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UNIVERSIDAD JUAN AGUSTÍN MAZA
FACULTAD DE CIENCIAS VETERINARIAS Y AMBIENTALES
DIAGNOSTICO DE FASCIOLIASIS BOVINA MEDIANTE COPROLOGIA Y
SEROLOGIA y RELACION CON PARÁMETROS HEMATOLÓGICOS Y
BIOQUÍMICOS
Alumna: Laura Elizabeth Sidoti
Director: Vet. Pablo F. Cuervo
14 de Diciembre de 2011
2
ÍNDICE
RESUMEN 4
ABSTRACT 5
INTRODUCCIÓN 6
1. Situación de la fascioliasis en la Argentina 9
2. Situación de la fascioliasis en Mendoza 10
2.1. Fascioliasis en animales 11
2.1.1. Pequeños rumiantes 11
2.1.2. Bovinos 11
2.1.3. Equinos 12
2.2. Fascioliasis en humanos 12
2.3. Vectores de la fascioliasis 12
3. El bovinos como reservorio de Fasciola hepatica 13
4. Hematología y bioquímica en rumiantes con F. hepatica 16
5. Diagnóstico de fascioliasis en bovinos: Coprología y Serología 17
6. Tratamiento de fascioliasis en animales 19
7. Caracterización molecular de F. hepatica 21
8. Objetivos 21
MATERIALES Y MÉTODOS 23
1. Tipo de estudio 23
2. Caracterización de las áreas de estudio 23
3. Bienestar animal 25
3
4. Recolección de muestras 25
5. Técnicas coprológicas 27
5.1. Sedimentación rápida de Lumbreras modificada 27
5.2. Flotación simple de Wisconsin 28
6. Técnicas hematológicas 29
7. Técnicas bioquímicas 30
8. Técnicas serológicas 32
9. Tratamiento antiparasitario de animales 35
10. Estadística 36
RESULTADOS 37
1. Coprología 37
2. Hematología 39
3. Bioquímica 48
4. Resultados post tratamiento 58
5. Serología 72
6. Análisis estadístico 74
DISCUSIÓN 78
CONCLUSIONES 85
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 87
4
RESUMEN La fascioliasis es una enfermedad parasitaria de distribución mundial;
en Argentina producida por F. hepática, parasitando distintas especies
animales y al hombre. La provincia de Mendoza presenta una situación
particular con altas prevalencias en el ganado, casos humanos y tres
especies distintas de vectores. Las principales zonas de endemia se
encuentran en los valles andinos. El objetivo de este estudio fue evaluar en
bovinos el uso de una prueba de ELISA para el diagnostico de fascioliasis
en forma conjunta con los estudios coprológicos, caracterizar las
alteraciones hematológicas y bioquímicas y su respuesta tras el tratamiento.
Se realizaron 4 tipos de estudios: coprología mediante técnica de
sedimentación y flotación; serología mediante técnica de ELISA Fas-2;
hemograma y bioquímica sanguínea. Así mismo, luego de 58 dias post
tratamiento se repitieron los estudios coprológicos, hematológicos y
bioquímicos. Los resultados mostraron la presencia de F. hepatica (60%) en
bovinos de Uspallata, zona endémica de Mendoza y ausencia de animales
positivos en zona de llanura en Tupungato. A nivel hematológico se
detectaron en animales parasitados, baja hemoglobina, leucopenia,
neutropenia y monocitopenia significativas; valores que se incrementaron
luego del tratamiento, a excepción de la hemoglobina, junto con un
incremento del hematocrito. A nivel bioquímico en animales parasitados, se
detectaron diferencias significativas, con valores elevados de urea,
creatinina, GGT, albúminas, relación A/G, bilirrubina total, directa e indirecta;
y con valores bajos de GOT, GPT y globulinas. Luego del tratamiento se
observó una disminución significativa de urea, creatinina, relación A/G y un
incremento significativo de globulinas. Estos resultados podrían asociarse a
una fascioliasis crónica y a una inmunosupresión de los animales afectados.
El test de ELISA Fas-2 no fue útil en el diagnóstico, detectando sólo un
animal infectado, lo cual podría asociarse a factores genéticos del parásito o
factores inmunológicos de los animales parasitados.
5
ABSTRACT
Fascioliasis is a parasitic disease with worldwide distribution. In
Argentina is produced by Fasciola hepatica, affecting different animal species
and humans. Mendoza province is a hotspot with high prevalences in
livestock, human cases and three different species of vectors described so
far. The main endemic areas are located in andean valleys. The objective of
this study was to evaluate the use of a ELISA test for the diagnosis of
fascioliasis in cattle, associated with coprological studies, characterization of
the hematology and clinical chemistry and the response to treatment. Four
types of studies were undertaken: coprology by sedimentation and flotation
techniques, serology by ELISA Fas-2 technique, hemogram and blood
chemistry. Fifty eight days post treatment coprogical, hematological and
biochemical studies were reevaluated. The result shows the presence of F.
hepatica (60%) in cattle of Uspallata, endemic area of Mendoza and absence
of positive animals in low altitude areas of Tupungato. In hematological
studies in infected animals significant low hemoglobin, leucopenia,
neutropenia and monocytopenia was found; values which increases after the
treatment. In biochemical studies in infected animals, significant differences
were detected, with high values of urea, creatinin, GGT, albumin, A/G ratio,
bilirrubin, and with low values of GOT, GPT and globulins. After the treatment
was observed a significant decrease of urea, creatinin, A/G ratio, and an
increase of globulins. This result can be associated to a chronic fascioliasis
and to an immunosuppression of affected animals. The ELISA Fas 2 test
was not usefull in the diagnosis, detecting only one infected animal, which
can be associated to genetic factors of the parasite or to immunological
factors of the infected animals.
6
INTRODUCCIÓN
La fascioliasis es una enfermedad parasitaria producida por 4
especies de trematodos del género Fasciola, las dos especies principales
son F. hepatica y F. gigantica. La primera considerada de mayor importancia
por su amplia distribución, hasta el momento descripta en Europa, África,
Asia, Oceanía y América, y única especie descripta hasta el momento en
nuestro país (Figura 1). La segunda en cambio se restringe a zonas
tropicales, descripta sólo en África y Asia (Mas-Coma & Bargues, 1997). Las
otras especies son F. nyanzae, que afecta exclusivamente al hipopótamo
común y F. jacksoni, al elefante asiático (Mas-Coma et al., 2009).
Figura 1: Distribución de Fasciola sp. en el mundo (Torgerson & Claxton,
1999).
Distribución de Fasciola hepatica
Distribución de Fasciola gigantica
Áreas con presencia de ambas especies
7
Los conocimientos sobre la fascioliasis se han ampliando durante los
últimos años, lo que ha permitido un avance en la caracterización de su
epidemiología. En relación a la fascioliasis humana, hasta los años 90, era
considerada una enfermedad secundaria con sólo 2.000 casos publicados
(Chen & Mott, 1990), pero en la actualidad se estima que los casos
ascienden a 17 millones (Hopkins, 1992), distribuidos en 51 países y 5
continentes (Esteban et al., 1998), y con zonas de endemia en diversas
partes del mundo (Mas-coma et al., 1999a). Latinoamérica no está al margen
de esta situación, al existir zonas de hiperendemia humana en Perú (Marcos
Raymundo et al., 2004) y Bolivia (Mas-coma et al., 1999b).
En cuanto a la fascioliasis animal, las especies más comúnmente
afectadas son los bovinos y ovinos, sin embargo pueden verse afectados
caprinos, caballos, mulares, asnales, porcinos, camélidos, búfalos y, como
se detecto recientemente, algunas aves, (Soares et al., 2007). La
importancia en estas especies se fundamenta en las pérdidas productivas
que produce, desde disminución en la producción de carne o leche,
decomiso de vísceras, hasta la muerte de los individuos en los casos más
graves.
En cuanto al hospedador intermediario, se ha demostrado que la
fascioliasis es la enfermedad parasitaria transmitida por vectores con la
mayor distribución latitudinal, longitudinal y altitudinal conocida (Mas-coma
et al., 2009).
El ciclo de Fasciola hepatica (Figura 2) consiste en cinco fases, que
son: I) El paso de huevos desde el hospedador definitivo hacia el ambiente y
su subsecuente desarrollo. II) La eclosión del miracidio, búsqueda y
penetración del hospedador intermediario, caracoles lymnaeidos. III) El
desarrollo y multiplicación del parásito, esporocisto, redia y cercaria, dentro
del caracol. IV) La emergencia de la metacercaria al ambiente y su
enquistamiento. V) La ingestión de la metacercaria infectiva por el
hospedador definitivo y el desarrollo de trematodos adultos (Figura 3) en el
hígado (Andrews, 1998).
8
Figura 2: Ciclo de Fasciola hepatica (Dibujo: Micaela Miranday, UMaza)
Figura 3: Adultos de Fasciola hepatica
9
1. Situación de la fascioliasis en Argentina
Esta parasitosis es conocida desde hace mucho tiempo en nuestro
país, existiendo ya referencias a la misma en el siglo XIX (Durand Savoyat,
1867), ampliamente conocida por los pobladores rurales, incluso con
denominaciones regionales. En el norte del país se la denomina Unca, en el
centro y norte Chonchaco, en el litoral Saguaype, en la pampa húmeda
Palomilla del hígado y en Mendoza es conocida como Corrocho.
En lo referido a la fascioliasis humana, hay un gran desconocimiento,
ya que no es una enfermedad de denuncia obligatoria e históricamente se ha
subestimado el problema. Hasta hace unos años, se la consideraba una
enfermedad rara y esporádica, y según las revisiones se hablaba de 85
casos (Esteban et al., 1998). Sin embargo, recientemente se realizó en
Argentina un estudio de revisión en el cual se encontraron 619 casos
humanos publicados, desde el año 1924 hasta la actualidad, con la mayoría
de casos ubicados en valles andinos y áreas montañosas del centro del país
(Mera y Sierra et al., 2011). Si tomamos en cuenta que esto se refiere
exclusivamente a casos publicados, la situación real puede ser de una
magnitud mucho mayor.
El primer reporte de esta parasitosis en bovinos corresponde al año
1867, cuando ya se conocía que este trematodo denominado “saguaypé”
parasitaba el hígado del buey, de cabras, cerdos y liebres, entre otros, como
así también del hombre. Aunque todavía no se conocía la existencia de un
hospedador intermediario, se creía que adquirían la enfermedad al ingerir
agua donde estaba este gusano (Durand Savoyat, 1867).
En el ganado bovino, según los datos oficiales (SENASA, 1993, 1999,
2001, 2006), desde el año 1987 hasta el 2006, los decomisos por Fasciola
hepatica fueron del 1,14% (2.260.000 hígados decomisados de un total de
199.029.978 bovinos faenados). Sin embargo, si comparamos con las
prevalencias obtenidas por distintos autores en varias provincias de
Argentina, las diferencias son amplias. En la región del Nordeste Argentino
se hallaron prevalencias en decomisos de hígados bovinos del 23% en
Corrientes, 9% en Formosa, 14% en Chaco y 5% en Misiones (Reback et al.,
10
2005), mientras que en estudios coprológicos realizados en Corrientes se
hallaron 54% (Moriena et al., 2004) y 22,9% (Issia et al., 2007) de animales
parasitados. En la región del Noroeste Argentino se han detectado casos en
Salta, Jujuy y de Santiago del Estero, con prevalencias del 13% según
registros de faena en frigoríficos, y según estudios coprológicos y necropsias
realizadas en granjas de Salta de 3% y 14%, respectivamente (Dwinger et
al., 1982). En la región Pampeana los decomisos de hígados bovinos fueron
de 19% en Entre Ríos y 8% en Santa Fe (Reback et al., 2005). En provincias
de la región de Cuyo se encontraron un 3,30% de hígados parasitados en
frigoríficos de San Luis (Rossanigo et al., 1983) y del 67,5% y 34 % en
Mendoza (Mera y Sierra et al., 2005a; González et al., 2006). Más hacia el
sur del país, en la región Patagónica, en provincias como Santa Cruz y
Chubut, se han realizado relevamientos coprológicos encontrando
prevalencias del 17,5% de bovinos y ovinos parasitados (Aguilar &
Olaechea, 2008) y 52% de bovinos parasitados (Kleiman et al., 2007),
respectivamente; mientras que en Río Negro según registros de faena se
halló una prevalencia de de 12,11%, en animales que provenían de la
localidad de Río Negro y Buenos Aires (Pierini, 2009).
En pequeños rumiantes los estudios son escasos existiendo reportes
de un 60% (Álvarez et al., 2005) y 48,9% (Issia et al., 2009) de ovinos
parasitados en provincia de Corrientes, y del 100% de caprinos en una
localidad de Salta (Aguirre et al., 2005); no existiendo registros de esta
parasitosis según las entidades sanitarias oficiales.
2. Situación de la fascioliasis en la provincia de Mendoza
La provincia de Mendoza es considerada endémica para fascioliasis
animal, con reportes de importantes prevalencias en todas las especies de
ganado doméstico; incluyendo bovinos, caprinos, ovinos, caballos, asnales,
mulares y llama (Mera y Sierra et al., 2009) e inclusive algunas especies
silvestres, locales como el guanaco y coipo (Issia et al., 2009), e
introducidas como la liebre europea (Cuervo et al., 2011). Las zonas
11
endémicas se hallan ubicadas principalmente en zonas de altitud, al igual
que la totalidad de los casos humanos reportados.
2.1. Fascioliasis en animales
2.1.1. Pequeños rumiantes
La producción caprina es la más importante en Mendoza con 672.434
cabezas de ganado, y está representada principalmente por pequeños
productores de bajos recursos (De Gea et al., 2005). La principal zona
productora está ubicada en el departamento de Malargüe, en la zona
precordillerana (Macario et al., 2007). La producción ovina en Mendoza es
secundaria y se realiza en conjunto con la producción caprina. En los últimos
años se han realizado diversos relevamientos coprológicos, en Malargüe de
219 caprinos muestreados 83 (37,9%) presentaron huevos de F. hepatica en
materia fecal (Mera y Sierra et al., 2007). Luego en las Reserva Naturales de
Malargüe “La Payunia” y “Laguna de Llancanelo”, se encontraron ovinos y
caprinos parasitados, con prevalencias de 48,9 y 100%, respectivamente;
donde también se hallaron guanacos y coipos infectados (Issia et al., 2009).
En el departamento de San Carlos de 52 caprinos muestreados, 29 (55,8%)
presentaron F. hepatica en materia fecal (Morales et al., 2007). En un
muestreo coprológico más amplio de 605 caprinos y 210 ovinos estudiados
provenientes de los departamentos de San Carlos, Tunuyán, Luján de Cuyo
y Malargüe, el 33% (197) y 43% (91), respectivamente, estuvieron
parasitados (Sidoti et al., 2011).
2.1.2. Bovinos
La producción bovina en Mendoza, teniendo en cuenta el número de
cabezas 404.710 (INDEC 2002), se ubica en segundo lugar, luego de la
producción caprina. La misma se dedica principalmente a la cría, es decir a
la producción de terneros que luego se venden para su posterior engorde.
Dentro de la provincia la zona con mayor aptitud ganadera se ubican en este
y sur, comprendida por los departamentos de General Alvear, San Rafael,
Santa Rosa y La Paz (Ochoa, 2000). Otras regiones productivas importantes
se ubican en el oeste de la provincia, en zonas de valles andinos de
12
departamentos como San Carlos, Tunuyán, Tupungato y Malargüe. La
producción es en general de tipo extensiva (Rearte, 2007), y en los
establecimientos ubicados en las zonas precordilleranas, es frecuente la
aplicación de la práctica de trashumancia. Las prevalencias que se
encontraron para Mendoza en decomisos de hígados bovinos fueron del
67,5%, en animales que pastoreaban en valles de Tupungato (Mera y Sierra
et al., 2005) y 34% en animales que provenían de los departamentos de San
Carlos, Malargüe, Tunuyán y Tupungato (González et al., 2006).
2.1.3. Equinos
La producción equina es importante en la provincia, ya que es
ampliamente utilizado como medio de transporte en las zonas montañosas,
como elemento de trabajo en zonas rurales y con fines deportivos. En
Mendoza se han realizado distintos relevamientos coprológicos. En mulares
se halló una prevalencia del 19,4% (31) en 160 animales muestreados,
provenientes del Parque Provincial Aconcagua y de 2 regimientos del
Ejército Argentino ubicados en Uspallata (Sidoti et al., 2010). En asnos, de 3
individuos muestreados, el 100% tuvieron huevos de F .hepatica en heces
(Sidoti et al., 2008). En caballos de Perdriel, de 7 animales muestreados
43% (3) presentaron F. hepatica (Sidoti et al., 2009), mientras que en 78
caballos de Potrerillos, 19% (15) fueron positivos (Sidoti et al., 2010).
2.2. Fascioliasis en humanos
La fascioliasis humana en la provincia se estima que es una
enfermedad sub-diagnosticada, en parte por no encontrarse dentro de las
enfermedades de denuncia obligatoria. En un estudio retrospectivo realizado
recientemente, se detectaron desde el año 1927 hasta la fecha 28 casos
humanos de fascioliasis en Mendoza, todos ubicados en zonas montañosas
de la provincia, que coinciden con las zonas de endemia animal y la
presencia de vectores (Mera y Sierra et al., 2010).
2.3. Vectores de la fascioliasis
Tradicionalmente en Mendoza se creía que el único hospedador
intermediario era Lymnaea viatrix, sin embargo estudios recientes
13
demostraron la presencia de dos nuevos vectores: Galba Truncatula
(Bargues et al., 2006) el vector más eficiente de fascioliasis (Bargues et al.,
2007a) y Lymnaea neotropica (Figura 4) (Mera y Sierra et al., 2009), una
nueva especie descripta por primera vez en Perú (Bargues et al., 2007b). El
hallazgo de este nuevo vector fue de gran relevancia, no sólo por ser la
primera descripción para Mendoza y el país, sino también por encontrarse a
una altitud de 902 msnm, altitud más baja del rango conocido hasta esa
fecha. Anterior a esto, el rango altitudinal que se había descripto para los
lymnaeidos en Mendoza era de 1526 a 2638 metros sobre el nivel del mar
(msnm) (Mera y Sierra, 2005b). Así mismo, en este lugar, se encontraron 5
especies animales parasitadas, incluyendo bovinos, caprinos, caballos,
asnos y llamas (Mera y Sierra et al., 2009).
Figura 4: Lymnaea neotropica: (A) vista ventral y (B) vista dorsal
3. El bovino como reservorio de Fasciola hepatica.
Al ubicarse la forma infectante en la vegetación los principales
hospedadores son animales herbívoros, entre los cuales se ha visto que los
14
más comúnmente afectados son ovinos y bovinos. En bovinos esta
parasitosis se ha descripto en distintas partes del mundo. En el continente
americano, en países como Canadá se halló una prevalencia superior al
68% (Bouvry & Rau, 1986), en Chile superior al 94% (Alcaíno, 1985), en
Perú 36% (Ticona et al., 2010). En Nueva Zelanda se halló un 8,5% de
animales parasitados (Mitchell, 1995). En Europa, en países como España
las prevalencias fueron de 29,5% (González-Lanza et al., 1989) y en Irlanda
y Reino Unido, 45% y 10%, respectivamente (Torgenson & Claxton, 1999).
Los síntomas más comunes en el ganado bovino son pérdida de
peso, anorexia, palidez de las mucosas, detención del crecimiento y
constipación. Al comienzo de la enfermedad, las lesiones son típicas de una
hepatopatía aguda, con traumatismo y hemorragias hepáticas, que luego
evolucionan a una hepatopatía crónica (Figuras 5 y 6), con una intensa
reacción tisular caracterizada por fibrosis y calcificación de los conductos
biliares (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 1999). Sumado a esto pueden existir
asociaciones con otros parásitos o bacterias, que agraven el cuadro, como
se ha visto en el caso de una invasión clostridial secundaria, la cual puede
culminar en muerte repentina. En bovinos se ha demostrado que la
infección por Fasciola hepatica puede producir reducción de la eficiencia
reproductiva (Olaechea, 2004) y pérdidas en la ganancia de peso desde un
8% a 9% en infecciones leves con bajo número de adultos, hasta de 28% en
animales con una mayor carga de parásitos. Por otra parte, en el ganado
lechero, la producción de leche en animales parasitados puede decaer
un14% (Torgenson & Claxton, 1999).
15
Figura 5: Lesiones de calcificación en hígados bovinos
Figura 6: Adultos de F. hepatica en hígados bovinos
Si tenemos en cuenta la patogenia de las fascioliasis en los distintos
reservorios, los bovinos están dentro de los hospedadores que adquieren
una resistencia moderada a la infección (Olaechea, 2004), y que reaccionan
con un cierto retraso frente a la presencia del parásito permitiendo su
establecimiento (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 2000). En el campo
experimental, se ha observado una protección promedio del 72,5% a la re
infección luego de una sensibilización con una dosis de 750 metacercarias
(Doyle, 1973). En estudios realizados en Argentina se ha observado que los
animales con infecciones más severas presentaban un menor número de
trematodos, lo cual podría estar asociado a la posible resistencia que
16
adquieren los animales por la severa fibrosis que impide el establecimiento
de los parásitos (Dwinger et al., 1982). Sin embargo, otros estudios han
demostrado que animales con una infección crónica natural siguen siendo
susceptibles a la infección experimental (Cleary et al., 1996). Así mismo es
posible encontrar prevalencias importantes en adultos. En trabajos
argentinos, al analizar las prevalencias según edad de los animales, las
categorías más afectadas fueron vacas (Rossanigo et al., 1983), vacas y
vaquillonas (Kleiman et al., 2007), vaquillonas y novillos (Pierini, 2009).
4. Hematología y bioquímica en rumiantes con F. hepatica
Los datos sobre hallazgos hematológicos y bioquímicos de las
fascioliasis en bovinos son escasos. Según diversos autores, se puede
observar en bovinos parasitados incremento de las proteínas por aumento
de las inmunoglobulinas, anemia macrocítica normocrómica y eosinofilia
marcada (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 2000). En un ensayo realizado en la
provincia de Corrientes, Argentina, en novillos de cruza cebú previo a su
sacrificio en un matadero-frigorífico, se encontraron valores
significativamente (p < 0,05) más elevados de leucocitos, eosinófilos,
gamma globulinas y gammaglutamil transferasa (GGT), al comparar un
grupo de animales parasitados versus un grupo sin presencia de F. hepatica
(Mussart & Coppo, 2009). En Irán, al comparar distintos parámetros
sanguíneos de un grupo de bovinos parasitados con un grupo de bovinos no
infectados, se halló en los animales afectados, anemia normocítica
hipocrómica, deficiencia de hierro, elevada actividad de Aspartato
Aminotransferasa (GOT/AST), GGT y Fosfatasa Alcalina (FAL) (p<0,05). La
anemia fue asociada a la hematofagia producida por los parásitos adultos y
a la pérdida de sangre hacia el intestino; y el aumento de las enzimas
hepáticas con hepatitis crónica y lesión de los ductos biliares (Lotfollahzadeh
et al., 2008). En otro estudio al analizar semanalmente los parámetros
bioquímicos en terneros infectados experimentalmente, se observó un
incremento en la actividad de AST en las primeras 4 semanas post infección,
y de GGT luego de la 9º semana post infección. El incremento en AST se
17
asoció a un daño del parénquima hepático mientras que el aumento de GGT
a un daño hepatobiliar, lo cual podría permitir diferenciar las fases
migratorias y biliares de la infección. A su vez, estos parámetros no fueron
indicativos de éxito o fracaso en el tratamiento de infecciones con parásitos
adultos (Wyckoff & Bradley).
Por otra parte en ovinos parasitados con F. hepatica se observó
anemia normocítica hipocrómica severa, leucocitosis con neutrofilia y
eosinofilia, elevada actividad de GGT, hipoalbuminemia, hiperglobulinemia y
baja concentración de creatinina (Matanovic et al., 2007). En otro estudio
realizado en Inglaterra, en ovinos con fascioliasis aguda se halló
hipoalbuminemia, hiperglobulinemia, y elevación de AST, GGT y glutamato
deshidrogenasa (GLDH), con un grado de aumento mucho mayor en las
últimas dos (Scott et al., 2005). En trabajos de evaluación de antihelmínticos
en ovinos, se halló en animales parasitados anemia macrocítica e
hipocrómica, niveles de proteínas y albúminas normales, niveles elevados de
GGT, leve incremento de AST y ALT (Martínez – Valladares et al., 2010).
En el caso de F. gigantica, al comparar un grupo de bovinos
infectados versus un grupo de bovinos no infectados se encontraron anemia,
por bajo hematocrito y bajo recuento de glóbulos rojos, neutrofilia con
eosinofilia, y en suero elevada bilirrubina, AST, ALT y FAL (Al Quraishy & Al
Moussawi, 2006).
5. Diagnostico de fascioliasis en bovinos: Coprología y Serología.
Si bien el diagnóstico definitivo de fascioliasis se logra, en el animal
vivo a partir del hallazgo de huevos en materia fecal y en el animal muerto,
mediante la visualización de duelas adultas en el hígado, en algunos casos
son necesarios otros métodos diagnósticos, como ocurre en la etapa aguda
de esta enfermedad, cuando los parásitos aún están madurando y los
huevos no pueden encontrarse en la materia fecal. Teniendo en cuenta que
la prepatencia, que en bovinos es de 55 a 56 días aproximadamente (Rojo
Vázquez & Ferre Pérez, 2000), es importante contar con otras herramientas
18
que permitan el diagnóstico durante esta etapa. Por otro lado otros factores
como las bajas cargas de huevos por gramo (HPG) que se encuentran en
las heces, y la eliminación intermitente que ocurre en algunas ocasiones,
dificultan el hallazgo de los mismos. En el caso de bovinos se han
encontrado recuentos bajos de hasta 0,3 HPG (Kleiman et al., 2007).
En varios estudios se ha comparado la utilidad de las técnicas
coproparasitológicas obteniendo resultados variables. En un estudio donde
se compararon distintas técnicas en rumiantes se obtuvieron senbilidades de
80% con la técnica de Sedimentación de Dennis, Stone & Swanson, y 90%
con la Sedimentación de Boray y Pearson (Aguirre et al., 1998). En humanos
al comparar técnicas coprológicas se obtuvieron rendimientos de 20,61%,
con la técnica de Sedimentación rápida de Lumbreras, de 13,40% con la
Sedimentación Espontanea y de 7,72% con la Concentración Éter-formol
(Maco Flores et al., 2002). Así mismo en herbívoros domésticos se evaluó el
uso de la Sedimentación rápida de Lumbreras y Concentración con Éter-
formol, obteniendo un rendimiento de 92% y 40%, respectivamente (Deis et
al., 2008). Si bien algunos de estos procedimientos arrojan una alta
sensibilidad ninguno descarta la posibilidad de falsos negativos.
La serología, es decir la medición de las interacciones antígeno-
anticuerpo con fines diagnósticos, es una de las herramientas que se han
estado utilizando y perfeccionando, con el objetivo de lograr un método con
la mayor especificidad y sensibilidad, y a su vez con una practicidad que
permite su aplicación en forma masiva. Dentro de esta área podemos
encontrar distintos tipos de pruebas: pruebas de unión primaria (ELISA,
Radioinmunoanálisis), pruebas de unión secundaria (Precipitación,
Aglutinación, Hemoaglutinación) y pruebas in vivo. Entre las pruebas más
importantes de inmunoanálisis que se utilizan en veterinaria está la técnica
de ELISA o Enzyme-Linked Immunosorbant assay, la cual puede emplearse
para detectar y cuantificar tanto antígenos como anticuerpos (Tizard, 1998).
Distintos antígenos pueden emplearse en las técnicas de ELISA
indirectas. Estudios comparativos realizados sobre la caracterización
inmunológica de los productos de excreción-secreción revelan que son
19
antígenos mucho más simples, inmunogénicos y específicos que los
extractos somáticos y tegumentarios (Espino et al., 1993). A su vez, el
antígeno Fas2 ha demostrado ser un marcador antigénico altamente
sensible y específico en humanos (Córdoba et al., 1997; Córdoba et al.,
1999), en bovinos (Maco Flores et al, 2002) y en alpacas (Neira et al., 2001).
En Argentina se han ensayado distintas técnicas de ELISA, en
bovinos para detectar coproantígenos de F. hepatica en materia fecal
(Fascidig®) obteniendo mayores prevalencias en comparación con las
técnicas coprológicas (Moriena et al., año); en ovinos mediante ELISA con
proteínas recombinante como antígenos (Carnevale et al., 2001a); y en
humanos técnicas de ELISA para detectar anticuerpos mediante proteínas
recombinantes (Carnevale et al., 2001a) y mediante antígenos de excreción-
secreción (Carnevale et al., 2001b). En diferentes zonas de Perú, mediante
el uso del kit Fas2-ELISA se hallaron prevalencias de fascioliasis de 32,48%
(Marcos Raymundo et al., 2004) y 3,9% en humanos y de 23,1% en vacunos
(Valencia et al., 2005); paralelamente se estandarizó un ensayo
inmunoenzimático (ELISA) de detección de anticuerpos y se evaluó un
ensayo inmunoenzimático de detección de coproantígenos (sandwich-
ELISA) para Fasciola hepatica en un grupo de alpacas (Li et al., 2005). En
México se compararon técnicas coprológicas vs ELISA para el diagnóstico
de F. hepatica en bovinos, ovinos y caprinos, obteniendo mayor positividad
con la última (Munguía et al., 2007). En dos zonas de Argelia, se
encontraron en bovinos prevalencias de 9,1% y 27% mediante decomisos de
hígados, y de 6,3 y 26,7% mediante estudios serológicos de ELISA
(Mekround et al., 2004). En Rumania se estandarizó la técnica de ELISA
utilizando el antígeno F2 para un programa de monitorización de fascioliasis
en ovinos y bovinos, capaz de detectar anticuerpos en muestras individuales
de suero, en sueros mezclados de varios animales de una misma manada o
en muestras de tanques de leche (Oprescu et al., 2010).
6. Tratamiento de fascioliasis en animales.
El tratamiento de los animales afectados tiene dos fines principales,
por un lado desde el punto de vista del control de la enfermedad, para
20
interrumpir la liberación de huevos con la materia fecal, previniendo la
infección de los caracoles y posterior contaminación del ambiente. Por otra
parte, el fin terapéutico, que consiste en combatir tanto las fasciolas adultas,
localizadas en los conductos biliares, como así también las fasciolas
inmaduras en migración por el parénquima hepático, con el fin de restaurar
la funcionalidad del hígado. De esta manera, podemos clasificar a los
antihelmínticos fasciolicídas de acuerdo a su acción sobre formas inmaduras
y/o maduras, como se detalla en la tabla 1 (Olaechea, 2004). Así, en la
fascioliasis aguda el fármaco de elección es el triclabendazol, por su alta
eficacia en las fasciolas maduras e inmaduras, mientras que en la sub-
aguda, si bien el triclabendazol es también la droga de elección, pueden
utilizarse clorsulón, netobimin, nitroxynil. Finalmente en la fascioliasis crónica
todos los antihelmínticos eficaces contra las fasciolas adultas son útiles,
entre ellos triclabendazol, closantel, albendazole, oxiclozanida, netobimin,
nitroxynil, etc. (Rojo Vázquez & Ferre Pérez, 2000).
Fármaco Edad en semanas de F. hepatica / % Eficacia contra fasciolas
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Triclabendazol
10 mg/kg
80 – 90 % 100%
Diamphenetide
100 mg/kg
80 – 90 % 90 - 50%
Closantel
Rafoxanide
Brotianide
50 – 90 % 91 – 99 %
Nitroxynil
Clorsulón
Clioxanide
50 – 90 % 91 – 99 %
Albendazole
Netobimin
Oxycloxanide
Hexaclorofeno
50 –
90% 91 – 99 %
Tabla 1: Efectividad de los distintos antihelmínticos contra los diferentes
estadios de Fasciola hepatica (Olaechea, 2004)
21
La aplicación de los antihelmínticos debe realizarse en forma
estratégica de acuerdo a cada zona, con un mínimo de dosificaciones y
coordinado con prácticas de manejo y movimientos de hacienda para
optimizar su eficacia, ya que la mala aplicación de los mismos puede
favorecer el desarrollo de resistencia a los antiparasitarios. En Holanda, es
una explotación ovina, luego de una gran mortandad de animales por
fascioliasis sub-aguda y crónica, los cuales habían sido periódicamente
desparasitados con Triclabendazol (TCBZ), se decidió realizar un estudio de
resistencia a esta droga. Este ensayo se llevó a cabo en vacas lecheras y
vaquillonas, en las cuales se evaluó la eficacia de TCBZ en comparación con
Clorsulon, y en ovejas con TCBZ y Closantel, midiendo el número de HPG
eliminados en materia fecal. Se halló resistencia a TBZ, con porcentajes de
reducción de HPG de 15,3%, 4,3% y 36,6% respectivamente, siendo el
primer reporte de resistencia en ganado bovino (Moll et al., 2000). Estas
cepas de fasciolas resistentes, al ser utilizadas en una infección
experimental de ovinos, también demostraron resistencia al TCBZ
(Gaasembeek et al., 2001). En España, provincia de León se detecto en
ovinos resistencia a TCBZ, Albendazol y Clorsulón (Vara del Río et. al,
2006). Nuestro país no está al margen de esta situación, ya que se ha
observado resistencia a distintos antiparasitarios. En el caso de la
gastroenteritis verminosa de los rumiantes se visto resistencia hacia
ivermectina en ovinos y bovinos, y hacia febendazol en ovinos (Olaechea,
2007). Por otra parte, en el caso de fascioliasis, es sumamente preocupante
el reciente reporte de resistencia a TCBZ en bovinos de la provincia de
Neuquén (Olaechea et al., 2011).
7. Caracterización molecular de F. hepatica
Los avances en la caracterización molecular de estos trematodos han
demostrado que F. hepatica y F. gigantica son muy cercanas y que su
divergencia evolutiva ha sido reciente. Diversas técnicas pueden emplearse
en la caracterización genética, entre los marcadores más utilizados se
encuentran los espaciadores internos transcriptos (ITS-1 e ITS-2) del ADN
ribosomal, y los genes mitocondriales COX-1 y NAD-1. Mediante ITS-2 se
han detectado 2 haplotipos de F. hepatica: ITS-2 H1 presente en España,
22
Córcega, Polonia, Perú, Argentina, Chile, Bolivia, Venezuela, Ecuador,
Méjico y Uruguay. ITS-2 H2 presente en España, Perú, Argentina, Bolivia,
Méjico y Uruguay. Mediante el ITS-1 se ha encontrado un solo haplotipo
(Mas-Coma et al, 2009). Por otro lado, mediante la caracterización del gen
COX-1 se diferenciaron 69 haplotipos y de la proteína COX1 se diferenciaron
23 haplotipos. Mediante el gen NAD-1 se identificaron 51 haplotipos y de la
proteína NAD1 se identificaron 15 haplotipos. De estos últimos, cinco son
exclusivos de Argentina, dos de Bolivia, dos de Perú uno de Méjico y otro de
España y Polonia (Mas-Coma et al, 2009).
8. Objetivos
El objetivo principal fue:
Detectar la presencia de bovinos parasitados mediante técnicas coprológicas
y mediante técnica de ELISA con el Kit Fas-2.
Los objetivos secundarios fueron:
I. Evaluar la aplicación del kit de ELISA fas-2 en bovinos de
Mendoza, Argentina.
II. Comparar la positividad obtenida con la técnica serológica
versus la técnica coprológica.
III. Determinar la presencia de alteraciones en los parámetros
hematológicos y bioquímicos de animales parasitados.
IV. Relacionar las alteraciones hematológicas y bioquímicas con la
presencia o ausencia de esta parasitosis en el ganado vacuno.
V. Evaluar la respuesta al tratamiento al Triclabendazol, tanto en
la eliminación de los huevos de F. hepatica en materia fecal
como la respuesta de los parámetros hematológicos y
bioquímicos.
23
MATERIALES Y MÉTODOS
1. Tipo de Estudio
Descriptivo transversal correlacional.
2. Caracterización de las áreas de estudio
Se tomaron muestras en dos establecimientos ganaderos de la
provincia de Mendoza.
El primer establecimiento muestreado (Figura 7) fue en una zona no
endémica de fascioliasis, sin presencia de lymnaeidos vectores,
específicamente, ubicado en Tupungato a orillas del Río Tunuyán (33º 03’
25” Sur, 69º 00’ 35. 52” Oeste) a una altitud de 860 msnm. Se trató de una
cabaña dedicada a la producción de bovinos de raza Aberdeen Angus, en la
cual los animales son alimentados en base a pasturas naturales, fardos de
alfalfa y suplementos proteicos, y sin trashumancia. En este campo se
muestrearon 34 animales identificados mediante caravanas, entre ellos 32
vacas y 2 toros. La condición corporal más frecuente fue de 2,5 (rango: 2 a
2,5).
24
Figura 7: Tupungato (baja altitud) en zona no endémica de fascioliasis
El segundo establecimiento muestreado (Figuras 8), fue en una zona
endémica de fascioliasis, con presencia de lymnaeidos vectores (Mera y
Sierra, 2006), y con reportes de animales y humanos infectados, ubicada en
el departamento de Las Heras, Uspallata (32º 35’ 26.55” Sur, 69º 21’ 13.62”
Oeste) a una altitud de 1888 msmn. Se trató de una producción dedicada a
la cría de bovinos mestizos en la cual se aplica la trashumancia, realizando
la veranada desde finales de octubre hasta principios de abril en la
Quebrada de Matienzo (32º 47’ 47.10” Sur, 70º 04’ 40” Oeste) ubicada a
3228 msnm. El resto del año los animales son alimentados con pasturas
naturales, alfalfa y zanahoria. En este campo se muestrearon 35 individuos
identificados mediante caravanas y nombre, entre ellos terneros, vaquillonas,
vacas, novillos y toros. La condición corporal más frecuente fue de 2,5
(rango: 2 a 3).
Figura 8: Uspallata, zona endémica de fascioliasis
25
3. Bienestar Animal
Los animales serán llevados desde los potreros en marcha tranquila
sin gritos ni el uso de perros. En el corral no se utilizaran picanas ni otros
elementos que perturben al animal. La restricción en el cepo será suave, y
solo en el caso de ser necesario, se utilizará mocheta para inmovilizar la
cabeza del animal. Las muestras de materia fecal se tomaran del recto con
doble guante lubricado con vaselina líquida. Las muestras de sangre se
tomaran de la vena coccígea mediante agujas 25/8 y jeringas de 5 ml
descartables y estériles.
4. Recolección de muestras
En la recolección de muestras, los operarios utilizaron elementos de
bioseguridad, antiparras, barbijo, doble guante y ambo.
Al día 0 (04/09/2011) se tomaron muestras de materia fecal en ambos
campos directamente del recto (Figura 9), luego fueron colocadas en bolsas
plásticas, identificadas (Figura 10) y mantenidas refrigeradas hasta su
transporte al laboratorio. Las mismas se conservaron a 4ºC hasta su
procesamiento, el cual se realizó dentro de las 48 horas.
Al día 58 post tratamiento (01/11/2011) en el campo de Uspallata se
tomaron nuevamente muestras de materia fecal en animales que fueron
positivos a F. hepatica en el primer muestreo coprológico, para evaluar el
resultado al tratamiento.
26
Figura 9: Toma de muestras de materia fecal del recto
Figura 10: Muestra de materia fecal en bolsa de plástico.
Al día 0 se tomaron muestras de sangre en ambos campos, de la
vena coccígea con aguja 25/8 y jeringa de 5 ml (Figura 11). Dos terceras
partes de la muestra se traspasaron a un tubo sin anticoagulante para la
serología y parámetros bioquímicos, y el tercio restante de muestra se
colocó en un tubo con anticoagulante EDTA para hematología. En el
laboratorio las muestras se hemograma se conservaron a 4ºC y las muestras
de suero, previa separación del mismo, se colocaron en tubos de micro
27
centrífuga y se conservaron a -20º C. Todas las muestras se procesaron
dentro de las 24 horas post extracción.
Al día 58 post tratamiento (01/11/2011) en el campo de Uspallata, se
tomaron nuevamente muestras de sangre de animales que fueron positivos
a F. hepatica en el primer muestreo coprológico, para detectar la presencia
de cambios en los parámetros sanguíneos evaluados y resultado al
tratamiento.
Figura 11: Toma de muestras de sangre de la vena coccígea
5. Técnicas coprológicas
Con el objetivo de determinar la presencia de huevos de Fasciola
hepatica se realizó una técnica de sedimentación y, en las muestras
positivas, cuantificación de los huevos por gramo. Para determinar la
presencia de otros parásitos gastrointestinales y a la vez la cantidad de
28
huevos por gramos de los mismos, se realizó una técnica de flotación simple
cuantitativa. Las técnicas empleadas se detallan a continuación:
5.1. Sedimentación Rápida modificada de Lumbreras
Se tomaron alrededor de 10 gramos de materia fecal, se maceraron
con agua corriente en mortero y se filtró con colador. Se traspasó el filtrado a
un vaso de 250 ml y se rellenó con agua corriente. Se dejó sedimentar 4
minutos y se descartó el sobrenadante. Se rellenó con agua el vaso
nuevamente y se repitieron los lavados 3 veces hasta que se observó un
sobrenadante límpido (Lumbreras et al., 1962). Luego del último lavado el
contenido del vaso se pasó por filtro de 150 micras y se dejó sedimentar 4
minutos. Se descartó el sobrenadante y el sedimento se colocó en una placa
rectangular y se miró al microscopio a 4X. Para determinar el número de
huevos por gramo, se repitió la misma técnica con 2 gramos de materia
fecal, se contaron el número de huevos encontrados y se dividió por 2.
Figura 12: Sedimentación rápida modificada de Lumbreras
5.2. Flotación simple de Wisconsin
29
Se pesó 1 gramo de materia fecal, se maceró con 10 ml de agua y se
filtró con colador. De esta dilución se tomó 1 ml y se colocó en tubo de
centrifuga. Se rellenó el tubo con solución sobresaturada de azúcar hasta
formar un menisco y se colocó un cubreobjetos encima. Luego de 15
minutos se tomó el cubreobjetos, se colocó en un portaobjetos y se miró al
microscopio a 10X. Se contaron el número de ooquistes o huevos que se
encontraron, y se multiplicó por 10 para obtener el número de huevos por
gramo (Cox & Tod, 1962).
Figura 13: Técnica de flotación simple de Wisconsin
6. Técnicas hematológicas
Las muestras con EDTA fueron procesadas con el contador
hematológico Abacus Junior Vet (Figura 14) para determinar hematocrito,
volumen globular medio, nº de eritrocitos, leucocitos y plaquetas por mm3.
Por otra parte se realizaron frotis sanguíneos para determinar el recuento
diferencial de leucocitos, los mismos se fijaron con metanol y colorearon con
Giemsa. Los valores de referencia hematológicos en bovinos se detallan en
la Tabla 2 (Teare, 2002).
30
Figura 14: Procesamiento de muestras en contador hematológico
veterinario Abacus Junior Vet.
Valores hematológicos de referencia en bovinos Rango
VCA (%) 24 – 48
Eritrocitos x 106 /mm
3 5 – 10
VGM (fl) 40 – 60
Hb (g/dl) 8 – 14
Plaquetas 103/mm
3 100 – 800
Leucocitos /mm3
4000 – 12000
Neutrófilos segmentados, recuento relativo (%) 15 – 45
Neutrófilos segmentados, recuento absoluto (mm3) 600 – 5400
Neutrófilos en banda, recuento relativo (%) 0 – 2
Neutrófilos en banda, recuento absoluto (mm3) 0 - 240
Linfocitos, recuento relativo (%) 45 – 75
Linfocitos, recuento absoluto (mm3) 1800 – 9000
Monocitos, recuento relativo (%) 2 – 7
Monocitos, recuento absoluto (mm3) 80 – 840
Eosinófilos, recuento relativo (%) 2 – 20
Eosinófilos, recuento absoluto (mm3) 80 – 2400
Basófilos, recuento relativo (%) 0 – 2
Basófilos, recuento absoluto (mm3) 0 – 240
Tabla 2: Valores hematológicos en bovinos (Teare, 2002).
7. Técnicas bioquímicas
31
En las muestras de suero, los parámetros bioquímicos se
determinaron con autoanalizador INCCA (Figura 15), mediante los siguientes
métodos:
- Urea: Método enzimático UV 340 nm (GT Lab, Rosario, Argentina).
- Creatinina: Método color cinético UV (GT Lab, Rosario, Argentina).
- Aspartato Aminotransferasa (GOT/AST): Método Cinético UV IFCC
modificado 340 nm (GT Lab, Rosário, Argentina).
- Alanina Aminotransferasa (GPT/ALT): Método Cinético UV IFCC
modificado 340 nm (GT Lab, Rosário, Argentina).
- Fosfatasa Alcalina (FAL): Método cinético 405nm (GT Lab, Rosario,
Argentina).
- Gamma glutamil transferasa (GGT): Método cinético 405 nm (GT Lab,
Rosário, Argentina).
- Proteínas totales: Método de Biuret, Colorimétrico 540nm
(ByoSistems, Barcelona, España).
- Albúminas: Método colorimétrico 630 nm (ByoSistems, Barcelona,
España).
- Globulinas: Diferencia entre proteínas totales menos albúminas.
- Relación albúmina /globulina: División de albúminas por las
globulinas.
- Bilirrubina Total (BT): Método colorimétrico Diazo reacción 640nm
(ByoSistems, Barcelona, España).
- Bilirrubina Directa (BD): Método colorimétrico Diazo reacción 640nm
(ByoSistems, Barcelona, España).
- Bilirrubina Indirecta (BI): Diferencia de BT menos BD.
32
Figura 15: Procesamiento de muestras en autoanalizador INCCA
Los valores de referencia bioquímicos en bovinos se detallan en la
tabla 3 (Teare, 2002).
Valores de bioquímica sanguínea de referencia en bovinos
Urea (mg/dl) 20 – 30
Creatinina (mg/dl) 1 – 2
GOT (UI/l) Hasta 80
GPT (UI/l) Hasta 50
FAL (UI/l) Hasta 200
GGT (UI/l) Hasta 27
PT (g/dl) 4,8 – 9,8
Albúminas (g/dl) 2,2 – 4,4
Globulinas (g/dl) 2 – 6,2
Relación A/G 0,45 – 1,31
BT (mg/dl) Hasta 0,8
BD (mg/dl) Hasta 0,2
BI (mg/dl) Hasta 0,5
Tabla 3: Valores de referencia en bovinos (Teare, 2002)
8. Técnicas serológicas
Se realizó el test de ELISA con el kit Fas2 (Figura 16 y 17), siguiendo
las instrucciones que se detallan a continuación:
33
1- Se colocaron todos los reactivos a temperatura ambiente (21 – 25º C),
sacando las tiras necesarias para la prueba, y guardando el resto
inmediatamente entre 2 – 8º C.
2- Se corrió un blanco y los controles positivo y negativo con cada
ensayo realizado, identificando los pocillos adecuadamente.
3- Se preparó una dilución 1/200 de los sueros a evaluar con solución
diluyente, colocando 10 µl de la muestra en tubo de ensayo y 190 µl
de solución diluyente. De esa dilución se tomaron 10 µl y se colocaron
en su respectivo pocillo (volumen final por pocillo 100 µl).
4- Para los sueros control se realizó una dilución 1/10 en cada uno de
los pocillos (volumen final por pocillo 100 µl), colocando 10 µl del
suero control y 90 µl de solución diluyente, y se mezclo evitando la
formación de burbujas.
5- En el pocillo del blanco sólo se colocó 100 µl de solución diluyente.
6- Se incubaron los pocillos en estufa a 37º C durante 1 hora.
7- Al finalizar la incubación, se vació el contenido de los pocillos y se
realizaron 5 lavados de 4 minutos cada uno, con 300 µl de solución
de lavado 1X. Los residuos se removieron invirtiendo la placa de
pocillos en un papel toalla.
8- Se preparó una dilución 1/50 del conjugado anti-IgG bovino con
solución diluyente. De esta dilución se colocaron 100 µl por pocillo,
incluyendo al blanco.
9- Se incubaron en estufa a 37º C durante 1 hora.
10- Se repitió el lavado del detallado en el paso 7.
11- Se colocaron 100 µl de sustrato TMB dentro de cada pocillo,
incluyendo al blanco, y evitando la formación de burbujas.
12- Se incubaron los pocillos a temperatura ambiente y en oscuridad
durante 30 minutos.
34
13- Para detener la reacción, se adicionaron 50 µl de la solución stop en
cada pocillo incluyendo el blanco.
14- Se procedió a la lectura en lector de ELISA (Figura 18) a 450 nm.
Los muestras analizadas se consideraron positivas cuando las
lecturas fueron mayores a 0.2 nm y negativas cuando fueron menores a 0.2
nm.
Figura 16: Kit de ELISA Fas-2
Figura 17: Componentes del Kit de ELISA Fas-2
35
Figura 18: Lector de ELISA
9. Tratamiento antiparasitario de animales
Al día 0 todos los animales del campo de Uspallata fueron tratados
con Triclabendazol Faxicur ® (Figura 19) a una dosis de 12mg/kg, por vía
oral.
Figura 19: Triclabendazol, suspensión oral
36
10. Estadística
El análisis estadístico se realizó utilizando InfoStat versión 2008
(Grupo InfoStat, FCA, Universidad Nacional de Córdoba, Argentina). Para
las variables numéricas se calcularon las medias, desvío estándar y
rango. Para comparar las medias de variables continuas se utilizó el Test
de Student. Para la estadística descriptiva multivariada se utilizo el
análisis por conglomerados. Para la comparación de variables
binomiales se utilizo el test de Fisher. Se consideró significativo cuando
el p<0,05.
37
RESULTADOS
1. Coprología
En el campo de Tupungato de los 31 individuos muestreados ninguno
presentó huevos de F. hepatica en materia fecal (Tabla 4), se hallaron
huevos tipo estrongilido en 6 individuos (19,35%), con cargas en promedio
de 15 ± 9,49 hpg (valor máximo: 25 hpg, valor mínimo: 5 hpg).
En el campo de Uspallata de los 33 individuos muestreados 19
(57,57%) presentaron huevos de F. hepatica (Figura 20) en materia fecal
(Tabla 4), con cargas de 1,32 ± 0,82 hpg (valor máximo: 4, valor mínimo: 1).
Así mismo se encontraron huevos tipo estrongilido (Figura 21) en 2
individuos, con cargas de 5 y 10 hpg; y ooquistes de Eimeria spp (Figura 22)
en 6 individuos, con cargas en promedio de 39,17 ± 49,84 hpg (valor
máximo: 115, valor mínimo: 5).
Figura 20: Huevo de F. hepatica
Figura 21: Huevo tipo estrongilido
38
Figura 22: Ooquiste de Eimeria spp.
Campo de Tupungato Campo de Uspallata
Nº Resultado Nº Resultado
1 Negativo 1 Fasciola hepatica (1HPG)
2 Negativo 2 Negativo
3 Negativo 3 Negativo
4 Negativo 4 Negativo
5 Negativo 5 Fasciola hepatica (1HPG)
6 Negativo 6 Fasciola hepatica (1 HPG)
7 Negativo 7 Negativo
8 Negativo 8 Fasciola hepatica (1 HPG)
9 Negativo 9 Fasciola hepatica (4 HPG)
10 Negativo 10 Eimeria spp (15 OPG)
11 Negativo 11 Negativo
12 Negativo 12 Fasciola hepatica (1 HPG) Eimeria spp (5 OPG)
13 Negativo 13 Fasciola hepatica (3 HPG)
14 Negativo 14 Fasciola hepatica (1 HPG)
15 Negativo 15 Fasciola hepatica (1 HPG) Eimeria spp (5 OPG)
16 Estrongilidos (5 HPG) 16 Estrongilidos (5 HPG)
17 Negativo 17 Fasciola hepatica (1 HPG)
18 Estrongilidos (25 HPG) 18 Negativo
19 Estrongilidos (25 HPG) 19 Negativo
20 Negativo 20 Fasciola hepatica (1 HPG)
21 Negativo 21 Fasciola hepatica (1 HPG)
22 Negativo 22 Fasciola hepatica (1 HPG)
23 Negativo 23 Negativo
24 Negativo 24 Fasciola hepatica (1 HPG)
25 Estrongilidos (20 HPG) 25 Fasciola hepatica (1 HPG) Eimeria spp (5 OPG) Estrongilidos (10
HPG)
27 Estrongilidos (10 HPG) 26 Eimeria spp (90 OPG)
30 Negativo 27 Fasciola hepatica (1 HPG)
31 Negativo 28 Negativo
32 Negativo 29 Negativo
33 Estrongilidos (5 HPG) 30 Fasciola hepatica (2 HPG)
34 Negativo 31 Fasciola hepatica (1 HPG) Eimeria spp (115 OPG)
32 Fasciola hepatica (1 HPG)
33 Negativo
Tabla4: Resultados coprológicos
39
Figura 23: Resultados coprológicos
2. Hematología
Los datos hematológicos obtenidos se detallan en la tabla 5, en la
cual se especifican promedio, desviación estándar, valor mínimo y valor
máximo, de cada determinación.
Establecimiento Tupungato (n=22) Uspallata (n=17) Uspallata (n=10)
Resultados
Coprológicos
Negativos Positivos Negativos
VCA (%) 26,55 ±2,34 (22 – 32) 26,18 ±2,94 (21 – 31) 29,20 ±3,01 (23 – 33)
Eritrocitos 106 /mm
3 5,99 ±0,52 (4,97 – 7,02) 6,28 ±0,10 (4,58 – 8,55) 6,79 ±1,11 (4,85 – 8,62)
VGM (fl) 44,36 ±2,57 (41 – 51) 42,12 ±5,15 (33 – 52) 42,30 ±4,35 (36 – 49)
Hb (g/dl) 10,25 ±0,99 (8,90 – 12,60) 9,36 ±1,27(7,30 – 11,80) 10,39 ±1,48 (7,90 – 12,50)
Plaquetas 103/mm
3 177,86 ±95,18 (11 – 416) 145,65 ±96,15 (2 – 458) 116,90 ±51,61 (16 – 189)
Leucocitos /mm3
6301 ±1409 (3670 – 8600) 4416 ±2068 (2270 – 9750) 5114 ±2326 (2190 – 9860)
Neutrófilos recuento
relativo (%)
41,55 ±6,26 (30 – 52) 25,06 ±6,66 (17 – 40) 28,10 ±8,67 (19 – 44)
Neutrófilos recuento
absoluto (mm3)
2604 ±655 (1431 – 3895) 1126 ±670 (454 – 2756) 1421 ±896 (635 – 3747)
Neutrófilos en banda
recuento relativo (%)
0,82 ±0,91 (0 – 2) 0,88 ±0,86 (0 – 2) 0,80 ±0,79 (0 – 2)
Neutrófilos en banda
recuento absoluto
(mm3)
49 ±58 (0 – 168) 34 ±45 (0 – 100) 49 ±60 (0 – 197)
Linfocitos recuento
relativo (%)
47,23 ±6,87 (35 – 59) 56,59 ±9,89 (40 – 74) 58,60 ±6,54 (47 – 66)
Linfocitos recuento
absoluto (mm3)
2986 ±860 (1652 – 4902) 2495 ±1203 (1104 – 4843) 3010 ±1368 (1318 – 5127)
40
Monocitos recuento
relativo (%)
4,41 ±1,46 (2 – 7) 3,82 ±1,19 (2 – 5) 4,10 ±1,45 (2 – 6)
Monocitos recuento
absoluto (mm3)
274 ±111 (111 – 587) 181 ±124 (50-488) 200 ±109 (115 – 394)
Eosinófilos recuento
relativo (%)
5,82 ±3,14 (2 – 13) 13,00 ±6,90 (3 – 29) 8,10 ±5,49 (2 – 17)
Eosinófilos recuento
absoluto (mm3)
377 ±245 (90 – 975) 561 ±478 (136 – 2243) 412 ±309 (66 – 843)
Basófilos recuento
relativo (%)
0,14 ±0,35 (0 – 1) 0,65 ±0,93 (0 – 2) 0,30 ±0,67 (0 – 2)
Basófilos recuento
absoluto (mm3)
9 ±22 (0 – 71) 20 ±29 (0 – 77) 22 ±48 (0 – 126)
Tabla 5: Parámetros hematológicos: valores de media ± desvío estándar
(valor mínimo – valor máximo)
2.1. Hematocrito (VCA)
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica) se encontró una media de 26,55 (rango 22 a 32, desvío estándar
2,34). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 26,18 (rango 21 a 31, desvío
estándar 2,94). 4 animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 29,20 (rango 23 a 33, desvío
estándar 3,01). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
41
Figura 24: Hematocrito y fascioliasis bovina
2.2. Eritrocitos Totales
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 5,99 (rango 4,97 a 7,02, desvío estándar
0,52). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 6,28 (rango 4,58 a 8,55, desvío
estándar 1,03). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 6,79 (rango 4,85 a 8,62, desvío
estándar 1,11). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
Figura 25: Eritrocitos y fascioliasis bovina
2.3. Volumen globular medio (VGM)
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 44,36 (rango 41 a 51, desvío estándar
2,57). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 42,12 (rango 33 a 52, desvío
42
estándar 5,15). Seis animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 42,30 (rango 36 a 49, desvío
estándar 4,35). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
2.4. Hemoglobina (Hb)
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 10,25 (rango 8,90 a 12,60, desvío
estándar 0,99). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 9,36 (rango 7,30 a 11,80, desvío
estándar 1,27). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 10,39 (rango 7,90 a 12,50, desvío
estándar 1,48). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
Figura 26: Hemoglobina y fascioliasis bovina
2.5. Plaquetas
43
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 177,86 (rango 11 a 416, desvío estándar
95,18). Cinco animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 145,65 (rango 2 a 458, desvío
estándar 96,15). Cinco animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 116,90 (rango 16 a 189, desvío
estándar 51,61). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
Figura 27: Plaquetas en sangre bovina.
2.6. Leucocitos
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 6301 (rango 3670 a 8600, desvío
estándar 1409). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 4416 (rango 2270 a 9750, desvío
estándar 2068). Nueve animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 5114 (rango 2190 a 9860, desvío
44
estándar 2326). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
Figura 28: Leucocitos y fascioliasis bovina
2.7. Neutrófilos segmentados
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 2604 (rango 1431 a 3895, desvío
estándar 655). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 1126 (rango 454 a 2756, desvío
estándar 670). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 1421 (rango 635 a 3747, desvío
estándar 1421). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro
del rango de referencia.
45
Figura 29: Neutrófilo segmentado en sangre bovina
2.8. Neutrófilos en banda
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 49 (rango 0 a 168, desvío estándar 58).
Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 34 (rango 0 a 100, desvío estándar
45). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 49 (rango 0 a 197, desvío estándar
60). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 30: Neutrófilo en banda (centro) de sangre bovina
2.9. Linfocitos
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 2986 (rango 1652 a 4902, desvío
estándar 860). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
46
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 2495 (rango 1104 a 4843, desvío
estándar 1203). Seis animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 3010 (rango 1318 a 5127, desvío
estándar 1368). Tres animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
Figura 31: Linfocitos y fascioliasis bovina
Figura 32: Linfocito en sangre bovina
2.10. Monocitos
47
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 274 (rango 111 a 587, desvío estándar
111). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 181 (rango 50 a 488, desvío estándar
124). Cuatro animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 200 (rango 115 a 394, desvío
estándar 1421). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro
del rango de referencia.
Figura 33: Monocitos en sangre bovina
2.11. Eosinófilos
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 377 (rango 90 a 975, desvío estándar
245). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 561 (rango 136 a 2243, desvío
estándar 478). Todos animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 412 (rango 66 a 843, desvío estándar
309). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
48
Figura 34: Eosinófilos y fascioliasis bovina
Figura 35: Eosinófilo en sangre bovina
2.12. Basófilos
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 9 (rango 0 a 71, desvío estándar 22).
Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 20 (rango 0 a 77, desvío estándar
29). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 22 (rango 0 a 126, desvío estándar
48). Todos animales todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
49
3. Bioquímica Sanguínea
Los datos bioquímicos obtenidos se detallan en la Tabla 6, en la cual
se especifican promedio, desviación estándar, valor mínimo y valor máximo
de cada determinación.
Parámetro Tupungato (n=32) Uspallata (n=19) Uspallata(n=14)
Coprología Negativo Positivo Negativo
Urea (mg/dl) 24 ±4 (18 – 34) 43 ±11 (24 – 62) 40 ±12 (20 – 68)
Creatinina (mg/dl) 1,10 ±0,19 (0,70 – 1,60) 1,56 ±0,41 (1,10 – 2,50) 1,50 ±0,43 (1,00 – 2,20)
GOT (UI/l) 60 ±10 (37 – 85) 51 ±7 (40 – 63) 52 ±11 (33 – 70)
GPT (UI/l) 26 ±6 (17 – 40) 18 ±4 (11 – 26) 19 ±4 (11 – 26)
FAL (UI/l) 70 ±91 (17 – 476) 149 ±156 (16 – 568) 159 ±156 (10 – 450)
GGT (UI/l) 13 ±2 (9 – 17) 17 ±5 (9 – 30) 17 ±5 (10 – 30)
PT (g/dl) 6,97 ±0,49 (5,16 – 7,82) 6,82 ±0,89 (4,73 – 7,90) 6,91 ±1,20 (4,42 – 8,28)
Albúmina (g/dl) 2,94 ±0,44 (1,62 – 3,65) 3,47 ±0,66 (1,93 – 4,18) 3,48 ±0,66 (1,68 – 4,30)
Globulina (g/dl) 4,03 ±0,44 (3,07 – 5,29) 3,35 ±0,37 (2,73 – 3,93) 3,57 ±0,93 (2,04 – 5,68)
Relación A/G 0,74 ±0,16 (0,37 – 1,00) 1,04 ±0,19 (0,69 – 1,39) 1,03 ±0,24 (0,61 – 1,51)
BT (mg/dl) 0,08 ±0,02 (0,03 – 0,12) 0,20 ±0,12 (0,07 – 0,59) 0,19 ±0,07 (0,08 – 0,33)
BD(mg/dl) 0,03 ±0,02 (0,01 – 0,06) 0,07 ±0,04 (0,01 – 0,19) 0,08 ±0,03 (0,01 – 0,14)
BI (mg/d/l) 0,05 ±0,02 (0,02 – 0,10) 0,13 ±0,09 (0,02 – 0,40) 0,11 ±0,05 (0,01 – 0,24)
Tabla 6: Parámetros bioquímicos: valores de media ± desvío estándar (valor
mínimo – valor máximo)
3.1. Urea
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 24 (rango 18 a 34, desvío estándar 4).
Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia, y seis
tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 43 (rango 24 a 62, desvío estándar
11). Dieciocho animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 40 (rango 20 a 68, desvío estándar
12). Once animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
50
Figura 36: Uremia y fascioliasis bovina
3.2. Creatinina
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 1,10 (rango 0,70 a 1,60, desvío estándar
0,19). Nueve animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 1,56 (rango 1,10 a 2,50, desvío
estándar 0,41). Dos animales tuvieron valores por encima del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 1,50 (rango 1,00 a 2,20, desvío
estándar 0,43). Tres animales tuvieron valores por encima del rango de
referencia.
51
Figura 37: Creatinina y fascioliasis bovina
3.3. GOT
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 60 (rango 37 a 85, desvío estándar 10).
Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 51 (rango 40 a 63, desvío estándar
7). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 52 (rango 33 a 70, desvío estándar
11). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
52
Figura 38: GOT y fascioliasis bovina
3.4. GPT
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 26 (rango 17 a 40, desvío estándar 6).
Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 18 (rango 11 a 26, desvío estándar
4). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 19 (rango 11 a 26, desvío estándar
4). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
Figura 39: GPT y fascioliasis bovina
3.5. FAL
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 70 (rango 17 a 476, desvío estándar 91).
Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 149 (rango 16 a 568, desvío estándar
156). Cuatro animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
53
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 159 (rango 10 a 450, desvío estándar
156). Tres animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
Figura 40: FAL y fascioliasis bovina
3.6. GGT
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 13 (rango 9 a 17, desvío estándar 2).
Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 17 (rango 9 a 30, desvío estándar 5).
Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 17 (rango 10 a 30, desvío estándar
5). Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.
54
Figura 41: GGT y fascioliasis bovina
3.7. Proteínas Totales
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 6,97 (rango 5,16 a 7,82, desvío estándar
0,49). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 6,82 (rango 4,73 a 7,90, desvío
estándar 0,89). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 6,91 (rango 4,42 a 8,28, desvío
estándar 1,20). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
55
Figura 42: Proteínas y fascioliasis bovina
3.8. Albúminas
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 2,94 (rango 1,62 a 3,65, desvío estándar
0,44). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 3,47 (rango 1,93 a 4,18, desvío
estándar 0,66). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 3,48 (rango 1,68 a 4,30, desvío
estándar 0,66). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
56
Figura 43: Albúminas y fascioliasis bovina
3.9. Globulinas
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 4,03 (rango 3,07 a 5,29, desvío estándar
0,44). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 3,35 (rango 2,73 a 3,93, desvío
estándar 0,37). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 3,57 (rango 2,04 a 5,68, desvío
estándar 0,93). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 44: Globulinas y fascioliasis bovina
3.10. Relación Albúmina / Globulina
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 0,74 (rango 0,37 a 1,00, desvío estándar
0,16). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
57
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 1,04 (rango 0,69 a 1,39, desvío
estándar 0,19). Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 1,03 (rango 0,61 a 1,51, desvío
estándar 0,24). Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.
Figura 45: Relación A/G y fascioliasis bovina
3.11. Bilirrubina Total
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 0,08 (rango 0,03 a 0,12, desvío estándar
0,02). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 0,20 (rango 0,07 a 0,59, desvío
estándar 0,12). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 0,19 (rango 0,08 a 0,33, desvío
estándar 0,07). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
58
Figura 46: Bilirrubina y fascioliasis bovina
3.12. Bilirrubina Directa
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 0,03 (rango 0,01 a 0,06, desvío estándar
0,02). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 0,07 (rango 0,01 a 0,19, desvío
estándar 0,04). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 0,08 (rango 0,01 a 0,14, desvío
estándar 0,03). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
3.13. Bilirrubina Indirecta
En el establecimiento de Tupungato (sin animales positivos a F.
hepatica se encontró una media de 0,05 (rango 0,02 a 0,10, desvío estándar
0,02). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales positivos al
coprológico, se encontró una media de 0,13 (rango 0,02 a 0,40, desvío
59
estándar 0,09). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
En el establecimiento de Uspallata, en los animales negativos al
coprológico, se encontró una media de 0,11 (rango 0,01 a 0,24, desvío
estándar 0,05). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
4. Resultados post tratamiento
Los datos hematológicos y bioquímicos obtenidos, luego de 58 días
de haber realizado el tratamiento con Triclabendazol (dosis: 12 mg/kg, vía
oral), se detallan en la tablas 7 y 8, respectivamente. En las cuales se
especifica promedio, desviación estándar, valor mínimo y valor máximo de
cada determinación.
Establecimiento Uspallata (n=17)
Pre tratamiento
Uspallata (n=13)
Post tratamiento
Resultados Coprológicos Positivos Negativos
VCA (%) 26,18 ±2,94 (21 – 31) 29,62 ±3,71 (24 – 38)
Eritrocitos 106 /mm
3 6,28 ±0,10 (4,58 – 8,55) 6,98 ±1,27 (4,98 – 9,24)
VGM (fl) 42,12 ±5,15 (33 – 52) 43,00 ±4,69 (35 – 51)
Hb (g/dl) 9,36 ±1,27(7,30 – 11,80) 10,08 ±1,39 (7,50 – 13)
Plaquetas 103/mm
3 145,65 ±96,15 (2 – 458) 124,15 ±61,59 (26 – 215)
Leucocitos /mm3
4416 ±2068 (2270 – 9750) 4914 ±1321 (3220 – 7780)
Neutrófilos recuento relativo (%) 25,06 ±6,66 (17 – 40) 37,23 ±810,20 (21 – 58)
Neutrófilos recuento absoluto (mm3) 1126 ±670 (454 – 2756) 1871 ±807 (676 – 3277)
Neutrófilos en banda recuento relativo (%) 0,88 ±0,86 (0 – 2) 0,46 ±0,66 (0 – 2)
Neutrófilos en banda recuento absoluto (mm3) 34 ±45 (0 – 100) 25 ±38 (0 – 113)
Linfocitos recuento relativo (%) 56,59 ±9,89 (40 – 74) 51,23 ±9,36 (34 – 70)
Linfocitos recuento absoluto (mm3) 2495 ±1203 (1104 – 4843) 2485 ±700 (1739 – 3886)
Monocitos recuento relativo (%) 3,82 ±1,19 (2 – 5) 4,62 ±10,96 (3 – 6)
Monocitos recuento absoluto (mm3) 181 ±124 (50-488) 200 ±109 (115 – 394)
Eosinófilos recuento relativo (%) 13,00 ±6,90 (3 – 29) 6,46 ±5,67 (2 – 20)
Eosinófilos recuento absoluto (mm3) 561 ±478 (136 – 2243) 305 ±229 (87 – 644)
Basófilos recuento relativo (%) 0,65 ±0,93 (0 – 2) 0
Basófilos recuento absoluto (mm3) 20 ±29 (0 – 77) 0
Tabla 7: Parámetros hematológicos pre y post tratamiento: valores de media
± desvío estándar (valor mínimo – valor máximo)
60
Parámetro Uspallata (n=19) Uspallata(n=16)
Coprología Positivo Negativo
Urea (mg/dl) 43 ±11 (24 – 62) 29 ±7 (19 – 41)
Creatinina (mg/dl) 1,56 ±0,41 (1,10 – 2,50) 1,19 ±0,14 (0,90 – 1,40)
GOT (UI/l) 51 ±7 (40 – 63) 61 ±17 (41 – 101)
GPT (UI/l) 18 ±4 (11 – 26) 18 ±4 (12 – 29)
FAL (UI/l) 149 ±156 (16 – 568) 158 ±185 (32 – 665)
GGT (UI/l) 17 ±5 (9 – 30) 16 ±6 (8 – 34)
PT (g/dl) 6,82 ±0,89 (4,73 – 7,90) 7,05 ±0,49 (6,36 – 7,95)
Albúmina (g/dl) 3,47 ±0,66 (1,93 – 4,18) 3,10 ±0,28 (2,62 – 3,55)
Globulina (g/dl) 3,35 ±0,37 (2,73 – 3,93) 3,96 ±0,60 (3,20 – 5,14)
Relación A/G 1,04 ±0,19 (0,69 – 1,39) 0,80 ±0,16 (0,52 – 1,00)
BT (mg/dl) 0,20 ±0,12 (0,07 – 0,59) 0,15 ±0,05 (0,07 – 0,25)
BD(mg/dl) 0,07 ±0,04 (0,01 – 0,19) 0,05 ±0,03 (0,01 – 0,10)
BI (mg/d/l) 0,13 ±0,09 (0,02 – 0,40) 0,09 ±0,04 (0,03 – 0,19)
Tabla 8: Parámetros hematológicos pre y post tratamiento: valores de media
± desvío estándar (valor mínimo – valor máximo)
5.1. Hematocrito
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 29,62 (rango 24 a 38, desvío
estándar 3,71). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 47: Hematocrito pre y post tratamiento
5.2. Eritrocitos
61
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 6,98 (rango 4,98 a 9,24, desvío
estándar 1,27). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
Figura 48: Eritrocitos pre y post tratamiento
5.3. VGM
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 43 (rango 35 a 51, desvío estándar
4,69). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia.
Figura 49: VGM y pre y post tratamiento
5.4. Hemoglobina
62
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 10,08 (rango 7,50 a 13, desvío
estándar 1,39). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
Figura 50: Hemoglobina pre y post tratamiento
5.5. Plaquetas
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 124,15 (rango 26,0 a 215,0, desvío
estándar 6,16). Cuatro animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
Figura 51: Plaquetas pre y post tratamiento
5.6. Leucocitos
63
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 4914 (rango 3320 a 7780, desvío
estándar 1321). Cinco animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
Figura 52: Leucocitos pre y post tratamiento
5.7. Neutrófilos segmentados
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 1871 (rango 676 a 2377, desvío
estándar 807). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 53: Neutrófilos segmentados pre y post tratamiento
64
5.8. Neutrófilos en banda
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 25 (rango 0 a 113, desvío estándar
38). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
Figura 54: Neutrófilos en banda pre y post tratamiento
5.9. Linfocitos
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 2485 (rango 1739 a 3886, desvío
estándar 700). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de
referencia.
65
Figura 55: Linfocitos pre y post tratamiento
5.10. Monocitos
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 227 (rango 97 a 389, desvío estándar
77). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
Figura 56: Monocitos pre y post tratamiento
5.11. Eosinófilos
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 305 (rango 87 a 644, desvío estándar
229). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
66
Figura 57: Eosinófilos pre y post tratamiento
5.12. Basófilos
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, no se observaron basófilos. Todos los animales tuvieron valores
dentro del rango de referencia.
5.13. Urea
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 29 (rango 19 a 41, desvío estándar
7). Dos animales tuvieron valores por debajo del rango de referencia y siete
valores por encima del rango de referencia.
Figura 58: Urea pre y post tratamiento
67
5.14. Creatinina
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 1,19 (rango 0,90 a 1,40, desvío
estándar 0,14). Un animal tuvo valores por debajo del rango de referencia.
Figura 59: Creatinina pre y post tratamiento
5.15. GOT
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 61 (rango 41 a 101, desvío estándar
17). Dos animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
Figura 60: GOT pre y post tratamiento
68
5.16. GPT
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 18 (rango 12 a 29, desvío estándar
4). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de referencia.
Figura 61: GPT pre y post tratamiento
5.17. FAL
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 158 (rango 32 a 665, desvío estándar
185). Cuatro animales tuvieron valores por encima del rango de referencia.
Figura 62: FAL pre y post tratamiento
69
5.18. GGT
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 16 (rango 8 a 34, desvío estándar 6).
Un animal tuvo valores por encima del rango de referencia.
Figura 63: GGT pre y post tratamiento
5.19. Proteínas totales
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 7,05 (rango 6,36 a 7,95, desvío
estándar 0,49). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 64: Proteínas pre y post tratamiento
70
5.20. Albúmina
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 3,10 (rango 2,62 a 3,55, desvío
estándar 0,28). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 65: Albúmina pre y post tratamiento
5.21. Globulinas
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 3,96 (rango 3,20 a 5,14, desvío
estándar 0,60). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
71
Figura 66: Globulinas pre y post tratamiento
5.22. Relación A/G
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 0,80 (rango 0,52 a 1,00, desvío
estándar 0,16). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 67: Relación A/G pre y post tratamiento
5.23. Bilirrubina total
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 0,15 (rango 0,07 a 0,25, desvío
estándar 0,05). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
72
Figura 68: Bilirrubina total pre y post tratamiento
5.24. Bilirrubina directa
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 0,05 (rango 0,01 a 0,10, desvío
estándar 0,03). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 69: Bilirrubina directa pre y post tratamiento
5.25. Bilirrubina indirecta
En los animales positivos del establecimiento de Uspallata, luego del
tratamiento, se encontró una media de 0,09 (rango 0,03 a 0,19, desvío
73
estándar 0,04). Todos los animales tuvieron valores dentro del rango de
referencia.
Figura 70: Bilirrubina indirecta pre y post tratamiento
5. Serología
En el campo de Tupungato de 32 individuos analizados con la técnica
de Fas2 ELISA, todos fueron negativos a la presencia de anticuerpos contra
F. hepatica. En el campo de Uspallata de 34 individuos, 33 fueron negativos
y 1 positivo a la presencia de anticuerpos contra F. hepatica. Los lecturas de
blanco de reactivos fueron de 0,040 y 0,070; las lecturas de control positivos
de 0,210 y 0,213; y las lecturas de control negativo de 0,003 y 0,0016. Todos
los animales positivos al coprológico dieron negativos, y el único animal
positivo fue negativo al coprológico, por lo tanto no hay correlación entre los
hallazgos coprológicos y el ELISA Fas-2. Las lecturas se detallan en la Tabla
9.
Resultados de Serología (ELISA Fas 2)
Nº Tupungato Uspallata
1 0,007 0,003
2 0,005 0,021
3 S/M 0,007
4 0,004 0,007
5 0,004 0,014
6 0,010 0,020
7 0,050 0,006
74
8 0,020 0,004
9 S/M 0,056
10 0,017 0,006
11 0,006 0,031
12 0,125 0,033
13 0,016 0,042
14 0,014 0,021
15 0,022 0,007
16 0,007 0,021
17 0,005 0,004
18 0,002 0,063
19 0,008 0,021
20 0,021 0,004
21 0,022 0,013
22 0,012 0,022
23 0,029 0,009
24 0,025 0,033
25 0,054 0,045
26 0,044 0,221
27 0,118 0,025
28 0,047 0,037
29 0,067 0,024
30 0,017 0,058
31 0,032 0,037
32 0,022 0,024
33 0,046 0,058
34 0,045 0,017
Tabla 9: Lecturas de ELISA Fas-2 a 450 nm
Figura 71: Resultados de ELISA Fas-2
6. Análisis Estadístico
75
6.1. Comparación entre establecimiento negativo a F.
hepatica y animales de Uspallata positivos a F. hepatica en el
coprológico
Parámetros hematológicos: A la prueba de student se hallaron
diferencias significativas (p<0,05) entre los animales del establecimiento de
Tupungato, negativo a F. hepatica y los animales positivos al coprológico de
Uspallata para los siguientes parámetros: hemoglobina (p=0,02), leucocitos
totales (p=0,0017), monocitos (p=0,0069) y neutrófilos segmentados
(p=0,0001). No se encontraron diferencias significativas para los siguientes
parámetros: hematocrito, volumen globular medio, plaquetas, neutrófilos en
banda, linfocitos, eosinófilos y basófilos.
Parámetros de bioquímica sanguínea: A la prueba de student se
hallaron diferencias significativas (p<0,05) entre los animales del
establecimiento de Tupungato, negativo a F. hepatica y los animales
positivos al coprológico de Uspallata para los siguientes parámetros: urea
(p<0,0001), creatinina (p<0,0001), GOT (p=0,0016), GPT (p<0,0001), GGT
(p=0,0038), albúmina (p=0,0044), globulinas (p<0,0001), relación
albúmina/globulina (p<0,0001), bilirrubina total (p=0,0005), bilirrubina directa
(p=0,0002), bilirrubina indirecta (p=0,0032). No se observaron diferencias
significativas para FAL y proteínas totales.
6.2. Comparación entre animales del establecimiento de
Uspallata positivos y negativos para F. hepatica al coprológico.
A la prueba de student se encontraron diferencias significativas
(p<0,05) entre los animales del negativos y positivos al coprológico
únicamente para hematocrito (p=0,0170), no se hallaron diferencias para el
resto de los parámetros hematológicos evaluados.
6.3. Análisis estadístico resultados hematológicos y
bioquímicos pre y post tratamiento con Triclabendazol en los
animales positivos al coprológico para F. hepatica
Parámetros hematológicos: A la prueba de student se encontraron
diferencias significativas (p<0,05) pre y post tratamiento para los siguientes
76
parámetros: hematocrito (p=0,0084), neutrófilos segmentados (p= 0,0021),
monocitos (p= 0,0469). No se encontraron diferencias significativas para el
resto de los parámetros: leucocitos totales, volumen globular medio,
plaquetas, neutrófilos en banda, linfocitos, eosinófilos y basófilos.
Parámetros de bioquímica sanguínea: A la prueba de student se
hallaron diferencias significativas (p<0,05) pre y post tratamiento para los
siguientes parámetros: urea (p=0,0003), creatinina (p=0,0018), globulinas
(p=0,0029), relación albumina/globulina (p=0,002). No se observaron
diferencias significativas para los siguientes parámetros: GOT, GPT, GGT,
bilirrubina (total, directa e indirecta), proteínas totales, albumina,
6.4. Análisis estadístico resultados serológicos.
A la prueba de student, no hay diferencias significativas entre las
lecturas del ELISA de los animales del establecimiento de Tupungato en
relación al de Uspallata (p= 0,5217).
6.5. Análisis entre resultados coprológicos y
serológicos.
Las diferencias entre los resultados de los animales que dieron
positivo al estudio coprológico y serológico fueron significativas (p<0,0001)
6.6. Análisis multivariado
Al análisis de conglomerados, tomando en cuenta todos los
parámetros hematológicos y bioquímicos, se puede observar que los
animales se agrupan según el establecimiento de origen (Tanto positivo
como negativo al coprológico para Uspallata). Los animales de Uspallata
positivos al coprológico para F. hepatica, luego del tratamiento, se agrupan
con los del establecimiento negativo para fascioliasis (Tupungato).
77
Figura 72: Análisis multivariado por conglomerados de todos los parámetros
evaluados
78
DISCUSIÓN La fascioliasis, al ser una enfermedad transmitida por vectores, está
ampliamente asociada al tipo de ambiente en donde los lymnaeidos son
capaces de desarrollarse. En Mendoza se ha visto, que estos moluscos se
localizan principalmente en zonas de valles andinos, en un rango altitudinal
desde los 902 msnm (Mera y Sierra et al, 2009) hasta los 2638 msnm (Mera
y Sierra, et al 2005b), y en ambientes típicos de arroyos, con cursos de agua
lento, flujo corriente, vegetación acuática de berros y gramíneas, y sustrato
de barro combinado con rocas (Cuervo et al, 2007). La distribución de estos
moluscos se ve reflejada en la presentación de la fascioliasis animal y
humana, con las principales zonas de endemia ubicadas en valles andinos
de la provincia. En este estudio, en el primer establecimiento muestreado
ubicado a 860 msnm, no se encontraron animales infectados, ni presencia
de lymnaeidos. Mientras que en el segundo establecimiento muestreado, se
encontró un 60% de animales parasitados, como así también la presencia de
lymnaeidos en su ambiente típico.
Si bien la técnica de sedimentación rápida de Lumbreras, es de las
más útiles en herbívoros (Maco Flores et al., 2002; Deis et al., 2008), su
sensibilidad no es del 100%. Así, en el campo de Uspallata, al comparar los
parámetros hematológicos y bioquímicos de animales coprológicamente
positivos con negativos, no se encontraron diferencias significativas. Por lo
cual, los animales que fueron negativos al análisis coprológico, podrían estar
igualmente parasitados, aunque no se detectaran huevos en materia fecal.
En relación a otros parasitosis gastrointestinales, las prevalencia y
HPG fueron bajos, detectándose dos especies Eimeria spp y
Trichostrongylidos, estos últimos agentes de la gastroenteritis verminosa
(GEV). Esto se podría asociar a las características climáticas de la provincia,
con bajo porcentaje de humedad, bajas precipitaciones y temperaturas
extremas que impiden la supervivencia de huevos, ooquistes, o cualquier
otra forma de resistencia parasitaria en el ambiente. En el caso de la GEV el
desarrollo de los estadios larvarios L1 a L3 son altamente dependientes de
la temperatura y humedad. Es así como, las bajas temperaturas (entre 5º y
79
12º, dependiendo de la especie) retrasan y detienen el desarrollo, las altas
temperaturas (a partir de 27º) aumentan la mortalidad de las larvas; y niveles
de humedad menores del 96% impiden su desarrollo (Meana Mañes & Rojo
Vázquez, 2000). En el caso de la coccidiosis, su contagio está asociado a la
capacidad de esporulación en el ambiente, la cual se produce normalmente
con temperaturas moderadas (18 – 27º) y elevada humedad. Si bien algunas
especies pueden soportar la congelación durante varios meses, las
temperaturas elevadas extremas (a partir de 40º) inactivan y destruyen los
ooquistes (Hidalgo Argüello & Cordero del Campillo, 2000).
Es importante destacar que luego del tratamiento de los animales
parasitados con F. hepatica, todos los animales fueron negativos al análisis
coprológico, lo cual nos indicaría que no hubo resistencia al triclabendazol,
como se ha detectado en otras partes del país (Olaechea, 2011).
En relación a los resultados hematológicos en la serie roja, al
comparar animales parasitados versus no parasitados solo se encontraron
diferencias significativas en la hemoglobina, no así en hematocrito, número
de glóbulos rojos y VGM. La ausencia de diferencias puede estar
relacionada con distintos factores. En primer lugar, al permanecer los
animales parasitados en altitudes de 3228 msnm, durante la veranada, estos
parámetros podrían verse incrementados como resultado de la baja presión
de oxígeno a esa altitud. Estos cambios han sido descriptos previamente en
bovinos que pastoreaban a 3.320 msnm (Ocampo Nuncevay et al, 2011).
Por otra parte, si comparamos los resultados de otros autores, no
encontraron alteraciones en la serie roja en bovinos parasitados con F.
hepatica (Mussart & Coppo, 2009).
Luego del tratamiento de los animales parasitados, a los 58 días se
observaron diferencias significativas en el hematocrito, con un incremento de
tres puntos en el mismo, lo que se podría asociar a la hematofagia producida
por los parásitos, así como a las hemorragias producidas por las
migraciones en el parénquima hepático y canalículos biliares (Behn &
Sangter, 1999)
80
En la serie blanca, en los animales parasitados se observaron valores
significativamente inferiores de leucocitos, cuando se compararon con los
animales no infectados. En contraste a esto, otros autores citan la presencia
de leucocitosis en novillos (Mussart & Coppo, 2009) y en ovinos (Matanovic
et al., 2007) con fascioliasis. Se ha visto, que estos trematodos son capaces
de secretar factores que inhiben o modulan la respuesta inmune del
hospedador (Mulcahy et. al, 1998), hecho que podría estar asociado a las
leucopenias que se observaron en los bovinos infectados.
Luego al comparar los recuentos de glóbulos blancos pre y post
tratamiento, se observó un incremento significativo de los mismos. Lo cual
podría asociarse también a la hipótesis de una inmunosupresión en animales
parasitados por F. hepatica.
En el recuento diferencial de leucocitos, se encontraron diferencias
significativas en los recuentos absolutos de neutrófilos y monocitos, los
cuales fueron más bajos en el grupo de animales parasitados. Esto difiere de
lo descripto por otros autores, los cuales relatan la presencia de eosinofilias
marcadas en bovinos (Mussart & Coppo, 2009; Rojo Vázquez & Ferre Pérez,
1999) y en ovinos (Matanovic et al., 2007). Sin embargo se ha visto que la
eosinofilia periférica se produce durante la infección temprana y durante la
migración por el parénquima hepático hasta que los trematodos llegan a los
conductos biliares. Lo cual nos podría estar indicando que los animales
estudiados en este trabajo estarían en una etapa crónica.
Luego del tratamiento de los animales afectados, se observó un
incremento significativo de los neutrófilos y monocitos. Esto podría asociarse
a la hipótesis de una inmunosupresión en animales parasitados.
En relación a los parámetros bioquímicos, en el perfil renal, se
encontraron diferencias significativas en urea y creatinina, siendo más
elevada en los animales con fascioliasis. Entre algunas de las causas de
azotemia prerrenal (Kraft & Dür, 2000), las hemorragias tisulares o en
cavidades corporales, principalmente en el tracto gastrointestinal, así como
la deshidratación son causas que podrían estar produciendo la elevación de
estos parámetros en los bovinos con fascioliasis. Así mismo, la azotemia
81
prerrenal detectada en este estudio fue leve, como la que se ha visto en
otros trabajos (Hoe et al, 1980).
Al comparar los valores de urea y creatinina obtenidos pre y post
tratamiento se encontró una reducción significativa de estos valores. En este
sentido, se ha visto que los animales parasitados pueden presentar
anorexia, resultando en catabolismo proteico, el cual es más grave en
animales pobremente alimentados (Behm & Sangter, 1999).
En cuanto a la funcionalidad hepática, los parámetros bioquímicos
pueden clasificarse en dos grupos, por un lado las enzimas que evalúan la
lesión hepática a nivel de los hepatocitos, AST y ALT, y por otro lado las
enzimas que evalúan la lesión a nivel de los canalículos biliares, FAL y GGT.
Así, en este estudio, se encontraron diferencias significativas en la actividad
enzimática de AST y ALT, siendo más bajas en bovinos parasitados. En
relación a esto, se ha visto que la AST, se asocia a daño parenquimatoso,
por lo que su aumento sólo puede evidenciarse en la etapa aguda, ya sea en
bovinos adultos (Mussart & Coppo, 2009), como en terneros (Wyckoff &
Bradley, 1985). Por otra parte, según algunos autores la utilidad de las
transaminasa es discutida en los bovinos, ya que no tienen niveles hepáticos
considerables de ALT, y si bien la AST tiene cierto valor, no es específica
del hígado, por lo que puede verse incrementada en casos de distrofia
muscular y cetosis bovina (Hoe, 1980).
En el caso de GGT los valores fueron significativamente más
elevados en los animales parasitados, y en cuanto a los valores de FAL, si
bien no fueron significativamente distintos, los animales afectados tuvieron
valores más elevados. En relación a estas enzimas, se ha visto que el
incremento de GGT se produce en la etapa crónica asociado a injurias a
nivel canalicular (Lotfollahzadeh et al, 2008), y los niveles de FAL no siempre
se elevan en animales afectados (Mussart & Coppo, 2009). Estos factores
podrían estar indicando que los bovinos estudiados están en la etapa crónica
de la enfermedad.
82
Al comparar los resultados post tratamiento, no se observaron
diferencias significativas en las enzimas hepáticas, situación que podría
estar a una lesión crónica del tejido hepático.
A nivel de las proteínas, no se encontraron diferencias significativas
en las proteínas totales, pero sí en las albúminas, globulinas y relación A/G,
al comparar animales infectados versus no infectados. Así, en los bovinos
con fascioliasis se observaron albúminas y relación A/G más elevadas,
mientras que las globulinas fueron más bajas. En contraste la mayoría de los
autores describen hipoalbuminemia e hiperglobulinemia en bovinos (Mussart
& Coppo, 2009) y en ovinos (Matanovic et al., 2007) afectados, aunque en
algunos casos los niveles de proteínas y albúminas no fueron alterados por
F. hepatica (Martínez Valladares et al, 2010). El aumento en las albúminas
sólo se ha descripto en casos de deshidratación y shock, y la disminución de
las globulinas en inmunodeficiencias, y en enteropatías y nefropatías con
pérdidas de proteínas (Gorman & Halliwell, 1992).
Al los 58 días post tratamiento, se observó un incremento significativo
en las globulinas y por ende una reducción en la relación A/G, situación que
podría estar indicando una supresión de la producción de inmunoglobulinas
por F. hepatica. Así, en vacunos infectados se ha observado que los niveles
de inmunoglobulinas descienden, después de que los parásitos ingresan a
los conductos biliares, lo cual se asoció a la inaccesibilidad de la respuesta
inmune en los conductos biliares. Al medir los niveles de inmunoglobulinas
en los conductos biliares de vacas infectadas, se encontraron valores 12
veces más bajos que en suero, siendo predominante la IgA, confirmando de
ese modo, que los conductos biliares son sitios inmunológicamente
privilegiados (Behm & Sangter, 1999).
En relación a la bilirrubina, si bien los valores estuvieron dentro de los
rangos de referencia, se encontraron diferencias significativas al comparar
los animales parasitados versus no parasitados, tanto en la total, directa
como indirecta. Según la bibliografía el incremento de la bilirrubina es un
hallazgo ocasional en la fascioliasis, habiéndose descripto en ratas y ovejas
durante las fases de migración y biliar.
83
Luego del tratamiento los valores de bilirrubina disminuyeron pero las
diferencias no fueron significativas. Además de ser un hallazgo ocasional la
alteración de estos parámetros en la fascioliasis, se ha visto que la cantidad
de bilirrubina sérica en bovinos, no es un índice muy sensible de la función
hepática (Hoe et al, 1980).
En cuanto al diagnóstico serológico el kit de ELISA Fas-2 empleado,
no fue útil en los bovinos estudiados. Así, de los 19 animales que tuvieron
huevos en materia fecal, todos fueron negativos en el ELISA, sólo se detectó
un animal positivo, el cual no se encontró parasitado mediante la coprología.
La explicación de esta situación puede fundamentarse en dos hipótesis. En
primer lugar podría tener un origen genético. Si tenemos en cuenta los
haplotipos presentes en Perú y Argentina, a nivel de ADN ribosomal
comparten los haplotipos ITS-2 H1 y H2. Sin embargo, a nivel del gen NAD-1
del ADN mitocondrial, se han descripto 5 haplotipos exclusivos en nuestro
país y 3 haplotipos exclusivos en Perú. Al existir diferentes haplotipos de F.
hepatica, los anticuerpos dirigidos contra estos parásitos podrían ser
específicos para cada haplotipo. Si bien el antígeno Fas2, utilizado en el kit
de ELISA, es un antígeno policlonal, los anticuerpos presenten en los
animales estudiados podrían no tener afinidad por los antígenos de los
parásitos que se utilizaron en la elaboración de este kit. En nuestra
provincia, estas herramientas moleculares han demostrado su utilidad en la
caracterización de los moluscos vectores, al determinar dos nuevas especies
de lymnaeidos. De este modo, para definir la situación epidemiológica en
Mendoza, serían necesarios más estudios de caracterización molecular de
los haplotipos de F. hepatica en sus distintos reservorios.
Otra hipótesis podría estar fundamentada en una posible
inmunosupresión por F. hepatica en los bovinos estudiados. Este parásito
podría estar afectando la síntesis de inmunoglobulinas, asociado a la
leucopenia e hipoglobulinemia significativas que se detectaron en los
animales afectados, y que luego del tratamiento con antihelmínticos, se
incrementaron significativamente. En este sentido, se ha observado, tanto en
caso de F. hepatica (Mulcahy et al, 1999) como de F. gigantica (Molina,
2004), que los niveles de inmunoglobulinas en bovinos afectados, bajan
84
cuando los adultos llegan a los canalículos biliares por la incapacidad de
acceder del sistema inmune. Son necesarios futuros estudios, incluyendo un
número más elevado de animales, como así, estudios experimentales, para
determinar el comportamiento del sistema inmune en bovinos afectados por
fascioliasis.
85
CONCLUSIONES
Se confirma la presencia de fascioliasis bovina en el valle de
Uspallata. Mientras que en la zona de llanura muestreada no se encontraron
bovinos afectados, como se ha descripto anteriormente en la provincia.
A diferencia de lo obtenido por la mayoría de los autores, a nivel
hematológico, en animales parasitados con F. hepatica se encontraron
valores significativamente inferiores de leucocitos, neutrófilos segmentados y
monocitos que se vieron incrementados luego del tratamiento. En
concordancia con otros autores, en animales afectados se encontraron baja
hemoglobina, y luego del tratamiento incremento significativo del
hematocrito. Es importante destacar, la llamativa leucopenia asociada a la
fascioliasis, no descripta a la fecha en esta especie.
En contraste con otros autores, a nivel bioquímico, en animales
parasitados con F. hepatica se encontraron valores significativamente más
altos de urea, creatinina, albúminas y relación A/G; y niveles
significativamente inferiores de GOT y GPT. Así luego del tratamiento se
observó una disminución significativa de urea, creatinina y relación A/G, y un
aumento significativo de las globulinas. En similitud a otros autores, se
encontró una elevación de GGT y bilirrubina en animales afectados. Es de
gran relevancia destacar la hipoglobulinemia asociada a la fascioliasis, ya
que no se había descripto hasta la fecha, y podría orientarnos sobre un
posible efecto inmunosupresor.
No se detectó la presencia de huevos de F. hepatica en materia fecal
en los bovinos afectados luego del tratamiento. Lo cual nos indicaría que no
existe resistencia al antihelmíntico Triclabendazol, como se ha detectado en
bovinos de otras regiones. Así mismo se evidenció la respuesta al
tratamiento en los parámetros hematológicos y bioquímicos evaluados.
En cuanto a la utilización del kit de ELISA Fas2, no tuvo utilidad
diagnóstica en los bovinos parasitados en F. hepatica de la provincia de
Mendoza, Uspallata. Situación que podría ser debida a factores genéticos
86
inherentes del haplotipo presente en la región o a factores inmunológicos tal
como fenómenos de inmunosupresión inducidos por F. hepatica.
87
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