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UNIVERSIDAD DE COLIMA
CENTRO UNIVERSITARIO DE INVESTIGACIONES BIOMEDICASY FACULTAD DE MEDICINA
PARTICIPACION DE LOS RECEPTORESSENOCAROTIDEOS EN LA REGULACION DE
GLUCOSA Y SU RETENCION ENCEFALICA ENRATAS
TESIS
QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRO EN CIENCIASEN LA ESPECIALIDAD DE FISIOLOGIA
PRESENTA:
MED. CIR. SERGIO ADRIAN MONTERO CRUZ
DIRECTOR DE TESIS: DR. RAMON ALVAREZ-BUYLLA
COLIMA, COL. DICIEMBRE, 1993
Este trabajo se realizó en el laboratorio de Neuroendocrinología del Centro
Universitario de Investigaciones Biomédicas, Facultad de Medicina, Universidad de
Colima.
Agradezco a todas las personas, que de una LI otra forma, hicieron posible la
realización de este trabajo:
Al Dr. Ramón Alvarez-Buylla, por la asesoria contínua en el desarrollo de esta
tesis, por sus valiosas criticas y estimulantes discusiones, tanto de los resultados como de
conceptos; por su interés y paciencia, y por el enfoque para visualizar los problemas de la
investigación en biología. A la Dra. Esperanza García y al Dr. Mauro Pacheco, revisores
y sinodales, por la cuidadosa revisión de la tesis, sus criticas y comentarios
complementaron este estudio. Al Dr. Jesús Muñiz, al Dr. Miguel Huerta, y a los maestros
del CUIB, por su ayuda y comprensión a lo largo de mis estudios de maestria en este
Centro. Al Dr. Justino Pineda, por facilitarme el equipo de computación de la UIP,
fundamental para la presentación de este trabajo. A Angeles Cortez, por su colaboración
en algunos experimentos y por su amistad. A Juán Carlos Muñoz, por su ayuda en el
trabajo fotográfico para la presentación oral de la tesis. A la Biol. Elena Roces de
Alvarez-Buylla por aclararme conceptos y ayudarme a descifrar algunos manuscritos. A
mis compañeros de la Maestría por sus comentarios en los seminarios de investigación y
por su amistad. A todo el personal del CUIB y de la CGIC, por su colaboración y ayuda,
recibidos a lo largo de la carrera.
Le dedico esta tesis a mi esposa Lourdes, y a mis padres por confiar en mí y por el
apoyo que siempre me han dado.
INDICE
INTRODUCCION
Consideraciones generales
Morfología
Fisiología
Datos farmacológicos
Mecanismos de la bioquímica celular 24
Papel de la glucosa en la función quimiorreceptora, yparticipación de los receptores cuerpo-seno carotídeoen la homeostasis de la glucosa
Hipótesis de trabajo 29
OBJETIVO
Ojetivos espec@cos
MATERIAL Y METODOS
Animales y técnicas quirúrgicas 33
1
1
6
14
21
26
31
31
33
Medidas de glucosa y registro respiratorio
Protocolo experimental
Análisis estadistico
RESULTADOS
Estimulación barorreceptora por oclusióncarotidea en ratas normales
Estimulación barorreceptora por oclusión carotídeaen ratas normales, antes y después de lasección de los dos nervios de Hering
Estimulación ekktrica del cabo central delnervio de Hering seccionado en ratas denervadas
Estimulacidn quimiorreceptora con NaCN solo, ó conNaCN + glucosa en ratas normales
DISCUSION
CONCLUSIONES
BIBLIOGRAFIA
36
36
39
40
40
43
46
48
58
67
69
I I
INTRODUCCION
Consideraciones generales
La función respiratoria es crítica en el tiempo y juega un papel crucial en el
mantenimiento de la vida celular, desde los organismos unicelulares hasta los mamíferos,
siendo la glucosa y el oxígeno (0,) los elementos principales en esta función (Alvarez-
Buylla y de Alvarez-Buylla, 1990). La glucosa constituye el 98 % del metabolismo
oxidativo del cerebro (Ruderman y Goodman, 1980), y es fuente principal de energía para
el balance adenosin trifosfato-difosfato (ATP-ADP) (Alvarez-Buylla y Alvarez-Buylla,
1975). Por tanto, la función respiratoria mantiene la vida celular dependiendo de la
glucosa como su principal combustible (Ruderman y Goodman, 1980).
Disponemos de mucha información sobre la influencia de los receptores aórticos y
carotídeos (quimio y barorreceptores) en la regulación de la respiración y presión arterial
(Alvarez-Buylla, 1954; Black y col., 1971; Torrance, 1977; Eyzaguirre y Zapata, 1984).
Los vertebrados tienen mecanismos receptores (sensores) capaces de reaccionar ante
cambios en la PO,, pCO,, pH, y presión en sangre (Eyzaguirre y Koyano, 1965a;
Eyzaguirre y Zapata, 1984), y las variaciones en los impulsos procedentes de estos
receptores inducen reflejos ventilatorios y circulatorios para mantener constantes estas
variables. La actividad celular del organismo se regula por el sistema nervioso que
modifica el consumo de 0, y la producción de CO,, ajustando sus necesidades por medio
de cambios en la ventilación pulmonar, en la presión arterial y en la frecuencia cardiaca
(Alvarez-Buylla, 1954; Fitzgerald y col., 1992). Sin embargo, la correlación entre los
cambios en la concentración de glucosa en sangre y la actividad quimiorreceptora, así
1
como la influencia de las zonas reflexogénicas senocarotídeas en la homeostasis de la
glucosa, ha sido objeto de análisis solo en los últimos años (Alvarez-Buylla, 1981;
Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, 1990).
Hay hechos que demuestran la importancia de la glucosa en la respiración celular.
Algunas células anaeróbicas pueden vivir en ausencia de O,, pero no en ausencia de
glucosa, (Clostridium perfrigens, Clostridium botulinum, etc.) (Capella y col., 1980). El
mantenimiento de la vida celular en cultivos, es decir, su proliferación y sobrevida, es
dependiente de glucosa, y en algunos casos no necesariamente del 0, (bacterias
anaerobias y facultativas). Jiang y Haddad, 1992, observan que los cultivos de neuronas
neocorticales privados de O,, no presentan despolarización, ni pérdida de la homeostasis
iónica al K+, en cambio, la ausencia de 0, y glucosa juntas lleva a una rápida
despolarización; concluyen que el metabolismo anaeróbico de la glucosa en neocorteza de
humano y rata es importante para la supervivencia neurona1 durante la anoxia. Con
respecto a los efectos sistémicos, una severa neuroglucopenia produce cambios, en el
electroencefalograma (EEG) y en la histología neuronal, semejantes a los observados con
la anoxia (Himwich, 1976). En la rata, el EEG muestra una supresión total de actividad
durante la hipoglucemia sostenida (Auer y col., 1984).
Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, plantean que los receptores de las zonas
reflexogénicas cardioaórtica y senocarotídea (figura l), estratégicamente localizados,
intervienen en la integración funcional de la ventilación y circulación para asegurar la
respiración celular. Estos receptores son sensibles a cambios en los niveles de glucosa en
sangre, y participan en la regulación de la glucosa sistémica cuando se alteran sus niveles
locales. Los experimentos de Alvarez-Buylla y col., y los de otros autores (Schlig, 1971;
González y col., 1985; Obeso y col., 1986) sugieren que la glucosa es un elemento
2
importante en la quimiorrecepción. La función de estos receptores se inicia desde épocas
tempranas en el desarrollo embrionario (Adams, 1958), y en la escala filogenética,
aparecen en vertebrados como peces, anfibios, reptiles y aves (Van Vliet y West, 1992).
Desde que Claudio Bernard, 1857, postula la intervención del sistema nervioso en
la regulación de la glucemia, se han realizado numerosos estudios sobre este importante
problema de la fisiología. Después del descubrimiento de la insulina (Banting y Best,
1922), la mayor parte de los trabajos analizan la influencia del sistema nervioso central
(SNC) en la secreción de esta hormona (Frohman y Bernardis, 1971; Martin y col., 1973;
Porte y col., 1973; Lockhart-Ewart y col., 1976), y corroboran la presencia de inervación
vaga1 efectora en el páncreas (Puche, 1927; Clark, 193 1; Frohman y col., 1967; Kaneto y
col., 1967). La participación del SNC en la regulación de la glucemia se confirma con la
obtención de reflejos condicionados hipoglucemiantes en perros (Alvarez-Buylla y
Carrasco-Zanini, 1960; Alvarez-Buylla y col., 196 la y 196 lb; Alvarez-Buylla, de, 1961;
Segura, 1962) y en ratas (Woods y Porte, 1974; Alvarez-Buylla y Alvarez-Buylla, 1975).
Estudios posteriores demuestran que el sistema nervioso, a través del vago, glándulas
adrenales y riñón, juega un papel importante en la homeostasis de la glucosa después de
incrementar los niveles de glucosa o insulina en el líquido cefalorraquídeo @CR) por
encima de los niveles fisiológicos (Alvarez-Buylla y col., 1986).
Siendo la glucosa, la fuente primaria de energía para el SNC (Sokoloff, 1960,
1984), la actividad funcional de las células cerebrales debe reflejar el nivel de utilización de
este carbohidrato (Erecinska y Silver, 1989). El acople entre actividad y utilización de
glucosa por las neuronas, es un hecho bien establecido (Ueki y col., 1988). El SNC
requiere esta energía, principalmente, para mantener la actividad neurona1 y el
metabolismo de las células glíales. Pequeñas cantidades de glucosa se utilizan para el
crecimiento neuronal, transporte axonal, y para la síntesis y metabolismo de
neurotransmisores (Sokoloff y col., 1977; Ruderman y Goodman, 1980).
Cuando la captación de glucosa está restringida, algunos tejidos, particularmente el
muscular, utilizan la glucogenolisis como fuente alternativa de energía, de ATP. Pero en
un órgano tan crítico, como el cerebro, con almacenes de glucógeno pequeños (3-4
umol/g), se requiere un suministro contínuo de glucosa de la circulación. El almacén de
glucógeno suministra energía solo por pocos minutos en ausencia de glucosa plasmática
(Lund-Andersen, 1979; Forster, 1993). Durante el ayuno, el SNC puede utilizar otras
fuentes de energía, como beta-hidroxibutirato y acetoacetato (Hawkins y col., 1974), sin
embargo la glucosa plasmática se hace esencial en forma inmediata, y deben existir
mecanismos homeostáticos para asegurar el suministro y transporte de este sustrato hacia
el cerebro (Guarner y Alvarez-Buylla, 1991). Aunque el cerebro contiene insulina e
insulinorreceptores (Daniel y col., 1975; Wozniak y col., 1993), se sabe que esta hormona
no estimula la captación de glucosa por las neuronas (Werner y col., 1989), y
tradicionalmente, se ha visto al SNC como independiente del efecto de la insulina (LeMay
y col., 1988). En contraste, en cultivos de glías, la insulina tiene un efecto estimulador
sobre la captación de glucosa que está asociada con la activación del ARNm que codifica
al transportador de glucosa (Glut 1) (Mudd y col., 1989).
La participación del sistema nervioso autónomo es indispensable en la regulación
de la glucemia; analiza los niveles de glucosa circulantes, y realiza una rápida transmisión
de señales hacia la periferia con la movilización de hormonas y sustratos adecuados
(Ensinck y Williams, 1972). Hay evidencias anatómicas que indican la existencia de líneas
de conducción directas desde las áreas interoceptivas hasta estructuras del SNC (Finley y
Katz, 1992). Desde el punto de vista funcional es notorio que la mayor parte de las
4
estructuras del cerebro anterior reciben proyecciones de las áreas vegetativas a través de
circuitos hipotalámicos, y se ha postulado su primordial importancia en la regulación de
los mecanismos neuroendócrinos y la integración metabólica (Ricardo y Koh, 1978).
Estudios electrofisiológicos sugieren la presencia de mecanismos glucosensores en el
hipotálamo (Oomura, 1983; Fukada y col., 1985). El LCR está involucrado en las
funciones neuroendócrinas como elemento de comunicación entre las distintas regiones del
SNC (Jackson, 1984); en años recientes, se ha descrito la presencia de neuropéptidos
glucosensores (factor de crecimiento fibroblástico) en el LCR. La síntesis, y liberación al
LCR de neuropéptidos glucosensores, se realiza por células ependimarias (Oomura y col.,
1992)
A pesar del interés creciente sobre los mecanismos de control en la respiración
cerebral, se sabe poco de la organización central de las vías quimiorreceptoras y su
participación en este proceso. Estudios anteriores apoyan la existencia de vías aferentes
desde los quimiorreceptores periféricos hasta neuronas respiratorias centrales (Finley y
Katz, 1992). El núcleo del tracto solitario (NTS) juega un papel importante en el
procesamiento de las entradas aferentes de reflejos respiratorios y cardiovasculares
(Jordan y Spyer, 1986). El proceso de integración central está modulado (inhibición o
facilitación) por influencias descendentes de otras regiones del SNC (Spyer, 1990; Silva-
Carvalho y col., 1993).
La respuesta hiperventilatoria a la inyección intravenosa de cianuro (CN), que
inhibe a la citocromo-oxidasa, se utiliza como prueba para determinar la presencia o
ausencia de vías neurales entre el cuerpo carotídeo y los centros respiratorios (Alvarez-
Buylla, 1950; Serani y Zapata, 1981). Experimentos recientes de nuestro laboratorio
demuestran que el estímulo anóxico al cuerpo carotídeo, circulatoriamente aislado,
5
aumenta los niveles de glucosa en el LCR, e incrementa la captación de glucosa por el
cerebro en perros y gatos (Alvarez-Buylla y col., en preparación). Estos autores proponen
la presencia de dos sistemas para la captación de glucosa: uno específico para las células
del SNC con la participación de los receptores carotídeos, y otro para el resto de las
células del organismo.
Morfologta
El cuerpo carotídeo es una estructura esférica, con aspecto glandular, y que pesa
alrededor de 1 mg en la rata. Se encuentra en las proximidades de la bifurcación de la
carótida común (figuras 1 y 2). Es un órgano muy vascularizado, con un flujo sanguíneo
elevado (SOpl/min para una estructura de 1 mms), aunque la mayor parte de este flujo se
realiza a través de cortocircuitos arteriovenosos. La arteria del cuerpo carotídeo en la
rata, es una rama de la arteria occipital o de la carótida externa (Chungcharoen y col.,
1952; Finley y Katz, 1992). El drenaje venoso es abundante y complejo, y se realiza a
través de la vena yugular interna.
Desde el cuerpo carotídeo mismo, emergen fibras nerviosas aferentes que se unen
de inmediato con otras fibras que vienen de la pared del seno carotídeo; estas fibras
forman el nervio de Hering (nervio del seno carotídeo o nervio carotídeo), que es una
rama del noveno par craneal o nervio glosofaríngeo (Gallego, 1979) (figura 2). Las fibras
que salen del cuerpo carotídeo se activan por estímulos químicos, mientras que aquellas
que se originan en la pared del seno se estimulan por los cambios mecánicos producidos
por las ondas pulsátiles, o por la presión intrasinusal sostenida. La eliminación selectiva,
anatómica o funcional, de cualquiera de las fibras del cuerpo o seno carotídeos, pone de
manifiesto la independencia funcional de las dos estructuras (Alvarez-Buylla, 1954).
6
G c-
FIG. 1. Esquema que muestra las zonas reflexogénicas: seno carotídeo y arco aórtico, y
sus relaciones con los paquetes vasculonerviosos en el cuello y el cayado de la aorta.
(ACC) Arteria carótida común; (ACE) areria carótida externa; (ACI) arteria carótida
interna; (D) nervio depresor; (GA) glomus aórtico; (GC) glomus carotídeo; (N) ganglio
nodoso; (NH) nervio de Hering; (S) ganglio simpático cervical; (SC) seno carotídeo; (IX)
nervio glosofaríngeo; (X) nervio vago. (Tomado de un dibujo original de J. Nonídez).
7
ACE
AO
ACC
FIG. 2. Representación esquemática de la zona de la bitircación carotídea en la rata.
(ACC) Arteria carótida común; (ACE) arteria carótida externa; (ACI) arteria carótida
interna; (AO) arteria occipital; (AL) arteria lingual; (SC) seno carotídeo; (CC) cuerpo
carotídeo; (NC) nevio del seno carotídeo o nervio de Hering; (NGF) nervio
glosofaríngeo. (Modificado de Shoukas y col., 1991).
El cuerpo carotídeo de los mamíferos recibe su inervación de tres fuentes: 1)
nervio glosofaringeo, via nervio carotídeo; 2) ganglio cervical superior, vía nervio
ganglioglomerular (carotídeo interno); y 3) nervio vago, vía una rama de diámetro variable
que sale del ganglio nodoso (Eyzaguirre y Zapata, 1984). La naturaleza sensorial del
cuerpo carotídeo fue establecida, por primera vez, por De Castro, 1926, quien encontró
que la sección del nervio glosofaringeo en su salida del cráneo produce degeneración de
todas las terminaciones nerviosas y fibras distribuídas en el glomoides, mientras la
extirpación del ganglio cervical superior lleva a una degeneración de las fibras
concentradas alrededor de las arterias y arteriolas del órgano. De estos experimentos se
deduce que, el parénquima del cuerpo carotídeo está inervado por el nervio de Hering
mientras que sus vasos sanguíneos están inervados por el simpático.
Finley y Katz, 1992, encuentran que las neuronas aferentes del cuerpo carotídeo
proyectan hacia diversos puntos en el tallo cerebral caudal de la rata. Las proyecciones
más prominentes son bilaterales e incluyen a un subnúcleo dentro del NTS así como a la
médula ventrolateral caudal.
El parénquima del cuerpo carotídeo está formado por una yuxtaposición de nidos
de células rodeados de una red capilar y penetrados por fibras sensoriales. Las células
principales (células del glomus) son las más prominentes (De Castro, 1928, 1929;
Nonídez, 1949); son ovoides, con núcleo grande, abundantes mitocondrias y procesos
citoplasmáticos que pueden extenderse por alguna distancia en estrecho contacto con los
vasos sanguíneos del glomérulo (De Kock y Dunn, 1966) (figura 3). De Kock y Dunn,
1966, caracterizaron a las células tipo 1 por la presencia de gránulos de centro denso y un
complejo de Golgi próximo al núcleo, estas características no están presentes en las
células tipo II. Utilizando técnicas de fluorescencia y microscopía electrónica, las células
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del glomus se identifican por la presencia de fluorescencia inducida por formaldehído y
abundantes gránulos de centro denso (Hellström, 1976), características comunes a las
células que contienen catecolaminas.
El segundo tipo celular del parénquima del cuerpo carotídeo, está formado por las
células tipo II, (“sustentaculares”,”satélite” o “capsulares”). Generalmente estas células se
encuentran envolviendo a varias células tipo I y a sus sinapsis por medio de una o dos
prolongaciones alargadas del citoplasma (figura 3). Su morfología, los experimentos con
denervación, y la localización inmunocitoquímica de la proteína S- 100 (marcador de
células glíales) en su citoplasma, sugieren que son semejantes a la glía (Kondo y col.,
1982).
Las células del glomus, también llamadas glomoides, se organizan alrededor de los
capilares tipo 1, de curso muy sinuoso y epitelio fenestrado con lámina basal delgada
(McDonald y Larue, 1983). El flujo sanguíneo puede desviarse del glomoides a través de:
1) capilares tipo II, con regiones rectas y curvas que no penetran al tejido del glomus; 2)
anastomosis arteriovenosas (“shunts”), formadas por arteriolas terminales directamente
unidas a pequeñas vénulas; y 3) muchas ramas de primer o segundo orden de la arteria
glómica que sobrepasan al glomus, y continúan hacia el seno carotídeo y hacia los ganglios
nodoso y cervical superior. Mas aún, se puede desviar el flujo sanguíneo sin pasar por el
cuerpo carotídeo, por medio de una especie de almohadilla, tipo esfinter, formada por la
íntima y músculo liso, localizada en el orificio de origen de la arteria glómica. Se
presentan también, esfínteres precapilares que están formados por una protrusión de
células endoteliales envueltas por células del músculo liso o pericitos (McDonald y Haske,
1983). Todos estos mecanismos tienen dos objetivos: 1) controlar el flujo sanguíneo total
a través del cuerpo carotídeo en forma independiente del flujo sistémico (esfinter en la
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arteria glómica); 2) controlar el f lujo sanguíneo local al tejido glómico,
independientemente del flujo total del órgano (capilares tipo II y “shunts”) (McDonald y
Haske, 1983). Cuando se aumenta la presión en la arteria carótida común en el gato, de
100 a 150 Torr, por pinzamiento de la arteria carótida externa, el flujo sanguíneo total al
cuerpo carotídeo se incrementa de 50 a 65 ul/rnin, pero su flujo sanguíneo local y la p0,
tisular permanecen constantes. Este flujo sanguíneo local “autorregulado” se sabe que es
dependiente de la p0, (Acker, 1980). Es importante tener en cuenta que la actividad de
los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo no cambia dentro de un amplio rango de
valores de presión sanguínea, sin embargo, cuando la presión cae hasta 60 Torr la
descarga quimiorreceptora aumenta (Purves, 1970).
Las células tipo 1 están inervadas por terminaciones del nervio de Hering; después
de perder su mielina, algunas fibras, terminan en forma de pié o caliz (caliciformes), y
otras, en forma de botón sobre las células glómicas formando verdaderas sinapsis. El
elemento presináptico lo constituye la célula glómica, y el postsináptico la membrana de la
terminal nerviosa en aposición con la célula del glomus. Con respecto a la naturaleza
sensorial de la inervación del cuerpo carotídeo, después de los trabajos de De Castro
(citado antes), se han hecho estudios de la sinapsis entre las células del glomus y las
terminaciones caliciformes del nervio carotídeo, llegando a la conclusión que las células
del glomus son los elementos quimiorreceptores primarios, y que transmiten su actividad
hacia las terminaciones nerviosas sensoriales a través de la sinapsis aferente (figura 3)
(Feria-Velasco y col., 1966). Los estudios ultraestructurales del glomus muestran que las
terminaciones nerviosas en las células del glomus son ricas en pequeñas vesículas de
centro claro (figura 3) (Lever y col., 1959).
La presencia de sinapsis sensoriales en el cuerpo carotídeo sugiere que éste es un
1 1
FIG. 3. Representación esquemática de la unidad quimiorreceptora en la rata, después de
los estudios con microscopía electrónica. (1) Células tipo 1 (quimiorreceptoras, 0
principales); (PI) proceso citoplasmático especializado de las células tipo 1, hasta la
proximidad de los capilares sanguíneos; (C) capilares sanguíneos; (Sin) complejos
sinápticos, localizados entre la membrana plasmática de las células tipo 1 y las expansiones
citoplasmáticas de las fibras nerviosas; (FN) fibras nerviosas que forman el nervio de
Hering; (II) células tipo II (capsulares, satélites o sustentaculares) ricas en granulaciones,
que envuelven a las células tipo 1 y a los complejos sinápticos; (SNC) sistema nervioso
central. (Modificado de Feria-Velasco y col., 1966).
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receptor compuesto o secundario, es decir, un órgano en el que la detección del estímulo
requiere la presencia de elementos neurales (terminaciones nerviosas) y estructuras
preneurales (células glómicas y células sustentaculares). De tal manera, que las
terminaciones nerviosas carotídeas solas, no estarían capacitadas para detectar distintos
estímulos, como alteraciones en pH, pOz y pC0, de la sangre arterial que va a irrigar a
encéfalo (Zapata y col., 1969). La aposición de terminales nerviosas a las células del
cuerpo carotídeo es por tanto imprescindible para que se realice la función
quimiorreceptora.
El origen embriológico de las células del glomus ha sido objeto de debates.
Muchos embriólogos opinan que las células del cuerpo carotídeo se diferencían de una
prolongación mesodermal (Kastschenko, 1887; Boyd, 1937). Otros proponen que las
células del cuerpo carotídeo tienen su origen en neuroblastos que emigran de los ganglios
craneales o del ganglio simpático cervical superior (Watzka, 1938; de Winiwarter, 1939).
Las células del cuerpo carotídeo, de origen neural, migran a través del nervio
glosofaríngeo después de sufrir una diferenciación. Se ven como células pequeñas
obscuras en el sitio o en la vecindad del contacto del nervio del seno con lo que será
posteriormente el cuerpo carotídeo. En la rata estas células contribuyen a la formación de
la mayor parte de la región cortical del cuerpo carotídeo en desarrollo (Rogers, 1965).
El origen neural de las células del glomus ha sido confirmado en años recientes
utilizando técnicas inmunocitoquímicas con enolasa, marcador específico de neuronas
(Kondo y col., 1982). Por lo tanto, estas células podrían incluírse dentro del grupo de las
“paraneuronas” (Fujita y Kobayashi, 1979). En aves, Le Douarin y col., 1972, demuestran
la procedencia neural de las células del glomus, utilizando el transplante de células de la
cresta neural de codorniz en la cresta neural de pollo en estado embrionario. Después del
1 3
nacimiento, los pollos transplantados presentan células glómicas con núcleos
característicos de codorniz, es decir, procedentes de la cresta neural. Estos experimentos
plantean una pregunta interesante: ¿por qué las células del glomus adulto son diferentes,
en sus propiedades biofisicas, de las neuronas?. Haciendo una analogía con la médula
adrenal, cuando las células del glomus están agrupadas en un medio de cultivo, se
desarrollan en forma semejante a las células cromafínes adrenales ordinarias. Sin
embargo, si se disocian y crecen en forma aislada en un medio que contenga factor de
crecimiento nervioso (NGF), se diferencían a neuronas (Unsicker y col., 1978).
FisioZogZa
Los barorreceptores aórticos y carotídeos son receptores al estiramiento. Los
cambios de presión en las paredes de estos vasos (presión arterial) excitan a los
barorreceptores iniciando un reflejo que regula la presión sanguínea por control de la
función cardiaca y del tono arteriolar (Alvarez-Buylla, 195 1; Alvarez-Buylla 1954; Rau y
col., 1992) (figura 4).
Los quimiorreceptores senocarotídeos y aórticos son estructuras que responden a
la disminución de p0, y de pH (acidosis), y al aumento de pC0, en sangre. Estos
receptores son capaces de detectar cambios en las variables anteriores y transducirlos a
señales nerviosas, dando lugar a reflejos ventilatorios y circulatorios que mantienen la
homeostasis. Un descenso agudo en la p02 arterial, provoca, en pocos segundos,
aumento en la ventilación pulmonar con incrementos paralelos en la presión arterial y en el
gasto cardiaco. Se produce también, una dilatación de las arteriolas periféricas para
proporcionar más 0, a las células. Cuando aumentan las descargas sensoriales se
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incrementa la ventilación, y ocurre lo contrario, cuando las descargas disminuyen
(Alvarez-Buylla, 195 1, 1954; Alvarez-Buylla y Russek, 1952, Eyzaguirre y Zapata, 1984).
Si las respuestas regulatorias no son suficientemente rápidas, se puede presentar daño
celular, y, posteriormente, la muerte. La naturaleza del estímulo quimiorreceptor fue
establecida fisiológicamente por Heymans y col., 193 1; Von Euler y col., 1939; Alvarez-
Buylla, 1952; Heymans y Neil, 1958 (figura 5). Alvarez-Buylla, 1952, demuestra que
existe una relación lineal entre el grado de saturación de la hemoglobina con el 0,, y la
frecuencia de descarga de los quimiorreceptores carotídeos, en el gato el umbral de
respuesta a 96 % de saturación (figura 6). En la rata, la exposición crónica a niveles altos
de 0, puede reducir la sensibilidad de estos receptores. Los quimiorreceptores del cuerpo
carotídeo son también sensibles a cambios en el flujo (probablemente por la acumulación
de agentes químicos diversos, incluyendo transmisores), a cambios en la temperatura y en
la osmolaridad (Gallego y col., 1979).
Los estímulos naturales (PO,, pCO,, pH) pueden actuar directamente sobre las
terminaciones nerviosas sensoriales. Para provocar un aumento en la frecuencia de
descarga en los receptores del cuerpo carotídeo (de adaptación lenta) los estímulos deben
despolarizar la terminal sensora induciendo la formación de un potencial generador como
prerrequisito para la iniciación del impulso. La hipoxia es capaz de despolarizar las
membranas de las terminaciones nerviosas sensoriales, pero en el caso de la hipercapnia o
de la acidosis, no se produce la despolarización directa de las terminaciones nerviosas; es
probable que actúen como estabilizadores ejerciendo su efecto sin alterar el potencial de
reposo o induciendo una ligera hiperpolarización (Eyzaguirre y Zapata, 1968). La
alcalinidad (pH 8.0) tiene un efecto hiperpolarizante.
No está claro el mecanismo por medio del cuál los quimiorreceptores detectan
1 5
FIG. 4. Quimograma que muestra la bradicardia e hipotensión producidas por el aumento
de la presión en la región senocarotídea en el perro anestesiado. (1) Electrocardiograma;
(2) presión arterial; (3) respiración; (4) presión endosinusal (en el seno carotídeo); (5)
tiempo=1 seg. (Tomado de Alvarez-Buylla, 195 1).
16
FIG. 5. Registros oscilográficos del nervio de Hering (arriba) e integrador de voltaje
(abajo), en el gato descerebrado. (A) respiración normal; (B) asfixia; (C) hiperventilación.
(Tomado de Alvarez-Buylla, 1952).
17
0
A
+-QL.
+
A. . . .
Dgo 80 70 60 5'0 d0.
30 2'04
10 0
PORCENTAJE DE SATURACION DE Hb CON 02
FIG. 6. Relación entre el grado de saturación de la hemoglobina @Ib) arterial (se toma
como 100 % la actividad registrada durante la respiración normal), y la actividad
quimiorreceptora en el nervio de Hering valorada con el integrador de voltaje en gatos
descerebrados (4 experimentos diferentes). (Tomado de Alvarez-Buylla, 1952).
18
cambios en la p0, (Nuutinen y col., 1984). Se han hecho esfuerzos para estudiar la
participación de los distintos componentes del cuerpo carotídeo en el proceso de
quimiorrecepción. En estudios in vitre, con el órgano completo o con rebanadas de
tejidos, registros con microelectrodos indican un potencial de membrana de -20 mV para
las células del glomus (aunque se han reportado potenciales de reposo de -60 a -70 mV).
La resistencia de entrada tiene un amplio margen de variación. Cuando se elimina el Na+
del medio externo, se produce una hiperpolarización y un aumento en la resistencia de
entrada. El potencial de membrana de las células del glomus no se afecta
significativamente por cambios externos en la concentración de K+, en cambio, la
reducción en los niveles de Cl’ induce una despolarización. El aumento de temperatura en
el medio provoca incrementos, tanto en el potencial de membrana como en la resistencia
de entrada (Barón y Eyzaguirre, 1977). Estas observaciones parecen indicar la presencia
de bombas metabólicas para mantener el equilibrio iónico entre las células del glomus y su
entorno, pero hay que tomar en cuenta que las células sustentaculares rodean a las células
glómicas (figura 3) alterando el medio extracelular real (Barón y Eyzaguirre, 1977).
Es importante hacer notar que la estimulación eléctrica del nervio carotídeo no
produce cambios de potencial en las células del glomus. Este hecho representa un
argumento en contra de la presencia de fibras centrífugas en este nervio que pudieran ser
las responsables de la función de las células glómicas (Goodman y McCloskey, 1972). La
presencia de ruido de membrana en las células del glomus podría representar la apertura
de canales iónicos (Eyzaguirre y Fidone, 1978).
Utilizando preparaciones in vitro, perfimdiendo a los cuerpos carotídeos aislados,
es posible estudiar también las funciones del órgano, sin las complicaciones de la
circulación sistémica. El cuerpo carotídeo en estas condiciones responde bien a: hipoxia,
19
hipercapnia, acidez, CN, y agentes colinérgicos como acetilcolina (ACh) y nicotina
(Eyzaguirre y Koyano, 1965a). La misma preparación permite estudiar los cambios
producidos por variaciones en la temperatura, flujo y presión osmótica. En estas
condiciones se comprueba que la función receptora propiamente dicha con el proceso de
transducción (quimiotransducción), está localizada en las células tipo 1 (Acker y col.,
1992). No se sabe exactamente cuál es el mecanismo de transducción, pero el sensor es
alguna estructura intrlnseca de la membrana quimiorreceptora. Se acepta que los cambios
en la p0, liberan un transmisor de las células tipo 1, que a su vez genera potenciales de
acción en las terminales nerviosas postsinápticas del nervio carotídeo. La despolarización
de membrana, bajo condiciones de hipoxia, va acompañada por una disminución en la
corriente rectificadora de salida de K+, lo que llevarla a una apertura de los canales de
Ca*+ con incremento del Ca*+ citosólico para facilitar la liberación del transmisor
(Pietruschka, 1985; Sato y col,, 1991). Dicho transmisor será el responsable de la
excitación local (potencial generador) y posteriormente, de los impulsos propagados a lo
largo del axón. Las observaciones morfológicas acerca de la aposición de terminaciones
nerviosas con las células del glomus, y estudios con microscopía electrónica con la
aparición de procesos exocitócicos en las células glómicas después de incubar con Ca*+,
apoyan este mecanismo.
Con respecto a la naturaleza del transmisor químico, experimentos con
preparaciones de dos cuerpos carotídeos en serie (tipo-Loewi), en los que la estimulación
al primero provoca respuesta en el segundo, indican que: 1) efectivamente se libera un
producto químico por los tejidos del cuerpo carotídeo durante la estimulación; 2) este
producto es capaz de estimular las terminaciones nerviosas, y 3) este agente no es
específico pues estimula tanto las terminaciones quimiorreceptoras como las
barorreceptoras. A pesar de algunas observaciones negativas, la mayoría de los hallazgos
20
parecen favorecer la hipótesis colinérgica. Schweitzer y Wright, 1938, proponen por
primera vez que las fibras nerviosas aferentes del cuerpo carotídeo se activan por ACh.
En resumen, el cuerpo carotídeo se comporta como un receptor que responde a
estímulos químicos, térmicos, osmóticos y de flujo; de tal manera que la misma fibra
cambia su frecuencia de descarga al ser excitada por distintos estímulos. ¿Cómo se realiza
la integración de toda esta información? ¿Cúales son los mecanismos para que el SNC
decida mandar la señal efectora de hiperventilación ylo modificación de la diuresis?.
, .Datosfirrmadogms
Diversos agentes químicos, al ser aplicados al cuerpo carotídeo, producen
potenciales de acción en las fibras quimiorreceptoras del nervio de Hering: 1) metabólicos
(CN, 2-4 dinitrofenol); 2) colinomiméticos (ACh, nicotina); 3) aminas biógenas.
El CN produce anoxia citotóxica con estimulación quimiosensorial y un
incremento en la ventilación pulmonar. En la mayoría de las especies de mamíferos, el
cuerpo carotídeo tiene mayor sensibilidad al CN que el cuerpo aórtico (Serani y Zapata,
1981). Anichkov y col., 1963, observan que el CN (bloqueador del transporte de
electrones) y el 2-4 dinitrofenol (desacoplador de la fosforilación oxidativa) son poderosos
agentes quimioexcitatorios, y sugieren que la anoxia aumenta la descarga quimiosensorial
por reducción de los niveles de ATP.
En los registros electrofisiológicos de las células tipo 1 en respuesta al CN, Biscoe
y Duchen,1990, observan un aumento en la conductancia al K+ dependiente del Caz+. Se
especula que el CN podría incrementar la excitabilidad de las células del cuerpo carotídeo
21
iniciando un aumento de la concentración del Caz+ interno (Biscoe y Duchen, 1989).
Eyzaguirre y col., 1989, encuentran un aumento en las descargas sensoriales (3.8 f
0.8 veces) después de la inyección de CN en el seno carotídeo, pero mientras que en
algunas células motiva despolarización, en otras induce hiperpolarización.
Se ha descrito la presencia de un sistema metabólico colinérgico en el cuerpo
carotídeo. Las terminaciones quimiosensoriales son sensibles a pequeñas cantidades de
ACh (1O-‘-1O-8 g/ml), umbral que se reduce al agregar eserina a la preparación (la eserina
inactiva la colinesterasa hística) (Eyzaguirre y Zapata, 1968). Además, en el gato, durante
la estimulación del cuerpo carotídeo por hipoxia, se libera ACh en el efluente venoso in
vivo, con un incremento concomitante en la ventilación (Metz, 1969). En el conejo, sin
embargo, la ACh deprime la descarga quimiosensora (Eyzaguirre y Monti-Bloch, 1982).
Este efecto también se ha visto en preparaciones in vitro; el agregado de colina al líquido
que baña al cuerpo carotídeo en estas condiciones, protege la preparación. El hemicolinio
(LIC-3) droga que interfiere en la síntesis de ACh a nivel presináptico, no modifica la
sensibilidad de los elementos postsinápticos a la ACh. El hexametonio y el curare
(bloqueadores colinérgicos) deprimen, pero no bloquean la respuesta quimiosensora a la
estimulación, sin embargo, la mecamelamina (que atraviesa la membrana mejor que los
componentes de amonio cuaternario) tiene una acción bloqueadora muy efectiva (Korkala
y Waris, 1977). Los agentes anticolinesterasa, como eserina 0 prostigmina, intensifican y
prolongan los efectos inducidos por ACh, confirmando la presencia de acetilcolinesterasa
en el cuerpo carotídeo (Korkala y Waris, 1977). Los agonistas nicotínicos (nicotina,
suberildicolina), también producen excitación quimiosensora en el gato y en el conejo,
efecto que desaparece por la administración de agentes anticolinérgicos (mecamilamina,
hexametonio y d-tubocurarina) (Anichkov y Belen’Kii, 1963). Los agentes muscarínicos
22
(pilocarpina) no cambian la respuesta en el gato, pero sí en el conejo. Estos experimentos
y los citados mas arriba, indican que el gato contiene predominantemente receptores
nicotínicos, y el conejo, receptores muscarínicos.
Aunque se ha confirmado la presencia de adrenalina, noradrenalina (NA),
dopamina y serotonina en el cuerpo carotídeo de distintas especies (Eyzaguirre y Koyano,
1965b; Zapata, 1975; Hellström, 1976), su papel en la función de este órgano no es claro.
Las catecolaminas no parecen jugar un papel importante en la transmisión de los impulsos
sensoriales en el cuerpo carotídeo in vivo, pero podrían ejercer una función de modulación
o inhibición, participando en el control simpático de la circulación local del cuerpo
carotídeo (Bisgard y col., 1979; Kummer, 1989). Sabemos que la hipoxia libera dopamina
de las células glómicas, pero su aplicación exógena puede inducir tanto inhibición como
excitación de las descargas quimiorreceptoras, dependiendo de la dosis y de la especie.
Las células quimiorreceptoras en cultivo, muestran liberación de dopamina después de
estimulación por hipoxia, y existe una correlación estrecha entre los mecanismos básicos
de la membrana y la liberación de dopamina (Pérez-García y col., 1992). En
preparaciones perfimdidas in vitre, donde no hay interferencia con los cambios en el tono
vascular, la adrenalina y la NA no producen excitación (Zapata, 1975), tampoco se
observa efecto al isoproterenol (Llados y Zapata, 1978). Estos experimentos indican que
no existen a- o R-adrenorreceptores que participen directamente en la quimiorrecepción
del cuerpo carotídeo, y han llevado a la conclusión de que existen dos tipos de receptores
dopaminérgicos en el cuerpo carotídeo: inhibitorios y excitatorios. Dichos receptores,
probablemente se encuentran en una proporción distinta en diferentes especies de
mamíferos (Eyzaguirre y Monti-Bloch, 1980).
2 3
iQué papel juega la célula del glomus en el proceso de quimiotransducción?.
Hipótesis metabólica: El cuerpo carotídeo es un tejido metabolicamente activo, sin
embargo, los valores obtenidos por distintos investigadores para la utilización de 0,,
varían dentro de un amplio rango (Fay, 1970). Parece ser que la utilización de 0, por el
tejido del cuerpo carotídeo es dependiente en una relación directamente proporcional a la
p0, externa (Delpiano y Acker, 1980; Acker y col., 1989).
Varios investigadores han tratado de identificar los elementos de la cadena
metabólica responsables de la actividad quimiorreceptora en el cuerpo carotídeo, dando
lugar a la hipótesis metabólica en el proceso de quimiorrecepción. Anichkov y Belen’Kii,
1963, como hacíamos notar en una sección anterior, demuestran que los bloqueadores del
transporte de electrones y de la fosforilación oxidativa actúan como quimioexcitadores, y
sugieren que la hipoxia incrementa las descargas de los receptores por reducción de los
niveles de ATP. Sin embargo, la excitación quimiosensora puede no iniciarse al disminuír
el ATP, sino con el aumento concomitante de los niveles de fosfatos inorgánicos (Hilton y
col., 1972). Estudios bioquímicos (Eyzaguirre y Zapata, 1984) muestran que la mayor
parte de la actividad ATPasa permanece en el componente soluble del citoplasma de las
células del glomus, células sustentaculares y fibras nerviosas, y esta enzima no se inhibe
con la ouabaína (no es dependiente de Na+-K+).
Joels y Neil, 1968, sugieren que la interrupción del metabolismo energético en las
células del glomus libera una sustancia que excita las terminaciones nerviosas
quimiosensibles. Para que esto ocurra los quimiorreceptores deben detectar variaciones
en los niveles de 0, durante la respiración tisular normal. Mills, 1975 y Jöbsis, 1977,
24
apoyan esta hipótesis, y describen dos citocromo-oxidasas, una de baja afinidad para el 0,,
y otra de alta afinidad. Hay cierta discrepancia en cuanto a la localización de los
citocromos en las células del cuerpo carotídeo. Algunos autores, piensan que las células
sustentaculares podrían contener el citocromo de baja afinidad (sensor del 0,), mientras
que las células del glomus el citocromo de alta afinidad. Otros autores opinan lo contrario
(Milis, 1975). La presencia de valores altos de p0, en el cuerpo carotídeo, y el hecho que
la descarga en las terminaciones nerviosas aumenta aún cuando los niveles de O2 son
todavía altos, apoyan la presencia de una cadena respiratoria especial en este órgano.
Wilson y col., 1979, sugieren que solamente es necesario un tipo de citocromo en la
cadena respiratoria en el parénquima del cuerpo carotídeo.
Lahiri, 1977, postula dos caminos metabólicos diferentes en la respuesta sensora a
la hipoxia y a la hipercapnia, pero no descarta la posibilidad de interacciones (el umbral a
uno de los estímulos es dependiente del nivel del otro). Este autor aumenta las descargas
quimiosensoras después de inyectar inhibidores de la fosforilación, y en estas condiciones
hay una falta de respuesta a la hipoxia. Debemos hacer notar que cuando se per-funden los
cuerpos carotídeos in vitre con un medio sin glucosa, desaparece la descarga
quimiorreceptora a la hipoxia, pero no a la acidez y ACh (Almaraz y col., 1984).
Obeso y col., 1989, utilizando la técnica de 2-desoxiglucosa y autor-radiografía
localizaron estructuras metabólicamente activas dentro de las células del glomus in vitro.
En medios equilibrados con 0, al 100 %, el consumo basal de glucosa para el cuerpo
carotídeo fue 61 nmo1.g de tejido-r’min-1, en comparación con 42 nmol’g de tejido-r’min-1
en el ganglio nodoso. Bajando la p0, (20 % de 0,~ aumenta el consumo de glucosa en el
cuerpo carotídeo en un 44 %, pero no en el ganglio nodoso. Las células tipo 1 constituyen
el componente con mayor consumo de glucosa dentro del cuerpo carotídeo.
25
El descenso en la p0, disminuye la conductancia al K+ en las células tipo 1
disgregadas. Se sugiere la presencia de un mecanismo de transducción que podria disparar
la despolarización y activación de la bomba de sodio. El gasto de ATP por la bomba de
sodio podría llevar a una retroalimentación de activación en el consumo de glucosa.
(Lopez-Bameo y col., 1988).
., . . . . .,de laglucosa en laficncron qmmorrecqtora, y par&rpacron de los receDtores
, .o-setw carotrdeo en la homgm&ws de laglucosa .
Varios autores han estudiado los efectos que se producen al inhibir el proceso
glucolítico en las células quimiorreceptoras, o al eliminar la glucosa del líquido de
perfusión. El monoyodoacetato, factor que inhibe la glucólisis anaeróbica nulifica la
respuesta a la anoxia, pero no la respuesta al exceso de CO, (Winder, 1937). En 1952,
Jarisch y col., observan que la inyección de monoyodoacetato en la carótida produce un
aumento en la descarga de los quimiorreceptores cuando se utilizan concentraciones
pequeñas (concentraciones que no alcanzarían a evitar la glucólisis anaeróbica).
Krylov y A.nichkov, 1966, estudiando diversos inhibidores metabólicos, postulan
que la interferencia en la producción de ATP, y la ausencia de glucosa dan como resultado
una pérdida en la sensibilidad de los quimiorreceptores carotídeos; estos mismos autores
concluyen que los receptores del cuerpo carotídeo requieren glucosa para responder a los
estímulos. Mas recientemente, Obeso y col., 1989, encuentran que la hipoglucemia o la
sustitución de glucosa por 2-desoxiglucosa (que induce glucopenia celular por inhibición
en la utilización de glucosa), incrementan de forma importante la descarga
quimiosensorial. De todos estos estudios se desprende que un nivel de glucosa apropiado
es importante para mantener la actividad quimiorreceptora normal.
2 6
Utilizando una preparación de seno carotídeo aislado de la circulación general,
Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, muestran que la perfusión de glucosa al seno,
deprime la actividad quimiorreceptora y la respuesta a la inyección de CN; la respuesta de
los barorreceptores, en estas condiciones, no se altera. Estos resultados, y los
experimentos con disociación de baro y quimiorreceptores, indican un efecto selectivo de
la glucosa sobre ambos tipos de receptores.
Con respecto a la posible intervención de los receptores carotídeos en la
homeostasis de la glucosa, los experimentos de Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988,
indican que los niveles de glucosa sanguínea se alteran después de la estimulación baro y/o
quimiorreceptora, y se obtiene un reflejo hiperglucémico con aumento de la diferencia
vena-arteria (V-A) de glucosa hepática. La estimulación eléctrica del cabo central del
nervio carotídeo en gatos, también induce el reflejo hiperglucemiante (Alvarez-Buylla y de
Alvarez-Buylla, 1990). El mecanismo efector en estas hiperglucemias reflejas es a través
de neurohipófisis, adrenales e hígado.
Los trabajos clásicos de Houssay, plantean que la hipófisis participa en la
homeostasis de la glucosa, y demuestran la acción diabetogénica de los extractos
pituitarios (Houssay y Magenta, 1924; Houssay, 195 1). En los experimentos de Alvarez-
Buylla, realizados en ratas, la estimulación con CN de los receptores del cuerpo carotídeo
produce un aumento inmediato en la salida de glucosa hepática. Después de la
adrenalectomía bilateral o de la neurohipofisectomía, la misma dosis de CN falla para
incrementar la salida de glucosa hepática. La secreción refleja de glucosa por el hígado se
mantiene después de la adenohipofisectomía, o en ratas adrenalectomizadas con
autotrasplante adrenal a epiplón (Alvarez-Buylla y col., en preparación), indicando que la
estimulación es humoral. La liberación de catecolaminas adrenales en respuesta a la
2 7
hipoxia del glomus carotídeo es un componente sustancial que persiste aún después de la
denervación adrenal (Critchley y col., 1980).
La reducción en la diferencia V-A de glucosa hepática, observada después de
pefindir la región del seno con plasma rico en glucosa, representa una prueba más de la.participación de los receptores carotídeos en la homeostasis de la glucosa por el hígado
(Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988). Existe una correlación significativa entre los
cambios de NA y la concentración de glucosa después de la estimulación eléctrica de los
nervios hepáticos (Garceau y col., 1983), y se ha visto que la estimulación de los baro y
quimiorreceptores del cuerpo-seno carotídeo ocasiona liberación selectiva de adrenalina o
NA de la médula adrenal (Critchley y col., 1980).
En el gato los receptores del cuerpo-seno carotídeo, tónicamente activos bajo
niveles de glucosa normales, aumentan su actividad después de la aplicación de CN al seno
aislado, observándose un incremento en la retención de glucosa por el cerebro. Por el
contrario, los animales con cuerpo-seno carotídeo denervados, no muestran cambios en la
retención de glucosa cerebral (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988). Estas
observaciones están de acuerdo con otras anteriores, que apoyan la presencia de una
neurosecreción en el LCR, pocos segundos después de la estimulación eléctrica del cabo
central del vago abdominal, o de microinyecciones de insulina en la zona insulinosensible
abdominal (irrigada por el tronco celiaco) (Alvarez-Buylla, 197 1). Las inyecciones de
glucosa en el LCR inducen un aumento en la secreción de insulina pancreática
acompañado de glucosuria (Alvarez-Buylla y col., 1986).
Menéndez y Atrens, 1991, observan que la inyección de insulina en el núcleo
ventral del hipotálamo activa al sistema nervioso simpático para inducir la liberación de
28
adrenalina y NA inhibiendo a su vez la liberación de insulina pancreática con un aumento
subsecuente de la glucosa sistémica. La NA actúa a través de receptores D-adrenérgicos
sobre las superficies de las células glíales aumentando los niveles de AMPc y estimulando
la secreción de glucosa a partir de los almacenes de glucógeno. La inyección intracisternal
de insulina produce una disminución de los niveles de glucosa en el LCR y una
disminución de catecolaminas en sangre periférica (Alvarez-Buylla y col., 1986)
La concentración de hemoglobina aumenta al bajar la p0, (a través de la acción de
eritropoyetina sobre la médula ósea, y formación de nuevos eritrocitos). Es interesante,
que después de la estimulación de las zonas reflexogénicas cardioaórtica y senocarotídeas
con CN, in vivo, se produce una liberación de glucosa a partir de los almacenes de
glucógeno en los eritrocitos. Estas células se comportan como hepatocitos circulantes
(Guarner y Alvarez-Buylla, 1989).
Wozniak y col., 1993, plantean que los almacenes de glucógeno de las células
glíales pueden ser la fuente de glucosa para las neuronas y para las propias glías. La
insulina disminuye la captura de NA por las neuronas, incrementándose la concentración
de este neurotransmisor en la hendidura sináptica, que a su vez actúa sobre los receptores
R-adrenérgicos en la superficie de las células glíales para inducir una elevación de los
niveles de AMI%, y subsecuentemente la liberación de glucosa a partir de los almacenes de
glucógeno al líquido extracelular (Wozniak y col., 1993).
Hipótesis de trabajo
Disponemos de gran cantidad de información con respecto a la influencia de los
receptores del cuerpo-seno carotídeo y arco aórtico en la regulación de la función
29
respiratoria y de la presión arterial (Heymans y col., 193 1; Alvarez-Buylla, 195 1, 1954;
Torrance, 1977; Eyzaguirre y Zapata, 1984). Sin embargo, la correlación entre
concentración de glucosa y actividad quimiorreceptora, así como el análisis de la
participación de los receptores del seno y cuerpo carotídeo en la homeostasis de la
glucosa, son aún pobres (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988).
La glucosa es fuente imprescindible de energía para el SNC, con el 0,, participa en
la fosforilación oxidativa, proporcionando ATP para la respiración neuronal. Hay razones
anatómicas para sospechar la existencia de interorreceptores que proporcionan
información al SNC para llevar a cabo la integración metabólica. La utilización de glucosa
por el cerebro parece ser independiente del efecto de la insulina. En trabajos anteriores,
Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988, postulan la participación de las zonas
reflexogénicas del cuerpo-seno carotídeo en la homeostasis de la glucosa. Una
disminución en las descargas barorreceptoras, provocada por la oclusión carotídea, o la
estimulación quimiorreceptora con pequeñas dosis de CN, aumenta los niveles de glucosa
en sangre arterial y en LCR en perros y gatos. Por otro lado, la infusión de glucosa en el
seno carotídeo aislado circulatoriamente, disminuye significativamente los impulsos en el
nervio de Hering. Es decir, estos receptores estarían involucrados en proporcionar
información de todas las variables necesarias para la respiración neuronal: p02, pCO,,
presión arterial, temperatura y glucosa.
En este trabajo nos proponemos comprobar la participación de los baro y
quimiorreceptores senocarotídeos en la homeostasis de la glucosa en la rata, estudiando su
función en la captación de glucosa por el cerebro. Postulamos que hay un sistema dual
para la captación de glucosa: a) para las células del sistema nervioso, y b) para los otros
tipos celulares.
30
OBJETIVO
El objetivo fundamental de este trabajo es: estudiar, en ratas, la participación de
los receptores cuerpo-seno carotídeo en la regulación de glucosa sistémica, y su retención
enceflica.
Objetivos espectficos
l.- Investigar la intervención de los barorreceptores del seno carotídeo en la
homeostasis de la glucosa, y en su retención encefálica. Comprobar la participación del
nervio carotídeo como vía aferente de los reflejos hiperglucemiantes por estimulación
barorreceptora. Para estos fines utilizaremos los siguientes protocolos:
a) Estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo por oclusión de ambas
carótidas primitivas (reflejo de Hering) en ratas normales.
b) Estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo en ratas con los dos
nervios de Hering seccionados.
c) Estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado en ratas
con ambos nervios de Hering seccionados.
2.- Utilizando una preparación de seno carotídeo temporalmente aislado de la
circulación general, estudiar la intervención de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo
sobre la regulación de la glucemia y su retención por encéfalo. Analizar el efecto de la
31
glucosa inhndida en el seno, simultaneamente con el estímulo anóxico. Con este fin
utilizaremos los siguientes protocolos:
a) Estimulación de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo con NaCN
infhdido en el seno carotídeo temporalmente aíslado de la circulación general.
b) Estimulación de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo con NaCN +
glucosa en la misma preparación.
32
MATERIAL Y METODOS
Animales y técnicas quirúrgicas
Los experimentos se realizaron en 26 ratas Wistar de ambos sexos de 400-500
g. de peso, en ayuno de 18 horas. Los animales se anestesiaron con pentobarbital sódico,
3 mg/100 g por vía intraperitoneal y se mantuvieron con respiración artificial. Se utilizó
un respirador Palmer conectado a la cánula traqueal por vía bucal, con frecuencia de 40
respiracionesknin y presión positiva hasta evitar los movimientos respiratorios de la rata.
El nivel de anestesia se mantuvo constante por infusión intraperitoneal contínua (2
gotas/min) del anestésico diluído en solución salina (1.8 mg/100 ml). La profundidad de la
anestesia se vigiló periódicamente examinando la respuesta palpebral.
Se colocó la rata sobre la mesa de operaciones (Alvarez-Buylla y col., 1991) en
decúbito dorsal. Se realizó incisión por línea media en cara ventral del cuello, desde un
cm por debajo del maxilar inferior hasta el borde anterior del esternón. Se localizó la vena
yugular externa derecha, se disecó en un tramo de 2 cm, con ayuda de ganchillos de
vidrio, y se dejó referida entre dos ligaduras sin interrumpir la circulación.
Con disección roma se separaron hacia ambos lados los músculos
esternohioideo, hornohioideo y esternomastoideo hasta llegar a las carótidas primitivas.
Las dos arterias carótidas se separaron del paquete vasculonervioso y se disecaron en un
tramo de 2 cm partiendo de la bifurcación carotídea en dirección caudal. Se disecaron
también las arterias carótida externa derecha, carótida interna derecha y lingual derecha.
Todos estos vasos se dejaron referidos entre dos ligaduras sin interrumpir la circulación.
33
En algunos protocolos experimentales, se preparó el nervio de Hering utilizando la
técnica de Alvarez-Buylla (Alvarez-Buylla, 1950). Se alcanzó la región senocarotídea a
través de la línea que separa el borde externo del esternohioideo del borde interno del
esternomastoideo; este último músculo se seccionó, lo mismo que el digástrico, haciendo
la resección de los ganglios linfáticos que cubren la superficie externa de la bifurcación
carotídea. Se disecó el tejido conjuntivo que une la cara externa de la bifurcación
carotídea con el nervio hipogloso y tejidos adyacentes; también se disecó el conjuntivo que
une la carótida interna a los ganglios nodoso y simpático cervical superior. Se
seccionaron las ramas musculares que salen del nervio glosofaríngeo, y se continuó la
disección de este nervio hasta su entrada por el foramen yugular. Una vez terminada la
disección del nervio glosofaríngeo se localizó la salida del nervio de Hering y se disecó
con la ayuda de pequeños ganchillos de vidrio hasta su llegada al cuerpo carotídeo (la
preparación contenía fibras procedentes de quimio y barorreceptores). Tanto en los
experimentos con denervación, como en los que se utilizó la estimulación eléctrica del
nervio de Hering, se seccionaron ambos nervios inmediatamente después de su salida del
cuerpo carotídeo, previa ligadura con hilo de seda (000000).
El seno carotídeo derecho se aisló temporalmente de la circulación cefálica
durante la inyecciones de cianuro de sodio (NaCN) y glucosa en la arteria carótida común
derecha, por medio de un catéter de polietileno (Clay Adams PE-10) (JJ en figura 7). La
arteria carótida externa se cateterizó a través de la arteria lingual con un catéter de
polietileno (Clay Adams PE-50), por medio de este catéter se derivó la sangre del seno
carotídeo durante el tiempo de las inyecciones al seno (JS en la figura 7). Tanto la
carótida externa derecha (por encima de la arteria lingual) como la carótida interna
derecha (cerca del foramen yugular) se ocluyeron temporalmente (SO-60 seg) con objeto
de evitar que el NaCN o la glucosa penetraran a la circulación cerebral y/o general. Las
34
arterias faringea y occipital derechas se ligaron permanentemente. Una vez terminadas las
inyecciones, se abrieron inmediatamente las carótidas externa e interna para restaurar la
circulación normal.
Las muestras de sangre se obtuvieron de catéteres heparinizados, introducidos
en: arteria femoral hasta la aorta abdominal (Clay Adams PE-lo), y seno yugular, a través
de la vena yugular externa derecha (Dow Corning 602- 155), sin interrumpir la circulación
en los vasos (Alvarez-Buylla y Bencosme, 1981). Al final de cada experimento se verificó
la colocación correcta de los catéteres. Las muestras de sangre se mantuvieron en hielo
hasta su centrifugación, se centrifugaron durante 5 minutos a una velocidad de 3000
rev/min, utilizando una centríífUga refrigerada (Beckman T J-6).
Los cambios en la actividad barorreceptora se produjeron por la oclusión
simultánea de las dos arterias carótidas comunes (reflejo de Hering) durante 90 segundos;
la estimulación quimiorreceptora se realizó por la inyección lenta de NaCN (3-5 ug/lOO g
en 0.1 ml de solución salina) al seno carotídeo derecho temporalmente aíslado, con una
aguja del número 27 (para evitar la estimulación barorreceptora, Alvarez-Buylla, 1954).
En algunos experimentos se administraron inyecciones de NaCN (misma dosis anterior) +
glucosa (0.2 rnl al 40 %) en el seno carotídeo derecho temporalmente aíslado de la
circulación.
La estimulación eléctrica del nervio carotídeo derecho seccionado, se hizo
colocando el cabo cefálico sobre un electrodo unipolar de alambre de platino conectado a
un estimulador (Grass S4) y otro electrodo indiferente colocado en una región próxima
(alfiler de seguridad subcutáneo). Se aplicaron pulsos de onda cuadrada (2 mseg, 5 V, 20
cicloskeg) durante 90 segundos.
35
Medidas de glucosa y registro respiratorio
La concentración de glucosa sanguínea se midió en mg/dl por el método de
glucosa-oxidasa en un autoanalizador Beckman, en muestras de 10 ul de plasma,
obtenidas de los catéteres heparinizados. Con este método, se determina la concentración
de glucosa a partir de la depleción de 0, en una solución de glucosa-oxidasa saturada con
0,. El consumo de 0, es directamente proporcional a la concentración de glucosa en la
muestra (Kadish, 1965). Los datos se expresaron en valores absolutos. En algunas
gráficas, para hacer comparaciones directas de las respuestas, los datos se representaron
como cambios en por ciento del valor basal, tomando el promedio de los 2 ó 3 valores
basales (representado en las gráficas como tiempo=O).
La retención de glucosa encefálica se calculó por la diferencia entre los valores
de la concentración de glucosa arterial y la concentración de glucosa en el seno yugular
(diferencias A-V de glucosa).
El registro respiratorio se realizó utilizando un transductor de presión
volumétrico (Grass PT-5-A) conectado a un polígrafo Grass-7. La entrada del
transductor se conectó a la cánula traqueal, interrumpiendo la respiración artificial durante
la maniobra experimental.
Protocolo experimental
Las ratas fueron sometidas a los siguientes procedimientos experimentales
(véase figura 7):
36
A).- Estimulación barorreceptora del seno carotídeo (reflejo de Hering) en 10
ratas.
B).- Estimulación barorreceptora del seno carotídeo (reflejo de Hering) después
de seccionar ambos nervios carotídeos en 5 ratas.
C).- Estimulación barorreceptora del seno carotídeo por oclusión de las
carótidas comunes durante 90 seg, en 5 ratas con ambos nervios carotídeos seccionados, y
estimulación eléctrica del cabo central del nervio carotídeo seccionado.
D).- Estimulación quimiorreceptora del cuerpo carotídeo con NaCN (3-5
pg/lOO g en 0.1 ml de solución salina), y estimulación quimiorreceptora del cuerpo
carotídeo con NaCN (misma dosis anterior)+glucosa (0.2 ml-40 %) en 6 ratas.
En la mayor parte de los experimentos, el tiempo para las tomas de muestras de
sangre fhe de 38 min: un periodo control-basal de 6 min (representado en las gráficas
como tiempo=O) antes de la intervención experimental (tres muestras), y un periodo
experimental de 32 min (2 min, 4 min, 8 min, 16 min y 32 min), después del estímulo. En
cada tiempo se tomaron 0.1 ml de sangre arterial y 0.1 ml de sangre venosa.
En el protocolo D (inyección de NaCN solo, o NaCN + glucosa), el tiempo de
obtención de las muestras de sangre he de 20 min, con un periodo basal de 4 min (-4 min
y -2 min), y un periodo experimental de 16 min (2 min, 4 min, 8 min y 16 min).
37
C
ACI
wACE
,YL
a
D ME
FIG. 7. Representación esquemática de la región del seno carotídeo que muestra las
distintas variables experimentales: (A) estimulación barorreceptora por oclusión carotídea;
(B) estimulación barorreceptora por oclusión carotídea, y sección del nervio de Hering;
(C) estimulación barorreceptora por oclusión carotídea, y estimulación eléctrica del cabo
central del nervio de Hering seccionado; (D) preparación del seno carotídeo aíslado de la
circulación general, y estimulación quimiorreceptora; (ACC) arteria carótida común;
(ACE) arteria carótida externa; (ACI) arteria carótida interna; (AL) arteria lingual; (CC)
cuerpo carotídeo; (E.E.) estimulación eléctrica; (JI) jeringa de infkión; (JS) jeringa para
derivar la sangre durante la infhión de drogas al seno carotídeo; (L) ligadura temporal;
(NSC) nervio del seno carotídeo o nervio de Hering; (S) sección en el nervio de Hering.
38
Análisis estadistico
Los datos fueron analizados estadisticamente con la prueba de t de Student,
comparando los correspondientes a los valores basales con los de cada punto
experimental. Cuando las varianzas fueron heterogéneas se utilizó la prueba de Cochran y
Cox, 1962. El valor fùe considerado significativo cuando *p<O.OS, **p<O.O25, y
***p<O.OOl. En todas las gráficas, las líneas verticales representan los errores estándar.
Las probabilidades (valor de “p”) entre los datos de las diferencias A-V de glucosa con
respecto a su basal, se calcularon como muestras pareadas.
39
RESULTADOS
Estimulacidn barorreceptora por oclusidn carotidea en ratasnormales
Para demostrar la intervención de los barorreceptores del seno carotídeo en la
homeostasis de la glucosa sistémica, y en la retención de este carbohidrato por encéfalo, se
realizaron los siguientes experimentos:
En 10 ratas se estimularon los barorreceptores del seno carotídeo, por oclusión
de las 2 carótidas primitivas durante 90 seg (reflejo de Hering). Dos min después del
inicio del estímulo, se observó un aumento en la concentración de glucosa en sangre, que
alcanzó valores máximos entre 8 y16 min (curvas en la figura 8). Ocho min después del
estímulo, la glucosa arterial aumentó desde 142kS mgId (t=O) hasta 186*10 mg/dl,
paralelamente, la glucosa en el seno venoso aumentó desde 125k4 mg/dl (t=O) hasta
155*8 mg/dl. La comparación estadística entre las diferencias A-V de glucosa basal y las
diferencias A-V obtenidas después de la estimulación, fue significativa a los 2, 4 y 8 min;
el efecto máximo se obtuvo a los 8 min después de la estimulación, en que la retención de
glucosa cerebral subió de 17*3 mg/dl (t=O) a 3 lk5 mg/dl (figura 9). Es decir, el reflejo de
Hering indujo: 1) aumento reflejo en la concentración de glucosa sanguínea, y 2) aumento
reflejo en la retención de glucosa por encéfalo.
40
180
160
0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2
TIEMPO (MIN)
FIG. 8. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo sobre la
glucemia en ratas (n=lO). (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa en el seno yugular. La
flecha indica el inicio de la estimulación; (O.C.) oclusión simultánea de las dos carótidas
primitivas. El tiempo=0 es el promedio de 3 muestras basales. En esta gráfica, y en las
siguientes, las líneas verticales representan los errores estándar.
Observe que el aumento en la concentración de glucosa en la sangre arterial es mayor que
el de la sangre venosa.
41
0.?aQ
40
30
20
10
00 2 4 8 16 32
TIEMPO (MIN)
FIG. 9. Efecto de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo sobre la
retención de glucosa por cerebro en ratas (expresada como la diferencia A-V de glucosa)
(n=lO). La flecha indica el momento de la estimulación; (0.C) oclusión simultanea de las
dos carótidas primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales. Los
asteriscos indican el nivel de significancia, *p<O.OS, **p<O.O25, ***p<O.OOl.
Note que la retención de glucosa encefálica aumenta en forma inmediata después del
estímulo.
42
Estimulación barorreceptora por oclusidn carotidea en ratasnormales, antes y después de la seccidn de los dos nervios deHering
Con objeto de ver si los resultados obtenidos en el protocolo anterior, se debían
a la estimulación barorreceptora propiamente dicha, y no a una disminución en el flujo
sanguíneo cerebral, se realizaron los siguientes experimentos control.
En 5 ratas, antes de la sección de los nervios carotídeos, la oclusión de las
carótidas provocó incrementos paralelos en las concentraciones de glucosa en sangre, y en
las diferencias A-V de glucosa cerebral. Los resultados obtenidos fueron semejantes a los
del protocolo anterior; 8 min después del inicio de la oclusión, la glucosa arterial subió
desde 113*12 mg/dl (t=O) hasta 157k6 mg/dl; en el mismo tiempo, la glucosa en el seno
venoso subió desde 84*13 mg/dl (t=O) hasta ll lk7 mgId (figura 1OA). La diferencia A-
V de glucosa en estas ratas, aumentó de 2W3 mg/dl (t=O) a 46*9 (t=8 min). Por lo tanto,
se confirma que la estimulación barorreceptora provoca aumentos paralelos en las
concentraciones de glucosa en sangre y en la retención de glucosa por el cerebro. El
aumento en la diferencia A-V de glucosa fue significativo desde los 2 min hasta los 16 min
postestimulación (figura 11 A).
Se repitió la estimulación en las mismas ratas, después de la sección de ambos
nervios carotídeos. En estas condiciones, el estímulo barorreceptor provocó cambios muy
variables en las concentraciones de glucosa arterial y venosa, y que no tuvieron
significación estadística (figura 1OB). Tampoco se observaron aumentos en las diferencias
A-V de glucosa enceftiica (figura 11B). De estos experimentos concluímos que la sección
de ambos nervios de Hering anula la retención refleja de glucosa por el cerebro.
4 3
O.C.
- 0 - a----l ---’ v
O.C.260
180 360-
320-
1
280-
60 240
20 2 0 0 '0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 20 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2
ATIEMPO (MIN)
B
FIG. 10. Efectos de la estimulación barorreceptora del seno carotídeo sobre la glucemia
en ratas (n=5). (A) Ratas normales; (B) mismas ratas que en (A) después de la sección de
los dos nervios de Hering. (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa del seno yugular. Las
flechas indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión simultánea de ambas
carótidas primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales.
Note que en las ratas denervadas (B) el incremento en las concentraciones de glucosa
arterial y venosa es paralelo.
44
O.C.70
60
50
40
30
20
10
0
70 -
60 -
0 2 4 8 16 32 0 2 4 8 16 32
A BTIEMPO (MIN)
FIG. ll. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo sobre la
retención de glucosa cerebral en ratas (expresada como la diferencia A-V de glucosa)
(n=S). (A) Ratas normales; (B) mismas ratas que en (A) después de la sección de los dos
nervios de Hering. Las flechas indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión
simultánea de ambas carótidas primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3
muestras basales; (*p<O.OS, **p-=0.025, ***p<O.OOl).
Observe que en las ratas denervadas (B) no hay aumento en la retención de glucosa
cerebral.
45
Para hacer la comparación de los resultados obtenidos con la estimulación
barorreceptora, antes y después de la sección de los nervios carotídeos, en la figura 12
grafkamos los valores de las diferencias A-V de glucosa como cambios porcentuales con
respecto al promedio de las muestras basales. Se ve que la retención de glucosa por
encéfalo a los 2, 4, 8, 16 y 32 min después de la oclusión carotídea, alcanzó valores
significativamente mayores en las ratas antes de la sección de los nervios de Hering
(columnas obscuras).
Los resultados obtenidos en las ratas denervadas, nos indican que las respuestas
reflejas, de hiperglucemias y retención de glucosa por el cerebro, se deben a impulsos
aferentes generados en los receptores del seno carotídeo y conducidos por el nervio de
Hering a SNC.
Estimulacidn ekktrica del cabo central del nervio de Heringseccionado en ratas denervadas
La intervención del nervio de Hering como conductor de señales aferentes
generadas en los barorreceptores senocarotídeos, y conducidas al SNC, se comprobó en
los experimentos con estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering
seccionado.
En 5 ratas denervadas (sección de ambos nervios de Hering), se repitió la
estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo por oclusión carotídea. Los
resultados obtenidos fueron semejantes a los del protocolo anterior con ratas normales,
después de la sección de los nervios de Hering (figura 13A). Es decir, hubo incrementos
46
n NO.C. El D
0 2 4 8 16 3 2
TIEMPO (MIN)
FIG. 12. Comparación de los efectos obtenidos por estimulación barorreceptora del seno
carotídeo sobre la retención de glucosa cerebral (expresada como la diferencia A-V de
glucosa) (n=5). (N) Ratas normales (columnas obscuras); (D) mismas ratas que en (N)
después de la denervación del seno carotídeo (columnas claras). Para facilitar la
comparación, los valores se expresan como cambios en porcentaje de la basal. La flecha
indica el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión simultánea de las dos carótidas
primitivas. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales; (*p<O.O5,
**p<o.o25, ***p<o.ool).
Note que el aumento en la retención de glucosa cerebral se obtiene, unicamente, antes de
la denervación.
47
paralelos, no significativos, de las glucemias arterial y venosa, y no se presentó el aumento
en la diferencia A-V de glucosa (figura 14A). Sin embargo, la estimulación eléctrica del
cabo central de uno de los nervios de Hering seccionados, produjo en todas las ratas, un
aumento significativo en la concentración de glucosa sanguínea (figura 13B), acompañado
de un incremento en las diferencias A-V de glucosa en la sangre enceftiica (figura 14B).
La diferencia A-V de glucosa basal (t=O) fue 24*6 mg/dl, y 16 min después de la
estimulación alcanzó un valor máximo de 44*10 mg/dl(p<O.O25).
Los efectos en la retención de glucosa encefálica después de la estimulación
barorreceptora en ratas con ambos nervios de Hering seccionados, fueron comparados
con los obtenidos después de la estimulación eléctrica del cabo central del nervio de
Hering seccionado en las mismas ratas (figura 15). Estos resultados se expresaron como
cambios en el porcentaje con respecto a la basal (promedio de 3 muestras, 100 %),
observándose un aumento significativo en la retención de glucosa cerebral únicamente en
los experimentos con estímulo eléctrico; el efecto máximo se obtuvo a los 16 min del
inicio de la aplicación del estímulo (185 O/o), pero los valores alcanzados a los 2 mm
después de la estimulación, ya fueron significativos (compare las columnas claras con las
columnas obscuras en la figura 15).
Estimulacidn quimiorreceptora con NaCN solo, 6 con NaCN +glucosa en ratas normales
Para demostrar la intervención de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo en
la homeostasis de la glucosa sistémica, y en la retención de glucosa por encéfalo, se
realizaron los siguientes experimentos.
48
260
240
140-
1
aV
E.E.320-
112o;.I*,.I'I '1'1'1.1' 180;~1~1~1~,~1~,.,.,~
0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2 0 4 8 1 2 1 6 2 0 2 4 2 8 3 2
A B
TIEMPO (MIN)
FIG. 13. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo, y la
estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado, sobre la glucemia
en ratas con ambos nervios carotídeos seccionados (n=5). (A) Oclusión carotídea; (B)
estimulación eléctrica. (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa del seno yugular. Las flechas
indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión carotídea; (E.E.) estímulación
eléctrica. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales.
Note que en (B) el aumento en la concentración de glucosa en la sangre arterial es mayor
que el de la sangre venosa.
4 9
E.E.
1
**
**
T T
0 0 . .0 2 4 8 16 32 0 2 4 8 16 32
A BTIEMPO (MIN)
FIG. 14. Efectos de la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo, y la
estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado, sobre la retención
de glucosa cerebral (expresada como la diferencia A-V de glucosa) en ratas con ambos
nervios de Hering seccionados (n=S). (A) Oclusión carotídea; (B) estimulación eléctrica.
Las flechas indican el momento del inicio del estímulo; (O.C.) oclusión simultánea de
ambas carótidas primitivas; (EE.) estimulación eléctrica del cabo central del nervio de
Hering seccionado. El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales; (*p<O.O5,
**p<o.o25, ***p<o.ool).
Observe el aumento significativo de la retención de glucosa cerebral después del estímulo
eléctrico.
50
n200-
180-
160-
140-
120-
IOO-
8o l
60-1
40-l
20-l
l0-r
O.C. E.E. qI I
0 2 4 8 16 32
TIEMPO (MIN)
FIG. 15. Comparación de los efectos obtenidos por estimulación barorreceptora del seno
carotídeo y por estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado,
sobre la retención de glucosa cerebral (expresada como la diferencia A-V de glucosa), en
ratas denervadas (n=5). (O.C.) Oclusión carotídea (columnas obscuras) ; (E.E.) estímulo
eléctrico (columnas claras). Para facilitar la comparación, los valores se expresan como
cambios en porcentaje de la basal. La flecha indica el momento del inicio de los estímulos.
El tiempo=0 representa el promedio de 3 muestras basales; (*p<O.O5, **p<O.O25,
***p<o.ool).
Note el aumento significativo de la retención de glucosa cerebral después del estímulo
eléctrico.
51
En 6 ratas se estimularon los quimiorreceptores con NaCN (3-5 pg/lOO g)
infhndido en el seno carotídeo temporalmente aíslado de la circulación. Después de la
infusión de NaCN, en forma inmediata, se registró un incremento importante en la
amplitud y frecuencia de los movimientos respiratorios. Estos efectos se mantuvieron
durante el tiempo que duró la estimulación quimiorreceptora (50 seg), una vez finalizada
la infhión, los movimientos respiratorios basales se recuperaron en forma paulatina
(figura 16).
La estimulación quimiorreceptora, con la misma dosis de NaCN, causó también
incrementos en las concentraciones de glucosa plasmática a partir de los 4 min del inicio
de la infusión. Los valores de glucemia basal obtenidos antes del estímulo (t=O) fueron
134k6 mg/dl en sangre arterial, y 114*4 mg/dl en sangre venosa; después del estímulo
quimiorreceptor se registró un aumento mayor en la concentración de glucosa en sangre
arterial, que alcanzó valores máximos a los 16 min después del inicio de la infksión de CN
(19218 mg/dl); el valor promedio de glucosa en la sangre del seno yugular, en el mismo
tiempo, fke 161U4 mg/dl (figura 17). El aumento en la diferencia A-V de glucosa tie
significativo a los 4 y 8 min después de la infusión de NaCN (figura 19, columnas
obscuras).
Con objeto de ver si la glucosa petindida en el seno carotídeo deprime la
respuesta de los quimiorreceptores al CN, se realizó el siguiente protocolo experimental.
En las mismas ratas se repitió la infhión de NaCN (3-5 pg/lOO g) acompañada de una
solución de glucosa (0.2 ml 40 %) en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado. En
estas condiciones, las concentraciones de glucosa arterial y del seno yugular aumentaron
en forma paralela. Los valores basales promedio (t=O) obtenidos, fueron: 185*19 mg/dl
para la sangre arterial, y 16 lkl0 mg/dl para la sangre venosa; 16 min después del inicio de
52
íO seg
FIG. 16. Efecto de la estimulación de los quimiorreceptores del cuerpo carotídeo con
NaCN (3-5 pg/lOO g) sobre la respiración en ratas. La barra superior indica el tiempo que
duró la infhión de NaCN en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado. La barra inferior
indica la calibración del tiempo.
Observe un aumento en la amplitud y en la frecuencia de los movimientos respiratorios
durante la inhsión de NaCN.
53
180
160
140
120
100
801 m,.,.,.,'0 4 8 12 16
TIEMPO (MIN)
FIG. 17. Efectos de la estimulación (NaCN) de los quimiorreceptores del cuerpo
carotídeo sobre la glucemia en ratas (n=6). (a) Sangre arterial; (v) sangre venosa en el
seno yugular. La flecha indica el inicio de la estimulación; (NaCN), infusión de NaCN (3-
5 @lOO g) en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado. El tiempo=0 representa el
promedio de 2 muestras basales.
Note que el aumento en la concentración de glucosa en la sangre arterial es mayor que el
de la sangre venosa.
54
la infusión de CN+glucosa, la glucemia arterial subió hasta 232*38 mg/dl y la venosa hasta
208*29 mg/dl (figura 18). Las diferencias A-V de glucosa, en estas condiciones, no
fueron significativas con relación a la basal (figura 19, barras claras).
Los resultados obtenidos en el protocolo anterior, muestran que la glucosa
infundida simultaneamente con el estímulo quimiorreceptor (NaCN) al seno carotídeo
circulatoriamente aíslado, deprime la respuesta efectora producida por el CN solo.
55
eaN a C N + G L U . ----*--- v
28C
260
240
180
160
140 I ’ , . , . , d
0 4 8 12 16
TIEMPO (MIN)
FIG. 18. Efectos de la estimulación de los quimiorreceptores senocarotídeos acompañada
de una infusión de glucosa (NaCN+Glu) sobre la glucemia en ratas (n=6). (a) Sangre
arterial; (v) sangre venosa en el seno yugular. La flecha indica el inicio de la estimulación
por la infusión de NaCN (3-5 ug/lOO g) + glucosa (0.2 ml 40 %) en el seno carotídeo
circulatoriamente aíslado. El tiempo=0 representa el promedio de 2 muestras basales.
Note que las concentraciones de glucosa en sangre arterial y venosa aumentan en forma
paralela.
56
Nd% NaCN+GLU. q
Y **T TT
TIEMPO (MIN)
FIG. 19. Comparación de los efectos obtenidos por estimulación quimiorreceptora del
cuerpo carotídeo con NaCN solo, ó con NaCN + glucosa sobre la retención de glucosa
cerebral (expresada como la diferencia A-V de glucosa) en ratas (n=6). Columnas
obscuras, NaCN (3-5 @OO g); columnas claras, NaCN (misma dosis) + glucosa (0.2 rnl
40 %). El tiempo=0 representa el promedio de 2 muestras basales; (*p<O.O5, **p<O.O25,
***p<o.ool).
Observe que la retención de glucosa cerebral, aumenta significativamente, solo, cuando se
infhde el NaCN sin glucosa.
57
DISCUSION
Estos estudios fueron diseñados para investigar los efectos de la estimulación de
los receptores del cuerpo-seno carotídeo en la homeostasis de la glucosa en ratas, y
analizar la retención de ghrcosa por el cerebro en estos animales.
Los resultados de la primera serie de experimentos muestran que la estimulación
de los barorreceptores del seno carotídeo produce un aumento reflejo en las
concentraciónes de glucosa arterial y venosa (figuras 8, ZOA, y 13B), y este reflejo
hiperglucémico se presenta con un tiempo de latencia de 2 mm. Se observa también, en
forma paralela, un incremento significativo de la diferencia A-V de glucosa (figuras 9,
ll A, 12, 14B y 15), es decir, la sangre venosa procedente del cerebro (seno yugular) tiene
una concentración de glucosa, proporcionalmente menor, después de la estimulación
barorreceptora. Estos resultados concuerdan con las observaciones de Alvarez-Buylla y
de Alvarez-Buylla, 1988, 1990, obtenidas en otras especies y demuestran la presencia de
un aumento reflejo de la retención de glucosa por encéfalo.
LOS barorreceptores arteriales son receptores al estiramiento, las terminales
nerviosas sensibles a cambios en la presión sanguínea están localizadas en la adventicia y
en la túnica media de las paredes del seno y del arco aórtico (figuras 1 y 2).
Consecuentemente, un aumento de presión sanguínea, dilata las paredes de estos vasos, y
estimula a los barorreceptores (Sagawa, 1983), iniciando un reflejo de hipotensión, con
disminución de la frecuencia y contractilidad cardiacas, y del tono arteriolar. Las señales
aferentes procedentes de los barorreceptores llegan al centro cardiovascular del tallo
cerebral, donde se realiza la integración central (Rau y col., 1992). Por el contratio, la
5 8
hipotensión endosinusal por oclusión de las dos carótidas, desencadena una respuesta
refleja caracterizada por hiperventilación, aumentos en la frecuencia cardiaca y en la
presk% tie~%J (reB& de Herir@ (Alvarez-Buylla, 1954). Además de las respuestas
descritas, y cuya finalidad es aumentar el aporte de 0, al cerebro (Eugenin y col., 1989;
Finley y Katz, 1992), en nuestros experimentos encontramos, también, un aumento del
aporte de glucosa, molécula esencial para su respiración (figuras 8, lOA, y 13B). El
incremento en la diferencia A-V de glucosa en la circulación cefálica (arteria carótida
interna-seno yugular), indica que el cerebro ha retenido más cantidad de glucosa para su
metabolismo oxidativo.
La denervación del seno carotídeo (por sección de ambos nervios de Hering)
disminuye el reflejo hiperglucemiante (figura 1OB) obtenido por la estimulación
barorreceptora y anula el incremento en la retención de glucosa por el cerebro (figura
1 lB), es decir, la interrupción de las vías aferentes al SNC, elimina este reflejo. Se podría
pensar que los niveles elevados de glucosa, en estos experimentos, son la causa de la falta
de efectos. Esta posibilidad se descarta por los resultados obtenidos en ratas denervadas
con niveles basales de glucosa cercanos a los normales, donde la oclusión carotídea se
realizó en un primer tiempo, y tampoco produjo el reflejo hiperglucemiante ni el aumento
en la retención de glucosa encefálica (figuras 13A y 14B). Mas aún, en estas ratas, en un
segundo tiempo, la estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado
sí provocó el aumento en la concentración de glucosa sanguínea (figura 13B) y la
retención de glucosa por encéfalo (figura 14B). Los experimentos anteriores, apoyan el
papel de estos receptores en la homeostasis de la glucosa, y descartan la posibilidad de que
los efectos obtenidos se deban a una disminución en el flujo sanguíneo cerebral o a una
saturación de receptores encefálicos a la glucosa. Alvarez-Buylla y col., (trabajo en
preparación), sugieren que la neurohipófisis y la médula suprarrenal (adrenalina) participan
59
en la vía efectora de estos reflejos hiperglucemiantes, estimulando los almacenes hepáticos
(por glucogenolisis). La participación de las adrenales ha sido descrita con anterioridad
por Critchley, 1982.
Los receptores arteriales del cuerpo carotídeo son receptores secundarios o
compuestos (terminales nerviosas y células del glomus), y las fibras nerviosas procedentes
de éllos, responden con un aumento en las descargas cuando el cuerpo carotídeo se
expone a una gran variedad de estímulos: disminución de PO,, aumento de pCO,, aumento
de pH, ACh, CN, etc. (Alvarez-Buylla, 1950; Eyzaguirre y Fidone, 1978). Estas señales
constituyen el componente aferente del reflejo respiratorio. Existe una determinada
relación entre la cantidad de CN que se inyecta, la magnitud de las descargas que se
registran en el nervio carotídeo, y la magnitud de la respuesta respiratoria (Alvarez-Buylla,
1950) (figura 20). Es por ésto que las respuestas a la inyección intravenosa de CN se
utilizan para determinar la presencia o ausencia de vías neurales entre el cuerpo carotídeo
y los centros respiratorios (Serani y Zapata, 198 1).
Como ya hemos visto que el cuerpo carotídeo es sensible a múltiples factores,
decidimos probar su sensibilidad al CN y/o glucosa utilizando un diseño experimental que
se aproximara a las condiciones normales del animal. Con esta finalidad, Alvarez-Buylla y
de Alvarez-Buylla, 1988, describen la preparación del seno carótideo in vivo,
temporalmente aíslado de la circulación general durante las perfusiones al seno carotídeo,
esta preparación excluye la posibilidad que las inyecciones del CN o glucosa actúen en un
lugar diferente del seno mismo.
Con respecto a la posible participación de los quimiorreceptores del cuerpo
carotídeo en la homeostasis de la glucosa, utilizando la preparación descrita en el párrafo
60
FIG. 20. Quimogramas que muestran las respuestas reflejas sobre respiración y presión
arterial a diferentes dosis de cianuro de sodio (NaCN) en perro anestesiado con Nembutal.
Trazo superior: respuesta respiratoria; trazo inferior: presión arterial en mmHg. (A) 5 pg
de NaCN; (B) 10 vg de NaCN; (C) 20 pg de NaCN; (D) 80 vg de NaCN; (E) 160 vg de
NaCN; (F) 400 pg de NaCN.
Note que la respuesta umbral se obtiene con 5pg de NaCN, y después de la dosis de 80
pg, los receptores del cuerpo carotídeo disminuyen su sensibilidad. (Tomado de Alvarez-
Buylla, 195 1).
61
anterior, en la segunda serie de experimentos, mostramos que la estimulación de estos
receptores con NaCN, además de producir una respuesta hiperventilatoria (figura 16),
semejante a la descrita en trabajos anteriores (Alvarez-Buylla, 1952; Eyzaguirre y Zapata,
1984) modifica las concentraciones de glucosa arterial y venosa en la circulación cerebral
(figuras 17 y 18). La estimulación quimiorreceptora del cuerpo carotídeo, modifica
también la retención de glucosa cerebral. En efecto, la inyección de NaCN en el seno
aíslado, produjo, con un tiempo de latencia muy corto, un incremento significativo en la
retención de glucosa por el cerebro (figura 19, columnas obscuras). Esta retención podría
ser debida a la neurosecreción hipotetizada en trabajos anteriores (Alvarez-Buyfla, 1973;
Alvarez-Buylla y Bencosme, 1981), donde la estimulación de una zona reflexogénica
insulinosensible, desencadena, en pocos minutos, un reflejo hipoglucemiante con retención
de glucosa por encéfalo.
Nuestros experimentos muestran que la respuesta de los quimiorreceptores al CN
se modifica por la infusión de glucosa en el seno circulatoriamente aíslado. La infusión
simultánea de NaCN + glucosa elimina la retención de glucosa por el cerebro, ya que en
estas condiciones, las curvas de concentración de glucosa en sangre arterial y en el seno
yugular son paralelas (figura 18). Si asumimos que los barorreceptores del seno carotídeo
no se afectan por estas dosis pequeñas de CN (Alvarez-Buylla, 1954), el efecto
estimulador observado en las ratas normales debe atribuírse a la actividad
quimiorreceptora. El hecho que la infusión de glucosa no cambie las salvas
barorreceptoras (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988), apoya el efecto selectivo de
la glucosa sobre la función quimiorreceptora. Se ha demostrado que las soluciones
hiperosmóticas (99.3 mM de glucosa) aumentan la frecuencia de descarga en las fibras
quimiosensoras (Gallego y col., 1979). La posibilidad de que en nuestros experimentos la
glucosa (6 mM) contribuya al efecto estimulador, se descartó en trabajos anteriores en
62
donde las infusiones control de manito1 (misma molaridad que la glucosa) fueron
inefectivas (Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988).
Este estudio, y los de otros autores (González y col., 1985; Obeso y col., 1986;
Alvarez-Buylla y de Alvarez-Buylla, 1988; Alvarez-Buylla y col., en preparación) sugieren
que la glucosa es un elemento importante para la fìlnción quimiorreceptora. En los
trabajos citados, se demuestra que un exceso de glucosa deprime la actividad de los
receptores del cuerpo carotídeo, mientras que la falta de este substrato o su reemplazo con
2-desoxiglucosa, aumenta en forma clara la respuesta quimiosensora. De tal manera, que
la actividad normal de los quimiorreceptores es solo compatible con niveles apropiados de
glucosa en sangre. Todos estos hechos están de acuerdo con la hipótesis metabólica de la
función quimiorreceptora (Anichkov y Belen’kii, 1963), donde los bloqueadores del
transporte de electrones (NaCN) son poderosos agentes quimioexcitatorios, por reducción
de niveles de ATP. Obeso y col., 1989, también observan una reducción en los niveles de
ATP durante la estimulación hipóxica. La activación metabólica es consecuencia de la
despolarización inducida por la entrada de Na+ y la activación de la bomba de Na+. El
gasto de ATP para activar la bomba de Na+, lleva a una retroalimentación para activar el
consumo de glucosa. Cuando la infusión de NaCN se realiza con glucosa, el exceso de
este sustrato compensa para los niveles de ATP, y se explica que la retención de glucosa
encefálica disminuya (figuras 17 y 18).
A pesar del interés creciente en los mecanismos de control para la respiración
cerebral, se sabe poco acerca de la organización central de las vías quimiorreceptoras.
Los estudios con técnicas de transporte transgangliónico, revelan que la mayor parte de
las fibras aferentes de la región cuerpo-seno caortídeos, llegan al NTS (Ciriello y col.,
1981; Chen y col., 1987). Algunos trabajos electrofisiológicos, ponen también de
63
manifiesto que el NTS es la mayor terminal para las aferencias del seno carotídeo. En
trabajos anteriores se demuestra que el estímulo anóxico al cuerpo carotídeo aíslado
aumenta la retención de glucosa por el cerebro, elevando la concentración de los niveles
de glucosa en el LCR (Alvarez-Buylla y Roces, en preparación). La inyección, en
ventrículos cerebrales, de LCR obtenido de un perro donador, después de la estimulación
quimiorreceptora por NaCN, produce retención de glucosa cerebral en un segundo animal
receptor. La denervación de la región del cuerpo-seno carotídeo anula estos efectos. Si la
captación de glucosa por el cerebro no es causada por insulina secretada por el páncreas
(LeMay y col., 1988), se podría postular la existencia de otra neurosecreción. Un gran
número de trabajos reconocen los efectos de las endorfinas y encefalinas en la
glucorregulación (Ipp y col., 1980; Frohman, 1983; Radosevich y col., 1984, 1989), y
algunos de ellos postulan la participación de los reflejos carotídeos en la integración de la
respuesta efectora. La lista de neuropéptidos presentes en el SNC es extensa, pero las
encefalinas se encuentran en mayor proporción alrededor del NTS (Watson y Barchas,
1979), sugiriendo que estos péptidos cerebrales podrian participar en la glucoregulación
humoral después de la estimulación de los receptores del cuerpo-seno carotídeo. Aunque
se tiene evidencia de la participación de las encefalinas en mecanismos de dolor y analgesia
en el tallo cerebral y médula espinal, su presencia en el NTS también podria estar
relacionado con dichos efectos.
Los resultados obtenidos en este trabajo nos indican que el cerebro recibe la
información procedente de los quimio y barrorreceptores del seno carotídeo, para integrar
respuestas ventilatorias y circulatorias que aseguran la respiración celular. Debido a la
demanda de energía que tiene el SNC para controlar el funcionamiento de todos los
aparatos del organismo (digestivo, respiratorio, circulatorio, urinario y locomotor); es
importante la presencia de mecanismos receptores que informen al SNC sobre la
64
concentración de glucosa en la sangre que irriga al encéfalo.
La glucosa, ya sea que se absorba en el intestino, o se libere de los almacenes
hepáticos, viaja a todas la células del organismo, y se utiliza como fuente de energía
(Lienhard y col., 1992). El cerebro consume el 20 %, del total disponible, de este
carbohidrato (Erecinska y Silver, 1989). El mecanismo primordial, por medio del cuál los
organismos superiores, generan energía (ATP), es a través de la fosforilación oxidativa,
siendo la glucosa el principal combustible metabólico. En presencia de 0, la glucosa
completa su combustión hasta CO,, H,O y energía. Esta energía se atrapa parcialmente en
forma de ATP por medio de dos procesos consecutivos: gucólisis anaeróbica (2 mol
ATP/mol de glucosa) y fosforilación oxidativa (36 mol de ATP/mol de glucosa). De aquí
se deriva la importancia no solo de la glucosa sino también del oxígeno. Nuestros
experimentos apoyan la idea de que en condiciones normales existe una correspondencia
marcada entre el consumo de glucosa y el de 0, (Kintner y col., 1984), y por lo tanto
resulta interesante que mecanismos receptores periféricos, localizados en las mismas
estructuras del cuerpo-seno carotídeo, sean sensibles a estas dos variables tan importantes
en el mantenimiento de la vida celular, y en primer lugar de las neuronas.
Los procesos reguladores para mantener la concentración de glucosa en sangre,
dentro de límites normales son, sin duda, muy complejos. En esta regulación participan
mecanismos endocrinos y nerviosos. Las acciones de varias hormonas sobre la
homeostasis de la glucosa han sido objeto de numerosos estudios, pero aún queda mucho
por aprender de su modo de acción. Por otro lado, la influencia del SNC sobre la glucosa
sanguínea está menos estudiada. Como resultado de algunas investigaciones, ciertos
autores proponen la existencia de centros glucorreguladores en el cerebro (Sakata y col.,
1963), pero no está claro el papel del cerebro para contrarrraregular la hipoglucemia. Se
65
ha bpotetikado que el centro gfucosensor podn’a estar localizado a lo largo de la
distribución de la arteria carótida interna (hipotálamo). La respuesta de estrés
hipoglucémico es multihumoral, con liberación de adrenalina y NA endógenas (Sieber y
Traystman, 1992). La hipoglucemia va acompañada con una disminución en la captación
de glucosa cerebral, sin embargo, el consumo de 0, por el cerebro solo disminuye durante
la hipoglucemia severa. La falta de glucosa como substrato, provoca cambios en la
síntesis de proteínas, en la liberación de neurotransmisores, en las funciones de membrana
y en el metabolismo de aminoácidos por las neuronas, llegando a producir alteraciones en
la actividad eléctrica cerebral y en casos extremos, muerte cerebral. Es por tanto
importante que el cerebro reciba el aporte adecuado de glucosa, y pensamos que deben
existir mecanismos receptores para detectar variaciones en la cantidad de glucosa
disponible para el cerebro.
Los resultados de este trabajo demuestran que los receptores del cuerpo y seno
carotídeos intervienen en la homeostasis de la glucosa, son sensibles a variaciones en los
niveles de glucosa en la sangre que los irriga, y participan en la regulación de la retención
de este substrato por el cerebro en la rata. Es decir, los baro y quimiorreceptores de la
región del seno carotídeo informan al SNC sobre las condiciones físicas y químicas de la
sangre arterial que lo va a irrigar para asegurar su respiración, y por lo tanto la
supervivencia de todo el organismo.
CONCLUSIONES
Con base en los resultados obtenidos en este trabajo se llegaron a las siguientes
conclusiones:
l.- En ratas, la estimulación de los barorreceptores del seno carotídeo por
hipotensión arterial (oclusión carotídea) produce hiperglucemia refleja y aumento de
retención de glucosa por el cerebro.
2.- La sección de ambos nervios de Hering disminuye la hiperglucemia refleja y
elimina el aumento de retención de glucosa encefálica producida por la estimulación
barorreceptora en ratas.
3.- La estimulación eléctrica del cabo central del nervio de Hering seccionado
provoca hiperglucemia refleja con aumento de retención de glucosa por encéfalo en ratas.
4.-La estimulación quimiorreceptora del cuerpo carotídeo (anoxia histotóxica
por NaCN inyectado en el seno carotídeo circulatoriamente aíslado) produce
hiperventilación, hiperglucemia refleja, y aumento en la retención de glucosa por cerebro
en ratas.
5.- La infusión de glucosa en el seno carotídeo circulatoriamente aislado, en
forma simultánea con la estimulación por NaCN, reduce la respuesta efectora obtenida
con NaCN solo.
67
6.- A pesar de su independencia anatómica y fùncional, los receptores del
cuerpo y seno carotídeos intervienen, de manera integral, en la homeostasis de la glucosa.
68
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