parásitos en peces de consumo de argentina

Parásitos en peces de consumo de Argentina

Ministerio de Agricultura Ganaderia y Pesca

PARÁSITOS EN PECES ARGENTINOS DE IMPORTANCIA COMERCIAL

Septiembre 2021

2 Parásitos en peces argentinos de importancia comercial

3Parásitos en peces argentinos de importancia comercial

PARÁSITOS EN PECES ARGENTINOS DE IMPORTANCIA COMERCIAL

GRUPO AD HOC “PARÁSITOS EN PRODUCTOS PESQUEROS” RED DE SEGURIDAD ALIMENTARIA

CONSEJO NACIONAL DE INVESTIGACIONES CIENTÍFICAS Y TÉCNICAS


ÍNDICE

1. Descripción de la solicitud...............................................................................

2. Conformación del grupo ad hoc (PARÁSITOS EN PRODUCTOS PESQUEROS).....................................................

3. Agradecimientos...............................................................................................

4. Objetivo general y finalidad..............................................................................

5. Sugerencias para la lectura del documento...................................................

6. Contenidos

1. Introducción...............................................................................................2. Parásitos que impactan en la piscicultura..............................................3. Parásitos de importancia zoonótica, cosmética y tecnológica en pe-

ces de argentina........................................................................................4. Registros de algunas especies de peces y sus parásitos en las dis-

tintas regiones de Argentina.....................................................................5. Recolección, fijación y preservación de muestras para el diagnóstico......6. Técnicas de detección e identificación de parásitos..............................7. Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos presentes

en productos pesqueros y de acuicultura...............................................8. Marco normativo.......................................................................................9. Mitos y dudas sobre parásitos zoonóticos.............................................10. Fichas técnicas de detección e identificación de parásitos..................

Adenocephalus sp. ...................................................................................Aeromonas hydrophila...............................................................................Anisakis spp. ............................................................................................


Argulidae gen. sp. .....................................................................................Ascocotyle longa........................................................................................Bolbosoma turbinella..................................................................................Caligus rogercresseyi.................................................................................Clinostomum spp. .....................................................................................Contracaecum spp. ...................................................................................Corynosoma spp. ......................................................................................Dibothriocephalus spp. .............................................................................Dioctophyme renale....................................................................................Kudoa spp. ................................................................................................Lernaea cyprinacea.....................................................................................Pseudoterranova spp. ...............................................................................Saprolegnia parasitica..................................................................................Sarcotaces verrucosus.................................................................................Sphyrion laevigatum.....................................................................................Trifur tortuosus.............................................................................................

11. Glosario.......................................................................................................


1. DESCRIPCIÓN DE LA SOLICITUD: Desde el Ministerio de Agricultura, Ganadería y Pesca (MAGyP) se solicitó el asesoramien-to científico técnico de la Red de Seguridad Alimentaria del CONICET con el objeto de elaborar material y protocolos para la determinación e identificación de los parásitos más importantes presentes en los productos de la pesca marina y dulceacuícola de Argentina. La Subsecretaría de Pesca y Acuicultura del MAGyP se encuentra realizando una campaña para el consumo de pescados y mariscos para el mercado interno, por lo cual consideró que sería de suma utilidad contar con un manual práctico que pueda ser utilizado como material de difusión. Dentro de las actividades que se desarrollan, se realizan capacitacio-nes a distintos niveles con productores, elaboradores y comercializadores del sector pes-quero, así como cocineros y consumidores. Hasta el presente, no se contaba con una guía para el correcto reconocimiento e identificación de las principales especies de parásitos observados con mayor frecuencia en el pescado destinado al consumo humano.En muchos países se han desarrollado guías de parásitos de peces que se comercializan, para evitar los riesgos sanitarios derivados del posible consumo de pescado parasitado y de la elaboración de productos a partir de ellos, así como para disminuir las pérdidas eco-nómicas que ocasionan. El documento solicitado podrá ser utilizado en capacitaciones y como material de difusión para los elaboradores y comercializadores del sector pesquero y para los operadores gastronómicos y el consumidor final.

2. CONFORMACIÓN DEL GRUPO AD HOC:

Coordinadores:Alvarez, Marcela AlejandraRibicich, Miriam MabelTimi, Juan TomásViozzi, Gustavo Pedro

Integrantes:Alarcos, Ana JuliaAlvarez, Marcela AlejandraAronowicz, TatianaArredondo, Nathalia


Bessi, Clara Braicovich, Paola ElizabethButti, Marcos JavierCantatore, Delfina MaríaCremonte, Florencia Ercole, Mariano EmmanuelFariña, Fernando Adrián Franzese, SebastiánGarcía Facal, GuillerminaIrigoitia, Manuel Marcial López, Fernando RicardoMantinian, JuliaMarcotegui, PaulaMenoret, AdrianaMontes, Martín Miguel Mutti, Leonardo DamiánPasqualetti, Mariana InésRamallo, Geraldine Ribicich, Miriam Mabel Rossin, María Alejandra Semenas, LilianaTaglioretti, VerónicaTimi, Juan TomásViozzi, Gustavo Pedro Volpedo, Alejandra Vanina


3. AGRADECIMIENTOSAgradecimientos institucionales: al Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (CONICET) y al Ministerio de Agricultura, Ganadería y Pesca (MAGyP).

A las Lics. D. Canel y E. Levy por su colaboración en la confección de tablas y bús-queda bibliográfica.

A las siguientes personas por ceder gentilmente algunas de las imágenes utiliza-das en este documento: Dra. E. Bagnato, Sr. J. Barneche, Dra. S. Bravo, Dr. L. Buria, Lic. D. Canel, Dra. S. Chemes, Dr. J. M. Díaz de Astarloa, Dr. R. Gonzalez, Dra. L. Lanteri, Dr. P. Moreno, Dr. D. Tanzola, Lic. A. Waicheim y Sr. M. Waldbillig.

A la Lic. G. Navarro y al Sr. J. Asato Domínguez por la lectura crítica del manuscrito.

Finalmente queremos agradecer especialmente a la Dra. M. A. Rossin por las ilus-traciones de las fichas técnicas.

4. OBJETIVO GENERAL Y FINALIDADEl objetivo de este documento es la recopilación y sistematización de información para el correcto reconocimiento e identificación de las principales especies de parási-tos observadas con mayor frecuencia en el pescado destinado al consumo humano y animal. A lo largo del mismo se brinda información para una mejor comprensión de los distintos factores que intervienen en la transmisión de los parásitos y sobre cuáles son las mejores medidas de control y prevención para evitar las parasitosis por el con-sumo de peces y en el cultivo de los mismos. Se tomaron en cuenta los antecedentes existentes sobre las parasitosis más frecuen-tes, que afectan a distintas especies de peces marinos y de aguas continentales de Argentina, que son capturadas para su comercialización o por pescadores deportivos. Este documento está dirigido a todas aquellas personas relacionadas con la pesca y la acuicultura como los controladores de calidad en plantas industriales pesqueras, pescadores deportivos y artesanales, acuicultores, como así también a cocineros y


empleados gastronómicos, estudiantes, docentes, funcionarios y público en general.

5. SUGERENCIAS PARA LA LECTURA DEL DOCUMENTOA fin de facilitar la identificación de parásitos frente a un posible hallazgo durante la manipulación de las diferentes especies de peces, en las tablas de la Sección 3, se describe el listado de parásitos, para cada especie de pez según su nombre común, con la indicación de su importancia zoonótica, cosmética o tecnológica. También se puede consultar la distribución de distintos tipos de parásitos en el mapa de regiones marinas y de agua dulce de la Sección 4. En las restantes secciones, se detalla infor-mación sobre métodos de recolección, fijación y preservación de muestras para el diagnóstico (Sección 5), los métodos para la detección de parásitos y para su identifi-cación, incluyendo las direcciones de los laboratorios de Argentina que pueden realizar identificaciones de parásitos de peces. (Sección 6), así como las prácticas sugeridas para su inactivación (Sección 7). Se provee un detalle sobre el marco normativo que regula la calidad sanitaria e inocuidad de los productos pesqueros en el país (Sección 8). Además, se incluye una sección acerca de los mitos y dudas frecuentes sobre las parasitosis de peces y su impacto en la salud humana (Sección 9). Finalmente, en la Sección 10 se presentan las fichas técnicas de cada especie de parásito en orden alfabético por su nombre científico y en la Sección 11, un glosario con defi-niciones de términos técnicos.


6. CONTENIDOS1. INTRODUCCIÓN

Los ambientes acuáticos, incluyendo los mares y océanos, así como los cuerpos de agua dulce representan, en su conjunto, los ecosistemas más extensos del pla-neta. Son el hábitat de una enorme cantidad de organismos, entre ellos, los peces. Entre las especies autóctonas de importancia pesquera más representativas de Argentina, se encuentran la merluza, la corvina, el sábalo y el pejerrey.Los peces y los productos de la pesca y la acuicultura constituyen una fuente importante y económica de proteína animal de alta calidad. La vida de muchas personas depende de la pesca, en especial en países en vías de desarrollo. Según datos de la FAO, la demanda promedio de productos pesqueros ha subido, en el mundo, desde 9,9 kg per cápita a 20,5 kg en el período 1961-2018 (FAO-SOFIA, 2020). Los parásitos pueden hallarse en una gran variedad de peces dulceacuícolas y marinos y, en algunos casos, pueden afectar la salud de los consumidores y/o la calidad de los productos pesqueros. Es por ello que es imprescindible contar con información recopilada a nivel nacional acerca de distintos aspectos de las parasi-tosis de peces, que, sin un tratamiento adecuado, pueden producir enfermedades.

¿Qué es el parasitismo?Los seres vivos que habitan en la tierra se relacionan con individuos de las misma y de distinta especie. En este último grupo, encontramos un tipo particular de aso-ciación que se conoce como “parasitismo”. En ella, un individuo llamado “parásito” está presente temporal o permanentemente en otro llamado “hospedador”, gene-rando algún grado de perjuicio sobre este último.La supervivencia de una especie de parásito depende de la capacidad de gene-rar una relación equilibrada con su hospedador, de manera de poder sobrevivir a expensas de éste, pero sin ocasionar su muerte. Los parásitos pueden alterar el comportamiento del hospedador, disminuir su aptitud o modificar su apariencia. El hospedador, por su parte, provee los nutrientes necesarios y permite la superviven-


cia de los distintos estadios de desarrollo, incluso su reproducción. Los parásitos pueden producir daños al alimentarse de tejidos o de sangre, o de los nutrientes que ingiere del hospedador. Además, pueden lacerar los tejidos donde se sujetan y propiciar el ingreso de otros patógenos, o bien producir la intoxicación del hospe-dador debido a los productos metabólicos liberados por el parásito.

Ciclos biológicosUn ciclo biológico comprende las distintas etapas del desarrollo desde la fecundación hasta la muerte. Un evento crucial en el ciclo de vida de un parásito es la transmisión y en ella reside el éxito del establecimiento y la permanencia de una especie parásita en una población de hospedadores.Existen 2 tipos de ciclos: monoxenos (directos) y heteroxenos (indirectos).

● Ciclos monoxenos: son los ciclos más simples y requieren de una sola espe-cie hospedadora, también se los denomina ciclos directos (Figura 1). ● Ciclos heteroxenos: son ciclos indirectos que necesitan más de una especie hospedadora para completarse. Las fases larvales, juveniles o inmaduras del ciclo, ocurren en un tipo de hospedador, denominado hospedador intermedia-rio, en el cual se desarrollan hasta llegar a ser infectantes, y en algunos casos se reproducen asexualmente. Luego, se transmiten a un hospedador de otra especie, denominado hospedador definitivo, donde completan su desarrollo sexual y se reproducen sexualmente. Ambos tipos de hospedadores son indis-pensables para la existencia del parásito, puesto que el ciclo no puede comple-tarse si alguno de ellos no está presente (Figura 2). Algunos parásitos requieren de más de dos especies de hospedadores.


Figura 2: Ejemplo de ciclo de vida heteroxeno o indirecto.

Figura 1: Ejemplo de ciclo de vida monoxeno o directo.


Los parásitos pueden clasificarse de diversas maneras:

● Según su tamaño: Macroparásitos: son visibles a simple vista, pudiendo medir desde unos pocos milímetros hasta varios metros de largo. Microparásitos: son tan pequeños que se necesita algún instrumento (por ejemplo, microscopio) para poder observarlos.● Según su aspecto: Las formas y estructuras morfológicas que poseen los parásitos son muy va-riadas. Pueden tener aspecto de gusanos redondos (como los nematodes), gusanos redondos anillados (como las sanguijuelas) y gusanos planos (como la lombriz solitaria o las duelas). Otros parásitos pueden tener estructuras más complejas como patas y otros apéndices, o el cuerpo dividido en cabeza, tórax y abdomen, el ejemplo típico son los artrópodos como los piojos. Por último, existe una gran variedad de parásitos que son microscópicos y están formados por una o pocas células.● Según su localización en el hospedador:Ectoparásitos: se ubican sobre la superficie externa del hospedador.Mesoparásitos: están anclados en los tejidos del hospedador, pero una parte de su cuerpo permanece en el exterior.Endoparásitos: se localizan en el interior del hospedador, pudiendo parasitar tejidos, órganos o cavidades dependiendo del grupo al que pertenecen y del estadio de desarrollo en el que se encuentran (larva o adulto).● Según su clasificación taxonómica:Los seres vivos pueden clasificarse de acuerdo a las características que pre-sentan.Ssegún categorías jerárquicas en: Dominio, Reino, Phylum, Clase, Or-den, Familia, Género y Especie a la que pertenezca cada uno.

Se describen a continuación, los grupos taxonómicos más importantes trata-dos en este documento.


● Phylum Cnidaria: los cnidarios más conocidos son pólipos y medusas, pero sus representantes parasitarios son microscópicos y forman esporas en los tejidos o cavidades de los peces. Sus ciclos de vida son complejos y pueden in-volucrar dos hospedadores, aunque en la mayoría de los casos se desconocen sus ciclos biológicos completos. Ejemplos: especies de Kudoa y Myxobolus.● Phylum Platyhelminthes: son parásitos de cuerpo plano y blando y, salvo excepciones, presentan estructuras de fijación como ventosas y ganchos. Los tamaños son variables, pudiendo llegar a varios metros. Sus ciclos de vida son generalmente de tipo indirecto, y los peces pueden ser hospedado-res definitivos o intermediarios. Ejemplos: especies de Ascocotyle, Clinosto-mum, Adenocephalus y Dibothriocephalus.● Phylum Nematoda: se caracterizan por tener un cuerpo cilíndrico y no seg-mentado. Su tamaño varía desde pocos milímetros hasta más de un metro, siendo generalmente aguzados en sus extremos. Los ciclos de vida pue-den ser directos o indirectos y los peces pueden ser hospedadores defini-tivos o intermediarios. Ejemplos: especies de Anisakis, Pseudoterranova y Contracaecum.● Phylum Acanthocephala: son parásitos con cuerpo generalmente cilíndrico o levemente aplanado. Presentan en su extremo anterior una estructura glo-bular o cilíndrica retráctil (probóscide) con pequeños ganchos que sobresa-len y le permiten sujetarse al intestino de su hospedador definitivo. Sus ciclos de vida son de tipo indirecto, y los peces pueden ser hospedadores definitivos o intermediarios. Ejemplos: especies de Corynosoma y Bolbosoma.● Phylum Arthropoda: poseen un exoesqueleto o esqueleto externo. En ge-neral tienen patas articuladas y su cuerpo se encuentra dividido en segmen-tos. En este phylum se incluyen pequeños crustáceos acuáticos que pueden ubicarse en la superficie externa del hospedador. Sus ciclos de vida son de tipo directo o indirecto y, salvo excepciones, los peces son hospedadores de-finitivos. Ejemplos: especies de Sphyrion, Trifur, Lernaea, Caligus y Argulidae.● Otros patógenos: a menudo se observan microorganismos que pueden causar lesiones que afectan la calidad de los peces e inclusive algunas bac-


terias pueden ser zoonóticas. Como ejemplos: especies de Aeromonas y Sa-prolegnia.

Según el impacto sobre el producto pesquero y la salud humana:

● Zoonóticos: organismos que se transmiten de los animales a las personas o de las personas a los animales. Las ictiozoonosis (ictio: pez) son aquellas zoo-nosis transmitidas al ser humano por consumo o manipulación de pescado y productos provenientes de la pesca y de la acuicultura.● Cosméticos: aquellos que, si bien pueden no representar un riesgo para las personas, producen diversas alteraciones en los pescados, productos pesque-ros y/o productos de la acuicultura provocando un aspecto desagradable para el consumidor. ● Tecnológicos: aquellos cuya presencia produce alteraciones en la cali-dad del producto (licuefacción, hematomas externos, etc.).

2. PARÁSITOS QUE IMPACTAN EN LA PISCICULTURA

La producción de peces en Argentina se ha diversificado en número de especies y la prevención y el control de las parasitosis constituyen eslabones fundamenta-les en las diferentes etapas del proceso productivo, debido a que estos agentes causan importantes problemas económicos a sectores de la industria de la acui-cultura y, en algunos casos, podrían constituir un riesgo para la salud de los consu-midores al pasar al producto que se consume. La República Argentina cuenta con una diversidad de ambientes y climas que permite el cultivo de varias especies de peces. Dentro de las más importantes, en cuanto a las toneladas de carne produ-cidas, se encuentran: trucha, pacú, carpas, surubí, salmón de río, tilapia, dorado, boga y sábalo. Estas especies se consumen en el mercado interno junto a otras especies importadas como los salmones y, tanto los productos como los subpro-ductos derivados, requieren, al igual que otros productos pesqueros, de una ins-pección sanitaria para asegurar su inocuidad. Por otra parte, las regulaciones en el


tránsito y la comercialización constituyen aspectos relevantes, dado que muchas enfermedades de los peces han sido introducidas accidentalmente en nuevas re-giones geográficas a través del transporte de los peces infectados, el agua, las embarcaciones, las redes, etc., convirtiéndose posteriormente en serias amena-zas para las poblaciones ícticas locales. Otro aspecto a tener en cuenta es que el uso de antiparasitarios u otros agentes terapéuticos durante el proceso de cría, necesarios para obtener una productividad adecuada, requiere que los productos sean monitoreados por profesionales para respetar los períodos de retiro de las drogas y evitar que la carne consumida por la población contenga residuos de los productos utilizados.

Existen diferentes tipos de explotaciones en acuicultura, que impactan diferencial-mente en la transmisión de enfermedades entre peces:

● Extensiva: con baja densidad de animales, baja producción y sin aporte externo de alimento, por ejemplo, pejerrey y carpa.● Semi-intensiva: mayor densidad de animales, mayor producción y aporte complementario de alimento externo, por ejemplo, pacú y tilapia.● Intensivo: alta densidad de animales, alta producción y manejado total-mente con ración externa de alimento balanceado, por ejemplo, truchas y salmones.Un aspecto básico en la crianza de los peces es garantizar el bienestar ani-mal, utilizando métodos de manipulación aprobados, un entorno adecuado a las necesidades de cada especie y un correcto manejo del aturdimiento, transporte y matanza de los peces. En estos aspectos es sustancial la ca-pacitación del personal a cargo de las maniobras para evitar el sufrimiento en los animales, asegurando también la integridad del personal a cargo.

Existen ciertas especies de parásitos que no afectan la salud, pero tienen un efec-to devastador en la producción acuícola, ya que encuentran en las estaciones de cría el lugar ideal para reproducirse. Estas parasitosis producen efectos en el sec-


tor productivo como aumento en la mortalidad, lesiones cutáneas y branquiales, hiperplasia de órganos y tejidos. Como ejemplos de enfermedades parasitarias con impacto en la producción se pueden citar:

● Neoparamoeba perurans o AGD (amebic gill disease, por su sigla en in-glés) en la cual los peces desarrollan lesiones en las branquias en respues-ta a la infección amebiana y el tratamiento puede sumar hasta un 20% en el costo de producción. ● Gyrodactylus salaris también conocido como salmon killer o gyro, es un monogeneo ectoparásito de gran impacto en la producción, las lesiones que produce sobre la superficie del pez predisponen a infecciones bac-terianas secundarias y la mortalidad puede llegar hasta el 30%. Es una parasitosis que se encuentra en la lista de enfermedades de notificación obligatoria de la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE). Hasta el presente, no se ha detectado en Argentina.● Kudoa spp. son parásitos intracelulares de los músculos esqueléticos que producen importantes pérdidas financieras por la licuefacción post-mor-tem de los músculos, conocida como carne de jalea o papilla.● Caligus rogercresseyi o piojo de mar es uno de los patógenos más impor-tantes en la industria del salmón y truchas, produciendo pérdidas de cali-dad en el producto final. En Chile, para combatir y prevenir esta parasitosis, se dan cursos de capacitación para la detección temprana, tratamientos y vacunas.

Otros parásitos que afectan a peces de cultivo, como Lernaea cyprinacea, Arguli-dae gen. sp., Aeromonas spp. y Saprolegnia parasitica, son abordados en detalle en la presente guía por su importancia zoonótica, cosmética o tecnológica en peces silvestres.

En conclusión, para evitar pérdidas productivas, así como potenciales impactos en la salud de los consumidores, es fundamental la formación y actualización per-


manente del personal a cargo, para asegurar la prevención, control y vigilancia de las parasitosis, así como la notificación de su presencia, el análisis de riesgo, el cuidado del bienestar animal y el uso prudente y racional de los agentes antipara-sitarios.

3. PARÁSITOS DE IMPORTANCIA ZOONÓTICA, COSMÉTICA Y TECNOLÓGICAEN PECES DE ARGENTINA

Los parásitos de importancia zoonótica, cosmética y/o tecnológica de las espe-cies de peces relevantes para la pesca que han sido estudiadas parasitoló gica-mente en mayor detalle se listan en la Tabla 1 para los peces marinos y en la Tabla 2 para los de agua dulce. Se indica el nombre común, nombre científico y familia del pez. Para los parásitos se indica el grupo taxonómico al que pertenecen, el sitio de infección en el pez, y si es de importancia zoonótica, cosmética y/o tec-nológica.

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4. REGISTROS DE ALGUNAS ESPECIES DE PECES Y SUS PARÁSITOSEN LAS DISTINTAS REGIONES DE ARGENTINA

Si bien la diversidad de especies en cada región depende de sus características ambientales y biológicas, el número de especies de parásitos registrados en ellas se relaciona en gran medida con la cantidad de especies e individuos hospedado-res examinados (Figura 3). El hecho de que una especie de pez no figure en las listas, y no se la incluya en la Figura 3, no significa que no tenga parásitos, sino que refleja el escaso conocimiento existente sobre los mismos.


Figura 3: riqueza de especies de peces de importancia comercial y registros de parásitos que los afectan, en regiones marinas y continentales de la República Argentina

El número dentro del pez indica las especies de peces registrados con parásitos por región.

Zoonóticos Cosméticos TecnológicosEl número dentro de los símbolos sobre el tipo de parásito indica las especies de peces registrada en cada una de las categorías.


5. RECOLECCIÓN, FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN DE MUESTRAS PARA EL DIAGNÓSTICO

El objetivo de esta sección es indicar cómo se deben procesar y preservar los peces, sus órganos y sus parásitos para la identificación posterior de los mismos.

¿Cómo procesar un pescado para buscar parásitos?Se brindan las herramientas necesarias para que el lector pueda diseccionar un pes-cado y reconocer en qué órgano del hospedador fue colectado el parásito que poste-riormente será enviado al laboratorio para su identificación. Los materiales necesarios para la disección y fijación se muestran en la Figura 4.

Figura 4: 1. Tijeras, 2. Pinzas, 3. Mango para bisturí, 4. Solución de fijación elegida, 5. Envases limpios, 6. Guantes, 7. Hoja de bisturí, 8. Regla, 9. Cuchillos. Tomado y modificado de: Protocolo de Acciones ante Mortandades de peces (Tomado de Volpedo y col., 2019).


Antes de comenzar con la disección ver la Figura 5, donde se indican las regiones de un pez y se hace referencia a los términos craneal, caudal, dorsal y ventral que se utilizarán para indicar los pasos a seguir en la disección.

Para comenzar con la disección del pez:

1. Realizar una pequeña incisión u ojal con bisturí o tijera en la pared abdominal ven-tral medial (en la región indicada en la Figura 6a), cortando piel y musculatura has-ta alcanzar la cavidad. Se recomienda el uso de guantes para su manipulación.

IMPORTANTE: cuando se realicen estas maniobras para la apertura de la cavidad abdominal se debe tener especial cuidado en no cortar los órganos internos.

2. Desde el ojal realizado en el paso anterior, cortar la pared abdominal (con tijera, bisturí o cuchillo) por la línea media ventral hasta la región anal como se indica en la línea negra punteada en la Figura 6b.

3. Completar el corte por la línea media ventral desde el ojal hacia la zona craneal,

Figura 5: regiones del cuerpo de un pez. Tomado de: Protocolo de Acciones ante Mortandades de peces (Tomado de Volpedo y col., 2019).


como lo indica la línea negra punteada de la Figura 6c. De esta manera quedará expuesta la cavidad abdominal junto con las vísceras (Figura 6d).

En la Figura 7 se muestra un esquema general de un pez, en donde se observa la ubicación de los órganos internos y en la Figura 8 se muestra una fotografía de la disección de un pez donde se pueden ver los órganos internos para facilitar su identificación.

Figura 6: disección de un pescado. Tomado y modificado de: Protocolo de Acciones ante Mortanda-des de peces (Tomado de Volpedo y col., 2019).


Figura 7: esquema general del interior de un pez en donde se muestra la ubicación de los órganos internos. Tomado y modificado de: Protocolo de Acciones ante Mortandades de peces (Tomado de Volpedo y col., 2019).


Figura 8: a. Fotografía de una disección en donde se muestra la ubicación de los órganos internos. b. Fotografías de los órganos internos. c. Localización de las branquias. d. Órganos internos. Abre-viaturas: B: bazo, Es: esófago, Est: estómago, H: hígado, In: intestino, Ov: ovario, VB: vesícula biliar. Tomado y modificado de: Protocolo de Acciones ante Mortandades de peces (Tomado de Volpedo y col., 2019).


IMPORTANTE: una vez que se haya finalizado la apertura de la cavidad abdo-minal y a medida que se van retirando los diferentes órganos hay que man-tenerlos refrigerados en diferentes cápsulas o bandejas para evitar su des-composición. Es posible que durante el proceso de disección se encuentren parásitos, tanto en la cavidad abdominal como en los diferentes órganos del pez, por eso es necesario (en la medida de lo posible) tener preparados los envases, soluciones de fijación y conservación, rótulos y planillas de mues-treo (ver más abajo en esta sección) antes de comenzar la disección.

Para mayor detalle sobre disección de peces y colecta de muestras consultar: Proto-colo de Acciones ante Mortandades de peces (Volpedo y col., 2019). Disponible en:https://rsa.conicet.gov.ar/wp-content/uploads/2019/10/Protocolo-de-ac-cion-mortandad-de-peces-RSA-REFACUA-AC.pdf

¿Cómo conservar el material para estudios parasitológicos?

Generalmente, cuantos más peces de una misma especie sean examinados, más oportunidades se tendrán de observar una mayor diversidad de parásitos, particular-mente para aquellas especies menos frecuentes. El tamaño óptimo de muestra de una misma especie de pez para un estudio, siempre que fuera posible, es de 20 a 40 ejemplares de diferentes tallas. Sin embargo, si no se cuenta con esa cantidad, se pueden procesar los peces disponibles, o bien un único ejemplar. En caso de encontrar un parásito, el protocolo para poder conservarlo y que luego pueda ser identificado es el que se detalla a continuación.

Pasos:1. Fotografiar los peces y rotularlos (ej. Surubí 1,2,3…; Pescadilla 1,2,3…), poner

una regla o moneda para que la foto tenga una escala o referencia. Observar si hay lesiones externas. En caso de encontrarlas, fotografiarlas.

2. Completar la planilla de datos de recolección (ver más abajo en esta sección).


3. Medir la longitud total (desde la cabeza al extremo de la cola) y pesar.4. Fijar y conservar el material (ver más abajo los tipos de fijación y Tabla 3

para fijación recomendada para cada grupo de parásito). En caso de con-tar con varios ejemplares del mismo parásito fijar con distintas técnicas.

5. Rotular todo. 6. Enviar, lo antes posible, la muestra junto con la planilla de recolección, al

laboratorio más cercano (ver más abajo direcciones de laboratorios).

¿Qué hacer si se encuentran parásitos?

Es posible que al observar un pez se encuentren ectoparásitos en la piel o que al abrirlo se observen endoparásitos en la cavidad o dentro de los órganos. En ese caso, se debe fotografiar el parásito y luego determinar si el mismo está suelto o adherido a un tejido.

Si el parásito está suelto:1. Se fotografía, se aísla con pinzas.2. Se fija con alguna de las técnicas que se detallan a continuación (ver Tabla 3

para fijación recomendada para cada grupo de parásito). 3. Se rotula el envase con marcador indeleble o lápiz y se completa la planilla en

el sector de los datos del parásito.

Si está adherido a un tejido: 1. Se fotografía.2. Se detecta el lugar de sujeción del parásito (a qué órgano está adherido o en

qué órgano se lo encontró), se corta un cuadrado de tejido de aproximada-mente 3 cm de lado, dependiendo del tamaño del órgano, alrededor de donde el parásito se sujetó.

3. Se fija con agluna de las técnicas que se detallan a continuación (ver Tabla 3 para fijación recomendada para cada grupo de parásito).

4. Se rotula el envase con marcador indeleble o lápiz y se completa la planilla en el sector de los datos del parásito


IMPORTANTE: el rótulo del envase debe coincidir con el utilizado en la planilla de recolección del parásito.

¿Cómo se fijan y conservan los parásitos?

La fijación es un proceso por el cual se conservan los tejidos y se evita su descompo-sición. Existen muchos tipos de fijación que poseen distintas ventajas y desventajas.

Para fijar los peces debe considerarse el tamaño de los mismos:● Peces pequeños (menos de 3 cm): Fijar entero.● Peces medianos (entre 3 – 6 cm): Abrir cavidad abdominal y eliminar el opérculo (tejido que recubre las branquias). Fijar. ● Peces grandes (mayores a 6 cm): Se requiere diseccionar los órganos. En caso de conservar el ejemplar entero se recomienda inyectar fijador en varios puntos del abdomen. Las indicaciones para preparar los fijadores se pueden ver más abajo en el ítem de “Preparación de soluciones de fijación y/o conservación”.

En la Tabla 3 se menciona los principales grupos de parásitos de peces, los ór-ganos en los que se localizan y la metodología de fijación recomendada para cada uno.

● Fijación con formol al 10%Este tipo de fijación está recomendado para estudios anatómicos, morfológicos y taxonómicos. Consiste en sumergir el parásito, pez o tejido a estudiar en la solu-ción de formol al 10% por al menos 24 h.La proporción de volumen del fijador con respecto a la muestra debe ser de 10:1. Luego el tejido podrá ser conservado en alcohol 96° al 70% por un largo tiempo.


ADVERTENCIA: el formol es un fijador tóxico. Al usarlo se deben utilizar guantes y gafas de protección, y manipular la solución en un lugar ventilado o bajo campana. NOTA: la fijación con formol dificulta los estudios genéticos, por lo tanto, en caso de disponer de más de un espécimen, se recomienda fijar algunos ejemplares en alcohol 96° o en alcohol absoluto (100°)

● Fijación con alcohol (etanol o alcohol etílico)Este tipo de fijación está recomendado para estudios genéticos. Consiste en su-mergir el parásito, pez o tejido a estudiar en la solución de etanol al 70% y, en lo posible, conservar en heladera. En este caso es muy importante que el recipiente sea hermético. La proporción de volumen del fijador con respecto a la muestra debe ser de 10:1.

IMPORTANTE: el alcohol deshidrata los tejidos dificultando, muchas veces, la observación de las características diagnósticas de los parásitos (sobre todo aquellos de cuerpo blando). Por lo tanto, es recomendable fijar parte de la muestra (algunos ejemplares) en formol o conservarla congelada.NOTA: en el caso de no contar con alcohol etílico, se pueden usar bebidas alcohólicas de alta graduación (whisky, vodka, gin, etc.).

● Conservación en fríoEn el caso de que no se disponga de formol o alcohol se pueden conservar las muestras congeladas. Para esto, de ser posible, se deben individualizar las muestras en bolsas plásticas rotuladas, evitando así congelarlas en bloque. Sin embargo, se recomienda la fijación con alguno de los dos fijadores men-cionados anteriormente.

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Preparación de soluciones de fijación y/o conservación:

FORMOL AL 10%Para preparar un litro de formol al 10% se deben mezclar:

● 100 ml. de FORMOL al 37- 40% (concentración comercial)● 900 ml. de AGUA DE LA CANILLA

Para tener en cuenta: tomar la concentración del producto comercial como 100%, disolver 1 parte de formol en 9 de agua (1:9).

ALCOHOL AL 70%Para preparar un litro de alcohol al 70%, se deben mezclar:

● 730 ml de ALCOHOL 96% (concentración comercial)● 270 ml de AGUA, en lo posible, DESTILADA

Para tener en cuenta: preparar 3 partes del alcohol etílico de farmacia 96º y 1 de agua -en lo posible destilada- (3:1).


Planilla de datos de recolección (Descargar planilla)

Nombre del colector de la muestra: ……..……………………………………………..

Institución/empresa a la que pertenece: ……………………………………………….

E-mail: ………………………………………….Tel: ......…………………………………

Fecha de pesca: ………………………

Sitio de recolección de la muestra1: ..…………………………..................................

Coordenadas geográfi cas: Latitud: ………………… Longitud:…….………………..

Especie

Rótulo del envase ²

Nombre/grupo ³

(si desconoce no

completar)

Ubicación en el pez ⁴

Tipo de mues-tra enviada

(individuo/s/tejido)

Fijación/conservación⁵

(Alcohol - formol – congelado - otra)

Fotografías 6

(SI- NO)

Lesiones observadas

Talla

Nombre

Ubicación de las lesiones

NombreTalla (cm) Peso (gr)

DATOS DEL HOSPEDADOR (PEZ)

DATOS DEL PARÁSITO COLECTADO


1Indicar la localidad donde se colectó la muestra (pez). Aclarar en caso de ser un arroyo o laguna el nombre. En caso de ser una pesca en el mar abierto, indicar el lance, etc…y si es una pesca costera indicar lugar. En todos los casos, si es posible, indique las coordenadas, las cuales las puede obtener utilizado la aplicación de ubicación de su celular. NOTA: En caso de hallarse parásitos en un filet o en alguna conserva indíquelo en sitio de recolección de la muestra y complete la planilla con la información que disponga.

2 Indicar el número o datos tal como figuran en el rótulo del frasco o recipiente utilizado para conservar al ejemplar/es.

3 Para poder identificar el grupo parasitario ver Sección 10, Fichas Técnicas de Detección e Identificación de Parásitos. En caso de no ser posible la identificación, envíe el material al centro de investigación más cercano (ver Sección 6, Técnicas de Detección e Identifica-ción de Parásitos).

4 Indicar en que órgano o tejido se halló el parásito encontrado, para facilitar la identific-ción del órgano o tejido ver Figura 8 (Sección 6, Técnicas de Detección e Identificación de Parásitos).5 Alcohol 70% (A), formol 10 % (F), congelado (C). En caso de utilizar más de un método de conservación, rotular correctamente los frascos o envases donde se conserve cada una de las muestras.6 En caso de haber fotografiado los ejemplares hallados, ya sea el parásito, el hospedador o ambos, identificar las imágenes con el mismo rótulo utilizado en el envase y adjuntar las fotos a la presente planilla o compartirlas por mail con el centro de investigación.


6. TÉCNICAS DE DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS

La detección e identificación correcta de los parásitos permite implementar las ac-ciones necesarias para eliminar o disminuir su potencial efecto perjudicial. Antes de que sean destinados al consumo humano, los pescados y productos derivados deben ser sometidos a una inspección general para la detección y/o identifica-ción de los parásitos presentes. Se debe prestar especial atención para detectar aquellos de importancia zoonótica, cosmética y/o tecnológica, mediante la utiliza-ción de algunas técnicas que pueden ser utilizadas solas o combinadas según las necesidades. Estas comprenden inspección visual directa, inspección visual por transiluminación con luz blanca o con luz ultravioleta (UV), inspección mediante uso de dispositivos de magnificación (lupa o microscopio), prensado, digestión enzimática, y técnicas microbiológicas, inmunológicas y moleculares.

Técnicas visuales de inspección Las técnicas visuales son métodos que permiten detectar a simple vista, la pre-sencia de parásitos en el pescado o en sus productos derivados, sin la necesidad de contar con conocimientos o equipamientos tecnológicos especializados. Esto es posible debido a que por su tamaño, color o textura algunos parásitos y/o las lesiones asociadas a ellos pueden diferenciarse fácilmente de los tejidos circun-dantes del pez. Dentro de estas técnicas podemos encontrar la inspección visual directa y la inspección visual por transiluminación con luz blanca o con luz UV.

● Inspección visual directaPermite detectar la presencia de parásitos a simple vista sin dañar la pieza a examinar. El examen visual es el método más sencillo de detección y se basa en la búsqueda “a ojo”, apoyada por buena iluminación ambiental (natural o artificial), de parásitos y/o lesiones en la superficie corporal, en las cavidades bucal, branquial y abdominal, en y sobre las vísceras y/o en la musculatura del pescado (filet) o en productos procesados como con-servas.


Esta técnica brinda, además, una primera aproximación para la identifica-ción del parásito según sea su ubicación, apariencia y/o el tipo de lesión que causa.A pesar de ser un método rápido y sencillo, puede ser poco eficaz y debe ser combinado con otras técnicas para la detección exhaustiva de todos los parásitos de interés. Por ejemplo, una inspección visual de los filetes re-velará la presencia de parásitos cerca de la superficie; mientras que aque-llos parásitos que se encuentren en el interior sólo podrán ser detectados aplicando una o más de las técnicas que se detallan a continuación.

● Inspección visual por transiluminación Es un método que facilita la detección de los parásitos y/o sus lesiones mediante el uso de una fuente luminosa artificial (lámparas o tubos fluo-rescentes) cuya luz emitida atraviesa la pieza a examinar mostrando la pre-sencia de parásitos. Para implementar esta técnica se deberá adquirir o confeccionar una caja de material resistente de aproximadamente 50 cm de lado x 10 cm de al-tura con un vidrio o acrílico translúcido de unos 6 mm de grosor colocado sobre la superficie superior (las medidas son orientativas y pueden modi-ficarse según las necesidades). El interior de la caja deberá ser blanco o de color claro y estar iluminado con una luz blanca o luz UV según cada técnica (Figura 9).El pescado a examinar deberá estar preferentemente eviscerado, fileteado y sin piel, y tener el grosor adecuado (no mayor a 3 cm) para permitir el paso de la luz. La pieza se coloca sobre la superficie superior translúcida y deberá ser examinada de ambos lados. Para no interferir en el proceso de detección se debe procurar que la iluminación ambiental sea tenue.


● Inspección con luz blancaEsta técnica utiliza como fuente luminosa una lámpara (halógena o led) o un tubo fluorescente de luz blanca y permite la detección de parásitos y/o lesiones que se observan como manchas oscuras en el filet (Figura 10). No se destruye la pieza al examinarla y puede emplearse tanto en pescado fresco como congelado, en este último caso se deberá descongelar previa-mente. La transiluminación con luz blanca presenta algunas limitaciones ya que no es un método adecuado para examinar pescados enteros, con piel, piezas gruesas ni aquellas de carne oscura (por ej. salmón rosado).

Figura 9: transiluminador y esquema con medidas orientativas. Imágenes: Med. Vet. F. López.

Figura 10: filetes examinados en un transiluminador mostrando la presencia de parásitos. Imágenes: Dra. E. Bagnato.


● Transiluminación con luz ultravioleta (UV)Esta técnica es similar a la anterior, sin embargo, utiliza lámparas o tubos fluorescentes que emiten luz ultravioleta (UV) de 366 nm. Este método se basa en la capacidad que presentan los nematodes anisákidos de exhibir un color brillante azulado o amarillento (fluorescencia), luego de ser conge-lados a -18°C por al menos 12 h. Por lo tanto, es imprescindible que la pieza a inspeccionar pase por un proceso de congelado y descongelado antes de ser examinada con esta metodología (Figura 11).La transiluminación con luz UV no es una técnica eficiente para la detec-ción de parásitos en pescados enteros, piezas con piel o muy gruesas, sin embargo, permite detectar nematodes anisákidos en pescados que posean carne oscura. Comúnmente esta técnica se combina con la téc-nica de prensado (ver a continuación) para aumentar la eficiencia en la detección de estos parásitos en controles de calidad que intentan deter-minar los niveles de infestación de una muestra. El proceso de congelado, descongelado y prensado destruye la pieza y, por lo tanto, ya no podrá ser comercializada ni consumida.

Figura 11: larvas de Anisakis spp. (flechas) antes (A) y después (B) del congelamiento, iluminadas con luz UV. Imágenes: Gentileza Dra. M. Tejada. 2011. Advanced course on quality and safety as-sessment of fish and fishery products. Derio, Bilbao, España. 25 p. Disponible en: http://marexi.com/wordpress/wp-content/uploads/2017/02/ikomargarita_tejada_fish_fishery_productszg3.pdf

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IMPORTANTE: NORMAS GENERALES DE SEGURIDAD EN EL USO DE LÁMPARAS UV• Informar a todos los trabajadores los riesgos de la exposición a radia-ciones ultravioletas y los medios de protección.• Utilizar protección adecuada de ojos y superficies del cuerpo expuestas (guantes, pantallas faciales o gafas de seguridad con filtro).• Limitar o minimizar el tiempo de exposición a la radiación UV, aún con los ojos y la piel cubiertos.• Se debe señalizar apropiadamente el área para informar sobre el uso de la luz UV.

● Técnica de prensadoLa técnica de prensado ayuda a disminuir el grosor de la pieza a exami-nar para facilitar la detección de parásitos y se usa, generalmente, en con-junto con otras técnicas presentadas en esta sección. Esta técnica puede realizarse manualmente o con una prensa hidráulica, cuando se necesita ejercer mayor presión para examinar pescados enteros pequeños o filetes muy gruesos. En ambos casos la pieza a examinar, contenida en un envase plástico, se debe presionar hasta que alcance aproximadamente 4 mm de grosor. La lámina resultante puede inspeccionarse en el transiluminador con luz blanca o luz UV, (Figura 12) o bien utilizando dispositivos de mag-nificación.


Técnica de digestión enzimática artificialLa digestión enzimática artificial es un método que simula las condiciones y la mecánica digestiva del estómago para degradar los tejidos del pescado y recupe-rar los parásitos presentes. Para ello se utiliza una solución de ácido clorhídrico y pepsina (enzima), mantenida a 37°C, donde se sumerge el pescado a examinar por 20 minutos. El resultado de la digestión artificial se filtra y los restos retenidos en el filtro son lavados con una solución salina y examinados en busca de parási-tos. Este examen puede realizarse a simple vista, pero se recomienda utilizar un microscopio estereoscópico (lupa) para detectar los parásitos más pequeños. Es un método laborioso cuando se trata de pescados de gran tamaño, por lo tanto, solo se recomienda utilizarlo para búsquedas precisas en un pequeño número de ejemplares o en porciones específicas de tejido.

Técnicas visuales de inspección mediante el uso de dispositivos de magnificaciónEl limitado poder de resolución del ojo humano (hasta 0,1 mm) hace necesario el uso de dispositivos de magnificación para visualizar aquellos objetos que no pueden observarse a simple vista. En este sentido, la eficiente detección de pa-rásitos pequeños o microscópicos requiere el uso de microscopios estereoscópi-cos (lupas binoculares) y de microscopios ópticos, respectivamente (Figura 13). Además de detectar la presencia de un parásito, a veces se desea identificarlo correctamente, es decir determinar a qué especie pertenece. Para ello resulta ne-cesario estudiar sus características morfológicas externas e internas mediante la

Figura 12: proceso de prensado. Embalaje del filet (A), prensado hidráulico (B), visualización con UV (C). Imágenes: Gentileza Dra. M. Tejada. 2011. Advanced course on quality and safety assessment of fish and fishery products. Derio, Bilbao, España. 25 p. Disponible en: http://marexi.com/wordpress/wp-content/uploads/2017/02/ikomargarita_tejada_fish_fishery_productszg3.pdf

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utilización de este tipo de equipamiento.Las lupas binoculares permiten examinar una muestra aumentando su tamaño original hasta 650 veces; mientras que el microscopio óptico alcanza aumentos de hasta 1200 veces. Además, mientras que las lupas se usan para el examen tridimensional de muestras opacas o translúcidas y con un mayor tamaño; el mi-croscopio óptico es más apropiado para examinar bidimensionalmente muestras translúcidas y de tamaño muy pequeño en el orden de los micrómetros (milésima parte del milímetro). En algunos casos las muestras deben ser previamente so-metidas a un tratamiento para destacar sus características (por ejemplo. fijación, transparentado, tinción, etc.).Debemos recordar que el tipo de observación se debe adaptar al tipo de muestra y que la identificación final de la especie dependerá de la experiencia del técnico o investigador. Cuando las características morfológicas no son suficientes para identificar la especie, se debe recurrir a otras técnicas como las que se desarrollan a continuación.

Figura 13: microscopio estereoscópico (lupa binocular) (A), Microscopio óptico (B). Imágenes: Dra. A. J. Alarcos.


Técnicas de identificación inmunológica, microbiológica y molecularLas técnicas inmunológicas, microbiológicas y moleculares que se enumeran a continuación son técnicas sensibles y específicas utilizadas para la detección de parásitos, aun cuando éstos no hayan sido observados en una muestra, además de permitir la correcta identificación taxonómica. A diferencia de las técnicas des-criptas anteriormente requieren de personal con formación específica, equipa-miento particular, son más costosas y conllevan un mayor tiempo.

● Técnicas inmunológicasConstituyen un conjunto de ensayos analíticos de laboratorio que se basan en la reacción específica entre un anticuerpo y un antígeno. Es por ello que pueden utilizarse para detectar la presencia de parásitos en el pescado, teniendo en cuenta que toda infección parasitaria puede generar una res-puesta inmunológica en el hospedador. El método más utilizado es el en-sayo por inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA, por su sigla en inglés), sin embargo, también existen otros métodos como la inmunofluorescencia y la inmunohistoquímica.

● Técnicas microbiológicasPara la correcta detección e identificación de los patógenos causantes de enfermedades bacterianas y micóticas, es necesario utilizar técnicas mi-crobiológicas especiales. Estas técnicas consisten en el cultivo median-te el crecimiento, aislamiento y purificación de las colonias. Las muestras de las lesiones (ulceraciones superficiales en los tejidos, inflamaciones y hemorragias en aletas, cavidad bucal, tegumento y músculos) pueden to-marse raspando o frotando la superficie del pez con la hoja de un bisturí esterilizado previamente, luego con un asa o hisopo estéril se siembra la muestra inmediatamente un medio de cultivo adecuado. Se deben utilizar medios de cultivo específicos para bacterias y otros patógenos de peces. Luego del cultivo de las colonias durante un tiempo y temperatura adecua-dos, se realizan las pruebas bioquímicas que pueden incluir el examen de


la motilidad bacteriana, afinidad de tinción, reacciones bioquímicas y, en ocasiones, propiedades inmunológicas. Debido a la complejidad de estas técnicas existen en el mercado kits estandarizados para la identificación de microorganismos que permiten obtener resultados en 24 h con sensibi-lidad del 90%.

● Técnicas molecularesLa reacción en cadena de la polimerasa del tipo convencional (PCR, por su sigla en inglés) es una técnica de biología molecular, específica y sen-sible, utilizada para la detección e identificación de organismos a partir de la amplificación selectiva (obtención de un gran número de copias) de un fragmento único y específico de su genoma (ADN). Una variante de esta técnica, la PCR en tiempo real o PCR cuantitativa (qPCR) se utiliza para amplificar y simultáneamente cuantificar de forma absoluta el producto de la amplificación. Su gran precisión permite ser aplicada a productos pesqueros frescos y procesados (desecados, salados, ahumados, cocidos o altamente procesados) detectando e identificando una o más especies de parásitos que se encuentren en la muestra.

Direcciones de Laboratorios argentinos de diagnóstico de parásitos en peces

NEALaboratorio del Dpto. Ciencias Naturales, Facultad de Humanidades y Ciencias, Universidad Nacional del LitoralResponsable: Dra. Silvina ChemesDirección Postal: Ciudad Universitaria s/n°, Barrio El Pozo, (3000) Santa Fe.E-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 342-4575105, interno 128

NOA CuyoInstituto de Invertebrados, Área Zoología, Fundación Miguel Lillo


Responsable: Dra. Geraldine RamalloDirección Postal: 3er Piso Edificio Zoología. Miguel Lillo 251-(4000) San Miguel de TucumánE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 381 4230056

CentroLaboratorio de Ictioparasitología, IIMyC (UNMdP-CONICET)Responsable: Dr. Juan T. TimiDirección postal: Dean Funes 3350. Segundo Piso, (7600) Mar del PlataE-mail de contacto: [email protected]; [email protected]éfono: +54 223 4752426, interno 236 Cátedra de Parasitología y Enfermedades Parasitarias. Universidad de Buenos Aires. Facultad de Ciencias Veterinarias. Instituto de Inves-tigaciones en Producción Animal. INPA (UBA-CONICET) Responsable: Dra. M. Mabel Ribicich.Dirección postal: Av. San Martín 5285 (1417 DSM) CABAE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 11 5287 2500

Laboratorio de Patología de Organismos Acuáticos y Parasitología Responsable: Dr. R. Daniel Tanzola Dirección Postal: Depto. Biología, Bioquímica y Farmacia- Universidad Nacional del Sur, calle San Juan 670 (8000) Bahía BlancaE-mail de contacto: [email protected] / [email protected]éfono: +54 291- 45 95100, interno 3573

Laboratorio de Sistemática y Biología de Parásitos de Organismos Acuáticos, IBBEA (CONICET-UBA)Nombre y Apellido de la Responsable: Dra. Nathalia Arredondo


Dirección Postal: Int. Guiraldes 2160 (C1428EGA), CABAE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 011 52858637, interno 58637

Laboratorio de Parasitosis Humanas y Zoonosis Parasitarias.Fac. de Ciencias Veterinarias UNLPResponsable: Bact. Nilda RadmanDirección Postal: calle 60 y 118 S/N La PlataE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 221 4236663/4, interno 413

Laboratorio de Parásitos y Patógenos de Peces, Moluscos y CrustáceosResponsable: Dr. Sergio R. MartorelliDirección Postal: Boulevard 120 S/N e/60 y 64 (1900), La PlataE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 221 4232327 /4232140

PatagoniaLaboratorio de Parasitología, INIBIOMA (CONICET-UNCo)Responsable: Dr. Gustavo ViozziDirección Postal: Av. Quintral 1250 (8400), BarilocheE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 294 4356610

Laboratorio de Parasitología, IBIOMAR (CCT CONICET-CENPAT)Responsable: Dra. Florencia CremonteDirección Postal: Blvd. Brown 2915, Puerto MadrynE-mail de contacto: [email protected]éfono: +54 280 4883184, interno 1284


7. TRATAMIENTOS UTILIZADOS PARA LA INACTIVACIÓN DE PARÁSITOS PRE-SENTES EN PRODUCTOS PESQUEROS Y DE ACUICULTURA

Dentro de las 24 parasitosis transmitidas por los alimentos listadas según el ran-king de riesgo de la FAO/WHO en 2012 (FAO/WHO, 2014), la transmisión de 14 de ellas (58%) pueden estar asociadas al consumo de alimentos de origen animal. Dentro de este grupo están incluidas las parasitosis relacionadas con el consumo de animales marinos y de agua dulce.

Existen distintos métodos que permiten preservar los alimentos evitando de esta manera su deterioro. Además, algunos garantizan la inocuidad, evitando la posible infección del consumidor por agentes parasitarios o infecciosos. Sin embargo, se debe tener en cuenta que el mecanismo de prevención principal es la información y educación sanitaria de los manipuladores y consumidores, además de algunas medidas sencillas y eficientes para prevenir las zoonosis parasitarias.

Congelación

Consiste en la aplicación de frío que permite detener o inhibir los procesos microbio-lógicos y enzimáticos que modifican los alimentos. El pescado crudo, marinado, o parcialmente cocido, debería ser tratado, según las recomendaciones internaciona-les, de la siguiente manera previamente a su preparación o consumo:

● congelarse y mantenerse a -20° C durante 7 días ó

● congelarse y mantenerse a -35° C por un mínimo de 15 h.

Sin embargo, estas condiciones podrían no ser adecuadas para la inactivación de parásitos en peces de mayor tamaño (por ejemplo, de un grosor de más de 15 cm). En estos casos sería necesario realizar un estudio para determinar los parámetros efectivos de control específicos para el tratamiento de congelación, incluyendo el grosor del pescado, la especie, el método de preparación y el tipo de parásito.


Las tecnologías empleadas habitualmente en plantas industriales -túneles estáti-cos o dinámicos, congelación rápida individual (IQF, por su sigla en inglés)- super-visadas por la autoridad sanitaria, son eficientes para lograr la inactivación de los parásitos.

Por otra parte, cabe destacar que en los freezers utilizados en las cocinas insti-tucionales (restauración colectiva) pueden servir o no para el propósito de inacti-vación, ya que la clasificación internacional por estrellas de los aparatos de con-gelación determina a qué temperatura mínima llega cada una de las categorías. Dado que el rango de congelación en los freezers domésticos va desde los -6° C hasta los -24° C de temperatura promedio, de 1 a 4 estrellas (* a ****), y que las temperaturas efectivas para inactivar las larvas de nematodes anisákidos son a partir de los -20° C, sólo los freezers clasificados como de tres (***) o más estre-llas son recomendados para este propósito, siempre y cuando su funcionamiento sea óptimo. Los congeladores de heladeras domésticas no son recomendados para este fin, ya que aun siendo de dos estrellas llegan solamente a -12° C. Las temperaturas alcanzadas en las heladeras (de 0 a 6° C) no son apropiadas para producir la inactivación de los parásitos, por lo tanto, la refrigeración no es un mé-todo recomendado.

Cocción

Es un tratamiento por calor que produce en el alimento una serie de cambios en su textura, color y composición (sabor, digestibilidad, calidad nutricional, etc.) que mejoran su aceptación por parte del consumidor. El tratamiento térmico continúa siendo uno de los métodos más fiables para el control de los parásitos de trans-misión por alimentos de origen animal. La cocción a temperaturas mayores a 60° C en el centro del pescado por al menos 1 minuto es suficiente para inactivar parásitos. El tiempo necesario para alcanzar la temperatura deseada del produc-to dependerá del espesor de la pieza, es decir, a mayor espesor será necesario mayor tiempo de cocción. Los productos pasteurizados y los cocinados al vacío,


certificados por empresas que cumplen con los protocolos, son seguros desde el punto de vista de la inactivación del parásito. La cocción en horno microondas no es recomendable para inactivar parásito, ya que la radiación electromagnética producida no penetra de manera uniforme en todas las partes del producto.

Salazón y marinado

Son métodos antiguos para la preservación del pescado que tienen algunos efec-tos sobre larvas de nematodes. Existen estudios sobre los efectos de distintas concentraciones de NaCl (sal común) en diferentes tipos de preparaciones con pescados que permiten inactivar los parásitos presentes en ellos. Por ejemplo, en el caso de las salazones para productos tipo boquerón, que incluyen una fase ácida y sal y que producen la inactivación de las larvas de anisákidos, se necesita una permanencia de 35 días con una concentración de 2,5% de ácido acético (vi-nagre) con un 6% de NaCl (sal común). Debido a que es necesario contar con el equipamiento adecuado para determinar y monitorear las concentraciones de sal y ácido durante todo el proceso, para utilizar estos procedimientos se recomienda congelar previamente la materia prima, especialmente en preparaciones caseras.

Ahumado

Es un proceso que utiliza el humo obtenido por la combustión de la madera, con un aporte limitado de aire. Tiene como finalidad no solo la conservación sino conferir sabor al producto. Las técnicas de ahumado en frío (temperaturas inferiores a los 40° C) son inefectivas para destruir larvas de nematodes anisákidos y cestodes difi-lobótridos presentes en músculo de pescado. Para garantizar la inactivación de lar-vas de los parásitos mencionados, la temperatura interna del pescado en el proceso de ahumado debe ser de 63° C (o superior) durante al menos 30 minutos (ahumado en caliente). Cabe destacar que el sabor ahumado no implica necesariamente que se haya aplicado el tratamiento tecnológico correspondiente, sino que en algunos casos corresponde a la aplicación de un saborizante llamado humo líquido, con lo cual sería necesario aplicar los tratamientos inactivantes arriba mencionados.


Irradiación

La irradiación (aplicación de radiación ionizante) es una tecnología que mejora la seguridad y la vida útil de los alimentos, mediante la disminución o la eliminación de los microorganismos presentes en ellos. El efecto de los rayos gamma difiere según el parásito, el estadio parasitario y el tipo de alimento, lo que se refleja en la amplia variación de la dosis efectiva mínima necesaria para producir la inacti-vación de estos organismos. La irradiación a dosis > 0,1–0,5 kGy es efectiva para tratar los parásitos transmitidos por los peces, excepto para Anisakis que puede requerir dosis mayores (hasta 10 kGy).


RECOMENDACIONES GENERALES

● Comprar pescado limpio y sin vísceras. Si el pescado está entero, retirar las vísceras lo antes posible y realizar el lavado de la cavidad abdominal.

● Si Ud. efectuó la pesca, proceda como se mencionó en el punto ante-rior. Es recomendable quemar las vísceras, ya que descartarlas frescas en el agua, contribuye a la propagación del parásito en el ambiente.

● Examinar visualmente la musculatura y si se observa alguna alteración, descartar el tejido afectado. Si bien este procedimiento disminuye el ries-go de infección, no lo elimina completamente.

● Si consume pescado crudo o en preparaciones que no inactivan al pa-rásito (por ejemplo, sushi, sashimi, pescado marinado, boquerones en vinagre, ceviche, pescados ahumados en frío, entre otros), se recomien-da congelar la materia prima en forma casera bajo las condiciones antes descritas o usar materias primas congeladas industrialmente.

● Si su freezer tiene menos de tres estrellas compre el pescado congelado.

● Los métodos recomendados para inactivar los parásitos que pudieran estar presentes en el pescado son:- la cocción térmica a temperaturas mayores 60° C en toda la pieza por al menos 1 minuto (fritura, plancha, horno, etc.). Cuando esté disponible usar termómetros de cocina y si no se dispusiera de ellos, pinchar la pieza en la parte más gruesa y verificar que la carne esté opaca y se des-prenda fácilmente de las espinas.- la congelación en freezer a -20° C durante 7 días ó a -35° C por un míni-mo de 15 h.


8. MARCO NORMATIVO

La prevención de la transmisión de parásitos mediante el consumo de los produc-tos de la pesca y acuicultura se realiza a través del control de la autoridad sanitaria según la legislación vigente, en todos aquellos establecimientos procesadores ha-bilitados. Asimismo, es necesario adoptar medidas adecuadas de procesamiento y conservación de los alimentos para ser aplicadas por los operadores gastro-nómicos, pescadores deportivos y consumidores, a fin de limitar los riesgos de infección por parásitos con el consumo de pescado. En esta sección se detallará el marco normativo para los productos desde su entrada a las plantas de proce-samiento.

Legislación a nivel nacionalEl Código Alimentario Argentino, en relación con los parásitos, establece en el Ca-pítulo VI art. 276 que “Se consideran no aptos para el consumo, los productos de la pesca y la acuicultura: que presenten infestación por cestodes botriocéfalos (Diphyllobothrium spp.*) aún comprobándose la presencia de un solo parásito, que presente infestación masiva por Anisakis sp. o que presenten infestación masiva de parásitos no zoonóticos”.*actualmente difilobótridos de los géneros Diphyllobothrium, Dibothriocephalus y Adenocephalus.

Dentro de la legislación establecida por el Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (SENASA), el Decreto 4238/68 (Reglamento de Inspección de pro-ductos, subproductos y derivados de origen animal), Capítulo XXIII, art. 23.12.8 inc. d,e,f,g establece entre los causales de ineptitud de los productos pesqueros “la presencia de Diphyllobotrium latum* aunque sea un solo parásito…”, “que pre-senten infestaciones masivas en el tejido muscular”, “cuando como consecuencia de la infestación parasitaria se hallen alterados los caracteres organolépticos”.*actualmente Dibothriocephalus latus


Considerando que la producción pesquera de mar se exporta en altísima propor-ción, es que, para ponerse en consonancia con la legislación de los principales destinos de exportación como la Unión Europea (UE), SENASA emitió varias normas (llamadas administrativamente Órdenes de Servicio (OS), que hacen mención al control de los parásitos y las formas de realizarlo, y se aplican tanto a los productos de exportación como a aquellos destinados para consumo interno.A continuación, se describen las OS correspondientes:1-OS N°22/09: establece el método de control visual de los parásitos, describiendo y documentando el procedimiento de control, en atención a “… las exigencias nacionales e internacionales y a factores socioculturales que implican el consumo de comidas étnicas que promueven el consumo de pescado crudo o poco cocido…”; a tal fin la OS señala la imprescindibilidad de establecer controles tanto en plantas terrestres como buques, capacitar al personal sobre técnicas de inspección visual, conocer los distintos tipos de parásitos y su implicancia sobre la Salud. Además, señala la obligatoriedad de establecer acciones correctivas y procedimien-tos de verificación en caso de hallar lotes altamente infectados en todos los casos, y remarca que se deben establecer controles más rigurosos en productos que no se congelan.Esta es la primera ve que, se establecen los parásitos como factores alergénicos en personas susceptibles y sus consecuencias sobre la salud, más allá de que el producto haya sido expuesto a una congelación a -20° C por 24 h.

2-OS N°8/2012: en esta OS se establece la obligatoriedad para las empresas del con-gelamiento como método para combatir a Anisakis, reconocido en el Reglamento 1276/2011 de la UE como el parásito implicado en problemas de Salud. Esta norma de la UE en la que se referencia la OS se hace eco del dictamen técnico-científico de la Agencia de Seguridad Alimentaria de la UE (EFSA).

3-Finalmente, y si bien no es una norma sino un procedimiento, se establece en el Ma-nual de Procedimientos para la Inspección Veterinaria (SENASA 1999) que los contro-les de los inspectores veterinarios de los establecimientos pesqueros, deberán hacer


la comprobación del cumplimiento de procedimientos estandarizados de control de parásitos.

Enlaces de interés

CÓDIGO ALIMENTARIO:https://www.argentina.gob.ar/anmat/codigoalimentario

SENASA: http://www.senasa.gob.ar/decreto-423868

En el siguiente enlace se puede acceder a un extracto de las normativas vigentes: LINK AL EXTRACTO DE LAS NORMATIVAS VIGENTES VERSIÓN ONLINE

9. MITOS Y DUDAS SOBRE PARÁSITOS ZOONÓTICOS

MITOSEl limón mata a los parásitosFALSO. El ácido del limón no los mata (ver Sección 7. Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos presentes en productos pesqueros y de acuicultura).

Los parásitos aparecen cuando el agua está contaminadaFALSO. La mayoría de los parásitos se encuentran naturalmente en los peces y, en ge-neral, su presencia y cantidad no tienen relación con la contaminación. Sin embargo, en ocasiones los efluentes cloacales de las ciudades pueden tener cierto efecto, como es el caso de los ambientes acuáticos de la Patagonia andina, que tienen ciudades relati-vamente grandes en sus costas. Estos lagos y ríos son más propensos a tener peces con larvas de Dibothriocephalus spp., teniendo en cuenta que humanos, perros y gavio-tas, que se concentran en las ciudades y sus alrededores, pueden ser los hospedadores definitivos y sus deposiciones pueden llegar a estos ambientes.


El ahumado mata a los parásitosDEPENDE. El ahumado en frío no los mata. El ahumado en caliente los mata a determi-nadas temperaturas y tiempos de exposición (ver Sección 7).

El wasabi mata a los parásitos FALSO. El rábano picante con el que se prepara el wasabi no mata a los parásitos.

DUDAS¿Qué especies de peces tienen más parásitos?DEPENDE. La cantidad de parásitos depende de muchos factores: el tipo de parásito, la zona de origen, el tamaño o la edad del pez y cómo fue procesado desde la captura. En general, para los parásitos zoonóticos (generalmente larvales), los peces de mayor tamaño están más parasitados. En las especies marinas, se ha registrado mayor can-tidad de larvas de anisákidos en el músculo de mero, lenguados y salmón blanco. En el caso de los peces de agua dulce, las truchas silvestres (arco iris, marrón y trucha de arroyo) suelen ser las más parasitadas por las tenias de los peces (Dibothriocephalus spp.) (ver listado de parásitos en peces en Sección 3: Parásitos de Importancia Zoo-nótica, Cosmética y Tecnológica en Peces de Argentina y Sección 10. Fichas Técnicas de Detección e Identificación de Parásitos).

¿Todos los parásitos son visibles a simple vista?NO. No todos son detectables a la vista, algunos por su pequeño tamaño o porque no se los busca específicamente o no se tiene un “ojo entrenado”, por ese motivo hay di-ferentes técnicas de detección (Ver sección 6. Técnicas de detección e identificación de parásitos).

¿Cómo dañan a la salud?Los efectos sobre la salud dependen del tipo de parásito. Generalmente son parásitos gastrointestinales con efectos sobre el sistema digestivo, algunos de los cuales tam-bién producen alergias, anemias, déficit de vitaminas o nutricionales (ver Sección 10. Fichas Técnicas).


¿Cómo se usa el equipo de transiluminación?Ver sección 6.

¿Cómo es el ciclo de vida del parásito?El tipo de ciclo de vida y los hospedadores involucrados dependen de cada es-pecie o grupo de parásitos. Los ciclos de vida de las especies más relevantes se detallan en las Fichas Técnicas.

¿Qué pasa con los parásitos después que el pez es pescado?Algunos, como los ectoparásitos y muchos del sistema digestivo, mueren. Los estadios larvales, generalmente enquistados o encapsulados, permanecen vivos por más tiempo, algunos por largos períodos. En ciertos casos, como las larvas de anisákidos, que se encuentran en las vísceras, pueden migrar e invadir la mus-culatura.

¿Qué procedimiento se debe seguir si se encuentran parásitos?Se deben retirar los parásitos y seguir los tratamientos para su inactivación, ya que no siempre son visibles. (Ver sección 7).

¿Conservar el filet un día en la heladera, hace que los parásitos que no vemos salgan a la superficie?Puede ocurrir, pero no siempre y solo en el caso de las larvas de anisákidos, otros parásitos permanecen en su sitio.

¿Hay posibilidad de utilizar el filet en crudo una vez eliminado el parásito que se en-cuentra a simple vista?No siempre se puede asegurar que se hayan eliminado todos los parásitos. Por eso es recomendable, antes de consumirlo crudo, seguir los procesos de inactivación (Ver Sección 7).


¿Es posible detectar los parásitos en el pescado sin filetear?Solo en el caso de los ectoparásitos o de los parásitos presentes en la cavidad abdo-minal. Los parásitos presentes en el filet solo se observan luego de observación con transiluminación u otras técnicas (Ver Sección 6).

¿Puede haber más de un parásito en un pescado?SI. Puede haber muchos individuos de una, varias o muchas especies.

¿En las especies de criadero, hay parásitos?Los peces de criadero, al ser alimentados con alimento balanceado y contar con con-troles sanitarios, suelen no presentar parásitos, aunque depende del tipo de estable-cimiento. Por ejemplo, los que se crían en balsas-jaula, podrían comer invertebra-dos u otros peces de ambiente y adquirir parásitos que luego pueden transmitir a las personas, como en el caso de la tenia de los peces (Dibothriocephalus spp.).

¿El ambiente en donde viven los peces es una variable relevante en cuanto a cantidad y peligrosidad de los parásitos que puedan desarrollar?Dependiendo del tipo de parásitos, su distribución varía con la latitud (temperatura del agua), la profundidad del cuerpo de agua, la distancia a la costa, etc. Por estos motivos el hábitat de los peces y su interrelación con otros hospedadores involu-crados en el ciclo de vida, determina en gran medida qué especies de parásitos albergan y en qué cantidad.

10. FICHAS TÉCNICAS DE DETECCIÓNE IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS


ADENOCEPHALUS SP. Adenocephalus pertenece al grupo de los cestodes (gusanos planos), que en su ciclo de vida tiene larvas que parasitan peces. Estas larvas blanquecinas, llamadas plerocer-coides, pueden encontrarse enquistadas en la pared del estómago y en otros órganos, en el peritoneo y la musculatura de los peces, variando su ancho entre 0,5 y 2,4 mm y su largo puede llegar a 25 mm.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: las larvas de Adenocephalus sp. parasitan di-ferentes especies de peces en el Mar Argentino. La especie presente sería Adeno-cephalus pacificus, que parasita a la merluza común (Merluccius hubbsi), la merlu-za austral (Merluccius australis), la merluza de cola (Macruronus magellanicus), la anchoíta (Engraulis anchoíta) y el pez palo (Percophis brasiliensis). También pue-den encontrarse en el salmón real (Oncorhynchus tshawytscha) en ríos patagóni-cos de vertiente pacífica.

CICLO DE VIDA: en el ciclo de vida intervienen mamíferos que actúan como hos-

Adenocephalus sp. (A) larvas enquistadas en la pared del estómago (flechas) y (B) larva aislada. Imáge-nes: reproducidas con autorización de The Helminthological Society of Washington, Copyright 2019.

A B


pedadores definitivos y alojan adultos en el intestino. Los hospedadores definiti-vos son lobos marinos de un pelo (Otaria flavescens) y de dos pelos (Arctophoca australis). Los parásitos adultos, que son hermafroditas, eliminan los huevos em-brionados con las heces al agua, dentro de los cuales se desarrollan las larvas. Es-tas larvas (coracidios), una vez eclosionadas, son consumidas por crustáceos del plancton, que actúan como hospedadores intermediarios primarios, donde la larva infectante se transforma en una nueva larva (procercoide). Los peces se transfor-man en hospedadores intermediarios secundarios, al consumir estos crustáceos infectados. Las larvas ingeridas se transforman en una nueva larva (plerocercoi-de) que migra desde el interior del estómago enquistándose principalmente en su pared, en la de otros órganos, en el peritoneo y en la musculatura. Se han repor-tado plerocercoides en delfines comunes (Delphinus delphis) que actuarían como hospedadores paraténicos. Esta larva es el estadio infectante para los hospedado-res definitivos. El hombre puede actuar como hospedador definitivo accidental al ingerir pescado parasitado crudo o insuficientemente tratado. Los perros pueden participar también en el ciclo cuando ingieren vísceras crudas infectadas con lar-vas, descartadas por algunos pescadores al eviscerar su pesca. Recientemente se ha descripto, en lobos marinos de un pelo del Mar Argentino, una nueva especie de la misma familia, Diphyllobothrium sprakeri, que podría ser confundida con Adeno-cephalus sp. y cuya capacidad zoonótica debe ser evaluada.


Adenocephalus sp. adultos obtenidos por infección experimental de un canino: (C) aspecto general y (D) detalle de proglótidos. Imágenes: reproducidas con autorización de The Helminthological Society of Was-hington, Copyright 2019.

C D

Adenocephalus sp.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: los humanos sufren síntomas leves cuando se infectan consumiendo pescado insuficientemente cocido, crudo o ahumado en frío. Esta ingestión de carne de peces infectada, puede provocar en el hombre distintos sín-tomas como anorexia, disminución del peso, diarrea, náuseas y vómitos, pero son poco frecuentes. La levedad de estos síntomas provoca que los enfermos con-curran a consulta médica por la eliminación espontánea del parásito. Ocasional-mente el parásito es detectado por colonoscopías. La enfermedad se denomina difilobotriosis.

DETECCIÓN: las larvas pueden ser observables a simple vista, pero se recomien-da, en lo posible, usar un transiluminador para detectarlas en la musculatura.

RECOMENDACIONES: lavar cuidadosamente la cavidad abdominal, inspeccionar-la visualmente para detectar la presencia de larvas blanquecinas y extraerlas de forma inmediata.

Destruir o disponer adecuadamente las vísceras para evitar la diseminación de los parásitos al ser ingeridas por otros mamíferos (perros). Cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs. (Ver Sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos presentes en productos pesqueros y de acuicultura).


AEROMONAS HYDROPHILA

Las especies de Aeromonas móviles pertenecen al grupo de las bacterias gram-ne-gativas. Poseen forma de bacilos rectos, de 1 a 3 µm de largo y cuentan con un flagelo polar. Algunas de las especies pertenecientes al género son agentes cau-sales de una enfermedad común al hombre y a diversos grupos de animales, inclu-yendo peces de agua dulce. En los peces pueden observarse formando lesiones en piel, branquias y boca. Estas bacterias son más abundantes durante los meses cálidos.

Aeromonas hydrophila. Observación con microscopía óptica. Fotografía tomada de CDC (Public Health Image Library).

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: presenta una distribución mundial, habitando principalmente cuerpos de agua dulce y estuarios. En Argentina, la mayoría de los registros provienen de lagos y embalses de la provincia de Córdoba (Región Cen-tro), donde se la ha encontrado infectando al pejerrey bonaerense (Odontesthes bonariensis).


CICLO DE VIDA: la bacteria prolifera en cuerpos de agua dulce y estuarios. Los peces, principalmente en condiciones de cría intensiva pueden actuar como reser-vorio. En humanos la infección ocurre durante la temporada estival, por ingestión de agua contaminada con bacterias y, en algunos casos, por contacto de heridas con dicha agua. Diversas actividades acuáticas recreativas, así como también las mordeduras o ataques de animales, pueden generar infecciones a partir de heri-das y traumas.

SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: este parásito es de importancia zoonótica. La forma in-testinal de la enfermedad se puede manifestar con diarrea, fiebre y dolores abdo-minales. La forma extraintestinal de la enfermedad puede afectar diversos órga-nos y tejidos. En los peces causa septicemia hemorrágica bacteriana y la infección puede manifestarse con pérdida de escamas, hemorragias en branquias, boca y base de aletas, úlceras en la piel, ojos saltones y distensión del abdomen. Puede

Aeromonas sp.


causar una elevada mortalidad y pérdidas económicas para la acuicultura. La so-brepoblación en la cría intensiva de peces favorece la aparición de la infección. La enfermedad se denomina aeromoniosis.

REGISTRO DE CASOS: en Argentina se registró el caso de un paciente que sufrió una laceración provocada por una raya de río causando una infección por Aeromo-nas hydrophila.

DETECCIÓN: se pueden observar lesiones compatibles con la enfermedad y que requieren ser confirmadas por la aplicación de técnicas microbiológicas.

RECOMENDACIONES: para la prevención en seres humanos se recomienda evitar el consumo de agua no potable y de alimentos crudos de origen animal y limpiar y desinfectar heridas. La aeromioniosis debe tratarse con antibióticos. En la cría in-tensiva de animales acuáticos es recomendable evitar la sobrepoblación, cambiar el agua y mantener una climatización y nutrición adecuadas.


ANISAKIS SPP.

Las especies de Anisakis pertenecen al grupo de los nematodes y son gusanos redondos y blanquecinos, de tamaño variable entre 2 y 3 cm de largo. En los peces, las larvas de estos parásitos, se enquistan en los órganos de la cavidad del cuerpo y menos frecuentemente, en el filet. Cuando se los remueve del quiste, se puede observar en su parte anterior, con la ayuda de una lupa, un diente, e internamente un esófago muscular y un ventrículo blanquecino del cual se continúa el intestino. Existen dos grupos de especies (Tipo I y Tipo II) los cuales se diferencian princi-palmente por el tamaño y forma del ventrículo.

Anisakis spp. (A) larvas enquistadas en vísceras de pescado (flecha) y (B) en filet (flecha). Imágenes: Med. Vet. F. López.

A B


Anisakis spp. (C) Tipo I, parte anterior, observación de ventrículo (v), (D) parte posterior, (E) Tipo II, parte anterior, observación de ventrículo, y (F) parte posterior. Imágenes:C y D. Dra. P. E. Braicovich. E y F. Dr. J.T. Timi.

C

E

D

F


HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: las especies presentes en el Mar Argentino son Anisakis berlandi, A. pegreffii, A. typica (especies pertenecientes al Tipo I) y A. c.f. pa-ggiae (especie perteneciente al Tipo II). Se las encuentra parasitando al abadejo liso (Genypterus brasiliensis), abadejo manchado (Genypterus blacodes), anchoíta (En-graulis anchoita), besugo (Sparus pagrus), caballa (Scomber colias), cabrilla (Sebas-tes oculatus), castañeta (Sciaenoides bergi), chanchito (Pinguipes brasilianus), corno (Odontesthes smitti), corvina rubia (Micropogonias furnieri), granadero (Macrourus carinatus), lenguados (Paralichthys orbignyanus y P. patagonicus), merluza austral (Merluccius australis) merluza común (Merluccius hubbsi), merluza de cola (Macruro-nus magellanicus), merluza negra (Dissostichus eleginoides), mero (Acanthistius pa-tachonicus), pargo (Umbrina canosai), pejerrey (Odontesthes argentinensis), pejerrey de Malvinas (Odontesthes nigricans), pescadilla de red (Cynoscion guatucupa), pez palo (Percophis brasiliensis), polaca (Micromesistius australis), raya hocicuda/picu-da (Dipturus brevicaudatus), raya marmorada (Sympterygia bonapartii), róbalo (Elegi-nops maclovinus), salmón blanco (Pseudopercis semifasciata), savorín (Seriolella poro-

Detalle de la parte anterior de las larvas de Anisakis spp. Esquema realizado por Dra. M. A. Rossin.


sa) y surel (Trachurus lathami). Se distribuyen en las regiones Bonaerense y Patagónica del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: es indirecto e intervienen delfines y orcas que actúan como hos-pedadores definitivos, en los que se encuentran los gusanos adultos en el estó-mago. Las hembras ponen huevos embrionados que salen con las heces al agua donde las larvas se desarrollan, eclosionan y son consumidas por crustáceos que actúan como hospedadores intermediarios. Los peces y calamares, al consumir estos crustáceos, adquieren las larvas que migran desde el tracto digestivo a las vísceras y en algunos casos al músculo. Esta larva es el estadio infectivo para los hospedadores definitivos. Las personas pueden actuar como hospedadores acci-dentales de estos parásitos al ingerir el pescado parasitado.

Anisakis spp.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: si bien esta parasitosis no afecta a los peces, los huma-nos pueden infectarse consumiendo pescado insuficientemente cocido o crudo. En las personas, los síntomas se desarrollan como resultado de la inflamación provocada cuando los gusanos penetran la mucosa gástrica o intestinal. En al-gunos casos se ha reportado que las larvas pueden atravesar completamente la mucosa y alojarse en otros órganos. Pueden causar dolor abdominal, náuseas, vó-mitos, urticarias y diarreas. La ingestión de larvas muertas o restos de las mismas puede producir alergias. La enfermedad se denomina anisakiosis.

DETECCIÓN: el parásito puede ser detectado mediante inspección visual directa y por inspección con un transiluminador de luz blanca y/o luz ultravioleta (UV), la cual debe ser utilizada tomando las precauciones necesarias (Ver sección 7: Téc-nicas de detección e identificación de parásitos).

RECOMENDACIONES: se recomienda inspeccionar visualmente y extraer de forma manual (con pinzas) los parásitos del filet antes de comercializarlos y/o consumir-los. Procesar, filetear y/o congelar el pez inmediatamente después de ser captu-rado, para evitar la migración de las larvas desde la cavidad corporal al músculo. No descartar las vísceras en el agua para evitar la diseminación de los parásitos. Cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs (Ver Sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de pará-sitos en productos pesqueros y de acuicultura).


ARGULIDAE GEN. SP.

Pertenecen al grupo de los crustáceos, son parásitos externos o ectoparásitos y se los encuentra sobre la superficie corporal de los peces. Son aplanados con un caparazón en forma de escudo redondeado a ovalado y poseen un par de ojos os-curos en la parte anterior y cuatro apéndices nadadores. Son de tamaño pequeño a mediano, y miden entre 3 y 26 mm. Algunas especies pueden tener un par de ventosas mientras que otras poseen estructuras tipo pinzas o ganchos que utili-zan para desplazarse o adherirse sobre la superficie de los peces.

Argulidae gen. sp. (A) sobre opérculo (flecha blanca), (B) en cavidad branquial (flecha negra) y (C) sobre superficie del pez (flecha negra). Imágenes: gentileza Dra. S. Chemes.

A B

C


HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: se ha registrado en una amplia variedad de peces de agua dulce, marinos y estuariales. Las especies presentes en Argentina son: Argulus carlei, A. ichesi, A. nattereri, A. paranaensis, A. patagonicus y A. viola-ceus. Se las encuentra parasitando al bagre sapo (Rhamdia quelen), bogas (Me-galeporinus spp.), dorado (Salminus brasiliensis), palometas (Serrasalmus spp.), pejerrey bonaerense (Odontesthes bonariensis), perca (Percichthys trucha), surubí pintado (Pseudoplatystoma corruscans), tarariras (Hoplias spp.) y trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss). Se distribuyen en todas las regiones de Argentina.

CICLO DE VIDA: los argúlidos poseen varios estadios larvales y juveniles, algunos de los cuales son de vida libre y otros se desarrollan en los peces. El ciclo de vida es directo, por lo que requieren de un único hospedador. Los adultos se encuen-tran sobre los peces. Las hembras, una vez fecundadas, se desprenden y nadan

Argulidae gen. spp.


hacia el fondo, donde depositan los huevos, adhiriéndolos a objetos como rocas, plantas y madera. De los huevos nacen larvas de vida libre que se transforman en juveniles, los cuales parasitan a los peces.

SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de estas especies de parásitos es cos-mética, debido a que al alimentarse de sangre, mucus y tejido superficial de los peces, pueden producir hemorragia e hinchazón local donde se adhieren. A pesar de que en ambientes naturales no producen un efecto serio en los peces, pueden representar un problema en acuicultura debido a la exposición de las heridas a infecciones bacterianas.

DETECCIÓN: pueden ser detectados mediante inspección visual directa.

RECOMENDACIONES: realizar la remoción mecánica del parásito con pinzas o con la ayuda de un cuchillo, antes de consumir.


ASCOCOTYLE LONGA

Esta especie pertenece al grupo de los digeneos y sus larvas se encuentran formando quistes ovales de pared fina y translúcida en los órganos (intestino, bazo, corazón e hígado), en las branquias y en la musculatura de los peces. Son de tamaño pequeño (0,38-0,60 mm) y cuando están fuera del quiste poseen un cuerpo piriforme cubierto de espinas, con una ventosa oral rodeada de una corona de ganchos.

Ascocotyle longa. (A) larva enquistada y (B) vista entera de la larva desenquistada. Imágenes: Dra P.S. Marcotegui.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: es una especie cosmopolita registrada en Améri-ca, Europa, África y Asia. En Argentina se la encuentra parasitando a la lisa (Mugil liza) y al pejerrey (Odontesthes argentinensis). Se distribuye en aguas continentales de la Región Centro y estuariales de la Región Bonaerense del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: es indirecto e intervienen aves acuáticas como garzas y mamíferos marinos como delfines y lobos, los que actúan como hospedadores definitivos, alber-gando a los gusanos adultos en el intestino. Los huevos salen al exterior con las heces. En el agua eclosionan las larvas que se introducen en caracoles. De estos, emerge otro tipo de larvas que penetran en los peces (hospedadores intermediarios), enquistándo-

A B


se en la musculatura y vísceras. Los hospedadores definitivos adquieren el parásito al alimentarse de peces infectados. Las personas pueden enfermarse al ingerir el pesca-do parasitado.

SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: si bien esta parasitosis no afecta a los peces, en humanos se han reportado casos ocasionales. Las personas pueden enfermarse comiendo pes-cado insuficientemente cocido o crudo (sushi, sashimi y marinados como ceviche, o semi conservas en vinagre y/o salmuera) y ahumado en frío. Los efectos que ocasiona en el hombre se limitan, en la mayoría de los casos, a trastornos gastrointestinales con escasos síntomas clínicos. La enfermedad se denomina heterofiosis.

DETECCIÓN: al ser de tamaño tan pequeño no se aprecian a simple vista en la muscu-latura del pez, se deben utilizar dispositivos de magnificación como lupas.

Ascocotyle longa


RECOMENDACIONES: evitar el consumo de carne de pescado cruda o poco cocida. Cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pes-cado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs. (Ver Sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos en produc-tos pesqueros y de acuicultura). Evitar alimentar a los animales domésticos (perros y gatos) con restos de pescado y vísceras crudas.


BOLBOSOMA TURBINELLA

Esta especie pertenece al grupo de los acantocéfalos, son endoparásitos y se encuen-tran enquistados en las vísceras de los peces. Son blanquecinos, y cuando se encuen-tran fuera del quiste, son alargados, con pequeñas espinas en la parte anterior del cuer-po, miden entre 1 y 1,5 cm, y poseen una trompa o probóscide con ganchos que utilizan para adherirse al intestino del hospedador definitivo. Si bien esta parasitosis no afecta a los peces, en humanos, las infecciones por Bolbosoma spp. se han reportado oca-sionalmente en Japón por lo que se los considera como potencialmente zoonóticos.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: se la encuentra parasitando a la merluza común (Merluccius hubbsi), pargo (Umbrina canosai), pez palo (Percophis brasiliensis) y surel (Trachurus lathami). Se distribuye en la Región Bonaerense del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: es indirecto e intervienen cetáceos marinos (hospedadores definitivos) en los cuales se encuentran los parásitos adultos adheridos a la pared del intestino. Una vez fecundadas las hembras, los huevos embrionados, conteniendo a la larva, son eliminados con las heces al agua. Los huevos son consumidos por crustáceos planctó-

Bolbosoma turbinella. Ejemplar entero. Imagen: Dra. P.E. Braicovich.


nicos (hospedadores intermediarios) y las larvas penetran en la cavidad del cuerpo. Allí permanecen hasta ser consumidos por los peces que son los segundos hospedadores intermediarios. Las larvas pasan a través del estómago e intestino y se enquistan en las vísceras. Los hospedadores definitivos adquieren los acantocéfalos al alimentarse de peces parasitados. Las personas pueden enfermarse comiendo pescado crudo o insuficientemente cocido.

SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: los parásitos se alojan en el intestino y en algunos casos en el estómago, adhiriéndose o penetrando la pared de estos órganos por medio de la trompa con ganchos, pudiendo producir dolor estomacal y lesiones locales en la zona donde se aloja el parásito.

DETECCIÓN: puede ser detectado mediante inspección visual directa o con ayu-da de lupa.

Bolbosoma spp.


RECOMENDACIONES: cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al me-nos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs (Ver sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos en productos pesqueros y de acuicultura).


CALIGUS ROGERCRESSEYI

Esta especie pertenece al grupo de los copépodos. Son parásitos externos o ecto-parásitos que se encuentran sobre la superficie corporal de los peces. Se los deno-mina “piojos de mar”. Poseen el cuerpo aplanado con cuatro apéndices nadadores y un tubo bucal conteniendo las mandíbulas, con las que se alimentan de los teji-dos de los peces. Son de tamaño pequeño, y miden entre 3 y 5 mm. Las hembras pueden poseer un par de sacos con huevos.

Caligus rogercresseyi. (A) ejemplar hembra, (B) ejemplar macho y (C) lesiones provocadas en el pez. Imágenes: gentileza Dra. S. Bravo.

A B

C


HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: es una especie exclusivamente marina y en Argentina se la encuentra parasitando al pejerrey (Odontesthes argentinensis), al pejerrey de Malvinas (Odontesthes nigricans) y al róbalo (Eleginops maclovinus). Se distribuye en las regiones Bonaerense y Patagónica del Mar Argentino. Tam-bién ha sido registrada en la trucha marrón anádroma (Salmo trutta) en el estuario de Río Gallegos.

CICLO DE VIDA: los copépodos poseen varios estadios larvales, algunos de los cua-les son de vida libre y otros se desarrollan en los peces hasta llegar a adultos. El ciclo de vida es directo, por lo que requieren de un solo hospedador. Las hembras fecundadas, que se encuentran en los peces, depositan los huevos de los que na-cen las larvas de vida libre que nadan hasta encontrar un pez. En una etapa juvenil poseen un filamento frontal que utilizan para adherirse a los peces e incluso trasla-darse de un hospedador a otro.

Caligus rogercresseyi


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de estos parásitos es cosmética, debido a que al alimentarse de sangre, mucus y tejido superficial de los peces, pueden producir he-morragia e hinchazón local en el lugar donde se adhieren. A pesar de que en ambientes naturales no producen un efecto serio en los peces, pueden representar un problema en acuicultura debido a la exposición de las heridas a infecciones bacterianas y virales.

DETECCIÓN: el parásito puede ser detectado mediante inspección visual directa.

RECOMENDACIONES: realizar la remoción mecánica del parásito con pinzas o con la ayuda de un cuchillo, antes de consumir.


CLINOSTOMUM SPP.

Las especies de Clinostomum pertenecen al grupo de los digeneos y sus larvas se encuentran enquistadas en las vísceras y en la musculatura de los peces. Son endo-parásitos blanquecinos/amarillos, alargados que miden entre 3 y 5 mm y en la región central presentan una ventosa circular y muscular muy notoria.

Clinostomum spp. (A) larva metacercaria desenquistada (tomado de http://fishpathogens.net/) y (B) quiste en musculatura axial de Crenicichla vitatta. Imágen: Sr. M. Waldbillig.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: existen especies de Clinostomum potencialmente zoonóticas registradas en peces de diferentes regiones a nivel global. En Argentina, se han hallado metacercarias parasitando a Crenicichla vitatta (cabeza amarga). Se distri-buye en la región del NEA.

CICLO DE VIDA: es indirecto e intervienen aves acuáticas como garzas (hospedado-res definitivos) en las cuales se encuentran los parásitos adultos en la cavidad bucal o en el esófago. Los huevos son eliminados al agua donde eclosionan larvas que se introducen en caracoles. De éstos, emerge otro tipo de larvas que penetran en los pe-ces (hospedadores intermediarios), enquistándose en la musculatura y vísceras. Los hospedadores definitivos adquieren el parásito al alimentarse de los peces infectados. Las personas pueden actuar como hospedadores accidentales y enfermarse por el consumo de filetes de pescado parasitado, crudo o mal cocido.

A B


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la enfermedad que producen en peces se llama clinos-tomosis o enfermedad de los quistes amarillos, los cuales pueden observarse en la musculatura o sobre la superficie corporal. Al romperse los quistes, dejan salir un “gusano”. En el humano las metacercarias se alojan en la garganta y pueden producir laringofaringitis y en casos extremos, asfixia.

DETECCIÓN: inspección visual directa y mediante el uso de lupa.

RECOMENDACIONES: cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previa-mente a -20°C por al menos 24 hs (Ver sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos en productos pesqueros y de acuicultura).

Clinostomun spp.


CONTRACAECUM SPP.

Las especies de Contracaecum pertenecen al grupo de los nematodes, son endo-parásitos y son gusanos redondos blanquecinos, grisáceos a marrones, y en el pescado pueden ser de tamaño variable, entre 5 mm y 3 cm de largo. Sus larvas se ubican enquistadas en o sobre el hígado y las vísceras de la cavidad de los peces. En la parte anterior, con la ayuda de una lupa, se observa un diente, e internamente un esófago muscular, un ventrículo que continúa en un apéndice ventricular y un ciego intestinal.

Contracaecum spp. (A) enquistados en vísceras (flechas), (B) extraídos del pescado, (C) observación microscópica de la anatomía interna de la parte anterior: ciego intestinal (ci) y apéndice ventricular (av) y (D) parte posterior. Imágenes: A y B. reproducidas con autorización de Eds. Universo Tucuma-no (Fundación Miguel Lillo – CONICET). C y D. Dra. P. E. Braicovich.

A B

DC


HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: las especies presentes en ambientes marinos son Contracaecum chubutensis, C. miroungae, C. ogmorhini s.s., C. osculatum y C. pelagicum y se las encuentra parasitando al abadejo manchado (Genypterus blacodes), anchoíta (Engraulis anchoita), besugo (Sparus pagrus), brótola (Urophy-cis brasiliensis), caballa (Scomber colias), castañeta (Sciaenoides bergi), congrio (Conger orbignianus), corno (Odontesthes smitti), granadero (Macrourus carina-tus), lenguados (Paralichthys isosceles, P. orbignyanus, P. patagonicus, Xystreurys rasile), merluza austral (Merluccius australis), merluza común (M. hubbsi), merluza negra (Dissostichus eleginoides), palometa (Parona signata), pargo (Umbrina ca-nosai), pejerrey (Odontesthes argentinensis), pejerrey de Malvinas (O. nigricans), pescadilla de red (Cynoscion guatucupa), pez palo (Percophis brasiliensis), polaca (Micromesistius australis), róbalo (Eleginops maclovinus), salmón blanco (Pseu-dopercis semifasciata), saraca (Brevoortia aurea) y surel (Trachurus lathami). Se distribuyen tanto en las regiones Bonaerense y Patagónica del Mar Argentino.

Las especies presentes en agua dulce son C. australe, C. jorgei, C. microcephalum y C. multipapillatum y se las encuentra parasitando al bagre sapo (Rhamdia que-len), bogas (Megaleporinus spp.), carpa común (Cyprinus carpio), dientudo (Oli-gosarcus jenynsii), dorado (Salminus brasiliensis), mandubé cucharón (Sorubim lima), moncholo (Pimelodus albicans), pacú (Piaractus mesopotamicus), palometa (Pygocentrus nattereri), palometas (Serrasalmus spp.), pejerrey bonaerense (Odon-testhes bonariensis), pejerrey patagónico (Odontesthes hatcheri), perca (Percich-thys trucha), salmón del Atlántico o encerrado (Salmo salar), surubí pintado (Pseu-doplatystoma corruscans), tarariras (Hoplias spp.), trucha arcoíris (Oncorhynchus mykiss), trucha de arroyo (Salvelinus fontinalis) y trucha marrón (Salmo trutta). Se distribuyen en todas las regiones de Argentina.

CICLO DE VIDA: es indirecto, siendo sus hospedadores definitivos, mamíferos, como lobos y elefantes marinos, o aves piscívoras, como cormoranes y pingüinos, dependiendo de la especie de parásito. Las hembras son fecundadas por los ma-chos, los huevos salen con las heces y las larvas eclosionan en el agua, donde son consumidas por crustáceos del plancton que actúan como hospedadores inter-


mediarios. Los peces, al consumir estos invertebrados, adquieren las larvas que migran desde el sistema digestivo a las vísceras y al hígado. Los hospedadores definitivos se infectan consumiendo peces parasitados.

Contracaecum spp.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: si bien esta parasitosis no afecta a los peces, en huma-nos se han reportado casos ocasionales. Las personas pueden enfermarse co-miendo pescado insuficientemente cocido o crudo (sushi, sashimi y marinados como ceviche, o semi conservas en vinagre y/o salmuera) y ahumado en frío. Los gusanos penetran la mucosa gástrica o intestinal. Pueden causar dolor abdomi-nal, náuseas, vómitos y diarreas. La enfermedad se denomina contracecosis.

DETECCIÓN: el parásito puede ser detectado por inspección visual directa en las vísceras y en el filet por inspección con transiluminador de luz blanca, aunque es poco frecuente su localización en músculos.

Contracaecum spp. Detalle de las estructuras diagnósticas internas. Esquema realizado por Dra. M.A. Rossin.


RECOMENDACIONES: se recomienda inspeccionar visualmente y extraer de forma manual (con pinzas) los parásitos del filet antes de comercializarlos y/o consumir-los. Procesar, filetear y/o congelar el pez inmediatamente después de ser captu-rado, para evitar la migración de las larvas desde la cavidad corporal al músculo. No descartar las vísceras en el agua para evitar la diseminación de los parásitos. Cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs (Ver sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de pará-sitos en productos pesqueros y de acuicultura).


CORYNOSOMA SPP.

Pertenecen al grupo de los acantocéfalos y sus larvas se encuentran enquistadas en las vísceras de los peces, por lo que son endoparásitos. Son blanquecinos con forma de gota o pera y cuando se encuentran fuera del quiste, son alargados con pequeñas espinas en parte de su cuerpo. Miden entre 2 y 5 mm dependiendo de la especie y poseen una trompa o probóscide con ganchos que utilizan para adherir-se al intestino del hospedador definitivo.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: se las encuentra en la mayoría de los peces marinos, con mayor abundancia en las regiones central y norte del Mar Argenti-no. Las especies más abundantes son Corynosoma australe y C. cetaceum. Otras especies presentes son C. bullosum, C. hamanni y C. pseudohamanni. Se las en-cuentra parasitando al abadejo liso (Genypterus brasiliensis), abadejo manchado (Genypterus blacodes), anchoíta (Engraulis anchoita), besugo (Sparus pagrus), bró-tola (Urophycis brasiliensis), caballa (Scomber colias), cabrilla (Sebastes oculatus), castañeta (Sciaenoides bergi), chanchito (Pinguipes brasilianus), congrio (Conger orbignianus), cornalito (Odontesthes incisa), corno (O. smitti), corvina rubia (Mi-cropogonias furnieri), lenguados (Paralichthys isosceles, P. orbignyanus, P. pata-gonicus y Xystreurys rasile), merluza común (Merluccius hubbsi), merluza negra

Corynosoma spp. (A) larvas enquistadas en vísceras (flechas) y (B) vista entera del adulto. Imáge-nes: gentileza Lic. D. Canel.

A B


(Dissostichus eleginoides), mero (Acanthistius patachonicus), pargo (Umbrina ca-nosai), pejerrey (Odontesthes argentinensis), pejerrey de Malvinas (O. nigricans), pescadilla de red (Cynoscion guatucupa), pez palo (Percophis brasiliensis), róbalo (Eleginops maclovinus), salmón blanco (Pseudopercis semifasciata), savorín (Se-riolella porosa), surel (Trachurus lathami) y trilla (Mullus argentinae). Se distribuyen tanto en la Región Bonaerense como en la Región Patagónica del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: es indirecto e intervienen mamíferos marinos, como delfines, lo-bos y elefantes marinos (hospedadores definitivos) en los cuales se encuentra a los gusanos adultos adheridos a la pared del intestino. Una vez fecundadas las hembras, los huevos embrionados, conteniendo a la larva, son eliminados con las heces al agua. Crustáceos bentónicos (hospedadores intermediarios) consumen estos huevos, liberándose los juveniles que penetran en la cavidad del cuerpo. Allí permanecen hasta ser consumidos por los peces que son los segundos hos-pedadores intermediarios. Los juveniles atraviesan las paredes del estómago e intestino y se enquistan en las vísceras. Los hospedadores definitivos adquieren los acantocéfalos al alimentarse de peces parasitados.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: si bien esta parasitosis no afecta a los peces, en humanos, las infestaciones por Corynosoma spp. se han reportado ocasionalmente en Japón y Alaska por lo que se los considera como potencialmente zoonóticos. Las personas pueden enfermarse comiendo pescado crudo o insuficientemente cocido. Los gusa-nos se alojan en el intestino y en algunos casos en el estómago adhiriéndose o pene-trando la pared de estos órganos por medio de los ganchos de la trompa, pudiendo producir dolor estomacal, ulceraciones, sangrado y heces oscuras. La enfermedad se denomina corynosomosis.

DETECCIÓN: el parásito puede ser detectado mediante inspección visual directa o con ayuda de lupa.

RECOMENDACIONES: cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al me-nos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs (Ver sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de los parásitos en productos pesqueros y de acuicultura).

Corynosoma spp.


DIBOTHRIOCEPHALUS SPP.

Dibothriocephalus es un género de cestodes (gusanos planos), que en su ciclo de vida tiene larvas que parasitan peces. Estas larvas son gusanos blanquecinos llamadas plerocercoides que pueden encontrarse libres en la cavidad del cuerpo y también enquistadas en los órganos y en la musculatura de los peces. Su ancho puede variar entre 1 y 4 mm y el largo puede llegar a 40 mm.

Dibothriocephalus spp. (A) larbas obtenidas de salmónidos: (A) enquistada en hígado (h) y en estó-mago (e) y (B) libres en la cavidad abdominal (flechas). Imágenes: Figura A. reproducidas con autori-zación de Desde la Patagonia: difundiendo saberes (UNCo). Figura B, Dra. L. Semenas y Dr. G.Viozzi.

A

B


HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: las larvas de Dibothriocephalus spp. parasi-tan salmónidos y peces nativos en ambientes de agua dulce como lagos, ríos y embalses de la región andino-patagónica. Las especies presentes en Patagonia, Dibothriocephalus latus y Dibothriocephalus dendriticus, son originarias del Hemis-ferio Norte y se introdujeron en Argentina a principios del siglo XX. Ambas espe-cies parasitan a los salmónidos: salmón encerrado (Salmo salar), trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss), trucha de arroyo (Salvelinus fontinalis) y trucha marrón (Salmo trutta) y al puyen chico (Galaxias maculatus), un pez nativo. Además Dibo-thriocephalus latus infecta a la perca criolla (Percichthys trucha).

CICLO DE VIDA: en el ciclo de vida intervienen aves y mamíferos que actúan como hospedadores definitivos, y alojan parásitos adultos en el intestino. Los hospeda-dores definitivos son aves ictiófagas, como las gaviotas para Dibothriocephalus dendriticus y carnívoros domésticos y silvestres, como perros, gatos, zorros, viso-nes y nutrias para Dibothriocephalus latus. Los adultos del parásito son hermafro-ditas y eliminan con las heces los huevos embrionados al agua, desarrollándose dentro de ellos, una larva. Esta larva (coracidio) se libera del huevo y es consumida por pequeños crustáceos que actúan como hospedadores intermediarios prima-rios, donde la larva infectante se transforma en una nueva larva (procercoide). Los

Dibothriocephalus spp. larvas de diferentes tamaños extraídas de cavidad abdominal de salmónidos (C, D y E (teñidas)). Imágenes: Figura C, modificada con autorización de Macroscopia PNNH. Figuras D y E (teñidas), Dra L.Semenas y Dr G.Viozzi.

C D E


peces se transforman en hospedadores intermediarios secundarios, al consumir estos crustáceos infectados. Las larvas ingeridas se desarrollan en una nueva lar-va (plerocercoide) que migra desde el estómago a la cavidad abdominal, a las vísceras y a la musculatura. Esta larva es el estadio infectivo para los hospedado-res definitivos. El hombre puede actuar como hospedador definitivo accidental de estos parásitos al ingerir pescado parasitado crudo o insuficientemente tratado. Los perros pueden participar también en el ciclo cuando ingieren vísceras crudas infectadas con larvas, descartadas por los pescadores al eviscerar su pesca.

Dibothriocephalus spp. adultos (F) de humano y (G) de perro. Imágenes: Dra L. Semenas y Dr G.Viozzi.

F G


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: esta parasitosis no afecta a los peces infectados, a me-nos que haya gran cantidad de larvas, que producen adherencias entre los órganos de la cavidad abdominal. Los humanos sufren síntomas leves cuando se infec-tan consumiendo pescado insuficientemente cocido, crudo o ahumado en frío. Esta ingestión de carne de peces infectada puede provocar en el hombre distintos síntomas como anorexia, disminución del peso, diarrea, náuseas y vómitos, pero son poco frecuentes. La levedad de estos síntomas provoca que los enfermos concurran a consulta médica por la eliminación espontánea del parásito. Ocasio-nalmente el parásito es detectado en colonoscopías. En infecciones de larga du-ración, el parásito puede consumir vitamina B12, provocando un tipo de anemia, que solamente puede detectarse por análisis de sangre, aunque su ocurrencia es excepcional. La enfermedad se denomina difilobotriosis.

REGISTRO DE CASOS: en Argentina, se han registrado más de 50 casos en huma-

Dibothriocephalus spp.


nos, la mayoría de ellos en pescadores deportivos que han consumido salmónidos pescados en lagos andino-patagónicos y solo en algunos ocasiones, por consumo de pescado comercializado. La enfermedad es frecuente en perros.

DETECCIÓN: pueden ser observables a simple vista, pero se recomienda, en lo posible, usar un transiluminador para detectar larvas en la musculatura.

RECOMENDACIONES: lavar cuidadosamente la cavidad abdominal, inspeccionar-la visualmente para detectar la presencia de larvas (gusanos blanquecinos) y ex-traerlas de forma inmediata. Destruir o disponer adecuadamente las vísceras para evitar la diseminación de los parásitos al ser ingeridas por otros mamíferos (pe-rros). Cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs (Ver Sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos presentes en productos pesqueros y de acuicultura).


DIOCTOPHYME RENALE

Pertenece al grupo de los nematodes. El parásito adulto en los cánidos o en las personas se aloja generalmente en el riñón derecho. Las hembras pueden llegar a medir hasta un metro de longitud y los machos 50 cm. En el pescado se pueden encontrar pequeños quistes en las vísceras o en la musculatura conteniendo lar-vas blanquecinas que pueden medir desde 1 mm hasta 3 cm de longitud.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: es un parásito cosmopolita. En caninos de Argentina, se presenta en forma endémica en la regiones del NEA y Centro, par-ticularmente en la zona costera del Río de La Plata. Hasta el presente, no hay registro de larvas parasitando peces de Argentina, mientras que en Brasil fueron encontradas parasitando diversos peces de agua dulce.

CICLO DE VIDA: el ciclo biológico se inicia cuando los huevos larvados son inge-ridos por pequeñas lombrices acuáticas que son los hospedadores intermedia-rios. Diferentes vertebrados como peces, ranas y tortugas pueden actuar como hospedadores paraténicos al alimentarse del hospedador intermediario, en este caso las larvas infectantes no continúan su desarrollo al estadio adulto. El ciclo se completa cuando los cánidos o las personas ingieren al hospedador interme-diario o a los hospedadores paraténicos. Las larvas se liberan por acción de los jugos digestivos, atraviesan la pared intestinal y llegan al riñón derecho alcanzan la madurez sexual y comienza la oviposición. Las personas pueden enfermarse comiendo pescado crudo o insuficientemente cocido.

Dioctophyme renale. (A) adulto en riñón de canino, (B) quiste en mesenterio y (C) larvas. Imágenes: Marcos Butti

A B C


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: en las personas, se han hallado diversas localizaciones con sintomatología inespecífica, en oportunidades semejando tumores, quistes renales y nódulos subcutáneos. La enfermedad se denomina dioctofimosis o en-fermedad del gusano gigante del riñón.

Dioctophyme renale


DETECCIÓN: los quistes o larvas pueden ser detectados mediante la inspección visual directa o con la ayuda de una lupa.

RECOMENDACIONES: cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previa-mente a -20°C por al menos 24 hs. (Ver Sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de parásitos presentes en productos pesqueros y de acuicultura). Evitar que los cánidos consuman las vísceras crudas de los peces.


KUDOA SPP.

Las especies de Kudoa pertenecen al grupo de los myxozoos y son parásitos mi-croscópicos que se pueden encontrar en diversos órganos de los peces. En el fi-let pueden observarse quistes pequeños, de varios milímetros, esféricos a ovales, blanquecinos u oscuros (si están melanizados) y de consistencia interna lechosa conteniendo a las esporas de estos parásitos. Se conocen en la industria como “granos de arroz”.

Kudoa spp. (A) lesión (miolicuefacción) en filet (flecha), (B) y (C) quistes melanizados en filet (fle-chas) y (D) observación de esporas en microscopio (Tinción Giemsa). Imágenes: A y D. FCV. UBA. B y C. Dra. D.M.P. Cantatore.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: en Argentina se registran dos especies, Kudoa alliaria que parasita a la merluza de cola (Macruronus magellanicus) y a la polaca (Micromesistius australis) y Kudoa rosenbuschi que parasita a la merluza austral

A

C D

B


(Merluccius australis) y a la merluza común (Merluccius hubbsi). Ambas especies se distribuyen en las regiones Patagónica y Bonaerense del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: se desconoce el ciclo de vida particular de estas especies. Sin embargo, actualmente se asume que la mayoría de los myxozoos, alternan una fase de su ciclo de vida (fase actinospora) en invertebrados, como poliquetos y oligoquetos, que actúan como hospedadores definitivos, y otra parte de su ciclo de vida en un vertebrado (fase mixospora), principalmente peces óseos, los cuales actúan como hospedadores intermediarios. La alternancia entre fases del ciclo ocurre a través de estadios infectivos de vida libre liberados al agua.

Kudoa spp.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de estos parásitos es cosmética y tec-nológica debido a la producción de pseudoquistes observables a simple vista en la musculatura de los peces y a la posibilidad de causar la degradación del filet o miolicuefacción enzimática postmortem.

DETECCIÓN: los quistes de este parásito pueden ser detectados mediante ins-pección visual directa en el músculo de los peces y la identificación se realiza por estudios morfológicos con el microscopio y estudios moleculares.

RECOMENDACIONES: remover los quistes o la zona afectada del filet, con pinzas o con la ayuda de un cuchillo, antes de consumir. Estos parásitos representan una seria preocupación para la pesquería comercial por su enorme impacto económi-co al reducir el valor de mercado. Sin embargo, hasta el momento no se ha regis-trado que revista importancia para la salud pública.


LERNAEA CYPRINACEA

Pertenece al grupo de los copépodos y son parásitos cuya parte anterior del cuer-po se encuentra anclada o inserta en la musculatura del pez, en las aletas o en la cavidad branquial, mientras que el resto del cuerpo es visible en el exterior, es decir, son mesoparásitos. Son de tamaño mediano, midiendo entre 10 y 12 mm. Se los denomina también “gusano ancla” debido a que la región anterior está provista de cuatro estructuras a manera de ancla con la que se insertan en los tejidos del pez, mientras que el resto del cuerpo es visible externamente. Las hembras son las que parasitan a los peces y suelen poseer sacos ovígeros que contienen a los huevos.

Lernaea cyprinacea. (A) hembras con sacos ovígeros en la base de las aletas (flechas) y (B) ejemplar hembra sin sacos ovígeros, (C) detalle del ancla (MEB). Imágenes: gentileza Lic. M.A. Waicheim.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: es una especie introducida e invasora que pa-rasita al bagre sapo (Rhamdia quelen), carpa común (Cyprinus carpio), dientudo (Oligosarcus jenynsii), pejerrey bonaerense (Odontesthes bonariensis), pejerrey pa-tagónico (Odontesthes hatcheri), perca (Percichthys trucha), sábalo (Prochilodus lineatus) y trucha arco iris (Oncorhynchus mykiss). Se distribuye ampliamente en una gran variedad de ambientes de agua dulce, siendo registrada en las Regiones del NEA, NOA/Cuyo, Región Centro y Región Patagónica de la Argentina.

A B C


CICLO DE VIDA: los copépodos poseen varios estadios larvales, algunos de los cuales son de vida libre y otros se desarrollan en los peces hasta llegar a adultos. El ciclo de vida es directo, por lo que requieren de un único hospedador. Las hem-bras fecundadas, que se encuentran en los peces depositan los huevos de los que nacen las larvas de vida libre que nadan hasta adherirse a la superficie de otros peces, donde finalizan su desarrollo.

Lernaea cyprinacea


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de esta especie es cosmética debido a que las hembras pueden resultar estéticamente desagradables. Las lesiones pro-ducidas en la piel de los peces pueden facilitar la ocurrencia de infecciones secun-darias bacterianas, micóticas y virósicas.


RECOMENDACIONES: remover a los parásitos del tejido con pinzas o con la ayuda de un cuchillo, antes de consumir.


PSEUDOTERRANOVA SPP.

Las especies de Pseudoterranova son gusanos endoparásitos que pertenecen al grupo de los nematodes. Sus larvas parasitan a los peces y son de color marrón/pardo, de tamaño mediano a grande, entre 2 y 4 cm, y se pueden encontrar en la musculatura o en las vísceras. En la parte anterior, con la ayuda de una lupa, se observa un diente, e internamente un esófago muscular, un ventrículo blanquecino y un ciego intestinal.

Pseudoterranova spp. (A) observación microscópica de la anatomía interna de la parte anterior: cie-go intestinal (ci) y ventrículo (v), (B) larvas removidas del pescado y (C) larvas en filet. Imágenes: A y C. Gentileza Dra. E. Bagnato y B: Mg. M.A. Alvarez.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: se encuentran generalmente en el filet de mu-chas especies de peces, la mayoría de interés comercial, siendo Pseudoterranova cattani, la especie más frecuente. Parasitan al abadejo liso (Genypterus brasilien-sis), abadejo manchado (Genypterus blacodes), cabrilla (Sebastes oculatus), corno (Odontesthes smitti), lenguados (Paralichthys isosceles, Paralichthys patagonicus, Xystreurys rasile), merluza común (Merluccius hubbsi), merluza negra (Dissosti-chus eleginoides), mero (Acanthistius patachonicus), pargo (Umbrina canosai), pez palo (Percophis brasiliensis), raya marmorada (Sympterygia bonapartii), raya pinta-da/moteada (Atlantoraja castelnaui), róbalo (Eleginops maclovinus), salmón blan-co (Pseudopercis semifasciata) y savorín (Seriolella porosa). Se distribuyen tanto

A B C


en la Región Bonaerense como en la Región Patagónica del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: es indirecto e intervienen mamíferos como lobos marinos que ac-túan como hospedadores definitivos, albergando los gusanos adultos en el estó-mago. Las hembras son fecundadas por los machos y liberan los huevos embrio-nados que salen al agua con las heces del hospedador, allí eclosionan larvas que son consumidas por crustáceos bentónicos, los cuales son los primeros hospe-dadores intermediarios. Los peces (segundos hospedadores intermediarios), ad-quieren las larvas al consumir a estos crustáceos. Las larvas migran naturalmente desde el tracto digestivo a las vísceras y al músculo, siendo el estadio infectivo para los hospedadores definitivos. Las personas pueden actuar como hospedado-res accidentales de estos parásitos al ingerir el pescado parasitado.

Pseudoterranova spp.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: si bien esta parasitosis no afecta a los peces, las per-sonas pueden enfermarse comiendo pescado insuficientemente cocido o crudo (sushi, sashimi y marinados como ceviche, o semi conservas en vinagre y/o sal-muera) y ahumado en frío. Los síntomas se desarrollan como resultado de la infla-mación provocada cuando los gusanos penetran la mucosa gástrica o intestinal. Pueden causar dolor abdominal, náuseas, vómitos, urticarias y diarreas. La enfer-medad se denomina pseudoterranovosis.

REGISTRO DE CASOS: en Argentina se reportó un caso humano por Pseudoterra-nova cattani en una persona que consumió pescado crudo, preparado en forma casera en la ciudad de Buenos Aires.

DETECCIÓN: el parásito puede ser detectado mediante la inspección visual direc-ta del filet sin piel, por inspección visual (a través de luz transmitida) y mediante la inspección con un transiluminador de luz blanca. El género se identifica con la utilización de un microscopio óptico para visualizar la estructura de su sistema digestivo anterior (ver esquema).

Pseudoterranova spp. Detalle de las estructuras diagnósticas internas. Esquema realizado por Dra. M.A. Rossin.


RECOMENDACIONES: se recomienda inspeccionar visualmente y extraer de forma manual (con pinzas) los parásitos del filet antes de comercializarlos y/o consumir-los. Procesar, filetear y/o congelar el pez inmediatamente después de ser captu-rado, para evitar la migración de las larvas desde la cavidad corporal al músculo. No descartar las vísceras en el agua para evitar la diseminación de los parásitos. Cocinar la carne del pescado por encima de los 60°C por al menos 1 minuto. Si el pescado va a ser consumido crudo debe congelarse previamente a -20°C por al menos 24 hs (Ver Sección 7: Tratamientos utilizados para la inactivación de pará-sitos en productos pesqueros y de acuicultura).


SAPROLEGNIA PARASITICA

Pertenece al grupo de los oomycetes (anteriormente considerados hongos) que constituye uno de los patógenos Oomycetes de peces más dañinos dentro de este grupo. Esta enfermedad afecta a una gran variedad de peces de agua dulce en todo el mundo y se caracteriza por la presencia de manchas blanquecinas de diámetro variable (desde 1mm. hasta varios cm) sobre la superficie del cuerpo de los peces.

Saprolegnia parasitica (A) lesiones sobre trucha, (B) micelio, observación con microscopía óptica. Imágenes: A. gentileza Sr. J. Barneche. B. gentileza Dr. P. Moreno (CEAN).

A

B


HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: en Argentina se han registrado infecciones por Saprolegnia parasitica en ejemplares del pejerrey bonaerense (Odontesthes bo-nariensis) de lagos, lagunas y embalses de la provincia de Córdoba (Región Cen-tro).

CICLO DE VIDA: incluye reproducción sexual y asexual. Como parte del proceso de reproducción asexual a partir de la diferenciación del micelio, se liberan numero-sas zoosporas primarias móviles. Dichas zoosporas nadan un corto tiempo antes de enquistarse y liberar zoosporas secundarias. Estas últimas se mantienen mó-viles por periodos de tiempo más prolongados que las zoosporas primarias y son consideradas los principales agentes de dispersión e infección. Se ha observado que la temperatura cumple un papel importante en el desarrollo de las infecciones. En climas templados las bajas temperaturas favorecen las infecciones debido a la menor resistencia de los peces y a la liberación de un mayor número de zoosporas.

Saprolegnia parasitica


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: esta especie es de importancia cosmética. La parasito-sis produce en los peces alteraciones en la natación y letargia. Se caracteriza por manchas de color blanco, grisáceo o amarronado en la zona infectada y lesiones hemorrágicas en la piel. La enfermedad se denomina saprolegniosis,

DETECCIÓN: el parásito puede ser detectado por inspección visual directa y se confirma con la observación mediante el uso de dispositivos de magnificación o técnicas moleculares (PCR).

RECOMENDACIONES: eliminar y descartar adecuadamente las partes afectadas, evitando la diseminación de los patógenos en el agua. En los peces de cultivo, si bien se han probado diversas drogas, la mejor forma de controlar la saprolegniosis es la aplicación de técnicas de manejo que prevengan la aparición de la enfer-medad. Entre las medidas de control importantes podemos mencionar la reduc-ción de las condiciones ambientales y fisiológicas de estrés, el mantenimiento del agua, el suministro de dietas nutricionalmente completas y el aislamiento de los peces infectados.


SARCOTACES VERRUCOSUS

Pertenece al grupo de los copépodos y son endoparásitos que se encuentran en-quistados debajo de la piel y en los tejidos musculares de los peces. Los quistes son de tamaño grande, grisáceos y contienen un líquido oscuro. En los mismos se puede encontrar a las hembras que miden hasta 4 cm y presentan un cuerpo en forma de pera cubierto de papilas y a los machos de tamaño muy pequeño.

Sarcotaces verrucosus. ejemplar hembra (flecha). Imagen: gentileza Dres. R.A. González y R.D. Tanzola.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: esta especie parasita al salmón blanco (Pseu-dopercis semifasciata) y se distribuye tanto en la Región Bonaerense como en la Región Patagónica del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: los copépodos poseen varios estadios larvales, algunos de los cuales son de vida libre y otros se desarrollan en los peces. Estos parásitos requie-ren de un único hospedador. En los quistes, además de la hembra, se puede encon-trar a los machos y a las larvas. Las hembras, una vez fecundadas, depositan los huevos de los que nacen larvas de vida libre que nadan hasta penetrar la piel de un nuevo hospedador, donde se desarrollan como adultos.


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de esta especie es cosmética, debido a que cuando se filetea el pescado, los quistes resultan estéticamente desagrada-bles y pueden romperse liberando un fluido oscuro.


RECOMENDACIONES: remover los quistes del filet con la ayuda de una pinza o cuchillo, antes de consumir.

Sarcotaces verrucosus


SPHYRION LAEVIGATUM

Pertenece al grupo de los copépodos y son parásitos cuya parte anterior se inserta en la musculatura de los peces, mientras que el resto del cuerpo es visible en el exterior, por lo que se los denomina mesoparásitos. Son de tamaño mediano a grande, llegando a medir hasta 6 cm, con el cuerpo aplanado y con numerosas ra-mificaciones en su parte posterior. Las hembras son las que parasitan a los peces y suelen poseer sacos ovígeros alargados que contienen a los huevos.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: parasita al abadejo liso (Genypterus brasilien-sis) y al abadejo manchado (Genypterus blacodes). Se distribuye tanto en la Re-gión Bonaerense como en la región Patagónica del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: los copépodos poseen varios estadios larvales, algunos de los

Sphyrion laevigatum. Ejemplar hembra aislado (A) Ejemplar hembra sobre filet (B). Imágenes: A. Dr. M.M. Montes, B. gentileza Dra. L. Lanteri.

A B


cuales son de vida libre y otros se desarrollan en los peces. Estos parásitos po-seen ciclo de vida directo, por lo que requieren de un único hospedador. Las hem-bras, una vez fecundadas, depositan los huevos de los que nacen las larvas de vida libre que nadan hasta encontrar a un nuevo pez o incluso pueden volver a parasitar al mismo hospedador. Los machos son muy pequeños y se pueden encontrar ad-heridos a las hembras.

SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de esta especie es cosmética, debido a que las hembras pueden alcanzar varios centímetros y resultar estéticamente des-agradables. Además, al insertar la parte anterior del cuerpo en los tejidos de los peces, pueden producir lesiones locales, como hinchazón, erosión de la epidermis y necrosis.

Sphyrion laevigatum



RECOMENDACIONES: remover los parásitos del tejido (cuando éstos se encuen-tran en el músculo) con pinzas o con la ayuda de un cuchillo, antes de consumir.


TRIFUR TORTUOSUS

Pertenece al grupo de los copépodos y son parásitos cuya parte anterior se inserta en la musculatura de los peces, en las bases de las aletas o en la cavidad branquial, mientras que el resto del cuerpo es visible en el exterior, por lo que se los denomina me-soparásitos. Son de color pardo o rojizo, de tamaño mediano a grande, miden hasta 3 cm, con un cuerpo sigmoide, un cuello largo y una cabeza con forma de ancla, la cual se encuentra inserta en los tejidos. Las hembras son las que parasitan a los peces por lo que suelen poseer sacos ovígeros alargados y enrollados que contienen a los huevos.

HOSPEDADORES Y DISTRIBUCIÓN: parasita a varias especies de peces marinos, pero principalmente al chanchito (Pinguipes brasilianus), la merluza austral (Merluccius aus-tralis), la merluza común (Merluccius hubbsi), el pez palo (Percophis brasiliensis) y el salmón blanco (Pseudopercis semifasciata). Se distribuye tanto en la Región Bonaeren-se como en la Región Patagónica del Mar Argentino.

CICLO DE VIDA: los copépodos poseen varios estadios larvales, algunos de los cuales son de vida libre y otros se desarrollan en los peces. El ciclo de vida de esta especie es indirecto y requiere de dos hospedadores. Las hembras fecundadas, se encuentran en los peces, que son los hospedadores definitivos y depositan los huevos de los que na-

Trifur tortuosus. (A) en músculo y (B) dos ejemplares hembra. Imágenes: A. Dra. D.M.P. Cantatore. B. gen-tileza Dra. E. Bagnato.

A B


cen las larvas de vida libre. Estas larvas nadan hasta adherirse a la superficie de peces pequeños o larvas de peces, quienes actúan como hospedadores intermediarios, en donde las hembras pre-adultas son fecundadas por los machos y nadan hasta adherir-se a un segundo pez que será el hospedador definitivo.

Trifur tortuosus


SIGNOS Y/O SÍNTOMAS: la importancia de esta especie es cosmética, debido a que las hembras pueden alcanzar varios centímetros y resultar estéticamente desagradables. Además, al insertar la parte anterior del cuerpo en los tejidos de los peces, pueden producir lesiones locales, hinchazón, erosión y necrosis de la epidermis. Cuando se encuentran en las branquias pueden producir un aumento en la producción de mucus, la fusión de las lamelas secundarias e hipertrofia de las branquias.


RECOMENDACIONES: remover los parásitos del tejido (cuando éstos se encuen-tran en el músculo) con pinzas o con la ayuda de un cuchillo, antes de consumir.


11. GLOSARIO

Acuicultura: cultivo de especies acuáticas.

Amebas: organismos unicelulares que se mueven o se alimentan por medio de proyec-ciones llamadas seudópodos (falsos pies).

Anatomía: disciplina que estudia la disposición de las partes constituyentes de un ser vivo.

Anatómico: relativo a la anatomía.

Anemia: disminución de la cantidad de glóbulos rojos en sangre.

Anisákidos: un grupo de nematodes (gusanos redondos) parásitos de peces, inverte-brados y mamíferos.

Anorexia: pérdida anormal del apetito.

Anticuerpo: proteína que forma parte del sistema inmunológico y que puede reconocer un antígeno.

Antígeno: molécula reconocida como ajena al organismo, capaz de estimular el siste-ma inmune.

Antiparasitarios: fármacos utilizados para el tratamiento de infecciones causadas por parásitos.

Aturdimiento: cualquier medio, ya sea mecánico, eléctrico o químico, que ocasiona la pérdida inmediata de la conciencia, utilizado antes del sacrificio de los animales desti-nados al consumo humano.

Bazo: órgano relacionado con el sistema linfático.

Bentos: conjunto de organismos que viven en el fondo de un ecosistema acuático.

Bentónico: que forma parte del bentos.

Bienestar animal: estado físico y mental de un animal en relación con las condiciones en las que vive y muere.

Bisturí: pequeño cuchillo para realizar cortes precisos.


Calidad nutricional: calidad de un alimento en cuanto a su contenido de nutrientes como vitaminas, proteínas, etc.

Campana: dispositivo diseñado para evitar la exposición de los operarios a sustancias tóxicas, irritantes o nocivas por medio de un sistema de ventilación propio.

Caracteres organolépticos: propiedades sensoriales que posee un producto alimenti-cio (sabor, olor, color, textura).

Cavidad abdominal: espacio ubicado en el abdomen en donde se aloja la mayor parte de las vísceras.

Centro geométrico: centro de una pieza que es equidistante a todos sus lados.

Cetáceo: grupo de mamíferos acuáticos en el que se incluye a las ballenas, delfines, orcas, toninas, etc.

Cestodes: organismos parásitos, vulgarmente conocidos como “gusanos planos”.

Ciego: porción del intestino grueso en forma de saco ciego.

Código Alimentario Argentino: reglamentaciones higiénico-sanitarias, bromatológicas y de identificación comercial en vigencia por la Ley 18.284 (Decreto 2126/71).

Colonias bacterianas: poblaciones de bacterias que pueden observarse de forma ma-croscópica en un cultivo bacteriano.

Colonoscopía: técnica diagnóstica que permite la exploración y visualización directa de todo el intestino grueso y la parte final del intestino delgado.

Concentración: cantidad de una sustancia presente en un determinado volumen de solución.

Copépodos: organismos pertenecientes al grupo de los crustáceos, pueden ser de vida libre o parásitos.

Crustáceos: grupo diverso invertebrados artrópodos, de hábitat principalmente acuático.

Cultivo bacteriano: técnica utilizada para aislar o purificar un microorganismo bacteriano.

Decomiso: pena que consiste en la incautación por parte del Estado de mercancías o instrumentos.


Digeneos: organismos parásitos, conocidos como duelas, pertenecientes al grupo de los platelmintos.

Digestibilidad: término utilizado para indicar cuán aprovechable es un alimento.

Diseccionar: separar tejidos y órganos de un organismo.

Duelas: gusanos planos (parásitos) del grupo de los digeneos.

Ecosistema: sistema biológico formado por organismos vivos que interactúan entre sí y con el ambiente.

Enzima: moléculas que actúan como catalizadores (aceleradores o retardadores) bio-lógicos de reacciones químicas.

Epidermis: capa externa de la piel.

Especificidad: propiedad de una prueba diagnóstica que indica la capacidad de detec-ción de una enfermedad.

Esporas: formas de dispersión y supervivencia de determinados organismos como bacterias, otros patógenos .

Estéril: libre de gérmenes patógenos.

Eviscerar: procedimiento por el cual se extraen los órganos de un animal muerto.

Factores alergénicos: moléculas capaces de estimular una respuesta excesiva del sis-tema inmunológico en individuos sensibles.

FAO: Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (en inglés: Food and Agriculture Organization).

Fases juveniles o inmaduras: estadios del desarrollo de los parásitos antes de conver-tirse en adultos.

Fijación: método de preservación de las características de una célula, tejido u organis-mo que impide su degradación.

Flagelo: estructura celular filamentosa que generalmente permite la locomoción de los organismos unicelulares.

Formol: sustancia química utilizada para preservar organismos o tejidos.


Gen (pl. genes): porción del ADN, que lleva información de los seres vivos y determina una característica física o fisiológica específica.

Genética: estudio de los genes y la herencia.

Hematoma: acumulación de sangre en un tejido por ruptura de un vaso sanguíneo.

Hemorragia: pérdida de sangre dentro o fuera del cuerpo.

Hermafrodita: organismo que posee órganos reproductivos masculinos y femeninos.

Hiperplasia: aumento del número de células en un órgano o en un tejido.Hipertrofia: crecimiento en tamaño de las células.

Huevo embrionado: huevo con embrión en su interior.

Íctica/o: relativo a los peces.

Infección bacteriana secundaria: aquella que se presenta durante o después de un tratamiento por otra infección.

Inmunofluorescencia: técnica inmunológica de reconocimiento de moléculas por medio de anticuerpos marcados con sustancias fluorescentes.

Inmunohistoquímica: técnica inmunológica de reconocimiento de moléculas en teji-dos por medio de anticuerpos.

Inocuidad: incapacidad de producir daño o efecto alguno.

kGy: unidad utilizada para medir la dosis de radiación ionizante absorbida.

Lacerar: lastimar, herir o dañar un tejido.

Lamelas: estructuras de las branquias donde se produce el intercambio gaseoso. Pue-den ser primarias o secundarias.

Licuefacción: proceso por el cual los tejidos se convierten en una masa líquida y vis-cosa por la acción de enzimas proteolíticas producidas por determinados parásitos, resultando en una lesión con pus y restos de tejido muerto.

Lombriz solitaria: gusano plano (tenia) que parasita el intestino delgado.

Marinado: procedimiento para tiernizar, sazonar y conservar un alimento crudo.


Medios de cultivo: medios elaborados con distintas sustancias para favorecer el creci-miento de microorganismos.

Melanina: pigmento presente en los organismos vivos.

Melanizados: células/tejidos con depósito de melanina.

Metacercaria: estadio inmaduro del ciclo de vida de los digeneos.

Miolicuefacción enzimática postmortem: proceso de transformación del tejido mus-cular por medio de enzimas luego de la muerte.

Monogeneos: organismos pertenecientes al grupo de los platelmintos, parásitos de peces y anfibios.

Morfología: forma o aspecto de algo.

Morfológico: relacionado a la morfología.

Necrosis: muerte de un tejido.

Nm: nanómetro, unidad de longitud, equivalente a la milmillonésima parte del metro

Nódulos: concreción de tamaño variable constituida por células.

Oligoquetos: organismos invertebrados pertenecientes al grupo de los anélidos (lom-brices terrestres y acuáticas).

Opérculo: aleta de hueso duro que resguarda las branquias.

Patógenos: organismos capaces de originar y causar una enfermedad.

Pepsina: enzima especializada para la digestión de proteínas.

Período de retiro de drogas: tiempo transcurrido entre la última aplicación de un me-dicamento a un animal y el momento de sacrificio del mismo para consumo humano.

Peritoneo: membrana que cubre la superficie interior del abdomen y forma varios plie-gues que envuelven a las vísceras.

Piriforme: estructura con forma de pera.

Piscívoro/a: que se alimenta de peces.

Poliqueto: organismos invertebrados pertenecientes al grupo de los anélidos (gusanos marinos, lombrices de mar).


Plancton: conjunto de organismos que flotan y son desplazados pasivamente por las corrientes en ambientes acuáticos.

Probóscide: estructura de fijación en forma de trompa localizada en el extremo anterior de algunos organismos.

Productos metabólicos: sustancias producidas por cualquier organismo, que pueden resultar tóxicas en individuos no emparentados.

Proglótido: cada uno de los segmentos que forman el cuerpo de un cestode.

Pruebas bioquímicas: pruebas utilizadas para la identificación de microorganismos.

Quiste: estructura anormal con líquido o sustancia semisólida en su interior.

Radiación ionizante: energía transportada por varios tipos de partículas y rayos emiti-dos por material radiactivo.

Respuesta inmunológica: reacción desencadenada por el sistema inmune de un orga-nismo ante la presencia de antígenos.

Rotular: colocar una inscripción indicando lo que contiene un recipiente

Sensibilidad: propiedad de una prueba diagnóstica que indica la capacidad de detec-ción de una enfermedad.

Septicemia: infección generalizada.

Solución salina: solución acuosa con concentración variable de sal.

Solución: mezcla homogénea de dos o más sustancias.

Subcutáneo: que se encuentra debajo de la piel.

Taxonomía: estudio de la clasificación y denominación de los seres vivos.

Taxonómico: relacionado a la taxonomía.

Tejido: conjunto de células que forman una unidad funcional.

Urticaria: sarpullido rojizo en la piel, que ocasiona gran picazón.

Ventosa: órgano/estructura de los parásitos que sirve para adherirse a los tejidos del hospedador.

Vísceras: órganos internos.


Zoonosis: enfermedades capaces de ser transmitidas desde los animales a los seres humanos.

Zoonótica: relativo a las zoonosis.

Ministerio de Agricultura Ganaderia y Pesca

parásitos en peces de consumo de argentina

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