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PROYECTO DE GRADO

MAESTRÍA EN QUÍMICA

JOAQUIN ALEJANDRO HERNANDEZ FERNÁNDEZ

FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS Y NATURALES UNIVERSIDAD DE CARTAGENA

CARTAGENA DE INDIAS 2015

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DESARROLLO DE UN METODO ANALÍTICO BASADO EN SPE-HPLC-DAD PARA DETERMINACION DE RESIDUOS DE ADITIVOS ANTIOXIDANTES FENÓLICOS EN EFLUENTES LÍQUIDOS DE LA UNIDAD

DESODORIZADORA DEL POLIPROPILENO EN ESENTTIA BY PROPILCO

TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TÍTULO DE MAGISTER EN QUÍMICA

ERIKA RODRIGUEZ CAVALLO. MSc, Ph.D. DIRECTORA

JOAQUIN ALEJANDRO HERNANDEZ FERNÁNDEZ ESTUDIANTE

FACULTAD DE CIENCIAS EXACTAS Y NATURALES UNIVERSIDAD DE CARTAGENA

CARTAGENA DE INDIAS 2015

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Nota de aceptación

__________________________ __________________________ __________________________ __________________________ __________________________

__________________________ Firma del jurado

__________________________ Firma del jurado

__________________________ Firma del Tutor

Cartagena, D.T. y C, enero 2015

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Nota de Advertencia: Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946 “La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos de proyecto de grado. Sólo velará porque no se publique nada contrario al dogma y a la moral católica y porque los proyectos de grado no contengan ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia”

Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946

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DEDICATORIA

A Dios, quien me permitió alcanzar este logro y ha suplido todas mis necesidades.

A mí amada Angélica por ser incansable amor y apoyo continuo.

A mi hijo Joaquín Alejandro porque a pesar de las dificultades, me ha ensayado que con valentía se pueden superar todas las pruebas y su sonrisa se convierte en la unión y felicidad de nuestra familia.

A pesar de las distancias mi padre y mi madre son un ejemplo de vida a seguir.

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AGRADECIMIENTOS

A la Doctora Erika Rodriguez, por su asesoría, apoyo y enseñanzas en lo personal, académico e investigativo.

A ESENTTIA By Propilco, por facilitar el tiempo para mis estudios y el espacio para la realización de

este proyecto.

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RESUMEN Los cuerpos de agua se han utilizado para abastecer a las poblaciones, así como para eliminar sus desechos, provocando que con el paso del tiempo la cantidad y tipo de residuos liberados se vea incrementada y diversificada, afectando la calidad original del recurso hídrico. Actualmente, existe una creciente preocupación por la presencia de estos residuos en distintos cuerpos de agua, entre los que se reporta la presencia aditivos industriales. Gran parte de estas sustancias se adhieren al ciclo hidrológico debido a su alta persistencia ye n muchos casos corresponden a sustancias no reguladas, cuyo efecto sobre la salud humana y el ecosistema se desconoce, pero que podrían ser legisladas según se disponga de información científica que evidencie su problematica. Dentro de los aditivos industriales ampliamente utilizados en la producción de poliolefinas, se encentran los antioxidantes (AOs) fenólicos, los cuales posee la capacidad de permear y migrar desde el plástico hacia el medio ambiente, generando un fuerte impacto sobre el ecosistema. Dada la actividad industrial que caracteriza a muchas de las ciudades principales del país, y reconociendo el impacto que poseen los AOs fenólicos sobre el medio ambiente, es de gran importancia que las industrias y entidades reguladoras puedan contar con metodologías analíticas sensibles, exactas y precisas que permitan llevar a cabo programas de control y optimización de procesos, vigilancia y control ambiental. Actualmente se disponen de metodologías dirigidas a la determinación de AOs fenólicos en aguas de consumo humano con precisiones considerables, pero existe una importante ausencia de estudios en efluentes líquidos de origen industrial, dada la complejidad de su matriz. Por ello el presente trabajo se orientó al desarrollo de una metodología analítica dirigida a la determinación de los AOs fenólicos en las aguas del proceso de desodorizacion (muestra de interés) de una empresa productora de polipropileno. Al método optimizado se le evaluó su funcionalidad mediante su aplicación en el análisis de muestras de interés. Con ello, se busca iniciar el estado del arte de una parte del sector industrial, en cuanto a: reducción de costos en procesos, mejoras en la calidad del producto final, niveles de cumplimiento en materia de residuos de AOs fenólicos en los cuerpos de aguas de este tipo de empresas productoras de polipropileno.

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CONTENIDO

1. INTRODUCCIÓN 12

1.1. Clasificación de los AOS 15

1.2. Mercado de los plásticos y aditivos 17

1.3. Tratamiento de muestra 19

1.4. Extracción en fase sólida (SPE) 20

1.5. Determinación de AOs 21

2. MATERIALES Y METODOS 24

2.1. Instrumentación y reactivos 24

2.2. Disoluciones, blanco de muestra, curva de calibración y muestras de trabajo 25

2.2.1. Preparación de una disolución stock de 500 ppm de una mezcla de AOs fenólicos 25

2.2.2. Preparación de una solución de 25 ppm de AOs fenólicos 25

2.2.3. Obtención del blanco de muestra 25

2.2.3.1. Preparación del PP de trabajo 25

2.2.3.2. Diseño del prototipo 26

2.2.4. Preparación de una muestra enriquecida de 25 ppm de AOs fenólicos 27

2.2.5. Preparación de la curva de calibracion 27

2.2.6. Toma y conservación de la muestra de trabajo 27

2.3. Condiciones de la separación cromatografica 27

2.4. Tratamiento de muestras basado en SPE 28

2.4.1. Pretratamiento 28

2.4.2. Preconcentracion y limpieza. 28

2.5. Análisis de las muestras liquidas del desodorizador 29

3. RESULTADOS Y DISCUSIONES 30

3.1. Optimización de la separación cromatografica por HPLC 30

3.2. Optimización del procedimiento de preparación de muestra 31

3.2.1. Acondicionamiento de la fase estacionaria de la SPE 31

3.2.2. Determinación del volumen de ruptura 31

3.2.3. Condiciones de elución 33

3.2.4. Condiciones de lavado 34

3.2.5. Determinación del sistema de preconcentracion 35

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3.2.6. Precisión del método cromatografico 35

3.2.6.1. Linealidad, límites de detección y cuantificación 36

3.2.6.2. Análisis de la muestra de interes 37

3.2.6.3. Análisis económico de la remoción de los aditivos AOS fenólicos 38

4. CONCLUSIONES 39

5. ANEXOS 40

6. BIBLIOGRAFÍA 42

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ABREVIATURAS

°C: Temperatura en Grados Celcius

ACN: Acetonitrilo

AIR: Aguas Industriales Residuales.

AOs: Antioxidantes

B.M: Blanco de Muestra

CG: Cromatografía de Gases

CL: Cromatografía de Líquidos

COE: Contaminantes Orgánicos Emergentes.

DAD: Detector de Arreglo de Diodos

DTF: 2,4-di-terbutilfenol.

GC/MS: Gases Masa

H2SO4: Acido Sulfurico

HCl: Acido Clorhídrico

HPLC: Cromatografía Liquida de Alto Desempeño

Kg/h: Kilogramos por hora

M.E: Muestra Enriquecida

MeOH: Metanol

L: litro

mg: miligramos

m3: Metros cubicos

min: minuto

mL: mililitros

MT: Millones de Toneladas

NH: Amina

nm: nanometros

OH: Hidroxilo

pH: Coeficiente que indica el grado de acidez o basicidad de una solución acuosa.

PP: Polipropileno

PTAR: Plantas de Tratamientos de Aguas Residuales

REACH: Registration, Evaluation, Authorisation and Restriction of Chemical Substances.

ROO•: Radical Hidroperoxido

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ROOH: Hidroperoxido

RSD: Desviación Estándar Relativa

SPE: Extracción En Fase Sólida

SST: Sólidos Suspendidos Totales

THF: Tetrahidrofurano

TM: Toneladas métricas

ug: mircrogramos

ul: microlitros

UV: Rayos Ultravioleta.

v/v: volumen/volumen

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1. INTRODUCCIÓN

La preocupación por los residuos de origen industrial, especialmente aquellos de alto volumen de producción, exige la evaluación de su incidencia y disposición en el medio ambiente. La producción anual a nivel mundial de muchos de estos productos se estima en varios cientos o miles de toneladas, las cuales pueden entrar fácilmente al medio acuático y ser considerados como contaminantes orgánicos emergentes (COE).

Los COE corresponden, en la mayoría de los casos, a contaminantes no regulados, que pueden ser candidatos a regulación futura dependiendo de sus efectos potenciales sobre la salud y el medio ambiente. Para la mayoría de estos, los datos referentes a incidencia, contribución de riesgo y datos ecotoxicológicos son incompletos o no están disponibles, haciendo difícil medir su impacto sobre los seres humanos y los organismos acuáticos (Barceló 2003; Stackelberg et al 2004).

Esta condición ha conllevado que en las últimas dos décadas se hayan desarrollado múltiples investigaciones dirigidas a la identificación, origen, destino y efectos de los COE en aguas, especialmente sobre aquellos identificados como aditivos industriales (Daughton 2004). Estas sustancias constituyen una parte esencial de los polímeros, a los que se incorporan con el fin de conseguir un efecto técnico en el producto final, ya que en la mayoría de los casos, el polímero no tiene utilidad práctica debido a su termolabilidad, mal aspecto o simplemente no responder a las características necesarias para un uso concreto.

En algunos procesos de producción estos AOs fenólicos pueden estar expuestos a estrés térmico, mecánico y químico, dando como resultado su descomposición y generación de subproductos intermedios como los derivados fenólicos, trayendo como consecuencia una disminución en la protección de las poliolefinas. Los AOs fenólicos de interés para este estudio son los citados en la tabla 1.

Tabla 1. Identificación de los AOs fenólicos de interés

Identificación Nombre químico de los compuesto

Iganox 1010

Tetrakis[3-(3,5-di-terc-butil-4-hidroxifenil)propionato] de pentaeritritol

Cyanox 1790

1,3,5-Tris(4-terc-butil-3-hidroxi-2,6-dimetil-bencil)-1,3,5-triazina-2,4,6(1H,3H,5H)-triona.

Irganox 1076

Octadecyl-3,5-di-tert-butil-4-hidroxihidrocinnamate

Ethanox 330

1,3,5-Trimetil-2,4,6-tris (3,5-di-tert-butil-4-hidroxibenzil) benceno

DTF

2,4-di-terbutilfenol.

Estos AOs son componentes esenciales para la protección y producción, permitiendo evidenciar una relación cuantitativa entre su consumo industrial y la producción de poliolefinas por toneladas.

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En 2011 la producción mundial de plásticos fue de aproximadamente 250 millones de toneladas (MT), de las cuales el mercado europeo consume el 21% aproximadamente y destino el 39% de este en la fabricación de encases plásticos. (Plastics Europe 2012).

En el mismo año el mercado Europeo consumió alrededor de 150.000 toneladas de aditivos para la fabricación de empaques plásticos, dentro de los cuales el 11% fueron AOs (Frost et al 2010).

De todo el plástico consumido en el 2011 en el territorio Europeo, unos 25,1 MT terminaron como residuos plásticos y 10,3 MT aparecieron en los vertederos (Plastics Europe 2012). Esta información demuestra que el volumen de material plástico que termina como residuos es extremadamente alto, dejando evidencia del impacto ambiental que generan.

La exposición de estos residuos plásticos a condiciones ambientales de humedad, temperatura, variaciones de pH, etc., tienden a acelerar el fenómeno de permeación, de los aditivos o diferentes hidrocarburos de las poliolefinas al ambiente. Ver Figura 1. (Caner 2011; Y. Wei et al 2011; S. Beißmann et al 2013).

Figura 1. Interacción ambiente-envase-alimento En particular el fenómeno de permeación se acelera con procesos industriales que utilizan la técnica de desodorización, que busca eliminar especies químicas promotoras de olores no deseados en el polímero. Este proceso, realizado mediante inyección de nitrógeno caliente o vapor de agua (ver figura 2 y tabla 2) durante 4 horas, ha promovido la instalación de plantas de tratamientos de aguas residuales (PTAR) para la biodegradación de las especies químicas removidas durante la operación. El mantenimiento anual asociado al funcionamiento de la PTAR está en el orden de los quinientos millones de pesos ($500.000.000), monto que podría reducirse con la instalación de sistemas catalíticos que degraden estas moléculas determinadas en este proyecto.

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Figura 2. Planta de desodorizacion (desorber)

Tabla 2. Condiciones de operación del desorber

Vapor (Kg/h) Vapor (°C) PP en el desorber (TM)

condensado (Kg/h)

Capacidad del tanque de condensados (m3)

600 - 1200 120 - 140 120 – 130 600 - 1200 12

La presencia de estos AOs fenólicos en cuerpos de AIR y sus efectos ecotoxicológicos (ver tabla 3) dan pie a realizar estudios encaminados a su cuantificación, a fin de evaluar la eficiencia de la operación de los desodorizadores y su posible impacto en los recursos hídricos, mostrando este último escasa documentaciones científicas específicas, ya que su evaluación, se ha centrado en muestras de poliolefinas, alimentos y agua de consumo, las cuales difieren significativamente de las AIR (Dopico-Garcia et al 2007; A. Garrido-Lopez et al 2007).

Tabla 3. Resumen de las características ecotoxicologicas de los AOs fenólicos

Moléculas Ecotoxicidad

Iganox 1010

Pescado > 100 mg/L, Daphnia magna > 86 mg/L, algas verdes > 100 mg/L Inhibidoras para la actividad de bacterias de aguas residuales en concentraciones > 100 mg/L

Cyanox 1790

Las pruebas de toxicidad acuáticas para este material no se consideran relevantes dada su baja solubilidad (2.425 E-11 mg/l). Sin embargo, los estudios se han realizado en pescado y Daphnia para caracterizar la toxicidad en su límite de solubilidad. Dada la solubilidad, no se ha realizado la prueba de toxicidad en plantas

Irganox 1076 y

Ethanox 330

Pescado > 100 mg/L, Daphnia magna > 100 mg/L, algas (Scenedesmus sp.) > 30 mg/L, Bacterias de aguas residuales (Fango de alcantarillas) > 100 mg/L

DTF

No se evidencia información de su toxicidad

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Dada la actividad industrial que caracteriza a muchas de las ciudades principales del país, y reconociendo el impacto que este tipo de aditivos posee sobre el medio ambiente, sería importante para los entes regulatorios gubernamentales y los líderes de procesos productivos, el contar con metodologías analíticas sensibles, exactas y precisas que permitan llevar a cabo programas de vigilancia y control. Actualmente se dispone de metodologías dirigidas a la determinación de AOs primarios y secundarios en aguas de consumo humano con precisiones considerables, pero existe una importante ausencia de estudios en cuerpos de aguas más complejos como las AIR.

Acorde con lo expuesto, este proyecto está orientado al desarrollo y puesta a punto de una metodología analítica dirigida a la determinación de compuestos derivados de fenoles impedidos, en cuerpos de ARI. El método optimizado será validado de acuerdo con la normatividad europea, y su funcionalidad se evaluará mediante su aplicación en muestras reales. Con ello, se busca iniciar el estado del arte de una parte del sector industrial, en cuanto al nivel de cumplimiento en materia de residuos de AOs en sus cuerpos de AIR.

El efecto producido por el aditivo en el plástico depende de la composición química del polímero, de la presencia de otros aditivos y de un posible efecto sinérgico con los mismos, así como de la cantidad de aditivo incorporada. Un exceso de aditivo no va a dar lugar a mejoras en el resultado y un porcentaje inferior al efectivo no va a provocar el efecto deseado. Dentro de esta encontramos listado los AOs, cuyo uso tiene un interés especial en los materiales poliméricos destinados a diferentes aplicaciones.

En general, la formulación de las poliolefinas incluye la adición de antioxidantes para evitar la degradación generada como consecuencia de las reacciones de oxidación, que producen una pérdida de sus propiedades mecánicas: resistencia al impacto, a la tensión, a la elongación, a la flexión; cambio de color, especialmente amarilleo, así como una apariencia superficial endurecida, con manchas grietas y menor brillo; reflejándose todo ello en una apariencia envejecida del envase. (Sánchez López 1992; Zweifel 2001).

La oxidación puede tener lugar en cualquier momento del ciclo de vida de la poliolefina, ya sea durante la fabricación, almacenamiento, durante su procesado o durante el tiempo de uso del envase una vez fabricado.

Los efectos de la oxidación dependen de ciertas propiedades como la cristalinidad del polímero, estructura, residuos de catalizador, temperatura e irradiación. Así, por ejemplo, el efecto estructural de la oxidación sobre un polímero puede ser la ruptura de las cadenas o el entrecruzamiento de las mismas. En el caso concreto de las poliolefinas, la primera de las situaciones se produce en el propileno debido a su alta susceptibilidad a la oxidación dando lugar a un descenso en su masa molecular, en su resistencia y en general, en todas sus propiedades mecánicas, manifestándose también con un aumento del índice de fluidez. En el caso del polietileno, el entrecruzamiento de las cadenas como resultado de la oxidación provoca un aumento de sus propiedades mecánicas y un descenso del índice de fluidez (Wang 2000).

1.1. Clasificación de los AOS

Los AOs son compuestos químicos capaces de reducir la oxidación de un sustrato al interceptar y reaccionar con los radicales libres a una velocidad mayor que el sustrato oxidable. La estructura química de los AOs condiciona su mecanismo de acción en las poliolefinas, pudiendo clasificarse en AOs primarios y secundarios, aunque algunos de ellos pueden exhibir más de un mecanismo de actuación (Castro, Maria del mar., 2013).

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Los AOs primarios: también llamados terminadores de radical libre o rompedores de cadena, se encargan de inhibir la reacción de oxidación por combinación con radicales libres R· o con radicales peroxi (ROO·) (Gramza y Korzack 2005). Se trata principalmente de compuestos fenólicos (ver figura 3) con impedimentos estéricos y de aminas aromáticas secundarias. En este caso, el grupo reactivo OH de los fenoles o el NH de las aminas dona un hidrógeno al radical carbono, oxígeno o peroxi (ROO·) dando lugar a un producto estable e inactivo, quedando ellos mismos, como un nuevo radical. La forma aromática del anillo así como los posibles sustituyentes alquilo existentes proceden a estabilizar ese radical libre, el cual no es capaz de abstraer un nuevo hidrógeno para proceder a la propagación de la reacción, sin embargo, si puede reaccionar y combinarse con otro radical libre peroxi para dar lugar a un nuevo producto inactivo. Por lo tanto, al mismo tiempo que el antioxidante primario es capaz de interrumpir la reacción oxidativa pierde su actividad como AO (Castro, Maria del mar 2013).

En particular los AOs fenólicos generalmente, evitan el manchado y decoloración de los polímeros. Sin embargo su oxidación da lugar a la formación de estructuras quinonas con dobles enlaces conjugados, las cuales son cromóforas y absorbentes de luz dando lugar al amarillamiento de la poliolefina. Este efecto se puede reducir al usar compuestos fenólicos de alta masa molecular y con sustituyentes voluminosos que, interfiriendo estéricamente en la reacción de oxidación, evitan con facilidad que se produzca este fenómeno.

Los AOs secundarios, por su parte, se encargan de Inhibir la oxidación de la poliolefina por descomposición de los grupos hidroperóxidos (ROOH). Se trata de compuestos de azufre (éteres y ésteres del ácido tiodipropiónico) y fosfitos (triésteres de ácidos fosforosos), los cuales reducen los hidroperóxidos a especies de alcohol estables en una reacción de oxidación-reducción en la cual el fosfito o el tioéter se oxidan a fosfato o sulfóxido, respectivamente.

CH3

CH3

CH3

CH3 CH3

CH3

OH

CH3

CH3

CH3

OH

CH3

CH3

CH3

O

O

C18H37

DTF Irganox 1076

17

CH3CH3

OH

CH3CH3

CH3

N

N

N

O

OO

CH3

CH3

OH

CH3

CH3CH3CH3

CH3

OH

CH3

CH3

CH3CH3

CH3

CH3

CH3

CH3

CH3

OHCH3

CH3

CH3

CH3

CH3CH3

OH

CH3

CH3

CH3

CH3

CH3

CH3

OH

CH3

CH3CH3

Cyanox 1790 Ethanox 330

O

OH

OOH

O

O

OO

O OH

O

OH

Irganox 1010

Figura 3. Formulas estructurales de AOs Primarios de interés en el estudio

1.2. Mercado de los plásticos y aditivos Tradicionalmente, materiales como la cerámica, el vidrio, el acero, el aluminio o el cartón han sido ampliamente utilizados en el sector del embalaje alimentario. Sin embargo, en las últimas décadas, se ha producido un incremento substancial en el empleo de plásticos (materiales poliméricos). El sector del envase y embalaje representa un 39% de la demanda europea de plásticos (Plastics Europe 2012) y el plástico representa un 37% del total de materiales empleados en este sector (Centro Español de Plásticos 2012).

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En el año 2011 la producción mundial de plásticos fue de aproximadamente 250 millones de toneladas (MT), ocupando el mercado Europeo el 21% y el latinoamericano un 5% (Plastics Europe 2012). Ver Figura 4.

Figura 4. Consumo de 250MT de plástico 2011 (Plastics Europe 2012)

En el 2009, el mercado Europeo, consumió aproximadamente 150.000 toneladas de aditivos, para la fabricación exclusiva de empaque plásticos, dentro de los cuales el 11% correspondió a AOs (Frost et al 2010). Ver Figura 5.

Figura 5. Consumo de aditivos 2010 (Frost at el 2010)

En el año 2011 el 39% del consumo de plásticos en el mercado Europeo fue utilizado para la fabricación de envases, como se puede observar en la Figura 6.

Figura 6. Demanda europea de plásticos (PlasticsEurope., 2012)

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En el mimo año los tres tipos de resinas más importantes según la cuota de mercado fueron: el polietileno (29%), el polipropileno (19%) y el policolruro de vinilo (11%), ocupando el total del 59%, como se puede observar en la Figura 7.

Figura 7. Demanda europea de plásticos por tipo de resinas (Plastics Europe 2012)

De todos los plásticos consumidos en 2011 en Europa, unos 25,1 MT acabaron como residuos plásticos y 10,3 MT acabaron en los vertederos (Plastics Europe 2012). Esta información muestra que el volumen de material plástico que termina en los vertederos o como residuos es extremadamente alto, dejando evidencia del impacto ambiental que generan como resultado del no cierre del ciclo de vida del plástico.Ver Figura 8.

Figura 8. Generación de residuos en el año 2011 (Plastics Europe 2012)

1.3. Tratamiento de muestra Los problemas que se pueden presentar en el análisis de los AOs fenólicos en muestras de AIR están asociados a las elevadas concentraciones de carga orgánica, sólidos suspendidos totales (SST), dureza, metales, hidrocarburos de alto peso molecular, aceites y diferentes especies inorgánicas. Bajo estas condiciones y por el efecto de la temperatura y la luz uv, los compuestos pueden sufrir alteraciones fisicoquímicas, que hacen necesario utilizar técnicas de extracción que no alteren al compuesto durante el proceso, o bien lo hagan de una manera controlada y conocida.

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Por otro lado, la mayoría de los detectores utilizados para su determinación no son selectivos, con la excepción del espectrómetro de masas, por lo que se requiere un cierto grado de limpieza de la muestra. Por todo ello es de gran importancia realizar procesos de preparación de muestra en los que no sólo se extraiga el analito de interés de la matriz en la que se encuentra, sino que también quede libre de interferencias y se encuentre en una concentración lo suficientemente alta para poder ser medido. Para ello, un método de tratamiento de muestra adecuado puede implicar tres etapas: Extracción, preconcentración y limpieza. El proceso de extracción es especialmente delicado, ya que se tiene que conseguir separar en su totalidad el analito de interés de la matriz en la que se encuentra. Para saber si la extracción ha sido completa se utilizan dos procedimientos:

a. Extracciones sucesivas. Se realizan extracciones sucesivas en una muestra con un disolvente o mezclas de disolventes adecuados hasta que el analito deja de aparecer en el extracto. De esta forma se puede evaluar el número de extracciones necesarias para aislar por completo el analito.

b. Muestras enriquecidas. Se añade una cantidad de analito conocida y se compara la cantidad del analito añadido con la recuperada en el proceso de extracción. En este caso hay que asegurar que el analito que se añade se encuentre en el mismo estado que el analito original, por lo que es necesario dejar un tiempo de contacto con la matriz para que se alcance el equilibrio.

En la mayoría de los casos después de la extracción es necesario realizar procesos de limpieza para eliminar el mayor número posible de interferencias y en ocasiones es necesario realizar una preconcentración para poder alcanzar los límites de cuantificación de la técnica empleada para la determinación final. En este sentido, la extracción en fase solida constituye una de las técnicas de tratamiento más usadas por su sencillez, bajo costo, rapidez y sensibilidad en este tipo de métodos. 1.4. Extracción en fase sólida (SPE)

La extracción en fase sólida es una técnica de preparación y tratamiento de muestra que se basa en la retención de los compuestos de una muestra o extracto líquido en una fase sólida y su posterior elución con un disolvente adecuado.

Esta técnica se utiliza fundamentalmente para la limpieza y preconcentración de muestras, cambio de fase, y conservación o transporte de la muestra. Ha sido utilizada tanto para el análisis medioambiental y/o toxicológico.

Se puede realizar en distintos formatos como son discos, cartuchos y jeringas pero el modo de trabajar es común en todos ellos, pudiéndose distinguir 4 etapas fundamentales:

a- Acondicionamiento del adsorbente con el fin de lograr la disposición de los centros activos de la fase estacionaria para la retención.

b- Carga de la muestra que contiene el analito en una forma química que facilite su interacción con el centro activo de la fase estacionaria.

c- Lavado con un disolvente o mezcla de disolventes, con el fin de eliminar interferencias procedentes de la matriz pero sin romper las interacciones entre el adsorbente y los analitos a determinar.

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d- Elución con disolventes o mezcla de disolventes de adecuada fuerza elutrópico y en volumen optimizado, con el fin de recuperar cuantitativamente los analitos de interés sin provocar un excesivo efecto de dilucion. Ver Figura 9.

Figura 9. Esquema del procedimiento SPE para la purificación y/o preconcentración de una muestra

Para su aplicación práctica se emplean dispositivos comerciales que contienen entre 500 y 1000 mg de partículas porosas. Cuando la solución que contiene los analitos pasa a través de adsorbente activado, se produce una retención de estos junto con algunos compuestos interferentes que contiene la muestra.

El tipo de adsorbente comúnmente utilizado para la separación de los AOs son los cartuchos de C18, previo acondicionamiento con solución de ácido acético y etanol. (Wei y col 2011; M.S. Dopico-Garcıa et al 2007). Estos ensayos son realizados en muestras con matrices simples como agua u otro solvente de alta pureza. Mostrando lo anterior el gran reto analítico, dado que la matriz del presente proyecto es altamente compleja.

En la tabla 4 se presentan algunas condiciones de tratamiento de muestras, basados en SPE para la determinación de AOs en diversos tipos de matrices. 1.5. Determinación de AOs

En los últimos años la técnica analítica más utilizada para la determinación de AOs ha sido la cromatografía de líquidos (CL) por las ventajas que presenta frente a la cromatografía de gases (CG). Esta última se ve limitada porque muchos aditivos no son volátiles, tienen masa molecular alta y presentan grupos polares que se descomponen a alta.

Estudios cualitativos y cuantitativos realizadas por HPLC por diferentes investigadores y distintas condiciones cromatograficas permitiendo evidenciar límites de detección menores de 1 ug/l y coeficientes de variación inferior al 10%. Es importante recalcar que estos estudios fuero realizados en una matriz limpia o casi pura. Algo completamente digferente a lo que nos enfrentaremos en esta investigación. (L. Burman et al 2005; M.S. Dopico-Garcia et al 2005; M. Arias et al 2009; S. Beißmann et al 2013).

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La cromatografía de gases acoplada con detector de masas fue utilizada para análisis confirmatorios de AOs y algunos productos de degradación de estos. La extracciones de aditivos en polipropileno y polietileno mostraron excelentes resultados. (M.L. Marin et al 1998; W.Camachio, S.Karlsson 2001; D.Brocca et al 2002; L.Coulier et al 2007; Hakarainen, M y Alin, J 2011).

Tabla 4. Determinación de AOs utilizando SPE

Muestra Adsorbente Activación Observaciones Referencia

Simulante A

(agua destilada)

Simulante B (acido acético

al 3%)

Simulante C (etanol al 10%)

Simulante D

(aceite)

C18 (500mg) (Supelco)

Acondicionamiento con 5 mL de ACN y luego con 5 mL de agua destilada agua.

- percolan a flujo de aproximadamente 1,0 ml/min. - La elución con ACN y THF. - Los LMD y LMC entre 0,09 y 1,72 ug/mL y entre 0,20-5,64 ug/ mL, respectivamente. - Las recuperaciones en el intervalo de 67,48 a 108,55%, con RSD entre 2.76 y 9.81%,

Wei y col.,2011

Simulantes acuosos

C18 (500mg) (Supelco

La elución se llevó a cabo (sin de vacío) con MeOH y THF.

M.S. Dopico-Garcıa et al.,

2007

Simulante A

Simulante B

Simulante C

C18 Sep-Pak Plus (360 mg)

(waters)

Los cartuchos se acondicionan con 4 mL de MeOH y después con 4 mL de agua destilada.

- La percolacion fue entre 1-2 mL/ min, el sistema de vacío se ajustó a 970 mbar. - La elución se llevó a cabo (sin de vacío) con metanol y THF. - Se observaron recuperaciones entre 78 y 104%, con RSD entre 2.0 y 7.7. - Los LMC son inferiores a 0.24 mg/L

M.S. Dopico-Garcıa et al.,

2005

Películas de PP con simulantes de soluciones farmaceuticas

C18 (25 mg) y 101 (25 mg) en cartuchos de 1

mL.

-MeOH e isopropanol como solventes. - Se equilibraron con 2 mL de etanol al 10% en solución acuosa.

- Los adsorbentes se acondicionaron en 1 mL de metanol.

L. Burman et al. (2005)

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De acuerdo con lo expuesto en la parte introductoria de este documento, el objetivo principal de la presente tesis fue el desarrollo de un método analítico basada en SPE-HPLC-DAD para la determinación de residuos de aditivos antioxidantes fenólicos en efluentes líquidos procedentes de la unidad desodorizadora del polipropileno en esenttia by Propilco. Consecuentemente, los aspectos que se han abordado son los siguientes: 1- Desarrollo de una metodología analítica basada en HPLC-DAD para la separación de aditivos antioxidantes fenólicos.

2- Desarrollo de un método de tratamiento de muestra para la determinación de aditivos antioxidantes fenólicos basado en SPE.

3- Evaluación de la utilidad del método desarrollado, mediante su aplicación al análisis de residuos de aditivos antioxidantes fenólicos en efluentes líquidos procedentes de la unidad desodorizadora.

4- Evaluación económica de la operación actual del desorber en función de los aditivos cuantificados en el efluente líquido.

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2. MATERIALES Y METODOS 2.1. Instrumentación y reactivos

- Equipo HPLC Agilent technologies 1100, con módulos de: desgasificación (G 1322 A), bomba

cuaternaria (G 1311 A), sistema de automuestreo (G 1313 A), porta columnas (G 1316 A), detector DAD (G 1315 B) y sistema de adquisición de datos Chemstation.

- Equipo GC Hewlett–Packard 6890 (G 1530 A), con detector de masas de impacto electrónico Hewlett–Packard 5973 N (G 1088 A) y sistema de adquisición de datos Chemstation.

- Columna DB-1 (100% Dimetilpolisiloxano) (60 m x 0,25 mm x 0,2 µm)

- Columna Lichrosorb RP-18 (4.6 m x 200 mm x 5 µm)

- Jeringas de 5 y 10 µL

- Balanza de precisión- Mettler Toledo

- Equipo de extracción en fase solida – Phenomenex de 12 puertos

- Bomba de vacío – Barrington modelo 400-1901

- Cartuchos SPE Strata-X 33, 500 mg, 6 mL- Phenomenex

- Mezclador de aspas Prodex Henschel – Modelo 115JSS

- Extrusora Welex – Modelo 200 24.1

Reactivos

- Acetonitrilo para HPLC - J.T. Baker

- Agua para HPLC - J.T. Baker

- Metanol para HPLC - J.T. Baker

- Tetrakis[3-(3,5-di-terc-butil-4-hidroxifenil)propionato] de pentaeritritol (Iganox 1010) - Ciba

- 1,3,5-Tris(4-terc-butil-3-hidroxi-2,6-dimetil-bencil)-1,3,5-triazina-2,4,6(1H,3H,5H)-triona (Cyanox 1790) - Cytec

- Octadecyl-3,5-di-tert-butil-4-hidroxihidrocinnamate (Irganox 1076) - Ciba

- 1,3,5-Trimetil-2,4,6-tris (3,5-di-tert-butil-4-hidroxibenzil)benceno (Ethanox 330) - Ciba

- 2,4-di-terbutilfenol (DTF) – Sigma Aldrich

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2.2. Disoluciones, blanco de muestra, curva de calibración y muestras de trabajo

2.2.1. Preparación de una disolución stock de 500 ppm de una mezcla de AOs fenólicos

Se pesaron con exactitud 50 mg de cada uno de los AOs fenólicos y se diluyeron con ACN hasta 100 mL en un balón aforado.

2.2.2. Preparación de una solución de 25 ppm de AOs fenólicos

Para su preparación se tomaron 2,5 mL de la disolución stock de 500 ppm de la mezcla de AOs y se diluyeron con ACN hasta un volumen final de 50 mL.

2.2.3. Obtención del blanco de muestra

La obtención del blanco de muestra fue realizado acorde con los siguientes pasos: preparación del PP de trabajo y el diseño de un prototipo que permitiera realizar la simulación del proceso de desodorizacion. 2.2.3.1. Preparación del PP de trabajo

Esta preparación fue realizada, mediante la selección de una resina grado reactor (resina virgen sin aditivos) y 10 aditivos de mayor utilización en la planta de Propilco, excluyendo aquellos de interés para el estudio.

La resina y los aditivos fueron transferidos a un mezclador de aspas (ver figura 10) y homogenizados por un tiempo de 15 min. Posteriormente la mezcla fue transferida a la tolva de la extrusora mostrada en la figura 10 y de allí pasada por un bloque caliente entre 220 – 230 ˚C donde el producto es fundido, transportado por un tornillo y luego solidificado al pasar por un dado inmerso en agua fría, el sólido obtenido se pasó por una peletizadora, convirtiéndolo en pequeños pellets de forma irregular. Los pellets obtenidos quedaron a una concentración de 1000 ppm en cada uno de los aditivos dosificados.

Figura 10. A la izquierda se muestra el molino de aspas y a la derecha la extrusora Welex

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2.2.3.2. Diseño del prototipo

El prototipo está conformado por: un frasco burbugeador de vidrio templado de 1 litro de capacidad, un cilindro metálico de acero inoxidable de 500 ml de capacidad, una manguera en acero inoxidable de alta presión y una manguera de teflón de alta temperatura.

El cilindro metálico se cargó con 500 gramos del PP de trabajo. La válvula inferior se conectó a la manguera de acero inoxidable, la cual se unió directamente a la línea de vapor del desodorizador y la válvula superior del cilindro se conectó a la manguera de teflón, que fue unida al frasco burbugeador donde fueron colectados los condensados. Ver prototipo en la figura 11.

La simulación fue realizada durante 4 horas y busco emular un entorno para el PP igual al obtenido en el proceso, a fin de determinar si en los condensados obtenidos existen compuestos que puedan eluir a igual tiempo de retención que los AOs de interés.

Figura 11. Prototipo diseñado en planta

Frasco burbujeador de gases

Colector de condensado con hielo

Salida de gases

Entrada del vapor de planta

Línea vapor de planta

Almacenamiento del PP

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2.2.4. Preparación de una muestra enriquecida de 25 ppm de AOs fenólicos

Para su preparación se tomaron 2,5 mL de la disolución stock de 500 ppm de la mezcla de AOs y se diluyeron con el blanco de muestra hasta un volumen final de 50 mL.

2.2.5. Preparación de la curva de calibracion

Se prepara una curva de calibración con muestra enriquecidas en el rango de 5 a 100 ppm de AOs fenólicos de interés

2.2.6. Toma y conservación de la muestra de trabajo

Las muestras del efluente líquido del desorber fueron tomadas en el punto de muestreo identificado en la figura 12. Antes de la toma de la muestra, la tubería es purgada durante 5 minutos . El muestreo fue realizado tomando porciones de 100 mL del condensado cada 30 minutos, el periodo total de muestreo fue de 4 horas, permitiendo colectar 8 muestras, las cuales fueron mezcladas para obtener una muestra compuesta y representativa de la etapa de desodorizacion. Su almacenamiento se efectúa con una botella de vidrio color ámbar y a una temperatura de 4 ˚C.

Figura 122. Esquema del desorber y punto de toma de muestras en la planta

2.3. Condiciones de la separación cromatografica

Las condiciones cromatograficas son determinadas utilizando como referencia la solución del numeral 2.2.2 y 2.2.3.

La separación fue realizada en una columna Lichrosorb RP 18 (4.6 m x 200 mm x 5 µm) de phenomenex, con una programación del gradiente que implico la combinando del solvente A (acetonitrilo) y el B (agua) bajo las siguientes condiciones: 84% A y 16% B (1 min, 1.5 mL min-1); 92% A y 8% B (2 min, 2.0 mL min-1); 96% A y 4% B (3.5 min, 3.5 mL min-1); 100% A y 0% B (8 min, 3.5 mL min-

1). La temperatura de la columna fue de 50 ˚C, el volumen de inyección de 20 µL y 200 nm para la longitud de onda.

Punto de toma de muestra

Tanque de almacenamiento

Válvula de línea de muestreo

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2.4. Tratamiento de muestras basado en SPE El tratamiento de las muestras fue realizado en 2 pasos: Pretratamiento de las muestras y preconcentracion y limpieza.

2.4.1. Pretratamiento

Los 800 mL de la muestra fueron atemperados a 25 ˚C y homogenizados, tomando 15 mL y pasados por filtros de teflón (PTFE) de 0.22 μm, para facilitar la posterior preparación de la muestra y reducir la actividad microbiana.

2.4.2. Preconcentracion y limpieza.

En esta etapa el acondicionamiento de los cartuchos Strata X-33 (6mL, 500 mg) fue realizado con 5 mL de metanol y luego 5 mL de agua destilada, para posteriormente cargar 15 mL de muestra a una velocidad de 1 mL/min.

Una vez percolado todo el volumen de muestra, se lavaron los cartuchos con 3 mL de mezcla MeOH:H2O, 80%:20% y la elución de los compuestos retenidos en la fase sólida, se realiza con 10 mL de ACN. El eluato se evapora hasta sequedad con una corriente de Nitrógeno a una presión de 5 psi. El extracto final se reconstituirá con ACN hasta un volumen final de 1 mL. Obteniendo una preconcentración de 10:1. Ver figura 13

Figura 133. Etapa de preconcentracion optimizada en el presente estudio

Acondicionamiento

MeOH (5 mL) y H2O (5 mL)

Carga de muestra

(15 ml)

Lavado

MeOH:H2O, 80%:20% (3 mL)

Elución

ACN (10 mL)

Concentrar hasta 1 mL

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2.5. Análisis de las muestras liquidas del desodorizador

Para demostrar la utilidad del método analítico, se analizó la muestra compuesta procedente del desorber (según 2.2.5) por cuadruplicado.

Cada uno de los cuatro cartuchos fue tratado acorde con los procedimientos optimizados, que se muestran en las figuras 13.

30

3. RESULTADOS Y DISCUSIONES 3.1. Optimización de la separación cromatografica por HPLC Dada las características de solubilidad y el carácter de baja polaridad de los AOs fenólicos de interés, se procedió a la optimización de las condiciones cromatograficas para lograr su mejor separación, buscando alcanzar el desarrollo de una metodología optima que permita su identificación y cuantificación.

Este tipo de moléculas de interés tienen una buena solubilidad en disolventes de baja y mediana polaridad como son el diclorometano, hexano y acetonitrilo . En la figura 3, se puede apreciar que este tipo de moléculas son derivados de fenoles impedidos, lo que les da su carácter de muy baja polaridad. La separación de este tipo de moléculas comúnmente es realizada con columnas de fase reversa tipo C8 y C18, preferiblemente columnas de sílice de alta pureza. (Wei y col 2011; S. Beißmann et al 2013).

Con los antecedes expuestos y con la infraestructura que cuenta el laboratorio de Propilco S.A, se decidió trabajar con una columna Lichrosorb RP 18 (4.6 m x 200 mm x 5 µm) para la separación de los AOs fenólicos de interés (DTF, Cyanox 1790, Irganox 1010, Ethanox 330 e Irganox 1076) en las muestras acuosas procedentes de la desodorizacion del PP.

La optimización del método se logra luego de revisar diferentes estudios con matriz pura o polimérica (L. Burman et al 2005; M.S. Dopico-Garcia et al 2005; M. Arias et al 2009; Wei y col 2011; S. Beißmann et al 2013) que mostro muy buenos resultados para los investigadores citados, mas no en el presente trabajo, donde la matriz es completamente diferente. Las evidencias anteriores llevaron a realizar un sinnúmero de pruebas que implicaron:

- Corridas con diferentes gradiente de la fase móvil ACN:H2O, que iniciaron con una relación 60:40 respectivamente hasta llegar a ACN 100% con flujo constante de 1.0 mL min-1. Los resultados evidenciaron mala resolución, baja eficacia, altos tiempos de análisis y elevados consumo de solventes.

- Ensayos con valores de flujo de fueron de 1.0 a 2.0 mL min-1, permitieron observar mejoras en los ancho de pichos y disminución en los tiempos de retención.

- Luego de múltiples investigaciones se llegó a las condiciones óptimas de: 84% ACN y 16% H2O (1 min, 1.5 mL min-1); 92% ACN y 8% H2O (2 min, 2.0 mL min-1); 96% ACN y 4% H2O (3.5 min, 3.5 mL min-

1); 100% ACN y 0% H2O (8 min, 3.5 mL min-1). Para confirmar la correcta separación de los compuestos con las condiciones óptimas, se calcularon los parámetros Rs (resolución), α (factor de selectividad) y N (número de platos teóricos) encontrando que los valores de Rs son bastante altos lo que indica que aunque estos compuestos están bien separados, podría disminuirse su tiempo de análisis, valores de α que indican que los AOs fenólicos se separan con facilidad y valores de N muestran una buena eficacia para la columna. Ver tabla 5. El uso del componente orgánico contribuyo al ajuste del poder elutropico y la resolución cromatografica en tiempos de separación razonables; por otro lado la fase acuosa genera una disminución del poder elutropico de la fase móvil, ganando selectividad en la separación

Los compuestos estudiados presentan un máximo de absorbancia a los 200 nm. Los cromatogramas extraídos a esta longitud mostraron una mejor relación señal/ruido y una menor presencia de interferencias.

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Tabla 5. Valores de los parámetros cromatograficos obtenidos para el método HPLC-UV de determinación de AOs fenólicos

con columna Lichrosorb RP 18.

AOs α Rs N

DTF 1415

Cyanox 1790 1.23 2.19 2197

Irganox 1010 1.22 5.41 9644

Ethanox 330 1.15 2.12 7580

Irganox 1076 1.34 6.15 6864

El cromatograma típico al emplear las condiciones óptimas es el mostrado en la figura 14.

Figura 144. Separación cromatografía que se obtiene luego de inyectar 20 μL de una muestra enriquecida de 25 ppm

de mezcla de AOs fenolicos 3.2. Optimización del procedimiento de preparación de muestra Contar con una muestra de características únicas o propias del proceso, trae como resultado que la matriz de la misma, tenga una serie de propiedades que deben ser estudiadas afín de evitar posibles interferencias en la separación cromatografica.

El comportamiento de la matriz, permitirá evaluar si los analitos presentes en la misma deberán ser eliminados o separados, a fin de evitar una pérdida de exactitud o precisión del método, cuando la muestra sea sometida a etapas de preconcentracion.

3.2.1. Acondicionamiento de la fase estacionaria de la SPE

El acondicionamiento de la fase estacionaria, se realiza según protocolo establecido por phenomenex, proveedor de la referencia Strata-X 33u. Este consistió en adicionar 5 ml de metanol, seguidos de 5 ml de agua grado HPLC.

3.2.2. Determinación del volumen de ruptura

El ensayo para la determinación del volumen de ruptura se realizó de acuerdo con el procedimiento descrito por Hennion (2000). Se preconcentraron volúmenes crecientes de muestras: cada uno contiene la misma cantidad de analitos de tal manera que a medida que el volumen de muestra se

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incrementa, la concentración del analito disminuye. Inicialmente la cantidad preconcentrada permanece constante, pero cuando se alcanza el volumen de ruptura esta cantidad extraída se reduce.

Este ensayo se realizó con muestras de agua sobrecargadas con aproximadamente 10 mg de cada antioxidante. El volumen de muestra se modifica en el intervalo de 5 a 100 mL. Los resultados obtenidos se muestran en la Figura 15.

La monitorización de la M.E cada 0.6 ml no evidencio la presencia de los analitos de interés, tras la percolación en los cartuchos de trabajo. Lo anterior permitió demostrar el alto grado de retención existente en los AOs de interés y la fase estacionaria.

La concentracion de trabajo es superior a la utilizada en otros estudios (L. Burman et al 2005; M.S. Dopico-Garcia et al 2005; M. Arias et al 2009; S. Beißmann et al 2013) con matriz de trabajo de menor complejidad; mostrando que aun a esta elevadas cargas no se alcanza el volumen de ruptura.

Figura15. Determinación del volumen de ruptura para los AOs fenólicos de interés

33

3.2.3. Condiciones de elución La determinación de la recuperación total de los AOs fenólicos de interés, constituye el objetivo fundamental de esta etapa. Por lo anterior, la evaluación o determinación de su optimización se enfocó en la selección de un solvente puro o una disolución con la mayor capacidad disolvente de los AOs fenólicos de interés, de tal manera que se pueda utilizar el mínimo volumen de esta. De no lograr este objetivo se hubiese comprometida la exactitud, los LODs y LOQs del método analítico, ya que una baja recuperación trae como consecuencia a perdida en la intensidad de la señal analítica.

Dada que la tendencia de la química está dirigida al desarrollo de metodologías analíticas amigables con el medio ambiente y la salud pública, se decide realizar el ensayo con ACN 100% como disolvente y realizando la monitorización individual de cada ml con la finalidad de terminar el mínimo volumen requerido para la una recuperación optima de los AOs de interes.

En la figura 16, se muestras los porcentajes de recuperación obtenidos para cada ml de ACN eluido, permitiendo concluir que 10 ml son el volumen óptimo para recuperar el 100% de los AOs de interés.

Figura 16. Determinación del volumen de elución para los AOs fenólicos de interés por SPE

Una vez determinado el volumen de elución de 10 ml de ACN, se realizaron tres replicas, obteniendo RSD entre 1,45 -3,03 y porcentajes de recuperación entre 83.2 -94.2. La tabla 6, muestra los promedios de cada repica, las RSD y el porcentaje de recuperación para cada compuesto. Tabla 6. Repetibilidad del método SPE-HPLC-UV para la determinación de AOs fenólicos en ACN con columna Lichrosorb

RP 18.

ADITIVOS Promedio R1

Promedio R2

Promedio R3

Media Desviación RSD ABC (100%R)

%Recuperación

DTF 19813 19599 19253 19555 283 1,45 21343,00 91,6

C-1790 20755 20580 20126 20487 325 1,58 21951,00 93,3

I-1010 14540 14069 13976 14195 302 2,13 15070,17 94,2

E-330 19013 18398 18358 18590 367 1,98 20326,33 91,5

I-1076 10187 9805 9597 9863 299 3,03 11858,50 83,2

El grafico 17, muestra que los porcentajes de recuperación para el DTF, C-1790, I-1010 y E-330 es superior al 91% y para el I-1076 fue de 83.2%

34

Figura 17. Relación entre los AOs de interés y el porcentaje de recuperación en cada elución con los 10 ml de ACN

3.2.4. Condiciones de lavado La razón fundamental fue la eliminación de residuos de componentes endógenos característicos de la matriz, motivo por el cual la optimización se enfocó en determinar la composición y el volumen de los disolventes de lavado que se emplearan, sin afectar la interacción y retención de los AOs de interés, con el adsorbente del cartucho de trabajo.

Dado que en el análisis del blanco de muestra se evidencia un pico en torno a los 2.2 minutos y que puede coeluir con el DTF, entonteces el centro del lavado se tornara en este pico.

Por los análisis anteriores se evidencia que este pico sale en el gradiente más rico en la fase polar del método. Permitiendo esto seleccionar las siguientes mezclas: MeOH:H2O (80%:20%), MeOH (100%) y MeOH:ACN (80%:20%).

De las mezclas seleccionadas, las de 100% MeOH y 80%:20% (MeOH:ACN) generaron perdida de AOs de interés con los primeros 0.6 ml eluidos, motivo por el cual son descartadas estas mezclas.

Como se muestra en la figura 18, los ensayos experimentales demostraron que la mezcla MeOH:H2O (80%:20%) permitió obtener el pico de la interferencia y se observó la ausencia de picos correspondientes a endógenos que coeluyeran en los tiempos de retención de los AOs fenólicos de interés. Por lo anterior, estas condiciones favorecieron la exactitud y especificidad del método analítico y se convirtieron en condiciones óptimas para esta etapa.

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Figura 18. Monitorización del volumen de lavado con la mezcla 80:20 MeOH:H2O de la SPE

3.2.5. Determinación del sistema de preconcentracion

Por la naturaleza química que los AOs de interés, se descartó el sistema de preconcentracion por vaporización con calentamiento y se optó, por concentrar la muestra por inyección de nitrógeno, hasta sequedad y al residuo obtenido se le adiciona 1 ml de ACN. Mediante este sistema se prepara el 100% de recuperado para las curvas de calibración. La figura 19, muestra el comparativo entre el B.M, la M.E a 25 ppm y el 100% de recuperado.

De esta manera se puede demostrar la usencia de interferencias, durante el proceso de preconcentracion de la muestra hasta 1 ml.

Figura 19. Comparación del comportamiento cromatografico entre el B.M, M.E y el 100% de recuperado.

3.2.6. Precisión del método cromatografico

La precisión del método cromatográfico desarrollado con la columna Lichrosorb RP 18 se evalúa mediante el estudio de la repetibilidad (tabla 7)

Para llevar a cabo el estudio de repetibilidad se realiza el análisis de tres replicas de una M.E a 25 mg L-1 en un mismo día, con tres cartuchos SPE diferentes. Los resultados obtenidos en área y tiempo de

Sexto lavado

Quinto lavado

Cuarto lavado

Tercer lavado

Segundo lavado

Primer lavado

100% Recuperado

M.E

B.M

36

retención muestran la buena precisión del método utilizado ya que la variabilidad es inferior al 3.0 % en área y al 2.3% en tR para las inyecciones realizadas el mismo día. Tabla 7. Repetibilidad del método HPLC-UV para la determinación de AOs fenólicos en ACN con columna Lichrosorb RP

18.

n =3 Areas tR

A media

Sr RSD tR medio

Sr %CV

DTF 19555 283 1.45 2.31 0.05 2.18

Cyanox 1790 20487 325 1.58 2.77 0.06 2.30

Irganox 1010 14195 302 2.13 4.41 0.08 1.94

Ethanox 330 18590 367 1.98 4.88 0.06 1.28

Irganox 1076 9863 299 3.03 6.54 0.12 1.78

3.2.6.1. Linealidad, límites de detección y cuantificación

Para evaluar la linealidad del calibrado se inyectaron dos réplicas de cada uno de los 6 puntos establecidos en el intervalo de 2,0 a 100 mg L-1 para todos los antioxidantes.

En la tabla 8 y en la Figura 20 se muestran las rectas de calibrado obtenidas para cada compuesto junto con el coeficiente de correlación lineal R, que confirma la linealidad del intervalo seleccionado, su error estándar (Sy/x), error estándar relativo (RSD) y los límites de detección (xLD) y cuantificación (xLC) del método cromatográfico calculados de acuerdo con Miller y Miller (2002).

Tabla 8. Rectas de calibrado construidas a partir de muestras enriquecida con cada AOs fenólico (concentración entre 2 –

100 ppm de la muestra). Las condiciones de análisis correspondieron a las descritas en la tabla 7.

n = 6 y = mx + b R SY/X xLD

(mg L-1) xLC

(mg L-1)

DTF 762.91x + 921.53 0.9993 1221 4.8 16.0 Cyanox 1790 807.18x + 861.74 0.9996 949 3.5 11.7 Irganox 1010 542.8x + 615.26 0.9998 403 2.2 7.4 Ethanox 330 735.64x +324.8 0.9999 400 1.6 5.4 Irganox 1076 386.47x + 474.78 0.9998 273 2.1 7.1

xLD concentración correspondiente a yLD = yb + 3 Sb. xLC concentración correspondiente a yLD = yb + 10 Sb , donde yb= área del blanco y Sb = desviación estándar del blanco. En este caso se ha considerado: yb = B (ordenada en el origen de la recta de calibrado); Sb= SY/X [Miller y Miller, 2002]

37

Figura 150. Rectas de calibrado para las disoluciones patrón de AOs fenólicos con columna Lichrosorb RP 18.

Los límites de cuantificación del método cromatográfico están entre 5.4 – 16.0 mg L-1 están por debajo de los valores de ecotoxicidad reportado para cada compuesto, por lo que podría realizarse su determinación a la salida del desorber tras comprobar que la respuesta en la matriz acuosa no varía apreciablemente. 3.2.6.2. Análisis de la muestra de interes Se tomaron 4 muestras en el punto indicado y las condiciones establecidas anteriormente. Los muestreos son realizados durante la producción de 4 familias de homopolimeros (polipropileno sintetizado solamente con propileno, como monómero). En el anexo 1 se adjuntan los cuatro cromatogramas de las muestras analizadas. El cálculo de la concentración de cada analito se toma utilizando la recta de calibrado (ver tabla 9), que fue construida con los 100% de recuperado de cada punto de la curva. Las concentraciones obtenidas oscilaron entre 14,04 y 18,43 ppm.

38

Tabla 9. Análisis de la muestra de interés por cuadruplicado

3.2.6.3. Análisis económico de la remoción de los aditivos AOS fenólicos

Teniendo como referencia las condiciones de operación del desorber mostradas en la tabla 2, las concentraciones de cada aditivo en la muestra real durante las 4 horas de muestreo, se realiza una proyección estimada a 365 dias y se obtiene una concentración promedio para los 5 AOs de 0.6 TM.

Según el precio actual de los AOs en el mercado se encuentra que 0.6 TM de la mezcla de AOs equivale a $ 45.000.000

ADITIVOS Promedio R1

Promedio R2

Promedio R3

Promedio R4

Media Desviación RSD Ec. Recta Calibrado

DTF 14646 14894 15074 15300 14979 277 1,85 18,43

C-1790 11778 12245 12411 12607 12260 354 2,89 14,12

I-1010 8060 8480 8669 9009 8554 396 4,63 14,63

E-330 10330 10809 11026 11630 10949 539 4,92 14,44

I-1076 5884 5713 5821 6183 5900 201 3,41 14,04

39

4. CONCLUSIONES

Las condiciones del método cromatografico, resultaron óptimas para el análisis de los AOs de interés en el agua procedente de la unidad desodorizadora, la cual se caracteriza por ser una matriz única.

La muestras analizadas a la salida del desorber presentaron concentraciones de AOs entre 14.04 y 18.43 ppm

Los límites de cuantificación del método cromatográfico oscilaron entre 5.4 – 16.0 mg L-1 y los límites de detección entre 1.6 y 4.8 mg L-1

El método de tratamiento de la muestra con la SPE permitió obtener en la mayoría de los AOs porcentajes de recuperación superior al 90%, a excepción del I-1076 que fue de 83.2%.

Las pérdidas anuales en AOs fenólicos en los efluentes del desorber fue de $ 45.000.000.

El desarrollo de este método es único a nivel mundial para la cuantificación de AOs fenólicos en este tipo de efluentes, lo que lo convierte en una herramienta fundamental, para la optimización de los procesos productivos, la selección de métodos específicos para el tratamientos de vertimientos que los hagan más amigables con el medio ambiente, entre otros.

40

5. ANEXOS

Anexo 1. Cromatogramas correspondientes a los análisis de muestras reales

Cromatograma de la muestra No 1

Cromatograma de la muestra No 2

Cromatograma de la muestra No 3

41

Cromatograma de la muestra No 4

42

6. BIBLIOGRAFÍA

1. Arias, M; Penichet, I.; Ysambertt, F.; Bauza, R.; Zougagh, M.; Rios, A. Fast supercritical extraction of low–and high-density polyethylene additives: Comparasion with conventional reflux and automatic Soxhelt. J. of Supercritical Fluids. 50 (2009) 22-28.

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