones ya se han

indicado en diferentes estudios, como aquellos que sugieren que la digestión anaerobia

será un componente indispensable de la producción de biodiésel a partir de microalgas

para hacer que éste sea económicamente y medioambientalmente sostenible (Chisti,

2007; Sialve y col., 2009). Incluso en un concepto de biorrefinería, en la cual se

extrajeran numerosos productos a partir de las microalgas, la digestión anaerobia tiene

cabida como paso final de tratamiento de residuos y como método de recuperación de

nutrientes. Dado que éste es el tema central de esta tesis, posteriormente se profundizará

más en él (sección 2.3. Digestión anaerobia de microalgas).

2.2.3.6. Fermentación alcohólica

La producción de bioetanol a partir de las microalgas mediante fermentación

alcohólica tiene mucho interés. La fermentación alcohólica consiste en la conversión de

azúcares, almidón o compuestos celulósicos en etanol mediante la acción de levaduras

fermentativas (Brennan y Owende, 2009). El bioetanol puede emplearse en motores de

combustión como sustituto de la gasolina, evitándose la dependencia de un combustible

fósil y reduciéndose al mismo tiempo las emisiones de GEI, dado que el CO2 generado

Antecedentes

39

durante la combustión del bioetanol habría sido consumido previamente durante el

crecimiento de las microalgas. Incluso puede llegar a combinarse la producción de

bioetanol a partir de carbohidratos con la producción de biodiésel a partir de lípidos, y

así aprovechar al máximo el potencial de las microalgas para la producción de

biocombustibles (Brennan y Owende, 2009; John y col., 2011).

2.2.3.7. Fotoproducción de H2

Las microalgas presentan las características genéticas, metabólicas y enzimáticas

necesarias para la fotoproducción de H2 gaseoso, el cual es un combustible limpio y

eficiente. Durante la fotosíntesis, las microalgas convierten moléculas de agua en iones

hidrógeno (H+) y oxígeno, los iones hidrógeno son posteriormente convertidos mediante

enzimas hidrogenasas en H2 bajo condiciones anaerobias. Debido a la reversibilidad de

la reacción, el hidrógeno puede ser producido o consumido mediante la simple

conversión de fotones a hidrógeno. El oxígeno fotosintético causa una rápida inhibición

de la enzima responsable del proceso (hidrogenasa) por lo que la producción

fotosintética de hidrógeno se inhibe. Como consecuencia, el cultivo de microalgas para

la producción de hidrógeno debe ser realizado en condiciones anaerobias (Brennan y

Owende, 2009).

2.2.3.8. Biodiésel

La principal alternativa actual a los combustibles fósiles tradicionales es el biodiésel.

Se denomina biodiésel a cualquier combustible equivalente al diésel producido a partir

de material biológico renovable, que normalmente requiere de un proceso especial para

su transformación en combustible (Ahmad y col., 2011). La producción de biodiésel

emplea triglicéridos, formados por tres moléculas de ácidos grasos esterificados con una

molécula de glicerol. En la producción de biodiésel los triglicéridos reaccionan con

metanol en una reacción conocida como transesterificación. La transesterificación

produce metilésteres de ácidos grasos, que son el biodiésel, y glicerol como

subproducto. La reacción ocurre paso a paso, primero los triglicéridos se convierten en

diglicéridos, posteriormente en monoglicéridos y finalmente en glicerol. Por tanto, la

transesterificación requiere tres moles de metanol por un mol de triglicéridos para

producir un mol de glicerina y tres moles de metilésteres. Para que la reacción, que es

un equilibrio, sea dirigida hacia la dirección de la formación de metilésteres, en los

procesos industriales se emplean 6 moles de metanol por cada mol de triglicérido. Por

otro lado, la transesterificación es catalizada por ácidos, álcalis y enzimas lipasas. La

Capítulo 2

40

reacción catalizada por álcalis es 4000 veces más rápida que la catalizada por ácidos.

Como consecuencia, generalmente la industria emplea hidróxido de sodio o de potasio

como catalizadores de la reacción (Chisti, 2007).

El biodiésel es una opción atractiva como recurso energético por varias razones

(Ahmad y col., 2011): (1) es un combustible de origen renovable que puede ser

producido de forma sostenible; (2) es altamente biodegradable y tiene una toxicidad

mínima; (3) parece mejorar significativamente el potencial económico en las zonas

rurales; (4) es medioambientalmente sostenible, ya que no produce un aumento en las

emisiones de dióxido de carbono a la atmósfera, ni emite compuestos aromáticos o

cualquier otro producto químico dañino para el medio ambiente; (5) su combustión

produce menos emisiones que el diésel derivado del petróleo y no contribuye al

calentamiento global gracias a su ciclo cerrado del carbono; (6) reduce la dependencia

exterior de petróleo, (7) puede ser empleado en los actuales motores diésel con mínimas

o incluso sin modificaciones; (8) se puede mezclar en cualquier proporción con el diésel

tradicional en un motor diésel; (9) cuando se añade al diésel tradicional en una

proporción del 1-2% mejora sus cualidades lubricantes; y (10) puede mejorar la

combustión respecto al diésel tradicional debido a su mayor contenido en oxígeno.

Actualmente el biodiésel es producido a partir de aceites vegetales o animales, pero

no a partir de microalgas, sin embargo este hecho parece que va a cambiar ya que

muchas compañías están intentando comercializarlo (Chisti, 2007). Así, hoy en día, el

biodiésel se produce principalmente a partir de cultivos terrestres tradicionales, como la

colza, la soja, la palma aceitera o el girasol, lo que se considera como biodiésel de

primera generación. Debido a que este biodiésel se produce en más del 95% de los casos

a partir de cultivos alimentarios, su uso ha generado ciertas incertidumbres en cuanto a

su impacto en el mercado global de alimentos (Ahmad y col., 2011).

Para resolver esta dependencia de los cultivos alimentarios se han desarrollado

nuevas fuentes de biocombustibles, como la biomasa lignocelulósica. El biodiésel

producido a partir de estos recursos entraría dentro del concepto de biodiésel de segunda

generación (IEA, 2008). Aunque el biodiésel de segunda generación presenta numerosas

ventajas (no compiten con el mercado alimentario, son más eficientes y

medioambientalmente sostenibles que los de primera generación) la producción a partir

de estos recursos puede no ser suficiente para satisfacer las necesidades mundiales de

biodiésel (Ahmad y col., 2011).

Antecedentes

41

Por el contrario, el biodiésel de tercera generación, producido a partir de microalgas,

presenta numerosas ventajas que mejoran notablemente las del biodiésel de primera y

segunda generación. Entre estas ventajas, las más importantes son: (1) las microalgas

pueden ser cultivadas a gran escala, creciendo en terrenos marginales no aptos para la

agricultura tradicional o incluso en aguas residuales (Park y col., 2011); (2) tienen

mayores productividades de biomasa que los cultivos tradicionales con la posibilidad de

una mayor acumulación de lípidos en su interior, reduciendo el área necesaria para

producir biodiésel (ver Tabla 2.4) (Williams y Laurens, 2010); (3) se puede manipular

su metabolismo mediante la restricción de nutrientes para incrementar el porcentaje de

lípidos (Williams y Laurens, 2010); (4) consumen una gran cantidad de CO2 durante su

crecimiento, por lo que pueden contribuir notablemente a la mitigación de los

problemas causados por el calentamiento global (Chisti, 2007), (5) y además el CO2

puede ser suministrado directamente por los gases de combustión de las plantas

tradicionales de producción eléctrica, reduciendo sus emisiones de GEI (Wang y col.,

2008).

Tabla 2.4. Comparación de algunas fuentes de biodiésel

Cultivo Productividad de aceite (L/ha)

Superficie necesariaa

(Mill. de ha)

Porcentaje del área dedicada a

cultivo en EE.UU.a Maíz 172 1540 846 Soja 446 594 326

Colza 1190 223 122 Jatropha 1892 140 77

Coco 2689 99 54 Palma aceitera 5950 45 24

Microalgasb 136.900 2 1.1 Microalgasc 58.700 4.5 2.5

aPara producir el 50% de todo el biocombustible utilizado en transporte en EE.UU. b70% de aceites (en peso) en la biomasa c30% de aceites (en peso) en la biomasa

Fuente: adaptado de Chisti (2007)

2.2.3.9. Análisis de ciclo de vida

La producción de biocombustibles a partir de una materia prima debe ser evaluada a

partir de los beneficios que produce a la sociedad en base a un profundo análisis de ciclo

de vida (ACV) que incluya, entre otros factores, la producción neta de energía, los

efectos en el sistema alimentario global, las emisiones de GEI, la influencia en el

contenido en materia orgánica y fertilidad del suelo, en la calidad del agua y del aire y

Capítulo 2

42

en la biodiversidad (Ahmad y col., 2011). Se han realizado numerosos ACV que

evalúan la producción de biodiésel a partir de microalgas, sin embargo la literatura que

evalúa la producción de biogás a partir de microalgas es escasa. El problema en los

estudios realizados hasta la fecha es la ausencia de una industria de producción de

biocombustibles a partir de microalgas, lo que implica que los estudios se basan en una

mayoría de datos obtenidos a escala de laboratorio, y por lo tanto, sus resultados pueden

ser muy diferentes si se dispusiera de datos a escala industrial (Lardon y col., 2009;

Collet y col., 2010; Stephenson y col., 2010). De igual forma, existe gran variabilidad

en los resultados obtenidos dependiendo del tipo de microalga que se estudie y también

de su composición bioquímica. Por lo tanto, estos ACV son más importantes por

apuntar qué se puede mejorar en el proceso de producción de biocombustibles a partir

de microalgas que por el resultado final que arroja el análisis.

Collet y col. (2010) realizaron un ACV para analizar la producción de biogás a partir

de Chlorella vulgaris empleando datos de laboratorio obtenidos en un estudio de Ras y

col. (2011) sobre la producción de metano a partir de esta microalga. El balance

energético resultó positivo, aunque con un bajo excedente de energía (+0,677 kWh kg

alga-1). Según sus resultados, la mayoría de los impactos están directamente

relacionados con el consumo energético. Gran parte de ese consumo se produce en la

planta de cultivo y procesado de microalgas, por lo tanto, cualquier ahorro energético en

esta fase dará lugar a una reducción importante de todos los impactos

medioambientales. Sin embargo, el consumo energético de la planta de biogás es aún

mayor. Los autores asumieron un TRH de 46 días con una biodegradabilidad del 56%

de la materia orgánica. Debido a que la demanda energética de una planta de digestión

está directamente relacionada con el TRH, que determinará la cantidad total de calor y

electricidad necesarios para calentar y agitar el contenido del digestor, reducir el TRH

ahorraría una cantidad importante de energía, incrementando el saldo positivo del

balance y reduciendo los efectos negativos sobre el medioambiente. La reducción del

TRH puede llevarse a cabo mediante la aplicación de pretratamientos o mediante el uso

de microalgas fácilmente biodegradables.

En el caso de ACV realizados sobre la producción de biodiésel, varios trabajos

apuntan a la importancia de desarrollar una tecnología que permita la extracción de los

lípidos en húmedo, sin necesidad de realizar un proceso de concentrado y secado de las

microalgas previo, pues conllevaría un ahorro energético muy importante que puede dar

lugar a que los balances energéticos, actualmente negativos, pasaran a ser positivos en

Antecedentes

43

un futuro (Lardon y col., 2009; Razon y Tan, 2011). Por otra parte, se considera que la

digestión anaerobia es una herramienta que puede servir para reducir el consumo

energético del procesado de las microalgas (Lardon y col., 2009; Razon y Tan, 2011),

ya que el residuo generado tras la extracción de lípidos (conocido en inglés como

oilcake) puede contener entre un 35% y un 73% de la energía contenida inicialmente en

la biomasa (Lardon y col., 2009). Otro punto importante que se cita en los ACV y

balances energéticos es la integración de la producción de biodiésel en un concepto más

amplio de biorrefinería, en la que además del biodiésel se extrajeran otros compuestos,

como puede ser la parte proteica para alimentación animal, lo que haría disminuir el

consumo energético asignado a la producción de biocombustible además de incrementar

el beneficio económico (Williams y Laurens, 2010; Razon y Tan, 2011).

Debido a la elevada incertidumbre relacionada con los procesos de cosechado y

procesado de microalgas, Clarens y col. (2010) decidieron realizar un ACV que incluye

únicamente la fase de cultivo de la biomasa, asimismo, compararon los resultados con

otros cultivos energéticos tradicionales (pasto varilla o switchgrass, colza y maíz). Los

resultados obtenidos demuestran que el gran impacto ambiental generado por el cultivo

de microalgas es impulsado por impactos “aguas arriba”, como son la demanda de

fertilizantes y CO2. La comparación del ACV de las microalgas con el ACV de los

diferentes cultivos tradicionales es negativa en cuanto a consumo energético, emisiones

de GEI y consumo de agua, mientras que es positivo en cuanto a uso de tierra y riesgo

de eutrofización. Con el objetivo de evaluar diferentes alternativas para mejorar estos

resultados, los autores decidieron incluir la posibilidad de usar tres tipos de aguas

residuales como fuente de nutrientes, así como gases de combustión de una planta de

producción energética tradicional. Los resultados que obtuvieron son prometedores, ya

que se redujeron notablemente los impactos relacionados con el consumo de

fertilizantes y CO2, no solo por la aportación de estos compuestos de las aguas

residuales para el crecimiento de las microalgas, sino también por el ahorro energético

que supone no tener que tratar las aguas residuales ricas en nutrientes en estaciones

depuradoras de aguas residuales convencionales.

Ante lo aquí expuesto, no cabe duda de que es necesario seguir avanzando en este

campo, investigando e innovando para encontrar nuevas soluciones a los problemas que

presenta actualmente la producción de microalgas y los diferentes métodos de

aprovechamiento que existen. Los principales inconvenientes a resolver que han sido

identificados son los siguientes:

Capítulo 2

44

- Elevado consumo energético durante las fases de cultivo, cosechado y procesado

de microalgas.

- Elevado consumo en fertilizantes (compuestos requeridos para el crecimiento de

la biomasa, principalmente: N, P, K, CO2).

- Falta de acoplamiento de procesos diferentes para aprovechar al máximo todos

los beneficios que pueden aportar las microalgas. Desarrollo del concepto de

biorrefinería.

La digestión anaerobia puede jugar un papel fundamental en la industria de

microalgas. Principalmente, en el campo del tratamiento de residuos de microalgas el

potencial de la digestión anaerobia es enorme, dando la posibilidad de generar energía

adicional para satisfacer las necesidades de la planta de cultivo, cosechado y procesado

de microalgas. Además, gracias a la mineralización de los nutrientes durante el proceso

de digestión, el digerido puede ser reciclado para el cultivo de nueva biomasa,

eliminando o al menos disminuyendo la necesidad de fertilizantes minerales, que

encarecen el proceso y disminuyen su sostenibilidad.

2.3. Digestión anaerobia de microalgas

Las posibilidades de la digestión anaerobia aplicada a la biomasa de microalgas ya

han sido comentadas en la sección anterior, y se centran en dos opciones:

- El uso de la digestión anaerobia como ruta principal para la conversión de la

biomasa de microalgas en biogás, cultivando y cosechando las microalgas para

ser introducidas directamente en un digestor anaerobio.

- El aprovechamiento de los residuos de microalgas, generados tras la extracción y

aprovechamiento de los múltiples compuestos de alto valor añadido que estos

microorganismos atesoran en su interior, para la producción de biogás.

En ambos casos se produciría energía renovable y existiría la posibilidad de reutilizar

el digerido como fuente de nutrientes para el cultivo de nueva biomasa. Las primeras

investigaciones sobre el aprovechamiento de biomasa de microalgas para la producción

de biogás mediante digestión anaerobia se realizan a finales de los años 50 (Golueke y

col., 1957; Golueke y Oswald, 1959). En su primera investigación, Golueke y col.

(1957) ya advirtieron de las dificultades que podía entrañar la aplicación de la digestión

anaerobia a la biomasa de microalgas, tanto en régimen mesófilo como termófilo. De

hecho, sobre una biomasa formada principalmente por las especies Scenedesmus y

Antecedentes

45

Chlorella observaron una baja biodegradabilidad y productividad de biogás en régimen

mesófilo (35ºC), consecuencias de una baja tasa de actividad microbiana en los

digestores. Sugirieron que esta baja biodegradabilidad podría deberse a las siguientes

razones: baja relación C/N de la biomasa, con la consiguiente producción excesiva de

amonio que resulta tóxico para las bacterias responsables del proceso; inmunidad de las

células de microalgas vivas al ataque y destrucción de las bacterias, impidiendo su

degradación y conversión final a biogás; resistencia del alga en sí, aun estando muerta,

al ataque bacteriano debido a su resistente pared celular.

Gunnison y Alexander (1975a) realizaron diversas investigaciones para comprender

el porqué de la resistencia de las microalgas al ataque bacteriano en condiciones

naturales. La principal conclusión que obtuvieron estos autores, y que viene a confirmar

las suposiciones realizadas por Golueke y col. (1957), fue que la pared celular de la

microalga es un factor determinante en la resistencia de ésta a la degradación, mientras

que no encontraron evidencia de que fueran productos tóxicos (extracelulares,

intracelulares o localizados en la superficie celular) los que impidieran el crecimiento de

microorganismos potencialmente descomponedores. Posteriormente, Gunnison y

Alexander (1975b) analizaron los componentes de la pared celular de los organismos

resistentes a la degradación. En varias especies de microalgas (Staurastrum sp.,

Pediastram duplex y Fischerella muscicola) encontraron que los compuestos

responsables de esta resistencia eran hidratos de carbono complejos presentes en sus

paredes celulares.

Considerando los primeros resultados obtenidos en el primer trabajo realizado por

Golueke y col. (1957), las investigaciones posteriores han tenido objetivos bien

diferenciados. Por un lado, numerosos estudios tratan sobre el acoplamiento de sistemas

de producción de microalgas a la digestión anaerobia para la producción de energía, con

variantes como especies de microalgas distintas, temperaturas diferentes de digestión,

etc.; sin aplicar técnicas de codigestión o pretratamientos previos. Por otro lado, otros

trabajos se centran en los pretratamientos a aplicar a la biomasa de microalgas para

causar la lisis celular y así aumentar su biodegradabilidad y por tanto, la producción de

biogás y metano. Otro gran número de trabajos, teniendo en cuenta la baja relación C/N

de la biomasa de microalgas, combinan la biomasa de microalgas con sustratos de

elevado contenido en carbono para equilibrar los nutrientes, reducir los problemas por

toxicidad de amonio y aumentar la producción de biogás y metano. Finalmente, otras

investigaciones tratan sobre la digestión de los residuos generados en procesos de

Capítulo 2

46

extracción de compuestos de alto valor añadido, como paso final en un concepto que se

acerca a una biorrefinería. A continuación se realizará una descripción detallada de los

trabajos realizados con anterioridad a esta investigación y que sirven como base

científica para diseñar los ensayos realizados durante esta tesis, así como para evaluar

los resultados obtenidos. Los resultados obtenidos en cada uno de los estudios se

muestran con más detalle en el Anexo I.

2.3.1. Digestión anaerobia de microalgas en ausencia de pretratamientos

Hasta la fecha la bibliografía de investigaciones enfocadas en el aprovechamiento de

la biomasa de microalgas para producción de biogás es escasa (Golueke y col., 1957;

Goluke y Oswald, 1959; Samson y LeDuy, 1986; Varel y col., 1988; Mussgnug y col.,

2010; Ras y col., 2011; Hernández y col., 2013; Prajapati y col., 2014). Las especies

estudiadas en los diferentes trabajos incluyen algas verdes (Chlorella sp.,

Scenedesmussp., Chlamydomonas reinhardtii, Dunaliella salina), cianobacterias

(Arthrospira platensis, Oscillatoria sp., Spirulina maxima) y euglénidos (Euglena

graciliis).

De todas estas investigaciones la conclusión más importante que se puede obtener es

que la biodegradabilidad, y por tanto, el potencial de producción de metano, es

específico de la especie a degradar (Mussgnug y col., 2010; Prajapati y col., 2014) y

además, dentro de la misma especie, este potencial puede depender del sistema de

cultivo empleado, o más concretamente, de los nutrientes suministrados al cultivo que

determinarán la composición bioquímica de la biomasa y por consiguiente su potencial

de producción de metano (Hernández y col., 2013). Por otro lado, se puede concluir que

la alta variabilidad entre la biodegradabilidad de las diferentes especies viene

condicionada por la presencia o ausencia de una pared celular compuesta por hidratos

de carbono complejos, difícilmente biodegradable y que impedirá el ataque de

microorganismos descomponedores (Mussgnug y col., 2010; Ras y col., 2011).

También se puede observar en estos estudios como la producción y acumulación

excesiva de amonio a causa del alto contenido de proteínas de la biomasa de microalgas

puede generar problemas de inhibición en los digestores, llegando a disminuir la

producción de biogás (Samson y LeDuy, 1986).

Antecedentes

47

2.3.2. Digestión anaerobia de microalgas pretratadas

Hasta la fecha se ha investigado la influencia de diferentes tipos de pretratamientos

sobre la biodegradabilidad y producción de biogás de numerosas especies de

microalgas. El objetivo de estas investigaciones es siempre el mismo,

independientemente del tipo de microalga bajo estudio: conseguir un incremento de la

biodegradabilidad de la biomasa. Para conseguir este objetivo existen diferentes

posibilidades según el tipo de microalga bajo estudio (componentes mayoritarios,

existencia de compuestos recalcitrantes, tipo de pared celular…). Generalmente,

mediante la aplicación de pretratamientos se consigue la solubilización de la materia

orgánica, lo cual facilita su posterior degradación, y/o la lisis de la pared celular de la

microalga que permite liberar los componentes intracelulares y hacerlos accesibles a los

microorganismos.

Los pretratamientos sobre los que se tiene constancia son mayoritariamente térmicos

(Samson y LeDuy, 1983a; Chen y Oswald, 1998;De Schamphelaire y Verstraete, 2009;

González-Fernández y col., 2012a, 2012b; Passos y col., 2013a; Schwede y col., 2013a;

Cho y col., 2013; Méndez y col., 2013). Pero también se ha investigado sobre la

aplicación de pretratamientos termoquímicos (Samson y LeDuy, 1983a; Chen y

Oswald, 1998; Yang y col., 2011; Méndez y col., 2013); químicos (Cho y col., 2013;

Méndez y col., 2013); de hidrólisis térmica a elevada temperatura y presión (González-

Fernández y col., 2013; Keymer y col., 2013; Alzate y col., 2012, 2013); con

ultrasonidos (Samson y LeDuy, 1983a;González-Fernández y col., 2012a; Park y col.,

2013; Alzate y col., 2012, 2013; Cho y col., 2013), con microondas (Passos y col.,

2013b) y biológicos (Alzate y col., 2012, 2013).

Pretratamientos térmicos

Durante los pretratamientos térmicos la biomasa se lleva durante un tiempo

determinado (1-60 h) a temperaturas no muy elevadas (55-120ºC). Los resultados

obtenidos en las diferentes investigaciones son, en general, prometedores. En todos los

casos se hace hincapié en la importancia que tiene la temperatura y la duración del

pretratamiento en el incremento de la biodegradabilidad de la microalga. A mayor

temperatura y duración del pretratamiento, la solubilización de la materia orgánica

debida a la hidrólisis de macromoléculas orgánicas aumenta y, por lo tanto, también lo

hace la biodegradabilidad de la biomasa (Chen y Oswald, 1998; González-Fernández y

col., 2012a; 2012b; Passos y col., 2013a; Cho y col., 2013; Méndez y col., 2013). Sin

Capítulo 2

48

embargo, existe un tiempo óptimo de duración del pretratamiento a partir del cual

incrementos del tiempo de aplicación no causan un incremento en la solubilización de la

materia orgánica (González-Fernández y col., 2012b) ni en la biodegradabilidad (Passos

y col., 2013), e incluso pueden causar una disminución de la biodegradabilidad debido a

la formación de compuestos recalcitrantes (Chen y Oswald, 1998). El tiempo de

aplicación óptimo del pretratamiento varía según las condiciones de éste y la especie de

microalga a la que se aplica. El incremento de temperatura sigue un comportamiento

similar, también resulta beneficioso hasta cierto punto, que depende de la especie de

microalga estudiada, a partir del cual no se evidencian mejoras en la biodegradabilidad

de la biomasa (Chen y Oswald, 1998; Passos y col., 2013a). Un aspecto determinante

para definir el éxito de estos pretratamientos cuando se aplican a especies de microalgas

que presentan una pared celular rígida es la lisis celular. Si mediante la aplicación del

pretratamiento se produce la ruptura de la pared celular se producirá un incremento

importante en la producción de metano respecto a la biomasa sin pretratar que puede

justificar su aplicación (Schwede y col., 2013a). Mientras que si únicamente se consigue

la solubilización de componentes superficiales de la pared celular el incremento en la

producción final de metano puede no justificar su aplicación, ya que no llegará a cubrir

los costes energéticos de la aplicación de dicho pretratamiento (González Fernández y

col., 2012a; 2012b). Por otro lado, puede ocurrir que en procesos en continuo un

aumento en la biodegradabilidad cause una liberación excesiva de amonio al medio con

efectos tóxicos sobre la metanogénesis, lo que derive finalmente en una reducción de la

producción de metano contrarrestando el efecto positivo que tiene el pretratamiento

sobre la biodegradabilidad de la microalga (Schwede y col., 2013a).

En cualquier caso, estos pretratamientos serán rentables únicamente si la energía

empleada durante el pretratamiento es menor al incremento de energía que se obtiene

(en forma de biogás) gracias a su aplicación. Para ello, un factor determinante será la

concentración de la biomasa (Méndez y col., 2013).

Pretratamientos químicos

Se trata de pretatamientos que únicamente emplean compuestos químicos para

aumentar la biodegradabilidad de la biomasa. Cho y col. (2013) emplearon hidróxido

sódico (NaOH) para incrementar el pH de la biomasa de Chlorella (70% en peso) y

Scenedesmus (30% en peso). Posteriormente, el pH fue neutralizado para no interferir

en el proceso de digestión. A mayor pH mayor solubilización (pH 13> pH 11> pH 9),

Antecedentes

49

sin embargo, éste incremento en la materia orgánica soluble no se tradujo en un

incremento igualmente proporcional en la producción de metano, ya que a menor pH de

pretratamiento se produjo una mayor cantidad de metano (pH 9 > pH 11 > pH13),

siendo el pretratamiento de pH 9 el único que dio lugar a un rendimiento de metano

mayor que el del control (biomasa sin pretratar). Según los autores, la causa pudo haber

sido la inhibición de los microorganismos a causa del elevado pH que se obtuvo en los

digestores al inicio del proceso, que llegó a ser de 10,2 a pesar de la neutralización

previa de la biomasa. Por otro lado, Méndez y col. (2013) emplearon la adición de bases

hasta pH 10 (4M NaOH) y ácidos hasta pH 2 (4M H2SO4) sin obtener un incremento en

los rendimientos de metano de Chlorella vulgaris, aun produciendo un incremento en la

solubilización de carbohidratos (pretratamiento ácido) y proteínas (pretratamiento

básico).

Pretratamientos termoquímicos

Los pretratamientos termoquímicos consisten en la combinación de pretratamientos

térmicos y la adición de compuestos químicos de diferente naturaleza que persiguen

incrementar la hidrólisis de los componentes de las microalgas. Los resultados

obtenidos en las diferentes investigaciones son contradictorios en algunos puntos. Así la

adición de NaOH en algunos casos tiene efectos positivos (Yang y col., 2011) mientras

que en otros casos produce la inhibición del proceso (Samson y LeDuy, 1983a; Chen y

Oswald, 1998). Con la adición de ácido ocurre lo mismo, obteniéndose incrementos en

la producción de metano (Méndez y col., 2013) o descensos en ésta (Samson y LeDuy,

1983a) en diferentes casos.

Un estudio reciente publicado por Méndez y col. (2013) parece esclarecer algunos de

los puntos contradictorios respecto a los pretratamientos termoquímicos, ya que además

de evaluar la producción de metano a partir de la biomasa pretratada, analiza la

solubilización de proteínas y carbohidratos mediante la aplicación de pretratamientos

termoquímicos ácidos y básicos. De esta manera, determinaron que la aplicación de

pretratamientos termoquímicos ácidos causa la solubilización de los carbohidratos,

resultados que sugieren que la pared celular de la microalga se ve afectada por dichos

pretratamientos. Por otro lado, los pretratamientos termoquímicos básicos no tienen

efectos sobre la solubilización de los carbohidratos pero, sin embargo, afectan a la

solubilización de las proteínas. La producción de metano obtenida después de los

diferentes pretratamientos parece sugerir que tiempos largos de exposición a

Capítulo 2

50

pretratamientos termoquímicos, ya sean ácidos o básicos, puede dar lugar a la formación

de compuestos inhibitorios para el proceso de digestión, ya que la producción de

metano resultó menor que la que se obtuvo con la aplicación del pretratamiento térmico

sin adición de químicos.

Hidrólisis térmica a elevada presión

Los pretratamientos de hidrólisis térmica a elevada temperatura y presión también

han sido aplicados a la biomasa de microalgas. Básicamente, este tipo de pretratamiento

consiste en la aplicación de temperaturas elevadas en sistemas cerrados que causan a su

vez un incremento importante de presión, o en el calentamiento de la biomasa en

reactores ya presurizados. En cualquier caso se produce la ruptura celular, la liberación

de los componentes intracelulares y la hidrólisis de éstos, aumentando notablemente la

biodegradabilidad anaerobia de la materia orgánica. También se han aplicado estos

pretratamientos con temperaturas medias (90ºC) permitiendo un ligero incremento de

presión (1,2 bar) (González-Fernández y col., 2013). Los resultados obtenidos mediante

esta técnica son prometedores, obteniéndose incrementos importantes en la

biodegradabilidad y la producción de metano de las microalgas (Alzate y col., 2012,

2013; González-Fernández y col., 2013; Keymer y col., 2013). Puede darse el caso, para

ciertas especies de microalgas, que una vez sobrepasado un nivel de temperatura se

formen compuestos recalcitrantes, hecho similar a lo que ha sido observado mediante la

aplicación de pretratamientos térmicos (Alzate y col., 2012). De nuevo, no se observa

una relación directa entre la solubilización de la materia orgánica y el rendimiento en

metano obtenido posteriormente (Alzate y col., 2012; González-Fernández y col.,

2013). En cualquier caso, queda por resolver la cuestión del balance energético para la

aplicación de estos pretratamientos, debido a que el consumo de energía es elevado y

normalmente requerirán un proceso de concentrado de la microalga previo que tendrá

un coste extra (Alzate y col. 2013).

Pretratamientos ultrasónicos

Los pretratamientos ultrasónicos o con ultrasonidos también han sido aplicados a la

biomasa de microalgas con el objetivo de aumentar su biodegradabilidad. Estos

pretratamientos causan la lisis celular mediante cavitación al aplicar sondas de

ultrasonidos a la biomasa de microalgas, liberando el material intracelular. A su vez,

beneficia reacciones químicas de destrucción de materia orgánica gracias a la formación

de altas temperaturas y presiones y a la creación de fuerzas de tensión en el líquido que

Antecedentes

51

dan lugar a la formación de radicales muy reactivos (H+ y OH-), lo que incrementará la

velocidad de degradación (Alzate y col., 2012).

En los diferentes estudios realizados se constata un claro incremento en la

solubilización de la materia orgánica. En algunos casos este incremento no se tradujo en

un incremento en la producción de metano (Samson y LeDuy, 1983a; Alzate y col.,

2013). En otros casos, el incremento en la solubilización de la materia orgánica sí fue

acompañado de un incremento en la producción de metano (González-Fernández y col.,

2012a; Park y col., 2013; Cho y col., 2013; Alzate y col., 2012, 2013). Sin embargo, el

incremento en la producción de metano no era proporcional al incremento en la

solubilización (González-Fernández y col., 2012a; Alzate y col., 2012, 2013; Cho y col.,

2013). Según algunos autores los resultados parecen indicar que sólo a partir de cierto

nivel de energía se llega a romper la pared celular de la microalga, liberando el

contenido intracelular y dejándolo disponible para los microorganismos, mientras que a

niveles menores de energía únicamente se estarían solubilizando los componentes

extracelulares y la biodegradabilidad final de la microalga no se vería incrementada

(González-Fernández y col., 2012a). Por otro lado, dado que la aplicación de

ultrasonidos produce un incremento de temperatura, González Fernández y col. (2012a)

indican que el incremento de biodegradabilidad puede ser causa del incremento de

temperatura en sí y no de los ultrasonidos, por lo que sería más rentable realizar

pretratamientos térmicos cuyo consumo energético es menor.

Pretratamientos con microondas

Las microondas son ondas de corta longitud de energía electromagnética cuya

frecuencia varía entre 300 MHz y 300 GHz y son capaces de incrementar la energía

cinética del agua llevándola a ebullición. La energía cuántica aplicada mediante

microondas no es capaz de romper enlaces químicos, sin embargo los enlaces de

hidrógeno son susceptibles de ser rotos. El calor de inducción y la polarización

dieléctrica causan cambios en la estructura de las proteínas, lo que da lugar a la lisis

celular. La polarización de las macromoléculas tiene lugar por una rotación constante a

través de un campo eléctrico alterno. Este proceso está influenciado por la frecuencia de

las microondas, el tiempo de irradiación, la concentración de la biomasa y la

profundidad de la penetración (Passos y col., 2013).

Passos y col. (2013) aplicaron diferentes niveles de energía específica (kJ kgST-1)

mediante microondas a biomasa de microalgas cultivadas en aguas residuales. A mayor

Capítulo 2

52

energía aplicada, mayor solubilización de materia orgánica y mayor rendimiento de

biogás a partir de la biomasa. Según su estudio, en el cual se aplicaron diferentes

potencias durante tiempos variables, el factor más importante es la energía específica

aplicada a la biomasa, mientras que en un mismo nivel de energía aplicada, la potencia a

la que se haya aplicado el pretratamiento influye ligeramente en el rendimiento de

biogás obtenido, siendo la relación positiva (a mayor potencia, mayor rendimiento de

biogás). Además, el pretratamiento con microondas consigue aumentar la tasa de

producción de biogás inicial, lo que conllevaría una disminución en el tamaño del

digestor y TRH, con el consiguiente ahorro económico que esto conllevaría. Por otra

parte, y como se indica en este estudio, el balance energético de esta técnica aún no es

positivo, consumiéndose más energía durante el pretratamiento que el incremento de

energía que se obtiene mediante el aumento en la producción de metano. Para conseguir

un balance positivo, sería necesario contar con biomasa de microalgas concentrada, para

lo cual sería necesario mejorar las técnicas de concentración actuales.

Pretratamientos biológicos

Por último, Alzate y col. (2012, 2013) estudiaron el uso de pretratamientos

biológicos con el objetivo de aumentar la biodegradabilidad de la biomasa de

microalgas, sobre tres lodos de microalgas (lodo 1: 40% Chlamydomonas, 20%

Scenedesmus y 40% Nannochloropsis; lodo 2: 58% Acutodesmus obliquus, 36%

Oocystis, 1% Phormidium y 5% Nitzschia; lodo 3: Microspora sp.) (Alzate y col., 2012)

y sobre Nannochloropsis salina (con y sin extracción de lípidos) (Alzate y col., 2013).

Estos pretratamientos consisten en la aplicación de enzimas o de bacterias que secretan

enzimas extracelulares capaces de hidrolizar ciertos componentes de la biomasa de

microalgas en condiciones aerobias. En estos trabajos, el pretratamiento biológico

consistió en fomentar la degradación aerobia de la biomasa de microalgas sin añadir

enzimas o bacterias a la biomasa. Los resultados fueron diferentes dependiendo del tipo

de cultivo de microalgas estudiado. Así, sobre los lodos de microalgas cultivadas en

medio sintético y libre de contaminación bacteriana el pretratamiento causó una

disminución de la producción de metano respecto a la microalga sin pretratar,

sugiriendo que durante el pretratamiento la biomasa sufrió un proceso de oxidación

mediante respiración endógena que causó una disminución de la parte biodegradable de

la materia orgánica (lodo 1 y Nannochloropsis salina). Para las microalgas cultivadas

utilizando digerido anaerobio (lodos 2 y 3), los resultados fueron contradictorios.

Antecedentes

53

Mientras que en una de las biomasas el pretratamiento causó un ligero incremento en la

producción de metano, en la otra el pretratamiento produjo lo contrario, siempre

comparándose con la microalga sin pretratar. Este hecho, sugiere, según los autores, que

en la microalga cuya producción de metano aumentó existe una población bacteriana

mayor que en la otra población capaz de excretar enzimas extracelulares hidrolíticas que

benefician al posterior proceso de digestión.

2.3.3. Codigestión anaerobia de microalgas

La codigestión anaerobia de microalgas pretende evitar la toxicidad que puede causar

una liberación excesiva de amonio al medio como consecuencia de la degradación del

alto contenido en proteínas de las microalgas. Como ya se ha comentado con

anterioridad, generalmente el componente mayoritario de las microalgas cultivadas sin

restricción ninguna de nutrientes es la proteína (Williams y Laurens, 2010), rica en

nitrógeno, que al degradarse anaeróbicamente produce nitrógeno amoniacal, en forma

iónica o libre (NH4+, NH3), cuya acumulación es tóxica para los microorganismos,

siendo más sensibles los metanogénicos (Parkin y Owen, 1984). El alto contenido en

nitrógeno confiere a este tipo de biomasa una baja relación C/N. Mediante la

codigestión, se pretende equilibrar el contenido en carbono y nitrógeno del sustrato

introducido al digestor, para que la acumulación de nitrógeno en forma amoniacal no

alcance niveles inhibitorios. Para ello, se combinan sustratos ricos en carbono con la

biomasa de microalgas, aumentando la relación C/N hasta niveles cercanos al óptimo

considerado para la digestión anaerobia, que oscila entre 10 y 30 (Pagés Díaz y col.,

2011). Este rango es muy amplio debido a que la relación C/N óptima para el proceso

de digestión depende de muchos factores como el sustrato de entrada, la temperatura de

digestión y la aclimatación de los microorganismos a elevados contenidos en nitrógeno

(Chen y col., 2008).

La técnica de codigestión se ha empleado sobre diferentes tipos de microalgas como

Spirulina máxima (Samson y LeDuy, 1983b), Spirulina platensis (El-Mashad, 2013),

Scenedesmus (Yen y Brune, 2007; González-Fernández y col., 2011), Chlorella (Yen y

Brune, 2007; Ehimen y col., 2009; 2011; González-Fernández y col., 2011; Wang y

col., 2013; Park y col., 2013); Nannochloropsis salina (Park y Li, 2012; Schwede y col.,

2013b) y Microcystis sp. (Zhong y col., 2012, 2013). A su vez, los cosustratos a emplear

han sido muy variados, siendo en su mayoría sustratos ricos en carbono (lodo primario

Capítulo 2

54

de depuradora, lodo activado de depuradora, hidrolizado de turba, residuos de papel,

glicerina, residuos de grasa y aceite usados, paja de maíz y pasto varilla) y en un solo

caso un sustrato típicamente rico en nitrógeno: purín de cerdo.

En la mayoría de los casos los efectos de la codigestión fueron positivos. Yen y

Brune (2007) obtuvieron un aumento en la producción de metano y una mejora en la

cinética del proceso al codigerir Scenedesmus y Chlorella con residuos de papel, y

aparte de los beneficios de la codigestión como puede ser el balance de nutrientes y de

alcalinidad, encontraron una mayor actividad de la enzima celulasa en los digestores a

causa de la adición del residuo de papel, lo que pudo ayudar a una mejor degradación de

la pared celular de las microalgas que incrementara su biodegradabilidad. Ehimen y col.

(2009, 2011) al añadir glicerina a los residuos transesterificados de Chlorella

obtuvieron también un incremento en la producción de metano. Zhong y col. (2012,

2013) también obtuvieron un incremento considerable en la producción de metano al

codigerir Microcystis sp. con paja de maíz. Wang y col. (2013) atribuyeron el

incremento en la biodegradabilidad de Chlorella cuando se codigirió con lodo activado

de depuradora a la elevada cantidad y diversidad de microorganismos presentes en el

lodo activado que presumiblemente ayudaron en la hidrólisis de la pared celular de la

microalga, que es posiblemente el mismo efecto que obtuvieron Park y col. (2013) al

codigerir Chlorella vulgaris y lodos de depuradora.

Pero no todos los estudios han dado resultados positivos. En el caso de la codigestión

de Chlorella vulgaris y Scenedesmus obliquus con purín de cerdo la codigestión no

mejoró la producción de metano obtenida a partir del purín de cerdo, pues al ser las

paredes celulares de ambas especies ricas en hidratos de carbono pero difícilmente

biodegradables, éstos no aportaron la fuente de carbono que esperaban los autores

(González-Fernández y col., 2011). También se produjo un descenso en la producción

de metano a partir de la microalga Spirulina platensis en codigestión con Panicum

virgatum (pasto varilla o switchgrass en inglés) (El-Mashad, 2013). Según este estudio,

la adición de pasto varilla a la microalga Spirulina plantesis redujo los rendimientos de

metano. Esta reducción, aún a pesar del incremento en la relación C/N, fue

consecuencia del elevado contenido en lignina de este cultivo energético, lo que le hace

difícilmente biodegradable. Schwede y col. (2013b) observaron, en un proceso en

continuo, que mediante la codigestión de la microalga Nannochloropsis salina y

ensilado de maíz se podían incrementar las cargas orgánicas del proceso hasta valores

que causaban inhibición en el proceso de monodigestión del ensilado de maíz. Este

Antecedentes

55

incremento en la carga orgánica se obtuvo, según los autores, como consecuencia de

una mayor alcalinidad gracias a la degradación de las proteínas de las microalgas y al

aporte de micronutrientes mediante la adición de microalgas como cosustrato.

De los diferentes estudios realizados hasta la fecha sobre codigestión de microalgas

se puede concluir que la codigestión con residuos o sustratos de elevado contenido en

carbono suele beneficiar el proceso de digestión, incrementando los rendimientos de

metano y mejorando la cinética del proceso. Sin embargo, cada cosustrato que vaya a

emplearse junto con las microalgas ha de ser estudiado independientemente, ya que por

el mero hecho de incrementar la relación C/N de las microalgas no se va a obtener un

incremento en el rendimiento de metano. Existen otros factores que pueden influir

negativamente en el proceso de digestión llegando incluso a producir una reducción en

los rendimientos de metano (caso del pasto varilla) y a empeorar la cinética del proceso.

2.3.4. Digestión anaerobia de residuos de microalgas

La combinación de la digestión anaerobia con la industria de microalgas, sea cual sea

su principal fin, pretende aprovechar los residuos que se pueden generar en los

diferentes procesos aplicados a la biomasa de microalgas para la producción de biogás,

aumentando la producción energética a partir de esta biomasa o al menos reduciendo las

necesidades energéticas que presenta la planta de producción y procesamiento de

microalgas. Hasta ahora, únicamente se ha evaluado esta opción a escala de laboratorio,

y, principalmente, sobre biomasa de microalgas a la cual se le han extraído los lípidos

con el objetivo de producir biodiésel (Ehimen y col., 2009, 2011; Yang y col., 2011;

Park y Li, 2012; Keymer y col., 2013; Alzate y col., 2013). Sin embargo, existe la

posibilidad de extraer otros compuestos, como proteínas, colorantes, antioxidantes, etc.,

y realizar la digestión anaerobia tras esta extracción. Mediante el desarrollo de la

investigación en este campo, posiblemente el futuro sea la extracción secuencial de

diferentes compuestos de alto valor añadido (por ejemplo, lípidos, proteínas y

colorantes se extraerían de una misma biomasa) para obtener el mayor beneficio

económico a partir de la venta de estos compuestos, realizando el tratamiento de los

residuos generados mediante digestión anaerobia como paso final.

De las diferentes investigaciones realizadas hasta la fecha que evalúan la degradación

anaerobia de residuos de microalgas obtenidos tras la extracción de lípidos se concluye

que la extracción de lípidos puede considerarse un pretratamiento en sí mismo. En todos

Capítulo 2

56

los casos en los que la biomasa residual ha sido comparada con la biomasa original se

observó una mejora en la cinética del proceso de digestión, incrementándose el volumen

de metano producido en los primeros días del proceso (Ehimen y col., 2009; Keymer y

col., 2013; Alzate y col., 2013). Sin embargo, en alguno de los casos en los que se

realizó esta comparación se observó un descenso de la productividad de metano de la

biomasa residual en comparación con la biomasa original, a causa de la extracción de

lípidos que rinden una elevada cantidad de metano cuando son digeridos (Ehimen y col.,

2009). Este resultado es en parte contradictorio con los resultados obtenidos por

Keymer y col. (2013) y Alzate y col. (2013), en cuyos estudios la microalga a la cual se

extrajeron los lípidos rindió un mayor volumen de metano que la biomasa original. En

el caso del estudio de Keymer y col. (2013) el incremento producido fue del 33%,

mientras que en el caso de Alzate y col. (2013) el incremento producido fue del 8%. Las

diferencias entre los resultados pueden deberse a las diferentes especies de microalgas

empleadas (Ehimen y col. (2013) emplearon Chlorella, mientras que Keymer y col.

(2013) emplearon Scenedesmus y Alzate y col. (2013) emplearon Nannochloropsis

gaditana), a la eficiencia de extracción de lípidos propia de cada método y laboratorio, y

a los diferentes métodos de extracción. De hecho, Ehimen y col. (2009) observaron

importantes diferencias en la producción de metano dependiendo del tipo de extracción

llevada a cabo. Así, una transesterificación convencional en donde la extracción de

lípidos fue realizada con una mezcla de cloroformo y metanol inhibió el proceso de

digestión posterior a causa del cloroformo que quedó adherido a la biomasa residual.

Sin embargo, una transesterificación convencional realizada con 1-butanol como

extractante y una transesterificación in situ realizada utilizando metanol como

extractante y ácido sulfúrico como catalizador no inhibieron el proceso y permitieron la

producción de metano con una mejora en la cinética del proceso respecto a la biomasa

original.

En los estudios en los que no se realizó la comparación con biomasa original no

sometida al proceso de extracción de lípidos no se puede determinar el efecto que éste

tuvo sobre la degradación de la biomasa. Sin embargo, los valores obtenidos son muy

dispares entre estudios. Yang y col. (2011) obtuvieron rendimientos de metano de 307

LCH4 kgSV-1 para Scenedesmus cuyos lípidos fueron extraídos, mientras que Park y Li

(2012) obtuvieron un rendimiento de metano para Nannochloropsis salina cuyos lípidos

fueron extraídos mediante pulsación eléctrica, hidrólisis ácida y usando como disolvente

hexano, de tan solo 113 LCH4 kgSV-1.

Antecedentes

57

Podemos concluir teniendo en cuenta los resultados publicados hasta la fecha que

aunque los procesos de extracción suelen beneficiar a la producción de metano y a la

cinética del proceso de digestión, los efectos dependerán en gran medida del método de

extracción y de la especie de microalga empleada. Asimismo, parece obvio que si se

puede obtener un producto de alto valor añadido (en el caso de los artículos consultados,

lípidos) a partir de un proceso de extracción que a su vez incrementa la productividad de

metano de la biomasa original, el camino a seguir para el aprovechamiento de las

microalgas para la producción de biogás pasa por el acoplamiento de la digestión

anaerobia como método de tratamiento de residuos. De esta forma se disminuiría la

carga orgánica de estos, produciendo energía renovable en forma de biogás y dando la

posibilidad de reciclar el digerido como medio de cultivo de nueva biomasa, reduciendo

los costes de fertilizantes. A su vez y como producto principal, tendríamos ese

componente de alto valor añadido que ha sido previamente extraído de la biomasa de

microalgas.

Capítulo 3

Materiales y métodos


61

3. Materiales y métodos

3.1. Inóculo y sustratos

3.1.1. Inóculo

El inóculo empleado en todas las experimentaciones procede del tratamiento

anaerobio de lodos primarios de una estación depuradora de aguas residuales urbanas

(EDAR) de Madrid, concretamente, de la EDAR Viveros de la Villa. En algunos de los

ensayos, este inóculo fue empleado directamente como fuente de microorganismos. En

otros ensayos este inóculo sufrió un proceso de adaptación previo, consecuencia de la

digestión continuada de diferentes materiales orgánicos, que dio lugar a la

transformación del inóculo original para dar paso a otro con características físico-

químicas y poblaciones bacterianas diferentes a las iniciales, habituadas a degradar una

determinada biomasa. Por lo tanto, y con el objetivo de evitar la confusión de los

lectores, la Tabla 3.5 muestra el proceso de adaptación del inóculo de cada ensayo

realizado.

Tabla 3.5. Descripción del inóculo según ensayo. Origen y adaptación previa del inóculo utilizado.

Ensayo (Tipo.Nº)

Sustrato/s Origen Adaptación Proceso de adaptación

B.1 SB+OM EDAR Parcial EDAR + Inóculo degradando dos

semanas SB+OM (1/1 v/v) B.2 SRA+LP EDAR Parcial Adaptado a codigestión SB+OM B.3 SRA+OM EDAR Total Adaptado a digestión SRA B.4 SRL+GLI EDAR Parcial Adaptado a digestión de SRA

C.1 SB+OM EDAR Parcial EDAR + Inóculo degradando dos

semanas SB+OM (1/1 v/v) C.2 SB+OM EDAR Total Adaptado a codigestión SB+OM C.3 SRA EDAR Parcial Adaptado a codigestión SB+OM C.4 SRL EDAR No Ninguno

*Tipo de ensayos: B=batch, C=semicontinuo; Descripción de sustratos: SB=microalga Scenedesmus sin procesar; SRA=residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos; SRL= residuos de Scenedesmus tras extracción de lípidos; OM=Chumbera; LP=lodos de industria papelera; GLI=glicerina residual; v/v: relación volumen/volumen.

Como se ha confirmado en otros estudios de investigación (Chamy y Ramos, 2011),

el inóculo puede tener influencia en los resultados obtenidos en los ensayos de

biodegradabilidad, ya que una adaptación previa del inóculo a la biomasa a degradar

Capítulo 3

62

puede dar lugar a una mayor producción de biogás y metano. En este trabajo, nos

referimos a adaptación total cuando el inóculo empleado en determinado ensayo estuvo

digiriendo el sustrato degradado en ese ensayo durante un largo periodo de tiempo. Por

otro lado, consideramos que la adaptación del inóculo es parcial cuando parte del

inóculo utilizado fue adaptado previamente a la digestión del sustrato bajo estudio (p.ej.

tras la mezcla de un inóculo empleado previamente para la digestión del sustrato bajo

estudio con otro inóculo no adaptado) o cuando el inóculo fue adaptado previamente a

la digestión de un sustrato muy similar al empleado en un determinado ensayo (p.ej.

inóculo adaptado a la digestión anaerobia de residuos de microalgas generados tras la

extracción de aminoácidos empleado para la realización de ensayos batch con residuos

de microalgas generados tras la extracción de lípidos)

Las características físico-químicas de cada uno de los inóculos empleados pueden

consultarse en la sección 4.2. Caracterización del inóculo.

3.1.2. Microalga Scenedesmus sp.

En todos los ensayos realizados en este trabajo de investigación se emplearon

microalgas del género Scenedesmus, pertenecientes a la división Chlorophyta, clase

Chlorophyceae y orden Sphaeropleales. Por lo tanto, pertenece al grupo de las algas

verdes muy comunes en el plancton de agua dulce. Dentro del género Scenedesmus se

encuentran 456 especies, de las cuales 72 han sido aceptadas taxonómicamente. Las

microalgas del género Scenedesmus se suelen encontrar de forma individual o formando

colonias, en agrupaciones por su lado longitudinal, de 2 a 32 células, aunque

normalmente éstas son de 4-8 células. Pueden presentar una matriz mucilaginosa que las

rodea. Las células suelen ser de 3-78 x 2-10 µm, con formas que van desde casi

esféricas a elipsoidales alargadas o fusiformes. Su pared celular tiene una capa

hemicelulósica (Takeda, 1996), que en algunas especies contiene compuestos

esporopoleninos (Guiry, 2013). Scenedesmus sp. crece en aguas dulces ricas en

nutrientes y resiste muy bien la contaminación, por lo que es común encontrarla en

plantas de aguas residuales donde se desarrolla y provee oxígeno a las bacterias aerobias

acelerando el primer proceso de depuración (Li y col., 2011; Rawat y col., 2011)

La biomasa de Scenedesmus utilizada en esta investigación fue suministrada por la

Fundación Cajamar y la Universidad de Almería. La biomasa fue cultivada

fotoautotróficamente en fotobiorreactores localizados en la Fundación Cajamar


63

(Almería) con una metodología similar a la expuesta en Sánchez y col. (2008), en la

cual los nutrientes son suministrados por un medio de cultivo sintético. Tras su cosecha,

la biomasa de Scenedesmus fue liofilizada en las instalaciones de la Universidad de

Almería y suministrada al Ciemat, donde fue conservada en un lugar sin irradiación y

con baja humedad hasta su utilización en los ensayos de digestión anaerobia. El aspecto

de la microalga liofilizada, tal y como se recibió en las instalaciones del Ciemat puede

observarse en la Figura 3.6. La microalga tras la liofilización se asemeja a una harina

seca, de color verde que se conserva fácilmente. Antes de ser empleada en los diferentes

ensayos, la biomasa es triturada manualmente con mortero para disgregar las partículas

y aumentar su superficie específica con vistas a aumentar la superficie de contacto con

las bacterias responsables del proceso de digestión. La composición elemental, así como

las características físico-químicas de la biomasa, son presentadas en la sección 4.1.1.

Microalga Scenedesmus sp..

Figura 3.6. Biomasa liofilizada de Scenedesmus sp.

3.1.3. Residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de aminoácidos

La biomasa de Scenedesmus fue cultivada de igual forma que la descrita en la

sección anterior, pero en este caso, tras su recolección, fue sometida a un proceso de

extracción de aminoácidos mediante hidrólisis enzimática, descrito detalladamente en

Romero García y col. (2012). El proceso de hidrólisis enzimática, desarrollado por la

Universidad de Almería, incluye tras la cosecha, secado y liofilizado de la microalga un

pretratamiento mecánico en un molino de bolas de lecho horizontal que pretende

conseguir la rotura de la pared celular de la microalga previa a la extracción de

aminoácidos para así conseguir una mayor eficiencia de extracción. Tras la

Capítulo 3

64

rehidratación de la biomasa, se añaden una serie de enzimas comerciales. La primera

enzima en ser añadida es Viscozyme® L que tiene como objetivo reducir la viscosidad

de la solución de microalgas gracias a su actividad betaglucanasa-celulasa-xylanasa que

rompe los carbohidratos y reduce su influencia en el incremento de la viscosidad del

medio. De esta forma se consigue desarrollar el proceso en soluciones de microalgas

con elevadas concentraciones. Durante esta fase, la temperatura del medio se mantiene a

50ºC. Tras 30 minutos, el pH se ajusta a 8 y se añade la enzima Alcalase® 2.5L. Durante

la acción de Alcalase® 2.5L el pH se mantiene constante a 8 mediante la adición de

NaOH 1M, ya que el pH de la solución tiende a acidificarse debido a la liberación de

aminoácidos al medio. Este proceso tiene lugar durante 120 min a 50ºC. Posteriormente,

se ajusta el pH a 7 mediante la adición de H2SO4 1M y se añade la enzima

Flavourzyme® 1000L, que se deja actuar durante 60min manteniendo el pH constante a

7 mediante la adición de H2SO4 1M y con una temperatura constante de 50ºC. Para

finalizar el proceso, la solución se lleva a 75ºC durante 15 minutos para desactivar las

enzimas. Posteriormente, se realiza una centrifugación a 8000 rpm en una centrífuga

discontinua y se separa el producto de interés (el concentrado de aminoácidos libres) de

la biomasa residual (a partir de ahora referida en la mayoría de los casos como SRA,

Scenedesmus residual biomass after amino acid extraction). Este proceso fue

modificado posteriormente para evitar la necesidad de la liofilización de la biomasa,

dado que su elevado consumo energético daría lugar a que el proceso de extracción de

aminoácidos fuera inviable a escala industrial. Por ello, se desarrolló un sistema de

homogeneización a alta presión (1000 bar) que es capaz de destruir la pared celular de

las microalgas, evitando la necesidad del pretratamiento mecánico que requiere biomasa

seca para llevarse a cabo. La homogeneización a alta presión se realiza sobre la biomasa

húmeda, por lo que la liofilización se elimina del flujo del proceso, ahorrando costes

derivados del elevado consumo energético. Esta modificación fue introducida tras la

realización de los ensayos de biodegradabilidad (batch) realizados con esta biomasa, por

lo que únicamente se empleó biomasa que había sufrido homogeneización a alta presión

en los ensayos en semicontinuo.

Las proteínas son, en la mayoría de los casos, el componente más abundante en las

células de microalgas de rápido crecimiento, con algunas excepciones como se ha visto

en la sección 2.2. Las microalgas. Por lo tanto, su aprovechamiento resulta crucial para

obtener sistemas de producción de microalgas económicamente viables. Estas proteínas

pueden utilizarse para alimentación humana o animal. Además, el hidrolizado de


65

aminoácidos obtenido mediante el proceso descrito en Romero García y col. (2012) es

útil para la producción de bacterias y levaduras en la industria de fermentación, como

antioxidantes, como fuente de energía o como biofertilizantes.

Como partes a destacar de este proceso que pueden influir en el proceso de digestión

posterior de la biomasa residual, encontramos las siguientes:

- Pretratamiento que permite la lisis de la pared celular de la microalga (ya sea

mecánico por molino de bolas u homogeneización a elevada presión).

- Mantenimiento de temperaturas de 50ºC y 75ºC durante 3,5h y 15 minutos

respectivamente, que puede actuar como pretratamiento térmico causando la

hidrólisis de compuestos macromoleculares.

- Adición de enzimas con capacidad hidrolítica de carbohidratos (Vyscozyme®) y

proteínas (Alcalase® y Flavourzyme®) y mantenimiento de pH básico, que

influirá en la hidrólisis de diferentes compuestos.

- Adición de H2SO4 (1M) lo que puede influir posteriormente en la concentración

de sulfuro de hidrógeno (H2S) en el biogás.

En principio, el pretratamiento que causa la lisis celular y la extracción de parte del

contenido de aminoácidos de las microalgas atenúan las dos principales desventajas que

encuentra la biomasa de microalgas para su degradación anaerobia. Por un lado, se logra

la ruptura de la pared celular que normalmente impide el acceso de los microorganismos

a los nutrientes orgánicos contenidos en el interior de la célula; por otro lado, se

aumenta la relación C/N de la biomasa ya que gran parte del nitrógeno es extraído en los

aminoácidos, lo que debería producir una liberación menor de amonio durante el

proceso de digestión, evitando procesos inhibitorios.

La SRA empleada para los ensayos de biodegradabilidad (B.3 y B.4 en la Tabla 3.5,

ensayos nº 2 y 3, secciones 3.2.1.4.2 y 3.2.1.4.3, respectivamente) fue liofilizada en la

Universidad de Almería antes de ser recibida en las instalaciones del Ciemat (ver Figura

3.7). La biomasa liofilizada es triturada manualmente con mortero para disgregar las

partículas antes de realizar los ensayos de biodegradabilidad.

En los ensayos en semicontinuo (C.3 y C.4 en la Tabla 3.5), la SRA fue recibida en

el Ciemat tras sufrir únicamente un proceso de centrifugación en la Universidad de

Almería, con el objetivo de disminuir el volumen y por tanto los costes de transporte.

Esta biomasa fue congelada a -40ºC para asegurar una conservación correcta hasta ser

empleada en los ensayos en semicontinuo. Antes de ser alimentada a los digestores, la

biomasa fue descongelada, analizada y diluida hasta la concentración deseada

Capítulo 3

66

dependiendo de los ensayos a realizar (la biomasa se recibió con entre 22-25 %ST y se

diluyó, dependiendo del ensayo hasta ~17 %ST y ~10 %ST; ver secciones 3.2.2.4.3 y

3.2.2.4.4, respectivamente).

Figura 3.7. Microalga hidrolizada tras ser liofilizada

La composición elemental así como las características físico-químicas de la SRA

empleada en los diferentes ensayos se discute en la sección 4.1.2. Residuos de

Scenedesmus tras extracción de aminoácidos.

3.1.4. Residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de lípidos

La biomasa de Scenedesmus fue cultivada de igual forma que la descrita en la

sección 3.1.2. Microalga Scenedesmus sp. En este caso, la biomasa de microalgas, tras

su recolección, fue sometida a un proceso de extracción de lípidos en la Universidad de

Almería, en el cuál se emplea hexano como disolvente en un aparato estándar Soxhlet,

empleado normalmente para la extracción de aceites de diversas fuentes. En este

proceso, no es necesaria la aplicación de ningún tipo de pretratamiento para romper la

pared celular de la microalga antes de la extracción de lípidos. Tras terminar el proceso

de extracción, la biomasa fue sometida a liofilización para reducir los costes de

transporte y facilitar su conservación. En este estado fue recibida en las instalaciones del

Ciemat con el objetivo de verificar su idoneidad para producción de biogás mediante

digestión anaerobia en ensayos de biodegradabilidad (ensayo de biodegradabilidad nº4,

B.4 en la Tabla 3.5, ver sección 3.2.1.4.4.)

La composición elemental así como las características físico-químicas de este tipo de

biomasa son presentadas en la sección 4.1.3. Residuos de Scenedesmus tras extracción

de lípidos.


67

3.1.5. Chumbera (Opuntia maxima Mill.)

La chumbera es una planta originaria de Norteamérica perteneciente al género

Opuntia, encuadrada en la siguiente clasificación taxonómica (Cronquist, 1981): reino:

Plantae; división: Magnoliophyta; clase: Magnoliopsida; subclase: Caryophyllidae;

orden: Caryophyllales; familia: Cactaceae; subfamilia: Opuntioideae; Tribu:

Opuntieae; Género: Opuntia. El género Opuntia engloba alrededor de 300 especies

(Sáenz, 2006). En este trabajo, se empleó una única especie: Opuntia máxima Mill.

Tradicionalmente, esta especie se ha denominado Opuntia ficus-indica (L.) Miller, y es

como se conoce mundialmente. Sin embargo, en España se sugiere el empleo del

nombre Opuntia maxima ya que parece que hay diferencias tipificativas entre la planta

que se encuentra en España con Opuntia ficus-indica (Berthet, 1989). De aquí en

adelante, nos referiremos a la especie Opuntia maxima Mill. como chumbera.

La chumbera es una planta arbustiva, en ocasiones arbórea, y cuya estructura aérea

está formada por tallos fotosintéticos, tipo artejo, llamados cladodios (Sánchez, 2012a).

Uno de los aspectos más importantes de esta planta es que presenta el llamado

metabolismo ácido de las crasuláceas (conocido como CAM en sus siglas en inglés), lo

que les permite reducir las pérdidas de agua a pesar de encontrarse generalmente en

zonas cálidas y áridas. Para una amplia descripción de la chumbera se recomienda la

lectura de la tesis doctoral de Sánchez (2012a).

La chumbera es una planta ideal para ser cultivada en zonas semiáridas de baja

precipitación, donde puede crecer con una baja aportación de nutrientes y agua y dando

lugar a altas productividades de biomasa. Puede ser cultivada en prácticamente

cualquier tipo de suelo, incluyendo terrenos marginales (Fernández y Sáiz, 1990). Este

hecho hace que sea un cultivo de especial interés para ser codigerido con las microalgas,

ya que en situaciones ideales éstas también se cultivarían en terrenos marginales para

evitar la competición por terreno arable con cultivos alimentarios. La chumbera es rica

en azúcares, acumula elevadas cantidades de agua en su interior, presenta una elevada

relación C/N y teóricamente, puede alcanzar productividades de 50 ton m.s. ha-1 año-1

(Sánchez, 2012a). Por lo tanto, resulta ser un cultivo ideal para la digestión anaerobia, y

especialmente para la codigestión con sustratos de baja relación C/N, como es el caso de

las microalgas.

El empleo de la chumbera para la producción de biogás por medio de digestión

anaerobia ha sido estudiado previamente, sin embargo, no existe una amplia literatura

Capítulo 3

68

científica sobre el tema a pesar de su elevado potencial. En países de Sudamérica,

principalmente Chile, existen varios proyectos pilotos y empresariales para la

construcción de plantas de biogás cuyos reactores estarían alimentados por chumbera

(Sánchez, 2012a). En los países mediterráneos, su uso como cultivo energético para la

producción de biogás podría jugar un papel fundamental para el desarrollo de esta

industria, ya que en estos países los cultivos energéticos “clásicos” para la producción

de biogás (como puede ser el silo de maíz en Alemania) no son viables debido a sus

restricciones climáticas (Ramos-Suárez y col., 2012). En el caso específico de España,

hay que añadir que el cultivo de la chumbera es conocido en el sur de la Península

Ibérica y en las Islas Canarias, ya que se ha empleado tradicionalmente para fines no

bioenergéticos como fuente de alimento (su fruto es el higo chumbo o tuno) o para el

cultivo de cochinilla (Dactylopius coccus). Precisamente es en estas zonas donde se

están desarrollando los proyectos científicos y de demostración más importantes de

cultivo y utilización de microalgas, gracias a sus temperaturas templadas y alta

irradiación durante todo el año: por ejemplo el proyecto INNPACTO Algalimento

(convocatoria aprobada por Orden Ministerial Orden CIN/699/2011) del Plan Nacional

de Investigación Científica, Desarrollo e Innovación Tecnológica 2008-2011, se

desarrolla principalmente en las Islas Canarias; o la joint venture de Exeleria y BTME

tiene el objetivo de construir y poner en marcha la mayor planta de España y segunda de

Europa de producción de microalgas en la provincia de Cádiz. Por lo tanto, parece que

la chumbera y las microalgas podrían ser cultivadas conjuntamente para su empleo en

digestión anaerobia.

Sin embargo, recientemente se ha publicado el Real Decreto 1628/2011, de 14 de

noviembre, por el que se regula el listado y catálogo español de especies exóticas

invasoras y en él aparece la especie Opuntia maxima como “especie exótica inversora”.

Este hecho podría suponer un impedimento para el desarrollo de este cultivo con fines

bioenergéticos.

En este estudio, la única parte utilizada de la chumbera fueron los cladodios o palas.

Específicamente se emplearon los cladodios más jóvenes (menores de 2 años de edad),

ya que son los que presentan un mayor contenido en azúcares sencillos y menor

contenido en lignina (Sáenz, 2006), y por lo tanto, son más fácilmente biodegradables.

Los cladodios utilizados en los diferentes ensayos fueron cosechados a partir de

plantas de dos zonas diferentes de la Comunidad Autónoma de Madrid. Se

seleccionaron plantas que crecían de forma salvaje, a las cuales no se les aplicaba ni


69

agua de riego ni fertilizante alguno. De esta forma se simuló un sistema de cultivo

donde los inputs de las plantas eran mínimos, lo que parece más lógico (a falta de un

estudio detallado) para disminuir costes de cultivo e incrementar el beneficio de una

planta de biogás donde se emplee este material como cosustrato.

La humedad y el contenido en sólidos volátiles de los cladodios varían según la

pluviometría, la edad del cladodio, la planta seleccionada e incluso el tipo de suelo, por

lo que para los ensayos fueron cosechados diferentes cladodios, cortados en pequeños

trozos, homogeneizados mediante trituración y posteriormente, y sobre la pasta

obtenida, se realizaron los análisis previos a la realización de los ensayos.

Preferentemente, y con el objetivo de disminuir la degradación aerobia que puede

ocurrir sobre los cladodios, éstos fueron cosechados con el mínimo tiempo de antelación

antes de su uso en los ensayos, igualmente se llevó a cabo su trituración y

homogeneización los días previos a su utilización. Posteriormente, la pasta obtenida se

almacenó en nevera (entre 0 y 4ºC) hasta su utilización en los diferentes ensayos en los

que se empleó. En la Figura 3.8 se puede observar un cladodio recién cosechado, así

como varios trozos de cladodio cortados y la pasta obtenida tras la trituración. En la

sección 4.1.4. Chumbera (Opuntia maxima Mill.) se detalla la composición elemental de

diferentes cladodios analizados, así como sus características físico-químicas.

Figura 3.8. Cladodios de chumbera cosechados, cortados y triturados

3.1.6. Residuos del reciclaje de papel

Los residuos provenientes del reciclaje de papel (de aquí en adelante lodos de

papelera (LP), con el objetivo de simplificar la lectura de esta tesis) fueron

suministrados por la compañía Holmen Paper, y son generados en la planta de reciclaje

de papel que dicha compañía posee en Madrid. Estos lodos tienen su origen principal en

el proceso de destintado del papel usado. A su vez, este lodo de destintado es mezclado

Capítulo 3

70

con un 6% (porcentaje aproximado en peso de la mezcla final) de lodo biológico

generado en la planta de depuración aerobia que se encuentra en la propia fábrica para

tratar sus efluentes contaminantes. Los lodos de papelera, que es como nos referiremos

a la mezcla final generada, presentan como componentes mayoritarios fibras de celulosa

aglutinadas con materia mineral, donde destaca el CaCO3 proveniente de la tinta.

Este tipo de residuo se genera en todas las plantas de reciclaje de papel, por lo que es

muy abundante, generándose unas 160.000 ton año-1 únicamente en la planta que

Holmen Paper tiene en Madrid (comunicación directa del responsable de I+D de la

planta). Sin embargo, su salida comercial es difícil, ya que las aplicaciones para las que

se puede emplear este lodo son minoritarias. Actualmente, los residuos de esta planta de

reciclaje se emplean como aligerante de ladrillos de construcción y, en agricultura, para

incrementar la retención de humedad sobre la superficie del suelo (comunicación directa

del responsable de I+D de la planta). En otros casos se depositan en vertederos (práctica

que debe acabar según la Directiva 1999/31/CE del Consejo, de 26 de abril de 1999,

relativa al vertido de residuos) o se incineran (Barriga, 2009). Sin embargo, en ninguna

de estas aplicaciones comerciales se obtiene un beneficio económico para la industria

generadora, e incluso, en el caso de su uso en agricultura, se paga a los agricultores para

que éstos lo empleen, lo que ha dado lugar a que se cometan aberraciones contra el

medio ambiente con campos anegados de este tipo lodo únicamente debido al beneficio

económico que le supone al propietario de la tierra, obviando los daños

medioambientales que esta práctica puede causar.

Como consecuencia, han sido varios los intentos de valorizar este lodo para que

genere un beneficio económico o, al menos, que no suponga ningún coste para la

industria del reciclaje de papel. Existen varios estudios relacionados con posibles usos

de este lodo, entre los que destacan por su uso agronómico o energético los siguientes:

sustrato de cultivo mezclándose con lodos de depuradoras de aguas residuales,

utilización como enmienda en suelos ácidos mezclándose también con lodo de

depuradora de aguas residuales, utilización como precursor de adsorbentes de carbono

(Barriga, 2009), aplicación de la digestión anaerobia en dos fases (Gijzen y col., 1990) y

compostaje para ser utilizado como sustituto de la turba (Tucker and Douglas, 2007).

Debido a su alto contenido en celulosa, que le confiere un alto contenido en carbono

y una elevada relación C/N, el lodo de papelera es un sustrato que tiene potencial para

ser empleado en la codigestión de sustratos con elevado contenido en nitrógeno, como


aConversión realizada considerando que en 2007 el valor del euro osciló entre 1,32-1,50US$.

71

es el caso de las microalgas. En la Figura 3.9 se puede observar el aspecto del lodo de

papelera empleado en el ensayo de biodegradabilidad nº2 (sección 3.2.1.4.2).

Figura 3.9. Lodo de papelera empleado en la experimentación

En la sección 4.1.5. Residuos del reciclaje de papel se detalla la composición

elemental y características físico-químicas de este sustrato.

3.1.7. Glicerina

El glicerol es un alcohol que posee tres grupos hidroxilos (-OH) y cuya fórmula

química es C3H8O3 (CH2OH-CHOH-CH2OH). El glicerol puro, llamado glicerina, es

una sustancia química con alto valor añadido históricamente valorado a 0,60-0,90US$

lb-1 (1,01-1,33 € kg-1)a. Principalmente, esta sustancia se emplea en los procesos de

manufactura de varios productos alimenticios y bebidas, productos farmacéuticos,

cosméticos y otros productos de cuidado personal. Como consecuencia de su elevado

coste, el desarrollo de otras aplicaciones para la glicerina se ha visto limitado y su uso

como materia prima química no se ha desarrollado (Johnson y Taconi, 2007).

El principal subproducto de la producción de biodiésel es el glicerol residual, que

suele significar en torno al 10% del peso de la materia prima que sufre la

transesterificación (Astals y col., 2012). Concretamente, el glicerol residual está

compuesto por una mezcla de glicerina, alcohol, agua, sales, metales pesados, ácidos

grasos libres, monoglicéridos, diglicéridos y triglicéridos sin reaccionar y metilésteres

en diferentes cantidades dependiendo de la calidad de la materia orgánica y del proceso

químico empleado para obtener el biodiésel. Se estima que el glicerol residual puede

Capítulo 3

aConversión realizada considerando que en 2007 el valor del euro osciló entre 1,32-1,50US$.

72

contener entre un 55 y un 90% de glicerina pura en peso (Pagliaro y Rossi, 2008). El

aumento en la producción de biodiésel ha creado una sobrecarga importante en el

mercado de glicerina que ha causado que el precio del glicerol residual caiga hasta los

0,05 US$ lb-1 (0,07-0,08 € kg-1)a, debido a que el mercado de glicerina es limitado y no

puede absorber este incremento (Johnson y Taconi, 2007).

En la actualidad, debido a la sobrecarga del mercado, al alto coste de refinamiento y

a los pocos usos que presenta por su alto contenido en impurezas, ha de ser eliminado

como un residuo en algunas regiones (Astals, 2012). Por lo tanto, existe la necesidad de

encontrar usos alternativos para el glicerol residual, tanto por cuestiones

medioambientales como económicas para la supervivencia de las plantas de producción

de biodiésel (Martín y col., 2013; Baba y col., 2013). Su empleo en digestión anaerobia

para la producción de biogás ha sido propuesto en varios estudios, tanto en codigestión

como en monodigestión (Astals y col., 2012; Martín y col., 2013; Baba y col., 2013), y

también ha sido propuesto como cosustrato de residuos de microalgas generados tras la

extracción de lípidos dando buenos resultados (Ehimen y col., 2009, 2011).

En este trabajo se empleó glicerol residual, originado durante un proceso de

producción de biodiésel, como cosustrato de residuos de microalgas generados tras la

extracción de lípidos. El glicerol residual empleado fue generado en un proceso de

producción de biodiésel mediante la transesterificación de aceites de cocina usados. Este

proceso fue llevado a cabo en la Universidad de Sevilla. No se purificó, ya que el

proceso de purificación supondría un incremento en los costes del uso del glicerol

residual para digestión anaerobia, por ello no se encontraba en estado líquido. Se trataba

de un producto semisólido de aspecto gelatinoso, probablemente a causa de la elevada

presencia de ácidos grasos libres, monoglicéridos, diglicéridos y triglicéridos que no

habían reaccionado durante el proceso de transesterificación. Debido a su carácter

semisólido, la muestra empleada en el ensayo de biodegradabilidad fue homogeneizada

con una trituración intensiva mediante un molino de cuchillas. Tras este proceso, el

material empleado en los ensayos de biodegradabilidad aún tenía un carácter

heterogéneo, conteniendo grumos y gradientes de color observables a simple vista. En

la Figura 3.10 puede observarse una fotografía del glicerol residual empleado en el

ensayo batch nº4 (sección 3.2.1.4.4), una vez homogeneizado.


73

Se realizó una estimación del contenido de glicerina del glicerol residual mediante el

método propuesto por Ooi y col. (2001) que separa los ácidos grasos libres,

monoglicéridos, diglicéridos y triglicéridos que no reaccionaron durante el proceso de

transesterificación del resto del producto, del cual también se elimina el agua y las sales.

Los resultados de esta caracterización, así como de otros análisis físico-químicos

realizados sobre la muestra de glicerol residual, pueden consultarse en la sección 4.1.6.

Glicerina.

Figura 3.10. Glicerol residual empleado en el ensayo de biodegradabilidad n°4.

3.2. Método experimental

En el siguiente apartado se describe detalladamente el método experimental y los

equipos utilizados en cada uno de los ensayos que se han realizado. El trabajo

experimental incluye dos tipos de ensayos que, a su vez, son complementarios entre sí.

El primero de ellos es el ensayo de biodegradabilidad, también conocido como ensayo

de producción potencial de biogás, cuyo objetivo principal es determinar la

biodegradabilidad máxima, así como la máxima producción de biogás y metano, de un

sustrato o mezcla de sustratos en condiciones ideales. El segundo es el ensayo en

semicontinuo, que pretende reproducir a nivel de laboratorio las condiciones que se

darían en una planta industrial de generación de biogás. El objetivo principal de este

ensayo es la optimización del proceso de digestión de un sustrato o mezcla de sustratos,

así como el estudio de posibles procesos de inhibición o toxicidad que puedan

producirse.

Estos dos ensayos son complementarios entre sí debido a que según los resultados

obtenidos en el primer ensayo (ensayo de biodegradabilidad o producción potencial de

Capítulo 3

74

biogás), se utilizará un determinado sustrato de alimentación en el segundo ensayo

(ensayo en semicontinuo), que será el sustrato o mezcla de sustratos que haya

presentado mejores resultados en el ensayo de biodegradabilidad. Por tanto, en el

ensayo en semicontinuo se utilizará el sustrato o mezcla de sustratos óptimos según la

producción potencial de biogás, y se determinarán las condiciones de operación óptimas

para un digestor anaerobio CSTR.

3.2.1. Ensayos de biodegradabilidad

Los ensayos de biodegradabilidad tienen como objetivo principal determinar la

idoneidad de un sustrato o mezcla de sustratos para su empleo en digestión anaerobia.

Su idoneidad se determinará analizando la biodegradabilidad máxima así como la

máxima producción de biogás y metano. Para ello, la materia prima a estudiar se sitúa

en condiciones óptimas en reactores anaerobios durante un periodo de tiempo, que suele

oscilar entre 30-40 días, durante el cual no se realiza ningún tipo de acción sobre ellos

salvo la agitación y el mantenimiento de una temperatura constante. Por ello, a estos

ensayos también se les conoce como ensayos batch o discontinuos, ya que tienen lugar

en reactores discontinuos. Al final del proceso conoceremos la biodegradabilidad y

producción máxima de biogás y metano de la materia prima en cuestión.

Los ensayos de biodegradabilidad se realizaron según las recomendaciones dadas por

la norma VDI 4630 de la Verein Deutscher Ingenieur (Asociación Alemana de

Ingenieros). Esta norma, de amplia aceptación en el sector de la investigación en

digestión anaerobia, pretende unificar metodologías. Uno de los principales

inconvenientes de la investigación en este campo es la dificultad de comparar resultados

de experimentaciones realizadas por diferentes grupos de trabajo debido a la diversidad

de metodologías empleadas. La norma pretende establecer una metodología clara que

permita que ensayos realizados en diferentes centros de investigación, llevados a cabo

por diferentes técnicos y realizados con diferentes sustratos sean comparables entre sí en

cuanto a resultados obtenidos. La norma incluye pautas sobre cómo debe realizarse la

toma de muestras, su conservación y transporte, así como otras consideraciones de poca

importancia que no se detallarán aquí. Sin embargo, sí se especificarán las indicaciones

que se han seguido durante la realización de los ensayos y que tienen un efecto directo

en los resultados obtenidos:


75

- Realización como mínimo de los ensayos de biodegradabilidad por duplicado,

aunque preferentemente, por triplicado.

- Reducción del tamaño de partícula del sustrato o mezcla de sustratos a emplear.

- Utilización de un inóculo apropiado: se recomienda la utilización de un inóculo

procedente del tratamiento de sustratos o residuos con el mismo origen que el sustrato

en estudio. Si esto no es posible, es preferible utilizar un inóculo procedente del

tratamiento de lodos de EDAR, ya que debido a su naturaleza, este inóculo entra en

contacto con todo tipo de materia orgánica y por tanto cuenta con una rica diversidad

microbiana. Uno de los indicadores de calidad que debe cumplir dicho inóculo es que el

contenido en materia volátil o sólidos volátiles (SV) sea igual o superior al 50% del

contenido de materia seca o sólitos totales (ST). La materia volátil se corresponde con

microorganismos en un inóculo bien digerido y, por tanto, este porcentaje indica que

existe una gran proporción de microorganismos en el medio.

- El inóculo debe mantenerse durante una semana a la temperatura a la que operará

el ensayo de biodegradabilidad con el objetivo de disminuir al mínimo su producción

endógena de biogás.

- El ensayo de biodegradabilidad debe contener entre un 1,5 a un 2% en peso de

materia orgánica procedente del inóculo con el objetivo de asegurar una concentración

de biomasa microbiana suficiente.

- La cantidad de materia orgánica de sustrato o mezcla de sustratos a introducir en

los ensayos se calcula en base a:

o SVsustrato/SVinóculo = 0.5

o La producción de biogás a partir del sustrato debe ser mayor del 80% de la

producción de biogás total.

o La concentración de sólidos totales en el ensayo debe ser menor del 10% para

asegurar un buen contacto entre biomasa microbiana y biomasa del sustrato a

degradar.

- Se debe realizar una purga con gas nitrógeno (N2) del gas de cabecera de los

reactores antes de su sellado para asegurar condiciones anaerobias desde el principio de

la experimentación, lo que permitirá reducir o eliminar completamente las fases de

degradación aerobias que conducirían a una disminución de la producción de biogás.

- Se debe incluir reactores de referencia o blancos en el ensayo mediante los que se

determinará la producción endógena de biogás del inóculo para después ser restada de la

producción total de biogás de los reactores con sustrato.

Capítulo 3

76

- La agitación de los reactores anaerobios debe ser constante o al menos una

agitación intensa una vez al día.

Todas estas indicaciones fueron seguidas durante la preparación y realización de los

ensayos de biodegradabilidad. El equipo utilizado en estos ensayos fue el respirómetro

Micro-Oxymax (Columbus Instrument; Columbus, OH 43204 EE.UU.), cuyos

componentes y funcionamiento se describe en la sección siguiente.

3.2.1.1. Equipo utilizado: el respirómetro Micro Oxymax

El respirómetro Micro-Oxymax es un equipo diseñado para realizar pruebas

respirométricas en toda variedad de muestras. Normalmente está relacionado con

investigación en suelos y aguas, tecnología de los alimentos, biología vegetal y otro

amplio rango de aplicaciones. En los ensayos respirométricos es necesaria la

monitorización de diversos gases. El respirómetro es capaz de detectar cambios

extremadamente pequeños en los porcentajes de éstos (normalmente O2 y CO2).

El uso del respirómetro en condiciones anaerobias no es muy común a pesar de que,

una vez conocido su funcionamiento y perfeccionado su uso, su operación resulta

relativamente sencilla. Además, el ahorro de tiempo es importante, ya que mediante el

uso del respirómetro se evita el análisis de gas por cromatografía. En el caso que nos

ocupa, el porcentaje de O2, CO2 y CH4 de las cámaras de medición se analiza

periódicamente (según la configuración seleccionada por el usuario) y los cambios en

porcentaje se utilizan para calcular la producción de CO2 y CH4 y la disminución de O2

durante dicho intervalo. Para realizar este cálculo, el respirómetro mide al inicio de cada

experimento el volumen exacto de cada cámara de medición (measurement chamber).

Los volúmenes de gases calculados son automáticamente normalizados a condiciones

estándar (STP) de presión (760mmHg) y temperatura (0ºC), ya que el equipo cuenta con

un sensor de presión integrado y una sonda de temperatura (PT-100). Centrándonos en

los ensayos de codigestión, el respirómetro nos permite la monitorización de hasta 20

reactores simultáneamente, por lo que durante un mismo ensayo podemos realizar un

amplio barrido de diferentes mezclas de sustratos.

Debido a que el respirómetro fue diseñado originalmente para la realización de

ensayos aerobios, para su empleo en ensayos anaerobios deben realizarse una serie de

modificaciones en el equipo, necesarias para evitar que las muestras bajo estudio entren

en contacto con la atmósfera. Una de estas modificaciones es la adición de las llamadas

“cámaras de medición” (measurement chambers) donde se acumula el biogás producido


77

en cada reactor anaerobio (test chamber). Entre el reactor anaerobio y la cámara de

medición se instala una válvula de un solo sentido (check valve). Esta válvula permite

que el biogás fluya desde el reactor anaerobio hasta la cámara de medición, pero impide

la circulación a la inversa. Esta válvula evita posibles entradas de aire al interior del

reactor anaerobio, ya que entre la medición de cada cámara se realiza una purga de

sensores con aire y una pequeña parte de este aire acaba en el interior de las cámaras de

medición.

El respirómetro está compuesto por los siguientes elementos (se citarán en el orden

del recorrido que realiza el biogás para ser analizado):

- Reactores anaerobios (test chambers) (1): el respirómetro permite trabajar con

hasta 20 reactores anaerobios simultáneamente. En esta tesis doctoral, todos los

ensayos de biodegradabilidad se realizaron con reactores anaerobios de vidrio de

1L de capacidad, cuyo volumen de trabajo osciló entre 600mL y 800mL

dependiendo del ensayo realizado. Los reactores fueron completamente sellados

para evitar la entrada de aire atmosférico. Durante la experimentación se

sumergían en agua a 37ºC de temperatura para mantener el régimen mesófilo.

- Válvula de un solo sentido (check valve) (2): permite que el biogás generado en

los reactores anaerobios circule hacia las cámaras de medición pero no a la

inversa. A su vez evita que el aire que entra en las cámaras de medición, debido a

la purga de sensores, entre en contacto con la biomasa microbiana del reactor

anaerobio.

- Cámaras de medición (measurement chamber) (3): las cámaras de medición son

botellas de vidrio completamente selladas que están conectadas al reactor

anaerobio (mediante la cámara de un solo sentido) y a la unidad de expansión.

Existirán tantas cámaras de medición como reactores anaerobios, ya que en cada

una de ellas se acumulará el biogás generado en cada uno de los reactores

anaerobios estudiados. Estas cámaras se encuentran a temperatura ambiente.

- Unidad de expansión (expansion unit) (4): una unidad de expansión permite que

se trabaje con hasta 10 reactores simultáneamente. La unidad de expansión es un

dispositivo que contiene 10 canales diferentes, con sus respectivas

electroválvulas, que controlan la apertura de uno u otro canal en el momento del

análisis de la composición del biogás. En este caso, en algunas fases del trabajo

experimental se llegó a contar con dos cámaras de expansión, lo que permitía

realizar ensayos con hasta 20 reactores anaerobios simultáneamente. Las

Capítulo 3

78

unidades de expansión se encuentran conectadas con las cámaras de medición y

con la cámara de bombas.

- Cámara de bombas (system sample pump) (5): la cámara de bombas, como su

propio nombre indica, contiene las bombas que son capaces de bombear el gas a

analizar así como el gas de purga de los sensores. A su vez contiene la cámara de

referencia, sensor de presión, conexión con la sonda de temperatura y otros

componentes básicos para el correcto funcionamiento del equipo y cálculos a

realizar. Se podría decir que es el “cerebro” del equipo y es a partir del que se

trasmite toda la información al ordenador para visualizar y descargar los datos

obtenidos.

- Sensores de gas: el equipo cuenta con varios sensores, que se describen a

continuación.

a. Sensor paramagnético de oxígeno (6): su rango se encuentra entre 0 y

21%.

b. Sensor infrarrojo de metano (7): se trata de un sensor de un solo haz no

dispersivo de rango 0-100%.

c. Sensor infrarrojo de dióxido de carbono (8): como el de metano, se trata

de un sensor infrarrojo de un solo haz no dispersivo de rango 0-100%.

Las especificaciones técnicas de los sensores se pueden consultar en la Tabla 3.6:

Tabla 3.6. Especificaciones técnicas de los sensores

Sensor Condición Repetitividad Precisión

CO2 / CH4 En cero +/- 0,3% +/- 2% en todo el rango En medida +/- 1,5% +/- 2% en todo el rango

O2 En todo el rango ±0,01% ±0,1%

Un esquema del respirómetro y sus componentes se puede observar en la Figura

3.11. Las líneas correspondientes a las conexiones entre las diferentes partes del sistema

se corresponden con tuberías de 1/4´´. Además, tras cada cámara de medida y antes de

la cámara de expansión, se colocan unos pequeños filtros cuya finalidad es impedir que

partículas finas, que puedan encontrarse en el interior de las cámaras de medida, entren

y dañen al equipo cuando éste analice la composición del biogás generado.


79

Figura 3.11. Esquema del respirómetro

3.2.1.2. Montaje experimental

El respirómetro es el eje central de los ensayos de biodegradabilidad realizados

durante la fase experimental de esta tesis doctoral. Sin embargo, además del

respirómetro, cada ensayo de biodegradabilidad anaerobia precisa de varios equipos

más para que las condiciones de operación se encuentren totalmente controladas y el

ensayo transcurra sin ningún tipo de problema. Estos equipos son los siguientes:

- Baño termostático (9): se utiliza un baño termostático para mantener la

temperatura de los reactores anaerobios constante a 37ºC.

- Agitador magnético (10): bajo el baño termostático se encuentra el agitador

magnético que permite una agitación constante del contenido de los reactores

anaerobios.

- Ordenador: el respirómetro precisa de un software para su funcionamiento, por

lo que un ordenador debe estar continuamente encendido, conectado al equipo y

con el software en marcha. En el software el usuario determinará todos los

parámetros de medida del experimento.

- Sistema de alimentación ininterrumpida (SAI): un fallo en el suministro de

electricidad debido a cualquier tipo de problema en la red generaría que el

ordenador se apagara y por tanto el ensayo se interrumpiera. Para evitar este

hecho, lo que supondría un auténtico desastre teniendo en cuenta el trabajo que

conlleva la puesta en marcha de cada uno de los ensayos de biodegradabilidad,

ciertos componentes del respirómetro y el ordenador se encuentran

permanentemente conectados a la red por medio de un sistema de alimentación

Cámara debombas

Sensor O2

Sensor CO2

Sensor CH4

Unidad de expansión

Filtro

Reactor anaerobio

Puertos deentrada/salida degases

Cámara demedición

Capítulo 3

80

ininterrumpida, que cuenta con baterías de capacidad suficiente para alimentar

los equipos durante varias horas.

1. Reactores anaerobios; 2. Válvula de un solo sentido; 3. Cámaras de acumulación de biogás; 4. Unidad de expansión; 5. Cámara de bombas; 6. Sensor de O2; 7. Sensor de CH4; 8. Sensor de CO2; 9. Baño termostático; 10. Agitador magnético.

Figura 3.12. Montaje experimental del respirómetro con 10 reactores anaerobios

Una vez todos los componentes del respirómetro así como los componentes

adicionales se encuentran instalados, el montaje experimental queda finalizado (ver

Figura 3.12. Los números de la figura se corresponden con los números que aparecen en

los listados anteriores).

3.2.1.3. Procedimiento experimental

En esta sección se detallará el procedimiento experimental empleado en el ensayo de

biodegradabilidad.

El ensayo comienza con la selección de sustratos a estudiar. Dado que se realizaron

ensayos de codigestión, cuyo principal objetivo, como se ha explicado anteriormente en

la sección 2.1. La digestión anaerobia, era aprovechar las sinergias que existen entre

dos o más sustratos para favorecer el desarrollo del proceso de digestión, se

seleccionaron sustratos complementarios en cuanto al contenido en nutrientes. Dado que

el principal sustrato de estudio en esta tesis son las microalgas, que poseen un elevado

contenido en nitrógeno, como cosustratos se emplearon materiales que presentan un

elevado contenido en carbono. Por un lado se dispuso de un cultivo energético (la

chumbera), por otro lado un residuo industrial (lodos de papelera) y finalmente, de un

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10


81

subproducto de la producción de biodiesel (el glicerol residual). El objetivo de estos tres

cosustratos fue equilibrar la relación C/N de la materia prima que se introdujo al

digestor.

El primer paso de todos los ensayos de biodegradabilidad fue la caracterización,

mediante análisis elemental, de los diferentes cosustratos. Una vez se conoce la

composición elemental de cada cosustrato, se determinó la proporción (en base a SV) de

cada uno de ellos en las mezclas a estudiar, obteniendo mezclas con una relación C/N

determinada. Para esto, fue necesario caracterizar los sustratos también en base a su

contenido en sólidos volátiles (SV). A su vez, se realizó la caracterización en sólidos

totales (ST), nitrógeno total Kjeldahl (NTK), demanda química de oxígeno total y

soluble (DQOt y DQOs) y, en algunos casos, nitrógeno amoniacal (NH4+).

Posteriormente, se procedió a la homogeneización de los sustratos por separado,

reduciendo su tamaño de partícula en caso de que se encuentren en estado sólido y con

un bajo contenido de humedad (como fue el caso de los lodos de papelera y la biomasa

de microalgas liofilizada) o triturándolos para producir una pasta homogénea, como en

el caso de los cladodios de chumbera y el glicerol residual.

Antes de cada ensayo el inóculo se mantuvo en predigestión durante 5-7 días para

reducir la producción endógena de biogás. Cuando ésta finalizó, se realizó el análisis de

ST y SV sobre el inóculo para, de acuerdo a las indicaciones de la norma VDI 4630

calcular la proporción de inóculo y sustrato/s a emplear en cada ensayo. Sobre el

inóculo también se realizaron análisis de NTK, NH4+, DQOt, DQOs, alcalinidad, ácidos

volátiles (AV) y pH. Una vez se determinó las cantidades de inóculo y sustrato a

emplear en cada ensayo, éstas se introdujeron en el reactor anaerobio junto con un

agitador magnético. Los ensayos de biodegradabilidad han de realizarse como mínimo

por duplicado según la norma VDI 4630, aunque preferentemente se deben hacer por

triplicado. En el caso de los ensayos de biodegradabilidad nº1 y nº2 los ensayos se

realizaron por duplicado, ya que en el momento de su realización el respirómetro

MicroOxymax contaba únicamente con una cámara de expansión, es decir, sólo se

podían conectar 10 reactores anaerobios. En el caso de los ensayos de biodegradabilidad

nº3 y nº4 los ensayos se realizaron por triplicado, ya que en el momento de su

realización se contaba con dos cámaras de expansión, lo que daba la posibilidad de

conectar al respirómetro hasta 20 reactores anaerobios.

Tras introducir sustrato/s, inóculo y agitador magnético en el interior del digestor, se

purgó el espacio de cabecera de cada reactor con gas N2, los reactores se sellaron, se

Capítulo 3

82

introdujeron en el baño termostático a 37ºC y se conectaron al resto del respirómetro.

Los sensores de gas del respirómetro se calibraron antes del comienzo de cada ensayo.

En este momento, cuando el respirómetro se encontraba calibrado y los reactores

contenían las mezclas finales, se pudo dar comienzo a cada ensayo de

biodegradabilidad. Cada ensayo transcurrió durante 30-40 días, dependiendo de la

producción de biogás (se consideró finalizado cuando la producción de biogás diaria era

menor del 1% de la producción total acumulada). Durante estos 30-40 días, los reactores

anaerobios se mantuvieron siempre a temperatura constante en el rango mesófilo (37ºC)

y sin ser abiertos en ningún caso para mantener las condiciones anaerobias. Cuando el

ensayo finalizó, se realizaron los análisis finales sobre el contenido de los reactores.

3.2.1.3.1. Parámetros de control

Los parámetros de control son análisis físicos y químicos que se realizan al inicio y

al final de cada ensayo de biodegradabilidad. Estos análisis se llevan a cabo para poder

evaluar el transcurso del proceso de digestión, ya que dan información sobre la cantidad

de materia orgánica degradada o la existencia de compuestos inhibitorios, entre otros.

Dentro de los parámetros de control se incluyeron:

- Sólidos totales y volátiles (ST, SV)

- DQO total y soluble (DQOt, DQOs)

- Nitrógeno total Kjeldahl (NTK)

- Nitrógeno amoniacal (NH4+)

- Alcalinidad parcial, total e intermedia (AP, AT, AI)

- Ácidos volátiles (AV)

- pH

Los análisis fueron realizados por triplicado para cada reactor.

Los resultados en relación a la degradación de materia orgánica se calcularon de

acuerdo a la siguiente ecuación:

Porcentaje de eliminación ST/SV/DQO (%) = (A-B) / (C-D)

Siendo:

A= DQO/ST/SV consumido total en el ensayo con sustrato = (DQO/ST/SVINICIAL-

ENSAYO-DQO/ST/SVFINAL-ENSAYO) • VOLUMENENSAYO

B=DQO/ST/SV consumida debida al inóculo = (DQO/ST/SVINICIAL-BLANCO-

DQO/ST/SVFINAL-BLANCO) • VOLUMENINÓCULO EN EL ENSAYO


83

C=DQO/ST/SV inicial total aportada en el ensayo con residuo = DQOINICIAL-ENSAYO•

VOLUMENENSAYO

D= DQO inicial aportada por el inóculo= DQOINICIAL-BLANCO • VOLUMENINÓCULO EN

EL ENSAYO

Además de estos análisis, la producción y composición del biogás a lo largo del

ensayo también da información muy valiosa para evaluar el proceso de digestión.

3.2.1.4. Diseño experimental

Se dividirá esta sección en diferentes apartados para poder describir mejor las

especificidades de cada uno de los ensayos realizados.

El diseño de los experimentos se basó siempre en la aplicación de la codigestión con

el objetivo de reducir la toxicidad por amonio que puede causar el elevado contenido en

nitrógeno de las microalgas, por lo tanto, el principal objetivo en la definición de las

mezclas fue ajustar la relación C/N de cada una de ellas hasta valores óptimos para la

digestión anaerobia. Como cosustratos se han empleado diferentes tipos de biomasa,

todas ellas con un elevado contenido en carbono: cultivo energético (cladodios de

chumbera), residuos (lodos de papelera) y por último subproducto de la producción de

biodiésel (glicerol residual).

3.2.1.4.1. Ensayo de biodegradabilidad nº1: microalga Scenedesmus y chumbera

En este ensayo se empleó biomasa liofilizada de microalga Scenedesmus junto con

cladodios jóvenes de chumbera (Opuntia maxima). La composición de cada mezcla se

puede consultar en la Tabla 3.7, donde la proporción de cada sustrato se expresa en

relación al porcentaje que representa respecto al total de SV de la mezcla. Como se

puede observar, la relación C/N de cada uno de los sustratos aumenta a medida que

aumenta la proporción de chumbera en la mezcla. Con el fin de poder evaluar posibles

efectos sinérgicos en la biodegradabilidad y producción de biogás y metano también se

evalúa cada uno de los sustratos por separado. De esta forma, obtendremos también

información sobre la idoneidad de aplicar la digestión anaerobia a estos sustratos por

separado.

La temperatura de digestión fue de 37ºC (rango mesófilo) y la duración en días,

como ya se ha explicado, dependió de la producción de biogás.

Capítulo 3

84

Tabla 3.7. Ensayo de biodegradabilidad con Scenedesmus sp. y chumbera (Opuntia maxima)

Mezcla Scenedesmus sp.

(%SV) Opuntia maxima

(%SV) Relación

C/N Temp.

(ºC) Duración

(días) 1 100 0 6,0 37 40 2 75 25 7,3 37 40 3 50 50 9,7 37 40 4 25 75 15,6 37 40 5 0 100 34,3 37 34

3.2.1.4.2. Ensayo de biodegradabilidad nº2: residuos de microalga SRA y lodos de

papelera

En este ensayo se empleó biomasa de la microalga Scenedesmus, a la cual se le

extrajeron parte de los aminoácidos mediante hidrólisis enzimática, y lodos

provenientes del reciclaje de papel. La composición de cada mezcla se puede consultar

en la Tabla 3.8, donde la proporción de cada sustrato se expresa en relación al

porcentaje que representa respecto al total de SV de la mezcla. Como se puede observar

la relación C/N de las mezclas empleadas aumenta a medida que disminuye el contenido

de SRA.

Como en el ensayo anterior, con el objetivo de evaluar posibles efectos sinérgicos así

como la utilización de los sustratos en monodigestión, se evalúa la biodegradabilidad y

producción potencial de biogás de cada sustrato por separado.

La temperatura de digestión fue de 37ºC (rango mesófilo) y la duración en días

dependió de la producción de biogás.

Tabla 3.8. Ensayo de biodegradabilidad con SRA y lodos de papelera

Mezcla SRA

(%SV) Lodos papelera

(%SV) Relación

C/N Temp.

(ºC) Duración

(días) 1 100 0 7,2 37 38 2 74 26 10,0 37 38 3 49 51 15,0 37 38 4 35 65 20,0 37 38 5 0 100 80,7 37 34

3.2.1.4.3. Ensayo de biodegradabilidad nº3: residuos de microalga SRA y

chumbera

En este ensayo se empleó biomasa de la microalga Scenedesmus, a la cual se le

extrajeron parte de los aminoácidos mediante hidrólisis enzimática, y cladodios de

chumbera. Al observarse en los ensayos anteriores que ambos sustratos tenían un


85

comportamiento muy bueno durante el proceso de digestión, se decidió evaluar la

codigestión de ambos. La composición de cada mezcla se puede consultar en la Tabla

3.9, donde la proporción de cada sustrato se expresa en relación al porcentaje que

representa respecto al total de SV de la mezcla. Como se puede observar, la relación

C/N de las mezclas empleadas aumenta a medida que disminuye en proporción el

contenido de biomasa residual de microalgas.



Tabla 3.9. Ensayo de biodegradabilidad con SRA y chumbera

Mezcla SRA

(%SV) Chumbera

(%SV) Relación

C/N Temp.

(ºC) Duración

(días) 1 100 0 7,2 37 38 2 60 40 10,0 37 33 3 30 70 15,0 37 33 4 16 84 20,1 37 33 5 10 90 23,7 37 33 6 0 100 34,3 37 34

3.2.1.4.4. Ensayo de biodegradabilidad nº4: residuos de microalga SRL y glicerol

residual

En este ensayo se empleó biomasa de la microalga Scenedesmus a la cual se le

extrajeron parte de los lípidos utilizando hexano como extractante, y glicerol residual,

obtenido como subproducto de la producción de biodiesel a partir de aceites de cocina

usados.

La composición de cada mezcla se puede consultar en la Tabla 3.10, donde la

proporción de cada sustrato se expresa en relación al porcentaje que representa respecto

al total de SV de la mezcla. Como se puede observar, la relación C/N de las mezclas

empleadas aumenta a medida que disminuye el contenido de biomasa residual de

microalgas. En este caso, se añadió glicerol residual sin sobrepasar un cierto porcentaje

ya que aunque en pequeñas concentraciones puede actuar como estimulante de la

producción de biogás, en elevadas concentraciones resulta contraproducente su empleo

en digestión anaerobia, al poderse producir una acelerada acidificación del digestor y un

colapso del proceso de digestión (Ehimen y col., 2011; Astals y col., 2011). Como en

los ensayos anteriores, también se analiza el comportamiento de la biomasa residual de

microalga como monosustrato para digestión anaerobia. La mezcla 2, con un 2,3% en

Capítulo 3

86

SV de glicerol residual, se realizó basándose en el supuesto de utilizar la cantidad

exacta de glicerol residual obtenido durante la transesterificación de los lípidos

extraídos de la microalga, suponiendo un método de extracción y transesterificación

capaz de convertir en biodiésel el contenido total de lípidos. Se supone que la cantidad

de glicerol residual que se obtiene durante el proceso de transesterificación es de

alrededor del 10% del peso de lípidos sometidos a este proceso. La cantidad de glicerol

residual a añadir a la mezcla empleando este supuesto sería:

Contenido en lípidos de la microalga = 16,9% (peso seco)

Contenido en SV biomasa residual = 71,6%

Contenido en SV glicerol residual = 89,6%

g glicerol / g biomasa original seca = 0,169 * 0,10=0,0169g

g glicerol / g biomasa residual seca = 0,169 / (1-0,169)=0,0203g

gSV glicerol / gSV biomasa residual = 0,0203 * (1/0,716) * (0,896/1) = 0,0255 g

%SVglicerol= (0,0255 / (1+0,0255)) * 100 = 2,48%

Las mezclas 3 y 4 fueron preparadas con el objetivo de estudiar el efecto de

relaciones C/N mayores, suponiendo que fuera posible tener mayor disponibilidad de

glicerol residual dado la saturación del mercado actual.



Tabla 3.10. Ensayo de biodegradabilidad con SRLy glicerol residual

Mezcla SRL

(%SV) Glicerol res.

(%SV) Relación

C/N Temp.

(ºC) Duración

(días) 1 100 0 6,1 37 41 2 97,7 2,3 6,2 37 41 3 88,9 11,1 6,8 37 41 4 80,1 19,9 7,5 37 41


87

3.2.2. Ensayos en semicontinuo

Los ensayos en semicontinuo se realizan con el objetivo de optimizar el proceso de

digestión de un sustrato o mezcla de sustratos, determinando la carga orgánica y el TRH

óptimos que se utilizarían en una planta de biogás a escala industrial funcionando con el

mismo material de alimentación. A su vez, mediante la realización de este tipo de

ensayos se es capaz de determinar si existen procesos de toxicidad o inhibición, además,

se puede evaluar las características del digerido obtenido con vistas a su utilización

como fertilizante orgánico.

Los ensayos en semicontinuo se realizaron acorde a las indicaciones propuestas por

la norma alemana VDI 4630. En el caso de los ensayos en semicontinuo la norma

expone unas orientaciones básicas a seguir en este tipo de procesos. Algunas de estas

indicaciones y consideraciones se detallan a continuación:

- Para evaluar el comportamiento del proceso durante la degradación es necesario

realizar el ensayo con diferentes velocidades de carga orgánica (VCO) o con

diferentes tiempos de retención hidráulicos (TRH).

- Los digestores se inoculan normalmente con biomasa microbiana adaptada al

sustrato a emplear. En los ensayos realizados durante esta tesis doctoral, los

inóculos utilizados fueron diferentes según el ensayo a realizar. Sin embargo,

todos tenían el mismo origen inicial, lodo anaerobio procedente del tratamiento

de lodos primarios de EDAR. Dependiendo del ensayo realizado con

anterioridad, el inóculo utilizado estaba o no adaptado a la biomasa a degradar.

- Las VCO se implementan de menor a mayor.

- Las VCO se pueden aumentar en la mayoría de los casos cada 14 días, aunque lo

normal es hacerlo cuando la producción diaria de metano y la composición del

biogás se estabilizan durante varios días seguidos.

- El ensayo se mantiene activo hasta que el aumento en la producción de biogás

deja de ser lineal respecto a la VCO, lo que indica que la cantidad de materia

orgánica introducida en el sistema es mayor a su capacidad de degradación. Por

tanto, llegados a este punto el sistema se encuentra sobrecargado y el colapso es

inminente.

Los ensayos en semicontinuo se realizan de acuerdo a las indicaciones aquí descritas.

Las experimentaciones se llevan a cabo en reactores CSTR. Los equipos y el montaje

Capítulo 3

88

experimental de éstos se describen en las secciones siguientes. En la sección final se

describen los diseños experimentales de cada ensayo.

3.2.2.1. Equipo utilizado

El equipo utilizado durante los ensayos estaba compuesto por los siguientes

elementos:

- Como elemento más importante, se encuentran los digestores anaerobios (1). Se

trabajó con tres digestores anaerobios CSTR de 3L de volumen de trabajo

instalados sobre una estructura de acero inoxidable. Los digestores están hechos

de un cuerpo y una tapa de vidrio. El cuerpo consta de una doble pared, que

permite la circulación de agua por el exterior para mantener el contenido de los

reactores a temperatura constante. El cuerpo consta de dos salidas en la parte

inferior, para la toma de muestras o para el purgado del contenido del digestor.

La tapa consta de varios orificios con diferentes finalidades: entrada de material

al digestor, salida del material, instalación de sonda de pH, de sonda de

temperatura, salida del biogás generado y cierre de agitación. La Figura 3.13

muestra una imagen del digestor instalado sobre la estructura de acero

inoxidable.

Figura 3.13. Digestor anaerobio CSTR utilizado en los ensayos en continuo

- El segundo elemento más importante es el analizador de biogás (2). Se trata de

un analizador de gases Awite® serie 6 gas analyzer (Awite Bioenergie GmbH,

Langenbach, Alemania) compuesto de varios sensores, electroválvulas y

componentes electrónicos que permite la monitorización automática de la

composición del biogás. Consta de los siguientes sensores:


89

a. Sensor de oxígeno (O2): el rango de medida de este sensor

electroquímico es de 0-25%. El biogás no contiene entre sus componentes O2,

por tanto, este sensor no dará información sobre su composición. Sin embargo,

es muy útil a la hora de detectar entradas de aire atmosférico al interior del

digestor por lo que, como mecanismo de control, su función es insustituible.

b. Sensor de dióxido de carbono (CO2): el rango de medida de este sensor

es de 0-100%. Se trata de un sensor infrarrojo de dos haces, con compensación

de temperatura y presión.

c. Sensor de metano (CH4): el rango de medida de este sensor es de 0-

100%. Se trata de un sensor infrarrojo de dos haces, con compensación de

temperatura y presión.

d. Sensor de sulfuro de hidrógeno (SH2): sensor electroquímico de rango de

medida 0-5.000ppm.

e. Sensor de hidrógeno (H2): se trata de un sensor electroquímico de rango

de medida 0-5.000ppm.

Las especificaciones técnicas de los sensores se encuentran en la Tabla 3.11:

Tabla 3.11. Especificaciones técnicas de los sensores de gas del Awite® serie 6 gas analyzer

Sensor Tipo Tiempo de reacción

Precisión Deriva

O2 Electroquímico =15 seg +/- 2% v.f. t.r. +/-5% v.f. año-1 CO2 Infrarrojo 10 seg +/- 2% v.f. t.r. +/-2% v.f. año-1 CH4 Infrarrojo 10 seg +/- 2% v.f. t.r. +/-2% v.f.año-1 H2 Electroquímico =30 seg +/- 3% v.f. t.r. +/-2% v.f. mes-1 SH2 Electroquímico =35 seg +/- 3% v.f. t.r. +/-2% v.f. mes-1

*v.f.=del valor final; t.r.= en todo el rango

La calibración de estos sensores es muy importante con el objetivo de disminuir la

deriva que se produce a lo largo del tiempo. Cada vez que se va a iniciar un ensayo se

realiza la calibración de todos los sensores.

- Con el objetivo de medir el volumen de biogás producido se encuentran

instalados los contadores de gas (3) Milligascounters® (Dr. Ing. Ritter

Apparatebau GMBH & Co. KG; Bochum, Alemania). Estos contadores miden el

volumen de biogás producido en continuo mediante desplazamiento de volumen.

Se encuentran conectados al analizador de gases al que se transmite la

información relativa al volumen de gas producido. La transmisión de esta

Capítulo 3

90

información es muy importante, ya que cada vez que se acumulan 5L de biogás el

analizador de biogás procederá a su análisis automático.

- Bolsas Tedlar (4): son bolsas de 5L de capacidad, cuyo objetivo es almacenar el

biogás necesario para que el analizador de biogás pueda medir su composición.

- El material a degradar y el digerido son alimentados y retirados del digestor,

respectivamente, mediante bombas peristálticas (5). Dichas bombas se

encuentran instaladas sobre la estructura de acero inoxidable y permiten la

automatización completa del ensayo, ya que en caso contrario sería necesario la

alimentación manual diaria de sustrato y la retirada manual diaria de digerido.

Aunque las bombas peristálticas son muy útiles y de fácil calibración, algunos

materiales de los utilizados en esta tesis requirieron de alimentación manual

diaria durante todo el ensayo debido a sus características, como es el caso de las

mezclas que contenían cladodios de chumbera.

- Uno de los requisitos más importantes de la flora microbiana responsable de la

digestión anaerobia es el mantenimiento de una temperatura constante en el

interior del digestor. Para ello, se instalaron tres baños termostáticos (6) (uno

para cada digestor) capaces de controlar la temperatura del interior de los

reactores mediante sondas de temperatura externas sumergidas en el contenido

del digestor. De esta forma, la temperatura de cada digestor no es controlada

mediante la temperatura del agua que circula a través de la camisa que lo

envuelve, sino a través de la temperatura real del sustrato en digestión.

- Durante la degradación anaerobia es necesario mantener una agitación constante

del contenido del digestor, con el fin de asegurar un buen contacto entre la

biomasa microbiana y el sustrato a digerir y evitar sedimentaciones y pérdidas de

volumen de trabajo del digestor. Con este fin, cada digestor cuenta con un

agitador de eje vertical (7), que permite una agitación lenta y constante de su

contenido.

- En los ensayos en los que era posible el bombeo automático del sustrato de

alimentación mediante las bombas peristálticas, se procedió a la instalación de

botellas (8) cuya función era la de actuar como tanque de acumulación de

sustrato para que la alimentación de éste se produjera automáticamente durante

varios días. Dichas botellas contaban con un sistema de motores de agitación de

eje vertical que se activaba durante varias horas al día y antes de la alimentación

automática de sustrato con el objetivo de homogeneizarlo.


91

3.2.2.2. Montaje experimental

El montaje experimental consiste en el acoplamiento de todos los elementos descritos

en la sección anterior. En la Figura 3.14 se pueden observar los equipos descritos

previamente, cada equipo está numerado según los números dados en esa descripción. A

su vez, en la Figura 3.15 se puede observar un esquema representativo de uno de los

digestores anaerobios donde se distingue claramente cada uno de los componentes del

montaje experimental.

1. Reactor anaerobio; 2. Analizador de gases; 3. Contador de gas; 4. Bolsas Tedlar; 5. Bomba peristáltica

de alimentación; 6. Baño termostático; 7. Motor de agitación; 8. Botella de reserva de sustrato

Figura 3.14. Montaje experimental en los ensayos en semicontinuo

1

2

3

4

5

6

7

8

Capítulo 3

92

Figura 3.15. Esquema de uno de los digestores utilizado en los ensayos

3.2.2.3. Procedimiento experimental

En esta sección se detallará el procedimiento experimental de los ensayos realizados

en modo semicontinuo. En primer lugar se caracterizó la biomasa que se empleó.

Aunque en los ensayos en modo semicontinuo se utilizó material de alimentación ya

empleado en los ensayos de biodegradabilidad, las características de éstos eran

diferentes. Por ejemplo, la humedad de los cladodios de chumbera varía según la época

de año, la planta seleccionada, la edad de los cladodios y, una vez cosechados, del

tiempo de almacenamiento. La biomasa residual de microalga utilizada en los ensayos

de biodegradabilidad fue biomasa liofilizada, ya que de esta forma se facilitaba su

transporte y almacenaje. Sin embargo, una vez se querían representar las condiciones

reales en la planta de digestión anaerobia a escala de laboratorio, la biomasa residual

SRA fue recibida tras sufrir únicamente un proceso de centrifugación, sin liofilización

(como se ha comentado anteriormente), por lo que su contenido en humedad era

diferente. También hay que tener en cuenta que la biomasa SRA, aunque de un mismo

origen y sometida al mismo proceso, fue producida en distintos lotes, por lo que los

distintos lotes recibidos presentaron características diferentes. Por todas estas razones,

se hizo necesaria una caracterización completa de la biomasa a emplear en los ensayos

Baño termostático

Purga y toma demuestras

Motor deagitación

Contador de gas

Bolsa Tedlar

AlimentaciónDescarga

Agitador

Al analizador de gases

Sonda de temperatura

sonda pH


93

en semicontinuo. Tras esta caracterización inicial, y en caso de ser necesario, se diluyó

con agua la biomasa a emplear hasta las concentraciones deseadas para el ensayo,

homogeneizando convenientemente el sustrato obtenido.

Una vez caracterizada la biomasa fue necesario caracterizar el inóculo antes de

comenzar la experimentación. Como se ha comentado, el inóculo utilizado fue diferente

en cada una de las experimentaciones realizadas, ya que aunque el inóculo original en

todos los casos fue lodo anaerobio obtenido del tratamiento de lodo primario de EDAR,

a medida que este inóculo se empleaba en las diferentes experimentaciones fue

evolucionando debido al cambio en el sustrato de alimentación. Hay que tener en cuenta

que no solo evolucionaron sus propiedades físico-químicas, sino también las

poblaciones microbianas que lo componían.

Antes de comenzar cada experimentación se calibraron los sensores que componen el

Awite® serie 6 gas analyzer mediante botellas de gases de concentración determinada y

similar a la del biogás. También fue necesario, en el caso de que se utilizaran, calibrar

las bombas peristálticas de alimentación de sustrato y retirada de material del digestor.

La alimentación de sustrato al digestor al igual que la retirada de material digerido del

interior del mismo se realizó por medio de bombas peristálticas cuando las

características del sustrato a alimentar lo permitieron (caso de la microalga hidrolizada

al ˜10 %ST) o de forma manual (caso de la mezcla de Scenedesmus y chumbera y la

microalga hidrolizada al ˜17 %ST). El caudal de las bombas peristálticas empleadas

varía con el fluido a bombear, ya que el factor de calibración puede cambiar según la

concentración y características de éste, por lo tanto, las bombas fueron calibradas cada

vez que el sustrato de alimentación de los digestores se modificó.

Una vez realizados estos pasos preliminares, se pudo comenzar con el ensayo. Todas

las experimentaciones realizadas durante este trabajo fueron realizadas por triplicado

cuando las condiciones lo permitieron, pero como mínimo siempre se realizaron por

duplicado. Esto permite realizar un análisis estadístico de las diferentes condiciones de

trabajo con los diferentes sustratos.

Como ya fue indicado anteriormente, la experimentación comenzó con VCO bajas

(alrededor de 2 gSV L-1 d-1) que se incrementaron cada vez que la composición y

producción del biogás se estabilizaba, lo que solía producirse cada 2 o 3 semanas. Las

cargas se incrementaban sucesivamente hasta que la productividad de biogás y el

rendimiento del digestor dejaban de aumentar linealmente con el incremento de VCO,

lo cual dependía del sustrato de alimentación, de la concentración del sustrato, etc.

Capítulo 3

94

3.2.2.3.1. Parámetros de control

Los análisis físicos y químicos que se realizaron durante cada ensayo en

semicontinuo sobre el digerido retirado del interior del digestor dan información sobre

el transcurso del proceso de digestión. Estos análisis se llevaron a cabo con el objetivo

de evaluar el proceso de digestión, determinar la VCO y el TRH óptimos y estudiar

posibles procesos de toxicidad o inhibición causados por el sustrato o las condiciones de

operación. En la Tabla 3.12 se indican los análisis realizados durante los ensayos en

semicontinuo, así como su periodicidad:

Tabla 3.12. Análisis y periodicidad de los parámetros de control en los ensayos en semicontinuo

Análisis Periodicidad ST, SV Semanal

DQOt, DQOs Semanal NTK Semanal NH4

+ Semanal AP, AT, AI Semanal

AGV Semanal pH Diaria

Además de estos análisis realizados sobre el digerido, también se monitorizó en

continuo el volumen de biogás producido y se realizó el análisis de su composición

determinando, como se ha comentado con anterioridad, su composición en CH4 (%),

CO2 (%), O2 (%), H2 (ppm) y H2S (ppm).

Adicionalmente, sobre el digerido que se fue extrayendo del digestor durante el

periodo de experimentación, se realizó un análisis de macro y micronutrientes para

evaluar su valor fertilizante.

3.2.2.4. Diseño experimental

Se dividirá esta sección en diferentes apartados para poder describir mejor las

especificidades de cada uno de los ensayos realizados.

El diseño de los experimentos se basó siempre en los resultados obtenidos en los

ensayos de biodegradabilidad realizados previamente. De esta forma, la utilización de

un sustrato o una mezcla de sustratos viene condicionada por su comportamiento

durante los ensayos de biodegradabilidad. Las mezclas o sustratos que hayan presentado

una elevada biodegradabilidad y producción de biogás se digerirán en este tipo de

ensayos. El procedimiento, como ya se ha descrito anteriormente, consiste en mantener

algunos parámetros constantes para estudiar el efecto del aumento de las VCO. En los


95

ensayos realizados, se mantuvo constante la temperatura de trabajo (37ºC, rango

mesófilo) y la concentración de sustrato de alimentación. Esta concentración varió de un

ensayo a otro con el fin de simular diferentes condiciones, como se explicará en detalle

a continuación. Por lo tanto, los únicos parámetros operacionales que cambiaron durante

un mismo ensayo son la VCO, y como consecuencia de la concentración constante, el

TRH. La duración de cada uno de los ensayos dependió del transcurso del proceso de

digestión, la VCO más elevada que admitieron los digestores, y en uno de los casos, la

disponibilidad de biomasa.

3.2.2.4.1. Ensayo en semicontinuo nº1: microalga Scenedesmus sp. y chumbera.

Concentración de sustrato 6 %SV

En este ensayo se empleó la mezcla compuesta por un 25% de Scenedesmus y un

75% de chumbera (en base a SV). La concentración del sustrato de alimentación (6

%SV) se decidió en base a la humedad que puede tener cada sustrato que forma la

mezcla. Por ejemplo, si consideramos que las microalgas se cosechan por floculación

con posterior centrifugación y se combinan con cladodios de chumbera recogidos en

época lluviosa, obtendríamos una mezcla teórica de aproximadamente un 7,5 %ST y un

5,4 %SV, acercándonos mucho a la concentración elegida de 6 %SV. En el caso en que

no exista centrifugación posterior a la floculación y los cladodios de chumbera se

recojan durante una época ni muy lluviosa ni muy seca, la concentración esperada de la

mezcla sería de 9,0 %ST y 6,5 %SV. Todas estas combinaciones se pueden consultar en

el Anexo II, donde aparecen las concentraciones obtenidas a partir de concentraciones

iniciales supuestas de ambos sustratos (dependiendo del método de cosechado para la

microalga y del momento de cosecha de los cladodios de chumbera). Se trata de

resultados muy aproximados pero que sirvieron como base para fijar las

concentraciones de estudio.

Debido a que la biomasa de microalgas se encontraba liofilizada y los cladodios de

chumbera eran cosechados a lo largo del ensayo, fue necesario diluir el sustrato de

alimentación con el objetivo de mantener la concentración constante en todo momento.

Asimismo, una vez se obtuvo la mezcla definitiva para alimentar el digestor, ésta se

conservó en nevera entre 1 y 4ºC. Debido a las características de la chumbera, la

alimentación del digestor se realizó durante todo el ensayo de forma manual.

La Tabla 3.13 muestra el diseño experimental de este ensayo. La duración de cada

una de las VCO dependió de la estabilización del sistema.

Capítulo 3

96

Tabla 3.13. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº1.

SV (%)

T (ºC)

TRH (días)

VCO (gSV L-1 d-1)

Duración (días)

6 37 30 2 16 37 15 4 29 37 10 6 16

3.2.2.4.2. Ensayo en semicontinuo nº2: microalga Scenedesmus sp. y chumbera.

Concentración de sustrato 8 % SV.

En este ensayo se empleó la mezcla compuesta por un 25% de Scenedesmus y un

75% de chumbera (en base a SV). La concentración del sustrato de alimentación (8

%SV) se decidió en base a la concentración de sólidos posible de cada sustrato que

forma la mezcla (ver Anexo II), como ya se ha explicado anteriormente.

Debido a que la biomasa de microalgas se encontraba liofilizada y que los cladodios

de chumbera eran cosechados a lo largo del ensayo según se necesitaban, fue necesario

diluir el sustrato de alimentación con el objetivo de mantener la concentración constante

en todo momento. Asimsmo, una vez se obtuvo la mezcla definitiva para alimentar el

digestor, ésta se conservó en nevera entre 1 y 4ºC. Debido a las características de la

chumbera, la alimentación del digestor se realizó durante todo el ensayo de forma

manual.

La Tabla 3.14 muestra el diseño experimental de este ensayo. La duración de cada

una de las VCO dependió de la estabilización del sistema en cuanto a producción de

biogás se refiere.

Tabla 3.14. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº2.

SV (%)

T (ºC)

TRH (días)

VCO (gSV L-1 d-1)

Duración (días)

8

37 40 2 26 37 20 4 20 37 15 5,33 26 37 12 6,67 10

3.2.2.4.3. Ensayo en semicontinuo nº3: residuos de microalga SRA

En este ensayo se empleó biomasa residual de la microalga Scenedesmus tras sufrir

un proceso de hidrolizado enzimático para la extracción de aminoácidos. Esta biomasa

residual se recibió a una concentración variable de entre 22 y 25 %ST tras sufrir un

proceso de centrifugación, con el objetivo de facilitar su transporte y su conservación.


97

La biomasa recibida fue almacenada siempre en congelador (-40ºC), hasta

aproximadamente una semana antes de su uso en los ensayos. Una vez se procedió a dar

uso a la biomasa, ésta se descongeló y se diluyó hasta una concentración aproximada de

17 %ST, que es la concentración de la biomasa residual cuando finaliza el proceso de

hidrolizado enzimático. De esta forma, se consiguió asemejar el proceso a lo que

ocurriría en una planta real donde se extrajeran aminoácidos a partir de la biomasa de

microalgas mediante hidrólisis enzimática y posteriormente la biomasa residual se

tratara mediante digestión anaerobia. Una vez diluida, la biomasa fue conservada en

nevera entre 1 y 4ºC hasta que era alimentada al digestor.

La Tabla 3.15 muestra el diseño experimental que se siguió durante el ensayo en

semicontinuo realizado con biomasa hidrolizada a una concentración aproximada de 17

%ST.

Tabla 3.15. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº3

ST (%)

SV (%)

T (ºC)

TRH (días)

VCO (gSV L-1 d-1)

Duración (días)

17,6±0,8 13,2±0,6 37 115-120 1,1 25 37 60 2,2 18

3.2.2.4.4. Ensayo en semicontinuo nº4: residuos de microalga SRA diluidos

Como en el anterior ensayo, en éste se empleó biomasa residual de Scenedesmus

obtenida tras la extracción de aminoácidos mediante hidrólisis enzimática. La biomasa

residual se recibió con una concentración de entre 22 y 25 %ST, por lo que fue

necesaria su dilución hasta la concentración deseada en este ensayo (~10 %ST). Aunque

la biomasa residual hidrolizada finaliza el proceso de extracción de aminoácidos a una

concentración de entre 17-18 %ST, antes del proceso de hidrolizado se realiza un

centrifugado de la biomasa, por lo que se genera un excedente de agua que puede ser

utilizada para la dilución de la biomasa residual y así evitar procesos de toxicidad o

inhibición de las bacterias anaerobias gracias a la dilución de los compuestos

inhibitorios.

Como en el caso anterior, la biomasa concentrada al 22-25 %ST se recibió congelada

y se conservó de esta manera, a -40ºC, durante el tiempo que fue necesario hasta,

aproximadamente, una semana antes de su uso. En ese momento, la biomasa se

descongeló, se diluyó hasta la concentración deseada y se almacenó en nevera a entre 1

y 4ºC hasta 3-4 días antes de su uso, cuando se depositó en las botellas que actuaban

Capítulo 3

98

como tanques de alimentación al digestor, quedando durante ese periodo de tiempo a

temperatura ambiente hasta su alimentación al digestor.

El diseño experimental de este ensayo es el que se describe en la Tabla 3.16. En este

caso, el ensayo constó de dos periodos diferenciados en los que se trabajó a las mismas

cargas orgánicas. Entre ambos periodos de operación, se detuvo la alimentación de los

digestores durante 30 días con el fin de comprobar si un periodo de aclimatación de los

microorganismos era beneficioso para el proceso.

Tabla 3.16. Diseño experimental ensayo en semicontinuo nº4

ST (%)

SV (%)

Periodo T

(ºC) TRH (días)

VCO (gSV L-1 d-1)

Duración (días)

10,5±0,9 7,5±0,3 Periodo 1

37 40 1,85±0,05 23 37 20 3,8 18

Periodo 2 37 40 1,85±0,05 35 37 20 3,85±0,15 32

3.2.3. Métodos analíticos

Todos los análisis físicos y químicos realizados durante los diferentes ensayos han

seguido procedimientos debidamente referenciados. Estos procedimientos se detallan a

continuación con sus correspondientes referencias. En caso de querer ser consultados al

detalle, en las referencias se encuentran los procedimientos descritos paso a paso tal y

cómo se han realizado durante este trabajo. De igual forma, los análisis de cada muestra

se han realizado por triplicado en la mayoría de los casos, reduciendo a un duplicado

cuando el método estaba suficientemente controlado como para que el error de la

medida fuera mínimo.

3.2.3.1. Sólidos totales y sólidos volátiles (ST, SV)

Los sólidos totales y volátiles fueron analizados mediante secado de la muestra a

105ºC (ST) durante 24 h y posterior calcinación en mufla a 550ºC durante una hora

(SV), siguiendo el método propuesto por la APHA (1992).

3.2.3.2. Demanda química de oxígeno total y soluble (DQOt, DQOs)

La DQOt y la DQOs son una medida del contenido de materia orgánica de la muestra.

La DQOt se analiza sobre la muestra sin pretratar, que incluye sólidos, mientras que la

DQOs se refiere únicamente a la parte soluble de la muestra. Para separarla se realiza


99

una centrifugación de la muestra durante 5 min a 5000 rpm y el sobrenadante se filtra.

Sobre el filtrado recogido se analiza la DQOs.

La DQO se cuantifica mediante colorimetría, utilizando un fotómetro marca HANNA

instruments (HANNA instruments, Smithfield, RI 02917 EE.UU.) mediante una

adaptación del método 410.4 de la U.S. EPA (United States Environmental Protection

Agency).

Para la determinación de la DQOs de sustratos sólidos, estos son lixiviados durante

dos horas a un ratio sustrato:agua 1:10 y centrifugados a 5100 rpm durante cinco

minutos. Posteriormente el sobrenadante se filtra y sobre el filtrado se mide la DQOs.

3.2.3.3. Alcalinidad parcial, total e intermedia (AP, AT, AI)

La AP y AT se miden sobre el sobrenadante de muestras centrifugadas a 5000 rpm

durante cinco minutos mediante titración con H2SO4 (0,1 N) hasta pH 5,75 y 4,3,

respectivamente; según el método propuesto por Ripley y col. (1986). La AI se calcula

por diferencia entre la AT y la AP, y se considera que es una medida orientativa de la

acumulación de AGV en la muestra.

3.2.3.4. Nitrógeno total Kjeldahl (NTK) y nitrógeno amoniacal (NH4+)

El NTK se analiza por el método Kjeldahl empleando un destilador Büchi Kjelflex

modelo K-360 (BÜCHI Labortechnik AG, 9230 Flawil, Suiza) y un titrador automático

marca Metrohm modelo 848 Titrino plus (Metrohm AG, CH-9100 Herisau, Suiza).

El NH4+ (NTA) se analiza mediante el mismo método que el NTK pero sin la fase de

digestión, destilando directamente la muestra para conocer el contenido de NTA.

3.2.3.5. Ácidos volátiles (AV)

Los AV se analizaron mediante destilación en medio ácido del sobrenadante de la

muestra centrifugada a 5000rpm durante 5min y posterior titración del destilado a pH

8,6. Este método es el sugerido por la propia compañía fabricante BÜCHI (Application

note: Determination of volatile acids in sludge, Büchi Labortechnik AG,2006).

3.2.3.6. pH

El pH se midió utilizando una sonda de pH marca Crison sumergida directamente en

los reactores anaerobios. En caso de analizarse muestras sólidas, éstas fueron diluidas en

una proporción 1:5 (muestra:agua), agitadas durante 2 h y posteriormente el pH fue

medido sobre el coloide resultante tras la decantación de sólidos.

Capítulo 3

100

3.2.3.7. Análisis elemental (C,H,N,S)

El análisis elemental (C,H,N,S) se realizó sobre muestras secas mediante combustión

a 1000ºC y posterior cromatografía utilizando un analizador elemental LECO TruSpec

CHNS (LECO Corporation, St. Joseph, MI 49085, EE.UU.). Estos análisis fueron

realizados por el personal de la Unidad de Espectrometría de Masas y Aplicaciones

Geoquímicas del Centro de Investigaciones Energéticas, Medioambientales y

Tecnológicas.

3.2.3.8. Análisis de micronutrientes

La determinación de K y Na se llevó a cabo midiendo la intensidad de emisión de

estos elementos a 766,4 nm. y 589 nm. Los análisis se llevan a cabo mediante

Espectrometría de Emisión Átomica con Llama (FAES) empleando un equipo Perkin

Elmer, modelo 2280 que se basa en la medida de la intensidad emitida, a una

determinada longitud de onda, por los átomos excitados térmicamente por una llama. La

determinación de los elementos minoritarios y trazas (Al, As, B, Ba, Be, Bi, Ca, Cd, Co,

Cr, Cu, Fe, Mg, Mn, Mo, Ni, P, Pb, Si, Sr, Ti, V y Zn) se llevó a cabo mediante

Espectroscopia de Emisión de Plasma Acoplado por Inducción (ICP-AES), empleando

un equipo VARIAN 735-ES con configuración radial. El mercurio (Hg) fue analizado

empleando un equipo Milestone DMA-80 Direct Mercury Analyzer. Estos análisis

fueron realizados por el personal de la Unidad de Espectrometría de Masas y

Aplicaciones Geoquímicas del Centro de Investigaciones Energéticas,

Medioambientales y Tecnológicas.

3.2.3.9. Estimación de la composición bioquímica

Para determinar la composición bioquímica de los sustratos empleados se utilizó el

método del valor-R, que consiste en la estimación de la composición de cualquier

material vegetal a partir de su composición elemental (C, N, H, O) (Spoehr y Milner,

1949). Este método se basa en el grado de reducción del carbono orgánico. El grado de

reducción del carbono en un compuesto orgánico está relacionado con el porcentaje de

carbono, hidrógeno y oxígeno, mientras que el nitrógeno se considera inerte. El método

de cálculo se encuentra detallado en Spoehr y Milner (1949), por lo que aquí no nos

extenderemos en su descripción. Únicamente se necesita para su cálculo determinar el

porcentaje de carbono, hidrógeno y nitrógeno, mientras que el porcentaje de oxígeno se

calculará asumiendo que entre estos cuatro elementos forman el 100% de la materia

orgánica. Este método no proporciona una composición bioquímica exacta del material


101

vegetal, sin embargo, para el objetivo de este trabajo resulta suficiente. Además, ha sido

empleado previamente en varios estudios para la estimación de la composición

bioquímica de microalgas con resultados satisfactorios (Spoehr y Milner, 1949; Ehimen

y col., 2009).

3.2.3.10. Cálculo del contenido energético

El cálculo del contenido energético de la biomasa es realizado en la sección 4.6.

Beneficios de la digestión anaerobia en una biorrefinería de microalgas en base al

contenido energético del metano que podría producirse, teóricamente, a partir de ella, de

acuerdo a la ecuación propuesta por Deublein y Steinhauser (2008):

Ca Hb Oc Nd Se + y H2O x CH4 + d NH3 + e H2S + (a-x) CO2

Donde:

x= (4a+b-2c-3d-2e) / 8

y= (4a-b-2c+3d+2e) / 4

3.2.4. Análisis estadístico

Los resultados obtenidos durante las experimentaciones realizadas a lo largo de esta

investigación fueron analizados estadísticamente siempre que fue posible. Para facilitar

la descripción de los diferentes análisis estadísticos realizados se procede a diferenciar

entre los análisis aplicados a los ensayos de biodegradabilidad y los aplicados a los

ensayos en semicontinuo. En todos los casos el software empleado fue SPSS v11.5.

3.2.4.1. Análisis de resultados de ensayos de biodegradabilidad

3.2.4.1.1. Comparación de medias muestrales

En los ensayos de biodegradabilidad se debe comparar los resultados obtenidos,

principalmente en cuanto a producción de biogás y metano se refiere, con el objetivo de

determinar qué mezcla en codigestión presentó un mejor comportamiento o si, por el

contrario, fue alguno de los sustratos en monodigestión el de mayor producción de

biogás. Para tratar con medias muestrales un método muy extendido es la realización de

análisis basados en la varianza (ANOVA). Para realizar un análisis ANOVA las

muestras de datos a analizar deben cumplir dos requisitos indispensables:

1. Distribución normal de la población en cada uno de los grupos, analizada

mediante la prueba de Kolmogorov-Smirnov si el número de individuos en la población

Capítulo 3

102

es mayor de 50 (N>50), mientras que se emplea la prueba de Shapiro-Wilk si N=50, en

ambos casos con un nivel de probabilidad del 95% (p<0,05)).

2. Homogeneidad de varianzas entre los diferentes grupos, realizada mediante la

prueba de Levene (p<0,05).

En el caso de los ensayos de biodegradabilidad, los grupos entre los que resulta de

interés determinar si existió igualdad o diferencia de medias fueron las diferentes

mezclas realizadas entre dos sustratos. Por ejemplo, en el ensayo de biodegradabilidad

nº1 (codigestión de Scenedesmus y chumbera) se compararon entre sí las medias de la

mezcla 1 (C/N=6,0), mezcla 2 (C/N=7,3), mezcla 3 (C/N=9,7), mezcla 4 (C/N=15,6) y

mezcla 5 (C/N=34,3). Sin embargo, los ensayos de biodegradabilidad se realizaron por

duplicado o triplicado, por lo que los escasos datos (N=2 ó 3) que forman parte de cada

uno de los grupos a analizar hizo que fuera imposible que existiera una distribución

normal en las diferentes poblaciones. Por lo tanto, la comparación de medias se realizó

basándose en los resultados obtenidos y el criterio propio.

3.2.4.1.2. Análisis de la cinética de la degradación

En los análisis de tipo discontinuo resulta de interés conocer la cinética de la

reacción de degradación. En los ensayos de biodegradabilidad se analizó la cinética del

proceso en discontinuo mediante la aplicación de la siguiente ecuación, que ha sido

empleada con el mismo objetivo en varios estudios anteriores a éste (Borja y col., 1993;

Jiménez y col., 2004; Pagés Díaz y col., 2011):

G=Gm [1-exp (-k0*t)]

En la que G es el volumen de metano acumulado (NmL) después de un tiempo t

(días); Gm es el volumen máximo de metano (NmL) acumulado en un tiempo de

digestión infinito y k0 es la constante de velocidad específica de degradación o tasa

específica de degradación observada para el conjunto del proceso (días-1). Este modelo

define la cinética como de primer orden y describe la producción de metano en un

ensayo en discontinuo como una curva exponencial. El metano es el principal

metabolito producido durante la digestión anaerobia y, por lo tanto, puede ser empleado

para estudiar la cinética del proceso. Este modelo, a pesar de no ser un modelo muy

exacto, da información muy útil sobre la cinética de la degradación de los compuestos

bajo estudio, tales como la velocidad inicial de producción de metano y la producción


103

total de metano, que pueden ser empleados para el diseño del proceso (Pagés Díaz y

col., 2004).

La tasa específica de degradación (k0) fue calculada analíticamente a partir de los

datos experimentales obtenidos en los ensayos, asumiendo que Gm es el volumen

máximo de metano producido al final de cada ensayo. Se utilizó un procedimiento de

regresión lineal por mínimos cuadrados con un intervalo de confianza del 95%

utilizando el software de estadística SPSS v11.5. k0 depende de las condiciones de

operación (temperatura, agitación, la concentración inicial de sustrato) (Pagés Díaz y

col., 2004). En los ensayos batch estas condiciones fueron constantes y, por lo tanto, la

comparación de las constantes de velocidad específicas son útiles para determinar la

influencia de la adición de cosustratos en la cinética del proceso de degradación.

3.2.4.2. Análisis de resultados de ensayos en semicontinuo

3.2.4.2.1. Comparación de medias muestrales

Este análisis nos permitió determinar cuáles fueron las condiciones de operación

óptimas para un determinado sustrato o mezcla de sustratos. Las condiciones de

operación óptimas se determinaron en base al rendimiento de metano (LCH4 ,gSV-1),

rendimiento de biogás (Lbiogás ,gSV-1) y eficiencia del digestor (LCH4 mdigestor-3 d-1), por

lo tanto fueron estos resultados los que se compararon para cada una de las condiciones

de operación (factor de agrupación). Para su análisis se procedió a la realización de

análisis ANOVA o similar (estadístico de Welch). Cuando se cumplían los dos

requisitos indispensables para la realización del análisis ANOVA (distribución normal e

igualdad de varianzas) se realizó dicho análisis seguido de una comparación múltiple a

posteriori o comparación post-hoc siguiendo el método HSD de Tukey con un nivel de

probabilidad del 95% (p<0,05). En el caso de los ensayos en semicontinuo, las

poblaciones siempre presentaron una distribución normal, mientras que la condición de

igualdad de varianzas no se daba en todos los parámetros analizados. En el caso en que

no existiera homogeneidad de varianza se empleó el estadístico de Welch seguido de

una comparación múltiple a posteriori Games-Howell con un nivel de probabilidad del

95% (p<0,05). En los casos en los que únicamente se compararon dos condiciones de

operación, no fue necesaria la realización de comparaciones post-hoc, ya que el mismo

análisis ANOVA o de Welch nos indicó si existieron diferencias significativas entre

ambas condiciones. Para determinar la distribución normal de las poblaciones se realizó

la prueba de Kolmogorov-Smirnov si el número de individuos en la población fue

Capítulo 3

104

mayor de 50 (N>50) mientras que se empleó la prueba de Shapiro-Wilk si N=50, en

ambos casos con un nivel de probabilidad del 95% (p<0,05). La determinación de

homogeneidad de varianzas se realizó empleando la prueba de Levene (p<0,05).

Los resultados de las pruebas de normalidad y homogeneidad de varianzas se

muestran en el Anexo III. Las condiciones de evaluación para los diferentes ensayos se

muestran en la Tabla 3.17.

Tabla 3.17. Condiciones de evaluación para cada ensayo en semicontinuo.

Ensayo Parámetros Condiciones de operación C1 C2 C3 C4

Nº1 SB+OM

VCO 2 4 6 - TRH 30 15 10 -

Conc. sustrato (%SV) 6,0 - Observaciones (N) 41 66 23 -

Nº2 SB+OM

VCO 2 4 5,33 6,67 TRH 40 20 15 12

Conc. sustrato (%SV) 8,0 Observaciones (N) 50 52 48 23

Nº3 SRA

VCO 1.1 2.2 - - TRH 115,6 60 - -

Conc. sustrato (%SV) 13,2±0,6 - - Observaciones (N) 50 52 - -

Nº4-Periodo 1 SRA

VCO 1.85 3.8 - - TRH 40 20 - -

Conc. sustrato (%SV) 7,5±0,3 - - Observaciones (N) 36 14 - -

Nº4-Periodo 2 SRA

VCO 1.85 3.85 - - TRH 40 20 - -

Conc. sustrato (%SV) 7,5±0,3 - - Observaciones (n) 22 36 - -

3.2.4.2.2. Estudio de correlaciones

En los ensayos en continuo también es de interés el análisis de correlaciones entre los

diferentes parámetros de control analizados durante cada ensayo. El análisis de

correlaciones puede dar información importante sobre los procesos que ocurren durante

la digestión en modo semicontinuo, como pueden ser procesos de toxicidad, inhibición

o sobrecarga de la capacidad de digestión de los microorganismos. Los análisis de

correlación entre parámetros analizados se realizaron empleando el coeficiente de

correlación de Pearson (r). Las correlaciones se consideraron estadísticamente


105

significativas con un nivel de probabilidad del 95% (p<0,05). Los estudios de

correlación fueron realizados individualmente para cada ensayo y periodo dentro de un

mismo ensayo y entre variables que se consideraron de interés para el proceso de


Los parámetros entre los cuales se realizó el análisis de correlaciones se muestran en

la Tabla 3.18. Como puede observarse, en los análisis de correlaciones se incluyeron

parámetros analizados que pueden ser causa (VCO, NH4+, NH3, AV, H2S) o

consecuencia (H2S, AV) de procesos de inhibición, además de otros parámetros

relacionados con la producción de biogás que son los primeros indicadores del

transcurso del proceso (rendimiento de metano, rendimiento de biogás y eficiencia del

digestor).

Tabla 3.18. Parámetros analizados en el estudio de correlaciones para cada ensayo

Parámetros Ensayo

Nº1 SB+OM

Nº2 SB+OM

Nº3 SRA

Nº4-P1 SRA

Nº4-P2 SRA

VCO + + + + + Rend. CH4 + + + + +

Rend. biogás + + + + + Ef. digestor + + + + + H2S (ppm) + + + + +

NH4+ + + + + +

NH3 + + + + + AV + + + + +

Capítulo 4

Resultados y discusión


109

4. Resultados y discusión

4.1. Caracterización de sustratos

4.1.1. Microalga Scenedesmus sp.

La descripción de las microalgas del género Scenedesmus fue realizada en la sección

3.1.2. Microalga Scenedesmus sp.. En la Tabla 4.19 se presentan los resultados

obtenidos tras su caracterización físico-química. Como se puede observar, la microalga

Scenedesmus sin haber sufrido ningún tipo de procesamiento previo (a partir de ahora

aparecerá referenciada en tablas y figuras como SB, Scenedesmus biomass) presenta una

baja relación C/N, tan sólo de 5,9, consecuencia de su elevado contenido en nitrógeno

(6,8%). El elevado contenido de nitrógeno es consecuencia de la elevada proporción de

proteínas en la biomasa (42,5% del peso seco de acuerdo a los resultados obtenidos

según el método de estimación del valor-R). La relación C/N de la biomasa se encuentra

por debajo del rango considerado óptimo para la digestión anaerobia (Pagés Díaz y col.,

2011), por lo que es de esperar que se produzcan procesos de inhibición a causa de una

elevada acumulación de amonio, justificando la necesidad de buscar cosustratos que

eleven la relación C/N hasta valores adecuados. El porcentaje de carbohidratos y lípidos

de SB es del 12,3% y el 16,9% del peso seco, respectivamente. El contenido de otros

micronutrientes en la microalga es satisfactorio. No existen indicios de que ninguno de

ellos pueda tener efectos inhibitorios.

Tras el proceso de liofilización, la biomasa se encuentra muy concentrada

(únicamente contiene un 6,4% de agua) en forma de harina, mientras que el contenido

en sólidos volátiles, que representan la materia orgánica, es del 67,1% (en peso fresco).

Presenta una DQOt de 1109,5 gO2 kg-1 (peso fresco) y una DQOs de 100,3 gO2 kg-1

(peso fresco), es decir, muy elevadas a consecuencia de su elevada concentración. Sin

embargo, más que el valor absoluto, es de interés la proporción de materia orgánica

soluble en el sustrato. Únicamente el 9,0% de la DQO se encuentra en forma soluble.

Esto indica que únicamente una pequeña parte de la materia orgánica está en una forma

rápidamente disponible para los microorganismos. Esta baja proporción de materia

orgánica soluble ha sido descrita previamente en otros trabajos en los que se empleó la

microalga Scenedesmus como sustrato para la producción de biogás (González-

Fernández y col., 2013), lo que indica que efectivamente la mayor parte de la materia

Capítulo 4

110

orgánica no se encuentra disponible para la acción bacteriana, sino contenida en el

interior de la célula en forma de macromoléculas. Como consecuencia, es de esperar

una lenta degradación, ya que para tener acceso al contenido intracelular, los

microorganismos deberán degradar en primer lugar la pared celular de la microalga,

compuesta por materiales hemicelulósicos difícilmente biodegradables.

El pH de la biomasa de microalgas sin procesamiento previo es 7,25, adecuado para

la digestión anaerobia.

4.1.2. Residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos

En la Tabla 4.19 se presentan los resultados obtenidos de la caracterización físico-

química de los residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de aminoácidos

(SRA). Se describen por separado los residuos empleados en los ensayos batch (SRA1),

que sufrieron una liofilización antes de ser recibidos en las instalaciones del Ciemat, de

los residuos empleados en los ensayos en semicontinuo (SRA2), que únicamente

sufrieron una centrifugación.

Los residuos generados tras la extracción de aminoácidos y empleados en los

ensayos batch presentan una relación C/N de 7,2, mayor que la de la microalga que no

ha sufrido ningún procesamiento previo. Parte del contenido de nitrógeno fue extraído

en forma de aminoácidos. Sin embargo, la relación C/N aún se encuentra por debajo del

rango óptimo considerado para la digestión anaerobia, entre 10 y 30, según Pagés Díaz

y col. (2011). Por lo tanto, como en el caso anterior, existe la posibilidad de que se

produzca inhibición a causa de acumulación de amonio, justificando la necesidad de

estudiar posibilidades de codigestión que incrementen la relación C/N. El pH de SRA es

6,7, por lo que no se considera que pueda dar problemas durante el proceso de

digestión. El contenido proteico de SRA1, calculado según el método del valor-R es del

31,3%. La fracción proteica, por lo tanto, es menor que en el caso de la biomasa sin

procesar, poniendo de manifiesto la eficiencia del proceso de extracción de

aminoácidos. Hay que tener en cuenta que estos residuos no son generados a partir de la

biomasa sin procesar empleada durante esta tesis (definida como SB), sino que son

generados a partir de lotes diferentes, que aun siendo el mismo género y cultivada de la

misma forma, puede diferir en sus propiedades. La fracción de carbohidratos y lípidos

fue 10,9% y 19,6%, respectivamente. El contenido en calcio y sodio de SRA1 es

elevado y mayor que el de los otros tipos de biomasa de microalgas (13% y 6400 ppm,


111

respectivamente). Sin embargo, la dilución del sustrato con el inóculo en los ensayos

batch hace que la concentración de Ca disminuya hasta el 0,22% y la de Na hasta 110

ppm, según los cálculos realizados. Estas concentraciones son menores que el límite

considerado como inhibitorio por McCarty (1964b). El resto de micronutrientes no

presentan una elevada concentración y posiblemente tengan un efecto positivo en el

proceso de digestión al estimular la actividad bacteriana.

Debido a que los residuos de Scenedesmus que se emplearon en los ensayos batch

fueron liofilizados, el contenido en agua es muy bajo (3,8%), mientras que el contenido

en sólidos volátiles es del 59,4% (peso fresco). La DQOt es 1011,1 gO2 kg-1 (peso

fresco) y la DOQs es 254,5 gO2 kg-1 (peso fresco). La DQOs de SRA1 es 2,5 veces

mayor que la de la biomasa de Scenedesmus sin procesar, en términos absolutos,

mientras que la fracción soluble de la DQO (DQOs/DQOt) aumenta hasta el 25,17%.

Este incremento es atribuido a dos razones. La primera es la ruptura de la pared celular

de la microalga que libera los componentes orgánicos intracelulares previamente

contenidos en el interior de la célula. La segunda razón es el proceso de hidrolizado

enzimático al que se somete la biomasa de Scenedesmus. Este proceso causa el

hidrolizado de las proteínas, parte de las cuales seguramente quedan en la biomasa

residual, mientras que debido a las condiciones básicas que se mantienen durante el

proceso de hidrólisis enzimática, además de a la acción de la enzima Vyscozyme® y a

las temperaturas de 50 y 75ºC, parte de los carbohidratos y, seguramente de los lípidos,

son también hidrolizados y se quedan en la biomasa residual, pasando a estar en forma

soluble. De hecho, los pretratamientos termoquímicos, tanto ácidos como básicos, han

demostrado causar la hidrólisis de carbohidratos y proteínas en la biomasa de Chlorella

vulgaris, aumentando la solubilidad de la materia orgánica y su biodegradabilidad

(Méndez y col., 2013).

La composición elemental de la biomasa residual empleada en los ensayos en

semicontinuo es similar a la empleada en los ensayos batch. El contenido en nitrógeno

es ligeramente superior en SRA2, sin embargo también lo es el contenido en carbono,

por lo que la relación C/N aumente ligeramente hasta 7,3. El mayor contenido en

nitrógeno hace que el contenido estimado de proteínas aumente hasta 39,4%, mientras

que el de carbohidratos es 9,0% y el de lípidos 24,2%. Como en el caso anterior hay que

destacar que el proceso de extracción de aminoácidos no se aplica a la biomasa sin

procesar empleada en los ensayos de esta tesis, sino que se aplica a lotes con

propiedades diferentes aunque son el mismo género de microalga cultivada bajo las

Capítulo 4

112

mismas condiciones. Por lo tanto, la biomasa original a la que se aplicó el proceso de

extracción de aminoácidos pudo tener propiedades diferentes y un mayor contenido

proteico. La baja relación C/N hace prever problemas de toxicidad debido a

acumulación de amonio en el interior de los digestores. La biomasa residual presenta un

variado contenido en micronutrientes que puede ser beneficioso para el proceso de

digestión.

Hay que destacar que en el ensayo en semicontinuo, debido a su duración y al mayor

volumen de los digestores CSTR, la cantidad necesaria de material a degradar es mucho

mayor que en los ensayos batch. Esto hace que la biomasa residual haya sido producida

en diferentes lotes y, aunque el proceso de extracción de aminoácidos empleado fue el

mismo en todos los lotes, la composición de cada uno de ellos pudo variar. La biomasa

residual presenta una concentración de 23,0±2,5 %ST y 16,7±1,3 %SV. La

solubilización de la materia orgánica en SRA2 es alta, prácticamente el 33% de la DQO

se encuentra en forma soluble debido al proceso de hidrolizado enzimático. El pH de

estos residuos es también ligeramente ácido, oscilando entre 6,3 y 6,7.

4.1.3. Residuos de Scenedesmus tras extracción de lípidos

En la Tabla 4.19 se presentan los resultados de la caracterización físico-química de

los residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de lípidos mediante hexano

(SRL). Estos residuos presentan una baja relación C/N (6,1) y un porcentaje menor de

carbono que SB y SRA, debido a la extracción de parte de los lípidos de la biomasa. De

hecho, el contenido estimado de lípidos en base al método del valor-R es del 6,5%,

mucho menor que en SB y SRA, lo que pone de manifiesto la efectividad del método de

extracción de lípidos aunque, como en los casos anteriores, estos residuos de

Scenedesmus son generados a partir de lotes de biomasa diferentes cuyas propiedades

originales son diferentes entre sí. El contenido en proteínas y carbohidratos es de 35,6%

y 29,3%, respectivamente. La baja relación C/N hace esperar algún tipo de inhibición de

los microorganismos en digestión en continuo, debido a un exceso de acumulación de

amonio a causa de la degradación proteica. Por ello, se justifica la necesidad de

codigestión de esta biomasa con sustratos de elevado contenido en carbono que

equilibren dicha relación C/N. Esta biomasa también presenta un contenido muy

variado de micronutrientes (Fe, Cu, Sr, Mn, Zn, etc.) que pueden resultar estimulantes

para la actividad bacteriana.


113

Debido a la liofilización previa de la biomasa, SRL presenta un alto contenido en

sólidos totales (90%) y SV (64,3%), lo que da lugar, como en los casos de SB y SRA1 a

una elevada DQOt (961,5 gO2 kg-1) y DQOs (169,4 gO2 kg-1). La fracción soluble de

DQO es del 17,6%. La DQOs en términos absolutos aumentó 1,69 veces respecto a SB.

El aumento en la fracción soluble de la materia orgánica se debe a la extracción de

lípidos. En este caso, el método de extracción no incluye un proceso de ruptura de la

pared celular previo, por lo que el aumento en la solubilización de la materia orgánica

parece indicar que la extracción forzada de los lípidos que tiene lugar por medio del

extractante (hexano) causa algún tipo de daño a la pared celular, permitiendo que el

contenido intracelular se solubilice. Este hecho puede resultar beneficioso para el

proceso de digestión, ya que los microorganismos podrán a tener acceso al contenido

intracelular de las microalgas. Por otro lado, el aumento en la fracción soluble de la

materia orgánica es menor que en el caso de SRA. Teniendo en cuenta el proceso de

hidrolizado intensivo que tiene lugar durante la extracción de aminoácidos, éste es un

hecho esperado.

4.1.4. Chumbera (Opuntia maxima Mill.)

En la Tabla 4.19 se presentan las características físico-químicas de la chumbera

(OM). Por un lado encontramos la chumbera que fue empleada en los ensayos batch

(OM1) y la chumbera empleada en los ensayos en semicontinuo (OM2).

La chumbera empleada en los ensayos batch presenta un elevado contenido en agua

(93,6%) y en SV (76,1% de los ST). La chumbera empleada en los ensayos en

semicontinuo presenta un contenido algo mayor en sólidos totales (10,9±5,8 %ST) y en

SV (79,8±3,2%). A pesar de la mayor dilución de la chumbera empleada en los ensayos

batch, ésta presenta una DQOt mayor (172,1 gO2 kg-1 peso fresco) que la de la

chumbera empleada en los ensayos en semicontinuo (136,7±51,2 gO2 kg-1 peso fresco).

La DQOs de la chumbera empleada en los ensayos en semicontinuo es 38,8±4,7 gO2 kg-

1 (peso fresco). Por lo tanto, la fracción soluble de DQO es el 28,4%, muy elevada,

indicando una elevada solubilización de la materia orgánica. El elevado contenido en

carbohidratos solubles de los cladodios jóvenes de chumbera descrito por otros autores

(Sánchez, 2012a; Sáenz, 2006) es probablemente la razón de la elevada DQOs. Por lo

tanto, es de esperar una rápida degradación de la chumbera. La DQOs de la chumbera

Capítulo 4

114

empleada en los ensayos batch no fue analizada, sin embargo se puede suponer una

fracción soluble similar a la de la chumbera empleada en los ensayos en semicontinuo.

Tabla 4.19. Características físico-químicas de los sustratos empleados. Composición elemental y

bioquímica expresada en % materia seca.

SB SRA1 SRA2 SRL LP OM1 OM2 ST (%) 93,6 96,2 23,0 90,0 99,9 6,4 10,9 SV (%) 67,1 59,4 16,7 64,3 32,7 4,9 79,8 DQOt (gO2 kg-1) 1109,5 1011,1 325,0 961,5 715,6 172,1 136,7 DQOs (gO2 kg-1) 100,3 254,5 107,1 169,4 16,8 NA 38,8 Cenizas (%) 28,3 38,3 27,4 28,5 67,3 23,4 23,4 Carbohidratos (%) 12,3 10,9 9,0 29,3 NA 58,5 58,5 Proteins (%) 42,5 31,3 39,4 35,6 NA 6,9 6,9 Lipids (%) 16,9 19,6 24,2 6,5 NA 11,2 11,2 pH 7,25 6,70 6,3-6,7 6,76 7,14 4,63 4,6 C (%) 39,9 35,8 42,0 34,8 24,2 37,4 37,4 H (%) 5,5 4,8 6,0 5,4 2,5 5,1 5,1 N (%) 6,8 5,0 6,3 5,7 0,3 1,1 1,1 S (%) 0,5 0,5 0,7 0,5 0,1 ND ND C/N 5,9 7,2 7,3 6,1 80,7 34,3 34,3 P (%) 2,0 3,0 3,1 4,4 0,03 0,17 0,17 Ca (%) 8,21 13,0 4,1 5,0 21,0 3,05 3,05 K (%) 0,9 0,5 0,7 1,4 0,1 3,80 3,8 Mg (%) 0,5 0,6 1,0 1,2 0,7 1,1 1,1 Al (%) 0,004 0,02 0,01 0,02 3,0 0,02 0,02 Na (ppm) 3000 6400 7000 7000 1600 97 97 Ba (ppm) 33 44 204 27 110 70 70 Be (ppm) <6 <6 <6 <6 <6 <6 <6 Bi (ppm) <6 <6 <6 <6 <6 <6 <6 Cd (ppm) <6 <6 <6 <6 <6 <6 <6 Co (ppm) <6 <6 <6 <6 <6 <6 <6 Cr (ppm) <6 <6 <6 <6 20 <6 <6 Cu (ppm) 35 40 129 27 188 11 11 Fe (ppm) 801 760 838 4000 1600 82 82 Mn (ppm) 308 320 1300 620 36 281 281 Mo (ppm) <6 <6 <6 <6 <6 <6 <6 Ni (ppm) <6 <6 <6 <6 18,0 <6 <6 Pb (ppm) <6 <6 25 <6 38,0 12 12 Sr (ppm) 554 700 1200 193 320 155 155 Ti (ppm) <6 <6 6,5 9 960 <6 <6 V (ppm) <6 <6 <6 14 <6 <6 <6 Zn (ppm) 78 100 266 84 62 47 47 Hg (ppb) NA 9,5 18,8 9,5 70,9 85 85

ND = No detectado; NA = No analizado; Descripción de sustratos: SB = microalga Scenedesmus sin procesar; SRA1 = residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos empleados en ensayos batch; SRA2 = residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos empleados en ensayos en semicontinuo; SRL = residuos de Scenedesmus tras extracción de lípidos; OM1 = Chumbera empleada en ensayos batch; OM2 = Chumbera empleada en ensayos en semicontinuo LP = lodos de industria papelera; GLI = glicerina residual


115

El análisis elemental fue realizado sobre dos muestras de cladodios de plantas

empleadas tanto en los ensayos batch como en los ensayos en semicontinuo. Por lo

tanto, se supone la misma composición elemental (en peso seco) de los cladodios

empleados en ambos ensayos. La relación C/N es elevada debido a un elevado

contenido en carbohidratos (58,5%) según la estimación por el método del valor-R. Por

otro lado, el contenido en proteínas es muy bajo (6,9%), por lo que también lo es el

contenido en nitrógeno. El pH de la chumbera es ácido. En los ensayos batch no hay

riesgo de acidificación debido al elevado ratio inóculo/sustrato. Sin embargo, en los

ensayos en semicontinuo existe riesgo de acidificación, aunque en principio no se

considera necesario equilibrar el pH del sustrato de manera artificial.

La chumbera es un sustrato ideal para su codigestión con microalgas, no solo por la

elevada relación C/N de la biomasa, sino también por su composición rica en azúcares

solubles, fácilmente biodegradables, y que equilibran la lenta degradación de la

microalga Scenedesmus, consecuencia de su pared celular difícilmente biodegradable.

4.1.5. Residuos del reciclaje de papel

Los residuos provenientes del reciclaje de papel, o lodos de papelera (LP), tienen un

contenido en carbono relativamente elevado (24,2%) y un bajo contenido en nitrógeno

(0,3%), lo que hace que presenten una elevada relación C/N (80,7) que es de utilidad

para equilibrar la baja relación C/N de las microalgas (ver Tabla 4.19). Al tratarse de un

residuo que no tiene origen vegetal, el método del valor-R no pudo ser empleado para la

estimación de su composición bioquímica. Sin embargo, como se ha comentado en la

sección 3.1.6. Residuos del reciclaje de papel, este tipo de residuos suele estar

compuesto mayoritariamente por fibras de celulosa aglutinadas con materia mineral,

destacando el elevado contenido en CaCO3 proveniente de la tinta. Por lo tanto, se

puede suponer que prácticamente en su totalidad los lodos de papelera están compuestos

por carbohidratos, mientras que el contenido en lípidos y proteínas es prácticamente

inexistente. El contenido en calcio es muy elevado, como era de esperar, siendo del

21%. El calcio puede llegar a ser inhibitorio para los microorganismos si se encuentra

en elevada concentración. McCarty (1964b) describió concentraciones de calcio

moderadamente inhibitorias a partir de 0,25-0,35%, mientras que para concentraciones

superiores a 0,8% la inhibición pasa a ser fuerte. Sin embargo, aunque en el sustrato

seco el contenido en calcio es del 21%, en el interior del digestor, teniendo en cuenta

Capítulo 4

116

que en los ensayos batch el sustrato se diluye en una gran proporción con inóculo, la

mayor concentración de calcio es del 0,7% (cálculos hechos en base a proporciones de

sustrato e inóculo) para el reactor que monodigiere los lodos de papelera. Por lo tanto,

esta concentración puede llegar a resultar moderadamente inhibitoria. En cuanto a

metales pesados, la mayor concentración en los lodos de papelera la encontramos para

el hierro (1600 ppm) y el titanio (960 ppm). Estas concentraciones son elevadas al

referirnos al sustrato seco. Sin embargo, tras su dilución con el inóculo las

concentraciones en el reactor que monodigiere los lodos de papelera son 53,5 ppm y

32,1ppm para el hierro y el titanio, respectivamente. Los umbrales de concentración

inhibitoria de los metales pesados dependen de un gran número de factores tales como

la forma físico-química del metal en cuestión, las diferencias entre sustratos, el género

de bacterias y los factores ambientales (Chen y col., 2008), por lo que no es fácil

determinar si un determinado metal actuaría como inhibidor. En el caso del lodo de

papelera, las bajas concentraciones de hierro y de titanio no sugieren que el proceso de

digestión pueda verse afectado.

El lodo de papelera empleado en los ensayos batch es secado para facilitar su

trituración y así aumentar la superficie de contacto con la biomasa microbiana. Por lo

tanto, presenta una concentración de sólidos prácticamente del 100% (99,9%). La

proporción de sólidos volátiles es baja (32,7%) indicando que el material tiene un

elevado contenido en inertes (67,3%) que no podrán ser degradados. La DQOt es

elevada (715,6 gO2 kg-1). La DQOs, sin embargo, es muy baja 16,8 gO2 kg-1, siendo la

fracción soluble únicamente el 2,4% del total. Esto indica que el poco material

biodegradable se encuentra en una forma poco disponible y, posiblemente, las fibras de

celulosa que forman parte del sustrato sean fibras complejas, difícilmente

biodegradables. El pH de los lodos de papelera es 7,14.

4.1.6. Glicerina

En la Tabla 4.20 se pueden consultar las características físico-químicas del glicerol

residual empleado en el ensayo de biodegradabilidad como cosustrato de los residuos de

Scenedesmus generados tras la extracción de lípidos. Hay que destacar que el glicerol

residual no fue purificado, puesto que la purificación de este tipo de subproducto

supondría un incremento en los costes asociados a su uso en digestión anaerobia. Por lo


117

tanto, éste consiste en una mezcla de glicerina, alcohol, agua, sales, ácidos grasos libres,

monoglicéridos, diglicéridos y triglicéridos sin reaccionar.

El contenido en ST y SV del glicerol residual (GLI) es del 81% y 72,6%,

respectivamente. Por lo tanto el contenido de agua es del 19%, mientras que el

contenido en materiales no biodegradables (en este caso se supone que son

principalmente sales) es del 8,4%. El contenido estimado de glicerina pura según el

método de Ooi y col. (2001) es del 39,8±3,6% (en peso fresco). Por lo tanto, el material

restante que no es material inorgánico, ni agua, ni glicerina pura, se puede suponer

como compuestos orgánicos que no son glicerina y que seguramente sean alcohol,

ácidos grasos libres, mono-, di- y triglicéridos, que también serán degradados durante el

proceso de digestión con la consiguiente producción de biogás.

Tabla 4.20. Características físico-químicas del glicerol residual

Glicerol residual ST (%) 81,0 SV (%) 72,6 Sales (%) 8,4 Glicerina pura (%) 39,8 MONG (%) 32,8

MONG=material orgánico no glicerina

4.2. Caracterización del inóculo

Las características de los inóculos empleados dan información sobre su riqueza en

microorganismos (SV), así como de otros parámetros que pueden ser de importancia

para el proceso de digestión como la concentración y carga orgánica (ST, DQOt),

acumulación de compuestos intermedios (principalmente DQOs y AV), compuestos con

potencial inhibitorio (como el nitrógeno amoniacal NH4+/NH3), condiciones de acidez

(pH) y alcalinidad (AP, AI).

4.2.1. Inóculo empleado en los ensayos de biodegradabilidad

En esta sección se procede a la descripción físico-química de los diferentes inóculos

empleados en los ensayos de biodegradabilidad (Tabla 4.21). Estas propiedades varían

dependiendo de su origen y las condiciones en las que haya estado trabajando (ver Tabla

3.5).

Capítulo 4

118

El inóculo empleado en el ensayo batch de codigestión de Scenedesmus y cladodios

de chumbera (ensayo 1) provenía de la digestión anaerobia de lodos de depuradora. Sin

embargo, parte de este inóculo fue adaptado parcialmente a la codigestión de

Scenedesmus y chumbera en reactores de laboratorio durante dos semanas a baja carga

orgánica, por lo que ya había tenido contacto con los sustratos a degradar. Presenta una

baja concentración de DQOs, NTK y NTA. Sin embargo, presenta una elevada AI y un

ratio AI/AP mayor de 0,3. Su pH es de 8,6.

El inóculo empleado en el ensayo batch de codigestión de residuos de Scenedesmus

(SRA) y lodos de papelera (ensayo 2) fue obtenido a partir del ensayo en semicontinuo

de codigestión de Scenedesmus y chumbera. La concentración es similar a la que

presenta el inóculo empleado en el ensayo anterior (ambos tienen el mismo origen, la

EDAR de Viveros de la Villa). Sin embargo, se puede observar como algunos

parámetros ya comienzan a diferenciarse tras varios meses codigiriendo Scenedesmus y

chumbera. El NTK disminuye ligeramente. Además, la alcalinidad parcial (AP) es

menor y también la alcalinidad intermedia (AI). El ratio AI/AP se sitúa por debajo de

0,3, límite superior considerado para un proceso estable de digestión (Ripley y col.,

1986), mientras que en el anterior ensayo ese ratio se encontraba en 0,83.

Tabla 4.21. Características físico-químicas de los inóculos empleados en los ensayos batch

Inóculo Parámetro Ensayo 1 Ensayo 2 Ensayo 3 Ensayo 4 ST (g L-1) 36,6±0,1 39,4±0,6 47,7±0,1 57,6±0,0 SV (g L-1) 20,5±0,1 23,3±0,4 27,8±0,1 31,5±0,3 DQOt (gO2 L-1) 34,1±0,2 33,4±1,5 51,8±0,3 61,9±1,4 DQOs (mgO2 L-1) 1821±21 2149±139 7877±324 8004±98 AV (gHAceq L-1)a NA NA 1,4±0,1 1,6±0,1 NTK (mgN L-1) 2530 2230±28 3976±244 4789±26 NTA (mgNH4+ L-1) 866,7 NA 2787±39 3680±28 AP (mgCaCO3 L-1) 5026 3868±19 6634±116 8878±158 AI (mgCaCO3 L-1) 4150 950±57 1398±354 1952±158 pH 8,6 7,8 7,9 8,17

aAGV=gHAceq L-1 (g de ácido acético equivalente)

En el ensayo 3 de codigestión de SRA y cladodios de chumbera el inóculo empleado

fue obtenido a partir de la digestión en semicontinuo de SRA a una concentración de

17,6 %ST en reactores de laboratorio. La concentración es mayor que en los inóculos

anteriores, como puede observarse en los datos de ST, SV, DQOt y DQOs. También se

produce un incremento importante en la concentración de NTK, debido a la digestión de


119

SRA que presenta un alto contenido en nitrógeno. De igual forma, la concentración de

NTA aumenta considerablemente. La AP es elevada, seguramente a causa de la elevada

concentración de NTA, compuesto que aumenta la capacidad tampón de los digestores

(Sterling y col., 2001). Aunque la AI aumenta ligeramente respecto al inóculo del

ensayo 2, el ratio AI/AP se mantiene por debajo de 0,3. Finalmente, el pH es de 7,9.

El ensayo número 4, de codigestión de residuos de Scenedesmus SRL y glicerol

residual, utilizó inóculo generado durante la digestión en modo semicontinuo de SRA a

una concentración de 10,5 %ST. A pesar de ser un inóculo que digería un sustrato más

diluido que el anterior, presenta una concentración mayor, como puede observarse en

los resultados obtenidos tras la caracterización de ST, SV, DQOt y DQOs. Este hecho se

debe al mayor tiempo de funcionamiento de los digestores con SRA a 10,5 %ST, lo que

da lugar a una mayor acumulación de materia orgánica en su interior, y por lo tanto en

el inóculo. La concentración de nitrógeno también es mayor, tanto en NTK como en

NTA. También lo son los valores de AP y AI, mientras que el ratio AI/AP sigue

manteniéndose por debajo de 0,3. El pH es de 8,2.

4.2.2. Inóculo empleado en ensayos en semicontinuo

En esta sección se describen las características físico-químicas de los diferentes

inóculos empleados durante los ensayos en semicontinuo (ver Tabla 4.22). Estas

características dependerán de su origen (ver Tabla 3.5) y de las condiciones de digestión

en el momento de ser recogidos. Hay que destacar, que las características de los

inóculos en los ensayos en semicontinuo no son de tanta importancia como en los

ensayos batch, ya que este tipo de ensayos comienzan con bajas cargas orgánicas, por lo

que los microorganismos se adaptan paulatinamente a la degradación del nuevo sustrato.

Las características del inóculo son las que marcan el punto de partida de los reactores

anaerobios en los ensayos en semicontinuo. Posteriormente, y a medida que avanza la

experimentación, las características físico-químicas y microbiológicas de los reactores

se van modificando como consecuencia de la alimentación continua de sustrato al

digestor.

En el primer ensayo en semicontinuo de codigestión de Scenedesmus y chumbera el

inóculo provenía de la digestión anaerobia de lodos de depuradora, pero parte de este

inóculo había sido adaptado parcialmente a la codigestión de Scenedesmus y chumbera

en reactores de laboratorio durante dos semanas a baja carga orgánica. La concentración

Capítulo 4

120

de AV es baja, al igual que la de DQOs. Presenta una elevada AI, estando el ratio AI/AP

por encima de 0,3. Su pH es de 7,6.

En el segundo ensayo en semicontinuo, en el que se codigería Scenedesmus y

chumbera a una concentración de sustrato mayor que en el anterior ensayo, el inóculo se

recogió durante la experimentación anterior, por lo que es de suponer una completa

adaptación de los microorganismos a la codigestión de ambos sustratos. La

concentración del inóculo es similar a la del ensayo anterior, aunque la DQOs es

ligeramente superior, indicando un mayor contenido en compuestos intermedios. La

concentración de NTA también aumenta ligeramente, a causa de la digestión de

microalgas. La AP es similar a la anterior; sin embargo, la AI es muy inferior, estando

el ratio AI/AP en 0,27. El pH es de 7,6.

El inóculo del tercer ensayo en semicontinuo, en el cual se procedió a la

monodigestión de SRA, provenía de los ensayos de codigestión realizados

anteriormente en modo semicontinuo con Scenedesmus y chumbera. La concentración

de este inóculo es mayor que la de los anteriores. También lo es el contenido en AV,

NTK y NTA. El ratio AI/AP se mantiene por debajo de 0,3 y el pH es de 7,6.

En el último ensayo, en el que se monodigería SRA diluido, el inóculo provenía de la

digestión anaerobia de lodos de EDAR, no existió adaptación previa y no se pudo

emplear el inóculo generado durante el último ensayo como consecuencia del colapso

que éste sufrió. Por lo tanto, se puede observar como la concentración del inóculo es

mucho menor que las anteriores, disminuyen todos los parámetros relacionados (ST,

SV, DQOt, DQOs). También disminuye el contenido de NTK, aunque no tanto el de

NTA. La AP es menor y la AI también, manteniéndose el ratio AI/AP por debajo de 0,3.

El pH es de 8,0.


121

Tabla 4.22. Características físico-químicas de los inóculos empleados en los ensayos en

semicontinuo

Inóculo Parámetros Ensayo 1 Ensayo 2 Ensayo 3 Ensayo 4 ST (g L-1) 45,9±1,5 46,4±1,7 63,7±15,7 37,6±5,4 SV (g L-1) 22,1±0,1 24,8±1,4 30,6±8,2 14,3±0,6 DQOt (gO2 L-1) 32,4±2,3 36,4±0,0 44,3±9,9 25,4±2,0 DQOs (mgO2 L-1) 1836±35 3501±366 5033±603 4166±230 AV (gHAceq L-1)a 0,48±0,20 NA 1,2±0,5 1,0±0,1 NTK (mg L-1) NA 2805±201 3859±1625 2630±92 NTA (mgNH4

+ L-1) 992±37 1160±13 2523±1161 1959±149 AP (mgCaCO3 L-1) 6184±253 5997±231 6751±19,2 4340±110 AI (mgCaCO3 L-1) 4646±221 1642±137 1546±111 848±62 pH 7,6±0,1 7,6±0,0 7,6±0,2 8,0±0,1

aAGV=gHAceq L-1 (g de ácido acético equivalente)

4.3. Ensayos de biodegradabilidad

En esta sección se describirán y discutirán detalladamente todos los resultados

obtenidos a partir de los ensayos batch realizados. Estos resultados son obtenidos en su

mayoría a partir de la caracterización inicial y final de los reactores de cada ensayo, lo

que nos permite determinar el grado de degradación de materia orgánica, así como la

evolución de los parámetros de control en cada reactor, pudiendo determinar si ha

existido algún tipo de inhibición durante el proceso. Por otro lado, los datos de

producción y composición del biogás también se exponen y son empleados para

determinar efectos sinérgicos o antagónicos consecuencia de la codigestión y para

evaluar la cinética del proceso de degradación de cada mezcla. Los parámetros de

control empleados se muestran en la sección 3.2.1.3.1. Parámetros de control.

El diseño experimental y las condiciones de operación de cada uno de los cuatro

ensayos de biodegradabilidad realizados se muestran en la sección 3.2.1.4. Diseño

experimental.

4.3.1. Ensayo de codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima

4.3.1.1. Condiciones iniciales

En la Tabla 3.7 se puede consultar la composición de cada una de las mezclas

analizadas durante este ensayo de biodegradabilidad. Los análisis iniciales en este

ensayo se realizan sobre una mezcla réplica, preparada aparte de cada uno de los

Capítulo 4

122

reactores duplicados, por lo que los reactores que contienen la misma mezcla se

consideran idénticos al principio de la experimentación. La Tabla 4.23 muestra los

resultados de la caracterización inicial de cada mezcla.

Tabla 4.23. Caracterización físico-química inicial del ensayo de biodegradabilidad nº1

M. C/N ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2 L

-1) DQOs

(mgO2 L-1) pH NTK

(mgN L-1)

1 6,0 4,66±0,01 2,76±0,02 43,4±4,0 2895±77 8,58 3195±160 2 7,3 4,63±0,05 2,76±0,02 44,3±5,2 3544±1086 8,52 3011±121 3 9,7 4,60±0,07 2,76±0,02 45,2±6,1 4193±1533 8,47 2833±100 4 15,6 4,57±0,09 2,76±0,02 46,1±6,9 4842±1877 8,40 2658±106 5 34,3 5,35±0,02 3,24±0,02 55,7±1,3 13387±110 7,28 3558±37 B - 3,66±0,07 2,05±0,10 34,1±0,2 1821±21 8,60 2530±65

NOTA: Medias±error estándar

La mezcla 5, compuesta únicamente por cladodios de chumbera, fue analizada en

otra tanda de ensayos batch. Por esta razón, las condiciones iniciales difieren tanto de la

de las otras mezclas (se empleó un inóculo diferente), aunque los resultados que se

obtienen durante el ensayo son extrapolables.

4.3.1.2. Condiciones finales

Las condiciones finales (resultados de la caracterización físico-química) en cada uno

de los reactores del ensayo pueden observarse en la Tabla 4.24. Los reactores (R.) se

numeran en la tabla según el número de la mezcla (primer dígito) y el número de réplica

de dicha mezcla (segundo dígito). De esta forma un reactor que contenga la mezcla 1 y

sea el número de réplica 1 se numerará como R.11. Así se representará el resto de

reactores en las siguiente experimentaciones.


123

Tabla 4.24. Caracterización físico-química final del ensayo de biodegradabilidad nº1

R ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2 L

-1) DQOs

(mgO2 L-1) pH NTK

(mgN L-1) AP

(gCaCO3 L-1)

AI (gCaCO3 L

-1)

11 4,44±0,00 2,35±0,00 38,5±0,4 5444±83 7,64 3183±11 6,4±0,0 1,5±0,0 12 4,25±0,01 2,30±0,00 37,9±0,8 5403±6 7,60 3116±9 6,3±0,0 1,5±0,0 21 4,01±0,01 2,16±0,01 35,9±0,3 4234±100 7,61 2874±50 6,1±0,1 1,3±0,1 22 4,25±0,01 2,29±0,01 39,1±1,1 3903±112 7,73 3157±212 5,9±0,0 1,3±0,0 31 3,88±0,01 2,05±0,01 33,6±0,6 3348±100 7,62 2795±16 6,1±0,1 1,3±0,1 32 3,83±0,01 2,02±0,01 32,9±0,4 4098±0 7,71 2727±13 6,0±0,0 1,4±0,1 41 4,12±0,01 2,18±0,01 31,6±0,6 3868±53 7,59 2676±28 6,0±0,1 1,3±0,1 42 3,80±0,02 2,00±0,02 32,4±0,2 3466±65 7,60 2654±4 5,9±0,1 1,2±0,1 51 4,54±0,02 2,33±0,01 43,6±1,5 4194±57 8,16 3706±29 8,1±0,1 1,6±0,1 52 4,57±0,01 2,35±0,00 42,9±0,6 4864±23 8,18 3708±79 7,9±0,0 1,8±0,0 B1 3,85±0,01 1,99±0,00 31,3±0,1 4269±183 7,63 2542±3 5,3±0,0 1,2±0,0 B2 3,75±0,01 1,91±0,01 30,5±1,0 4653±153 7,62 2508±8 5,3±0,0 1,2±0,0 NOTA: Medias±error estándar

4.3.1.3. Degradación de materia orgánica y otros parámetros

Los cálculos de degradación de materia orgánica, realizados de acuerdo a la ecuación

presentada en la sección 3.2.1.3.1. Parámetros de control, se muestran en la Tabla 4.25.

La biodegradabilidad de la microalga como monosustrato (M.1) es muy baja, como

se puede apreciar en la eliminación de SV y DQOt observada durante el ensayo. Estos

resultados demuestran que la biomasa de Scenedesmus es difícilmente biodegradable,

como ya se ha descrito en numerosos estudios (Mussgnug y col., 2011; González-

Fernández y col., 2011, 2013). Esta baja biodegradabilidad es consecuencia de la pared

celular de Scenedesmus, que está compuesta por carbohidratos complejos (Takeda,

1996), conteniendo incluso biopolímeros tipo esporopolenina, difícilmente

biodegradables por las bacterias responsables del proceso de digestión anaerobia como

concluyeron también Mussgnug y col. (2011). La pared celular actúa por tanto como

una protección impidiendo la degradación del contenido intracelular de la microalga y

disminuyendo la producción potencial de biogás y metano a partir de la biomasa de

Scenedesmus, como se verá en la sección 4.3.1.4. Producción de biogás.

Tabla 4.25. Degradación de materia orgánica en el ensayo de biodegradabilidad nº1

Mezcla C/N ST (%)

SV (%)

DQOt (%)

1 6,0 31,3±9,6 48,2±3,7 21,3±3,2 2 7,3 48,9±11,6 59,5±8,2 33,7±14,9 3 9,7 71,3±2,7 81,5±2,3 72,8±2,8 4 15,6 57,2±15,0 71,9±11,3 81,8±3,2 5 34,3 58,0±2,5 80,0±2,1 77,6±0,8

Capítulo 4

124

En el otro extremo se encuentra la chumbera (M.5). La degradación de la chumbera

fue elevada, el 80,0±2,1% de SV y el 77,6±0,8% de DQOt fueron eliminados durante el

ensayo de biodegradabilidad. La chumbera está principalmente compuesta por

carbohidratos solubles, que son fácilmente biodegradables. Su elevada

biodegradabilidad produjo una mejora de la biodegradabilidad anaerobia cuando se

añadieron cladodios de chumbera como cosustrato. Así se muestra en la Tabla 4.25,

donde se puede observar una tendencia creciente en la eliminación de ST, SV y DQOt a

mayor proporción de chumbera en la mezcla.

Entre las diferentes mezclas analizadas (M.2, M.3, y M.4) la que mayor degradación

de sólidos presentó fue la M.3, con 71,3±2,7% y 81,5±2,3% para sólidos totales y

volátiles, respectivamente. Mientras que la mayor degradación de DQOt tuvo lugar en la

M.4 (81,8±3,2%). Se observa un salto importante en la cantidad de materia orgánica

degradada a partir de la M.3, con una relación C/N de 9,7, mientras que el incremento

en la M.2 respecto a la M.1 (microalga como monosustrato) es reducido. Precisamente,

Pagés Díaz y col. (2011) estimaron que la relación C/N óptima para el proceso de

digestión se encuentra entre 10 y 30. A partir de la M.3 la relación C/N que presentaron

las mezclas entraría dentro de dicho rango, por lo que la mejora en la biodegradabilidad

podría estar relacionada con el incremento en la relación C/N. Probablemente, esta

mejora en la biodegradabilidad también es consecuencia de una menor proporción de

microalga en la mezcla, que como se ha visto es difícilmente biodegradable.

En cuanto a otros parámetros de control, puede observarse en la Tabla 4.23 y en la

Tabla 4.24 como el pH está dentro del óptimo considerado para la digestión anaerobia

tanto al inicio como al final del experimento. Al inicio del proceso, el pH se encontraba

por encima de 8,0 para todos los reactores excepto los que contenían chumbera como

monosustrato, mientras que al final del proceso el pH de todos los reactores disminuyó

y se mantuvo por debajo de 8,0 y dentro del rango óptimo para el proceso de digestión.

En el caso de los dos reactores en los que se realizaba la monodigestión de la chumbera

pudo observarse el comportamiento contrario, mientras que el pH al inicio era de 7,28,

al final de la experimentación el pH se situó alrededor de 8,2. Este comportamiento

inverso se puede atribuir a la mayor alcalinidad parcial de estos digestores,

posiblemente consecuencia de un elevado contenido de nitrógeno, cuya forma

amoniacal, producida durante la degradación, contribuye a la alcalinidad del digestor

aumentando el pH (Sterling y col., 2001). Por otro lado, la alcalinidad parcial es elevada

en todos los casos y se supone suficiente para poder absorber la acidificación que se


125

produce en las primeras etapas de la digestión como consecuencia de la producción y

acumulación de compuestos intermedios. Al final de la experimentación el ratio AI/AP

se encuentra por debajo de 0,3, indicando que el proceso transcurrió de manera estable y

existía una baja acumulación de AV.

4.3.1.4. Producción de biogás

La producción acumulada de metano de cada mezcla a lo largo del tiempo de

experimentación se muestra en la Figura 4.16. Este tipo de gráficas son las que se

obtienen a partir de los datos generados por el respirómetro MicroOxymax. Sin

embargo, para el estudio del proceso de digestión, y con el fin de dilucidar qué mezcla

es la más adecuada para el proceso de digestión anaerobia, estos datos deben tratarse

con el objetivo de eliminar la influencia del inóculo en la producción de biogás y

metano, así como para estudiar la cinética y la existencia de efectos sinérgicos.

Los resultados finales de productividad de biogás y metano, tras eliminar la

influencia del inóculo, se muestran en la Tabla 4.26.

Capítulo 4

126

Figura 4.16. Producción acumulada de metano de las diferentes mezclas del ensayo nº1.

NOTA: Influencia del blanco no sustraída.

Tabla 4.26. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº1a.

Mezcla Biogásb

(L kgSV-1) CH4

(L kgSV-1) %CH4

1 177,4±34,2 140,3±29,4 78,8±1,4 2 197,2±61,8 141,6±47,6 71,2±1,8 3 232,7±34,5 154,5±25,5 66,2±1,1 4 365,2±27,6 233,6±16,4 64,0±0,3 5 302,3±9,7 142,5±5,3 47,1±0,2

aLos resultados expuestos en la tabla representan el valor medio de los reactores duplicados±error estándar de la media. La influencia del inóculo ha sido eliminada. El volumen de gas se expresa en condiciones STP (Standard Temperature and Pressure). bEl biogás se calcula como la suma del volumen producido de CO2 y CH4.

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M1

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

M2

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M3

050

100150200250300350

0 10 20 30 40Días

M4

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

Días

M5


127

Como consecuencia de la baja biodegradabilidad de la microalga Scenedesmus, su

rendimiento de biogás y metano fue bajo, produciendo tan solo 177,4±34,2 L kgSV-1y

140,3±29,4 L kgSV-1, respectivamente. En otros estudios en los que se realizó la

digestión de Scenedesmus en modo batch, concretamente de la especie Scenedesmus

obliquus, se obtuvo un rendimiento similar, aunque ligeramente superior, de metano:

177,9 L kgSV-1 (Mussgnug y col., 2011), destacando su ineficiencia como sustrato para


En el caso de la chumbera en monodigestión, la producción de biogás fue elevada

(302,3±9,7 L kgSV-1), como consecuencia de su elevada biodegradabilidad, sin

embargo, el contenido en metano del biogás fue pobre, estando en torno a 47,1%. El

bajo contenido en metano es consecuencia de la composición de los cladodios jóvenes

de chumbera empleados en este estudio. Como ya se ha comentado anteriormente, estos

cladodios presentan un elevado contenido en carbohidratos solubles, hasta el 63,9%

según Sánchez (2012a). Los carbohidratos se degradan más rápidamente que el resto de

macromoléculas orgánicas, sin embargo, el biogás que se produce a partir de ellos suele

ser pobre en metano (Sialve y col., 2009). Una elevada proporción de carbohidratos

solubles en el sustrato puede causar también una desestabilización inicial en la

degradación anaerobia. Las bacterias hidrolíticas, acidogénicas y acetogénicas trabajan

más rápidamente que las bacterias metanogénicas y, por lo tanto, el CO2 que se produce

en estas etapas no se convierte a metano a la misma velocidad, dando lugar a un biogás

rico en CO2, sobre todo en las etapas iniciales del proceso. En términos generales, la

chumbera presenta una alta biodegradabilidad y una elevada producción de biogás, por

lo que puede representar una alternativa real como cosustrato de materiales orgánicos

con elevado contenido en nitrógeno. En países con clima mediterráneo, como en

España, los cosustratos típicos de los residuos nitrogenados procedentes de la ganadería

(como por ejemplo el ensilado de maíz en Alemania) no son viables debido a

limitaciones climáticas, por lo que para el desarrollo de la industria del biogás es

necesaria la búsqueda de cosustratos que aumenten los rendimientos de biogás de los

residuos ganaderos y que, además, eliminen los posibles efectos inhibitorios del alto

contenido en nitrógeno que presentan estos residuos. En este sentido la chumbera puede

representar una alternativa, aunque para determinar su viabilidad se debe investigar más

en profundidad en dicha posibilidad.

Para el caso de la microalga, la adición de chumbera causó un claro incremento en la

biodegradabilidad de todas las mezclas, como se comentó en la sección anterior,

Capítulo 4

128

mientras que el incremento en la producción de biogás y metano fue diferente para cada

caso. En la Figura 4.17 se puede observar los rendimientos de biogás y metano para

cada mezcla analizada. A pesar del incremento en la relación C/N de las mezclas, no se

produce un claro salto en la producción de biogás y metano hasta la M.4, compuesta por

un 75% de chumbera y un 25% de microalga (en base a SV) con una relación C/N de

15,6. El rendimiento de biogás y metano de esta mezcla fue de 365,2±27,6 L kgSV-1 y

233,6±16,4 L kgSV-1, respectivamente, lo que supone un incremento del 105,9% de

biogás y un 66,4% de metano respecto a la microalga en monodigestión, y un 20,8% y

un 63,9% de biogás y metano, respectivamente, respecto a la chumbera. Estos

resultados sugieren que el incremento en la relación C/N, unido a otros posibles efectos

sinérgicos, estimulan la actividad bacteriana incrementando la biodegradabilidad y la

producción de biogás y metano respecto a los sustratos en monodigestión.

Figura 4.17. Producción de biogás y metano de las diferentes mezclas del ensayo nº1.

NOTA: Valor central=media; valores extremos= valores de cada réplica. Influencia del blanco

eliminada.

Teniendo en cuenta los resultados de degradación de materia orgánica y producción

de biogás y metano, la mezcla M.4 fue la que presentó un mejor comportamiento

durante el proceso, y por tanto fue la que se empleó en los ensayos en semicontinuo

realizados con ambos sustratos y que se comentan en las secciones 4.4.1 y 4.4.2.

Mediante los ensayos en semicontinuo se podrá determinar el verdadero potencial que

presenta la codigestión de ambos sustratos.


129

4.3.1.4.1. Evaluación de efectos sinérgicos

Se considera que tienen lugar efectos sinérgicos al mezclar varios sustratos si el

rendimiento de metano en codigestión es mayor que la suma proporcional del

rendimiento de metano de cada sustrato por separado (Misi y Forster, 2001; Pagés Díaz

y col., 2011). Por otro lado, si el rendimiento de metano es menor que la suma

proporcional de los rendimientos de metano de cada sustrato por separado se puede

decir que tienen lugar efectos antagónicos. El rendimiento de metano obtenido durante

la monodigestión de cada sustrato puede ser considerado su potencial teórico de metano.

Por lo tanto, se pueden evaluar los efectos sinérgicos o antagónicos mediante la suma

proporcional de los rendimientos de metano de cada sustrato que compone la mezcla y

la comparación de dicho valor con el rendimiento de metano obtenido

experimentalmente durante la codigestión de ambos sustratos. La Tabla 4.27 muestra el

potencial teórico de metano para cada sustrato evaluado en este ensayo (Scenedesmus y

Opuntia maxima) y el potencial teórico medio y máximo según la composición de cada

una de las mezclas analizadas, así como el rendimiento de metano obtenido

experimentalmente.

En la codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima se observan efectos sinérgicos

únicamente para la mezcla M.4, compuesta por un 75% de chumbera y un 25% de

Scenedesmus, ya que se produce un aumento considerable de la producción de metano

respecto a la producción esperada. En el resto de mezclas, el rendimiento de metano

obtenido durante la experimentación se encuentra en el intervalo esperado al añadir

proporcionalmente la producción de metano de cada componente de la mezcla.

Tabla 4.27. Evaluación de sinergias/antagonismos en la codigestión de Scenedesmus y O.maxima

Composición de las mezclas (en base a SV)

M.2 M.3 M.4 Opuntia maxima (LCH4 kgSV-1) 142,5±5,3 25% 50% 75% Scenedesmus (LCH4 kgSV-1) 140,3±29,4 75% 50% 25% Rendimiento teórico mezcla (LCH4 kgSV-1)a 140,9-164,2 141,4-158,8 142,0-153,3 Rendimiento obtenido (LCH4 kgSV-1) 141,6±47,6 154,5±25,5 233,6±16,4

aCalculado a partir de los valores de rendimiento de metano de cada sustrato individual. El menor valor del intervalo se corresponde con el cálculo empleando el valor medio de rendimiento de cada sustrato individual; el valor máximo se corresponde al cálculo empleando el valor máximo (media+error estándar).

Capítulo 4

130

4.3.1.4.2. Cinética del proceso de digestión

La cinética del proceso de digestión fue evaluada mediante el método descrito en la

sección 3.2.4.1.2. Análisis de la cinética de la degradación. En la Tabla 4.28 se

muestran los resultados del estudio de la tasa específica de degradación (k0).

El uso de la chumbera como cosustrato mejoró la cinética del proceso de digestión

respecto a la microalga como monosustrato. La tasa específica de degradación (k0) de

Scenedesmus en monodigestión fue de 0,0902±0,0025 d-1. La adición de chumbera

incrementó k0 en todas las mezclas. Las tasas específicas de degradación para las

mezclas M.2, M.3 y M.4 fueron 0,0915±0,0051 d-1, 0,1122±0,052 d-1y 0,098±0,0049 d-

1, respectivamente. Por otro lado, la degradación de Opuntia maxima como

monosustrato presentó la mayor tasa de degradación específica (0,1321±0,0130 d-1).

Como ya se ha comentado anteriormente, la chumbera está compuesta mayoritariamente

por azúcares fácilmente biodegradables, por lo que la cinética de degradación mejoró en

todas las mezclas que contenían cladodios de chumbera como cosustrato. Esto es de

elevada importancia ya que un proceso de degradación más rápido puede dar lugar a una

disminución de costes en una planta de biogás industrial debido a una reducción en el

tamaño del digestor y en el TRH.

Tabla 4.28. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de Scenedesmus y chumbera

Mezcla C/N k0 (días-1) Interv. confianza

(95%) Ajuste modelo

(R2) M.1 6,0 0,0902 0,0025 0,993 M.2 7,3 0,0915 0,0051 0,973 M.3 9,7 0,1122 0,0052 0,983 M.4 15,6 0,0980 0,0049 0,979 M.5 34,3 0,1321 0,0130 0,957

La tasa específica de degradación ha sido determinada previamente para la especie

de microalga Chlorella vulgaris digerida en modo discontinuo. También se ha calculado

la tasa específica de degradación de Chlorella vulgaris tras sufrir pretratamientos

(Méndez y col., 2013). C. vulgaris sin pretratamiento presentó una k0 de 0,10 d-1,

ligeramente mayor que la de Scenedesmus en este estudio. Además, la mejora de la

cinética fue mayor tras la aplicación de pretratamientos térmicos sobre C. vulgaris que

tras la codigestión de Scenedesmus y chumbera. Un pretratamiento térmico a 120ºC

durante 20 y 40 min incrementó la k0 de C. vulgaris hasta 0,23 d-1 y 0,17 d-1,

respectivamente. Este mayor incremento al aplicar el pretratamiento térmico se debe a


131

que éste causó la ruptura de la pared celular de la microalga y la solubilización de la

materia orgánica, facilitando así su degradación, mientras que la codigestión con

chumbera únicamente consigue beneficiar la actividad microbiana mediante balance de

nutrientes y, quizá, la estimulación de la producción de enzimas como la celulasa, cuya

actividad puede contribuir a un incremento en la degradación de la pared celular de las

microalgas, como fue observado en un estudio de codigestión de Scenedesmus y

Chlorella con residuos de papel (Yen y Brune, 2007).

4.3.2. Ensayo de codigestión de SRA y lodos de papelera



analizadas durante este ensayo de biodegradabilidad. Los análisis iniciales en este

ensayo se realizan sobre una muestra sacada de cada reactor, por lo que los reactores

que contienen la misma mezcla presentarán condiciones ligeramente diferentes al inicio

de la experimentación. Los reactores se numeran como se explicó anteriormente (1er

dígito=nº de mezcla; 2º dígito=nº de réplica).

Tabla 4.29. Caracterización físico-química inicial del ensayo de biodegradabilidad nº2

R. C/N ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2 L

-1) DQOs

(mgO2 L-1)

pH APa (g L-1)

AIa (g L-1)

NTK (mgN L-1)

11 7,2

5,27±0,01 3,16±0,01 52,1±0,8 7670±30 7,61 4,1±0,1 1,3±0,1 3152±98 12 5,26±0,01 3,14±0,01 52,9±0,5 7440±24 7,58 3,9±0,0 1,3±0,0 3148±42 21

10 5,89±0,03 3,33±0,03 50,0±0,6 7086±106 7,80 3,8±0,1 1,2±0,0 2929±43

22 5,82±0,02 3,26±0,00 50,8±0,9 6932±213 7,64 4,0±0,2 1,2±0,0 2920±57 31

15 6,23±0,08 3,31±0,06 49,9±0,4 5603±100 7,67 4,1±0,1 1,0±0,2 2748±89

32 6,09±0,00 3,22±0,01 52,7±0,9 5414±77 7,67 4,2±0,2 1,0±0,2 2677±16 41

20 6,44±0,05 3,25±0,01 47,5±3,5 5025±53 7,66 4,3±0,2 0,9±0,2 2567±80

42 6,43±0,03 3,32±0,04 49,0±1,1 4860±30 7,65 4,1±0,0 1,0±0,1 2629±88 51

80,7 6,97±0,04 3,28±0,00 47,1±2,6 3751±214 7,83 4,8±0,1 1,1±0,1 2444±67

52 7,01±0,05 3,35±0,03 56,9±4,0 4055±225 7,80 4,7±0,1 1,1±0,1 2518±64 B1

- 3,87±0,01 2,24±0,01 33,4±1,1 2250±77 7,85 3,9±0,0 0,9±0,0 2221±16

B2 3,89±0,00 2,30±0,01 33,2±0,3 2049±53 7,84 3,9±0,0 1,0±0,0 2239±28 aAP, AI= gCaCO3 L

-1

Los reactores 51 y 52, correspondientes a la monodigestión de lodo de papelera,

fueron realizados en una tanda de ensayos batch diferentes.

Capítulo 4

132


Los resultados de la caracterización físico-química de cada uno de los reactores al

terminar el ensayo se muestran en la Tabla 4.30.


R. ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2 L

-1) DQOs

(mgO2 L-1) pH APa

(g L-1) AIa

(g L-1) NTK

(mgN L-1)

11 4,62±0,01 2,31±0,00 33,7±1,2 3903±65 7,64 6,5±0,1 1,6±0,0 3211±36 12 4,75±0,01 2,38±0,00 34,6±1,4 3555±106 7,60 6,4±0,0 1,5±0,1 3320±54 21 5,33±0,01 2,50±0,01 35,5±0,6 3614±24 7,61 6,2±0,0 1,5±0,0 3061±23 22 5,31±0,01 2,44±0,00 35,1±0,9 3401±118 7,73 6,2±0,0 1,5±0,0 3066±100 31 5,94±0,02 2,68±0,03 35,7±1,1 3567±71 7,62 6,1±0,0 1,4±0,0 3005±77 32 5,89±0,03 2,58±0,03 34,7±0,5 3596±136 7,71 6,2±0,0 1,4±0,0 2830±66 41 6,06±0,22 2,60±0,10 37,4±1,2 2710±89 7,59 5,9±0,1 1,4±0,0 2783±35 42 6,17±0,01 2,70±0,02 37,0±0,2 3614±35 7,60 6,2±0,1 1,3±0,1 2839±40 51 7,02±0,02 2,97±0,00 51,1±1,1 3661±24 7,41 5,6±0,0 1,5±0,0 2688±12 52 7,14±0,00 3,07±0,02 50,5±0,9 3484±83 7,46 5,8±0,0 1,5±0,0 2744±26 B1 3,70±0,02 1,97±0,01 28,8±0,1 2699±77 7,63 5,0±0,0 1,2±0,0 2408±27 B2 3,69±0,03 1,98±0,00 24,8±0,5 2681±106 7,62 4,9±0,0 1,2±0,0 2350±23

aAP, AI= gCaCO3 L-1


Los cálculos de degradación de materia orgánica para cada mezcla analizada,

realizados de acuerdo a la ecuación presentada en la sección 3.2.1.3.1. Parámetros de

control, se muestran en la Tabla 4.31.

La degradación de los residuos de microalga tras la extracción de aminoácidos fue

satisfactoria, con un 41,5±4,8 de ST eliminados, un 58,1±4,3% de SV eliminados y un

61,8±1,6% de DQOt eliminada. Esta elevada biodegradabilidad destaca debido a que la

microalga Scenedesmus sin procesamiento previo presenta una pared celular

difícilmente biodegradable, que impide la degradación del contenido intracelular. Por lo

tanto, el proceso de extracción de aminoácidos beneficia la degradación anaerobia

posterior de los residuos, gracias a dos factores principalmente. El primero y más

importante es la ruptura de la pared celular, que libera los componentes intracelulares y

pasan a estar disponibles para los microorganismos. Además, la ruptura de la pared

celular facilita la solubilización de la materia orgánica, siendo ésta más fácilmente

biodegradable. Añadiendo a este hecho la aplicación de temperaturas templadas (50 y

75ºC) y de enzimas hidrolíticas, se obtiene una elevada solubilización de la materia

orgánica que incrementa su biodegradabilidad, como ya se comentó en la sección 4.1.2.


133

Residuos de Scenedesmus tras extracción de aminoácidos. El segundo factor es la

extracción de parte de los aminoácidos de la biomasa, lo que da lugar a un incremento

en la relación C/N que favorece la actividad bacteriana. Estos aspectos se discutirán con

más detalle en la sección 4.3.5. Influencia del procesado de la microalga en el proceso

de digestión.

Tabla 4.31. Degradación de materia orgánica en ensayo de biodegradabilidad nº2

Mezcla C/N ST (%)

SV (%)

DQOt

(%) 1 7,2 41,5±4,8 58,1±4,3 61,8±1,6 2 10,0 26,8±0,9 52,0±1,3 50,4±2,2 3 15,0 10,5±1,8 34,2±1,7 52,7±6,6 4 20,0 12,6±2,3 33,8±2,3 30,0±4,4 5 80,7 ND 21,9±1,9 ND

ND=no detectada

Por otro lado, se puede observar cómo la biodegradación del lodo de papelera como

sustrato único fue muy baja (M.5). No se pudo detectar eliminación alguna de DQOt y

ST, mientras que se pudo observar una ligera degradación de SV (21,9±1,9%). La baja

biodegradabilidad que presentan los lodos de papelera sugieren que la celulosa

contenida en el residuo es recalcitrante o no biodisponible. De hecho, la fracción soluble

de DQO del lodo de papelera es únicamente 2,4%, como se comentó anteriormente en la

sección 4.1.5. Residuos del reciclaje de papel, indicando que inicialmente existe muy

baja biodisponibilidad de materia orgánica.

El incremento de la relación C/N de las mezclas analizadas, consecuencia de un

incremento en la fracción de lodos de papelera, da lugar a una disminución de la

degradación de materia orgánica, observable en todos los indicadores (ST, SV y DQOt).

La baja biodegradabilidad de los lodos de papelera se pone de manifiesto de nuevo en la

baja reducción de ST, SV y DQOt observada en las diferentes mezclas analizadas. Por

lo tanto, podemos determinar que los lodos de papelera, a pesar de conseguir un

incremento en la relación C/N de las mezclas hasta valores idóneos para la digestión

anaerobia, no son un buen cosustrato para la digestión anaerobia. En el caso de la

aplicación como cosustrato de Scenedesmus residual, el aporte de lodos de papelera da

lugar a una menor biodegradabilidad en todas las mezclas analizadas, lo que como se

verá a continuación, implicará un descenso en los rendimientos de biogás y metano.

Capítulo 4

134

Analizando los diferentes parámetros de control no parece que existieran procesos de

inhibición durante la digestión de ninguna de las mezclas. Las relaciones AI/AP de cada

reactor se mantienen por debajo de 0,3, indicando que existe una baja acumulación de

AGV. Además, la AP tanto al inicio como al final del experimento fue elevada,

encontrándose por encima de los valores indicados por McCarty (1964a) como

adecuados para el mantenimiento de un pH óptimo para el proceso de digestión. De

hecho, la AP aumenta al final del experimento con respecto al inicio, consecuencia de la

degradación de las microalgas y la liberación de amonio al medio, que contribuye a

aumentar la alcalinidad de los digestores. Por otra parte, el pH se mantuvo dentro de los

límites adecuados para la digestión tanto al inicio como al final.


La Figura 4.18 muestra las producciones acumuladas de metano para las diferentes

mezclas durante la experimentación, mientras que la Tabla 4.32 muestra los resultados

finales de la producción de biogás y metano de cada una de las mezclas analizadas en

este ensayo de biodegradabilidad, una vez se ha tenido en cuenta la influencia del

inóculo.

Como consecuencia de la elevada biodegradabilidad de la microalga residual SRA,

su rendimiento de biogás y metano fue también elevado (401,2±17,7 L kgSV-1 y

272,8±7,3 L kgSV-1, respectivamente). Esto supone un incremento muy importante

respecto a la microalga sin procesamiento previo, y sugiere que el proceso por el cual se

extraen los aminoácidos de alto valor añadido de la microalga pueda ser considerado

como un pretratamiento de la biomasa, que incrementa su biodegradabilidad y la

producción de biogás y metano.

En el caso del lodo de papelera (M.5), la producción de biogás y metano fue muy

baja, debido a su baja biodegradabilidad. La adición de lodo de papelera como

cosustrato no produjo los efectos deseados, ya que a pesar del incremento de la relación

C/N los rendimientos de biogás y metano disminuyeron en todas las mezclas respecto a

la microalga como monosustrato (ver Figura 4.19). La concentración de metano en el

biogás prácticamente no se vio afectada por las diferencias en la composición de la

mezcla.


135

Figura 4.18. Producción acumulada de metano durante el ensayo de biodegradabilidad nº2 NOTA: Influencia del blanco no sustraída.

Tabla 4.32. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº2a.

Mezcla Biogásb

(L kgSV-1) CH4

(L kgSV-1) %CH4

1 401,2±17,7 272,8±7,3 68,1±1,2 2 310,8±34,9 211,9±21,2 68,3±0,8 3 292,1±38,1 197,3±22,9 67,7±1,0 4 257,5±0,3 173,2±3,3 67,2±1,2 5 78,6±45,9 50,6±28,2 65,9±2,6

aLos resultados expuestos en la tabla representan el valor medio de los reactores duplicados±error estándar de la media. La influencia del inóculo ha sido eliminada. El volumen de gas se expresa en condiciones STP. bEl biogás se calcula como la suma de CO2 y CH4

El-Mashad (2013) observó un comportamiento similar al codigerir la especie de

microalga Spirulina platensis con pasto varilla o switchgrass. El descenso en el

rendimiento de biogás y metano fue haciéndose más evidente a medida que aumentaba

050

100150200250300350

0 10 20 30 40Días

M4

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

M2

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M1

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M3

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

Días

M5

Capítulo 4

136

la cantidad de pasto varilla añadido a la mezcla, lo que según el autor sugería que la

elevada proporción de carbohidratos y lignina del pasto varilla afectaba negativamente

al proceso de digestión. En el caso del lodo de papelera, la baja biodisponibilidad de la

celulosa del residuo fue probablemente la causa del descenso en los rendimientos de

biogás. Además, el lodo de papelera presenta un alto contenido en calcio (21% en base

seca) que pudo afectar negativamente al proceso. Las mezclas que contenían lodo de

papelera presentaban también un elevado contenido en calcio, elemento que puede ser

inhibitorio a concentraciones mayores de 0,25% (McCarty, 1964b). La concentración de

calcio en el interior de los reactores fue de 0,7%, 0,58%, 0,51% y 0,38% para las

mezclas M.5, M.4, M.3 y M.2, respectivamente, por lo tanto, pudo existir algún tipo de

inhibición. Sin embargo, las curvas de producción de metano correspondientes a las

mezclas M.4, M.3 y M.2 (ver Figura 4.18) no se corresponden con curvas en las que

existan procesos inhibitorios, ya que presentan una forma exponencial casi perfecta. La

M.5, compuesta únicamente por lodo de papelera, presenta una forma que no se

corresponde con una forma exponencial, típica de los procesos discontinuos de

digestión anaerobia, lo que puede ser indicador de procesos de inhibición, o

simplemente deberse a la difícil biodegradación del lodo de papelera.

Figura 4.19. Rendimiento de biogás (barras blancas), metano (barras grises) y porcentaje de

metano en el biogás (triángulos) de la codigestión de SRA y LP. NOTA: Las barras de error indican el error estándar del valor medio.

10

20

30

40

50

60

70

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

M1(C/N=7.2)

M2(C/N=10)

M3(C/N=15)

M4(C/N=20)

M5(C/N=80.7)

%C

H4

Ren

dim

ien

tos

(Lga

skg

SV

-1)


137


La evaluación de los efectos sinérgicos de la mezcla de ambos sustratos se realizó

siguiendo el mismo procedimiento que el explicado en la sección 4.3.1.4.1. Teniendo en

cuenta las producciones teóricas de cada sustrato por separado, 272,8±7,3 LCH4 kgSV-1

y 50,6±28,2 LCH4 kgSV-1 para la biomasa residual SRA y para el lodo de papelera,

respectivamente, podemos calcular el rendimiento esperado en los ensayos y

compararlo con el rendimiento que finalmente se obtuvo experimentalmente (ver Tabla

4.33).

Únicamente la M.2, compuesta por un 74% de SRA y un 24% de lodos de papelera

(en base a SV) y con una relación C/N igual a 10, presentó efectos sinérgicos de

acuerdo a esta metodología. Mientras que en las otras dos mezclas analizadas (M.3 y

M.4) la producción obtenida (teniendo en cuenta el error estándar) estuvo dentro de los

rangos esperados si únicamente se suman proporcionalmente los rendimientos de cada

sustrato, por lo que en estos casos no existieron efectos sinérgicos ni efectos

antagónicos.

Tabla 4.33. Evaluación de sinergias/antagonismos en la codigestión de SRA y LP

M. C/N Rendimiento teóricoa (LCH4 kgSV-1)

Rendimiento obtenido (LCH4 kgSV-1)

2 10 128,4-149,3 173,1±3,3 3 15 159,5-177,5 197,3±22,9 4 20 215,0-227,8 211,9±21,2

aCalculado a partir de los valores de producción de metano de cada sustrato individual. El menor valor del intervalo se corresponde con el cálculo empleando el valor medio de producción de cada sustrato individual; el valor máximo se corresponde al cálculo empleando el valor máximo (media+error estándar).





Tabla 4.34. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de SRA y LP

Mezcla C/N k0 (días-1) Interv. confianza (95% )

Ajuste modelo (R2)

M.1 7,2 0,1080 0,0070 0,9705 M.2 10 0,1202 0,0055 0,9843 M.3 15 0,1127 0,0050 0,9815 M.4 20 0,1215 0,0056 0,9837 M.5 80,7 0,0950 0,0080 0,958

Capítulo 4

138

Las tasas k0 de degradación específica para los sustratos en monodigestión fueron

0,108±0,007 d-1 y 0,094±0,008 d-1 para los residuos de Scenedesmus y lodos de

papelera, respectivamente. Estas tasas se incrementaron cuando se mezclaron ambos

sustratos, sin embargo no existieron diferencias importantes entre las mezclas

analizadas a pesar de presentar relaciones C/N diferentes (0,120±0,006 d-1, 0,113±0,005

d-1, 0,123±0,006 d-1 para las mezclas M.2, M.3 y M.4, respectivamente). Por lo tanto,

puede decirse que la cinética del proceso mejora cuando ambos sustratos se codigieren,

sin embargo, las variaciones en la relación C/N no causan diferencias significativas en

la cinética una vez que ambos sustratos son mezclados.

4.3.3. Ensayo de codigestión de SRA y chumbera



analizadas durante este ensayo de biodegradabilidad. La mezcla 1, compuesta

únicamente por residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de aminoácidos

(SRA), no se analizó de nuevo, ya que se había analizado en el ensayo anterior y los

resultados de dicho ensayo son extrapolables. Por lo tanto, los reactores comienzan a

enumerarse en 21, correspondientes a la mezcla 2 y réplica 1. Los análisis iniciales en

este ensayo se realizan sobre una muestra sacada de cada reactor, por lo que los

reactores que contienen la misma mezcla presentarán condiciones ligeramente

diferentes al inicio de la experimentación. Los resultados de la caracterización de cada

reactor se muestran en la Tabla 4.35.





139

Tabla 4.35. Caracterización físico-química inicial en el ensayo de biodegradabilidad nº3

R. ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2 L

-1) DQOs

(gO2 L-1)

pH NTK (mg L-1)

NH4+

(mg L-1) APa (g L-1)

AIa (g L-1)

AGVb (g L-1)

21 5,97±0,01 3,63±0,01 64,8±2,3 12,4±0,2 7,36 4422±41 2296±77 5,8±0,0 2,1±0,0 1,8±0,0 22 6,12±0,02 3,73±0,02 58,6±0,6 11,7±0,2 7,40 4422±62 2172±205 5,8±0,0 2,0±0,0 1,8±0,1 23 6,01±0,00 3,64±0,00 62,0±1,1 12,0±0,3 7,33 4371±8 2426±35 5,9±0,0 2,1±0,0 1,5±0,0 31 5,55±0,03 3,35±0,02 61,5±2,7 12,5±0,0 7,45 3839±3 2181±14 5,3±0,0 2,2±0,0 2,2±0,1 32 5,55±0,01 3,38±0,02 61,5±2,3 12,3±0,1 7,48 3637±34 1952±82 5,5±0,1 2,0±0,1 1,9±0,0 33 5,51±0,01 3,39±0,00 59,0±0,3 11,5±0,0 7,48 3947±20 1924±71 5,3±0,0 2,2±0,0 1,4±0,1 41 5,50±0,03 3,42±0,02 52,2±0,9 13,2±0,1 7,56 3714±10 2148±11 5,2±0,0 2,2±0,1 2,1±0,1 42 5,39±0,01 3,34±0,01 56,1±0,5 12,9±0,1 7,61 3700±12 2120±45 5,3±0,0 2,0±0,1 1,9±0,1 43 5,44±0,02 3,33±0,01 50,7±0,6 13,1±0,1 7,59 3668±36 2032±1 5,2±0,1 2,3±0,1 1,5±0,0 51 5,19±0,04 3,20±0,04 52,2±0,8 12,7±0,4 7,29 3734±65 2028±40 4,9±0,1 2,3±0,1 2,0±0,2 52 5,30±0,02 3,30±0,01 54,6±2,2 13,5±0,7 7,28 3420±191 2068±12 4,8±0,1 2,3±0,1 1,9±0,0 53 5,34±0,03 3,35±0,02 61,0±2,0 13,0±0,3 7,27 3524±112 2323±35 4,6±0,0 2,1±0,0 1,6±0,0 61 5,33±0,01 3,24±0,00 55,8±0,7 12,5±0,0 7,29 3534±6 2414±27 4,9±0,0 2,8±0,0 1,8±0,0 62 5,37±0,00 3,26±0,00 56,9±2,6 13,3±0,2 7,28 3520±0 2471±45 4,8±0,0 2,8±0,1 1,9±0,1 63 5,33±0,00 3,22±0,00 54,3±0,7 13,5±0,1 7,27 3595±28 2484±15 5,0±0,0 2,7±0,0 1,9±0,0 B1 4,84±0,03 2,76±0,02 53,8±1,6 7,6±0,0 7,90 4184±49 2799±35 6,7±0,0 1,1±0,1 1,3±0,1 B2 4,67±0,00 2,71±0,00 50,0±0,1 8,1±0,2 7,93 3767±11 2776±28 6,6±0,1 1,7±0,2 1,4±0,1

aAP, AI=gCaCO3 L-1; bAGV=gHAceq L

-1 (g de ácido acético equivalente)


R. ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2 L

-1) DQOs

(gO2 L-1) pH NTK

(mg L-1) NH4

+

(mg L-1) APa (g L-1)

AIa (g L-1)

AGVb (mg L-1)

21 5,49±0,03 2,91±0,00 47,6±1,1 6,8±0,1 7,53 4790±7 3750±206 8,8±0,1 2,1±0,2 1,4±0,1 22 5,26±0,04 2,80±0,02 46,8±0,6 7,1±0,0 7,46 4818±27 3484±25 9,1±0,0 2,6±0,0 1,6±0,0 23 5,45±0,01 2,89±0,00 48,3±0,7 5,8±0,1 7,69 4879±37 3484±8 9,3±0,2 2,5±0,2 1,6±0,0 31 4,85±0,02 2,53±0,01 48,4±0,2 4,9±0,6 7,69 4205±8 3102±1 7,9±0,0 2,0±0,1 1,5±0,0 32 4,77±0,01 2,50±0,01 42,9±0,5 6,0±0,1 7,63 4194±18 3107±38 8,2±0,0 2,1±0,0 1,5±0,1 33 4,84±0,04 2,50±0,00 48,3±0,5 6,2±0,3 7,66 4209±47 2984±11 8,3±0,1 1,8±0,2 1,4±0,1 41 4,62±0,03 2,44±0,02 42,6±0,4 8,6±0,0 7,68 3841±11 2849±5 8,1±0,0 1,9±0,1 1,6±0,1

42 4,72±0,03 2,49±0,01 47,4±0,1 4,8±0,1 7,70 3847±11 2723±28 7,7±0,1 2,0±0,0 1,5±0,0

43 4,42±0,00 2,30±0,00 40,5±0,2 4,8±0,1 7,92 3706±24 2960±35 8,1±0,1 2,0±0,3 1,8±0,1

51 4,55±0,05 2,36±0,03 42,4±0,3 3,3±0,1 7,67 3670±1 2836±2 7,5±0,0 1,9±0,1 1,3±0,0

52 4,47±0,02 2,37±0,01 41,3±1,0 4,7±0,1 7,68 3664±0 2613±22 7,4±0,2 1,5±0,3 1,3±0,0 53 4,73±0,03 2,39±0,02 41,8±0,6 5,3±0,3 7,62 3786±28 2951±54 8,0±0,1 2,0±0,0 1,6±0,0 61 4,53±0,02 2,30±0,01 42,8±1,4 3,5±0,2 7,84 3660±29 2647±23 10,3±0,0 2,4±0,0 1,8±0,0 62 4,54±0,02 2,33±0,01 43,7±1,5 4,2±0,1 8,16 3706±0 2716±0 8,1±0,1 1,6±0,1 2,0±0,1 63 4,57±0,01 2,35±0,00 43,0±0,6 4,9±0,0 8,18 3708±32 2695±21 7,9±0,1 1,8±0,0 1,8±0,0 B1 4,81±0,03 2,68±0,01 48,5±0,8 4,0±0,2 7,76 4315±135 3139±43 7,7±0,2 1,8±0,0 1,5±0,1

B2 4,86±0,03 2,70±0,02 50,0±1,2 5,5±0,2 7,79 4247±51 3090±30 7,8±0,2 1,9±0,2 1,5±0,0 aAP, AI=gCaCO3 L

-1; bAGV=gHAceq L-1 (g de ácido acético equivalente)

Capítulo 4

140




control, se muestran en la Tabla 4.37. En esta tabla se incluyen los resultados obtenidos

en el ensayo de los residuos de microalga generados tras la extracción de aminoácidos

(M.1), evaluados en el ensayo de biodegradabilidad anterior, con el fin de poder

compararlos con los resultados obtenidos en este ensayo.


Mezcla C/N ST (%)

SV (%)

DQOt

(%) 1 7,2 41,5±4,8 58,1±4,3 61,8±1,6 2 10,0 39,6±5,4 62,3±3,7 76,6±2,2 3 15,0 49,1±1,8 75,1±1,2 66,7±11,0 4 20,1 61,6±5,4 82,3±4,8 79,5±9,0 5 23,7 50,2±4,4 77,9±0,3 78,9±5,2 6 34,3 58,0±2,5 80,0±2,1 77,6±0,8

Como ya ocurriera en el ensayo en el cual se codigería biomasa de Scenedesmus sin

procesar con cladodios de chumbera, la adición de la chumbera a la biomasa residual de

Scenedesmus (SRA) causó un incremento en la biodegradabilidad de todas las mezclas.

La chumbera, debido a su composición, es muy biodegradable, lo que facilita la

eliminación de materia orgánica por parte de los microorganismos. Se puede observar

cómo existe una tendencia creciente de eliminación de materia orgánica a mayor

proporción de chumbera en la mezcla, tendencia claramente observable en la

eliminación de SV y DQOt. Esto, como ya se comentó anteriormente, es debido a dos

factores, la mayor proporción de chumbera en la mezcla y el incremento en la relación

C/N que favorece la actividad bacteriana.

En las mezclas compuestas por SRA y cladodios de chumbera, se puede observar un

salto importante en la degradación de materia orgánica a partir de la mezcla M.3

(relación C/N de 15,0), y otro salto a partir de la siguiente mezcla (M.4, relación C/N de

20,1) a partir de la cual los valores de degradación de materia orgánica son

prácticamente similares a los de la degradación de la chumbera, que es altamente

biodegradable y en cuyo ensayo se produjeron eliminaciones de DQOt, ST y SV de

alrededor de 80%, 60% y 80% respectivamente. Por lo tanto, en cuanto a degradación

de materia orgánica los resultados parecen indicar que a partir de relaciones de C/N

iguales o superiores a 15 no existe demasiada variación, mientras que en relaciones


141

menores de C/N el incremento en biodegradabilidad es más reducido en comparación

con la microalga como monosustrato. En el caso de la microalga sin procesar en

codigestión con chumbera, a partir de una relación C/N de 9,7 se producía un salto

importante en la degradación de materia orgánica, con valores cercanos a los que

presenta la chumbera en monodigestión (ver sección 4.3.1.3). Como ya se ha comentado

anteriormente, la relación C/N óptima para el proceso de digestión anaerobia es muy

amplia, oscilando entre 10 y 30 (Pagés Díaz y col., 2011), aunque algunos autores la

limitan a 20-30 (Anderson y col., 2003). El valor óptimo dependerá de numerosos

factores como tipo de sustrato de alimentación, inóculo y condiciones de operación. Por

lo tanto, no es de extrañar que mezclas de sustratos diferentes presenten relaciones

óptimas de C/N diferentes entre sí, como ocurre en este caso.

En cuanto a los parámetros de control, se puede observar cómo existe una

disminución generalizada en la concentración de AV del inicio al final de la

experimentación, consecuencia de una correcta degradación de materia orgánica y de un

proceso estable, como indica también la relación AI/AP que se encuentra por debajo de

0,3 para todos los reactores. La AP es elevada, lo que hace suponer que fue suficiente

para poder absorber las variaciones de pH que ocurren durante el proceso debido a la

acumulación de AV, más importante al inicio de la digestión. De hecho, el pH se

encuentra en valores dentro del rango óptimo tanto al inicio como al final de la

experimentación para todos los reactores. También hay que destacar el incremento

generalizado de la concentración de NTA (NH4+) que tuvo lugar durante la

experimentación. Este incremento es consecuencia de la degradación de compuestos

nitrogenados, que son aportados principalmente por los residuos de microalgas, por lo

que el aumento en la concentración indica una correcta degradación de los residuos de

microalga.


La Figura 4.20 muestra las producciones acumuladas de metano para las diferentes

mezclas durante la experimentación, mientras que la Tabla 4.38 muestra los resultados

finales de la producción de biogás y metano de cada una de las mezclas analizadas en

este ensayo de biodegradabilidad, una vez se ha tenido en cuenta la influencia del

inóculo.

Capítulo 4

142

La chumbera se empleó con el objetivo de aumentar la producción de biogás y

metano de los residuos de Scenedesmus. Sin embargo, su adición como cosustrato dio

lugar a una reducción de los rendimientos de biogás y metano, así como del contenido

de metano en el biogás. La mezcla M.3, con una relación C/N de 15,0, fue la que

presentó un mejor comportamiento entre todas las mezclas estudiadas, sin embargo no

se aprecian diferencias significativas entre las diferentes relaciones C/N estudiadas (ver

Figura 4.21). Aunque los rendimientos de biogás y metano disminuyen al añadirse

cladodios de chumbera como cosustrato, la degradación de materia orgánica aumenta,

tal y como se describió en la sección anterior. Este hecho es consecuencia de la

composición bioquímica de los cladodios de chumbera. La fracción de carbohidratos,

proteínas y lípidos de los cladodios de chumbera jóvenes empleados en este estudio es

de 58,5%, 6,9% y 11,2%, respectivamente, de acuerdo al método del valor-R descrito

con anterioridad (ver Tabla 4.19). Los carbohidratos son biodegradados con facilidad,

sin embargo, su potencial de metano es menor que el de otras macromoléculas orgánicas

como son las proteínas y los lípidos. Además, el biogás producido a partir de los

carbohidratos es típicamente rico en CO2, por lo que el contenido en metano de las

mezclas que contenían cladodios de chumbera fue bajo. Por otro lado, los residuos SRA

son ricos en proteínas (31,3%) y lípidos (19,6%) (ver Tabla 4.19), dando lugar a un

biogás rico en metano cuando se digiere como monosustrato.


143

Figura 4.20. Producción acumulada de metano durante el ensayo de biodegradabilidad nº3 NOTA: Influencia del blanco no sustraída.

Tabla 4.38. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº3a

Mezcla Biogásb

(L kgSV-1) CH4

(L kgSV-1) %CH4

1 401,2±17,7 272,8±7,3 68,1±1,2 2 316,5±15,4 166,7±7,2 52,7±0,5 3 363,6±20,5 177,1±10,0 48,6±0,1 4 319,9±28,8 156,7±12,9 49,2±0,5 5 348,2±34,6 165,7±14,9 47,7±0,9 6 302,3±9,7 142,5±5,3 47,1±0,2


0

50

100

150

200

250

300

350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M1

0

50

100

150

200

250

300

350

0 10 20 30 40

M2

0

50

100

150

200

250

300

350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M3

0

50

100

150

200

250

300

350

0 10 20 30 40

M4

050

100150200250300350

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

Días

M5

050

100150200250300350

0 10 20 30 40Días

M6

Capítulo 4

144

Figura 4.21. Gráfico de cajas y bigotes para producción de biogás y metano en el ensayo nº3.

En otros estudios en los que la biomasa de microalgas fue codigerida con sustratos de

alto contenido en carbono se observaron mejoras en el proceso. Yen y Brune (2007)

trabajaron con lodo de alga compuesto por Chlorella y Scenedesmus en codigestión con

residuos de papel, obteniendo una producción de metano dos veces mayor a la obtenida

con el lodo de alga en monodigestión. Esta mejora fue atribuida al balance de nutrientes.

Zhong y col. (2012) también observaron una mejora en el proceso de digestión de

Microcystis sp. al aumentar la relación C/N mediante la adición de paja de maíz. La

mejora en la producción de metano fue del 61,7% y también se atribuyó a un

incremento en el número y variedad de nutrientes y a una mejora de la capacidad

tampón del sistema. Al comparar los resultados de estas dos investigaciones con los

resultados obtenidos en la codigestión de los residuos de microalga SRA con cladodios

de chumbera o con lodos de papelera se resalta la necesidad de estudiar la codigestión

de diferentes combinaciones de sustratos por separado, sin posibilidad de generalizar

resultados para biomasas de origen similar, ya que el cambio de algún componente

puede dar lugar a un comportamiento totalmente diferente del proceso de digestión.

Debido a los malos resultados obtenidos en ambas experimentaciones de codigestión

de SRA con sustratos de elevado contenido en carbono, se determinó que lo más idóneo

era realizar el ensayo en semicontinuo con los residuos de Scenedesmus como

monosustrato. Además, esta biomasa presenta una alta biodegradabilidad que se traduce

en una elevada producción de biogás y metano, por lo que parece ideal para ser tratada

mediante esta tecnología.


145


La evaluación de los efectos sinérgicos de la mezcla de ambos sustratos se realizó

siguiendo el mismo procedimiento que el explicado en la sección 4.3.1.4.1. Teniendo en

cuenta las producciones teóricas de cada sustrato por separado, 272,8±7,3 LCH4 kgSV-1

y 142.5±5.33 LCH4 kgSV-1, para la biomasa residual de Scenedesmus y para la

chumbera, respectivamente, podemos calcular el rendimiento esperado en los ensayos y

compararlo con el rendimiento que finalmente se obtuvo experimentalmente (ver Tabla

4.39).

Tabla 4.39. Evaluación de sinergias/antagonismos en la codigestión de SRA y chumbera

M. C/N Rendimiento teóricoa (LCH4 kgSV-1)

Rendimiento obtenido (LCH4 kgSV-1)

2 10 220,7-227,2 166,7±7,2 3 15 181,6-187,5 177,1±10,0 4 20,1 163,4-168,9 156,7±12,9 5 23,7 155,5-161,0 165,7±14,9

aCalculado a partir de los valores de producción de metano de cada sustrato individual. El menor valor del intervalo se corresponde con el cálculo empleando el valor medio de producción de cada sustrato individual; el valor máximo se corresponde al cálculo empleando el valor máximo (media+error estándar).

En la codigestión de SRA y chumbera no se observaron efectos sinérgicos para

ninguna de las mezclas analizadas. Para las mezclas M.3, M.4 y M.5, con una relación

C/N de 15, 20,1 y 23,7, respectivamente, los rendimientos de metano obtenidos fueron

muy cercanos a los que se esperaban teniendo en cuenta la producción potencial de

metano teórica de cada sustrato individual. En el caso de la M.2, con una relación C/N

de 10, el rendimiento de metano fue claramente menor que el esperado. En otros

estudios se han descrito efectos antagónicos cuando sustratos de diferente naturaleza

eran codigeridos en una determinada proporción (Misi y Forster, 2001). Este puede ser

el caso de esta mezcla específica, aunque las causas no pudieron ser dilucidadas.

De nuevo, es importante resaltar que el equilibrio de la relación C/N no es el único

factor a tener en cuenta para la digestión de sustratos de alto contenido en nitrógeno,

como es el caso de los residuos de microalga SRA. Mediante la realización de los dos

ensayos de codigestión en los que se empleaba este tipo de residuos, se pudo observar

como los efectos sinérgicos o antagónicos de la codigestión fueron independientes de la

relación C/N de las mezclas, como es en el caso de las mezclas con una relación

C/N=10, mientras que la mezcla de SRA y lodo de papelera presentó efectos sinérgicos,

la mezcla compuesta por SRA y chumbera dio lugar a efectos antagónicos.

Capítulo 4

146





Tabla 4.40. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de SRA y chumbera

Mezcla C/N k0 (días-1) Interv. confianza

(95% ) Ajuste modelo

(R2) M.1 7,2 0,1080 0,0070 0,9705 M.2 10,0 0,1540 0,0110 0,9702 M.3 15,0 0,1676 0,0080 0,987 M.4 20,1 0,2495 0,0205 0,965 M.5 23,7 0,1805 0,0113 0,9783 M.6 34,3 0,1321 0,0130 0,9572

Como se puede observar en la Tabla 4.40 existieron diferencias muy importantes en

las tasas específicas de degradación entre las diferentes mezclas de SRA y chumbera y

los monosustratos. Un aumento en la relación C/N como consecuencia de un mayor

contenido en chumbera en la mezcla causó un incremento en k0 hasta la relación

C/N=20,1 (0,154±0,011 d-1, 0,1676±0,0080 d-1 y 0,2495±0,0205 d-1 para relaciones C/N

de 10, 15 y 20,1, respectivamente). Relaciones C/N mayores de 20,1 causaron un

descenso de k0, sugiriendo una relación C/N óptima de 20,1 para la cinética del proceso.

La codigestión de SRA y chumbera causó un incremento en la tasa específica de

degradación respecto a los sustratos en monodigestión. Además, si se comparan las

tasas específicas de degradación de estas mezclas con las mezclas de SRA que

contenían lodo de papelera como cosustrato, se puede observar que las mezclas que

contenían chumbera como cosustrato presentan una cinética mucho más rápida. La

chumbera está compuesta principalmente por carbohidratos fácilmente biodegradables,

como ya se ha comentado anteriormente, por lo que la degradación fue más rápida en

este caso que en el caso de las mezclas con lodos de papelera.

En esta ocasión, las tasas específicas de degradación fueron similares a los valores

obtenidos por Méndez y col. (2013) para Chlorella vulgaris pretratada, la cual presentó

k0 de 0,23 d-1 y 0,17 d-1 tras la aplicación de un pretratamiento térmico a 120ºC durante

20 y 40 min, respectivamente. En este caso la extracción de aminoácidos puede ser

considerada como un pretratamiento que favorece la biodegradación de la biomasa de

microalgas. Este hecho junto con la mejora de las relaciones C/N del sustrato de


147

alimentación mediante la adición de chumbera dio lugar a mejoras muy importantes de

la tasa específica de degradación, similares a las obtenidas mediante la aplicación de

pretratamientos térmicos.

4.3.4. Ensayo de codigestión de SRL y glicerina



analizadas durante el ensayo de codigestión de residuos de Scenedesmus generados tras

la extracción de lípidos y glicerol residual. Los análisis iniciales en este ensayo se

realizan sobre una mezcla réplica, preparada aparte de cada uno de los reactores

duplicados, por lo que los reactores que contienen la misma mezcla se consideran

idénticos al principio de la experimentación. Se realizó este tipo de caracterización

inicial debido a las propiedades de fluidez que presentaba el glicerol residual, ya que

dado su grado de viscosidad la toma de muestras a partir del propio reactor podía dar

lugar a tomar una muestra no representativa de su contenido.

Los resultados de la caracterización físico química de cada una de las mezclas que

formaron parte del ensayo se muestra en la Tabla 4.41.

Tabla 4.41. Caracterización físico-química inicial del ensayo de biodegradabilidad nº4.

M. ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2L

-1) DQOs (gO2L

-1) pH NTK (gL-1)

NTA (gL-1)

APa (g L-1)

AIa (g L-1)

AGVb (mg L-1)

1 7,80±0,02 4,71±0,01 84,1±1,0 13,1±0,3 7,67 6,1±0,0 3,5±0,0 8,4±0,0 2,5±0,0 2,1±0,0

2 7,73±0,01 4,69±0,01 82,5±0,9 12,4±0,0 7,66 6,0±0,0 3,5±0,0 8,5±0,1 2,5±0,0 2,0±0,0

3 7,73±0,03 4,69±0,02 85,5±0,3 13,1±0,0 7,73 5,9±0,0 3,6±0,0 8,4±0,2 2,5±0,0 1,8±0,1

4 7,63±0,00 4,55±0,02 91,7±0,7 14,9±0,0 7,80 5,8±0,0 3,6±0,1 8,7±0,1 2,4±0,1 1,8±0,1

B 5,76±0,00 3,15±0,02 61,9±0,8 8,0±0,1 8,17 4,8±0,0 3,7±0,0 8,9±0,1 2,0±0,1 1,6±0,1 aAP, AI=gCaCO3 L





Capítulo 4

148


R. ST (%)

SV (%)

DQOt (gO2L

-1) DQOs (gO2L

-1) pH NTK (gL-1)

NTA (gL-1)

APa (g L-1)

AIa (g L-1)

AGVb (mg L-1)

11 6,71±0,05 3,56±0,02 65,9±0,5 14,1±0,0 7,71 6,2±0,1 4,6±0,1 12,5±0,0 2,2±0,1 1,2±0,1 12 6,65±0,00 3,49±0,00 66,5±0,1 14,1±0,4 7,73 6,5±0,1 4,7±0,1 14,5±0,2 3,2±0,1 1,8±0,1 13 6,77±0,04 3,54±0,03 66,5±0,1 17,7±0,1 7,73 7,0±0,2 4,7±0,1 15,0±0,2 3,3±0,0 1,7±0,0 21 6,76±0,02 3,56±0,01 72,0±0,2 7,6±0,1 7,73 6,1±0,0 4,4±0,1 12,1±0,0 2,2±0,2 1,3±0,0 22 6,91±0,00 3,68±0,00 71,3±0,4 9,4±0,1 7,73 6,4±0,1 4,4±0,0 12,6±0,1 2,2±0,0 1,3±0,1 23 6,55±0,01 3,36±0,00 67,1±1,0 8,8±0,2 7,73 6,3±0,0 4,5±0,0 14,4±0,0 3,0±0,2 1,6±0,1 31 6,51±0,01 3,42±0,00 68,5±0,7 9,1±0,1 7,74 6,6±1,3 4,7±0,0 12,2±1,0 3,1±0,5 1,8±0,0 32 6,46±0,05 3,41±0,03 67,5±0,1 14,2±0,0 7,75 6,8±0,1 4,6±0,0 12,3±0,0 2,4±0,0 1,3±0,0 33 6,85±0,01 3,54±0,00 63,3±0,8 6,7±0,1 7,73 6,5±0,0 4,8±0,0 13,8±0,1 3,5±0,1 1,5±0,0 41 6,40±0,01 3,36±0,00 64,9±0,2 10,2±0,1 7,74 6,1±0,0 4,6±0,0 13,5±0,1 3,2±0,0 1,8±0,0 42 6,61±0,01 3,59±0,01 67,7±0,4 7,9±0,0 7,77 6,1±0,0 4,3±0,1 11,5±0,0 2,2±0,0 1,3±0,0 43 6,47±0,02 3,42±0,00 68,2±0,2 11,3±0,3 7,76 6,1±0,1 4,5±0,1 13,5±0,1 3,3±0,1 1,6±0,1 B1 5,58±0,00 2,95±0,00 59,6±0,6 5,3±0,2 7,80 5,1±0,1 3287±20 9,6±0,0 1,7±0,0 1,3±0,1

B2 5,59±0,01 2,98±0,02 58,5±0,8 6,0±0,1 7,80 5,0±0,1 3013±64 9,8±0,0 1,6±0,0 1,3±0,0 aAP, AI=gCaCO3 L





control, se muestran en la Tabla 4.43.


Mezcla C/N ST (%)

SV (%)

DQOt

(%) 1 6,1 44,8±1,6 63,8±1,5 67,2±0,9 2 6,2 41,3±5,3 63,1±6,1 46,0±7,5 3 6,8 48,1±6,2 68,0±2,6 70,9±6,8 4 7,5 51,2±3,2 64,7±4,9 73,5±3,5

Se puede observar como la biodegradación de los residuos de microalga tras la

extracción de lípidos (SRL) es satisfactoria. Tras 40 días de digestión más del 60% de

SV y más del 65% de DQOt fueron eliminados. Esto supone un incremento considerable

en la degradación de materia orgánica respecto a la biomasa de Scenedesmus sin

procesar, que recordemos es difícilmente biodegradable debido a la presencia de una

pared celular compuesta por carbohidratos complejos que impiden el ataque de las

bacterias a las macromoléculas orgánicas contenidas en el interior de la célula. Dado

que el proceso de extracción de lípidos carece de pretratamiento que cause la lisis

celular o la hidrólisis de sus componentes, es de suponer, observando el incremento en


149

la biodegradabilidad, que la extracción de lípidos empleando hexano como disolvente

causa la ruptura de la pared celular, posiblemente por la extracción forzosa de éstos a

través de la pared. Un comportamiento similar fue observado en otro estudio en el que

se emplearon residuos de Nannochloropsis gaditana generados tras la extracción de

lípidos utilizando etanol como disolvente, y asimismo el incremento en la

biodegradabilidad fue atribuido a la ruptura de la pared celular a causa de la extracción

forzada de los lípidos (Alzate y col., 2013). Sin embargo, es difícil determinar si

efectivamente se produce la rotura de la pared celular a causa de esta extracción, por lo

que esto no deja de ser una hipótesis que tendría que ser estudiada en mayor

profundidad con técnicas avanzadas. Sin embargo, todos los indicios apuntan en esta

dirección.

La adición de glicerol residual tenía como objetivo conseguir un incremento en la

producción de metano. El glicerol residual es rico en carbono, y por tanto se pretendía

conseguir dicho incremento mediante el equilibrio de nutrientes, y más en concreto,

mediante el equilibrio de la relación C/N del material a degradar. La glicerina es

fácilmente degradable, su degradación tiene lugar rápidamente, y dada su baja

alcalinidad, su adición en exceso puede desequilibrar el proceso de digestión causando

una acumulación excesiva de AGV y reduciendo el pH del digestor (Astals, 2011). La

degradación de la materia orgánica en los reactores que realizaban la codigestión de

SRL y glicerol residual fue muy similar a la de los reactores que realizaban la

monodigestión de SRL. La eliminación de SV para los reactores en codigestión osciló

en torno al 65% en todas las mezclas sin observarse claras diferencias entre las

diferentes mezclas y la microalga en monodigestión. Sin embargo, en la degradación de

DQOt se observa un comportamiento muy dispar. La mezcla M.2, con una relación C/N

de 6,2 y a la que se añadió glicerol residual en la misma proporción en la que se

produciría durante el proceso de producción de biodiésel a partir de los lípidos extraídos

de la microalga, presentó una eliminación de DQOt muy baja (46,0±7,5%). Las otras

dos mezclas (M.3 y M.4) en las que las cantidades de glicerol residual fueron en

aumento, la degradación de DQOt fue similar, aunque ligeramente superior, a la

obtenida con la microalga en monodigestión (70,9±6,8% para M.3 y 73,5±3,5% para

M.4). La presencia del glicerol residual, fácilmente biodegradable, favoreció una mayor

degradación de materia orgánica.

En cuanto a los parámetros de control, puede observarse una alta variabilidad entre

reactores réplica que contenían glicerol como cosustrato. Esto indica que la glicerina,

Capítulo 4

150

aun siendo un cosustrato que produce un incremento en los rendimientos de biogás

puede causar grandes desequilibrios en el proceso de digestión, debido a su baja

alcalinidad y rápida degradación (Astals y col., 2011). Incluso en estos ensayos batch,

donde existe una alta proporción de microorganismos respecto al sustrato en

condiciones totalmente controladas, existen variaciones importantes en el transcurso del

proceso de digestión entre reactores que son idénticos entre sí. A este hecho hay que

añadir las propiedades de viscosidad y no homogeneidad que presentaba la muestra de

glicerina empleada en estos ensayos, que pudo dar a lugar a diferencias importantes

entre el contenido de los reactores réplica.


En la Figura 4.22 se muestran las producciones acumuladas de metano para las

diferentes mezclas durante la experimentación y en la Tabla 4.44 los resultados finales

de la producción de biogás y metano de cada una de las mezclas analizadas en este

ensayo de biodegradabilidad, una vez eliminada la influencia del inóculo.

Los rendimientos de biogás y metano para SRL en monodigestión fueron 364,0±8,4

L kgSV-1 y 212,3±5,6 L kgSV-1, respectivamente. Como en el caso de los residuos de

microalga SRA, esto supone un importante incremento respecto a la microalga sin

procesar, dando lugar a que el proceso de extracción de lípidos pueda ser considerado

como un pretratamiento. Hay que destacar que los lípidos son las macromoléculas

orgánicas con mayor potencial de producción de metano (1,014 LCH4 kgSV-1), seguidos

de las proteínas (0,851 LCH4 kgSV-1) y los carbohidratos (0,415 LCH4 kgSV-1). Por lo

tanto, el aumento en la producción de metano, respecto a la biomasa sin procesar, a

pesar de la extracción de lípidos sólo puede ser consecuencia de la ruptura de la pared

celular que permite el aprovechamiento en mayor medida del resto de macromoléculas

orgánicas, aunque dichos mecanismos de ruptura no sean conocidos. Otros autores

también observaron un incremento en los rendimientos de metano tras la extracción de

lípidos a partir de Nannochloropsis salina, atribuyendo este incremento a la ruptura de

la pared celular generada durante la extracción forzosa de los lípidos (Alzate y col.,

2013).

En la Figura 4.23 se muestran los rendimientos de biogás y metano, así como el

contenido de metano del biogás, para las diferentes mezclas de SRL y glicerol residual

analizadas. El glicerol residual mejora la relación C/N del material a degradar y

proporciona a las bacterias un material fácilmente biodegradable. Sin embargo, su


151

0

50

100

150

200

250

300

0 10 20 30 40

M2

0

50

100

150

200

250

300

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

M1

0

50

100

150

200

250

300

0 10 20 30 40

Días

M4

0

50

100

150

200

250

300

0 10 20 30 40

LC

H4

kgS

V-1

Días

M3

mezcla con SRL tuvo diferentes efectos en los rendimientos de metano. La adición de

un 2,3% de glicerol residual (en base a SV) (M.2) causó un ligero descenso en el

rendimiento de metano respecto a SRL en monodigestión, aunque no se puede

confirmar que dicho descenso sea significativo debido a la elevada variación de los

resultados que se produjo entre los reactores réplica que contenían esta mezcla.

Figura 4.22. Producción acumulada de metano durante el ensayo de biodegradabilidad nº3

NOTA: Influencia del blanco no sustraída.

Tabla 4.44. Producción de biogás y metano en el ensayo de biodegradabilidad nº4a

Mezcla Biogás b

(L kgSV-1) CH4

(L kgSV-1) %CH4

1 374,4±8,59 218,33±5,7 58,3±0,2 2 324,9±45,7 191,0±26,4 58,8±0,6 3 424,2±42,4 262,0±18,9 61,9±1,7 4 373,3±2,3 234,6±1,5 62,8±0,8


Por otro lado, las mezclas que contenían un 11,1% y un 19,8%, en base a los SV, de

glicerol residual (M.3 y M.4, respectivamente) dieron lugar a un rendimiento de metano

mayor del que se obtuvo en la monodigestión de SRL. El aumento de metano fue mayor

respecto a SRL en M.3 (20%) que en M.4 (7%). El aumento en los rendimientos de

Capítulo 4

152

metano puede ser atribuido al incremento de la relación C/N en las mezclas, que

beneficia la actividad bacteriana, y al incremento en la disponibilidad de materia

orgánica fácilmente biodegradable que proporciona el glicerol residual.

Figura 4.23. Rendimiento de biogás (barras blancas), metano (barras grises) y porcentaje de

metano en el biogás (triángulos) de la codigestión de SRL y glicerol residual. NOTA: Las barras de error indican el error estándar del valor medio.

Los efectos beneficiosos causados por el empleo de glicerol residual como cosustrato

de residuos de microalgas generados tras la extracción de lípidos han sido demostrados

en otros estudios. Ehimen y col. (2009) obtuvieron un incremento en la producción de

metano del 4-7% al codigerir glicerina con residuos de microalgas, dependiendo del

método de extracción de lípidos aplicado a la biomasa de microalgas. El glicerol

residual también ha sido empleado como cosustrato del purín de cerdo, aumentando los

rendimientos de metano en las mezclas que contenían hasta un 60% de glicerol (en peso

fresco) (Astals y col., 2011). En este estudio no se estudiaron mezclas con un contenido

tan elevado de glicerol residual; sin embargo, teniendo en cuenta la creciente saturación

del mercado de glicerina causada por la industria del biodiésel, el estudio de mezclas

con un mayor contenido en glicerina puede ser de interés.


Teniendo en cuenta que el glicerol residual como monosutrato suele dar problemas

de acidificación del digestor por su baja alcalinidad y rápida biodegradabilidad que

causan una acumulación excesiva de AGV, no se realizó la monodigestión de este

sustrato. Por lo tanto, no se pudo evaluar la producción potencial teórica de metano del

0

10

20

30

40

50

60

70

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500

M1 (C/N=6.1) M2 (C/N=6.2) M3 (C/N=6.8) M4 (C/N=7.5)

%C

H 4

Ren

dim

ien

tos

(L g

askg

SV

-1)


153

glicerol residual como monosustrato, lo que impide la evaluación de efectos sinérgicos

en cuanto a rendimiento de metano se refiere.





Tabla 4.45. Tasa específica de degradación (k0) en la codigestión de SRL y glicerol residual

Mezcla C/N k0 (días-1) Interv. confianza (95% )

Ajuste modelo (R2)

M.1 6,1 0,101 0,005 0,980 M.2 6,2 0,105 0,006 0,973 M.3 6,8 0,106 0,004 0,988 M.4 7,5 0,189 0,014 0,964

La tasa específica de degradación (k0) de los residuos de Scenedesmus en

monodigestión fue de 0,101±0,005 d-1. La adición de glicerol residual causó un

incremento en k0, éste fue mayor cuanto mayor el contenido de glicerol en la mezcla,

hasta alcanzar el valor de 0,189±0,014 d-1 para M.4. El aumento de k0 fue atribuido a la

rápida degradación del glicerol residual con la consiguiente mayor producción de

metano en los primeros días del proceso de digestión.

4.3.5. Influencia del procesado de la microalga en el proceso de digestión

En la Figura 4.24 se muestran los rendimientos de biogás y metano, así como los

porcentajes de metano y DQOs de los tres tipos diferentes de biomasa de microalgas

analizadas en este trabajo.

Los procesos de extracción de aminoácidos y lípidos incrementaron sustancialmente

tanto la biodegradabilidad de la biomasa como la producción de biogás y metano. Como

se ha comentado anteriormente, las microalgas del género Scenedesmus presentan una

pared celular compuesta por carbohidratos complejos que impiden el acceso de los

microorganismos degradadores a los componentes intracelulares. Los procesos de

extracción causan la ruptura de esta pared celular. En el caso de la extracción de

aminoácidos esta ruptura se produce por el pretratamiento mecánico o la

homogeneización a alta presión, y en el caso de la extracción de lípidos los resultados

parecen indicar que la ruptura se produce por la extracción forzada de lípidos a través de

Capítulo 4

154

la pared celular. Esta ruptura es la principal causa del incremento en la

biodegradabilidad, ya que permite la solubilización de la materia orgánica y libera los

componentes intracelulares, dejándolos disponibles para los microorganismos.

La producción de biogás y metano a partir de los residuos de Scenedesmus tras la

extracción de aminoácidos (SRA) aumentó en 2,26 y 1,94 veces, respectivamente, en

relación a la biomasa sin procesar. Tras la extracción de lípidos la producción de biogás

aumentó en 2,06 veces y la de metano en 1,51 veces respecto a la biomasa sin procesar.

Comparando los rendimientos de biogás y metano de los dos tipos de residuos de

microalgas, se observa que las producciones de biogás y metano son un 10,2% y un

28,5% menores, respectivamente, en los residuos SRL que en los residuos SRA. Los

lípidos son los compuestos orgánicos con mayor rendimiento en biogás y metano, como

ya se ha indicado. Dado que los residuos SRL sufrieron un proceso de extracción de

lípidos es lógico que los rendimientos de estos residuos fueran inferiores a los obtenidos

a partir de SRA. El contenido de metano del biogás fue mayor para la biomasas sin

procesar (79,1%) que para los residuos SRA (68,0%) y SRL (58,3%). La alta

proporción de carbohidratos observada en SRL (ver Tabla 4.19) pudo haber causado

este descenso en el contenido de metano respecto a los otros dos tipos de biomasa.

Figura 4.24. Rendimiento de biogás (barras blancas), rendimiento de metano (barras grises) y

porcentaje de metano (triángulos) y de DQOs (círculos) de la biomasa de microalgas analizada. NOTA: Las barras de error indican el error estándar del valor medio.

En cuanto a la cinética del proceso, evaluada mediante el cálculo de la tasa específica

de degradación (k0), hay que destacar que los procesos de extracción supusieron una

mejora de la cinética. De esta forma, la k0 fue de 0,0902±0,0025 d-1 para la biomasa sin

0

15

30

45

60

75

90

0

100

200

300

400

500

SB SRA SRL

Po

rcen

taje

de

CH

4y

DQ

Os(%

)

Ren

dim

ien

tos

(L

kgS

V-1

)


155

procesar (SB), de 0,108±0,007 d-1 para SRA y de 0,101±0,005 d-1 para SRL. Como

puede observarse en la Figura 4.24, ambos procesos aumentan considerablemente la

fracción de DQOs de la biomasa, aumentando la biodisponibilidad de la materia

orgánica. Asimismo, la tasa específica de degradación de SRA fue mayor que la de

SRL, como también lo fue el incremento en la fracción soluble de la materia orgánica.

El proceso al que es sometido SRA es mucho más intenso que el de SRL, ya que

durante la extracción de aminoácidos no solo se rompe la pared celular, sino que

además se aplican varias enzimas con efecto hidrolítico y a pH extremo. Asemejando el

proceso de extracción de aminoácidos a un pretratamiento termoquímico, la k0 obtenida

es similar a la que obtuvieron Méndez y col. (2013) tras aplicar pretratamientos

termoquímicos a la biomasa de Chlorella vulgaris, en cuyo caso los valores oscilaron

entre 0,08-0,14 d-1.

Entendiendo los procesos de extracción de aminoácidos y lípidos como

pretratamientos para la aplicación de la digestión anaerobia, se pueden comparar los

resultados obtenidos en este trabajo con otros trabajos que han estudiado la

biodegradabilidad y producción de biogás y metano a partir de microalgas pretratadas.

Han sido muchos los pretratamientos aplicados sobre este tipo de biomasa, todos con el

objetivo de incrementar la biodegradabilidad para aumentar el rendimiento de metano

de la biomasa. González-Fernández y col. (2012a) evaluaron la aplicación de

pretratamientos con ultrasonidos y térmicos sobre la biomasa de Scenedesmus mediante

ensayos de biodegradabilidad. La aplicación de dichos pretratamientos dio lugar a un

incremento considerable en la producción de biogás y metano. Los rendimientos de

metano variaron entre 69,5 y 153,5 LCH4 kgDQOt-1, dependiendo de la energía aplicada

durante el pretratamiento. Empleando el ratio ST/DQOt de 0,56 descrito por los autores

en el artículo, los rendimientos de metano en términos de ST pueden ser calculados y

oscilaron entre 124,1 y 274,1 LCH4 kgST-1. El rendimiento de metano obtenido con los

residuos de microalga tras la extracción de aminoácidos fue de 168,3 LCH4 kgST-1,

mientras que el obtenido con los residuos de Scenedesmus generados tras la extracción

de lípidos fue de 151,7 LCH4 kgST-1. Dado que parte del contenido orgánico de la

microalga fue extraído, es lógico que los rendimientos de metano de los residuos de

microalga empleados en este estudio se encuentren cerca del menor valor del rango

obtenido por González-Fernández y col. (2012a) en su estudio. En cualquier caso los

resultados sugieren que tras la extracción de aminoácidos o lípidos de Scenedesmus el

rendimiento de metano de la biomasa residual aumenta respecto a la biomasa sin

Capítulo 4

156

procesar, de igual forma a la que lo hace una biomasa de microalgas sometida a un

pretratamiento cuyo objetivo sea incrementar la biodegradabilidad y producción de

metano. En un estudio realizado en modo continuo con biomasa de Nannochloropsis

salina pretratada térmicamente se observó inhibición del proceso de digestión a causa

de la elevada concentración de amonio (Schwede y col., 2013a). Aunque los

microorganismos se adaptaron a estas condiciones, la producción de biogás disminuyó.

La elevada concentración de amonio de esos digestores fue consecuencia del

incremento de biodegradabilidad de la biomasa de Nannochloropsis salina producido

por el pretratamiento térmico. Por lo tanto, dado que la biomasa residual de

Scenedesmus es altamente biodegradable y que su relación C/N aún se encuentra por

debajo de los valores recomendados para la digestión anaerobia, es razonable esperar

procesos de inhibición a causa de una elevada concentración de amonio en el medio,

justificando la necesidad de buscar cosustratos de elevado contenido en carbono

adecuados para la digestión de este tipo de residuos.

En cualquier caso, en el concepto de proceso aquí estudiado, la venta de aminoácidos

y/o lípidos debería ser el mayor ingreso económico de esta industria de microalgas, cuya

misión es la comercialización de estos compuestos. La digestión anaerobia de los

residuos podría ser un factor que aumentaría la viabilidad económica de estos procesos

de extracción mediante la reducción de los requerimientos de energía, normalmente

altos debido a la necesidad de eliminar parte del contenido de agua presente en la

biomasa que se cosecha (Sialve y col., 2009).

Para determinar el verdadero potencial de la digestión anaerobia aplicada como paso

final para el tratamiento de este tipo de residuos se deben realizar ensayos en continuo o

semicontinuo. Estos ensayos permiten optimizar el proceso de digestión así como

evaluar posibles impedimentos o ventajas que no son observables en los procesos batch,

tales como inhibiciones del proceso por acumulación de productos tóxicos o el potencial

de recuperación de nutrientes mediante el reciclado del digerido como medio de

crecimiento de nueva biomasa de microalgas, lo que daría lugar a ahorros en el proceso

de producción por menores necesidades de fertilizantes minerales. Por lo tanto, los

ensayos en continuo evaluados en las siguientes secciones darán suficiente información

como para determinar el interés que puede tener la aplicación de la digestión anaerobia

como paso final en el tratamiento de residuos de microalgas en un concepto de

biorrefinería.


157

4.4. Ensayos en régimen semicontinuo

En esta sección se describirán y discutirán detalladamente los resultados obtenidos

durante los ensayos realizados en régimen semicontinuo. El diseño experimental de

estos ensayos, expuesto en la sección 3.2.2.4. Diseño experimental, fue realizado tras el

análisis de los resultados obtenidos en los ensayos en discontinuo, que proporcionaron

la información necesaria para determinar la conveniencia de realizar los ensayos en

semicontinuo y, en su caso, el sustrato o mezcla de sustratos más adecuada. Durante el

transcurso de las experimentaciones se realizaron controles semanales de diferentes

parámetros físico-químicos que dieron información sobre la evolución del proceso.

Además se monitorizó la producción y la composición del biogás, parámetros más

importantes de control del proceso de digestión. En la sección 3.2.2.3.1. Parámetros de

control, se exponen los diferentes parámetros de control empleados.

4.4.1. Codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima a 6 %SV

En este ensayo se empleó la mezcla formada por un 25% de Scenedesmus y un 75%

de Opuntia maxima, que fue la mezcla con un mejor comportamiento en el ensayo de

biodegradabilidad (ver sección 4.3.1). El sustrato de alimentación se ajustó a una

concentración de 6 %SV.

4.4.1.1. Parámetros físicos y químicos de control

Los diferentes parámetros físicos y químicos de control medidos a lo largo de la

experimentación se exponen en la Tabla 4.46. El cálculo de los valores medios se

realiza una vez estabilizadas la producción y composición del biogás de la carga

orgánica evaluada.

Capítulo 4

158

Tabla 4.46. Condiciones en el interior de los digestores en el ensayo en semicontinuo nº1

VCO (gSV Ldigestor-1 d-1) 2 4 6

TRH (días) 30 15 10 Eliminación ST (%) 45,3±6,6 42,5±2,0 38,2±2,4 Eliminación SV (%) 63,0±3,6 55,6±2,0 51,5±2,9 Eliminación DQOt (%) 55,3±5,4 53,0±4,9 29,4±5,1 DQOs (mgO2 L-1) 2010±205 3272±747 11524±4225 AV (gHAceq L-1)a 0,83±0,42 1,02±0,26 1,85±0,85 AP (mgCaCO3 L-1) 5011±102 4336±619 4452±320 AI/AP ratio 0,16±0,02 0,24±0,03 0,58±0,22 NTA (mgNH4

+ L-1) 916,6±97,7 515,8±152,6 550,0±87,5 AL (mgNH3 L-1) 29,2±4,4 19,2±4,4 19,4±3,3 pH 7,42±0,09 7,47±0,08 7,42±0,11

NOTA: Los resultados expresan el valor medio±desv.estándar. agHAceq=gr ácido acético equivalente

Los resultados de eliminación de materia orgánica muestran una tendencia

decreciente con el incremento de la carga orgánica, consecuencia de un descenso del

TRH. Un menor TRH impide que la materia orgánica sea completamente degradada,

debido a que ésta pasa menos tiempo en el interior del digestor, es decir, en contacto

con los microorganismos degradadores. La mayor eliminación de SV fue de 63,0±3,6%

que corresponde a la menor carga orgánica (2 gSV L-1 d-1), y disminuyó a medida que

aumentó la VCO. De esta forma, la eliminación de SV para la carga orgánica de 4 gSV

L-1 d-1 fue de 55,6±2,0% y para la carga orgánica de 6gSV L-1 d-1 fue de 51,5±2,9%.

La eliminación de DQOt sufrió la mayor variación al incrementar la carga orgánica y

reducir el TRH. Para las cargas orgánicas de 2, 4 y 6 gSV L-1 d-1 la eliminación de

DQOt fue del 55,3±5,4%, 53,0±4,9% y 29,4±5,1%, respectivamente. Mientras que en

las dos primeras cargas orgánicas la eliminación de DQOt se puede considerar

aceptable, al estar por encima del 50%, en la última carga orgánica se produjo un

descenso muy importante en este parámetro. Estos resultados muestran que la mezcla de

Scenedesmus y chumbera es muy biodegradable para TRH iguales o superiores a 15

días, consiguiéndose eliminaciones de materia orgánica mayores del 50%. Sin embargo,

los resultados parecen indicar que con TRH menores, la degradación de materia

orgánica disminuye considerablemente. Este hecho puede deberse a diferentes causas.

La primera y más evidente es que un TRH excesivamente corto no permite la acción de

los microorganismos. Otra posible causa es la desestabilización del proceso de digestión

por sobrecarga o inhibición de los microorganismos. Estudiando los parámetros de

control que fueron midiéndose a lo largo de la experimentación, puede observarse como

tuvo lugar un incremento gradual de DQOs y AV, que indican que existió acumulación


159

de compuestos intermedios. La metanogénesis, al ser la etapa limitante, no consiguió

degradar los compuestos intermedios de reacción formados en las etapas anteriores

(hidrólisis, acidogénesis, acetogénesis) a un TRH de 10 días. La concentración media de

AV pasó de ser menor de 1 gHAceq L-1 a 1,02 gHAceq L-1 y a 1,85 gHAceq L-1 en las

cargas orgánicas de 2, 4 y 6 gSV L-1 d-1, respectivamente, aunque el mayor valor

absoluto registrado (ver Figura 4.25.a) se produjo durante la última semana de

operación, próximo a 3 gHAceq L-1. Asimismo, el ratio AI/AP pasó a ser superior a 0,3

en la mayor carga orgánica, lo que indica que el proceso no era estable (Ripley y col.,

1986). La elevada AP existente en todo momento en el medio permitió que, a pesar de

la acumulación de compuestos intermedios, el pH se mantuviera estable dentro del

rango óptimo de operación de la digestión anaerobia. La causa de la desestabilización

del proceso se estudia en profundidad en la sección 4.4.1.4. Estudio de correlaciones.

González-Fernández y col. (2013) emplearon biomasa de Scenedesmus como

monosustrato, tanto sin pretratamiento como pretratada térmicamente, a bajas cargas

orgánicas y 15 días de TRH obteniendo entre un 33 y un 40% de eliminación de DQOt

para la biomasa pretratada, siendo aún menor la eliminación para la biomasa sin

pretratar. Al comparar estos resultados con los aquí obtenidos, podemos concluir que la

mezcla de Scenedesmus y chumbera mejora el proceso de digestión aumentando la

degradación de la materia orgánica. En los procesos de digestión anaerobia es

importante reducir, en la medida de lo posible, la necesidad de pretratamientos de la

biomasa con el objetivo de disminuir las necesidades energéticas y conseguir así un

proceso viable económicamente, pero también medioambientalmente sostenible. La

elevada eliminación de materia orgánica incluso a un TRH de 15 días y con una carga

orgánica de 4 gSV L-1 d-1 contribuye a lograr este objetivo. Sin embargo, la baja

degradación de materia orgánica observada en sistemas de digestión de Scenedesmus

pretratada (González-Fernández y col., 2013), puso de manifiesto la necesidad de

determinar si ambos sustratos estaban siendo empleados en la misma medida por las

bacterias, o si por el contrario únicamente era un sustrato (cladodios de chumbera) el

que contribuía en mayor parte a la eliminación de la materia orgánica. Con este objetivo

se estudia la mineralización del nitrógeno. Las microalgas son el sustrato que aporta el

nitrógeno orgánico a la mezcla, ya que la chumbera presenta un bajo contenido en

nitrógeno. Por lo tanto, una elevada mineralización del nitrógeno orgánico indicaría una

elevada degradación de las microalgas.

Capítulo 4

160

Figura 4.25. Evolución de (a) la concentración de AV (rombos), NH4

+ (triángulos) y

concentración de CH4 (-); (b) relación AI/AP (círculos) y pH (-).

4.4.1.2. Mineralización del nitrógeno

El principal contribuyente de nitrógeno en el sistema estudiado fue la biomasa de

microalgas. Principalmente, el nitrógeno se encuentra en forma de proteínas en el

interior de las células de Scenedesmus. Por lo tanto, la mineralización del nitrógeno es

un indicador del grado de degradación de la microalga, ya que el nitrógeno orgánico es

convertido a nitrógeno amoniacal durante el proceso de digestión anaerobia. Por otro

lado, una elevada mineralización del nitrógeno con la consiguiente acumulación de

0

10

20

30

40

50

60

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

0 10 20 30 40 50 60 70

Co

nce

ntr

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o (

%)

AV

(g

L-1 )

; N

H4+

(g L

-1)

a)

VCO 1 VCO 2 VCO 3

6,8

7,0

7,2

7,4

7,6

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

0 10 20 30 40 50 60 70

pH

Rel

ació

n A

I/AP

Tiempo de digestión (días)

b)


161

amonio en el digestor puede dar lugar a la inhibición de microorganismos (Parkin y

Owen, 1986).

La mineralización del nitrógeno se puede medir mediante la concentración del NTA

(mgNH4+ L-1) en el interior de los digestores. La concentración media de NTA

disminuyó de 916,6±97,7 mgNH4+ L-1 con un TRH de 30 días a prácticamente la mitad,

cuando se operó con un TRH de 15 y 10 días (515,8±152,6 mgNH4+ L-1y 550,0±87,5

mgNH4+ L-1), respectivamente. La evolución de la concentración de NTA se puede

observar en la Figura 4.25.a. La forma libre del amonio (NH3), es la que se considera

más tóxica para los microorganismos, ya que es permeable a la membrana de las

bacterias. Se han descrito signos de toxicidad para concentraciones de amonio libre

(AL) muy bajas, a partir de 100 mg L-1 (Parkin y Owen, 1986). Durante este ensayo la

concentración de amonio nunca fue superior a 36 mgNH3 L-1 (calculada de acuerdo a

Hansen y col., 1998), por lo que se puede decir que la chumbera evita la inhibición que

puede ser causada por una excesiva acumulación de NTA y AL.

Teniendo en cuenta la reducción del NTA en el interior del digestor a lo largo del

tiempo de experimentación, los resultados parecen indicar que se necesitan TRH

elevados para conseguir una correcta degradación de la biomasa de microalgas. Por lo

tanto, la elevada eliminación de materia orgánica que se describió en la sección anterior,

a una carga orgánica de 4 gSV L-1 d-1 y un TRH de 15 días, podría ser consecuencia

únicamente de la degradación de la chumbera, quedando las microalgas sin degradar y

saliendo intactas del digestor.

4.4.1.3. Producción y composición de biogás

La Tabla 4.47 muestra los diferentes parámetros analizados relacionados con el

biogás, que recogen tanto los datos de su producción como su composición según las

cargas orgánicas empleadas. Los datos están recogidos una vez los valores se

estabilizan.

Capítulo 4

162

Tabla 4.47. Parámetros del biogás analizado durante el ensayo semicontinuo nº1

VCO (gSV Ldigestor-1 d-1) 2 4 6

TRH (días) 30 15 10 Metano (L kgSV-1) 211±33 292±39 196±27 Biogás (L kgSV-1) 445±68 588±69 429±49 Eficiencia digestor (LCH4 mdig

-3 d-1) 422±65 1166±154 1083±361 CH4 (%) 48,7±1,2 49,8±1,9 45,5±2,5 CO2 (%) 41,9±0,9 45,9±1,4 50,8±2,9 H2 (ppm) 5±16 45±54 24±27 H2S (ppm) 7±12 499±390 1,509±514

NOTA: Media de los tres reactores±desv.estándar Los rendimientos de biogás y metano alcanzaron su máximo valor con la carga

orgánica de 4 gSVL-1 d-1, siendo estos de 588±69 Lbiogás kgSV-1y 292±39 LCH4 kgSV-1,

existiendo diferencias significativas con las otras VCO empleadas (ver Figura 4.26).

Con la menor carga orgánica (2 gSVL-1 d-1), que se corresponde con el mayor TRH (30

días), se esperaba que los rendimientos de biogás y metano fueran al menos iguales que

con la carga orgánica de 4 gSV L-1 d-1, ya que un TRH más largo permite que la materia

orgánica pase mayor tiempo en el interior del digestor y, por lo tanto, se convierta en un

mayor grado a biogás. Sin embargo, los rendimientos de biogás y metano con 2 gSV L-1

d-1 fueron menores (445±68 Lbiogás kgSV-1 y 211±33 LCH4 kgSV-1). Estos rendimientos

pudieron ser consecuencia de procesos de inhibición; sin embargo, el ratio AI/AP era

bajo y existía una baja acumulación de AV. Los rendimientos menores seguramente

fueron consecuencia de una adaptación insuficiente del inóculo a la codigestión de

Scenedesmus y chumbera, dando lugar a una menor producción de biogás y metano

durante este periodo inicial. Con una VCO de 6 gSV L-1 d-1 y un TRH de 10 días, los

rendimientos de biogás y metano disminuyeron significativamente hasta 429±49 Lbiogás

kgSV-1 y 196±27 LCH4 kgSV-1, antes de que la producción de biogás cesara por

completo. El análisis de los parámetros de control sugiere que este colapso del sistema

se produjo como consecuencia del reducido TRH aplicado (10 días) y el consecuente

lavado de bacterias. La AP fue elevada durante todo el ensayo (>4000 mgCaCO3 L-1), el

pH nunca disminuyó por debajo de 7,2, manteniéndose dentro del rango considerado

óptimo para la digestión anaerobia, y la acumulación de AV, aunque en aumento, nunca

superó los 2 gHAceq L-1. En los digestores de tipo CSTR, un TRH muy reducido puede

producir el lavado de las bacterias, ya que en estos digestores no existen mecanismos

para la retención de la biomasa microbiana y los microorganismos salen del digestor a

una velocidad mayor de la velocidad a la que se reproducen (Parkin y Owen, 1986).


163

González-Fernández y col. (2013) realizaron la digestión en modo semicontinuo de

Scenedesmus pretratada térmicamente como monosustrato, obteniendo

aproximadamente 215 LCH4 kgSV-1 a bajas cargas orgánicas (1,3 gSV L-1 d-1) y 15 días

de TRH (datos calculados de acuerdo al ratio SV/DQO (0,5175) obtenido a partir de la

descripción de la biomasa). Los resultados obtenidos en este estudio sugieren que la

codigestión de Scenedesmus con cladodios de Opuntia maxima aumenta la producción

de biogás y metano de una forma similar a la que produce el pretratamiento térmico,

aunque la biomasa de microalgas no fue aprovechada completamente por los

microorganismos, como se explicó en la sección 4.4.1.2. Mineralización del nitrógeno.

Los pretratamientos aumentan la producción de biogás y metano mediante un

incremento en la biodegradabilidad de los compuestos orgánicos de la biomasa,

incluyendo las proteínas. Como consecuencia, en ensayos en los que se ha realizado la

digestión en modo continuo de microalga pretratada se ha producido inhibición del

proceso de digestión a causa de una acumulación excesiva de amonio en el digestor

(Schwede y col., 2013a). La combinación de pretratamientos y codigestión puede ser

una solución para aumentar la producción de biogás gracias a un mayor

aprovechamiento de la biomasa de microalgas, evitando a su vez los problemas de

toxicidad debidos al amonio, hecho que ha sido probado recientemente (Schwede y col.,

2013b).


Scenedesmus y chumbera a 6%SV de concentración NOTA: diferencias significativas entre las VCO se señalan con letras diferentes.

211

292

196

445

588

429

100

300

500

700

1 2 3 4 5 6 7

Ren

dim

ien

tos

(Lga

skg

SV

-1)

VCO (gSV L-1 d-1)

a

a

b

b

a

a

Capítulo 4

164

El contenido de metano en el biogás fue pobre a lo largo de todo el ensayo, oscilando

alrededor del 50% (ver Figura 4.25.a) incluso cuando el proceso presentaba una elevada

estabilidad. Probablemente, esto es consecuencia del método de alimentación de los

digestores. Al alimentar los digestores una vez al día, a las bacterias se les restringe y se

les abastece en exceso de nutrientes alternativamente, causando un pico de metabolitos

intermedios de reacción después de cada alimentación (Parkin y Owen, 1986), tales

como el CO2 que no puede ser convertido a metano a la misma velocidad a la que se

produce, dando lugar a un biogás con una baja concentración de metano. Este fenómeno

pudo verse incrementado debido a la composición de los cladodios de chumbera muy

ricos en materia orgánica soluble. Además, el hecho de realizar una alimentación

manual requiere la apertura del digestor anaerobio durante un breve periodo de tiempo

durante el cual pudo entrar aire dentro del reactor afectando a la metanogénesis. Por

otro lado, la concentración de H2S fue baja durante las dos primeras cargas orgánicas;

sin embargo, al llegar a la carga orgánica de 6 gSV L-1 d-1, la concentración de H2S

aumentó considerablemente. Posiblemente, este aumento sea consecuencia de la

desestabilización del proceso, causada por una reducción del TRH, que afecta a la

población metanogénica y favorece el desarrollo de las bacterias sulforreductoras.

La eficiencia del digestor es un parámetro muy importante para determinar la

viabilidad de una planta de biogás. La Figura 4.27 muestra la eficiencia del digestor (en

términos de LCH4 mdigestor-3 d-1). A una VCO de 2 gSV L-1 d-1 la eficiencia del digestor

fue menor de 500 LCH4 m-3 d-1. Cuando la VCO se incrementó hasta el segundo nivel, la

eficiencia del digestor aumentó hasta 1166±154 LCH4 m-3 d-1. Sin embargo, otro

aumento de la carga orgánica, no causó ningún incremento en la eficiencia del digestor,

manteniéndose en el mismo rango (1083±361 LCH4 m-3 d-1) antes de que la producción

de biogás cesara. Teniendo en cuenta estos datos junto con los datos de rendimiento de

biogás y metano, se puede concluir que la VCO de 4g SV L-1 d-1 y 15 días de TRH son

los parámetros óptimos de operación para una concentración de sustrato de 6 %SV.


165

Figura 4.27. Eficiencia del digestor durante la codigestión de Scenedesmus y chumbera a 6 %SV

NOTA: diferencias significativas entre las VCO se señalan con letras diferentes.

4.4.1.4. Estudio de correlaciones

La matriz de correlación de Pearson se muestra en la Tabla 4.48.

Tabla 4.48. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº1.

VCO CH4 Biogás ED H2S NTA AL AV

VCO 1 0,134 0,091 0,834** 0,689** -0,664** -0,612** 0,708**

CH4 1 0,957** 0,651** -0,034 -0,637** -0,430* -0,319

Biogás 1 0,595** -0,064 -0,531** -0,316 -0,358

ED 1 0,505** -0,862** -0,728** 0,368

H2S 1 -0,487** -0,355** 0,669**

NTA 1 0,864** -0,207

AL 1 -0,191

AV 1

NOTA: ED=eficiencia del digestor; *correlación al nivel p<0,05; **correlación al nivel p<0,01.

Se puede observar como en este ensayo la VCO no estuvo correlacionada con el

rendimiento de metano o de biogás, mientras que sí existió una correlación positiva con

la eficiencia del digestor (p<0,01), ya que a mayor VCO mayor producción de metano

diaria y por tanto mayor eficiencia. El incremento en la carga orgánica también causó

422

1166

1083

300

600

900

1200

1500

1 2 3 4 5 6 7

Efi

cien

cia

dig

esto

r (L

CH

4m

-3d

-1)

VCO (gSV L-1 d-1)

a

bb

Capítulo 4

166

un incremento en la concentración de H2S en el biogás (p<0,01), posiblemente a causa

de la disminución de las bacterias metanogénicas en favor de las bacterias

sulforreductoras. Un incremento en la VCO también causó un descenso en la

concentración del NTA y del AL (p<0,01), debido a la menor degradación de las

microalgas. Hay que recordar que la VCO y el TRH se comportan de igual manera y por

tanto una correlación negativa de la VCO con algún parámetro supone una correlación

positiva de ese parámetro con el TRH. También se observa una correlación positiva

entre la VCO y la concentración de AV (p<0,01).

Otras correlaciones de interés son las relacionadas con los posibles inhibidores del

proceso y los indicadores de producción de biogás. Así podemos observar como la

concentración de NTA estuvo negativamente correlacionada con los rendimientos de

metano y biogás (p<0,01); aunque, teniendo en cuenta las bajas concentraciones de

NTA durante la experimentación, esta correlación no se considera que haya sido

consecuencia de efectos inhibitorios. Lo mismo sucede en el caso del amonio libre

(AL), que presenta correlación negativa con el rendimiento de metano, sin embargo su

concentración no superó los 100 mg L-1, concentración a la que comienza a tener

efectos inhibitorios (Parkin y Owen, 1986). Los AV no presentan correlación con los

rendimientos de metano y biogás, lo que pone de manifiesto que la hipótesis de que el

sistema se colapsó por una elevada desestabilización del proceso a causa de una

acumulación excesiva de metabolitos intermedios no es cierta, sino que la parada del

proceso fue a causa de un TRH excesivamente corto que produjo el lavado de bacterias.

De hecho, tras parar la alimentación de los digestores, estos no se recuperaron y dejaron

de producir biogás permanentemente, lo que sugiere que, efectivamente, había tenido

lugar un lavado de bacterias.

4.4.2. Codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima a 8 %SV

En este ensayo se empleó la mezcla formada por un 25% de Scenedesmus y un 75%

de Opuntia maxima, que fue la mezcla con un mejor comportamiento en el ensayo de

biodegradabilidad. El sustrato de alimentación se ajustó a una concentración de 8 %SV.





167

realiza una vez la producción y composición de biogás se estabiliza durante la carga

orgánica evaluada.


VCO (gSV Ldigestor-1 d-1) 2 4 5,33 6,67

TRH (días) 40 20 15 12 Eliminación ST (%) 48,9±2,7 46,1±3,6 40,8±3,4 38,8±0,4 Eliminación SV (%) 64,1±1,8 57,0±8,5 54,1±2,6 52,0±1,1 Eliminación DQOt (%) 66,8±4,4 48,4±2,1 53,3±2,2 49,0±4,0 DQOs (mgO2 L-1) 3604±186 5531±788 5559±1865 6917±2771 AV (gHAceq L-1)a NA 1,21±0,08 1,72±0,07 1,99±0,12 AP (mgCaCO3 L-1) 6923±206 6460±98 6847±213 6240±5 AI/AP ratio 0,25±0,02 0,30±0,01 0,34±0,02 0,41±0,00 NTA (mgNH4

+ L-1) 1080,1±92,1 612,5±41,1 695,8±13,0 567,9±25,3 AL (mgNH3 L-1) 48,6±7,2 24,7±3,1 38,1±9,3 34,6±4,8 pH 7,58±0,06 7,56±0,05 7,60±0,06 7,68±0,04

NOTA: Los resultados expresan el valor medio±desv. estándar. agHAceq=gr ácido acético equivalente

La eliminación de materia orgánica muestra una tendencia decreciente con el

incremento de la VCO y la reducción de TRH. Como ya ocurriera en el ensayo anterior,

un menor TRH impidió una degradación completa de la materia orgánica. La

eliminación de materia orgánica fue similar a la que tuvo lugar en el ensayo anterior. La

mayor eliminación de SV fue de 64,1±1,8% para la menor carga orgánica, y disminuyó

gradualmente con los incrementos de carga orgánica hasta 52,0±1,1% para la carga

orgánica de 6,67 gSV L-1 d-1 (12 días de TRH). La eliminación de DQOt fue elevada a

lo largo de todo el ensayo, siendo el máximo 66,8±4,4% para la menor VCO empleada.

A medida que la VCO se incrementaba, la eliminación de DQOt disminuía pero se

mantuvo alrededor del 50%. De nuevo, estos resultados demuestran que la mezcla de

Scenedesmus y cladodios de chumbera es muy biodegradable incluso a TRH cortos y

elevadas VCO. En este caso la eliminación de SV se mantuvo por encima del 50%

incluso para TRH de 12 días, indicando que el sustrato estaba siendo convertido a

biogás en gran medida.

Como en el caso anterior, se produjo un incremento gradual de la acumulación de

compuestos intermedios a lo largo de la experimentación y a medida que se

incrementaron las VCO y se redujeron los TRH. Así se puede observar en la tendencia

de la DQOs, que pasó de 3604±186 mgO2 L-1 en la primera carga orgánica a 6917±2771

mgO2 L-1 en la última carga orgánica. Lo mismo sucede con los AV, pasando de

1,21±0,08 gHAceq L-1 en la segunda carga orgánica a 1,99±0,12 gHAceq L-1 en la última

carga orgánica. Sin embargo, a pesar de esta acumulación de compuestos intermedios,

Capítulo 4

168

que muestran como a medida que se reducen los TRH la fase metanogénica pasa a ser la

fase limitante en la degradación de la mezcla, la AP se mantuvo en niveles elevados, por

lo que la capacidad tampón del sistema no se vio afectada. De hecho, el pH nunca bajó

de niveles idóneos para el proceso de digestión, manteniéndose siempre entre 7,5 y 7,7.

Asimismo, a pesar del incremento gradual de compuestos intermedios, la relación

AI/AP únicamente pasó a ser mayor de 0,3 en el tercer nivel de carga orgánica

(0,34±0,02), aunque en este nivel no se observaron signos de desestabilización del

proceso en la producción y composición del biogás. En el siguiente nivel (VCO de 6,67

gSV L-1 d-1) la relación AI/AP pasó a ser 0,41±0,00 y comenzaron a observarse signos

de desestabilización del proceso también en la producción y composición de biogás, a

pesar de que la concentración de AV se mantuvo por debajo de 2 gHAceq L-1 (ver Figura

4.28). La causa de la desestabilización del proceso se estudia en profundidad en la

sección 4.4.2.4. Estudio de correlaciones.

Como en el ensayo anterior, se estudió la mineralización del nitrógeno para

determinar hasta qué punto la elevada degradación de materia orgánica fue debida al

aprovechamiento de ambos sustratos por parte de las bacterias o si, por el contrario, la

microalga no estaba siendo degradada.


169

Figura 4.28. Evolución de (a) la concentración de AV (rombos), NH4

+ (triángulos) y concentración de CH4 (-); (b) relación AI/AP (círculos) y pH (-).

4.4.2.2. Mineralización de nitrógeno

Como en el ensayo anterior, la mineralización del nitrógeno nos permite conocer el

grado de degradación de la biomasa de Scenedesmus en el interior del digestor, dado

que es este sustrato de la mezcla el que contiene la mayoría del material orgánico

nitrogenado.

0

10

20

30

40

50

60

70

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0 20 40 60 80 100

Co

nce

ntr

ació

n d

e m

etan

o (

%)

AV

(gH

Ac e

qL

-1);

NH

4+(g

L-1

)a)

VCO 1 VCO 2 VCO 3 VCO 4

7,0

7,2

7,4

7,6

7,8

0,1

0,3

0,5

0 20 40 60 80 100

pH

Rel

ació

n A

I/AP


b)

Capítulo 4

170

La concentración media de NTA en el interior del digestor durante el primer nivel de

VCO empleado fue de 1080,1±92,1 mgNH4+ L-1. Tras incrementar la VCO a 4 gSV L-1

d-1 la concentración media de NTA disminuyó hasta 612,5±41,1 mgNH4+ L-1. Un nuevo

incremento de la VCO dio lugar a una concentración media de NTA de 695,8±13,0

mgNH4+ L-1 (para una VCO de 5,33 gSV L-1 d-1), mientras que la concentración media

de NTA fue de 567,9±25,3 mgNH4+ L-1 para una VCO de 6,67 gSV L-1 d-1. Se puede

observar una clara tendencia decreciente de la concentración de NTA en el interior del

digestor a medida que se aumentaba la VCO y se reducía el TRH (ver Figura 4.28.a),

indicando que la biomasa de Scenedesmus se degradaba en menor grado, al igual que

ocurrió en el ensayo anterior.

En este ensayo, además de la concentración de NTA, se midió la concentración de

NTK durante todo el experimento, lo que nos permitió calcular el porcentaje de

nitrógeno total que se encuentra en forma amoniacal tanto en el sustrato de entrada

como en el interior del digestor. La fracción inicial de nitrógeno en forma amoniacal en

el sustrato de entrada (mezcla de Scenedesmus y cladodios de chumbera) era del 8,2%.

En el digerido, a la salida del digestor y tras haber sufrido la degradación microbiana, el

porcentaje de nitrógeno en forma amoniacal varió como consecuencia del diferente

grado de degradación de la biomasa de Scenedesmus. De esta forma, la concentración

media de NTA de 1080,1±92,1 mgNH4+ L-1 durante la VCO de 2 gSV L-1 d-1 (TRH=40

días) se correspondía con un 31,4% del nitrógeno total, indicando que efectivamente, a

consecuencia de la degradación de las microalgas, la fracción amoniacal del nitrógeno

total aumentó. Cuando se aumentó la VCO y disminuyó el TRH a 20, 15 y 12 días, el

porcentaje de nitrógeno en forma amoniacal pasó a ser de 13,5%, 14,9% y 11,0%,

respectivamente. Estos porcentajes son muy similares a los del sustrato de alimentación,

que no ha sufrido degradación alguna, lo que indica que la biomasa de microalgas

prácticamente no estaba sufriendo degradación en el interior del digestor, a pesar de que

la producción de biogás seguía siendo elevada como se describirá a continuación. Por lo

tanto, los resultados demuestran que se requieren TRH largos para conseguir una

correcta degradación de la biomasa de Scenedesmus, en caso contrario, debido a su

pared celular difícilmente biodegradable, las células de microalgas estarían saliendo del

digestor intactas. De hecho, Mussgnug y col. (2010) observaron células de Scenedesmus

obliquus no degradadas tras más de 6 meses de ensayo batch de degradación, sin

embargo, estas células fueron alimentadas vivas, sin sufrir ningún procesamiento

previo, por lo que la elevada resistencia a la degradación pudo deberse a la división


171

celular de Scenedesmus en el interior del digestor, ya que este género de microalga es

capaz de desarrollarse heterotróficamente.

Los resultados sugieren que no se obtuvo el potencial de biogás total a partir de la

mezcla de Scenedesmus y cladodios de chumbera. Sería interesante para futuras

investigaciones evaluar la aplicación de pretratamientos capaces de romper la pared

celular de la microalga, realizando un balance energético de la energía adicional que se

obtiene tras aplicar el pretratamiento y la energía necesaria para la aplicación de dicho

pretratamiento. En la literatura hay diferentes estudios que tratan el pretratamiento de la

biomasa de microalgas, con resultados diferentes de acuerdo al tipo de pretratamiento y

la especie de microalga. Sin embargo, pretratamientos con ultrasonidos (González-

Fernández y col., 2012a), térmicos (Chen y Oswald, 1998; González-Fernández y col.,

2012a; Méndez y col., 2013) o de hidrólisis térmica a elevada temperatura (Alzate y

col., 2013) han demostrado ser satisfactorios para incrementar la biodegradabilidad y

producción de biogás a partir de la biomasa de microalgas. Estos pretratamientos

podrían ser aplicados en este concepto de instalación bioenergética para incrementar

aún más la producción de biogás a partir de Scenedesmus y cladodios de chumbera.

Por otro lado, el aumento de la biodegradabilidad que puede producir la aplicación

de un pretratamiento sobre la biomasa de microalgas puede dar lugar a una mayor

acumulación de NTA y AL en el interior del digestor (Schwede y col., 2013a), por lo

que la codigestión con cladodios de chumbera cobraría aún más sentido. En este ensayo,

la concentración de AL se mantuvo por debajo de 60 mgNH3 L-1 en todo momento, por

lo que no pudo resultar inhibitorio para los microorganismos responsables del proceso

de digestión.



biogás, que recogen tanto los datos de su producción como su composición a lo largo de

la experimentación para las diferentes cargas orgánicas empleadas. Los datos fueron

recogidos una vez los valores se estabilizan.

Capítulo 4

172


VCO (gSV Ldigestor-1 d-1) 2 4 5.33 6.67

TRH (días) 40 20 15 12 Metano (L kgSV-1) 321±32 300±20 308±22 282±18 Biogás (L kgSV-1) 625±55 591±34 592±43 555±38 Eficiencia digestor (LCH4 mdig

-3 d-1) 643±111 1201±78 1642±115 1877±121 CH4 (%) 51,3±1,0 50,8±1,5 52,1±1,0 50,8±1,4 CO2 (%) 45,8±1,1 46,9±1,6 45,0±1,3 45,8±1,0 H2 (ppm) 18±29,4 40,8±19,2 14,5±17,6 13,7±17,7 H2S (ppm) 462±142 722±244 870±170 942±204

NOTA: Media de los tres reactores±desv.estándar

Los rendimientos de biogás y metano fueron mayores en este ensayo que en el

ensayo anterior, posiblemente debido a una mayor adaptación del inóculo al sustrato en

degradación. El mayor rendimiento de biogás y metano se obtuvo para la menor VCO y

el TRH más largo, siendo de 625±55 Lbiogás kgSV-1 y 321±32 LCH4 kgSV-1. Estos

rendimientos se mantuvieron constantes alrededor de 600 Lbiogás kgSV-1 y 300 LCH4

kgSV-1 para el segundo y tercer nivel de VCO empleado, sin encontrar diferencias

significativas entre ellos (ver Figura 4.29). El rendimiento de metano del tercer nivel de

VCO empleado no fue significativamente diferente del rendimiento de metano obtenido

en el primer nivel de VCO. En la última VCO empleada, el rendimiento de biogás

disminuyó a 555±38 Lbiogás kgSV-1y el de metano a 282±18 LCH4 kgSV-1, indicando que

el TRH de 12 días era demasiado corto para lograr una adecuada degradación y

conversión de la materia orgánica a biogás, sin que se mostraran signos de sobrecarga o

inhibición en el sistema, ya que el resto de los parámetros de control no indicaron

inhibición del proceso.

La Figura 4.30 muestra la eficiencia del digestor (en términos de LCH4 mdigestor-3 d-1).

La eficiencia del digestor, al igual que ocurriera con los rendimientos de biogás y

metano, también se incrementó respecto al ensayo anterior. Se observaron diferencias

significativas entre todas las VCO, siendo la menor eficiencia 643±64 LCH4 m-3 d-1 para

la menor VCO. A medida que se incrementó la VCO aumentó la eficiencia del digestor,

obteniéndose la máxima eficiencia para la VCO de 6,67 gSV L-1 d-1 (1877±121 LCH4 m-

3 d-1). Considerando los resultados obtenidos en cuanto a rendimiento de metano y

eficiencia del digestor, los parámetros óptimos de operación para la mezcla de

Scenedesmus y cladodios de chumbera a 8 %SV de concentración fueron 5,33 gSV L-1

d-1 de VCO y 15 días de TRH.


173


Scenedesmus y chumbera a 8 %SV de concentración


Figura 4.30. Eficiencia del digestor durante la codigestión de Scenedesmus y chumbera a 8 %SV


321300 308

282

625591 592

555

100

300

500

700

1 2 3 4 5 6 7

Ren

dim

ien

tos

(Lga

skg

SV

-1)

VCO (gSV L-1 d-1)

a

a

b

b

c

c

b

ab

643

1201

1642

1877

500

800

1100

1400

1700

2000

1 2 3 4 5 6 7

Efi

cien

cia

dig

esto

r (L

CH

4m

-3d-

1 )

VCO (gSV L-1 d-1)

a

b

c

d

Capítulo 4

174

Los rendimientos de biogás y metano obtenidos en este trabajo fueron similares a los

resultados obtenidos en otros estudios que evaluaron la codigestión de microalgas con

sustratos de elevado contenido en carbono. Yen y Brune (2007) trabajaron con una

mezcla de algas de los géneros Scenedesmus sp. y Chlorella sp. Tras realizar diferentes

ensayos de codigestión con residuos de papel determinaron una relación C/N óptima de

22,6. Operando a un TRH de 10 días, 35ºC y una VCO de 5 gSV L-1 d-1, obtuvieron un

rendimiento máximo de metano de 321 LCH4 kgSV-1, la misma cifra que la obtenida en

este ensayo, aunque en este caso se necesitaron TRH claramente superiores a los 10

días.

Teniendo en cuenta los resultados obtenidos de producción de biogás en los dos

ensayos realizados con la mezcla de Scenedesmus y cladodios de chumbera, una

instalación productora de biogás a partir de esta mezcla puede tener un gran potencial.

Sin embargo, los actuales costes de producción de microalgas son demasiado elevados

como para producir cualquier biocombustible a partir de ellas (González-Fernández y

col., 2012c). Se requiere un descenso en los costes de producción antes de que esta

opción sea considerada. En el caso en que esta disminución de costes no se produzca, es

más probable que se desarrollen instalaciones de biogás dentro de un concepto de

biorrefinería, dónde las microalgas serían cultivadas para la producción de compuestos

de alto valor añadido, como pueden ser pigmentos, ácidos grasos w-3, proteínas de

elevada calidad para alimentación humana o animal (Spolaore y col., 2006) y los

residuos orgánicos generados sean tratados mediante digestión anaerobia. En este

contexto, este estudio ha demostrado que la Opuntia maxima es un cosustrato muy

adecuado para ser empleado junto con la biomasa de microalgas. Además, la aplicación

de la digestión anaerobia en este concepto de biorrefinería supondría un descenso en los

costes de producción de las microalgas mediante el ahorro de consumo energético, de

fertilizantes e incluso de dióxido de carbono (Sialve y col., 2009).

Por otro lado, el uso de cladodios de Opuntia maxima como cosustrato para la

digestión anaerobia es prometedor. Ha demostrado incrementar significativamente la

producción de biogás y metano de sustratos ricos en nitrógeno a elevadas VCO y

durante procesos muy estables. Por lo tanto, Opuntia maxima puede ayudar al desarrollo

de la industria del biogás en países mediterráneos, actuando como cosustrato de

residuos ganaderos, que tienen bajos rendimientos de biogás pero son muy abundantes,

sobre todo en España, donde encontramos una falta crónica de cosustratos de elevado

contenido en carbono para emplearse en estos sistemas.


175


La matriz de correlaciones de Pearson para los parámetros analizados en el ensayo en

semicontinuo nº2 se muestra en la Tabla 4.51.

Tabla 4.51. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº2.


VCO 1 -0,436* -0,558* 0,990** 0,855** -0,833** -0,503** 0,799**

CH4 1 0,946** -0,335 -0,170 0,320 0,257 -0,553*

Biogás 1 -0,457** -0,296 0,440 0,320 -0,585*

ED 1 0,881** -0,828** -0,545** 0,789**

H2S 1 -0,828** -0,545** 0,789**

NTA 1 0,757** -0,353

AL 1 -0,033

AV 1


La VCO estuvo correlacionada negativamente con los rendimientos de biogás y

metano (p<0,05). A mayor VCO, menor TRH, y por tanto menor conversión de la

materia orgánica en biogás, por lo que los rendimientos disminuyeron. Justamente lo

contrario ocurre con la eficiencia del digestor, ya que aunque el rendimiento de metano

disminuye con un incremento en las VCO, al introducir mayor cantidad de materia

orgánica diariamente, la eficiencia del digestor aumenta, dándose una correlación

positiva entre VCO y ED (p<0,01). Por otro lado, se observa también una correlación

positiva entre VCO y concentración de H2S en el biogás (p<0,01), indicando que VCO

elevadas favorecen el desarrollo de las bacterias sulforreductoras. Por el contrario, la

VCO estuvo negativamente correlacionada con la concentración de NTA y AL (p<0,01)

en el interior del digestor, consecuencia del descenso de TRH que impide la correcta

degradación de la biomasa de microalgas. Finalmente, se observó una correlación

positiva entre VCO y AV (p<0,01), indicando que, aunque el proceso no se colapsara,

al aumentar la VCO la fase metanogénica era la fase limitante y se producía la

acumulación de AV.

La producción de metano (L kgSV-1) estuvo positivamente correlacionada con la

producción de biogás (p<0,01), como era de esperar, y negativamente correlacionada

con los AV (p<0,05), indicando que pudo existir algún tipo de inhibición de la

Capítulo 4

176

metanogénesis por acumulación de AV. Sin embargo, las bajas concentraciones de AV

en el interior del digestor (<2 gHAceq L-1) no son suficientes como para producir

inhibición en el proceso de digestión. Parkin y Owen (1986) citan en su revisión que

concentraciones mucho mayores a 2gAV L-1 son necesarias para producir inhibición del

proceso siempre y cuando el pH del medio se mantenga dentro de los límites adecuados

para la digestión anaerobia, como ocurrió en este caso.

No existió correlación entre la producción de metano y la concentración de NTA o

AL, por lo que se puede concluir que la codigestión de la microalga con los cladodios

de chumbera evitó cualquier tipo de inhibición debida a acumulación excesiva de

amonio.

4.4.3. Digestión de residuos de Scenedesmus tras la extracción de aminoácidos a 17

%ST

En este ensayó se realizó la monodigestión de los residuos de Scenedesmus

generados tras la extracción de aminoácidos mediante hidrólisis enzimática (SRA).

Dichos residuos fueron diluidos a una concentración aproximada de 17 %ST, con el

objetivo de simular las propiedades físico-químicas de estos residuos al finalizar el

proceso de extracción de aminoácidos. En la Tabla 3.15 se puede consultar el diseño

experimental de este ensayo.

La caracterización físico-química del sustrato empleado se describe en la Tabla 4.19,

sin embargo, dicho sustrato, al ser diluido hasta una concentración de ST de 17%, sufre

una dilución de sus principales componentes así como de su carga orgánica. Las

principales características físico-químicas del sustrato tras su dilución se muestran en la

Tabla 4.52.

Tabla 4.52. Caracterización físico-química de SRA concentrada a 17,6 %ST

SR ST (%) 17,6±0,8 SV (%ST) 74,6±0,3 SV (%) 13,2±0,6 pH 6,63 DQOt (gO2 L-1) 216,0±38,9 DQOs (gO2 L-1) 85,1±7,9 NTK (g L-1) 13,5±1,0 NTA (gNH4

+ L-1) 1,62±0,09


177




realiza una vez que la producción y composición del biogás se estabilizan durante la

carga orgánica evaluada.

La destrucción de materia orgánica, como ya ocurriera en los ensayos anteriores,

muestra una tendencia decreciente con el incremento de la VCO, consecuencia de la

reducción del TRH. En cualquier caso, durante la primera VCO empleada, la

eliminación de DQOt y SV fue elevada, siendo eliminados el 78,0±2,1% de la DQOt y

el 74,3±0,9% de los SV. Dado que el TRH empleado durante esta VCO fue muy

elevado (115-120 días), no es de extrañar la obtención de valores tan altos de

destrucción de materia orgánica. Además, como ya se comentó anteriormente en los

ensayos batch realizados, los residuos SRA presentan una elevada biodegradabilidad

como consecuencia de los diferentes procesos a los que fueron sometidos durante la

extracción de aminoácidos. Durante la primera VCO, se puede observar una baja

acumulación de compuestos intermedios. La DQOs permaneció en niveles bajos

(7,0±0,8 gO2 L-1), los AV presentaban una baja concentración (1,1±0,2 gHAceq L-1), y el

ratio AI/AP se encontraba por debajo de 0,3 (0,22±0,02). Esta baja acumulación de

compuestos intermedios indica un proceso estable, a pesar de encontrar concentraciones

elevadas de NTA y AL, que podrían actuar como inhibidores del proceso.


VCO (gSV L-1 d-1) 1,1 2,2 TRH (días) 115-120 60 Eliminación ST (%) 61,1±2,0 57,9±1,8 Eliminación SV (%) 74,3±0,9 66,7±1,6 DQOt (gO2 L-1) 53,0±5,0 84,4±6,3 Eliminación DQOt (%) 78,0±2,1 63,2±2,7 DQOs (gO2 L-1) 7,0±0,8 18,0±2,5 AV (gHAceq L-1)a 1,1±0,2 7,3±1,5 AP (gCaCO3 L-1) 6,9±0,4 6,5±0,8 AI/AP 0,22±0,02 0,86±0,28 NTK (gN L-1) 4,8±0,1 6,5±0,2 NTA (gNH4

+ L-1) 3,3±0,4 4,2±0,2 AL (mgNH3 L-1) 153±47 145±80 pHb 7,3-7,8 7,1-7,6

NOTA: Los resultados expresan el valor medio±desv. estándar;agHAceq=gr ácido acético equivalente; brango entre el cual el pH osciló.

Capítulo 4

178

El incremento de la VCO a 2,2 gSV L-1 d-1, que conllevó una reducción del TRH a

60 días, causó la desestabilización del proceso, lo que se vio reflejado en la destrucción

de materia orgánica. Durante la última semana de operación, la destrucción de SV fue

del 66,7%, y la de DQOt fue del 63,2%. Estos valores siguen siendo muy elevados, no

obstante, existía una tendencia claramente decreciente, por lo tanto la eliminación de

materia orgánica hubiera sido menor si el experimento hubiera continuado bajo las

mismas condiciones. Sin embargo, el experimento fue finalizado porque existieron

claros síntomas de colapso. Así por ejemplo, como se puede observar en la Tabla 4.53,

la concentración de metabolitos intermedios de reacción aumentó considerablemente.

La concentración de DQOs pasó a ser de 18,0±2,5 gO2 L-1, la concentración de AV

también se incrementó considerablemente alcanzando los 7,3±1,5 gHAceq L-1, haciendo

que el ratio AI/AP, a pesar de que la AP permaneció constante, se incrementara hasta

0,86±0,28, indicando una clara desestabilización del sistema. En este caso, esta

desestabilización no pareció ser consecuencia de una sobrecarga del digestor, ya que la

VCO empleada era aún baja y el TRH era alto, por lo que los resultados sugieren que la

sobrecarga fue consecuencia de algún proceso de inhibición. La causa de la

desestabilización del proceso se estudia en profundidad en la sección 4.4.3.4. Estudio de

correlaciones.

4.4.3.2. Mineralización de nitrógeno

La concentración media de NTA y AL fue de 3,3±0,4 gNH4+ L-1 y 153±47 mgNH3 L-

1, respectivamente, durante la carga orgánica de 1,1 gSV L-1 d-1. Al mismo tiempo, la

acumulación de NTK fue de 4,8 gN L-1. Según los resultados presentados en la Tabla

4.52, el porcentaje de nitrógeno en forma amoniacal en el sustrato es el 9,3% del

nitrógeno total. Sin embargo, tras el proceso de degradación sufrido en el interior de los

digestores, un elevado porcentaje del nitrógeno total se encontraba en forma amoniacal

durante esta VCO (53,5%), indicando un alto grado de degradación de la biomasa de

Scenedesmus. Hay que recordar en este punto, que en los ensayos anteriores se observó

un porcentaje máximo de nitrógeno en forma amoniacal del 31,4%, por lo que en este

caso se observa como los residuos de microalgas, al ser más biodegradables, dan lugar a

una mayor mineralización del nitrógeno. Sin embargo, aunque una elevada degradación

de Scenedesmus es necesaria para tener un proceso eficiente, elevadas concentraciones

de NTA y AL pueden resultar inhibitorias para el proceso de digestión (Parkin y Owen,

1986). En el caso de esta primera carga orgánica, no se observaron signos de inhibición


179

del sistema a causa de una elevada concentración de NTA o AL: la concentración de

AV se mantuvo por debajo de 2 gHAceq L-1 y el rendimiento de metano fue estable,

como se verá en la sección 4.4.3.3. Producción y composición de biogás. Además el

ratio AI/AP se mantuvo por debajo de 0,3.

El aumento en la VCO hasta 2,2 gSV L-1 d-1 causó un incremento respecto a la

primera carga, tanto en la concentración de NTK (6,5±0,2 gN L-1), como de NTA

(4,2±0,2 gNH4+ L-1). Sin embargo, la fracción de nitrógeno en forma amoniacal

disminuyó al 50,3%, indicando que en esta VCO se estaba produciendo una menor

degradación de la biomasa de microalgas. La Figura 4.31.a muestra la evolución a lo

largo del ensayo de la concentración de NTA y AL, mientras que la Figura 4.31.b

muestra la evolución de la concentración de AV. Se puede observar que la

concentración de AL alcanzó los 200 mg L-1 en el día 30. Desde ese día, la

concentración de AV aumentó significativamente pasando de ser 2,6 gHAceq L-1 en el

día 30, a 6,2 gHAceq L-1 en el día 38 y a 8,4 gHAceq L-1 seis días más tarde, indicando

que las bacterias metanogénicas no podían procesar los productos intermedios de

reacción generados por la acción de las bacterias acidogénicas y acetogénicas. Además,

a partir del incremento de la VCO, se produjo un descenso progresivo en los

rendimientos de biogás y metano (ver Figura 4.32), y en el porcentaje de metano que

cayó rápidamente por debajo del 50%.

Figura 4.31. Evolución de (a) la concentración de NTA (rombo) y AL (cuadrado); (b)

concentración de AV. NOTA: valores medios de los reactores duplicados. Barras de error indican la desviación estándar.

0

150

300

450

0,0

1,5

3,0

4,5

0 10 20 30 40

AL

(mg

L-1 )

NTA

(g

L-1 )

a) VCO 1 VCO 2

0

2

4

6

8

10

0 10 20 30 40

AV

(gH

Ac e

qL-1

)


b)

Capítulo 4

180

La concentración de AL disminuyó a partir del día 38 aunque la concentración de

NTA siguió aumentando, como resultado del descenso de pH producido por una elevada

acumulación de AV. Los resultados sugieren que el sistema se estaba acercando al

conocido como “estado estacionario inhibido” (inhibited steady state), en el cual la

interacción entre el AL, los AV y el pH permiten la continuidad del proceso en

equilibrio pero con baja producción de biogás (Chen y col., 2008). El experimento con

SRA a una concentración de 17,6% terminó en este punto. La interacción entre los

diferentes parámetros que pudieron causar la inhibición del proceso será estudiada en

mayor profundidad en la sección 4.4.3.4. Estudio de correlaciones.



biogás, que recogen tanto los datos de su producción como su composición para las

diferentes cargas orgánicas empleadas. Los datos fueron recogidos una vez los valores

se estabilizaron. La Figura 4.32 recoge la evolución del rendimiento de biogás y

rendimiento de metano, así como el porcentaje de metano en el biogás, con el objetivo

de poder relacionar dichos parámetros con los parámetros de control.


VCO (gSV L-1 d-1) 1,1 2,2

TRH (días) 115-120 60 Metano (L kgSV-1) 284,2±4,8 NS Biogás (L kgSV-1) 568,0±8,4 NS Eficiencia digestor (LCH4 mdig

-3 d-1) 320,7±5,9 NS CH4 (%) 51,5±0,4 NS CO2 (%) 34,1±0,5 NS H2 (ppm) 0,0±0,0 0,0±0,0 H2S (ppm) 185±33 NS NOTA: Media de los dosreactores±desv.estándar; NS=No estabilizado

Figura 4.32. Evolución del rendimiento de biogás (--) y metano (-) y del porcentaje de CH4 (x).

0102030405060

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

0 10 20 30 40

% C

H4

L g

SV

-1


VCO 1 VCO 2


181

Los rendimientos medios de biogás y metano durante la primera VCO empleada (1,1

gSV L-1 d-1), una vez que la producción diaria de biogás se estabilizó, fueron de

568,0±8,4 Lbiogás kgSV-1 y 284,2±4,8 LCH4 kgSV-1. Estos rendimientos son elevados, lo

que implica una alta conversión de materia orgánica a biogás. Sin embargo, debido a la

baja VCO y el elevado TRH, la eficiencia del digestor fue baja (320,7±5,9 LCH4 mdig-3 d-

1). El tratamiento de los residuos SRA con estas condiciones de operación no sería

económicamente viable debido al gran volumen de digestor necesario, lo que implica

unos elevados costes de instalación. El contenido en metano del biogás osciló alrededor

del 51% (51,5±0,4%). En este punto hay que recordar que el proceso de hidrólisis

enzimática incluye una etapa en la cual se añade ácido sulfúrico con el objetivo de

mantener el pH constante. El azufre que forma parte de ese ácido sulfúrico permanece

en la biomasa residual, por lo tanto, durante el proceso de digestión de la biomasa

residual puede llegar a producirse biogás con una elevada concentración de H2S. Sin

embargo, debido a la elevada estabilidad del proceso con las condiciones de operación

mantenidas, carga de 1,1 gSV L-1 d-1 y 115-120 días de TRH, que favorecen el

desarrollo de bacterias metanogénicas en vez de sulforreductoras, la concentración de

H2S en el biogás es baja (185±33 ppm).

Tras 25 días de operación, se incrementó la VCO hasta 2,2 gSV L-1 d-1. A partir de

este momento, como puede observarse en la Figura 4.32, los rendimientos de biogás y

metano sufrieron un descenso constante como consecuencia de la desestabilización del

proceso. El contenido de metano en el biogás disminuyó hasta el 40% y el porcentaje de

CO2 aumentó hasta el 54%. Las bacterias metanogénicas estaban siendo fuertemente

afectadas, por lo que se decidió detener la alimentación de los digestores en el día 43.

Las causas del colapso del sistema se estudian en profundidad en la sección 4.4.3.4.

Estudio de correlaciones. A la vez que disminuía la concentración de CH4 en el biogás,

aumentaba la concentración de H2S, que llegó a superar el límite superior de detección

del sensor electroquímico del analizador de gases (5000 ppm). La inhibición de las

bacterias metanogénicas favoreció el rápido desarrollo de las bacterias sulforreductoras,

y a causa de la disponibilidad de azufre en el medio la concentración de H2S en el

biogás aumentó considerablemente. Hay que destacar que el contenido de H2S en el

biogás es de vital importancia, ya que determinará, en función del aprovechamiento

energético aplicado, la necesidad de un tratamiento de desulfuración del biogás, con el

consiguiente incremento en costes de la instalación.

Capítulo 4

182

El análisis estadístico de los datos demostró que existieron diferencias significativas

entre las dos VCO empleadas, como era de esperar, debido al colapso del sistema que se

produjo en la segunda VCO (ver Figura 4.33). Los rendimientos medios de biogás y

metano fueron significativamente superiores en la primera VCO, mientras que la

eficiencia del digestor no mostró variación con el cambio de VCO. Sin embargo, la

eficiencia del digestor de la segunda VCO hubiera sido menor que el de la primera de

haber continuado con el experimento, ya que la tendencia era claramente decreciente.

En cualquier caso, como ya se ha comentado anteriormente, la baja eficiencia obtenida

del digestor y el elevado volumen de digestor necesario con estas condiciones no

permitirían desarrollar este sistema a escala industrial.


blancas), rendimiento de metano (barras grises) y eficiencia del digestor (rombos) NOTA: Las barras de error representan el error estándar

Como consecuencia de la inhibición producida en el sistema, se decidió diluir el

sustrato a una concentración menor. Durante el procesado de las microalgas se genera

agua “residual” durante los procesos de espesamiento de la biomasa (decantación,

centrifugación, etc.), que podría emplearse para la dilución de estos residuos con el

objetivo de disminuir los efectos inhibitorios observados en el ensayo de SRA a elevada

concentración.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0

100

200

300

400

500

600

700

800

1,1 2,2

Ef.

dig

esto

r. (L

CH

4m

dig

-3d-

1 )

Ren

dim

ien

tos

(L g

askg

SV

-1)

VCO (gSV L-1d-1)

a

a

a b

a

b


183


El análisis de correlaciones fue realizado empleando el coeficiente de correlación de

Pearson (r). La elección de los parámetros a analizar se describe en la sección 3.2.4.2.2.

Estudio de correlaciones y los resultados del análisis se muestran en la Tabla 4.55.

El rendimiento de metano y el rendimiento de biogás estaban correlacionados

(p<0,01), como era de esperar, ya que generalmente a mayor cantidad de biogás

producido mayor cantidad de metano. El rendimiento de biogás y de metano estaban

correlacionados negativamente con la VCO (p<0,01). A mayor VCO, menor TRH, por

lo que la materia orgánica pasa menos tiempo en el interior del digestor y se degrada en

menor medida. Hay que añadir que los procesos de inhibición en los reactores tipo

CSTR están muy influenciados por el TRH, que determina el tiempo que las bacterias se

mantienen en el interior del digestor. Un mayor TRH puede minimizar e incluso llegar a

eliminar los efectos adversos de la toxicidad de algunos componentes, ya que las

bacterias, aunque a menor velocidad, seguirán reproduciéndose en el interior del reactor

(Parkin y Owen, 1986). En este ensayo, el aumento de la VCO, con el consiguiente

descenso del TRH, pudo incrementar los efectos tóxicos de algunos metabolitos

intermedios, disminuyendo los rendimientos de biogás y metano en mayor medida. El

tercer parámetro que describe la producción de metano es la eficiencia del digestor

(ED). La ED generalmente aumenta a mayores VCO, ya que se introduce una mayor

cantidad de materia orgánica al digestor por día. Sin embargo, la ED no mostró

correlación con la VCO, debido a los procesos de inhibición que se produjeron al

aumentar la VCO.

Tabla 4.55. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº3


VCO 1 -0,870** -0,882** -0,258 0,880** 0,559* 0,346 0,799**

CH4 1 0,980** 0,541* -0,910** -0,611** -0,023 -0,907**

Biogás 1 0,430 -0,901* -0,696** -0,095 -0,866**

ED 1 -0,483* -0,233 0,454 -0,617*

H2S 1 0,525* 0,160 0,980**

NTA 1 0,336 0,649*

AL 1 -0,290

AV 1


Capítulo 4

184

Hay productos intermedios de reacción que pueden inhibir el proceso de digestión

(AV, AL, NTA), mientras que algunos de ellos pueden ser también el resultado de

procesos de inhibición (AV). De la misma forma, hay productos finales de reacción que

pueden ser la consecuencia o causa de procesos de inhibición (H2S) (Chen y col., 2008).

Además, la inhibición causada por alguno de estos productos puede dar lugar a la

acumulación de otro de ellos (por ejemplo, la acumulación excesiva de AL o NTA

puede causar la inhibición de las bacterias metanogénicas aumentando la concentración

en el medio de los AV o la concentración de H2S en el biogás). Por lo tanto, los estudios

de correlación entre estos componentes y los parámetros empleados para medir la

producción de biogás pueden ser de utilidad para determinar las interacciones

existentes.

El AL no mostró correlación con ninguno de los otros parámetros incluidos en el

análisis. El AL se calcula, según Hansen y col. (1998) de acuerdo a la temperatura del

digestor, el pH del medio y la concentración de NTA. El hecho de que la concentración

de AL no se analice directamente, sino que se obtenga mediante un cálculo que incluye

varios factores puede dar lugar a errores en el resultado, lo que explicaría la falta de

correlaciones de este parámetro, ya que es la forma más tóxica de amonio al ser

libremente permeable a través de la membrana bacteriana (Parkin y Owen, 1986).

Por otro lado, el NTA sí mostró correlación con otros parámetros. La concentración

de NTA estuvo negativamente correlacionada con los rendimientos de biogás y metano

(p<0,01), indicando que las elevadas concentraciones de estos componentes durante el

ensayo pudieron inhibir el proceso de digestión. Sin embargo, los AV y el H2S también

mostraron una correlación negativa con los rendimientos de biogás y metano (p<0,01),

por lo que es complicado determinar cuál de estos compuestos estaba causando la

inhibición del proceso o si era una interacción conjunta. La realidad es que la

concentración de NTA se produce debido a la degradación de las proteínas que quedan

en la biomasa residual de Scenedesmus, mientras que los otros dos compuestos (AV y

H2S) pueden haberse acumulado a causa del efecto del NTA sobre las bacterias

metanogénicas. Hansen y col. (1998) observaron un comportamiento similar durante la

degradación anaerobia de purín de cerdo, determinando que las funciones de las

bacterias metanogénicas acetoclásticas constituían la fase limitante del proceso de

digestión a elevadas concentraciones de NTA, causando la acumulación de AV.

Teniendo en cuenta esta afirmación, los resultados de la digestión de SRA sugieren que

la acumulación de NTA causó la ralentización de la metanogénesis con la consiguiente


185

acumulación de AV. Una vez que el NTA y los AV se encontraban a elevadas

concentraciones, ambos pudieron jugar un papel importante en la inhibición de las

bacterias metanogénicas, favoreciendo el desarrollo de las bacterias sulforreductoras y

aumentando la concentración de H2S en el biogás. De hecho, los tres parámetros

estuvieron positivamente correlacionados entre sí (p<0,05). Schwede y col. (2013a)

también observaron la inhibición del proceso de digestión debida a acumulación de

amonio durante la degradación de Nannochloropsis salina pretratada térmicamente. En

su caso, la elevada concentración de amonio afectó negativamente al rendimiento de

metano y la estabilidad del proceso mediante la acumulación de AV, de un modo

similar al que ocurrió en la degradación de SRA.

En resumen, los resultados sugieren que durante la degradación de SRA a elevadas

concentraciones existe inhibición causada por la acumulación de amonio en exceso,

incluso a bajas VCO y largos TRH.

4.4.4. Digestión de residuos de Scenedesmus tras la extracción de aminoácidos a 10

%ST

En este ensayo se realizó la monodigestión de los residuos de Scenedesmus

generados tras la extracción de aminoácidos mediante hidrólisis enzimática (SRA). En

esta ocasión dichos residuos fueron diluidos a una concentración aproximada de 10

%ST, con el objetivo de eliminar los efectos inhibitorios que fueron observados durante

la digestión a una concentración de 17,6 %ST. En la Tabla 3.15 se puede consultar el

diseño experimental de este ensayo.

La caracterización físico-química del sustrato empleado se describe en la Tabla 4.19,

sin embargo, dicho sustrato al ser diluido hasta una concentración de ST del 10%, sufre

una dilución de sus principales componentes así como de su carga orgánica. La Tabla

4.56 muestra las principales características físico-químicas del sustrato de alimentación

tras su dilución.

Capítulo 4

186

Tabla 4.56. Caracterización físico-química de SRA concentrada a 10,5 %ST

SR ST (%) 10,5±0,9 SV (%ST) 71,8±5,7 SV (%) 7,5±0,3 pH 6,3-6,7 DQOt (gO2 L-1) 158,8±12,4 DQOs (gO2 L-1) 50,6±5,7 NTK (g L-1) 6,1±0,7 NTA (gNH4

+ L-1) 0,87±0,35



experimentación se exponen en la Tabla 4.57. Hay que recordar que en este ensayo

existieron dos periodos diferenciados de experimentación, en los que se emplearon las

mismas VCO, pero entre los cuales existió un periodo de aclimatación de los

microorganismos a las elevadas concentraciones de NTA. Este periodo tuvo un mes de

duración y no se realizó ninguna operación salvo mantener la temperatura y agitación

constantes. El cálculo de los valores medios se realiza una vez la producción y

composición de biogás se estabilizan en cada carga orgánica evaluada.


Periodo 1 Periodo 2 VCO (gSV L-1 d-1) 1,85±0,05 3,8±0,0 1,85±0,05 3,85±0,15 TRH (días) 40 20 40 20 Eliminación ST (%) 58,6±1,2 43,9±1,0 40,0±2,3 31,6±0,9 Eliminación SV (%) 73,6±0,9 57,2±1,3 50,7±0,8 45,0±0,6 DQOt (gO2 L-1) 37,3±1,3 68,6±0,3 70,4±1,2 90,8±1,7 Eliminación DQOt (%) 74,8±1,7 56,4±0,2 54,0±0,8 45,5±1,5 DQOs (gO2 L-1) 3,9±0,0 18,1±1,4 14,8±1,3 32,2±1,1 AV (gHAceq L-1)a 1,51±0,2 3,5±0,7 2,8±0,4 6,0±0,4 AP (gCaCO3 L-1) 5,2±0,0 5,1±0,0 9,6±0 8,1±0 AI/AP 0,26±0,03 0,69±0,13 0,32±0,00 0,59±0,03 NTK (gN L-1) 3,2±0,1 5,3±0,3 5,9±0,1 6,3±0,0 NTA (gNH4

+ L-1) 2,5±0,0 3,9±0,2 4,1±0,0 4,4±0,0 AL (mgNH3 L-1) 88±8 151±20 362±59 282±36 pHb 7,7-7,9 7,7-8,1 8,0-8,15 7,8-8,2 NOTA: Los resultados expresan el valor medio±desv. estándar;agHAceq=gr ácido acético equivalente; brango entre el cual el pH osciló.

A lo largo de todo el ensayo la degradación de materia orgánica fue muy elevada,

como ya ocurriera en la digestión de este sustrato a una mayor concentración. Durante

el primer periodo (P1), la acumulación de materia orgánica en el interior del digestor


187

fue menor ya que se trataba de un inóculo recién recogido de la EDAR. Por lo tanto, los

cálculos de degradación de materia orgánica muestran una elevada eliminación de DQOt

y SV. En la primera VCO (1,85±0,05 gSV L-1 d-1) la eliminación de SV y DQOt fue de

73,6±0,9% y 74,8±1,7%, respectivamente. Tras incrementar la VCO y reducir el TRH,

la degradación de materia orgánica disminuyó hasta una eliminación de SV y DQOt de

57,2±1,3% y 56,4±0,2%, respectivamente. A pesar de que el descenso en la eliminación

de materia orgánica no es tan elevado como en el ensayo anterior, los parámetros de

control muestran un claro incremento de los metabolitos intermedios de reacción. La

DQOs pasa de 3,9±0,0 gO2 L-1 en la primera VCO a 18,1±1,4 gO2 L-1 en la segunda

VCO, indicando que la metanogénesis pasaba a ser la fase limitante al producirse la

acumulación de compuestos intermedios. Mismo comportamiento pudo observarse para

los AV, incrementando su concentración de 1,51±0,2 gHAceq L-1 a 3,5±0,7 gHAceq L-1

al pasar de la primera VCO a la segunda. De la misma forma, la relación AI/AP,

indicador de la estabilidad del sistema, pasa de estar por debajo de 0,3 a situarse en

0,69±0,13. A pesar del incremento en la concentración de AV, el pH no disminuye, más

bien se observa un ligero incremento en los valores de pH, mientras que la AP se

mantiene elevada por encima de 5 gCaCO3 L-1 en todo momento. A pesar de los

indicios de saturación del sistema descritos por la mayoría de parámetros de control, el

proceso de digestión transcurrió sin incidentes y con una producción de biogás y metano

estable, como se verá en la sección 4.4.4.3. Producción y composición de biogás.

En el segundo periodo, la degradación de materia orgánica disminuyó

sustancialmente comparado con el periodo anterior a pesar de emplear las mismas VCO

y mismos TRH. Como se puede ver en los valores de la DQOt, la acumulación de

materia orgánica fue mayor durante este periodo, como era de esperar, ya que los

digestores llevaban más tiempo siendo alimentados con dicho sustrato. La degradación

de materia orgánica fue de 50,7±0,8% de SV y 54,0±0,8% de DQOt durante la VCO de

1,85±0,05 gSV L-1 d-1 y de 45,0±0,6% de SV y 45,5±1,5% de DQOt para la VCO de

3,85±0,15 gSV L-1 d-1. En este periodo vuelve a observarse cómo la degradación de

materia orgánica disminuye al aumentar la VCO y disminuir el TRH. Como se verá en

la sección 4.4.4.3. Producción y composición de biogás, los rendimientos de biogás y

metano fueron elevados a pesar de la reducción en la eliminación de materia orgánica,

y, a pesar también, de los indicios de saturación que se observaron en los parámetros de

control analizados. La Tabla 4.57 muestra cómo al incrementar la VCO aumenta la

acumulación de compuestos intermedios. La DQOs pasó de 14,8±1,3 gO2 L-1 a 32,2±1,1

Capítulo 4

188

gO2 L-1, concentración más alta medida en todas las experimentaciones realizadas como

parte de este trabajo. Además, la concentración de AV aumentó de 2,8±0,4 gHAceq L-1 a

6,0±0,4 gHAceq L-1, sin observarse una disminución en el pH de los digestores. La

elevada AP durante todo el ensayo, causada en parte por la elevada concentración de

NTA, contribuyó a mantener estables los valores de pH. Por último, la relación AI/AP

también aumenta considerablemente de 0,32±0,00 a 0,59±0,03. A pesar de todos estos

indicadores de desestabilización del proceso, no se observaron signos de inhibición en

la producción de biogás y metano.

La susceptibilidad de las microalgas a la degradación es específica de cada especie,

dependiendo principalmente de la existencia de una pared celular difícilmente

biodegradable (Mussgnug y col., 2010). El género Scenedesmus tiene este tipo de pared

celular, por lo que la biodegradabilidad de esta microalga ha sido baja en diferentes

observaciones llevadas a cabo por varios autores (González-Fernández y col., 2012a;

Mussgnug y col., 2010). Aunque en algunos estudios se han aplicado pretratamientos de

diversos tipos a esta biomasa, que incluso han causado incrementos en los rendimientos

de metano, la biodegradabilidad de esta biomasa ha continuado siendo baja, sugiriendo

que presenta algún tipo de propiedad refractaria que impide su correcta degradación por

los microorganismos (González-Fernández y col., 2013).

En los ensayos realizados con SRA, cuando los reactores se encontraban en

equilibrio (en la segunda VCO del periodo 2), la degradación de materia orgánica se

encontraba por debajo del 50%, a pesar de lo cual se obtuvieron elevadas producciones

de biogás. Teniendo en cuenta el proceso de rotura e hidrólisis tan intenso que sufre

SRA antes de introducirse en los digestores, parece que efectivamente las propiedades

refractarias de este tipo de biomasa siguen siendo importantes e impiden una mayor

biodegradación. Este hecho indica la necesidad de estudiar en mayor profundidad cuáles

pueden ser las razones de dichas propiedades, con la posibilidad de diseñar

pretratamientos específicos para poder eliminarlas o al menos reducirlas.

4.4.4.2. Mineralización del nitrógeno

La dilución del sustrato y por lo tanto de los compuestos potencialmente inhibitorios

es una posibilidad para impedir la inhibición del proceso de digestión. Por esta razón se

diluyó SRA hasta una concentración de 10,5 %ST en este ensayo. La dilución del

sustrato permitió alcanzar mayores VCO que en el ensayo con una concentración de


189

17,6 %ST, en el cual se observaron problemas de inhibición debido a la elevada

acumulación de amonio en el medio.

Durante la menor VCO, tanto en el primero como en el segundo periodo, no se

observaron signos de inhibición causados por el NTA o el AL, a pesar de que en la

primera VCO del segundo periodo las concentraciones de ambos compuestos eran

elevadas (4,1±0,0 gNH4+ L-1y 362±59 mgNH3 L-1). La acumulación de AV fue baja, al

igual que la relación AI/AP. Tras incrementar la VCO, en ambos periodos se produjo un

incremento en la concentración de AV y de la relación AI/AP, sin embargo la

producción de biogás pareció no verse afectada. El incremento en la VCO dio lugar a

concentraciones de NTA y AL elevadas, sin que éstas afectaran a la producción de

biogás (ver Figura 4.34), aunque las relaciones existentes entre todos estos parámetros

se estudiarán en profundidad en la sección 4.4.4.4. Estudio de correlaciones.

La mineralización de nitrógeno durante el primer periodo fue muy elevada durante

ambas VCO. Durante la primera VCO empleada la mineralización del nitrógeno alcanzó

el 60,8%, mientras que al incrementar la VCO la mineralización disminuyó hasta el

57,2%. Estos porcentajes de nitrógeno en forma amoniacal son mayores que en el

ensayo a 17,6 %ST, indicando que en este caso se produjo una mayor degradación de la

biomasa de microalgas, con la consecuente transformación de nitrógeno orgánico a

nitrógeno amoniacal. Durante el segundo periodo, la mineralización de nitrógeno

disminuyó ligeramente respecto al periodo anterior. En la primera VCO la

mineralización alcanzó el 54,1%, mientras que en la segunda VCO la mineralización

media de nitrógeno no disminuyó, manteniéndose en el 54,3%.

Capítulo 4

190

Figura 4.34. Evolución (a) del rendimiento de biogás (--) y metano (-) y del porcentaje de CH4

(x); (b) de la concentración de NTA (rombos) y AL (cuadrados); (c) de la concentración de AV NOTA: valores medios de los reactores duplicados. Barras de error indican la desviación estándar.

Las microalgas normalmente son suplementadas con nitrógeno inorgánico en forma

de amonio para su crecimiento (Williams y Laurens, 2010), por lo tanto, el digerido

obtenido durante la degradación anaerobia de SRA, con una elevada concentración de

amonio, podría ser reciclado como fuente de nitrógeno para el cultivo de nueva

biomasa. Esto supondría una reducción en los costes de producción gracias a la menor

necesidad de fertilizantes minerales y, además, un aumento de la sostenibilidad del

proceso, debido a la reducción de emisiones asociadas a la producción de fertilizantes

0

20

40

60

80

0

0,2

0,4

0,6

0,8

0 20 40 60 80 100 120 140

% C

H4

L g

SV

-1a) P1 VCO 1 P1 VCO 2 P2 VCO 1 P2 VCO 2

0

200

400

600

800

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

0 20 40 60 80 100 120 140

AL

(mg

L-1 )

NTA

(g

L-1 )

b)

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

0 20 40 60 80 100 120 140

AV

(gH

Ac e

qL-

1 )

Días

c)


191

nitrogenados mediante el proceso Haber-Bosch. Con el objetivo de cuantificar el ahorro

potencial en fertilizantes minerales se debe realizar un balance de nitrógeno que incluya

todo el proceso, y que se describe en la sección 4.6. Beneficios de la digestión

anaerobia en una biorrefinería de microalgas.


La Tabla 4.58 muestra los diferentes parámetros relacionados con el biogás, que

recogen tanto los datos de producción como su composición a lo largo de la

experimentación para las diferentes cargas orgánicas empleadas. Los datos están

recogidos una vez los valores se estabilizan. Además, la Figura 4.34.a recoge la

evolución del rendimiento de biogás y rendimiento de metano, así como el porcentaje de

metano en el biogás, con el objetivo de poder relacionar dichos parámetros con los

diferentes parámetros de control analizados durante el ensayo.


Periodo 1 Periodo 2 VCO (gSV L-1 d-1) 1,85±0,05 3,8±0,0 1,85±0,05 3,85±0,15 TRH (días) 40 20 40 20 Metano (L kgSV-1) 247,5±0,5 201,8±0,3 293,5±0,3 291,5±0,2 Biogás (L kgSV-1) 393,6±0,7 338,4±0,5 428,5±0,5 409,3±0,3 Ef. digestor (LCH4 mdig

-3 d-1) 459,9±54,6 766,9±9,9 543,8±7,1 1084±27,5 CH4 (%) 62,1±1,0 59,7±0,4 68,6±1,1 71,2±0,3 CO2 (%) 35,3±0,4 38,4±0,5 26,4±0,4 31,5±0,3 H2 (ppm) 1,9±0,75 0,0±0,0 0,0±0,0 7,0±1,1 H2S(ppm) 115±7 1,057±334 1,645±122 2,795±40

NOTA: Media de los dosreactores±desv.estándar

Durante el ensayo con SRA a una concentración de 10,5 %ST los rendimientos de

biogás y metano también fueron elevados. Los rendimientos medios durante la primera

carga orgánica del primer periodo (P1) (1,85±0,05 gSV L-1 d-1; TRH=40días) fueron

393,3±0,7 Lbiogás kgSV-1 y 247,5±0,5 LCH4 kgSV-1. Tras 23 días de operación, se

incrementó la VCO hasta 3,8gSV L-1 d-1. A causa de este incremento los rendimientos

de biogás y metano disminuyeron hasta 338,4±0,5 Lbiogás kgSV-1 y 201,8±0,3 LCH4

kgSV-1. Se observaron diferencias estadísticamente significativas entre ambas VCO

para estos dos parámetros (ver Figura 4.35).

Capítulo 4

192


blancas), rendimiento de metano (barras grises) y eficiencia del digestor (rombos) NOTA: Las barras de error representan el error estándar

Como en los ensayos anteriores, un incremento en la VCO causó un descenso en el

TRH, por lo que la materia orgánica era convertida a biogás en un menor grado en el

interior de los digestores durante la segunda VCO. Por otro lado, el aumento en la VCO

causó una mejora del rendimiento del digestor, el cual aumentó de 459,9±54,6 LCH4

mdig-3 d-1 hasta 766,9±9,9 LCH4 mdig

-3 d-1.

Durante este periodo el biogás fue rico en metano, con concentraciones que rondaron

el 60% en todo momento (ver Figura 4.34.a). La concentración de H2S en el biogás fue

baja durante la primera VCO (115±7 ppm) pero aumentó a 1057±334 ppm al pasar a la

segunda VCO. La diferencia entre el contenido de metano del biogás en el ensayo a una

concentración de sustrato de 17,6 %ST y éste ensayo fue debida posiblemente a los

diferentes métodos de alimentación empleados. En el ensayo a 17,6 %ST las bombas de

alimentación no fueron empleadas y la alimentación se realizó manualmente, lo que

conlleva la apertura del digestor durante un breve periodo de tiempo, durante el cual el

oxígeno pudo entrar en el reactor afectando en cierta medida la metanogénesis y

reduciendo el contenido de metano del biogás.

El segundo periodo (P2) comenzó a una carga orgánica de 1,85±0,05 gSV L-1 d-1

después de un mes sin alimentar los digestores. Los rendimientos de biogás, metano y la

0

200

400

600

800

1000

1200

0

100

200

300

400

500

600

1,85 3,80 1,85 3,85

Ef.

dig

esto

r (L

CH

4m

dig

-3d-

1 )

Ren

dim

ien

tos

(L g

askg

SV

-1)

VCO (gSV L-1 d-1)

a

a

a

b

b

bc

c

c

a

d

c

Periodo 1 Periodo 2


193

eficiencia del digestor fueron significativamente mayores en esta ocasión que a la

misma VCO durante el P1 (ver Tabla 4.58 y Figura 4.35). El contenido medio de

metano aumentó hasta el 68,6±1,1%. La concentración de H2S en el biogás fue

ligeramente mayor que en el periodo anterior, alcanzando en esta VCO una

concentración ligeramente superior a 1500 ppm. El proceso continuó de forma estable y

sin ningún tipo de problemas durante más de un mes. Tras incrementar la VCO hasta

3,85±0,15 gSV L-1 d-1 se produjo un periodo de estabilización de los reactores que duró

16 días en uno de los reactores y 6 días en el otro. Tras este tiempo, la producción de

biogás y de metano se estabilizó. Los rendimientos medios fueron 409,3±0,3 Lbiogás

kgVS-1 y 291,5±0,2 LCH4 kgVS-1. El rendimiento de biogás fue ligeramente, pero

significativamente menor que en la primera VCO, mientras que el rendimiento de

metano no sufrió variación debido a que el contenido de metano del biogás fue mayor

(71,2±0,3%). Por otra parte, el incremento en la VCO causó un importante incremento

en la concentración de H2S en el biogás hasta 2795±40 ppm sin que se observaran

indicios de inhibición de la metanogénesis. Durante este periodo, el incremento en la

VCO causó un incremento del 100% en la eficiencia del digestor, pasando de 543,8±7,1

LCH4 mdig-3 d-1 en la VCO de 1,85±0,05 gSV L-1 d-1 a 1084±27,5 LCH4 mdig

-3 d-1 en la

VCO de 3,85±0,15 gSV L-1 d-1. El rendimiento de biogás, el rendimiento de metano y la

eficiencia del digestor también fueron significativamente superiores a los obtenidos

durante el periodo anterior con la misma VCO y TRH.

Los resultados obtenidos sugieren que una VCO de 3,85±0,15 gSV L-1 d-1 y un TRH

de 20 días son parámetros operacionales adecuados para la degradación anaerobia de los

residuos SRA diluidos.

Este es el primer estudio en el que los residuos de microalgas generados tras la

extracción de aminoácidos son evaluados como sustrato para la digestión anaerobia. Los

residuos de microalgas generados tras la extracción de lípidos sí han sido evaluados

como sustrato para digestión anaerobia en numerosas ocasiones, sin embargo estos

ensayos siempre se han limitado a estudios de tipo batch. Los residuos SRA también

pueden ser considerados como si fueran biomasa de microalgas pretratada, debido a sus

características, tales como ruptura de la pared celular e hidrolizado de parte de la

materia orgánica, que es precisamente lo que busca la aplicación de pretratamientos

para incrementar la biodegradabilidad de la biomasa de microalgas (Sialve y col., 2009;

González-Fernández y col., 2012c). En el caso de los residuos SRA, la acción de los

diferentes pasos del proceso de extracción de aminoácidos causó la ruptura de la pared

Capítulo 4

194

celular (homogeneización a elevada presión), hidrólisis de carbohidratos (Viscozyme®)

y la hidrólisis de las proteínas (Alcalase® and Flavourzyme®) a temperaturas templadas

(50-75ºC) y pH alcalino y neutro. Todos estos pasos hicieron que las moléculas

orgánicas intracelulares quedaran disponibles para los microorganismos durante la

degradación de SRA, incrementando su biodegradabilidad y aumentando los

rendimientos de biogás y metano. Obviamente, no se han descrito pretratamientos

similares en la literatura disponible sobre degradación anaerobia de microalgas, ya que

este es un proceso novedoso que ha sido desarrollado y optimizado por la Universidad

de Almería para la extracción de aminoácidos de alto valor añadido. Sin embargo, si se

han aplicado sobre la biomasa de microalgas diferentes pretratamientos termoquímicos,

por los que se puede realizar una comparación.

Recientemente, Méndez y col. (2013) estudiaron la influencia de pretratamientos

termoquímicos sobre la producción de biogás a partir de la microalga Chlorella

vulgaris. Estos autores aplicaron temperaturas de 120ºC a dos condiciones diferentes de

pH (alcalino, pH=10; ácido, pH=2). Observaron una elevada solubilización de

carbohidratos con ambos pretratamientos, mientras que la solubilización de proteínas se

produjo únicamente mediante la aplicación del pretratamiento termoquímico alcalino.

En ambos casos, se produjo un incremento en la biodegradabilidad y en los

rendimientos de metano comparado con la biomasa sin pretratar. Sin embargo, el

pretratamiento que mejor resultados dio fue el pretratamiento térmico (sin adición de

químicos), incrementando el rendimiento de metano 1,93 veces. El proceso de

extracción de aminoácidos aplicado a la biomasa de Scenedesmus en este estudio causó

la hidrólisis de carbohidratos y proteínas, incrementando la biodisponibilidad de ambas

macromoléculas para su conversión a biogás. De hecho, como se comentó

anteriormente en la sección 4.3.5. Influencia del procesado de la microalga en el

proceso de digestión, SRA mostró una mayor biodegradabilidad que la biomasa de

Scenedesmus sin pretratar, dando lugar a incrementos de biogás y metano de 2,26 y 1,94

veces los rendimientos de la biomasa no procesada. En otros casos, un tratamiento

únicamente químico (adición de NaOH) ha producido la inhibición de la degradación

anaerobia de microalgas (Chen y Oswald, 1998).

A pesar de la extracción de parte de la materia volátil de la biomasa, en forma de

aminoácidos, que es susceptible de ser convertida a biogás, la hidrólisis enzimática

aumenta los rendimientos de biogás y metano de una forma similar a la de los

pretratamientos térmicos y termoquímicos previamente descritos por otros autores. Por


195

lo tanto es capaz de conseguir el mismo objetivo, obteniendo antes otra fuente de

beneficio económico, el hidrolizado enzimático.


El análisis de correlaciones fue realizado empleando el coeficiente de correlación de

Pearson (r). Los resultados del análisis se muestran en la Tabla 4.59. El estudio de

correlaciones se realizó para cada periodo por separado, con el fin de evaluar posibles

diferencias en el proceso tras el periodo de aclimatación de los microorganismos.

Los rendimientos de metano y biogás estuvieron correlacionados positivamente en

ambos periodos (p<0,01). Asimismo, el rendimiento de biogás estuvo correlacionado

negativamente en ambos periodos con la VCO (p<0,01) a causa del descenso de TRH

que se produce al aumentar la VCO. Sin embargo, el rendimiento de metano mostró una

correlación negativa con la VCO en el primer periodo (p<0,01), mientras que en el

segundo no estuvo correlacionado con la VCO. En el P2 el proceso estaba

transcurriendo de una forma muy estable y los microorganismos se encontraban

aclimatados a la digestión de SRA, por lo tanto, una mayor VCO y un menor TRH no

causaron un descenso significativo en el rendimiento de metano. La eficiencia del

digestor estuvo correlacionada positivamente con la VCO en ambos periodos. Mayor

VCO implica una mayor entrada diaria de materia orgánica al digestor, por lo que la

eficiencia del digestor aumenta al producirse un mayor volumen de metano diariamente.

En cuanto a los metabolitos de reacción o compuestos intermedios, el AL no estuvo

correlacionado con ningún otro parámetro en este ensayo. Las causas son posiblemente

las mismas que en el ensayo anterior. El cálculo del AL basado en la concentración de

NTA, el pH y la temperatura del digestor puede dar lugar a errores, evitando que este

parámetro muestre correlación a pesar de ser la forma amoniacal más tóxica para los

microorganismos (Parkin y Owen, 1986). Por otro lado, en el P1 sí existió una

correlación negativa entre el NTA y los rendimientos de biogás y metano (p<0,05). Esta

correlación, a pesar de ser más débil que la del ensayo anterior, indica que la

acumulación de NTA podría estar afectando negativamente la producción de biogás. Sin

embargo, éstas no disminuyeron notablemente durante el primer periodo. De hecho,

tampoco se produjo correlación entre la concentración de AV y la producción de biogás

o metano. Sí que existió en cambio correlación negativa entre la concentración de H2S y

los rendimientos de biogás y metano (p<0,01). Los resultados del análisis de

correlaciones para el primer periodo parecen indicar que existió cierta inhibición de las

Capítulo 4

196

bacterias metanogénicas debido a la concentración de NTA y la competición con las

bacterias sulforreductoras. Durante este periodo, todos estos parámetros (AV, NTA;

H2S) mostraron una correlación positiva (p<0,05).

Tabla 4.59. Matriz de correlaciones de Pearson para el ensayo en semicontinuo nº4


Durante el segundo periodo no hubo correlación entre el NTA ni el H2S y los

rendimientos de biogás o metano. Esta falta de correlación resalta la adaptación de los

microorganismos a la degradación del sustrato y a las elevadas concentraciones de

NTA. De hecho, las concentraciones de NTA en el medio durante este periodo fueron

similares a las observadas en los reactores al digerir SRA a 17,6 %ST de concentración,

donde sí existió una fuerte inhibición causada por la acumulación de amonio. Sin

embargo, en este caso no se produjo ninguna perturbación en el sistema. La

concentración de H2S fue más alta en este periodo que en el P1, dando a entender que el

incremento en la concentración de H2S al incrementar la VCO en el anterior periodo fue

consecuencia de la inhibición moderada del sistema, y no la causa de esta inhibición.

Por otro lado, los AV estuvieron correlacionados negativamente con el rendimiento de

biogás (p<0,05), pero no con el rendimiento de metano.

Como resumen, los resultados sugieren que la dilución de SRA a concentraciones de

10,5 %ST evita que se produzca inhibición a causa de acumulación de NTA. Además,

VCO Metano Biogás ED H2S NTA AL AV

VCO P1 1 -0,737** -0,770** 0,938** 0,567 0,830** 0,341 0,641*

P2 -0,409 -0,509* 0,926** 0,559* 0,401 -0,173 0,753**

Metano P1 1

0,988** -0,638 -0,794** -0,669* 0,484 -0,433 P2 0,970** 0,047 0,126 -0,361 0,063 -0,455

Biogás P1 1

-0,689* -0,790** -0,701* -0,145 -0,428 P2 -0,118 0,023 -0,477 0,194 -0,563*

Metano P1 -0,638 -0,794** -0,669* 0,484 -0,433 P2 0,047 0,126 -0,361 0,063 -0,455

ED P1 1

0,610 0,826** 0,348 0,724* P2 0,686* 0,314 -0,191 0,628*

H2S P1 1

0,818** 0,438 0,714* P2 0,098 -0,356 0,761**

NTA P1 1

0,484 0,888** P2 -0,380 0,513*

AL P1 1

0,501 P2 -0,431

AV P1 1

P2


197

tras un periodo de aclimatación de los microorganismos a las elevadas concentraciones

de NTA, se obtienen elevados rendimientos de biogás y metano sin problemas.

Schwede y col. (2013a) también observaron la aclimatación de los microorganismos a

las elevadas concentraciones de amonio y sales en la degradación de Nannochloropsis

salina en modo continuo.

Normalmente, se considera que la dilución del sustrato para evitar la inhibición del

proceso de digestión es antieconómica, puesto que se incrementa el volumen de residuo

a tratar y se requieren volúmenes de digestores mayores (Callaghan, 1999). Sin

embargo, la dilución del sustrato puede dar lugar a un incremento en la VCO y un

descenso en el TRH proporcionalmente mayor al incremento de volumen producido

mediante la dilución. Lo que daría lugar a necesitar volúmenes de digestores menores.

En este caso, la dilución del sustrato de 17,6 %ST a 10,5 %ST permite un incremento de

VCO de casi 4 veces (de 1,1 a 3,85 gSV L-1 d-1), dando lugar a un reactor de

aproximadamente la mitad de volumen que el que sería necesario para tratar la biomasa

a una concentración de 17,6 %ST.

4.5. Valor fertilizante del digerido

El digerido o digerido obtenido a lo largo de las diferentes experimentaciones

realizadas en ensayos en semicontinuo fue analizado con el objetivo de evaluar sus

propiedades fertilizantes o de enmienda orgánica, en el caso de emplearse en suelos y

no como medio de cultivo de microalgas.

El digerido es una fuente importante de materia orgánica estabilizada y nutrientes,

pudiéndose emplear como biofertilizante (Lukehurst y col., 2010). El valor fertilizante

del digerido depende en su mayoría de la concentración de nutrientes del sustrato

degradado, ya que durante el proceso de digestión no se introduce nada más en el

reactor. Sin embargo, el digerido es el resultado de un proceso biológico, y por lo tanto

tendrá características específicas de cada digestor e incluso de cada momento del

proceso de digestión (Lukehurst y col., 2010). Durante el proceso de digestión, la mayor

parte del carbono orgánico fácilmente degradable se transforma en biogás, mientras que

los nutrientes que se encontraban asociados a formas orgánicas pasan en su mayoría a

forma mineral en el digerido. Por ejemplo, como se ha comentado anteriormente, el

nitrógeno orgánico pasa a nitrógeno amoniacal, aunque el contenido total de nitrógeno

no varía. El valor fertilizante del nitrógeno en el digerido puede definirse como el

“porcentaje de utilización”, es decir, la cantidad relativa de fertilizante mineral

Capítulo 4

198

nitrogenado necesario para obtener la misma productividad del cultivo que mediante el

empleo de la cantidad total de nitrógeno suministrada por el digerido. El valor

fertilizante del digerido aumenta con mayores porcentajes de utilización de nutrientes.

En el caso del nitrógeno, el valor fertilizante se correspondería con la fracción de

nitrógeno en forma amoniacal, que es la fácilmente asimilable por los cultivos

(Lukehurst y col., 2010).

Las propiedades físico-químicas de los cuatro digeridos obtenidos a lo largo de las

cuatro experimentaciones en continuo se muestran en la Tabla 4.60.

En todos los casos, se puede observar una elevada mineralización de nitrógeno,

siendo mayor en el caso de los digeridos obtenidos tras la digestión de SRA (50,69% y

54,92% para el primer y segundo ensayo, respectivamente) que los obtenidos tras la

codigestión de la mezcla SB+OM (31,11% y 41,84% para el primer y segundo ensayo,

respectivamente). Al igual que ocurre con el nitrógeno, es de suponer que los otros

nutrientes presentes en el digerido (ver Tabla 4.61, que muestra la composición

elemental de estos) también sufren un alto grado de mineralización y por tanto están

presentes en una forma fácilmente asimilable por las plantas, permitiendo que los

digeridos presenten buenas propiedades como fertilizantes orgánicos, hecho demostrado

por otros estudios sobre esta materia (Tambone y col., 2010). Además del elevado

contenido en nitrógeno, cabe destacar el elevado contenido en K, P y Ca, así como la

presencia de otros micronutrientes que favorecen el crecimiento de las plantas como el

S, Fe, Na, Mg, Mo, Mn y Zn.

Para que los digeridos aquí estudiados lleguen a emplearse como biofertilizantes o

enmiendas orgánicas, éstos deberían cumplir, entre otras, la legislación pertinente en

cuanto a concentración de metales pesados. En el Real Decreto 506/2013, de 28 de

junio, sobre productos fertilizantes, se recoge una tabla en el Anexo V que limita el

contenido de metales pesados de diferentes productos para poder ser empleados como

fertilizantes tras haber sido elaborados a partir de materias de origen vegetal o animal.

En todos los casos, los digeridos líquidos aquí analizados presentan concentraciones

menores a los límites máximos impuestos para su utilización, por lo que podrían

emplearse en suelos agrícolas.

Entre los diferentes mecanismos que regulan la mineralización y conservación de la

materia orgánica en el suelo, se supone que uno de los factores determinantes es la

relación C/N (Barrett y Burke, 2010). Las relaciones C/N de los digeridos analizados se

encontraban entre 7 y 9, valores comunes en digeridos y que coinciden con otros


199

analizados en diferentes estudios (Tambone y col., 2010) que hacen prever una baja

mineralización de materia orgánica y baja inmovilización de nitrógeno por los

microorganismos.

Los digeridos obtenidos en la codigestión de Scenedesmus y Opuntia maxima fueron

empleados en un experimento realizado en las instalaciones del Ciemat, con el objetivo

de compararlos con fertilizantes minerales comerciales. Se aplicó digerido y fertilizante

mineral a cladodios de chumbera plantados en macetas con el mismo tipo de suelo. Los

resultados, que no se exponen en este trabajo, mostraron que el digerido puede llegar a

ser igual o incluso más efectivo que el fertilizante mineral comercial, incrementando la

productividad de biomasa de los cladodios de Opuntia maxima en mayor medida que el

fertilizante mineral.

Tabla 4.60. Propiedades físico-químicas de los digeridos

Parámetro SB+OM SRA

6 %SV 8 %SV 17,6 %ST% 10,5 %ST NTK (mg L-1) 2815 3042 6623 6256 NH4

+ (mg L-1) 1127 989 4317 4418 DQOt (mgO2 L-1) 37428 38014 86027 91153 DQOs (mgO2 L-1) 2930 4644 18564 35376 ST (%) 4,3 5,3 6,7 6,7 SV (%) 2,2 2,8 3,93 4,1 pH 8,10 8,16 7,42 8,0 CE (ms cm-1) - 13,1 - -

Capítulo 4

200

Tabla 4.61. Composición elemental de los digeridos

SB+OM SRA 8 %SV 17,6 %ST 10,5 %ST

C (%) 29,2 35,0 38,8 H (%) 4,3 4,8 4,7 N (%) 4,10 3,9 5,10 S (%) 0,4 - 0,9 C/N 7,1 9,0 7,6 Al (ppm) 260 290 320 Ba (ppm) 112 134 90 Be (ppm) <6 <6 <6 Bi (ppm) <6 <6 <6 Ca (%) 10,4 9,7 8,4 Cd (ppm) <6 <6 <6 Co (ppm) <6 <6 <6 Cr (ppm) <6 <6 56 Cu (ppm) 30 70 76 Fe (ppm) 660 1700 4000 Mg (%) 2,0 0,7 0,36 Mn (ppm) 840 730 560 Mo (ppm) <6 <6 12 Ni (ppm) <6 <6 34 P (%) 1,3 3,4 3,0 Pb (ppm) <6 <6 <6 Sr (ppm) 540 680 560 Ti (ppm) 11 13 20 V (ppm) <6 <6 <6 Zn (ppm) 112 145 156 K (%) 6,2 3,5 1,2 Na (%) 0,14 0,81 2,4 Hg (ppb) 46,1 50 55


201

4.6. Beneficios de la digestión anaerobia en una biorrefinería de microalgas

Con el objetivo de evaluar el valor fertilizante real del digerido obtenido para el

cultivo de microalgas, se procedió a diseñar un proceso industrial consistente en una

biorrefinería en la cual se cultivan las microalgas para extraer aminoácidos y producir el

hidrolizado de aminoácidos según el método descrito por Romero García y col. (2012),

seguido de un tratamiento de los residuos orgánicos generados mediante digestión

anaerobia (ver Figura 4.36). Empleando dicho proceso, se realizó un balance de masas,

que nos permitirá conocer el ahorro en fertilizantes. Por otro lado, obtendremos

información de la energía generada por unidad de biomasa producida, así como del

posible ahorro de CO2. Se ha descartado realizar un balance de masa con el caso de la

biomasa de Scenedesmus sin procesar debido a que actualmente el cultivo de las

microalgas para la producción exclusiva de biocombustibles no es viable

económicamente (González-Fernández y col., 2012c). Además, como se ha detallado

durante esta tesis, sería necesario realizar algún tipo de pretratamiento a la biomasa para

conseguir una correcta degradación. Por otro lado, para realizar el balance de masa en el

caso de la producción de biocombustibles a partir de Scenedesmus, con el posterior

tratamiento de residuos mediante digestión anaerobia, necesitaríamos realizar ensayos

en continuo con este tipo de biomasa (SRL), lo cual no ha sido posible debido a la

escasez de sustrato.

Por lo tanto, tomamos como referencia una biorrefinería (ver Figura 4.36) en donde

se produce hidrolizado de aminoácidos y se genera un residuo orgánico que es necesario

tratar. En el proceso diseñado, las microalgas serían producidas en canales o raceways

(aunque realmente para el cálculo que nos ocupa es indiferente ya que no realizaremos

un análisis económico). Las microalgas se cosecharían primero mediante decantación, y

posteriormente mediante centrifugación, con el objetivo de obtener una pasta lo

suficientemente densa a la que aplicar el proceso de extracción de aminoácidos (˜20

%ST). Tras la separación de aminoácidos, se procedería a la rehidratación de la biomasa

residual para diluirla hasta aproximadamente 10,5 %ST e introducirla en el digestor a

una VCO de 3,85 gSV L-1d-1 y con un TRH de 20 días.

Como unidad funcional (UF) asumiremos la producción de un kilogramo de biomasa

de microalga (en peso seco), y a partir de ahí se realizarán los cálculos correspondientes.

En la Tabla 4.62 se puede ver un resumen de las entradas y salidas en cada uno de los

procesos (exceptuando la energía eléctrica consumida por cada uno de ellos), que nos

Capítulo 4

202

permite realizar el balance de masas, de energía producida y de nutrientes.

Supondremos que esta biomasa presenta un contenido en SV del 91% y un contenido en

proteínas del 40% (en base a SV). No se considerarán pérdidas de biomasa durante las

fases de cultivo y cosechado, aunque generalmente éstas tienen lugar (Williams y

Laurens, 2010; Brennan y Owende, 2010). Al proceso de extracción de aminoácidos se

le supondrá una eficiencia del 59% de extracción del contenido total de proteína, como

se afirma en el trabajo de Romero García y col. (2012).

Con estos supuestos y tras realizar los cálculos, se obtendrían 0,785 kg de biomasa

(ver Figura 4.36) residual en peso seco (que en realidad se encontraría a una

concentración de 17,6 %ST, por lo que en realidad se producen 4,62 L de biomasa

residual). A esta biomasa le asignaremos las características que se miden en este

estudio, con un contenido medio en SV del 70% (en peso seco) (ver Tabla 4.52). Por lo

tanto, antes de introducirse en los reactores esta biomasa deberá ser diluida hasta 10,5

%ST. Al alimentar el digestor anaerobio con una VCO de 3,85 gSV L-1 d-1 y un TRH de

20 días, se producirían 160,2 L de CH4 y 64,8 L de CO2 (por UF, es decir, por 1 kg de

biomasa de microalga en peso seco). Los cálculos se hacen en base a la materia residual

seca generada, es decir 0,785 kg y considerando los rendimientos medios de biogás y

metano obtenidos durante la experimentación: 409,3 L kgSV-1 y 291,5 L kgSV-1,

respectivamente (ver Tabla 4.58). Teniendo en cuenta el poder calorífico inferior (PCI)

del metano (35,8 MJ m-3) y asumiendo una unidad de cogeneración (CHP) con una

eficiencia eléctrica del 33% y una eficiencia del 60% en la recuperación de la energía

residual producida en forma de calor, se producirían 0,525 kWh de electricidad y se

recuperarían 2305,9 kJ de calor. Además, dado que el metano se convierte en dióxido de

carbono tras su combustión en la unidad CHP, a los 64,8 L de CO2 iniciales habría que

añadir 160,2 L producidos tras la combustión del metano (asumiendo gases ideales y

que el volumen es medido en las mismas condiciones de temperatura y presión).

Si se considera el contenido energético de la biomasa de microalgas cultivada (en

base a la producción potencial de metano calculada según la ecuación de Deublein y

Steinhauser (2008)) al final del proceso, tras la digestión anaerobia de la biomasa

residual, se estaría recuperando el 30,3% de esa energía en forma de metano. Este

porcentaje puede considerarse bajo; sin embargo, hay que tener en cuenta que parte del

contenido energético de la biomasa inicial es extraída en forma de aminoácidos durante

el proceso de hidrólisis enzimática. El porcentaje de energía recuperada es mayor si

consideramos el contenido energético potencial de la biomasa residual, calculada de la


203

misma forma que en el caso anterior. Según los cálculos realizados, al final del proceso,

tras la digestión anaerobia de la biomasa residual, se estaría recuperando el 46,2% de

esa energía en forma de metano. Si realizamos este balance energético en base a la

degradación de materia orgánica, considerando que 1 kilogramo de DQO degradado

produce 350 litros de metano, dada la producción de metano de la biomasa residual se

estaría recuperando el 41,3% de su energía, ya que la producción de metano expresada

en base a la DQO introducida al digestor fue de 144,4 LCH4 kgDQOt-1.

Por otro lado, el digerido obtenido tras la degradación anaerobia del proceso tendría

las características medidas en el digerido del ensayo con 10,5 %ST de concentración de

sustrato. Por lo tanto, este digerido tendría una concentración de 6,70 %ST, una

concentración de 4,1 %SV y contendría 6,3 gNTK L-1 y 4,4 gNH4+ L-1. Asumiendo que

todo el NH4+ se encuentra en forma soluble, y que la fracción líquida del digerido puede

reciclarse para el cultivo de nueva biomasa, 32,9 gNH4+ podrían ser reciclados (siempre,

por kilogramo de biomasa seca producida en los raceways).

Durante el crecimiento de las microalgas, el nitrógeno se añade generalmente en

forma amoniacal y la cantidad de nitrógeno suministrada equivale normalmente al

contenido de nitrógeno en la biomasa de microalgas, que oscila entre un 5,4% y un

8,7% (Williams y Laurens, 2010). Por lo tanto, entre 54 y 87 gN por kg de biomasa seca

producida se suministran a la biomasa de microalgas dependiendo del método de

cultivo. Por ejemplo, en sistemas de microalgas que se cultiven para la producción de

biodiésel es deseable un elevado contenido en lípidos, y por lo tanto se procederá,

durante su crecimiento, a la restricción de nutrientes para estimular la producción y

acumulación de lípidos en las células de las microalgas (Brennan y Owende, 2010). En

estos casos, la dosis de nitrógeno suministrada estaría en el rango inferior de la cantidad

definida por Williams y Laurens (2010). Sin embargo, en el caso que nos ocupa, las

microalgas se cultivarían para la producción y extracción de aminoácidos, por lo que no

se practicaría la restricción de nutrientes y se suministraría nitrógeno en cantidades

elevadas, correspondientes al rango superior de las cantidades indicadas por Williams y

Laurens (78-87 gN por kg biomasa seca producida). Es decir, que la reutilización del

digerido como fuente de nitrógeno para las microalgas supondría un ahorro de alrededor

del 30% de la cantidad total de nitrógeno necesaria.

La utilización de la fracción líquida de digerido puede presentar ciertos problemas

debido a que normalmente se caracteriza por una elevada turbidez y un elevado

contenido en amonio (Noike y col., 2004). Estas características pueden ser responsables

Capítulo 4

204

de la inhibición del crecimiento de microalgas (Kallqvist y Svenson, 2003). Sin

embargo, en un estudio reciente realizado por Uggetti y col. (2014) se demuestra que es

posible emplear el digerido como medio de cultivo de microalgas ya que la turbidez no

afecta negativamente el crecimiento de las mismas. Sin embargo, aunque el NTA es una

excelente fuente de nutrientes para las microalgas, una elevada concentración de AL

puede resultar tóxica para su crecimiento (Cho y col., 2013). Para evitar esta toxicidad,

Uggetti y col. (2014), que llegaron a observar una inhibición del crecimiento del 77%

causada por el AL, sugieren la dilución del digerido, por ejemplo con aguas residuales,

aunque también se podría realizar un control de pH, lo que se puede conseguir mediante

la regulación de la concentración de CO2 en el medio de crecimiento, sin que suponga

un coste extra, para desplazar el equilibrio NH4+/NH3 hacia el ion amonio.

El dióxido de carbono también es un importante input en los sistemas de cultivos de

microalgas. El CO2 y el medio de cultivo pueden llegar a suponer el 76,2% de los costes

asociados a las materias primas necesarias para la producción de la biomasa de

microalgas (Molina Grima y col., 2003). Considerando que para producir un kilogramo

de biomasa seca de microalgas se necesitan 1,6 kg de CO2 (Morken y col., 2013), los

225 L de CO2 producidos como parte del biogás (64,8 L) y tras la combustión de

metano (160,2 L) podrían ser suministrados a la biomasa de microalgas llegando a

ahorrar el 25,3% de las necesidades totales de dióxido de carbono (cálculos realizados a

P=1atm, Tª=25ºC).

Además de los ahorros producidos por el reciclaje de nitrógeno y del dióxido de

carbono, habría que añadir el reciclaje de otros nutrientes contenidos en el digerido

(fósforo, potasio, sodio, etc.). La energía eléctrica producida podría ser vendida a la red,

o empleada para el funcionamiento de los diferentes equipamientos eléctricos necesarios

durante todo el proceso (bombas, agitadores, centrífugas, etc.). Por otro lado, la energía

térmica recuperada se podría emplear en los diferentes pasos del proceso en los que se

necesita, tales como calentamiento del digestor, deshidratación de la biomasa de

microalgas o el calentamiento durante el proceso de extracción de aminoácidos. Incluso

se han empleado pretratamientos térmicos para causar la ruptura de la pared celular de

la biomasa de microalgas con resultados satisfactorios (Romero García y col., 2012) y

se podría emplear como un método alternativo a la homogeneización a alta presión.

Sin embargo, para determinar, aunque sea de forma aproximada, el ahorro concreto

que supondría la producción de energía eléctrica y térmica mediante digestión anaerobia

para el global del proceso, éste debería ser optimizado previamente. Hasta ahora el


205

proceso de extracción de aminoácidos ha sido desarrollado solo a escala de laboratorio y

semipiloto en la Fundación Cajamar, por lo que no se tienen los datos suficientes como

para estimar los consumos de energía.

Capítulo 4

206

Figura 4.36. Esquema del proceso de hidrolizado de microalgas con digestión anaerobia


207

Tabla 4.62. Entradas y salidas del balance de materia Proceso Entradas/Salidas de materia Cantidad Unidades

Cultivo microalga en raceway

Entradas: Fertilizante N 78-87 g Fertilizante P/K ¿? g Agua 500 L

Salidas: Suspensión 2 gST L-1 (0,2 %ST) 500 L Contenido energético (1) a 18932,7 kJ

Sedimentador natural /

Floculador

Entradas: Suspensión 2 gST L-1 500 L

Salidas: Suspensión 30 gST L-1 33,3 L Agua 466,7 L

Centrifugación

Entradas: Suspensión 30 gST L-1 (3 %ST) 33,3 L

Salidas: Suspensión 200 gST L-1 5,0 L Agua 28,3 L

Hidrólisis enzimática +Centrifugación

Ef. extracción proteínas=59%

Entradas: Suspensión 200 gST L-1 (20 %ST) 5,0 L Enzimas Viscozyme® ¿? L Enzimas Alcalase® ¿? L Enzimas Flavourzyme® ¿? L

Salidas: Concentrado aminoácidos 0,215 kg (m.s.)

Biomasa residual (17 %ST) 0,785 4,62

kg (m.s.) L (m.h)

Rehidratación

Entradas: Biomasa residual (17 %ST) 4,62 L Agua 2,86 L

Salidas: Biomasa residual (10,5 %ST) 7,48 L

Digestión anaerobia

Entradas: Biomasa residual (10,5 %ST) 7,48 L Contenido energético (1) a 12408,3 kJ

Salidas: Digerido 7,48 L Biometano 160,2 L Energía (contenida en el CH4)

b 5735,2 kJ CO2 64,8 L

Unidad de cogeneración

Ef. eléctrica: 33% Ef. térmica: 60%

Entradas: Biometano 160,2 L CO2 64,8 L O2 320,5 L

Salidas: Energía eléctrica 0,526 kWh Energía térmica 2305,9 kJ CO2 225,0 L

Reciclaje de nutrientes

NH4+ 32,9 g

NTK 47,1 g CO2 405,0 g

Energía recuperada En base a la biomasa cultivada 30,3 c %

En base a la biomasa residual 46,2 c % 41,3 d %

NOTA: Cálculos realizados empleando como base la producción de 1 kg de microalga cultivada (en masa seca); a En base a la producción teórica de metano según ecuación de Deublein y Steinhauser (2008) (PCICH4 = 35,8 kJ L-1); b Calculada en base al PCI del CH4 (35,8 kJ L-1); c energía recuperada en forma de CH4 respecto al contenido energético (1); d energía recuperada en forma de CH4 según eliminación de DQO (350 LCH4 kgDQO-1).

Capítulo 5

Conclusiones y líneas futuras de investigación


211

5. Conclusiones y líneas futuras de investigación

5.1. Conclusiones

En este trabajo doctoral se ha evaluado la posibilidad de emplear la microalga

Scenedesmus como sustrato para digestión anaerobia, tanto como cultivo energético

como residuo producido en una biorrefinería que necesita de un tratamiento apropiado.

Las conclusiones que se presentan a continuación vienen detalladas según los objetivos

específicos planteados en la sección 1.2. Objetivos.

Objetivo 1

La utilización de microalgas del género Scenedesmus como cultivo energético para la

producción de biogás no es viable debido a su baja biodegradabilidad y los pobres

rendimientos de biogás y metano. La codigestión de Scenedesmus con cladodios de

chumbera (Opuntia maxima Mill.) es prometedora. La mezcla compuesta por un 25% de

Scenedesmus y un 75% de chumbera (en base a SV) presentó una elevada

biodegradabilidad y un rendimiento de biogás y metano superiores a los de la microalga

en monodigestión.

La codigestión de Scenedesmus y chumbera (en una proporción 1:3 en SV) en modo

semicontinuo puede llevarse a cabo a elevadas VCO y reducidos TRH, dando lugar a

elevados rendimientos de biogás y metano y evitando procesos de toxicidad e inhibición

causados por la baja relación C/N de la biomasa de Scenedesmus. Para una

concentración de sustrato de 6%SV la VCO óptima es de 4 gSV L-1 d-1 y el TRH óptimo

es de 15 días, dando lugar a un rendimiento de biogás de 588±69 Lbiogás kgSV-1, con un

50% de metano y una eficiencia del digestor de 1166±154 LCH4 mdig-3 d-1. A una

concentración de sustrato de 8%SV se determinó una VCO óptima de 5,33 gSV L-1 d-1 y

un TRH óptimo de 15 días, dando lugar a 592±43 Lbiogás kgSV-1 con un 52% de metano

y una eficiencia del digestor de 1642±115 LCH4 mdig-3 d-1.

La codigestión de Scenedesmus y chumbera es una opción interesante para emplear

las microalgas como cultivo energético para la producción de biogás. Por otro lado, la

chumbera puede ser un cosustrato ideal para la codigestión de otros residuos de alto

contenido en nitrógeno, como puede ser el purín de cerdo u otros residuos ganaderos,

ayudando al desarrollo de la industria del biogás en España

Capítulo 5

212

Objetivo 2

Los residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de aminoácidos son aptos

para ser tratados mediante digestión anaerobia, gracias a su elevada biodegradabilidad

que se traduce en elevados rendimientos de biogás y metano. Por otro lado, la

codigestión con los cosustratos elegidos en este estudio (cladodios de chumbera y lodos

de papelera) no dio buenos resultados.

La digestión en reactores CSTR de residuos de Scenedesmus generados tras la

extracción de aminoácidos a su concentración original (17,6 %ST) da lugar a inhibición

del proceso debido a la acumulación de NTA y AV. La dilución de estos residuos hasta

una concentración de 10,5 %ST evita la inhibición del proceso de digestión,

permitiendo la operación del proceso a una VCO de 3,85±0,15 gSV L-1 d-1 y un TRH de

20 días con un rendimiento de biogás de 409,3±0,3 Lbiogás kgSV-1 con un 71,2% de

metano y una eficiencia del digestor de 1084±27,5 LCH4 mdig-3 d-1.

La digestión anaerobia como fase final para el tratamiento de residuos de microalgas

generados en biorrefinerías tiene un gran potencial.

Objetivo 3

Los residuos de Scenedesmus generados tras la extracción de lípidos para la

producción de biodiésel presentan un elevado potencial para ser tratados mediante

digestión anaerobia. En ensayos batch se determinó que el potencial de producción de

biogás y metano de dichos residuos en monodigestión es de 374,4±8,59 Lbiogás kgSV-1

con un 58,3% de metano. La codigestión de estos residuos con glicerol residual mejora

el proceso en cuanto a cinética de la digestión. Sin embargo, únicamente la mezcla

compuesta por un 88,9% de residuos de Scenedesmus y un 11,1% de glicerol residual

(en base a SV) aumentó considerablemente la producción de biogás respecto a los

residuos de Scenedesmus en monodigestión hasta un rendimiento de biogás de

424,2±42,4 Lbiogás kgSV-1 con un 61,9% de metano.

Objetivo 4

Los digeridos obtenidos a lo largo de las diferentes experimentaciones realizadas en

modo semicontinuo pueden ser utilizados como biofertilizantes gracias a su excelente

contenido en macro y micronutrientes y el elevado grado de mineralización de éstos.

Por otro lado, el acoplamiento de la digestión anaerobia a una biorrefinería de

microalgas podría ahorrar el 30% de las necesidades de fertilizante para el cultivo de


213

nueva biomasa mediante el reciclado del digerido y el 25% de las necesidades de CO2

mediante el empleo del CO2 del biogás y el generado tras la combustión del CH4.

Además, por cada kilogramo de biomasa seca cultivada y cosechada, se podrían

obtener, tras la extracción de aminoácidos de alto valor añadido, 0,525 kWh de

electricidad y 2305,9 kJ de calor.

Por lo tanto, la digestión anaerobia se presenta como un factor clave en el desarrollo

de las biorrefinerías de microalgas, tanto por la necesidad de tratamiento de los residuos

orgánicos generados como por el ahorro que puede suponer en los costes de producción.

5.2. Líneas futuras de investigación

A continuación se proponen una serie de líneas de investigación para ampliar los

conocimientos obtenidos mediante la realización del presente trabajo de Tesis Doctoral

y que servirían como complemento de éste. Los conocimientos generados tras esta Tesis

Doctoral y la consecución de los objetivos que ahora se plantean para un futuro serían

suficientes para la extrapolación de esta investigación a escala piloto.

• Estudio de la aplicación de diferentes pretratamientos a la biomasa de microalga de

Scenedesmus con el objetivo de incrementar su biodegradabilidad y ser codigerida

con Opuntia maxima en modo semicontinuo y bajo las mismas condiciones de

operación que las empleadas en este estudio. De esta forma se podría evaluar el

balance energético de la aplicación de dicho pretratamiento.

• Estudio del proceso de digestión en modo semicontinuo de residuos de

Scenedesmus generados tras la extracción de lípidos, tanto en monodigestión como

en codigestión con glicerol residual. Evaluación del ahorro en fertilizantes

minerales, CO2 y energía que supondría el tratamiento de estos residuos mediante


• Acoplamiento de los procesos de digestión anaerobia a los procesos de cultivo y

procesado de las microalgas, reciclando el digerido como medio de cultivo y

reciclando el CO2 generado como fuente de carbono de las microalgas. De esta

forma, se produciría a escala de laboratorio la optimización de todos los procesos

en conjunto en un esquema de biorrefinería.

• Estudio del proceso de digestión anaerobia de residuos de Scenedesmus generados

tras diferentes procesos previos, como la extracción de azúcares o la combinación

de procesos de extracción de diferentes metabolitos, p. ej. aminoácidos más lípidos,

Capítulo 5

214

con el objetivo de poder integrar la digestión anaerobia como fase de tratamiento de

residuos orgánicos sea cual fuere el proceso o los procesos de extracción llevados a

cabo en la biorrefinería de microalgas.

• Aumentar la escala a la que se realizan las experimentaciones para acercarnos a una

escala piloto, obteniendo información del proceso que permita más fácilmente pasar

a una escala industrial.

Capítulo 6

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217

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Anexos

Anexos

233

Anexo I. Resultados obtenidos por diferentes autores

I.1. Resultados bibliográficos sobre digestión de microalgas

3530

1,44

/8-9

409,

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Anexos

234

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(%)

Anexos

235

I.2. Resultados bibliográficos sobre digestión de microalgas con

pretratamiento previo

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o 50

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uím

ico

150º

C; p

H 1

1.0;

1h

240

76T

erm

oquí

mic

o 15

0ºC

; pH

13.

0; 1

h80

68U

ltras

onid

os; 1

0min

170

75-/3

Tér

mic

o 60

ºC; 1

h34

0¿?

-/6T

érm

ico

80ºC

; 1h

320

¿?-/9

Tér

mic

o 10

0ºC

; 1h

290

¿?-/3

Tér

mic

o 10

0ºC

; 2h

310

¿?-/6

Tér

mic

o 60

ºC; 2

h38

0¿?

-/9T

érm

ico

80ºC

; 2h

330

¿?-/3

Tér

mic

o 80

ºC; 3

h33

0¿?

-/6T

érm

ico

100º

C; 3

h35

0¿?

-/9T

érm

ico

60ºC

; 3h

350

¿?-/3

Ter

moq

uím

ico

100º

C; N

aOH

; 8h

Inhi

bici

ón¿?

Con

tinuo

4060

c-/-

Tér

mic

o 70

ºC; 6

0h38

0-49

0b40

-65

Bat

ch41

25-/-

Tér

mic

o 80

ºC; 2

,5h

390b

¿?37

37-/4

Ter

moq

uím

ico

100º

C; 0

,8%

NaO

H; 8

h. 2

f39

4¿?

3750

-/4T

erm

oquí

mic

o 10

0ºC

; 0,8

% N

aOH

; 8h.

1f

323

¿?

%C

H4

Sam

son

y Le

Duy

1983

aC

ontin

uo35

202,

0/4

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ulin

a m

axim

a (1

90 L

CH

4 kgS

V-1

)

VC

Oe

/ [su

stra

to]

(%)

CH

4

(L k

gSV

-1)

Aut

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Gén

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Espe

ciea

Ens

ayo

TR

HPr

etra

tam

ient

oT

emp.

(ºC

)

Che

n y

Osw

ald

1998

Bat

ch38

28

2009

Mez

cla

(300

LC

H4 k

gSV

-1)

Mix

+ C

. rei

nhar

dtii

y P

. sub

capi

tata

(4

70 L

biog

ás k

gSV

-1)

De

Scha

mph

elai

re

y V

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raet

e

Yan

g y

col.

2011

Bat

chSc

ened

esm

us e

xtra

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(¿?)

Anexos

236

Ultr

ason

idos

100

00kJ

/kgT

S31

0¿?

Ultr

ason

idos

27.

000k

J/kg

TS

309

¿?U

ltras

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os 4

0.00

0kJ/

kgT

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9¿?

Ultr

ason

idos

57.

000k

J/kg

TS

305

¿?H

idró

lisis

térm

ica

110º

C ;

1bar

323

¿?H

idró

lisis

térm

ica

140º

C ;

1,2b

ar36

2¿?

Hid

rólis

is té

rmic

a 17

0ºC

; 6,

4bar

398

¿?B

ioló

gico

55º

C; 1

2h26

2¿?

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lógi

co 5

5ºC

; 24h

252

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ltras

onid

os 1

0000

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gTS

209

¿?U

ltras

onid

os 2

7.00

0kJ/

kgT

S21

4¿?

Ultr

ason

idos

40.

000k

J/kg

TS

223

¿?U

ltras

onid

os 5

7.00

0kJ/

kgT

S22

3¿?

Hid

rólis

is té

rmic

a 11

0ºC

; 1b

ar; 1

5min

219

¿?H

idró

lisis

térm

ica

140º

C ;

1,2b

ar; 1

5min

260

¿?H

idró

lisis

térm

ica

170º

C ;

6,4b

ar; 1

5min

307

¿?B

ioló

gico

55º

C; 1

2h19

3¿?

Bio

lógi

co 5

5ºC

; 24h

171

¿?U

ltras

onid

os 1

0MJ/

kgT

S31

4¿?

Ultr

ason

idos

27M

J/kg

TS

301

¿?U

ltras

onid

os 4

0MJ/

kgT

S30

1¿?

Ultr

ason

idos

57M

J/kg

TS

310

¿?H

idró

lisis

térm

ica

110º

C ;

1bar

413

¿?H

idró

lisis

térm

ica

140º

C ;

1,2b

ar28

2¿?

Hid

rólis

is té

rmic

a 17

0ºC

; 6,

4bar

359

¿?B

ioló

gico

55º

C; 1

2h26

6¿?

Bio

lógi

co 5

5ºC

; 24h

266

¿?U

ltras

onid

os 3

5MJ/

kg; 5

6ºC

; 15m

in73

,0d

63,7

Ultr

ason

idos

47,

2MJ/

kg; 6

2ºC

; 15m

in69

,5d

63,6

Ultr

ason

idos

76,

5MJ/

kg; 7

5ºC

; 15m

in93

,3d

64,8

Ultr

ason

idos

100

,7M

J/kg

; 85º

C; 1

5min

143,

5d65

,1U

ltras

onid

os 1

28,9

MJ/

kg; 8

5ºC

; 30m

in15

3,5d

65,1

Térm

ico

70ºC

; 25m

in89

,3d

64Té

rmic

o 80

ºC; 2

5min

128,

7d63

,9

Alz

ate

y co

l.20

12

Bat

ch

Bat

ch

40%

Chl

amyd

omon

as 2

0%Sc

ened

esm

us

40%

Nan

noch

loro

psis

(2

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CH

4 kgS

V-1

)

58%

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tode

smus

obl

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s 36

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m 5

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(198

LC

H4 k

gSV

-1)

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L-1

Mic

rosp

ora

sp.

(255

LC

H4 k

gSV

-1)

Scen

edes

mus

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1,8

L CH

4 kgC

OD

-1)

35¿?

-/1

Bat

ch35

¿?-/1

VC

Oe

/ [su

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mie

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CH

4

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gSV

-1)

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z-Fe

rnán

dez

y co

l.

Aut

ores

Año

Gén

ero/

Espe

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Ens

ayo

Tem

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)T

RH

35¿?

-/1

2012

aB

atch

3530

Anexos

237

Térm

ico

70ºC

; 3h

85d

¿?Té

rmic

o 90

ºC; 3

h17

0d¿?

Con

tinuo

3523

0,6/

--

8459

1gC

OD

L-1

d-1

/-96

,9d

75

2,5g

CO

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-1 d

-1/-

111,

4d72

Térm

ico

55ºC

; 5h

123,

968

,6Té

rmic

o 55

ºC; 1

0h12

4,6

68,7

Térm

ico

55ºC

; 15h

127,

468

,3Té

rmic

o 75

ºC; 5

h12

5,7

69,3

Térm

ico

75ºC

; 10h

154,

968

,9Té

rmic

o 75

ºC; 1

5h16

0,4

69,1

Térm

ico

95ºC

; 5h

146,

968

,8Té

rmic

o 95

ºC; 1

0h16

9,4

68,8

Térm

ico

95ºC

; 15h

168,

868

,3M

icro

onda

s 21

,8M

J/kg

; 300

W; 3

min

132,

768

,4M

icro

onda

s 21

,8M

J/kg

; 600

W; 1

,5m

in14

1,9

68,4

Mic

roon

das

21,8

MJ/

kg; 9

00W

; 1m

in15

0,4

68,5

Mic

roon

das

43,6

MJ/

kg; 3

00W

; 5m

in15

2,1

68,3

Mic

roon

das

43,6

MJ/

kg; 6

00W

; 3m

in16

3,1

68,3

Mic

roon

das

43,6

MJ/

kg; 9

00W

; 2m

in16

7,2

68,4

Mic

roon

das

65,4

MJ/

kg; 3

00W

; 9m

in18

8,3

68,3

Mic

roon

das

65,4

MJ/

kg; 6

00W

; 4,5

min

201,

868

,2M

icro

onda

s 65

,4M

J/kg

; 900

W; 3

min

210,

168

,4Sc

ened

esm

us

(180

LC

H4 k

gSV

-1)

Hid

rólis

is té

rmic

a 17

0ºC

; 8ba

r; 30

min

33

0¿?

Scen

edes

mus

tras

pro

ceso

de

extra

cció

n de

líp

idos

(2

40 L

CH

4 kgS

V-1

)H

idró

lisis

térm

ica

170º

C; 8

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30m

in

380

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Ultr

ason

idos

5M

J/L

˜228

,8¿?

Ultr

ason

idos

10M

J/L

˜228

,8¿?

Ultr

ason

idos

20M

J/L

˜228

,8¿?

Ultr

ason

idos

50M

J/L

˜370

¿?U

ltras

onid

os 1

00M

J/L

˜415

¿?U

ltras

onid

os 2

00M

J/L

˜455

¿?Té

rmic

o 10

0ºC

; 2h,

Com

p. p

resi

ón˜5

70¿?

Térm

ico

100º

C; 2

h˜5

00¿?

Térm

ico

100º

C; 8

h˜5

50¿?

Térm

ico

120º

C; 2

,25h

; Com

p. p

resi

ón˜5

30¿?

Térm

ico

120º

C; 2

h˜5

50¿?

Térm

ico

120º

C; 8

h˜5

80¿?

Nan

noch

loro

psis

sal

ina

(130

LC

H4 k

gSV

-1)

Con

tinuo

3812

0±12

˜2/1

6-30

Térm

ico

120º

C; 2

h27

0¿?

2012

bB

atch

3533

-/-

2013

Con

tinuo

3515

Scen

edes

mus

(7

6 L C

H4 k

gCO

D-1

)

Pass

os y

col

.20

13b

Bat

ch35

46-/1

,6M

ezcl

a (1

17,7

LC

H4 k

gSV

-1)

Térm

ico

90ºC

; 1.2

bar;

1h

Pass

os y

col

.20

13a

Bat

ch35

43-/2

Scen

edes

mus

(3

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H4 kg

CO

D-1

)

Chl

amyd

omon

as y

Nitz

schi

a; C

hlor

ella

, An

kist

rode

smus

, Mon

orra

phid

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, Sc

ened

emus

(1

06,9

LC

H4 kg

SV-1

)

-/16-

30

35

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y c

ol.

2013

Chl

orel

la v

ulga

ris

(228

,8 L

CH

4 kgS

V-1

)B

atch

3525

Key

mer

y c

ol.

2013

Bat

ch38

Aut

ores

Año

Gén

ero/

Esp

ecie

aE

nsay

oT

emp.

(ºC)

TR

HV

CO

e / [

sust

rato

] (%

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etra

tam

ient

oC

H4

(L k

gSV

-1)

%C

H4

-/1,4

(ant

es p

retr

atto

.)

Gon

zále

z-Fe

rnán

dez

y co

l.

Gon

zále

z-Fe

rnán

dez

y co

l.

-/¿?

Schw

ede

y co

l.20

13N

anno

chlo

rops

is s

alin

a (˜

200

L CH

4 kg

SV-1

)B

atch

4049

Anexos

238

a Ren

dim

ient

os d

e bi

ogás

o m

etan

o de

l con

trol

; Ren

dim

ient

o de

bio

gás

(L g

SV-1

); c C

alcu

lado

; d Pro

duct

ivid

ad d

e m

etan

o en

LC

H4

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-1; ˜

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ca e

stim

ado

a pa

rtir

de

gráf

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; e VC

O e

n gS

V L

-1 d

-1

Hid

rólis

is té

rmic

a 11

0ºC

; 1,4

bar;

15m

in39

9¿?

Hid

rólis

is té

rmic

a 14

0ºC

; 4ba

r; 15

min

417

¿?H

idró

lisis

térm

ica

170º

C; 6

,4ba

r; 15

min

403

¿?U

ltras

onid

os 1

0MJ/

kg28

1¿?

Ultr

ason

idos

27M

J/kg

274

¿?U

ltras

onid

os 4

0MJ/

kg34

2¿?

Ultr

ason

idos

57M

J/kg

361

¿?B

ioló

gico

55º

C; 1

2h24

3¿?

Bio

lógi

co 5

5ºC

; 24h

248

¿?H

idró

lisis

térm

ica

110º

C; 1

,4ba

r; 15

min

381

¿?H

idró

lisis

térm

ica

140º

C; 4

bar;

15m

in36

2¿?

Hid

rólis

is té

rmic

a 17

0ºC

; 6,4

bar;

15m

in34

5¿?

Ultr

ason

idos

10M

J/kg

318

¿?U

ltras

onid

os 2

7MJ/

kg34

8¿?

Ultr

ason

idos

40M

J/kg

356

¿?U

ltras

onid

os 5

7MJ/

kg38

2¿?

Bio

lógi

co 5

5ºC

; 12h

321

¿?B

ioló

gico

55º

C; 2

4h28

9¿?

Quí

mic

o 4M

NaO

H p

H 1

011

9,8d

¿?Q

uím

ico

4M H

2SO

4 pH

211

3,1d

¿?T

érm

ico

120º

C; 2

0min

180,

3d67

,3T

érm

ico

120º

C; 4

0min

267,

7d68

,3T

erm

oquí

mic

o ác

ido

120º

C; 2

0min

; pH

222

1,8d

70,6

Ter

moq

uím

ico

ácid

o 12

0ºC

; 40m

in; p

H 2

228,

8 d66

,3T

erm

oquí

mic

o bá

sico

120

ºC; 2

0min

; pH

10

237,

9d68

,8T

erm

oquí

mic

o bá

sico

120

ºC; 4

0min

; pH

10

240,

6d70

,1T

érm

ico

50ºC

; 30m

in35

1¿?

Tér

mic

o 80

ºC; 3

0min

384

¿?T

érm

ico

120º

C; 3

0min

405

¿?

Ultr

asón

ico

130W

; 30s

(39

MJ/

kg)

356

¿?

Ultr

asón

ico

130W

; 90s

(117

MJ/

kg)

368

¿?

Ultr

asón

ico

130W

; 180

s (2

34 M

J/kg

)38

5¿?

Quí

mic

o 5N

NaO

H p

H 9

363

¿?

Quí

mic

o 5N

NaO

H p

H 1

132

7¿?

Quí

mic

o 5N

NaO

H p

H 1

323

1¿?

-/1

Nan

noch

loro

psis

gad

itana

(con

ext

racc

ión

de lí

pido

s) (3

31 L

CH

4 kgS

V-1

)B

atch

3541

-/1

Alz

ate

y co

l.20

13

Nan

noch

loro

psis

gad

itana

(sin

ext

racc

ión

de

lípid

os)

(300

LC

H4 k

gSV

-1)

Bat

ch35

52

-/24,

9gC

OD

L-1

Cho

y c

ol.

2013

70%

Chl

orel

la; 3

0% S

cene

desm

us

(336

LC

H4 k

gSV

-1)

Bat

ch37

23-/¿

?

Mén

dez

y co

l.20

13C

hlor

ella

vul

gari

s (1

38,9

LC

H4 k

gDQ

O-1

)B

atch

3530

VC

Oe

/ [su

stra

to]

(%)

Pret

rata

mie

nto

CH

4

(L k

gSV

-1)

%C

H4

Aut

ores

Año

Gén

ero/

Esp

ecie

aE

nsay

oT

emp.

(ºC

)T

RH

Anexos

239

I.3. Resultados bibliográficos sobre codigestión de microalgas

Sp

irul

ina

max

ima

(190

LC

H4 k

gSV

-1/4

,2)

-/4,3

(%SV

)90

,4/4

,520

071

Spir

ulin

a m

axim

a (

170

L CH

4 kgS

V-1

/4,2

)-/6

,0(%

SV)

65/6

,328

070

Spir

ulin

a m

axim

a(1

60 L

CH

4 kgS

V-1

/4,2

)-/8

,2(%

SV)

48/8

,022

060

Spir

ulin

a m

axim

a(1

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Anexos

241

I.4. Resultados bibliográficos sobre digestión de residuos de microalgas

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Anexos

242

Anexo II. Concentraciones posibles de sustrato en la codigestión de

Scenedesmus y chumbera.

Concentración de sólidos cladodios Opuntia maxima

Época del año de cosechado Lluvioso Medio Seco

ST (%)

SV (%ST)

ST (%)

SV (%ST)

ST (%)

SV (%ST)

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ST (%)

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ST (%)

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Sedimentación natural 3,0 71,7 4,80 3,45 6,31 4,54 8,26 5,94

Floculación 7,0 71,7 6,22 4,48 9,03 6,49 13,64 9,81

Centrifugación 27,0 71,7 7.45 5,36 11,88 8,54 21.39 15.39

Liofilización 95,0 71,7 7.84 5.64 12.89 9.27 24.94 17.94

¦ Indica combinaciones obtenidas tras un proceso de cosechado inviable para digestión anaerobia debido al gasto energético que supondría (liofilización de la biomasa de microalgas).

¦ Indica combinaciones con excesiva concentración para realizar digestión anaerobia en húmedo. ¦ Indica combinaciones que a pesar de ser posibles, no han sido ensayadas debido a que se encuentran muy

diluidas lo que podría significar la inviabilidad económica del proceso debido a bajos rendimientos del digestor. ¦ Indica combinaciones cubiertas con los rangos utilizados en este trabajo. NOTA: Las referencias de las concentraciones de cada método de cosechado son de Williams y Laurens (2010)

Las concentraciones de s

Anexos

243

Anexo III. Resultados detallados de los análisis estadísticos de

comparación de medias.

III.1. Ensayo de codigestión de Scenedesmus y chumbera (6 %SV)

Distribución normal de las poblaciones NOTA: Se emplea la prueba de Kolmogorov Smirnov si N>50; Shapiro-Wilk si N=50 Rendimiento de biogás

Variable VCO (gSV L-1 d-1) Kolmogorov-Smirnov(a) Shapiro-Wilk

Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.

Biogás (L kgSV-1)

2,00 ,104 41 ,200(*) ,953 41 ,086 4,00 ,050 66 ,200(*) ,991 66 ,906 6,00 ,150 23 ,199 ,864 23 ,005

Metano (L kgSV-1)

2,00 ,104 41 ,200(*) ,948 41 ,059 4,00 ,059 66 ,200(*) ,991 66 ,924 6,00 ,144 23 ,200(*) ,850 23 ,003

Ef. Digestor (LCH4 Ldig

-1 d-1)

2,00 ,104 41 ,200(*) ,948 41 ,059 4,00 ,059 66 ,200(*) ,991 66 ,924 6,00 ,144 23 ,200(*) ,850 23 ,003

* Este es un límite inferior de la significación verdadera. (a) Corrección de la significación de Lilliefors NOTA: En rojo se muestran resultados que no cumplen las condiciones para análisis ANOVA. El nivel de significación (p) es mayor de 0,05 para todos los casos excepto para las variables rendimiento de biogás, rendimiento de metano y ef. digestor en la carga orgánica de 6gSV L-1 d-1. En estos dos casos, aunque el valor de p < 0,05, al tratarse de muestras con un elevado número de datos podemos asumir normalidad. Además, el gráfico de normalidad muestra que las variables se ajustan a una distribución normal. Por lo tanto, para las pruebas de comparación de medias asumiremos que todas las variables tienen una distribución normal.

Figura a.37. Gráfico de normalidad para (a) rendimiento de biogás y (b) rendimiento de metano

(c) eficiencia del digestor a una VCO de 6gSV L-1 d-1

Valor observado

600500400300200

Nor

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1,0

,5

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-1,0

-1,5

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Para OLR= 6,00

Valor observado

260240220200180160140120100

2,0

1,5

1,0

,5

0,0

-,5

-1,0

-1,5

-2,0

Valor observado

1,61,41,21,0,8,6

2,0

1,5

1,0

,5

0,0

-,5

-1,0

-1,5

-2,0

b) c) a)

Anexos

244

Homogeneidad de varianzas Rendimiento de biogás

Estadístico de Levene gl1 gl2 Sig. Biogás

(L kgSV-1) 2,355 2 127 ,099

Metano (L kgSV-1) 2,897 2 127 ,059

Ef. Digestor (LCH4 Ldig

-1 d-1) 8,222 2 127 ,000

NOTA: En rojo se muestran resultados que no cumplen las condiciones para análisis ANOVA. El nivel de significación (p) es mayor de 0,05 en el caso de rendimiento de biogás y rendimiento de metano, por lo que se confirma la hipótesis nula de homogeneidad de varianzas. En el caso de la eficiencia del digestor, p<0,05 por lo que se rechaza la hipótesis nula de homogeneidad de varianzas.

Comparación de medias muestrales Rendimiento de biogás ANOVA

Suma de cuadrados gl Media cuadrática F Sig.

Inter-grupos 720915,361 2 360457,680 83,403 ,000 Intra-grupos 548875,733 127 4321,856

Total 1269791,094 129 Puesto que p<0,05 podemos rechazar la hipótesis nula y concluir que al menos una media difiere de la de otro grupo. HSD de Tukey

(I) VCO (gSV L-1 d-1)

(J) VCO (gSV L-1 d-1)

Diferencia de medias (I-J) Error típico Sig.

Intervalo de confianza al 95%

Límite inferior Límite superior

2,00 4,00 -142,7548(*) 13,07264 ,000 -173,7567 -111,7529 6,00 16,1442 17,12653 ,614 -24,4715 56,7599

4,00 2,00 142,7548(*) 13,07264 ,000 111,7529 173,7567 6,00 158,8990(*) 15,91821 ,000 121,1488 196,6492

6,00 2,00 -16,1442 17,12653 ,614 -56,7599 24,4715 4,00 -158,8990(*) 15,91821 ,000 -196,6492 -121,1488

* La diferencia entre las medias es significativa al nivel .05. Podemos concluir que la media del grupo:

o 2 gVS L-1 d-1 difiere de la del grupo 4 (Grupo a) o 4 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 y 6 (Grupo b) o 6 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 4 (Grupo a)

Anexos

245

Rendimiento de metano ANOVA

Suma de cuadrados gl Media

cuadrática F Sig.






Intervalo de confianza 95%


2,00 4,00 -80,5532(*) 6,94554 ,000 -97,0246 -64,0818 6,00 14,8585 9,09939 ,236 -6,7208 36,4378

4,00 2,00 80,5532(*) 6,94554 ,000 64,0818 97,0246 6,00 95,4117(*) 8,45741 ,000 75,3549 115,4685

6,00 2,00 -14,8585 9,09939 ,236 -36,4378 6,7208 4,00 -95,4117(*) 8,45741 ,000 -115,4685 -75,3549


o 2 gVS L-1 d-1 difiere de la del grupo 4 (grupo a) o 4 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 y 6 (grupo b) o 6 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 4 (grupo a)

Eficiencia del digestor Prueba de Welch

Estadístico gl1 gl2 Sig. Welch 731,191 2 52,114 ,000

Puesto que p<0,05 podemos rechazar la hipótesis nula y concluir que al menos una media difiere de la de otro grupo. Games-Howell



Diferencia de medias Error típico Sig.



2,00 4,00 -,7443(*) ,02154 ,000 -,7956 -,6930 6,00 -,7550(*) ,03511 ,000 -,8422 -,6678

4,00 2,00 ,7443(*) ,02154 ,000 ,6930 ,7956 6,00 -,0107 ,03861 ,959 -,1050 ,0836

6,00 2,00 ,7550(*) ,03511 ,000 ,6678 ,8422 4,00 ,0107 ,03861 ,959 -,0836 ,1050


o 2 gVS L-1 d-1 difiere de la del grupo 4 y 6 (grupo a) o 4 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 (grupo b) o 6 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 (grupo b)

Anexos

246

III.2. Ensayo de codigestión de Scenedesmus y chumbera (8 %SV)

Distribución normal de las poblaciones

Variables VCO (gSV L-1 d-1)

Kolmogorov-Smirnov(a) Shapiro-Wilk Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.

Biogás (L kgSV-1)

2,00 ,079 50 ,200(*) ,982 50 ,648 4,00 ,085 52 ,200(*) ,978 52 ,463 5,33 ,093 48 ,200(*) ,983 48 ,718 6,67 ,171 23 ,079 ,933 23 ,129

Metano (L kgSV-1)

2,00 ,058 50 ,200(*) ,985 50 ,774 4,00 ,110 52 ,165 ,968 52 ,179 5,33 ,075 48 ,200(*) ,988 48 ,903 6,67 ,174 23 ,070 ,937 23 ,153

Ef. digestor (LCH4 Ldig-1 d-1)

2,00 ,080 50 ,200(*) ,977 50 ,417 4,00 ,124 52 ,046 ,967 52 ,152 5,33 ,086 48 ,200(*) ,987 48 ,880 6,67 ,173 23 ,072 ,936 23 ,148

* Este es un límite inferior de la significación verdadera. (a) Corrección de la significación de Lilliefors El nivel de significación (p) es mayor de 0,05 para todos los casos excepto para la variable eficiencia del digestor en la carga orgánica de 4gSV L-1 d-1. En el caso de la carga de 4gSV L-1 d-1, aunque el valor de p=0,046<0,05, al tratarse de muestras con un elevado número de datos podemos asumir normalidad. El gráfico de normalidad muestra una variable que se ajusta a la línea de distribución normal. Para OLR= 4,00

Valor observado

1,41,31,21,11,0

Nor

mal

esp

erad

o

2

1

0

-1

-2

-3

Figura a.38. Gráfico de normalidad para la variable rendimiento del digestor a una VCO de 4

gSV L-1 d-1

Anexos

247

Homogeneidad de varianzas Rendimiento de biogás

Estadístico de Levene gl1 gl2 Sig. Biogás

(L kgVS-1) 2,357 3 169 ,074

Metano (L kgSV-1) ,762 3 169 ,517

Ef. digestor (LCH4 Ldig-1 d-1) 11,838 3 169 ,000

NOTA: En rojo se muestran resultados que no cumplen las condiciones para análisis ANOVA. El nivel de significación (p) es mayor de 0,05 para todos los casos excepto para la variable eficiencia del digestor, la cual no presenta homogeneidad de varianzas. Comparación de medias muestrales Rendimiento de biogás ANOVA


cuadrática F Sig.







Límite inf. Límite sup.

2,00 4,00 21,5430(*) 7,27933 ,018 2,6548 40,4312 5,33 21,3036(*) 7,42652 ,024 2,0335 40,5738 6,67 57,9323(*) 9,25957 ,000 33,9058 81,9589

4,00 2,00 -21,5430(*) 7,27933 ,018 -40,4312 -2,6548 5,33 -,2394 7,35624 1,000 -19,3272 18,8484 6,67 36,3893(*) 9,20329 ,001 12,5089 60,2698

5,33 2,00 -21,3036(*) 7,42652 ,024 -40,5738 -2,0335 4,00 ,2394 7,35624 1,000 -18,8484 19,3272 6,67 36,6287(*) 9,32015 ,001 12,4450 60,8124

6,67 2,00 -57,9323(*) 9,25957 ,000 -81,9589 -33,9058 4,00 -36,3893(*) 9,20329 ,001 -60,2698 -12,5089 5,33 -36,6287(*) 9,32015 ,001 -60,8124 -12,4450


o 2 gVS L-1 d-1 difiere de todos los demás grupos (grupo a) o 4 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 y 6,67 (grupo b) o 5,33 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 y 6,67 (grupo b) o 6,67 gVS L-1 d-1 difiere de todos los demás grupos (grupo c)

Anexos

248

Rendimiento de metano ANOVA


cuadrática F Sig.


Total 82117,527 172 Puesto que p<0,05 podemos rechazar la hipótesis nula y concluir que al menos una media difiere de la de otro grupo.

HSD de Tukey (I) VCO

(gSV L-1 d-1) (J) VCO

(gSV L-1 d-1) Diferencia de medias (I-J) Error típico Sig.

Intervalo de confianza (95%) Límite inf. Límite sup.

2,00 4,00 13,7117(*) 3,85925 ,003 3,6978 23,7256 5,33 6,0623 3,93728 ,416 -4,1541 16,2787 6,67 32,3593(*) 4,90910 ,000 19,6213 45,0974

4,00 2,00 -13,7117(*) 3,85925 ,003 -23,7256 -3,6978 5,33 -7,6494 3,90002 ,207 -17,7691 2,4702 6,67 18,6476(*) 4,87926 ,001 5,9870 31,3082

5,33 2,00 -6,0623 3,93728 ,416 -16,2787 4,1541 4,00 7,6494 3,90002 ,207 -2,4702 17,7691 6,67 26,2971(*) 4,94122 ,000 13,4757 39,1184

6,67 2,00 -32,3593(*) 4,90910 ,000 -45,0974 -19,6213 4,00 -18,6476(*) 4,87926 ,001 -31,3082 -5,9870 5,33 -26,2971(*) 4,94122 ,000 -39,1184 -13,4757


a. 2 gVS L-1 d-1 difiere de la del grupo 4 y 6,67 (grupo a) b. 4 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2 y 6,67 (grupo b) c. 5,33 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 6,67 (grupo ab) d. 6,67 gVS L-1 d-1 difiere de todos los demás grupos (grupo c)

Anexos

249



Puesto que p<0,05 podemos rechazar la hipótesis nula y concluir que al menos una media difiere de la de otro grupo. Games-Howell




Intervalo de confianza (95%) Lím. inferior Lím. superior

2,00 4,00 -,5734(*) ,01196 ,000 -,6048 -,5419 5,33 -1,0147(*) ,01736 ,000 -1,0607 -,9687 6,67 -1,2487(*) ,02596 ,000 -1,3204 -1,1770

4,00 2,00 ,5734(*) ,01196 ,000 ,5419 ,6048 5,33 -,4413(*) ,01984 ,000 -,4933 -,3893 6,67 -,6753(*) ,02768 ,000 -,7505 -,6001

5,33 2,00 1,0147(*) ,01736 ,000 ,9687 1,0607 4,00 ,4413(*) ,01984 ,000 ,3893 ,4933 6,67 -,2340(*) ,03040 ,000 -,3154 -,1526

6,67 2,00 1,2487(*) ,02596 ,000 1,1770 1,3204 4,00 ,6753(*) ,02768 ,000 ,6001 ,7505 5,33 ,2340(*) ,03040 ,000 ,1526 ,3154


o 2 gVS L-1 d-1 difiere de la del grupo 4, 5,33 y 6,67 (grupo a) o 4 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2, 5,33 y 6,67 (grupo b) o 5,33 gVS L-1 d-1 difiere del grupo 2, 4 y 6,67 (grupo c) o 6,67 gVS L-1 d-1 difiere de todos los demás grupos (grupo d)

Anexos

250

III.3. Ensayo de digestión de SRA (17,6 %ST)


VCO (gSV L-1 d-1)

Kolmogorov-Smirnov(a) Shapiro-Wilk Estadístico gl Sig. Estadístico gl Sig.

Biogás (L kgVS-1)

1,10 ,103 50 ,200(*) ,977 50 ,447 2,20 ,074 52 ,200(*) ,969 52 ,196

Metano (L kgVS-1)

1,10 ,080 50 ,200(*) ,961 50 ,095 2,20 ,068 52 ,200(*) ,976 52 ,383

Eficiencia digestor (LCH4 Ldig

-1 d-1) 1,10 ,125 50 ,05 ,947 50 ,026 2,20 ,071 52 ,200(*) ,979 52 ,475

* Este es un límite inferior de la significación verdadera. a Corrección de la significación de Lilliefors

Al ser p=0,05 en todos los casos la distribución de las poblaciones es normal.

Homogeneidad de varianzas

Variables Estadístico de Levene gl1 gl2 Sig. Biogás

(L kgVS-1) 12,896 1 100 ,001

Metano (L kgVS-1) 21,949 1 100 ,000


-1 d-1) 50,868 1 100 ,000

NOTA: En rojo se muestran resultados que no cumplen las condiciones para análisis ANOVA.

Al ser p<0,05 no existe homogeneidad de varianzas en ninguna de las variables estudiadas.

Comparación de medias muestrales

Rendimiento de biogás Prueba de Welch


Existen diferencias significativas entre ambos grupos para el rendimiento de biogás.

Rendimiento de metano Prueba de Welch


Existen diferencias significativas entre ambos grupos para el rendimiento de metano.



Brown-Forsythe 2,945 1 58,089 ,091

No existen diferencias significativas entre ambos grupos para la eficiencia del digestor.

Anexos

251

III.4. Ensayo de digestión de SRA (10,5 %ST)

Estas pruebas se harán para las variables a analizar (rendimiento de biogás, rendimiento de metano y eficiencia del digestor), según el factor VCO, que los divide en los siguientes grupos:

Periodo 1 (P1): Carga orgánica 1,85 gVS L-1 d-1 (VCO1) Periodo 1 (P1): Carga orgánica: 3,80 gVS L-1 d-1 (VCO2) Periodo 2 (P2): Carga orgánica: 1,85 gVS L-1 d-1 (VCO1) Periodo 2 (P2): Carga orgánica: 3,85 gVS L-1 d-1 (VCO2)


VCO (gSV L-1 d-1) Shapiro-Wilk

Estadístico gl Sig.

Metano (L kgSV-1)

Periodo 1: VCO 1 ,965 36 ,313 Periodo 1: VCO 2 ,904 14 ,131 Periodo 2: VCO 1 ,919 22 ,072 Periodo 2: VCO2 ,975 36 ,585

Biogás (L kgSV-1)



-1 d-1)


NOTA: En rojo se muestran resultados que no cumplen las condiciones para análisis ANOVA. En todos los casos, excepto para la variable eficiencia del digestor en el P2-VCO2, p>0,05 y por lo tanto existe distribución normal. En el caso de la variable eficiencia del digestor en el P2-VCO, aunque p=0,006<0,05, al tratarse de muestras con un elevado número de datos podemos asumir normalidad, además el gráfico de normalidad muestra una variable que se ajusta a la línea de distribución normal.

Valor observado

1,31,21,11,0

Nor

mal

esp

erad

o

2

1

0

-1

-2

Figura a.39. Gráfico de normalidad para rendimiento del digestor en el P2-VCO2.

Anexos

252

Homogeneidad de varianzas

Variables Estadístico de Levene gl1 gl2 Sig. Biogás (L kgSV-1) 8,828 3 104 ,000 Metano (L kgSV-1) 6,644 3 104 ,000 Eficiencia digestor

(LCH4 Ldig-1 d-1) 1,723 3 104 ,167

NOTA: En rojo se muestran resultados que no cumplen las condiciones para análisis ANOVA. Dado que p<0,05 para las variables rendimiento de biogás y rendimiento de metano, no existe homogeneidad de varianzas. Sin embargo para eficiencia del digestor (p>0,05) sí existe homogeneidad de varianzas.

Comparación de medias muestrales

Rendimiento de biogás Prueba de Welch


Puesto que p<0,05, existen diferencias significativas en, al menos, uno de los grupos.

Games-Howell


(J) VCO (gSV L-1 d-1) Error típico Sig.

Intervalo de confianza (95%)

Límite inf. Límite sup.

Periodo 1: VCO1 Periodo 1: VCO2 8,81047 ,000 31,7085 78,6873 Periodo 2: VCO1 8,10825 ,000 -58,5348 -15,5162 Periodo 2: VCO2 7,54663 ,174 -35,8182 4,4065

Periodo 1: VCO2 Periodo 1: VCO1 8,81047 ,000 -78,6873 -31,7085 Periodo 2: VCO1 6,74802 ,000 -110,6911 -73,7557 Periodo 2: VCO2 6,06166 ,000 -87,8204 -53,9871

Periodo 2: VCO1 Periodo 1: VCO1 8,10825 ,000 15,5162 58,5348 Periodo 1: VCO2 6,74802 ,000 73,7557 110,6911 Periodo 2: VCO2 4,98630 ,001 7,9589 34,6804

Periodo 2: VCO2 Periodo 1: VCO1 7,54663 ,174 -4,4065 35,8182 Periodo 1: VCO2 6,06166 ,000 53,9871 87,8204 Periodo 2: VCO1 4,98630 ,001 -34,6804 -7,9589

Podemos concluir que la media del grupo:

o P1: VCO1: difiere de P1:VCO2 y de P2:VCO1 (grupo a). o P1: VCO2: difiere de todos los demás grupos (grupo b). o P2: VCO1: difiere de todos los demás grupos (grupo c). o P2: VCO2: difiere de P1:VCO2 y de P2:VCO1 (grupo a).

Anexos

253

Rendimiento de metano Prueba de Welch Estadístico gl1 gl2 Sig. Metano (L kgSV-1) Welch 257,670 3 50,475 ,000

Dado que p<0,05, podemos concluir que existen diferencias significativas en, al menos,

uno de los grupos. Games-Howell


(J) VCO (gSV L-1 d-1) Error típico Sig.

Interv. de confianza al 95%


Periodo 1: VCO1 Periodo 1: VCO2 5,41882 ,000 31,2725 60,1245 Periodo 2: VCO1 5,71693 ,000 -62,7117 -32,4182 Periodo 2: VCO2 5,36347 ,000 -58,2054 -29,7469

Periodo 1: VCO2 Periodo 1: VCO1 5,41882 ,000 -60,1245 -31,2725 Periodo 2: VCO1 4,09609 ,000 -104,3270 -82,1999 Periodo 2: VCO2 3,58629 ,000 -99,3296 -80,0197

Periodo 2: VCO1 Periodo 1: VCO1 5,71693 ,000 32,4182 62,7117 Periodo 1: VCO2 4,09609 ,000 82,1999 104,3270 Periodo 2: VCO2 4,02258 ,809 -7,1467 14,3244

Periodo 2: VCO2 Periodo 1: VCO1 5,36347 ,000 29,7469 58,2054 Periodo 1: VCO2 3,58629 ,000 80,0197 99,3296 Periodo 2: VCO1 4,02258 ,809 -14,3244 7,1467

Se puede concluir que: - P1:VCO1: difiere de todos los demás grupos (grupo a). - P1:VCO2: difiere de todos los demás grupos (grupo b). - P2:VCO1: difiere de todos los demás grupos, excepto de P2:VCO2 (grupo c). - P2:VCO2: difiere de todos los demás grupos excepto de P2:VCO1 (grupo c).

Anexos

254

Eficiencia del digestor ANOVA


cuadrática F Sig.

Eficiencia digestor

(LCH4 Ldig-1 d-1)

Inter-grupos 8,782 3 2,927 1465,833 ,000 Intra-grupos ,208 104 ,002 Total 8,989 107

Dado que p<0,05, podemos concluir que existen diferencias significativas en al menos

uno de los grupos.

HSD Tukey (I) VCO

(gSV L-1 d-1) (J) VCO

(gSV L-1 d-1) E. típ. Sig. Int. de conf. al 95%

Límite inf. Lím. sup.

Periodo 1: VCO1 Periodo 1: VCO2 ,01408 ,000 -,3436 -,2701 Periodo 2: VCO1 ,01209 ,000 -,1190 -,0558 Periodo 2: VCO2 ,01053 ,000 -,6851 -,6301

Periodo 1: VCO2 Periodo 1: VCO1 ,01408 ,000 ,2701 ,3436 Periodo 2: VCO1 ,01528 ,000 ,1795 ,2593 Periodo 2: VCO2 ,01408 ,000 -,3876 -,3141

Periodo 2: VCO1 Periodo 1: VCO1 ,01209 ,000 ,0558 ,1190 Periodo 1: VCO2 ,01528 ,000 -,2593 -,1795 Periodo 2: VCO2 ,01209 ,000 -,6018 -,5387

Periodo 2: VCO2 Periodo 1: VCO1 ,01053 ,000 ,6301 ,6851 Periodo 1: VCO2 ,01408 ,000 ,3141 ,3876 Periodo 2: VCO1 ,01209 ,000 ,5387 ,6018

* La diferencia entre las medias es significativa al nivel .05. Se puede concluir que:

- P1:VCO1: difiere de todos los grupos (grupo a) - P1:VCO2: difiere de todos los grupos (grupo b) - P2:VCO1: difiere de todos los grupos (grupo c) - P2:VCO2: difiere de todos los grupos (grupo d)

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