universidad autÓnoma de baja california sur · la palabra “parásito”, derivada de las voces...

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR

ÁREA DE CONOCIMIENTO

DE CIENCIAS DEL MAR Y DE LA TIERRA

DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE CIENCIAS MARINAS Y COSTERAS

PROGRAMA EDUCATIVO: BIÓLOGO MARINO PLAN DE ESTUDIOS POR COMPETENCIAS 2011-II

PARASITOLOGÍA

OPTATIVA

4 HRS/SEM

LABORATORIO DE GENÉTICA Y BIOLOGÍA

MANUAL DE LABORATORIO

M. en C. María del Carmen Gómez del Prado Rosas La Paz, B.C.S., Septiembre de 2012 ÍNDICE

2

Introducción …........................................................................................... 3

Presentación …………………………………………………………………... 5

Propósito general …………….................................................................... 6

Contrato de Aprendizaje ……………………………………………………… 7

Competencias genéricas y disciplinarias …………………………………. 11

Práctica No. 1. Técnica Parasitológica ..................................................... 14

Práctica No. 2. Adaptaciones morfofisiológicas de los parásitos ........... 42

Práctica No. 3. Subreino Protozoa .......................................................... 48

Práctica No. 4. Mesozoarios ……..…………….......................................... 59

Práctica No. 5. Clase Monogenea ............................................................ 66

Práctica No. 6. Clase Aspidogastrea ………............................................. 70

Práctica No. 7. Clases Trematoda y Didymozoidea ……………………… 74

Práctica No. 8. Clase Cestoda ……………………….......…………………. 80

Práctica No. 9. Phylum Acanthocephala .................................................. 86

Práctica No. 10. Phylum Nematoda …...................................................... 91

Práctica No. 11. Phylum Arthropoda. Subphylum Chelicerata. Orden

Acarina ……….......................................................................................... 97

Práctica No. 12. Subphylum Crustacea. Clases Copepoda y Branchiura 102

Práctica No. 13. Clase Malacostraca. Orden Isopoda ………................... 107

Anexo I. Reglamento de Laboratorios……………………………………… 111

3

INTRODUCCIÓN

Este manual fue creado para apoyar el curso de: “Parasitología”, y guiará al estudiante en la

parte práctica del mismo, mientras le ayuda a desarrollar las competencias disciplinares, con el

objetivo de prepararlo sólidamente en la disciplina y su aplicación en la Biología Marina, y

simultáneamente, reforzar competencias genéricas que impactarán favorablemente los ámbitos

de su vida.

El estudiante se preguntará ¿Qué es una competencia?

“Es la capacidad de movilizar recursos cognitivos para hacer frente a un tipo de situaciones con

buen juicio, a su debido tiempo, para definir y solucionar verdaderos problemas.”1 Las

competencias van más allá de las habilidades básicas o saber hacer ya que implican saber

actuar y reaccionar; es decir saber qué hacer y cuándo, lo que evita la memorización sin

sentido de temas desarticulados y la adquisición de habilidades mecánicas. Esto a su vez

promueve el desarrollo de competencias manifiestas en la resolución de problemas,

procurando que en el aula y laboratorio exista una vinculación entre estos y la vida cotidiana.

Competencias a desarrollar:

• Disciplinares Básicas: las mínimas necesarias de cada campo disciplinar para que los

estudiantes se desarrollen en diferentes contextos y situaciones a lo largo de la vida.

• Disciplinares Extendidas: implican los niveles de complejidad deseables para quienes

opten por una determinada trayectoria académica, teniendo así una función propedéutica en

la medida que prepararán a los estudiantes de enseñanza superior para su ingreso y

permanencia en posgrados y trabajos especializados.

• Disciplinares Profesionales: son competencias especializadas que preparan al estudiante

para desempeñar su vida profesional con mayores probabilidades de éxito.

• Genéricas: las que se desarrollan de manera transversal en todas las asignaturas del mapa

curricular y permiten al estudiante comprender su mundo e influir en él, le brindan autonomía

en el proceso de aprendizaje y favorecen el desarrollo de relaciones armónicas con su

entorno y quienes les rodean.

1 Mastache, Anahí et. al. Formar personas competentes. Desarrollo de competencias tecnológicas y psicosociales. Ed. Novedades

Educativas. Buenos Aires / México. 2007.

4

Estudiante: este manual te encauzará a lo largo de actividades que reforzarán o desarrollarán

tus competencias, además de tareas para aprender en forma colaborativa (aprender de y con

tus compañeros). Al realizar las actividades y proyectos (reportes de práctica, informes,

trabajos finales, etc.), encontrarás momentos para pensar, reflexionar y comunicarte, mientras:

• Conoces a tus compañeros.

• Compartes con ellos metas y OBJETIVO DE APRENDIZAJES.

• Cooperan y se ayudan mutuamente.

• Respetan sus puntos de vista y opiniones.

• Logran acuerdos y toman decisiones.

• Proponen alternativas para resolver los problemas que se presentan.

En el modelo de competencias lo importante es adquirir conocimiento, desarrollar habilidades y fortalecer actitudes y valores. Durante el laboratorio del curso desarrollarás diversas actividades y elaborarás tareas dirigidas a obtener tres tipos de evidencias que permitirán a tu docente evaluar si has adquirido la competencia. Conocimientos: Teorías y principios que deberás dominar para lograr un desempeño eficaz.

Desempeños: Habilidades para usar herramientas en la adquisición, ordenamiento y análisis de datos e información. (Microscopios compuesto y estereoscópico,

equipo y materiales de laboratorio especializado, sistema de captura de

imágenes, ordenadores y software). Estos desempeños pueden ser evaluados

por el docente, alguno de tus compañeros e incluso por ti mismo

Productos: Evidencias tangibles de la competencia. El producto que elaboraste u

obtuviste, la información que buscaste, integraste al documento y ordenaste en

forma clara y estructurada en la sección de bibliografía, etc.: (reporte de práctica,

mapas conceptuales, artículos, presentación en power point, trabajo semestral y

entrega de muestras).

5

PRESENTACIÓN DEL MANUAL DE LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA

El estudio de los parásitos y el papel que desempeñan dentro de las relaciones

simbióticas que se establecen entre los organismos animales en sus diferentes

ambientes, constituye uno de los aspectos más interesantes con los que la

Parasitología contribuye al conocimiento de la naturaleza.

La palabra “parásito”, derivada de las voces griegas “para” = lado de y “sito” =

comer, significa textualmente “persona que comparte la mesa de los alimentos sin ser

invitada”. Una de las definiciones más utilizadas sobre el concepto de parasitismo es la

que lo establece como una asociación simbiótica entre dos organismos de diferente

especie, en donde uno de ellos (parásito) vive dentro o fuera del otro (hospedero), a

partir del cual se alimenta, causándole algún tipo de daño y afectando su estado

general.

Entre los aspectos de mayor relevancia en el estudio de la Parasitología, se

encuentran los cambios morfológicos y fisiológicos que han tenido que sufrir los

organismos en su adaptación a la vida parasitaria, con el objeto de alcanzar un

determinado grado de especificidad hospedatoria, lo que ha permitido que su evolución

sea paralela y simultánea con la evolución de sus hospederos.

Los parásitos no pertenecen a un solo grupo taxonómico, sino que casi todos los

phyla del Reino Animal tienen representantes parásitos, desde los protozoarios hasta

los vertebrados, casi ningún ser vivo escapa de ser parasitado, por lo que, no menos

importante es el conocimiento del papel desempeñado por los parásitos en el hombre u

otro organismo de importancia veterinaria y comercial al causar en éstos serios daños y

pérdidas en las áreas de salud pública, acuacultura o simplemente en pesca comercial.

Asimismo, el descubrimiento de medicamentos y otras sustancias utilizadas

como medios de control o prevención de enfermedades transmitidas por parásitos, ha

permitido que ciencias tales como las medicinas humana y veterinaria, química,

bioquímica, biología molecular, fisiología e inmunología, entre otras, desarrollen líneas

de investigación en las que la parasitología ha brindado apoyo, o bien, ha sido

beneficiado su estudio.

.

6

PROPÓSITO GENERAL El alumno será competente para identificar los diferentes tipos de simbiosis que se

establecen entre organismos de dos especies diferentes, para resaltar el parasitismo,

pero también ayudará a desarrollar las habilidades necesarias en el estudio de los

parásitos, desde su obtención del hospedero pasando por el tratamiento que se deba

realizar dependiendo del tipo de parásito encontrado hasta su estudio morfológico y

análisis de su ciclo de vida que pueda conllevar al planteamiento de posibles

soluciones ante posibles problemas de infestación parasitaria en los hospederos

silvestres y de cultivo del ámbito marino. Desarrollará las habilidades de búsqueda y

procesamiento de información, organización y planificación, generar opiniones,

pensamiento crítico, toma de decisiones, habilidad en el uso de instrumentos de

laboratorio, aplicación de técnicas de laboratorio. En el desempeño de sus tareas,

mostrará responsabilidad, constancia, respeto, orden, formalidad y puntualidad, lo

que favorecerá la cultura del trabajo y la actitud emprendedora.

7

CONTRATO DE APRENDIZAJE

ASIGNATURA: PARASITOLOGÍA

Al estudiante: Ahora que conoces los contenidos del curso de Parasitología, revisa este Contrato

de Aprendizaje, que tiene el propósito de establecer de forma conjunta estudiante – docente, los

acuerdos y lineamientos que será conveniente respetar durante las sesiones del laboratorio, a fin de

generar un espacio propicio para el trabajo y convivencia armónica y el desarrollo de competencias

disciplinarias y genéricas.

DERECHOS Y DEBERES

DEL ESTUDIANTE DEL DOCENTE

Cláusulas: Cláusulas:

Primera: Actividades de Aprendizaje

El estudiante se compromete a:

• Realizar de forma ética y responsable el 100% de las actividades de aprendizaje y

evidencias solicitadas por el docente.

• Hacer entrega de las actividades y sus requerimientos en la fecha y hora acordadas.

Solicitar apoyo a sus compañeros cuando así lo

requiera, además de brindarles asesoría y dar

soporte en la medida de sus posibilidades, a fin

de favorecer el desarrollo de sus competencias.

Primera: Actividades de Aprendizaje

El docente se compromete a:

• Indicar claramente a los estudiantes las actividades de aprendizaje a realizar en el

laboratorio, ya sea de forma individual o por

equipos, además de otorgar un tiempo

adecuado para su realización; programar

anticipadamente la fecha en que se

entregarán los productos (reporte de práctica,

mapa conceptual, investigación bibliográfica).

• Especificar los requisitos que estas

actividades deberán cumplir además del

lugar y hora en que deberán entregarse.

Segunda: Responsabilidad

Cada estudiante es responsable de su propio

aprendizaje, por lo tanto su participación activa e

interacción con sus compañeros de grupo y

docente debe propiciar un ambiente que

favorezca:

• El logro de competencias disciplinares.

Segunda: Responsabilidad


• Realizar en forma oportuna la planeación del

curso y actividades de laboratorio.

• Impartir su clase y conducir las actividades

8

• El desarrollo de competencias genéricas

• La convivencia armónica.

Para tal fin:

• Contemplar y respetar el Reglamento

General de Laboratorios (Anexo X)

• Es obligatorio el uso de bata blanca

de manga larga elaborada de material

no inflamable, el calzado cerrado y el

cabello recogido.

• El equipo y materiales que le sean

solicitados para desarrollar la práctica

deberán ser presentados de manera

ordenada al inicio de la misma.

• Si se desconoce el reactivo a utilizar consultar con el encargado.

• Si la etiqueta del reactivo no es legible, no usar.

• Evitar colocar sustancias volátiles e

inflamables cerca de mecheros.

• El uso de portaobjetos con material

biológico considerado de peligrosidad,

primero hay que introducirlo en una

solución de alcohol o hipoclorito de

sodio y posteriormente desechar.

• Avisar al encargado en caso de

cualquier accidente.

• Cuando se trabaje con ácido, el uso de lentes es básico y se realiza en

una campana de extracción o en un

lugar con aireación.

• Queda estrictamente prohibido

introducir e ingerir bebidas y alimentos

durante la sesión de laboratorio.

• Los útiles escolares dispuestos en

de enseñanza, aprendizaje, práctica y

evaluación, de forma tal que se produzca un

proceso educativo de calidad acorde al

contexto y a las necesidades de los

estudiantes.

• Crear experiencias de aprendizaje enfocadas a favorecer en los estudiantes el

desarrollo de competencias y el logro de los

fines educativos.

Generar un ambiente que motive a los

estudiantes a aprender, participar, comunicar,

interactuar, investigar.

9

bolsas y mochilas deben permanecer

en los lugares correspondientes de

las mesas de trabajo para evitar que

dificulten el desarrollo de la práctica.

• No fumar dentro del laboratorio.

• No jugar con el material proporcionado.

• No regresar los químicos utilizados a sus envases originales.

• Después de realizado el procedimiento es recomendable lavar

las manos con abundante agua y

jabón. • Queda estrictamente prohibido el uso

de teléfonos celulares y de programas

de mensajería instantánea (Messenger,

etc.) durante la sesión de laboratorio.

Tercera: Honestidad, Respeto y Tolerancia

El estudiante se compromete a tratar con

respeto, ética, honestidad y tolerancia a sí

mismo, a sus compañeros y a su docente.

Tercera: Honestidad, Respeto y Tolerancia


Ser tolerante, responsable, y respetuoso.

Dar un trato equitativo a todos los estudiantes.

Dar a los estudiantes la orientación pertinente

Cuarta: Participación

El estudiante tiene derecho y obligación de

participar en la sesión, ser escuchado, expresar

con orden y respeto sus ideas, puntos de vista,

sugerencias, experiencias comentarios, y

observaciones, todo ello con el objetivo de

fortalecer el proceso educativo.

Quinta: Puntualidad y Asistencia

Cuarta: Puntualidad y Asistencia

10

El estudiante se compromete a:

• Asistir al 100% de las sesiones de laboratorio

• Presentarse a las sesiones de laboratorio

puntualmente teniendo máximo 10 min. de

tolerancia después de la hora.

• Se podrá justificar la falta a una sesión

entregando el comprobante correspondiente


• Asistir al 100% de las sesiones de laboratorio

• Presentarse a las sesiones de laboratorio

puntualmente.

• En caso de que el profesor no pueda asistir a

una sesión de laboratorio por razones

personales o académicas, éste informará a

los alumnos con al menos 24 horas de

anticipación.

Sexta: Evaluación TEORÍA: 40%

A) Se aplicarán cinco exámenes parciales,

todos deberán ser aprobados con una

calificación mínima de 6.0. En caso de

reprobar o no presentar los cinco exámenes,

se tendrá la oportunidad de reponerlos en el

período de exámenes ordinarios.

B) Actividades en Moodle: 10% (actividad

individual o grupal) LABORATORIO: 50% A) Prácticas: 25 %. (actividad individual). B) Trabajo Semestral: 25 %. (actividad en

equipo). Para aprobar el laboratorio, la calificación de cada uno de los apartados comprendidos tendrá que ser de 6.0 como mínimo, ya que no se promediarán calificaciones reprobatorias con las aprobatorias. Finalmente, para que las calificaciones de teoría y laboratorio se promedien, ambos aspectos deberán ser

Quinta: Evaluación El docente se compromete a:

• Respetar y hacer respetar los criterios

de evaluación de la asignatura correspondiente.

• Dar a conocer los criterios y porcentajes

de evaluación, tomando en cuenta la

normatividad y reglamento de la institución.

• Realizar una evaluación integral con

base en los criterios establecidos, acorde a los

objetivo de aprendizaje de aprendizaje y a lo

que se realizó en el laboratorio.

• Informar oportunamente a los

estudiantes los resultados de su evaluación y

calificaciones. Atender sus dudas y realizar las

aclaraciones pertinentes.

11

aprobados, también, con un mínimo de 6.0. Ya que no se promediarán calificaciones reprobatorias con las aprobatorias.

COMPETENCIAS GENÉRICAS Y DISCIPLINARES

COMPETENCIAS GENÉRICAS COMPETENCIAS DISCIPLINARES Organización y gestión

• Conocer los códigos de funcionamiento interno y las interdependencias de los

sistemas sociales y organizativos

(empresas, asociaciones,

organizaciones, etc.).

• Fijar objetivos y priorizarlos en función

de determinados criterios.

• Determinar funciones y establecer

responsabilidades.

• Gestionar tiempos, dinero, equipo y materiales, etc.

• Evaluar procesos y resultados.

De información: consultar Equipo y materiales::

bibliohemerográfico pertinente y páginas de

Internet.

Comunicación

• Expresar la propia opinión y saber

defenderla.

• Saber escuchar y saber hacer preguntas.

De asimilación y retención de la información:

Definir conceptos propios de la disciplina.

Gestión de la información

• Seleccionar las fuentes donde obtener información relevante y fiable.

• Análisis e interpretación de la información.

• Clasificar y archivar la información.

• Identificar contradicciones, falacias o

falsas analogías.

Organizativas: organizar los componentes de

un trabajo de investigación.

12

Toma de decisiones y solución de problemas

• Clarificar el problema y analizar causas.

• Generar alternativas de decisión o de

solución de problemas y valorar ventajas

e inconvenientes.

Analíticas: Identificar y comparar las diferentes

estructuras de importancia taxonómica entre los

parásitos de la misma clase o phylum.

Analizar los ciclos de vida de los diferentes

grupos animales reconociendo las diferentes

fases juveniles de cada uno.

Plantear posibles soluciones a problemas de

parasitismo en especies de importancia

comercial o veterinario. Trabajo en equipo

• Identificar claramente los objetivos del

grupo y orientar la actuación para

lograrlos.

• Priorizar los intereses colectivos a los personales.

• Evaluar la actuación del grupo de trabajo y

hacer críticas constructivas.

• Saber trabajar en red: compartir y articular

tareas entre los participantes del equipo,

grupo y con integrantes de otras

instituciones

Comunicativas: comunicar de manera escrita y

oral las lecturas, tareas y ejercicios realizados.

Relaciones interpersonales

• Capacitado de empatía: «saber ponerse en el lugar del otro».

• Saberse entender y saber trabajar con

personas de etnia, religión, cultura o nivel

de formación diferente.

• Saber actuar como mediador/a acercando posiciones divergentes.

• Saber tratar a los otros con amabilidad,

cordialidad y simpatía.

Psicomotoras: manejar con precisión el equipo

e instrumentos de laboratorio.

Adaptación al cambio

• Flexibilidad y apertura a nuevas ideas,

circunstancias o situaciones.

• Modificar el comportamiento ante nuevos

contextos o nuevas circunstancias.

Sociales: trabajo en equipo

13

Liderazgo, iniciativa, dirección

• Saber persuadir o influir en las conductas de los otros.

• Animar y motivar a los otros.

• Crear sinergias.

• Saber delegar.

• Previsión y anticipación de

acontecimientos o situaciones.

Disposición hacia la calidad

• Afán de mejora en los procesos y en los

resultados.

• Afán de innovación.

• Deseo de conseguir la excelencia.

• Sentirse orgullosa/o de hacer las cosas

bien.

Control y gestión personal

• Autonomía: saber trabajar sin o con

mínima supervisión.

• Saber afrontar el estrés o el trabajo bajo presión.

• Ofrecer una imagen personal positiva.

• Implicarse en la propia formación personal

a lo largo de la vida.

• Desarrollar estrategias de auto-promoción:

«saberse vender».

14

PRÁCTICA 1 TÉCNICA PARASITOLÓGICA

6 horas en 3 sesiones Laboratorio de Genética y Biología Celular

NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________ INTRODUCCIÓN Para realizar una buena recolecta de helmintos es necesario poseer un

conocimiento general y básico de los sitios que pueden ser ocupados por los helmintos

dentro o sobre un animal y de los métodos de examen de éste para hacerlos evidentes.

Los parásitos pueden vivir en cualquier parte del cuerpo del hospedero, dentro o

sobre éste, de tal forma que en la revisión ninguna parte (órgano o tejido) deberá ser

pasada por alto.

Es pertinente recordar que:

• Todos los helmintos, quistes o nódulos obtenidos deberán colocarse en solución salina para las observaciones in vivo y para su fijación posterior, pero los

ectoparásitos también pueden estar en agua de mar y los endoparásitos en solución

salina.

• Deberán anotarse los datos de recolecta, el nombre y número del hospedero, etc. Todas las etiquetas deberán escribirse con lápiz y colocarse dentro de los

recipientes que contengan los parásitos.

• Ya sea que se trate de un pez, anfibio, reptil, ave o mamífero, el procedimiento de

disección o autopsia es esencialmente el mismo.

Todo animal a examinar debe ser disecado pronto después de su muerte ya que

algunos helmintos migran cuando su hospedero muere y así su localización exacta

viene a ser incierta; algunos otros sufren cambios cuando el hospedero muere.

15

OBJETIVO DE APRENDIZAJE EL alumno aprenderá la técnica parasitológica como herramienta esencial en

estudios parasitológicos. Esta técnica incluye las siguientes actividades: recolecta de

hospederos y parásitos, métodos de fijación y tinción (si el caso lo amerita),

aclaramiento y montaje de los parásitos en preparaciones permanentes. INSTRUCCIONES PARA EL DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Equipo y materiales:

• Hospederos: cualquier vertebrado en estado fresco, preferiblemente un pescado.

• Equipo requerido: microscopios compuestos y estereoscópicos. Asimismo, se

llevará a cabo la preparación de los reactivos comúnmente utilizados en la fijación,

deshidratación y tinción de los parásitos.

• Sustancias requeridas: Agua destilada (6 gal.), solución salina al 9% (6 gal) (cloruro

de sodio 9 gr y agua destilada 1 lt), alcohol etílico anhidro 96º (6 gal.), alcohol etílico

anhidro absoluto (6 lt), AFA (6 lt) (alcohol etílico anhidro 85%: 75 ml, ác. Acético

glacial: 5 ml, formaldehído 37% concentrado: 25 ml, xileno (6 lt) o americlear (6 lt) o

aceite de clavo (6 fcos. de 125 ml), o salicilato de metilo (6lt), resina sintética o

cytosol (1 fco).

• Colorantes: hematoxilina de Harris, carmín acético, tricrómica de Gomori, Giemsa,

Wright o Leishmann (1 fco. de 125 ml. cada uno).

• Cristalería: Vasos de precipitado de 250 ml (6), probetas graduadas de 100 ml (6),

embudos (6), frascos de vidrio con tapa de 250 ml (60), cajas de Petri medianas y

pequeñas (30 c/u).

• Materiales: Portaobjetos (18 cajas), cubreobjetos (18 cajas), estuches de disección completos (6), charolas de disección (6), papel filtro (1 caja), etiquetas adhesivas

de 2X2 cm (1 caja), pisetas (12).

16

PROCEDIMIENTO 1. Examen de un vertebrado para la recolección de helmintos parásitos. (En una

sesión).

Se recomienda proceder en el orden expuesto: 1.1. Parásitos sanguíneos.

a) Preparar 3 o 4 frotis sanguíneos para ser procesados posteriormente (dejar

secar al. aire), teñir con Giemsa, Wright o Leishmann.

b) Gota gruesa (mezclar una gota de sangre con una gota de solución salina, hacer

una preparación fresca y observar con poca iluminación).

Resultados: pueden observarse:

• Formas larvarias de helmintos (monogéneos, tremátodos, céstodos, acantocéfalos y

nemátodos en peces).

• Nemátodos: pueden encontrarse microfilarias en la sangre de muchos vertebrados y

su presencia delata la del adulto en otros tejidos, y órganos del hospedero. Se

reconocen fácilmente por su movimiento serpenteante.

• Otros: Protozoarios, como tripanosomas que son muy activos y se reconocen en base a su

movimiento. Esporozoarios como parásitos intracelulares (dentro de las células sanguíneas) aunque in vivo se observan mejor en preparaciones teñidas.

17

1.2. Ectoparásitos (parásitos que viven sobre o en la piel y en las cavidades naturales del cuerpo con amplia comunicación al medio externo).

a) Revisión cuidadosa de todo el cuerpo: cabeza, ojos, escamas, base de las aletas,

etc.; se hace con el ejemplar sumergido en el agua de un recipiente apropiado, en el

caso de peces.

b) Revisión de las branquias y de la cavidad branquial: se extraen las branquias y se

colocan en una caja de Petri con agua de mar o solución salina al 7%; los arcos

branquiales se cortan en cada uno de sus extremos de tal manera que puedan ser

removidos individualmente y colocarlos también en agua de mar o solución salina. Se

hace una revisión cuidadosa con microscopio estereoscópico, las branquias deben

limpiarse de la mucosidad que tienen con la ayuda de pinzas y agujas de disección

("peinándolas"). Este método de examen de las branquias es laborioso y muy tardado,

algunos autores evitan este procedimiento y prefieren utilizar otros, por ejemplo,

anestésicos o procedimientos físicos como agitación y decantación; sin embargo, el

examen minucioso y detallado de las branquias es necesario para poder proporcionar

un diagnóstico confiable acerca de la fauna parasitológica en peces.

c) Observación de los orificios del cuerpo: boca, ano, orificios nasales, orificio genital, etc.

Todos los parásitos obtenidos se separarán cuidadosamente del cuerpo, de las

mucosidades o líquidos en que se encuentren, manipulándolos con pinceles de grosor

conveniente o agujas de disección para colocarlos en solución salina limpia. En este caso se

situarán en recipientes separados indicando el órgano del que proceden.

18

Resultados: pueden obtenerse:

Helmintos adultos.

• Monogéneos: en la superficie del cuerpo, branquias, en la cavidad oral de peces y

en la cloaca de los anfibios.

• Hirudíneos: en casi todas las partes del cuerpo; en los peces especialmente en las

branquias; en las tortugas en la base de las aletas.

• Formas larvarias de helmintos:

• Tremátodos: metacercarias en la piel, bajo las escamas, branquias y ojos. Otros:

• Protozoarios: quistes en la piel y branquias, tumores que se ven como agrandamientos anormales.

• Moluscos: gloquidios (formas larvarias de bivalvos) en quistes cutáneos en peces; en aletas y en las branquias.

• Crustáceos: bajo las escamas, en la base de las aletas en la piel, cavidad bucal y en las branquias.

• Ácaros, garrapatas e insectos: sobre la piel, en algunos casos causan ensanchamientos bajo ésta en aves y mamíferos.

1.3. Endoparásitos (parásitos de cavidades del cuerpo, tejidos y órganos

internos). Se hace una incisión en la línea media ventral de la pared del cuerpo y se

prolonga este corte usando tijeras, hasta el ano y el orificio genital (cuando están

separados), rodeando a ambos de forma que el aparato digestivo y el urogenital

puedan ser removidos intactos posteriormente. El corte se prolonga anteriormente

hasta un punto entre las mandíbulas, a través del esternón si es necesario. En las

tortugas es preciso retirar primero la parte ventral de la concha para lo cual se cortan

con ayuda de una sierra las zonas laterales de ésta, luego se diseca el plastrón de la

piel y los tejidos adheridos a él.

Es necesario hacer una separación cuidadosa de los diferentes órganos

(vísceras) de la cavidad del cuerpo del vertebrado que se está examinando, situándolas

en cajas de petri o en recipientes de tamaño apropiado con solución salina al 9%.

19

La separación se hará primero atendiendo a los diferentes aparatos o sistemas, a

saber: digestivo, genital, excretor, respiratorio, circulatorio, etc. Posteriormente se

separarán los órganos de cada aparato o sistema colocándolos en recipientes con

solución salina limpia, en donde serán examinados de acuerdo al procedimiento

siguiente:

a) Revisión del tracto digestivo (esófago, estómago, ciegos pilóricos, intestino,

recto y cloaca). Los diferentes órganos separados y situados en recipientes apropiados

con solución salina son revisados cuidadosamente antes de ser abiertos, en busca de

perforaciones, quistes y ulceraciones. Se procede a abrirlos desgarrándolos con

agujas de disección preferentemente, pues el uso de tijeras u otro instrumento cortante

puede redundar en la fragmentación de los helmintos. Los parásitos encontrados se

separan de acuerdo al órgano de procedencia, colocándolos en cajas de petri con

solución salina limpia, manipulándolos con pinceles.

Los restos de órganos y tejidos que han quedado en solución salina se revisan

al microscopio estereoscópico, en busca de helmintos de menor tamaño; luego se

agitan vigorosamente y se dejan reposar hasta el final de la disección, entonces se

volverán a observar. Se recomienda separar las partes más grandes de los restos de

tejidos y contenido intestinal para tamizar o colar los restos que han quedado en los

recipientes, usando maIlas (coladeras o tamices) de abertura progresivamente más

pequeña, lavándolas con agua de la llave con una pequeña manguera a mínima

presión. Este procedimiento permite colectar el mayor número de helmintos posible,

20

incluyendo aquellos que por su tamaño pudieran pasar inadvertidos al confundirse con

el contenido intestinal.

b) Revisión del hígado: se hace una revisión externa de este órgano atendiendo a

la presencia de quistes o ulceraciones (debe anotarse siempre el color y consistencia

del hígado, en caso de estar parasitado), posteriormente se "desmenuza" utilizando

agujas de disección. Todo se hace en solución salina, bajo microscopio

estereoscópico. También puede hacerse una impronta de tejido hepático colocando un

pedazo pequeño de hígado entre dos vidrios que se oprimen entre sí para permitir la

observación del tejido mismo tras una fuente luminosa (foco) en busca de los parásitos

que pudiera tener.

c) Vejiga natatoria y vejiga urinaria (igual que a)

d) Pulmones, riñones y gónadas (igual que en b)

e) Gonoductos (igual que a)

f) Corazón: se hace el examen externo para la observación de quistes, luego se abre

utilizando tijeras y se examinan todas las cavidades internas. Se hacen dos

improntas de músculo cardiaco, una de ellas se observa en fresco con solución

salina, la segunda se deja secar al aire para ser procesada como un frotis

sanguíneo.

g) Revisión de la cavidad del cuerpo: se efectúa a medida que se van retirando de ella

los diferentes órganos; debe hacerse una revisión inicial, recién abierto el animal,

antes de retirar cualquier órgano, y una revisión final, en busca de quistes,

ulceraciones y helmintos libres en ella.

h) Revisión de la musculatura: se hace una incisión dorsal, longitudinal, desde la base

del cráneo hasta el comienzo de la aleta caudal (en los peces), luego se hacen

incisiones ver ticales (perpendiculares a la primera) en ambos lados del organismo;

dividiendo así la musculatura con cortes de aproximadamente 3 cm. de separación,

los cuales son cuidadosamente inspeccionados. Se hace una impronta de músculo

y se observa en fresco.

i) Cerebro: se hace un corte o incisión craneal y se retira el cerebro, puede

examinarse como en b) o hacer una impronta con todo el cerebro.

Con todos los helmintos y quistes obtenidos se procede de la forma ya indicada.

21

Resultados: Se pueden obtener:

HeImintos adultos:

• Tremátodos: en cualquier cavidad o pasaje (tracto digestivo, genital, urinario,

pulmones, etc.).

• Céstodos: intestino, raramente en conductos biliares.

• Acantocéfalos: intestino o quistes en otros órganos del aparato digestivo.

• Nemátodos: virtualmente en cualquier órgano, tejido, conducto o cavidad. Formas larvarias de helmintos:

• Tremátodos: metacercarias en el intestino, cerebro, musculatura o tejidos

subcutáneos.

• Céstodos: plerocercoides en estómago, intestino, paredes de estos órganos,

cavidad del cuerpo, musculatura, tejido adiposo subcutáneo y otras vísceras.

• Acantocéfalos: formas juveniles o formas larvarias infectantes en los mesenterios, la

cavidad del cuerpo y otras vísceras generalmente enquistados.

• Nemátodos: larvas en cualquier órgano o tejido (por ejemplo formando quistes en el

hígado, riñones, mesenterios, etc.).

Otros:

• Protozoarios: en tracto digestivo y ductos anexos.

1.4. Examen in vivo de los parásitos. Cada tipo de helminto tiene ciertos aspectos morfológicos o fisiológicos que son

de gran importancia para su estudio; algunos de estos aspectos, no únicamente los

fisiológicos, deben ser estudiados de preferencia en vivo, ya que es de esta forma

como son fácilmente apreciables y en algunos casos es la única manera de

observarlos.

En general, la observación y determinación del estado de desarrollo, los

movimientos que se presenten; la longitud y anchura (o diámetro) aproximada y la

coloración del cuerpo, son datos que deben anotarse cuidadosamente para todo tipo de

organismos.

Se hace un examen microscópico de los helmintos en las cajas de petri con

solución salina que los contengan, o en caso de ser necesario (helmintos muy

22

pequeños) se montan en preparaciones temporales en solución salina y se observan

para hacer un esquema rápido de la disposición general de los órganos del cuerpo.

Para los monogéneos y tremátodos es conveniente indicar el tamaño y posición de

las ventosas y otros órganos de fijación, la localización de cada uno de los orificios

observables, la disposición de los órganos del aparato reproductor (posición y forma de

los testículos y el ovario), la constitución general del aparato excretor y en particular la

altura en que se bifurca. En los céstodos se recomienda la caracterización minuciosa

del escólex y de los órganos del aparato reproductor, así como del excretor. Es

pertinente, en el caso de los acantocéfalos, determinar las características del sistema

lagunar, la posición y forma de los núcleos subcuticulares, la longitud relativa de los

lemniscos con el receptáculo de la proboscis, la composición muscular de este órgano,

el estado de los ligamentos y las características del aparato reproductor tanto del

macho como de la hembra. En los nemátodos es recomendable determinar la posición

de los orificios genital (o cloacal) y excretor, es bueno también hacer una observación

de la región anterior del verme, y tratar de caracterizar el tracto reproductor en general.

Por lo que respecta a los hirudíneos es importante la determinación de la coloración así

como la presencia de ocelos y papilas, su número, disposición, etc.

Se recomienda ampliamente que se hagan observaciones y esquemas de los

huevos o estados de desarrollo existentes, y en caso de ser posible se midan y

fotografíen.

1.5. Datos de recolecta. Es necesario contar con una libreta de campo u hojas de campo en perfecto

orden, en donde se anotarán los datos siguientes.

a) Datos del hospedero.

- Nombre científico

- Nombre vulgar

- Lugar y fecha de recolecta

- Número de ejemplares examinados

Número de referencia del ejemplar

- Estado general del animal examinado (descripción solo en caso necesario)

23

- Medidas: peces: peso, longitud total, altura y longitud patrón.

anfibios y reptiles: peso, longitud total, longitud del hocico a la cola, longitud

de la cola.

- Estado de desarrollo y edad (en el caso de los peces tomar escamas u

otolitos).

- Sexo

- Parasitado (positivo o negativo)

Tipos de parásitos registrados

- Órganos parasitados, parásito localizado, estado del órgano, número de

parásitos observados.

- Otros

b) Datos de los helmintos.

- Phylum

- Clase, familia, género o especie (hasta donde se conozca).

- Hábitat

- Número de helmintos obtenidos

- Colector

24

c) Observaciones in vivo.

d) Esquemas.

e) Fijación (se anota después).

Es necesario controlar a todos los helmintos obtenidos y que en cada paso que

se haga se deberá tener la seguridad de su procedencia. Es por esto que se les debe

anexar una pequeña tarjeta con el número de referencia de su hospedero (de acuerdo

a la libreta de campo), puede anotarse también el nombre de éste y algunos otros

datos pertinentes para su manejo.

Los hospederos también deberán ser perfectamente controlados y así, ya sea en

el pedúnculo caudal o en una pata o aleta se les amarrará un pequeño marbete con el

número de referencia del ejemplar (de acuerdo a la libreta de campo).

2. Fijación. (A realizarse en una segunda sesión). La fijación es un proceso mediante el cual se provoca la muerte de los

organismos, de sus tejidos y células de tal forma que sus características morfológicas y

químicas se preserven en lo posible lo más próximas a la apariencia que guardaban en

el organismo vivo.

Fijar consiste, pues, en matar rápidamente a un organismo evitando que sus

estructuras morfológicas cambien y de que no aparezcan otras diferentes. Por lo tanto,

son cualidades deseables en un fijador la rapidez de penetración (capacidad de

difundirse rápidamente) rapidez de acción (capacidad de matar rápidamente), y el no

entorpecer las técnicas de procesamiento posteriores: un buen fijador penetra

rápidamente y para los procesos metabólicos con un mínimo de distorsión o de

cambios degenerativos.

En general, existen dos grandes categorías de agentes fijadores: los físicos

y los químicos. Si bien, en algunas ocasiones se utilizan métodos físicos (calor,

desecación o congelamiento), los métodos químicos son los que se emplean con

mayor frecuencia para fijar el Equipo y materiales:: helmintológico.

Los fijadores químicos son substancias orgánicas o inorgánicas cuya

constitución puede ser simple o pueden estar formadas por una mezcla de varias otras

substancias. La mayoría de los fijadores químicos actúan solidificando el protoplasma

25

por medio de la coagulación o precipitación proteica; la acción de los fijadores

transforma el coloide protoplásmico en geles insolubles e irreversibles. Se obtiene una

mejor resolución y una menor distorsión cuando un fijador produce un coágulo fino.

Actualmente existen numerosos tipos de fijadores que pueden ser usados en

helmintología. El fijador que se escoja dependerá de la naturaleza del estudio a

realizar; es importante enfatizar que si bien existen fijadores de uso general, la fijación

deberá ser un proceso cuidadosamente seleccionado.

2.1. Fijación de los helmintos. a) Platelmintos (monogéneos y tremátodos). Fijación por aplanamiento ligero: los

helmintos se colocan en un portaobjetos con solución salina y se observan al

microscopio estereoscópico, en el preciso momento de extenderse se les deja caer

un cubreobjetos, en caso de que el parásito sea muy grueso, pueden ser 2 ó 3 o un

pedazo de portaobjetos. Con un papel filtro se absorbe la solución salina por un

lado del cubreobjetos y con un gotero, por el otro lado del cubre se introduce el

fijador (formol o AFA) y se recomienda ampliamente el uso del líquido de bouin. El

fijador deberá sustituir completamente a la solución salina, de tal manera que los

parásitos queden bañados en él. Las preparaciones así obtenidas se colocan en

cajas de petri grandes (sin encimarlas) y se les añade suficiente bouin para evitar

que se seque y se cristalice, se tapa la caja de petri y se dejan así durante varias

horas (durante toda la noche inclusive). Al cabo de este tiempo las preparaciones se

van sacando de la (s) caja (s) de petri y sobre un recipiente apropiado se les gotea

más bouin, inclinándolas para favorecer el deslizamiento del cubreobjetos, así los

parásitos pueden ser separados cuidadosamente con ayuda de pinceles y agujas

de disección y dejarlos en bouin durante 24 hrs. más.

b) Platelmintos (céstodos): se fijan aplanándolos también con formol al 10% o AFA.

Ya que por lo general los céstodos son muy largos se procura colocarlos en un

portaobjetos haciendo varias "vueltas" en el sentido horizontal del porta, se cubren

con otro portaobjetos. Hay que poner especial cuidado en la fijación del escólex.

En caso de ser muy grueso pueden utilizarse ligas para mantener unidos los dos

portas y sumergir esta preparación totalmente en el fijador.

26

c) Acantocéfalos: es de primordial importancia que tengan la proboscis

completamente evaginada al ser fijados. Para lograr esto, si el hospedero ha sido

congelado, los acantocéfalos se pasan a agua destilada tibia (temperatura un poco

superior a la media) para activar su metabolismo. En caso de que el hospedero esté

fresco, y no haya sido congelado, los acantocéfalos se sitúan en un recipiente con

agua y se dejan en refrigeración (no congelación) durante 2 o 3 horas o de uno a otro

día para que eviertan la proboscis. Transcurrido este tiempo se fijan por aplanamiento

ligero en bouin o AFA, de acuerdo a la técnica adscrita. Posteriormente, cuando se

encuentren libres en el fijador se les pica con alfileres entomológicos para facilitar la

penetración de los líquidos con que se tratan.

d) Nemátodos: se fijan en alcohol de 70% caliente para que se estiren. El alcohol

debe estar lo más caliente posible, pero sin hervir, debe recordarse que los vapores

del alcohol son muy inflamables.

e) Hirudíneos: en algunos casos, dependiendo de su tamaño, pueden ser fijados

entre dos portaobjetos en bouin. En otros es necesario anestesiarlos agregando al

agua en donde se encuentren suficiente alcohol de 70% gota a gota u otras

substancias tales como hidrato de cloral, acetona, etc. Una vez narcotizados se

trasladarán al fijador.

f) Copépodos e isópodos: se fijan introduciéndolos en alcohol etílico de 70%, frío.

Todos estos procedimientos, quizá con excepción de la fijación de nemátodos,

ocupan bastante tiempo debido a que deben hacerse meticulosamente para garantizar

que los helmintos así tratados habrán quedado bien fijados, listos para ser procesados.

27

Ahora bien, en caso de parasitosis masivas o elevadas no es posible fijar por

este procedimiento todo el Equipo y materiales::; también sucede esto cuando

examinamos un lote de animales localizando un alto índice de parasitosis en ellos; en

fin, cuando los helmintos obtenidos son muchos, los procedimientos descritos son casi

impracticables. Pero debemos tomar en cuenta que el éxito en nuestro trabajo

posterior radica en una buena recolecta y fijación y que nuestras determinaciones sean

más sólidas, si las hacemos en base a un buen número de ejemplares, Por estas

razones es necesario fijar lo mejor posible, individualmente si es preciso, unos 30 ó 40

helmintos de cada tipo encontrado, en todos los casos, ya que una buena fijación es

imprescindible para una buena labor de identificación.

Para fijar el Equipo y materiales:: restante en estas situaciones pueden aplicarse

los siguientes métodos: los platelmintos en general pueden fijarse en bouin o AFA

caliente, hasta que esté próximo a la ebullición; si es necesario pueden aplanarse

durante el montaje, según lo descrito por Meyer, 1954. Los acantocéfalos se dejan en

agua destilada en refrigeración durante toda la noche, al otro día se pasan

directamente al fijador (bouin o AFA). En el caso de los nemátodos el método de

fijación no varía, solo se recomienda que el alcohol esté muy caliente para cada

nemátodo que se deposite en él.

2.2. Otros procedimientos de fijación. En algunos casos es necesario emplear una técnica de fijación especial, o un

fijador determinado, de acuerdo al tipo de estudio que se pretenda realizar. Por

ejemplo, en algunos casos cuando se intenta estudiar tejido nervioso en particular se

usa formol neutro; cuando pensamos en aplicar una tinción determinada, como una

hematoxilina de Fernández-Galiano o la fosfotúngstica de Mallory se recomienda

utilizar el fijador de Zenker.

Existen muchos tipos de fijadores: la mezcla de Champy, la de Golgy-Cajal, el

líquido de Müller, etc. Solo queremos hacer hincapié en el hecho de que la fijación es

un procedimiento básicamente selectivo y de que es necesario escoger

cuidadosamente el fijador de acuerdo a la técnica de tinción y al tipo de estudio que se

vaya a realizar.

28

3. Conservación y transporte. 3.1. Conservación de los helmintos ya fijados.

En general, los fijadores que hemos mencionado (bouin, AFA, formol) pueden

servir como líquidos conservadores, en los cuales el Equipo y materiales:: puede ser

dejado por un tiempo más a menos largo. Sin embargo, los fijadores producen

endurecimiento excesivo y fragilidad en los especimenes, cuando éstos permanecen

largo tiempo en ellos; en estos casos el fijador deberá ser retirado totalmente cuando la

fijación se haya completado (de acuerdo al tiempo de actuación del fijador) y entonces

reemplazarlo por un líquido conservador, en donde los ejemplares permanecerán hasta

ser procesados. En helmintología el conservador usado comúnmente es el alcohol

etílico de 70%.

Así, en el caso de los helmintos que fueron fijados con bouin es necesario

pasarlos a alcohol etílico de 70% después de que hayan permanecido en el fijador

cuando menos 24 hrs. Este alcohol deberá ser cambiado frecuentemente hasta que

los ejemplares hayan perdido por completo el color amarillo del fijador (no debe

iniciarse una tinción si los ejemplares aún están amarillentos) si es necesario, y se

quiere apresurar la eliminación total del fijador puede agregarse al alcohol unas gotas

de carbonato de litio en solución saturada. Con el Equipo y materiales:: fijado con AFA

debe seguirse el mismo procedimiento.

Cuando todo el Equipo y materiales:: ha sido lavado y ha perdido ya los restos

del fijador, puede conservarse en alcohol de 70% limpio, hasta que sea procesado, por

tiempo indefinido. Algunos autores recomiendan agregar un 5% de glicerina al alcohol,

el tiempo de conservación va a ser prolongado. Es recomendable trabajar en una

campana de extracción debidamente protegidos con guantes y cubrebocas. 3.2. Transporte de hospederos y parásitos. El transporte de los hospederos es relativamente sencillo; de acuerdo a su

tamaño pueden situarse en frascos separados con el líquido conservador, estos frascos

deben llevar en la tapa el número de referencia del hospedero anotado en la libreta de

campo, además, el ejemplar deberá llevar amarrado un rótulo, ya sea en la base de la

cola (peces) o a una pata (anfibios y reptiles) en el cual se anotan los datos siguientes:

29

nombre vulgar y nombre científico (en caso de conocerse), lugar y fecha de recolecta,

colector y número de referencia en la libreta de campo. Se debe anotar con lápiz o

tinta insoluble en el líquido en que se conserve el ejemplar (tinta china).

El transporte de los hospederos de una sola localidad puede efectuarse en un

frasco común, siempre y cuando cada uno de ellos esté perfecta y seguramente

rotulado. También pueden ser transportados en bolsas de plástico gruesas, lo cual

facilita mucho este aspecto; para esto, los ejemplares ya fijados deberán ser envueltos

en varias toallas de papel empapadas con el conservador, de tal forma que queden

perfectamente bien cubiertos y Equipo y materiales::mente escurriendo líquido, se

meten en una bolsa de plástico y se envuelven perfectamente, luego se superponen

dos o tres bolsas y se amarra bien. En cualquier caso, nunca se debe pasar por alto el

rotular individualmente a cada uno de los ejemplares conservados.

Los helmintos deben conservarse en frascos homeopáticos de tamaño

apropiado (de preferencia con tapón de rosca) hasta ser procesados. Es necesario

etiquetarlos convenientemente, esto se hace en pequeños rectángulos de cartulina que

quepan bien dentro del frasco, aquí se anotan con lápiz los siguientes datos: tipo de

parásito (céstodo, nemátodo, etc.), nombre científico o vulgar del hospedero, fecha de

recolecta, colector, hábitat del parásito, localidad del hospedero y número de referencia

en la libreta de campo. 4. Tinción. (A realizar en una tercera sesión). En general, según su origen, existen dos tipos de colorantes, los naturales

y los artificiales. Los primeros se extraen de vegetales y animales, los segundos del

carbón mineral. Algunos de estos colorantes pueden adquirirse ya preparados, listos

para su uso, sin embargo, comúnmente se adquieren en su forma sólida y son

preparados en el laboratorio. Para facilitar la comprensión del concepto, y únicamente

para ello, podemos decir que los colorantes son alcohólicos o acuosos dependiendo en

qué se hayan disuelto, si en alcohol o en agua, sin embargo, debemos tener en cuenta

que en la composición de una solución colorante no interviene únicamente un soluto y

un solvente, sino una cierta cantidad de otras substancias, inclusive un mismo

colorante puede ser preparado de diversas formas, agregando o suprimiendo una u

30

otra sustancia en su composición, etc. Lógicamente esto va encaminado a favorecer la

función de dicha solución; se acepta en general, que la penetración de un colorante a

una célula u organismo es un fenómeno osmótico, es por eso que algunas soluciones

colorantes incluyen en su composición una cantidad de substancias osmóticamente

activas.

La técnica de tinción en sí, puede ser directa o indirecta, de acuerdo a que

el colorante se aplique directamente al organismo o que éste deba ser tratado con una

sustancia o compuesto especial llamado mordente, antes de ser aplicado el colorante.

Los mordentes actúan de una forma especial, generalmente reaccionan con el

colorante, para que éste sea tomado satisfactoriamente. No todos los colorantes

necesitan de un mordente, y puede ser aplicado antes o durante la tinción.

La tinción también puede ser catalogada como progresiva o regresiva; en el

segundo caso, que es el empleado comúnmente (por nosotros) el Equipo y materiales::

se deja sobreteñir y después se destiñe con alcohol o agua acidulada, hasta el punto

deseado, este paso es llamado diferenciación. En la tinción progresiva la

diferenciación no se aplica, el punto de tinción deseado se logra observando

continuamente el ejemplar y retirándolo de la solución colorante en el momento

indicado. De una u otra forma, las soluciones colorantes pueden emplearse

concentradas o, diluidas; se recomienda usar las diluciones ya, que a pesar de emplear

mucho tiempo permiten la penetración total del colorante a los órganos internos; en una

solución concentrada se corre el riesgo de confundir la coloración total del organismo

con los efectos del colorante sobre su pared corporal únicamente.

En algunos casos se emplean dos o más colorantes a la vez en lo que ha dado

en llamarse coloración de contraste, esto permite que exista mayor diferenciación entre

los órganos debido a sus diferentes afinidades tintóreas, de acuerdo a los colorantes

empleados.

4.1. Tinciones empleadas con mayor frecuencia en los estudios helmintológicos. A continuación se describen los procesos de tinción que se emplean

comúnmente en helmintología, en los estudios morfológicos generales. Se anotan

entre paréntesis los tipos de helmintos a los que son aplicados satisfactoriamente:

31

a) Bórax - carmín de Grenacher (acantocéfalos). - Fijar en AFA. (o en bouin).

- Conservar en alcohol de 70%.

- Teñir en bórax carmín - 8 1/2 hrs.

- Agregar una gota de ácido clorhídrico por cada ml. de colorante.

Mezclan por inversión - 12 hrs.

- Alcohol de 70% acidulado con ácido clorhídrico al 1% = diferenciación (se diferencia

hasta obtener un color rosa pálido. Puede requerir desde unos minutos hasta varios

días, nunca dejar en alcohol acidulado los ejemplares durante toda una noche o sin

vigilancia; hacer varios cambios de alcohol acidulado).

- Alcohol de 80% - 18 a 24 hrs. (varios cambios).

- Alcohol de 96%- 6 a 18 hrs.

- Alcohol etílico absoluto – 6 a 18 hrs.

- Aclarar (se recomienda el terpenol, aceite de clavos, lactofenol).

- Montar (bálsamo del Canadá o resina sintética).

b) Hematoxilina de Delafield o de Ehrlich. (Platelmintos y acantocéfalos). - Fijar en bouin (o en AFA).


- Hidratar en alcoholes graduales (50%; 30%) hasta agua destilada - 15 min. en cada

uno.

- Teñir en hematoxilina (unos pocos segundos a dos o tres minutos).

- Lavar en agua destilada (para eliminar exceso de colorante).

- Diferenciar en agua acidulada al 2% con ácido clorhídrico (hasta que tome un color

rosa pálido).

- Lavar en agua destilada, varios cambios.

- Virar (a color violeta) en agua de la llave o en solución de carbonato de litio y agua

destilada.

- Lavar en agua destilada.

32

- Deshidratar en alcoholes graduales (25%; 50%; 70%; 96% y alcohol etílico absoluto).

15 min en cada uno.

- Aclarar (se recomienda aceite de clavo).

- Montar en bálsamo del Canadá o en resina sintética.

c) Hematoxilina - eosina (acantocéfalos). - Fijar en bouin (o en Zenker).

- Conservar en alcohol de 70% (si se fija en Zenker lavar en alcohol yodado).

- Hidratar en alcoholes graduales (50%; 30%) hasta agua destilada, 15 min. en cada

uno.

- Teñir con hemalumbre de Mayer.


- Virar en agua de la llave o en agua con carbonato de litio.


- Teñir con eosina, orange G de 5 segundos a 1 min.


- Deshidratar en alcoholes graduales hasta el de 96% por 30 seg. en cada uno

- Alcohol etílico absoluto 30 min.

- Aclarar.

- Montar en bálsamo del Canadá o en resina sintética.

d) Hematoxilina - Paracarmín de Mayer. (Platelmintos, acantocéfalos). - Fijar en AFA o en bouin.


- Alcohol de 96% - 10 min.

- Teñir en paracarmín de Mayer. (dos o tres min., que tome color rojo fuerte).

- Lavar en alcohol de 96%, para quitar exceso de colorante.

- Hidratar desde alcohol de 96% (70%; 50%, 30%') hasta agua destilada, de 15 a 20

min. en cada uno.

- Teñir en hematoxilina de Ehrlich (de 2 a 3 min.).


33

- Diferenciar en agua acidulada al 2% con ácido clorhídrico (varios cambios, hasta que

tome color rosa pálido, recordar que tiene el paracarmín).

- Lavar en agua destilada (varios cambios).

- Virar en agua con carbonato de litio.


- Deshidratar en alcoholes graduales desde 30% hasta alcohol etílico absoluto. 15 min.

cada uno.

- Aclarar (en terpenol, aceite de clavos, lactofenol o salicilato de metilo).

- Montar en bálsamo del Canadá o en resina sintética e) Mallory - Heindenhaim (Platelmintos). - Fijar en bouin.


- Hidratar hasta agua destilada.

- Teñir en Mallory - Heindenhaim.


- Diferenciar y deshidratar rápidamente en alcoholes de 30%, 50%, 70%, 96%y

absoluto.

- Aclarar, (salicilato de metilo).

- Montar en bálsamo del Canadá o en resina sintética

f) Paracarmín de Mayer, Carmín acético y Tricrómica de Gomori (Platelmintos, acantocéfalos). - Fijar en bouin o en AFA.


- Alcohol de 96% - 10 min.

- Teñir en paracarmín de Mayer , Carmín acético y Tricrómica de Gomori (30 segundos

a 2 min.).

- Lavar en alcohol de 96%.

- Diferenciar en alcohol de 96% acidulado al 2% con ácido clorhídrico.

- Lavar en alcohol de 96% varios cambios.

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- Alcohol absoluto - 20 min.

- Aclarar (en aceite de clavos).

- Montar en bálsamo del Canadá o en resina sintética 5. Deshidratación y aclaramiento. La deshidratación consiste en eliminar las moléculas de agua que se encuentran

en los tejidos. Esto evita los problemas que causa la refringencia en la observación

microscópica; los tejidos u organismos hidratados se ven opacos y lustrosos al

microscopio, no son buen Equipo y materiales:: para un estudio. La eliminación de

moléculas de agua se efectúa con la ayuda de substancias deshidratantes, de las

cuales la más conocida y comúnmente empleada es el alcohol. De acuerdo a esto el

alcohol etílico de 9ó%, se prepara en diferentes graduaciones: 30%, 50%, 70%, 80%,

96%. Para deshidratar un tejido u organismo, éste se sumerge en alcohol en un

recipiente apropiado durante un tiempo determinado, al cabo del cual se cambia a un

alcohol de mayor graduación y así sucesivamente, hasta llegar a alcohol etílico

absoluto. La hidratación es el proceso contrario. En efecto, tal como lo mencionamos

al tratar los tipos de tinción, existe la necesidad de hidratar un organismo para teñirlo si

el colorante es acuoso, o sea aquel cuyo disolvente principal es el agua; para esto, si

los ejemplares se conservan en alcohol de 70% la hidratación se llevará a cabo al

pasarlos por alcoholes de 50%, 40% y 30% completándose al final en agua destilada;

una vez efectuada la tinción (y la diferenciación si es el caso) la deshidratación deberá

hacerse desde agua destilada hasta alcohol etílico absoluto comenzando en alcohol de

30% y pasando los ejemplares por alcohol de 40%, 50%, 70%, 80% y 96%.

Cuando se trata de un colorante alcohólico no hay necesidad de hidratar,

entonces puede teñirse después de haber pasado los ejemplares por alcohol de 96%,

la deshidratación se reduce en estos casos, pasar los ejemplares o tejidos por alcohol

de 96%, y luego alcohol etílico absoluto.

El tiempo que el Equipo y materiales:: deba estar en el alcohol varía de acuerdo

a su naturaleza y grosor.

En helmintología la hidratación y deshidratación se lleva a cabo sumergiendo el

ejemplar en cajas de petri (chicas generalmente) que contienen alcohol cuando menos

35

en mil veces el volumen del ejemplar; durante un tiempo variable entre 10 y 20 minutos

(trabajando con helmintos cuya talla no excede los 7 cm. de longitud por 0.5 a 5 mm de

diámetro).

El aclaramiento es el proceso posterior a la deshidratación mediante el cual se

trata a los organismos con ciertos medios aclarantes para obtener así su

transparentación; esto redunda en un contraste más acentuado de las estructuras y en

la obtención de una imagen de mayor precisión.

5.1. Aclarantes y técnicas de aclaramiento empleadas con mayor frecuencia en los estudios helmintológicos. En histología, el aclarante que se emplea con mayor frecuencia es, sin lugar a

duda el xilol; sin embargo, en helmintología se requiere de un aclaramiento más

acentuado, el cual se consigue por lo general con un mayor tiempo de exposición en el

aclarante, lo cual es impracticable con el xilol, ya que un tratamiento prolongado con

éste (más de 10 ó 15 minutos) torna a los ejemplares frágiles y quebradizos.

Existe una buena cantidad de medios aclarantes que se usan continuamente

para el procesamiento de los helmintos; algunos de ellos se compran como tales, otros

deben prepararse en el laboratorio. Citaremos varios: creosota de Haya, aceite de

cedro, aceite de clavo, terpenol, salicilato de metilo, xilol-creosotado-fenicado. El

Equipo y materiales:: puede permanecer en estos medios aclarantes durante varios

días, inclusive, semanas; el resultado será satisfactorio.

Se recomienda ampliamente el uso de los aclarantes diluidos en alcohol etílico

absoluto, ya que el aclarante es en sí un medio viscoso y los ejemplares han sido

36

tratados durante todo el proceso con medios de poca viscosidad. Esto dificulta, la

penetración del aclarante en los helmintos, lo cual, como, recomendaremos se elimina

diluyéndolo.

El terpenol da magníficos resultados cuando se emplea en diluciones del 25%,

50%, 75% y 100%, en alcohol etílico absoluto; estas diluciones pueden usarse

nuevamente. El Equipo y materiales:: debe permanecer en cada una de ellas un

mínimo de 12 hrs. antes de pasar a la siguiente.

5.2. Nemátodos. Un caso particular. Debido a la constitución particular de la pared del cuerpo de los nemátodos en

especial, de su cutícula, no es posible teñirlos con las técnicas descritas o similares a

éstas, para estudiarlos.

Los nemátodos parásitos de animales, tales como peces, anfibios y reptiles son

en general de tamaño medio, su longitud, la mayor parte de las veces varía entre 5 mm

a 5 ó 6 cm. (Los nemátodos parásitos de plantas o los de vida libre, tienen longitudes

menores de 1 mm. y los parásitos de mamíferos pueden llegar a medir hasta 50 ó 70

cm.). En este caso los helmintos únicamente se aclaran para su estudio, pasándolos

del conservador (alcohol de 70%) al aclarante (lactofenol; líquido de Lent,- xilol-

creosotado-fenicado, todos pueden irritar la piel) en donde deberán permanecer por

algunas horas (se colocan en cajas de petri chicas); transcurrido este tiempo los

nemátodos se montan individualmente en preparaciones temporales, usando el mismo

aclarante como medio de montaje, de acuerdo a su grosor, se hace necesario usar

soportes o "calcitas" para mantener la posición horizontal del cubreobjetos, estos

soportes son pequeñitas tiras de papel filtro.

Una vez hechas las observaciones, dibujos y/o mediciones, los ejemplares se

lavan y se conservan en alcohol de 70% en frascos adecuados. No se hacen

preparaciones permanentes, salvo en estudios especiales. 6. Montaje. Para hacer posible la observación y estudios microscópicos del organismo que

ya ha sido teñido y aclarado, es preciso montarlo, es decir, disponerlo en forma

37

conveniente y a la vez útil para su manipulación y conservación posterior. Resultado de

este proceso son las preparaciones permanentes, las cuales con el cuidado y

manipulación adecuados pueden conservarse durante varios años.

Los especímenes se montan en alguna resina, que se endurece cuando el

solvente se evapora. El medio de montaje generalmente usado es el bálsamo del

Canadá, disuelto en xilol. Este medio se deposita en cantidad suficiente en el centro

de un portaobjetos, el espécimen se coloca en él, tomándolo directamente del

aclarante, manipulándolo con pincel. Nunca debe dejarse que los ejemplares estén en

contacto con el aire.

Los tremátodos deben montarse ventralmente, con el acetábulo hacia arriba,

esto se consigue haciendo una observación y situándolos convenientemente antes de

poner el cubreobjeto. Todos los demás tipos de helmintos es conveniente montarlos

verticalmente (perpendiculares al eje mayor del portaobjetos) y en el centro; esto

facilitará la orientación del Equipo y materiales:: para el dibujo y la medición. Los

helmintos muy gruesos se montan entre soportes o "calcitas" (fragmentos de

cubreobjetos a portaobjetos) para que al colocar el cubreobjeto éste quede en posición

adecuada. Se recomienda no tratar de limpiar la preparación fresca del bálsamo que

pudiera haber sobrado.

7. Secado y limpieza de las preparaciones permanentes. Una vez lograda la preparación debe colocarse en posición horizontal hasta que

el medio de montaje haya secado. El secado a la temperatura ambiente tarda

aproximadamente tres meses; pero se usan estufas de temperatura constante para

38

acelerar el secado, siempre y cuando la temperatura se mantenga inferior a 50°C;

entonces el secado se hace en dos o tres semanas. A medida que la preparación va

secándose se hace necesario, en muchos casos, agregar bálsamo para llenar los

espacios que se formaron al evaporarse el solvente.

Una preparación debe quedar perfectamente limpia antes de ser etiquetada. El

sobrante de bálsamo que se acumula en el perímetro del cubreobjeto se elimina

usando un bisturí caliente (al rojo) para delimitar este bálsamo endurecido, luego se

raspa con una navaja apropiada, se sacuden todos los fragmentos y la limpieza se

completa con un aplicador empapado en alcohol de 96%. 8. Datos que debe ostentar una preparación: etiquetas. Las preparaciones permanentes deberán conservarse siempre

perfectamente etiquetadas. Las etiquetas deben ser durables, firmes, que no se

desprendan fácilmente; la letra deberá ser clara y legible, además de estar escrita con

tinta china. Los datos pueden también ser escritos sobre el portaobjeto de la

preparación, con lápiz de punta de diamante por ejemplo.

PREPARACIÓN DE REACTIVOS Y COLORANTES. FIJADORES. AFA Ácido acético glacial 10 cc.

Formol comercial (37%) 10 cc.

Alcohol etílico de 96% 80 cc. Bouin Solución acuosa de ácido pícrico 75 cc.


Ácido acético glacial 5 cc.

Formol al 10% (Formol al 4% a partir de formol comercial)

39


Agua destilada 90 cc.

COLORANTES. Bórax-carmín de Grenacher Bórax 4 g.

Carmín 3 g.

Agua destilada 100 cc.

Alcohol etílico de 70% 100 cc.

Se mezcla el bórax con el carmín en agua; hervir suavemente durante 30

minutos, enfriar y agregar agua destilada hasta recuperar el volumen inicial, agregar

entonces todo el alcohol de 70&. Mezclar bien, dejar en reposo durante dos semanas.

Filtrar y usar.

Hematoxilina de Delafield Hematoxilina, al 3.5% en alcohol absoluto 100 cc.

Alumbre de amonio al 6.5% acuoso 320 cc.

Glicerina Q. P. 80 cc.

Hematoxilina de Ehrlich Hematoxilina al 2% en alcohol absoluto 100 cc.

Alumbre de potasio al 2.5% acuoso 100 cc.

Glicerina 100 cc.

Ácido acético glacial 10 cc.

Se deja madurar durante 3 meses, filtrar y usar).

Hemalumbre de Mayer (hemalum ácido) Agua destilada 1000 cc.

Hematoxilina cristalizada 1 g.

lodato de sodio 0.2 g.

40

Alumbre de potasio pulverizado 50 g.

Mezclar todo, dejar disolver a temperatura ambiente y agregar enseguida:

Hidrato de cloral 50 g.

Ácido cítrico 1 g.

Disolver, dejar reposar durante 24 hs. Filtrar y usar.

Tricrómica de Gomori. Se disuelven y revuelven los siguientes ingredientes:

Cromotropo 2R 0.6 g.

Fast green F.C.F. 0.3 g.

Ácido fosfotúngstico 0.7 g.

Ácido acético 1 ml.

Agua destilada 100 ml.

Mezclar bien, dejar en reposo durante dos semanas. Filtrar y usar.

Eosina Se prepara al 1% acuosa.

Paracarmín de Mayer Ácido carmínico 1 g.

Cloruro de aluminio hidratado 0.5 g.

Cloruro de calcio anhidro 4 g.

Alcohol etílico de 70% 100 ml.

Mezclar bien, dejar en reposo durante dos semanas. Filtrar y usar.

ACLARANTES Lactofenol Fenol 10 g. Ácido acético 10 cc. Glicerina 10 cc. Agua destilada 10 cc.

41

Debe conservarse en un frasco color ámbar ó en un lugar oscuro para evitar el

cambio de coloración.

PRODUCTOS Elaboración de preparaciones permanentes o temporales de acuerdo a las clases de

parásitos encontrados en la disecación del organismo elegido, empleando las técnicas

de fijación, coloración, aclaramiento y montaje más comunes.

ESTRATEGIAS DE APRENDIZAJE Y EVALUACIÓN Estrategias de Aprendizaje Estrategias de Evaluación

Aplicación de la técnica parasitológica

en los aspectos de obtención de

parásitos, su fijación, aclaramiento y

montaje.

Entrega de preparaciones permanentes

o temporales de los parásitos

encontrados en la disecación del

organismo elegido (100%)

REFERENCIAS SALGADO MALDONADO, G. 1979. Procedimientos y técnicas generales empleados

en los estudios helmintológicos. Laboratorio de Helmintología. Oficina de Sanidad,

Nutrición y Genética. Dirección General de Acuacultura. DEPARTAMENTO

ACADÉMICO de Pesca. México: 53 pp.

42

PRÁCTICA 2 ADAPTACIONES MORFOFISIOLÓGICAS DE LOS PARÁSITOS


NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________ INTRODUCCIÓN La vida parasitaria lleva consigo el que los organismos tengan adaptaciones

morfológicas características de acuerdo al hábitat que ocupará dentro o sobre su

hospedero, de tal manera que dichas adaptaciones afectan:

1. La forma del cuerpo

2. Tamaño

3. Color

4. Órganos de sujeción como la presencia de ganchos, ventosas, pinzas, anilla,

protactores, estiletes, filamentos, filamentos adhesivos, tallos, anclas (según el

grupo de parásitos).

5. Tubo digestivo: nutrición hematófaga o por ósmosis

6. Sistema nervioso

7. Sistema excretor y osmoregulador

8. Sistema respiratorio

9. Órganos de locomoción

10. Reproducción (de acuerdo al grupo de parásito): hermafroditismo, emparejamiento

permanente, huevos o quistes, desarrollo larvario, alta fecundidad, poliembrionía,

reproducción asexual, partenogénesis, progénesis.

OBJETIVO DE APRENDIZAJE El alumno identificará las adaptaciones morfofisiológicas que han sufrido los

parásitos y la correspondencia de éstas a los ambientes que habitan en cuanto a:

órganos de fijación, características de la cutícula, aparatos digestivo y reproductor de

los parásitos.

43

INSTRUCCIONES PARA EL DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Equipo y materiales:

• Microscopio compuesto

• 6 juegos de laminillas permanentes de: - Monogéneos

- Tremátodos

- Céstodos

- Acantocéfalos

• 6 juegos de laminillas temporales de:

- Nemátodos

- Copépodos e isópodos

PROCEDIMIENTO

Se llevará a cabo la observación con el microscopio compuesto, de laminillas

permanentes o preparaciones temporales de cada uno de los tipos de parásitos

mencionados, haciendo énfasis en los órganos de sujeción, características de la

cutícula, presencia y desarrollo de los aparatos digestivo y reproductor. Asimismo, se

realizarán los esquemas correspondientes anotando los nombres respectivos a cada

estructura en todos los grupos de parásitos.

Las siguientes imágenes son ejemplos de los grupos de helmintos y crustáceos,

observa cada una de las adaptaciones morfofisiológicas que se presentan en cada uno

de ellos.

p

o e

t o

a vi

g gbmv

e

bl

Fig. 7a. Pseudorhabdosynochus amplidisca-tum (Bravo-Hollis, 1954) Beverley-Burton y Suriano, 1981. Vista dorsal. Prohaptor (p), opistohaptor (o), escuamodisco (e), testícu-lo (t), aparato copulador (ac), ovario (ov), vitelógenas (vit). 10X.

Fig. 7b. Escuamodisco (e) de Pseudorhabdosynochus amplidiscatum (Bravo-Hollis, 1954) Beverley-Burton y Suriano, 1981. Vista dorsal. Barras laterales dorsa-les (bld), barra media ventral (bmv), ganchos (g), vitelógenas (vit). 40X.

44

pr

rp

et Fig. 5. Corynosoma sp. Vista lateral. Proboscis (pr), receptáculo de la proboscis (rp), espinas terminales (et). 5X.

Fig. 2. Mamaevicotyle villalobosi Lamothe-Argumedo, 1984. Vista ventral. Prohaptor (p), opistohaptor (o), ventosas (v), lengüeta terminal (lt), boca (b), testículos (t), conducto deferente (cd), poro genital (pg), ovario (ov), útero (u), vitelógenas (vit). 10X

p

u

o b

t o v

v e

u,

a

o

c

t t

v f

v

p

u

Fig. 3. Opecoelus lutiani (Bravo-Hollis y Manter, 1957) Aken’Ova, 2007. Vista ventral. Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), faringe (f), ciegos intestinales (ci), uroprocto (ur), testículos (t), ovario (ov), útero y huevos (u,h), vitelógenas (vit). 5X.

Fig. 4. Lacisthorhynchus sp. Vista ventral. Pars botridialis (pbo), tentáculos (ten), pars vaginalis (pv), pars bulbosa (pbu), pars postbulbosa (ppbu), blastocisto (bl). 10X.

pbo

ten

pv

pbu ppbu

bl

45

Ganglio nervioso

Nervio dorsal Testículo

Cutícula

Ano

Pseudoceloma Intestino

Faringe Nervio ventral

Canal excretor

Fig. 6. Esquema general de la anatomía de un nemátodo

Fig. 7b. Bomolochus longicaudus Cressey, 1969. Vista ventral. Cefalón (cef), antenas (an), segmentos torácicos (st), segmento abdominal (sg), abdomen (ab). 5X.

st

cef

sg

ur

ab h

an

U T

Ce

Pe

Pl

Fig. 7. Livoneca vulgaris Stimpson, 1856. Vistas ventral (izqueirda) y dorsal (derecha). Cefalotórax (Ce) cabeza y primer segmento torácico; pereión (Pe) segmentos torácicos 2-7; pleón (Pl) segmentos abdominales 1-6; telson (T) y urópodos (U).

46

PRODUCTOS I. Esquemas.

Elaboración de esquemas de las estructuras de interés en cada grupo animal

anotando los nombres correspondientes en cada una de ellas.

II. Matriz.

Se hará una matriz resumiendo las características antes mencionadas en cada

organismo observado.

Organismo Órgano de sujeción

Cutícula Ap. digestvo Ap. reproductor

Monogéneos

Tremátodos

Céstodos

Acantocéfalos

Nemátodos

Copépodos

Isópodos

ESTRATEGIAS DE APRENDIZAJE Y EVALUACIÓN

Estrategias de Aprendizaje Estrategias de Evaluación

Distinguir las estructuras de sujeción,

pared corporal y aparatos digestivo y

reproductor de los diferentes grupos

animales parásitos

Entrega de esquemas considerando su

presentación, detalle, claridad y

señalamiento de estructuras con

nombres (50%).

Comparar los órganos de sujeción,

pared corporal y aparatos digestivo y

reproductor de los diferentes grupos

animales parásitos observados

Entrega de una matriz que ordene la

información deducida en la

comparación de los órganos de fijación,

tegumento, aparatos digestivo y

reproductor de los parásitos (50%).

47

REFERENCIAS CORDERO DEL CAMPILLO, M., F.A. ROJO, A.R. MARTINEZ FERNÁNDEZ, M.C.

SÁNCHEZ ACEDO, S. HERNÁNDEZ RODRÍGUEZ, I. NAVARRETE LOPEZ-

COZAR, P. DIEZ BAÑOS, H. QUIROZ ROMERO y M. CARVALHO VARELA. 1999. Parasitología veterinaria. McGraw-Hill-Interamericana. Madrid. 968 pp.

CHANDLER, A.C. and C.F. READ. 1961. Introduction to parasitology. (10 th. ed.)

Toppan Co. LTD. Tokyo. 822 pp.

CHENG, T.C. 1973. General parasitology. Academic Press. New York. 965 pp.

NOBLE, E.R., G.A. NOBLE, G.A. SCHAD and A.J. MacINNES. 1989. Parasitology. The

biology of animal parasites. 6th edition. Lea & Febiger. Philadelphia. 574 pp.

PÉREZ IÑIGO, C. 1970. Parasitología. Blume. Madrid. 422 pp.

48

PRÁCTICA 3 SUBREINO PROTOZOA


NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Los Mastigophora (flagelados) son protozoos que se caracterizan por

moverse mediante uno o más flagelos, tienen un solo núcleo -excepcionalmente

pueden tener dos o más núcleos monof6rmicos- que se reproducen generalmente por

escisión longitudinal, pudiendo en algunos casos, reproducirse sexualmente.

Comprenden endo- y ectoparásitos. Entre los ectoparásitos los más importantes

pertenecen a los géneros Amyloodinium, Piscinoodinium, Crepidoodinium, Ichthyobodo

y Cryptobia. Los de los géneros Trypanosoma, Trypanoplasma, Hexamita y

Spironucleus son los endoparásitos más relevantes.

La detección de los ectoparásitos se realiza mediante el raspado de branquias y

tegumento, o de pequeños fragmentos de branquias. Su fijación puede realizarse

directamente en el portaobjetos, usando formol al 5%, para su coloración se pueden

emplear, rutinariamente, los colorantes May-Grünwald y Giemsa o Hematoxilina y

Eosina.

Amyloodinium ocellatum es un importante mastigophora que puede causar

daños graves en piscicultura marina y en peces de acuario. Su importancia ha

conducido a investigaciones sobre los métodos de cultivo in vitro que permitan la

reproducción del ciclo vital en el laboratorio, lo que facilita la búsqueda de medios

terapéuticos eficaces. Los mastigophora pertenecientes a los géneros Trypanosoma y Trypanoplasma

son parásitos frecuentemente observados en el sistema vascular sanguíneo de los

peces y con relación a ellos los hirudíneos son los únicos vectores conocidos.

Las características morfológicas de los tripanosomas permiten fácilmente su

reconocimiento. Son típicamente alargados, tienen el cuerpo sinuoso con extremos

49

más o menos afilados. Poseen un único flagelo, implantado en el extremo posterior o

muy próximo a éste, originándose una bolsa flagelar que esta próxima a un cinetoplasto

único. El flagelo se prolonga a lo largo del cuerpo formando una membrana ondulante

y termina típicamente por una parte libre, más o menos extensa, en el extremo anterior.

Los tripanoplasmas se diferencian de los tripanosomas por, entre otras

características, tener dos flagelos, el anterior y el recurrente, formando este una

membrana ondulante, y por tener un cinetoplasto generalmente grande alargado y que

se tiñe densamente.

Los rizópodos representados por las amebas son protozoos que se mueven por

seudópodos o corrientes protoplasmáticas. Sus células son sencillas pudiendo ser

desnudas o poseer un caparazón externo. Algunos grupos, tienen un esqueleto

interno, y los flagelos, cuando están presentes generalmente se limitan a los estadios

de desarrollo o sexuales. La reproducción asexuada se produce por división binaria o

múltiple y la sexuada con gametos ameboideos o flagelados.

Su identificación es compleja y difícil. Las peculiaridades de la actividad

locomotora, la existencia de estadios flagelados, la presencia o ausencia de caparazón,

la estructura del núcleo y la formación de quistes, son algunas de las características

que hay que tener en consideración para una sistemática de este grupo (Lom y

Dykova, 1992).

Las amebas están frecuentemente en el contenido intestinal de los peces,

siendo fácilmente adquiridas durante la actividad alimenticia. Son, en este caso, no

parásitos. Sin embargo, se comprueba experimentalmente que algunas especies

aisladas del intestino tienen capacidad para invadir los tejidos del huésped, lo que

puede ocurrir a través de lesiones provocadas, por ejemplo, por bacterias u otros

parásitos (Franke y Mackiewicz, 1982 In: Lom y Dykova, 1992)).

Por otro lado, las amebas se observan frecuentemente en las branquias de los

peces, en las que tienen aparentemente actividad de ectocomensal. Sin embargo, en

condiciones de estrés, especialmente asociado a una fuerte proliferación bacteriana,

pueden tener actividad parasitaria llegando inclusive a provocar la muerte del pez.

Los protozoos ciliados tienen una estructura compleja, poseen generalmente

numerosos cilios localizados en la superficie de la célula -que en algunas especies se

50

presenta en pequeño número- pudiendo también estar agrupados en órganos ciliados.

El aparato nuclear está constituido por uno o más micronúcleos diploides que participan

en la reproducción sexuada y uno o varios macronúcleos, poliploides, con papel sólo

vegetativo.

A pesar de que existen especies que son endoparásitas, la mayoría de los

ciliados se localizan en la superficie de los huéspedes.

Los ciliados tricodineos (Vauchomia, Trichodina, Hemitrichodina, Trichodinella,

Dipartiella, Paratrichodina y Tripartiella) son casi siempre ectoparásitos. La taxonomía

de estas formas se basa en la estructura de la ciliatura bucal y en las características del

disco adhesivo, incluyendo el número y tamaño de sus constituyentes (Lom, 1958).

OBJETIVO DE APRENDIZAJE

El alumno identificará la morfoanatomía de los grupos de parásitos a tratar e

identificará las estructuras de valor taxonómico en cada uno de ellos.

INSTRUCCIONES PARA EL DESARROLLO DE LA PRÁCTICA Equipo y materiales: • Microscopio compuesto

1. Phylum Mastigophora: Laminillas permanentes de Trypanosoma sp.

2. Phylum Sarcodina: Laminillas permanentes de Entamoeba sp.

3. Phylum Ciliophora: Laminillas permanentes de Balantidium sp.

4. Phylum Apicomplexa: Laminillas de Monocystis lumbrici y Plasmodium vivax

PROCEDIMIENTO La localización de los mastigóforos se puede efectuar de diversas maneras.

Una consiste en la observación de frotis o extensiones sanguíneas realizadas a partir

de una gota de sangre que se deposita en uno de los extremos de un portaobjetos. Por

contacto con el borde de un segundo portaobjetos -con una inclinación de 45º- la gota

de sangre hace que esta se distribuya uniformemente a lo largo del borde, debiendo

realizarse entonces un movimiento de arrastre del portaobjetos sobre la superficie de

aquel en que se depositó la sangre, lográndose su distribución en una capa fina. La

51

extensión se debe secar al aire, fijar con metanol durante cerca de 3 minutos y teñir

con los colorantes usualmente utilizados en hematología, por ejemplo con May

Griinwald y Giemsa. Para mejorar las condiciones de la observación se recomienda

que las preparaciones se monten con cubreobjetos.

La sangre para realizar los frotis o con otras finalidades se pueden obtener de

diversas maneras, utilizando una jeringa o tubo de microhematocrito, dependiendo de

la experiencia personal, del tamaño de la muestra y de la necesidad de mantener vivo

el pez, que en este caso, deberá ser anestesiado mediante punción cardiaca, punción

de la aorta o de la arteria caudal, corte del pedúnculo caudal o inclusive a través del

corte de un vaso branquial, también con el empleo de la sustancia MS222 o Eugenol.

Este método de identificación tiene limitaciones obvias cuando la intensidad de

la parasitosis es muy baja. En este caso, los parásitos, pueden no identificarse, siendo

necesaria una observación muy cuidadosa para encontrarlos en el portaobjetos y el

grado de confianza en la observación no es elevado.

Una manera más sencilla de comprobar su presencia consiste en la observación

de una pequeña gota de sangre, diluida o no en igual volumen de suero fisiológico en la

que se muestran de forma evidente debido a los movimientos activos que se observan.

Lom (1979), señala un método sencillo de detección que puede utilizarse

repetidamente en el mismo huésped, sin inconvenientes, inclusive en los que son de

tamaño reducido: cortar pequeños fragmentos de la región terminal de las láminas

branquiales, macerarlos en pequeñas porciones de suero fisiológico y observar la

presencia de los parásitos mediante sus movimientos.

Otro método de detección más eficaz y que permite la comprobación de las

parasitosis de baja intensidad, consiste en centrifugar la sangre en un tubo de

microhematocrito heparinizado durante 6 minutos a unas 11 000 rpm.

Los flagelados se concentran en la zona donde se depositan los leucocitos y los

tubos se pueden observar al microscopio óptico (si los tubos se colocan en una gota de

aceite de inmersión mejora bastante la calidad de la observación), observándose

fácilmente los parásitos debido a sus movimientos activos. Para efectuar una

preparación definitiva, basta con romper el tubo por aquella región y extender el

contenido en un portaobjetos. Debe tenerse en cuenta que el procedimiento produce

52

alguna alteración de la extremidad anterior de los parásitos, como el desplazamiento

del cinetoplasto en dirección a la extremidad posterior, de modo que los especimenes

aislados de este modo no deben utilizarse para estudios morfológicos o morfométricos.

Se ha comprobado que manteniendo la cabeza de la centrífuga a baja temperatura

(entre 1 y 10ºC) permite la detección de las parasitosis por Cryptobia salmositica de

intensidad tan baja como casi 75 especímenes por ml de sangre. Otro procedimiento

para detectar parasitosis de intensidad baja consiste simplemente en llenar un tubo de

centrífuga con sangre que se coloca en el frigorífico durante unas 12 horas. Pasado

este tiempo, los parásitos se observan en el suero, fuera del coágulo, pudiendo

entonces concentrarlos por centrifugación.

Hasta donde se sabe los hirudíneos son los únicos vectores de estos parásitos.

En estos hospedadores los tripanosomas ingeridos juntamente con la sangre de los

peces sufren en el tubo digestivo un conjunto de modificaciones secuenciales, pasando

por las formas de amastigoto, esferomastigoto, epimastigoto y tripomastigoto. Para la

observación de estas formas (así como para las de los estadios de desarrollo de

tripanoplasma de las sanguijuelas), pueden examinarse vivas con el microscopio óptico

después de comprimirlas ligeramente entre el portaobjeto y el cubreobjetos, tratando de

detectar los flagelados en las probóscides. Para su examen detallado pueden

realizarse preparaciones extemporáneas del contenido intestinal de las sanguijuelas,

en forma de frotis del mismo que serán teñidos con los colorantes usualmente

empleados (por ej., May-Grünwald y Giemsa, o Giemsa).

La observación de las amebas se realiza por observación microscópica de los

raspados o macerados de órganos o tejidos afectados, para observar los detalles, debe

utilizarse un OBJETIVO DE APRENDIZAJE de inmersión y preferentemente con

contraste de Nomarski. Para su fijación, los especimenes deben colocarse en un

portaobjetos en una gota de agua y ser fijados por adición de una gota de formol al

10% caliente. La tinción se puede efectuar con hematoxilina y eosina de acuerdo con

los procedimientos de rutina.

La localización de los ciliados se realiza por examen microscópico del raspado

de branquias y tegumento o de pequeños fragmentos de branquias colocados entre

porta y cubreobjetos. La observación de los ciliados se realiza en fresco y después se

53

tiñen. Para esto se utilizan diversos colorantes de acuerdo con las características que

se pretendan estudiar.

En los ciliados tricodinos, es importante tener en cuenta que para una buena

observación de las estructuras señaladas para identificación taxonómica, es

absolutamente imprescindible el empleo de la impregnación con nitrato de plata

(método de Klein). Para la observación de los núcleos también es necesaria la tinción,

pudiendo utilizarse Hematoxilina y Eosina o la impregnación con Protargol.

La localización de los esporozoarios se realiza por examen microscópico del

raspado de tegumento y músculo o de pequeños fragmentos de músculo colocados

entre porta y cubreobjetos, así como de frotis sanguíneos según sea el caso. La

observación de los esporozoarios se realiza en fresco y después se tiñen. Para esto se

utilizan diversos colorantes de acuerdo con las características que se pretendan

estudiar.

Las siguientes imágenes son ejemplos de cada uno de los protozoarios objetos de

estudio. Observa las formas y estructuras que los diferencian entre sí.

Fig. 1. Trypanosoma cruzi (critidia)

Foto tomada de http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/0/0b/Trypanosoma_cruzi_crithidia.jpeg?uselang=es

Fig. 2. Trypanosoma gambiense

Foto tomada de http://www.photomazza.com/?Trypanosoma-

gambiense&lang=es

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/0/0b/

54

Fig. 3. Trypanosoma brucei

Foto tomada de http://pinceladasdelaciencia.blogspot.mx/2011/02/seres-vivos-tema-2-los-protozoos.html

Fig. 4. Trypanosoma brucei

Foto tomada de http://pinceladasdelaciencia.blogspot.mx/2011/02 /seres-vivos-tema-2-los-protozoos.html

Fig. 5. Entamoeba histolytica. Trofozoito.

Foto tomada de http://amebiasisdeenfermedad.blogspot.mx/

Fig. 6. Entamoeba histolytica. Quiste.

Foto tomada de http://www.gefor.4t.com/concurso/parasitologia /ehistolytica6.jpg

Fig. 7. Entamoeba coli. Trofozoito

Foto tomada de http://www.gefor.4t.com/concurso/parasitologia/ entamoeba_coli_01.JPG

Fig. 8. Entamoeba coli. Quiste.

Foto tomada de http://www.gefor.4t.com/concurso/parasitologia/ entamoeba_coli_01.JPG

http://pinceladasdelaciencia.blogspot.mx/2011/02/seres-vivos-tema-2-los-protozoos.html

http://pinceladasdelaciencia.blogspot.mx/2011/02/seres-vivos-tema-2-los-protozoos.html

http://pinceladasdelaciencia.blogspot.mx/2011/02

http://amebiasisdeenfermedad.blogspot.mx/

http://www.gefor.4t.com/concurso/parasitologia

http://www.gefor.4t.com/concurso/parasitologia/

http://www.gefor.4t.com/concurso/parasitologia/

55

Fig. 9. Balantidium coli.Trofozoito.

Foto tomada de http://lamedicinasiqueduele.blogspot.mx/2012/07 /balantidium-coli.html

Fig. 10. Balantidium coli. “Quiste”

Foto tomada de http://es.wikipedia.org/wiki/Balantidium_coli

Fig. 11. Vesícula seminal de una lombriz de tierra conteniendo a Monocystis lumbrici Foto tomada de http://www.corbisimages.com/stock-photo/rights-managed/42-23594788/monocystis-lumbrici-apicomplexan-protozoan-from-the-seminal

Fig. 12. Monocystis lumbrici. Trofozoito (T). Los flagelos agrupados a la izquierda y derecha son del esperma (e) de la lombriz de tierra ingerido. 400x Foto tomada de http://158.83.1.40/Buckelew/Monocystis%20lumbrici%20trophozoite.htm

Fig. 13. Plasmodium falciparum, malaria humana, frotis sanguíneo con etapas anulares (malaria maligna). Foto tomada de http://www.lieder.de/files/es/K32S-Sys-ww.pdf

Fig. 14. Babesia canis, frotis sanguíneo con parásitos. Foto tomada de http://www.lieder.de/files/es/K32S-Sys-ww.pdf

T

e e

http://lamedicinasiqueduele.blogspot.mx/2012/07

http://158.83.1.40/Buckelew/Monocystis%20lumbrici%20trophozoite.htm

http://158.83.1.40/Buckelew/Monocystis%20lumbrici%20trophozoite.htm

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/b/b7/Balantidium_trophB.JPG

56

Fig. 15. Toxoplasma gondii, agente causal de toxoplasmosis. Frotis de tejido infectado. Foto tomada de http://www.lieder.de/files/es/K32S-Sys-ww.pdf

PRODUCTOS I.- Esquemas (5).

Elaboración de esquemas de los protozoarios: Trypanosoma sp, Entamoeba sp.,

Balantidium sp., Monocystis lumbrici y Plasmodium vivax señalando y nombrando:

1. Estructuras identificadas y que son de utilidad para su identificación taxonómica.

2. Nombre del organismo y su clasificación taxonómica.

II.- Breviario Cultural 1.- Define los siguientes conceptos y menciona el grupo de protozoarios que lo

presenta.

Membrana ondulante

Endosoma

Citostoma

Citofaringe

Citopigio

Disco basal

Complejo apical

Protomerito

Deutomerito

Amastigote

Promastigote

Epimastigote

Opistomastigote

Tripomastigote

Trofozoito minuta

Tomito

Esquizonte

Gamonte

57

Epimerito

Esquizogonia

Gametogonia

Esporogonia

Merogonia

Merozoito

Trofozoito

Esporozoito

Ooquiste

Esporoplasma

III. Matriz. Elaboración de una matriz mencionando el tipo de enfermedad que producen

por lo menos dos especies de cada grupo de protozoario, en el humano y en peces,

así como un método de curación o control de cada enfermedad mencionada.

Protozoario Enfermedad Hospedero Método de curación o control

Flagelados:

Sarcodinos:

Ciliados:

Esporozoarios:

58



Distinguir la organización celular de los

diferentes phyla de protozoarios


presentación, detalle, claridad,


nombres (30%)

Describir los tipos morfológicos y

etapas de los ciclos de vida de los

diferentes phyla de protozoarios

Respuestas del breviario cultural (40%)

Investigar por lo menos dos

enfermedades que provocan los

protozoarios estudiados así como los

métodos de curación o de control

empleados

Entrega de la matriz con la información

solicitada (30%)







LOM, J. and I. DYKOVA. 1992. Protozoan parasites of fishes. Elsevier. Amsterdam. 315

pp. NOBLE, E.R., G.A. NOBLE, G.A. SCHAD and A.J. MacINNES. 1989. Parasitology. The


PÉREZ ÍÑIGO, C. 1970. Parasitología. Blume. Madrid. 422 pp.

59

PRÁCTICA 4 MESOZOARIOS 2 horas en 1 sesión

Laboratorio de Genética y Biología Celular

NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Los mesozoarios parasitan invertebrados marinos. Son ciliados, carecen de

aparatos digestivo, circulatorio, nervioso y excretor. Su cuerpo está formado por dos capas celulares: células axiales internas (o células reproductoras) y células externas ciliadas somáticas (o somatodermo), no homólogas con el endodermo y

ectodermo de los organismos diplobásticos. Presentan las Clases Dicyemida y

Orthonectida de acuerdo con Cheng, 1978. Sin embargo, Margulis y Schwartz, 1988 (In

Pawlowsky et al., 1996) consideran al Phylum Mesozoa formado por las clases

Orthonectida y Rombozoa, la segunda incluye los órdenes Dicyemida y Heterocyemida.

Finalmente, Brusca y Brusca, 1990 (In Pawlowsky et al., 1996) proponen a los

diciémidos como un orden del phylum Rhombozoa y a los ortonéctidos los instauran

como Phylum Orthonectida.

CLASE DICYEMIDA, ORDEN DICYEMIDA O PHYLUM DICYEMIDA Del griego dis = dos y kyema = embrión. Son parásitos de los órganos renales

de los cefalópodos, ya sea libres en el saco renal o fijos a los apéndices renales de la vena cava. El estadio más joven que se conoce en los cefalópodos es una larva ciliada o Nematógeno Larvario Troncal ó Nematógeno Fundador Larvario que

nada libremente en los riñones de su hospedero. El cuerpo está compuesto de 2

regiones: una anterior llamada cubierta polar o casquete y la región posterior

denominada tronco. El casquete está formado por 2 hileras de células con 4 ó 5 células cada una.

La hilera anterior es la propolar y la posterior metapolar. El tronco está formado por células axiales internas (o células reproductoras) relativamente grandes, rodeadas

60

por una capa de células externas ciliadas somáticas (o somatodermo). Este

somatodermo ciliado está formado por células parapolares (debajo del casquete), células diapolares (cubren la mayor parte del tronco) y por una o 2 células uropolares (en la terminación posterior). La capa interna del tronco que penetra en el

casquete está formada por más de 2 a 3 células axiales (Pseudicyema truncatum). Las

células axiales del nematógeno fundador larvario contiene cada una un núcleo vegetativo y un núcleo germinativo. El núcleo germinativo se rodea de citoplasma y se transforma en Agameto. Su ciclo de vida es el siguiente:

1. El nematógeno fundador larvario ciliado se agranda mientras los agametos se dividen formando conglomerados de células. El animal se llama ahora

Nematógeno Troncal Adulto ó Nematógeno Fundador Adulto.

2. Dentro de las células axiales, los agametos se transforman en embriones vermiformes o Nematógenos Primarios que salen del cuerpo del nematógeno troncal

adulto y se fijan a los tejidos del riñón del hospedero mediante su cápsula polar.

3. Los agametos dentro de la célula axial del nematógeno primario, producen muchas

generaciones de embriones vermiformes produciendo infección masiva en el

cefalópodo. 4. Cuando el hospedero madura sexualmente, cesa la producción de nematógenos primarios, y los embriones vermiformes forman estadios que se transforman en Rombógenos primarios o se metamorfosean directamente en Rombógenos secundarios. Éstos son de forma idéntica a la de los nematógenos

primarios excepto porque sus células somáticas se llenan de lipoproteínas y glicógeno

y sobresalen de la superficie del cuerpo del parásito como células verruciformes. 5. Los rombógenos primarios y secundarios producen agametos en las células axiales que se dividen para transformarse en INFUSORÍGENOS no ciliados. Un

infusorígeno es una masa de células reproductoras que presentan estadios

hermafroditas, El infusorígeno permanece dentro de las células axiales y produce

gametos femeninos y masculinos que se fecundan sexualmente y forman un cigoto

diploide. Cada cigoto es expelido de la superficie de los infusorígenos y se divide para formar la Larva Infusoriforme ciliada, de nado libre que es el estadio más complejo

en el ciclo biológico y consta de un número fijo de células: 2 células apicales grandes y

61

varias más que cubren la mayoría de su superficie. En el centro de la larva se

encuentra la Urna formada por 4 células urnales rodeadas casi completamente por 2

células capsulares.

6. La larva infusoriforme sale de la célula axial y abandona al rombógeno progenitor y

al hospedero. Su destino inmediato no se conoce. Es posible que exista un

hospedero intermediario o alternante.

Los rombógenos que permanecen en los nefridios del hospedero se desintegran al poco tiempo. No se conoce la forma en que se infectan los cefalópodos jóvenes.

CLASE ORTHONECTIDA O PHYLUM ORTHONECTIDA Las 17 especies conocidas parasitan cavidades internas y tejidos de

invertebrados marinos (estrellas de mar, nemertinos, anélidos, turbeláridos y

moluscos). Aunque existen especies hermafroditas, la mayoría son dioicos. Las

especies conocidas son de Europa y EUA. Se conocen pocos ciclos biológicos completos. Rhopalura ophiocomae es

parásito de estrellas de mar en Europa, comprende varios estadios sexuales y

asexuales. 1. Estadio de Plasmodio. Vive en los tejidos y espacios de las gónadas y en la bolsa

genitorrespiratoria del ofiúrido Amphipholis squamata. Provoca la castración de la

gónada femenina pero no la masculina. Los plasmodios multinucleados son, por lo regular, machos ó hembras pero en ocasiones son hermafroditas.

2. Dentro del plasmodio, cada núcleo está rodeado por una cierta cantidad de

citoplasma, de tal forma que cuando se fragmente el plasmodio, se forman agametos uninucleados que se dividen para formar conjuntos de células llamadas MÓRULAS. En cada mórula hay un proceso de diferenciación para dar lugar a ADULTOS machos ó hembras, con somatodermo ciliado ó células de envoltura y numerosas células internas que se transforman en células sexuales. El cuerpo aumenta de tamaño y se alarga siendo las hembras de 3 a 4 veces

más grandes que los machos. Presentan estrechamientos en el cuerpo que lo dividen

en regiones: cónica anterior, media y terminal o posterior. El poro genital se encuentra

en uno de los estrechamientos del cuerpo. Las células de envoltura están dispuestas

62

en anillos a lo largo del cuerpo.

Hay dos tipos de hembras: un tipo alargado de 235 μm a 260 μm de largo y de

65 μm a 80 μm de ancho. El otro tipo es ovoideo, de 125 μm a 140 μm de largo por 65

μm a 70 μm de ancho. Las dos formas son muy similares entre sí y se diferencian del

macho porque no tienen estrechamientos en su cuerpo. El poro genital se encuentra en

la mitad del cuerpo. Las formas ciliadas masculinas son alargadas con 90 μm a 130

μm de largo. 3. Los machos y hembras emergen del plasmodio y abandonan al ofiúrido para

salir al mar donde son libres y nadadores. En el mar se realiza la fecundación y 24 h. después, el cigoto se transforma en una larva ciliada que nace a través del poro

genital femenino y penetra en la abertura genital de un nuevo hospedero y pierden la capa externa de células somáticas. Las células sexuales internas se esparcen por las gónadas del hospedero, principalmente en los gonoductos, y mediante varias

divisiones nucleares forman los plasmodios masculinos y femeninos. Hay castración

gonádica del hospedero.

En las especies hermafroditas tanto las mórulas femeninas como masculinas se

forman del mismo plasmodio.

OBJETIVO DE APRENDIZAJE Identificar la morfoanatomía de los grupos de parásitos a tratar y las estructuras

de valor taxonómico en cada uno de ellos.


Por equipo se deberá tener:

• 2 Microscopio compuestos

• Un pulpo fresco o recientemente capturado y una estrella de mar o nemertino.

• Dos estuches de disección y una charola de disección.

• 250 ml. de solución salina

• 100 ml de bouin

• 2 cajas de Petri de 15 cm. de diámetro

63

• 2 cajas de Petri de 15 cm. de diámetro

• 1 caja de portaobjetos y una de cubreobjetos

• 4 pipetas Pasteur

• Laminillas permanentes de diciémidos de pulpos (Dicyema sp.)

PROCEDIMIENTO Se realizará la disección del pulpo para la extracción de los órganos renales.

Una vez identificadas estas estructuras, serán aisladas del resto de los órganos y cada

riñón será colocado en una caja de Petri grande conteniendo poca solución salina, de

tal manera que apenas se mantengan hidratados. Serán macerados cuidadosamente

para la liberación del líquido renal (orina). Se harán preparaciones frescas con

muestras del líquido renal, el cual será tomado con una pipeta Pasteur y una gota será

colocada en cada portaobjetos. Se colocará el cubreobjetos respectivo y se observará

al microscopio compuesto. El tejido macerado de cada riñón será fijado con bouin y, a

su vez, se harán frotis sobre otros portaobjetos para observar los mesozoarios. Los

parásitos serán identificados gracias a su ciliatura superficial.

Para hacer preparaciones permanentes, cada frotis de tejido renal será sometido

a tinción con hematoxilina-eosina de acuerdo a la metodología propia de la técnica

histológica.

Las siguientes imágenes te ayudarán a identificar la morfología de los diciémidos

parásitos en los riñones de pulpos.

Células uropolares

Casquete, calota

Células uropolares

Células uropolares

64

PRODUCTOS I.- Esquemas (4):

Elaboración de esquemas de las fases nematógena, rombógena, larva

infusoriforme y embrión, señalando y nombrando:

1) Estructuras identificadas y que son de utilidad para su identificación

taxonómica.

2) Nombre del organismo y su clasificación taxonómica.

II. Breviario cultural 1. Menciona por lo menos cuatro diferencias entre diciémidos y ortonéctidos.

2. Menciona los organismos que participan como hospederos en su ciclo biológico.

3. Expresa tu opinión sobre sus relaciones filogenéticas.


Estrategias de Aprendizaje

Estrategias de Evaluación

Distinguir la organización celular de los

diferentes mesozoarios




nombres (50%)

Describir los tipos morfológicos y

etapas de los ciclos de vida de los

mesozoarios

Respuestas del breviario cultural (50%)



COZAR, P. DIEZ BAÑOS, H. QUIROZ ROMERO y M. CARVALHO VARELA.

1999. Parasitología veterinaria. McGraw-Hill-Interamericana. Madrid. 968 pp.


65





PAWLOWSKY, J., J.I. MONTOYA-BURGOS, J.F. FAHRNI, J. WÜEST AND L

ZANINETTI. 1996. Origin of the Mesozoa inferred fron 18S rRNA gene

sequences. Molecular, Biology and Evolution. 13 (8): 1128-1132. PÉREZ ÍÑIGO, C. 1970. Parasitología. Blume. Madrid. 422 pp.

SUZUKI, T.G., K. OGINO, K. TSUNKEI AD H. FURUYA. 2010. Phylogenetic analysis of

Dicyemid Mesozoans (Phylum Dicyemida) from innexin amino acid sequences:

Dicyemids are not related to Platyhelminthes. Journal of Parasitology. 96 (3):

614-625.

66

PRÁCTICA 5 CLASE MONOGENEA


NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________ INTRODUCCIÓN

Los monogéneos son ectoparásitos del tegumento de copépodos, de las

branquias, cavidad branquial, piel, boca, esófago y cloaca de peces, de la vejiga

urinaria de anfibios y del celoma de tortugas, en el ojo de mamíferos acuáticos como el

hipopótamo. Miden de 0.5 a 6 mm de largo, aunque pueden alcanzar los 30 mm.

Generalmente son blanquecinos, amarillentos o ligeramente pardos por las sustancias

alimenticias que contengan sus ciegos intestinales o al desarrollo de su aparato

reproductor. Son organismos aplanados dorsoventralmente, alargados, cilíndricos u

ovoideos que tienen en el extremo posterior del cuerpo un órgano notable de fijación,

denominado opistohaptor. Éste está formado por un gran disco muscular sésil portando

barras o ganchos esclerosados, o puede estar pedunculado formado por un número

variable de ventosas musculares o constituidas por un armazón de escleritas. El

extremo anterior muestra una serie de glándulas que intervienen en la fijación o una

ventosa central o dos ventosas musculares laterales para constituir el prohaptor. No

hay dimorfismo sexual, ya que son hermafroditas y presentan una fecundación

cruzada. Su ciclo de vida es directo, es decir, del huevo eclosiona una larva ciliada

denominada oncomiracidio, la cual, cuando alcanza un pez se transforma en el adulto. Sin embargo, en el caso especial de Gyrodactylus, se presenta poliembrionía, es decir,

durante el desarrollo del embrión se forma un segundo, un tercero dentro del segundo y

un cuarto dentro del tercero. Cuando la primera larva termina su desarrollo, se

transforma en adulto el cual lleva las demás generaciones larvarias dentro.

Los monogéneos muestran alta especificidad tanto hospedatoria como de los

sitios de infección, característica que generalmente es usada para estudiar relaciones

filogenéticas entre los hospederos parasitados.

67

OBJETIVO DE APRENDIZAJE DE APRENDIZAJE El alumno identificará las características morfoanatómicas de monogéneos

Monopisthocotylea y Polyopisthocotylea e identificará las estructuras de valor

taxonómico en cada uno de ellos.


• Microsocopio compuesto

• Laminillas permanentes de monogéneos Monopisthocotylea de las familias

Diplectanidae y Capsalidae, así como de monogéneos Polyopisthocotylea de las

familias Microcotylidae, Diclidophoridae y Hexabothriidae de peces

elasmobranquios y óseos.

PROCEDIMIENTO

Observación de laminillas permanentes de monogéneos Monopisthocotylea y

Polyopisthocotylea atendiendo principalmente a las características relacionadas con los

órganos de fijación y aparatos reproductores. Asimismo, se llevará a cabo la

identificación taxonómica de acuerdo a las claves de identificación respectivas.

Las siguientes imágenes corresponden a ejemplos de monogéneos

Monopisthocotylea. Atiende, de manera especial, a la morfología del opistohaptor (o)

Encotyllabe pagrosomi

Benedenia sp.

Spinuris zapterygis

Monocotílido

Cyclopectanum

americanum

o

o

o

o

o

68

Estas imágenes corresponden a ejemplos de monogéneos Poliopisthocotylea.

También observa con atención la morfología del opistohaptor (o).

PRODUCTOS

I.- Esquemas (4): Elaboración de esquemas de los monogéneos

Monopisthocotylea y Polyopisthocotylea señalando y nombrando:

1) Estructuras identificadas y que son de utilidad para su identificación taxonómica.

2) Nombre del organismo y su clasificación taxonómica.

I. Preguntas de repaso 1. Cuál es el nombre de los órganos adhesivos de los monogéneos. Menciona por lo

menos dos especializaciones de ellos.

2. Menciona las estructuras que pueden formar el prohaptor de estos organismos.

3. Qué es el canal genito-intestinal y cuál es su función.

4. Menciona los organismos que son hospederos definitivos de los monogéneos así

como el órgano en el que viven.

5. Cuál es el nombre de la larva de estos organismos.

o o

o o

69

III. Ciclo de vida 1. Esquematiza detalladamente el ciclo de vida de los monogéneos.



Distinguir la organización estructural de

los monogéneos




nombres (40%)

Describir los tipos morfológicos del

prohaptor y opisthohaptor y el ciclo de

vida de los monogéneos

Respuestas de las preguntas de repaso

(30%) y esquema del ciclo de vida

(30%)






Toppan Co. LTD. Tokyo. 822 pp. CHENG, T.C. 1973. General parasitology. Academic Press. New York. 965 pp.




70

PRÁCTICA 6 CLASE ASPIDOGASTREA


NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Son endoparásitos de vertebrados de sangre fría y de invertebrados, tanto de agua

dulce como salada. Sobre todo se les encuentra parasitando moluscos, gasterópodos

y pelecípodos. Tienen un gran disco adhesivo, posterior y ventral que cubre casi

completamente la superficie ventral, también llamado opistothaptor. Está dividido por

septos en alvéolos o loculi, donde se abren glándulas unicelulares, y cuya distribución

es importante en la taxonomía. En el margen lateral existen órganos marginales de tipo

sensorial, en conexión con células de tipo neurosecretor.

El extremo anterior, adelgazado, presenta una boca infundibuliforme sin que exista

una ventosa oral, aunque se modifica y adquiere el aspecto de una ventosa. El intestino

es un saco ciego, sin ramificaciones. Los protonefridios se abren en vesículas

excretoras separadas, pudiendo o no existir un poro excretor común.

Son monoicos. El huevo es operculado con larva ciliada o sin cilios denominada

cotilocidio, caracterizada por tener una ventosa muy desarrollada que posteriormente

se transformará en el disco adhesivo. En las formas más primitivas el cotilocidio es

libre y nadador, con dos bandas discontinuas de cilios, en las más evolucionadas

carece de cilios y se mueve como una sanguijuela, utilizando la ventosa posterior y la

boca, dispuesta como una ventosa. Existe una sola familia: Aspidogastridae con dos subfamilias:

1: Aspidogastrinae: Parásitos de moluscos de agua dulce, peces y tortugas: Aspidogaster, Colylaspis.

2: Stichocotvlinae: Parásitos de rayas y de quiméridos, como Stichocotyle, .Macraspis.

La madurez sexual pueden adquirirla en moluscos o en vertebrados y el

desarrollo puede ser directo sin hospedero intermediario, o puede ser indirecto con la

71

presencia de un caracol o un pelecípodo como hospedero intermediario. Aunque

existen ciclos con dos hospedadores, la larva no sufre multiplicación de ningún tipo

dentro del hospedador intermediario, como en los tremátodos. Su ciclo biológico se

parece mucho más al de los monogéneos.


El alumno identificará las características morfoanatómicas de aspidogastreos e




• Laminillas permanentes de aspidogastreos parásitos de moluscos bivalvos y de peces óseos.

PROCEDIMIENTO

Observación de laminillas permanentes de aspidogastreos de moluscos y peces

atendiendo principalmente a las características relacionadas con los órganos de fijación

y aparato reproductor. Asimismo, se llevará a cabo la identificación taxonómica de

acuerdo a las claves de identificación respectivas.

Las siguientes imágenes te ayudarán a identificar los órganos internos y

características externas de valor taxonómico en este grupo de parásitos.

72

A B

Fig. 1. Morfología general de un Aspidogastreo. Preparación permanente (A); esquema (B). Boca (B); bolsa del cirro (Bc); ciego (C); canal de Laurer (CL); Conducto deferente (Cd); extremo anterior (Ea); faringe (F); glándulas vitelógenas (Gl. vit); opistohaptor (Op); ovario (O); prefaringe (Pref); testículo (T); útero (U); huevos (H); vesícula seminal (Vs). PRODUCTOS I.- Esquemas (2): A) Elaboración de esquemas de aspidogatreos señalando y nombrando:



B) Elaboración de un esquema del ciclo de vida de los aspidogastreos.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los aspidogatreos, y cual es el nombre

que recibe cada área individual.

2. Menciona tres semejanzas y tres diferencias con los monogéneos.

3. Cuál es el nombre de la larva de los aspidogastreos.

4. Compara los ciclos de vida de monogéneos y aspidogastreos y opina sobre sus

semejanzas y diferencias.

73


Estrategias de Aprendizaje Estrategias de Evaluación Distinguir la organización estructural de

los aspidogastreos




nombres (40%)

Describir el ciclo de vida de los

aspidogatreos

Esquema del ciclo de vida (30%)

Analizar los ciclos de vida de los

aspidogastreos y monogéneos


(30%)










74

PRÁCTICA 7 CLASES DIGENEA Y DIDYMOZOIDEA


NOMBRE__________________________________________ FECHA ____________ INTRODUCCIÓN

Los tremátodos digéneos adultos son endoparásitos de vertebrados, incluido el

hombre. La mayoría mide entre 0.5 a 10 mm pero puede haber mayores a los 2 cm.

Generalmente son incoloros o blanco amarillentos y al igual que los monogéneos, las

coloraciones más notables se deben al contenido alimenticio almacenado en sus

ciegos intestinales o al desarrollo de su aparato reproductor. La forma de su cuerpo

también es alargada, cilíndrica u ovoidea. Se caracterizan por presentar dos ventosas

musculares, una en el extremo anterior del cuerpo (ventosa oral) y otra, generalmente

en la región media (acetábulo o ventosa ventral) aunque puede variar esta posición,

presentándose incluso, en el extremo posterior del cuerpo.

La mayoría de los tremátodos digéneos son hermafroditas, aunque hay pocos

que muestran un marcado dimorfismo sexual. La fecundación es cruzada en los

hermafroditas. Su ciclo de vida es indirecto, es decir, hay otros organismos

(invertebrados y vertebrados) que pueden actuar como hospederos intermediarios en

los que se desarrollan diferentes fases larvarias antes de llegar a su hospedero

definitivo en el que alcanzan la madurez sexual. Del huevo eclosiona la primera larva:

el miracidio el cual es ciliado y puede nadar hasta llegar a su primer hospedero

intermediario, generalmente un molusco en donde se desarrollará en un esporocisto, el

cual originará redias y éstas a cercarias, siempre de manera asexual. Las cercarias

pueden nadar libremente, salen del molusco y penetran directamente al hospedero o

bien pueden enquistarse en hierbas acuáticas, insectos, moluscos, crustáceos, larvas

de insectos, peces, anfibios, reptiles o mamíferos que actúan como segundos

75

hospederos intermediarios, y al ser comidos por el hospedero definitivo, alcanzan el

estadio adulto, maduran y se reproducen en él, cerrando así su ciclo.

Los tremátodos digéneos muestran menor especificidad hospedatoria que los

monogéneos por lo que el grado de especificidad varía de acuerdo a los diferentes

estadios. Los miracidios, esporocistos y redias son mucho más específicos que los

adultos, ya que sobreviven en uno o pocos hospederos intermediarios. Sin embargo,

se sabe que factores como la inmunidad natural, la incompatibilidad de metabolismo y

del medio, son responsables de la ausencia de ciertos tremátodos en determinados

hospederos.

Por su parte, los didimozoides parasitan principalmente las branquias de peces

marinos excepto dos especies que se encuentran en la cavidad orbitraria de ciprínidos

(peces dulceacuícolas). Su forma es variada: alargada, angosta en su región anterior y

ensanchada en la posterior. Pueden estar por parejas fusionados en su región posterior

o no. Presentan una ventosa oral y pueden presentar o no acetábulo. Su aparato

digestivo es incompleto, similar al de los tremátodos con boca en la ventosa oral, sigue

la faringe que puede ser rudimentaria o estar ausente, un esófago de longitud variable

y dos ciegos generalmente sinuosos que pueden formar cámaras ensanchadas o

pueden estar atrofiados.

El aparato excretor como en los tremátodos digéneos, con una vesícula

excretora con ramas que terminan a nivel de la faringe, y en algunos no hay poro

excretor.

Los hay hermafroditas pero la mayoría son dioicos en cuyo caso, la hembra vive

en un canal del cuerpo del macho, o dos o tres organismos pueden vivir en un quiste

en las branquias, piel o debajo de los ojos de los peces. Los machos tienen un par de

testículos alargados que se continúan con los conductos eferentes que, a nivel de la

bifurcación cecal, se ensanchan y forman una vesícula seminal que termina en el poro

genital. Casi nunca hay bolsa del cirro o cirro.

Las hembras tienen un solo ovario también alargado. Carecen de canal de

Laurer y las glándulas vitelógenas son tubulares, pareadas o únicas, ramificadas o no.

Útero conteniendo los huevos embrionados, son operculados y son expulsados a

76

través del poro genital común. La larva no es ciliada y presenta una doble hilera de

ganchos en el extremo anterior.

En cuanto a su ciclo biológico se considera que presentan la fase de cercaria en

moluscos gasterópodos, la etapa de metacercaria en cirripedios o quetognatos, un

hospedero reservorio que pueden ser varias especies de peces pequeños y el hospedero definitivo puede ser un pez grande y carnívoro como Mola mola, Thynnus o

Pelamys entre otros. Las larvas se han denominado tipo Monilicaecum o tipo

Torticaecum, difiriendo la forma de los ciegos intestinales: en el primer tipo, se forman

ensanchamientos y estrechamientos a manera de cámaras y en el segundo, los ciegos

son más regulares en cuanto a su forma aunque, en ambos casos son muy sinuosos.

OBJETIVO DE APRENDIZAJE El alumno identificará las características morfoanatómicas de tremátodos

digéneos adultos y larvas de didimozoides y distinguirá las estructuras de valor

taxonómico en cada uno de ellos.



• Laminillas permanentes de tremátodos de las familias Opecoelidae, Hemiuridae y Monorchidae, así como larvas de didimozoides de peces elasmobranquios y óseos.

PROCEDIMIENTO

Observación de laminillas permanentes de tremátodos digéneos de las familias

Opecoelidae, Hemiuridae y Monorchidae, así como larvas de didimozoides atendiendo

principalmente a las características relacionadas con los órganos de sujeción y

aparatos reproductores. Asimismo, se llevará a cabo la identificación taxonómica de

acuerdo con las claves de identificación respectivas.

Las imágenes que se presentan a continuación ayudarán en la identificación de

la morfoanatomía general de los Opecoelidae (Figs. 1 y 2), Hemiuridae (Figs. 3 y 4),

Monorchidae (Fig. 5) y larvas de Didymozoidea (Fig. 6a, 6b y 6c).

77

Fig. 1. Helicomterina nimia Linton, 1910. Vista ventral. Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), faringe (f), bifurcación cecal (bif.c), testículos (t), bolsa del cirro (bc), poro genital (pg), ovario (ov), receptáculo seminal (rs), útero y huevos (u,h), poro excretor (pe), vitelógenas (vit). 5X.

Fig. 2. Opecoelus lutiani (Bravo-Hollis y Manter, 1957) Aken’Ova, 2007. Vista ventral. Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), faringe (f), ciegos intestinales (ci), uroprocto (ur), testículos (t), ovario (ov), útero y huevos (u,h), vitelógenas (vit). 5X.

Fig. 3. Aponurus pyriformis (Linton, 1910) Overstreet, 1973. Vista ventral. Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), ), faringe (f), bifurcción cecal (bif.c), ciegos intestinales (ci), testícu- los (t), bolsa del cirro (bc), poro genital (pg), ovario (ov), receptáculo seminal (rs), útero y huevos (u,h), vitelógenas vit). 5X.

Fig. 4. Elytrophallus mexicanus Manter, 1940. Vista ventral. Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), ecsoma (ec), ciegos intestinales (ci), testículos (t), ovario (ov), útero y huevos (u,h), vitelógenas (vit), poro excretor (pe). 5X.

78

Fig.5. Monorcheides alexanderi, Arai, 1962. Vista ventral. Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), prefaringe (pf), faringe (f), esófago (ef), bifurcación cecal (bi.c), testículos (t), bolsa del cirro (bc), cirro (c), ovario (ov), órgano terminal (ot), útero con huevos (u,h), vitelógenas (vit). 10X

Fig. 6a. Larva tipo Monilicacecum (Didymozoide).

Fig. 6b. Larva tipo Torticaecum (Didymozoide).

Fig. 6c. Larva tipo Monilicacecum (Didymozoide). Ventosa oral (vo), acetábulo (ace), estómago (es), ciegos intestinales (ci). Escala = 0.1mm

PRODUCTOS

I.- Esquemas (5): C) Elaboración de esquemas de tremátodos y didimozoides mencionados señalando y

nombrando:



D) Elaboración de un esquema del ciclo de vida de los tremátodos.

E) Elaboración de un esquema del ciclo de vida de los didimozoides.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los tremátodos y didimozoides.

vo

ace

ci

es

79

2. Cuáles son los tipos morfológicos de los tremátodos y menciona en qué se basa

esta clasificación.

3. Cuál es el nombre de las larvas de los tremátodos y didimozoides.

4. Compara los ciclos de vida de tremátodos y didimozoides y opina sobre sus





los tremátodos y didimozoides




nombres (50%)


tremátodos y didimozoides





(20%)










80

PRÁCTICA 8 CLASE CESTODA 6 horas en 3 sesiones

Laboratorio de Genética y Biología Celular NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Los céstodos son platelmintos que en estado adulto viven exclusivamente como

endoparásitos en el intestino de vertebrados. Son gusanos pequeños desde un

milímetro pero pueden alcanzar varios metros de largo. Al igual que monogéneos y

tremátodos, los céstodos son blanquecinos o blanco amarillentos. Son acintados y muy

largos en estado adulto. Su cuerpo está regionalizado en un escólex (cabeza), cuello y

estróbilo (cuerpo) formado, a su vez, por una serie de segmentos o proglotidios. El

escólex es el órgano de fijación y puede estar armado con ganchos, ventosas, botrios,

botridios o zonas glandulares. El cuello se encuentra inmediatamente abajo, es muy

delgado y su función es formar cada uno de los segmentos que constituyen el estróbilo.

Finalmente, el estróbilo está formado por los segmentos o proglotidios los cuales varían

en tamaño y madurez de acuerdo a su posición: los inmediatos al cuello son

proglotidios inmaduros y de reciente formación, los intermedios muestran madurez

gonádica y los más distales, generalmente son segmentos grávidos, es decir, llenos de

huevos.

Son hermafroditas, presentando los aparatos reproductores masculino y

femenino en cada uno de los segmentos intermedios del estróbilo. Puede haber

autofecundación en un mismo individuo (fecundación entre los proglotidios) o

fecundación cruzada cuando hay varios individuos.

Tienen ciclo de vida indirecto pero no tan complejo como el de los tremátodos. Del

huevo emerge una primera larva denominada oncósfera o hexacanto, por presentar

tres pares de ganchos o coracidio por tener una capa ciliada a su alrededor. El número

81

y tipo de larvas formadas posteriormente varían de acuerdo al grupo de céstodo, pero

en general, solamente se requiere de uno o dos hospederos intermediarios. En

aquellos casos en los que los peces participan en el ciclo de vida de los céstodos, el

coracidio es comido por un copépodo que actúa como primer hospedero intermediario

y en el hemocele de éste se transforma en larva procercoide. Cuando el copépodo es

consumido por un pez (segundo hospedero intermediario) el procercoide se trasforma

en otra larva (plerocercoide), la cual atraviesa el intestino del pez, se enquista en la

cavidad visceral y en algunos casos migra a sus músculos. Cuando el pez es

consumido por un mamífero marino o un elasmobranquio, el plerocercoide se instala

en su intestino en donde se desarrolla en adulto.

OBJETIVO DE APRENDIZAJE El alumno identificará las características morfoanatómicas de céstodos e




• Laminillas permanentes de larvas del orden Trypanorhyncha así como

organismos adultos del orden Tetraphyllidea de peces elasmobranquios y óseos.

PROCEDIMIENTO

Observación de laminillas permanentes de larvas del orden Trypanorhyncha así

como organismos adultos del orden Tetraphyllidea atendiendo principalmente a las

características relacionadas con los órganos de fijación y aparatos reproductores.

Asimismo, se llevará a cabo la identificación taxonómica de acuerdo a las claves de

identificación respectivas.

Las siguientes imágenes ayudarán a distinguir los diferentes tipos morfológicos

de escólices que presentan los céstodos (Figs. 1- 6), así como el arreglo de los

proglotidios y su morfología general (Figs.7- 9).

82

Fig. 1. Escólex de Tetraphyllidea (botridios)

Fig. 2. Escólex de Lecanicephalidae dividido en región anterior (pars apicalis) y región poterior (pars basalis)

Fig. 3. Escólex de Trypanorhyncha (botridios)

Fig. 4. Escólex de Trypanorhyncha (botridios)

Fig. 5. Escólex de Pseudophyllidea (botrios) Tomado de: http://shutterbug.ucsc.edu/sealion/albums/album158/

Fig. 6. Escólex de Cyclophyllidea (ventosas)

Tomado de: http://loscestodos.blogspot.com/2011_01_01_archive.html

http://loscestodos.blogspot.com/2011_01_01_archive.html

http://loscestodos.blogspot.com/2011_01_01_archive.html

83

6NSOtapeworms.sized.jpg

Fig. 7. Estróbilo de un Tetraphyllidea

Fig. 8. Proglotidios craspedotados (A) y acraspedotados

(B)

A) Tomado de: http://www.bio.bris.ac.uk/research/insects/cestode.jpg B) Tomado de: http://www.research.vt.edu/resmag/UG_Research/images/otter_cestode.jpg

Fig. 9. Morfología general de un céstodo

Tomado de: http://medicscientist.com/wp-content/uploads/2011/01/35488977681ede13765509a474e3e275.jp

84

PRODUCTOS

I.- Esquemas (5): A) Elaboración de esquemas de larvas del orden Trypanorhyncha y de organismos

adultos del orden Tetraphyllidea señalando y nombrando:



B) Elaboración de un esquema del ciclo de vida de los céstodos.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los céstodos.

2. Nombra los tipos morfológicos de escólices de los diferentes órdenes de céstodos.

Enfatiza las regiones del escólex de los céstodos de los órdenes Trypanorhyncha y

Lecanicephalidea.

3. Cuáles son los tipos de estróbilo de los céstodos y menciona en qué se basa

esta clasificación.

4. Cuál es el nombre de las larvas de los céstodos ciclofilídeos y tetrafilídeos.

5. Menciona las diferencias morfológicas entre las fases oncósfera y coracidio

6. Menciona cuáles fases son de vida libre y cuáles son parásitas en ambos grupos

7. Compara los ciclos de vida de ciclofilídeos y tetrafilídeos y opina sobre sus





los tremátodos y didimozoides




nombres (50%)




85




(20%)










86

PRÁCTICA 9 PHYLUM ACANTHOCEPHALA


NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Los acantocéfalos en estado adulto son endoparásitos del intestino de

vertebrados. Generalmente son pequeños y no alcanzan los 35 mm, sin embargo, hay

especies que pueden medir hasta 70 cm de largo. Son blanquecinos, cilíndricos y

alargados con el extremo posterior más redondeado que el anterior. Su cuerpo está

dividido en dos regiones: una anterior denominada proboscis o presoma, provista de

espinas o ganchos y un cuello sin espinas y una posterior o tronco, generalmente

carente de espinas. La proboscis es el órgano de fijación y tienden a perforar la pared

intestinal de sus hospederos, causando lesiones de cierta gravedad con las espinas.

Hay dimorfismo sexual evidente, siendo las hembras de mayor talla. Su ciclo de vida es

indirecto. En las especies acuáticas (las hay de hospederos terrestres), los peces o

aves pueden ser sus hospederos definitivos, y los crustáceos actúan como hospederos

intermediarios. Hay la formación de una larva acantor parcialmente formada en el

huevo, cuando éste es ingerido por un invertebrado (generalmente un crustáceo), el

acantor termina su desarrollo, perfora el intestino de su hospedero y se ubica en el

hemocele donde se transforma en una segunda larva: la acantela, la cual forma una

proboscis rudimentaria. La acantela se desarrolla en otra forma larvaria, el cistacanto,

cuando se rodea de una membrana producida por el crustáceo, convirtiéndose

entonces en la forma infectiva. Cuando el hospedero intermediario es ingerido por un

pez que puede actuar como hospedero definitivo, el cistacanto abandona su cubierta,

extiende su proboscis sujetándose al intestino del hospedero y lleva a cabo su madurez

sexual y reproducción.

87

OBJETIVO DE APRENDIZAJE El alumno identificará las características morfoanatómicas de acantocéfalos de

peces e identificará las estructuras de valor taxonómico en cada uno de ellos.

INSTRUCCIONES PARA EL DESARROLLO DE LA PRÁCTICA

Equipo y materiales:


• Laminillas permanentes de acantocéfalos de los géneros Pomphorhynchus y Corynosoma de peces óseos.

PROCEDIMIENTO

Observación de laminillas permanentes de adultos de Pomphorhynchus y larvas de

Corynosoma atendiendo principalmente a las características relacionadas con los

órganos de fijación y aparatos reproductores. Asimismo, se llevará a cabo la

identificación taxonómica de acuerdo con las claves de identificación respectivas.

En las siguientes imágenes encontrarás las estructuras morfológicas de los

acantocéfalos de interés taxonómico en organismos adultos de ambos sexos y de una

larva.

Fig. 1. Morfología general de un acantocéfalo. Tomado de: http://en.wikipedia.org/wiki/Acanthocephala

Fig. 2. Morfología general de un acantocéfalo. Proboscis (P), receptáculo de la proboscis (R), lemniscos (L), núcleos gigantes (G), testículos (t), glándulas de cemento (C), receptáculo del cirro (CR), bolsa de Saefftingen (S), bolsa copulatriz (B) . Tomado de: http://www.biology.ualberta.ca/parasites/parpub/themes/image/img010a.jpg

http://en.wikipedia.org/wiki/Acanthocephala

88

Fig. 3. Pomphorhynchus sp. (adulto). Proboscis (pr), bulbo de la proboscis (bu), cuello (cu), tronco (tr). 5X.

Fig. 4. Pomphorhynchus sp. (macho adulto). Testículos (t), glándulas de cemento (gc), bolsa de Saefftingen (bS). 5X.

Fig. 5. Extremo posterior de un macho (adulto). Testículos (t), glándulas de cemento (gc), bolsa de Saefftingen (bS), bolsa copulatris (bC). Tomado de http://biodidac.bio.uottawa.ca/ftp/BIODIDAC/Zoo/Acanthoc/Photo/Acan006p.gif

Fig. 6. Pomphorhynchus sp. (hembra adulta). Útero (u). 5X.

Fig. 7. Extremo posterior de una hembra (adulta). Larvas en el saco ligamentario (L). Tomado de http://biodidac.bio.uottawa.ca/ftp/BIODIDAC/Zoo/Acanthoc/Photo/Acan003p.gif

Fig. 8. Extremo posterior de una hembra (adulta). Larvas en el saco ligamentario (L), campana uterina (CU), vagina (V). Tomado de http://biodidac.bio.uottawa.ca/Thumbnails/Acan011p-gif.htm

bC bS

gc t

t

L L CU V

http://biodidac.bio.uottawa.ca/ftp/BIODIDAC/Zoo/Acanthoc/Photo/Acan006p.gif

http://biodidac.bio.uottawa.ca/ftp/BIODIDAC/Zoo/Acanthoc/Photo/Acan006p.gif

http://biodidac.bio.uottawa.ca/Thumbnails/Acan011p-gif.htm

http://biodidac.bio.uottawa.ca/Thumbnails/Acan011p-gif.htm

http://biodidac.bio.uottawa.ca/Thumbnails/showimage.cfm?File_name=Acan011p&File_type=gif

89

Fig. 9. Corynosoma sp. (cistacanto). Proboscis (pr), receptáculo de la proboscis (rp), espinas terminales (et). 5X.

PRODUCTOS I.- Esquemas (3): A. Elaboración de esquemas adultos de Pomphorhynchus (hembra y macho) y larvas

de Corynosoma señalando y nombrando:



B. Elaboración de un esquema del ciclo de vida de los acantocéfalos.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los acantocéfalos.

2. ¿Tienen cerebro los acantocéfalos? Si es así, ¿dónde está?

3. Compara el sistema lacunar de los órdenes de acantocéfalos y establece sus

diferencias y semejanzas.

4. Explica la función de los siguientes órganos: lemniscos, masas ováricas, campana

uterina, bolsa copulatriz, bolsa de Saefftingen, glándulas de cemento, núcleos

gigantes.

5. Cuál es el nombre de las larvas de los acantocéfalos.

6. Menciona cuáles fases son de vida libre y cuáles son parásitas en el hombre.

90


Estrategias de Aprendizaje Estrategias de Evaluación Distinguir la organización estructural de

los de los acantocéfalos




nombres (50%)


acantocéfalos


Analizar el ciclo de vida de los

acantocéfalos


(20%)










91

PRÁCTICA 10 PHYLUM NEMATODA

2 horas en1 sesión Laboratorio de Genética y Biología Celular

NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Endoparásitos del estómago, hígado, intestino y gónadas de vertebrados. Miden

de 1 a varios cm, excepto el nemátodo del cachalote Placentonema gigantisima que

puede alcanzar más de 8 m de longitud. Son blanquecinos o pardos por el contenido

alimenticio almacenado en su interior. Cuerpo alargado, cilíndrico (fusiforme o filiforme)

con extremos puntiagudos, aunque lo es más el extremo posterior. No hay una

regionalización del cuerpo.

Hay marcado dimorfismo sexual en el extremo posterior del cuerpo, los machos

lo presentan curvado y puede haber ornamentaciones como alas cuticulares además

de papilas. Las hembras lo tienen recto y sencillo al carecer de dichas estructuras.

Tienen aparato digestivo completo con boca en la región anterior y puede estar o no

rodeada por labios.

El aparato genital femenino puede ser sencillo o monodelfo (Trichinella,

tricocéfalos) o doble o didelfo (Ascaris, Enterobius, uncinarias). Consta de ovario,

oviducto, receptáculo seminal, útero, vagina y vulva. Gonoporo ventral en el tercio

anterior del cuerpo o ecuatorial. Cuando hay dos ovarios, éstos son opuestos y las dos

vaginas se unen en una antes de terminar en la vulva. El gonoporo puede estar cerca

del ano.

El aparato genital masculino puede ser sencillo o doble. Consta de testículo (s),

conducto (s) deferente (s), vesícula (s) seminal (es) y conducto eyaculador que abre

junto con el recto en la cloaca. El conducto eyaculador está cubierto de glándulas

prostáticas o de cemento. El aparato copulador está formado por una o dos espículas

que pueden apoyarse o no en un gubernáculo. Algunos pueden presentar una bolsa

92

copulatriz en el extremo posterior. En este extremo y en posición ventral, hay papilas

caudales cuyo número, forma y disposición variable son de importancia taxonómica.

Los nemátodos presentan dos tipos de aparato excretor:

a) Tipo glandular (nemátodos marinos de vida libre), una gran célula llamada

renículo o renete, situada ventralmente en la región posterior de la faringe,

desemboca en el poro excretor

b) Canales en forma de H, con un poro excretor

Sin embrago, también puede estar ausente en numerosos nemátodos parásitos adultos

(tricuroideos y dioctofimoideos).

Durante su ciclo de vida se presentan hasta cuatro fases larvarias que se

desarrollan en un primer hospedero intermediario (crustáceo planctónico) y un segundo

hospedero intermediario (peces) antes de alcanzar su hospedero definitivo (otros

peces, aves o mamíferos piscívoros). Hay mudas entre cada fase larvaria.

OBJETIVO DE APRENDIZAJE El alumno identificará la morfoanatomía del grupo de parásitos a tratar e

identificará las estructuras de valor taxonómico.




• Laminillas temporales de larvas de Anisakis sp., Hysterothylacium sp.,

Raphidascaris sp., Cucullanus sp. de peces y Echinocephalus pseudouncinatus

de moluscos.

PROCEDIMIENTO

Las larvas de nemátodos serán introducidas en lactofenol o en glicerina para su

clarificación. Se realizarán, entonces, preparaciones temporales para buscar las

estructuras de interés taxonómico en ambos géneros. Una vez terminadas las

observaciones, los nemátodos serán lavados en alcohol etílico 70% dos a tres cambios

93

de 10 min. cada uno, y finalmente serán mantenidos en frascos viales conteniendo este

mismo tipo de alcohol.

Las siguientes figuras corresponden a formas larvarias de los nemátodos que observarás en las laminillas Anisakis sp., Hysterothylacium sp., Raphidascaris sp.,

Cucullanus sp. y Echinocephalus pseudouncinatus. Observa con atención, la ausencia

de órganos internos, excepto los del digestivo. Atiende, de manera especial, a la forma,

organización y unión del esófago con el intestino, pues es una de las características de

importancia taxonómica en estos organismos.

Fig. 1. Anisakis sp. (larva L3). Extremo anterior. Diente (d), labios (l), esófago (ef). 5X.

Fig. 2. Anisakis sp. (larva L3). Extremo posterior. Mucrón (mu). 5X.

Fig. 3. Raphidascaris sp. (larva L3). Extremo anterior. Diente (d), labios (l), esófago (ef). 5X.

Fig. 4. Raphidascaris sp. (larva L3). Extremo posterior. Intestino (i), recto (re), muda (m). 5X.

94

Fig. 5. Hysterothylacium sp. (larva L3). Extremo anterior. Diente (d), labios (l), esófago (ef). 5X.

Fig. 6. Hysterothylacium sp. (larva L3). Extremo posterior. Intestino (i), recto (re), ano o cloaca(a/cl), espinas terminales (esp). 5X.

Fig. 7. Echinocephalus pseudouncinatus. Extremo anterior. Papilas (pap), labios (l), bulbo cefálico (bu. cef) ganchos (g), esófago (ef). 5X.

Fig. 8. Cucullanus sp.. Extremo anterior. Labios (l), cavidad bucal (c. buc), esófago (ef), intestino (i). 5X.

PRODUCTOS I.- Esquemas (4): A. Elaboración de esquemas de larvas de Anisakis sp., Raphidascaris sp.,

Hysterothylacium sp., Cucullanus sp. y Echinocephalus pseudouncinatus señalando

y nombrando:



B. Elaboración de un esquema del ciclo de vida de Anisakis sp.

C. Elaboración de un esquema del ciclo de vida de Strongyloides sp.

D. Elaboración de un esquema del ciclo de vida de Wuchereria brancofti.

95

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los nemátodos.

2. Compara los tipos morfológicos de la faringe o esófago de los nemátodos, señala

sus diferencias y menciona la clase o género de nemátodos en los que se

encuentra cada uno.

3. Qué son las papilas, anfidios y fasmidios y menciona cuál es su función

4. Explica los tipos de aparato excretor que tienen los nemátodos.

5. Define los siguientes órganos: anfidelfa, ovijector, ala, cordón epidérmico,

ventrículo, gubernaculum, espículas, renetes.

6. Cuál es el nombre de las larvas de los nemátodos en los ciclos de vida

esquematizados anteriormente.

7. Menciona cuáles fases son de vida libre y cuáles son parásitas en el hombre en

cada ejemplo proporcionado.




los de los nemátodos




nombres (50%)


nemátodos

Esquemas de tres ciclos de vida (30%)


nemátodos


(20%)

96










97

PRÁCTICA 11 PHYLUM ARTHROPODA. SUBPHYLUM CHELICERATA.

ORDEN ACARINA 2 horas en 1 sesión

Laboratorio de Genética y Biología Celular NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN

Incluyen garrapatas y ácaros que afectan tanto a vertebrados como

invertebrados. Presentan hábitos parasitarios, son vectores de microorganismos

(ricketsias y espiroquetas) y son hospederos de ciertos helmintos (céstodos

anoplocefálidos).

GARRAPATAS Se incluyen en el suborden Ixodides. Son de gran tamaño. Se alimentan de

sangre y producen lesiones locales con su picadura y daños sistémicos como la

secreción de sustancias anticoagulantes que impiden la coagulación en su hospedero.

Parálisis con temperaturas elevadas y dificultad para la deglución, locución y

respiración. En ocasiones, puede morir por paro respiratorio o cardíaco. Si se eliminan

las garrapatas, la parálisis desaparece. Utilizan el olfato para localizar a sus

hospederos.

Su cuerpo está segmentado, pero los segmentos no son fácilmente visibles, y

está dividido en 2 regiones:

1. Gnathostoma o capítulo (pequeña región que se proyecta en sentido anterior o

anteroventral). No es una verdadera cabeza aunque suele recibir este nombre.

Formado por el aparato bucal (consta de hipostoma, un par de quelíceros y un par de palpos o pedipalpos) y la base del capítulo (segmento basal quitinoso) el cual tiene

forma de anillo y conecta las porciones anteriores del gnathostoma y el resto del

cuerpo.

2. El cuerpo, propiamente dicho.

98

Tienen tegumento coriáceo con cutícula e hipodermis. Poseen un órgano

sensorial (órgano de Haller) en el tarso I. Su sistema digestivo es completo. La excreción se puede realizar a través del epitelio digestivo que tapiza sus ventrículos

y que puede realizar la función excretora., o mediante glándulas coxales, túbulos

excretores endodérmicos o el intestino posterior modificado que actúa como vesícula

excretora. Sus sistemas respiratorio y nervioso similares al de los quelicerados. Son

dioicos, de fecundación interna, producen numerosos huevos, son ovíparos u

ovovivíparos. En su ciclo de vida se presentan tres estadios: larvas, ninfas y adultos.

Las larvas se diferencian de los adultos por presentar 3 pares de patas en lugar de 4 pares de los adultos.

ÁCAROS De tamaño pequeño (son difíciles de ver a simple vista), con uno o más pares de

ojos simples, aunque algunas especies carecen de ellos. Cuerpo transparente o semitransparente, aunque hay opacos. Su gnathostoma es poco conspicuo. Son

dioicos, de fecundación interna. Producen pocos huevos. Presentan larvas, ninfas y adultos, no obstante, en la mayoría de las especies existe un único estado larvario, 2 ninfales (protoninfa y deutoninfa) y el adulto. El número de generaciones ninfales

puede aumentar o disminuir en algunas especies.


El alumno identificará la morfoanatomía del grupo de parásitos a tratar e





• Laminillas permanentes del ácaro Varroa jacobsoni y ejemplares fijados de garrapatas de perro (Ixodes sp.).

99

PROCEDIMIENTO Se llevará a cabo la observación de las laminillas permanentes de Varroa

jacobsoni y de ejemplares fijados de garrapatas en el microscopio estereoscópico.

Las imágenes que se presentan a continuación ayudará a identificar la

morfología general de ácaros y garrapatas. Observa las características que comparten

ambos grupos, así como las que los diferencian.

Fig. 1. Morfología general de la garrapata Ixodes ricinus. A. Vista ventral del macho. B. Vista ventral de la hembra.

Fig. 2. Morfología general de la garrapata Dermacentor variabilis. Vista dorsal.

Fig. 3. Varroa sp. Macho vista dorsal (a), macho vista ventral (b), hembra vista dorsal (c), hembra vista ventral (d).

Fig. 4. Hembra adulta de Ixodes ricinus

100

PRODUCTOS I.- Esquemas (2): A. Elaboración de esquemas de Varroa jacobsoni señalando y nombrando:



B. Elaboración de un esquema del ciclo de vida de Varroa jacobsoni sp.

C. Elaboración de un esquema del ciclo de vida de garrapata de perro.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de las garrapatas y ácaros.

2. Compara los tipos morfológicos de las garrapatas y ácaros, menciona los

hospederos en los que se encuentra cada uno y establece sus semejanzas y

diferencias.

3. Qué es el capítulo y menciona cuál es su función

4. Cuál es el nombre de las larvas de los organismos de los ciclos de vida


5. Esquematiza las fases larvarias de los Acarina y menciona las diferencias

morfológicas en cada una de las fases.



7. Menciona una enfermedad en el hombre causada por las garrapatas del perro y haz

una propuesta de una posible medida de control. ESTRATEGIAS DE APRENDIZAJE Y EVALUACIÓN



los de las garrapatas y ácaros




101

nombres (50%)

Describir el ciclo de vida de las

garrapatas y ácaros


Analizar los ciclos de vida de las

garrapatas y ácaros


(20%)










102

PRÁCTICA 12 SUBPHYLUM CRUSTACEA CLASES COPEPODA Y BRANCHIURA

2 horas en 1 sesión Laboratorio de Genética y Biología Celular

NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN

Copepoda

Ectoparásitos de peces elasmobranquios y peces óseos tanto de agua dulce

como marina, aunque pueden encontrarse también en otros vertebrados e

invertebrados. En los peces, viven en superficies externas (ojo, piel, aletas), dentro de

la cavidad bucal o sobre las branquias. Miden alrededor de un milímetro pero pueden

alcanzar tallas mayores. Carecen de coloraciones notables, tendiendo a ser

translúcidos. Su cuerpo es alargado, subcilíndrico, dividido en cabeza, tórax y

abdomen. Esta regionalización puede estar modificada por la fusión de segmentos y

formar el cefalotórax, fenómeno frecuente en estos crustáceos. Los copépodos

parásitos tienen un marcado dimorfismo sexual, los machos pueden ser enanos.

Tienen un ciclo de vida complicado, ya que algunos parásitos pueden presentar varios

estadios de vida libre que mudan varias veces (larva nauplio, que sale directamente del

huevo, metanauplio y copepódito) hasta que el quinto estadio de copepódito se

constituye en la fase infectiva de los peces y muda transformándose en adulto. En otros

copépodos, el número de estadios larvarios se reduce, pudiendo incluso, faltar la fase

nauplio y salir del huevo como copepódito.

Las formas parasitarias pueden estar formadas por adultos y por algunas

formas larvarias que se fijan mediante órganos de fijación más o menos complejos, o

pueden tener alguna capacidad para moverse por la superficie del hospedero. Su

presencia es más o menos visible debido al tamaño que pueden alcanzar o a la

presencia de sacos ovígeros, cuyo color contrasta frecuentemente con el del

tegumento del hospedero lo cual permite su observación a simple vista.

103

La recolecta de copépodos es fácil de realizar mediante el raspado del

tegumento o de las branquias. Este método es eficaz para los que no están fijos, o

apenas están ligeramente adheridos al hospedero; en este caso los animales no se

lesionan por el proceso de recolecta Sin embargo, en el caso de estar fuertemente

fijados al hospedero, es necesario un trabajo de disección para liberar la estructura de

fijación, que generalmente está constituida por la región cefálica muy modificada.

Estos procedimientos son bastante importantes, puesto que la observación de las

estructuras de fijación de los copépodos es esencial para su identificación.

La fijación de los crustáceos no exige cuidados especiales puesto que, como

son artrópodos, tienen el cuerpo cubierto por una cutícula quitinosa que les confiere

una cierta rigidez. Por esto, generalmente, su morfología no se altera con las técnicas

de fijación. Para estas técnicas se usa frecuentemente formol al 5 o al 10%, alcohol del

70% o AFA, en los cuales se introducen los especímenes inmediatamente después de

recogidos, pudiendo estos fijadores servir también como medio de conservación. Para

posteriores observaciones los especímenes se pueden teñir o no, dependiendo del

tamaño y de las estructuras que se pretende observar, siendo generalmente bastante

útil alguna clarificación, que se puede efectuar empleando los clarificadores

tradicionales.

Branchiura

Los branquiuros Argulus y Dolops son los géneros más frecuentes, miden

desde unos pocos milímetros hasta más de 1 cm y son, por tanto, fáciles de observar

macroscópicamente. Estos parásitos no se fijan en el tegumento del hospedero y, por

tanto, su recolección no ofrece dificultades. Su fljación se puede realizar sin

inconvenientes en los fijadores de rutina como el alcohol del 70%, AFA o formol del 5%.



104




• Laminillas frescas de copépodos Caligus sp. y Hatschekia sp.

PROCEDIMIENTO Se llevará cabo la observación de las laminillas frescas de Caligus sp.,

Hatschekia sp. y Bomolochus sp.

Las imágenes que se presentan a continuación ayudarán a identificar las

características morfológicas de los copépodos.

Fig. 1. Morfología general de copépodos parásitos. Cefalón (1), segmentos torácicos (2-4), segmento genital (5), segmento abdominal con urópodos (sin número). Tomado de Kabata, 1979.

Fig. 2. Caligus epinepheli. Vista dorsal. Cefalotórax (cf), segmento genital (sg), Abdomen (ab), urópodos (ur). 5X.

105

Fig. 3. Hatschekia pacifica. Vista dorsal. Cefalotórax (cf), segmento genital (sg), urópodos (ur), sacos ovígeros (so). 5X.

Fig. 4. Bomolochus longicaudus. Vista dorsal. Cefalón (cef), segmentos torácicos (st), segmento abdominal (sg), abdomen (ab). 5X.

Fig. 5. Bomolochus longicaudus. Vista ventral Cefalón (cef), antenas (an), segmentos torácicos (st), segmento abdominal (sg), abdomen (ab). 5X.

PRODUCTOS I.- Esquemas (2):

A) Elaboración de esquemas de Caligus sp. y Hatschekia sp. señalando y

nombrando:


2. Nombre del organismo y su clasificación taxonómica. B) Elaboración de un esquema del ciclo de vida de Caligus sp.

C) Elaboración de un esquema de Argulus sp. tomado de la bibliografía.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los copépodos y branquiuros.

2. Compara los tipos morfológicos de los copépodos y branquiuros, menciona los

hospederos en los que se encuentra cada uno y establece sus semejanzas y

diferencias.

3. Qué son las lúnulas y menciona cuál es su función.

4. Cuál es el nombre de las larvas de los organismos de los ciclos de vida


s

u s

c

106



6. Menciona una enfermedad en los peces causadas por los copépodos y branquiuros

en una piscicultura y haz una propuesta de una posible medida de control.




los de los copépodos y branquiuros




nombres (50%)


copépodos y branquiuros



copépodos y branquiuros


(20%)










KABATA, Z. 1979. Parasitic copepoda of british fishes. The Ray Society. London. 468

pp, 2031 figs.

107

PRÁCTICA 13 CLASE MALACOSTRACA. ORDEN ISOPODA


NOMBRE _________________________________________ FECHA ____________

INTRODUCCIÓN Los isópodos son parásitos generalmente poco modificados en relación con los

especímenes de vida libre, existiendo por lo menos 5 familias que incluyen parásitos de

los peces. Estas se pueden dividir en dos grupos, de acuerdo con el tipo de

parasitosis, ciclo biológico y morfología, ejemplificados por los especímenes

pertenecientes a las familias Cymothoidae y Gnathiidae.

Los Cymothoidae se encuentran en la superficie del hospedero, cavidad

branquial o boca, su tamaño permite una fácil observación a simple vista por lo que es

necesario el examen de toda la superficie de los peces. Debido al tamaño y volumen

de los especímenes la manera más sencilla de conservarlos es en frasco con formol al

5% o alcohol al 70% de donde se pueden tomar cuando sea necesaria su observación.

La familia Gnathiidae está formada por isópodos que son parásitos sólo en

algunas fases determinadas de su estado larvario, encontrándose la superficie de los

huéspedes (branquias y tegumento) en los cuales, tienen un comportamiento

hematofágico. Debido a su pequeño tamaño su observación es más difícil, aunque

sean visibles macroscópicamente. Cuando tienen el tubo digestivo repleto de sangre

tienen un color rojizo y son más fáciles de observar. Después de ser recolectados, se

puede efectuar la fijación en formol al 5% o en alcohol 70% .



108




• Laminillas temporales de isópodos de peces.

PROCEDIMIENTO Se realizarán observaciones con un microscopio estereoscopio de ejemplares

fijados, los cuales serán colocados en una caja de Petri con agua. Las características

morfológicas de interés taxonómico serán resaltadas de acuerdo con la literatura

especializada.

Las siguientes imágenes serán un auxiliar en la identificación de la

regionalización corporal de estos organismos.

Fig. 1. Malacostráceo. A. Vista lateral del cuerpo.

B. Apéndice torácico. (Ambas según Calman).

Fig. 2. Livoneca vulgaris. Vistas ventral (izquierda) y dorsal (derecha). Cefalotórax (Ce) (cabeza y primer segmento torácico), pereión (Pe), (segmentos torácicos 2-7), pleón (Pl), segmentos abdominales 1-6), telson (T) y urópodos (U).

109

PRODUCTOS I.- Esquemas (1): A) Elaboración de esquemas de un isópodo parásito de peces señalando y

nombrando:



B) Elaboración de un esquema del ciclo de vida de un isópodo.

II. Preguntas de repaso: 1. Cuál es el nombre del órgano de sujeción de los isópodos.

2. Menciona los hospederos en los que se encuentran los isópodos.

3. Cuál es el nombre de las larvas de los isópodos en su ciclo de vida.

4. Menciona cuáles fases son de vida libre y cuáles son parásitas en sus hospederos.

5. Menciona una enfermedad en los peces causadas por los isópodos en una

piscicultura y haz una propuesta de una posible medida de control. ESTRATEGIAS DE APRENDIZAJE Y EVALUACIÓN



los de los isópodos




nombres (50%)


isópodos



isópodos


(20%)

110










111

ANEXO I

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR

REGLAMENTO GENERAL DE LOS LABORATORIOS DE DOCENCIA DE LA UABCS

ELABORADO POR: DEPARTAMENTO DE LABORATORIOS

Revisado y Modificado por la comisión conformada en el Consejo Académico del Área de Conocimiento de Ciencias del Mar:

M. en C. María del Carmen Gómez del Prado Rosas

M. en C. Ernesto Ramos Velázquez Biol. Mar. Marco Antonio Medina López

Aprobado por el Consejo Académico del Área de Conocimiento de Ciencias del Mar

Según Acuerdo No. CA-ACCM-08-II-10/18-11-10/16 del Acta No. 08/2010

de la sesión ordinaria celebrada el 18 de noviembre del 2010,

112

CAPÍTULO I: DISPOSICIONES GENERALES

Artículo 1. El presente reglamento deberá aplicarse en todos los laboratorios de

docencia de la Universidad Autónoma de Baja California Sur.

Las normas derivadas de este reglamento, se establecen de manera general para todos los

laboratorios, con el fin de que el trabajo que se desarrolle en cada uno de ellos, se lleve a

cabo de manera eficiente, ordenada y segura.

Artículo 2. El personal que integra el departamento de los laboratorios estará formado

por:

a) Jefe de laboratorios b) Un laboratorista por cada laboratorio c) Dos trabajadores que constituyen el personal de mantenimiento, que estarán a

cargo y autorizados para realizar el préstamo de material o equipo que se encuentre en el Centro de Instrumentos

d) Una secretaria

Artículo 3. Son usuarios de los laboratorios:

a) Alumnos b) Profesores de tiempo completo, medio tiempo y de asignatura de la UABCS c) Ayudantes Académicos

Artículo 4. Estarán adscritos todos los laboratorios de docencia registrados en el

departamento de laboratorios.

Artículo 5. Los reactivos y material básico necesarios para cada práctica de laboratorio

se proporcionarán en función de las necesidades especificadas en la práctica

correspondiente en el manual de prácticas de cada asignatura.

CAPÍTULO II: DE LOS DERECHOS Y OBLIGACIONES DE LOS ALUMNOS:

Artículo 6. Los alumnos podrán asistir a los laboratorios, solamente con la presencia del

profesor titular y/o el ayudante académico (cuando se tenga), los cuales estarán obligados

113

a permanecer en el laboratorio hasta la finalización de la práctica, los días y horas que les

correspondan de acuerdo al horario previamente establecido por el departamento

académico respectivo, para el desarrollo de la práctica.

Artículo 7. Los alumnos deberán retirarse del laboratorio al término de cada práctica.

Estos no deberán permanecer en él bajo ninguna circunstancia.

Artículo 8. Los alumnos no podrán ingresar a los laboratorios con acompañantes ajenos

al grupo que está desarrollando la práctica a menos que el profesor y/o el ayudante lo

permitan.

Artículo 9. Los alumnos tienen derecho a realizar su trabajo de laboratorio en

condiciones adecuadas y bajo la conducción eficiente del profesor titular.

Artículo 10. Los alumnos tienen el derecho de que la Universidad surta los reactivos

químicos, el material y equipo para el desarrollo de las prácticas, previa solicitud del

profesor, con excepción de medicamentos y productos perecederos los cuales serán

responsabilidad de los alumnos.

Artículo 11. Los alumnos podrán usar para el desarrollo de las prácticas los equipos que

el profesor titular defina.

Artículo 12. Los alumnos son responsables del cuidado del material y/o equipo

proporcionado por la o el laboratorista, dicho material debe cumplir con lo especificado

por el profesor de la asignatura.

Artículo 13. Cualquier daño que sufra el material y/o equipo por mal uso obliga a los

alumnos a la reposición del mismo.

Artículo 14. Los alumnos están obligados a regresar el material y/o equipos limpios,

después del término de la práctica.

114

Artículo 15. Los alumnos contarán con una fecha límite que no exceda el término del

semestre en curso, para la reposición del material y/o equipo dañado. El incumplimiento

de esta disposición hará que el alumno pierda el derecho a la inscripción del siguiente

semestre. En el caso de ser alumno de octavo semestre no podrá concluir con sus trámites

de titulación.

Artículo 16. Todo aquel material encontrado dentro de hornos, muflas, estufas,

refrigeradores y congeladores, sin previa solicitud y sin los datos de identificación como

son: nombre del usuario, fecha, periodo de almacenamiento, grupo y materia, será

desechado en un plazo de 15 días naturales a partir de que se encuentre y en el caso de que

tenga alguna referencia del profesor o la asignatura se le notificará al profesor y/o

ayudante académico, que tienen los 15 días naturales para desalojarlos.

Artículo 17. Todo producto que requiera refrigeración deberá colocarse en cajas

adecuadas para tal fin, perfectamente cerradas y etiquetadas con los datos personales del

usuario, el periodo de almacenamiento del producto, grupo y materia. Si no reúne los

requisitos antes mencionados será desechado.

CAPÍTULO III: DE LOS DERECHOS Y OBLIGACIONES DEL PERSONAL ACADÉMICO Y

ADMINISTRATIVO

Artículo 18. Los profesores que requieran del uso de laboratorio, podrán utilizarlo

durante el semestre lectivo, siempre y cuando la asignatura así lo requiera.

Artículo 19. El profesor y/o laboratorista supervisarán que el uso que se dé a los

reactivos y equipo por los estudiantes sea el adecuado.

Artículo 20. El profesor y/o laboratorista verificarán antes de finalizar la práctica que

todos los frascos de reactivo vacíos o con sobrantes se coloquen en la charola de reactivos.

115

Artículo 21. El profesor y/o laboratorista deberán entregar un reporte al finalizar cada

práctica, en caso de que existan anomalías en las condiciones generales de limpieza del

laboratorio, condiciones de los reactivos, estado de los equipos, dispositivos de seguridad y

servicios.

Artículo 22. El profesor, ayudante académico y/o laboratorista se responsabilizarán del

área donde se realiza la práctica.

Artículo 23. El profesor, ayudante académico y/o laboratorista de la asignatura durante

su estadía en el laboratorio controlará la disciplina y asistencia de los alumnos.

Artículo 24. En el laboratorio, el profesor no permitirá la permanencia de personas ajenas

al grupo que esté desarrollando la práctica sin su autorización.

Artículo 25. El profesor de la asignatura con laboratorio propondrá prácticas probadas

que utilicen un tiempo acorde al especificado para cada materia.

Artículo 26. El profesor, ayudante académico y el laboratorista deberán permanecer en el

área de trabajo durante las sesiones de prácticas de docencia y de investigación. Por

ningún motivo abandonarán el laboratorio mientras esté en sesión una práctica.

CAPÍTULO IV: DE LA SEGURIDAD EN LOS LABORATORIOS.

Artículo 27. Los alumnos, laboratoristas y profesores tendrán como requisito obligatorio

el uso de bata de tela de algodón y anteojos de seguridad (este último, cuando así se

requiera) para realizar sus actividades en el laboratorio.

Artículo 28. Los alumnos y profesores deberán seguir las disposiciones de la Comisión de

Seguridad e Higiene de la institución, que se determinen como obligatorias, de acuerdo al

tipo de práctica y material que se maneje (guantes, cofias, cubre bocas, mascarilla, etc.)

116

Artículo 29. Cada alumno es responsable de su propia seguridad, por lo que es

indispensable que conozca, antes de cada práctica, las propiedades físicas y químicas,

peligros y medidas de prevención de los reactivos con los que trabaje, así como el equipo

de protección y primeros auxilios en caso de accidente. (Ejemplo: Hojas de seguridad de

reactivos químicos y materiales). Los profesores, ayudantes académicos y laboratoristas

deberán poner especial atención de que los alumnos conozcan esta información y verificar

que hayan sido informados.

Artículo 30. Los alumnos, profesores, ayudantes académicos y laboratoristas no podrán:

• Fumar en ningún área de las instalaciones del laboratorio • Ingerir alimentos y bebidas dentro de los laboratorios • Utilizar zapatos abiertos, como sandalias, gorras o sombreros • Utilizar indebidamente el equipo y material. • Utilizar aparatos móviles de telefonía o de sonido. • Retirar o alterar el mobiliario de las áreas de laboratorio, de apoyo y anexos • Realizar cualquier otra actividad que no esté relacionada con las actividades

académicas y/o de investigación • Usar lentes de contacto en los laboratorios que se manejen productos químicos que

puedan dañar a éstos • Usar faldas o pantalones cortos (shorts).

Artículo 31. Todas las sustancias, equipos, materiales y otros deberán ser manejados con

el máximo cuidado, atendiendo a las indicaciones de los manuales de uso o de los manuales

de seguridad, según el caso. Además deberán estar correctamente etiquetados y

almacenados en un lugar libre de atmósferas corrosivas. El mantenimiento preventivo de

los equipos del laboratorio deberá ser programado y solicitado al laboratorista.

Artículo 32. Los alumnos, ayudantes académicos, profesores y laboratoristas deberán

conocer el área de los laboratorios y sus respectivas salidas de emergencia, así como la

ubicación y uso del equipo de seguridad: extintores, regaderas de presión, estación

lavaojos, mantas de seguridad, botiquín, etc.

117

Artículo 33. Las puertas de acceso y salidas de emergencia deberán estar siempre libres

de obstáculos, accesibles y en posibilidad de estar utilizados ante cualquier eventualidad.

El laboratorista responsable deberá verificar esto, al inicio de cada sesión de prácticas.

Artículo 34. Las regaderas de emergencia deberán contar con el drenaje correspondiente,

funcionar correctamente, estar más alejadas posible de las instalaciones o controles

eléctricos y libres de todo obstáculo que impida su correcto uso. El laboratorista deberá

verificar esto, por lo menos una vez cada semana.

Artículo 35. Los extintores de incendios deberán ser de CO² o de polvo químico seco,

según lo determine la comisión mixta de seguridad e higiene de la universidad. Los

equipos deberán recargarse cuando sea necesario, de conformidad con los resultados de la

revisión o por haber sido utilizados.

Artículo 36. Los sistemas de extracción de gases deberán mantenerse siempre sin

obstáculos que impidan función, deberán de evaluarse al menos una vez cada mes, y

deberán recibir el mantenimiento preventivo o correctivo que los responsables de cada

área soliciten.

Artículo 37. Tanto los sistemas de suministro de agua corriente como de drenaje, deberán

de recibir el mantenimiento preventivo o correctivo que los responsables de cada área

soliciten.

Artículo 38. Los lugares en los que se almacenan reactivos, disolventes, equipo material,

medios de cultivo, y todo aquello relacionado o necesario para el trabajo del laboratorio

que se lleve a cabo, estarán sujetos a este reglamento en su totalidad.

Artículo 39. Para transferir líquidos con pipetas, deberá utilizarse la llenadota

(pipeteador) correspondiente. Queda prohibido pipetear con la boca.

118

Artículo 40. El profesor, ayudante académico y/o laboratorista verificarán las

condiciones de seguridad, para la realización de cada práctica, a falta de alguna se podrá

suspenderá la misma, con aviso a la jefatura de laboratorios.

Artículo 41. El profesor, ayudante académico y/o laboratorista se responsabilizarán

sobre las condiciones de trabajo y seguridad, para lo cual deberán indicar en sus

requisiciones los puntos críticos de seguridad en cada práctica que realicen y deberán

hacer énfasis con sus alumnos sobre estos puntos antes de iniciar la misma.

Artículo 42. Los alumnos, ayudantes académicos y profesor, notificarán de inmediato al

laboratorista cualquier fuga de gas, de agua o falla eléctrica detectada.

Artículo 43. Los controles maestros de energía eléctrica y suministro de gas para cada

laboratorio deberán estar señalados adecuadamente en el laboratorio de manera tal que

sean identificados fácilmente.

Artículo 44. Los profesores, ayudantes académicos y laboratoristas darán instrucciones a

los alumnos y supervisarán que el desecho de reactivos de la práctica se haga de forma

correcta, de acuerdo a los procedimientos establecidos.

Artículo 45. Los laboratoristas supervisarán que ningún equipo utilizado se quede

conectado a la red eléctrica o al suministro de gas.

Artículo 46. Cada laboratorio deberá contar con un botiquín de primeros auxilios. El

laboratorista deberá verificar, al menos una vez cada semana, el contenido del botiquín,

para proceder a reponer los faltantes, a solicitud del responsable del laboratorio y su

reposición no deberá de exceder de 10 días hábiles a su solicitud.

El siguiente complemento a este artículo está basado en el Manual de Primeros Auxilios de

la Cruz Roja Mexicana, el cual debe tener las siguientes características: Fácil transporte,

visible y de fácil acceso, que sea identificable con una cruz roja visible, de peso no excesivo,

119

sin candados o dispositivos que dificulten el acceso a su contenido y con un listado del

contenido. Todo el material que a continuación se detalla es básico y debe existir en

cualquier botiquín.

• Torundas de alcohol • Gasas de 5 x 5 cm • Compresas de gasas de 10 x 10 cm • Tela adhesiva • Vendas de rollo elásticas de 5 cm x 5 m • Vendas de rollo elásticas de 10 cm x 5 m • Abatelenguas • Vendas adhesivas • Benzal • Tintura de Yodo (Isodine espuma) • Jabón neutro líquido • Vaselina • Alcohol • Tijeras rectas • Pinzas de disección sin dientes • Termómetro • Ligadura de hule • Jeringas desechables • Medicamentos: a criterio del médico del servicio de urgencias y se usará bajo

estricto control del médico.

La administración universitaria proporcionará un equipo completo las veces que sean

necesarias a todos los laboratorios, a solicitud del responsable del laboratorio.

Artículo 47. Los alumnos deberán de reportar de inmediato a su profesor, ayudante

académico y/o laboratorista, cualquier accidente. El profesor deberá canalizar al alumno

accidentado para que reciba los primeros auxilios y/o atención médica (Servicios Médicos

Universitarios, ext. 1380), según el caso y reportarlo a la jefatura de laboratorios.

Artículo 48. Cuando se presente un accidente en un laboratorio se llevará a cabo una

investigación por parte de la jefatura de laboratorios, donde se integrarán los involucrados

y las causas probables del incidente. La jefatura de laboratorios se podrá auxiliar con las

personas que disponga la universidad para su esclarecimiento y sanción correspondiente.

120

Artículo 49. No se permitirán visitas extraoficiales en los laboratorios por parte de los

alumnos, profesores o laboratoristas a menos que el profesor y/o ayudante académico lo

autoricen. Queda estrictamente prohibida la presencia de menores de edad en las áreas de

trabajo donde se utilicen sustancias químicas.

CAPÍTULO V: DE LAS RESPONSABILIDADES Y SANCIONES.

Artículo 50. Cualquier alteración a las condiciones de seguridad o en el cumplimiento del

presente reglamento, deberá ser reportado al responsable correspondiente.

Artículo 51. Todo personal académico, administrativo y alumnos que tengan relación con

los laboratorios, tendrán la obligación de conocer el presente reglamento, el cual deberá

ser acatado en su totalidad y, deberá ser colocado en lugar visible en cada laboratorio.

Artículo 52. Las personas a las que se sorprenda haciendo mal uso de los equipos,

materiales, instalaciones, etc., propias de los laboratorios, de todo aquello mencionado en

el artículo 3 del presente reglamento, o de las señalizaciones instaladas para protección

civil, serán sancionadas conforme a la legislación Universitaria, según la gravedad de la

falta cometida.

Artículo 53. En el caso de los alumnos, las sanciones aplicables serán las que decida el H.

Consejo Académico del Área de Conocimiento (previa solicitud oficial del jefe de

departamento de laboratorios) conforme a las disposiciones de la Legislación Universitaria.

Artículo 54. Tratándose de personal académico y administrativo, se levantarán actas

correspondientes y se dictarán las sanciones conforme a las disposiciones de la Legislación

Universitaria (amonestación o suspensión temporal sin goce de sueldo o destitución) y/o

la Ley Federal del Trabajo o lo que aplique; esto mediante la autoridad responsable.

Artículo 55. Cada laboratorio deberá asimismo tener un Reglamento Interno de

121

Seguridad e Higiene, siendo este complementario del presente reglamento, en tanto no lo

contravengan. Será responsabilidad del jefe del departamento de laboratorios vigilar su

cumplimiento.

TRANSITORIOS

Artículo primero. La presente normatividad entrará en vigor al día siguiente de su

publicación.

Artículo segundo. Cualquier reforma al presente reglamento deberá ser aprobada por el

Consejo Académico del Área de Conocimiento que corresponda.

Artículo tercero. Todas aquellas cuestiones que no estén señaladas específicamente en

el presente reglamento, deberán ser resueltas por la jefatura del departamento de

laboratorios con la opinión de la instancia en la que se encuentra integrado dicho

departamento y Protección Civil.

Por la Comisión:

M. en C. María del Carmen Gómez del Prado

Rosas Profesora-Investigadora adscrita al Departamento

Académico de Biología Marina

M. en C. Ernesto Ramos Velázquez Jefe del Departamento Académico de Geología Marina

Biol. Mar. Marco Antonio Medina López Jefe del Departamento Académico de Biología Marina

122

Por el Consejo Académico del Área de Conocimiento de Ciencias del Mar

M. en SC. Jesús Andrés Sandoval Bringas Secretario Académico Administrativo del Consejo

Ing. Manuel Oseguera Cházaro Jefe del Departamento Académico de Ing. en Pesquerías

Dr. Carlos Rangel Dávalos Consejero Académico “Titular” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Biología

Marina.

M. en C. Marta Dolores Vicencio Aguilar Consejero Académico “Suplente” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Biología

Marina.

Dra. Mara Yadira Cortés Martínez Consejera Académica “Titular” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Geología

Marina.

M. en C. Genaro Martínez Gutiérrez Consejero Académico “Suplente” Representante de los


Marina.

M.C. Miguel Ángel Ojeda Ruiz de la Peña Consejero Académico “Titular” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Ingeniería

en Pesquerías.

Dr. Marco Antonio Cadena Roa Consejero Académico “Suplente” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Ingeniería

en Pesquerías.

M. en SC. Jaime Suárez Villavicencio Consejero

Académico “Titular” Representante de los Profesores

del Departamento Académico de Sistemas

Computacionales.

C. Diana Paola Gómez Sánchez Consejero Académico “Titular” Representante de los


Marina.

123

C. David Valdéz Sánchez Consejero Académico “Titular” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Sistemas

Computacionales.

C. Eder Omar Salomón Aguilar Consejero Académico “Suplente” Representante de los

Profesores del Departamento Académico de Sistemas

Computacionales.

universidad autÓnoma de baja california sur · la palabra “parásito”, derivada de las voces...

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