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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
CARRERA DE QUÍMICA
Extracción de pectina a partir de las cáscaras de dos variedades de pitahayas
Trabajo de titulación, modalidad proyecto de investigación
previo a la obtención del Título de Químico
AUTOR: Fabián Isaías Vargas Calva
TUTOR: Dr Fernando Augusto Novillo Logroño PhD.
Quito, 2019
ii
DERECHOS DE AUTOR
Yo, Fabián Isaías Vargas Calva en calidad de autor y titular de los derechos morales y
patrimoniales del trabajo de titulación Extracción de pectina a partir de las cáscaras de dos
variedades de pitahayas, modalidad proyecto de investigación, de conformidad con el
art.114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DE LOS
CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedemos a favor de la
Universidad Central del Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el
uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos. Conservamos a mi favor
todos los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada.
Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la
digitalización y publicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de
conformidad a lo dispuesto en el art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de
expresión y no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por
cualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad
de toda responsabilidad.
Fabián Isaías Vargas Calva
C.C.1721779740
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APROBACIÓN DEL TUTOR
En mi calidad de Tutor del Trabajo de Titulación, presentado por FABIÁN ISAÍAS
VARGAS CALVA, para optar por el Grado de Químico; cuyo título es: EXTRACCIÓN DE
PECTINA A PARTIR DE LAS CÁSCARAS DE DOS VARIEDADES DE PITAHAYAS,
considero que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes, incluido las páginas
preliminares, para ser sometido a la presentación pública y evaluación por parte del tribunal
examinador que se designe.
En la ciudad de Quito, a los 15 días del mes de octubre de 2019
Dr. Fernando A. Novillo Logroño PhD.
DOCENTE-TUTOR
C.C. 1707216527
iv
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS
CONSTANCIA DE APROBACIÓN DEL TRABAJO FINAL POR EL TRIBUNAL
El tribunal constituido por: Dr.Wilson Parra y Dra.María Gabriela Leal, luego de revisar
el trabajo de titulación, modalidad proyecto de investigación titulado “Extracción de pectina
a partir de las cáscaras de dos variedades de pitahayas”, previo a la obtención del título de
Químico presentado por el señor Fabián Isaías Vargas Calva con CI.1721779740,
APRUEBA el trabajo presentado.
Para la constancia de lo actuado firman:
Dra. María Gabriela Leal, Ph.D. Dr. Wilson Parra, M.Sc.
C.C. 1757190630 C.C.1801099902
Dr. Fernando A. Novillo Logroño, Ph.D.
C.C. 1707216527
v
Dedicatoria
A mis tías Fanny Angelita Vargas y Flor María
Vargas quienes han sido mi pilar fundamental para
terminar mi carrera universitaria, por confiar y creer
en mí, por los consejos, valores y principios que me
han inculcado.
vi
Agradecimientos
Agradezco a la Universidad Central del Ecuador, especialmente a la Facultad de Ciencias
Químicas, Escuela de Química por permitirme finalizar mi carrera universitaria y a todos
mis profesores por impartirme todo su conocimiento.
Agradezco en especial al Doctor Fernando Novillo quien supo guiarme y transmitirme su
conocimiento en el presente proyecto de investigación.
Al tribunal lector conformado por la Dra. María Gabriela Leal y el Dr. Wilson Parra por
su apoyo durante el proceso de titulación.
Al Doctor Darwin Roldán encargado de los laboratorios OSP de la Facultad de Ciencias
Químicas por su colaboración en los análisis realizados en dichos laboratorios.
vii
LUGAR DONDE SE REALIZÓ LA INVESTIGACIÓN
La investigación descrita “Extracción de pectina a partir de las cáscaras de dos variedades
de pitahayas” se realizó en los laboratorios de: Síntesis Orgánica y Polímeros, de
Coloideoquímica y de Ofertas y Servicios Públicos (OSP, área de análisis de alimentos) de
la Facultad de Ciencias Químicas de la Universidad Central del Ecuador.
viii
Tabla de contenido
Lista de tablas .................................................................................................................. xi
Lista de figuras ................................................................................................................ xii
Lista de Anexos ............................................................................................................. xiv
RESUMEN ..................................................................................................................... xv
ABSTRACT ................................................................................................................... xvi
Introducción ...................................................................................................................... 1
Capítulo I .......................................................................................................................... 2
1.El Problema ................................................................................................................................ 2
1.1 Planteamiento del problema. ................................................................................................ 2
1.2 Formulación del problema ...................................................................................................... 2
1.2.1 Preguntas Directrices. ........................................................................................................ 2
1.3 Objetivos de la Investigación................................................................................................... 3
1.3.1 Objetivo General. .............................................................................................................. 3
1.3.2 Objetivos Específicos. ....................................................................................................... 3
1.4 Justificación e Importancia...................................................................................................... 3
Capitulo II ......................................................................................................................... 5
2 Marco Teórico ............................................................................................................................ 5
2.1 Antecedentes ........................................................................................................................ 5
2.2 Fundamento teórico .............................................................................................................. 6
2.2.1 Generalidades de la pitahaya ............................................................................................. 6
2.2.1.1 Pitahaya amarilla Selenicereus megalanthus (K.Schum.ex Vaupel) Moran. ................. 7
2.2.1.2 Clasificación taxonómica y descripción botánica .......................................................... 7
2.2.1.3 Partes importantes que tiene la pitahaya amarilla. ......................................................... 7
2.2.1.4 Composición nutricional de la fruta ............................................................................. 10
2.2.2.1 Pitahaya roja Cereus undatus Haw .............................................................................. 10
2.2.2.2 Clasificación taxonómica y descripción botánica ........................................................ 10
2.2.2.3 Partes importantes que tiene la pitahaya roja ............................................................... 11
2.2.2.4 Composición nutricional de la fruta ............................................................................. 12
2.3 Pectina. ............................................................................................................................... 13
2.3.1 Estructura de la Pectina. .................................................................................................. 14
2.3.2 Clasificación de las pectinas ............................................................................................ 16
2.3.2.1 Protopectina. ................................................................................................................. 16
2.3.2.2 Ácidos pécticos o poligaracturonicos. .......................................................................... 16
2.3.2.3 Ácidos pectinicos o pectinas. ....................................................................................... 16
ix
2.3.2.4 Degradación enzimatica de las pectinas ....................................................................... 17
2.3.3 Reacciones de las pectinas .............................................................................................. 17
2.3.3.1 Pectinas con alto grado de esterificación...................................................................... 18
2.3.3.2 Pectinas con bajo grado de esterificación. ..................................................................... 19
2.3.3.3 Amidación de las pectinas ............................................................................................ 19
2.3.4 Mecanismo (Formación de geles). .................................................................................. 20
2.3.4.2 Obtención de pectinas por hidrólisis ácida. .................................................................. 21
2.3.4.3 Agentes hidrolizantes ácidos ........................................................................................ 22
2.3.4.4 Métodos de extracción ................................................................................................. 23
2.3.4.5 Propiedades fisicoquímicas de las pectinas. ................................................................. 23
2.3.5 Espectroscopia infrarroja ................................................................................................. 27
2.3.6 Marco Legal .................................................................................................................... 30
2.3.7 Hipótesis .......................................................................................................................... 31
2.3.8 Sistema de variables ........................................................................................................ 31
Capítulo III ...................................................................................................................... 32
3 Metodología ............................................................................................................................. 32
3.1 Diseño de la investigación .................................................................................................. 32
3.2 Población y muestra ........................................................................................................... 32
3.3 Diseño Experimental .......................................................................................................... 32
3.3.1 Matriz de Operacionalización de las Variables. .............................................................. 32
3.3.2 Validez del instrumento de recolección de datos (IRD). ................................................. 33
3.3.3 Tratamiento y recolección de datos. ................................................................................ 33
3.3.4 Determinación de los parámetros físico-químicos de la pectina. .................................... 33
3.4 Método ............................................................................................................................... 33
3.4.1Materiales, Reactivos y Equipos ...................................................................................... 33
3.5 Extracción de la Pectina ..................................................................................................... 35
3.5.1 Tratamiento de las cáscaras. ............................................................................................ 36
3.5.2 Hidrólisis ácida. ............................................................................................................... 36
3.5.2.1 Hidrólisis mediante reflujo ........................................................................................... 36
3.5.2.2 Hidrólisis asistida con microondas. .............................................................................. 37
3.5.3 Cálculo del rendimiento de la pectina aislada. ................................................................ 37
3.5.4 Caracterización fisicoquímica de la pectina extraída. ..................................................... 37
3.5.4.1 Cálculo del peso equivalente y acidez libre. ................................................................ 37
3.5.5 Grado de esterificación .................................................................................................... 38
3.5.6 Determinación del porcentaje de metoxilo ...................................................................... 38
3.5.7 Espectroscopia Infrarroja por Transformadas de Fourier. ............................................... 39
x
3.5.8 Determinación del porcentaje de cenizas ........................................................................ 39
3.5.9 Determinación del peso molecular (Viscosimetrico) ...................................................... 40
3.5.10 Determinación de la energía de activación. ................................................................... 41
3.5.11 Determinación de la concentración de gelificación crítica. ........................................... 41
CAPÍTULO IV ............................................................................................................... 42
4 Análisis e interpretación de resultados .................................................................................... 42
4.1 Identificación taxonómica de las especies del género ........................................................ 42
4.2 Extracción de la pectina ..................................................................................................... 42
4.2.1 Tratamiento de las cáscaras. ............................................................................................ 42
4.4 Análisis de la Hidrólisis ..................................................................................................... 43
4.5 Cálculo del rendimiento de la pectina extraída. ................................................................. 43
4.5.1 Análisis del rendimiento de pectina a partir de las muestras de pitahayas ...................... 44
4.6 Caracterización fisicoquímica de la pectina extraída. ........................................................ 46
4.6.1 Cálculo del peso equivalente ........................................................................................... 46
4.6.1.1 Peso equivalente de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas........................... 46
4.6.2 Cálculo de la acidez libre ................................................................................................ 47
4.6.2.1 Acidez libre de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas .................................. 48
4.6.3 Cálculo del grado de esterificación. ................................................................................ 49
4.6.3.1 Grado de esterificación de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas ................ 49
4.6.4 Porcentaje de metoxilo. ................................................................................................... 50
4.6.4.1 Porcentaje de metoxilo de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas. ................ 50
4.6.5 Análisis de los infrarrojos de las pectinas extraídas ........................................................ 51
4.6.6 Cálculo del porcentaje de cenizas ................................................................................... 52
4.6.6.1 Porcentaje de cenizas de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas ................... 53
4.6.7 Cálculo del peso molecular de la pectina mediante viscosimetria. ................................. 54
4.6.7.1 Peso molecular de las pectinas extraídas de las muestras de pitahayas. ....................... 56
4.6.8 Cálculo de la Energía de activación ................................................................................ 57
4.6.8.1 Energía de activación de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas. .................. 58
4.6.9 Cálculo de la concentración de gelificación critica ......................................................... 59
4.6.9.1 Concentración de gelificación critica de pectinas extraídas de las muestras de
pitahaya… ................................................................................................................................ 60
CAPÍTULO V ................................................................................................................. 61
5 Conclusiones y recomendaciones ............................................................................................ 61
5.1 Conclusiones ...................................................................................................................... 61
5.2 Recomendaciones ............................................................................................................... 61
xi
Lista de tablas
Tabla 1. Taxonomía de la pitahaya amarilla......................................................................7
Tabla 2. Composición nutricional del fruto de la pitahaya amarilla ...............................10
Tabla 3. Taxonomía de la pitahaya roja ..........................................................................10
Tabla 4. Composición nutricional del fruto de la pitahaya roja ......................................12
Tabla 5. Símbolos según la Unión internacional de Química Pura Aplicada (IUPAC),
comúnmente utilizados para presentar datos de viscosidad ............................................25
Tabla 6. Picos característicos para facilitar la explicación de un espectro infrarrojo .....29
Tabla 7. Materia prima utilizada......................................................................................33
Tabla 8. Decodificación de las pectinas ..........................................................................35
Tabla 9. Muestras de las cáscaras de la pitahaya roja y amarilla ....................................42
Tabla 10. Rendimiento de pectina de las muestras de pitahayas. ....................................44
Tabla 11. Peso equivalente de las pectinas extraídas de las pitahayas ............................46
Tabla 12. Acidez libre de las pectinas extraídas de las pitahayas ...................................48
Tabla 13. Grado de esterificación de las pectinas extraídas de las pitahayas ..................49
Tabla 14. Porcentaje de metoxilo de pectinas extraídas de las pitahayas........................50
Tabla 15.Porcentaje de cenizas de pectinas extraídas de las pitahayas ...........................53
Tabla 16.Densidades y viscosidad de las sustancias de referencia ..................................54
Tabla 17.Datos de viscosidad intrínseca para calcular el peso molecular. ......................54
Tabla 18.Peso molecular de pectinas extraídas de las pitahayas. ....................................56
Tabla 19.Energía de activación de pectinas extraídas de las pitahayas. ..........................58
Tabla 20.Datos de la viscosidad relativa a 25ºC para determinar la concentración de
gelificación critica. ..........................................................................................................59
Tabla 21.Concentración de gelificación critica de pectinas extraídas. ............................60
Tabla 22.Diseño ANOVA para porcentaje de rendimiento de pectina según la especie,
tratamiento y acidez. ........................................................................................................74
xii
Lista de figuras
Figura 1.Flor de la pitahaya amarilla Selenicereus megalanthus (K.Schum.ex
Vaupel)Moran ....................................................................................................................8
Figura 2.Tallos del fruto de pitahaya amarilla ...................................................................8
Figura 3.Partes del fruto de pitahaya amarilla ...................................................................9
Figura 4.Flor de la pitahaya roja en la noche Figura 5.Flor de la pitahaya roja en el día
.........................................................................................................................................11
Figura 6.Tallos de la pitahaya roja ..................................................................................11
Figura 7.Fruta de pitahaya roja ........................................................................................12
Figura 8.Estructura de la pared celular ............................................................................13
Figura 9.Unidades de ácido galacturonico que conforman la pectina unidos por enlaces
α-1,4 y dos grupos esterificados. .....................................................................................14
Figura 10.Estructura general de la pectina ......................................................................14
Figura 11.Esquema de la estructura de la pectina donde a) homogalacturona con
esterificación de metilos; b) rhamnogalacturona I;c) rhamnogalacturona II d) galactanos
y arabinanos. ....................................................................................................................16
Figura 12.ácidos pectínicos .............................................................................................17
Figura 13.Estructura de la pectina de alto grado de esterificación ..................................18
Figura 14.Estructura de la pectina de bajo grado de esterificación .................................19
Figura 15.Estructura de la pectina de bajo metoxilo amidada .........................................20
Figura 16.Etapas del proceso sol gel en general ..............................................................20
Figura 17. Ruptura del enlace glucosídico ......................................................................21
Figura 18.Concentración de gelificación crítica .............................................................26
Figura 19.Espectro infrarrojo de absorbancia .................................................................27
Figura 20.Espectro infrarrojo de transmitancia ..............................................................28
Figura 21.Región de grupos funcionales y de huella dactilar .........................................28
Figura 22. Espectros de pectina cítrica y pitahaya. .........................................................30
Figura 23.Rendimiento de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez. ...44
Figura 24. Significancia del promedio con un intervalo de confianza al 95%. ...............45
Figura 25.Peso equivalente de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez.
.........................................................................................................................................47
Figura 26.Acidez libre de pectinas extraídas según especie, tratamiento y acidez. ........48
Figura 27.Grado de esterificación de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y
acidez. ..............................................................................................................................49
Figura 28.Porcentaje de metoxilo de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y
acidez. ..............................................................................................................................51
Figura 29.Espectro de infrarrojo de: la pectina comercial (Rojo),AMC(Azul), ARC
(Verde). ............................................................................................................................52
Figura 30.Porcentaje de cenizas de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y
acidez ...............................................................................................................................53
xiii
Figura 31. Viscosidad reducida (ηred) en función de la concentración (g/mL) para
obtener la viscosidad intrínseca de la muestra AMC. .....................................................55
Figura 32.Peso molecular promedio de pectinas extraídas según la especie, tratamiento
y acidez. ...........................................................................................................................56
Figura 33.Logaritmo natural de la viscosidad en función de la inversa de la temperatura.
.........................................................................................................................................57
Figura 34.Energía de activación de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y
acidez. ..............................................................................................................................58
Figura 35.Viscosidad relativa en función de la concentración. ......................................59
Figura 36.Concentración de gelificación critica de pectinas extraídas según la especie,
tratamiento y acidez. ........................................................................................................60
Figura 37..Espectros de infrarrojo de: la pectina comercial(Rojo), PMC(Azul) y
PRC(Verde). ....................................................................................................................75
Figura 38.Espectros de infrarrojo de : PMB(Rojo), PMC(Azul), PRB(Café) y
PRC(Verde). ....................................................................................................................76
Figura 39.Espectros de infrarrojo de: ARB(Azul),PRB(Café). .......................................76
Figura 40.Espectros de infrarrojo de: ARC(Rojo),ARB(Azul),AMB(Café) y
AMC(Verde). ...................................................................................................................77
Figura 41.Espectros de infrarrojo de : AMB(Rojo) y PMB(Azul). .................................78
xiv
Lista de Anexos
Anexo A. Árbol de problemas .........................................................................................66
Anexo B. Categorización de variables ............................................................................67
Anexo C. Diagrama de extracción de pectina de las cáscaras de pitahaya ....................68
Anexo D. Matriz de operacionalización de las variables ................................................69
Anexo E. Instrumento de recolección de datos ...............................................................70
Anexo F. Ficha técnica de la pectina CPKelco GENU Pectin type 105 rapid set.(Estándar)
.........................................................................................................................................71
Anexo G. Certificación de la identificación taxonómica de las especies. .......................73
Anexo H. Datos de rendimientos de pectina y su ANOVA. ...........................................74
Anexo I. Espectros infrarrojos de las muestras y de la pectina estándar (GENU® pectin
type 105 rapid set) ...........................................................................................................75
Anexo J. Proceso fotografiado de la extracción de pectina por hidrólisis por dos
tratamientos (microondas y reflujo) de las cáscaras de pitahaya amarilla. .....................79
Anexo K.Proceso fotografiado de la extracción de pectina por hidrólisis por dos
tratamientos (microondas y reflujo) de las cáscaras de pitahaya roja. ............................80
xv
Extracción de pectina a partir de las cáscaras de dos variedades de pitahayas.
Autor: Fabián Isaías Vargas Calva
Tutor: PhD. Fernando Augusto Novillo Logroño
RESUMEN
La pectina es un polisacárido que se encuentra en la pared celular de todas las frutas y
vegetales, y es muy utilizado en la industria alimentaria. En este estudio se realizó la
extracción de pectina a partir de las especies Selenicereus megalanthus (K. Schum. ex
Vaupel) Moran (pitahaya amarilla) y Cereus undatus Haw (pitahaya roja), para lo cual se
utilizaron dos tratamientos de extracción uno con microondas y uno térmico. Las muestras
se hidrolizaron con ácido clorhídrico (pH = 2,6), ácido láctico (pH = 3,2) y una solución
reguladora de ácido oxálico-oxalato de amonio (pH = 4,5). La pectina extraída se
caracterizó mediante espectroscopia infrarroja con transformadas de Fourier (FT-IR). Se
evaluaron algunas propiedades fisicoquímicas tales como: el porcentaje de metoxilo (9,37
%), la acidez libre (0,82 eq-g/g), el peso equivalente (1222,19 g/eq-g) y el grado de
esterificación (57,42 %). Además, se determinó el contenido de cenizas (5,10 %), el peso
molecular (12007 g/mol), la energía de activación (4153 J/mol) y la concentración de
gelificación critica (0,2 %). El mayor rendimiento de extracción se obtuvo a partir de la
cáscara de pitahaya roja (23,67 %), aplicando el tratamiento térmico de energía de
microondas y la hidrólisis acida con la solución reguladora.
PALABRAS CLAVE: PECTINA, PITAHAYA, SELENICEREUS MEGALANTHUS,
CEREUS UNDATUS, MICROONDA, SOLUCIÓN REGULADORA
xvi
Extraction of pectin from the peelings of two varieties of pitahayas.
Author: Fabián Isaías Vargas Calva
Tutor: PhD. Fernando Augusto Novillo Logroño
ABSTRACT
Pectin is a polysaccharide that is present in the cell wall of all fruits and vegetables,
and is widely used in the food industry. In this study, the extraction of pectin from the
species Selenicereus megalanthus (K. Schum. Ex Vaupel) Moran (yellow pitahaya) and
Cereus undatus Haw (red pitahaya) was performed, for which two extraction treatments
were used one with microwave and another with thermal. The samples were hydrolyzed
with hydrochloric acid (pH = 2.6), lactic acid (pH = 3.2) and a buffer solution of oxalic
acid-ammonium oxalate (pH = 4.5). The extracted pectin was characterized with Fourier
transform infrared spectroscopy (FT-IR). Some physicochemical properties such as: the
percentage of methoxyl (9.37 %), free acidity (0.82 eq-g/g), the equivalent weight
(1222.19 g/eq-g) and the degree of esterification (57.42%). In addition, the ash content
(5.10 %), the molecular weight (12007 g/mol), the activation energy (4153 J/mol) and the
critical gelation concentration (0.2 %) were determined. The highest yield extraction was
obtained from the red pitahaya peel (23.67 %), applying microwave energy heat treatment
and acid hydrolysis with the buffer solution.
KEYWORDS: PECTIN, PITAHAYA, SELENICEREUS MEGALANTHUS, CEREUS
UNDATUS, MICROWAVE, BUFFER SOLUTION
1
Introducción
Las pectinas son polímeros no tóxicos y biodegradables que se usan ampliamente en
las industrias farmacéuticas y alimenticias debido a su alta actividad fisiológica y
capacidad gelificante (Gyunter y col 2017).
El presente proyecto de investigación busca darle un valor agregado a la fruta llamada
pitahaya ya sea de color amarilla o roja, cuyas especies corresponden a Selenicereus
megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran y Cereus undatus Haw, respectivamente. En
general, del fruto de estas especies se consume solamente la pulpa, pero la cáscara puede
ser una fuente potencial para extraer pectinas, tradicionalmente se extrae pectina de la
cáscara de los frutos cítricos, lo cual se hace generalmente por extracción por reflujo en
un medio ácido, en este estudio se plantea modificar el medio ácido utilizando una
solución reguladora, adicionalmente emplear una nueva fuente alterna de energía.
En el capítulo I se especifica el planteamiento del problema que motivo a realizar este
proyecto de investigación en donde se da a conocer el aprovechamiento de los residuos
de la fruta de pitahaya. El aprovechamiento de estos desechos nos permite extraer pectina
y este biopolímero tiene aplicabilidad en la industria de alimentos y farmacéutica, además
en este capítulo se indica la formulación del problema, objetivos y la justificación e
importancia del proyecto.
En el capítulo II se presentan los estudios relacionados con el tema a investigar, marco
teórico el cual da un sustento a la investigación. Además, se detalla los tipos de extracción
que se utilizará, la hipótesis, marco legal y las diferentes variables que influyen en el
proceso.
En el capítulo III se plantea la metodología experimental con una investigación del
tipo experimental y exploratoria, se especifica la muestra, los tratamientos, se describe
como se llevó a cabo la caracterización de la pectina extraída y se presentan los materiales,
equipos con los cuales se trabajó durante la investigación. A continuación, se plantea el
diseño experimental.
En el capítulo IV se presenta al análisis e interpretación de resultados con su discusión,
tratamiento estadístico pertinente.
En el capítulo V se presenta las conclusiones y recomendaciones que se obtuvieron en
este proyecto de investigación.
2
Capítulo I
1.El Problema
1.1 Planteamiento del problema.
El estudio de las frutas es muy importante porque contiene nutrientes esenciales para
la nutrición humana, como minerales, vitaminas, compuestos fenólicos y fibras dietéticas.
Las paredes celulares de las plantas son la principal fuente de fibras alimenticias, que
pueden obtenerse de vegetales, frutas, nueces y semillas. Las paredes de las células
vegetales en crecimiento están constituidas predominantemente por polisacáridos, que
normalmente se clasifican como celulosa, hemicelulosa y pectina. (Kienteka,Ferreira, &
Petkowicz, 2018)
En el Ecuador se cultivan dos tipos de pitahayas de la cual solo se consume la pulpa,
las cáscaras quedan como un desecho que se puede reutilizar dándole un valor agregado.
Adicionalmente, existen estudios preliminares que indican que se podría obtener pectina
a partir de la cáscara de pitahaya.(Ismail,y col, 2012; Rahmati, Abdullah, Momeny, &
Kang, 2014)
A nivel industrial, la fuente de obtención de la pectina se encuentra limitada a las
cáscaras de frutos cítricos conteniendo cerca del 25% de pectina y del bagazo de manzana
rindiendo alrededor del 15 a 18% de pectina, en esta investigación se sugiere la utilización
de una fruta exótica como lo es la pitahaya, para la obtención de pectina como alternativa
rentable al creciente desarrollo industrial, lo cual hace necesario evaluar la cantidad y
calidad de pectina presente en estos frutos.(Mejía & Cones, 2014)
La técnica de extracción asistida por microondas no se ha implementado en la
extracción de pectina de la cáscara de la fruta del dragón en el Ecuador, por lo tanto, en
esta investigación se presenta este método de extracción como alternativa.
1.2 Formulación del problema
¿Las cáscaras de los frutos de pitahayas, de las variedades amarilla y roja, contendrán
suficiente pectina como para ser extraídas?
1.2.1 Preguntas Directrices.
¿Hidrolizar en medio ácido mejorara los rendimientos de obtención de pectina
en los frutos de pitahaya?
¿Al usar una técnica novedosa, como la microonda, se obtendrá un mayor
rendimiento de extracción que con la técnica convencional?
¿La pectina obtenida será de bajo o de alto grado de esterificación?
3
1.3 Objetivos de la Investigación
1.3.1 Objetivo General.
Extraer pectina de la cáscara de dos variedades de pitahayas.
1.3.2 Objetivos Específicos.
1. Hidrolizar las muestras de pitahaya en diferentes medios ácidos.
2. Comparar los rendimientos de extracción obtenidos por los métodos de reflujo
y de microonda.
3. Caracterizar la pectina aislada mediante la determinación de parámetros
fisicoquímicos.
4. Determinar la energía de activación de las pectinas extraídas.
1.4 Justificación e Importancia
Las pitahayas son consideradas como frutas exóticas, adicionalmente tiene aceptación
y alcanza buenos precios en los mercados nacionales e internacionales, los cultivos no
tradicionales como la pitahaya han adquirido gran importancia para el país como
alternativa rentable para sustituir los cultivos básicos. La pitahaya puede representar un
sustento económico de las poblaciones rurales de regiones semiáridas y extenderse a los
mercados mundiales, donde los frutos exóticos tienen una amplia demanda, además en el
ecuador tenemos dos variedades de pitahaya una de color amarilla de un sabor dulce y la
otra es la rosa de pulpa blanca (Castillo, 2006; Hern y col, s. f.)
Las pectinas se utilizan como aditivos alimenticios que se obtienen de materias primas
vegetales, principalmente frutas, se usan en varias industrias como estabilizante,
gelificante, espesante y emulsionante. En la actualidad se la utiliza para hacer gelatinas,
helados, salsas, conservas, mermeladas y queso en la industria alimenticia, en cambio en
la industria farmacéutica se la utiliza para modificar la viscosidad de sus productos y en
medicinas son encapsuladas con una película de pectina para proteger la mucosa gástrica
y permitir la liberación sostenida de la sustancia activa en la circulación de la sangre.
adicionalmente se la utiliza en la producción de productos espumantes como agente de
clarificación y aglutinante. (Gawkowska,y col 2018; Pineda & Jorge, 2012; Torkova y
col, 2018)
El elevado consumo de fibra como la pectina, produce efectos favorables en la salud
humana por sus propiedades anticancerígenas, hipoglicemiantes e hipocolesterolémicas,
también disminuye el riesgo de sufrir hipertensión, obesidad y ciertos desórdenes
gastrointestinales.(Barreto y col, 2017)
4
La fruta de pitahaya puede industrializarse para elaborar mermeladas, jarabes, vinos,
y otro tipo de productos. Algunas empresas han tenido buenos resultados en la
elaboración de alimentos para bebés; además, del pericarpio y la pulpa, es posible extraer
colorantes, en el tallo tenemos hierro, carbohidratos (Castillo, 2006)
Cuando se llega a combinar la pectina con el quitosano se puede fabricar películas
funcionales para aplicarlas en el envasado de alimentos, además los geles de pectina se
han combinado con nanotubos de carbono para hacer un material biónico con sensibilidad
a altas temperaturas esto es debido a su capacidad para disolverse lentamente a lo largo
del tiempo y formar geles que atrapan moléculas más grandes, las pectinas sirven como
excipientes de liberación prolongada útiles para productos farmacéuticos. Se ha
demostrado que algunas preparaciones de pectina, incluida la pectina cítrica modificada,
tienen efectos citotóxicos y antimigrantes en células cancerosas cultivadas. Sin embargo,
la eficacia in vivo de pectinas solas en la progresión del cáncer en humanos aún no se ha
demostrado en ensayos clínicos.(Anderson, 2019)
Se ha reportado que el uso de técnicas más novedosas no convencionales tales como:
ultrasonido, pulsos eléctricos, digestión enzimática, extrusión, microondas y fluidos
supercríticos mejoran el rendimiento y la selectividad de la extracción. (Pérez,
Hernández, & Barragán, 2017)
La pectina y la pectina modificada con pH o modificada con calor se ha demostrado
actividades de prevención de la quimioterapia y antitumorales contra algunos cánceres
agresivos y recurrentes. Por otro lado, se ha reportado que las estructuras químicas
desproteinadas de la fracción de pectina soluble en agua, en células modelo de
neuroblastoma humano LAN5 y fibroblastos normales NIH 3T3. Informamos que ambas
especies moleculares pueden causar una desaceleración significativa de la tasa de
crecimiento celular solo en células cancerosas sin afectar a las normales. (Lefsih y col.,
2018)
En la industria tabacalera, especialmente la pectina es usada como un pegamento
natural para los envoltorios de cigarros. Estos ejemplos demuestran el potencial de
desarrollo de pectina y las posibilidades y ocasiones que esperan en el futuro,
adicionalmente la pectina es usada como un proveedor de estructura natural para pastas.
En desodorantes y pastas de dientes, la pectina cubre sustancias de sabor especiales, pero
también es usada como agente espesante.(Mejía & Cones, 2014)
5
Capitulo II
2 Marco Teórico
2.1 Antecedentes
En el estudio de Liew y col (2014) se reporta la extracción y caracterización de la
pectina de maracuyá (Passiflora edulis), en donde se determinó que el rendimiento de la
extracción de pectina depende del pH, el grado de esterificación y del tiempo de
extracción. Además, se realizó un análisis morfológico de la pectina extraída mediante
Microscopía Electrónica de Barrido.
En otro estudio se extrajo y caracterizó pectina a partir del jugo concentrado de la
manzana, para lo cual se utilizó tres tipos de ácidos, ácido clorhídrico, ácido sulfúrico y
ácido cítrico. En este caso se determinó que la extracción con ácido cítrico produce
pectinas con alta cantidad de metoxilo, ácido anhidrouronico y un grado de esterificación
del 49,5%. Además, el rendimiento de extracción de pectinas estuvo alrededor del 52%.
(Gazala y col, 2017)
La utilización de disolventes eutécticos de bajo punto de fusión (DES) permitió la
extracción de pectina de la cáscara de toronja (Citrus grandis (L.) Osbeck), con un
rendimiento del 23,04%. El DES corresponde a una mezcla ternaria de ácido láctico-
glucosa-agua (6:1:6). Además, se estableció que la extracción con ácido cítrico fue la de
mayor rendimiento de extracción y de más ahorro de energía, comparada con la extracción
con DES. (Liew y col, 2017)
Hashim, (2018) reportó la extracción y caracterización de la pectina de la cáscara de
pitahaya roja (Hylocerens polyrhizus) utilizando diferentes concentraciones de oxalato de
amonio. La pectina aislada se lo clasificó como pectina de bajo metoxilo.
Bayar y col., (2017) reportaron la extracción de pectina a partir de los cladodios de la
tuna (Opuntia ficus) asistida por ultrasonido. Las condiciones experimentales que se
validaron fueron: tiempo de sonicación 70 min, temperatura 70 °C, pH 1,5 y la relación
muestra-agua de 30 mL/g. El rendimiento de extracción fue del 18,14%.
Finalmente, Sommano y col, (2018) reporta la extracción de pectina de las cáscaras de
mango, por el método convencional usando ácido clorhídrico y por la extracción asistida
por microondas de control de fase (PCMAE). El mejor rendimiento fue de 14,05% el cual
se obtuvo con PCMAE.
6
2.2 Fundamento teórico
2.2.1 Generalidades de la pitahaya
La pitahaya amarilla es originaria de Colombia, Perú, Bolivia, Ecuador y Venezuela.
(Kondon y col., 2013; Lim, 2012)
Según plantlist (2019) las pitahayas pertenecen a la familia Cactaceae que corresponde
al mayor grupo de angiospermas (son plantas vasculares con semillas). De los cuales hay
176 géneros y dos de ellas se van a estudiar, son Cereus y Selenicereus, se caracterizan
por tener tallos carnosos que están constituidas por ramas que contienen espinas de 0,01
m, cerdas o escamas que llevan a una estructura llamada areola, además son plantas
trepadoras que pueden llegar a medir dos metros y están constituidos de cladodios que
tienen entre 0,50 y 1,50 m de largo,.(Huachi y col, 2015)
El consumo de pitahaya a nivel mundial es muy cotizado principalmente en países
como Tailandia, Indonesia y Vietnam que es el mayor exportador de pitahaya roja en el
mercado oriental, mientras que Israel y Colombia son los principales proveedores de
pitahaya amarilla para el mercado occidental. Ecuador tiene una participación creciente
en las exportaciones de pitahaya ya que en 2014 cerraron la producción anual de 128.13
TM de pitahaya exportada lo que representa 1’243.000 USD, los principales mercados
son China, La Unión Europea, Estados Unidos, Singapur y Hong Kong (Beltrán, 2015).
En el Ecuador se siembran tanto las pitahayas rojas como amarillas, la pitahaya roja se
la encuentra en la provincia del Guayas y en la región amazónica, mientras el cultivo de
pitahaya amarilla se encuentra en la provincia de Pichincha y en la región amazónica
(Barrangou y col, 2015).
El origen de la pitahaya roja viene de la especie Hylocereus es endémica de América
Latina, del área del sur de México, del Pacífico de Guatemala, de Costa Rica y El
Salvador. Se cultiva y naturaliza comúnmente en las tierras bajas tropicales de América,
las Antillas, las Bahamas, las Bermudas, el sur de Florida y los trópicos del Viejo
Mundo.(Lim, 2012)
7
2.2.1.1 Pitahaya amarilla Selenicereus megalanthus (K.Schum.ex Vaupel)
Moran.
2.2.1.2 Clasificación taxonómica y descripción botánica
Tabla 1. Taxonomía de la pitahaya amarilla
Nombre común: Fruta escamosa, pitaya de agosto, Pitaya amarilla,
Flor de cáliz, reina de la noche, cardo ananás
Clase: Equisetopsida C. Agardh
Subclase: Magnoliidae Novák ex Takht.
Superorden: Caryophyllanae Takht.
Orden: Caryophyllales Juss. ex Bercht & J. Presl
Familia: Cactaceae Juss.
Género: Selenicereus (A. Berger) Britton & Rose
Especie: Megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran
Elaboración: Fabián Vargas
Fuente Dallos y col, (2010)
2.2.1.3 Partes importantes que tiene la pitahaya amarilla.
Flor y tallo
La flor tiene una forma tubular, hermafrodita, posee el ovario con un solo lóbulo, tiene
numerosos estambres, brácteas completamente verdes y pétalos de un blanco brillante,
además puede medir entre 20 y 40 cm de longitud y un diámetro de 25 cm, los sépalos
son amarillos, tienen una particularidad se abren solo en las horas de la noche en un
periodo de una hora razón por la cual es conocida como reina de la noche puesto que
exhala una fragancia de olor a banano y vainilla que atrae muchos insectos, son
infundibuliformes es decir que están en forma de trompeta, además son polinizados por
abejas en las horas del día ya que son atraídas por el néctar que genera la flor, el periodo
de polinización comprende de 4 a 8 meses, el periodo de brotación de la areola hasta la
flor abierta es de 45 a 50 días y el de flor abierta a fruta de 100 a 120 días. (Dallos y col.,
2010)
8
Fuente: Dallos y col., ( 2010)
Tienen un tallo xerofítico, filocladio, triangular y suculento de color verde que es
donde se da las funciones fotosintéticas, estos tallos presentan tres aristas que son
cóncavos a los lados y contienen areolas en sus bordes que tienen espinas en sus bordes,
son espinas de 2 a 4 mm y son consideradas como hojas modificadas, en las areolas se da
las ramificaciones y las flores puesto que tiene yemas vegetativas o reproductivas. (Dallos
y col, 2010)
Figura 2.Tallos del fruto de pitahaya amarilla
Fuente: Kondo y col, (2013)
Figura 1.Flor de la pitahaya amarilla Selenicereus megalanthus (K.Schum.ex
Vaupel)Moran
9
Fruto
Es una baya globosa de forma ovoide con protuberancias llamadas mamilas, además
tiene la pulpa que es jugosa y dulce, su tamaño varía entre 10 a 15 cm de longitud, tiene
un diámetro de 6 a 10 cm y está compuesta por brácteas donde nacen las espinas que se
desprenden fácilmente en el estado de maduración, su cáscara es amarilla y gruesa.
(Dallos y col, 2010)
Figura 3.Partes del fruto de pitahaya amarilla
Fuente: Kondo y col, (2013)
Cáscara y semilla
Contiene celulosa, hemicelulosa y pectina, además encontramos las betalainas que
pertenecen a los bioflavonoides, contiene betaxantinas que son similares a las vitaminas
que trabajan como antioxidantes como la vitamina C, las betalainas ayudan a producir
colágeno, además en la cáscara el principal aminoácido es la prolina.(Huachi y col., 2015)
Las semillas tienen una capacidad antioxidante por su alto contenido de ácidos grasos
naturales, así como el ácido oleico 13,9 %, ácido linoléico 64.5% y ácido palmítico 14.4%
En donde el más importante es el ácido linoléico ya que este funciona en el organismo
como capturador de colesterol generando un efecto cardiotónico, cada fruta tiene
aproximadamente 650 semillas por fruto de color negro o café en las pitahayas.(Huachi y
col., 2015)
10
2.2.1.4 Composición nutricional de la fruta
Según Dalos y col (2010) Describieron que de cada 100 g de la parte comestible del
fruto se obtiene la siguiente composición que se observa en la tabla 2.
Tabla 2. Composición nutricional del fruto de la pitahaya amarilla
Nutriente Cantidad
Energía 54,00 Kcal
Agua 89,4 g
Proteínas 1,2 g
Grasa 0,4 g
Carbohidratos
Fibra
Cenizas
Tiamina
Rivoflamina
Niacina
ácido ascórbico
Sodio
Calcio
Fósforo
Hierro
Potasio
15 g
0,8 g
0,6 g
0,36 mg
0,04 mg
0,2 mg
25 mg
50 mg
8 mg
30 mg
0,6 mg
339 mg
Magnesio 200 mg
Fuente: Dallos y col, ( 2010)
2.2.2.1 Pitahaya roja Cereus undatus Haw
2.2.2.2 Clasificación taxonómica y descripción botánica
Tabla 3. Taxonomía de la pitahaya roja
Nombre común: Pitaya roja, Fruta de dragon, Pitahaya, cerezo
Floreciente nocturno, reina de la noche, pera
Fresa, nanettika.
Clase: Angiospermae
Subclase: Dycotyledoneae.
Orden: Opuntiales
Familia: Cactaceae .
Género: Cereus
Especie: Undatus Haw
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Fuente Lim, (2012)
11
2.2.2.3 Partes importantes que tiene la pitahaya roja
Flor y tallo
Las flores del Hylocereus son las más grandes de la familia de los cactus y las más
grandes superan fácilmente las 12 pulgadas (30 cm) de longitud y diámetro. Los tubos
florales son gruesos con escamas frondosas y sin espinas, cerdas o pelos. Las flores son
principalmente blancas fragantes que se abren por la noche. Sorprendentemente, estas
flores masivas solo permanecerán abiertas unas pocas horas y solo una noche. Este
mecanismo de floración nocturna de la flor es un mecanismo de protección del cactus
contra las depredaciones de aves y animales de la flor.(Dubón, 2015)
Figura 4.Flor de la pitahaya roja en la noche Figura 5.Flor de la pitahaya roja en el día
Fuente: Dubón, (2015) Fuente: Arguelles, y col., (2019)
Son denominados vainas, acumulan humedad de manera más eficiente y regula la
pérdida de humedad durante las temporadas secas y en las horas de mayor calor. El tallo
varía dependiendo de las diferentes especies de pitahaya. Podemos conseguir los
siguientes tipos de tallos o aristas: Trigonus con tallos de tres aristas, Tetragonus con
tallos de cuatro aristas, Pentagonus con tallos de cinco aristas. El tipo más conocido y
más cultivado comercialmente es el de tres aristas o Trigonus.(Arguelles y col, 2019)
Figura 6.Tallos de la pitahaya roja
Fuente :Arguelles,y col., ( 2019)
12
Fruto
Son conocidas como vainas oblonga, subglubosa a elipsoide en el ovario del tubo de
flores a medida que se fertiliza, son generalmente sin espinas con persistentes hojas
suculentas como escamas de color verde, la pulpa es de color blanco, además tiene un
peso de 300 a 600 gramos.(Dubón, 2015)
Figura 7.Fruta de pitahaya roja
Fuente: Arguelles y col (2019)
Cáscaras y semillas
Según Esquivel, (2004) contiene celulosa, hemicelulosa y pectina, además
encontramos las betacianinas, betalainas y tres aminoácidos como prolina, taurina,
carnosita, adicionalmente tiene un alto contenido de azucares y polifenoles y alrededor
de 650 semillas negras.
2.2.2.4 Composición nutricional de la fruta
Según Lim, (2012) De 100 g de su parte comestible se obtiene la tabla 4 Tabla 4. Composición nutricional del fruto de la pitahaya roja
Nutriente Cantidad
Energía 67,70 Kcal
Agua 85,30 g
Proteínas 1,10 g
Grasa 0,57 g
Fibra
Sorbitol
Niacina
ácido ascórbico
Sodio
Calcio
Fósforo
Hierro
Potasio
Zinc
11,34 g
32,70 mg
2,8 mg
25 mg
50 mg
10,20 mg
27,50 mg
0,70 mg
3,37 mg
0,35 mg
Magnesio
Fructosa
38,9 mg
3,20 mg
(cáscara)
Semillas
Albedo
13
2.3 Pectina.
Según Lara y col (2018) Las pectinas son polisacáridos estructurales de la pared
celular vegetal compuestos principalmente de unidades de ácido galacturónico, con
variaciones en su composición, estructura y peso molecular. Este polisacárido se asocia a
menudo con otros componentes de la pared celular, como la celulosa, la hemicelulosa y
la lignina.
Se encuentra en el medio de las láminas de la pared celular primaria, por lo general
funciona como material de cementación para la celulosa y mueve internamente el agua,
cuando las sustancias pecticas se hidrolizan con ácido se forma pectina, está presente en
todas las frutas en variables cantidades, por lo general se extraen con una solución de
ácido y se precipitan con alcohol, se secan y se obtiene un polvo con un contenido de
agua del 6 al 10 %.(Hartel,y col, 2017, p. 144)
Es un aditivo alimentario que se compone principalmente de ácido poligalacturónico
con una cantidad parcial de ésteres metílicos y sus sales de sodio, potasio, calcio y de
amonio, obtenido por extracción en medio acuoso de material apropiado de plantas
comestibles, generalmente frutas cítricas o manzanas; no deben ser usados en su
precipitación otros compuestos orgánicos más que el metanol, etanol e
isopropanol.(Mejía & Cones, 2014)
Fuente: (Hartel y col., 2017, p. 144)
Figura 8.Estructura de la pared celular
14
2.3.1 Estructura de la Pectina.
Las pectinas son largas cadenas del ácido α-1,4-D-galacturónico tienen diferentes
dominios de pectina y se pueden distinguir como: homogalacturona, rhamnogalacturona
I, rhamnogalacturona II . Los ácidos D-galacturonicos se unen por enlaces α (1 → 4) y
adicionalmente contienen trazas de azucares en su estructura como galactosa y arabinosa
(Sista Kameshwar & Qin, 2018)
Figura 9.Unidades de ácido galacturonico que conforman la pectina unidos por enlaces α-
1,4 y dos grupos esterificados.
Elaborado: Vargas Fabián
Fuente: Chan, (2016)
Figura 10.Estructura general de la pectina
Fuente: Chasquibol y col (2008)
15
16
Figura 11.Esquema de la estructura de la pectina donde a) homogalacturona con
esterificación de metilos; b) rhamnogalacturona I;c) rhamnogalacturona II d) galactanos y
arabinanos.
Fuente: Wong, (2008)
2.3.2 Clasificación de las pectinas
2.3.2.1 Protopectina.
Llamada pectosa o pectina insoluble, se denomina así porque es la precursora de la
pectina. En la protopectina se reúnen todos los compuestos pécticos no solubles en agua
que fácilmente se desintegran. En mayor parte se localizan en las paredes celulares de las
plantas. La protopectina, al tratarla por hidrólisis por varios procedimientos que son
tratamiento con ácidos, agentes de intercambio de iones o enzimas se obtiene pectinas o
ácidos pécticos.(Mejía & Cones, 2014; Sista Kameshwar & Qin, 2018)
la protopectina insoluble que posee un 100% de grado de esterificación; se transforma
en pectina soluble al perder metóxilos, lo que conlleva a la pérdida de firmeza de los
frutos; por esto, la mayor cantidad de protopectina se halla en los tejidos de frutos no
maduros o verdes; todos los carboxilos de las protopectinas están esterificados.(Mejía &
Cones, 2014)
2.3.2.2 Ácidos pécticos o poligaracturonicos.
Según Sista Kameshwar & Qin, (2018) son cadenas formadas simplemente por la
unión de ácidos galacturónicos cuyos grupos carboxílicos no se encuentran esterificados
por el grupo metilo (COOCH3), debido a esto su grado de esterificación es de 0% y
contienen alrededor de 100-200 unidades de ácido galacturónico.
2.3.2.3 Ácidos pectinicos o pectinas.
Se generan a partir de la protopectina cuando ésta ha perdido los grupos metóxilo que
están unidos al ácido galacturónico es decir, son ácidos poligacturónicos que presentan
algún grado de esterificación. Este término define los ácidos poligalacturónicos
coloidales, que contienen una porción variable de grupos metóxilo. Se originan de los
ácidos poligalacturónicos puros de la protopectina por esterificación de algunos grupos
carboxilos libres de metanol por acción de una enzima llamada pectinmetilesterasa la cual
va solubilizándola, adicionalmente la riqueza de la pectina en ácidos galacturónico, es
otro delos parámetros importantes a determinar ya que permite tener una idea de la pureza
de la pectina obtenida. Sin embargo, el Ácido galacturonico por ser un azúcar, una forma
oxidada de la O-galactosa, estará acompañado de azúcares neutros como, L-arabinosa, L-
ramosa, O-galactosa y de algunas impurezas arrastradas en las extracciones(Mejía &
Cones, 2014).
17
Figura 12.ácidos pectínicos
Elaborado: Fabián Vargas
Fuente (Sista Kameshwar & Qin, 2018)
2.3.2.4 Degradación enzimatica de las pectinas
Fuente;Mejía & Cones,(2014)
2.3.3 Reacciones de las pectinas
Lo que diferencia a las pectinas entre si es su contenido en metóxilos llamados ésteres
metílicos(COOCH3) que es definido como el número de residuos de ácido D-
galacturónico esterificado o metoxilados por el alcohol, sobre el total de ellos, expresado
en tanto por ciento y se dividen de acuerdo al grado de esterificación, cuando más de la
mitad de los grupos carboxilo están en la forma de éster metílico (COOCH3), las pectinas
se clasifican como pectinas con un alto grado de esterificación y las pectinas con menos
de la mitad de los grupos carboxilo en la forma de éster metílico se denominan pectinas
de bajo grado de esterificación .(Hartel y col., 2017)
Protopectina
insoluble Pectina soluble Ácido pectico
+
Grupos
metoxilo
Ácido
galacturonico
+ agua
18
La función principal del grupo metoxílico es la formación del gel mediante su
interacción con los otros componentes del medio en el cual se encuentre. Si existe
carencia de este componente en la estructura del ácido galacturónico, difícilmente puede
gelificar.(Mejía & Cones, 2014)
2.3.3.1 Pectinas con alto grado de esterificación.
Se encuentran en un rango de 50 a 80%, cabe aclarar que si se tuviera una pectina con
100% de esterificación sería más bien una protopectina. contienen más de un 50% de
unidades del ácido poligalacturónico esterificadas y por lo tanto no reaccionan con iones
calcio. El poder de gelación depende, entre otros, del contenido ácido, del tipo de pectina
y de la cantidad de sólidos solubles, tienen la capacidad de formar geles en un rango de
pH ácido (2-4.5) en presencia de solidos solubles, estas pectinas producen geles más
rígidos y sólidos que los de menor esterificación, adicionalmente entre mayor sea su grado
de esterificación las pectinas pueden gelificar a mayores temperaturas y más
rápido.(Hartel y col., 2017; Lara y col., 2018; Mejía & Cones, 2014)
Figura 13.Estructura de la pectina de alto grado de esterificación
Elaborado: Vargas Fabián
Fuente (Lara y col., 2018)
19
2.3.3.2 Pectinas con bajo grado de esterificación.
Son las que tienen menos del 50% de unidades esterificadas del ácido
poligalacturónico Este porcentaje significa que si la cadena de ácido galacturónico tiene
por ejemplo 100 grupos carboxílicos, solamente 50 están esterificados se dirá que es de
bajo metóxilo, adicionalmente para gelificar requieren la presencia de iones calcio y de
un pH de 2,8 a 6,5; ya que en estas condiciones los carboxilos se encuentran ionizados y
pueden establecer uniones iónicas con otras moléculas de pectina mediante el Ca2+de esta
manera se crea la estructura básica del gel en la cual a su vez los grupos hidroxílicos de
residuos del ácido galacturónico retienen agua por medio de puentes de hidrógeno, para
su gelificación no necesita sacarosa, aun cuando una pequeña cantidad ayuda a
proporcionar mayor rigidez ya que favorece a la interacción carboxilo-calcio .(Lara y col.,
2018; Mejía & Cones, 2014)
Figura 14.Estructura de la pectina de bajo grado de esterificación
Elaborado: Vargas Fabián
fuente(Lara y col., 2018)
2.3.3.3 Amidación de las pectinas
Es obtenida a partir de la desesterificación con amoniaco, es decir se ocupa amoniaco
en vez de ácido y los grupos éster se remplazan por grupos amida y se llegan a formar
pectinas de bajo metoxilo amidadas (Chan , 2016)
20
Figura 15.Estructura de la pectina de bajo metoxilo amidada
Elaborado: Vargas Fabián
Fuente(Chan , 2016)
2.3.4 Mecanismo (Formación de geles).
Según Carballo & Galindo, (2001) "proceso sol-gel" es el término que se usa para
describir la síntesis de una red polimérica través de las reacciones químicas de hidrólisis,
hidroxilación y condensación de precursores moleculares sintéticos ; estas reacciones
ocurren en solución y a baja temperatura. la gelificación se produce a una temperatura
dada cuando el sol toma el aspecto de una masa desprovista de flujo.
Figura 16.Etapas del proceso sol gel en general
Fuente: (Carballo,y col, 2001)
21
2.3.4.2 Obtención de pectinas por hidrólisis ácida.
Los agentes químicos utilizados para la extracción de pectina se dividen en cuatro: Son
agua, tampones, quelantes (de iones de calcio), ácidos y bases. Los ácidos son los agentes
de extracción más usados de la pectina, ya que facilitan la extracción de pectina insoluble
que está estrechamente unida a la matriz celular del material vegetal y da como resultado
rendimientos más altos, además la pectina está generalmente enriquecida en ácido
galacturónico. Los estudios han demostrado que las extracciones acidas mejoran el
rendimiento, en las características químicas y en las características físicoquímicas, para
las hidrólisis ácidas se pueden usar ácidos tanto fuertes como débiles, los ácidos fuertes
son ácidos sulfúrico, clorhídrico, nítrico y los débiles son acético, cítrico, láctico, málico,
tartárico, oxálico y fosfórico.(Sandarani, 2017)
La hidrólisis se utiliza para la despolimerización de la pectina, es decir hay un
rompimiento de los enlaces glucosidicos de los polisacáridos, lo que genera compuestos
menos complejos como la pectina. (Wikiera y col., 2015)
En la actualidad existen 3 métodos para la extracción de pectinas:por hidrólisis ácida,
por métodos enzimáticos y por acción fermentativa de microorganismos. De estos, el
principal proceso usado a escala industrial es mediante la hidrólisis ácida y debido a que
las pectinas son compuestos que generalmente se emplean en alimentos, es necesario
extraerlas del tejido vegetal mediante el uso de reactivos, disolventes y equipos que no
dejen residuos tóxicos en el producto final.(Mejía & Cones, 2014)
Figura 17. Ruptura del enlace glucosídico
Elaborado: Fabián Vargas
Fuente:Wikiera y col., (2015)
22
2.3.4.3 Agentes hidrolizantes ácidos
Ácido fuerte (Ácido clorhídrico)
El ácido fuerte estimula la hidrólisis de la pectina a partir de la protopectina. Los ácidos
de mayor fuerza iónica tienen una capacidad mejorada para precipitar pectina debido a su
mayor afinidad por los cationes, como el Ca2+, que estabiliza la molécula de pectina. Sin
embargo, el ácido clorhídrico produce pectina con un rango de grado de metoxilación más
pequeño en el que la pectina de bajo metoxilo . En digestión ácida, la pectina se puede
degradar rápidamente debido a la alta labilidad y sensibilidad para el ácido. Por lo tanto,
la pectina extraída con ácido caliente está poco metoxilada debido a la desmetilación y
fragmentación de la cadena poligalacturónica.(Sandarani, 2017)
Ácido débil (Ácido láctico)
El ácido láctico está conformado por dos isómeros ópticamente activos, el D(-) láctico
y L(+) láctico y una forma racémica, tanto las dos formas ópticamente activas como la
forma racémica se encuentran en estado líquido, siendo incoloros y solubles en agua,
Ambas formas isoméricas del ácido láctico pueden ser polimerizadas y se pueden
producir polímeros con diferentes propiedades dependiendo de la composición.(Serna y
col ,2005)
Solución reguladora ácida
Son soluciones que se oponen a los cambios de pH cuando se les adiciona un ácido o
una base, su acción se basa en la absorción de hidrogeniones o iones hidroxilo, en forma
general está conformada por una mezcla binaria de un ácido débil y una sal del mismo
acido proveniente de base fuerte, adicionalmente en el estudio se va a utilizar ácido
oxálico con oxalato de amonio, uno de los parámetros más importantes en las soluciones
buffer es la capacidad amortiguadora que es una propiedad de la buffer que te permite
saber cuánto va a resistir el pH, es decir que me permite saber el rango de amortiguación
de mi solución y se mide en miliequivalentes.(Jairo & Granados, 2014)
23
2.3.4.4 Métodos de extracción
Extracción convencional
La pectina se extrae por reflujo de soluciones de ácidos diluidos y el tiempo necesario
depende de algunos factores como la materia prima y el tipo de pectina deseado, y varía
de un fabricante a otro, pero en general, este proceso lleva mucho tiempo, Esta condición
conduce a la degradación de la pectina, por lo que los métodos convencionales no son
apropiados tanto para la cantidad como para la calidad de la extracción de pectina. En
consecuencia, el uso de un método oportuno es de gran importancia para lograr las
mejores características de calidad y cantidad de pectina extraída.(Bagherian y col,. 2011)
Extracción por microonda
Una técnica de extracción alternativa a la convencional que produce mejores
rendimientos y una menor degradación térmica, es decir aumenta la calidad de la pectina
extraída, adicionalmente se ha convertido en un proceso popular de generación de calor
en los métodos analíticos a escala de laboratorio, así como en tecnologías industriales.
la energía de microondas se usa para calentar solventes en contacto con muestras para
acelerar la extracción de compuestos de la matriz. Debido al carácter polar de la molécula
de agua, la energía de microondas irradiada puede ser absorbida eficientemente, La
irradiación de microonda penetra en la masa total de la matriz y provocan rápidamente
una vibración de las moléculas de agua a alta frecuencia, y esta vibración crea calor por
fricción.(Bélafi y col., 2012; Sommano y col., 2018)
2.3.4.5 Propiedades fisicoquímicas de las pectinas.
Peso molecular, grado de esterificación, peso equivalente, contenido de metoxilo,
cenizas, energía de activación, ácidez libre, concentración de gelificación.
Peso equivalente
Es una relación entre los equivalentes en función de la masa que tiene la pectina,
adicionalmente son grupos carboxilo libre que conforman la cadena de la pectina y esta
característica nos indica el número de cargas negativas libres de los ácidos carboxílicos
de la molécula de la pectina, así mismo nos permite tener una idea del poder gelificante
y viscosidad de la pectina ya que esas características están muy asociadas con el peso
molecular y el tamaño de la cadena de la pectina.(Mejía & Cones, 2014)
24
Acidez libre
Están relacionados con los grupos OH de los carboxilos que están como
ácidos.(Schmidt y col., 2015)
Porcentaje de metoxilo
El contenido de metoxilo tiene un máximo teórico de 16,32% que es equivalente al
100% del grado de esterificación, adicionalmente son los ácidos galacturonicos que están
parcialmente esterificados, el grado de metoxilación es un parámetro importante en la
estimación del comportamiento de una pectina en cuanto a su velocidad de dispersión en
soluciones acuosas, La proporción de metilación se expresa por el contenido en metóxilo
(-OCH3) lo cual dará a la pectina un grado determinado, sea alto si es mayor de 7 % o
bajo si es menor a esa cantidad y cuando el contenido de metóxilos es elevado, indica que
la pectina gelifica con facilidad.(Mejía & Cones, 2014)
Porcentaje de ceniza
Es el residuo inorgánico que queda después de calcinar la materia orgánica,
adicionalmente tiene que ver con los metales presentes en los grupos ácidos de la pectina,
es un parámetro de calidad que sirve para evaluar la pureza de las pectinas junto con el
análisis del porcentaje de ácido galacturonico, mientras menos contenido de ceniza tengan
las pectinas son más puras, si no es muy pura afecta la habilidad de la pectina a
gelificarse.(Chasquibol y col, 2008)
Peso Molecular.
Se relaciona con la longitud de la cadena y depende de la viscosidad de sus
disoluciones. La determinación cuidadosa del peso molecular es difícil, parcialmente
debido a la extrema heterogeneidad de las muestras y a la tendencia de las pectinas a
agregarse, aún bajo condiciones no favorables a la gelación. Los pesos moleculares de
pectinas y su distribución fueron estudiados sistemáticamente por viscosimetría y
determinaron que los pesos moleculares variaban de 20000 a 300000 g/mol.(Baltazar y
col, 2013)
Viscosidad
La viscosidad de las soluciones de pectina y la formación de gel depende de su
solubilidad. Generalmente, los parámetros que causan una disminución de la solubilidad
aumentan la viscosidad y la gelificación, la influencia de la concentración y la temperatura
en la viscosidad de las soluciones de pectina, además la viscosidad aumentó con la
concentración creciente de pectinas y disminuyó cuando la temperatura aumentó. El
25
aumento de la concentración de pectinas puede reducir las distancias intermoleculares y
mejorar las interacciones intermoleculares, como los enlaces de hidrógeno. A
temperaturas más altas, la energía cinética de las moléculas aumenta, por lo tanto, las
distancias intermoleculares también aumentan y la viscosidad disminuye.(Gawkowska y
col, 2018)
Viscosidad intrínseca
Según Gawkowska y col., (2018) la viscosidad intrínseca se define como el valor
límite de la viscosidad reducida a concentración cero de polímero. El conocimiento de la
viscosidad intrínseca ayuda en la determinación del peso molecular y consiste en la
capacidad de la molécula del polímero a incrementar la viscosidad.
Tipos de viscosidades
Tabla 5. Símbolos según la Unión internacional de Química Pura Aplicada (IUPAC),
comúnmente utilizados para presentar datos de viscosidad
Nombre común Símbolo Forma funcional
viscosidad η -
Viscosidad relativa
ηr η/ ηO
Viscosidad especifica
ηsp η/ ηO -1
Viscosidad reducida
ηred (η/ ηO -1)/C
Viscosidad inherente
ηinh 1/C ln(η/ ηO -1)
Viscosidad intrínseca [η] lim𝑐→0
η red
Fuente: Rajagopalan, (1997)
Concentración de gelificación crítica.
Según Lozinsky & Okay, (2014) una de las condiciones principales para la
gelificación convencional a temperaturas positivas es que la concentración de los
precursores en la alimentación debe superar un cierto valor límite, denominada
concentración crítica de gelificación o tambien es conocida como la concentración a la
cual el sistema adquiere caracteristicas para formar un semisolido, es decir una viscosidad
adecuada para generar un aspecto de gel.
26
Uno de los métodos que se aplican para determinar la C.G.C según Şen & Erboz,
(2010), es medir la viscosidad relativa de soluciones a diferentes temperaturas , diferentes
concentraciones del polímero, donde se observa un punto constante que después no cambiará, se
deduce experimentalmente cual es la concentración de gelificación critica . Gráficamente
la concentración de gelificación crítica de una pectina comercial, que relaciona la
viscosidad rel en (P) en función de la concentración en g/dl.
Figura 18.Concentración de gelificación crítica
Fuente: Şen & Erboz, (2010)
Energía de Activación.
Según Emma & Camposano, (2004) La energía de activación Ea se ha considerado
como la energía mínima que deben poseer las moléculas de los reactivos para que ocurra
la reacción.
La pectina es un polímero de unidades de ácido galacturónico que forjan agregados
que contienen n de estas unidades enlazadas por fuerzas de valencia secundarias, estos
"agregados secundarios" son los principales responsables de las altas viscosidades de las
soluciones de pectina; y la rápida disminución inicial de la viscosidad al calentarse se
debe a la destrucción de estos agregados, esto tiene que ver con la ruptura de enlaces de
hidrogeno es decir la degradación de la pectina, las energías de activación para romper
estos enlaces van desde los 11000 a 35000 cal/mol.(merrill & weeks, 1985)
Según Bélafi y col.,(2012) se ajustó una ecuación de tipo Arrhenius a la viscosidad. en
función de la temperatura.
27
∞ e(Ea/RT)
Regresión lineal obtenida : 𝑙𝑛𝑛 = ln𝑛∞ + Ea/RT
Donde:
η : Viscosidad relativa (Poison)
η∞ : Factor pre exponencial (Poison)
R : Constante de los gases (8.314 J/mol K)
Ea : Energía de activación para pectinas (J/mol).
T : Temperatura (K).
2.3.5 Espectroscopia infrarroja
La espectroscopia infrarroja por transformadas de Fourier (FT-IR), estudia los
fenómenos de interacción entre la radiación de origen infrarrojo y la materia. Básicamente
la energía de radiación, localizada a una determinada longitud de onda del infrarrojo, es
absorbida por una molécula que se encuentra vibrando en su estado basal a la misma
longitud de onda que la radiación infrarroja incidente, provocando con ello un cambio en
la intensidad de la vibración, por lo tanto, el interferograma es el nombre del formato de
la señal compleja para poder ser detallada como un espectro de infrarrojo.
En el espectro de infrarrojo se observa el resultado de la interacción entre la radiación
infrarroja y la muestra analizada, es un espectro formado por bandas y picos en donde el
eje de las ordenadas Y representa los valores de la intensidad de absorción o transmisión,
y el eje de las abscisas o de las X representa la longitud de onda del infrarrojo medio ya
sea en número de onda (cm-1) o de longitud de onda (nanómetros), cada pico en un
espectro de infrarrojo representa un tipo de vibración, por lo tanto podemos decir que el
espectro es una representación de los estados excitados producidos al hacer un barrido en
el intervalo de longitudes de onda en el infrarrojo medio.(Mondragón, 2015)
Figura 19.Espectro infrarrojo de absorbancia
Fuente: (Mondragón, 2015)
28
Figura 20.Espectro infrarrojo de transmitancia
Fuente: (Mondragón, 2015)
La región del espectro situada entre 4000 y 1400 cm-1 identifica la mayoría de los
grupos funcionales presentes en las moléculas orgánicas y son consideradas vibraciones
de estiramiento, la siguiente zona situada entre 1400 y 600 cm-1 , por lo general aparecen
vibraciones de alargamiento así como de flexión y cada compuesto tiene una absorción
característica en esta región y es denominada como la región de las huellas dactilares o
digitales.
Figura 21.Región de grupos funcionales y de huella dactilar
Fuente: (Mondragón, 2015)
29
Tabla 6. Picos característicos para facilitar la explicación de un espectro infrarrojo
Numero de onda(cm-1) Asignación
3600
3550-3500
1300-1000
1100
2900-2700
1740-1720
1730-1700
1720-1680
1700-1680
1750-1730
1730-1705
1310-1250
1300-1100
3300-2500
1700
1430
1240
930
1840-1800
1780-1740
1300-1100
Alcoholes y fenoles
O-H del alcohol
O-H del fenol
C-O
Éteres
C-O-C
Aldehídos y cetonas
C-H del aldehído
C=O del aldehído alifático
C=O de la cetona alifática
C=O del aldehído aromático
C=O de la cetona aromática
Éteres
C=O alifático
C=O aromática
C-O aromática
C-O alifático
Ácidos Carboxílicos
O-H
C=O
C-O-H en el plano
C-O
C-O-H fuera de plano
Anhídridos
C=O
C=O
C-O
Fuente: Mondragón , (2015)
FTIR (espectros de pectina de la cáscara de pitahaya roja conocida como fruta de
dragón)
De la figura 22 se observa que las bandas de absorción más representativas que se
encuentran son: la región entre 3200 y 3600 cm-1 se atribuyó al estiramiento de vibración
OH, seguido por la absorción limitada a aproximadamente 2900 cm-1 que se debió al
estiramiento de CH2-CH2 ó CH3 del éster metílico del ácido galacturonico, las bandas de
absorción que están en la región 1630-1660 cm-1 fue atribuido a carbonilos esterificados
con metilo (C = O) y aniones carboxilato (COO-) de vibración de tensión (esta banda nos
dice si es de alto grado de esterificación o bajo grado de esterificación) y por ultimo
tenemos la huella digital de las pectinas que está en un rango de absorción entre 800 a
1200 cm-1.(Hashim, 2018)
30
Figura 22. Espectros de pectina cítrica y pitahaya.
2.3.6 Marco Legal
Aditivo permitido
Hay normas internacionales que consideran el presente estudio y se basa en la norma
internacional de los alimentos llamado CODEX ALIMENTARIUS “Es una norma
general para todos los aditivos alimenticios que fue adoptada en 1995 y revisada hasta el
2016, también es conocido como Codex Stan 192-1995 y clasifica a las pectinas por sus
clases Funcionales para ser utilizada para emulsiones, como agente gelificante, agente de
glaseado, estabilizador y espesante. (ALIMENTARIUS, 1995)
Constitución del Ecuador Capítulo tercero “Soberanía Alimentaria”.
La constitución del Ecuador establece en su capítulo tercero, Soberanía alimentaria,
“Art. 281.- La soberanía alimentaria constituye un objetivo estratégico y una obligación
del Estado para garantizar que las personas, comunidades, pueblos y nacionalidades
alcancen la autosuficiencia de alimentos sanos y culturalmente apropiado de forma
permanente” (Asamblea Nacional, 2008)
31
Se emitió una lista de Aditivos Alimentarios en la unión europea, la cual clasifica a los
aditivos en grupos, incluyendo a la pectina en el grupo de emulgentes con el Número E
440 (García, 2010).
2.3.7 Hipótesis
Hipótesis alterna Hi
Hi: Se podrá aumentar el rendimiento en la extracción de pectina a partir de las
cáscaras de dos variedades de pitahayas.
Hipótesis nula Ho
Ho: No se podrá aumentar el rendimiento en la extracción de pectina a partir de las
cáscaras de dos variedades de pitahayas.
2.3.8 Sistema de variables
El trabajo de investigación se va a realizar en dos etapas, la primera etapa es una
investigación exploratoria y experimental, tiene el siguiente sistema de variables, la
segunda etapa es una investigación del tipo cuantitativa donde no hay sistema de variables
donde se determinarán propiedades que permiten caracterizar la pectina obtenida.
Variables Independientes
I Etapa
- Obtención de pectina que depende de tres dimensiones que son: la variedad
de la especie, los métodos de extracción y el medio de acidez.
Variable Dependiente
- Porcentaje de rendimiento obtenido de las diferentes variedades con los
diferentes métodos en los diferentes medios.
II Etapa
Caracterización de la pectina obtenida: Los parámetros que se evaluaron de la pectina
extraída son: peso equivalente, acidez libre, porcentaje de metoxilo, porcentaje de cenizas,
grado de esterificación, energía de activación, concentración de gelificación crítica y el
peso molecular.
32
Capítulo III
3 Metodología
3.1 Diseño de la investigación
El actual trabajo de investigación se efectuó con un enfoque de nivel mixto, tanto
experimental como exploratorio y depende de tres dimensiones que son: el medio ácido
(ácido clorhídrico a pH 2,6, ácido láctico a pH 3,2 y con una solución reguladora de
oxalato de amonio-ácido oxálico a pH 4,5), las materias primas para la extracción de
pectina (Selenicereus megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran y Cereus undatus Haw)
y los métodos de extracción por microondas y por reflujo.
Todos los datos experimentales se los procesó mediante un enfoque cuantitativo,
donde se caracterizó a la pectina por diferentes pruebas que son: Determinación del
porcentaje de metoxilo, acidez libre, peso equivalente, grado de esterificación, cenizas,
peso molecular, rendimiento, concentración de gelificación crítica y energía de
activación.
3.2 Población y muestra
Los frutos objetos de estudio en esta investigación fueron tomados de especies
Selenicereus megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran (pitahaya amarilla) y Cereus
undatus Haw (pitahaya roja) las cuales fueron identificadas en el Herbario “Alfredo
Paredes” de la Universidad Central del Ecuador, los frutos de la Selenicereus megalanthus
(K. Schum. ex Vaupel) (pitahaya amarilla) fueron obtenidas de una producción que se
hace en la provincia de Santo Domingo de los Tsachilas y se encuentra en la Parroquia
Alluriquin a 2 kilómetros del recinto San Vicente de Aquepi, el fruto de Cereus undatus
Haw (pitahaya roja) se obtuvo de una producción que proviene de la parroquia 7 de julio
del cantón Shushufindi de la Provincia de Sucumbios y en el Herbario se verifico que los
frutos pertenecen a las especies mencionadas.
3.3 Diseño Experimental
3.3.1 Matriz de Operacionalización de las Variables.
En el anexo D se especifica la matriz de operacionalización de las variables.
33
3.3.2 Validez del instrumento de recolección de datos (IRD).
La guía de observación es el instrumento que se aplicó para la recolección de datos y
permitió el correcto procesamiento de los mismos, registrados en la matriz de recolección.
Este fue validado mediante la revisión de un profesional del área al tema a tratar, PhD.
Fernando Novillo, docente de la Facultad de Ciencias Químicas. El IRD se encuentra en
el Anexo E.
3.3.3 Tratamiento y recolección de datos.
Los resultados de pectina extraída se determinaron con un diseño factorial por separado
según las muestras y los tratamientos aplicados. El factor 1 presenta dos niveles (cáscara
de la pitahaya roja y amarilla), el factor 2 también dos niveles (tratamientos método
térmico y de microondas) y el factor 3 cuenta con tres niveles (ácido clorhídrico, ácido
láctico, ácido oxálico/oxalato de amonio), los valores se registraron en el IRD.
Para el tratamiento de los resultados se utilizó un software estadístico SPSS el cual nos da
los resultados de ANOVA.
3.3.4 Determinación de los parámetros físico-químicos de la pectina.
Los parámetros que se evaluaron de la pectina extraída son: peso equivalente, acidez
libre, porcentaje de metoxilo, porcentaje de cenizas, grado de esterificación, energía de
activación, concentración de gelificación crítica y el peso molecular.
3.4 Método
3.4.1Materiales, Reactivos y Equipos
3.4.1.1 Muestras y estándar de comparación
Tabla 7. Materia prima utilizada
Muestra Certificación Provincia
Pitahaya Roja
Cereus undatus Haw Sucumbios
Pitahaya Amarilla
GENU Pectin
type 105 rapid set
Selenicereus megalanthus Santo Domingo
(K. Schum. ex Vaupel) Moran de los Tsachilas CP Kelco Aps and CP Kelco
US. Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
34
3.4.1.2 Materiales.
- Frascos de vidrio.
- Mallas tamizadoras de 1,125 m.
- Cajas Petri.
- Cuchillos.
- Pinza de soporte.
- Embudos.
- Sistema de reflujo.
- Buretas de 25 mL.
- Pipetas de 2, 5, 10 mL
- Pipetas volumétricas 25,50 mL.
- Probetas de 30, 100 mL.
- Matraces Erlenmeyer 250 mL.
- Vasos de precipitación 100, 250, 400 mL
- Agitadores magnéticos
- Crisoles.
- Guantes de calor.
- Espátulas pequeñas.
- Recipientes plásticos.
- Soporte universal.
- Papel aluminio.
- Matraces aforados de 25, 50, 100, 500, 1000 mL
- Cajas petri.
- Mortero
3.4.1.3 Reactivos
- Ácido clorhídrico 0,003 N; 0,1 N
- Ácido láctico 0,003 N.
- Oxalato de amonio hidratado 30%.
- Ácido oxálico 0,1 M.
- Agua destilada.
- Etanol 96%.
- Hidróxido de sodio 0,1 N.
- Indicador rojo fenol.
- Indicador fenolftaleína.
- Indicador anaranjado de metilo.
- Ftalato ácido de potasio.
- Carbonato de sodio anhidro.
- Pectina comercial (GENU® pectin type 105 rapid set)
35
3.4.1.4 Equipos
- Balanza analítica marca SCIENTECH, modelo SA210 Capacidad
210 g.
- Balanza marca EXCEL, modelo BH 600 Capacidad 600 g.
- Balanza Analítica "Denver Instrument", TP-214, 210 g/0.1 mg:
Made in USA
- Potenciómetro METTLER TOLEDO Seven Multi.
- Molino manual marca corona.
- Centrífuga MLW asztali, használt orvosi műszer T30.
- Espectrofotómetro de IR marca Perkin Elmer Spectrum RX1 FT-
IR UV/VIS.
- Placas calefactoras y magnéticas Thermo Scientific Cimarec
Digital Stirring Hotplates.
- Estufa marca InstruLabQ, modelo Binder.
- Evaporador rotativo marca SINCE Yomato Rotary Evaporator,
modelo RE 500.
- Baño termostático para viscosímetros CC-130
- Mufla de marca RHF 1400, CARBOLITE.
- Horno Microondas marca Electrolux, modelo EML231D2PW con
potencia de entrada de 1300 W y de salida de 800 W.
3.5 Extracción de la Pectina
El procedimiento de extracción de la pectina mediante reflujo y microondas se detalla
en el diagrama de flujo que se encuentra en el Anexo C. Para identificar a cada una de las
pruebas que se realizaron se utilizó la siguiente decodificación:( Tabla 8)
Tabla 8. Decodificación de las pectinas
A: pitahaya amarilla M: microondas C: ácido clorhídrico
P: pitahaya roja R: reflujo L: ácido láctico
B: buffer Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Por ejemplo, AMC significa que de la cáscara de pitahaya amarilla se extrajo pectina
por microondas mediante una hidrólisis con ácido clorhídrico. Para PRL significa que de
la cáscara de pitahaya roja se extrajo pectina por reflujo y con hidrólisis utilizando ácido
láctico.
36
3.5.1 Tratamiento de las cáscaras.
a. Para obtener solamente las cáscaras, las muestras obtenidas se lavaron con
agua destilada y se separó la pulpa de cada uno de los frutos.
b. Las cáscaras así obtenidas se cortaron en trozos pequeños y se pesó 250 g en
un recipiente de vidrio y se dejó en una estufa a 50 °C durante 28 h.
c. El material seco se molió utilizando un molino manual y el producto obtenido
se tamizó en una de malla 1,125 µm. El material así tamizado y homogenizado
se guardó en un frasco de vidrio y se almacenó para su posterior tratamiento.
3.5.2 Hidrólisis ácida.
3.5.2.1 Hidrólisis mediante reflujo
a. En un balón de 100 mL se adicionaron 50 mL de solución de ácido
clorhídrico 0,003 N (pH 2,6) y 2 g de las muestras tamizadas de cada
una de las especies utilizadas por separado.
b. Se colocó bajo reflujo durante 45 min utilizando una placa calefactora
con agitación magnética a 600 rpm constante.
c. Se enfrió a temperatura ambiente y se centrifugó por 20 minutos y la
muestra centrifugada se separó a 700 rpm,
d. Al sobrenadante se le adicionó 30 mL de etanol al 96%, obteniéndose
un precipitado gelatinoso.
e. El gel una vez separado se colocó en una caja Petri, la cual se deja en
una estufa a 50 °C por 10 horas, hasta obtener un peso constante.
f. El residuo una vez seco se trituró en un mortero y se hicieron las
pruebas correspondientes con el propósito de caracterizar la pectina
extraída.
g. Se repiten los pasos anteriores, utilizando por separado soluciones de
ácido láctico 0,003 N (pH 3,2) y con una solución reguladora de
oxalato de amonio 0,26% -ácido oxálico 0,1 M de pH 4,5.
37
3.5.2.2 Hidrólisis asistida con microondas.
a. En un vaso de precipitación de 250 mL se adicionó 50 mL de solución
de ácido clorhídrico 0,003 N (pH 2,6) y se colocó 2 g de las muestras
secas y tamizadas por separado de cada una de las especies.
b. La muestra se llevó a calentamiento, en un horno microondas marca
Electrolux, modelo EML231D2PW, durante 90 segundos.
c. La mezcla obtenida se centrifugó por 20 minutos a 1000 rpm.
d. Se separa el sobrenadante y se le adicionó 30 mL del etanol al 96%
obteniéndose un precipitado gelatinoso.
e. El gel una vez separado se colocó en una caja Petri, la cual se deja en
una estufa a 50 °C por 10 horas, hasta obtener un peso constante.
f. El residuo una vez seco se trituró en un mortero y se hicieron las
pruebas correspondientes con el propósito de caracterizar la pectina
extraída.
g. Se repiten los pasos anteriores utilizando por separado soluciones de
ácido láctico 0,003 N (pH 3,2) y con una solución reguladora de pH
4,5 (oxalato de amonio 0,26 % - ácido oxálico 0,1 M)
3.5.3 Cálculo del rendimiento de la pectina aislada.
Para este cálculo se aplicó la ecuación 1, propuesta por Sommano y col,
(2018), para reportar el rendimiento:
% Rendimiento =pectina seca(g)
peso del polvo seco de la cáscara(g)∗ 100 Ec. 1
3.5.4 Caracterización fisicoquímica de la pectina extraída.
3.5.4.1 Cálculo del peso equivalente y acidez libre.
a. En un matraz Erlenmeyer de 250 mL se colocó 0,5 g de la pectina aislada y
se adicionó 5 mL de etanol, 1 g de cloruro de sodio, 100 mL de agua
38
destilada y seis gotas de indicador rojo fenol y se agitó hasta tener una
disolución completa.
b. Se tituló la solución formada con NaOH 0,1 N hasta observar el cambio de
color amarillo a rosado.
c. El peso equivalente y acidez libre se determinaron de acuerdo a las
ecuaciones 2 y 3. (Altaf y col., 2015)
Peso equivalente(𝑃𝐸) =Peso de pectina (g) x 1000
mL de NaOH x Normalidad de NaOH= g/eq − g Ec. 2
Acidez libre(AL) =𝑀𝑖𝑙𝑖𝑒𝑞𝑢𝑖𝑣𝑎𝑙𝑒𝑛𝑡𝑒𝑠 𝑑𝑒 𝑁𝑎𝑂𝐻
𝑚𝑎𝑠𝑎 𝑑𝑒 𝑝𝑒𝑐𝑡𝑖𝑛𝑎(𝑔)= eq − g/g Ec. 3
3.5.5 Grado de esterificación
La determinación del grado de esterificación se lo realizó por el método
tritrimétrico reportado por (Rahmati y col., 2014).
a. Se pesó 200 mg de pectina, se traspasaron a un matraz Erlenmeyer de 250 mL
al que se le agrego 2 mL de etanol de 96% y 20 mL de agua destilada caliente
a 40 °C. Finalmente, esta solución se mantuvo en agitación magnética
constante durante 2 horas.
b. A la solución anterior se agregó tres gotas de fenolftaleína, después se tituló
con NaOH 0,1 N y se anotó el volumen gastado de la base, el cual corresponde
al volumen 1.
c. A la solución titulada (paso b) se le agregó 10 mL de NaOH 0,1 N y se dejó
en reposo durante 15 minutos. A continuación, se agregó 10 mL de HCl 0,1
N y la solución se agitó hasta la desaparición del color rosado.
d. La solución anterior (paso c) se tituló con NaOH 0,1 N nuevamente hasta
color rosado y el volumen de la base en este caso es el volumen 2.
e. Con los datos de volúmenes obtenidos se calculó el Grado de esterificación
según la ecuación 4.
Grado de esterificación(GE) =Volumen 2
Volumen 1+Volumen 2∗ 100 Ec. 4
3.5.6 Determinación del porcentaje de metoxilo
El porcentaje de metoxilo (MeO%) se determinó de acuerdo a la metodología
propuesta por Zouambia, y col ,(2014) en la que se considera que si la pectina
39
es 100% esterificada la cantidad máxima de metoxilo es del 16.32%. Por lo
tanto, el %MeO se calculó a partir de la ecuación 5:
%MeO =16,32
100∗ GE Ec. 5
3.5.7 Espectroscopia Infrarroja por Transformadas de Fourier.
a. Se obtuvo el espectro de FT-IR sin muestra en el equipo (background)
b. Las muestras previamente secadas y almacenadas en un desecador, se
coloca en un mortero de ágata con KBr en una proporción 1:10.
c. Se homogeneiza la mezcla y se preparó la pastilla con una prensa
hidráulica y un porta muestras, se presiona la prensa hidráulica con el
porta muestras hasta obtener una pastilla translucida.
d. Se colocó el porta muestras en el dispositivo de lectura
e. Se observó el espectro de FT-IR en un rango de absorbancia de 4000 a
400 cm-1
f. Se utilizó las opciones para transponer los espectros tanto de la
pectina comercial (GENU® pectin type 105 rapid set) como de las
pectinas aisladas.
g. Se guardó en un archivo de Word.
3.5.8 Determinación del porcentaje de cenizas
Para la determinación de cenizas se empleó la ecuación 6, que fue descrita
por Zouambia,y col (2014) para determinar el % de cenizas en pectinas.
a) Se incineró 1 gramo de muestra en una mufla de marca RHF 1400,
CARBOLITE a 600 ºC durante 4 h.
b) La ceniza posteriormente se enfrió y se almacenó en un desecador
hasta que se pesó.
%𝐂𝐞𝐧𝐢𝐳𝐚𝐬 =(crisol + ceniza)−(crisol vacio)
muestra(g)∗ 100 Ec. 6
40
3.5.9 Determinación del peso molecular (Viscosimetrico)
a. Se determinaron las constantes cinemáticas del viscosímetro de Ostwald,
utilizando etanol al 96% (n=1,36,Poise) y agua destilada
(n=1,33, Poise), a una temperatura de 25°C. (Ecuación 7)
b. Se prepararon soluciones a diferentes concentraciones (0,25 g/L, 0,5 g/L, 1
g/L, 1,5 g/L y 2 g/L) de las pectinas extraídas utilizando como disolvente
una solución de NaCl 0,09 M. Cada solución se calentó (40oC) para lograr
una disolución completa. (Zouambia y col 2014).
c. Se determinaron las densidades de las soluciones (paso b), mediante el
método del picnómetro a 25°C.
d. El viscosímetro de Ostwald se colocó en un baño termostático a 25 oC y se
midieron los tiempos de flujo para cada una de las soluciones.
e. Se calculó la viscosidad específica (ηsp), tomando en cuenta los valores de
las constantes cinemáticas determinadas para este viscosímetro y de las
viscosidades relativas calculadas para cada concentración.
f. Con los valores obtenidos en el paso e se procedió a calcular la viscosidad
reducida (ηred) y se graficó la viscosidad reducida en función de la
concentración (g/mL).
g. Utilizando la ecuación 8 se calculó la viscosidad intrínseca
h. Finalmente, con la ecuación 9 , que corresponde a la ecuación de Mark-
Houwink, se calculó el peso molecular, donde la constante k = 0,0955
mL/g y la constante a = 0,73, los cuales se consideran para grados de
esterificación que van del 32 al 95%, en solución NaCl 0,09 M a
25°C.(Walter, 1991; Zouambia y col 2014).
ηliq = K1ρliq tliq – K2𝜌 𝑙𝑖𝑞
𝑡 𝑙𝑖𝑞 Ec 7
ηliq = viscosidad del líquido (pectina).
K1 y k2 = son las constantes cinemáticas.
ρliq = densidad del líquido (pectina).
tliq =tiempo del líquido (pectina)
viscosidad intrínseca = lim𝑐→0
ηred Ec. 8
= kM Ec. 9
M =Peso molecular
41
3.5.10 Determinación de la energía de activación.
a. El viscosímetro de Ostwald se colocó en un baño termostático y se
midieron los tiempos de flujo para la solución de concentración 2 g/L a
diferentes temperaturas (25, 30, 35 y 40 ºC), para posteriormente calcular
las viscosidades relativas.
b. Se graficó logaritmo natural de viscosidad relativa () en función del
inverso de la temperatura (ecuación 10).
c. Mediante el método de regresión lineal se obtiene la ecuación respectiva y
por lo tanto, a partir de esta ecuación se deduce el valor de la pendiente.
d. Se calculó la energía de activación (Ea) en J/mol utilizando la ecuación 11.
(Bélafi y col., 2012)
ln = ln ∞+ Ea/RT Ec. 10
𝐸𝑎 = 𝑚𝑅 Ec. 11
3.5.11 Determinación de la concentración de gelificación crítica.
a. Según la metodología propuesta por Şen & Erboz, (2010) se prepararon
soluciones en el rango de 0,3 g/dL hasta 1g/dL (0,025; 0,1; 0,15; 0,20;
0,3; 0,4; 0,6; 0,8 y 1 %) del estándar y de una de las pectinas extraídas
(la de mejor rendimiento).
b. Se determinó la viscosidad relativa en cada una de las concentraciones
preparadas de las dos muestras a una temperatura de 25°C,30°C,35°C,
40°C.
c. Se aplicó el mismo procedimiento para las muestras sobrantes,
haciendo énfasis en el rango de concentraciones (0,025; 0,1; 0,15; 0,20;
0,3; 0,4 %) y a una temperatura de 25°C debido a que es aquí donde se
da un punto de inflexión el cual tiene una tendencia constante.
d. Se graficó la viscosidad relativa en función de las concentraciones
(paso c) para determinar la concentración de gelificación critica.
42
CAPÍTULO IV
4 Análisis e interpretación de resultados
4.1 Identificación taxonómica de las especies del género
La identificación taxonómica de las especies, de donde fueron obtenidos los frutos fue
realizado en el Herbario“Alfredo Paredes” (QAP) de la Universidad Central del Ecuador,
en donde se estableció que las especies corresponden a Selenicereus megalanthus (K.
Schum. ex Vaupel) Moran (nativa de Ecuador) y Cereus undatus Haw. (introducida en
Ecuador), según se especifica en el Anexo G.
4.2 Extracción de la pectina
4.2.1 Tratamiento de las cáscaras.
Las pitahayas están formadas por albedo, pulpa, semillas y cáscara. Considerando que
la pulpa tiene muy baja cantidad de pectina (Chaparro y col., 2015) se utilizó para este
proyecto solamente las cáscaras de cada uno de los frutos como se puede ver en la Tabla
9.
Se hidrolizaron las muestras tamizadas a un tamaño de partícula de 1,125 m , esto se
realizó con el propósito de aumentar la superficie de contacto de las respectivas
reacciones.
Tabla 9. Muestras de las cáscaras de la pitahaya roja y amarilla
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Tipo de Pitahaya Descripción del fruto
Roja
Amarilla
Contiene albedo, pulpa blanca con
semillas negras y cáscara.
Contiene albedo, pulpa transparente con
semillas negras y cáscara
43
4.4 Análisis de la Hidrólisis
Las pectinas se pueden calentar en un rango de temperatura de 100 a 121°C y con una
concentración de acidez máxima de 2 molar y un tiempo máximo de 3 horas, si se excede
de los tiempos antes mencionados se forman derivados de furfural, se hidrolizaron las
muestras en diferentes medios ácidos y con diferentes tratamientos térmicos,
obteniéndose los resultados mostrados en la tabla 10, al hacerse uso de estos tiempos se
obtienen estos resultados lo que se observa en estos resultados es que el mayor
rendimiento se obtuvo con el método de hidrolisis de microondas con un medio ácido
usando una solución reguladora, lo cual contrasta de acuerdo con lo que publicaron en
Ismail y col., (2012)
En la hidrólisis se produce el rompimiento de los enlaces glucosidicos de los
polisacáridos mediante despolimerización por la disociación del agua y lo que genera es
compuestos menos complejos como la pectina, convierte la protopectina en pectina libre
e insoluble.
Según Ismail y col., (2012) en el reflujo el tiempo de extracción, temperatura y el pH
influye en la composición de la pectina extraída es por eso que se utiliza el tiempo de 45
min debido a que hay un mayor contenido de ácido galacturonico lo que significa que la
pectina se encuentra con mayor grado de pureza y en cambio en la extracción por
microondas se hizo pruebas a que tiempo de extracción mejoraba su rendimiento y el
tiempo con mayor rendimiento para las pitahayas fue de 1 minuto 30 segundos, a un
tiempo menor disminuye considerablemente el rendimiento, también se observó que la
tendencia a formar el gel se incrementa con la reducción del pH, en cuanto a la
temperatura, a muy bajas temperaturas de extracción sucede solo la saponificación por
eso se utilizó una temperatura superior a los 100°C en el reflujo.
4.5 Cálculo del rendimiento de la pectina extraída.
El rendimiento de la pectina extraída se realizó utilizando la ecuación 1 (ver pág. 38),
se utilizó la muestra PMB para indicar un cálculo de ejemplo.
%Rendimiento =0,4794𝑔
2,0256 𝑔𝑥100
% Rendimiento = 23,67%
44
Los resultados de todos los cálculos del rendimiento para todos los factores involucrados se
observan en la tabla 10.
4.5.1 Análisis del rendimiento de pectina a partir de las muestras de pitahayas
Tabla 10. Rendimiento de pectina de las muestras de pitahayas.
Muestra Rendimiento %
AMC 8.04
AML 12.67
AMB 15.03
ARC 2.72
ARL 3.77
ARB 14.47
PMC 16.16
PML 15.45
PMB 23.67
PRC 6.78
PRL 10.19
PRB 16.55
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas.
Figura 23.Rendimiento de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
8.04
12.67
15.03
2.72
3.77
14.4716.16
15.45
23.67
6.79
10.19
16.55
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Ren
dim
ien
to (
%)
45
Análisis estadístico
Se realizó el análisis de varianza con el programa estadístico SPSS. Donde el factor 1
representa 2 niveles (cáscara de pitahaya roja y amarilla), el factor 2 tiene 2 niveles
(tratamiento método térmico por reflujo y microondas) y el factor 3 con 3 niveles (ácido
clorhídrico, ácido láctico y una solución reguladora).
Se evaluó el rendimiento en términos de la pitahaya, tratamiento y acidez para lo cual
se construye los intervalos de confianza al 95% y se ensaya un ANOVA de un factor, los
resultados muestran que hay influencia de los tres factores y vemos (figura 23) que en la
variedad roja siempre se obtiene una mayor cantidad de pectina que la variedad amarilla,
viendo entre los métodos se confirma que el método por microondas ofrece mayores
rendimientos que el método tradicional, de estos resultados se puede inferir que utilizando
una solución amortiguadora en un medio ácido pero que es un pH mayor a los ofrecidos
por los ácidos fuerte y débil utilizados permite obtener un mayor rendimiento de la pectina.
Lo cual se corrobora con un valor p=0.00 del ANOVA ensayado, es decir que p<0.05 lo
cual indica que la hipótesis nula tiene algún promedio diferente, adicionalmente el
ANOVA ensayado se encuentra en la Tabla 22 y la figura 24, muestra que si hay
significancia entre todos los promedios obtenidos.
Figura 24. Significancia del promedio con un intervalo de confianza al 95%.
8.04
2.72
12.67
3.77
15.03 14.47
16.16
6.78
15.45
10.19
23.67
16.55
0.00
5.00
10.00
15.00
20.00
25.00
30.00
M R M R M R M R M R M R
C L L B B C C L L B B
A P
Ren
dim
ien
to p
rom
edio
e I.
C. a
l 95
%
46
4.6 Caracterización fisicoquímica de la pectina extraída.
En las tablas 11,12,13,14,15,16,18,19,20,21 se exponen los resultados (Peso equivalente
g/eq-g, acidez libre eq-g/g, porcentaje de metoxilo %, grado de esterificación %, porcentaje
de ceniza %, energía de activación J/mol, peso molecular g/mol, concentración de
gelificación critica %), a partir de las cáscaras de la pitahaya roja y amarilla, además fueron
comparadas con una pectina comercial de la empresa CPKelco GENU Pectin type 105
rapid set cuyas características se encuentran en el anexo F.
4.6.1 Cálculo del peso equivalente
El cálculo del peso equivalente se obtuvo de la muestra PMB y se utilizó la ecuación 2
(Ver pág. 39), como se muestra a continuación.
Peso equivalente(PE) =0,5016 ∗ 1000
4,1 ∗ 0,1001
Peso equivalente = 1222,19 g/eq-g
4.6.1.1 Peso equivalente de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas.
Tabla 11. Peso equivalente de las pectinas extraídas de las pitahayas
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Muestra Peso equivalente (g/eq-g)
AMC 3347.99
AML 3136.24
AMB 2393.80
ARC 2100.28
ARL 2287.09
ARB 1350.27
PMC 1202.13
PML 1171.15
PMB 1222.19
PRC 1266.48
PRL 1292.81
PRB 1191.67
47
Figura 25.Peso equivalente de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
En la figura 25 observamos de manera general, que la pectina que se obtiene de la
pitahaya amarilla presenta un peso equivalente mayor al de la roja, además observamos
que los pesos equivalentes calculados para las pectinas extraídas de las cáscaras de
pitahaya, la muestra AMC presenta el mayor peso equivalente de 3347,99 g/eq-g y la PML
presenta el menor peso equivalente de 1171,15 g/eq-g, se identificó que los pesos
equivalentes de la pectina que proviene de la pitahaya roja son de similar peso equivalente,
mientras que las pectinas que proviene de la pitahaya amarrilla son diferentes y más alto,
esto es debido a que hubo una menor fragmentación de la cadena que constituye la pectina.
4.6.2 Cálculo de la acidez libre
El cálculo de la acidez libre de la muestra PMB, se utilizó la ecuación 3 (ver pág. 39)
𝐴𝑐𝑖𝑑𝑒𝑧 𝑙𝑖𝑏𝑟𝑒(𝐴𝐿) =4,1 ∗ 0,1001
0,5016
Acidez libre =0,82 eq-g/g
3347.993136.24
2393.80
2100.282287.09
1350.27
1202.13 1171.15 1222.19 1266.48 1292.811191.67
700.00
1200.00
1700.00
2200.00
2700.00
3200.00
3700.00
4200.00
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Pes
o e
qu
ival
ente
(g/
eq-g
)
48
4.6.2.1 Acidez libre de pectinas extraídas de las muestras de pitahayas
Tabla 12. Acidez libre de las pectinas extraídas de las pitahayas
Muestra Acidez libre (g/eq-g)
AMC 0.30
AML 0.32
AMB 0.42
ARC 0.48
ARL 0.44
ARB 0.74
PMC 0.83
PML 0.85
PMB 0.82
PRC 0.79
PRL 0.77
PRB 0.84 Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Figura 26.Acidez libre de pectinas extraídas según especie, tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
La acidez libre está relacionada con los grupos OH de los carboxilos como ácidos y
observamos en la figura 26 que los resultados obtenidos concuerdan ya que la especie
amarilla tiene mayor peso equivalente por lo tanto tendrá una menor acidez y de la especie
roja vemos lo contrario es decir una mayor acidez, pero un menor peso equivalente y de
acuerdo a la acidez que necesitemos se la utiliza, estos resultados concuerdan con los
reportados para la extracción de la cáscara del higo. (Chaparro y col. 2015)
0.30 0.32
0.42
0.480.44
0.740.83
0.850.82
0.79 0.77
0.84
0.20
0.30
0.40
0.50
0.60
0.70
0.80
0.90
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Aci
dez
lib
re (
eq-g
/g)
49
4.6.3 Cálculo del grado de esterificación.
El cálculo del grado de esterificación de la muestra AMB se determinó con la ecuación
4 (ver pág. 40).
𝐺𝑟𝑎𝑑𝑜 𝑑𝑒 𝑒𝑠𝑡𝑒𝑟𝑖𝑓𝑖𝑐𝑎𝑐𝑖ó𝑛(𝐺𝐸) =9,8
2,4 + 12,1∗ 100
Grado de esterificación = 67,58 %
4.6.3.1 Grado de esterificación de pectinas extraídas de las muestras de
pitahayas
Tabla 13. Grado de esterificación de las pectinas extraídas de las pitahayas
Muestra Grado de esterificación(%)
AMC 68.81
AML 71.38
AMB 67.58
ARC 63.84
ARL 73.26
ARB 61.92
PMC 58.93
PML 55.55
PMB 57.42
PRC 54.46
PRL 65.93
PRB 56.96 Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Figura 27.Grado de esterificación de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
68.81
71.38
67.58
63.84
73.26
61.92
58.93
55.5557.42
54.46
65.93
56.96
50.00
55.00
60.00
65.00
70.00
75.00
80.00
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Gra
do
de
est
erif
icac
ión
(%
)
50
Según la figura 27 el grado de esterificación alcanzado por las diferentes pectinas
obtenidas fue mayor al 50 %, por lo tanto se consideran pectina de alto grado de
esterificación y se debe a la alta cantidad de grupos carboxilo esterificados, son llamadas
como pectinas de gelificación lenta, siendo las más comercializadas en la industria
alimentaria, es decir, que a mayor grado de esterificación se incrementa su viscosidad que
es sumamente importante en la elaboración de productos, las especies estudiadas son
comparables con las pectinas comerciales las cuales son de alto grado de esterificación.
4.6.4 Porcentaje de metoxilo.
El cálculo para el porcentaje de metoxilo se realizó de la muestra AMB con la ecuación
5 (ver pág. 40).
𝑀𝑒𝑂(%) =16,32
100∗ 67,58
MeO(%)=11,02 %
4.6.4.1 Porcentaje de metoxilo de pectinas extraídas de las muestras de
pitahayas.
Tabla 14. Porcentaje de metoxilo de pectinas extraídas de las pitahayas
Muestra Porcentaje de metoxilo(%)
AMC 11.23
AML 11.64
AMB 11.02
ARC 10.41
ARL 11.95
ARB 10.10
PMC 9.61
PML 9.06
PMB 9.37
PRC 8.88
PRL 10.75
PRB 9.29 Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Según la figura 28 el porcentaje de metoxilo presentado por las diferentes pectinas
estudiadas es mayor al 7 %, clasificándolas como pectinas de alto metoxilo, este parámetro
51
nos indica que como son pectinas de alto metoxilo requieren la presencia de azúcar entre
60 y 65 % y un pH acido entre 2 a 3,5 para formar geles.
Figura 28.Porcentaje de metoxilo de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
4.6.5 Análisis de los infrarrojos de las pectinas extraídas
Como se puede observar en la figura 29 vemos un pico amplio y asimétrico con un
máximo de 3200–3600 cm-1 corresponde a las oscilaciones de valencia de los grupos OH
en la molécula de pectina. El área de aproximadamente 2940 cm-1 contiene los picos
correspondientes a las oscilaciones de diferentes grupos que contienen enlaces C – H. El
área de 1500–2000 cm-1 corresponde a las oscilaciones de los grupos C = O. Los picos
característicos de las vibraciones del éster y C = O carboxílicos se observaron a 1740–1760
cm-1 (COO–R) y 1600–1639 cm-1 (COO–), respectivamente. Se ha demostrado que la
intensidad relativa de los dos últimos picos está relacionada con el grado de metoxilación.
La intensidad relativa de la banda del éster es (1639 cm-1 ; 1740 cm-1 ).
La región entre 1200 y 800 cm-1 se conoce como la región de la huella digital y la región
de la intensidad de las bandas individuales en esta región es única para cada polisacárido.
la región de la huella dactilar de la pectina de pitahaya está representada por bandas
características en 1111, 1151, 1227, 1375 cm-1 y las bandas en 915 y 1111cm-1
corresponden a vibraciones de arabinosa neutra y glicanos basados en galactosa. En esa
región espectral, los picos característicos (617,717,832,852,915 cm-1) estaban presentes en
el espectro de pectina .Las bandas típicas de arabinogalactanos a 1151, 1227 cm-1 Estos
resultados son consistentes con la composición de azúcares neutros de las pectinas
estudiadas (Torkova y col., 2018).
11.2311.64
11.0210.41
11.95
10.10
9.61
9.06
9.37
8.88
10.75
9.29
8.00
8.50
9.00
9.50
10.00
10.50
11.00
11.50
12.00
12.50
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Porc
enta
je d
e m
eto
xilo
(%
)
52
Figura 29.Espectro de infrarrojo de: la pectina comercial (Rojo),AMC(Azul), ARC (Verde).
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
4.6.6 Cálculo del porcentaje de cenizas
El cálculo del porcentaje de cenizas se realizó de la muestra PML con la ecuación 6 (ver
pág. 40).
%𝑪𝒆𝒏𝒊𝒛𝒂𝒔 =19,240 − 19,187
1,01 g∗ 100
% Cenizas = 5,24%
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400,0
3,1
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100,0
cm-1
%T
3985,84
3869,01
3858,08
3844,213835,60
3816,12
3735,61
3713,61
3698,17
3435,95
3413,55
2930,41
2059,20
1736,00
1637,94
1438,00
1271,21
1105,83
1052,29
997,89
922,95
869,44
848,38
832,22
582,28
536,08
Tra
nsm
itan
cia
%
Número de onda cm-1
53
4.6.6.1 Porcentaje de cenizas de pectinas extraídas de las muestras de
pitahayas
Tabla 15.Porcentaje de cenizas de pectinas extraídas de las pitahayas
Muestra Ceniza (%)
AMC 5.42
AML 5.25
AMB 5.18
ARC 5.82
ARL 5.86
ARB 5.16
PMC 4.97
PML 5.24
PMB 5.10
PRC 5.77
PRL 5.16
PRB 4.70
Fuente y elaboración: Fabián Vargas
Figura 30.Porcentaje de cenizas de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Según la figura 30 los valores son bajos de ceniza lo que significa es una pectina con
alta pureza y como vemos si hay diferencias significativas, esto quiere decir que hay una
mayor pureza en la especie roja que en la amarilla, varios estudios se realizaron como
Ismail y col, (2012) que también extraen pectina de la pitahaya roja o fruta del dragón de
5.42
5.255.18
5.82 5.86
5.164.97
5.245.10
5.77
5.16
4.70
4.00
4.50
5.00
5.50
6.00
6.50
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Po
rce
nta
je d
e c
en
izas
(%
)
54
la especie y género (Hylocereus polyrhizus) obtienen 6,88 % a 11 % , adicionalmente en
otro estudio de la misma especie según Rahmati y col., (2014) reporta un contenido de
8,67% para pitahayas rojas pero de la especie (Hylocereus polyrhizus) lo que conlleva a
decir es que la cantidad de cenizas depende de la especie.
4.6.7 Cálculo del peso molecular de la pectina mediante viscosimetria.
Para la determinación del peso molecular se utilizó un viscosímetro de Ostwald, por lo
que fue necesario calcular las constantes cinéticas, entonces se determinaron las densidades
de los dos líquidos del agua y del etanol al 96%, de igual manera se utilizó sus viscosidades
a la temperatura de 25ºC, los valores obtenidos se describen en la tabla 16
Tabla 16.Densidades y viscosidad de las sustancias de referencia
tiempo,s Densidad, g/mL Viscosidad, mPas a 25 °C
Agua 22.4 0.997 0.891
C2H5OH 96% 39.92 0.803 1.074
Con los valores de la tabla 16 se calculó las constantes cinéticas que son K1
=0,0003057cm2/s2 y K2 = -0,046612 cm2
Después de calcular la densidad mediante el método del picnómetro a 25 ºC para cada
una de las muestras a concentraciones de (0.002, 0.0015, 0.001, 0.0005, 0.00025) g/mL de
pectina utilizando como disolvente una solución de NaCl 0,09 M, se calculó la viscosidad
específica, reducida que fueron corregidas con las constantes cinéticas y se calculó la
viscosidad intrínseca como se muestra en la tabla 17.
Tabla 17.Datos de viscosidad intrínseca para calcular el peso molecular.
r2
Muestra viscosidad intrínseca
Coeficiente de correlación
AMC 305.33 0.9802
AML 136.48 0.9865
AMB 257.67 0.9936
ARC 150.33 0.9956
ARL 152.24 0.9814
ARB 149.70 0.9801
PMC 106.32 0.9819
PML 97.76 0.9833
PMB 90.78 0.9865
PRC 73.37 0.9807
PRL 80.99 0.9835
PRB 77.50 0.9867
55
Los valores de viscosidad intrínseca son obtenidos mediante la regresión lineal y se
calcula el peso molecular de acuerdo a la ecuación de Mark-Houwink, Se determinó un
ejemplo de cálculo con la muestra AMC y se realizó según la ecuación 8 (ver pág.41).
Figura 31. Viscosidad reducida (ηred) en función de la concentración (g/mL) para obtener la
viscosidad intrínseca de la muestra AMC.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
La viscosidad intrínseca para la muestra AMC fue de 305.33 ml/g
Ecuación de Mark-Houwink
= kMa
Despejando el peso molecular medio (M) obtenemos la siguiente ecuación, las
constantes son k= 0,0955 mL/g y la constante a = 0,73.(Walter, 1991; Zouambia,y col ,
2014)
M = ([𝜂]
𝑘)
1
𝑎
M = (305,33
0,0955)
1
0,73
M= 63314g/mol
y = 182459x + 305.33R² = 0.9802
340.00
390.00
440.00
490.00
540.00
590.00
640.00
690.00
740.00
0 0.0005 0.001 0.0015 0.002
nre
d(m
l/g)
Concentración (g/ml)
nred vs C
56
4.6.7.1 Peso molecular de las pectinas extraídas de las muestras de pitahayas.
Tabla 18.Peso molecular de pectinas extraídas de las pitahayas.
Muestra Peso molecular (g/mol)
AMC 63314
AML 20990
AMB 50130
ARC 23962
ARL 24380
ARB 23825
PMC 14910
PML 13290
PMB 12007
PRC 8970
PRL 10270
PRB 9669
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Figura 32.Peso molecular promedio de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y
acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
De acuerdo a la figura 32, podemos observar que el peso molecular promedio de la
especie amarilla muestra pesos moleculares más altos que los rojos por lo tanto tiene que
estar relacionado con el grado de esterificación y el peso equivalente donde vemos que
63314
20990
50130
23962 24380 23825
14910 13290 120078970 10270 9669
0
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Pes
o m
ole
cula
r(g/
mo
l)
57
también son mayores para esta variedad, esto quiere decir que la pectina obtenida de la
especie amarilla es más viscosa, por lo tanto que tienen cadenas más largas de ácidos
galacturonicos y por eso son llamadas pectinas de gelificación lenta, y es esta especie
amarilla las que se asemejan a una pectina comercial, la cual es la más utilizada en las
industrias alimenticias.
4.6.8 Cálculo de la Energía de activación
El cálculo de la energía de activación se realizó según la ecuación 11 (ver pág.42), y se
utilizó los datos de la muestra PRB.
Figura 33.Logaritmo natural de la viscosidad en función de la inversa de la temperatura.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Se obtiene la ecuación respectiva de la regresión lineal que es la ecuación 10 (ver pag
42) y se utiliza el valor de la pendiente (516,33 k) para calcular la energía de activación:
𝐸𝑎 = 𝑚𝑅
Ea = 516,33 k*8,314 J/kmol
Ea =4293 J/mol
y = 516.33x - 1.752R² = 0.9905
-0.12
-0.1
-0.08
-0.06
-0.04
-0.02
0
0.00315 0.0032 0.00325 0.0033 0.00335 0.0034
ln n
1/T(1/K)
ln n vs 1/T
ln n
58
4.6.8.1 Energía de activación de pectinas extraídas de las muestras de
pitahayas.
Tabla 19.Energía de activación de pectinas extraídas de las pitahayas.
Muestra Energía activación (J/mol)
AMC 8957
AML 8743
AMB 14093
ARC 6078
ARL 10505
ARB 5066
PMC 6132
PML 3918
PMB 4153
PRC 3197
PRL 3263
PRB 4293 Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Figura 34.Energía de activación de pectinas extraídas según la especie, tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
En la figura 34 se observa que la especie amarilla es la que exhibe energías de activación
más altas, lo que podría sugerir que esta especie es menos propensa a la degradación.
Mientras que la especie roja se degrada más fácilmente. Sin embargo, ambas especies
necesitan bajas energías de activación, que están en general, por debajo del rango de 11000
a 35000 cal/mol reportado por (Merrill & Weeks, 1985)
8957 8743
14093
6078
10505
50666132
3918 41533197 3263
4293
2000
4000
6000
8000
10000
12000
14000
16000
18000
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Ene
rgía
de
act
ivac
ión
(J/
mo
l)
59
4.6.9 Cálculo de la concentración de gelificación critica
Se obtuvieron los datos experimentales para la viscosidad relativa según la tabla 20
Tabla 20.Datos de la viscosidad relativa a 25ºC para determinar la concentración de
gelificación critica.
Concentración % AMC AML AMB ARC ARL ARB
n rel n rel n rel n rel n rel n rel
0.4 2.39 1.13 1.11 1.7 2.85 1.31
0.2 2.37 1.12 1.10 1.69 2.83 1.29
0.15 1.86 1.08 1.06 1.43 1.97 1.19
0.10 1.46 1.04 1.03 1.25 1.48 1.11
0.05 1.21 1.02 1.01 1.1 1.17 1.04
0.025 1.09 1.01 1.01 1.04 1.06 1.01
Concentración %
PMC PML PMB PRC PRL PRB
n rel n rel n rel n rel n rel n rel
0.4 1.49 1.34 1.21 1.22 1.24 1.17
0.2 1.48 1.22 1.20 1.18 1.20 1.15
0.15 1.26 1.15 1.13 1.12 1.13 1.09
0.10 1.11 1.06 1.08 1.06 1.05 1.05
0.05 1.04 1.02 1.03 1.02 1.02 1.02
0.025 1.01 1.01 1.02 1.01 1.00 1.01
Figura 35.Viscosidad relativa en función de la concentración.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
60
Luego de obtener los datos de viscosidad relativa, se grafica esta viscosidad en función
de las concentraciones como se muestra en la figura 35 y se realiza un ejemplo de cálculo
para la muestra PMB, solo se consideró la viscosidad relativa a 25 °C (ver tabla 20) debido
a que a esa temperatura se produce la gelificación critica.
4.6.9.1 Concentración de gelificación critica de pectinas extraídas de las
muestras de pitahaya.
Tabla 21.Concentración de gelificación critica de pectinas extraídas.
Muestra Concentración de gelificación (%)
AMC 0.25
AML 0.27
AMB 0.26
ARC 0.39
ARL 0.35
ARB 0.31
PMC 0.19
PML 0.22
PMB 0.20
PRC 0.32
PRL 0.35
PRB 0.25 Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Figura 36.Concentración de gelificación critica de pectinas extraídas según la especie,
tratamiento y acidez.
Fuente y Elaboración: Fabián Vargas
Según la figura 36, se observa que la capacidad de gelificar es la misma o casi igual
tanto para las pectinas amarillas como para las rojas y no importa la especie.
0.250.27
0.26
0.39
0.35
0.31
0.190.22
0.2
0.32
0.3
0.25
0.15
0.2
0.25
0.3
0.35
0.4
0.45
AMC-PMC AML-PML AMB-PMB ARC-PRC ARL-PRL ARB-PRB
Co
nce
ntr
ació
n (
%)
61
CAPÍTULO V
5 Conclusiones y recomendaciones
5.1 Conclusiones
Se logró extraer pectina tanto por el método de microondas como por reflujo, y los
resultados obtenidos de acuerdo con el estudio de variables dice que la especie roja
con microondas y el medio de acidez de la solución amortiguadora es con la que se
obtiene un mayor porcentaje de rendimiento (23,67%)
Se caracterizó las pectinas que se obtuvo de las dos variedades corroborándose con
el estándar que es de alto metoxilo coincidiendo la caracterización espectroscópica
con los resultados obtenidos por metoxilación.
Se determinó el grado de esterificación que es superior al 50% por lo tanto están
clasificadas como pectinas de alto grado de esterificación y pueden ser comparadas
con las pectinas comerciales y se clasifican como pectinas de gelificacion lenta.
Se determinó la energía de activación en ambas especies, y los valores obtenidos
son bajos. Sin embargo, la especie amarilla es la que exhibe los valores más altos.
5.2 Recomendaciones
Evaluar la actividad antioxidante de las cáscaras de las pitahayas.
Utilizar otro tipo de soluciones reguladora para la extracción de pectinas, así como
también utilizar otros métodos de caracterización como determinar el peso
molecular por el escaneado diferencial calorimétrico (DSC).
Evaluar el rendimiento con la extracción enzimática utilizando una enzima
llamada poligalacturonasa, proteasa y enzimas mixtas.
62
Referencias bibliográficas
Altaf, U;Immanuel, G;iftikhar, F. (2015). Extraction and Characterization of Pectin
Derived From Papaya. International Journal of Science, Engineering and
Technology.
Anderson, C. T. (2019). Pectic Polysaccharides in Plants: Structure, Biosynthesis,
Functions, and Applications (Vol. 12). https://doi.org/10.1007/978-3-030-12919-4
Arguelles, Verzola, Martines, Guerra, F. (2019). Producción de pitahaya en el Ecuador,
taxonomía y resultados recientes de investigaciones científicas.
Bagherian, H., Zokaee Ashtiani, F., Fouladitajar, A., & Mohtashamy, M. (2011).
Comparisons between conventional, microwave- and ultrasound-assisted methods for
extraction of pectin from grapefruit. Chemical Engineering and Processing: Process
Intensification, 50(11-12), 1237-1243. https://doi.org/10.1016/j.cep.2011.08.002
Baltazar Flores, R., Carbajal Mariños, D., Baca Rodríguez, N., & Salvador Rodríguez, D.
(2013). Optimization of the conditions of pectin extraction from lemon rind french
(Citrus medica) using response surface methodology. Agroindustrial science, 2, 77-
89. https://doi.org/10.17268/agroind.science.2013.02.01
Barrangou, R., Horvath, P., Jinek, M., Chylinski, K., Fonfara, I., Hauer, M., … Summary,
R. (2015). microorganismos asociados a la pudrición blanda del tallo y manchado del
fruto en el cultivo de pitahaya amarilla en ecuador. Cell.
https://doi.org/10.1016/j.cell.2009.01.043
Barreto, G. E., Púa, A. L., De Alba, D. D., & Pión, M. M. (2017). Extracción y
caracterización de pectina de mango de azúcar (Mangifera indica L.). Temas Agrarios,
22(1), 78. https://doi.org/10.21897/rta.v22i1.918
Bayar, N., Bouallegue, T., Achour, M., Kriaa, M., Bougatef, A., & Kammoun, R. (2017).
Ultrasonic extraction of pectin from Opuntia ficus indica cladodes after mucilage
removal: Optimization of experimental conditions and evaluation of chemical and
functional properties. Food Chemistry, 235, 275-282.
https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.05.029
Bélafi, Katalin, Cserjési, P., Beszédes, S., Csanádi, Z., & Hodúr, C. (2012). Berry Pectins:
Microwave-Assisted Extraction and Rheological Properties. Food and Bioprocess
Technology. https://doi.org/10.1007/s11947-011-0592-9
Beltrán, V. (2015). Desarrollo De Un Proyecto Para La Creación De Una Microempresa
De Producción Y Comercialización De Pitahaya Ubicada En La Comunidad De
Chinimpí, Del Cantón Palora, Provincia De Morona Santiago., 60-70. Recuperado de
http://www.dspace.uce.edu.ec/bitstream/25000/7412/3/T-UCE-0003-AE019-
2015.pdf
Carballo, L & Galindo, H. (2001). Estudio de los Procesos Sol-gel para la Obtención de un
Aglutinante Apropiado para el Peletizado de Alúmina. Revista Ingeniería e
Investigación No. 48.
Castillo, R. (2006). Aprovechamiento de la pitahaya : bondades y problemáticas. Caos
Conciencia, 1986, 13-18.
Chan, Choo, Y. (2016). Pectin as a Rheology Modifier: Origin, Structure, Commercial
Production and Rheology. Carbohydrate Polymers.
https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2016.12.033
63
Chaparro, S., Márquez, R., Sánchez, J., Vargas, M., & Gil, J. (2015). Extracción de pectina
del fruto del higo (opuntia ficus indica) y su aplicación en un dulce de piña. Revista
U.D.C.A Actualidad & Divulgación Científica, 18(2), 435-443.
Chasquibol-Silva, N., Arroyo-Benites, E., & Morales-Gomero, J. C. (2008). Extracción y
caracterización de pectinas obtenidas a partir de frutos de la biodiversidad peruana.
Ingeniería Industrial, 0(026), 175. https://doi.org/10.26439/ing.ind2008.n026.640
Dallos, M. P., Tirado, A., Micán Gutiérrez, Y., Fischer, G., & Riaño, J. R. (2010).
Cactaceae pitahaya Selenicereus megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran
(Cactaceae). Biotecnología aplicada al mejoramiento de los cultivos de frutas
tropicales, 105-135. Recuperado de
https://s3.amazonaws.com/academia.edu.documents/40078969/Pitahaya_Selenicere
us_megalanthus_K._Sc20151116-11778-
1w2rpc5.pdf?AWSAccessKeyId=AKIAIWOWYYGZ2Y53UL3A&Expires=15399
14049&Signature=SMhf1IAGOoOc%2BruKVs7z8MWWsOE%3D&response-
content-disposition=inlin
Dubón, M. H. (2015). Hylocereus trigonus,A Fruiting Cactus Growing in Culebra.
Emma, I. N. G., & Camposano, L. (2004). evaluación del comportamiento de la constante
de velocidad con la temperatura en la reacción de amoniaco con formaldehido en un
reactor batch.
Esquivel, P. (2004). Los frutos de las cactáceas y su potencial como materia prima.
Agronomía Mesoamericana, 15(2), 215-219. Recuperado de
http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=43715212
García, J. (2010). Lista de los aditivos permitidos actualmente en la Unión Europea y sus
números E., 3. Recuperado de http://histolii.ugr.es/EuroE/NumerosE.pdf
Gawkowska, D., Cybulska, J., & Zdunek, A. (2018). Structure-related gelling of pectins
and linking with other natural compounds: A review. Polymers, 10(7).
https://doi.org/10.3390/polym10070762
Gazala, K., Masoodi, F. A., Masarat, H. D., Rayees, B., & Shoib, M. W. (2017). Extraction
and characterisation of pectin from two apple juice concentrate processing plants.
International Food Research Journal, 24(2), 594-599.
Gyunter, E. A., Popeiko, O. V., & Vityazev, F. V. (2017). General chemical characteristics
of pectins and arabinogalactans from callus culture and native plant of Tanacetum
vulgare and gelation properties of the pectins. Chemistry of Natural Compounds,
53(1), 6-11. https://doi.org/10.1007/s10600-017-1898-2
Hartel, R. W., von Elbe, J. H., & Hofberger, R. (2017). Confectionery Science and
Technology. En Confectionery Science and Technology. https://doi.org/10.1007/978-
3-319-61742-8
Hashim, A. Z. (2018). Extraction and Characterization of Pectin from Dragon Fruit
(Hylocerens polyrhizus) Peel Using Different Concentration of Ammonium Oxalate.
Basrah Journal of Agricultural Sciences, 30(1), 12-19.
https://doi.org/10.21276/basjas
Hern, A. O., Le, M., Roc, A., & Vargas, R. (s. f.). Producción De Pitahaya Para Promover
El Desarrollo Regional y sustentable., 79-92.
Huachi, L., Yugsi, E., Paredes, M., Coronel, D., Verdugo, K., & Coba Santamaría, P.
(2015). desarrollo de la pitahaya (Cereus SP.) en Ecuador. La Granja: Revista de
Ciencias de la Vida. https://doi.org/10.17163/lgr.n22.2015.05
Ismail, N. S. M., Ramli, N., Hani, N. M., & Meon, Z. (2012). Extraction and
characterization of pectin from dragon fruit (Hylocereus polyrhizus) using various
64
extraction conditions.(Pengekstrakan dan pencirian pektin daripada buah naga
(hylocereus polyrhizus) menggunakan pelbagai keadaan pengekstrakan). Sains
Malaysiana. https://doi.org/10.3303/CET1756135
Jairo, E., & Granados, M. (2014). Sistema Metabólico Nutricional Tema: Soluciones
Buffer-Amortiguadoras, 2-7. Recuperado de
https://repository.unad.edu.co/bitstream/10596/4810/1/334001- Soluciones Buffer-
Amortiguadoras.pdf
Kienteka, S. S., Corrêa-Ferreira, M. L., & de Oliveira Petkowicz, C. L. (2018).
Characterization of cell wall polysaccharides from Sicana odorifera fruit and
structural analysis of a galactan-rich fraction pectins as side chains. Carbohydrate
Polymers, 197(June), 395-402. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2018.06.022
Kondo, T., Martinez, M., Medina, J., Rebolledo, A., & Cardozo, C. (2013, julio 11).
Tecnología para el manejo de pitaya amarilla Selenicereus megalanthus (K. Schum.
ex Vaupel) Moran en Colombia. Tecnología para el manejo de pitaya amarilla
Selenicereus megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran en Colombia, p. 762.
https://doi.org/10.21930/978-958-740-147-9
Lara, C., Carvajal, E., Balandrán, R., López, Y., Rascón, & Agustín. (2018, abril 18). Pectin
and Pectin-Based Composite Materials: Beyond Food Texture. Molecules.
https://doi.org/10.3390/molecules23040942
Lefsih, K., Giacomazza, D., Passantino, R., Costa, M. A., Bulone, D., Mangione, M. R.,
… Madani, K. (2018). Biochemical and biophysical characterization of water-soluble
pectin from Opuntia ficus-indica and its potential cytotoxic activity. Phytochemistry,
154(March), 47-55. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2018.06.015
Liew, S. Q., Chin, N. L., & Yusof, Y. A. (2014). Extraction and Characterization of Pectin
from Passion Fruit Peels. Agriculture and Agricultural Science Procedia, 2, 231-236.
https://doi.org/10.1016/j.aaspro.2014.11.033
Liew, S. Q., Ngoh, G. C., Yusoff, R., & Teoh, W. H. (2017). Acid and Deep Eutectic
Solvent (DES) extraction of pectin from pomelo (Citrus grandis (L.) Osbeck) peels.
Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 13(November 2017), 1-11.
https://doi.org/10.1016/j.bcab.2017.11.001
Lim, T. K. (2012a). Edible Medicinal and Non-Medicinal Plants. Edible Medicinal and
Non-Medicinal Plants, 10, 650-655. https://doi.org/10.1007/978-94-017-7276-1
Lim, T. K. (2012b). Edible Medicinal and Non-Medicinal Plants. En Edible Medicinal and
Non-Medicinal Plants (Vol. 10, pp. 640-642). https://doi.org/10.1007/978-90-481-
8661-7_90
Lozinsky, V &Okay, 0. (2014). Polymeric cryogels macroporous gels with remarkable
properties. Advances in Polymer Science (Vol. 263). https://doi.org/10.1007/978-3-
319-05846-7
Mejía, D. C. L., & Cones, J. D. R. (2014). Química de las pectinas de las cáscaras del
maracuyaá amarillo (Passiflora edulis, Var Flavicarpa degener), Granadilla(Passiflora
ligularis Juss) Y TUMBO SERRANO (Passiflora mo/lísima H.B.K. Bailey)".
merrill, R;weeks, M. (1985). The Thermal Degradation of pectin.
Mondragón Cortez, P. (2015). Espectroscopia de infrarrojo para todos y 51 espectros de
alimentos consumidos en México. Neural Regeneration Research. Recuperado de
https://ciatej.mx/files/divulgacion/divulgacion_5a43b7c09fdc1.pdf
Pineda, D., & Jorge, E. (2012). Proceso para producir Pectinas Cítricas. Revista
Universidad EAFIT, 39(129), 21-29.
Rahmati, S., Abdullah, A., Momeny, E., & Kang, O. L. (2014). Optimization studies on
65
microwave assisted extraction of dragon fruit (Hylocereus polyrhizus) peel pectin
using response surface methodology. International Food Research Journal, 22(1),
233-239.
Raj Rajagopalan, P. H. (1997). Principles of colloid and surface chemistry.
Sandarani, M. (2017). A Review: Different Extraction Techniques of Pectin. Journal of
Pharmacognosy & Natural Products, 03(03), 1-5. https://doi.org/10.4172/2472-
0992.1000143
Schmidt, U. S., Koch, L., Rentschler, C., Kurz, T., Endreß, H. U., & Schuchmann, H. P.
(2015). Effect of Molecular Weight Reduction, Acetylation and Esterification on the
Emulsification Properties of Citrus Pectin. Food Biophysics, 10(2), 217-227.
https://doi.org/10.1007/s11483-014-9380-1
Şen, M., & Erboz, E. N. (2010). Determination of critical gelation conditions of κ-
carrageenan by viscosimetric and FT-IR analyses. Food Research International,
43(5), 1361-1364. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2010.03.021
Serna Cock, L.; Rodriguez de Stouvenel, A. (2005). Producción Biotecnológica De Acido
Láctico : Ciencia y Tecnologia Alimentaria. Sociedad Mexicana de Nutricion y
Tecnologia de Alimentos, 5(001), 54-65.
Sista Kameshwar, A. K., & Qin, W. (2018). Structural and functional properties of pectin
and lignin–carbohydrate complexes de-esterases: a review. Bioresources and
Bioprocessing, 5(1), 1-16. https://doi.org/10.1186/s40643-018-0230-8
Sommano, S. R., Ounamornmas, P., Nisoa, M., Sriwattana, S., Page, P., & Colelli, G.
(2018). Characterisation and physiochemical properties of mango peel pectin
extracted by conventional and phase control microwave-assisted extractions.
International Food Research Journal, 25(6), 2657-2665.
Torkova, A. A., Lisitskaya, K. V., Filimonov, I. S., Glazunova, O. A., Kachalova, G. S.,
Golubev, V. N., & Fedorova, T. V. (2018). Physicochemical and functional properties
of Cucurbita maxima pumpkin pectin and commercial citrus and apple pectins: A
comparative evaluation. PLoS ONE, 13(9), 1-24.
https://doi.org/10.1371/journal.pone.0204261
Walter, R. H. (1991). Analytical and Graphical Methods for Pectin. En The Chemistry and
Technology of Pectin (pp. 189-225). Elsevier. https://doi.org/10.1016/B978-0-08-
092644-5.50015-7
Wikiera, A., Mika, M., Starzyńska, & Stodolak, B. (2015). Development of complete
hydrolysis of pectins from apple pomace. Food Chemistry, 172, 675-680.
https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.09.132
Wong, D. (2008). Enzymatic deconstruction of backbone structures of the ramified regions
in pectins. Protein Journal, 27(1), 30-42. https://doi.org/10.1007/s10930-007-9105-0
Zouambia,Y;Youcef Ettomi,K;Krea, N. (2014). A new approach for pectin extraction:
Electromagnetic induction heating. Arabian Journal of Chemistry. King Saud
University. https://doi.org/10.1016/j.arabjc.2014.11.011
66
Anexos
Anexo A. Árbol de problemas
Aplicaciones y
beneficios
Nuevo conocimiento
Nuevo conocimiento
Carente conocimiento de
la presencia de pectina en
las cascaras de pitahaya.
Carente conocimiento de
la presencia de pectina en
las cascaras de pitahaya.
En el presente estudio se
evidencia la falta de
aprovechamiento de las cáscaras.
de las pitahayas.
En el presente estudio hay
falta de aprovechamiento de las
cascaras de las pitahayas.
Escasa practica con
la distribución de
residuos sólidos.
Escasa practica
con la distribución
de residuos sólidos.
C
A
U
S
A
S
E
F
E
C
T
O
S
¿Se podrá extraer pectina a partir de las cáscaras de dos variedades de pitahayas?
La pitahaya es un producto
en constante crecimiento y de
grandes exportaciones.
La pitahaya es un producto
en constante crecimiento y de
grandes exportaciones.
Sostenibilidad ambiental
Dar un valor agregado a
las cáscaras de pitahayas
Dar un valor agregado a
las cáscaras de pitahayas
Desarrollo industrial
Desarrollo industrial
67
Elaborado por: Fabián Vargas
Anexo B. Categorización de variables
Variables independientes
I Etapa
- Variable Dependiente
II Etapa
Elaborado por: Fabián Vargas.
ácido clorhídrico, ácido láctico, buffer
oxalato de amonio-acido oxálico
ácido clorhídrico, ácido láctico, buffer
oxalato de amonio-acido oxálico Cantidad de Pectina
Cantidad de Pectina
Obtención de pectina
Materias primas de
extracción (cascaras)
Pitahaya roja (Cereus undatus Haw)
Pitahaya amarilla (Selenicereus megalanthus
(K. Schum. ex Vaupel) Moran
(Selenicereus megalanthus
(K. Schum. ex Vaupel) Moran
Tratamiento térmico
Tratamiento térmico
Tratamiento por microondas
Tratamiento por microondas
Rendimiento
Caracterización de pectinas
68
Anexo C. Diagrama de extracción de pectina de las cáscaras de pitahaya
Seleccionar el
fruto
Seleccionar la
materia prima Secar en la estufa
Secar en la estufa Moler
Moler Tamizar por una
malla 1,125 um
Pasar por una
malla 1,125 um Preparar soluciones
Preparar soluciones
Mezclar y verificar
pH
Mezclar y verificar
pH
Parte sobrenadante
Parte sobrenadante
Centrifugar x 20 minutos
Centrifugar x 20 minutos
Secar
50estu
fa
Sec
ar
50estu
fa
En estufa a 50° C por 28
horas.
En estufa a 50° C por 28
horas.
Secado a la pectina en la
estufa a 50 °C
Secado a la pectina en la
estufa a 50 ªC
Hidrolizar
Hidrolizar
Microonda/Reflujo
Microonda/Reflujo
Colocar en el microondas por
90 segundos y por reflujo 45
minutos, estos tiempos se dan
conforme mejora el
rendimiento.
Ubicar en el microondas por 1 minuto
30 segundos y por reflujo 45 minutos.
Soluciones de oxalato de
amonio 0,26% con ácido
oxálico 0,1 M (pH =4,5), ácido
láctico 0,003 N (pH=3,2) y
ácido clorhídrico al 0,003 N
(pH =2,6)
Triturar
Recolectar
Adicionar alcohol 96%(30
mL)(Precipitar)
Solido
Desechar
Guardar
Separar la pulpa de la
cáscara
69
Anexo D. Matriz de operacionalización de las variables
Tema: Extracción de pectina a partir de las cáscaras de dos
variedades de pitahayas
Variable independiente Dimension Sub dimension Indicador
Pectina
Amarilla Metodo Extracción
Microondas
%R Roja Reflujo
Amarilla Medio ácido
Clorhidrico
Lactico
Roja Buffer
Elaborado por: Fabián I Vargas C.
70
Anexo E. Instrumento de recolección de datos
Objeti
vo:
Registrar y caracterizar la cantidad de pectina aislada a partir de las cáscaras
del género Selenicereus megalanthus (K. Schum. ex Vaupel) Moran y Cereus
undatus Haw. Sometidas a dos tratamientos: 1 (con microondas) y el 2 ( con
reflujo), utilizando diferentes soluciones de ácido clorhídrico, ácido láctico,
solución amortiguadora en un sistema de diferentes pH.
Muest
ras
Tratami
ento
pH
2,6 3,2 4,5
rendimiento (%),Determinación del porcentaje de metoxilo (%),
acidez libre(g/eq-g), peso equivalente(g/eq-g), grado de
esterificación(%) , cenizas(%)
HCl 0.003 N C3H6O3 0.003 N (B) Oxalato de amonio
0,26%Ácido
oxálico 0,1 M (C)
1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4
Pitaha
ya
amaril
la
Cáscara
Pitaha
ya
roja
Cáscara
Características físico-químicas
Muest
ras
Tratami
ento
pH
2,6 3,2 4,5
peso molecular (g/mol), concentración de gelificación crítica (%)
y energía de activación (J/mol).
HCl 0.003 N C3H6O3 0.003 N (B) Oxalato de amonio
0,26 %/Acido
oxalico 0,1 M (C)
25°
C
30°
C
35
°
40°
C
25°
C
30°
C
35
°
40°
C
25°
C
30°
C
35
°
40°
C
1 2 3 4 1 2 3 4 1 2 3 4
Pitaha
ya
amaril
la
Cáscara
Pitaha
ya
roja
Cáscara
71
Anexo F. Ficha técnica de la pectina CPKelco GENU Pectin type 105 rapid
set.(Estándar)
72
73
Anexo G. Certificación de la identificación taxonómica de las especies.
74
Anexo H. Datos de rendimientos de pectina y su ANOVA.
Pitahaya Tratamiento Acido R1 R2 R3 Promedio DE t Número
A M C 8.08 8.03 8.01 8.04 0.03 4.30265273 1
A R C 2.63 2.83 2.71 2.72 0.08 4.30265273 2
A M L 12.47 12.87 12.67 12.67 0.16 4.30265273 3
A R L 3.77 3.57 3.97 3.77 0.16 4.30265273 4
A M B 15.12 15.11 14.86 15.03 0.12 4.30265273 5
A R B 14.37 14.37 14.67 14.47 0.14 4.30265273 6
P M C 16.23 16.05 16.2 16.16 0.08 4.30265273 7
P R C 6.89 6.89 6.55 6.78 0.16 4.30265273 8
P M L 15.65 15.25 15.45 15.45 0.16 4.30265273 9
P R L 10.09 10.29 10.19 10.19 0.08 4.30265273 10
P M B 23.44 24.33 23.23 23.67 0.48 4.30265273 11
P R B 16.25 16.75 16.65 16.55 0.22 4.30265273 12
Pitahaya Acido Tratamiento Li Promedio Ls
AMC
A
C M 7.97 8.04 8.11
ARC R 2.51 2.72 2.92
AML L
M 12.26 12.67 13.07
ARL R 3.36 3.77 4.18
AMB B
M 14.73 15.03 15.32
ARB R 14.12 14.47 14.82
PMC
P
C M 15.96 16.16 16.36
PRC R 6.38 6.78 7.18
PML L
M 15.05 15.45 15.86
PRL R 9.99 10.19 10.40
PMB B
M 22.48 23.67 24.85
PRB R 16.01 16.55 17.08
Tabla 22.Diseño ANOVA para porcentaje de rendimiento de pectina según la especie,
tratamiento y acidez.
ANOVA
Rendimiento
Suma de
cuadrados gl Media
cuadrática F Sig.
Entre grupos
1205.108 11 109.555 2011.761 0.000
Dentro de grupos
1.307 24 0.054
Total 1206.415 35
75
Anexo I. Espectros infrarrojos de las muestras y de la pectina estándar (GENU® pectin
type 105 rapid set)
Figura 37..Espectros de infrarrojo de: la pectina comercial(Rojo), PMC(Azul) y PRC(Verde).
Se corrobora que se obtuvo pectina porque hay similitud con la pectina comercial y los
picos representativos son de 3200 a 3600 cm-1, el área de 1500 a 2000 cm-1 corresponden
a las oscilaciones C=O, se puede observar que son pectinas de alto metoxilo porque entre
1600 y 1639 cm-1 hay una mayor intensidad de picos y la huella dactilar es similar.
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400,0
0,4
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100,0
cm-1
%T
3985,84
3869,01
3858,08
3844,213835,60
3816,12
3735,61
3713,61
3698,17
3435,95
3413,55
2930,41
2059,20
1736,00
1637,94
1438,00
1271,21
1105,83
1052,29
997,89
922,95
869,44
848,38
832,22
582,28
536,08
76
Figura 38.Espectros de infrarrojo de : PMB(Rojo), PMC(Azul), PRB(Café) y PRC(Verde).
Se puede apreciar que las pectinas extraídas se encuentran dentro del margen de la
pectina comercial dando una longitud de onda representativa del grupo OH entre 3200 –
3600 cm-1 y vemos que son pectinas de alto metoxilo porque hay una intensidad relativa
en el pico de 1600 -1640 cm-1
Figura 39.Espectros de infrarrojo de: ARB(Azul),PRB(Café).
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400,0
0,9
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100,0
cm-1
%T
3984,44
3968,97
3951,04
3938,23
3920,75
3905,45
3886,84
3469,49
2359,42
1618,15
1419,86
1314,24
1146,37
1099,08
1016,13
952,15
893,56
849,75
789,46
634,48
541,13
3986,06
3979,96
3959,77
3949,60
3928,47
3912,69
3857,36
3829,07
3819,35
3798,51
3719,60
3388,01
2372,31
2038,40
1638,10
1420,22
1145,26
1106,67
1016,15
955,91
892,10
834,05
773,94
640,10
541,79
3982,00
3967,97
3953,80
3897,92
3874,20
3820,05
3807,97
3467,23
3438,16
2362,57
1637,33
1617,95
1507,92
1415,34
1317,73
1145,17
1101,06
1016,59
952,53
892,76
848,25
833,80
778,53
628,59
541,11
408,81
3989,90
3979,53
3948,16
3935,87
3912,53
3854,78
3834,84
3815,76
3803,69
3790,22
3753,66
3453,97
1617,81
1419,73
1315,82
1144,56
1101,63
1015,96
952,08
891,32
833,87
776,29
636,36
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400,0
1,5
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100,0
cm-1
%T
3989,903979,53
3948,16
3935,873912,53
3854,78
3834,84
3815,76
3803,69
3790,22
3753,66
3453,97
1617,81
1419,73
1315,82
1144,56
1101,63
1015,96
952,08
891,32
833,87
776,29
636,36
3902,83
3817,29
3806,17
3793,72
3764,47 3752,10
3443,97
2367,02
2345,72
2031,89
1637,67
1617,96
1420,15
1269,78
1148,28
1105,14
1052,86
953,20
892,46
848,58
780,18
628,00
540,07
504,33
423,67
406,60
77
Se puede apreciar que las muestras de ARB y PRB se encuentran en similitud con la
pectina comercial dando una longitud de onda representativa del grupo OH entre 3200 –
3600 cm-1 y vemos que son pectinas de alto metoxilo porque hay una intensidad relativa
en el pico de 1600 -1640 cm-1
Figura 40.Espectros de infrarrojo de: ARC(Rojo),ARB(Azul),AMB(Café) y AMC(Verde).
Se puede apreciar que las pectinas extraídas ARC, ARB, AMB Y AMC se encuentran
dentro del margen de la pectina comercial dando una longitud de onda representativa del
grupo OH entre 3200 – 3600 cm-1 y vemos que son pectinas de alto metoxilo porque hay
una intensidad relativa en el pico de 1600 -1640 cm-1
Se puede apreciar que las muestras AMB Y PMB son pectinas extraídas y se encuentran
dentro del margen de la pectina comercial dando una longitud de onda representativa del
grupo OH entre 3200 – 3600 cm-1 y vemos que son pectinas de alto metoxilo porque hay
una intensidad relativa en el pico de 1600 -1640 cm-1 ver figura 40
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400,0
1,7
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100,0
cm-1
%T
3985,60
3906,69
3870,16
3415,58
2958,73
2920,79
2368,35
2346,10
2048,84
1618,18
1428,79
1247,42
1196,21
1147,88
1114,08
1053,73
897,39
848,33
782,78
618,27
487,13
3962,99
3951,12
3943,56
3923,99
3906,13
3429,23
2920,67
2366,30
2346,12
2106,01
1618,16
1420,22
1246,94
1196,21
1147,57
1108,02
1047,47
1013,92
930,05
891,77
849,32
718,10
614,72
3931,97
3922,05
3904,97
3894,08
3883,06
3874,56
3855,82
3841,61
3419,14
2369,92
2346,74
2099,30
1618,26
1425,70
1195,80
1148,25
1113,96
1047,66
1015,55
929,84
894,19
782,50
609,72
539,99
3902,83
3817,29
3806,17
3793,72
3764,47
3752,10
3443,97
2367,02
2345,72
2031,89
1637,67
1617,96
1420,15
1269,78
1148,28
1105,14
1052,86
953,20
892,46 848,58
780,18
628,00
540,07
504,33
423,67
406,60
78
Figura 41.Espectros de infrarrojo de : AMB(Rojo) y PMB(Azul).
4000,0 3600 3200 2800 2400 2000 1800 1600 1400 1200 1000 800 600 400,0
0,9
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100,0
cm-1
%T
3982,00
3967,97
3953,80
3897,92
3874,20
3820,05
3807,97
3467,23
3438,16
2362,57
1637,33
1617,95
1507,92
1415,34
1317,73
1145,17
1101,06
1016,59
952,53
892,76
848,25
833,80
778,53
628,59
541,11
408,81
3931,97
3922,05
3904,97
3894,08
3883,06
3874,56
3855,82
3841,61
3419,14
2369,92
2346,74 2099,30
1618,26
1425,70
1195,80
1148,25
1113,96
1047,66
1015,55
929,84
894,19
782,50
609,72
539,99
79
Anexo J. Proceso fotografiado de la extracción de pectina por hidrólisis por dos
tratamientos (microondas y reflujo) de las cáscaras de pitahaya amarilla.
80
Anexo K.Proceso fotografiado de la extracción de pectina por hidrólisis por dos tratamientos
(microondas y reflujo) de las cáscaras de pitahaya roja.