purificación de compuestos fenólicos (antocianinas) del
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Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA
DE BIOTECNOLOGÍA
PURIFICACIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS
(ANTOCIANINAS) DEL MAÍZ AZUL POR ADSORCIÓN
Informe Técnico de la Opción Curricular en la Modalidad
PROYECTO DE INVESTIGACIÓN
Que para obtener el título de
Ingeniero Farmacéutico
Presenta
Adrian Cerón Montes
Asesor Externo
M. en T. A. Genaro Ivan Cerón Montes
Asesor Interno
Dr. J. Jesús Hinojosa Moya
Diciembre de 2010
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN
PURIFICACIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS (ANTOCIANINAS) DEL MAÍZ AZUL POR ADSORCIÓN
Adrian Cerón1, Genaro Cerón2, J. Jesús Hinojosa2, Eduardo San Martin3, Unidad Profesional Interdisciplinaria de Biotecnología del IPN1, Universidad Tecnológica de
Tecámac2, Cicata-Legaría3. [email protected]
Introducción
El nombre de flavonoide se le conoce a los compuestos polifenólicos que poseen una estructura química C6-C3-C6, eso es un anillo bencénico unido a una cadena propánica, y ésta a su vez a otro anillo bencénico Los flavonoides son compuestos hidrosolubles y uno de los subgrupos son las antocianinas, las cuales presentan gran poder antioxidante lo cual confiere actividad terapéutica mediante la neutralización de radicales libres. Los flavonoides se ha reportado que tienen actividad antiinflamatoria, previenen algunos tipos de cáncer, entre otros beneficios. Desafortunadamente no se dispone de algún proceso que permita la explotación de dichos metabólitos, por lo que es necesario implementar sistemas de extracción y purificación que permitan separar a los flavonoides en grado farmacéutico y en cantidades útiles. Desarrollo Experimental
En el caso del maíz fue llevado a cabo un pre tratamiento del maíz azul remojándolo en agua, para se pasado a un descascarado del pericarpio y capa aleurona, separación por densidad, un tamizado obteniendo diferentes tamaños de partículas de mallas de 20, malla 40, malla 60 y malla 80, se realizó una extracción solido-liquido, centrifugación, adsorción y cromatografía preparativa. En la parte de Adsorción (Purificación) se realizaron las curvas de ruptura y quiebre en columna empacada con resina comercial SP-70 para cada malla a un flujo de 1ml/min. La elución se realizo con metanol acido al 0.1M. Se realizaron pruebas fitoquímicas para compuestos de las plantas como son: Flavonoides, Saponinas, Taninos, Alcaloides, Cumarinas, Quinonas y Sesquiperlactonas.
Resultados y Análisis de Resultados
Los resultados del análisis fitoquímico antes de la purificación revela la presencia de los diferentes metabólitos analizados (antes mencionados). Posterior a la purificación dicho análisis reveló solo la presencia de flavonoides. . Las curvas de quiebre del maíz azul presentan una parábola asíntota a la concentración de entrada, la cual es independiente de la malla, factores como la temperatura y pH inicial de la muestra y del flujo de 1ml/min y este se disminuyo a 0.5ml/min dándonos la misma grafica solo más pronunciada. Estas graficas representan un comportamiento no favorable para la resina SP-70. Las eluciones realizadas con metanol ácido al 0.1M presentan un incremento considerable en comparación de la concentración de entrada, obteniendo concentraciones para la malla 20 del maíz azul de 259.13 ppm un incremento de 58.39 veces la concentración inicial para el mejor caso, y para el peor caso se concentro 14.38 veces de la concentración inicial obteniendo 195.11 ppm de la malla 60 del maíz azul. Conclusiones
Los resultados obtenidos demostraron mediante tecnología de Adsorción la purificación y eliminación de compuestos que no son flavonoides. De las curvas de ruptura se determino que el maíz azul tiene un comportamiento no favorable. Bibliografía
Andersen Oyvind M. and Jordheim Monica. 2006. The anthocyanins en: Flavonoids: Chemistry, Biochemistry and Applications. Taylor & Francis Group. USA. Pp.: 471-552.
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Dedicado a: Evelin Rojas Hernández y Esmeralda Yamileth Cerón Rojas
Las amo con todo mi corazón con todo mi ser con todas mis fuerzas, y pese a
todas las dificultades que hemos pasado se que saldremos adelante, le esperanza
y la fe son cosa que llevo muy dentro de mí.
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A Evelin Rojas Hernández
Mi amor te escribo con mi corazón esperando que lo escuches, me es difícil
decirte cuanto te amo y aun mas expresarlo, desde que te vi la primera, vez jamás
pensé en enamorarme de ti, tan solo veía una niña tan hermosa y llena de vida
que me conquisto con una mirada, solo me enamore y no quite mis hijos de ti.
Quisiera decirte todo lo que me haces sentir tu a mi lado, es una sensación
de alegría, paz, emoción, y un mar de sentimientos que no podría describir en
unas cuantos líneas, Es difícil decirte cuanto te amo. Pero te Amo.
Se que el camino es largo y difícil, pero juntos lograremos metas
inimaginables, y cualquier obstáculo lo libraremos.
A Esmeralda Yamileth Cerón Rojas
Hija, recuerdo cuando te vi por primera vez, eras muy pequeña y muy frágil,
y desde entonces eres una luz mas en mi vida junto con tu mami haz creciendo y
pese a tu corta edad me has hecho recordar lo bonito de vivir y sonreír.
Desearía tener un buen consejo para ti, pero… así que solo te diré que
lucha por lo que quieras hasta que lo logres, habrá gente que te detendrá y mucha
más que querrá verte en el suelo pero sigue luchando y cuando lo hallas logrado,
recuerda tus principios, nunca pises ni humilles al débil que alguna vez lo fuimos,
se firme en tus decisiones, mas no dura con tu emociones, crea no destruyas,
cuida el ambiente que de él vivimos, da gracias a dios por todos los logros que
obtengas y recuerda que siempre estaré para ti, y cuando no esté a tu lado cierra
tus ojitos y háblame que dentro de ti te responderé. Hija te amo como un padre
ama a su hija.
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Agradecimientos
A mis padres Sr. Genaro Cerón Fonseca y Sra. Anita Montes, quienes me han apoyado
en muchos momentos de mi vida, siendo dos personas que han dado más que un
sacrificio por simple hecho de ser su hijo, sin esperar nada a cambio, son personas que
admiro, y jamás podre recompensar todo lo que me han dado y si lo haría nuca
terminaría, mamá y papá gracias por haberme permitido llegar hasta aquí, con todos
los logros y fracasos que he cometido a lo largo de mi vida, por que siempre han
estado hay. Gracias mamá y papá.
Al M. en T. A. Genaro Ivan Cerón Montes, hermano y profesor, que pese a todas
dificultades y regaños, gracias por enseñarme un camino lleno de trabajo y logros, a
saber llevar los sentimientos más dolorosos con la cara en alto, a enseñarme que la
vida y como la vives es lo que forja a las personas, que el estudio es un regalo que
pocas personas pueden encontrar y que tú me lo has enseñado, gracias otra vez por
tus consejos como hermano y como profesor.
A mí maestro el Dr. J. Jesús Hinojosa Moya que pese a que lo conozco poco me ha
demostrado un apoyo incondicional al cual yo agradezco, ha tenido un gran interés por
este proceso de titulación que me ha motivado a seguir trabajando. Es una persona con
una gran actitud y aptitud.
A mis hermanos Gerardo Cerón Montes, Sergio Cerón Montes y Genaro Ivan Cerón
Montes, por ese apoyo en todo momento, por los consejos y actitudes que han tenido
asía mí.
A todas las personas involucradas en este proyecto, la Universidad Tecnología de
Tecámac, a M. en C. Florencia del Carmen Salinas, al Centro de Investigación en
Ciencia Aplicada y Tecnología Avanzada.
A mi amiga incondicional Dania Karen Gómez Contreras, quien con su apoyo y
excelentes consejo me ayudo a salir delante de muchas dificultades. Eres una luz en la
oscuridad, un camino en un desierto y más. Gracias Amiga.
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Contenido
Índice de Tablas .................................................................................................... 10
Índice de Figuras e Ilustraciones ........................................................................... 11
INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 12
ANTECEDENTES ................................................................................................. 13
Pigmentos Flavonoides ......................................................................................... 14
Estructura química de los flavonoides ................................................................... 14
Antocianinas ................................................................................................................. 15
Efecto de la acides sobre el color de los flavonoides .................................................... 15
Metabólitos fitoquímicos ........................................................................................ 17
El Maíz Azul .......................................................................................................... 17
Estructura del Maíz Azul............................................................................................... 18
Proceso de Ingeniería ........................................................................................... 21
Principios de la adsorción ............................................................................................. 21
Tipos de adsorción según el tipo de interacción soluto-adsorbente .............................. 22
Tipos de adsorbentes ................................................................................................... 22
Relaciones de equilibrio ............................................................................................... 23
Tipos de isotermas. ............................................................................................... 23
La isoterma de Langmuir ....................................................................................... 23
Ecuación empírica de Freundlich .......................................................................... 24
Perfiles de concentración ...................................................................................... 25
Concentración de la curva de avance ................................................................... 26
Ley de Beer ........................................................................................................... 28
JUSTIFICACIÓN ................................................................................................... 29
OBJETIVOS .......................................................................................................... 30
Objetivo General .......................................................................................................... 30
Objetivo particular ........................................................................................................ 30
METODOLOGÍA .................................................................................................... 31
Diagrama de Proceso ................................................................................................... 31
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Metodología de Extracción y purificación de frutos ricos en antocianinas para zarzamora
y arándano. .................................................................................................................. 32
Acondicionamiento de la Resinas SP-70............................................................... 33
Activación de las resinas SP-70 ............................................................................ 33
Empaquetado de la columna de adsorción. .......................................................... 33
Cinéticas de Adsorción (Curva de quiebre y ruptura). ........................................... 33
Factor de Dilución “A” ................................................................................................... 34
Factor de Dilución “B” ................................................................................................... 34
Termino de la adsorción de Flavonoides ............................................................... 34
Elución de la columna de adsorción ...................................................................... 34
Resultados ............................................................................................................ 35
Pruebas Fitoquímicas ................................................................................................... 35
Flavonoides y efecto del pH ......................................................................................... 37
Efecto del pH en los flavonoides ........................................................................................... 37
Saponinas .................................................................................................................... 37
Alcaloides ..................................................................................................................... 38
Quinonas ...................................................................................................................... 38
Cuantificación del proceso de Extracción y Purificación del Maíz Azul ................. 38
Proceso de Purificación (adsorción) ............................................................................. 42
Arándano y Zarzamora ................................................................................................. 42
Curva de ruptura de los flavonoides de Maíz Azul malla 40 .................................. 46
El flujo en el proceso ............................................................................................. 48
Características de la resina SP-70 ........................................................................ 50
Proceso de elución ................................................................................................ 50
Conclusiones ......................................................................................................... 54
Perspectivas .......................................................................................................... 55
Bibliografía ............................................................................................................ 56
ANEXO 1: Análisis Preliminar Fitoquímicos. ......................................................... 59
ANEXO 2: Tablas de adsorción y elución para Arándano. .................................... 61
ANEXO 3: Tablas de adsorción y elución para Zarzamora. .................................. 64
ANEXO 4: Tablas de adsorción y elución para Maíz Azul malla 20. ..................... 69
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Índice de Tablas
Numero Nombre Pág.
1 “Pruebas Fitoquímicas de algunas metabólitos secundarios detectados en el maíz azul”.
36
2 “Concentraciones en fracciones del proceso de extracción de flavonoides del maíz azul”.
40
3 “Comparación de Flavonoides extraídos con la bibliografía” 41
4 “Datos de la muestra inicial empleada en la Malla 40 del Maíz Azul” 44
5 “Datos del proceso del adsorción de la Malla 40 del Maíz Azul” 44
6 “Datos del proceso de adsorción para diferentes frutos” 49
7 “Característica de las resina SP-70” 50
8 “Comparación de concentración de entrada a la adsorción y concentración de elución”
53
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Índice de Figuras e Ilustraciones
Numero Nombre Pág.
1 Estructura química básica C6C3C6 de un flavonoide y sustitución de la sal de Flavino 2-fenilbenzopirilio (estructura básica de las antocianinas).
14
2 Estructura química de las principales antocianinas encontrada en el maíz azul (Pelargonidina, cianidina, malvidina).
15
3 Efecto del pH en los Flavonoides. 16
4 Maíz de color (azul, negro, rojo) y frutos con contenido de antocianinas (zarzamora, fresa, cereza, uvas).
18
5 Representación esquemática de las partes del grano de maíz. 19
6 Proceso de adsorción, lavado y desorción de la muestra
21
7 Proceso de adsorción. 24
8 Perfil de concentración en caso ideal. 26
9 Gráfica de la Ley de Beer
28
10 Diagrama de Proceso 31
11 “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del maíz azul” 32
12 “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del frutos ricos en antocianinas” 32
13 Maíz Descorticado 39
14 Tamizado del Maíz Azul 39
15 Curva de ruptura y quiebre de arándano y Zarzamora 43
16 Curva de ruptura del Maíz Azul a diferentes Mallas 48
17 Elución de Maíz Azul a diferentes Mallas con Metanol-Acido al 0.1M 53
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INTRODUCCIÓN
Las antocianinas es un subgrupo de metabólitos secundarios que forman parte de
la familia de los flavonoides, las cuales presentan gran poder antioxidante lo cual
confiere actividad terapéutica mediante la neutralización de radicales libres. Los
flavonoides se ha reportado que tienen actividad antiinflamatoria, previenen algunos
tipos de cáncer, entre otros beneficios. Desafortunadamente para poder estudiar su
empleo frente a diferentes patologías; es necesario implementar sistemas de
extracción que permitan separar a los flavonoides en grado farmacéutico y en
cantidades útiles eliminando algunos compuestos fitoquímicos, como son
saponinas, alcaloides, quinonas entre otros. Por ello se implemento y evaluó el
proceso de purificación de flavonoides del maíz azul, arándanos y zarzamoras.
El procedimiento de los frutos consistió de una extracción solido-liquido con
reducción de tamaño, centrifugación, filtración, adsorción y secado. En el caso del
maíz fue llevado a cabo un descascarado del pericarpio y capa aleurona, separación
por densidad, extracción solido-liquido, centrifugación, adsorción y secado; en cada
operación se realizó un balance de materia, donde se obtuvieron las corrientes y
composiciones. Los resultados muestran adsorciones desfavorables para el maíz
azul con la resina SP-70 y favorable para Arándano y Zarzamora ya que el
rendimiento fue tres veces mayor, sin embargo el proceso de purificación de los
flavonoides del maíz tiene menor dificultad que en los frutos.
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ANTECEDENTES
Existen números estudios sobre las propiedades antioxidantes de diferentes
fuentes biológicas en especial de plantas y frutos aunque también se vienen estudiando
fuentes animales, algas y microorganismos. Estos encuentran aplicación en su capacidad
de reducir los radicales libres que se generen en nuestro organismo. Los radicales libres
son moléculas altamente reactivas que generan una desorganización, letal para la célula,
en las membranas celulares de nuestro organismo. Son producidos en la mayoría de
células corporales a través del propio metabolismo celular y por la acción de agentes
tóxicos. Existen dos tipos de radicales libres, los internos (ejercicio intenso, estrés, los
propios del metabolismo) y los externos (mala dieta, consumo de tabaco y alcohol,
medicamentos, contaminación, exceso de exposición solar). Nuestro organismo cuando
detecta la presencia de radicales libres lo que hace es neutralizarlos y defenderse para
evitar lesiones en los tejidos. Si la concentración de estos radicales es adecuada aportan
beneficios como actividad contra bacterias y virus, regulación de la estructura y función de
las proteínas, pero el problema surge cuando la concentración de estos radicales es muy
elevada ya que afectan directamente a nuestro estado de salud del siguiente modo: se
produce un envejecimiento debido a la acumulación a lo largo de los años de radicales
libres, como consecuencia de esto la membrana de las células epiteliales se modifica lo
que dificulta la nutrición de la piel haciendo que ésta pierda firmeza y elasticidad;
problemas en el sistema cardiovascular, ya que el exceso de radicales libres favorece la
arteriosclerosis por endurecimiento de las paredes celulares; y problemas en el sistema
nervioso, disminuye el impulso nervioso, los reflejos, la memoria y el aprendizaje.
Los antioxidantes son en sí un grupo de sustancias como las vitaminas, los
minerales, los colorantes naturales y otros compuestos de vegetales y enzimas que
bloquean el efecto perjudicial de los radicales libres. La mayoría de estos antioxidantes se
encuentran en alimentos vegetales por eso su ingesta resulta tan beneficiosa para la
salud. En nuestro estudio se realizara la investigación sobre la extracción de antocianinas
del maíz azul que contiene un alto nivel de flavonoides con propiedades antioxidantes. En
el presente trabajo se determinaron las condiciones óptimas en el procesamiento y
extracción de flavonoides (antocianinas) del maíz azul, que cono ya se ha mencionado es
una fuente de explotación por su alto poder antioxidante.
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R4 = -H, o glicósido R3 = glicósidoR1, R2 = -H, -OH o CH3
Pigmentos Flavonoides
Los pigmentos Flavonoides se encuentran en las frutas y verduras. Estos son
solubles en agua y se encuentran en la savia celular, no en los plásmidos. Los pigmentos
Flavonoides incluyen las antocianinas (literalmente, “flor azul”), las antoxantinas
(literalmente, “flor amarilla”), en un principio denominadas “Flavonas”, y un tercer grupo
que contiene una serie de compuestos fenólicos relacionados, muchas catalogadas
erróneamente como “taninos”.
Estructura química de los flavonoides
El nombre de flavonoide se le conoce a los compuestos polifenólicos que poseen
una estructura química C6-C3-C6, eso es un anillo bencénico unido a una cadena
propánica, y ésta a su vez a otro anillo bencénico. Compuesto por dos anillos A y B
ligados a través de un anillo C. Los átomos de carbono en los anillos C y A se numeran
del 2 al 8, y los del anillo B desde el 2' al 6'12’ (fig. 1). De aquí deriva el 2-fenilbenzopirilo
de la sal de Flavino que es de la estructura de las antocianinas. Estas pueden existir
como polihidroxi derivados, a su vez la estructura puede estar unida a azúcares y éstos
últimos a ácidos alifáticos y aromáticos (ver figura 1), de tal manera que la antocianina
adquiere diferentes propiedades de acuerdo a los sitios de unión, número y tipos de
constituyentes. Cuando se hidroliza el azúcar de una antocianina, el producto sin azúcar
se le conoce, como antocianina (Fennema, 2000; Andersen, 2006).
Sal de Flavino 2-fenilbenzopirilio
Figura 1.- Estructura química básica C6C3C6de un flavonoide y sustitución de la sal de
Flavino 2-fenilbenzopirilio (estructura básica de las antocianinas). (Tomada de Cerón, 2008.)
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Antocianinas
De entre las antocianinas que han sido reportadas para frutos y vegetales, las más
relevantes son: la pelargonidina (Caldwell y Peterson, 1992), cianidina (Bustillos, 1997),
peonidina (Bridle, 1997), delfidina, petunidina y malvidina (Aoki et al, 2002 (ver figura 2)),
interesantemente en las diferentes variedades de maíz todas estas han sido encontradas.
Del análisis de diferentes razas de maíz de color azul y rojo se ha encontrado que las
antocianinas presentes en el grano de maíz azul son principalmente la cianidina y
malvidina, las cuales representan entre el 70 y 80% del contenido total de antocianinas
(Cortés et al, 2006), en tanto que los granos rojos predomina las pelargonidina, cianidina y
malvidina (ver figura 2), en cualquier caso la concentración de antocianinas en el grano de
maíz varía de 80-1000 ppm, lo cual depende de la variedad y de las condiciones del
cultivo ya que por ejemplo cuando la planta de maíz es expuesta a iones de cobre (50
ppm) síntesis de antocianinas aumenta (Salinas Moreno, 1999). La función de las
antocianinas en la planta es similar a la de los flavonoides: antioxidante, protectora,
mecanismos de defensa, entre otras funciones. Así por ejemplo, la cianidina y
pelargonidina presentan actividad inhibitoria en la producción de aflatoxinas producidas
por patógenos (Aspergillus flavus), protegiendo de esa manera a dicho cereal frente a
algunos tipos de infecciones (Nortos, 1999; Utrilla, 2007).
Efecto de la acides sobre el color de los flavonoides
Tanto en las antocianinas como las antoxantinas son compuesto anfotéricos, con
la capacidad de reaccionar tanto con ácidos como con bases (8, 10). Las antoxantinas
pueden cambiar de un color amarillo en un medio alcalino, a un blanco cremoso en un
medio neutral, y carecen de color en medios ácidos, condición que prevalece en la savia
Figura 2.- Estructura química de las principales antocianinas encontrada en el maíz
azul. (Tomada de Cerón, 2008)
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de la célula. Las antocianinas existen en una forma que es roja en los medios ácidos,
como en las vacuolas de las células. Muchos pigmentos de este grupo cambian al anhidro
púrpura o a la base de color, a medida que la acidez en el medio disminuye y el pH se
aproxima a 7 (34). En el medio alcalino ocurre un cambio posterior al azul. Dicho cambios
condijeron a un investigador a clasificar a estos pigmentos como “Camaleones vegetales”.
Las características anfotéricas de los pigmentos de antocianinas se ilustran en la figura 3.
Figura 3: Efecto del pH a nivel estructural y en el color característico de los
flavonoides, (tomada de Secordino, et al, 2004)
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Metabólitos fitoquímicos
La Fitoquímica estudia la multitud de compuestos químicos que se encuentran en
la complejidad de las células vegetales, no solo como entidades químicas, sino también
como productos de una serie de mecanismos que intervienen en su biogénesis,
igualmente como sustancias activas que desempeñan una función en los procesos
bioquímicos de las células o bien como elementos que pueden provocar alteraciones
fisiológicas en humanos y en animales (Domínguez, 1989).
Las sustancias fitoquímicas (metabólitos secundarios) son encontradas en varios
alimentos consumidos por los seres humanos como los vegetales, las frutas, las
legumbres, los granos, las semillas y sirven de protección contra varias enfermedades
como el cáncer y problemas cardíacos. Por mencionar algunos.
El Maíz Azul
El maíz (Zea mays) es quizá la planta más domesticada y evolucionada del reino vegetal.
A diferencia de los demás cereales, no existen variedades silvestres del maíz en la
naturaleza por lo que su origen sigue siendo un gran misterio (Serna Saldivar, et al 1990;
Stanley et al, 1987). El maíz es una planta gramínea, género que se caracteriza por
producir un fruto cubierto de alta productividad, que pertenece a la clase de las
Angiospermas; una semilla puede producir de 600 a 1000 granos, mientras que otros
cereales como el trigo sólo producen de 50 a 100 granos (Fossen et al, 2001). Este cereal
presenta una gran diversidad genética, lo cual da origen a un gran número de razas y
variedades, en el caso de los genotipos del maíz pigmentado estos tienen sus orígenes
en los Andes peruanos, sus múltiples colores, tales como el negro, rojo, morado, café y
azul se deben a las antocianinas, compuestos presentes en el pericardio y en la capa de
aleurona o en ambas estructuras del grano (Salinas et al, 2000; Salinas Moreno et al,
1999). En la figura 4 se muestran algunos ejemplos de maíz de color y frutos que
contienen antocianinas
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Las antocianinas son compuestos antioxidantes que poseen propiedades curativas
(bioactivos), por lo que ha habido un interés reciente por emplear en concreto el maíz azul
como materia prima en la extracción de estos pigmentos para la industria alimentaria ya
que representan una alternativa al uso de pigmentos sintéticos (Salinas, 2000; Salinas
Moreno et al, 1999; Cortés et al, 2006). Dentro de las actividades terapéuticas que
presentan las antocianinas se encuentran: neutralización de los radicales libres (Hu et al,
2005), supresión inflamatoria (Jill et al, 2004), prevención y atenuación de la
arterioesclerosis (Michael et al, 2004), prevención y disminución de la invasión de las
células cancerosas (Pei-Ni et al, 2004), antiulceroso (Valcheva et al, 2005), agente contra
radiación (Miko Enomoto et al, 2005), por mencionar sólo algunos de sus beneficios.
Estructura del Maíz Azul
El grano llamado botánicamente cariópside, es monocotiledóneo y se subdivide en
tres partes fundamentales (Serna et al, 1990): el pericarpio, endospermos y germen (ver
figura 5). El pericarpio también conocida como fibra o cáscara del grano, encierra la
semilla y está compuesto por varias capas de células que juntas tienen un espesor entre
60 y 160 µm, básicamente éstas son el pericarpio, mesocarpio y endocarpio, al exterior
del endocarpio existe una capa denominada cutícula y tiene un espesor entre 0.7 y 1 µm,
su constitución cerosa lo hace impermeable al agua (Sugawara et al, 1994; Saulnier et al,
Figura 4.- Maíz de color (azul(A), negro (B), rojo (C)) y frutos con contenido de
antocianinas (zarzamora (D), fresa, cereza (E), uvas (F)).
A
C B
D E
F
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1995). Las funciones primordiales del pericarpio son ´proteger al grano contra agentes
bióticos externos, como son los insectos y los microorganismos, impedir la pérdida de
humedad así como conducir y distribuir tanto el agua como los nutrientes durante la
germinación. El pericarpio constituye el 5.7% del peso del grano y está caracterizado por
un alto contenido de fibras: hemicelulosa (67-70%) y celulosa (15-23%), lignina (2,2%),
etc. (Doner et al, 19997).
El endospermo constituye el 82-84% del peso seco del grano y su componente
mayoritario es el almidón en forma de gránulos los cuales poseen un tamaño de entre 5 a
30 µm de diámetro, el cual está embebido en una matriz de cuerpos proteicos. El
endospermo es de dos tipos: vítreo y harinoso. El endospermo harinoso rodea al germen
y es opaco, debido posiblemente a las bolsas de aire que rodean la grano, los gránulos de
almidón y la matriz proteica es delgada a su alrededor, mientras que en el endospermo
vítreo la matriz proteica es más gruesa. Los cuerpos proteicos constituyen el 8% del
endospermo, son redondos y están compuestos casi enteramente de zeina. La capa
externa del endospermo, la aleurona, es una capa simple de células de una apariencia
completamente diferente. Esta capa, que cubre al endospermo y al germen, es
interrumpida solamente con la cofia del grano. Las células aleuronales contienen
minerales y proteínas que son de alta calidad pero no disponibles nutritivamente a las
enzimas digitales, a menos que sean abiertas durante la molienda (Wolf et al, 1952;
Stanley, 1987). El almidón tiene dos componentes fundamentales, la amilosa, parte
esencialmente lineal, formada por residuos glucósidos que están unidos por enlaces α-D-
Figura 5.- Representación esquemática de las partes del grano de maíz. (Tomada de
Cerón, 2008)
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(1→4) y la amilopectina, molécula ramificada con un bajo grado de poliemrización (20-25
residuos de glucopiranosa), cuyos residuos están unidos por enlaces α-D-(1→6). La
amilosa es de conformación helicoidal y su cavidad es hidrófoba por tanto cadenas de
ácidos grasos o lípidos puedes ocuparla aunque de existir cadenas polares en los lípidos,
estas quedan fuera de la cavidad de las hélices (Morrison y Gadan, 1987).
El germen representa del 10 y el 12% del peso seco del grano. Está compuesto
por el embrión y por el escutelo, el escutelo tiene la función de órgano nutritivo para el
embrión que almacena las hormonas necesarias para la germinación de la semilla. El
escutelo presenta células tipo parénquima que contienen un núcleo, citoplasma y objetos
que contienen aceite líquido. Éstos objetos de color claro, son organelos específicos
conocidos como “cuerpos de aceite” y ferosomonas y constituyen el 33% del germen. De
éste porcentaje, el 43% corresponde al ácido linoléico, el 36.6% al ácido oleico, el 15.95%
al ácido palmítico y el porcentaje restante a los pacidos esteárico, linolénico, araquidínico
y mirístico. Las paredes del escutelum son gruesas y contienen numerosos orificios y
epacios intercelulares que facilitan el movimiento de materiales entre las células
(Pflugfelder et al, 1988).
Los componentes minoritarios del grano están irregularmente repartidos en las
diferentes partes del mismo. Las proteínas están localizadas en mayor proporción en el
germen y en la capa aleuronal, mientras que los lípidos están en el germen. El contenido
de proteína en el grano de maíz se integra por las fracciones: albúmina, globulina,
gluteína y prolamina. La prolamina representa alrededor del 40% de la proteína total, esta
fracción posee niveles bajos de los aminoácidos de lisina y triptófano, lo que hace que la
proteína de maíz sea de poco valor nutritivo. Las sales, vitaminas se encuentran
preferentemente en las zonas extremas del endospermo (Gómez, 1992; Burge, 1999).
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Proceso de Ingeniería
Principios de la adsorción
La adsorción es una de las
operaciones más utilizadas en la
etapa de concentración de caldos
acuosos diluidos y en el proceso
de purificación. Mediante la
adsorción de las moléculas de un
soluto se concentran en una
superficie sólida por la acción de
fuerzas intermoleculares entre el
soluto y el sólido. Debido a la
naturaleza de estas el fenómeno
es fácilmente reversible. La
adsorción es esencialmente un
fenómeno de superficie y debe
distinguirse de la absorción la cual
implica la penetración de la
sustancia en el cuerpo de otra.
(Tejeda, et al, 1995).
La concentración de uno o varios solutos de un caldo por medio de la adsorción
requiere de cuatro pasos. Primero el adsorbente y la solución se ponen en contacto. Al
efectuarse la adsorción el soluto se une preferentemente a la superficie del adsorbente
respecto a otros solutos. Una vez concluida la adsorción es necesario lavar la columna
con una solución que no provoque la desorción del soluto de interés. Finalmente se
efectúa la recuperación del soluto utilizando un fluido que favorezca la desorción,
operación conocida como elución (ver figura 6).
En el análisis de la operación de la adsorción, al igual que en otras operaciones de
transferencia de masa, se utilizan modelos para el diseño, análisis de alternativas,
Figura 6: Proceso de adsorción, lavado y desorción
de la muestra. (Tomada de Tejeda, et al, 1995)
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optimización, o simplemente para la obtención de datos experimentales. (Tejeda, et al,
1995)
La formulación de estos modelos requiere:
El establecimiento de relaciones de equilibrio y de la capacidad de adsorción de
los sistemas.
El establecimiento de la rapidez de la adsorción con respecto a los fenómenos
difusivos y cinéticos de la superficie.
Los balances de masa y energía del sistema de adsorción específico
Las condiciones iniciales y de frontera del sistema.
Los aspectos fundamentales para el proceso de adsorción se resumen en cuatro:
Los tipos de adsorción según el tipo de interacción soluto-adsorbente.
Los tipos de adsorbentes
Las relaciones de equilibrio
La cinética de adsorción
Tipos de adsorción según el tipo de interacción soluto-adsorbente
Física. Las fuerzas de atracción entre el soluto y el adsorbente son del tipo
London-van Der Waals, dipolo-dipolo, puentes de hidrogeno.
Iónica: la diferencia de cargas entre el adsorbente y el soluto genera
atracciones electroestáticas fuertes y selectivas.
Hidrofóbica: interacciones entre regiones hidrofóbicas del soluto y el
adsorbente
Afinidad: está basada en interacciones altamente específicas entre el
adsorbente y el soluto.
Tipos de adsorbentes
En el proceso de selección los principales parámetros a considerar son las
propiedades físicas del adsorbente, tales como la resistencia mecánica, área por unidad
de volumen, porosidad interna y del lecho, forma de partícula y tamaño. Además es de
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fundamental importancia la capacidad de adsorción del sólido (carga e hidrofobicidad
relativa) (Tejeda, et al, 1995).
En al caso de la adsorción física, el adsorbente más utilizado es el carbón activado
y en menor grado la sílica gel. También son utilizadas como adsorbentes resinas
sintéticas como son: EXA-118, SP-70, entre otras.
Relaciones de equilibrio
El análisis de los procesos de adsorción requiere de datos de equilibrio que se
expresan en isotermas de adsorción, las cuales son esenciales para el modelado del
proceso y por lo tanto para el diseño, cálculos de eficiencias y costos de adsorción.
Las isotermas permiten estimar el grado de purificación que puede ser alcanzado
la cantidad de adsorbente requerido, y la sensibilidad del proceso con respecto a la
concentración del producto.
En los procesos de adsorción se encuentran cuatro tipos básicos de isotermas: la
isoterma de Freundlich, la lineal, la de Langmuir y la irreversible (Hall et al, 1966)
Tipos de isotermas.
La isoterma lineal pasa por el origen de coordenadas y la cantidad adsorbida es
proporcional a la concentración en el fluido. Las isotermas que son convexas hacia arriba
se denominan favorables, debido a que puede obtenerse una carga relativamente elevada
del sólido para una baja concentración en el fluido (Tejeda, et al, 1995).
La isoterma de Langmuir
Donde W es la carga de adsorbato, c es la concentración en el fluido y b y K son
constantes, es del tipo favorable; cuando Kc » 1, la isoterma es altamente favorable,
mientras que cuando Kc < 1 la isoterma es prácticamente lineal. Ésta isoterma tiene una
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base teórica sencilla, sin embargo, no permite ajustar bien un elevado número de
sistemas de adsorción física (Tejeda, et al, 1995).
Ecuación empírica de Freundlich
Donde m < 1, conduce generalmente a un mejor ajuste, especialmente para la adsorción
a partir de líquidos.
En la siguiente figura se muestra las cinéticas de adsorción típicas para cada caso.
Todos los sistemas presentan una disminución de la cantidad adsorbida al
aumentar la temperatura y, por supuesto, el adsorbato puede desorberse aumentando la
temperatura, sin embargo, la deserción requiere una temperatura mucho más elevada
cuando la adsorción es muy favorable o irreversible que cuando las isotermas responden
a un modelo lineal (Geankoplis et al, 1998).
Una isoterma que es cóncava hacia arriba recibe el nombre de desfavorable
debido a que se obtienen cargas del solido relativamente bajas y a que conducen a largas
zonas de transferencia de materia en el lecho.
Figura 7: Proceso de adsorción. (Tomada de Geankoplis et al, 1998)
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Si la isoterma de adsorción es favorable, la transferencia de materia desde el
sólido hacia la fase fluida tiene características similares a las de la adsorción con una
isoterma desfavorable (Geankoplis et al, 1998).
Perfiles de concentración
Cuando se emplea un lecho fijo de partículas granulares para la adsorción de
solutos de líquidos o gases, el fluido que se va a tratar se hace descender a través éste a
una tasa de flujo constante. En el proceso son importantes las resistencias a la
transferencia de masa, y el proceso se lleva a cabo en estado no estacionario. La
eficiencia del proceso depende de la dinámica global del sistema, y no sólo de las
consideraciones de equilibrio (Geankoplis et al, 1998).
Las concentraciones del soluto en la fase fluida y en la fase adsorbente sólida
cambian con el tiempo y también con la posición en el lecho fijo conforme prosigue la
adsorción. En la entrada del lecho se supone que el sólido no tiene soluto al principio del
proceso; a medida que el fluido entra en contacto con la entrada del lecho, se realiza la
mayor parte de la transferencia de masa y de la adsorción (Geankoplis et al, 1998).
Cuando el fluido pasa a través del lecho, su concentración va disminuyendo con la
distancia hasta llegar a cero mucho antes del final del lecho. Este perfil de concentración
se representa por una curva t, donde c/c0 es la relación de concentraciones
correspondiente al fluido y a la alimentación. Después de pocos minutos el sólido próximo
a la entrada se encuentra prácticamente saturado, y la mayor parte de la transferencia de
materia tiene lugar lejos de la entrada. El gradiente de concentración adquiere la forma de
S y la región donde ocurre la mayor parte del cambio de concentración es la llamada zona
de transferencia de materia, y sus límites frecuentemente se toman como c/c0 = 0,95 a
0,05. (Ver Figura 8)
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Concentración de la curva de avance
La mayor parte de la adsorción ocurre en cualquier momento en una zona
relativamente angosta de adsorción o de transferencia de masa. Mientras la solución
continúa fluyendo, esta zona de transferencia de masa, que tiene forma de S, va bajando
por la columna. En un tiempo dado t3, cuando casi la mitad del lecho está saturado de
soluto, la concentración de salida sigue siendo aproximadamente cero. Esta
concentración de salida sigue siendo casi cero hasta que la zona de transferencia de
masa empieza a llegar a la salida de la columna en el tiempo t. Entonces, la
concentración de salida empieza a elevarse, y a un tiempo llega a cb, que se llama punto
de ruptura.
Curvas de ruptura. Los perfiles de concentración se pueden predecir y utilizar para
calcular la curva de concentración frente al tiempo para el fuido que abandona el lecho,
esta curva recibe el nombre de curva de ruptura. Cuando la concentración alcanza el valor
límite permisible, o punto de ruptura, se interrumpe el flujo o bien se conduce a otro lecho
de adsorbente fresco. Con frecuencia el punto de ruptura se toma como una
concentración relativa de 0.05 o 0.10 y, puesto que solamente la última porción de fluido
tratado posee la concentración más elevada, la fracción media de soluto separado desde
el comienzo hasta el punto de ruptura es con frecuencia 0.99 o superior.
Si la adsorción se continuase más allá del punto de ruptura, la concentración
aumentaría rápidamente hasta aproximadamente 0.5 y después se acercaría más
Figura 8: Perfil de concentración en caso ideal. (Tomada de
Geancoplis, et al,1998)
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lentamente hasta 1.0. Esta curva en forma de S es similar a la de los perfiles de
concentración interna. Mediante un balance de materia se puede demostrar que el área
limitada por la curva y la ordenada para c/co = 1,0 es proporcional a la cantidad total de
soluto adsorbido si todo el lecho alcanza el equilibrio con la alimentación. El área hasta el
tiempo t, del punto de ruptura representa la cantidad real adsorbida. Si la zona de
transferencia de materia es estrecha con relación a la longitud del lecho, la curva de
ruptura será más brusca y se utilizará la mayor parte de la capacidad del sólido hasta el
punto de ruptura. Cuando la zona de transferencia de materia coincide con la altura del
lecho, la curva de ruptura está muy extendida y se utiliza menos de la mitad de la
capacidad del lecho. Por lo tanto, es deseable una estrecha zona de transferencia de
materia para una utilización eficaz del adsorbente y para reducir los costes de energía en
la regeneración. En el caso ideal de existir resistencia a la transferencia de materia y
dispersión axial, la zona de transferencia de materia sería infinitamente estrecha y la
curva de ruptura sería una línea vertical desde 0 hasta 1,0 cuando todo el sólido está
saturado (Geankoplis et al, 1998).
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Ley de Beer
En la Ley de Beer la absorbancia depende de la concentración en la cual existe
una correlación lineal, el límite de este rango es de 0 a 0.8 existe un incremento lineal,
cuando la concentración es mayor a de 0.8 ya sea por un punto que se eleve del rango,
esta correlación ya no es lineal y se convierte en una asíntota hacia un punto, para
mantener una correlación de la ley de Beer, se realizan diluciones, para conocer la
concentración real, es importante factor de dilución para corregir el valor de absorbancia
que se obtiene. (Ver Figura 7).
0123456789
10
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17
Ab
sorb
anci
a
Concentración
Ley de Beer
Figura 9: Gráfica de la Ley de Beer
Zona
Lineal
Zona
Asíntota
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JUSTIFICACIÓN
Hoy en día se utilizan divisas sustancias de origen vegetal, que contienen un
beneficio para la salud humana, este es el caso de las antocianinas. Desgraciadamente
estas sustancias son muy termolábiles lo cual provoca que sean una opción muy poco
recomendada para su extracción y comercialización.
Aunado a lo anterior, una de las problemáticos en la Industria Farmacéutica, es la
purificación de compuestos de interés, ya que en la extracción se utilizan sustancias en la
extracción de estos compuestos que son nocivos o tóxicos para la salud humana. Por lo
que existe la necesidad de un proceso eficiente para el aislamiento y purificación de
compuestos que contengan antocianinas para su uso en la industria farmacéutica y
alimentaria.
Por lo cual en este trabajo se pretende purificar antocianinas del maíz azul por
medio de un método en el cual no requiera de reactivos y solventes tóxicos. Una vez
determinadas las condiciones optimas del proceso, estas serán purificación sean
escaladas a planta piloto e industrial, De esta manera obtendrá información de alta
calidad que se refleje en la puesta en marcha de un proceso preciso, reproducible y
económicamente viable para minimizar la inestabilidad por degradación de las
antocianinas.
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OBJETIVOS
Objetivo General
No se dispone de algún proceso que permita la explotación de dichos metabólitos,
por lo que es necesario Implementar las operaciones de purificación de los
compuestos fenólicos del maíz azul mediante tecnología de adsorción.
Objetivo particular
Obtener las curvas de quiebre y compararlas con los comportamientos.
Determinar el efecto de pH, temperatura y concentración de la alimentación en la
eficiencia del proceso de adsorción
Evaluar la resina SP-70 en el proceso de adsorción de compuestos fenólicos de
maíz azul.
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METODOLOGÍA
Diagrama de Proceso
Proceso de Extracción de Flavonoides extraída del maíz azul
Se emplearon granos de maíz azul comercial, el cual fue pre-acondicionado de la
siguiente manera: el grano de maíz fue humedecido por 10 minutos en lotes de 2 kg.
Posteriormente se realizó un descorticado y secado en la estufa a 35°C. El material
obtenido se separó por diferencia de densidades, colectando dos fracciones: una rica en
almidón y otra rica en pericarpio y capa aleurona (de interés por su contenido en
flavonoides).
Las extracciones se llevaron a cabo en tanques agitados, con un impulsor Rusthon
a 800 rpm por 80 minutos, utilizando una proporción sólido-líquido de 80g de sólido por
1250g líquido, la temperatura se mantuvo a 22°C. Como solvente se empleó una solución
de ácido clorhídrico 0.1 Molar. El proceso de extracción se realizó durante 9 ocasiones en
Figura 9: Diagrama de Proceso
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el mismo material hasta dejarlo exhausto. Los extractos colectados se centrifugaron a
3500 rpm por 15 minutos, el sobrenadante fue recuperado y adsorbido en una resina
EAX-118. Las antocianinas absorbidas fueron eluidas con etanol al 96% y secadas a
temperatura ambiente (22°C), en la figura 9 se ilustran las operaciones realizadas y las
corrientes consideradas.
Metodología de Extracción y purificación de frutos ricos en antocianinas
para zarzamora y arándano.
La extracción se llevó a cabo con el molido de los frutos en una licuadora (Método
de Blenders) a la mayor velocidad, durante 10 minutos, empelando por cada kilogramo de
fruto 2 kg de agua. El material molido fue centrifugado a 4500rpm durante 20 minutos en
tubos falcón de 50ml. El sobrenadante recuperado se puso en contacto con la resina SP-
70 para la adsorción de las antocianinas, y ésta fue previamente lavada empleando 5
litros de agua destilada. Las antocianinas fueron eluidas de la resina empleando alcohol al
96% y secadas a temperatura ambiente (22°C) en refractarios, en la figura 10 se ilustran
las operaciones realizadas y las corrientes consideradas.
Pre acondicionamiento A
B
Extracción
E
F
Adsorción
H
D
C
G Secado
J
L
M
N
A: Grano de maíz B: Agua C: Fracción pesada D: Aleurona y pericarpio (sólido)
E: Disolvente F: Sólido exhausto G: Extracto (rico en flavonoides) H: No adsorbido
I: Agua de lavado K: Alcohol (eluyente) G: Extracto (rico en flavonoides) H: No adsorbido
I K
L: desorción (flavonoides) M: Alcohol N: Flavonoides secos
Figura 11: “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del maíz azul”
A: Fruto B: Agua C: Fruta molida D: Sedimento
Extracción
A
B
C
Centrifugado E
D
Adsorción I
Secado
F
F
G
J
K
H
E: Sobrenadante F: Agua de lavado G: Alcohol H: No adsorbido
I: Eluido (flavonoides) J: Alcohol K: Flavonoides secos
Figura 12: “Secuencia de operaciones para la purificación y extracción de antocianinas del frutos ricos en antocianinas”
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Acondicionamiento de la Resinas SP-70
La activación de la resina SP-70 se realizaron utilizando el siguiente
procedimiento: se lavó la resina con 5 volúmenes (BV) de agua destilada, se agitó con un
impulsor Rusthon a 300rpm durante 5 minutos, se decantó y se secó en un horno eléctrico
a 99°C durante 24 horas. Una vez seca la resina se pasó a un desecador durante 4 horas
para enfriarla y se pesó 1 gramo de resina SP-70 en contenedores de vidrio limpios y
secos con cierre hermético.
Activación de las resinas SP-70
Las resinas pesadas se dejaron con 2 BV de etanol al 96% durante 24 horas,
posteriormente se lavaron con 2 BV de agua estilada en agitación con un impulsor
rusthom a 150rpm durante 10 minutos, se filtro y se recuperó la resina.
Empaquetado de la columna de adsorción.
Se utilizaron columnas de plástico (Ver figura 11) de 19.1 cm de largo por 1.25 cm
de diámetro interior. En uno de los extremos de la columna se le introdujo una roseta con
la ayuda de un empaquetador marca BUCHI, por el extremo sin la roseta se agrego a la
columna la resina SP-70 previamente pesada y se introdujo la roseta en este mismo
extremo, compactando la resina. Al espacio faltante se le agrego fibra de vidrio hasta
llenar la columna y se le introdujo otra roseta en este mismo extremo.
Cinéticas de Adsorción (Curva de quiebre y ruptura).
Se determinó el flujo de la adsorción a 0.5ml/min y 0.8ml/min, posteriormente se le
determino la concentración de la muestra inicial por medio de absorbancia a 520nm y
700nm a pH 1 y pH 4.5, al mismo tiempo se determino peso seco de la muestra la
temperatura, el pH, el volumen total inicial y la fuente del extracto. Se hizo incidir este
extracto a la resina SP-70 y se recolectaron muestras cada determinado volumen y
tiempo como se muestra en la tabla 2
Para las muestras recolectadas se determinó por triplicado su concentración por
medio de absorbancia a 520nm y 700nm a pH 1 y pH 4.5, a diferentes factores de
dilución.
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Factor de Dilución “A”
El factor de dilución “A” se preparó de la siguiente manera, a un tubo de ensaye de
10ml se le agrego 3ml de muestra y 1ml de regulador a pH 1 ó en su caso a pH 4.5, se
agitó y se midió en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 520nm y 700nm
registrando los datos en la tabla 4.
Factor de Dilución “B”
El factor de dilución “B” se preparó de la siguiente manera, a un tubo de ensaye de
10ml se le agrego 0.5ml de muestra, 1ml de regulador a pH 1 ó en su caso a pH 4.5, y
2.5 ml de agua para la adsorción y etanol para la elución según el caso, se agitó y se
midió en el espectrofotómetro a una longitud de onda de 520nm y 700nm registrando los
datos en la tabla 4.
Se controlo y registro el flujo y la toma de muestras al igual que el tiempo en que la
cinética se llevo a cabo, registrando los datos en la tabla 4, La cinética termino cuando
tenemos 4 datos constantes, muy cercanos a la concentración inicial
Termino de la adsorción de Flavonoides
Al terminar la cinética se le hizo pasar 1 litro de agua a la columna con un flujo de
5ml/min y posteriormente se inyectó aire para eliminar el agua.
Elución de la columna de adsorción
Sin agua la columna se le hace pasar etanol al 96% en contra corriente al mismo flujo
de la adsorción tomando muestras cada 5ml durante los primeros 10 tubos y
posteriormente se tomaron muestras cada 20ml hasta el final de la elución. La elución
termino cuando las muestras tenían absorbancia de cero o cercanos al cero.
A las muestras se les determino la concentración por medio de la absorbancia a
520nm y 700nm a pH 1 y pH 4.5 realizando diluciones y utilizando los factores de dilución,
se registró en la tabla 4 correspondiente.
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Las muestras obtenidas de la elución se mezclaron de acuerdo a la concentración, los
tubos con una concentración de 100ppm en adelante y se mezclaron y se determino peso
seco y la absorbancia real.
Resultados
Las antocianinas son metabólitos cuya explotación es un tanto limitada debido a su
gran inestabilidad. Tal es su sensibilidad a la luz, altas temperaturas, pH extremo y
oxidación. Sus rendimientos y actividad son determinados desde la extracción y
procesamiento adecuados para minimizar las pérdidas e inestabilidad de dichos
compuestos.
El presente trabajo fue desarrollado en tres fases; extracción y purificación,
análisis fitoquímico en diferentes puntos del proceso, y finalmente caracterización y
cuantificación. Los resultados de cada una de estas fases se presentan y discuten en las
siguientes secciones.
Pruebas Fitoquímicas
Para tener conocimiento de la eficiencia del proceso y tener una idea del tipo de
metabólito (s) que acompaña (n) al grupo de interés, antocianinas, se realizó un bosquejo
fitoquímico para detectar colorimétricamente diferentes metabólitos de importancia tales
como saponinas, cumarinas, taninos, alcaloides, entre otros (ver tabla 1). Estos grupos de
metabólicos secundarios se determinaron en tres punto En la siguiente tabla, se muestran
algunos metabólitos detectados antes y después de la purificación.
Estos grupos de metabólicos secundarios se determinaron en tres puntos importantes del
proceso: en la extracción, en el proceso de Ultrafiltración con un corte de peso molecular
de 10 daltons, en el retenido de este proceso, y después del purificado. (tabla1).
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Metabólito Prueba Extracción U.F. Retenido Purificado
Flavonoides Shinoda ++ ++ ++ ++++
NaOH ++ ++ ++ ++++
Saponinas
Altura y
Estabilidad + + + -
Libermant + + + -
Rosenthaler + + + -
Taninos
Con
Gelatina - - - -
Fenicianuro
de Potasio - - - -
Alcaloides Drendoff + + + -
Sesquiperpenlactonas Hidroximato - - - -
Cumarinas Erlich - - - -
Quinonas Börntraguer + + + -
Tabla 1: Pruebas Fitoquímicas de algunos metabólitos secundarios detectados en el maíz azul.
Los signos “+” (positivo) y “-“ negativo determinan la presencia o ausencia del metabólito, respectivamente. La
intensidad esta determinada por la cantidad de signos, muy abundante (+++);
Los resultados de este control fitoquímico muestran que en la extracción así como en
la ultrafiltración (UF) y retenido se detectó la presencia de Flavonoides, Saponinas,
Alcaloides y Quinonas. Mientras que el extracto purificado se encuentra enriquecido con
los productos naturales de interés y objeto del presente trabajo, flavonoides. Esta
información muestra que las condiciones del proceso (flujo, temperatura, pH y
alimentación de la extracción, así como la resina seleccionada son las más apropiadas
para obtener el producto de interés.
Las reacciones y determinaciones fueron hechas cualitativamente determinadas por la
presencia de color en la reacción, el procedimiento se determina en el Anexo 1. Estos
metabólicos secundarios se determinaron en tres puntos importantes del proceso, en la
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extracción, en el proceso de Ultrafiltración con un corte de peso molecular de 10 daltons y
en el retenido de este proceso, al igual que después del purificado.
Flavonoides y efecto del pH
Principalmente se determino flavonoides después de neutralizar la muestra, con la
reacción de Shinoda dando un color rojo (tenue) y posteriormente con la reacción de
Hidróxido de Sodio variando el color debido al pH característico de los Flavonoides.
Efecto del pH en los flavonoides
El equilibrio entre las formas coloridas y no coloridas de las antocianinas depende
del pH (Secordino, et al, 2004). La forma predominante de antocianinas a valores de pH
<2.0 es el catión polar de flavylium (rojo), que sufre varias transformaciones estructurales
con el aumento de los valores de pH (Figura 3). La disolución de de la sal de flavylium en
una solución acuosa ligeramente ácida o neutral resulta con la inmediata formación las
bases quinoidales neutrales y/o ionizadas. Por otra parte, a valores de pH entre 4 y 6, los
3-glucósidos y 3,5-diglucosidos comunes cambian rápidamente al carbinol incoloro más
estable para la completa hidratación de la posición 2 del catión flavilium. Esto a su vez
puede equilibrar, a un ritmo más lento, a una forma abierta, la pseudobase de chalcona,
que también es incolora. Debido a la polaridad diferente de las formas en equilibrio.
Saponinas
La determinación de saponinas se realizo mediante tres pruebas diferentes. La
primera fue la generación de espuma altura y estabilidad, la cual consiste con la agitación
vigorosa del extracto vegetal y en esperar la formación o no de espuma, estable durante
más de 5 minutos, ya que como sabemos la característica principal de las saponinas es
su capacidad para la formación de espuma.
También se determino mediante las reacciones de Libermant y de Rosenthaler.
Dando positivo para saponinas triterpenoides con un color rosa, y positivo con un color
violeta (muy suave), respectivamente.
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Alcaloides
Se determino con la reacción de Drendoff, que consiste en la formación de un
precipitado. Pese a que fue muy poca la presencia de precipitado, la reacción se
considero positiva por el desarrollo de un precipitado naranja.
Quinonas
Al realizas la prueba con la reacción de Börntraguer, el desarrollo de un color rojo
a rosa (tenue) es considerada positiva para la presencia de benzoquinonas.
Cuantificación del proceso de Extracción y Purificación del Maíz Azul
Como ya se ha indicado, la primera parte del proceso consistió en la extracción y
purificación de los flavonoides. Siguiendo la metodología descrita, realizamos el
tratamiento de la materia prima, molienda, tamizado y purificación del extracto, indicado
en la figura 9.
En la figura 8: “Diagrama de Proceso”, se presenta un pre tratamiento al maíz azul con
lavados de agua con el fin de desprender más fácilmente la capa aleurona y el pericarpio
permitiendo que el agua penetre al maíz y así llegue al almidón y se hinche.
Al pasar al descorticador, el cual es un equipo patentado por el “Centro de
Investigación en Ciencias Aplicadas y Tecnología Avanzada / Instituto Politécnico
Nacional” (CICATA-IPN), Es un equipo que consta de unas propelas en su interior que
giran para golpear el maíz (ver figura 11) y así desprender estas dos capas del maíz, el
cual este proceso depende del tiempo en que se quede el producto dentro del equipo ya
que no cuenta con un sistema de control.
Los productos obtenidos es un maíz parcialmente molido en la que tendremos
divisos tamaños de partículas (ver figura 12) ya que de estas contienen partículas con
gran cantidad de antocianinas, así como partículas que contiene almidón, fueron pasadas
por un secado para eliminar el exceso de agua, por lo que si no se hace, esto puede
provocar crecimiento microbiano se dejo a 24°C durante 24 horas, porque lo Flavonoides
son termolábiles y pueden perder su estructura que confieren
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Ya seca el producto se paso por un separador de densidad para así eliminar las
partículas pesadas y de gran tamaño las cuales contiene compuesto que no deseamos,
posteriormente se realizo el proceso de tamizado utilizando mallas como son: la malla 20,
la malla 40, la malla 60, la malla 80 y la malla 100. Ver figura 10.
Por otro lado las cantidades alimentadas, rendimiento y fracciones del maíz azul, de
las diferentes corrientes del proceso se presenta en la tabla 2.
En la tabla 2, se muestran las fracciones del proceso para el maíz azul en sus
diferentes corrientes, como son:
A. Fruto
B. Agua
C. Fruto Molido
D. Sedimentación
E. Sobrenadante
F. Agua de Lavado
G. Metanol-Acido al 0.1M
H. No adsorbido
I. Elución
J. Metanol-Acido al 0.1M
K. Flavonoide
Figura 13: Maíz Descorticado
Figura 14: Tamizado del Maíz Azul
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Tabla 2: Concentraciones en fracciones del proceso de extracción de flavonoides del maíz
azul.
En la figura 9 se puede apreciar que las corrientes principales que alimentan
antocianinas son: A, D, G, L y N siendo esta última la que contendrá las antocianinas
purificadas. Analizando estas corrientes se aprecia que la única operación donde existe
incremento de masa es en la de pre acondicionamiento del Maíz azul, debido al agua que
se incorpora para poder favorecer la extracción de las antocianinas, en este caso en este
proceso se realiza un descorticado del maíz para permitir que la capa aleurona y el
Pericarpio se desprendan y se favorezca la cantidad de extracción de flavonoides,
reduciendo el tamaño de las partículas y permitir que ocurra la extracción en condiciones
de convección forzada debido a la agitación. En las tres siguientes operaciones
(centrifugación, adsorción y secado) hay una pérdida considerable de los sólidos del fruto
los cuales pueden ser calculados para el caso de la muestra de maíz azul a partir de los
resultados de la tabla 2, en el caso de la centrifugación se retiran 46.37% en sólidos
sedimentados, y con respecto a la masa total se retira cerca del 15%. En la operación de
adsorción en cambio se tiene con respecto a la alimentación una remoción considerable
de sólidos que no son flavonoides (94.4%), y respecto a la cantidad de materia pierde
Corriente Volumen
(g)
Fracción seca
(Xs)
Fracción húmeda
(Xw)
Fracción
flavonoides
(Xz)
A 1000 0.1418 0.8682 0
B 2000 0.0000 1.0000 0
C 3000 0.0413 0.9586 0
D 447.3 0.7269 0.2703 0
E 2552.7 0.0261 0.9739 0
F 10000.0 0.0000 1.0000 0
G 1400.0 0.0000 1.0000 0
H 2537.0 0.0248 0.9789 0
L 1419.2 0.0035 0.0000 0.9965
N 1400.0 0.0000 0.0000 1
K 1.53 1.0000 0.0000 0
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más del 99%, posteriormente se realiza un lavado de la columna con agua y se tiene una
disolución de los sólidos adsorbidos con alcohol (debido a la elución), quedando disueltos
los flavonoides en una cantidad de disolvente que representa el 99.8% y por tanto los
flavonoides tan solo representan el 0.02%.
Finalmente se realizó el secado y se obtuvieron 2.73g de flavonoides, los cuales
equivalen a 2370 ppm. Esto representa con respecto a la alimentación el 0.273% de la
masa de entrada.
Los rendimientos obtenidos fueron comparados con los reportados en diferentes
trabajos (Tabla 3). Con el propósito de verificar el rendimiento así como la cantidad de
flavonoides extraídos.
Tabla 3: Comparación de Flavonoides extraídos con la bibliografía
Fuente
Flavonoides extraídos
de 1 kg de muestra
Experimental (mg)
Flavonoides en 1 kg de
muestra.
Reportado (mg)
Fuente
bibliográfica
Arándano 3694 5580 Hosseinian F. S.
and Beta T. 2007
Zarzamora 2370 5890 Wada L y Ou B.
2002
Frambuesa 1689 3650 Wu X. et al. 2004
Maíz azul 362 342 David P. et al
2006
Se muestran la cantidad extraída de las fuentes estudiadas y la cantidad reportada en
la bibliografía, en esta tabla se puede apreciar que a excepción del maíz azul en las
demás fuentes al rendimiento experimental fue menor que el rendimiento reportado en
bibliografía, lo cual se debe a que no se está realizando extracción total, si no en
condiciones practicas para tener productividad empleando la menor cantidad de insumos,
el maíz es el único caso en el cual la cantidad de flavonoides reportada es menor a la
cantidad extraída, lo cual se puede deber principalmente a la variedad empleada del maíz
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y no a que se esté extrayendo prácticamente en su totalidad en la experimentación. Cabe
mencionar que el arándano, zarzamora y frambuesa, tienen un preció de alrededor de 15
veces mayor que el maíz azul, además que la mayor parte del material que es la fracción
pesada corresponde a almidón la cual es separada antes del proceso de extracción y
puede ser empleada con otros fines, esto hace más rentable el proceso, en comparación
con los frutos donde son empleados estos por completo. Por otro lado, aun cuando la
cantidad de flavonoides reportados para maíz azul son menores muchos menores que los
reportados para arándano por ejemplo, equiparando con el precio se extrae más por el
mismo precio con maíz azul que con arándano, además que la variabilidad de flavonoides
en el maíz es menor lo cual hace posible que fraccionarlos en especies puras sea más
fácil.
Proceso de Purificación (adsorción)
La purificación se llevó a cabo con la resina SP-70, en columnas de plástico
previamente descritas, las cantidades de resina empleada fue de aproximadamente
1.00g, con un flujo controlado y tomas de muestra determinadas.
Para comparar los datos de maíz azul se realizaron curvas de ruptura de arándano
y zarzamora los cuales son frutos con un contenido de compuestos fenólicos que superan
a los de maíz azul hasta en un 100%, los datos obtenidos se muestran en el anexo 2.
Arándano y Zarzamora
Como se puede observar en las curvas de ruptura de las graficas 1 y 2
respectivamente se distingue claramente las zonas correspondientes a las curvas de
ruptura de arándano y Zarzamora respectivamente.
Las zonas que se deben observar son tres y dos puntos el punto de quiebre y el
punto de ruptura.
Zona de Equilibrio (ZE). Es la zona en la cual en una grafica en la concentración
de salida es cero en relación a la sustancia que se está adsorbiendo, en nuestro caso son
los flavonoides los cuales contienen un color rojo por el pH utilizado.
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Zona de Transferencia de Masa (ZTM). Es la zona donde la concentración de
salida con respecto a la sustancia de interés, se encuentra variando incrementándose la
concentración.
Zona No Utilizada (ZNU). Es la zona donde no se presenta adsorción o es muy
discreto este proceso.
En las graficas anteriormente presentadas representamos las zonas
características así como los puntos que son cruciales en un proceso de transferencia de
masa en el área de purificación por medio de adsorción con resinas. Como se observa
presentan curvas muy características siendo adecuada esta resina para ambos extractos,
demostrándonos buena afinidad para cada caso.
En la curva de ruptura de arándano se presentan claramente dos zonas la zona de
equilibrio que en comparación con el fruto de zarzamora, presenta un lapso de tiempo
mayor, debido a la cantidad de resina utilizada en cada caso, para arándano se utilizo
7.4227g y para zarzamora fue de 1.0588g, es decir que la columna se redujo 85.74% de
la columna de arándano, e interpolando este dato con los resultados esto nos indica que
el arándano presentaría una zona de equilibrio correspondientes a un volumen procesado
de extracto de 171.17ml a un tiempo de 4.1 h aproximadamente.
En ambos casos presenta una zona de transferencia de masa abrupta siendo para
arándano muy apegada a lo que es la teoría, pero para zarzamora se pueden distinguir
Punto de Ruptura
Zona No Utilizada
Zona de transferencia de
Masa Zona de equilibrio Zona de
equilibrio
Zona de transferencia de
Masa
Punto de Ruptura
Punto de Quiebre
Figura 15: Curva de ruptura y quiebre de arándano y Zarzamora
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dos zonas una de un volumen procesado de 180ml a 300ml la cual presenta un
incremento de la concentración de salida muy característico y la otra zona de 300ml a
1140ml la cual presenta una tendencia lineal esto corresponde a que la resina se
saturado por completo y empiezan los flavonoides adsorbidos a interactuar con otras
flavonoides del medio y se conglomeran provocando esta posible linealidad formando una
capa sobre otra capa.
Para el Maíz Azul los datos de operación se encuentran en la tabla 4.
Tabla 4: “Datos de la muestra inicial empleada en la Malla 40 del Maíz Azul”
Datos de la muestra empleada en el estudio
MAÍZ AZUL MALLA 40
Volumen inicial 925 ml
Flujo de Adsorción Promedio 0.98 ml/min
Concentrado del Extracto Inicial 8.76 ppm
pH de Muestra Inicial 1.7
Peso de la Resina SP-70 1.01 gr
Concentrado del Extracto Final 221.80 Ppm
Veces Concentrado 25.3316
Tabla 5: “Datos del proceso del adsorción de la Malla 40 del Maíz Azul”
Volumen total
procesado (ml)
tiempo
(hrs)
Absorbancia
520nm
promedio
Absorbancia
700nm
promedio
Absorbancia
real
flujo de
muestra
(ml/min)
ppm
5 0.08944 0.00000 0.00000 0.00000 0.90909 0.00000
20 0.02819 0.10733 0.08867 0.01867 0.97087 0.19009
35 0.55722 0.09567 0.00933 0.08633 1.05932 0.87918
50 0.85167 0.12833 0.01867 0.10967 0.99562 1.11680
65 1.07556 0.14233 0.00933 0.13300 0.89445 1.35441
80 1.34722 0.17733 0.01633 0.16100 0.92379 1.63955
100 1.62918 0.22167 0.01867 0.20300 1.05541 2.06726
120 2.40389 0.26367 0.01167 0.25200 0.97752 2.56626
140 2.75889 0.30333 0.00933 0.29400 0.98961 2.99397
160 3.04167 0.33600 0.00933 0.32667 0.94940 3.32663
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180 3.45972 0.38033 0.00467 0.37567 1.02041 3.82562
200 3.81222 0.41300 0.01400 0.39900 0.97895 4.06324
220 4.15083 0.48067 0.01633 0.46433 0.99751 4.72856
240 4.47500 0.54367 0.02100 0.52267 1.04987 5.32261
260 4.80694 0.61133 0.01867 0.59267 0.98961 6.03545
280 5.15330 0.78400 0.15633 0.62767 0.97991 6.39188
300 5.49111 0.68367 0.03500 0.64867 1.02145 6.60573
320 5.82111 0.71633 0.03033 0.68600 0.99602 6.98592
340 6.16300 0.77467 0.03033 0.74433 0.98863 7.57996
360 6.55900 0.77933 0.00933 0.77000 0.95420 7.84134
380 6.90300 0.79100 0.00933 0.78167 0.99206 7.96015
400 7.24300 0.82600 0.03733 0.78867 0.99751 8.03143
420 7.57300 0.83300 0.04433 0.78867 0.99354 8.03143
440 7.92300 0.84000 0.03967 0.80033 0.99502 8.15024
460 8.25600 0.81433 0.00233 0.81200 0.99602 8.26905
480 8.66826 0.85167 0.00467 0.84700 0.99339 8.62547
500 9.02252 0.85867 0.00233 0.85633 0.99751 8.72052
520 9.37677 0.85633 0.00467 0.85167 0.95238 8.67299
540 9.73103 0.87033 0.00467 0.86567 0.98717 8.81556
560 10.08529 0.89833 0.01400 0.88433 0.98039 9.00566
580 10.43954 0.91000 0.00700 0.90300 0.90909 9.19575
600 10.79380 0.92400 0.01867 0.90533 0.97087 9.21951
620 11.14806 0.92400 0.01400 0.91000 0.88727 9.26704
640 11.50231 0.93333 0.01167 0.92167 0.99562 9.38584
660 11.85657 0.93100 0.01400 0.91700 0.89445 9.33832
680 12.21082 0.93333 0.00700 0.92633 0.92379 9.43337
700 12.56508 0.94033 0.00933 0.93100 1.00251 9.48089
720 12.91934 0.96133 0.01867 0.94267 0.97752 9.59970
740 13.27359 0.95433 0.01633 0.93800 1.00000 9.55218
760 13.62785 0.95667 0.00700 0.94967 0.95238 9.67098
780 13.98211 0.97067 0.00700 0.96367 1.00050 9.81355
800 14.33636 0.97533 0.00933 0.96600 0.97324 9.83731
820 14.69062 0.97533 0.00700 0.96833 0.99744 9.86108
Los datos obtenidos en las tablas de adsorción fueron por triplicado para
absorbancia de 520nm, (longitud de onda que absorbe los flavonoides en medio ácido) y
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absorbancia de 700nm (longitud de onda que absorbe el ruido, como la celda y las
disoluciones ocupadas), se presenta el promedio de estos datos en la tabla 5 columna
tres y cuatro para cada caso, la absorbancia real se obtiene de la resta de la absorbancia
a 520 menos la absorbancia a 700nm, ya ajustados estos datos con los factores de
dilución A ó B.
Curva de ruptura de los flavonoides de Maíz Azul malla 40
Las curvas de ruptura de maíz azul para la malla 40, presente en la grafica 1, se
observa una curva que se vuelve asíntota a la concentración inicial, sin presentar algunas
zonas una curva de rupturas típicas de la curva teórica normal.
Estableciendo los puntos correspondientes a una curva de ruptura, nos
aventuramos a determinar el punto de quiebre, el cual relaciona el 20% de la
concentración de entrada en la concentración de salida, este punto se determino a un
volumen procesado de 80ml a un tiempo de 1.3472 h del proceso, el punto de ruptura
corresponde al 80% de la concentración de entrada en la concentración de salida,
correspondiendo al un volumen procesado de 400ml a un tiempo de 7.573 h.
Comparando esta curva de ruptura con la malla 20, malla 60 y malla 80 (ver figura
11), se muestra un comportamiento muy similar. A pesar de que en la malla 80 se
disminuyó el flujo de 1.00 ml/min a 0.5 ml/min, se obtuvo la misma grafica, solo que más
Grafica 1: Curva de ruptura del Maíz Azul Malla 60
Punto de Quiebre
Punto de Ruptura
Zona No Utilizada Zona de transferencia de Masa
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Figura 16: Curva de ruptura del Maíz Azul a diferentes Mallas
prolongada, esto implica que la resina ocupada SP-70 es favorable para flavonoides de
zarzamora y arándano.
En ninguna de las curvas de ruptura se muestra bien definida la zona de equilibrio,
la zona de transferencia de masa y la zona no utilizada, con los puntos de quiebre y
ruptura definiendo estas etapas.
Por lo que se dedujo varios puntos que pueden estar interviniendo en el proceso,
los cuales son la longitud de la columna, el flujo de la muestra y las características de la
columna.
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El flujo en el proceso
El flujo fue medido y controlado con una bomba peristáltica de velocidad variable,
realizando la siguiente operación, para cada muestra tomada se cuantifico el volumen
obtenido en un determinado tiempo y se calculo el flujo. Los resultados obtenidos a lo
largo del proceso de adsorción se presentan en la grafica 1.
El flujo promedio fue de 0.9779 ml/min, con una desviación estándar de 0.0401,
dándonos una buena correlación para el proceso de adsorción.
En la siguiente tabla se muestra los datos de flujo de operación así como la
desviación estándar, concentración inicial, cantidad de resina ocupada y volumen inicial.
Para el Maíz Azul en sus diferentes mallas, Arándano y zarzamora.
Grafica 2: Variación del flujo de la malla 40 de maíz azul a lo
largo de la adsorción
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Tabla 6: Datos del proceso de adsorción para diferentes frutos.
Parámetros
Maíz Azul
Arándano Zarzamora Malla
20
Malla
40
Malla
60
Malla
80
Concentración inicial
(ppm) 5.87 8.76 13.56 10.44 29.88 28.13
Volumen procesado
(L) 2.340 0.925 0.975 1.100 1.750 1.350
pH inicial 1.7 1.7 1.9 1.71 2.39 3.07
Peso seco de la resina
(g) 1.01 1.01 1.00 1.00 7.42 1.06
Flujo de adsorción
(ml/min) 0.936 0.978 0.925 0.503 1.023 0.842
Desviación estándar
del Flujo 0.0764 0.0401 0.0502 0.0338 --- 0.0860
Tiempo total del
proceso (h) 20.49 14.69 16.52 17.37 28.35 27.48
Las Partes Por Millón (ppm) se obtuvieron de una solución concentrada se
determino por quíntuple la absorbancia real de una solución purificada posteriormente se
determino peso seco restándole los sólidos que obtuviese la solución de elución.
Considerando que todo el peso seco obtenido son flavonoides, ya que la resina SP-70
absorbe puros Flavonoides, se hace una relación entre la absorbancia y la concentración,
considerando la ley de Beer, y así multiplicando el resultado por 1000 para obtener las
ppm.
El tiempo fue transformado de un sistema sexagesimal a un sistema decimal.
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Características de la resina SP-70
Las características de esta resina utilizada se muestran en la tabla 7.
Tabla 7: “Característica de las resina SP-70”
Estructura Área Superficial
(m2/g)
Radio de
Poro (Å)
Tamaño de
partícula (mm)
Densidad
(g/ml)
Copolimero de divinilbenceno
Específica para Flavonoides
No especifica para aminoácidos
700 65 >0.25 1.01
Proceso de elución
El proceso de elución corresponde a la etapa de recolección de las sustancias
adsorbidas en la resina SP-70, se utilizo etanol para eluir los compuestos adsorbidos. A
un flujo de 0.3523ml/min.
Para los frutos como Arándano y Zarzamora se muestra en la grafica 3 y 4.
Las eluciones en ambos casos representan curvas con una caída abrupta de la
concentración de acuerdo al volumen de lavado. Considerando un volumen total de
lavado en 30ml de solución para cada columna.
Como se muestra en las graficas se tiene distintas concentraciones finales da
acuerdo a la toma de muestra, teniendo la primera muestra de ambas eluciones a los 5ml
del proceso y cuantificándola en el espectrofotómetro.
Los datos obtenidos de concentración inicial se reportan en los anexos 2 y 3, para
los frutos trabajados.
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Comparando estas eluciones con los del maíz azul (ver figura 16), se muestra el
mismo comportamiento, una caída abrupta de la concentración de los flavonoides. La
diferencia fue la utilización del solvente de elución, ya que al utilizar etanol no se desorbio
completamente los flavonoides que se adsorbieron en la resina, por lo que se utilizo una
sustancia más ácida, la cual fue metanol-ácido clorhídrico al 0.1M. Desorbiendo
completamente la columna y dando buenos resultados con mismas curvas características.
Grafica 3: Elución de Arándano con etanol Grafica 4: Elución de Zarzamora con etanol
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Los datos finales obtenidos de los procesos de adsorción y elución de diferentes
frutos y de diferentes mallas para el caso de maíz azul se muestran en anexos 3 y 4.
En ella se presentan las concentraciones iniciales y las concentraciones finales, en
comparación así como las veces que esta solución se concentro.
Figura 17: Elución de Maíz Azul a diferentes Mallas con Metanol-Acido al 0.1M
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Tabla 8: “Comparación de concentración de entrada a la adsorción y concentración
de elución”
Fruto Concentración de
entrada (ppm)
Concentración en
la elución (ppm) Veces concentrada
Zarzamora 28.13 1642.32 58.39
Maíz Azul Malla 20 5.87 259.13 44.15
Maíz Azul Malla 40 8.76 221.81 25.33
Maíz Azul Malla 60 13.57 195.11 14.38
Maíz Azul Malla 80 10.44 173.65 16.63
Arándano 29.89 74.83 2.50
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Conclusiones
1) En cuanto a la resina SP-70 se demostró que adsorbe flavonoides de frutos como
Arándano, Zarzamora y Maíz Azul.
2) Los resultados obtenidos demostraron mediante tecnología de Adsorción la
purificación y eliminación de compuestos que no son flavonoides.
3) De las curvas de ruptura se determino que el maíz azul tienen un comportamiento
no favorable en el proceso de adsorción con la resina SP-70.
4) Se demostró que pese a que tenemos perfiles de concentración desfavorables se
logra una concentración entre intervalos de 16 a 45 veces de la concentración de
entrada.
5) Se demostró que en condiciones prácticas de productividad los flavonoides
extraídos y purificados son menores que los reportados en bibliografía para
Arándano y Zarzamora.
6) Se determino que para un kilogramo de fruto rico en antocianinas (arándano y
zarzamora) se obtiene un aproximado entre 1,5 a 3.5g por kilogramo de fruto.
7) Se comprobó que es más rentable llevar a cabo la extracción de flavonoides de
una fuente de maíz que de los frutos estudiados.
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Perspectivas
En este trabajo se ha evaluado la resina SP-70 la cual es una resina específica
para flavonoides, en frutos como Arándano, Zarzamora y Maíz Azul. Por lo que esta
resina no se esperaba que actuara igual para cada fruto, es por esto que es conveniente
seguir evaluando extractos de frutos crudos, entre los que resaltan la col morada, la
Jamaica entre otros.
Ya implementado esta metodología, lo conveniente es la evaluación de diferentes
resinas como son la XAD-2, XAD-4, XAD-7, XAD-16, XAD-1180, EXA-31, EXA-32, EXA-
45, EXA-50, EXA-90, EXA-117 y EXA-118, en una columna, ya que en un proceso
industrial lo que se utiliza es resina en columnas empacada, para diferentes frutos y
observar cual resina es la más eficiente y optima para cada fruto.
Al igual que seguir variando parámetros como pH, temperatura, para determinar
cual serían los óptimos en un proceso, sin olvidar seguir evaluando la presencia de
compuestos fitoquímicos, como identificadores de la purificación.
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ANEXO 1: Análisis Preliminar Fitoquímicos.
Tomar una muestra de 50ml de solución de maíz azul es diferentes puntos del
proceso. (Extracción, Filtración, retenido, Purificado). Neutralizar la solución con hidróxido
de sodio.
Alcaloides
Se tomó una muestra de 5ml del extracto y se le adicionó 10ml de ácido
clorhídrico al 10%, se calentó a ebullición por 5 min. Se enfria y se filtra. Posteriormente
se dividió el filtrado en dos tubos. Un tubo es blanco, el otro tubo se le adiciono una gota
de Dragendorff, la prueba es positiva si se forma un precipitado naranja.
Flavonoides
Se tonaron 0.5ml del extracto en 2 ml de etanol absoluto al 96% y se dividió en 3
tubos. El tubo uno fue blanco, el tubo dos se le añadió 3 gotas de hidróxido de sodio al
10% si se forma una coloración de café a naranja hay presencia de flavonoides, si se
forma una coloración de amarillo a rojo, indica la presencia de xantonas, si es purpura a
rojizo presencia de chalconas y azul de antocianinas.
Reacción de Shinoda, Se adiciono 2 gotas de ácido clorhídrico concentrado si se
forma una coloración roja indica la presencia de chalconas y auronas. En caso de haber
cambiado, se coloca un trozo de magnesio metálico, si se forma una coloración naranja
roja, indica la presencia de flavonas; si es rojo Flavonoles y si es magenta flavonas.
Saponinas
En un tubo de ensaye se colocó 1 ml de extracto, aguatándolo vigorosamente, y si
se forma espuma mayor a 0.5mm y estable durante 15min, se considera positivo.
Para la reacción de Libeberman Bouchard. Se coloco 0.5 ml de extracto hasta
0.2ml; después se agrega 2 gotas de aceite anhidro y se estratifica con 2 gotas de ácido
sulfúrico concentrado. Al formarse una coloración azul o verde en la interface, hay
presencia de saponinas esteroidales; si la coloración es rosa, roja, magenta o violeta
habrá presencia de saponinas triterpenoides.
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Reacción de Rosenthaler, A una proporción del extracto, adicionar dos gotas del
reactivo de Rosenthaler. Y estratificado con dos gotas de acido sulfúrico concentrado. Si
se forma coloración violeta, se considera positiva para saponinas triterpenoides.
Taninos
A 1ml del extracto adicionar 2 ml de agua destilada y 3 gotas de cloruro de sodio al
2%, calentar a ebullición por un minuto, enfriar y filtrar, dividir el filtrado en tres tubos, el
tubo 1 es blanco, el tubo dos se le adiciona dos gotas de gelatina, la formación de un
precipitado blanco indica presencia de taninos.Al tubo tres se le agrega una gota de
fenicianuro de potasio al 1%. La formación de una coloración azul, indica la presencia de
estos compuestos.
Cumarinas
Para la reacción de Erlich, se colocan 0.5ml de extracto en una cápsula de
copselana, se concentra y se agrega dos gotas de Reactivo de Erlich, y una gota de ácido
clorhídrico concentrado. La colaboración naranja, indica presencia de cumarinas.
Quinonas
Se colocan 2 ml del extracto en una capsula de porcelana y se concentra a
sequedad.
La reacción de Börntraguer Se diluye una proporción del extracto con 3 ml de agua
destilada, se filtra, al líquido filtrado, se le añade 3ml de hidróxido de potasio al 5%; se
calienta a ebullición por 3 minutos, enfriar y realizar una extracción con cloroformo,
eliminar la fase acuosa y a la fracción clorofórmica se le adiciona 2ml de hidróxido de
potasio al 5%. Un color rojo indica la presencia de benzoquinonas.
Sesquiperpenlactonas
Reacción con hidróxido férrico. Se agrega una porción del extracto a una capsula
de porcelana, se le adiciona dos goas de clorhidrato de hidroxilamina 2N y una gota de
hidróxido de potasio 2N en metanol. Calentar la mezcla a ebullición de 1 a 2 minutos,
enfriar y llevar a pH 1 con acido clorhídrico 0.5N se adiciona una gota de cloruro férrico
1% la coloración roja, violeta o rosa indica que la prueba es positiva para este metabólito.
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ANEXO 2: Tablas de adsorción y elución para Arándano.
Datos de la muestra empleada en el estudio
Frtuto ARÁNDANO
Volumen inicial 1750 ml
Flujo de Adsorción 1.023 ml/min
Concentrado del extracto 29.882 ppm
pH de muestra 2.39
Peso de la resina 7.423 g
Concentración final elución 74.831 ppm
Proceso de Adsorción
Tubo Volumen
(ml)
Absorbencia 520nm
promedio
Absorbencia 700nm
promedio
Absorbencia
real
ppm
1 40 0.001 0.001 0.000 0.000
2 80 0.000 0.000 0.000 0.000
3 120 0.000 0.000 0.000 0.000
4 160 0.000 0.000 0.000 0.000
5 200 0.000 0.000 0.000 0.000
6 240 0.001 0.001 0.000 0.000
7 280 0.000 0.000 0.000 0.001
8 320 0.000 0.000 0.000 0.000
9 360 0.000 0.000 0.000 0.000
10 400 0.001 0.000 0.001 0.006
11 440 0.005 0.000 0.005 0.032
12 480 0.010 0.000 0.010 0.063
13 520 0.015 0.000 0.015 0.093
14 565 0.021 0.000 0.021 0.127
15 605 0.031 0.002 0.029 0.181
16 645 0.039 0.001 0.037 0.231
17 685 0.045 0.002 0.044 0.269
18 725 0.048 0.002 0.046 0.284
19 765 0.048 0.002 0.046 0.284
20 805 0.049 0.001 0.048 0.295
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21 845 0.051 0.002 0.049 0.305
22 885 0.053 0.001 0.052 0.319
23 925 0.055 0.002 0.053 0.327
24 965 0.055 0.002 0.053 0.329
25 1005 0.071 0.002 0.069 0.427
26 1045 0.077 0.002 0.075 0.465
27 1085 0.088 0.002 0.086 0.530
28 1125 0.125 0.002 0.122 0.755
29 1165 0.128 0.002 0.126 0.774
30 1205 0.406 0.044 0.362 2.231
31 1250 0.453 0.075 0.378 2.332
32 1295 0.705 0.089 0.616 3.800
33 1335 0.868 0.033 0.835 5.153
34 1375 1.090 0.007 1.083 6.678
35 1415 1.279 -0.002 1.281 7.902
36 1455 1.351 0.000 1.351 8.333
37 1495 1.414 0.007 1.407 8.679
38 1535 1.451 0.000 1.451 8.952
39 1575 1.778 -0.009 1.787 11.025
40 1615 2.744 -0.005 2.749 16.954
41 1655 2.900 0.005 2.896 17.861
42 1695 3.773 0.002 3.771 23.258
43 1735 4.076 0.002 4.074 25.129
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Proceso de Elución
Tubo Volumen
procesado
Absorbencia
520nm promedio
Absorbencia
700nm promedio
ppm
1.000 5.000 1253.333 10.667 74.831
2.000 10.000 549.333 8.000 32.598
3.000 15.000 223.733 0.667 13.433
4.000 20.000 94.000 0.267 5.644
5.000 25.000 54.133 0.667 3.220
6.000 30.000 25.733 1.200 1.477
7.000 35.000 23.867 0.667 1.397
8.000 40.000 10.913 0.060 0.654
9.000 45.000 9.630 0.070 0.576
10.000 50.000 7.787 0.067 0.465
11.000 55.000 4.660 0.073 0.276
12.000 60.000 3.867 0.113 0.226
13.000 65.000 3.527 0.147 0.204
14.000 70.000 2.833 0.075 0.166
15.000 75.000 2.193 0.500 0.102
16.000 85.000 1.587 0.447 0.069
17.000 95.000 1.540 0.047 0.090
18.000 105.000 1.247 0.053 0.072
19.000 115.000 1.047 0.093 0.057
20.000 125.000 0.813 0.047 0.046
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ANEXO 3: Tablas de adsorción y elución para Zarzamora.
Datos de la muestra empleada en el estudio
Fruto Zarzamora
Volumen inicial 1350 ml
Flujo de Adsorción 0.839 ml/min
Concentrado del extracto 28.126 ppm
pH de muestra 3.073
Peso de la resina 1.058 g
concentración final del extracto 1642.322 ppm
Proceso de adsorción
Tubo Volumen total
procesado (ml)
tiempo
(hrs)
flujo de muestra
(ml/min)
Absorbencia
520nm
promedio
Absorbencia
700nm
promedio
ppm
1 10 0.318 0.833 0.000 0.000 0.000
2 25 0.796 0.835 0.008 0.001 0.087
3 37 0.974 0.885 0.011 0.002 0.114
4 47 1.166 0.861 0.014 0.002 0.169
5 57 1.344 1.053 0.017 0.002 0.202
6 67 1.644 0.800 0.022 0.001 0.275
7 77 2.003 0.861 0.025 0.001 0.310
8 87 2.175 1.070 0.028 0.001 0.352
9 97 2.422 0.690 0.030 0.002 0.365
10 107 2.612 0.877 0.035 0.002 0.444
11 117 2.769 1.053 0.038 0.002 0.477
12 127 2.925 0.654 0.050 0.003 0.621
13 137 3.175 0.802 0.053 0.002 0.669
14 147 3.452 0.943 0.055 0.002 0.695
15 157 3.671 0.781 0.053 0.003 0.671
16 167 3.869 0.806 0.069 0.002 0.878
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17 177 4.095 0.774 0.074 0.002 0.948
18 187 4.268 0.999 0.109 0.002 1.406
19 197 4.511 0.704 0.166 0.002 2.159
20 207 4.714 0.846 0.306 0.037 3.543
21 217 5.112 0.866 0.404 0.035 4.867
22 227 5.492 0.809 0.502 0.051 5.946
23 237 5.536 0.813 0.527 0.047 6.346
24 247 5.745 0.806 0.565 0.049 6.808
25 257 5.951 0.836 0.600 0.049 7.270
26 267 6.171 0.779 0.604 0.021 7.701
27 277 6.392 0.771 0.674 0.019 8.656
28 287 6.789 0.630 0.700 0.019 8.995
29 297 7.002 0.825 0.747 0.026 9.519
30 307 7.243 0.759 0.747 0.026 9.519
31 317 7.466 0.767 0.747 0.026 9.519
32 327 7.676 0.804 0.756 0.023 9.673
33 337 7.919 0.759 0.751 0.023 9.611
34 347 8.139 0.828 0.779 0.021 10.012
35 357 8.356 0.771 0.789 0.021 10.135
36 367 8.557 0.828 0.803 0.033 10.166
37 377 8.771 0.795 0.810 0.028 10.320
38 387 9.009 0.751 0.824 0.028 10.505
39 397 9.231 0.762 0.842 0.040 10.597
40 407 9.440 0.785 0.856 0.040 10.782
41 417 9.653 0.828 0.873 0.028 11.152
42 427 9.838 0.846 0.880 0.028 11.244
43 437 10.018 0.852 0.896 0.030 11.429
44 447 10.225 0.819 0.889 0.028 11.367
45 457 10.423 0.847 0.901 0.028 11.521
46 467 10.641 0.794 0.910 0.035 11.552
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 66 de 74
47 477 10.813 0.897 0.924 0.040 11.675
48 487 11.016 0.949 0.945 0.035 12.014
49 497 11.240 0.759 0.950 0.035 12.076
50 507 11.438 0.853 0.964 0.033 12.292
51 517 11.434 0.853 0.980 0.037 12.446
52 527 11.918 0.713 0.992 0.042 12.538
53 537 12.114 0.700 0.994 0.035 12.661
54 547 12.311 0.840 1.006 0.021 13.000
55 557 12.486 0.829 1.015 0.035 12.938
56 567 12.664 0.980 1.029 0.023 13.277
57 577 12.849 0.923 1.045 0.033 13.370
58 587 13.113 0.639 1.059 0.033 13.555
59 597 13.324 0.809 1.078 0.049 13.585
60 607 13.601 0.718 1.087 0.058 13.585
61 617 13.820 0.784 1.099 0.047 13.893
62 627 14.026 0.817 1.106 0.049 13.955
63 637 14.683 0.723 1.115 0.006 14.651
64 652 14.468 1.064 1.139 0.034 14.580
65 667 14.731 0.958 1.136 0.051 14.325
66 682 14.964 0.904 1.153 0.058 14.448
67 697 15.021 0.938 1.183 0.058 14.848
68 712 15.471 0.937 1.199 0.068 14.941
69 727 15.629 0.938 1.223 0.037 15.649
70 742 15.977 0.822 1.248 0.054 15.773
71 757 16.261 1.008 1.269 0.044 16.173
72 772 16.563 0.850 1.283 0.049 16.296
73 787 16.857 0.869 1.307 0.047 16.635
74 802 17.168 0.845 1.325 0.037 17.005
75 817 17.867 0.840 1.328 0.049 16.882
76 832 17.730 0.989 1.374 0.049 17.498
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 67 de 74
77 847 18.035 0.832 1.423 0.047 18.175
78 862 18.354 0.796 1.423 0.049 18.145
79 877 18.644 0.873 1.470 0.049 18.761
80 897 18.964 1.002 1.498 0.058 19.007
81 917 19.310 0.936 1.489 0.033 19.223
82 939 19.596 0.821 1.514 0.044 19.408
83 959 19.994 0.849 1.535 0.033 19.839
84 979 20.430 0.783 1.552 0.021 20.209
85 1004 20.939 0.834 1.559 0.014 20.393
86 1025 21.357 0.856 1.577 0.037 20.332
87 1045 21.764 0.822 1.601 0.037 20.640
88 1065 22.158 0.857 1.631 0.028 21.164
89 1085 22.564 0.837 1.692 0.042 21.780
90 1105 22.960 0.855 1.799 0.033 23.320
91 1125 23.535 0.806 1.871 0.093 23.474
92 1145 23.843 0.802 1.836 0.035 23.782
93 1165 24.251 0.819 1.902 0.003 25.067
94 1185 24.667 0.810 1.965 0.028 25.569
95 1205 25.483 0.812 1.977 0.037 25.611
96 1225 25.882 0.835 2.025 0.033 26.308
97 1245 26.302 0.793 2.058 0.008 27.060
98 1265 26.711 0.815 2.072 0.028 26.986
99 1285 27.105 0.849 2.084 0.016 27.294
100 1305 27.480 0.889 2.092 0.016 27.400
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 68 de 74
Proceso de elución de Zarzamora
Tubo Volumen total
procesado (ml)
Tiempo
(hrs)
Absorbencia
520nm
promedio
Absorbencia
700nm
promedio
Absorbencia
real
ppm
1 5 0.197 305.727 -1.601 307.328 4056.868
2 10 0.443 46.877 -0.343 47.220 622.785
3 15 0.699 16.137 -0.114 16.252 213.929
4 20 0.968 4.622 -0.082 4.704 61.471
5 25 1.196 2.531 -0.018 2.548 33.007
6 30 1.437 1.859 -0.007 1.866 23.996
7 40 1.966 1.111 -0.012 1.122 14.184
8 50 2.482 0.404 -0.019 0.422 4.942
9 55 2.929 0.159 -0.019 0.177 1.708
10 60 3.450 0.103 -0.016 0.119 0.938
11 65 4.290 0.047 -0.014 0.061 0.168
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 69 de 74
ANEXO 4: Tablas de adsorción y elución para Maíz Azul malla 20.
Datos de la muestra empleada en el estudio
Fruto Maiz Azul
Volumen inicial 2340 ml
Flujo de Adsorción 0.937 ml/min
Concentrado del extracto inicial 5.869 ppm
pH de muestra 1.7
Peso de la resina 1.007 g
Concentrado extracto final 259.128 ppm
Tubo tiempo
(hrs)
Absorbencia
520nm
promedio
Absorbencia
700nm
promedio
Absorbencia
real
flujo de
muestra
(ml/min)
ppm
0 0.2510 0.0000 0.0000 0.0000 0.9927 0.0000
1 0.5260 0.0560 0.0537 0.0023 0.8206 0.0238
2 0.8360 0.0700 0.0280 0.0420 0.8596 0.4277
3 1.1900 0.0793 0.0303 0.0490 0.9847 0.4990
4 1.5200 0.0747 0.0117 0.0630 0.7821 0.6416
5 1.8210 0.1097 0.0350 0.0747 0.8310 0.7604
6 2.2360 0.1120 0.0233 0.0887 0.8029 0.9029
7 2.6440 0.1167 0.0140 0.1027 0.8187 1.0455
8 3.0490 0.1587 0.0373 0.1213 0.8227 1.2356
9 3.3810 0.1283 0.0117 0.1167 0.7538 1.1881
10 3.6830 0.1423 0.0093 0.1330 0.8767 1.3544
11 4.1010 0.1727 0.0163 0.1563 0.8254 1.5920
12 4.4180 0.2030 0.0280 0.1750 1.0521 1.7821
13 4.7510 0.2147 0.0117 0.2030 1.0000 2.0673
14 5.0770 0.2683 0.0513 0.2170 1.0215 2.2098
15 5.4210 0.2310 0.0210 0.2100 0.9780 2.1385
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 70 de 74
16 5.7580 0.2427 0.0350 0.2077 0.9896 2.1148
17 6.0770 0.2730 0.0420 0.2310 1.0444 2.3524
18 6.4220 0.2847 0.0210 0.2637 0.9662 2.6851
19 6.7570 0.3010 0.0187 0.2823 0.9639 2.8752
20 7.0900 0.3080 0.0467 0.2613 1.0020 2.6613
21 7.4080 0.3150 0.0397 0.2753 1.0272 2.8039
22 7.7360 0.3127 0.0233 0.2893 1.0173 2.9464
23 8.0700 0.3430 0.0210 0.3220 0.9960 3.2791
24 8.4050 0.3757 0.0373 0.3383 0.9950 3.4454
25 8.7410 0.3617 0.0093 0.3523 0.9921 3.5880
26 9.1529 0.3617 0.0233 0.3383 0.8092 3.4454
27 9.4965 0.3827 0.0070 0.3757 0.9701 3.8256
28 9.8401 0.4013 0.0093 0.3920 0.9950 3.9920
29 10.1838 0.3920 0.0047 0.3873 0.9656 3.9444
30 10.5274 0.4083 0.0070 0.4013 0.9599 4.0870
31 10.8710 0.4037 0.0047 0.3990 0.9856 4.0632
32 11.2146 0.4130 0.0000 0.4130 0.9323 4.2058
33 11.5582 0.4270 0.0047 0.4223 0.9438 4.3009
34 11.9018 0.4270 0.0000 0.4270 0.9456 4.3484
35 12.2454 0.4457 0.0047 0.4410 0.9955 4.4909
36 12.5890 0.4620 0.0070 0.4550 0.9189 4.6335
37 12.9326 0.4737 0.0163 0.4573 0.8924 4.6573
38 13.2762 0.4993 0.0163 0.4830 0.8974 4.9187
39 13.6199 0.4970 0.0000 0.4970 0.9342 5.0612
40 13.9635 0.5040 0.0047 0.4993 0.9999 5.0850
41 14.3071 0.5203 0.0000 0.5203 0.9749 5.2988
42 14.6507 0.5250 0.0047 0.5203 1.0985 5.2988
43 14.9943 0.5273 0.0000 0.5273 1.0294 5.3701
44 15.3379 0.5250 0.0047 0.5203 0.9846 5.2988
45 15.6815 0.5390 0.0000 0.5390 0.9887 5.4889
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 71 de 74
46 16.0251 0.5460 0.0047 0.5413 0.8994 5.5127
47 16.3687 0.5390 0.0000 0.5390 0.9754 5.4889
48 16.7123 0.5320 0.0047 0.5273 0.9123 5.3701
49 17.0560 0.5530 0.0000 0.5530 0.9123 5.6315
50 17.3996 0.5647 0.0047 0.5600 0.9749 5.7028
51 17.7432 0.5857 0.0257 0.5600 0.9673 5.7028
52 18.0868 0.5717 0.0093 0.5623 0.9124 5.7266
53 18.4304 0.5717 0.0070 0.5647 0.8993 5.7503
54 18.7740 0.5903 0.0210 0.5693 1.1234 5.7978
55 19.1176 0.5857 0.0233 0.5623 0.9824 5.7266
56 19.4612 0.6277 0.0583 0.5693 0.9667 5.7978
57 19.8048 0.6113 0.0420 0.5693 0.9466 5.7978
58 20.1484 0.5950 0.0280 0.5670 0.9123 5.7741
59 20.4921 0.5857 0.0140 0.5717 0.9324 5.8216
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
Ingeniería Farmacéutica UPIBI-IPN Página 72 de 74
Elución
Tubo Volumen total
procesado (ml)
tiempo
continuo
Absorbencia
real
flujo
(ml/min) ppm
1 5 0.083 25.446 1.000 259.128
2 10 0.169 14.896 0.974 151.694
3 15 0.257 3.665 0.997 37.318
4 20 0.341 0.900 0.940 9.160
5 25 0.425 0.389 0.990 3.956
6 30 0.515 0.105 0.929 1.069
7 35 0.605 0.028 1.000 0.285
8 40 0.688 0.000 0.974 0.000
9 45 0.779 0.000 0.920 0.000
Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
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Purificación de Compuestos Fenólicos (Antocianinas) del Maíz Azul por Adsorción
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