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Prácticas de Biología Celular

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Nombre alumno: Grupo:

Índice

2º Curso Grado de Biotecnología • Universidad Miguel Hernández • Curso 2011-2012

Contenido

Práctica 1 3

Búsqueda bibliográfica

Objetivos 3

Material 3

Introducción 4

Apuntes del alumno 6

Actividades 7

Práctica 2 8

Fundamentos y manejos del microscopio óptico

Objetivos 8

Material 8

Introducción 9


Actividades 17

Práctica 3 24

ImageJ

Objetivos 24

Materiales 24

Introducción 24


Actividades 30

Práctica 4 31

Técnicas histológicas básicas: Estudio de extensiones celulares sanguíneas

Objetivos 31

Materiales 31

Introducción 32


Actividades 36

Práctica 5 44

Estructura de los epitelios

Objetivos 44

Materiales 44

Introducción 45


Actividades 55

Índice


Práctica 6 61

Tejidos de función trófica y mecánica

Objetivos 61

Materiales 61

Introducción 62


Actividades 64

Práctica 7 67

Tejido nervioso

Objetivos 67

Materiales 67

Introducción 68


Actividades 74

Práctica 8 76

División y ciclo celular. Mitosis y Meiosis

Objetivos 76

Materiales 76

Introducción 77


Actividades 88

2º Curso Grado de Biotecnología • Universidad Miguel Hernández • Curso 2011-2012 3

Práctica 1 BUSQUEDA BIBLIOGRÁFICA

Objetivos

El alumno deberá manejar diestramente la búsqueda de información científica por

internet, recurriendo a los principales buscadores o revistas de mayor relevancia.

Materiales

• Ordenador

• Acceso a Internet

Introducción

Actualmente, internet es la mayor herramienta de trabajo jamás utilizada. Una vez

dentro podemos acceder a todo tipo de información y servirnos de esta en nuestro día a día.

Las búsquedas bibliográficas son el pilar fundamental de cualquier trabajo científico,

y para éstas se utilizan diversos buscadores de artículos y libros publicados, en formato on-

line y escrito. Una vez dentro de los buscadores solo una parte del material encontrado

estará realmente a nuestro alcance de forma gratuita. En la mayoría de los casos, para

acceder al artículo o libro completo habrá pagar la cuota correspondiente. Es por ésto que se

recomienda siempre acceder a dichos buscadores a través de las páginas de las universidades

o del Ministerio de Ciencia ya que, son estos, quienes llegan a convenios económicos con los

mismos y nos permitirán acceder a dicha información.

En nuestro caso concreto para acceder a información codificada fuera de la red de la

Universidad, deberemos conectarnos a la red virtual de la misma vpn.umh.es y disfrutar así

de los privilegios de la misma.

Algunos de los sitios web más conocidos, donde se puede acceder a libros de forma

gratuita son:

• La biblioteca Cervantes Virtual (www.cervantesvirtual.com)

• Librodot (www.librodot.com)

• ebookNet (www.ebooknet.com)

4 2º Curso Grado de Biotecnología • Universidad Miguel Hernández • Curso 2011-2012

• The On-Line Books Page (digital.library.upenn.edu/books)

Los principales buscadores de artículos científicos son los siguientes:

• PubMed (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/)

• SCOPUS (http://www.scopus.com/home.url)

• WOK (http://www.accesowok.fecyt.es/)

Existen muchas más herramientas de búsqueda, algunas de las cuales aparecen en la

siguiente página, perteneciente a la UMH:

http://blogs.umh.es/biblioteca/biblioteca_digital/#Revistas-e

Los buscadores de artículos de divulgación científica son en inglés, por lo que

deberás utilizar dicha lengua en la búsqueda. Para acotar la información encontrada se

utilizan los operadores, que permiten enfocar la búsqueda vinculando términos de búsqueda

y definiendo la relación entre ellos. Existen varios tipos de operadores:

• Operadores de posición

• Operadores booleanos

• Operadores relacionales

Operadores de posición

Los operadores de posición (SAME, WITH, NEAR, ADJ) localizan ideas en las que los

términos están en proximidad. Se pueden utilizar para conectar palabras o frases dentro de

un campo de búsqueda pero no entre campos de búsqueda.

• SAME: para localizar registros que se encuentran dentro del mismo campo, aunque

no necesariamente en la misma frase. Por ejemplo, si se busca por "prion SAME

adenine", sólo aparecerán aquellos artículos que contengan tanto "prion" como

"adenine" dentro del mismo campo.

• WITH: para localizar artículos en los que aparecen los conceptos descritos dentro de

una misma frase. Por ejemplo, si se busca por "retina WITH optic nerve", sólo se

recuperarán aquellos artículos que contengan tanto "retina" como "optic nerve"

dentro de la misma frase.

• NEAR: para localizar registros en los que un campo contiene todos los términos de

búsqueda juntos; sin embargo, el orden de los términos no tiene que coincidir con el

orden en que se hayan introducido. Por ejemplo, buscar "rat” NEAR “amacrine cells",

en este caso sólo se recuperarán aquellos registros que contengan "rat" y "amacrine

cells" juntos en el mismo campo.

• ADJ: para localizar registros en los que un campo contiene todos los términos de

búsqueda juntos y en el orden en que se hayan introducido. Por ejemplo, si se busca

por "fotorreceptors ADJ rabbit", sólo se recuperarán aquellos registros que

contengan "fotorreceptors" e "rabbit" juntos en el mismo campo y con

"fotorreceptors" en primera posición.


• Además se pueden añadir varios operadores de posición NEAR y ADJ para limitar o

ampliar la proximidad entre palabras.

Operadores booleanos

Los operadores booleanos (AND, NOT, OR, XOR) localizan registros que contienen los

términos coincidentes en uno de los campos especificados o en todos los campos

especificados.

• AND para localizar registros que contengan todos los términos de búsqueda

especificados. Por ejemplo, si se busca por "perros AND gatos", la biblioteca-

e localiza registros que contengan todos los términos especificados.

• OR para localizar registros que contengan cualquiera o todos los términos

especificados. Por ejemplo, si se busca por "perros OR gatos", la biblioteca-e localiza

registros que contengan el primer término o el segundo.

• NOT para localizar registros que contengan el primer término de búsqueda pero no

el segundo. Por ejemplo, si se busca por "perros NOT gatos", la biblioteca-e localiza

registros que contienen el primer término pero no el segundo.

• XOR (o exclusivo) para localizar registros que contengan cualquiera de los términos

especificados pero no todos los términos especificados. Por ejemplo, si se busca por

"perros XOR gatos", la biblioteca-e localiza registros que contienen cualquiera de los

términos especificados pero no todos los términos especificados.

Operadores relacionales

Los operadores relacionales (<, >, =, <>, <=, >=) permiten buscar expresiones numéricas.

Utilizar los operadores relacionales encerrando un campo entre llaves { } y tecleando un

operador relacional y un número.

Operador Definición

< menor que

> mayor que

= igual a

<> diferente de

<= menor que o igual a

>= mayor que o igual a


Apuntes del alumno


Actividades

Realiza una búsqueda sobre la enfermedad de Fibrosis quística, en que constite, tratamientos y último avances.


Práctica 2 FUNDAMENTOS Y MANEJO DEL MICROSCOPIO.

Objetivos

El alumno deberá conocer los siguientes conceptos y habilidades:

1. Resolución, iluminación y magnificación.

2. Formación de la imagen microscópica.

3. Principio de Köehler.

4. Componentes del microscopio.

5. Manejo del condensador.

6. Desplazamiento de la muestra.

7. Enfoque.

8. Uso del diafragma.

Material

• Microscopio de luz de campo claro

• Portaobjetos

• Retícula ocular

• Calculadora

• Muestras de cerebro


Introducción

Desde su invención, el microscopio ha sido una herramienta útil en el desarrollo

científico. Aunque las lentes de aumento han sido conocidas a lo largo de la historia, no fue

hasta la llegada del moderno microscopio compuesto (s. XVII-XVIII) cuando este instrumento

comenzó a ser aplicado al estudio biológico. Si para la mayoría de biólogos, el microscopio es

una herramienta de trabajo importante, para los biólogos celulares es indispensable.

El microscopio compuesto está formado por dos elementos; un sistema primario de

lentes de aumento y un segundo sistema de lentes, similar a un telescopio. La luz es forzada

a pasar a través de la muestra y es enfocada con los sistemas de lentes primarias y

secundarias. Si reemplazamos la fuente de luz por una fuente de electrones, el microscopio

se convierte en un microscopio electrónico de transmisión. Si la luz es proyectada sobre la

muestra y los sistemas de lentes captan la luz rebotada por la muestra el microscopio se

convierte en un microscopio quirúrgico. Si son electrones los que son proyectados sobre la

muestra, barriendo su superficie hablamos de un microscopio electrónico de barrido.

La función de un microscopio es mejorar la resolución del ojo humano. El

microscopio se usa para ampliar una imagen de un objeto de forma que podamos observar

detalles que serían imposibles de observar a simple vista por el ojo humano. A causa de esta

ampliación, la resolución se confunde a menudo con la magnificación o aumento que se

refiere al tamaño de la imagen. En general, a mayor magnificación mayor resolución; aunque

esto no siempre es cierto. Hay limitaciones de carácter práctico en el diseño de las lentes que

pueden resultar en un incremento de la magnificación sin incrementar la resolución.

El Aumento total (M): Es el producto de los aumentos del objetivo por los aumentos del

ocular y los aumentos intermedios (por defecto 1). Puede obtenerse un rango de aumentos

variable. Se calcula como:

M = Mobjetivo x Mocular (x Mi)

Considerando la figura 1.1, si una imagen de una célula es aumentada desde 10x a

45x, la imagen es más grande; pero no necesariamente más nítida. La imagen de la izquierda

está aumentada sin mejorar la resolución, mientras que la imagen de la derecha tiene los

mismos aumentos, pero la resolución ha mejorado. Cuando la imagen es aumentada 10

veces (desde 10x a 100x) es imposible usar la imagen de la izquierda; sin embargo, la imagen

de la derecha nos da una información más detallada. Sin resolución la cantidad de detalles

observables es fija y, a pesar de incrementar el tamaño de la imagen, no se observan más

detalles. En este punto se alcanza el límite de resolución o poder de resolución de las lentes

objetivo (u objetivo). Esta propiedad de los objetivos viene fijada por su diseño y

construcción. Para cambiar la resolución, la única solución a menudo es usar objetivos

diferentes.

La razón de la dicotomía entre magnificación y poder de resolución es la capacidad

del ojo humano para diferenciar entre dos objetos próximos. Es necesario que dos objetos

estén separados 0,1 mm, aproximadamente, cuando los mantenemos a 25 cm de los ojos

para poder detectarlos como objetos diferentes. Si están a menos de 0,1 mm los percibimos


como un único objeto. Si los dos objetos están separados 0,01 mm no podremos

discriminarlos como dos objetos; a menos que aumentemos su imagen por 10x, con lo que

hemos alterado eficazmente nuestra capacidad de resolución desde 0,1 mm a 0,01 mm o,

inversamente, nuestro poder de resolución a aumentado en un factor de 10.

Figura 1.1. Magnificación frente a resolución.

Así pues, una lente puede aumentar una imagen sin incrementar la resolución. Varios

artefactos pueden ser inherentes al diseño de las lentes, provocando que el objeto aparezca

con los límites desdibujados. Por lo que, incluso si aparecen separados 0,1 mm, los límites

están tan desdibujados que perdemos la capacidad de diferenciar ambos objetos. Al igual

que nos sucede al observar los optotipos oftalmológicos; podemos intuir las letras al

incrementar el tamaño pero somos incapaces de identificarlas correctamente.

Generalmente, se habla de la idoneidad de los objetivos microscópicos en términos

de su magnificación o aumentos; mientras que el valor más importante es su resolución.

Todos los microscopios poseen un objetivo que puede aumentar por 40x el tamaño normal

de una muestra; pero sólo un objetivo de buena calidad permite observar correctamente una

muestra.

Como se ha mencionado el valor de la resolución puede ser determinado de dos formas:

Sólo magnificación Magnificación y resolución


1. La distancia más pequeña entre dos puntos, que permite observarlos como

distintos. Con esta medida, conforme disminuye la distancia aumenta la

resolución. Siendo λ longitud de onda de la luz incidente (400 nm para la luz

azul).

2. El poder de resolución es inversamente proporcional al límite de resolución. Así,

la resolución aumenta conforme aumenta la distancia. Hoy en día en la mayoría

de los microscopios usan la resolución para indicar la calidad de sus objetivos.

Poder de resolución = AN/(0,61·λλλλ)

El poder de resolución de los objetivos es una característica de sus propiedades

físicas y de la longitud de onda de la luz que pasa a través de sus lentes. Las propiedades

físicas se resumen en un valor conocido como apertura numérica (AN), mientras que la

longitud de onda es determinada por el color de la luz utilizada.

Apertura numérica (AN) = n·sen θθθθ

Figura 1.2. Apertura numérica e índice de refracción.

La apertura numérica de una lente depende de dos parámetros. Del ángulo de

incidencia de la luz en la lente y del índice de refracción del material óptico de fabricación de

la lente. La mitad del ángulo del cono de luz incidente se designa por el símbolo θθθθ. La mitad

del ángulo de incidencia de la luz se usa para calcular el ángulo de luz subtendida relativa al

eje óptico del microscopio. El ángulo de incidencia de la luz y, por tanto, θ pueden ser

modificado por el condensador situado debajo de la platina. Si el condensador es móvil, el

ángulo de incidencia puede variarse; así, conforme el condensador está más cerca del objeto

Límite de resolución = (0,61·λλλλ)/AN

Objetivo

Cubreobjetos Muestra

Portaobjetos

Con aceite de inmersión Sistema seco

n = 1.515 n = 1 (Aire)

θ


más grande es el ángulo de incidencia de la luz. Traduciéndose en una mejora de la

resolución del microscopio.

Figura 1.3. Apertura numérica y ángulo de incidencia de la luz.

Las propiedades refractivas de un objetivo se resumen en un valor conocido como

índice de refracción (IR ó n). El índice de refracción está en función de la distorsión de la luz

al pasar del aire a la lente y viceversa. En un microscopio, el material de fabricación de la

lente está especialmente formulado para incrementar su índice de refracción; sin embargo,

una vez fabricado esta propiedad no puede ser cambiada. Aunque el medio alrededor del

objetivo (lentes objetivo) si puede ser modificado; sustituyendo el aire entre el objetivo y el

portaobjetos por aceite de inmersión, con índice de refracción superior al del aire.

Considerando lo anterior, en la práctica la máxima resolución se puede aumentar

optimizado de tres formas:

a) El método más fácil es aumentar el ángulo de la luz incidente, alterando la

posición y/o diseño del condensador, situado debajo de la platina.

b) El índice de refracción puede ser mejorado mediante el uso de lentes

especialmente fabricadas y/o mediante el control del medio a través del cual

pasa la luz, usando aceite de inmersión en objetivos diseñados para este

propósito.

c) Disminuir la longitud de onda de la luz usada. Por razones prácticas, la

modificación de la longitud de onda tiene mayor efecto sobre la resolución del

microscopio que cambios en el ángulo de incidencia de la luz (θ) o el índice de

refracción (n).

En microscopía óptica de campo claro es conveniente trabajar en el rango de luz visible y

la longitud de onda más corta del espectro de luz visible es el azul. Por lo que, los

microscopios incorporan un filtro azul en su diseño; que se conoce como filtro de luz día,

generalmente.

Aberraciones

Las distorsiones o aberraciones cromáticas y esféricas son inherentes al diseño de las

lentes; debido a que las lentes son esféricas y proyectan una imagen esférica. Sin embargo, la

teoría óptica se basa en imágenes planas. Además, las diferentes longitudes de onda de luz


son refractadas distintamente; la imagen esférica se distorsiona incluso en múltiples

imágenes, debido a que cada longitud de onda forma una imagen separada.

Una lente que está corregida para producir campos planos en vez de curvos se

conoce como lente “plan”, mientras que una lente corregida para campo plano y aberración

cromática se denomina lente “plan achromat”. Si la lente está corregida para aberraciones

cromáticas para el rojo y azul, mientras que la corrección esférica es sólo para el verde, es

una lente “achromat”.

Angulo de incidencia

Aunque el ángulo θ puede ser alterado, hay un límite teórico a este ángulo que

permite a la luz pasar a la lente. Para cada objetivo hay una posición idónea del condensador

en la que se presenta la luz al objetivo con un ángulo apropiado, permitiendo un máximo de

intensidad de luz, mientras mantiene θ tan grande como sea posible. En los microscopios

buenos se puede ver el diafragma del condensador en el campo de luz y permiten un ajuste

preciso (vertical y horizontal) del condensador a su posición ideal. El diafragma de iris se usa

para corregir las aberraciones esféricas de las lentes y debe ser ajustado para cada objetivo.

No deben ser usados para controlar la intensidad de luz a menos que la resolución no sea

importante para el observador.

Alineación

Un uso correcto de un microscopio requiere que la óptica y la fuente de luz estén

correctamente alineadas en el eje óptico. Todas las correcciones de aberraciones dependen

de una adecuada alineación del microscopio. Generalmente, se usan dos técnicas para

alinear el microscopio:

a) La primera, y quizás la principal, se conoce

como iluminación crítica. En este proceso una

imagen de la fuente de luz (filamento de la

lámpara) es proyectada en el plano del objeto,

superponiéndose la imagen de la fuente de luz

en el objeto. Sin embargo, tiene la desventaja de

que exige el uso de una fuente de luz uniforme

plana; lo que realmente no es posible con el

filamento de una lámpara de tungsteno.

b) El segundo procedimiento de alineación es

conocido como iluminación Koehler y es el más

común. En este procedimiento, una imagen del

diafragma de campo se proyecta en el plano del

objeto. Este procedimiento requiere un

condensador de campo equipado con un

diafragma de iris móvil (o centrable).

Figura 1.4. Iluminación Koehler. Fuente:

http://www.olympusmicro.com


Partes y manejo del microscopio óptico

Sistema óptico

• Ocular: sistema de lentes convergentes situado en la parte superior del tubo.

• Objetivos: son tubos que albergan sistemas de lentes convergentes que

proporcionan aumentos hasta 100x. Los objetivos están montados sobre una pieza

base, llamada revólver, que permite intercambiarlos sobre la preparación. Cada

objetivo lleva impresas sus características ópticas (aumentos, apertura numérica,

etc.).

• Condensador: es un sistema de lentes convergentes situado inmediatamente por

debajo de la platina (en el caso del microscopio óptico, es fijo y se desplaza junto con

la platina). Su función es concentrar los rayos luminosos sobre la preparación.

• Diafragma: palanca montada en la misma pieza del condensador, que regula la

entrada de luz a éste y a la preparación. Al igual que en las cámaras fotográficas, un

diafragma abierto proporciona más luz pero menor profundidad de campo (nitidez

del enfoque a diferentes niveles horizontales de la preparación).

• Fuente luminosa: es una lámpara de tungsteno, montada en el interior del pie.

Sistema mecánico

• Pie de soporte o estativo: alberga la fuente de iluminación.

• Brazo: continuación del pie donde están insertadas el resto de piezas.

• Tubo: cilindro hueco por donde circulan los rayos luminosos. En la parte inferior

tiene un revólver con los sistemas de lentes, llamados objetivos, y en la superior

porta la lente llamada ocular.


• Platina: superficie horizontal para colocar la preparación microscópica. Ésta se sujeta

mediante una pinza, y puede moverse sobre la platina mediante un carro accionado

por tornillos, en un plano inferior. Cualquier punto de la preparación puede ser fijado

por el observador, tomando sus coordenadas con los nonios que porta el carro. La

platina puede desplazarse en sentido vertical gracias a dos pares de tornillos situados

a derecha e izquierda sobre el brazo. Mediante el desplazamiento de la platina se

consigue el enfoque de la preparación.

• Tornillos o mandos de enfoque: Macrométrico que permite movimientos rápidos

para aproximar el enfoque y micrométrico que permite movimientos finos que

consiguen el enfoque correcto.

Manejo del microscopio óptico

1. Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina

completamente.

2. Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.

3. Comenzar la observación con el objetivo de 4x.

4. Para realizar el enfoque:

a. Acercar al máximo la lente del objetivo (4x) a la preparación empleando el tornillo

macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya

que se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar

alguno de ellos o ambos.

b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de

la preparación con el macrométrico y cuando se observe algo nítido en la muestra,

girar el micrométrico hasta obtener un enfoque fino.

5. Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser

suficiente con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar

de objetivo se perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el

objetivo anterior y repetir la operación desde el paso 3. El objetivo de 40x enfoca a muy

poca distancia de la preparación y por ello es fácil que ocurran dos tipos de percances:

incrustarlo en la preparación si se descuidan las precauciones anteriores y mancharlo

con aceite de inmersión si se observa una preparación que ya se enfocó con el objetivo

de inmersión.

6. Para quitar la preparación del microscopio: Cambiar en primer lugar al objetivo de

menor aumento (4X), seguidamente bajar la platina con el tornillo macrométrico y

finalmente sacar la preparación de la pinza de la platina.

7. Una vez finalizado el uso del microscopio es obligatorio

1. Poner el objetivo de menor aumento 4X.

2. Bajar completamente la platina a la posición más baja.

3. Apagar el interruptor de la iluminación.

4. Desenchufar de la corriente.

5. Tapar con su funda protectora.


Apuntes del alumno

2º Curso Grado de Biotecnología • Universidad Miguel Hernández • Curso 2011

Actividades

I. Identificar los componentes mecánicos del microscopio: estativo, platina y mandos de

movimiento de la misma, tornillos o mandos de enfoque, interruptor de luz y potenciómetro.

II. Identificar los componentes ópticos del microscopio: oculares, objetivos, condensador,

diafragma del condensador y fuente de luz.

III. Comprobar la magnificación

apertura numérica de los objetivos

que están en el revólver del

microscopio y la magnificación de las

lentes oculares. Estos valores están

impresos en cada uno de los

objetivos y de los oculares.


Identificar los componentes mecánicos del microscopio: estativo, platina y mandos de


componentes ópticos del microscopio: oculares, objetivos, condensador,

diafragma del condensador y fuente de luz.

(1) Estativo o base del microscopio(2) Control de la intensidad de luz

(3) Condensador

(4) Diafragma del condensador

(5) Tornillo de centrado del

condensador

(6) Oculares

(7) Diafragma de campo

(8) Lente de campo

(9)

(10) Micrométrico

(11) Distancia interpupilar

(12) Objetivos

(13) Encendido de la lámpara

(14) Revolver

(15) Pinza para sujeción de muestra

(16) Platina

(17) platina en eje Y

(18) Mando movimiento platina en eje

magnificación y la

de los objetivos

que están en el revólver del

microscopio y la magnificación de las

lentes oculares. Estos valores están

impresos en cada uno de los

Figura 1.5. Características de los objetivos.

http://www.medic.ula.ve


Identificar los componentes mecánicos del microscopio: estativo, platina y mandos de


componentes ópticos del microscopio: oculares, objetivos, condensador,

Estativo o base del microscopio Control de la intensidad de luz

Diafragma del condensador

centrado del

(7) Diafragma de campo

(11) Distancia interpupilar

Encendido de la lámpara

(15) Pinza para sujeción de muestra

Mando movimiento platina en eje

Características de los objetivos.

http://www.medic.ula.ve


En la tabla anotar los valores de magnificación para cada objetivo y ocular y la AN

para cada objetivo y el condensador. Calcular la magnificación total y el límite de

resolución para cada objetivo y el límite de resolución máximo del microscopio usando

aceite de inmersión (AN = 1,5) y sin usarlo (AN = 1). Asumir que la luz que atraviesa la

muestra tiene una longitud de onda de 400 nm.

IV. Utilizar una preparación para aprender la sistemática de uso del microscopio.

• Comprobar que el revólver se encuentra situado en el objetivo de menor aumento.

• Comprobar la posición del condensador.

• Introducir y fijar el portaobjetos en la platina.

• Encender la luz.

• Colocar la zona del portaobjetos en la que está el objeto a estudiar debajo del

objetivo.

• Enfocar.

• Utilizar, secuencialmente, los objetivos de menor a mayor aumento, enfocando con

cada uno de ellos.

• Comprobar las diferencias de campo y de tamaño que se observan en la muestra con

los distintos objetivos.

• Colocar el objetivo de menor aumento antes de quitar la muestra de la platina.

Magnificación Apertura Numérica Aceite Aire

Aumento Total Aceite Aire

Límite de Resolución Aceite Aire

Magnificación de los oculares

Apertura numérica del condensador

Indica el objetivo de mayor AN

Límite de resolución máximo del microscopio

(0,61xλλλλ)/AN (µµµµm)

(µm)


"b" "c""a"

Figura 1.6

V. Empleo de retículas oculares y portaobjetos calibrados en microscopía. Conteo celular.

Para realizar medidas directas sobre muestras

microscópicas usando el microscopio se emplea una

retícula ocular, que sirve como regla. Es simplemente

un disco de cristal sobre el que se han grabado

divisiones espaciales iguales. Para usar la retícula del

ocular tiene que ser calibrada frente a una regla de

dimensiones conocidas, micrómetro o portaobjetos

calibrado. Los más comunes son de 2 mm de largo con

subdivisiones cada 0,01 mm (10µm). La retícula ha de

ser calibrada independientemente para cada objetivo.

• Colocar un portaobjetos calibrado en la platina del microscopio, y usando la

magnificación más baja (4x), enfocar la regla calibrada del portaobjetos.

• Rotar el ocular con la retícula hasta alinearla con la escala del micrómetro, desplazar

la platina hasta superponer las líneas de la retícula del ocular sobre las del

portaobjetos calibrado. Con las líneas coincidiendo en un extremo de los campos,

contar los espacios de la retícula hasta un punto en el que las líneas de la retícula y

del portaobjetos calibrado coincidan otra vez.

• Cada división de la escala del portaobjetos calibrado mide 10 µm y cada división de la

retícula del ocular es equivalentes a una división del portaobjetos calibrado. Por lo

tanto, se puede calcular el número de µm de cada espacio de la escala del ocular.

• Repetir para cada uno de los objetivos la misma operación y anotar los resultados en

la siguiente tabla :

Microscopio Longitud (µµµµm)

Valor de cada unidad de la retícula ocular a 4x



• Usando el portaobjetos calibrado, determinar la longitud más pequeña que se puede

resolver con cada objetivo. Esta medida es el límite de resolución para cada objetivo

usando la retícula. Anotar los resultados en la tabla siguiente. Comparar estos

valores con el correspondiente límite de resolución teórico del microscopio para cada

objetivo, calculado en la tabla anterior.

Aumentos Límite de resolución teórico

(µµµµm)

Límite de resolución práctico

(µµµµm)

4x

10x

40x


• Realizar a continuación la calibración completa de la retícula, midiendo las zonas

acotadas que se indican en el esquema de la retícula de la figura 1.6 y calcula los

parámetros que se piden en la siguiente tabla:

4x 10x 40x

Longitud de “a” (mm)

Longitud de “b” (mm)

Longitud de “c” (mm)

Superficie de la cuadrícula pequeña (mm2)

Superficie de la cuadrícula mediana (mm2)

Superficie de la cuadrícula grande (mm2)

• La región útil de la retícula es su cuadrante central compuesto a su vez por

subdivisiones menores de 2x2 y de 8x8 cuadrantes (cuadrantes medianos y menores,

respectivamente). La región a analizar de la preparación debe estar dentro de los

límites de esta área. Es muy importante calcular el número de cuadrantes en los que

debe realizarse el recuento celular para poder referir el número de células a una

superficie de 1mm2.

• Estudiar la preparación suministrada y localizar las zonas indicadas en el esquema de

la figura 1.7. Se pretende conocer la densidad celular media en esas regiones. Para

ello hay que calcular el número de células/mm2. Es necesario repetir, al menos, 5

veces el recuento celular dentro del área de la zona a muestrear, para obtener una

medida estadísticamente significativa.

Figura 1.8. Recuento celular. Sólo las células que están

dentro del cuadrado y las que tocan los lados superior

e izquierdo del cuadrante se contabilizan (círculos

blancos).

Área Células/mm2 (±±±±σσσσ)

(Individual)

Células/mm2 (±±±±σσσσ)

(Grupo)

1

2

3

4

5

6

7


Figura 1.7. Secciones de cerebro. A) Sección coronal. B) Sección sagital.

Preguntas:

• Considerar las ventajas y/o desventajas que implica el uso de magnificaciones

elevadas o bajas en el conteo.

• Indicar las regiones de mayor y menor densidad celular.

• Ordena en sentido decreciente de densidad células las regiones estudiadas.

• Comparar las densidades celulares entre las diferentes zonas.

• ¿Qué zonas tienen una densidad similar?

• ¿A qué crees que se debe este hecho?

• ¿Qué zonas tienen una densidad claramente diferente y porqué?

1

3

2

A)

B) 4

5

67

22 2º Curso Grado de Biotecnología • Universidad Miguel Hernández • Curso 2011

VI. Medida de las dimensiones en los ejes X, Y, y Z en

• Medidas en el eje Z

El tornillo micrométrico está diseñado para que u

descienda la platina 0,2 mm

equivale a 0,002 mm

escala puede usarse para determinar el espesor de las muestras y estructuras

microscópicas examinadas.

• Medidas en los ejes X e Y

El margen de desplazamiento

lo que nos permite realizar medidas comprendidas

localizar áreas de interés en la preparación mediante el sistema de coordenadas

escalas ubicadas en la parte frontal posterior y lateral izquierda proporcionan

respectivamente las lecturas para los ejes X e Y del plano horizontal de la

preparación. La escala principal (“m”)

vernier (“n”) corresponde a:

1 división de “n” = (9 divisiones de “m”)/10

En la figura 1.8 se muestra un ejemplo de

uso de un nonio. El valor 0 de la escala

vernier (n) se sitúa entre 12 y 13 de la

escala principal (m). Tomamos el menor

valor de la escala m, 12, como

de la medición. Para calcular los decimales

nos fijamos en la escala n y comprobamos

cual es la menor de sus divisiones que

coincide con una división de la escala m, en

nuestro caso la división número 8 de la

escala n es la primera en coincidi

división de la escala m, el 20

consideramos 0,8 como el valor decimal de

nuestra medida. Obteniéndose un valor total

de 12,8 mm.

• Colocar la preparación en la platina del microscopio.

• Enfocar correctamente el límite superior de la prep

indicada en el tornillo micrométrico. Cuidadosamente, gira el tornillo de enfoque

micrométrico y cuando

lectura que se registra en

Posición

Límite superior

Posición media

Límite inferior

Grosor de la preparación

(Límite superior


Figura 1.8. Escala de la pletina.

Medida de las dimensiones en los ejes X, Y, y Z en microscopía.

El tornillo micrométrico está diseñado para que una vuelta completa de éste eleve o

la platina 0,2 mm. Contiene 100 divisiones, de modo que

0,002 mm ó 2 µm de desplazamiento vertical de la platina (eje Z).


microscópicas examinadas.

en los ejes X e Y

l margen de desplazamiento de la pletina es de 50 mm x 75 mm, aproxima

lo que nos permite realizar medidas comprendidas dentro de esos márgenes

localizar áreas de interés en la preparación mediante el sistema de coordenadas


ivamente las lecturas para los ejes X e Y del plano horizontal de la

escala principal (“m”) está graduada en milímetros, y la

corresponde a:

1 división de “n” = (9 divisiones de “m”)/10

se muestra un ejemplo de

uso de un nonio. El valor 0 de la escala

nier (n) se sitúa entre 12 y 13 de la

omamos el menor

valor de la escala m, 12, como valor entero

de la medición. Para calcular los decimales

n y comprobamos

cual es la menor de sus divisiones que

coincide con una división de la escala m, en

nuestro caso la división número 8 de la

es la primera en coincidir con una

, el 20. Por lo que

consideramos 0,8 como el valor decimal de

nuestra medida. Obteniéndose un valor total

Colocar la preparación en la platina del microscopio.

Enfocar correctamente el límite superior de la preparación. Anotar la marca de escala


micrométrico y cuando la imagen este enfocada anotar en la siguiente

lectura que se registra en el tornillo micrométrico.

Posición Profundidad

Límite superior

Posición media

Límite inferior

Grosor de la preparación

Límite superior- Límite inferior) (media ± σ) (µ

Escala principal “m”


pletina.

na vuelta completa de éste eleve o

cada división

de desplazamiento vertical de la platina (eje Z). Esta


50 mm x 75 mm, aproximadamente,

dentro de esos márgenes y

localizar áreas de interés en la preparación mediante el sistema de coordenadas. Las


ivamente las lecturas para los ejes X e Y del plano horizontal de la

está graduada en milímetros, y la escala

aración. Anotar la marca de escala


siguiente tabla la

µm)

Escala vernier “n”


• Localizar las regiones indicadas en la figura 1.9 y con ayuda de la retícula y las escalas

del portaobjetos mecánico de la platina, acota las muestras calculando el tamaño de

cada uno de las distancias que se indican en dicha figura. Anotar los resultados en la

tabla:

Segmento Medida (±±±±σσσσ)

(mm)

Segmento

Medida (±±±±σσσσ)

(mm)

A g

B h

C i

D j

E k

F l

Figura 1.9 Secciones de cerebro. A) Sección sagital. B) Sección coronal.

A)

B)

a

b

c d

e

f

g h

i j

k

l


Práctica 3 IMAGE J

Objetivos

El alumno deberá aprender el uso y manejo del software ImageJ, demostrando dicha

habilidad en el análisis de las imágenes proporcionadas.

Material

• Ordenador

• Image J (http://rsbweb.nih.gov/ij/)

• Imágenes proporcionadas por el profesor

Introducción

Una de las partes fundamentales de la investigación es la correcta interpretación de

los resultados obtenidos tras los ensayos. Para ello nos hacemos valer de diferentes

softwares libres o privados que agilicen dicha tarea. En esta práctica se aprenderá a utilizar

uno de los programas más comunes de análisis de imágenes, el ImageJ.

ImageJ es un programa java de dominio público para el procesamiento de

imágenes. Muestra, edita, analiza, procesa, guarda e imprime imágenes de 8-bits, 16 bits y 32

bits. Además, es capaz de trabajar con muchos formatos de imagen TIFF, GIF, JPEG, BMP,

DICOM, FITS...Es posible calcular el área y las estadísticas de píxeles de valor definidos por las

selecciones del usuario. Puede medir distancias y ángulos. Se pueden crear histogramas de

densidad y gráficos de líneas de perfil. Es compatible con las funciones estándar de

procesamiento de imágenes tales como la manipulación del contraste, nitidez, suavizado,

detección de bordes y el filtrado de mediana.

Realiza transformaciones geométricas tales como transformaciones de escala,

rotación y giros. ImageJ puede ser reducido hasta 32:1 y ampliado hasta 1:32. Todas las

funciones de análisis y procesamiento están disponibles en cualquier factor de aumento. El


programa es compatible con cualquier número de ventanas (imágenes) de forma simultánea,

limitado solamente por la memoria disponible. Dispone de calibración espacial para

proporcionar medidas reales, en unidades tales como milímetros. La densidad o la calibración

de escala de grises también están disponibles.

ImageJ fue diseñado con una estructura abierta que permite la extensibilidad

mediante plugins de Java. Se pueden desarrollar plugins personalizados para la adquisición,

análisis y procesamiento, que permiten resolver casi cualquier problema de procesamiento

de imágenes o de análisis de cada usuario.

Conceptos básicos

Ventana

En la parte superior contiene una barra de menús desplegables, la barra de

herramientas, la barra de estado y una barra de progreso. Los resultados de las

mediciones se muestran en la ventana de "resultados". Las imágenes, histogramas, perfiles

de línea, etc. se muestran en ventanas adicionales. Las ventanas se pueden arrastrar por la

pantalla y cambiar de tamaño. Los histogramas y los gráficos que aparecen en las ventanas

adicionales son imágenes que se pueden copiar en el portapapeles, editar, imprimir y

guardar.


Barra de herramientas

La barra de herramientas contiene iconos para hacer selecciones, zoom, desplazar las

imágenes y/o cambiar el color de dibujo. Al pasar el ratón sobre alguna de las herramienta se

mostrará una descripción de su función. Las herramientas y los menús en la parte

derecha de la barra de herramientas se crean usando macros definidas en el archivo

de ImageJ / macros / StartupMacros.txt.

Barra de estado

Cuando el cursor se encuentra sobre una imagen, la barra de estado muestra las

coordenadas de píxel y los valores. Después de ejecutar un filtro, se muestra el tiempo

transcurrido y velocidad de transformación de píxeles/segundo. Haga clic en el estado y se

mostrará (como se muestra abajo) la versión ImageJ, la versión de Java, la memoria en uso, la

memoria disponible y el porcentaje de memoria utilizada.

Barra de progreso

La barra de progreso, que se encuentra a la derecha de la barra de estado, muestra el

progreso del tiempo consumido en la ejecución de la orden. No aparecerá si la operación

requiere menos de un segundo aproximadamente.

Imágenes

ImageJ permite que múltiples imágenes se muestren en la pantalla al mismo tiempo.

La ventana activa tiene la barra de título resaltada. Todas las operaciones se llevarán a

cabo en la imagen activa. ImageJ soporta 8 bits, 16 bits y 32 bits (real) en escala de grises y 8

bits y 32 bits en imágenes a color. Las imágenes de 16-bit y 32-bit en escala de grises no

se pueden mostrar directamente en los monitores de un ordenador, ya que normalmente

sólo puede mostrar 256 tonos de gris. Por lo tanto, los datos se reasignan a los 8-bits

mediante ventanas. La ventana define el rango de valores de gris que se muestran, los

valores por debajo de la ventana pasan a negro, mientras que los valores por encima de

la ventana serán de color blanco. La ventana se define por unos valores mínimo y máximo

que se puede modificar mediante: Image>Adjust>Brightness/Contrast


Secuencia

ImageJ puede mostrar múltiples imágenes relacionadas, espacial o temporalmente,

en una sola ventana. Las mágenes que componen una secuencia se denominan cortes. Todas

las rebanadas de una secuencia deben ser del mismo tamaño y profundidad de bits. Una

barra de desplazamiento proporciona la capacidad de moverse a través de los cortes.

ImageJ abre múltiples archivos de imagen TIFF como una secuencia y las guarda como

archivos TIFF multi-imagen.

File>Import>Raw : este comando abre otra multi-imagen a partir de archivos sin comprimir.

File>Import>Image Sequence: Importa una secuencia de imágenes.

File>New>Image: crea una nueva secuencia, estableciendo el número de imágenes deseadas

con un valor mayor de uno.

Image>Stacks: submenú que contiene comandos para operaciones comunes a una secuencia

de imágenes.

Selecciones

Las selecciones son las áreas definidas por el usuario o las líneas de una imagen. Sólo

una selección puede estar activa a la vez. Para seleccionar una zona se usan el rectángulo, la

elíptica, la selección poligonal y la mano alzada.

Cada selección se puede medir (Analyze>Measure) filtrar, rellenar (Edit>Fill) o

dibujar (Edit>Draw). La selección de líneas se crea utilizando las herramientas de línea recta,

segmentada y selección a mano alzada. Utilice la opción Edit>Draw de dibujo para dibujar la

línea en el color actual.

Las selecciones se pueden mover haciendo clic y arrastrando. La barra de estado

muestra las coordenadas en la esquina superior izquierda de la selección. Observe que el

cursor cambia a una flecha cuando está dentro de la selección. Para mover el contenido

de una selección rectangular, haga clic en la selección y arrastre. Utilice las teclas de flecha

para desplazar una selección de píxeles a la vez en cualquier dirección.

Las selecciones rectangulares y elípticas pueden cambiar de tamaño. A medida que la

selección cambia de tamaño, la anchura y altura se muestran en la barra de estado. Utilice las

teclas de flecha con la tecla ALT para estirar las selecciones rectangulares o elípticas un pixel

a la vez.


Para eliminar una selección, seleccione una de las herramientas de selección y haga

clic fuera de la selección, o utilizar la opción Edit>Selection>Select None. Utilice la opción

Edit>Selection>Restore Selection para restaurar una selección de nuevo después de haberlo

eliminado.

Una selección puede ser transferida de una a otra ventana de imagen mediante la

activación de la ventana de destino y el uso de Edit>Selection>Restore Selection. Las

selecciones se pueden guardar en el disco utilizando File>Save As>Selection y restaurado

con File>Open.

Formatos de archivo

El comando File>Open abre imagenes TIFF, GIF, JPEG, PNG, DICOM, BMP, PGM y

FITS. También abre las tablas de búsqueda y selección. Además, el submenú File>Import

proporciona acceso a plugins para leer "en crudo" archivos, imágenes en formato ASCII,

y para cargar las imágenes en la red mediante una dirección URL.

Para importar un archivo RAW (en crudo) es necesario conocer cierta información

sobre el diseño, incluyendo el tamaño de la imagen y el desplazamiento de los datos de

imagen. Los archivos pueden guardarse en formato TIFF, GIF, JPEG, PNG texto, PGM, FITS,

delimitado por tabuladores y formatos RAW. Además se puede añadir soporte para

formatos adicionales al descargar o escribir plugins.

Plugins

La funcionalidad de dicho software puede ampliarse mediante el uso de plugins

escritos en Java. Los plugins pueden añadir soporte para nuevos formatos de archivo o

pueden filtrar o analizar imágenes. Los plugins presentes en la carpeta “plugins” de ImageJ

se instalan automáticamente en el menú o se pueden instalar en otros menús mediante

Plugins/HotKeys/InstallPlugin. Los plugins pueden ser creados o modificados mediante

Plugins/Edit. Más de 150 plugins se puede descargar desde el sitio web de Image.


Apuntes del alumno


Actividades

I. Abre las siguientes imágenes de retina de rata y con la ayuda del segmento graduado de

calibración y el software ImageJ rellena la siguiente tabla, en relación al grosor de las

capas celulares que conforman la retina:

Procedimiento:

• Abrir la foto de la regla, para establecer en el programa la escala que vamos a utilizar

para realizar las medidas.

o File � open � elegir archivo

• Establecer a que tamaño corresponde esta regla, en este caso, la distancia entre las

dos líneas verticales más largas son 1mm

o Seleccionar la herramienta de línea recta “straight”

o Realizar una línea recta entre las 2 marcar verticales más largas

o Analyze � Set Scale � Aquí aparece la medida de nuestro segmento,

elegimos el valor que va a representar (en este caso 1) y la unidad (mm).

Para vitar realizar este proceso para cada fotografía marcamos la opción de

Global.

• A continuación, abrir la imagen que deseamos medir.

• Elegirlos parámetros a medir, los cuales nos mostrará el programa.

o Analyze �� Set measurements.

• Seleccionar la herramienta “straigth” y marcar el grosor de una de las capas, para

saber su tamaño pulsar: Control+M.

• Aparecerá una ventana nueva donde se mostrarán los valores de cada medida,

guardar dicho archivo.

Capa �̅ Desviación estándar Max Min Mediana

Fotorreceptores

Nuclear externa

Plexiforme externa

Nuclear interna

Plexiforme interna


Realizar también un recuento de las células ganglionares presentes en las fotos. Para ello reelegir los parámetros a medir y mediante la herramienta “Oval” y el zoom rellenar la siguiente tabla:

Foto Nº de

células �̅

Desviación estándar

Max Min Mediana Perímetro

Recuerda que puedes modificar la forma y tamaño del óvalo situando el curso encima del mismo.


Práctica 4 TÉCNICAS HISTOLÓGICAS BÁSICAS: ESTUDIO DE EXTENSIONES CELULARES SANGUÍNEAS

Department of Histology, Jagiellonian University Medical College

Objetivos

El alumno deberá reconocer:

1. El concepto de frotis o extensión celular y su ejecución.

2. Los tipos de tinciones y su función.

3. Los tipos de células sanguíneas y sus morfologías.

4. El concepto de cámara de Neubauer y los cálculos derivados de su uso.

5. El concepto de porcentaje de viabilidad y su representación gráfica.

Material

• Microscopio.

• Suspensión celular de sangre entera con anticoagulante.

• Portaobjetos y portaobjetos esmerilado

• Cubreobjetos.

• Cubetas de tinción.

• Capilares.

• Metanol.

• Colorante de tinción y solución azul tripán al 0.2%.

• Medio de montaje.

• Cámara de recuento y cubrecámara.

• Suspensión celular.

• Pipetas Pasteur y micropipetas

• Solución salina (5x) (5 veces concentrada).

a: eritrocitos

b: neutrófilos

c: eosinófilos

d: linfocito


Introducción

Habitualmente los tejidos de organismos se pueden disociar en sus componentes

celulares, a partir de los cuales pueden purificarse diferentes tipos celulares individuales, los

cuales pueden utilizarse para su análisis bioquímico o para establecer cultivos celulares.

Frecuentemente es necesario conocer el número exacto de células en suspensión que hay en

un medio biológico, para lo que se emplean técnicas de recuento celular.

Se entiende por extensión o frotis celular, a la formación de una fina película de

células sobre un portaobjetos, de tal manera que las células no se superpongan entre sí. Se

utilizan para la visualización de células en suspensión (ej., células sanguíneas), para lo cual

tras la extensión de la muestra procederemos a su tinción, entendiendo por tal, la coloración

diferencial de las distintas células presentes en la suspensión celular. Las preparaciones de

extensiones celulares se utilizan fundamentalmente para el estudio morfológico de las

células y su recuento.

Tipos de colorantes

Los colorantes ácidos tiñen estructuras celulares básicas, tales como la hemoglobina,

los gránulos de los eosinófilos, etc.; los elementos celulares que se tiñen se denominan

acidófilos o eosinófilos (un colorante ácido típico es la eosina). Los colorantes básicos por el

contrario, tiñen estructuras celulares básico, tales como el ADN nuclear y el ARN;

denominándose las estructuras así teñidas basófilas (entre los más utilizados está el azul de

metileno).

Finalmente, los colorantes neutros son los más utilizados en hematología y están

formados por la combinación de un colorante ácido y otro básico y su afinidad tintorial es el

resultado de la combinación de los anteriores.

Recuento y viabilidad celular

Las cámaras de recuento (figura 2.1) se utilizan para determinar el número de

partículas (células) por unidad de volumen de un líquido. Las partículas (ej., células

sanguíneas, bacterias, esporas, polen, protozoos, etc.) se cuentan visualmente con ayuda de

un microscopio.

Figura 2. 1. Cámara de recuento celular o de Neubauer


La cámara de recuento está hecha de vidrio especial y tiene el tamaño de un

portaobjetos. Las ranuras fresadas en la superficie de la placa base la dividen en dos zonas

anchas exteriores y tres campos pequeños interiores. A diferencia de las zonas exteriores,

que se utilizan para la rotulación, los campos interiores están esmerilados y pulidos. En el

campo central (equivalente al fondo de la cámara) están grabadas dos cuadrículas de

recuento, que están separadas una de otra por una ranura.

El número de células en una muestra puede ser determinado contando el número de

células en uno o más de los cuadrantes. El cuadrante a usar depende del tamaño del objeto a

ser contado. Para células enteras se usarían los cuadrantes grandes, usando el objetivo de

10x. Para mitocondrias aisladas se usarían los cuadrantes medianos con el objetivo de 40x.

El fondo de la cámara del campo central es 0,1 mm más bajo (equivale a la

profundidad de la cámara). Entre el campo central y la cubrecámara (o cubreobjetos)

colocado encima existe, por tanto, una ranura de 0,1 mm. Existen distintos diseños de

cuadrículas de las cámaras dependiendo del uso.

Para facilitar el recuento de células vivas, sin fijar, se usan los denominados

colorantes vitales; que permiten discriminar entre poblaciones de células vivas y muertas en

una determinada suspensión celular. El azul tripán es un colorante vital que es activamente

eliminado por las células vivas. Sin embargo, penetra y tiñe las células muertas. Por tanto, las

células teñidas de azul son células muertas. La diferencia entre el número total de células y el

número de células muertas sería el número de células viables en una determinada alícuota

de un cultivo. El azul tripán sobrestima el número de células viables, de hecho,

aproximadamente un 30% de las células contabilizadas como viables con azul tripán no son

capaces de sobrevivir más allá de un periodo de 24 horas.

Extensiones celulares sanguíneas

El uso de suspensiones celulares de sangre entera permite observar de forma rápida,

fácil, económica y nítida diferentes tipos celulares con características morfológicas peculiares

y con una notable heterogeneidad nuclear y citoplásmica. Estos tipos celulares se ponen

fácilmente de manifiesto con técnicas histológicas de microscopía óptica, que por su

metodología y sistemática suponen un entrenamiento ideal para el estudio de suspensiones

celulares de cualquier tipo, ya que raramente se trabaja con suspensiones celulares con una

diversidad celular tan elevada.

Para teñir las extensiones de sangre se emplean compuestos derivados de anilina,

por los que tienen una gran afinidad los distintos orgánulos de las células sanguíneas. Según

la naturaleza química de estos colorantes, distinguimos tres tipos: ácidos, básicos y neutros.

La sangre es un tejido que posee diversas células suspendidas en un medio fluido,

denominado plasma.

Las células sanguíneas son fundamentalmente de tres tipos:

� Células rojas, eritrocitos o hematíes

• Eritrocitos: Estas células enucleadas (en la mayoría de mamíferos) se tiñen

de color rosado debido a su alto contenido en hemoglobina. La zona central


pálida, escasamente teñida, es el resultado de su forma de disco bicóncavo,

poco frecuente. Es el componente celular mayoritario de la sangre, 4-6

millones/ml.

� Células blancas o leucocitos

• Neutrófilos: el tipo de leucocito más frecuente en sangre. Posee un núcleo

multilobulado. En los neutrófilos maduros existen generalmente 5 lóbulos

conectados por finas bandas de materia nuclear, pero en los neutrófilos

inmaduros el núcleo generalmente es poco lobulado. En los neutrófilos de las

hembras, el cromosoma X inactivo o cuerpo de Barr aparece formando un

pequeño apéndice en forma de palillo de tambor, condensado, en uno de los

lóbulos del núcleo. Se ve en el 3% de los neutrófilos de las hembras. El

citoplasma de los neutrófilos está ligeramente punteado con gránulos de color

púrpura que se denominan gránulos azurófilos que se corresponden con

lisosomas primarios grandes.

• Eosinófilos: poseen como dato morfológico característico, un núcleo

bilobulado y un citoplasma repleto de granos grandes (de color rosado oscuro) y

de tamaño uniforme.

• Monocitos: son los elementos mayores de todas las células de la serie

blanca. Se caracterizan porque poseen un gran núcleo, situado excéntricamente,

que se tiñe menos intensamente que en los otros leucocitos. El núcleo

generalmente es dentado haciéndose más dentado a medida que la célula

madura y adopta finalmente una morfología de herradura o aspecto bilobulado.

El amplio citoplasma está ocupado por pequeños lisosomas que con microscopía

óptica, le dan el típico aspecto de “vidrio mate”.

• Basófilos: los leucocitos menos frecuentes. En general el núcleo bilobulado

está eclipsado por numerosos gránulos grandes (azul oscuro).

• Linfocitos: son las células más pequeñas de la serie blanca, presentando un

tamaño ligeramente mayor que los hematíes. Se caracterizan porque tienen un

núcleo redondeado, muy teñido, y un pequeño anillo de citoplasma agranular,

ligeramente basófilo. La cantidad de citoplasma varía según el estado de

actividad de la célula; así, se observan linfocitos pequeños, medianos y grandes.

� Plaquetas o trombocitos

• Plaquetas: pequeñas células enucleadas (en el hombre), que se forman en la

médula ósea a partir de los megacariocitos, su número varía de 150.000-

400.000/ml. Son discos biconvexos redondos u ovales. En los frotis sanguíneos

suelen aparecer agrupadas y el citoplasma teñido de púrpura, tiene aspecto

granular debido a la gran cantidad de orgánulos que se disponen en el centro de

la célula, el citoplasma periférico se tiñe muy poco y por eso es apenas visible.


Apuntes del alumno


Actividades

I. Frotis sanguíneo

Procedimiento

• Preparación de los portaobjetos

Antes de su empleo, los portaobjetos deben ser tratados para eliminar posibles

impurezas de su proceso de fabricación y manipulación (desengrasado) aplicando el

siguiente tratamiento:

1. Lavar con agua y detergente.

2. Una vez aclarado con agua corriente, se depositará en un recipiente que

contenga una de las tres soluciones:

- Mezcla sulfocrómica.

- Etanol.

- Etanol-eter (1:1).

3. Se mantienen 10-15 minutos, tras lo cual, si hemos usado mezcla

sulfocrómica los aclararemos con agua destilada, mientras que con las

otras simplemente dejaremos evaporar el disolvente.

4. Finalmente, los secaremos con papel de filtro o en estufa.

• Confección de las extensiones

1. Colocamos los portaobjetos sobre una superficie plana y con ayuda de un

capilar depositamos una gota de suspensión celular en un extremo

(aproximadamente a 0,5 cm).

2. Con los dedos pulgar e índice de la mano izquierda, se sostiene los dos

ángulos de la parte izquierda del portaobjetos. Con la mano derecha, se

coge el portaobjetos esmerilado, colocamos el pulgar en uno de los

bordes y el índice sobre el otro. Situar este último delante de la gota de

sangre, de forma que ambos portaobjetos formen un ángulo de 45º

aproximadamente. El grosor de la preparación depende del ángulo (a

menor ángulo menor espesor, y viceversa). El portaobjetos esmerilado

nunca debe pasar por encima de la muestra al hacer la extensión.

Figura 2.1. Esquema de la realización de un frotis sanguíneo. La flecha indica la dirección

en la que debe deslizarse el portaobjetos esmerilado.

Punto de colocación de la muestra


Zona de neutrófilos y monocitos

Sentido de la extensión

Zona de linfocitos Origen

Zona ideal de recuento

3. Se hace retroceder el portaobjetos esmerilado en dirección a la gota de la

suspensión celular. Tan pronto como ambos entren en contacto, la sangre

comenzará a extenderse sobre el borde del portaobjetos esmerilado.

4. Cuando la sangre, por capilaridad, llega hasta aproximadamente 2 mm de

los bordes del portaobjetos esmerilado, efectuar un movimiento suave y

rápido de éste sobre toda la longitud del portaobjetos horizontal.

5. Dejar el frotis secar a temperatura ambiente y en posición horizontal

durante un mínimo de 10 minutos.

6. Fijar las extensiones introduciendo el portaobjetos en alcohol metílico

durante 5 minutos y dejar secar a temperatura ambiente.

7. Teñir durante 30 minutos con una solución de Giemsa al 10% en agua

destilada (preservar de la luz).

8. Lavar las extensiones celulares con abundante agua destilada.

9. Dejar secar a temperatura ambiente y montar con medio de montaje.

• Examen de la extensión celular

El examen microscópico variará dependiendo de la muestra procesada. En este caso

dicho examen consta de los siguientes pasos:

1. Observar la preparación con el objetivo de 4x ó 10x. Las células deben

estar homogéneamente distribuidas, de lo contrario lo desecharemos.

2. A continuación, examinar la muestra a 40x. Realizar un recorrido por la

preparación tal y como se indica en la figura 2.2, identificando

correctamente los distintos tipos celulares que aparecen en la

preparación.

Figura 2.2. Esquema de un frotis sanguíneo. La líneas punteada indica la dirección a seguir en

el recuento diferencial de leucocitos (n=100).

3. Una vez identificados los distintos tipos celulares realizar la fórmula

leucocitaria de la muestra. Para ello buscar 100 leucocitos, moviéndose

por la preparación, e identificar cada uno de los tipos y anotar su número.

Así se determinará el porcentaje de cada tipo de leucocito en el total de la

muestra.


Suponiendo que la población total de leucocitos de la muestra analizada es de 9.170

leucocitos/ml. ¿Cuántas células/ml de cada unos de los tipos de leucocitos hay en la

muestra?

Tipos celulares Tamaño (µµµµm) Recuento

leucocitario Células/ml

Plaquetas 2-3

Monocitos 14-17

Linfocitos 7-8

Basófilos 9-10

Eosinófilos 10-12

Neutrófilos 10-12

Eritrocitos 6-8


Responder a las siguientes preguntas:

• ¿Qué función tiene el baño previo de metanol a la tinción con Giemsa en las

extensiones de sangre?

• ¿Las estructuras basófilas son de naturaleza ácida o básica?

• ¿Qué función tiene el mantener los portaobjetos en un baño de etanol-éter antes de

usarlos para realizar extensiones celulares?

• ¿Qué es el cuerpo o corpúsculo de Barr?

• ¿A qué orgánulo corresponde la ligera granulación púrpura citoplásmica de los

neutrófilos?

• Ordena de menor a mayor espesor los siguientes frotis según el ángulo de inclinación

aplicado al portaobjetos esmerilado con el que se hizo la extensión: a) 45º; b) 30º; c)

55º; d) 35º; e) 60º.

• En la raza humana en estado de salud normal los eritrocitos son anucleados. ¿Existen

especies con eritrocitos nucleados? En caso afirmativo enunciarlas.

¿Si existen, que significados funcional y/o evolutivo puede tener la presencia de

núcleo en los eritrocitos?


II. Recuento y viabilidad celular.

Procedimiento

• Agitar bien la suspensión celu

• Diluir 4 partes de la solución “stock” de azul tripán en 1 parte de solución salina

• Depositar con una micropipeta una muestra de 100

tubo de vidrio y añadir 100

• Coger la cámara de recuento y

humedeciendo ligeramente

• Usar una pipeta Pasteur para transferir una pequeña alícuota de la dilución a la

cámara de recuento

dentro de la excavación en forma de “V”

por capilaridad hasta que la cámara de recuento este llena (

rebose la cámara y la presencia de burbujas de aire.

Figura 2.3. Colocación de la muestra en la cámara de recuento.

• Añadir una muestra similar de la suspensión celular en la cara opuesta de la cámara

de recuento y esperar aproximadamente un minuto antes de comenzar el recuento,

para evitar que las células se muevan y permitir que las células se distribuyan

homogéneamente por l

• Contar en el microscopio las células teñidas y no teñidas que estén en el

cuadrante a contar

las 4 aristas, como se vio en la práctica 1

• Tener en cuenta el diagrama de

siguiente:

• El cubreobjetos está a 0,1 mm sobre la retícula, y las líneas grabadas en la

retícula están a las dimensiones indicadas.

• Los cuatro cuadrantes, marcados 1

• El cuadrante interno, marcado como 5, también cubre un volumen de 10

ml, pero está subdividido en 25 cuadrantes medianos. El volumen sobre

cada uno de esos 25 cuadrantes es 4x10

• Cada uno de esos 25 cuadrantes está a su vez subdividido en 16

cuadrantes

recuento. El volumen sobre esos cuadrantes más pequeños es 0.25x10

ml.


Recuento y viabilidad celular.

Agitar bien la suspensión celular y hacer diluciones seriadas desde 1/10 a 1/1.000

Diluir 4 partes de la solución “stock” de azul tripán en 1 parte de solución salina

Depositar con una micropipeta una muestra de 100µl de cada dilución seriada en un

tubo de vidrio y añadir 100 µl de azul tripán diluido. Mezclar.

Coger la cámara de recuento y pegar el cubrecámara sobre el centro de la cámara

humedeciendo ligeramente los bordes del mismo.

sar una pipeta Pasteur para transferir una pequeña alícuota de la dilución a la

cámara de recuento (comenzar con la dilución 1/10), colocando la punta de la pipeta

dentro de la excavación en forma de “V” y permitir así a la suspensi

por capilaridad hasta que la cámara de recuento este llena (figura 2.

rebose la cámara y la presencia de burbujas de aire.

Colocación de la muestra en la cámara de recuento.

una muestra similar de la suspensión celular en la cara opuesta de la cámara



homogéneamente por la cámara.

Contar en el microscopio las células teñidas y no teñidas que estén en el

(considerando que sólo se cuentan las células que tocan dos

, como se vio en la práctica 1).

Tener en cuenta el diagrama de la cámara de recuento de la figura 2.4

El cubreobjetos está a 0,1 mm sobre la retícula, y las líneas grabadas en la

retícula están a las dimensiones indicadas.

Los cuatro cuadrantes, marcados 1-4, cubren un volumen de 10

cuadrante interno, marcado como 5, también cubre un volumen de 10


cada uno de esos 25 cuadrantes es 4x10-6 ml

Cada uno de esos 25 cuadrantes está a su vez subdividido en 16

cuadrantes, que son la graduación más pequeña de la cámara de

recuento. El volumen sobre esos cuadrantes más pequeños es 0.25x10

Suspensión celular


desde 1/10 a 1/1.000.

Diluir 4 partes de la solución “stock” de azul tripán en 1 parte de solución salina (5x).

l de cada dilución seriada en un

egar el cubrecámara sobre el centro de la cámara

sar una pipeta Pasteur para transferir una pequeña alícuota de la dilución a la

la punta de la pipeta

a la suspensión celular fluir

figura 2.3). Evitar que

Colocación de la muestra en la cámara de recuento.

una muestra similar de la suspensión celular en la cara opuesta de la cámara



Contar en el microscopio las células teñidas y no teñidas que estén en el interior del

onsiderando que sólo se cuentan las células que tocan dos de

2.4 y considerar lo

El cubreobjetos está a 0,1 mm sobre la retícula, y las líneas grabadas en la

4, cubren un volumen de 10-4 ml.

cuadrante interno, marcado como 5, también cubre un volumen de 10-4


Cada uno de esos 25 cuadrantes está a su vez subdividido en 16

, que son la graduación más pequeña de la cámara de

recuento. El volumen sobre esos cuadrantes más pequeños es 0.25x10-7


Figura 2.4 Esquema de una cámara de recuento con sus medidas acotadas.

• Los cuadrantes marcados 1-5 son todos de 1 mm2. Las retículas 1-4 están

subdivididas en 16 cuadrantes más pequeños (de 0,25 mm por lado), el

cuadrante 5 está dividido en 25 cuadrantes (de 0,2 mm de lado). Cada uno

de estos 25 cuadrantes está subdividido en 16 cuadrantes más pequeños

de 0.05mm de lado.

• Para los cuadrantes marcados 1-4, el área de cada uno es 1 mm2, y el

volumen es 0,1 mm3. Considerando que 0,1 mm3 es igual a 10-4 ml, para

calcular el número de células/ml se toma la media de células/mm2 y se

multiplica por 104.

• Para los 25 cuadrantes medianos del centro de la cámara, marcados con el

número 5, cada cuadrante pequeño mide 0,04 mm2 y su volumen es 0,004

mm3. Para las células más pequeñas u organelas, el número de

partículas/ml equivale a la media de partículas/cuadrante más pequeño

multiplicado por el número de cuadrantes (25) y por 104 veces para una

determinada dilución de la muestra.

Para una determinada suspensión celular, contar el número de células en 5 de los

cuadrantes medianos del cuadrante. Para que el contaje tenga validez estadística, el número

de células por cuadrante debe estar entre 10 y 100. Si el contaje es superior o inferior,

limpiar el hemocitómetro y usar la dilución siguiente o previa de la serie, según corresponda.


Anotar la dilución usada, y el número de células en los cinco cuadrantes contados.

Promediar los contajes, multiplicando por el factor de dilución, y calcula el número de

células/ml en la suspensión celular. Anotar los resultados obtenidos en la siguiente tabla.

Dilución:

Cuadrante Nº células totales Nº células viables Nº células muertas

1

2

3

4

5

Media

Nº células/mm2 = [(media)x25]

Calcular el número de células de la muestra según las siguientes fórmulas, teniendo

en cuenta:

• El volumen correspondiente a la región contada en la cámara de recuento es de

0.1mm3, por lo tanto, se multiplica el número de células por 10.000

• Considerar que el nº de células/cm3 es igual que el nº de células/ml.

• El factor de dilución es igual a (dilución del cultivo) x (dilución con el azul tripán).

Nº células viables/ml

(células vivas/mm2) x 10.000 x factor de dilución

Nº células totales/ml

(cél. vivas/mm2 + cél. muertas/mm2) x 10.000 x factor de dilución

Porcentaje de Viabilidad

[(células vivas/ml)/(células totales/ml)] x 100

Área de cada cuadrante mediano (mm2)

Volumen de cada cuadrante:

(área de cada cuadrante) x (0.1 mm de profundidad)( mm3)

Nº medio de células por mm3

Realizar en la siguiente gráfica una curva de viabilidad celular. Considerando que un 30%

de las células contabilizadas como viables no son capaces de sobrevivir por encima de un

periodo de 24 horas, representar el porcentaje de células viables y muertas frente al tiempo,

considerando un periodo de 7 días, a partir del número de células obtenido en la suspensión

celular.


Responder a las siguientes cuestiones:

• ¿Para qué sirve el azul tripán en el recuento celular y en que se basa su uso?

• ¿Por qué se tiene en cuenta el factor de dilución para calcular el número de células

de una suspensión celular?

• ¿Qué finalidad tiene tras haber puesto la muestra en la cámara de recuento el

esperar un tiempo antes de iniciar el recuento?

• ¿Por qué multiplicamos por 10.000 para calcular el número de células/ml?

• ¿Por qué multiplicamos por 25 para obtener el número de células/mm2?

0102030405060708090

100

0 1 2 3 4 5 6 7

Células viables Células muertas

Días

Po

rcen

taje

de

célu

las


Práctica ESTRUCTURA DE LOS EP

Objetivos

El alumno deberá reconocer

1. Identificar y describir cada una de las variedades morfológicas del tejido epitelial:

epitelios simples (plano, cúbico, cilíndrico y pseudoestratificado) y estratificados.

2. Identificar las características morfológicas que permiten su clasificación

3. Correlacionar las características histológicas de cada epitelio con la función que

realiza. Diferenciar las glándulas exocrinas y endocrinas

Material


• Portaobjetos

• Batería de tinción

• Espátula de Ayre

• Epitelio simple columnar: Vesícula biliar: Tinción Hematoxilina

• Epitelio plano estratificado: Piel: Tinción Hematoxilina

• Epitelio plano simple: Vena y arteria: Tinción Hematoxilina

• Epitelio Glandular: Glándula salivar: Tinción Hematoxilina


Práctica 5 ESTRUCTURA DE LOS EPITELIOS

reconocer:

Identificar y describir cada una de las variedades morfológicas del tejido epitelial:


car las características morfológicas que permiten su clasificación

Correlacionar las características histológicas de cada epitelio con la función que

realiza. Diferenciar las glándulas exocrinas y endocrinas

Microscopio de luz de campo claro

Epitelio simple columnar: Vesícula biliar: Tinción Hematoxilina-eosina

Epitelio plano estratificado: Piel: Tinción Hematoxilina-eosina

Epitelio plano simple: Vena y arteria: Tinción Hematoxilina-eosina

elio Glandular: Glándula salivar: Tinción Hematoxilina-eosina


Identificar y describir cada una de las variedades morfológicas del tejido epitelial:


car las características morfológicas que permiten su clasificación

Correlacionar las características histológicas de cada epitelio con la función que

eosina


Introducción

La histología animal estudia los aspectos morfofuncionales de las células eucariotas

animales, de su organización en tejidos y de la organización de éstos en órganos.

A partir de una única célula, el cigoto, terminan por formarse todos los órganos de

cada individuo. Así pues, órganos tan diferentes como el riñón o el pulmón, básicamente

están formados por células con diversas especializaciones y por las sustancias sintetizadas

por ellas. Sin embargo, incluso en órganos muy diferentes, se aprecian agrupaciones

celulares muy semejantes; áreas en las que resulta difícil decir de de qué órgano se trata, si

no se sale de ellas durante el examen microscópico. Ésto quiere decir que entre la célula y el

órgano existe un nivel de organización morfofuncional especializado al que se denomina

tejido.

El concepto de tejido no sólo incluye los tipos celulares que se agrupan para formar

una estructura microscópica bien definida. Cada tejido comprende también un medio

intercelular integrado por un líquido tisular que contiene sustancias de diverso tamaño,

algunas visibles al microscopio óptico, otras sólo al electrónico, y otras únicamente

detectables con técnicas histoquímicas o métodos de estudio molecular. Estos componentes

constituyen un medio ambiente de importancia fundamental que determina tanto las

propiedades del tejido como el comportamiento de las propiedades del tejido, como el

comportamiento de las células contenidas en él, afectando a su diferenciación y desarrollo,

proliferación, migración, forma y funciones metabólicas. La estructura microscópica del

tejido es la manifestación morfológica de las interacciones entre diversas células y

componentes tisulares que determinan una especialización morfofuncional.

Clasificación de los tejidos animales

Se suele considerar que los tejidos fundamentales de los organismos animales,

distinguibles por sus características, son:

� Tejido epitelial

Se puede definir como un conjunto de células estrechamente unidas que cubren o

revisten un órgano o sistema. Excepcionalmente, como ocurre con las glándulas

endocrinas, un grupo de células que haya perdido la conexión con el epitelio que las

originó puede quedar incluido en otro tejido.

Las funciones de los epitelios pueden ser muy variadas: protección ante la pérdida de

la humedad, erosión mecánica y agentes químicos, recepción sensitiva, absorción,

secreción y excreción.

Las características citológicas de las células epiteliales son muy variadas dependiendo

del tipo de epitelio. En todos los casos los epitelios presentan una serie de propiedades

que pueden resumirse en dos:

• Cohesión: entre las células epiteliales el espacio intercelular es muy escaso y se

observan estructuras de unión entre células adyacentes.


• Polaridad: existencia de variaciones morfofuncionales tanto en las diferentes

superficies celulares, como en las diversas porciones del citoplasma.

Especializaciones de la superficie apical, basal y del citoplasma.

Las características de las células epiteliales difieren incluso dentro de un mismo

epitelio, de acuerdo con las funciones propias que realiza cada tipo celular. Se clasifican

en: células banales de revestimiento, secretoras, con contenidos especiales, ciliadas,

relacionadas con procesos de absorción, relacionadas con procesos de regulación

osmótica de la excreción, nerviosas y sensitivas.

Clasificación de los epitelios

• Epitelios de revestimiento: Recubren o revisten un órgano. Se clasifican según

su aspecto morfológico, teniendo en cuenta los siguientes criterios:

- Número de capas celulares:

� Simples: Una sola capa de células.

� Estratificados: Dos o más capas de células.

� Pseudoestratificados: Con apariencia de más de una capa aunque

realmente sólo hay una.

� De transición: La altura y el número de capas se modifica

aparentemente.

- Altura de las células:

� Plano: Células más anchas que altas.

� Cúbico: Células tan altas como anchas, aparecen como cuadrados en

sección.

� Cilíndrico o prismático: Células más altas que anchas, aparecen como

rectángulos apoyados sobre una de las caras pequeñas en sección.

- Especializaciones superficiales:

� Ciliado: Con cilios en la mayoría de células. Menos frecuente es el

flagelado.

� En chapa: Con ribete superficial de microvellosidades.


� Con cutícula: En la epidermis epitelios derivados del ectodermo de

algunos invertebrados.

De acuerdo con los criterios expuestos, y combinándolos entre sí, resultan

los siguientes tipos de epitelio:

� Plano simple.

� Cúbico simple.

� Prismático (cilíndrico) simple.

� Plano estratificado: presenta varias capas de células pero sólo las más

superficiales son de células planas. Estratos basal o germinativo,

espinoso y estrato córneo.

� Cúbico estratificado.

� Prismático (cilíndrico) estratificado.

� Prismático pseudoestratificado.

� De transición o urinario.

� Otros tipos especiales: Seminífero, sincitial, hundido, musculares.

• Epitelios glandulares: Si los epitelios de revestimiento se invaginan en el órgano

que revisten o recubren y estas células producen una secreción, forman los

epitelios glandulares. La porción glandular puede quedar unida al epitelio de

revestimiento por una porción epitelial no glandular denominada conducto, es el

caso de las glándulas exocrinas. En otros casos ha desaparecido el conducto y las

glándulas quedan aisladas del epitelio que las originó; su secreción se vierte

entonces a la sangre, se llaman glándulas endocrinas.


- Glándulas exocrinas, se clasifican de acuerdo con:

� La forma de las porciones secretoras de la glándula:

o Tubulares:

� Rectas.

� Contorneadas.

o Acinares.

o Alveolares.

� La sencillez o ramificación del conducto excretor:

o Simples: el conducto excretor no está ramificado. Al término

simple se añade el calificativo de ramificada si la porción glandular

(no el conducto se ramifica).

o Compuestas: el conducto es ramificado.

� Clasificación de las glándulas exocrinas según su producto de secreción:

o Mucosas.

o Serosas.

o Seromucosas (mixtas).

o Otros tipos de secreción: Sudor, sebo y leche.

� Clasificación de las glándulas exocrinas según el modo de secreción:

o Holocrina: conlleva la eliminación total de la célula.

o Apocrina: comporta la eliminación de una parte de la célula con la

secreción.

o Merocrina: sólo se vierte el producto segregado.

o Iónica o molecular: el producto de secreción se libera por

transporte membranal.

� En sentido amplio se consideran también glándulas las células secretoras

(individuales o asociadas) que forman parte de un epitelio de

revestimiento, sin necesidad de invaginarse y, por tanto carentes de

conducto, se las denomina intraepiteliales:

o Glándula unicelular intraepitelial.

o Glándula pluricelular intraepitelial.

- Glándulas endocrinas, se disponen en islotes o cordones entre los que se

encuentran numerosos capilares sanguíneos a los que vierten la secreción. Se

clasifican según el producto segregado: Polipéptidos o proteínas,

glucoproteínas y esteroides.

� Tejido conectivo o conjuntivo

Se caracteriza porque sus células no se encuentran adosadas entre sí, sino

englobadas en una matriz o sustancia fundamental blanda. Realiza múltiples funciones,

como el soporte y protección de órganos formando su armazón y recubrimiento, la

difusión de sustancias, el soporte de vasos y nervios, y la ubicación de las células de

defensa del organismo que forman el sistema inmunitario.

El tejido conjuntivo alcanza particular desarrollo y variedad en vertebrados. En

invertebrados se conocen poco sus variantes.


Los componentes de este tejido son:

• Células:

- Células fijas o propias. Residen habitualmente en él. Elaboran su matriz.

� Células mesenquimáticas.

� Células reticulares.

� Fibroblastos.

- Células móviles o errantes. Vienen de otros tejidos y sólo se encuentran

temporalmente, extendiéndose a otras localizaciones. Participan en la defensa

del organismo.

� Macrófagos.

� Células cebadas o mastocitos.

� Células del sistema de defensa: Monocitos, linfocitos, células

plasmáticas, neutrófilos y eosinófilos.

� Células pigmentadas.

• Matriz:

- Fibras. Su proporción y distribución determina el tipo de conjuntivo. No todas

se encuentran siempre:

� Fibras colágenas.

� Fibras reticulares o de reticulina.

� Fibras elásticas.

- Sustancia fundamental. En ella están embebidas las células y fibras del

conjuntivo. La proporción fibras/sustancia fundamental determina la variedad

de tejido conjuntivo:

� Proteínas.

� Glucoproteínas: Fibronectina, tenascina, laminina y entactina.

� Proteoglucanos.

Variedades de tejido conjuntivo:

De acuerdo con la proporción y características de las fibras, células y sustancia

fundamental, se diferencian las siguientes variedades de tejido conjuntivo:

• Mesoglea de invertebrados.

• Mesénquima.

• Conjuntivo mucoide.

• Conjuntivo reticular.

• Conjuntivo laxo o areolar.

• Conjuntivo denso o fibroso.

• Conjuntivo elástico.

� Tejido adiposo

Se puede considerar una variante de tejido conjuntivo altamente especializado en el

almacenamiento de lípidos. Está presente tanto en vertebrados como en invertebrados.

Las células principales son los adipocitos, que se encuentran en una malla de fibras

reticulares. Variantes: tejido adiposo pardo, cuerpo graso gonadal de anfibios y cuerpo

graso del abdomen de insectos.


� Tejido cartilaginoso

Es un tejido conjuntivo de sostén con sustancia fundamental gelatinosa, firme y

elástica, capaz de un rápido crecimiento, manteniendo la consistencia, lo que le hace

comparable al plástico. Está constituido por células y matriz (fibras y sustancia

fundamental), predominando la matriz sobre las células. Sus principales funciones son la

de soporte de estructuras flexibles, permitir la articulación de los huesos y servir de molde

sobre el que se formará el tejido óseo. Los principales tipos celulares son: condroblastos,

condrocitos y condroclastos.

Variedades de tejido cartilaginoso

Este tipo de tejido es propio de vertebrados, aunque también existe en algunos

invertebrados, como moluscos.

• Cartílago hialino.

• Cartílago articular.

• Cartílago fibroso.

• Cartílago elástico.

� Tejido vesicular (condroide)

En muchos invertebrados existen células con grandes vacuolas llenas de líquido, que

recuerdan una fase de la histogénesis del cartílago y a las que se les atribuye una función

esquelética.

� Tejido cordal

Constituye la notocorda de los cordados. Dependiendo del grupo de cordados

presenta una estructura diferente.

� Tejido óseo

Se compone de células y matriz. Esta última consta de fibras y sustancia

fundamental, impregnada de sales de calcio, lo que le confiere dureza y resistencia al

hueso. Proporciona el soporte para la forma y movimiento del organismo gracias a la

inserción de los músculos, protege al sistema nervioso central y en el interior de muchos

huesos, se forman las células sanguíneas. El tejido óseo sólo se encuentra en vertebrados

(aunque falta en ciclóstomos y elasmobranquios).

Los componentes de este tejido son:

• Células:

- Células osteoprogenitoras.

- Osteoblastos.

- Osteocitos.

- Osteoclastos.

• Matriz:

- Fibras.

- Sustancia fundamental:


� Proteoglicanos.

� Glucoproteínas y proteínas.

� Sales minerales.

Organización del tejido óseo

• Hueso esponjoso. Formado por una red tridimensional de espículas o trabéculas

óseas ramificadas que delimitan un laberinto de espacios intercomunicados

ocupados por médula ósea.

• Hueso compacto. Forma una masa sólida, con espacios sólo perceptibles al

microscopio óptico.

� Sangre

En sentido amplio puede

considerarse un tejido en el que la

sustancia fundamental es líquida

(plasma sanguíneo). En el aparato

respiratorio capta el O2 necesario

para la respiración y lo difunde por

todo el organismo, junto con las

sustancias que se requieren para la

nutrición de las células. Retira el

CO2, que es expulsado por el

aparato respiratorio, y las sustancias

de desecho que se excretan en el

sistema excretor. Además de esta

función nutritiva, sus células

intervienen en el sistema de defensa

inmunitaria y en la coagulación.

Para poder efectuar el transporte de O2, los animales han desarrollado pigmentos

respiratorios especializados. Estos pigmentos están presentes en la mayoría de los

animales celomados, pero han alcanzado un alto grado de eficacia en los vertebrados. En

la mayoría de los invertebrados, los pigmentos respiratorios se encuentran generalmente

en forma de solución coloidal en la hemolinfa, mientras que el pigmento respiratorio de

los vertebrados es transportado en células circulantes especializadas de la sangre, los

eritrocitos.

Las células que tienen misión defensiva del organismo se denominan leucocitos

(vertebrados) y hemocitos (invertebrados), estos últimos pueden tener también una

función de almacenamiento de lípidos y proteínas. Finalmente las células encargadas de la

coagulación se denominan trombocitos (vertebrados no mamíferos) y plaquetas

(mamíferos). En invertebrados esta función se atribuye a algunos de los hemocitos.


� Tejido muscular

Está constituido por células muy especializadas que se caracterizan por su

contractilidad y conductividad. Son esenciales para los movimientos del cuerpo, tanto del

esqueleto como de los órganos. Ultraestructuralmente se caracterizan por presentar

miofilamentos, actina y miosina.

Variedades de tejido muscular

De acuerdo con las características de sus células, pueden considerarse dos grandes

variedades de tejido muscular:

• Músculo estriado:

Incluye un grupo heterogéneo de tejidos musculares que difieren entre sí en

diversos aspectos pero guardan una semejanza básica. Los miofilamentos se

disponen ordenadamente formando unidades morfológicas y funcionales

denominadas sarcómeros, cuyo resultado es una estriación transversal de las

células musculares. Los miofilamentos se disponen de modo que las bandas

transversales que determinan la estriación son perpendiculares al eje longitudinal

de la célula. Fisiológicamente son de contracción rápida. Dentro de este grupo

pueden establecerse tres grandes grupos, cada uno de ellos con varios tipos de

músculo estriado:

- Músculo esquelético de vertebrados. Conforman la musculatura somática de

vertebrados y se contraen de modo voluntario.

- Músculo cardíaco. Forma la pared muscular (miocardio) del corazón de

vertebrados. Sus células difieren en ciertos aspectos del músculo esquelético y

su contracción es involuntaria.

- Músculo estriado de invertebrados. Sus células son similares a las del músculo

esquelético y cardíaco de vertebrados aunque difieren de ambos en múltiples

aspectos estructurales.

• Músculo sin estriación:

Estas células carecen de estriación transversal y son de contracción lenta e

involuntaria. Grupos:

- Músculo liso de vertebrados. Sin estriación aparente. Constituyen la

musculatura de los vasos sanguíneos y órganos huecos de vertebrados e

invertebrados.

- Músculos lisos y de estriación oblicua de invertebrados. En invertebrados,

existe una amplia variedad de músculos sin estriación típica, y que difieren

entre sí en cuanto a la organización de los miofilamentos. Esta organización va

desde un músculo con mayor proporción de filamentos gruesos, lo que

determina un mayor nivel de organización, hasta un músculo denominado de

estriación oblicua, en el que los miofilamentos se organizan formando bandas

transversales que forman un ángulo no recto con el eje longitudinal de la

célula.


� Tejido nervioso

Es el más especializado, ya que actúa como centro que capta información, la

almacena, la procesa, y envía nueva información a los músculos y vísceras, para dirigir y

regular sus funciones. Es el tejido funcionalmente más complejo y de alguna manera,

interviene en el control de todos los demás tejidos.

En animales superiores, se considera dividido en: sistema nervioso central (SNC) y

periférico (SNP). El primero consiste en una masa centralizada de tejido nervioso puro que

controla y coordina las recepciones y respuestas ante diferentes estímulos conscientes o

inconscientes. Está constituido por neuronas y células gliales. El sistema nervioso

periférico constituye una prolongación de los elementos principales del sistema nervioso

central, las neuronas, por todo el organismo, de manera que pueda captar los estímulos y

transmitir las respuestas. Sus componentes son proyecciones citoplasmáticas de las

neuronas, rodeadas por unas células acompañantes (células de Schwann) y tejido

conjuntivo.

Componentes celulares

• Neurona. Es una célula altamente diferenciada. Su principal característica es la

excitabilidad de la membrana plasmática, lo que produce la transmisión del

estímulo nervioso. Pero la neurona no sólo conduce y transporta impulsos

nerviosos, también almacena información, de modo que puede considerarse como

una célula especializada en recibir información, integrarla, relacionarla e informar

nuevamente. Para cumplir con tan variado programa ha sufrido una definida

adaptación morfofuncional.

• Neuroglía o glía. Son las células que acompañan a las neuronas en el sistema

nervioso central y periférico.

Clasificación:

- Glía del sistema nervioso central:

� Oligodendrocitos: proporcionan soporte estructural y metabólico a los

axones.

� Células ependimarias

� Astrocitos

� Microglia

- Glía del sistema nervioso periférico

� Células de Schwann: proporcionan soporte estructural y metabólico a los

axones.

� Células Capsulares

� Células de Muller

Análisis crítico del concepto de tejido

Una de las principales tendencias en la evolución de animales, y vegetales, ha sido la

especialización y división del trabajo entre las células componentes. Cada tipo celular se

especializa en ciertas funciones, dentro de un mismo órgano. Ésta especialización permite

que las células sean más eficaces pero también, implica una dependencia entre las partes del

organismo. La lesión o destrucción de una parte del cuerpo puede significar la muerte total

del mismo.


Apuntes del alumno


Actividades

I. Realizar el frotis de epitelio bucal

• Obtener por raspado mediante la espátula de Ayre, muestra del epitelio bucal.

• Realizar una extensión del material en el porta, atendiendo a las indicaciones dadas.

• Fijar la extensión por medio de un spray con solución fijadora.

• Teñir mediante el método de Papanicolaou:

Modus operandi (método rápido):

- Alcohol 96%......................1 minuto

- Alcohol 50%......................10 inmersiones

- Agua destilada........…………10 inmersiones

- Hematoxilina de Harris......3 minutos

- Agua corriente..................10 inmersiones

- Agua destila......................1 minuto



- Orange G...........................2 minutos



- EA 50 (eosina)...................3 minutos



- Alcohol 100%....................10 inmersiones

- Alcohol 100%....................10 inmersiones

- Xilol...................................3 minutos

• Montar cubreobjetos con Eukitt.

• Estudiar la preparación en el microscopio identificando las siguientes estructuras

(realizar un dibujo):

• células del epitelio escamoso

- características generales de las células (tamaño, forma, etc.)

- características morfológicas de los núcleos (número, forma, tamaño,

coloración, distribución de la cromatina, etc.)

- características del citoplasma (coloración, presencia o no de elementos

formes visibles, etc.)

• leucocitos:

- características: forma, tamaño, características del núcleo, citoplasma…

• bacterias: forma, número, tamaño.

• otros elementos.


Dibujar los diferentes tipos celulares utilizando el objetivo de 40X


• ¿A qué tipo de epitelio pertenecen las células?

• ¿Son iguales todas las células epiteliales?, ¿por qué?

• ¿Por qué no todos los citoplasmas tienen la misma apetencia tintorial?

• ¿Qué es un núcleo picnótico?

• ¿Son iguales todos los leucocitos que se identifican en la extensión?

Indica los diferentes tipos que has observado


II. Epitelio de vesícula biliar humana (Tinción Hematoxilina-eosina )

• Observar la figura de los diferentes tipos de epitelio que aparece al principio de la

práctica e identificar en la preparación a cuál de ellos corresponde.

• Observar la morfología celular con los núcleos ubicados basalmente.

• Observar la fuerte unión entre las células.

• Diferenciar la lámina basal que sustenta a la capa celular.

Usando el objetivo de 40X haz un dibujo a color de este epitelio nombrando sus partes


• ¿Cuántas capas de células tiene?

• ¿Qué dimensiones de las células predominan, la anchura o la altura?

• ¿Donde están ubicados los núcleos celulares?

• ¿Porqué en algunas zonas aparece como estratificado?


III. Piel Humana (Tinción Hematoxilina-eosina)

• Estudiar los tres tejidos que conforman la piel humana.

• Diferenciar cada uno de los estratos de la epidermis: córneo, espinoso, basal etc.

• Describir el tipo de epitelio de la epidermis de la piel.

• Observar el tejido conjuntivo denso e irregular de la preparación.

• Observar los vasos, pelos, glándulas y terminaciones nerviosas de la dermis.

• Describir las características de la hipodermis.

Dibuje la epidermis a 40X indicando cada una de sus capas

Dibuje la dermis e hipodermis a 40X


IV. Epitelio plano simple: Endotelio de venas y arterias (Tinción Hematoxilina-eosina)

• Estudiar las tres túnicas que forman los vasos sanguíneos

• Diferenciar el tipo de epitelio que conforma la túnica íntima.

• Señalar las diferencias que se observan entre las venas y las arterias en cuanto al

grosor del músculo liso y las láminas elásticas.

Dibuje y describa un corte de la arteria elástica y de la vena señalando las características

de las diferentes capas


V. Epitelio glandular: Glándula salivar (Tinción Hematoxilina-eosina)

• Identificar la estructura de la glándula túbuloacinar.

• Observar los acinos serosos y mucosos

• Estudiar la estructura de los conductos secretores

• Estudiar la clasificación de los epitelios glandulares

Utilizando el objetivo de 40X dibuje e identifique los acinos serosos, mucosos y los con-

ductos secretores.


Práctica 6 TEJIDOS DE FUNCIÓN TRÓFICA Y MÉCANICA

Objetivos

El alumno deberá alcanzar los siguientes puntos:

1. Estudiar las características de los tejidos de función trófica y mecánica.

2. Reconocer la estructura histológica del tejido adiposo.

3. Identificar y comparar la organización de la fibra colágena en el tejido conjuntivo.

4. Estudiar la matriz y las células del tejido óseo y su organización histológica.

Materiales


• Tejido adiposo de mamífero (Tinción Hematoxilina-eosina, Tinción negro Sudán)

• Tendón humano: Tinción H/E

• Hueso humano: Tinción H/E


Introducción

Denominamos tejidos de función trófica y mecánica a las asociaciones celulares de

los metazoos, caracterizadas por poseer células separadas e inmersas en una importante

matriz extracelular constituida por fibras y sustancia fundamental.

Células de los tejidos de función trófica y mecánica

Las células de este grupo de tejidos son extraordinariamente variadas tanto en su

morfología y origen, como desde el punto de vista de su actividad funcional, dependiendo del

tipo de tejido de procedencia. Sin embargo, las células más importantes, son las encargadas

de producir la matriz extracelular (sustancia fundamental y fibras de la matriz extracelular).

Dichas células están representadas por los fibroblastos/fibrocitos y células similares a ellos,

como los condroblastos/condrocitos, osteoblastos/osteocitos, etc.

Además de los fibroblastos y las células similares a estos, los tejidos de función

trófica y mecánica cuentan con otros tipos celulares, siendo el tejido conectivo laxo el que

posee una mayor representación de estos otros tipos celulares.

Células especializadas en la secreción de la matriz extracelular

� De naturaleza epitelial

• Ameloblastos del diente.

• Células del plano semilunar del aparato vestibular del oído.

• Células interdentales del órgano de Corti del oído interno.

� De naturaleza no epitelial

• Tejido conectivo

- Células mesenquimatosas.

- Fibroblastos

� Tejido conectivo

o mucoso

o laxo

o reticular

o denso

o elástico

� Tejido adiposo.

� Tejido conectivo pigmentario.

- Pericitos

• Tejido esquelético

� Cementoblastos/cementocitos.

� Odontoblastos/odontocitos.

� Condroblastos/condrocitos

o Del cartílago hialino

o Del cartílago elástico

o Del fibrocartílago

� Osteoblastos/osteocitos.

� Células madre osteprogenitoras.


• Otras variedades

� Hialocito del humor vítreo del ojo.

� Célula estrellada del espacio perilinfático del oído.

Tipos de células en los tejidos de función trófica y mecánica

� Fijas: fibroblastos, adipocitos, condroblastos, osteoblastos…

� Móviles: los procedentes de la sangre, como neutrófilos, basfilos, esosinófilos,

linfocitos, mastocitos, macrófagos, monocitos…


Apuntes del alumno


Actividades

I. Tejido adiposo de mamífero (Tinción Hematoxilina-eosina (1); Tinción negro Sudán (2).

• Identificar los tabiques conjuntivos (de distintos tamaños) y vasos sanguíneos.

• Identificar y dibujar el tejido adiposo, dispuesto entre los tabiques conjuntivos.

• Observar y dibujar los adipocitos. Identificar el escaso citoplasma que aparece teñido

restringido a la periferia, y el núcleo. La mayor parte del citoplasma aparece

ópticamente vacío al estar ocupado "in vivo" por lípidos, que se extraen en el

proceso de inclusión de la pieza de la biopsia.

• Identificar las gotas lipídicas teñidas de color negro. Esta tinción es exclusiva para la

grasa, por lo que obtenemos una imagen complementaria a la preparación anterior.

Dibuje y nombre los diferentes componentes de este tejido (20X)


II. Tendón humano (Tinción Hematoxilina-eosina (3)).

• Observar el tejido conjuntivo denso regular y describir las

diferencias con el denso irregular.

• Diferenciar los núcleos y la disposición de los fibroblastos de

este tejido.

Usando el objetivo de 40X dibuje lo que observa, nombre cada componente y haga un

esquema de la disposición de las fibras colágenas comparándolas con las observadas en la

dermis.


III. Hueso humano (Hematoxilina/eosina (4)).

• Identificar la osteona.

• Buscar los conductos de Havers y de Volkmann.

• Visualizar los osteocitos contenidos en las lagunas.

• Buscar los canalillos de unión entre los osteocitos.

Dibuje la estructura del hueso a 4x señalando los distintos tipos de conductos.

Dibuje la estructura del hueso a 40x señalando la organización de la matriz y las células que se observan.


Práctica 7 TEJIDO NERVIOSO

Objetivos

1. Apreciar diferentes métodos de tinción usados en el tejido nervioso: tinción de

Golgi, tinción de Nissl.

2. Observar preparaciones de cerebelo con diferentes métodos de tinción: tinción de

Golgi y tinción de Nissl.

3. Identificar motoneuronas, interneuronas y fibras sensoriales en la médula espinal.

4. Identificar todos los tipos celulares explicados en preparaciones de cerebelo con

tinción de Golgi.

5. Observar la estructura del nervio periférico.

Materiales


• Nervio Periférico: Tinción de tetróxido de osmio

• Médula de ratón: Tinción de Nissl

• Cerebelo de rata: Tinción de Nissl

• Cerebelo de rata: Tinción de Golgi


Introducción

El sistema nervioso se divide en:

• SNC (sistema nervioso central): formado por cerebro y médula espinal.

• SNP (sistema nervioso periférico): constituido por los tejidos situados fuera del SNC.

Tejidos nerviosos centrales

El sistema nervioso central está formado por el cerebro y la médula espinal, que a su vez

están constituidos por sustancia blanca y sustancia gris. Esta última está compuesta de

cuerpos neuronales y sus axones, además de una masa de células de soporte (neuroglía). Por

otro lado, la sustancia blanca posee los tractos de las fibras nerviosas, algunos de los cuales

están mielinizados.

La neuroglia forma casi la mitad de la masa total del SNC y está compuesta por

oligodendrocitos, astrocitos, microglía y células ependimarias (como se muestra en la

práctica 5).

Hemisferios cerebrales

Encéfalo anterior

Diencéfalo

Cerebro Mesencéfalo

Tronco encefálico Protuberancia

Bulbo raquídeo

Cerebelo

Tálamo

Hipotálamo


El cerebelo es el encargado de mantener la postura y el equilibrio y coordina la

actividad muscular. Consta de una corteza formada por sustancia gris y una zona central de

sustancia blanca. La corteza cerebelosa forma una serie de hendiduras onduladas profundas

o folia, sostenidas por una medula central ramificada de sustancia blanca. Está constituida

por 3 capas:

• Capa molecular, es la más externa y posee pocas neuronas y muchas fibras sin

mielinizar.

• Capa intermedia, formada por una sola capa de neuronas gigantes conocidas como

células de Purkinje. Se caracterizan además de por su tamaño, por poseer un

árbol dendrítico muy elaborado y un gran número de espinas dendríticas

• Capa granular, es la más interna y posee muchísimas células como su propio nombre

indica.

Médula espinal

Es la encargada de llevar los impulsos nerviosos a los 31 pares de nervios raquídeos,

comunicando el encéfalo con el cuerpo mediante dos funciones básicas: la aferente,

conduciendo los impulsos sensitivos hacia el cerebro, y la eferente guiando los impulsos

motores desde el cerebro hacia los efectores. Entre sus funciones también se encuentra el

control de movimientos inmediatos y vegetativos, como el acto reflejo, el Sistema Nervioso

Simpático y el Parasimpático.

El diámetro de la médula espinal varía en función de la región, por ejemplo, en las

regiones cervical y lumbar, el volumen de sustancia gris es mayor debido a la inervación

sensorial y motora de los miembros, lo que se traduce en un mayor grosos de la médula.

En una sección transversal de médula ósea la masa central en forma de mariposa

corresponde a la sustancia gris y el resto a la sustancia blanca. La sustancia gris de la médula

se presenta en el centro y sus pares son:

• Astas dorsales: o posteriores, contienen cuerpos celulares procedentes de las

pequeñas neuronas sensoriales. Comprenden el núcleo posteromarginal, la sustancia

gelatinosa y el núcleo propio.

• Asta intermediolateral: contiene los cuerpos celulares de las neuronas aferentes

simpáticas, preganglionares. Solo se encuentra en los segmentos torácicos y

lumbares superiores de la médula.

• Astas ventrales: o anteriores, son las más prominentes y se componen de los cuerpos

celulares de las grandes neuronas motoras (motoneuronas).

• Zona intermedia: contiende el núcleo dorsal de Clarke y un gran número de

interneuronas.

Asta dorsal

Asta intermediolateral

Asta ventral Zona intermedia


Tejidos nerviosos periféricos

Son estructuras anatómicas que pueden contener cualquier combinación de fibras

nerviosas. Cada nervio está formado como mínimo por un fascículo de fibra nerviosa (axón).

Dichos fascículos poseen células de Schwann rodeadas te tejido laxo llamado endoneuro, los

espacios existentes entre dichas células se conoces como nodos de Ranvier. A su vez, a los

fascículos los envuelve una capa de denso tejido colágeno llamada perineuro. Si el nervio está

formado por más de un fascículo, estos están unidos a través de una capa de tejido colágeno

laxo, conocido como epineuro.

Existen puntos del axón donde hay estrechos canales de citoplasma retenido, que

conectan el cuerpo principal del citoplasma de una célula de Schwann con la estrecha zona

de citoplasma de otra célula de Schwann adyacente. Estas regiones no compactas se

denominan: incisuras o hendiduras de Schmidt Lanterman.


Apuntes del alumno


Dibuje una fibra nerviosa, identificando cada elemento a 40x.

Actividades

I. Identificar el nervio periférico (Tinción de tetróxido de osmio).

• Identificar en una fibra nerviosa el axón neuronal.

• Describir la asociación de la célula de Schwann con el axón.

• Identificar los nodos de Ranvier y los espacios internodales.


Dibuje a 4x la estructura de la médula espinal, indicando cada una de sus partes.

II. Médula de ratón (Tinción de Nissl (2)).

• Observar la estructura medular, la sustancia

blanca y la sustancia gris medular.

• Diferenciar las astas anteriores y posteriores de la sustancia gris.

• Buscar y pintar las grandes motoneuronas del asta ventral.

• Observar los gránulos de Nissl dentro del soma neuronal.

Dibuje a 40x motoneuronas del asta ventral señalando el núcleo, nucleolo y los gránulos de Nissl.


III. Identificar la zona sombreada en amarillo en las siguientes imágenes

gris, sustancia blanca,

Capa/ Sustancia Capa

_____________ ______________ _______________ ______________

Señala con flechas las capas identificadas en la figura superior y señalar además dónde se

encuentra la capa de células de Purkinje.


Identificar la zona sombreada en amarillo en las siguientes imágenes

capa molecular y capa granular del cerebelo.

Capa/ Sustancia Capa/ Sustancia Capa

___ ______________ _______________ ______________


encuentra la capa de células de Purkinje.


Identificar la zona sombreada en amarillo en las siguientes imágenes como: sustancia

Capa/ Sustancia

___ ______________ _______________ ______________



IV. Observar a bajos aumentos la estructura de la laminilla cerebelosa diferenciando las tres

capas que lo forman, diferenciando la sustancia blanca y la gris.

Dibuje a 4x, 10x y 20x ó 40x la estructura de la laminilla cerebelos identificando las distintas

capas si es posible.


Dibuje a 20x una célula de Purkinje. Dibuje a 40x la glía de Bergman.

V. Ejemplos de tinción de Golgi:

1) Imagen de la célula de Purkinje en la corteza cerebelosa de

ratón adulto joven. Nótese la impregnación casi completa de la

célula. Aumento x 175

2) Imagen a mayor aumento de la neurona anterior en la cual se

observa la fineza de la impregnación al aparecer un gran

número de espinas dendríticas. Aumento x 525.

3) En esta fotografía se aprecia la fineza de la impregnación de las

ramas dendríticas de las células estrelladas profundas de la

corteza cerebelosa de ratón joven. Aumento x 112.

4) Neuronas bipenachadas del hipocampo. Obsérvese la gran

cantidad de dendritas en ambos extremos que aparecen

impregnadas. Aumento x 140.

Observar la estructura de los vasos sanguíneos con esta tinción.

1. Dibuja las células de Purkinje señalando el árbol dendrítico con sus espinas

dentríticas, el soma, el cono axonal y el axón.

2. Dibujar alguna célula estrellada de la capa molecular.

3. Identificar las células grano con sus dendritas en forma de garra de ave.

4. Identificar la glía de Bergman.


2. 1.

3. 4.


Práctica 8 DIVISIÓN Y CICLO CELULAR. MITOSIS Y MEIOSIS.

Objetivo

El objetivo de esta práctica es estudiar con microscopía óptica las distintas fases del

ciclo celular en células eucariotas y las características celulares en los diferentes estadios de

la meiosis. Reconociendo cada una de las diferentes fases, ordenándolas secuencialmente y

cuantificando cada una de ellas.

Material

• Raíz de cebolla. Previamente a la práctica, se deja crecer durante varios días la

cabezuela con raíces de una cebolla en un vaso de agua.

• Pinzas y bisturí o cuchilla.

• Fijador: Etanol/ácido acético (3:1 v/v).

• Macerador: Ácido clorhídrico/etanol (1:1 v/v).

• Solución lavadora: Acido acético 45% (v/v).

• Orceína acética: 2% (p/v) en ácido acético al 45% (v/v).

• Portaobjetos y cubreobjetos.

• Rejilla ocular calibrada.

• Microscopio.


Introducción

El desarrollo de una sola célula, el huevo fecundado, hasta la etapa de constitución

de un organismo multicelular, necesita de fenómenos tales como la división celular, el

crecimiento y la progresiva especialización para la realización de diferentes funciones. El

mecanismo de la división celular se conoce como mitosis en todas las células excepto en el

caso de las células germinativas que se conoce como meiosis.

La mitosis o división mitótica de una sola célula origina dos células hijas

genéticamente idénticas a la célula progenitora. Después de la fase de mitosis, las células

hijas entran en un periodo de crecimiento y de actividad metabólica antes de que se dividan

de nuevo. El intervalo de tiempo que transcurre entre las divisiones mitóticas, es decir, el

ciclo de vida de cada célula, se denomina ciclo celular. A medida que el desarrollo del huevo

fertilizado progresa, para producir un organismo multicelular, los tipos celulares y sus

descendientes se especializan progresivamente hasta formar tejidos con funciones

específicas diferentes. El proceso mediante el cual las células se especializan se denomina

diferenciación. En el organismo completamente desarrollado, las células diferenciadas de

algunos tejidos, tales como las neuronas del sistema nervioso, pierden la capacidad de

dividirse; mientras que determinados tipos celulares de otros tejidos, como las células

epiteliales que revisten el aparato gastrointestinal, presentan durante toda la vida ciclos

continuos de divisiones mitóticas. Entre estos dos extremos, otras células, como las del

hígado, no presentan mitosis en los organismos adultos aunque retienen la capacidad de

entrar en mitosis si las necesidades así lo exigen.

La meiosis es una característica básica de la vida de todos los eucariotas con

reproducción sexual. Mediante dos divisiones celulares seriadas, el número diploide de

cromosomas se reduce a un número haploide en los gametos. Sin esta reducción, habría una

duplicación progresiva del número de cromosomas en sucesivas generaciones en la

fertilización. Además de asegurar que el número de cromosomas permanezca constante, la

meiosis genera diversidad genética en la naturaleza mediante la elección independiente de

cromosomas y la recombinación genética.

Mitosis

El proceso de división de las células somáticas, o mitosis, sucede en la fase M del

ciclo celular y dura entre 30 y 60 minutos en los mamíferos. La mitosis tiene dos funciones

principales: primero es la fase en la cual los cromosomas duplicados en la fase S se

distribuyen de manera idéntica y equitativa entre las dos células hijas; este fenómeno se

conoce como cariocinesis. En segundo lugar, la mitosis es la fase en la cual la célula que se

divide se segmenta en dos células hijas genéticamente idénticas por división citoplasmática o

citocinesis. Aunque la cariocinesis es siempre igual y simétrica, la citocinesis puede, en

algunas situaciones, dar lugar a la formación de dos células hijas con cantidades desiguales

de citoplasma o de orgánulos citoplasmáticos.

Ciclo celular


Históricamente sólo se reconocían dos fases del ciclo celular: la fase durante la cual

tiene lugar la mitosis, que sucede generalmente durante un tiempo relativamente corto, y la

fase durante la cual no existe división. Esta segunda fase, denominada

generalmente la mayor parte del ciclo de vida de la célula. Con el desarrollo de las técnicas

de marcaje nuclear, se vio que las células que van a sufrir división tienen un periodo discreto

durante la interfase en el que se duplica

el ADN; esta fase, descrita como la

de síntesis o fase S del ciclo celular, se

completa algo antes de que se inicie la

mitosis (también llamada

interfase se puede dividir en tres fases

separadas. Entre el final de la fase M y el

comienzo de la fase S, está la

ésta es generalmente mucho más larga

que las otras fases del ciclo. Durante la

fase G1 las células crecen y realizan las

funciones especializadas que les

corresponden de acuerdo con el tejido al

que pertenecen. El intervalo entre el fina

de la fase S y el comienzo de la fase M, es

la fase G2, que es relativamente corta y constituye el periodo en el cual las células se

preparan para la división mitótica.

Algunos tipos de células progresan de una manera continua a través del ciclo celula

en situaciones donde existe crecimiento de los tejidos o recambio celular. Las células que

pierden la capacidad de dividirse, como las nerviosas, abandonan el ciclo después de la fase

M y entran en un estado funcional prolongado que se conoce como

celulares entran en esta fase pero retienen la capacidad de reentrar al ciclo celular cuando se

estimulan de manera conveniente. Algunas células hepáticas pueden entrar a una fase G2

prolongada en donde permanecen como células funcionales

dotación de ADN doble o triple de la normal.

La fase M es relativamente corta y es el periodo en el cual el ADN, duplicado durante

la fase S, se distribuye de una manera equitativa entre las dos células hijas cuando tiene l

la división celular. En general, las fases S, G2 y M del ciclo son de duración relativamente

constantes, y necesitan de varias horas para completarse mientras que la fase G1 es muy

variable, durando en algunos casos varios días. La fase G0 puede durar

de una célula. El ciclo celular, y por tanto el ritmo de división celular, está controlado por

factores intrínsecos y extrínsecos. Las hormonas son factores extrínsecos que regulan los

ciclos celulares de muchas células y coordinan as

Hasta ahora se sabe poco de los factores intrínsecos que regulan el ciclo celular. Una buena

comprensión de todos los factores que controlan el ciclo celular parece ser un prerrequisito

para elucidar los efectos primarios que ocurren en condiciones de división celular

incontrolada, como sucede en el cáncer.




fase durante la cual no existe división. Esta segunda fase, denominada



durante la interfase en el que se duplica

fase, descrita como la fase

del ciclo celular, se

completa algo antes de que se inicie la

(también llamada fase M). Esta

interfase se puede dividir en tres fases

separadas. Entre el final de la fase M y el

, está la fase G1;

ésta es generalmente mucho más larga

que las otras fases del ciclo. Durante la

fase G1 las células crecen y realizan las

funciones especializadas que les

corresponden de acuerdo con el tejido al

que pertenecen. El intervalo entre el final

de la fase S y el comienzo de la fase M, es

, que es relativamente corta y constituye el periodo en el cual las células se

preparan para la división mitótica.

Algunos tipos de células progresan de una manera continua a través del ciclo celula



M y entran en un estado funcional prolongado que se conoce como fase G



prolongada en donde permanecen como células funcionales a pesar de la presencia de una

dotación de ADN doble o triple de la normal.


la fase S, se distribuye de una manera equitativa entre las dos células hijas cuando tiene l



variable, durando en algunos casos varios días. La fase G0 puede durar durante toda la vida



ciclos celulares de muchas células y coordinan así el crecimiento y la función de los tejidos.



s primarios que ocurren en condiciones de división celular

incontrolada, como sucede en el cáncer.




fase durante la cual no existe división. Esta segunda fase, denominada interfase, ocupa



, que es relativamente corta y constituye el periodo en el cual las células se

Algunos tipos de células progresan de una manera continua a través del ciclo celular



fase G0. Algunos tipos



a pesar de la presencia de una


la fase S, se distribuye de una manera equitativa entre las dos células hijas cuando tiene lugar



durante toda la vida



í el crecimiento y la función de los tejidos.



s primarios que ocurren en condiciones de división celular


La mitosis es un fenómeno dinámico continuo que tradicionalmente se ha dividido en

fases o períodos: profase, prometafase, metafase, anafase y telofase, cad

se reconoce rápidamente con e

cariocinesis y la citocinesis necesitan de la presencia de una estructura denominada

o huso mitótico. Esta estructura posee microtúbulos dispuestos longitudinalmente que se

extienden entre dos centros organizadores, denominados

polos de la célula que se va a dividir. El huso mitótico se hace visible dentro del citoplasma

solamente durante la fase M del ciclo celular, ya que se despolimeriza rápidamente después

de terminar la mitosis.

Figura 3.1.

• Profase: El inicio de esta fase de la mitosis viene dado por el momento en el que

los cromosomas replicados, constituidos por dos cromátidas hermanas, se hacen

visibles dentro del núcleo. Durante los estadios siguientes de la profase, los

cromosomas se hacen más

disolución de la membrana nuclear marca el final de la profase. Durante la profase,



fases o períodos: profase, prometafase, metafase, anafase y telofase, cada una de las cuales

se reconoce rápidamente con el microscopio óptico (figura 3.1). En las células eucariotas, la

cariocinesis y la citocinesis necesitan de la presencia de una estructura denominada

. Esta estructura posee microtúbulos dispuestos longitudinalmente que se

extienden entre dos centros organizadores, denominados centriolos, colocados en los dos



Esquema de los principales estadios de la mitosis

: El inicio de esta fase de la mitosis viene dado por el momento en el que



cromosomas se hacen más condensados, se acortan y el núcleo desaparece. La




a una de las cuales

). En las células eucariotas, la

cariocinesis y la citocinesis necesitan de la presencia de una estructura denominada aparato

. Esta estructura posee microtúbulos dispuestos longitudinalmente que se

, colocados en los dos



mitosis.

: El inicio de esta fase de la mitosis viene dado por el momento en el que



condensados, se acortan y el núcleo desaparece. La



los dos pares de centriolos (duplicados en la interfase) emigran a los polos opuestos

de la célula. Los centriolos permanecen unidos por numerosos microtúbulos

longitudinales que constituyen en conjunto el denominado huso mitótico; los

túbulos alargados del huso, como los centriolos, se mueven independientemente.

• Prometafase: Empieza súbitamente con la rotura de la envoltura nuclear. Los

cromosomas se unen a los microtúbulos del huso mediante sus cinetocoros y

experimentan un desplazamiento activo.

• Metafase: Se completa el huso mitótico y los cromosomas se disponen en el

ecuador del huso, región conocida como placa metafásica o ecuatorial. En esta fase

las dos cromátidas de cada cromosoma permanecen unidas por el cinetocoro.

• Anafase: Este estadio de la mitosis se caracteriza por la separación sincrónica de

las dos cromátidas de cada cromosoma, las cuales emigran luego gracias al huso

hasta los polos opuestos de la célula, asegurándose una exacta distribución del

material genético duplicado. Hacia el final de la anafase se encuentran reunidos en

los polos opuestos celulares dos grupos de cromosomas idénticos (las primitivas

cromátidas).

• Telofase: Durante la fase final de la mitosis, los cromosomas empiezan a

desempaquetarse y a adoptar la configuración que presentan en la interfase. Se

restituye la membrana nuclear y reaparecen los nucléolos. El fenómeno de la

citocinesis también se desarrolla en esta fase; el plano de división citoplasmática

viene dado por la posición del ecuador del huso, originándose de esta forma dos

células del mismo tamaño. La membrana plasmática que rodea el ecuador del huso

se invagina hasta constituir un surco circunferencial que rodea a la célula, el surco

de clivaje, el cual progresivamente estrangula a la célula hasta que se divide en las

dos células hijas. En células animales, se presenta un anillo de microfilamentos

inmediatamente por debajo de la superficie del surco de clivaje y se piensa que la

citocinesis tiene lugar como resultado de la contracción de este anillo filamentoso.

En células vegetales la citocinesis promueve la formación de una nueva pared

celular entre las dos células hijas.

Al inicio de la fase G1, el huso mitótico se despolimeriza y en numerosos tipos

celulares el par de centriolos únicos comienza a duplicarse en previsión de la siguiente

división mitótica.

Cromosomas mitóticos

En general, el núcleo de todas las células posee una misma dotación fija de ADN,

cantidad denominada genoma. El genoma es idéntico en todas las células (excepto en las

células germinativas y algunas otras excepciones) del mismo individuo. El ADN del genoma

está asociado íntimamente con proteínas, denominadas nucleoproteínas, y dispuesto en

forma de determinado número de filamentos discretos denominados cromosomas. Las

células de cada especie tienen un número fijo de cromosomas (número diploide) conocido


como cariotipo (46 en el hombre). Los cromosomas funcionan en pares, denominados pares

homólogos, y cada miembro del par posee una longitud y una estructura similar de ADN.

Durante la interfase, los cromosomas están como una masa desespirilizada dentro

del núcleo; esta disposición puede facilitar la expresión genética, fenómeno que tiene lugar

especialmente dentro de las fases G1 y G0 del ciclo celular. Histológicamente, los

cromosomas no son visibles dentro del núcleo de las células en interfase. Durante la fase S,

cada cromosoma se duplica y los dos cromosomas idénticos permanecen unidos. En el

comienzo de la mitosis, los cromosomas duplicados se empaquetan (espiralizan) fuertemente

y se condensan, de tal manera que se hacen visibles con el microscopio de luz. Esta

disposición de los cromosomas durante la mitosis es simplemente un mecanismo de

empaquetamiento del genoma duplicado que se puede entonces distribuir de manera

idéntica y equitativa entre las dos células hijas durante la mitosis.

Figura 3.2. Cromosomas mitóticos y cariotipo.

La figura 3.2 ilustra los cromosomas de un cultivo de células humanas in vitro

detenidas en la profase de la mitosis. Los cromosomas, tal como se ven en la mitosis, están

duplicados y cada parte del cromosoma doble se conoce con el nombre de cromátida. Las

dos cromátidas de cada cromosoma permanecen unidas en un punto denominado

cinetocoro o centrómero, que tiene el aspecto de una constricción en cada cromosoma

mitótico.

Cada miembro de un par de cromosomas homólogos es similar en longitud,

localización del cinetocoro y patrón de bandas. La técnica de bandeo de cromosomas

constituye una técnica útil para la identificación de los cromosomas y, especialmente, para la

investigación de anomalías cromosómicas.

Meiosis

La meiosis se realiza mediante dos divisiones celulares especiales. La primera división

meiótica se caracteriza porque de cada par de cromosomas homólogos duplicados uno

emigra a un polo y el otro al opuesto; con ello se consigue reducir a la mitad el número de

cromosomas (de 2n que es la dotación diploide, se pasa a n que es la dotación haploide).


Antes de iniciarse la meiosis, la cantidad de ADN se ha duplicado (ha pasado de 2c a 4c) en el

período S, igual que ocurre en las células somáticas que van a entrar en mitosis.

2n

4c

n

2c

n

2c

n

c

n

c

n

c

n

c

2n

4c

2n

2c

2n

2c

Mitosis Meiosis

⇐⇐⇐⇐ 2ª División

⇐⇐⇐⇐ 1ª División

Figura 4.1. Diferencias conceptuales entre mitosis y meiosis.

(n: dotación cromosómica, y c: cantidad de ADN).

Al final de la primera división meiótica, cada célula hija tiene un contenido en ADN

igual a 2c, como en las células hijas procedentes de la mitosis, ya que si bien hay sólo la mitad

de los cromosomas en las células procedentes de la primera división meiótica, cada uno de

éstos posee dos cromátidas. Las células hijas de la mitosis poseen dos dotaciones de

cromosomas, pero cada cromosoma tiene una sola cromátida. Por tanto, mientras que en la

mitosis, a partir de unas células con 2n cromosomas y 4c de ADN, se producen dos células

hijas con 2n cromosomas y 2c de ADN, en la primera división meiótica se producen dos

células hijas con n cromosomas y 2c de ADN. La reducción de esta cantidad de ADN a c (que

es la que tendrá cada gameto) tiene lugar en la segunda división meiótica.

De este modo, la meiosis es un mecanismo destinado a la distribución de las

unidades hereditarias o genes, permitiendo la recombinación independiente y al azar.

� Primera división meiótica

• Profase I: La profase de la primera división meiótica es mucho más larga que la

profase mitótica. Existen cinco estadios:

- Leptoteno: En este primer estadío de la profase I cada cromosoma es muy

largo y se diferencia un patrón arrosariado de cromómeros, localizados en

regiones de cromatina compacta. En el centrómero hay un grumo de

cromatina condensada intensamente teñido, la heterocromatina centromérica

que se observa durante los estadios tempranos de la profase I.

Frecuentemente, los cromosomas se disponen polarizados con los telómeros

pegados a la envoltura nuclear en la proximidad de los centriolos. Esta

orientación en "bouquet" facilitaría el apareamiento inicial de los cromosomas

homólogos.

- Cigoteno: Comienza con el apareamiento de los cromosomas homólogos que

hasta ese momento no estaban relacionados. El apareamiento del estadio de

leptoteno era entre las cromátidas hermanas. En este estadio va a ocurrir un


apareamiento entre cromosomas homólogos. Algunas veces los cromosomas

homólogos empiezan a unirse por sus extremos polarizados y continúan

apareándose hasta el otro extremo. Otras veces, la unión tiene lugar

simultáneamente en varios puntos a lo largo del cromosoma. El apareamiento

es exacto y específico; ocurre punto por punto y cromómero por cromómero

en cada cromosoma homólogo y se ve favorecido por la polarización.

- Paquiteno: Comienza cuando el apareamiento entre cromosomas homólogos

es completo. A medida que avanza el proceso tiene lugar una contracción

longitudinal de los cromosomas que se hacen más cortos y gruesos. En ese

momento se aprecia la constitución doble (dos cromosomas homólogos) de

cada bivalente (bivalente alude a cada par de cromosomas homólogos).

Aunque, se ven los cromosomas homólogos, todavía no se distinguen las dos

cromátidas de cada cromosoma.

- Diploteno: En esta etapa es evidente que cada cromosoma homólogo de cada

bivalente está constituido por dos cromátidas. Los cromosomas son aún más

cortos que en la etapa anterior y las cromátidas adquieren aspecto laxo. El

inicio de esta etapa viene marcado por el comienzo de la separación de los

cromosomas homólogos de cada bivalente, como si se repeliesen. Los

complejos sinaptonémicos van desapareciendo a medida que se produce la

repulsión. Sin embargo, la separación no es completa ya que los cromosomas

homólogos permanecen unidos en aquellos puntos donde se ha producido

sobrecruzamiento (“crossing over”); estos puntos se denominan quiasmas. En

los quiasmas persisten los complejos sinaptonémicos. Los quiasmas se

observan en todos los animales y vegetales (salvo excepciones), y aunque su

número es muy variable incluso en cromosomas pequeños al menos hay un

quiasma por bivalente. La localización de los quiasmas varía de unas células a

otras en el mismo cromosoma del mismo individuo.

- Dictioteno: Es un estadio difuso que aparece generalmente en la ovogénesis y

que puede ser de larga duración (en ovocitos humanos puede durar hasta 40

años). En este periodo la cromatina vuelve adquirir un aspecto laxo y es

cuando se forman los cromosomas plumosos, estudiados principalmente en

ovocitos de anfibios, pero que también aparecen en cromosomas humanos y

en los de otras muchas especies.

- Diacinesis: Es la última etapa de la profase I y es difícil distinguir cuándo

empieza. Los cromosomas aparecen más condensados. Se observa que los

quiasmas van desplazándose hacia los extremos del bivalente. El movimiento

se inicia desde los centrómeros en ambas direcciones. Los bivalentes empiezan

a perder quiasmas que se van desplazando hacia los extremos (fenómeno de

terminalización) pero siempre quedan algunos quiasmas, al menos los

terminales, hasta la metafase I.


• Prometafase I: Viene marcada por la condensación al máximo de los

cromosomas hasta mostrar la estructura del cromosoma metafásico, la disminución

progresiva de tamaño del nucléolo hasta que desaparece (desintegración) y la

desaparición de la membrana nuclear. Los microtúbulos del huso se unen a los

cinetocoros. Con microscopía electrónica se ha observado que cada cromosoma

homólogo tiene dos cinetocoros, uno por cromátida; por lo que cada bivalente o

tétrada tiene cuatro. En la meiosis, los dos cinetocoros de cada homólogo quedan

del mismo lado y no en lados opuestos, como en la mitosis. Cada homólogo queda

unido por los microtúbulos a un polo y no a ambos polos como en la mitosis; por lo

que ambas cromátidas se comportan en cada homólogo como una unidad

funcional. Así, funcionalmente en la meiosis, hay un solo cinetocoro por

cromosoma aunque estructuralmente haya dos colocados del mismo lado.

• Metafase I: Los bivalentes se disponen en el ecuador, listos para separarse.

Todavía hay algunos quiasmas y por supuesto, los terminales. Si el bivalente es

largo presenta una serie de aberturas entre los quiasmas. Si es corto, una sola

abertura de forma anular.

• Anafase I: Los cromosomas homólogos de cada bivalente, unidos por su

centrómero, se dirigen a los respectivos polos. Los cromosomas cortos, conectados

casi siempre por un quiasma terminal, se separan rápidamente. Los cromosomas

largos, con quiasmas intersticiales y no terminales, se retrasan en su separación.

Vistos de perfil, los cromosomas anafásicos presentan forma de “V”, con brazos

iguales o de longitud diferente según la posición del centrómero, que queda

representado por el vértice de la “V”. Debido al intercambio de segmentos entre

cromátidas homólogas, cuando los cromosomas homólogos se separan en la

anafase poseen una composición genética diferente de los correspondientes

maternos y paternos. Generalmente, ninguna de las dos cromátidas conserva su

naturaleza inicial y ambas cromátidas del mismo cromosoma difieren entre sí.

• Telofase I: Comienza cuando los grupos anafásicos llegan a sus respectivos

polos. Los cromosomas pueden persistir condensados por algún tiempo, mostrando

todos sus caracteres morfológicos.

Aunque se admite que en la mayoría de los vegetales y animales, hay una verdadera

interfase entre la primera y segunda división meiótica, estas células en interfase suelen

ser difíciles de identificar morfológicamente. Se considera que la causa es el poco tiempo

que permanecen en ese estado, ya que enseguida inician la segunda división meiótica. En

esta interfase entre las dos divisiones meióticas no hay duplicación del ADN. El resultado

de la primera división meiótica es la formación de dos núcleos hijos que sufrirán la

segunda división meiótica. Los cromosomas se encuentran en número haploide, pero

cada uno está constituido por dos cromátidas; luego tienen n cromosomas y 2c de

contenido en ADN. Es decir, la mitad de los cromosomas que una célula postmitótica,

pero la misma cantidad de ADN. La segunda división meiótica tiene como objeto separar

esas dos cromátidas (2c) dejando dos células haploides (n) con un contenido en ADN igual

a c.


Figura 4.2. Representación esquemática de las fases de la meiosis.

� Segunda división meiótica

La segunda división meiótica es como una mitosis a la que las células llegan con una

dotación haploide de cromosomas en vez de diploide. Se distinguen las siguientes

etapas:

• Profase II: Es corta y similar a la de la mitosis. No presenta los períodos

señalados en la profase I.

• Metafase II: Los cromosomas se disponen en el plano ecuatorial.

• Anafase II: El centrómero se rompe separándose los cinetócoros, las dos

cromátidas hijas se separan y se dirigen a los polos opuestos.

Leptonema

Cigonema

Paquinema

Metafase I

Anafase I

Profase II

Metafase II

Anafase II

Diacinesis

Diplonema

Gametos

Pro

fase

I


• Telofase II: Se diferencia como una célula individual (gameto). Como en esta

segunda división de la meiosis se han separado las mitades longitudinales

(cromátidas) de cada cromosoma; cada uno de los cuatro núcleos de esta fase

tendrá una cromátida de lo que inicialmente fue una tétrada. Esa cromátida diferirá

genéticamente de cualquiera de las presentes en los correspondientes cromosomas

paterno o materno pues éstos habrán intercambiado segmentos homólogos entre

cromátidas homólogas. Cada núcleo posee un número haploide de cromosomas en

el que cada cromosoma está representado una sola vez. Cada uno de los cuatro

núcleos hijos tiene una composición genética diferente.

Figura 4.3. Comparación entre meiosis y mitosis.


Apuntes del alumno


Actividades

I. Estudio de la mitosis celular.

Procedimiento

• Las células en mitosis deben observarse en los ápices de las raicillas de cebolla, por lo

que se corta un centímetro de la punta de las raíces.

• Introducir en fijador durante 15 minutos para mantener el estado de división en el

que se encuentren las células.

• Pasar al macerador durante 7 minutos para que eliminar la sustancia intercelular.

• Sumergir la raicilla en la solución lavadora durante 1 minuto para eliminar el exceso

de etanol que podría modificar la tinción.

• Teñir con orceína acética. Los cromosomas se tiñen de color rojo oscuro.

• Colocar el material en un portaobjetos y cortar los 2 mm finales del ápice. Desechar

el resto.

• Poner un cubre sobre los 2 mm de raicilla y repiquetear sobre el mismo suavemente

con una lanceta o aguja enmangada para conseguir disgregar las células. Presionar el

cubre para que todas las células queden en un mismo plano (técnica de "squash").

• Observar en el microscopio.

Realiza un muestreo y cuantifica cada una de los estadios del ciclo celular observado en la

preparación. Indica el resultado en la siguiente tabla:

Profase

Prometafase

Metafase

Anafase

Telofase

Citocinesis

Interfase


Localizar células en cada una de las fases del ciclo celular. Realizar dibujos de ellas (indicar la

magnificación) y especificar las estructuras que se observan.



• ¿Cuál es el estadio que se observa más frecuentemente y por qué?

• ¿Qué criterios has seguido para identificar microscópicamente cada una de las fases?

Indícalos.

• Explica detalladamente la metodología de muestreo seguida en la cuantificación.

II. Estudio de la meiosis celular.

En muchos organismos vegetales tiene lugar una doble generación de individuos: el

individuo diploide o esporofito y el haploide o gametofito. Esto ocurre tanto en el sexo mas-

culino como en el femenino. La meiosis ocurre en el esporofito y da como resultado inmedia-

to esporas haploides que originarán el gametofito. Éste, sin necesidad de una nueva meiosis,

mediante mitosis de un grupo de células especializadas y su diferenciación, forma los game-

tos. Al unirse gametos de diferente sexo se forma el cigoto que originará el esporofito y el

proceso se repite.

En las plantas superiores como las angiospermas, el gametofito es apenas aparente y

queda reducido a su mínima expresión pues tan sólo consta del grano de polen (en el sexo

masculino) o del saco embrional (en el sexo femenino). Además del correspondiente gameto,

ambas estructuras comprenden una o varias células haploides no germinales que pueden

considerarse el soma del gametofito.

El órgano reproductor masculino de la flor de angiospermas es la antera. En su inter-

ior se encuentran las células madres de las microsporas en las que se realiza la meiosis. Cada

una de éstas da lugar a cuatro microsporas.

El órgano reproductor femenino de las angiospermas es el ovario. En su interior las

células madres de las macrosporas o megasporas realizan la meiosis. Cada una de ellas da

lugar a cuatro macrosporas o megasporas, de las que sólo queda una, desapareciendo las

demás.


Localizar, dibujar y ordenar secuencialmente células en cada una de las fases de la meiosis.


Con la máxima magnificación examinar y dibujar las estructuras presentes en los

cromosomas (quiasmas, centrómeros, cromómeros, etc.).

Localizar un grupo de células en metafase II. Contar el número de cromosomas para cada

célula e indicarlo en la siguiente tabla:

Células Masculino Femenino

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10



• ¿Son todos los cromosomas iguales (posición del centrómero) dentro de una misma

célula en esta fase?

• ¿Existe variación entre ambos sexos? ¿Cómo explicarías esa variación?

• Compara la morfología de este tipo de división celular con la división celular normal

(mitosis). Indica las analogías y diferencias que encuentres entre ambos tipos de

división celular a nivel de microscopio óptico.

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