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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“EVALUACIÓN DE LOS EFECTOS GASTROINTESTINALES, HEPÁTICOS
Y RENALES DEL USO DE LA COMBINACIÓN DE CARPROFENO Y
RANITIDINA EN CANINOS PARA EL MANEJO DEL DOLOR CRÓNICO”
Autora: Gissela Katherine Peña Pontón
Tutor: MVZ. Yolanda Mercedes Cedeño Procel
Quito, julio 2018
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“Evaluación de los efectos gastrointestinales, hepáticos y renales del uso de
la combinación de carprofeno y ranitidina en caninos para el manejo del dolor
crónico”
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención
del Título de Médico Veterinario y Zootecnista
Autora: Gissela Katherine Peña Pontón
Tutor: MVZ. Yolanda Mercedes Cedeño Procel
Quito, julio 2018
iv
DERECHOS DE AUTOR
Yo, Gissela Katherine Peña Pontón en calidad de autor y titular de los derechos
morales y patrimoniales del trabajo de titulación “EVALUACIÓN DE LOS
EFECTOS GASTROINTESTINALES, HEPÁTICOS Y RENALES DEL USO DE
LA COMBINACIÓN DE CARPROFENO Y RANITIDINA EN CANINOS PARA
EL MANEJO DEL DOLOR CRÓNICO”, modalidad proyecto de investigación,
de conformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA
SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN,
concedemos a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia
gratuita, intransferible y no exclusiva para el uso no comercial de la obra, con
fines estrictamente académicos. Conservo a mi favor todos los derechos de
autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada.
Así mismo autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual,
de conformidad a lo dispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación
Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en
su forma de expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo
la responsabilidad por cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta
causa y liberando a la Universidad Central del Ecuador de toda
responsabilidad.
Firma: ______________________________
Gissela Katherine Peña Pontón
CI: 171947657-2
Dirección electrónica: [email protected]
v
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN
Yo, Yolanda Mercedes Cedeño Procel en mi calidad de Tutor del Trabajo de
titulación, modalidad proyecto de investigación elaborado por GISSELA
KATHERINE PEÑA PONTÓN, cuyo título es “EVALUACIÓN DE LOS
EFECTOS GASTROINTESTINALES, HEPÁTICOS Y RENALES DEL USO
DE LA COMBINACIÓN DE CARPROFENO Y RANITIDINA EN CANINOS
PARA EL MANEJO DEL DOLOR CRÓNICO”, previo a la obtención del Grado
de Médico Veterinario Zootecnista, considero que dicho trabajo reúne los
requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico y epistemológico,
para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador que se
designe, por lo que lo APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado para
continuar con el proceso de titulación determinado por la Universidad Central
del Ecuador.
En la ciudad de Quito, a los 10 días del mes julio de 2018.
MVZ. Yolanda Mercedes Cedeño Procel
DOCENTE TUTOR
CI: 1721111563
vi
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL
El Tribunal constituido por: Dra. Nadia López, Dr. Julio Soria, Dr. Javier Vargas
y Dr. Edison Encalada.
Luego de receptar la presentación oral del trabajo de titulación previo a la
obtención del título de Médico Veterinario Zootecnista, presentado por la
señorita Gissela Katherine Peña Pontón.
Con el título: “Evaluación de los efectos gastrointestinales, hepáticos y renales
del uso de la combinación de carprofeno y ranitidina en caninos para el manejo
del dolor crónico”.
Emite el siguiente veredicto (aprobado/reprobado): ……………………………
Fecha: …………………………………………………....
Para la constancia de lo actuado firman:
Nombre y Apellido Calificación Firma
Presidente Dra. Nadia López .……………… …...................
Vocal 1 Dr. Julio Soria ……………… …...................
Vocal 2 Dr. Javier Vargas ……………… …...................
vii
DEDICATORIA
Esta tesis se la dedico a Dios que me ha dado el
don de la vida y me ha permitido culminar esta
etapa.
A mis padres, quienes han sido mi apoyo
incondicional en cada paso que he dado, con
sus consejos, fortaleza y amor infinito me han
sabido guiar para ser una mejor persona y
gracias a ellos esto es posible.
A mis hermanos Willy, Cris y Eli por ayudarme a
crecer y madurar, son mi orgullo y ejemplo a
seguir.
A mi Bryan por sus palabras de aliento y
paciencia, por ser mi felicidad y mis ganas de
salir adelante.
Gigi
viii
AGRADECIMIENTOS
En primer lugar, agradezco a Dios quien me ha
permitido llegar hasta aquí y poder culminar esta
etapa de mi vida.
A mi familia quien ha sido un pilar fundamental para
mi formación personal, por su comprensión, amor,
palabras de aliento en cada paso que he dado.
A la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de
la Universidad Central del Ecuador que me acogió en
sus aulas como un segundo hogar y en las cuales me
formé tanto personal como profesionalmente.
A mi tutora Dra. Yolanda Cedeño por su asesoría,
gran ayuda y guía durante todo el proceso del
desarrollo de la presente tesis. A la Clínica veterinaria
de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia y
a los docentes que la conforman por haberme dado la
oportunidad de poder realizar este trabajo.
Al Señor Felipe Brown por haberme permitido formar
parte de su empresa James Brown Pharma donde
pude realizar mi tesis. Al Dr. Juan Carlos Acosta por
su paciencia y confianza. A MVZ María Belén Caiza
por su compañerismo y ayuda para este proyecto.
1
INDICE GENERAL
CONTENIDO pág.
DERECHOS DE AUTOR ............................................................................... iv
APROBACIÓN DEL TUTOR DEL TRABAJO DE TITULACIÓN ...................... v
APROBACIÓN DE LA PRESENTACIÓN ORAL/TRIBUNAL .......................... vi
DEDICATORIA ............................................................................................. vii
AGRADECIMIENTOS .................................................................................. viii
LISTA DE TABLAS ........................................................................................ 4
LISTA DE FIGURAS ...................................................................................... 5
LISTA DE ANEXOS ....................................................................................... 6
RESUMEN..................................................................................................... 8
ABSTRACT ................................................................................................... 9
CAPITULO I ................................................................................................. 10
INTRODUCCIÓN ......................................................................................... 10
OBJETIVOS ................................................................................................ 14
HIPÓTESIS ................................................................................................. 14
CAPITULO II ................................................................................................ 15
REVISION DE LITERATURA ...................................................................... 15
ANTECEDENTES .................................................................................... 15
1. Dolor .................................................................................................. 15
2. Dolor crónico ...................................................................................... 16
2.1. Dolor crónico asociado a enfermedades articulares .................. 16
2.1.1. Fisiopatología de la enfermedad articular degenerativa ......... 17
3. Manejo del dolor crónico .................................................................... 18
4. Antiinflamatorios no esteroidales (aine’s) ........................................... 19
4.1. Mecanismo de acción de los AINE’s ......................................... 19
4.2. Efectos adversos del uso de AINE’s .......................................... 20
5. Carprofeno ......................................................................................... 21
2
5.1. Mecanismo de acción ................................................................ 21
5.2. Farmacocinética ........................................................................ 21
5.3. Dosificación ............................................................................... 22
5.4. Efectos adversos ....................................................................... 22
5.4.1. Efectos gastrointestinales ...................................................... 23
5.4.2. Efectos renales ...................................................................... 24
5.4.3. Efectos Hepáticos .................................................................. 25
6. Fármacos protectores de la mucosa gástrica ..................................... 26
6.1. Ranitidina .................................................................................. 26
CAPÍTULO III ............................................................................................... 27
METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN .................................................. 27
Métodos ................................................................................................... 27
1. Área de estudio................................................................................ 27
2. Población objeto de estudio ............................................................. 27
3. Tipo de investigación y diseño ......................................................... 28
4. Factores de estudio- definición de variables .................................... 28
4.1. Variable dependiente ................................................................ 28
4.2. Variable independiente .............................................................. 28
5. Medición de variables y procedimientos .......................................... 29
6. Estandarización ............................................................................... 29
6.1. Criterios de inclusión y exclusión ............................................... 29
7. Manejo de datos .............................................................................. 29
8. Análisis estadístico .......................................................................... 30
9. Técnicas de recolección de la información....................................... 30
9.1. Toma de información de campo ................................................ 30
9.2. Toma de información de laboratorio .......................................... 35
3
CAPÍTULO IV .............................................................................................. 38
RESULTADOS Y DISCUSIÓN .................................................................... 38
CAPÍTULO V ............................................................................................... 50
CONCLUSIONES ........................................................................................ 50
BIBLIOGRAFIA ............................................................................................ 52
ANEXOS ..................................................................................................... 59
4
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Principales AINE’s utilizados para el manejo del dolor crónico....... 20
Tabla 2. Principales efectos adversos de carprofeno ................................... 23
Tabla 3. Valores de referencia para los parámetros del Mammalian liver profile
.................................................................................................................... 36
Tabla 4. Valores de referencia del análisis de química sanguínea ............... 36
Tabla 5. Valores referenciales de los parámetros tomados en cuenta en el
urianálisis .................................................................................................... 37
Tabla 6. Registro de signos clínicos durante el tiempo de administración de
carprofeno y ranitidina ................................................................................. 39
Tabla 7. Resultados estadísticos de la prueba t de student para el sistema
gastrointestinal ............................................................................................ 40
Tabla 8. Pacientes que presentaron alteración de la función renal .............. 43
Tabla 9. Análisis estadístico para la función renal ....................................... 43
Tabla 10. Análisis estadístico para determinar la función e integridad hepática
.................................................................................................................... 46
Tabla 11. Comparación de los valores obtenidos del grado de dolor al día 0 y
al día 70. ...................................................................................................... 47
Tabla 12. Análisis estadístico con la prueba de chi2 para la determinación de
la correlación entre el fármaco y el grado de dolor crónico .......................... 48
5
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Imagen de ecografía gastrointestinal normal de paciente canino .. 24
Figura 2. Ubicación de la Clínica Veterinaria de la Facultad de Medicina
Veterinaria y Zootecnia ................................................................................ 27
Figura 3. Valores del espesor de la mucosa gástrica y movimientos
peristálticos de los pacientes antes y después de la administración del
medicamento ............................................................................................... 38
Figura 4. Valores de Urea y Creatinina de los pacientes antes y después de la
administración del medicamento .................................................................. 41
Figura 5. Valores de UPC, pH y densidad de los pacientes al inicio y al final de
la investigación ............................................................................................ 41
Figura 6. Valores de GGT y ALT para la determinación de la integridad
hepática ....................................................................................................... 44
Figura 7. Valores de ALP y AST para la determinación de la integridad hepática
.................................................................................................................... 45
Figura 8. Valores de BA para la determinación de la función hepática de los
pacientes antes y después de la administración del medicamento .............. 45
6
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1. Diagrama de la respuesta al dolor ................................................ 59
Anexo 2. Origen y función de los nociceptores ............................................ 59
Anexo 3. Opciones farmacológicas para el tratamiento del dolor crónico .... 60
Anexo 4. Clasificación de los AINE’s según la acción inhibitoria sobre la
ciclooxigenasa ............................................................................................. 60
Anexo 5. Efectos gastrointestinales de AINE’s reportados en ensayos clínicos
en Estados unidos ....................................................................................... 61
Anexo 6. Curvas de concentración inhibitoria de ensayo de sangre entera para
evaluar la selectividad de carprofeno sobre la COX en perros. .................... 61
Anexo 7. Efectos gastrointestinales ocasionados por bloqueo de la síntesis de
Prostaglandinas ........................................................................................... 61
Anexo 8.Sitios de acción de la ciclooxigenasa en la función renal ............... 62
Anexo 9. Fármacos utilizados en caninos como profilácticos y tratamiento de
afecciones gastrointestinales provocadas por AINE’s .................................. 62
Anexo 10. Escala de valoración del dolor crónico en caninos ...................... 63
Anexo 11. Hoja de identificación de los pacientes ....................................... 64
Anexo 12. Tabulación de los resultados del laboratorio al día 0 .................. 65
Anexo 13. Tabulación de los resultados del laboratorio al día 70 ................ 66
Anexo 14. Medición del grado de dolor de cada paciente desde el día 0, con
intervalos de 15 días, hasta el día 70 .......................................................... 67
Anexo 15. Radiografías de los pacientes para la determinación de la presencia
de enfermedad articular degenerativa.......................................................... 68
Anexo 16. Análisis estadístico para el sistema gastrointestinal. ................... 69
Anexo 17. Prueba de normalidad de los datos para la determinación de la
función renal. ............................................................................................... 69
Anexo 18. Análisis estadístico para la determinación de la función renal..... 69
Anexo 19. Prueba de normalidad de los datos para la determinación de la
función e integridad hepática. ...................................................................... 70
Anexo 20. Análisis estadístico para la determinación de la función renal..... 70
7
Anexo 21. Efectividad de Carprofeno y Ranitidina en caninos para el manejo
del dolor crónico para los diferentes parámetros evaluados ........................ 71
Anexo 22. Análisis estadístico para el grado de dolor crónico por parámetro
.................................................................................................................... 71
8
TEMA: Evaluación de los efectos gastrointestinales, hepáticos y renales del
uso de la combinación de carprofeno y ranitidina en caninos para el manejo
del dolor crónico
Autora: Gissela Peña
Tutor: MVZ. Yolanda Cedeño
RESUMEN
El manejo del dolor crónico en veterinaria es de gran importancia para mantener el bienestar animal y evitar consecuencias fisiopatológicas que derivan de los estímulos dolorosos. El objetivo del presente trabajo fue evaluar los efectos gastrointestinales, hepáticos y renales del uso de la combinación de carprofeno y ranitidina en caninos para el manejo del dolor crónico. Se seleccionaron 12 pacientes caninos que presentaron enfermedades articulares degenerativas y dolor crónico y se les administró carprofeno y ranitidina por 70 días, se realizó un estudio para la determinación de la función gástrica en base a los valores de espesor de la mucosa y de los movimientos peristálticos por minuto, función hepática en base a los valores de ALT, AST, ALP, GGT y ácidos biliares, y función renal en base a los valores de urea, creatinina y UPC en los días 0 y 70, para la evaluación del dolor se utilizó la escala del dolor crónico del Centro de medicina veterinaria de la Universidad Estatal de Colorado con controles del dolor en los días 0, 15, 30, 45, 60 y 70. Para el análisis estadístico de los parámetros gastrointestinales, hepáticos y renales, se utilizó la prueba de t de student para datos relacionados y la prueba de Wilcoxon, mientras que para los datos del grado de dolor, se utilizó la prueba de chi2. Se obtuvo como resultado que con respecto al sistema gastrointestinal ningún paciente presentó sintomatología clínica asociada a la presencia de inflamaciones y no existió aumento de los parámetros evaluados, en el sistema hepático no se evidenció alteración funcional o estructural, manteniéndose los valores dentro del rango y sin diferencia significativa (p>0,005), en el sistema renal existió una tasa baja de alteraciones, encontrando 1 paciente de 12 con problemas al final del estudio sin diferencia significativa (p>0,005), con respecto al manejo del dolor crónico se evidenció una disminución marcada y favorable del grado de dolor inicial por parámetro analizado con diferencia significativa (valores de p<0,005). Con esto, se puede concluir que el manejo del dolor crónico con carprofeno y ranitidina es eficaz y seguro. Palabras Clave: carprofeno, ranitidina, dolor crónico, enfermedad articular.
9
TITLE: Evaluation of the gastrointestinal, hepatic and renal effects of the use
of the combination of carprofen and ranitidine in canines for the management
of chronic pain
Autor: Gissela Peña
Tutor: Yolanda Cedeño M.V.Z
ABSTRACT
The management of chronic pain in veterinary medicine is of great importance to maintain animal welfare and avoid pathophysiological consequences that derive from painful stimuli. The objective of this study was to evaluate the gastrointestinal, hepatic and renal effects of using carprofen in combination with ranitidine in canines for the management of chronic pain. Twelve canine patients who presented degenerative joint diseases and chronic pain were selected and were administered carprofen and ranitidine for 70 days. A study was carried out to determine gastric function based on the values of mucosal thickness and peristaltic movements per minute, hepatic function based on the ALT, AST, ALP, GGT and bile acids values, and renal function based on the urea, creatinine and UPC values on days 0 and 70. The scale of chronic pain of the Center for Veterinary Medicine of the Colorado State University was used to evaluate the amount of pain, with pain controls carried out on days 0, 15, 30, 45, 60 and 70. The Student’s T Test and the Wilcoxon test were used for the statistical analysis of the gastrointestinal, hepatic and renal parameter for related data, while the chi2 test was used for the degree of pain data. Results regarding gastrointestinal system indicated that no patient presented clinical symptomatology associated with the presence of inflammations and there was no increase in the parameters evaluated. There was no evidenced functional or structural alteration in the hepatic system as the values remained within acceptable ranges and with no significant difference (p> 0.005). There was a low rate of alterations found in the renal system, only 1 patient of 12 showing problems at the end of the study; without significant differences (p> 0.005). A marked and favorable decrease in the degree of pain level per parameter analyzed was evidenced, indicating a significate difference (P values <0.005). With this, it can be concluded that management of chronic pain using carprofen and ranitidine is effective and safe. Keywords: carprofen, ranitidine, chronic pain, joint disease
9
10
CAPITULO I
INTRODUCCIÓN
El manejo del dolor en los animales es muy importante por razones
humanitarias y éticas, ya que en la sociedad actual es de gran importancia
tener en cuenta el bienestar animal y las posibles consecuencias
fisiopatológicas que puede acarrear un estímulo doloroso en los mismos. El
dolor en los animales conlleva a un sufrimiento innecesario, y puede provocar
en los caninos estrés, prolongación del tiempo de recuperación postoperatorio,
dificultad en el proceso de cicatrización de heridas y mayor inflamación,
conductas compulsivas, diferentes grados de agresividad, disminución del
consumo de alimento, automutilaciones, ansiedad, incremento del catabolismo
celular, taquipnea, respiración de tipo superficial, aumenta la sensibilización
neuronal y consecuentemente hay un aumento de la morbilidad de los
pacientes (Aigé, 2001; Zysman, 2012).
Para reconocer el dolor en los animales, es muy importante analizar a
profundidad las respuestas fisiológicas que manifiestan y su comportamiento
conductual, estableciendo puntos clave que servirán de guía para determinar
el grado de dolor que enfrenta cada animal, teniendo de esta manera que se
puede clasificar al dolor según su gravedad como leve, moderado e intenso.
Se debe tener en cuenta que pueden existir dos tipos de dolor: dolor agudo
que puede ser provocado por presencia de un daño tisular somático o visceral
y se caracteriza por que su curso es temporal y menos amenazador,
desapareciendo cuando la lesión que lo provoca se sana, principalmente este
tipo de dolor se asocia a traumatismos por cirugía. Y el dolor crónico que es
aquel que persiste por más de un mes y puede mantenerse después que la
afección se haya sanado, generalmente este dolor es síntoma de una
enfermedad crónica que puede presentarse sin necesidad de lesión como en
dolores de la columna o articulares (Zysman, 2012).
11
Una de las principales causas de dolor crónico en animales de compañía son
las enfermedades articulares degenerativas, estas son progresivas y
debilitantes y se asocian con signos de dolor y restricción en la movilidad. La
enfermedad degenerativa articular se presenta más comúnmente en perros
adultos, pero se ha estimado en Estados Unidos que el 20% del total de la
población canina existente mayor a un año de edad presenta cierto grado de
osteoartritis (Holloway, 2012).
En medicina veterinaria, especialmente en pequeñas especies, se indica la
administración de antiinflamatorios no esteroidales (AINES) cuando existen
problemas asociados al sistema musculo-esquelético debido a que poseen
propiedades analgésicas, antipiréticas y antiinflamatorias, pero se debe tener
en cuenta que la mayoría de caninos tratados con este tipo de fármaco pueden
presentar irritaciones gastrointestinales, úlceras gástricas, afecciones renales
y hepáticas dependiendo del medicamento que se administre (Ezquerro, 2006;
Laforé, 2006).
El carprofeno es considerado uno de los AINE’s más seguro utilizado en
caninos por las propiedades que posee, especialmente en el manejo del dolor
postoperatorio y en enfermedades osteoarticulares ya que proporciona un
efecto analgésico y antiinflamatorio al inhibir la COX 2, fosfolipasa A2 y la
síntesis de prostaglandinas, teniendo un mayor efecto cuando es utilizado a
largo plazo al reducir la progresión de enfermedades articulares degenerativas
por actuar directamente sobre el cartílago y la estructura ósea subcondral. Se
debe tener en cuenta que la administración de carprofeno presenta baja
toxicidad, pero puede producir efectos adversos a nivel gastrointestinal, y
secundariamente efectos a nivel renal, urinario, nervioso y hepático,
provocando desde irritación gastrointestinal hasta daño hepático, renal o
hematológico. Se pueden presentar los diferentes efectos adversos
dependiendo de la susceptibilidad de cada paciente, pero se debe tener muy
en cuenta que su uso está contraindicado en animales con trastornos
hematológicos (Laforé, 2006; Holloway, 2012; Engber, 2013; Sumano, 2006).
12
Los efectos secundarios que ocasiona este tipo de fármaco se dan
principalmente por bloqueo en la síntesis de prostaglandinas, provocando
afecciones gastrointestinales debido a la participación que tienen la PGI1 y
PGE2 en el mantenimiento de la integridad de la barrera protectora de la
mucosa gástrica, daño renal ocasionado por una disminución del flujo
sanguíneo glomerular por la inhibición de la síntesis de prostaglandinas, daño
hepático principalmente porque es la vía de metabolismo de los AINES
asociado a daños oxidativos, y problemas hematológicos ya que se produce
una inhibición en la agregación plaquetaria por inhibición de la ciclooxigenasa,
lo que incrementa el riesgo de hemorragias gastrointestinales y otras
alteraciones de la hemostasia del organismo (Rioja, 2013; Maddison, 2004;
Vergara, 2016; García M. , 2004).
Se ha comprobado que carprofeno se puede utilizar por largos períodos de
tiempo como tratamiento del dolor crónico, usados solo o en combinación con
protectores de la mucosa gástrica como ranitidina, omeprazol, cimetidina,
entre otros. La ranitidina es un fármaco que se usa en el tratamiento y profilaxis
de úlceras gástricas, duodenales, gastritis erosiva canina inducida por drogas
o estrés, esofagitis, reflujo gastroduodenal o esofágico, condiciones
hipersecretoras asociadas a gastrinomas y mastocitosis sistémica, la cual
produce efectos sobre la motilidad gástrica, por lo que puede ser utilizada para
acelerar el vaciado gástrico y su administración se recomienda principalmente
como tratamiento de problemas de úlceras gástricas (Plumb, 2008).
Por tales motivos se plantea en el presente trabajo de investigación evaluar
los efectos de la administración combinada de carprofeno con ranitidina en
forma de tabletas ranuradas y saborizadas por 70 días en pacientes caninos
con patologías osteoarticulares crónicas, mediante la evaluación de la función
hepática y renal y mediante ecografía gástrica la visualización de posibles
inflamaciones del sistema gastrointestinal, para lo cual se realizaran
mediciones del espesor de la pared gástrica y movimientos peristálticos por
minutos para evaluación del sistema gastrointestinal, valores de ALT, AST,
13
ALP (fosfatasa alcalina) y BA (ácidos biliares) para determinar la integridad y
función hepática, y valores de urea, creatinina y UPC (Ratio proteína:creatinia)
para determinar la filtración glomerular de los pacientes, teniendo que se
realizaran las pruebas mencionadas al inicio y al final de la investigación para
poder comparar ambos valores y determinar si existen alteraciones después
de la administración del medicamento. Para el análisis estadístico de los
sistemas gastrointestinal, hepático y renal se utilizó la prueba de t de student
para datos relacionados y la prueba de wilcoxon; mientras que para el grado
de dolor se utilizó la prueba de chi2.
14
OBJETIVOS
Objetivo General
Evaluar los efectos gastrointestinales, hepáticos y renales de la administración
de la combinación de carprofeno y ranitidina en caninos por períodos
prolongados de tiempo.
Objetivos Específicos
• Determinar la presencia de alteraciones gastrointestinales en base a la
presencia o ausencia de signos como: anorexia, hiporexia, vómito o
diarrea; y mediante ecografía digestiva antes y después de la
administración del fármaco.
• Determinar si existen alteraciones hepáticas en base a los valores de ALT,
AST, FA y ácidos biliares en los animales en estudio
• Determinar si existen alteraciones renales en base a la medición de urea-
creatinina, urianálisis, y ratio proteína-creatinina.
• Medir los efectos sobre el manejo del dolor en base a la escala del dolor
crónico canino antes y después de la administración del fármaco.
HIPÓTESIS
H0: El uso prolongado de carprofeno y ranitidina en caninos no genera
alteraciones gastrointestinales, hepáticas o renales
H1: El uso prolongado de carprofeno y ranitidina en caninos genera
alteraciones gastrointestinales, hepáticas o renales.
H0: Después del uso de carprofeno y ranitidina en caninos no existieron
cambios con respecto al dolor crónico.
H1: Después del uso de carprofeno y ranitidina en caninos existieron cambios
con respecto al dolor crónico.
15
CAPITULO II
REVISION DE LITERATURA
ANTECEDENTES
1. DOLOR
La Asociación Internacional para el estudio del dolor lo define como “una
experiencia sensorial desagradable asociada o no a un daño potencial de los
tejidos”, cuyo diagnóstico es complicado debido a que su reconocimiento se
basa principalmente en los diferentes signos externos y cambios en el
comportamiento que se presentan en los animales, siendo su control de gran
importancia por razones humanitarias y éticas, pero principalmente para
mantener el bienestar animal y evitar consecuencias fisiopatológicas que
pueden derivarse de un estímulo doloroso como: estrés, automutilaciones,
inflamación, ansiedad, sensibilización neuronal, conductas compulsivas,
agresividad, dificultad en el proceso cicatricial, aumentando de esta manera la
morbilidad de los pacientes (véase Anexo 1) (Aigé, 2001; Zysman, 2012;
Otero, 2005).
Se considera que la progresión de dolor agudo a crónico se puede dar en tres
fases, dependiendo de la naturaleza o duración del estímulo que los provoca
(Fox, 2010).
• Procesamiento del dolor nociceptivo agudo (dolor fisiológico) para la
percepción del dolor.
• Al existir un estímulo nocivo intenso, provoca daño tisular e inflamación
periférica, lo que conlleva a un nuevo estado del sistema nervioso
central en el que existe una mayor excitabilidad, ocasionando en el
animal dolor espontáneo e hiperalgesia.
• Consecuencia de daño neurológico: se presenta con dolores
espontáneos o como una respuesta exagerada a estímulos nocivos
16
leves, y se caracteriza por la falta de correlación entre la lesión y el
dolor.
2. DOLOR CRÓNICO
El dolor crónico o no adaptativo es aquel que se presenta por tiempo
prolongado (mayor a 3 o 6 meses), manteniéndose después de que ha sanado
la lesión que lo pudo provocar o aparecer sin necesidad de que exista una
lesión previa, por lo que su tratamiento y evaluación son más complicados, sin
embargo, se debe tener en cuenta que el comportamiento de la mascota
puede servir como indicador de la presencia de dolor, especialmente si existe
una disminución de la función y movilidad, que puede ser señal de una
discapacidad progresiva. Se puede apreciar que existe presencia de dolor
crónico cuando la mascota tiene una disminución de su actividad física,
dificultad para pararse o mantenerse de pie, dificultad al caminar, saltar o subir
gradas o cambios en sus hábitos de micción o defecación (Zysman, 2012; Fox,
2014; Redondo, 2014; Epstein, 2015; Ko, 2013).
Generalmente el dolor crónico es ocasionado por condiciones como: cáncer
(osteosarcomas o metástasis óseas), otitis crónica, enfermedades articulares
degenerativas, enfermedad de disco intervertebral y osteoartritis, por lo que un
reconocimiento a tiempo y un tratamiento adecuado de este tipo de dolor y la
afecciones que lo provocan va a ayudar a mejorar su calidad de vida (Gaynor,
2015).
2.1. DOLOR CRÓNICO ASOCIADO A ENFERMEDADES ARTICULARES
Las enfermedades articulares en caninos se consideran progresivas y
debilitantes, asociadas a signos de dolor y restricción de la movilidad, razón
por la cual tienen una gran repercusión en su calidad de vida por las
limitaciones que esta representa, por lo que es de gran importancia determinar
inicialmente el grado de dolor que presenta el animal, y con esto evaluar y
determinar el mejor tratamiento para el paciente. Este tipo de enfermedad es
17
de curso lento, progresivo, inflamatorio y degenerativo, producido por un
desequilibrio en la síntesis y degeneración de los componentes del cartílago
articular, lo que va a producir una fricción aumentada e inflamación de la
articulación y consecuentemente una destrucción del cartílago articular,
remodelación del hueso subcondral, formación de osteofitos (espolones
óseos) y diferentes grados de sinovitis (Quiñonez, 2011; Peñuela, 2016; Mele,
2007; Nelson, 2014; Gaynor, 2015; Holloway, 2012).
Este tipo de enfermedad es multifactorial, teniendo entre las principales causas
la edad, sexo, predisposición genética, obesidad, exceso de actividad física,
envejecimiento, trauma osteoarticular, nivel de estrógenos, traumatismos
previos, enfermedad osteocondral, deformidades, entre otros. En las
articulaciones la mayoría de nociceptores presentes (véase Anexo 2) van a ser
activados normalmente por estímulos dolorosos no fisiológicos que pueden
causar daño a la estructura, presentando una sensibilidad mayor a estímulos
mecánicos (Fox, 2010; Peñuela, 2016).
2.1.1. Fisiopatología de la enfermedad articular degenerativa
La estructura normal de la articulación está formada por cartílago articular,
hueso subcondral, capa sinovial, cápsula articular y ligamentos y tendones de
soporte, brindando de esta manera un movimiento estable y distribución del
peso corporal al realizar diferentes actividades físicas. El cartílago articular
está conformado por condrocitos (5%) y una matriz extracelular (constituida en
su mayor parte por agua). La propiedad de los condrocitos es principalmente
la producción de colágeno y proteoglicanos que pueden modificarse por la
acción de enzimas degradativas, estos componentes se combinan para de
esta manera formar una especie de red que brindará soporte y rigidez al
momento de la compresión (Johnston, 2005).
Al existir una alteración en la relación del colágeno y los proteoglicanos, se
inician los primeros cambios para el desarrollo de la enfermedad articular,
estos condrocitos “heridos” van a producir mediadores inflamatorios como IL-
18
1, COX-2, PGE2, IL-1β, metaloproteinasa matriz (MMP-13), óxido nítrico
sintasa inducible (iNOS), factor nuclear kappa B (NF-kB) y TNF-α (también van
a afectar a los tejidos circundantes) los cuales estimulan la producción de
enzimas degradantes (metaloproteinasas y agrecanasas) que van a destruir
de una manera más rápida el colágeno y los proteoglicanos. Cuando existe
una pérdida de la estabilidad del colágeno, este va a disminuir su capacidad
para formar enlaces cruzados, y los proteoglicanos hidrófilos van a empezar a
absorber agua, resultando una hinchazón en el cartílago y como consecuencia
se va a producir una reducción de la resistencia articular a la tensión y
compresión. Mientras va progresando la enfermedad se produce una
fibrilación y formación de fisuras en la superficie del cartílago, va a existir un
proceso hipertrófico del hueso subcondral, aumento de la rigidez y
engrosamiento de la cápsula articular. Cuando ocurren estos cambios
progresivos en el hueso subcondral y la cápsula articular, se va a producir una
remodelación ósea con formación de osteofitos (presencia de un hueso nuevo
entre la cápsula articular y el hueso) como un intento de reparación del hueso
subcondral, pero que con el tiempo puede ocasionar daños más severos (Fox,
2017; Johnston, 2005; Peñuela, 2016).
El cartílago articular es el más involucrado en el proceso de desarrollo de una
enfermedad articular, siendo este considerado como marcador morfológico de
progresión de la enfermedad, con presencia de una pérdida gradual del
mismo. A pesar de esto, existen mecanismos de reparación dentro del
cartílago, sin embargo, se debe tener en cuenta que esta capacidad de
reparación puede disminuir con la edad (Houlton, 2006).
3. MANEJO DEL DOLOR CRÓNICO
El manejo del dolor crónico es muy importante en pequeñas especies debido
a que su presencia puede desencadenar otras alteraciones en la homeostasis
del organismo, teniendo que para su control pueden emplearse tratamientos
19
tanto farmacológicos como no farmacológicos y disminuyendo de esta manera
la percepción del dolor en los animales (Lascelles, 2016; Otero, 2005).
A pesar del sinnúmero de terapias no farmacológicas que se pueden emplear,
el tratamiento farmacológico sigue siendo la principal opción a emplearse para
el manejo del dolor crónico en enfermedades articulares debido al desarrollo
constante de compuestos eficaces con efectos secundarios mínimos.
(Peñuela, 2016; Morales, 2016).
La administración de un fármaco va a producir un efecto fisiológico en el
cuerpo, por lo que se los utiliza para tratamiento, cura o prevención de una
enfermedad. Existen diferentes familias de fármacos que se pueden utilizar
para el control del dolor (véase Anexo 3), los cuales deben ser elegidos
dependiendo de la afección que lo provoca, grado de dolor, entre otros (Fox,
2014).
4. ANTIINFLAMATORIOS NO ESTEROIDALES (AINE’s)
Los fármacos que conforman la familia de los AINE’s son los más utilizados en
medicina veterinaria, especialmente en pequeñas especies, como tratamiento
paliativo en enfermedades musculoesqueléticas por su efecto anti nociceptivo,
además tienen propiedades analgésicas, antiinflamatorias y antipiréticas,
siendo de esta manera los AINE’s el fármaco de elección de los médicos
veterinarios para el manejo del dolor, pero teniendo en cuenta que su
administración puede ocasionar irritaciones gastrointestinales, úlceras
gástricas, afecciones renales, y hepáticas dependiendo del medicamento que
se administre (Egger, 2014; Morales, 2016; Peñuela, 2016; Ezquerro, 2006).
4.1. Mecanismo de acción de los AINE’s
La acción de los AINE’s se debe principalmente a que éstos inhiben la síntesis
de prostaglandinas por bloqueo de la COX, especialmente la PGE2, la cual en
enfermedades articulares, interviene en la activación del nociceptor
disminuyendo el umbral, promueve la sinovitis en las articulaciones, aumenta
20
la formación de proteínas degradativas y la síntesis de la matriz cartilaginosa
a través de los condrocitos. Las PG también regulan funciones metabólicas
como la agregación plaquetaria, la integridad gastrointestinal y la función renal,
por lo que se debe tener precaución en el uso de AINE’s, manteniendo las
funciones del organismo en equilibrio y ayudando en el manejo del dolor (Fox,
2010; Engber, 2013).
La ciclooxigenasa puede ser estructural (COX-1), la cual actúa en funciones
organizativas como protección gástrica, coagulación sanguínea o
nefroprotección, por lo que su inhibición se considera responsable de la
mayoría de los efectos secundarios. Mientras que la COX-2 es de tipo
inflamatoria, y al inhibirse es la responsable de producir los efectos
terapéuticos del fármaco; teniendo que los AINE’s pueden clasificarse
dependiendo de su acción sobre la ciclooxigenasa (véase Anexo 4), siendo
afines a la COX-1, no selectivos, inhibidores de la COX-2 o selectivos para la
COX-2 (Morales, 2016; Welch, 2009).
Tabla 1. Principales AINE’s utilizados para el manejo del dolor crónico
FÁRMACO USO
Carprofeno Manejo del dolor crónico obteniendo resultados favorables
después de uso
Meloxicam Tratamiento de la inflamación y el dolor en enfermedades
osteomusculares
Firocoxib Tratamiento de osteoartritis (tratamientos a largo plazo), de
uso seguro en pacientes de alto riesgo
Fuente: (Peñuela, 2016)
4.2. Efectos adversos del uso de AINE’s
El índice de uso terapéutico de los AINE’s es estrecho, su administración
generalmente se asocia a diferentes efectos adversos a nivel gastrointestinal
(64%), con presencia de regurgitación hasta úlcera gástrica y perforación
21
gástrica (presencia de vómito); a nivel renal (21%) con aumento del BUN y la
creatinina; y a nivel hepático (14%) provocando daño hepatocelular e
insuficiencia hepática (véase Anexo 5). Sin embargo, también pueden verse
afectados otros sistemas como la coagulación y hematopoyética (dependiendo
de la acción de cada AINE) (Egger, 2014; Fox, 2010).
5. CARPROFENO
El carprofeno pertenece a la familia del ácido arilpropiónico, y ejerce su acción
selectivamente sobre la COX-2, puede producir inhibición de la fosfolipasa A2
que es la responsable de la secreción de ácido araquidónico e inhibe la
producción de prostaglandinas. Generalmente se lo utiliza en caninos por su
efecto analgésico para el tratamiento del dolor agudo y crónico, como terapia
en el postoperatorio, y por su acción antiinflamatoria y analgésica en dolores
articulares, teniendo un efecto benéfico al reducir la progresión de
enfermedades articulares degenerativas al ejercer su efecto directamente
sobre el cartílago y la estructura ósea subcondral (Engber, 2013; Morales,
2016; Egger, 2014; Grimm, 2013; Papich, 2016).
5.1. Mecanismo de acción
El mecanismo de acción del carprofeno no es completamente conocido, sin
embargo, está demostrado que ejerce su acción inhibiendo la ciclooxigenasa,
siendo más selectivo para la ciclooxigenasa 2 (COX-2) que para COX 1 (véase
anexo 6), que es la encargada de producir las prostaglandinas pro-
inflamatorias y produce inhibición de la fosfolipasa A2 que es la encargada de
la liberación del ácido araquidónico (Neal, 2008; Roedel, 2004).
5.2. Farmacocinética
Al ser administrado por vía oral tiene una biodisponibilidad aproximada en
caninos del 90%, alcanzando una concentración máxima en el organismo de
22
1 a 3 horas después de su administración, posee alta capacidad de unión a
las proteínas plasmáticas, por lo que penetra en mayor cantidad en tejidos
inflamados que en tejidos sanos, posee un volumen de distribución de 0,12-
0,22 L/Kg. Su metabolismo ocurre principalmente en el hígado con procesos
de glucoronidación y oxidación, y su excreción se realiza aproximadamente
70-80% por las heces y 10-20% por orina; y su vida media de eliminación en
caninos se da aproximadamente de 13-18 horas (Sumano, 2006; Plumb, 2008;
Botana, 2002; Hsu, 2008).
5.3. Dosificación
Carprofeno se utiliza como tratamiento perioperatorio de cirugías en tejidos
blandos y ortopédicas con dosis de 2,2 mg/Kg/12 horas VO o 4,4mg/Kg/24
horas VO, administrándose 12 horas antes del procedimiento quirúrgico
proporcionando analgesia por más de 12 horas (postoperatorio), también se
utiliza para el control del dolor asociado a enfermedades degenerativas
articulares (dolor crónico) con dosis de 2,2 mg/Kg/12 horas VO o 4,4mg/Kg/24
horas VO por períodos prolongados de tiempo (puede utilizarse conjuntamente
con un protector gástrico) (Engber, 2013; Neal, 2008; Sumano, 2006).
5.4. Efectos adversos
El uso de carprofeno produce diferentes efectos adversos en el organismo de
los animales, siendo su presentación poco común, sin embargo, estos pueden
ocurrir. En caninos puede producir efectos principalmente a nivel
gastrointestinal, y secundariamente efectos a nivel renal, hepático o
hematológico. Se pueden presentar los diferentes efectos adversos
dependiendo de la susceptibilidad de cada paciente, pero se debe tener muy
en cuenta que su uso está contraindicado en animales con trastornos
hematológicos (Engber, 2013; Holloway, 2012; Laforé, 2006; Plumb, 2008).
23
Tabla 2. Principales efectos adversos de carprofeno
EFECTOS EFECTO
Gastrointestinales Efecto sobre la mucosa gástrica por
bloqueo de la síntesis de PG.
Hepáticos Alteración en la autorregulación renal por
inhibición de las PG
Renales Hepatotoxicidad por generación
metabolitos reactivos que haptenizan
proteínas (respuesta inmunológica en el
hígado)
Fuente: La autora
5.4.1. Efectos gastrointestinales
Carprofeno produce un bloqueo en la síntesis de prostaglandinas (PGI1 y
PGE2), las cuales intervienen en el mantenimiento de la integridad de la
barrera protectora de la mucosa gástrica, produce una reducción de su
propiedad como agentes reductores de la acidez, reducción del contenido de
pepsina en las secreciones gástricas, reducción de la producción de moco
intestinal y del estómago, entre otros, razones por las cuales entre los efectos
secundarios más frecuentes ocasionados por el uso de carprofeno se
encuentran vómitos, anorexia, diarreas, letargia, depresión, tensión
abdominal, úlceras e irritaciones gastrointestinales (véase Anexo 7) (Merck,
2007; Rioja, 2013; Maddison, 2008).
Uno de los métodos menos invasivos y rápidos de diagnóstico de las
alteraciones de la mucosa gástrica, es el uso de ecografía gastrointestinal, con
el cual se puede valorar el grosor de la pared que puede variar de 3 - 5 mm
(sin variaciones en relación al tamaño y al peso), integridad de las capas,
estratificación de las capas y actividad peristáltica (4 - 5 contracciones por
minuto); también se puede visualizar los pliegues del estómago cuando éste
24
está vacío, así como el tipo de contenido presente (líquido, alimenticio,
mucoso, gas). Cuando existen lesiones inflamatorias en la pared gástrica va a
producirse un aumento del grosor de la pared, engrosamiento de los pliegues
gástricos, aumento o disminución de la actividad peristáltica, y cambios en la
estructura y estratificación de las capas; con estos hallazgos se puede realizar
una correcta interpretación de los cambios ecográficos encontrados
permitiendo establecer un diagnóstico adecuado (Fominaya, 2015; Díez N. G.,
2004; Pennick, 2015; Keally, 2011; Mattoon, 2015).
Figura 1. Imagen de ecografía gastrointestinal normal de paciente canino
A. Valoración del grosor de la pared del estómago (2,9 mm) que se encuentra dentro de los rangos normales (3 - 5mm). B. Diferenciación de las capas mucosa y submucosa con sus respectivas mediciones (2,5 mm y 1,9mm).
Fuente: La autora
5.4.2. Efectos renales
Carprofeno produce una supresión en la producción de prostaglandinas, las
cuales trabajan conjuntamente con las catecolaminas y son las encargadas
regular tanto el flujo sanguíneo renal cuando existe disminución de la presión
arterial sistémica o volumen sanguíneo circulante, como la filtración
glomerular; también tienen un rol importante constitutivo la COX-1 y COX-2 en
el mantenimiento de la perfusión renal (véase Anexo 8), por lo que su uso
A B
25
puede ocasionar una alteración en la autorregulación y producir un isquemia
renal, insuficiencia renal aguda, exacerbación aguda de insuficiencia renal
crónica y necrosis papilar renal. Se sugiere que para una evaluación renal
completa se debe tener en cuenta los valores de nitrógeno ureico y creatinina
en sangre, adicionalmente análisis de orina para determinar si existe alguna
alteración física, química o microscópica y medición de la proporción
proteína:creatinina (Fox, 2010; Gaynor, 2015; Egger, 2014; Fox, 2014).
5.4.3. Efectos Hepáticos
Existe evidencia que se pueden producir alteraciones hepáticas asociadas al
uso de carprofeno, especialmente una toxicosis hepática, siendo considerada
idiosincrática (dosis-independiente) e intrínseca (dosis-dependiente) donde
depende de la susceptibilidad de cada paciente (presencia de polimorfismos
genéticos en las enzimas de activación y desintoxicación), teniendo que el
aparecimiento de cualquier hepatopatía se ha observado con mayor frecuencia
a partir de la tercera semana de una administración continua del fármaco, pero
su aparecimiento no es muy común. Se desconoce el mecanismo exacto del
desarrollo de una alteración hepática, sin embargo se relaciona el
aparecimiento de hepatotoxicidad con el consumo de carprofeno ya que a
partir de su administración se generan metabolitos reactivos acil-glucurónidos
que se pueden unir covalentemente y haptenizar proteínas de hepatocitos,
promoviendo así una respuesta inmunológica en el hígado (ataque
inmunomediado) (Peterson, 2013; Maddison, 2008; Egger, 2014).
Con la presencia de las hepatopatías se ve afectada la actividad sérica con un
aumento de las enzimas hepáticas ALT, AST, ALP y aumento de la bilirrubina,
con presencia de signos como letargia, ictericia, vómito, pérdida de peso y
encefalopatía hepática (Gaynor, 2015).
Después de la administración de carprofeno el efecto adverso que más se
presenta, por su efecto inhibitorio de las prostaglandinas, se da nivel
26
gastrointestinal, por lo que se recomienda utilizar fármacos protectores de la
mucosa gástrica para evitar complicaciones con su administración (Fox, 2014).
6. FÁRMACOS PROTECTORES DE LA MUCOSA GÁSTRICA
La administración de este tipo de fármacos tiene como objetivo la disminución
de la acidez gástrica, lo que evita que exista un mayor daño de la mucosa
gastrointestinal producida por la acción de diversos agentes, y ayudando en la
reparación de las úlceras. Entre los principales fármacos utilizados se tiene
cimetidina, ranitidina, omeprazol y misoprostol (véase Anexo 9) (Schaer, 2010;
Fox, 2010)
6.1. RANITIDINA
La ranitidina es un fármaco protector de la mucosa gástrica que actúa
inhibiendo de forma competitiva a la histamina y su interacción los receptores
H2, esta unión del fármaco y los receptores H2 va a producir una reducción de
la liberación de ácido gástrico, con lo que también se produce una disminución
de la secreción de pepsina y vasopresina y posee un efecto procinético por
estimulación de los receptores locales muscarínicos de acetilcolina (Sumano,
2006; Ramsey, 2017).
Se indica el uso de ranitidina para el manejo de úlceras gástricas y duodenales,
gastritis erosiva o relacionada con fármacos, condiciones hipersecretoras,
entre otras afecciones gastrointestinales siendo administrada en dosis de
2mg/kg/12 horas por vía oral intravenosa o intramuscular. Posee una
biodisponibilidad de aproximadamente 81% cuando es administrado por vía
oral con una vida media de 2,2 horas, siendo metabolizada por el hígado por
medio de metabolitos inactivos y su excreción por vía renal mediante filtración
glomerular y secreción tubular. No se conocen efectos adversos si es
administrado en las dosis indicadas, habiendo raras ocasiones en los que se
apreció agranulocitosis después de su uso (Hsu, 2008; Plumb, 2008; Riviere,
2013).
27
CAPÍTULO III
METODOLOGÍA DE LA INVESTIGACIÓN
Métodos
1. Área de estudio
La presente investigación se realizó en la CLÍNICA VETERINARIA DE LA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA de la Universidad
Central del Ecuador, ubicada en la provincia de Pichincha, cantón Quito, cuyas
coordenadas son 0°11'53.8"S 78°30'22.5"W.
Figura 2. Ubicación de la Clínica Veterinaria de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia
Fuente: Google Maps (2018)
2. Población objeto de estudio
La población objeto de estudio estuvo constituida por 12 caninos que
presentaron enfermedades articulares degenerativas. Las variables a estudiar
son los efectos del uso de la combinación de carprofeno y ranitidina después
de 70 días de su administración.
28
3. Tipo de investigación y diseño
Estudio experimental
4. Factores de estudio- definición de variables
4.1. VARIABLE DEPENDIENTE
CONCEPTO CATEGORÍA INDICADOR ITEMS TÉCNICA
Administración
de carprofeno
y ranitidina
Día 0 Inicio del
estudio
Administración del fármaco
al inicio del estudio Investigación
directa Día 70 Final del
estudio
Administración del fármaco
hasta el final del estudio
Fuente: La autora
4.2. VARIABLE INDEPENDIENTE
CONCEPTO CATEGORÍA INDICADOR ITEMS TÉCNICA
Animales en
experimentación
Evaluación del
sistema
gastrointestinal
Espesor de
la mucosa
gástrica
Ecografía digestiva Ecografía
Función Renal Filtración
glomerular
Urea-creatinina Uroanálisis
Espectrofotometría
Uroanálisis
Ratio proteína-
creatinina
Función
hepática
Integridad y
función
hepática
AST Química húmeda
Espectrofotometría
ALT
FA -GGT
Ácidos biliares
Manejo del
dolor
Grado de
dolor y
calidad de
vida
Escala del dolor
crónico canino de la
Universidad Estatal
de Colorado
Observación
clínica
Fuente: La autora
29
5. Medición de variables y procedimientos
La medición de las variables de los sistemas gastrointestinales, hepáticos y
renales se realizaron al inicio (día 0) y al final (día 70) de la investigación y
adicionalmente la evaluación del grado de dolor se realizó cada 15 días a partir
de la fecha de inicio de la investigación.
6. Estandarización
El presente estudio estuvo conformado por 12 caninos sin distinción de sexo
o raza, que presentaron enfermedades articulares degenerativas con
diferentes grados de dolor y fue necesario la administración de un tratamiento
farmacológico.
6.1. Criterios de inclusión y exclusión
POBLACIÓN
CRITERIOS Inclusión Exclusión
Caninos que presenten dolor articular,
claudicación, cambios radiográficos
(esclerosis, remodelación, osteofitos),
displasia de codo, displasia de cadera,
ruptura de ligamento cruzado no
tratado, enfermedad de disco
intervertebral (con evaluación previa).
Caninos que se encuentren
sanos, pacientes con
enfermedades previas.
POBLACIÓN 12 Caninos
Fuente: La autora
7. Manejo de datos
A la llegada del paciente, se procedió a la toma de datos informativos de los
pacientes en estudio, llenando las hojas de identificación correspondiente con
datos como: nombre, propietario, edad, raza, sexo, constantes fisiológicas,
30
patología presente y radiografía para determinar la afección (véase anexo 11).
También se realizó la medición del grado de dolor inicial y final según la escala
de dolor crónico del centro médico veterinario de la Universidad estatal de
Colorado (véase Anexo 10), con intervalos de 15 días para conocer la
evolución del dolor crónico durante la investigación (Anexo 14).
Para los sistemas gástrico, renal y hepático se elaboró una hoja de cálculo
donde se registraron los valores iniciales y finales (día 0 – día 70) de las
variables a medir (véase Anexo 12 y Anexo 13).
8. Análisis estadístico
Para el análisis estadístico de la presente investigación, primero se utilizó la
prueba de Shapiro-Wilk para determinar la normalidad de los datos,
dependiendo de estos resultados se puede determinar el uso de la prueba de
t de student de datos relacionados o la prueba de Wilconox para realizar una
comparación entre las variables al inicio (día 0) y al final (día 70) del estudio,
para estas pruebas se tomaron en cuenta valores de ALT, AST, FA, ácidos
biliares, urea, creatinina, densidad urinaria, ratio proteína-creatinina, espesor
de la mucosa gástrica y movimientos peristálticos. Mientras que para
determinar la relación entre la administración del fármaco y la escala del dolor
al inicio y al final de la investigación se utilizó la prueba de chi 2.
9. Técnicas de recolección de la información
9.1. Toma de información de campo
Para la realización de la presente investigación, se seleccionó caninos que
presenten enfermedades articulares degenerativas con diferentes grados de
dolor, sin distinción de sexo y raza, teniendo una población total de 12 caninos
que deberán cumplir con las características descritas anteriormente para
formar parte del estudio.
31
a) Toma de datos
Primero se procede la toma de datos por medio de las hojas de identificación
de los pacientes (véase Anexo 16), donde se obtendrá datos como: nombre,
sexo, raza, peso, edad, constantes fisiológicas (frecuencia cardíaca,
frecuencia respiratoria, temperatura), vacunas, desparasitaciones, otras
medicaciones, presencia de enfermedad articular y distribución de las
afecciones.
Para determinación de la enfermedad articular se realizó estudios radiológicos,
determinando la existencia de afecciones, se realizó un examen ortopédico
para determinar el grado de flexión y extensión de la extremidad afectada.
Teniendo que los pacientes presentaron enfermedades como: displasia
crónica de cadera, desgaste del espacio articular de la articulación
coxofemoral, discoespondilosis, presencia de osteofitos, disminución del
espacio articular en rodilla, claudicación por formación de callo óseo por
presencia de fractura no tratada, disminución del espacio intervertebral en
diferentes segmentos y fusión ósea del segmento sacro (véase Anexo 15).
b) Determinación del grado de dolor
Posteriormente se realizó la identificación del grado del dolor inicial de los
caninos en estudio mediante la escala del dolor crónico canino del Centro de
Medicina Veterinaria de la Universidad Estatal de Colorado (véase Anexo 10),
donde se evalúan tres aspectos: psicológico y conductual, postura y respuesta
a la palpación y se detalla las diferentes características que se pueden
presentar en los caninos desde un grado de dolor 0 hasta 4.
* Nota: la medición del grado de dolor se realizó individualmente a cada canino
cada 15 días hasta finalizar el estudio, determinando la evolución del dolor
crónico de estos durante el período de administración del fármaco (véase
Anexo 14).
32
c) Toma de muestras de sangre
Se realizó la toma de muestras de sangre de los caninos en estudio de la vena
cefálica o yugular, teniendo en cuenta los siguientes pasos a seguir:
• Sujeción adecuada del canino.
• Preparación de la zona que se va a realizar la punción asépticamente.
• Se realizó la venopunción introduciendo la jeringa con el bisel hacia
arriba en un ángulo de 45° sobre la vena cefálica que se encuentra
sobresaltada por la presión del torniquete realizado.
• Luego se procedió recolección de la muestra en un tubo sin
anticoagulante para obtención de suero.
• Se dejó reposar la muestra de 15 a 20 minutos para luego centrifugar
(3000 rpm/10 min), con una jeringuilla estéril y se obtuvo el suero, el
cuál fue traspaso a nuevo tubo tapa roja (1ml) correctamente rotulado
para su trasporte al laboratorio para su análisis.
En el laboratorio se realizaron exámenes para la determinación de los valores
iniciales de las enzimas hepáticas AST, ALT, FA, ácidos biliares para
evaluación de la funcionalidad e integridad hepática, y de urea y creatinina
para evaluación de la función renal.
d) Toma de muestras de orina
Para obtención de orina se realizó por medio de cistocentesis guiada por
ecógrafo, obteniendo de esta manera una muestra significativa para su
análisis.
• Primero se realizó el rasurado del área que se va a realizar la punción.
• Se desinfectó el área para evitar cualquier posible contaminación
externa.
• Con el ecógrafo se determinó la ubicación y tamaño de la vejiga para
poder tener una punción exacta de la misma.
33
• Se realizó la punción de la vejiga y se extrajo la muestra de orina
correspondiente.
Se extrajeron aproximadamente 5 ml de muestra de orina que posteriormente
fueron rotulados y transportados al laboratorio, donde se realizaron pruebas
para determinar los valores iniciales de EMO y ratio proteína creatinina (UPC)
para determinación de la función renal.
e) Ecografía digestiva
La ecografía digestiva permite evaluar el sistema gastrointestinal, para esto se
tomaron en cuenta datos de espesor de la mucosa gástrica, así como también
los movimientos peristálticos.
Para la realización del examen ecográfico, el paciente estuvo en ayunas por
12 horas para una mejor visualización del estómago, dando a tomar agua 10
minutos antes de realizar el examen.
• Se rasuró el área desde el apéndice xifoides del esternón hacia caudal
y hasta el nivel de las costillas.
• Con el ecógrafo se visualizó las estructuras identificando el estómago,
así como sus capas (mucosa, submucosa, muscular y serosa), se
congeló la imagen para poder realizar la medición del grosor de la pared
(normal 0.3 – 0.5 cm).
• Se procedió a tomar los movimientos peristálticos en un minuto (4-5
movimientos /minuto).
• Con esta técnica se puede determinar en la visualización del espesor
de la mucosa gástrica y duodenal, presencia de cambios asociados a
inflamación.
Una vez determinado el estado fisiológico inicial de los caninos en estudio, se
realizó la administración del fármaco por 70 días, cada 12 horas (sin alimento),
con dosis de carprofeno de 2,2 mg/kg y 2 mg/Kg de ranitidina.
34
Luego de cumplido el tiempo de administración (70 días) se realizaron
nuevamente los exámenes descritos anteriormente para determinar el estado
final de los caninos en estudio (sistema gastrointestinal, funcionalidad e
integridad hepática y funcionalidad renal), de esta manera se pudo realizar una
comparación con los valores obtenidos del estado inicial de cada paciente y
determinar si es que existió alguna alteración en los mismos.
f) Seguimiento de la administración de Carprofeno y ranitidina
De acuerdo con las técnicas descritas anteriormente, se realizó el seguimiento
de la investigación con las siguientes actividades e intervalos de tiempo:
DIAS ACTIVIDAD
0 Toma de datos (anamnesis).
Determinación del grado de dolor crónico.
Determinación de la presencia de enfermedad articular
degenerativa.
Estudio radiográfico.
Toma y procesamiento de muestras de sangre.
Toma de muestras de orina.
Ecografía digestiva.
Transporte de las muestras al laboratorio.
+1 Administración de Medicación Carprofeno y ranitidina.
+15 Evaluación del grado de dolor crónico
+30 Evaluación del grado de dolor crónico
+45 Evaluación del grado de dolor crónico
+60 Evaluación del grado de dolor crónico
+70 Evaluación del grado de dolor crónico
Toma y procesamiento de muestras de sangre.
Toma de muestras de orina.
Ecografía digestiva.
Transporte de las muestras al laboratorio.
Fuente: La autora
35
9.2. Toma de información de laboratorio
Para la realización de los exámenes de química sanguínea, primero se realizó
la extracción de suero sanguíneo por centrifugación de la sangre obtenida de
cada paciente. Se dejó reposar la muestra de 15 a 20 minutos para luego
centrifugar (3000 rpm/10 min), con una jeringuilla estéril se traspasó el suero
obtenido a un nuevo tubo tapa roja (1ml) correctamente rotulado para su
trasporte al laboratorio para su análisis.
Técnica Mammalian liver profile
Para la determinación de los valores de ALT, ALP, GGT y BA se utilizó un rotor
hepático de la prueba mammalian liver profile (VetScan), la cual consiste en la
utilización de reactivos secos y líquidos para proporcionar determinaciones
cuantitativas in vitro. Cada rotor contiene perlas reactivas específicas para la
prueba seca. En cada rotor se incluye un reactivo en blanco de muestra en
seco (compuesto de tampón, surfactantes, excipientes y conservantes) para
calcular las concentraciones de los compuestos.
Se abre la bolsa de aluminio sellada y se retira el rotor teniendo cuidado de no
tocar el anillo de código de barras ubicado en la parte superior del rotor de
reactivo, teniendo en cuenta que el rotor abierto debe usarse máximo 20
minutos después de ser abierto, obteniendo resultados en 14 minutos iniciado
el test.
El tamaño de muestra mínimo requerido es 100 μL de sangre total
heparinizada, plasma heparinizado, suero o control.
36
Tabla 3. Valores de referencia para los parámetros del Mammalian liver
profile
Enzimas Rango Unidades
ALT 0 - 70 UI/L
ALP 55 - 189 UI/L
GGT 0 - 7 UI/L
Ácidos biliares 0 - 25 umol/L
Fuente: (Somalí, 2018)
Química sanguínea
Para la determinación de AST, urea y creatinina se utilizó el analizador de
bioquímica húmeda URIT 880 vet.
• Se selecciona el parámetro a medir.
• Posteriormente se realiza la aspiración de agua destilada para
calibración del equipo.
• Se coloca en un tubo la solución re-agente del parámetro a evaluar y se
adiciona la muestra (suero).
• Se deja reposar la muestra a temperatura ambiente.
• Se realiza la aspiración de la muestra.
• Se imprimen los resultados y se pasan a la hoja final de resultados.
Tabla 4. Valores de referencia del análisis de química sanguínea
Química sanguínea
Componente Valores referenciales
Urea 20 – 40 ó 50 mg/dL
Creatinina 0,6 - 2,0 mg/dL
AST 12 – 60 UI/L
Fuente: (Innovalive, 2018)
37
Análisis de orina
Para el examen EMO se utilizaron métodos físicos para la determinación de
volumen, color, transparencia, olor y concentración de solutos; químicos para
la determinación de bilirrubina, sangre, glucosa, cetonas, pH, proteína,
urobilinógeno, nitritos, y leucocitos; y microscópicos para evaluación de
sedimento urinario como células, cristales, lípidos y esperma.
• La densidad urinaria se determinó por medio del refractómetro, se
colocó una gota de orina en el mismo y se realizó la lectura.
• Para la medición de analitos urinarios se utilizó una tira reactiva, se la
sumerge en la orina a analizar y se evaluaron los cambios de color de
la misma para cada analito.
• UPC se determina dividiendo la concentración de proteína sobre la
concentración de creatinina UP (mg/dL) / UC (mg/dL).
Tabla 5. Valores referenciales de los parámetros tomados en cuenta en
el urianálisis
Urianálisis
pH 5,5 - 8,0
Densidad urinaria 1,015 - 1,045
UPC < 0,5
Fuente: (Innovalive, 2018)
38
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los resultados de los efectos gastrointestinales hepáticos y renales del uso de
carprofeno y ranitidina en caninos para el manejo del dolor crónico en caninos
se presentan a continuación en consideración a las variables en estudio.
• Gastrointestinal
Figura 3. Valores del espesor de la mucosa gástrica (cm) y movimientos
peristálticos de los pacientes antes y después de la administración del
medicamento
Fuente: La autora
39
Tabla 6. Registro de signos clínicos durante el tiempo de administración
de carprofeno y ranitidina
Fuente: La autora
En el sistema gastrointestinal se pudo observar que después de la
administración del fármaco existió un leve aumento tanto del espesor de la
mucosa gástrica como de los movimientos peristálticos de los pacientes
(véase Figura 3), sin embargo, los valores obtenidos se encuentran dentro del
rango considerado como normal (de 4 – 5 movimientos peristálticos/minuto y
0,3 – 0,5 cm espesor de la pared) (Gadwin, 2014; Larson, 2009; Malancus,
2017). Se detectó un animal que presentó más de 5 movimientos peristálticos
por minuto, pero el espesor de la pared se encuentra dentro del rango normal
y no se presentaron signos clínicos evidenciables (véase Tabla 6), teniendo
en cuenta que puede existir un leve aumento de los movimientos peristálticos
cuando se administra agua previo al examen (Díez N. , 2002). Se considera
que pudo existir un aumento en la medición del espesor de la mucosa debido
a que el método ecográfico es operador dependiente, y esto pudo influenciar
en los cambios de la medición de la pared (Hagiu, 2007; García D. F., 2012),
este parámetro es considerado como la forma indicativa de la presencia de
cambios inflamatorios cuando existe un espesor mayor de 0,6cm y signos
clínicos asociados (Pal, 2015). La administración de carprofeno se puede
asociar con el aparecimiento de procesos inflamatorios en el sistema
gastrointestinal (Hicks, 2011), por lo que se recomienda su uso conjuntamente
con fármacos protectores de la mucosa gástrica (Szweda, 2014).
Si No Si No
15 0 12 0 12
30 0 12 0 12
45 0 12 0 12
60 0 12 0 12
TOTAL % 0 100% 0 100%
Vómito DiarreaDía
40
Tabla 7. Resultados estadísticos de la prueba t de student para el sistema gastrointestinal
Fuente: La autora
Para el análisis estadístico se utilizó el método de t de student, en el cual se
comparan los valores de los movimientos peristálticos/minuto antes y después
de la administración del fármaco (véase Anexo 16) obteniendo un valor de
variación de 0,8 movimientos con diferencia estadísticamente significativa de
0,000, mientras que para el espesor de la pared gastrointestinal se obtuvo un
valor de variación de 0,02 mm un valor p 0,003 (véase Tabla 7). Aunque los
valores descritos anteriormente son de significancia estadística debido a la
presencia de alteraciones en los parámetros medidos no asociadas con el
fármaco, se debe tener en cuenta que ninguno de los animales se encuentra
fuera del rango referencial y tampoco presentaron signos clínicos que
evidencien que existió alguna alteración gastrointestinal (Keally, 2011).
Parámetro Media Significancia Prueba
Movimiento 70 -
Movimiento 00,833 0,000 t de student
Espesor 70 -
Espesor 00,0225 0,003 t de student
41
• Función renal
Figura 4. Valores de Urea (mg/dL) y Creatinina (mg/dL) de los pacientes antes y después de la administración del medicamento
Fuente: La autora
Figura 5. Valores de UPC, pH y densidad de orina de los pacientes al inicio y al final de la investigación
Fuente: La autora
42
Para la determinación de la tasa de filtración glomerular se toman en cuenta
los valores de urea y creatinina que son considerados indicadores indirectos,
teniendo en cuenta que la creatinina tiende a estar elevada en razas grandes
y en animales musculados, sin que esto sea determinante de la presencia de
un deterioro de la función renal. La urea por otro lado puede afectarse por
mecanismos extra-renales como deshidratación, dieta hiperprotéica, estados
de inanición, entre otros, por lo que un valor aumentado de esta por sí sola no
es indicativo de la presencia de una alteración renal. Para la determinación de
una alteración renal se realiza un análisis en conjunto de los valores de urea y
creatinina y adicionalmente se evalúa presencia de proteinuria como
confirmación de patologías renales (Cortadellas, 2012; Barrera, 2007; Pinilla,
2018).
En los datos descritos en la Figura 4 y Figura 5 se puede observar que existió
un leve aumento de los valores de los parámetros analizados al día 70,
teniendo 2 pacientes con posibles alteraciones renales, los cuales se van a
analizar individualmente.
El paciente 6 presenta un leve incremento sobre el límite superior de los
valores de creatinina, urea en valores normales y leve aumento del UPC, este
último nos indica la presencia de una proteinuria postrenal ya que en los
resultados se evidenció sedimento urinario activo, con presencia de células
inflamatorias, escamosas y bacterias escasas (Cortadellas, 2012). Con esto
se puede considerar los resultados del paciente 6 dentro de los rangos
normales, tomando en cuenta los datos clínicos obtenidos como peso,
actividad física y masa muscular, con presencia de alteraciones extrarrenales
no asociadas a la administración del fármaco (Ulleberg, 2011; Báez, 2014).
El paciente 10 antes de la administración del medicamento presentó azotemia,
teniendo que al final del estudio se obtuvieron valores aumentados de urea y
creatinina posiblemente asociada a la administración del fármaco, por lo que
43
se recomienda en casos de animales que presenten una posible afección renal
y sea necesario la administración del medicamento, disminuir tiempo de
administración del mismo (O’Neill, 2013; Ross, 2008; Lomas, 2015).
(Budsberg, 2018) menciona en su estudio que el uso de tramadol como
fármaco para el tratamiento del dolor y disfunción articular en perros con
osteoartritis crónica no produce beneficios clínicos en comparación a perros
tratados con carprofeno en los cuales se tuvo una mejoría significativa
después de su administración, tomándose estos resultados como referencia
en el caso del paciente 10 para su inclusión en el estudio ya que presentaba
un grado de dolor elevado y era necesaria la administración de un tratamiento
farmacológico (Budsberg, 2018).
Tabla 8. Pacientes que presentaron alteración de la función renal
Para el análisis de la función renal se tomaron en cuenta los datos obtenidos de urea,
creatinina y UPC, analizados en conjunto. Fuente: La autora
Con los datos descritos en la Tabla 8 se puede observar que se presentó una
tasa baja de alteración de la filtración glomerular por la administración de
carprofeno (Raekallio, 2006), teniendo que 1 paciente de 12 presentó una
alteración de los valores iniciales de urea, creatinina y UPC.
Tabla 9. Análisis estadístico para la función renal
Fuente: La autora
Si No TOTAL
Número 1 11 12
Porcentaje 8,3 91,7 100
Pacientes con alteración renal
Parámetro Media Significancia Prueba
Urea 70 - Urea 0 13,51 0,028 Wilcoxon
Creatinina 70 -
Creatinina 00,11 0,114 t de student
UPC 70 - UPC 0 0,12 0,185 Wilcoxon
44
En el análisis estadístico de la función renal se obtuvo que para los valores de
urea, creatinina y UPC existe un nivel de significancia de 0,028, 0,144 y 0,185
respectivamente (véase Anexo 18). Con estos valores se puede concluir que
clínicamente del total de animales en estudio, solo 1 paciente presentó
alteración de la función renal agravada por la administración del fármaco,
mientras que el resto de los pacientes presentaron los valores de los
parámetros analizados dentro del rango normal, lo que determina que no
existió afección del sistema renal al final de la investigación.
• Hepáticos Figura 6. Valores de GGT (UI/L) y ALT (UI/L) para la determinación de la integridad hepática
Fuente: La autora
45
Figura 7. Valores de ALP (UI/L) y AST (UI/L) para la determinación de la integridad hepática
Fuente: La autora
Figura 8. Valores de BA (umol/L) para la determinación de la función hepática de los pacientes antes y después de la administración del medicamento
Fuente: La autora
46
En el sistema hepático se evalúan los datos para integridad hepática (ALT,
AST, FA y GGT) y para función hepática BA (Ruilova, 2015), comparando los
valores obtenidos al día 0 con el día 70 (véase Figura 6, Figura 7 y Figura 8),
con lo cual se puede observar existen leves aumentos de los valores iniciales,
pero se encuentran dentro del rango normal, por lo que se considera que no
existe una alteración hepática asociada a la administración del fármaco
(Raekallio, 2006). Un aumento de ALT y ALP es considerado significante
cuando éstas alcanzan niveles de 2 a 3 veces del rango normal, mientras que
para AST existe evidencia que es una enzima poco específica para determinar
una disfunción hepática ya que, al igual que GGT, se encuentra formando
parte de otros tejidos; con esto se puede establecer que un aumento de una
enzima hepática por sí sola no se debe utilizar como diagnóstico (Ortiz, 2017).
Para una interpretación correcta de la existencia de alteraciones hepáticas se
debe realizar una evaluación integrada de los hallazgos clínicos y de
laboratorio (Alvarez, 2009), teniendo en cuenta que los indicadores de
enfermedades hepatobiliares más específicos son las enzimas hepáticas y
ácidos biliares, siendo este último considerado como un método sensible para
la determinación de una disfunción hepática cuando existe una concentración
elevada (Dirksen, 2017; Apalkova, 2012; Altamirano, 2014).
Tabla 10. Análisis estadístico para determinar la función e integridad hepática
Fuente: La autora
Parámetro Media Significancia Prueba
ALT 70 - ALT 0 7,5 0,210 t de student
AST 70 - AST 0 0,58 0,857 t de student
ALP 70 - ALP 0 2,75 0,306 Wilcoxon
GGT 70 - GGT 0 -0,5 0,892 Wilcoxon
BA 70 - BA 0 -0,08 0,655 Wilcoxon
47
En el análisis estadístico se obtuvo que, para los valores de ALT, AST, ALP,
GGT y BA, no existieron diferencias estadísticamente significativas (0,210,
0,857, 0,306, 0,892, 0,655 respectivamente) (véase Anexo 19), teniendo por
tanto que no se producen alteraciones estructurales o funcionales del sistema
hepático después de la administración del fármaco (Autefage, 2007).
• Manejo del dolor
Tabla 11. Comparación de los valores obtenidos del grado de dolor al día 0 y al día 70.
Fuente: La autora
Para la evaluación del dolor crónico se tomaron en cuenta 3 parámetros:
comportamiento psicológico y conductual, postura y respuesta a la palpación
desde un grado de dolor 0 hasta 4, según indica la escala del dolor crónico del
Centro de medicina veterinaria de la Universidad estatal de Colorado (véase
anexo 10) (Gaynor, 2015). Con los datos obtenidos se pudo observar que
existió una disminución del grado de dolor crónico en todos los pacientes,
teniendo que se obtuvieron puntajes finales del dolor entre 0 y 0,25 en los 3
parámetros. Con esto se puede determinar que el medicamento tuvo un efecto
favorable sobre el dolor crónico, con una efectividad del 93,3% para el
comportamiento psicológico y conductual, 94,9% de efectividad con respecto
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
FLORENTINA 1,5 2,25 2,25 0 0 0
CORNER 1 1,75 1,75 0 0 0
MUÑECA 1,5 1,75 2 0,25 0,25 0
SAMUEL 1 1,75 1,5 0 0 0
SHERCAN 1 1 2 0 0 0
BAXTER 1,5 1,75 2,75 0,25 0 0,25
AROA 1 1,75 1,75 0 0 0
CACHA 1 1,5 1,75 0 0 0,25
NICKY 1 2,5 2 0 0,25 0,25
SEYMUR 2 1,75 2,75 0,25 0 0
TOPHER 1,75 2 2,75 0 0 0,25
CHILOSA 1,5 1,75 1,5 0 0 0
Día 0 Día 70
48
a la postura, y 92,5% de efectividad sobre la respuesta a la palpación (véase
Anexo 21), por lo que se puede concluir que con la administración de
carprofeno y ranitidina existe un efecto beneficioso y marcado sobre el manejo
del dolor crónico en los pacientes, teniendo resultados notables y apreciables
a simple vista por los dueños (Autefage, 2007; Mansa, 2007).
Tabla 12. Análisis estadístico con la prueba de chi2 para la determinación de la correlación entre el fármaco y el grado de dolor crónico
Fuente: La autora
Para el análisis estadístico del dolor crónico en caninos se evaluó los tres
parámetros con el método de chi cuadrado para determinar si los datos
obtenidos presentan variaciones estadísticamente significativas. En la Tabla
12 se puede observar que para todos los parámetros existió una significancia
menor a 0,05, teniendo efectos favorables después de la administración de
carprofeno y ranitidina en caninos para el manejo del dolor crónico (Budsberg,
2018).
(Luna, 2007) evaluó los efectos de carprofeno, etodolaco, flunixin meglumine,
ketoprofeno y meloxicam administrados a 36 perros adultos por 30 y 90 días,
teniendo como resultado que el carprofeno, utilizado en dosis de 4mg/Kg, tuvo
la menor incidencia de afecciones gastrointestinales que los otros fármacos
utilizados. (Holloway, 2012) realizó un estudio para determinar los beneficios
y riesgos del uso de carprofeno por 14 días y 56 días, utilizando dosis de
4mg/Kg diarios en perros que presenten enfermedades articulares
degenerativas, dando como resultado que la administración de un tratamiento
a largo plazo no está asociada con un aumento de riesgos, siendo más
Parámetro 0 15 30 45 60 70
Psicológico y
conductual0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000
Postura 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000 0,000
Respuesta a
palpación 0,0010,000 0,000 0,000 0,000 0,000
Significancia
49
probable que se obtenga resultados clínicos exitosos. (Raekallio, 2006) en su
estudio “Evaluation of adverse effects of long-term orally administered
carprofen in dogs” menciona los efectos de la administración de carprofeno en
dosis de 4mg/kg al día por dos meses en perros con osteoartritis crónica de
cadera o codo, obteniendo como resultado una tolerancia al medicamento,
pero existió la presentación de posibles disminuciones en la concentración de
proteína sérica debido a una alteración de la permeabilidad de la mucosa
gástrica, sin indicios de toxicidad renal o hepática. (Holloway, 2012; Raekallio,
2006; Luna, 2007). Con los antecedentes de los estudios mencionados
anteriormente y la investigación realizada se puede aseverar que el uso de
carprofeno solo, después de periodos largos de tiempo, no ocasiona efectos
adversos en el sistema gastrointestinal, hepático y renal.
Sin embrago (Autefage, 2007) menciona en su estudio “Efficacy and safety of
the long-term oral administration of carprofen in the treatment of osteoarthritis
in dogs” el uso de carprofeno en 110 caninos con osteoartritis por 4 meses,
en el cual se evidenció el 5% de los animales en estudio (11 caninos)
presentaron eventos gastrointestinales asociados a la administración de
carprofeno, y un 2% de los animales en estudio fueron retirados del estudio
por sospecha de reacciones adversas consideradas como relacionadas con el
carprofeno. (Lizárraga, 2002) ha podido evidenciar en experiencias clínicas no
publicadas que la administración crónica de carprofeno hasta por dos meses
no ha ocasionado trastornos clínicos de importancia en los caninos, sin
embargo, se recomienda dosificaciones discontinuas del fármaco para evitar
cualquier efecto adverso, así como también su administración con fármacos
protectores de la mucosa gástrica para evitar cualquier efecto adverso sobre
la misma (KuKanich, 2012; Autefage, 2007; Lizárraga, 2002). Por estas
razones se recomienda el uso combinado de carprofeno y ranitidina, más
como un tratamiento preventivo para evitar el aparecimiento de afecciones
gastrointestinales por acción del carprofeno, con lo que se evitarían posibles
cambios de la mucosa gástrica.
50
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES
Conclusiones
• Se determinó que no existieron efectos gastrointestinales,
hepáticos y renales asociados con la administración combinada de
carprofeno y ranitidina en caninos por períodos prolongados de
tiempo (70 días).
• Después de la administración del medicamento se evidenció que
no existieron alteraciones gastrointestinales por su uso por largos
períodos de tiempo, mediante evidencia observacional no se
presenciaron signos asociados a irritación, ulceración
gastrointestinal o gastritis como vómito, hiporexia, anorexia o
diarrea; adicionalmente con la ecografía digestiva se determinó la
existencia de un mínimo aumento de los movimientos peristálticos
y espesor de la pared gástrica, ambos valores en todos los
pacientes se encuentran en el rango fisiológico normal, con lo que
se determina que después de la administración de carprofeno y
ranitidina no se producen alteraciones del sistema gastrointestinal.
• En base al análisis en conjunto de los valores de ALT, AST, ALP,
GGT y ácidos biliares medidos en el estudio, se determinó que no
existieron alteraciones estructurales o funcionales del sistema
hepático asociadas a la administración del fármaco.
• Se presentó una tasa baja de alteraciones renales, teniendo 11
pacientes con valores de urea, creatinina y UPC dentro del rango
normal y un aumento de los valores de urea y creatinina de 1
paciente concomitante a la administración de carprofeno y
ranitidina.
51
• Los efectos sobre el manejo del dolor crónico después de la
administración del fármaco fueron favorables, teniendo puntajes
finales en la escala del dolor crónico entre 0 y 0,25, y una mejora
marcada en la actividad física de los pacientes, obteniendo de esta
manera una efectividad del 93,3% para el comportamiento
psicológico y conductual, 94,9% de efectividad con respecto a la
postura, y 92,5% de efectividad sobre la respuesta a la palpación,
con esto se puede aseverar que el fármaco tiene una acción
beneficiosa marcada en el manejo del dolor crónico.
52
BIBLIOGRAFIA
Aigé, V. C. (2001). El dolor en pequeños animales. Consulta Difusión Veterinaria, 63-70. Obtenido de http://cirugiaveterinaria.unizar.es/Inicio/Trabajos/Temas_anestesia/ELDOLOR.PDF
Altamirano, L. (2014). Abordaje para el disgnótico clínico y patológico de enfermedades hepáticas en perros y gatos. Recuperado el 24 de junio de 2018, de Universidad Nacional de Costa Rica: http://www.repositorio.una.ac.cr/bitstream/handle/11056/13177/Altamirano-Silva-Leonel.pdf?sequence=1&isAllowed=y
Alvarez, L. W. (2009). Liver enzyme elevations in dogs: diagnostic aproach. Liver enzyme elevations in dogs: diagnostic aproach, 416-425. Recuperado el 26 de junio de 2018, de https://s3.amazonaws.com/assets.prod.vetlearn.com/mmah/a0/b7674cf03643ebbaa01c9ac78f80a3/filePV_31_09_416.pdf
Apalkova, I. (2012). Prevalence and diagnosis f liver diseases in dogs and catsa at the Small animal university hospital (2007 - 2010) a restrospective study. Recuperado el 24 de junio de 2018, de University of Helsinki: https://helda.helsinki.fi/bitstream/handle/10138/39611/lisensiaatin%20tutkielma_Irina%20Apalkova.pdf
Autefage, A. G. (2007). Efficacy and safety of the long-term oral administration of carprofen in the treatment of osteoarthritis in dogs. Revue Méd Vét, 119 - 127. Obtenido de https://www.revmedvet.com/2007/RMV158_119_127.pdf
Báez, P. C. (2014). Standardization of Serum Creatinine Levels in Healthy Dogs Related to Body Weight at the South Valley of Aburra, Colombia. Rev Med Vet(27), 33 - 40. doi:http://www.scielo.org.co/pdf/rmv/n27/n27a04.pdf
Barrera, R. (2007). Valoración de los distintos métodos laboratoriales empleados en el diagnóstico de la insuficiencia renal crónica en perros. Revista electrónica de Clínica Veterinaria RECVET, 2. Recuperado el 23 de junio de 2018, de http://www.veterinaria.org/revistas/recvet/n01a0407/01a040705.pdf
Botana, L. L. (2002). Farmacología y terapéutica veterinaria. España: McGraw - Hill.
Budsberg, S. T. (2018). Lack of effectiveness of tramadol hydrochloride for the treatment of pain and joint dysfunction in dogs with chronic osteoarthritis. Journal of the American Veterinary Medical Association, 252(4), 427-432. Recuperado el 26 de junio de 2018, de https://avmajournals.avma.org/doi/abs/10.2460/javma.252.4.427?utm_
53
campaign=buffer&utm_medium=social&utm_content=buffera3998&utm_source=facebook.com&journalCode=javma
Cortadellas, O. F. (2012). Diagnóstico y tratamiento de la enfermedad renal crónica (ERC) en el perro y el gato. Parte 1: evaluación del paciente con ERC. Clinica veterinaria de pequeños animales, 215-223. Obtenido de https://ddd.uab.cat/pub/artpub/2012/130278/clivetpeqaniv32n4p215.pdf
Díez, N. (2002). Ultrasonography of the Gastrointestinal Tract. WSAVA 2002 Congress. Madrid, España. Recuperado el 23 de Junio de 2018, de https://www.vin.com/apputil/content/defaultadv1.aspx?id=3846221&pid=11147&
Díez, N. G. (2004). Ecografía del tracto gastrointestinal en pequeños animales. Asociación de Veterinarios Españoles Especialistas en Pequeños Animales, 87-96. Recuperado el 26 de Abril de 2018, de https://ddd.uab.cat/pub/clivetpeqani/11307064v24n2/11307064v24n2p87.pdf
Dirksen, K. B. (2017). Sensitivity and Specificity of Plasma ALT, ALP, and Bile Acids for Hepatitis in Labrador Retrievers. Journal of Veterinary internal medicine, 1017 - 1027. Recuperado el 24 de junio de 2018, de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5508325/pdf/JVIM-31-1017.pdf
Egger, C. L. (2014). Pain Managemente in veterinary practice. Wiley Blackwell. Engber, A. (2013). Tratamiento farmacológico de rutina de dolor agudo en
caninos: revisión bibliográfica. Recuperado el 21 de Julio de 2017, de http://cybertesis.uach.cl/tesis/uach/2013/fve.57t/doc/fve.57t.pdf
Epstein, M. R. (2015). Pain management guidelines for dogs and cats (AAHA/AAFP). Recuperado el 3 de abril de 2018, de American animal hospital association: https://www.aaha.org/public_documents/professional/guidelines/2015_aaha_aafp_pain_management_guidelines_for_dogs_and_cats.pdf
Ezquerro, V. W. (2006). Prevención de la toxicidad gastroduodenal asociada al consumo de AINES: comparación enttre meprazol, ranitidina y misoprostol. Revista electrónica veterinaria, I(01). Recuperado el 30 de enero de 2017, de http://www.veterinaria.org/revistas/recvet/n010106/030106.pdf
Fominaya, H. (2015). Estudio ecográfico del estómago, duodeno proximal y descendente en el perro de raza Bulldog Francés. Recuperado el 26 de Abril de 2018, de Universidad Complutense de Madrid: http://eprints.ucm.es/38806/1/T37645.pdf
Fox, S. (2010). Chronic Pain in small medicina. London: Manson Publishing. Fox, S. (2014). Pain management in small animal medicine. Estados Unidos:
CRC Press. Fox, S. (2017). Multimodal management of canine osteoarthritis (Second
edition ed.). New York, United States: CRC Press. Gadwin, N. P. (2014). Ultrasonographic evaluation of the thickness of the wall
54
layers in the intestinal tract of dogs. American Journal of Veterinary Research, 75(4), 349-353. Obtenido de https://avmajournals.avma.org/doi/pdf/10.2460/ajvr.75.4.349
García, D. F. (2012). Errors in abdominal ultrasonography in dogs and cats. Journal of Small Animal Practice. Recuperado el 25 de junio de 2018, de https://www.researchgate.net/publication/229080034_Errors_in_abdominal_ultrasonography_in_dogs_and_cats?enrichId=rgreq-78c5523b683b5e528ae6866079a07dd1-XXX&enrichSource=Y292ZXJQYWdlOzIyOTA4MDAzNDtBUzo1NzU5MTM1MDUyOTYzODRAMTUxNDMxOTg4NzIxOQ%3D%3D&el=1_x_2&
García, M. (2004). Actividad perioperatoria del meoxicam durante la analgesia preventiva equilibrada en el perro. Recuperado el 01 de Marzo de 2017, de http://biblioteca.ucm.es/tesis/vet/ucm-t27259.pdf
Gaynor, J. M. (2015). Handbook of veterinary pain management (Tercera edición ed.). Missouri, Estados Unidos: Elsevier.
Grimm, K. L. (2013). Manual de anestesia y analgesia en pequeñas especies (Primera edición ed.). México: El Manual Moderno.
Hagiu, C. B. (2007). Applicability of Abdominal Ultrasonography in inflammatory bowel diseases. Journal of gastrointestinal and liver diseases, 16(2), 205 - 209. Recuperado el 26 de junio de 2018, de http://www.jgld.ro/2007/2/12.pdf
Hicks, M. H. (2011). In vitro effect of carprofen and meloxicam on the conductance and permeability to mannitol and the histologic appearance of the gastric mucosa of dogs. American Journal of veterinary research, 72(4), 570-577. Recuperado el 25 de junio de 2018, de https://avmajournals.avma.org/doi/full/10.2460/ajvr.72.4.570
Holloway, H. R. (2012). Benefits of continous long-term treatment of canine degenerative joint disease with carprofen. Recuperado el 8 de Febrero de 2017, de Revista médica veterinaria: http://www.revmedvet.com/2012/RMV163_95_104.pdf
Houlton, J. C.-H. (2006). BSAVA Manual of canine and feline musculoskeletal disorders. Wareham, United Kingdom: British small animal veterinary association.
Hsu, W. (2008). Handbook of veterinary pharmacology (First Edition ed.). Iowa, United States: Wiley Blackwell.
Johnston, S. (2005). Canine osteoarthritis pathophysiology. Canine osteoarthritis overview, therapies & nutrition, 2-3. Recuperado el 15 de abril de 2018, de https://scoutshouse.com/wp-content/uploads/2009/12/K9OsteoarthritisInfo_CB.pdf
Keally, J. M. (2011). Diagnostic radiology and ultrasonography of the dog and cat (Fifth Edition ed.). Missouri, United States: Elservier Saunders.
Ko, J. (2013). Small animal anesthesia and pain management. London, UK: Manson Publishing Ltd.
55
KuKanich, B. B. (2012). Clinical pharmacology of nonsteroidal anti-inflammatory drugs in dogs. Veterinary Anaesthesia and Analgesia,, 69 - 90. Obtenido de https://pdfs.semanticscholar.org/bbe9/00a7156bd98ca55f60f5f189fb3d651d66fb.pdf?_ga=2.139370803.1062175747.1529376062-1245394412.1529376062
Laforé, E. (2006). Evaluación de eficacia de un antiinflamatorio en tabletas palatables sobre la base de Carprofeno (Carprodyl 100) en la resolución de dolores articulares en caninos. Recuperado el 30 de enero de 2017, de Agrovet Market: http://www.agrovetmarket.com/pdf/antiinflamtorio/carprodyl/Carprodyl%20100.pdf
Larson, M. B. (2009). Ultrasound of the gastrointestinal tract. Veterinary Clinics Small Animal, 747-759. Recuperado el 26 de junio de 2018, de http://www.sonopath.com/sites/default/files/downloads/article_casey_GASTRO_Ultrasound_The_GI_Tract.pdf
Lascelles, D. (2016). Dolor articular en perros y gatos domésticos. Recuperado el 20 de julio de 2017, de International association for the study of pain: http://iasp.files.cms-plus.com/Content/ContentFolders/GlobalYearAgainstPain2/2016/FactSheets/Spanish/9_Formatted_Spanish.pdf
Lizárraga, I. S. (2002). Inhibidores selectivos de la ciclooxigenasa-2: Usos potenciales en perros. Veterinaria Mexico, 286 - 307. Obtenido de http://www.redalyc.org/pdf/423/42333307.pdf
Lomas, A. G. (2015). The Renal Effects of NSAIDs in Dogs. Journal of the American Animal Hospital Association, 51(3), 197-203. Recuperado el 26 de junio de 2018, de http://jaaha.org/doi/10.5326/JAAHA-MS-6239
Luna, A. B. (2007). Evaluation of adverse effects of long-term oral administration of carprofen, etodolac, flunixin meglumine, ketoprofen, and meloxicam in dogs. American journal of veterinary research, 258-264. Obtenido de https://avmajournals.avma.org/doi/abs/10.2460/ajvr.68.3.258?url_ver=Z39.88-2003&rfr_id=ori%3Arid%3Acrossref.org&rfr_dat=cr_pub%3Dpubmed
Maddison, J. P. (2004). Farmacología clinica en pequeños animales (Primera edición ed.). Buenos Aires, Argentina: Intermédica.
Maddison, J. P. (2008). Small animal clinical pharmacology (Second edition ed.). United States: Elsevier Saunders.
Malancus, R. T. (2017). Assessment of ultrasonographic and endoscopic changes in dogs with gastrointestinal disorders. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 69(6), 1451 - 1455. Recuperado el 26 de junio de 2018, de http://www.scielo.br/pdf/abmvz/v69n6/1678-4162-abmvz-69-06-01451.pdf
Mansa, S. P. (2007). Long-term treatment with carprofen of 805 dogs with osteoarthritis. Veterinary Record, 427-430. Recuperado el 26 de junio
56
de 2018, de https://veterinaryrecord.bmj.com/content/160/13/427 Mattoon, J. N. (2015). Small animal diagnostic ultrasound (Third Edition ed.).
Missouri, United States: Elsevier Saunders. Mele, E. (2007). Epidemiology of osteoartritis. Veterinary focus, 17(3), 4-10.
Recuperado el 3 de abril de 2018, de http://citeseerx.ist.psu.edu/viewdoc/download?doi=10.1.1.620.7222&rep=rep1&type=pdf
Merck. (2007). Manual Merck de Veterinaria (Sexta edición ed.). Barcelana, España: Océano.
Morales, C. (2016). Bases para el manejo del dolor en perros y gatos. Recuperado el 20 de juio de 2017, de http://bibliotecadigital.udea.edu.co/bitstream/10495/5567/8/MoralesVallecillaCarlos%20Arturo_2016_manejo_dolor_perros_gatos.pdf#page=43
Neal, A. (2008). Carprofen (veterinary - sistemic). Recuperado el 15 de Abril de 2018, de American Academy of Veterinary Pharmacology and Therapeutics: http://c.ymcdn.com/sites/www.aavpt.org/resource/resmgr/imported/carprofen.pdf
Nelson, R. C.-M. (2014). Small animal internal medicine. Missouri, United States: Elsevier Mosby.
Novoa, P. (2016). Estudio restrospectico de perros y gatos hospitalizados con insuficiencia renal en el hospital veterinario de la Universidad Austral de Chile (2006-2013). Recuperado el 26 de junio de 2018, de Universidad Austral de Chile: http://cybertesis.uach.cl/tesis/uach/2016/fvn945e/doc/fvn945e.pdf
O’Neill, D. E. (2013). Chronic kidney disease in dogs in UK veterinary practices: prevalenc, risk factors, and survival. Journal of Veterinary Internal Medicine, 814-821. Recuperado el 26 de junio de 2018, de https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/jvim.12090
Ortiz, S. (2017). Efecto de la edad y el sexo sobre los valores séricos de transaminasas ALT y AST en caninos adultos clínicamente sanos en la ciudad de Chiclayo. Recuperado el 26 de junio de 2018, de Universidad Nacional "Pedro Ruiz Gallo": http://repositorio.unprg.edu.pe/bitstream/handle/UNPRG/1268/BC-TES-TMP-101.pdf?sequence=1&isAllowed=y
Otero, P. (2005). Fisiología terapéutica del dolor aplicadas a la analgesia en los animales. Revista Argentina de Anestesiología, 339-348. Recuperado el 13 de Julio de 2017, de http://www.anestesia.org.ar/search/articulos_completos/1/1/1008/c.pdf
Pal, M. S. (2015). A comparative study of two-dimensional and three-dimensional ultrasonography in evaluation of gastric affections in dogs. Veterinary World, 8, 707 - 712. Obtenido de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4825269/pdf/VetWorld-8-707.pdf
57
Papich, M. (2016). Saunders handbook of veterinary drugs: small and large animal (Fourth edition ed.). Missouri: Elsevier.
Pennick, D. d. (2015). Atlas of animal ultrasonography (Second Edition ed.). Iowa, United States: Wiley Blackwell.
Peñuela, J. (2016). Enfermedad degenerativa articular en caninos. Recuperado el 24 de Julio de 2017, de http://repositorio.utp.edu.co/dspace/bitstream/handle/11059/6147/636708967223P514.pdf?sequence=1
Peterson, M. T. (2013). Small animal toxicology (Third edition ed.). Missouri, United States: Elsevier Saunders.
Pinilla, J. F. (2018). Insuficiencia Renal Crónica en caninos: reporte de caso. Revista electrónica de Veterinaria REDVET, 19(2). Recuperado el 23 de junio de 2018, de http://www.veterinaria.org/revistas/redvet/n020218/021806.pdf
Plumb, D. (2008). Plumb's veterinary drug handbook (6ta Edición ed.). Ames, Iowa, Estados Unidos: Blackwell Publishing.
Quiñonez, G. (Octubre de 2011). Enfermedad articular degenrativa de los perros. Recuperado el 3 de abril de 2018, de Universidad autónoma agraria Antonio Narro: http://repositorio.uaaan.mx:8080/xmlui/bitstream/handle/123456789/3244/GABRIEL%20QUI%C3%91ONES%20CORONA.pdf?sequence=1
Raekallio, M. H.-B. (2006). Evaluation of adverse effects of long-term orally administered carprofen in dogs. Recuperado el 23 de Mayo de 2017, de Journal of the American Veterinary Medical association: http://avmajournals.avma.org/doi/abs/10.2460/javma.228.6.876
Ramsey, I. (2017). BSAVA small animal formulary. British Small Animal Veterinary Association.
Redondo, J. (2014). Diagnóstico del dolor. Recuperado el 14 de Julio de 2017, de AVEPA (Asociación de Veterinarios Españoles Especialistas en Pequeños Animales): http://www.avepa.org/pdf/Vocalias/IbizaJunio2014_Diagnostico_Dolor.pdf
Rioja, E. S. (2013). Manual de anestesia y analgesia de pequeños animales. Zaragoza, España: SERVET.
Riviere, J. P. (2013). Veterinary pharmacology & therapeutics (Novena edición ed.). Iowa: Wiley Blackwell.
Roedel, L. (2004). Efeitos Colaterais de Antiinflamatórios Não Esteróides em Cães e Gatos. Recuperado el 19 de abril de 2018, de PubVet: http://www.pubvet.com.br/uploads/25f07b547d8cbcfe8f6165499851675b.pdf
Ross, S. (2008). Diagnosis and Management of Chronic Kidney Disease in Dogs and Cats. Congress of the Federation of Asian Veterinary Associations. Recuperado el 26 de junio de 2018, de https://pdfs.semanticscholar.org/ff1d/1853845d66903c09da103661c8a64f43515c.pdf
58
Ruilova, M. (2015). Análisis clínico y de laboratorio del perfil hepático en pacientes caninos geriátricos atendidos en el Hospital docente veterinario "Cesar Augusto Guerrero", año 2014-2015. Recuperado el 26 de juno de 2018, de Universidad Nacional de Loja: http://dspace.unl.edu.ec/jspui/bitstream/123456789/11550/1/TESIS%20MAR%C3%8DA%20JOS%C3%89%20RUILOVA%20REYES.pdf
Schaer, M. (2010). Clinical medicine of the dog and cat (Segunda edición ed.). Manson Publishing.
Sumano, H. O. (2006). Famacología veterinaria (Third edition ed.). México: McGraw Hill.
Szweda, M. S. (2014). Effect of mucoprotective plant-derived therapies. Veterinary Quarterly, 34(4), 185-193. Recuperado el 25 de junio de 2018, de https://www.tandfonline.com/doi/pdf/10.1080/01652176.2014.968939
Ulleberg, T. R. (2011). Plasma creatinine in dogs: intra- and interlaboratory variation in 10 European veterinary laboratories. Acta Veterinaria Scandinavica, 53(25). Recuperado el 26 de junio de 2018, de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3087694/pdf/1751-0147-53-25.pdf
Vergara, N. (2016). RAM asociadas a medicamentos de venta directa. AINES: resumen de reaccioes adversas renales y hepáticas. Recuperado el 01 de Marzo de 2017, de Instituto de Salud pública de Chile: http://www.ispch.cl/newsfarmacovigilancia/08/images/parte06.pdf
Welch, T. H. (2009). Cirugía en pequeños animales. España: Elsevier. Zysman, M. (2012). Dolor en caninos y felinos. Infovet, 6-11. Recuperado el 15
de Febrero de 2017, de http://www.fvet.uba.ar/publicaciones/infovet/infovet_n_120.pdf
59
ANEXOS
Anexo 1. Diagrama de la respuesta al dolor
Fuente: (Fox, 2014)
Anexo 2. Origen y función de los nociceptores
TIPO DE FIBRAS ORIGEN FUNCIÓN
Amielínicas tipo A:
Tipo A α
Receptores anuloespirales
Receptores tendinosos de Golgi
Propiocepción
motora
Tipo A β* Mecanoreceptores cutáneos Tacto, presión
Tipo A δ* De mecanoreceptores que
responden a pinchazo.
De Paredes de los vasos.
De Folículos pilosos.
Dolor
Tipo B Mielínicas (SNA) -- SNA
Tipo C amielínicas** -- Dolor
* dolor superficial **dolor profundo
Fuente: (Aigé, 2001)
60
Anexo 3. Opciones farmacológicas para el tratamiento del dolor crónico
Fármaco Acción
Antiinflamatorios no esteroidales Inhibición de COX-1 y COX-2
Opioides Inhibición de la modulación y disminución la
transmisión del dolor
Antagonistas de los receptores NMDA Potenciación de los opioides
Anestésicos tópicos Inhibición del flujo iónico para la iniciación y
conducción de un estímulo doloroso
Anticonvulsivos Tratamiento del dolor neuropático
(Gaynor, 2015)
Anexo 4. Clasificación de los AINE’s según la acción inhibitoria sobre la ciclooxigenasa****
Clasificación Ejemplo Comentario
Inhibidor preferencial
o selectivo de COX-1
Aspirina, carprofeno**,
ketoprofeno*, vedaprofeno*,
tepoxalina.
Inhibidor de COX-1 al menos 5 veces
mayor que la inhibición de la COX-2
Inhibidores no
específicos de COX
Carprofeno**, flunixin,
ketoprofeno*, meloxicam*,
fenilbutazona, ácido
tolfenámico*, vedaprofeno*.
No hay diferencias biológicas o clínicas
significativas en las concentraciones que
producen inhibición de COX-1 y COX-2
Inhibidores
preferenciales y
moderadamente
selectivos de COX-
2***
Carprofeno**, celecoxib,
deracoxib, etodolaco,
meloxicam*, nimesulid,
ácido tolfenámico*,
mavacoxib.
Potencia de inhibición de COX-2 de 5 a
100 veces mayor que la inhibición de COX-
1.
Se puede obtener cierta actividad
inflamatoria y analgésica en
concentraciones que inhiben la COX-2
pero no la COX-1
Inhibidores
altamente selectivos
de COX-2***
Etoricoxib, firocoxib,
lumiracoxib, robenacoxib.
Potencia de más de 100 veces mayor para
la inhibición de la COX-2.
Poca o ninguna inhibición de la COX-1 in
vivo (normalmente no producen
ulceraciones g.i. o efectos
antiplaquetarios), ni si quiera una dosis
terapéutica máxima.
* Diferentes conclusiones sobre la selectividad de los estudios en diversos laboratorios. ** Probables diferencias de especies en la selectividad. ***La selectividad frente a la especificidad depende de la posición y la pendiente de las curvas de inhibición de COX-1 y COX-2 y por tanto el nivel de inhibición considerado. **** Las relaciones de inhibición (COX-1 y COX-2) están marcadamente afectadas por las condiciones experimentales.
Fuente: (Riviere, 2013)
61
Anexo 5. Efectos gastrointestinales de AINE’s reportados en ensayos clínicos en Estados unidos
DROGA VÓMITO DIARREA
Carprofeno 3,1% 3,1%
Etodolaco 4,3% 2,6%
Deracoxib 2,9% 2,9%
Tepoxalin 2,0% (7 días)
19,6% (28 días)
4,0% (7 días)
21,5% (28 días)
Meloxicam 25,5% 12,1%
Firocoxib 3,9% 8,3%
Fuente: (Schaer, 2010)
Anexo 6. Curvas de concentración inhibitoria de ensayo de sangre entera para evaluar la selectividad de carprofeno sobre la COX en perros.
Los puntos y las curvas representan la inhibición de TxB2 (actividad COX-1) y PGE2 (actividad COX-2) en un rango de concentraciones del fármaco, teniendo que carprofeno se puede considerar como un inhibidor preferencial específico de COX-2.
Fuente: (Maddison, 2008)
Anexo 7. Efectos gastrointestinales ocasionados por bloqueo de la síntesis de Prostaglandinas
↓ Mucina gástrica
↓ Ph neutro de la mucosa
↓ Bicarbonato
↓ Flujo sanguíneo
↑ Adherencia leucocitaria
↑ Permeabilidad intestinal
Hipermotilidad gástrica
Desacoplamiento de la fosforilación
oxidativa mitocondrial de los enterocitos
Erosiones gastrointestinales y úlceras
Sangrado y perforación
Fuente: (Gaynor, 2015)
62
Anexo 8.Sitios de acción de la ciclooxigenasa en la función renal
*Las enzimas ciclooxigenasas (COX-1, COX-2) son reguladores importantes del flujo sanguíneo renal y de la función tubular renal. Su inhibición por todos los AINE existentes puede ocasionar vasoconstricción de vasos sanguíneos aferentes y eferentes, disfunción glomerular y retroalimentación tubuloglomerular anormal, lo que produce insuficiencia renal.
Fuente: (Gaynor, 2015)
Anexo 9. Fármacos utilizados en caninos como profilácticos y tratamiento de afecciones gastrointestinales provocadas por AINE’s
Grupo Fármaco Dosis
Inhibidores de la bomba de protones
Omeprazol
0,7 mg/Kg PO;
Omeprazol 0,7 – 1,0 mg/Kg PO q24h
Lansoprazol
Rabeprazol
Pantoprazol
Esomeprazol
Análogos de la
Prostaglandina
Misoprostol 2 – 5 µ/Kg PO q8h
Bloqueadores H2
Cimetidina 140mg/Kg PO, IV o IM q8h
Ranitidina 2mg/Kg PO q12h
Famotidina 0,5mg/Kg PO, IV, IM, SC q24h o 0,25mg/Kg PO, IV, IM, SC q12h.
Nizatidina 2,5 – 5mg/Kg POq24h
Sellador de la mucosa
Sucralfato 0,5 – 1 g PO q8-12h
Fuente: (Schaer, 2010)
63
Anexo 10. Escala de valoración del dolor crónico en caninos
Escala del dolor
Ejemplo Psicológico y conductual
Postura Respuesta a palpación
Feliz, energético. Interesado o curioso de su alrededor. Sensible, busca atención.
Cómodo al descansar. Postura y andar normal. Peso distribuido en todas las extremidades.
Tensión mínima. No le importa el tacto. No reacciona a la palpación de la articulación.
Sometido a ligeramente inestable o inquieto. Distraído por su alrededor. Sensible, no inicia interacción
Postura normal, cambia ocasionalmente la distribución del peso. Ligera cojera al caminar.
Tensión corporal leve. No le importa el toque, excepto el área dolorosa. Gira la cabeza en reconocimiento de la palpación de las articulaciones
Ansioso, incómodo. Renuente a interactuar con personas o el entorno, pero muestra interés a su alrededor. Pérdida de brillo en los ojos. Reacio a responder cuando se hace señas.
Distribución anormal del peso al estar de pie. Moderada claudicación al caminar. Se muestra incómodo en reposo.
Tensión corporal ligera a moderada. No le importa al tocar lejos de la zona adolorida. Retira la extremidad durante la palpación de la articulación afectada. *Reevaluar el plan analgésico.
Temeroso, agitado o agresivo. Evita interacción con las personas y su entorno. Puede lamer o de otra manera atender el área dolorosa.
Postura anormal al estar de pie. No soporta peso al caminar en la extremidad afectada. Protege el área con dolor cambiando la posición del cuerpo.
Tensión moderada corporal. Tolera el tacto lejos del miembro afectada. Vocaliza o responde agresivamente a la palpación de la articulación afectada. *Reevaluar el plan analgésico.
Estuporoso, deprimido. Potencialmente indiferente al entorno. Difícil de distraer del dolor.
Reacio a levantarse y no camina más de 5 pasos. No soporta peso en las extremidades. Parece incómodo en reposo.
Tensión corporal moderada a grave. No le gusta o apenas tolera cualquier tacto (puede experimentar alodinia, hiperventilación o estar temeroso de que el dolor pueda empeorar). No permite la palpación de la articulación.
Fuente: (Gaynor, 2015)
* Adaptado al español de: Colorado State University Veterinary Medical Center Canine Chronic Pain Scale.
64
Anexo 11. Hoja de identificación de los pacientes
Fuente: La autora
HOJA DE IDENTIFICACIÓN DEL PACIENTE
DATOS GENERALES
Nombre ………………………………………………………………………………… Fecha …………………………………….
Especie ………………………...Raza .……………………… Sexo H ……. M ……. Edad ……………………………..
Nombre del propietario ..……………………………………………………… Teléfono …………………………………
Dirección ……………………………………………………………………………………………………………………………………
DATOS DEL PACIENTE
Vacunas ………………………………………………… Alergias ..………………………………………………………………….
Desparasitaciones …………………………………………………………. Peso ………………………………………………..
Alimento ………………………………………………. Medicaciones ..…………………………………………………………
Tipo de actividad …………………………………… Convive con más animales ………………………………………
Antecedentes ...........................……………………………………..…………………………………………………………..
FC …………………. FR ………………… T° ……..…………… TLLC ……………………. Mucosas ……….……………….
ICC …….………. Hidratación .…………… Palpación abdominal ………………… Linfonodos …………………..
ANAMNESIS
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
PRESENCIA DE ENFERMEDAD ARTICULAR
…………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
OBSERVACIONES ADICIONALES
……………………………………………………………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………………………………………………………….
65
Anexo 12. Tabulación de los resultados del laboratorio al día 0
Fuente: La autora
ANÁLISIS
SANGRE FLORENTINA CORNER MUÑECA SAMUEL SHERCAN BAXTER AROA CACHA NICKY SEYMUR TOPHER CHILOSA
ALT 39 64 34 35 47 49 31 30 83 32 42 51
AST 58,02 42,87 53,91 43,66 33,53 45,67 48,44 37,56 27,37 34,56 36,85 53,96
ALP 44 33 51 40 38 40 38 29 107 22 37 19
GGT 5 5 5 5 5 6 7 6 15 5 5 5
Urea 46,27 44,43 39,52 34,06 41,66 30,67 39,14 25,32 24,77 83,17 28 48,19
Creatinina 1,19 1,2 1,77 1,06 1,53 1,88 1,17 1,2 0,76 2,01 1,21 0,95
ALB 35 37 34 35 31 23 38 39 37 32 38 36
BA 5 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1
TBIL 4 5 5 5 5 3 4 5 4 4 3 2
COL 7 5,7 4,9 3,5 3,7 4,3 4,2 4,2 5,1 6,6 8,2 2,7
BUN 7,5 7,7 3,6 5,4 6,5 4 5,8 4,1 3,3 11,8 2,7 5,9
URIANÁLISIS
Prot/Crea 0,13 0,16 0,047 0,07 0,042 0,1 0,092 0,04 0,1 0,5 0,11 0,11
Urea/Crea 10,1 68,24 7,76 16,59 19,03 5,62 29,97 22,85 10,28 17,17 6,07 60,69
EMO
Color Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo
Aspecto Transp Lig. Turbio Transp Turbio (+) Lig. Turbio Transp Turbio (++) Transp Lig. Turbio Turbio (+) Transp Transp
Densidad 1.040 1.046 1.017 1.026 1.014 1.004 1.032 1.015 1.032 1.010 1.022 1,03
pH 5 5,5 7,5 7 5 5 8 5 6 8 8 5
Leucocitos N N N N N N N N N N N N
Glucosa N N N N N N N N N N N N
Urobilinógeno N N N N N N N N N N N N
Nitritos N N N N N N N N N N N N
Cetonas N N N N N N N N N N N N
Sangre N N N N N N N N N N N N
Proteínas N N N N N N Trazas N Trazas Trazas N N
Bilirrubina N N N N N N N N N N N N
Cel. Escamosas 0-1/c 2-4/c 5-8/c 0-1/c 0-1/c 0-1/c 0-2/c 0-2/c 0-2/c 1-2/c 5-8/c 0-2/c
Cel. Transitorias 0-1/c 0-2/c 3-5/c 0-1/c 0-1/c 0-1/c 0-2/c 0-2/c 0-2/c 5-8/c 0-2/c 0-2/c
Leucocitos 0-2/c 0-2/c 0-2/c - 0-1/c - 0-1/c 0-2/c 1-2/c 4-6/c 0-2/c -
Hematíes - 0-1/c - 0-1/c - - - - - 0-2/c - -
Fil. Mucoso - - - - - - - - - N - -
Cilindros - - - - - - - - - N - -
Bacterias Escasas Escasas Escasas Escasas Escasas Escasas + Escasas Escasas N Escasas Escasas
Cristales - - - - - -Fosfatos
amorfos ++- -
Fosfatos
amorfos +- -
Lípidos + - + ++ + + - - + + - +
Espermatozoides - - - ++ + - - + - - -
PACIENTE
66
Anexo 13. Tabulación de los resultados del laboratorio al día 70
Fuente: La autora
ANÁLISIS
SANGRE FLORENTINA CORNER MUÑECA SAMUEL SHERCAN BAXTER AROA CACHA NICKY SEYMUR TOPHER CHILOSA
ALT 44 71 39 30 71 42 40 26 58 32 75 99
AST 35,58 47,5 41,03 62,79 30,65 41,42 47,31 40,74 34,8 39,36 26,98 61,24
ALP 40 32 57 40 37 48 41 26 42 33 48 87
GGT 7 5 5 9 5 5 7 5 5 5 5 5
Urea 35,15 47,41 44,04 45 44,14 40,93 48,58 35,53 32,22 188,06 36,5 49,76
Creatinina 1,16 1,15 1,75 1,11 1,42 2,04 1,18 1,2 1,49 3,09 1,11 0,85
ALB 31 40 36 37 36 27 41 41 34 32 35 37
BA 1 1 1 1 1 1 4 1 1 1 1 1
TBIL 4 4 5 4 4 4 4 4 4 4 4 4
COL 7,3 6 6,3 5 4,1 5,2 5,1 5,6 4,5 26,9 6,6 6
BUN 7,5 7,4 7,2 6,4 7,2 4,9 7,1 4,8 2,2 7,6 4 5,8
URIANÁLISIS
Prot/Crea 0,05 0,15 0,047 0,33 0,1 0,58 0,11 0,04 0,07 1,17 0,1 0,14
Urea/Crea 15,35 35,42 18,48 49,88 35,57 11,18 14,51 23,76 7,21 22,11 6,73 44,43
EMO
Color Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo Amarillo
Aspecto Turbio (++) Lig. Turbio Transp Transp Lig. Turbio Transp Turbio (++) Transp Lig. Turbio Turbio (+) Lig. Turbio Transp
Densidad 1,024 1,036 1,016 1.026 1,056 1 1,046 1,024 1,06 1,012 1,041 1,044
pH 5 5 6,5 5 5 5 7 5 5 8 6 5
Leucocitos N N N N N N N N + + N N
Glucosa N N N N N N N N N N N N
Urobilinógeno N N N N N N N N N N N N
Nitritos N N N N N N N N N N N N
Cetonas N N N N N N N N N N N N
Sangre N N N N N N ++ N N N + N
Proteínas N N N N N N Trazas N 100mg/dL 100mg/dL N N
Bilirrubina N N N N N N N N N N N N
Cel. Escamosas 0-2/c 2-4/c 1-2/c 0-2/c 0-2/c 3-5/c 4-7/c 0-2/c 0-2/c 1-3/c 0-2/c 1-3/c
Cel. Transitorias 0-2/c 0-2/c 1-2/c 0-2/c 0-2/c 1-2/c 3-5/c 0-2/c 0-2/c 1-3/c 0-2/c 1-3/c
Leucocitos 0-1/c 3-5/c 1-3/c 0-2/c 2-4/c 1-3/c 2-4/c - 5-7/c 2-4/c 2-4/c 0-3/c
Hematíes 1-0/c 1-2/c - - 0-2/c - 26-30/c - 2-4/c - 8-10/c -
Fil. Mucoso - - - - - - - - - - - -
Cilindros - - - - - - - - - - - -
Bacterias Escasas ++ Escasas Escasas Escasas Escasas Escasas Escasas Escasas ++ Escasas Escasas
CristalesUratos
amorfos +++- - - - - - - -
Fosfatos
simple ++
Uratos
amorfos ++-
Lípidos + + + + - + - - + + - +
Espermatozoides - + - - +++ + - - +++ - - -
PACIENTE
67
Anexo 14. Medición del grado de dolor de cada paciente desde el día 0, con intervalos de 15 días, hasta el día 70
Fuente: La autora
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
FLORENTINA 1,5 2,25 2,25 0,25 0,5 0,5 0,25 0,25 0
CORNER 1 1,75 1,75 0 0,25 0,25 0 0 0
MUÑECA 1,5 1,75 2 0,25 0,5 0,5 0,25 0,25 0,25
SAMUEL 1 1,75 1,5 0,25 0,25 0,25 0,25 0 0
SHERCAN 1 1 2 0,25 0 0,5 0 0 0
BAXTER 1,5 1,75 2,75 0,25 0,25 0,5 0,25 0 0,25
AROA 1 1,75 1,75 0 0,25 0 0 0 0
CACHA 1 1,5 1,75 0 0 0,25 0 0 0,25
NICKY 1 2,5 2 0 0,5 0,5 0 0,25 0,25
SEYMUR 2 1,75 2,75 0,25 0 0,25 0,25 0 0,25
TOPHER 1,75 2 2,75 0,25 0,25 0,5 0 0 0,25
CHILOSA 1,5 1,75 1,5 0 0,25 0,25 0 0 0,25
Día 0 Día 15 Día 30
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
FLORENTINA 0 0,25 0 0 0 0 0 0 0
CORNER 0 0 0 0 0 0 0 0 0
MUÑECA 0,25 0,25 0 0,25 0,25 0 0,25 0,25 0
SAMUEL 0 0 0 0 0 0 0 0 0
SHERCAN 0 0 0 0 0 0 0 0 0
BAXTER 0,25 0 0,25 0,25 0 0,25 0,25 0 0,25
AROA 0 0 0 0 0 0 0 0 0
CACHA 0 0 0,25 0 0 0,25 0 0 0,25
NICKY 0 0,25 0,25 0 0,25 0,25 0 0,25 0,25
SEYMUR 0,25 0 0 0,25 0 0 0,25 0 0
TOPHER 0 0 0,25 0 0 0,25 0 0 0,25
CHILOSA 0 0 0,25 0 0 0 0 0 0
Día 70Día 45 Día 60
68
Anexo 15. Radiografías de los pacientes para la determinación de la presencia de enfermedad articular degenerativa.
00
A. Paciente con displasia de cadera de grado crónico (D: 57° - I: 54°). B. Paciente con disminución del espacio articular de la articulación coxofemoral, pérdida de la forma de la cabeza del fémur y acetábulo y formación de osteofitos alrededor de la cabeza del fémur del miembro derecho. C. Paciente con formación de callo óseo en segmento torácico (T10 –TL13) por fractura mal tratada. D. Paciente con presencia de discoespondilosis más apreciable en segmento L2 – L3.
Fuente: La autora
57° 54°
69
Anexo 16. Análisis estadístico para el sistema gastrointestinal.
Fuente: La autora
Anexo 17. Prueba de normalidad de los datos para la determinación de la función renal.
Fuente: La autora
Anexo 18. Análisis estadístico para la determinación de la función renal
Inferior Superior
Par 1 Movimiento
70 -
Movimiento 0
,833 ,577 ,167 ,467 1,200 5,000 11 ,000
Par 2 Espesor 70 -
Espesor 0
,02250 ,02006 ,00579 ,00976 ,03524 3,886 11 ,003
Prueba de muestras relacionadas
Diferencias relacionadas
t gl
Sig.
(bilateral)Media
Desviación
típ.
Error típ. de
la media
95% Intervalo de confianza
para la diferencia
N Media
Desviación
típica Mínimo Máximo
Urea 70 12 53,9433 42,62751 32,22 188,06
UPC 70 12 ,2406 ,33098 ,04 1,17
Urea 0 12 40,4333 15,68127 24,77 83,17
UPC 0 12 ,1251 ,12354 ,04 ,50
Estadísticos descriptivos
Urea 0 - Urea
70
UPC 0 - UPC
70
Z -2,197b
-1,327b
Sig. asintót.
(bilateral)
,028 ,185
Estadísticos de contrastea
a. Prueba de los rangos con signo de
Wilcoxon
b. Basado en los rangos positivos.
70
Fuente: La autora
Anexo 19. Prueba de normalidad de los datos para la determinación de la función e integridad hepática.
Fuente: La autora
Anexo 20. Análisis estadístico para la determinación de la función renal
Inferior Superior
Par 1 UPC 70 -
UPC 0
,11550 ,23334 ,06736 -,03275 ,26375 1,715 11 ,114
Media
Desviación
típ.
Error típ. de
la media
95% Intervalo de confianza
para la diferencia
Prueba de muestras relacionadas
Diferencias relacionadas
t gl
Sig.
(bilateral)
Inferior Superior
Par 1 ALT 70 - ALT
0
7,50000 19,51456 5,63337 -4,89896 19,89896 1,331 11 ,210
Par 2 AST 70 - AST
0
-,58333 10,95099 3,16128 -7,54126 6,37459 -,185 11 ,857
Media
Desviación
típ.
Error típ. de
la media
95% Intervalo de confianza
para la diferencia
Prueba de muestras relacionadas
Diferencias relacionadas
t gl
Sig.
(bilateral)
N Media
Desviación
típica Mínimo Máximo
ALP 70 12 44,2500 15,76028 26,00 87,00
GGT 70 12 5,6667 1,30268 5,00 9,00
BA 70 12 1,2500 ,86603 1,00 4,00
ALP 0 12 41,5000 22,46411 19,00 107,00
GGT 0 12 6,1667 2,85509 5,00 15,00
BA 0 12 1,3333 1,15470 1,00 5,00
Estadísticos descriptivos
71
Fuente: La autora
Anexo 21. Efectividad de Carprofeno y Ranitidina en caninos para el
manejo del dolor crónico para los diferentes parámetros evaluados
Fuente: La autora
Anexo 22. Análisis estadístico para el grado de dolor crónico por
parámetro
ALP 0 - ALP
70
GGT 0 - GGT
70 BA 0 - BA 70
Z -1,024b
-,135c
-,447c
Sig. asintót.
(bilateral)
,306 ,892 ,655
Estadísticos de contrastea
a. Prueba de los rangos con signo de Wilcoxon
b. Basado en los rangos positivos.
c. Basado en los rangos negativos.
Psicológico y
conductualPostura
Respuesta a
palpación
EFECTIVIDAD
PSICOLÓGICO
EFECTIVIDAD
POSTURA
EFECTIVIDAD
PALPACIÓN
Día 0 15,75 21,5 24,75 0,0% 0,0% 0,0%
Día 15 1,75 3 4,25 88,9% 86,0% 82,8%
Día 30 1,25 0,75 1,75 92,1% 96,5% 92,9%
Día 45 0,75 0,75 1,25 95,2% 96,5% 94,9%
Día 60 0,75 0,5 1 95,2% 97,7% 96,0%
Día 70 0,75 0,5 1 95,2% 97,7% 96,0%
PROMEDIO 93,3% 94,9% 92,5%
Psicológico 0
Psicológico
15
Psicológico
30
Psicológico
45
Psicológico
60
Psicológico
70
Chi-cuadrado 38,833a
48,000a
48,000a
48,000a
48,000a
48,000a
gl 4 4 4 4 4 4
Sig. asintót. ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000
Estadísticos de contraste
72
Fuente: La autora
Postura 0 Postura 15 Postura 30 Postura 45 Postura 60 Postura 70
Chi-cuadrado 25,500a
38,833a
48,000a
48,000a
48,000a
48,000a
gl 4 4 4 4 4 4
Sig. asintót. ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000
Estadísticos de contraste
Palpación 0 Palpación 15 Palpación 30 Palpación 45 Palpación 60 Palpación 70
Chi-cuadrado 18,833a
31,333a
48,000a
48,000a
48,000a
48,000a
gl 4 4 4 4 4 4
Sig. asintót. ,001 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000
Estadísticos de contraste