tesis de investigaciÓn como requisito previo para la

UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR

SISTEMA DE POSTGRADO UNIVERSIDAD AGRARIA DEL

ECUADOR

PROGRAMA DE MAESTRIA EN PROCESAMIENTO DE

ALIMENTOS

TESIS DE INVESTIGACIÓN COMO REQUISITO PREVIO PARA LA

OBTENCION DEL TITULO DE

MAGISTER EN PROCESAMIENTO DE ALIMENTOS

TEMA

PROCESO BIOTECNOLÓGICO PARA OBTENER FIBRA

DIETETICA A PARTIR DE LA CÁSCARA DE BANANO

MADURO (Musa paradisiaca)

ING. CARLOS JULIO KAM CHIA

GUAYAQUIL, ECUADOR

2016

ii

SISTEMA DE POSTGRADO UNIVERSIDAD AGRARIA

DEL ECUADOR

CERTIFICACIÓN Yo, Ing. Luis Alfredo Calle Mendoza M. Sc., Docente de la Universidad Agraria del

Ecuador, en mi calidad de Director CERTIFICO QUE: He revisado la Tesis de

Investigación titulada: ”PROCESO BIOTECNOLÓGICO PARA OBTENER FIBRA

DIETÉTICA A PARTIR DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO (MUSA

PARADISIACA)”, la misma que ha sido elaborada y presentada por el Egresado,

CARLOS JULIO KAM CHIA; el cual cumple con los requisitos técnicos y legales

exigidos por la Universidad Agraria del Ecuador para este tipo de estudios.

Atentamente, ______________________________ Ing. Luis Alfredo Calle Mendoza M. Sc. Director de Tesis Guayaquil, 26 de Abril de 2016

iii

UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR

SISTEMA DE POSTGRADO UNIVERSIDAD AGRARIA

DEL ECUADOR

TEMA:

”PROCESO BIOTECNOLÓGICO PARA OBTENER FIBRA DIETÉTICA A PARTIR DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO (MUSA PARADISIACA)”

AUTOR

CARLOS JULIO KAM CHIA

TESIS DE INVESTIGACION

APROBADA Y PRESENTADA AL CONSEJO DE POSTGRADO COMO REQUISITO PREVIO A LA OBTENCION DEL TITULO DE MAGISTER SCIENTIAE EN PROCESAMIENTO DE ALIMENTOS

TRIBUNAL DE SUSTENTACION

_________________________ Dr. Freddy Arcos Ramos M. Sc.

PRESIDENTE

___________________________ __________________________ Dra. Emma Jácome Murillo M. Sc. Ing. Santo Borbor Suárez M. Sc. EXAMINADOR PRINCIPAL EXAMINADOR PRINCIPAL ________________________________

Ing. Pablo Núñez Rodríguez M. Sc. EXAMINADOR SUPLENTE

iv

AGRADECIMIENTO

Agradezco a la Universidad Agraria del Ecuador, a su Rectora Ing. Martha

Bucaram de Jorgge M. Sc., Director del SIPUAE el Dr. Dédime Campos Quinto

M. Sc., Oficina del Voluntariado a la Lcda. Beatriz Bucaram de Amador y a todos

los docentes de los módulos de la Maestría en Procesamiento de Alimentos, por

darme la oportunidad de progresar académicamente.

Especial mención al Ing. Luis Calle Mendoza M. Sc., sus guias en la dirección de

esta tesis fueron invaluables y también la paciente colaboración para atender las

diferentes consultas efectuadas.

Al Ing. Humberto Ayala Armijos M. Sc., por compartir sus conocimientos en el

área de biotecnología y al Tecnólogo en Alimentos Luis Carpio Figueroa, por su

cooperación en la utilización de la Planta Piloto de Alimentos, funcionarios de la

Unidad Académica de Ciencias Químicas y de la Salud de la Universidad Técnica

de Machala.

Al Econ. Alex Ibarra Velásquez M. Sc., profesor de Estadística de la Universidad

Agraria del Ecuador, por sus observaciones en la revisión del diseño experimental

de este trabajo de investigación.

A la Empresa CONFOCO S.A. de la provincia de El Oro, en las personas del Dr.

Bismark Castro Pastor y Dr. Milton Ordoñez, por todas las facilidades para la

entrega de la materia prima.

v

DEDICATORIA

Con inmenso cariño a mis recordados padres, Jacinto y Ana, mi tía

abuela Sarita y hermano Washington, que siempre están presentes en

mi corazón y pensamiento.

A mi esposa Elsa, fiel compañera de toda la vida y a mis hijos Ana

Victoria y Carlos Julio, porque en ellos siempre encontré compresión y

apoyo incondicional.

Este trabajo es para todos ustedes.

vi

DERECHO Y RESPONSABILIDAD

La responsabilidad de la presente tesis de investigación corresponde única y

exclusivamente al autor y sus derechos pertenecen a la Universidad Agraria del

Ecuador

__________________________ Ing. CARLOS JULIO KAM CHIA

C.I.: 0700600984

vii

RESUMEN

El objetivo de esta investigación fue obtener fibra dietética de la cáscara de banano maduro mediante un proceso biotecnológico. Se desarrolló la hidrólisis enzimática en bioreactores experimentales de 4 L, preparando nueve medios de cultivo formados por diferentes composiciones de sustrato (35%, 40% y 45% peso de cáscara molida) e inoculados con conidias del hongo Aspergillus niger en distintas concentraciones (3g/L, 4 g/L y 5 g/L), incubándose por 60 horas a temperatura ambiente. Cada 12 horas se determinaron datos de oxígeno disuelto, pH y producción de glucosa. La prueba de rango múltiple de Tukey (nivel de significancia del 95%), para un arreglo factorial de 3x3 completamente al azar, con 3 repeticiones para cada tratamiento, demostró diferencias significativas, resultando con la mayor media (11,91%) de polvo de cáscara de banano maduro, la combinación de sustrato al 45% peso y de inóculo con 4 g/L. Análisis de laboratorio en este producto final, certificaron la presencia de fibra dietética (54,19% de fibra dietética insoluble y 2,99% de fibra dietética soluble), además de ser inocua para incorporarse a una matriz alimenticia.

Palabras clave: cáscara de banano maduro, fibra dietaría, hidrólisis

enzimática, Aspergillus niger, enzimas.

viii

SUMMARY

The objective of this research was to obtain dietary fiber shell ripe banana through

a biotechnology process. It developed enzymatic hydrolysis in experimental

bioreactors 4L, preparing nine culture media consisting of different substrate

compositions (35%, 40% and 45% weight of ground peel) and inoculated with

conidia of the fungus Aspergillus niger in different concentrations (3 g/L, 4 g/L and

5 g/L), incubated for 60 hours at room temperature. Every 12 hours were

determined data dissolved oxygen, pH and glucose production. The multiple range

test of Tukey (significance level of 95%) for a 3x3 factorial completely randomized

with 3 replications for each treatment, it showed significant differences, resulting in

the highest average (11.91%) of powder ripe banana peel, the combination of

substrate and 45% weight inoculum with 4 g / L. Laboratory analysis in this final

product, certified the presence of dietary fiber (54.19% insoluble dietary fiber and

2.99% soluble dietary fiber); besides being innocuos for incorporated a food

matrix.

Keywords: ripe banana peel, dietary fiber, enzymatic hydrolysis, aspergillus

niger, enzymes.

ix

INDICE DE CONTENIDO

CERTIFICACIÓN ..................................................................................................... ii

AGRADECIMIENTO ................................................................................................ iv

DEDICATORIA ........................................................................................................ v

DERECHO Y RESPONSABILIDAD ........................................................................ vi

INTRODUCCION .................................................................................................... 1

1.1 CARACTERIZACIÓN DEL TEMA ..................................................................... 2

1.2 PLANTEAMIENTO DE LA SITUACIÓN PROBLÉMICA.................................... 2

1.3 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ............................................................... 3

1.4 OBJETIVOS ...................................................................................................... 4

1.4.1 Objetivo General ........................................................................................... 4

1.4.2 Objetivos Específicos ................................................................................... 4

1.5 HIPÓTESIS ....................................................................................................... 4

1.5.1 Hipótesis de investigación ............................................................................ 4

1.5.2 Hipótesis nula ............................................................................................... 4

1.6 APORTE TEORICO .......................................................................................... 4

1.7 APLICACIÓN PRÁCTICA ................................................................................. 5

1.8 ACTUALIDAD CIENTÍFICA .............................................................................. 6

2. CAPITULO 1 ....................................................................................................... 7

MARCO TEÓRICO .................................................................................................. 7

2.1 ESTADO DEL ARTE ....................................................................................... 7

2.2 BASES CIENTÍFICAS Y TEÓRICAS DE LA TEMÁTICA .............................. 8

2.3 CÁSCARA DE BANANO MADURO .................................................................. 8

2.3.1 Composición de la Cáscara de Banano Maduro ........................................... 9

2.3.1.1 Celulosa ................................................................................................. 9

2.3.1.2 Hemicelulosa ........................................................................................ 10

x

2.3.1.3 Lignina .................................................................................................. 11

2.3.1.4 Sustancias Pécticas ............................................................................ 12

2.3.1.5 Almidón ................................................................................................ 13

2.3.1.6 Sustancias de bajo peso molecular ...................................................... 13

2.3.2 Usos de la Cáscara de Banano Maduro ..................................................... 14

2.4 FIBRA DIETARIA ............................................................................................ 16

2.4.1 Composición de la Fibra Dietaría ................................................................ 17

2.4.2 Usos de la Fibra Dietaría ............................................................................ 18

2.4.3 Métodos de Obtención de Fibra Dietaría de la Cáscara de Banano

Maduro ........................................................................................................ 19

2.4.4 Análisis de la Fibra Dietaría ........................................................................ 21

2.4.4.1 Análisis Químico ................................................................................... 21

2.4.4.2 Análisis Microbiológico ........................................................................ 22

2.5 HONGOS ........................................................................................................ 22

2.6 ASPERGILLUS NIGER ................................................................................... 24

2.6.1 Morfología ................................................................................................... 26

2.6.2 Metabolismo ............................................................................................... 28

2.7 ENZIMAS ........................................................................................................ 29

2.7.1 Celulasas .................................................................................................... 29

2.7.2 Interacción Enzima-Sustrato ....................................................................... 31

2.7.3 Alfa Amilasa ................................................................................................ 32

2.7.4 Glucoamilasas ............................................................................................ 32

2.8 DIAGRAMA DE FLUJO PARA LA OBTENCIÓN DE POLVO DE FIBRA

DIETARIA A PARTIR DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO ................. 34

2.8.1 Descripción del Proceso ............................................................................. 35

3. CAPITULO 2 ..................................................................................................... 37

ASPECTOS METODOLÓGICOS .......................................................................... 37

3.1 MÉTODOS ...................................................................................................... 37

xi

3.1.1 Modalidad y Tipo de Investigación .............................................................. 37

3.1.2 Métodos ...................................................................................................... 37

3.1.3 Variables ..................................................................................................... 38

3.1.4 Estadística Inferencial ................................................................................ 38

3.1.5 Población y Muestra ................................................................................... 39

3.1.6 Técnicas ..................................................................................................... 39

3.1.6.1 Métodos analíticos utilizados ................................................................ 40

3.2.7 Recursos ..................................................................................................... 43

3.2.7.1 Lugar de la Investigación .................................................................... 43

3.2.7.2 Recursos Humanos .............................................................................. 44

3.2.7.3 Recursos Físicos .................................................................................. 44

3.2.7.4 Equipos y Materiales ............................................................................ 44

3.2.7.5 Reactivos .............................................................................................. 45

3.2.7.6 Varios ................................................................................................... 45

3.2.8 Cronograma de Actividades ........................................................................ 46

4. RESULTADOS .................................................................................................. 47

4.1 PROTOCOLO PARA LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE

BANANO MADURO UTILIZANDO EL HONGO ASPERGILLUS NIGER. ...... 47

4.2 MEDICIÓN DEL pH DURANTE EL TIEMPO DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA

DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO ................................................... 50

4.3 MEDICIÓN DEL OXÍGENO DISUELTO DURANTE EL TIEMPO DE

HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO........ 50

4.4 PRODUCCIÓN DE GLUCOSA DURANTE EL TIEMPO DE HIDRÓLISIS

ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO. .......................... 51

4.5 PORCENTAJE DE OBTENCIÓN DE POLVO DE FIBRA DIETETICA EN

LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO. . 51

4.6 MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD DEL AGUA .................................................... 52

xii

4.7 ANALISIS ESTADISTICO DE LOS 9 TRATAMIENTOS DE HIDRÓLISIS

ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO ............................ 52

4.8 ANALISIS QUÍMICO Y MICROBIOLÓGICO DE LA FIBRA DIETÉTICA

OBTENIDA ...................................................................................................... 53

4.9 PRUEBA DE HIPÓTESIS ............................................................................... 53

5. DISCUSIÓN ...................................................................................................... 55

6. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .................................................... 57

7. BIBLIOGRAFÍA CITADA .................................................................................. 59

8. ANEXOS ........................................................................................................... 67

9. APÉNDICE ....................................................................................................... 91

xiii

INDICE DE ANEXOS

ANEXO 1: Estructura Química de la Celulosa...................................................... 67

ANEXO 2: Estructura Química de la Hemicelulosa .............................................. 67

ANEXO 3: Estructura Química de la Lignina ........................................................ 68

ANEXO 4: Estructura Química de la Pectina........................................................ 68

ANEXO 5: Estructura Química de la Amilosa y Amilopectina............................... 68

ANEXO 6: Característica microscópica Conidióforo del Aspergillus niger ........... 69

ANEXO 7: Acción de la celulasa sobre la celulosa .............................................. 69

ANEXO 8: Interacción enzima-sustrato ................................................................ 70

ANEXO 9: Medición del pH en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento A1B1 ... 70

ANEXO 10: Medición del pH en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento A1B2 .. 71








ANEXO 18: Medición del Oxígeno Disuelto (mg/L) en la Hidrólisis Enzimática del

Tratamiento A1B1 ............................................................................. 75


Tratamiento A1B2 ............................................................................. 75


Tratamiento A1B3 ............................................................................. 76


Tratamiento A2B1 ............................................................................. 76


Tratamiento A2B2 ............................................................................. 77


Tratamiento A2B3 ............................................................................. 77


Tratamiento A3B1 ............................................................................. 78


Tratamiento A3B2 ............................................................................. 78


Tratamiento A3B3 ............................................................................. 79

ANEXO 27: Producción de Glucosa (g/L) en la Hidrólisis Enzimática del

Tratamiento A1B1 ............................................................................ 79


Tratamiento A1B2 ............................................................................ 80


Tratamiento A1B3 ............................................................................. 80

xiv


Tratamiento A2B1 ............................................................................ 81


Tratamiento A2B2 ............................................................................ 81


Tratamiento A2B3 ............................................................................. 82


Tratamiento A3B1 ............................................................................. 82


Tratamiento A3B2 ............................................................................. 83


Tratamiento A3B3 ............................................................................. 83

ANEXO 36: Informe de análisis químico de Laboratorios AVVE .......................... 84

ANEXO 37: Colocando cáscaras de banano maduro en canastilla escaldador ... 85

ANEXO 38: Temperatura en el escaldado ........................................................... 85

ANEXO 39: Molienda inicial de cáscaras de banano maduro .............................. 86

ANEXO 40: Reactores experimentales de 4L ...................................................... 86

ANEXO 41: Medición de glucosa en Espectrofotómetro UV visible ..................... 87

ANEXO 42: Medición del pH con Multiparámetro ................................................. 87

ANEXO 43: Secado del residuo de la hidrólisis enzimática ................................. 88

ANEXO 44: Pesando deshidratado de cáscara de banano maduro ..................... 88

ANEXO 45: Determinación actividad del agua ..................................................... 89

ANEXO 46: Envasado del Polvo de Fibra Dietética ............................................. 89

ANEXO 47: Incubadora con Cajas Petri ............................................................... 90

ANEXO 48: Polvo de Fibra Dietética .................................................................... 90

xv

INDICE DE FIGURAS

FIGURA N° 1: Estructura Química de la Celulosa ................................................ 67

FIGURA N° 2: Estructura Química de la Hemicelulosa ........................................ 67

FIGURA N° 3: Estructura Química de la Lignina .................................................. 68

FIGURA N° 4: Estructura Química de la Pectina .................................................. 68

FIGURA N° 5: Estructura Química de la Amilosa y Amilopectina......................... 68

FIGURA N° 6: Característica microscópica Conidióforo del Aspergillus niger ..... 69

FIGURA N° 7: Acción de la celulasa sobre la celulosa ........................................ 69

FIGURA N° 8: Interacción enzima-sustrato .......................................................... 70

FIGURA N° 9: Medición del pH en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento

A1B1 (A1 = 35% peso sustrato, B1 = 3 g/L inóculo) ...................... 70


A1B2 (A1 = 35% peso sustrato, B2 = 4 g/L inóculo) ..................... 71


A1B3 (A1 = 35% peso sustrato, B3 = 5 g/L inóculo). ...................... 71










A3B2 (A3 = 45% peso sustrato, B2= 4 g/L inóculo) ..................... 74



FIGURA N° 18: Medición del Oxígeno Disuelto (mg/L) en la Hidrólisis Enzimática

del Tratamiento A1B1 (A1 =35% peso sustrato, B1 =3 g/L inóculo) . 75


del Tratamiento A1B2 (A1 =35% peso sustrato, B2 = 4 g/L inóculo) . 75

FIGURA N° 20: Medición del Oxígeno Disuelto (mg/L) en la Hidrólisis Enzimátical










xvi


del Tratamiento A3B2 (A3 = 45% peso sustrato, B2= 4 g/L inóculo).. 78



FIGURA N° 27: Producción de Glucosa (g/L) en la Hidrólisis Enzimática del

Tratamiento A1B1 (A1 = 35% peso sustrato, B1 = 3 g/L inóculo) ...... 79


Tratamiento A1B2 (A1 = 35% peso sustrato, B2 = 4 g/L inóculo). .... 80


Tratamiento A1B3 (A1 = 35% peso sustrato, B3 = 5 g/L inóculo). ..... 80













FIGURA N° 36: Informe de análisis de Laboratorios AVVE ................................. 84

FIGURA N° 37: Colocando la cáscara de banano maduro en canastilla del

escaldador ....................................................................................... 85

FIGURA N° 38: Temperatura en el escaldado ..................................................... 85

FIGURA N° 39: Molienda inicial de la cáscara de banano maduro ...................... 86

FIGURA N° 40: Reactores experimentales de 4 L ............................................... 86

FIGURA N° 41: Medición de glucosa en Espectrofotómetro UV visible ............... 87

FIGURA N° 42: Medición del pH con Multiparámetro ........................................... 87

FIGURA N° 43: Secado del residuo de la hidrólisis enzimática ........................... 88

FIGURA N° 44: Pesando deshidratado de cáscara de banano maduro ............... 88

FIGURA N° 45: Determinación actividad del agua ............................................... 89

FIGURA N° 46: Envasado del Polvo de Fibra Dietética ....................................... 89

FIGURA N° 47: Incubadora con Cajas Petri ......................................................... 90

FIGURA N° 48: Polvo de Fibra Dietética .............................................................. 90

xvii

INDICE DE TABLAS

TABLA N° 1. Diseño Experimental de la Hidrólisis Enzimática de la Cáscara de

Banano Maduro ............................................................................. 91

TABLA N° 2. Actividad de agua de la fibra dietética obtenida ............................. 91

TABLA N° 3. Análisis de Varianza ....................................................................... 92

TABLA N° 4. Comparación múltiple de tratamientos (Tukey) ............................... 92

1

INTRODUCCION

En nuestro planeta, el desarrollo y el progreso tecnológico han originado

distintas formas de contaminación que alteran el equilibrio del medio ambiente,

desde las más grandes como los derrames de petróleo, residuos agroindustriales

y más pequeñas como el humo del cigarrillo, los ruidos, que han causado muchos

de los problemas que hoy debemos enfrentar. Esta contaminación tiene efectos

negativos sobre el medio ambiente y la salud humana. Los inventos y adelantos

tecnológicos pueden ser muy útiles y necesarios pero también causan mucho

daño, como consecuencia el aire que respiramos cambia y el clima se altera. Sin

embargo si todos comenzáramos a cuidar un poco más a nuestro planeta,

podríamos revertir la situación.

El Ecuador es un país que por su localización geográfica y diversidad de

climas, gozan de una gran variedad de frutas, de las cuales se destaca la

producción de banano, que lo ha llevado a colocarse como uno de los principales

exportadores mundial, pero también al darle un valor agregado implantando

plantas procesadoras, se ha creado un residuo agroindustrial, como lo es la

cáscara de banano de alto impacto ambiental, ya que contamina el suelo, atrae

moscas y roedores, produce desagradables olores y degrada los recursos de

agua. Por estas razones se hace necesario plantear un proceso biotecnológico

viable que posibilite el aprovechamiento de este desecho agroindustrial y lo

reduzca considerablemente, presentando una alternativa que es la obtención de

fibra dietética, proveniente de una materia prima abundante y barata, ya que se

posibilita la transformación de un residuo agrícola en un producto de alto valor

agregado debidamente caracterizado funcionalmente y de gran potencial

económico a futuro, como lo constituyen las fibras dietéticas de origen vegetal.

La obtención de fibra dietaría a partir de una fuente rica como lo es la

cáscara de banano maduro para su aplicación como un ingrediente funcional en

los productos cárnicos, podría contribuir de manera importante al fortalecimiento

2

de la industria de derivados de la producción bananera, posibilitando la

articulación de la cadena productiva del banano con la de los alimentos cárnicos.

1.1 CARACTERIZACIÓN DEL TEMA

La población moderna en la actualidad se encuentran interesados más

por la salud, por ello esperan que la calidad nutricional, microbiológica y sensorial

de los alimentos sea alta, por lo cual ha ganado gran interés la relación entre

dieta y salud, muchas personas buscan alternativas para sentirse bien y

permanecer saludables al consumir alimentos que presentan en su formulación la

inclusión de componentes bioactivos. La fibra alimentaria es uno de los

ingredientes alimenticios más usados para la manufacturación de alimentos

funcionales, es por eso que tendencia actual es buscar fuentes alternativas para

la obtención de fibra dietética, la cual presente características nutricionales y

propiedades funcionales adecuadas, por lo que el reto a afrontar hace necesario

implementar un tipo de tecnología que proteja el medio ambiente y novedosa,

que se pueda aplicar a cualquier tipo de residuo agroindustrial, en este caso lo es

la cascara de banano maduro, desecho que en la actualidad solo es útil en

nuestro país como materia prima para procesos de compostaje, y se pueda

explotar para la obtención de productos con fines alimenticios. Al mismo tiempo

se trata de contribuir a la minimización de residuos generados en la Industria

Agroalimentaria y al aprovechamiento de éstos como fuente de compuestos de

alto valor añadido.

1.2 PLANTEAMIENTO DE LA SITUACIÓN PROBLÉMICA

En Ecuador, de acuerdo al MAGAP, al menos 200.000 hectáreas de

terreno son dedicadas al cultivo del banano, principalmente en las provincias de

El Oro, Guayas y Los Ríos, dando un significativo volumen de producción que se

traduce en la exportación de aproximadamente unos 317 millones cuatrocientas

cincuenta mil cajas anuales de 18.14 Kg. en el transcurso del 2015, según datos

de la AEBE, lo que da una relativa abundancia de fruta que se rechaza por no

cumplir las exigencias de calidad en alrededor de un 20% de la producción,

producto que rápidamente se vuelve perecedero y su retorno a la naturaleza

3

provoca una crisis ecológica por los daños ambientales que acarrea. Además los

altos excedentes de residuos de la industria bananera generan grandes

problemas ambientales, donde la cáscara de banano maduro representa

aproximadamente el 40% del peso total de la fruta fresca que se procesa.

Como la cáscara de banano maduro es una fuente abundante de material

lignocelulósico y siendo las nuevas tendencias su aprovechamiento integral, se

puede utilizar como insumo en un nuevo proceso de industrialización, lo que

puede representar grandes oportunidades de negocio en un futuro cercano y se

resuelve problemas que ocasionan la contaminación y acumulación de desechos

en los campos y alrededores de las ciudades.

1.3 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA

Las preguntas de investigación serán las siguientes:

¿Qué usos tiene la cáscara de banano maduro?

¿Se puede obtener fibra dietética a partir de la cáscara de banano maduro?

¿En qué consiste la hidrólisis enzimática?

¿Qué tipo de enzimas se utilizan para la hidrólisis enzimática de la cáscara de

banano maduro?

¿Cuál es la relación óptima sustrato-inóculo para la hidrólisis enzimática de la

cáscara de banano maduro?

¿Cuál es el tiempo de experimentación para la hidrólisis enzimática de la cáscara

de banano maduro?

¿La actividad del agua influye en el comportamiento del Aspergillus niger?

¿El pH, el oxígeno disuelto y la producción de glucosa son parámetros que

influyen en la hidrólisis enzimática de la cáscara de banano maduro?

¿Cuáles son los instrumentos y equipos adecuados para la hidrólisis enzimática

de la cáscara de banano maduro?

¿Cuáles son los usos para la fibra dietética obtenida?

4

1.4 OBJETIVOS

1.4.1 Objetivo General

Obtener fibra dietética a partir de la cáscara de banano maduro

mediante un proceso biotecnológico.

1.4.2 Objetivos Específicos

1. Implementar un protocolo para la hidrólisis enzimática de la cáscara

de banano maduro utilizando el hongo Aspergillus niger.

2. Determinar el tratamiento que resulte estadísticamente significativo

aplicado a las diferentes concentraciones entre el sustrato y el

inóculo.

3. Analizar química y microbiológicamente la fibra dietética a obtenerse.

1.5 HIPÓTESIS

1.5.1 Hipótesis de investigación

H1: Aplicando un proceso biotecnológico mediante la acción del hongo

Aspergillus niger a la cascara de banano maduro se obtenga fibra dietética.

1.5.2 Hipótesis nula

Ho: Aplicando un proceso biotecnológico mediante la acción del hongo

Aspergillus niger a la cascara de banano maduro no se obtenga fibra dietética.

1.6 APORTE TEORICO

Este trabajo de investigación aportará con el estudio de métodos y

herramientas biotecnológicas, que se aplican en la hidrolisis enzimática de la

cáscara de banano maduro, los cuales generaran resultados que facilitaran

establecer los mejores parámetros de procesamiento para el estudio, con el fin

de obtener el producto deseado. Estos resultados podrán ser empleados y

5

comparados al aplicarse a futuro la posibilidad de un proceso biotecnológico a

otros residuos agroindustriales similares para obtener fibra dietética con fines

alimentarios. Además, actualmente al aplicarse esta forma de procesamiento

amigable con el entorno, ya que utilizaremos microrganismos degradadores de

materia orgánica, se cumplen reglamentaciones ambientales exigentes con el

propósito de proteger la naturaleza y al ser humano, que tratan de minimizar el

deterioro ambiental que provocan los residuos agroindustriales.

1.7 APLICACIÓN PRÁCTICA

En la actualidad se buscan sustitutos de la grasa en productos cárnicos

populares, como son las salchichas y hamburguesas consumidas por miles de

personas y que ha significado un factor negativo en su consumo, por lo que se

han estudiado varias alternativas y desarrollado nuevos ingredientes, una de ellas

es su remplazo satisfactorio con fibra dietética al aplicarla en determinadas

proporciones, lo que constituye una innovación alimentaria más saludable para el

cliente y manteniendo siempre estable el nivel de su calidad sensorial.

Se aspira que los beneficiarios directos e inmediatos con esta investigación

sean las dos empresas industriales como IMBORJA S.A. y CONFOCO S.A. ubicadas

en El Oro, que procesan la pulpa de banano maduro y desechan para otros fines

no industriales la cáscara. Además, otra instancia tiene que ver con la puesta en

consideración de esta tecnología limpia a un gran sector de los agricultores de

banano de esta provincia, ya que en noticias periodísticas publicadas han

manifestado siempre su deseo de industrializar íntegramente el banano, tanto la

pulpa como la cascara, cuya producción por diferentes motivos no fue exportada o

es rechazada por razones de calidad y los excedentes que quedan en la

temporada baja de comercialización de la fruta , por lo que aumentarían sus

ingresos económicos dándole un valor agregado a la producción, para lo cual

apoyarían al Gobierno Provincial Autónomo Orense el proyecto de creación de un

eco parque industrial, con el soporte del gobierno nacional.

6

1.8 ACTUALIDAD CIENTÍFICA

En la actualidad la generación de alternativas distintas a las ya

convencionales ha conllevado al uso de desechos agroindustriales como materia

prima en procesos biotecnológicos, ello ha surgido a raíz de la necesidad de

proteger el medio ambiente, además de incorporar tecnologías limpias e

innovadoras.

Debido a la cantidad significativa de evidencia científica que demuestra que

el consumo de fibra dietética comúnmente denominada fibra, reduce el riesgo de

desarrollar enfermedades o condiciones crónicas específicas, como graves

problemas de obesidad, enfermedades coronarias, estreñimiento y altos niveles

de colesterol detectados en grupos poblacionales sedentarios, por lo que algunas

autoridades reguladoras ya han aprobado mensajes de salud específicos basadas

en las pruebas científicas disponibles. Es por esto que la fibra dietética ha

cobrado interés en los últimos años debido a los efectos beneficiosos que

representa para la salud, por lo que actualmente es uno de los principales

ingredientes en alimentos funcionales.

Existe poca evidencia escrita que demuestre que se haya realizado alguna

investigación de la utilización de la hidrólisis enzimática de la cáscara de banano

maduro para la obtención de fibra, en la mayoría de los casos se utiliza otras

partes del banano que no sufren un acelerado deterioro.

7

CAPITULO 1

MARCO TEÓRICO

2.1 ESTADO DEL ARTE

En la actualidad la biotecnología sigue múltiples vertientes que con

frecuencia son complementarias e interactivas, los productos y procesos

biotecnológicos son tan diversos que ocupan un lugar importante, ofreciendo

numerosas oportunidades de inversiones y empleos y cuyo crecimiento no

parece tener límites, colocándose entre los mercados de mayor desarrollo

previsto para el presente siglo.

Ecuador es un país con gran variedad de flora y fauna, lo cual propicia

enormemente el desarrollo investigativo en materia de biotecnología para el

mejoramiento de la calidad de la salud humana, la protección del medio ambiente

y la producción agropecuaria. Por lo que es necesario abordar la imperiosa

necesidad de contar con instituciones competentes en nuestro país, capaces de

formar investigadores y personal calificado técnicamente, que ofrezcan soluciones

prácticas y responsables al manejo de recursos biológicos para resolver

problemas o hacer productos útiles, ya que de los contrario podríamos quedarnos

rezagados ante los avanzados adelantos de los países industrializados en el

planeta.

En la actualidad el aprovechamiento de residuos agroindustriales, entre

ellos la cáscara de banano, revelaron su potencialidad como fuente de fibra para

ser utilizada en productos cárnicos (Alarcón 2013); así también, el reemplazo en

hamburguesas de la mitad de grasa por fibra de banano verde, demostró que la

sustitución puede ser utilizada satisfactoriamente (Ospina 2011).

8

2.2 BASES CIENTÍFICAS Y TEÓRICAS DE LA TEMÁTICA

La biotecnología es la ciencia que estudia y aprovecha los mecanismos e

interacciones biológicas de los seres vivos, involucrando un amplio campo

multidisciplinario, que integra a la biología y la microbiología, ya que aportan las

herramientas fundamentales para la comprensión de la mecánica microbiana en

primera instancia, incluyendo además varias disciplinas y ciencias como biología,

bioquímica, genética, virología, agronomía, ecología, ingeniería, física, química,

medicina y veterinaria entre otras. Se utiliza ampliamente y tiene gran repercusión

en la agricultura, farmacia, ciencia de los alimentos, medio ambiente y medicina,

ya que la aplicación de sus principios en tratamientos de materiales orgánicos e

inorgánicos por organismos biológicos producen productos de usos específicos

para los humanos.

2.3 CÁSCARA DE BANANO MADURO

El banano es una planta herbácea que pertenece a la familia Musácea y su

nombre científico es Musa paradisiaca (Soto 1992). Existen diferencias

nutricionales entre bananos y plátanos, que radican sobre todo en su origen y en

diferentes características morfológicas, aunque ambas pertenecen a la familia de

las Musáceas. En el Ecuador es habitual que el término banano se aplique

generalmente al cultivo cuya fruta se come fresca, y los plátanos a los que se

comen cocinado (frito, horneado o asado), es por ello que el plátano es ubicado

mayormente como un vegetal que como una fruta.

El cultivo de banano en Ecuador tiene gran importancia socioeconómica

como generador de empleo y de seguridad alimentaria, entendida esta última

como la disponibilidad estable y suficiente de alimentos. La calidad de su fruta es

lo que hace que en algunos lugares del planeta se lo consuma, ubicando al país

por varias décadas como líder bananero en el ámbito internacional.

El gran porcentaje de la producción nacional de banano se destina al

mercado de exportación, el restante, una parte se dirige hacia el consumo interno

en fresco, otra es utilizado en la alimentación animal o en otros casos es

degradada al ambiente ocasionando problemas de contaminación y una pequeña

http://es.wikipedia.org/wiki/Biolog%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/Bioqu%C3%ADmica

http://es.wikipedia.org/wiki/Gen%C3%A9tica

http://es.wikipedia.org/wiki/Virolog%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/Agronom%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/Ecolog%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/Ingenier%C3%ADa

http://es.wikipedia.org/wiki/F%C3%ADsica

http://es.wikipedia.org/wiki/Qu%C3%ADmica

http://es.wikipedia.org/wiki/Medicina

http://es.wikipedia.org/wiki/Veterinaria

http://es.wikipedia.org/wiki/Agricultura

http://es.wikipedia.org/wiki/Farmacia

http://es.wikipedia.org/wiki/Ciencia_de_los_alimentos

http://es.wikipedia.org/wiki/Medio_ambiente

http://es.wikipedia.org/wiki/Medicina

9

proporción, se utiliza como materia prima para la agroindustria nacional, donde se

generan cantidades de residuos ricos en materiales lignocelulósicos.

Las dos plantas industriales plataneras radicadas en la provincia de El

Oro, solamente procesan la pulpa del banano, desechando totalmente la cáscara

y que la proveen para operaciones de compostaje.

La lignocelulosa es uno de los recursos bioenergéticas renovables más

abundantes en la naturaleza, siendo sus componentes estructurales y

secundarios. Los primeros lo forman tres polímeros, la celulosa, la lignina y la

hemicelulosa. En paredes no lignocelulósicos aparece otro componente formado

por sustancias pécticas. Los segundos, generalmente de menor proporción son

de dos tipos; por un lado componentes de bajo peso molecular, hidrosolubles o

extraíbles en solventes orgánicos que se denominan extractos y por otro materias

minerales que en los análisis químicos se estiman como cenizas. Sin embargo,

su utilización como fuente de energía se ve limitada en el presente porque la

lignina es difícil de degradar y transformar a glucosa (Barroso 2010).

2.3.1 Composición de la Cáscara de Banano Maduro

Este residuo es rico en material lignocelulósico, es el constituyente

externo del banano y representa alrededor del 40% en peso la variedad de uso

industrial., es decir que de una caja exportable de 18,14 Kg. se desperdician 7,25

Kg. (Soto 1992). Análisis bromatológicos revelaron que su humedad es del

89,10%, almidón 39.89 %, hemicelulosa 14.80 %, celulosa 13.20 %, Lignina

14.00%, Calcio 0.29 %, Magnesio 0.16 %, dependiendo estos porcentajes del

estado de madurez de la fruta (Monsalve 2006).

2.3.1.1 Celulosa

La celulosa forma parte de las paredes de las células vegetales, la cual

puede ser sintetizada por una gran cantidad de organismos vivos, entre ellos los

microorganismos, y aunque la mayor parte de la celulosa procesada para la

producción industrial, proviene de las plantas, algunas bacterias hongos y algas

verdes también son capaces de sintetizarla (Noles 2001).

10

La celulosa es un polímero formado por cadenas lineales de D-glucosa, las

moléculas individuales de glucosa están unidas por enlaces ß-1,4-glucosídicos

como se muestra en la figura N°1,con una longitud entre 10000 y 15000

monómeros que se agrupan entre sí mediante puentes de hidrógeno dando lugar

a micro fibrillas con un diámetro entre 5-50nm La celulosa es un polímero

semicristalino, ya su estructura se encuentran regiones desorganizadas o amorfas

y regiones muy ordenadas o cristalinas que dependen de las interacciones

formadas y que dan propiedades y características distintas a la celulosa, teniendo

consecuentemente aplicaciones diferentes. Este componente renovable,

biodegradable y no tóxico (Azizi 2005).

La estructura molecular de la celulosa, las estructuras de las microfibrillas,

las diferencias en el grado de polimerización y el peso molecular son aspectos

muy importantes que influyen en su comportamiento durante la hidrólisis, ya sea

mediante el uso de enzimas o productos químicos. Cuanto más ordenada y

cristalina es la celulosa, es menos soluble y más difícil de degradar (Zhang 2004).

La conformación piranosa, donde los carbonos y oxígenos son forma más estable es la

de silla, presentan los grupos -CH2 OH, - OH y los enlaces glucosídicos en posición

ecuatorial y los hidrógenos en posición axial. Este hecho de que los grupos –OH

salgan lateralmente permite a la celulosa formar uniones inter e intramoleculares por puentes

de hidrogeno dando lugar a las fibrillas elementales.

A pesar de que está formada por glucosas, los animales no pueden utilizar

la celulosa como fuente de energía, ya que no cuentan con la celulasa, la enzima

necesaria para romper los enlaces β-1,4-glucosídicos en unidades más pequeñas

y es por ello que los animales no pueden digerirla.

2.3.1.2 Hemicelulosa

Son carbohidratos que forman una estructura polimérica compleja,

ramificada, compuesta por la unión de diferentes unidades de pentosas (como

xilosa y arabinosa), hexosas (como manosas, glucosa y galactosa) azúcar y

ácidos, por enlaces glucosídicos ente sí (figura N°2). La función de la

https://es.wikipedia.org/wiki/Celulasa

https://es.wikipedia.org/wiki/Enzima

11

hemicelulosa es brindar rigidez a la estructura vegetal y sirve de conexión entre la

lignina y las fibras de celulosa. En su forma amorfa existe en la naturaleza con un

grado de polimerización que no excede de 200.

A diferencia de la celulosa, la cual tiene siempre la misma estructura y

composición, las de hemicelulosas pueden variar simplemente entre especies de

plantas. Las cadenas poliméricas individuales contienen de 50 a 100 unidades

monoméricas de azucares, debido a que las cadenas de hemicelulosa no son

lineales, tienen ramificaciones laterales y no tienen estructura regular, este

polímero no es cristalino y es fácilmente hidrolizado. De los tres componentes

celulares, la hemicelulosa es la primera en ser atacada por los hongos causantes

de la pudrición por poseer cadenas más bien cortas, debido a la solubilidad y a la

localización expuesta alrededor de las microfibrillas de la celulosa (Laureano

2005).

2.3.1.3 Lignina

La lignina es un material aromático que se encuentra en la cáscara de

banano. La mayor parte de ésta se encuentra dentro de las paredes celulares,

entremezclada con las hemicelulosas y formando una matriz que rodea las

ordenadas micro fibrillas de celulosa. La lignina provee de rigidez a las plantas

superiores ya que actúa como pegamento entre las fibras de celulosa formando la

lámina media. (Kirk 1987). Además, protege a los carbohidratos fácilmente

degradables (celulosa, hemicelulosa) de la hidrólisis enzimática microbiana.

La formación biológica de la lignina indica que proviene de tres alcoholes

precursores: el alcohol phidroxicinamílico (cumarílico), el alcohol 4-hidroxi-3-

metoxicinamílico (coniferílico) y el alcohol 3,5-dimetoxi-4-hidroxicinamílico. La

copolimerización por radicales libres de estos alcoholes, iniciada por peróxidasas

vegetales, da lugar al polímero de lignina. (Kirk 1987).

Químicamente este polímero es heterogéneo, amorfo, ópticamente

inactivo, altamente ramificado y realiza múltiples funciones que son esenciales

para la vida de las plantas. Por ejemplo, posee un importante papel en el

12

transporte interno de agua, nutrientes y metabolitos, proporciona rigidez a la

pared celular y actúa como puente de unión entre las células, creando un material

que es notablemente resistente a los impactos, compresiones y flexiones.

Realmente, los tejidos lignificados resisten el ataque de los microorganismos,

impidiendo la penetración de las enzimas destructivas en la pared celular.

(Cunningham 1994). Su estructura química la observamos en la figura N°3.

2.3.1.4 Sustancias Pécticas

Estas sustancias son un polímero del ácido D-galacturónico con unidades

enlazadas por enlaces α 1-4. Las estructuras de pectina están interrumpidas por

unidades de L-ramnosa unidas mediante enlaces α 1-2 (figura N°4). Otro

componentes de las sustancias pecticas son la galactosa, arabinosa, glucosa y

xilosa. Por lo menos 3 de estos azucares neutros se han encontrado en pectinas

en forma de cadenas laterales cortas (Bernal 1985).

El tipo de pectinas varían en dependencia del tipo de frutas, ahora en las

cascaras de banano aumenta el contenido de metoxilo y poder de gelificación,

así como también en la presencia y las posiciones de otros grupos químicos como

amidas y etoxilo. Una diferencia del tipo de pectinas es la variación en la longitud

de la cadena y los componentes en su estructura, lo cual compromete su

capacidad de fluir. Desde el punto de vista del contenido de metoxilo, o sea del

número de grupos carboxilos esterificados con metanol, se distinguen dos tipos,

pectinas de alto metoxilo y pectinas de bajo metoxilo (Ferreira 2007).

Las sustancias pécticas aparecen en la pared primaria y en la lámina

media en mayor proporción en células que no han lignificado, que puede

considerarse como un compuesto cementante de la pared celular que nada tiene

que ver con las hemicelulosas. De esta forma se puede considerar que los

componentes que unen micelas, microfibrillas o células continuas son la lignina, la

hemicelulosa y la pectina.

13

2.3.1.5 Almidón

El almidón es el segundo carbohidrato más abundante en la naturaleza,

solamente superado por la celulosa. Se puede encontrar en hojas verdes, tallos,

semillas o frutos. Las características físicas, químicas, funcionales y nutricionales

del almidón lo diferencian del resto de los carbohidratos. Se considera la reserva

de alimento predominante en plantas y provee del 70 al 80% de las calorías

consumidas por los humanos a nivel mundial; además se considera entre los

carbohidratos más digeribles.

El almidón es una mezcla de dos sustancias: amilosa, un polisacárido

esencialmente lineal (figura N°5) y amilopectina, un polisacárido con una

estructura muy ramificada (figura 8), siendo ambas polímeros de α-D-Glucosa.

Los almidones naturales contienen 10-20% de amilosa, que forman una

dispersión coloidal en agua caliente que ayuda espesar caldos o salsas y un 80-

90% de amilopectina, que en cambio son completamente insolubles (Primo 2006).

2.3.1.6 Sustancias de bajo peso molecular

Estos componentes se encuentran proporcionalmente en menor cantidad

pero tienen gran influencia en las propiedades y procesado de los

lignocelulósicos. Pertenecen a diferentes clases de compuestos químicos pero

simplificando se pueden dividir en dos tipos: los extractivos y las cenizas.

Los primeros son los componentes orgánicos de bajo peso molecular. Se

llaman así porque se pueden extraer por lavado con agua o con solventes

orgánicos. Se incluyen dentro de este grupo carbohidratos de bajo peso

molecular, terpenos, ácidos alifáticos y aromáticos, alcoholes, flavonoides,

lignanos, taninos, alcaloides, ligninas solubles, ceras, etc. Sus funciones en la

célula vegetal son de protección exterior y reserva de nutrientes.

Los segundos son las sustancias inorgánicas que se pueden determinar

por incineración del material entre 575 y 850ºC. Fundamentalmente son las sales

inorgánicas de calcio, potasio y magnesio, así como sílice en las maderas

tropicales. Forman carbonatos, fosfatos, oxalatos y silicatos (Fengel 1984).

14

2.3.2 Usos de la Cáscara de Banano Maduro

Cuando se cosecha la planta de banano, la misma tiene un peso promedio

de 100 Kg, los que están distribuidos en 15 Kg de hojas; 50 Kg de pseudotallo;

33 Kg de banano y 2 Kg de raquis. Esto muestra que el 67% del volumen total de

producción lo constituyen los desechos que no aprovecha el hombre

sistemáticamente, sino más bien es un subproducto utilizado para la elaboración

de compost (Castro 1994).

El desarrollo de la actividad del bananero ecuatoriano ha estado dirigido

solamente para obtener productividad y rentabilidad en sus plantaciones,

descuidando el aprovechamiento integral de esta fruta. Aunque se han efectuado

esporádicas investigaciones de la fruta y algunos desechos de la ocupación

bananera para lograr productos alimenticios, esta modificación ha sido

encaminada parcialmente al consumo humano, siendo la utilización presente

como componente orgánico para la elaboración de biol y compost, retornando a

abonar los suelos de las bananeras, logrando con la utilización de este

suplemento alimenticio una significativa disminución de costos en relación al

aumento de peso de los animales.

Se ha determinado la presencia de constituyentes significativos en la

cáscara de banano maduro en pruebas bromatológicas de laboratorio, que

reportan su composición en gran parte por fibras, lo que permitiría emplearlos en

la nutrición humana, ya que al ser adicionadas en matrices cárnicas, todos los

clientes lo observarían en forma positiva.

A continuación se presenta una revisión de las diversas utilizaciones de la

cáscara de banano maduro, dentro de las cuales podemos citar las siguientes:

En la actualidad se utiliza la cáscara de banano para la elaboración de

piensos para la alimentación de animales, tales como los procedentes de

cereales, o de subproductos de la industria alimentaría como los tristemente

famosos piensos de origen animal, ya en desuso. El procedimiento sirve de una

manera óptima para la obtención de pienso para la alimentación de animales,

15

teniendo el pienso obtenido una constitución rica en fibra que lo hace

especialmente adecuado para la alimentación de aves y también de caracoles.

Igualmente el pienso de la invención puede usarse mezclado con otros piensos

y/o productos alimenticios para adecuarse a las necesidades de nutrición de cada

momento. (Restrepo 2002).

Dos investigadores, ensilaron cáscara de banano maduro como insumo

para la alimentación de ganado bovino, estos autores utilizaron silos artesanales

fabricados a partir de barriles plásticos con una capacidad de 54 galones, en los

que rdddse colocó 160 kg de cáscara de banano tratada con una solución de

microorganismos eficientes al 2% con y sin vacío. En un estudio posterior,

usaron soluciones de microorganismos eficientes al 2 y 5% (Intriago 2000).

La contaminación de las aguas de río por plomo y cobre, ha sido

solucionada con la aptitud que poseen las cascaras de banano para absorber

estos metales, ya que han producido mejores resultados que cuando se ha

experimentado con cáscaras de maní y fibras de coco. Como los metales poseen

carga positiva y en la cáscara de banano maduro existen un buen número de

moléculas con carga negativa, se utiliza para la limpieza, una de las reglas

elementales de la química, los polos opuestos no se repelen. Adicionalmente las

investigaciones han demostrado el uso de las cáscaras picadas de banano en la

purificación de efluentes contaminados de las plantas industriales y plantaciones

agrícolas, efectuándolas por varias veces sin perder su efectividad (Richardson

2011).

Los investigadores también encontraron que las cáscaras picadas de

banano podrían ser utilizadas repetidamente para purificar el agua contaminada

por las plantas industriales y explotaciones agrícolas hasta once veces y ser aún

efectivas (Richardson 2011).

El almidón, la celulosa y la hemicelulosa, presentes en la cáscara de

banano, son fuentes de carbono, por lo que se investigó la obtención de etanol

por fermentación, como paso inicial se hidrolizó a la celulosa presente en la

cáscara. Para lograrlo, fue necesario adecuar los medios de transformación para

16

los microorganismos Saccharomyces cerevisiae NRRL Y - 2034 y Zymomonas

mobilis CP4 (Monsalve 2006).

2.4 FIBRA DIETARIA

La fibra dietaria es una mezcla de sustancias orgánicas complejas y fue

inicialmente definida como los remanentes de las plantas, resistentes a la

hidrólisis por las enzimas del hombre. Actualmente, existen varias definiciones de

fibra dietaría o dietética, expuestas en la extensa literatura científica disponible

sobre el tema, en la cual se proponen definiciones dependiendo de varios factores

entre los cuales se encuentra: su composición y las unidades monoméricas que

componen los polímeros indigestibles. En cuanto a la composición, existen

definiciones de hace algunos años que no toman en cuenta el almidón resistente

o la proteína resistente a la digestión en el intestino delgado (Elleuch, y otros

2011).

Por otra parte, en cuanto a la cantidad de monómeros, en el caso del

trigésimo reporte de sesión del comité del Codex Alimentarius se propone que se

considere como fibra dietaría aquellos polímeros indigestibles de diez o más

unidades monoméricas; mientras una delegación de la comunidad europea ha

propuesto que sea considerada como fibra dietaría aquellos polímeros

indigestibles de tres o más unidades monoméricas (Codex Alimentarius 2009).

Sin embargo, todas las definiciones existentes coinciden en que la fibra

dietaría es una mezcla de polímeros de carbohidratos tanto oligosacáridos como

polisacáridos indigestibles en el intestino delgado humano, entre los cuales se

encuentran componentes como la celulosa, hemicelulosas, pectinas y gomas,

entre otros, que pueden estar asociados a otros componentes diferentes a los

carbohidratos como la lignina, otros polifenoles, saponinas, fitatos y proteína

resistente, entre otros (Elleuch, y otros 2011).

La fibra dietaría no sólo es resistente a la hidrólisis en el intestino delgado

sino que desde la década del 70 se ha identificado que tiene un importante rol en

la salud y la nutrición humana. Lo anterior ha sido publicado en diferentes

17

reportes que indican que existe una asociación entre un incremento del consumo

de fibra dietaría y beneficios a la salud que incluyen prevención y/o control de

enfermedades crónicas (Mann 2009).

Entre los compuestos químicos de las frutas existen los que contienen una

gran cantidad de fibra, la cual da un valor agregado a los productos por su

capacidad de reducir el índice glucémico, prevenir el cáncer de colon,

enfermedades cardiovasculares y por el efecto prebiótico que puede producir,

entre otros. (OMS 2012); por lo tanto, es recomendable un aumento en la ingesta

diaria de fibra dietaría que permita cubrir las recomendaciones diarias, las cuales

se encuentran, para la mayoría de la población, entre 14 y 15 g de fibra dietaría

por cada 1.000 kcal (Codex Alimentarius 2009).

2.4.1 Composición de la Fibra Dietaría

La fibra es el conjunto de polisacáridos estructurales de las plantas, siendo

sus moléculas básicas la glucosa, la fructosa y otros monosacáridos. La fibra

dietética se clasifica según su solubilidad en agua como fibra insoluble y soluble.

La fibra insoluble comprende la celulosa, hemicelulosa y ligninas; la soluble

incluye a las pectinas, gomas y mucílagos, su principal característica es su

capacidad para atrapar agua y formar geles viscosos, lo que determina su poder

laxante (Vilches 2005).

Además de los constituyentes mayoritarios de fibras lignocelulósicas;

celulosa, hemicelulosas y la lignina, existen algunos productos minoritarios como

los extraíbles por solventes orgánicos, las proteínas, el almidón y otros productos

inorgánicos (Fengel 1984).

La composición química de las fibras varía, dependiendo de la fuente de la

cual procedan, pero de una manera general se puede decir que se existe una

parte mayoritaria que corresponde a la celulosa, entre un 40 y 50%, aunque

algunas veces es superior como en el caso de los linters de algodón, entre un 10

y 30% de lignina y de 20 a 30% de hemicelulosas. Estas últimas substancias que

18

son heteropolímeros presentan una gran variedad en composición según las

diferentes especies.

El contenido de cenizas varía de una manera sustancial como en el caso

de la madera cuyo contenido es inferior al 1% o en el caso de fibras naturales

cuyo contenido normalmente es superior. En el caso de ciertas pajas de cereales

como en el trigo y avena, existen porcentajes superiores al 3% y en el caso

particular del arroz, el orden es del 14%. Otras fibras como la hierba elefante hay

un contenido de cenizas importante (Stewart, y otros 1997).

2.4.2 Usos de la Fibra Dietaría

La fibra dietaría ha sido investigada profundamente tanto en el campo de la

nutrición como en el de la ciencia y la tecnología de los alimentos, debido a la

funcionalidad tecnológica de la fibra dietaría, que dependiendo de su

composición, puede conferir a una matriz alimenticia ya sea cárnica, láctea o de

galletería. La funcionalidad tecnológica puede generar mejoras en una matriz

alimenticia en cuanto a la capacidad de absorción de agua, capacidad de

retención de agua, capacidad de absorción de aceite y capacidad de absorción de

moléculas orgánicas, entre otras (Elleuch, y otros 2011).

Algunas de estas propiedades tecnológicas son afectadas por los

tratamientos mecánicos a los que puedan ser expuestos los materiales ricos en

fibra dietaría; por ejemplo, procesos que involucren agitación pueden llegar a

generar cambios en la estructura de la fibra, exponiendo grupos hidroxilos libres

presentes en la celulosa permitiendo que estos puedan unirse con moléculas de

agua. La molienda también se encuentra dentro de los tratamientos mecánicos

que pueden afectar la funcionalidad tecnológica de un material fibroso, ya que se

ha informado que no siempre un menor tamaño de partícula significa un aumento

de la funcionalidad tecnológica (Raghavendra, y otros 2006).

La funcionalidad tecnológica de un recurso rico en fibra dietaría y los

efectos fisiológicos que pueda llegar a tener una fuente de fibra dietaría

dependerán de la naturaleza y composición de la fibra; es decir, de las fracciones

19

fibra soluble y fibra insoluble, puesto que la fibra soluble se caracteriza por

disminuir los niveles de colesterol LDL y aumentar la viscosidad en la matriz

alimenticia; mientras que la fibra insoluble, se caracteriza por disminuir la

densidad del material intestinal, aumentar su volumen y disminuir su tránsito en el

intestino.

Sin embargo, al hacer una comparación se encuentra que la fibra soluble

presenta una mayor facilidad, en comparación con la fibra insoluble, para su

incorporación en productos procesados debido a la capacidad de la fibra soluble

para formar geles y actuar como emulsificante, teniendo así un bajo impacto

sobre atributos de los alimentos como textura, sabor y olor (Elleuch, y otros

2011).

Las diferentes bondades de la fibra dietaría pueden ser obtenidas a un bajo

costo si se tiene en cuenta que los subproductos agroindustriales que se obtienen

de procesos aplicados a cereales, frutas y verduras pueden ser recuperados y

usados como ingredientes de alto valor agregado, ya que estos subproductos

podrían aportar tanto fibra dietaría como compuestos bioactivos tales como

polifenoles y aceites esenciales, los cuales al ser incluidos en matrices

alimenticias son vistos por los consumidores desde una óptica selectiva (Abdul

2000).

2.4.3 Métodos de Obtención de Fibra Dietaría de la Cáscara de Banano

Maduro

La obtención de fibra dietaría, así como sus propiedades, están en función

de la fuente empleada (frutas, vegetales, leguminosas o cereales), de su estado

de madurez, época de producción, lugar de cosecha y procesamiento al que sea

sometida (Pérez 2003). Los métodos tradicionales para la obtención de fibra

involucran operaciones como trituración para disminuir su tamaño de partícula,

lavado para eliminar la carga microbiana, residuos y azúcares simples; filtrado y

secado para prolongar su vida útil y, finalmente molienda y el envasado (Priego

2007).

20

Actualmente también son empleados tratamientos como hidrólisis térmica,

química y la enzimática.

En la hidrólisis térmica la materia prima es calentada en un rango de 150 a

180 0C, donde la hemicelulosa y seguida a ella la lignina son solubilizadas

Temperaturas superiores a 180 .C solubiliza la hemicelulosa. Durante los

procesos térmicos una parte de la hemicelulosa es hidrolizada y forma ácidos,

estos son asumidos como catalizadores para hidrolizar la hemicelulosa (Bobleter

1994).

La hidrólisis ácida es un proceso químico que emplea catalizadores ácidos

para transformar las cadenas de polisacáridos que forman la biomasa

(hemicelulosa y celulosa) en sus monómeros elementales. Este tipo de hidrolisis

utiliza diferentes clases de ácidos siendo solamente usados a nivel industrial los

ácidos clorhídrico y sulfúrico. Los métodos industriales de hidrólisis ácida se

agrupan en dos tipos: los que emplean ácidos concentrados (10-30%), trabajan a

bajas temperaturas (170-190.oC) y mayor tiempo de residencia; y los que utilizan

ácidos diluidos (1-5%), a temperaturas más altas (160-240.oC), y tiempo de

reacción de 6-12 segundos. Son procesos químicos que tratan la hidrólisis de los

polímeros de celulosa y hemicelulosa en monosacáridos. Los ácidos más

utilizados son el ácido sulfúrico y clorhídrico (Galbe 2002).

La hidrólisis enzimática es un proceso catalizado por un grupo de enzimas

denominadas genéricamente celulasas, que son en realidad una mezcla de

distintas actividades enzimáticas, cuya acción conjunta produce la degradación de

la celulosa. Para que el proceso se desarrolle adecuadamente, el único

requerimiento, es que se ajusten las condiciones de la temperatura y el pH. Las

reacciones enzimáticas se pueden llevar a cabo a condiciones experimentales

poco agresivas, también son capaces de llevar a cabo reacciones selectivas,

además de que no se presentan reacciones secundarias. Un detalle que hay que

destacar es que se consideran a estas reacciones amigables con el medio

ambiente (Aguiar 2010).

21

Por varios años, ha sido un gran reto la hidrólisis eficaz de elementos

lignocelulósicos (ácida o enzimática). Aunque la hidrólisis ácida de biomasa sea

útil y parcialmente de costo no muy alto, provoca una fuerte huella en el medio

ambiente y adicionalmente genera compuestos químicos que no permiten a los

microorganismos responsables de efectuar la subsiguiente fermentación de los

azúcares, por eso, la sacarificación enzimática adquirió ventaja y la obtención de

estas enzimas es objeto de investigaciones actuales (Rabelo 2007).

Por estas razones han proliferado la utilización de enzimas, que son

producidas por hongos y bacterias, aeróbicas y anaeróbicas, mesófilas o

termófilas, sin embargo, solo algunos microorganismos producen la enzima

celulasa de manera extracelular y pocos muestran alto potencial para sintetizar

enzimas celulíticas., tales como Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Penicillium,

Neurosporacrassa, incluyendo además hongos comestibles como: Pleurotus sp.,

Lentinulaedodes, Volvariellavolvacea.

2.4.4 Análisis de la Fibra Dietaría

Se efectuarán dos tipos de análisis para la fibra: uno químico y el otro

microbiológico.

2.4.4.1 Análisis Químico

Uno de los más utilizados en la actualidad es el procedimiento enzimático-

gravimétrico, que se basan en la eliminación del almidón y la proteína mediante la

utilización de enzimas específicas. Este método es el más eficiente, debido a que

el procedimiento analítico se semeja más al proceso fisiológico de degradación de

nutrientes que tiene lugar en el organismo humano, en el cual participan enzimas,

es decir, tratan de reproducir las condiciones del tracto gastrointestinal. De ahí

que los resultados que se obtienen con esta aplicación, son más confiables y

cercanos al valor real del contenido de fibra dietética, por lo que ha sido

reconocido oficialmente por la (A.O.A.C. 2012)(Asociación Oficial de Química

Analítica).

22

2.4.4.2 Análisis Microbiológico

Importante para demostrar que el producto obtenido es inocuo y puede ser

incorporado a una matriz alimenticia, lo que se investigará mediante los cultivos

respectivos la presencia de mesófilos aerobios, coliformes totales, mohos y

levaduras.

2.5 HONGOS

Habitualmente, los microorganismos no tienen buena reputación, ya que se

los relaciona a las enfermedades y al deterioro de los alimentos, sin embargo,

cumplen muchas funciones beneficiosas para otros seres vivos y el ambiente.

Además, el hombre ha aprendido a aprovecharlos en beneficio propio, y en

contra de la idea de que todos son dañinos, los microorganismos son altamente

ventajosos en alimentos, como en la maduración de los quesos, en la

fermentación y elaboración de bebidas (cerveza, vino), del pan y también en la

industria farmacéutica en la producción de antimicrobianos.

Los hongos constituyen un conjunto de seres vivos que incluye desde

organismos unicelulares u organismos pluricelulares macroscópicos. Están

formados por células eucariotas con una pared rígida, se caracterizan por ser

inmóviles, presentar nutrición heterótrofa por absorción y reproducción asexual y

sexual. Los hongos unicelulares son microscópicos, poseen forma redondeada y

se denominan levaduras.

La mayor parte de los hongos, sin embargo son pluricelulares, están

constituidos por unos filamentos ramificados y entrecruzados llamados hifas, cuyo

conjunto al crecer forman micelios. Ciertas partes o estructuras especiales del

micelio ayudan a la identificación, por ejemplo la célula basal del Aspergillus

(Frazier 1993).

Los hongos son organismos eucariotas típicos y poseen un núcleo que

contiene varios cromosomas delimitado por una membrana nuclear, con nucléolo

23

rico en ARN y orgánulos citoplásmicos, como mitocondrias, vacuolas, retículo

endoplásmico, aparato de Golgi y ribosomas 80 S. El citoplasma se encuentra

limitado por la membrana citoplásmica, que es una doble capa de lípidos que

contiene proteínas y esteroles y que controla la permeabilidad celular y participa

en la síntesis de la pared celular. La estructura de las células de los hongos es

muy diferente de la de las bacterias que son organismos procariotas.

Varios factores influyen en la estructura de la pared celular de los hongos,

como la composición del medio, el pH y la temperatura, además sus

constituyentes químicos como ser polisacáridos, proteínas, lípidos y otras

sustancias, son diferentes entre las distintas especies y con la edad del hongo, ya

que las sustancias que aparecen en las hifas jóvenes, no aparecen en las más

viejas o encubren la existencia de constituyentes iniciales (Granda 2009).

Los hongos obtienen los nutrientes por absorción y tienen un metabolismo

quimioheterótrofo, ya que obtienen la energía y el carbono de compuestos

orgánicos sintetizados por otros organismos. Este hecho condiciona su modo de

vida, ya que en la naturaleza se encuentran asociados a la materia orgánica en

descomposición, participando en los ciclos naturales de reciclado del carbono y

otros elementos naturales o como patógenos oportunistas de los animales y

plantas. Los hongos pueden degradar una gran cantidad de componentes, para lo

que disponen de potentes exoenzimas.

La mayoría de los hongos conocidos viven en la naturaleza sobre materia

orgánica muerta, saprofiticamente y por ende su principal rol ecológico es la

degradación o descomposición de estos sustratos, reciclando y retornando a los

suelos o en otros ambientes, los nutrientes básicos. Crecen fácilmente en los

medios de cultivo convencionales dando lugar a colonias visibles

macroscópicamente, con morfología bien diferenciada según están formadas por

levaduras u hongos filamentosos (Izco, y otros 1997).

Entre los géneros y especies de hongos utilizados principalmente en la

industria alimentaria, uno de los más comunes es el preparado enzimático

obtenido a partir de Aspergillus niger.

24

2.6 ASPERGILLUS NIGER

A. niger es capaz de crecer en un amplio intervalo de temperatura de

6-47 °C, estando la óptima relativamente alta a 35-37 ° C. El límite de la actividad

de agua para el crecimiento es 0.88, que es un poco elevada en comparación con

otras especies de Aspergillus. Este hongo es capaz de crecer a través de un muy

amplio rango de pH: 1.4 a 9.8. Estas habilidades y la producción abundante de

conidiosporas, que se distribuyen a través del aire, asegure la presencia ubicua

de la especie, con una mayor frecuencia en lugares cálidos y húmedos (Rippel-

Baldes 1955).

Aspergillus niger es un miembro del género Aspergillus, que incluye un

conjunto de hongos que generalmente se consideran asexual, aunque se han

encontrado formas perfectas (formas que se reproducen sexualmente).

Aspergillus son ubicuos en la naturaleza. Están ampliamente distribuidos

geográficamente, y se han observado en una amplia variedad de hábitats, ya que

pueden colonizar una gran variedad de sustratos. A. niger se encuentra

comúnmente como saprófito que crece en hojas muertas, granos almacenados,

pilas de compost, y otra vegetación en descomposición. Las esporas son

generalizadas, ya menudo están asociados con materiales orgánicos y el suelo

(Schuster 2002).

El Aspergillus niger, como sugiere su nombre es un hongo negro

denominado comúnmente “el moho negro”, es un microorganismo filamentoso

haploide, abundante en la naturaleza, de fácil fermentación, es decir que contiene

grandes cantidades de almidones, gomas y azúcares y muy esencial en el campo

de la biología. Además de producir enzimas extracelulares y ácido cítrico y

glucónico, el A. niger se utiliza para la gestión y biotransformaciones de residuos

(Viniegra 2003).

Esta especie filamentosa se considera generalmente como un hongo no

patógeno, ampliamente distribuido en la naturaleza. Los seres humanos están

expuestos a sus esporas todos los días sin enfermedad cada vez más evidente,

sólo en pocos casos no muy frecuentes, ha sido capaz de colonizar el cuerpo

25

humano como un invasor oportunista y en casi todos estos casos los pacientes

tienen antecedentes de enfermedad grave o tratamiento inmunosupresor.

El Aspergillus niger a pesar de su reputación de producir reacciones

alérgicas y enfermedades, muestra algunas ventajas para la producción

industrial de enzimas, ya que presenta buenas propiedades para el cultivo, lo que

posibilita la producción a gran escala, El historial de uso seguro para A. niger

proviene principalmente de su aplicación en la industria alimentaria para la

producción de muchas enzimas tales como celulasas, alfa amilasa, glucoamilasa,

invertasa, pectinasas, y proteasas ácidas (Bennett 1985), por lo que se

consideran GRAS (generalmente reconocidos como seguros) por la Food and

Drug Administration de Estados Unidos . A pesar de la consideración anterior,

debe ser tratado de forma segura y con cuidado.

A. niger tiene algunos otros usos como el propio organismo, además de

sus productos de fermentación. Por ejemplo, debido a su facilidad de visualización

y la resistencia a varios agentes antifúngicos, A. niger se utiliza para probar la

eficacia de los tratamientos conservantes. Además, ha demostrado ser muy

sensibles a las carencias de micronutrientes que provocó el uso de cepas de A.

niger para análisis de suelos (Raper 1965).

También hay interés en el uso de este hongo para realizar ciertas

reacciones enzimáticas que son muy difíciles de lograr por medios estrictamente

químicos, tales como adiciones específicas a los esteroides y otros complejos

anillos (Jong 1987).

El crecimiento de Aspergillus niger ha sido estudiado extensamente sobre

discos rotatorios, principalmente con vistas a la producción de ácidos orgánicos. .

Sin embargo cada vez resulta más claro que muchas esporas contienen enzimas

que permiten expresar un amplio rango de actividades, muchas de las cuales

puede ser utilizada comercialmente. Las esporas de Aspergillus niger poseen la

ventaja de ser estables, pueden ser transportadas y luego utilizadas como un

conveniente catalizador biológico. Cualquier espora que no germine puede ser

utilizada posteriormente (Gokhan 2002).

26

2.6.1 Morfología

Como es el caso de muchos hongos, la taxonomía de Aspergillus se basa

principalmente en las características morfológicas, en lugar de las características

bioquímicas, fisiológicas y características genéticas que a menudo utilizan para

clasificar bacterias. El género Aspergillus se define generalmente como hongos

saprófitos asexuales que producen gran conidios negro o marrón por fiálides que

se organizan en una cabeza globosa que irradia de una vesícula o conidióforo

esférico. Esta definición lleva a la inclusión de una compleja variedad de

organismos dentro del taxón. Esto se ilustra por las 132 especies dispuestas en

18 grupos debido a la superposición de características morfológicas o fisiológicas.

Aspergillus niger es a la vez una especie y un grupo dentro del género Aspergillus

(Raper 1965).

Problemas de la nomenclatura del género Aspergillus surgen de su ciclo de

vida pleomórfico. Los hallazgos más recientes muestran que este grupo de

hongos tiene tanto una perfecta (teleomórfica) y un (anamórfica) estado

imperfecto. El Código Internacional de Nomenclatura Botánica proporciona un

sistema de 76 reglas obligatorias (artículos), y también las recomendaciones, para

promover la estabilidad en la nomenclatura Si se aplican rigurosamente las reglas

de nomenclatura, A. niger podría desaparecer como nombre legítimo, causando

gran confusión comercial (Hawksworth 1990).

Para evitar complicaciones, por razones económicas o de salud pública

taxonomistas hacen excepciones a sus reglas. Por lo tanto, la conservación de los

nombres conocidos también se le permitió a "especies de mayor importancia

económica". Sin embargo, creen que existe una clara necesidad de conservar el

nombre de A. niger, porque A. niger es "la fuente de la producción comercial de

ácido cítrico y otros ácidos orgánicos de todo el mundo, y claramente de gran

económica importancia " (Frisvad, y otros 1990).

Así, mientras que el nombre de A. niger parece seguro por ahora, los

organismos a los que se aplica aún representan una compleja amalgama de los

aislados morfológicamente relacionados, por lo tanto, la posible revisión de la

27

taxonomía de Aspergillus no parece incluir la sustitución de A. niger en el futuro

previsible. Sin embargo, eso no garantiza que todas las cepas propiamente A.

niger compartirán la mayoría de las propiedades fisiológicas. Los que tienen más

probabilidades de estar bien definido son los que tienen una larga historia en la

cultura, en especial la cultura comercial, donde es importante para su

mantenimiento, el conocimiento de estas propiedades fisiológicas.

A. niger crece rápidamente, como la mayoría de las especies de

Aspergillus. El sistema de identificación propuesto, utiliza tres medios de cultivo y

dos temperaturas de incubación. Cada cepa debe sembrarse en tres puntos en

dos placas de medio CYA (Czapek Yeast extract agar), una placa de CYA con

20% de sacarosa (CY20S), y una placa de MEA (agar extracto de malta). Una de

las placas de CYA se incuba a 37ºC y las restantes a 25ºC. Tras siete días de

incubación se procede a la observación de las características morfológicas

macroscópicas y microscópicas de los cultivos.

Sus características macroscópicas son: diámetro de colonias en CYA a 25 0

C es 55 a 70 mm y a 37 0 C de 50 a 70 mm, presentando color negro o marrón

muy oscuro; reverso incoloro a amarillo; colonia densa, granular a flocosa. En

CY20S las colonias son más compactas, con un diámetro de 68-70 mm. Colonias

en MEA con diámetro de 50-70 mm y color negro; micelio blanco apenas visible;

reverso incoloro; textura granular a flocosa (Abarca 2000).

Las características microscópicas son: cabezas conidiales biseriadas y

radiales; estipes con una longitud entre 400-3000 μm de paredes gruesas,

lisos, hialinos, amarillentos o de color marrón pálido, en especial cerca de la

vesícula. Vesícula casi esférica y una anchura de 30-75 μm; métulas de 12-20 x

3-6 μm ocupando toda la superficie de la vesícula. Conidios de 3.5-4.5 μm

globosos de color marrón, que son muy rugosos con crestas irregulares y

protuberancias (figura N°5).

28

Su clasificación taxonómica es:

Dominio: Eucharya

Subdominio: Fungi

División: Eumycota

Subdivisión: Deuteromycotina (Deuteromycetes)

Familia: Moniliales

Género: Aspergillus

Especie: niger

(Landazábal 2004).

En la actualidad la especie de hongo Aspergillus niger son productores de

celulasas comerciales (Zhang 2004).

2.6.2 Metabolismo

La red metabólica publicada para Aspergillus níger, está constituida por

1190 reacciones y 1045 metabolitos, distribuidos en tres compartimentos:

extracelular, citoplasmático y mitocondrial, sin embargo, es realmente

imposible poder medir simultáneamente a todas estas especies o conocer en

detalle el funcionamiento regulatorio de las diversas enzimas. Para obtener

información del metabolismo de este hongo como un sistema biológico abierto,

es importante conocer cómo se lleva a cabo la asimilación de diversas fuentes

de carbono (glucosa, glicerol), y cuando a una de estas se les adiciona alguno

de los metabolitos que se sabe son excretados al medio durante el crecimiento

del microorganismo (ácidos cítrico y oxálico).

29

Así podemos mencionar, este microorganismo participa en la

biotransformación del naproxeno y la celulosa, biodegradación de taninos, como

mecanismo de detoxificación de residuos sólidos contaminados con cromo VI,

oxidación de tioésteres y sulfuros orgánicos cíclicos a sus correspondientes

sulfóxidos y sulfonas, lo que permite señalar que es posible metabolizar de alguna

manera los hidrocarburos, incluida la desulfuración del dibenzotiofeno. (Reyes

2002).

2.7 ENZIMAS

El uso de enzimas en procesos de bio-transformación de moléculas

orgánicas es un área de gran interés industrial, ya que éstas pueden catalizar

diferentes procesos en condiciones ambientales suaves, y debido esencialmente

a sus excelentes propiedades funcionales de actividad, selectividad y

especificidad.

2.7.1 Celulasas

A lo largo de la historia, se han venido empleando las enzimas para usos

industriales, lo que ha desarrollado la biotecnología como herramienta para que a

través de microorganismos se obtengan metabolitos de interés tanto industrial

como ambiental. Una de las enzimas comúnmente utilizadas es la celulasa,

obtenida mediante diferentes microorganismos, los cuales han sido estudiados en

diferentes tipos de sustratos.

La inmovilización de microorganismos industriales en la producción

biotecnológica de enzimas significa un aumento en la producción, facilidad en las

operaciones unitarias y disminución de costos. La búsqueda de nuevos medios de

cultivo para obtener productos biotecnológicos deseados como la celulasas es

también vital para elevar el nivel de producción de estos compuestos.

La biotecnología presenta algunas alternativas para el tratamiento de estos

contaminantes como el tratamiento enzimático o la bioconversión en compuestos

que generen un valor agregado reduciendo su potencial contaminante. Por lo que

la búsqueda y producción de enzimas destinadas a la hidrólisis y bioconversión de

30

los desechos lignocelulósicos constituye el inicio de un proceso enzimático para el

control de estos contaminantes.

Las enzimas son utilizadas en diversos procesos industriales, ya sea

convencionales como en el tratamiento de basura, conversión de desechos

vegetales en fertilizantes o alimentos para animales, o nuevos procesos como

la textilería o la fabricación de detergentes. Dentro de la industria alimentaria,

las celulasas se usan para favorecer la extracción y filtración de jugos de frutas

o verduras, filtración de mostos, extracción de aceites comestibles y en la

hidrólisis parcial de materiales lignocelulósicos mejorando la digestión de los

rumiantes.

Las celulasas incrementan la producción de extracto de productos vegetales,

debido a que produce la liberación de componentes del tejido además de liberar el

compuesto extra que se encuentra encerrado dentro de las células. Por otra parte,

los dominios de unión a celulosa se han usado con gran éxito sobre una matriz de

celulosa para facilitar la purificación de proteínas recombinantes (Immanuel, y

otros 2007).

Esta clase de enzima se distinguen de otras glicosil-hidrolasas por su

capacidad de hidrolizar el enlace glicosídico β (1→4); estando identificadas

estando identificadas en concordancia con su espacio de actividad en el sustrato

celulósico y están formadas por tres grandes grupos de enzimas, debido a la

multiplicidad de formas para llevar a cabo la hidrólisis de la celulosa, para obtener

glucosa como resultado final (figura 6). Así tenemos las endoglucanasas (EnG) o

endo-β-1,4-D- glucanasas(E.C.3.2.1.4), que son las primeras en actuar y cortan

la celulosa en sitios amorfos al azar generando oligosacáridos de varias

longitudes; las exoglucanasas (ExG) o exo-β-1,4-D-glucanasas

(E.C.3.2.1.91),también conocidas como celobiohidrolasas que actúan

consecutivamente en cada extremo de celulosa liberando unidades de celobiosa

o glucosa y por último las glucosidasas (BG) o β-1,4-glucosidasas

(E.C.3.2.1.21).,que hidrolizan celobiosa que es producto de las actividades

enzimáticas anteriores y oligosacáridos solubles en glucosa (Machado de Castro

2010).

31

Sumando a los tres grupos importantes de enzimas celulasas, hay

adicionalmente una cantidad de enzimas auxiliares que destruyen la

hemicelulosa, tales como glucuronidasas, acetilesterasas, xilanasas, ß-

xilosidasas, galactomannanasas.

Las enzimas tienen un rango de acción dado por la temperatura, donde son

estables y conservan su capacidad catalítica; cuando ocurre un incremento de

temperatura, esto provoca un aumento en la velocidad de la mayoría de las

reacciones químicas en que actúan estas enzimas. Una desmedida elevación de

temperatura, provoca la desnaturalización de esta proteína y conduce a la

pérdida de su capacidad catalítica. Por esta razón, cada enzima tiene un intervalo

de temperatura y un pH óptimo en el cual se logra la mayor actividad (Badui

2006).

Los progresos de la biotecnología industrial de la fermentación en estado

sólido (SSF por sus siglas en inglés), brinda innumerables beneficios con una

tecnología más sencilla y con menores costos, lo que permite la obtención de

estas celulasas. De los microorganismos utilizados, sobresalen los hongos

filamentosos, que se singularizan por la creación de hifas que les permiten poblar

matrices sólidas y ser más eficientes y competitivos por su gran facilidad de

secreción de enzimas hidrolíticas, su flexibilidad a baja actividad del agua y su

fortaleza a ambientes de alta presión osmótica (Rodríguez 2005).

2.7.2 Interacción Enzima-Sustrato

Como la celulosa es un sustrato insoluble, sus características cinéticas

difieren sustancialmente de las usuales reacciones homogéneas catalizadas por

enzimas. En este caso, la hidrólisis enzimática se produce en medio heterogéneo

y envuelve las siguientes etapas:

a) Transferencia de las moléculas de enzima (E) de la solución acuosa a la

superficie de sustrato de celulosa (S).

b) Formación del complejo enzima-sustrato (ES), previa adsorción de las

moléculas de enzima sobre la celulosa.

32

c) Transferencia de las moléculas de agua hacia los centros activos del

complejo (ES).

d) Reacción en la superficie del sustrato y transferencia de los productos

solubles (P), glucosa y celobiosa, desde la superficie de la celulosa hasta el baño

acuoso.

e) Descomposición de las cadenas de celobiosa y oligosacáridos solubles.

Este proceso de interacción enzima – sustrato se puede observar en forma

resumida en la figura N° 7 (Walker 1991).

2.7.3 Alfa Amilasa

Las amilasas son enzimas dependientes de cloruro, completamente

afuncionales por falta de iones de cloruro. Son más rápidas que la β-amylasa, ya

que intervienen a lo largo de cualquier punto de la cadena de los carbohidratos,

transformándolos en dextrina desde la amilopectina.

La alfa-amilasa cataliza la hidrólisis de la cadena lineal (amilosa) y la

ramificada (amilopectina) del almidón, rompiendo enlaces 1,4 interiores para

formar una mezcla de dextrinas. Se vuelve inactiva a pH 3.3 o a pH menor a 0°C

por 15 min. El pH óptimo de acción está dentro del rango 5-7. La enzima es

resistente al calor, pues a 70°C conserva un 70% de su actividad. Actúa sobre

almidones crudos y gelatinizados. (Anthea 1993).

2.7.4 Glucoamilasas

La glucoamilasa es una enzima clasificada como exohidrolasa, debido a

que se adhiere primariamente al enlace alfa(1,4), exclusivamente en las puntas no

reducidas de la glucosa y de los fragmento s provenientes de la hidrólisis por la

alfa-amilasa. Debido a que su especificidad y su producción de glucosa son más

grandes comparada con la hidrólisis ácida, fue rápidamente adoptada la

producción de jarabes de glucosa.

33

La glucoamilasa es producida por un gran número de hongos y algunas

especies de animales, sin embargo, solo aquellos provenientes de

Aspergillus sp (específicamente Aspergillus niger) es la enzima de elección para

procesos industriales en los Estados Unidos Americanos (Beynumvan 1985).

34

2.8 DIAGRAMA DE FLUJO PARA LA OBTENCIÓN DE POLVO DE FIBRA

DIETARIA A PARTIR DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO

Recepción Muestra

80 °C y 5 min. Escaldado Cáscaras de banano

maduro

Molienda

Pesado

25-30 °C Hidrólisis Aspergillus níger 60 horas Enzimática Ácido Ascórbico 500 ppm

Filtración Jarabe glucosado

75 °C y 72 horas Secado

Molienda

320 µm Tamizado

Almacenado

Fuente: Autor 2016

35

2.8.1 Descripción del Proceso

a). Recepción

Se seleccionaron cáscaras de banano maduro en óptimo estado de

madurez, sin partes afectadas por la putrefacción, mediante inspección visual

directa, eliminando pedúnculos y puntas.

b). Escaldado

Una vez exentas de impurezas, con una canastilla se procederá a

sumergir en el escaldador las cáscaras en agua a 80 °C por el lapso de 5 minutos,

con la finalidad de inactivar enzimas polifenoloxidasas, reducir la contaminación

superficial microbiana y lograr el ablandamiento de las cáscaras.

c). Molienda

Se reducirá el tamaño de la cáscara mediante molienda mecánica, para

aumentar el área superficial de ataque por parte del hongo Aspergillus niger.

d). Pesado

Los valores de sustrato e inóculo a pesar serán de acuerdo a los balances

de materia respectivos y además servirá para determinar el rendimiento en la

obtención de polvo de fibra dietética.

e). Hidrólisis enzimática

Se añadirán 500 ppm de ácido ascórbico con la finalidad de minimizar el

pardeamiento enzimático, además de su condición de antioxidante y brindar las

condiciones de acidez adecuada para el crecimiento y desarrollo del

microorganismo. A la masa de sustrato en tres composiciones de 35%, 40% y

45% peso, que ha sido previamente molida, se adicionara conidios del hongo

Aspergillus niger en tres concentraciones (3, 4 y 5 g/L), para hidrolizar los

almidones y látex presentes en la cáscara de banano maduro. El proceso se

realizará con agitación mecánica (120 rpm) para evitar la sedimentación y facilitar

la determinación de los datos experimentales.

36

f). Filtración

Una vez transcurrido las 60 horas de hidrólisis enzimática se procede a la

recuperación de la fibra dietética, mediante filtración.

g). Secado

Se someterá la fibra recuperada después de la filtración del hidrolizado a

secado a 75 0C por el lapso de 72 horas.

h). Molienda

Una vez seca la fibra se reduce el tamaño de partícula mediante molienda

mecánica.

i). Tamizado

Se clasificaran las fibras dietéticas mediante el tamaño de partícula, para lo

cual se realizara un tamizado en mallas de 320 µm.

j). Almacenado

Ubicada la fibra según su tamaño de partícula, se procede a su envasado y

almacenamiento en fundas plásticas de cierre hermético para su análisis químico

y microbiológico.

.

37

CAPITULO 2

ASPECTOS METODOLÓGICOS

3.1 MÉTODOS

Esta investigación se caracterizara por ser un trabajo exploratorio,

descriptivo y experimental.

3.1.1 Modalidad y Tipo de Investigación

Básicamente esta investigación es del tipo experimental, ya que tenemos

la presencia e identificación de un problema ambiental, originadas por los

residuos de la cáscara de banano maduro, lo que nos lleva al planteamiento de

una hipótesis y la consecuente derivación de variables: dependiente e

independiente, continuando con la definición del universo y de la muestra,

realización del experimento de hidrólisis enzimática, toma de datos para su

respectivo análisis y tabulación.

Para desarrollar esta investigación, será necesario disponer de cáscara de

banano maduro, el hongo Aspergillus niger que es productor de determinadas

enzimas (celulasa, alfa amilasa) que mediante un proceso biotecnológico de

hidrólisis enzimática, nos permitirá obtener como producto final la fibra dietética.

Después de la recepción de la materia prima, se la somete a un escaldado,

luego a una molienda, el respectivo pesado, entonces se procederá a la hidrólisis

de la celulosa mediante la vía enzimática durante el tiempo de operación

requerido, para finalmente filtrarla y secarla permitiendo obtener la fibra dietética

en la masa seca.

3.1.2 Métodos

Como se mencionó, en la actual investigación será de carácter exploratorio,

ya que servirá de base para el análisis de este proyecto, debido a que se empezó

38

dando a conocer una problemática existente con la cáscara de banano maduro en

las plantas agroindustriales de la provincia de El Oro y se presentará la iniciativa

más factible para convertir dicho escenario negativo para el medio ambiente, en

una oportunidad de mejoramiento. En lo descriptivo se detallarán cada una de las

etapas del proceso de hidrólisis enzimática, sus características, determinación y

medición de parámetros, para la obtención de la fibra dietética. Con respecto a lo

experimental se manejarán las variables que intervienen en el proceso

(concentración de sustrato y de inóculo) con la finalidad de determinar la

influencia que tienen estos dos factores en la producción de fibra dietética.

3.1.3 Variables

Variable Dependiente:

Porcentaje en peso polvo de fibra dietética obtenida.

Variables Independientes:

Primer factor: concentración del sustrato en porcentaje peso (cáscara de banano

maduro).

Segundo factor: concentración del inoculo en g/L (hongo Aspergillus niger).

3.1.4 Estadística Inferencial

Para establecer el tratamiento que resulte estadísticamente significativo,

los resultados se analizaran mediante un diseño de experimentos factoriales 3x3

completamente al azar, con un análisis de varianza (ANOVA) de comparación

múltiple y utilizando la prueba de TUKEY con un intervalo de confianza del 95%

se establecerán las diferencias significativas entre los diferentes tratamientos. El

software a utilizarse es STATGRAPHICS Plus versión 5.0.

Este tipo de diseño para el arreglo factorial de 3x3, con el que se pretende

estudiar los efectos de los dos factores, los codificaremos con la siguiente

nomenclatura:

39

Factor A: Concentración del sustrato (cáscara de banano maduro), con tres

niveles.

A1 = 35% peso

A2 = 40% peso

A3 = 45% peso

Factor B: Concentración del inoculo (hongo Aspergillus niger), con tres niveles.

B1, = 3 g/L

B2 = 4 g/L

B3 = 5 g/L

De la combinación factorial del experimento resultan 9 tratamientos que se

muestra en la tabla N° 1. Además se considerarán que cada tratamiento tenga 3

réplicas, dando un total de 27 tratamientos.

3.1.5 Población y Muestra

La industria bananera CONFOCO S.A. establecida en la parroquia la

Peaña del cantón Pasaje de la provincia de El Oro, constituirá el universo

poblacional, donde se obtendrán las muestras que permitirán desarrollar la

investigación proyectada. La muestra a escogerse será aleatoria simple y se

tomarán 15 Kg. por muestra.

3.1.6 Técnicas

Documental: Nos permite la recopilación de información de fuentes

académicas confiables y verificables, que permita elaborar en forma

fundamentada el marco teórico referencial, estructurando así una serie de ideas

sobre el tema del proyecto de investigación. Estos documentos son revistas

especializadas, tesis de tipo académico especialmente de cuarto nivel, libros y

folletos científicos versados en el tema, páginas web.

40

Análisis: Se examinará la información bibliográfica de la cáscara de

banano maduro, fibra dietética, hidrólisis enzimática, hongos (Aspergillus niger),

celulasas.

Síntesis: Se procede a resumir las características principales de los

referentes teóricos encontrados.

Observación: Es importante reunir información y registrarla para describir

los pasos del proceso de la hidrólisis enzimática, utilizando los instrumentos de

observación como diario, notas, diagramas, cámaras y medición de parámetros.

Esto facilitará obtener resultados y analizarlos, conclusiones y recomendaciones

que contribuyen a comprobar los objetivos y la demostración de la hipótesis

planteada.

3.1.6.1 Métodos analíticos utilizados

Las determinaciones del contenido de humedad, cenizas, fibra dietética y

pruebas microbiológicas fueron realizadas con la muestra resultante del mejor

tratamiento estadísticamente obtenido (A3B2).

a) Determinación del contenido de humedad

El método A.O.A.C. Association of Official Analytical Chemists 19 Th

925.10, que se fundamenta en gravimetría por volatilización, separando el agua

de la muestra inicial por secado en estufa a la temperatura de 105oC hasta peso

constante del residuo seco. Se efectuó el análisis por duplicado, promediando los

valores obtenidos y la diferencia de los resultados no debe ser superior al 5% del

promedio.

La masa de agua se calcula por diferencia según:

masa agua = masa muestra inicial – masa muestra seca

y los resultados se expresan usualmente en por ciento peso

% Humedad = (m agua/masa muestra inicial)*100

41

b) Determinación de cenizas

El método referencial es A.O.A.C. Association of Official Analytical

Chemists 18 Th 923.03, cuyo procedimiento consiste en incinerar una porción de

la muestra exactamente pesada en un crisol de porcelana, utilizando una mufla a

temperaturas entre 500 y 600 0C durante 3 horas aproximadamente. El análisis se

da por terminado cuando el residuo está libre de partículas carbonosas (color

negro) y las cenizas presentan un color blanco o gris uniforme. Entonces, el crisol

con las cenizas se enfría en una desecadora y pesa en una balanza analítica. Se

efectuó el análisis por duplicado, promediando los valores obtenidos y la

diferencia de los resultados no debe ser superior al 5% del promedio.

Los resultados se expresan según:

% Cenizas = (peso cenizas / peso muestra) * 100

c) Determinación de fibra dietética soluble e insoluble

El documento normativo es el método enzimático-gravimétrico 985.29

A.O.A.C. (Asociación Oficial de Química Analítica) 19 Th, La muestra seca y

desgrasada (1 g, por duplicado) se somete a digestión enzimática con α-amilasa

termoestable, proteasa y amiloglucosidasa, con la finalidad de hidrolizar los

carbohidratos asimilables y las proteínas. A continuación se filtra la fibra dietética

insoluble y luego el residuo se lava con agua destilada caliente. La solución

combinada de filtrado y lavados de agua se precipita con 4 volúmenes de etanol

95% para la determinación de fibra dietética soluble. Luego el precipitado se filtra

y se seca. Para el cálculo final, ambos residuos (fibra dietética insoluble y soluble)

se corrigen por proteína, ceniza y blanco.

d) Pruebas Microbiológicas

Estos análisis fueron realizados al polvo de cáscara de banano maduro, para

detectar la presencia de mesofilos aerobios, coliformes totales, mohos y

levaduras.

Para el análisis de estos parámetros microbiológicos, se procedió a tomar

todas las medidas de higiene y esterilidad para los utensilios, materiales y equipos

42

a utilizarse, se efectuaron las respectivas diluciones en serie a la suspensión

madre de la muestra, que fueron sembradas en cajas Petri por duplicado, que

contenían los medios de cultivo adecuados para cada caso específico.

Mesofilos Aerobios. Este indicador refleja la calidad sanitaria de un alimento,

las condiciones de manipulación e higiénicas de la muestra. El objetivo es

cuantificar la presencia de estas bacterias, para lo cual se utilizó como medio de

cultivo Agar para Contaje en Placas, a 37°C y 48 horas, pero a las 24 horas se

efectuá un contaje previo. La simplicidad de la técnica constituye el paso inicial

frecuente en el análisis microbiológico de los alimentos.

Coliformes Totales. Los criterios microbiológicos para estos casos son de

utilidad cuando se desea determinar contaminación fecal de un alimento,

que implica un riesgo para la salud. Para identificar su presencia, utilizaremos

como medio de cultivo Agar MacConkey, a 37°C y 24- 48 horas.

Mohos y Levaduras. Es un indicador de prácticas sanitarias inadecuadas

durante la producción y el almacenamiento de la muestra, la presencia se

determinó utilizando el medio de cultivo Sabouraud dextrose agar, a 25°C y 7

días.

e) Determinación del pH, oxígeno disuelto y producción de glucosa

Las diferentes determinaciones de los dos primeros parámetros se efectuaron

desde el comienzo y luego cada 12 horas de la hidrólisis enzimática; así, con

respecto del pH y el oxígeno disuelto se realizaron introduciendo directamente el

electrodo del equipo medidor multiparámetro (ph/ise/conductividad/od) tipo

ORION STAR A329 digital en los hidrolizados presentes en los bioreactores. En

cambio las cuantificaciones de la producción de glucosa, se comenzó el registro

de los datos experimentales, a partir de la hora doce y después cada 12 horas,

tomando la alícuota respectiva del 10 ml del jarabe glucosado, colocándolo en la

celda de cuarzo para ubicarla en el equipo espectrofotómetro UV-Vis HACH DR

3900 con una longitud de 540 nm.

43

f) Determinación de la actividad del agua

Para medir la actividad de agua (aw) se utilizó el equipo HygroPalm HP23-A

/ HP23-AW-A marca Rotronic, previamente se enciende el equipo con botón On

/ Off, luego se coloca en un recipiente de plástico la cuarta parte de muestra, a

continuación en el contenedor de muestra y encima de este se coloca la sonda

del equipo, iniciando el análisis con el botón ENTER. La sonda se puede conectar

en cualquiera de las dos entradas análogas que tiene el equipo de preferencia en

la que indica como prueba 1, que es la del lado izquierdo El sistema que se

trabaja el equipo es en la función AW-Quik (AWQ), con un tiempo programado de

15 minutos mínimo de análisis.

Cuando la proyección en la pantalla del equipo es estable (AWQ detenido),

se termina automáticamente la medición y congela la pantalla, acompañado de un

sonido dando la finalización del análisis, expresando el resultado final con un visto

en la imagen del equipo. Con este procedimiento se obtuvieron los valores para

las nueve actividades del agua del mismo número de tratamientos del polvo de

cáscara de banano maduro, como se observa en la tabla N° 2.

3.2.7 Recursos

3.2.7.1 Lugar de la Investigación

El proceso se lo efectuará en la Planta Piloto de Alimentos de la Unidad

Académica de Ciencias Químicas y de la Salud y en el Laboratorio de

Microbiología e Histología de la Unidad Académica de Ciencias Agropecuarias

de la Universidad Técnica de Machala, ubicada en el Km 5 ½ vía a Pasaje, con

las siguientes coordenadas:

Latitud 30 17´ 07.19”

Longitud 790 54´ 46.17”

44

3.2.7.2 Recursos Humanos

Investigador

Tutor

Ayudantes

3.2.7.3 Recursos Físicos

Para la obtención de fibra dietética se utilizaron los siguientes materiales:

cáscara de banano maduro, hongo Aspergillus níger y agua purificada.

3.2.7.4 Equipos y Materiales

Espectrofotómetro UV-Vis HACH DR 3900

Medidor Multiparámetro (ph/ise/conductividad/od) Tipo ORION STAR A329

digital.

Balanza Analítica marca ZHIMADZU con 0,001 mg de sensibilidad.

Estufas marca MEMMERT

Secador de bandejas marca GRIMACO

Incubadora marca MEMMERT

HygroPalm HP23-A / HP23-AW-A marca Rotronic

Bioreactores experimentales de plástico 4 L

Escaldador

Mufla

Desecador

Molinos

Tamices

Cajas Petri estériles

Cubetas de 10 ml

Matraces aforados de 100 ml, 50 ml y 25 ml

Embudo de 20 cm de diámetro

Agitador mecánico

Vasos de precipitación de 500ml, 250 ml, 100 ml

Pipetas graduadas de 10 ml

45

Pipetas volumétricas 1mL, 5 ml y 10 ml

Matraz Erlenmeyer de 250 y 500 ml

Papel filtro Whatman # 40

3.2.7.5 Reactivos

Kit reactivo de glucosa (C6H12O6)

Agua des ionizada

Agua destilada

Ácido ascórbico

Medios de cultivo microbiológico

3.2.7.6 Varios

Hojas de papel bond

Computador Portátil

Impresora

46

3.2.8 Cronograma de Actividades

Actividades

2015 2016

Noviembre Diciembre Enero Febrero Marzo Abril Mayo Junio

Pruebas experimentales y medición de parámetros

X

Prueba microbiológica. Revisión tesis

X

Graficación de resultados. Revisión tesis

X

Análisis y discusión de Resultados

X

Revisión de conclusiones y recomenda_ ciones. Redacción tesis

X

Revisión del trabajo final de la tesis

X

Presentación de la tesis

X

Sustentación de la tesis

X

Fuente: El Autor 2016

47

RESULTADOS

4.1 PROTOCOLO PARA LA HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA

DE BANANO MADURO UTILIZANDO EL HONGO Aspergillus niger.

a) Recepción

Se recolectaron cáscaras de banano maduro en óptimo estado de

madurez, sin partes afectadas por la putrefacción y eliminando pedúnculos y

puntas, utilizando la herramienta adecuada, para producir cortes limpios y nítidos.

La pérdida de sustrato es aproximadamente de un 5% peso.

b) Escaldado

Una vez exentas de impurezas, con una canastilla se procederá a

sumergir en el escaldador las cáscaras en agua a 80 °C por el lapso de 5 minutos,

con la finalidad de inactivar enzimas polifenoloxidasas (causantes del

pardeamiento enzimático), reducir la contaminación superficial microbiana y lograr

el ablandamiento de las cáscaras. Este tratamiento térmico tiene la ventaja de no

aplicar aditivo alguno.

c) Molienda

Se reducirá el tamaño a fracciones con tamaños diferentes mediante

molienda mecánica, para aumentar el área superficial de ataque por parte del

hongo Aspergillus niger.

d) Pesado

Los valores de sustrato e inóculo a pesar serán de acuerdo a los balances

de materia respectivos, tomando como base de cálculo la capacidad de 4 L del

bioreactor y que además servirá para determinar el rendimiento en la obtención

de fibra dietética, que a continuación detallamos:

Tratamiento A1 (35% peso/) B1 (3 g/L): 1400 g cáscara de banano maduro, 12 g

de hongo Aspergillus niger, 2586 g de agua purificada.

48

Tratamiento A1 (35% peso) B2 (4 g/L): 1400 g cáscara de banano maduro, 16 g
















En cada una de las 3 réplicas de los 9 diferentes tratamientos se adicionaron

500 ppm de ácido ascórbico, que equivale a 2 g.

e) Hidrólisis enzimática

Se añaden 500 ppm de ácido ascórbico con la finalidad de minimizar el

pardeamiento enzimático, además de su condición de antioxidante y brindar las

condiciones de acidez adecuada para el crecimiento y desarrollo del

microorganismo. Agregando conidios del hongo Aspergillus niger en tres

composiciones (3, 4 y 5 g/L), al sustrato en tres concentraciones (35%, 40% y

45% peso) y agua purificada para formar los 9 distintos tratamientos, con la

finalidad de hidrolizar los almidones y parte de la celulosa presente en la cáscara

de banano maduro, lo cual se llevará a cabo durante 60 horas y a temperatura

ambiente.

49

f) Filtración

Una vez transcurrido el tiempo de hidrólisis enzimática se procede a la

recuperación de la fibra dietética, mediante filtración, separando el jarabe

glucosado, que es desechado.

g) Secado

Se someterá la fibra recuperada después de la filtración del hidrolizado a

secado a 75 0C por el lapso de 72 horas, obteniéndose los siguientes pesos (g)

del deshidratado de cáscara de banano maduro para cada tratamiento con sus

réplicas que al dividirlo para el peso (g) de cáscara inicial nos da el respectivo

porcentaje de polvo de fibra dietética:

_________________________________________________________________

(A1B1) I =135,24 (9,66%) (A1B1) II =135,10 (9,65%) (A1B1) III =136,64 (9,76 %)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A1B2) I =135,52 (9,68%) (A1B2) II =135,80 (9,70%) (A1B2) III =149,10 (10,65%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A1B3) I =141,40(10,10%) (A1B3) II =147,84 (10,56%) (A1B3) III =147,00 (10,50%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A2B1) I =164,80(10,30%) (A2B1) II =168,80(10,55%) (A2B1) III =165,60(10,35%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A2B2) I =185,60(11,60%) (A2B2) II =186,40(11,65%) (A2B2) III =186,08(11,63%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A2B3) I =189,76(11,86%) (A2B3) II =189,60(11,85%) (A2B3) III =189,92(11,87%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A3B1) I =213,48(11,86%) (A3B1) II =211,68(11,76%) (A3B1) III =214,20(11,90%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A3B2) I =214,74(11,93%) (A3B2) II =214,56(11,92%) (A3B2) III =213,66(11,87%)

-------------------------------------------------------------------------------------------------------------

(A3B3) I =214,20(11,90%) (A3B3) II =211,50(11,75%) (A3B3) III =211,68(11,76%)

________________________________________________________________________

50

h) Molienda

Una vez seca la fibra se reduce el tamaño de partícula de cada tratamiento

mediante molienda mecánica.

i) Tamizado

Se clasificaran las fibras dietéticas mediante el tamaño de partícula, para lo

cual se realizara un tamizado en mallas de 320 µm.

j) Almacenado

Ubicada la fibra según el tamaño requerido de partícula, se procede a su

envasado y almacenamiento en fundas estériles para su análisis químico y

microbiológico.

4.2 MEDICIÓN DEL pH DURANTE EL TIEMPO DE HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE LA

CÁSCARA DE BANANO MADURO

El descenso de los valores de este parámetro se manifiesta en los 9

tratamientos, como se detalla a continuación: tratamiento A1B1 desde 5,30 a 4,55

(Fig. 9), tratamiento A1B2 de 5,32 a 4,53(Fig. 10), tratamiento A1B3 de 5,31 a

4,54(Fig. 11), tratamiento A2B1 de 5,33 a 4,52(Fig. 12), tratamiento A2B2 de 5,34

a 4,61(Fig. 13), tratamiento A2B3 de 5,32 a 4,63(Fig. 14), tratamiento A3B1 de

5,32 a 4,62(Fig. 15), tratamiento A3B2 de 5,35 a 4,65 (Fig. 16), tratamiento A3B3

de 5,33 a 4,64(Fig. 17).

El pH ligeramente ácido es un parámetro químico que permite optimizar el

proceso de hidrólisis de los almidones y en forma parcial la celulosa presente en

el sustrato.

4.3 MEDICIÓN DEL OXÍGENO DISUELTO DURANTE EL TIEMPO DE HIDRÓLISIS

ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO.

Existe una disminución progresiva del oxígeno disuelto (mg/L) en los 9

tratamientos, como se específica: tratamiento A1B1 desde 14,00 a 0,45 (Fig.18),

tratamiento A1B2 de13,30 a 0,50 (Fig. 19), tratamiento A1B3 de14,60 a 0,60 (Fig.

20), tratamiento A2B1 de 12,50 a 0,50 (Fig. 21), tratamiento A2B2 de 11,80 a

51

0,46 (Fig. 22), tratamiento A2B3 de 12,50 a 0,42 (Fig. 23), tratamiento A3B1 de

12,00 a 0,51 (Fig.24), tratamiento A3B2 de 11,50 a 0,47(Fig. 25), tratamiento A3B3

de 11,80 a 0,58 (Fig. 26). Siendo el hongo un microorganismo aerobio, al ser

adicionado a los 9 medios de cultivo, consume la casi totalidad del oxígeno

disuelto durante todo el tiempo de experimentación.

4.4 PRODUCCIÓN DE GLUCOSA DURANTE EL TIEMPO DE HIDRÓLISIS

ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO.

Durante las 60 horas de hidrólisis, en la producción de glucosa (g/L) se

observa un notorio aumento en cada tratamiento, como se evidencia: tratamiento

A1B1 desde 0,00 a 1,48 (Fig. 27), tratamiento A1B2 de 0,00 a 1,47 (Fig. 28),

tratamiento A1B3 de 0,00 a 1,49 (Fig. 29), tratamiento A2B1 de 0,00 a 1,56

(Fig.30), tratamiento A2B2 de 0,00 a 1,57 (Fig. 31), tratamiento A2B3 de 0,00 a

1,58 (Fig. 32), tratamiento A3B1 de 0,00 a 1,55 (Fig. 33), tratamiento A3B2 de 0,00

a 1,52 (Fig. 34), tratamiento A3B3 0,00 a 1,53 (Fig. 35).

4.5 PORCENTAJE DE OBTENCIÓN DE POLVO DE FIBRA DIETETICA EN LA

HIDRÓLISIS ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO.

A1B1 A1B2 A1B3 A2B1 A2B2 A2B3 A3B1 A3B2 A3B30

2

4

6

8

10

12

14

11,8

0 ±

0,0

8

11,9

1 ±

0,0

3

11,8

4 ±

0,0

7

11,8

6 ±

0,0

1

11,6

2 ±

0,0

2

10,4

0 ±

0,1

3

10,3

8 ±

0,2

5

10,0

1 ±

0,5

5

9,6

9 ±

0,0

6

Po

rcen

taje

de P

olv

o F

ibra

Die

tari

a

Tratamientos

Fuente: El Autor, 2016

52

Mediante la hidrólisis enzimática a la cáscara de banano maduro, se ha

logrado obtener porcentajes de rendimientos promedio con desviación estándar

de polvo de fibra dietética de los diversos tratamientos y sus repeticiones, así, de

9,69± 0,06 en el tratamiento A1B1, de 10,01± 0,55 en el tratamiento A1B2, de

10,39± 0,25 en el tratamiento A1B3, de 10,40± 0,13 en el tratamiento A2B1, de

11,63± 0,02 en el tratamiento A2B2, de 11,86±, 0,01en el tratamiento A2B3 , de

11,84± 0,07 en el tratamiento A3B1, de 11,91± 0,03 en el tratamiento A3B2 , de

11,80± 0,08en el tratamiento A3B3. Los porcentajes de rendimiento se obtuvieron

dividiendo el peso en de cáscara de banano seca para el peso en de cáscara de

banano maduro inicial de cada tratamiento.

4.6 MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD DEL AGUA

La cantidad de agua disponible para la supervivencia de los

microorganismos es de vital importancia para asegurar la calidad microbiológica y

el tiempo de vida útil de la fibra dietaría. En la tabla N° 2 se reportan los valores

de la actividad del agua, para los 9 tratamientos.

4.7 ANALISIS ESTADISTICO DE LOS 9 TRATAMIENTOS DE HIDRÓLISIS

ENZIMÁTICA DE LA CÁSCARA DE BANANO MADURO

El análisis de varianza nos permitió determinar cuál de los tratamientos fue el

que produjo mayor porcentaje de polvo de fibra dietética y de esta manera

optimizar el proceso.

Como se puede observar en la tabla N°3, que entre los tratamientos

analizados, si existe diferencia significativa (p < 0,05), alcanzando la mayor

media el tratamiento A3B2 (11,91%) donde se obtuvo el mayor porcentaje de

polvo de fibra dietética, lo que se relaciona en buena medida con una mayor

concentración de sustrato.

La tabla N° 4 indica los grupos homogéneos identificados que aparecen en

la misma columna de equis (X) no tienen diferencias estadísticamente

significativas, en cambio los tratamientos que están ubicados en diferentes

columnas si existen diferencias. Con este método, existe un riesgo del 5,0% al

53

identificar a uno o más pares significativamente diferente cuando su real

diferencia es igual a 0.

4.8 ANALISIS QUÍMICO Y MICROBIOLÓGICO DE LA FIBRA DIETÉTICA

OBTENIDA

Para ambos análisis se utilizó como muestra el mejor tratamiento en la

producción de fibra, que se determinó estadísticamente, esto es A3 B2. Con

respecto al químico, la determinación del contenido de humedad fue del 4.0%, las

cenizas del 8.0% y la actividad del agua de 0,073. Una muestra se entregó al

Laboratorio AVVE, que reportó un 54,19% de fibra dietética insoluble y un 2,99%

de fibra dietética soluble. (Anexo 36).

Para la determinación microbiológica se utilizó el método de siembra por

dilución en serie, para la determinación y cuantificación de coliformes totales,

aerobios mesofilos y mohos y levaduras. Existiendo ausencia de coliformes

totales, mohos y levaduras, solo se encontró la presencia de 30 UFC/g de

aerobios mesofilos.

4.9 PRUEBA DE HIPÓTESIS

Mediante el software Sthagraphics Plus 5, se ha determinado que con 9

tratamientos con tres repeticiones, resulta una muestra de 27 observaciones con

una desviación estándar de 1,0, el estadístico Chi-cuadrado calculado es igual a

104,0. Dado que el valor P (5,49931E-11) para la prueba es inferior a 0,05, la

hipótesis nula es rechazada en el nivel de confianza del 95,0%. En conclusión se

acepta la hipótesis alternativa planteada.

H1: Aplicando un proceso biotecnológico mediante la acción del hongo

Aspergillus niger a la cascara de banano maduro se obtenga fibra dietética.

A continuación se muestra el poder de la curva para la prueba de hipótesis

54

Poder de la curva para la prueba de hipótesis


El gráfico nos muestra el poder de la prueba de hipótesis realizado.

La potencia encontrada se definió como la probabilidad que tiene la prueba

estadística para rechazar la hipótesis nula a un nivel de confianza del 95%.

Poder de la Curvaalpha = 0,05

Varianza Real

Po

de

r

0,26 0,36 0,46 0,56 0,66 0,76 0,86

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

55

DISCUSIÓN

Mediante el proceso térmico de escaldado (80°C y 5 min) se ha

determinado de que se elimina el látex, pulpa residual de la fruta presente en la

cascara de banano maduro y reducir la flora bacteriana superficial. Este proceso

se lo realizó con la finalidad de ablandar el tejido fibroso de la cáscara, disminuir

la contaminación superficial, inactivar enzimas polifenoloxidasas que afectan las

características de color y facilitar el ataque enzimático, tal como lo sugiere

Chimborazo (2011).

El hongo Aspergillus niger al ser inoculado al sustrato comienza a

acidificar el medio y a consumir el oxígeno disuelto para su crecimiento e iniciar

con la hidrólisis enzimática para bioconvertir los almidones y parte de la celulosa

en glucosa, lo cual se demuestra en el aumento de su concentración en el

hidrolizado en el transcurso del experimento.

Luego de 60 horas de hidrólisis enzimáti

ca, se elimina la mayor concentración de glucosa proveniente de la hidrólisis de

los almidones y parte de la celulosa presente en de la cáscara de banano maduro

y el porcentaje polvo de fibra dietética obtenida del óptimo tratamiento es del

11,92%, donde se evidencia la influencia de la composición del sustrato con

relación a la concentración del inoculo.

La fibra dietética obtenida en esta investigación mediante escaldado e

hidrólisis enzimática de cáscara de banano maduro está compuesta de fibra

insoluble (54,19%) y un porcentaje menor de fibra soluble (2,99%). Alarcón

(2013) reportaron fibra insoluble (45,12%) y de fibra soluble (1,68%), señalando

que la fuente fue polvo de cáscara de banano verde y el proceso de arrastre del

almidón se efectuó mediante sucesivos lavados. En cambio Saifullah (2010)

obtuvieron fibra insoluble (43,09%) y de fibra soluble (7,75%), siendo el origen

harina de cáscara de banano maduro.

56

Con respecto a cáscaras de frutas cítricas lavadas con agua a 30 0C,

según Figuerola (2005), se alcanzaron valores superiores en estos concentrados

de fibra, así tenemos que para pomelo, la fibra insoluble (56,00%) y de fibra

soluble (4,57%) y el limón, la fibra insoluble (62,00%) y de fibra soluble (6,25%).

El valor del 4.0% del contenido de humedad obtenido, está dentro del nivel

requerido para productos deshidratados en polvo, el cual debe ser menor al

10.0%, como lo señala Fernández-Pérez (2001)

Las pruebas microbiológicas indican que existe ausencia de coliformes

totales, mohos y levaduras, y 30 UFC/g para bacterias aerobias mesófilas, lo

cual no supera el límite máximo establecido para residuos fibrosos de frutas

tratados térmicamente, (menor a 10.000 UFC/g), así lo reporta Fernández-Pérez

(2001). Hago esta referencia por no existir parámetros microbiológicos en la

norma técnica ecuatoriana del INEN para fibra dietética.

57

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

Mediante el diseño del experimento aplicado para la obtención de fibra

dietética, se ha determinado que variando la concentración de sustrato (%) y de

inoculo (g/L), implementar un protocolo para la hidrólisis enzimática de la cáscara

de banano maduro utilizando el hongo Aspergillus niger.

El análisis de pH y oxígeno disuelto en el hidrolizado indica que el hongo

hace descender el pH desde 5,35 hasta 4,65, mientras que a la concentración de

oxígeno disuelto a valores cercanos a cero, ambos en el mejor tratamiento, lo cual

favorece la hidrólisis enzimática, que se evidencia en la elevación de la

concentración de glucosa en el hidrolizado y de esta manera aumenta la pureza

de la fibra obtenida.

El análisis ANOVA del experimento nos indica que si existe diferencia

significativa (p < 0,05) entre los tratamientos estudiados, alcanzando la mayor

media el tratamiento A3B2 (11,92%) de polvo de fibra dietética.

El análisis químico de la fibra dietética obtenida, nos indica que está

compuesta de fibra dietética insoluble (54,19%) y fibra dietética soluble (2,99%),

El contenido de fibra dietética insoluble en la muestra analizada es superior al de

fibra dietética soluble, lo mismo ocurre en todos los casos consultados en la

bibliografía científica.

Con una humedad de 4.0 % y una actividad de agua reducida (aw = 0,073),

se impide el crecimiento microbiano y alarga la vida de anaquel del polvo de fibra

dietética.

Los resultados de esta investigación comprueban, que utilizando una

tecnología amigable con el medio ambiente, la cáscara de banano maduro

representa un gran potencial para la obtención de fibra dietética.

58

Se recomienda en la molienda inicial reducir a la cáscara de banano

maduro, a un tamaño de partícula entre 500 – 600 μm, con la finalidad de

aumentar el área de ataque del hongo y de esta forma lograr disminuir el tiempo

de hidrólisis.

Se propone el aprovechamiento del jarabe glucosado, que en la presente

investigación es desechado, con la finalidad de utilizarlo para su aplicación en la

obtención de etanol y también en una variedad de alimentos.

En estudios futuros, se plantea utilizar otras combinaciones de sustrato e

inóculo, con el propósito de aumentar el rendimiento de fibra dietética en función

del tiempo de obtención.

59

BIBLIOGRAFÍA CITADA

1. Abarca, Mª. L. «Taxonomía e identificación de especies implicadas en la

aspergilosis nosocomial. » Universiat Autònoma de Barcelona,

Bellaterra, España. Rev Iberoam Micol., 4., 2000.

2. Abdul, A. y Luan, Y. «Functional properties of dietary fibre prepared from

defatted rice bran. » Food Chemistry 68 (1), 2000:15-19.

3. Aguiar, C. M. « Hidrólise enzimática de residuos lignocelulósicos

utilizando celulases produzidas pelo fungo Aspergillus niger. »

Universidade Estadual do Oeste do Paraná. Brasil., 2010.

4. Alarcón, M., López, J. y Restrepo, D. «Caracterización de la

funcionalidad tecnológica de una fuente rica en fibra dietaría obtenida a

partir de cáscara de plátano. » Revista Facultad Nacional de Agronomía-

Medellin-Colombia. Vol. 66, número 1. , 2013: 6959-6968.

5. Anthea, M., Hopkins, J. y McLaughlin C. «Human Biology and Health. »

New Jersey, USA: Prentice Hall. 1993.

6. A.O.A.C. «Association of Official Analytical Chemists. Official Methods of

Analysis (19 ed.). Association of Analytical Chemists.» 2012.

7. Azizi, S., Alloin, F. y Dufresne. A. «Review of recent research into

cellulosic whiskers, their properties and their application in

nanocomposite field. » Biomacromolecules, Vol. 6, No.2, 2005: 612–626.

8. Badui, D. «Química de los Alimentos. » Alhambra Mexicana, 2006: 379-

385.

60

9. Barroso, M. «Pretratamiento de biomasa celulósica para la obtención de

etanol en el marco de una biorefinería. » Universidad Politécnica de

Madrid, 2010.

10. Bennett. J.W. «Los moldes, fabricación y genética molecular. » En W.E.

Timberlake, (ed.), La genética molecular de hongos filamentosos. Alan

R. Liss, Inc., Nueva York, 1985.

11. Bernal, C. «Caracterización de la pectina en la Pasiflora cuadrangularis

(Badea). » Tesis Universidad Nacional de Colombia, Facultad de

Ciencias, 1985: Págs. 21-24.

12. Beynumvan, G. Starch. « Conversion Technology. »Marcel Dekker, Inc.

New York, USA, 1985: 967p.

13. Bobleter, O. «Hydrothermal degradation of polymers derived from plants.

» Prog. Polym. Sci.19, 1994: 797-841.

14. Brunow, G. «Lignin and Lignans as Renewable Materials. » Chemistry,

2001.

15. Castro, A. « Investigación sobre la utilización de los desechos

bananeros. » Universidad de Costa Rica, (1994): 66.

16. Chimborazo, M.. «Efecto de escaldado y molienda en las capacidades

de absorcion y retención de agua en la fibra dietetica de naranja (Citrus

sinensis). » Tesis de grado, Ambato: Universidad Técnica de Ambato.

2011.

17. Codex Alimentarius. ALINORM 09/32/26. Rome, Italy, 2009: 83.

18. Cunningham, R. y López, F. «Etanol de Lignocelulósicos: tecnología y

perspectivas. » Universidad de Santiago de Compostela, 1994.

61

19. Elleuch, M., Bedigian, D., Roiseux, O., Besbes, S., Blecker, C. y Attia, H.

«Dietary fibre and fibre rich by products of food processing:

Characterisation, technological functionality and commercial applications:

A review. » Food Chemistry 124(2), 2011: 411-421.

20. Fengel, D., y Wegener, G. «Wood: chemistry, ultrastruture, reactions. »

Walter de Gruter & Co. pi. Berlin, Alemania, 1984.

21. Fernández-Pérez, M. y Rodríguez-Sánchez, J. «Tecnología para la

obtención de fibra dietética a partir de materias primas regionales. La

experiencia en Cuba. En Fibra Dietética en Iberoamérica: Tecnología y

Salud. Obtención, caracterización, efecto fisiológico y aplicación en

alimentos. » Editado por Lajolo, M., F. Saura-Calixto, E. Witting y E.

Wenzel. Varela Editora. Brasil. 2001: 212-213.

22. Ferreira, S. «Pectinas; Aislamiento, caracterización y producción a partir

de frutas tropicales y de los residuos de su procesamiento industrial.»

Universidad Nacional de Colombia, 2007: 20-186.

23. Figuerola, F., Hurtado, M.L., Estévez, A.M., Chiffelle, I. y Asenjo, F.

« Fibre concentrates from apple pomace and citrus peel as potential fibre

sources for food enrichment. » Food Chemistry, London, v.91, n.3, 2005:

p.395-401.

24. Frazier, W. « Microbiología de los Alimentos. » Editorial Acribia. S.A,

1993.

25. Frisvad, J.C., Hawksworth, D.L., Kozakiewicz, Z., Pitt, J.I.; Samson, R.A

y Stolk, A.C. «Proposals to conserve important species names in

Aspergillus and Penicillium. » In R.A. Samson and J.I. Pitt, (eds.),

Modern concepts in Penicillium and Aspergillus classification. Plenum

Press, NY. (1990): pp. 8389

62

26. Galbe, M. y Zacchi, G.«A review of the production of ethanol from

softwood.» Appl. Microbiol. Biotechnol. 59, 2002: 618- 628.

27. Gómez, F. «Métodos secuenciales de pretratamiento químico y

enzimático de residuos agrícolas para la producción de metano. »

Instituto Potosino de Investigación Científica y Tecnológica, A.C. México.

2008.

28. Granda, F. «Obtención de azúcares fermentables por degradación

fúngica de cáscara de banano (Cavendish valery).» Escuela de

Bioquímica y Farmacia. Universidad Técnica Particular de Loja., 2009.

29. Hawksworth, D.L. « Problems and prospects for improving the stability of

names in Aspergillus and Penicillium. In R.A. Samson and J.I. Pitt,

(eds.), Modern concepts in Penicillium and Aspergillus classification. »

NATO Advanced Science Institute Series, Series A: Life Sciences,

Volume 185. Plenum Press, NY., 1990.

30. Immanuel, G., Bhagavath, C., Iyappa Raj, P., Esakkiraj, P. y Palavesam,

A. «Production and Partial Purification of Cellulase by Aspergillus niger

and A. fumigatus Fermented in Coir waste and Sawdust. »The Internet

Journal of Microbiology. Volume 3, Number 1, 2007.

31. Intriago, F. y Paz, S. «Ensilaje de cáscara de banano maduro con

microorganismos eficaces como alternativa de suplemento para ganado

bovino. » Universidad Earth, 2000: 49.

32. Izco, J., Barreno, E., Brugués, M., Costa, M., Devesa, J., Fernández,

F.; Gallardo,T., Llimona, X., Salvo, E., Talavera, S., Valdés, B. « Los

Hongos en: Botánica. » Edit. McGraw Hill, 1997: 241-340.

33. Jong. S.C. y Gantt. M.J. «Catalogue of fungi and yeasts. » 17th edition.

American Type Culture Collection, Rockville, MD, 1987.

63

34. Kirk, T.K. y Farrell, R. «Enzymatic "combustion": the microbial

degradation of lignin. » Annu Rev Microbiol. 41, 1987:465-505.

35. Landazábal, P. «Obtención de etanol a partir de almidón yuca variedad

Chile en un proceso de 2 etapas: Hidrólisis (Aspergillus niger) -

Fermentación (Zymomonas mobilis). » Universidad Industrial de

Santander, 2004.

36. Laureano, P.L., Teymouri, F., Alizadeh, H. y Dale, B.E. «Understanding

factors that limit enzymatic hydrolysis of biomass. » Applied Biochemistry

and Biotechnology. 124 (1-3), 2005:1081–1099.

37. Machado de Castro, A. y Pereira Jr, N. « Produção, propriedades e

aplicação de celulases na hidrólise de resíduos agroindus triais. »

Quimica Nova 33 (1), 2010:181-188.

38. Mann, J.I. y Cummings, J.H. «Possible implications for health of the

different definitions of dietary fibre. » Nutrition, Metabolism and

Cardiovascular Diseases 19(3), 2009: 226-229.

39. Méndez, K. «Adsorción del cromo (VI) usando citrus sinensis como

biomasa residual. » Biotechnology and Bioengineering 67, 2008: 1045-

1054.

40. Monsalve, J., Medina, V. y Ruiz, A. « Producción de etanol a partir de la

cáscara de banano y almidón de yuca. »Dyna vol. 73, num.159,

2006:21- 27

41. Noles. D.R., Romanovicz. D.K. y Brown. R.M. « Cellulose in

cyanobacteria. Origin of vascular plant cellulose synthase. » Plant

Physiology 127 pi, 2001: 529-542.

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Kirk%20TK%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=3318677

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Farrell%20RL%5BAuthor%5D&cauthor=true&cauthor_uid=3318677

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/3318677

64

42. OMS-Organización Mundial de la Salud. «Obesidad y sobrepeso. » Nota

descriptiva No. 311. 2012. Disponible en :

http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs311/es/

43. Ospina, S., Restrepo, D. y López, J. «Caracterización microbiológica y

bromatológica de hamburguesas bajas en grasa con adición de fibra de

banano verde integro. » Rev. Fac. Nac. Agr. Medellin. Vol. 64, no. 1,

2011.

44. Pérez, N. C. «Elaboración y caracterización de complementos

alimenticios con un alto contenido de fibra dietética de maracuyá

(pasiflora edulis). » Facultad de Ingeniería Química. Universidad

Autónoma de Yucatán. México, 2003.

45. Priego, M. «Obtención de Fibra Dietética a partir de sáculos de

naranja aplicando un tratamiento con vapor. » Universidad Tecnológica

de la Mixteca. México, 2007: 64 p.

46. Primo, E. «Química Orgánica Básica y Aplicada. » Editorial Reverte:

2006.

47. Rabelo, S. C. «Avaliação de desempenho do pré-tratamento com

peróxido de hidrogênio alcalino para a hidrólise enzimática de bagaço de

cana-de-açúcar. » Facultade de Engenharia Química, Universidade

Estadual de Campinas. Brasil, 2007.

48. Raper, K. y Fennell, D. «The genus Aspergillus. » Williams and Wilkins

Company, Baltimore, MD: 1965.

49. Raghavendra, S.N., Ramachandra, S.R., Rastogi, N.K., Raghavarao,

K.S., Kumar, S. y Tharanathan, R.N. «Grinding characteristics and

hydration properties of coconut residue: A source of dietary fiber. »

Journal of Food Engineering 72(3), 2006: 281–286.

65

50. Restrepo, D.. «Alternativas de industrialización de plátano: una

propuesta. » Medellín, CO, Asociación de Bananeros de Colombia,

2002.Disponible en: http://www.inibap.org/pdf/IN030092_es.pdf

51. Reyes, I., González, M. y López, F. « Un análisis del metabolismo de

Aspergillus niger creciendo sobre un sustrato sólido. » Rev. Mex. Ing.

Quím vol.12 no.1 México, 2002.

52. Richardson, J. y Castro, G. «Las cascaras de banana remueven toxinas»

2011. Disponible en:

http://www.bibliotecapleyades.net/salud/esp_salud53.htm.

53. Rippel-Baldes, A. « Principios de Microbiología, tercera ed. »

Springer, Berlín Heidelberg Nueva York. 1955.

54. Rodríguez, C.S. y Sanromán, M.A. «Application of solid-state

fermentation to ligninolytic enzyme production. » Biochemical

Engineerieng Journal. 22(3), 2005: 211-219.

55. Saifullah, Ramli.; Noryati, Ismail.; Abbas, Fadhi.; Mubarek, Alkarkhi. y

Azhar, Mat. Easa. « The use of principal component and cluster analysis

to differentiate banana peel flours on based on their starch and dietary y

fibre components. » Tropical Life Science Research, 2010: 91-100.

56. Schuster, E., Dunn-Coleman, N., Frisvad, J. y Van Dijck, P. « Sobre la

seguridad de Aspergillus niger - una crítica. » Applied Microbiology and

Biotechnology. Volumen 59, 2002: 426 - 435.

57. Soto, M. « Bananos: cultivo y comercialización. » San José, CR,

Imprenta LIL, 1992: 674

http://www.inibap.org/pdf/IN030092_es.pdf

http://www.bibliotecapleyades.net/salud/esp_salud53.htm

66

58. Stewart, D., Azzini, A., Hall, A., y Morrison, I. Sisal «Fibers and their

constituent non-cellulosic polymers. » Ind. Crops Products 6, 1997: 17-

26.

59. Tapia, N. «Biosorbente de Pb (II) por cáscara de naranja, citrus

sinensis, modificada. »Rev química, vol 5, N°2, 2003: 48-53.

60. Vilches, F. «Formulación y elaboración de un snack de arándano con

incorporación de fibra dietética. » Universidad de Chile, 2005: 40 p.

Disponible en:

http://www.cybertesis.cl/tesis/uchile/2005/vilches_f/sources/vilches_f.pdf

61. Viniegra, G. « Producción de enzimas por Aspergillus. » Universidad

Autónoma Metropolitana-Iztapalapa México. BioTecnología Vol. 8, No.2.

2003.

62. Walker, L.P. y Wilson, D. B. «Enzymatic Hydrolysis of Cellulose: an

Overview. » Bioresource Technology 36, 1991: 3-14.

63. Zhang, H.Y. y Lynd, L.R. «Toward and aggregated understading of

enzymatic hydrolysis of celllulose: non complexed cellulase syntems.»

Biotechnology and Bioengineering 88. pi, 2004: Págs. 779- 797.

.

http://www.cybertesis.cl/tesis/uchile/2005/vilches_f/sources/vilches_f.pdf

67

ANEXOS

ANEXO 1

FIGURA N° 1: Estructura Química de la Celulosa

Fuente: Méndez 2008

ANEXO 2

FIGURA N° 2 : Estructura Química de la Hemicelulosa

Fuente: Tapia 2003

68

ANEXO 3

FIGURA N° 3: Estructura Química de la Lignina

Fuente: Brunow 2011

ANEXO 4

FIGURA N° 4: Estructura Química de la Pectina

Fuente: Tapia 2003

ANEXO 5

FIGURA N° 5: Estructura Química de la Amilosa y Amilopectina

Fuente: Primo 2006

69

ANEXO 6

FIGURA N° 6: Característica microscópica Conidióforo del Aspergillus niger

Fuente: Abarca 2000

ANEXO 7

FIGURA N° 7: Acción de la celulasa sobre la celulosa

Fuente: Walker 1991

70

ANEXO 8

FIGURA N° 8: Interacción enzima-sustrato

Fuente: Walker 1991

ANEXO 9

FIGURA N° 9: Medición del pH en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento A1B1 (A1 = 35% peso sustrato, B1 = 3 g/L inóculo).

0 10 20 30 40 50 60

4,5

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)

71


ANEXO 10


Fuente: El Autor, 2016.

ANEXO 11


0 10 20 30 40 50 60

4,5

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)

0 10 20 30 40 50 60

4,4

4,6

4,8

5,0

5,2

5,4

pH

Tiempo (horas)

72


ANEXO 12


0 10 20 30 40 50 60

4,4

4,6

4,8

5,0

5,2

5,4

pH

Tiempo (horas)


ANEXO 13


0 10 20 30 40 50 60

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)

73


ANEXO 14


0 10 20 30 40 50 60

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)


ANEXO 15


0 10 20 30 40 50 60

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)

74


ANEXO 16


0 10 20 30 40 50 60

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)


ANEXO 17

FIGURA N° 17: Medición del pH en la Hidrólisis Enzimática para el Tratamiento A3B3 (A3 = 45% peso sustrato, B3 = 5 g/L inóculo).

0 10 20 30 40 50 60

4,6

4,7

4,8

4,9

5,0

5,1

5,2

5,3

5,4

pH

Tiempo (horas)

75


ANEXO 18

FIGURA N° 18: Medición del Oxígeno Disuelto (mg/L) en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento A1B1 (A1 = 35% peso sustrato, B1 = 3 g/L inóculo).

0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

14

16

Oxí

ge

no

Dis

ue

lto (

mg

/L)

Tiempo (horas)


ANEXO 19



0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

14

Oxí

ge

no

Dis

ue

lto (

mg

/L)

Tiempo (horas)

76

ANEXO 20


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

14

16

O

xíg

en

o D

isu

elto

(m

g/L

)

Tiempo (horas)


ANEXO 21


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

14

O

xíg

en

o D

isu

elto

(m

g/L

)

Tiempo (horas)


77

ANEXO 22


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

Oxí

ge

no

Dis

ue

lto (

mg

/L)

Tiempo (horas)


ANEXO 23


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

14

O

xíg

en

o D

isu

elto

(m

g/L

)

Tiempo (horas)

78


ANEXO 24


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

O

xíg

en

o D

isu

elto

(m

g/L

)

Tiempo (horas)


ANEXO 25


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

O

xíg

en

o D

isu

elto

(m

g/L

)

Tiempo (horas)

79


ANEXO 26


0 10 20 30 40 50 60

0

2

4

6

8

10

12

Oxí

ge

no

Dis

ue

lto (

mg

/L)

Tiempo (horas)


ANEXO 27

FIGURA N° 27: Producción de Glucosa (g/L) en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento A1B1 (A1 = 35% peso sustrato, B1 = 3 g/L inóculo)

0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)


80

ANEXO 28 FIGURA N° 28: Producción de Glucosa (g/L) en la Hidrólisis Enzimática del

Tratamiento A1B2 (A1 = 35% peso sustrato, B2 = 4 g/L inóculo).

0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)


ANEXO 29


Tratamiento A1B3 (A1 = 35% peso sustrato, B3 = 5 g/L inóculo).

0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)

81


ANEXO 30

FIGURA N° 30: Producción de Glucosa (g/L) en la Hidrólisis Enzimática del Tratamiento A2B1 (A2 = 40% peso sustrato, B1 = 3 g/L inóculo).

0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)


ANEXO 31


0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)

82


ANEXO 32


0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)


ANEXO 33


0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)

83


ANEXO 34



ANEXO 35


0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)

0 10 20 30 40 50 60

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

Glu

cosa

(g

/L)

Tiempo (horas)

84


ANEXO 36

FIGURA N° 36: Informe de análisis de Laboratorios AVVE

85

ANEXO 37

FIGURA N° 37: Colocando la cáscara de banano maduro en canastilla del escaldador


ANEXO 38

FIGURA N° 38: Temperatura en el escaldado


86

ANEXO 39

FIGURA N° 39: Molienda inicial de la cáscara de banano maduro


ANEXO 40

FIGURA N° 40: Reactores experimentales de 4 L


87

ANEXO 41

FIGURA N° 41: Medición de glucosa en Espectrofotómetro UV visible


ANEXO 42

FIGURA N° 42: Medición del pH con Multiparámetro


88

ANEXO 43

FIGURA N° 43: Secado del residuo de la hidrólisis enzimática


ANEXO 44

FIGURA N° 44: Pesando deshidratado de cáscara de banano maduro


89

ANEXO 45

FIGURA N° 45: Determinación actividad del agua


ANEXO 46

FIGURA N° 46: Envasado del Polvo de Fibra Dietética


90

ANEXO 47

FIGURA N° 47: Incubadora con Cajas Petri


ANEXO 48

FIGURA N° 48: Polvo de Fibra Dietética


91

APÉNDICE

Apéndice N° 1

TABLA N° 1. Diseño Experimental de la Hidrólisis Enzimática

de la Cáscara de Banano Maduro

Fuente: Autor 2016

Apéndice N° 2

TABLA N° 2. Actividad de agua de la fibra dietética obtenida

Tratamientos Aw

A 1B 1 0,067

A 1B 2 0,07

A 1B 3 0,06

A 2B 1 0,072

A 2B 2 0,072

A 2B 3 0,091

A 3B 1 0,092

A 3B 2 0,073

A 3B 3 0,083


Inóculo (B) Aspergillus niger

B1= 3 g/L B2= 4 g/L B3= 5 g/L

Sustrato (A)

Cáscara de banano maduro

A1= 35 % A1 B1 A1 B2 A1 B3

A2= 40 % A2 B1 A2 B2 A2 B3

A3= 45 % A3 B1 A3 B2 A3 B3

92

Apéndice N° 3

TABLA N° 3. Análisis de Varianza

Fuente Media Varianza Repeticiones

A1B1 9,69 0,003 3

A1B2 10,01 0,307 3

A1B3 10,38 0,062 3

A2B1 10,40 0,017 3

A2B2 11,62 6,33E-04 3

A2B3 11,86 1,00E-04 3

A3B1 11,84 0,005 3

A3B2 11,91 0,001 3

A3B3 11,80 0,007 3

F = 55,889

p = 3,85192E-11


Apéndice N° 4

TABLA N° 4. Comparación múltiple de tratamientos (Tukey)

Tratamientos Repeticiones Medias Grupos

Homogéneos

A1B1 3 9,69 X

A1B2 3 10,01 X X

A1B3 3 10,38 X

A2B1 3 10,40 X

A2B2 3 11,62 X

A2B3 3 11,86 X

A3B1 3 11,84 X

A3B2 3 11,91 X

A3B3 3 11,80 X


tesis de investigaciÓn como requisito previo para la

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